trabalho de conclus o de curso -...
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UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ
Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde
Curso de Medicina Veterinária
TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO
(T.C.C.)
CURITIBA
2008
UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ
Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde
Curso de Medicina Veterinária
Fabrício Henrique Godoi Jasinski
TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO
(T.C.C.)
CURITIBA
2008
Reitor Prof. Luiz Guilherme Rangel dos Santos
Pró-Reitor Administrativo Sr. Carlos Eduardo Rangel dos Santos
Pró-Reitoria Acadêmica Profª. Carmem Luiza da Silva
Pró-Reitor de Planejamento Sr. Afonso Celso Rangel dos Santos
Pró-Reitora de Pós-Graduação, Pesquisa e Extensão Profª. Elizabeth Tereza Brunini Sbardelini
Pró-Reitora de Promoção Humana Profª. Maria de Lourdes Rangel Santos
Secretário Geral Prof. João Henrique Faryniuk
Coordenador do Curso de Medicina Veterinária Profª. Ana Laura Angeli
CAMPUS PROFº. SYDNEI LIMA SANTOS (Barigüi) Rua: Prof. Sydnei A. Rangel Santos, 238 – Santo Inácio CEP: 82010-330 Fone: (41) 3331-7700
Fabrício Henrique Godoi Jasinski
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR
Relatório de Estágio Curricular apresentado ao Curso de Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde da Universidade Tuiuti do Paraná, como requisito parcial para obtenção do título de Médico Veterinário.
Professor Orientador: Profª Msc. Taís Marchand Rocha
Moreira
Orientador Profissional: Prof. Dr. Alex Maiorka
CURITIBA 2008
APRESENTAÇÃO
Este trabalho de Conclusão de Curso (T.C.C.) apresentado ao Curso de
Medicina Veterinária da Faculdade de Ciências Biológicas e da Saúde da
Universidade Tuiuti do Paraná, como requisito parcial para obtenção do título de
Médico Veterinário é composto de um Relatório de Estágio , no qual são descritas
as atividades realizadas por Fabrício Henrique Godoi Jasinski durante o período de
04/08 a 04/10/2008, no Laboratório de Nutrição Animal da Universidade Federal do
Paraná – UFPR (Campus de Ciências Agrárias), local do cumprimento do estágio
curricular.
TERMO DE APROVAÇÃO
Fabrício Henrique Godoi Jasinski
TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO (T.C.C.)
Este trabalho de conclusão de curso foi julgado e aprovado para obtenção do título de Médico Veterinário no programa de Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti do Paraná.
Curitiba, 12 de Novembro de 2008.
______________________________________________ Medicina Veterinária
Universidade Tuiuti do Paraná
________________________________________________ Orientadora: Profª. Msc. Taís Marchand Rocha Moreira
_______________________________________ Prof. Dr. Wellington Hartmann
_______________________________________ Prof. Marcelo Arne Feckinghaus
Dedico este trabalho a minha família,
minha avó Dalziza, meu avô Darceu e a
“Dona Pina”, que mesmo estando em
algum lugar distante, sempre olharam e
guiaram meus caminhos...
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente a Deus, por permitir com que tenha realizado
mais um de tantos sonhos de minha vida. Por colocar tantas pessoas boas em
minha vida, por me permitir viver com saúde, amor, paz e ao de minha família que
tanto amo. A ela, agradeço do fundo do meu coração pelo apoio e sacrifício
realizados até hoje, para que esta conclusão de graduação pudesse ser
concretizada. Aos meus amigos de faculdade, amigos de festa, amigos de
academia, amigos da vida, amigos de profissão e aos meus colegas Médicos
Veterinários. Estes, que tive a honra de conhecer ao longo do tempo que
participaram da minha formação profissional e intelectual através de uma palavra
amiga, um conselho como profissional mais experiente, um conselho de Médico
Veterinário orientador de estágio, de um parceiro de festas, de jantares e eventos
do ramo, ou simplesmente através de histórias de vida, escutadas com carinho e
guardadas como lição de vida.
Que teu alimento seja teu remédio. Hipócrates (séc. V a.C.)
RESUMO
O presente relatório descreve as atividades realizadas e acompanhadas pelo
acadêmico Fabrício Henrique Godoi Jasinski do curso de Medicina Veterinária da
Universidade Tuiuti do Paraná, no Laboratório de Nutrição Animal da Universidade
Federal do Paraná, campus de Ciências Agrárias no município de Curitiba, no
período de 04 de agosto a 04 de outubro de 2008, totalizando 360 horas. Este
trabalho descreve com base na literatura científica, os principais métodos de
análises de alimentos utilizados no laboratório, no período referente.
Palavras Chave: Nutrição Animal, Análise Bromatológica de Alimentos, Método
NIRS, Método Weende, Método Van Soest.
ABSTRACT
The present relatory describes the activities made by the student of Medicine
Veterinary named Fabricio H. G. J of the Universidade Tuiuti do Paraná, at the
animal’s nutricion lab of the UFPR, inside the Rural’s Science Campus at Curitiba
city, between the space of time of august 4th until October 4th 2008, reaching a total
of 360 hours. This article, based on the scientific literature, describes the mains
methods of analysis of feeds used within the lab, during this period of time mentioned
above.
KeyWords: Animal Nutrition, Analysis of Food Bromatology, Method NIRS, Method
Weende, Method Van Soest.
LISTA DE FIGURAS
FIGURA - 1 FACHADA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA
UFPR..............................................................................................
16
FIGURA - 2 RECEPÇÃO DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA
UFPR..............................................................................................
18
FIGURA - 3 SECRETARIA DO DEPARTAMENTO DE ZOOTECNIA DA
UFPR..............................................................................................
18
FIGURA - 4 SALA DA ADMINISTRAÇÃO DO LABORATÓRIO DE
NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.....................................................
19
FIGURA - 5 SALA DE PESAGEM DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
19
FIGURA - 6 LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO DA UFPR................................... 20
FIGURA - 7 SALA DAS ESTUFAS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
21
FIGURA - 8 SALA DE PROTEÍNAS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
22
FIGURA - 9 CAPELA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA
UFPR..............................................................................................
22
FIGURA - 10 SALA DE MOAGEM DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
23
FIGURA - 11 MOINHO WILLEY E FRITSCH, RESPECTIVAMENTE, DO
LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR....................
24
FIGURA - 12 SALA DE ANÁLISE DE ALIMENTOS POR INFRAVERMELHO –
NIRS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.... 24
FIGURA - 13 SALA DE CALORÍMETRO E FOTÔMETRO DE CHAMA DO
LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR....................
25
FIGURA - 14 FLUXOGRAMA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL
DA UFPR........................................................................................
28
FIGURA - 15 ESTUFAS 65ºC DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL
DA UFPR........................................................................................
32
FIGURA - 16 BALANÇA ANALÍTICA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
33
FIGURA - 17 ESTUFAS DE 105ºC DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
34
FIGURA - 18 CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA............ 35
FIGURA - 19 CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE UMIDADE TOTAL......... 36
FIGURA - 20 CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE UMIDADE...................... 37
FIGURA - 21 PROCESSO DE DIGESTÃO PELO MÉTODO DE KJELDAHL
NO DIGESTOR DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL
DA UFPR.......................................................................................
40
FIGURA - 22 REAÇÕES DO PROCESSO DE DIGESTÃO NO MÉTODO DE
KJELDAHL.....................................................................................
40
FIGURA - 23 PROCESSO DE DESTILAÇÃO PELO MÉTODO DE KJELDAHL
NO DESTILADOR DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL
DA UFPR........................................................................................
41
FIGURA - 24 PROCESSO DE CAPTAÇÃO DO BORATO DE AMÔNIO PELO
MÉTODO DE KJELDAHL NO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
42
FIGURA - 25 REAÇÕES DO PROCESSO DE DESTILAÇÃO NO MÉTODO
DE KJELDAHL...............................................................................
43
FIGURA - 26 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA BRUTA
PELO MÉTODO DE KJELDAHL....................................................
43
FIGURA - 27 EXTRATOR DE SOXHLET DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
47
FIGURA - 28 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE EXTRATO ETÉREO..... 48
FIGURA - 29 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL..... 50
FIGURA - 30 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA.............. 52
FIGURA - 31 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FDN............................... 55
FIGURA - 32 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FDA............................... 56
FIGURA - 33 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE LIGNINA........................ 60
FIGURA - 34 CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE CELULOSE................... 61
FIGURA - 35 REAÇÃO DE TITULAÇÃO COM EDTA......................................... 63
FIGURA - 36 FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FÓSFORO.................... 67
FIGURA - 37 CÁLCULOS PARA DETERMINAÇÕ DE MAGNÉSIO................... 70
FIGURA - 38 BOMBA CALORIMÉTRICA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO
ANIMAL DA UFPR.........................................................................
73
FIGURA - 39 CÁPSULAS METÁLICAS DA BOMBA CALORIMÉTRICA DO
LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR....................
74
FIGURA - 40 NIRS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.... 78
FIGURA - 41 EQUAÇÃO DE UMA ANÁLISE ATRAVÉS DO NIRS DO
LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR....................
79
LISTA DE QUADROS
QUADRO - 1 DEMONSTRATIVO DAS ANÁLISES QUÍMICAS REALIZADAS NO
PERÍODO DE AGOSTO E SETEMBRO DE 2008 NO LABORATÓRIO
DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR..........................................................
27
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO................................................................................................15
2 DESCRIÇÃO DO LOCAL DE ESTÁGIO.................... ....................................16
3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS......................... ..........................................26
3.1 FLUXOGRAMA DE RECEBIMENTO E ENCAMINHAMENTO DAS
AMOSTRAS PARA ANÁLISES.......................................................................28
4 REVISÃO DE LITERATURA............................ ...............................................29
4.1 TÉCNICAS DE COLETA E ENVIO DE AMOSTRAS PARA ANÁLISE..........29
4.2 ANÁLISE BROMATOLÓGICA PELO MÉTODO DE WEENDE......................29
4.2.1 Análise de Umidade da Amostra................................................................29
4.2.2 Determinação de Proteína Bruta................................................................37
4.2.3 Determinação de Extrato Etéreo................................................................44
4.2.4 Determinação de Resíduo Mineral (Cinzas)..............................................48
4.2.5 Determinação de Fibra Bruta.....................................................................50
4.3 MÉTODO DE VAN SOEST............................................................................53
4.4 .1 Determinação da Fibra em Detergente Neutro (FDN) ................................53
4.3.2 Determinação da Fibra em Detergente Ácido (FDA).................................55
4.3.3 Determinação de Lignina...........................................................................57
4.3.4 Determinação de Celulose.........................................................................60
4.4 DETERMINAÇÃO DE CÁLCIO.......................................................................61
4.5 DETERMINAÇÃO DE FÓSFORO...................................................................64
4.6 DETERMINAÇÃO DE MAGNÉSIO.................................................................68
4.7 DETERMINAÇÃO DE SÓDIO E POTÁSSIO.................................................70
4.8 DETERMINAÇÃO DE ENERGIA BRUTA......................................................72
4.9 DETERMINAÇÃO DO PH..............................................................................75
4.10 DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ.....................................................................76
4.11 ANÁLISES ATRAVÉS DO MÉTODO INFRAVERMELHO - NIRS................77
5 DISCUSSÃO...................................................................................................84
6 CONCLUSÃO........................................ ..........................................................87
7 REFERÊNCIAS...............................................................................................88
1
2
3
4
5
6 INTRODUÇÃO
Este relatório de estágio curricular tem a finalidade de descrever as
atividades desenvolvidas durante o período de estágio, realizado no Laboratório de
Nutrição Animal da Universidade Federal do Paraná – UFPR no período de 04 de
agosto a 04 de outubro de 2008, cumprindo um total de 360 horas. Este período teve
orientação profissional do coordenador do Laboratório de Nutrição Animal,
Zootecnista e Professor Drº. Alex Maiorka, responsável também pelas disciplinas de
Nutrição Animal, Nutrição de Animais Não-Ruminantes e Nutrição de Cães e Gatos
do curso de Zootecnia, Nutrição de Cães e Gatos do curso de Medicina Veterinária e
Nutrição e Alimentação Animal do curso de Agronomia, todos da Universidade
Federal do Paraná. Já a orientação acadêmica, pela Médica Veterinária e
Professora MSC. Taís Marchand Rocha Moreira, responsável pelas disciplinas de
Clínica Médica de Pequenos Animais I e II e Semiologia Veterinária do curso de
Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti do Paraná.
O estágio realizado permitiu empregar os conhecimentos adquiridos ao
longo do curso de graduação, além de proporcionar melhor entendimento e
empregabilidade da teoria aprendida em sala de aula na rotina profissional.
O Laboratório atende as atividades de ensino nos cursos de Agronomia, Medicina Veterinária e Zootecnia além de
auxiliar em pesquisas desenvolvidas na área de Ciências Agrárias e prestar serviços para terceiros, onde realiza atividades de análises
de rações, subprodutos, resíduos e suplementos minerais utilizados na alimentação animal.
2 DESCRIÇÃO DO LOCAL DE ESTÁGIO
O Laboratório de Nutrição Animal (Figura 1) iniciou suas atividades em 1964, com o objetivo de auxiliar as aulas práticas
dos cursos de Agronomia, Zootecnia e Medicina Veterinária da Universidade Federal do Paraná.
FIGURA 1 – FACHADA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Em 18 de dezembro de 1995, devido a uma cooperação internacional com algumas empresas e entidades, houve a
implantação do serviço de Análise de Alimentos pelo Método Infra-Vermelho NIRS, conquistando uma sala própria para tal atividade.
Em abril de 2008, foi realizada uma ampliação e reestruturação do Laboratório de Nutrição Animal, que resultou na formação de duas
novas salas, uma para a Secretaria do Departamento de Zootecnia da Universidade Federal do Paraná e outra para o Setor
Administrativo do Laboratório de Nutrição Animal.
Após as melhorias na estrutura e nos serviços do Laboratório de Nutrição Animal, houve o atendimento externo à
Universidade Federal do Paraná, realizado a empresas particulares e outros, adquirindo com isso, não só um caráter acadêmico, mas
também comercial. Por meio destes serviços prestados comercialmente, o Laboratório de Nutrição Animal tem conseguido adquirir
novos equipamentos, realizar melhorias em suas dependências e maquinários e melhorar cada vez mais a qualidade das atividades
realizadas.
O atendimento é realizado de segunda à sexta-feira, em horário comercial e as atividades internas laboratoriais e
administrativas, dependendo do fluxo ou da urgência de algumas análises.
O Laboratório de Nutrição Animal da UFPR, localizado no Campus de
Ciências Agrárias, na Rua dos Funcionários 1540 no município de Curitiba-PR,
conta com uma recepção, onde atende os clientes e recebe os materiais e amostras
de diversos locais (Figura 2); uma sala do Departamento de Zootecnia, que é
responsável por toda a parte burocrática do laboratório e do curso de Zootecnia da
UFPR (Figura 3); uma sala administrativa, onde são realizados os cálculos e laudos
das análises realizadas no laboratório (Figura 4); uma sala onde são realizadas as
pesagens de todas as amostras a serem analisadas (Figura 5);
FIGURA 2 – RECEPÇÃO DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 3 – SECRETARIA DO DEPARTAMENTO DE ZOOTECNIA DA UFPR.
c
FIGURA 4 – SALA DA ADMINISTRAÇÃO DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 5 – SALA DE PESAGEM DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
O laboratório consiste no local onde a grande maioria das atividades é
realizada, onde são guardadas as vidrarias utilizadas, pesagem dos materiais e
outros (Figura 6); uma sala de estufas (Figura 7), onde estão localizadas as estufas
de 65ºC, estufas 105ºC e as muflas 600ºC.
FIGURA 6 – LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO DA UFPR.
FIGURA 7 – SALA DAS ESTUFAS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Uma sala é dedicada para a realização da análise de proteínas (Figura 8),
onde encontramos um digestor e destilador, usados na determinação de proteína
pelo método de Kjeldahl; e uma capela (Figura 9), que tem a função de exaustão,
onde é realizada a grande maioria dos procedimentos que envolvam a utilização de
ácidos voláteis tóxicos ao ser humano.
FIGURA 8 – SALA DE PROTEÍNAS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 9 – CAPELA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Uma sala a parte é exclusiva para a moagem das amostras a serem
utilizadas e analisadas pelo laboratório (Figura 10), onde encontramos um moinho
tipo Willey, dotado de peneira de 1 mm de diâmetro e outro moinho tipo Fritsch
(Figura 11) com peneira de 0.5mm. Outra sala, conquistada em 1995 junto a
entidades internacionais, já citado anteriormente, possui o equipamento responsável
pela análise de alimentos pelo método infravermelho – NIRS (Near-Infrared
Absorptions) conforme ilustra a Figura 12; e por último, a sala onde estão
localizados o calorímetro, o fotômetro de chama (Figura 13), as centrifugas e outros.
FIGURA 10 – SALA DE MOAGEM DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 11 – MOINHO WILLEY E FRITSCH, RESPECTIVAMENTE, DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 12 – SALA DE ANÁLISE DE ALIMENTOS POR
INFRAVERMELHO – NIRS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 13 – SALA DE CALORÍMETRO E FOTÔMETRO DE CHAMA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
O Laboratório de Nutrição Animal possui em sua equipe de funcionários o
Sr. Ruy de Lara Ramos, Economista, Secretário do Departamento de Zootecnia da
UFPR; o Sr. Aldo Slavieiro, técnico de laboratório; a Sra. Msc. Cleusa Marcon de
Brito, Zootecnista; o Sr. Hair Ferrarini, Químico; o Msc. Dr. Marcelo França, Médico
Veterinário responsável pela emissão dos laudos das análises e o Prof. Dr. Alex
Maiorka, Coordenador do Laboratório de Nutrição Animal da UFPR.
3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
Entre as principais atividades desenvolvidas no local de estágio, podemos
citar o recebimento e identificação de amostras e separação e encaminhamento
destas para análises químicas. Das análises realizadas, destacam-se: determinação
de cálcio, fósforo, magnésio e densidade; Método de Weende: umidade, extrativo
não-nitrogenado, fibra bruta, extrato etéreo, resíduo mineral, proteína bruta e energia
bruta; Método de Van Soest: determinação de fibra detergente neutro – FDN,
detergente ácido - FDA, hemicelulose, lignina, celulose, cinzas, ph, acidez titulável,
determinação de nitrogênio amoniacal e atividade ureática; e outras.
As atividades realizadas dentro do laboratório foram acompanhadas em sua
grande maioria, porém alguns procedimentos tiveram maior frequência na rotina,
como podemos citar: determinação de fibra bruta e determinação de proteína bruta.
Durante o período de estágio, foram realizadas aproximadamente 3.450
análises químicas, as quais são detalhadas no Quadro 1, dispostas de acordo com o
mês em que foram realizadas.
QUADRO 1 – DEMONSTRATIVO DAS ANÁLISES QUÍMICAS REALIZADAS NO PERÍODO DE AGOSTO E SETEMBRO DE 2008 NO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
ANÁLISES PELO MÉTODO QUÍMICO Agosto/08 Setembro/08
Umidade 238 211
Proteína Bruta 233 209
Extrato Etéreo 224 200
Resíduo Mineral 197 192
Fibra Bruta 100 143
Cálcio 177 188
Fósforo 175 183
Magnésio 2 10
Sódio 51 81
Potássio 0 62
Fibra Detergente Ácida 29 86
Fibra Detergente Neutra 29 86
Lignina 25 63
N-FDA 1 2
N-FDN 0 1
Proteína Solúvel KOH 28 22
Urease 21 11
Índice de Acidez 48 33
Índice de Peróxido 21 24
pH 0 1
Peso Específico (densidade) 13 2
Nitrogênio Não-Protéico 0 3
TOTAL MENSAL 1612 1813
3.1 FLUXOGRAMA DE RECEBIMENTO E ENCAMINHAMENTO DAS AMOSTRAS
PARA ANÁLISES.
Assim que a amostra de um produto de origem animal ou vegetal, por
exemplo, chega ao Laboratório de Nutrição Animal da UFPR, esta é acondicionada a
uma embalagem plástica limpa, que receberá uma etiqueta com um número que
será a sua identificação durante as análises. Este número contém todas as
informações sobre a amostra, como: responsável pela amostragem, empresa
remetente, tipo de material enviado, análises solicitadas, e outros.
De forma bastante sucinta, podemos demonstrar o fluxograma do
Laboratório de Nutrição Animal da UFPR através da Figura 14:
FIGURA 14 – FLUXOGRAMA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Recebimento de Amostras
Materiais acima de 25% de umidade vão para a estufa a 65ºC
Análise Química ou NIRS
Emissão de Resultados
Outros materiais vão para estufa a 105ºC e em seguida para moagem
Cobrança Via Correio
Identificação e Registro das Amostras
4 REVISÃO DE LITERATURA
4.1 TÉCNICAS DE COLETA E ENVIO DE AMOSTRAS PARA ANÁLISE
A técnica da coleta de amostras, segundo Silva e Queiroz (2005), tem por
finalidade obter amostra perfeitamente representativa da média do material a ser
analisado. Torna-se, portanto, essencial todo o cuidado na coleta destas amostras,
sem o que se obtêm resultados viciados. Os erros cometidos durante a amostragem
não poderão ser retificados ou compensados, por mais cuidadosas que venham a
serem as futuras análises.
Do material que se pretende fazer estudo, devem-se retirar numerosas
amostras parciais, colhidas em diferentes pontos. Desta amostra, depois de
homogeneizada, podem ser retiradas amostras parciais antes que sejam enviadas
ao laboratório (SILVA e QUEIROZ, 2005).
4.2 ANÁLISE BROMATOLÓGICA PELO MÉTODO DE WEENDE
4.2.1 Análise de Umidade da Amostra
Define-se como umidade a perda de peso que as amostras apresentam
quando aquecidas à temperatura de 100-105°C, até pe so constante
(LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
A determinação da Matéria Seca, de acordo com Silva e Queiroz (2005), é o
ponto de partida da análise dos alimentos. É de grande importância, uma vez que a
preservação do alimento pode depender do teor de umidade presente no material;
além disso, quando se compara o valor nutritivo de dois ou mais alimentos, é
necessário levar em consideração os respectivos teores de matéria seca. No
entanto, se desejado comparar o resultado de análises realizadas em diferentes
épocas, locais ou regiões, sempre se faz comparação em base de matéria seca, isto
é, como se o alimento contivesse 100% de matéria seca.
A água contida nos alimentos encontra-se nas seguintes formas: livre, de
estrutura e de constituição. A água livre é aquela que não está ligada a nenhuma
estrutura molecular da célula, isto é, encontra-se em estado livre e é relativamente
fácil de ser eliminada. Constitui a maior fração de água existente nos alimentos
(SILVA e QUEIROZ, 2005).
Segundo Valentini (1998), os métodos para determinação da umidade de
grãos são classificados em diretos e indiretos. Nos métodos diretos a água é retirada
do produto, geralmente por processo de aquecimento, e o teor de umidade é
calculado pela diferença de peso das amostras no início e ao final do processo. Esta
diferença corresponde à quantidade de água retirada. Devido à sua maior
confiabilidade os métodos diretos são empregados como padrão para a aferição de
outros procedimentos. Enquadram-se nesta categoria os métodos de estufa,
destilação, infravermelho e Karl Fisher.
Segundo Valentini et al. (1998), nos métodos indiretos, o teor de umidade é
estimado em função das propriedades elétricas do produto em uma determinada
condição. Os dois princípios empregados são o da resistência elétrica e o da
capacitância. São métodos práticos e rápidos mas estão sujeitos a erros decorrentes
da variação das propriedades físicas do produto, da temperatura ou da distribuição
da umidade no interior do grão. A aferição de equipamentos de determinação
indireta de umidade é feita em relação ao método padrão de estufa.
No Brasil, o método oficial para determinação de umidade é o de estufa a
105oC ±3o C durante 24 horas, estabelecido pelo Ministério da Agricultura
(VALENTINI et al., 1998).
No processo de determinação direta, vários estágios de secagem são
realizados, onde a amostra é encaminhada de acordo com as análises e aferições
pretendidas.
Na visão de Silva e Queiroz (2005), a amostra seca ao ar (ASA) refere-se a
uma amostra que foi seca ao ar sem ajuda de estufa ou outro dispositivo secante.
Em ambiente com umidade relativa menor que 60%, a maioria das amostras secas
ao ar conterá em torno de 90% de matéria seca.
A amostra pré-seca ou parcialmente seca refere-se á matéria seca inicial de
uma amostra que foi seca em estufa, normalmente a 55 a 60ºC (Figura 15), ou em
um forno de microondas a menos da secagem total (SILVA e QUEIROZ, 2005).
FIGURA 15 – ESTUFAS 65ºC DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
A pré-secagem ou secagem parcial é necessária quando a amostra possui
geralmente alto teor de umidade ou baixa matéria seca, como: gramíneas, silagens
e etc. Normalmente é feita de 55 a 60ºC, para evitar a perda de outros nutrientes,
principalmente compostos nitrogenados, ou causar danos à proteína. A amostra
deve ser equilibrada à temperatura ambiente por duas ou quatro horas antes de se
determinar a matéria seca, com a finalidade de minimizar alterações da umidade que
podem ocorrer durante o processo de moagem e de armazenamento. A secagem à
temperatura baixa (menos de 60ºC) não remove toda a água da amostra, portanto, a
pré-secagem não representa a matéria seca total da amostra. Esta perda de água
que tem de ser computada no cálculo da umidade total; portanto, o material, antes
de ser colocado na estufa, deve ser pesado em balança analítica adequada (Figura
16), com precisão de 0,1 mg (estufa) e 0,01 mg (forno de microondas) (SILVA e
QUEIROZ, 2005).
FIGURA 16 – BALANÇA ANALÍTICA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
A secagem definitiva ou matéria seca total é usada para amostras de
forragem que foram submetidas à pré-secagem (aproximadamente 90% de matéria
seca) ou com baixo conteúdo de substâncias voláteis: fenos, rações fareladas, grãos
de cereais e etc. Deve ser feita de preferência em estufa com circulação forçada de
ar a 135ºC, 100ºC ou 105ºC (Figura 17), ou no forno de microondas, com no mínimo
600 watts, com plataforma giratória de preferência. O seu tempo é variável: em
média de duas horas a 135ºC, 24 horas a 100ºC e 16 horas a 105ºC, ou no forno de
microondas, dependendo da umidade e da carga que se coloca na estufa ou no
forno de microondas, ou seja, o tempo suficiente para que o material apresente peso
constante. Os termos secagem definitiva, matéria seca total ou matéria seca
referem-se a uma amostra que tem toda sua umidade removida. Esta perda de água
verificada é a umidade total; portanto, o material antes de ser colocado na estufa,
deve ser pesado em balança analítica adequada, com precisão de 0,1 g (estufa) e
0,01 g (forno de microondas) (SILVA e QUEIROZ, 2005).
FIGURA 17 – ESTUFAS DE 105ºC DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
A matéria seca parcial (pré-secagem) ou total (secagem definitiva) é
determinada gravimetricamente com o resíduo remanescente após a secagem
(SILVA e QUEIROZ, 2005).
Após a realização dos processos de secagem, utiliza-se os dados obtidos
nas formulações a seguir, para conferir uma porcentagem de umidade em relação a
amostra inicial analisada (Figura 18).
FIGURA 18 – CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE MATÉRIA SECA.
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
O resultado obtido do cálculo acima é a porcentagem de matéria seca a
105ºC, devendo-se calcular a quantidade de matéria seca total e depois a
porcentagem de umidade total para chegarmos ao valor final de porcentagem da
umidade na amostra analisada (Figura 19).
FIGURA 19 – CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE UMIDADE TOTAL.
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
Na determinação de umidade pelo processo direto, recomenda ser utilizada
em análises de forragens fermentadas (silagens) que contenham altos conteúdos de
substâncias voláteis. Estas substâncias têm baixo ponto de vaporização e são
perdidas quando as amostras são secas na estufa. O princípio básico é de que a
água é desprendida (destilada) da amostra e capturada sob a camada de tolueno
(SILVA e QUEIROZ, 2005).
De acordo com Silva e Queiroz (2005), este procedimento consiste na
destilação da amostra com tolueno em aparelho especial, que consta de um balão,
% da matéria seca a 105º C= Peso do cadinho+amostra – cadinho vazio x 100
Peso inicial da amostra
Porcentagem de Matéria Seca Total = amostra seca a 105ºC X amostra seca a 65ºC
100
Porcentagem de Umidade Total = 100 - % Porcentagem de Matéria Seca Total
onde se coloca a amostra em contato com o tolueno, um condensador e o tubo
receptor, o qual possui uma escala graduada para medição do volume de água
desprendida da amostra. A amostra passa por uma trituração grosseira, no caso de
forrageira, e pesam-se, aproximadamente, de 5 a 10g, ou seja, quantidade suficiente
para fornecer 4 a 8 ml de água. Adiciona-se, em seguida, uma quantidade de
tolueno suficiente para cobrir a amostra dentro do balão de 250 ml (75 ml de tolueno
são suficientes). Iniciam-se o aquecimento e a destilação lentamente (duas
gotas/segundo), até que a maior parte de água passe para o tubo graduado através
de evaporação e condensação; nesse momento, aumentam-se o aquecimento e a
velocidade de destilação (quatro gotas/segundo). Depois de ter sido retirada toda a
água do material, lava-se o condensador, internamente, com tolueno, e continua-se
o aquecimento forte por mais alguns minutos. O tempo necessário para completar o
processo é de, aproximadamente, uma hora. Deixa-se o tubo receptor esfriar até a
temperatura ambiente, para depois fazer a leitura final do volume de água. O
processo está sujeito a erros, uma vez que não é muito fácil distinguir a exata
separação da camada de água e do tolueno, que é também evaporado e
condensado dentro do tubo condensador graduado. Para melhor acurácia, a água
destilada da amostra deve ser analisada para substâncias voláteis que podem ser
co-destiladas junto com a água. Com os valores da análise, utilizam-se as fórmulas
da Figura 20, para determinar a umidade.
FIGURA 20 – CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE UMIDADE.
Peso da amostra= z Leitura no tubo receptor= y
% de umidade= Y x 100= J % Z % matéria seca= 100,00 – J = ....... %
(Fonte: UFPR, 1997).
4.2.2 Determinação de Proteína Bruta
As proteínas são de fundamental importância na alimentação animal,
porquanto estão intimamente relacionadas com os processos vitais das células e,
conseqüentemente, do organismo (ANDRIGUETTO et al., 2002)
O termo Proteína Bruta envolve grande grupo de substâncias semelhantes,
porém com funções bem diferentes. Pelo fato de as proteínas terem porcentagem de
nitrogênio quase constante, em torno de 16%, para determinar sua quantidade,
utiliza-se um fator de conversão para transformar o resultado da análise de
nitrogênio em proteína bruta (SILVA e QUEIROZ, 2005).
A determinação de nitrogênio (N) é de grande importância para análise do
teor de proteína bruta em alimentos, para análise de solos e em ensaios de perda de
N por volatilização de adubos nitrogenados. O método mais tradicional de análise de
nitrogênio é o método de Kjeldahl, cujo princípio consiste na digestão da amostra
com ácido sulfúrico, seguida de neutralização com hidróxido de sódio e formação de
amônia (NH3), que é destilada e quantificada por titulação. Trata-se de um método
consagrado, preciso e seletivo, mas que utiliza reagentes corrosivos e gera grande
quantidade de resíduos (BERTOLOTE et al., 2008)
Inúmeros métodos são citados na literatura especializada para a análise de
proteínas, sendo mais comuns os métodos do Micro-biureto, de Lowry e de
Bradford. Esses métodos apresentam como vantagens a rapidez e economia na
realização das análises, entretanto, deve-se ter cuidado em relação à presença de
compostos que causem interferências nos resultados (PONTES et al., 2002).
Segundo Silva e Queiroz (2005), no método Kjeldahl, pode-se determinar
além do nitrogênio protéico propriamente dito, outros compostos nitrogenados não-
protéicos, como: aminas, amidas, lecitinas, nitrilas e aminoácidos. Ele consiste em
três passos básicos: 1- digestão da amostra em ácido sulfúrico com um catalisador,
que resulta em conversão do nitrogênio em amônia; 2- destilação da amônia em
uma solução receptora; 3- quantificação da amônia por titulação com uma solução
padrão.
As proteínas e outros compostos nitrogenados são decompostos na
presença do ácido sulfúrico concentrado, a quente, com produção de sulfato de
amônio. O sulfato de potássio ou sódio é adicionado a fim de aumentar o ponto de
ebulição do ácido sulfúrico, apressando a digestão. Outros compostos, como sulfato
de cobre, selênio e etc., também ajudam na digestão da matéria orgânica (SILVA e
QUEIROZ, 2005).
O sulfato de amônio resultante, na presença da solução concentrada de
hidróxido de sódio, libera amônia, que é recebida na solução de ácido bórico,
titulada com ácido sulfúrico ou clorídrico de título conhecido; assim, determina-se o
teor de nitrogênio da amostra. Para o cálculo da proteína bruta, basta multiplicar o
resultado pelo fator 6,25 (SILVA e QUEIROZ, 2005).
Na determinação da proteína bruta, para realização do processo de
digestão, deve-se pesar aproximadamente 3g da amostra seca, num balão kjeldahl
(800ml), adicionar aproximadamente 2g de mistura catalisadora e 4ml de H2SO4
concentrado. Levam-se os balões para aquecimento em chapa elétrica durante
aproximadamente 40min ou tempo suficiente para que o carbono contido na matéria
orgânica seja oxidada e o CO2 se desprender (Figura 21). O tempo final da digestão
é observado através de uma coloração verde clara na solução. Espera-se esfriar e
dilui-se com aproximadamente 400 ml de H2O destilada (UFPR, 1997).
FIGURA 21 - PROCESSO DE DIGESTÃO PELO MÉTODO DE KJELDAHL NO DIGESTOR DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
As reações ocorridas neste processo são detalhadas na Figura 22.
FIGURA 22 – REAÇÕES DO PROCESSO DE DIGESTÃO NO MÉTODO
DE KJELDAHL.
Matéria Orgânica H2SO4 SO2 + CO2 + H2O + R – NH2
R – NH2 + H2O H2SO4 R – OH + NH3
O O R – C + H2O [H+] R – C + NH3 NH2 OH
2 NH3 + H2SO4 (NH4)2 SO4
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006). O processo de destilação é feito por arraste a vapor. Adiciona-se em um
Becker 50 ml de ácido bórico com indicador. Adicionar no balão, 100 ml de solução
de NaOH 50% e colocar no circuito fechado de destilação (Figura 23).
FIGURA 23 – PROCESSO DE DESTILAÇÃO PELO MÉTODO DE KJELDAHL NO DESTILADOR DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Proceder a destilação recolhendo no Becker ± 200ml do destilado (Figura
24). Titula-se este borato ácido de amônio com uma solução de ácido sulfúrico a
0,1N (fatorado) até a viragem de verde para rosa.
FIGURA 24 – PROCESSO DE CAPTAÇÃO DO BORATO DE AMÔNIO PELO MÉTODO DE KJELDAHL NO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
As reações ocorridas processo no processo de destilação são detalhadas na
Figura 25.
FIGURA 25 – REAÇÕES DO PROCESSO DE DESTILAÇÃO NO MÉTODO DE KJELDAHL.
(NH4)2 SO4 + NaOH 2 NH4OH + Na2SO4
NH4OH NH3 + H2O
NH3 + H3BO3 NH4H2BO3
(cor vermelha) Borato Ácido de Amônio (cor verde)
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
Tendo o valor gasto de ácido sulfúrico na titulação, utiliza-se a formula da
Figura 26 para determinação da proteína bruta na amostra analisada.
FIGURA 26 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNA BRUTA PELO MÉTODO DE KJELDAHL.
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
4.2.3 Determinação de Extrato Etéreo
PB% = VAC x FC x 6,25 x 0,0014 x 100 peso da amostra (g) VAC = volume do ácido gasto (0,1N) FC = fator de correção do ácido 6,25 = fator de transformação do nitrogênio em proteína 0,0014 = peso equivalente de nitrogênio
Segundo Silva e Queiroz (2005), as gorduras ou lipídios são substâncias
insolúveis em água, mas solúveis em éter, clorofórmio, benzeno e em outros
solventes orgânicos chamamos extratores. O grupo inclui as gorduras e muitos
outros compostos intimamente ligados ou associados, como fosfatídeos, esteróis
(colesterol), clorofila, óleos voláteis, resina, pigmentos, etc.
O termo extrato etéreo figura todas as substâncias solúveis nos solventes
das gorduras. O conjunto todo forma um complexo heterogêneo onde figuram, além
das graxas verdadeiras, glicerídios, cerebrosídios, caroteno, resinas, clorofila, etc.
(MARCHA ANALITICA LNA UFPR, 2006).
Uma grama de lipídios fornece 9,3 quilocalorias de energia bruta, geralmente
de alta digestibilidade. Constitui-se assim, as gorduras, um recurso amplamente
utilizado na alimentação animal para equilibrar a energia de dietas (rações) que
necessitem elevado teor energético (ANDRIGUETTO et al., 2002).
Silva e Queiroz (2005), afirmam que a gordura constitui a fração mais
energética dos alimentos e, como os carboidratos, é composta de carbono (C),
hidrogênio (H) e oxigênio (O). Entretanto, a proporção dos dois primeiros (C e H) é
bem maior nas gorduras que nos carboidratos.
Os alimentos com maior teor de gordura têm valores mais altos de NDT,
pelo fato de a gordura fornecer 2,25kcal mais energia do que os carboidratos (SILVA
e QUEIROZ, 2005).
Silva e Queiroz (2005) dizem que a riqueza em gordura pode influenciar o
armazenamento de alguns produtos, uma vez que a gordura dos alimentos constitui
uma fração bastante instável, pois alimentos ricos em tal substância rancificam-se
facilmente. Os alimentos rancificados perdem grande quantidade de certos
nutrientes essenciais, como as pró-vitaminas A e D, o caroteno, o complexo B etc., e
alguns ácidos graxos podem sofrer destruição oxidativa. O processo de rancificação
poderá chegar a ponto de grande aquecimento e à combustão do material.
De acordo com Andriguetto et al. (2002), existem ácidos graxos que o
organismo animal não pode sintetizar, que são indispensáveis e devem estar
contidos nos alimentos, estes são os ácidos: linoléico, linolênico e araquidônico. Eles
são encontrados na gordura de linho, de milho, de algodão, de soja, de oliva, na
gema de ovo e igualmente nos vegetais verdes. Quando o ácido linoléico está
presente na dieta, juntamente com a vitamina B6, os mamíferos podem sintetizar o
ácido araquidônico. O ácido linolênico, é precursor, no organismo, de ácidos graxos
de cadeia longa contendo 5 a 6 duplas ligações, mas não do ácido araquidônico. O
ácido linolênico é promotor de crescimento, mas não cura os sintomas dérmicos
provenientes da falta de lipídios. Devido a isso, tende-se a dizer que apenas o ácido
linoléico é essencial.
Além de fornecer energia, ácidos graxos indispensáveis e orientarem a
formação das gorduras de reserva e das produções, as gorduras são necessárias ao
organismo, pois possibilitam a absorção das vitaminas lipossolúveis, como as
vitaminas A, D, E e K, e também atua na função dos esteróides (ANDRIGUETTO et
al., 2002).
O método de determinação de gordura bruta é aplicável na determinação de
gordura bruta de forragens secas ou mistura de alimentos, mas não é adequado
para sementes oleaginosas, rações líquidas ou alimentos que contêm produtos
lácteos (SILVA e QUEIROZ, 2005).
Segundo Silva e Queiroz (2005), gorduras, óleos, pigmentos e outras
substâncias gordurosas solúveis contidas em uma amostra seca serão dissolvidos
através da extração com éter, o qual é, então, evaporado desta solução gordurosa.
O resíduo resultante é pesado, sendo chamado de extrato etéreo ou gordura bruta.
O éter e as amostras devem estar livres de umidade, para evitar a co-extração de
componentes solúveis em água presentes na amostra, como carboidratos, uréia,
ácido lático, glicerol etc. Se componentes solúveis em água estiverem presentes em
grande quantidade na amostra, eles deverão ser eliminados da amostra antes da
secagem. Baixas temperaturas são usadas na evaporação do éter e remoção da
umidade residual, afim de prevenir a oxidação da gordura. O éter usado no processo
é aquecido até se tornar volátil e, ao condensar-se, circula sobre a amostra em
análise, arrastando toda a fração gordurosa e demais substâncias solúveis em éter.
Este é recuperado em outro recipiente, enquanto a gordura extraída é calculada por
diferença de pesagem.
Para realização do procedimento de extração do extrato etéreo pelo método
Soxhlet (Figura 27), pesa-se 4g de amostra e coloca-se no cartucho de extração,
fechando-o com algodão. O balão receptor é previamente tarado em uma balança
analítica e depois coloca-se o cartucho com a amostra no extrator e ajusta o
condensador do aparelho de extração (UFPR, 1997).
FIGURA 27 – EXTRATOR DE SOXHLET DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Adicionar quantidade suficiente de clorofórmio no balão através do
condensador. Deixa extraindo durante pelo menos 6 horas e após completada a
extração, recupera-se o clorofórmio e seca-se o balão em estufa 100/105ºC por 3
horas. Após, retira-se da estufa e coloca-se no dessecador, esperando esfriar a
temperatura ambiente e então em seguida sendo pesado em balança analítica
(UFPR, 1997).
Com os valores obtidos na pesagem do balão vazio e do balão após
extração, já com um extrato etéreo, utiliza-se a fórmula da Figura 28 para se obter a
quantidade de extrato etéreo da amostra analisada (UFPR, 1997).
FIGURA 28 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃ
O DE EXTRATO ETÉREO.
EE = P - P’ x 100 peso amostra (g) P= peso do balão + EE P’= peso do balão vazio
(Fonte: UFPR, 1997).
4.2.4 Determinação de Resíduo Mineral (Cinzas)
Resíduo mineral ou cinzas significa o resíduo da completa combustão do
material (matéria orgânica), em presença do ar (MARCHA ANALÍTICA LNA, 2006).
Segundo Silva e Queiroz (2005), cinza ou resíduo mineral é o produto que
se obtém após o aquecimento de uma amostra à temperatura de 600ºC, ou seja, até
o aquecimento ao rubro, porém não superior a 600ºC, durante quatro horas ou até a
combustão total da matéria orgânica. Se a temperatura da mufla for além de 600ºC,
alguns cátions e ânions são parcial ou totalmente perdidos por volatilização.
A cinza tem pouca significação para a avaliação da matéria mineral, e
apresenta no máximo uma orientação sobre a quantidade aproximada desse
princípio contido na amostra (MARCHA ANALÍTICA LNA, 2006).
Já Silva e Queiroz (2005), afirmam que o teor de cinza pode permitir, às
vezes, uma estimativa da riqueza em cálcio e fósforo do alimento analisado, quando
se trata de produtos como farinha de ossos e produtos de origem marinha. Afirmam
também, que a cinza nos alimentos contém principalmente os seguintes cátions:
cálcio, potássio, sódio, magnésio, ferro, cobre, cobalto e alumínio; e ânions: sulfato,
cloreto, silicato, fosfato, etc.
As cinzas são determinadas, muitas vezes, apenas para se conhecer o
extrato não-nitrogenado (ENN) e/ou, a matéria orgânica de certas amostras, sem a
preocupação com o teor de minerais (UFPR, 1997).
O procedimento realizado para determinação das cinzas baseia-se em pegar
um cadinho de porcelana e submetê-lo ao aquecimento de 100 a 105°C, durante 3
horas ou em uma mufla a ±300°C por 15 minutos. O ca dinho, assim que retirado da
estufa ou mufla, é resfriado a temperatura ambiente em um dessecador e pesado.
Pesa-se 3 g da amostra que pretende analisar, colocando no cadinho previamente
tarado. É levado à mufla, onde fica 3horas sob aquecendo de 500 à 600ºC. Após
estas 3horas, a cinza deverá ser examinada quanto a sua coloração. Se estiver
branca ou cinza bem clara, o processo está encerrado, porém se o ponto não foi
atingido por tratar-se de material de difícil combustão, procede-se da seguinte forma:
retira-se o cadinho da mufla, esfria-o e adiciona-lhe algumas gotas de água. Seca-se
em uma estufa e submete-o a novo aquecimento na mufla de 550 à 600°C por mais
de uma hora. Após o período de aquecimento, o cadinho é resfriado no dessecador
a temperatura ambiente e em seguida pesado. Com os valores determinados, utiliza-
se a fórmula da Figura 29 para determinar a quantidade de resíduo mineral
(LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
FIGURA 29 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE RESÍDUO MINERAL.
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
4.2.5 Determinação de Fibra Bruta
A fibra bruta é o resíduo insolúvel dos ácidos e álcalis, ou seja, as frações de
celulose e de lignina insolúvel (UFPR, 1997).
Ela é a parte dos carboidratos resistente ao tratamento sucessivo com ácido
e base diluídos, representando a grande parte da fração dos alimentos (SILVA e
QUEIROZ, 2005).
Segundo Silva e Queiroz (2005), a maior fração de fibra bruta, a celulose, é
bem aproveitada pelos ruminantes, uma vez que os microorganismos do rúmen são
capazes de desdobrá-la, formando ácidos graxos voláteis, que são fonte de energia
para esses animais. Além dos ruminantes, outras espécies também aproveitam a
fibra bruta com maior ou menor eficiência. Ela é também responsável pelo bom
funcionamento dos intestinos, estimulando seus movimentos peristálticos.
A determinação de fibra bruta em alimentos e produtos é de grande
importância, no entanto, trata-se de análise de difícil realização seja qual for o
método utilizado (MOURA, et al.. 2007).
Segundo Moura (2007), o método proposto por Angelucci et al. (1987) se
baseia na determinação do teor de fibra como carboidratos não hidrolisáveis em
meio ácido, utilizando ácido nítrico, ácido tricloroacétrico e solução de ácido acético
a 70%.
% Resid. Mineral = (peso do cadinho+cinza) – peso do cadinho vazio x 100
peso da amostra (g)
O segundo método, do CIENTEC (1991), tem por objetivo verificar o teor de
fibra através da determinação do resíduo orgânico insolúvel da amostra após uma
digestão ácida e outra alcalina (MOURA, et al.. 2007).
No princípio de determinação da fibra bruta através da hidrólise ácida e
hidrólise básica, a amostra seca e desengordurada é submetida às digestões ácida
(H2SO4 – 1,25%) e básica (NaOH – 1,25%) durante 30 minutos em cada digestão.
O resíduo orgânico é recebido em cadinho de vidro. Calcula-se a fibra bruta pela
diferença de peso do cadinho antes e após a queima do resíduo em mufla, a 500ºC
(SILVA e QUEIROZ, 2005).
Os glicídios no sistema de Weende estão divididos em dois grupos: uma
parte insolúvel chamada de fibra bruta e uma fração solúvel denominada de
extrativos não-nitrogenados (ENN) (LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR,
2006).
Segundo Silva e Queiroz (2005), para digestão ácida, deve-se pesar de 2 a
3 g de amostra seca ao ar a colocar em um béquer de 600 ml. Adicionar 200 ml de
H2SO4 a 1,25%, fervente, e algumas gotas de antiespumante, colocando o béquer
no aparelho digestor. Após o início da ebulição, deixar digerir em refluxo de 30
minutos. Filtrar quantitativamente, sob vácuo, em funil Buchner com tela de náilon,
fazendo lavagens sucessivas com água destilada quente sobre o resíduo até a
neutralização do material, o que é verificado com o papel de tornassol azul.
Para Silva e Queiroz (2005), a digestão básica desta amostra ocorre
transferindo-se quantitativamente o resíduo da tela de náilon para o béquer de 600
ml, usando 200 ml de solução de NaOH a 1,25%, fervente, e algumas gotas de
antiespumante, colocando o béquer no aparelho digestor. Deixa digerir por 30
minutos em refluxo, exatamente após o início da ebulição. Filtra-se
quantitativamente, sob vácuo, em cadinho filtrante (previamente seco e tarado),
fazendo-se lavagens sucessivas com água destilada quente sobre o resíduo até a
neutralização do material, usando papel de tornassol azul. Lava-se o resíduo com
álcool e posteriormente com acetona, a fim de facilitar a secagem e eliminar
compostos provenientes das digestões. Secam-se os cadinhos filtrantes com
resíduos em estufa a 105ºC (4 a 6 horas). Retira e pesa-os a quente, ou leva-os ao
dessecador para esfriar e equilibrar com o ambiente. Pesa-se e registram-se os
pesos. Em seguida, coloca os cadinhos filtrantes com os resíduos da mufla a 500ºC,
durante duas horas. Desliga a mufla, espera esfriar, leva ao dessecador a fim de
esfriar até o equilíbrio com o ambiente, pesa e registra os pesos. A diferença de
peso, antes e após a queima, fornece o peso da fibra bruta das amostras.
O cálculo realizado para determinar a porcentagem de fibra bruta é
detalhado na Figura 30 (LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
FIGURA 30 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FIBRA BRUTA.
Fibra + Minerais Cinzas Insolúveis
% Fibra Bruta (FB)= fibra + minerais – cinzas insolúveis x 100 peso da amostra (g)
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
4.3 MÉTODO DE VAN SOEST
O método proposto por VAN SOEST - 1967, que consiste no fracionamento
dos componentes fibrosos, possibilitou maior precisão na estimativa do valor
nutritivo das forrageiras e, desde então, as análises de fibra em detergente neutro
(FDN) e fibra em detergente ácido (FDA) passaram a ser rotina freqüente nos
laboratórios de análises de alimentos para ruminantes (BERCHIELLI et al., 2001).
Segundo Silva e Queiroz (2005), o método Van Soest para determinação da
qualidade de forrageiras apresenta vantagens em relação a outros, em virtude de
sua maior precisão, além de fornecer informações sobre importantes componentes:
fibra em detergente ácido, celulose, lignina, cinza, sílica, etc.
4.3.1 Determinação da Fibra em Detergente Neutro (FDN)
A finalidade desta determinação é conhecer os componentes solúveis e
insolúveis dos vegetais em meio detergente neutro (pH 7,0) (MARCHA ANALÍTICA
LNA, 2006).
A fibra detergente neutra é usada para dissolver substâncias facilmente
digeridas, como a pectina e o conteúdo celular da planta (proteínas, açúcares e
lipídios), deixando um resíduo fibroso (fibra em detergente neutro – FDN), que são
os principais componentes da parede celular das plantas (celulose, hemilelulose e
lignina), proteína danificada pelo calor e proteína da parede celular. A solução
detergente neutra é também usada para solubilizar proteínas, e o sulfito de sódio,
quando adicionado, ajuda a remover alguns destes compostos nitrogenados (SILVA
e QUEIROZ, 2005).
O conteúdo celular (parte solúvel) é composto basicamente de proteínas
solúveis, açúcares, lipídios, nitrogênio não protéico, pectina, amido e outros
constituintes solúveis em H2O (MARCHA ANALÍTICA LNA, 2006).
Segundo Silva e Queiroz (2005), o propósito da adição do sulfito de sódio na
determinação de FDN é reduzir o nível de proteína e remover resíduos de queratina
de origem animal. O sulfito quebra as pontes de enxofre e, assim, dissolve várias
proteínas que estão ligadas por meio de pontes de enxofre em sua estrutura.
Amostras com teores de lipídios acima de 10% podem interferir na
determinação de FDN, principalmente se ocorre formação de camada de óleo na
solução, uma vez que os detergentes são mais solúveis na camada de lipídios que
na água. Altos valores de FDN podem ocorrer. A remoção simples de lipídios pode
ser feita através do aquecimento da amostra com etanol (suficiente para cobrir a
amostra) (SILVA e QUEIROZ, 2005).
O procedimento para a análise baseia-se em pesar 0,35g de amostra seca e
moída, em um tubo de ensaio de 100 ml. Adiciona-se 35 ml da solução de
detergente neutra e leva-se os tubos para o bloco digestor, tampando com bolas de
gude e aquecendo-os até a ebulição (125ºC) durante 60 minutos (a contar do início
da ebulição). Após este período de aquecimento, filtra-se o conteúdo em um cadinho
de Gooch previamente tarado, com auxílio de uma bomba de vácuo. Lava-se 2
vezes com água fervente e em seguida 2 vezes com acetona. Leva-se o cadinho
para a estufa a 105ºC, durante 12 horas. Após este período de secagem, é esfriado
em dessecador e em seguida pesado. Com os dados obtidos, utiliza-se a fórmula da
Figura 31, para determinar a quantidade de FDN da amostra analisada (MARCHA
ANALÍTICA LNA, 2006)
FIGURA 31 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FDN.
% FDN = P - P’ x 100 peso da amostra (g)
P= peso do cadinho + FDN P’= peso do cadinho vazio
%Conteúdo celular = 100 - %FDN
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
4.3.2 Determinação da Fibra em Detergente Ácido (FDA)
O método da “Fibra em Detergente Ácido” (FDA), desenvolvida por VAN
SOEST – 1967, permite conhecer os constituintes menos solúveis da parede celular,
sendo que posteriormente, poderão ser determinadas: celulose, lignina, nitrogênio
insolúvel em detergente ácido (que representa o nitrogênio lignificado), cinzas
insolúveis em ácido e sílica (LANES et al., 2006).
A fibra em detergente ácido é constituída na sua quase totalidade de
lignocelulose, ou seja, lignina e celulose. Uma solução detergente ácida
“quaternária” é usada para dissolver o conteúdo celular, hemicelulose e minerais
solúveis, deixando um resíduo fibroso constituído de celulose, lignina e proteína
danificada pelo calor e parte da parede celular e minerais insolúveis (cinzas) (SILVA
e QUEIROZ, 2005).
Segundo Silva e Queiroz (2005), a hemicelulose constitui um grupo de
substâncias em que se incluem os polímeros de pentoses (xilose, arabinose etc.) e
certos polímeros de hexoses e ácidos urônicos. Geralmente é menos resistente a
tratamento químico e mais digerível que a celulose, porém menos que os
carboidratos solúveis e o amido.
Conhecendo-se a porcentagem dos constituintes da parede celular (FDN) e
da FDA do material analisado, é possível calcular a fração de hemicelulose apenas
pela diferença entre aquelas frações (SILVA e QUEIROZ, 2005).
O procedimento para a análise baseia-se em pesar 0,35g de amostra seca e moída,
em um tubo de ensaio de 100 ml. Adiciona-se 35 ml da solução de detergente ácida
e leva-se os tubos para o bloco digestor, tampando com bolas de gude e
aquecendo-os até a ebulição (125ºC) durante 60 minutos (a contar do início da
ebulição). Após este período de aquecimento, filtra-se o conteúdo em um cadinho de
Gooch previamente tarado, com auxílio de uma bomba de vácuo. Lava-se 2 vezes
com água fervente e em seguida 2 vezes com acetona. Leva-se o cadinho para a
estufa a 105ºC, por 12 horas. Após a secagem, é esfriado em dessecador e em
seguida pesado. Com os dados obtidos, utiliza-se a fórmula da Figura 32, para
determinar a quantidade de FDA da amostra analisada (UFPR, 1997).
FIGURA 32 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE FDA.
% FDN = P - P’ x 100 peso da amostra (g)
P= peso do cadinho + FDA P’= peso do cadinho vazio
%Conteúdo celular = 100 - %FDN
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
4.3.3 Determinação de Lignina
De acordo com Silva e Queiroz (2005), o termo lignina é usado para
designar um grupo de substâncias com unidades (básicas) químicas semelhantes. A
estrutura química da lignina é muito complexa e muito bem definida. Silva e Queiroz
(2005) referem-se a ela como os polímeros 3-metóxi-fenilpropenol e 3-5-dimetóxi-
fenilpropenol, ligados em proporções variadas de produtos, o que dificulta a sua
exata definição.
Na determinação de lignina pelo método de permanganato deve-se levar em
conta certos pigmentos, taninos ou proteínas, que são insolúveis na solução
detergente ácido, mas que são oxidados pelo permanganato (MARCHA ANALÍTICA
LNA, 2006).
Na nutrição animal, a importância da lignina prende-se à sua influência
negativa sobre a digestibilidade de outros nutrientes, evidenciada pelas altas
correlações negativas do teor de lignina com a digestibilidade da matéria seca, da
celulose e da hemicelulose. Esta alta correlação negativa pode ser ocasionada pela
indigestibilidade da lignina por si ou por uma “barreira física” que a lignina indigerida
oferece à digestão dos nutrientes no interior da célula (SILVA E QUEIROZ, 2005).
Segundo FUKUSHIMA et al. (1999), a concentração de lignina nas plantas
forrageiras tem sido constantemente responsabilizada como um dos fatores
limitantes da digestibilidade da planta. Embora as correlações entre teor de lignina e
digestibilidade sugiram esta associação, não são necessariamente provas que a
lignina seja realmente a principal responsável pela menor digestibilidade da matéria
seca. Entretanto, quando se trata de relacionar concentração de lignina com a
digestibilidade das frações fibrosas, que são os sítios onde a lignina exerce o seu
efeito deletério na digestão, os resultados poderão ser melhor evidenciados.
Fukushima et al. (1999), sugeriram que a lignina inibe primordialmente a
digestão da parede celular do que a digestão da totalidade da matéria seca.
A maioria dos vegetais durante o preparo das amostras no laboratório em
temperatura superior a 55ºC poderá elevar o teor aparente de lignina, devido à
formação do complexo hemicelulose e proteína com lignina. A formação deste
complexo envolve uma reação não enzimática e altamente influenciada pelo teor
inicial de água na amostra (SILVA e QUEIROZ, 2005).
A lignina é determinada a partir da fibra em detergente ácido (celulose,
lignina, cutina, minerais e sílica). Existem dois métodos de determinação: o do ácido
sulfúrico a 72% p\p (lignina “klason”) e o do permanganato de potássio (lignina
“permanganato”). A escolha do método vai depender do tipo de material analisado e
do objetivo dos dados que se quer obter. A vantagem do método de permanganato é
sua maior rapidez, permitir determinar o teor de celulose e de sílica da amostra, ser
menos corrosivo, além de ser menos afetado pelos danos da temperatura durante a
secagem inicial da amostra. Entre as desvantagens cita-se o tamanho das
partículas, rigorosamente inferior a 1 mm, afim de que haja melhor contato entre elas
e os reagentes (SILVA e QUEIROZ, 2005).
A lignina é oxidada por meio de uma solução tamponada de ácido acético e
permanganato de potássio, contendo ferro trivalente e prata monovalente como
catalisadores. Os óxidos de ferro e manganês depositados são dissolvidos numa
solução alcoólica contendo os ácidos oxálico e clorídrico (solução de
desmineralização), deixando no cadinho filtrante apenas celulose e minerais
insolúveis. A lignina é calculada apor diferenças de peso após estes tratamentos,
enquanto a celulose e a cinza insolúvel são determinadas pela perda de peso após
queima em mufla. O resíduo, cinzas insolúveis, é praticamente sílica. A maioria do
material não-silicoso pode ser removida, por lavagens, com ácido bromídrico
concentrado (48%) (SILVA e QUEIROZ, 2005).
A adição do álcool butil terciário na solução tamponada de permanganato
tem como função, eliminar a resistência de algumas FDA durante a oxidação da
lignina (UFPR, 1997).
Para realização da determinação da lignina de uma amostra, apartir do
método lignina “permanganato”, utiliza-se o cadinho contendo FDA. Adiciona-se 21
ml da solução combinada de permanganato – tampão e com ajuda de um bastão de
vidro, mistura-se a amostra com essa solução. Levar em bandeja esmaltada
contendo água destilada suficiente para chegar ao nível da solução contida no
cadinho, onde ficará durante 90 minutos. A cor púrpura deve estar presente durante
toda a oxidação, não ocorrendo isto, filtrar e trocar por nova solução. Após 90
minutos filtrar e adicionar 21 ml de solução de desmineralização, deixando por 10
minutos e filtrar novamente lavando com etanol 80% e acetona. Deixa secar durante
12 horas em estufa a 105°C, após este período, retira e deixa esfriar a temperatura
ambiente em dessecador, e em seguida é pesado. Com os valores determinados,
utiliza-se a fórmula da Figura 33.
FIGURA 33 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE LIGNINA.
(Fonte: MARCHA ANALÍTICA LNA UFPR, 2006).
4.3.4 Determinação de Celulose
A celulose é um polímero linear com ligação 1,4 entre unidades de glicose. A
determinação da celulose é feita mediante a incineração em mufla durante 3 horas a
500° C (MARCHA ANALÍTICA LNA, 2006).
Para se obter a quantidade de celulose a partir do resíduo da lignina
“permanganato”, leve os cadinhos para mufla à 500ºC, durante três horas, pese a
quente ou resfrie em dessecador até o equilíbrio com o ambiente e registre os
pesos. Calcule a porcentagem de celulose pela diferença nas pesagens antes e
depois da queima. A quantidade de celulose, a partir da lignina “Klason”, é obtida
pela diferença na perda de peso da fibra em detergente ácido, no passo que
acontece a queima em mufla, na determinação da lignina pelo método de lignina
“Klason (SILVA e QUEIROZ, 2005).
Para determinação da celulose, utiliza-se o cálculo da Figura 34.
% LIGNINA = P - P’ x 100
peso amostra em g P = cadinho + FDA P’= cadinho + celulose + cinza + sílica
FIGURA 34 – CÁLCULO PARA DETERMINAÇÃO DE CELULOSE.
(Fonte: MARCHA ANALÍTICA LNA UFPR, 2006).
4.4 DETERMINAÇÃO DE CÁLCIO
O cálcio é o elemento mineral mais abundante encontrado no organismo
animal, exercendo funções plásticas e dinâmicas. O teor do organismo se situa entre
1,5 a 2%. Mais do que 90% do cálcio é encontrado no esqueleto, sendo, portanto, os
tecidos moles pobres no mesmo (ANDRIGUETTO et al., 2002).
O cálcio exerce função plástica e dinâmica no organismo. A função plástica
se manifesta pela formação do tecido ósseo-ossificação, onde está estreitamente
ligado ao fósforo e ao magnésio. O osso é constituído de uma matriz protéica sobre
a qual se fixam, por ordem de grandeza, o fósforo tricálcico, o carbonato de cálcio e
o fosfato dissódico, além de microelementos minerais entre outros (ANDRIGUETTO
et al., 2002).
Entre os macrominerais, o cálcio destaca-se por ser além de essencial à
estrutura óssea, essencial ao metabolismo corporal, distribuído nos fluidos e tecidos
do corpo. Alguns exemplos da necessidade de cálcio pelas aves referem-se à
formação e manutenção dos ossos, formação da casca do ovo, transmissão de
impulsos nervosos, coagulação sanguínea, contração muscular, ativador de
% CELULOSE = P - P’ x 100 peso amostra em g P= peso do cadinho + celulose + cinza + sílica P’= peso do cadinho + cinza + sílica
sistemas enzimáticos, coadjuvante na secreção de alguns hormônios, entre outros
(MUNIZ et al., 2007). No sangue, o cálcio se localiza principalmente no plasma,
onde cerca da metade se encontra ligado a proteínas, em forma solúvel
(ANDRIGUETTO et al., 2002).
Segundo Andriguetto et al. (2002), a absorção de cálcio está condicionada à
formação de uma proteína a qual serve de transporte para a absorção do mesmo, e
a formação desta proteína depende da existência de níveis adequados de vitamina
D na dieta. A absorção do cálcio está, em sua maior parte, condicionada à vitamina
D. Outro fator importante é a conveniente relação cálcio : fósforo na dieta, situada
entre 2 : 1, mas variável de 1 : 1 até a relação mais larga, conforme a espécie.
O teor de cálcio nos alimentos é bastante variável, porém, de maneira geral,
os vegetais (forragens) verdes são mais ricos em cálcio do que os grãos de cereais
e seus subprodutos, que podem ser considerados pobres neste elemento
(ANDRIGUETTO et al., 2002).
De acordo com Silva e Queiroz (2005), para determinação do cálcio
inorgânico total, é necessário que o cátion a ser analisado por espectrofotometria de
absorção atômica (EAA) esteja em solução. De maneira geral, são usadas soluções
aquosas. A concentração do elemento a ser determinado (cálcio) deverá absorver
entre 20 e 80% da energia radiante (0,2 a 0,8 de absorvância) disponível no
comprimento de onda analítico a ser usado para os vários elementos, dentro de sua
faixa ótima de trabalho.
A solução a ser preparada para forragens, alimentos e fezes, é a mesma
utilizada para solução mineral (SILVA e QUEIROZ, 2005).
O princípio da determinação de Ca é a titulação com EDTA, que acarreta a
progressiva complexação dos íons Ca++, e por fim o íon metálico é deslocado do
complexo Ca-Ind e convertido em Ca-EDTA com a liberação do indicador Ind
(UFPR, 1997).
O ponto final é acusado quando pela mudança de coloração do complexo
Ca-Ind para a do corante livre. O complexo Ca-Ind deve ser suficientemente estável,
pois do contrário, em virtude de sua dissociação, não haverá mudança de coloração
nítida. Porém, o complemento Ca-Ind tem de ser menos estável do que o
complemento Ca-EDTA, que para a reação citada possa ocorrer convenientemente
(Figura 35). Finalmente, o indicador deve ser muito sensível em relação ao íon
metálico, para que a mudança de coloração possa ocorrer tão perto quanto possível
do ponto de equivalência. Usa-se a constante de estabilidade (Kf) do complexo Ca-
EDTA = 5,0 x 1010 (MARCHA ANALÍTICA UFPR, 2006).
FIGURA 35 – REAÇÃO DE TITULAÇÃO COM EDTA.
Ca-Ind + EDTA Ca-EDTA + Ind
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
Para realização de tal análise é necessário a preparação da solução mineral
ou “solução mãe”. A preparação da Solução Mãe baseia-se no uso das cinzas do
Resíduo Mineral. No cadinho contendo as cinzas da análise de Resíduo Mineral,
adiciona-se aproximadamente 10 ml de HCl 50%. Sofre aquecimento brando por 10
minutos, evitando a secagem. Em seguida, este conteúdo, após ser resfriado a
temperatura ambiente, é filtrado em um balão aferido de 250 ml, utilizando um papel
filtro. Lava-se aproximadamente 5 a 6 vezes o cadinho com água destilada, e o
volume do balão é completado com água destilada, até atingir a marca de 250 ml
(MARCHA ANALÍTICA UFPR, 2006).
Adiciona-se cerca de 40 ml de água destilada + ácido clorídrico concentrado
(+- 5 ml, ou até dissolver todo o CaCO3). Transfere quantitativamente para um balão
volumétrico de 100 ml e completa o volume. Toma-se uma alíquota de 0,5 ml desta
solução e procede-se de maneira idêntica à determinação de cálcio (UFPR, 1997).
Durante o procedimento, pipeta-se alíquotas da solução mineral, contendo
entre 0,08 mg a 1,5 mg de Cálcio em Becker de 250 ml e completar o volume para
aproximadamente 100 ml de água destilada. Coloca-se 3 ml de hidróxido de sódio a
30%, 2ml de trietanolamina 1:1, 2ml de cianeto de sódio a 2% e o indicador (UFPR,
1997).
Titula-se com EDTA 0,1 M (viragem ocorre da coloração vermelha para
azul), anotando o resultado do volume gasto na pasta de entrada da amostra
correspondente (UFPR, 1997).
4.5 DETERMINAÇÃO DE FÓSFORO
O fósforo, elemento descoberto por Brant em 1669, se caracteriza por sua
instabilidade no meio ambiente quando em contato com o ar, oxidado na forma de
pentóxido de fósforo. Após anos, Boyle em 1694 preparou o ácido fosfórico
dissolvendo o óxido na água. O fósforo na vida animal representa um elemento vital,
motivo no qual é o alvo de maior atenção na formulação de suplementos e rações (O
FÓSFORO..., 1997).
Segundo Butolo (2002), o fósforo é o segundo mineral mais abundante
encontrado no organismo animal. Como componente de células, tecidos e órgãos
dos seres vivos, participa de processos biológicos, bioquímicos e fisiológicos, como
na absorção dos carboidratos, na biossíntese de proteínas, na liberação e transporte
de energia, na ativação de complexos vitamínicos, no sistema enzimático e sendo
um componente dos ácidos nucléicos (DNA e RNA), é necessário para a
transmissão genética.
Embora seja um elemento essencial para os processos vitais, o fósforo é
relativamente abundante na natureza, pois constitui apenas 0,12% da crosta
terrestre. Os solos das regiões de clima tropical apresentam deficiências de fósforo.
No Brasil, especificamente, 80% dos solos agricultáveis têm baixos teores de
fósforo, conseqüentemente, as pastagens brasileiras fornecem mais do que 0,15%
do fósforo, ou seja, os animais têm a disposição não mais do que 1,5% de fósforo
por kg de matéria seca de capim (BUTOLO, 2002).
Para Andriguetto et al. (2002), cerca de 80% do fósforo no organismo animal
se encontra no tecido ósseo sob a forma de fosfato tricálcico e trimagnesio. É
importante lembrar que os aportes de fósforo para o organismo animal, realizado
pela alimentação, sob forma mineral ou orgânica, liberando fosfatos ao se
hidrolisarem no intestino, sofrem ação de vários fatores antes de serem absorvidos.
O fósforo contido na solução mineral, proveniente de rações, forragens,
tecidos e etc., reagindo com o molibdato de amônio, produz amônio fosfomolibdato.
Este é reduzido pela vitamina C (redutor), que não produz efeito sobre o molibdato
de amônio que não reagiu dentro da solução (SILVA e QUEIROZ, 2005).
Segundo Silva e Queiroz (2005), a quantidade de fósforo é determinada
medindo-se a intensidade de cor azul que é produzida pela formação de
fosfomolibdato. A coloração azul é devida aos óxidos coloidais reduzidos de
molibdato.
A intensidade da cor desenvolvida pelo fosfomolibdato depende da acidez e
da temperatura da solução. A cor é estável em solução ácida (SILVA e QUEIROZ,
2005).
Para preparo da amostra para realização do procedimento, faz-se uma
solução mineral, pega uma alíquota da solução a ser analisada e a transfere para
um balão de 50 ml. O volume da alíquota vai depender da riqueza (concentração) da
amostra, em fósforo (SILVA e QUEIROZ, 2005).
Acrescente cerca de 20 ml de água destilada, adicione 5 ml da solução ácida
de molibdato de amônio e 2 ml de vitamina C a 2%, recentemente preparada, ou 2
ml de reagente Elon. Complete o volume com água destilada (SILVA e QUEIROZ,
2005).
Segundo Silva e Queiroz (2005), faça a leitura, cinco minutos após
completar os volumes com água destilada, no espectrofotômetro no comprimento de
onda de 725 nm, ajustado para 0% de absorvância (100% transmitância), utilizando
o branco. Obtenha os valores de transmitância, observância ou concentração e faça
os cálculos, tomando como base os valores das leituras das soluções-padrão de
fósforo.
O fósforo pode ser determinado também, pela Determinação Gravimétrica
de Pentóxido de Fósforo (P2O5) pelo Fosfomolibdato de Quinolina (QUIMOCIAC).
Este método baseia-se na precipitação, em meio ácido, do íon ortofosfato como
fosfomolibdato de quinolina. Para realização de análise, deve-se seguir os devidos
procedimentos: pipetar uma alíquota de solução mãe (5 a 50 ml) dependendo da
quantidade presumida de fósforo da amostra; adicionar 60 ml de água destilada;
adicionar 10 ml de ácido nítrico diluído em água na proporção de 1:1 e ferver por 10
minutos e esfriar (marcar o tempo depois do início da fervura). Adicionar reativo de
quimociac (30 a 50 ml) dependendo da quantidade de fósforo e deixar ferver por 1
minuto. Após esfriar filtrar em cadinho ou funil de placa porosa, previamente seco e
tarado, secar em estufa a 105°C por 3 horas. Esfria r em dessecador e pesar. Com
este resultado, utiliza-se a fórmula da Figura 36, para determinar a quantidade de
fósforo da amostra (UFPR, 1997).
FIGURA 36 – FÓRMULA PARA DETERMINAÇÃO DE
FÓSFORO.
% P2O5 = ____P - P’ x 0,03207 x 100____
diluição amostra em g
% P = __% P2O5 x 62___ 142
P = peso do funil ou cadinho com resíduo
P’= peso do funil ou cadinho vazio
0,03207 = fator de conversão do precipitante P2O5
62= peso molecular do fósforo 142 = peso molecular do P2O5
(Fonte: LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL UFPR, 2006).
4.6 DETERMINAÇÃO DE MAGNÉSIO
O magnésio representa cerca de 0,05% do peso do corpo. No homem
adulto, encontra-se cerca de 25 g de Mg, sendo 10 a 12 g no tecido ósseo, 10 g ou
menos nos tecidos moles e cerca de 0,5 g nos líquidos do corpo (ANDRIGUETTO et
al., 2002).
De acordo com Andriguetto et al. (2002), o magnésio está relacionado com o
trabalho muscular e nervoso (na excitabilidade neuromuscular os íons K e Na se
comportam como excitantes enquanto que os íons Ca e Mg como depressores; o
excesso de Mg determina uma paralisia periférica, bem como dos centros nervosos;
o Ca é o principal elemento moderador). O magnésio atua ainda na síntese de
proteínas, na utilização da glicose, bem como na transferência dos grupos metil e na
fosforilação oxidativa. É ativador de várias enzimas, principalmente daquelas ligadas
à transferência de fosfato do ATP para um receptor de fósforo. Assim o Mg está
relacionado com o sistema cardiovascular, com o metabolismo dos lipídios, dos
glicídios e das proteínas, com a estrutura óssea, com a função das células nervosas,
além de ser necessário para o crescimento, desenvolvimento e produção dos
animais. Há evidências de que está relacionado também com o processo de
termorregulação.
O magnésio tem seu metabolismo relacionado com a litíase renal e
problemas cardiovasculares, inclusive com calcificação da aorta, depósitos de
lipídeos nas válvulas venticais e na aorta, bem como alterações nas células do
músculo cardíaco. Está evidenciado que o Mg previne a acumulação de colesterol
na corrente circulatória (ANDRIGUETTO et al., 2002).
Para Andriguetto et al. (2002), na deficiência de magnésio, observa-se
também disritmia e trombose, bem como mudanças estruturais nas mitocôndrias do
músculo cardíaco. O magnésio está estreitamente ligado ao metabolismo e a
excreção do cálcio e do fósforo, daí sua deficiência provocar a formação de cálculos
renais.
A mais conhecida manifestação de carência de magnésio nos animais
domésticos é a “tetania das pastagens”. A mesma é caracterizada por um baixo
nível de magnésio sérico, hiperirritabilidade, tetania e convulsões. Ocorre
principalmente nos animais mantidos em pastagens novas (início do ciclo
vegetativo), com o crescimento rápido e geralmente naquelas com altos níveis de
nitrogênio e potássio. A tetania das pastagens pode surgir em poucos dias em gado
adulto, que recebe suprimento inadequado de magnésio, pois estes não podem
mobilizar o magnésio estocado no tecido ósseo, tão eficientemente quanto os
animais jovens, nos quais o quadro clínico somente se instala após longo intervalo
(ANDRIGUETTO et al., 2002).
Para determinação de magnésio da amostra analisada, faz-se a titulação
direta do íon magnésio com EDTA, onde usa-se o Negro de Eriocromo T como
indicador. A solução é ajustada a pH 10 com uma mistura tampão de amônia-cloreto
de amônio. O volume gasto na titulação é equivalente a quantidade de íons Ca e
Mg; sendo que os íons Ca são complexados antes dos íons de Mg, devido a
estabilidade do complexo com EDTA (UFPR, 1997).
Para saber o volume equivalente para o magnésio, basta subtrair o volume
de Ca+ Mg do volume gasto na determinação de Cálcio. A constante de estabilidade
do complexo Mg-EDTA é 4,9 x 108 (UFPR, 1997).
Para realização de tal procedimento, pipeta-se alíquotas de 5 ml da solução
mineral em Becker de 250ml, e completa-se o volume com 100 ml de água destilada
(UFPR, 1997).
Adiciona-se 5 ml de solução tampão e o indicador (+- 3 gotas). Titula-se com
EDTA 0,1M, sendo a viragem realizada da cor vermelho-vinho para azul. Atingindo
esta coloração, anota-se o valor do volume gasto na titulação na pasta de resultados
da analise, seguindo-se dos cálculos da Figura 37 para determinar a quantidade de
magnésio na amostra analisada (UFPR, 1997).
FIGURA 37 – CÁLCULOS PARA DETERMINAÇÕ DE MAGNÉSIO.
% Mg = _(v’ v) x M x F x 24,312 x Fd_ x 100 p.a.
v’ = volume de EDTA gasto na titulação de Ca+Mg
v = Volume de EDTA gasto na titulação de Ca
p.a. = peso da amostra em mg
M = molaridade do EDTA
F = fator de correção do EDTA
24,312 = equivalente grama do magnésio
Fd = fator de diluição da solução mineral.
(Fonte: MARCHA ANALÍTICA LNA UFPR, 2006).
4.7 DETERMINAÇÃO DE SÓDIO E POTÁSSIO
Em alimentação é difícil estudar o sódio e o cloro separadamente, mesmo
porque a suplementação é feita através do sal comum. Quando este é retirado da
dieta, o sódio aparece como primeiro limitante, porque o nível de sódio, na maioria
dos ingredientes para rações, é mais baixo do que aquele de cloro. Conjuntamente o
cloro e o sódio intervêm no equilíbrio da pressão osmótica (ANDRIGUETTO et al.,
2002).
O sódio constitui a maior parte das bases do soro sanguíneo, encontrando-
se principalmente nos líquidos extracelulares (ANDRIGUETTO et al., 2002).
O sódio, juntamente com o potássio, estão envolvidos na homeostasia dos
fluídos e eletrólitos do organismo. O cloro é necessário para a ativação enzimática
que leva à formação adreno-corticotrópicos e a alta concentração de potássio no
plasma, induz à liberação da aldosterona. Assim, quando se quebra a relação
sódio/potássio, com excesso de potássio, o cloro intervém para a regularização da
mesma (ANDRIGUETTO et al., 2002).
De acordo com Adriguetto et al. (2002), o potássio se encontra no organismo
animal principalmente sob forma mineral, como cloreto de potássio, representando
0,25% do peso do corpo. Juntamente com o sódio, que ocorre em maior
concentração no líquido extracelular, o potássio ocorre principalmente dentro das
células, tornando possível a osmose e o normal equilíbrio da água. O potássio, além
das funções comuns referentes ao sódio, também está relacionado nas células com
a glicólise, formação do glicogênio, bem como com a síntese e a utilização das
proteínas. Ele está ligado à função enzimática celular.
A carência em potássio conduz a distúrbios do crescimento, distúrbios da
ovulação, oligospermia e esterilidade (ANDRIGUETTO et al., 2002).
A fotometria de chama é a mais simples das técnicas analíticas baseadas
em espectroscopia atômica e é utilizada largamente em análises clínicas e controle
de qualidade de alimentos, além de inúmeras outras aplicações, para averiguar a
quantidade de íons de metais alcalinos e alcalino-terrosos, como o sódio. Nesse
caso, a amostra contendo cátions metálicos é inserida em uma chama e analisada
pela quantidade de radiação emitida pelas espécies atômicas ou iônicas excitadas.
Esses elementos emitem radiação eletromagnética na região do visível em uma
chama argás combustível (GLP), que opera em uma temperatura entre 1700 e 1900º
C. A fotometria de chama é, portanto, uma alternativa instrumental de baixo custo
para determinação de Na+ e outros em diferentes tipos de amostras (NOBREGA et
al., 2004).
4.8 DETERMINAÇÃO DE ENERGIA BRUTA
De acordo com Andriguetto et al.(2002), a energia de um alimento é medida
em calorias, bem como as necessidades energéticas dos animais são,
evidentemente, expressas em calorias. Em nutrição animal a medida de aferição é a
quilocaloria, ou grande caloria, expressa pelos símbolos Cal ou kcal e significa a
quantidade de calor necessária para elevar 1ºC, a massa de 1L de água na
temperatura de 14,5ºC. Esta medida é feita na bomba calorimétrica de oxigênio ou
calorímetro a oxigênio de Parr.
A energia bruta refere-se à quantidade de calor liberado (kcal/kg ou kcal/g)
de determinada amostra, quando esta é completamente oxidada em ambiente rico
em oxigênio (25 a 30 atm de oxigênio) (SILVA e QUEIROZ, 2005).
A energia bruta dos alimentos, por si, tem pouca aplicação, porém é o ponto
de partida para se determinarem outras medidas energéticas dos alimentos: energia
digestível, metabolizável, etc. (SILVA e QUEIROZ, 2005).
O aparelho usado na determinação da energia bruta dos alimentos é a
bomba calorimétrica (calorímetro adiabático de Parr) (Figura 38), a qual consiste,
basicamente, em cilindro metálico hermeticamente fechado (Figura 39), onde a
amostra é colocada em recipiente próprio com 25 a 30 atm de oxigênio (SILVA e
QUEIROZ, 2005).
FIGURA 38 – BOMBA CALORIMÉTRICA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
FIGURA 39 – CÁPSULAS METÁLICAS DA BOMBA CALORIMÉTRICA DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Segundo Silva e Queiroz (2005), a combustão é feita através de um circuito
elétrico que determina a queima de um fusível, que se encontra em contato com a
amostra, liberando uma faísca elétrica para início da combustão. Visto que a bomba
calorimétrica é mergulhada num recipiente com 2L de água destilada em condições
adiabáticas, a combustão da amostra provoca a elevação da temperatura da água
na qual a bomba se acha imersa.
Medindo a elevação da água em condições adiabáticas e conhecendo o
equivalente hidrotérmico da bomba, calcula-se a energia bruta da amostra (SILVA e
QUEIROZ, 2005).
Para realização da análise, pese de 0,5 a 1 g de amostra seca ao ar,
dependendo do tipo de material a ser analisado. Coloque a cápsula com a amostra
no eletrodo e instale o fusível metálico entre os elétrodos da bomba. O fusível deve
ter contato com a amostra, mas não deve tocar na cápsula. Feche bem a tampa da
bomba e a válvula de liberação de gases. Adapte a válvula de entrada de gases ao
balão de oxigênio e adicione, lentamente, o oxigênio até atingir 25 a 30 atm.
Coloque 2.000 ml de água destilada no recipiente oval do calorímetro, fazendo em
seguida a imersão da bomba. A temperatura da água deve estar entre valores
mensuráveis nos termômetros. Ligue o eletrodo que se comunica à fonte de energia
e feche o circuito. Ligue e registre a temperatura final após esta se mantiver estável
durante 3 minutos, a intervalos de 1 minuto. Desligue a máquina e retire o recipiente
da água. Retire o excesso de pressão da bomba, abrindo a válvula; remova os
resíduos do fusível metálico que não tenham sido completamente oxidados e meça-
os. Titule usando-se solução de carbonato de sódio padronizada e metilorange como
indicador para determinar a quantidade de ácido formado pela oxidação. Cada ml de
solução de Na2CO3 gasto na titulação corresponde a uma caloria (SILVA e
QUEIROZ, 2005).
4.9 DETERMINAÇÃO DO PH
O pH ou potencial hidrogeniônico é um valor de grande importância para as
silagens. Ele nos informa sobre a qualidade destas pois está ligado diretamente com
o teor de ácido lático e butírico produzido durante a fermentação (UFPR, 1997).
De acordo com Silva e Queiroz (2005), a silagem é o produto da forragem
verde, depois de fermentada, na ausência do oxigênio. O armazenamento é
processado em silos, depois de a forragem ter sido convenientemente picada e
compactada.
A fermentação é conseqüência da atividade bacteriana, a qual produz,
dentre outros, os ácidos lático e acético durante a fermentação do material ensilado.
A forragem ensilada continua, ainda, em fermentação durante um tempo,
dependendo da maior ou menos quantidade de oxigênio presente no silo após a
compactação (SILVA e QUEIROZ, 2005).
O pHmetro é o equipamento utilizado para a medida do pH em
alimentos. Ele é constituído de dois eletrodos, um de referência e um de medida, e
um galvanômetro ligado a uma escala de unidades de pH. Esta escala é geralmente
entre pH 1 e 14 (CARVALHO, 2008).
Para determinação do pH, pega-se um Becker de 250 ml, onde é pesado 9 g
de silagem fresca e adiciona-se 60 ml de água deionizada. Deve ser deixado em
repouso por 30 minutos e ocasionalmente ser agitado com um bastão de vidro.
Logo após, faz-se a leitura do pH em potenciômetro calibrado com solução tampão
4,0 e 7,0 (UFPR, 1997).
4.10 DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ
A importância de se determinar a acidez titulável baseia-se no fato de o pH
hidrogeniônico não guardar perfeita correlação com o teor de ácido lático da silagem
(SILVA e QUEIROZ, 2005).
Durante a ensilagem, às vezes são adicionadas: uréia, calcário e outros
aditivos, que acabam por interagir no valor do pH (UFPR, 1997).
Para determinação da acidez, utiliza-se o becker com a amostra adicionado
de água destilada, já utilizado na determinação do pH. A titulação é feita com uma
solução de NaOH 0,1 N; até pH 7,0. Anota-se o volume gasto e o resultado é
expresso através desse volume de NaOH 0,1 N utilizado na titulação (UFPR, 1997).
4.11 ANÁLISES ATRAVÉS DO MÉTODO INFRAVERMELHO - NIRS
O princípio de análise NIRS consiste na absorção da luz infravermelha
proximal (1100 a 2500 nm) por compostos orgânicos. O método se baseia no fato de
que cada um dos principais componentes das forragens tem características de
absorção específicas, onde há vibrações das ligações hidrogenadas induzidas pelo
calor nos grupos funcionais das moléculas (TEORIA GERAL..., 2006).
O espectrômetro NIR (Near Infrared Reflectance) ou NIT (Near Infrared
Transmitance) é um equipamento de alta precisão que efetua análises de alimentos
e outras amostras orgânicas (e algumas inorgânicas) através do princípio de
emissão de radiação eletromagnética. A energia radiante do infravermelho (IV) é
empregada para caracterizar substâncias orgânicas. O espectrômetro NIR (Figura
40) se baseia na aplicação da matemática à química analítica (quimiometria), sendo
a técnica, uma integração da espectroscopia, estatística e computação de dados
(TEORIA GERAL..., 2006).
FIGURA 40 – NIRS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
Assim, pelo NIRS há condições de prognosticar o conteúdo dos diferentes
componentes nutricionais, através de equações de calibração (Figura 41) para cada
um desses (TEORIA GERAL..., 2006).
FIGURA 41 – EQUAÇÃO DE UMA ANÁLISE ATRAVÉS DO NIRS DO LABORATÓRIO DE NUTRIÇÃO ANIMAL DA UFPR.
O espectro infravermelho foi descoberto em 1800 por Herschel. O
pesquisador verificou que algumas cores de luz conduziam calor em ondas mais
longas do que todas as luzes visíveis e se apresentavam invisíveis aos olhos
humanos, denominando-os raio infravermelho (TEORIA GERAL..., 2006).
A espectroscopia de reflectância no infravermelho próximo (NIRS) teve seus
primeiros relatos em 1939, na Pensilvânia. Comercialmente foi utilizada em 1985.
Em 1988 o método foi aceito oficialmente (TEORIA GERAL..., 2006).
Os compostos orgânicos presentes nos alimentos absorvem energia
eletromagnética na região do IV. Em suas absorções vibracionais, as ligações
covalentes se comportam como se fossem elásticas. O espectro no IV das
moléculas orgânicas tem sido comparado à sua impressão digital (TEORIA
GERAL..., 2006).
O NIRS se baseia no fato de que as ligações covalentes das substâncias
orgânicas absorvem essa energia, usando-se essa absorção para estimar o número
e tipo de ligações moleculares nas amostras. Em outras palavras, o princípio
mecânico seria o de iluminar uma amostra com luz de comprimento de onda
específico e conhecido da região do infravermelho próximo. A absorção de luz então
é medida por diferenças entre a quantidade de luz emitida pelo NIR e a quantidade
de luz refletida pela amostra, relação através da qual pode-se predizer a sua
composição química, desde que as leituras obtidas possam ser instantânea,
efetivamente comparadas e ajustadas na matriz de um banco de dados
armazenados que calibra o software de logística do equipamento (TEORIA
GERAL..., 2006).
Apresenta como desvantagem funcional a baixa sensibilidade para muitas
bandas sobrepostas, impossibilitando análises estruturais e micro análises. A
sensibilidade limita-se a 0,15% para a maioria dos constituintes dos alimentos. Por
outro lado, a região do NIR apresenta como vantagem a análise quantitativa para
constituintes em maior quantidade. Devido ao baixo sinal das bandas e harmônicas
na região do NIR, amostras sólidas não necessitam ser diluídas, e não são sentidos
os efeitos da não linearidade (TEORIA GERAL..., 2006).
Como a maior parte dos alimentos é opaca, as medidas de refletância são
mais adequadas para a análise do NIRS, entretanto o NIRS pode analisar materiais
líquidos com vários graus de viscosidade e transparência, sendo que, para o último
caso, podem ser utilizadas medidas de transmitância ou transreflectância. Uma vez
que alguma luz é absorvida e a restante refletida, o estudo dessa reflexão pode ser
utilizado para determinar a quantidade absorvida (TEORIA GERAL..., 2006).
Com a falta de distinção das medidas dos picos do espectro fica difícil
redizer a composição do alimento a partir de modelos matemáticos simples, que
indicam quais os comprimentos de onda correspondentes a cada composto
molecular. Como não existe um modelo matemático para descrever a difusão em
uma amostra contendo uma distribuição heterogênea de substâncias químicas, o
NIRS utiliza o artifício de comparar resultados obtidos por laboratório com os
espectros obtidos por ele. Assim, o NIRS é um método secundário que requer
calibração usando amostras de composição conhecidas e determinadas por uma
técnica química padrão (técnicas primárias) (TEORIA GERAL..., 2006).
Para obter uma calibração de determinado nutriente, como por exemplo, as
proteínas, é necessário um grande número de amostras, isso porque, embora exista
uma relação entre carboidratos e proteína na população de referência, esse
relacionamento não representa a população geral. Ou seja, essa relação pode existir
em um determinado alimento, mas, não existir em outro. Mais além, pode existir em
uma amostra de um alimento e não em outra daquele mesmo alimento. Dessa forma
as amostras utilizadas para calibrar o equipamento e para desenvolver as equações
devem representar muito bem a população a ser predita no futuro. Nesse caso,
utiliza-se um grande número de amostras colhidas em diferentes anos e regiões
geográficas distintas, que caracterizem e reflitam as possíveis mudanças a serem
preditas (alguns autores citam entre 100 e 500 amostras para estabelecer
espectros). Para desenvolver uma calibração, relacionam-se às informações
espectrais com as informações de referência (composição química), definindo o
tratamento matemático dos dados, o segmento do espectro a incluir e o método de
regressão a empregar (TEORIA GERAL..., 2006).
Na seleção do tratamento matemático final, uma das primeiras fases é
detectar as amostras aberrantes, que não se encaixam ou não correspondem à
calibração. Em silagens, um dos coeficientes mais elevados é para PB e
degradabilidade ruminal potencial (R² = 0,99), enquanto que, para digestibilidade in
vivo, é menor (R² = 0,82) (TEORIA GERAL..., 2006).
A seleção matemática será baseada no valor mais baixo do erro-padrão de
calibração (EPC) e no erro-padrão de validação (EPV), combinados com os valores
de coeficientes de determinação (R2), obtidos nas etapas de validação e calibração
(TEORIA GERAL..., 2006).
Várias técnicas de laboratório são utilizadas para calibrar o NIRS. Como o
NIRS reflete essas metodologias, é obvio que o grau de precisão e de repetibilidade
das mesmas vão afetar largamente o grau de precisão do NIRS. As técnicas
escolhidas devem ser avaliadas por um programa de qualidade analítico rigoroso,
com quantificação do desvio-padrão, coeficiente de variação e repetibilidade média
do erro de cada metodologia. É permitida, segundo o Ministério da Agricultura, uma
repetibilidade média do erro de até 10 % para as metodologias mais simples, como
proteína, fibra, matéria seca, extrato etéreo e cinzas, entretanto, os planos de
controle de qualidade analíticos propostos no momento sugerem menores erros
analíticos, compreendidos entre 2,5 a 5,0% para metodologias de bancada, e
menores ainda para metodologias utilizando instrumentos de precisão como a
espectrofotometria de absorção atômica e a cromatografia. Os reagentes e vidrarias
devem passar por um rigoroso controle de qualidade, e, além disso, devem ser
estabelecidos mapas de controle de contaminação e recuperação de amostras
(TEORIA GERAL..., 2006).
Na ausência de boas rotinas de análise de forragens, o NIRS pode ser uma
alternativa eficaz se as curvas de calibração forem muito bem realizadas. O autor
obteve boas correlações entre a digestibilidade in vitro de matéria orgânica e a FDN
e FDA prognosticadas pelo NIRS, em silagem de milho (TEORIA GERAL..., 2006).
Trata-se de um método potencialmente preciso, não destrutivo e com
predição de características nutricionalmente relevantes, inclusive de silagens
(TEORIA GERAL..., 2006).
5 DISCUSSÃO
Os métodos de análises utilizados no Laboratório de Nutrição Animal da
UFPR se baseiam em técnicas já existentes, reconhecidos na literatura científica
mundial. Adaptações a esses métodos são realizados decorrente da ausência de
alguns maquinários, produtos, reagentes ou apenas pelo tipo de material a ser
analisado, que pode exigir uma menor quantidade de reagentes, por exemplo, entre
outros.
Apesar de algumas técnicas sofrerem modificações, tanto em relação a
volume e tipos de reagentes quanto equipamentos utilizados, estas continuam tendo
valor técnico/científico. As adaptações realizadas, antes de serem efetivamente
incorporadas na rotina do Laboratório, são estudadas e avaliadas quanto aos
resultados, se diferem ou não significativamente da técnica original citada pelo autor
criador da análise. Não havendo discordância significativa nestes resultados obtidos,
a adaptação realizada pelo Laboratório de Nutrição Animal acaba possuindo o
mesmo valor científico.
Durante o período de estágio curricular, as atividades realizadas no
Laboratório de Nutrição Animal tinham que seguir um “fluxograma” básico, onde
cada etapa era fundamental para que, no final, o laudo da análise realizada fosse o
mais fidedigno possível em relação a amostra recebida.
O envio das amostras era geralmente realizado por empresas de transporte
como: Correios, Transportadoras e outros; quando não levado pessoalmente ao
laboratório. A amostra deveria estar acondicionada de tal modo que durante o
transporte e manuseio da mesma, não houvesse o risco de ocorrer lesões na
embalagem a ponto de interferir na qualidade do produto. Cuidado também deveria
ser tomado para que uma amostra não viesse a se misturar com outras, como na
maioria dos casos, onde várias amostras eram encaminhadas em um mesmo
recipiente. Em várias ocasiões pode ser notado o mau acondicionamento do material
a ser analisado, que resultava em uma amostra condenada que não poderia ser
encaminhada para análise, pois seus resultados não seriam representativos à
aqueles pretendidos.
O Laboratório de Nutrição Animal da UFPR sempre orientou os clientes de
como enviar as amostras, para com isso, estar recebendo um material mais
semelhante ao que se deseja realizar a análise e evitar resultados errôneos.
Após a entrada e identificação de uma amostra encaminhada corretamente
ao laboratório, no caso de amostras de forrageiras e/ou silagens, eram pesadas e
encaminhadas para as estufas de 65º para secagem, onde ficavam 72 horas ou até
a amostra ficar quebradiça. Depois de retirada da estufa, era esfriada a temperatura
ambiente (até a umidade da amostra entrar em equilíbrio com a umidade do
ambiente) e pesada novamente, determinando com isso o peso seco da amostra.
A amostra já pré-secada era homogeneizada e encaminhada para moagem,
afim de que se apresente como um pó bastante fino. Alguns cuidados no moedor
eram tomados para que não houvesse contaminação cruzada. Dentre eles podemos
citar: limpeza completa do equipamento, afiação das facas, manutenção do moinho
e outros. Depois de moída, a amostra era transferida para uma embalagem limpa,
previamente identificada e que não deveria permitir a entrada de ar.
Com esta amostra de forrageira e/ou silagem apresentando pouca umidade
e estando com partículas mais finas, recebia o mesmo encaminhamento que as
amostras não-forrageiras, como: suplementos vitamínicos, minerais, rações,
farinhas, farelos e outros. Os encaminhamentos eram feitos de acordo com o tipo de
análise a ser feita no material, seguindo as técnicas recomendadas em bibliografia
consagrada, e já citada ao longo do trabalho.
Entre as principais análises realizadas durante o estágio curricular, podem
ser destacados os métodos de determinação de fibra bruta, proteína bruta e solução
mineral (no laboratório chamado de “solução mãe”). Estas, eram realizadas quase
diariamente, sem intervenção de quaisquer membros da equipe do Laboratório,
cabendo ao estagiário, total responsabilidade sobre o resultado da análise realizada.
6 CONCLUSÃO
A análise bromatológica dos alimentos é de extrema importância, pois é a
ferramenta através da qual poderemos assegurar a qualidade de um produto. Tendo
os valores nutricionais de cada ingrediente utilizado na fabricação de uma ração, por
exemplo, poderemos obter um melhor equilíbrio nutricional deste alimento, visando
sempre atender as exigências de cada espécie.
A maioria das técnicas de determinação de ingredientes já é conhecida há
muito tempo, porém, visando um resultado cada vez mais fidedigno a amostra
analisada, nos últimos anos empresas tem desenvolvido aparelhos que acabam por
realizar estas análises sem necessitar da intervenção humana todo o momento.
Estas análises acabam sendo mais confiáveis, pois diminuem o percentual de erro
que antes havia quando a técnica era realizada manualmente por um técnico e
outros.
Podemos ver com isso, que com a cobrança e pressão do mercado
consumidor por produtos cada vez mais saudáveis e garantidos, a ciência tem
buscado aperfeiçoar suas técnicas de análises; possibilitando com isso, determinar
cada vez mais, quaisquer alterações existentes em um ingrediente de uma ração,
por exemplo. Isto permite com que os produtos comercializados tenham maior
segurança quanto aos níveis nutricionais, e em caso de alguma alteração, que esta
seja rapidamente identificada e solucionada.
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