micoses superficiais em hiv/aids e caracterizaÇÃo de ... · universidade federal de pernambuco...

IDALINA INÊS FONSÊCA NOGUEIRA CAMBUIM

MICOSES SUPERFICIAIS EM HIV/AIDS E CARACTERIZAÇÃO DE

AGENTES ETIOLÓGICOS QUANTO A VIRULÊNCIA E

SUSCEPTIBILIDADE ANTIFÚNGICA

RECIFE

OUTUBRO/2009

UNIVERSIDADE FEDERAL DE PERNAMBUCO

CENTRO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS

DEPARTAMENTO DE MICOLOGIA

PÓS-GRADUAÇÃO EM BIOLOGIA DE FUNGOS

MICOSES SUPERFICIAIS EM HIV/AIDS E CARACTERIZAÇÃO DE

AGENTES ETIOLÓGICOS QUANTO A VIRULÊNCIA E

SUSCEPTIBILIDADE ANTIFÚNGICA

Idalina Inês Fonsêca Nogueira Cambuim

Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia de Fungos do Departamento de Micologia do Centro de Ciências Biológicas da Universidade Federal de Pernambuco, como parte dos requisitos para a obtenção do título de Doutor em Biologia de Fungos.

Área de Concentração: Micologia aplicada Orientadora: Rejane Pereira Neves Co-orientadora: Ana Lucia F. Porto

RECIFE OUTUBRO/2009

Cambuim, Idalina Inês Fonsêca Nogueira Micoses superficiais em HIV/AIDS e caracterização de agentes etiológicos quanto a virulência e susceptibilidade antifúngica / Idalina Inês Fonseca Nogueira Cambuim. – Recife: O Autor, 2009. 102 folhas: il., graf., tab. Orientadores: Rejane Pereira Neves e Ana Lucia F. Porto. Tese (Doutorado) – Universidade Federal de Pernambuco. Centro

de Ciências Biológicas. Departamento de Micologia. Pós-graduação em Biologia de Fungos, 2009.

Inclui bibliografia e anexo. 1. Dermatomicose 2. Dermatofitos – AIDS (Doença) - Pacientes

3. Antimicóticos I Título. 616.969 CDD(22.ed.) UFPE CCB – 2009- 243

“ Se as conquistas úteis à humanidade vos comovem; se ficais pasmados diante da telegrafia elétrica, da fotografia, da anestesia, e de tantas outras descobertas; se estais

orgulhosos e conscientes da parte que cabe ao vosso país na conquista dessas maravilhas, tomai interesse, eu vos conjuro, por esses recintos sagrados que chamamos de laboratórios. Façais o possível para que eles se multipliquem. Eles representam os

templos do futuro, da riqueza e do bem-estar social. É por intermédio deles que a humanidade melhora e cresce. É neles que o homem aprende a ler os segredos da natureza e da harmonia universal, enquanto as obras do homem são quase sempre

obras de barbárie, de fanatismo e de destruição...”

(Madame Curie, em seu discurso quando da inauguração do Instituto de Radium, em Paris, julho de 1914, início da 1ª Guerra Mundial).

MENSAGEM

A Deus, pelo dom da vida e por ser a base de tudo.

À Lusinete Acioli de Queiroz que desde meu mestrado, passando pelo doutorado, tornou-se

meu maior exemplo, por sua simplicidade, sabedoria e profissionalismo.

DEDICO

AGRADECIMENTOS

Este trabalho foi o meio motivador de uma busca diária por aprendizado, especialização e superação de obstáculos.

Dessa forma, AGRADEÇO especialmente à Dra. Lusinete Acioli de Queiroz minha orientadora (in memoriam), por ter me ajudado de todas as maneiras que alguém pode ser ajudado, ensinando e aconselhando, conforme as cobranças que estes anos de convivência me impuseram me dando força e segurança e acima de tudo, acreditando no meu potencial.

À Dra. Miriam Silveira “diretora do Hospital Correia Picanço” e Dra Marília Delgado “Dermatologista do Hospital Correia Picanço” pela amizade e oportunidade oferecidas, pois sem isso este trabalho não teria sido concluído com tamanho êxito.

Aos pacientes portadores do HIV/AIDS, seres humanos indispensáveis para meu aprimoramento ficam aqui registrados meu respeito, gratidão e reconhecimento de que o progresso da ciência está interligado de forma relevante às vossas existências.

À Professora Dra Rejane Pereira Neves que se tornou minha orientadora, pela acolhida e ajuda na conclusão deste trabalho.

À Professora Dra. Ana Lucia Figueiredo Porto, pela amizade, pelos ensinamentos e ajuda na parte das própolis e lectinas inseridas neste trabalho e principalmente por sua ética profissional.

Agradeço de forma especial à Professora Dra Oliane Maria Correia de Magalhães, que tanto admiro, não somente como professora, mas principalmente pela pessoa que é, por sua ética e seriedade no trato das questões acadêmicas, por todo o carinho, apoio, amizade e experiência profissional transmitidas em cada gesto e palavras de apoio que foram de importância ímpar para conclusão deste trabalho.

Ao Professor Armando Marsden Lacerda Filho pela acolhida ao laboratório de micologia médica, amizade e apoio durante todos esses anos.

À Dra Viviana Giampaoli pelo profissionalismo e amizade bem como a grande ajuda na elaboração da estatística do trabalho.

Às Professoras Dra. Cristina de Sousa-Motta, Dra. Maria José Fernandes, Dra. Débora Maria Massa Lima pela amizade e ajuda na identificação dos fungos filamentosos.

Às Professoras Dra. Elvira Alencar e Dra. Rita de Cássia Carvalho Maia que sempre se mostraram dispostas a ajudar-me no crescimento profissional.

Aos professores das disciplinas cursadas durante o Doutorado em Biologia de Fungos pelos valiosos ensinamentos passados no decorrer de todo curso, quer em sala de aula ou em bancada.

À Dra. Ana Beatriz S. Siqueira e Dr. Bruno Severo Gomes (estes muito mais que desempenhar seus papéis de amigos e profissionais, dividiram comigo os seus conhecimentos).

À Danielle Cerqueira, André Ferraz, Gilmara Araújo, Suani Lemos, Filipe Duarte, Genilda Mendes pelo respeito, amizade e sempre dispostos a ajudar.

À Doutoranda Kedma de Magalhães Lima, pelo respeito, amizade e experiências trocadas.

Ao Dr. Benildo Cavada pelo fornecimento das lectinas e Sheila Abreu (Farma-Necta) pelo fornecimento das própolis que foram de grande importância para elaboração deste trabalho.

Aos órgãos financiadores CNPq, UFPE pelo suporte financeiro e estrutural.

Às Coordenadoras da Pós-Graduaçao Dra. Elaine Malosso e Dra. Leonor Costa Maia, que conduzem de maneira a primar pela excelência do programa.

A todos os funcionários do Departamento de Micologia.

Finalmente agradeço à minha família: meu esposo minha luz e sempre um ombro amigo e protetor, que muitas vezes distante, era presença constante na minha vida. Às minhas filhas Amanda e Danielle que compreenderam minha ausência e muitas vezes davam o máximo para me ajudar “graças a Deus que eu as tenho”. Aos meus queridos netos João Vitor e Mariana que Deus me presenteou e que foram o segredo para minha tranquilidade e paz nos momentos mais difíceis.

Aos meus irmãos Aldo pela correção da língua portuguesa (grande professor), Renato, Fausto e Cristina (guerreiros na vida).

Ao meu pai e minha mãe (in memoriam) por terem me ensinado o verdadeiro caminho da perseverança sempre acreditando que “tudo posso naquilo que creio”.

Às minhas cunhadas Floripes e Angelita pelo apoio em tudo que realizei.

Ao meu querido cunhado Fetimendes Cambuim pelo exemplo de luta e seriedade que sempre copiei.

A todos que me ajudaram direta ou indiretamente no desenvolvimento deste trabalho e principalmente a DEUS por mais essa etapa de VIDA, que com seus intercessores ou “anjos”, sempre me mostrou o melhor caminho a seguir, me guiando em uma trajetória de amadurecimento pessoal e espiritual. Agradeço o conforto, a força, a fé e a coragem em todos os episódios de minha vida, ESPECIALMENTE ESTE.

RESUMO

A incidência de lesões superficiais em HIV/AIDS é freqüente sendo

caracterizada por depressão celular facilitando o aumento da susceptibilidade por

fungos. A patogenicidade destes parece estar relacionada ao crescimento a 37ºC e

produção de enzimas. O insucesso terapêutico e complicações clínicas requerem testes

antifúngicos. Os objetivos deste estudo foram diagnosticar infecções fúngicas

superficiais em HIV/AIDS e caracterizar os agentes quanto à patogenicidade e

susceptibilidade antifúngica. As amostras foram clarificadas com KOH e inoculadas em

ágar Sabouraud com cloranfenicol, incubadas a 30ºC e 37ºC por 15 dias. As enzimas

foram testadas usando caseína do leite (protease), lecitina de soja (fosfolipase) como

substratos. O antifungigrama seguiu o CLSI, sendo testados 45 isolados de Candida

frente anfotericina B, fluconazol (controle), própolis e lectinas. Em 117 amostras

clínicas foram observadas estruturas fúngicas e isoladas Candida albicans, C.

parapsilosis, C. tropicalis, C. guilliermondii, C. famata, C. glabrata, Malassezia furfur,

M. sympodialis, Trichosporon asahii, Kodamae ohmeri, Brettanomyces anomalus,

Microsporum gypseum, Trichophyton menthagrophytes, T. rubrum, T. tonsurans,

Aspergillus niger, Cylindrocarpon destructans, Fusarium solani, Phialophora reptans,

Scytalidium hialinum, S. japonicum e Penicillium commune. As amostras cresceram a

37ºC e exibiram fosfolipase, entretanto protease foi detectada em 43 isolados. Os

intervalos de valores de MIC foram muito amplos e o efeito inibitório da própolis e

lectinas sobre o crescimento fúngico foram respectivamente 2-1024µg/mL e 8-

256µg/mL. Os resultados da anfotericina B e fluconazol foram 0,06-2 µg/mL e 0,25-64

µg/mL, respectivamente.

Palavras-chave: Paciente com HIV/AIDS, virulência, suscetibilidade antifúngica, própolis, lectinas.

ABSTRACT

The incidence of superficial lesions in HIV/AIDS is frequent, being characterized by an

important cellular depression facilitating the increased susceptibility to infection by

fungi. The pathogenicity of these organisms seems to be related to ability to grow at

37ºC and the production of enzymes. Therapeutic failure is related to clinical

complications justifying the antifungal tests. The purpose of this study was to diagnose

superficial fungal infections in HIV/AIDS and characterize the etiologic agents as to

pathogenicity and antifungal susceptibility. Clinical samples were clarified with KOH

and inoculated in Sabouraud agar with chloranphenicol, incubated at 30ºC and 37ºC for

15 days. The enzymes were tested using milk casein (protease) and soy lecitin

(phospholipase) as substrate. The susceptibility tests were conducted according to CLSI

using 45 isolates of Candida against amphotericin B, fluconazole (control), propolis and

lectins. In 117 clinical samples were observed fungal structures and isolated Candida

albicans, C. parapsilosis, C. tropicalis, C. guilliermondii, C. famata, C. glabrata,

Malassezia furfur, M. sympodialis, Trichosporon aahii, Kodamae ohmeri,

Brettanomyces anomalus, Mycrosporum gypseum, Trichophyton menthagrophytes, T.

rubrum, T. tonsurans, Aspergillus niger, Cylindrocarpon destructans, Fusarium solani,

Phialophora reptans, Scytalidium hialinum, S. japonicum and Penicillium commune.

All of the samples grew at 37ºC and exhibited phospholipase, hovewer proteinase

activity was observed in 43 isolated. The ranges of MIC values were so larges and

inhibitory effect of green propolis and lectins on the fungal growing were respectively

2-1024 µg/mL and 8-256 µg/mL. The results of amphotericin B, fluconazole were

respectively 0.06-2 µg/mL and 0.25-64 µg/mL.

Keywords: susceptibility testing, Propolis, lectins, Patient with HIV / AIDS, virulence.

LISTA DE FIGURAS

Pág

Figura 1. Esquema da estrutura dos três tipos de lectinas de plantas:

merolectina, hololectina, quimerolectina segundo Peumans e Van

Dame, 1995.

32

Figura 2. Aspectos epidemiológicos referente à situação do paciente com

lesão superficial no momento da coleta.

45

Figura 3. Número de amostras clínicas em regiões acometidas por lesões

superficiais em pacientes com HIV/AIDS.

46

Figura 4. Resultados referentes aos exames diretos (ED) e culturas de

amostras clínicas coletadas de lesões superficiais em pacientes

com HIV/AIDS.

47

Figura 5. (a) Leveduras isoladas e unibrotantes; (b) pseudomicélio; (c)

leveduras agrupadas em cacho e hifas curtas e tortuosas; (d)

micélio demáceo; (e) micélio verdadeiro hialino septado; (f)

artrosporados (400X).

47

Figura 6. Culturas obtidas de lesões superficiais em pacientes com

HIV/AIDS.

48

Figura 7. Associação de duas espécies de fungos na mesma lesão. 56

Figura 8. Crescimento à 37ºC em meio ágar Sabouraud para as leveduras

(a), Batata Dextrose Agar (b), ágar Czapec para fungos

filamentosos não dermatófitos (c) e Meio Teste para Dermatófito

(d).

58

Figura 9.

Protease em meio com caseína do leite (a) muito forte (b) muito

fraca.

59

Figura 10. Fosfolipase em meio com lecitina de soja (a) muito forte, (b)

forte.

61

LISTA DE TABELAS

Página

Tabela 1. Fungos isolados de lesões superficiais em pacientes com HIV/AIDS

com total de amostras e percentual 49

Tabela 2. Regiões acometidas por lesões superficiais e espécies de

leveduras. 53

Tabela 3. Relação entre regiões acometidas por lesões superficiais e espécies

de fungos filamentosos. 54

Tabela 4. Presença da mesma espécie de fungo isolado de lesões superficiais

em diferentes regiões do corpo. 57

Tabela 5. Expressão de protease em caseína do leite entre amostras de

leveduras isoladas de lesões superficiais em pacientes HIV/AIDS. 59

Tabela 6. Expressão da protease em caseína do leite entre amostras de fungos

filamentosos isolados de lesões superficiais em pacientes com

HIV/AIDS.

60

Tabela 7. Expressão de fosfolipase em lecitina de soja entre amostras de

leveduras isoladas de lesões superficiais em pacientes HIV 61

Tabela 8. Expressão de fosfolipase em lecitina de soja entre amostras de

fungos filamentosos isolados de lesões superficiais de pacientes

HIV/AIDS.

62

Tabela 9. Concentração inibitória mínima e concentração fungicida mínima do

extrato aquoso da própolis verde, extratos alcoólicos das própolis verde e

vermelha e de lectinas ConBr e DViol em relação às espécies de Candida

isoladas de lesões superficiais de pacientes com HIV/AIDS do Hospital

Correia Picanço, usando como controle anfotericina B e fluconazol

65

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO 13

2. REVISÃO DA LITERATURA 16

2.1 Caracterização fisiológica 21

2.2 Fármacos antifúngicos 23

2.3 Novas alternativas antifúngicas 25

2.3.1 Própolis 25

2.3.2 Lectinas 31

2.3.3 Teste de susceptibilidade antifúngica 34

3. MATERIAL E MÉTODOS 36

3.1 Pacientes 36

3.2 Amostras clínicas 36

3.3 Exame micológico direto 36

3.4 Cultura 36

3.5 Identificação de leveduras 37

3.5.1 Metodologia clássica 37

3.5.1.1 Auxonograma e Zimograma 37

3.5.1.2 Produção de urease 38

3.5.1.3 Produção de ácido 38

3.5.1.4 Indução de tubo germinativo 38

3.5.1.5 Produção de clamidosporos 38

3.5.1.6 Assimilação de Tween 39

3.5.1.7 Teste da Catalase 39

3.5.1.8 Teste da Esculina 39

3.5.2 API20C AUX (bioMérieux) 39

3.5.3 CHROMagar Candida® 40

3.6 Identificação de fungos filamentosos 40

3.7 Caracterização quanto à patogenicidade 41

3.7.1 Crescimento a 37°C 41

3.7.2 Expressão de protease 41

3.7.3 Expressão de fosfolipase 41

3.8 Teste de susceptibilidade in vitro 42

3.8.1 Meio de cultura 42

3.8.2 Fármacos antifúngicos 43

3.9 Novas alternativas antifúngicas 43

3.9.1 Própolis 43

3.9.2 Lectinas 43

3.9.3 Microdiluição em caldo 43

3.9.4 Preparo do Inóculo 44

4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 45

4.1 Isolamento e identificação das espécies 45

4.2 Características de patogenicidade 58

4.3 Testes de Susceptibilidade 63

5. CONCLUSÕES 68

6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 70

ANEXOS

13 Cambuim, I.I.F.N. Micoses Superficiais em HIV/AIDS e...

1. INTRODUÇÃO

A infecção pelo Vírus da Imunodeficiência Humana (HIV) resulta numa deleção

dos linfócitos T CD4, de assintomático o portador torna-se suscetível ao acometimento de

uma variedade de manifestações clínicas, determinando a Síndrome da Imunodeficiência

Adquirida (AIDS). Neste estágio há o desenvolvimento de doenças oportunistas

comumente graves e potencialmente fatais (ABRAS et al., 2003; BRASIL MINISTÉRIO

DA SAÚDE, 2004; LEVINSON; JAWETZ, 2005).

Entre as doenças oportunistas, as micoses têm se destacado com acometimento de

superficial a profunda. A pele é o órgão mais afetado em portadores do HIV e

frequentemente, esse grupo de pacientes apresentam micoses superficiais com lesões

atípicas, severas e disseminadas (BURKHART et al., 2003; GOMIDES et al., 2002; YAMADA

et al., 2000). A resposta inflamatória pode ser intensa e os agentes etiológicos podem ser

leveduras, dermatófitos ou outros fungos filamentosos como causa de quadros clínicos

superficiais ou profundos (YAMADA et al., 2000).

Micoses superficiais de formas atípicas disseminadas ou lesões cutâneas resultante

de micoses sistêmicas podem indicar imunossupressão, incluindo a presença do HIV

(CONANT, 1994; JOHNSON, 2000).

O acometimento fúngico nos portadores do HIV pode conferir a estes, micoses

oportunistas e/ou de comportamento oportunista. O envolvimento apresenta-se bastante

variado quer por leveduras, sobretudo do gênero Candida, ou por fungos filamentosos

como os dermatófitos, podendo causar uma variedade de infecções em pacientes

imunossuprimidos. Para melhor compreensão sobre o prognóstico, epidemiologia e a

terapêutica é essencial que se identifiquem as diferentes espécies etiológicas (SILVA;

CANDIDO, 2005).

Dermatofitose em hospedeiros imunossuprimidos é atípica e muitas vezes mais

severa do que em hospedeiros imunocompetentes, o diagnóstico precoce e o tratamento são

importantes para pacientes com HIV, a fim de evitar infecção disseminada (BURKHART

et al., 2003).

A capacidade virulenta que os fungos possuem deve ser esclarecida para se

estabelecer os danos que estes possam causar e dessa forma, serem instituídas medidas

preventivas e terapêuticas eficazes. Características fenotípicas como a capacidade de

crescer a 37ºC, bem como de produzirem enzimas extracelulares como protease e

fosfolipase, estabelecem uma relação entre o agente e os danos causados à membrana


celular, sendo de grande importância para caracterização dos isolados fúngicos (ABDEL-

RAHMAN, 2000; CHAVES et al., 2003; LACAZ et al., 2002; SIDRIM; ROCHA, 2004;

SINGH, 1997; TRABULSI et al., 1999).

É essencial o reconhecimento dos agentes causais de infecções fúngicas para que

seja instituída a terapêutica antifúngica adequada, evitando resistência à droga que pode

ocorrer devido ao uso empírico de terapia com azólicos sistêmicos, bem como recidivas e

insucesso no tratamento (BURKHART et al., 2003; GALHARDO et al., 2004; WARREN;

HAZEN, 1995).

Os produtos naturais derivados de plantas tem sido uma rica fonte da produção de

compostos antifúngicos e sabe-se que 30% a 40 % dos medicamentos utilizados na

medicina moderna, são direta ou indiretamente derivados da natureza, assim atenção

especial tem se voltado para tais produtos (AQUINO et al., 2007; GURGEL et al., 2005;

WOJTASZEK, 1997).

Nesse contexto, tem sido verificada ação inibidora do crescimento fúngico em

própolis, que é uma mistura de substâncias resinosa de consistência e coloração variada, de

composição química complexa, elaborado por abelhas a partir da coleta de exsudatos de

plantas (AFOLAYAN; MEYER, 1997; BANKOVA et al., 2002; BANKOVA, 2005a,

BANKOVA, 2005b; BURDOCK, 1998; CASTALDO; CAPASSO, 2002; FERNANDES

et al., 2007; FERNANDES JUNIOR et al., 2006; HEGAZI et al., 2000; KOC et al., 2005;

MOLINA et al., 2008; MURAD et al., 2002; OTA et al., 2001; PARK et al., 1998a;

SANTOS et al., 2005; SAWAYA et al., 2002; SOARES; CURY, 2001; ZHENG et al.,

1996).

As lectinas, outro produto natural que desperta interesse por sua propriedade

antimicrobiana, são proteínas que se ligam especificamente e reversivelmente a mono e

oligossacarídeos livres ou na forma de glicoconjugados como glicoproteína e glicolipídeo.

São encontradas em animais, plantas, bactérias, vírus e fungos (CAVADA, et al., 1998;

LIS; SHARON, 1998; NGAI; NG, 2004; PEUMANS; VAN DAMME, 1995); estando em

maior quantidade em grãos de leguminosas (ALENCAR et al., 2005a; CAVADA, et al.,

2000; YE, et al., 2001).

A ação de lectinas tem sido observada sobre o crescimento de fungos como C.

albicans, C. glabrata, Saccharomyces bayanus, S. uvarurn, Rhodotorula mucilaginosa,

Pichia pastoris, Kluyveromyces bulgaricus, K. lactis, Schizosacchamyces bulgaricus, S.

octosporus, Aspergilus flavus, A. niger, Fusarium moniliforme e F. solani


(CHUMKHUNTHOD et al., 2006; DAMICO et al., 2003; FAKHOURY; WOLOSHUK,

2001; TRINDADE et al., 2006; VIARD et al., 1993; YAN et al., 2005; YE et al., 2001). Os

objetivos deste trabalho foram determinar o agente etiológico das micoses de lesões

superficiais em pacientes com HIV/AIDS e caracterizar os agentes quanto à virulência e

sensibilidade à própolis e lectinas.

.


2. REVISÃO DA LITERATURA

O surgimento da AIDS causou significativo aumento da incidência de micoses

superficiais e sistêmicas, gerando profundas alterações na historia natural destas infecções,

apresentando-se de forma muito agressiva, com acometimento extenso do tegumento e

anexos refletindo em problema de saúde pública (HOSSAIN; GHANNOUM, 2000;

LACAZ; MACHADO, 2000).

As lesões de pele e mucosa, bem como as subcutâneas comumente ocorrem por

leveduras, destacando-se as espécies de Candida e merecem destaque por serem as mais

frequentes neste grupo de paciente (HOSSAIN; GHANNOUM, 2000; MACÊDO et al.,

2009; PAULA, 1998; SOMENZI et al., 2006).

O acometimento de infecções fúngicas localizadas nas camadas superficiais da pele

e seus anexos, bem como nas mucosas e zonas cutâneo-mucosas, estão associadas a

imunossupressão, umidade, calor, uso prolongado de antibióticos sistêmicos,

corticosteróides ou imunossupressores, que são condições favoráveis ao desenvolvimento

dos fungos (LACAZ et al., 2002; SOMENZI et al., 2006).

Certas manifestações cutâneas podem sinalizar a imunossupressão frequentemente

relacionada à pacientes infectados com HIV/AIDS, são caracterizadas pela diversidade dos

aspectos clínicos, rápida disseminação e resposta terapêutica insatisfatória, constituindo

um problema significativo para esse grupo de pacientes e são causadas principalmente por

C. albicans e Trichophyton rubrum (LOHOUÉ PETMY, et al., 2004; PANYA et al., 2009;

PORRO et al., 1997; PORRO; YOSHIOKA, 2000).

Segundo Johnson (2000), leveduras, dermatófitos e outros fungos filamentosos

podem colonizar a pele e anexos podendo causar dermatomicoses, contudo espécies de

Candida são agentes frequentes na infecção avançada pelo HIV, comprometendo a mucosa

da orofaringe e esôfago assim como a região inguinocrural. Candidíases cutâneas são

menos comuns, mas podem ocorrer como intertrigo ou paroníquia e pitiríase versicolor não

tem sido citada com maior incidência em pacientes com HIV.

Segundo Lacaz et al., 2002; Hube, 2004 candidíases são infecções causadas

principalmente por C. albicans, levedura que faz parte da microbiota endógena da pele,

mucosa oral e vaginal, bem como do trato gastrointestinal. Os autores afirmam ainda que,

quando causada por outras espécies é de fonte exógena encontrada na natureza em variados

substratos. Nas mucosas esta levedurose é influenciada por diversos fatores,


imunossupressão, em portadores de infecções graves, as hipo e avitaminoses, em geral se

manifestam quando a mucosa se encontra alterada.

A candidíase é descrita como a mais frequente infecção fúngica oportunista,

sobretudo por C. albicans. Contudo outras espécies têm sido causa de quadros clínicos

superficiais e sistêmicos. Estas diferentes espécies inicialmente determinam colonização,

progredindo às micoses oportunistas e de caráter oportunista (COLOMBO et al., 1999;

CROCCO et al., 2004; FOONGLADDA et al., 2002; GAUTRET et al., 2000; PFALLER

et al., 2001).

Espécies de leveduras de importância médica como C. albicans, C. parapsilosis, C.

tropicalis podem acometer imunocompetentes e imunossuprimidos (CALDERONE 2001;

COLEMAN et al., 1998; GROLL; WALSH, 2001; SINGH, 2001; SLAVIN, 2002).

A prevalência de C. albicans embora constatada comumente em lesões

mucocutânea graves em infectados pelo HIV/AIDS, não exclui mudança no perfil

epidemiológico no qual tem sido verificado o envolvimento de patógenos emergentes

como: C. guilliermondii, C. glabrata, C. krusei e C. lusitaniae (HAY, 1996; KREUTER et

al., 2003; MACÊDO et al., 2009; RICHARDSON; LASS-FLÖRL, 2008).

Segundo Crocco et al. (2004) espécies do gênero Candida podem danificar a unha

principalmente de indivíduos com AIDS, comportando-se como patógeno primário, quanto

aos acometimentos nos imunocompetentes, estas são frequentemente patógenos

secundários, invadindo a unha após trauma, hiper-hidratação ou irritação por contacto com

substâncias químicas.

Lima et al. (2008a) relataram lesão de unha distrófica parcial com paroníquia

crônica em portadora do HIV, em que foi detectado C. albicans e C. tropicalis como

agentes etiológicos, com resistência in vitro a fluconazol e itraconazol. Os autores

mencionam um tratamento prévio com fluconazol sistêmico para candidíase oral nesta

paciente. A onicomicose é uma infecção superficial de difícil tratamento e mesmo nos

casos em que a medicação é adequada, a cura nem sempre é obtida e recidivas são

freqüentes. Concluíram ainda que pacientes HIV-positivos com tratamento prévio com

fluconazol para candidíase oral podem desenvolver novas infecções por espécies de

Candida resistentes aos azólicos.

Candidose oral é uma manifestação comum em pacientes infectados com HIV e foi

reconhecida como um dos primeiros indicadores dessa doença (GIUDICE et al., 1997;

SAMARANAYAKE, 1992; TAYLOR et al., 2000).


Fungos patogênicos são causas de infecções com risco de vida, principalmente

entre indivíduos imunossuprimidos (PEREA; PATTERSON 2002). Novos dados indicam

que a proporção de infecções por espécies de Candida continua estabelecida como um dos

mais frequentes agentes de micoses (GONCALVES et al., 2006).

Infecções cutâneas por fungos filamentosos são também comuns em indivíduos

infetados com HIV e normalmente representam um aumento no crescimento de fungos que

colonizam a camada superficial da pele e anexos. A frequencia de dermatofitose em

pacientes com HIV pode não ser mais alta do que em grupos de pacientes não infectados

com o vírus, entretanto é aumentada a severidade e a variabilidade de apresentação desta

micose nesse grupo de pacientes (BURKHART et al., 2003; JOHNSON, 2000; YAMADA et

al., 2000). A lesão pode ser extensa e o diagnóstico clínico sugerir uma dermatose

inflamatória, e quando tratados com corticosteróide tópicos, pode resultar em infecção

fúngica generalizada (GIUDICE et al., 1997; JOHNSON, 2000).

A incidência de dermatofitose tem aumentado nos últimos anos, particularmente em

pacientes imunocomprometido, normalmente essa micose ocorre na camada superficial da

pele, mas também causa abscessos dependendo do estado imune do paciente (SUN; HO,

2006; WOON-LEUNG, 2006). Os dermatófitos mais comuns nos pacientes com HIV são

os mesmos dos indivíduos não infectados pelo vírus. T. rubrum coloniza os pés, com o

passar do tempo e o aumento da imunossupressão, a infecção pode se espalhar para toda

região plantar e posteriormente infectar as unhas. A infecção fúngica pode então

disseminar-se para as mãos (Tinea manum), virilha (Tinea cruris), tronco (Tinea corporis)

e para o rosto (Tinea facie) (JOHNSON, 2000).

Infecções dermatofíticas, comuns em pacientes imunocompetentes, podem ser mais

prevalentes em pacientes infectados pelo vírus HIV com deficiência de células T; regiões

inguinal, tronco, pés e mãos são muitas vezes mais envolvidos, enquanto que infecções de

face e couro cabeludo são menos comuns; o agente mais comum em todas as regiões

corpóreas é T. rubrum exceto em couro cabeludo (BERGER, 1993; BURKHART et al., 2003;

JOHNSON, 2000).

O aumento de infecções por dermatófitos, está relacionado a sobrevida de pessoas

com doenças imunossupressoras, como HIV/AIDS, câncer e transplantes (BERGOLD;

GEORGIADIS 2004; FERNÁNDEZ-TORRES et al., 2003a; FERNÁNDEZ-TORRES et

al., 2002; GARCÍA et al., 2003; RIPPON, 1990; SQUEO et al., 1998).

Infecções por dermatófitos em indivíduos portadores do HIV variam de acordo com

a utilização terapêutica. Pessoas infectadas pelo vírus HIV sem tratamento anti-retroviral


(TARV) ou terapêutica para infecções fúngicas oportunistas ou dermatofíticas de pele,

unhas e pêlos, uma vez estabelecido a colonização, subsistem e progridem (PORRO et al,

1997); as infecções crônicas de onicomicose podem favorecer uma porta de entrada para

infecções mistas com Staphylococcus aureus ou Streptococcus e raramente, por outros

fungos como algumas espécies de Fusarium, podendo causar infecções fúngicas invasivas

originadas desta micose (JOHNSON, 2000).

O gênero Microsporum foi relatado como agente de tinha corporis, tinha pedis e

tinha unguium associado ou não com outro dermatófito ou levedura em pacientes com

AIDS; M. canis e M. gallinae são espécies zoofílicas cujo papel etiológico é documentado

na literatura médica (DEL PALÁCIO et al., 1992).

Hennequin et al. (1997) relatam infecção sistêmica causada por espécies de

Fusarium em paciente HIV - positivo com onicomicose, conduzindo o paciente a óbito,

diante disso, onicomicose causada por agentes emergentes deve ser considerada como

doença relevante em paciente HIV positivo.

M. gypseum foi isolado de lesões disseminadas em paciente com AIDS que

trabalhava com jardinagem, nas quais não foi observada associação com outros fungos

nem bactérias; M. gypseum foi isolado de uma única lesão na perna, depois de um ano de

evolução foi observada uma progressão para lesões de tinea corporis e tinea cruris. As

manifestações clínicas causadas por este agente são diversas, mas ocorrem frequentemente

em regiões do corpo como pernas, braços, mãos e face, concluindo que a aquisição de

dermatofitose em paciente imunocomprometido poderia ser consequência de repetidas

exposições ao agente etiológico (GIUDICE et al., 1997).

M. gypseum não é um agente comum de dermatofitose em humanos e não tem sido

descrita em pacientes portadores do HIV; entretanto foi relatada tinea corporis atípica

causada por esta espécie em dois pacientes com AIDS (FERNANDES et al., 1998;

PORRO et al, 1997).

Lima et al. (2008b) relataram dois casos de onicomicose causada por Scytalidium

hyalinum, S. dimidiatum em pacientes infectados com o HIV e Lacaz et al. (1999) relatam

dois casos de onicomicose na forma distrófica, uma delas envolvendo um paciente HIV

positivo, provocada por S. dimidiatum. O gênero Scytalidium causa infecção pelo contato

com solo, não ocorrendo transmissão inter-humana, a capacidade que S. hyalinum, S.

japonicum, Fusarium solani, Trichophyton rubrum e T. mentagrophytes possuem de

invadirem e degradarem a queratina da unha foi relatado por Oyeka; Gugnani (1998).


Cribier et al. (1998) estudando onicomicose em pacientes portadores do HIV, citam

que os dermatófitos são os principais agentes causadores dessa micose.

Em pesquisa realizada com 108 pacientes HIV positivos, em cinco pacientes foram

constatados dois ou mais rigiões com micose; além disso, em alguns casos, foi encontrado

associação de fungos na mesma lesão: dermatófito com levedura em três casos, levedura

com fungo filamentoso em um caso, dermatófito com outro fungo filamentoso em um

caso. Em relação à localização da lesão, pés, dedos, interdígitos e região crural foram as

predominantes (YAMADA et al., 2000).

Espécies de fungos com atividade queratinofílica, não classificados entre os

dermatófitos, podem provocar lesões cutâneas ou ungueais, simulando casos de tinea,

destacando-se, neste grupo, algumas espécies de Scytalidium hyalinum, S. dimidiatum e

seus teleomorfos Chrysosporium e Nattrassia mangiferae (LACAZ et al., 2002).

Rodriguez-Villalobos et al. (2003) citam um caso disseminado incomum causado

por Cylindrocarpon lichenicola de infecção proveniente de onicomicose na unha do pé de

uma paciente imunocomprometida, portadora de leucemia. O fungo foi isolado das unhas e

pele do dedo infectado. Segundo Welsh et al. (2003) estes agentes são resultados da

implantação traumática, por esta razão os pés são mais acometidos por essa infecção.

Segundo Souza et al. (2007) em um estudo retrospectivo na cidade de Maringá com

exames realizados em pacientes imunocompetentes, com suspeita de onicomicose,

concluíram que dos 1.295 casos, a confirmação micológica de onicomicose ocorreu em

761 (58,76%). As leveduras foram as mais isoladas (46,39%), seguidas pelos dermatófitos

(40,60%) e pelos fungos filamentosos não dermatófitos (13,01%). A alta frequência de

leveduras em onicomicoses indica aprimoramento nas técnicas diagnósticas de

confirmação laboratorial de fungos oportunistas, esses resultados associados à abordagem

clínica do paciente, possibilitam maior segurança no diagnóstico e tratamento.

Surjushe et al. (2007) trabalhando com pacientes HIV positivos com lesão de unha,

relatam maior incidência de Aspergillus niger, Cladosporium sp, Scytalidium hyalinum,

Penicillium sp. e Gymnoascus dankaliensis.

Lima et al. (2008b) trabalhando com pacientes infectados com o HIV relataram

quatro casos de onicomicose causados por Aspergillus niger, Fusarium solani, Scytalidium

hyalinum e S. dimidiatum, concluíram que é necessário um diagnóstico acurado, para

estabelecer medidas específicas e tratamento adequado, visando prevenir possível invasão

fúngica.


Graham et al. (2008) referem Trichophyton rubrum seguido por T. mentagrophytes,

T. tonsurans, Epidermophyton floccosum e Candida albicans como os agentes mais

comuns de onicomicose em pacientes infectados com HIV. Ginter et al. (1996) trabalhando

com onicomicose em pacientes imunocompetentes relataram também maior ocorrência de

dermatófitos seguido de leveduras e outros fungos filamentosos.

2.1 CARACTERIZAÇÃO FISIOLÓGICA

São vários os aspectos fisiológicos relacionados à infecção, entre estes a

temperatura de crescimento e expressão de enzimas extracelulares como protease e

fosfolipase por microrganismos, participando de forma significativa dos danos à membrana

celular, sendo de grande importância para caracterização dos isolados, estabelecendo uma

relação com a patogenicidade. Estas enzimas são secretadas para o meio de cultura

contendo substrato específico, durante o crescimento (ABDEL-RAHMAN, 2002;

CHAVES et al., 2003; LACAZ et al., 2002; PAPINI; MANCIANTI, 1995; SINGH, 1997;

SIDRIM; ROCHA, 2004; TRABULSI et al., 1999).

A habilidade que espécies fúngicas têm de crescerem à temperatura corpórea é

considerada a principal exigência para que estes sejam patógenos (KWON CHUNG;

BENNETT, 1992; RIPPON, 1990). Portanto, essa característica está diretamente associada

à patogenicidade desses microrganismos (CAMBUIM, 2005; LACAZ et al., 2002;

MACEDO et al., 2005).

Os fungos são organismos instáveis quanto à adaptação as condições de

crescimento. Todavia, o estudo da temperatura estabelece um importante parâmetro quanto

à patogenicidade destes microrganismos, especialmente se crescem a 37ºC (ALVES, 1998;

HANEL et al., 1995; JIMÉNEZ, 1993; LACAZ et al., 2002; NEDER, 1992).

O uso de meio de cultura sólido contendo substrato específico permite detecção da

expresssão enzimática e tem sido utilizado por vários autores (AOKI et al., 1994;

CORDEIRO NETO, 1997; DOS SANTOS et al., 2001; FRIEDRICH et al. 1999; LACAZ

et al., 2002; MUHSIN et al., 1997; PRICE; CAWSON, 1977; PRICE et al., 1982;

WAWRZKIEWICK et al., 1991); embora em trabalho realizado por Chaves et al., 2003,

com amostras de C. albicans estocadas e recém isoladas de secreção da orofaringe de

pacientes com AIDS, não expressaram atividade proteásica em meio sólido contendo

caseína como substrato.


Protease e fosfolipase são enzimas importantes na patogenicidade de fungos e são

citadas por Banerjee et al. (1991) em leveduras do gênero Candida.

As leveduras como microrganismos oportunistas podem expressar vários fatores de

virulência incluindo a expressão de enzimas extracelulares como proteases e fosfolipases,

as quais contribuem para a patogênese da infecção e estas leveduroses são observadas em

várias regiões do corpo (CANDIDO et al., 2000; CALDERONE; FONZI, 2001; HUBE,

2004).

Proteases estão envolvidas em infecções por dermatófitos que são capazes de

quebrar moléculas maiores existentes na pele e anexos em moléculas menores para sua

utilização (ABDEL-RAHMAN 2002; MAIA et al, 2001; MUHSIN; SALIH, 2000;

PAPINI; MANCIANTI, 1995; SKOREPOVÁ; HAUCK, 1987; TAKASUKA, 2000).

Abdel-Rahman (2000) relatou que a expressão de protease extracelular de

Trichophyton tonsurans é importante para a infecção, sendo verificado também que quanto

maior é a atividade enzimática, mais severa é a micose.

Alguns autores citam o importante papel da atividade proteásica sintetizada por

dermatófitos no processo de invasão do tecido do hospedeiro desenvolvendo infecção

(ABDEL-RAHMAN 2002; MAIA et al., 2001; SAMDANI et al., 1995; SIMPANYA;

BAXTER, 1996). Além da invasão do micélio no tecido do hospedeiro, a habilidade de

colonizar e posteriormente se disseminar no estrato córneo são governados em parte, por

enzimas proteolíticas que contribuem de forma imprescindível (ABDEL-RAHMAN, 2000;

MAIA et al., 2001; SAMDANI et al., 1995).

Variações da atividade proteolítica entre T. mentagrophytes e T. rubrum isolados de

escamas de pele e unha causando tinea pedis e tinea unguium, foram observadas por

Samdani et al. (1995), as quais constataram maior atividade com amostras de T.

mentagrophytes. Variações enzimáticas foram também observadas entre amostras de M.

canis por Maia et al. (2001) e de T. rubrum por Dos Santos et al. (2001). As diferentes

expressões enzimáticas podem estar relacionadas com os aspectos ecológicos antropofílico,

zoofílico e geofílico uma vez que a adaptação do dermatófito geofílico para o homem e

outros animais, envolve também adequada nutrição (MUHSIN; SALIH, 2000; PHILPOT,

1977).

A determinação da atividade fosfolipásica em meio sólido, utilizando lecitina de

soja ou gema de ovo como substrato, tem sido utilizada por vários autores com grande

quantidade de fungos, os quais secretam enzimas para o meio de cultura (CAMBUIM,

2005; CHAVES et al., 2003; CORDEIRO NETO et al., 1997; DOS SANTOS et al., 2001;


FRIEDRICH et al.,1999; KANTARCIOGLU; YUCEL, 2002; LACAZ et al., 2002;

MACEDO et al., 2005; MUHSIN et al., 1997; PRICE; CAWSON, 1977; PRICE et al.,

1982; RÖRIG et al., 2009).

Fosfolipases são enzimas que degradam os fosfolipídeos, frequentemente fazendo

parte da membrana celular de animais, plantas e microrganismos, auxiliando a invasão de

células hospedeiras por dermatófitos (DAS; BANERJEE, 1977). A expressão da

fosfolipase por C. albicans está relacionada com a patogenicidade, podendo causar danos à

membrana da célula do hospedeiro pela degradação de fosfolipídeos e lisofosfolipídeos

(HANEL et al., 1995; IBRAHIM et al., 1995); a elevada produção está relacionada com

maior capacidade de aderência, desenvolvimento da doença e elevada taxa de mortalidade

em estudos com animais (MAYSER et al., 1996). Chaves et al. (2003) constataram

atividade fosfolipásica em 13 amostras de C. albicans preservadas sob óleo mineral e em

quatro recém isoladas de pacientes com AIDS.

Em trabalho de revisão, foi confirmado o envolvimento de enzimas nas infecções

por espécies de fungos de interesse médico, em especial por dermatófitos (WEITZMAN;

SUMMERBELL, 1995); as enzimas podem atuar como fator de patogenicidade, devido ao

envolvimento com a propagação do fungo no hospedeiro, causando invasão através da

degradação de proteínas da pele e anexos (KWON-CHUNG; BENNETT, 1992).

Braz et al. (2009) não observaram atividade fosfolipásica em nenhuma cultura

preservada de Acremonium usando como substrato lecitina de soja; bem como Macêdo et

al. (2005) de 15 isolados de Epidermophyton floccosum preservadas e recém isoladas.

2.2 FÁRMACOS ANTIFÚNGICOS

Muitos agentes antifúngicos estão disponíveis em várias formulações farmacêuticas

para o tratamento tópico ou sistêmico de infecções por fungos. Os principais agentes

pertencem aos polienos, como anfotericina B e nistatina ou os azólicos, como fluconazol e

itraconazol. Porém, devido à necessidade para tratamento prolongado, o custo alto,

toxicidade e ação limitada dos fármacos convencionais, novos e efetivos produtos são

pesquisados para infecções por fungos (GAZIM, et al., 2008; PORTER; WILKINS, 1999;

SRIDHAR et al., 2003).

Segundo Feedberg et al. (2003) o tratamento via oral é realizado em caso

disseminado ou de lesões extensas, utilizando principalmente os derivados azólicos como

fluconazol, itraconazol, cetoconazol e alilaminas como a terbinafina. Entretanto, a escolha


da forma ideal depende da localização e extensão da lesão como também da espécie

envolvida (FERNANDEZ-TORRES et al., 2001; FERNANDEZ-TORRES et al., 2002).

O uso de fluconazol associado com inibidores da protease em paciente com HIV

pode ter efeitos clinicamente importantes; usar associado com indinavir pode resultar em

uma diminuição na concentração sérica de indinavir; quando utilizado com ritonavir pode

resultar em um aumento na concentração sérica do mesmo. Fluconazol pode interferir com

zidovudina e aumentar as concentrações séricas deste inibidor da transcriptase reversa

(LIMA, 2003).

Pacientes portadores do HIV, frequentemente apresentam micose superficial em

diferentes fases da doença, com lesões atípicas severas e disseminadas (BURKHART, 2003;

GOMIDES et al., 2002; YAMADA et al., 2000). Entretanto o uso de alguns antifúngicos é

dificultado pela falta de eficácia, surgimento de resistências, toxicidade e a necessidade de

administração intravenosa (VAZQUEZ et al., 2006). O tratamento prolongado com

medicações sistêmicas pode gerar efeitos tóxicos como vômitos, erupções cutâneas,

sonolência, efeitos como diminuição do libido, ginecomastia e hepatotoxicidade, esta

última ocorre entre 1 a 5% dos casos com raros casos fatais (FREEDBERG et al., 2003;

GIORDANI et al., 2001), o que torna importante o desenvolvimento de novas estratégias

terapêuticas (FERNÁNDEZ-TORRES et al., 2006; FOSTEL; LARTEY, 2000; GARCÍA

et al., 2003; TATSUMI et al., 2002).

Silva et al. (1998) trabalhando com 86 amostras clínicas de mucosa oral de

pacientes com AIDS, isolaram 59 (68,60%) amostras de Candida, sendo 52(88,13%) de C.

albicans, quatro (6,77%) de C. tropicalis e três (5,08%) de C. krusei. Dessas amostras

apenas 8,47% e 5,08% foram resistentes a anfotericina B e flucitosina, respectivamente.

Entretanto foi observada uma maior resistência aos derivados azólicos, sendo 25,42% ao

itraconazol, 45,76% ao cetoconazol e 66,10% ao fluconazol.

Magliorati et al. (2004) isolaram vinte e cinco diferentes amostras de Candida da

cavidade oral de pacientes HIV positivos; destes 68% foram de C. albicans, C. famata

(16%), C. glabrata (4%), C. tropicalis (4%); verificaram que 52,2% eram resistentes ao

cetoconazol, 30,4% ao fluconazol e 26% ao itraconazol.

A busca para novas gerações de compostos antifúngicos é devido a algumas

limitações do uso, como efeito colateral, toxicidade e emergência de amostras resistentes

(TERRELL, 1999). Embora a susceptibilidade das leveduras do gênero Candida aos

antifúngicos disponíveis seja variável, nem sempre uma amostra isolada segue o padrão

geral. Essa é uma das razões da crescente importância dos testes de susceptibilidade (REX


et al., 2000), tradicionalmente, extratos de plantas medicinais têm sido uma fonte valiosa

de novos antifúngicos (WEBSTER et al., 2008).

2.3 NOVAS ALTERNATIVAS ANTIFÚNGICAS

2.3.1 Própolis

Um dos produtos naturais que tem sido bastante estudado pelas suas propriedades

biológicas é a própolis, que é uma mistura de substâncias resinosas de consistência e

coloração variada, de composição química complexa, produzida pelas abelhas Apis

mellifera de várias partes das plantas, usada pelas abelhas para selar buracos e proteger a

colméia (GHISALBERTI, 1979; GREENAWAY et al., 1990; KUSUMOTO et al., 2001),

preparar e manter asséptico o ambiente interno da colméia, para a postura da abelha rainha

e embalsamar invasores (BANKOVA et al., 2000; BURDOCK, 1998; FUNARI; FERRO,

2006; KOC et al., 2005; KUJUMGIEV et al., 1999; SALATINO et al., 2005; SAWAYA et

al., 2002) e tem sido usada como medicamento para tratar infecções e promover a

cicatrização de feridas durante séculos (ALENCAR et al., 2007). As abelhas transportam

estas substâncias até a colméia e as modificam por meio da adição de cera, pólen e

produtos do seu metabolismo, como a enzima salivar ß-glicosidase, aumentando sua ação

farmacológica (PARK et al., 1998b; PINTO et al., 2001; PARK et al., 2002a;

STRADIOTTI et al., 2004).

No Japão, o uso da própolis foi impulsionado em 1985 após a realização do XXX

Congresso Internacional de Apicultura, sendo hoje, o principal comprador da própolis

brasileira, pois consomem 90% da própolis exportada pelo Brasil, principalmente por

causa das propriedades biológicas (AGUIAR et al., 2003; MARCUCCI et al., 2007;

NASCIMENTO et al., 2007; SALATINO et al., 2005). A própolis foi utilizada na Europa

como tratamento para candidíase oral, antibacteriano, antieczematoso, antiacne, no

tratamento de abscessos gengivais hemorrágicos e halitose (NOTHENBERG, 1997). A

própolis também tem demonstrado excelentes atividades fungistática e fungicida, em testes

in vitro frente a leveduras identificadas como agentes de onicomicoses (LONGHINI et al.,

2007; OLIVEIRA et al., 2006).

A principal fonte de própolis é o botão do álamo (Populus sp.), que pode ser

encontrado ao longo dos rios ou em regiões pantanosas de clima temperado como Europa,

América do Norte, oeste da Ásia e norte da África (MARKHAM et al., 1996; PARK et al.,


2000). Em regiões de clima tropical o álamo não é nativo, mas existe uma grande

diversidade vegetal para retirada da resina, o que dificulta a correlação com a composição

química da própolis; entretanto, o melhor indicador da origem botânica da própolis é a

análise da sua composição química comparada com a provável fonte vegetal (PARK et al.,

2002b). No Brasil, existem várias espécies vegetais para a extração de resina, até agora

poucas foram identificadas, no entanto, o alecrim (Rosmarinus Officinalis), assa-peixe,

aroeira (Schinus molle L) e eucalipto (Eucalyptus robusta) são alguns exemplos de onde as

abelhas buscam a matéria-prima para a produção da própolis (PARK et al., 2000).

A própolis brasileira foi classificada por PARK et al. (2002a) a partir de

características físico-químicas e fontes botânicas de cinco estados do sul do Brasil, um do

sudeste e seis do nordeste, concluindo que as própolis dessas regiões têm como fonte

botânica a resina extraída do álamo, de Baccharis dracunculifolia e de Hyptis divaricata,

respectivamente, com aspectos físicos e colorações diferentes.

A coloração da própolis depende da procedência e pode variar entre marrom claro e

escuro, marrom avermelhado, esverdeado, amarelado e avermelhado (BURDOCK, 1998;

DAUGSCH et al., 2007; SALATINO et al., 2005), sua composição química depende da

localização geográfica, como resultado, sua atividade biológica está relacionado à

vegetação nativa (CHRISTOV et al., 1998; PARK et al., 2002b). Possui odor característico

de resina aromática podendo variar de uma amostra para outra e o ponto de fusão é entre

60 e 70 ºC podendo chegar a 100 ºC em alguns casos (MARCUCCI, 1995). É uma

substância rígida, mas quebradiça quando fria e que se torna dúctil e maleável quando

aquecida (BURDOCK, 1998; SALATINO et al., 2005).

A principal fonte botânica da própolis verde brasileira é extraída de Baccharis

dracunculifolia, família Asteraceae por abelhas A. mellifera, é rica em derivados

prenilados do ácido cinâmico, (ALENCAR et al., 2005a; BANKOVA et al., 2000;

KUMAZWA et al., 2003; PARK et al., 2000; PARK et al., 2002a), conhecida como

alecrim-do-campo ou vassourinha; é nativa da região central do Brasil, mas pode ser

encontrada em qualquer outra região do país (KUMAZWA et al., 2003; PARK et al., 2004;

SALATINO et al., 2005). Ao oeste de Uberlândia (Minas Gerais, Brasil), foram

encontradas Brachiarea decumbens e Eucalyptus urophilla como fontes botânicas da

própolis dessa região (NASCIMENTO; BENZZAN, 2001).

Foi verificada atividade in vitro da própolis em relação a bactérias Gram positivas

(SANTOS NETO et al., 2009) e Gram negativas in vivo com redução de 95% de casos de

gengivites (AMARAL et al., 2006) e inibição de candidíase oral (SANTOS et al., 2005).


Fernandes Júnior et al. (2006); Havsteen, (2002) e Quiroga et al. (2006) também

correlacionam a composição química da própolis com atividade antifúngica.

Segundo Trusheva et al. (2006) as própolis brasileiras, têm mostrado diferenças

significantes nas suas composições químicas em relação à própolis da zona temperada,

tornando-se objeto de grande interesse por parte dos cientistas. O extrato da própolis verde

brasileira, produzida em São Paulo e Minas Gerais são constituídos principalmente de

derivados prenilados do ácido p-cumárico e possui grande quantidade de flavonóides,

muitos dos quais não estão presentes em própolis da Europa, América do Norte e Ásia

(SIMÕES et al., 2004).

Não são conhecidos os fatores que direcionam a preferência das abelhas coletoras

de resina por uma determinada fonte vegetal, mas sabe-se que estas são seletivas

(SALATINO et al., 2005). Possivelmente, esta escolha esteja relacionada com a atividade

antimicrobiana da resina, uma vez que as abelhas utilizam a própolis como um anti-séptico

(SAHINLER; KAFTANOGLU, 2005). Harish et al. (1997) também descreveram atividade

inibitória da própolis sobre a replicação do vírus HIV-1 em culturas celulares de linfócitos

CD4. Alguns trabalhos têm indicado que a própolis apresenta baixa toxidade, descrevendo

inclusive suas doses toleráveis (CASTRO; HIGASHI, 1995; PARK et al., 1998). Burdock,

(1998) conclui ainda que a própolis não é tóxica, a um nível de 1.400 mg / kg de peso

corporal / dia.

De modo geral, a própolis, contêm 50-60% de resinas e bálsamos, 30-40% de ceras,

5-10% de óleos essenciais, 5% de grão de pólen, além de microelementos como alumínio,

cálcio, estrôncio, ferro, cobre, manganês e pequenas quantidades de vitaminas B1, B2, B6,

C, E (BURDOCK, 1998; FUNARI; FERRO, 2006; MENEZES, 2005; PARK et al.,

2002b).

Os principais compostos químicos isolados da própolis até o momento podem ser

organizados em alguns grupos principais como: ácidos e ésteres alifáticos, ácidos e ésteres

aromáticos, açúcares, alcoóis, aldeídos, ácidos graxo, aminoácidos, esteróides, cetonas,

charconas e di-hidrocharconas, flavonóides (flavonas, flavonóis e flavononas), terpenóides,

proteínas, vitaminas B1, B2, B6, C, E, bem como diversos minerais. Detalhes sobre a

composição da própolis podem ser encontrados em BANKOVA et al. (2000), BURDOCK

(1998), MARCUCCI (1995), SAHINLER; KAFTANOGLU (2005). De todos esses grupos

de compostos, certamente o que mais vem chamando a atenção dos pesquisadores é o dos

flavonóides (HAVSTEEN, 2002).


Os flavonóides são compostos fenólicos que compreendem um amplo grupo de

substâncias naturais não sintetizadas pelos animais (MANACH et al., 2004). Cerca de

4.000 substâncias diferentes foram listadas como flavonóides, entre estas apigenina,

quercetina, hesperetina, rutina, luteolina, genisteina, daidzeina, antocianidina, kanferol etc.

A presença e a concentração destes compostos são utilizados como índice de qualificação

de amostras de própolis (LU et al., 2004). Nas amostras brasileiras de própolis os

compostos fenólicos, como o artepillin C e o ácido hidroxicinâmico, são as principais

substâncias (PEREIRA et al., 2003).

A ingestão de flavonóides interfere em diversos processos fisiológicos, auxiliando

na absorção e na ação de vitaminas, atuando nos processos de cicatrização como

antioxidantes, além de apresentarem atividade antimicrobiana e moduladora do sistema

imune (WILLIAMS et al., 2004). Embora os flavonóides sejam os componentes da

própolis mais extensivamente estudados, estes não são os únicos responsáveis pelas suas

propriedades farmacológicas; diversos outros compostos têm sido relacionados com as

propriedades medicinais da própolis (AWALE et al., 2005).

Numerosas propriedades biológicas têm sido citadas incluindo antimicrobianos,

antifúngicos, antinflamatórios, antineoplásicos e atividade antioxidante (ALENCAR et al.,

2005; KUJUMGIEV et al., 1999; MARCUCCI et al., 2001; PARK et al., 1998; RUFER;

KULLING, 2006; SIMÕES et al., 2004; WANG et al., 2000); citotoxidade (MATSUNO et

al., 1997), anti-herpes (VYNOGRAD et al., 2000), inibe o crescimento de câncer

prostático (KANAZAWA et al., 2003), antitumoral (PARK et al., 1998; SANTOS NETO

et al., 2009), anti-HIV (ITO et al., 2001), efeitos supressivos da toxicidade da dioxina

(PARK et al., 2005); e o efeito de ativação imune em ratos pela ação da própolis foi

verificado por Takagi et al. (2005), contra Toxoplasma gondii, Trichomonas spp., Giardia

lamblia (DANTAS et al., 2006), Trypanosoma cruzi (DANTAS et al., 2006; PRYTZYK et

al., 2003) Leishmania amazonensis (AYRES et al., 2007).

A inibição do crescimento de fungos pela ação de própolis já foi verificada em

leveduras do gênero Candida (KUJUMGIEV et al., 1999; OLIVEIRA et al., 2006; OTA et

al., 2001; SANTOS et al., 2005; SAWAYA et al., 2002; SEVERO GOMES, 2009),

Paracoccidioides brasiliensis (MURAD et al., 2002) Cryptococcus neoformans

(FERNANDES et al., 2007) e dermatófitos (SIQUEIRA et al., 2008).

Marcucci et al. (2007) verificaram quando a fonte vegetal predominante da região

diminui, começam a aparecer novas fontes de resinas o que justifica a presença do álamo


na região sul do Brasil e o surgimento de própolis com composição química proveniente de

várias fontes botânicas.

A maioria dos produtos comercializados no Brasil à base de própolis possui

registro no Ministério da Agricultura, que preconiza os limites para fixação de identidade e

qualidade da própolis na Instrução Normativa nº 3, de 19 de janeiro de 2001 (BRASIL,

2001). Os produtos que contêm própolis e que apresentem indicações terapêuticas podem

ser registrados como medicamentos específicos segundo a Resolução-RDC nº 132, de 29

de maio de 2003, D.O.U. de 02/10/2003, sendo classificados como opoterápicos

(medicamentos de origem animal) (BRASIL, 2003). A comprovação de segurança e

eficácia segue a nota técnica da Câmara Técnica de Medicamentos Fitoterápicos (CATEF,

2005).

Segundo Alencar et al. (2005a) os estados de Minas Gerais e São Paulo possuem

simplesmente um tipo majoritário de própolis, indicando que são poucas as espécies

vegetais fornecedoras de resinas para elaboração de própolis e pelo grande número de

compostos identificados e confirmados pelas técnicas de cromatografia líquida de alta

eficiência e cromatografia gasosa com espectrometria de massa, chegaram a conclusão que

a resina da espécie vegetal de B. dracunculifolia é a principal fonte de resina para a

elaboração das própolis produzidas nesses estados.

Segundo Sousa et al. (2007) o extrato etanólico da própolis verde brasileira é rico

em ácidos fenólicos e flavonóides, havendo predomínio de ácidos fenólicos do qual o ácido

cinâmico é o mais abundante, principalmente os que contem o grupo prenil, como por

exemplo, o artepelin C. Além desses, também são citados terpenos, ácidos aromáticos e

flavonóides tais como canferide, pinobanskina, pinocembrina, crisina, galangina, canferol e

isosakuranetina (MARCUCCI et al., 2007).

Mello et al. (2006) verificaram que o extrato etanólico da própolis verde brasileira

industrializada pela Pharma Néctar inibiu a formação do tubo germinativo de C. albicans

ATCC18804.

A atividade antimicrobiana da própolis contra bactérias periodonto patogênicas foi

investigada através de testes in vitro. C. albicans também foi testada para sua

susceptibilidade ao extrato etanólico de própolis a qual foi determinada na concentração de

12 µg/mL. A concentração inibitória mínima (CIM) para Pseudomonas aeruginosa,

Escherichia coli e Staphylococcus aureus (tipo selvagem) foi de 14 µg/mL. Todos os

patógenos periodontais testados foram sensíveis ao extrato etanólico de própolis

(GEBARA et al., 2002).


Molina et al. (2008) trabalhando com extrato glicólico de própolis concluíram que o

mesmo foi o mais efetivo, apresentando atividade antifúngica para todas as amostras de C.

albicans. É importante ressaltar que no presente estudo foi utilizado o extrato glicólico de

própolis e não o extrato alcoólico como na maioria dos estudos. Embora a ação

antimicrobiana do álcool nessas soluções possa ser nula devido a sua baixa concentração, o

uso prolongado de soluções contendo álcool tem sido questionado, pois o álcool se

utilizado em longo prazo tem potencial carcinogênico (CARRETERO-PELAÉZ et al.,

2004).

O extrato alcoólico da própolis verde brasileira de Minas Gerais demonstrou

atividade antimicrobiana em relação à Staphylococcus sp. (PARK et al., 1998a; SANTOS

NETO et al., 2009), entretanto essa atividade não ocorreu quando foi usado o extrato

aquoso (PARK et al., 1998a).

Amostras de própolis produzidas por abelhas A. mellifera, coletada do estado de

Alagoas, em março de 2005, foi classificada como um novo tipo de própolis brasileira,

denominada de própolis vermelha. Sua intensa cor vermelha e composição química fazem

desta própolis brasileira diferente dos 12 tipos classificadas anteriormente por Park et al.,

2002 (ALENCAR et al., 2007).

Dalbergia ecastophyllum é a principal fonte botânica da própolis vermelha do

Brasil conhecida como rabo-de-bugio, localizada nos estados da região nordeste do país,

como Alagoas, Bahia, Paraíba, Pernambuco e Sergipe. Apresentaram atividade

antimicrobiana para Staphylococcus aureus ATCC25923, na concentração próxima a

2,5µg/mL, que variaram a depender da prevalência de D. ecastophyllum nas regiões

(DAUGSCH et al., 2007).

Alencar et al. (2007) em seu trabalho analisando atividade biológica e composição

química da própolis vermelha, concluíram que o extrato etanólico da própolis vermelha

tem combinações biologicamente ativas que nunca tinham sido informadas para outros

tipos de própolis brasileira.

A composição química do extrato etanólico da própolis vermelha é variável

dependendo da biodiversidade da fonte botânica, mas é notável a predominância de

isoflavonóides (SILVA et al., 2007). As isoflavonas são compostos típicos de espécie da

família leguminosa (Dalbergia ecastophyllum) e, portanto, estes compostos podem ser

úteis como marcadores químicos deste novo tipo de própolis brasileira (ALENCAR et al.,

2007).


2.3.2 Lectinas

As lectinas, outra substância de origem natural despertam interesse científico

devido ao grande potencial, quando utilizadas de forma purificada em pesquisas biológicas

para fins de diagnóstico clínico, investigação de estrutura de proteína e carboidratos em

células; quanto aos efeitos tóxicos das lectinas, estes podem ser inativados ou inibidos

quando são utilizados tratamentos térmicos adequados (SILVA; SILVA, 2000).

Lectinas são proteínas com propriedade particular de interagir específica e

reversivelmente com carboidratos e glicoconjugados como glicoproteína e glicolipídeo,

combinam-se com estruturas biológicas e moléculas que contém esses açúcares sem alterar

a estrutura covalente das ligações glicosídicas nos sítios de ligação (CAVADA et al., 1998;

CHEN et al., 2005; CHUMKHUNTHOD et al., 2006; DAMICO et al., 2003; LIS;

SHARON, 1998; MOREIRA et al., 1996; MOREIRA et al., 1997; WONG et al., 2006).

São encontradas amplamente em plantas, animais, fungos, bactérias e vírus (CAVADA et

al., 1998; CHUMKHUNTHOD et al., 2006; LIS; SHARON, 1998; NGAI; NG 2004;

WANG et al., 1996; XIA; NG, 2005), entretanto sementes de leguminosas como de feijão

e ervilha são fontes ricas em lectinas as quais têm sido amplamente caracterizadas em

relação as propriedades biológicas, químicas, fisicoquímicas e estrutural (CAVADA et al.,

1996; GOZIA et al., 1993; GRANGEIRO et al., 1997; MOREIRA et al., 1993; MOREIRA

et al., 1996; NAPIMOGA et al., 2007). Além disso, tem a capacidade de se manter estável

em condições desfavoráveis como elevada temperatura, ampla faixa de pH e na presença

de proteases de animais e insetos; isso leva a acreditar na função de defesa dessa classe de

proteína (PEUMANS; VAN DAMME, 1995, YE et al., 2001).

Com exceção de quitinases, glucanases e glicosidades, as lectinas são as únicas

proteínas capazes de reconhecer e ligar-se a glicoconjugados presentes na superfície de

fungos e bactérias ou expostos no trato intestinal de insetos e mamíferos (PEUMANS;

VAN DAMME, 1995, YE et al., 2001).

A parede celular dos fungos contém entre 80 e 90% de polissacarídeos, sendo

também constituída de proteínas e lipídeos, a qual é continuamente expandida e

remodelada durante o desenvolvimento. Os monossacarídeos mais encontrados na parede

celular dos fungos são: D-glicose, N-acetil-D-glicosamina, D-manose, D-galactose, D-

galactosamina, L-fucose, D-glicosamina, xilose e ácido D-glicurônico e ocasionalmente


ramnose, ribose e arabinose. Entretanto glicose, N-acetil-D-glicosamina e manose são

encontrados na maioria dos fungos (ADAMS, 2004; KITAJMA, 2000).

As lectinas podem ser agrupadas quanto à especificidade de ligação aos

carboidratos: D-manose/D-glicose, D-manose, N-acetilglicosamina, N-acetilgalactosamina,

galactose e ácido siálico (MOREIRA et al., 1996; NGAI; NG, 2004; WONG; NG, 2005;

WONG et al., 2006) e quanto às características estruturais, são denominadas merolectinas,

hololectinas e quimerolectinas (Figura 1).

As merolectinas são proteínas de caráter monovalente que tem um único domínio

de ligação a carboidrato, são incapazes de precipitar glicoconjugados ou aglutinar células

(PEUMANS; VAN DAMME, 1995); como exemplo tem as haveínas, proteína do látex de

seringueira (Hevea brasiliensis), que se liga à quitina (VAN PARIJS et al., 1992).

Hololectinas são constituídas exclusivamente de domínios de carboidratos ligantes, mas

com dois ou mais sítios de ligação, podendo ser idênticos ou semelhantes; podem aglutinar

células e/ou precipitar glicoconjugados, comportando-se como aglutininas por serem di ou

multivalente; compreende a maioria das lectinas de plantas, pois se comportam como

hemaglutininas. Quimerolectinas são compostas com um ou mais domínios de carboidratos

ligantes e um domínio não relacionado com uma atividade catalítica bem definida que age

independente dos domínios de carboidratos ligantes. As quimerolectinas podem comportar-

se como merolectinas ou hololectinas, dependendo do número de sítios de ligação aos

carboidratos; como exemplo deste grupo são as proteínas inativadoras de ribossomos,

como a ricina (toxina da mamona), que possui dois domínios de ligação para carboidratos

Figura 1. Esquema da estrutura dos três tipos de lectinas de plantas: merolectina,

hololectina, quimerolectina segundo Peumans e Van Dame, 1995.

MEROLECTINA HOLOLECTINA QUIMEROLECTINA

quitinase – classe I

RIP – tipo II

domínio de ligação ao carboidrato

domínio catalítico

domínio de inativação ribossômica


comportando-se como hololectina e um domínio para a inativação do ribossomo

(PEUMANS; VAN DAMME, 1995).

Essa classificação foi ampliada com o conceito de superlectinas, as quais possuem

dois ou mais domínios ligantes a carboidratos, domínios esses com especificidade para

diferentes açúcares. Posteriormente foi elaborado o termo multilectinas, que são aquelas

que possuem dois ou mais domínios ligantes a carboidratos, idênticos, mas que podem se

ligar a açúcares diferentes (MONTEIRO-MOREIRA, 2002). Foram observadas

propriedades antifúngicas de lectinas de sementes de leguminosa como Phaseolus vulgaris

(feijão) (YE et al., 2001); de frutas como Talisia esculenta (pitomba) (FREIRE et al.,

2002), Artocarpus intergrifolia (jaca), A. incisa (fruta-pão) (TRINDADE et al., 2006) e

Annona muricata (graviola) (DAMICO et al., 2003); de fungos como Kluyveromyces

bulgaricus (VIARD et al., 1993) e Schizophyllum commune (CHUMKHUNTHOD et al.,

2006); de Urtica dioica (urtiga) (BROCKAERT et al., 1989), de batata (GOZIA et al.,

1993), de germe de trigo (CIOPRAGA et al., 1999) e de Astragalus mongholicus (erva

chinesa) (YAN et al., 2005).

Vários autores citam a participação das lectinas em atividades biológicas como

antifúngica (CIOPRAGA et al., 1999; DAMICO et al., 2003; SEVERO GOMES, 2009;

SIQUEIRA et al., 2008; TRINDADE et al., 2006; YE et al., 2001), antibacteriana

(AYOUBA et al., 1994; SEQUEIRA; GRAHAM, 1977; TEIXEIRA et al., 2006;

TEIXEIRA et al., 2007), antiinflamatória (NUNES et al., 2009) anti-HIV (BARRIENTOS;

GRONENBORN, 2005; OOI et al., 2000; PEUMANS; VAN DAMME, 1995; WANG;

NG, 2001; WONG; NG, 2003; WONG; NG, 2005; YE et al., 2001), antiproliferativa

(WANG et al., 1995; WONG; NG, 2003), antitumoral (ABDULLAEV; MEJIA, 1997;

NGAI; NG, 2004; SANTOS NETO et al., 2009; SANTOS, 2009; WANG et al., 1996;

WANG et al., 2000), imunomodulatória (RUBINSTEIN et al., 2004; SHE et al., 1998;

WANG et al., 1996; WANG et al., 2002), estimulação de macrófagos, (RODRIGUEZ et

al., 1992), indução da produção de interferon δ por linfócitos humanos (BARRAL-NETTO

et al., 1992), liberação de histamina (GOMES et al., 1994), efeitos edematogênicos e

migração celular (BENTO et al., 1993).

A ação antifúngica de lectinas foi observada em Aspergillus niger

(CHUMKHUNTHOD et al., 2006), Candida albicans (SEVERO GOMES, 2009), C.

glabrata, Kluyveromyces bulgaricus, K. lactis, Pichia pastoris, Rhodotorula mucilaginosa,

Sacchromyces cerevisiae, S. bayanus, S. uvarurn, Schizosacchamyces bulgaricus, S.

octosporus (VIARD et al., 1993;), Sacchromyces cerevisiae (FREIRE et al., 2002;


TRINDADE et al., 2006), Fusarium oxysporum (CIOPRAGA et al., 1999; DAMICO et al.,

2003; FREIRE et al., 2002; YAN et al., 2005; YE et al., 2001), F. graminearum

(CIOPRAGA et al., 1999), F. solani (DAMICO et al., 2003), F. moniliforme (TRINDADE

et al., 2006), Colletorichum sp. (YAN et al., 2005), C. lindemuthianum (FREIRE et al.,

2002), C. musae (DAMICO et al., 2003), Phoma betae, Phycomyces blakesleeanus,

Phytophthora erythroseptica, Septoria nodorum (BROCKAERT et al., 1989), Botrytis

cinerea, Drechslera turcia (YAN et al., 2005), Coprinus comatus, Rhizoctonia solani (YE

et al., 2001).

De acordo com Aguilar-Uscanga e François (2003) a parede celular de leveduras

apresenta como componentes polímeros de manose (constituindo manoproteínas), glicanas

(principalmente betaglucanas, mas galactanas também podem ser encontradas) e polímeros

de N-acetilglucosamina (formando quitina).

ConBr e DVioL são lectinas extraídas das leguminosas Canavalia brasiliensis,

Dioclea violacea respectivamente (BARBOSA et al., 2001; CAVADA et al., 1996), que

têm afinidade por glicose e manose (CAVADA et al. 1993, CAVADA et al., 1996). Foi

evidenciado efeito protetor in vivo contra infecção por Leishmania amazonensis em

camundongos BALB/c (BARRAL-NETTO et al., 1996), estimulação linfocitária em

humanos (BARRAL-NETTO et al., 1992), estimulação da produção de macrófagos e

linfócitos em camundongos C3H/HeJ (RODRIGUEZ et al., 1992), antitumoral (MAIA,

2009; SANTOS NETO et al., 2009).

A faixa de concentração de lectinas com atividade antifúngica foi relatada para

diferentes espécies de fungos podendo variar de 100µg/mL a 1058 µg/mL, dependendo da

espécie (FREIRE et al., 2002; TRINDADE et al., 2006; YAN et al., 2005; YE et al., 2001).

Foi observada a estimulação de crescimento de Candida albicans e C. tropicalis,

havendo rápida formação do tubo germinativo como também indução da formação de

micélio em presença da lectina de Kluyveromyces bulgaricus entre as concentrações 0,04 e

0,08µg/mL (VIARD et al. 1993); foi observada também estimulação de crescimento de

dermatófitos por Siqueira et al. (2008).

2.3.3 Teste de Susceptibilidade Antifúngica

O “Clinical and Laboratory Standards Institute” (CLSI), aprovou em 2002 a norma

M27-A2 que descreve a metodologia de testes padronizados de agentes antimicrobianos


das leveduras que causam infecções fúngicas, incluindo Cryptococcus neoformans e

diferentes espécies de Candida.

É fator primordial na decisão de utilizar um antifúngico in vivo é determinar uma

concentração inibitória mínima (CIM) do fármaco in vitro, o que sugere que as espécies

fúngicas alvo são susceptíveis a essa droga (CUENCA-ESTRELLA; RODRIGUEZ-

TUDELA, 2001).

A determinação do valor do CIM para espécies de Candida continua sendo um

importante método de identificação dos organismos que são sucestíveis de apresentarem

resistência aos tratamentos antifúngicos (CUENCA-ESTRELLA; RODRIGUEZ-

TUDELA, 2001; ESPINEL-INGROFF et al., 2002; LOZANO-CHIU et al, 1999; PEREA,

2001;).

A concentração inibitória mínima (CIM) é a menor concentração da droga que inibe

o crescimento de microrganismo e a concentração fungicida mínima (CFM) a menor

concentração da droga capaz de matar o microrganismo (LEYDEN, 1998).

Diante disso existe uma necessidade urgente de novos compostos antifúngicos com

um amplo espectro de ação fungicida e com menos efeitos colaterais (MAERTENS;

BOOGAERTS, 2005).


3. MATERIAL E MÉTODOS 3.1 Pacientes

Foram selecionados 100 pacientes atendidos no Hospital Correia Picanço, Recife-

PE, portadores do HIV/Aids que apresentaram lesões superficiais com hipótese diagnóstica

de micose, os mesmos foram avaliados por uma médica dermatologista no período de julho

de 2006 a julho de 2007.

O projeto de pesquisa foi encaminhado ao Comitê de Ética em Pesquisa

envolvendo seres humanos do Centro de Ciências da Saúde da Universidade Federal de

Pernambuco CEP/CCS/UFPE e aprovada de acordo com a resolução n° 196/96 do

conselho Nacional de Saúde, tendo registro no SISNEP FR n° 84657 e pela Comissão de

Ética Médica do Hospital Correia Picanço, Recife/PE; bem como foi assinado o termo de

consentimento livre e esclarecido por todos os pacientes que aceitaram participar da

pesquisa (anexo).

3.2 Amostras Clínicas

As amostras foram coletadas após assepsia local com álcool a 70%. Escamas

epidérmicas e ungueais foram obtidas através de escarificação com bisturís e as secreções

com “swabs” esterilizados e processadas para o exame micológico.

3.3 Exame micológico direto

Amostras de secreções foram analisadas à fresco sem clarificante ou corante, e

escamas epidérmicas e ungueais clarificadas com solução aquosa de hidróxido de potássio

(KOH) a 20% (LACAZ et al., 2002).

3.4 Cultura

As amostras clínicas foram semeadas em duplicata em meio ágar Sabouraud

adicionado de 0,5g/L de extrato de levedura (YE) e 50mg/L de cloranfenicol e quando

necessário acrescido de 2% de azeite, contidos em placas de Petri, mantidas à temperatura


de 30°C para obtenção da cultura e posterior purificação e identificação dos agentes

etiológicos. Os meios foram preparados segundo Lacaz et al. (2002).

3.5 Identificação de leveduras

Para identificação das leveduras foram utilizadas: a metodologia clássica, o painel

API20C AUX (bioMerieux) e o meio seletivo CHROMagar Candida® (Probac do Brasil,

São Paulo).

3.5.1 Metodologia clássica

A identificação seguiu a metodologia clássica através da observação dos aspectos

macroscópicos, micromorfológicos e fisiológicos incluindo assimilação de fontes de

carbono e nitrogênio (auxonograma), fermentação de fontes de carbono (zimograma), bem

como produção de urease, ácido, indução de tubo germinativo em albumina a 37°C,

clamidosporos em água bile de boi a 20%, assimilação de tween 20 e 80, prova da catalase

e produção de β-glicosidase e temperatura de crescimento a 45°C (BARNETT et al., 2000;

GUILLOT; BOND, 1999; KREGER VAN-RIJ, 1984; KURTZMAN e FELL, 1998;

LODDER, 1970; DUARTE, 1999).

3.5.1.1 Auxonograma e Zimograma (Barnett et al., 2000)

Foram preparadas suspensões em 10 mL de água destilada esterilizada contendo

YE, sendo padronizada com o tubo 0,5 da escala McFarland, dois mL dessa solução foi

incorporado à 15mL do meio C (isento de fontes de carbono) e meio N (isento de fonte de

nitrogênio). Após solidificação, foram adicionadas diferentes fontes de carbono e

nitrogenio em pontos eqüidistantes. As leituras foram realizadas a cada 24 horas durante

três dias. Da mesma suspensão, foram retirados 100 µL e colocados em tubos de hemólise

contendo em seu interior tubos de Duhan invertidos com água peptonada adicionada de

diferentes fontes de carbono.


3.5.1.2 Produção de urease (Barnett et al., 2000)

Fragmentos de culturas com 72 horas de crescimento em meio ágar Sabouraud,

foram semeados na superfície do meio de Christensen e observada a capacidade do fungo

em produzir urease. A interpretação do teste ocorreu pela verificação da mudança de cor

do meio do amarelo para o rosa intenso devido a liberação de amônia e alcalinização do

meio

3.5.1.3 Produção de ácido (Barnett et al., 2000)

Fragmentos de culturas com 72 horas de crescimento em meio ágar Sabouraud

foram inoculados na superfície do meio Ágar carbonato de cálcio (CaCO3) e observado se

ocorreu a degradação do substrato através de halo transparente ao redor da colônia

(tamanho do halo igual ao dobro do diâmetro da colônia).

3.5.1.4 Indução de tubo germinativo (Reynolds; Braude, 1956)

Fragmentos de culturas com 72 horas de crescimento em meio ágar Sabouraud,

foram inoculados em clara de ovo contida em tubos de ensaio e incubados a 37°C por três

horas, em seguida alíquotas foram depositadas entre lâmina e lamínulas, para observação

microscópica da capacidade de formação de tubo germinativo.

3.5.1.5 Produção de clamidosporos (Barnett et al., 2000)

De culturas com 72 horas de crescimento em meio ágar Sabouraud, foram retirados

fragmentos e inoculados em meio água bile de boi contido em tubos de ensaio, sendo

mantidos a temperatura ambiente (30°C). Após 72 horas, alíquotas das suspensões foram

depositadas entre lâmina e lamínula e observada ao microscópio, para observação da

capacidade de produção de clamidosporo.


3.5.1.6 Assimilação de Tween (Duarte, 1999; Guillot; Bond, 1999)

Foram preparadas suspensões em 2 mL de água destilada esterilizada sendo

padronizada com o tubo 0,5 da escala McFarland à qual foi adicionado a 18mL do meio

ágar Sabouraud contido em Erlemeyer com temperatura aproximada de 45ºC,

posteriormente homogeneizada e vertida em placa de Petri previamente esterilizada. Após

solidificação, foram realizados dois orifícios de Oxford e colocados em cada um 5 µL de

Tween nas concentrações 20, 40, 60 e 80, as placas foram mantidas à 30° C, durante sete

dias para observação da assimilação do Tween.

3.5.1.7 Teste da catalase

Para o teste da catalase foram preparadas laminas à partir de fragmentos das

colônias aos dez dias de crescimento em meio ágar Sabouraud adicionado de óleo de oliva,

sobre estes, depositado 40µl de peróxido de hidrogênio (Volume 10) para observação de

formação de bolhas de gás.

3.5.1.8 Teste da esculina

O teste da esculina para detecção de β-glicosidase foi realizado a partir de

suspensões preparadas com fragmentos da cultura em caldo da esculina, mantidas a 30ºC

durante seis semanas. A interpretação do teste foi realizada através do escurecimento da

suspensão pelo indicador citrato férrico.

3.5.2 API20C AUX (bioMérieux)

Leveduras com 48 horas de crescimento a 30°C em ágar Sabouraud acrescido de

5% de YE, foram transferidas assepticamente para tubos contendo 2mL de solução

fisiológica 0,9%, ajustando a uma opacidade equivalente à escala 2 de McFarland; 100µl

desta suspensão foi colocado na ampola de API C Médium, homogeneizado e

posteriormente colocado 0,6µl em cada poço. O painel foi mantido a 30°C em câmara

úmida e as leituras realizadas com 48 e 72 horas. A interpretação do teste foi realizada


através da verificação da opacidade observada mediante a assimilação de carboidratos nos

diferentes poços comparando-as com a cúpula zero correspondendo ao controle negativo

(sem opacidade). A identificação foi obtida a partir de um perfil numérico, cuja

interpretação foi realizada a partir do programa de identificação apiwebTM.

3.5.3 CHROMagar Candida®

Todas as amostras foram cultivadas em ágar Sabouraud acrescido de 5% de YE por

72 horas e mantidas a 30°C e subcultivadas no meio cromogênico CHROMagar Candida®

(Probac do Brasil, São Paulo), o qual foi preparado de acordo com as instruções do

fabricante. Após 48 horas a 30°C, a interpretação dos resultados foi realizada pela

observação da pigmentação das colônias (GARCÍA-MARTOS, et al., 1998; LACAZ et al.,

2002).

3.6 Identificação de fungos filamentosos

As culturas mantidas em ágar Sabouraud a 30°C foram inoculados em meios

específicos para indução de esporulação de acordo com o grupo de fungo. Os dermatófitos

foram cultivados em Dermatófito Teste Meio (DTM), espécies de Fusarium, Scytalidium e

Phialophora em meio Batata Dextrose Ágar (BDA), Aspergillus e Penicillium em meio

ágar Czapeck (Cz) segundo Lacaz et al. (2002).

Para os fungos filamentosos foram observadas as características macroscópicas e

microscópicas e quando necessário foi utilizado o método de cultura em lâmina segundo

Riddell (1950).

Para identificação utilizou-se entre outros as seguintes bibliografias: Booth (1971);

De Hoog et al. (2000); Domsch et al. (1980); Ellis (1971 e 1976); Pitt (1988); Raper e

Fennell (1977); Rebell; Taplin (1979).


3.7 Caracterização quanto a patogenicidade 3.7.1 Crescimento a 37°C

Fragmento da colônia com três dias de crescimento para leveduras e entre quatro e

dez dias para os fungos filamentosos foram inoculados em duplicata na superfície dos

meios, a depender do fungo, Ágar Sabouraud, Batata Dextrose Ágar, Ágar Czapec e Meio

Teste para Dermatófito, contidos em placas de Petri, mantidas a 30°C e 37°C.

3.7.2 Expressão de protease

Para verificação da expressão da protease foi utilizado o método de Hastings, 1904

(Lacaz et al., 2002), utilizando caseína do leite como substrato.


dez dias para os fungos filamentosos foram inoculados na superficie do meio contendo

caseína do leite como substrato, contido em placas de Petri, as quais foram mantidas à

temperatura ambiente (30ºC) e observadas até 15º dia. A expressão de protease foi

evidenciada através da formação de um halo transparente ao redor da colônia e quando

positivo foi adicionado solução acidificada de cloreto de mercúrio para distinguir se o halo

ocorreu pela ação de produtos metabólicos ácidos ou alcalinos contidos no leite ou se

houve proteólise, indicando que a caseína foi realmente degradada, quando observado a

permanência do halo transparente.

3.7.3 Expressão de fosfolipase

Para verificar a atividade fosfolipásica, foi adotado o método de Price e Cawson

(1977), com lecitina de soja como substrato.


dez dias para os fungos filamentosos foram inoculados na superficie do meio com lecitina

de soja como substrato contido em placas de Petri, as quais foram mantidas à temperatura

ambiente (30ºC) e observadas até 15º dia. A expressão da fosfolipase foi evidenciada

através da formação de um halo opaco ao redor da colônia.


O diâmetro do halo ao redor das colônias em caseína do leite e lecitina de soja foi

mensurado para determinar a zona de atividade (ZA), onde o diâmetro da colônia é

dividido pela soma do diâmetro da colônia com a zona de precipitação de acordo com a

seguinte fórmula:

ZA: zona de atividade

∅ : diâmetro da colônia

Zona de precipitação: halo formado

Interpretação: O diâmetro do halo ao redor das colônias em caseína do leite para protease e

lecitina de soja para fosfolipase, foram medidos para determinar a zona de atividade (ZA)

os quais foram considerados: ZA entre 0,9 e 1 (+) muito fraca, 0,89-0,80 (++) fraca, 0,79-

0,70 (+++) forte e ZA < que 0,69 (++++) muito forte segundo Serda; Yucel (2002) que

adaptaram a interpretação do método de Price et al. (1982).

As provas de detecção enzimática foram realizadas em duplicata à 30°C.

3.8 Teste de susceptibilidade in vitro Os testes de susceptibilidade foram realizados com os isolados de leveduras em

caldo de acordo com a padronização publicada no documento M27-A2 pelo Clinical

Laboratory Standard Institute (CLSI, 2002). Anfotericina B e fluconazol, bem como os

isolados de Candida parapsilosis ATCC22019 e C. krusey ATCC6258 foram utilizados

como controle.

3.8.1 Meio de cultura

O meio de cultura utilizado foi RPMI 1640 (com glutamina e vermelho fenol, sem

bicarbonato - Sigma-Aldrich, USA), tamponado com MOPS (ácido 3-[N-morfolino]

propanosulfônico - Sigma-Aldrich, USA) a 0,165 mol/L, ajustado para pH 7,0 usando

hidróxido de sódio 1 mol/l. A esterilização do meio foi realizada por filtração com

membrana de porosidade 0,22µm (TPP, Suíça).

ZA = ∅∅∅∅ da colônia ∅∅∅∅ da colônia + Zona de precipitação


3.8.2 Fármacos antifúngicos Anfotericina B (Bristol-Myers Squibb) e fluconazol (Pfizer) foram solubilizadas em

dimetilsufóxido (DMSO) e água nas concentrações que variaram de 0,12-64µg\mL e 0,03-

16µg\mL, respectivamente.

3.9 Novas alternativas antifúngicas 3.9.1 Própolis

Extrato aquoso e alcoólico da própolis verde (Minas Gerais) e extrato alcoólico da

própolis vermelha (Paraíba) fornecidos pela Pharma Néctar®, Belo Horizonte, Brasil.

Foram utilizadas soluções solubilizadas em água e álcool etílico (70%) nas concentrações

de 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128, 256, 512 e 1024µg /mL (SAWAYA et al., 2002).

3.9.2 Lectinas

Foram analisadas duas lectinas purificadas obtidas de sementes de leguminosas:

Conavalia brasiliensis (Conbr) (Ceará-Brasil) e Dioclea violacea (Dviol) (Rio Grande do

Sul - Brasil), estas lectinas foram cedidas gentilmente pelo professor Dr. Benildo Cavada

da Universidade Federal do Ceará. Após solubilização em água, foram preparadas soluções

nas concentrações de 0,5, 1, 2, 4, 8, 16, 32, 64, 128 e 256µg mL (SIQUEIRA et al. 2008).

3.9.3 Microdiluição em caldo

A microdiluição foi preparada em placas de fundo chato (TPP, Suíça) com oito

séries identificadas de A a H, cada qual com 12 poços (96 poços). A partir da solução-

estoque de cada fármaco, foram preparadas soluções testes com dez vezes a concentração

final, para anfotericina B de 0,3 a 160µg/mL, fluconazol de 1,25 a 640 µg/mL, própolis de

2 a 1,024µg/mL e as lectinas de 0,5 a 256µg/mL. As drogas foram diluídas a 1:5 em

RPMI-1640 e alíquotas de 100µL de cada concentração foram dispensadas em sequencia

nas placas de microtitulação e conservadas a -20ºC. No dia do teste, cada poço da placa de

microdiluição foi inoculado com 100µL da correspondente suspensão do inoculo de


levedura. Os poços controle de crescimento (fileira 11) continham 100µL de meio estéril

com 100µL das suspensões dos inóculos do isolado controle (ATCC). A fileira 12 da placa

foi usada para efetuar o controle da esterilidade (apenas meio isento de drogas).

3.9.4 Preparo do Inóculo

O inóculo foi preparado com cinco colônias de Candida com diâmetro de

aproximadamente 1 mm, com 24 horas de crescimento em placas de Petri contendo ágar

Sabouraud a temperatura (30ºC). Em seguida as colônias foram suspensas em 5mL de

solução salina esterilizada e ajustada para obter a turbidez equivalente de uma solução-

padrão da escala de McFarland 0,5. Ao final esse procedimento forneceu uma suspensão-

padrão de levedura contendo 1 x 106 a 5 x 106 células por mL. A suspensão foi produzida

fazendo-se uma diluição 1:100 seguida de uma diluição de 1:20 da suspensão-padrão com

meio líquido RPMI 1640, obtendo uma concentração final de 5,0 x 102 a 2,5 x 103 células

por mL2.

No momento da leitura, o crescimento do fungo no poço controle (poço 11) foi

comparado visualmente ao crescimento verificado nos poços referentes a diferentes

concentrações testadas (1 a 10). A menor concentração capaz de inibir o crescimento

fúngico em relação ao poço controle foi identificada como a Concentração Inibitória

Mínima (CIM) da droga segundo o Clinical Laboratory Standard Institute (CLSI, 2002).

Para a Concentração Fungicida Mínima (CFM), o poço que apresentou visualmente 100%

de inibição, foi retirado 100µL e semeado na superfície do meio ágar Sabouraud. A CFM

foi a que não permitiu o crescimento do fungo no meio (FAVRE et al., 2003; PFALLER et

al., 2004). Foram determinadas também as médias geométricas para a concentração

inibitória mínima (CIMMG) e concentração fungicida mínima (CFMMG) e a determinação

da concentração capaz de inibir o crescimento de metade e de todas as amostras analisadas

CIM50 e CIM100, respectivamente.


4. RESULTADOS E DISCUSSÃO 4.1 Isolamento e identificação das espécies

Foram atendidos no ambulatório de dermatologia do Hospital Correia Picanço

(HCP), 100 pacientes com lesões superficiais com hipótese diagnóstica de micose, destes

48 portadores assintomáticos do HIV e 52 haviam desenvolvido AIDS; entre estes 64

pertenciam ao sexo masculino com idade entre 21 a 67 anos e 36 do sexo feminino com

idade entre 19 a 59 anos. Entre os pacientes, havia 35 homossexuais e 65 heterossexuais;

No momento da coleta da amostra clínica, 40 pacientes faziam uso de antifúngicos, entre

estes, dois faziam uso de mais de um tipo de antifúngico (Figura 2).

Figuras 2. Aspectos epidemiológicos referente à situação do paciente com lesão

superficial no momento da coleta.

De 100 pacientes com HIV/AIDS, foram coletadas 159 amostras clínicas de

diferentes regiões do corpo, sendo da região inguinal (28), unhas das mãos (19), unhas dos

pés (18), interdígitos (12), membros inferiores (12), membros superiores (11), região

inguinocrural (10), abdômen (nove), dorso dos pés (sete), face (seis), nádegas (cinco),

axilas (cinco), comissura labial (três), bolsa escrotal (três), glande (três), cavidade oral

(dois), pescoço e colo (dois), abdômen e costa (um), couro cabeludo (um), face e dorso das

orelhas (um) e mama (um) (Figura 3). Somenzi et al. (2006) citam que existem várias

formas de manifestações clínicas das micoses superficiais, dependendo da região afetada e


também da espécie do fungo causador da micose e segundo Yamada et al. (2000)

frequentemente pacientes portador do HIV têm micoses superficiais em qualquer estágio

da doença. Os resultados apresentados neste trabalho mostram a diversidade de regiões

afetadas por lesões superficiais, comprometendo o estado geral dos pacientes nos quais a

incidência de micoses chegou a 142 (89,3%) casos.

Figura 3. Número de amostras clínicas em regiões acometidas por lesões superficiais em

pacientes com HIV/AIDS.

De 100 pacientes foram coletadas 159 amostras clínicas, destas, em 142 havia

estruturas fúngicas ao exame direto. Contudo, o isolamento de fungo ocorreu em 117

amostras (Figura 4).

Cambuim, I.I.F.N. Micoses Superficiais em HIV/AIDS e

Figura 4. Resultados referentes aos

coletadas de lesões superficiais em pacientes com HIV/AIDS.

Entre as 142 amostras clínicas foram observadas células de leveduras isoladas,

agrupadas, unibrotantes, pseudomicélio, bem como micélio verdadeiro hialino septa

artrosporados e micélio demáceo (Figura 5).

Figura 5. (a) Leveduras isoladas e unibrotantes; (b) pseudomicélio; (c)

agrupadas em cacho e hifas curtas e tortuosas;

hialino septado; (f) artrosporados (400X).

O rápido crescimento bacteriano, o uso de medicamentos específicos para micose,

adaptação do fungo in vitro e estruturas fúngicas

para inibição do crescimento de fungos

a

d

Micoses Superficiais em HIV/AIDS e...

referentes aos exames diretos (ED) e culturas de amostras clínicas

coletadas de lesões superficiais em pacientes com HIV/AIDS.


unibrotantes, pseudomicélio, bem como micélio verdadeiro hialino septa

artrosporados e micélio demáceo (Figura 5).

(a) Leveduras isoladas e unibrotantes; (b) pseudomicélio; (c)

e hifas curtas e tortuosas; (d) micélio demáceo; (e) micélio verdadeiro

hialino septado; (f) artrosporados (400X).


e estruturas fúngicas inviáveis, provavelmente contribuíram

de fungos, embora fossem observadas estruturas fúngicas

b c

e f

47

amostras clínicas


unibrotantes, pseudomicélio, bem como micélio verdadeiro hialino septado,

(a) Leveduras isoladas e unibrotantes; (b) pseudomicélio; (c) leveduras

(d) micélio demáceo; (e) micélio verdadeiro


viáveis, provavelmente contribuíram

, embora fossem observadas estruturas fúngicas ao


exame direto. Esses dados reforçam a importância do exame direto em amostras clínicas, a

fim de monitorar a terapia adequada (LACAZ et al. 2002; MARQUES, 1998).

Entre as 117 culturas obtidas, 66 revelaram de leveduras e 51 fungos filamentosos

(Figura 6). Segundo Johnson (2000) leveduras, dermatófitos e outros fungos filamentosos

podem colonizar a pele e anexos e causar dermatomicoses. Este dado corrobora com

nossos resultados, pois além de leveduras e dermatófitos foram isoladas nove espécies de

fungos filamentosos não dermatófitos.

Figura 6. Culturas obtidas de lesões superficiais em pacientes com HIV/AIDS.

Foram isoladas e identificadas 22 espécies de fungos, entre estas 22 amostras

(13,41%) de Candida albicans, 18 (10,97%) C. parapsilosis, quatro (2,44%) C. tropicalis,

três (1,83%) C. guilliermondii, duas (1,22%) C. famata, uma (0,61%) C. glabrata, oito

(4,88%) Malassezia furfur, duas (1,22%) M. sympodialis, três (1,83%) Trichosporon

asahii, duas (1,22%) Kodamaea ohmeri, uma (0,61%) Brettanomyces anomalus, três (1,83

%) Microsporum gypseum, cinco (3,05%) T. mentagrophytes, 23 (14,02%) T. rubrum, 11

(6,70%) T. tonsurans, um (0,61%) Aspergillus niger, um (0,61%) Cylindrocarpon

destructans, dois (1,22%) Fusarium solani, dois (1,22%) Phialophora reptans, um (0,61%)

Scytalidium hialinum, um (0,61%) S. japonicum e um (0,61%) Penicillium comunne

(Tabela 1).


Tabela 1. Fungos isolados de lesões superficiais em pacientes com HIV/AIDS com total de

amostras e percentual.

Espécies Total %

Aspergillus-niger 1 0,61 Brettanomyces anomalus 1 0,61 Candida albicans 22 13,41 C. famata 2 1,22 C. glabrata 1 0,61 C. guilliermondii 3 1,83 C. parapsilosis 18 10,97 C. tropicalis 4 2,44 Cylindrocarpon destructans 1 0,61 Fusarium solani 2 1,22 Kodamaea ohmeri 2 1,22 Malassezia furfur 8 4,88 M. sympodialis 2 1,22 Microsporum gypseum 3 1,83 Penicilium commune 1 0,61 Phialophora reptans 2 1,22 Scytalidium hialinum 1 0,61 S. japonicum 1 0,61 Trichophyton mentagrophytes 5 3,05 T. rubrum 23 14,02 T. tonsurans 11 6,70 Trichosporon asahii 3 1,83 Total 117 100

As 22 amostras identificadas como C. albicans pela metodologia clássica e pelo

sistema comercial API20C AUX, apresentaram colônias verde-claras própria desta espécie

no meio cromogênico. Estes resultados mostraram, portanto, uma concordância entre as

metodologias para esta espécie. O meio cromogênico foi útil na detecção de leveduras em

cultura mista de Candida. Segundo Fotedar, AL-Hedaithy (2002) essa característica de

crescimento em ágar Sabouraud dextrose não permite esta diferenciação, como ocorreu em

duas culturas, nas quais houve associação de C. albibans e C. tropicalis nas mesmas

amostras analisadas.

O sistema comercial API20C AUX teve as seguintes percentagens de identificação

para as espécies de Candida albicans 99,2%, C. famata 98,2%, C. glabrata 99,3%, C.

guilliermondii 84,3%, C. parapsilosis 99,9%, C. tropicalis 60,8%, Kodamaea ohmeri

99,4% e Trichosporon asahii 99,9%.

O CHROMagar® caracterizou 44% das amostras como Candida albicans; 8%, C.

tropicalis. O meio CHROMagar® Candida, fornece resultados rápidos, de fácil


reprodutibilidade, possibilitando a introdução precoce de tratamento específico, resultando

em uso racional de terapia antifúngica (MIMICA et al., 2009).

Foi fundamental a utilização de metodologias diagnósticas, que determinassem em

menor tempo as espécies de Candida envolvidas em processos infecciosos superficiais,

bem como na detecção de leveduras em cultura mista de Candida, visto que, os resultados

eram anexados aos prontuários dos pacientes para que fosse indicado o tratamento

adequado.

Candida albicans foi a segunda espécie mais frequênte, seguida de C. parapsilosis,

C. tropicalis, C. guilliermondii, C. famata, C. glabrata, Malassezia furfur, M.

sympodialis, Trichosporon asahii, Kodamaea ohmeri, Brettanomyces anomalus. Embora

C. albicans seja a levedura que mais predomina em várias amostras clínicas, outras

espécies de Candida têm sido relatadas como importantes patógenos oportunistas

(BAUMGARTNER et al., 1996; FOONGLADDA et al., 2002; MACÊDO et al., 2009).

Nas infecções superficiais ou invasivas, destacam-se como agentes as leveduras C.

albicans, C. tropicalis, C. parapsilosis, C. glabrata e C. krusei, em alguns casos,

associada à alta taxa de mortalidade. Estas micoses são raramente relatadas por espécies

de Trichosporon (BAYRAMOGLU et al., 2008; COLOMBO et al., 2003; DA MATTA

et al., 2007; GODOY et al., 2003).

O primeiro caso de infecção disseminada por Trichosporon asahii, foi descrito em

2001 na China por Yang et al. (2003), também por Bayramoglu et al. (2008) em uma

paciente imunocomprometida com 47 anos portadora de leucemia mielóide aguda. Os

resultados obtidos neste trabalho revelaram a presença de T. asahii em amostras clínicas

coletadas das regiões inguinocrural, interdígitos e nádegas, nesta última associado a

Trichophyton rubrum. Essas espécies são patógenos importantes em causar diferentes

manifestações clínicas, que vão desde envolvimento superficial a doença sistêmica severa

em pacientes imunossuprimidos.

As leveduras Bretanomyces anomallus e Kodamaea ohmeri consideradas neste

trabalho como leveduras oportunistas emergentes de lesões superficiais em pacientes

portador do HIV, foram identificadas pela metodologia clássica e pelo sistema comercial

API20C AUX respectivamente; a dificuldade de se realizar uma identificação de uma

espécie emergente baseia-se na similaridade entre algumas espécies. Espécies de

Brettanomyces foram descritas desde o início do século 20, estando associadas diretamente

na biotecnologia atraindo atenção na produção de vinho (LOUREIRO; MALFEITO-

FERREIRA, 2003; VAN DER WALT; VAN DER KERKEN 1958; VAN DER WALT;


VAN DER KERKEN 1961). Até o momento não foi encontrado relato dessa espécie

causando infecções em humanos, sendo esta a primeira citação dessa espécie isolada de

lesão superficial em paciente HIV positivo.

Kodamaea ohmeri é teleomorfo de Candida guilliermondii var. membranaefaciens,

é comumente utilizada na indústria alimentícia para a fermentação de picles, crostas e

frutas; no entanto, também é um fungo patogênico emergente, particularmente em

pacientes imunossuprimido (HAN et al., 2004; OTAG et al., 2005).

Neste estudo, Candida glabrata foi isolada de secreção oral de paciente com AIDS

tratado anteriormente com fluconazol e cetoconazol. Segundo Macedo et al. (2008), esta

espécie é raramente citada e tem sido subestimada por falta de identificação adequada.

Em infecções fúngicas causadas por Candida, sobretudo, em imunossuprimidos torna-se

indispensável a identificação em nível de espécie uma vez que a patogenicidade e o perfil

de sensibilidade a um determinado antifúngico são variáveis como ocorre com C.

glabrata que possue resistência intrínseca a fluconazol (COLOMBO et al., 2003; DA

MATTA et al., 2007; GODOY et al., 2003).

Segundo Souza et al. (2007) algumas leveduras são componentes da microbiota

normal de mucosas, pele e anexos, e até há pouco tempo eram consideradas agentes

contaminantes. A alta frequência de leveduras isoladas de onicomicoses relatada neste

trabalho indica aprimoramento nas técnicas diagnósticas e confirmação laboratorial de

fungos oportunistas e de comportamento oportunista.

Pitiríase versicolor (PV) foi diagnosticada em sete pacientes, cuja faixa etária variou

de 30 a 46 anos. Este resultado está apoiado com o de Roza et al. (2003), os quais

trabalharam com pacientes HIV/AIDS, detectando PV em sete amostras clínicas. Segundo

Zaitz et al. (2000), o gênero Malassezia é considerado parte da microbiota normal da pele e

a maior frequência dos casos acontece a partir da puberdade, quando ocorrem alterações

nos lipídios da pele em consequência de alteração hormonal. Schlottfeldt et al. (2002)

afirmam que para o desenvolvimento e evolução de quadros patológicos associados às

espécies de Malassezia é necessário que existam fatores predisponentes no hospedeiro.

Schlottfeldt et al. (2002) afirmam que desde a descoberta da Malassezia, esse

gênero passou por várias mudanças taxonômicas, tornando possível a diferenciação entre as

espécies representadas por M. furfur, M. pachydermatis, M. sympodialis, M. globosa,

M.obtusa, M. restricta e M. slooffiae. A importância na identificação das espécies consiste

na possibilidade de detecção de características ainda não determinadas, visto que, são


descritas variações quanto ao envolvimento nas lesões e na intensidade ou dano causado

por cada espécie.

Entre as espécies isoladas T. rubrum foi a mais frequente com 23 (14,02%)

amostras, sendo da região inguinal (sete), unhas (quatro), membros superiores (três),

membros inferiores (dois), abdomen (dois), região das nádegas (dois), região inguinocrural

(um), dorso do pé (um) e face (um). Nas amostras clínicas de três pacientes, houve

associação de T. rubrum com leveduras na mesma lesão, coletada de região das nádegas de

dois pacientes e unha do pé (hálux) de um paciente.

A variabilidade das regiões acometidas por T. rubrum neste trabalho e a associação

a outras espécies na mesma lesão, divergem dos resultados obtidos por Berger (1993) e

Johnson (2000) quando citam que esta espécie é o agente mais comum em todas as regiões

destacando-se regiões da virilha, tronco, pés e mãos e raramente face e couro cabeludo.

Entretanto, os autores não relatam associação deste agente a outras espécies. Graham et al.

(2008) confirmam esta espécie como agente mais frequente de onicomicose em pacientes

infectados com HIV. O diagnóstico precoce e tratamento das dermatofitoses são

importantes para evitar infecção disseminada, pois, segundo Burkhart et al. (2003), a

frequência de dermatofitose em pacientes portadores do HIV pode não ser mais alta do que

em grupos de pacientes sem o vírus, contudo é aumentada a severidade e a variabilidade de

apresentação desta micose nesse grupo de pacientes.

Segundo Giudice et al. (1997), as dermatofitoses causadas por M. gypseum

ocorrem frequentemente em pernas, braços, mãos e face; tem sido pouco relatada em

pacientes com AIDS (FERNANDES et al., 1998; PORRO et al., 1997). Neste trabalho foi

isolada de lesão na bolsa escrotal, nos membros superiores e na região da virilha, nesta

última associado à Candida famata.

Os resultados referentes às espécies de leveduras e de fungos filamentosos bem

como das regiões acometidas, estão inseridos nas Tabelas 2 e 3.

53

C

ambu

im, I

.I.F

.N. M

icos

es S

uper

fici

ais

em H

IV/A

IDS

e...

Tab

ela

2. R

egiõ

es a

com

etid

as p

or le

sões

sup

erfi

ciai

s e

espé

cies

de

leve

dura

s.

Reg

iões

ac

omet

idas

E

SP

ÉC

IES

T

otal

Candida

albicans

C.

parapsilosis

C.

tropicalis

C.

guilliermondii

C.

famata

C.

glabrata kodamaea

ohmeri

Brettanomyces

anom

allus

Trichosporon

asahii

Malassezia

sympodialis

M.

furfur

Un

ha

11

08

04

02

0 0

0 0

0 0

0 25

Ingu

inal

03

01

0

0 01

0

01

01

0 0

0 07

Ingu

inoc

rura

l 02

01

0

01

01

0 0

0 01

0

0 06

Com

issu

ra la

bial

03

0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 03

Cav

idad

e or

al

01

0 0

0 0

01

0 0

0 0

0 02

Inte

rdíg

itos

0

02

0 0

0 0

01

0 01

0

0 04

Nád

egas

0

02

0 0

0 0

0 0

01

0 0

03

Gla

nde

0

02

0 0

0 0

0 0

0 0

0 02

Fac

e 01

0

0 0

0 0

0 0

0 0

02

03

Áxi

la

01

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

01

Bol

sa e

scro

tal

0 01

0

0 0

0 0

0 0

0 0

01

Dor

so d

o pé

0

01

0 0

0 0

0 0

0 0

0 01

Ab

dom

en

0 0

0 0

0 0

0 0

0 01

0

01

Ab

dom

em/c

osta

s 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 01

01

MM

II

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

01

01

MM

SS

0 0

0 0

0 0

0 0

0 01

02

03

C. c

abel

udo

0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 01

01

Pes

coço

/col

o 0

0 0

0 0

0 0

0 0

0 01

01

TO

TA

L

22

18

04

03

02

01

02

01

03

2 8

66

MM

II (

mem

bros

infe

rior

es);

MM

SS

(m

embr

os s

uper

iore

s)

54

C

ambu

im, I

.I.F

.N. M

icos

es S

uper

fici

ais

em H

IV/A

IDS

e...

Tab

ela

3. R

elaç

ão e

ntre

reg

iões

aco

met

idas

por

lesõ

es s

uper

fici

ais

e es

péci

es d

e fu

ngos

fila

men

toso

s.

Reg

iões

ac

omet

idas

E

SP

ÉC

IES

TO

TA

L

Microsporum

gypseum

Trichophyton

mentagrophytes

T.

rubrum

T.

tonsurans

Aspergillus

niger

Cylindrocarpon

destructans

Fusarium

solani

Phialophora

reptans

Scytalidium

hialinum

S.

japonicum

Penicillium

comunne

Un

ha

0 1

4 0

1 1

2 1

1 1

0 12

Ingu

inal

1

2 7

3 0

0 0

0 0

0 0

13

Ingu

inoc

rura

l 0

0 1

1 0

0 0

0 0

0 0

2

Bol

sa

escr

otal

1

0 0

0 0

0 0

0 0

0 0

1

Nád

egas

0

0 2

0 0

0 0

0 0

0 0

2

Inte

rdíg

itos

0

1 0

0 0

0 0

0 0

0 1

2

Fac

e 0

0 1

0 0

0 0

0 0

0 0

1

Dor

so d

o pé

0

0 1

1 0

0 0

0 0

0 0

2

Ab

dom

en

0 1

2 2

0 0

0 1

0 0

0 6

MM

SS

1 0

3 1

0 0

0 0

0 0

0 5

MM

II

0 0

2 3

0 0

0 0

0 0

0 5

TO

TA

L

3 5

23

11

1 1

2 2

1 1

1 51

MM

II (

mem

bros

infe

rior

es);

MM

SS

(m

embr

os s

uper

iore

s).


A onicomicose foi a forma clínica mais prevalente e corresponde ao maior desafio

quanto à terapêutica de micoses superficiais. Nossos resultados apontam as leveduras como

a principal causa, seguida pelos fungos filamentosos não dermatófitos e por último os

dermatófitos, discordando dos achados de Surjushe et al. (2007) os quais trabalharam com

onicomicose em pacientes portadores do HIV relatando os dermatófitos como os principais

agentes causadores dessa micose. Contudo Souza et al. (2007) em um estudo com

pacientes imunocompetente concluíram que as leveduras foram as mais isoladas, seguidas

pelos dermatófitos e pelos fungos filamentosos não dermatófitos.

Segundo Guilhermetti et al. (2004) a prevalência de onicomicose é alta e o

isolamento e identificação de leveduras e fungos filamentosos como agentes de

onicomicose, são importantes entre os portadores do HIV. Dahdah; Scher (2006) citam que

a onicomicose está presente em mais de 30% dos pacientes com HIV. O isolamento e a

identificação de leveduras e de fungos filamentosos como agentes de onicomicoses, são

importantes para estes pacientes, visto que, o caráter crônico das lesões e a dificuldade de

absorção dos fármacos disponíveis, aliados ao elevado custo dos antifúngicos clássicos,

são condições limitantes para o insucesso terapêutico das onicomicoses o que justifica a

busca por novas drogras antifúngicas para uso tópico e sistêmico.

A associação de duas espécies na mesma lesão ocorreu em sete amostras clínicas.

Em escamas ungueais houve associação de Candida albicans com C. tropicalis (dois

casos), C. parapsilosis com Trichophuton rubrum (um caso); nas escamas epidérmicas de

lesão nas nádegas houve associação de Trichosporon asahi com Trichophyton rubrum

(um caso) e T. rubrum com C. parapsilosis (um caso); em escamas epidérmicas de lesão

entre os artelhos a associação foi evidenciada com C. parapsilosis e Trichophyton

mentagrophytes (um caso); nas escamas de lesão na região inguinal a associação ocorreu

com C. famata e Microsporum gypseum (um caso) (Figura 7).


Figura 7. Associação de duas espécies de fungos na mesma lesão.

Rugeles et al. (2001) também observaram associação de levedura com fungos

filamentosos, sem no entanto, verificarem essa associação entre diferentes espécies de

levedura. Yamada et al. (2000) detectaram diversos fungos na mesma lesão, nestas

ocorreram três casos de dermatófito com levedura, um de levedura com fungo

filamentoso não dermatófitos, e um dermatófito com outro fungo filamentoso não

dermatófito. Nossos resultados revelaram associação de fungos em lesão nas nádegas e

inguinal, salientando que esses resultados não têm sido citados na literatura em pacientes

com HIV/AIDS.

Em 16 pacientes foi observada a presença do mesmo agente etiológico em dois ou

mais sítios corpóreos, destacando a dermatofitose por Trichophyton rubrum como a

espécie mais isolada (13); as regiões que mais se destacaram foram membros inferiores (5),

membros superiores (5) e abdomem (5), seguida por unha da mão (4), unha do pé (3),

inguinal (3), inguinocrural (3), face (3), dorso do pé (2), entre os artelhos (2), pescoço/colo,

axila, couro cabeludo, comissura labial, nádegas, glande, bolsa escrotal (1) em cada

(Tabela 4).


Tabela 4. Presença da mesma espécie de fungo isolado de lesões superficiais de diferentes

regiões do corpo.

№ de pacientes Regiões Espécies isoladas 01 Inguinal Trichophyton mentagrophytes

Entre os artelhos T. mentagrophytes

02 Inguinocrural T. rubrum

Abdomen T. rubrum

Membros inferiores T. rubrum

03 Face Malassezia furfur C. cabeludo M. furfur 04 Membros superiores M. furfur Pescoço / colo M. furfur 05 Unha da mão Candida albicans Áxila C. albicans Inguinocrural C. albicans Comissura labial C. albicans 06 Inguinocrural T. tonsurans Membros inferiores T. tonsurans

Dorso do pé T. tonsurans

07 Unha do pé (hálux) C. parapsilosis Dorso do pé C. parapsilosis 08 Nádegas C. parapsilosis Entre os artelhos C. parapsilosis 09 Membros inferiores T. rubrum

Inguinal T. rubrum

Membros superiores T. rubrum

10 Abdomen T. tonsurans

Membros inferiores T. tonsurans

11 Abdomen T. tonsurans

Membros superiores T. tonsurans

12 Face T. rubrum

Abdomen T. rubrum

Inguinal T. rubrum

Membros superiores T. rubrum

Membros inferiores T. rubrum

Unha da mão T. rubrum

Unha do pé (hálux) T. rubrum

13 Abdomen Phialophora reptans Unha da mão P. reptans 14 Unha da mão C. parapsilosis Unha do pé (hálux) C. parapsilosis 15 Glande C. parapsilosis Bolsa escrotal C. parapsilosis 16 Membros superiores M. furfur Face M. furfur

Segundo Johnson (2000) T. rubrum coloniza a região dos pés, evoluindo à infecção

pelo aumento da imunossupressão, podendo disseminar-se para toda região plantar e


posteriormente infectar as unhas dos pés e mãos (Tinea manum), inguinal (Tinea cruris),

tronco (Tinea corporis) e face (Tinea facie).

A elevada ocorrência de infecções superficiais verificada nesta casuística deve

estimular uma maior atenção às micoses nos pacientes com HIV/AIDS, para que seja

estabelecido tratamento adequado e direcionado para o agente isolado.

4.2 Características de Patogenicidade

Com relação aos aspectos fisiológicos relacionados à patogenicidade, todas as 117

amostras de fungos foram capazes de crescerem a temperatura de 37ºC. As leveduras em

meio ágar Sabouraud, fungos filamentosos em Batata Dextrose Ágar (BDA) ou Czapec

(Cz) e dermatófitos no Meio Teste para Dermatófito (DTM) (Figura 8).

Figura 8. Crescimento à 37ºC em meio ágar Sabouraud para as leveduras (a), Batata

Dextrose Agar (b), ágar Czapec para fungos filamentosos não dermatófitos (c) e Meio

Teste para Dermatófito (d).

A habilidade que os fungos têm de crescerem à temperatura corpórea, é

considerado por vários autores como a principal exigência para que sejam considerados

patógenos (KWON CHUNG; BENNETT, 1992; RIPPON, 1990).

Entre as 66 amostras de leveduras avaliadas quanto à protease, em oito foram

verificadas a expressão muito forte (< 0,69), apenas uma amostra foi verificada fraca

expressão (0,89-0,80) e duas muito fracas (0,9-1) (Figura 9; Tabela 5).

a b c d


Figura 9. Protease em meio com caseína do leite (a) muito forte (b) muito fraca.

Tabela 5. Expressão da protease em caseína do leite entre amostras de leveduras isoladas

de lesões superficiais em pacientes o Vírus da Imunodeficiencia Humana/Síndrome da

Imunodeficiencia Adquirida.

Espécies

ZONA DE ATIVIDADE PROTEASE Total < que 0,69 (muito forte)

0,79-0,70

(forte)

0,89-0,80 (fraca)

0,9-1 (muito fraca)

Candida albicans (22) 0 0 0 0 0

C. famata (2) 0 0 0 0 0

C. glabrata (1) 0 0 0 0 0

C. guilliermondii (3) 01 0 0 0 01

C. parapsilosis (18) 0 0 0 01 01

C. tropicalis (4) 0 0 0 0 0

Malassezia furfur (8) 03 0 01 0 04

M. sympodialis (2) 02 0 0 0 02

Trichosporon asahii (3) 0 0 0 01 01

Kodamaea ohmeri (2) 01 0 0 0 01

Brettanomyces anomallus (1) 01 0 0 0 01

Total 8 0 1 2 11

As amostras de Malassezia testadas se destacaram quanto à expressão desta enzima.

Os resultados revelaram a importância destes organismos de caráter oportunistas nesse

grupo de paciente, os quais apresentaram lesões extensas e atípicas. Segundo Serda; Yucel

a b


(2002) protease tem um papel importante na patogenicidade dos fungos, os quais causam

danos às células hospedeiras.

Entre as 51 amostras de fungos filamentosos, avaliadas quanto à protease, em duas

amostras foi verificada expressão forte (0,79-0,70), em 16 fraca (0,89-0,80) e 13 muito

fraca expressão (0,9-1) (Tabela 6).

Tabela 6. Expressão da protease em caseína do leite entre amostras de fungos filamentosos

isolados de lesões superficiais em pacientes com o Vírus da Imunodeficiencia

Humana/Síndrome da Imunodeficiencia Adquirida.

Espécies

ZONA DE ATIVIDADE PROTEASE Total < que 0,69 (muito forte)

0,79- 0,70 (forte)

0,89- 0,80 (fraca)

0,9-1 (muito fraca)

Microsporum gypseum (3) 0 0 0 01 01

Trichophyton mentagrophytes (5) 0 0 01 04 05

T. rubrum (23) 0 02 08 04 14

T. tonsurans (11) 0 0 06 04 10

Aspergillus niger (1) 0 0 0 0 0

Cylindrocarpon destructans (1) 0 0 0 0 0

Fusarium solani (2) 0 0 0 0 0

Phialophora reptans (2) 0 0 0 0 0

Scytalidium hialinum (1) 0 0 0 0 0

S. japonicum (1) 0 0 0 0 0

Penicillium comunne (1) 0 0 01 0 01

Total 0 2 16 13 31

Segundo Puente; López-Otín (2004) as proteases desempenham papel importante

em vários processos biológicos e patológicos. Melo et al. (2006) e Zepelin et al. (1999);

citam que podem ocorrer ausência ou diferenças na expressão da protease por fungos

isolados de pacientes HIV-positivos, como consequência do uso de inibidores de proteases

por este grupo de pacientes. Como ação, os inibidores da protease ligam-se às proteases

impedindo a sua função, a partir do momento em que assumem a sua posição, estes

permanecem nas células, tornando a protease inativa (ROCHE, 2009).


Entre as 66 amostras de leveduras avaliadas quanto à expressão de fosfolipase, em

30 foi verificada expressão muito forte (

fraca expressão (0,89-0,80) e em 15, muito fraca atividade (0,9

Figura 10. Fosfolipase em meio com lecitina de soja (a)

Tabela 7. Expressão de fosfolipase em lecitina de soja

lesões superficiais em pacientes

Imunodeficiencia Adquirida.

Espécies

Candida albicans (22)

C. famata (2)

C. glabrata (1)

C. guilliermondii (3)

C. parapsilosis (18)

C. tropicalis (4)

Malassezia furfur (8)

M. sympodialis (2)

Trichosporon asahii (3)

Kodamaea ohmeri (2)

Brettanomyces anomallus (1) Total

Das 51 amostras de fungos filamentosos avaliados quanto à fosfolipase,

amostras foi verificada expressão muito



verificada expressão muito forte (< 0,69), em 12 forte expressão (0,79

) e em 15, muito fraca atividade (0,9-1) (Figura 10; Tabela 7).

em meio com lecitina de soja (a) muito forte, (b) forte.

Expressão de fosfolipase em lecitina de soja entre amostras de leveduras isoladas de

pacientes com o Vírus da Imunodeficiencia Humana/Síndrome da

ZONA DE ATIVIDADE FOSFOLIPASE Total

< que 0,69 (muito forte)

0,79-0,70 (forte)

0,89-0,80 (fraca)

0,9-1 (muito fraca)

12 04 02 04

02 0 0 0

01 0 0 0

01 0 0 02

07 07 02 02

01 01 01 01

03 0 0 05

02 0 0 0

0 0 02 01

0 0 02 0

01 0 0 0 30 12 9 15

Das 51 amostras de fungos filamentosos avaliados quanto à fosfolipase,

amostras foi verificada expressão muito forte (< 0,69), em quatro amostras foi verificada

a b

61


9-0,70), nove,

Figura 10; Tabela 7).

muito forte, (b) forte.

entre amostras de leveduras isoladas de

com o Vírus da Imunodeficiencia Humana/Síndrome da

ZONA DE ATIVIDADE FOSFOLIPASE Total

(muito fraca)

4 22

02

01

02 03

02 18

01 04

05 08

02

1 03

02

01 15 66

Das 51 amostras de fungos filamentosos avaliados quanto à fosfolipase, em sete

), em quatro amostras foi verificada

b


expressão forte (0,79-0,70) e fraca expressão (0,89-0,80), respectivamente e em 36

apresentaram expressão muito fraca (0,9-1) (Tabela 8).

Tabela 8. Expressão de fosfolipase em lecitina de soja entre amostras de fungos filamentosos

isolados de lesões superficiais de pacientes com o Vírus da Imunodeficiencia Humana/ Síndrome

da Imunodeficiencia Adquirida.

Espécies ZONA DE ATIVIDADE FOSFOLIPASE Total

< que 0,69 (muito forte)

0,79-0,70

(forte)

0,89-0,80

fraca)

0,9-1 (muito fraca)

Microsporum gypseum (3) 0 0 0 03 03

Trichophyton mentagrophytes (5) 0 0 01 04 05

T. rubrum (23) 05 02 02 14 23

T. tonsurans (11) 02 02 01 06 11

Aspergillus niger (1) 0 0 0 01 01

Cylindrocarpon destructans (1) 0 0 0 01 01

Fusarium solani (2) 0 0 0 02 02

Phialophora reptans (2) 0 0 0 02 02

Scytalidium hialinum (1) 0 0 0 01 01

S. japonicum (1) 0 0 0 01 01

Penicillium comunne (1) 0 0 0 01 1

Total 7 4 4 36 51

Os resultados relacionados à expressão da fosfolipase por espécies de dermatófitos

apresentados neste trabalho, diferem dos achados de Dos Santos et al. (2001), que não

detectaram fosfolipase em nenhuma das amostras analisadas.

Considerando o crescimento a 37°C, a expressão da protease e da fosfolipase, os

isolados de Malassezia e o isolado de Bretanomyces anomalus, se destacaram, pois,

cresceram a temperatura de 37°C e expressaram protease e fosfolipase em meio sólido,

confirmando seu poder virulento, causando dano à célula do hospedeiro e expressando seu

potencial patogênico.


4.3 Testes de Susceptibilidade

Os resultados referentes à atividade antifúngica dos extratos aquoso e alcoólico da

própolis verde e extratos alcoólicos da própolis vermelha do Brasil bem como das lectinas

ConBr e DViol em relação às espécies de Candida isoladas de amostras clínicas de lesões

superficiais em pacientes com HIV/AIDS estão inseridos na Tabela 9.

A determinação da concentração inibitória mínima (CIM) dos antifúngicos e dos

extratos das própolis e lectinas foram realizadas por observação visual de cada poço que

apresentasse redução de crescimento fúngico. Considerando o crescimento total (100%) do

fungo no poço controle, foi atribuído o percentual de redução de crescimento aos demais

poços, os quais foram confirmados através da leitura das placas de microtitulação pelo

programa Microplate Manager, modelo BenchMark Plus (Bio-Rad Laboratories Inc.) em

530nm.

A resistência ao extrato aquoso da própolis verde foi observada em Candida

tropicalis e C. glabrata; ao extrato alcoólico da própolis verde em C. guilliermondii e C.

famata, a lectina DViol em C. glabrata.

As concentrações inibitórias mínimas das própolis verde aquosa e alcoólica foram

variáveis entre os isolados de leveduras (16µg/mL a 1024µg/mL). Para o extrato alcoólico

da própolis vermelha a CIM ocorreu entre 2µg/mL a 1024µg/mL. Com relação às lectinas

ConBr e DViol as CIMs foram de 8µg/mL a 256µg/mL. As menores concentrações dos

fármacos convencionais foram obtidas em anfotericina B (0,06µg/mL a 2µg/mL) seguida

por fluconazol (0,25µg/mL a 64µg/mL). Contudo, vale ressaltar que estes fármacos

tradicionais apresentam altos níveis de toxicidade, o que não ocorre com os produtos

testados neste trabalho. Neste contexto, embora tenham sido mais elevadas às

concentrações inibitórias da própolis e das lectinas, estas podem ser administradas sem, no

entanto, causarem danos indesejáveis aos pacientes, sobretudo, se for de uso tópico nos

casos de lesões superficiais (Tabela 9).

A concentração fungicida mínima (CFM) correspondeu a menor concentração que

não permitiu o crescimento do fungo em meio Ágar Sabouraud (FAVRE et al., 2003;

PFALLER et al., 2004).

No extrato aquoso e alcoólico da própolis verde não foi observada CFM em

nenhuma das amostras de Candida, sendo constatada no extrato alcoólico da própolis

vermelha em C. albicans, C. glabrata, C. parapsilosis. Em lectina ConBr ocorreu em C.


albicans e C. parapsilosis bem como em lectina Dviol em C. tropicalis, C. guilliermondii e

C. famata (Tabela 9).


Espécie № amostras testadas

Antifúngico Inibição de crescimento

CIM

(µg/mL)

CFM

(µg/mL) Candida albicans (19) Anfotericina B 0,06-1 0,25 - 4 Fluconazol 0.25-64 4 - 64 Própolis verde aquosa 1.024 ND Própolis verde alcoólica 1.024 ND Própolis vermelha 16-512 1.024 Lectina ConBr 8 256 Lectina DViol 64 R C. famata (2) Anfotericina B 0,125-2 0,5 -8 Fluconazol 4 32 Própolis verde aquosa 512-1.024 ND Própolis verde alcoólica R R Própolis vermelha 8 ND Lectina ConBr 128 ND Lectina DViol 8 16 C. glabrata Anfotericina B 0,25 2 Fluconazol 4 8 Própolis verde aquosa R ND Própolis verde alcoólica 256 ND Própolis vermelha 64 512 Lectina ConBr 256 ND Lectina DViol R R C. guilliermondii (3) Anfotericina B 0.125-1 0,5-4 Fluconazol 4-64 32 Própolis verde aquosa 512-1.024 ND Própolis verde alcoólica R R Própolis vermelha 2-1.024 ND Lectina ConBr 256 ND Lectina DViol 8 16 C.parapsilosis (16) Anfotericina B 0.25-2 1-4 Fluconazol 1-8 4-32 Própolis verde aquosa 512 R Própolis verde alcoólica 16-1.024 ND Própolis vermelha 8-1.024 1.024 Lectina ConBr 8 256 Lectina DViol 64 R C. tropicalis (4) Anfotericina B 0.125-1 0.5-4 Fluconazol 2-16 16 Própolis verde aquosa R R Própolis verde alcoólica 512 ND Própolis vermelha 16 -1.024 R Lectina ConBr 64 ND Lectina DViol 128-256 128-256

s s

Tabela 9. Concentração inibitória mínima e concentração fungicida mínima do extrato aquoso

da própolis verde, extratos alcoólicos das própolis verde e vermelha e de lectinas ConBr e

DViol em relação às espécies de Candida isoladas de lesões superficiais de pacientes com

HIV/AIDS do Hospital Correia Picanço, usando como controle anfotericina B e fluconazol.

CIM: concentrações inibitórias mínimas. ND: não determinado. R: resistência.


A própolis é conhecida por sua atividade contra os microrganismos e apesar das

substâncias presentes na própolis brasileira, sua atividade antimicrobiana frente a isolados

de Candida não havia sido reconhecida anteriormente com amostras de leveduras obtidas

de lesões superficiais desse grupo de paciente, demonstrando a importância de sua

padronização e análises microbiológicas, bem como obtenção do perfil geográfico sobre

regiões produtoras. Os flavonóides, juntamente com ácidos fenólicos, aldeídos fenólicos e

cetonas são considerados os mais importantes compostos antimicrobianos da própolis

(CASTALDO; CAPASSO, 2002; PIETTA et al., 2002).

A própolis é uma importante alternativa terapêutica para tratar doenças respiratórias

bem como do ponto de vista econômico e de eficácia farmacológica por ser de fácil

obtenção (SOARES et al., 2006; TAVARES et al., 2006).

O extrato alcoólico da própolis vermelha conseguiu inibir o crescimento de 24

amostras de Candida em diferentes concentrações 8-1024 µg/mL. A ação antifúngica do

extrato da própolis está relatada na literatura frente a vários agentes etiológicos incluindo

espécies de Candida (De CASTRO, 2001, SEVERO GOMES, 2009; OLIVEIRA et al.,

2006; SILICI et al 2005), dermatófitos (SIQUEIRA et al. 2008) e bactérias Gram positivas

como Streptococcus pyogenes, Staphylococcus aureus e Gram negativas Escherichia coli

(BURDOCK, 1998; KUJUMGIEV, 1999; PACKER; LUZ, 2007; MOLINA et al. 2008;

NIEVA et al., 1999; SANTOS NETO et al., 2009).

As lectinas ConBr e DViol inibiram seis amostras de Candida cada uma. A ação de

lectinas com atividade antifúngica foi citada para diferentes espécies de Candida,

Colletotrichum, Fusarium, Kluyveromyces, Saccharomyces, Pichia, Rhodotorula e

Schizosaccharomyces (DAMICO et al 2003; SEVERO GOMES, 2009; TRINDADE et al

2006). Entretanto não tem sido relatada a ação antifúngica de própolis brasileira e de

lectinas, frente a amostras de Candida, isoladas de lesões superficiais de paciente com

HIV/AIDS.

A CIM da anfotericina B, variou de 0,06 a 2 µg/mL entre as 45 amostras de

Candida testadas, dos quais três (6,7%) amostras apresentaram a CIM >1 µg/mL, sendo

duas de C. parapsilosis e uma de C. famata. Estes resultados corroboram com os de

Colombo et al. (2006) os quais avaliaram 712 isolados de Candida através do protocolo

M27-A2 frente à anfotericina B, não consideraram nenhum achado de resistência, embora

cinco isolados de C. pelliculosa apresentaram a faixa de suscetibilidade de 0,125 µg/mL a 2

µg/mL. Os testes descritos na Norma M27-A2, indicam que as CIM da anfotericina B, para

espécies de Candida, estão agrupadas entre 0,25 e 1,0 µg/mL e que um valor de CIM >1


µg/mL para uma amostra de Candida, indica que esta seja resistente à anfotericina B

(CLSI, 2002). No Rio Grande do Sul, Antunes et al. (2004) avaliaram a suscetibilidade de

120 isolados de Candida utilizando testes padronizados pelo CLSI (M27-A2), todos os

isolados evidenciaram CIM < 1 µg ml-1 para anfotericina B.

A variação das CIM para o fluconazol ocorreu entre 0,25 - 64 µg/mL, sendo que em

32 amostras as CIM foram ≤ 8 µg/mL; sete apresentaram CIM entre 16 - 32 µg ml-1 sendo

colocado segundo a norma M27-A2 na categoria de Sensibilidade Dose-Dependente (S-

DD). Os testes descritos na Norma M27-A2 indicam que os pontos de corte de fluconazol

para as espécies de Candida para ser suscetível deve ser ≤8 µg/mL e resistente para valores

≥ 64 µg/mL, essa resistência só foi observada em duas amostras de C. albicans e uma de C.

guilliermondii, a variação das CIM de anfotericina B e fluconazol citadas neste trabalho,

estão de acordo com resultados de outros autores (BARRY et al., 2000).

A utilização generalizada de fluconazol para o tratamento e prevenção da

candidiase, principalmente em pacientes com HIV/AIDS, na maioria das vezes contribui

para o desenvolvimento da resistência microbiana tornando-se um problema grave para

esses pacientes. Magliorati et al. (2004) isolaram diferentes amostras de C. albicans da

cavidade oral de pacientes HIV-positivos e concluíram que alguns isolados foram

altamente resistentes aos antifúngicos estudados: 52,2% a cetoconazol, 30,4% a fluconazol

e 26% a itraconazol.


5. CONCLUSÕES

Considerando os resultados obtidos neste trabalho, pode-se concluir que:

1. O exame direto de amostras clínicas provenientes de lesões superficiais de

pacientes com HIV/AIDS foi conclusivo para o diagnóstico de micoses em 89,3%

das amostras.

2. Aspegillus niger, Brethanomyces anomalus, Candida albicans, C. famata, C.

glabrata, C. guilliermondii, C. parapsilosis, C. tropicalis, Cylindrocarpon

destructans, Fusarium solani, Kodamaea ohmeri, Malassezia furfur, M.

sympodialis, Microsporum gypseum, Penicilium commune, Phialophora reptans,

Scytalidium hialinum, S. japonicum, Trichophyton mentagroplytes T. rubrum, T.

tonsurans, Trichosporon asahii são isoladas de lesões superficiais em pacientes

com HIV/AIDS.

3. A diversidade de gêneros e espécies de fungos relacionados a onicomicose e

micose inguinal dos pacientes do estudo, sugere que deve-se ter especial atenção a

essas micoses, uma vez que as mesmas podem evoluir para quadros mais graves em

consequência do comprometimento imunológico.

4. Associação de fungos na mesma amostra clínica proveniente de lesão superficial é

um risco aumentado para os pacientes com HIV/AIDS.

5. Trichophyton rubrum e Candida albicans são as espécies mais isoladas de lesões

superficiais em pacientes com HIV/AIDS avaliados nesse estudo.

6. Bretanomyces anomalus está sendo citado pela primeira vez como agente de

micose inguinal em paciente com AIDS.

7. Cylindrocarpon destructans, Penicillium comunne, Phialophora reptans e

Scytalidium japonicum estão sendo citados como agentes emergentes de

onicomicose em paciente com HIV/AIDS.

8. O crescimento a 37°C e expressão de protease e fosfolipase influenciam o potencial

patogênico entre isolados clínicos de lesões superficiais em paciente com

HIV/AIDS.

9. Os gêneros Malassezia e Brethanomyces apresentam boa expressão proteásica e

fosfolipásica.


10. Os extratos alcoólicos da própolis vermelha do Brasil, bem como das lectinas

ConBr e DViol tem atividade fungicida em relação as espécies de Candida isoladas

de lesões superficiais em paciente com HIV/AIDS apesar da ampla variação das

CIM.

11. O extrato aquoso e alcoólico da própolis verde não apresentou atividade para

inibição de Candida isolada de lesões superficiais em pacientes com HIV/AIDS.

12. Própolis vermelha e lectinas podem ser futuras alternativas terapêuticas para

candidíase superficial em pacientes com HIV/AIDS.


6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

ABDEL-RAHMAN, S.M. Polymorphic exocellular protease expression in clinical isolates of Trichophyton tonsurans. Mycopathologia, v. 150, p. 117–120, 2000. ABDEL-RAHMAN, S.M. Trichophyton tonsurans exocellular protease expression: correlation with clinical presentation in tinea capitis. Clinical and Experimental Dermatology, v. 27, p. 268-271, 2002. ABDULLAEV, F.I.; MEJIA, E.G. Antitumor effect of plant lectins. Natural Toxins, v. 5, p. 157-163. 1997. ABRAS. A.K.; LICHTMAN, A.H.; POBER, J.S. Imunologia Celular e Molecular. Rio de Janeiro: Revinter, 4ª ed, 2003, 544p. ADAMS, D.J. Fungal cell wall chitinases and glucanases. Microbiology, v. 150, p. 2029-2035, 2004. AFOLAYAN, A.J.; MEYER, J. J. The antimicrobial activity of 3,5,7- trihydroxyflavone isolated from the shoots of Helichrysum aureonitens. Journal of Ethnopharmacology, v. 57, p. 177–181, 1997. AGUIAR, C.L.; ALENCAR, S.M.; PAREDES-GUZMÁN, J.F.; KOO, M.H.; PARK, Y.K. Caracterização físico-química das própolis originárias da região de Mata Atlântica do Estado de Alagoas. Mensagem Doce, v. 72, jul. 2003. AGUILAR -USCANGA, B.; FRANCOIS , J.M. A study of the yeast cell wall composition and structure in response to growth conditions and mode of cultivation. Letters in Applied Microbiology, Oxford, v. 37, n. 3, p. 268–274, 2003. ALENCAR, S.M.; AGUIAR, C.L.; PAREDES-GUZMÁN, J.; PARK, Y.K. Composição química de Baccharis dracunculifolia, fonte botânica das própolis dos estados de São Paulo e Minas Gerais. Ciência Rural, v. 35, p. 909-915, 2005a. ALENCAR, S.M.; OLDONI, T.L.C.; CASTRO, M.L.; CABRAL, I.S.R.,; COSTA-NETO, C.M.; CURY, J.A.; ROSALEN, P.L.; IKEGAKI. M. Chemical composition and biological activity of a new type of Brazilian propolis: Red propolis. Journal of Ethnopharmacology, v. 113, p. 278–283, 2007.


ALVES, S.B. Fungos entomopatogênicos: controle microbiano de insetos. In: ALVES, S.B. (ed), São Paulo, 2 ed., 289-381, 1998. AMARAL, R.C.; GOMES, R.T.; ROCHA, W.M.S.; ABREU, S.L.R; SANTOS, V.R. Periodontitis treatment with brazilian green propolis gel. Pharmacology online, v. 3, p. 336-341, 2006. ANTUNES, A. G. V. et al. Candidemia ia a Brazilian Terctiary Care Hospital: Species Distribution and Antifungal Susceptibility Patterns. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v.46, p.239-241, 2004. AOKI, S.; ITO-KUWA, S.; NAKAMURA, K.; NINOMIYA, K.; VIDOTT, V. Extracellular proteolytic activity of Cryptococcus neoformans. Mycophatologia, v. 128, p. 143-150, 1994. AQUINO, V.R.; CONSTANTE, C.C.; BAKOS, L. Freqüência das dermatofitoses em exames micológicos em Hospital Geral de Porto Alegre, Brasil. Anais Brasileiros de Dermatologia, v. 82, p. 239-244, 2007. AWALE, S.; SHRESTHA, S. P.; TEZUKA, Y. et al., Neoflavonoids and related constituents from nepalese propolis and their nitric oxide production inhibitory activity. Journal of Natural Products, v. 68, p. 858-864, 2005. AYOUBA, A.; CAUSSE, H.; VAN DAMME, E.J.M.; PEUMANS, W.J.; CAMBILLAU, C.; ROUGÉ, P. Interactions of plant lectins with the components of the bacterial cell wall peptidoglycan. Biochemical systematics and ecology, v. 22, p. 153-159, 1994. AYRES, D.C.; MARCUCCI, M.C.; GIORGIO, S. Effects of Brazilian propolis on Leishmania amazonensis. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v. 102, p. 215-220, 2007. BANERJEE, A.; GANESAN, K.; DATTA, A. Induction of secretory acid proteinase in Candida albicans. Journal of General Microbiology, v. 137, p. 2455-2461, 1991. BANKOVA, V.S.; CASTRO, S.L.; MARCUCCI, M.C. Propolis: recent advances in chemistry and plant. Apidologie, v. 31, p. 3-15, 2000. BANKOVA, V.; POPOVA, M.; BOGDANOV, S.; SABATINI, A.G. Chemical composition of European propolis: expected and unexpected results. Zeitschrift fur Naturforschung, v. 57, p. 530-533, 2002.


BANKOVA, S. Recent trends and important developments in propolis research. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, v. 2, p. 29-32, 2005a. BANKOVA, V. Chemical diversity of propolis and the problem of standardization. Journal of Ethnopharmacology, v. 100, p. 114-117, 2005b. BARBOSA, T.; ARRUDA, S.; CAVADA, B.; GRANGEIRO, T. B.; FREITAS, L. A. R.; BARRAL-NETTO, M. In vivo lymphocyte activation and apoptosis by lectins of Diocleinae subtribe. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v. 96, p. 673-678, 2001. BARRY, A. L., M. A. PFALLER, S. D. BROWN, A. ESPINEL-INGROFF, M. A. GHANNOUM, C. KNAPP, R. P. RENNIE, J. H. REX, AND M. G. RINALDI. Quality control limits for broth microdilution susceptibility tests of ten antifungal agents. JOURNAL OF CLINICAL MICROBIOLOGY, v. 38, p. 3457–3459, 2000. BARNETT JA, PAINE RW, YARROW D. Yeasts: Characteristics and Identification. Cambridge University Press, Cambridge, 2000. BARRAL-NETTO, M.; SANTOS, S.B.; MOREIRA, R.A.; OLIVEIRA, J.T.A.; BARRAL, A.; MOREIRA, L.I.M.; SANTOS, C.F.; CAVADA, B.S. Human lymphocyte stimulation by lectins from Brazilian leguminous seeds. Immunological Investigations, v. 21, p. 297-303, 1992. BARRAL-NETTO, M.; VON SOHSTEN, R. L.; TEIXEIRA, M.; SANTOS, W. L.; POMPEU, M. L.; MOREIRA, R. A.; OLIVEIRA, J. T.; CAVADA, B. S.; FALCOFF, E.; BARRAL, A. In vivo protective effect of the lectin from Canavalia brasiliensis on Balb/ mice infected by Leishmania amazonensis. Acta Tropica, v. 60, p. 237-250, 1996. BARRIENTOS, L.G.; GRONENBORN, A.M. The highly specific carbohydrate- binding protein cyanovirin-N: structure, anti-HIV/Ebola activity and possibilities for therapy. Mini Reviews in Medicinal Chemistry, v. 5, p. 21-31, 2005. BARROS, M.E.S.; SANTOS, D.A.; HAMDAN, J.S. In vitro methods for antifungal susceptibility testing of Trichophyton spp. Mycological Research, v. 110, p. 1355-1360, 2006. BAUMGARTNER C, FREYDIERE AM, GILLE Y. Direct identification and recognition of yeast species from clinical material by using Albicans ID and CHROMagar Candida plates. JOURNAL OF CLINICAL MICROBIOLOGY, v. 34, p. 454-456, 1996.


BAYRAMOGLU, G.; SONMEZ, M.; TOSUN, I. AYDIN, K.; AYDIN, F. Breakthrough Trichosporon asahii Fungemia in Neutropenic Patient with Acute Leukemia while Receiving Caspofungin Infection, v. 36, p. 68-70, 2008. BENTO, C.A.M.; CAVADA, B.S.; OLIVEIRA, J.T.A.; MOREIRA, R.A.; BARJA-FIDALGO, C. Rat paw edema and leucocyte immigration induced by plant lectins. Agents and Action, v. 38, p. 48-54, 1993. BERGER, T. G. Treatment of bacterial, fungal and parasitic infections in the HIV-infected host. Seminars in Dermatology, v. 12, p. 296-300, 1993. BERGOLD, A. M.; GEORGIADIS, S. Novidades em fármacos antifúngicos: uma revisão Visão Acadêmica, v. 5, p. 159 -172, 2004. BOOTH, C. The genus Fusarium Commonweath Agricultural Bureaux. Common weath Mycological Institute, farnham Royal, Bucks, England, 1971. BRASIL 2001. Ministério da Agricultura. Instrução Normativa nº3 – Anexo VI – Regulamento técnico para fixação de identidade e qualidade de própolis. Diário Oficial da República Federativa do Brasil. Brasília, 19 Jan. 2001. BRASIL 2003. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Resolução RDC nº 132, de 29 de Maio de 2003. Diário Oficial da União, 02 Out. 2003. BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Secretaria de Vigilância em Saúde. Programa Nacional de DST e Aids. Critérios de definição de casos de aids em adultos e crianças./ Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em Saúde, Programa Nacional de DST e Aids. Brasília: Ministério da Saúde, 56p. 2004. BRAZ, S.C.M. SOUZA MOTTA, C.M.; MASSA, D.M.L.; NEVES, R.P.; MAGALHÃES, O.M.C. Viabilidade, confirmação taxonômica e detecção enzimática de espécies de Acremonium preservadas sob óleo mineral na Coleção de Culturas University Recife Mycology Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 42, p. 63-66, 2009. BROCKAERT, W.F.; VAN PARIJS, J.; LEYNS, F.; JOOS, H.; PEUMANS, W.J. A chitin-binding lectin from stinging nettle rhizomes with antifungal properties. Science, v. 245, p. 1100-1103, 1989.


BURKHART CN, CHANG H, GOTTWALD L. Tinea corporis in human immunodeficiency virus-positive patients: case report and assessment of oral therapy. International Journal of Dermatology, v. 42, p. 839-43, 2003. BURDOCK, G.A. Review of the biological properties and toxicity of bee propolis. Food and Chemical Toxicology, v. 36, p. 347- 363. 1998. CANDIDO, R.C.; AZEVEDO, R.V.P.; KOMESU, M.C. Enzimotipagem de espécies do gênero Candida isoladas da cavidade bucal. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 33, p. 437-442, 2000. CALDERONE, R. A.; FONZI, W. A. Virulence factors of Candida albicans. Trends in Microbiology, Cambridge, v. 9, p. 327-335, 2001. CAMBUIM, I. I. F. N. Fungemia em pacientes portadores do vírus da Imunodeficiência Humana (HIV) e caracterização fisiológica dos fungos isolados. Dissertação (Mestrado em Biologia de Fungos) Universidade Federal de Pernambuco, 61f. 2005. CARRETERO-PELÁEZ MA, ESPARZA GÓMEZ GC, FIGUERO-RUIZ E, CERERO-LAPIEDRA R. Alcohol- containing mouthrinses and oral cancer. Critical analysis of literature. Medicina Oral, v. 9, p. 166-173, 2004. CASTALDO, S.; CAPASSO, F. Propolis, an old remedy used in modern medicine. Fitoterapia , v. 73, p. S1–S6, 2002. CASTRO, S.L., HIGASHI, K.O. Effect of different formulations of propolis on mice infected with Trypanossoma cruzi. Journal of Ethnopharmacology, v. 46, p. 55-58, 1995. CATEF 2005. Câmara Técnica de Medicamentos Fitoterápicos. Nota Técnica sobre o Registro de Produtos Contendo Própolis 2005. Disponível em < E:\Própolis\Anvisa - Instituição - Câmaras Técnicas - Câmara Técnica de Medicamentos Fitoterápicos – CATEF.htm> Acesso em: 30/06/2009. CAVADA, B.S.; GRANGEIRO, T.B.; RAMOS, M.V.; CORDEIRO, E.F.; OLIVEIRA, J.T.A.; MOREIRA, R.A. Isolation and partial characterization of a lectin from Dioclea rostrata Benth seeds. Revista Brasileira de Fisiologia Vegetal, v. 8, p. 31-36. 1996.


CAVADA, B. S.; MOREIRA, R. A.; OLIVEIRA, J. T. A.; GRANGEIRO, T. B. Primary strutures and functions of plant lectins. Revista Brasileira de Fisiologia Vegetal, v. 5, p. 193-201. 1993. CAVADA, B.S.; SANTOS, C.F.; GRANGEIRO, T.B.; NUNES, E.P.; SALES, P.V.P.; RAMOS, R.L.; SOUSA, F.A.M.; CRISOSTOMO, C.V.; CALVETE, J.J. Purification and characterization of a lectin from seeds of Vatairea macrocarpa duke. Phytochemistry, v. 49, p. 675-680, 1998. CAVADA, B.S.; MADEIRA, S.V.F.; CALVETE, J.J.; SOUZA, L.A.; BOMFIM, L.R.; DANTAS, A.R.; LOPES, M.C.; GRANGEIRO, T.B.; FREITAS, B.T.; PINTO, V.P.; LEITE, K.B.; RAMOS, M.V. Purification, chemical, and immunochemical properties of a new lectin from Mimosoideae (Parkia discolor). Preparative Biochemistry & Biotechnology, v. 30, p. 271-280, 2000. CHAVES, G.M.; CAVALCANTI, M.A.Q.; PORTO, A.L.F. Pathogenicity characteristics of stocked and fresh yeast strains. Brazilian Journal of Microbiology, v. 34, p. 197-202, 2003. CHEN, Z.; SUN, X.; TANG, K. Cloning and expression of a novel cDNA encoding a mannose-binding lectin from Dendrobium officinale. Toxicon, v. 45, p. 535-540, 2005. CHRISTOV, R.; BANKOVA, V.; HEGAZI, A.; ABD EL HADY, F.; POPOV, S. Chemical composition of Egyptian propolis. Zeitschrift für Naturforschung, v. 53, p. 197-200. 1998. CHUMKHUNTHOD, P.; RODTONG, S.; LAMBERT, S.J.; FORDHAM-SKELTON, A.P.; RIZKALLAH, P.J.; WILKINSON, M.C.; REYNOLDS, C.D. Purification and characterization of an N-acetyl-D-galactosamine-specific lectin from the edible mushroom Schizophyllum commune. Biochimica et Biophysica Acta, v. 1760, p. 326–332, 2006. CIOPRAGA, J., GOZIA, O.; TUDOR,R.; BREZUICA, L.; DOYLE, R.J. Fusarium sp. growth inhibition by wheat germ agglutinin. Biochimica et Biophysica Acta, v. 1428, p. 424-432, 1999. CLINICAL and LABORATORY STANDARDS INSTITUTE – CLSI (2002) Método de Referência para Testes de Diluição em Caldo para a Determinação da Sensibilidade a Terapia Antifúngica das Leveduras; Norma Aprovada—Segunda Edição. Norma M27-A2 do NCCLS (ISBN 1-56238-469-4). NCCLS, 940 West Valley Road, Suite 1400, Wayne, Pennsylvania 19087-1898 Estados Unidos, 2002.


COLEMAN DC, RINALDI MG, HAYNES KA, REX JH, SUMMERBELL RC, ANAISSIE EJ, LI A, SULLIVAN DJ. Importance of Candida species other than Candida albicans as opportunistic pathogens. Medical Mycology, v. 36, p. 156-165, 1998. COLOMBO, A. L.; GUIMARAES, T. Epidemiology of hematogenous infections due to Candida spp. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 36, p. 599-607, 2003. COLOMBO, A.L. NUCCI, M.; SALOMÃO, R.; BRANCHINI, M.L.M.; RICHTMANN, R.; DEROSSI, A.; WEY, S.B. High rate of non-albicans candidemia in Brazilian tertiary care hospitals. Diagnostic microbiology and infectious disease, v. 34, p. 281-286, 1999. COLOMBO, A. L. NUCCI, M.; PARK, B.J.; NOUE´R, S.A.; ARTHINGTON-SKAGGS, B.; DA MATTA, D.A.; WARNOCK, D. MORGAN, J. Epidemiology of candidemia in Brazil: a nationwide sentinel surveillance of candidemia in eleven medical centers. Journal of Clinical Microbiology, v. 44, p. 2816-2823, 2006. CONANT, M. A. The AIDS epidemic. Journal of the American Academy of Dermatology, v. 31, p. 547-S50, 1994. CORDEIRO NETO, F.; PERSSONI, R.A.B.; FIGUEIREDO-RIBEIRO, R.C.L. Fungos produtores de inulinases isolados da rizosfera de Asteraceae herbácea do cerrado. Revista Brasileira de Ciência do Solo, v. 21, p. 149-153, 1997. CRIBIER, B.; MENA, M.L.; REY, D.; PARTISANI, M.; FABIEN, V.; LANG, J.M.; GROSSHANS, E. Nail changes in patients infected with human immunodeficiency virus. A prospective controlled study. Archives of Dermatology, v. 134, p. 1216-20, 1998. CROCCO, E.I. et al. Identificação de espécies de Candida e susceptibilidade antifúngica in vitro: estudo de 100 pacientes com candidíases superficiais. Anais Brasileiros de Dermatologia, v. 79, p. 689-697, 2004. CUENCA-ESTRELLA, M.; RODRIGUEZ-TUDELA, J.L. Present status of the detection of antifungal resistance: the perspective from both sides of the ocean. Clinical Microbiology and Infection, v. 7, p. 46– 53, 2001.

DAHDAH, M.J.; SCHER, R.K. Onychomycosis – An Overview. US Dermatology review (Reference Section) 1-4, 2006.


DA MATTA, D. A. ALMEIDA, L.P.; MACHADO, A.M.; AZEVEDO, A.C.; KUSANO, E.J.U.; TRAVASSOS, N.F.; SALOMÃO, R.; COLOMBO, A.L. Antifungal susceptibility of 1,000 Candida bloodstream isolates to 5 antifungal drugs: results of a multicenter study conducted in São Paulo, Brazil, 1995-2003. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease, v. 57, p. 399-404, 2007. DAMICO, D.C.S.; FREIRE, M.G.M.; GOMES, V.M.; TOYAMA, M.H.; MARANGONI, S.; NOVELLO, J.C.; MACEDO, M.L.R . Isolation and characterization of a lectin from Annona muricata seeds. Journal of Protein Chemistry, v. 22, p. 655-661, 2003. DANTAS, A.P.; OLIVIERI, B.P.; GOMES, F.H.M.; DE CASTRO, S.L. Treatment of Trypanosoma cruzi-infected mice with propolis promotes changes in the immune response. Journal of Ethnopharmacology, v. 103, p. 187-193, 2006. DAS, K.S.; BANERJEE, A.B. Lipolytic enzymes of Trichophyton rubrum. Sabouraudia, v. 15, p. 313-323. 1977. DAUGSCH, A.; MORAES, C.S.; FORT, P.; PARK, Y.K. Brazilian Red Propolis - Chemical Composition and Botanical Origin. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, v. 5, p. 435–441, 2007. DE CASTRO, SL 2001. Propolis: biological and pharmacological activities. Arbs Annual Review of Biomedical Sciences, v. 3, p. 49-83. DE HOOG GS, GUARRO J, GENÉ J, FIGUERAS MJ. Atlas of clinical fungi. Centraalbureau voor Schimmelculures/Universitat Rovira i Virgili, Utrecht/Reus, The Netherlands, 2000. DEL PALACIO A, PEREIRO-MIGUENS M, GIMENO C, et al. Widespread dermatophytosis due to Microsporum (Trichophyton) gallinae in a patient with AIDS - a case report from Spain. Clinical and Experimental Dermatology, v. 17, p. 449-53. 1992. DOMISCH KH, GAMS W, ANDERSON TH. Compendium of Soil Fungi. Academic Press: London, 1980. DOS SANTOS, J.I.; VICENTE, E.J.; PAULA, C.R.; GAMBALE, W. Phenotypic Characterization of Trichophyton rubrum isolates from two geographic locations in Brazil. European Journal of Epidemiology, v. 17, p. 729-735. 2001.


DUARTE, E.R. Prevalence of Malassezia spp. in the ears of assymptomatic cattle and cattle with otitis in Brazil. Medical Mycology, v. 37, p. 59-162, 1999. ELLIS, M.B. 1971. Dematiaceous Hyphomycetes. Commonwealth Mycological Institute, Kew. ELLIS, M.B. 1976. More Dematiaceous Hyphomycetes. Commonwealth Mycological Institute, Kew. ESPINEL-INGROFF A, BOYLE K, SHEEHAN DJ. In vitro antifungal activities of voriconazole and reference agents as determined by NCCLS methods: review of the literature. Mycopathologia, v. 150, p. 101–15, 2002. FAKHOURY, M.; WOLOSHUK, C. P. Inhibition of Growth of Aspergillus flavus and Fungal α-Amylases by a Lectin-Like Protein from Lablab purpureus Molecular Plant-Microbe Interactions , v. 14, p. 955-961, 2001. FAVRE, B.; HOFBAUER, B.; HILDERING, K.A.; RYDER, N.S. Comparison of In Vitro Activities of 17 Antifungal Drugs against a Panel of 20 Dermatophytes by Using a Microdilution Assay. Journal of Clinical Microbiology, v. 41, p. 4817-4819, 2003. FERNANDES, N. C.; FABRÍCIO L.; TIYOMI A.; BARREIROS M. G. C. Infecção por Microsporum gypseum em paciente com AIDS: relato de caso Microsporum gypseum infection in Aids patient: a case report. Anais Brasileiros de Dermatologia, v. 73, p. 39-41, 1998. FERNANDES JÚNIOR; A.; LOPES, M.M.R.; COLOMBARI, V.; MONTEIRO, A.C.M.; VIEIRA, E.P. Atividade antimicrobiana de própolis de Apis mellifera obtidas em três regiões do Brasil. Ciência Rural, v. 36, p. 294-297, 2006. FERNANDES, F.F.; DIAS, A.L.T.; RAMOS, C.L.; IKEGAKI, M.; SIQUEIRA, A.M.; FRANCO, M.C. The in vitro antifungal activity evaluation of propolis G12 ethanol extract on Cryptococcus neoformans. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v. 49, p. 93-95, 2007. FERNÁNDEZ-TORRES, B.; CABAÑES, F.J.; CARRILLO-MUÑOZ, A.J.; ESTEBAN, A.; INZA, I.; ABARCA, L.; GUARRO, J. Collaborative evaluation of optimal antifungal susceptibility testing conditions for dermatophytes. Journal of Clinical Microbiology, v. 40, p. 3999-4003, 2002.


FERNÁNDEZ-TORRES, B.; CARRILLO, A.J.; MARTÍN, E.; DEL PALACIO, A.; MOORE, M.K.; VALVERDE, A.; SERRANO, M.; GUARRO, J. In Vitro Activities of 10 Antifungal Drugs against 508 Dermatophyte Strains. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, v. 45, p. 2524-2528, 2001. FERNÁNDEZ-TORRES, B.; CARRILLO-MUÑOZ, A.; INZA, I.; GUARRO, J. Effect of Culture Medium on the Disk Diffusion Method for Determining Antifungal Susceptibilities of Dermatophytes. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, v. 50, p. 2222–2224, 2006. FERNÁNDEZ-TORRES, B.; INZA, I.; GUARRO, J. In vitro activities of the new antifungal drug eberconazole and three other topical agents against 200 strains of dermatophytes. Journal of Clinical Microbiology, v. 41, p. 5209-5211, 2003a. FOONGLADDA S, HAOUHARN P, SAKULMAIWATANA P, CHAIPRASERT A. Comparative evalution of Candi Select test and conventional methods for identification of Candida albicans in routine clinical isolates. Mycoses, v. 45, p. 75-78, 2002. FOSTEL, J.; LARTEY, P. Emerging novel antifungal agents. Drug Discovery Today, v. 5, p. 25-32, 2000. FOTEDAR, R.; AL-HEDAITHY, S.S.A. Identification of chlamydospore-negative Candida albicans using CHROMagar Candida medium. Mycoses, v. 46, p. 96-103, 2002. FREEDBERG, I.M.; EISEN, A.G.; WOLLF, K.; AUSTEN, K.F.; GOLDSMITH, C.A.; KATZ, F.I. Fungal disease with cutaneous involvement. In: ______. Fitgpatrick’s: dermatology in general medicine. 6. ed. New York: Mc Grawhill v.2, p. 1989-2018, 2003. FREIRE, M.G.M.; GOMES, V.M.; CORSINI, R.E.; MACHADO, O.L.T.; DE SIMONE, S.G.; NOVELLO, J.C.; MARANGONI, S.; MACEDO, M.L.R. Isolation and partial characterization of a novel lectin from Talisia esculenta seeds that interferes with fungal growth. Plant Physiology and Biochemistry, v. 40, p. 61-68, 2002. FRIEDRICH, J.; GRADISAR, H.; MANDIN, D.; CHAUMONT, J.P. Screening fungi for synthesis of keratinolytic enzymes. Letters in Applied Microbiology, v. 28, p. 127-130. 1999. FUNARI, C.S.; FERRO, V.O. Análise de Própolis. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 26, p. 171-178, 2006.


GARCÍA-MARTOS, P., GARCÍA-AGUDO, R., HERNÁNDES-MOLINA, J.M., MARÍN, P., TARELLO, E., MIRA, J. Identification de leveduras de interés clínico en el medio de cultivo CHROMagar Candida. Revista Iberoamericana de Micologia, v. 15, p. 131-51998 GARCÍA, V.M.N.; GONZALEZ, A.; FUENTES, M.; AVILES, M.; RIOS, M.Y.; ZEPEDA, G.; ROJAS, M.G. Antifungal activities of nine traditional Mexican medicinal plants. Journal of Ethnopharmacology, v. 87, p. 85–88, 2003. GAUTRET, P.; RODIER, M.H.; LACROIX, K.C.; JACQUEMIN, J.L. Case Report and Review. Onychomycosis due to C. parapsilosis. Mycoses, v. 43, p. 433-435, 2000. GALHARDO, M.C.G.; WANKE, B.; REIS, R.S.; OLIVEIRA, L.A.; VALLE, A.C.F. Disseminated dermatophytosis caused by Microsporum gypseum in an AIDS patient: response to terbinafine and amorolfine Mycoses, v. 47, p. 238 – 241, 2004. GAZIM, Z.C.; REZENDE, C.M.; FRAGA, S.R.; SVIDZINSKI, T.I.S.; CORTEZ, D.A.G. Antifungal Activity Of The Essential Oil From Calendula officinalis L. (Asteraceae) growing in Brazil. Brazilian Journal of Microbiology, v. 39, p. 61-63, 2008. GEBARA, E.C.; LIMA, A.; MAYER, M.P. Propolis antimicrobial activity against periodontopathic bactéria. Brazilian Journal of Microbiology, v. 33, p. 365-369, 2002. GHANNOUM, M.A.; CHATURVEDI, V.; ESPINEL-INGROFF, A.; PFALLER, M.A.; RINALDI, M.G.; LEE-YANG, W.; WARNOCK, D.W. Intra- and interlaboratory study of a method for testing the antifungal susceptibilities of dermatophytes. Journal of Clinical Microbiology, v. 42, p. 2977–2979, 2004.

GHISALBERTI, E. L. Propolis: a review. Bee World 60, 59-84, 1979.

GIORDANI, R., TREBAUX, J., MASI, M., REGLI, P. Enhanced antifungal activity of ketoconazole by Euphorbia characias latex against Candida albicans. Journal of Ethnopharmacology, v. 78, p. 1-5, 2001. GINTER G, RIEGER E, HEIGL K, PROPST E. Increasing frequency of onychomycosis - is there a change in the spectrum of infections agents? Mycoses, v. 39, p. 118-122, 1996. GIUDICE, M. C.; SZESZS, M. W. SCARPINI, R. L.; NINOMYIA1, A.; TRIFILIO, M. O. PINTO, W. P.; MELHEM, M. S. C. Clinical and epidemiological study in an AIDS patient


with Microsporum gypseum infection. Revista Iberoamericana de Micología, v. 14, p. 184-187, 1997. GODOY, P. TIRABOSCHI, I.N.; SEVERO, L.C.; BUSTAMANTE, B.; CALVO, B.; ALMEIDA, L.P.; DA MATTA, D.A.; COLOMBO, A.L. Species distribution and antifungal susceptibility profile of Candida spp. bloodstream isolates from Latin American hospitals. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v. 98, p. 401-405, 2003. GOMES, J.C.; CAVADA, B.S.; MOREIRA, R.A.; OLIVEIRA, J.T.A. Histamine release induced by glucose (mannose) specific lectins isolated from Brazilian plants. Comparison with concanavalin A. Inflammation Research, v. 41, p. 132-135, 1994. GOMIDES, M. D. A.; BERBERT, A. L. C. V.; MANTESE, S. A. O.; ROCHA, A.; FERREIRA, M. S.; BORGES, A. O S. Dermatoses em pacientes com AIDS: estudo de 55 casos. Uberlândia, MG, Brasil. Revista Associação Medicina Brasileira, v. 48, p. 36-41, 2002. GOZIA, O.; CIOPRAGA, J.; BENTIA, T.; LUNGU, M.; ZAMFIRESCU, I.; TUDOR, R.; ROSEANU, A.; NITU, F. Antifungal properties of lectin and new chitinases from potato tubers. Comptes Rendus de l’Académie de Ssiences, Serie III, Sciences de la Vie, v. 316, p. 788-792, 1993. GRANGEIRO, T.B.; SCHRIEFER, A.S.; CALVETE, J.J.; RAIDA, M.; URBANKE, C.; BARRAL-NETTO, M.; CAVADA, B.S. Molecular cloning and characterization of ConBr, the lectin of Canavalia brasiliensis seeds. European Journal of Biochemistry, v. 248, p. 43-48, 1997. GONCALVES, R.H.; MIRANDA, E.T.; ZAIA, J.E.; GIANNINI, M.J. Species diversity of yeast in oral colonization of insulin-treated diabetes mellitus patients. Mycopathologia, v. 162, p. 83-89, 2006. GRAHAM, E.R.J.; CHARLENE, L.B.; LOAN, T.; RAZA, A. The prevalence of dermatophyte infection in patients infected with human immunodeficiency virus International Journal of Dermatology, v. 47, p. 339 – 343, 2008.

GREENAWAY, W.; SCAYSBROOK, T.; WHATLEY, F. R. The composition and plant origins of propolis. Bee World, v. 71, p. 107-118, 1990. GROLL AH, WALSH TJ. Uncommon opportunistic fungi: new nosocomial threats. Clinical microbiology and infection, v. 7, p. 8– 24, 2001.


GUILHERMETTI E, KIOSHIMA ES, SHINOBU C, SILVA SC, MOTA VA, SVIDZINSKI TIE Medical micology: an emergent subject in clinical analysis. Revista Brasileira de Análises Clínicas, v. 36, p. 51-53, 2004. GUILLOT, J.; BOND, R. Malassezia pachydermatis: a review. Medical Mycoogyl, v. 37, p. 295-306, 1999. GURGEL, L.A.; SIDRIM, J.J.C.; MARTINS, D.T.; CECHINEL FILHO, V.; RAO, V.S. In vitro antifungal activity of dragon’s blood from Croton urucurana against dermatophytes. Journal of Ethnopharmacology, v. 97, p. 409-412, 2005. HANEL, H.; KIRS, R.; SCHIMIDTS. H. New systematically active antimycotics from the betablocker category. Mycoses, v. 38, p. 251-264, 1995. HAN XY, TARRAND JJ, ESCUDERO E. Infections by the yeast Kodomaea (Pichia) ohmeri: two cases and literature review. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases, v. 23, p. 127-130, 2004. HARISH, Z.; RUBINSTEIN, A.; GOLODNER, M.; ELMALIAH, M.; MIZRACHI, Y. Suppression of HIV-1 replication by propolis and its immunoregulatory effect. Drugs under Experimental and Clinical Research, v.23, p.86-89, 1997. HAVSTEEN, B.H. The biochemistry and medical significance of the flavonoids. Pharmacology and Therapeutics, v. 96, p. 67-202. 2002. HAZEN, K.C. Fungicidal versus fungistatic activity of terbinafine and itraconazole: an in vitro comparison. Journal of the American Academy of Dermatology, v. 38, p. 37-41, 1998. HAY, R. J. Yeast infections. Clinics in Dermatology, v. 14, p. 113-124, 1996. HEGAZI, A.G. Propolis an overview. Disponível em: <http://www.propoleo.cl/cientificospropolis/dr_Ahmed_Hegazi.pdf.> Acesso em: 29 junho 2009. HENNEQUIN, C.; LAVARDE, V.; POIROT, J.L.; RABODONIRINA, M.; DATRY, A.; ARACTINGI, S.; DUPOUY-CAMET, J.; CAILLOT, D.; GRANGE, F.; KURES, L.;

MORIN, O.; LEBEAU, B.; BRETAGNE, S.; GUIGEN, C.; BASSET, D.; GRILLOT, R. Invasive Fusarium infections: a retrospective survey of 31 cases. Journal of Medical and Veterinary Mycology, v. 35, p. 107-14, 1997.


HOSSAIN M, GHANNOUM MA: New investigational antifungal agents for treating invasive fungal infections. Exp Opin Inves Drugs, v. 9, p. 1797-1813, 2000 HUBE, B. From commensal to pathogen: stage- and tissuespecific gene expression of Candida albicans. Current Opinion in Microbiology, v. 7: 336-341, 2004. IBRAHIM, A.S.; MIRBORDE, F.; FILLER, S.G.; BANO, Y.; COLE, G.T.; KITAJIMA, Y.; EDWARDS, J.E.; NOZAWA, Y.; CHAMMOUM, M.A. Evidence implicating phospolipase as a virulence factor of Candida albicans. Infection and Immunity, v. 63, p. 1993-1998, 1995.

ITO, J.; CHANG, F. R.; WANG, H. K.; PARK, Y. K.; IKEGAKI, M.; KILGORE, N.; LEE, K. H. Anti-

AIDS agents. 48. Anti-HIV activity of moronic acid derivatives and the new mellifore-

related triterpenoid isolated from Brazilian propolis. Journal of Natural Products, v. 64, p. 1278-1281, 2001. JESSUP, C.J.; WARNER, J.; ISHAM, N.; HASAN, I.; GHANNOUM, M.A. Antifungal Susceptibility Testing of Dermatophytes: Establishing a Medium for Inducing Conidial Growth and Evaluation of Susceptibility of Clinical Isolates. Journal of Clinical Microbiology, v. 38, p. 341–344, 2000. JIMÉNEZ, S.M.C. Enzimas extracelulares (fosfolipase, lipase, urease e protease) em amostras de Paracoccidioides brasiliensis nas formas Micelial (M) e Leveduriforme (Y). 1993, 106f. Dissertação (Mestrado em Criptógamos)-UFPE, Recife, PE, Brasil. JOHNSON, R. A. HIV Disease: Mucocutaneous Fungal Infections in HIV Disease Clinics in Dermatology, v. 18, p. 411- 422, 2000.

KANAZAWA, M.; SATOMI, Y.; MIZUTANI, Y.; UKIMURA, O; KAWAUCHI, A.; SAKAI, T.; BABA, M.; OKUYAMA, T. Isoliquiritigenin inhibits the growth of prostate cancer. European Urology, v. 43, p. 580-586, 2003. KANTARCIOGLU AS, YUCEL A. Phospholipase and protease activity in clinical Candida isolates with reference to the sources of strains. Mycoses, v. 5, p. 160-165, 2002. KARACA, N.; KOÇ, A.N. In vitro susceptibility testing of dermatophytes: comparison of disk diffusion and reference broth dilution methods. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease, v. 48, p. 259-264, 2004.


KITAJMA, Y. Structural and biochemical characteristics of pathogenic fungus: cell walls, lipids and dimorphism, and action modes of antifungal agents. Nippon Ishinkin Gakkai Zasshi, v. 41, p. 211-217, 2000. KOC, A.N.; SILICI, S.; AYANGIL, D.; FERAHBAS, A.; ÇANKAYA, S. Comparison of in vitro activities of antifungal drugs and ethanolic extract of propolis against Trichophyton rubrum and T. mentagrophytes by using a microdilution assay. Mycoses, v. 48, p. 205-210, 2005. KREGER VAN RIJ NJW. The Yeast: a taxonomic study Elsevier Sci. Publication, Amsterdam, 1984. KREUTER, A.; TEICHMANN, M.; STUECKER, M.; ALTMEYER, P.; TIETZ, H.J.; BROCKMEYER, N.H. Generalized fungal infection in a patient with AIDS appearing as skin papules. : European journal of medical research, v. 8, p. 435-437, 2003. KUJUMGIEV, A.; TSVETKOVA, I.; SERKEDJIEVA, Y.; BANKOVA, V.; CHRISTOV, R.; POPOV, S. Antibacterial, antifungal and antiviral activity of propolis of different geographic origin. Journal of Ethnopharmacology, v. 64, p. 235-240, 1999. KUMAZAWA, S.; YONEDA, M.; SHIBATA, I.; KANAEDA, J.; HAMASAKA, T.; NAKAYAMA, T. Direct evidence for the plant origin of brazilian propolis by the observation of honeybee behavior and phytochemical analysis. Chemical and Pharmaceutical Bulletin, v. 51, p. 740-742, 2003. KUSUMOTO, T., MIYAMOTO, T., HIGUCHI, R., DOI, S., SUGIMOTO, H. AND YAMADA, H. (2001) Isolation and structures of two new compounds from the essential oil of Brazilian propolis. Chemical and Pharmaceutical Bulletin, v. 49, p. 1207-1209. KURTZMANN, C.P.; FELL, J.W. The yeast: a taxonomic study. 4 ed. New York, Elsevier 1998. KWON - CHUNG, K.J.; BENETT, J.E. Medical Mycology. London: Lea & Febiger, 1992. 833 p.

LACAZ, C. da S.; MACHADO, C. M. Oportunismo microbiano e de neoplasias na medicina contemporânea. São Paulo: Fundo Editorial Byk, 2000. 272p.

LACAZ, C.S. PEREIRA, A.D.; HEINS-VACCARI, E.M.; CUCÉ, L.C.; BENATTI, C.;

NUNES, R.S.; MELO, N.T.; FREITAS-LEITE, R.S.; HERNANDEZ-ARRIAGADA, G.L.


Onychomycosis caused by Scytalidium dimidiatum. Report of two cases. Review of the taxonomy of the synanamorph and anamorph forms of this coelomycete. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v. 41, p. 318-323, 1999. LACAZ, C.S.; PORTO, E.; MARTINS, J.E.C.; HEINS-VACCARI, E.M.; MELO, N.T. Tratado de Micologia Médica. 9. ed. Rio de Janeiro: Sarvier, 2002. 1104p. LEVINSON W. JAWETZ E. Microbiologia Médica e Imunologia. 7 ed. Porto Alegre: Artmed, 2005. LEYDEN, J. Pharmacokinetics and pharmacology of terbinafine and itraconazole. Journal of the American Academy of Dermatology, v. 38, p. S42-47. 1998. LIMA D.R. Manual de Farmacologia Clínica, Terapêutica e Toxicologia. v.1, Rio de Janeiro: Medsi, 2003. LIMA, K.M.; DELGADO, M.; REGO, R.S.M.; CASTRO, C.M.M.B. Candida albicans e Candida tropicalis isoladas de onicomicose em paciente hiv-positivo: co-resistência in vitro aos azólicos. Revista de Patologia Tropical, v. 37, p. 57-64, 2008a. LIMA, K.M.; CASTRO, C.M.M.B.; CAMBUIM, I.I.F.N.; OLIVEIRA, J.C.; DELGADO, M.; REGO, R.S.M. Hongos filamentosos no dermatofitos: onicomicosis en cuatro pacientes infectados con el virus de la inmunodeficiencia humana. Revista Iberoamericana de Micologia, v. 25, p. 69-73, 2008b LIS, H.; SHARON, N. Lectins: Carbohydrate-specific proteins that mediate cellular recognition. Chemical Reviews, v. 98, p. 637-674, 1998. LODDER J. The Yeast: a taxonomic study. North Holland Publishing Company, Oxford, 1970. LOHOUÉ PETMY, J.; LANDO, A. J.; KAPTUE, L.; TCHINDA, V.; FOLEFACK, M. Superficial mycoses and HIV infection in Yaounde. JEADV Journal of the European Academy of Dermatology and Venereology, v. 18, p. 301–304, 2004. LONGHINI, R.; RAKSA, S.M.; OLIVEIRA, A.C.P.; SVIDZINSKI, T.I.E,; FRANCO, S.L. Obtenção de extratos de própolis sob diferentes condições e avaliação de sua atividade antifúngica. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 17, p. 388-395, 2007. LOPES J, DALLE F, MANTELIN P, MOIROUX P, NIERLICH AC, PACOT A, CUISENIER B, VAGNER O, BONNIN A. Rapid identification of Candida glabrata based


on trealose and sucrose assimilation using Rosco Diagnostic Tablets. Journal Clinical Microbiology, v. 39, p. 1172-1174, 2001. LÓPEZ-JODRA, TORRES-RODRÍGUEZ. Unusual fungal species causing onychomycosis. Revista Iberoamericana de Micología, v. 16, p. 11-15, 1999. LOUREIRO, V.; MALFEITO-FERREIRA, M. Spoilage yeasts in the wine industry. International Journal of Food Microbiology, v. 86, p. 23-50, 2003. LOZANO-CHIU M, ARKIAN S, PAETZNICK VL, ANAISSIE EJ, REX JH. Optimizing voriconazole susceptibility testing of Candida: effects of incubation time, endpoint rule, species of Candida, and level of fluconazole susceptibility. Journal of Clinical Microbiology, v. 37, p. 2755-2759, 1999. LU, Y.; WU, C.; YUAN, Z. Determination of hesperetin, cinnamic acid and nicotinic acid in propolis with micellar electrokinetic capillary chromatography. Fitoterapia, v. 75, p. 267-276, 2004. MAERTENS, J., BOOGAERTS, M. The place for itraconazol in treatment. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, v. 56, p. 33-38, 2005. MACÊDO, D.P.C.; NEVES, R.P.; MAGALHÃES, O.M.C. SOUZA-MOTTA, C.M.; QUEIROZ, L.A. Pathogenic aspects of Epidermophyton floccosum Langeron et Milochevitch as a possible aethiological agent of tinea capitis. Brazilian Journal of Microbiology, v. 36, p. 36-37, 2005. MACÊDO, D.P.C.; SILVA, V.K.A.; FARIAS, A.M.A.; MELO, L.R.B.; WILHEIM, A.B.; NEVES, R.P. Candida glabrata esophagitis: new case reports and management. Brazilian Journal of Microbiology, v. 39, p. 279-281, 2008.

MACÊDO, D.P.C.; FARIAS, A.M.A.; Lima Neto, R.G.; SILVA, V.K.A.; Leal, A.F.G.; NEVES, R.P. Infecções oportunistas por leveduras e perfil enzimático dos agentes etiológicos. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 42, p. 188-191, 2009. MCDONALD, F.; ODDS, F.C. Virulence for mice of a proteinase secreting strain of Candida albicans and proteinase deficient mutant. Journal of General Microbiology, v. 129, p. 431-438, 1983.


MAGLIORATI, C.M.; BIRMAN, E.G.; CURY, A.M. Oropharyngeal candidiasis in HIV -infected patients under treatment with protease inhibitors. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod, v. 98, p. 301-10. 2004 MAIA, M.L.S.; DOS SANTOS, J.I.; VIANI, F.C.; LARSSON, C.E.; PAULA, C.R.; GAMBALE, W. Phenotypic characterization of Microsporum canis isolates from cats and dogs. Mycoses , v. 44, p. 480-486, 2001. MAIA, F.C. Avaliação da atividade antitumoral in vivo da Lectina de sementes da Canavalia brasiliensis. Dissertação (Mestrado em Ciência Veterinária) - Universidade Federal Rural de Pernambuco. 2009. MANACH, C. SCALBERT, A.; MORAND, C.; RÉMÉSY, C.; JIMÉNEZ, L. Polyphenols: food sources and bioavailability. American Journal of Clinical Nutrition, v. 79, p. 727-747, 2004. MARCUCCI, M.C. Propolis: chemical composition, biological properties and therapeutic activity. Apidologie, v. 26, p. 83-99, 1995. MARCUCCI, M.C.; FERRERES, F.; GARCÝ´A-VIGUERA, C.; BANKOVA, V.S.; DE CASTRO, S.L.; DANTAS, A.P.; VALENTE, P.H.M.; PAULINO, N. Phenolic compounds from Brazilian propolis with pharmacological activities. Journal of Ethnopharmacology, v. 74, p. 105–112, 2001. MARCUCCI, M.C.; CUSTÓDIO, A.R.; PEREIRA, R.M.S. Própolis tipificada: um novo caminho para a elaboração de medicamentos de origem natural, contendo este produto apícola. Mensagem Doce, v. 90, 2007. MARKHAM, K.R.; MITCHELL, K.A.; WILKINS, A.L.; DALDY, J.A.; LU, Y. HPLC and GC-MS identification of the major organic constituents in new Zealand propolis. Phytochemistry, v. 42, p. 205-211, 1996. MARQUES, S.A. Micoses em imunossuprimidos. In: ZAITZ, C.; CAMPBELL, I.; MARQUES, S.A.; RUIZ, L.R.B.; SOZA, V.M. Compêndio de Micologia Médica. Rio de Janero: Medsi, 1998, p. 325-329.

MATSUNO, T.; MATSUMOTO, Y.; SAITO, N.; MORIKAWA, J. Isolation and

characterization of cytotoxic diterpenoid isomers from propolis. Zeitschrift für Naturforschung, v. 52, p. 702-704, 1997.


MAYSER, P.; LAABS, S.; HEUER, K.; GRÜNDER, K. Detection os extracellular phospholipase activity in Candida albicans and Rhodotorula rubra. Mycopathologia , v. 135, p. 149-155, 1996. MELO, N.R.; VILELA, M.M.S.; JORGE JUNIOR, J.; KAMEI, K.; MIYAJI, M.; FUKUSHIMA, K.; NISHIMURA, K.; GROENEVELD, P.; KELLY S.L.; TAGUCHI, H. HIV-1 anti-retroviral drug effect on the C. albicans hyphal growth rate by a Bio-Cell Tracer system. Brazilian Journal of Microbiology, v. 37, p. 225-229, 2006. MELLO, A.M.; GOMES, R.T.; LARA, R.S.; SILVA, L.G.; ALVES, J.B.; CORTÉS, M.E.; ABREU, S.L.; SANTOS, V.R. The effect of brazilian propolis on the germ tube formation and cell wall of Candida albicans. Pharmacology online, v. 3, p. 352-358, 2006. MENEZES, H. Própolis: uma revisão dos recentes estudos de suas propriedades farmacológicas. Arquivos do Instituto Biológico, v. 72, p. 405-411, 2005. MIMICA, L.M.J. UEDA, S.M.Y.; MARTINO, M.D.V.; NAVARINI, A.; MARTINI, I.J. Diagnóstico de infecção por Candida: avaliação de testes de identificação de espécies e caracterização do perfil de suscetibilidade. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina Laboratorial, v. 45, p. 17-23, 2009. MOLINA, F.P., MAJEWSKI, M., PERRELA, F.A., OLIVEIRA, L.D., JUNQUEIRA, J.C., JORGE, A.O.C. Propolis, salvia, calendula and castor – antifungal activity of natural extracts on Candida albicans strains Ciência Odontológica Brasileira, v. 11, p. 86-93, 2008. MOREIRA, R.A.; CORDEIRO, E.F.; RAMOS, M.V.; GRANGEIRO, T.B.; MARTINS, J.L.; OLIVEIRA, J.T.A.; CAVADA, B.S. Isolation and partial characterization of a lectin from seeds of Dioclea violacea. Revista Brasileira de Fisiologia Vegetal, v. 8, p. 23-29. 1996. MOREIRA, R.A.; MONTEIRO, A.C.O.; HORTA, A.C.G.; OLIVEIRA, J.T.A.; CAVADA, B.S. Isolation and characterization of Dioclea altissima var. megacarpa seed lectin. Phytochemistry, v. 46, p. 139-144, 1997. MOREIRA, R.A.; SILVA, L.M.A.; HORTA, A.C.G.; OLIVEIRA, J.T.A.; CAVADA, B.S. Lectin from Canavalia brasiliensis Mart. Behavior during maturation and detection of a lectin precursor. Revista Brasileira de Fisiologia Vegetal, v. 5, p. 133-138, 1993. MONTEIRO-MOREIRA, A.C.O. Caracterização estrutural de três lectinas apresentando especificidades distintas presentes em sementes de fruta-pão


(Artocarpus incisa L.) (Tese de Doutorado) em Bioquímica Vegetal, 2002. Universidade Federal do Ceará. 98p. Disponível em: <http://servicos.capes.gov.br/capesdw/Pesquisa.do?autor=MONTEIROMOREIRA&tipoPesqAutor=T&assunto=lectinas&tipoPesqAssunto=T&ies=&tipoPesqIes=T&nivel=&anoBase>. Acesso em 30/06/2009. MUHSIN, T.M.; AUBAID, A.H.; AL-DUBOON, A.A. Extracellular enzyme activities of dermatphytes and yeast isolates on solid media. Mycoses, v. 40, p. 465-469. 1997. MUHSIN, T.M.; SALIH, T.H. Exocellular enzyme activity of dermatophytes and other fungi isolated from ruminants in Southern Iraq. Mycopathologia, v. 150, p. 49-52, 2000. MURAD, M.; CALVI, S.A.; SOARES, A.M.V.C.; BANKOVA, V.; SFORCIN, J.M. Effects of propolis from Brazil and Bulgaria on fungicidal activity of macrophages against Paracoccidioides brasiliensis. Journal of Ethnopharmacology, v. 79, p. 331-334, 2002. NAPIMOGA, M.H.; CAVADA, B.S.; ALENCAR, N.M.N.; MOTA, M.L.; BITTENCOURT, F.S.; ALVES-FILHO, J.C.; GRESPAN, R.; GONÇALVES, R.B.; CLEMENTE-NAPIMOGA, J.T.; FREITAS, A.; PARADA, C.A.; FERREIRA, S.H.; CUNHA, F.Q. Lonchocarpus sericeus lectin decreases leukocyte migration and mechanical hypernociception by inhibiting cytokine and chemokines production. International Immunopharmacology, v. 7, p. 824-835, 2007. NASCIMENTO, E.A.; BEZZAN, L.C.F. Estudo da própolis do triângulo mineiro. Parte 1: identificação dos constituintes solúveis em metanol/acetato de etila por CG-EM. Mensagem Doce, v. 63, 2001. NASCIMENTO, E.A.; MORAIS, S.A.L.; PILÓ-VELOSO, D.; CHANG, R.; REIS, D.C. Um marcador químico de fácil detecção para a própolis de alecrim-do-campo (Baccharis dracunculifolia). Mensagem Doce, v. 91, 2007. NEDER, R.N. Microbiologia: manual de laboratório. São Paulo: Nobel, 1992. 98p. NGAI, P.H.K.; NG, T.B. A mushroom (Ganoderma capense) lectin with spectacular thermostability, potent mitogenic activity on splenocytes, and antiproliferative activity toward tumor cells. Biochemical and Biophysical Research Communications, v. 314, p. 988-993, 2004. NIEVA MORENO, M.I.; ISLA, M.I.; CUDMANI, N. G.; VATUONE M. A; SAMPIETRO, A. R. Screening of antibacterial activity of Amaicha del Valle (Tucumán, Argentina) propolis. J. Ethnopharmacol, v. 68, p. 97-102, 1999.


NOTHENBERG, M. Própolis enfrenta bem o desafio das pesquisas. Química e Derivados, v. 348, p. 24-28, 1997. NUNES, B.S; RENSONNET, N.S; DAL-SECCO, D.; VIEIRA, S.M; CAVADA, B.S; TEIXEIRA, E.H; MOURA, T.R; TEIXEIRA, C.S; CLEMENTE-NAPIMOGA, J.T; CUNHA, F.Q; NAPIMOGA, M.H. Lectin extracted from Canavalia grandiflora seeds presents potential anti-inflammatory and analgesic effects. Naunyn-Schmiedeberg's archives of pharmacology, v. 379, p. 609-16, 2009. OLIVEIRA, A.C.P.; SHINOBU, C.S.; ONGHINI, R.L.; FRANCO, S.L.; SVIDZINSKI, T.I.E. Antifungal activity of propolis extract against yeasts isolated from onychomycosis lesions. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, v. 101, p. 493-497, 2006. OOI, L.S.; NG, T.B.; GENG, Y.; OOI, V.E. Lectins from bulbs of the Chinese daffodil Narcissus tazetta (family Amaryllidaceae). Biochemistry and Cell Biology, v. 78, p. 463-468. 2000. OYEKA CA, GUGNANI HC. Keratin degradation by Scytalidium species and Fusarium solani Mycoses, v. 41, p. 73-76, 1998. OTA, C.; UNTERKIRCHER, C.; FANTINATO, V.; SHIMIZU, M.T. Antifungal activity of propolis on different species of Candida. Mycoses, v. 44, p. 375-378, 2001. OTAG, F.; KUYUCU, N.; ERTURAN, Z.; SEN, S.; EMEKDAS, G.; SUGITA, T. An outbreak of Pichia ohmeri infection in the paediatric intensive care unit: case reports and review of the literature. Mycoses, v. 48, p. 265-269, 2005. PACKER JF, LUZ MMS. Método para avaliação e pesquisa da atividade antimicrobiana de produtos de origem natural. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 17, p. 102-107, 2007. PAPINI, R.; MANCIANTI, F. Extracellular enzymatic activity of Microsporum canis isolates. Mycopathologia, v. 132, p. 129 – 132, 1995. PARK, Y.K.; ALENCAR, S.M.; AGUIAR, C.L. Botanical Origin and Chemical Composition of Brazilian Propolis. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 50, p. 2502-2506, 2002a. PARK, Y.K.; ALENCAR, S.M.; AGUIAR, C.L. Estudo da composição fenólica de méis e própolis oriundos de mesma colméia. Mensagem Doce, v. 67, 2002b.


PARK, Y.K.; IKEGAKI, M.; ALENCAR, S.M. Classificação das própolis brasileiras a partir de suas características físico-químicas e propriedades biológicas. Mensagem Doce, v. 58, p. 2-7, 2000. PARK, Y.K.; KOO, M. H.; ABREU, J.A.S.; IKEGAKI, M.; CURY, J.A.; ROSALEN, P.L. Antimicrobial activity of propolis on oral microorganisms. Current Microbiology, v. 36, p. 24-28, 1998a. PARK, Y.K.; KOO, H; IKEGAKI, M.; CURY, J.A.; ROSALEN, P.L. Effect of propolis on Streptococcus mutans, Actinomyces naeslundii and Staphylococcus aureus. Revista de Microbiologia, v. 29, p. 143-148, 1998b. PARK, Y.K.; PAREDES-GUZMAN, J.F.; AGUIAR, C.L.; ALENCAR, S.M.; FUJIWARA, F.Y. Chemical constituents in Baccharis dracunculifolia as the main botanical origin of Southeastern Brazilian propolis. Journal of Agriculture and Food Chemistry, v. 52, p. 1100-1103, 2004.

PARK, Y. K.; FUKUDA, I.; ASHIDA, H.; NISHIUMI, S.; YOSHIDA, K.; DAUGSCH, A.; SATO, H. H.; PASTORE, G. M. Suppressive effects of ethanolic extracts from propolis and its main botanical origin on dioxin toxicity. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 53, p. 10306-10309, 2005. PANYA, M.F.; MGONDA, Y.M.; MASSAWE, A.W. The pattern of mucocutaneous disorders in HIV – infected children attending care and treatment centres in Dar es Salaam, Tanzania. BioMed Central Public Health, v. 9, p. 1-5, 2009. PAULA, C.R. Candidíases In: ZAITZ, C.; CAMPBELL, I; MARQUES, A.S. et al. Compendio de Micologia Médica – Rio de Janeiro: Medsi, 434f. cap 8, p. 99-107, 1998. PEREA, S.; FOTHERGILL, A.W.; SUTTON, D.A.; RINALDI, M.G. Comparasion of in vitro activies of variconazole and five established antifungal agents against different species of dermatophytes using a broth macrodiluition method. Journal of Clinical Microbiology, v. 39, p. 385-388, 2001. PEREA, S.; PATTERSON T.F. Antifungal resistance in pathogenic fungi Clinical infectious diseases, v. 35, p. 1073-1080, 2002. PEREIRA, A.S.; PEREIRA, A.F.M.; TRUGO, L.C.; AQUINO NETO, F.R. Distribution of quinic acid derivatives and other phenolic compounds in Brazilian propolis. Zeitschrift für Naturforschung, v. 58, p. 590-593, 2003.


PEUMANS, W.J.; VAN DAMME, E.J.M. Lectins as plant defense proteins. Plant Physiology, v. 109, p. 347-352, 1995. PFALLER, M.A. ; DIEKEMA, D. J.; JONES, R. N.; SADER, H. S.; FLUIT, A. C.; HOLLIS, R. J.; MESSER, S. A. International surveillance of bloodstream infections due to Candida species: Frequency of occurrence and in vitro susceptibilities to fluconazole, ravuconazole, and voriconazole of isolates collected from 1997 through 1999 in the SENTRY Antimicrobial Surveillance Program. Journal of clinical microbiology, Vol. 39, p. 3254–3259, 2001. PIETTA, P.G.; GARDANA, C.; PIETTA, A.M. Analytical methods for quality control of propolis. Fitoterapia, v 73, p. 7-20. 2002. SENTRY Antimicrobial Surveillance Program. Journal of Clinical Microbiology, v. 39, p. 3254-3259, 2001. PHILPOT, C.M. Some aspects of the epidemiology of tinea. Mycopathologia, v. 62, p.: 3-13, 1977. PINTO, M.S.; FARIA, J..; MESSAGE, D; CASSINI, S.T.A; PEREIRA, C.S.; GIOSO, M.M. Effect of green propolis extracts on pathogenic bacteria isolated from milk of cows with mastitis. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal Science, v. 38, p. 278-283, 2001. PITT, J.I. 1988. A laboratory guide to common Penicillium species. 2nd ed. Commonwealth Scientific and Industrial Research Organization, North Ryde. PORRO, A. M., M. C. N. YOSIOKA, S. K. KAMINSKI, M. DE A. PALMEIRA, O. FISCHMAN, AND M. ALCHORNE. Disseminated dermatophytosis caused by Microsporum gypseum in two patients with the acquired immunodeficiency syndrome. Mycopathologia, v. 137, p. 9-12, 1997. PORRO, A.M.; YOSHIOKA, M.C.N. Dermatologic manifestations of HIV infection. Anais Brasileiros de Dermatologia, v. 75, p. 665-691, 2000. PORTER, N. G.; WILKINS, A. L. Chemical, physical and antimicrobial properties of essential oils of Leptospermum scoparium and Kunzea ericoides. Phytochemistry, v. 50, p. 407-415, 1999.


PRICE, M.F.; CAWSON, R.A. Phospholipase activity in Candida albicans. Sabouraudia, v. 15, p. 79-185, 1977. PRICE MF, WALKISON ID, GENTRY LO. Plate method for detection of phospholipase activity in Candida albicans. Sabouraudia, v. 20, p. 7-14, 1982. PRYTZYK, E.; DANTAS, A.P.; SALOMÃO, K.; PEREIRA, A.S.; BANKOVA, V.S.; DE CASTRO, S.L.; NETO, F.R.A. Flavonoids and trypanocidal activity of Bulgarian propolis. Journal of Ethnopharmacology, v. 88, p. 189-193, 2003. PUENTE, X.S.; LÓPEZ-OTÍN, C. A Genomic Analysis of Rat Proteases and Protease Inhibitors, v. 14, p. 609–622, 2004. PUJOL, I.; CAPILLA, J.; FERNÁNDEZ-TORRES, B.; ORTONEDA, M.; GUARRO, J. Use of the sensititre colorimetric microdilution panel for antifungal susceptibility testing of dermatophytes. Journal of Clinical Microbiology, v. 40, p. 2618-2621, 2002. QUIROGA, E.N.; SAMPIETRO, D.A.; SOBERO, J.R.; SGARIGLIA, M.A.; VATTUONE, M.A. Propolis from the northwest of Argentina as a source of antifungal principles. Journal of Applied Microbiology, v. 101, p. 103-110, 2006. RAPPER, K.B.; FENELL, D.I. The genus Aspergillus. Malabar Flórida: Robert and Krieger, 1977. REBELL, G.; TAPLIN, D. Dermatophytes: their recognition and identification. Florida: University of Miami Press, 1979. 124 p. RENOLDS, R.; BRAUDE, A. The filament inducing property of blood for Candida albicans: its nature and significance. Clinical Res. Proceed, v. 4, p. 40, 1956. REX, J. H.; WALSH, T. J.; SOBEL, J. D.; FILLER, S.G.; PAPPAS, P.G.; DISMUKES, W.E.; EDWARDS, J.E. Practice Guidelines for the treatment of candidiasis. Journal of Infections Diseases, v. 30, p. 662-678, 2000. RICHARDSON, M.; LASS-FLÖRL, C. Changing epidemiology of systemic fungal infections. Clinical Microbiology and Infection, v. 14, p. 5-24, 2008 RIDDELL, R.W. 1950. Permanent stained mycological preparation obtained by slide culture. Mycologia 42:265-270.


RIPPON, J.W. Medica Mycology: Hongos y Actnomicetos Patógenos. 3ªed., México: 1990, 855p. ROCHE. Sida: Inibidores da Protease - site Roche SIDA - Disponível em: www.roche.pt/sida/tratamento/trata. cfm, Acesso em: 10 agosto 2009. RODRIGUEZ, D.; CAVADA, B. S.; OLIVEITA, J. T. A.; MOREIRA, R. A.; RUSSO, M. Differences in macrophage stimulation and leukocyte accumulation in response to intraperitoneal administration of glucose/mannose-binding lectins. Brazilian Journal of Medical and Biological Research, v. 25, p. 823-826. 1992. RODRIGUEZ-VILLALOBOS H, GEORGALA A, BÉGUIN H, HEYMANS C, PYE G, CROKAERT F, AOUN M. Disseminated Infection due to Cylindrocarpon (Fusarium) lichenicola in a Neutropenic Patient with Acute Leukaemia: Report of a Case and Review of the Literature. European Journal of Clinical Microbiology & Infectious Diseases, v. 22, p. 62-65, 2003. RÖRIG, K.C.O.; COLACITE, J.; ABEGG, M.A. Produção de fatores de virulência in vitro por espécies patogênicas do gênero Candida Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v. 42, p. 225-227, 2009. ROZA, M.S.; DORNELLAS, D.; RODRIGUES, M.T.; VIEIRA, P.V.; FRADE, M.A.C.; CARVALHO, M.T.F. Pitiríase versicolor e síndrome da imunodeficiência adquirida (SIDA). Anais Brasileiros de Dermatologia 78, p. 569-577, 2003. RUFER, C.E.; KULLING, S.E. Antioxidant activity of isoflavones and their major metabolites using different in vitro assays. Journal of Agricultural and Food Chemistry , v. 54, p. 2926–2931, 2006. RUBINSTEIN, N.; ILARREGUI, J.M.; TOSCANO, M.A.; RABINOVICH, G.A. The role of galectins in the initiation, amplication and resolution of the inflammatory response. Tissue Antigens, v. 64, p. 1-12, 2004. RUGELES, M.J.; VASQUÉS, J.L.; JARAMILO, E.; OROZCO, B. ESTRADA, S.; OSPINA, S. Etiología y características clínicas de la onicomicosis en un grupo de pacientes inmunosuprimidos. Infectio Revista de la Asociación Colombiana de Infectología, v. 5, p. 7-13, 2001. SAHINLER, N.; KAFTANOGLU, O Natural product propolis: chemical composition. Natural Product Research, v. 19, p. 183-188, 2005.


SALATINO, A.; TEIXEIRA, E.W.; NEGRI, G.; MESSAGE, D. Origin and chemical variation of Brazilian propolis. Medicine, v. 2, p. 33-38, 2005. SAMARANAYAKE, L. P. Oral mycoses in HIV infection. and oral pathology, v. 73, p. 171 SAMDANI, A.J.; DYKES, P.J.; MARKS, R. The proteolytic activity of strains of mentagrophytes and T. rubrum Journal of Medical and Veterinary Mycology SANTOS, D.A.; HAMDAN, J.S. Evaluation of broth microdilution antifungal susceptibility testing conditions for Microbiology, v. 43, p. 1917-1920, 2005. SANTOS NETO, T.M., MOTA, R.A., SILVA,SARUBBO, L.A., CONVERTI A., PORTO, A.L.F.Isolated from Milk of Goats with Mastitis to Antibiotics and Green Propolis Extracts.Letters in Drug Design & Discovery SANTOS, P.N. Atividade Antitumoral In vivo da Lectina de Sementes de Dioclea violacea. 2009. Dissertação (Mestrado em Ciências Biológicas) Pernambuco, Recife, 2009. SANTOS, V.R.; PIMENTA, F.J.G.S.; AGUIM.D.; MESQUITA, R.A. Oral candidiasis treatment with brazilian ethanol propolis extract. Phytotherapy Research SAWAYA, A.C.H.F.; PALMA, A.M.; CAETANO, F.M.; MARCUCCI, M.C.; DA SILVA CUNHA, I.B.; ARAÚJO, C.E.P.; SHIMIZU, M.T. Comparative study of used to analyse the activity of propolis extracts with different compositions against species of Candida. Letters in Applied Microbiology SCHLOTTFELDT, F.S.; TRAMONTIN, S.W.; NAPPI, B.P.;Reclassificação taxonômica de espécies do gênero Malassezia: revisão da literatura sobre as implicações clinicolaboratoriais.Laboratorial , v. 38, p. 199-204, 200 SEQUEIRA, L.; GRAHAM, T.L. Agglutination of avirulent strains of solanacearum by potato lectin.


SALATINO, A.; TEIXEIRA, E.W.; NEGRI, G.; MESSAGE, D. Origin and chemical variation of Brazilian propolis. Evidence-Based Complementary and Alternative

38, 2005.

SAMARANAYAKE, L. P. Oral mycoses in HIV infection. Oral surgery, oral medicine, 171 80, 1992.

SAMDANI, A.J.; DYKES, P.J.; MARKS, R. The proteolytic activity of strains of T. rubrum isolated from tinea pedis e tinea unguium infections.

Journal of Medical and Veterinary Mycology, v. 33, p. 167-170, 1995.

SANTOS, D.A.; HAMDAN, J.S. Evaluation of broth microdilution antifungal susceptibility testing conditions for Trichophyton rubrum. Journal of Clinical

1920, 2005.

SANTOS NETO, T.M., MOTA, R.A., SILVA, L.B.G., VIANA, D.A., LIMA-SARUBBO, L.A., CONVERTI A., PORTO, A.L.F. Susceptibility of StaphylococcusIsolated from Milk of Goats with Mastitis to Antibiotics and Green Propolis Extracts.Letters in Drug Design & Discovery, v. 6, p. 63-68, 2009.

Atividade Antitumoral In vivo da Lectina de Sementes de Dioclea . 2009. Dissertação (Mestrado em Ciências Biológicas) - Universidade Federal de

SANTOS, V.R.; PIMENTA, F.J.G.S.; AGUIAR, M.C.F.; DO CARMO, M.A.V.; NAVES, M.D.; MESQUITA, R.A. Oral candidiasis treatment with brazilian ethanol propolis

Phytotherapy Research, v. 19, p. 652-654, 2005.

SAWAYA, A.C.H.F.; PALMA, A.M.; CAETANO, F.M.; MARCUCCI, M.C.; DA SILVA I.B.; ARAÚJO, C.E.P.; SHIMIZU, M.T. Comparative study of in vitro

used to analyse the activity of propolis extracts with different compositions against species Letters in Applied Microbiology, v. 35, p. 203-207, 2002.

F.S.; TRAMONTIN, S.W.; NAPPI, B.P.; SANTOS, J.I. Reclassificação taxonômica de espécies do gênero Malassezia: revisão da literatura sobre as implicações clinicolaboratoriais. Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina

204, 2002.

SEQUEIRA, L.; GRAHAM, T.L. Agglutination of avirulent strains of Pseudomonus by potato lectin. Physiological Plant Pathol, v. 11, p. 43-54. 1977.

95

SALATINO, A.; TEIXEIRA, E.W.; NEGRI, G.; MESSAGE, D. Origin and chemical Complementary and Alternative

Oral surgery, oral medicine,

SAMDANI, A.J.; DYKES, P.J.; MARKS, R. The proteolytic activity of strains of T. isolated from tinea pedis e tinea unguium infections.

SANTOS, D.A.; HAMDAN, J.S. Evaluation of broth microdilution antifungal Journal of Clinical

-FILHO, J.L., Staphylococcus spp.

Isolated from Milk of Goats with Mastitis to Antibiotics and Green Propolis Extracts.

Atividade Antitumoral In vivo da Lectina de Sementes de Dioclea Universidade Federal de

AR, M.C.F.; DO CARMO, M.A.V.; NAVES, M.D.; MESQUITA, R.A. Oral candidiasis treatment with brazilian ethanol propolis

SAWAYA, A.C.H.F.; PALMA, A.M.; CAETANO, F.M.; MARCUCCI, M.C.; DA SILVA in vitro methods

used to analyse the activity of propolis extracts with different compositions against species

SANTOS, J.I. Reclassificação taxonômica de espécies do gênero Malassezia: revisão da literatura sobre

Jornal Brasileiro de Patologia e Medicina

Pseudomonus 54. 1977.


SERDA SK, YUCEL A. Phospholipase and protease activities in clinical Candida isolates with reference to the sources of strains. Mycoses, v. 45, p. 160-165, 2002. SEVERO GOMES, B. Morfotipagem, caracterização fisiológica de leveduras isoladas de secreção vaginal e sensibilidade a própolis e lectinas. 2009. 233f. Tese (doutorado em Ciencias Biológica) – Universidade Federal de Pernambuco. Recife. 2009. SHE, Q.B.; NG, T.B.; LIU, W.K. Isolation of cicadin, a novel and antifungal peptide from dried juvenile cicadas, Biochemical and Biophysical Research Communications, v. 247, p. 106-111, 1998. SIDRIM, J. J.C.; ROCHA, M. F. G. Micologia Médica à luz de autores contemporâneos. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2004. 388p. SILICI, S.; KOÇ, N.A.; AYANGIL, D,; ÇANKAYA, S. Antifungal Activities of Propolis Collected by Different Races of Honeybees Against Yeasts Isolated From Patients With Superficial Mycoses. Journal of Pharmacological Sciences, v. 99, p. 39-44, 2005. SILVA, M.R.R.; PAULA, C.R.; SILVA, S.C.; COSTA, T.R.; COSTA, M.R. Drug resistance of yeasts isolated from oropharyngeal candidiasis in aids patients. Revista de Microbiologia, v. 29, p. 271-275, 1998. SILVA, J. O.; CANDIDO, R. C. Evaluation of the API20C AUX system for the identification of clinically important yeasts. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, v.38, p. 261-263, 2005. SILVA, B.B.; ROSALEN, P.L.; CURY, J.A.; GAKI, M.; SOUZA, V.C.; ESTEVES, A./ ALENCAR, S.M. Chemical composition and botanical origin of red propolis, a new type of Brazilian propolis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, v. 4, p. 1-4, 2007. SILVA, M.R.; SILVA, M.A.A.P. Fatores antinutricionais: inibidores de proteases e lectinas. Revista de Nutrição, v. 13, p. 3-9, 2000. SIMPANYA, M.F.; BAXTER, M. Multiple proteinases from two Microsporum species. Journal of Medical and Veterinary Mycology, v. 34, p. 31-36, 1996. SIMÕES, L.M.C.; GREGÓRIO, L.E.; DA SILVA FILHO, A.A.; DE SOUZA, M.L.; AZZOLINI, A.E.C.S.; BASTOS, J.K.; LUCISANO-VALIM, Y.M. Effect of Brazilian


green propolis on the production of reactive oxygen species by stimulated neutrophils. Journal of Ethnopharmacology, v. 94, p. 59-65, 2004. SINGH, C.J. Characterization of an extracellular keratinase of Trichophyton simii and its role in keratin degradation. Mycopathologia, v. 137, p. 13-16, 1997. SINGH N. Changing spectrum of invasive candidiasis and its therapeutic implications. Clinical Microbiology and Infection, v. 7, p. 1-7, 2001. SIQUEIRA, A.B.S.; GOMES, B.S.; CAMBUIM, I.; MAIA, R.; ABREU, S.; SOUZA-MOTTA, C.M.; QUEIROZ, L.A.; DE PORTO, A.L.,F. Trichophyton species susceptibility to green and red propolis from Brazil. Letters in Applied Microbiology, v. 48, p. 90-96, 2008. SKOREPOVÁ, M.; HAUCK, H. Extracellular proteinases of Trichophyton rubrum and the clinical picture of tinea. Mycosen 30: 25-27, 1987. SLAVIN MA, Australian Mycology Interest Group. The epidemiology of candidaemia and mould infections in Australia. Journal of Antimicrobial Chemotherapy, v. 49, p. 3-6, 2002. SOARES, A.K.A.; CARMO, G.C.; QUENTAL, D.P.; NASCIMENTO, D.F.; BEZERRA, F.A.F.; MORAES, M.O.; MORAES, M.E.A. Avaliação da segurança clínica de um fitoterápico contendo Mikania glomerata, Grindelia robusta, Copaifera officinalis, Myroxylon toluifera, Nasturtium officinale, própolis e mel em voluntários saudáveis. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 16, p. 447-454, 2006. SOARES, M.M.S.R.; CURY, A.E. In vitro activity of antifungal and antiseptic agents against dermatophyte isolates from patients with tinea pedis. Brazilian Journal of Microbiology, v. 32, p. 130-134, 2001. SOMENZI, C.C.; RIBEIRO, T.S.; MENEZES, A. Características Particulares da Micologia Clínica e o Diagnóstico Laboratorial de Micoses Superficiais NewsLab, v. 77, p. 106-118, 2006. SOUSA, J.P.B.; FURTADO, N.A.J.C.; JORGE, R.; SOARES, A.E.E.; J.K. BASTOS. Perfis físico-químico e cromatográfico de amostras de própolis produzidas nas microrregiões de Franca (SP) e Passos (MG), Brasil. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 17, p. 85-93, 2007.


SOUZA, E.A.F.; ALMEIDA, L.M.M.; GUILHERMETTI, E.; MOTA, V.A.; ROSSI, R.M.; SVIDZINSKI, T.I.E. Frequência de onicomicose por leveduras em Maringá, Paraná, Brasil. Anais Brasileiro de Dermatologia, v. 82, p. 151-156, 2007. SQUEO, R. F.; BEER, R.; SILVERS, D.; WEITZMAN, I.; GROSSMAN, M. 1998. Invasive Trichophyton rubrum resembling blastomycosis infection in the immunocompromised host. Journal of the American Academy of Dermatology, v. 39, p. 379-380, 1998. SRIDHAR, S.R.; RAJAGOPAL, R.V.; RAJAVEL, R.; MASILAMANI, S.; NARASIMHAN, S. Antifungal Activity of Some Essential Oils. Journal of Agricultural and Food Chemistry, v. 51, p 7596-7599, 2003. STRADIOTTI, Jr.D, QUEIROZ, A.C.; LANA, R.P. et al. Ação do Extrato de Própolis sobre a Fermentação in vitro de Diferentes Alimentos pela Técnica de Produção de Gases. Revista Brasileira de Zootecnia, v. 33, p. 1093-1099, 2004. SUN, P.L.; HO, H.T. Concentric rings: an unusual presentation of tinea corporis caused by Microsporum gypseum. Mycoses, v. 4, p. 150-151, 2006. SURJUSHE A, KAMATH R, OBERAI C, SAPLE D, THAKRE M, DHARMSHALE S, GOHIL A. A clinical and mycological study of onychomycosis in HIV infection. Indian journal of Dermatology, Venereology and leprology, v. 73, p. 397-401, 2007. TAKAGI, Y.; CHOI, I.S.; YAMASHITA, T.; NAKAMURA, T.; SUZUKI I, H. T.; OSHIMA, M.; GU, Y. H. Immune activation and radioprotection by propolis. American Journal of Chinese Medicine, v. 33, p. 231-40, 2005. TAKASUKA, T. Amino acid- or protein-dependent growth of Trichophyton mentagrophytes and Trichophyton rubrum. FEMS Immunology and Medical Microbiology, v. 29, p. 241-245. 2000. TATSUMI, Y.; YOKOO, M.; SENDA, H.; KAKEHI, K. 2002. Therapeutic efficacy of topically applied KP-103 against experimental tinea unguium in guinea pigs in comparison with amorolfine and terbinafine. Antimicrobial Agents and Chemotherapy, v. 46, p. 3797-3801, 2002. TAVARES JP, MARTINS IL, VIEIRA AS, LIMA FAV, BEZERRA FAF, MORAES MO, MORAES MEA. Estudo de toxicologia clínica de um fitoterápico a base de associações de plantas, mel e própolis. Revista Brasileira de Farmacognosia, v. 16, p. 350-356, 2006.


TAYLOR, B. N.; FICHTENBAUM, C.; SAAVEDRA, M.; SLAVINSKY, J.; SWOBODA, R.; WOZNIAK, K.; ARRIBAS, A.; POWDERLY, W.; FIDEL JR, P. L. In Vivo Virulence

of Candida albicans Isolates Causing Mucosal Infections in People Infected with the Human

Immunodeficiency Virus. The Journal of Infectious Diseases, v. 182, p. 955-959, 2000. TEIXEIRA, E.H; NAPIMOGA, M.H; CARNEIRO, V.A; DE OLIVEIRA, T.M; CUNHA, R.M.S; HAVT, A; MARTINS, J.L; PINTO, V.P.T; GONÇALVES, R.B; CAVADA, B.S. In vitro inhibition of Streptococci binding to enamel acquired pellicle by plant lectins. Journal of applied microbiology, v. 101, p. 111-6, 2006. TEIXEIRA, E.H; NAPIMOGA, M.H; CARNEIRO, V.A; DE OLIVEIRA, T.M; NASCIMENTO, K.S; NAGANO, C.S; SOUZA, J.B; HAVT, A; PINTO, V.P.T; GONÇALVES, R.B; FARIAS, W.R.L; SAKER-SAMPAIO, S; SAMPAIO, A.H; CAVADA, B.S. In vitro inhibition of oral streptococci binding to the acquired pellicle by algal lectins. Journal of applied microbiology, v. 10, p. 1001-1006, 2007. TERRELL, C.L. Antifungal agents. Part II. The azoles. Mayo Clinic Proceedings, v. 74, p. 78-100, 1999. TRABULSI, L.R.; ALTERTHUM, F.; GOMPERTZ, O.F.; CANDEIAS, J.A.N. Microbiologia. São Paulo: Atheneu, 586 p. 1999. TRINDADE, M.B.; LOPES, J.L.S.; SOARES-COSTA, A.; MONTEIRO-MOREIRA, A.C.; MOREIRA, R.A.; OLIVA, M.L.V.; BELTRAMINI, L.M. Structural characterization of novel chitin-binding lectins from the genus Artocarpus and their antifungal activity. Biochimica et Biophysica Acta (Proteins & Proteomics), v. 1764, p. 146-152, 2006. TRUSHEVA, B.; POPOVA, M.; BANKOVA, V.; SIMOVA, S.; MARCUCCI, M.C.; MIORIN, P.L.; PASIN, F.R.; TSVETKOVA, I. Bioactive constituents of Brazilian red propolis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine, v. 3, p. 249-254, 2006. VAN PARIJS, J.; JOOSEN, H.M.; PEUMANS, W.J.; GEUNS, J.M.; VAN LAERE, A.J Effect of the Urtica dioica agglutinin on germination and cell wall formation of Phycomyces blakesleeanus Burgeff. Archives of Microbiology, v.158, p. 19-25, 1992. VAN DER WALT, J.P.; VAN DER KERKEN, A.E. The wine yeast of the cape: part I. A taxonomical survey of the yeasts causing turbidity in South African table wines. Antoine Van Leeuwenhoek, v. 24, p. 239–252, 1958.


VAN DER WALT, J.P.; VAN DER KERKEN, A.E. The wine yeasts of the cape: part V. Studies on the occurrence of Brettanomyces intermedius and Brettanomyces schanderlii. Antonie van Leeuwenhoek, v. 27, p. 81-90, 1961. VAZQUEZ, J. A., SKIEST, D. J.; NIETO, L.; NORTHLAND, R.; SANNE, I.; GOGATE, J.; GREAVES, W.; ISAACS. R. A Multicenter Randomized Trial Evaluating Posaconazole versus Fluconazole for the Treatment of Oropharyngeal Candidiasis in Subjects with HIV/AIDS. Clinical Infectious Diseases, v. 42, p. 1179–1186, 2006. VIARD, B.; AL-MAHMOOD, S.; STREIBLOVA, E.; BONALY, R. Alternate interactions of the o-galactose-specific yeast lectin Kb-CWL I with sensitive yeast strains. FEMS Microbiology Letters, v. 107, p. 17-24, 1993.

VYNOGRAD, N.; VYNOGRAD, I.; SOSNOWSKI, Z. A comparative multicenter study of the efficacy of propolis, acyclovir and placebo in the treatment of genital herpes (HSV). Phytomedicine, v. 7, p. 1-6, 2000. WANG, H.X.; NG, T.B.; LIU, W.K.; OOI, V.E.C.; CHANG, S.T. Isolation and characterization of two distinct lectins with antiproliferative activity from the cultured mycelium of the edible mushroom Tricholoma mongolicum. International Journal of Peptide Research, v. 46, p. 508-513, 1995. WANG, H.X.; LIU, W.K.; NG, T.B.; OOI, V.E.C.; CHANG, S.T. The immunomodulatory and antitumor activities of lectins from the mushroom Tricholoma mongolicum. Immunopharmacology, v. 31, p. 205-211, 1996. WANG, H.X.; GAO, J.; NG, T.B. A new lectin with highly potent antihepatoma Pleurotus ostreatus. Biochemical and Biophysical Research Communications, v. 275, p. 810-816, 2000. WANG, H.X.; NG, T.B. Isolation of cicadin, a novel and antifungal peptide from dried juvenile cicadas. Peptides, v. 23, p. 7-11, 2002. WARREN, N.G.; HAZEN, K. C. Candida, Cryptococcus, and other yeasts of medical importance. In: Manual of Clinical Microbiology, 6th ed. Murray PR, Baron EJ, Pfaller MA, Tenover FC, Yolken RH, Eds. Washington, D.C: American Society for Microbiology, v. p. 723–737, 1995. WAWRZKIEWICZ, K.; WOLSKI, T.; LOBARZEWSKI, J. Sreening the keratinolytic activity of dermatophytes in vitro. Mycopathologia, v. 114, p. 1-8, 1991.


WILLIAMS, R.J.; SPENCER, J.P.; RICE-EVANS, C. Flavonoids: antioxidants or signalling molecules? Free Radical Biology and Medicine, v. 36, p. 838-849, 2004. WEBSTER, D. A.; TASCHEREAU, P. B.; BELLAND, R. J. C.; SAND, C. D.; RENNIE, R. P. Antifungal activity of medicinal plant extracts; preliminary screening studies. Journal of Ethnopharmacology, v. 115, p. 140-146, 2008. WEITZMAN, I.; SUMMERBELL, R.C. The Dermatophytes. Clinical Microbiology Reviews, v. 8, p. 240-259, 1995. WELSH O, VERA-CABRERA L, SALINAS-CARMONA MC. Mycetoma.www.e Medecine.com. (>Specialities>Dermatology>Fungal Infections). 2003. WILLIAMS, D.W.; LEWIS, M.A. Isolation and identification of Candida from the oral cavity. Oral Diseases, v. 16, p. 3-11, 2000. WOJTASZEK, P. Oxidative burst: an early plant response to pathogen infection. Biochemistry Journal, v. 322, p. 681-692, 1997. WONG, J.H.; NG, T.B. Purifcation of a trypsin-stable lectin with antiproliferative and HIV-1 reverse transcriptase inhibitory activity. Biochemical and Biophysical Research Communications, v. 301, p. 545-550, 2003. WONG, J.H.; NG, T.B. Isolation and characterization of a glucose/mannose/rhamnos especific lectin from the knife bean Canavalia gladiata. Archives of Biochemistry and Biophysics, v. 439, p. 91-98, 2005. WONG, J.H.; WONG, C.C.T.; NG, T.B. Purification and characterization of a galactose-specific lectin with mitogenic activity from pinto beans. Biochimica et Biophysica Acta (General Subjects), v. 1760, p. 808–813, 2006. WOON-LEUNG, N.G. Infections in patients with systemic lupus erythematosus. APLAR Journal of Rheumatology, v. 9, p. 89-97, 2006. YAMADA, C. K.; BOHNENSTENGEL, E.; MENDES, Â. V. T. O.; SABONGI, V. P. G.; MEIRA, M. C. A. M. Incidence of dermatophytosis and candidosis in HIV positive patients. Anais brasileiros de Dermatologia, v. 75, p. 157-163, 2000.


YAN, Q.; JIANG, Z.; YANG, S.; DENG, W.; HAN, L. A novel homodimeric lectin from Astragalus mongholicus with antifungal activity. Archives of Biochemistry and Biophysics, v. 442, p. 72-81, 2005. YANG, R.; AO, J.; WANG, W.; SONG, K.; LI, R.; WANG, D. Disseminated trichosporonosis in China. Mycoses, v. 45, p. 519-523, 2003. YE, X.Y.; NG, T.B.; TSANG, P.W.K.; WANG, J. Isolation of a homodimeric lectin with antifungal and antiviral activities from red kidney bean (Phaseolus vulgaris). Journal of Protein Chemistry, v. 20, p. 367-375, 2001. XIA, L.; NG, T.B. An antifungal protein from flageolet beans. Peptides, v. 26, p. 2397-2403. 2005. ZALLA, M.J.; SU, W.P.; FRANSWAY, A.F. Dermatologic manifestations of human immunodeficiency virus infection. Mayo Clinic Proceedings, v. 67, p. 1089-1108, 1992. ZAITZ, C.; RUIZ, L.R.B.; SOUZA, V.M. Dermatoses associadas às leveduras do gênero Malassezia. Anais Brasileiro de Dermatologia, v. 75, p.129-142, 2000. ZEPELIN, M.B.; MEYER, I.; THOMSSEN, R.; WÜRZNER, R.; SANGLARD, D.; TELENTI, A.; MONOD, M. HIV-protease inhibitors reduce cell adherence of Candida albicans by inhibition of yeast secreted aspartic proteases. Journal of Investigative Dermatology, v. 113, p. 747-751, 1999. ZHENG, W.F.; TAN, R.X.; YANG, L.; LIU, Z.L. Two flavones from Artemisia giraldii and their antimicrobial activity. Planta Medica, v. 62, p. 160-162, 1996.

ANEXO

TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE E ESCLARECIDO

Titulo da Pesquisa: “Micoses superficiais em HIV/AIDS e caracterização de agentes

etiológicos quanto a virulência e susceptibilidade antifúngica”.

Nome do pesquisador responsável: Idalina Inês Fonseca Nogueira Cambuim

Endereço: Rua Professor José Vicente nº 517 – IPSEP, Recife - PE.

Esta pesquisa tem como objetivo detectar fungos de lesões cutâneo-mucosas de

pacientes portador do Vírus da Imunodeficiência Humana – HIV e caracterizar os

fungos isolados quanto à morfologia, fisiologia e sensibilidade à lectinas. As amostras

serão coletadas com material esterilizado, não oferecendo riscos ao paciente. As

amostras clínicas serão processadas para exame micológico.

O paciente que participar da pesquisa se beneficiará com diagnóstico e

tratamento imediato com drogas fornecidas pelo Hospital Correia Picanço, conforme

disponibilidade das mesmas, uma vez que os pacientes pertencem a este serviço.

OBS 1: Os pacientes serão mantidos em anonimato, uma vez que não será feita

referência aos dados pessoais. Mesmo após aprovação do termo de consentimento, os

pacientes, poderão retirar-se a qualquer momento da pesquisa, sem nenhum prejuízo

para os mesmos.

____________________________ _____________________________ Nome do pesquisador responsável Assinatura

Desta forma, eu ____________________________________________ R.G.

nº___________________ Expedido por ______________, atesto que li e entendi o

conteúdo deste consentimento e aceito de livre e espontânea vontade participar

deste estudo clínico.

__________________________________ ______________________________

Nome do paciente Assinatura

Recife, ____ de __________ de _____

____________________________ _____________________________

Testemunha Assinatura

40

Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 44(1):40-42, jan-fev, 2011

Artigo/Article

1. Departamento de Micologia, Universidade Federal de Pernambuco, Recife, PE. 2. Ambulatório de Dermatologia, Hospital Correia Picanço, Recife, PE. 3. Serviço de Micologia, NKB-Medicina Diagnóstica, Recife, PE. †In mem,orianEndereço para correspondência: Dra Rejane Pereira Neves. Deptº de Micologia/UFPE. Av. Prof. Nelson Chaves s/n, Cidade Universitária, 50670-420 Recife, PE.Tel: 55 81 2126-8481; Fax: 55 81 2126-8480e-mail: [email protected] para publicação em01/06/2010Aceito em 16/09/2010

INTRODUÇÃO

Avaliação clínica e micológica de onicomicose em pacientes brasileiros com HIV/AIDS

Clinical and mycological evaluation of onychomycosis among Brazilian HIV/AIDS patients

Idalina Inês Fonsêca Nogueira Cambuim1, Danielle Patrícia Cerqueira Macêdo1, Marília Delgado2, Kedma de Magalhães Lima1,3, Genilda Pereira Mendes1, Cristina Maria de Souza-Motta1, Débora Maria Massa Lima1, Maria José Fernandes1, Oliane Maria Correia Magalhães1, Lusinete Acioli de Queiroz1† e Rejane Pereira Neves1

RESUMOIntrodução: Onicomicoses são comuns em pacientes imunocomprometidos embora espécies emergentes tenham sido verificadas, modificado o perfil epidemiológico desta micose. Assim, o objetivo desta pesquisa é avaliar o perfil clínico e micológico da onicomicose em pacientes com infecção pelo HIV/AIDS. Métodos: Amostras clínicas foram coletadas, processados para exame direto e a cultura mantida a temperatura de 30°C e 37ºC durante 15 dias. Resultados: Dos 100 pacientes, 32 apresentavam onicomicose. Os agentes isolados foram Candida albicans, C. parapsilosis, C. tropicalis, C. guilliermondii, Trichophyton rubrum, T. mentagrophytes, Fusarium solani, Scytalidium hialinum, S. japonicum, Aspergillus niger, Cylindrocarpon destructans e Phialophora reptans. Conclusões: Onicomicoses em HIV/AIDS apresentam variadas manifestações clínicas e podem ser causadas por fungos emergentes. As peculiaridades apresentadas pelos diferentes agentes de origem fúngica justificam a necessidade de identificação ao nível da espécie, com a finalidade de orientar uma melhor abordagem terapêutica e minimizar a exposição desses pacientes a condições de risco de uma infecção disseminada.Palavras-chaves: Onicomicose. HIV/AIDS. Leveduras. Fungos filamentosos.

ABSTRACTIntroduction: Onychomycosis is common in immunocompromised patients, but emerging species have been verified, thereby modifying the epidemiological profile of this mycosis. Thus, the aim of this study was to evaluate clinical and mycological profile of onychomycosis among HIV/AIDS patients. Methods: Clinical samples were collected and processed for direct examination, and cultures were maintained at a temperature of 30°C and 37°C for 15 days. Results: Out of 100 patients, 32 had onychomycosis. The etiological agents isolated were Candida albicans, C. parapsilosis, C. tropicalis, C. guilliermondii, Trichophyton rubrum, T. mentagrophytes, Fusarium solani, Scytalidium hialinum, S. japonicum, Aspergillus niger, Cylindrocarpon destructans and Phialophora reptans. Conclusions: Onychomycosis in HIV/AIDS patients presents various clinical manifestations and may be caused by emerging fungi. The peculiarities presented by different fungal agents justify the need for identification to species level, with the purpose of guiding better therapeutic approaches and minimizing these patients’ exposure to conditions presenting a risk of disseminated infection. Keywords: Onychomycosis. HIV/AIDS. Yeasts. Filamentous fungi.

Onicomicoses são infecções nas unhas causadas por fungos como leveduras, dermatófitos ou outros fungos filamentosos, os quais constituem infecção superficial frequente na população imunocompetente ou imunossuprimida1.

Em população com imunossupressão, lesões de onicomicoses expressam características mais intensas e o agente infectante vir a causar doença disseminada ou fatal2. Em pacientes portadores do vírus da imunodeficiência humana (HIV), essa micose pode ocorrer em mais de 30% dos pacientes, principalmente quando a contagem de linfócitos T CD4 estiver abaixo de 400 células/mm2,3. Outros fatores epidemiológicos relacionados são profissões que envolvem contato frequente das unhas com água e solo podendo contribuir para o estabelecimento da infecção fúngica4.

As apresentações clínicas das onicomicoses são classificadas de acordo com a localização, extensão e coloração das lesões. A mais comum é a onicomicose subungueal distal e lateral (OSDL) na qual predominam os dermatófitos com envolvimento ocasional por outro fungo filamentoso. A onicomicose superficial branca (OSB) é causada principalmente por T. mentagrophytes e, algumas vezes, por espécies de Acremonium ocorrendo comumente em pacientes com AIDS. A forma clínica distrófica total (ODT) é causada principalmente por dermatófitos e a onicomicose subungueal proximal (OSP) predomina nas unhas das mãos e é causada por espécies de Candida. Entretanto, em paciente portadores de AIDS essa forma clínica pode estar associada à dermatófitos5,6.

Pacientes HIV/AIDS são alvo constante das onicomicoses, fato frequentemente observado na prática médica7, contudo há escassez de trabalhos sobre o assunto. Dessa forma este trabalho tem como objetivo principal quantificar a ocorrência de onicomicoses em amostras de pacientes e identificar os agentes mais prevalentes.

41

Cambuim IIFN cols - Onicomicose em brasileiros portadores do HIV/AIDS

MÉTODOS

RESULTADOS

DIScUSSÃO

PacientesForam avaliados 100 pacientes HIV/AIDS atendidos no Hospital

Correia Picanço, referência em doenças infecto-contagiosas em Recife, Estado de Pernambuco, com sintomatologia e/ou lesões sugestivas de onicomicose.

A coleta das amostras clínicas foi realizada por raspado de lâmina ungueal ou leito subungueal após consentimento aprovação pelo Comitê de Ética em Pesquisa envolvendo seres humanos do Centro de Ciências da Saúde da Universidade Federal de Pernambuco CEP/CCS/UFPE e pela Comissão de Ética Médica do Hospital Correia Picanço.

As amostras foram processadas para realização do exame direto, onde as escamas ungueais foram clarificadas com solução aquosa a 20% de hidróxido de potássio. Posteriormente, os espécimes clínicos foram semeados em duplicata no meio ágar Sabouraud (Difco) adicionado de 50mg/L de cloranfenicol contido em placas de Petri, sendo mantidas às temperaturas de 30 e 37°C durante 15 dias para identificação dos agentes etiológicos8.

Isolados A identificação das leveduras foi realizada segundo9 observação

das características macroscópicas (aspecto, coloração e bordos das colônias), microscópicas (presença de pseudomicélio, micélio verdadeiro e produção de clamidosporos) e fisiológicas (assimilação de fontes de nitrogênio e carbono, fermentação de fontes de carbono e produção de urease). As leveduras também foram avaliadas através de meio CHROMagartm Candida, o qual foi preparado de acordo com as instruções do fabricante e as placas foram mantidas a 4°C no escuro. Cada isolado foi subcultivado neste meio e incubado a 30°C por 48h. A leitura das placas e a interpretação dos resultados foram realizadas pela observação da morfologia e da pigmentação das colônias10.

Para identificação dos fungos filamentosos foram utilizados os critérios adotados por De Hoog cols11, Lacaz cols8 e Domisch cols12 através da observação das características macroscópicas e microscópicas dos isolados.

Considerações éticasEste estudo foi aprovado pelo Comitê de Ética em Pesquisa

envolvendo seres humanos do Centro de Ciências da Saúde da Universidade Federal de Pernambuco CEP/CCS/UFPE e pela Comissão de Ética Médica do Hospital Correia Picanço

Dos pacientes com HIV/AIDS avaliados, 32 apresentaram distrofia ungueal com apresentações clínicas variadas. Dentre estes, 16 eram do sexo feminino com acometimento nas unhas de mãos em sete casos, pés em seis, e mãos/pés em três casos. Os 16 pacientes do sexo masculino apresentaram onicomicoses nas mãos em sete casos, pés em sete e nas unhas de mãos e pés em dois casos. A faixa etária variou de 27 a 59 anos no sexo feminino e de 22 a 57 anos, no masculino.

Dentre os 32 pacientes com manifestações clínicas de onicomicose, foram reconhecidas as apresentações clínicas típicas. Às formas clínicas clássicas foram associadas com hiperpigmentação e/ou hiperqueratose subungueal, com destaque nos casos de hiperqueratose no sexo feminino.

Das onicomicoses causadas por leveduras foram definidas taxonomicamente, através de todas as características compatíveis, os agentes etiológicos Candida albicans, C. guilliermondii, C. parapsilosis, C. tropicalis, Trichophyton rubrum, T. mentagroplytes. Aspegillus niger, Cylindrocarpon destructans, Fusarium solani, Scytalidium hialinum, S. japonicum e Phialophora reptans.

As colônias de leveduras que exibiram coloração verde-clara foram consideradas C. albicans e as azuis, C. tropicalis, de acordo com o método CHROMagar utilizado.

Houve associação de dois fungos na mesma lesão, como dois isolados de leveduras (C. albicans e C. tropicalis) nas unhas das mãos e um de levedura com fungo filamentoso (C. parapsilosis e T. rubrum), nas unhas dos pés. Foram também isoladas C. parapsilosis das unhas das mãos, C. destructans das unhas dos pés e T. rubrum das unhas de mãos e pés.

Ocorreu onicomicose por A. niger na unha das mãos de um paciente do sexo masculino e F. solani foi isolado de escamas ungueais dos pés de um paciente do sexo masculino e um paciente do sexo feminino. S. hyalinum e S. japonicum foram isolados de escamas ungueais dos pés de dois pacientes do sexo feminino, Phialophora reptans das unhas das mãos de um paciente do sexo masculino agricultor e C. destructans de escamas ungueais do pé de uma paciente com atividade do lar e jardinagem.

Nesta pesquisa, as lesões nas unhas das mãos foram mais frequentes em pacientes do sexo feminino que desempenhavam atividades do lar. Este fato pôde ser justificado, possivelmente, devido ao contato frequente com água e produtos químicos, concorrendo à instalação dos fungos4. Contudo, os resultados descritos no trabalho de Yamada13 acerca das micoses superficiais em pacientes HIV-positivos, a maior incidência de onicomicose ocorreu no sexo masculino, com maior acometimento das unhas dos pés.

Dos três pacientes do sexo masculino agricultores, dois eram portadores de onicomicose nas mãos e um em mãos e pés. Segundo Araújo14 o tipo de ocupação e o contato com possíveis focos, favorecem o desenvolvimento das onicomicoses.

A apresentação clínica OSDL citada neste trabalho, foi também referida por Gupta cols2 ao trabalharem com pacientes com o HIV, ocorrendo de forma isolada ou associada à SB. Cribier cols15 verificaram em 155 pacientes infectados com HIV leuconíquia e melanoníquia longitudinal como apresentações clínicas mais freqüentes de onicomicose neste grupo de pacientes. Entretanto, Baran cols16 ao avaliarem imunocompetentes, observaram como apresentações clínicas a onicomicose subungueal distal e lateral, superficial, subungueal proximal, endonix e onicomicose distrófica total, e ressaltaram a possibilidade de associações entre estas formas.

A diversidade de fungos relacionados à etiologia de diferentes formas clínicas de onicomicose sugere que deve ser declinada uma atenção a esta micose uma vez que a mesma pode evoluir para quadros mais graves em imunossuprimidos17. Segundo Johnson18 infecções crônicas podem favorecer uma porta de entrada para infecções mistas e subsequentes infecções fúngicas invasivas originadas de onicomicose. Neste sentido, Hennequin cols19 descrevem um caso fatal de infecção sistêmica secundária por Fusarium com provável origem de infecção ungueal grave. Estes autores consideram onicomicose causada por agentes emergentes como doença potencialmente grave em paciente com HIV.

42

Rev Soc Bras Med Trop 44(1):40-42, jan-fev, 2011

Surjushe cols20 em trabalho com onicomicose em pacientes com HIV, indicaram como de maior incidência A. niger, Cladosporium sp, S. hyalinum, Penicillium sp e Gymnoascus dankaliensis. No entanto, Cribier cols15 destacam dermatófitos como os principais agentes causadores de onicomicose em pacientes com HIV, assim como Graham cols21 que referem T. rubrum seguido por T. mentagrophytes, T. tonsurans, Epidermophyton floccosum, e C. albicans como os agentes mais comuns de onicomicose em infectados com HIV.

Candida albicans destacou-se neste trabalho como a espécie mais frequente das onicomicoses, seguida de dermatófitos e de outros fungos filamentosos considerados emergentes nos pacientes HIV/aids. Também Ginter cols22, ressaltam a predominância de onicomicose por dermatófitos, seguidos de leveduras e outros fungos filamentosos, entretanto, em imunocompetentes.

As associações entre agentes etiológicos nas onicomicoses são raramente citadas. Contudo, Rugeles cols17 observaram associação de levedura e fungos filamentosos, além de Yamada cols13 que citam três casos de dermatófito associado com levedura, um de fungo filamentoso com levedura e um dermatófito com outro fungo filamentoso. Estes mesmos autores, com relação à localização da lesão, destacaram as lesões nas unhas dos pés.

Os casos dos quais foram isolados Aspergillus como agente etiológico das lesões ungueais não corroboram com a freqüência de onicomicose podal citada por Tosti cols23.

Assim como verificado neste trabalho, outros fungos filamentosos foram causa de onicomicoses em HIV/AIDS tais como espécies de Scytalidium, Fusarium, Phialophora e Cylindrocarpon, os quais são mencionados por diversos autores como capazes de invadir e degradar a queratina da unha24-26.

Do material ungueal de um paciente, não foi obtida cultura de fungo, embora o exame direto tenha revelado filamentos micelianos septados, artrosporados e células de leveduras. Os procedimentos laboratoriais de exame direto e cultura devem ser realizados para o diagnóstico de onicomicose, uma vez que existem casos que o exame direto define a ocorrência dessa micose. O rápido crescimento bacteriano, o uso de medicamentos específicos, as exigências do fungo in vitro e o inóculo pobre em estruturas fúngicas viáveis, podem ter sido causas da não obtenção de cultura.

As manifestações clínicas ungueais apenas poderão ser indicadas como onicomicose após o diagnóstico laboratorial micológico e, desta forma, ser iniciado o tratamento específico para o agente causal27.

AGRADEcIMENTOS

Lembramos, de forma especial, a Prof ª Drª Luzinete Aciole de Queiroz in memorian.

cONFLITO DE INTERESSE

Os autores declaram não haver nenhum tipo de conflito de interesse no desenvolvimento do estudo.

SUpORTE FINANcEIRO

Este trabalho foi apoiado pelo Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq) e pelo Programa de Pós-Graduação em Biologia de Fungos (PPGBF) da Universidade Federal de Pernambuco.

REFERÊNcIAS

1. Balleste R, Mousqués N, Gezuele E. Onicomicosis. Revisión del tema. An Asoc Quim Farm Uruguay 2003; 19:93-106.

2. Gupta Ak, Taborda P, Taborda V, Gilmour J, Rachlis A, Salit I, et al. Epidemiology and prevalence of onychomycosis in HIV-positive individuals. Int J Dermatol 2000; 39:746-753.

3. Dahdah MJ, Scher RK. Onychomycosis - an overview. US: Dermatology review; 2006.

4. Ellabib MS, Agaj M, Khalifa Z, Kavanagh K. Yeasts of the genus Candida are the dominant cause of onychomycosis in Libyan women but not men: results of a 2 year surveillance study. Br J Dermatol 2002; 146:1038-1041.

5. Baran R, Berker D, Dawber R. Doenças da unha: tratamento clínico e cirúrgico. Rio de Janeiro: Revinter; 2000.

6. Roberts DT, Evans EGV, Allen R. Occurrence of onychomycosis among patients attended in dermatology offices in the city of Rio de Janeiro, Brazil. An Bras Dermatol 2003; 78:299-308.

7. Vender RB, Lynde CW, Poulin Y. Prevalence and epidemiology of onychomycosis. J Cutan Med Surg. 2006; 10:28-33.

8. Lacaz CS, Porto E. Tratado de Micologia Médica. São Paulo: Editora Sarvier; 2002.9. Barnett JA, Paine RW, Yarrow D. Yeasts: Characteristics and Identification.

Cambridge: Cambridge University Press; 2000.10. Odds FC, Bernaerts R. CHROMagar Candida, a new differential isolation

medium for presuntive identification of clinically important Candida species. J Clin Microbiol 1994; 32:1923-1929.

11. De Hoog GS, Guarro J, Gené J, Figueiras MJ. Atlas of Clinical Fungi. 2nd ed. The Netherlands: Centraalbureau Voor Schimmelcultures Utrecht; 2000.

12. Domisch KH, Gams W, Anderson TH. Compendium of Soil Fungi. London: Academic Press; 1980.

13. Yamada CK, Bohnenstengel E, Mendes AVTO, Sabongi VPG, Meira MCAM. Incidence of dermatophytosis and candidosis in HIV positive patients. An Bras Dermatol 2000; 75:157-163.

14. Araújo AJG, Bastos OMP, Souza MAJ, Oliveira JC. Onychomycosis caused by emergent fungi: clinical analysis, diagnosis and revision. An Bras Dermatol 2003; 78:445-455.

15. Cribier B, Mena ML, Rey D, Partisani M, Fabien V, Lang JM, et al. Nail changes in patients infected with human immunodeficiency virus. A prospective controlled study. Arch Dermatol 1998; 134:1216-1220.

16. Baran R, Hay RJ, Tosti A, Haneke E. A new classification of onychomycosis. Br J Dermatol. 1998; 139:567-571.

17. Rugeles MJ, Vasqués JL, Jaramilo E, Orozco B, Estrada S, Ospina S. Etiología y características clínicas de la onicomicosis en un grupo de pacientes inmunosuprimidos. Infectio Rev Asociación Colombiana Infectol 2001; 5:7-13.

18. Johnson RA. HIV Disease: Mucocutaneous fungal infections in HIV disease clinics in dermatology. 2000; 18:411-422.

19. Hennequin C, Lavarde V, Poirot JL, Rabodonirina M, Datry A, Aractingi S, et al. Invasive Fusarium infections: a retrospective survey of 31 cases. J Med Vet Mycol. 1997; 35:107-114.

20. Surjushe A, Kamath R, Oberai C, Saple D, Thakre M, Dharmshale S, et al. A clinical and mycological study of onychomycosis in HIV infection. Indian J Dermatol 2007; 73:397-401.

21. Graham ERJ, Charlene LB, Loan T, Raza A. The prevalence of dermatophyte infection in patients infected with human immunodeficiency virus. Int J Dermatol 2008; 47:339-343.

22. Ginter G, Rieger E, Heigl K, Propst E. Increasing frequency of onychomycosis - is there a change in the spectrum of infections agents? Mycoses. 1996; 39:118-22.

23. Tosti A, Piraccini BM, Lorenzi S. Onychomycosis caused by nondermatophytic molds: clinical features and response to treatment of 59 cases. J Am Acad Dermatol 2000; 42:217-224.

24. Oyeka CA, Gugnani HC. Keratin degradation by Scytalidium species and Fusarium solani Mycoses. 1998; 41:73-76.

25. López-Jodra, Torres-Rodríguez. Unusual fungal species causing onychomycosis. Rev Iberoam Micol 1999; 16:11-15.

26. Duggan JM, Wolf MD, Kauffman CA. Phialophora verrucosa infection in an AIDS patient. Mycoses. 1995; 38:215-218.

27. Ramos-Silva M, Lima CMO, Schechtman RC, Trope BM, Carneiro S. Superficial mycoses in immunodepressed patients (AIDS). Clin Dermatol 2010; 28:217-225.

micoses superficiais em hiv/aids e caracterizaÇÃo de ... · universidade federal de pernambuco...

Documents