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Coordenadora: Ieda Azevedo Nogueira Autores:

Elizabeth Lougue Pinto

Ieda Azevedo Nogueira

Celso de Melo Bastos Colaboradores: Superintendência de Saúde / SES - RJ Departamento de Enfermagem Departamento de Nutrição Departamento de Farmácia Departamento de Odontologia Coordenação de Fiscalização Sanitária - Setor de Odontologia

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Revisores:

Alexandre Adler Pereira Professor de Microbiologia e Imunologia da Universidade do Estado do Rio de Janeiro Ana Cristina N. C. Wermelinger Barandier Enfermeira residente 2°°°° ano Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ André Luiz Evangelho Lopes Engenheiro – FIOCRUZ Deborah Cristina Silva Ribeiro Farmacêutica da CCIH do Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ Eliete Lannes Moura de Oliveira Enfermeira da CCIH do Hospital Municipal Cardoso Fontes / RJ Enfermeira da Bios Consultoria Infecção Hospitalar e Qualidade de Assistência Ltda Neuza Christina da Costa Schapanski Mestre em Enfermagem Enfermeira da CCIH do Hospital Municipal Salgado Filho e SMS / RJ Professora convidada da Universidade Gama Filho Noélia Ladislau Leite Enfermeira da CCIH Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ Oscar Jorge Berro Diretor do Laboratório Central de Saúde Pública Noel Nutels / SES - RJ Pedro Teixeira Pesquisador do Departamento de Ciências Biológicas da ENSP - FIOCRUZ Roberto Ribeiro Malveira Farmacêutico do Instituto Nacional de Tecnologia Vanderléa Poeys Cabral Enfermeira residente 1°°°° ano Instituto Fernandes Figueira - FIOCRUZ Yvelise Migueis Pereira Nunes Coordenação Geral de Unidades Hospitalares Próprias / NERJ – MS Wilson Aguiar filho Diretor do Departamento de Divulgação de Eventos e Projetos CDI /SDRH /SARH/SES – RJ

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PREFÁCIO

CONTROLE DE INFECÇÕES HOSPITALARES

Os hospitais devem dedicar técnica (cérebro) e trabalho (mãos) para os Programas de Controle de Infeções Hospitalares mas esses terão um desempenho precário se não estiverem impregnados de alma e de coração.

Não há fórmulas mágicas para garantir esses ingredientes.

Eles vão depender fundamentalmente das pessoas – seres humanos – que desenvolvem os Programas.

Uma verdade é óbvia: ninguém cuida de ninguém se não cuida de si mesmo ...

Assim um forte componente dos programas de Controle tem que ser o estímulo a auto-estima e fazer as pessoas entenderem que o primeiro e mais importante elemento de uma atividade humana é o julgamento que cada um faz de sua própria atividade.

A felicidade proveniente de um trabalho gratificante vem da capacidade que as pessoas possam ter de entender que o primeiro beneficiário de uma atividade de qualidade deve ser o próprio trabalhador.

Sempre devemos dedicar uma especial atenção à esses elementos em nossas atividades de Controle de Infecção que se constituem, sem dúvida em excelente Escola de Qualidade buscando a Saúde dos Hospitais.

Essas considerações são dedicadas a você que busca um trabalho com qualidade cada vez melhor e não esquece que o centro de qualquer atividade produtiva deve ser o Ser Humano, origem e destino do nosso trabalho.

Alexandre Adler

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ÍNDICE Prefácio............................................................................................................................................................................................................ 03

Apresentação.................................................................................................................................................................................................... 05 Introdução ........................................................................................................................................................................................................ 06 Uso de Anti-séptico........................................................................................................................................................................................... 07 Uso de Soluções .............................................................................................................................................................................................. 08 Lavagem das Mãos e Anti-sepsia.................................................................................................................................................................... 09 Orientações para Limpeza e Desinfecção de Artigos ...................................................................................................................................... 11 Orientações para Esterilização ......................................................................................................................................................................... 12 Testes Realizados em Estufa e Autoclave ....................................................................................................................................................... 13 Rotina do Teste de Bowie e Dick ....................................................................................................................................... .............................. 14 Rotina do Teste Biológico ................................................................................................................................................................................. 15 Desinfecção de Artigos Utilizados nas Enfermarias .......................................................................................................................................... 16 Lixo Hospitalar ..................................................................................................................................................................................................17

Rotinas para o Serviço de Limpeza ................................................................................................................................................................. 18 Rotina para Limpeza e Desinfecção da Caixa D’ Água e Cisterna .................................................................................................................... 19 Rotina para o Controle de Pragas ..................................................................................................................................................................... 20 Precaução ....................................................................................................................................................................................................... 21 Orientações para Coleta de Material .................................................................................................................................................................23 Curativos...........................................................................................................................................................................................................24 Produtos mais Utilizados em Curativos ............................................................................................................................................................. 25 Orientações para o Uso de Catéteres ............................................................................................................................................................... 26 Prevenção de Infecção em Trato Urinário .........................................................................................................................................................27 Prevenção de Infecção em Feridas Cirúrgicas...................................................................................................................................................28 Prevenção de Infecção Respiratória..................................................................................................................................................................29

Orientação para o Controle do MRSA ............................................................................................................................................................... 30 Preparo de Nutrição Parenteral .........................................................................................................................................................................31 Rotinas para o Serviço de Nutrição e Dietética..................................................................................................................................................32 Orientações ao Serviço de Odontologia ............................................................................................................................................................ 33 Rotina para Lavanderia ..................................................................................................................................................................................... 36 Acidentes com Material Biológico.......................................................................................................................................................................37 Bibliografia.........................................................................................................................................................................................................38

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APRESENTAÇÃO

Este guia foi elaborado para facilitar a rotina dos profissionais de saúde na realização de suas atividades e auxiliar

as Comissões de Controle de Infecção Hospitalar, uma vez que encontramos um leque variado de informações sobre o assunto, que algumas vezes nos deixam confusos na hora de adotar a melhor medida.

No que diz respeito ao Controle de Infecção Hospitalar não há necessidade de grandes investimentos e sim a conscientização de cada um de nós como responsável por este processo.

Nós profissionais de saúde temos o compromisso com a vida humana e portanto a obrigação de trabalhar para a melhoria da qualidade da assistência que prestamos.

Todas as contribuições para o aperfeiçoamento deste trabalho serão recebidas com satisfação e poderão ser enviadas no prazo de 2 meses pelo e-mail cecih@saúde.rj.gov.br ou correspondência para rua México número 128 sala 705 Centro – Rio de Janeiro – RJ cep: 20.031-143 tel.- 240-2463 fax – 262-4560 a contar da data de publicação em Diário Oficial.

Ieda Azevedo Nogueira Coordenadora Estadual de Controle de Infecção Hospitalar

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INTRODUÇÃO

As infecções hospitalares existem desde a fundação dos hospitais no século III da era cristã e tem sido objeto de preocupação e estudo sistematizado, desde o final dos anos 60.

Nas unidades hospitalares encontramos uma população heterogênea de pacientes que, na sua maioria, é desnutrida, carente e desinformada, fatores que os predispõe, no momento de sua internação, a um maior risco de contrair infecção hospitalar, levando-os a permanecer maior tempo hospitalizados, o que acarreta desgaste para o paciente e seus familiares, para a equipe multiprofissional e grande ônus para instituição.

Ressaltamos ainda que embora reconhecendo a necessidade de equipar adequadamente unidades de atenção à saúde e as dificuldades encontradas por profissionais da área que atuam neste campo, o Controle de Infecção Hospitalar na maioria das vezes requer medidas simples de prevenção com pequeno custo à instituição, tal como a freqüente lavagem das mãos, que estudos comprovam, pode reduzir em até 60% os casos de infecção hospitalar.

Com o intuito de contribuir para a padronização de atividades relacionadas ao controle de infecção hospitalar, elaboramos este guia de práticas de controle de infecção hospitalar, que contem rotinas das diversas técnicas desempenhadas por profissionais de saúde.

OBJETIVOS

• Padronizar técnicas básicas nas unidades hospitalares; • Melhorar a qualidade da assistência prestada; • Diminuir os custos hospitalares.

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USO DE ANTI-SÉPTICO

ANTI-SÉPTICO TEMPO DE EXPOSIÇÃO VALIDADE DO ANTI-SÉPTICO EM USO

PVP-I Degermante

2 à 3 minutos 48 horas

PVP-I Tópico 2 à 3 minutos 48 horas

Clorhexidine 2 à 3 minutos 48 horas

Álcool a 70% glicerinado 2 à 3 minutos 48 horas

Observação: Sugerimos distribuir os anti-sépticos em almotolias de tamanho pequeno e uso individualizado.

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USO DE SOLUÇÕES

SOLUÇÃO TEMPO DE EXPOSIÇÃO VALIDADE DA SOLUÇÃO EM USO

MATERIAL EPI

Hipoclorito de Sódio 1% 30 minutos No máximo até 24 horas após diluição, preferencialmente a cada 6 horas

Borrachas, vidros, plásticos e superfícies Luvas

Glutaraldeído 2 % 30 minutos (desinfecção) 8/10 horas(esterilização) de acordo com recomendação do fabricante

2% ativada 14 dias 2% potencializada 28 dias

Materiais que não podem sofrer ação do calor e que resistam a umidade

Máscara com filtro químico, óculos, luvas de borracha, avental impermeável

Álcool 70% 30 segundos por fricção Uma semana Vidros, plásticos, metais e superfícies

Não necessita

Peróxido de hidrogênio 6%

30 minutos Uma semana Vidros, plásticos, endoscópios, materiais termossensíveis

Luvas

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LAVAGEM E ANTI-SEPSIA DAS MÃOS IMPORTÂNCIA DA LAVAGEM DAS

MÃOS LAVAGEM SIMPLES DAS MÃOS ANTI-SEPSIA DAS MÃOS OBSERVAÇÃO

A lavagem das mãos tem como principal objetivo a remoção da maior quantidade de microorganismos da flora transitória e de alguns microorganismos da flora residente, de pelos, de células descamativas, de suor, de sujidade e de oleosidade, diminuindo desta forma o risco de infecções, e sua eficácia depende da duração do procedimento e da utilização de técnica correta.

A flora residente que habita as camadas mais profundas da pele pode não ser removida com a lavagem simples das mãos com sabões e detergentes, o que se faz necessário em áreas críticas, mas usualmente pode ser eliminada pela lavagem com produtos que contenham ingredientes antimicrobianos (anti-sépticos).

Nas demais áreas basta o uso de água e sabão.

Segundo STTIER et al., a principal via de transmissão de infecção hospitalar são as mãos da equipe de saúde, sendo portanto a adequada lavagem das mãos, fundamental para o seu controle.

Deve ser realizada no início e no término dos turnos de trabalho, após uso do toalete, após assoar o nariz, fumar, pentear os cabelos antes e imediatamente após o contato direto com o paciente, antes do preparo de medicações e no caso de existir sujidade visível nas mãos. A lavagem é realizada com água e sabão por 10 a 15 segundos, podendo ser complementada com fricção de álcool à 70% com 2% de glicerina. TÉCNICA:

♦ Retirar anéis e relógios; ♦ Sem encostar na pia, para não

contaminar a roupa, abrir a torneira; ♦ Molhar as mãos; ♦ Colocar 3 a 5 ml de sabão líquido nas

mãos; ♦ Ensaboar as mãos por meio de fricção

por aproximadamente 15 a 30 segundos, em ambas as faces (palma e dorso das mãos), nos espaços interdigitais, nas articulações, nas unhas e extremidades dos dedos;

♦ Enxaguar as mãos em água corrente mantendo-as em nível baixo, sem encostá-las na pia, retirando totalmente a espuma e os resíduos de sabão;

♦ Secar as mãos com papel toalha descartável e , com o mesmo papel toalha , fechar a torneira, desprezando-o no lixo.

Deve ser realizada, em unidades críticas como unidades de terapia intensiva, de transplantes, hematologia, berçário de alto risco, após contato com material orgânico, antes e após a realização de exames e procedimentos invasivos. Utiliza-se a mesma técnica de lavagem das mãos, incluindo os antebraços, porém usando sabão degermante como PVPI ou clorhexidine, por um período de 2 a 3 minutos conforme recomendação do fabricante.

♦ O sabão líquido deve ser o de escolha. Caso o sabão em barra seja o único disponível, este deve ser enxaguado antes do uso e deve ser de pequeno tamanho, objetivando sua freqüente substituição e mantido em saboneteiras fenestradas.

♦ Usar papel toalha não reciclado nas áreas-críticas e semi-críticas para enxugamento das mãos.

♦ A clorhexidine só deve ser utilizada em caso de pacientes ou funcionários alérgicos ao iodo;

♦ Não usar álcool a 70% após uso de clorhexidine ou PVP-I por este inativar a ação residual dos mesmos;

♦ O uso de PVP-I é contra indicado em recém–natos devido absorção transcutânea de iodo, podendo acarretar o hipotireoidismo.

ORIENTAÇÕES PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE ARTIGOS

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LIMPEZA DESINFECÇÃO OBSERVAÇÃO

É a remoção de material orgânico e sujidades dos objetos. Processo que precede a todas as outras ações de desinfecção e/ou esterilização.

OBJETIVOS • Remover sujidades; • Remover ou reduzir a quantidade de todos

microorganismos; SOLUÇÃO UTILIZADA • Detergente líquido neutro.

PROCEDIMENTO • Submergir o material em água e detergente líquido; • Escovar o material em baixo de água corrente; • Enxaguar; • Secar o material. OBSERVAÇÃO: É INDICADO A IMERSÃO PRÉVIA DO MATERIAL EM SOLUÇÃO DESINCROSTANTE.

Processo de eliminação de microorganismos na forma vegetativa.

NÍVEIS DE DESINFECÇÃO:

Alto nível – destrói todos os microorganismos exceto os esporos;

Médio nível ou nível intermediário – inativa o bacilo da tuberculose, bactérias na forma vegetativa, exceto as esporuladas, a maioria dos vírus e fungos;

Baixo nível – elimina a maioria das bactérias, alguns vírus e fungos, não elimina o bacilo da tuberculose e esporos.

SOLUÇÕES UTILIZADAS NOS NÍVEIS DE DESINFECÇÃO

Alto nível – Glutaraldeído 2% ; Peróxido de Hidrogênio a 6%; Médio nível ou intermediário – Álcool a 70%; hipoclorito de sódio a 1%; Baixo nível – Álcool a 70% , Hipoclorito de Sódio a 1%,.

PROCEDIMENTO • Submergir completamente o material na solução; • Deixar o material na solução pelo tempo determinado • Após o tempo determinado, lavar o material em água

corrente; • Secar o material com tecido limpo, ar comprimido,

ou estufas próprias.

• ÁLCOOL É CONTRA - INDICADO EM ACRÍLICO, BORRACHAS, TUBOS PLÁSTICOS E PODE DANIFICAR O CIMENTO DAS LENTES DE EQUIPAMENTOS;

• A DESINFECÇÃO COM ÁLCOOL A 70% DEVERÁ SER FEITA POR FRICÇÃO, REPETINDO O PROCESSO POR 3 VEZES

DURANTE 30 segundos;

• NO PROCESSO DE LIMPEZA MANUAL USAR ESCOVAS DE CERDAS MACIAS ;

• O RECIPIENTE QUE RECEBERÁ O MATERIAL DESINFETADO, DEVERÁ TAMBÉM SOFRER DESINFECÇÃO PRÉVIA;

• USAR EPI NO MANUSEIO DAS SOLUÇÕES DE ACORDO COM AS RECOMENDAÇÕES CONTIDAS NESTE GUIA;

• USAR RECIPIENTES DE PLÁSTICO COM TAMPA, COM IDENTIFICAÇÃO DA SOLUÇÃO E VALIDADE DA MESMA;

• O MATERIAL DEVERÁ ESTAR LIMPO E SECO ANTES DE SER COLOCADO NA SOLUÇÃO;

• NA PRESENÇA DE TURVAÇÃO OU COLORAÇÃO DIFERENTE A SOLUÇÃO DEVE SER TROCADA;

• NÃO COLOCAR NOVO MATERIAL NO RECIPIENTE SE JÁ HOUVER ALGUM OUTRO PASSANDO POR ESTES PROCESSOS .

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ORIENTAÇÕES PARA ESTERILIZAÇÃO AUTOCLAVE ESTUFA QUÍMICA OBSERVAÇÃO

O princípio da esterilização neste aparelho é o contato de vapor úmido sob pressão com o material a ser esterilizado. As orientações aqui descritas, foram elaboradas a fim de facilitar o contato do vapor com o material a ser processado. MATERIAL O material a ser processado em autoclave são metais, tecidos, escovas, seringas de vidro, tesouras e borrachas. PROCEDIMENTO • Distribuir o material no autoclave na

posição vertical; • Em caso de garrafas ou outros

recipientes fechados, remover as tampas e distribuir estes no aparelho em posição horizontal, não esquecendo de esterilizar as tampas;

• Operar o aparelho de acordo com instruções do fabricante;

EXIGÊNCIAS • O material deve sair seco do

aparelho, em caso contrário, deverá ser reesterilizado;

• Não sobrecarregar o aparelho; • Somente marcar o tempo de

esterilização após o aparelho atingir a temperatura ideal para cada tipo de material;

• Não colocar material quente em superfície fria, para evitar condensação o que provoca umidade no material;

Só deverá ser utilizada para esterilização de óleos, pós e metais.

TEMPO DE EXPOSIÇÃO • Óleos (considerar a altura de

0,5 cm): 160°C por 120 minutos;

• Pós : 100 gramas a 160°C por 120 minutos;

• Metais: 160°C por 120 minutos ou 170°C por 60 minutos.

EXIGÊNCIA • Não colocar material quente

em superfície fria; • Utilizar fita termossenssível

apropriada para o calor seco nas embalagens.

SOLUÇÃO UTILIZADA: GLUTARALDEÍDO PROCEDIMENTO • Submergir o material limpo e seco na

solução sem deixar bolhas; • Retirar o material da solução após 10

horas de exposição com pinça ou luva estéril;

• Enxaguar o material com água esterilizada;

• Secar com pano ou compressa estéreis;

• Guardar o material em recipiente estéril;

• Identificar o material MATERIAL Todo tipo de material termossenssível. TEMPO DE EXPOSIÇÃO • O material deverá ficar imerso na

solução de acordo com instruções do fabricante.

EXIGÊNCIAS • Usar luva estéril, máscara de filtro

químico, gorro e avental para manusear o material;

• A solução deve permanecer em temperatura ambiente;

• Na presença de turvação , coloração diferente ou mudança de pH, a solução deve ser trocada mesmo que esteja dentro do período de validade;

• O material esterilizado por este processo deve ser utilizado imediatamente;

• Observar a data de validade da solução após ativação;

• Não colocar novo material no recipiente se já houver algum outro sendo esterilizado.

• Colocar uma compressa no fundo do recipiente se este for metálico;

• Não misturar aço com alumínio em um mesmo recipiente com a solução.

EMPACOTAMENTO • Usar tecido de algodão cru ou musselina de algodão em

dupla camada para embalar materiais pesados; • Usar papel grau cirúrgico ou kraft para materiais leves

como gaze, drenos, fios etc.; • Instrumentos com juntas e cremalheiras devem ficar na

posição aberta ou não travados; • Instrumentos constituídos de mais de uma parte ou com

partes deslizantes, devem ser desmontados (ex: afastadores);

• Não prender os instrumentos por elásticos ou outros meios, pois dificulta a circulação do calor;

• Não apertar demais os pacotes e nem deixá-los muito frouxos;

• Não usar tambores em inox, pois há dificuldade na circulação de ar;

• As embalagens de pano devem ser lavadas para restaurar seu teor de umidade e assegurar sua capacidade de filtração, após cada esterilização;

• A lavagem repetida reduz a eficiência do tecido como barreira antimicrobiana.

IDENTIFICAÇÃO • Colocar o nome ou código do material acondicionado; • Colocar a data de esterilização; • Rubricar. ESTOCAGEM • O material deverá ser guardado em armários limpos e

secos; • Fazer desinfecção dos armários semanalmente; • Guardar o material colocando os de data mais antiga na

frente e os mais recentemente esterilizados atrás; • Se as condições ambientais da sala de estocagem

forem rigorosamente controladas (temperatura e umidade), o material poderá permanecer estocado pelo prazo de 30 dias a contar da data de esterilização caso contrário, reprocessar o material em 7 dias.

Materiais acondicionados em papel grau cirúrgico e selados pelo calor permanecem estéreis enquanto o invólucro estiver íntegro.

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TESTES REALIZADOS EM ESTUFA E AUTOCLAVE

Os testes biológicos são realizados nos aparelhos de estufa e autoclave, sendo procedimentos que, realmente garantem que o material foi efetivamente esterilizado. A fita teste apenas revela que o material passou por um processo de aquecimento, pois mesmo em baixas temperaturas a coloração do indicador térmico pode mudar, daí a importância do teste biológico.

Este teste consiste na utilização de kits com meios de cultura semeados com cepas do Bacillus sthearothermophilus para autoclave e do Bacillus subtillis para estufa. A freqüência deste teste deverá ser semanal, no primeiro ciclo de esterilização dos aparelhos, devendo o material ser usado somente 48 horas depois de esterilizado, tempo necessário para conhecer-se o resultado laboratorial. Existem novos testes no mercado que disponibilizam os resultados em 3 horas.

Nos aparelhos de autoclave de auto vácuo recomendamos a realização diária do teste de Bowie e Dick, que mostra se a penetração do vapor atingiu adequadamente o material a ser processado.

Existe ainda o Integrador Químico, que consiste em uma folha de alumínio e um produto químico sensível à temperatura e ao vapor durante a esterilização. O produto químico é projetado para fundir quando sujeito a um ambiente com vapor. É um teste que pode ser utilizado em todos os processos de esterilização à vapor, incluindo os processos à vácuo, gravidade e “flash”. Este teste indica se o material processado foi exposto as condições necessárias para esterilização, levando-se em conta as três variáveis críticas de esterilização: tempo, temperatura e vapor saturado. Deve ser realizado diariamente, sendo colocado em todos o pacotes a serem processados.

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ROTINA DO TESTE DE BOWIE E DICK

QUANDO COMO OBSERVAÇÃO

♦ DIARIAMENTE. ♦ Colocar 2 fitas adesivas para autoclavação, dispostas em X em uma folha de papel não encerado;

♦ Colocar a folha de papel entre duas pilhas de 14 toalhas de pano, passadas a ferro e dobradas em oito partes, formando um pacote de 25 a 30 cm de altura;

♦ Embrulhar este pacote e autoclavar a 134 - 137°C, durante 3 minutos .

♦ Retirar o pacote do aparelho.

♦ Verificar a fita indicadora, se esta apresentar listras negras uniformes, significa que o ar do pacote foi removido adequadamente.

♦ Este teste deverá ser utilizado apenas em autoclave de auto vácuo;

♦ Os teste deverão ser realizados no primeiro ciclo do dia;

♦ Todos os testes deverão ser registrados na ficha ou livro de controle de resultados;

♦ Caso não haja mudança de coloração da fita teste, contactar o serviço de manutenção para avaliação do aparelho.

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ROTINA DE TESTE BIOLÓGICO

QUANDO COMO OBSERVAÇÃO

♦ Uma vez por semana;

♦ Após manutenção do aparelho;

♦ Suspeita de deficiência do equipamento;

♦ Sempre que estiver incluída na carga prótese e ortese a ser esterilizada.

♦ Identificar os tubetes (fundo, meio, frente, número do ciclo e número do aparelho esterilizador);

♦ Fazer 03 embalagens e colocar os tubetes dentro do mesmo (um em cada embalagem);

♦ Identificar as embalagens por fora, com a mesma identificação dos frascos de teste biológico;

♦ Dispor os pacotes com os tubetes no aparelho de acordo com as posições identificadas;

♦ Realizar o processo de esterilização;

♦ Retirar os frascos do teste biológico das embalagens após o ciclo;

♦ Deixar os tubetes em temperatura ambiente por 10 minutos;

♦ Colocar os tubetes na incubadora.

♦ Os testes deverão ser realizados no primeiro ciclo da semana;

♦ Todos os testes deverão ser registrados na ficha ou livro de controle de resultados.

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DESINFECÇÃO DE ARTIGOS UTILIZADOS NAS ENFERMARIAS

MATERIAL SOLUÇÃO PROCEDIMENTO OBSERVAÇÃO

Laringoscópio Água e sabão

+ Álcool 70%

♦ Fazer limpeza com água e sabão;. ♦ Fazer fricção com álcool a 70%, por 30

segundos.

♦ Material ao ser colocado na solução deverá estar limpo e seco;

♦ Não colocar novo material na solução se já estiver outro em processo de desinfecção;

Cânula de Guedel

Hipoclorito de sódio 1%

♦ Lavar com água e sabão; ♦ Secar e deixar imerso na solução, por

30 minutos; ♦ Embrulhar em campo ou compressa

limpo.

♦ Os recipientes com as soluções

deverão passar pelo processo de desinfecção semanalmente.

Nebulizador, máscara de nebulização Hipoclorito de sódio 1%

♦ Lavar com água e sabão; ♦ Secar e deixar imerso na solução, por

30 minutos; ♦ Enxaguar copiosamente.

♦ Os recipientes com as soluções

devem ser de plástico, caso sejam de metal, deverão conter uma compressa no fundo;

Frasco de aspiração, borracha de aspiração

- ♦ Deverão ser trocados a cada 12 horas e

entregues a central de material para ♦ serem esterilizados.

♦ A sub - cânula de traqueostomia, deverá passar pelo processo de desinfecção com álcool a 70%, após limpeza;

Cânula de traqueostomia

- ♦ Cânula metálica esterilizar em

autoclave; Cânula plástica esterilizar em óxido de etileno.

♦ O funcionário ao manusear a solução de glutaraldeído, deverá usar luva, máscara de filtro químico, avental e óculos.

Circuito respirador, ambú, máscara de ventilação

Glutaraldeído 2 % ♦ Lavar com água e sabão, Secar, imergir

na solução por 20 minutos; ♦ Retirar com luva estéril , lavar com

água estéril e secar com compressa estéril.

Almotolia Hipoclorito de Sódio 1% ♦ Lavar com água e sabão; ♦ Secar; ♦ Imergir na solução por 30 minutos; ♦ Enxaguar e secar com compressa ou

pano limpos; ♦ Repor as soluções.

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LIXO HOSPITALAR

CLASSIFICAÇÃO GERAÇÃO DO RESÍDUO DESCARTE E ACONDICIONAMENTO

COLETA E TRANSPORTE

♦ Tipo A – resíduo infectante : material biológico ( cultura de microorganismos, meios de cultura, vacinas vencidas ou inutilizadas), sangue e hemoderivados e seus recipientes após o uso, resíduos cirúrgicos e anatomopatológicos, resíduos pérfuro-cortantes, animais contaminados e suas carcaças, resíduos de assistência ao paciente;

♦ Tipo B – resíduo especial: resíduos farmacêuticos; resíduos químicos.

♦ Tipo C - radioativos ( a gerência destes resíduos segue as especificações da CNEN – NE 6.05.

♦ Tipo D - resíduo comum : resíduos gerados em áreas não críticas.

OBS: no ambiente hospitalar iremos considerar apenas os resíduos do tipo A e tipo D.

♦ COMUM - ÁREAS ADMINISTRATIVAS

♦ INFECTANTES – ÁREAS DE ATENDIMENTO À PACIENTES.

♦ COMUM – saco plástico comum de qualquer cor padronizada pelo hospital exceto branco leitoso e vermelho.

♦ INFECTANTES: saco branco leitoso com simbologia internacional de risco biológico.

♦ PÉRFURO-CORTANTES: em recipiente rígido, que não permita derrame de líquido existente em seu interior, a ser descartado junto ao lixo infectante.

♦ Todo recipiente destinado ao acolhimento de resíduos deve possuir tampa de preferência com mecanismo de pedal para sua abertura.

♦ O funcionário deverá usar EPI (Luva, gorro, máscara, avental e botas).

♦ Coletar os resíduos da fonte geradora em intervalos regulares, de acordo com a necessidade do setor.

♦ Recolher os sacos coletores dos pontos geradores sempre que 2/3 de sua capacidade estejam completados.

♦ Transportar os sacos em carros fechados, dotados de tampa evitando cruzamento com alimentos, roupa limpa e pessoas.

♦ Na operação de retirada dos sacos dos coletores de lixo deve-se tomar todo cuidado para evitar seu rompimento.

♦ Resíduos pérfuro-cortantes deverão ser desprezados em recipientes, rígidos reforçados, conforme normas ABNT.

♦ Os sacos de lixo jamais deverão ser deixados em corredores, transportados abertos ou arrastados pelo chão.

ROTINAS PARA O SERVIÇO DE LIMPEZA

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O QUE QUANDO COM QUE COMO

♦ Balde de lixo / Hamper ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão, ♦ Limpeza mecânica

♦ Banheiro / Pias / Vaso sanitário ♦ Diariamente e se necessário ♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a

1% ♦ Limpeza mecânica

♦ Berços / Incubadora ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão e álcool a 70% ♦ Limpeza mecânica, fricção por

30 segundos

♦ Camas / Macas / Colchões / Cadeira de rodas / Suporte de soro / Mesa de cabeceira / Mesa de refeição

♦ Diariamente, após contaminação e após alta ou óbito

♦ Água e sabão e álcool a 70% ♦ Limpeza mecânica, fricção por

30 segundos

♦ Comadres / Papagaio / Cuba rim ♦ Após o uso e após alta ♦ Água e sabão e álcool a 70% ♦ Limpeza mecânica e fricção por

30 segundos

♦ Filtro ar condicionado (parede) ♦ Semanalmente, ou quando sujo ou

após cirurgia contaminada ♦ Água quente e sabão ♦ Limpeza mecânica com imersão

♦ Geladeiras / Freezers / Câmaras frigoríficas

♦ Semanalmente ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica

♦ Lixeira / Escadinha ♦ Diariamente e após alta ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica

♦ Luminária ♦ Mensalmente ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica

♦ Piso ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a

1% ♦ Limpeza mecânica

♦ Telefone ♦ Diariamente ♦ Água e sabão e álcool a 70% ♦ Limpeza mecânica e fricção por

30 segundos

♦ Janelas / Parede / Teto ♦ Diariamente em áreas críticas e semi-

críticas e semanalmente nas áreas não- críticas

♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica

♦ Máquinas de carnes, frios, legumes etc

♦ Diariamente ♦ Água e sabão e álcool a 70% ou

amônio quaternário ♦ Limpeza mecânica e fricção por

30 segundos

♦ Bebedouro ♦ Diariamente ♦ Água e sabão e álcool 70% ♦ Limpeza mecânica e fricção por

30 segundos

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ROTINA PARA LIMPEZA E DESINFECÇÃO DA CAIXA D' ÁGUA E CISTERNA

FREQÜÊNCIA PROCEDIMENTO COLETA DE AMOSTRA PARA ANÁLISE

♦ A CADA 3 MESES

♦ Impedir a entrada da água;

♦ Esvaziar a caixa d` água ou cisterna e vedar a saída de água;

♦ Retirar completamente as sujidades do fundo da caixa, das paredes e da parte interna da tampa;

♦ Lavar, esfregando o interior da caixa com vassoura nova, utilizando hipoclorito de sódio a 2 % ou hipoclorito de cálcio a 2 %;

♦ Deixar atuar por 30 minutos;

♦ Enxaguar a caixa d’água ou cisterna com água corrente, retirar a vedação da saída ou entrada d'água, deixando que esta solução escorra pelo encanamento, favorecendo a limpeza também dos canos e torneiras;

♦ Repetir a etapa anterior até que desapareça o cheiro característico do hipoclorito;

♦ Manter fechada a caixa d’água ou cisterna de forma apropriada, impedindo possíveis contaminações, por pássaros ou roedores;

♦ Depois de encher a caixa d'água ou cisterna, tratar conforme determinação do órgão competente (FEEMA OU CEDAE).

Pontos de coleta de amostras: torneiras, mangueiras, expurgos, dutos e “ladrões”. ♦ Água tratada: coletar em frascos estéreis, de volume aproximado de 200 ml,

contendo Tiossulfato de Sódio a 1,8% , para inibir o cloro da água. ♦ Água não Tratada: coletar em frascos estéreis, de volume aproximado de

200 ml sem adição de Tiossulfato de Sódio . OBS: ROTULAR OS FRASCOS, IDENTIFICANDO OS PONTOS DE COLETA, DATA E RUBRICA DO RESPONSÁVEL PELA COLETA. PROCEDIMENTO: ♦ Proceder lavagem das mãos; ♦ Desinfetar a torneira com algodão embebido em álcool a 70%; ♦ Abrir a torneira e deixar a água escoar por 02 (dois) minutos; ♦ Colher a amostra em vidro estéril, abrir exatamente no momento de coleta, tendo o cuidado para não tocar nas bordas; ♦ Coletar a água de modo que o frasco coletor fique com o nível de água

acima da metade (até 2/3 do volume total); ♦ Fechar o frasco com a própria tampa e vedá-lo com fita adesiva ou

esparadrapo, para evitar que a amostra derrame; ♦ Cobrir a tampa com papel protetor e amarrá-la com barbante; ♦ Identificar o frasco com data, hora, procedência, cidade, município,

responsável pela coleta, telefone e endereço; TRANSPORTE: ♦ Amostras transportadas à temperatura ambiente: o intervalo de tempo entre

a coleta e a chegada ao laboratório não poderá ser superior a 06 (seis) horas;

♦ Amostras transportadas sob refrigeração: o intervalo de tempo entre a coleta e a chegada ao laboratório não poderá ser superior a 24 (vinte e quatro) horas. A embalagem deverá conter gelo em sacos plásticos , acondicionados de tal forma que não molhem ou danifiquem o papel protetor do frasco;

♦ Poços, cisternas,caixas d` água, mananciais, fontes, carros-pipa, recipientes e estruturas que acondicionem grandes volumes;

♦ Lavar as mãos com água e sabão ; ♦ Desinfetar um recipiente de cabo longo (conchas, panelas) com algodão

embebido em álcool à 70%; ♦ Introduzir na água o recipiente de coleta com a superfície de apoio voltada

para cima; ♦ Virar o recipiente de coleta para a posição normal somente quando o

mesmo estiver aproximadamente 20 cm em baixo do nível d’água; ♦ Trazer o recipiente de coleta para a superfície e transferir a amostra

imediatamente para o frasco coletor, seguindo os procedimentos acima descritos.

SUGERIMOS QUE SEJA COLOCADO SISTEMA DE FILTRAGEM NA ENTRADA D'ÁGUA DOS HOSPITAIS.

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ROTINA PARA CONTROLE DE PRAGAS (DESRATIZAÇÃO E DESINSETIZAÇÃO)

LOCAIS PREPARO OBSERVAÇÃO

♦ Todas as áreas internas;

♦ Toda a área externa;

♦ Todas as caixas de esgoto.

♦ Esvaziar armários, gavetas e outros móveis;

♦ Afastar todos os móveis da parede, o suficiente para passagem de uma pessoa;

♦ Proteger adequadamente com sacos plásticos medicamentos, material de trabalho, material médico-cirúrgico, utensílios em geral do serviço de nutrição e dietética;

♦ Retirar todos os produtos alimentícios, inclusive latarias;

♦ Realizar limpeza das superfícies;

♦ Em áreas críticas, não-críticas e semi-críticas realizar esta rotina, a cada 2 meses. Em áreas de alimentos, realizar esta rotina a cada mês. Em áreas altamente infestadas, realizar esta rotina por 3 semanas consecutivas;

♦ O produto deve ser manipulado e/ou aplicado com uso de equipamento de proteção individual (calçados e luvas impermeáveis, avental de manga comprida e máscara com filtro químico);

♦ A limpeza do local deverá ser feita com varredura úmida e, sempre que possível, ser retardada ao máximo, após o processo para que se obtenha um melhor efeito.

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PRECAUÇÃO

PRECAUÇÃO PADRÃO PRECAUÇÃO COM AR PRECAUÇÃO COM PERDIGOTOS OU GOTÍCULAS

PRECAUÇÃO DE CONTATO

♦ Deve ser adotada na manipulação de sangue, fluídos corporais, secreções, excreções (exceto suor), pele não íntegra e mucosas;

Compreendem:

♦ Lavagem das mãos antes e após contato com o paciente e antes e após usar luvas;

♦ Uso de EPI - luvas não estéreis, avental, máscara e protetor ocular;

♦ Uso da vacina contra hepatite B.

♦ Indicada para pacientes portadores de microorganismos transmitidos por partículas (< 5µ) que ficam em suspensão no ar por longos períodos e que podem ser dispersadas a longas distâncias e inaladas por hospedeiro suscetível.

Compreende:

♦ Precaução padrão;

♦ Quarto privativo (com banheiro e pia ), as portas deverão permanecer sempre fechadas. O ideal é utilizar no quarto sistema de ventilação com pressão de ar negativa (instalação de exaustor que retira ar do ambiente e lança para o exterior do prédio), com seis trocas de ar/hora;

♦ Máscaras que retenham quantidade igual ou maior que 95% de partículas menores que 1 µ (micra).

Indicada para pacientes portadores de microorganismos transmitidos por estruturas (≥5µ) que ficam em suspensão no ar e percorrem curtas distâncias (até1 m). Estas podem ser geradas durante a tosse, fala, espirro ou durante a realização de procedimentos como a aspiração e broncoscopia.

Compreende:


♦ Quarto privativo;

♦ Máscaras cirúrgicas.

♦ Indicada para pacientes portadores de microorganismos transmitido pelo contato direto ou indireto. É a mais importante e mais freqüente via de transmissão das infecções hospitalares.

Compreende:


♦ Quarto privativo (com banheiro e pia);

♦ Luvas e avental de mangas compridas.

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ALGUMAS DOENÇAS E DURAÇÃO DAS MEDIDAS DE PRECAUÇÃO

PRECAUÇÃO COM AR PRECAUÇÃO COM GOTÍCULAS OU PERDIGOTOS

PRECAUÇÃO DE CONTATO

♦ Varicela - Até secagem das lesões. Manter por 10 dias em pacientes imunodeprimidos;

♦ Herpes disseminado - Até fase de crosta;

♦ Tuberculose pulmonar e laríngea - Até 15 dias após o início do tratamento;

♦ Sarampo – Até 7 dias após o aparecimento do exantema. Pacientes imunodeprimidos, deverão permanecer com a precaução até o término da doença.

♦ Meningite por meningococo e por Haemophilus / Faringite / Escarlatina- 24 horas de terapia;

♦ Caxumba - Até desaparecimento da enduração;

♦ Rubéola - Após o sétimo dia do exantema;

♦ Coqueluche - 5 dias;

♦ Difteria - até 2 culturas negativas com intervalo de 24 horas ;

♦ Mycoplasma - Durante a internação;

♦ Adenovírus/ Influenza / Parainfluenza - Durante a internação;

♦ Parvovírus B- 19 - Sete dias.

♦ Bactérias Multirresistentes - durante internação ou cultura negativa para o agente;

♦ Escabiose / Impetigo / Pediculose - 24 após início da terapia;

♦ Rubéola congênita - até um ano;

♦ Hepatite A, em paciente com incontinência fecal e/ou urinária - Durante internação;

♦ Varicela / Herpes Disseminado - Até fase de crosta;

♦ HIV - durante internação;

♦ Ferida drenante - Durante internação;

♦ Clostridium difficile - Durante internação;

♦ Febres hemorrágicas / Conjutivite viral / Pseudomonas / Bronquiolite / - Durante internação.

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ORIENTAÇÕES PARA COLETA DE MATERIAL

REGIÃO COLETA CONSERVAÇÃO OBSERVAÇÃO

Feridas superficiais, cirúrgicas, abcessos e fistulas

♦ Remover crostas e exudatos com gaze estéril;

♦ Fazer limpeza exaustiva com jato de soro fisiológico a 0,9 % ; Colher o material nas camadas mais profundas.

♦ O swab deve ser colocado em meio de transporte fornecido pelo laboratório.

♦ Sempre que possível, obter cultura antes da administração de antimicrobianos.

Secreção de naso e orofaringe

♦ Remover as placas ou pus; ♦ Colher material em áreas com hiperemia,

adjacentes aos pontos de supuração sobre as amígdalas e faringe.

♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório ♦ Evitar sempre o pus.

Secreção de mucosa ocular, ouvido e genitália

♦ Remover com gaze estéril a secreção superficial;

♦ Colher o material da região; ♦ Fazer bacterioscopia.

♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório ♦ Para hemoculturas contactar sempre o laboratório pela diversidade de métodos.

Urina ♦ Fazer higiene da genitália com água e sabão,

secar com compressa estéril ♦ Desprezar o primeiro jato e o último jato sem

interromper, colher o jato médio; ♦ Em crianças o saco coletor deverá ser trocado

a cada 30 minutos, fazendo-se nova higienização.

♦ Encaminhar ao laboratório no prazo máximo de 1 hora.

Sangue ♦ Fazer anti-sepsia da pele com PVP-I tópico ♦ Colher 10ml de sangue em 3 frascos para o

paciente, sem uso de antimicrobianos e 4 para o paciente em uso de antimicrobianos ou imunodeprimidos. Em crianças, colher 5ml de sangue em 2 frascos. Em recém-nascidos colher 0,5 a 1 ml, uma única amostra.

♦ Colher as amostras com intervalo mínimo de 20 minutos, não excedendo o período de 24 horas.

♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório ou conservar em estufa a 35ºC.

Líquor ♦ Fazer degermação local com PVP-I

degermante, retirar excesso com SF 0,9%, fazer antisepsia com PVP-I alcóolico, usar campo fenestrado , luva estéril e máscara;

♦ Colher em tubo de ensaio estéril;.

♦ Encaminhar imediatamente ao laboratório.

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CURATIVOS

TIPO DE FERIDA O QUE USAR COMO FAZER ATENÇÃO

Limpa ♦ Limpar com água e sabão.

♦ Vide quadro de produtos mais utilizados em curativos.

♦Encaminhar o paciente ao banho; ♦Lavar o local com água e sabão; ♦Secar com gaze estéril; ♦Usar produto de escolha; ♦Cobrir com gaze sem vedar; ♦Colocar esparadrapo em volta da gaze.

♦ As soluções das almotolias, deverão ser renovadas a cada 48 / 48 horas. As almotolias deverão passar pelo processo de desinfecção: lavar com água e sabão, esperar secar e imergir em hipoclorito de sódio a 1% por 30 minutos, enxaguar e secar com compressa limpa. Evitar completar o volume sem desprezar o resíduo;

Cirúrgica limpa ♦ Limpar com água e sabão.


⇒ Manter o curativo cirúrgico nas primeiras 24 horas, após este prazo proceder conforme descrição abaixo:

♦ Encaminhar o paciente ao banho; ♦ Lavar o local com água e sabão; ♦ Secar com gaze estéril; ♦ Usar produto de escolha; ♦ Deixar exposta, não cobrir.

♦ Curativos contaminados deverão ser feitos após os curativos não contaminados;

♦ Trocar o curativo quando estiver úmido;

♦ Curativos com açúcar deverão ser trocados de 8 / 8h, até que não haja mais secreção. Não havendo mais secreção proceder troca a cada 24h;

♦ Não conversar, durante o procedimento;

Cirúrgica contaminada, úlceras e escara com

secreções e/ou tecido

necrosado

♦ Limpar com Soro fisiológico.


♦Lavar o local com soro fisiológico em jato (utilizar seringa de 20ml e agulha de grosso calibre); ♦ Secar com gaze estéril ; ♦ Usar produto de escolha; ♦Cobrir com gaze estéril.

♦ Usar EPI (luvas, máscara, avental e capote), em caso de contato com matéria orgânica;

♦Lavar as mãos antes e depois de cada procedimento.

PRODUTOS MAIS UTILIZADOS EM CURATIVOS

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PRODUTO CARACTERÍSTICAS INDICAÇÕES OBSERVAÇÕES

Alginatos

Conseguem absorver até 20 vezes o seu peso em fluido; promovem ambientes úmidos; auxiliam o desbridamento e ajudam a proteger o tecido novo; fazem o desbridamento autolítico de tecido macio ou crosta, mas não desbridam feridas com excesso de tecido necrótico; propiciam a hemostase em feridas hemorrágicas; reduzem a troca de curativos.

Úlceras de pressão de estágios II a IV; úlceras venosa; feridas cirúrgicas, úlceras de diabetes; queimaduras; escoriações, lacerações e escaras.

Antes de aplicar o curativo, lavar a ferida com soro fisiológico, secar a pele ao redor mas não secar o leito da ferida; adequar o curativo ao tamanho da ferida; cobrir o alginato com o curativo adequado e fixar no local; não deixar por mais de 7 dias; trocar quando o exudato atingir o curativo secundário; o alginato pode ser usado em feridas infectadas, desde que seja trocado pelo menos uma vez ao dia, enquanto a infecção estiver presente.

Hidrocolóide

Apresenta-se sob as formas de placa de poliuretano, pasta e grânulos. Acelera a reepitelização e evita as possíveis lesões dos tecidos na troca de curativos; estimula a ação de enzimas desbridantes do organismo, facilita o desenvolvimento do tecido de granulação.

Placa de poliuretano - Prevenção de escara de decúbito; úlceras de decúbito estágios I e II; úlceras com estase venosa; úlceras arteriais e diabéticas; queimaduras; ferida sem infecção; abrasões e esfolados superficiais; Pastas - feridas não infectadas profundas e irregulares; Grânulos - feridas não infectadas profundas e altamente exsudativas.

Lavar a ferida com soro fisiológico, antes de aplicar o curativo; a freqüência de troca deve ser avaliada de acordo com a evolução da ferida, podendo permanecer por até 7 dias.

Papaína Encontrada em forma de pasta, pó e líquida, possuindo ação bactericida e desbridante através de enzima proteolítica.

Utilizada em feridas necróticas e em presença de fibrina.

Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico; ela é contra indicada na lesão isquêmica, por levar a dor devido a irritação das terminações nervosas; a forma em pó tem um período de ação de 20 minutos o que leva a freqüentes trocas, já a forma em pasta tem ação de 24 horas.

Colagenase Possui ação desbridante e fibrinolítica. Utilizada em lesões isquêmicas e feridas necróticas.

Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.

Carvão ativado com prata Possui ação bactericida, com grande grau de absorção de exudato, não é aderente a pele, preserva o tecido epitelial e elimina o odor de feridas infectadas.

Feridas infectadas, devendo ser usado no período de 3 a 5 dias.

Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.

Açúcar

Não é absorvido pela lesão; diminui edema local; melhora a oxigenação e irrigação dos tecidos perilesionais, tem ação desbridante; estimula formação de macrófagos; desenvolve a maturação do tecido de granulação.

Feridas infectadas.

É contra-indicado em lesões isquêmicas; é indispensável a limpeza, o desbridamento e boa hemostasia da lesão; deverá ser realizada a troca de 6 / 6 ou de 8 / 8 h, até que as feridas não sejam mais secretantes, aumentado-se o intervalo de troca de 12 / 12 ou de 24 / 24h.

Polivinilpirrolidona-Iodo PVP-I

Efetivo contra bactérias multirresistentes, reduz a microbiota da pele em 92 a 96% em seis aplicações sucessivas, encontrado sob a forma PVP-I aquoso, PVP-I degermante e PVP-I alcoólico.

PVP-I aquoso - Feridas infectadas; PVP-I degermante – degermação da pele; PVP-I alcoólico – feridas cirúrgicas limpas.

Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico. PVP-I deverá ser acondicionado em frasco escuro ou opaco.

Ácidos graxos Estimula a formação do tecido de granulação através de ação quimiotática e promove a diferenciação epidérmica, acelerando o processo de cicatrização .

Feridas infectadas ou sem infecção. Lavar a ferida antes de aplicar o curativo com soro fisiológico.

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ORIENTAÇÕES PARA USO DE CATETERES

CATETER SÍTIO DE INSERÇÃO FREQUÊNCIA DE TROCA OBSERVAÇÃO

Venoso periférico ♦ Adulto: preferencialmente dorso da mão, evitar membros inferiores;

♦ Crianças: couro cabeludo mão ou pé.

♦ Adultos a cada 72 horas;

♦ Crianças não há recomendações.

♦ Proceder degermação das mãos, e anti-sepsia com álcool a 70% no sítio de inserção para utilização de cateter venoso periférico;

Arterial periférico e dispositivo de manutenção pressórica (PIA)

♦ Preferencialmente artéria radial. ♦ Adultos: a cada 4 dias;

♦ Crianças: não há recomendações;

♦ Dispositivos de monitoramento: a cada 4 dias.

♦ Proceder escovação cirúrgica das mãos e sítio de inserção com PVP-I degermante. Em recém-nascidos usar clorhexidine por 2 minutos.

♦ Usar também paramentação cirúrgica para os demais cateteres;

Linha média ou mediano

♦ Veias antecubitais. ♦ Não há recomendação.

♦ Equipo deverá ser trocado a cada 72 horas ou imediatamente após infusão de sangue e derivados ou de lipídeos;

Venoso central (não-tunelizado e tunelizado / implantável)

♦ Preferencialmente: ♦ Veia subclávia; ♦ Femural; ♦ Jugular interna.

♦ Não-tunelizado: não trocar de rotina, apenas com suspeita de infecção;

♦ Tunelizados: não há recomendação.

♦ Trocar curativos, apenas se estiver úmido ou desprendido;

♦ Utilizar apenas solução salina heparinizada no circuito de monitoração pressórica;

Venoso central inserido perifericamente (incluindo epicutâneo)

♦ Adultos: veias cefálica ou basílica; ♦ Recém-nascido: veias cefálica, basílica,

temporal, femural;

♦ Não há recomendação, trocar apenas na suspeita de infecção.

♦ Não usar pomadas antimicrobianas no curativo;

♦ Nutrição parenteral deverá correr no máximo em 24 horas.

Arterial (Swan-Ganz) ♦ Preferencialmente: ♦ Veia sublcávia; ♦ Femural; ♦ Jugular interna.

♦ A cada 5 dias.

Umbilical ♦ Veias umbilicais. ♦ Não há recomendações.

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PREVENÇÃO DE INFECÇÃO EM TRATO URINÁRIO

♦ Usar técnica asséptica;

♦ Escolher sonda de menor calibre para cada paciente;

♦ Introduzir a sonda sem traumatizar a uretra;

♦ Usar sistema fechado de drenagem urinária;

♦ Trocar todo o sistema em caso de obstrução;

♦ Fazer drenagem regular da bolsa coletora de forma asséptica;

♦ Usar frasco coletor de urina exclusivo para cada paciente;

♦ Não se faz necessária a troca periódica da sonda vesical de demora, exceto em pacientes com bexiga neurogênica ou problemas neurológicos, devendo ser utilizado cateterismo intermitente;

♦ Observar para que não ocorra desconexão da sonda e do tubo coletor;

♦ Não fazer irrigação;

♦ Fazer degermação das mãos antes e após qualquer procedimento com a sonda;

♦ Para coleta de urina de pequeno volume: limpar a parte distal do cateter com álcool a 70% por 30 segundos e aspirar com seringa estéril. Para grandes volumes, fazer coleta assepticamente na bolsa coletora;

♦ Culturas de urina colhidas através de catéteres instalados por períodos maiores que 3 dias tem pouco valor, já que os mesmos são colonizados especialmente por Cândida, Pseudomonas e Staphylococcus.

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PREVENÇÃO DE INFECÇÃO EM FERIDAS CIRÚRGICAS

PRÉ - OPERATÓRIO TRANSOPERATÓRIAS PÓS - OPERATÓRIO ANTIBIÓTICO PROFILÁTICO

♦ Tratar doenças associadas antes da intervenção cirúrgica;

♦ Internar o paciente o menor tempo possível antes do procedimento;

♦ Fazer tricotomia apenas se necessário 2 horas antes do procedimento, por tonsura ou poda dos pêlos;

♦ Encaminhar o paciente ao banho de aspersão. Usar sabão comum.

♦ Em caso de cirurgias que requeiram próteses utilizar sabão anti-séptico no banho do paciente.

♦ Realizar a cirurgia o mais rápido possível, dentro dos limites aceitáveis de segurança;

♦ Usar gorro, máscara, capote, avental e propés ;

♦ Fazer degermação das mãos com PVP-I degermante usando escovas de cerdas macias, atingindo dorso das mãos, espaços interdigitais, leitos subungueal, estendendo-se até antebraços e cotovelos;

♦ Fazer degermação da pele do campo operatório, lavando-o com PVP-I degermante, enxaguar com solução fisiológica a 0,9% e secar com gaze ou compressa estéril;

♦ Fazer anti-sepsia da pele do campo operatório com solução alcoólica de PVP-I.

♦ A clorhexidine poderá ser usada em caso de alergia ao iodo.

♦ Estimular a deambulação ;

♦ Orientar o paciente a realizar exercícios respiratórios;

♦ Retirar curativo cirúrgico após 24 horas e não cobrir.

♦ É importante que se conheçam os microorganismos que provavelmente vão contaminar a ferida cirúrgica e sua sensibilidade ao antibiótico;

♦ Administrar o antibiótico em tempo apropriado, antes do início da cirurgia na indução anestésica;

♦ Em caso de indicação de antibióticoprofilaxia não estender a profilaxia por mais de 48 horas;

♦ Os benefícios da antibioticoprofilaxia devem ser maiores do que o risco.

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PREVENÇÃO DE INFECÇÃO RESPIRATÓRIA

MANIPULAÇÃO DE EQUIPAMENTOS

CUIDADOS NA ASPIRAÇÃO PREVENÇÃO DE INFECÇÃO CRUZADA

PREVENÇÃO DE PNEUMONIA ENDÓGENA

♦ Lavar as mãos antes e depois da manipulação;

♦ Fazer troca do circuito do respirador semanalmente.

♦ Drenar e descartar qualquer líquido condensado e acumulado nos tubos de ventiladores mecânicos.

♦ Lavar as mãos antes e depois do procedimento;

♦ Usar máscara durante o procedimento;

♦ Usar luva estéril;

♦ Usar cateter estéril de uso único;

♦ Usar somente líquido estéril de uso único para remover secreções de cateter de aspiração;

♦ Trocar o látex de aspiração de um paciente para outro (deverão ser substituídos a cada 12 horas por outro esterilizado).

♦ Lavar as mãos após contato com mucosas, secreções objetos contaminados, mesmo usando luvas;

♦ Usar luvas para manusear objetos contaminados e secreções;

♦ Usar capote quando se antecipar a possibilidade de sujar-se com secreções respiratórias de um paciente e trocar o capote antes de ter contato com outro paciente.

♦ Interromper a nutrição enteral e remover dispositivos o mais precoce possível;

♦ Manter cabeceira do leito elevada (30 - 45º);

♦ Verificar rotineiramente a posição da sonda enteral;

♦ Avaliar a motilidade intestinal;

♦ Usar agente para profilaxia de úlcera de estase se necessário.

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ORIENTAÇÃO PARA CONTROLE DE MRSA

PRECAUÇÕES DESCOLONIZAÇÃO OBSERVAÇÕES

⇒⇒⇒⇒ Isolamento técnico:

♦ A mais importante medida de controle ao

MRSA, é a lavagem das mãos .

♦ Staphylococcus MRSA, oferece risco

maior de doença para o paciente

internado.

♦ O funcionário que for prestar cuidado ao

paciente deverá lavar as mãos antes e

depois de qualquer cuidado ao paciente,

usar avental quando for realizar

procedimentos que exijam maior proximidade

com o paciente e luvas, que deverão ser

desprezados em sacos plásticos.

♦ Os artigos usados nos cuidados com o

paciente como : bacia, pinça, etc., deverão

ser ensacados com identificação e

encaminhados a central de material.

♦ Somente descolonizar pacientes que

estejam em unidades coletivas (CTI, CTQ

e com alto índice de manipulação).

♦ O paciente deverá tomar banho diário

com clorhexidine durante 5 dias

consecutivos e usar pomada de muporicin

em região das fossas nasais 3 vezes ao

dia durante 5 dias.

♦ No 5º dia, interromper descolonização e

após 48 horas colher swab de controle,

caso amostra seja positiva, repetir

descolonização.

Observação: O paciente deverá ser

mantido em isolamento de contato até

resultado da amostra.

⇒⇒⇒⇒ Deverão ser colhidos swab de nasofaringe

e orofaringe apenas de pacientes que

tiverem contato com outros portadores do

MRSA.

⇒ Deverão ser colhidos swab de nasofaringe

e orofaringe de pacientes que venham

transferidos de outras unidades de risco

como: CTI, CTQ, hemodiálise e ortopedia

ou tenham estado nessas unidades nos

últimos 30 dias, no momento da internação

e de 7 (sete) em 7 (sete) dias durante toda

internação.

32

PREPARO DE NUTRIÇÃO PARENTERAL (NPT)

ÁREA FÍSICA, INSTALAÇÃO E EQUIPAMENTOS

PREPARO DAS AMPOLAS TÉCNICA DE PREPARO CONTROLE MICROBIOLÓGICO

Área física e instalações deverão estar em conformidade com a Portaria 272, de 8 de abril de 1998 do MS.

CAPELA DE FLUXO LAMINAR:

♦ Checar seu funcionamento a cada seis meses, mediante testes de contagem de partículas, velocidade do ar e avaliação do filtro HEPA ;

♦ Fazer limpeza com água e sabão seguida de fricção com álcool a 70% por 30 segundos, antes e depois da manipulação.

♦ Retirar os frascos e ampolas das embalagens externas, fora da área de preparo;

♦ Anotar os números de lotes dos componentes e correlatos;

♦ Inspecionar os componentes materiais, assegurando-se de que estes não possuem defeitos;

♦ Imergir as ampolas em álcool a 70% ;

♦ Fazer desinfecção dos frascos com álcool a 70% por fricção.

♦ Ligar a câmara de fluxo laminar 60 minutos antes do início da preparação;

♦ Colocar todo material necessário na sala de preparo, previamente descontaminado, e em quantidade suficiente paro o preparo diário das soluções;

♦ Proceder a degermação das mãos e antebraço com PVP-I degermante;

♦ Retirar agulhas, seringas e equipos de suas embalagens no interior da capela de fluxo laminar;

♦ Usar paramentação cirúrgica ( gorro, máscara, capote, luva estéril e propés);

♦ Inspecionar a solução nutritiva, identificando incompatibilidade e presença de partículas. Filtrar a solução antes do lacre se necessário;

♦ Rotular a solução com: nome completo e número de registro do paciente, composição da NPT, data do preparo e assinatura do farmacêutico, nome do médico solicitante, horário de início, término e velocidade de gotejamento, data de validade da solução;

♦ Armazenar os frascos de NPT em refrigerador a temperatura de 4°C, por 48 horas.

♦ Realizar diariamente em amostras com quantidades representativas dos volumes preparados no período (√n+1) ;

♦ As amostras para contra prova de cada NPT preparada, devem ser conservadas sob refrigeração (2 a 8°C), durante 7 dias após seu prazo de validade;

♦ Fazer novos testes microbiológicos quando na mudança da rotina de preparo ou quando na suspeita de contaminação;

Testes requeridos:

♦ As amostras representativas, deverão ser enviadas ao laboratório de microbiologia para que os testes de esterilidade possam ser efetuados;

♦ Controle microbiológico ambiental por placa de contato.

♦ Somente são válidas para fins de avaliação microbiológicas as NPT nas suas embalagens originais e invioladas ou suas correspondentes amostras.

ROTINAS PARA O SERVIÇO DE NUTRIÇÃO E DIETÉTICA

SANITIZAÇÃO DE ALIMENTOS

LACTÁRIO NUTRIÇÃO ENTERAL BANCO DE LEITE

♦ Usar luvas, gorro, na preparação ♦ Usar luva, gorro, máscara e propés em todo

e qualquer procedimento com alimentos; ♦ Usar luva estéril, máscara para boca e

nariz, gorro e propés; ♦ Não usar adereços;

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de alimentos críticos (maionese, cremes e molhos) e usar máscara para nariz e boca na manipulação de alimentos prontos;

♦ Não usar adereços;

♦ Proceder lavagem das mãos e antebraço;

♦ Limpar com água e sabão todas as superfícies e equipamentos;

♦ Lavar com água e sabão as embalagens de leite antes de abrir o saco ou caixa de leite;

♦ Lavar em água corrente, verduras, legumes e frutas, e imergir em solução de hipoclorito de sódio à 0,02% por 15 minutos;

♦ Não utilizar tábuas de carne e instrumentos de madeira, preferindo os de PVC que são de fácil limpeza;

♦ Colher amostras diárias das preparações que deverão ser guardadas por 3 dias em refrigeração, para serem analisadas em caso de toxinfecção.

♦ Não usar adereços; ♦ Proceder lavagem das mãos e antebraços,

com escovação das unhas com sabão antisséptico;

♦ Limpar com água e sabão e fazer desinfecção com álcool a 70% por fricção de toda superfície de trabalho antes e depois de cada sessão de manipulação;

♦ Usar campo estéril para forrar as bancadas que serão utilizados no preparo;

♦ Fazer limpeza com água e sabão e desinfecção com álcool a 70% de todas as embalagens e insumos, antes da entrada na sala de manipulação;

♦ Mamadeiras após limpeza com água e sabão, deverão ser esterilizadas em autoclave;

♦ Bicos de mamadeiras e aros após limpeza com água e sabão deverão sofrer desinfecção com hipoclorito de sódio a 1% por 30 minutos, procedendo enxágüe abundante;

Obs: Caso não seja possível autoclavar as formulações, deverão ser fervidos o leite e a água por 20 minutos; o leite materno deverá ser pasteurizado (aquecer a 62,5°C por 30 minutos, e em seguida resfriar rapidamente à temperatura de 5°C). Todos os utensílios utilizados deverão ser submetidos a desinfecção com hipoclorito de sódio a 1% por 30 minutos. ♦ Colher amostras das fórmulas preparadas,

escolhidas ao acaso 1 vez por semana, para controle microbiológico;

♦ Estocar em refrigerador a temperatura de 2 a 4°C, devendo ser realizado o controle de temperatura e calibragem;

♦ Usar em 24 horas.

♦ Não usar adereços; ♦ Proceder lavagem das mãos e antebraços,

com sabão antisséptico; ♦ Limpar com água e sabão e fazer

desinfecção com álcool a 70% de toda superfície de trabalho antes e depois de cada sessão de manipulação;

♦ Limpar com água e sabão e fazer desinfecção com álcool a 70% de todas as embalagens e insumos de nutrição enteral industrializada;

♦ Usar água potável ou fervida por 20 minutos;

♦ Seguir as recomendações do fabricante quanto à conservação dos produtos utilizados;

♦ Na administração intermitente - quantidade prescrita para cada administração;

♦ Na administração contínua, infundir quantidades suficientes de acordo com as seguintes especificações: fórmulas artesanais até 4 horas; fórmulas reconstituídas a partir do pó até 6 horas, fórmulas industriais líquidas até 8 horas; sistema fechado até 24 horas ;

♦ Colher aleatoriamente amostras para avaliação microbiológica, no início e fim de uma sessão de manipulação.

Obs: O tempo de estocagem deverá ser de 24 horas em refrigerador a temperatura de 2 a 8°C. Na infusão de dieta por sonda, a mesma não deve ficar mais de 4 horas no ambiente, o recipiente que contém a dieta para infusão deve ser trocado a cada 4 horas. As preparações deverão ser acondicionadas em recipientes estéreis e atóxicos.

♦ Lavar as mãos, antebraços e fazer a escovação das unhas com sabão antisséptico;

♦ Usar luvas para o procedimento de ordenha;

♦ Após limpeza com água e sabão, esterilizar em autoclave os frascos para o acondicionamento do leite ;

♦ Fazer desinfecção com álcool a 70% ou hipoclorito de sódio a 1 % de todos os utensílios;

♦ A coleta deve ser conduzida de acordo com os procedimentos técnicos e higiênicos sanitários referente a operação e a doadora deve ser previamente orientada sobre tal procedimento;

♦ Pasteurizar o leite após a coleta , e acondicionar em embalagem estéril;

♦ Colher aleatoriamente amostras para avaliação microbiológica após a pasteurização 1 vez por semana;

♦ Estocar o leite materno, em refrigerador, freezer ou congelador exclusivo, observando os períodos aqui estabelecidos: no refrigerador 48hs, congelado 6 meses, liofilizado 1 ano;

♦ Doadoras e seus filhos devem ter seu estado nutricional e de saúde, controlados regularmente pela equipe de saúde do banco de leite.

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ORIENTAÇÕES AO SERVIÇO DE ODONTOLOGIA

CUIDADOS COM EQUIPAMENTOS E UTENSÍLIOS O QUE QUANDO COM QUE COMO

♦ Instrumentais não cortantes ♦ Após o uso ♦ Água e sabão e esterilização (ver capítulo

esterilização de material) ♦ Limpeza mecânica e esterilizar

♦ Instrumentais de corte ♦ Após o uso ♦ Água e sabão e esterilização (ver capítulo

esterilização de material) ♦ Limpeza mecânica e esterilizar

♦ Óculos de proteção ♦ Após o uso ♦ Água e sabão e hipoclorito de sódio a 1% ♦ Limpeza mecânica e expor por 30

minutos na solução.

♦ Refletor e Rx ♦ Após o uso ♦ Água e sabão e álcool a 70% ou

hipoclorito sódio a 1%

♦ Limpeza mecânica e fricção por 30 segundos com álcool a 70% ou expor por 30 minutos em hipoclorito sódio a 1%.

♦ Pontas (alta rotação, micro motor, seringa tríplice, ultra som e fotopolimerizador), placa de vidro e saca broca

♦ Após o uso ♦ Água e sabão e álcool a 70% ou



♦ Cuspideira ♦ Após o uso de cada paciente ♦ Obs.: Fazer limpeza semanal com

desencrostante

♦ Água e sabão e álcool a 70% ou hipoclorito sódio a 1%


♦ Bancadas ♦ Diariamente e sempre que necessário ♦ Água e sabão, álcool a 70% ou



♦ Cadeira ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão, álcool a 70% ou



♦ Equipo ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão e álcool a 70% ou



♦ Mocho ♦ Diariamente e após contaminação ♦ Água e sabão ♦ Limpeza mecânica

OBS: Realizar proteção da alça do refletor, botões de comando da cadeira, cabeça da unidade de RX, e pontas acima descritas com folhas de PVC tipo rolopac ou magipac devendo ser trocada a cada paciente; A Limpeza prévia é fundamental para uma boa esterilização, sugerindo-se dessa forma a utilização de escovação do instrumental com escova de cerdas duras, retirando-se totalmente resíduos de dentina, cimento, sangue e materiais oleosos.

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OBSERVAÇÕES GERAIS: • Álcool é contra indicado para utilização em borrachas, tubos plásticos e acrílicos por ressecá-los; • Ao usar a caneta de alta rotação ou outras pontas refrigeradas, desprezar na cuspideira por 60 segundos o primeiro

jato do dia, antes do uso e por 30 segundos entre cada paciente a fim de expelir detritos sólidos ou líquidos residuais. Embora muitos equipos possuam válvula anti-retrátil em suas linhas de água, que previnem a volta do fluido para a alta rotação, este procedimento é indicado pois existe a possibilidade de falhas dessas válvulas;

• Revisar mensalmente a caneta de alta rotação; • As brocas podem ser esterilizadas em estufa ou em glutaraldeído (ver capítulo de esterilização de material). Após

este período lavar com água destilada;

• A limpeza prévia é fundamental para uma boa esterilização, sugerindo-se dessa forma a utilização de escovação do instrumental com escova de cerdas duras, retirando-se totalmente resíduos de dentina, cimento, sangue e materiais oleosos;

• Utilizar sugadores descartáveis; • As agulhas devem ser descartáveis, devendo ser desprezadas em recipientes de paredes rígidas, colocada próximo

ao local onde estão sendo utilizados os instrumentos; • Os moldes e moldeiras devem ser descontaminados com agente químico antes de serem encaminhados ao

laboratório; • Na utilização de isolamento absoluto os diques de borracha, devem ser descartáveis; • Não tocar em objetos ou corpos estranhos ao trabalho clínico, que não estejam recobertas com filme de PVC, como

torneiras, puxadores de gavetas, telefone e etc; • Material de biopsia deve ser colocado em solução de Formaldeído a 10% devendo-se ter o cuidado de não

contaminar o frasco externamente, o que deverá ser devidamente identificado e colocado em saco plástico para transporte ao laboratório de patologia;

• Os EPI, como luvas, gorro e máscara, deverão ser descartáveis e trocados a cada paciente (ver medidas de precaução padrão).

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CUIDADOS NA UTILIZAÇÃO DE MERCÚRIO:

• Acondicionar o mercúrio em recipientes hermeticamente fechados e inquebráveis;

• Executar todas as operações que envolvem mercúrio sobre superfícies impermeáveis e que possuam rebordos nas extremidades, de forma a confinar e facilitar a recuperação do mercúrio ou amalgama derramados ou desperdiçados;

• Preferencialmente usar amálgama em cápsula;

• Não tocar o amálgama com as mãos durante sua utilização;

• Restos de amalgama e mercúrio devem ser guardados em frasco hermeticamente fechado contendo água até jogá-lo no lixo. Cabe ressaltar que apesar de ser metal pesado, ainda não existe legislação brasileira para este descarte e nenhuma forma de coleta seletiva deste lixo;

• Frascos com mercúrio e amalgamadores devem ficar distantes de fonte de calor, tais como: estufa, autoclave e ar condicionado;

• Para remoção de restauração de amálgama usar refrigeração e suctor de saliva a fim de evitar deglutição de material;

• Executar análises mercuriais uma vez por ano em todas as pessoas que trabalhem no consultório;

• Dosar periodicamente o nível de vapor de mercúrio no ambiente de trabalho, lembrando que o nível máximo permitido é de 0,05 mg/m3 de ar.

ROTINA PARA LAVANDERIA

COLETA RECEPÇÃO E SEPARAÇÃO LAVAGEM DISTRIBUIÇÃO DE ROUPA LIMPA

♦ Usar EPI durante coleta (luva de PVC cano longo, máscara respiratória, gorro, avental e botas);

♦ Jamais colocar roupa suja no chão;

♦ Coletar a roupa suja em horários que atendam as necessidades das unidades de internação;

♦ Substituir os sacos do hamper sempre que 2/3 de sua capacidade estejam completados;

♦ Identificar a origem da roupa; ♦ Retirar o saco do hamper e

colocar em carro de coleta de roupa suja exclusivo para esta finalidade.

OBSERVAÇÃO: 1 - A contagem de roupa suja só deverá ser feita na lavanderia em área destinada a recepção da mesma. 1 - O carro de roupa suja deverá ser de material rígido, com tampa, lavável, não sendo permitido sua utilização para outro fim; 3 - Deverá ser feita a limpeza com água e sabão e desinfecção do carro de roupa suja com hipoclorito de sódio a 1%.

♦ Retirar a roupa do carro de coleta; ♦ Pesar os sacos de roupa; ♦ Separar roupa de sujidade leve de

sujidade pesada; ♦ Pesar os lotes de roupa

separadamente; ♦ Levar os lotes da roupa e material

necessário ao processo de lavagem até a lavadora.

OBS: Neste processo o funcionário deverá estar usando gorro, máscara, avental, luvas e botas.

♦ Roupa com sujidade leve

Seqüência da operação: � Lavagem: � Alvejamento / desinfecção; � 1° enxágüe; � 2° enxágüe; � Acidulação; � Amaciamento / desinfecção.

♦ Após lavagem: � Fazer desinfecção da área

de separação e lavagem após término das atividades;

� Separar as roupas com manchas (ver tipos de manchas);

� Colocar as roupas na centrífuga, distribuindo-as uniformemente pelo tambor;

� Separar a roupa para ser colocada na secadora ou calandra;

� Retirar a roupa da secadora ou calandra;

� Dobrar a roupa; � Encaminhar a roupa a

rouparia para descanso de no mínimo 24 horas.

♦ Roupa com sujidade pesada seqüência da operação:

� Umectação � 1° enxágüe; � 2° enxágüe; � Pré-lavagem; � Alvejamento /desinfecção; � Lavagem; � 1° enxágüe; � 2° enxágüe; � Acidulação; � Amaciamento/desinfecção. OBS: Somente colocar na secadora roupas como colchas pesadas, tecidos felpudos, roupa de vestir, cobertores, peças pequenas como máscara, bota, gorro compressas e outros.

♦ Distribuição de roupa limpa: � Distribuir as roupas em horários que

atendam as necessidades da unidade de internação;

� Entregar 2 mudas de roupa para cada leito;

� Fazer relação da roupa em estoque na unidade de internação;

� Afixar esta relação na prateleira da unidade de internação.

LAVANDERIA – TIPOS DE MANCHAS

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♦ Óleo ou gordura – Remover com amido, talco ou giz em pó. Pode se retirada com detergente sintético, solventes inflamáveis(querosene, gasolina) e outros não-inflamáveis (tetracloreto de bório, percloroetileno etc);

♦ Carvão e outros pigmentos coloridos – Removidos com detergente sintético;

♦ Ferrugem – Usar acidulantes ou removedores de ferrugem. Usa-se também ácido acético ou limão e sal em água corrente;

♦ Sais de prata, argirol e soluções fotográficas – Remover com solução de iodo a 3% e em seguida usar solução de tiosulfato de sódio, lavar e enxaguar o tecido após o procedimento;

♦ Permanganato de potássio – Remover com solução de 1% de ácido oxálico;

♦ Tinta nankim ou tinta de marcar – De difícil remoção, em geral usa-se gordura e ácido oleico alternadamente, em várias aplicações, enxaguando a gordura com solvente para limpeza a seco;

♦ Esmalte – Remover com acetona ou álcool (pode alterar a cor do tecido);

♦ Tinta esferográfica – Removida com ácido acético;

♦ Café – Removida com gelo;

♦ Graxa de sapato – Retirada com removedor solvente, como varsol, benzina ou gasolina;

♦ Mofo – Em tecidos brancos usar cloro, perborato de sódio ou água oxigenada. Também pode ser removida com álcool;

♦ Sangue – Removida através da pré-lavagem com água fria;

♦ Violeta de genciana – Utilizar solução de 7 g de biossulfito de sódio por litro de água ou uma solução de 3g de soda cáustica por litro de água.

Observações:

� Na utilização de qualquer removedor é aconselhável que se faça uma prova em um pedaço de tecido;

� uso de solventes, bem como a maioria dos removedores de manchas, requer precauções por serem inflamáveis, corrosivos ou tóxicos e podem danificar os tecidos. Estes devem ser mantidos em frascos ou embalagens bem fechadas.

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ACIDENTE COM MATERIAL BIOLÓGICO - PROFILAXIA PÓS EXPOSIÇÃO

AVALIAÇÃO DO RISCO DO ACIDENTE USO DE ANTI-RETROVIRAIS USO DE GAMAGLOBULINAS E VACINAÇÃO PARA HEPATITE B

♦ Alto risco - Grande volume de sangue (acidente profundo com agulha de grande calibre que estava previamente em veia ou artéria do paciente) e sangue contendo concentração título de HIV (doença viral aguda ou estágio terminal) ;

♦ Risco aumentado - Grande volume de sangue ou sangue contendo alta concentração de HIV;

♦ Sem risco aumentado - quando nenhum dos critérios acima estão presentes;

♦ Qualquer exposição a vírus concentrado ( como cultura laboratorial) deve ser tratada como exposição percutânea de alto risco;

♦ A sorologia para HIV deverá ser realizada no momento do acidente, 6 e 12 semanas após o mesmo.

♦ Exposição percutânea com alto risco - recomenda-se, AZT + 3 TC + Indinavir;

♦ Exposição percutânea com risco aumentado - recomenda-se AZT + 3 TC;

♦ Exposição percutânea sem risco aumentado - oferecer AZT + 3 TC;

♦ Exposição de membrana e mucosa - oferecer AZT + 3 TC;

♦ Pele - oferecer AZT + 3TC.

OBS: Outros fluídos que não seja sangue, não oferecer os medicamentos. A profilaxia pós exposição deverá ser iniciada preferencialmente 1 ou 2 horas após o acidente.

Esquema de tratamento:

♦ AZT - 200mg 3 vezes ao dia;

♦ 3TC - 150mg 2 vezes ao dia;

♦ Indinavir - 800mg 3 vezes ao dia.

A profilaxia pós exposição deverá ser administrada por um período de 4 semanas.

Quando houver necessidade da profilaxia pós exposição, o funcionário acidentado deverá realizar os exames de transaminases, hemograma completo, uréia e creatinina, devendo ser acompanhado por um clínico.

♦ Em profissional de saúde não vacinado, iniciar o esquema de vacinação em 3 doses com intervalos de 2 meses entre uma dose e outra. Fazer dose única de imunoglobulina hiperimune, de 0,06ml/kg, por via intramuscular, em região de músculo deltóide ( a aplicação em glúteo tem menor eficácia por ter menor freqüência de detecção do anti-HBs), em caso da fonte ser comprovadamente sorologicamente positiva para HBV.

♦ Em profissional de saúde vacinado com ou sem esquema completo de vacinação, realizar exame anti-HBs para avaliação de imunidade. Caso o profissional não apresente níveis satisfatórios (≥ 10 mUI/ml), administrar uma dose de imonoglobulina hiperimune e uma dose de vacina.

♦ A profilaxia precoce da imunoglobulina hiperimune (HBIG) tem maior eficácia se aplicada dentro de 24 a 48 horas após o acidente. Não há benefício comprovado na utilização da HBIG após 1 semana do acidente.

♦ A gravidez e a lactação não são contra-indicações para utilização de vacinas.

♦ Realizar sorologia para hepatite C do profissional acidentado no momento do acidente e paciente-fonte. Acompanhar o profissional acidentado caso investigação sorológica do paciente-fonte seja positiva acompanhar o profissional de saúde com realização de sorologia 6 meses após o acidente realização de sorologia (anti-HCV).

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