daiane marques lino clonagro comércio e produção vegetal ltda
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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE AGRONOMIA
AGRO 99003 – ESTÁGIO CURRICULAR OBRIGATÓRIO SUPERVISIONADO
DAIANE MARQUES LINO
00151719
CLONAGRO COMÉRCIO E PRODUÇÃO VEGETAL LTDA
ORQUIDÁRIO AMARÍLIS
PORTO ALEGRE, Setembro de 2011.
II
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE AGRONOMIA
AGRO 99003 – ESTÁGIO CURRICULAR OBRIGATÓRIO SUPERVISIONADO
DAIANE MARQUES LINO
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR OBRIGATÓRIO
SUPERVISIONADO
Orientador na Clonagro: Ricardo Galisteo Araujo (Engenheiro Agrônomo)
Supervisor: Gilmar Schafer (Engenheiro Agrônomo, Dr.)
Orientador no Orquidário Amarílis: Bernardino Roggia (Engenheiro Agrônomo)
Supervisor: Gilmar Schafer (Engenheiro Agrônomo, Dr.)
COMISSÃO DE ESTÁGIOS:
Prof. Elemar Antonino Cassol – Depto. de Solos (Coordenador)
Prof. Fábio de Lima Beck – Núcleo de Apoio Pedagógico
Prof. José Fernandes Barbosa Neto – Depto. de Plantas de Lavoura
Prof. Josué Sant’Ana – Depto. de Fitossanidade
Prof (a). Lucia Brandão Franke – Depto. de Plantas Forrageiras e Agrometeorologia
Prof (a). Magnolia Aparecida Silva da Silva – Depto. de Horticultura e Silvicultura
Prof (a). Mari Lourdes Bernardi - Depto. de Zootecnia
PORTO ALEGRE, Setembro de 2011.
III
DEDICATÓRIA
Dedico este relatório aos meus pais, Ivoneti Marques Lino e Odemar Luiz Lino, os quais me
apoiaram em todos os momentos da minha jornada, desde os bons até os ruins.
Eles sempre investiram muito na minha educação, muitas vezes abrindo mão de seus próprios
sonhos para poderem realizar os meus. Espero poder retribuir em dobro.
AGRADECIMENTOS
Agradeço aos meus pais, Ivoneti Marques Lino e Odemar Luiz Lino, por terem me
proporcionado uma excelente educação, desde a pré-escola até o ensino superior. Além disto,
agradeço pelo exemplo de honestidade, ética e determinação que sempre me deram e que vou
levar para a vida toda.
Agradeço ao meu namorado, Marcelo Hoerbe Andrighetti, por estar sempre presente
(mesmo que muitas vezes estando longe), apoiando as minhas escolhas, trocando idéias, me
aturando naqueles momentos difíceis, e também, por todo amor e carinho recebido.
Agradeço a família Andrighetti e a Lecy Tesch Hörbe (in memorian) por terem me
acolhido em Cachoeira do Sul durante a realização do estágio e por todo carinho e incentivo
recebidos.
Agradeço a Clonagro pela oportunidade de realizar o estágio e, especialmente, ao
Ricardo e ao Douglas pela atenção, paciência e ensinamentos recebidos na área de cultura de
tecidos e micropropagação de orquídeas.
Agradeço ao seu José Coelho pela oportunidade de realizar o estágio no Orquidário
Amarílis e pelos grandes ensinamentos relacionados ao melhoramento de orquídeas.
Agradeço também a Graça e a Bia, pelas boas conversas e pelos almoços e lanchinhos
maravilhosos.
Agradeço, a todos os professores que tive ao longo do curso, pelos ensinamentos e, em
especial, ao prof. Gilmar Schafer pela supervisão e orientação ao longo deste trabalho.
Por fim, agradeço a Universidade Federal do Rio Grande do Sul e a Faculdade de
Agronomia por toda a estrutura e suporte dos quais desfrutei ao longo do curso.
IV
SUMÁRIO
1. Introdução ao Estágio na Clonagro Comércio e Produção Vegetal LTDA ........................1
2. Caracterização da Região ................................................................................................1
2.1. Localização ..............................................................................................................1
3. Descrição da Instituição ...................................................................................................2
4. Revisão Bibliográfica: Propagação de Plantas in vitro .....................................................2
5. Atividades Realizadas .....................................................................................................4
5.1. Preparo de Meios de Cultura.....................................................................................4
5.2. Coleta, Armazenamento e Avaliação da Viabilidade de Sementes de Orquídeas .......5
5.3. Técnicas da Cultura de Tecidos Vegetais ..................................................................6
5.3.1. Semeadura .........................................................................................................6
5.3.2. Repicagem ........................................................................................................7
5.4. Descarte de Frascos Contaminados ...........................................................................8
5.5. Controle do Estoque de Mudas .................................................................................8
6. Conclusão........................................................................................................................9
7. Referências Bibliográficas ............................................................................................. 10
8. Introdução ao Estágio no Orquidário Amarílis ............................................................... 11
9. Caracterização da Região .............................................................................................. 11
9.1. Localização ............................................................................................................ 11
9.2. Clima ..................................................................................................................... 12
9.3. Solos ...................................................................................................................... 12
9.4. Relevo e Hidrografia .............................................................................................. 12
9.5. Aspectos Sócio-econômicos ................................................................................... 12
10. Descrição da Instituição ............................................................................................. 13
11. Revisão Bibliográfica: Orquídeas ............................................................................... 14
12. Atividades Realizadas ................................................................................................ 16
12.1. Repicagem das Mudas e Plantas .......................................................................... 16
12.2. Corte de Plantas Adultas ..................................................................................... 17
12.3. Condução do Crescimento das Plantas ................................................................ 18
12.4. Organização das Plantas nas Bancadas ................................................................ 19
12.5. Monitoramento de Pragas, Doenças e Plantas Daninhas ...................................... 19
12.6. Acompanhamento da Aplicação de Fungicidas ................................................... 20
12.7. Acompanhamento da Irrigação das Plantas ......................................................... 20
V
12.8. Acompanhamento do Preparo do Substrato ......................................................... 20
12.9. Acompanhamento da Fertirrigação ...................................................................... 21
12.10. Adubação Orgânica ............................................................................................. 21
12.11. Acompanhamento da Polinização Artificial ........................................................ 22
13. Conclusão .................................................................................................................. 23
14. Referências Bibliográficas ......................................................................................... 26
VI
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Autoclave contendo frascos com meio de cultivos. ..................................................4
Figura 2. Etiquetagem dos frascos com meios de cultura autoclavados (a) e local próprio para
o armazenamento dos mesmos (b). .........................................................................................5
Figura 3. Corte de uma cápsula de orquídea para extração das sementes. ................................5
Figura 4. Observação de sementes de orquídea na lupa (a) e comparação entre a espessura das
sementes para avaliar a possível germinação dos lotes (b). ......................................................6
Figura 5. Frascos contendo sementes de orquídeas em processo de desinfecção através da
exposição à pastilha de formaldeído (a) e frasco contendo semeadura (b). ..............................6
Figura 6. Câmara de fluxo laminar na qual é realizado o procedimento de repicagem. ............7
Figura 7. Redistribuição dos propágulos no frasco com meio de cultura (a) e frascos prontos
para serem levados à sala de crescimento após o término da repicagem (b). ............................8
Figura 8. Frascos contendo tecidos vegetais contaminados por fungos. ...................................8
Figura 9. Porção superior da coluna da flor (a) e localização das polínias na flor (b), ambas
observadas em lupa............................................................................................................... 14
Figura 10. Fruto do tipo cápsula em orquídea. ...................................................................... 15
Figura 11. Vasos coletivos contendo as mudas que serão repicadas (a) e mudas que foram
transferidas para os vasos pequenos (b)................................................................................. 17
Figura 12. Planta de orquídea após a retirada dos resquícios de arame e excessos de raízes e
de substrato. ......................................................................................................................... 18
Figura 13. Identificação da frente de brotação (a) e corte da planta (b). ................................. 18
Figura 14. Orquídea com presença de cochonilhas (a) e sua remoção com água e escova (b).20
Figura 15. Mistura de substrato utilizada no orquidário. ........................................................ 21
Figura 16. Composto orgânico Bokashi. ............................................................................... 22
Figura 17. Coleta de polens (a) e polinização artificial (b) em orquídea. ............................... 22
Figura 18. Planta-mãe identificada após a polinização (a) e observação de aborto alguns dias
após o procedimento (b). ...................................................................................................... 23
1
1. Introdução ao Estágio na Clonagro Comércio e Produção Vegetal LTDA
O primeiro estágio foi realizado na empresa Clonagro Comércio e Produção Vegetal
LTDA, especializada na micropropagação de orquídeas, estando localizada em Porto Alegre
(Rio Grande do Sul – Brasil). O período de duração do estágio compreendeu 150 horas as
quais foram cumpridas entre os dias 05 de Julho e 06 de Agosto de 2010. O estágio foi
orientado pelo Engenheiro Agrônomo Ricardo Galisteo Araujo e supervisionado pelo
professor Gilmar Schafer.
A escolha da empresa se deu pelo interesse na floricultura e, em especial, pela
possibilidade de ter vivência em um laboratório comercial. O setor de floricultura vem
apresentando elevado crescimento, ao longo dos últimos anos, devido ao aumento do poder
aquisitivo dos brasileiros, e em contrapartida, existem poucos profissionais interessados na
área no Rio Grande do Sul (RS). O RS está entre os estados que mais consome flores, o que
torna possível o crescimento desta produção. A escolha das orquídeas se deu por se tratar de
uma cultura com elevado valor agregado e, além disto, por atender a um público com alto
poder aquisitivo, o que reduz a variação de mercado, ou seja, é um público que está disposto a
pagar pelo produto.
Os principais objetivos neste estágio foram aprender as técnicas de micropropagação
aplicadas na produção de mudas de orquídeas e acompanhar o funcionamento de um
laboratório comercial.
2. Caracterização da Região
Em virtude do estágio ter sido realizado num laboratório, no qual os aspectos físicos e
socioeconômicos da região não influenciam significativamente nas suas atividades, procurou-
se enfatizar neste item a localização do mesmo, visto que é um prestador de serviços para
diversos produtores e orquidófilos de todo o Rio Grande do Sul.
2.1. Localização
Porto Alegre é a capital do Rio Grande do Sul. Em 2010, possuía população igual a
1.409.351 habitantes, com densidade demográfica em torno de 2.837, 52 habitantes/km².
Possui extensão territorial de aproximadamente 496,684 km² (IBGE, 2011).
A capital apresenta acesso às rodovias BR-290 e BR-116, as quais interligam a mesma
aos demais estados brasileiros e a outros países, como o Uruguai e a Argentina (PMPA,
2
2011). Esta localização permite que a Capital seja considerada um ponto estratégico dentro do
bloco econômico Mercosul (Mercado Comum do Sul). Além disto, através de Porto Alegre
pode-se acessar as principais cidades do interior do Estado, como Caxias do Sul, Pelotas, Rio
Grande, Gramado, Passo Fundo e Santa Maria.
Porto Alegre conta com vários estabelecimentos especializados em produtos
destinados ao cultivo de flores e de plantas ornamentais, além de possuir uma central de
abastecimento (CEASA) e vários distribuidores de equipamentos e reagentes para laboratórios
de cultura de tecidos vegetais. Estes fatores, somados à localização da região e ao tamanho da
população, são favoráveis à localização e à logística da empresa Clonagro.
3. Descrição da Instituição
A Clonagro Comércio e Produção Vegetal LTDA teve início em 1998, fazendo parte
da empresa Floratech LTDA, maior produtora de orquídeas do Rio Grande do Sul no período.
Em 2005, o laboratório da Clonagro separou-se da empresa, tornando-se uma prestadora de
serviços para diversos produtores do Estado. Atualmente, a Clonagro tem uma parceria com a
Floratech Produção e Comércio de Plantas Ornamentais LTDA, na qual comercializa os
cruzamentos e meristemas de plantas selecionadas na forma de frascos coletivos.
A empresa é composta basicamente por cinco dependências: uma sala para lavagem,
esterilização de materiais e preparo de meios de cultura; uma sala para transferência de
material e repicagens, equipada com quatro câmaras de fluxo de ar laminar estéril horizontal e
exaustor; sala de crescimento para as culturas in vitro, a qual é climatizada, contendo estantes
com prateleiras que são iluminadas através de lâmpadas fluorescentes; sala para
armazenamento de materiais e meios de cultivo; e, finalmente, um escritório.
4. Revisão Bibliográfica: Propagação de Plantas in vitro
A propagação de plantas in vitro, ou micropropagação, é uma técnica que visa
propagar plantas a partir de fragmentos (explantes) dentro de recipientes ou similares, sob
condições adequadas de assepsia, meio nutritivo e condições ambientais controladas (Cid,
2001).
A cultura de tecidos de plantas é iniciada pela seleção e coleta dos explantes, os quais
podem ser células, tecidos ou órgãos, visto que todas as células vegetais são igualmente
totipotentes (Santos, 2003). Em seguida, os explantes devem ser desinfestados para que,
3
posteriormente, possam ser inoculados, sob condições assépticas, em meio nutritivo
adequado. O material in vitro deve ser mantido em ambiente com temperatura e fotoperíodo
controlados, onde ocorrerá a multiplicação dos brotos e o enraizamento dos propágulos.
Finalmente, as plantas propagadas devem ser transferidas para substrato ou solo.
O meio nutritivo deve suprir as necessidades energéticas, metabólicas e estruturais das
células in vitro. Apesar dos requerimentos nutricionais variarem largamente entre as espécies,
existem alguns componentes que são essenciais no meio de cultura. Estes componentes são:
água, macronutrientes (nitrogênio, fósforo, potássio, cálcio, magnésio e enxofre),
micronutrientes (ferro, cobre, zinco, molibdênio, boro, cloro, manganês, cobalto e iodo),
vitaminas (tiamina, ácido nicotínico, glicina e piridoxina), fontes de carbono (sacarose,
maltose, sorbitol e glicose) e reguladores de crescimento (auxinas, citocininas, giberilinas,
ácido abscísico e etileno), usados como substâncias sintéticas (Santos, 2003).
Entre as vantagens do emprego da micropropagação encontra-se a possibilidade de
obter plantas uniformes e sadias, livres de vírus e de outros patógenos, com velocidade
superior de crescimento, se comparado aos métodos convencionais de propagação, e,
finalmente, com maior produção em um menor período de tempo e de espaço físico (Fráguas
et al., 2003). De acordo com Santos (2003), apenas 10% dos vírus são transmitidos através de
sementes, de maneira que a propagação in vitro através de sementes pode eliminar a maior
parte dos vírus do material vegetal.
Segundo Cid (2001), através da propagação in vitro, o segmento da floricultura
movimenta milhões de dólares e de plantas anualmente. Na área de plantas ornamentais, onde
há predominância de plantas híbridas, a propagação in vitro tem possibilitado a
compatibilização de demandas específicas do mercado interno e externo, com características
economicamente importantes, como época de floração, coloração, tamanho e forma das flores,
número de flores por planta, comprimento e resistência das hastes florais, entre outras. A
propagação in vitro em larga escala de plantas tem implicado na instalação de laboratórios
comerciais especializados, baseados no princípio das linhas de produção (Kerbauy, 1997).
A cultura in vitro de sementes de orquídea é uma prática muito importante, visto que
sob condições naturais a germinação ocorre somente através da simbiose com fungos
micorrízicos (Martini et al., 2001). A semeadura in vitro de orquídeas tem sido utilizada
principalmente pelo aumento provocado no percentual de germinação, se comparado aos
métodos naturais, o que aumenta a produção de mudas e, consequentemente, reduz o custo de
produção das mesmas (Lopes et al., 2005). Além disto, através da técnica in vitro torna-se
possível a propagação de híbridos e espécies de orquídea visando à obtenção de plantas de
4
alto padrão fitossanitário, em quantidade suficiente para atender a demanda do mercado em
um curto período de tempo (Carvalho et al., 2009).
5. Atividades Realizadas
O estágio curricular na Clonagro englobou o acompanhamento de todas as atividades
desenvolvidas na empresa desde a chegada das cápsulas das orquídeas no local até a
micropropagação propriamente dita. As atividades desenvolvidas são descritas a seguir.
5.1. Preparo de Meios de Cultura
O preparo de meios de cultura é realizado cerca de duas vezes na semana. São
preparados em torno de dez litros por vez, no entanto, esta quantidade pode variar de acordo
com a demanda de cápsulas de orquídeas recebidas no laboratório e/ou pela quantidade de
propágulos que necessitam ser repicados.
Os ingredientes utilizados nos meios de cultivo são água deionizada, macro e
micronutrientes, vitaminas, sacarose, ágar e reguladores de crescimento. As quantidades
variam de acordo com a finalidade do meio nutritivo (semeadura, brotação ou enraizamento) e
com a espécie a ser propagada. Após o preparo da mistura, é realizada a medição do pH, de
maneira que o mesmo deve ser corrigido para aproximadamente 5,5.
O meio de cultivo é vertido em potes de plástico, os quais são posteriormente
autoclavados (Figura 1). Após este processo (geralmente no dia seguinte), os frascos são
identificados com a data e o nome do meio de cultivo e, logo em seguida, são estocados por
um período de tempo para verificar possíveis contaminações (Figura 2).
Figura 1. Autoclave contendo frascos com meio de cultivos.
5
Figura 2. Etiquetagem dos frascos com meios de cultura autoclavados (a) e local próprio para
o armazenamento dos mesmos (b).
Os meios nutritivos preparados durante o estágio foram o ½ MS (ausente de
reguladores de crescimento, usado na semeadura), o Kinetina 4 (estimula a multiplicação dos
calos) e o de banana (estimula o enraizamento).
5.2. Coleta, Armazenamento e Avaliação da Viabilidade de Sementes de
Orquídeas
As cápsulas que chegam à empresa devem ser cortadas à medida que estão maduras,
para que seja feita a coleta das sementes. Uma cápsula pode conter aproximadamente 1
milhão de sementes. Estas são minúsculas, podendo pesar em média 0,001mg. Os cortes são
realizados com bisturis esterilizados (Figura 3). A coleta é feita com o auxílio de um gancho
odontológico, também esterilizado. As sementes são armazenadas em envelopes de papel
identificados com a data, o nome do cliente e o nome da planta, na geladeira, onde podem
permanecer viáveis por até um ano. A viabilidade das sementes é estimada através da
observação na lupa (Figura 4-a). Sementes mais grossas resultam em maior percentual de
germinação se comparadas com as sementes
mais finas (Figura 4-b). Logo, a partir da
observação da espessura das sementes de
orquídea, pode-se estimar a germinação do
lote.
Figura 3. Corte de uma cápsula de orquídea
para extração das sementes.
a.
b.
6
Figura 4. Observação de sementes de orquídea na lupa (a) e comparação entre a espessura das
sementes para avaliar a possível germinação dos lotes (b).
5.3. Técnicas da Cultura de Tecidos Vegetais
5.3.1. Semeadura
A semeadura inicia pela esterilização das sementes. Estas devem ser colocadas em um
frasco fechado, ficando por duas horas e trinta minutos expostas a uma pastilha de
formaldeído (Figura 5-a) que é responsável pela desinfecção das sementes. Após este período,
as sementes devem ser transferidas para um frasco com meio de cultivo para semeadura. Não
se tem um controle sobre a quantidade de sementes por frasco, visto que são minúsculas. Este
procedimento é realizado na câmara de fluxo laminar, sob condições assépticas. Em seguida,
o pote deve ser vedado com filme de PVC e identificado através de uma etiqueta que contém
os códigos do produtor e da planta e a data da semeadura. Finalmente, o frasco é levado até a
sala de crescimento (Figura 5-b), onde fica sob fotoperíodo (16 horas de luz) e temperatura
controlados (25°C). Após a germinação das sementes, estas são conduzidas para a repicagem.
Figura 5. Frascos contendo sementes de orquídeas em processo de desinfecção através da
exposição à pastilha de formaldeído (a) e frasco contendo semeadura (b).
a. b.
a. b.
7
5.3.2. Repicagem
As repicagens são realizadas diariamente no laboratório. Esta atividade consiste na
separação e transferência dos propágulos de orquídeas (seedlings) para outros frascos com
meio de cultivo. O trabalho é realizado nas câmaras de fluxo laminar, sob condições
assépticas (Figura 6).
Figura 6. Câmara de fluxo laminar na qual é realizado o procedimento de repicagem.
Inicialmente deve-se ligar a câmara e limpá-la com guardanapo de papel autoclavado e
álcool 70%. No interior da câmara, o bico de bunsen deve ser aceso. Em seguida, os potes
com meio de cultura a serem utilizados na transferência, devem ser colocados dentro da
câmara, de maneira que tenham sido previamente pulverizados com álcool 70%. O mesmo
procedimento deve ser repetido para o pote que contém os propágulos a serem repicados. Os
outros instrumentos a serem utilizados (pinças de relojoeiro, lâminas, placas de Petry e
guardanapos de papel, ambos previamente esterilizados) também devem ser colocados no
interior da câmara, de maneira que não entrem em contato com as paredes da mesma.
Prosseguindo com o procedimento, deve-se utilizar os instrumentos para separar os
propágulos (destacando as partes mortas e as raízes muito grandes) e redistribuí-los nos novos
potes (Figura 7-a), que, após isto, devem ser fechados. Sempre que possível, as pinças e
lâminas devem ser flambadas ao longo da repicagem. Após o final do processo, as bordas dos
potes devem ser pinceladas com uma pasta de sulfato de cobre e vedadas com filme de PVC.
O sulfato de cobre serve para prevenir contaminações por fungos. Os frascos são identificados
com a data e o nome do material, e posteriormente alocados na sala de crescimento (Figura 7-
b), a qual apresenta fotoperíodo (16 horas de luz) e temperatura controlados (25°C).
8
Figura 7. Redistribuição dos propágulos no frasco com meio de cultura (a) e frascos prontos
para serem levados à sala de crescimento após o término da repicagem (b).
Por fim, deve-se apagar o bico de bunsen (fechar a entrada de gás), descartar os restos
de plântulas e de meio de cultivo, limpar os materiais utilizados e esterilizá-los novamente,
limpar a câmara e desligá-la.
5.4. Descarte de Frascos Contaminados
É uma atividade realizada semanalmente. Verifica-se a ocorrência de contaminação
(geralmente por fungos) tanto nos frascos com meio de cultivo que estão estocados quanto
nos que estão na sala de crescimento com os tecidos vegetais (Figura 8). Se algum lote de
meios de cultura apresenta freqüência elevada de contaminações, evita-se a utilização dos
mesmos para a micropropagação.
Figura 8. Frascos contendo tecidos vegetais contaminados por fungos.
5.5. Controle do Estoque de Mudas
A empresa possui uma planilha de Excel na qual é feito o levantamento de unidades de
potes total e por fases dos seedlings, ambos por clientes. Após o desempenho de cada uma das
atividades de semeadura, repicagem e descarte de frascos contaminados, deve-se tomar nota
a. b.
9
de todos os frascos que foram descartados e/ou adicionados para dar baixa e/ou alta no
sistema da empresa. Para facilitar esta operação, a empresa possui um computador na sala de
crescimento. Uma cópia de segurança dos dados é feita semanalmente.
6. Conclusão
De forma geral, o principal problema na micropropagação de orquídeas é o grande
percentual de contaminação, tanto dos meios de cultivo, quanto dos frascos com os explantes,
visto que os frascos criam um ambiente propício ao desenvolvimento de microorganismos. Na
Clonagro, a perda de mudas por esse motivo é em torno de 5%. No período em que realizei o
estágio, este percentual havia aumentado em virtude de uma mudança no padrão dos frascos
pelo fabricante. Foram muitos os potes descartados durante o monitoramento que era
realizado semanalmente.
No laboratório eram tomadas todas as medidas necessárias para tornar o ambiente o
mais asséptico possível. Foram testados frascos de várias empresas diferentes, mas o
problema persistiu. A solução foi encontrada na utilização de frascos de vidro com tampa
autoclavável rosqueada. As contaminações diminuíram, porém o rendimento operacional do
trabalho com este tipo de frasco é menor, se comparado ao dos potes de plástico. O vidro é
mais pesado, possui altura das paredes maior que a dos potes (o que dificulta a repicagem,
além de resultar na utilização de um maior espaço na autoclave) e, ainda, aumenta a mão-de-
obra com limpeza pelo fato de poder ser reutilizado.
Quando retornei à empresa para visitá-la, em Julho de 2011, estavam sendo utilizados
ozonificadores, os quais são ligados automaticamente durante a noite. Estes equipamentos,
juntamente com a utilização dos frascos de vidro, diminuíram significativamente os
problemas com contaminações.
Na agricultura, a diversificação das atividades sempre contribui como uma válvula de
escape para quando uma delas está em crise. Atualmente o laboratório é especializado
somente na micropropagação de orquídeas. Eu sugeriria a criação de protocolos de
propagação para outras famílias botânicas, procurando sempre ocupar os gargalos de
mercado. Para isto, é importante manter contato com os produtores no campo, para,
posteriormente, criar soluções que atendam as suas necessidades e que torne o serviço
prestado essencial. Desta forma, cria-se um novo mercado.
10
7. Referências Bibliográficas
CARVALHO, A.C.P.P. et al. Panorama da Micropropagação no Brasil com Ênfase em Flores
e Plantas Ornamentais. JUNGHANS, T.G.; SOUZA, A.S. (Eds) Aspectos Práticos da
Micropropagação de Plantas. Embrapa: Cruz das Almas, 1ª edição, p. 13-42, 2009.
CID, L. P. B. A propagação in vitro de Plantas. O que é isso? Biotecnologia Ciência &
Desenvolvimento, Brasília, v.19, p. 16-21, 2001.
FRÁGUAS, C. B. et al. Crescimento in vitro de plântulas de orquídea oriundas da hibridação
entre Cattleya labiata e Laelia itambana. Revista Ceres, v. 50, n. 292, p. 719-726, 2003.
IBGE - INSTITUTO BRASILEIRO DE GEOGRAFIA E ESTATÍSTICA. Cidades: Porto
Alegre. 2011. Disponível em: <http://www.ibge.gov.br/cidadesat/link.php?uf=rs>. Acesso
em: 15 ago. 2011.
KERBAUY, G. B. Clonagem de Plantas in vitro. Biotecnologia Ciência &
Desenvolvimento, Brasília, v. 1, n. 1, p. 30-33, 1997.
LOPES, F. S. et al. Interferencia da descontaminação de sementes de orquídeas Laelia
tenebrosa Rolfe na germinação e desenvolvimento in vitro . IX Encontro Latino Americano
de Iniciação Científica e V Encontro Latino Americano de Pós-Graduação – Universidade do Vale do Paraíba, p. 587-589, 2005.
MARTINI, P. C. et al. Propagação de orquídea Gongora quinquenervis por semeadura in
vitro. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v.36, n.10, p. 1319-1324, 2001.
PMPA - PREFEITURA MUNICIPAL DE PORTO ALEGRE. Localização. 2011. Disponível
em: <http://www2.portoalegre.rs.gov.br/portal_pmpa_novo/>. Acesso em: 15 ago. 2011.
SANTOS, E. K. Totipotência Celular e Cultura de Tecidos Vegetais. FREITAS, L. B.;
BERED, F. (Orgs.) Genética e Evolução Vegetal. Editora da UFRGS: Porto Alegre, 1ª
edição, p. 415-444, 2003.
11
8. Introdução ao Estágio no Orquidário Amarílis
O segundo estágio foi realizado no Orquidário Amarílis, localizado no município de
Cachoeira do Sul (RS). O período de duração do mesmo totalizou 150 horas, as quais foram
cumpridas entre os dias 3 de Janeiro e 11 de Fevereiro de 2011. O orquidário é especializado
na produção e comercialização de orquídeas de vaso.
A escolha do tema se deu pelo interesse em acompanhar o processo produtivo de
orquídeas antes da chegada da cápsula ao laboratório de micropropagação e após a saída das
mudas do mesmo. Este estágio serviu como complementação do primeiro.
O Orquidário Amarílis foi uma das indicações sugeridas pelo Engenheiro Agrônomo
Ricardo Galisteo Araujo, orientador do primeiro estágio. A opção por este orquidário, dentre
os demais sugeridos, se deu, não só pela facilidade de acesso ao local como também pela
facilidade de estadia em Cachoeira do Sul. Além disto, o Orquidário Amarílis é um dos
orquidários mais reconhecidos no Estado pela qualidade das plantas produzidas e pela sua
infraestrutura.
O objetivo do estágio foi acompanhar a produção comercial de orquídeas de vaso
através da participação em todas as atividades envolvidas no processo produtivo.
9. Caracterização da Região
9.1. Localização
O município de Cachoeira do Sul está inserido da Mesorregião do Centro Oriental
Rio-Grandense e na Microrregião de Cachoeira do Sul (FEE, 2011). Além disto, do ponto de
vista fisiográfico, o município pertence à região da Depressão Central do Estado.
Segundo a Fundação de Economia e Estatística Siegfried Emanuel Heuser - FEE
(2011), em 2010, Cachoeira do Sul possuía área territorial de 3.735,2 quilômetros quadrados,
com uma densidade demográfica de 22,4 habitantes por quilômetro quadrado. A cidade está
localizada a uma altitude média de aproximadamente 26 metros acima do nível do mar. O
município está situado às margens da BR-153, a qual faz a interligação com a BR-290 ao sul,
garantindo acesso a Porto Alegre (196 km), e com a RS-287 ao norte, a qual garante o acesso
aos municípios de Santa Cruz do Sul (92 km) e de Santa Maria (125 km).
12
9.2. Clima
Segundo Moreno (1961), a temperatura média anual de Cachoeira do Sul é de 19,2°C.
A temperatura média do mês mais quente é de 24,8°C, geralmente em Janeiro. Em
contrapartida, a temperatura média do mês mais frio é de 13,6°C, correspondente ao mês de
Junho. Devido a estas características, o clima do município é classificado como Cfa
(classificação de Köppen). A precipitação média anual do município situa-se em torno de
1.572 mm. Geralmente, nos meses de novembro, dezembro e março ocorre uma leve redução
nos volumes precipitados. Por sua vez, nos meses de julho a setembro, ocorre um aumento
nos volumes de chuva (Nimer, 1989). Os ventos predominantes são os de Leste.
9.3. Solos
De acordo com Streck et al. (2008), em Cachoeira do Sul predominam os solos
relacionados à província geomorfológica da Depressão Periférica (ou Depressão Central),
sendo que os mais comuns são os Planossolos e os Argissolos. No entanto, na região sudeste
do município predominam os solos relacionados ao Escudo Sul-riograndense, dos quais os
Neossolos são os mais encontrados.
9.4. Relevo e Hidrografia
O relevo de Cachoeira do Sul apresenta-se ondulado a suavemente ondulado na maior
parte de seu território, visto que esta parte está inserida na Depressão Central. Na porção
extremo sul, influenciada pelo Escudo Sul-riograndense, são encontradas formações de relevo
com altitudes que variam de 400 a 600 metros (Rodrigues et al., s.d.).
Segundo Rohde (1998), o município pertence à Bacia Hidrográfica do Baixo Jacuí, na
qual o Rio Jacuí está inserido como o principal corpo hídrico.
9.5. Aspectos Sócio-econômicos
O Produto Interno Bruto (PIB) de Cachoeira do Sul, segundo dados de 2008 da FEE
(2011), equivaleu a R$ 1.073.509.189,00, com PIB per capita de R$ 12.375,00. Este valor
correspondeu a 0,538% do PIB estadual no mesmo ano. O setor de serviços foi o que mais
contribuiu com o PIB do município, correspondendo a 61,6% do mesmo. Os setores da
agropecuária e da indústria contribuíram, respectivamente, com 19,6 e 18,8% do PIB
municipal.
13
De acordo com a FEE (2011), o índice de desenvolvimento socioeconômico (IDESE)
visa mensurar o grau de desenvolvimento de um município, levando em conta os indicadores
que representam os aspectos de domicílio e saneamento, educação, saúde e renda. Cachoeira
do Sul apresentou, em 2008, IDESE de 0,743. Este ficou aquém da média do Estado, a qual
corresponde a 0,77. O pior indicador foi o domicílio e saneamento, apresentando índice de
0,740. A educação, por sua vez, foi o indicador que atingiu maior índice, representando 0,855.
10. Descrição da Instituição
Em 1996, José Antonio Coelho, iniciou o cultivo de orquídeas em uma pequena estufa
a partir da aquisição de híbridos nacionais. Mais tarde, no ano de 1998, passou a importar
plantas dos Estados Unidos a fim de melhorar a qualidade das flores de seu orquidário. Em
2004, o que era um hobby se transformou em um orquidário comercial através da efetivação
de cruzamentos e busca por matrizes de qualidade para obter aperfeiçoamento na forma, cor e
textura das flores.
O orquidário é composto por três casas de vegetação, sendo que uma é destinada às
plantas matrizes, a maior é destinada para as mudas, plantas jovens, plantas semi-adultas e
plantas adultas, e, finalmente, a terceira estufa, a qual será destinada para o cultivo das mudas
e plantas jovens. As estufas são recobertas por telas de sombreamento. A empresa possui um
depósito para equipamentos e insumos, e que também serve como local de trabalho para a
transferência das plantas.
A empresa comercializa mudas, plantas semi-adultas, plantas adultas e cortes de
matrizes e de cruzamentos próprios. Também presta o serviço de locação de orquídeas em
floração para eventos, estabelecimentos comerciais e residências. A comercialização é
realizada no local e também em feiras e exposições promovidas pela associação dos
orquidófilos do município. A promoção da empresa se dá a partir de anúncios, de matérias
publicadas nos jornais de Cachoeira do Sul e do site da empresa na internet
(www.orquidarioamarilis.com.br).
O objetivo do produtor é preencher uma crescente lacuna do setor produtivo de
orquídeas do Estado, que consiste na importação de plantas semi-adultas de Holambra (SP)
para finalização do crescimento e posterior comercialização das plantas adultas no atacado.
Isto pode ser alcançado através da produção em escala de plantas semi-adultas para atender a
demanda dos orquidários especializados na venda ao atacado.
14
11. Revisão Bibliográfica: Orquídeas
As orquídeas são plantas monocotiledôneas pertencentes à família Orchidaceae, que
constitui uma das famílias botânicas com o maior número de gêneros (cerca de 800) e
espécies (aproximadamente 25.000). Além disto, segundo Bernardi et al. (2004), a família
Orchidaceae é uma das mais evoluídas do reino vegetal.
Estas plantas apresentam elevado poder de adaptação a diferentes ambientes,
encontrando-se nas formas terrestres, epífitas ou rupícolas (Freitas et al., 2007). São plantas
herbáceas perenes, bastante diversificadas quanto ao tamanho, forma e cor das flores, e
comercialmente cultivadas tanto para a produção de plantas de corte como de vaso. As
orquídeas compreendem 7% das plantas ornamentais do mundo (Fráguas et al., 2003).
As orquidáceas podem apresentar crescimento monopodial ou simpodial. Segundo
Freuler (2008), as plantas monopodiais apresentam crescimento vertical definido, com um
único ápice meristemático. Por sua vez, as plantas simpodiais apresentam crescimento
horizontal com vários meristemas, os quais se diferenciam em pseudobulbos que sustentam as
folhas e as gemas florais. As plantas monopodiais não apresentam pseudobulbos.
As flores das orquídeas são perfeitas, ou seja, apresentam os dois verticilos de
reprodução. Segundo Sheehan (1992), as flores de orquídeas se distinguem das demais flores
do Reino vegetal por serem zigomórficas (simetria bilateral), pelos polens estarem
organizados em polínias (Figura 9-b) (o número de polínias auxilia na identificação de
gêneros), pela fusão entre o androceu e o gineceu formando a coluna (Figura 9-a), pela
presença do rostelo (glândula localizada na coluna e que secreta uma substância viscosa que
serve para aderir os polens) e pelas sementes serem exalbuminosas (não possuem
endosperma). Uma única orquídea pode produzir de 500 mil a um milhão de sementes. Cada
semente pesa em torno de 0,001mg.
Figura 9. Porção superior da coluna da flor (a) e localização das polínias na flor (b), ambas
observadas em lupa.
a. b.
15
Os frutos das orquidáceas são simples, secos, deiscentes e do tipo cápsula (Figura 10).
Nas condições naturais, a maioria das flores não é polinizada, seus óvulos não são fertilizados
e as cápsulas raramente são formadas (Bernardi et al., 2004).
Figura 10. Fruto do tipo cápsula em orquídea.
A propagação de orquídeas pode ser tanto vegetativa (assexuada) quanto por meio de
sementes (sexuada). A propagação vegetativa é utilizada para a multiplicação das plantas
enquanto que a propagação sexuada é geralmente utilizada para a hibridação ou para a seleção
dentro das espécies.
As sementes de orquídeas, embora produzidas em grande quantidade, são na maioria
das vezes incapazes de germinar na natureza por não possuírem endosperma funcional. A
hibridação entre gêneros ou espécies é freqüentemente baixa não atendendo às necessidades
comerciais (Fráguas et al., 2003). Desta forma, para fins de hibridação e de seleção, a
polinização é feita artificialmente através da manipulação do processo pelo homem.
Após a polinização, quando há compatibilidade entre as plantas cruzadas, ocorre a
formação da cápsula na planta-mãe. A cápsula leva cerca de oito a dez meses para ficar
madura. Após a maturidade, as cápsulas são enviadas para laboratórios especializados em
micropropagação, técnica que torna possível a produção de mudas a partir das sementes
originadas dos cruzamentos.
Os procedimentos de germinação e formação da muda demandam um período de
aproximadamente um ano. A muda produzida é de qualidade visto que é produzida em
condições assépticas. Na natureza, o período de formação da muda é maior e a muda está
sujeita a contaminações por fitopatógenos, o que pode afetar a floração da planta quando
adulta e/ou contaminar as demais plantas do orquidário.
Segundo Daudt (2002), no ano de 2000 as orquídeas alcançaram o terceiro lugar em
produção no Rio Grande do Sul entre as floríferas de vaso. Daudt (2002) também indicou que
16
a produção de orquídeas no ano de 2000 obteve um incremento produtivo de cerca de 120%
se comparado ao número de vasos de orquídeas produzidos em 1996. A partir destes dados
pode-se concluir que as orquídeas apresentam elevada importância para o mercado de plantas
ornamentais.
12. Atividades Realizadas
O estágio no Orquidário Amarílis abrangeu o acompanhamento do desenvolvimento e
crescimento das orquídeas desde as mudas que chegaram do laboratório até a planta adulta em
floração e de todas as atividades envolvidas neste processo. Estas atividades são descritas a
seguir.
12.1. Repicagem das Mudas e Plantas
As mudas chegam ao orquidário em vasos de plásticos não individualizados e,
conforme o seu crescimento, são transplantadas para vasos maiores e individuais. As
orquídeas passam por três tamanhos diferentes de vaso ao longo da sua permanência no
orquidário, iniciando pelos vasos pequenos, passando para os médios e finalizando nos vasos
grandes. A necessidade de repicagem é constatada quando a planta apresenta um porte maior
do que a capacidade do vaso, e as raízes apresentam pontas com coloração verde intensa e não
cobertas por velames (raízes novas).
A primeira repicagem é realizada cerca de dois anos após o cultivo das mudas nos
vasos coletivos (Figura 11-a), ou quando estão bem desenvolvidas, apresentando um bom
enraizamento. Inicialmente retiram-se as mudas do vaso, separando-as uma a uma e retirando
os restos de substrato das raízes. O procedimento de transplante prossegue com a adição de
isopor picado no fundo do vaso de destino, inserção da planta, preenchimento do vaso com o
substrato, compactação com as mãos para assentar a muda e adição de adubo orgânico
Bokashi em cobertura (uma colher de sobremesa por vaso). As mudas permanecem cerca de
dois anos nestes vasos (Figura 11-b) para depois serem transplantadas para os vasos médios.
Os transplantes de plantas para vasos médios e grandes são realizados da mesma
forma que o descrito anteriormente, porém a granulometria do isopor e do substrato é maior
se comparada com a utilizada para os vasos pequenos. Os resíduos de substratos da atividade
são reaproveitados para o cultivo de Bromélias. Os pedaços de isopor passam por um
processo de solarização e são reutilizados quando há falta de isopor. As plantas transplantadas
são levadas para o orquidário e colocadas em bancadas nos locais designados para cada lote.
17
Figura 11. Vasos coletivos contendo as mudas que serão repicadas (a) e mudas que foram
transferidas para os vasos pequenos (b).
12.2. Corte de Plantas Adultas
Quando as brotações da planta adulta extravasam os limites da borda superior do vaso
e as raízes apresentam as extremidades com coloração verde intensa (raízes novas), a orquídea
pode ser dividida, resultando, deste modo, em várias plantas menores. Cada corte deve ter no
mínimo entre três e quatro pseudobulbos.
A planta a ser cortada deve ficar de molho em água no dia anterior à atividade, o que
além de facilitar a retirada da orquídea de dentro do vaso, também facilita a separação entre as
raízes e o substrato. No dia do corte, retira-se o vaso do molho e com o auxílio de alicates e
facas limpas e esterilizadas em fogo, se faz a remoção dos arames usados para a condução da
planta juntamente com o excesso de raízes e de substrato (Figura 12). Sob a água corrente de
uma torneira, separa-se o máximo possível de substrato das raízes. Com o apoio de facas
esterilizadas inicia-se o procedimento de corte procurando sempre as frentes de brotação
(Figura 13-a). Ao identificar a frente de brotação pode-se realizar o corte. Para cada frente
identificada se faz um novo corte e assim a planta vai sendo dividida em várias plantas
(Figura 13-b).
Após a divisão, os cortes devem ser lavados um a um, retirando todos os resquícios de
substrato, de raízes mortas e de folhas que recobrem os pseudobulbos (para evitar que sirva de
refúgio para cochonilhas e pulgões). Os cortes devem ser escovados e higienizados com
detergente.
a. b.
18
Figura 12. Planta de orquídea após a retirada dos resquícios de arame e excessos de raízes e
de substrato.
Figura 13. Identificação da frente de brotação (a) e corte da planta (b).
Em seguida a limpeza, deve-se passar uma pasta selante sobre os ferimentos do corte.
A pasta selante serve para impedir a entrada de microorganismos através dos ferimentos. O
produto utilizado no orquidário é o BIO-FERT-FIX®. Após a aplicação da pasta, deve-se
polvilhar canela em pó sobre os ferimentos e as raízes. A canela funciona como cicatrizante e
secante, impedindo o estabelecimento de fungos nos cortes. Os cortes recebem uma etiqueta
de identificação e devem ficar em local seco e arejado até estarem completamente secos para
que se realize o plantio.
12.3. Condução do Crescimento das Plantas
As folhas e brotações das plantas jovens e semi-adultas do orquidário são conduzidas
de maneira que fiquem eretas. Esta posição aumenta o valor estético da planta, o que, por sua
vez, a torna mais atrativa aos consumidores. Esta atividade consiste na utilização de materiais
a. b.
19
como estacas de madeira, arames e discos de garrafa pet para conduzir o crescimento das
orquídeas.
12.4. Organização das Plantas nas Bancadas
Os híbridos produzidos são organizados em lotes. Cada lote é identificado pelas
iniciais do nome do proprietário do orquidário e pelo número do cruzamento. Os cortes das
plantas matrizes são organizados por ordem alfabética. Esta organização é importante porque
facilita a localização das plantas e também o controle do número de plantas.
12.5. Monitoramento de Pragas, Doenças e Plantas Daninhas
É uma atividade semanal. O monitoramento é realizado a partir de observação visual
das plantas. As folhas contaminadas por fungos recebem cortes com tesouras esterilizadas em
fogo, de forma que as partes contaminadas sejam descartadas. Em seguida deve-se lavar as
mãos para prosseguir com o monitoramento. Plantas com suspeita de doenças virais e/ou
bacterianas são transferidas para outro local, onde ficam em quarentena e recebem
tratamentos fitossanitários. As plantas que se recuperam são devolvidas aos seus locais de
origem. As plantas muito contaminadas são descartadas em lixeiras grandes para posterior
queima.
Durante o monitoramento é importante também verificar a presença de cochonilhas
(Figura 14-a). Estas ficam concentradas na inserção e na face inferior da folha, principalmente
das novas brotações. O principal sintoma consiste no amarelecimento das folhas atacadas. As
orquídeas atacadas pelo inseto são lavadas com escova de dente e em água corrente (Figura
14-b). Deve-se esfregar bem, de maneira a retirar todos os insetos. Após a limpeza, é aplicado
um inseticida na planta cujo ingrediente ativo é a Cipermetrina. Este produto age por contato
e tem sido utilizado para prevenir novos ataques, embora não seja registrado para a cultura.
Outro método preventivo é a retirada da folha que recobre o pseudobulbo, pois esta serve de
abrigo e esconderijo para cochonilhas e pulgões. As cochonilhas de maior ocorrência no
orquidário são as conhecidas popularmente como escama farinha (Pinnaspis aspidistrae).
As plantas daninhas, quando encontradas, são arrancadas manualmente e descartadas
numa lixeira. A planta daninha de maior incidência no orquidário é o trevo (Oxalis sp.).
20
Figura 14. Orquídea com presença de cochonilhas (a) e sua remoção com água e escova (b).
12.6. Acompanhamento da Aplicação de Fungicidas
A aplicação é realizada a cada duas semanas, sempre nos sábados, e em todas as
plantas, independentemente de haver presença de fungos ou não. O funcionário responsável
pela aplicação utiliza equipamentos de proteção (EPI’s) e pulverizador costal. Utiliza-se o
princípio ativo tiofanato-metílico + chlorothalonil (Cerconil WP), o qual tem ação sistêmica e
de contato. O produto é adquirido em embalagens de 1 kg. Dilui-se 1/3 do pacote para cada
tonel de 200 L. Não é realizada a rotação de princípios ativos visto que só existem dois
fungicidas registrados para as orquídeas, ambos com o mesmo ingrediente ativo.
12.7. Acompanhamento da Irrigação das Plantas
As plantas são irrigadas por aspersão, com água da chuva coletada das calhas da maior
estufa do orquidário. A água coletada é armazenada em 20 reservatórios de 1000 Litros,
distribuídos sob as bancadas da estufa. A água armazenada é direcionada ao sistema de
irrigação através de um conjunto de bombas hidráulicas. No verão, a irrigação é diária,
realizada no período da manhã. No inverno a freqüência de irrigação é reduzida, dando-se
prioridade para a rega de pré-fertirrigação.
12.8. Acompanhamento do Preparo do Substrato
O substrato utilizado é composto por uma mistura de saibro peneirado, casca de arroz
carbonizada, casca de pinus esterilizada, carvão vegetal esterilizado e isopor picado para a
drenagem (Figura 15). O saibro é adquirido no município de Viamão (RS) e peneirado no
orquidário. A casca de arroz carbonizada é comprada no próprio município, visto que
Cachoeira do Sul é um grande produtor de arroz. A casca de pinus e carvão vegetal
a. b.
21
esterilizados são adquiridos no Estado de São Paulo. O isopor utilizado é picado na
propriedade e adquirido através de doações das farmácias e das lojas de eletrodomésticos
localizadas no município.
Figura 15. Mistura de substrato utilizada no orquidário.
A mistura do substrato é preparada na propriedade, sempre nas vésperas dos
transplantes e em quantidade suficiente. A granulometria da mistura aumenta conforme
aumenta o tamanho dos vasos.
12.9. Acompanhamento da Fertirrigação
A fertirrigação é realizada a cada duas semanas, após a rega, e por aspersão. Na
adubação é utilizado NPK (concentrações de nitrogênio, fósforo e potássio respectivamente) e
micronutrientes (ferro, molibdênio, magnésio, manganês, cobalto e cobre). O nitrogênio (N) é
responsável pelo crescimento vegetativo, estimulando a brotação e o enfolhamento das
orquídeas. O fósforo (P), por sua vez, está diretamente relacionado com a floração e o
enraizamento. O potássio (K) contribui com a estrutura das plantas, auxiliando a maximizar
os efeitos do nitrogênio. Para as plantas em crescimento é utilizada a fórmula 10:5:5 (N:P:K).
Para as plantas em pré-floração é utilizada a fórmula 3:10:7 e, eventualmente, a fórmula
10:55:10.
12.10. Adubação Orgânica
O adubo orgânico utilizado é o Bokashi (Figura 16), o qual consiste numa mistura de
farelos fermentados. Dentre os componentes do adubo encontram-se os farelos de arroz,
algodão, soja e ossos, farinha de peixe, melaço, carvão moído, água, fosfatos e
22
microorganismos. A adubação (em cobertura) é realizada a cada três meses e após o
transplante. O Bokashi é adquirido em São Paulo.
Figura 16. Composto orgânico Bokashi.
12.11. Acompanhamento da Polinização Artificial
A polinização é realizada quando se tem duas plantas com características de flor que
atendam aos critérios de cruzamento desejados e tem o intuito de gerar plantas que produzam
flores com características intermediárias entre as plantas que a geraram. Os polens são
armazenados em envelopes de papel identificados com o nome da planta e a data de floração.
O procedimento é realizado com o auxílio de palitos de dente limpos, os quais são utilizados
para conduzir os polens ao gineceu.
A polinização é realizada exclusivamente pelo proprietário do orquidário.
Inicialmente, ou se coleta as polínias da planta-pai ou se busca no banco de polínias (onde
estão armazenados os polens das plantas de interesse). Após, retira-se as polínias da planta-
mãe, para que sejam armazenadas, com o auxílio de palitos de dente (Figura 17-a). Com a
ajuda de outro palito, mergulha-se uma das extremidades do mesmo na substância viscosa
localizada na antera da flor da planta-mãe. Esta substância serve para facilitar a aderência dos
polens. Em seguida o pólen é introduzido na antera da flor da planta-mãe (Figura 17-b).
Figura 17. Coleta de polens (a) e polinização artificial (b) em orquídea.
a. b.
23
Após a polinização, a planta-mãe é etiquetada com o código e a data do cruzamento
(Figura 18-a). Este código é registrado no caderno de cruzamentos juntamente com o nome
dos progenitores e a data.
Quando se tem sucesso numa polinização, a haste floral permanece verde e intumesce
ao longo do tempo formando uma cápsula. Porém se, dentro de dois dias, a flor secar e a haste
floral amarelecer, indica que ocorreu um aborto (Figura 18-b). A cápsula pode levar de 8 a 10
meses para amadurecer. Após esse período, o produtor a envia para um laboratório, localizado
em São Paulo, o qual fica responsável pela germinação das sementes e produção das mudas.
Em cerca de aproximadamente um ano, as mudas obtidas retornam ao orquidário.
Figura 18. Planta-mãe identificada após a polinização (a) e observação de aborto alguns dias
após o procedimento (b).
13. Conclusão
Atualmente, o setor da floricultura no RS é muito carente em assistência técnica. Além
disto, existem poucos defensivos agrícolas registrados no Ministério da Agricultura, Pecuária
e Abastecimento (MAPA) para as plantas ornamentais. No caso das Orquídeas, existem
apenas dois produtos registrados, sendo que ambos são fungicidas e possuem o mesmo
princípio ativo (BRASIL, 2011). Estes agravantes combinados resultam numa enorme
variedade de práticas que não condizem com uma agricultura sustentável do ponto de vista
econômico e ambiental. Muitos Engenheiros Agrônomos acabam assinando receituários para
produtos não registrados e os produtores, utilizando os produtos de qualquer maneira, sem
nenhuma instrução técnica. Esta imprudência acaba implicando no aumento dos custos de
produção, no surgimento de super pragas, na contaminação do solo e de mananciais hídricos,
na intoxicação dos trabalhadores, entre outros.
a. b.
24
A solução dos problemas apresentados está no maior incentivo, dentro das Instituições
Técnicas Agrícolas e das Faculdades de Agronomia, para o setor de floricultura e de plantas
ornamentais. Este incentivo se daria na forma de pesquisas voltadas para a produção no
estado, programas de extensão rural e oferecimento de ênfases e especializações nestas áreas.
A produção de flores pode ser uma boa alternativa para os agricultores familiares, visto que
não demanda grandes extensões territoriais.
Além da formação de profissionais capacitados, deveria haver uma fiscalização rígida
para a correta utilização do receituário agronômico, a qual desqualificasse e punisse
severamente os (anti) profissionais que infringissem as leis. Os produtores que utilizam os
defensivos agrícolas de modo indiscriminado também deveriam receber punições.
Concomitantemente, as associações de floricultores, juntamente com os técnicos, deveriam
estabelecer uma certificação para a produção integrada de flores e plantas ornamentais, o que
incentivaria muitos produtores a adotarem as boas práticas agrícolas.
Durante o período de estágio, pude vivenciar na prática estes problemas. A aplicação
de fungicidas é realizada a cada duas semanas, independentemente da ocorrência ou não de
doenças. Além disto, é utilizado sempre o mesmo princípio ativo. Considero esta prática
inadequada, pois o fungicida não tem ação preventiva e sim de controle. A incidência de
doenças fúngicas no orquidário é significativa, o que pode estar comprovando que o fungicida
não exerce mais tanto efeito sobre a população de fungos. O uso continuado do mesmo
princípio ativo pode provocar o aparecimento de fungos menos suscetíveis à ação do produto.
O excesso de irrigação é um fator que também contribui para a alta incidência de
fungos, além de provocar a lixiviação de nutrientes do substrato. O uso de fertilizantes
minerais importados é desnecessário, pois existem as mesmas fórmulas no mercado nacional
por um menor preço. Estes dois fatores revelam a falta de assistência técnica no orquidário,
visto que são conhecimentos básicos da agronomia. Se o produtor receber a informação dos
excessos cometidos no sistema produtivo através de cifras (excesso de defensivos agrícolas,
gasto de água, depreciação do sistema de irrigação, formulações importadas etc.), certamente
tomará as medidas cabíveis para melhorá-lo. O período de estágio foi insuficiente para o
estabelecimento de um experimento que demonstrasse estes excessos ao produtor.
O estágio me despertou para a importância da aproximação entre a Universidade e os
produtores. Do meu ponto de vista, além do Planejamento Agronômico Integrado, deveria
haver outra disciplina de extensão, em que os alunos pudessem auxiliar os agricultores,
suprindo a carência dos mesmos em assistência técnica e obtendo um aprendizado para a vida
25
toda. A partir da vivência de extensão, deveriam ser formuladas as pesquisas científicas, as
quais seriam focadas nas reais necessidades encontradas “no lado de dentro da porteira”.
26
14. Referências Bibliográficas
BERNARDI, A. C. et al. Desenvolvimento vegetativo de plantas de Dendrobium nobile
Lindl. fertirrigadas com diferentes concentrações da solução nutritiva de sarruge. Semina:
Ciências Agrárias, Londrina, v. 25, n. 1, p. 13-20, jan./mar. 2004.
BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Agrofit-on line. Disponível
em: <http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons>. Acesso em: 06
jul. 2011.
DAUDT, R. H. S. Censo da produção de flores e plantas ornamentais no Rio Grande do
Sul / Brasil na virada do milênio. 2002. 124 f.. Dissertação (Mestrado em Fitotecnia) -
Faculdade de Agronomia, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, 2002.
FEE – Fundação de Economia e Estatística Siegfried Emanuel Heuser. Banco de Dados.
Disponível em: <http://fee.gov.br>. Acesso em: 22 ago. 2011.
FRÁGUAS, C. B. et al. Crescimento in vitro de plântulas de orquídea oriundas da hibridação
entre Cattleya labiata e Laelia itambana. Revista Ceres, v. 50, n. 292, p. 719-726, 2003.
FREITAS, F. C. L. et al. Controle químico de brilhantina (Pilea microphylla) no cultivo de
orquídeas. Planta Daninha, Viçosa, v. 25, n. 3, p. 589-593, 2007.
FREULER, M. J. Orquídeas. 1. ed. Buenos Aires: Albatros, 2008. 112 f..
MORENO, J. A. Clima do Rio Grande do Sul. Porto Alegre: Secretaria da Agricultura.
1961.
NIMER, E. Climatologia do Brasil. Instituto Brasileiro de Geografia e
Estatistica/Departamento de Recursos Naturais, Rio de Janeiro, 1989.
RODRIGUES, S. L.; NEUMANN, P. S.; BREITENBACH, R. Diferenciação do Agrário no
Município de Cachoeira do Sul / RS, s.d. Disponível em:
<www.cnpat.embrapa.br/sbsp/anais/Trab_Format_PDF/25.pdf>. Acesso em: 22 ago. 2011.
ROHDE, G. Cachoeira do Sul: uma perspectiva ambiental. Cachoeira do Sul: Ulbra, 1998.
STRECK, E. V. et al. Solos do Rio Grande do Sul. 2. ed. Porto Alegre: Emater/RS, 2008.
222 f..
SHEEHAN, T. J. Orchids. LARSON, R. A. (Ed.) Introduction to Floriculture. 2. ed.
Raleigh: Academic Press, p. 115-142, 1992.