caracterizaÇÃo genÉtica do Ácaro varroa destructor em colÔnias de abelhas apis mellifera...

ROGER STRAPAZZON

CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA DO ÁCARO Varroa destructor EM

COLÔNIAS DE ABELHAS Apis mellifera (AFRICANIZADA) NO ESTADO DE

SANTA CATARINA

Monografia apresentada à Universidade Regional de Blumenau como parte das exigências do Curso de Ciências Biológicas, para a obtenção do grau de “Bacharel”. Orientador Prof. Dr. Geraldo Moretto

BLUMENAU SANTA CATARINA – BRASIL

2008

ROGER STRAPAZZON

CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA DO ÁCARO Varroa destructor EM

COLÔNIAS DE ABELHAS Apis mellifera (AFRICANIZADA) NO ESTADO DE

SANTA CATARINA

Monografia apresentada à Universidade Regional de Blumenau como parte das exigências do Curso de Ciências Biológicas, para a obtenção do grau de “Bacharel”. APROVADA em 26/02/2008 Prof. Ms. André Paulo Nascimento Prof. Dr. Sidney Luiz Sturmer

Prof. Dr. Geraldo Moretto FURB

(Orientador)

BLUMENAU SANTA CATARINA – BRASIL

AGRADECIMENTOS

A Deus, pelo dom da vida. À minha família: minha mãe, meu pai e minhas irmãs. Que durante esses anos

foram alicerces, lutando e vencendo batalhas. A todos os mestres, que durantes estes anos souberam despertar o anseio pelo

conhecimento, em especial os professores Alexandre, Rosete, Hercílio, David, Daniela, Cláudio, Juarez, Rudi, Berteli, Vânia, André, Zelão, Zelinda...

Aos meus colegas de turma, que tornaram os momentos de estudos muito mais agradáveis.

Aos amigos de turma: Rúbia, Rejane, Valle, Fernanda, Mi, Glauco, Fabi, Carlinha, Andressa, Eder, Fernanda, Josias e Helo. Obrigado pelas risadas, pela sabedoria e exemplo. As “várias gerações” de companheiros de laboratórios, que foram muito além de meros colegas de trabalhos, sendo co-responsáveis por esse trabalho: Alisson, Arno, Bruno, Carol (Xu), Chico, Diego, Elen, Fabi, Grazi, Gustavo, Marcelo, Mariah, Mary Susan, Morgana, Rogelio, Sabri, Tati e Testoni. Muito obrigado pela amizade, pelos ensinamentos, dicas e ajuda na rotina diária do laboratório. Aos meus amigos de laboratório: Sabrina, pela paciência, serenidade e cumplicidade nos trabalhos, pelos inúmeros PCR e gels de poliacrilamida errados, que nunca foram motivos para desânimo; Diego, exemplo na organização e perícia, companhia em centenas de extrações, acompanhadas de saudosas conversas; Chico, parceiro-irmão para todas as horas, seja final de semana ou feriado, fiel companhia de apiário e bancada, na caminhada à FURB ou no papo furado. Obrigado pelos memoráveis momentos, desde já muitas saudades. As amizades que surgiram nos corredores, onde nasceu grande admiração e carinho: Fernanda Andrade, Fran Durda, Cris, Gasper, Lápis Creme, Bruna, Dai, Rafael, e tantas outras. Ao Celso, técnico do laboratório de Bioquímica, que sempre nos socorreu, sobretudo naquilo que se referia a “química das coisas”. Aos laboratórios “vizinhos”, que sempre estiveram de portas abertas, fornecendo condições para que o nosso trabalho pudesse ser realizado, em especial: Biotecnologia, Imunologia, Parasitologia, Botânica e Bioquímica.

Aos vários apicultores, que forneceram material biológico, essencial para a execução deste trabalho. Em especial ao professor David De Jong, que por intermédio do José Carlos V. Guerra Jr., forneceu amostras de Fernando de Noronha (PE).

As diversas pessoas que passaram pela minha vida nestes últimos anos, sejam voluntários, funcionários e outros coadjuvantes, que diretamente ou indiretamente contribuíram à minha formação.

Ao Prof. Geraldo Moretto, que não foi apenas um exemplo de profissional, mas um grande exemplo de pessoa. Professor dotado de com inúmeras qualidades, entretanto com uma sábia simplicidade. Obrigado pela confiança, pelos inúmeros conselhos, conversas e exemplos de vida. À FURB, CCEN e DCN, que permitiram e deram suporte a este trabalho. Ao Governo do Estado de Santa Catarina, que concedeu bolsas de Iniciação Científica através do Programa Pipe/Art. 170.

SUMÁRIO

Resumo.............................................................................................................................2

1. Introdução.....................................................................................................................3

2. Material e métodos .......................................................................................................6

2.1. Coleta do ácaro Varroa destructor ............................................................................6

2.2. Extração do DNA ......................................................................................................7

2.3. Amplificação do DNA (PCR) ...................................................................................7

2.3.1. Determinação dos haplótipos .................................................................................7

2.3.2. Determinação dos microssatélites ..........................................................................8

3. Resultados.....................................................................................................................9

4. Discussão....................................................................................................................10

5. Agradecimentos..........................................................................................................13

6. Referências .................................................................................................................14

Anexos............................................................................................................................19

Roger Strapazzon

Rua Antônio da Veiga, 140 - Victor Konder

89012-900 - Blumenau – SC

[email protected]

Caracterização Genética do Ácaro Varroa destructor Anderson & Trueman (Acari:

Varroidae) em Colônias de Abelhas Apis mellifera Linnaeus (Hymenoptera, Apidae)

no Estado de Santa Catarina

Roger Strapazzon e Geraldo Moretto

Depto.Ciências Naturais, Univ. Regional de Blumenau, 89010-971, Blumenau, SC

[email protected]

2

RESUMO - O ácaro Varroa destructor é um ectoparasita de abelhas que atualmente atinge, sobretudo as colônias de abelhas Apis mellifera sendo uma das principais pragas causadoras de prejuízos à apicultura comercial mundial. Entretanto, no Brasil, a varroatose não tem sido diagnosticada como séria ameaça as populações de abelhas. Entre alguns fatores, tem-se destacado o biotipo Japonês de Varroa que colonizou a partir de 1971 as colônias de abelhas do Brasil. Entre os diferentes biotipos do ácaro, observa-se diferenças comportamentais, o qual é caracterizado por maior virulência do haplótipo Coreano (K) em relação o Japonês (J). Os resultados obtidos através de RFLP permitiram identificar apenas indivíduos Coreanos no estado de Santa Catarina. Já dados obtidos através de marcadores microssatélites, apenas 2,77% dos indivíduos coletados em Santa Catarina possuíam alelos específicos para o genótipo Japonês. A baixa freqüência de indivíduos com material genético Japonês, provavelmente está relacionada ao menor sucesso reprodutivo que este ácaro possui em relação ao tipo Coreano. Entretanto, apesar desta possível mudança no haplótipo/genótipo, o índice de infestação do ácaro em abelhas adultas tem se mantido estável. Isso demonstra que outros fatores, como o comportamento higiênico e de grooming, são eficientes nas abelhas africanizadas e mantém o equilíbrio entre parasita-hospedeiro. PALAVRAS-CHAVES - varroosis, abelha africanizada, haplótipo, microssatélites, mtDNA

3

1. Introdução

O ácaro Varroa jacobsoni é um ectoparasita natural da abelha asiática Apis cerana

(Oudemans, 1904 apud Solignac et al. 2003). Nesta abelha observa-se um equilíbrio

populacional entre parasita/hospedeir o qual está relacionado ao longo tempo de

coexistência entre as duas espécies, que permitiu o desenvolvimento de mecanismos de

defesa por parte das abelhas (Peng et al. 1987).

Entretanto, em virtude da alta adaptação da abelha Apis mellifera e o indiscriminado

movimento internacional de rainhas e colônias de abelhas, principalmente devido a

polinização dirigida, ocorreu de forma rápida a disseminação da Varroa pelo planeta,

transformando-se em um dos principais problemas na apicultura mundial (Botta et al.

2004). Além dos altos índices de infestações, a Varroa tornou-se um vetor para diversas

doenças infecciosas, como o vírus de paralisia aguda de abelhas (ABPV), o vírus de abelhas

Kashmir (KBV) e o vírus que deforma a asa (DWV) (Bakonyi et al. 2002, Chen et al. 2004,

Tentcheva et al. 2006). O ácaro chegou ao Brasil provavelmente em 1971, quando o

Paraguai importou abelhas e rainhas do Japão (Stort et al. 1981). Desde a década 70,

quando iniciaram os monitoramentos para varroatose, os níveis de infestação no Brasil se

demonstraram estáveis (3 varroas por 100 abelhas) (Moretto & Mello Jr. 2001)

Durante várias décadas o ácaro V. jacobsoni foi considerado uma única espécie. No

entanto, com o avanço das técnicas moleculares, Anderson & Trueman (2000) revelaram

através de estudos baseados no DNA mitocondrial a existência de duas espécies: o V.

jacobsoni sensu stricto, encontrado na Indonésia e Malásia, e o V. destructor, facilmente

encontrado na parte continental da Ásia e, atualmente, disperso pelo mundo inteiro.

4

O combate à varroatose tem sido diferente em várias regiões do mundo, variando

conforme os seus níveis de infestações. A utilização de produtos químicos como:

fluvalinato, flumethrina e o ácido fórmico, tem sido comum em países onde os danos são

mais severos (Manrique 2001). Entretanto, não foi comprovada total eficácia destes

produtos que, além de poderem prejudicar a qualidade do mel e outros produtos das

abelhas (deixam resíduos químicos, que leva uma rejeição destes produtos contaminados

no mercado internacional), tornam a prática apícola muito dispendiosa (pelos altos custos

destes produtos). Muitos pesquisadores, no entanto, constataram que o uso prolongado de

acaricidas nas colônias de abelhas provoca riscos substanciais, pelo desenvolvimento

eventual de resistência dos ácaros aos produtos químicos utilizados (Milani 1999).

No Brasil, devido o baixo nível de infestação alcançado por este parasita, não é

necessário qualquer tratamento à base de produtos químicos. Vários fatores foram

interpretados como relevantes na dinâmica populacional do ácaro V. destructor. O clima e

a raça das abelhas influenciam sensivelmente o nível de infestação alcançado pelo ácaro

(De Jong 1984, Moretto et al. 1991). Em condições de clima temperado (inverno mais

rigoroso) ocorrem taxas de infestação altas, o que requer um combate químico constante,

entretanto, em condições de clima tropical (inverno mais ameno), como é o caso do Brasil,

os níveis de infestação alcançados por este parasita junto às abelhas africanizadas são

baixos, sem causar sérios prejuízos à apicultura (Gonçalves 1987, Moretto et al. 1991,

Silva et al. 1992, Moretto & Mello, 2000).

Diversos fatores foram relacionados aos diferentes níveis de infestação na abelha A.

mellifera. Segundo Moretto et al. (1991) a ocorrência de mecanismos de defesa, como o

“grooming” e o comportamento higiênico, exibidos pelas abelhas africanizadas seriam uma

das causas dos baixos níveis que a praga alcança nessas abelhas. Vários pesquisadores

5

sustentam a hipótese de que a variação da capacidade reprodutiva das fêmeas do ácaro V.

destructor junto à crias de operárias de diferentes raças de abelhas A. mellifera, seja o

principal fator da diferença nos níveis de infestação. Em crias de operárias de abelhas

africanas e seus híbridos, o sucesso reprodutivo da varroa seria menor do que em crias de

operárias de abelhas européias - isso justificaria o baixo nível de infestação alcançado pelo

ácaro V. destructor nas abelhas africanizadas no Brasil e outros países (Medina & Martin

1999; Rosenkranz 1999; Martin & Kryger 2002; Calderon et al. 2003; Martin & Medina

2004).

Estudos da variabilidade do DNA do ácaro V. destructor revelaram a existência de

diferentes haplotípos e genótipos da praga relacionados a sua virulência (Kraus & Hunt

1995; Anderson & Fuchs 1998; Guzman & Rinderer 1999; Solignac et al. 2003, Warrit et

al. 2004; Solignac et al. 2005). Anderson & Treuman (2000) baseados na variabilidade no

gene COI do DNA mitocondrial (DNAmt) identificaram a existência dos haplótipos J

(Japonês) e K (Coreano), nomeados dos países asiáticos onde foram primeiramente

detectados em seu hospedeiro nativo, a A. cerana. Segundo esses autores, os dois

haplótipos estariam dispersos em diferentes regiões do planeta - lugares onde a praga

alcança elevados níveis de infestação como é o caso da Europa, haveria predominância do

haplótipo K, enquanto em outras partes onde o varroa é encontrado com baixos níveis de

infestação, como acontece no Brasil, predominaria o haplótipo J.

A análise do genoma nuclear através da utilização de microssatélites tem sido

utilizado também na caracterização das populações de varroa. Os microssatélites, também

conhecidos como SSR (“Simple Sequence Repeats” - Seqüências simples repetidas)

correspondem a seqüências de DNA com poucos pares de bases de comprimento (2-6),

repetidas “in tandem”, tais como (AT)n, (ATT), etc. A variação no número (n) desses

6

elementos repetidos pode gerar grande quantidade de polimorfismos (Ferreira &

Grattapaglia, 1998). Embora Solignac et al. (2005) tenham verificado baixa variabilidade

nos 20 loci de microssatélites analisados em V. destructor, foram identificados alelos

específicos para cada tipo de varroa – o J e o K.

Apesar dos baixos níveis de infestação do ácaro em colméias de abelhas

africanizadas no Brasil serem atribuídos, entre outros fatores, ao haplótipo Japonês de

varroa que aqui colonizou (Anderson e Treuman, 2000). Carneiro et al. (2007) verificaram

que a taxa de reprodução do ácaro V. destructor em células de operárias tem sido

atualmente de 1,37 deutoninfas por adultas. Isso representa quase o dobro quando

comparado com a taxa de reprodução de vinte anos atrás. Este aumento significativo no

número de descendentes por adulto da varroatose pode estar associado à substituição do

haplótipo Japonês pelo Coreano - que de fato é caracterizado por uma maior capacidade

reprodutiva (Delphinado-Baker, 1988). Portanto, o presente trabalho procurou determinar a

ocorrência do tipo de varroa (Japonês ou Coreano) que parasita os apiários de Santa

Catarina e relacionar com a atual situação patológica em que se encontra no estado.

2. Material e métodos

2.1 Coleta do ácaro Varroa destructor

Para caracterização genética dos genomas nuclear e mitocondrial, amostras de

fêmeas adultas de V. destructor foram coletadas de apiários da região de Blumenau,

Joinville, São Joaquim, Mafra, Caçador, no estado de Santa Catarina, e Fernando de

Noronha, em Pernambuco. As amostras eram constituídas de 30 ácaros para cada apiário,

7

coletadas em crias de operárias e/ou crias de zangões e/ou em operárias e zangões adultos.

Os ácaros foram acondicionados em etanol 70% no momento da coleta e posteriormente

armazenados a -20o C.

2.2 Extração do DNA

O DNA total foi extraído individualmente para cada fêmea de V. destructor

utilizando o método rápido adaptado de Anderson & Fuchs (1998). Após ser lavado em

etanol 70%, cada ácaro foi colocado em um vidro relógio e com auxílio de uma lupa de

dissecação, foi dilacerado. Este foi transferido para um tubo de microcentrífuga contendo

40 µl de tampão de lise 2x (120 µg /ml de Proteinase K, 0,1M KCl, 0,02 M Tris-HCl pH

8,3, 5mM MgCl2, 0,9% Tween 20, 0,9% NP40 e 0,02% de gelatina) e incubado

primeiramente a 65º C por 30 minutos, depois entre 95-100º C por 10 minutos e finalmente

realizou-se uma diluição com 20 µl de dH2O. O DNA extraído foi estocado à – 20°C.

2.3 Amplificação do DNA (PCR)

2.3.1 Determinação dos haplótipos

Para a amplificação, via PCR, da região gênica Citocromo C Oxidase I (COI) do

genoma mitocondrial do ácaro V. destructor foi utilizado os primers COXF

[5’GG(A/G)GG(A/T)GA(C/T)CC(A/T)ATT(C/T)T(A/T)TATCAAC3’] e COXRa

[5’GG(A/T)GACCTGT(A/TA(A/T)AATAGCAAATAC 3’ ] descritos por Anderson &

Fuchs (1998). As reações de PCR foram processadas utilizando 2-10 µl da extração de

DNA obtida pelo método descrito no item anterior: 12,2µl de água destilada e deionizada;

1,8µl de tampão de PCR; 1,8µl de dNTPs 2 mM; 0,55 de MgCl2 50 mM; 0,55 µl de cada

8

primer 20 mM e 2,5 U de Taq DNA Polimerase. As condições de amplificação utilizadas

foram: desnaturação inicial por 5 minutos a 94o C, seguida por 35 ciclos de: desnaturação a

94o C por 1 minutos, anelamento a 42º C por 1 minutos e 20 segundos e uma elongação a

64o por 2 minutos. Um passo extra de extensão a 64o C por 10 minutos foi realizado. Os

produtos amplificados foram analisados através de eletroforese em gel de agarose 0,8%,

corado com brometo de etídeo e visualizados através de luz ultravioleta (UV). A

identificação dos haplótipos, J (Japonês) e K (Coreano), do ácaro V. destructor, foi

realizada através dos produtos de digestão com as enzimas de restrição Xho I e Sac I, como

descrito por Anderson & Fuchs (1998). Ambos os haplótipos possuem o sítio de clivagem

para a enzima Xho I, entretanto apenas o padrão J possui o sítio para a enzima Sac I. A

visualização dos produtos de digestão foi realizada em gel de agarose 1%, corado com

brometo de etídeo.

2.3.2 Determinação dos microssatélites

A análise do genoma nuclear foi efetuada através da amplificação de quatro loci de

microssátélites, utilizando quatro pares de primers desenhados por Solignac et al. (2003).

Cada reação de PCR foi processada utilizando-se: 3,8µl de água destilada e deionizada;

0,6µl de tampão de PCR; 0,3µl de dNTPs 2mM cada; 0,18 de MgCl2 50 mM; 0,12µl de

cada primers 20µM; 1,5µl da extração de DNA e 1U de Taq DNA Polimerase. O primeiro

passo para amplificação consistiu em uma desnaturação por 3 minutos a 94ºC. Em seguida

as amostras foram condicionadas por 35 ciclos constituídos de 30 segundos de desnaturação

a 94ºC, 30 segundos para anelamento a 55ºC e 30 segundos de elongação a 72º. Para

9

finalizar, um ciclo extra de 10 min a 72ºC. A visualização dos alelos dos microssatélites foi

realizada em gel de poliacrilamida 12%, corado com nitrato de prata.

3. Resultados

A amplificação via PCR da região COI do genoma mitocondrial do ácaro V.

destructor, gerou um segmento de aproximadamente 570 pares de bases (pb) em todas as

amostras coletadas em Santa Catarina e Fernando de Noronha-PE. As digestões desses

produtos de PCR com as endonucleases Xho I e Sac I geraram padrões polimórficos entre

as amostras de Santa Catarina e Fernando de Noronha. Em todas as amostras das duas

localidades, a digestão do produto de PCR com a enzima Xho I, resultou em fragmentos de

300 e 270 pares de bases. Entretanto, quando submetidas a enzima Sac I as 160 amostras de

Santa Catarina não apresentaram o sítio de clivagem característicos do haplótipo Coreano.

Para esta mesma enzima, as 30 amostras originárias de Fernando de Noronha apresentaram

o padrão haplótipo Japonês, com produtos de digestão de 340 e 230 pb (Fig. 1).

Analisando o genoma nuclear nas quatro regiões de microssatélites estudadas, as 30

amostras de Fernando de Noronha apresentaram genótipos homozigotos, característicos do

padrão Japonês. Foram observados apenas 2,77% indivíduos com alelos específicos para o

genótipo Japonês nas amostras do estado de Santa Catarina. Dentre as quatro regiões de

microssatélites analisadas, apenas a região VD112 não apresentou alelos característicos do

padrão Japonês, sendo todas classificadas como genótipo Coreano.

Na região VD119, em apenas uma amostra obtida do apiário de São Joaquim foi

verificada a presença do genótipo homozigoto para o padrão Japonês, sendo as restantes

homozigotas para o padrão Coreano (Fig. 2).

10

Na região de microssatélites VD126 foram observados polimorfismos em dois

ácaros de Blumenau e uma da região de São Joaquim, onde foi verificada a presença do

genótipo homozigoto do biótipo Japonês, enquanto todas as outras amostras apresentaram o

padrão típico Coreano (Fig. 3).

Entretanto, na região VD152 observamos uma amostra coletada em um apiário da

região de Blumenau heterozigota para os dois genótipos, isto é, neste ácaro uma banda

pertencia ao genótipo Coreano e a outra ao genótipo Japonês (Fig. 4). Todas as demais

amostras apresentaram genótipo homozigoto para o biótipo Coreano.

4. Discussão

O ácaro V. destructor é uma espécie invasora que rapidamente se difundiu na

espécie A. mellifera causando grande impacto em colônias desta abelha espalhadas pelo

mundo. Nos países localizados nas regiões tropicais e subtropicais, sobretudo na América

do Sul e Central, o parasita tem causado menores danos às abelhas africanizadas (Moretto

et al. 1991, De Jong & Soares 1997). Alguns fatores são relacionados a este baixo impacto

sobre as abelhas, como a maior resistência das raças Africanas sobre as Européias (Moretto

et al. 1991, Medina & Martin 1999), as condições climáticas (Moretto et al. 1991), e a

diferença do genótipo do Varroa que infesta os apiários (Guzman et al. 1998).

Guzman et al. (1997) utilizando marcadores RAPD diferenciaram os dois biótipos

de varroa, sendo o Russo (R) para as populações dos Estados Unidos, Rússia Marrocos,

Alemanha, Itália, Espanha e Portugal e o Japonês (J) para as populações do Japão, Brasil, e

Porto Rico. Anderson & Trueman (2000), utilizando marcadores de DNA mitocondrial,

também classificaram o biótipo em haplótipo Coreano (= Russo) e Japonês.

11

Os resultados da análise do genoma mitocondrial obtidos a partir das amostras de

Santa Catarina, corroboram Garrido et al. (2003), que verificaram menos de 2% de varroas

com haplótipo Japonês em amostras coletadas em 1996 e 2001 nas cidades de Ribeirão

Preto (SP), Florianópolis (SC) e Estrela (RS). Em todas as amostras desse trabalho

coletadas no estado de Santa Catarina também não se verificou a presença do haplótipo

Japonês.

Todas as amostras de Fernando de Noronha revelaram o padrão Japonês. Um padrão

que pode talvez ser explicado devido às condições de isolamento geográfico em que se

encontram as colônias de abelhas. Tal fato corrobora a teoria de que o Varroa, do biótipo

Japonês, que chegou ao Brasil através de uma importação de abelhas do Japão pelo

Paraguai (Jong & Gonçalves 1981). Como a introdução de matrizes ou enxames na ilha é

controlado desde 1984 (Guerra Jr et al. 2000) e com a criação do Parque Nacional Marinho

de Fernando de Noronha a partir de 1988, foi vedada qualquer importação de animais para

a ilha, evitando uma possível reintrodução de ácaros com haplótipo Coreano.

Dados de microssatélites revelaram uma baixa variabilidade e heterozigosidade nos

quatro loci estudados. Solignac et al. (2005) em seu estudo com 11 regiões de

microssatélites verificaram a heterogozidade menor que 1,3%. Esta baixa variabilidade

observada é bastante comum em espécies invasoras em razão da freqüente ocorrência do

efeito fundador (Tsutsui et al. 2000). Outro fator importante na estrutura genética das

populações do ácaro é seu sistema de reprodução. A determinação do sexo é baseado no

sistema haplo-diplóide (De Ruijter & Papas 1983 apud Martin et al. 1997) e pseudo-

arrenotoquia (Martins et al. 1997). Desta forma, uma fêmea fundadora adulta diplóide ao

entrar em uma célula de cria de abelha para se reproduzir, deposita ovos haplóides, que

gerarão machos. A condição de pseudo-arrenotoquia se caracteriza pelo conjunto de

12

cromossomos que constitui o óvulo não fecundado ser exclusivamente de origem materna.

As ovoposições que originaram fêmeas são constituídas de óvulos fecundados (diplóides).

Como a célula está operculada, o macho gerado dentro da célula acabará fecundando suas

irmãs. A ocorrência de uma ou mais fêmeas fundadoras, que permitiria mais de um macho,

é de menor freqüência, favorecendo desta forma a alta taxa de endogamia e a baixa

variabilidade genética (Donze et al. 1996).

A ocorrência de alelos específicos, embora baixa, para o biótipo Japonês no estado

de Santa Catarina demonstrou a possível existência no passado de ácaros do biótipo

Japonês, e sua substituição atualmente pelo genótipo/haplótipo Coreano. O biótipo Japonês,

caracterizado por possuir menor virulência quando comparado o biótipo Coreano

(Delfinado-Baker 1988), foi um dos fatores sugerido por Anderson & Trueman (2000) à

baixa virulência do ácaro no país. Outra evidência que justifica a alteração do biótipo do

ácaro foi obtida por Carneiro et al. (2007), que verificaram um incremento na habilidade

reprodutiva do ácaro quando comparado com dados obtidos da década de 1980. Os

resultados de fertilidade demonstraram que naquele período, quando possivelmente as

populações de ácaros eram constituídas por biótipos Japoneses, cada fêmea fundadora

produzia uma média de 1,3 deutoninfas, quanto atualmente esta média é de 1,7 deutoninfa

por varroa. Este aumento significativo de descendentes é similar ao encontrado em abelhas

européias no Reino Unido (Medina & Martin 1999), onde o padrão Coreano é determinado

desde 1997 (Anderson & Trueman 2000).

Contudo, apesar desta possível mudança de genótipo/haplótipo do varroa no estado

de Santa Catarina, o nível de infestação do parasita em abelhas adultas ainda é considerado

baixo, aproximadamente 4% (Carneiro, comunicação pessoal). Este valor é similar ao

encontrado no início da década de 1990 (Moretto et al. 1991). Alguns fatores têm

13

contribuído para a maior tolerância da abelha A. mellifera (africanizada) ao parasita. O

comportamento higiênico e o “grooming” têm sido relatados como importantes

mecanismos de resistência ao ácaro (Boecking & Spivak 1999). Moretto et al. (1993)

demonstrou que abelhas africanizadas possuem 38% da capacidade de limpeza, enquanto

abelhas italianas possuem apenas 5%. Moretto et al. (2006) verificaram que a taxa diária de

células desoperculadas foi 3,5 vezes maior em favos infestados com varroa comparados

com favos não infestados. Isso demonstra que as abelhas africanizadas possuem uma

sensibilidade em reconhecerem e removerem crias parasitadas naturalmente com o ácaro.

Na atividade de “grooming”, Junkes et al. (2007) verificaram um aumento significativo de

ácaros no fundo da colméia à medida que diminui a quantidade de crias de operárias das

colônias de abelhas. Este resultado sugere que a atividade seja incrementada à medida que

aumenta a concentração de ácaros na população de abelhas adultas, resultando em uma

maior mortalidade de ácaros.

5. Agradecimentos

Ao todos os apicultores que forneceram o material biológico para realização deste

trabalho e em especial ao professor David De Jong pela amostras de oriundas de Fernando

de Noronha (PE).

14

6. Referências

Anderson, D.L & J.W.H Trueman, (2000). Varroa jacobsoni (Acari:Varroidae) is more

than one species. Exp. Appl. Acarol. 24: 165-189.

Anderson, D.L. & S. Fuchs (1998). Two genetically distincts populations of Varroa

jacobsoni with contrasting reproductive abilities on Apis mellifera. J. Apic. Res. 37: 69-78.

Anderson, D.L. & J.W.H. Trueman (2000). Varroa jacobsoni (Acari: Varroidae) is more

than one species. Exp. Appl. Acarol., 24: 165-189.

Bakonyi, T., R. Farkas, A. Szendroi, M. Dobos-Kovács & M. Rusvai (2002) Detection of

acute bee paralysis virus by RT-PCR in honey bee and Varroa destructor field samples:

rapid screening of representative Hungarian apiaries. Apidologie 33, 63–74.

Boecking, O. & M. Spivak (1999) Behavioral defenses of honey bees against Varroa

jacobsoni Oud. Apidologie 30: 141-158.

Botta, E., H. Carmenate & P.E. Torre (2004). Varroasis, peligrosa enfermidad de la abeja

melífera. Fitosanidad, 8: 73-79.

Calderon, R.A., M. J. Sommejer & J.W. Van Veen (2003). The reproductive ability of

Varroa destructor in worker brood of Africanized and hybrid honey bees in Costa Rica. J.

Apic. Res. 42: 65-67.

Carneiro, F.E., R.R. Torres, R. Strapazzon, S.A. Ramirez, J.C.V Guerra Jr. & G. Moretto

(2007). Changes in the Reproductive Ability of the Mite Varroa destructor (Anderson e

Trueman) in Africanized Honey Bees (Apis mellifera L.) (Hymenoptera: Apidae) Colonies

in Southern Brazil. Neotrop Entomol 36: 949-952.

Chen, Y., J.S. Pettis, J.D. Evans, M. Kramer & M.F. Feldlaufer. (2004). Transmission of

Kashmir bee virus by the ectoparasitic mite Varroa destructor. Apidologie 35: 441-448.

15

De Jong, D. & L.S. Gonçalves (1981). The Varroa problem in Brazil. Am. Bee. J. 121:

186.

De Jong, D. (1984). Current knowledge and open questions concerning reproduction in the

honey bee mite Varroa jacobsoni. Adv. Invert. Repr. 3: 547-552.

De Jong, D., A.E.E. Soares (1997). An Isolated Population of Italian Bees that has survived

Varroa jacobsoni infestation without treatment for over 12 years. Am. Bee. J. 137: 742-745.

Delfinado-Baker, M. (1988). Variability and biotypes of Varroa jacobsoni Oudermans.

Am. Bee J. 128: 567-568.

Donze G., M. Herrmann, B. Bachofen, P.M. Guerin (1996). Effect of mating frequency and

brood cell infestationrate on the reproductive success of the honeybee parasite Varroa

jacobsoni. Ecol. Entomol. 21: 17–26.

Ferreira, M.E. & D. Grattapaglia (1998). Introdução ao uso de marcadores moleculares em

análise genética, 3ª edição. Brasília, EMBRAPA-CENARGEN, 220p.

Gonçalves, L.S. (1987). Abelhas africanas, 30 anos depois. Apicultura no Brasil, 4: 33-37.

Guerra Jr., J.C.V., L.S. Gonçalves & D. De Jong (2000). Africanized honey bees (Apis

mellifera L.) are more efficient at removing worker brood artificially infested with the

parasitic mite Varroa jacobsoni Oudemans than are Italian bees or Italian/Africanized

hybrids. Genet. Mol. Biol. 23: 89-92.

Guzman, L. I., T.E. Rinderer & J.A. Stelzer (1997) DNA evidence of the origin of Varroa

jacobsoni Oudemans in the Americas. Biochem. Genet. 35, 327-335.

Guzman, L., T.E. Rinderer, J.A. Stelzer & D. Anderson (1998). Congruence of RAPD and

mitochondrial DNA markers in assessing Varroa jacobsoni genotypes, J. Apic. Res. 37: 49-

51.

16

Guzman, L.I., & T.E. Rinderer (1999). Identifications and comparison of Varroa species

infesting honey bees. Apidologie 30: 85-95.

Junkes, L., J.C.V. Guerra Jr. & G. Moretto (2007). Varroa destructor mite mortality rate

according to the amount of worker broods in africanized honey bee (Apis mellifera L.)

colonies. Acta Sci. Biol. Sci. 29: 305-308.

Kevan, P.G., T.M. Laverty & H.A. Denmark (1990). Association of Varroa jacobsoni with

organisms other than honey bees and implications for its dispersal. Bee World 7: 119-121.

Kraus, B., G. Hunt (1995). Differentiation of Varroa jacobsoni Oud populations by random

amplification of polymorphic DNA (RAPD). Apidologie, 26: 283-290.

Manrique, A.J. (2001). Controle da varroa e seu efeito sobre a produção de mel em Apis

mellifera na Venezuela. Interciencia, 26: 25-28.

Martin, S. & P. Kryger (2002). Reproduction of Varroa destructor in South African honey

bees: does cell space influence Varroa male survivorship?. Apidologie, 33: 51-61.

Martin, S.J., L.M. Medina (2004). Africanized honeybees have unique tolerance to Varroa

mites. Trends Parasitol. 20: 112-114.

Martins, S., K. Holland & M. Murray (1997). Non-reproduction in the honeybee mite

Varroa jacobsoni. Exp. Appl. Acarol. 21: 539-549.

Medina, L.M. & S.J. Martins (1999). A comparative study of Varroa jacobsoni

reproduction in worker cells of honey bees (Apis mellifera) in England and Africanized

bees in Yucatán, Mexico. Exp. Appl. Acarol. 23: 659-667.

Medina, L.M. & S.J. Martin (1999). A comparative study of Varroa jacobsoni reproduction

on workers cells of honey bees (Apis mellifera) in England and Africanized bees in

Yucatan, Mexico. Exp. Applied Acarol. 23: 659-667.

17

Milani, N. (1999). The resistance of Varroa jacobsoni Oud. to acaricides. Apidologie, 30:

229-234.

Moretto G., L.S. Goncalves, D. De Jong & M.Z. Bichuette (1991). The effects of climate

and bee raceon Varroa jacobsoni Oud infestation in Brazil. Apidologie 22: 197–203.

Moretto, G. & L.J. Mello Jr. (2001). Infestion and distribution of the mite Varroa jacobsoni

in Africanized honey bee (Apis mellifera) colonies. Interciencia 26: 394-396.

Moretto, G. & L.J. Mello (2000). Resistance of Africanized bees (Apis mellifera) as a cause

of mortality of the mite Varroa destructor in Brazil. Am. Bee J. 11: 895-897.

Moretto, G., L.S. Gonçalves & D. De Jong (1991). Africanized bees are more efficient at

removing Varroa jacobsoni - Preliminary Data. Am. Bee J. 131: 434.

Moretto, G., J.C.V. Guerra Jr. & C.V. Bittencourt (2006). Uncapping Activity of Apis

mellifera L. (Hymenoptera: Apidae) towards Worker Brood Cells Infested with the Mite

Varroa destructor Anderson & Treuman (Mesostigmata: Varroidae). Neotrop. Entomol. 35:

299-301.

Rosenkranz, P. (1999). Honey bee (Apis mellifera L.) tolerance to Varroa jacobsoni Oud.

In South America. Apidologie 30: 159-172.

Sabelis, M.W. & C.J. Nagelkerker (1988). Evolution of Pseudo-Arrhenotoky. Exp. Applied

Acarol. 4: 301-318.

Silva, L.A., J.C.V. Guerra Jr., G. Moretto, D. De Jong & L.S. Gonçalves (1992) Infestação

de abelhas africanizadas Apis mellifera L. pelo ácaro Varroa jacobsoni. Anais do Encontro

Brasileiro de Biologia de Abelhas e Outros Insetos Sociais. Naturalia número especial: 158.

Solignac, M., J. Cornuet, D. Vautrin, Y. Le Conte, D. Anderson, J. Evans, S. Cros-Arteil &

M. Navajas (2005). The invasive Korea and Japan types of Varroa destructor, ectoparasitic

18

mites of the Western honeybee (Apis mellifera), are two partly isolated clones. Proc. R.

Soc. B., 272: 411-419.

Solignac, M., D. Vautrin, A. Pizzo, M. Navajas, Y. Contes & J. Cornuet (2003).

Characterization of microsatellite markers for the apicultural pest Varroa destructor (Acari:

Varroidae) and its relatives. Molecular Ecology Notes 3: 556-559.

Stort, A.C., L.S. Gonçalves, O. Malaspina & F.A. Moura (1981). Study on Sineacar

effectiveness in controlling Varroa jacobsoni. Apidologie 12: 289-297.

Tentcheva, D., L. Gauthier, L. Bagny & J. Flevet (2006). Comparative analysis of

deformed wing virus (DWV) RNA in Apis mellifera and Varroa destructor. Apidologie 37:

41-50.

Tsutsui, N.D., A.V. Suarez, D.A. Holway & T.J. Case (2000). Reduced genetic variation

and success of an invasive species. Proc. Natl Acad. Sci. USA 97: 5948-5953.

Warrit, N., T.A.R. Hagen, S.R. Smith & I. Çakmak (2004). A survey of Varroa destructor

strains on Apis mellifera in Turkey. J. Apic. Res. 43: 190-191.

19

Fig. 1. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% da digestão do fragmento da região

gênica COI do DNA mitochondrial do ácaro Varroa destructor com as endonucleases Xho I

(X) e Sac I (S). M: Marcador de 100pb; 1 e 2: Amostras do estado de Santa Catarina; 3 e 4:

Amostras de Fernando de Noronha (PE).

Fig. 2. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% da região de microssatélites VD119 do

ácaro Varroa destructor. M: Marcador de 10pb; 1 e 2: Amostras do estado de Santa

Catarina; 3: Amostra de São Joaquim; 4 e 5: Amostras de Fernando de Noronha (PE).

20



Catarina; 3 e 4: Amostras de Blumenau; 5: Amostra de São Joaquim; 6 e 7: Amostras de

Fernando de Noronha (PE).



Catarina; 3: Amostra de Blumenau; 4 e 5: Amostras de Fernando de Noronha (PE).

caracterizaÇÃo genÉtica do Ácaro varroa destructor em colÔnias de abelhas apis mellifera...

Documents