bam - atualizado 2015 para salmonella

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AVISO PRÉVIO:

Se você está procurando BAM Capítulo 5: Salmonella (Dezembro de 2007 Edition) que são incorporadas por referência em 21 CFR Partes 16 e 118: Federal Register final Regra (9 de julho de 2009, 74 FR 33030): Prevenção de Salmonella Enteritidis em Shell Eggs Durante Produção, Armazenamento e Transportes, use estas versões do BAM Salmonella capítulo (PDF, 189 Kb) e Apêndice 1: Métodos rápidos para detecção de Patógenos Transmitidas por Alimentos (PDF, 195 Kb). Estes 2 documentos também estão disponíveis como um arquivo combinado (PDF, 382 Kb).

A mais recente edição do BAM Capítulo 5: Salmonella está disponível abaixo deste aviso.

Versão de Maio de 2014

Analítico Bacteriológico manual Capítulo 5 Salmonella

Autores: Wallace H. Andrews, Andrew Jacobson e Thomas Hammack

Histórico de Revisão:

Dezembro 2015 - A seção para o Processo Statens Serum Institute foi adicionado a Seção E: Identificação deSalmonella.

Maio 2014 - O método de identificação Vitek genérico presuntivo de Salmonella foi atualizado.

Fev 2014 - Seção de detecção e isolamento de Salmonella a partir de ovos de casca foi substituído, e dados de validação e referências additonal foram adicionados em um apêndice.

Agosto de 2012, Novembro de 2011 - Feito disponível em versões de formato PDF do capítulo 5: Salmonella e no apêndice 1 (arquivado) de 2009, que foram incorporadas por referência em 21 CFR Partes 16 e 118: Federal Register final regra (9 de julho de 2009, 74 FR 33030): Prevenção de Salmonella Enteritidis em ovos durante Shell de Produção, Armazenamento e Transporte.

Novembro de 2011 - Adição a Seção C: Preparação de alimentos para o isolamento de Salmonella: Vegetais de folhas verdes e ervas.

Fevereiro de 2011 - ligação removido para Apêndice 1: Métodos rápidos para detecção de Patógenos Transmitidas por Alimentos (agora arquivado).

Dezembro de 2007 - Método de celulose Mamey adicionado, e Secção D revisado.

Junho de 2006 - Ovos método revisto para ovos com casca e os ovos inteiros líquidos.

Abril 2003 - Rã método pernas, caseína láctico, coalho caseína, caseinato de sódio e métodos Coelho carcaça revistos, orelhas de topo e outro cão mastigar brinquedos acrescentou. A.25 seção removida, agitador mecânico.

25 de outubro de 2001 - Prorrogação da aplicabilidade do método de suco de laranja na secção C.19 para suco de maçã e cidra de maçã.

1999-dezembro de 2000-MAR, e 2000-agosto revisão final sobre 2000-NOV-14 (ver a Introdução para um resumo das alterações).

Para obter uma cópia de uma versão anterior não está publicado, por favor entre em contato Thomas Hammack

Conteúdo do Capítulo Introdução

Equipamentos e Materiais

Mídia e Reagentes

Preparação de alimentos para o isolamento de Salmonella

Isolamento de Salmonella

Identificação de Salmonella

Referências

IntroduçãoVárias mudanças estão sendo introduzidas nesta edição de BAM (8 th Edition). A primeira mudança envolve a ampliação do uso de Rappaport-Vassiliadis (RV) médio para alimentos com ambos os altos e baixos níveis de microflora competitivos. Na edição anterior, médio RV foi recomendado apenas para a análise do camarão.Com base na conclusão de AOAC precollaborative (5, 6) e colaborativa (7, 8) estudos, forma RV está agora a ser recomendada para a análise de alta e baixa microbiana alimentos carga microbiana. Forma RV substitui selenito cistina (SC) caldo para a análise de todos os alimentos, com excepção de goma de guar. Além disso, o meio de RV substitui lauril caldo de triptose para uso com levedura seca activa. Tetrationato (TT) caldo continua a ser

utilizado como o segundo caldo de enriquecimento selectivo. No entanto, o caldo TT deve ser incubada a 43 ° C durante a análise de alimentos com alto teor de carga microbiana e a 35 ° C durante a análise de alimentos de baixa carga microbiana, incluindo goma de guar.

A segunda mudança envolve a opção de refrigeração preenrichments incubadas e enriquecimentos seletivos de alimentos de baixa umidade por até 72 h. Com esta opção, as análises das amostras pode ser iniciada tão tarde na quarta-feira ou quinta-feira sem trabalho nos finais de semana estar envolvido.

A terceira mudança envolve a redução do período de incubação do ágar de ferro e lisina (LIA) inclinações. Na primeira edição (BAM-7), triplo ágar de ferro e açúcar (ETI) e rampas de LIA foram incubadas a 35 ° C durante 24 ± 2 horas e 48 ± 2 h, respectivamente. Dados não publicados têm demonstrado que a leitura das 48 h inclinações LIA é sem valor de diagnóstico. De 193 inclinações LIA examinados, todas deram resultados definitivos dentro de 24 ± 2 h de incubação. Não ocorreram alterações significativas alterou o resultado final do ensaio quando os slants foram incubadas durante 24 h adicionais. Assim, ambos os planos inclinados TSI e LIA estão agora incubadas durante 24 ± 2 h.

A quarta mudança envolve o procedimento de desinfecção de superfícies de casca dos ovos. Na edição anterior (BAM-7), cascas de ovos desinfectados foram superfície por imersão em solução de cloreto mercúrico a 0,1% durante 1 h, seguida por imersão em etanol a 70% durante 30 min. Cloreto de mercúrio é classificado como resíduo perigoso, e é caro para dispor de acordo com as diretrizes da Agência de Proteção Ambiental.Nesta edição (MAB-8) cascas de ovos são agora por imersão durante pelo menos 10 seg num 3 desinfectadas superficialmente: solução 1 consiste em 3 partes de 70% de álcool (etílico ou isopropílico) para 1 parte de iodo / iodeto de potássio .

A quinta mudança envolve a preparação de amostras de ovos. O conteúdo dos ovos (gema e albúmen) são completamente misturados antes da análise. Depois de misturar os conteúdos do ovo, 25 g (ml) são adicionados a 225 ml de caldo de tripticase (tríptica) de soja suplementado com sulfato ferroso.

Um método para a análise de goma de guar foi incluído. Quando a goma de guar é preenriched a uma proporção de 1: 9 de amostra / caldo, um altamente viscosos, mistura resulta nonpipettable. A adição da enzima celulase ao meio preenrichment, no entanto, resulta em uma mistura prontamente pipettable.

Um método para suco de laranja (pasteurizado e não pasteurizado) foi incluída devido a surtos relacionados com o suco de laranja recentes.

As instruções para escolher colônias dos ágares seletivos chapeamento ter sido mais explícito para refletir a intenção do método. Na ausência de colônias típicos ou suspeitos sobre os ágares chapeamento seletivos, recomenda-se que as colônias atípicas ser escolhido para TSI e LIA inclinações. Essa recomendação é baseada no fato de que até 4% de todas as Salmonella culturas isoladas por analistas do FDA de certos alimentos, especialmente frutos do mar, durante os últimos anos têm sido atípico.

Finalmente, uma vez que a publicação de Bam-7, uma comparação de 6 vias foi conduzida da eficácia relativa dos três ágares chapeamento selectivos recomendadas na BAM (bismuto sulfito, Hektoen entérico, e ágares desoxicolato xilose lisina) e três relativamente novos ágares ( EF-18, xilose lisina Tergitol 4, e ágares Rambach). Os nossos resultados (9) indicada nenhuma vantagem em substituição de qualquer dos ágares Bam-recomendadas com um ou mais dos ágares mais recentes. Assim, a combinação dos ágares chapeamento selectivos recomendadas na BAM-7 permanece inalterada.

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A. Equipamentos e Materiais1. Blender e frascos esterilizados liquidificador (veja BAM Capítulo 1)

2. Estéril, 16 oz (500 ml) de boca larga, frascos com tampa de rosca, estéreis de 500 ml frascos de Erlenmeyer, estéreis 250 ml copos, vidro ou papel funis estéreis de tamanho apropriado, e, opcionalmente, recipientes de capacidade apropriada para acomodar amostras composited

3. Estéril, vidro dobrado ou hastes plásticas propagador

4. Equilíbrio, com pesos; 2000 g de capacidade, sensibilidade de 0,1 g

5. Equilíbrio, com pesos; 120 g de capacidade, a sensibilidade de 5 mg

6. Incubadora, 35 ± 2 ° C

7. Incubadora refrigerada ou laboratório geladeira, 4 ± 2 ° C

8. Banho-maria, 49 ± 1 ° C

9. Banho de água, circulação, controlado por termóstato, 43 ± 0,2 ° C

10. Banho de água, circulação, controlado por termóstato, 42 ± 0,2 ° C

11. Colheres esterilizadas ou outros instrumentos adequados para a transferência de amostras de alimentos

12. Placas de cultura estéreis, 15 × 100 mm, vidro ou plástico

13. Pipetas esterilizadas, 1 ml, com graduações de 0,01 ml; 5 e 10 ml, com graduações de 0,1 ml

14. Inoculando agulha e inoculando loop (ID de cerca de 3 mm ou 10 5l), nichrome, platina-irídio, fios chromel, ou plástico estéril

15. Ensaio ou de cultura estéril tubos, 16 x 150 mm e 20 x 150 mm; tubos sorológicos, 10 × 75 mm ou 13 x 100 mm

16. Ensaio ou cultura suportes de tubos

17. Misturador Vortex

18. Tesouras estéreis, grandes tesouras, bisturi e pinças,

19. Lâmpada (para a observação de reações sorológicas)

20. Fisher ou bico de Bunsen

21. papel de teste pH (faixa de pH 6-8) com graduações máximas de 0,4 unidades de pH por mudança de cor

22. medidor de pH

23. Os sacos de plástico, 28 × 37 cm, estéril, com fita possa ser fechada novamente. (Artigos 23-24 são necessários para a análise de pernas de rã e carcaças de coelho.)

24. Copos de plástico, 4 litros, autoclaváveis, para a realização de saco de plástico durante a agitação e incubação.

25. Esponjas, non-bactericida (Nasco cat # B01299WA), ou equivalente.

26. Cotonetes, não-bactericida, com ponta de algodão.

B. Mídia e Reagentes

Para a preparação de meios e reagentes, consulte Métodos 967.25-967.28 em Official Methods of Analysis(1).

1. Caldo de lactose (M74)

2. Leite em pó desnatado (reconstituído) (M111)

3. Cistina selenito (SC) caldo (M134)

4. Tetrationato (TT) caldo (M145)

5. Rappaport-Vassiliadis (RV) médio (M132). NOTA: medium RV deve ser feita a partir de seus ingredientes individuais. Formulações comerciais não são aceitáveis.

6. Xilose lisina desoxicolato (XLD) agar (M179)

7. Hektoen entérica (HE) agar (M61)

8. Bismuth sulfite (BS) agar (M19)

9. Triplo agar açúcar ferro (TSI) (M149)

10. Triptona (triptofano) caldo (M164)

11. Trypticase (tríptica) de caldo de soja (M154)

12. Trypticase soy-triptose caldo (M160)

13. Caldo MR-VP (M104)

14. Agar citrato Simmons (M138)

15. Caldo de Ureia (M171)

16. Caldo de Ureia (rápida) (M172)

17. Caldo de malonato de dietilo (M92)

18. Lisina agar de ferro (LIA) (Edwards e Fife) (M89)

19. Caldo de lisina descarboxilase (M87)

20. Meio de teste de motilidade (semi-sólida) (M103)

21. Cianeto de potássio (KCN) caldo (M126)

22. Caldo de fenol vermelho do hidrato de carbono (M121)

23. Caldo carboidrato Purple (M130)

24. Agar MacConkey (M91)

25. Caldo nutriente (M114)

26. Infusão de cérebro e coração (BHI) (M24)

27. Solução de papaína, 5% (M56a)

28. Solução de celulase, 1% (M187)

29. Base de agar sangue Triptose (M166)

30. Caldo preenrichment Universal (M188)

31. Caldo preenrichment Universal (sem citrato de amónio férrico) (M188a)

32. Água peptonada tamponada (M192)

33. Caldo de Dey-Engley (M193)

34. Sulfito de potássio em pó, anidro

35. Solução de cloro, de 200 ppm, contendo 0,1% de dodecilsulfato de sódio (R12a)

36. Etanol, 70% (R23)

37. Reagente de Kovacs (R38)

38. Voges-Proskauer (VP) reagentes de teste (R89)

39. Cristais de fosfato de creatina

40. Solução de hidróxido de potássio, 40% (R65)

41. Solução de hidróxido de sódio 1 N (R73)

42. 1 de ácido clorídrico N (R36)

43. Solução corante verde brilhante, 1% (R8)

44. Bromocresol solução corante roxo, 0,2% (R9)

45. Indicador de vermelho de metilo (R44)

46. Água destilada estéril

47. Tergitol Anionic 7 (R78)

48. Triton X-100 (R86)

49. Solução salina fisiológica, 0,85% (estéril) (R63)

50. Formolizados solução salina fisiológica (R27)

51. Salmonella somática polivalente (S) anti-soro

52. Salmonella polivalente flagelar (H) anti-soro

53. Salmonella grupo somática (S) anti-soros: A, B, C 1, C 2, C 3, D 1, D 2, E 1, E 2, E 3, E 4,

F, G, H, I, VI, e outros grupos, conforme o caso

54. Salmonella Spicer-Edwards flagelar (H) anti-soros


C. Preparação de alimentos para o isolamento de Salmonella

AVISO PRÉVIO:

Se você está procurando BAM Capítulo 5: Salmonella (Dezembro de 2007 Edition) que são incorporadas por referência em 21 CFR Partes 16 e 118:Federal Register final Regra (9 de julho de 2009, 74 FR 33030): Prevenção de Salmonella Enteritidis em Shell Eggs Durante Produção, Armazenamento e Transportes, use estas versões do BAM Salmonella capítulo (PDF, 189 Kb) eApêndice 1: Métodos rápidos para detecção de Patógenos Transmitidas por Alimentos (PDF, 195 Kb). Estes 2 documentos também estão disponíveis como um arquivo combinado (PDF, 382 Kb). A mais recente edição do BAM Capítulo 5: Salmonella continua abaixo deste aviso.

Os seguintes métodos são baseados na análise de uma unidade de análise 25 g a uma proporção de 1: 9 de amostra / caldo. Dependendo da extensão da composição, adicionar caldo suficiente para manter esta proporção de 1: 9 a menos que indicado de outra forma. Para amostras não analisada de forma exata de peso, por exemplo, pernas de rã, referem-se ao método específico para obter instruções.

1. Gema de ovo seca, ovos brancos secos, ovos inteiros secos, leite líquido (leite desnatado, leite gordo 2%, inteiras, e leitelho) e preparadas misturas em pó (bolo, biscoito, filhós, biscoito e pão), fórmula infantil, e alimentação via oral ou tubo contendo ovo. De preferência, não descongelar as amostras congeladas antes da análise. Se a amostra congelada deve ser temperado para obter porção analítica, descongelar porção adequada, tão rapidamente quanto possível para minimizar o aumento no número de organismos concorrentes ou para reduzir o potencial de lesãoSalmonella organismos. Descongelar abaixo de 45 ° C durante 15 min, com agitação contínua no banho de água controlado termostaticamente ou descongelamento a 18 h a 2-5 ° C. Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Para amostras nonpowdered, adicionar 225 ml estéreis de caldo de lactose. Se o produto é em pó, adicionar cerca de 15 ml de caldo de lactose estéril e mexa com haste de vidro estéril, colher, ou espátula para alisar suspensão. Adicionar 3 porções adicionais de caldo de lactose, 10, 10, e 190 ml, para um total de 225 ml. Mexa bem até que amostra é suspenso sem grumos.Tampão frasco de forma segura e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2 com NaOH 1 N estéril ou 1 N de HCl. Cap jar de forma segura e misture bem antes de determinar pH

final. Solte a tampa jar cerca de 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

2. Ovos

a. Cascas de ovos [10,11]. Ovos com lascado, rachado, ou conchas quebradas não estão incluídos na amostra. Remova qualquer material aderente da superfície da casca do ovo. Desinfectar a superfície do ovo com uma solução constituída por 3 partes de álcool a 70% (ou acetato de isopropilo) para 1 parte de solução de iodeto de iodo / potássio. Preparar solução a 70% de álcool, quer por diluição de 700 ml de 100% de álcool com água destilada estéril para um volume final de 1.000 ml ou diluindo 700 ml de álcool a 95% com água destilada estéril para um volume final de 950 ml. Prepare solução de iodeto de iodo / potássio dissolvendo 100 g de iodeto de potássio em 200-300 ml de água destilada estéril. Adicionar 50 g de iodo e aquece-se suavemente com mistura constante até que o iodo esteja dissolvido. Dilui-se a solução de iodeto de iodo / de potássio a 1.000 ml com água destilada estéril. Armazenar a Solução de iodeto de iodo / potássio num frasco com rolha de vidro âmbar no escuro, se não for utilizado imediatamente. Preparar a solução de desinfecção através da adição de solução / iodeto de potássio de 250 ml de solução de iodo a 750 ml de álcool a 70% e misturar bem. Mergulhe ovos em solução desinfetante por 10 segundos (certifique-se de não menos de 10 segundos). Remover os ovos a partir da solução e deixar secar ao ar. Cada amostra será composta por 20 (vinte) ovos, para um total de 50 (cinquenta) amostras por capoeira. Os ovos são rachados assepticamente para um copo estéril 4L ou outro recipiente adequado por mãos enluvadas, com uma mudança de luvas entre as amostras. Misture amostras cuidadosamente com uma ferramenta estéril por mãos enluvadas até gemas são completamente misturada com a clara, com uma mudança de luvas entre as amostras. Preenrich a amostra 20 de ovo por adição de 2 L de caldo de tripticase de soja esterilizada (TSB; temperatura ambiente) e misturar bem com uma ferramenta esterilizada. Cubra com segurança e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C.Continuar como em D, 1-11, abaixo.

Veja Salmonella Apêndice para validação de dados

b. Ovos inteiros líquidos (homogeneizado). Combinar quinze (15) porções de 25 ml de teste numa compósito continha 375 ml num balão de Erlenmeyer de 6 litros. Os compostos são mantidas à temperatura ambiente (20-24 ° C) durante 96 ± 2 h. Após 96 ± 2 horas, adicionar 3,375 ml estéril TSB suplementado com sulfato ferroso, tal como descrito acima, e misturar bem por agitação. Deixar repousar a 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

c. Ovos cozidos (frango, pato, e outros). Se as cascas de ovos ainda estão intactos, desinfectar os reservatórios como descrito acima e assepticamente separar as cascas dos ovos. Pulverizar os ovos (gema de ovo e sólidos de ovo de sólidos brancos) assepticamente e pesa 25 g em

500 ml de uma solução estéril Erlenmeyer ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml TSB (sem sulfato ferroso) e misture bem por agitação. Continue como descrito acima.

3. Leite em pó desnatado

a. Instantânea. De forma asséptica, pesar 25 g de amostra num copo estéril (250 ml) ou outro recipiente adequado. Usando vidro ou papel estéril funil (feito com fita para suportar autoclave), despeje 25 g unidade analítica suave e lentamente sobre a superfície de 225 ml brilhante verde água contida em 500 ml estéril Erlenmeyer ou outro recipiente adequado. Em alternativa, 25 g de unidades analíticas podem ser compostas e derramou sobre a superfície proporcionalmente maiores volumes de água verde brilhante. Prepare brilhante verde água por adição de 2 mlbrilhante solução corante verde 1% por cada 1000 ml de água destilada estéril. Vamos recipiente repouso durante 60 ± 5 min. Incubar recipiente fechado, sem misturar ou de ajuste de pH, durante 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

b. Não imediato. Examinar como descrito para o leite em pó magro instantâneo, excepto que as unidades de análise 25 g não podem ser compostas.

4. Leite integral seco. Examinar como descrito para o leite em pó magro instantâneo, excepto que as unidades de análise 25 g não podem ser compostas.

5. Caseína

a. Caseína láctico. Assepticamente pesar 25 g de amostra num copo estéril (250 ml) ou outro recipiente adequado. Usando vidro ou papel estéril funil (feita com fita para suportar a autoclavagem), verter 25 g analítica unidade suave e lentamente sobre a superfície de 225 ml de caldo Preenrichment universal contido em 500 ml esterilizado Erlenmeyer ou outro recipiente adequado. Unidades de análise (25 g) pode ser composta. Vamos recipiente ficar imperturbável 60 ± 5 min. Incubar recipiente fechado, sem misturar ou de ajuste de pH, durante 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

b. Caseína de coalho. Assepticamente pesar 25 g de amostra num copo estéril (250 ml) ou outro recipiente adequado. Usando vidro ou papel estéril funil (feita com fita para suportar a autoclavagem), verter 25 g analítica unidade suave e lentamente sobre a superfície de 225 ml de caldo de lactose contida em 500 ml esterilizado Erlenmeyer ou outro recipiente adequado.Unidades de análise (25 g) pode ser composta. Vamos recipiente ficar imperturbável 60 ± 5 min.Incubar recipiente fechado, sem misturar ou de ajuste de pH, durante 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

c. O caseinato de sódio. Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml de caldo de lactose estéril e misture bem. Unidades de análise pode ser composta. Deixe repousar 60 minutos

à temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Solte frasco cerca de 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

6. Farinha de soja. Examine como descrito para coalho caseína, exceto 25 g unidades de análise (25 g) não pode ser composta.

7. Produtos (macarrão, rolos de ovo, macarrão, espaguete), queijo, massa, saladas preparadas (presunto, ovo, frango, atum, Turquia), frescos, congelados ou frutas secas e legumes, carnes porca, crustáceos (camarão contendo ovo, caranguejo, crustáceo, langostinos, lagosta) epeixe. De preferência, não descongelar as amostras congeladas antes da análise. Se a amostra congelada deve ser temperado para obter porção analítica, degelo abaixo de 45 ° C durante <15 min com agitação contínua no banho de água controlado termostaticamente ou descongelamento a 18 h a 2-5 ° C.

Assepticamente pesar 25 g de amostra no recipiente de mistura estéril. Adicione 225 ml estéril caldo de lactose e misturar 2 min. Transferência assepticamente homogeneizada a mistura estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente apropriado e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Misture bem e soltar tampa jar cerca de 1/4 de volta. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

8. Levedura seca (ativo e levedura inativa). Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml estéril caldo de tripticase de soja. Misture bem para formar suspensão homogénea. Deixe repousar 60 ± 5 min à temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, a 6,8 ± 0,2, misturar bem antes de determinar o pH final.Solte a tampa jar 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

9. Geada e superando misturas. Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml de caldo nutrientee misture bem. Tampão frasco de forma segura e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Solte a tampa jar cerca de 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

10. Temperos

a. Pimenta preta, pimenta branca, sementes de aipo ou flocos, pó de pimentão, o cominho, páprica, flocos da salsa, alecrim, semente de gergelim, tomilho, e flocos de vegetais.Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml estéril caldo de tripticase de soja (TSB) e misture bem. Tampão frasco de forma segura e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e

determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Solte a tampa jar sobre l / 4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

b. Flocos de cebola, cebola em pó, flocos de alho. Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Amostra Preenrich em TSB com adição de K 2 SO 3 (5 g K 2 SO 3 por 1000 ml TSB, resultando em final de 0,5% K 2 SO 3 concentração). Adicionar K 2 SO 3 a caldo de volume antes da autoclavagem 225 ml em frascos de Erlenmeyer de 500 ml a 121 ° C durante 15 min. Após autoclavagem, assepticamente determinar e, se necessário, ajustar o volume final a 225 ml. Adicione 225 ml estéril TSB com adição de K 2 SO 3 a amostra e misture bem. Continuar como em C-10-A.

c. Pimenta da Jamaica, canela, cravo e orégano. Neste momento não existem métodos conhecidos para neutralizar a toxicidade destes 4 especiarias. Diluí-los além de seus níveis tóxicos para examiná-los. Examine pimenta, canela, e orégano em 1: 100 sample / rácio de caldo de carne, e cravo em 1: 1000 proporção amostra / caldo. Examine condimentos folhosos na amostra / caldo proporção maior do que 1:10 por causa de dificuldades físicas encontradas pelos absorção do caldo por produto desidratado. Examine estas especiarias como descrito em C-10A, rácios de exemplo acima, mantendo recomendado / caldo.

11. Doces e revestimento de doces (incluindo o chocolate). Assepticamente pesar 25 g de amostra no recipiente de mistura estéril. Adicione 225 ml estéril, leite em pó desnatado reconstituído e misturar 2 min. Transferência assepticamente homogeneizada a mistura estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente apropriado e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Adicionar 0,45 ml de 1% brilhante solução aquosa corante verde e misture bem. Solte tampas de frascos de 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

12. Coconut. Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml estéril caldo de lactose, agite bem, e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2.Adicione até 2,25 ml no vapor (15 min) Tergitol Anionic 7 e misture bem. Como alternativa, use vapor (15 min) Triton X-100. Limite o uso desses surfactantes a quantidade mínima necessária para iniciar a formação de espuma. Para Triton X-100 Esta quantidade pode ser tão pequena como 2 ou 3 gotas.Solte a tampa jar sobre l / 4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

13. Corantes alimentares e de substâncias corantes de alimentos. Para os corantes com um pH 6.0 ou acima (10% de suspensão aquosa), o método descrito para utilização ovos inteiros secos (Cl, acima).Para laked corantes ou

corantes com pH abaixo de 6,0, assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml de caldo tetrationato sem corante verde brilhante. Misturar bem e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente com o frasco firmemente tapado. Utilizando um medidor de pH, ajustar o pH a 6,8 ± 0,2. Adicionar 2,25 ml brilhante solução corante verde de 0,1% e misture bem por agitação. Solte a tampa jar cerca de 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 3-11, abaixo.

14. Gelatina. Assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicionar 225 ml estéril caldo de lactose e 5 ml de solução aquosa 5% de solução de papaína e misturar bem. Tampão frasco de forma segura e incubar a 35 ° C durante 60 ± 5 min. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Solte a tampa jar cerca de 1/4 de volta e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C.Continuar como em D, 1-11, abaixo.

15. Carnes, substitutos da carne, carne subprodutos, substâncias de origem animal, produtos glandulares, e refeições (peixe, carne, osso). Assepticamente pesar 25 g de amostra no recipiente de mistura estéril. Adicione 225 ml estéril caldo de lactose e misturar 2 min. Transferência assepticamente homogeneizada a mistura estéril de boca larga, tampa de rosca frasco (500 ml) ou outro recipiente apropriado e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Se a mistura é em pó ou é moído ou triturado, de mistura pode ser omitido. Para amostras que não necessitam de mistura, adicione o caldo de lactose e misture bem;deixar repousar durante 60 ± 5 min à temperatura ambiente com o frasco firmemente tapado.

Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2.Adicione até 2,25 ml no vapor (15 min) Tergitol Anionic 7 e misture bem. Como alternativa, use vapor (15 min) Triton X-100. Limite o uso desses surfactantes a quantidade mínima necessária para iniciar a formação de espuma. Quantidade real dependerá da composição dos materiais de teste. Surfactantes não será necessário na análise de produtos glandulares em pó. Soltar tampas de frasco de 1/4 de volta e incubar as misturas de amostra de 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

16. Pernas de rã. (Este método é usado para todas as pernas de rã domésticos e importadas.) Colocar 15 pares de pernas sapo num saco de plástico estéril e cobrir com caldo de lactose estéreis, a uma proporção de 1: 9 de amostra-para-caldo (g / ml) ( ver A, 23-24, acima). Se as pernas individuais estão estimados em média de 25 g ou mais, examinar apenas uma perna de cada um dos 15 pares. Coloque o saco num grande copo de plástico ou outro recipiente adequado. Misturar bem e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Saco de plástico contendo lugar as pernas de rã e caldo de lactose em copo de plástico ou outro recipiente adequado. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Prosseguir a análise como em D, 1-11, abaixo.

17. Carcaças de coelho. (Este método é usado para todas as carcaças de coelho nacionais e importados.) Carcaça Lugar coelho em saco de plástico estéril. Coloque o saco no copo ou outro recipiente adequado. Adicionar caldo de lactose estéreis, a uma proporção de 1: 9 de amostra-a-caldo (g / ml) para cobrir carcaça (ver A, 23-24, acima). Misture bem por agitação e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Prosseguir a análise como em D, 1-11,abaixo.

18. A goma de guar. De forma asséptica, pesar 25 g de amostra num copo estéril (250 ml) ou outro recipiente adequado. Preparar uma solução de celulase 1,0% (adicionar 1 g de celulase para 99 ml de água destilada estéril). Distribui-se garrafas de 150 ml. (Solução de celulase pode ser armazenado a 2-5 ° C durante até 2 semanas). Adicionar 225 ml estéreis de caldo de lactose e 2,25 ml de solução estéril de 1% a celulase estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Enquanto se agitava vigorosamente a celulase / caldo de lactose com um agitador magnético, verter 25 g unidade analítica rapidamente através de funil de vidro estéril para o celulase / caldo de lactose. Tampão frasco de forma segura e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Incubar recipiente fechado, sem ajustamento de pH, durante 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

19. Suco de laranja (pasteurizado e não pasteurizado), sidra de maçã (pasteurizado e não pasteurizado), e suco de maçã (pasteurizado). Adicionar assepticamente 25 ml de amostra a 225 mlUniversal preenrichment caldo em um, de boca larga, com tampa de rosca frasco estéril (500 ml) ou outro recipiente adequado. Agitar o conteúdo do frasco cuidadosamente. Tampão frasco de forma segura e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Não ajustar o pH. Incubar recipiente fechado durante 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo (tratar como um alimento de baixo carga microbiana).

20. Pig orelhas e outros tipos de cão mastigar pedaços. Coloque um pedaço (ou 2-3 pedaços se tamanhos menores) de cada unidade da amostra em saco de plástico estéril. Coloque o saco em grande copo ou outro recipiente adequado. Adicionar caldo de lactose estéreis, a uma proporção de 1: 9 de amostra-a-caldo (g / ml), para cobrir as peças (ver A, 23-24, acima). Misture bem por agitação e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Adicionar tanto vapor (15 min), o Tergitol Anionic 7 ou vapor (15 min) de Triton X-100 até uma concentração de 1%. Por exemplo, se 225 ml de caldo de lactose é adicionada, o volume máximo de surfactante é adicionado 2,25 ml. Limitar o uso destes surfactantes a quantidade mínima para iniciar a formação de espuma. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continua exame como em D, 1-11, abaixo.

21. Cantaloupes. De preferência, não descongelar as amostras congeladas antes da análise. Se a amostra congelada deve ser temperado para obter porção analítica, degelo abaixo de 45 ° C durante <15 min com agitação contínua no

banho de água controlado termostaticamente ou descongelamento a 18 h a 2-5 ° C.

Para frutos liquefeitos ou cortar, de forma asséptica pesar 25 g de amostra no recipiente de mistura estéril. Adicione 225 ml estéril caldo preenrichment Universal (UP) e misturar 2 min. Transferência assepticamente homogeneizada a mistura estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente apropriado e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Não ajustar o pH. Misture bem e soltar tampa jar cerca de 1/4 de volta.Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

Para melões inteiros, não lavar, mesmo se houver sujeira visível. Examine os melões "tal como está".

Coloque o melão em um saco de plástico estéril. Adicionar suficiente UP caldo para permitir que o melão flutuar. O volume de UP caldo pode ser 1,5 vezes o peso dos melões. Por exemplo, melões pesando 1,500 g, provavelmente, será necessário um volume de aproximadamente 2250 ml UP caldo para flutuar. Adicionar mais caldo, se necessário. Coloque o saco plástico, com melões e UP caldo, para um copo de 5 litros, ou outro recipiente adequado, para apoio durante a incubação. Permitir que a aba de extremidade aberta do saco de plástico para "dobre" de modo a formar um seguro, mas não impermeável ao ar, o encerramento durante a incubação.

Deixar repousar durante 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Não ajustar o pH. Incubar ligeiramente aberta saco, contendo o cantaloupe, de 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

22. Mangas. De preferência, não descongelar as amostras congeladas antes da análise. Se a amostra congelada deve ser temperado para obter porção analítica, degelo abaixo de 45 ° C durante <15 min com agitação contínua no banho de água controlado termostaticamente ou descongelamento a 18 h a 2-5 ° C.

Para frutos liquefeitos ou cortar, de forma asséptica pesar 25 g de amostra no recipiente de mistura estéril. Adicione 225 ml estéril de água peptonada tamponada (BPW) e misturar 2 min. Transferência assepticamente homogeneizada a mistura estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente apropriado e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Misture bem e soltar tampa jar cerca de 1/4 de volta. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

Para mangas inteiras, não lavar, mesmo se houver sujeira visível. Examine as mangas "como está".

Coloque a manga num saco de plástico estéril. Adicionar suficiente BPW para permitir que a manga de flutuar. O volume de BPW pode ser 1,0 vezes o peso das mangas. Por exemplo, as mangas pesando 500 g, provavelmente, será necessário um volume de aproximadamente 500 ml BPW caldo para flutuar. Adicionar mais caldo, se necessário. Coloque o saco plástico, com

mangas e BPW caldo, para um copo de 5 litros, ou outro recipiente adequado, para apoio durante a incubação.

Deixar repousar durante 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Ajustar o pH para 6,8 ± 0,2, se necessário. Incubar saco ligeiramente aberta para 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

23. Tomatoes. Para frutos liquefeitos ou cortar, de forma asséptica pesar 25 g de amostra no recipiente de mistura estéril. Adicione 225 ml de água peptonada tamponada estéril e misturar 2 min. Transferência assepticamente homogeneizada a mistura estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente apropriado e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário, para 6,8 ± 0,2. Misture bem e soltar tampa jar cerca de 1/4 de volta. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

Para os tomates inteiros, não lavar, mesmo se houver sujeira visível. Examine os tomates "tal como está".

Coloque o tomate em um saco de plástico estéril ou outro recipiente apropriado (folha coberta proveta esterilizada pode ser utilizado). Adicionar suficiente UP caldo para permitir que o tomate para flutuar. O volume de UP caldo pode ser 1,0 vezes o peso do tomate. Por exemplo, os tomates pesando 300 g, provavelmente, será necessário um volume de aproximadamente 300 ml UP caldo para flutuar.Adicionar mais, se necessário. Coloque o saco de plástico (se usado), com tomate e UP caldo, num copo de precipitação estéril (tamanho taça é dependente do tamanho do tomate), ou outro recipiente apropriado, para o apoio durante a incubação. Permitir que a aba de extremidade aberta do saco de plástico para "dobre" de modo a formar um seguro, mas não impermeável ao ar, o encerramento durante a incubação.

Deixar repousar durante 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Não ajustar o pH. Incubar saco ligeiramente aberta para 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo.

24. Testes ambientais. Superfícies do ambiente de amostras com cotonetes ou esponjas estéreis.Coloque o cotonete / esponja em uma bolsa estéril Giro-pak, ou equivalente, que contém o suficienteDey-Engley (DE) caldo para cobrir o cotonete / esponja.

Cotonetes Transporte / esponjas em um recipiente de isolamento de transporte com gel congelado packs para manter as amostras de frio, mas não congelados. Se as amostras não podem ser processados imediatamente, refrigerar a 4 ± 2 ° C. Comece a análise da amostra no prazo de 48 ± 2 h após a coleta.

Adicionar zaragatoa / esponja para 225 ml de caldo de lactose num, de boca larga, com tampa de rosca frasco estéril (500 ml) ou outro recipiente adequado. Agitar o conteúdo do frasco cuidadosamente. Tampão frasco de forma segura e deixar em repouso 60 ± 5 min à temperatura ambiente. Misture bem por roda e determinar pH com papel de teste. Ajustar o pH, se necessário,

para 6,8 ± 0,2. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Prosseguir a análise como em D, 1-11, abaixo.

25. Sementes de alfafa e feijão mungo. Assepticamente pesar sementes de alfafa 25g ou feijão verde em um frasco de 500 ml Erlenmeyer estéreis. Adicionar assepticamente 225 ml caldo de lactose à toma de ensaio e agite o Erlenmeyer. Cobrir a boca do balão de Erlenmeyer com a folha de alumínio estéril e permite que o conteúdo em repouso à temperatura ambiente durante 60 ± 5 min. Ajustar o pH da cultura a 6,8 ± 0,2, se necessário. Incubar durante 24 ± 2 horas a 35 ± 2 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo (tratar como alimentos de alta carga microbiana).

26. Mamey polpa. Se congelado, amostra deve ser temperado para obter parte analítica. Descongelar abaixo de 45 ° C durante <15 min com agitação contínua no banho de água controlado termostaticamente ou descongelamento a 18 h a 2-5 ° C.

Para polpa mamey, suspeitos de estarem contaminados com S. Typhi, assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado.Adicione 225 ml estéril caldo Universal Preenrichment sem citrato de amónio férrico, misturar por agitação, e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente. Não ajustar o pH. Misture bem e soltar tampa jar cerca de 1/4 de volta. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C. Continuar como em D, 1-11, abaixo. Tratar como um alimento de baixo carga microbiana.

Para polpa mamey, que não sejam suspeitos de estarem contaminados com S. Typhi, assepticamente pesar 25 g de amostra em estéril, de boca larga, frasco com tampa de rosca (500 ml) ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml de caldo estéril Universal Preenrichment, misturar por agitação, e deixe descansar por 60 ± 5 minutos em temperatura ambiente com o frasco tampado firmemente.Não ajustar o pH. Misture bem e soltar tampa jar cerca de 1/4 de volta. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C.Continuar como em D, 1-11, abaixo.

27. Vegetais de folhas verdes e ervas aromáticas (espinafre bebê, Romaine alface, coentro, salsa cacheados, salsa italiana, culantro, repolho, e manjericão). Assepticamente pesar 25 g para um frasco esterilizado Erlenmeyer boca larga ou outro recipiente adequado. Adicione 225 ml de caldo de lactose e misture manualmente por conteúdo vigorosamente agitando o frasco de 25 vezes no sentido horário e anti-horário 25 vezes. Permitir que o balão em repouso à temperatura ambiente durante 60 ± 5,0 minutos, medir o pH e ajustá-lo a 6,8 ± 0,2 com NaOH 1 N ou HC1 IN, se necessário. Incubar a 35º ± 2.0º C durante 24 ± 2,0 horas e deve prosseguir como em D, 1-11, abaixo.


D. Isolamento de Salmonella

1. Apertar a tampa e agitar suavemente amostra é incubada.

A goma de guar e géneros alimentícios suspeitos de estarem contaminados com S. Typhi.Transferir 1 ml de uma mistura a 10 ml de selenito cistina (SC) de caldo e outra 1 ml de uma mistura de 10 ml de caldo TT. Vórtice.

Todos os outros alimentos. Transferir 0,1 ml de uma mistura de 10 ml de Rappaport-Vassiliadis (RV) médio e outro 1 ml de uma mistura de 10 ml de tetrationato (TT) caldo. Vórtice.

2. Incubar meios de enriquecimento selectivo da seguinte forma:

Alimentos com uma alta carga microbiana. Incubar forma RV 24 ± 2 h a 42 ± 0,2 ° C (em circulação, controlado termostaticamente, banho de água). Incubar caldo TT 24 ± 2 h a 43 ± 0,2 ° C (em circulação, controlado termostaticamente, banho de água).

Alimentos com uma baixa carga microbiana (excepto goma de guar e géneros alimentícios suspeitos de estarem contaminados com S. Typhi). Incubar médio RV 24 ± 2 horas a 42 ± 0,2 ° C (em circulação, com termóstato, banho de água). Incubar caldo TT 24 ± 2 h a 35 ± 2,0 ° C.

A goma de guar e géneros alimentícios suspeitos de estarem contaminados com S. Typhi.Incubar SC e TT caldos de 24 ± 2 h a 35 ° C.

3. Mix (vortex, se o tubo) e raia três milímetros ansa (10 ul) incubadas caldo de TT em sulfito de bismuto (BS) agar, xilose lisina desoxicolato agar (XLD), e Hektoen entérica (HE) agar. Prepare placas BS no dia anterior estrias e armazenar no escuro à temperatura ambiente até estrias.

4. Repita com três milímetros ansa (10 mL) de meio de RV (para amostras de alimentos de alta e baixa carga microbiana) e de SC caldo (para goma de guar).

5. Consulte a 994,04 em Official Methods of Analysis (1) para a opção de refrigeração preenrichments amostra é incubada e enriquecimentos seletivos amostra é incubada (SC e caldos TT única) de alimentos com baixo teor de humidade. Esta opção permite que analisa amostra deve ser iniciado o mais tarde na quinta-feira, enquanto ainda evitando o trabalho de fim de semana.

6. Incubar as placas de 24 ± 2 h a 35 ° C.

7. Examinar as placas para presença de colónias que podem ser Salmonella.

TÍPICO Salmonella morfologia da colônia

Escolha 2 ou mais colônias de Salmonella de cada agar seletivo após 24 ± 2 h de incubação. TípicosSalmonella colónias são as seguintes:

a. Hektoen entérica (HE) agar. Azul-verde para colónias azuis com ou sem centros pretos. Muitas culturas de Salmonella podem produzir colónias com grandes, brilhantes centros pretos ou pode aparecer como quase completamente colónias pretas.

b. Desoxicolato de Lisina Xilose (XLD) de agar. Colónias cor de rosa com ou sem centros pretos.Muitas culturas de Salmonella podem produzir colónias com grandes, brilhantes centros pretos ou pode aparecer como quase completamente colónias pretas.

c. Bismuth sulfite (BS) agar. Brown, cinza ou preto colônias; às vezes eles têm um brilho metálico.Meio circundante é geralmente castanho no início, mas pode ficar preto no tempo com o aumento da incubação, produzindo o chamado efeito de auréola.

Se as colónias típicas estão presentes no agar BS após 24 ± 2 horas de incubação, em seguida, escolher 2 ou mais colónias. Independentemente de estarem ou não BS placas de ágar são escolhidas em 24 ± 2 h, reincubate BS agar um adicional de 24 ± 2 h. Após 48 ± 2 horas de incubação, escolher 2 ou mais típicas colônias, se presente, a partir da BS agar placas, somente se colônias colhidos a partir da BS agar placas incubadas por 24 ± 2 h dar reações atípicas em ágar tríplice açúcar ferro (TSI) e ágar de ferro e lisina (LIA) que resultam na cultura de ser descartado como não sendo Salmonella. Versecções D.9 e D.10, abaixo, para obter mais detalhes na interpretação de reacções TSI e LIA.

ATÍPICOS Salmonella COLÔNIA MORFOLOGIA

Na ausência de típicos ou suspeitos de Salmonella colónias, procurar atípicos Salmonella colónias da seguinte forma:

d. HE e agares XLD. Atipicamente alguns Salmonella culturas produzem colónias amarelas com ou sem centros pretos no HE e agares XLD. Na ausência de típicas de Salmonella colônias em HE ou agares XLD após 24 ± 2 h de incubação, em seguida, escolher 2 ou mais atípicas de Salmonellacolônias.

e. Agar BS. Atipicamente algumas estirpes produzem colônias verdes com pouco ou nenhum escurecimento do meio circundante. Se as colónias típicas ou suspeitos não estão presentes no agar BS após 24 ± 2 h, então não escolher nenhum colónias, mas reincubate um adicional de 24 ± 2 h. Se as colónias típicas ou suspeitos não estão presentes após 48 ± 2 h de incubação, em seguida, escolher 2 ou mais atípicos colônias.

CULTURAS controle sugeriram

Para além das culturas de controlo positivas (típico de Salmonella), 3 adicionais Salmonella culturas são recomendados para auxiliar na selecção de atípica Salmonella morfologia das colónias em ágar selectivo. Estas culturas são uma lactose-positiva, H 2 S-positivo S. diarizonae (ATCC 12325) e uma lactose-negativa, H 2 S-negativo S. abortus equi (ATCC 9842); OU uma lactose-positiva, H 2 S-negativoS. diarizonae (ATCC 29934). Estas culturas podem ser obtidas a partir da American Type CultureCollection, 10801 University Boulevard, Manassas, VA 20110-2209.

8. Toque levemente no centro da colônia para ser retirado com uma agulha de inoculação estéril e inocular ETI inclinação por estrias inclinação e esfaquear bumbum. Sem flamejante, inocular LIA inclinação por esfaquear bunda duas vezes e, em seguida, listando inclinação. Desde reação lisina decarboxylation é estritamente anaeróbias, as inclinações LIA deve ter bunda profunda (4 cm). Loja pegou placas de agar selectivo a 5-8 ° C.

9. Incubar ETI LIA e inclina a 35 ° C durante 24 ± 2 h. Tubos com tampas livremente para manter condições aeróbicas enquanto incubando inclinações para evitar H excessiva 2 a produção de S.Salmonella em cultura produz tipicamente alcalina (vermelho) inclinada e ácido (amarelo) extremidade, com ou sem produção de H 2 S (enegrecimento de agar) em ETI . Em LIA, Salmonella normalmente produz reação alcalina (roxo) na extremidade do tubo. Considerar apenas amarela distinta na extremidade do tubo de reação ácida (negativo). Não eliminar as culturas que produzem descoloração no bumbum de tubo exclusivamente nessa base. A maioria dos Salmonella culturas produzir H 2 S em LIA. Alguns não-Salmonella culturas produzem uma reação vermelho-tijolo em inclinações LIA.

10. Todas as culturas que dão uma bunda alcalina em LIA, independentemente da reação ETI, deve ser mantido como potencial Salmonella isolados e submetidos à exames bioquímicos e sorológicos. As culturas que dão um fundo ácido em LIA e uma inclinação alcalino e ácido no bumbum ETI também deve ser considerada potencial Salmonella isolados e deve ser submetido a testes bioquímicos e serológicos. As culturas que dão um fundo ácido em LIA e uma inclinação ácido e bumbum ácido em ETI podem ser descartados como não sendo Salmonella. Teste retida, culturas positivas presume-TSI conforme indicado em D-11, abaixo, para determinar se eles são de Salmonella espécies, incluindo S.arizonae. Se as culturas ETI deixar de dar reações típicas de Salmonella (inclinação alcalina e bumbum ácido) escolher colônias suspeitas adicionais de placa meio seletivo não dando cultura presume-positivas e inocular TSI e LIA Slants como descrito no D-8, acima.

11. Aplicar testes bioquímicos e sorológicos para:

a. Três culturas ETI presumíveis recuperados a partir de conjunto de placas riscadas de médio RV (ou caldo de SC para a goma de guar), se presente, e 3 presumíveis culturas de agar TSI recuperados a partir de placas riscadas de caldo de TT, se houver.

b. Se 3 culturas ETI presuntivos positivos não são isolados a partir de um conjunto de placas de ágar, teste presuntivo outras culturas positivas agar TSI, se isoladas, por Bioche mical e testes sorológicos. Examine um mínimo de 6 ETI culturas para cada unidade analítica 25 g ou 375 g cada composto.


E. Identificação de Salmonella

1. Culturas mistas. Streak culturas de agar TSI que parecem ser misturados em agar MacConkey, HEAgar, ou agar XLD. Incubar as placas de 24 ± 2 h a 35 ° C. Examinar as placas para presença de colónias que se suspeita a Salmonella.

a. Ágar de MacConkey. As colónias típicas aparecer transparente e incolor, às vezes com centro escuro. As colónias de Salmonella irá limpar áreas de bílis precipitada causada por outros organismos, por vezes presentes.

b. Hektoen entérica (HE) agar. Ver D-7-A, acima.

c. Xilose lisina desoxicolato (XLD) agar. Ver D-7b, acima. Transferência de pelo menos 2 colônias suspeitas de Salmonella para TSI e LIA Slants como descrito no D-7, acima, e continuar como naD-9, acima.

2. Culturas puras

a. Teste da urease (convencional). Com agulha estéril, inocular o crescimento de cada cultura inclinada presume-positivo ETI em tubos de caldo de ureia. Desde ocasionais, tubos não inoculadas de caldo de ureia virar vermelho-púrpura (teste positivo) em pé, incluem tubo não inoculado deste caldo como controle. Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C.

b. Opcional teste de urease (rápida). Transferir duas ansas cheias de 3 mm de crescimento de cada cultura inclinada presume-positivo ETI em tubos de caldo de ureia rápida. Incubar 2 h em 37 ± 0,5 ° C banho de água. Descartar todas as culturas que dão teste positivo. Guarde para um estudo mais aprofundado de todas as culturas que dão teste negativo (sem mudança de cor do meio).

3. Flagelar polivalente sorológico teste (H)

a. Realizar o teste flagelar polivalente (H) neste ponto, ou mais tarde, como descrito em E-5, abaixo.Inocular crescimento de cada ETI ágar inclinado urease-negativa em ou 1) caldo BHI e incuba-se 4-6 h a 35 ° C até o crescimento visível ocorre (a testar, no próprio dia); ou 2) tripticase de caldo de soja-triptose e incubar 24 ± 2 h a 35 ° C (para testar no dia seguinte). Adicionar 2,5 ml de solução salina fisiológica formolizados para 5 ml de caldo de cultura quer.

b. BD Procedimento ™ DIFCO. Selecione 2 culturas de caldo formolizados e teste com Salmonellaflagelar polivalente (H) anti-soros por instruções do fabricante. Coloque 0,5 ml de apropriadamente diluído Salmonella flagelar polivalente (H) anti-soro em 10 x 75 mm ou 13 × 100 mm de tubo teste serológico. Adicionar 0,5 ml de antigénio a ser testado. Prepare controlo de solução salina por mistura de 0,5 ml de solução salina fisiológica formolizados com 0,5 ml formolizados antigénio.Incubar as misturas em 48-50 ° C banho de água. Observe em intervalos de 15 minutos e ler os resultados finais em 1 h.

Positivo - aglutinação na mistura de ensaio e sem aglutinação no controle.

Negativo - sem aglutinação na mistura de ensaio e sem aglutinação no controle.

Não específica - aglutinação tanto na mistura de teste e controle. Teste as culturas que dão tais resultados com Spicer-Edwards anti-soros.

c. Statens Serum Institute Procedure. Realizar o teste flagelar polivalente (H) usando Statens Serum Institute Salmonella flagelar polivalente (H) anti-soros. A Salmonella é cultivada durante a noite em meio de ágar não selectivo. Swarm ágar é o meio mais adequado para o cultivo de culturas para tipagem H, mas pode ser antigénios H serotipagem de um meio de ágar não-selectivo, se os antigénios H são bem expressa. Adicionar uma pequena gota de anti-soro (aprox. 20 mL) sobre uma lâmina de vidro ou

placa de petri de plástico (15 x 100 mm). Transferência de cultura usando uma ansa de inoculação a partir de várias colónias com a gota de anti-soro e misture bem. A quantidade de cultura deve ser suficiente para dar uma turvação leitosa distinta. Incline o slide ou placa de petri por 5-10 segundos. Uma reacção positiva é visto como aglutinação, uma reacção negativa ao passo que é visto como a turvação leitosa homogénea. A aglutinação tarde ou fraco deve ser considerado negativo. Solução salina fisiológica (0,85%, pH 7,4) é utilizado como um controlo negativo e deverá ser considerado negativo.

4. Spicer-Edwards teste serológico. Use este teste como uma alternativa ao teste flagelar polivalente (H). Ele também pode ser usado com culturas dando aglutinação não específica em flagelar polivalente teste (H). Realizar Spicer-Edwards flagelar (H) anti-soros de teste tal como descrito em E, 3b, acima.Realizar testes bioquímicos adicionais (E, 5a-c, abaixo) em culturas que dão resultados positivos em testes flagelar. Se ambas as culturas de caldo formolizados são negativos, execução de testes serológicos em 4 culturas adicionais caldo (E, 3a, acima). Se possível, obter 2 culturas positivas para testes bioquímicos adicionais E, 5a-c, a seguir). Se todas as ETI culturas urease-negativas de amostra sorológica dar flagelar (H) Os resultados negativos dos testes, realizar testes bioquímicos E adicional, 5a-c, abaixo).

5. Ensaios de culturas urease-negativas

a. Caldo Lisina descarboxilase. Se o teste LIA foi satisfatório, não é necessário repetir. Use caldo de lisina descarboxilase por determinação final de lisina descarboxilase se a cultura dá reacção duvidosa LIA. Inocular caldo com pequena quantidade de crescimento da ETI inclinação suspeito para Salmonella. Recoloque a tampa firmemente e incubar 48 ± 2 h a 35 ° C, mas examinar, a intervalos de 24 horas. Salmonella espécies causam reacção alcalina indicado pela cor roxa em toda a mídia. Teste negativo é indicado pela cor amarela em toda a mídia. Se médio parecer descolorido (nem roxo nem amarelo) adicione algumas gotas de 0,2% bromocresol tintura roxa e reações tubo re-ler.

b. Fenol caldo dulcitol vermelho ou base de caldo de roxo com 0,5% dulcitol. Inocular caldo com pequena quantidade de crescimento da cultura ETI. Substituir tampa solta e incubar 48 ± 2 h a 35 ° C, mas examinar após 24 h. A maioria dos Salmonella espécies dar teste positivo, indicado pela formação de gás no interior do frasco de fermentação e pH ácido (amarelo) de meio.Produção de ácido deve ser interpretada como uma reacção positiva. Teste negativo é indicado pela não formação de gases no interior do frasco de fermentação e cor em toda médio vermelho (com vermelho de fenol como indicador) ou roxo (com bromocresol roxo como indicador).

c. Triptona (ou triptofano) caldo. Inocular caldo com pequeno crescimento de ETI cultura agar.Incubar 24 ± 2 h a 35 ° C e proceder como segue:

1. Cianeto de potássio (KCN) caldo. Transferência de 3 mm ansa de 24 h triptofano cultura de caldo de caldo de KCN. Borda calor do tubo

de modo que boa vedação é formada quando o tubo é rolha de cortiça revestida com cera. Incubar 48 ± 2 h a 35 ° C, mas examinar após 24 h. Interpretar crescimento (indicado pela turvação) como positivo. A maioria dos Salmonellaespécies não crescem neste meio, como indicado pela falta de turbidez.

2. Caldo de malonato. Transferência de 3 mm ansa de 24 h de cultura de caldo de triptona caldo de malonato. Desde ocasionais tubos não inoculadas de malonato caldo azul da volta (teste positivo) em pé, incluem tubo não inoculado deste caldo como controle. Incubar 48 ± 2 h a 35 ° C, mas examinar após 24 h. A maioria dos Salmonella culturas de espécies dão teste negativo (cor verde ou inalterado) neste caldo.

3. Indole teste. Transferência de 5 ml de caldo de triptofano 24 h de cultura para tubo de ensaio vazio. Adicionar 0,2-0,3 ml de reagente de Kovacs. A maioria dos Salmonella culturas dão teste negativo (ausência de cor vermelho escuro na superfície do caldo). Tons intermediários recordes de laranja e rosa como ±.

4. Flagelar sorológico (H) testes para Salmonella. Se qualquer flagelar polivalente teste (H)(E-3 (H) teste tubo de ensaio, acima) ou a flagelar Spicer-Edwards (E-4, acima) ainda não tiver sido executada, quer ensaio pode ser realizado aqui.

5. Descarte como não Salmonella qualquer cultura que mostra qualquer teste positivo indole e flagelar sorológico negativo de teste (H), ou teste de KCN positiva e teste de lisina descarboxilase negativo.

6. Somática (O) testes sorológicos para Salmonella.(Pré-teste todos os anti-soros para Salmonella com culturas conhecidas.)

a. Somática polivalente (S) de teste. Usando lápis de cera, marcar 2 seções cerca de 1 × 2 centímetros cada no interior de vidro ou placa de Petri de plástico (15 x 100 mm). Podem ser usadas lâminas seccionadas comercialmente disponíveis. Emulsionar 3 mm ansa de cultura a partir de 24-48 h ETI inclinação ou, de um modo preferido, base de agar de sangue triptose (sem sangue) com 2 ml de 0,85% de solução salina. Adicione 1 gota de suspensão de cultura para parte superior de cada seção marcada-crayon retangular. Adicionar 1 gota de solução salina a parte inferior de uma única secção. Adicione 1 gota de Salmonella somática polivalente (O) anti-soro para única outra seção. Com laço de transferência estéril limpo ou agulha, misture suspensão cultura com soro fisiológico para uma seção e repita para outra seção que contém anti-soro.Incline misturas em vai-e-vem de movimento durante 1 minuto e observe contra um fundo escuro de boa iluminação. Considere qualquer grau de aglutinação uma reação positiva. Classificar somática polivalente (S) os resultados do teste como se segue:

Positivo - aglutinação na mistura de ensaio; sem aglutinação em controlo de soro fisiológico.

Negativo - sem aglutinação na mistura de ensaio; sem aglutinação em controlo de soro fisiológico.

Não específica - aglutinação em teste e em misturas de controlo. Executar mais testes bioquímicos e serológicos, tal como descritos na identificação de Enterobacteriaceae de Edwards e Ewing (2).

b. Testes somáticas (O) do grupo. Teste como na E-6a, acima, usando grupo somático indivíduo (O) anti-soros incluindo Vi, se disponível, no lugar de Salmonella somática polivalente (O) anti-soro. Para um tratamento especial das culturas que dão reação positiva aglutinação Vi, consulte a sec. 967.28B em Official Methods of Analysis (1). Culturas recorde que dão aglutinação positiva com somática indivíduo (O) anti-soro como positivo para esse grupo. Culturas de registro que não reagem com somática (O) anti-soro indivíduo como negativo para esse grupo.

7. Testes bioquímicos adicionais. Classificar como Salmonella aquelas culturas que exibem típicosSalmonella reacções para testes 1-11, apresentados na Tabela 1. Se uma cultura a partir de 25 g ETI unidade analítica é classificada como Salmonella, o ensaio adicional de outras culturas TSI a partir da mesma unidade de 25 g analítica é desnecessária . As culturas que contêm demonstráveis Salmonellaantigénios como mostrado por positiva Salmonella flagelar teste (H), mas não têm as características bioquímicas de Salmonella deve ser purificado (El, supra) e novamente testadas, começando com E-2, acima.

Realize os seguintes testes adicionais em culturas que não dão típicas de Salmonella reações para testes de 1-11 na Tabela 1 e que, consequentemente, não classificamos como Salmonella.

a. Fenol caldo de lactose vermelho ou caldo de lactose roxo.

1. Inocular caldo com pequena quantidade de crescimento de categorias 24-48 h ETI inclinação.Incubar 48 ± 2 h a 35 ° C, mas examinar após 24 h.

Positivo - produção de ácido (amarelo) e gás de produção em frasco de fermentação interior.Considere a produção de ácido apenas como reação positiva. A maioria das culturas deSalmonella dar resultado negativo, indicado pela não formação de gases no interior do frasco de fermentação e vermelho (com vermelho de fenol como indicador) ou roxo (com bromocresol roxo como indicador) ao longo de meio.

2. Descartar não como Salmonella, culturas que dão provas de lactose positivas, excepto culturas que dão inclinações ácido em ETI e as reações positivas em LIA, ou culturas que dão reações positivas caldo malonato. Realizar mais testes sobre estas culturas para determinar se eles são S. arizonae.

b. Fenol caldo vermelho sacarose ou caldo de sacarose roxo. Seguir o procedimento descrito noE, 7a-1, acima. Descartar não como Salmonella, culturas que dão provas de sacarose positivos, exceto aqueles que dão inclinações ácido em ETI e as reações positivas em LIA.

c. Caldo MR-VP. Inocular meio com pequena quantidade de crescimento de cada inclinação ETI não classificados suspeita de conter Salmonella. Incubar 48 ± 2 h a 35 ° C.

1. Voges-Proskauer realizar teste (VP) à temperatura ambiente como se segue: Transferir 1 ml de 48 h de cultura para testar tubo e incubar restante do caldo MR-VP mais 48 h a 35 ° C.Adicionar 0,6 ml α-naftol e agite bem. Adicionar solução de KOH 0,2 ml de 40% e agitar. Para intensificar e velocidade de reação, adicionar alguns cristais de creatina. Leia resultados após 4 h; desenvolvimento de cor-de-rosa vermelho-rubi para todo meio é positivo. A maioria das culturas de Salmonella são VP-negativo, indicado pela ausência de desenvolvimento de cor-de-rosa-to-vermelho em todo o caldo.

2. Realizar teste de vermelho de metilo como segue: a 5 ml de caldo 96 h MR-VP, adicione 5-6 gotas de indicador vermelho de metilo. Leia os resultados imediatamente. A maioria dosSalmonella culturas dar teste positivo, indicado pela cor vermelha difusa no meio. A cor amarela distinta é teste negativo. Descarte, como não Salmonella, culturas que dão testes positivos KCN e VP e teste negativo metil vermelho.

d. Simmons agar citrato. Inocular este agar, utilizando agulha contendo o crescimento de categorias ETI agar inclinado. Inocular por estrias inclinação e esfaquear bumbum. Incubar a 96 ± 2 h a 35 ° C. Ler os resultados como se segue:

Positivo - presença de crescimento, geralmente acompanhada de mudança de cor de verde para azul. A maioria das culturas de Salmonella são o citrato-positiva.

Negativo - nenhum crescimento ou muito pouco crescimento e nenhuma mudança de cor.

8. Classificação das culturas. Classificar, como Salmonella, culturas que têm padrões de reação daTabela l. Descarte, como não Salmonella, culturas que dão resultados listados em qualquer subdivisão da Tabela 2. Realizar testes adicionais descritos na identificação de Enterobacteriaceae de Edwards e Ewing (2) para classificar qualquer cultura que não seja claramente identificada como Salmonella pelo esquema de classificação na Tabela l ou não eliminados como não sendo Salmonella por reações de teste na Tabela 2. Se nenhum dos 2 ETI culturas realizadas através de testes bioquímicos confirma o isolado como Salmonella, realizar testes bioquímicos, começando com E-5, no restante da urease-negativas culturas TSI de mesmo 25 g unidade analítica.

Tabela 1. reações bioquímicas e sorológicas de Salmonella

#

Teste ou substrato

Resultado

Salmonellaespécies de reacção (a)Positivo Negativo

1. Glicose (TSI) bunda amarelo bumbum vermelho +

2. Lisina descarboxilase (LIA)

bunda roxo bunda amarelo +

3. H 2 S (TSI e LIA) escurecimento nenhum enegrecimento +

4. Urease cor vermelho-púrpura

nenhuma mudança de cor -

5. Lisina caldo descarboxilase

cor roxa cor amarela +

6. Fenol caldo dulcitol vermelho

cor e / ou gás amarelo

nenhum gás; nenhuma mudança de cor

+ (B)

7. Caldo de KCN crescimento nenhum crescimento -

8. Caldo Malonato cor azul nenhuma mudança de cor - (C)

9. Teste de indol cor vermelha na cor amarela na superfície -


#

Teste ou substrato

Resultado


superfície

10. Teste flagelar polivalente

aglutinação sem aglutinação +

11. Teste somática polivalente

aglutinação sem aglutinação +

12. Fenol caldo de lactose vermelho



- (C)

13. Fenol caldo de sacarose vermelho



-

14. Teste de Voges-Proskauer

-pink-a cor vermelha

nenhuma mudança de cor -

15. Teste de vermelho de metilo

cor vermelha difusa difuso cor amarela +

16. Citrato Simmons crescimento; cor azul

nenhum crescimento; nenhuma mudança de cor

v


#

Teste ou substrato

Resultado


um +: 90% ou mais positiva em 1 ou 2 dias; -: 90% ou mais negativa em 1 ou 2 dias; v: variável. B maioria de S. arizonae culturas são negativos. c Maioria dos S. arizonae culturas são positivas.

Tabela 2. Critérios para descartando não-Salmonella culturas

# Teste ou substrato

Resultados

1. Urease positivo (cor vermelho-púrpura)

2. Teste de indol e flagelar Polivalente teste (H); ou teste de indol e teste flagelar Spicer-Edwards

(cor vermelha na superfície) positivo negativo (sem aglutinação) (cor vermelha na superfície) positivo negativo (sem aglutinação)

3. Descarboxilase lisina e caldo de KCN

negativo (cor amarela) positivo (crescimento)

4. Fenol caldo de lactose vermelho

positivo (cor e / ou gás amarelo) (a), (b)


#

Teste ou substrato

Resultado


5. Fenol caldo de sacarose vermelho

positivo (cor amarelo e / ou de gás), (b)

6. Caldo de KCN, teste de Voges-Proskauer, e teste de vermelho de metilo

(crescimento) positivo positivo (rosa-a-cor vermelha) negativo (difuso cor amarela)

um malonato de caldo de teste culturas positivas ainda mais para determinar se eles são S. arizonae. b Não descarte culturas de caldo positivos se correspondentes culturas LIA dar típicas de Salmonella reações; testar ainda mais para determinar se eles são de Salmonella espécies.

9. Identificação genérica presuntivo de Salmonella. Como alternativa ao sistema de tubos bioquímica convencional, use qualquer um dos 5 sistemas bioquímicos comerciais (20E API, Enterotube II,Enterobacteriaceae II, MICRO-ID, ou Vitek 2 GN) para a identificação genérica presuntivo de origem alimentar Salmonella. Escolha um sistema comercial baseado em uma demonstração em laboratório próprio do analista de correlação adequada entre o sistema comercial e sistema de tubos bioquímica delineados nesta seção identificação. Kits comerciais bioquímicos não deve ser utilizado como um substituto para os testes serológicos (l). Montar suprimentos e reagentes necessários para preparar o kit. Inocular cada unidade de acordo com o Método 978,24 (API 20E, Enterotube II, eEnterobacteriaceae II), seg. 989,12 (MICRO-ID), e Método 2.011,17 (Vitek 2 GN) em Official Methods of Analysis (1), incubação para o tempo e temperatura especificada. Adicione reagentes, observar e registrar os resultados. Para a identificação presuntiva, classificar as culturas, de acordo com a ref. 1, acima, como Salmonella ou não de Salmonella.

Para a confirmação de culturas presumivelmente identificados como Salmonella, realizar a Salmonellasomática serológica (O) teste (E-6, acima) e a Salmonella flagelar serológica teste (H) (E-3, acima) ou a flagelar Spicer-

Edwards (H) teste (E-4, acima), e classificar as culturas de acordo com as seguintes diretrizes:

a. Reportar como Salmonella essas culturas classificadas como presuntivo de Salmonella com kits comerciais bioquímicos quando a cultura demonstra positivo Salmonella somática de teste (O) e positivo Salmonella (H) de teste.

b. Descarte culturas presuntivamente classificadas como não Salmonella com kits comerciais bioquímicos quando as culturas estão em conformidade com critérios AOAC (1) para a classificação de culturas como não Salmonella.

c. Para culturas que não se conformam com a ou b, classificar de acordo com testes adicionais especificados no E, 2-7, os testes acima, ou adicionais, conforme especificado pela Ewing (2), ou enviar para fazer referência digitando laboratório para sorotipagem definitivo e identificação.

10. O tratamento das culturas que dão teste negativo flagelar (H). Se as reacções bioquímicas de certo flagelar (H) cultura -negative sugerem fortemente que é Salmonella, a aglutinação flagelar negativa pode ser o resultado de organismos sem motilidade ou insuficiente desenvolvimento de antigénio flagelar. Faça o seguinte: Inocular meio de teste de motilidade em placa de Petri, utilizando pequena quantidade de crescimento da ETI inclinação. Inocular por esfaquear meio de uma vez cerca de 10 mm de borda da placa de profundidade de 2-3 mm. Não esfaquear a parte inferior da placa ou inocular qualquer outra parte. Incubar 24 horas a 35 ° C. Se os organismos tenham migrado 40 mm ou mais, reteste como se segue: Transferência de 3 mm ansa cheia de crescimento que migrou mais distante de tripticase de caldo de soja-triptose. Repetir quer flagelar polivalente (H) (E-3, acima) ou Spicer-Edwards (E-4 testes serológicos, supra). Se as culturas não são móveis, após as primeiras 24 h, incubar 24 horas adicionais a 35 ° C; se ainda não móveis, incubar até 5 dias a 25 ° C. Classificar cultura como nonmotile se os testes acima ainda são negativos. Se flagelar (H) cultura -negative é suspeito de ser uma espécie de Salmonella na base das suas reacções bioquímicas, laboratórios FDA deve apresentar a cultura de

Denver Laboratório FDA Atenção Amostra Custodian Denver Federal Center, prédio de 20 6th Avenue & Kipling Ruas Denver, CO 80225-0087 (Acima endereço partir de 1º de outubro de 2004)

para posterior identificação e / ou sorotipagem. Exceto FDA laboratórios devem fazer acordos com um laboratório de referência para a sorotipagem de Salmonella culturas.

11. Apresentação de culturas para sorotipagem. Enviar um isolado de cada grupo somático recuperado de cada unidade analítica, salvo indicação em contrário. Enviar culturas em BHI rampas de ágar em tubos com tampa de rosca

(13 × 100 mm ou 16 × 125 mm) com tampas garantidos firmemente.Rotular cada tubo com número da amostra, subamostra (unidade de análise) número e código, se for o caso. Enviar uma cópia do Relatório de Coleta, FD-464, ou Relatório de Amostra de Importação, FD-784 para cada amostra. Lugar culturas em recipientes de cultura com selo oficial FDA. Coloque registos que acompanham (E-11, acima) dentro de caixa de transporte, mas não dentro de recipientes de cultura selado oficialmente. Enviar memorando ou carta de apresentação para cada número de amostra para agilizar a comunicação dos resultados. Preparar culturas para a expedição de acordo com os requisitos para a transferência de agentes etiológicos (3). Rotular contêiner de transporte secundário de acordo com a ref. 4. Enviar recipiente por mais serviço de correio rápido disponível.Manter as culturas duplicadas daqueles submetidos à sorotipagem apenas nas amostras sob consideração para ação legal.

Laboratórios de microbiologia de campo deve seguir a seguinte orientação no envio de Salmonella para serotipagem:

Isolados de NRL, WEAC, SRL e ARL será serotipados em ARL:

Laboratório Regional de Arkansas 3900 NCTR construção de estradas 26 de Jefferson, AR 72079 Atenção: Gwendolyn Anderson Tel # 870-543-4621 Fax 870-543-4041 #

Isolados de SAN, PRL-NW, PRL-SW e DEN será serotipados em DEN:

Denver Distrito Laboratório 6th Avenue & Kipling Rua DFC Edifício 20 Denver, CO 80.225-0087 Atenção: Shauna Madson Tel # 303-236-9631 Fax 303-236-9675 #


Referências 1. AOAC INTERNATIONAL. 2000. Official Methods of Analysis, 17a ed., Methods

967,25-967,28, 978,24, 989,12, 991,13, 994,04 e 995.20. AOAC INTERNATIONAL, Gaithersburg, MD.

2. Ewing, WH 1986. Edwards e Identificação de Ewing de Enterobacteriacae, 4ª ed. Elsevier, Nova Iorque.

3. Registro Federal. 1971. 36 (93): 8815 (seg d, e, f).

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bam - atualizado 2015 para salmonella

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