manual de aulas práticas em análises ambientais

UNIVERSIDADE JOSÉ DO ROSÁRIO VELLANO

MANUAL DE AULAS PRÁTICAS EM

ANÁLISES AMBIENTAIS

Prof. Guilherme Araújo Lacerda

Biólogo CRBIO 44480/04-D - FUNEDI/UEMG

Mestre em Biotecnologia - UNINCOR

Doutor em Agronomia/Fisiologia Vegetal - UFLA

Divinópolis - MG

2009

L131m Lacerda, Guilherme Araújo 2009 Manual de aulas práticas em análises ambientais / Gui- lherme Araújo Lacerda. – Divinópolis : UNIFENAS, Fa- culdade de Biomedicina, 2009. 58 f.: il.; color. 1. Análises ambientais. 2. Águas. 3. Práticas. 4. Amos- tragem. I. Lacerda, Guilherme Araújo. II. Universidade José do Rosário Vellano, Faculdade de Biomedicina. III. Título. CDU: 543.3

MANUAL DE AULAS PRÁTICAS EM ANÁLISES AMBIENTAIS 2009

FACULDADE DE BIOMEDICINA - UNIFENAS - DIVINÓPOLIS 3

MANUAL SIMPLIFICADO SOBRE OS PROCEDIMENTOS DE COLET A DE

ÁGUA SUPERFICIAL E DE CONSUMO DOMÉSTICO

1. INTRODUÇÃO

O objetivo deste manual é contribuir para facilitar o entendimento dos

procedimentos de coleta das amostras de água superficial e de consumo

doméstico que serão executadas na disciplina Análise Ambiental.

A metodologia de coleta e preservação das amostras de água está

descrita no Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater

(1995), publicado pela American Public Health Association. Acrescentamos

alguns cuidados simples que auxiliam e facilitam o trabalho no campo.

2. MATERIAL

� Caixa de isopor (~21 litros);

� Bolsas térmicas com gel (aproximadamente 5 em cada caixa de

isopor) (fig. 2);

� Tubos para centrífuga (calcular 2 tubos para cada ponto de

coleta)

(fig. 3);

� Unidades filtrantes de polipropileno (calcular 5 filtros para cada

ponto de coleta (fig. 3);

� Seringas descartáveis sem agulha (fig. 3);

� Bandeja de isopor para acondicionar os tubos (fig. 4);

� HNO3 (1:1);

� Conta gotas;

� Garrafão com água deionizada;

� Canetas para retroprojetor para identificar as amostras;

� Fita isolante colorida para identificar os tubos para análise dos

cátions e dos ânions (2 cores diferentes, pode ser vermelha e

amarela);

� Luvas de borracha;

� Botas de borracha;



� Embarcação quando em grandes ambientes lênticos ou lóticos.

3. MÉTODOS

3.1 ÁGUA DE CONSUMO DOMÉSTICO

Figura 1: Fases para o procedimento de coleta de amostra hídrica de

residências (Brasil, 2006)

1. Lavar as mãos com água e sabão;



2. Limpar a torneira do usuário com um pedaço de algodão embebido em

álcool;

3. Abrir a torneira e deixar escorrer a água durante 1 ou 2 minutos;

4. Fechar e flambar a torneira;

5. Abrir novamente a torneira e deixar escorrer por mais 2 ou 3 minutos;

6. Coletar a amostra de água;

7. Encher com pelo menos ¾ de seu volume;

8. Tampar o frasco, identificá-lo, anotando endereço, a hora e a data da

coleta, o estado do tempo, o nome do coletor, etc;

9. Marcar o frasco com o número da amostra, correspondente ao ponto de

coleta;

10. Preencher a ficha de identificação da amostra de água;

11. Colocar o frasco da amostra na caixa de isopor com gelo;

12. Lacrar, identificar e enviar a caixa para o laboratório.

3.1.1 OBSERVAÇÕES IMPORTANTES

A. O tempo de coleta e a realização do exame não deve exceder 24 horas;

B. Além de residências as amostras podem ser coletadas em hospitais,

escolas, torneiras públicas, etc, o procedimento é o mesmo acima;

C. Segundo a Cetesb antes da coleta, a torneira pode ser flambada, se

necessário. Entretanto, esse procedimento não é muito aconselhável,

pois além de provocar danos às torneiras, comprovou-se não ter efeito

letal sobre as bactérias;

D. Atualmente o processo de flambagem é opcional. A Cetesb e o Standard

Methods recomendam utilizar solução de hipoclorito de sódio a 100

mg/L e utilizando esse procedimento deve-se remover completamente o

hipoclorito, antes da coleta.

3.2 ÁGUA SUPERFICIAL

A coleta de água deve ser no mesmo local da coleta do sedimento de

corrente.

Em cada ponto coleta-se 2 amostras em tubos separados para análise

dos cátions por ICP/OES e dos ânions por cromatografia de íons.



Deve-se sempre “ambientalizar” (lavar com a água do rio) a seringa e os

tubos antes de iniciar a filtragem da água.

3.2.1 Para análise no ICP/OES

1. Encher a seringa sem o filtro. Anexar o filtro na ponta da seringa (observar

detalhe na Fig. 5) e filtrar a água para o tubo de centrífuga. Repetir essa ação

até o volume de 50 mL. (Figs. 5 e 6);

2. Se a água estiver poluída, principalmente com esgoto doméstico ou com

muito material em suspensão, o filtro pode entupir. Nesse caso deve-se usar

outro (s) filtro (s). Deve-se ter o cuidado de realizar esse procedimento

afastado do rosto porque quando o filtro entope , pode ocorrer espirrar a

amostra na boca e nos olhos;

3. Adicionar 10 gotas de HNO3 para manter o pH<2 e fechar o tubo;

4. Escreva na tampa e no corpo do tubo o número da amostra e passe uma fita

colorida (vermelha) ao redor da tampa para identificar os cátions (Figs. 7 e 8);

5. Colocar o tubo na bandeja dentro da caixa de isopor com as bolsas térmicas.

(Fig. 9);

6. Fazer um branco (água deionizada + HNO3) para cada 20 amostras;

7. A seringa e o(s) filtro(s) deve(m) ser descartado(s).

3.2.2 Para análise no cromatógrafo de íons

1. Repetir os procedimentos 1 e 2;

2. Escreva na tampa e no corpo do tubo o número da amostra e passe uma fita

colorida (amarela) na tampa para identificar os ânions. (Figs. 7 e 10);

3. NÃO acidificar a amostra ;

4. Colocá-lo na bandeja dentro da caixa de isopor com as bolsas térmicas (Fig.

9);

5. A seringa e o(s) filtro(s) deve(m) ser descartado(s);

6. As amostras devem permanecer, obrigatoriamente, refrigeradas até o

momento da análise.

3. OBSERVAÇÕES IMPORTANTES



A. É necessário deixar as bolsas térmicas de gel no congelador da

geladeira do hotel todas as noites, ao chegar do campo, para que fiquem

congeladas para utilização na manhã seguinte;

B. Deve-se sempre usar luvas de borracha para evitar contato da pele com

a água do rio que estiver poluído (Fig. 5);

C. Para facilitar o manuseio e o deslocamento das amostras da área do

campo para o laboratório, as mesmas devem ser acondicionadas, no

refrigerador do hotel, na vertical, dentro de sacos plásticos;

D. No transporte das amostras do campo até o laboratório é imprescindível

que as bolsas térmicas estejam congeladas para a manutenção da

refrigeração até o momento de análise.

Figura 2: Bolsas térmicas com gel (Cunha e Machado, 2003).



Figura 3: Material para coleta de água em cada ponto: 2 tubos para centrífuga,

unidades filtrantes e seringa descartável sem agulha (Cunha e Machado,

2003).

Figura 4: Amostras de água acondicionadas na bandeja de isopor (Cunha e

Machado, 2003).



Figura 5: Coleta da amostra de água (observar a posição do filtro entre a

seringa e o tubo) Córrego Fazenda Velha – Projeto APA SUL RMBH (Cunha e

Machado, 2003).



Figura 6: Coleta de amostra de água no Córrego Fazenda Velha – Projeto APA

SUL RMBH (Cunha e Machado, 2003).

Figura 7: Número da amostra registrado na tampa e no corpo do tubo (Cunha e

Machado, 2003).



Figura 8: Fita isolante vermelha ao redor da tampa para facilitar a identificação

da amostra para análise dos cátions (Cunha e Machado, 2003).

Figura 9: Amostras acondicionadas na bandeja dentro da caixa de isopor com

as bolsas térmicas (Cunha e Machado, 2003).



Figura 10: Fita isolante amarela ao redor da tampa para facilitar a identificação

da amostra para análise dos ânions (Cunha e Machado, 2003).

Referências Bibliográficas

BRASIL. Fundação Nacional de Saúde. Manual prático de análise de água. 2ª

ed. rev. - Brasília: Fundação Nacional de Saúde, 2006. 146 p.

CUNHA, F.G. da; MACHADO, G.J. Manual simplificado sobre os

procedimentos de coleta de água superficial e de consumo doméstico. CPRM:

Serviço Geológico do Brasil/DIGEOQ, 2003. 10p.



Prática 1. BIOENSAIOS DE TOXIDADE AGUDA COM SEMENTE S DE

ALFACE ( Lactuca sativa L.)

1. INTRODUÇÃO

As substâncias tóxicas podem afetar o desenvolvimento normal das

plantas, principalmente nas suas etapas iniciais como germinação e

desenvolvimento de raízes. Ao observar e medir o comprimento de raízes

jovens e comparar estas medidas com um controle pode determinar a presença

de compostos químicos tóxicos no ambiente. O ensaio pode ser aplicado na

avaliação de toxicidade de águas superficiais (lagos e rios) águas potáveis,

residuárias, lixiviados de solo, sedimentos e outras amostras sólidas.

2. OBJETIVO

Determinar se a amostra hídrica exerce atividade tóxica sobre a

germinação de sementes de alface em relação aos grupos controle.

3. MATERIAL

� Placas de Petri de vidro de 100 x 15 mm

� Discos de papel filtro Whatman N0 3 (90 cm diâmetro)

� Sementes de alface ou outra semente pequena

� Proveta de 100 mL

� Pipetas

� Palitos ou pinças

� Régua ou paquímetro

� Frascos para as diluições

� Amostra a ser testada

3.1 Reagentes e soluções

� Solução de Zinco 0,001%

� Água Dura ou Mineral sem gás

4. MÉTODOS

4.1 Preparo das diluições



Para realizar a curva de dose resposta, se recomenda preparar um

mínimo de 4 a 5 diluições da amostra a ser analisada, de maneira tal a obter

valores intermediários de toxicidade entre 100 a 0%. Para as amostras

ambientais se recomenda o uso do fator de diluição de 0,3 a 0,5. O uso do fator

0,3 permite avaliar a toxicidade em intervalos entre 100 a 1% e 0,5% entre 100,

30, 10, 3 e 1%. Ao aplicar o fator 0,5 é necessário utilizar maior número de

diluições para abranger o mesmo intervalo de concentrações (100; 50; 25;

12,5; 6,3 e 1,5%), entretanto se obtém maior precisão dos resultados. Para

fazer as diluições se utiliza água dura ou mineral. O controle negativo é

realizado com água dura ou mineral (com a água de diluição empregada).

Com a finalidade de testar a sensibilidade da semente utilizada,

simultaneamente ao teste da toxicidade da amostra, deve ser realizado um

controle positivo, utilizando zinco (Zn) como tóxico referência.

Para o caso de amostras desconhecidas (por exemplo: ambientais),

antes de realizar o experimento, recomenda-se fazer um teste preliminar

utilizando doses em escala logarítmicas (100, 10, 1, 0,1 e 0,01%) que permitam

estabelecer intervalo conveniente para obter valores de efeito entre 100, 50 e

0% necessários para calcular o CE50 ou CI50.

4.2 Bioensaio de toxicidade

1) Colocar em cada placa de Petri um papel de filtro. Etiquetar cada placa

com a diluição e amostra correspondente, autor e data de início e termino

do experimento.

2) Saturar o papel de filtro com 4 mL das amostras a serem estudadas,

evitando bolhas de ar, com a pinça ou palito colocar cada semente no

lugar.

3) Cada placa deve conter 20 sementes, que serão repetições. Fechar as

placas, passar filme plástico para não ocorrer perda de umidade.

4) Cobrir com papel escuro e incubar por 120 h ou 5 dias a temperatura de 22 0C.

5) Terminado o tempo de exposição, medir cuidadosamente o comprimento

da raiz de cada uma das plântulas correspondente a cada concentração e

controles positivo e negativo.



6) Quantificar o número de sementes que não germinaram e porcentagem de

variação do crescimento da raiz.

7) Colocar em um gráfico dose-resposta, onde na ordenada coloca-se a

porcentagem de inibição e na abscissa a concentração.

8) Calcular a concentração que produz 50% de inibição CE/CI50 para cada

"end point".

5. FÓRMULAS

Germinação relativa da semente (%) = Número de sementes germinadas na concentração x 100 Número de sementes germinadas no controle Alongamento relativo da radícula (%) = Média do alongamento da radícula na concentração x 100 Média do alongamento da radícula no controle Índice de germinação (GI) = (% Germinação da semente) x (% Alongamento da radícula) 100%

5. RESULTADOS

5.1 Bioensaio com as sementes Semente

(comprimento da radícula)

CP CN [1] [2] [3] [4] [5]

01

02

03

04

05

06

07

08

09

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

Comprimento total



Comprimento médio

N0 germinadas

Germinação relativa da

semente (%)

Alongamento relativo da

radícula (%)

Índice de germinação (GI)

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ARAÚJO, A.S.F.; MONTEIRO, R.T.R. Plant Bioassays to Assess Toxicity of

Textile Sludge Compost. Scientia Agricola, Piracicaba, v.62, n.3, p.286-290,

May/June, 2005.

DUTKA, B. Short-term root elongation toxicity bioassay. Methods for

toxicological analysis of waters, wastewaters and sediments. National water

research institute (NWRI), Environment Canada. 1989

GREENE, J.C. et al. Protocols for short term toxicity screening of hazardous

waste sites. U.S. EPA 600/3-88/029. Corvallis. OR. 1988.

WANG, W. Root elongation method for toxicity testing of organic and inorganic

pollutants. Environmental Toxicology & Chemistry, v.6, p.409-414, 1987.



Prática 2. DEMANDA QUÍMICA DE OXIGÊNIO - DQO

1. INTRODUÇÃO

Define-se Demanda Química de Oxigênio (DQO) como sendo a

quantidade de oxigênio necessária para oxidar quimicamente o material

orgânico e inorgânico contidos na amostra. O parâmetro DQO proporciona uma

caracterização do potencial de biodegradabilidade do material orgânico

presente em águas residuárias, sendo sua determinação importante para

facilitar a escolha do processo de tratamento dessas águas. Além disso, a

análise de DQO tem sido utilizada no monitoramento e controle da carga

orgânica de águas residuárias.

Os métodos de determinação da DQO podem ser subdivididos em dois

grandes grupos: o método do refluxo aberto e os métodos do refluxo fechado.

O método de refluxo aberto pode ser utilizado para uma grande diversidade de

águas residuárias. Os métodos de refluxo fechado são mais econômicos no

uso de sais metálicos reagentes, mas requerem homogeneização das

amostras contendo sólidos para que sejam obtidos resultados reprodutíveis.

2. OBJETIVO

Determinar a DQO no meio aquático e estabelecer uma correlação entre

a quantidade de matéria orgânica presente no meio.

3. MATERIAL

� 2 Erlenmeyers 250 mL;

� 1 Placa aquecedora;

� 1 Suporte para Pipeta graduada de 25 mL com registro;

� 2 Abraçadeiras;

� 1 Conta gotas;

� 1 Proveta graduada de 10 mL;

� 1 Proveta graduada de 100 mL;

� 2 Pipetas graduadas de 10 mL;

� 4-5 Pérolas de vidro.



3.1.1. Soluções e reagentes

a) Água destilada;

b) Solução de padrão de permanganato de potássio KMnO4 0,0125 N;

c) Solução de ácido sulfúrico H2SO4 (1:3);

d) Solução de oxalato de sódio Na2C2O4 0,0125 N;

4. MÉTODOS

1) Solução teste - adicione 100 mL da amostra + 10 mL da solução de

H2SO4 + 10 mL da solução de KMnO4;

2) Solução branco - adicione 100 mL de água destilada + 10 mL da

solução de H2SO4 + 10 mL da solução de KMnO4;

3) Acrescentar as pérolas de vidro e deixar em digestão durante 30 min.;

Se o KMnO4 descorar (clarear completamente), adicione mais 10 mL de

KMnO4;

4) Adicione 10 mL de oxalato de sódio e titule com KMnO4 até atingir uma

coloração rósea permanente;

5. FÓRMULA

PPM = Oxigênio Consumido (K1 – N1) – (K2 – N2) X 100 _________________________________________________________________________________________

Volume da amostra

Onde:

K1 - KMnO4 volume total gasto na amostra;

K2 - KMnO4 volume total gasto no branco;

N1 - Na2C2O4 volume total gasto na amostra;

N2 - Na2C2O4 volume total gasto no branco.


MATOS, A. T. Apostila de práticas de laboratório. Disciplina Poluição

Ambiental. Departamento de Engenharia Agrícola e Ambiental. Universidade

Federal de Viçosa, Viçosa, Agosto de 2003



Prática 3. OXIGÊNIO DISSOLVIDO NO MEIO AQUÁTICO

1. INTRODUÇÃO

O oxigênio é indispensável a praticamente todas as formas de vida,

mesmo na água. A concentração de oxigênio dissolvido em um meio aquático é

variável crucial que determina, em grande medida, o desenvolvimento de

organismos neste meio. Em sistemas biológicos para tratamento de efluentes,

a medição e, muitas vezes o controle, da concentração de oxigênio dissolvido é

fundamental para garantir o desenvolvimento dos micro-organismos adequados

e assim o funcionamento do sistema de tratamento de efluentes.

2. OBJETIVO

Determinar a concentração de oxigênio dissolvido no meio aquático e

relacioná-lo aos organismos que podem ou não se desenvolver nessas

condições.

3. MATERIAL

� balão volumétrico de 250mL,

� pipeta graduada de 10mL;

� bureta;

� erlenmeyer 250mL;


� NaCl O,1 mol/L;

� H2SO4 concentrado;

� Sulfato de manganês MnSO4 325g/L;

� Iodeto-Azida alcalino (500g NaOH + 150g KI + água até 1L + 10g NaN3

em 40mL de H20);

� Amido 2% (2g de amido e 0,2g ácido salicílico água até 100mL),

� Tiossulfato de sódio Na2S2O3 0,025M (Dissolva 6,205g de

Na2S2O3.5H2O em água destilada. Adicione 1,5mL de NaOH 6N ou 0,4g

de NaOH sólido dilua a 1L);

� Iodeto de Potássio KI03 0,025M,

� Ácido Sulfúrico H2SO4 6N;



4. MÉTODOS

4.1 Influência da Temperatura

1. Encha até a marca um balão de 250mL com a amostra a temperatura

ambiente (meça a temperatura), adicione 1mL de MnS04 e 1mL de

reagente azida de sódio. Ao transferir os regentes coloque a ponta da

pipeta na superfície da amostra;

2. Feche o frasco e misture lentamente por inversões sucessivas. Quando o

precipitado se formar (aproximadamente metade do volume do frasco),

adicione 1mL de ácido sulfúrico cone; Tampe novamente o frasco e misture

por agitações sucessivas.

- Se necessária faça uma correção para o volume correspondente a

200mL da amostra devido a perdas por deslocamento com reagentes, ao usar

volume dos reagentes de 2mL (1mL sulfato manganês e 1mL de azida) e

frasco de 300mL use o seguinte volume da amostra para titulação

200x300/(300-2) = 201mL.

- Titule com tiossulfato 0,025M até coloração palha (cuidado para

coloração não ficar transparente ), adicione então algumas gotas de amido e

continue a titulação até o primeiro desaparecimento da cor azul.

- Calcule o teor de oxigênio dissolvido em PPM, de acordo com a

seguinte proporção: 1 mL Na2S2O3 = 1 PPM O2 Dissolvido;

- Repita todo o procedimento anterior para uma amostra a 4°C.

4.2. Influência da salinidade

- Repita o procedimento 3.1 para uma amostra contendo NaCl 0,1 mol/L

a temperatura ambiente;




AMERICAN PUBLIC HEALTH ASSOCIATION. Standard Methods for the

Examination ofWater and Wastewater. Washington, 1998.

BOEHNKE, D. N.; DELUMYEA, R. D. Laboratory Experiments in Environmental

Chemistry. New Jersey : P. Hall, 2000.



Prática 4. DETERMINAÇÃO DA DUREZA TOTAL DA ÁGUA

1. INTRODUÇÃO

A dureza total é calculada como sendo a soma das concentrações íons

cálcio e magnésio na água, expressos como carbonato de cálcio. A dureza de

uma água pode ser temporária ou permanente. A dureza temporária, também

chamada de dureza de carbonatos, é causada pela presença de carbonatos de

cálcio e magnésio. Esse tipo de dureza resiste à ação dos sabões e provoca

incrustações. É denominada temporária porque os bicarbonatos, pela ação do

calor, se decompõem em gás carbônico, água e carbonatos insolúveis que se

precipitam. A dureza permanente, também chamada de dureza de não

carbonatos, é devida a presença de sulfatos, cloretos e nitratos de cálcio e

magnésio, resiste também a ação de sabões, mas não produz incrustações por

serem seus sais muito solúveis na água. Não se decompõe pela ação do calor.

A portaria nº 518/2004 do Ministério da Saúde estabelece para dureza o teor

de 500 mg/L em termos de CaCO3 como o valor máximo permitido para água

potável.

2. OBJETIVO Dosar a dureza total, cálcio e magnésio nas águas superficiais afim de

se evitar o acúmulo de minerais nas tubulações.

3. MATERIAL � Erlenmeyer 250 mL

� Pipeta volumétrica 50 mL

� Proveta 100 mL

� Suporte universal

� Funil

� Bureta 25 mL

� Béqueres

3.1 Reagentes e soluções:

� EDTA 0,01 M

� Solução tampão pH 10 (67,5 g NH4Cl e 570 mL NH4OH diluídos para 1

litro);



� Indicador Eriocrome Black T

� Solução inibidora de Na2S a 5% (usando Na2S 9H2O)

4. MÉTODOS

1) Transferir 25 mL da amostra p/ Erlenmeyer e completar para 50 mL com

água destilada;

2) Adicione 1 mL do solução tampão;

3) Adicione 1 mL da solução inibidora (Na2S) e 1 a 2 gotas do indicador

(Eriocrome Black T) e agite;

4) Titule lentamente com solução EDTA até o matiz vermelho desaparecer

e surgir a cor azul.

5. FÓRMULA

nº mols CaCO3 = nº mols EDTA

Dureza total em mg/L CaCO3 = mL EDTA x 1000 x Fc

mL da amostra

Notas:

1. A ausência de um ponto de viragem definido, gera lmente, indica a

necessidade de adição de um inibidor ou que o indic ador está

deteriorado;

2. Não leve mais de 5 minutos para a titulação, med ido após a adição

da solução tampão;

3. Caso a dureza da água seja muito baixa, use amos tra maior, até 250

mL adicionando proporcionalmente maior quantidade d e solução

tampão, do inibidor e do indicador;

4. Se precisar usar o inibidor adicionar 20 gotas ( sulfeto de sódio);

5. Fc = fator de correção do EDTA quando houver e f or diferente de 1.






Prática 5. DETERMINAÇÃO DA “DUREZA CÁLCIO” E DA “DU REZA

MAGNÉSIO”

1. INTRODUÇÃO

A dureza da água é definida em termos da concentração dos cátions

cálcio e magnésio - geralmente acompanhados dos ânions carbonato,

bicarbonato, cloreto e/ou sulfeto. A água que chega até nossas casas, ou às

indústrias e até a água captada diretamente de uma nascente é uma solução

de vários minerais que se dissolvem na água pela sua passagem pelo solo e

encanamentos. Esses minerais, quase que em sua totalidade sais, não

comprometem o uso doméstico da água, mas, em algumas situações,

normalmente quando ricas em sais de cálcio e magnésio, podem formar alguns

sais insolúveis desses cátions e provocar incrustações e entupimentos das

tubulações. Além disso, a formação desses sais dificulta ou até impede a

formação de espumas, dificultando a ação de detergentes e sabões. Nestes

casos temos a chamada água dura. A água dura é um não risco de saúde, mas

um incômodo por causa do acúmulo mineral em dispositivos elétricos e

tubulações - principalmente em indústrias onde a água é utilizada para o

resfriamento de caldeiras.

2. OBJETIVO Dosar a dureza cálcio e magnésio nas águas superficiais afim de se

evitar o acúmulo de minerais nas tubulações.

3. MATERIAL � Erlenmeyer 250 mL

� Pipeta volumétrica 50 mL

� Proveta 100 mL


� Funil

� Bureta 25 mL

� Béqueres




� EDTA 0,01 M

� Indicador murexida sólido (0,2 g murexida e 100 g NaCl moídos

conjuntamente e peneirados em 40-50 meshes)

� NaOH 1 N

4. MÉTODOS

1) Pipete 50 mL da amostra de água no Erlenmeyer, adicione 2 mL de

hidróxido de sódio 1N afim de se elevar o pH de 12 a 13;

2) Agite o conjunto, junte 0,1 a 0,2 g da mistura de indicador de murexida

(a solução ficará rósea);

3) Titule lentamente com solução EDTA 0,01 M até o surgimento de um

leve tom púrpuro. Anote o volume de EDTA gasto.

4) Certifique-se de que o ponto estequiométrico foi atingido, usando 1 a 2

gotas de EDTA 0,01 M em excesso;

5) Calcule a dureza devida ao íon cálcio, em mg/L, expressa em termos de

CaCO3;

6) Calcule a dureza devida ao magnésio pela diferença entre a dureza total.

5. FÓRMULA

Dureza cálcio em mg/L = mL EDTA x 1000 x Fc

mL da amostra

A dureza magnésio é dada pela expressão:

Dureza magnésio = dureza total (Prática 4) – dureza cálcio






Prática 6. DETERMINAÇÃO DE ACIDEZ TOTAL EM ÁGUAS

1. INTRODUÇÃO

O gás carbônico livre existente em águas superficiais normalmente está

em concentração menor do que 10 mg/L, enquanto que em águas

subterrâneas pode existir em maior concentração. O gás carbônico contido na

água pode contribuir significativamente para a corrosão das estruturas

metálicas e de materiais à base de cimento (tubos de fibro-cimento) de um

sistema de abastecimento de água e por esta razão o seu teor deve ser

conhecido e controlado. Sabe-se no entanto que a acidez residual obtida

poderá ser orgânica, ou de sais minerais de metais pesados, ou acidez mineral,

dependendo da existência da acidez carbônica e do pH final.

2. OBJETIVO

Dosar a acidez nas águas superficiais devida ao CO2, ácidos minerais e

sais hidrolisados.

3. MATERIAL

� Erlenmeyer 250 mL

� Pipeta volumétrica 50 e 100 mL

� Proveta 100 mL


� Funil

� Bureta 25 mL

� Béquer 400 mL

� Chapa aquecedora

� Vidro de relógio

� Cronômetro


� Hidróxido de sódio NaOH 0,02 N

� Solução alcoólica de fenolftaleína



4. MÉTODOS

4.1 Determinação da acidez total das águas

1) Pipete 100 mL da amostra, transfira para Erlenmeyer de 250 mL e

adicione 3 gotas de fenolftaleína, como indicador;

2) Titule pelo NaOH 0,02 N, até o surgimento da primeira coloração rosa

persistente;

3) Anote o volume de NaOH 0,02 N gasto e calcule a acidez como segue:

PPM de acidez (em termos de CaCO3) = volume de NaOH 0,02 N x 10.

4.2 Determinação da acidez carbônica das águas

1) Determine a acidez total conforme item 4.1;

2) Pipete 100 mL da amostra, transfira-os para Erlenmeyer de 250 mL e

submeta-os a fervura em chapa elétrica por, exatamente, 3 minutos;

3) Após isto, retire o Erlenmeyer da chapa, cubra com o vidro de relógio e

deixe esfriar (NÃO AGITE );

4) Após resfriado (temperatura ambiente), adicione 3 gotas de fenolftaleína;

4a) Caso a amostra se colore de rosa ou vermelho, considere a análise

concluída, e toda a acidez anteriormente existente na água era acidez

carbônica;

4b) Se a amostra permanecer incolor, titule-a com NaOH 0,02 N até

coloração rósea. Neste caso, calcule a acidez carbônica como se segue:

PPM acidez carbônica (em termos de CaCO3) = (volume de NaOH 0,02

N gasto na determinação da acidez total – volume de NaOH 0,02 N

gasto no subitem 4b) x 10






Prática 7. DETERMINAÇÃO DE ALCALINIDADE TOTAL EM ÁG UAS

1. INTRODUÇÃO

A alcalinidade total de uma água é dada pelo somatório das diferentes

formas de alcalinidade existentes, ou seja, é a concentração de hidróxidos,

carbonatos e bicarbonatos, expressa em termos de Carbonato de Cálcio. Pode-

se dizer que a alcalinidade mede a capacidade da água em neutralizar os

ácidos. A medida da alcalinidade é de fundamental importância durante o

processo de tratamento de água, pois, é em função do seu teor que se

estabelece a dosagem dos produtos químicos utilizados.

Normalmente as águas superficiais possuem alcalinidade natural em

concentração suficiente para reagir com o sulfato de alumínio nos processos de

tratamento. Quando a alcalinidade é muito baixa ou inexistente há a

necessidade de se provocar uma alcalinidade artificial com aplicação de

substâncias alcalinas tal como cal hidratada ou Barrilha (carbonato de sódio)

para que o objetivo seja alcançado.

Quando a alcalinidade é muito elevada, procede-se ao contrário,

acidificando-se a água até que se obtenha um teor de alcalinidade suficiente

para reagir com o sulfato de alumínio ou outro produto utilizado no tratamento

da água.

2. OBJETIVO

Dosar a alcalinidade nas águas superficiais visando capacidade da água

em neutralizar os ácidos e seu tratamento aos índices adequados.

3. MATERIAL

� Pipeta volumétrica de 50 mL;

� Frasco Erlenmeyer de 250 mL;

� Bureta de 50 mL;


� Fenolftaleína;

� Indicador metilorange;

� Mistura Indicadora de Verde de Bromocresol/Vermelho de Metila;



� Solução de Ácido Sulfúrico 0,02 N;

� Solução de Tiossulfato de Sódio 0,1 N.

4. PROCEDIMENTOS

1) Tomar 50 mL da amostra e colocar no Erlenmeyer;

2) Adicionar 3 gotas da solução indicadora de verde de

bromocresol/vermelho de metila;

3) Titular com a Solução de Ácido Sulfúrico 0,02 N até a mudança da cor

azul-esverdeada para róseo;

4) Anotar o volume total de H2SO4 gasto (V) em mL.

5. FÓRMULA

Alcalinidade total em mg/L de CaCO3 = V x 20

Notas:

1. Usar 0,05 mL (1 gota) da solução de Tiossulfato de Sódio 0,1 N, caso a

amostra apresente cloro residual livre;

2. Utilizar esta técnica na ausência de alcalinidade à fenolftaleina;

3. Caso haja alcalinidade à Fenolftaleina, adicionar, antes da mistura

indicadora de verde de bromocresol/ vermelho de metila 3 gotas de

Fenolftaleina e titule com H2SO4 0,02N até desaparecer a cor rósea formada.

Em seguida continuar no passo b da técnica;

4. A alcalinidade à Fenolftaleína só poderá ocorrer se o pH da amostra for

maior que 8,2;

5. Na impossibilidade de conseguir a mistura indicadora de verde de

bromocresol/vermelho de metila, usar o indicador de metilorange. Nesse caso o

ponto de viragem no passo 3 da técnica será de amarelo para alaranjado;

6. O ponto de viragem quando se usa o indicador verde de

bromocresol/vermelho de metila é mais nítido do que quando se usa

metilorange;



7. A fórmula acima é para ser utilizada quando se usa uma amostra de 50 mL.

Quando for usado 100 mL de amostra, o volume (V) passará a ser multiplicado

por 10;

8. Fc – Fator de correção da solução titulante.






ANÁLISE DO SOLO – Coleta de Amostras

1. INTRODUÇÃO

De uma forma geral, a análise de solo é formada por uma corrente:

Coleta de Amostras → Análises Laboratoriais → Interpretação dos Resultados.

Portanto, as responsabilidades pela qualidade das amostras são geralmente do

proprietário, cabendo ao laboratório analisá-las sem questionar como foram

coletadas do solo.

2. OBJETIVO

Coletar uma pequena quantidade de terra que represente toda uma área

a ser amostrada.

3. MATERIAL

� Amostras de diferentes tipos de solo



3.1 Ferramentas para coleta

Figura 11. Diferentes ferramentas utilizadas para coleta de amostras de solo. Sugerem-se as mais comuns nas propriedades rurais: f – pá reta; g – enxadão; h – balde; i – saco plástico.

O instrumento a ser utilizado para a retirada da amostra deverá

satisfazer as seguintes condições:

� Ser capaz de tomar pequenos, suficientes e iguais volumes de solo de

cada local de amostragem para compor a amostra composta que será

enviada ao laboratório.

� Ser fácil de limpar.

� Ser adaptado a diferentes tipos de solo.

� Ser resistente e durável.

� Ser de fácil uso e possibilite uma coleta rápida das amostras.

Qualquer que seja o equipamento utilizado na amostragem deve-se

tomar o cuidado de retirar da superfície do solo as plantas e restos vegetais.

4. PROCEDIMENTO DE COLETA

1) É possível também a mostrar adequadamente o solo com um enxadão

ou pá reta. Os cuidados e número de amostras são os mesmos

descritos para as outras ferramentas;



2) Após a limpeza superficial do terreno, faça um buraco em forma de

cunha na profundidade de 0-20 cm, deixando uma parede vertical.

3) Corte, com o enxadão, ou com a pá reta, uma fatia de cima até embaixo

e transfira para o balde ou saco plástico.

Figura 12. Coleta-se uma amostra de 2-3 cm de solo, a pelo menos 20 cm de profundidade.

Figura 13. Elimina-se as fatias laterais e amostra-se somente o miolo da fatia.


COMISSÃO DE FERTILIDADE DO SOLO DO ESTADO DE MINAS GERAIS. Recomendações para o uso de corretivos e fertilizantes em Minas Gerais; 4ª aproximação. Lavras, 1989. 176p

EMBRAPA. Manual de métodos de análises de solo. Rio de Janeiro,

CNPS,1979.



Prática 8. DETERMINAÇÃO DO pH E DOS METAIS TROCÁVEI S DO SOLO

1. INTRODUÇÃO

A disponibilidade de micronutrientes no solo é afetada por fatores, entre

eles pH, teor de matéria orgânica (MO), quantidade e tipo de argila e de óxidos

e hidróxidos de Fe e Al, CTC, potencial redox do solo, temperatura e umidade,

além da atividade microbiana. Segundo Shuman (1998), a formação de

complexos metálicos com compostos orgânicos, principalmente ácidos húmicos

e fúlvicos, diminui a disponibilidade e toxidez de metais pesados para as

plantas e reduz sua mobilidade no solo. A capacidade de retenção de metais

do solo é dinâmica e pode ser alterada pelo manejo. Os principais fatores

responsáveis pelo aumento da capacidade de retenção do solo são: o

incremento da matéria orgânica com adubação orgânica, adubação verde,

cobertura morta e o aumento de pH (Nachtigall et al. 2009).

2. OBJETIVO

Determinar o pH, alumínio, magnésio e cálcio trocáveis de amostras de

solo.

3. MATERIAL


� Pipeta de 2 mL;

� Frasco Erlenmeyer de 250 mL;


� Béquer 250 mL;

� Peagâmetro;


� EDTA 0,025mol/L;

� Erio-T 0,5%;

� Tampão pH=10;

� NaOH 0,025 N;

� Azul de bromotimol 0,1%;

� KOH 10%;



� KCl 1mol/L;

� Trietanolamina 10%;

� Murexida;

4. PROCEDIMENTOS

4.1 Determinação do pH em água e em HCl

1) Transfira 10 mL de solo seco ao ar para béquer e adicione 25 mL de

água destilada;

2) Transfira 10 mL de solo seco ao ar para outro béquer e adicione 25

mL de KCI 1M;

3) Agite durante 1 minuto e deixe em repouso por 10 minutos, após

esse tempo agite novamente;

4) Faça a leitura do pH, mergulhando o eletrodo no sobrenadante e sem

agitação;

5) Interprete os resultados de acordo com a tabela abaixo:

Tabela 1. Tipo de acidez do solo relacionada às condições.

pH H+ Condição Tipo de Acidez

H2O > KCl H2O < KCl H+ e Al+3 absorvidos Potencial

H2O = KCl H2O = KCl H+ e Al+3 livres Ativa*

H2O < KCl H2O > KCl Altos teores de Al2O3 Fe2O3 Solos argilosos e interperizados

(*) A acidez ativa (pH em água) não fornece a indicação da concentração total dos ácidos no solo, mas fornece uma estimativa da concentração de H+ na solução do solo;

4.2 Determinação do alumínio trocável

1) Transfira 10g de solo seco ao ar para béquer e adicione 100 mL de

KCI 1 M, agite durante 5 minutos e deixe em repouso por 12h ou

filtre. Esse filtrado será utilizado para determinação do alumínio,

cálcio e magnésio;

2) Do extrato obtido pipete 25 mL para erlenmeyer, adicione 3 gotas de

azul de bromotimol e titule com NaOH 0,025 N, até viragem para

azul;



Calcule teor de alumínio trocável pela expressão:

meq de Al+3 / 100 g de solo = V . f

onde:

V = volume (mL) do NaOH 0,025 N consumido;

f = fator de correção da solução de NaOH;

4.3 Determinação do cálcio e magnésio trocáveis

1) Pipete 25 mL do extrato obtido com KCl 1M na determinação do

alumínio, transfira para erlenrneyer e adicione 2 mL de tampão pH=

10 e 2 mL de trietanolamina 50%;

2) Adicione 0,05 g de Erio-T e titule com EDTA 0,025 M até viragem

para violeta, anote o volume (mL) consumido V2.

3) Pipete outra alíquota de 25 mL do extrato com KCl 1M e transfira

para erlenrneyer, adicione 2 mL de trietanolamina 50% e 2mL KOH

10%;

4) Adicione 0,05 g de murexida e titule com EDTA 0,025 M até viragem

para violeta, anote o volume (mL) consumido V1.

Calcule os teores de Cálcio e Magnésio pelas expres sões:

meq Ca+2 / 100 g solo = V1 . f

meq Mg+2 / 100 g solo = (V2 – V1) . f


NACHTIGALL, G.R.; NOGUEIROL, R.C.; ALLEONI, L.R.F. Extração seqüencial

de Mn e Zn em solos em função do pH e adição de cama-de-frango. Revista

Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental , v.13, n.3, p.240–249, 2009.

SHUMAN, L. M. Effect of organic waste amendments on cadmium and lead in

soil fractions of two soils. Communications in Soil Science and Plant

Analysis , v.29, p.2939-2952, 1998.



Prática 9. BIOACUMULAÇÃO DO ÁCIDO BENZÓICO

1. INTRODUÇÃO

O ácido benzóico (C6H5COOH) é um composto aromático utilizado como

germicida na preservação de alimentos, na síntese de corantes e como

coadjuvante farmacológico, tendo ação anti-fúngica. A Bioacumulação é um

processo que ocorre quando poluentes se acumulam em elevadas

concentrações nos organismos, independente do nível trófico. O processo pode

ocorrer de forma direta, efetuada diretamente a partir do meio ambiente, ou

indireta, quando ocorre por meio de alimentação. A exposição de um ser vivo

aquático a uma água contaminada por metais pesados pode provocar a

absorção pelo organismo, entrando assim nos seus tecidos, e posteriormente,

ao servir de alimento a seres de um nível trófico mais elevado, contaminará

esse outro organismo, fazendo com que o contaminante suba na cadeia

alimentar. A contaminação da cadeia alimentar provoca um aumento da

concentração do contaminante a cada nível trófico, designando-se o processo

por bioampliação.

2. OBJETIVO

Determinar o coeficiente de partição do ácido benzóico entre fase

aquosa e fase orgânica.

3. MATERIAL


� Erlenmeyer de 250 mL;


� Béquer 100 mL;

� Funil de separação de 100 mL;

� Bico de Bunsen;

� Tela de alumínio;

� Balança de precisão;

� Colher de pesagem;




� Hexano;

� NaOH 0,1 N;

� Ácido benzóico;

� Fenolftaelina 0,1%.

4. PROCEDIMENTOS

1) Transfira 25 mL de água e 25 mL de hexano para funil de separação;

2) Pese 1,2 g de ácido benzóico e transfira para o funil, agitando por 8 minutos,

tomando cuidado para NÃO AQUECER OS LÍQUIDOS COM O CALOR DAS

MÃOS;

3) Deixar o funil em repouso até formar as duas camadas;

4) Transferir a camada inferior para um béquer, desprezando a camada de

interface entre a fase aquosa e a orgânica;

5) Deixar a fase orgânica no funil;

6) Pipete uma alíquota de 5 mL da fase aquosa para erlenmeyer;

7) Adicione ao erlenmeyer 25 mL de água e uma gota de fenolftaleína, aqueça

até a ebulição e titule com solução de NaOH 0,1 N até viragem para rosa,

anote o volume consumido;

8) Volte ao funil de separação e pipete uma alíquota de 3 mL da fase orgânica

para um erlenmeyer;

9) Adicione ao erlenmeyer 25 mL de água e uma gota de fenolftaleína, aqueça

até a ebulição e titule com solução de NaOH 0,1 N até viragem para rosa,

anote o volume consumido;

10) Calcule as concentrações (moI/L) do ácido benzóico nas fases aquosa

(Maq) e orgânica (Morg) de acordo com as expressões:

Meq = M/PM

Logo M = Meq . PM

Se Meq = V . Fc . V

Então tem-se:

Mfase = V . N . Fc . PM

Onde:

Meq = miliequivalente



M = molaridade

V = volume do NaOH

N = normalidade do NaOH

Fc = Fator de correção do NaOH

PM = Peso molecular do ácido benzóico

Nota:

- Para calcular as concentrações em mol/L deve-se considerar o V (volume

gasto na titulação) em mL por 1000 mL; Ex.: Se foram gastos 2,2 mL na

titulação o V = 2,2/1000 = 0,0022

11) Calcule o coeficiente de partição do ácido benzóico pela expressão:

K = Maq/Morg

onde:

Maq= molaridade na fase aquosa

Morg= molaridade na fase orgânica.


VIEIRA, C.A.; SILVA, N.P.; MARTINS, D.F.C. Determinação do coeficiente de

partição do ácido benzóico em diferentes solventes orgânicos. In.: 46º

CONGRESSO BRASILEIRO DE QUÍMICA - Salvador-BA - 25 a 29 de

setembro de 2006.



Prática 10. REMOÇÃO DE COMPOSTOS ORGÂNICOS VOLÁTEIS PELO

CARVÃO ATIVO

1. INTRODUÇÃO

Compostos orgânicos voláteis constituem uma classe de poluentes do ar

que são predominantemente emitidos na atmosfera pela frota veicular

(combustão de combustíveis fósseis e perdas evaporativas) e por processos

industriais, mas que também podem ser gerados naturalmente por processos

metabólicos de certos tipos de vegetais (DERWENT, 1995 apud

ALBUQUERQUE e TOMAZ, 2003). Os COV tem sido alvos de estudo devido

aos impactos ambientais negativos que provocam quando presentes na

atmosfera, os quais incluem prejuízos aos seres humanos, animais e plantas.

Quando emitidos, os COV participam de reações fotoquímicas, entre elas a de

formação do ozônio troposférico (SEINFELD e PANDIS, 1998; ATKINSON,

2000), poluente que é o principal responsável pelos eventos de ultrapassagem

de padrões de qualidade do ar no estado de São Paulo (CETESB, 2006).

2. OBJETIVO

Determinar a taxa de adsorção do ácido acético pelo carvão ativo à

temperatura ambiente.

3. MATERIAL

� 01 Pipeta graduada 10 mL;

� 01 Proveta 50 mL;

� 01 Pêra para pipeta;

� 10 Erlenmeyers 250 mL;

� 10 Tampas (rolhas ou similar) para erlenmeyers;

� 01 Bureta 25 mL;

� 01 Bastão de vidro;

� 01 Balança de precisão;

� 01 Espátula;

� 01 Papel de pesagem;

� 01 Suporte universal;



� 02 Garras para suporte;

� 01 Funil;

� 05 Papeis filtro ou chumaços de algodão;


� CH3COOH 0,4 N;

� NaOH O,1 N;

� Fenolftaleína 0,1 %;

� Carvão ativo em pó.

4. PROCEDIMENTOS

1) Em cada um dos cinco erlenmeyers com tampa, e rotulados de 1 a 5,

contendo 5 g de carvão ativo, colocar com auxílio de urna bureta,

solução de CH3COOH 0,4 N e água de acordo com a tabela:

Erlenmeyer 1 2 3 4 5

V (mL) CH3COOH 0,4 N 25 15 7,5 4 2

V (mL) de água destilada 25 35 42,5 46 48

2) Agitar cada amostra por 5 minutos, tendo cuidado de mantê-Ias na

mesma temperatura, segurando o erlenmeyer na parte superior;

3) Filtrar as soluções e coletar os filtrados em erlenmeyers rotulados;

4) Pipetar 20 mL de cada filtrado para outro erlenmeyer, adicionar 2 gotas

de fenolftaleína e titular com NaOH 0,1 N, anotar volume gasto;

CALCULAR :

I - A molaridade do CH3COOH nas soluções preparadas pela diluição com

água

(Concentração inicial) Mi = 0,4 . VCH3COOH /50

II - A molaridade do CH3COOH nas soluções após a adsorção em carvão

(Concentração final) Mf = 0,1 . Vgasto de NaOH/20

III - A quantidade adsorvida em cada solução:



Mads = Mi - Mf

IV - A taxa de adsorção para cada solução:

% adsorção = 100. Mads / Mi

V - Trace um gráfico de % adsorção versus Mi


ATKINSON, R. Atmospheric chemistry of VOCs and NOx. Atmospheric

Environment , v. 34, p. 2063-2101, 2000.

ALBURQUERQUE, E. L; TOMAZ, E. Concentração indoor e outdoor de COV

selecionados em atmosfera urbana. In: CONGRESSO INTERAMERICANO DE

QUALIDADE DO AR, 2003, Canoas. Anais...Canoas, 2003. CDROM

CETESB, Relatório da qualidade do ar no estado de São Paulo – 2005. São

Paulo: CETESB, 2006, 140 p.

SEINFELD, J. H.; PANDIS, S. N. Atmpospheric chemistry and physics:

from air pollution to climate change , John Wiley and Sons, Inc. USA, 1998,

998 p.



Prática 11. MÉTODO VISUAL SIERP

1. INTRODUÇÃO

O Índice de qualidade do ar (IQA) é um indicador padronizado do nível

de poluição do ar numa determinada zona, e resulta de uma média aritmética

calculada para cada indicador, de acordo com os resultados de várias estações

da rede de medição da zona (DGA, 2001). Mede sobretudo a concentração de

ozônio e partículas ao nível do solo, podendo contudo incluir medições de

SO2,e NO2 (IA, 2009). Os parâmetros dos índices variam de acordo com a

agência ou entidade que os define, podendo haver várias diferenças. A

conversão de dados analíticos e científicos num índice de fácil compreensão

permite que a população em geral tenha um acesso mais fácil e compreensível

da informação. Usualmente é disponibilizada em tempo real a evolução do IQA,

especialmente no caso de grandes aglomerados urbanos ou industriais

(QUALAR, 2009).

2. OBJETIVO

Avaliar diferentes amostras de sedimentos atmosféricos que

representem áreas (bairros) da cidade.

3. MATERIAL

� Garrafa Peti 2 L;

� Bacia com volume de ~2 L;

� Papel filtro;

� Bomba à Vácuo;

4. PROCEDIMENTOS

1) Colocar 2 L de água da torneira na bacia e deixar em contato com o ar

na área (bairro) a ser amostrada por 24 horas;

2) Coletar a água e transportar ao laboratório para análise;

3) Filtrar com o auxílio de uma bomba à vácuo e papel filtro afim de se

obter todos os sedimentos e partículas presentes na amostra;



4) Montar um painel com a utilização de mapas e os resultados dos demais

grupos.

NOTAS:

- Esta prática não visa à confecção de um relatório , mas sim a montagem

de um painel a partir dos resultados;


DGA, Índice de Qualidade do Ar, Direcção Geral do Ambiente, Novembro,

Portugal, 2001.

IA, Instituto do Ambiente - Qualidade do Ar - Previsão do Índice da Qualidade

do Ar. <www2.dao.ua.pt.> Acesso em 16 de Junho de 2009.

QUALAR, <http://www.qualar.org/INDEX.PHP?page=1&subpage=3> Acesso

em 16 de Junho de 2009.



Prática 12. COLIFORMES EM AMOSTRAS HÍDRICAS

1. INTRODUÇÃO

Coliformes tratam-se de bactérias formadas por grupos de diferentes

gêneros que incluem os Klebsiella, Escherichia, Serratia, Erwenia e

Enterobactéria. As bactérias do grupo Coliforme habitam o intestino de animais

mamíferos, como o homem, e são largamente utilizadas na avaliação da

qualidade das águas, servindo de parâmetro microbiológico básico às leis de

consumo criadas pelos governos e empresas fornecedoras que se utilizam

desse número para garantir a qualidade da água para o consumo humano.

Nesse caso, a presença de um número alto de Coliformes na água significa um

nível elevado de poluição e risco à saúde pela presença de organismos

patogênicos. Há os Coliformes Totais, que são grupos de bactérias gram-

negativas, que podem ou não necessitar de Oxigênio - Aeróbicas ou

Anaeróbicas, que não formam esporos, e são associadas à decomposição de

matéria orgânica em geral. Há também os Coliformes Fecais, também

chamados de Coliformes Termotolerantes, pois toleram temperaturas acima de

40ºC e reproduzem-se nessa temperatura em menos de 24 horas. Este grupo é

associado às fezes de animais de sangue quente. Pelo estudo da concentração

dos Coliformes nas águas pode-se estabelecer um parâmetro indicador da

existência de possíveis microorganismos patogênicos que são responsáveis

pela transmissão de doenças pelo uso ou ingestão da água, tais como a febre

tifóide, febre paratifóide, disenteria bacilar e cólera.

2. OBJETIVO

Determinar o número mais provável (NMP) de coliformes totais,

coliformes termotolerantes e Escherichia coli.

3. MATERIAL

� 9 Tubos de ensaio 9 mL para os meios;

� 3 Tubos de ensaio 9 mL para as diluições;

� Ponteiras de 1 mL;

� Pipeta automática de 1 mL;



� Tubos de Duhran;

� Alça de platina;

� Banho-maria a 44,5 ± 0,2 ºC;

� Fonte de luz ultravioleta (UV).


� Caldo Lactosado;

� Meio EC-MUG;

� Caldo verde brilhante bile a 2%;

� Solução salina.

4. PROCEDIMENTOS

1) Homogenizar as amostras de água por inversão e, com o auxílio de uma

pipeta estéril, inocular 10 mL das amostras em 90 mL de solução salina

em uma série de 3 tubos (fazer triplicata);

2) Em seguida fazer as diluições seriadas decimais em solução salina: 1

mL em 9 mL nas diluições 10-1 (1:10); 10-2 (1:100) e 10-3 (1:1000);

3) Inocular 10 mL das amostras (diluições) em meio contendo caldo

lactosado de concentração dupla;

4) Transferir 1,0 mL para tubos contendo caldo lactosado em concentração

simples e inocular em 3 tubos (triplicata);

5) Homogeneizar os tubos e incubar a 35-37 ºC por 48 horas ;

6) Após este período observar a turvação e a presença de gás no interior

do tubo de Duhran presente no meio – ANOTAR OS RESULTADOS;

7) Dos tubos considerados positivos, turvos e com bolhas de gás no interior

do tubo de Duhran, TRANSFERIR uma alçada para caldo verde

brilhante bile a 2%;

8) Incubar os tubos a 35-37 ºC por 48 horas ; OBS.: O teste confirmativo

para coliformes totais será considerado positivo pa ra os tubos que

apresentarem formação de gás (CO 2);

9) A partir dos tubos positivos de caldo verde brilhante bile a 2%, transferir

uma alçada para tubos contendo meio EC-MUG, para a confirmação da

presença de coliformes termotolerantes e E. coli;



10) Incubados os tubos em banho-maria a 44,5 ± 0,2 ºC durante 24 horas .

OBS.: Os tubos seram considerados positivos, para colifor mes

termotolerantes, quando apresentarem a presença de bolhas (CO 2)

no interior do tubo de Duhran ;

11) Determinar a presença de E. coli pela exposição dos tubos à luz

ultravioleta (UV 600nm) sendo considerados positivos aqueles que

emitirem fluorescência.

CALCULAR :

Os resultados serão expressos como NMP (número mais provável) de

bactérias do grupo coliforme e/ou coliformes termotolerantes e/ou E. coli por

100 mL de amostra (CLESCERI et al., 2005).

NOTAS:

- Se a água da amostra a ser coletada conter cloro, inativá-lo previamente

com Tiossulfato de sódio 0,1 N;

- Caso seja necessário, em aula prática, acondicion ar as culturas após os

perídos 24 ou 48 horas em geladeira;


CLESCERI, L.S.; GREENBERG, A.E.; A.D., EATON. Standard Methods for the

Examination of Water and Wastewater. 21st Ed. Washington: AMERICAN

PUBLIC HEALTH ASSOCIATION, 2005. 1600p.



ANEXO 1 COMO USAR O PAQUÍMETRO

Paquímetro Universal

É o instrumento de medir mais utilizado na prática científicas. São

construídos de aço inoxidável temperado e sua escala é graduada em

milímetros e polegadas (inch = 1" = polegada = 25,4 mm). O cursor é provido

de uma graduação especial, chamadas de Vernier ou Nônio, que indica o valor

da dimensão tomada.

Figura 1. Estruturas básicas de um paquímetro.

Antes de usar, e após o uso, deve-se limpar bem o paquímetro para

eliminar a sujeira e o pó depositado no instrumento, especialmente nas

superfícies de medição e nas superfícies de contato da régua com o cursor.

Nunca deve-se forçar o paquímetro ao colocá-lo ou retirá-lo da peça. Ao medir,

usa-se uma pressão apropriada e constante, fazendo a leitura sem retirar o

instrumento da peça (abre-se o paquímetro antes de retirá-lo) sempre que

possível.

Cuidado com choques, como por exemplo, de peças sobre o instrumento

ou queda do mesmo no chão.

Nunca deve-se utilizar os bicos de medição como compasso, riscador,

chave inglesa ou martelo.

Recomenda-se guardar o instrumento no seu estojo e colocá-lo em lugar

seco e sem influência direta de calor ou sol.



Uma característica de um instrumento de medição é a sensibilidade, que

é a menor medida que ele pode efetuar. O paquímetro é utilizado para fazer

medições com rapidez, em peças cujo grau de precisão é aproximado até 0,02

mm ou 1/128" (polegadas).

Para calcular a aproximação, ou seja, a sensibilidade do paquímetro (em

milímetros ou polegadas), divide-se o menor valor da escala fixa (régua) pelo

número de divisões da escala móvel (Vernier ou Nônio).

No sistema métrico, a escala fixa é dividida em intervalos de 1 mm e

existe Vernier com 10, 20 e 50 divisões. Tem-se, portanto, paquímetros com as

seguintes sensibilidades:

• Vernier com 10 divisões: S = 1 / 10 -» S = 0,1mm



N sistema inglês de polegadas fracionárias, a menor fração é 1/16" e o

Vernier tem 8 divisões:

S = (1/16")/8 -» S=(1/16")*(1/8) -» S=1/128"

Figura 2. Exemplo de leitura de um paquímetro.

A diferença, entre as divisões da escala e do Vernier, é de 0,1 que é

conseguida pela divisão de 9mm em 10 partes iguais. Ao fazer coincidir o traço

nº 1 do Vernier com o nº 1 da escala, teremos deslocado 0,1 no cursor,

fazendo coincidir os traços nº 2, teremos deslocado 0,2 e assim

sucessivamente.

Veja exemplo abaixo:



Figura 3. Outro exemplo de leitura de um paquímetro.

Na escala, temos 3mm e fração de milímetro. Essa fração é determinada

pelo traço do Vernier (5) que coincide, com o traço da escala, assim teremos

3,5mm.



ANEXO 2 ROTEIRO PARA RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS

Observações gerais: - o tempo verbal deve ser padronizado num texto. Uma vez passado, sempre passado... - tente usar a terceira pessoa e evitar “no nosso experimento”, “meus resultados” “pipetamos” etc.... preferir “no experimento realizado .....” , “os resultados obtidos ....” - defina os itens do seu relatório com clareza. Agrupe assuntos semelhantes e separe assuntos não relacionados. Use subitens para organizar melhor os assuntos; - sempre procure numerar os itens para facilitar o acompanhamento da hierarquia dos itens (se a hierarquia for importante, evite marcadores); - use termos técnicos; - respeite a grafia corretas de nomes científicos; - padronize a formatação: tamanhos e tipos de letras, tanto no texto quanto nos títulos; procure usar parágrafos alinhados pelas duas margens (esquerda e direita); mantenha sempre a mesma quantidade de espaços entre parágrafos e títulos, etc; - não enfeite demais seu relatório. Ele é um texto técnico e deve ter aspecto profissional. È bom ter uma capa com: Nome da Instituição, nome da disciplina, nome do professor, título da prática (ou práticas), integrantes do grupo e turma, cidade/estado e data. 1. Introdução

Um ou dois parágrafos rápidos para contextualizar o assunto de que tratou a prática e do qual tratará o relatório. Não é propriamente um resumo mas uma introdução ao assunto. Apenas informações relevantes ao trabalho devem ser apresentadas! 2. Objetivo

Descrição do objetivo da prática. Pode haver mais de um objetivo, um mais geral e outro(s) específicos(s).

Normalmente os objetivos são apresentados como ações “obter”, “extrair”, “observar”, “analisar”, “caracterizar” etc Exemplo: Objetivo geral: “Apresentar diferentes técnicas de extração de DNA”. Objetivo específico: “Extrair DNA genômico de Escherichia coli”. 3. Material e Métodos

Descrição do material (é material mesmo e não materiais) e dos procedimentos (que são os métodos) utilizados na aula.

Pode estar subdividido em itens como: “Material”, “Reagentes e soluções”, “Material”, “Equipamentos”, etc. Ou seja, o material pode estar descrito num subitem independente ou pode estar incluído na descrição do procedimento.



Exemplo: “Ressuspender o pelete em 50 mL de tampão TE (Tris 10mM, EDTA

1mM, pH=8,0) utilizando pipeta automática Gilson modelo P200” A composição do tampão TE e o modelo de pipeta utilizado poderiam

ser descritos num item anterior à descrição do procedimento. O tempo verbal utilizado no material e métodos pode ser o passado (o

que foi feito) ou o infinitivo (“ressuspender”, “pipetar”, “adicionar”, etc). A descrição deve ser sempre no impessoal (ex.: “Foi adiconado” ou “adicionou-se” ao invés de “Eu adicionei” ou “Adicionamos”) 4. Resultados e Discussão

Podem estar agrupados em um único item ou não. Em itens separados, os resultados são primeiro descritos e depois, no item de Discussão, são analisados.

A apresentação dos resultados é uma das partes mais difíceis do relatório pois você deve descrever os resultados obtidos sem incluir necessariamente a interpretação desses resultados. Normalmente os resultados são apresentados em figuras, esquemas, tabelas, gráficos etc que apresentam legendas próprias (Por exemplo, Figura 1: Representação esquemática do resultado do fracionamento de DNA genômico de bactéria E. coli em gel de agarose 1%. (1) grupo 1; (2) grupo 2 etc etc (a numeração corresponde aos slots do gel – que devem estar marcados no esquema).

A descrição do que está na figura deve ser apresentada de forma descritiva no texto, por exemplo: “ Os DNAs genômicos de E. coli cepa tal e tal foram obtidos pela técnica xyz. Cada grupo realizou seu próprio procedimento segundo as orientações descritas em material e métodos ( é lá que a descrição do procedimento deve ficar). Os resultados do fracionamento do DNA genômico de E. coli estão apresentados na figura 1 e mostraram (ou mostram) a presença de DNA em todas as amostras analisadas. Três bandas foram facilmente visualizadas, uma mais próxima aos “slots” e outras duas próximas uma da outra no final do gel, numa região onde também foi observado uma espécie de rastro difuso de material.”

Você deve considerar que a pessoa que está lendo o relatório não conhece o assunto, não fez o procedimento e não tem a menor idéia do que está sendo apresentado nos resultados. O segredo é ser o mais direto e sintético possível, sem omitir nenhum tido de informação que ajude a compreensão dos resultados (QUE CORRESPONDEM A PARTE MAIS IMPORTANTE DO RELATÓRIO).

Nos trabalhos científicos, a discussão dos resultados é feita comparando-se os resultados encontrados com outros já obtidos anteriormente por outros trabalhos. O objetivo da discussão dos resultados é mostrar se estes foram os esperados ou não, se atenderam ao objetivo inicial do trabalho ou não, se trouxeram novas informações ao que já se conhecia ou não, se são suficientes para definir o assunto de que tratam ou se há necessidade de trabalhos complementares e quais são eles.

Num relatório de aula prática, a discussão deve ser relacionada aos problemas encontrados durante a realização da prática e aos seus possíveis reflexos nos resultados, assim como à providências para minimizar esses problemas.



5. Conclusão

A conclusão do relatório diz respeito diretamente ao seu objetivo. Em suma este item deve dizer se o objetivo foi alcançado ou não. 6. Bibliografia

Citar toda a bibliografia consultada; Há norma para citação bibliográfica que pode ser obtida nos artigos científicos e livros.



ANEXO 3 TABELA DE PARÂMETROS DA QUALIDADE DA ÁGUA

Padrão para corpo d’água Padrão de lançamento

Classes

Parâmetro Unidade 1 2 3 4

Temperatura ºC - - - - <40

Dureza Total mg/L ≤500

Acidez mg/L <10

pH 6 a 9 6 a 9 6 a 9 6 a 9 6,5 a 8,5

DBO5 mg/L 3 5(3) 10(3) - 60(4)

DQO mg/L <90

OD mg/L 6 5 4 2 -

Coliformes Totais Org/100 mL 1.000 5.000 20.000 - -

Coliformes Fecais Org/100 mL 200 1.000 4.000 - -

Classificação das águas doces: Classe 1 – Abastecimento doméstico após tratamento simplificado; proteção das comunidades aquáticas; recreação de contato primário (natação, esqui aquático e mergulho); irrigação de hortaliças que são consumidas cruas e de frutas que se desenvolvem rentes ao solo, sem ser ingeridas cruas e sem remoção de película; e criação natural e/ou intensiva (aquicultura) de espécies destinadas à alimentação humana. Classe 2 – Abastecimento doméstico, após tratamento convencional; proteção das comunidades aquáticas; recreação de contato primário, natação, esqui aquático e mergulho; irrigação de hortaliças e plantas frutíferas; e criação natural e/ou intensiva (aquicultura) de espécies destinadas à alimentação humana. Classe 3 – Abastecimento doméstico, após tratamento convencional; irrigação de culturas arbóreas, cerealíferas e forrageiras; e dessedentação de animais. Classe 4 – Navegação comercial; harmonia paisagística; e usos menos exigentes.



ANEXO 4 TABELA PARA AVALIAÇÃO DA DUREZA DA ÁGUA

Tabela: Classificação de águas naturais, de acordo com a concentração total de sais de cálcio e de magnésio, expressa como carbonato de cálcio – CaCO3 (mg L-1).

Classificação Concentração como CaCO 3 (mg L -1)

Águas moles < 50

Águas moderadamente moles 50 a 100

Águas levemente duras 100 a 150

Águas moderadamente duras 150 a 250

Águas duras 250 a 350

Águas muito duras > 350

Fonte: ROCHA, J.C.; ROSA, A.H.; CARDOSO, A.A. Introdução a Química Ambiental . 2ª Ed. Porto Alegre: Bookman, 2009. p.82



ANEXO 5 TABELA PARA AVALIAÇÃO DA ALCALINIDADE DA ÁGUA

Tabela: A alcalinidade total de uma água é expressa em mg/L de CaCO3 (miligramas por litro de carbonato de cálcio). A Tabela abaixo mostra a relação da alcalinidade com a capacidade tampão (UFRRJ, 2009).

Classificação Alcalinidade

Baixa capacidade tampão <10 ppm

Boa capacidade tampão 20 a 200 ppm

Fonte: UFRRJ. Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro. Liminologia: Alcalinidade. Disponível em: < http://www.ufrrj.br/institutos/it/de/acidentes/alc.htm> Acesso em 30 de abril de 2009.



ANEXO 6 TABELA DO NÚMERO MAIS PROVÁVEL (NMP)

Tabela: Índice NMP e limite de confiança para várias combinações de

resultados positivos quando são usados três tubos com as seguintes diluições,

10-1, 10-2 e 10-3.

Combinação de tubos

positivos

NMP por grama

ou mL

limite de 95%

Inferior Superior

0-0-0 < 3 - -

0-1-0 3 < 1 17

1-0-0 4 < 1 21

1-0-1 7 2 27

1-1-0 7 2 28

1-2-0 11 4 35

2-0-0 9 2 38

2-0-1 14 5 48

2-1-0 15 5 50

2-1-1 20 7 60

2-2-0 21 8 62

3-0-0 23 9 130

3-0-1 39 10 180

3-1-0 43 10 210

3-1-1 75 20 280

3-2-0 93 30 380

3-2-1 150 50 500

3-2-2 210 80 640

3-3-0 240 90 1400

3-3-1 460 100 2400

3-3-2 1100 300 4800

3-3-3 > 1100 - -

Referência: APHA, Compendium of Methods of the Microbiological Examination

of Foods. 1992, p. 112.



ANEXO 7 TABELAS PARA ANÁLISE DO SOLO

CÁLCIO E MAGNÉSIO TROCÁVEIS (Ca 2+ e Mg2+)

� Nas determinações de cálcio e de magnésio sempre houve consenso com relação à unidade.

� Eram expressos em meq/100 cm3 ou meq/100 g. � Pelo SI as unidades a serem utilizadas são:

cmolc/dm3 - utilizada em todos os Estados, exceto SP. mmolc/dm3 - utilizada em SP.

� O cmolc/dm3 e o antigo meq/100 cm3 têm a mesma grandeza, não sendo, portanto, necessário qualquer transformação.

� O mmolc/dm3, entretanto, a grandeza é dez (10) vezes maior do que ambas. Assim:

1 meq/100 cm3 = 1 cmolc/dm3 = 10 mmolc/dm3

Tabela 1. Índices normalmente utilizados para classificar os teores de cálcio e de magnésio

Unidades Baixo Médio Alto

Ca2+ Mg2+ Ca2+ Mg2+ Ca2+ Mg2+

cmolc/dm3 <2 <0,4 2 a 4 0,4 a 0,8 >4 >0,8

mmolc/dm3 <20 <4 20 a 40 4,0 a 8,0 >40 >8,0

Fonte: TOMÉ JR (1997). ALUMÍNIO TROCÁVEL (Al 3+)

� Da mesma forma que o cálcio e o magnésio, os teores de alumínio passaram a ser expressos no SI.

Tabela 2. Classificação para os teores de Al3+ trocável

Unidades Baixo Médio Alto

cmolc/dm3 <0,5 0,5 a 1,5 >1,5

mmolc/dm3 <5,0 5,0 a 15,0 >15,0

Fonte: TOMÉ JR (1997).

� Interpretar apenas o teor de Al3+ nem sempre é suficiente para caracterizar toxidez para as plantas, pois esta depende também da proporção que o Al3+ ocupa na CTC efetiva;

� Para avaliar corretamente a toxidez por alumínio deve-se calcular também a saturação por Al (m).

m = (Al3+ x 100)/t

Fonte: TOMÉ JR.; J.B. Manual para interpretação de analises de solo. Guaíba, Agropecuária, 1997, 247p.

manual de aulas práticas em análises ambientais

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