manual de parasitologia clinica 2010

7/30/2019 Manual de Parasitologia Clinica 2010

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PARASITOLOGIA PRÁTICA

1 - NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE

PARASITOLOGIA

O padrão para a redução da exposição do trabalhador a patógenos baseia-se na adoção de

precauções gerais como um método de controle de infecção:

a) Devem ser usadas luvas e uma cobertura protetora ou avental quando se manipula fezes ou

outras amostras;

b) As mãos devem ser lavadas com sabão anti-séptico ao entrar no laboratório e após a retirada

das luvas;

c) É obrigatório o uso de jaleco de manga comprida, roupa branca, sapato fechado. As roupas

de laboratório jamais devem ser usadas fora dele;

d) Nada deve ser levado à boca quando se está no laboratório;

e) Evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar objetos de uso pessoal, como óculos ou

livros, sobre a bancada de trabalho;

f) Deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de trabalho limpa e desimpedida. A bancada

de trabalho deve ser limpa com desinfetante ou uma solução de hipoclorito de sódio 1%

antes e depois do trabalho;

g) Todos os materiais contaminados devem ser imediatamente colocados em desinfetante ou

recipiente adequado para descarte;

h) Derramamentos devem ser cobertos com desinfetante ou solução de hipoclorito de sódio 1%

e toalhas absorventes. Após 10 minutos, recolher o material contaminado em um sacoplástico ou outro recipiente adequado.



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2 - MICROSCÓPIO

O microscópio é usado em muitos setores dos laboratórios clínicos para visualizar estruturasou células pequenas demais para serem vistas a olho nu.

Devido ao fato do microscópio ser um instrumento delicado e caro, cuidados especiais

devem ser tomados com o seu uso, limpeza e armazenamento.

Partes de um microscópio:

Ajuste grosseiro ou macrométrico - o controle que ajusta a posição das objetivas do microscópio;usado para o focar inicialmente o microscópio.

Ajuste fino ou micrométrico – o controle que ajusta a posição das objetivas; usado para o focopreciso do objeto depois de ter sido focado com o micrométrico.Ocular - lente de aumento que está mais próxima do olho do examinador. O aumento usual é de 10vezes (10 x). Objetiva - lente de aumento que está mais próxima do objeto a ser examinado no microscópio. Aobjetiva pode ser de pequeno aumento (10 x), objetiva de grande aumento (40 x) e a objetiva deimersão a óleo (100 x).Condensador – aparelho localizado abaixo da platina do microscópio que direciona a luz para aobjetiva se for abaixado ou elevado.Diafragma – aparelho que regula a quantidade de luz que chega ao espécime examinado nomicroscópio.Distância de trabalho - é a distância entre a objetiva e a lâmina quando o objeto está em foco bemnítido. Quanto maior o aumento, menor à distância. O macrométrico não deve ser usado quando seusa o maior aumento, para evitar que a objetiva acidentalmente encoste na lâmina e esta sejadanificada.

Precauções

• Use o ajuste macrométrico somente com objetivas de pequeno aumento.

• Use o óleo de imersão sempre que usar a lente de imersão.

• Use o óleo de imersão somente com lente de imersão.

• Limpe as oculares e objetivas após o uso.

• Sempre abaixar a luz antes de desligar o microscópio.

• Para carregar o microscópio, segure com uma mão o braço do microscópio e com

outra a base.

• Evite vibrações e batidas no microscópio.

• Guarde o microscópio coberto com uma capa para protegê-lo do pó.



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3 – EXAME PARASITOLÓGICO DE SANGUE

Utilização:

Exemplos:

Amostra: exame microscópico de uma gota de sangue do paciente sob lâmina.

Técnica:1- observação do parasito vivo2- observação do parsito fixado e corado

Tipos de Esfregaços: delgados ou gota espessa

Tempo para execução: imediatamente após a coleta, na impossibilidade de execução rápida,colher o sangue com heparina.

Coleta do sangue1- polpa digital do anular esquerdo2- lóbulo da orelha

Assepsia do local com álcool 70º, coletar o sangue com lanceta e transferir para lâmina.



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Métodos de Exame:

1- DIRETO

1.1 – Exame á fresco• Transferir a gota de sangue para o centro da lâmina e cobrir com lamínula• Examinar imediatamente após a coleta, para retardar a coagulação, adicionar uma gota de

SF 0,9%.

1.2 – Esfregaços em camada delgada

• Aplicar uma gota de sangue na extremidade direita de uma lâmina• Com outra lâmina, segurar por cima com a mão direita e, com uma inclinação de 45º,

encostar no ínicio direito da gota

• Deixar a mesma se espalhar pela superfície de contato das duas lâminas• Puxar a gota espalhada até o fim da lâmina• Secar por agitação vigorosa imediatamente• Corar pelo Giemsa ou Leishman

1.3- Esfregaços em gota espessa

• Aplicar uma gota de sangue na lâmina• Com o canto de outra lâmina, espalhar a gota em 1 centímetro quadrado• Deixar secar ao ar por 6 a 36 horas• Corar pelo Giemsa• Deixar em repouso por 30 minutos

Nota: caso o esfregaço tenha secado por mais de 36 horas, deve-se:

• Colocar a lâmina com a gota espessa numa vasilha com água destilada• Deixar em repouso por dez minutos• Retirar a lâmina cuidadosamente• Deixar secar por alguns minutos• Fixar pelo álcool metílico (2 minutos) e corar pelo Giemsa (30 minutos)

2- Indiretos:Técnica de Coloração com Giemsa1- Fixar a lâmina com álcool metílico2-Preparar solução de 5mL de água ( 2,5 mL de água destilada + 2,5mL de água detorneira) por lâmina3- Adicionar na mistura 2 gotas de Giemsa para cada mL de água - 10 gotas4- Cobrir a lâmina com a solução e aguardar 25-30 minutos5- Lavar o verso da lâmina em água corrente e secar em pé sobre papel absorvente



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Identificar as figuras abaixo:

Esfregaço



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4 - COPROLOGIA

EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES

4.1OBJETIVOS:

Método laboratorial: apropriado para o diagnóstico de cada parasito e/ou de cada fase (Realizar e interpretar o exame parasitológico através de conhecimentos da parasitologia

básica) - ESTUDAR E CONHECER A TEORIA E CICLO DOS PARASITOS Importância epidemiológica do exame, e a importância para a integridade da saúde. Exames de rotina em laboratório clínico

4.2Controle de qualidade nos exames parasitológicos:

• Métodos corretos, reagentes apropriados, tempo correto, material limpo, e um dos fatoresprincipais: SE AS AMOSTRAS FORAM COLETADAS CORRETAMENTE.

4.3Estágios usuais de diagnósticos:

• Protozoários:

• Helmintos:

*OBS: A maioria dos parasitos intestinais é diagnosticada pelo E.P.F.No entanto em amostras como urina, secreções urogenitais, aspirados, tecidos, conteúdo duodenal eamostras obtidas por biópsia podem ser identificadas de certas espécies.

Identificar as figuras abaixo:



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5 - COLETA DE MATERIAL

Horário da coleta:

5. 1 FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE:

Fatores a considerar:

• Tipo de recipiente:

• Volume: exames macro e microscópicos satisfatórios – enviar ao laboratório 30g bolo fecal

• Não deve haver demora entre a coleta e a realização do EPF.

• Instruções por escrito!!! É importante, pois na coleta se inicia o controle de qualidade!

• Utilização de medicamentos e compostos químicos:

• Interferência do uso de antimicrobianos no EPF:

• Bário ou bismuto (Qual a utilização) - ação abrasiva - destruição de trofozoítos

Informações necessárias:• Nome do paciente.• Número de identificação.• Sexo, idade• Nome do médico. • Data e horário da coleta.• Requisição médica – sintomas clínicos e procedimento laboratorial.

*OBS: Amostras fecais de pacientes imunodeprimidos (AIDS) - protegidos por um invólucro deplástico e identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.

Números de amostras: variam de acordo com: • Qualidade de amostra.• Análise realizada• Gravidade da parasitoses

• Número de amostras:

• Conservação:

A armazenagem em conservadores permite que o exame seja realizado semanas após a coleta

Exemplos de conservantes para amostra de fezes:



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Período Negativo:AMOSTRAS MÚLTIPLAS:

Justificativa da utilização:

A . Distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.

B . Estágios dos protozoários.

C . Limitações das técnicas de diagnósticos.

D. Intermitência da liberação de certos parasitas. Ex: - A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T.

trichiura emitem ovos com certa continuidade – detectados diariamente nas fezes.

- Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos de G. lamblia: intermitência de passagemcom intervalos de 2 a 8 dias.

5.2 FEZES EMITIDAS COM USO DE LAXANTES:

A. Objetivo: Fezes liquefeitas – estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase eestrongiloidíase.

B. Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos – pesquisa-se ovos, larvas, cistose trofozoítas.

C.Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato de sódio e sulfato de sódio

*OBS: Não são indicados óleos minerais – alterações nos parasitas.

D.Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo o bolo fecal – envio imediato aolaboratório

E.Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e hospitais onde as amostras fecais são

recebidas pelo laboratório imediatamente após a coleta.



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6 - ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:

• Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação.

• Amostras pastosas: examinar uma hora após a evacuação.

• Não sendo possível observar a orientação: o material deverá ser preservado.

*OBS: CRITÉRIOS DE COLETA E EXAME INADEQUADOS – LABORATÓRIO DEVERÁSOLICITAR UMA AMOSTRA ADICIONAL.



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7 – CONSERVAÇÃO

• Amostras fecais não enviadas imediatamente ao laboratório

Objetivo: Preservar a morfologia dos protozoários

Tipos de Preservação:

• Temporária: refrigeração (2-8°C) em recipientes hermeticamente fechados

Exceção: larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos poderão sofrer alterações morfológicas.

• Permanentes: (trofozóitas, cistos, ovos e larvas), qualquer conservador deve ser usado na

proporção de três partes deste para uma parte de fezes.

• Solução de formaldeído 10%, Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF), SAF

• OBS: solução de formaldeído – vantagem: fixa os oocistos e destrói seu poder patogênico

Os conservantes (fixadores) mais empregados:

Formol a 10% : conserva por mais de um mês os ovos ou larvas de helmintos e os cistosde protozoários

Formol comercial .......................10 mLSolução salina 0,85%..................90 mL

MIF (Mertiolato, Iodo, Formol )

Água destilada.................................250 mLSol de mertiolate a 1:500.................250 mLFormol.............................................25 mLGlicerina..........................................5 mL

SAF : consevador de cistos e trofozoítos em fezes formadas e diarréicas, substitui o fixadorde Schaudinn (cloreto de mercúrio) – tóxico, que é utilizado na coleta de fezes paraexecução do método da hematoxilina férrica no diagnóstico de amebas e Giárdia

Acetato de sódio.....................................1,5gÁcido acético.........................................2,9 mLFormol a 40%........................................4,0 mLÁgua destilada......................................92,5 mL

Vantagens do uso de fixadores:

• Tempo de espera das amostras, sem contaminação ou degeneração.

• Os métodos de fixação preservarão os detalhes de morfologia diagnóstica, incluindo os



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trofozoítos.

• Fixadores com iodo evidenciam núcleos e outras estruturas dos parasitos

Desvantagens:

• Motilidade de amebas, flagelados e ovos fica mantida sem os fixadores (visualizadoapenas com salina).

• A motilidade facilita a localização de algumas formas em movimento.



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8 - CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES:

• Nunca conservar as amostras em estufas.

• Realizar os exames no máximo após 3 dias.

• O uso de conservantes permite que o exame seja realizado semanas após a coleta:

Fixadores



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9 - OUTRAS AMOSTRAS

*Enteroparasitas – diagnóstico pelo exame das fezes.*Outras amostras: urina, escarro, secreções urogenitais, raspados anais, aspiradores deabscessos, conteúdo duodenal – favorecem o diagnóstico de vários parasitas.

Urina:

Escarro:

Secreção Urogenital:.

Swab Anal:.

Aspirados de Abscessos:• Abscessos pulmonares:• Abscessos hepáticos:• Aspiração do líquido hidático:• Material de gânglios linfáticos, baço, fígado e LCR:• Raspado de pele:• Biópsia ocular:

Conteúdo Duodenal:



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10 - PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS

EXAME MACROSCÓPICO

• Amostras fecais não preservadas – exame macroscópico.

ANÁLISE: consistência, odor, cor, presença ou ausência de sangue, muco, proglotes e vermesadultos e parte deles.

OBS: Exame macroscópico antecede exame microscópico.

Tipos: Direto e Tamização

10.1 Material fecal varia quanto a sua consistência e é classificado em:• Fezes formadas.• Semiformadas• Pastosas• Líquidas (diarréia)

Identifique os cones abaixo em cistos e trofozoítos:

10.2 Estágios morfológicos de enteroparasitas. Correlacione com às varias categoriasde consistência das fezes e exemplos:

• Trofozoítas:

• Cistos de protozoários:

• Ovos e larvas de helmintos:



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*OBS: Formas trofozoíticas degeneram mais rapidamente do que as formas císticas – amostrasfecais líquidas ou pastosas devem ser examinadas o mais rápido possível. (1ª amostras líquidas oupastosas – 2ª amostras semiformada ou formadas).

10.3 Amostras fecais e relação clínica:

• Presença de sangue e muco:

• Sangue oculto:

• Fezes com colorações variadas – ingestão de diferentes produtos químicos, medicamentos oualimentos.

* coloração esverdeada:* coloração amarelada:* preto esverdeado:

10.4 Realização do exame macroscópico:

• Simples observação: Examinar e revolver com bastão de vidro todo o materialfecal evacuado – anotar as características, coletar vermes adultos ou proglotes deTaenia sp

• Tamização: Emulsionar as fezes (coleta de 24 horas) com água. Coar a emulsão

através de peneira metálica- pia – com jato fraco de água corrente.

• Utilização:

• Inserir figura da técnica de tamização:

• Identificar as figuras abaixo: gênero e éspecie



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EXAME MICROSCÓPICO:

Objetivos:

• Permite a visualização de:• Ovos e larvas:• Cistos, trofozoítos:• Oocistos:

• Hemácias (raramente encontradas, pois são lisadas com rapidez pelas enzimas digestivas) –presença: ulceração ou problemas hemorrágicos.

• Leucócitos (neutrófilos):

• Leucócitos (eosinófilos):

• Outras informações: cristais de oxalato de cálcio, fungos e leveduras, fibras vegetais, etc.

METODOLOGIA PARA O EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES

Métodos qualitativos:• Direto• Direto após coloração• Concentração

Métodos quantitativos• Definição:

• Utilização:• Nome do Método:

Método Direto: Esfregaços a fresco

Protozoários (trofozoítos e cistos) e helmintos (ovos, larvas).

Direto

Baixa sensibilidade

• Identificação do paciente na lâmina• Exame de 3 lâminas• Colocar 2 gotas de salina 0,85% a 0,9% em uma extremidade da lâmina e uma gota de lugol

na outra extremidade• Com o auxílio de um abaixador de língua ou um palito, misture uma pequena porção da

amostra com a gota de solução salina e com lugol.



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• Da mesma forma, misture uma porção de fezes com a solução de lugol;• Coloque uma lamínula sobre cada uma das gotas, tomando o cuidado para não formar

bolhas de ar;

• Percorra todos os campos da lâmina.

• Fórmula da solução de lugol:

Iodo....................................2gIodeto de potássio.............4gÁgua destilada..................100 mL

Direto após coloração

1- SOLUÇÃO DE CRISTAL DE VIOLETA-HEMATOXILINA:

Cristal Violeta - 2,0 g

Álcool Etílico 95% - 20 mL

2- SOLUÇÃO TAMPONADA DE AZUL DE METILENO:

Azul de metileno....................................0.3g

Álcool etílico 95º %................................3 mLÁgua destilada ou deionizada q.s.........100 mL



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3- SOLUÇÃO DE HEMATOXILINA FÉRRICA:

• Diagnosticar a amebíase e giardiase em pacientes portadores de síndromes diarréicas ou

disentéricas, ou quando as fezes são obtidas após a aplicação de purgativo salina ou enema.• A coloração deve ser feita preferencialmente nos primeiros 20 minutos após a evacuação. Na

impossibilidade disto, conservar o material no fixador de Schaudinn, refrigerado.

• Solução de Hematoxilina Férrica :

• Misturar cuidadosamente 15mL da solução 1 e 15mL da solução 2. Esta solução é válida por

uma semana.

Solução 1: hematoxilina 1 g em 100 mL de álcool absoluto

• Esta solução é válida por uma semana. Conservar em frasco âmbar.

Solução 2: Sulfato de Amônio Ferroso .................. 10 g

• Sulfato férrico de Amônio ................... 10 g

• Ácido clorídrico concentrado .............. 10 mL

• Água Destilada .................................... 1000 mL

• Esta solução é válida por aproximadamente 6 dias

Fazer o esfregaço com auxílio de um palito em cima uma gota de SF 0,9% e secar e corar.

Trofozoítos: cor cinza-azulada, diferenciando-se de estruturas de tonalidades escuras.Cistos: corada em negro e o citoplasma se apresenta em uma cor cinza-azulada contendo umvacúolo de glicogênio grande e não corado.



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11. TÉCNICAS DE CONCENTRAÇÃO

OBJETIVO DAS TÉCNICAS:

1ª) possibilitar a visualização de cistos, ovos ou larvas;2ª) eliminar a maioria dos detritos fecais3ª) apresentar os organismos em estado inalterado.

TÉCNICAS QUALITATIVAS

11.1 TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO ESPONTÂNEA:

• Técnicas de flutuação espontânea:

• Indicação: principalmente ancilostomídeos

11.2 TÉCNICAS DE CENTRÍFUGO-FLUTUAÇÃO:

• Princípio: Baseia-se na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistosde protozoários e o material fecal, a fim de que esses organismos flutuem na superfície dosreagentes

• Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritosfecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolofecal.

• Desvantagens: Alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos –dificultando a identificação – exame dentro de 10 a 20 minutos.

• Técnicas de flutuação mais usadas:

11.3TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO ESPONTÂNEA:

• Princípio: Os organismos são sedimentados pela gravidade. Apresenta uma ação inversa àflutuação: os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos sãosuspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico.

• Objetivos: Aumento do número de ovos, larvas ou cistos, e a separação das gorduras damaioria dos detritos.

• Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais no sedimento – identificação dosparasitos é mais difícil do que pelas técnicas de flutuação.



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• Técnicas de sedimentação mais usadas:

11.4 TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO POR CENTRIFUGAÇÃO:

• Princípio: os organismos são sedimentados pela centrifugação.

• Objetivos: pesquisa de ovos e larvas de helmintos, cistos e oocistos de protozoários.

• Técnicas de sedimentação mais usadas: Ritchie (formalina – éter); - Blagg(mertiolato-iodo –formaldeído - MIF), Coprotest.

11.5 TÉCNICA DE CONCENTRAÇÃO DE LARVAS DE HELMINTOS PORMIGRAÇÃO ATIVA:

• Princípio:

• Técnicas:

• Objetivos: pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis

TÉCNICA QUANTITATIVA

KATO- KATZ EM TELA METÁLICA OU NÁILON

• Princípio: concentração de ovos de helmintos através de filtração em tela metálica ou denáilon, que retém os detritos maiores e permite a passagem dos detritos menores e ovos,ocorrendo à concentração dos ovos na amostra fecal, visualizados pela solução de verdemalaquita.

OBS: Recomenda-se o uso conjunto das técnicas de flutuação e sedimentação narotina laboratorial – conduta impraticável para a maioria dos laboratórios.



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12. ESCOLHA DOS MÉTODOS E TÉCNICAS:

• Na solicitação do EPF:• A suspeita clínica não é relatada, então procede-se: Hoffman, Pons e Janer e Faust e cols.• Quando solicitada à pesquisa de um parasito específico procede-se os métodos anteriores e o

específico.

Precauções:1. Algumas espécies de parasitos são evidenciadas somente por técnicas especiais2. somente 1 amostra com resultado negativo não é conclusiva3. A eliminação de cistos, ovos ou larvas não são uniformes ao longo do dia.

PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO – TÉCNICAS

12.1 MIFC ou Blagg

• FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação em um sistema éter-mertiolate.

• INDICAÇÃO: é indicado na pesquisa de larvas, ovos de helmintos e cistos de protozoários.Para a concentração de oocistos de Cryptosporidium, o tempo de centrifugação é de 10

minutos.

Material: Coprotest (frasco de coleta que contém conservador MIF), tubo cônico, solução de éter,centrífuga, bastão, algodão, pipeta Pasteur, solução salina, lugol, lâmina, lamínula, microscópioótico.

Método:1- Coletar as fezes recém emitidas em frasco Coprotest, ou manualmente conservadas com MIF2- Homogeneizar bem durante 2minutos.3- Filtrar a suspensão obtida em gaze estéril4- Transferir 2mL da suspensão para um tubo cônico, e acrescentar 3 mL de éter sulfúrico e

agitar vigorosamente5- Centrifugar por 1 min a 1500 rpm.6- Com o auxílio de um bastão, retirar a camada de detritos da parede do tubo.7- Desprezar o líquido, e limpar com bastão de vidro contendo algodão as paredes do tubo (que

deve permanecer de boca para baixo).8- Acrescentar gotas de salina e/ou lugol ao sedimento.9- Inverter o tubo em uma lâmina, deixando escoar todo o sedimento.10- Cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.



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12.2 MÉTODO DE RITCHIE : (1948) – Formol-éter

FUNDAMENTO: centrífugo-sedimentação em sistema formol-éter (a solução de formol-éter a10% deve ser preparada paralela à execução da técnica)

• INDICAÇÃO: cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos (Schistossoma)

1- Preparar uma suspensão de fezes em água de torneira, aproximadamente 2,0 g para 20 .Misturar bem.

2- Filtrar através de gaze dobrada, com auxílio de um pequeno funil, para 2 tubos de centrifugação.3- Centrifugar o filtrado por 60 segundos a 2500 r.p.m4- Decantar.5- Se a amostra for coletada no coprotest ( ínico da técnica): Adicionar 2 de solução de formol a

10% agitar vigorosamente e deixar em repouso por 3 minutos.6- Adicionar 2 de éter comercial. Agitar bem e centrifugar por um minuto a 2500 r.p.m.7- Decantar. Acrescentar 2 gotas de lugol ao sedimento, agitar e examinar ao microscópio.

12.3 MÉTODO DE WILLIS:

FUNDAMENTO: flutuação de ovos de helmintos e cistos de protozoários em uma soluçãosaturada de NaCl em água.

INDICAÇÃO: família Ancilostomatidae ( ovos leves)1. Colocar uma quantidade de fezes de aproximadamente 10 g (em um copo plático ou deixarno próprio coletor) coletada de várias partes do bolo fecall. Completar recipiente comsolução saturada de cloreto de sódio até a borda do frasco.

2. Suspender as fezes na solução saturada salina até haver uma total homogeneização.

3. Colocar uma lamina em cima do frasco, que deve ficar em contato com a solução durante 30minutos; não deverá haver formação de bolhas de ar entra a lamina e a superfície do líquido.A gota contendo os ovos se adere à face inferior da lâmina

4. Retirar rapidamente a lâmina, colocar duas gotas de lugol e cobrir com lamínula Examinarao microscópio.



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12.4 MÉTODO DE FAUST E COLS

• A técnica de Willis (1921) foi modificada por Faust et al. (1938), na qual a solução saturadade cloreto de sódio foi substituída pela solução de sulfato de zinco.

• FUNDAMENTO: Fundamenta-se na propriedade que apresentam certos ovos de Helmintosde flutuarem na superfície de uma solução de densidade elevada.

• INDICAÇÃO: ovo com densidade especifica baixa como os de Ancilostomídeos, Giárdia,Entamoeba sp Endolimax sp.

1. Colocar 10g de fezes coletadas de várias partes do bolo fecal em frasco contendo 10 ml de águacorrente . Filtrar a suspensão através de gazes dobrado em quatro vezes , e receber o filtrado em umtubo cônico de centrífuga de 15 ml.

2. Adicionar água corrente até completar 2/3 da capacidade do tubo. Centrifugar por 1 minuto a2500rpm.

3. Decantar o sobrenadante e adicionar 1 a 2 ml de água corrente ao sedimento, antes deressuspendê-lo. Completar com água corrente 2/3 do volume do tubo, agitar e centrifugar.

4. Repetir a etapa 3, até que o sobrenadante apresente-se relativamente claro.

5. Depois que o último sobrenadante é decantado, ressuspender o sedimento e adicionar solução de

sulfato de zinco a 33% e centrifugar por 1 minuto a 2500rpm.6. Cuidadosamente, remover o tubo da centrifuga e, sem agitação. Colocá-lo em uma estante emposição vertical.

7. Com uma alça de platina, tocar na membrana formada na superfície, transferido várias alçadaspara uma lâmina de microscopia, adicionar lugol e cobrir com lamínula. Examinar ovos larvas ecistos.



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12.5 TÉCNICA DE LUTZ, 1919; HOFFMANN, PONS E JANER, 1934

• FUNDAMENTO: Ovos e cistos tendem a sedimentar na água, auxiliando na diminuição decontaminação por bactérias, muco e gordura. Não serve para trofozoítos de protozoários.

• FINALIDADE: Pesquisa de ovos e cistos em fezes, especialmente para pesquisa de S.mansoni, Fasciola hepática, Giárdia, Entamoeba.

• DESVANTAGEM DA TÉCNICA: demorada.

• TÉCNICA:

1-Diluir de 2 a 5 g de fezes em 10 de água em um copo. Deixar nestas condições mais ou menos

10 minutos, até amolecerem.2-Emulsionar com bastão de vidro.3-Adicionar mais 20 de água e misturar.4-Coar com gaze dobrada 4 vezes, recolhendo-a em um cálice cônico de 200 (copo parasedimentação), lavar os detritos da gaze com 20 de água no qual ocorrerá a sedimentaçãoespontânea do material a ser examinado.5-Completar o volume do cálice com água6-Deixar em repouso até sedimentar (2 a 8 horas).7-Decantar.8-Retirar parte do sedimento com pipeta de Pasteur.9-Colocar uma gota do mesmo sobre a lâmina e adicionar uma gota de lugol.

10-Cobrir com lamínula e examinar ao microscópio.



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12.6 MÉTODO DE RUGAI, MATOS E BRISOLA, 1954.

• FUNDAMENTO: Este método é baseado no HIDRO-TERMO-TROPISMO positivo daslarvas pela ação da gravidade.

• INDICAÇÃO: PESQUISA DE LARVAS E NÃO ESPECÍFICO• TÉCNICA:

1-Envolver de 8 a 10g de fezes em uma gaze, como se fosse uma “trouxa’’”.2-Colocar este material assim preparado em um coador e este em um cálice de sedimentação(cônico) cheio de água morna (45°C), em quantidade suficiente para entrar em contato com asfezes3-Deixar em repouso durante 1 hora; as larvas dirigir-se-ão para o fundo do cálice.4-Com auxílio de uma pipeta de Pasteur, colher do fundo do cálice (sedimentação) uma porção demais ou menos 2 , colocar em lâmina de microscópio e examinar (sem lugol).



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12. 7 PESQUISAS DE Enterobius vermiculares (COLETA LOCAL)MÉTODO DE GRAHAM (OU FITA ADESIVA)

1-A coleta poderá ser feita no laboratório ou instituir o paciente para que o faça em casa, depreferência.2-Ao despertar pela manhã, antes que o paciente faça higiene ou troque de roupas, fazer a coletado material.3-Fixar sobre uma lâmina limpa e desengordurada uma tira de fita durex um pouco menor que ocomprimento da lâmina. Nas extremidades colar 2 tiras de papel, as quais servirão de suporte parasegurar e também para a identificação.4-No momento de usar, retirar cuidadosamente a fita da lâmina. Com a face adesiva voltada parafora, colocar um tubo de ensaio (ou abaixador de língua) na face interna (sem cola), como suporte,segurando nas tiras de papel.5-Afastar os glúteos do paciente e encostar rápida e firmemente a fita adesiva sobre o ânus.

6-Após a coleta, colar novamente sobre a lâmina, procurando evitar a formação de bolhas de ar.7-Examinar ao microscópio com pequeno aumento, percorrendo todos os campos.

OBS.: Pode-se utilizar 1 a 2 gotas de lugol entre a fita adesiva e a lâmina.8- Podem-se encontrar ovos de Taenia sp, Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e outros.

12.8 TÉCNICA DIFERENCIAL: IDENTIFICAÇÃO DEPROGLOTES DE TAENIA - MÉTODO DO ÁCIDO ACÉTICO

1-Colocar a(s) proglote(s) a ser (em) identificada(s) em pequeno recipiente contendo ácido acéticoglacial.2-Decorridos pelo menos 15 minutos, retirá-las e comprimi-lás entre duas lâminas.3-Examinar sob iluminação intensa (artificial).4-Os caracteres do útero e suas ramificações permitirão distinguir as proglote grávidas em

T. solium ou T. saginata.5-É aconselhável utilizar lâminas largas para comprimir as proglotes como medida de cautela para

uma eventual contaminação do examinador, através de ovos do parasito.6-O mecanismo de ação do ácido acético está baseado na dissolução de sais e carbonato de cálcioque impregnam o corpo do parasito.



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• Taenia saginata: proglotes grávidas - útero com ramificações numerosas.

• Taenia solium: proglotes grávidas - útero com ramificações em pequena quantidade.

12.9 MÉTODO DE KATO - KATZ

• Utilizado principalmente na pesquisa de ovos de S. mansoni, A. lumbricoides, T. trichiura, eAncylostomatidae, não executável em fezes diarréicas, e cistos de protozoários não sãovisualizados nesta preparação.

1-Preparar uma solução de verde de malaquita: esta solução tem por finalidade conservar as fezese clarificar as formas parasitárias

Glicerina........................100mLÁgua destilada...............100mLVerde-malaquita............1mL

2-Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 24 mm por 30 mm e deixá-losmergulhados na solução de verde de malaquita por pelo menos 24 horas3-Colocar sobre papel higiênico uma porção da amostra de fezes a ser examinada4-Comprimir as fezes com um pedaço de tela metálica ou de náilon, nesta passam os ovos dehelmintos e detritos menores que eles5-Retirar as fezes que passaram para parte inferior da tela e transferi-las com auxílio de um palito,

para o orifício de um cartão retangular plástico, colocado sobre uma lâmina de microscopia.6-Após encher completamente o orifício, retirar o cartão, deixando as fezes sobre a lâmina devidro.7-Cobrir as fezes com lamínula de papel celofane embebida na solução de verde de malaquita,inverter a lâmina, sobre uma folha de papel absorvente e comprimi-lá.8-Aguardar de 1 a 2 horas e examinar ao microscópio, contando todos os ovos presentes napreparação9-O número de ovos encontrados no esfregaço fecal, multiplicado por 23, corresponderá aonúmero de ovos por grama de fezes .



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12.10– Coprotest (http://www.immunoassay.com.br/treinamento/)



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Estudo Dirigido: Leitura dos artigos e discussão

1- Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial

J. Bras. Patol. Med. Lab. vol.39 no.2 Rio de Janeiro Apr./June 2003

Coprotest® quantitativo: quantificação de ovos de helmintos em amostras fecaisutilizando-se sistema de diagnóstico comercial

2- Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 38(2):178-180, mar-abr, 2005

A comparative study of the parasitological techniques:Kato-Katz and coprotest

Célia Regina Mendes1, Angela Terezinha Lauand Sampaio Teixeira2, Rosana Aparecida TrevisanPereira2 e Luis Candido de Souza Dias1



31

13. APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS

1. Todos os parasitos devem ser relatados nos resultados

2.

Forma parasitária encontrada: ovo, larva, oocisto, trofozoítos, vermes adultos3. Parasito descrito pelo nome científico, gênero e espécie4. Métodos executados, consistência das fezes5. Número de amostras colhidas

Nome do paciente: Idade: Sexo:Nome do médico:Data:Exame parasitológico de fezes

Consistência das fezes: pode ser dado não disponível, devido ao uso de conservantes.

Método empregado:

Resultado: não foram encontrados larvas ou ovos de helmintos, nem cistos ou trofozoítos deprotozoários no material examinado.

Observação: coleta de três amostras em dias alternados

OBS 1: RESULTADO DO E.P.F.: É qualitativo – deve-se usar: “Negativo para a amostra

analisada” ou “Não foram encontrados cistos, ovos ou larvas de parasitas”.

OBS 2 : Resultados quantitativos :



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14. EXAME LABORATORIAL DAS FEZES

14.1 pH

• As fezes são, geralmente, aquosas, ácidas e fermentativas. O pH das fezes está relacionado aopH da dieta alimentar e com os gases desprendidos durante o processo de putrefação.Normalmente a reação é neutra ou levemente ácida.

• VARIAÇÃO NORMAL: 6,8 – 7,2

• pH ácido: Predomina a fermentação, observado na má-absorção de carboidratos, devido àfermentação parcial bacteriana dessas substâncias no intestino delgado.

Em lactentes, o pH varia de 5,0-6,0, pois ainda não desenvolveu flora bacteriana

• pH alcalino: predomina a putrefação (liberação de amoníaco)Em crianças entre 3 e 7 dias, o pH é normalmente elevado.

TÉCNICA: encostar um abaixador de língua ou bastão de vidro nas fezes e encostar na tira de papelindicador de pH

14.2 AVALIAÇÃO DA ABSORÇÃO DE CARBOIDRATOS –SUBSTÂNCIAS REDUTORAS

Técnica:

1. Colocar uma porção pequena de fezes em um tubo de ensaio;

2. Acrescentar 2 mL de reativo de Benedict;

3. Misturar bem e levar o tubo a um recipiente com água fervente;

4. Ferver por 1 minuto;

5. Observar a alteração de cor.

Azul ou verde 0

Verde com precipitado amarelo +

Amarelo oliva ++

Marrom +++

Alaranjado a vermelho ++++



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Princípio: os carboidratos redutores possuem grupos aldeídos ou cetonas livres ou potencialmente

livres, sofrendo oxidação em solução alcalina de íons metálicos como o cobre. Os íons cúpricos

(Cu

++

) são reduzidos pela carbonila dos carboidratos a íons cuprosos(Cu

+

) formando o óxidocuproso, que tem cor vermelho tijolo. A glicose é oxidada a ácido glicurônico, reduzindo íons

cúpricos a íons cuprosos.

A reação será positiva para todos os monossacarídeos e dissacarídeos quando estão presentes

nas fezes, com exceção da sacarose.

14.3 PESQUISA DE SANGUE OCULTO NAS FEZES

A pessoa elimina em torno de 2,0mL a 2,5mL de sangue pelo TGI diariamente.

A eliminação de mais de 2,8 mL de sangue em 24 horas sugere: hemorragia do TGI, úlcera

gástrica, carcinoma de cólon, hemorróidas, fissuras, colite ulcerativa, diverticulite, hérnia, além de

outras fontes de sangramento oculto.

PREPARO DO PACIENTE

• Recomenda-se que o paciente consuma uma dieta adequada 4 dias antes da coleta. A dietadeve incluir, preferencialmente, grande quantidade de fibras. Devem-se evitar frutas e

vegetais que possuam grande quantidade de peroxidase, como nabo, couve-flor, brócolis,

rabanete. O paciente não deve comer carne vermelha, nem outro tipo mal passada. Não é

recomendada a ingestão de álcool, aspirina ou vitamina C 2 dias antes do exame.

FATORES QUE INTERFEREM

• Drogas como salicilatos, ferro, esteróides, indometacina, ácido bórico, brometos, iodo,

agentes oxidantes;

• Vegetais com atividade peroxidase e carne vermelha ou mal cozida;

• Não se deve coletar durante o período menstrual.

FUNDAMENTO

A pesquisa de sangue oculto deve ser realizada em material recentemente emitido.



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A pesquisa é baseada na Reação de Meyer, a qual a fenolftaleína é reduzida pelo zinco para

anidro ftálico que, oxidado pela água oxigenada, desprende oxigênio pela ação do sangue,

transformando-se novamente em fenolftaleína, assumindo cor vermelha no meio alcalino.

METODOLOGIA

Fazer uma suspensão de fezes de aproximadamente 5%. Passar 5mL para um tubo de ensaio

e adicionar 1mL do Reativo de Meyer. Inverter várias vezes e acrescentar 3 a 4 gotas de água

oxigenada.

A positividade da reação é considerada quando se desenvolve coloração vermelha imediata.

14.4 PESQUISA DE GORDURA NAS FEZES

Em uma dieta normal, a gordura nas fezes representa até 20% do total de sólidos. Os lipídios

são medidos com ácidos graxos: < 7g / 24 h.

Esteatorréia: originaria das síndromes da má absorção, com fezes espumosas, gordurosas,

moles, pastosas e fétidas.

IMPLICAÇÕES CLÍNICAS

Aumento da gordura fecal e dos ácidos graxos estão associados à síndrome de má absorção:

- Doença Celíaca

- Doença de Crohn

- Fibrose cística

- Enterite- Insuficiência pancreática, biliar, remoção cirúrgica de uma seção do intestino

FATORES QUE INTERFEREM

Pode haver aumento da gordura nas seguintes condições não patológicas:

- Uso de medicações como bário, bismuto, supositórios e medicações que diminuem a

absorção de gorduras;

-

Ingestão de óleo de rícino ou óleo mineral, dieta rica em fibras ou Metamucil ®- Período neonatal;

- Contaminação com urina;



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- A amostra aleatória de fezes é de pouco valor diagnóstico.

PREPARO DO PACIENTEAmostra: 48 a 72 horas. O paciente deve fazer uma dieta de 60 a 100g de gorduras, 100g de

proteínas e 180 g de carboidratos, por 6 dias antes e durante a coleta.

PROCEDIMENTO

Fazer uma suspensão de fezes e colocar uma gota sobre a lâmina. Acrescentar uma gota de

álcool a 96% e uma gota de Sudam III a 1%.

Análise:

Gorduras: pequenas gotículas muito refringentes e fracamente coradas pela bile, com cor

alaranjada.

Ácidos graxos: agulhas finas longas e entrecruzadas. Aquecendo-se a lâmina, dissolvem e

assumem o aspecto de glóbulos.

Normalmente, aparecem 2 gotas de gorduras neutras por campo.

REATIVO DE SATOFF – SUDAM III

Sudam III_________________________________2g

Álcool a 96%___________________________10 mL

Ácido acético glacial_____________________90 mL



36

16 MEIOS DE CULTURA PARA ISOLAMENTO E

MANUTENÇÃO DE Giárdia lamblia

16.1- Meio de cultura e isolamento de Giárdia lamblia: Karapetyan (1961) conseguiu culturas de

Giardia lamblia em associação com o fungo Saccharomyces cerevisae. O protozoário não se

desenvolve sem o fungo. Métodos comerciais para o cultivo deste protozoário em cultura com

tecidos animais (associados ao fungo).

16.2- MEIO DE DIAMONDUtilização: cultura axênica de tricomonadídeos

Fórmula:

Tryptone (Difco) ou Trypticase (BBL).................2,0g

Extrato de levedo (Difco).......................................10,0g

Maltose (Difco).......................................................5,0g

L-cisteína, cloreto...................................................1,0g

Ácido ascórbico.......................................................0,2g

Hidrogenofosfato dipotássico.................................0,8g

Diidrogenofosfato de potássio................................0,8g

Agar (Difco)..............................................................0,5g

Água destilada-deionizada......................................900 mL

pH = 6,0

16.3 MEIO DE STUARTUtilização: transporte de tricomonadídeos

Fórmula:

Tioglicato de sódio..............................1,0g

Glicerofosfato de sódio.......................10,0g

Cloreto de cálcio.................................0,1g

Azul-de-metileno..................................0,002g

Agar ( Difco).........................................2,0g

Água destilada.......................................1000mL

pH= 7,3



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16.4MEIO NNN

Utilização: isolamento e manutenção de espécies do gênero Leishmania ou Trypanossoma cruzi

Fórmula:Agar...........................14gNaCl............................6gÁgua destilada............900 mL

16.5 MEIO DE LIT: Liver Infusion Triptose

Utilização: isolamento e manutenção de Tripanossoma cruzi ou espécies do gênero Leishmania.



38

17 COPROCULTURA

Cultura de fezes para pesquisa de larvas de helmintos, principalmente Ancylostomatidae ouStrongyloides stercoralis, com a utilização dos Métodos de Loos, Método de Brumpt, Métodode Harada & Mori.

Método de Loss

• Misturar partes iguais de fezes e carvão vegetal, triturados em grãos pequenos(tamanho de arroz).

• Umedecer ligeiramente (e nos dias seguintes)• Colocar a mistura em placas de Petri e deixar em repouso à temperatura de 25 º C• Dois a cinco dias após, recolher as larvas pelo processo de Baerman-Moraes ou de

Rugai.

Método de Brumpt

• Espalhar as fezes em camada sobre papel de filtro colocado no fundo de uma placade Petri

• Umedecer ligeiramente (e nos dias seguintes também)• Dois a cinco dias após, recolher as larvas pelo processo de Baerman-Moraes ou de

Rugai

Método de Harada & Mori

• Retirar 0,5g de fezes frescas depositadas em coletor seco e estéril• Cortar uma tira de papel de filtro medindo 3 cm de largura e 15 cm de comprimento,

dobrada longitudinalmente ao meio• Com um palito estéril espalhar as fezes no papel de filtro, deixando livre o terço

inferior do papel• Introduzir a tira de papel (com o terço limpo para baixo) em um tubo de ensaio,

contendo 7 mL de água destilada ( o nível desta água não deve atingir as fezesespalhadas no papel)

• Arrolhar o tubo com rolha de algodão e deixar em repouso na vertical emtemperatura ambiente (24º C a 28º C) durante 10 a 14 dias

• Terminando este tempo, examinar a água do fundo do tubo para ver se já existemlarvas.

• Para manter as larvas, aquecer o tubo em banho-maria a 50º C durante 15 minutos ouacrescentar gotas de lugol

• Para recolher as larvas, pode-se simplesmente pipetar o sedimento do tubo oucentrifugar o conteúdo do mesmo, examinar ao microscópio com aumento 10 x e40x.



BIBLIOGRAFIA

REI, L. Parasitologia, 3ª edição, Guanabara Koogan, 2001.

NEVES, D. P. Parasitologia humana. 10.ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2000

LEVENTHAL, R., CHEADLE, R. Parasitologia médica. 4.ed. São Paulo: Premier, 2000.

MOURA, R.A. Técnicas de laboratório. 3.ed . Rio de Janeiro: Atheneu, 1999.

PESSOA, S.B.; MARTINS, A.V. Parasitologia médica. 10.ed. Rio de Janeiro: Guanabara-Koogan,

1988.

manual de parasitologia clinica 2010

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