fundaÇÃo educacional miguel mofarrej …fio.edu.br/biblioteca/tcc/veterinaria/2018/francielli...
TRANSCRIPT
FUNDAÇÃO EDUCACIONAL MIGUEL MOFARREJ FACULDADES INTEGRADAS DE OURINHOS
MEDICINA VETERINÁRIA
FRANCIELLI ELAINE DE ARAUJO SAMPAIO
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOS ANTI-TOXOPLASMA GONDII EM CÃES DE OURINHOS - SP
OURINHOS-SP 2018
FRANCIELLI ELAINE DE ARAUJO SAMPAIO
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOS ANTI-TOXOPLASMA GONDIIEM CÃES DE OURINHOS - SP
Trabalho de conclusão de curso apresentado aoCurso de Medicina Veterinária das Faculdades Integradas de Ourinhos como pré-requisito para a obtenção do Título de Bacharel em Médica Veterinária. Orientador: Prof. Drº Luiz Daniel de Barros
OURINHOS-SP
2018
SAMPAIO, Francielli Elaine de Araujo Ocorrência de anti-Toxoplasma gondii em cães de Ourinhos-SP / Francielli Elaine de Araujo Sampaio.- Ourinhos, SP : FIO, 2018. 39 f; 30 cm Monografia ( Trabalho de Conclusão de Curso de Medicina Veterinária) – Faculdades Integradas de Ourinhos, 2018. Orientador: Prof. Dr. Luiz Daniel de Barros Toxoplasmas gondii, cães, imunofluorescência indireta
DEDICATÓRIA
Decido esse trabalho aos meus pais, que em hipótese alguma mediram esforços para que eu pudesse chegar até aqui. Eles que sempre me apoiaram, me incentivaram, me seguraram em momentos de agonia e desespero, ou seja, eu não chegaria até aqui em eles.
AGRADECIMENTO
A Deus por sempre ter me concedido saúde, força de espírito, proteção,
inspiração, bondade e uma oportunidade para que eu conseguisse chegar até aqui.
Aos meus pais Antonio Sirso e Wagna Elaine que sempre me apoiaram nas minhas
decisões, me dando força, apoio emocional e que nunca mediram esforços para que
eu chegasse até aqui, pois sem eles essa trajetória não se concretizaria. E o mais
importante foi o amor infinito deles por mim.
Ao meu irmão Roberto Antonio que por muitas vezes me apoiou e sempre me
ajudou. As minhas irmãs Barbara Maria e Emmanueli Aparecida (in memorian), que
lá do Céu com certeza me deram muita força, proteção divina e apoio para que eu
pudesse chegar aqui.
Aos meus avós, tios, primas, primos, minha afilhada Antonella pelo grande
apoio, pelas palavras e mensagens de carinhos e incentivo.
A todos os meus professores que sem eles não chegaria ao fim da graduação
e principalmente ao meu orientador Luiz Daniel, pela paciência e compreensão
comigo para realização desse trabalho e pela oportunidade do estágio curricular
obrigatório que foi exatamente onde eu queria.
As minhas amigas “six migas” Lanna, Erica, Camila, Nathália e Daniele que
começou durante a graduação e assim irá continuar por toda a vida, muito obrigada
por tudo que vocês fizeram por mim, passei por momentos difíceis durante a
graduação e vocês sempre estiveram ao meu lado.
RESUMO
Toxoplasma gondii é um protozoário coccídio intracelular obrigatório, capaz de infectar uma ampla gama de hospedeiros, pode ser encontrado por todo o mundo, parasitando os cães e todos os animais homeotérmicos. Pode ser contraída por meio da ingestão de oocistos infectantes, que são encontrados nas fezes dos felídeos domésticos ou selvagens, ou ingestão de carne crua ou mal cozida com a presença dos oocistos. É uma zoonose é consideravelmente relevante para a saúde pública, a Infecção causada por Toxoplasma gondii possui uma grande importância na medicina humana e veterinária, pois promova abortos e alterações congênitas em espécies consideradas como hospedeiro intermediário, inclusive a espécie humana. O presente trabalho busca utilizar como diagnóstico a imunofluorescência indireta (RIFI), para detectar quais dos cães apresentam resultados positivos para Toxoplasma gondii,por meio das amostras de sangue coletadas durante a vacinação anti-rábica na cidade de Ourinhos-SP. O processo de coleta foi devidamente realizado com todos os cuidados necessários para que não houvesse dúvidas pertinentes ao resultado final do presente trabalho, assim sendo foram coletados 602 amostras de cães machos e fêmeas, das quais cerca de 602 amostras 143 (23,75%) apresentaram anticorpos contra T. gondii, enquanto 459 (76,57%) apresentaram negativas, deixando claro que de fato uma porcentagem considerável dos animais de Ourinhos-SP foram expostos ao T. gondii.
Palavras chaves: Analise clinica de anticorpos, Cães, Imunofluorescência indireta.
ABSTRACT
Toxoplasma gondii is an obligate intracellular coccidioid protozoan able to infect a wide range of hosts and can be found all over the world, parasitizing dogs and all homeothermic animals. Animals became infected by ingestion of infectious oocysts, which are found in faeces of domestic or wild felids, or ingestion of raw or undercooked meat with the presence of cysts. It is a zoonosis that is relevant to public health. Infection caused by Toxoplasma gondii is of great importance in human and veterinary medicine because it promotes abortions and congenital alterations in species considered as an intermediate host, including the human species. The present work aimed to use indirect immunofluorescence (IFAT) as a diagnostic to detect dogs which present positive results for Toxoplasma gondii, through blood samples collected during anti-rabies vaccination in the city of Ourinhos-SP. The collection process was carried out with all necessary care so that there were no doubts pertinent to the result of the present work, so 602 samples of male and female dogs were collected, of which about 602 samples 143 (23.75%) were collected. showed antibodies against T. gondii, whereas 459 (76.57%) presented negatives, making it clear that in fact a considerable percentage of the animals of Ourinhos-SP were exposed to T. gondii. Keywords: Clinical antibody analysis, Dogs, Indirect immunofluorescence.
SUMÁRIO
CAPÍTULO I – RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO
UNIVERSIDADE ESTAUDAL DE LONDRINA (UEL)...............................................12
CAPÍTULO II – TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO
1INTRODUÇÃO........................................................................................................17
2 REVISÃO DE LITERATURA..................................................................................18
2.1 Histórico e taxonomia...........................................................................................18
2.2 Ciclo biológico......................................................................................................18
2.3 Epidemiologia.......................................................................................................23
2.4 Sinais clínicos.......................................................................................................23
2.5 Diagnóstico...........................................................................................................24
2.6 Tratamento...........................................................................................................24
3 MATERIAL E MÉTODOS.......................................................................................25
3.1 Colheita das amostras..........................................................................................25
3.2 Exames sorológicos.............................................................................................26
3.3 Titulação...............................................................................................................26
4 RESULTADOS........................................................................................................27
5 DISCUSSÃO...........................................................................................................28
6 CONSISERAÇÃOES FINAIS..................................................................................31
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.......................................................................32
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Ciclo biológico Toxoplasma gondii............................................................19
Figura 2 – Oocisto de Toxoplasma gondii..................................................................20
Figura 3 – Taquizoítas de Toxoplasma gondii............................................................21
Figura 4 – Bradizoítos de Toxoplasma gondii............................................................22
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO I
Tabela 1 – Resultados de exames para Toxoplasmose realizados durante o período
do estágio curricular obrigatório.................................................................................13
Tabela 2 – Resultados de exames para Leishimaniose realizados durante o período
de estágio curricular obrigatório.................................................................................13
CAPÍTULO II
Tabela 1. Locais das coletadas realizadas em Ourinhos...........................................25
Tabela 2. Referente aos resultados de anticorpos anti-Toxoplasma gondii nos cães
da cidade de Ourinhos-SP.........................................................................................27
Tabela 3. Resultados em relação ao sexo, raça e idade para Toxoplasma
gondii..........................................................................................................................28
CAPÍTULO I
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR SUPERVISIONADO:
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE LONDRINA (UEL).
ÁREA DE CONCENTRAÇÃO: LABORÁTORIO DE ZOONOSES E
SAÚDE PÚBLICA
12
O estágio curricular que é obrigatório para a formação de Medicina Veterinária
nas Faculdades Integradas de Ourinhos, foi realizado na UEL (Universidade
Estadual de Londrina), na área de zoonoses e saúde pública por uma duração de
456 horas pelo período de 01 de Fevereiro à 30 de Maio de 2018, sob a orientação
da Prof. Dra. Roberta Lemos Freire.Possuem dois laboratórios de zoonoses e saúde
pública, que se encontra na parte interna do Hospital Veterinário da UEL
(Universidade Estadual de Londrina), feito de alvenaria e com água potável, nesses
laboratórios possuem alguns equipamentos para o auxílio de diagnósticos, como:
-agitador
-balança
-banho maria
-autoclave
-centrífuga
-estufa
-freezer
-incubadora orbital
-lavadoras de pipeta
-medidor de ph
- mesa agitadora
-microscópio
-refrigerador
-seladora eletrônica
A rotina do laboratório conta com a realização de diagnóstico de
leishimaniose e toxoplasmose, solicitados pelos residentes da clínica médica e da
clínica cirúrgica de pequenos animais. São encaminhados para esse laboratório
amostras de outras propriedades e também suspeitas de surtos em algumas
cidades. O horário de funcionamento dos laboratórios são das 08:00 às 18:00,
sendo que finais de semanas e feriados não tem atendimento nesse laboratório.
Foram realizadas as seguintes atividades durante o período de estágio:
13
-Diagnóstico por imunofluorescência indireta (RIFI) para Toxoplasma gondii,
Leishmania braziliensis e Leishmania amazonensis
-Teste de triagem (DPP) para Leishmaniose visceral
-Diagnóstico de Cryptosporidium por Ziehl Neelsen
-Inoculação intraperitoneal com taquizoítos de Toxoplasma gondii em camundongos
-Diagnóstico de Toxoplasma gondii nas amostras do meu trabalho de conclusão do
curso
-Recebimento de amostra para obtenção de soro
Tabela 1. Resultados de exames para toxoplasmose realizados durante o
período do estágio curricular obrigatório.
Título RIFI IgG Toxoplasma gondii
Cães (%) Gatos (%)
<16 41 (73,2%) 7 (87,5%)
16 2 (3,57%) 1 (12,5%)
64 7 (12,5%) 0 (0,0%)
256 3 (5,35%) 0 (0,0%)
1024 0 (0,0%) 0 (0,0%)
4096 3 (5,35%) 0 (0,0%)
Tabela 2. Resultados de exames para leishimaniose realizados durante o
período do estágio curricular obrigatório.
Título RIFI IgGLeishmania spp.
Cães (%) Gatos (%)
<20 54 (96,42%) 7 (77,77%)
20 0 (0,0%) 0 (0,0 %)
40 2 (3,57%) 2 (22,22%)
60 0 (0,0%) 0 (0,0%)
80 2 (3,57%) 0 (0,0%)
14
Ainda na área de zoonoses, o laboratório de Helmintologia, funciona das
08:00 às 18:00. No laboratório de Helmintologia, possuem os seguintes
equipamentos:
-agitador de plaquetas
-balança
-cuba de eletroforese
-estufa bacteriológica
-frezzer
-lavadora
-minicentrífuga
-refrigerador
E por fim o laboratório de protozoologia, que se encontra mais afastado que
os outros laboratórios, com funcionamento das 08:00 às 18:00, onde é voltado mais
para as pesquisas e assim atendem mais a pós-graduação. E possui os seguintes
equipamentos:
-agitador
-aparelho para osmose reversa
-aquecedor
-autoclave
-balança
-bomba a vácuo
-capela para exaustão de gases
-centrífuga
-cuba eletroforese
15
-destilador de água
-espectrofomêtro
-estabilizador
-estufa
-freezer
-incubadora
-microcentrífuga
-microscópio
-refrigerador
-termociclador
-transiluminador
16
CAPÍTULO II
TRABALHO DE CONCLUSÃO DE CURSO
OCORRÊNCIA DE ANTICORPOTOXOPLASMA-GONDII EM CÃES DE
OURINHOS – SP
17
1 INTRODUÇÃO
A toxoplasmose é uma doença causada peloToxoplasma gondii um
protozoário coccídio intracelular obrigatório, que infecta uma ampla gama de
hospedeiros (NICOLLE; MANCEAUX, 1909;FRENKEL; DUBEY, 1972) (DUBLEY,
1977; LEVINE, 1980). Esse agente é encontrado por todo o mundo, parasitando em
cães e os animais homeotérmicos, é uma importante zoonose e pode ser adquirida
através da ingestão de oocistos infectantes, encontrados nas fezes dos felídeos
domésticos ou selvagens, ou por meio da ingestão acidental de carne crua ou mal
cozida com presença dos oocistos. Uma doença de alta importância para a saúde
pública(SILVA et al., 2007; PRADO et al., 2011; SARTORI et al., 2011).
Os cães possuem uma importância na cadeia epidemiológica da
toxoplasmose, pois possuem contato direto com humanos e outros animais
domésticos têm o hábito de comer ou rolar em fezes de gato, conhecido como
xenosmofilia, o que por sua vez permite carregar oocistos na pele e assim transmiti-
los para o homem. Cães também podem ser vetores mecânicos, ao ingerir oocistos
e eliminá-los de forma infectante no meio ambiente através das fezes (BRESCIANI
et al., 2007; SILVA et al., 2007; PRADO et al., 2011). A infecção causada por T.
gondii apresenta grande importância na medicina humana e veterinária, por causar
aborto e alterações congênitas em espécies consideradas hospedeiros
intermediários, incluindo o homem(TENTER; HECKEROTH; WEISS, 2000).
Os neonatos acometidos por T. gondii congêneticamente podem apresentar
problemas neurológicos, como: hidrocefalia, microcefalia, retardo mental e lesões
oftálmicas com graus diferentes de comprometimento, podendo levar a morte após o
nascimento, (GROËR et al., 2011; PORTO; DUARTE, 2012; FAUCHER et al., 2012;
FERNANDES et al., 2012; LOPES-MORI et al., 2013). A toxoplasmose em humanos
pode ser encontrada em cerca de 1/3 da população mundial infectada. (DUBEY;
BEATTIE, 1988, TENTER et al 2000).
Na doença toxoplasmose, existem três formas evolutivas, que são: oocistos
encontrados nas fezes dos hospedeiros definitivos que são liberados em certos
períodos; os taquizoítos que estão presentes nos fluídos orgânicos na fase aguda da
doença; e bradizoítos que ficam no interior dos cistos, que são encontrados no
sistema nervoso e músculos quando se encontra na fase crônica da doença
(LAPPIN, 2004; GADEMARTORI, 2007).
18
Portanto o estudo epidemiológico da doença se faz necessário, pois é
considerada uma grave zoonose, podendo ser congênita e afetar as mulheres
gestantes, transmitindo a doença para o feto, ocasionando em casos mais graves a
morte. Apesar de não haver nenhum caso confirmado de transmissão da toxoplasma
pelos canídeos, essa espécie está susceptível a doença apresentando
soroconversão, tratando-se de uma das espécies com maior contato com seres
humanos de diferentes faixas etárias, os cães se tornam um grupo de risco de
grande importância clinica que deve receber constante observação e analises
adequadas.
2 REVISÃO DE LITERATURA 2.1 Histórico e Taxonomia.
Toxoplasma gondii é um protozoário parasita intracelular no ano de 1908 por
Nicolle e Manceaux na África e por Splendore no Brasil, a espécie foi designada
devido ao nome do roedor Ctenodactylus gondii no qual o parasita foi isolado e o
nome do gênero foi derivado da palavra Grega toxon (REY, 2008).
Toxoplasmose clínica foi relatada primeiramente em um cão em Turim, Itália
por Cavalcante et al, (2008), no Brasil foi relatada pela primeira vez por Carini et al.,
(1911), que observou uma infecção aguda fatal em um cão jovem.
2.2 Ciclo Biológico.
Os felídeos, que são os hospedeiros definitivos, ingerem tecidos
contaminados com cistos contendo bradizoítos e que estão presentes nos
hospedeiros intermediários (Figura1), depois que ocorre a infecção, o envoltório do
cisto é degradado no estômago do felídeo e no epitélio intestinal os bradizoítos que
foram liberados dos cistos iniciam um novo ciclo, chamado de esquizogônico e
gametogônico que ocorre no intestino delgado, onde começam a produção de
oocistos por volta de três a dez dias. Esses oocistos são eliminados durante uma a
duas semanas, ao decorrer do ciclo na mucosa intestinal, podem ocorrer invasão
desses organismos para órgãos extra-intestinais, onde desenvolve os taquizoítos e
bradizoítos (URQUHART et al., 1996).
19
O parasita possui três formas evolutivas: Oocistos (contendo os esporozoítos)
que estão presentes nas fezes dos hospedeiros definitivos, liberados apenas em
alguns períodos, taquizoítosque se encontram em diferentes células e fluídos
orgânicos na fase aguda da doença e bradizoítos envoltos por um cisto que ficam no
interior dos diferentes tecidos como: sistema nervoso e músculos na forma crônica
da doença (LAPPIN, 2004; GADEMARTORI, 2007).
Os cistos são a forma de disseminação e de resistência paraos animais
domésticos e animais selvagens, são resistentes ao meio ambiente, com formato
esférico, tem sua produção através das células intestinais dos felídeos que não são
imunes, sendo oocistos eliminados junto com as fezes.
São produzidos através de um processo conhecido como gametogonia, que
ocorre somente nos felídeos, pelo ciclo enteroepitelial, os oocistos após se tornarem
infectantes no meio ambiente atingem uma dimensão de 10X12 µme possuem dois
esporocistos (6X8 µm) com quatro esporozoítos (2X8 µm) (SILVA, SILVA, 2016).
Figura 1. Ciclo biológico de Toxoplasma gondii. Fonte: (DUBEY, 2010) com
adaptações.
Taquizoítos também pode ser conhecido como trofozoíto ou endodiozoíto,
que está presente na fase aguda da infecção e essa é a forma livre do parasita, que
se multiplica rapidamente por endodiogenia dentro de um vacúolo citoplasmático,
podendo ser em qualquer célula nucleada tais como, células nervosas, musculares,
20
pulmonares, hepáticas, submucosas, sistema fagocitário mononuclear. Possui
formato de meia lua e mede aproximadamente 2X6,um sendo pouco estável aos
fatores externos e não resistente ao suco gástrico. Fora dos hospedeiros, podem
sobreviver por aproximadamente três dias em fluídos corpóreos e no sangue a 4ºC
por aproximadamente cinqüenta dias (SILVA,SILVA,2016).
Figura 2. Oocisto de Toxoplasma gondii. C = oocisto não esporulado. D = oocisto esporulado. Fonte: Soares (2005).
Os bradizoítos são conhecidos também como merozoítos ou cistozoítos, que
estão presentes na fase crônica da infecção permanecendo dentro de um vacúolo
parasitóforo da célula, onde é formado uma cápsula do cisto tecidual. Esses cistos
são encontrados no sistema nervoso, musculoesquelético, cardíaco e globo ocular, e
se multiplicam de uma forma lenta conhecida como endodiogenia no interior do
cisto. A membrana do cisto é composta por uma camada de glicoproteína que isola
o estágio parasitário dos mecanismos imunológicos dos hospedeiros, onde ele fica
resistente por meses, anos e provavelmente a vida todo do hospedeiro (SILVA,
SILVA, 2016).
21
Figura 3. Taquizoítas de Toxoplasma gondii. A. Extracelular; B. Intracelular
(cultura); C. Intracelular (M.E.). Fonte: Soares (2005).
Os felídeos começam a liberar os oocistos não esporulados nas fezes entre
três à dez dias após a infecção, que ocorrerá logo após a ingestão de cistos que
contenham os bradizioítos.
Quando ingerido os oocistos, a eliminação ocorre aproximadamente após
dezoito dias e se ocorrer à ingestão de taquizoítos, a eliminação ocorrerá após treze
dias (DUBEY,1998). Os oocistos se tornarão infectantes após a esporulação no
meio ambiente, em aproximadamente um a cinco dias, que dependerá das
condições ambientais, como: umidade, aeração e temperatura (DUBEY et al. 1970,
LINDSAY et al. 1997).
Oocistos são resistentes a ácidos, álcool, detergentes, temperaturas baixas
(DUBEY 1998b). E são sensíveis aos derivados de amônia, desidratação e
temperaturas à cima de 55ºC (DUBEY et al. 1970). Os esporozoítos sobrevivem
dentro dos cistos no meio ambiente por meses (DUBEY et al. 2009).
O ciclo extra intestinal pode acontecer em qualquer hospedeiro vertebrado,
onde formará em sua fase final os cistos teciduais (FRENKEL, 1970). E é somente
os gatos que completam o ciclo entero-epitelial ocorrendo a eliminação dos oocistos
no meio ambiente (ETTINGER & FELDMAN, 1997).
22
Figura 4. Bradizoítos de Toxoplasma gondii. A e B- Cistos teciduais (cérebro de
camundongos); C – Cisto com 6 bradozoítos (cultura de células). Fonte: Soares
(2005).
Na maioria dos casos, os animais infectados sobrevivem e tem produção de
anticorpos, que controlam a invasão dos taquizoítos que resultam na formação de
cisto com milhares de organismos, que por sua lenta multiplicação são denominados
bradizoítos. Os cistos com os bradizoítos é a forma latente, que essa multiplicação
fica sob controle, por causa da imunidade adquirida pelo hospedeiro.
Quando essa imunidade cai, o cisto se rompe e libera os bradizoítos que se
tornarão ativos e assim recuperam as suas características invasivas dos taquizoítos
(URQUHART; et al., 1996), os gatos podem ser hospedeiros intermediários também,
pois podem abrigar o estágio extra-intestinal no ciclo assexuado (MILLER;
FRENKEL, DUBEY, 1972, DUBEY; MATTIX; LIPSCOMB, 1996; URQUHART et al.,
1998, DUBEY et al., 2002, FRENKEL; BERMUDEZ, 2006), igual outros mamíferos,
homem e aves (GADEMARTORI, 2007).
Os hospedeiros intermediários não transmitem a doença, pois não eliminam
oocistos pelas fezes, a transmissão pelos hospedeiros intermediários só ocorre
quando ocorre a ingestão da carne ou vísceras desses animais, porque eles
possuem os cistos teciduais (MONTEIRO, 2010).
23
2.3 EPIDEMIOLOGIA:
Sob o ponto de vista epidemiológico, a toxoplasmose é considerada uma
infecção de elevada distribuição, pois existe em todo o planeta e seu índice de soro
positividade varia de 23 a 83%, dependendo de fatores climáticos, socioeconômicos
e culturais (NEVES, 2003).
Segundo os autores Canón-Franco et al. (2004), na cidade de Monte Negro,
Europa cerca de 76,4% dos cães possuem anticorpos conta T.gondii, nos animais
com idade superior a 2 anos, o percentual vai para 85,5% e com os de idade inferior
de 24 meses a ocorrência é de 50%, mostrando uma maior exposição pós-natal
nesse município. Ainda nesse estudo foi observado uma maior porcentagem de
casos em cães com acesso à rua (84,9%) do que cães sem acesso à rua (58,8%), é
relevante salientar que o fator ambiental pode ser determinante, uma vez que o local
utilizado pelo animal esteja em condições de limpeza precária promoverá
consideravelmente a propensão da doença.
2.4 SINAIS CLÍNICOS.
Felídeos
Os gatos raramente apresentarem sinais clínicos da doença. Como a
replicação ocorre no intestino, os mais jovens podem apresentar diarréia leve, mas
quando apresentam os sinais clínicos é porque estão associados às formações de
cistos nos tecidos, principalmente no fígado, pulmões, linfonodos, sistema nervoso
central e olhos, a doença se torna grave nos animais recém nascidos, que acabam
morrendo rapidamente por uma infecção generalizada e nos idosos apresenta uma
doença crônica (GASKELL e DENNETT, 2001).
Cães
Os sinais clínicos vão aparecer após uma infecção secundária ou
imunossupressão, geralmente apresentam em animais com co-infecção com
cinomose, principalmente em cães que estão apresentando sinais neurológicos
(McCANDLISH, 2001). Quando os filhotes são acometidos por uma infecção
generalizada ou estão imunossuprimidos, eles podem vir a óbito em uma semana.
24
Podem apresentar: febre, linfoadenopatia, vômito e diarréia, tosse,
desconforto respiratório, dor abdominal, icterícia, problemas cardíacos, uveíte e
sinais neurológicos (inclinação da cabeça, nistagmo, ataxia e convulsões)
(McCANDLISH, 2001).Na doença crônica caracterizam-se sinais neuromusculares,
miosite que pode causar definhamento e parecia (McCANDLISH, 2001).
2.5 DIAGNÓSTICO
A sorologia é o método mais simples e economicamente viável, sendo a RIFI
o método mais utilizado, existe uma eficácia com os métodos comparativos de
aglutinação modificado, hemaglutinação e ELISA para detectar anticorpos de T.
gondii em amostras de cães, que podem ser utilizados na investigação
epidemiológica da doença (ZHANG et al.,2001).
O teste de imunofluorescência indireta (RIFI), considerado padrão ouro e é o
mais recomendando para diagnóstico da toxoplasmose, porque apresenta uma boa
especificidade e sensibilidade, tendo uma vantagem de usar os parasitos
preservados, fixados nas lâminas de microscopia, o que permite praticidade e
segurança. Recomendado para imunodiagnóstico da toxoplasmose, como apenas
um único teste ou com combinação com outros testes sorológicos (Kellen et al.
1962, Silva et al. 1997).
2.6 TRATAMENTO:
Foram verificados por meio de testes analisados in vitroque as sulfonamidas,
inibidores do dihidrofosfato redutase e timodilato sintetase; antibióticos ionóforos,
macrolídeos, tetraciclinas e lisonaminas, agem sobre os taquizoítos, já as drogas
como metronidazol, paramonicina e roxarsona não exercem nenhuma atividade ou
quase nenhuma sobre a forma de multiplicação rápida do parasita(GIRALDI, 2001).
O medicamento cloridato de clindamicina, quando utilizado na dosagem de 3
a 20mg/kg e na posologia 12,5 a 25mg/kg, VO, a cada doze horas por um período
de uma aduas semanas retarda o tempo de eliminação do oocisto pelo hospedeiro
definitivo. Com o uso desse medicamento, os sinais clínicos não sãodetectados à
partir do segundo ao quarto dia de uso (GREENE, 1990; LAPPIN, 2004), quando o
tratamento é feito com pirimetamina é melhor associar o ácido folínico (0,5 a 5
mg/dia), para evitar as complicações hematológicas. Para evitarseqüelas oculares
25
secundários a inflamação, é recomendado associar os corticoides (tópicos, orais ou
parenterais), a doença pode ter recorrência nos casos que são utilizados os
medicamentos por menos de quatro semanas e quando o caso é de
imunodeficiência o prognóstico é ruim (GREENE, 1990).
Para os cães o tratamento é por antibióticos, como clindamicina, associados
com sulfas, trimetropim, azitromicina, espiramicina, enrofloxacina (GREENE et al.
1985, HACKER et al. 1998, BIRCHARD & SHERDING1973, TARLOW et al. 2005,
DUBEY et al. 2009, PETERSON&KUTZLER 2011, BARBOSA et al. 2012,
HOFFMANN et al. 2012, HARTMANN et al. 2013).Os mais utilizados são as
clindamicinas e sulfonamidas com ou sem associação do trimetropim.
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Colheitas das Amostras.
Foram coletadas 602 amostras de sangue dos cães, em diferentes postos da
cidade de Ourinhos (tabela 3), a coleta foi realizada através da punção da veia
cefálica utilizando uma seringa de 5 ml com uma agulha 25X7, foram selecionados
animais que participaram da campanha de vacinação do município de Ourinhos, e
incluídos no estudo por adesão voluntária. Para a obtenção do soro foi realizado a
centrifugação em laboratório de 5000g por 10 minutos, e armazenado em
microtubos à -20o C até a realização dos examessorológicos.
26
Tabela 1. Locais das coletadas realizadas em Ourinhos.
CÓDIGO POSTO DE COLETA
A Ass. Moradores Pacheco Chaves B PSF – Vila Odilon C Supermercado São Judas Tadeu – Vila Musa D Escola Jornalista Miguel Farah – Jardim Ouro Verde E Escola Profª Maria do Carmo Arruda da Silva – Jardim Matilde F Escola Pedagogo Paulo Freire – Jardim São Carlos G Escola Estadual Josepha Cubas da Silva – Parque Minas Gerais H Associação dos Moradores – Jardim Eldorado I Associação de Bairros – Vila Boa Esperança J Escola Nilse de Freitas – Vila Brasil K Escola Profª Amélia Maron – CDHU L Quadra da Associação de Bairros – COHAB M Escola Profª Jandira Lacerda Zanoni – Jardim Itamaraty N Vila dos Ingleses Casa da Cultura – Centro O Associação dos Moradores – Vila São Luís P Associação dos Moradores – Jardim Santos Dumont Q PSF – Jardim das Paineiras R Campo de Futebol – Vila Soares S C.S.U. – Vila Barra Funda T Praça Santo Expedito – Vila Margarida U Casa da Agricultura – Rodovia Transbrasiliana V Conjunto Habitacional Ourinhos – Helena Bras Vendramini W Associação de Moradores – Itajubi X CÉU Y Associação dos Moradores – Jardim Guaporé
3.2 EXAMES SOROLÓGICOS
Para a pesquisa de anticorpos anti – T.gondii foi realizada a técnica de
imunofluorescência indireta (RIFI), conforme metodologia descrita previamente
(Camargo, 1973). As amostras de soro dos cães, foram inicialmente triadas por na
diluição de 1:64 e os animais positivos nessa diluição, foram submetidos a titulação
no qual foi diluído até 1:4096.
Para realizar a triagem é necessário que as amostras e as lâminas
sensibilizadas descongelem em temperatura ambiente, portanto foram pipetados
150µl da solução tampão de PBS em casa pocinho da placa, utilizando dois
pocinhos para cada uma das amostras, onde a diluição ficaria até 64, após isso
pipetamos 10µl de cada amostra de soro apenas no primeiro pocinho onde terá uma
diluição de 16 e depois foi homogenizado e pipetado 50µl para o segundo pocinho.
27
Para realizar o TP e TN, foi utilizada a pipeta de 150µl da solução tampão de
PBS e 10µl de soro das amostras positiva e negativa e homogenizar, após as
diluições e homogeneização serem realizadas, é depositado 10µl da maior diluição
para a menor diluição em cada pocinho na lâmina, incluindo o TP e o TN, as lâminas
são levadas para a estufa onde ficam por 30 minutos à 37oC. Após os 30 minutos as
lâminas são lavadas com a solução tampão PBS, por 3X, sendo que cada vez fica
por 10 minutos.
Enquanto as lâminas secam ao ar livre, é feita a preparação do conjugado
que em um vidro é pipetado 890µl de solução tampão PBS, 9µl do azul de Evans e
1µ do conjugado para cães, pipetar 10µl em cada pocinho rapidamente, porque o
conjugado é fotossensível e novamente levar a estufa por 30 minutos à 37oC, lavar
as lâminas com a solução tampão PBS por 3X, sendo cada vez 10 minutos, deixar
secar ao ar livre, pingar glicerina, por uma lamínula por cima e por fim levar ao
microscópio de imunofluorescência indieta, onde a lâmina é lida com o aumento de
40X.
3.3 TITULAÇÃO
Foram realizadas nas amostras que durante a triagem deram positivo para a
diluição de 1:64, então pipetamos 150µl da solução tampão PBS em cada pocinho,
para cada amostra de soro utilizamos 5 pocinhos, somente no primeiro pocinho é
pipetado 10µl da amostra de soro e então realizar a homogeneização. Após
homogenizar, é pipetado 50µl em cada pocinho, e transfere de um para o outro,
onde ocorre a diluição chegando até 4096. Em outros dois pocinhos, o TP e o TN,
150µl da solução tampão PBS, 10µl da amostra de soro positiva, negativa e
homogenizar.
Pipetando sempre da menor diluição para a maior diluição, 10µl de cada
diluição nos pocinhos. Levando à estufa por 30 minutos à 37oC, lavar as lâminas
com a solução tampão PBS por 3X, durante 10 minutos cada vez e deixar secar ao
ar livre. Levar para a estufa novamente por 30 minutos à 37oC, lavar a lâmina com a
solução tampão por 3X, durante 10 minutos cada vez e deixar secar ao ar livre.
Quando a lâmina já estiver seca, então adicionar a glicerina e por cima é colocado
uma lâmina e levado ao microscópio de imunofluorescência indireta para a leitura.
28
3.4 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Para avaliar a associação entre a soropositividade com as variáveis sexo
(macho ou fêmea), raça (com raça definida ou sem raça definida) e idade (até 1 ano,
1-5 anos, >5 anos, não informda) foi utilizado o teste de qui-quadrado e odds ratio
(OR), com intervalo de confiança de 95%. P-valor ≤ 0,05 foram considerados
significativos. Toda análise estatística foi realizada utilizando o programa Epi Info
versão 7.
4 RESULTADOS
De 602 amostras colhidas dos cães, 143 (23,75%) amostras apresentaram
anticorpos contra T. gondii, enquanto 459 (76,25%) amostras se apresentaram
negativas (Tabela 2).
Tabela 2. Referente aos resultados de anticorpos anti-Toxoplasma gondii
nos cães da cidade de Ourinhos-SP.
Título RIFI IgG Toxoplasma gondii
N° de cães (%)
<16 16
459 (76,25)
63 (10,46)
64 47 (7,81)
256 15 (2,49)
1024 7 (1,16)
4096 11 (1,83)
Os resultados de acordo com o sexo, raça e idade, não foram estaticamente
significativos (Tabela 3), com relação ao Toxoplasma gondii.
29
Tabela 3 . Resultados em relação ao sexo, raça e idade para Toxoplasma gondii.
VÁRIÁVEL RIFI (+) RIFI(-) TOTAL OR IC P-
VALOR
SEXO
MACHO76 (26,57%) 210 (73,43%) 286 1,34 0,92-1,95 0,12
FÊMEA 67 (21,21%) 249 (78,79%) 316
RAÇA
CRD40 (20,94%) 151 (79,06%) 191 0,79 0,52-1,19 0,26
SRD 103 (25,06%) 308 (74,94%) 411
IDADE
ATÉ 1 ANO 10 (21,74%) 36 (78,26%) 46 0.51
1-5 ANOS 64 (21,55%) 233 (78,45%) 297
> 5 ANOS 64 (27%) 173 (73%) 237
NÃO INFORMADA 5 (22,72%) 7 (77,23%) 22
5 DISCUSSÃO
Foi observado que 23,75% dos cães apresentaram sorologia positiva para T.
gondii, segundo relata Freire et al. (1992), nas 254 imunofluorescência indireta nos
cães com sinais clínicos suspeitos de toxoplasmose que foram atendidos na UEL
(Universidade Estadual de Londrina) e observaram 75,98% das amostras positivas.
Essas diferenças podem ser devido ao fator climático, quantidade de amostras,
região, sanidade, armazenamento de amostras, fator sócio econômico e por fator
quantitativo da imunofluorescência indireta.
Através de técnicas sorológicas, os autores Canón-Franci et al. (2004) e
Bresciani et al. (2007), conseguiram comprovar que cães errantes, em ambiente de
grama e terra, respectivamente, estão mais susceptíveis a infecção por T. gondii.
No Hospital Veterinário da Universidade Federal de Piauí, ainda não havia
ocorrência da enfermidade por T. gondii, mas foi realizado uma investigação
sorológica por RIFI em 53 cães efoi observado 18% das amostras positivas (LOPES
et al., 2011).Os animais que possuem acesso à rua foi comprovado que possuem
maiores chances de ser serem soropositivos para T. gondii em até 4,91 vezes, o que
30
justifica por terem um maior contato com fontes de infecção e com as vias de
transmissão (CANÓN-FRANCO et al., 2004; MOURA et al.,2009).
Aprevalência de anticorpos para T. gondii é variável no Brasil, ficando entre
3,10% (CHAPLIN, et al., 1984) ate 91,0% (GERMANO et al., 1985), tais variações na
prevalência ocorre provavelmente devido à fatores geo-climáticos, epidemiológicos,
quantidade de cães infectados na área estudada, idade dos animais e o cuidado que
os proprietários tem com os animais, aspectos culturais e sanidade (LANGONI et al.,
2006).
No Brasil, estudos demonstram uma soroprevalência entre 17,30% a 94,00%,
sendo considerada alta, preferencialmente nos cães mais idosos, que são
habituados a comer carne crua ou mal cozida no meio rural (BRITO et al., 2002),
embora não foi observado nenhum valor estatístico significativo para os cães em
relação à idade, os cães têm uma alta porcentagem de receptividade para essa
zoonose, muito provável por terem hábitos carnívoros, onde acaba sendo facilitado a
ingestão de tecidos contaminados (GERMANO et al., 1985).
Os cães possuem um hábito de rolarem e ingerirem fezes felinas, onde estão
presentes os oocistos T. gondii, o que facilita a contaminação doméstica e assim
expondo os proprietários à toxoplasmose (LINDSAY et al., 1997; LANGONI et al.,
2006). O presente estudo apresentou um número total de 602 amostras, sendo que
143 (23,75%) apresentaram-se positivas e 459 (76,25%) apresentaram-se
negativas, através do método de RIFI, sendo utilizado o ponto de corte de 16. Já nas
cidades de Mato Grosso e Rondônia, alguns estudos apontaram que 35% (GROSZ,
et al., 2002) e 76,4% (CANON-FRANCO et al., 2004), respectivamente, os cães se
apresentaram reagentes para o T. gondiiatravés do método de RIFI (
Imunofluosrescência Indireta). Em ambos os trabalhos, foi utilizado uma diluição
com ponte de corte de 1:16. Na cidade de Paraíba, através do mesmo método de
diagnóstico e também o mesmo ponto de corte, foi considerado positivo 45,1% dos
cães (AZEVEDO et al.,2005).Não foi observada diferença estatística entre a
ocorrência de anticorpos anti-T. gondii em cães de raça ou sem raça definida (SRD),
entretanto segundo Langoni et al. (2006) foi verificado uma maior ocorrência de
positivos em cães SRD. Já de acordo Bresciani et al. (2007) e Romanelli et al
(2007), eles não encontraram nenhuma grande diferença nos cães que foram
considerados positivos, levando em conta o padrão racial.
31
No referente estudo, não foram coletados os dados em relação ao modo de
alimentação dos animais coletados, mas segundo Germano et al. (1985), o tipo de
dieta influência na infecção dos animais, pois os animais que são mais acometidos
recebem uma alimentação caseira ou mista, que é uma das principais formas de
infecção por (cistos) para os cães, o que poderia ter apresentado uma maior
prevalência, entretanto Canon-Franco et al (2004) e Salb et al (2008) não
encontraram nenhuma relação com a dieta e a soroprevalência canina para T.
gondii.
32
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS
De acordo com as informações contidas neste trabalho fica claro que23,75%
dos cães da cidade de Ourinhos se infectaram em alguma fase da vida,
desenvolvendo anticorpos anti-T. gondii detectáveis da técnica de RIFI, todas as
informações e coletas de amostra sanguínea foram realizadas respeitando as
normas clínicas necessária para sua realização. Durante o desenvolvimento do
trabalho não foi observado diferença estatística significativa entre a ocorrência de
anticorpos em relação à idade, sexo e raça dos animais, no entanto ficou claro por
meio das pesquisas bibliográficas realizadas que de fato os felinos são os principais
portadores doToxoplasma gondii, no entanto os cães não apresentam-se como
maior grupo risco tanto para outros animais bem como os seres humanos em
especial mulheres em fase de gestação, pois uma vez que contrai a doençaeste
organismo ataca diretamente o feto, em casos mais críticos provocando a morte do
mesmo.
De fato o numero de animais domésticos está cada vez maior tornando mais
fácil a transmissão da doença em si, o cão possui características especificas de sua
própria natureza como rolar em fezes e maior contato físico com humano e outros
animais tornando esta raça uma das mais fáceis de contrair e transmitir Toxoplasma
gonddi, por meio dos estudos também ficou claro que muitos animais de rua
apresentam maior propensão à doença em si, pois o ambiente e as condições
alimentares favorecem de forma considerável sua transmissão.
Os animais domésticos ainda que possuam maiores cuidados não estão fora
de perigo uma vez que muitos de seus donos acabam levando para passear e
frequentar locais públicos, é necessário que haja certos cuidados por parte de seus
responsáveis não deixando seu cão comer carne do chão ou cru, evitar que eles
rolem em fezes e acima de tudo recolher as fezes de seu próprio animal, eliminando
assim o risco de que o mesmo contamine os demais que utilizarem o mesmo local.
Todo animal infectado deve receber atendimento adequado e medicação
especifica para que não haja maiores danos, os profissionais da área devem estar
atentos aos sinais clínicos por meio dos exames sanguíneos e físicos onde o próprio
animal demonstra desconforto, buscando assim não apenas diagnosticar com
precisão, mas também promover um tratamento eficaz pensando sempre no bem
estar clinico no animal.
33
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AMENDOEIRA, M.R.R.; COSTA, T.; SPALDING, S.M. Toxoplasma gondii Nicolle e Manceaux, 1909 (Apicomplexa: Sarcocystidae) e a Toxoplasmose. Revista Souza Marques, Rio de Janeiro, v. 1, n. 1, p.12-29, 1999.
AZEVEDO, S. S. et al. Seroepidemiology of Toxoplasma gondii and Neosporacaninum in dogs from the state of Paraíba, Northeast region of Brazil. Research in Veterinary Science, v. 79, n. 1, p. 51-56, 2005.
BACCARIN, F. S.; OLIVEIRA, T. B. Prevalência de toxoplasmose em pacientes atendidos no laboratório Osvaldo Cruz em Santo Ângelo, RS. 2007. Disponível em: <http://www.newslab.com.br/newslab/ed_anteriores.pdf>. Acesso em: 10 mar. 2016.
BARBOSA BF, GOMES AO, FERRO EAV, NAPOLITANO DR, MINEO JR, SILVA NM. Enrofloxacin is able to control Toxoplasma gondii infection in both in vitro and in vivo experimental models.Veterinary Parasitology, 187, 1, 44-52, 2012.
BIRCHARD SJ. SHERDING RG. Clínica de Pequenos Animais (Manual Saunders), Editora Roca, São Paulo 2003. 1793.
BRESCIANI, K. D. S. et al. Ocorrência de anticorpos contra Neospora caninum e Toxoplasma gondii e estudo de fatores de risco em cães de Araçatuba-SP. Ars Veterinaria, v. 23, n. 1, p. 40-46, 2007.
BRITO, A. F.; SOUZA, L. C.; SILVA, A. V.; LANGONI, H. Epidemiological and serological aspects in canine toxoplasmosis in animals with nervous symptoms.Memórias Instituo Oswaldo Cruz, v.97, p. 1-5, 2002.
CAMARGO, M. E. Toxoplasmose. In: FERREIRA, A. W.; DE ÁVILO, S. L. M. Diagnóstico Laboratorial. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1996. p. 165-174.
CAÑÓN-FRANCO, W. A.; BERGAMASCHI, D. P.; LABRUNA, M. B.; CAMARGO, L. M.; SILVA, J. C.; PINTER, A.; GENNARI, S. M. Ocurrence of antiToxoplasma gondii antibodies in dogs in the urban area of Monte Negro, Rondônia, Brazil.Veterinary Research Communications, Amsterdam, v.28, n.2, p.113-118, 2004.
CARINI A. 1911.A infection spontanée du pigeon et du chien due au toxoplasma cuniculi. Bulletin de la Société de PathologieExotique. 4: 518-519. CAVALCANTE A.C.R., CARNEIRO M., GOUVEIA A.M.G., PINHEIRO R.R. & VITOR R.W.A. 2008.Risk factors for infection by Toxoplasma gondii in herds of goats in Ceará, Brazil. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 60: 36-41. CHAPLIN, E. L. et al. Cadeia epidemiológica da toxoplasmose em Guaporé/RS, relacionando humanos e seus animais domésticos. Arq. Fac. Vet.UFRGS, v.12, p.25-34, 1984.
CROWE, S. AIDS e outras infecções virais do sistema imunológico. In: PARSLOW, T. G. et al. Imunologia médica. 10 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004. p. 553571.
34
DUBEY JP., MILLER N.L., FRENKEL J.K. Characterization of the new fecal form of Toxoplasma gondii. Journal of Parasitology p.447-456 1970.
DUBEY, J.P., BEATTIE, C.P., Toxoplasmosis of Animals and Man. CRC Press, Boca Raton, 220 pp. 1988.
DUBEY, J. P.; MATTIX, M. E.; LIPSCOMB, T. P. Lesions of neonatally induced toxoplasmosis in cats. Veterinary Pathology, New York, v. 33, n. 3, p. 290-295, 1996.
DUBEY, J.P., ROLLOR, E.A., SMITH, K., KWOK, O.C.H., THULLIEZ, P., 1997b. Low seroprevalence of Toxoplasma gondiiin feral pigs from a remote island. Lacking cats. J. Parasitol. 83, 839-841.
DUBEY JP. Toxoplasmagondii oocyst survival under defined temperatures. Journal of Parasitology, 84, 4, 862–865, 1998b.
DUBEY, J. P.; LINDSAY, D. S.; HILL, D.; ROMAND, S.; THULLIEZ, P.; KWOK, O. C.; SILVA, J. C.; OLIVEIRA-CAMARGO, M. C.; GENNARI, S. M. Prevalence of contrabodies to Neosporacaninum and Sarcocystisneurona in sera of domestic cats from Brazil. The Journal of Parasitology, Lawrence, v. 88, n. 6, p. 1251-1252, 2002.
DUBEY, J.P; JONES, J.L Toxoplasma gondii infection in humans and animals in the Unites States Internacional Journal for Parasitology v. 38, p. 1257-1278, 2008.
DUBEY JP., LINDSAY D.S., LAPPIN M.R. Toxoplasmosis and Other Intestinal Coccidial Infections in Cats and Dogs. Veterinary Clinics of North America: Small Animal Practice, 39, 6, 1009-1034, 2009.
DUBEY, J. P. Toxoplasmosis in pigs - The last 20 years. Veterinary Parasitology, v.164, p.89-103, 2009b.
DUBEY JP. Toxoplasmosis of Animals and Humans. 2a ed., Boca Raton: CRC Press. 2010, 313.
ETINGER, S. J.; FEELDMAN, E. C. Tratado De Medicina Interna Veterinária, 4ª ed. São Paulo: Manole, 1997.
FAUCHER, B.; GARCIA-MERIC, P.; FRANCK, J.; MINODIER, P.; FRANCOIS, P.; GONNET, S.; L´OLLIVIER, C.; PIARROUX, R. Long-term ocular outcome in congenital toxoplasmosis: A prospective cohort of treated children. The Journal of Infection, London, v. 64, n. 1, p. 104-109, 2012.
FERNANDES, M. A.; BATISTA, G. I.; CARLOS, J. C. S.; GOMES, I. M.; AZEVEDO, K. M. L.; SETUBAL, S.; OLIVEIRA, S. A.; VELARDE, L. G. C.; CARDOSO, C. A. A. Toxoplasma gondii antibody prole in HIV –1 infected and uninfected pregnant women and the impact on congenital toxoplasmosis diagnosis in Rio de Janeiro. The Brazilian Journal of Infectious Diseases, Salvador, v. 16, n. 1, p. 170-174, 2012.
FREIRE, R. L.; NAVARRO, I. T.; VIDOTTO, O.; TUDURY, E. A.; VIANNA, C. C. Prevalência de Anticorpos anti-Toxoplasma gondii em cães atendidos no
35
Hospital Veterinário da UEL-PR. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 13, n. 1, p. 66-69, 1992.
FRENKEL, J. K.; BERMUDEZ, J. E. V. Toxoplasmose. In: VERONESI, R.; FOCACCIA, R. Tratado de infectologia. São Paulo: Atheneu, 2006. p. 1634-1649.
FRENKEL, J. K.; DUBEY, J. P.; MILLER, N. L. Toxoplasma gondii in cats: fecal stages identied as coccidian oocysts. Science, New York, v. 6, n. 167, p. 893896, 1970.
FRENKEL, J. K.; DUBEY, J. P. Rodents as vectors for feline Coccidia, Isosporafelis and Isosporarivolta. The Journal of Infectious Disease, Oxford, v. 125, n. 1, p. 6972, 1972.
GADEMARTORI, B. G. Toxoplasmose: perl sorológico em gestantes atendidas em Postos de Saúde do município de Pelotas-RS. 2007. Dissertação (Mestrado em Parasitologia) – Programa de Pós-Graduação em Parasitologia, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.
GARCIA, J. L. et al. Soroepidemiologia da toxoplasmose e avaliação ocular pela Tela de Amsler, em pacientes da zona rural, atendidos na unidade de saúde do município de Jaguapitã, PR, Brasil. Rev. Soc. Bras. Med. Trop., v.32, n.6, 1999.
GASKELL, R. M.; BENNETT M. Doenças Infecciosas Felinas. In: DUNN J. K. Tratado de Medicina Interna de Pequenos Animais. São Paulo: Roca, 2001. p. 953-978.
GERMANO, P.M. L. Estudo sorológico da toxoplasmose canina, pela prova de imunofluorêscia indireta, na cidade de Campinas em 1981, Ver. Fac. Med. Vet. Zootec., São Paulo, v.22, p.53-58, 1985.
GERMANO, P. M. L.; ERBOLATO, E. B.; ISHIZUKA, M. M. Estudo sorológico da toxoplasmose canina, pela prova de imunofluorescência indireta, na cidade de Campinas, 1981. Revista da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia, v. 22, n. 1, p. 53-58, 1985.
GIRALDI, J. H. Estudo da neosporose e da toxoplasmose em cães portadores de distúrbios neurológicos. 2001. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) – Universidade Estadual de Londrina, Londrina.
GREENE, C.E., COOK, J.R., MAHAFFEY, E.A. Clindamycin for treatment of Toxoplasma polymyositis in a dog. Journal of the American Veterinary Medical Association, 187, 6, 631-634, 1985.
GREENE, C. E. Infectious diseases of the dog and cat. Philadelphia: W. B. Saunders, 1990. p.819-829.
GROËR, M. W.; YOLKEN, R. H.; XIAO, J. C.; BECKSTEAD, J. W.; FUCHS, D.; MOHAPATRA, S.; SEYFANG, A.; POSTOLACHE, T. T. Prenatal depression and anxiety in Toxoplasma gondii-positive women. Amercian Gynecological Society, New York, v. 204, n. 5, p. e1-7, 2011.
36
GRÖSZ, L. C. B. et al. Inquérito soroepidemiológico da toxoplasmose canina no perímetro urbano de Cuiabá, Estado do Mato Grosso. Revista Brasileira de Medicina Veterinária, v. 24, n. 3, p. 118-121, 2002.
HACKER M., RICHTER R., GÜMBEL H., RICHTER T., OHRLOFF C. Toxoplasmosis retinochorioiditis a therapy comparison between spiramycin and pyrimethamine/sulfadiazine. KlinischeMonatsblätterfürAugenheilkunde v. 212 n. 2 p. 84 1998.
HARTMANN K., ADDIE D., BELÁK S., BOUCRAUTBARALON C., EGBERINK H., FRYMUS T., HORZINEK MC., Toxoplasma gondii infection in cats ABCD guidelines on prevention and management. Journal of Feline Medicine and Surgery, 15, 7, 631-637, 2013.
HOFFMANN AR., CADIEU J., KIUPEL M., LIM A., BOLIN SR., MANSELL J. Cutaneous toxoplasmosis in two dogs. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 24, 3, 636- 640, 2012.
INNES, E. A. et al. Ovine toxoplasmosis. Parasitology, v.136, p.1887-1894, 2009. JAMRA, L. M. F.; MARTINS, M. C.; VIEIRA, M. P. L. Ação do sal de cozinha sobre o Toxoplasma gondii. Rev. Inst. Med. trop. S. Paulo, v.33, n.5, 1991.
KELEN AE., AYLLON-LEINDL L., LABZOFFSKY NA. Indirect fluorescent antibody method in serodiagnosis of toxoplasmosis.Canadian Journal of Microbiology, 8, 4, 545-554, 1962. LANGONI, H. Doenças ocupacionais em avicultura. In: ANDREATTI FILHO, R. L. Saúde aviária e doenças.São Paulo: Roca, 2006. p. 52-60.
LANGONI, H. et al. Serological profile of anti-Toxoplasma gondii antibodies in apparently healthy dogs of the city of Botucatu, São Paulo State, Brazil. Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases, v. 12, n. 1, p. 142-148, 2006.
LANGONI, H.; MODOLO, J. R.; PEZERICO, S.B. Serological profile of anti-Toxoplasma gongiiim apparently healthy dogs of the city of Botucatu, São Paulo State, Brazil. J. Venom. Anim. Toxins Incl. Trop. Dis., v.12, n.1, p.142-148, 2006.
LAPPIN, M. R. Segredo em medicina interna de felinos. Porto Alegre: Artmed, 2004.
LAPPIN, M. R. Doenças causadas por protozoários. In: ETTINGER, S. J.; FELDMAN, E. C. (Ed.). Tratado de medicina interna veterinária: doenças do cão e do gato. 5.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004. p.430-435.
LEVINE, N. D; et al. A newly revised classification of the protozoa. J Protozool., v. 27, p. 37-58, 1980.
LINDSAY DS., DUBEY JP., BUTLER JM., BLAGBURN BL. Mechanical transmission of Toxoplasma gondii oocysts by dogs. Veterinary Parasitology,73, (1-2), 27-33, 1997.
37
LOPES, M. G.; MENDONÇA, I. L.; FORTES, K. P.; AMAKU, M.; PENA, H. F. J.; GENNARI, S. M. Presence of antibodies against Toxoplasma gondii, Neosporacaninum and Leishmania infantum in dogs from Piauí.RevistaBrasileira de ParasitologiaVeterinária, Jaboticabal, v. 20, n. 2, p. 111-114, 2011.
LOPES-MORI, F. M. R.; MISUKA-BREGANÓ, R.; BITTENCOURT, L. H. F. B.; DIAS, R. C. F.; GONÇALVES, D. D.; CAPOBIANGO, J. D.; REICHE, E. M. V.; MORIMOTO, H. K.; FREIRE, R. L.; NAVARRO, I. T. Gestational toxoplasmosis in Paraná State: Brazil: prevalence of IgG antibodies and associated risk factors. The Brazilian Journal of Infectious Diseases, Salvador, v. 17, n. 4, p. 405-409, 2013.
McCANDLISH I. A. P. Infecções Específicas Caninas. In: DUNN J. K. Tratado de Medicina Interna de Pequenos Animais. São Paulo: Roca, p. 915-952, 2001.
McKERRELL, R. E. Miopatias Caninas e Felinas. In: DUNN J. K. Tratado de Medicina Interna de Pequenos Animais.São Paulo: Roca, p.690-713, 2001.
MILLER, N. L.; FRENKEL, J. K.; DUBEY, J. P. Oral infections with Toxoplasma cysts and oocystsinfelines, other mammals and birds. Journal of Parasitology, Lawrence, v. 58, n. 5, p. 928-937,1972.
MONTAÑO, P. Y. et al. Contato com gatos: um fator de risco para a toxoplasmose congênita? Clínica Veterinária, n. 86, p. 78-84, 2010.
MONTEIRO, S. G. Parasitologia na medicina veterinária. São Paulo: Roca, 2010.
MOURA, A.B. et al. Ocorrência de anticorpos e fatores de risco para infecção por Toxoplasma gondii em cães, nas cidades de Lages e Balneário Camboriú, Santa Catarina, Brasil. Revista Brasileira Parasitologia Veterinária, v.18, n.3, p.52-56, 2009. Disponível em: <http://www.cbpv.com.br/rbpv/ documentos/1832009/rbpv.01803009.pdf>. Acesso em: 10 dez. 2012.
MUNDAY, B.L., 1972. Serological evidence of Toxoplasma infection in isolated groups of sheep.Res. Vet. Sci. 13, 100-102.
NEVES, D. P. Parasitologia Dinâmica. Capítulo 25. pág. 177, 188, 473. São Paulo: Editora Atheneu, 2003.
NICOLLE, C.; MANCEAUX, L. Sur un protozoaire nouveau du gondi. Archives des Instituts Pasteur de Tunis.Tunísia, v. 54, n. 2, p. 216-218, 1909.
PETERSON, M.E., KUTZLER, M.A. Pediatria de Pequenos Animais. 1a ed. Rio de Janeiro: Elsevier 2011, 544.
PORTO, L. C.; DUARTE, E. C. Association between the risk of congenital toxoplasmosis and the classication of toxoplasmosis in pregnant women and prenatal treatment in Brazil, 1994-2009.International Society for Infectious Diseases, Hamilton,v. 16, n. 7. p. 480-486, 2012.
PRADO, A. A. F.; ALMEIDA, G. F.; GONTIJO, L. S.; TORRES, M. L. M. Toxoplasmose: o que o profissional de saúde deve saber. Enciclopédia Biosfera, Centro Cientifico Conhecer. Goiânia. v.7, n.12, 30p. 2011.
38
RADOSTITS, O. M. et al. Clínica Veterinária: um tratado de doenças dos bovinos, ovinos, suínos, caprinos e equinos. 9 ed. Guanabara Koogan, Rio de Jneiro: 2002. p. 1156-1202.
REY, L. Parasitologia. 4. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2008. 713 p.
ROMANELLI, P. R. et al. Prevalence of Neosporacaninum and Toxoplasma gondii in sheep and dogs from Guarapuava farms, Paraná State, Brazil. Research in Veterinary Science, v. 82, n. 2, p. 202-207, 2007.
SALB, A. L. et al. Dogs as sources and sentinels of parasites in humans and wildlife, northern Canada. Emerging Infectious Diseases, v. 14, n. 1, p. 60-63, 2008.
SARTORI, A. N.; MINAMISAVA, R.; AVELINO, M. M.; MARTINS, C. A. Triagem prénatal para toxoplasmose e fatores associados à soropositividade de gestantes em Goiânia, Goiás. Revista Brasileira de Ginecologia e Obstetrícia, São Paulo, v.33, n.2, p. 93-98. 2011.
SILVA B. F.; SADOVSKY A. D. I; BARCELOS A. O.; PAULA B. Uma revisão sistemática sobre as formas de infecção pelo Toxoplasma gondii. Disponível em:http://www.naturezaonline.com.br/natureza/conteudo/pdf/02Silva BFetal6367.pdf. 2007. Acesso em: 28 agosto de 2013.
SILVA DAO., CABRAL DD., BERNARDINA BLD., SOUZA MA., MINEO JR. Detection of Toxoplasma gondii antibodies in dogs. A comparative study of immuunoenzymaticimmunoflorecent and haemagglutination titers. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 92, 6, 785-789, 1997. SILVA, L. A. et al. Toxoplasmose do sistema nervoso central em paciente sem evidência de imunossupressão: relato de caso. Rev. Soc. Bras. Med. Trop., v.34, n.5, 2001.
SILVA, R.C., SILVA, A.V. Doenças Infecciosas em Animais de Produção e Companhia. Rio de Janeiro: Editora GUANABARA KOOGAN LTDA, 2016).
SILVEIRA, C. BELFORTE, JR. R. BURNIER, M. Identificação de cistos de Toxoplasma gondii na retina de irmão não gêmeos com diagnóstico de toxoplasma ocular recidivante: Primeiro caso mundial.Jr. Arch. Brazilians of Ophthalmology, 50 (6): 215-7, 1987.
SOUZA, C. O. et al. Estudo transversal de toxoplasmose em alunas de um curso superior da região de Presidente Prudente, Estado de São Paulo. Rev. Soc. Bras. Med. Trop. v.43, n.1, 2010.
TARLOW, J.M., RUDLOFF, E., LICHTENBERGER, M., KIRBY R. Emergency presentations of 4 dogs with suspected neurologic toxoplasmosis. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care, 15, 2, 119-127, 2005.
TENTER, A.M., HECKEROTH, A.R., WEISS, L.M., 2000. Toxoplasma gondii: from animals to humans. Int. J. Parasitol. 30, 1217-1258.
URQUHART, G. M..; ARMOUR, J.; DUNCAN, J. L. ; DUNN, A. M.; JENNINGS, F. W. ParasitologiaVeterinária. 2ª Ed.Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1996.
39
URQUHART, G. M.; ARMOUR, J.; DUNCAN, J. L.; DUNN, A. M.; JENNINGS, F. W. Parasitologia veterinária. 2. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1998. 273 p.
URQUHART, G. M. et al. Parasitologia Veterinária. 2. Ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1998.
WALLACE, G.D., 1969. Serologic and epidemiologic observations on toxoplasmosis on three Pacific Atolls. Am J. Epidemiol. 90, 103-111.
WALLACE GD. Intermediate and transport hosts in the natural history of Toxoplasma gondii. American Journal of Tropical Medicine and Hygiene, 22, 4, 456-464, 1973.
ZHANG, S.; WEI, M. X.; WANG, L. Y.; DING, Z. Y.; XU, X. P. Comparison a modified agglutination test (MAT), IHAT and ELISA for detecting antibodies to Toxoplasma gondii. Acta Parasitologica Medica Entomologica Sinica. China, v.8, n.4, p.199-203, 2001.