Protocolos Aulas Práticas - Biologia

Ciências Biológicas Protocolos de aulas

Biologia dos Invertebradosprática 1 prática 2

Biologia Molecularprática 1

Biologia Vegetal Ipratica 1pratica 2 pratica 3

Bioquimicapratica 1pratica 2 pratica 3 pratica 4pratica 5

Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 1pratica 2 pratica 3 pratica 4pratica 5 pratica 6 pratica 7 pratica 8 pratica 9 pratica 10 pratica 11 pratica 12

Zoologia dos cordados I pratica 1pratica 2

Biologia dos Invertebradosprática 1

Titulo: Morfologia externa de exemplares do filo Mollusca

ObjetivoApresentação aos alunos da morfologia externa dos exemplares estudados. Relacionar a morfologia observada com as funções e história de vida dos animais.

Materiais -Exemplares de Bivalves, gastrópodes e Cefalópodes-6 Pinças-6 Bisturis-Placas de Petri-Bandejas plásticas-4 Lupas-Algodão-Toalha de papel

Procedimento1 – Observação a olho nú da morfologia externa dos espécimes em estudo e anotação das partes visíveis;2 – Utilização de uma lupa para observação da morfologia externa e anotação das partes observadas;

3 – Confecção de um relatório para entregar na aula seguinte, devendo ser embasado com informações da literatura.

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Biologia dos Invertebradosprática 2

Titulo: Morfologia externa de exemplares do filo Platelminthes e Nematoda

ObjetivoApresentação aos alunos da morfologia externa dos exemplares estudados. Relacionar a morfologia observada com as funções e história de vida dos animais.

Materiais -Exemplares de Planárias, Taenia e Ascaris-Pinças-Placas de Petri-Bandejas plásticas-4 Lupas-Algodão-Toalha de papel

Procedimento1 – Observação a olho nú dos espécimes em estudo e anotação das partes visíveis;2 – Utilização de uma lupa para observação da morfologia externa e anotação das partes observadas;3 – Confecção de um relatório para entregar na aula seguinte, devendo ser embasado com informações da literatura.

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Biologia Molecularprática 1Titulo: Extração de DNA a partir de bife de fígado

ObjetivoO objetivo desta atividade está em extrair DNA a partir de um pedaço de bife de fígado!

Materiais -Um bife de fígado de aproximadamente 300 gr -Liqüidificador doméstico -Sal -Detergente de lavar louça transparente -Água morna -Copos de vidro transparente -Palitos -Álcool (isopropanol) -Um coador-ProcedimentoCorte o bife em pequenos pedaços Coloque no liqüidificador

Adicione água morna com sal (aproximadamente 5 pitadas) Bata por uns 10 segundos Passe a mistura para um copo através do coador. Encha mais ou menos metade do copo Misture no copo, lentamente para não fazer bolhas, 2 a 3 colheres de chá de detergente Lentamente adicione o isopropanol no copo até encher. Não misture o álcool com a solução, deixe o álcool permanecer como um camada isolada no topo da solução Espere uns 5 minutos O DNA deverá surgir na superfície da solução. Pesque o DNA com um palito!

Discussão sobre cada reagente utilizadoQual a função do sal? O sal proporciona um ambiente favorável para o processo de extração pois contribui com íons positivos (NA+) que neutralizam a carga negativa do DNA O que o liqüidificador faz? O liqüidificador ajuda a quebrar mecanicamente as membranas da célula O que acontece quando se adiciona o detergente? As enzimas presentes no detergente desestruturam as moléculas de lipídios presentes nas membranas celulares Qual o papel do álcool? O DNA é insolúvel em álcool e deste modo se separa da solução. O DNA tem também menor densidade que os outros constituintes celulares, por isso surge na superfície da solução Por que você não pode ver a dupla hélice? A estrutura de dupla hélice só pode ser visualizada de modo indireto e através de aparelhos sofisticados. O que você está observando são milhares de fitas de DNA juntas

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Biologia Vegetal Ipratica 1

Aula 1 - Fungi

Material: AscomycotaBasidiomycotaZygomycota

Objetivo: observar as partes constituintes do micélio e estruturas de propagação.

Procedimento: Observar colônia de fungos em meio de cultura sólido.Caracterizar a colônia quanto à forma e coloração.Montagem de lâmina temporária em lactofenol para micélio demateáceo.Coloração de micélio hialino com Azul de Amann, posterior montagem de lâmina temporária em lactofenol.Esquematização e identificação das estruturas presentes no micélio e caracterização das estruturas de propagação.

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Biologia Vegetal Ipratica 2

Aula 2 - Briófitas

Material:

AntócerosHepáticas

Objetivo:observar as partes constituintes do talo vegetativo e reprodutivo.

Procedimento: Cortes transversal e longitudinal do talo, à mão livre.Coletar amostras para confecção de lâminas temporárias.Diafanização com hipoclorito de sódio.Lavagem em água destilada.Coloração com Azul de Toluidina.Observação em microscópio óptico.Esquematização e identificação das estruturas presentes no talo.

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Biologia Vegetal Ipratica 3

Aula 3 - Pteridófitas

Material: SamambaiaAvenca

Objetivo:observar as partes constituintes do corpo vegetal e estruturas de propagação.

Procedimento: Cortes transversal e longitudinal do talo, à mão livre.Coletar amostras para confecção de lâminas temporárias.Diafanização com hipoclorito de sódio.Lavagem em água destilada.Coloração com Azul de Toluidina.Observação em microscópio óptico.

Esquematização e identificação das estruturas presentes no talo e caracterização das estruturas de propagação voltar

Bioquimicapratica 1

Medida de pHO pH mede a concentração de H+ de uma solução, o que é representado pela equação:

pH = log 1 / [H+]

Por esta equação, observa-se que quanto maior a concentração de H+ (caráter ácido), menor é o pH. O pH varia de 0 a 14, sendo 7 o valor que expressa a neutralidade.

O pH pode ser determinado com o uso de um pHmetro, obtendo-se uma precisão de aproximadamente ± 0,01 unidades de pH dentro da faixa de 0 a 14. O pHmetro vem equipado com um eletrodo de vidro que deve ficar imerso em solução de KCl 3M. Deve, ainda ser calibrado com soluções tampão pH 4 e pH 7.

MetodologiaLigar o pHmetro e esperar aquecerVerificar os níveis dos eletrólitos dentro dos eletrodos Calibrar o pHmetro com tampões 7 e 4 (para soluções ácidas) ou 7 e 10 (para soluções básicas) Acertar as temperaturas Usar água destilada para lavar o eletrodo, antes de fazer qualquer medida, e secar. Determinar o pH da amostra fazendo a leitura com precisão até 0,01 unidades de pH.

Soluções tampãoSão soluções de ácidos fracos e seus sais, que não sofrem alterações na concentração hidrogeniônica quando é adicionado ácido ou base.

Cuidados com os eletrodos e com o pHmetro

1. Manter os eletrodos dentro da água 2. Manter o eletrodo de calomelano cheio de KCl

3. Manter os eletrodos ligados, porem sem tensão quando estiverem fora da solução.

4. Não deixar gordura nos eletrodos. Lavar com solvente orgânico e depois com água destilada.

Parte prática

ObjetivoInstruir o uso de um potenciômetro, para medida de pH (pHmetro) em diferentes tipos de substâncias.

Material e Equipamentos

Agitadores e barras magnéticas;Béquer de 100 ml e 250 ml;Potenciômetro (pHmetro);Balões volumétricos de 250 ml;Termômetro;Soluções tampão 4 e 7HCl 0,1 MAmostras

Procedimento:

A Uso de tampões

Ligar o potenciômetroColocar cada tampão num béquer de 100 ml medindo a temperatura.Tirar os eletrodos do potenciômetro da água destilada, secando com papel fino. Mergulha-los no tampão 7, com cuidado para não bater no fundo do béquer, pois, sendo de vidros eles podem quebrar-se facilmente. Fazer a leitura do pH x temperatura, se não estiver calibrado, no pH ao redor de 7 (verificar o valor exato do pH na tabela de pH x Temperatura) calibrá-lo devidamente. Seguir o mesmo procedimento com o tampão 4.

B. Diluição de um tampão

Diluir o tampão 7 duas e quatro vezes, e medir os valores do pH para cada caso, após a calibração do

equipamento.

C. Diluição de um ácido fortePreparar soluções de HCl de 0,01; 0,001 e 0,0001 M. Medir o pH de cada solução, começando com a mais diluída, após a calibração do equipamento.

D. pH de substâncias

Relatório:Quanto mudou o pH do tampão com a diluição?Fazer uma lista das soluções e amostra, em ordem decrescente do pH (aumento da acidez).

 

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Bioquimicapratica 2

Caracterização de Proteínas por Meio de Reações de Coloração e Precipitação

ObjetivosCaracterizar a presença de proteínas em material biológico.Demonstrar as reações de coloração para proteínas.Verificar experimentalmente a precipitação de proteínas com e sem desnaturação.Relacionar as observações práticas com a teoria de propriedades gerais, estrutura e isolamento de proteínas.

Relação Teórico-prática            Estrutura de proteínas

Reativos

Solução de proteína a 10%Solução de ninhidrina 0,1%Hidróxido de sódio 2,5 mol/LSolução de sulfato de cobre a 1%Ácido Tricloroacético (TCA) a 10% v/vAcetato de chumbo a 5% p/vÁlcool etílico absolutoClara de ovo “in natura”Cloreto de sódio 1 mol/LSolução saturada de sulfato de amônio 76,6 % p/v

Preparo dos Reativos Solução de proteínas: preparar uma solução de clara de ovo a 10% v/v em solução salina (NaCl 0,9g/100ml) ou tampão fosfato 10 mmol/L, pH 7,0.Solução de ninhidrina: pesar 100 mg de ninhidrina e dissolver em 100ml de tampão fosfato 0,01 mol/L, pH 7,0. Conservar em frasco escuro e em geladeira.

Técnica1. Reações de coloração Reação de Ninhidrina

Tubo 1: 2ml de ninhidrina + 5 gotas de proteína 10%, banho-maria por 5 minutos, a 1000C. Anotar o resultado.

Reação do Biureto

Tubo 2: 1ml de proteína 10% + 5 gotas de NaOH 2,5 mol/L e 3 gotas de sulfato de cobre a 1%. Anotar o resultado.

Tubo 3: 1ml de água destilada + 5 gotas de NaOH 2,5 mol/L e 3 gotas de sulfato de cobre a 1%. Anotar o resultado.

2. Reações de precipitaçãoAção do calorTubo 4: 2ml de proteína 10%, aquecer em banho-maria a 1000C por 3 minutos. Anotar o resultado.

Reação com reagentes para alcalóidesTubo 5: 1ml de proteína 10% + 1ml de TCA 10%. Anotar o resultado.

Reação com sais de metais pesadosTubo 6: 1ml de proteína 10% + 1ml de acetato de chumbo 5%. Anotar o resultado.

Reação com solventes orgânicosTubo 7: 1ml de proteína 10% + 3ml de álcool etílico. Anotar o resultado.

Efeito da adição de saisTubo 8: 3ml de clara “in natura” + água destilada. Agitar com bastão até a formação de precipitado esbranquiçado. Dissolver com auxílio de um bastão, adicionar NaCl 1mol/L gota a gota até o precipitado redissolver.

Tubo 9: 2ml da solução anterior + 4ml de solução saturada de sulfato de amônio. Observar. Adicionar 4 a 6ml de água destilada e observar o efeito.

Interpretação dos Resultados

Perguntas e Exercícios

1. Em que se fundamenta a reação de ninhidrina e que classes de substâncias reagem positivamente? 2. Em que se fundamenta a reação do biureto e que grupos nas proteínas são responsáveis por esta

reação?

3. Qual a importância da reação do biureto?

4. Qual a importância das reações de precipitação de proteínas por reagentes dos alcalóides e por sais de metais pesados? Explique os mecanismos das precipitações.

5. Explique os mecanismos que levam uma proteína a se dissolver quando há um grande aumento na força iônica da solução.

6. Que mudanças ocorrem com uma proteína quando em contato com o etanol?

7. As solubilidades de duas proteínas em função da concentração de sulfato de amônio estão mostradas no diagrama abaixo. Como esta observação pode ser usada para separar as proteínas A e B?

 

 0             1                  2                   3                  4

                                      Concentração de NH2SO4

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Bioquimicapratica 3

Enzimas – Oxiredutases: Polifenol Oxidase (Controle)

IntroduçãoAs oxiredutases são enzimas relacionadas com as reações de óxido-redução em sistemas biológicos. As polifenóis oxidases são enzimas responsáveis pela oxidação de compostos fenólicos. Frutas e vegetais que contem compostos fenólicos, quando cortados ou expostos ao ar sofrem escurecimento, causado pela ação da polifenol oxidase sobre os compostos fenólicos que são oxidados a ortoquinonas. Essas ortoquinonas polimerizam com facilidade formando compostos escuros, as melaninas. Essas reações de escurecimento enzimático podem ser mais facilmente observadas em vegetais de cores claras, como batatas, bananas, maçãs entre outros.A reação enzimática é do tipo: AH2 + O2 ® A + H2O. As enzimas que catalizam essas reações contém cobre na estrutura.

Parte Experimental1. Tomar cinco béqueres e identificá-los conforme os dados abaixo:

1 = ácido ascórbico 0,1%2 = ácido cítrico 0,1%3 = ácido acético 0,1%4 = ácido acético 1,0%5 = água

2. Adicionar quantidades suficientes da solução em cada béquer, de forma a manter o pedaço da amostra submerso.3. Descascar e extrair a parte central da maçã e dividir em seis partes aproximadamente iguais.4. Mergulhar, com auxílio de uma pinça, os pedaços de maçã nas soluções, deixando em repouso durante 1,0 min; remover os pedaços e deixar sobre uma toalha de papel.5. Lavar a pinça com água sempre que mudar para outra solução.6. No béquer contendo água, deixar a amostra submersa.7. Utilizar como controle amostra deixada ao ar livre.

8. Observar o escurecimento das amostras após 5, 10, 20 e 30 min. e responder às questões seguintes:

o Qual o propósito específico de utilizar os ácidos ascórbicos, cítrico e acético? o Por que o pedaço de maçã mantido imerso em água não escureceu tão rapidamente quanto o

deixado ao ar livre?

o O que você pode concluir a respeito da eficiência das soluções utilizadas na prevenção do escurecimento?

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Bioquimicapratica 4

Determinação de Gordura pelo método de Bligh-Dyer

 IntroduçãoO método de Bligh-Dyer é aplicável a qualquer tipo de alimento, porém ocorre uma restrição quanto à amostra, que deve ter até 10% de umidade.Este método é bastante simples e se caracteriza pela distinção de fases de um sistema formado basicamente pela amostra, metanol, clorofórmio e água, colocados em devidas proporções.Apresenta vantagens marcantes sobre a maioria dos métodos existentes de extração e purificação de lipídios, a saber:

1. Todas as camadas de lipídios são extraídas (polares e apolares), pois o clorofórmio é um solvente orgânico para qualquer classe de lipídios, e o metanol tem função dupla de facilitar o embebimento da amostra e desfazer as ligações lipo-protéicas.

1. A extração é realizada sem aquecimento, permitindo a utilização dos lipídios extraídos para qualquer tipo de determinação, sem alterações químicas e físicas.

Relação de Reagentes e Vidrarias

Reagentes

Clorofórmio p.a.Metanol p.a.Sulfato de sódio anidro p.a.Solução de sulfato de sódio a 1,5%

Vidrarias

Tubos de ensaio de 250 x 25 mm (capacidade aproximada de 70ml) com tampa de roscaTubos de ensaio de 150 x 15 mm (capacidade aproximada de 30ml) com tampa de roscaBéquer de 50 mlFunilPipeta volumétrica de 10 mlPipeta volumétrica de 5 mlPipeta graduada de 10 mlTubo de ensaio comumAgitador para tubosCentrífuga de baixa rotação

 Procedimentos

1. Pesar entre 2,0 e 2,5g (amostra com teor de gordura acima de 20%) ou entre 3,0 e 3,5g (amostra com teor de gordura abaixo de 20%). É essencial que as amostras estejam moídas.

2. Transferir para o tubo de 70ml.

3. Adicionar exatamente 10ml de clorofórmio, 20ml de metanol e 8ml de água destilada (corrigir a água em relação a umidade da amostra).

4. Agitar no agitador rotativo por 30 minutos.

5. Adicionar exatamente10ml de clorofórmio e 10ml de solução de sulfato de sódio 1,5%.

6. Agitar vigorosamente por dois minutos.

7. Deixar separar as camadas naturalmente ou centrifugar a 1.000 rpm por dois minutos.

8. Succionar a camada metanólica superior e descartar.

9. Retirar entre 13 e 15 ml da camada inferior (clorofórmio) e colocá-los num tubo de 30ml.

10. Adicionar aproximadamente 1g de Na2SO4, tampar e agitar (a fim de remover traços de água arrastados da pipetagem).

11.  Filtrar rapidamente num funil pequeno em papel de filtro qualitativo (a solução deve ficar límpida) recebendo filtrado em um tubo de ensaio comum.

12. Medir exatamente 5ml do filtrado e transferir para béquer de 50ml previamente tarado.

13. Evaporar o solvente em estufa a 100oC, esfriar em dessecador e pesar.

Cálculos:

 

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Bioquimicapratica 5

ObjetivosDemonstrar a caracterização de carboidratos.Evidenciar o amido através de reações de precipitação e coloração.

Relação Teórico-práticaCarboidratosEstrutura do amido

ReativosSolução de Fehling A: Pesar 34,639g de sulfato de cobre pentahidratado em béquer de 100 ml. Transferir, com auxílio de água destilada, para balão volumétrico de 1000 ml. Completar o volume e agitar. Guardar em frasco de vidro.

Solução de Fehling B: Pesar 173 g de tartarato duplo de sódio e potássio e 125 g de NaOH. Transferir para balão volumétrico de 1.000 ml, completar o volume com água destilada e agitar. Guardar em frasco de polietileno.

Solução de amido a 1% p/v – Pesar 1,00 gramas de amido em béquer de 50 ml e adicionar 10 ml de água destilada para formar uma pasta. Transferir esta mistura para béquer de 200 ml contendo 100 ml de água destilada em ebulição e manter em fervura por 2 minutos. Esfriar e, após transferir para frasco de vidro, conservar em geladeira.

Solução de glicose 0,1 mol/LSolução de lactose 0,1 mol/LSolução de sacarose 0,1 mol/LSolução saturada de sulfato de amônio 76g/100mlÁlcool etílicoÁcido sulfúrico concentrado Ácido clorídrico 1 mol/L Hidróxido de sódio 6 mol/L

Reativo de Molisch: dissolver 5g de a-naftol em 100ml de álcool etílico

Solução de lugol: pesar 1g de iodo e 5g de iodeto de potássio em 100 ml de água destilada

1. Reações de caracterização dos carboidratos

o Reação do Lugol: em um tubo de ensaio pipetar 2ml de solução de amido e adicionar 1 a 2 gotas de lugol. Notar o aparecimento de cor azul intensa. Aquecer. Observar. Resfriar o tubo em água corrente. Observar.

o Reação de Molish: Preparar cinco tubos de ensaio e colocar 1,0 ml das seguintes soluções de carboidratos em cada tubo:

Tubo 1: 1,0 ml de água (branco)Tubo 2: 1,0 ml da solução de glicose 0,1 mol/LTubo 3: 1,0 ml da solução de lactose 0,1mol/L Tubo 4: 1,0 ml da solução de sacarose 0,1 mol/LTubo 5: 1,0 ml da solução de amido

Adicionar 1,0 ml do reativo de Molish em todos os tubos e misturar. A seguir, para cada tubo, inclinar o tubo e deixar escorrer pela parede 2ml de ácido sulfúrico concentrado, de modo que os dois líquidos não se misturem. Observar a interface em cada tubo.

o Reação com reativo de Fehling (para açúcares redutores): Preparar cinco tubos de ensaio contendo as seguintes soluções:

Tubo 1: 1,0 ml de água (branco)Tubo 2: 1,0 ml da solução de glicose 0,1 mol/LTubo 3: 1,0 ml da solução de lactose 0,1mol/L Tubo 4: 1,0 ml da solução de sacarose 0,1 mol/LTubo 5: 1,0 ml da solução de amido

A cada um deles adicione 2,0 ml do reativo de Fehling* e coloque-os em banho-maria fervente por um minuto. Observar o que ocorre em cada tubo.

*Preparo do Reativo de Fehling: em béquer de 50,0 ml coloque 10 ml da solução A e 10,0 ml da solução

B, homogenize.

2. Hidrólise da sacarose:

 1. Coloque em um tubo de ensaio 5,0 ml da solução aquosa de sacarose (0,1 mol/L) e adicione 1,0 ml de ácido clorídrico 1,0 mol/L.2. Coloque o tubo de ensaio durante cinco minutos em banho-maria fervente.3. Retire-o do banho, resfrie e alcalinize com 2 ou 3 gotas de hidróxido de sódio a 6 mol/L (acompanhe a alcalinização com papel de tornassol vermelho que ficará azul).4. Adicione 2,0 ml do reativo de Fehling. Coloque-o novamente em banho-maria por um minuto. Observar e explicar (comparando com o resultado do tubo 4 do item anterior). 

3. Hidrólise ácida do amido:

Numere 10 tubos de ensaio e adicione 5,0 ml de água destilada em cada um deles.

Coloque 30,0 ml da solução de amido a 1% em um erlenmeyer de 125ml e adicione 30,0 ml de ácido clorídrico 1mol/L.

Coloque o erlenmeyer em banho-maria fervente.

Retire imediatamente 2,0 ml da solução e transfira para o tubo 1 (mantendo o erlenmeyer no banho-maria).

Após quatro minutos retire a segunda amostra (2,0 ml) e transfira para o tubo 2.

Retire as alíquotas até o último tubo, mantendo o erlenmeyer em banho-maria durante as retiradas das amostras.

Após o término do procedimento acima descrito, adicione a cada tubo 2 gotas da solução de lugol. Observe o que ocorreu.

A seguir alcalinize com 5 gotas de solução de hidróxido de sódio 6,0 mol/L e adicione 2,0 ml da solução do reativo de Fehling, em cada tubo.

Coloque os tubos em banho-maria por mais 5 minutos, retire-os com cuidado e esfrie-os. Observe o que ocorreu. 

4. Precipitação do amido

o A 5ml da solução de amido adicionar 5ml de solução saturada de sulfato de amônio. Agitar fortemente e deixar em repouso por 10 minutos. Filtrar. Pesquisar separadamente, no filtrado e no precipitado, a presença de amido pelo teste do lugol. Observar o que ocorreu.

o A 1ml de solução de amido adicionar 5ml de álcool etílico. Agitar. Filtrar e pesquisar amido como no item a. Observar o que ocorreu.

Interpretação dos Resultados

Com todas as mudanças observadas e anotadas para cada um dos testes (podendo utilizar tabela ou gráfico), interpretar os resultados obtidos.

PerguntasQual o princípio da reação de Molish e o que acontece quando a mesma é aplicada a um polissacarídeo? Por que ocorre a precipitação do amido quando, em solução aquosa, é tratado com etanol ou sulfato de amônio?

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 1

Aula 1 - Folha

Material : Hibiscus rosa-sinensis (hibisco)Duranta repens (pingo de ouro)Nerium oleander (espirradeira)

Objetivo: observar as partes constituintes da folha: pecíolo, bainha e limbo.

Procedimento: classificar a folha.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 2

Aula 2- Folha

Material : Caesalpinia peltophoroides(sibipiruna) Ocimum basillicum (alfavaca)Annona muricata L (gravioleira)

Objetivo: observar as partes constituintes da folha: pecíolo, bainha e limbo.

Procedimento: classificar a folha.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 3

Aula 3- Folha

Material : Ixora coccinea (ixora)Catharanthus roseus (boa-noite)

Objetivo: observar as partes constituintes da folha: pecíolo, bainha e limbo.

Procedimento: classificar a folha.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 4

Aula 4 - Flor

Material : Ixora coccinea (ixora)Catharanthus roseus (boa-noite)

Objetivo: observar, com o auxílio de estereomicroscópio, os verticilos protetores e o sexo da flor.

Procedimento:

1. Nomenclatura floral. 2. Contar o número de peças do perianto.

3. Classificar a simetria das peças do perianto.

4. Observar a homogeneidade do perianto.

5.  Número de peças constituintes do cálice e corola.

6. Concrescência das peças.

7. Tipo de corola.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 5

Aula 5 - Flor

Material : Euphorbia milii (coroa-de-cristo)Plumbago capensis (bela-emília)

Objetivo: observar, com o auxílio de estereomicroscópio, os verticilos protetores e o sexo da flor.

Procedimento:

1. Nomenclatura floral. 2. Contar o número de peças do perianto.

3. Classificar a simetria das peças do perianto.

4. Observar a homogeneidade do perianto.

5.  Número de peças constituintes do cálice e corola.

6. Concrescência das peças.

7. Tipo de corola.

8. Classificar quanto a presença dos verticilos reprodutores.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiores

pratica 6

Aula 6 - Flor

Material : Ixora coccinea (ixora)Catharanthus roseus (boa-noite)

Objetivo: observar, com o auxílio de estereomicroscópio, os verticilos reprodutores e protetores.

Procedimento:

1. Gineceu: observar o ovário, estilete e estigma. 2. Corte transversal do ovário: número de locus e carpelos.

3. androceu: forma dos estames e o número dos mesmos.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 7

Aula 7 - Fruto

Material : Carica papaya (mamão)Vitis sp. (uva itália)Fragaria ananassa (morango)Passiflora edulis (maracujá)Pisum sativum (ervilha)

Objetivo: observação do fruto com o objetivo de classificação quanto ao tipo.

Procedimento: observar, classificar e esquematizar o fruto.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 8

Aula 8 – Caule e Raiz

Material: Raiz: Zea mays (milho)Lycopersicon esculentum (tomate)Fícus pumila (falsa-hera)

Objetivo: observar o aspecto geral e notar a presença de raiz principal e raízes secundárias.

Procedimento: observar e esquematizar a raiz principal e raízes secundárias.

Caule: Allium cepa (cebola)Solanum tuberosum (batata-inglesa)Cereus sp. (cactos)

Saccharum officinarum (cana-de-açúcar)

Objetivo: observar características morfológicas do caule, região de nó e entrenó, presença de gemas.

Procedimento:

1. Caracterizar o tipo de caule. 2. Retirar um fragmento caulinar e realizar cortes transversais no mesmo.

3. Coloração dos cortes utilizando hematoxilina de Delafield ou Azul de Toluidina.

4. Montagem de lâminas temporárias seguindo técnicas de rotina.

5. Observação ao microscópio óptico.

6. Caracterizar as estruturas primárias e secundárias.

7. Fazer desenho esquemático do material observado.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 9

Aula 9 – Epiderme/Folha

Material: Psiduim guajava (gaiobeira)Cocos nucifera (coqueiro)

Objetivo: observar as células epidérmicas, localização, classificação e disposição dos estômatos.

Procedimento:

1. Fazer cortes paradérmicos das epidermes abaxial e adaxial e cortes transversais da folha, ambos à mão livre.

2. Diafanização dos cortes em ácido lático 40%.

3. Lavagem em água destilada.

4. Coloração com hematoxilina.

5. Observação ao microscópio óptico.

6. Esquematizar e classificar as células epidérmicas e tipos de estômatos presentes.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 10

Aula 10 – Parênquima/Folha

Material: Psiduim guajava (goiabeira)

Cocos nucifera (coqueiro)

Objetivo: observar o parênquima paliçádico e lacunoso e parênquima fundamental na nervura mediana.

Procedimento:

1. Fazer cortes transversais do terço médio inferior da folha e folíolo, à mão livre. 2. Diafanizar com hipoclorito de sódio, até os cortes ficarem translúcidos.

3. Lavar em água destilada.

4. Coloração com Azul de Toluidina.

5. Montagem de lâminas temporárias utilizando técnica de rotina.

6. Observação ao microscópio óptico.

7. Esquematizar e classificar os parênquimas presentes.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 11

Aula 11 – Xilema/Caule

Material: Rosmarinus officinalis (alecrim)Punica granatum (romã)

Objetivo: observar o xilema, metaxilema e protoxilema

Procedimento:Fazer cortes transversais e longitudinais do caule.Diafanização com hipoclorito de sódio.Lavagem em água destilada.Coloração com hematoxilina.Montagem de lâminas temporárias utilizando técnica de rotina.Observação ao microscópio óptico.Esquematizar e classificar as estruturas constituintes do xilema.

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Morfologia e Anatomia de Vegetais Superiorespratica 12

Roteiro de Aula Prática

Aula 12 – Floema/CauleMaterial: Rosmarinus officinalis (alecrim)Punica granatum (romã)

Objetivo:observar o floema, tubos crivados, placas crivadas, células companheiras e o parênquima do floema.

Procedimento: Fazer cortes transversais e longitudinais do caule.Diafanização com hipoclorito de sódio.Lavagem em água destilada.Coloração com hematoxilina.Montagem de lâminas temporárias utilizando técnica de rotina.Observação ao microscópio óptico.Esquematizar e classificar as estruturas constituintes do floema.

 

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Zoologia dos cordados I pratica 1

Titulo: Morfologia externa e interna de exemplares da classe Pisces

ObjetivoApresentação aos alunos da morfologia externa e interna dos exemplares estudados. Relacionar a morfologia observada com as funções e história de vida dos animais.

Materiais -4 exemplares de peixes ósseos-6 Pinças-3 Bisturis-2 Tesouras de corte fino-Placas de Petri-Bandejas plásticas-4 Lupas-Algodão-Toalha de papel-Mesa de dissecção

Procedimento1 – Observação a olho nú da morfologia externa dos espécimes em estudo e anotação das partes visíveis;2 – Incisão ventral do espécime para estudo da morfologia interna; 2 – Utilização de uma lupa para observação da morfologia externa e interna e anotação das partes observadas;3 – Confecção de um relatório para entregar na aula seguinte, devendo ser embasado com informações da literatura.

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Zoologia dos cordados I pratica 2

Titulo: Morfologia externa e interna de exemplares da classe Amphibia

ObjetivoApresentação aos alunos da morfologia externa e interna dos exemplares estudados. Relacionar a morfologia observada com as funções e história de vida dos animais.

Materiais -3 exemplares de rãs-6 Pinças-3 Bisturis-2 Tesouras de corte fino-Placas de Petri-Bandejas plásticas-4 Lupas-Algodão-Toalha de papel-Mesa de dissecção

Procedimento1 – Observação a olho nú da morfologia externa dos espécimes em estudo e anotação das partes visíveis;2 – Incisão ventral do espécime para estudo da morfologia interna; 2 – Utilização de uma lupa para observação da morfologia externa e interna e anotação das partes observadas;3 – Confecção de um relatório para entregar na aula seguinte, devendo ser embasado com informações da literatura.

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