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FACULDADE SANTO AGOSTINHO - FSADIRETORIA DE ENSINOCOORDENAÇÃO DO CURSO DE NUTRIÇÃODISCIPLINA: FarmacologiaPROFESSOR(A): Drª Alessandra Camillo da S. C. Branco

ROTEIRO DE PRÁTICAS:

FARMACOLOGIA PARA NUTRIÇÃO

2013

INTRODUÇÃO

A - Objetivos gerais das aulas práticas de farmacologia

1. Manipular os principais animais utilizados em laboratório de Farmacologia;

2. Conhecer, por meio da prática com animais de laboratório, ou por programas

computacionais, os efeitos dos medicamentos que atuam nos organismos vivos;

3. Interpretar e discutir resultados experimentais.

B – Normas do laboratório de farmacologia

1. Manter sempre o silêncio ao entrar no laboratório, evitando o estresse dos animais, para

que não ocorram acidentes inesperados ou resultados modificados;

2. Manusear os animais com cuidado para evitar o sofrimento desnecessário;

3. Não comer qualquer tipo de alimento dentro do laboratório;

4. Seguir à risca as orientações dadas pelo professor no início da prática.

C – Prevenção de acidentes

1. Usar sempre bata, sapatos fechados e luvas nas aulas práticas de farmacologia;

2. Não fumar dentro do laboratório;

3. Manusear os animais adequadamente.

ANIMAIS DE LABORATÓRIO

A utilização de animais em pesquisa científica, nos dias de hoje, está baseada em

princípios evolucionistas. Charles Darwin, no final do século XIX, com a publicação dos livros A

Origem das Espécies e A Expressão das Emoções no Homem e nos Animais, evidenciava a

ligação evolutiva entre todas as espécies animais. Essa relação estabelecida possibilitou a

extrapolação, para os seres humanos, dos dados obtidos nas pesquisas, que utilizam animais.

É de fundamental importância que o pesquisador das espécies conheça bastante bem o

animal experimental com o qual irá trabalhar. Compreender o comportamento das espécies mais

usadas nos laboratórios facilitará a escolha do animal apropriado ao experimento que se quer

realizar. Este conhecimento facilitará também a interpretação dos resultados obtidos, uma vez

que as diferentes espécies apresentam uma gama de comportamentos extremamente variada,

frente a diferentes situações encontradas tanto na natureza quanto no cativeiro.

Tão importante quanto o conhecimento das espécies experimentais são o tratamento ético

e o respeito dispensados aos animais pela equipe de pesquisa. Ainda, é extremamente necessário

que o sofrimento dos animais experimentais seja minimizado ao máximo, tanto durante o

experimento quanto no final, quando houve a necessidade do sacrifício.

A utilização de animais em pesquisas experimentais remonta o século XVIII; entretanto,

as primeiras leis que regulamentam o uso desses animais nas pesquisas só surgiram no século

XIX. Atualmente, em muitos países que utilizam animais experimentais, existem leis que

regulamentam esta utilização. Questões como o número da amostra utilizada, possibilidade de

substituição dos modelos animais por métodos alternativos, como por exemplo, simulações

computadorizadas, culturas de células, etc., vêm sendo cada vez mais discutidas dentro da

comunidade científica.

Cuidados relativos às instalações onde serão alojados devem ser tomados, os hábitos

sociais, ciclo reprodutivo devem ser estudados, compreendidos e respeitados. A utilização de

animais nas pesquisas somente se justifica após comprovação da relevância para o avanço do

conhecimento científico.

No Brasil, embora sejam limitadas as leis que efetivamente regulamentam a utilização de

animais no ensino ou em pesquisas biomédicas, a multiplicação dos comitês de ética em

experimentação animal dentro dos centros de ensino e pesquisa vem garantindo a permanente

discussão do assunto e impedindo que ocorram abusos e desrespeitos para com a vida animal.

Entretanto, uma vez que os aspectos éticos restringem a investigação científica em seres

humanos, há a necessidade de aprofundar o estudo de uma série de patologias, psicopatologias e

mecanismos de ação das drogas, utilizando modelos animais.

Os animais de laboratório são representados por qualquer espécie animal utilizada em

experimentação com finalidade científica, desde invertebrados até vertebrados superiores.

Entretanto, as espécies mais comumente encontradas e utilizadas em laboratórios sejam os

roedores e lagomorfos, todos representantes da classe Mamalia, na qual, está inserida a espécie

humana. Estima-se que 95% dos animais utilizados em investigações biomédicas sejam

roedores: 90% camundongos e ratos, 2% ramster, 2% cobaias e 1% outros.

As espécies animais encontradas mos laboratórios descendem, em sua maioria, de

animais domésticos que sofreram modificações ao longo dos séculos. Essas modificações foram

introduzidas através do acasalamento direcionado, um processo que selecionou algumas

características desejáveis dos parentais, um exemplo é a docilidade do rato de laboratório,

comparado à agressividade do animal encontrado na natureza.

O conhecimento dos padrões comportamentais de uma espécie pode ser importante na

escolha do animal a ser utilizado pelo pesquisador em determinado estudo. Informações sobre a

organização social da espécie utilizada, por exemplo, vão indicar como os animais devem ser

alojados, alimentados e sob quais circunstâncias reproduzirão com sucesso. Necessitamos,

portanto, conhecer o comportamento das espécies em seu habitat natural para poder trabalhar

corretamente com os animais no laboratório.

Os animais mais utilizados experimentalmente, em decorrência do baixo custo de

manutenção e fácil manejo, são os camundongos, ratos, hamsters e cobaias, pertencentes à classe

dos roedores, e coelhos, pertencentes aos lagomorfos.

Os animais mais utilizados em laboratório em virtude do fácil manejo, manutenção e

aspectos éticos é o rato (Rattus novergicus) e o camundongo (Mus musculus). Eles apresentam

custo acessível de manutenção, alta capacidade reprodutiva e curta gestação. É importante

salientar que não existe um modelo experimental perfeito, que possa ser totalmente extrapolável

para a condição humana; mas as respostas obtidas através da experimentação animal se somam

na elucidação do fenômeno biológico investigado.

O Rato (Rattus novergicus)

Ele come tudo o que as pessoas comem e ainda outras coisas, como sabão, pele, couro e

papel, mas prefere alimento de origem animal, como ovos e pássaros, além de camundongos,

filhotes de aves e animais domésticos. É excelente pescador, nada e mergulha bem. Seu peso

varia de 200-400 g, em cativeiro pode viver cerca de 2 anos.

A linhagem Wistar é a mais comumente encontrada nos laboratórios de todo o mundo. O

animal que encontramos nos laboratórios é um mutante albino de Rattus novergicus usado em

todo o mundo em pesquisas biomédicas e desempenha papel importante para a espécie humana.

Os ratos têm olfato e audição bastante desenvolvidos, podem ouvir freqüências acima de

80 kHz, na faixa ultra-sônica. A visão é pobre, a retina é composta quase completamente por

bastonetes, e não apresentam visão de cores, mas a visão no escuro é eficiente. São animais

noturnos, com alguma atividade diurna. Suas vibrissas são responsáveis pelo sentido do tato e

seu paladar é apurado. A sua cauda é responsável pelo equilíbrio e orientação, e também é um

órgão de regulação térmica.

Eles emitem vocalizações ultra-sônicas enquanto desempenham determinados

comportamentos, como, por exemplo, o comportamento maternal ou de cópula, e regulam

interações comportamentais entre dois ou mais indivíduos da mesma espécie.

O comportamento de autolimpeza é uma parte importante da atividade dos ratos, eles

limpam suas orelhas e patas para regular a temperatura corporal com saliva. Esse comportamento

tem um efeito calmante, se o rato é repentinamente perturbado.

A reprodução pode ocorrer durante todo o ano em populações cativas e em algumas

selvagens. As fêmeas estão prontas para reprodução por volta dos 90 dias de idade. O ciclo estral

varia de 4 a 6 dias e gestação dura 21 dias. A vida reprodutiva dessas espécie é de um ano. As

fêmeas podem ter de 1 a 12 ninhadas por ano, podendo variar de 1 a 17 filhotes por ninhada, mas

geralmente são 8 a 12 animais. Os filhotes nascem pelados e abrem os olhos aos 15 dias, quando

já podem consumi uma dieta sólida. Na natureza, aos 22 dias, ao serem desmamados, já estão

aptos a sair dos ninhos.

As condições ambientais onde quaisquer animais experimentais são criados e mantidos

influenciam de forma decisiva nas respostas aos distintos tratamentos a que serão submetidos

posteriormente. Os principais fatores ambientais que afetam os animais são: fatores climáticos,

como temperatura, umidade, ventilação; fatores físico-químicos, como iluminação e ruído;

fatores habitacionais, como forma e tamanho da gaiola, tipo de cama, tamanho da população na

gaiola; fatores nutricionais, a dieta administrada, seu esquema de administração, disponibilidade

de água; sujeição a parasitas e microorganismos; situação experimental.

No biotério, as condições ideais de manutenção dos animais devem ser de temperatura

ambiente de 20 a 24°C, umidade de 40 a 60%, luminosidade obedecendo a um ciclo claro-escuro

de 12h. Consumo diário de água e alimento à vontade. Suas gaiolas devem ser construídas com

material resistente e lavável e forradas com jornal ou fatias de madeiras (maravalha) sem o pó da

madeira, que pode causar problemas respiratórios.

É de fundamental importância que o número de animais utilizados na pesquisa seja o

menor possível e que, caso o método utilizado na investigação científica cause dor desnecessária

ao animal, este seja revisto e substituído. Qualquer animal deve ser manipulado com delicadeza e

respeito.

O Camundongo (Mus musculus)

A maioria das espécies é terrestre, mas também são bons escaladores, e nadam bem.

Foram desenvolvidas algumas linhagens domésticas de M. musculus, a mais comum é de

camundongos albinos.

Sua cabeça e seu corpo medem geralmente de 65 a 95 cm, a cauda de 60 a 105 cm, e

pesam cerca de 30g. O pêlo pode ser macio, crespo ou fino e a cauda parece pelada, mas

apresenta uma fina cobertura de pêlos, que abrangem uma ampla faixa de tons, amarelo, cinza,

marrom, etc.

Os camundongos selvagens comem muitos tipos de matéria vegetal, como sementes,

raízes, folhas e talos, mas podem comer insetos, carnes, comida humana, além de sabão, cola, e

outros materiais encontrados nas residências.

Esses animais apresentam audição aguda, respondendo a uma grande variação de

freqüências. O olfato é altamente desenvolvido, sendo utilizado não somente para detectar

alimento e predadores, mas também para determinar vários sinais de comportamento. A visão é

pobre e não distingue cores. Em laboratórios vivem cerca de 2 anos, mas alguns chegam até os 6

anos.

As espécies de laboratório se reproduzem durante todo o ano. Seu ciclo estral é de 4 a 6

dias. As fêmeas apresentam estro pós-parto de 12 a 18 h depois do nascimento dos filhotes.

Geralmente ocorrem de 5 a 10 ninhadas por ano. O período de gestação é de 19 a 21 dias e as

ninhadas são compostas por 5 ou 6 filhotes.

Um camundongo adulto, macho, deve consumir cerca de 5 g de ração e 6 ml de água por

dia. A dieta oferecida deve ser à vontade e é necessário que se tomem alguns cuidados com a

ração a ser oferecida: mantê-la em local frio, seco, escuro, bem ventilado e limpo. É um animal

susceptível a mudanças nas condições ambientais, e pequenas flutuações na temperatura de 2 a 3

°C, podem causar modificações na sua fisiologia.

Os tipos de gaiolas mais indicados para a criação dos camundongos são as de

policarbonato ou polipropileno, por serem material autoclavável. Também a densidade dentro

delas pode produzir profundos efeitos na fisiologia e comportamento dos animais. Em geral,

devem dispor de uma área mínima de 65 cm2 por indivíduo quando agrupados, e uma fêmea

coma ninhada deve dispor de aproximadamente 650 cm2. O piso da gaiola deve ser recoberto por

material atóxico (geralmente serragem de madeira ou folhas de papel absorvente), livre de peças

pontiagudas, confortável, sem pó, e esterelizadas antes do uso.

São animais ágeis, e oferecem mais riscos de mordida que os ratos. Devem ser

manipulados de maneira a se evitar estresse desnecessário.

Além destas espécies há a cobaia (Cavia porcellus), conhecida vulgarmente como

porquinho-da-índia, o hamster dourado (Mesocricetus auratus), o coelho (Oryctolagus

cuniculus), além de muitas espécies de primatas (como os calitriquídeos, os sagüis) e animais

geneticamente modificados.

Atualmente, os primatas constituem o grupo de animais menos utilizado em pesquisas

biomédicas, pois são considerados animais nobres, sendo seu uso restrito e permitido apenas na

impossibilidade comprovada da utilização de roedores e lagomorfos. Os primatas são utilizados

em maior número nas áreas de farmacologia, neurociências, vacina e AIDS.

Os animais geneticamente modificados têm sido cada vez mais utilizados em

experimentos científicos, a partir do desenvolvimento de tecnologias que permitiram a marcação

e determinação de determinados genes. Assim, foi possível produzir animais com mutações

específicas, ou seja, dirigidas e não espontâneas, em qualquer gene que tenha sido clonado. A

utilização desses animais tem auxiliado diversas áreas da pesquisa, como a psicofarmacologia,

onde a utilização de modernas técnicas genéticas tem favorecido o desenvolvimento de novas

drogas, identificação de novos tipos e subtipos de receptores farmacológicos. Existem várias

linhagens de animais transgênicos produzidas para desenvolver doenças humanas, como

tumores, diabetes, obesidade, etc. Entretanto, questões éticas são levantadas sobre o impacto da

introdução das variantes genéticas produzidas artificialmente, como as conseqüências evolutivas

e ambientais dessas manipulações. Para o trabalho com estes organismos geneticamente

modificados, além da Comissão de Ética em Experimentação Animal, os laboratórios precisam

ter uma Comissão de Biossegurança, que irá verificar se a instituição ou a equipe apresentam

condições para manipular estes animais.

PRINCÍPIOS BÁSICOS PARA A PESQUISA ENVOLVENDO O USO DE ANIMAIS

- O avanço do conhecimento biológico requer muitas vezes o uso de animais vivos de perfeita

qualidade e de uma larga variedade de espécies.

- A experimentação animal deve ser desenvolvida apenas após profunda consideração de sua

relevância para a saúde humana e animal e para o avanço do conhecimento.

- Os animais selecionados para uma experiência devem ser de espécie e quantidade apropriados e

apresentar boas condições de saúde, utilizando-se o mínimo necessário para se obter resultados

válidos.

- Os procedimentos que possam causar dor ou angústia devem ser desenvolvidos com sedação,

analgesia ou anestesia, sempre que possível.

- As experiências crônicas, nas quais haverá sobrevida pós-cirúrgica, devem preceder cuidados

de assepsia e prevenção de infecções. Nas experiências agudas, o animal deve ser mantido

inconsciente durante toda a sua duração.

- Ao término da experiência, os animais devem ser sacrificados de maneira adequada para a

espécie, idade e número de animais, e de forma rápida, indolor e irreversível.

- O uso de animais em procedimentos experimentais pressupõe a disponibilidade de alojamento

que proporcione condições adequadas às espécies. O transporte, a acomodação, a alimentação e

os cuidados com os animais criados ou usados para fins biomédicos devem ser realizados por

técnicos qualificados.

- Sempre obter animais de locais confiáveis e legalmente estabelecidos.

- Fazer o transporte sob condições confortáveis e higiênicas.

- Permitir que seja assegurada a qualidade dos animais, evitando estresse. Tomar precauções

contra predadores, vermes, e outras pestes. A entrada no Biotério deve ser restrita a pessoas

autorizadas.

- A temperatura, umidade, ventilação, luz e interação social devem ser de acordo com a

necessidade de cada espécie. Os ruídos e odores devem ser evitados.

- O alimento adequado à espécie deve ser fornecido permanentemente em quantidade e

qualidade.

- A atenção veterinária, incluindo um programa de saúde e prevenção de doenças, deve ser

aplicada para os animais.

SUMÁRIO

AULAS PRÁTICAS DE FARMACOLOGIA

01 Vias de administração de fármacos

02 Determinação da dose letal

03 Colinérgicos e Bloqueadores colinérgicos

04 Adrenérgicos e Bloqueadores adrenérgicos

05 Bloqueadores Neuromusculares

06 Inflamação experimental e ação antiflogística dos medicamentos

07 Efeito dos psicotrópicos sobre a atividade motora

08 Efeitos de opióides em diarréias induzidas em camundongos

09 Hipnoanalgésicos

FACULDADE SANTO AGOSTINHO - FSADIRETORIA DE ENSINODISCIPLINA: Farmacologia GeralPROFESSOR(A): Drª. Alessandra Camillo da S. C. Branco

PRESCRIÇÃO MÉDICA

OBJETIVO

Realizar uma análise-crítica de uma prescrição médica, propiciando ao

aluno um aprendizado sobre a elaboração de uma receita médica.

METODOLOGIA

1. Adquirir uma receita médica;

2. Fazer uma análise- crítica da mesma, de acordo com as normas estabelecidas

por literaturas de referências.

Tabela 01: Demonstração dos dados obtidos após a observação das partes de uma receita médica.

Teresina, 20__.

PARTES DA RECEITA MÉDICA CARACTERIZAÇÃO

Cabeçalho

Nome do paciente

Modo de uso

Sobre-inscrição

Inscrição

Subscrição

Signa

Assinatura do profissional

Local e data

Legenda: + (correto), - (incorreto).

Fonte: Uma receita médica emitida por um médico. Alunos de _________. 20__.

FACULDADE SANTO AGOSTINHO - FSADIRETORIA DE ENSINODISCIPLINA: FarmacologiaPROFESSOR(A): Alessandra Camillo da S. C. Branco

PRÁTICA 1Vias de administração de fármacos

Numerosos fatores podem interferir sobre a modalidade e efeitos farmacológicos, entretanto a via de administração deve ser destacada como fator primordial. OBJETIVO

Esta aula visa mostrar as variações na intensidade do efeito de uma substância quando se utilizam diferentes vias de introdução.

METODOLOGIA

1. PESAR e MARCAR três ratos da espécie Rattus novergicus, variedade albina, para o cálculo da dose de Tiopental sódico 25 mg/kg a ser administrada em cada animal.

Peso rato (g) _________ x mg 25 mg __________ 1 ml 1000 g _________ 25mg x mg __________ y ml

x mg Y ml (volume a ser administrado)

2. ANTES DA ADMINISTRAÇÃO DO MEDICAMENTO, VERIFICAR OS PARÂMETROS : 2.1. Respiração (movimento respiratório/minuto): Contar o número de expansões torácico-abdominais por 15 segundos e multiplicar por 4, mantendo o animal quieto;

2.2. Reflexo palpebral: Observar o fechamento da pálpebra provocado pela leve estimulação de um chumaço de algodão, e anotar na tabela o reflexo na padronização seguinte: *Presente (+);*Diminuído (+);*Ausente (-);

2.3. Atitude (comportamento): Anotar na tabela o comportamento do animal na padronização seguinte: *Normal (N); *Excitado (E); *Deprimido (D) = animal encontra-se quieto em sua gaiola; *Dormindo (DD) – animal encontra-se em um estágio de maior depressão do SNC que o deprimido, totalmente “apagado”

3. ADMINISTRAR o tionembutal nos 3 animais, nas seguintes vias de introdução:

3.1. NO PRIMEIRO RATO, utiliza-se a VIA ORAL através da introdução de uma cânula pela boca do animal até o estômago. OBS: Nesse procedimento, deve-se ter o cuidado de calcular o espaço morto da cânula e acrescentar esse volume à dose colocada na seringa.

3.2. O SEGUNDO ANIMAL recebe a dose por VIA SUBCUTÂNEA, através de uma injeção abaixo da pele.

3.3. No TERCEIRO ANIMAL, a via de administração é a VENOSA, acessada através da veia peniana.

4. Observar o TEMPO EM QUE O MEDICAMENTO COMEÇOU A ATUAR, no decorrer de 20 minutos;

5. APÓS 20 MINUTOS, verificar NOVAMENTE OS PARÂMETROS anteriores;

6. Expressar os resultados na forma da TABELA abaixo:

Tabela 01: Registro dos efeitos da administração de Tionembutal sódico (25 mg/Kg), através de diversas vias de introdução, em Rattus norvegicus. Teresina, 20__.

Vias de administração

Freqüência Respiratória Reflexo palpebral Comportamento Antes Depois Antes Depois Antes Depois

Oral

Subcutânea

Intravenosa

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de ____________, __o período de 20__.

Legenda: *Presente (+); *Diminuído (+); *Ausente (-); *Normal (N); *Excitado (E);*Deprimido (D); *Dormindo (DD).

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Prática 02Determinação da dose letal

OBJETIVO

Esta prática tem como objetivo exemplificar o estudo da toxicidade de

uma droga (tiopental sódico), nas doses de 50, 100 e 200 mg/kg, e estabelecer a

sua correlação dose-efeito em grupos de animais Mus musculus.

1. MARCAR e PESAR um total de 30 camundongos (Mus musculus),

distribuídos em 03 lotes de 10 animais, sendo um lote para cada bancada;

2. CALCULAR as doses de tionembutal a serem administradas, como mostra

abaixo:1º DOSE (50 mg/kg)

50 mg _______ 1000 g 5 mg _____ 1 mL

X mg _______ P g X mg _____ Y mL

2º DOSE (100 mg/kg)

100 mg _______ 1000 g 10 mg _____ 1 mL

X mg _______ P g X mg _____ Y mL

3º DOSE (200 mg/kg)

200 mg _______ 1000 g 20 mg _____ 1 mL

X mg _______ P g X mg _____ Y mL

3- INJETAR em cada grupo de animais, por VIA INTRAPERITONEAL, uma dose diferente do tionembutal sódico;

3- Anotar o tempo de cada injeção e DETERMINAR A PORCENTAGEM de animais ANESTESIADOS e a porcentagem de animais MORTOS ao final de 20 minutos;

4- Com os dados obtidos em cada grupo, cada aluno completará as TABELAS e traçará um GRÁFICO mostrando nas Abcissas os valores das doses e nas Ordenadas a porcentagem dos efeitos (anestesiado-morto), o que possibilitará estabelecer a correlação entre a eficácia da droga (anestesia) e seu risco letal (morte). DL50/DE50 = IT (Índice Terapêutico: define a margem de segurança). Quanto maior o Índice Terapêutico de uma droga maior sua margem de segurança, pois ele indica a distância entre a dose letal mediana e a dose efetiva mediana.

Tabela 01: Registro de animais anestesiados e mortos após administração intraperitoneal de tiopental sódico (5, 10, 20 mg/Kg) nas doses de 50, 100 e 200 mg/kg, respectivamente, em Mus musculus. Teresina, 20__.

Dosagem (%) Nº animais Anestesiados (%) Mortos (%)1º DOSE

(50 mg/kg)2º DOSE

(100 mg/kg)3º DOSE

(200 mg/kg)

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de __________, __o período de 20__.

Gráfico 01: Curva dose-efeito pela administração intraperitoneal de tiopental sódico (5, 10, 20 mg/Kg) nas doses de 50, 100 e 200 mg/kg em Mus musculus. Teresina, 20__.

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de ___________, __o período de 20__.

Legenda: ------ (anestesiados); _______ (mortos); DL50 (dose letal média); DE50 (dose efetiva média).

Tabela 02: Registro da DL50, DE50 e IT do tiopental sódico administrado por via intraperitoneal em Mus musculus. Teresina, 20__.

Parâmetros DL50 (mg/kg) DE50 (mg/kg) IT

Valores


Legenda: DL50 (dose letal média); DE50 (dose efetiva média); IT (índice terapêutico).


Prática 03Colinérgicos e bloqueadores colinérgicos

OBJETIVO

Demonstrar os efeitos muscarínicos e nicotínicos da acetilcolina sobre a Pressão Arterial, atividade cardíaca e dos vasos visceral e muscular do cão, frente a bloqueadores muscarínicos e nicotínicos, numa simulação computadorizada.

METODOLOGIA

Utilizando-se um software animado, com apresentação do miocárdio, vasos visceral e muscular (com os respectivos receptores presentes nos tecidos), apresentação da variação na Pressão Arterial, e com listas de medicamentos (doses para um cão de 10 Kg): OBS: 1) Anotar todos os resultados após a administração das drogas.2) Verificar os receptores farmacológicos ativados ou bloqueados em cada situ3) Clicar em “próximo” para acessar a tela seguinte.

A) Inicialmente, devem observar os parâmetros (pressão arterial, frequência cardíaca, e dilatação dos vasos) normais do cão antes da administração dos fármacos.

B) Administra-se a Acetilcolina na menor dose (Y=Acetilcolina 20 mcg) e observa-se as alterações dos parâmetros anteriores.

C) Administra-se a Pilocarpina e observa-se as alterações dos parâmetros anteriores.

D) Administrar Atropina 10 mg: observar as alterações nos parâmetros do item anterior.

E) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da primeira substância (Y=Acetilcolina 20 mcg).

F) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da segunda substância (Y=Acetilcolina 2 mg).

G) Clicar em próximo e observar a recuperação.

H) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da terceira substância (Y=Pilocarpina).

I) Clicar em próximo e observar a recuperação.

J) Administrar Neostigmina 0,5 mg: observar as alterações nos parâmetros.

K) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da primeira substância (Y=Acetilcolina): observar as alterações nos parâmetros.

L) Clicar em próximo e observar a recuperação.

M) Administrar Nicotina 300 mg: observar as alterações nos parâmetros.

N) Clicar em próximo e observar as alterações nos parâmetros.

O) Clicar em próximo e observar as alterações nos parâmetros.

P) Clicar em próximo e observar a recuperação.

Q) Administrar Hexametônio 200 mg: observar as alterações nos parâmetros.

R) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da primeira substância (Y=Nicotina): observar as alterações nos parâmetros.

S) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da segunda substância (Y=Atropina).

T) Clicar em próximo e observar a recuperação.

U) Retornar ao menu inicial.

TABELA 01 – Registro das alterações ocorridas no calibre dos vasos visceral e muscular,

freqüência cardíaca e pressão arterial sobre o sistema nervoso autônomo em simulação

computadorizada, segundo a droga administrada. Teresina, 20__.

PARÂMETRO

DROGA Vaso Visceral

Vaso

Muscular

Freqüência

Cardíaca

Pressão

Arterial

Acetilcolina 20 mcg

Pilocarpina

Atropina 10 mg

Acetilcolina 20 mcg

Acetilcolina 2 mg

Pilocarpina

Neostigmina 0,5 g

Acetilcolina

Nicotina 300 mg

Fase I

Fase II

Fase III

Hexametônio

Nicotina

Atropina

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de _____________, __o período de 20__.

Legenda: (↑)= aumento; (↓) = diminuição; (-) = não alterou significativamente, (VC) =

vasoconstrição; (VD) = vasodilatação.

FACULDADE SANTO AGOSTINHO - FSA

DIRETORIA DE ENSINODISCIPLINA: FarmacologiaPROFESSOR(A): Alessandra Camillo da S. C. Branco

Prática 04Adrenérgicos e bloqueadores adrenérgicos

OBJETIVO

Demonstrar os efeitos da Adrenalina, Noradrenalina e Isoprenalina (Isoproterenol) na Pressão Arterial, atividade cardíaca e dos vasos visceral e muscular do cão, frente a bloqueadores α e β-adrenérgicos, numa simulação computadorizada.

METODOLOGIA

Utilizando-se um software animado, com apresentação do miocárdio, vasos visceral e muscular (com os respectivos receptores presentes nos tecidos), apresentação da variação na Pressão Arterial, e com listas de medicamentos (doses para um cão de 10 Kg):

A) Observar a atividade normal do coração, vasos visceral e muscular, assim como a pressão arterial na primeira tela do programa.

B) Clicar em noradrenalina e observar as alterações dos parâmetros anteriores.

C) Clicar em adrenalina e observar as alterações dos parâmetros anteriores.

D) Administrar α-bloqueador: observar as alterações nos parâmetros do item anterior.

E) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da primeira substância (Y=Noradrenalina)

F) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da segunda substância (Y=Adrenalina)

G) Clicar em próximo e observar a recuperação.

H) Retornar ao menu inicial

I) Administrar Propranolol e observar as alterações nos parâmetros.

G) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da primeira substância (Y=Isoprenalina/Isoproterenol): observar as alterações nos parâmetros.

H) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da segunda substância (Y=Noradrenalina): observar as alterações nos parâmetros.

I) Clicar em próximo e observar a recuperação.

J) Clicar em próximo e observar os efeitos da administração da terceira substância (Y=Adrenalina): observar as alterações nos parâmetros.

K) Clicar em próximo e observar a recuperação.

L) Retornar ao menu inicial. OBS: 1) Anotar todos os resultados após a administração das drogas. 2) Verificar os receptores farmacológicos ativados ou bloqueados em cada situação.

3) Clicar em “próximo” para acessar a tela seguinte.

TABELA 01 – Registro das alterações ocorridas no calibre dos vasos visceral e muscular,

freqüência cardíaca e pressão arterial sobre o sistema nervoso autônomo em simulação

computadorizada, segundo a droga administrada. Teresina, 20__.

PARÂMETRO

DROGA Vaso Visceral Vaso Muscular Freqüência Cardíaca Pressão Arterial

noradrenalina

adrenalina

α–bloqueador

noradrenalina

adrenalinapropanolol

isoprenalina

noradrelina

adrenalina

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de enfermagem,__o período de 20__.

Legenda: (↑)= aumento; (↓) = diminuição; (-) = não alterou significativamente, (VC) = vasoconstrição; (VD) = vasodilatação.


Prática 05Bloqueadores neuromusculares

OBJETIVO: Demonstrar o bloqueio por competição e o bloqueio por despolarização, usando substâncias curarizantes em aves - Pinto (Gallus gallus).

METODOLOGIA:

1. PESAR e MARCAR quatro exemplares de Gallus gallus;

2. CALCULAR as doses das substâncias a serem administradas: A) PRIMEIRA ESPÉCIE, galamina a 5mg/Kg:

5 mg __________ 1000 g 0,5 mg __________ 1 ml

Xmg __________ P mg X mg __________ Y ml

X mg Y ml

B) SEGUNDO EXEMPLAR, succinilcolina a 0,5 mg/Kg:

0,5 mg __________ 1000 g 0,1 mg __________ 1 ml

Xmg __________ P mg X mg __________ Y ml

X mg Y ml

C) TERCEIRA ESPÉCIE:

Inicialmente, a Neostigmina (0,2 mg/Kg):

0,2 mg __________ 1000 g 0,02 mg __________ 1 ml

Xmg __________ P mg X mg __________ Y ml

X mg Y ml

Posteriormente, a Galamina (5mg/Kg):

5 mg __________ 1000 g 0,5 mg __________ 1 ml

Xmg __________ P mg X mg __________ Y ml

X mg Y ml

D) TERCEIRA ESPÉCIE:

Inicialmente, a Neostigmina (0,2 mg/Kg):

0,2 mg __________ 1000 g 0,02 mg __________ 1 ml

Xmg __________ P mg X mg __________ Y ml

X mg Y ml

Posteriormente, a Succinilcolina:

0,5 mg __________ 1000 g 0,1 mg __________ 1 ml

Xmg __________ P mg X mg __________ Y ml

X mg Y ml

3. Administrar nos quatro animais as respectivas substâncias;

4. Observar as modificações provocadas nas reações do terceiro e quarto animais

em comparação aos dois primeiros, analisando as características e o tipo de

paralisia.

TABELA 01: Registro dos fenômenos observados em Gallus gallus após administração de 5

mg/Kg de galamina, 0,5 mg/Kg de succiniocolina, e neostigmina a 0,2 mg/Kg por via

subcutânea. Teresina, 20__.


Legenda: (A) Adespolarizante; (D) Despolarizante; (PE) Paralisia Espática; (PF) Paralisia flácida, (S) Sem paralisia.

Substâncias Tipo de Paralisia Características

Galamina (5 mg/Kg)

Succinilcolina (0,5 mg/Kg)

Galamina (5 mg/Kg) + Neostigmina (0,2

mg/Kg)

Succinilcolina (0,5 mg/Kg) +

Neostigmina


Prática 06Inflamação experimental e ação antiflogística dos medicamentos

A produção experimental de edema na pata do rato pela injeção local de

dextrana ou carragenina é rotineiramente utilizada na avaliação da atividade

antiinflamatória de drogas. A redução do desenvolvimento de edemas por uma

droga é indício de que ela possui atividade antiinflamatória.

OBJETIVO

O objetivo desta prática consiste em analisar a capacidade inflamatória do

ácido acetilsalicílico injetado por via intraperitoneal em Rattus novergicus, além

do poder inflamatório da carragenina quando injetada por via subcutânea.

MÉTODO:

1. MARCAR e PESAR os animais;

2. ANESTESIAR os animais com 0,1 ml de Atropina por via endovenosa;

- Após 5 minutos, administrar 0,15 mL de vetanarcol com 0,15 mL de Anasedan,

com um total de 0,3 mL por via endovenosa;

4. DETERMINAR O VOLUME da pata traseira direita e esquerda de todos os

animais por plestimografia, empregando-se o aparelho descrito por Winder e col.,

1957 ligeiramente modificado;

5. CALCULAR O VOLUME a ser administrado para cada animal:

5.1. RATO 1 e 2:

- Carragenina (50 ug) de uma solução aquosa de 500 mg\Kg, na região plantar da

pata posterior (traseira direita) do animal;

Cálculo da dose para carragenina:

500 mg ____________ 1000g 500 mg ______________ 1 mL

X mg ______________ P g X mg ________________ y mL

5.2. RATO 3 e 4:

- Inicialmente Injetar ácido acetilsalicílico (100 mg/kg) pela via intraperitoneal; Cálculo da dose do AAS:

100 mg ____________ 1000g 40 mg ______________ 1 mL

X mg ______________ P g X mg ________________ y mL

- Após 30 minutos, injetar carragenina na região plantar da pata posterior direita

do animal;

Cálculo da dose para carragenina:

500 mg ____________ 1000g 500 mg ______________ 1 mL

X mg ______________ P g X mg ________________ y ml

6. Após 30 minutos da injeção da carragenina, determinar novamente o volume

das patas traseiras direita e esquerda de todos os animais.

7. Os resultados serão expressos como média EPM dos deltas (diferença entre pata com edema e sem edema) de cada grupo de animais, nos diferentes tempos de observação, e inseridos na tabela abaixo:

Tabela 01: Registro da variação média de volume da pata de Rattus novergicus após 30 minutos da administração subcutânea de carragenina (50 ug), aplicada isoladamente e após a injeção intraperitoneal de ácido acetilsalicílico (100 mg/Kg). Teresina. 20__.

Experimento/Tempo 0 min 30 min

Aplicação subcutânea de carragenina (50 ug)Animal 1Animal 2

Aplicação subcutânea de ácido acetilsalicílico (100 mg/Kg) seguida de carragenina (50 ug)

Animal 3Animal 4

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de ____________, __o período de 20__.

FACULDADE SANTO AGOSTINHO – FSADIRETORIA DE ENSINO DISCIPLINA: FarmacologiaPROFESSOR(A): Alessandra Camillo da S. C. Branco

Prática 07Efeito dos psicotrópicos sobre a atividade motora

A avaliação da atividade motora em camundongos (atividade espontânea) é um dos métodos de pesquisa utilizado na determinação do efeito psicotrópico de uma substância. O principal instrumento utilizado é o campo aberto (OPEN FIELD). Em área determinada verificam-se quantos quadrados o animal invade por período de tempo. De um modo geral, as drogas excitantes do SNC (psicoanalépticos) aumentam a atividade motora dos animais, enquanto o contrário ocorre com as drogas psicolépticas.

OBJETIVO

Observar os efeitos psicotrópicos da anfetamina (0,5 mg;ml) e do haloperidol (0,5 mg/ml), comparando-os com os efeitos do soro fisiológico (NaCl 0,9%) em Mus muscullus, segundo a técnica do campo aberto. METODOLOGIA

1. MARCAR, PESAR os 3 camundongos da espécie Mus muscullus;2. CALCULAR a quantidade de drogas a serem administradas:

a) Camundongo 1: Anfepramona (5 mg\Kg) 5 mg ________1000g 1 mg ________1 ml X mg ________Peso animal (g) X mg ________Volume (ml)

b) Camundongo 2: Haloperidol (2,5 mg\Kg) 2,5 mg ________1000g 0,5 mg ________1 ml X mg ________Peso animal (g) X mg ________Volume (ml)

c) Camundongo 3: Solução salina 0,9% (0,1 ml\10g) 10 g ________0,1ml P g ________Volume (ml)

3. INJETAR, e COLOCAR cada animal INDIVIDUALMENTE, no centro do campo aberto, contar o número de quadrados invadidos pelos animais, durante o tempo de 5 minutos (invasão indica a posição das quatro patas do animal no quadradinho).

4. Esperar 10 minutos, e repetir novamente a contagem por 5 minutos por mais 2 vezes, totalizando 3 contagens.5. Colocar os dados obtidos numa TABELA e num GRÁFICO; como mostra abaixo:

Tabela 01: Registro do número de quadrados invadidos por Mus muscullus após a aplicação intraperitoneal de anfepramona a 1 mg\ml, haloperidol a 0,5 mg\ml e soro fisiológico (NaCl a 0,9%) na determinação da atividade motora pela técnica de campo aberto. Teresina, 20__.

Soluções administradas Número de quadrados invadidos\Tempo (minuto)

0' 5' 15' 30'

Anfepramona 1 mg\ml

Haloperidol 0,5 mg\ml

Soro fisiológico (NaCl 0,9%)

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de _____________, __o período de 20__.

Gráfico 01: Registro do número de quadrados invadidos, segundo o tempo (minutos), por Mus muscullus após a aplicação intraperitoneal de anfetamina a 1 mg\ml, haloperidol a 0,5mg\ml e soro fisiológico (NaCl a 0,9%) na determinação da atividade motora pela técnica de campo aberto. Teresina, 20__.

Número de invasões 100

80

60

40

20

10

0

5' 15' 30' Tempo (minutos)

0BS.: Procurar anotar eventuais aparecimentos de outros sinais, como: ptose palpebral,

tremores, piloereção, ataxia, catatonia, estereotipia, etc...

FACULDADE SANTO AGOSTINHO

DIRETORIA DE ENSINOCOORDENAÇÃO DO CURSO DE ENFERMAGEMDISCIPLINA: FARMACOLOGIAPROFESSORA: Drª Alessandra Camillo

Prática 08Efeitos de opióides em diarréias induzidas em camundongos

OBJETIVO: Avaliar o efeito de agentes diarréicos e antidiarréicos no trânsito

intestinal de Mus muscullus.

METODOLOGIA:

1. O experimento consistirá de 3 grupos de 3 animais, porém cada bancada

ficará com um grupo de 3 camundongos, de maneira que cada animal ficará

em uma gaiola individualmente;

2. Os animais serão marcados e pesados para os seguintes cálculos a serem

administrados por via oral nos animais:

Grupos 1: Receber apenas água destilada (0,1 ml para cada 10 g);

Grupo 2: Receber água destilada (0,1 ml para cada 10 g) e em seguida óleo

de rícino (0,1 ml para cada 10 g);

Grupo 3: Receber Imosec e em seguida óleo de rícino (0,1 ml para cada 10

g);

Cálculo para o Imosec:

2 mg ____ 1000 g 1 ml _____ 5 mg

X mg ____ P g y ml _____ x mg

3. Após o período de 30 minutos, os números de bolos fecais serão

quantificados em todos os grupos.

Tabela 01: Registro do número de bolos fecais após a administração via oral de

atropina, imosec e salina, seguida do óleo de rícino em Mus muscullus.

Teresina, 20__.

Grupos Quantidade de bolos fecais

(média dos 3 animais)

Água destilada

Água destilada + óleo de

rícino

Imosec + óleo de rícino

Fonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de enfermagem, __º período


Prática 09Hipnoanalgésicos

OBJETIVO

Demonstrar a ação analgésica e os efeitos de doses diferentes com o uso de Hipno-analgésicos, analisando-se diferentes parâmetros: comportamento (postura e marcha), frequência respiratória e reação ao estímulo doloroso.

METODOLOGIA

1. MARCAR 3 camundongos da espécie Mus muscullus;

2. ANTES DA ADMINISTRAÇÃO DO MEDICAMENTO, VERIFICAR OS PARÂMETROS :

2.1. O comportamento geral do animal quando deixado à vontade (postura e marcha):*Normal (N); *Excitado (E); *Deprimido (D) = animal encontra-se quieto em sua gaiola; *Dormindo (DD) – animal encontra-se em um estágio de maior depressão do SNC que o deprimido, totalmente “apagado”

2.2. Respiração (movimento respiratório/minuto): Contar o número de expansões torácico-abdominais por 15 segundos e multiplicar por 4, mantendo o animal quieto;

2.3. A presença (+) ou ausência (-) da resposta ao estímulo produzido pelo pinçamento na raiz da cauda do animal.

3. INJETAR 0,3 ml das soluções (A, B, C), cada uma em um animal diferente, por via subcutânea.

4. Após 20 minutos da injeção, VERIFICAR os parâmetros anteriores e anotar os resultados, em forma de percentagem, na TABELA abaixo:

Tabela 01: Registro dos parâmetros (comportamento, freqüência respiratória e resposta ao estímulo doloroso) e percentual das alterações dos mesmos antes e após 20 minutos da administração de 0,3 mL das soluções A, B, C em cada animal da espécie Mus muscullus.

Parâmetro

Solução

Comportamento

Antes 20´

Freqüência Respiratória

Antes 20´

Resposta à dor

Antes 20´A

B

CFonte: Laboratório de Farmacologia da FSA, alunos de _____________, __o período de 20__.

Legenda: N (Normal); D (Deprimido); E (Excitado); DD (Dormindo); + (Positivo); - (Negativo); +/- (Diminuído); Mov.Resp./Min (Movimento Respiratório por Minuto).

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