1

FACULTAD DE INGENIERÍA QUÍMICA

LICENCIATURA EN QUÍMICA INDUSTRIAL

TALLER DE INVESTIGACIÓN II

DETERMINACIÓN DE FACTORES NO NUTRITIVOS

EN SEMILLAS DE Jatropha curcas CULTIVADA EN

LA REPÚBLICA MEXICANA

BR. MELISSA EUGENIA BERMEJO CRUZ

DRA. ALMA L. MARTINEZ AYALA

DR. LUIS A. CHEL GUERRERO

MÉRIDA, YUCATÁN A JULIO DEL 2007

2

CONTENIDO

INTRODUCCIÓN

ANTECEDENTES Generalidades de Jatropha curcas

Clasificación taxonómica y Descripción botánica

Origen y distribución

Valor nutritivo de la semilla de J. curcas

Factores nutritivos

Factores no nutritivos

Fitatos

Taninos

Glucósidos cianogénicos

Ésteres de forbol

Usos

OBJETIVOS Objetivo general

Objetivos específicos

METODOLOGÍA (MATERIAL Y MÉTODOS) Muestras

Diseño experimental

Tratamiento previo de las semillas

Determinación de fitatos

Determinación de taninos

Determinación de glucósidos cianogénicos

Determinación de ésteres de forbol

RESULTADOS

DISCUSIONES

CONCLUSIÓN

REFERENCIAS

CRONOGRAMA

3

INTRODUCCIÓN

La importancia del estudio de la planta Jatropha curcas radica en los diferentes usos

medicinales e industriales que le han sido atribuidos, lo cual ha ocasionado que su cultivo

se extienda a otras partes del mundo, aún cuando es nativa de América Central y regiones

tropicales.

Numerosos estudios han demostrado que las semillas de Jatropha curcas poseen

importantes características nutritivas ya que se han encontrado altos niveles de proteína

disponible y aceite; por lo que la harina del piñoncillo o piñón mexicano, como

comúnmente se le denomina, podría considerarse una posible fuente de lípidos y proteína

para el consumo humano y animal.

Por lo anterior, México ha puesto especial interés en la caracterización de Jatropha

curcas debido a que esta planta se encuentra distribuida en varios Estados del país y es

utilizada en la elaboración de platillos tradicionales en Estados como Morelos, Puebla,

Hidalgo, Veracruz, Yucatán y Quintana Roo. Además México y otros países han

aumentado el interés por el aceite extraído de las semillas de Jatropha curcas el cual es

transformado en biodiesel por medio de un proceso de transesterificación y que puede ser

usado como sustituto 100% del Diesel, lo que sería un gran potencial en la industria de

lubricantes y refinería.

Sin embargo, el uso de semillas de Jatropha curcas como fuente de alimentación se

ha visto limitado por la presencia de componentes no nutritivos o tóxicos, los cuales

podrían ocasionar daños en la salud de quien los consume, tal es el caso de los fitatos,

lectinas, taninos, glucósidos cianogénicos, saponinas, inhibidores de tripsina y ésteres de

forbol, considerándose éstos últimos como la causa de intoxicación la cual se caracteriza

por síntomas como quemaduras y dolor en boca y garganta, vómito, diarrea, delirio,

contracción muscular, entre otros; también son la causa efectos biológicos como la

iniciación de tumores, proliferación celular, inflamación y activación de plaquetas

sanguíneas.

Debido a la presencia de factores no nutritivos o tóxicos en semillas del piñoncillo,

el presente trabajo centra su principal interés en la caracterización no nutritiva de semillas

de Jatropha curcas con la finalidad de determinar la presencia de fitatos, taninos,

glucósidos cianogénicos y ésteres de forbol en semillas de los Estados de Morelos y Puebla,

4

las cuales provienen de plantas de diferentes edades (entre 1-5 años y 15-20 años de edad).

La presencia de factores no nutritivos presentes en las muestras analizadas en este trabajo

es punto clave para la utilización de estas semillas como alimento ya que dichos factores

disminuyen el valor nutricional del grano y de igual forma podría ser causa de

envenenamiento al consumidor. Es importante conocer el contenido de algunos de estos

factores, ya que hay frutos que aun cuando presentan algún factor antinutricio son

considerados no tóxicos debido a su bajo contenido. La presencia de ésteres de forbol,

componente al que se le atribuye principalmente la toxicidad del piñoncillo, así como de los

otros componentes mencionados permitirá distinguir si las semillas estudiadas podrían ser

tóxicas o no tóxicas de las consideradas en México. El análisis no nutricional de semillas de

Jatropha curcas será un paso significante para su futuro aprovechamiento, ya que el grano

de la planta se está considerado una opción para las industrias dedicadas a la alimentación

de animales.

5

ANTECEDENTES

Generalidades de Jatropha curcas

Clasificación taxonómica y descripción botánica

El genero Jatropha pertenece a la tribu Joannesieae de las Crotonoideae en la

familia de las Euphorbiaceae (cuadro 1), una de las más grandes y diversas de México,

comprende aproximadamente 8700 especies, pertenecientes a 321 géneros y contiene

aproximadamente 175 especies conocidas (Heller, 1996; Steinmann, 2002).

El nombre del género Jatropha, se deriva del griego “iatrós” que significa doctor y

“trophé” que significa alimento, los cuales implican usos medicinales y alimentarios

(Makkar y Becker, 1999).

Dehgan y Webster (1979) postularon que el piñoncillo (Jatropha curcas L) podría ser

la forma más primitiva del género Jatropha, por que no desarrollo como otras especies

cambios en el hábitat de crecimiento y en la estructura de sus flores (Heller, 1996).

En México la planta de Jatropha curcas es comúnmente llamada piñón, piñocillo

por los habitantes del Estado de Veracruz y como sikil-té, x-kakal-che, sikililte, ni-in,

quahayohuachtli, skilte, kakal-che por los mayas en la Península de Yucatán (Makkar et al.,

1998). En otros países es conocida como physic nut o purging nut (Inglaterra), Purgiernu

(Alemania), Purgueira (Portugal), dand barri o habel meluk (Arabia), kananana,

parvataranda (Sanskrit), bagbherenda, jangliarandi, safed arand o ratanjyoti (India),

coquillo o tempate (Costa Rica), purgeernoot (Dinamarca), fagiola d´India (Italia), tabani

(Senegal), pourghére, pignon d´Inde (Francia), mupuluka (Angola), butuje (Nigeria),

makaen (Tanzania), tártago (Puerto Rico), mundubi-assu (Brasil), piñol (Perú) y piñón

(Guatemala) (Makkar y Becker, 1999).

Cuadro 1. Descripción taxonómica de la planta Jatropha curcas.

Reino Plantae

División Magnoliophyta

Clase Magnoliopsida

Subclase Rosidae

Orden Euphorbiales

Familia Euphorbiaceae

Género Jatropha

Especie Curcas

Nombre científico Jatropha curcas L.

6

Descripción botánica

El árbol de piñoncillo muestra un crecimiento rápido en regiones tropicales así

como en áreas pedregosas, poco fértiles y con bajo contenido de nutrientes, con

temperaturas entre 18º y 34ºC. Puede tener hasta dos épocas de floración y fructificación

por ciclo anual (Heller, 1996; Makkar et al., 1997).

La Jatropha curcas es un árbol pequeño que llega a medir entre 3-8 metros de altura

y cuyo tronco mide entre 14 y 18 cm de diámetro, la corteza es escamosa de color pardo

claro. Las ramas tienen de 3-5 cm de diámetro, de color verde claro y grisáceo y contienen

látex blanquecino con sabor amargo. Las hojas alternas con tres lóbulos cortos y peciolados

tienen 6 cm de longitud y 15 cm de ancho (Martínez, 2006).

La planta es monógama y las flores son unisexuales de color amarillas o amarillo –

verdosas; ocasionalmente se encuentran flores hermafroditas (Martínez, 2006). El proceso

de polinización se lleva a cabo en las flores, una vez realizada se forma un fruto triocular

elipsoidal en el que permanece el mesocarpio hasta que la semilla esta madura. El fruto es

una cápsula con tres semillas que miden 4-5 cm de longitud y 3-4 cm de ancho, es de color

verde cuando está inmaduro y posteriormente presenta una coloración amarilla. Las

semillas son blancas y presentan testa oscura, son de forma elipsoidal, de 2 cm de largo, su

peso constituye un 65% de la masa total de la semilla; tiene una forma muy peculiar

(Heller, 1996). Estudios anteriores han sugerido dos variedades de Jatropha curcas, una

con semillas tóxicas, las cuales han registrado intoxicaciones accidentales en humanos por

la ingestión del aceite de semillas debido a la presencia de ésteres de forbol principalmente

y otros factores antinutritivos o tóxicos; la segunda variedad se considera con semillas no

tóxicas (Makkar et al., 1997). En los Estados de Veracruz y Quintana Roo se ha reportado

la existencia de variedades no tóxicas, las cuales son usadas para la preparación de platillos

tradicionales (Makkar y Becker., 1999). Las partes principales de la planta se ilustran en la

figura 1.

7

Figura 1. Partes importantes de la planta de Jatropha curcas.

Origen y distribución

El piñoncillo (Jatropha curcas) se considera que es nativo de México y países de

América Central (Makkar y Becker, 1999) como Belice, Costa Rica, El Salvador,

Guatemala, Honduras, Nicaragua y Panamá; sin embargo debido al potencial industrial que

dicha planta ha demostrado, actualmente es cultivada en muchos regiones tropicales del Sur

de América como Argentina, Bolivia, Brasil, Colombia, Ecuador y las islas Galápagos,

Paraguay, Perú y Venezuela; en el caribe se le encuentra en : Bahamas, Cuba, Dominica,

Republica Dominicana, Haití, Puerto Rico, Saint Lucia, Sto. Domingo, St. Croix y

Trinidad. Su distribución geográfica en forma silvestre o cultivada se ha extendido a otros

países como Estados Unidos, Inglaterra, Portugal y países de África y Asia (figura 2),

(Heller, 1996; Schmook y Serralta., 1997). El establecimiento de plantaciones en diversos

países es de vital importancia para el desarrollo de éstos, ya que uno de los principales

objetivos es la obtención del aceite de Jatropha curcas (Grimm, 1999).

8

Figura 2. Distribución a nivel mundial de la planta de Jatropha curcas

En México se localiza principalmente en los estados de Sonora, Sinaloa, Oaxaca,

Quintana Roo, Yucatán, Tamaulipas, Puebla, Veracruz y Morelos (Makkar y et al., 1998),

Chiapas, Durango, Edo. De México, Guerrero, Hidalgo, Jalisco, Michoacán, Nayarit, San

Luis Potosí, Tabasco, Zacatecas.

Valor nutritivo de la semilla de J. curcas

Factores nutritivos

La planta del piñoncillo ha demostrado tener muchas ventajas nutrimentales, por lo

que en la actualidad es cultivada en diversos países y ha sido objeto de numerosos estudios

para el aprovechamiento de su proteína y aceite, (Martinez, 2006). Las semillas de Jatropha

curcas “tóxicas” y “no tóxicas” son una fuente importante de proteína disponible y aceite.

En semillas tóxicas como no tóxicas provenientes de Papantla, México se han reportado

resultados hasta de 63.8% de proteína cruda (Makkar et al., 1998).

Su composición de aminoácidos esenciales cubre los requerimientos establecidos

por la Organización para la Alimentación y la Agricultura (FAO), excepto la lisina y la

treonina que serían los reactivos limitantes (Heller, 1996; Makkar et al., 1997).

Estudios realizados por Makkar et al., (1997) con semillas de diferentes partes del

mundo reportan variaciones en los contenidos de proteína cruda (19-31%), lípidos (43-

59%), fibra (3.5-6.1%) y ceniza (3.4-5%). Los resultados provenientes de diversas

investigaciones sugieren que las semillas de Jatropha curcas provenientes de plantas “no

9

tóxicas” pueden ser una buena fuente de proteína tanto para el ganado como para los

humanos.

Factores no nutritivos

Las plantas que producen semillas ricas en suplementos energéticos, usualmente

sintetizan y acumulan como respuesta al ataque de plagas compuestos potentes de defensa

química. Estos se encuentran en muchos granos de leguminosas, oleaginosas y ciertos

cereales, a estas sustancias se les conocen como factores no nutritivos y son elemplos

fitatos, lectinas, taninos, glucósidos cianogénicos, saponinas, inhibidores de tripsina,

glucósidos de pirimidina, alcaloides, isoflavonas y ésteres de forbol, entre otros (Martínez,

20006). También es común encontrarlos en alimentos como cacao, plátano, sorgo, té,

nueces amargas y frijoles (Delgado, 1999). Algunos compuestos de defensa en las plantas

pueden ser de toxicidad aguda tales como algunas lectinas y glucósidos cianogénicos; de

sabor desagradable como las saponinas, taninos o alcaloides amargos; los fitatos son no

nutritivos y reducen el crecimiento y el bienestar del consumidor por la formación de

complejos con nutrientes; por inhibición metabólica como es el caso de glucósoidos

cianogénicos, isoflavonas, alcaloides o por reducción de la digestión que puede ser

provocado por inhibidores de tripsina, lectinas u oligosacaridos (Martínez, 2006). Aun

cuando muchas plantas son fuente importante de nutrimentos, su eficiencia alimenticia está

afectada por el contenido de compuestos antinutricios y de tóxicos naturales cuya severidad

de efectos va de una simple irritación dérmica hasta provocar la muerte. Las

concentraciones de estas sustancias dependen de diferentes factores tales como condiciones

climatológicas, variedad, parte de la planta, época de recolección, método de

procesamiento, entre otros (Gamboa, 1999).

Estudios toxicológicos sugieren que algunas plantas consideradas como “no

tóxicas” podrían contener trazas de ésteres de forbol y otros antinutrientes (Makkar et al.,

1997).

El estudio de semillas de Jatropha curcas de diferentes países (Makkar et al., 1997),

reporta la presencia de factores no nutritivos como inhibidores de tripsina (18.4-27.5 mg/ml

IT), saponinas (1.8-3.4 % como diosgenina), lectinas (0.85-6.85, cantidad mínima de

muestra en miligramos la cual produce aglutinación), fitatos (6.2-10.1% como ácido fítico);

10

respecto a los ésteres de forbol se encontraron entre 0.87-3.32 mg/g. Las semillas

provenientes del Estado de Veracruz, México dieron resultados de 1.02 mg/g, mientras que

en las de Papantla, México no se detectaron estos metabolitos. En semillas consideradas

como no tóxicas provenientes de los Estados de Puebla, Veracruz y Yucatán se han

encontrado menos de 0.11mg/g de ésteres de forbol (Makkar et al., 1997).

Fitatos

Son compuestos no nutritivos que reducen el crecimiento y el bienestar del

consumidor por la formación de complejos con nutrientes (Enneking y Wink, 2000). El

consumo de alimentos ricos en fitatos ha sido relacionado con una reducción de la

biodisponibilidad de proteínas y minerales, y en consecuencia influye en el valor nutritivo

de los alimentos (Sotelo et al., 2002), tal es el caso del hierro presente en muchas

leguminosas reduciendo cuadros de anemia ferropriva. Otros metales como el cobre, zinc,

magnesio y calcio pueden ser capturados por este compuesto impidiendo su absorción e

incrementando la de otros metales tóxicos como el aluminio (Colomé et al., 1993). El

ácido fítico (mio-inositol hexaquisfosfato IP6) es abundante en semillas de cereales y

leguminosas, contribuyendo cerca del 1-7% de su peso seco. Estudios en animales

demuestran que el ácido fítico exhibe propiedades antineoplásicas en cáncer de mama,

hígado, colon, próstata, sarcoma, leucemia y piel (Martínez, 2006).

Taninos

Los taninos son polifenoles que inhiben la absorción intestinal de los aminoácidos y

se cree que reducen la actividad de enzimas proteolíticas (Colomé et al., 1993). Estos

compuestos se encuentran con frecuencia en las plantas y constituyen el grupo más

importante de los metabolitos secundarios involucrados en la defensa de la planta. Otros

efectos antinutritivos se manifiestan por una mayor excreción de nitrógeno fecal lo que

supone una disminución del valor biológico de las proteínas debido en gran parte a su

interferencia en la utilización digestiva de las mismas (Gamboa, 1999). La actividad

antinutricia también puede manifestarse por la capacidad que tienen de asociarse con iones

di y trivalentes. Se ha demostrado que la ingestión disminuye la disponibilidad del hierro de

los alimentos y aumenta la excreción de calcio (Delgado, 1999). El remojo y la cocción

11

extraen una proporción importante de los mismos presentes en el grano. Sin embargo, de

acuerdo a la sensibilidad del individuo pueden presentarse efectos y atendiendo a los

hábitos alimentarios puede incurrirse en malas prácticas alimentarias (Colomé et al., 1993).

La cantidad considerada de estos factores permisibles para el cuerpo humano es hasta de un

5% ó 100 mg diarios (Velsid, 2006).

Glucósidos cianogénicos

Los glucósidos cianogénicos son tóxicos naturales de amplia distribución en el reino

vegetal, existen alimentos de consumo muy difundido que contienen ácido cianhídrico en

forma de glucósidos cianogénicos, están presentes en semillas de almendras amargas, en

cereales como el sorgo, en tubérculos como la yuca y en algunas leguminosas (Delgado,

1999). El ácido cianhídrico es un producto de hidrólisis de los glucósidos cianogénicos, el

cual puede pasar a tiocianato por acción de las rodanasas (tiosulfato sulfotransferasa). El

cianuro liberado es el responsable de la acción tóxica de estos metabolitos, considerándose

el tiocianato formado como un producto de detoxificación, ya que su acción es 3200 veces

menor que el cianuro (Colomé et al,, 1993). Es difícil predecir la dimensión del

envenenamiento debido a que la sensibilidad al HCN en los individuos es variable entre 1-

30 mg/Kg de peso corporal. Colomé et al., (1993) reportan que el rango aceptable para

seres humanos es de 210-310 mg/100g. La intoxicación por HCN se produce al bloquear el

anión cianuro a la fotocromo oxidasa produciendo la muerte por anorexia al impedir la

respiración celular (Erosa, 2003).

Ésteres de forbol

Algunas especies del género Jatropha como J. curcas, J. multificada y J.

macrorhiza son citadas como causantes de intoxicaciones accidentales pues se les considera

fuente de ciertas clases de diterpenos. Tal es el caso de los ésteres de forbol que tienen

como estructura fundamental al tigliano, un diterpeno tetracíclico (figura 3). Los ésteres de

forbol son una clase de productos naturales ampliamente distribuidos en las familias

Euphorbiaceae y Thymelaeceae (Martínez, 2006).

12

H

OH

HO

OH

H

H

OH

OHO

Figura 3. Estructura base tetracíclica del tigliano. Éster de forbol 12-deoxi-16-hidroxiforbol

(Martínez, 2006)

Los efectos biológicos atribuidos a estos metabolitos son la iniciación tumoral,

proliferación celular, activación de plaquetas de la sangre, mitogénesis linfocítica,

inflamación de la piel, producción de prostaglandina y estimulación de la granulación en

neutrófilos (Haas y Mittelbach, 2000). Los síntomas humanos causados por intoxicación

con ésteres de forbol incluyen quemaduras y dolor en boca y garganta, vómito, diarrea,

delirio, contracción muscular, pérdida del equilibrio

y midriasis (Makkar et al., 1997).

Usos

La planta de Jatropha curcas es frecuentemente aplicada en medicina tradicional

(Erosa, 2003). En los Estados de Quintana Roo y Yucatán el látex de la planta es aplicado

de forma externa contra infeccionas bucales y de la piel. Las semillas sirven como purgante

y posee un gran poder abortivo. La planta es utilizada en África y países tropicales como

cerca viva en los campos y zonas áridas para el control de la erosión. En algunos Estados de

la República Mexicana, las semillas de la variedad no tóxica de J. curcas son utilizadas

para la elaboración de platillos tradicionales (Heller, 1996; Henning, 2000).

El aceite también es extensamente usado para dolencias de la piel y para tranquilizar

las dolencias causadas por el reumatismo. En el sector industrial el aceite de semilla se

emplea en la elaboración de jabón, combustible, insecticidas y usos medicinales; la pasta se

usa en fertilizantes y la alimentación; la cáscara de la semilla es empleada como

combustible (Makkar et al., 1997).

13

Por otra parte en el departamento de Biomasa de la Universidad de Nicaragua, se

desarrolló un proceso para la transesterificación del aceite del piñoncillo en éster metílico,

con características similares al combustible Diesel. El

éster metílico de J. curcas es mezclable en cualquier proporción con Diesel, inclusive

puede ser usado como sustituto 100% Diesel. Todos los usos mencionados anteriormente

hacen ver el gran potencial que tiene la planta y en consecuencia la importancia de su

estudio (Martínez, 2006).

OBJETIVOS

Objetivo general

Análisis de factores no nutritivos presentes en las semillas de Jatropha curcas de

plantas con diferentes etapas de crecimiento provenientes de dos Estados de la República

Mexicana,.

Objetivos específicos

1. Adecuar los métodos reportados para la determinación de, fitatos, taninos,

glucósidos cianogénicos y ésteres de forbol en semillas de Jatropha curcas

provenientes de los Estados de Morelos y Puebla.

2. Determinar el contenido de fitatos, taninos, glucósidos cianogénicos en las semillas

provenientes de plantas de diferentes edades y procedencia, así como su contenido

de aceite.

3. Separar los ésteres de forbol y/o sus derivados en los extractos metanólicos de las

semillas.

MATERIAL Y MÉTODOS

Muestras

Las semillas de Jatropha curcas fueron recolectadas en Huitzilán, Puebla y en

Yautepec, Morelos (CEPROBI); pertenecientes a la cosecha de agosto del 2006, excepto

14

las semillas de plantas jóvenes del Estado de Morelos, las cuales fueron colectadas en

marzo del 2007. Estas semillas provienen de plantaciones de dos edades diferentes,

identificadas como P1E1 (Morelos) y P2E1 (Puebla) las de 1-5 años, P2E1 (Morelos) y

P2E2 (Puebla) las de 15-20 años.

DISEÑO EXPERIMENTAL

Para el análisis de resultados se utilizó un diseño por Bloques al Azar considerando

como factor de estudio se tiene las edades de las plantas de las que provinieron las semillas

(entre 1-5 años y 15-20 años) y bloqueando el factor Procedencia, con dos réplicas cada

una. Se tiene dos tratamientos (edades),y dos bloques (procedencia). En el presente diseño

experimental, la variable de respuesta o variable dependiente corresponde al contenido de

factores no nutrimentales cuantificados (contenido de fitatos, taninos y glucósidos

cianogénicos).

Diseño por Bloques al Azar

Tratamientos: Edades: E1, E2

Bloques: Procedencia (Estados): P1, P2

P1: Morelos E1: 1-5 años

P2: Puebla E2: 15-20 años

Unidad experimental: semillas de Jatropha curcas

Variable de respuesta: contenido de antinutrientes

Cuadro 2. Tratamientos, combinaciones del arreglo por bloque al azar.

Edades

Procedencia

E1 E2

P1 P1E1 P1E2

P2 P2E1 P2E2

15

A la harina obtenida se le determinó su contenido de factores no nutritivos: fitatos,

taninos y glucósidos cianogénicos, así como la presencia de ésteres de forbol mediante las

metodologías citadas a :

Tratamiento previo de las semillas

Las semillas se pusieron al Sol hasta que la testa negra que las cubre quede

totalmente seca, para luego retirarla. Posteriormente los granos se pulverizarán con la ayuda

de un mortero con el fin de obtener un polvo fino. La harina obtenida será desgrasada por el

método de Soxhlet (AOAC 1997, Método 920.34), durante 6 horas. La harina ya

desgrasada se pasó por un molino Ciclotec y se tamizó en maya N° 80 con el fin de tener

una harina más fina.

Determinación de fitatos

Se cuantificó el contenido de fitatos en muestras de J. curcas por duplicado

mediante el método colorimétrico de Vaintraub y Lapteva, (Martínez, 2006) adecuado a

ciertas modificaciones:

Recta de estándares:

Se realizó una recta de estándares de fitatos (ácido fítico, Sigma P-8810) a partir de una

solución cuya concentración fue de 160 g/ml, como se muestra a continuación:

g de fitatos ml de solución de fitatos ml de Agua desionizada ml Reactivo de Wade

0 0 3.0 1.0

32 0.2 2.8 1.0

64 0.4 2.6 1.0

96 0.6 2.4 1.0

128 0.8 2.2 1.0

160 1 2 1.0

Los estándares serán leídos a 500 nm.

Extracción de fitatos:

Se pesaron 0.5 g de muestra desgrasada y se añadió 30 ml de HCl 0.2 N. Se

mantuvo la solución en agitación durante 1hr. Posteriormente se centrifugó a 4000 rpm

16

durante 10 minutos. Se separó el sobrenadante. Se tomaron las alícuotas correspondientes

del sobrenadante (muestra) y se procedió de la misma forma que los estándares (Martínez,

2006).

Determinación de taninos

La determinación de taninos en las diferentes semillas se llevó acabo por duplicado

mediante el método ISO 9648: 1988 en sorgo, ISO 950 a 1979. El principio del método se

basa en la extracción de taninos con dimetilformamida.

Preparación de la muestra

Se removió cualquier materia extraña de la muestra (harina de semillas de J. curcas),

se tamizó a través de una malla de 0.5 mm. Se realizó el análisis inmediatamente, ya que

en los productos triturados los taninos se oxidan rápidamente.

Determinación

Se pesó lo más exacto posible 1 g de la muestra en un tubo de centrífuga y se agregó 25 ml

de solución de dimetilformamida al 75% v/v. Se tapó el tubo herméticamente y se mantuvo

en agitación durante 1 hr. Posteriormente se centrifugó a 2500 rpm durante 15 min.

Una vez centrifugada la muestra se extrajo 1 ml del sobrenadante y se deposita en un tubo

de ensayo (tubo A), se añadió 6 ml de agua destilada y 1 ml de solución amoniacal al 0.8%

v/v. y se agitó en un vortex.

En un segundo tubo de ensayo (tubo B) se añadió 1 ml del sobrenadante, 5 ml de agua

destilada y 1 ml de solución de citrato férrico, dicha solución debe ser preparada 24 horas

antes de ser utilizada y el contenido de hierro debe estar entre 17-20% (m/m); se mezcló.

Posteriormente se añadió 1 ml de la solución amoniacal 0.8% v/v y agitó en un vortex.

Se transfirió las soluciones a una celda de medición y se leyó en un espectrofotómetro a

525 nm después de 10 min. El resultado fue la diferencia entre las absorbancias.

Recta de calibración

Para la preparación de los estándares de la recta de calibración se prepararon 6

matraces volumétricos de 25 ml cuyas concentraciones fueron de 0, 0.1, 0.2, 0.3, 0.4 y 0.5

mg/ml de ácido tánico

17

En tubos de ensayo previamente marcados se transfirió 1 ml de cada una de las soluciones

anteriores y se añadieron 5 ml de agua destilada y 1 ml de la solución de citrato férrico se

agitó por unos segundos con la ayuda de un vortex. Posteriormente se añadió a cada tubo 1

ml de la solución amoniacal al 0.8% v/v y se agitó nuevamente. Las soluciones anteriores

se dejaron reposar por 10 min. y se transfirieron a celdas de medición para leer las

absorbancias en el espectrofotómetro a 525 nm. Como blanco se utilizó agua destilada.

Determinación de glucósidos cianogénicos

Se determinó el contenido de glucósidos cianogénicos en las semillas de J.curcas

provenientes de los Estados ya mencionados (por duplicado), mediante el método con

yoduro –nitrato de plata (AOAC, 1990), con algunas modificaciones. El fundamento del

método consiste en la titulación alcalina de CN-, obteniéndose en medio alcalino de la

muestra a evaluar con arrastre de vapor.

Se pesaron 10 g de harina de J. curcas y se colocaron en un matraz Erlenmeyer de 2 litros,

se añadió 200 de agua destilada y se mantuvo en agitación constante por 1 hr.

Posteriormente a la agitación, se añadió 150 ml de agua y unas cuantas perlas de ebullición.

Se colocó el matraz con la muestra al equipo de destilación por arrastre de vapor

introduciendo el extremo de la salida del condensador en un matraz que contenga 30 ml de

NaOH al 2.5% p/v, para neutralizar el ácido cianhídrico el cual es altamente tóxico. Se

colectaron 150 ml del destilado, incluyendo los 30 ml del NaOH. El destilado obtenido se

transfirió a un matraz aforado de 250 ml y se aforó con agua destilada. De esta solución se

tomó 100 ml y se vertió en un matraz Erlenmeyer de 250 ml, operación que deberá

realizarse por duplicado. A cada matraz se añadió 8 ml de hidróxido de amonio 6 N, 2 ml

de yoduro de potasio recientemente preparado; y 10 gotas de rodamina al 0.02%. Se

titularon las muestras con una solución de nitrato de plata 0.02 N, hasta el vire a color

salmón. Los resultados se expresaron como mg de ácido cianhídrico por 100 g de muestra.

18

Determinación de ésteres de forbol o derivados

La extracción de los ésteres de forbol se realizó mediante la metodología propuesta

por Makkar et al., (1997), sometida a ciertas modificaciones, la cual se cita a continuación:

Extracción de ésteres de forbol

En tubos Falcón se pesaron 2 g de harina desengrasada y se le agregó 15 ml de metanol

(por duplicado). Dicha mezcla se puso en agitación por 20 minutos y posteriormente se

centrifugó a 4500 rpm por 10 min., para separar el sobrenadante. Se colectó el sobrenadante

en matraces redondos. Se repitió el paso anterior (3 veces) con el residuo de la harina (15

ml metanol, mezclar, centrifugar). El sobrenadante colectado en el matraz se concentró con

rotavapor a 55°C, con bomba de alto vacío. La evaporación se detuvo en una etapa de

pasta, no a sequedad completa.

Se transfirió el concentrado a tubos Becman. Se lavó el matraz con 2 ml de metanol y se

sometió a sonicación. Los lavados y la sonicación se continuaron hasta que el matraz quedó

limpio sin sobrepasar los 15 ml (lavado con metanol). Después de cada sonicación se pasa

el metanol de lavado a los tubos Beckman.

Se dejarán los tubos en la campana de extracción con la finalidad de que se evapore el

metanol hasta que quede aproximadamente 5 ml de éste. Posteriormente se pusieron los

tubos a centrifugar a 10,000 rpm durante 15 min. A continuación el sobrenadante fue

centrifugado a 12,000 rpm por 15 min a 4°C y depositado en tubos eppendorff (Makkar et

al., 1997).

Para la separación de los componentes de los extractos metanólicos se empleó

cromatografía en capa fina bajo elusión monodimensional, TLC, (Thin Layer

Chromatography, por sus siglas en ingles), aplicando alícuotas de 80 l del extracto

orgánico de cada una de las muestras que serían separadas en placas de sílica gel G 60

Merck de 10 x 10 cm. El eluyente utilizado se preparó mezclando metanol-cloroformo-

ácido acético en relación 3:2:1 vol/vol. Una vez que el frente de avance alcanzó 8 cm de

altura se suspendió el desarrollo cromatográfico, se escurrió el exceso de solvente y se dejó

evaporar el remanente a temperatura ambiente. Ya secas las placas se revelaron con vapores

de yodo y se midieron los Rfs (coeficientes de avance que resulta del cociente de la

distancia recorrida por el analito en relación a la del eluyente) de las manchas.

Posteriormente, cada una de las manchas fueron delimitadas con lápiz y humedecidas con

19

agua destilada con ayuda de una pipeta Pasteur para luego rasparlas con una microespátula

y el polvo obtenido fue depositado en eppendorfs para su posterior re-extracción con 1 ml

de metanol, en cada caso, vorteando el contenido por 20 seg para luego centrifugar a 3000

rpm durante 2 min. Los sobrenadantes de cada eppendoref se trasvasaron a tubos de ensayo

de 13 x 100 mm, y se repitió este mismo procedimiento hasta 3 veces para asegurar una

adecuada extracción.

Los re-extractos obtenidos se analizaron por espectroscopia en la región ultravioleta usando

un espectrofotómetro UV-Vis-1700 Shimadsu, se empleó un control positivo un extracto de

semillas considerada como tóxica procedente de Coatzacoalcos, Veracruz. Para seleccionar

la región de longitudes de onda () analítica más adecuada se tomó como referencia la

estructura de un éster de forbol (figura 1) ya identificado (Wink, et al., 2000).. Para estimar

las longitudes de onda de máxima absorción (max) se utilizaron las reglas de correlación de

Woodward-Fieser relativas a las transiciones de electrones Pi ( *) teóricas (Silverstein,

et al., 1991). Los cromóforos mostrados en la figura 4 dieron los siguientes valores de max;

A = 257 nm, B = 236 nm, y C = 222nm. Era de esperarse que si la estructura de los

compuestos separados por TLC presentaban los mencionados cromóforos se obtendrían

bandas de absorción en o próximas a las teóricas calculadas.

O

H3C OH

HO

OH

H3C

O O

OCH3

O

AA

BB

CC

Figura 4. Estructura molecular de un éster de forbol (tomado de Wink et al.,

2000). En A se muestra un cromóforo polieno conjugado, en B un núcleo de enóna

disustituida en y , y en C un dieno conjugado.

20

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Fitatos, taninos y glucócidos cianogénicos

El cuadro 3 muestra la composición factores no nutritivos obtenida de las semillas

analizadas. El contenido de fitatos fue 2.03-3.73% (como equivalente de ácido fítico),

cantidad inferior al 6.2-10.1% reportado por Makkar et al. (1997) encontrado en especies

similares de plantas procedentes de diferentes partes del mundo. Estos metabolitos son

considerados como antinutrientes debido a que reducen el crecimiento y el bienestar del

consumidor por la formación de complejos que entorpecen el metabolismo alimenticio

(Enneking y Wink, 2000). Además el consumo de alimentos ricos en fitatos ha sido

relacionado con una reducción de la biodisponibilidad de proteínas y minerales. La

determinación de taninos dio como resultado 0.44-0.51% (como equivalente de ácido

tánico) y puesto que se ha mencionado que la cantidad permisible para el humano es hasta

un 5% (Velsid, 2006), por lo que esta cantidad no parece ser en principio perjudicial. Sin

embargo, en comparación con otras plantas de consumo humano (leguminosas, por

ejemplo) dicho porcentaje resulta elevado. Los taninos inhiben la absorción intestinal de

aminoácidos y se cree que reducen la actividad de enzimas proteolíticas (Colomé et al.,

1993). El análisis de varianza mostró que no hay diferencia estadística para el caso de

fitatos y taninos. Por otro lado, el contenido de glucócidos cianogénicos osciló de 2.69 a

5.04 mg/100 g, Estos se consideran tóxicos naturales debido al ácido cianhídrico liberado

como producto de la hidrólisis de éstos metabolitos. Con todo, la cantidad encontrada de

estos se puede considerar baja ya que se ha reportado que el rango aceptable para seres

humanos es de 210-310 mg/100g (Colomé et al., 1993). Comparativamente, la cantidad de

taninos, fitatos y glucósidos cianogénicos encontrados en las semillas provenientes de

estado de Morelos de árboles de 1 a 5 años fue mayor a las otras semillas, en tanto que el

no se encontraron glucósidos cianogénicos en las muestras de árboles de 15 a 20 años de la

misma procedencia. El análisis de varianza mostró diferencia significativa en la muestra

P1E2 la que no se detectó glucósidos para un coeficiente de confianza del 95%.

21

Cuadro 3. Composición no nutricional de semillas provenientes de Morelos y Puebla

Semillas Fitatosa

(%)

Taninosb

(%)

G. cianogénicos

(mg/100g)

P1E1 (Morelos 1-5) 3.73 0.51 5.04

P1E2 (Morelos15-20) 2.03 0.51 N.D.

P2E1 (Puebla1-5) 2.25 0.44 2.69

P2E2 (Puebla15-20) 2.52 0.49 2.69

acomo equivalente de ácido fítico,

bcomo equivalente de ácido tánico, N.D. no detectado

Esteres de Forbol

La característica polar de los componentes presentes en los extractos aplicados en la

TLC permitió la separación de dos zonas claramente diferenciadas en la cromatoplaca

(figura 5). La mancha simple que aparece con un Rf 0,2 está presente en las muestras

toxica, P1E1, P2E1, y P2E2 de los carriles 1, 2, 3 y 5 respectivamente, pero ausente en la

muestra P1E2 (carril 4) que corresponde al extracto de las semillas provenientes de la

muestra de 15-20 años del Estado de Morelos. Las manchas compuestas de tres regiones

con Rfs 0,73, 0,85 y 1, aparecen en todos los carriles. También es posible observar que la

mancha con Rf 0,2 de la muestra P2E2 presenta menor densidad que sus homólogas

correspondientes a los demás extractos, lo que sugiere que la sustancia revelada tendría

menor proporción en ésta comparado con las otras manchas.

Frente de avance

Punto de aplicación

Carriles 11 22 33 44 55

Mancha compuesta

Mancha simple 00,,22 00,,22 00,,22 00,,22

00,,7733 00,,7733 00,,7733 00,,7722

00,,7744

00,,8855 00,,8855 00,,8855 00,,8855 00,,8855

11 11,,11 11,,11

11 11

Figura 5. Cromatoplaca de silica G 60 eluida con una mezcla de Clf4-MeOH-AcOH

(3:2:1) y revelada con vapores de yodo. El orden de aplicación de los extractos orgánicos

(80 l en todos los casos) se indica por el número de los carriles; 1/Tóxica, 2/P1E1,

3/P2E1, 4/P1E2, 5/P2E2. La mancha simple del carril 5 presenta densidad aparentemente

menor que sus homólogas, y está ausente en el carril 4 correspondiente al extracto de

semillas de árboles de 15-20 años de Morelos.

22

En la figura 4 se marcan tres secciones (A, B y C) de un éster de forbol que

representan 3 cromóforos con electrones Pi () capaces de absorber en la región del

ultravioleta medio.

En los espectros de los re-extractos (figura 6), se observa que las longitudes de onda

en los máximos de absorción son muy similares en su posición pero difieren en su

intensidad tanto en las manchas simples como en las compuestas. El orden de intensidades

para los picos de los espectros diferenciados con la letra C a 288 2 nm es el siguiente:

tóxica C > P1E1 C > P2E1 C > P1E2 C > P2E2 C. Para los picos con max 355 4 nm

también se observan diferencias en las intensidades de absorción; tóxica C > P1E1 C >

P1E2 C > P2E1 C> P2E2 C. Por otra parte, la muestra P1E2 no presentó mancha simple

en la TLC. En cuanto a los picos con max 222 1 y 205 1, se encontró importante

diferencia en la muestra P2E2, la cual solamente muestra un pico con max = 224,4 nm de

muy baja intensidad de absorción ( 1), lo que ocasiona que aparezca el espectro de

absorción del metanol utilizado como solvente, aunado a la ausencia del pico con max

205 nm. Los cálculos de correlación fueron consistentes con los max teóricos para

cromóforos diénicos sustituidos, tipo enona y dieno conjugado, fundamentalmente este

último (max Calc. 222 nm Vs max Exper. 222 1), sin embargo, es posible que se

encuentren como un sistema multicomponente ensanchando el pico en el intervalo 200-250

nm del espectro obtenido, lo cual dificulta su identificación inequívoca. Los resultados

obtenidos por TLC y espectroscopia UV, sugieren que los ésteres de forbol y/o sus

derivados contenidos en las semillas de las muestras analizadas presentan estructuras

similares, y que a medida que el árbol envejece estos compuestos sufren modificaciones

químicas en sus constituyentes que pudieran dar lugar a compuestos menos tóxicos. Esta

interpretación se fundamenta en el hecho de que la muestra P1E2 proveniente de árboles de

más de 15 años es consumida en el Estado de Morelos y no se reportó con información que

precise su posible efecto tóxico. De aquí, que coincidentemente los extractos de las semillas

del árbol de puebla con mas de 15 años de edad presenta descomposición o modificaciones

de los compuestos extraídos de la mancha simple obtenida en las placas de TLC, siendo

además la de menor intensidad, a diferencia de las otras muestra obtenidas de árboles

jóvenes cuyo patrón cromatográfico y espectro de absorción son muy similares al control

de toxicidad positiva procedente de Coatzacoalcos, Veracruz.

23

Contenido de aceite

Aprovechando que las muestras tenían que pasar por un proceso de desgrasado para

ser analizadas se determinó el contenido de aceite en las mismas. En el cuadro 4 puede

observarse que las muestras del Estado de Puebla contienen un mayor porcentaje de aceite

comparado con las muestras del Estado de Morelos. Cabe mencionar que estos resultados

están dentro de los resultados citados por Makkar et al., 1997 ya que estos registran que en

plantas de diferentes partes del mundo el contenido de aceite es entre 48-60%.

Tóxica C

Tóxica S

P1E1 C

P1E1 S

P2E1 C

P2E1 S

359,2

289,4

223,8

358,2

228

222,8

289,8

205,8 204,6

221,4

205,2

355,6

228,6

289,2

222

P2E2 C

358

288,8

229,4

Banda atribuida

al MeOH

224,4 P1E2 C P2E2 S 222,6

358

287,8

nm

Abs

Figura 6. Espectros de absorción obtenidos en el intervalo de 200-400 nm. Se aprecian

diferencias importantes en la intensidad de absorción a 288 2 nm y 355 4 nm en las

muestras marcadas con C. Para las muestras marcadas con S el dato mas relevante es la

posición, forma e intensidad del pico a 224,4 nm de la muestra P2E2 S (15-20 años

proveniente de Puebla), ausente en la muestra P1E2 C (15-20 años proveniente de

Morelos), aunado a la menor intensidad de los picos en el espectro de esta última muestra.

24

Cuadro 4. .Porcentaje de aceite en las muestras analizadas.

CONCLUSIONES

Los resultados obtenidos muestran que las semillas de Jatropha curcas estudiadas

contienen factores no nutritivos los cuales disminuyen su valor nutrimental, y

aunque la cantidad obtenida de estos compuestos es relativamente inferior a la

reportada de riesgo para la salud, no deberían consumirse hasta tener la seguridad

científica de su completa inocuidad.

El análisis por TLC da cuenta de 2 diferentes zonas en donde se revelaron manchas

presumiblemente constituidas por ésteres de forbol o sus derivados. En las manchas

con Rfs 0,2 se aprecia homogeneidad que da indicio de un solo compuesto, en

tanto que las manchas compuestas hay presumiblemente 3 compuestos principales

observables por sus diferentes valores de Rf.

Los espectros de absorción obtenidos con los extractos de las manchas compuestas

son muy similares entre sí, lo que da indicios de estar constituidas por los mismos

compuestos químicos.

Las semillas provenientes de árboles de 15-20 años muestras importantes

diferencias en los espectros con relación a las semillas de árboles de 1-5 años.

Semillas % de aceite

P1E1 (Morelos 1-5) 48%

P1E2 (Morelos15-20) 50%

P2E1 (Puebla1-5) 55%

P2E2 (Puebla15-20) 55%

25

El patrón cromatográfico y el espectro de absorción de los extractos de semillas

utilizadas como referencia tóxica son muy similares a los correspondientes de los

árboles de 1-5 años.

Los datos de correlación teórica de longitudes de onda de la absorción de los

cromóforos poliénicos, enónicos y dienos conjugados son consistentes con los

espectros obtenidos.

Recomendaciones

Realizar el análisis para la determinación estructural de los ésteres de forbol

constituyentes de los extractos para confirmar similitudes y diferencias que pudieran

explicar la toxicidad en estas semillas.

Llevar a cabo pruebas cuantitativas para establecer el porcentaje de cada uno de los

constituyentes forbólicos de los extractos de semillas de Jatropha curcas

procedentes de árboles jóvenes y viejos.

Ensayar cromatografía bidimensional preparativa con eluyentes de diferente

polaridad para separar los componentes de las manchas compuestas y determinar

por separado sus espectros de absorción con el fin de identificar a los cromóforos

constituyentes.

26

REFERENCIAS

1. A.O.A.C. Official Methods of Analysis Association of Official Analytical Chemists.

Washington DC. 1990.

2. A.O.A.C. Official Methods of Analysis Association of Official Analytical Chemists.

Washington DC. 1997.

3. Colomé, C.; Bilbao T.; Ledesma, L y Zumárraga, R. 1993. Evaluación preliminar de

algunos tóxicos naturales en leguminosas de mayor consumo en el Estado de

Yucatán. Tecnología de Alimentos 28(4):8-13.

4. Delgado, M.A. 1999. Tesis para el título de Maestro en Ciencias:Evaluación de la

calidad proteica y factores antinutricios a productos procesados de Canavalia

ensiformis . Facultad de Ingeniería Química. Unidad de Posgrado e Investigación.

Maestría en Ciencia y Tecnología de Alimentos. UADY. Pps. 6-13.

5. Determinación del contenido de taninos. ISO 9648: 1988 en sorgo, ISO 950 a 1979

CEREALES MUESTREO (COMO GRANOS).

6. Enneking, D. y Wink, M., 2000. Towards the elimination of anti-nutritional factors

in grain legumes. R Knight (ed.) Linking Research and Marketing Opportunities for

pulses in the 21st Century, pp 671-683. Kluwer Academic Publisher. Netherlands.

7. Erosa, G.J. 2003. Tesis de Licenciatura: Identificación de metabolitos con actividad

antioxidante en hojas de J. gaumeri GREENM. Facultad de Ingeniería Química,

UADY. Pps. 1, 2, 12-14.

8. Gamboa, M.A. 1999. Tesis para el título de Maestro en Ciencias: Tóxicos naturales

y factores antinutricios de la Vigna unguiculata y Phaseolus lunatus consumida en

Yucatán. Facultad de Ingeniería Química. Unidad de Posgrado e Investigación.

Maestría en Ciencia y Tecnología de Alimentos. UADY. Pps.14-27.

9. Grimm, C., 1999. Evaluation of damage to physic nut (Jatropha curcas) by true

bugs. Entomologia experimentalis et applicata 92: 127-136.

10. Haas W., y Mittelbach M. 2002. Detoxification experiments with seed oil from

Jatropha curcas L. Industrial Crops and Products. Pps. 12, 111-118.

11. Heller J. 1996. Physic nut Jatropha curcas L. Promoting the conservation and use of

underutilized and neglected crops. Institute of Plant Genetics and Crop Plant

27

Reserach, Gatersleben/International Plant Genetic resources Institute, Rome.

Disponible en:

http://www.pncta.com.mx/pages/pncta_investigaciones_03h.asp?page=03e11.

12. Henning R.K. 2002. Using the indigenous knowledge of Jatropha. IKNotes,

Knowledge and Learning Center, África Region, World Bank, Washington, D.C.

Pps. 2,3.

13. Kosenko, L.V. 2002. Comparative characteristics of carbohidrate binding by lectins

from Broad Bean, Pea, Common Vetch, and Lentil seeds. Russian Journal of Plant

Physiology, Vol. 49, No. 5, 2002, Pps. 641-646.

14. Makkar H.P.S. y Becker K, 1999. Nutritional studies on rats and fish (carp Cyprinus

carpio) fed diets containing and heated Jatropha curcas meal of a non-toxic

provenance. Plant Food for Human Nutrition 53: 183-192.

15. Makkar H.P.S. y Becker K (1999). Potential of J. curcas seed meal as a protein

supplement to livestoch feed, contraintas to its utilization annd possible strategies to

overcome contraints. En: Biofuels and Industries products from Jatropha curcas.

Proceedings from a symposium held in Managua, Nicaragua, February 1997. (eds.

Gubitz G.M., Mittelbach., Trabi M.) Technical University of Graz, Graz, Australia.

Pps. 190-205.

16. Makkar H.P.S.; Becker K. y Schmook., 1998. Edible provenancs of Jatropha curcas

from Quintana Roo stateof Mexico and effect of roasting on antinutrient and toxic

factors in seeds. Plant Food for Human Nutrition 52: 31-36.

17. Makkar H.P.S.; Becker K., Sporer F. y Wink M., 1997. Studies on nutritive

potential and toxic constituents of different provenances of Jatropha curcas. J.

Agric Food Chem. 45, 3152-3157.

18. Martínez J. 2006. Tesis de doctorado: Caracterización Genético, Nutricional y No

nutricional de Jatropha curcas L. de México. Escuela Nacional de Ciencias

Biológicas. Instituto Politécnico Nacional.

19. Patrick H. K.; Ngai, T.B. Ng. 2006. A lectin with antifungal and mitogenic activities

from red cluster pepper (Capsicum frutescens) seeds. Biotechnologically relevant

enzymes and proteins. Appl Microbiol Biotechnol (2007) 74:366-371.

28

20. Schmook, B.; Serralta-Peraza, L. 1997. Jatropha curcas: Distributi and uses in the

Yucatán Pinsula of México. In: Biofuels and industrial products from Jatropha

curcas. Gubitz, G.M.; Mittelbach, M.; Trabi, M. Eds. DBV Graz. Pps. 53-57.

21. Sotelo, A.; Mendoza J.; Argote, R.M. 2002. Contenido de ácido fítico en algunos

alimentos crudos y procesados. Validación de un método colorimétrico. Facultad de

Química. Universidad Autónoma de México. Revista de la Sociedad Química de

México, Vol. 46 Núm. 4 (2002) 301-306.

22. Steinmman V.W., 2000. Diversidad y endemismo de la familia Euphorbiaceae en

México. Acta Botánica Mexicana. Instituto de Ecología A.C. 061: 61-93.

23. VelSid, 2006. Disponible en: http://www.wikilearning.com/16/06/07.

http://www.directoalpaladar.com/2006/06/05-los-taninos-y-sus-efectos-saludables.

24. Wink, M.; Grimm, C.; Koschmieder, F. Sporer, F. y Bergeot, O., 2000.

Sequestration of phorbolesters by the aposematically coloured bug Pachycoris

kluggi (Heteroptera: Scutelleridae) feeding of Jatropha curcas (Euphorbiaceae).

Chemoecology 10: 179-184.

29

CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES

Sept Oc. Nov Dic Ene Feb. Mar Abril May Jun Jul

Búsqueda

Bibliográfica

x

x

x

x

x

x

x

x

x

x

x

Adquisición de

insumos

x

x

x

x

x

x

Adaptación de

Técnicas de

laboratorio:

x

x

* Fitatos

* Taninos

* Glucósidos

* Ésteres de forbol

x

x

x

x

x

Adquisición

de muestras

x

Tratamiento previo

a las muestras

x

x

x

Análisis de muestras/

determinación:

* Contenido de aceite x x x

* Fitatos x x

* Taninos

*Glucósidos

cianogénicos

x

x

* Esteres de forbol x

Interpretación de

resultados

x

x

x

x

Entrega de

resultados y

conclusión

x

Asesores

--------------------------------

Dr. Luis A. Chel Guerrero

Dra. Alma L. Martínez Ayala