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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA E ZOOTECNIA
Programa de Pós-Graduação em Agricultura Tropical
DOSES DE NITROGÊNIO EM Brachiaria brizantha cv. Marandu:
ALTERAÇÕES NOS INDICADORES DE QUALIDADE DO SOLO
ISABELA DE CENI
CUIABÁ- MT
2018
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA E ZOOTECNIA
Programa de Pós-Graduação em Agricultura Tropical
DOSES DE NITROGÊNIO EM Brachiaria brizantha cv. Marandu:
ALTERAÇÕES NOS INDICADORES DE QUALIDADE DO SOLO
ISABELA DE CENI
Engenheira Agrônoma
Orientador: Prof. Dr. LUCIANO DA SILVA CABRAL
Co-orientadora: Prof. Dra DANIELA TIAGO DA SILVA CAMPOS
Dissertação apresentada à Faculdade
de Agronomia e Zootecnia da
Universidade Federal de Mato Grosso,
para obtenção do título de Mestre em
Agricultura Tropical.
CUIABÁ- MT
2018
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‘’ Nunca foi sorte, sempre foi Deus e
Nossa Senhora ”
(Autor Desconhecido)
4
AGRADECIMENTOS
A Deus e Nossa Senhora pela minha vida e tudo o que sou, por sempre
guiar meus passos e colocar pessoas tão boas em meu caminho.
Aos meus pais Marcos Antônio de Ceni e Elizabeth Marques de Ceni, por
todo companheirismo, amor e apoio que me deram durante toda a minha vida.
A minha família por entender tantos momentos de ausência e por sempre
me apoiarem em nome da minha avó Dorcilia Maria Vilela e irmã Aline Marques
de Ceni Cassadante.
Ao Antuherbert Matheus pela paciência e companheirismo nos momentos
de alegria e tristeza.
Ao meu orientador Luciano Cabral por todos os ensinamentos, paciência,
dedicação e exemplo que recebi no decorrer do curso.
A Daniela Tiago da Silva Campos por toda amizade, paciência, dedicação
e incentivos que demonstrou ter comigo, no decorrer de toda minha vida
acadêmica.
Aos membros da banca por toda a ajuda concedida e ao tempo gasto com
objetivo de melhorar o meu trabalho.
Ao Matheus Abreu por toda dedicação, paciência e apoio em rodar a
estatística do trabalho.
A minha amiga-irmã Josiani Marques de Jesus, a qual foi essencial no
final do mestrado por me incentivar, apoiar, me fazer companhia, aguentar meus
choros e reclamações, apontar meus erros na escrita e me dar sugestões.
Ao meu amigo de longa data Willian Mendes Mesquita, o qual me ensinou
muito no “Lab de micro”, com muita paciência, dedicação e carinho. Além de
estar sempre comigo em todos os momentos que mais precisei.
Aos meus amados e queridos estagiários “filhos” Ana Clara Souto, Artur
Lima, Diego Villela, Juliana Brunetta, Kaue Boesing, Matheus Fontana, Rafael
Bortolo, Rafael Villela, Ramon Freitas, Valéria Figueiredo, Samuel Correa e Vitor
Soldatelli, os quais nunca me deixaram sozinha ou desanimar por sequer um
momento independente da hora, dia da semana ou dia do mês, e a suas famílias
por compreenderem, nos apoiar e muitas vezes nos ajudarem.
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Ao mestrando Kyron Cabral e todos os seus colaboradores juntamente
com os professores Carlos Eduardo Avelino Cabral e Joadil Gonçalves de Abreu
os quais fizeram toda a parte de campo e produtividade da forragem.
Aos meus amigos de “Lab de Micro” Ana Carla Stieven, Barbara de Motta,
Carolina Malheiros , Heiriane Martins, Ligia Bronholi Pedrini, Lucas Kim, Marcelo
Cruz, Marcos Freitas, Nicole Kassia Ramos, Wallace Fernandes Gabriel, Wendel
Carvalho, e que sempre estiveram comigo me ajudando, ensinando, apoiando
em todos os momentos e no que eu precisasse.
Aos meus amigos do “LANA” Ana Paula Silva, Arthur Behling Neto,
Cláudio Toledo, Elder Cavalcante, Juliana Freire, Laura Barbosa, Leni Lima,
Luzia Elaine Pimenta Vargas, Mircéia Mombach, Paulo Sergio, Perivaldo
Carvalho, e tantos outros que me ajudaram de várias formas.
A todos alunos da Pós-Graduação em Agricultura Tropical (PPGAT) que
dividi valiosos momentos dentro de sala de aula e que fizeram a diferença em
meus conhecimentos.
A toda equipe da PPGAT pois não mediram esforços sempre que precisei,
o Huan Railon, Paulo César de Andrade, professor Ricardo Amorin e Suzana
Santos.
A todos os meus professores que me passaram conhecimento durante a
graduação e na pós-graduação.
Ao CNPq, órgão financiador da bolsa de estudos.
A TODOS O MEU MUITO OBRIGADA.
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DEDICATÓRIA
A minha Senhora “Nossa Senhora Aparecida”, pois, ela é minha mãe e
sem ela nada sou.
Aos meus pais Marcos e Elizabeth que não mediram esforços para que
eu atingisse todos os meus objetivos e me tornasse o que sou.
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DOSES DE NITROGÊNIO EM Brachiaria brizantha cv. Marandu:
ALTERAÇÕES NOS INDICADORES DE QUALIDADE DO SOLO
RESUMO: A utilização de adubos nitrogenados incrementa a produtividade de
massa seca de forrageiras e ocasiona alterações nas características químicas e
microbiológicas do solo. Desse modo, objetivou-se avaliar as alterações nos
indicadores de qualidade do solo cultivado com Brachiaria brizantha cv.
Marandu, em função de doses de nitrogênio: 0, 25, 50, 75 e 100 kg N ha-1 corte-
1, utilizando-se como fonte de N o sulfato de amônio. Os cortes foram realizados
quando a forragem atingiu a altura de 0,40 m, respeitando a altura de resíduo de
0,20 m. O delineamento experimental foi o inteiramente casualizado com cinco
repetições. As coletas de solo foram realizadas em uma profundidade de 0,00-
0,20 m, nos anos de 2016 e 2017, nos meses de maio e novembro. Os
indicadores de qualidade do solo avaliados foram: pH, carbono da biomassa
Microbiana (C-BM), nitrogênio da biomassa microbiana (N-BM), respiração basal
(C-CO2), quociente metabólico (qCO2), quociente microbiano (qCmic), urease,
β-glicosidase e relação C:N, Os resultados obtidos foram que o aumento de
nitrogênio reduziu o pH do solo, acarretando uma redução no C-BM e no qCmic
e um aumento na C-CO2, qCO2, urease e NMP Azos.
Palavra Chave: indicadores biológicos, Urochloa brizantha cv. Marandu e
sulfato de amônio.
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NITROGEN DOSES IN Brachiaria brizantha cv. Marandu: CHANGES IN SOIL
QUALITY INDICATORS
ABSTRACT: The use of nitrogen fertilizers increases the dry matter yield of
forages and causes alterations in the chemical and microbiological
characteristics of the soil. In this way, the objective was to evaluate the changes
in soil quality indicators cultivated with Brachiaria brizantha cv. Marandu, as a
function of nitrogen doses: 0, 25, 50, 75 and 100 kg N ha-1 cut-1, using as the
source of N ammonium sulfate. The cuttings were performed when the forage
reached the height of 0.40 m, respecting the height of residue of 0.20 m. The
experimental design was a completely randomized design with five replicates.
Soil samples were collected at a depth of 0.00-0.20 m in the years 2016 and
2017, in the months of May and November. The soil quality indicators were: pH,
microbial biomass carbon (C-BM), microbial biomass nitrogen (N-BM), basal
respiration (C-CO2), metabolic quotient (qCO2), microbial quotient , urease, β-
glucosidase and C: N ratio. The results obtained were that the increase of
nitrogen reduced soil pH, leading to a reduction in C-BM and qCmic and an
increase in C-CO2, qCO2, urease and NMP Azos.
Key words: Biological indicators, Urochloa brizantha cv. Marandu
e Ammonium sulfate.
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SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ............................................................................................. 10 2. REVISÃO DE LITERATURA ....................................................................... 11
2.1 Produção de carne bovina sob pastagens ......................................... 11 2.2. Brachiaria brizantha cv. Marandu ....................................................... 12 2.3. Adubação nitrogenada ........................................................................ 13 2.4. Ecossistema Solo ................................................................................ 15 2.5. Microbiota do solo .............................................................................. 16 2.6 Indicadores de qualidade do solo ....................................................... 17 2.6.1 Potencial Hidrogênionico (pH) ......................................................... 17 2.6.2 Biomassa microbiana ....................................................................... 18 2.6.3 Respiração basal (C- CO2) ................................................................ 19 2.6.4 Quociente metabólico (qCO2) e microbiano (qCmic) ..................... 20 2.6.5 Atividade enzimática ......................................................................... 20 2.6.6 Bactérias diazotróficas ..................................................................... 21
3. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................ 23 3.1 Caracterização da área experimental .................................................. 23 3.2 Caracterização dos tratamentos ...................................................... 24 3.3 Coleta das amostras de solo ............................................................... 25 3.4 Análise de pH do solo ........................................................................... 25 3.5 Análise de nitrogênio da biomassa do solo (N-BM) ........................... 26 3.6 Análise de carbono da biomassa do solo (C-BM) .............................. 26 3.7 Análise da respiração basal do solo (C-CO2) ..................................... 27 3.8 Quociente metabólico (qCO2) e Quociente microbiano (qCmic) ..... 27 3.9 Análise da urease do solo .................................................................... 28 3.10 Análise da β-glicosidase do solo....................................................... 28 3.11 Análise da relação C:N ....................................................................... 28 3.12 Análise de número mais provável de Azospirillum spp. ............... 29 3.13 Análise estatística ............................................................................. 29
4. RESULTADOS ............................................................................................. 31 5. DISCUSSÃO ................................................................................................ 37 6. CONCLUSÃO .............................................................................................. 42 7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................ 43 8. ANEXO ........................................................................................................ 51
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1. INTRODUÇÃO
O Brasil detém o segundo maior rebanho bovino do mundo, ocupando a
posição de maior exportador de carne. A exploração é baseada na utilização de
pastagens, o que demanda manejo do pastejo adequado e reposição de
nutrientes no solo. Assim, para manutenção do potencial produtivo o nutriente
mais requerido é o nitrogênio.
O nitrogênio é o elemento mineral que as plantas exigem em maiores
quantidades, por ser constituinte de muitos componentes da célula vegetal,
incluindo aminoácidos, ácidos nucleicos, proteínas e de outros compostos
orgânicos, com atuação no metabolismo e/ou formadores da estrutura vegetal,
sua carência é apontada como principal causa da redução na produtividade das
pastagens. Além disso, influencia no perfilhamento, que é um processo relevante
para a perenidade do pasto. Por outro lado, a adubação nitrogenada reduz o pH
do solo, o que influencia na disponibilidade de nutrientes e a atividade de
microrganismos no solo.
Os microrganismos atuam diretamente nos ciclos biogeoquímicos
influenciando assim o carbono da biomassa microbiana (C-BM), nitrogênio da
biomassa microbiana (N-BM), respiração basal (C-CO2), quociente metabólico
(qCO2), quociente microbiano (qCmic), urease, β-glicosidase e relação C:N os
quais são considerados indicadores de qualidade do solo.
Estes indicadores são fundamentais para se fazer inferências sobre o que
está ocorrendo na parte química e microbiana do solo, em determinado sistema
de manejo. Desse modo, objetivou-se com o presente estudo identificar se a
adubação nitrogenada em capim Brachiaria brizantha cv. Marandu altera
indicadores de qualidade do solo.
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2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Produção de carne bovina sob pastagens
A pecuária brasileira é caracterizada pela criação predominantemente a
pasto, sendo o maior exportador de carne bovina e segundo maior rebanho do
mundo com cerca de 215 milhões de cabeças, (DBO, 2017). Por essa
característica a carne brasileira torna-se uma das mais competitivas, pois é a
forma mais econômica e prática de produzir e oferecer alimentos para os bovinos
(HOFFMANN et al., 2014).
O Brasil também é um dos maiores consumidores mundiais de carne
bovina, sem necessitar de importação para suprir essa demanda. Por esse
motivo, é indiscutível a grande contribuição da pecuária bovina brasileira no
fortalecimento da balança comercial do país e para construir a segurança
alimentar nacional e mundial (DIAS-FILHO, 2017).
O bioma cerrado representa uma área de 203,4 milhões de hectares, o
que totaliza aproximadamente 24% do território nacional, dos quais, em torno de
53 milhões de hectares são destinadas as pastagens cultivadas e de modo que
nestas áreas ocorrem 55% da produção de carne bovina do Brasil. Porém, parte
destas pastagens apresenta redução em sua produtividade em virtude da
degradação, o que demanda necessidade de recuperação e/ou renovação dos
pastos, de modo que aumento na produtividade de forragem tem papel decisivo
no processo de modernização dos sistemas de produção agropecuários do país
(ANDRADE, 2016).
Uma das causas de os pastos estarem abaixo do potencial é a falta de
tradição de no uso de insumos e de tecnologia que ainda persiste no manejo das
pastagens e do pastejo. O manejo sob lotação continua, em geral, não obedece
ao ciclo de desenvolvimento das forrageiras, em que não é administrada de
forma responsável, racional e eficiente (DIAS-FILHO, 2017).
Com o passar do tempo, as forrageiras não conseguem manter adequado
desenvolvimento, devido ao consumo da massa verde pelo animal, a falta de
reposição dos nutrientes, a acidificação do solo, a perda da matéria orgânica e
a compactação do solo diminuindo assim a eficiência de uso das pastagens
(FERREIRA et al., 2010).
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A utilização de fertilizantes (principalmente fontes nitrogenadas) é uma das
formas de incrementar a produtividade nas pastagens. Santini, (2014) relata a
importância da adubação nitrogenada na morfogênese e no perfilhamento de
plantas forrageiras.
2.2 Brachiaria brizantha cv. Marandu
Os capins do gênero Brachiaria sp. se configuram como suporte alimentar na
criação de bovinos, ocupando áreas cada vez mais extensas na pecuária
brasileira, por ser uma planta de baixa a média exigência às condições
edafoclimáticas (COSTA et., 2006).
Entre as espécies de Brachiaria, uma das mais utilizadas em grande parte
das áreas de pastagens estabelecidas no estado do Mato Grosso é o B.
brizantha cv. marandu (PEDREIRA et al., 2014). O capim possui resistência à
cigarrinha das pastagens, adequada produtividade de massa de forragem,
persistência em períodos de estiagem, além de boa adaptação à maioria dos
solos tropicais, boa tolerância a altos níveis de alumínio e manganês no solo
(NUNES et al., 1984; JÚNIOR RODRIGUES et al., 2015).
A Brachiaria brizantha cv. marandu apresentaa ótima resposta em
produtividade de massa seca aérea e de raiz quando submetidas a adubação
nitrogenada (MARANHÃO et al., 2009). Devido a essa maior produtividade de
massa radicular há maior produção de exsudados pelas raízes, os quais podem
causar a supressão natural da nitrificação em alguns ecossistemas. A
capacidade de inibir a nitrificação pela liberação de compostos de inibição de
nitrificação biológica (BNI) de raízes parece ser generalizada entre as Brachiaria
ssp. com significativa variabilidade inter e intra-específica. Foram identificados
vários genótipos de BNI alto e baixo de B. humidicola os quais parecem bloquear
as vias monooxigenase de amônia e hidroxilamina oxidoreductase de
nitrosomonas (SUBBARAO et al., 2007).
As gramíneas tropicais, como Brachiaria humidicola, liberam
braquialactona pelas raízes, que podem reduzir ou mesmo suprimir a nitrificação
no solo da rizósfera (SUBBARAO et al., 2009). B. humidicola apresentou maior
supressão do processo de nitrificação em comparação com inibidores sintéticos,
portanto, pode ser usado como um inibidor de nitrificação natural para evitar
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problemas relacionados a N, como poluição das águas subterrâneas, emissão
de N2O e perda de N-insumos de campos agrícolas (MEENA et al., 2014).
A atividade BNI em solo cultivado com Brachiaria humidicola obteve menor
número de cópias de genes de bactérias oxidantes de amônia (AOB) e archaea
(AOA) comparado com solo cultivado com soja. A acumulação de BNIs no solo
de uma pastagem de B. humidicola implantada a 5 anos melhorou o rendimento
de grãos e a eficiência do uso de N na colheita de milho subsequente (MORETA
et al., 2014)
Fernandes et al. (2011), avaliaram a capacidade das espécies B.
brizantha, B. ruziziensis e B. decumbens em inibir o processo de nitrificação em
solo fertilizado com doses de nitrogênio (0, 100, 200 e 300 mg / pote) mais um
controle (sem plantas). Os autores observaram que a B. ruziziensis, quando
cultivado com 60 kg / ha de N, resultou na menor concentração de nitrato do solo
(uma evidência de inibição da nitrificação), mas B. decumbens e B. brizantha
não tiveram efeito sobre o processo de nitrificação.
2.3 Adubação nitrogenada
A aplicação de fertilizantes em pastagens é uma forma de fornecer os
nutrientes para atender as necessidades metabólicas e promover o melhor
desenvolvimento das forrageiras. A adubação, especialmente a nitrogenada, é
fundamental para o aumento da produtividade de massa, principalmente quando
se trata da recuperação do vigor das pastagens (MARTHA JR et al.,2007;
GUEFILD SILVA et al., 2013).
A carência de nitrogênio (N) no solo, é apontada como principal causa da
redução na produtividade das pastagens e decorre do fato de o nitrogênio ser o
elemento mineral que as plantas exigem em maiores quantidades. O N participa
como constituinte de muitos componentes da célula vegetal, incluindo
aminoácidos, ácidos nucleicos, proteínas e de outros compostos orgânicos com
atuação no metabolismo e/ou formadores da estrutura vegetal. Portanto a
deficiência de N inibe o crescimento vegetal (TAIZ e ZEIGER, 2006).
A adubação nitrogenada proporciona aumentos imediatos e visíveis na
produção de forragem. Isto ocorre, devido a quantidade de N disponibilizado pelo
solo, a partir da decomposição da matéria orgânica (MO), não ser suficiente para
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suprir adequadamente a necessidade das plantas (MESQUITA e PINTO, 2000;
MATTOS, 2001; KLUTHCOUSKI e AIDAR, 2003).
A dinâmica do N no solo é muito complexa e diferenciada em relação aos
outros nutrientes. Esse nutriente possui grande mobilidade no solo, sofre
inúmeras transformações mediadas por microrganismos, possui elevada
movimentação em profundidade, transforma-se em formas gasosas e se perde
por volatilização e tem baixo efeito residual. Com isso, parte do N aplicado à
pastagem é frequentemente perdido no sistema, o que reduz a eficiência de uso,
principalmente porque os fertilizantes nitrogenados são normalmente aplicados
em cobertura, sem incorporação ao solo (COSTA et al., 2006)
Devido a esta complexidade, existe uma dificuldade de se definir qual a
fonte e dose mais adequada a ser aplicada para as diferentes espécies
forrageiras. Do total de N aplicado na forma de fertilizantes, entre 40 e 60 % é
absorvido pelas plantas e, do restante, de 20 a 50 % é incorporado ao solo como
N orgânico (FURTINI NETO et al., 2001).
O fornecimento de fertilizantes nitrogenados, no entanto, requer cuidados,
porque apresentam elevadas perdas por volatilização, principalmente em solos
com espessa camada de palha, o que demanda fontes de N que minimizem
estas perdas (TRIVELIN et al., 1997).
A utilização do sulfato de amônio apresenta vantagens ao proporcionar
menor perda de N por volatilização e por ser fonte de enxofre (24% S), embora
apresente maior custo por quilograma de N em comparação com a ureia.
Contudo, a desvantagem é a maior acidificação do solo (CANTARELLA et al.,
2008; HEINRICHS et al., 2012)
Uma das características da maioria dos adubos nitrogenados quando
aplicados com alta frequência ao solo e, em doses elevadas, é o de exercer
influência sobre o pH do mesmo. Aquino et al. (1976), verificaram a influência
dos adubos nitrogenados sobre as reações do solo obteveram como resultado
que o nitrato de sódio não alterou o pH do solo, contudo o fosfato diamônio (DAP)
e o sulfato de amônio reduziram o pH do solo e a uréia não apresentou resultado
concludente utilizando a dose de 100 kg ha-1.
A adubação nitrogenada do solo provoca alterações, especialmente nos
microrganismos que atuam diretamente nos ciclos biogeoquímicos, como na
mineralização de formas orgânicas de nutrientes. Durante a decomposição, os
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nutrientes ficam temporariamente imobilizados na biomassa microbiana,
funcionando como importante reservatório e fonte contínua de nutrientes para as
plantas (SILVA e RESCK, 1997).
Nesse contexto, HUNGRIA (2011) comenta que as projeções são de que,
nos próximos anos, haverá incremento substancial no uso de fertilizantes no
Brasil para atender à intensificação da agricultura e à recuperação de áreas
degradadas. O mercado brasileiro de fertilizantes é frágil e com grande
dependência das importações, sendo fundamental, encontrar alternativas para o
uso mais eficiente dos fertilizantes.
Dessa forma, alguns microrganismos, como as bactérias fixadoras de
nitrogênio atmosférico, as bactérias promotoras do crescimento de plantas, os
fungos micorrízicos, dentre outros, podem desempenhar um papel relevante e
estratégico para garantir melhoria na produtividade a baixo custo e com menor
dependência de importação de insumos (SKONIESKI, 2015).
Participando da ciclagem de N estão, também, as bactérias diazotróficas,
com habilidade para fixarem o N2 atmosférico. GUIMARÃES et al., (2011a)
relataram que algumas gramíneas do gênero Brachiaria spp. apresentam
capacidade de associar-se às bactérias diazotróficas, podendo acumular até 40
kg de N ha-1.
2.4 Ecossistema solo
Do ponto de vista biológico, o solo consiste em um ecossistema
diversificado onde as raízes das plantas e os microrganismos do solo competem
fortemente pelos nutrientes minerais. Apesar disso, as raízes e os
microrganismos podem fazer associação para benefício mutuo a simbiose (TAIZ
e ZEIGER, 2006).
O solo é onde existe a maior parte da biodiversidade na Terra e a rizosfera
provavelmente representa o habitat mais dinâmico da Terra; e certamente é a
zona mais importante em termos de definição da qualidade e quantidade do
recurso alimentar humano terrestre (HINSINGER et al., 2009).
Interferências antrópicas podem causar modificações significativas nos
fatores químicos, físicos e biológicos do solo, seja pela adição ou remoção de
elementos (adubação, calagem, exportação por colheita), seja por práticas de
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cultivo (plantio convencional, direto). A adubação, química ou orgânica,
geralmente aumenta a comunidade biológica através do aumento da
disponibilidade de nutrientes e/ou fontes de carbono. No entanto, simbioses
radiculares, como as de rizóbio e de fungos micorrízicos, podem ser inibidas por
quantidades elevadas de N e P respectivamente (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
2.5 Microbiota do solo
Os microrganismos ocupam em torno de 0,5% do espaço poroso do solo,
porém essa porcentagem aumenta significativamente no solo rizosférico devido
ao aumento na disponibilidade de substrato (matéria orgânica). O solo não
rizosférico é, por essência, um deserto nutricional; nele, a maioria dos
organismos se encontram mortas ou em dormência em vista da ausência de
ingredientes necessários para seu metabolismo, principalmente, substratos
orgânicos e ambiente químico-físico favorável (HINSINGER et al., 2009).
Há uma maior atividade biológica do solo nas camadas de 0,0-0,2 m de
profundidade, pois aí ocorre maior acúmulo da matéria orgânica pela deposição
de material vegetal da parte aérea (serapilheira), além do efeito das raízes.
Assim, a matéria orgânica e o efeito rizosférico são função da cobertura vegetal,
têm grande influência nos organismos. Solos sem cobertura vegetal tendem a
ter menos matéria orgânica, pois essa não é reposta pelo material vegetal. Esses
ambientes, portanto, têm uma comunidade biológica menor e menos
diversificada (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
As comunidades de macro e microrganismos que habitam o solo, realizam
atividades imprescindíveis para a manutenção e sobrevivência das comunidades
vegetais e animais. No solo, as atividades principais dos organismos são:
decomposição da matéria orgânica, produção de húmus, ciclagem de nutrientes
e energia (incluindo a fixação de nitrogênio atmosférico), produção de compostos
complexos que contribuem para a agregação, decomposição de xenobióticos e
controle biológico de pragas e doenças. Os microrganismos apresentam
versatilidade metabólica e toleram várias condições ambientais desfavoráveis
para organismos macroscópicos; além disso, devido a seu tamanho diminuto,
estão sujeitos à dispersão por vários meios (vento, água, animais) (MOREIRA e
SIQUEIRA, 2006).
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2.6 Indicadores de qualidade do solo
O solo é um recurso natural vivo e dinâmico que condiciona e sustenta a
produção de alimentos e regula o balanço global do ecossistema. A qualidade
do solo é definida como a capacidade deste em funcionar dentro do ecossistema
visando sustentar a produtividade biológica, manter a qualidade ambiental e
promover a saúde das plantas e animais, sendo avaliada pelo uso de indicadores
físicos, químicos e biológicos (ARAÚJO e MONTEIRO, 2007).
Um bom indicador de qualidade de solo deve apresentar capacidade de
interferir nos processos ecológicos, integrar as propriedades físicas, químicas e
biológicas além de ser facilmente utilizável por especialistas, técnicos e
agricultores. Os microrganismos se enquadram nos critérios do indicador de
qualidade do solo, sendo os principais indicadores microbiológicos a biomassa
microbiana, a respiração, o quociente microbiano e a atividade enzimática do
solo (DORAN e PARKIN 1994).
Os microrganismos do solo, por suas características tais como a
diversidade e atividade bioquímica e metabólica, além de proporcionar respostas
mais rápidas a mudanças no ambiente, apresentam um alto potencial de uso na
avaliação da qualidade do solo (ARAÚJO e MONTEIRO, 2007).
2.6.1 Potencial hidrogênionico (pH)
A concentração de íons de hidrogênio (pH) é uma propriedade importante
dos solos porque afeta o crescimento de raízes e dos microrganismos. O
crescimento radicular é normalmente favorecido em solos levemente ácidos, a
valores de pH entre 5,5 e 6,5. Os fungos normalmente predominam nesses
ambientes, entretanto a comunidade bacteriana torna-se mais abundantes em
solos alcalinos (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
O pH determina a disponibilidade dos nutrientes do solo. A acidez promove
a intemperismo de rochas, que liberam K+, Mg2+, Ca2+ e Mg2+ e aumenta a
solubilidade de carbonatos, sulfatos e fosfatos. O aumento na solubilidade dos
nutrientes facilita a disponibilidade dos mesmos para as raízes (TAIZ e ZEIGER,
2006).
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A flutuação do pH do solo causada pela atividade metabólica dos
microrganismos é dependente do tipo de substrato metabolizado. Outros fatores
que afetam os organismos e, indiretamente influenciados pelo pH, são a
disponibilidade e toxicidade de nutrientes minerais. Fe, Mn e Zn são menos
disponíveis em valores de pH acima de 7,0. Fe, Al e Mn atingem níveis tóxicos
em valores de pH menores que 5,0 (MOREIRA; SIQUEIRA, 2006).
2.6.2 Biomassa microbiana
A biomassa microbiana controla as funções chaves no solo, como a
decomposição e o acúmulo de matéria orgânica, ou transformações envolvendo
os nutrientes minerais. Representa, ainda, uma reserva considerável de
nutrientes, os quais são continuamente assimilados durante os ciclos de
crescimento dos diferentes organismos que compõem o ecossistema.
Consequentemente, os solos que mantém um alto conteúdo de biomassa
microbiana são capazes não somente de estocar, mas também de ciclar mais
nutrientes no sistema (GREGORICH et al., 1994).
Representando a parte viva da matéria orgânica, a biomassa microbiana
contém, em média, de 2 a 5 % do carbono orgânico, de 1 a 5 % do nitrogênio
orgânico e de 2 a 20 % do fósforo orgânico nos solos tropicais. Ela é composta
por bactérias, fungos e representantes da microfauna, que participam de
importantes funções, como a ciclagem de nutrientes e energia, regulando as
transformações da matéria orgânica (TURCO et al., 1994).
Além de sua função catalisadora das transformações bioquímicas, a
biomassa microbiana representa um compartimento lábil de muitos nutrientes,
que são reciclados rapidamente, com tempo de residência em torno de três
meses (DUXBURY et al., 1989). O carbono contido na biomassa microbiana é o
destino inicial do carbono em transformação e funciona como energia
armazenada para processos microbianos e, por apresentar respostas rápidas a
alterações no solo, pode ser utilizado como identificador precoce de alterações
na matéria orgânica e, assim, indicar a qualidade do solo (DICK et al., 1997).
Algumas vezes, mudanças no N foram associadas à biomassa microbiana
do solo (N-BM) (MOORE,et al., 2000), com associações entre o aumento do N-
BM com a maior fertilidade, causada pela adição de N, e com subsequente
19
retorno ao solo do N presente nos restos vegetais (SILVAN et al., 2003). Desta
forma, a determinação do C-BM e do N-BM são importantes para a quantificação
a dinâmica do N em agro ecossistemas.
Isoladamente, a biomassa microbiana pouco reflete as alterações na
qualidade do solo, apesar de ser um indicador precoce de intervenções
antrópicas (BROOKES, 1995). Entretanto, a biomassa microbiana associada ao
conteúdo de matéria orgânica pode ser utilizada como índices para comparar a
qualidade do solo sob diferentes manejos.
2.6.3 Respiração basal (C- CO2)
A respiração basal do solo é a oxidação biológica da matéria orgânica a
CO2 pelos microrganismos e ocupa uma posição chave no ciclo do carbono nos
ecossistemas terrestres. A avaliação da respiração do solo é a técnica mais
frequente para quantificar a atividade microbiana, sendo positivamente
relacionada com o conteúdo de matéria orgânica e com a biomassa microbiana
(ALEF, 1995).
A quantificação da respiração microbiana por meio do carbono liberado
na forma de CO2 pode indicar a atividade microbiana e a velocidade de
decomposição mais rápida do material orgânico do solo, com consequente
liberação de nutrientes para as plantas. Este fenômeno de liberação de
nutrientes é chamado mineralização, e o de sua retenção em forma orgânica na
biomassa microbiana, imobilização (BARTHOLOMEW, 1965).
Uma vez que a respiração microbiana é influenciada pela temperatura,
umidade e disponibilidade de nutrientes, o tratamento e a padronização das
amostras devem ser realizados antes da avaliação da respiração. A respiração
microbiana diminui com a profundidade do solo (ARAÚJO e MONTEIRO, 2007).
A interpretação dos resultados da atividade biológica deve ser feita com
critério, uma vez que elevados valores de respiração nem sempre indicam
condições desejáveis. Uma alta taxa de respiração pode significar, em curto
prazo, liberação de nutrientes para as plantas e, em longo prazo, perda de
carbono orgânico do solo para a atmosfera (DORAN e PARKIN., 1996).
20
Existe grande variabilidade nas medidas da respiração e desta forma, torna
difícil a interpretação dos resultados quando somente é utilizado este indicador
(BROOKES, 1995).
O manejo do solo causa variação na respiração microbiana sendo, este
indicador altamente sensível aos efeitos de pesticidas e metais pesados
(ARAÚJO et al., 2003; ARAÚJO e MONTEIRO, 2006).
2.6.4 Quociente metabólico (qCO2) e microbiano (qCmic)
A combinação das medidas da biomassa microbiana e respiração do solo
fornecem a quantidade de CO2 evoluída por unidade de biomassa, denominada
quociente metabólico ou respiratório (qCO2). O qCO2 indica a eficiência da
biomassa microbiana em utilizar o carbono disponível para biossíntese, sendo
sensível indicador para estimar a atividade biológica e a qualidade do substrato
(SAVIOZZI et al., 2002).
O quociente microbiano (qCmic), ou seja, a porcentagem do C-BM em
relação ao carbono orgânico (COT) do solo permite acompanhar, de forma mais
rápida, as perturbações sofridas pelo desequilíbrio ecológico e as variações no
total de matéria orgânica, sendo mais sensíveis às mudanças que os parâmetros
físico-químicos (CATTELAN e VIDOR, 1992).
2.6.5 Atividade enzimática
As enzimas do solo têm origem tanto de micro como de macrorganismos,
incluindo plantas e animais, sendo a biomassa microbiana a fonte primária das
enzimas (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
As enzimas são mediadoras do catabolismo biológico dos componentes
orgânico e mineral do solo. Taylor et al. (2002) sugerem duas razões para avaliar
as enzimas do solo. A primeira, como informativo do potencial bioquímico e de
manipulação do solo, e a segunda, como indicador de qualidade devido a
sensibilidade para prover informações sobre mudanças nas funções-chave do
solo.
As células bacterianas produzem e liberam cerca de 1.000 enzimas, a
maioria dependente do pH e associada com componentes celulares: tais como
21
membranas, cuja permeabilidade também é sensível ao pH. A acidez causa
desnaturação de proteínas e inibição enzimática (MOREIRA e SIQUEIRA, 2006).
A atividade enzimática do solo está relacionada com a matéria orgânica,
com as propriedades físicas e com a atividade e biomassa microbiana; o que o
torna um indicador de mudanças na qualidade do solo; além de envolver
metodologias simplificadas na sua determinação (DICK, 1997). Ademais, a
atividade enzimática pode ser utilizada como medida de atividade microbiana,
produtividade e efeito de poluentes no solo.
A quantificação da urease pode fornecer uma indicação do potencial do
solo em converter N orgânico em mineral, dando início ao seu processo de
mineralização (NIELSEN e WINDING, 2002).
A β-glicosidase atua na etapa final do processo de decomposição da
celulose, hidrolisando os resíduos de celobiose. Como a celobiose é um
dissacarídeo de rápida decomposição no solo, a maior atividade observada nas
áreas agrícolas pode estar relacionada à quantidade e à qualidade do resíduo
vegetal que é retornado ao solo (TABATABAI, 1994).
2.6.6 Bactérias diazotróficas
Entre os microrganismos que habitam a rizosfera, várias espécies
bacterianas, são capazes de promover o crescimento de raízes e plantas
(HARTMANN et al., 2008; SPAEPEN et al., 2009). Algumas promovem o
crescimento das plantas diretamente produzindo e segregando substâncias de
crescimento de plantas, fornecendo micro e macroelementos prontamente
disponíveis, fixação biológica de nitrogênio (diazotrofos) e/ou solubilização de
fósforo, entre outros (SPAEPEN et al., 2009). Outras espécies de bactérias da
rizósfera beneficiam o crescimento das plantas através de efeitos indiretos, que
são principalmente associados à redução do dano causado por agentes
patogênicos das plantas (VAN LOON, 2007; WELLER, 2007).
Bactérias diazotróficas endofíticas obrigatórias ou facultativas, como as do
gênero Azospirillum spp. apresentam grande potencial na reabilitação de áreas
e principalmente na sustentabilidade dos agroecossistemas, por incorporarem
nitrogênio de forma biológica. Além de produzirem e disponibilizar substâncias
reguladoras e promotoras do crescimento vegetal, como é o caso das auxinas,
22
giberilinas e citocininas, que podem melhorar a nutrição mineral assim como a
utilização de água pelas plantas (BAZZICALUPO e OKON, 2000; KUSS et al.,
2007).
Os microrganismos diazotróficos endofíticos podem desempenhar
importante papel na recuperação e sustentabilidade de ecossistemas uma vez
que são capazes de incorporar ao solo o nitrogênio (N) atmosférico por meio da
fixação biológica em quantidades que podem variar de 25 a 50 kg N ha/ano
(GUIMARÃES et al., 2011b)
23
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Caracterização da área experimental
O trabalho de campo foi desenvolvido na Fazenda Experimental da
Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT), localizada no município de Santo
Antônio do Leverger, MT, com coordenadas geográficas 15°51'08.6" latitude sul,
56°04'15.2" longitude oeste e altitude de 141 metros acima do nível do mar. O
clima da região é classificado de acordo com Köppen como Aw com período de
chuva (outubro a março) e período seco (abril a setembro) bem definidos. Os
dados de temperatura e precipitação foram coletados na Estação
Agrometeorológica Padre Ricardo Remetter, localizada no mesmo local do
experimento (Figura 1). O experimento foi conduzido em esquema de
delineamento inteiramente casualizado, com cinco tratamentos e cinco
repetições, com as parcelas medindo 20 m².
FIGURA 1: Temperatura mensal máxima, média e minima e precipitação no período experimental.
Foi utilizado solo cultivado com Brachiaria brizantha cv. Marandu
estabelecida em 2010, sendo utilizada para a alimentação de ovinos até a
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0
50
100
150
200
250
300
350
400
nov-1
5
dez-1
5
jan
-16
fev-1
6
ma
r-1
6
abr-
16
ma
i-1
6
jun
-16
jul-
16
ago
-16
set-
16
out-
16
nov-1
6
dez-1
6
jan
-17
fev-1
7
ma
r-1
7
abr-
17
ma
i-1
7
jun
-17
jul-
17
ago
-17
set-
17
out-
17
nov-1
7
Tem
pera
tura
-ºC
Pre
cip
itação -
mm
Meses-ano
Precipitação Tmédia Tmáxima Tmínima
24
instalação do presente trabalho. O solo da área é classificado como Cambissolo
Háplico Tb Eutrófico (EMBRAPA, 2013). Antes de iniciar o experimento, realizou-
se amostragem de solo (Tabela 2) e a recomendação de adubação de
manutenção foi realizada de acordo com Martha Junior et al. (2007). As doses
de fósforo (P2O5) e potássio (K2O) utilizadas foram de 30 e 60 kg ha-1, na forma
de superfosfato simples e cloreto de potássio, respectivamente.
TABELA 2. Caracterização química do solo no início do experimento.
Ph P K Ca+Mg Ca Mg Al H S CTC V MO
CaCl2 mg dm-3 cmolc dm-3 % g dm-3
5,4 7,0 56,6 3,0 2,1 0,8 0,0 2,4 3,2 5,4 57,0 21,3
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente cazualizado,
com cinco repetições, parcelas medindo 20 m2. Os tratamentos foram
dispostos em esquema de parcela subdividida, sendo considerado parcela
(épocas) e a subparcela (doses de nitrogênio).
3.2 Caracterização dos tratamentos
Os tratamentos foram compostos pelas seguintes doses de N: 0; 25; 50; 75
e 100 kg N ha-1 corte-1, sendo utilizado o sulfato de amônio como fonte de
nitrogênio. Após cada corte foi realizada a adubação nitrogenada conforme os
tratamentos acima, sendo distribuído a lanço.
Os cortes foram realizados quando a planta forrageira atingiu a altura de
pré-pastejo de 0,40 m, respeitando-se a altura de resíduo de 0,20 m de acordo
com a recomendação de Costa e Queiroz (2013). As alturas foram monitoradas
a cada três dias, por meio de uma régua graduada, em nove pontos da parcela.
Após o corte, fez-se a retirada do material vegetal oriundo da uniformização com
rastelos e adubou-se com nitrogênio conforme cada tratamento (Tabela 3).
Os dados de produtividade, composição bromatológica (proteína bruta,
Matéria mineral, fibra em detergente neutro, fibra em detergente ácido), matéria
seca potencialmente digestível, composição morfológica densidade populacional
de perfilhos, participação da forrageira na cobertura do solo, estão disponíveis
da dissertação de Sales (2017).
25
TABELA 3. Total de nitrogênio aplicado em solo cultivado com Brachiaria brizantha cv. Marandu, nas doses estudadas e número de cortes.
Tratamentos
Número
de cortes
Total de
kg N ha-1 ano-1
Número de
cortes
Total de
kg N ha-1 ano-1
Doses de kg N ha-1 corte-1 1º ano 2º ano
0 3 0 3 0
25 5 125 4 100
50 5 250 5 250
75 5 375 5 375
100 5 500 5 500
3.3 Coleta das amostras de solo
As coletas de solo foram realizadas nos anos de 2016 e 2017, nos meses
de maio (fim da estação chuvosa) e novembro (fim da estação seca), de modo
que em cada ano todas as adubações tinham sido realizadas.
Para as análises químicas e microbiológicas utilizaram-se amostras de solo
foram coletadas na profundidade de 0,00 – 0,20 m, em cinco pontos por parcela.
Após a coleta, as amostras foram armazenadas em sacos plásticos previamente
identificados, acondicionadas em caixas de isopor e enviadas ao Laboratório de
Microbiologia do Solo da Faculdade de Agronomia e Zootecnia (FAAZ) na UFMT,
Campus Cuiabá. Antes de proceder com o armazenamento a 17 °C, as amostras
foram homogeneizadas, passadas em peneiras de malha de 4 mm para a
remoção de resíduos vegetais. Posteriormente, o solo teve sua umidade
corrigida para 60 % da capacidade de campo.
3.4 Análise de pH do solo
As análises de pH do solo foram realizadas seguindo a metodologia
proposta pela Embrapa (1997). Em copos plástico de 100 mL, devidamente
identificados, foram pesados 10 g de solo e adicionado 25 mL de CaCl2 0,01 M,
26
e homogeneizadas com bastão de vidro. Após uma hora foi realizada a leitura
com o eletrodo do potenciômetro na suspensão homogeneizada.
3.5 Análise de nitrogênio da biomassa do solo (N-BM)
O teor de nitrogênio da biomassa microbiana do solo foi avaliado pelo
método da fumigação-extração (BROOKES et al., 1985). Para cada amostra
foram pesadas duplicadas de 5 g de solo em tubo de 50 mL, sendo uma fumigada
com clorofórmio (CHCl3) isento de álcool por um período de 24 horas e outra
não.
O nitrogênio contido nas amostras foi extraído com 20 mL de K2SO4 0,5 M
(pH 6,5-6,8), durante uma hora em agitador orbital a 175 rpm. Ao término da
agitação, as amostras foram centrifugadas por 10 minutos a 2500 rpm para,
posteriormente, serem filtradas em papel qualitativo (Whatman N° 2).
A determinação do nitrogênio foi feita por colorimetria, onde uma alíquota
de 0,1 mL da amostra filtrada foi transferida para um tubo de ensaio e adicionou-
se 5 mL da solução de colorimetria, os tubos foram homogeneizados em agitador
tipo vórtex e deixados em repouso por 15 minutos. Posteriormente, 5 mL da
solução alcalina de hipoclorito foi adicionada, e os tubos foram homogeneizados
novamente em agitador tipo vórtex, deixados em repouso por uma hora,e em
seguida foi realizada a leitura em espectrofotômetro a 660 nm de absorbância
(KEENEY e NELSON, 1982). Paralelamente, foi calibrada a curva padrão
utilizando sulfato de amônio. Os resultados foram expressos em µg N g solo-1.
3.6 Análise de carbono da biomassa do solo (C-BM)
O carbono da biomassa microbiana (C-BM) foi determinado pelo método
proposto por Jenkinson e Powlson (1976) com adaptações. Duas triplicatas
foram pesadas: uma contendo 23 g em frascos herméticos de 280 mL e posterior
adição de 2 g da mesma amostra pesada em béqueres de 50 mL; a outra
triplicata foi pesada com 25 g de solo em frascos herméticos de 280 mL.
Os frascos herméticos, contendo as amostras com 23 g foram fumigados
com 1 ml de CHCl3 e mantidos em repouso no escuro a temperatura ambiente
27
por 48 horas. Após esse período, os mesmos foram abertos para aeração e
eliminação do CHCl3.
Os frascos contendo as amostras não fumigadas também foram deixados
em repouso no escuro por 48 horas em temperatura ambiente. As amostras
fumigadas receberam 2 g do solo da amostra não fumigada (re-inoculação). A
seguir, as amostras foram incubadas em um recipiente contendo 20 mL de NaOH
0,5 M e mantidas no escuro a 25 ± 2 °C por 7 dias. Para cada repetição, foi
incubado um frasco sem solo (branco), apenas com NaOH 0,5 M.
Ao final do período de incubação, o NaOH dos frascos das amostras
fumigadas e não fumigadas foram titulados com HCl 0,3 M. Para isso, em cada
frasco de 20 mL de NaOH foi adicionado 3 mL de solução de BaCl2 10 % (m/v),
e 3 gotas do indicador (fenolftaleína à 1%), mantendo a solução sob agitação
magnética. O resultado foi expresso em µg C g solo-1.
3.7 Análise da respiração basal do solo (C-CO2)
Para a estimativa da respiração basal do solo (C-CO2), seguiu-se
metodologia proposta por (JENKINSON e POWLSON, 1976). Quantificou-se o
CO2 liberado a partir de 25 g de solo incubado, no escuro à temperatura de 28 ±
2°C, com frasco plástico contendo 20 mL de NaOH 0,5 M. Após o período de
incubação de 7 dias, o CO2 foi quantificado por titulação com HCl 0,3 M L-1,
acrescentando-se uma solução saturada de BaCl2 10% (m/v) e indicador
fenolftaleína (1%), sendo o resultado expresso em µg CO2 g solo-1.
3.8 Quociente metabólico (qCO2) e Quociente microbiano (qCmic)
O quociente metabólico (qCO2) foi estimado pela razão entre a respiração
basal do solo (C-CO2) e o carbono da biomassa microbiana (C-BM) segundo
Anderson e Domsch, (1990), seguindo a equação: qCO2= C-CBM/C-CO2, o
resultado é expresso em µg C-CO2 g-1 C-BM dia1.
O quociente microbiano (qCmic) foi estimado pela razão de carbono da
biomassa microbiana (C-BM) e Carbono Orgânico Total (COT) segundo
Anderson e Domsch (1989), calculado pela equação: qCmic = (C-BM/COT)×100,
o resultado é expresso em porcentagem (%).
28
3.9 Análise da urease do solo
A atividade da urease do solo foi determinada segundo metodologia
adaptada de Kandeler e Gerber (1988). Em tubos de ensaio foi pesados 0,5 g de
solo, em triplicata, sendo adicionado 0,25 mL de solução de ureia agitados em
vórtex e incubados por 1 hora a 37ºC. Após o período de incubação foram
adicionados 5 mL de solução de KCl 1 M e centrifugados a 4000 rpm por 10
minutos. Do sobrenadante foi retirado uma alíquota de 1 mL e adicionados 2 mL
da solução colorimétrica. Após 1 hora, a leitura foi feita em espectrofotômetro a
690nm de absorbância. O resultado foi expresso em µg N-NH4 g de solo seco-1.
3.10 Análise da β-glicosidase do solo
A determinação da atividade da β-glicosidase foi realizada pelo método
proposto por Eivazi e Tabatabai (1988). , em que foram utilizados tubos de
ensaio contendo 1,0 g de solo; 0,25 mL de tolueno; 4 mL de solução tampão
estoque universal (MUB) a pH 6,5 e 1,0 mL de ρ-nitrofenil-β-D-glicosídeo a pH
6,0. Posteriormente, os tubos foram homogeneizados em agitador tipo vórtex e
incubados por 1 hora a 37 °C. Ao final do tempo de incubação foi adicionado 1,0
mL de CaCl2 0,5 M e 4 mL de Tris 0,1 M a pH 12. As amostras foram novamente
agitadas e filtradas em papel filtro (Whatman n° 2). A leitura do filtrado foi feita
em espectrofotômetro no comprimento de onda de 400 nm. O resultado foi
expresso em ug p-nitrofenol h-1 g solo-1.
3.11 Análise da relação C:N
A determinação dos teores de carbono orgânico total (COT) e N total do
solo foi realizada de acordo com o método de Pregl-Dumas (PATTERSON,
1973). Utilizou-se 20 mg da amostra de solo empacotada em cápsula de estanho
que sofreu combustão em 1 atm de oxigênio puro.Os gases resultantes dessa
combustão foram quantificados em um detector TCD (detector de condutividade
térmica) (LECO CNH-628), os quais são mensurados de acordo com uma curva
29
padrão previamente calibrada. Posteriormente foi feito o cálculo da razão entre
COT e N total do solo, seguindo a equação: COT/ N total = relação C:N.
3.12 Análise de número mais provável de Azospirillum spp.
O número mais provável (NMP) de Azospirillum spp. foi determinada
segundo a metodologia proposta por Alexander e Clark (1982). As amostras de
solo foram diluídas pela técnica de diluição seriada, 1 mL dessa diluição foi
inoculada dentro do meio semi-sólido nitrogen-free medium (NFb), com tempo
de incubação de 7 dias a 30 ºC. Após o período de incubação observou-se a
formação de um halo transparente próximo a superfície do meio de cultura, que
é o indicativo da presença desse microrganismo. O NMP foi determinado
utilizando a tabela proposta por Alexander e Clark (1982) e o resultado expresso
em NMP g-1 de solo.
3.13 Análise estatística
Todas as variáveis estudadas foram ajustadas ao seguinte modelo
estatístico de acordo com o esquema em parcela subdividida:
𝑌𝑖𝑗𝑘 = 𝜇 + 𝐸𝑖 + 𝑒𝑎𝑖𝑗 + 𝑁𝑗 + (𝐸𝑁)𝑖𝑗 + 𝑒𝑏𝑖𝑗𝑘 Eq (1)
No qual, 𝑌𝑖𝑗𝑘 corresponde à observação referente a k-ésima parcela que recebeu
o i-ésimo época de coleta (𝐸) no k-ésimo nível de adubação nitrogenada (N). 𝜇
é o efeito de intercepto e 𝐸𝑖 e 𝑁𝑘 representam os efeitos fixos do i-éssimo época
de coleta (i=1, 2, 3 e 4) e k-ésimo nível de adubação nitrogenada (i= 0; 125; 250;
375 e 500 kg N ha-1), respectivamente. O termo (𝐸𝑁)𝑖𝑗 denota o efeito da ij-ésima
interação entre os fatores 𝐸 e 𝑁. A unidade experimental foi considerada o época
de coleta (E) sendo 𝛿𝑖𝑘 o erro da parcela e 𝑒𝑖𝑗𝑘𝑙 erro da subparcela (N).
A Eq (1) foi ajustada utilizando o procedimento de modelo linear misto
generalizado (PROC GLIMMIX, Littell et al., 2006) do SAS (versão 9.4).
30
Para as variáveis contínuas foram testas as distribuições betas,
exponencial, gaussiana (normal), Geométrica, Lognormal, Tcentral e Gamma.
Para variável discreta foi utilizado a distribuição de Poisson.
A escolha da melhor distribuição para cada variável foi condicionada ao
critério de informação de Akaike (AIC) (AKAIKE, 1974), de maneira que quanto
menor o valor de AIC mais adequado é a distribuição para o conjunto de dados
de uma variável.
Hipóteses nulas quanto aos tratamentos, e seus efeitos linear, quadrático
e cúbico foram rejeitados quando P>0,10. Para regressões significativas, os
intervalos de confiança estimados a 95% (IC 95%)1, foram apresentados na
unidade original como se segue: �̂�𝑥 ± (𝐿𝑖𝑛𝑓 − 𝐿𝑠𝑢𝑝)/2; onde �̂�𝑥 é o valor médio
predito da variável dependente para um dado nível de adubação nitrogenada (𝑥)
𝐿𝑖𝑛𝑓 e 𝐿𝑠𝑢𝑝 são os limites inferior e superior, respectivamente, do IC 95%. Para
as variáveis que apresentaram ausência de efeito no época de coleta o IC 95%
para as médias de mínimos quadrados da variável sem efeito do nível de
adubação nitrogenada (�̅�) foi fornecido da seguinte forma: 𝑦 ̅ ± (𝐿𝑖𝑛𝑓 − 𝐿𝑠𝑢𝑝)/2.
Uma aproximação do IC de 99% foi estimada para 𝑋𝑚 como ponto de máximo
ou mínimo do ajuste do polígono quadrático de acordo com Neter e Wasserman
(1974).
1 O intervalo de confiança foi estimado pela seguinte fórmula: �̂�𝑥 ± 𝑡((1−𝛼), 𝑔𝑙) × 𝐸𝑃�̂�𝑥. Onde são
levados em consideração o teste t (student), de acordo com o nível de significância 𝛼 e o grau
de liberdade (𝑔𝑙), e o erro padrão da média para cada variável no nível 𝑥 adubação nitrogenada
dentro da época de coleta (𝐸𝑃�̂�𝑥).
31
4 RESULTADOS
Para a maioria das variáveis a distribuição de Log-normal foi a mais
adequada (Tabela 4), com exceção do nitrogênio da biomassa (N-BM) e
quociente metabólico (qCo2), as quais tiveram menor AICc em Gamma a e Beta,
respectivamente. Para o número mais provável de Azospirillum spp. considerou-
se apenas a distribuição de Poisson por ser uma variável discreta.
TABELA 4. Valores de Akaike corrigidos para pequenas amostras (AICc) para as diferentes distribuições testadas nas variáveis§ avaliadas em solo cultivado com Brachiaria brizantha cv. Marandu adubado com nitrogênio
Variáveis
Distribuição
Beta Exp1 Gaus2 Geo3 LN4 TC5 Gam6
AICc*
pH - 546,88 -70,93 568,14 -308,19# -161,22 -170,31
N-BM -133,15 -148,28 -13,96 93,19 248,89 -100,28 -151,31#
C-BM - 1572,66 1190,18 1572,86 164,51# 1362,79 1430,38
C-CO2 - 1240.6 725.41 1241.4 -14.32# 745.19 884.48
qCo2 -73.93# 130.14 211.41 267.15 215.33 112.28 43.38
qCmic - 401.24 303.4 412.1 163.14# 315.05 325.35
Urease - 895,55 616,81 896,23 -0,92# 537,11 654,06
β- glic - 375,86 186,86 379,88 -17,73# 185,73 185,07
C:N - 375,79 289,97 388,38 90,46# 234,8 196,93
1 exponencial; 2 gaussiana; 3 geométrica; 4 Log Normal; 5Tendência Central; 6 Gamma; (-) ausência de ajuste; (*) quanto menor melhor; (#) melhor ajuste; § As variáveis são: Nitrogênio da Biomassa Microbiana (N-BM); Carbono da Biomassa Microbiana (C-BM); Respiração Basal (C-CO2); Quociente Metabólico (qCo2); Quociente Microbiano (qCmic); Urease (Urease); β-glicosidase (β-glic); Relação Carbono: Nitrogênio (C:N);
Não houve efeito de interação entre coletas e doses de nitrogênio nas variáveis
N-BM, β-glicosidase e relação C:N (Tabela 5).
As doses de nitrogênio e as épocas de coletas também não influenciaram
o N-BM, sendo assim, o IC 95% observado de 0,115±0,03 em µg N g solo-1
representou o comportamento da variável (Tabela 8).
32
TABELA 5. P valores para efeito (<0,1) de coleta, doses de nitrogênio (DN) e interação entre coleta e DN (coleta × DN) e P valores para os efeitos (<0,1) de coleta × DN nas variáveis§ de solo avaliadas em Solo cultivado com Brachiaria Brizantha cv. Marandu sob doses de Nitrogênio (DN)
Variáveis Efeitos P valor
Coletas (P valor)
Coleta × DN (P valor)
1ª 2ª 3ª 4ª kg N.ha-1.ano-1
0 125 250 375 500
pH
Coleta <0,0001
<0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 0,028 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 DN <0,0001
Coleta × DN <0,0001
N-BM Coleta 0,1143
PI1 0,0733 0,0839 0,488 0,2419 0,6759 0,3779 0,5654 0,0043 DN 0,1572
Coleta × DN 0,0978
C-BM Coleta <0,0001
0,0019 <0,0001 <0,0001 0,277 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 DN <0,0001
Coleta × DN <0,0001
C-CO2 Coleta <0,0001
<0,0001 0,9786 <0,0001 0,5233 0,4916 0,9875 0,4458 0,5557 <0,0001 DN <0,0001
Coleta × DN <0,0001
qCo2 Coleta <0,0001
<0,0001 0,0104 <0,0001 <0,0001 <0,0001 0,0003 <0,0001 0,0102 <0,0001 DN 0,0155
Coleta × DN <0,0001
qCmic Coleta <0,0001
<0,0001 0,0241 <0,0001 0,0001 0,0001 0,0675 <0,0001 0,0001 <0,0001 DN 0,0051
Coleta × DN <0,0001
Urease Coleta <0,0001
PI1 0,3338 0,023 0,017 0,0771 0,2502 0,0174 0,5298 <0,0001 DN 0,45
Coleta × DN 0,004
β- glic Coleta <0,0001
0,4957 0,1122 PI1 PI1 <0,0001 0,0002 0,0019 0,0005 0,0041 DN 0,054
Coleta × DN 0,869
C:N Coleta <0,0001
0,94 0,9725 0,9398 0,0069 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 DN 0,384
Coleta × DN 0,324
NMP. Azos
Coleta <0,0001
<0,0001 <0,0001 0,0002 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 <0,0001 DN <0,0001
Coleta × DN <0,0001
§ As variáveis são: Nitrogênio da Biomassa Microbiana (N-BM); Carbono da Biomassa Microbiana (C-BM); Respiração Basal (C-CO2); Quociente Metabólico (qCo2); Quociente Microbiano (qCmic); Urease (Urease); β- glicosidase (β- glic); Relação Carbono: Nitrogênio (C:N); Número mais provável de Azospirillum spp. (NMP. Azos) 1PI= Perda de informações.
O aumento das DN não influenciou a β-glicosidase e relação C:N. As
mesmas demonstraram efeito para coleta, porém, após o desdobramento, a
variável β- glicosidase não apresentou efeito (Tabela 5). A relação C:N foi
possível observar efeito na 4ª coleta (Tabela 5), apesar disso não apresentou
33
efeito (linear, quadrático e cúbico; Tabela 6), portanto, foi adotado o valor médio
para cada uma das coletas (Tabela 8).
TABELA 6. P valores em relação aos efeitos (<0,1) lineares (L), quadráticos (Q) e cúbico (C) nas variáveis§ avaliadas em cada coleta de solo, cultivado com Brachiaria brizantha cv. Marandu sob doses de nitrogênio (DN)
Variáveis
Coleta
1ª 2ª
L Q C L Q C
pH <0,0001 0,6044 0,4811 <0,0001 0,370 0,0725
N-BM PI1 PI1 PI1 NA NA NA
C-BM 0,8873 0,0097 0,8423 0,0009 0,0025 0,2111
C-CO2 <0,0001 0,0006 0,0862 NA NA NA
qCo2 0,0001 0,0287 0,2755 0,56 0,0673 0,6557
qCmic 0,0078 0,0412 0,0533 0,9815 0,0869 0,9238
Urease PI1 PI1 PI1 NA01 NA NA
β- glic NA NA NA NA NA NA
C:N NA NA NA NA NA NA
NMP. Azos 0,0009 0,7003 <0,0001 0,0003 0,0002 0,0527
Variáveis
Coletas
3ª 4ª
L Q C L Q C
pH <0,0001 0,0004 0,6519 <0,0001 <0,0001 0,6036
N-BM NA NA NA NA NA NA
C-BM <0,0001 0,6907 0,6596 NA NA NA
C-CO2 0,0003 <0,0001 0,0306 NA NA NA
qCo2 <0,0001 0,9461 0,194 0,0008 0,5692 0,8186
qCmic <0,0001 0,2246 0,822 0,0021 0,1454 0,884
Urease 0,148 0,0131 0,0300 0,8811 0,0808 0,9321
β- glic PI1 PI1 PI1 PI1 PI1 PI1
C:N NA NA NA 0,2827 0,1588 0,4775
NMP. Azos 0,1106 0,6476 0,4671 0,001 0,7757 0,0556
§ As variáveis são: Nitrogênio da Biomassa Microbiana (N-BM); Carbono da Biomassa Microbiana (C-BM); Respiração Basal (C-CO2); Quociente Metabólico (qCo2); Quociente Microbiano (qCmic); Urease (Urease); β- glicosidase (β- glic); Relação Carbono:Nitrogênio (C:N);
Número mais provável de Azospirillum spp. (NMP, Azos); NA= não se aplica devido à ausência de efeito das doses de nitrogênio (DN) naquela coleta (P<0,05); 1PI= Perda de informações
A adição de nitrogênio acarretou em um decréscimo nos valores de pH do
solo, o efeito observado foi o linear na 1ª e 2ª coleta (Tabelas 6 a 8).
34
Tabela 7. Regressões estimadas em log normal (ln) para cada variável§ de solo estudada em função das doses de nitrogênio (DN) em solos cultivados com Brachiaria brizantha cv. Marandu
Variáveis Coleta
1ª 2ª
pH �̂� = 1,5944 − 0,00026(𝐷𝑁) �̂� = 1,5976 − 0,00035(𝐷𝑁)
N-BM �̅� = 0,115 ± 0,0277
C-BM �̂� = 6,18 − 0,0040(𝐷𝑁) + 8,31
× 10−6(𝐷𝑁)2
�̂� = 5,49 − 0,0042(𝐷𝑁)
+ 1,4 × 10−5(𝐷𝑁)2
C-CO2 �̂� = 5,0589 + 0,000824(𝐷𝑁)
− 0,0000034(𝐷𝑁)2
�̅� = 155,74 ± 1,63
qCo2 �̂� = 1,3586 + 0,001836(𝐷𝑁) − 2,0
× 10−5(𝐷𝑁)2
�̂� = −0,08173 + 0,004671(𝐷𝑁) − 1,0
× 10−5(𝐷𝑁)2
qCmic 𝑦 = 1,0779 − 0,00341(𝐷𝑁) + 1,3
× 10−5(𝐷𝑁)2
�̂� = 1,8743 − 0,00398(𝐷𝑁) + 7,98
× 10−6(𝐷𝑁)2
Urease PI1 �̅� = 102.93 ± 1.42
β- glic �̅� = 10,70 ± 0,33
�̅� = 13,80 ± 0,76
C:N �̅� = 3,49 ± 0,20 �̅� = 3,77 ± 0,22
NMP. Azos �̂� = 17,8131 + 0,0029(𝐷𝑁) �̂� = 18,7 − 0,01047(𝐷𝑁) + 3,2
× 10−5(𝐷𝑁)2
Variáveis Coletas
3ª 4ª
pH �̂� = 1,59 − 0,00096(𝐷𝑁) + 6,98
× 10−7(𝐷𝑁)2
�̂� = 1,63 − 0,0010(𝐷𝑁) + 1,02
× 10−6(𝐷𝑁)2
N-BM �̅� = 0,115 ± 0,0277
C-BM �̂� = 5,66 + 0,3328(𝐷𝑁) 3024,50 ± 135,54
C-CO2 �̂� = 4,9093 − 0,0033(𝐷𝑁) + −1,0
× 10−5(𝐷𝑁)2
�̅� = 147,53 ± 3,56
qCo2 �̂� = 0,5131 − 0,00546(𝐷𝑁) �̂� = −1,3889 + 0,006317(𝐷𝑁)
qCmic �̂� = 1,5041 + 0,00353(𝐷𝑁) �̂� = 2,4549 − 0,0033(𝐷𝑁)
Urease �̂� = 4,82 − 0,00102(𝐷𝑁) + 2,51
× 10−6(𝐷𝑁)2
�̂� = 4,58 − 0,00147(𝐷𝑁) − 2,87
× 10−6(𝐷𝑁)2
β- glic PI1 PI1
C:N �̅� = 3,45 ± 0,26 �̅� = 13,67 ± 0,36
NMP. Azos �̅� = 5,33 × 108 ± 1,19 × 109 �̂� = 19,8482 + 0,00253(𝐷𝑁)
§ As variáveis são: Nitrogênio da Biomassa (N-BM); Carbono da Biomassa Microbiana (C-BM); Respiração Basal (C-CO2); Quociente Metabólico (qCo2); Quociente Microbiano (qCmic); Urease (Urease); β- glicosidase (β- glic); Relação Carbono:Nitrogênio (C:N); Número mais provável de Azospirillum spp. (NMP, Azos) 1PI= Perda de informações
35
No entanto na 3ª e 4ª coleta os efeitos foram quadráticos (Tabelas 6 a 8),
com estimativas do IC 95% para os pontos de mínimos predito de �̂�𝑚𝑖𝑛 = 3,57 ±
0,13 e 3,9 ± 0,05 nas doses variando de �̂�𝑚𝑖𝑛 = 602 ± 78 e 485 ± 32 kg N ha-1
ano-1, respectivamente. Cabe salientar que o ponto de mínimo estimado na 3ª
coleta foi a uma dosagem superior à utilizada, e devido ao fato dessa variável
também ter apresentado efeito linear (Tabela 5), as estimativas a partir desse
comportamento podem ser mais seguras até as dosagem máxima utilizada: �̂� =
1,5745 − 0,00061(𝐷𝑁); IC 95% DN0=4,83±0,10; DN125=4,47±0,06; DN250=
4,15±0,05; DN375=3,90±0,05; DN500=3,56±0,07.
O aumento de DN acarretou em alterações no C-BM na 1ª e 2ª coleta as
quais foi observado efeito quadrático (Tabelas 6 a 8), com as concentrações
mínimas alcançadas em 294 ± 73,5 e 177 ± 56,8 µg C g-1 de solo com as doses
variando de 241 ± 35 e 139 ± 35 kg N.ha-1.ano-1, respectivamente. No entanto,
na 3ª coleta a adição de DN acarretou em um efeito linear crescente (Tabelas 6
a 8) e na 4ª e última coleta não apresentou efeito das DN (Tabela 5), apenas a
média foi estimada (3024,50±135,53 µg C g-1) (Tabela 8).
As DN não influenciaram no comportamento da variável C-CO2 na 2ª e 4ª
coleta (Tabelas 5), portanto, apenas as médias foram estimadas 155,74±1,63 e
147,53±3,56 µg CO2 g-1dia-1 (Tabelas 7 e 8). No entanto, as DN influenciaram o
C-CO2 na 1ª e 3ª coleta obtendo comportamento quadrático (Tabelas 6 a 8) com
pontos máximos atingidos em 165,37 ± 10,42 e 177,70 ± 25,64 µg CO2 g-1dia-1
de solo, correspondente as DN variando de 115 ± 23 e 169 ± 11kg N.ha-1.ano-1.
Os acréscimos nas DN influenciou o qCO2, sendo o efeito quadrático na
1ª e na 2ª coleta (Tabelas 6 e 7) com ponto máximo estimados de 0,76 ± 0,09 e
0,61 ± 0,11 µg C-CO2 g-1 C-BM Dia-1 nas DN variando de 180 ± 27 e 248 ± 15 kg
N.ha-1.ano-1, respectivamente. Na 3ª coleta houve um efeito linear decrescente
e na 4ª coleta o efeito foi linear crescente (Tabelas 6 a 8).
Maiores aportes de nitrogênio acarretaram em alterações no qCmic,
observando efeito quadrático na 1a e na 2ª coleta (Tabelas 6 a 8), com ambas
as coletas apresentando ponto de mínimo (�̂�𝑚𝑖𝑛 = 2,35 ± 1,08 e 3,97 ± 1,55;
�̂�𝑚𝑖𝑛 = 147 ± 26 e 248 ± 40 kg N.ha-1.ano-1, respectivamente. Na 3ª coleta o
efeito foi linear crescente (Tabelas 6 a 8). A 4a coleta apresentou efeito linear
decrescente (Tabela 6 a 8).
36
TABELA 8. Intervalo de confiança (IC 95%) estimado para cada variável§ nas diferentes doses de Nitrogênio (DN) e coletas em solos cultivados com Brachiaria brizantha cv. Marandu
Coleta DN
pH N-BM C-BM C-CO2 qCo2 qCmic Urease β-glic C:N NMP. Azos
µg N g solo-1 µg C g solo-1 em µg CO2 g solo-1 µg C-CO2 g-1
C-BM dia1.
% µg N-NH4 g de
solo seco-1
ug p-nitrofenol
h-1 g solo-1
NMP g-1
1ª 0 4,92±0,07
PI1
485,31±165,33 157,42±15,44 0,79±0,16 2,94±2,13
PI1 10,70±0,33 3,49±0,20
5,45×107±3,19×107
125 4,76±0,05 291,37±80,22 174,51±13,91 0,83±0,08 1,92±1,10 7,88×107±3,21×107
250 4,61±0,04 174,93±109,63 193,45±33,68 0,86±0,17 1,25±1,86 1,14×108±3,16×107
375 4,49±0,04 116,31±118,17 210,06±55,54 0,88±0,25 0,89±2,60 1,53×108±3,74×107
500 4,31±0,06 63,06±114,45 237,70±97,04 0,91±0,36 0,53±4,06 2,38×108±8,30×107
2ª 0 4,94±0,072
0,115± 0,03
243,37±121,22
155,74±1,63
0,48±0,13 6,52±3,50
102,93±1,42 13,80±0,76 3,77±0,22
1,32×108±1,34×108
125 4,73±0,049 142,45±56,96 0,62±0,12 3,96±1,70 3,56×107±2,88×107
250 4,53±0,04 83,35±79,50 0,75±0,20 2,41±2,50 9,62×106±1,94×107
375 4,37±0,04 54,30±90,09 0,82±0,24 1,62±2,98 3,38×106±1,45×107
500 4,158±0,06 28,55±97,99 0,90±0,27 0,89±3,53 7,02×105±9,20×106
3ª 0 4,93±0,09 288,01±102,44 135,54±28,49 0,62±0,10 4,50±1,51 124,98±13,29
PI1 3,45±0,26 5,33×108 ±1,19×109
125 4,38±0,07 436,59±108,68 204,81±34,92 0,46±0,08 6,99±1,64 109,98±9,51
250 3,88±0,13 661,76±134,04 309,51±116,85 0,30±0,06 10,86±2,07 96,78±18,28
375 3,53±0,18 923,06±215,32 430,65±252,43 0,20±0,06 15,45±3,39 87,37±25,08
500 3,05±0,23 1520,51±540,69 706,77±673,02 0,10±0,05 26,22±8,77 74,94±33,31
4 0 5,10±0,07
3024,50±135,54 147,53±3,56
0,20±0,12 11,65±6,97 97.75±17.58
PI1 13,67±0,36
4,17×108±2,06×108
125 4,48±0,05 0,35±0,11 7,72±3,18 117.50±17.16 5,72×108±1,98×108
250 3,93±0,10 0,55±0,12 5,12±1,71 141.23±45.46 7,86×108±1,88×108
375 3,54±0,13 0,69±0,14 3,68±1,42 163.63±81,17 1,01×109±2,23×108
500 3,02±0,17 0,85±0,13 2,25±1,35 204,08±161,68 1,48×109±4,71×108
*kg N×(ha-1×ano; § As variáveis são: Nitrogênio da Biomassa (N-BM); Carbono da Biomassa Microbiana (C-BM); Respiração Basal (C-CO2); Quociente Metabólico (qCo2); Quociente Microbiano (qCmic); Urease (Urease); β- glicosidase( β- glic); Relação Carbono:Nitrogênio (C:N); Número mais provável de Azospirillum spp, (NMP, Azos); 1PI= Perda de informações
37
Os dados da 1ª coleta para variável urease não foram obtidos. As DN não
apresentaram efeito sobre a urease na 2ª coleta (Tabelas 5), sendo assim, a
média estimada (Tabela 7 e 8) representou o comportamento da variável. Na 3a
e 4a coleta as DN influenciaram a urease obtendo efeito quadrático (Tabela 6 a
8) com ponto mínimo de 112,62 ± 8,61 e 118,05 ± 15,6µg p-nitrofenol h-1 g-1 de
solo, com as DN variando de 201 ± 39 e 254 ± 28 Kg N ha-1 ano-1.
As DN influenciaram positivamente o NMP Azos, havendo um
comportamento linear crescente na 1ª e 4ª coleta (Tabelas 6 a 8). Na 2ª coleta
as DN tiveram uma influência negativa obtendo efeito quadrático (Tabelas 6 a 8)
com a contagem mínima de 5,63 × 107 ± 3,91 × 107 NMP de Azospirillum com
DN variando de 140 ± 18 N.ha-1.ano-1. Para a 3ª coleta, a média (5,33×108
±1,19×109) foi estimada devido à ausência de efeito (Tabelas 8).
Os valores dos parâmetros das equações apresentas na Tabela 7 estão
de acordo com distribuição adotada para cada variável. Entretanto, os resultados
estimados para cada DN a partir dessas equações, estão nas unidades de
medidas originais de cada variável (Tabela 8)
38
5. DISCUSSÃO
Não houve influência da época de coleta e das doses de nitrogênio sobre
o N-BM, β-glic e C:N.
A produtividade do capim Marandu foi crescente com o aumento das doses
de N, observou-se a maior produtividade na maior dose, com produtividade de
14,684 kg MS ha-1 águas-1 enquanto que, a ausência de adubação produziu
8,016 kg MS ha-1 águas-1, 54,59% da produtividade obtida na dose máxima
(SALES. 2017), podemos inferir que o N colocado no sistema foi transformado
em massa de forragem e não em N-BM, não havendo assim diferenças
significativa para essa variável com o aumento das DN.
A β-glicosidase atua na etapa final do processo de decomposição da
celulose, sendo responsável pela hidrólise dos resíduos de celobiose formando
o açúcar simples β-D-glucose (TABATABAI, 1994), uma enzima que atua
diretamente no ciclo do C, pode ser influenciada por fatores, tais como: grau de
evolução da matéria orgânica e/ou tipo de vegetação que lhe deu origem
(MATSUOKA; MENDES; LOUREIRO, 2003).
A fonte de carbono do sistema é a produção da forrageira, em um sistema
de produção de bovinos a pasto, a mesma seria capturada pelo animal e
transformada em carne e resíduo animal (fezes), saindo do sistema e é
dependente da eficiência de pastejo, visto que o animal não captura 100 % dessa
forragem. Já no trabalho não havendo animais (sem produção de fezes) e a
colheita sendo feita manualmente, toda massa vegetal (fonte de C) produzida foi
retirada do sistema, pois, após cada corte a área foi rastelada.
Esse fato pode explicar o motivo de não haver diferença significativa na
relação C:N e na β-glicosidade. Cecagno et al. (2017), avaliando adubação
nitrogenada a longo prazo em uma pastagem nativa com azevém, obtiveram
como resultado que não há alterações nas reservas totais de carbono e
nitrogênio do solo.
Levando em consideração que as plantas também constituem fontes de
enzimas para o solo, é possível que a composição química das plantas
cultivadas também influencie nesse aspecto. Deve-se mencionar que as
diferenças entre as áreas nativas e as cultivadas também podem estar
39
relacionadas a mudanças qualitativas na composição das comunidades
microbianas presentes nessas áreas (MENDES, 2001).
No presente estudo observa-se que as doses crescentes de sulfato de
amônio (fonte nitrogenada utilizada) ocasionaram a redução do pH do solo, que
é um evento comum e mencionado na literatura (citar trabalhos que
evidenciaram queda de pH com aumento de nitrogênio).
Aquino et al. (1976), estudando a influência dos adubos nitrogenados sobre
as reações do solo, observaram que o nitrato de sódio não alterou o pH do solo.
Contudo o fosfato diamônio (DAP) e o sulfato de amônio reduziram o pH do solo
na dose de 100 kg/ha
Utilizando fontes e doses de adubos nitrogenados e sua influência na
fertilidade do solo cultivado com Brachiaria brizantha, Delbem et al. (2011),
verificaram que o aumento nas doses de nitrogênio, na camada 0,0 a 0,10 m de
profundidade, reduziu os valores de pH, principalmente quando a fonte usada foi
sulfato de amônio.
Possivelmente a acidificação do solo com o aumento das doses de N,
ocorreu por reação de nitrificação do sulfato de amônio e absorção de NH4+ pelas
raízes, ocorrendo liberação de H+, o que acidifica o solo, aumentando a
disponibilidade se a Al3+ (BOHNEN et al. 2000).
Na 4ª coleta foi realizada uma coleta de solo adicional (trabalho paralelo)
para avaliar a composição química (Anexo I), na qual podemos observar que o
aumento das DN ocasionou um aumento nos teores de hidrogênio (H) e alumínio
(Al), e uma redução nos teores de fosforo (P), potássio (K), cálcio (Ca),
magnésio, soma de base (S), capacidade de troca de cátions (CTC) e saturação
por base (V%).
O uso de doses crescentes de sulfato de amônio, especialmente nas
maiores doses na 1ª e 2ª coleta, resultou em um decréscimo nos valores de C-
BM. A possível explicação para este evento, é que o pH baixo afeta, de maneira
direta a comunidade microbiana do solo. Em solos com baixos valores de pH,
elementos como Fe, Al3+ e Mn atingem níveis tóxicos (MOREIRA; SIQUEIRA,
2006).
A adição de DN acarretou em uma redução nos valores do qCmic na 1ª, 2ª
e 4ª coleta. Sistemas de manejo que mantêm reduzidos teores de COT no solo
proporcionam menor atividade microbiana. Os índices expressos pelo qCmic,
40
quando baixos, podem mostrar que valores carbono no solo são menores,
indicam perda de carbono no solo, ao longo do tempo (MERCANTE et al., 2004).
Resultados semelhantes foram obtidos por DELBEM et al., (2011), em
que o uso do sulfato de amônio em elevadas doses de N reduziram
significativamente os valores de C-BM e qCmic.
A DN aumentou a C-CO2 na 1ª e 3ª coleta até uma dose. Elevadas taxas
de liberação de CO2, relacionam-se positivamente com uma maior biomassa
microbiana (CATTELAN; VIDOR, 1990). Todavia, deve-se atentar para o fato de
que elevados valores de respiração podem indicar estresse ambiental como
pode ter ocorrido pela adição de doses altas de N, o que, em longo prazo, podem
refletir em perdas de carbono orgânico do sistema (D’ANDRÉA et al., 2002).
A acidificação interfere na integridade estrutural do solo, prejudicando os
processos de formação de agregados; decomposição e ciclagem de nutrientes;
fixação de nitrogênio, além de outros tantos processos desempenhados pela
biota do solo (MAXWELL, 1995).
O qCO2, que expressa a taxa respiratória por unidade de C-BM, aumentou
com o incremento de nitrogênio na 1ª, 2ª e 4ª coleta. Há um aumento do qCo2
diante de perturbações no ecossistema do solo, que segundo WARDLE e GHANI
(1995), indica uma resposta da microbiota do solo às condições adversas. Assim,
um estresse metabólico na comunidade microbiana decorrente das maiores
doses de sulfato de amônio, com a acidificação do solo, pode ter gerado
perturbações na comunidade microbiana.
A adição de DN acarretou em um aumento da urease.
Lanna et al. (2010) observaram maiores valores da atividade da urease
em solo cultivado com gramíneas, como plantas de cobertura.
As doses de nitrogênio acarretaram em um aumento do NMP Azos na 1ª e
4ª coleta. O sistema radicular da gramínea favoreceu o crescimento desses
microrganismos, uma vez que é amplamente discutido na literatura a alta
capacidade que as bactérias do gênero Azospirillum possui na fixação biológica
do nitrogênio quando em associação com gramíneas (BALDANI et al.).
As bactérias diazotróficas do gênero Azospirillum sp. tem a capacidade
colonizar o sistema radicular, assim como, o colmo das gramíneas. O fator
intrínseco à bactéria que determinará a maior mobilidade desta no solo e nas
plantas será a presenças de flagelos (DE WEERT et al., 2002). Dentro das
41
raízes, a bactéria fica protegida dos estresses do solo, como processos
competitivos com outros organismos, acidez do solo, deficiência de P, entre
outros (SIQUEIRA; FRANCO, 1988)
É importante ressaltar o fato de Azospirillum sp se associar com gramíneas,
uma vez que muitas gramíneas são usadas para reabilitação de áreas
degradadas e esta associação contribui para a sustentabilidade dos
ecossistemas (NOBREGA et al. 2004).
42
6. CONCLUSÃO
As DN acarretaram em uma maior produtividade não influenciando assim
o N-BM.
A exportação da forrageira (fonte de C), afetou a atividade da β-glicolidade
e C:N, não sendo influencia assim pelas DN.
O aumento de DN reduziu o pH do solo, acarretando uma redução no C-
BM e no qCmic e um aumento na C-CO2 , qCO2, urease e NMP Azos.
43
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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8. ANEXO
Anexo A. Caracterização química do solo na 4ª coleta
DN P K Ca+Mg Ca Mg Al H S CTC V
kg N ha-1.ano -1 mg dm-3 cmolc dm-3 %
0 10,3 83,2 3,79 2,75 1,04 0,00 3,98 4,01 7,99 50,19
125 9,4 59,5 2,46 1,80 0,66 0,30 4,80 2,61 7,71 33,85
250 11,1 48,5 1,98 1,40 0,58 0,40 4,92 2,11 7,43 28,40
575 8,6 35,6 1,75 1,25 0,50 0,50 4,90 1,84 7,24 25,41
500 7,5 30,0 1,08 0,75 0,33 0,68 4,95 1,16 6,79 17,08