protocolo de micropropagação de cana-de-açúcar 128 · 2013. 3. 5. · 8 protocolo de...

Pelotas, RSDezembro, 2011

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ISSN 1516-8832

Lá onde as cabeças loiras margeiam a estrada... Mendes Ribeiro.

Autores

Protocolo de Micropropagação de Cana-de-açúcar

Introdução

A cana-de-açúcar (Saccharum officinarum L.) tem grande importânciaeconômica na agricultura no Brasil e, mais recentemente, com autilização do etanol em escala mundial, torna-se ainda mais relevante. Apropagação convencional desta espécie é realizada a partir desegmentos de colmos provenientes de plantas do campo, após oprimeiro ou segundo ano de plantio. Porém, novas variedades estãocontinuamente sendo desenvolvidas e sua disponibilização pode seracelerada por meio da biotecnologia, via micropropagação (Oliveira etal., 2010).

Para a cultura da cana-de-açúcar, o explante inicial a sermicropropagado é o meristema apical, que depois de isolado einoculado em meio de cultura apropriado se desenvolve dando origemàs plântulas que serão então multiplicadas, enraizadas e aclimatizadas.

A técnica de propagação desta espécie por meio de meristema apical éconsiderada uma alternativa vantajosa para a multiplicação de diversasvariedades, devido à economia de tempo em relação às técnicasconvencionais, além da obtenção de mudas de excelente qualidadefitossanitária e geneticamente idênticas ao material de origem (Vieira etal., 2009). Devido à necessidade da produção de mudas de cana-de-açúcar de alta qualidade fitossanitária, este trabalho teve como objetivodesenvolver um protocolo de micropropagação aplicável à cultivarRB855156.

No presente trabalho foi estabelecido um protocolo completo demicropropagação de cana-de-açúcar, desde o estabelecimento até aaclimatização com produção de mudas prontas para o plantio no campo.

De plantas-mãe, localizadas no campo, na Embrapa Clima Temperado,foram coletados colmos (Figura 1A) e destes foram retirados ospalmitos com aproximadamente 5 cm de comprimento (Figura 1B), osquais foram submetidos à desinfestação com imersão em álcool 70%por 2 minutos, em hipoclorito de sódio (2%) por 15 minutos, e realizadatríplice lavagem com água destilada autoclavada. Posteriormente, omeristema (Figura 1C) foi excisado com pinças e bisturi enquantoimerso em solução de ácido cítrico a 1,5%, para evitar sua oxidação.

Leonardo Ferreira DutraEng. Agrônomo, Dr., D.Sc. em Agronomia,

pesquisador da Embrapa Clima Temperado, Pelotas, RS,

[email protected]

Lorena Pastorini DoniniBióloga, Dra., D.Sc. em Agronomia,

bolsista DTI-1/CNPqEmbrapa Clima Temperado,

Pelotas, RS,[email protected]

Sérgio Delmar dos Anjos e SilvaEng. Agrônomo, Dr., D.Sc. em Fitotecnia,

pesquisador da Embrapa Clima Temperado,Pelotas, RS,

[email protected]

Natália Dias Gomes da SilvaBióloga, mestranda em Fisiologia Vegetal,

Embrapa Clima Temperado/UFPel,Pelotas, RS,

[email protected]

Fernanda Beatriz ThielGraduanda em Ciências

Biológicas, Bolsista de Iniciação Científica daEmbrapa Clima Temperado/UFPel,


Josiane Mendonça VitóriaGraduanda em Tecnologia em Gestão Ambiental,

Bolsista de Iniciação Científica daFAPERGS,

Pelotas, RS,josiane_mendonç[email protected]

Fernanda Medeiros ZacariasGraduanda em Tecnologia em Gestão Ambiental,

Bolsista de Iniciação Científica daFAPERGS,


2 Protocolo de Micropropagação de Cana-de-açúcar

Foto: Lorena Pastorini Donini.

Figura 1: Colmos das plantas doadoras (A), palmito (B) e meristema (C) de cana-de-açúcar, cultivar RB855156.

Depois de desinfestados, os explantes foraminoculados em frascos contendo sais do meioMS (Murashige & Skoog, 1962) adicionado de0,2 mg L-1 de BAP e 0,1 mg L-1 de cinetina(Lee, 1987), mantidos no escuro por cincodias e posteriormente sob 25 ± 2 °C,fotoperíodo de 16 horas e densidade de fluxo

Figura 2: Aspecto das plantas de cana-de-açúcar, cultivar RB855156 na primeira repicagem (A) e durante a multiplicação

(B).

de fótons de 27 mmol m-2 s-1. Aos dez dias,os explantes foram trocados de meio decultivo devido à oxidação fenólica,permanecendo por mais 15 dias até odesenvolvimento do explante, quando foifeita a primeira repicagem (Figura 2).

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Foto: Paulo Luiz Lanzetta Aguiar

B C

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3Protocolo de Micropropagação de Cana-de-açúcar

Visando multiplicar e quantificar a taxa demultiplicação dos explantes, foram realizadasseis repicagens, em média a cada 30 dias.

Durante as repicagens foi realizada acontagem do número de brotações que cada

Tabela 1: Taxa de multiplicação e número de plantas estimadas de cana-de-açúcar, cultivar RB855156, após seisrepicagens no período de 180 dias. Embrapa Clima Temperado, Pelotas, RS, 2011.

explante inoculado emitiu, obtendo-se a taxade multiplicação e o número de mudasmicropropagadas após cada repicagem(Tabela 1).

Repicagem Dias Taxa de multiplicação Número de explantes obtidos

1ª 25 5,00 5

2ª 55 5,40 27

3ª 80 7,15 193

4ª 120 6,98 1271

5ª 150 8,08 10.277*

6ª 180 6,76 69.473*

* Valores estimados.

Paralelamente às repicagens, foi realizadoexperimento de multiplicação, onde avaliou-sea modificação de meios tradicionalmenteutilizados para cana-de-açúcar, visando aadaptação desta cultivar. Foram utilizadasbrotações obtidas da multiplicação in vitro,com aproximadamente 4-6 cm, inoculadas emfrascos contendo 30 mL de meio de cultura,que foram modificados a partir dos meios deLee (1987) (combinações de concentrações deBAP e de cinetina que variaram de 0,1 a 0,2mg L-1) e Sood et al. (2006) (combinações deconcentrações de AIA, BAP e cinetina quevariaram de 0,1 a 0,2 mg L-1). Foi observadoque, mesmo não havendo diferenças entre os

tratamentos testados, houve sucesso namultiplicação in vitro.

Para o enraizamento in vitro, foram utilizadasbrotações obtidas da multiplicação in vitro,com aproximadamente 4-6 cm, inoculadasem frascos contendo 30 mL de meio decultura MS com diferentes auxinas (AIA eAIB) em diferentes concentrações (0; 0,5;1,0; 1,5 e 2,0 mg L-1). A média de explantesenraizados foi de 93,26%, não havendodiferença entre os tratamentos, sendoobservado que, mesmo sem a presença deauxinas, houve um satisfatório enraizamentodos explantes (Figura 3).

Figura 3: Enraizamento in vitro (A) e aparência das raízes de cana-de-açúcar (B), cultivar RB855156.

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A B


Após o enraizamento in vitro, as plantasforam retiradas dos frascos, tiveram suasraízes lavadas para retirada do excesso demeio de cultura e foram plantadas em coposplásticos de 150 mL, contendo cerca de 150gramas dos substratos vermiculita,Plantmax® e mistura de vermiculita com

Plantmax® (1:1). Os copos com as plantasforam colocados em bandejas plásticascontendo uma lâmina de água no fundo ecobertos com plástico para manutenção daumidade nos primeiros 14 dias após a retiradado ambiente in vitro (Figura 4).

Figura 4: Aclimatização de cana-de-açúcar, cultivar RB855156, em diferentes substratos.

Aos 7, 14 e 21 dias foi avaliada aporcentagem de sobrevivência das plantasnos diferentes tipos de substratos. A partirdos 14 dias, a cobertura plástica ficou abertapor aproximadamente 8 horas por dia. Pôde-se observar que todas as plantasaclimatizadas sobreviveram, o que culminoucom o final do processo de micropropagaçãopara a cultivar RB855156.

Aos 30 dias após a aclimatização, o materialfoi retirado da cobertura e mantido em casa devegetação por mais 15 dias até obtenção detamanho maior. Aos 45 dias após aaclimatização houve a transferência dasplantas para recipientes maiores (3 kg),contendo mistura de substrato evermicomposto (1:1), mantidos em casa devegetação por mais 60 dias até obtenção detamanho adequado para o plantio no campo(Figura 5).

Figura 5: Mudas de cana-de-açúcar (A), cultivar RB855156, obtidas a partir de micropropagação e muda pronta para o plantio nocampo (B).

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Referências

LEE, T. S. G. Micropropagation of sugarcane(Saccharum spp.). Plant Cell, Tissue andOrgan Culture, Hague, v.10, p. 47-55, 1987.

MURASHIGE, T.; SKOOG, F. A revisedmedium for rapid growth and biossay withtabacco tissue cultures. PhysiologiaPlantarum, Copenhagen , v. 15, p. 473-497,1962.

OLIVEIRA, A. L. B.; FERREIRA, L. T.;HERCULANO, L.; OLIVEIRA, R. A.; PEREIRA,J. A. F.; CAMARA, T. R. Ação do hipocloritona assepsia de explantes de cana-de-açúcarpara embriogênese somática. In: JORNADADE ENSINO, PESQUISA E EX TENSÃO DAUFRPE ,10 ., 2010, Recife. Anais... Recife:Editora da UFRPE, 2010. JEPEX. R0720-1.

SOOD, N.; GUPTA, P. K.; SIRIVASTAVA, R.K.; GOSAL, S. S. Comparative studiesperformance of micropropagated andconventionally propagated sugarcane plants.Plant Tissue Culture & Biotech, Blangadesh,v. 16, n. 1, p. 25-29, 2006.

VIEIRA, R. A.; SILVA, C. M.; SOUTO, E. R.;HATA, F. T.; MACHADO, M. F. P. S.;MARCUZ, F. S. Diferentes concentrações de6-Benzilaminopurina e cinetina namicropropagação in vitro de variedadesRB867515 e RB855156 de cana-de-açúcar.Campo Digital, Campo Mourão, v. 4, n. 1, p.122-126, 2009.


Exemplares desta edição podem ser adquiridos na:Embrapa Clima TemperadoEndereço: BR 392, Km 78, Caixa Postal 403 Pelotas, RS - CEP 96010-971Fone: (0xx53)3275-8100Fax: (0xx53) 3275-8221E-mail: www.cpact.embrapa.br [email protected] edição1a impressão (2011) 30 cópias

Presidente: Ariano Martins de Magalhães

Júnior

Secretária- Executiva: Joseane Mary Lopes

Garcia

Membros: Márcia Vizzotto, Ana Paula Schneid

Afonso, Giovani Theisen, Luis Antônio Suita de

Castro, Flávio Luiz Carpena Carvalho, Christiane

Rodrigues Congro Bertoldi, Regina das Graças

Vasconcelos dos Santos, Isabel Helena Vernetti

Azambuja, Beatriz Marti Emygdio.

Supervisor editorial: Antônio Luiz Oliveira HeberlêRevisão de texto: Bárbara Chevallier CosenzaEditoração eletrônica: Juliane Nachtigall (estagiária)

Comitê depublicações

Expediente

GOVERNOFEDERAL

Circular

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