enfermidades parasitárias por protozoários em pequenos animais

Áreas de interesseMedicina VeterináriaParasitologia

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Enfermidades Parasitáriaspor Protozoários

em Pequenos Animais

Cláudia de Mello RibeiroOrganizadora

Enfermidades Parasitárias por Protozoários em

Pequenos Animais

Cláudia de Mello Ribeiro

O interesse por animais de companhia tem aumentado e cães e gatos predominam na preferência de quem se dispõe a adquiri-los. Como as parasitoses causadas por protozoários estão entre as doenças mais frequentes e importantes em cães e gatos, o contato entre esses animais e os proprietários impõe a necessidade de mais cuidados. Isso porque esses microrganismos podem representar uma fonte de agentes responsáveis por zoonoses.

O propósito de Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais é fornecer aos pro-fissionais desta área subsídios sobre a biologia dos protozoários, além da patogenia, do diagnóstico e do tratamento das enfermidades causadas por esses parasitos. Assim, visa a auxiliar os discentes que acompanham a disciplina de doenças parasitárias e também os clínicos responsáveis pela melhora da saúde dos pequenos animais.

Dividido em cinco partes, o livro aborda:

Enfermidades causadas por protozoários flagelados.

Enfermidades causadas por coccídios.

Enfermidades causadas por hematozoários.

Tratamentos alternativos das infecções por protozoários.

Técnicas diagnósticas das enfermidades causadas por protozoários.

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Stamp Enfermidades Parasitárias


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BIZU – O X da Questão – 3.400 Questões para Concursos de Biologia, 2a ed.

Leonardo da Silva Vidal / Marco Pinheiro

Gonçalves / Mildred Ferreira Medeiros /

Tatiana Amorim Muniz

Fundamentos da Cultura de Tecido e Células Animais

Moacyr Alcoforado Rebello

OUTROS TÍTULOS DE INTERESSE

Saiba mais sobre estes e outros títulos em nosso site: www.rubio.com.br

BIZU – O X da Questão – 2.000 Questões para Concursos de Medicina Veterinária

Sandra Maria Gomes Thomé / Irineu Machado

Benevides Filho

Protozoologia Médica

Wanderley de Souza

Manual de Comportamento Animal

Marcos Rochedo Ferraz


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Organizadora


Pós-Doutorado em Parasitologia pela Universidade de São Paulo (USP).

Doutora em Medicina Veterinária pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (Unesp),

campus Botucatu, SP.

Mestre em Ciências Biológicas pela Universidade do Vale do Paraíba (Univap), SP.

Especialista em Biologia Molecular pela Universidade de Taubaté (Unitau), SP.

Graduada em Medicina Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP.


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Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais

Copyright © 2015 Editora Rubio Ltda.

ISBN 978-85-8411-012-4

Todos os direitos reservados.

É expressamente proibida a reprodução

desta obra, no todo ou em parte,

sem autorização por escrito da Editora.

Produção e Capa

Equipe Rubio

Foto de Capa

iStock.com / © micheljung

Editoração Eletrônica

EDEL

Editora Rubio Ltda.Av. Franklin Roosevelt, 194 s/l 204 – Castelo

20021-120 – Rio de Janeiro – RJ

Telefax: 55(21) 2262-3779 • 2262-1783

E-mail: [email protected]

www.rubio.com.br

Impresso no Brasil

Printed in Brazil

CIP-BRASIL. CATALOGAÇÃO NA PUBLICAÇÃO SINDICATO NACIONAL DOS EDITORES DE LIVROS, RJ

E1Enfermidades parasitárias por protozoários em pequenos animais / organização

Cláudia de Mello Ribeiro. – 1. ed. – Rio de Janeiro: Rubio, 2015.

168p.: il.; 25 cm.Inclui bibliografia e índice

ISBN 978-85-8411-012-4

1. Protozoário. 2. Microbiologia médica. 3. Microbiologia veterinária. 4. Medicina veterinária de pequenos animais. I. Ribeiro, Cláudia de Mello. II. Título.

14-15658 CDD: 636.089601 CDU: 636:576.8


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Colaboradores

Aline Girotto-Soares

Doutora em Ciência Animal pela Universidade Estadual de Londrina (UEL), PR.

Mestre em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Viçosa (UFV), MG.

Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Pelotas (Ufpel), RS.

Amanda Fonseca Zangirolamo

Mestranda em Imunologia Básica e Aplicada pela Universidade de São Paulo (USP).

Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Estadual de Londrina (UEL), PR.

Cristina Germani Fialho Wilsmann

Doutora em Ciências Veterinárias pela Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).

Mestre em Ciências Veterinárias pela UFRGS.

Especialista em Doenças Parasitárias de Importância Médico-Veterinária e em Saúde Pública pela

Universidade Federal de Santa Maria (UFSM), RS.

Graduada em Medicina Veterinária pela UFSM, RS.

Flávio Antônio Pacheco de Araújo

Professor-Associado da Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).

Doutor em Biologia Parasitária pela Fundação Oswaldo Cruz (FioCruz).


Graduado em Medicina Veterinária pela UFRGS.

Francisco Borges Costa

Doutor em Medicina Veterinária pela Universidade de São Paulo (USP).

Mestre em Ciências Veterinárias pela Universidade Estadual do Maranhão (UEMA).

Graduado em Medicina Veterinária pela UEMA.


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João Fábio Soares

Doutor em Medicina Veterinária pela Universidade de São Paulo (USP).

Mestre em Medicina Veterinária pela USP.

Graduado em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Santa Maria (UFSM), RS.

Mariana Caetano Teixeira

Doutora em Ciências Veterinárias pela Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).


Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Luterana do Brasil (Ulbra), RS.

Satie Katagiri

Professora das Disciplinas de Fundamentos de Parasitologia e de Parasitologia Humana Aplicada à Nutrição

na Universidade Federal de Sergipe (UFS).

Doutora em Clínica Veterinária pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (Unesp), campus

Botucatu, SP.

Mestre em Clínica Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP.

Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT).

Simone Baldini Lucheis

Pesquisadora Científica VI pela Agência Paulista de Tecnologia dos Agronegócios (APTA/SAA), Bauru, SP.

Pós-Doutorado em Medicina Veterinária pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (Unesp),

campus Botucatu, SP.

Doutora em Doenças Tropicais pela Unesp, campus Botucatu, SP.

Mestre em Medicina Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP.

Programa de Aprimoramento Profissional em Zoonoses e Saúde Pública pela Unesp, campus Botucatu, SP.

Graduada em Medicina Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP.


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À minha tia e eterna professora, Cecília Barbosa de Mello.


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Apresentação

O interesse por animais de companhia tem aumentado e cães e gatos predominam na preferência de

quem se dispõe a adquiri-los. Como as parasitoses causadas por protozoários estão entre as doenças mais

frequentes e importantes de cães e gatos, o contato entre esses animais e os proprietários impõe a neces-

sidade de mais cuidados com a saúde deles, isso porque esses microrganismos podem representar uma

fonte de agentes responsáveis por zoonoses.

O propósito deste livro é fornecer subsídios sobre a biologia dos protozoários, além da patogenia, do

diagnóstico e do tratamento das enfermidades causadas por esses parasitos. Assim, visa auxiliar os discen-

tes que acompanham a disciplina de doenças parasitárias e também os clínicos responsáveis pela melhora

da saúde dos pequenos animais.

Por fim, agradeço aos colegas que contribuíram com alguns capítulos, possibilitando a realização desta

obra.

Dra. Cláudia de Mello Ribeiro


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Prefácio

A convivência entre seres humanos e animais tem sido cada vez mais próxima e intensa. Essa proximidade

traz inúmeros benefícios para a saúde das pessoas, especialmente pelos animais suprirem a carência afetiva

que se tem mostrado tão frequente na sociedade contemporânea. Assim, tem havido maior consciência

dos proprietários sobre a relação entre a saúde dos animais e sua própria saúde. O papel dos médicos-

veterinários nessa dinâmica de relação é fundamental, considerando-se a grande responsabilidade destes

profissionais sobre os cuidados que assegurem a saúde dos animais de companhia.

O presente livro tem por objetivo agregar qualidade aos serviços prestados por esses profissionais tão

importantes em nossa sociedade, fornecendo informações práticas, atuais e de fácil acesso para a rotina

clínica de pequenos animais. Apesar da grande quantidade de informações fornecidas pelas mais diferen-

tes tecnologias existentes atual mente e sua circulação em cenários globais acessíveis, a filtragem do que

realmente pode ser aplicado na rotina clínica demanda um tempo do qual os profissionais da área nem

sempre dispõem.

Conjugando os interesses técnicos e científicos dos médicos-veterinários e seus clientes, diferentes pro-

fissionais da área de medicina veterinária reuniram seus esforços para a elaboração desta obra, comparti-

lhando seus conhecimentos e suas experiências. Certamente, uma obra desta magnitude suprirá a carência

de informações sobre as principais infecções, além do diagnóstico e do tratamento de enfermidades causa-

das por protozoários em pequenos animais.

Dra. Satie Katagiri Universidade Federal de Sergipe (UFS).


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ALT alanina aminotransferase

APC células apresentadoras de antígenos (antigen-presenting cells)

AST aspartato aminotransaminase

CK creatinocinase

CK-MB isoenzima da creatinocinase

DMEM Dulbecco/Vogt Modified Eagle’s (Harry Eagle) Minimal Essential Medium

DNA ácido desoxirribonucleico

DNase desoxirribonuclease

EDTA ácido etilenodiaminotetracético

ELISA ensaio imunoenzimático

EPI equipamentos de proteção individual

FeLV vírus da leucemia felina (feline leucemia virus)

FIV vírus da imunodeficiência felina (feline immunodeficiency virus)

GABA ácido gama-aminobutírico

GALT tecido linfoide associado ao intestino (gut-associated lymphoid tissue)

HAI hemaglutinação indireta

IFN-gama interferon-gama

Ig imunoglobulina

IL interleucina

IM via intramuscular

LCR líquido cefalorraquidiano

LF leishmaniose felina

LT linfócitos T

LTA leishmaniose tegumentar americana

Lista de abreviaturas


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LV leishmaniose visceral

LVC leishmaniose visceral canina

MAT teste de aglutinação modificada (modified agglutination test)

MS Ministério da Saúde

NAT teste de aglutinação para Neospora (Neospora agglutination test)

NK células exterminadoras naturais (natural killers)

NNN Novy, McNeal e Nicolle

NO óxido nítrico

OMS Organização Mundial da Saúde

OOPG oocistos por grama de fezes

PBS solução salina tamponada (phosphate buffered saline)

PCR reação em cadeia da polimerase (polymerase chain reaction)

PC-R proteína C reativa

PI pós-inoculação

PVA álcool polivinílico

PVC-LV Programa de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visceral

RFLP polimorfismos do comprimento de fragmentos de restrição (restriction fragment length polymorphism)

RIFI reação de imunofluorescência indireta

RPMI Roswell Park Memorial Institute Medium

SMF sistema mononuclear fagocitário

SNC sistema nervoso central

SSTF solução salina tamponada de fosfatos

TBE tris-borato-EDTA

TGI trato gastrintestinal

TGP transaminase glutâmico-pirúvica

Th1 células T auxiliares tipo 1 (T-helper cells type 1)

TNF-alfa fator de necrose tumoral alfa (tumor necrosis factor-alpha)

UFC unidades formadoras de colônia

VO via oral


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Parte I Enfermidades Causadas por Protozoários Flagelados

1. Leishmaniose visceral canina, 3 Cláudia de Mello Ribeiro


2. Leishmaniose felina, 13 Simone Baldini Lucheis

3. Tripanossomíases, 19 Cláudia de Mello Ribeiro


4. Giardíase, 33 Satie Katagiri


5. Tricomoníase felina, 41 Cláudia de Mello Ribeiro

Parte II Enfermidades Causadas por Coccídios

6. Toxoplasmose, 47 Cristina Germani Fialho Wilsmann

7. Neosporose, 57 Cristina Germani Fialho Wilsmann


Flávio Antônio Pacheco de Araújo

Sumário


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8. Cistoisosporíase, 63 Cláudia de Mello Ribeiro

9. Criptosporidiose, 67 Cláudia de Mello Ribeiro

Satie Katagiri

10. Sarcocistose, 71 Cláudia de Mello Ribeiro

Parte III Enfermidades Causadas por Hematozoários

11. Babesiose, 77 Aline Girotto-Soares

João Fábio Soares

12. Hepatozoonose, 87 Aline Girotto-Soares

Amanda Fonseca Zangirolamo

13. Rangeliose, 93 João Fábio Soares


14. Cytauxzoonose, 103 João Fábio Soares

Francisco Borges Costa

Parte IV Tratamentos Alternativos das Infecções por Protozoários

15. Terapias alternativas para infecções por protozoários em pequenos animais, 111 Cláudia de Mello Ribeiro

Satie Katagiri

Parte V Técnicas Diagnósticas das Enfermidades Causadas por Protozoários

16. Técnicas parasitológicas para exame fecal, 121 Flávio Antônio Pacheco de Araújo



17. Técnicas para diagnóstico de hemoparasitoses, 133 Flávio Antônio Pacheco de Araújo



18. Técnicas diagnósticas moleculares e sorológicas, 137 Cláudia de Mello Ribeiro


Índice, 141


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I Enfermidades Causadas por Protozoários Flagelados

P A R T E

Capítulo 1 Leishmaniose visceral canina

Capítulo 2 Leishmaniose felina

Capítulo 3 Tripanossomíases

Capítulo 4 Giardíase

Capítulo 5 Tricomoníase felina


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1Leishmaniose visceral caninaCláudia de Mello Ribeiro


Introdução

A leishmaniose visceral (LV) é uma zoonose de

grande impacto na saúde pública e caracterizada

por elevada taxa de morbidade e letalidade. Tal

enfermidade apresenta-se em plena expansão em

vários países da América do Sul, com desenvolvi-

mento de novos focos de transmissão nas áreas

urbanas e manutenção dos níveis endêmicos em

áreas rurais, devido à ampla diversidade epide-

miológica, ao complexo ciclo de vida do parasito

e à variabilidade de hospedeiros e de nichos eco-

lógicos.

Ocorrem dois ciclos epidemiológicos na LV:

1. Silvestre: os reservatórios constituem-se em

animais silvestres de diferentes espécies, como

canídeos das espécies Lycalopex vetulus (raposa

do campo) e Cerdocyon thous (raposa-do-mato),

bem como os marsupiais do gênero Didelphis

(gambás).

2. Doméstico ou peridoméstico: o cão (Canis

familiaris) é o principal reservatório, provavel-

mente devido ao seu maior parasitismo cutâ-

neo. Além disso, o cão apresenta contato estrei-

to com os humanos e atrai o vetor.

O número de cães infectados na América do Sul

é também estimado em milhões, com altas taxas

de infecção relatadas em algumas áreas do Brasil.

A enzootia canina tem precedido a ocorrência de

casos em humanos e a infecção em cães tem sido

mais prevalente do que no homem. Alguns cães,

mesmo assintomáticos, permanecem com parasi-

tos na pele e, consequentemente, como fonte de

infecção para o vetor.1,2

Etiologia

A LV tem como agentes etiológicos protozoários

parasitos do gênero Leishmania (Kinetoplastida,

Trypanosomatidae). Nas Américas, a espécie mais

importante que infecta cães é Leishmania (Leish-

mania) chagasi, agente etiológico da leishmaniose

visceral canina (LVC). É possível que esta espécie

de Leishmania seja autóctone da América do Sul,

pois é responsável por altas taxas de infecção em

canídeos originários da Amazônia. Devido a suas

características bioquímicas e moleculares muito

semelhantes, alguns pesquisadores acreditam que

a L. (L.) chagasi e a Leishmania (Leishmania) infan-

tum sejam a mesma espécie.3,4


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Morfologia

A Leishmania caracteriza-se por apresentar duas

formas evolutivas durante seu ciclo biológico:

Forma amastigota ■ : encontrada em hospedei-

ros vertebrados, é arredondada ou oval, com

dimensões variando de 1,5 a 3 × 3 a 6,5µm.

Apresenta um núcleo grande e arredondado e

um cinetoplasto visível. Tem um flagelo curto

que não se exterioriza. Geralmente, observa-se

em grupos no interior das células fagocitárias

ou livres após o rompimento destas. Pode ser

encontrada na pele, nas mucosas, no baço, no

fígado, na medula óssea e nos linfonodos.

Forma promastigota ■ : presente no hospe-

deiro invertebrado, é mais alongada, com di-

mensões variando de 14 a 20 × 1,5 a 3,5µm.

Apresenta núcleo situado na região mediana

do citoplasma, cinetoplasto anterior ao núcleo

e em forma de bastão, flagelo visível. É extrace-

lular e encontrada no trato digestivo do vetor.2

Ciclo biológico de Leishmania

O ciclo evolutivo de Leishmania é heteroxeno. Ou

seja, seu ciclo de vida completa-se em dois hos-

pedeiros, sendo um vertebrado, como os caníde-

os, roedores ou humanos; e o outro invertebrado,

como os dípteros da subfamília Phlebotominae.

Geralmente, a transmissão do parasito para o cão

ocorre pela picada do inseto vetor.3

Ao realizarem a hematofagia em um cão infec-

tado, as fêmeas dos flebotomíneos ingerem com

o sangue, células do sistema mononuclear fagoci-

tário (SMF), principalmente macrófagos, contendo

as formas amastigotas de Leishmania. No vetor, o

alimento e as formas amastigotas são envolvidos

pela matriz peritrófica, uma membrana quitinosa,

secretada pelas células epiteliais do intestino do

inseto. Após 4 a 5 dias do repasto, as formas amas-

tigotas transformam-se em promastigotas. Essas

formas promastigostas multiplicam-se por divisão

binária. O último estágio de desenvolvimento das

promastigotas é a forma promastigota metacíclica,

infectante para o cão. Esses parasitos migram para

a porção anterior do sistema digestório do inseto

seguindo até a probóscide. Durante um novo re-

pasto sanguíneo, as fêmeas dos flebotomíneos

inoculam as formas promastigotas metacíclicas no

cão. As promastigotas interagem com as células do

SMF da pele e as mucosas do hospedeiro verte-

brado. No interior dessas células, ocorre a fusão do

lisossomo com o fagossomo, formando o vacúolo

parasitóforo. Por fim, a forma promastigota diferen-

cia-se em amastigota, que é capaz de se multiplicar

no compartimento vacuolar.

Após sucessivas multiplicações das formas

amastigotas, a célula hospedeira rompe-se, liberan-

do os parasitos que irão infectar novos macrófagos.

Ao se alimentar, o vetor ingere os macrófagos con-

tendo a forma amastigota do parasito, reiniciando

o ciclo.1-3

Reservatórios

Na América Latina, a LV ocorre desde o México

até a Argentina, sendo que cerca de 90% dos ca-

sos humanos descritos são procedentes do Brasil.

Em todos os focos brasileiros de LV, detectou-se a

presença de cães infectados por L. (L.) chagasi, com

incidência variando entre 19% e 58,5%. Apesar de

haver poucos relatos sobre a prevalência de LVC

em outros países da América do Sul, em Pousadas,

na Argentina, detectou-se prevalência de 47,3% da

enfermidade.5-7

Na América do Sul, a LV ocorre de forma en-

zoótica e há relatos de vários animais silvestres

como reservatórios de L. (L.) chagasi. No Brasil, dos

canídeos silvestres somente a raposa (Cerdocyon

thous) é considerada reservatório natural de L. (L.)

chagasi. No entanto, a presença do parasito já foi

constatado no lobo-guará (Chrysocyon brachyurus),

na raposa-do-campo (Lycalopex vetulus) e no ca-

chorro-vinagre (Speothos venaticus). Além disso, foi

identificado em marsupiais da espécie Didelphis (D.

albiventris e D. marsupialis) que, devido a hábitos

sinantrópicos, constituem importante reservatório

da doença.3,8

A LV vem passando por mudança em seu perfil

epidemiológico e a enfermidade tem sido registra-

da com frequência no ambiente urbano. Devido à

presença de cães infectados no domicílio ou peri-

domicílio, tem-se questionado o envolvimento do

cão na manutenção e na transmissão da infecção

aos seres humanos no ambiente urbano.5,9

No Brasil, fatores ambientais e socioeconômi-

cos têm contribuído para o aumento da incidência


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Leis

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anio

se

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eral

can

ina

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em que há progressão da enfermidade, há falha

nessa resposta. A progressão da doença está ligada

a maior número de parasitos na corrente circulató-

ria. Isso faz com que haja aumento da produção de

anticorpos IgG1 e IgG2 e de interleucina 10 (IL-10),

a qual, por sua vez, leva a diminuição da resposta

mediada por IFN-gama, citocina importante na re-

sistência à LVC. O período de incubação de LVC é

variável e pode ser de dois a 12 meses.1,25

Sinais clínicos da leishmaniose visceral canina

A LVC pode apresentar diversos sinais clínicos com

graus variados de gravidade, e alguns animais aca-

bam vindo a óbito. As manifestações clínicas mais

comumente observadas em cães são as alterações

cutâneas, como dermatite esfoliativa, pustular ou

ulcerativa, alopecia, prurido, áreas de hiperceratose

(Figura 1.1) e onicogrifose. Essas alterações podem

ser vistas em associação ou não com outros sinais

clínicos, como úlceras mucocutâneas, febre, linfa-

denopatia, anorexia, emaciação, epistaxe, cerato-

conjuntivite, uveíte anterior, blefarite, esplenome-

galia e hepatomegalia. A alteração hematológica

mais frequentemente encontrada na LVC é anemia

normocítica normocrômica, que pode ocorrer por

diferentes mecanismos: eritropoiese diminuída

pelo caráter crônico, perda de sangue, lise de he-

mácias e diminuição eritrocitária por produção de

autoanticorpos que levam a sequestro esplênico.

Outras alterações são trombocitopenia, hipoalbu-

minemia, azotemia e elevada atividade de enzimas

hepáticas. Um fator importante é que os cães as-

sintomáticos mantêm-se saudáveis por toda a vida,

pois desenvolvem uma resposta imunológica celu-

lar efetiva, tornando-se resistentes à doença, mas

podem transmitir o parasito para os vetores.1,23,25

Diagnóstico

O diagnóstico de LVC está fundamentado nos

aspectos clínicos, exames parasitológicos, tes-

tes sorológicos e métodos moleculares. Convém

sempre conciliar os resultados de todas as provas

diagnósticas, sejam sorológicas, parasitológicas ou

até mesmo moleculares, com a clínica e a epide-

miologia. Assim, avalia-se caso a caso o histórico

do animal, com todas as informações possíveis

(procedência, histórico de vacinações, presença ou

ausência de sinais clínicos etc.), para que, com os

resultados dos exames em mãos, não sejam tiradas

conclusões precipitadas.

Diagnóstico parasitológico

Os exames parasitológicos possibilitam a direta

detecção dos parasitos, tanto dentro dos macró-

fagos quanto na forma livre, e são considerados

padrão-ouro para o diagnóstico de LVC, além de

serem métodos seguros. São considerados méto-

dos parasitológicos:26

Esfregaço de material obtido por aspirados ou ■imprint.

Cortes histológicos corados por hematoxilina ■e eosina.

Técnica de imuno-histoquímica. ■Cultivo do parasito em meios seletivos. ■

As formas amastigotas de L. (L.) chagasi em

esfregaços de material obtido por aspirado de lin-

fonodos, medula óssea, baço, fígado e sangue ou

imprint da pele podem ser coradas por Giemsa,

Leishman ou Panótico Rápido (Figura 1.2). Esse mé-

todo apresenta especificidade de 100%, mas a sen-

sibilidade do método depende do grau do parasi-

tismo, sendo mais fácil a visualização de parasitos

em aspirados ou imprint de cães sintomáticos. Isso

porque estes animais apresentam intenso parasi-

tismo quando comparados aos animais assintomá-

Figura 1.1 Manifestação cutânea em cão positivo para leishmaniose. Note a hiperceratose no focinho, áreas de alopecia ao redor dos olhos e dermatite descamativa com aspecto furfuráceo

Fonte: gentilmente cedida pelo Prof. Dr. Hélio Langoni – Universidade Estadual Paulista (Unesp), Botucatu.


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ticos, nos quais apenas poucas formas amastigotas

estão nos tecidos, tornando o diagnóstico parasito-

lógico mais difícil e duvidoso.26,27

Os cortes histológicos de pele, fígado e órgãos

linfoides possibilitam pesquisar a presença de

formas amastigotas de L. (L.) chagasi. Para isso, os

tecidos são fixados em formalina, incluídos em pa-

rafina e corados com hematoxilina e eosina. Pela

técnica da imuno-histoquímica, o tecido fixado

em formalina é tratado com anticorpos primários

de soro hiperimune de cães naturalmente infecta-

dos com L. (L.) chagasi e com anticorpos secundá-

rios anti-IgG de coelho conjugados à biotina. Por

fim, um complexo proteico de avidina peroxidase

liga-se às biotinas do anticorpo secundário. Esse

complexo reage com peróxido de hidrogênio,

emitindo uma coloração amarronzada. Ambas as

técnicas possibilitam detectar formas amastigotas

de Leishmania em amostras de pele com lesão ou

clinicamente sadias. Entretanto, a sensibilidade da

imuno-histoquímica é maior quando comparada à

histologia.25,27

O diagnóstico parasitológico de LVC também

pode ser estabelecido por meio da detecção de

L. (L.) chagasi em meios de cultivo seletivos. Bióp-

sias ou punções aspirativas de diferentes órgãos ou

tecidos são colocadas em meios de cultivo, como

o NNN (Novy, MacNeal e Nicolle), o LIT (liver infusion

tryptose) ou o de Schneider. Neles, as formas amas-

tigotas do parasito, presentes no material biológico,

transformam-se em promastigotas, podendo ser

observadas por microscopia de contraste de fase

(Figura 1.3). O crescimento das formas promastigo-

tas ocorre em cerca de 6 dias e a leitura da cultura

deve ser feita semanalmente, e, após 1 mês de ob-

servação chega-se ao resultado final. Este método

apresenta a desvantagem de ser demorado, labo-

rioso e deve ser executado somente em laborató-

rios de investigação.15 Os exames parasitológicos

têm a desvantagem de serem invasivos, porque

habitualmente requerem punção ou biópsia dos

tecidos e órgãos.26,27 Entretanto, a punção de me-

dula óssea confere maiores chances de isolamento

em meio de cultura, tendo em vista grande quanti-

dade de células do sistema monocítico fagocitário,

com maior probabilidade de encontro de amasti-

gotas em macrófagos, os quais irão diferenciar-se

em promastigotas em cultura.

Diagnóstico sorológico

Os testes sorológicos detectam anticorpos circu-

lantes para Leishmania e são utilizados no Progra-

ma de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visce-

ral (PVC-LV) para identificar reservatórios caninos,

uma vez que os cães infectados por L. (L.) chagasi

desenvolvem resposta imunológica humoral e pro-

duzem IgG anti-Leishmania. Entretanto, em muitos

cães a soroconversão pode ocorrer 3 meses a 1 ano

após a infecção. Nesse período, esses animais são

soronegativos.27,28

Os métodos diagnósticos sorológicos de LVC

antes recomendados pelo PVC-LV eram o ensaio

imunoenzimático (ELISA) como método de tria-

Figura 1.2 Formas amastigotas de Leishmania spp. de aspirado de medula óssea de cão (seta). Coloração: Giemsa (ampliação: 1.000×)


Figura 1.3 Leishmania infantum (syn. L. chagasi) em meio de cultura liver infusion tryptose (LIT) (amplia-ção: 400×)



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II Enfermidades Causadas por Coccídios

P A R T E

Capítulo 6 Toxoplasmose

Capítulo 7 Neosporose

Capítulo 8 Cistoisosporíase

Capítulo 9 Criptosporidiose

Capítulo 10 Sarcocistose


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8CistoisosporíaseCláudia de Mello Ribeiro

Introdução

A cistoisosporíase é uma enfermidade parasitária

provocada por protozoários do gênero Cystoisos-

pora e pode acometer cães e gatos. Esses proto-

zoários parasitam as células epiteliais do intestino,

levando a episódios de diarreias, principalmente

em filhotes, podendo ocasionar a morte.

Etiologia

Protozoários do gênero Cystoisospora infectam cães

e gatos e são espécie-específicos. Pelo menos três

espécies infectam cães: Cystoisospora canis, Cystoi-

sospora ohioensis e Cystoisospora burrowsi. Outras

duas espécies infectam gatos: Cystoisospora felis e

Cystoisospora rivolta.

Morfologia e ciclo biológico

Cystoisospora spp. parasita a mucosa do intestino

delgado. O ciclo evolutivo é monoxeno e os hos-

pedeiros definitivos são os cães e gatos. Podem

fazer parte desse ciclo os hospedeiros paratênicos,

como roedores ou suínos.

O hospedeiro definitivo elimina, com as fe-

zes, o oocisto não esporulado, que apresenta em

seu interior uma única célula, o esporonte, que é

esférico e não infectante. No ambiente, 8 a 12h

após a eliminação e em condições adequadas

de temperatura (±30°C) e umidade, o oocisto

esporula formando dois esporocistos, nos quais

há ausência do corpo de Stieda. Cada esporo-

cisto apresenta quatro esporozoítos infectantes

e em formato de meia-lua. A morfologia e as di-

mensões dos oocistos variam de acordo com a

espécie de Cystoisospora, sendo que os oocistos

de C. canis são maiores do que os de C. ohioensis

(Figura 8.1) e C. burrowsi. Os oocistos de C. felis

são maiores do que os de C. rivolta (Figuras 8.2 e

8.3; Tabela 8.1).

Os esporozoítos podem permanecer viáveis

dentro do oocisto por vários meses. Após a inges-

tão do oocisto esporulado pelo hospedeiro, os es-

porozoítos excistam no intestino delgado, devido

à ação da bile, penetram nos enterócitos e iniciam

a formação de esquizontes ou merontes, forman-

do os merozoítos que são liberados após o rom-

pimento da célula infectada. A primeira geração

de merozoítos repete o ciclo assexuado, formando

esquizontes ou merontes de segunda geração, ou


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Figura 8.2 Oocisto não esporulado de Cystoisospora felis obtido pelo método de concentração por flutuação

Fonte: gentilmente cedida pelo Dr. Bruno Levecke − Laboratório de Parasitologia da Faculdade de Medicina Veterinária, Universidade de Ghent, Bélgica.

Figura 8.3 Oocisto esporulado de Cystoisospora felis com dois esporocistos

Fonte: gentilmente cedida pelo Dr. Bruno Levecke – Laboratório de Parasitologia da Faculdade de Medicina Veterinária, Universidade de Ghent, Bélgica.

Figura 8.1 Oocisto não esporulado com esporonte (seta 1) e oocisto esporulado contendo dois esporocistos (seta 2) de C. ohioensis

Fonte: gentilmente cedida pelo Dr. Bruno Levecke − Laboratório de Parasitologia da Faculdade de Medicina Veterinária, Universidade de Ghent, Bélgica.

Tabela 8.1 Dimensões de oocistos de Cystoisospora que parasitam cães e gatos

Espécie Hospedeiro Oocisto (µm)

C. canis Cães 38 × 30

C. ohioensis Cães 24 × 20

C. burrowsi Cães 20 × 17

C. rivolta Gatos 22 × 20

C. felis Gatos 40 × 30

Fonte: adaptada de Dubey et al., 2009.1

transformam-se em microgametócitos ou macro-

gametócitos. Um microgametócito divide-se ge-

rando vários microgametas (gametas masculinos).

Um macrogametócito origina um macrogameta

(gameta feminino). Já um microgameta fecunda

um macrogameta, formando um zigoto, o oocisto.

O ciclo biológico é concluído quando oocistos não

esporulados atingem o lúmen intestinal e são ex-

cretados nas fezes.

Um ciclo assexuado pode ocorrer no hospe-

deiro definitivo ou no hospedeiro paratênico.

Nesse caso, após a ingestão do oocisto esporu-

lado, os esporozoítos são liberados pelo proces-

so de excistação e invadem o intestino. Alguns

esporozoítos penetram na parede intestinal e

atingem os linfonodos mesentéricos ou outros

tecidos extraintestinais e formam o cisto mono-

zoico. O cisto monozoico é formado por um úni-

co esporozoíto, não replicativo, circundado por

uma cápsula.

A infecção de um novo hospedeiro ocorre pela

ingestão de oocistos em alimento ou água conta-

minados, por meio de coprofagia ou ingestão do

hospedeiro paratênico, contendo o cisto monozoi-

co. O período pré-patente varia conforme a espécie

de Cystoisospora. O período pré-patente é de 7 a 18

dias para C. canis e de 6 a 7 dias para C. ohioensis,

C. burrowsi, C. rivolta e C. felis.1,2

Epidemiologia

É frequente o encontro de oocistos de Cystoisos-

pora em fezes de cães e gatos. A prevalência de

Cystoisospora em cães varia de 4% a 39%, sendo

C. canis a espécie prevalente. Em gatos, a infecção

pode atingir 70% dos animais, sendo mais comum

a infecção por C. rivolta.3 Alguns fatores interferem


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III Enfermidades Causadas por Hematozoários

P A R T E

Capítulo 11 Babesiose

Capítulo 12 Hepatozoonose

Capítulo 13 Rangeliose

Capítulo 14 Cytauxzoonose


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13RangelioseJoão Fábio Soares


Introdução

Infecções por hemoparasitos são importantes cau

sadoras de enfermidades em cães e possuem con

siderável casuística na clínica de pequenos animais.

Entre os hemoprotozoários, destacamse os piroplas

mas. Estes agentes pertencem ao subfilo Apicom

plexa, classe Piroplasmasida, ordem Piroplasmorida

e famílias Babesidae ou Theileriidae. São caracteriza

dos pela infecção das células sanguíneas bem como

pela transmissão por artrópodes hematófagos ou

ainda de forma iatrogênica. Três são as espécies de

piroplasmas que parasitam cães no Brasil: Babesia

canis vogeli, Babesia gibsoni e Rangelia vitalii.

Equívocos no passado consideraram R. vitalii uma

espécie inválida, mas pesquisas e revisões realizadas

no início dos anos 2000, bem como a caracterização

molecular deste agente, trouxeram a rangeliose no

vamente à tona, e a elevada patogeni cidade desta

enfermidade para cães domésticos merece especial

atenção na clínica de pequenos animais.

Etiologia

O hemoprotozoário Rangelia vitalii é o agente

etiológico da rangeliose, uma enfermidade fe

bril e hemorrágica grave para os cães, popular

mente conhecida como nambiuvu, palavra de

origem guarani que significa “orelha que sangra”,

sendo este um sinal clínico observado em casos

naturais de infecção pelo parasito. O protozoário

R. vitalii caracterizase por infectar hemácias (Fi

gura 13.1), leucócitos e células do endotélio vas

cular (Figura 13.2). As formas parasitárias presen

tes na circulação podem variar de arredondadas

a ovais e piriformes. Quando coradas por Giemsa

ou Rosenfeld, apresentam citoplasma azulado

com redução na coloração central. Já o núcleo,

compacto, corase mais intensamente em tons

violáceos. As inclusões encontradas no interior

de eritrócitos e leucócitos medem, em média, 2

a 3,5µm (Tabela 13.1) de comprimento por 1,5 a

2,3µm de largura.13 Já as formas extracelulares do

parasito são um pouco maiores.4 No entanto, es

sas são dificilmente encontradas. O comprimento

médio do núcleo é de 1,06µm.3

No endotélio vascular, podem ser encontra

dos protozoários (Figura 13.2) de formato re

dondo ou ovalar, em número variável, dispostos

de modo único, aos pares ou em agrupamentos de

18 a 25µm com até 100 parasitos ocupando o

citoplasma da célula hospedeira em sua quase

totalidade.1,2


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Histórico

No início do século XX, Carini (1908)6 relatou pela

primeira vez uma enfermidade hemorrágica e fe

bril em cães, ainda de etiologia desconhecida. Pos

teriormente, Pestana (1910)7 descreveu os sinais

clínicos, a evolução da enfermidade e o agente,1

denominandoo Piroplasma vitalii.1 Em 1914, Carini

& Maciel2 redescreveram este piroplasma, renome

andoo Rangelia vitalii com base em particularida

des no ciclo de desenvolvimento, como a esquizo

gonia extraeritrocitária e a capacidade de infectar

leucócitos, além de células do endotélio vascular.2

Em 1926, Wenyon8 levantou a hipótese de que

as formas esquizogônicas encontradas por Carini e

Maciel resultavam, na verdade, de uma infecção por

Toxoplasma gondii concomitante a uma parasite

mia por Babesia canis.8 Já em 1938, Moreira9 inocu

lou 91 cães e estudou a rangeliose nesses animais.

Ao final do experimento, afirmou não ser possível

distinguir as formas eritrocitárias de R. vitalii das de

B. canis, nem ao menos as formas esquizogônicas

de R. vitalii de taquizoítos ou bradizoítos de T. gon-

dii.9 Assim, concluiu como provavelmente válida a

hipótese de Wenyon.8 O fato de Moreira não ter ob

servado diferenças entre as formas parasitárias de

R. vitalii e B. canis, bem como o fato de o autor ter

visualizado em apenas um cão os estágios esqui

zogônicos teciduais, pode estar relacionado com

a origem das amostras utilizadas por Moreira,9 as

quais eram oriundas das cidades de Morro Agudo,

Orlândia e Cotia no estado de São Paulo. Os dois

primeiros munícipios estão localizados em áreas

dominadas pelo bioma Cerrado, ou seja, regiões

não condizentes com o que hoje se conhece da

Figura 13.1 Protozoário Rangelia vitalii no interior de hemácia

Figura 13.2 Esquizontes em endotélio vascular con-dizentes com Rangelia vitalii em cão infectado. Corte de tecido cardíaco corado com hematoxilina e eosina

Tabela 13.1 Comparação das espécies de piroplasmas que parasitam cães no Brasil

Espécie Tamanho (mm)

Células parasitadas

Vetor Localização dos casos

Patogenicidade

R. vitalii 2 a 3,5 EritrócitosLeucócitosCélulas do endotélio vascular

A. aureolatum Geralmente rurais Moderada a grave

B. canis vogeli

2,5 a 5 Eritrócitos R. sanguineus Principalmente em áreas urbanas

Leve a moderada

B. gibsoni 1 a 2,5 Eritrócitos R. sanguineus* Comumente urbanos

Moderada

*Provável vetor.

A posição taxonômica do hemoparasito R. vitalii

ainda está em estudo. Entretanto, é possível afirmar

que esse agente pertence ao filo Apicomplexa e à

ordem Piroplasmorida.5 Além disso, está genetica

mente relacionado com os hemoprotozoários da

família Babesidae.3


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epidemiologia de R. vitalii, ficando apenas a região

de Cotia de acordo com a área de distribuição co

nhecida dessa enfermidade até o momento. Carini

(1948)10 escreveu um artigo defendendo a validade

da espécie R. vitalii, mas o trabalho não surtiu efeito

na comunidade científica da época. Devido a isso,

o protozoário R. vitalii praticamente desapareceu

da literatura entre os anos 1948 e 2003, salvo algu

mas raras citações. Somente em 2011 a espécie foi

revalidada, com base em caracteres morfológicos

e moleculares.3

Segundo Loretti & Barros (2004),11 a infecção por

R. vitalii já foi confundida clinicamente, por necrop

sias e histopatologia, com casos de erliquiose,12

hepatozoonose,10 leishmaniose visceral,13 babe

siose14 e toxoplasmose.9,14 Todas essas questões

polêmicas e os equívocos sucessivos criaram uma

situação de total descrédito no meio científico em

torno do tema R. vitalii.11

Apesar de morfologicamente semelhante à

espécie B. canis, quando encontrada em hemácias

R. vitalii (ver Tabela 13.1) é geneticamente distinta

das principais babésias que infectam cães. Soares

et al. (2011),3 ao compararem a sequência gênica

de um fragmento do gene 18S rRNA de R. vitalii com

B. canis e Babesia gibsoni, observaram uma simila

ridade de apenas 92% e 94%, respectivamente. Já

quando a comparação foi realizada com um frag

mento do gene hsp70, a similaridade foi ainda me

nor – de 82% para B. canis e de 86% para B. gibsoni.3

Além disso, apenas R. vitalii é conhecida por infec

tar leucócitos e células do endotélio vascular.

Epidemiologia

A rangeliose é uma enfermidade transmitida por

vetores. Em estudo prévio, Soares et al. (2012)15

avaliaram a competência vetorial das espécies de

carrapatos Rhipicephalus sanguineus e Amblyomma

aureolatum (Figura 13.3). Entretanto, apenas esta

última espécie veiculou o agente para cães saudá

veis.15 Por outro lado, ainda não é possível descar

tar como vetores outros ixodídeos que costumam

parasitar canídeos, como: Amblyomma ovale e

Amblyomma tigrinum, nem mesmo outros artrópo

des hematófagos. A competência vetorial dessas

espécies de carrapatos está em fase de estudos.

A maioria dos casos de rangeliose é oriunda de

áreas rurais próximas à mata, regiões inseridas prin

cipalmente nos biomas: Mata Atlântica, ou Campos

Sulinos (Pampas), locais que reúnem as condições

necessárias para o desenvolvimento de A. aureo-

latum (Figura 13.4). É provável que R. vitalii tenha

uma distribuição geográfica que acompanha a dis

tribuição geográfica de seu vetor comprovado até

o momento, o carrapato A. aureolatum.15

A hipótese da existência de reservatórios silves

tres sustentase no fato de o ectoparasito A. aureo-

latum realizar hematofagia em carnívoros silvestres.

Além disso, há relatos, com base em esfregaços

sanguíneos, de piroplasmas infectando duas espé

cies de canídeos silvestres brasileiros que ocorrem

na área de distribuição geográfica da rangeliose:

o graxaimdocampo (Lycalopex gymnocercus)16,17

e o cachorrodomato (Cerdocyon thous).14 Estas

duas espécies são comumente utilizadas como

hospedeiros para o estágio biológico adulto de

A. aureolatum. Entretanto, em tais estudos não foi

possível a realização de uma caracterização mo

lecular dos piroplasmas encontrados, pesquisa de

suma importância devido às semelhanças morfo

lógicas entre B. canis vogeli e R. vitalii, quando esta

última encontrase parasitando hemácias. Recen

temente, Soares et al. (2014)18 detectaram R. vitalii

por reação em cadeia da polimerase (PCR) em seis

C. thous, sendo que um destes foi acompanhado

por 80 dias e não manifestou sinais clínicos associa

dos a rangeliose, mesmo mantendose infectado –

reforçando, assim, as suspeitas de ser esta espécie

de canídeo reservatório de R. vitalii.18

Cães jovens são mais afetados pela doença e

geralmente, desenvolvem uma enfermidade he

morrágica grave. No entanto, há relatos de cães

Figura 13.3 Macho de Amblyomma aureolatum


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não é patognomônico da infecção por R. vitalii, e

outras enfermidades que levam a intensa redução

na contagem de plaquetas também podem oca

sionálo. Em casos de inoculação experimental, os

animais não manifestam esse tipo de sangramento

constante nas orelhas. Desse modo, provavelmen

te é necessário haver a picada de insetos ou lesões

locais para o desenvolvimento do nambiuvu. Por

outro lado, existe certa dificuldade em conter o

sangramento nos pontos de coleta de sangue

dos animais inoculados. As lesões no endotélio

vascular dos vasos que irrigam o sistema digestivo

podem levar a alterações intestinais, bem como a

perda de sangue para o interior do lúmen intesti

nal. Assim, animais infectados natural ou experi

mentalmente apresentam uma diarreia sanguino

lenta inicialmente alaranjada, que depois se torna

escura, muitas vezes com a presença de estrias de

sangue. Essa diarreia antigamente era conhecida

como “nambiuvu das tripas”. A doença também foi

popularmente chamada de “peste do sangue” ou

“febre amarela dos cães”, devido à febre e à intensa

icterícia que ocorrem em alguns casos.

As demais alterações na homeostasia dos cães

oriundas da anemia, plaquetopenia e demais alte

rações hematológicas são semelhantes às encon

tradas na babesiose. Entretanto, como o consumo

de plaquetas e a redução na contagem de eritróci

tos são maiores, as alterações são mais evidentes

(ver Tabela 13.1).

Entre os principais sinais clínicos destacamse:

Febre. ■Apatia. ■Anorexia. ■

Perda de peso. ■Desidratação. ■Dispneia. ■Esplenomegalia. ■Hepatomegalia. ■Linfoadenomegalia. ■Sangramentos persistentes pelas narinas, boca, ■olhos, ânus e bordas das orelhas (Figura 13.5).

Petéquias (Figura 13.6). ■Equimose. ■Icterícia. ■Palidez das mucosas (Figura 13.7). ■Diarreia sanguinolenta. ■

Alterações hematológicas

Entre as alterações hematológicas mais evidentes

estão a redução no hematócrito, na contagem de

eritrócitos e plaquetas, bem como na hemoglobi

na. São alterações semelhantes às encontradas nos

casos de babesiose, porém as anemias tendem a

ser mais “profundas”. Do mesmo modo, o consumo

de plaquetas tende a ser maior, podendo ocorrer

macroplaquetas.31 A etiologia da plaquetopenia

observada na rangeliose pode estar ligada ao pro

cesso inflamatório, mas principalmente ao consu

mo de plaquetas devido às lesões que o parasito

provoca no endotélio vascular. As anemias apre

sentadas na rangeliose são, geralmente, de caráter

regenerativo, com macrocitose e hipocromasia.

Alguns animais chegam a apresentar rubricitos e

metarrubricitos. Outros são exceções, nos quais a

macrocitose e a hipocromasia não são evidentes,

mas nesses casos é possível observar anisocitose e

Figura 13.5 Cão infectado por Rangelia vitalii apre-sentando sangramento nas orelhas, nambiuvu

Figura 13.6 Cão infectado com R. vitalii apresentando petéquias no membro anterior


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policromasia. Em algumas ocasiões, as anemias de

senvolvemse de forma muito aguda. Nesses ani

mais, os sinais de regeneração levam tempo para

se manifestar. As anemias observadas na rangeliose

têm causas semelhantes às da infecção por B. canis,

ou seja, por ação direta do parasito, processo infla

matório, sequestro esplênico, hemorragias ou de

caráter imunomediado, nos animais que desenvol

vem esse tipo de processo.

Animais experimentalmente infectados apre

sentam aumento na contagem de megacariócitos

e redução na agregação plaquetária entre o 10o e

o 20o dias PI.31

Há indícios de que a rangeliose pode causar uma

anemia imunomediada, devido à presença, em al

guns casos, de esferócitos e eritrofagocitose.5,25,28

Contudo, ainda são necessários mais estudos para

correlacionar a existência da anemia imunomedia

da com o agente infeccioso da rangeliose. Isso por

que, em alguns casos, essa forma de anemia não é

visualizada.

Quanto ao leucograma, apresentase inconsis

tente em infecções por R. vitalii, assim como em ou

tras piroplasmoses. Enquanto alguns animais apre

sentam uma redução na contagem de leucócitos,

outros manifestam leucocitose,25 ou ainda podem

não apresentar alterações na contagem total,32

sendo a leucocitose mais comumente encontrada,

principalmente em casos fatais.25 Isso ocorre, prova

velmente, pela estimulação antigênica prolongada.

Alterações bioquímicas

Costa et al. (2012),33 ao estudarem as alterações en

zimáticas em cães infectados por R. vitalii, observa

ram um aumento da alanina aminotransferase (ALT)

no 20o dia PI, no grupo infectado em comparação

ao grupocontrole, porém sem exceder os limites

de referência. Nesse estudo, ainda foram observa

dos aumentos na concentração de creatinocinase

e aspartato aminotransferase (AST), no 10o, 20o e

30o dias PI. Os autores não visualizaram alterações

significativas nas concentrações de ureia, creatini

na e gamaglutamiltransferase.

Diagnóstico

O diagnóstico in vivo de rangeliose pode ser clíni

co, epidemiológico, por esfregaço sanguíneo ou

por PCR.

Diagnóstico clínico

Os sinais clínicos manifestados na infecção por

R. vitalii não são patognomônicos, o que dificulta

essa forma de diagnóstico.

Diagnóstico epidemiológico

A utilização da epidemiologia associada aos sinais

clínicos e ao estudo hematológico confere uma

boa ferramenta de diagnóstico. Isso porque os ca

sos de rangeliose tendem a ser oriundos de áreas

com características favoráveis ao desenvolvimento

de seu vetor.

Esfregaço sanguíneo

Esta forma de diagnóstico tem reduzida sensibili

dade, pois a parasitemia em infecções por R. vitalii é

baixa, diferentemente do que ocorre em infecções

por B. canis vogeli. Além disso, quando o animal

Figura 13.7 (a e b) Animais infectados com R. vitalii, apresentando palidez das mucosas oral (a) e conjuntival (b)


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IV Tratamentos Alternativos das Infecções por Protozoários

P A R T E

Capítulo 15 Terapias alternativas para infecções por protozoários em pequenos animais


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V Técnicas Diagnósticas das Enfermidades Causadas por Protozoários

P A R T E

Capítulo 16 Técnicas parasitológicas para exame fecal

Capítulo 17 Técnicas para diagnóstico de hemoparasitoses

Capítulo 18 Técnicas diagnósticas moleculares e sorológicas


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16Técnicas parasitológicas para exame fecalFlávio Antônio Pacheco de Araújo



Introdução

A investigação das parasitoses intestinais causadas

por protozoários em cães e gatos é uma tarefa de

caráter contínuo, cujos objetivos principais são

orientar as condutas para a melhoria da saúde dos

animais, avaliar as medidas de controle e monito-

rar a eficácia dos produtos anti-helmínticos. Apesar

do aprimoramento das técnicas imunológicas e do

surgimento das técnicas moleculares para o diag-

nóstico das parasitoses intestinais, as técnicas de

diagnóstico coproparasitológico continuam sendo

as de eleição, pela simplicidade, sensibilidade e

baixo custo.

Coleta, conservação e remessa de amostras de fezes para análise laboratorial1-3

Coleta

A coleta de fezes diretamente da ampola retal

seria o melhor método, mas, para pequenos ani-

mais, a quantidade de material obtido é insufi-

ciente para realizar as diferentes técnicas neces-

sárias. Assim, podem ser utilizadas apenas para o

método direto e amostras recentes. Então, deve-

se esperar o cão defecar e retirar do solo o excre-

mento o mais rápido possível, tendo o cuidado

de manter a amostra livre de urina e impurezas

do chão.

Material

Convém utilizar frascos limpos, secos e, preferen-

cialmente, esterilizados. No caso de não ser possí-

vel o proprietário pegar frascos no laboratório, ele

pode ser orientado a fervê-los em uma panela no

fogão de sua casa ou utilizar sacos plásticos limpos,

como os de armazenar e congelar alimentos (não

utilizados previamente).

Antes de enviar ao laboratório, o material a ser

remetido deve ser identificado (com número ou

nome). Do mesmo modo, a ficha do material deve

conter essa identificação, além de dados como es-

pécie, idade, sexo, proprietário, endereço, telefone

e anamnese realizada.

Conservação e remessa

Se não for possível examinar as fezes logo após a

coleta, essa amostra deve ser refrigerada até a rea-

lização do exame. Para ser enviado para o labora-

tório, o material deve ser armazenado com gelo.


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Se isso não for possível, também podem ser utiliza-

dos alguns conservantes, como:

Formalina a ■ 5% e 10%:

Formol a 40% y : 5 e 10mL.

Água destilada y : 95 e 90mL.

Bicromato de potássio a 2,5% ■ :

Bicromato de potássio y : 2,5g.

Água destilada y : 100mL.

Para preservar os trofozoítos e cistos de Giardia

sp., deve-se utilizar o PVA (álcool polivinílico), mas

este material não é utilizado rotineiramente em

práticas veterinárias.

Exame direto2,4

O exame direto é um método qualitativo, que pode

ser utilizado para pesquisa de variadas formas de

parasitos eliminados nas fezes. Na protozoologia,

é usado principalmente para identificar trofozoítos

de protozoários, como os de Giardia, que, após os

métodos de concentração, podem ser distorcidos

ou destruídos.

Pode ser realizado com a pequena quantidade

de fezes que fica no termômetro após aferição da

temperatura do animal, a qual é misturada com 1

gota de água ou solução salina a 0,85%, em uma lâ-

mina. Além disso, depois, procede-se à observação

ao microscópio, de preferência adicionando uma

lamínula, para evitar o turbilhonamento do líquido.

Para melhor visualização das estruturas internas

dos cistos de protozoários, podem ser utilizadas

colorações, como, por exemplo, 1 gota de lugol no

caso de Giardia.

Exames de flutuação fecal2,4

Os testes de flutuação fecal são os mais utilizados

na medicina veterinária para detecção de ovos, oo-

cistos e cistos de parasitos. Esses métodos baseiam-

se no princípio de que essas formas são menos

densas do que o meio fluido (saturado) utilizado

para a realização da técnica. Então, irão flutuar para

o topo do recipiente, onde poderão ser coletados

para avaliação ao microscópio. A solução de sulfato

de zinco a 33% tem a vantagem de causar menos

distorção nos cistos de Giardia. Recomenda-se a

solução de açúcar (solução de Sheather) para diag-

nóstico de coccídios.

Método de Faust e colaboradores1,2,4

Tal método foi desenvolvido para detecção da

presença de cistos de protozoários. É também co-

nhecido como método de centrifugoflutuação em

sulfato de zinco a 33% com densidade de 1,18/mL.

Técnica

A sequência de ações para aplicação dessa técnica

é mostrada na Figura 16.1:

1. Em um recipiente, dissolvem-se 2g de fezes em

10mL de água destilada (Figura 16.1A a D).

2. Filtra-se tudo com uma gaze e coloca-se o ma-

terial em um tubo de ensaio (Figura 16.1E a F).

3. Centrifuga-se a 2.500rpm por 1 a 3min (Figura

16.1G).

4. Retira-se o líquido, deixando só a porção que

decantou (Figura 16.1H).

5. Ressuspende-se o sedimento com água destila-

da e centrifuga-se novamente (Figura 16.1I a J).

6. Repete-se até que o sobrenadante fique claro

(em geral, umas três vezes).

7. No último sedimento, colocam-se 1 a 2mL de

sulfato de zinco a 33% e volta-se a ressuspen-

der o material. Completa-se o volume (Figura

16.1K).

8. Com uma alça de platina ou com conta-gotas,

retira-se a película da superfície e coloca-se em

uma lâmina. Esse procedimento pode ser feito

com o tubo ainda na centrífuga. Ou, se for re-

tirado o tubo da centrífuga para ser colocado

em uma estante, convém ter o cuidado de não

sacudi-lo (Figura 16.1L).

9. Junta-se 1 gota de lugol, coloca-se a lamínula e

observa-se ao microscópio.

Preparo da solução de sulfato de zinco

a 33%, de densidade 1,18g/mL:

Sulfato de zinco ■ : 33g.

Água destilada ■ : 100mL.

Adiciona-se a água destilada quente. Depois,

ajusta-se com o densímetro, até se obter a den-

sidade de 1,18/mL.

Resultado: a existência do cisto de Giardia indi-

ca resultado positivo de giardíase; assim, o animal

deve ser tratado.


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Figura 16.1 (A a L) Método de Faust e colaboradores (continua)


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18Técnicas diagnósticas moleculares e sorológicasCláudia de Mello Ribeiro


Introdução

O impacto das enfermidades parasitárias desenca

deou um interesse pelo diagnóstico dessas parasi

toses, permitindo o uso de abordagens tecnologi

camente inovadoras como as técnicas moleculares

e sorológicas.

Técnicas moleculares

Reação em cadeia da polimerase (PCR) para diagnóstico de tripanossomíase

Preparo das amostras de sangue em meio LIT para extração do DNA parasitário

Tanto as culturas positivas quanto as negativas

devem ser lavadas, separadamente, em solução

salina tamponada (PBS) estéril, 0,01M (pH 7,2) e

centrifugadas a 1.000rpm por 10min. Do mes

mo modo, convém armazenar o sedimento em

microtubos estéreis livres de desoxirribonuclea

ses (DNAse) e ribonucleases (RNAse) a −20°C,

até o momento do uso para extração do DNA

parasitário.1,2

Extração de DNA

O DNA deve ser extraído de 300μL do sedimento

armazenado, utilizandose, por exemplo, o IllustraTM

Blood GenomicPrep Mini Spin Kit (GE Healthcare®).

Posteriormente, é armazenado em microtubos es

téreis livres de DNAses e RNAses e mantido a −20°C

até a realização da PCR.2

PCR para Trypanosoma cruzi e/ou Trypanosoma rangeli

As reações devem ser realizadas em duplicata. Para

amplificação dos fragmentos de minicírculos de

kDNA de 330pb, utilizamse os iniciadores P35 e

P363 (Tabela 18.1). Para um volume final de 25μL, a

reação deve conter:

2,5µL de tampão de PCR (50mmol de KCl, ■10mmol de TrisHCl, 1,5mM de MgCl2).

0,2mM de dNTP. ■1,0U de Taqpolimerase. ■10pmol de cada ■ primer.

2μL de DNA extraído. ■17,8μL de água ultrapura. ■

Durante todo o procedimento, os tubos de

amostra e de reagentes devem ser mantidos em


dayana


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icas

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gn

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das

po

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138

gelo picado. As condições de amplificação em ter-

mociclador são:

Ciclo para desnaturação inicial a 96°C por 2min. ■Desnaturação, anexação dos iniciadores e alon- ■gamento em 30 ciclos por 1min cada a 94°C,

60°C e 72°C, respectivamente.

Ciclo de 72°C por 10min para a extensão final. ■ 2,4

PCR para diferenciar Trypanosoma cruzi de Trypanosoma rangeli

Como os iniciadores P35 e P36 utilizados na PCR

não são específicos para Trypanosoma cruzi, que

amplificam minicírculos de kDNA tanto desse pa-

rasito quanto de Trypanosoma rangeli, devem ser

usados, para confirmação diagnóstica, os iniciado-

res TCZ1 e TCZ2, espécie-específicos para T. cruzi.

Estes amplificam uma região de microssatélite de

kDNA de 188 pares de base (Tabela 18.2).2,5,6

As reações devem ser realizadas em duplicata e,

para um volume final de 25µL, conter:

2,5µL de tampão de PCR (50mmol de KCl, ■10mmol de Tris-HCl, 1,5mM de MgCl2).

0,2mM de dNTP. ■1,0U de Taq-polimerase. ■10pmol de cada ■ primer.

2μL de DNA extraído. ■17,8μL de água ultrapura. ■

As condições de amplificação em termocicla-

dor são:

Ciclo para desnaturação inicial a 94°C por 5min. ■35 ciclos para desnaturação a 94°C por 20s. ■

Anexação dos iniciadores a 57°C por 10s. ■Alongamento a 72°C por 30s. ■Ciclo de 72°C por 7min para a extensão final. ■

As alíquotas de 10µL das amostras amplifica-

das, com a utilização dos iniciadores P35 e P36,

bem como o TCZ1 e oTCZ2, devem ser homoge-

neizadas com 2µL de solução de azul de bromo-

fenol e, para a identificação dos produtos ampli-

ficados, submetidas a eletroforese horizontal em

gel de agarose a 1% em tampão tris-borato-EDTA

(TBE) 10×, corado com GelredTM (Biotium, Inc.). A

corrida deve ser realizada utilizando-se o mesmo

tampão TBE, a 80 volts por 100min, com as ban-

das visualizadas em transluminador ultravioleta. A

cepa Y de T. cruzi deve ser utilizada como controle

positivo, o MIX-PCR como controle negativo e 3µL

de DNA Ladder (Norgen®) 100pb como padrão de

peso molecular.2,5

Reação em cadeia da polimerase (PCR) para diagnóstico de toxoplasmose

Para amplificação do DNA de Toxoplasma gondii,

podem ser utilizados os oligonucleotídios TOX4

e TOX5 (Tabela 18.3).7-9 Cada tubo de reação de

0,2mL deve conter:

2,5μL de tampão de PCR (50mmol de KCl, ■10mmol de Tris-HCl).

0,75μL de MgCl (1,5mmol). ■0,25μL de dNTP (1,25mmol). ■0,15U/μL de taq-polimerase. ■5μL de cada ■ primer.

10μL de amostra obtida no final da extração. ■17,35μL de água ultrapura. ■

Durante todo o procedimento, os tubos de

amostra e de reagentes devem ser mantidos em

gelo picado. A amplificação deve ser realizada

em termociclador, e as condições de reação são:

94°C por 7min; 35 ciclos de 72°C por 1min; e um ci-

Tabela 18.1 Primers usados na detecção de Trypanosoma

Primer Sequência Tamanho do produto (pb)

P35 5’-AAATAATGTACGGGGGAGATGCATGA - 3’330

P36 5’-GGGTTCGATTGGGGTTGGTGT - 3’

Fonte: adaptada de Sturm et al., 1989.3

Tabela 18.2 Primers para detecção de Trypanosoma cruzi

Primer Sequência

TCZ1 5’-CGAGCTCTTGCCCACACGGGTGCT-3’

TCZ2 5’-CCTCCAAGCAGCGGATAGTTCAGG-3’

Fonte: adaptada de Virreira et al., 2003;5 Moser et al., 1989.6


dayana


Índice

AAgarose, gel em 1% de, 24

Albendazol, 36

Alopecia ao redor dos olhos e leishmaniose

visceral canina, 7

Alterações bioquímicas, 106

- e hematológicas da cytauxzoonose, 106

- na rangeliose, 99

Amblyomma, 105

- aureolatum, macho de, 95

- ovale, 105

Amostras, 121

- de fezes, 121

- de sangue, 133, 137

Animais infectados, 81

- por Babesia, 81

- por Rangeli vitalii, 99

Azitromicina, 53

BBabesia, 79

- canis, 78

- - presentii, 83

- - vogeli, hemácias parasitadas por, 79

- cão infectado por, apresentando palidez da

mucosa oral, 81

- cati, 82

- ciclo biológico, 79

- esporozoítos de, 79

- felis, 82

- gibsoni, 79

- herpailuri, 82

- leo, 83

- pantherae, 82

Babesiose, 77-86

- canina, 77

- - aspectos imunológicos, 81

- - ciclo biológico, 79

- - diagnóstico, 81

- - epidemiologia, 77

- - etiologia, 78

- - patogenia, 80

- - sinais clínicos, 80

- felina, 82

- - etiologia, 82

- - patogenia, 83


- profilaxia, 84

- tratamento, 83

Baço de cão, forma amastigota de Trypanosoma

cruzi em imprint de, 20

Bicromato de potássio, 122

Bovino infectado, tecido cerebral de, 60

Bradizoítos, 48


dayana


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ice

142

CCão(ães), 60

- baço de, forma amastigota de Trypanosoma cruzi

em imprint de, 20

- comparação das espécies de piroplasmas que

parasitam, no Brasil, 94

- dimensões de oocistos de Cystoisospora que

parasitam gatos e, 64

- fármacos usados no tratamento de, 90

- - com bebesiose, 84

- - com cistoisosporíase, 65

- - com giardíase, 36

- - com hepatozoonose, 90

- - com neosporose, 60

- - com toxoplasmose, 53

- - com tripanossomíase americana, 22

- gamonte de Hepatozoon em leucócito de, 88

- infectado, 98

- - esquizontes em endotélio vascular condizentes

com Rangelia vitalii em, 94

- - por Babesia apresentando palidez da mucosa

oral, 81

- - por Rangelia vitalii, 98

- - - apresentando petéquias no membro

anterior, 98

- - - apresentando sangramento nas orelhas, 98

- leishmaniose visceral em (ver Leishmaniose

visceral canina)

- microrganismo da microbiota intestinal de, com

potencial probiótico, 113

- reação positiva de imunofluorescência indireta

para Trypanosoma cruzi em, 24

- sinais clínicos da toxoplasmose em, 52

- tripanossomíase americana em, 22

- - tratamento, 24

Câmara de McMaster, 124

Camundongo, forma tripomastigota da cepa Y

de Trypanosoma cruzi em esfregaço sanguíneo

de, 20

Centrifugoflutuação direta, método de, com

solução de Sheather, 126

Chagas, doença de, 19

Ciclo biológico, 22

- Babesia, 79

- Cryptosporidium, 67

- Cystoisospora spp., 63

- Cytauxzoon, 104

- Giardia sp., 33

- Hepatozoon, 87

- Leishmania, 4

- neosporose, 58

- Rangelia, 93

- Sarcocystis, 71

- Toxoplasma gondii, 48

- - enteroepitelial, 48

- - extraintestinal, 49

- Tritrichomonas foetus, 42

- Trypanosoma cruzi, 22

Cisto(s), 60

- de Giardia, 34

- - obtidos pelo método de concentração por

flutuação, 34

- de Neospora caninum obtido por imuno-

histoquímica de tecido cerebral de bovino

infectado, 60

Cistoisosporíase, 63-66


- diagnóstico, 65

- epidemiologia, 64

- etiologia, 63

- morfologia, 63

- patogenia, 65

- profilaxia, 66

- sinais clínicos, 65

- tratamento, 65

Clindamicina, 60, 73

- cloreto de, 53

- fosfato de, 53

Cloreto de clindamicina, 53

Coágulo, 135

- técnica de distensão da gota do, 135

- técnica de esfregaço de fragmento de, 135

Coccídios, enfermidades causadas por, 45-74

- cistoisosporíase, 63-66

- criptosporidiose, 67-70

- neosporose, 57-62

- sarcocistose, 71-74

- toxoplasmose, 47-56

Coleta de sangue, 133

Coloração, 128

- com hematoxilina e eosina, 94

- de Giemsa, 34, 135

- de Wright, 135

- de Ziehl-Neelsen, 69

- - modificada por Angus, 128

Concentração, método de, por flutuação, 64

- cistos de Giardia obtidos pelo, 34


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143

- oocisto não esporulado de Cystoisospora felis

obtido pelo, 64

Conoide, 48

Corantes, fórmulas de, e reagentes, 131

Criptosporidiose, 67-70


- diagnóstico, 68

- epidemiologia, 68

- patogenia, 68

- profilaxia, 69


- tratamento, 69

Cryptosporidium, 69


- oocistos de, corados pela técnica de

Ziehl-Neelsen, 69

Cultura, meio de (ver Meio de cultura)

Cystoisospora, 63

- felis, 64

- - oocisto esporulado de, 64

- - oocisto não esporulado de, obtido pelo método

de concentração por flutuação, 64

- ohioensis, 64

- oocistos de, dimensões de, que parasitam cães e

gatos, 64

Cystoisospora spp., ciclo biológico, 63

Cytauxzoon, ciclo biológico, 104

Cytauxzoonose, 103-108

- alterações hematológicas e bioquímicas, 106


- diagnóstico, 106

- epidemiologia, 105

- etiologia, 104

- histórico, 104

- patogenia, 105

- profilaxia, 107

- sinais clínicos e patológicos, 106

- tratamento, 107

DDermatite descamativa com aspecto furfuráceo e

leishmaniose canina, 7

Diclazuril, 65

Distensão, técnica de, da gota do coágulo, 135

DNA, 137

- extração de, 137

- parasitário, 137

Doença de Chagas, 19

EEndotélio vascular, esquizontes em, condizentes

com Rangelia vitalii em cão infectado, 94

Eosina, tecido cardíaco corado com hematoxilina

e, 94

Epidemiologia molecular das espécies de

Giardia, 36

Esfregaço, técnica de, 99

- de fezes, 128

- de fragmento de coágulo, 135

- de sangue, 20

- - direto, 134

- - forma tripomastigota da cepa Y de

Trypanosoma cruzi em, de camundongo, 20

Esporocisto(s), 64

- de Sarcocystis spp., 72

- oocistos esporulado contendo dois, 64

Esporozoítos de babesia, 79

Esporulação de oocistos, método de purificação,

concentração e, 126

Exame fecal, técnicas parasitológicas para, 121-132

- coleta, 121

- conservação e remessa, 121

- de coloração de Ziehl-Neelsen modificada por

Angus, 128

- de flutuação fecal, 122

- - de Faust e colaboradores, 122

- - que utilizam a solução de Sheather, 124

- - - de centrifugoflutuação direta, 126

- - - oocistograma, 124

- de purificação, concentração e esporulação de

oocistos, 126

- direto, 122

- material, 121

FFármacos, uso de, no tratamento, 53

- da bebesiose, 84

- da cistoisosporíase, 65

- da criptosporidiose, 69

- da giardíase, 36

- da hepatozoonose, 90

- da neosporose, 60

- da Sarcocystis spp., 73

- da toxoplasmose, 53

- da tripanossomíase americana, 25

Faust, método de, 122

Febantel, pirantel e praziquantel, 36

Febendazol, 36


dayana


Índ

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144

Fembendazol, 69

Fezes, 128

- amostras de, 121

- esfregaço de, técnica de, 128

Flutuação fecal, 122

- exames de, 122

- - de Faust e colaboradores, 122

- - que utilizam a solução de Sheather, 124

- - - de centrifugoflutuação direta, 126

- - - oocistograma, 124

- método de concentração por, 64

- - cistos de Giardia obtidos pelo, 34

- - oocisto não esporulado de Cystoisospora felis

obtido pelo, 64

Focinho, hiperceratose no, e leishmaniose

canina, 7

Formalina, 122

Fórmulas de corantes e reagentes, 131

Fosfato de clindamicina, 53

GGato(s), 103

- dimensões de oocistos de Cystoisospora que

parasitam cães e, 64

- fármacos utilizados no tratamento de, 53

- - com bebesioses, 84

- - com cistoisosporíase, 65

- - com criptosporidiose, 69

- - com giardíase, 36

- - com toxoplasmose, 53

- infectados por piroplasmas em diferentes

estudos no Brasil, 103

- leishmaniose em (ver Leishmaniose felina)

- sinais clínicos da toxoplasmose em, 51

- tricomoníase em (ver Tricomoníase felina)

Gel em 1% de agarose, 24

Giardia, 36

- cisto(s) de, 34

- - obtidos pelo método de concentração por

flutuação, 34

- duodenalis, genotipagem de, 38

- epidemiologia molecular das espécies de, 36

- trofozoíto de, 33

- - fixados e corados por Giemsa, 34

Giardia sp., 33

Giardíase, 33-40


- diagnóstico, 35

- epidemiologia, 34

- - molecular das espécies de Giardia, 36

- etiologia, 33

- fármacos utilizados no tratamento de, 36

- morfologia, 33

- patogenia e sinais clínicos, 35

- profilaxia, 36

- tratamento, 36

Giemsa, coloração de, 34, 135

Gota do coágulo, técnica de distensão da, 135

HHemácia(s), 79

- parasitadas por Babesia canis vogeli, 79

- protozoário Rangeli vitalii no interior da, 94

Hemaparasitoses, técnicas para diagnóstico

de, 133-136

- coleta e remessa de amostras de sangue, 133

- de coloração, 135

- - de Giemsa, 135

- - de Wright, 135

- de distensão, 134

- - da gota do coágulo, 135

- - de sangue, 134

- de esfregaço de fragmento de coágulo, 135

Hematoxilina, corado com, e eosina, 94

Hematozoários, enfermidades causadas por, 75-

- babesiose, 77-86

- cytauxzoonose, 103-108

- hepatozoonose, 87-92

- rangeliose, 93-102

Hepatozoon, ciclo biológico, 87

Hepatozoon canis, gamonte de, em leucócito de

cão, 88

Hepatozoonose, 87-92


- diagnóstico, 90

- epidemiologia, 89

- etiologia, 87

- patogenia, 89

- profilaxia, 90


- tratamento, 90

Hiperceratose no focinho e leishmaniose canina, 7

IImunidade, 50

- celular, 50

- humoral, 50

Imunofluorescência indireta, reação de (ver RIFI)


dayana


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145

Imuno-histoquímica, cistos de Neospora caninum

obtido por, 60

Infecção(ões), 114

- por Babesia em cão apresentando palidez da

mucosa oral, 81

- por piroplasmas em gatos em diferentes estudos

no Brasil, 103

- por protozoários, terapias alternativas

das, 109-118

- - plantas medicinais e fitoterápicos, 114

- - probióticos, 111

- - - função da microbiota intestinal, 111

- - - microrganismos da microbiota intestinal de

cães com potencial probiótico, 113

- - - nas parasitoses, 112

- por Rangelia vitalii, 98

- - apresentando palidez das mucosas oral e

conjuntival, 99

- - apresentando petéquias no membro

anterior, 98

- - apresentando sangramento nas orelhas, 98

- por Sarcocystis spp., fármacos usados no

tratamento das, 73

Inseto vetor de Trypanosoma cruzi, 21

LLeishmania, 8

- chagasi, formas promastigotas de, 9

- ciclo biológico de, 4

- infantum, 8

- - canina, reação de imunofluorescência indireta

positiva para, 9

Leishmania sp., formas amastigotas de, de aspirado

de medula óssea de cão, 8

Leishmaniose, 3-18

- amazonensis, 14

- felina, 13-18


- - técnicas diagnósticas, 15

- - tegumentar, 14

- visceral canina, 3-12

- - ciclo(s), 3

- - - biológico de Leishmania, 4

- - - epidemiológicos, 3

- - diagnóstico, 7

- - - métodos moleculares, 9

- - - parasitológico, 7

- - - sorológico, 8

- - etiologia, 3

- - morfologia, 4

- - patogenia, 6

- - profilaxia, 10

- - reservatórios, 4


- - transmissão, 5

- - - horizontal direta, 5

- - - horizontal indireta, 5

- - - vertical, 5

Lesão(ões) nodular(es) em gato com

leishmaniose, 14

- amazonensis, na orelha, 14

- tegumentar, no nariz, 14

Leucócito, gamonte de Hepatozoon canis em, de

cão, 88

MMacho de Amblyomma aureolatum, 95

McMaster, câmara de, 124

Medula óssea de cão, formas amastigotas de

Leishmania spp. de aspirado de, 8

Meio de cultura liver infusion tryptose, 8, 20

Membrana plasmática, 48

Membro anterior, petéquias no, cão infectado por

Rangelia vitalii apresentando, 98

Método(s) (ver também Técnica)

- de centrifugoflutuação direta com solução de

Sheather, 126

- de concentração por flutuação, 64

- - cistos de Giardia obtidos pelo, 34

- - oocisto não esporulado de Cystoisospora felis

obtido pelo, 64

- de Faust, 122

- de purificação, concentração e esporulação de

oocistos, 126

- de Sheather, 124, 126


Metronidazol, 36

Microbiota intestinal, 113

- função da, e probióticos, 111

- microrganismos da, de cães com potencial

probiótico, 113

Micronemas, 48

Micrópila, 48

Microrganismos da microbiota intestinal de cães

com potencial probiótico, 113

Microscopia eletrônica de transmissão, 42

Microtúbulos, 48

Mitocôndria, 48


dayana


Índ

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146

Mucosa oral, palidez da, em animais infectados, 81

- com Babesia, 81

- com Rangeli vitalii, 99

NNariz, lesão nodular no, em gato com

leishmaniose tegumentar, 14

Necropsia, achados de, 100

Neospora caninum, cistos de, obtido por

imuno-histoquímica, 60

Neosporose, 57-62


- controle e profilaxia, 60

- diagnóstico, 59

- - pesquisa direta, 59

- - pesquisa indireta, 60

- epidemiologia, 58

- morfologia, 57

- patogenia, 59


- transmissão, 58

- tratamento, 60

Nitazoxanida, 69

OOlhos, áreas de alopecia ao redor dos, e

leishmaniose canina, 7

Oocisto(s), 48, 72

- de Cryptosporidium corados pela técnica de

Ziehl-Neelsen, 69

- de Cystoisospora, dimensões de, que parasitam

cães e gatos, 64

- esporulado, 72

- - contendo dois esporocistos, 64

- - de Cystoisospora felis, 64

- - de Sarcocystis spp., 72

- método de purificação, concentração e

esporulação de, 126

- não esporulado, 64

- - com esporante, 64

- - de Cystoisospora felis obtido pelo método de

concentração por flutuação, 64

Oocistograma, 124

- metodologia do, 125

Orelha(s), 98

- lesões nodulares na, em gato com leishmaniose

amazonensis, 14

- sangramento nas, cão infectado por Rangelia

vitalii apresentando, 98

PPalidez da mucosa oral em animais infectados, 99

- por Babesia, 81

- por Rangeli vitalii, 99

Parasitoses, probióticos nas, 112

Paromomicina, 69

PCR, 100

- mapa parcial do Brasil, demonstrando os relatos

de rangeliose por morfologia e por, 96

- para diagnóstico de toxoplasmose, 138

- para diagnóstico de tripanossomíase, 137

Petéquias no membro anterior e infecção por

Rangelia vitalii, 98

Pirantel, 36

Pirimetaminas, 60

- e sulfadiazina, 53

Piroplasmas, 103

- comparação das espécies de, que parasitam cães

no Brasil, 94

- infeccão por, em gatos em diferentes estudos no

Brasil, 103

Plantas medicinais e fitoterápicos, 114

Polimerase, reação em cadeia da (ver PCR)

Ponazuril, 65

Potássio, bicromato de, 122

Praziquantel, 36

Probióticos, 111

- função da microbiota intestinal, 111

- microrganismos da microbiota intestinal de cães

com potencial probiótico, 113

- nas parasitoses, 112

Protocolos terapêuticos, 100

- para cytauxzoonose, 107

- para tratamento da rangeliose, 100

Protozoário(s), 94

- flagelados, enfermidades causadas por, 1-44

- - giardíase, 33-40

- - leishmaniose, 3-18

- - - felina, 13-18

- - - visceral canina, 3-12

- - tricomoníase felina, 41-44

- - tripanossomíases, 19-32

- infecções por, tratamentos alternativos

das, 109-118

- - plantas medicinais e fitoterápicos, 114

- - probióticos, 111

- - - função da microbiota intestinal, 111


dayana


Índ

ice

147

- - - microrganismos da microbiota intestinal de


- - - nas parasitoses, 112

- Rangelia vitalii no interior de hemácia, 94

- técnicas diagnósticas das enfermidades causadas

por, 119-140

- - de hemoparasitoses, 133-136

- - moleculares e sorológicas, 137-140

- - parasitológicas para exame fecal, 121-132

Purificação, método de, concentração e

esporulação de oocistos, 126

RRangelia, 94


- vitalii, infecção por, 95

- - animais apresentando palidez das mucosas oral

e conjuntival, 99

- - cão apresentando petéquias no membro

anterior, 98

- - cão apresentando sangramento nas orelhas, 98

- - esquizontes em endotélio vascular condizentes

com, 94

Rangeliose, 93-102

- achados de necropsia, 100

- alterações, 98

- - bioquímicas, 99

- - hematológicas, 98


- diagnóstico, 99

- - clínico, 99

- - epidemiológico, 99

- - esfregaço sanguíneo, 99

- - formas de, 101

- - PCR, 100

- epidemiologia, 95

- etiologia, 93

- histórico, 94

- mapa parcial do Brasil, demonstrando os relatos

de, por morfologia e por PCR, 96

- patogenia, 97

- profilaxia, 101


- tratamento, 100

Reação de imunofluorescência indireta (ver RIFI)

Reação em cadeia da polimerase (ver PCR)

Reagentes, fórmulas de corantes e, 131

Reservatórios, 21

- leishmaniose visceral canina, 3

- Trypanosoma, 26

- - cruzi, 21

- - evansi, 26

Retículo endoplasmático, 48

Rhipicephalus sanguineus, 78

RIFI, 139

- para Leishmania infantum canina, 9

- para diagnóstico de toxoplasmose, 139

- para Trypanosoma cruzi em cão, 24

Róptria, 48

SSangramento nas orelhas, cão infectado por

Rangelia vitalii apresentando, 98

Sangue, 137

- amostras de, 133, 137

- técnica de distensão, 134

Sarcocistose, 71-74


- diagnóstico, 73

- epidemiologia, 72

- etiologia, 71

- morfologia, 71

- patogenia, 72

- profilaxia, 73


- tratamento, 73

Sarcocystis, 71


- espécies de, e seus respectivos hospedeiros

definitivos e intermediários, 71

Sarcocystis spp., 72

- esporocisto de, 72

- oocisto esporulado de, 72

Secnidazol, 36

Sheather, solução de, 124

Solução, 122

- de Sheather, exames de flutuação fecal que

utilizam a, 124

- - de centrifugoflutuação direta, 126

- - oocistograma, 124

- de sulfato de zinco, 122

Sulfadiazina, 53

- e pirimetamina, 53

- e trimetoprima, 60, 65

Sulfametoxazol e trimetoprima, 65

Sulfato de zinco, solução de, 122

Sulfatrimetoprima, 53

Sulfonamidas, 60


dayana


Índ

ice

148

TTecido, 60

- cardíaco, corte de, corado com hematoxilina e

eosina, 94

- cerebral de bovino infectado, cistos de Neospora

caninum obtido por imuno-histoquímica de, 60

Técnica(s) (ver também Método)

- de esfregaço, 135

- - de fezes, 128

- - de fragmento de coágulo, 135

- - de sangue direto, 134


Técnicas diagnósticas, 121-136

- de hemoparasitoses, 133-136

- - coleta e remessa de amostras de sangue, 133

- - de coloração, 135

- - - de Giemsa, 135

- - - de Wright, 135

- - de distensão, 134

- - - da gota do coágulo, 135

- - - de sangue, 134

- - de esfregaço de fragmento de coágulo, 135

- moleculares, PCR, 137

- - para toxoplasmose, 138

- - para tripanossomíase, 137

- parasitológicas para exame fecal, 121-132

- - coleta, 121

- - conservação e remessa, 121

- - de coloração de Ziehl-Neelsen modificada por

Angus, 128

- - de flutuação fecal, 122

- - - de Faust e colaboradores, 122

- - - que utilizam a solução de Sheather, 124

- - de purificação, concentração e esporulação de

oocistod, 126

- - direto, 122

- - material, 121

- sorológicas, 139

Terapias alternativas para infecções por

protozoários, 109-118

- plantas medicinais e fitoterápicos, 114

- probióticos, 111

- - função da microbiota intestinal, 111

- - microrganismos da microbiota intestinal de


- - nas parasitoses, 112

Toltrazuril, 53, 65, 73

Toxoplasma gondii, 47


- - enteroepitelial, 48

- - extraintestinal, 49

Toxoplasmose, 47-56


- diagnóstico, 52

- - métodos moleculares, 53

- - parasitológico, 52

- - sorológico, 52

- epidemiologia, 49

- imunidade, 50

- - celular, 50

- - humoral, 50

- morfologia, 47

- patogenia, 51

- PCR para, 138

- profilaxia, 53

- RIFI para, 139


- - em caninos, 52

- - em felinos, 51

- tratamento, 53

Transmissão, 58

- da leishmaniose visceral canina, 5

- da neosporose, 58

- microscopia eletrônica de, 42

Traquizoítos, 47

Triatoma infestans, 21

Tricomoníase felina, 41-44

- biologia, 41


- diagnóstico, 43

- epidemiologia, 42

- morfologia, 41

- patogênese, 42


- tratamento, 53

Trimetoprima, 65

- e sulfadiazina, 60, 65

- e sulfametoxazol, 65

Trypanosoma cruzi, 20

- forma amastigota de, em imprint de baço de

cão, 20

- forma epimastigota da cepa Y de, em meio liver

infusion tryptose, 20

- forma tripomastigota da cepa Y de, em esfregaço

sanguíneo de camundongo, 20

Tripanossomíase(s), 19-32

- americana, 19

- - ciclo biológico, 22


dayana


Índ

ice

149

- - morfologia do Trypanosoma cruzi, 19

- - - forma amastigota, 19

- - - forma epimastigota, 20

- - - forma tripomastigota, 20

- - patogenia, 22

- - por Trypanosoma caninum, 28

- - - diagnóstico, 29

- - - morfologia, 28

- - - vetores, 29

- - por Trypanosoma evansi, 26

- - - controle, 28

- - - diagnóstico, 29

- - - morfologia, 27

- - - patogenia, 27

- - - reservatórios, 26

- - - sinais clínicos, 27

- - - tratamento, 28

- - profilaxia, 26



- - tratamento, 25, 36

- - vetores, 20

- PCR para, 137

Tritrichomonas foetus, 42


- corte longitudinal de, 42

- detecção de, 43

- trofozoíto de, 42

Trofozoíto, 19

- de Giardia, 33

- - fixados e corados por Giemsa, 34

- de Tritrichomonas foetus, 42

Trypanosoma, 27

- caninum, 28


- - morfologia, 28

- - vetores, 29

- cruzi, 19, 137

- - forma amastigota, 19

- - forma epimastigota, 20

- - forma tripomastigota, 20

- - reação de imunofluorescência indireta para, em

cão, 24

- detecção de, 138

- evansi, 26

- - controle, 28


- - morfologia, 27

- - patogenia, 27



- - tratamento, 28

- PCR para, 137

- rangeli, 137

VVetores, 20

- Trypanosoma, 20

- - caninum, 28

- - cruzi, 20

WWright, coloração de, 135

ZZiehl-Neelsen, método de, 69, 128, 130

Zinco, sulfato de, solução de, 122


dayana


Áreas de interesseMedicina VeterináriaParasitologia

9 7 8 8 5 8 4 1 1 0 1 2 4

Enfermidades Parasitáriaspor Protozoários

em Pequenos Animais

Cláudia de Mello RibeiroOrganizadora

Enfermidades Parasitárias por Protozoários em

Pequenos Animais


O interesse por animais de companhia tem aumentado e cães e gatos predominam na preferência de quem se dispõe a adquiri-los. Como as parasitoses causadas por protozoários estão entre as doenças mais frequentes e importantes em cães e gatos, o contato entre esses animais e os proprietários impõe a necessidade de mais cuidados. Isso porque esses microrganismos podem representar uma fonte de agentes responsáveis por zoonoses.

O propósito de Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais é fornecer aos pro-fissionais desta área subsídios sobre a biologia dos protozoários, além da patogenia, do diagnóstico e do tratamento das enfermidades causadas por esses parasitos. Assim, visa a auxiliar os discentes que acompanham a disciplina de doenças parasitárias e também os clínicos responsáveis pela melhora da saúde dos pequenos animais.

Dividido em cinco partes, o livro aborda:

Enfermidades causadas por protozoários flagelados.

Enfermidades causadas por coccídios.

Enfermidades causadas por hematozoários.

Tratamentos alternativos das infecções por protozoários.

Técnicas diagnósticas das enfermidades causadas por protozoários.

CAPA – Enfermidades Parasitárias.indd 1 24/09/2014 15:16:03

enfermidades parasitárias por protozoários em pequenos animais

Health & Medicine