UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE

CENTRO DE BIOCIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE OCEANOGRAFIA E LIMNOLOGIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ECOLOGIA

MESTRADO EM ECOLOGIA

FELIPE DE OLIVEIRA FERNANDES

Propagação em massa e efeito da fertilização na

produção de biomassa de Gracilaria birdiae em condições

de laboratório e de campo

NATAL/RN

FEVEREIRO, 2016

FELIPE DE OLIVEIRA FERNANDES

Propagação em massa e efeito da fertilização na produção de

biomassa de Gracilaria birdiae em condições de laboratório e de

campo

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-

Graduação em Ecologia do Centro de Biociências da

Universidade Federal do Rio Grande do Norte como

requisito parcial à obtenção do título de Mestre em

Ecologia.

ORIENTADORA: PROFª. DRª. ELIANE MARINHO SORIANO

COORIENTADORA: PROFª. DRª. MARCELLA ARAÚJO DO AMARAL CARNEIRO

NATAL

2016

Catalogação da Publicação na Fonte. UFRN / Biblioteca Setorial do Centro de

Biociências

Fernandes, Felipe de Oliveira. Propagação em massa e efeito da fertilização na produção de biomassa de Gracilaria birdiae em condições de laboratório e de campo / Felipe de Oliveira Fernandes. – Natal, RN, 2016. 48 f.

Orientadora: Profª. Drª. Eliane Marinho-Soriano. Coorientadora: Profª. Drª. Marcella Araújo do Amaral Carneiro.

Dissertação (Mestrado) – Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Centro de Biociências. Programa de Pós-Graduação em Ecologia. 1. Gracilaria. – Dissertação. 2. Propagação vegetativa. – Dissertação. 3. Biomassa. – Dissertação. 4. Pulso de nutrientes. - Dissertação I. Marinho-Soriano, Eliane. II. Carneiro, Marcella Araújo do Amaral. III. Universidade Federal do Rio Grande do Norte. IV. Título.

RN/UF/BSE-CB CDU 582.273

UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO NORTE

CENTRO DE BIOCIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE OCEANOGRAFIA E LIMNOLOGIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ECOLOGIA

MESTRADO EM ECOLOGIA

FELIPE DE OLIVEIRA FERNANDES

Propagação em massa e efeito da fertilização na produção de biomassa de

Gracilaria birdiae em condições de laboratório e de campo

Esta dissertação, apresentada pelo aluno Felipe de Oliveira Fernandes ao

Programa de Pós-Graduação em Ecologia do Centro de Biociências da

Universidade Federal do Rio Grande do Norte, foi julgada adequada e aprovada,

pelos Membros da Banca Examinadora, na sua redação final, para a conclusão

do Curso e à obtenção do título de Mestre em Ecologia.

MEMBROS DA BANCA EXAMINADORA _________________________________________________________________

Profª. Drª. Eliane Marinho Soriano – DOL/CB/UFRN _________________________________________________________________

Prof. Dr. Marcelo Francisco de Nóbrega – DOL/CB/UFRN _________________________________________________________________

Profª. Drª. Marcella Araújo do Amaral Carneiro – UNIFACEX _________________________________________________________________

Prof. Dr. André Luis Calado Araújo – IFRN

NATAL

2016

A minhas avós Luiza Dantas de Medeiros (in memoriam) e Francisca Zenaide de Oliveira

AGRADECIMENTOS

A minha orientadora, professora Eliane Marinho Soriano, pela compreensão, paciência,

orientação, dedicação, consideração e pelo carinho.

A minha família, em especial, a minha mãe, Zilmar, a meu pai, Zacarias, a meu irmão,

Fábio, a minha tia, Zilma, e a minha avó, Zenaide, pelo amor, suporte, incentivo e pela força.

A meus amigos-colegas que pertencem ou pertenceram ao Laboratório de Macroalgas

(Gabriella, Sérgio, Marcella, Vítor, Bárbara, Átila, Vanessa, Klégea, Liliane, Roberto) pela

amizade, ajuda e pelo companheirismo.

A meus colegas da turma de Ecologia 2014.1 pelos momentos de descontração e de

aprendizagem.

A meus amigos-colegas da turma de Ciências Biológicas 2010.1 pela amizade, pelos

conselhos e apoio.

Ao Programa de Pós-Graduação em Ecologia pela formação acadêmica e concretização

deste estudo.

À Universidade Federal do Rio Grande do Norte (UFRN) pela oportunidade.

Aos funcionários do Departamento de Oceanografia e Limnologia (DOL) pela ajuda e pelo

estímulo.

Às mulheres da Associação das Maricultoras de Algas de Rio do Fogo (AMAR) pela

permissão do uso das estruturas de cultivo e pelo monitoramento do experimento.

A Alexandre Wainberg (in memoriam) pela realização de um dos experimentos em sua

propriedade.

Aos membros da banca examinadora pelo aprimoramento deste trabalho.

À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) e ao Conselho

Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) pelo apoio financeiro.

Sobretudo, a Deus.

RESUMO GERAL

Apesar da rápida expansão nas últimas décadas, o cultivo de macroalgas ainda não atende

à demanda das indústrias por material algal. Neste sentido, é necessário desenvolver

protocolos que possibilitem a implantação de cultivos comerciais e evitem a sobre-exploração

dos bancos naturais. A propagação vegetativa e o cultivo sob pulsos são métodos que

permitem minimizar custos e produzir uma grande quantidade de propágulos de maneira

sustentável. Este estudo teve como objetivo avaliar o crescimento de propágulos de Gracilaria

birdiae cultivados sob pulsos de nutrientes. O estudo foi dividido em três experimentos: (1)

indoor, (2) outdoor e (3) em campo. O experimento indoor, realizado sob condições

controladas, foi conduzido em 12 aquários (10 L) com água do mar filtrada e 40 propágulos

de G. birdiae (~ 0,5 g/L). Os propágulos foram submetidos a três tratamentos, em triplicata,

com pulsos de fertilização: (T1) efluente de viveiro de camarão; (T2) fertilizante para aquariofilia

(Mbreda®); (T3) fertilizante extraído de Ascophyllum nodosum (Acadian®). Uma série de três

aquários (sem pulsos de fertilização) foi utilizada como controle. O experimento outdoor, onde

os propágulos estiveram sujeitos às variações ambientais, foi conduzido em 12 aquários (30

L), com densidade de aproximadamente 1 g/L de biomassa, e submetidos aos mesmos

tratamentos descritos acima. O experimento em campo consistiu no cultivo dos propágulos

dos experimentos anteriores (indoor e outdoor) no mar e em uma fazenda de camarão

orgânico. Os propágulos cultivados no tratamento T2 e no T3 apresentaram os maiores valores

de biomassa e de taxa de crescimento ao longo dos experimentos, assim como o maior

conteúdo de nitrogênio. Isto indica que os dois fertilizantes possuem os nutrientes necessários

e em proporções balanceadas para o crescimento de G. birdiae. Os propágulos cultivados na

fazenda de camarão orgânico obtiveram valores de biomassa e taxas de crescimento

menores do que aqueles cultivados no mar devido à maior variação da temperatura e da

salinidade. Nestas condições estressantes, os propágulos do T3 demonstraram desempenho

superior em virtude dos compostos bioativos presentes no extrato de A. nodosum, os quais

aumentam a resistência a estresse abiótico. Os valores positivos de biomassa e da taxa de

crescimento em todos os experimentos evidenciam a viabilidade de produzir biomassa de G.

birdiae da propagação in vitro até o cultivo em campo. De acordo com os resultados obtidos,

os propágulos apresentaram maior crescimento quando cultivados sob pulsos de fertilizantes

e o protocolo desenvolvido pode ser aplicado para produção de estoques de propágulos.

Palavras-chaves: Propagação vegetativa; pulso de nutriente; biomassa; crescimento;

Gracilaria

GENERAL ABSTRACT

Despite the rapid expansion in recent decades, seaweed cultivation still does not meet the

demand of industries for algal materials. In this sense, it is necessary to develop protocols that

enable the deployment of commercial cultivations and avoid overexploitation of natural beds.

Vegetative propagation and cultivation under pulses are methods that minimize costs and

produce a great amount of propagules in a sustainable way. This study aimed to evaluate the

growth of Gracilaria birdiae propagules cultivated under nutrient pulses. The study was divided

into three experiments: (1) indoor, (2) outdoor and (3) in the field. The indoor experiment,

performed under controlled conditions, was conducted in 12 aquaria (10 L) with filtered

seawater and 40 propagules of G. birdiae (~ 0.5 g / L). The propagules were submitted to three

treatments, in triplicate, with fertilization pulses: (T1) shrimp-pond effluent; (T2) fertilizer for

aquarium (Mbreda®); (T3) fertilizer extracted from Ascophyllum nodosum (Acadian®). A series

of three aquaria (without fertilization pulses) was used as control. The outdoor experiment,

where the propagules have been exposed to environmental variations, was conducted in 12

aquaria (30 L), with a density of about 1 g/L of biomass, and submitted to the same treatments

described above. The field experiment consisted in the cultivation of the propagules from the

previous experiments (indoor and outdoor) in the sea and in an organic shrimp farm.

Propagules that were cultivated in treatments T2 and T3 showed the highest values of biomass

and growth rate throughout the experiments as well as higher content of nitrogen. This

indicates that both fertilizers have the necessary nutrients and in balanced proportions for

growth of G. birdiae. The propagules that were cultivated in the organic shrimp farm obtained

lower biomass values and growth rates than those cultivated in the sea because of the greater

variation of temperature and salinity. Under these stressing conditions, propagules of T3

performed much better due to the bioactive compounds in the A. nodosum extract, which

increase the resistance to abiotic stress. Positive values of biomass and growth rate in all

experiments show the viability of producing G. birdiae biomass from in vitro propagation to

cultivation on field. According to the obtained results, the propagules had better performance

when cultivated under pulses of fertilizers and the developed protocol may be applied to the

production of propagule stocks.

Keywords: Vegetative propagation; nutrient pulse; biomass; growth; Gracilaria

LISTA DE FIGURAS

Fig. 1 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento indoor .......................................................................34

Fig. 2 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento outdoor .....................................................................35

Fig. 3 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento no mar ......................................................................37

Fig. 4 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento no viveiro de camarão orgânico ................................38

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Características físicas e químicas da coluna de água no mar e no viveiro de camarão

orgânico durante o período de estudo. ...................................................................................40

Tabela 2. Valores do conteúdo de nutriente (% peso seco) nos tecidos de G. birdiae no

experimento no mar e no viveiro de camarão orgânico. ..........................................................41

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO GERAL ...................................................................................... 12

1.1 Panorama do cultivo de macroalgas no mundo e no Brasil ...................... 12

1.2 Propagação vegetativa .................................................................................. 13

1.3 Pulso de nutrientes ........................................................................................ 14

1.4 Fertilização do meio ....................................................................................... 15

1.5 Parâmetros ambientais .................................................................................. 16

2. OBJETIVOS ....................................................................................................... 18

2.1 Objetivo geral ................................................................................................. 18

2.2 Objetivos específicos .................................................................................... 18

3. REFERÊNCIAS GERAIS ................................................................................... 19

Propagação em massa e efeito da fertilização na produção de biomassa de

Gracilaria birdiae em condições de laboratório e de campo

(Mass propagation and effect of fertilization on biomass production of Gracilaria

birdiae in laboratory and field conditions) .................................................................. 26

4.1 Resumo ........................................................................................................... 27

4.2 Abstract........................................................................................................... 27

4.3 Introdução....................................................................................................... 28

4.4 Materiais e métodos ....................................................................................... 29

4.4.1 Propagação in vitro .................................................................................... 30

4.4.2 Experimento indoor .................................................................................... 30

4.4.3 Experimento outdoor .................................................................................. 31

4.4.4 Experimento de campo (Mar)..................................................................... 31

4.4.5 Experimento de campo (Viveiro de camarão orgânico) ............................. 32

4.4.6 Determinação da biomassa, taxa de crescimento e conteúdo de C, N e P

............................................................................................................................ 32

4.4.7 Determinação dos parâmetros ambientais (outdoor e condições de campo)

............................................................................................................................ 33

4.4.8 Análises estatísticas .................................................................................. 33

4.5 Resultados ...................................................................................................... 33

4.5.1 Experimento indoor .................................................................................... 33

4.5.2 Experimento outdoor .................................................................................. 34

4.5.3 Experimento no mar ................................................................................... 36

4.5.4 Experimento no viveiro de camarão orgânico ............................................ 37

4.5.5 Parâmetros ambientais .............................................................................. 39

4.5.6 Conteúdo de carbono, nitrogênio e fósforo nos tecidos algais .................. 40

4.6 Discussão ....................................................................................................... 41

4.7 Agradecimentos ............................................................................................. 44

4.8 Referências ..................................................................................................... 44

5. CONSIDERAÇÕES FINAIS ............................................................................... 48

12

1. INTRODUÇÃO GERAL

1.1 Panorama do cultivo de macroalgas no mundo e no Brasil

A produção de algas representa uma significativa parcela da produção total da aquicultura,

setor da economia que emprega entre 10 e 12 por cento da população mundial. Em 2012, a

produção global de animais aquáticos foi de 90,4 milhões de toneladas e movimentou 144,4

bilhões de dólares. Nesse mesmo ano, a produção mundial de microalgas e macroalgas,

principalmente este último grupo, foi de 23,8 milhões de toneladas e movimentou 6,4 bilhões

de dólares. A produção de microalgas e macroalgas cultivadas mais do que dobrou entre o

período de 2000 a 2010, de 9,3 para 19 milhões de toneladas, e aumentou cerca de cinco

vezes de 1990 a 2010, de 3,8 milhões para 19 milhões de toneladas (FAO 2014). Apesar

desta rápida expansão, a demanda por material algal tem superado a oferta (Bixler and Porse

2011; Mazarrasa et al. 2014).

Embora haja coletas de macroalgas arribadas e de bancos naturais, os cultivos são

responsáveis por atenderem a maior parte da demanda comercial mundial. Os principais

países produtores de macroalgas concentram-se na Ásia (China, Indonésia, Filipinas, Coreia

do Sul, Japão e Coreia do Norte), principalmente devido aos hábitos seculares de cultivo, de

consumo e/ou de uso (McHugh 2003; FAO 2014; Radulovich et al. 2015). Em 2012, a soma

do que foi produzido apenas na China e na Indonésia correspondeu a 81,4% da produção

mundial total. No entanto, um crescente interesse em produzir grandes quantidades de

macroalgas tem surgido em outros países, uma vez que esta atividade tem sido reconhecida

como economicamente importante para países em desenvolvimento (Mazarrasa et al. 2014).

Embora experimentos pilotos de cultivo de macroalgas tenham sido realizados nos países

da América Latina, como Brasil, México, Argentina e Peru, somente o Chile atingiu o patamar

de produção em larga escala. Isso resulta na dependência dos demais países sobre os

estoques naturais para suprir largamente a demanda existente regional e globalmente

(Hayashi et al. 2014; Radulovich et al. 2015). O Chile é o principal produtor da região, tanto

em termos de cultivo quanto de coleta dos bancos naturais (Rebours et al. 2014). Nesse país,

entre 1980 e 2009, foram cultivadas e coletadas aproximadamente 1,2 milhões de toneladas,

o que o tornou o oitavo maior produtor de macroalgas do mundo (Mazarrasa et al. 2014). Isso

se deve à existência de métodos de propagação e ao conhecimento básico de aspectos

essenciais da ecologia e da fisiologia das macroalgas aliados à gestão conjunta dos

maricultores e do governo chileno (Rebours et al. 2014).

Além do Chile, outros países latino-americanos que possuem relevância regional em

termos de comercialização de macroalgas são a Argentina, o Brasil, o México e o Peru. No

13

nordeste do Brasil, espécies de Gracilaria e outras macroalgas vermelhas foram sobre-

exploradas dos bancos naturais em virtude da crescente demanda mundial por material algal

pela indústria de ágar, o que ocasionou em uma grande redução da biomassa destas

macroalgas ao longo da costa nordestina (Marinho-Soriano 2005). Esse fato comprometeu e

tem comprometido a sustentabilidade desta atividade na região (Marinho-Soriano 2005;

Carneiro et al. 2011). Contudo, esta retirada dos estoques naturais continua a representar

uma parcela significativa da renda de comunidades costeiras (Bezerra and Marinho-Soriano

2010). Diversos experimentos sobre cultivos de macroalgas de pequena e larga escala na

costa brasileira têm sido realizados, a fim de suprir a demanda por material algal para a

extração de produtos de interesse comercial derivados das macroalgas (Rebours et al. 2014).

No nordeste do Brasil, diversos experimentos foram realizados a fim de avaliar a viabilidade

de cultivos e o potencial de biorremediação de espécies nativas, sobretudo as espécies

pertencentes ao gênero Gracilaria. Esta região foi a pioneira na implementação de cultivos

experimentais de macroalgas no Brasil (Câmara Neto 1987; Marinho-Soriano et al. 2002,

2006, 2009a,b; Bezerra and Marinho-Soriano 2010). No sudeste do Brasil, vários estudos

focaram na viabilidade e nos métodos de cultivo de espécies nativas de Gracilaria e Hypnea,

mas também da espécie exótica Kappaphycus alvarezii. Esta região é a única onde há cultivo

em escala comercial, porém não supre a demanda nacional por material algal. No sul do

Brasil, a maior parte dos estudos investigaram o potencial de cultivo de espécies de Ulva e

Monostroma (Pellizzari and Reis 2011; Hayashi and Reis 2012).

1.2 Propagação vegetativa

Os dois métodos de cultivo das macroalgas são baseados no tipo de reprodução deste

grupo: a esporulação e a propagação vegetativa (Westermeier et al. 2013). No primeiro

método, é realizada a indução da liberação dos esporos a fim de que estes se fixem em

substratos artificiais ou naturais para a obtenção de novos indivíduos. No segundo método, a

produção de novos organismos é realizada basicamente através da fragmentação da

macroalga e seu cultivo (macropropagação) ou da cultura de tecidos in vitro

(micropropagação) (Correa et al. 1999).

As técnicas de propagação baseiam-se na capacidade de regeneração e proliferação das

macroalgas, a qual é uma resposta biológica desenvolvida aos eventuais danos físicos

ocasionados pelo estresse mecânico ou pela herbivoria (Collantes et al. 2004; Bodian et al.

2013). A capacidade das macroalgas de originar organismos a partir de fragmentos ou áreas

danificadas é reconhecida como um importante processo com implicações biológicas. O seu

estudo torna possível a compreensão tanto do desenvolvimento e da duração da regeneração

14

e da proliferação dos propágulos em relação à estrutura dos fragmentos, à presença ou

ausência de hormônios de crescimento das plantas e ao estado físico do meio de cultura

(Bouzon et al. 2011; Yokoya and Yoneshigue-Valentin 2011; Yeong et al. 2014; Yokoya et al.

2014).

O entendimento desta resposta biológica tem permitido aplicações econômicas e

ecológicas, uma vez que o método de propagação vegetativa produz um grande número de

propágulos (mudas) a partir de poucos indivíduos, mitigando assim a pressão sobre os bancos

naturais (Yokoya and Yoneshigue-Valentin 2011; Bodian et al. 2013). Além disso, outro ponto

de destaque da propagação vegetativa é a seleção e o cultivo de linhagens mais produtivas

e em menor tempo (Yong et al. 2014). A macropropagação apresenta, em relação à

esporulação e à micropropagação, uma menor taxa de mortalidade e uma produção mais

rápida de biomassa algal para o início do cultivo, assim os propágulos necessitam permanecer

menos tempo em laboratório, o que, consequentemente, diminui os custos operacionais e a

complexidade de cultivo (Bulboa et al. 2013; Saminathan et al. 2015).

1.3 Pulso de nutrientes

A utilização de pulsos de nutrientes é outro método vantajoso tanto em termos econômicos

quanto ecológicos. Na natureza, as macroalgas estão expostas a pulsos de nutrientes, isto é,

súbitos aumentos da concentração de nutrientes, os quais ocorrem de forma irregular. Estes

pulsos podem ser de origem natural (resíduos metabólicos de animais, ressurgência,

mineralização de organismos em decomposição, etc.) ou antropogênica (fertilizantes da

agricultura, esgoto, efluentes de aquicultura, entre outros). As macroalgas possuem a

capacidade de absorver estes pulsos de nutrientes, assimilá-los e/ou incorporá-los sob a

forma de pigmentos fotossintéticos, aminoácidos, proteínas e reservas de nitrato (Schaffelke

and Klumpp 1998; Worm and Sommer 2000).

A aplicação deste conhecimento ecológico nos cultivos consiste em retirar,

temporariamente, os propágulos de um meio com baixa concentração de nutrientes e alocá-

los em um meio com alta concentração de nutrientes por um período relativamente curto, a

fim de que absorvam e estoquem os nutrientes nos tecidos, utilizando-os para seu

crescimento entre os intervalos de um pulso e outro (Harrison and Hurd 2001; Nagler et al.

2003). Os pulsos de nutrientes permitem diminuir o uso de fertilizantes para enriquecer o meio

de cultivo, o que reflete em maior ganho econômico devido à otimização do uso de fertilizante

e à redução da intensidade e dos efeitos negativos do epifitismo sobre as macroalgas

cultivadas (Pickering et al. 1993; Capo et al. 1999; Worm and Sommer 2000; Harrison and

Hurd 2001).

15

Esta técnica também pode ser empregada com o objetivo de manipular a composição

bioquímica (quantidade e qualidade dos ficocoloides e a proporção do conteúdo de carbono,

nitrogênio e fósforo nos tecidos algais) destes organismos marinhos, através da frequência

dos pulsos e/ou da concentração de nutrientes nos pulsos, o que direciona e maximiza a

obtenção do produto final (Smit et al. 1997; Navarro-Angulo and Robledo 1999; Nagler et al.

2003). Além disso, estudos têm revelado que, embora a fertilização do ambiente de cultivo

seja menor, a taxa de crescimento das macroalgas de interesse econômico pode ser

aumentada a partir da indução da mobilização dos nutrientes teciduais acumulados durante o

pulso (Hanisak 1990; Schaffelke and Klumpp 1998; Nagler et al. 2003).

1.4 Fertilização do meio

Diversas fontes de nutrientes foram e têm sido testadas para enriquecer o meio de cultivo

das macroalgas, dentre as quais destacam-se os meios de cultura produzidos em laboratório,

fertilizantes comerciais e efluentes da aquicultura. O método mais comumente utilizado de

enriquecimento são os meios de cultura de laboratório, porém são caros e complexos de

produzir, o que eleva os custos de produção e podem inibir a implementação de cultivos em

larga escala (Werlinger et al. 2008).

Os fertilizantes comerciais têm sido sugeridos como alternativas aos meios de cultura de

laboratório, uma vez que, além de serem mais viáveis economicamente e de estarem

disponíveis no mercado, possuem macro e microelementos químicos essenciais para o

desenvolvimento e crescimento das macroalgas e, por conseguinte, atendem aos

requerimentos nutricionais das macroalgas (Pacheco-Ruíz et al. 2004; Mansilla et al. 2008).

Contudo, embora sejam opções promissoras, ainda há poucos trabalhos que aplicaram e/ou

avaliaram o uso de fertilizantes comerciais (Avila et al. 1999; Edding and Tala 2003; Pacheco-

Ruíz et al. 2004; Mansilla et al. 2008; Werlinger et al. 2008) e aqueles à base de extratos de

macroalgas (Robertson-Andersson et al. 2006; Hurtado et al. 2009, 2012; Loureiro et al. 2010,

2012, 2014) nos cultivos de macroalgas.

Os fertilizantes extraídos das macroalgas possuem benefícios adicionais para as espécies

cultivadas, pois contêm fitorreguladores de crescimento, vitaminas, antioxidantes,

polissacarídeos, entre outros componentes (Khan et al. 2009; Stirk et al. 2014). Estudos têm

relatado que tais compostos bioativos exercem influência sob diversos processos fisiológicos

das macroalgas. Dois dos aspectos mais focados são o aumento das taxas de crescimento,

devido à presença de macronutrientes, microelementos e ao estímulo de vitaminas e de

fitorreguladores de crescimento, e o aumento da resistência a estresses biótico e abiótico, em

virtude da ação de antioxidantes e dos fitorreguladores presentes nos extratos que atuam

16

contra os efeitos deletérios da exposição a espécies reativas de oxigênio (Hurtado et al. 2012;

Loureiro et al. 2012, 2014).

O uso de água residuais provenientes dos efluentes da aquicultura (peixes, camarões e

outros animais aquáticos) apresenta a vantagem de fornecer os nutrientes, sobretudo

nitrogênio e fósforo, necessários para o crescimento das macroalgas. Além de ser

economicamente viável, o cultivo integrado diversifica a produção, eleva a renda e,

principalmente, mitiga o excesso de nutrientes gerados pelos restos da ração e pelos resíduos

metabólicos dos animais, o qual é o principal desencadeador do processo de eutrofização nos

ambientes costeiros (Marinho-Soriano et al. 2009a,b). A maioria dos trabalhos tem focado

sobre a capacidade de biorremediação e estocagem de nutrientes, a taxa de crescimento e

produtividade, e como essas características são influenciadas pelos parâmetros ambientais

(Neori et al. 2004; Abreu et al. 2009, 2011; Marinho-Soriano et al. 2002, 2009a,b, 2011).

1.5 Parâmetros ambientais

Vários fatores ambientais, tais como a temperatura, a salinidade e a incidência solar,

interferem na taxa de absorção dos nutrientes e, por consequência, indiretamente na taxa de

crescimento das macroalgas (Lobban and Harrison 1997). Esses parâmetros também

influenciam outros aspectos ecológicos das macroalgas. A temperatura é um dos principais

fatores que delimitam a distribuição biogeográfica das macroalgas, pois regula processos

fisiológicos e afetam a sobrevivência (Loureiro et al. 2014). Isto decorre devido à sensibilidade

das estruturas de proteínas e membranas às mudanças desse parâmetro. O aumento da

temperatura induz a uma maior fluidez das membranas e um aumento das atividades

relacionadas às proteínas, porém, acima do ponto ótimo, as proteínas começam a desnaturar

e a membrana pode desintegrar-se (Wiencke and Bischof 2012).

Assim como a temperatura, a salinidade regula processos biológicos essenciais das

macroalgas, pois modificam o potencial osmótico das células e a concentração dos íons

dentro delas em condições hipo e hipersalinas (Marinho-Soriano et al. 2009b; Ramlov et al.

2012). Essas alterações comprometem a fotossíntese por diminuir ou anular o transporte de

elétrons nos fotossistemas. Além disso, condições estressantes resultam na produção e no

acúmulo de espécies reativas de oxigênio, os quais causam danos à célula, sobretudo em

contínua exposição por longos períodos (Kumar et al. 2010; Luo and Liu 2011).

O crescimento das macroalgas é ainda influenciado pela incidência solar, visto que altera

sua composição bioquímica (conteúdo de carbono, nitrogênio e fósforo e pigmentos

fotossintéticos), estrutura celular e taxa fotossintética (Ramlov et al. 2011, 2012). A alta

irradiância e radiação ultravioleta atuam negativamente sob as macroalgas por inibir a

17

fotossíntese por causa dos danos gerados aos fotossistemas, ao DNA e às proteínas.

Algumas das respostas adaptativas a essa condição é o aumento dos níveis de aminoácidos

tipo micosporina e de carotenoides, os quais as protegem dos efeitos nocivos da radiação

ultravioleta, e a fotoinibição a fim de minimizar maiores danos ao sistema fotossintético

(Schmidt et al. 2010; Wiencke and Bischof 2012).

18

2. OBJETIVOS

2.1 Objetivo geral

Este estudo tem como objetivo geral avaliar o desenvolvimento de propágulos de Gracilaria

birdiae submetidos a pulsos de três diferentes fontes de nutrientes a fim de subsidiar cultivos

em escala comercial.

2.2 Objetivos específicos

– Avaliar a biomassa e a taxa de crescimento dos propágulos de Gracilaria birdiae sob

pulsos de três diferentes fontes de nutrientes testadas;

– Relacionar o crescimento às mudanças dos parâmetros ambientais (temperatura,

salinidade, oxigênio dissolvido, pH, PAR, PO4-3, NH4

+, NO3- e NO2

-);

– Analisar o conteúdo de carbono, nitrogênio e fósforo nos tecidos algais em relação à

aplicação dos pulsos e relacioná-las ao desempenho dos propágulos.

19

3. REFERÊNCIAS GERAIS

Abreu MH, Pereira R, Yarish C, Buschmann AH, Sousa-Pinto I (2011) IMTA with Gracilaria

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Propagação em massa e efeito da fertilização na produção de biomassa de

Gracilaria birdiae em condições de laboratório e de campo

(Mass propagation and effect of fertilization on biomass production of Gracilaria

birdiae in laboratory and field conditions)

Felipe de Oliveira Fernandes¹,*; Sérgio Ricardo de Oliveira¹; Vitor Klein¹; Marcella

Araújo do Amaral Carneiro²; Pio Colepicolo³; Eliane Marinho-Soriano¹

¹ Departamento de Oceanografia e Limnologia, Universidade Federal do Rio Grande do

Norte, Via Costeira, Mãe Luiza, s/n, Natal, RN 59014-002, Brasil

² Centro Universitário Facex, Rua Orlando Silva, Capim Macio, 2897, Natal, RN 59080-020,

Brasil

³ Departamento de Bioquímica, Instituto de Química, Universidade de São Paulo, 26077,

São Paulo, SP 05599-970, Brasil

* E-mail: FernandesFO@outlook.com

Artigo formatado segundo as normas de Journal of Applied Phycology

27

4.1 Resumo

A propagação vegetativa é uma alternativa viável para produzir uma grande quantidade de

propágulos a partir de um pequeno número de indivíduos. Este estudo avaliou a resposta de

crescimento de propágulos de Gracilaria birdiae em experimentos indoor, outdoor e condições

de campo (mar e fazenda de camarão orgânico). Os propágulos utilizados nos experimentos

foram submetidos a pulsos de três diferentes fontes de nutrientes: efluente de viveiro de

camarão e fertilizantes comerciais (fertilizante para aquariofilia e fertilizante comercial extraído

de Ascophyllum nodosum). Em todos os experimentos, as macroalgas apresentaram valores

positivos de biomassa e crescimento nas diferentes condições de cultivo, o que indica a

possibilidade de produzir propágulos em nurseries. O máximo de biomassa e crescimento foi

registrado nos tratamentos aplicando pulsos de nutrientes comerciais e o mínimo foi

observado no tratamento usando efluentes de viveiro de camarão. Uma estreita relação foi

observada entre maior conteúdo de nitrogênio e maiores taxas de crescimento nos

tratamentos sujeitos aos pulsos de fertilizantes comerciais. Os resultados mostram que o

protocolo desenvolvido é capaz de produzir estoques de propágulos para a implantação de

cultivo.

Palavras-chaves: Propagação vegetativa; pulso de nutriente; biomassa; crescimento;

Gracilaria

4.2 Abstract

Vegetative propagation is a viable alternative in order to produce a large amount of propagules

from a small number of individuals. This study evaluated the growth response of Gracilaria

birdiae propagules in indoor, outdoor and field conditions (open sea and shrimp pond)

experiments. The propagules cultivated in the experiments were submitted to pulses of three

different nutrient sources: shrimp-pond effluents and commercial fertilizers (fertilizer for

aquarium plants and commercial fertilizer extracted from Ascophyllum nodosum). In all

experiments, the seaweeds showed positive values of biomass and growth in the different

cultivation conditions, which highlights the possibility of producing propagules in nurseries. The

maximum biomass and growth was recorded in the treatments applying pulses of commercial

nutrients and the minimum was observed in the treatment using shrimp-pond effluent. A close

relationship was detected between higher nitrogen content and higher growth rates in the

treatments submitted to pulses of commercial fertilizers. The results point out that the protocol

developed is capable of producing propagules stock for implementing cultivation.

Keywords: Vegetative propagation, Nutrient pulse, Biomass, Growth, Gracilaria

28

4.3 Introdução

Agarófitas do gênero Gracilaria são importantes fontes para a produção de ágar. Diversas

espécies de Gracilaria são coletadas dos bancos naturais em várias partes do mundo,

especialmente nas zonas tropicais onde elas têm uma considerável importância econômica.

Atualmente, Gracilaria é considerada a mais importante agarófita e contribui com mais de 80%

do ágar produzido no mundo (Bixler and Porse 2011). Os cultivos são responsáveis por

atenderem a maior parte da demanda comercial mundial, porém, em algumas regiões do

mundo, a colheita excessiva a partir dos estoques naturais tem sido a causa de sérios efeitos

negativos sobre a sustentabilidade desse recurso (Rebours et al. 2014).

A sobre-exploração de macroalgas economicamente importantes dos bancos naturais tem

levado ao desenvolvimento de técnicas para implantação de cultivos comerciais. Assim, o

cultivo de macroalgas tem sido proposto não somente como um meio de diminuir a pressão

sobre as populações naturais, mas também para aumentar a produtividade, obter um alto

padrão de qualidade e biossegurança para o consumo humano assim como para outras

aplicações de alto valor, como produtos farmacêuticos e cosméticos (Kim and Yarish 2014).

Além disso, evita a colheita predatória, que é muito frequente quando se segue os métodos

de coleta tradicional (extrativismo), e torna possível a diminuição da pressão sobre os bancos

naturais (Marinho-Soriano et al. 2006).

Em geral, o cultivo de agarófitas e carragenófitas é baseado principalmente sobre a

capacidade de regeneração dos fragmentos do talo. A propagação vegetativa apresenta um

aspecto vantajoso para espécies de potencial econômico, pois um fragmento de talo de uma

linhagem selecionada supostamente mantém, através de repicagem, as mesmas

características genéticas da planta mãe assim como apresenta a capacidade de crescer mais

rápido do que os esporos ou outro tipo de propágulo microscópico (Meneses and Santelices

1999; Zhou et al. 2013). No entanto, nem sempre existe disponibilidade de material para a

propagação vegetativa em quantidades suficientes e o cultivo a partir da reprodução sexual

ou assexual é mais complexo e requer especialistas para ser implementado (Bulboa et al.

2013). A propagação vegetativa também apresenta uma maior confiabilidade na obtenção de

biomassa e custos mais baixos de operação (Ashok et al. 2015).

Novas abordagens para desenvolver métodos que possam produzir propágulos de

qualidade em larga escala incluem o uso de nursery (“berçário”). Uma vantagem da produção

de propágulos em laboratório e nursery é possibilitar, a partir de linhagens selecionadas,

propágulos sadios, uniformes e com alta produtividade (Yong et al. 2015). Adicionalmente,

nessa fase os parâmetros ambientais podem ser mais facilmente controlados, o que permite

conhecer mais rapidamente as respostas biológicas da macroalga frente às condições

29

ambientais. Entretanto, para que a propagação vegetativa seja possível em grande e pequena

escala, os custos de produção de propágulos em laboratório não devem ser excessivamente

altos. Uma alternativa para diminuir os gastos com a produção de propágulos em sistema de

cultivo em tanques é usar recursos de baixo custo, tais como irradiância natural e fertilizantes

comerciais. Um dos principais custos desse tipo de produção é a utilização dos meios de

cultura aplicados geralmente em cultivos laboratoriais (Corey et al. 2012).

Várias espécies de macroalgas possuem a habilidade de estocar nutrientes em seus

tecidos na forma de pigmentos, proteínas e aminoácidos, os quais podem ser mobilizados

para o crescimento durante períodos de baixa concentração de nutrientes no meio (Lobban

and Harrison 1997). Assim, o uso contínuo de nutrientes na água do cultivo nem sempre

resulta no melhor desenvolvimento da macroalga (Hanisak 1990). Essas características são

muito importantes do ponto de vista ecológico e também fornecem bases fisiológicas para o

manejo das macroalgas cultivadas sob pulsos de nutrientes (Smit et al. 1997). O uso de pulsos

de nutrientes apresenta vantagens econômicas para o cultivo, pois permite reduzir a

quantidade de fertilizantes, aumentar a taxa de crescimento, manipular a composição química

das macroalgas cultivadas e mitigar os efeitos negativos do epifitismo (Harrison and Hurd

2001; Nagler et al. 2003).

Esse estudo teve como objetivo avaliar a resposta de crescimento de Gracilaria birdiae em

experimentos indoor, outdoor e condições de campo (mar e fazenda de camarão orgânico).

Os experimentos foram submetidos a pulsos de três diferentes fontes de nutrientes: efluentes

de viveiro de camarão e fertilizantes comerciais (fertilizante para aquariofilia e fertilizante

comercial à base de extratos de Ascophyllum nodosum).

4.4 Materiais e métodos

Espécimes de Gracilaria birdiae foram coletados em uma população natural na zona

intertidal da praia de Rio do Fogo (5°15'41"S – 35°23'11“W), localizada no Rio Grande do

Norte, Brasil. Este local é um típico vilarejo de pescadores, onde foi implantado um projeto

piloto de cultivo de macroalgas (Freddi and Aguilar-Manjarrez 2003; Rebours et al. 2014). Esta

área é caracterizada pela formação de recifes de arenito que emergem na maré baixa e

servem de substrato para várias espécies de macroalgas. A franja de recifes estende-se por

uma longa faixa que atua como uma proteção efetiva contra a ação das ondas. Nessa região,

existem duas estações bem marcantes: a estação de chuvas que vai de março até julho e a

estação seca que compreende o resto do ano (Bezerra and Marinho-Soriano 2010). Após a

coleta, as macroalgas foram transportadas em caixas isotérmicas com água do mar para o

laboratório, onde as epífitas, a fauna associada e o sedimento foram removidos. Esse material

30

foi mantido em condições controladas e depois usado para suprir a biomassa algal para os

diferentes experimentos.

O primeiro experimento foi realizado em escala de laboratório, onde os fragmentos das

macroalgas foram cultivados em Erlenmeyers (500mL) e aquários (10 L). No segundo

experimento, os propágulos foram cultivados em outdoor, onde as condições ambientais são

mais próximas das condições do ambiente natural. No terceiro experimento, a biomassa

obtida nos experimentos precedentes foi dividida em dois lotes iguais e, em seguida, foram

transferidos um para o mar e outro para fazenda de camarão orgânico (condições de campo).

Nesses experimentos, pulsos de nutrientes de três fontes foram fornecidos de maneira a

maximizar o crescimento de G. birdiae tanto em condições controladas como em campo.

4.4.1 Propagação in vitro

Para este experimento, foram utilizados 20 frascos de Erlenmeyer de 500 mL, nos quais

foram inseridos 30 fragmentos de talo de aproximadamente 1 cm de comprimento de G.

birdiae (~ 4 g/L). O meio de cultura foi composto por água do mar filtrada (1 µm), enriquecida

com solução Von Stosch a 12,5% e renovado semanalmente. A cultura foi realizada sob

condições controladas: aeração intermitente (30 minutos), salinidade (37 ± 1 PSU),

temperatura (26 ± 1 °C), pH (8,1 ± 0,1), fotoperíodo (12:12 horas) e irradiância (80 ± 10 μmol

fótons m-2s-1). Esta etapa teve duração de onze semanas e teve como objetivo a obtenção de

propágulos com biomassa suficiente para as fases experimentais posteriores.

4.4.2 Experimento indoor

Após a propagação in vitro, os propágulos de G. birdiae foram transferidos e cultivados em

aquários de 10 L. O meio de cultura foi composto apenas por água do mar filtrada (1 µm) e

sob as mesmas condições controladas descritas anteriormente. Neste sistema experimental,

foram utilizados 12 aquários, com 40 propágulos de G. birdiae por aquário (~ 0,5 g/L). Os

propágulos foram distribuídos aleatoriamente entre os aquários. Três tratamentos, em

triplicata, foram testados. Os tratamentos receberam pulsos de diferentes fontes de nutrientes:

efluente de viveiro de camarão (~ 34 µmol L-1 de nitrogênio e 7 µmol L-1 de fósforo) (T1);

fertilizante comercial para aquariofilia (Mbreda®) (T2) na proporção de 0,1 mL para 1 L de água

do mar filtrada; e fertilizante comercial extraído da macroalga Ascophyllum nodosum

(Acadian®) (T3) na proporção de 2 mL para 1 L de água do mar filtrada. Uma série de três

aquários contendo apenas água do mar serviu como controle (C) e não recebeu pulsos de

nutrientes. Para cada tratamento, foram fornecidos pulsos de nutrientes com duração de duas

31

horas a cada semana. A água dos aquários era renovada semanalmente. A biomassa e Taxa

de Crescimento Relativo (TCR) dos propágulos utilizados em cada tratamento foi determinada

a intervalos semanais por um período de cinco semanas.

4.4.3 Experimento outdoor

Após o experimento indoor, os propágulos foram cultivados em sistema outdoor de maneira

que as condições de temperatura e luz fossem mais próximas às encontradas no ambiente

natural. Neste experimento, o sistema experimental foi composto por uma série de 12 aquários

de 30 L dispostos na área externa do Departamento de Oceanografia e Limnologia da

Universidade Federal do Rio Grande do Norte. Os aquários foram abastecidos com água do

mar filtrada e aeração constante. Cada aquário continha 30 g de biomassa fresca (~ 105

propágulos). O protocolo para os diferentes tratamentos (T1, T2, T3 e controle) foi o mesmo

aplicado para o experimento indoor. Nesta fase, os pulsos de nutrientes tiveram duração de

30 minutos. Nessa fase, os parâmetros ambientais (temperatura, salinidade, oxigênio

dissolvido e pH) foram monitorados diariamente entre 11:00 e 12:00 horas durante o período

de estudo. Para a Radiação Fotossinteticamente Ativa (PAR), foi utilizada uma média semanal

dos valores diários registrados entre 5:00 e 18:00 horas. Os dados da PAR foram obtidos do

Instituto Nacional de Pesquisas Espaciais (INPE). O período experimental teve duração de

sete semanas. A biomassa obtida neste experimento foi dividida em dois lotes para serem

cultivadas no mar e no viveiro de camarão orgânico.

4.4.4 Experimento de campo (Mar)

O cultivo no mar foi realizado na praia de Rio do Fogo (5°15'41"S – 35°23'11"W), localizada

no município de Rio do Fogo, Rio Grande do Norte. Este local encontra-se dentro da APA

Recifes de Corais, a qual engloba os municípios de Maxaranguape, Rio do Fogo e Touros. A

exploração de macroalgas nessa região é baseada principalmente na colheita de agarófitas

dos bancos naturais em períodos de maré baixa. A colheita de macroalgas tem sido uma

importante fonte de renda para a comunidade, porém a falta de um programa de manejo e a

sobre-exploração têm resultado no declínio dos bancos naturais. A partir de 2006, a

Associação das Maricultoras de Algas de Rio do Fogo (AMAR), a qual é formada

essencialmente por mulheres, vem cultivando macroalgas em pequena escala. No entanto, o

cultivo de algas como atividade econômica ainda está em fase inicial.

Nesse experimento, foi utilizado a estrutura de cultivo de macroalgas instalada no mar pela

AMAR. O sistema é composto por balsas flutuantes compostos por cordas de polietileno,

32

canos de PVC e redes tubulares. Para cada tratamento (T1, T2, T3 e controle), 10 g de

biomassa fresca foram inseridas em redes tubulares e seis réplicas por tratamento.

Quinzenalmente as redes tubulares eram removidas e a biomassa era determinada por

pesagem individual de cada amostra em balança de precisão de 0,1 g. As taxas de

crescimento para cada tratamento foram determinadas com base nos valores de peso úmido

das seis amostras. Este experimento teve duração de oito semanas durante os meses de

maio a julho, os quais correspondem à estação chuvosa na região.

4.4.5 Experimento de campo (Viveiro de camarão orgânico)

O estudo foi realizado em uma fazenda de camarão orgânico (PRIMAR S/A) (6°13’15”S –

35°08’33”W), situada no município de Tibau do Sul, Rio Grande do Norte. Este local situa-se

no complexo estuarino-lagunar da laguna de Guaraíras e pertence à APA Bonfim-Guaraíras,

a qual abrange os municípios de São José de Mipibu, Nísia Floresta, Arês, Senador Georgino

Avelino, Goianinha e Tibau do Sul. O experimento foi conduzido em um viveiro de sete

hectares com profundidade média de um metro no mesmo período que o experimento

realizado no mar. Durante o período experimental, as macroalgas foram cultivadas em uma

gaiola (1,0 x 1,0 x 0,9 m). Dentro da gaiola, foram amarradas 4 cordas de polietileno, nas

quais foram presas redes tubulares onde 10 g de macroalgas frescas foram inseridas. O

experimento foi conduzido com quatro réplicas para cada tratamento. Cada réplica era pesada

individualmente a intervalos de quinze dias a fim de determinar a biomassa e a taxa de

crescimento. Os parâmetros ambientais foram mensurados simultaneamente à determinação

da biomassa.

4.4.6 Determinação da biomassa, taxa de crescimento e conteúdo de C, N e P

O peso fresco das macroalgas foi registrado de acordo com o experimento (semanal ou

quinzenal). As macroalgas foram secadas delicadamente com papel toalha para remover o

excesso de água e sua biomassa determinada. A Taxa de Crescimento Relativo (TCR) (%d -

1) foi determinada de acordo com De Casabianca et al. (1997) usando a seguinte fórmula:

TCR = [ln (W f / Wi) / (Tf - Ti)] x 100, em que Wi é a biomassa fresca inicial, W f é a biomassa

fresca final, Tie Tf é o intervalo de tempo (dias). Amostras das macroalgas foram coletadas no

início e no fim dos diferentes experimentos para a análise do C, N e P nos tecidos algais. As

análises de C e N foram feitas pela técnica de análise elementar (CHN) e a análise do P foi

realizada pela técnica de Espectrometria de emissão óptica com plasma (ICP EOS), ambas

no Instituto de Química da Universidade de São Paulo.

33

4.4.7 Determinação dos parâmetros ambientais (outdoor e condições de campo)

Temperatura, salinidade, oxigênio dissolvido e pH foram monitorados usando uma sonda

multiparâmetros (Hanna HI9828). Amostras de água eram coletadas simultaneamente à

determinação da biomassa em cada experimento (semanal para o experimento em outdoor e

quinzenalmente nos experimentos de campo) para análise dos nutrientes (NH4+, NO2

-, NO3- e

PO4-). O Nitrogênio Inorgânico Dissolvido (NID) correspondeu à soma das concentrações de

NH4+, NO3

- e NO2-. No laboratório, as amostras de água foram filtradas (Whatman GF/C) e

depois congeladas para subsequentes análises. As análises de NH4+, NO2

- e PO4- foram

realizadas segundo Grasshoff et al. (1983) e as de NO3- foram realizadas segundo Clesceri et

al. (1999).

4.4.8 Análises estatísticas

Para as análises estatísticas, foi utilizado o programa Statistica10. A descrição dos dados

foi baseada na média e desvio padrão das réplicas utilizadas para cada variável estudada. Os

testes de Shapiro-Wilk e Levene foram aplicados a fim de determinar se os dados

apresentavam distribuição normal e homocedasticidade, respectivamente. A ANOVA One-

Way de medidas repetidas foi utilizada para verificar se houve diferenças significativas para

biomassa, TCR e o conteúdo de nutrientes nos tecidos em relação aos tratamentos e ao longo

dos experimentos. Quando as diferenças foram confirmadas, o teste de Tukey foi aplicado. O

coeficiente de Pearson foi utilizado para determinar se existe correlação entre a biomassa e

TCR em relação aos parâmetros ambientais (temperatura, salinidade, pH, oxigênio dissolvido,

PAR, PO4-3, NH4

+, NO3- e NO2

-). O nível de significância utilizado para todos os testes

estatísticos foi de 95% (α = 0,05).

4.5 Resultados

4.5.1 Experimento indoor

No experimento indoor, a biomassa dos propágulos aumentou gradualmente em todos os

tratamentos (Figura 1A). No fim do experimento, a biomassa obtida no T1 e T2 foi bastante

similar (~ 6,1 g). O mesmo padrão foi observado entre o T3 e o controle (~ 5,8 g). A biomassa

variou significativamente durante o período experimental (P < 0,001). Embora tenha havido

pequenas diferenças nos valores de biomassa entre os tratamentos, não foram observadas

34

diferenças significativas entre eles (P = 0,667). A maior TCR foi registrada para o tratamento

T2 (0,28 ± 0,19 %d-1) e a menor para o T3 (0,16 ± 0,08 %d-1) (Figura 1B). A TCR dos

tratamentos variou significativamente durante o período experimental (P < 0,001), mas não

entre os tratamentos testados (P = 0,113).

Fig. 1 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento indoor

4.5.2 Experimento outdoor

Em todos os tratamentos, a biomassa dos propágulos aumentou ao longo do experimento

(Figura 2A). O maior valor de biomassa foi registrado no T2 (41,00 ± 7,24 g) e o menor no T1

(38,84 ± 5,58 g) (P = 0,019). Foram observadas também diferenças significativas entre o

período experimental (P < 0,001). Houve um aumento significativo de biomassa em todos os

35

tratamentos e que excedeu o inóculo inicial em 69,49 ± 2,36% (T2), 65,08 ± 5,23% (C), 61,22

± 4,84 (T3) e 50,72 ± 11,94% (T1). Para todos os tratamentos, o máximo de crescimento foi

obtido no 14° dia (Figura 2B). Considerando todo o período experimental, as maiores TCRs

foram alcançadas pelo T2 (1,13 ± 0,12 %d-1) e pelo controle (1,13 ± 0,13 %d-1) seguido pelo

T3 (1,06 ± 0,08 %d-1). Os menores valores da TCR foram registrados no T1 (0,94 ± 0,11 %d-

1). Foram observadas diferenças significativas ao longo do período experimental (P < 0,001),

assim como entre os tratamentos (P = 0,015).

Fig. 2 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento outdoor

36

4.5.3 Experimento no mar

Neste experimento, a biomassa aumentou gradualmente para todos os tratamentos, exceto

para o T1 que mostrou uma diminuição no fim do período experimental (Figura 3A). A maior

biomassa foi registrada no T3 (18,30 ± 5,23 g), enquanto a menor foi observada no T1 (15,14

± 3,06 g). A produção da biomassa variou significativamente entre os tratamentos (P = 0,001)

e ao longo do tempo experimental (P < 0,001). O ganho de biomassa no T2 e T3 foi bastante

significativo e alcançou valores superiores a duas vezes o inóculo inicial.

Em geral, as maiores TCRs foram registradas no T2 (2,12 ± 0,82 %d-1) e T3 (1,96 ± 0,51

%d-1), seguido pelo controle (1,83 ± 0,83 %d-1) (Figura 3B). Os menores valores foram

registrados no T1 (1,43 ± 0,49 %d-1). Foram observadas diferenças significativas ao longo do

período experimental (P < 0,001), assim como entre os tratamentos (P < 0,001).

37

Fig. 3 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento no mar

4.5.4 Experimento no viveiro de camarão orgânico

No experimento realizado no viveiro de camarão orgânico, houve ganho de biomassa até

o 45° dia, sendo observada uma queda nos dias consecutivos (Figura 4A). Os maiores valores

de biomassa foram registrados no T3 (14,33 ± 2,11 g) e no T2 (13,68 ± 2,30 g), enquanto os

menores foram observados no T1 (13,07 ± 2,04 g) e controle (12,89 ± 1,90 g). No fim do

experimento (60 dias), houve perda de biomassa para todos os tratamentos, no entanto,

comparando todos os tratamentos, observa-se que o T3 apresentou um melhor desempenho.

Houve diferenças significativas de biomassa ao longo do experimento (P < 0,001) e entre os

tratamentos (P = 0,039).

38

Como no experimento conduzido no mar, os maiores valores de TCR foram alcançados no

15° dia em todos os tratamentos (Figura 4B). Os propágulos do T2 (1,12 ± 0,66 %d-1) e T3

(1,17 ± 0,48 %d-1) apresentaram as maiores TCRs. O T1 (0,85 ± 0,44 %d-1) e o controle (0,86

± 0,48 %d-1) apresentaram os valores mais baixos. No fim do experimento (60° dia), o T3, que

havia sido submetido a pulsos de nutrientes do Acadian®, foi o único que apresentou TCR

acima de 0,5 %d-1. Foram observadas diferenças significativas entre os tratamentos testados

(P = 0,026) e ao longo do período experimental (P < 0,001).

Fig. 4 Variação dos valores médios ± desvio padrão da biomassa (A) e da Taxa de

Crescimento Relativo (TCR) (B) de Gracilaria birdiae entre os tratamentos e controle durante

o período experimental no experimento no viveiro de camarão orgânico

39

4.5.5 Parâmetros ambientais

Todos os parâmetros ambientais mensurados no mar e no viveiro de camarão orgânico

estão sumarizados na Tabela 1. Os nutrientes (NH4+, NO3

-, NO2- e PO4

-3) variaram durante o

período experimental no experimento no mar e no experimento no viveiro de camarão

orgânico. O oxigênio dissolvido e o pH permaneceram estáveis nos dois experimentos, com

valores de aproximadamente 8,04 mg/L e 3,83, respectivamente. A temperatura da água

variou de 30 °C a 27 °C no mar e de 31 °C a 25 °C no viveiro de camarão orgânico, enquanto

a salinidade variou de 37 PSU a 35 PSU no mar e de 32 PSU a 19 PSU no viveiro de camarão

orgânico. No experimento no mar, a TCR esteve correlacionada com a temperatura da água

no T1 (r = 0,55; P < 0,001); T2 (r = 0,84; P < 0,001) e T3 (r = 0,74; P < 0,001), e com a salinidade

no T1 (r = 0,49; P < 0,001), T2 (r = 0,66; P < 0,001) e T3 (r = 0,61; P <0,001). A TCR também

esteve correlacionada com a temperatura da água no T1 (r = 0,39; P = 0,009); T2 (r = 0,59; P

= 0,001) e T3 (r = 0,44, P = 0,005), e com a salinidade no T1 (r = 0,55; P = 0,001), T2 (r = 0,71;

P < 0,001) e T3 (r = 0,64; P < 0,001) no experimento no viveiro de camarão orgânico.

40

Tabela 1. Características físicas e químicas da coluna de água no mar e no viveiro de camarão

orgânico durante o período de estudo.

Parâmetros ambientais Mín–Máx Média ± DP

Mar

Temperatura da água (°C) 26,67–29,92 27,89 ± 1,28

Salinidade (PSU) 34,56–37,00 36,02 ± 1,12

Oxigênio dissolvido (mg/L) 3,18–5,04 3,83 ± 0,71

pH 8,00–8,21 8,05 ± 0,09

NH4+ (µmol L-1)

0,00–29,75 9,83 ± 12,00

NO3- (µmol L-1) 0,00–2,16 1,15 ± 0,86

NO2- (µmol L-1) 0,00–0,76 0,41 ± 0,20

NID (µmol L-1) 0,94–32,12 11,39 ± 12,70

PO4-3 (µmol L-1) 0,00–0,22 0,06 ± 0,08

PAR (μmol fótons m-2 s-1) 728,41–897,31 830,04 ± 76,32

Fazenda de camarão orgânico

Temperatura da água (°C) 25,35–31,26 27,94 ± 2,15

Salinidade (PSU) 19,07–31,78 26,19 ± 5,58

Oxigênio dissolvido (mg/L) 3,01–4,57 3,83 ± 0,60

pH 7,93–8,13 8,03 ± 0,08

NH4+ (µmol L-1)

5,20–14,00 9,22 ± 2,60

NO3- (µmol L-1) 0,09–0,54 0,39 ± 0,13

NO2- (µmol L-1) 0,21–0,42 0,30 ± 0,07

NID (µmol L-1) 5,91–14,75 9,90 ± 2,64

PO4-3 (µmol L-1) 0,10–0,51 0,30 ± 0,13

PAR (μmol fótons m-2 s-1) 725,37–937,94 837,04 ± 90,23

4.5.6 Conteúdo de carbono, nitrogênio e fósforo nos tecidos algais

No experimento realizado no mar, os menores valores de nitrogênio e carbono foram

registrados no T1 (Tabela 2). O T2 apresentou o maior valor de nitrogênio, enquanto o T3,

juntamente com o controle, tiveram os maiores percentuais de carbono (P < 0,05). O T1 e o

T2 apresentaram os maiores valores de conteúdo de fósforo (P < 0,001). No experimento

conduzido no viveiro de camarão orgânico, o T1 também apresentou o menor conteúdo de

nitrogênio, fósforo e carbono quando comparado com o T2 e o T3, ambos tratamentos em que

os propágulos foram submetidos a pulsos de fertilizante comercial (P < 0,05). O maior acúmulo

41

de fósforo e nitrogênio ocorreu no T2 e no T3 (P < 0,05). Nos dois experimentos e em todos os

tratamentos, os propágulos armazenaram nitrogênio e fósforo em seus tecidos. Este acúmulo

de nitrogênio e fósforo esteve relacionado às grandes concentrações dos nutrientes

dissolvidos na água durante duas ou mais semanas, tanto no mar como no viveiro de

camarão.

Tabela 2. Valores do conteúdo de nutriente (% peso seco) nos tecidos de G. birdiae no

experimento no mar e no viveiro de camarão orgânico.

Conteúdo de

nutriente Nitrogênio Fósforo Carbono Razão C:N

Mar Inicial – Final Inicial – Final Inicial – Final Inicial – Final

T1 1,05–1,13 0,018–0,076 33,55–30,82 33,41 – 27,28

T2 0,92–1,30 0,023–0,075 28,60–33,47 31,32 – 25,75

T3 1,11–1,18 0,022–0,072 34,39–31,11 31,12 – 26,48

Controle 1,13–1,23 0,024–0,064 33,44–34,84 29,61 – 28,62

Viveiro de

camarão

orgânico

Inicial – Final Inicial – Final Inicial – Final Inicial – Final

T1 1,05–1,22 0,018–0,063 33,55–28,91 33,41 – 24,13

T2 0,92–1,26 0,023–0,077 28,60–33,64 31,32 – 26,90

T3 1,11–1,38 0,022–0,072 34,39–33,22 31,12 – 23,63

Controle 1,13–1,17 0,024–0,063 33,44–33,75 29,61 – 28,93

4.6 Discussão

Os resultados obtidos ao longo deste estudo demonstram a viabilidade da produção de

biomassa de G. birdiae desde a propagação in vitro até o cultivo em campo. Em todos os

experimentos, as macroalgas apresentaram valores positivos de biomassa e crescimento nas

diferentes condições de cultivo, o que indica a possibilidade da produção de propágulos em

nurseries. O crescimento das diferentes espécies de Gracilaria depende de vários fatores

ambientais, tais como temperatura, luz, salinidade e disponibilidade de nutrientes (Lobban and

Harrison 1997).

Neste estudo, G. birdiae mostrou ser tolerante à variação de temperatura como constatado

no experimento em outdoor (31–26ºC), viveiro de camarão (31–25ºC) e no mar (29–26ºC). A

salinidade foi também outro parâmetro que variou bastante, especialmente no viveiro de

camarão (32–19 PSU) e em outdoor (40–33 PSU). A menor variação da temperatura e

42

salinidade (37–35 PSU) observada no ambiente marinho deve-se ao maior volume de água

deste ambiente e que são registrados habitualmente para esta região do globo. A

adaptabilidade desta espécie a esses fatores ambientais explica-se pelo fato de que G.

birdiae, no seu ambiente natural, é encontrada na zona intertidal e, assim, exposta às

mudanças ambientais diárias durante as marés baixas e altas.

A evolução da biomassa e a TCR do T2 e T3 em condições de campo foram bastante

similares. No entanto, o experimento no viveiro de camarão mostrou uma queda acentuada

do crescimento aos 60 dias, a qual coincidiu com o valor mínimo de salinidade. Estudos

anteriores também demonstraram o efeito da temperatura e salinidade sobre a taxa de

crescimento de espécies de Gracilaria (De Casabianca et al. 1997; Marinho-Soriano et al.

2009; Mendes et al. 2012). De acordo com Yu et al. (2013) e Loureiro et al. (2014), o estresse

causado pelas mudanças bruscas dos parâmetros ambientais induz à produção e ao acúmulo

de espécies reativas de oxigênio, as quais afetam processos fisiológicos essenciais, tais como

a divisão celular e a fotossíntese. A influência da temperatura e salinidade sobre o crescimento

de G. birdiae foi evidenciada pelas correlações encontradas entre o crescimento e esses dois

parâmetros.

A otimização das condições ambientais favoráveis ao crescimento das macroalgas pode

contribuir para a produção de propágulos com altas taxas de crescimento em um curto período

de tempo (Yong et al. 2014). Entre os parâmetros ambientais, os nutrientes são considerados

um dos fatores chaves para o crescimento das macroalgas. No entanto, um dos maiores

problemas relacionados aos custos econômicos de um sistema de produção de biomassa

algal em larga escala é o suprimento e a distribuição de água enriquecida com nutrientes.

Ramus and Venable (1987) revelaram que as macroalgas apresentam diferenças marcantes

na habilidade em absorver nutrientes durante episódios de curta duração. Assim, a

compreensão dos mecanismos fisiológicos usados pelas macroalgas no crescimento sob

pulsos de nutrientes é um aspecto importante no manejo de cultivos comerciais.

Neste estudo, os maiores valores de biomassa e taxas de crescimento foram registrados

nos tratamentos aplicando pulsos de fertilizantes comerciais (T2 e T3), enquanto os menores

foram observados no tratamento usando efluentes de viveiro de camarão (T1) e controle, onde

as macroalgas foram cultivadas sem adição de nutrientes. No experimento conduzido no mar,

as macroalgas do T2, sujeito ao fertilizante comercial para aquariofilia (Mbreda), e do T3,

submetido ao fertilizante extraído da alga Ascophyllum nodosum (Acadian), tiveram taxas de

crescimento similares. As macroalgas do T1 tiveram os menores valores de crescimento

quando comparadas com os propágulos do T2 e T3. Isso demonstra que a composição do

fertilizante é importante para o sucesso do cultivo. Os fertilizantes comerciais Mbreda e

Acadian possuem em sua composição macro e micronutrientes balanceados que são

43

importantes para o desenvolvimento das macroalgas. A água usada nos pulsos de fertilização

do T1 não foi analisada quanto a sua composição em micronutrientes, mas, levando-se em

consideração sua origem (água de reuso), pode-se considerar que sua qualidade em

elementos químicos essenciais era inferior ao dos fertilizantes comerciais aplicados neste

estudo.

As macroalgas do T3 cultivadas no viveiro de camarão apresentaram um desempenho bem

superior aos demais tratamentos, em particular aos 60 dias, quando a salinidade alcançou o

nível mais baixo (19 PSU). O efeito negativo causado pelo estresse osmótico deve ter sido

amenizado em função da presença dos diferentes compostos presentes no extrato de A.

nodosum. Estudos demonstraram que a composição de A. nodosum é rica em compostos

bioativos, como polissacarídeos, vitaminas, antioxidantes, peptídeos e metabólitos

secundários (Spinelli et al. 2010), os quais possibilitam uma maior resistência ao estresse dos

fatores bióticos e abióticos (Hurtado et al. 2012; Yu et al. 2013, Loureiro et al., 2014). Estudos

têm revelado que as substâncias bioativas encontradas nos extratos de algas marinhas têm

efeitos benéficos também sobre o crescimento e a produtividade das macroalgas (Yong et al.

2015). O melhor desempenho alcançado pelas macroalgas do T3 cultivadas na fazenda de

camarão orgânico confirma essas observações.

O enriquecimento da água por meio de pulsos tem sido usado para melhorar o

desempenho das espécies cultivadas (Lignell and Pedersén 1987; Navarro-Angulo and

Robledo 1999; Harrison and Hurd 2001). Os resultados obtidos neste estudo também

mostraram essa tendência em resposta à fertilização dos propágulos através de pulsos de

nutrientes. O uso de fertilizantes comerciais resultou em um aumento de biomassa e

crescimento de G. birdiae. Tanto no experimento realizado no mar quanto na fazenda de

camarão, foi observada uma estreita relação entre maior acúmulo de nitrogênio nos tecidos

algais e maiores taxas de crescimento no T2 e T3. O inverso foi observado para o T1 que

apresentou a menor porcentagem de nitrogênio nos tecidos algais e a menor taxa de

crescimento nos dois locais de cultivo. Quando se observa a razão C:N, verifica-se que o T3

teve a maior taxa de crescimento entre os tratamentos e também a menor razão C:N. Isto

indica que o acúmulo de compostos de nitrogênio nos tecidos resultou em uma razão C:N

mais baixa. De acordo com Atkinson and Smith (1983), uma razão C:N mais elevada

demonstra que as macroalgas estão mais limitadas em nitrogênio e, consequentemente,

apresentam taxas de crescimento menores.

O principal requerimento para sustentar o cultivo de macroalgas marinhas em larga escala

é a disponibilidade de estoques naturais suficientes. Os resultados do presente estudo

mostraram a possibilidade de produção de propágulos de G. birdiae em nurseries. Os dados

revelam também que o uso de pulsos de fertilizantes é eficiente no crescimento e na

44

produtividade das macroalgas em condições de laboratório e de campo, e pode fornecer uma

fonte segura de propágulos permitindo a produção de biomassa para sistemas de cultivo em

mar aberto ou em terra em sistemas de cultivo integrado.

4.7 Agradecimentos

Este estudo teve o apoio da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível

Superior (CAPES), da Fundação de Amparo à Pesquisa de São Paulo (FAPESP) e do

Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq). Agradecimento

especial a Alexandre Wainberg (in memoriam) por permitir a realização da pesquisa na

fazenda de camarão orgânico PRIMAR S/A.

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5. CONSIDERAÇÕES FINAIS

A crescente demanda das indústrias por material algal resultou e tem resultado na sobre-

exploração de bancos naturais em várias regiões do mundo apesar do rápido crescimento dos

cultivos de macroalgas. Essa redução de biomassa dos estoques naturais demonstra a

importância de desenvolver e aprimorar metodologias para que cultivos em larga escala

possam ser implementados a fim de atender à demanda e impedir a coleta predatória dos

bancos naturais. A propagação vegetativa e o cultivo sob pulsos apresentam-se como

metodologias que possibilitam fornecer, de forma confiável e sustentável, um número de

propágulos suficientes para os cultivos em escala comercial e reduzir os custos operacionais

relacionados a estes.

Nesse contexto, foram avaliadas a biomassa e a taxa de crescimento de propágulos de

Gracilaria birdiae cultivados sob pulsos de três diferentes fontes de nutrientes (efluente de

viveiro de camarão, fertilizante para aquariofilia e fertilizante extraído de macroalga) em três

experimentos: indoor, outdoor e em campo (mar e fazenda de camarão orgânico).

Os resultados deste estudo revelaram que é viável produzir propágulos de G. birdiae sob

pulsos de nutrientes a partir do protocolo desenvolvido. Dentre as fontes de nutrientes

utilizadas, o fertilizante comercial para aquariofilia, Mbreda®, e o fertilizante comercial extraído

da macroalga Ascophyllum nodosum, Acadian®, demonstraram ser mais eficazes para o

crescimento dos propágulos do que o efluente de viveiro de camarão. Além disso, o fertilizante

Acadian® parece agir favoravelmente sobre a macroalga quando esta se encontra frente a

estresses abióticos como, por exemplo, variações bruscas de salinidade e temperatura.

Novos estudos nesta linha de pesquisa são essenciais e devem focar na avaliação do

protocolo desenvolvido em escala comercial e investigar a concentração, a duração e a

frequência dos pulsos de nutrientes a fim de subsidiar a criação de cultivos em larga escala e

otimizar a sua produtividade.