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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
DEPARTAMENTO DE ENGEHARIA DE PESCA PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA DE PESCA
DIEGO ALVES DO VALE
FILMES E REVESTIMENTOS DO CARANGUEJO-UÇÁ (Ucides cordatus) COM APLICAÇÃO EM POSTAS DE SERRA (Scomberomorus brasiliensis)
CONGELADAS.
FORTALEZA 2017
DIEGO ALVES DO VALE
FILMES E REVESTIMENTOS DO CARANGUEJO-UÇÁ (Ucides cordatus) COM APLICAÇÃO EM POSTAS DE SERRA (Scomberomorus brasiliensis)
CONGELADAS.
Dissertação apresentado ao Programa de Pós-Graduação em Engenharia de Pesca, Centro de Ciências Agrárias, da Universidade Federal do Ceará, na modalidade de qualificação para obtenção do título de Mestre em Engenharia de Pesca. Orientador: Prof. Dr. Bartolomeu Warlene Silva de Souza
FORTALEZA 2017
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação
Universidade Federal do Ceará
Biblioteca Universitária
Gerada automaticamente pelo módulo Catalog, mediante os dados fornecidos pelo(a) autor(a)
V243f Vale, Diego Alves do.
Filmes e revestimentos comestíveis do Caranguejo-uçá (Ucides cordatus) com aplicação
em postas de Serra (Scomberomorus brasiliensis) congeladas. / Diego Alves do Vale. –
2017.
99 f. : il. color.
Dissertação (mestrado) – Universidade Federal do Ceará, Centro de Ciências Agrárias,
Programa de Pós-Graduação em Engenharia de Pesca, Fortaleza, 2017.
Orientação: Prof. Dr. Bartolomeu Warlene Silva de Souza .
1. Caranguejo-uçá. 2. Filmes e revestimentos comestíveis . 3. Scomberomorus
brasiliensis. I. Título.
CDD 639.2
DIEGO ALVES DO VALE
FILMES E REVESTIMENTOS DO CARANGUEJO-UÇÁ (Ucides cordatus) COM APLICAÇÃO EM POSTAS DE SERRA (Scomberomorus brasiliensis)
CONGELADAS.
Dissertação submetida à Coordenação do Programa de Pós Graduação em Engenharia de Pesca da Universidade Federal do Ceará, na modalidade de qualificação para obtenção do grau de Mestre em Engenharia de Pesca. A citação de qualquer trecho deste projeto de dissertação é permitida, desde que seja feita de conformidade com as normas da ética científica.
Aprovado em: ___/___/___
BANCA EXAMINADORA
___________________________________________
Prof. Dr. Bartolomeu Warlene Silva de Souza (Orientador) Departamento de Engenharia de Pesca/ UFC
___________________________________________ Prof. Dr. André Luis Coelho da Silva Departamento de Bioquímica/ UFC
___________________________________________ Dra. Fábia Karine Andrade
Departamento de Engenharia Química/ UFC
AGRADECIMENTOS
Ao meu Deus, por permitir a realização desse projeto, ajudando em todas as
dificuldades ocorridas.
A minha família, por todo o apoio (meu irmão Tiago, Tias Rita, Goret, Graça, e aos
meus primos (as) Iagos, Igor, Ana e Renato).
Aos Amigos (as) Abraão Ramos, Luis Henrique Ribeiro, Jakson Martins, Andreia
Yara Xavier e Claudia Bradão.
Ao meu orientador Professor Bartolomeu, por todo opoio e determinação para a
realização do projeto.
A Banca examinadora ao Professor André Coelho e a Fábia Karina Andrade pelas
sugestões de modificação e correção da dissertação.
Aos Colegas Intregante Laboratório de Tecnologia do Pescado, Claudia Cintia,
Lyndervan, Juliana, Cybele, Jaqueline, Andressa, Manuella, Lana, Jéssica, Ana
Irene, Ivanildo e seu Bruno.
Aos Profesor Men de Sá pela parceira com a Empresa de Brasileira de Pesquisa
Agropecuária (EMBRAPA).
A Lilian e Natália técnicas da EMBRAPA pelo ajuda.
Aos Todos os professores do programa de Pós-Gruaguação da Engenharia de
Pesca pelo conhecimento repassado.
Ao CNPq pelo apoio financeiro.
A todos que, de forma direta ou indireta, contribuíram para realização do projeto.
RESUMO
A indústria de pescado gera resíduos que impactam de forma negativa o meio
ambiente. Proporcionar soluções que miniminizem esses impactos vem se tornando
uma alternativa interessante nas ultimas décadas. Os resíduos de caranguejos
contém na sua composição química a quitina que através do processo de
desacetilação obtem-se a quitosana. Uma das formas de utilizar a quitosana na
indústria de alimentos é a formulação de filmes e revestimentos comestíveis com o
intuito de prolongar a vida de prateleira dos produtos alimentícios. O estudo em
questão teve como objetivo a produção de filmes e revestimentos comestíveis de
quitosana extraída do caranguejo-uçá (Ucides cordatus) em diferentes
concentrações de quitosana e glicerol para posterior aplicação em postas de serra
(Scomberomorus brasiliensis) congeladas. Os filmes produzidos foram
caracterizados quanto à permeabilidade ao vapor de água, solubilidade, cor e
opacidade, tensão na ruptura e deformação na ruptura. Foram realizados testes das
soluções filmogências para avaliar a atividadade antimicrobiana frente a cepas
padrão de bactérias. O coefiente de espalhamento serviu como critério na escolha
da solução de revestimento das postas do referido pescado. Foram feitas avaliações
dos parâmetros de qualidade do pescado tais como análises físico-químicas e
microbiológicas, bem como a avaliação da perda de peso do pescado, do
revestimento e do glaze. Foi possível identificar que os filmes de quitosana de 2,0%
(p/v) com 0,6% (v/v) glicerol apresentaram boas proriedades de alongamento,
proteção contra raios ultravioleta (filmes mais escuro) sem alterar significativamente
as propriedades de opacidade, de permeabilidade ao vapor de água e de
solubilidade em relação às outras concentrações de filmes estudadas. Todas as
concentrações dos revestimentos de quitosana apresentaram atividade
antimicrobiana para quatros cepas-padrão de bactérias. Foi verificado que quanto
menor a concentração de quitosana maior era a atividade antibacteriana. A solução
de revestimento de quitosana a 2,0% (p/v) com 0,6% (v/v) de glicerol foi à escolhida
para aplicação nas postas de serra devido ao seu bom coeficiente de espalhamento.
O revestimento de quitosana sofreu uma menor perda em relação ao glaciamento.
Também apresentou melhores resultados em relação aos valores de pH, nitrogênio
das bases voláteis totais, reação as substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico e
análise microbiológica. Diante do exposto pode-se verificar que os revestimentos a
base de quitosana apresentaram potencial como revestimentos comestíveis,
prolongando o tempo de prateleira de postas de serra (Scombemorus brasilienses)
congelada.
Palavras-chave: Caranguejo-uçá. Quitosana. Filmes e revestimento comestível.
Scomberomorus brasiliensis.
ABSTRACT
The fish industry generates wastes that negatively impact the environment. Providing
solutions that minimize these impacts has become an interesting alternative in the
last decades. Crab residues contain chitin in their chemical composition, which
through the deacetylation process chitosan is obtained. One of the ways of using
chitosan in the food industry is the formulation of films and edible coatings in order to
prolong the shelf life of food products. The objective of this study was to produce
films and edible coatings based on chitosan extracted from Uçá-crab (Ucides
cordatus) for subsequent application on frozen Serra Spanish mackerel fillets
(Scomberomorus brasiliensis). The films produced were characterized by water
vapor permeability, solubility, color and opacity and mechanical properties. The
antimicrobial activity of coating solutions was evaluated against four strains of
psychotropic bacteria. The scattering coefficient served as a criterion in the choice of
the best coating solution to be applied on frozen Serra Spanish mackerel fillets.
Evaluations of fish quality parameters such as physico-chemical and microbiological
analyzes as well as evaluation of fish, coating and glaze weight losses were carried
out. The results showed that films containing 2.0% of chitosan (w/v) 0.6% of glycerol
(v/v) presented good mechanical properties and protection against ultraviolet rays
(darker films) without significantly altering the properties of opacity, water vapor
permeability and solubility when compared to other chitosan and glycerol
concentrations studied. Although all concentrations of chitosan coatings showed
antimicrobial activity against the four strains of bacteria tested, the results showed
that the lower the chitosan concentration the greater the antibacterial activity. The
coating solution of 2.0% chitosan (w/v) and 0.6% of glycerol (v / v) was selected for
application on frozen Serra Spanish mackerel fillets due to its good spreading
coefficient. The chitosan coating presented lower weight loss than glaciation.
Moreover, the chitosan coating presented better results in relation to the pH, nitrogen
of the total volatile bases, reactive substances to thiobarbituric acid and antimicrobial
activity. Therefore, the chitosan-based coatings presented potential as edible
coatings, prolonging the shelf life of frozen Serra Spanish mackerel fillets
(Scomberomorus brasiliensis).
Keywords: Uçá-crab. Chitosan. Edible films and coatings. Serra Spanish mackerel.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 Apresentação das diferenças entre as estruturas químicas
da quitina e quitosana............................................................ 20
Figura 2 Esquema da desativação da a) quitina e b) quitosana com
diferentes graus de desacetilação......................................... 21
Figura 3 Peixe serra (Scombemorus brasilienses).............................. 29
Figura 4 Fluxograma para a obtenção da quitosana do caranguejo-
uça (Ucides cordatus)............................................................ 33
Figura 5 Fluxograma para o preparo das soluções para os filmes e
revestimentos de quitosana comestíveis............................... 37
Figura 6 Sistema de coordenadas para de Hunter para a avaliação
de cor..................................................................................... 40
Figura 7 Análise de calorimetria diferencial de varredura realizada
até a temperatura a 25ºC a 400ºC (↑) da quitosana extraída
da farinha do caranguejo-uçá (Ucides cordatus)................... 53
Figura 8 Análise termogravimétrica (TGA) e derivada
termogravimétrica (DTG) realizada até de temperatura a
800ºC da quitosana extraída da farinha do caranguejo-uça
(Ucidescordatus).................................................................... 54
Figura 9 Espectroscopia na região do infravermelho (FTIR) para
quitina e quitosana extraída da farinha do caranguejo-uçá
(Ucides cordatus)................................................................... 55
Figura 10 Resonância magnética nuclear de hidrogênio da quitosana
extraída da farinha do caranguejo-ucá (Ucides
cordatus)................................................................................ 57
Figura 11 Representação da atividade microbiana nas placas de petri
para soluções filmogênicas de quitosana de 1,5%, e 2,0% e
2,5%....................................................................................... 67
Figura 12 Perda de revestimento da quitosana de 2% com 0,6% de
glicerol e glaze nas postas de serra (Scomberomorus
brasiliensis) estocada a -18 ºC por um período de 180
dias......................................................................................... 71
Figura 13 Perda de revestimento da quitosana de 2% com 0,6% de
glicerol e glaze nas postas de serra (Scomberomorus
brasiliensis) estocada a -18 ºC por um período de 180
dias......................................................................................... 73
Figura 14 O pH do músculo de posta de serra (Scomberomorus
brasiliensis) para o grupo controle, glaze e revestimentode
quitosana de 2% com 0,6% de glicerol estocada a -18 ºC
por período de 180 dias.........................................................
74
Figura 15 Nitrogênio das bases voláteis (N-BVT) do músculo de posta
de serra (Scomberomorus brasiliensis) para o grupo
controle, glaze e revestimento de quitosana de 2% com
0,6% de glicerol estocada a -18 ºC por período de 180
dias......................................................................................... 77
Figura 16 Substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico do músculo de
posta de serra (Scomberomorus brasiliensis) para o grupo
controle, glaze e revestimento de quitosana de 2% com
0,6% de glicerol estocada a -18 ºC por período de 180
dias......................................................................................... 79
Figura 17 Comportamento das Unidades Formadoras de Colônias
(UFC) de bactérias psicrotróficas do músculo de posta
serra, estocado a - 18 ºC por um período de 180 dias, para
o grupo Controle, Glaze e revestimento de
quitosana................................................................................ 83
LISTA DE TABELA
Tabela 1 Redimento por etapa do processo para obtenção da
quitosana..................................................................................
52
Tabela 2 Análises de Permeabilidade ao vapor de água e solubilidade
dos filmes a base de quitosana 1,5% (Q 1,5%), quitosana
2,0% (Q 2,0%), quitosana (Q 2,5%), com diferentes
concentrações de glicerol 0,30% (G 30%), glicerol 0,45% (G
0,45%), glicerol 0,60% (G 0,60%)............................................
58
Tabela 3 Análises de cor e opacidade dos filmes a base de quitosana
1,5% (Q 1,5%), quitosana 2,0% (Q 2,0%), quitosana (Q
2,5%), com diferentes concentrações de glicerol 0,30% (G
30%), glicerol 0,45% (G 0,45%), glicerol 0,60% (G
0,60%)......................................................................................
60
Tabela 4 Análises propriedades mecânicas dos filmes a base de
quitosana 1,5% (Q 1,5%), quitosana 2,0% (Q 2,0%),
quitosana (Q 2,5%), com diferentes concentrações de
glicerol 0,30% (G 30%), glicerol 0,45% (G 0,45%), glicerol
0,60% (G 0,60%)......................................................................
63
Tabela 5 Atividade microbiana através do método de difusão de disco
para as concentrações de quitosana de 1,5%, 2% e 2,5% e o
glicerol (puro) para bactérias Gram positivas
(Staphylococcus aureus e Vibrio parahaemolyticus) e Gram
negativas (Escherichia coli e Salmonella
entérica)...................................................................................
65
Tabela 6 Custo de produção das soluções de revestimento produzido
a partir do caranguejo-uçá....................................................... 68
Tabela 7 Coeficiente de espalhamento (W s) para o teste de diferentes
concentrações de quitosana e glicerol..........................
69
Tabela 8 Logaritmo da Média dos valores das Unidades Formadoras
de Colônias das bactérias psicrotróficas, em função do
tempo de congelamento, encontradas no músculo de serra
(Scomberomorus brasiliensis) para o grupo controle, glaze e
revestimento de quitosona 2% com 0,6% de
glicerol......................................................................................
82
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO................................................................................ 14
2 OBJETIVOS.................................................................................... 16
2.1 Objetivo geral................................................................................. 16
2.2 Objetivos específicos.................................................................... 16
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA........................................................... 17
3.1 Resíduos de pescado.................................................................... 17
3.2 Quitina e quitosana....................................................................... 18
3.3 Aplicações da quitosana.............................................................. 21
3.4 Filmes e revestimentos comestíveis........................................... 22
3.5 Filmes e revestimentos com plastificante.................................. 22
3.6 Filmes e revestimento de quitosana............................................ 26
3.6.1 Propriedade microbiana da quitosana........................................ 27
3.7 Pescado.......................................................................................... 28
4 MATERIAL E MÉTODO.................................................................. 32
4.1 Material biológico.......................................................................... 32
4.1.1 Tratamentos dos resíduos e obtenção da farinha..................... 32
4.1.2 Obtenção da quitosana................................................................. 32
4.1.3 Obtenção das postas.................................................................... 34
4.2 Caracterização da quitosana........................................................ 34
4.2.1 Rendimento da extração quitosana............................................. 34
4.2.2 Análise de Calorimetria Diferencial de Varredura (DSC)........... 34
4.2.3 Análise Termogravimétrica (TGA)............................................... 35
4.2.4 Análise de Espectroscopia no Infravermelho (FTIR)................. 35
4.2.5 Resonância Magnética Nuclear de Hidrogênio (RMN 1H).......... 36
4.3 Produção e Caracterização dos filmes quitosana...................... 36
4.3.1 Preparação para soluções dos filmes e revestimentos
comestíveis....................................................................................
36
4.3.2 Permeabilidade ao vapor de água filmes de quitosana............. 38
4.3.3 Solubilidade em água dos filmes de quitosana.......................... 39
4.3.4 Caracterização mecânica dos filmes quitosana......................... 39
4.3.5 Cor e opacidade dos filmes de quitosana................................... 40
4.3.6 Avaliação da atividade antimicrobiana revestimento de
quitosana........................................................................................
41
4.3.6.1 Bactérias-teste................................................................................. 41
4.3.6.2 Preparo dos inóculos bacterianos.................................................. 41
4.3.7 Custo de produção de cada solução de revestimento............. 42
4.4 Propriedades dos revestimentos comestíveis: capacidade
molhante.........................................................................................
42
4.4.1 Tensão crítica................................................................................ 43
4.4.2 Capacidade Molhante................................................................... 44
4.5 Análises das postas de serra congeladas................................. 45
4.5.1 Formulação do revestimento aplicado nas postas de serra
(Scrobromorus brasilienses)........................................................
45
4.5.1.1 Preparo da solução de revestimento de quitosana......................... 45
4.5.2 Os Tratamentos elaborados para posta de serra....................... 46
4.5.3 Aplicação do revestimento de quitosana e glaciamento........... 46
4.5.4 Análise perda de peso, perda revestimento e perda de
glaze................................................................................................
47
4.5.4.1 perda de peso................................................................................. 47
4.5.4.2 Perda de revestimento................................................................... 47
4.5.4.3 Perda de glaze............................................................................... 48
4.5.5 Análise físico-químicas das postas de serra.............................. 48
4.5.5.1 Determinação do pH....................................................................... 48
4.5.5.2 Análise do nitrogênio das bases voláteis totais (N-BVT)................. 48
4.5.5.3 Substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrco (TBARS)..................... 49
4.5.6 Análise microbiológica................................................................ 50
4.6 Análise estatística........................................................................ 51
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO..................................................... 52
5.1 Extração e caracterização de quitosana.................................... 52
5.1.1 Rendimento da extração da quitosana caranguejo-uçá........... 52
5.1.2 Análise de Calorimetria Diferencial de Varredura (DSC).......... 53
5.1.3 Análise Termogravimétrica (TGA).............................................. 54
5.1.4 Análise de Espectroscopia no Infravermelho (FTIR)................ 55
5.1.5 Resonância magnética nuclear de hidrogênio (RMN 1H).......... 57
5.2 Caracterização dos filmes de quitosana comestível................ 58
5.2.1 Permeabilidade ao vapor de água e solubilidade...................... 58
5.2.2 Cor e Opacidade........................................................................... 60
5.2.3 Propriedades Mecânicas............................................................. 63
5.2.4 Atividade antimicrobiana............................................................. 65
5.2.5 Custo de produção para cada solução de
revestimento..................................................................................
68
5.2.6 Deteminação do coeficente de espalhamento dos
revestimentos de
quitosana........................................................................................
68
5.3 Análises das postas de serras congeladas................................ 70
5.3.1 Determinação da perda de peso, perda revestimento e perda
de glaze das postas de serra........................................................ 70
5.3.1.1 Perda de peso das postas de serra................................................ 70
5.3.1.2 Perda de revestimento e perda de glaze das postas de
serra................................................................................................
72
5.3.2 Análises das proriedades físico-químicas das postas de
serra................................................................................................
73
5.3.2.1 pH.................................................................................................... 73
5.3.2.2 Nitrogênio das bases voláteis totais................................................ 76
5.3.2.3 Determinação de substâncias reativas ao ácido tiobabitútico
(TBARS).......................................................................................... 79
5.3.3 Análise da proriedade microbiana das posta de serra............. 82
5.3.3.1 Análise microbiologica.................................................................... 82
6 CONCLUSÃO................................................................................. 85
REFERÊNCIAS............................................................................... 86
14 1 INTRODUÇÃO
O caranguejo-uçá (Ucides cordatus) é uma espécie de alto valor
comercial, sendo um recurso pesqueiro que gera renda para os catadores através
da pesca desse crustáceo na região do litoral brasilereiro. O estado do Ceará é um
dos maiores cosumidores do caranguejo-uçá, no entanto as baixas dos estoques
não permitem a prática da pesca desse recurso, sendo necessária a importação do
crustáceo através de outros estados, onde ainda existe um sistema de exploração.
Os estados que mais contribuiem para a produção do caranguejo-uçá são o
Maranhão e Pará, seguindo por Piuaí, sendo extraídas toneladas anuais deste
recurso (Pinheiros; Boos 2016). Os crustáceos são de grande importância para
seres humanos, sendo uma fonte de alimenção, e ao mesmo tempo geram uma
fonte de renda para a população, com destaque para os camarões, lagosta e
caranguejos (SHALABY, 2017). No entanto a comercialização de crustáceos acaba
gerando grande produção de resíduos, devido à presença do exoesqueleto na
espécie, representando aproximadamente 50-60% do peso corporal. Uma forma de
aproveitar os resíduos é a extração de quitina (presente no exoesqueleto), pois esse
polissacarídeo tem um alto valor comercial e representa cerca de 10 a 25% em
relação ao peso seco, e essa variação encontrada nos resíduos dos crustáceos vai
depender de cada espécie.
Os resíduos de caranguejo-uçá podem ser utilizados para gera matéria-
prima com valor comercial, uma vez a quitina presente em sua composição pode ser
transformada em quitosana através de processos de desacetilação. A quitosana é
um biopolímero natural modificado a partir da quitina, sendo um componente
principal encontrado em penas de lulas, parede celular de alguns fungos,
exoesqueleto de camarão e caranguejo (BOONLERTNIRUN et al., 2008). Para
tecnologia de alimentos a quitosana pode ser utilizada na produção de filmes e
revestimentos comestíveis para o uso em alimentos, pois a quitosana possui
propriedades específicas como agente antimicrobiana e antioxidante que pode
auxiliar na manutenção e no aumento da vida de prateira dos alimentos. Materiais de
embalagens biodegradáveis podem ser formados a partir de polímeros naturais, tais
como a quitosana, colágeno, elastina e amido, sendo a quitosana bastante utilizada
uma vez que é comestível, biodegradável, tem a capacidade de forma filmes com
ácidos fracos e possui uma natureza bactericida, podendo controlar efetivamente o
15 crescimento micro-organismo em alimentos (VIMALADEVI et al., 2015 e REESHA et
al., 2015). Os filmes comestíveis e revestimentos têm funções semelhantes à de
embalagem convencional, incluído a barreira a vapor de água e gases melhorando
integralmente as propriedades e estruturas dos alimentos manipulados (GALUS e
KADZIŃSKA, 2015).
O pescado de modo geral é um alimento com baixa vida de prateleira
devido a degração das proteínas, oxidação lipídica e decomposição causada por
ação de bactérias ou enzimas endógenas ao pescado (WU et al., 2016). Sabe-se
que o congelamento é um tecnologia eficiente para manter a qualidade do pescado
por períodos prolongados. Além do congelameto, os revestimento de quitosana
podem ser utizados para aumentar o tempo de prateleira do pescado, sendo uma
forma de maximizar o tempo de congelamento por períodos mais prolongados. A
utiização do revestimento de quitosana no peixe serra (Scomberomorus brasiliensis)
é bem interessante, pois é uma espécie de grande valor comercial, sendo um
pescado que já é comercializado na forma de posta, portanto facilita a aceitação por
parte dos consumidores e ao mesmo tempo agrega valor ao produto com maior
tempo de prateleira. O objetivo do presente estudo consistiu na formulação e
caracterização de filmes e revestimentos comestíveis de quitosana do caranguejo-
uçá, com aplicação em postas de serra (Scomberomorus brasiliensis) congeladas,
para avaliar a qualidade durante o armazemamento.
16 2 OBJETIVOS 2.1 Objetivo geral
Produzir filmes e revestimento de quitosana do caranguejo-uçá (Ucides cordatus)
para avaliar o seu efeito sobre a qualidade de postas de serra (Scomberomorus
brasiliensis) congeladas.
2.2 Objetivos específicos
● Extrair quitosana de carapaça do caranguejo-uçá;
● Confirmação do polissárideo extraído;
● Caracterizar química e termicamente a quitosana extraída de carapaças de
caranguejo-uçá;
● Formulação e caracterização de filmes e revestimento a base de quitosana;
● Avaliar os efeitos das diferentes concentrações de quitosana e glicerol nas
propriedades dos filmes e revestimentos produzidos; ● Verificar as atividades antimicrobianas dos revestimentos contra cepas padrão de
bactérias;
● Verificar a eficiência do revestimento de quitosana no aumento no tempo de
prateleira das postas de serra congeladas.
17 3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
3.1 Resíduos de pescado
Um dos grandes desafios enfrentados pela indústria pesqueira é devido à
produção de resíduos e como escoar-los sem causar prejuízo ao meio ambiente
(Amaral et al., 2017). Costa et al., (2016), afirmam que os resíduos de pescado na
sua maioria são depositados diretamente em lixões ou aterros sanitários,
principalmente em locais onde a aquicultura ou pesca são praticadas. Os resíduos
gerados da comercialização do pescado devem possuir um descarte adequado para
que não se crie um problema no meio ambiente.
Segundo a resolução do CONAMA nº 313 do ano 2002, de acordo com o
artigo 2, resíduo sólido industrial é todo o resíduo que resulte de atividades
industriais e que se encontre nos estados sólido, semi-sólido, gasoso ou líquido,
cujas particularidades tornam inviável o seu lançamento na rede pública de esgoto
ou em corpos d`água, ou exijam para isso soluções técnicas ou economicamente
inviáveis em face da melhor tecnologia disponível. O empregado de uma tecnologia
adequada para os resíduos podem convertê-los em produtos comerciais ou
matérias-primas secundárias, esse aproveitamento do desperdício residual é de uma
importância fundamental, para que se minimizem os problemas de poluição
ambiental causado pela falta de destino adequado para os resíduos (MALHEIRO,
2015).
Com o grande consumo do caranguejo-uçá na capital cearense, não é
diferente na geração de resíduo, pois esse pescado possui em sua constituição
corporal o exoesqueleto (carapaças), sendo a maior proporção do peso do animal,
portanto grandes quantidades de resíduos são produzidas. Segundo Ogawa et al.,
(2008) mais de 70% do pescado tornar-se resíduo depois do consumo. E parte de
resíduo pode ser reaproveitado para gerar produtos com valor comercial. O
caranguejo-uçá possui em sua composicação um polissacarídeo conhecido com
quitina, que a partir desse polissacarídeo pode ser obtido a quitosana. A quitosana é
uma matéria prima com grande aplicação em várias áreas, entre as quais se destaca
18 a tecnologia de alimentos, na produção de filmes e revestimentos com a finalidade
de melhorar a qualidade dos alimentos.
3.2 Quitina e quitosana
A quitina é um polissacarídeo de cadeia longa de N-acetilglucosamina (2-
acetamido-2-desoxi-D-glicopirose), unidos por um ligação glicosídicas no carbono 1
e 4 (SURESH, 2012). A Quitina é o segundo biopolímero mais abundante, devido
essa grande disponibilidade há um foco recente para o estudo desse polímero, com
objetivo de se conhece seu aspecto estrutural, além de ser um polissacarídeo de
fácil afinidade e biodegradabilidade (ROBLES et al, 2016). Entre as principais fontes
onde pode ser encontrada a quitina estão os exoesqueletos de crustáceos, através
dos resíduos gerados das carapaças de camarão e caranguejo, nos fungos, na
parede celular de microalgas, nos insetos e no endoesqueleto de moluscos como os
cefalópodes (HAMED et al., 2016; HOSEINI et al., 2016; YOUNES et al., 2016).
A quitina é encontrada na natureza sobre três formas estruturais
diferentes α, e , e essas diferenças são classificadas de acordo com arranjo da
cadeia polimórfica na região cristalina. A α-quitina possui um arranjo antiparalelo das
lamelas ou folhas em sua estrutura, que favorecem as ligações de hidrogênios inter
e intramolecular, essas facilidades das ligações de hidrogênios proporcionam um
maior compactamente da estrutura, já para -quitina há um arranjo paralelo das
lamelas ou folhas em sua estrutura, nesse arranjo existe uma dificulta para manter
as ligações de hidrogênios inter e intramolecular tornando-as menos compactada
quando comparada a α-quitina, e a -quitina é encontrada na natureza, diferindo da
a α-quitina e -quitina por apresentarem os dois arranjos das lamelas ou folhas, com
as configurações paralela e antiparalela da cadeia polimórfica da região cristalina
(BROWN; WALSH 2016). O favorecimento das ligações de hidrogênios na α-quitina
para as lamelas ou folhas possibilitam uma maior compactação da estrutura,
conferido uma maior rigidez para a α-quitina, enquanto a -quitina existe a
dificuldade de manter as ligações de hidrogênios inter e intramolecular das lamelas
ou folhas no arranjo paralelo, e essa dificuldade torna a -quitina menos resistente
quando comparada com a α-quitina. A forma mais frágil de quitina encontrada na
natureza é a -quitna. As diferenças apresentadas para os três tipos de quitinas vão
19 depende da função que venhar desempenha no organismo, quanto maior for à
necessidade de resistência para o organismo, sendo a α-quitina a mais resistente,
depois vem a -quitina e a forma mais frágil entre as três é a -quitina. Os três tipos
de quitina são isolados de espécies diferentes na natureza, sendo a α-quitina
encontrada no exoesqueleto de crustáceos particularmente em caranguejos e
camarões, a -quitina é extraída a partir de penas (esqueleto interno) de lulas,
enquanto a -quitina de fungos e leveduras (SAGHEER et al., 2009).
A quitosana é um polímero natural obtido através da desacetilação da
quitina, sendo polissacarídeo policatiônico que é solúvel em um ambiente ácido com
um pKa em torno de 6,5 (DEMITRI et al., 2016). No processo de desacetilação da
quitina o grupo acetoamido é removido transformando-se em quitosana com o grupo
amino livre presente na estrutura. Na figura 1 pode ser observada a diferença entre
a quitina e quitosana. A produção comercial da quitosana é proveniente
principalmente de resíduos de crustáceos (caranguejo, camarão, krill, lagosta)
amplamente comercializado no mundo todo, sendo produzidas por vários países,
entre os quais se destacam os Estados Unidos, Japão, Índia, Correia do Sul,
Noruega, Alemanha e França, além dos resíduos de crustáceos, existem outras
fontes para comercialização da quitosana como é caso de fungos e insetos, mas a
produção de quitosana a partir de espécies de fungos ou insetos é um sério
problema encontrado pelas indústrias, devido à quantidade de matéria-prima
insuficiente para a exploração desse polímero (KARDAS et al., 2013). Atualmente a
quitosana industrial é produzida através do método alcalino quente, sendo
necessário elevadas temperaturas comitantemente com o pH elevado, desde modo,
consegue-se uma quitosana de alto grau de desacetilação com uma rápida
velocidade de reação, gerando uma produção viável em relação a massa final
produzida (TAN et al., 2015).
20 Figura 1. Apresentação das diferenças entre as estruturas químicas da quitina e quitosana.
Fonte: Anitha et al., 2014.
Na quitosana existem três grupos funcionais reativos, entre os grupos
presentes na estrutura do polissacarídeo estão dois grupos hidroxis, um no carbono
na posição 3 e o outro no carbono na posição 6, já no carbono na posição 2
encontra-se o grupo amino, sabe-se que entre os dois grupos funcionais presente
na molécula, o grupo amino livre é de fundamental importância, devido as suas
características biológicas, como também para as propriedades físicas e químicas do
polímero (TAMER et al., 2016). O peso molecular e o grau de desacetilação são dois
parâmentro importantes para a quitosana, pois esses parâmentro estão relacionados
com as propriedades físico-quimicas da quitosana como também a solubilidade do
polímero (GOY et al., 2016). O grau de desacetilção da quitosana é medido através
da remoção do grupo acetil N-acetil-D-glucosamina (GlcNA) da quitina unidos por
ligações -O-(1-4) em um meio alcalino quente, na qual é quebrado o N-acetil e
gerados unidades D-glucosamina (Glc), sendo usado o número das unidades (Glc)
na cadeia polímetrica para determina o grau de desacetilação, no qual é aceito um
percentual acima de 50 até 100% para que seja considerado a modificação da
quitina em quitosana (JENNINGS e BUMGARDNER, 2017). Sabe-se que a
conversão da quitina em quitosana não é totalmente competa podendo variar de
21 50% a 95%. O proceso de desacetilação da quitina e quitosana pode ser visto na
figura 2.
Figura 2. Esquema da desativação da a) quitina e b) quitosana com diferentes graus de desacetilação. N-acetil-D-glucosamina (GlcNA), D-glucosamina (Glc) e ligações -O-(1-4).
Fonte: Jennings e Bumgardner, 2017.
3.3 Aplicações da quitosana
A quitosana possui uma vantagem na sua comercialização, pois é um
polímero de ampla abundância, alta segurança, baixa toxicidade, e uma boa
reatividade química e física, sendo um polímero de grande versatilidade para o uso,
e por isso, proporcionar uma aplicação em vários setores como áreas biomédicas,
farmacêuticos e alimentares (WANG e CHEN, 2014). O que realmente torna a
quitosana um polímero versátil é a prensença do grupo amino em um primeiro plano
e em um segundo plano para as hidroxilas, pois esses grupos funcionais permitem
uma fácil modificação através de reações químicas, possibilitando inúmeras
aplicações, além da característica reativa, a quitosana é um excelente
antimicrobiano, com propriedade anti-inflamatória, mucoadesivo, tornando-a de
muita utilidade por vários setores industriais (CHIAPPISI e GRADZIELSKI, 2015).
Thakur;Thakur (2014) relatam as propriedades de natureza química, física e
22 biológica, sendo observado para as propriedades físico-químicas; a função
complexante e quelante, adsorve partículas, tem propriedade de floculação com a
carga negativa da molécula, sendo um polímero biocompatível, biodegradável,
bioativo reativo com a capacidade de forma filme e com característica adesivante, já
para as propriedades biológicas; é um antiácido, antiulcera, antitumoral, funcionando
como um anticoagulante sanguíneo e com propriedade microbiana (fungos,
bactérias e vírus).
Como já foi descrito anteriormente, a quitosana é um material
biocompatível com características funcionais que pode ser utilizado para aplicações
em várias áreas; como na agricultura (mecanismos defensivos e adubo para
plantas), tratamento de água (floculante para clarificação, remoção de íons
metálicos, polímero ecológico e redução de odores), indústria alimentícia (fibras
dietéticas, redutor de colesterol, conservante para molhos, fungicida e bactericida,
recobrimento de frutas), indústria de cosméticos (esfoliante para a pele, tratamento
de acne, hidratante capilar, creme dental) e biofarmacêutica (anti tumoral,
hemostático e anticoagulante) (Ferreira et al., 2016). Na tecnologia de alimentos a
quitosana pode ser explorada para a conservação de produtos entre quais incluem
carnes, peixes e frutos no aumento do tempo de prateleira para o consumidor.
Mohan et al 2012, relatou a capacidade no uso de revestimento de quitosana na
presenvação de filés de sadinha indiana (Sardinella longiceps).
3.4 Filmes e revestimentos comestíveis
A indústria de alimento moderna vem enfrentando grandes desafios, entre
os quais estão o acondicionamento dos produtos alimentícios em embalagens
plásticas e seus derivados, ocasionam sérios problemas ambientais em relação
deterioração dessas embalagens ao meio ambiente contribuindo para a poluição,
nesse sentido, é necessário o desenvolvimento de novas alternativas para
solucionar esses problemas que causuam a destruíção ambiental, sendo de grande
interesse por parte das indústrias como também por parte dos pesquisadores, até
mesmo para proporcionar uma redução nos custos de produção das embalagens
(AIDER, 2010). No setor industrial já existir uma preocupação com a
sustentabilidade do meio ambiente, e nesse sentido, cresce o aproveitamento de
23 recursos naturais rumo a uma bioecomonia mais limpa “verde”, nas quais destacam-
se os biopolímeros devido as suas características de boa biodegradabilidade,
biocompatibilidade e abundância (GOMES et al., 2016). Os polímeros são um dos
materiais mais usados na indústria, possuindo um potencial de aplicação
multutidimensional, com desenvolvimento e produção de tecnologia para a
viabilização dos polímeros como fontes renováveis (DILARRI et al., 2016).
A procura por novas estratégias pelas indústrias com o propósito de
aumentar o tempo de prateleira dos alimentos é uma realidade, entre as novas
estratégias estão à produção de filmes comestíveis a partir de polímeros naturais
para fabricação de embalagens biodegradáveis. Intensos esforços vêm acontecendo
para utilização de novos materiais no desenvolvimento de embalagens, para
estender a vida de prateleira de alimentos frescos ou minimamente processados,
com a finalidade de manter a segurança alimentar do consumidor, e assim, reduzir
os riscos com surtos de doenças transmitidas por alimentos, evitando as perdas por
parte das indústrias, além de ser ecologicamente correto (CARO et al., 2016).
Atualmente, a quantidade de pesquisas envolvendo a produção e caracterização de
filmes biodegradáveis aumentou substancialmente, principalmente devido ao
interesse em minimizar o impacto ecológico causado pelo uso de materiais sintéticos
para a produção de embalagens (BALLESTER-COSTA et al 2016).
Os filmes comestíveis fornecem um reforço de camadas naturais para
evitar as perdas de umidade, permitindo o intercâmbio no controle da passagem de
gases como o dióxido de carbono (CO2) e o oxigênio (O2) (SABERI et al., 2016). Os
filmes comestíveis são produzidos a partir de material que possa ser consumido
através da alimentação, fucionando como uma pequena barreira ao alimento, nas
quais vão melhorar suas propriedades com a ampliação do tempo de prateira dos
produtos alimentícios, além de diminuir a contaminação com redução do
crescimento de microbiano e as alterações sensoriais ocorridas nos alimentos
(ARHAM et al., 2016). Os filmes comestíveis e revestimentos têm funções
semelhantes à de embalagem convencional, incluído a barreia a vapor de água e
gases, melhorando as propriedades e estruturas dos alimentos manipulados
(GALUS e KADZIŃSKA, 2015).
24 Os termos filmes e revestimentos comestíveis são utilizados na área
alimentar, mas existe uma distinção entre esses dois termos, sendo o filme uma
película formada pela secagem (casting) da solução do biopolímero preparada
separadamente do alimento, que é posteriormente aplicado sobre o alimento,
enquanto o revestimento pode ser uma suspensão ou uma emulsificação aplicada
diretamente na superfície do alimento que após a secagem leva á formação do f ilme.
O uso de revestimento comestível tem sido popularmente empregado nos
últimos anos, com a formação de uma fina camada sobre o alimento, tendo a função
de controlar a composição interna dos gases presentes sobre o produto revestido,
além de ser uma barreia protetora que ajuda no retardo da desidratação,
melhorando a textura e qualidade do produto (CHOI, et al., 2016). Os revestimentos
fabricados a partir de polímeros comestíveis têm inúmeras vantagens, por ser
biodegradável, reciclável, melhora a aparência dos alimentos e garantir a
manutenção de suas propriedades durante período de armazenagento e manuseio
do produto (DURANGO et al., 2011).
Várias fontes como os lipídios, as proteínas e a quitosana são utilizadas
para a formulação de soluções de revestimentos com propriedade de barreia e uma
atmosfera modificada para gases, além dessas propriedades, os revestimentos
levam funções específicas como uma atividade antifúngica, antibacteriana e
antioxidante (SÁNCHEZ et al., 2014). A vantagem para aplicação das soluções de
revestimentos sobre os alimentos estão nas atividades específicas mencionadas,
nas quais estendem o tempo de prateira dos produtos, já que ao utilizar as
embalagens convencionais (plásticas) essas propriedades não são repassadas aos
alimentos. O uso dos filmes e revestimentos comestíveis como embalagens
primárias, ainda é um passo desafiador, devido ao caráter hidrofílico das matérias-
primas, mas uso dessas tecnologias emergentes podem claramente melhorar
qualidade dos alimentos.
3.5 Filmes e revestimentos comestíveis com plastificantes
A formulação de filmes e revestimento a base de polissacarídeo
normalmente requer na maioria dos casos a presença de um plastificante, pois os
25 filmes sem um plastificante apresentam uma estrutura frágil e com pouca
flexibilidade, essa situação é revertida com aplicação de bom plastificante que
promove uma modificação na estrutura do polímero, com a interação entre o
polímero e o plastificante (ASHUTOSH, 2010). A utilização de um bom plastificante
combinado com a matriz poliméricas da matéria-prima para obtenção de filmes é de
grande interesse para melhorar as propriedades mecânicas dos filmes produzidos,
proporcionando películas com características desejáveis como uma estrutura mais
flexível, uma aparência uniforme e textura mais homogénea (PAN et al., 2014). Os
plastificantes conseguem realizar modificações na matriz do polímero, sendo uma
mudança secundária (são responsáveis pelas modificações na estruturara cristalina
do matérial polimérico), sem alterar a estrutura química fundamental do polímero, e
essas alterações são estabelecidas devido à formação de ligações de segunda
ordem fracas ou através de ligações covalentes com o polímero, (FUNDO et al.,
2014).
De acordo com o Epure (2011) o glicerol é o plastificante mais utilizado,
devido á sua boa eficiência na função de plastificação, sendo um produto de grande
disponibilidade, além de possui a propriedade de baixa exsudação. Quimicamente o
glicerol é um triálcool com 3 carbonos, tendo como nome sistemático (IUPAC) 1,2,3-
propanotriol, é um líquido incolor, com gosto adocicado, sem cheiro e muito viscoso,
derivado de fontes naturais ou petroquímica, tendo o nome de glicerol devido a
palavra grega glykys que em português significa doce, (BEATRIZ et al., 2011). O
glicerol é um álcool simples com aplicação em cosmético, em pintura, na indústria
farmacêutica e alimentícia, sendo que na indústria de alimentos o glicerol tem a
finalidade com um dos contituintes de filmes biodegradável, a fim de aumentar a
flexibilidade, sendo o plastificante preferido para utilização em películas comestíveis
(TONNY et al., 2014). Normalmente, antes de uma aplicação de revestimento ou até
mesmo de um filme comestível sobre o alimento, há uma necessidade de conhecer
as suas propriedades, por esse motivo existe uma necessidade de realizar estudos
para as formulações dos filmes e revestimentos comestíveis com diferentes
concentrações de plastificante, para então chegar a uma formulação adequada na
utilização em alimentos.
O desenvolvimento para os revestimentos comestíveis é dependente de
sua composição e das condições em que são utilizadas (exemplo é umidade
26 relativa), não sendo diferentes para a produção de películas comestíveis devido à
fragilidade, por isso quase sempre existir a necessidade de adicionar plastificante
para a redução das forças intermoleculares e aumentar a mobilidade das cadeias
poliméricas, melhorando as flexibilidade e extensão das películas (SOUZA et al.,
2009). A capacidade de como o plastificante vai atuar na redução das forças
intermoleculares e na mobilidade da cadeia é dependente da configuração do
polímero, do número de hidroxilas livres e compatibilidade do plastificante com o
polímero (SANTACRUZ et al., 2015).
3.6 Filmes e revestimento comestíveis de quitosana
A quitosana é o segundo polissacárideo mais abundade encontrado na
natureza com caracteristícas desejavéis para a aplicação em alimentos,
principalmente por ser um composto atóxico, material biodegradável com proriedade
antimirobiana, despertando grande interresse para fabricação de embalagens para
fins alimentícos (LAETA et al., 2013). Entre os hidrocolóides disponíveis a quitosana
é um dos biopolímeros com maior potencial para o desenvolvimento de filmes e
aplicação como revestimentos comestíveis (CARDOSO et al., 2016). A utilização da
quitosana é permitida por vários países na área alimentícia, devido ao grande
potencial para a produção de embalagens na preservação da qualidade de uma
variedade de alimentos (IFUKU et al., 2013). Vários são os métodos relatados para a
obtenção dos filmes a base de quitosana, sendo necessária acidificação em meio
para dissolver polissacarídeo, e quando necessário pode ser administrado um
plastificante, tendo com resultado o revestimento da quitosana que é vertida em uma
superfície plana até o solvente ser totalmente evaporando para formação do filme
(CAZÓN et al., 2016). Em geral, a quitosana é insolúvel em água, em meio alcalino e
solventes orgânicos, mas solúvel em solução de ácidos orgânicos, principalmente
em soluções de ácido láctico, ácido fórmico ou ácido acético com pH inferior a 6
(DANG e YOKSAN, 2015).
Filmes de quitosana tem a capacidade para incorporar ingredientes, tais
plastificantes, vitaminas, minerais, óleos essenciais, emulsionantes, entre outros. A
incorporação de compostos permite aumentar a funcionalidade dos filmes, e
melhorar as suas propriedades mecânicas, antimicrobianas, antioxidantes. Os filmes
27 de quitosana são um sistema promissor para garantir a qualidade e a segurança dos
produtos alimentares perecíveis (SOUZA et al., 2015).
Na literatura várias são as informações da capacidade dos revestimentos
a base de quitosana para o aumento no tempo de prateira dos alimentos. Shiri et al.,
(2013) confirmam que o revestimento de quitosana prolonga o tempo de prateira de
uvas. Shao et al., (2012) relataram o aumento da aceitação por parte dos
consumidores de maças revestidas com quitosana. O pescado é um produto nobre,
mas ao mesmo tempo, um produto altamente perecível, deste modo, os
revestimentos de quitosana são capazes de aumentar a qualidade do pescado no
período do armazenamento. Soares et al., (2017) estudaram a influência do
revestimento de quitosana sobre filé de salmão (Salmo salar) congelado, e
observaram uma maior eficiência no controle do crescimento das bactérias nos filés
e consequentemente uma melhor aceitação por parte dos consumidores.
3.6.1 Propriedades microbianas da quitosana
A contaminação microbiana em alimentos, não só resultar na redução na
vida de prateleira dos alimetos devido a deteriorização, mas também podem causar
doenças e perdas econômicas, com sérios distúrbios intestinais como diarreias e
vômitos devido ao crescimento dos micro-organismo sobre os alimentos (SAYARI et
al., 2016). Nos últimos anos, quitosana e seus derivados vêm recebendo
consideráveis atenções devido a sua capacidade microbiana para diferentes grupos
de micro-organimos, tais como bactérias, leveduras e fungos, sendo que as
propriedades antibacterianas e antifúngicas são utilizadas através de filmes e
revestimentos comestíveis (YOUNES et al., 2014).
Na quitosana o grupo amino é responsável por diferentes propriedades
biológicas, entre as propriedades envolvidas estão à atividade microbiana, na qual o
grupo amino quando carregado positivamente entra em contato com a parede
celular dos micro-organismos que são carregadas negativamente provocando a
ruptura (lise) da parede celular, existindo o vazamento das proteínas e de outros
constituintes presentes no interior dos micro-organismos (BAUTISTA-BAÑOS,
ROMANAZZI e JIMÉNEZ-APARICIO, 2016). Jeon et al., (2016), afirmam que o
mecanismo da atividade microbiana da quitosana ainda não é muito claro, mas é
aceito a explicação em relação a permeabilidade das membranas das bactérias que
28 são carregadas negativamente, sendo alterado pela carga positiva presente na
quitosana, resultando na funga dos componentes intracelulares, conduzido a morte
celular das bactérias.
Estudos sobre a atividade antimicrobiana da quitosana em diferentes
grupos de micro-organismos foram realizados, sendo sugeridos três mecanismos
principais como causa da inibição do crescimento de bactérias. O primeiro está
ligado a interação iônica do grupo amina com carga positiva com os grupos
aniônicos na superfície de bactérias aumenta a permeabilidade das membranas,
conduzido os danos osmóticos e fluxo dos constituintes celulares (proteína e íons)
para fora do citoplasma, ocorrendo a morte celular, o segundo mecanismo envolve a
inibição transcrição do RNA mensageiro e da tradução das proteínas, causando
perturbações que levam à morte celular e o terceiro é inibição do crescimento
microbiano atuando como agente quelante de metais e nutrientes essenciais para o
organismo e que por isso ficam indisponíveis, impedindo o crescimento do micro-
organismo (KHAMENEH et al., 2016)
3.7 Pescado
Segundo RIISPOA (1952) Art. 438, a denominação genérica “pescado”
compreendida para espécie de peixes, crustáceos, moluscos, anfíbios, quelônios e
mamíferos de água doce ou salgada, usados na alimentação humana. A produção
mundial de pescado tem crescido constantemente nos últimos cinco décadas, e
esse crescimeto dar-se pela ação conjunta da atividade pesqueira e aquícola, tendo
a pesca como atividade que mais incentivou para esse crescimento com uma
produção 91,3 toneladas em 2012 enquanto a aquicultura obteve 66,6 toneladas no
mesmo ano, além do crescimento na produção mundial de pescado houve também
um crescimento no consumo que passaou de 18,7 kg/ per capito por ano em 2011
para 19,2 kg/ per capita por ano 2012, dado crescimento esta relacionado com
elevação do poder aquititivo e urbanição que facilita e fortifica dos meios de
escoamento da produção pesquira (FAO, 2014).
Atualmente os brasileiros seguem a mesma tendência mundial de
procurar alimentos que beneficiam a saúde, por isso, o pescado destacar-se por ser
um alimento com alto teor proteico e baixo teor de gordura, aumentando o interrese
29 por parte dos consumidores, pois além da qualidade proteica com um baleceamento
dos aminóacidos essenciais, o pescado pode conter em sua composição ácidos
graxos poli-insaturados conhecidos populamente como Omega 3, que atuam no
organismo para redução dos triglicérios e o coleterol no sangue, desta maneira
prevenido contra doenças cardiovasculares (SOARES et al., 2011). Os ácidos
graxos poli-insaturados que beneficiam a saúde são característicos de espécies
marinhas, nos quais podem ser encontrado o EPA (ácido eicosapentaenóico) e o
DHA (ácido docosahexaenoico) (KARSDOTTIR et al., 2014).
Entre os peixes marinhos o Scomberomorus brasiliensis, conhecida
popularmente como serra, é uma espécie de peixe de grande importância no
território do brasileiro, possuindo uma distribuição geográfica abrangente em todo o
território, além de ser uma espécie abundante a serra é um dos peixes com alto
valor de mercado no Brasil, sendo um recurso pesqueiro explorado com grande
valor comerial para o país (EIRAS et al., 2014). A serra é um peixe que pertecem a
Ordem Perciformes, família Scombridae, espécie Scomberomorus brasiliensis
Collette, Russo & Zavala Camin, 1978, com a nadadeira dorsal dupla, a primeira
com 17 a 18 espinhos e a segunda com 15 a 19 raios, seguida por 8 a 10 pínulas;
anal com 2 espinhos, 15 a 16 raios e 8 a 10 pínulas; 11 a 16 rastros no primeiro
arco; com o corpo bastante alongado, moderadamente comprimido e elíptico;
cabeça afilada; focinho cônico e pontudo com boca grande, ampla, com cerca de 32
dentes triangulares e afiados em cada maxilar, de acordo com a figura 3 (GURGEL
et al., 2014).
Figura 3. Peixe serra (Scombemorus brasilienses).
Fonte: Wikipedia
30
A serra é peixe bastante apreciado no mercado brasileiro, sendo uma
fonte proteica primordial aos consumidores brasileiros com a comercialização na
forma de posta ou peixe inteiro, mas para obter um produto de qualidade é
necessário o cuidado com a cadeia do frio para manter a sua qualidade. Em um
modo geral, o pescado é um alimento rico em nutriente, mas ao mesmo tempo é um
produto altamente perecível, podendo deteriora-se rapidamente se for estocado
inadequadamente (FERREIRA et al., 2014). O peixe fresco é um produto altamente
perecível devido á sua composição biológica, pois o pescado sofre alterações
provocadas por reações biológicas, com a perda da funcionalidade das proteínas
através da reação autolíticas inerente ao peixe veiculada com as atividades
enzimáticas e pelas atividades metabólicas geradas por micro-organismo, além
deteriorização proteica ainda há oxidação lipídica do pescado (RAMEZANI et al.,
2015).
O estado de frescor é muito importante para a conservação do pescado,
pois quanto maior for o tempo em que o pescado permanece em rigor mortis maior
será o retardo na degração da proteínas por ação autólise enzimas do próprio
pescado e ação bacteriana, sendo identificos em três estágios para o estado de rigor
mortins, tendo o pré-rigor e rigor mortis como os estados desejáveis para o pescado
e o pós-rigor o estado em que o pescado encontra-se em putrefação (MIRANDA et
al., 2016). Os autores afirman que a influência inicial do estado de pré-rigor é
dependente das reservas de ATP e do glicogênio no momento da morte do pescado,
pois as quantidades iniciais desses reservas estão diretamente ligada a forma de
como o pescado foi abatido, e quanto mais tempo durarem essas reservas maiores
serão as garantias de um pescado com maior grau de frescor.
A rapidez de com que se desenvolve a deteriorização é depende de como
foram aplicadas as formas dos princípios básicos de conservação, higiene,
manutenção da cadeia do frio, assim também como as espécies foram capturadas e
o método de captura (GONÇALVES, 2011). O controle da temperatura é ponto
crítico para retardar as deteriorizações de produtos alimentares perecíveis, como é
caso do peixe frescor, sendo uma forma de manter sua qualidade durante
transporte, armazenamento até chega ao consumidor, essa logística é de extrema
31 importância para que consumidor receba um produto de alto valor (MARGEIRSSON
et al., 2012).
O congelamento é um dos métodos mais tradicionais e antigos que vêm
sendo utilizado pelo o homem na conservação de produtos alimenticíos, mesmo com
uma cadeia logística que torna o seu custo mais elevado frente a outros métodos de
conservação, os alimentos congelados ainda possuem um amplo mercado,
principalmente devido á sua praticidade de consumo (PROVESI e AMANTE, 2015).
O estado da água em produtos alimentares é uma ponto-chave para uma explicação
completa na manutenção da estabilidade da qualidade do peixe congelado a baixas
temperaturas e ultra baixas temperaturas, pois a água é um bom solvente e atuar
em muitos processos bioquímicos nos alimentos (TOLSTOREBROW et al., 2016). A
maior proporção no pescado é o teor de água que varia de 60 a 85%, quando
congelamento a água fica indisponível e desta forma impedem que os processos
bíoquimicos ocorram. Segundo Lee e Park (2016) para conservar o pescado o
método de congelamento é uma técnica muito importante e eficaz por períodos
muito prolongados. Além do congelamento o uso de quitosana na forma de
revestimento comestível pode auxiliar a diminuição da deteriorização do pescado em
conjunto com o congelamento.
32 4. MATERIAL E MÉTODO
O experimento foi realizado no Laboratório Tecnologia do Pescado
(LATEPE), integrante do Departamento de Engenharia de Pesca, Centro de
Ciências Agrárias, Universidade Federal do Ceará (Campus do Pici, Fortaleza,
Ceará), com parceria ao Laboratório da Tecnologia de Biomassa (LTB) da Empresa
Brasileira de Pesquisa e Agropecuária (EMPRAPA).
4.1 Material Biológico
4.1.1 Tratamentos dos resíduos e obtenção da farinha
As carapaças de caranguejo-uçá foram adquiridas em um Restaurante do
município de Fortaleza, e posteriormente lavadas para a remoção de todos os
resíduos e secos em uma estufa de recirculação de ar em 50°C. Após o resfriamento
as carapaças foram trituradas em liquidificador industrial para obtenção da farinha
do caranguejo.
4.1.2 Obtenção da quitosana
Inicialmente ocorreu a desmineralização, para cada 2 g da farinha do
caranguejo-uçá utilizou-se 40 mL de ácido clorídrico a 4% em um agitador
magnético por 2 h. O próximo passo foi a desprotenização, para cada 2 g utilizou-se
20 mL de hidróxido de sódio a 15% em um agitador magnético a 65 ºC por 3 h. Na
terceira etapa foi a despigmentação, para cada 2 g utilizou-se 50 mL de hipoclorito
de sódio a 0,5% em um agitador magnético a 40º C por 30 minutos. Já na última
etapa que é desacetilação, para cada 5 g utilizou-se 200 mL de hidróxido de sódio a
50% em um agitador magnético a 100 ºC por 8 h, de acordo com a figura 4. Em
todos os processos a matéria-prima resultante de cada etapa foi lavado com água
destilada até pH neutro e posteriormente foi secada em uma estufa de recirculação a
60 ºC por 12 h. A extração realizada está de acordo com Antonino (2007) com
adaptações.
33 Figura 4. Fluxograma para a obtenção da quitosana do caranguejo-uçá (Ucides cordatus).
Fonte: Antonino 2007, com modificações pelo autor.
Agitado com NaOH 10% a 65 ºC por 3 horas
Lavado com água destilada pH neutro
Secado a 60 º C por 12 horas
Agitado com NaClO 1% a 40 º C por 30 minutos
Lavado com água destilada pH neutro
Secado a 60 ºC por 12 horas
Despigmentação
Carapaça caranguaejo-uça foi lavada e seca em
estufa de recirculação a 60 ºC.
Carapaça foi triturada em um liquidificador industrial.
750 g da farinha do caranguejo foi desmineralizada.
Agitado com HCl 4% por 2 horas
Lavado com água destilada pH neutro
Secado a 60 º C por 12 horas
Desprotenização
Desacetilação
Agitado com NaOH 50% a 100 ºC por 8 horas
Lavado com água destilada pH neutro
Secado a 60 ºC por 12 horas
34 4.1.3 Obtenção das postas
Foram utilizadas 84 postas de Serra (Scomberomorus brasilienses) a uma
temperatura de 4 ± 0,5 ºC com uma média de peso de 120 g para cada posta,
obtidas diretamente de uma Peixaria localizada do município de Fortaleza – Ce,
Após serem adquiridas, as postas foram previamente acondicionadas em caixas
isotérmicas e transportadas a Laboratório Tecnologia do Pescado (LATEPE) do
Departamento de Engenharia de Pesca da Universidade Federal do Ceará, onde
foram armazenadas em um refrigerador (Brastemp Frost Free) a - 22 ± 0,1°C até o
momento da aplicação dos revestimentos.
4.2 Caracterização da quitosana
4.2.1 Rendimento da extração quitosana
Para que os resíduos tornem-se uma fonte de matéria-prima, é
necessário levar em consideração viabilidade do rendimento, para que então possa
existir a possibilidade de uma produção em escala comercial. O rendimento foi
calculado a partir do peso da massa seca (quitosana) obtida através do processo
final da desacetilação divido por peso inicial da massa da farinha do caranguejo
multiplicado por 100 de acordo com Equação 1. Para determinação do rendimento
foram utilizados 5 repetições de 150 g da farinha do caranguejo, a partir dessas
cincos repetições foi realizado uma média para o calculo do rendimento.
Eq. (1)
4.2.2 Análise de Calorimetria Diferencial de Varredura (DSC)
Na análise de DSC, a amostra e o material de referência são mantidos à
mesma temperatura durante o programa térmico, onde a temperatura é controlada
rigorosamente.
35 A análise de DSC para quitosana foi realizada utilizando-se um
equipamento da TA INSTRUMENT (modelo Q20) sob atmosfera de nitrogênio, com
fluxo constante de 50 mL.min-1 a partir de 5,1 mg da amostra em pó, com taxa de
aquecimento de 10 ºC/min, na faixa de temperatura de 0 ºC a 400 ºC.
4.2.3 Análise Termogravimétrica (TGA)
É uma técnica na qual se monitora a variação da massa de uma amostra
em função da temperatura ou do tempo em um ambiente de temperatura e
atmosfera controladas. Seu princípio de funcionamento é analisar a perda ou a
agregação de massa da amonstra em temperaturas variadas.
Na análise de termogravimétrica (TGA) da quitosana foi realizada
utilizando-se um equipamento da PerKinElmer (modelo STA 6000) sob atmosfera de
nitrogênio, com fluxo constante de 50 mL.min-1. A partir de aproximadamente 18,49
mg das amostras em pó, com taxa de aquecimento de 10 ºC/min, na faixa de
temperatura de 25 ºC a 800 ºC.
4.2.4 Análise de Espectroscopia no Infravermelho (FTIR)
A espectroscopia de infravermelho é um tipo de espectroscopia de
absorção a qual usa a região do infravermelho do espectro eletromagnético, ela
pode ser usada para identificar um composto ou investigar a composição de uma
amostra. Tal fato se baseia em que as ligações químicas das substâncias possuem
frequências de vibração específicas, as quais correspondem a níveis de energia da
molécula (níveis vibracionais). Assim podem vibrar de seis modos: estiramento
simétrico, estiramento assimétrico, tesoura, torção, balanço e rotação.
A análise foi realizada pelo método KBr (amostra seca e em pó foi
misturada com brometo de potássio e prensada em pastilhas) no Laboratório de
Química de Produtos Naturais da Embrapa Agroindústria tropical em
espectrofotômetro de marca Varian (modelo FT-IR) na faixa de comprimento de
entre 400 e 4000 cm4.
36 4.2.5 Resonância Magnética Nuclear de Hidrogênio (RMN 1H)
O Espectro de RMN 1H foi obtido através do espectrômetro agilent, a
partir do prodecimento descrito por Signimi e Campana-filho 1998.
Inicialmente, uma solução de acidificada de 1 % (v/v) de acido clorídrico
foi para dissolver a quitosana. Aproximadamente 10 mg de quitosana foi solubilizada
em 1mL de do ácido clorídrico 1% por um período de 24 horas em temperatura
ambiente. Uma alíquoca dessa solução foi colocada em tubos de quartzo de 5 mm
de diâmetro em uma temperatura de 70 ºC.
O grau de acetilação foi determinado de acordo com a equação abaixo;
Sabe-se que o ACH3 corresponde aos núcleos de hidrogênio da metila do
grupo acetamino e AH2 ao núcleo de hidrogênio na posição 2 do anel de glicosamina.
Por diferença foi determinado o grau de desacetilação:
%GD = 100 – (%GA)
4.3 Produção e Caracterização dos filmes quitosana
4.3.1 Preparação para soluções dos filmes e revestimentos comestíveis.
Tanto os filmes como os revestimentos comestíveis foram preparados de
acordo com a metodologia proposta por SOUZA et al., (2010) com adaptações e
VÁSCONEZ et al., (2009). Inicialmente foram preparadas três soluções mães de
quitosana com três concentrações diferentes, a primeira solução foi a quitosana
1,5% (p/v) dissolvida em solução de ácido lático 1% (v/v), na segunda foi a
quitosana 2,0% (p/v) dissolvida em solução de ácido lático 1% (v/v) e a terceira foi a
quitosana 2,5% (p/v) dissolvida em uma solução de ácido lático 1% (v/v), sobre
agitação em um agitador magnético por um período de 2 horas. Posteriormente cada
37 solução mãe foi subdivida em três soluções para receber três diferentes
concentrações de glicerol, na primeira concentração de 0,3% (v/v), na segunda
concentração de 0,45% (v/v) e na terceira 0,6% (v/v), todas as soluções ficaram
sobre agitação em um agitador magnético por 30 minutos, gerando 9 soluções de
revestimentos comestíveis de acordo com a figura 5.
Figura 5. Fluxograma para o preparo das soluções para os filmes e revestimentos comestíveis.
Fonte: autor.
Os filmes comestíveis foram produzidos através da técnica de casting (ou
evaporação do solvente), de acordo com SOUZA et al., (2010) com adaptações: 28
mL de cada solução de revestimento (quitosana 1,5% (p/v), quitosana 2,0% (p/v),
quitosana 2,5% (p/v)), para cada solução de revestimento houve a adição de três
diferentes concentrações de glicerol (0,3% (v/v), 0,45% (v/v), 0,6% (v/v)) totalizando
Preparo das soluções dos filmes e revestimento
comestíveis
Quitosana 2,0% Quitosana 2,5% Quitosana 1,5%
Agitação por 2 horas em
temperatura ambiente
Agitação por 2 horas em
temperatura ambiente
Agitação por 2 horas em
temperatura ambiente
Adição 0,30%
de glicerol Adição 0,30%
de glicerol Adição 0,45%
de glicerol Adição 0,45%
de glicerol Adição 0,45%
de glicerol Adição 0,60%
de glicerol Adição 0,60%
de glicerol Adição 0,60%
de glicerol Adição 0,30%
de glicerol
38 9 soluções de revestimento, sendo colocadas sobre a superfície de uma placa de
Petri de 9 cm de diâmetro e secos em uma estufa de recirculação a 35º C por 24
horas. Depois secos as amostras foram acondicionada em um dessecador contendo
sílica, com umidade relativa de 10% com uma temperatura de 25 ºC.
4.3.2 Permeabilidade ao vapor de água filmes de quitosana
A medição da permeabilidade ao vapor de água (PVA) foi determinada
por gravimetria baseada no método ASTM E96-92 (Guillard, Broyart, Bonazzi,
Guilbert & Gontard, 2003; McHugh, Avena-Bustillos & Krochta, 1993). Os filmes
foram selados no topo da célula contendo 50 mL de água destilada (100% UR, 2337
Pa, pressão de vapor de água 20 ºC), sendo colocados em um dessecador a 25 ºC a
10% de UR cotendo sílica. A mediação foi determinada através da perda da
transferência da água do interior da célula para a sílica presente no dessecador. As
células foram pesadas em intervalos de 2 horas durante 8 horas. Condições de
pressão de água em estado estacionário e uniforme foram assumidas, mantendo a
circulação de ar constante fora da célula de teste usando um ventilador em miniatura
dentro do dessecador. A inclinação da curva que representa a perda de peso em
função do tempo foi obtida por regressão linear. A medida (PVA) dos filmes foi
determinada conforme equação 2:
Eq. (2)
onde TTVA é a taxa de transmissão de vapor de água (g x m-2h-1) medida
através do filme (calculado a partir da inclinação da curva dividida pela área do
filme), L é a espessura média do filme (m) e ΔP é a diferença de pressão parcial de
vapor da água (atm) nos dois lados do filme. Para cada tipo de filme foram
realizadas três repetições. A espessura de cada amostra foi medida utilizando-se um
micrômetro digital (Digimess, São Paulo, Brasil), em dez diferentes posições de cada
amostra avaliada.
39 4.3.3 Solubilidade em água dos filmes de quitosana
A solubilidade é definida como a porcentagem da matéria seca do filme
após 24 h de imersão em água destilada (GONTARD, GUILBERT, CUQ, 1992). A
matéria seca inicial dos filmes foi determinada por secagem de discos com 2 cm de
diâmetro em uma estufa, a 100 °C, durante 24 h. Após este período, os discos foram
pesados e imersos em 50 mL de água destilada, com agitação periódica de 82 rpm
através de uma mesa agitadora orbital SL 180 (marca SOLAB), por 24 h a 25 °C.
Finalmente, os filmes foram retirados e secos (100 °C por 24 h) para determinar a
matéria seca final. A solubilidade foi expressa como sendo a diferença entre a
matéria seca inicial e final em relação à matéria seca inicial. Os testes foram
realizados em triplicata.
4.3.4 Caracterização mecânica dos filmes quitosana
Foram realizados ensaios de tração para a caracterização mecânica dos
filmes (tensão máxima e deformação na ruptura), no Laboratório de Tecnologia da
Biomassa da EMBRAPA Agroindústria Tropical, Fortaleza - CE.
Os corpos de prova utilizados para os ensaios mecânicos foram cortados
por uma prensa estampadora pneumática marca CEAST, cuja pressão de operação
utilizada foi 7 bar.
Antes da realização dos testes, os filmes foram acondicionados em um
dessecador contendo nitrato de magnésio hexahidratado (Mg(NO3)2 x 6H2O) para
mantê-los em um ambiente com umidade relativa e temperatura em torno,
respectivamente, de 50 ± 5% e 24 ± 2°C, por no mínimo 40 horas. Nos ensaios de
tração, os corpos de prova com comprimento de 61,92 mm e largura de 12,37 mm
foram afixados por meio de garras acopladas a uma travessa móvel da Máquina
Universal de Ensaio, seguindo as orientações da ASTM-D-882-91 (1991). A taxa de
deformação de tração é controlada pelo mecanismo de direcionamento, enquanto a
tensão de tração sustentada pela amostra é registrada pela célula de carga, ambos
acoplados à travessa fixa. O equipamento utilizado para análise foi o EMIC (Máquina
Universal de Ensaios, modelo DL-3000), com uma célula de carga de 100 N. A
40 velocidade de tracionamento utilizada foi de 50 mm/min, sendo a distância inicial
entre as garras de 30 mm.
A tensão força máxima na ruptura foi expressa em MPa e calculada
dividindo a força máxima (N) necessária para romper o corpo de prova pela área
inicial transversal (m2) da amostra. A deformação na ruptura foi calculada como
sendo a razão entre o comprimento final no ponto de ruptura da amostra pelo
comprimento inicial da amostra (30 mm) e expressa em porcentagem. Os ensaios
foram realizados cinco vezes para cada amostra.
4.3.5 Cor e opacidade dos filmes de quitosana
A cor e opacidade foram realizados no Laboratório de Tecnologia da
Biomassa da EMBRAPA Agroindústria Tropical, Fortaleza - CE. A cor dos filmes foi
determinada com um um Colorímetro digital (Konica Minolta CR400), utilizando uma
escala L*, a*, b* do sistema CIELab, desenvolvido por Hunter (1975). Onde L* a* b*
em que L* varia de preto a branco (0 a 100), a* varia do verde ao vermelho (-60 a
+60) e b* varia de azul a amarelo (-60 a +60) representado na figura 6. Nove
repetições foram realizadas para cada amostra de filme.
Figura 6. Sistema para cor através do método de Hunter.
Fonte: HUNTERLAB
41 A opacidade dos filmes foi determinada usando um medidor de cor e de
acordo com a escala de cores Hunterlab. Seguindo este método, a opacidade (Y) foi
calculada como a razão entre a opacidade de cada amostra sobre o padrão preto
(Yb) e a opacidade de cada amostra no padrão branco (Yw). Nove repetições de
cada amostra de filme foram determinados aleatoriamente para Yb e Yw e a média
deles foram usadas para os cálculos. Os resultados foram expressos em
porcentagem, conforme a equação 3 (CERQUEIRA et al., 2010).
Eq. (3)
4.3.6 Avaliação da atividade antimicrobiana revestimento de quitosana
4.3.6.1 Bactérias-teste
A avaliação da atividade antimicrobiana da quitosana (1,5%, 2,0% e
2,5%) foi realizada frente a quatro cepas padrões: Staphylococcus aureus ATCC
25923, Escherichia coli ATCC 25922, Salmonella enterica ATCC 13076 e Vibrio
parahaemolyticus IOC 18950. As cepas foram crescidas em ágar de soja trípitca
(TSA) e, para o caso específico de Vibrio parahaemolyticus, foi adicionado 1% (p/v)
de NaCl na composição do TSA. As cepas foram incubadas em estufa bacteriológica
a 35 °C por 24 h.
4.3.6.1 Preparo dos inóculos bacterianos
Das culturas crescidas em TSA a 35 °C por 24 h, foi retirada uma porção
do inóculo e homogeneizada em 9 mL de solução salina 0,85% de cloreto de sódio
(p/v) para Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Salmonella enterica e 9 mL de
solução salina 1,0% de cloreto de sódio (p/v) para Vibrio parahaemolyticus (Vetec)
até se obter uma turvação equivalente à turbidez 0,5 na escala de McFarland. A
absorbância foi aferida em espectrofotômetro (Micronal), sendo considerado o
42 intervalo entre 0,08 e 0,10 em um comprimento de onda de 625 nm. A turbidez
óptica comparável à solução padrão 0,5 de McFarland equivale a uma suspensão
contendo, aproximadamente, 1 × 108 unidades formadoras de colônia por mililitro
(UFC / mL) (CLSI, 2013).
Cada bactéria-teste, com concentração do inóculo ajustada, foi inoculada,
em duplicata, em placas contendo ágar Mueller-Hinton sem adição de NaCl para
Staphylococcus aureus, Escherichia coli, Salmonella enterica e com adição de 1%
de NaCl (p/v) para Vibrio parahaemolyticus, com auxílio de um swab de algodão
estéril (CLSI, 2013).
Em cada placa com o meio de cultura inoculado com a bactéria-teste,
foram perfurados quatro poços de 6 mm de diâmetro com o auxílio de um perfurador
inox esterilizado (BALOUIRI et al, 2016). Nos poços foi adicionada uma alíquota de
50 μL dos extratos de quitosana nas concentrações de 1,5%, 2,0% e 2,5% e, no
quarto poço, o mesmo volume de glicerol. Após, as placas foram incubadas em
estufa bacteriológica a 35 °C por 48 h.
Após o período de incubação, cada placa foi conferida para avaliação da
atividade antimicrobiana dos extratos de quitosana. A presença de um halo
transparente ao redor dos poços confirmou o resultado qualitativo positivo da ação
antimicrobiana dos extratos.
4.3.7 Custo de produção de cada solução de revestimento
A partir de 15 g foi determinado o preço da quitosana extraída, sem
considera os custos com a energia elétrica e água. Para então determinar os preço
do revestimentos por litro produzido.
4.4 Propriedades dos revestimentos comestíveis: capacidade molhante
As soluções de revestimento de quitosana foram elaboradas conforme o
item 4.3.1 de acordo com a figura 5 para determinação da capacidade molhante
(através do ângulo de contato) em postas de serra.
43 O ângulo de contato (θ) foi medido através do medidor de ângulo de
contato GBX Instrumentation Scientifique acoplado a uma câmera Pixelink Nikon
com sistema de análise de imagens, operado em atmosfera e a temperatura
ambiente. Para análise as postas de serra foram cortadas em forma retângula com
um auxílio de bisturi e colocadas em uma placa de petri, cujo cada solução de
revestimento foi colocada em uma seringa de vidro de 1 mL (Fortuna® Optima) com
um diâmetro da agulha de 0,815 mm determinado com um micrômetro digital 0-
0,25mm (Mitutoyo, Japan) com precisão de 0,0001 mm. Doze repetições de ângulo
de contato foram obtidos a 20,0 ± 0,5 ºC.
A tensão superficial dos revestimentos de quitosana foi medida através de
um tensiômetro analógico que se baseou no método do anel DuNoüy. Primeiro
houve a calibração do aparelho com uma tensão superficial conhecida através da
água ultrapura que é de 72 mN/m e posteriormente foram medidos as tensões
superficiais das soluções de revestimento.
4.4.2 Tensão crítica
Antes de analisar a capacidade molhante dos revestimentos de quitosana
em postas de serra, é necessário determinar a tensão superficial de acordo Zisman
(1964), que desenvolveu o método prático que visa caracterizar a capacidade
molhante em superfícies sólidos. O sistema se baseia na observação de uma
superfície com uma tensão inferior a 100 mN/m, sendo classificada como uma
superfície de baixa energia. A capacidade molhante é aplicada em superfície sólida
que tem a característica de baixa energia, portanto é necassária a determinação da
energia da superfície das postas de serra. De acordo com Zisman, em sistemas que
a tensão superficial inferior a 100 mN/m (surpefícies de baixa energia), uma gota em
superfície sólida será em função linear da tensão superficial do líquido.
Para um líquido puro, se interações polares ( ) e dispersivas ( ) são
conhecidas e o ângulo de contato (θ) entre o líquido e o sólido, essas interações
podem ser descrita em termos por trabalho reversível de adesão (W a) de acordo
com Zisman:
44
Eq. (4)
A equação 5 é um rearranjo da equação 4, para ( ) e ( ) que são as
contribuições polares e dispersivas da superfície do sólido estudo.
Eq. (5)
Foi calculo o ângulo de contato de três compostos puros, formamida
(marca VETEC, 95%), tolueno (marca VETEC, 99,5%) e água ultrapura, na
superfície de das postas de serra combinado com suas componentes polares e
dispensivas que permitiram calcular a variável dependente equação 6 e
independente da equação 7 de acordo com a equação 4.
A estima da tensão superficial crítica ( c) foi realizada a partir
extrapolação gráfica de Zisman, sendo a tensão superficial crítica definido;
4.4.2 Capacidade Molhante
A capacidade molhante das soluções de revestimento de quitosana foi
determinado através do coeficiente de espalhamento (WS), coeficiente de coesão
(WC) e coeficiente de adesão (Wa). O ângulo de contato (θ) de uma gota de líquido
na superfície sólida é definido pelo equilíbrio mecânico da gota sob a ação de três
com Eq. (6) Eq. (7)
Eq. (8)
45 tensões interfaciais: sólido-vapor (YSV), sólido-líquido (YSL) e líquido-vapor (YLV). O
coeficinete de espalhamento (W S) foi calculado de acordo com a (Equação 9) só
pode assumir valores negativos ou zero.
Eq. (9)
Os coeficientes adesão (Wa) e coesão (Wc) são definidos de acordo com
equações abaixo;
Eq. (10)
Eq. (11)
A solução que mais aproximou-se de zero foi escolhido para a aplicação
como revestimento nas postas de serra.
4.5 Análises das postas de serra congeladas
4.5.1 Formulação do revestimento aplicado nas postas de serra (Scrobromorus
brasilienses).
4.5.1.1 Preparo da solução de revestimento de quitosana.
Foi preparada a solução de revestimento de quitosana, sendo solução a
2% (m/v), com aplicação de com 0,6% (v/v) de glicerol. A quitosana foi dissolvida em
solução de ácido láctico esterilizada, sob agitação em temperatura ambiente por
aproximadamente 2 horas e 30 minutos, posteriormente foi adicionado o glicerol sob
agitação por mais 30 minutos. Após a completa diluição, a solução foi acondicionada
em uma capela de fluxo laminar (Pachane modelo Pa40) e submetida à esterilização
em Luz Ultravioleta por 30 minutos.
46 4.5.2 Os Tratamentos elaborados para posta de serra
No total, foram elaborados 3 tratamentos, in natura, glaceado e
revestido de quitosana para as postas de serra congeladas, com uma análise no dia
inicial até um período de 180 dias. Das 84 postas de serra, foram dívidas três postas
para cada tratamento por 30 dias de análise, conforme demonstrado a seguir;
● Controle (C) - posta de serra in natura mantida sobre congelamento.
● Glaciamento (G) – posta de serra congelada com glaceamento.
● Revestimento quitosana (Q) - postos de serra congelada com revestidas de
quitosana 2% com 0,6% de glicerol.
Para a perda de peso, perda de glaze e perda revestimento de
quitosana foram separados sete posta de serras para cada análise. Em todas as
análises físico-químicas para cada posta foi analisada em triplicata, totalizado 9
repetições por tratamento a cada 30 dias. Para as análises microbiológicas foi
realizada pela técnica de Pour plate para três postas por tratamento.
4.5.3 Aplicação do revestimento de quitosana e glaciamento
As postas de serra foram submetidas à aplicação da solução de
revestimento por imersão. O método consistiu na imersão das postas congelada na
solução de revestimento a 4 ºC, após aplicação foi feita uma drenagem em peneira
de malha de aço inoxidável por 20 segundos e em seguida, cada posta de
aproximadamente 120 g, foram acondicionados em bandeja de isopor, envolvidas
em papel filme e etiquetados. Para o glaceameamento as postas foram submentidas
a imersão em água estéril a 2 ºC por 20 segundos, após aplicação foi feita uma
drenagem em peneira de malha de aço inoxidável por 20 segundos e em seguida,
as postas de aproximadamente 120 g cada, foram acondicionados em bandeja de
isopor, envolvidas em papel filme e etiquetados. Posteriormente aplicação da
solução de revestimento e glaciamento as posta foram armazenados em refrigerador
(Brastemp Frost Free) a temperatura - 22,0 ± 0,1ºC durante 180 dias.
47 4.5.4 Análise perda de peso, perda revestimento e perda de glaze
A perda de peso, perda de revestimento e perda de glaze das amonstras
foi determinada de acordo com Soares et al., (2015).
4.5.4.1 perda de peso
Para a determinação perda de peso foi separada setes postas de serra
não revestidas, sendo que as postas foram pesadas antes de serem congeladas
(W1) e depois que foram congeladas (W 2) durante os 180 dias de análises. O cálculo
para perda de peso esta de acordo com a equação abaixo;
Eq. (12)
4.5.4.2 Perda de revestimento
Para a determinação perda de revestimento foi separada setes postas de
serra e foram revestidas a 4 ºC, primeiro foi determinado a taxa de absorção do
revestimento com a pesagem depois do revestimento (W 3) e após serem
congeladas (W4) de acordo com a fórmula abaixo;
Eq. (13)
Para a determinação da perda de revestimento foram realizados as
pesagem das postas revestidas (W 5) por cada 30 dias de acordo com a fórmula;
Eq. (14)
48 4.5.4.3 Perda de glaze
Para a determinação perda de glaze foi separada setes postas de serra e
foram glaceadas a 4 ºC, primeiro foi determinado a taxa de absorção do glaze com a
pesagem depois do glaceamento (W 6) e após serem congeladas (W 7) de acordo
com a fórmula abaixo;
Eq. (15)
Para a determinação da perda de glaze foram realizados as pesagem das
postas revestidas (W8) por cada 30 dias de acordo com a fórmula;
Eq. (16)
4.5.5 Análise físico-químicas das postas de serra
4.5.5.1 Determinação do pH
O potencial hidrogeniônico foi medido com auxílio de pHmetro digital
(Kasvi modelo K39-1014B) a partir da homogeneização de 10 g da posta de serra foi
macerada com 100 mL de água destilada por 30 segundos de acordo com a
metodologia citada nas Normas Analíticas do Instituto Adolfo Lutz (IAL, 2008).
4.5.5.2 Análise do nitrogênio das bases voláteis totais (N-BVT)
Para a preparação do extrato foram pesados em balança analítica
(Ohaus) 10 g das postas de serra previamente trituradas em multiprocessador (Arno)
e adicionados 90 mL de ácido tricloroacético (TCA) a 7,5% (v/v), ficando em repouso
49 por 5 minutos. Posteriormente homogenizado foi filtrado em papel de filtro para
obtenção do extrato.
No tubo de destilação foram adicionados 25 mL do extrato filtrado com 5
mL de hidróxido de sódio 10% (p/v). Utilizou-se, ainda, ácido bórico 4% (p/v) com
0,04 mL de indicador misto (vermelho de metila e verde de bromocresol) no
erlenmeyer para a destilação. O BVT-N foi medido de acordo com a metodologia,
com modificações, de Malle & Tao (1987). A destilação foi realizada no destilador de
Nitrogênio (TECNAL modelo TE-036/1) até obter o volume total de 50 mL de solução
no erlenmeyer. As quantidades de BVT-N foram calculadas a partir do volume de
ácido sulfúrico 0,05 M utilizado para a titulação. Os valores foram expressos em mg
de N-BVT/100 g de posta de serra e calculado através da (equação.17) a seguir:
N-BVT = (14 g/mol X a X b X 300) / 25 mL Eq.(17)
Onde:
a = mL de ácido sulfúrico gasto na titulação
b = normalidade do ácido sulfurico (0,1)
4.5.5.3 Substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrco (TBARS)
A oxidação de lípidos das amostras foi realizada por medição de
substâncias que reagem ao ácido tiobarbitúrico (TBARS) como descrito por Vyncke
(1970).
Para a preparação do extrato foram pesados em balança analítica
(Ohaus) 10 g da posta de serra e homogeneizado em 50 mL de ácido tricloroacético
(TCA) a 7,5% (v/v), ficando em repouso por 5 minutos. Posteriormente
homogenizado foi filtrado em papel de filtro para obtenção do extrato.
Foram adicionado 5 mL da solução do extrato com 5 mL do ácido
tiobarbitúrico a 0,02 M, sendo homogeneizados com auxílio de um agitador de tubos
(Vortex modelo QL-901). Para o branco utilizou-se 5 mL ácido tiobarbitúrico e 5 mL
50 de água destilada. Em seguida os tubos foram acondicionados em banho maria
(Banho maria microproce SSADO, modelo 0215M2, Quimis) a 90° C por 10 minutos
e posteriormente resfriado em água com gelo para o desenvolvimento de uma
coloração rosa.
Para encontrar o valor de TBARS em mg de malonaldeído equivalentes /
kg músculo da posta de serra utilizou-se a curva padrão a partir de 1,1,3,3-
tetraetoxipropano (TEP). A evolução da oxidação da gordura foi acompanhada pela
alteração da concentração de substâncias reativas com o ácido tiobarbitúrico.
4.5.6 Análise microbiológica
A quantificação de bactérias psicrotróficas seguiu as recomendações da
American Public Health Association (APHA), na sua quarta edição do Compendium
of Methods for the Microbiological Examination of Foods (DOWNES; ITO, 2001).
Foram macerados 25 g de músculo e homogeneizados em 225 mL de
solução salina a 0,85% de NaCl, correspondendo à diluição de 10-1. Deste
homogenato, foi retirada uma alíquota de 1 mL e diluída em 9 mL de solução salina
0,85%, correspondendo à diluição 10-2, e assim sucessivamente até a diluição 10-5.
A técnica utilizada para o preparo das placas foi o de Pour-plate. Os tubos
de cada diluição, com as postas de serra, foram homogeneizados com auxílio de um
agitador de tubos (Vortex modelo QL-901). De cada diluição foi retirada uma alíquota
de 1 mL e inoculada em placas de Petri, em duplicata, na qual foram colocados 15
mL de Agar Padrão para Contagem (PCA) pela técnica de pour plate (SWANSON,
PETRAN, HANLIN, 2001). As placas para contagem de bacterias psicrotroficas
foram invertidas e incubadas a temperatura de 7°C por 10 dias em Estufa de
incubação do tipo DBO (QUIMIS modelo Q 315M26).
51 4.6 Análise estatística
Os resultados foram avaliados usando a análise de variância (ANOVA) e
as médias foram comparadas pelo teste de Tukey ao nível de significância de 5%. A
análise estatística foi realizada utilizando o software STATISTICA (versão 10,
STATISTICA Statsoft Inc., US).
52 5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Extração e caracterizaação de quitosana
5.1.1 Rendimento da extração da quitosana do caranguejo-uçá
Os resíduos de caranguejo podem ser transformados em fontes de
matéria-prima com valor comercial, dando uso ao lixo que traria prejuízo ao meio
ambiente, sendo uma forma de contribuir para a sustentabilidade do nosso planeta.
Tabela 1. Redimento por etapa do processo para obtenção da quitosana.
Etapas Percentual em relação a farinha do caranguejo (%)
Percentual em relação ao peso incial
Pré-lavagem 100 - Desminerilização 16 84,00%
Desproteinização
(quitina)
12,91 87,28%
Despigmentação
(quitina)
12,72 87,09%
Desacetilação
(quitosana)
10,07 89,83%
Foi realizada uma média de cinco amonstragem a parti de 150g de farinha do caranguejo cada.
No processo de desminerilização houve maior redução do peso inicial
divido aos compostos minerais presente na farinha do caranguejo, tendo uma
redução de 84% do peso inicial da materia-prima coforme na tabela 1. Essa redução
substancial no processo de desmineralzação esta veiculada pelo alto teor de
carbanato de cálcio presente no caranguejo-uçá, pois esse mineral proporcionar
rigidez ao exoesqueleto. De acordo com Assis (2008), o principal componente
inôrgânico presente na caparaças de crustáceo é o carbonato de cálcio, no qual é
extraído com ácido clorídrico. No processo de desminerilização a liberação do
carbonato de cálcio ocorre devido ao cloreto liga-se ao cálcio com a formação de
água e liberando gás carbonico.
53
0 50 100 150 200 250 300 350 400 450
-20
-15
-10
-5
0
5
10
15
Flu
xo
de
ca
lor
(w/g
)
Temperatura
1
2
Já no processo de desprotenização e despigmentação houve uma
redução de respectivamente de 87,28% e 87,09%, do peso inicial da farinha do
caranguejo-uçá. De acordo com Belgacem (2008), o processo de desproteinização
consiste no tratamento da carapaça do crustáceo com hidróxido de sódio em
conjunto com tratamento térmico e para Campanha-filho (2007) o pigmento mais
abundante presente no exoesqueleto de crustáceos é a astaxantina. No processo de
desacetilação houve uma redução de 89,83% do peso da farinha do caranguejo-uça,
obtendo uma percentual de 10,07% de quitosana. Resultado similar foi obtido por
Demir et al., (2016) que reportam um rendimento para quitina e quitosana extraídas
caranguejo azul (Callinectes sapidus) respectivamente de 11,73% e 9,13%. Como já
mencionado os valores de quitina em crustáceos apresentam uma variação de 25 a
10% depedendo da espécie.
5.1.2 Análise de Calorimetria Diferencial de Varredura (DSC)
A análise de Calorimetria Exploratória Diferencial (DSC) da quitosana foi
realizada com o objetivo de verificar as transições físicas e/ou químicas ocorridas
durante o processo de decomposição.
Figura 7. Análise de calorimetria diferencial de varredura realizada até a temperatura a 25ºC a 400ºC (↑) da quitosana extraída da farinha do caranguejo-uçá (Ucides cordatus).
54
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
40
60
80
100
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900
-1,4
-1,2
-1,0
-0,8
-0,6
-0,4
-0,2
0,0
0,2
14,45%
Per
da d
e m
assa
(%)
Temperatura (ºC)
TGA
40,75%
Der
ivad
a da
per
da d
e m
assa
(%.º
C-1)
DTG
13,33%
84,66 ºC
313,18 ºC
A figura 7 descreve o comportamento térmico das curvas DSC para a
quitosana extraída do caranguejo-uçá. A curva DSC no primenro evento térmico
(ponto 1) apresentou uma transição endotérmica, com temperatura 131,58 ºC e
entalpia de -299,1 J/g e o segundo evento térmico (ponto 2) apresentou uma
transição exotérmico com uma temperatura 311,96 ºC e uma entalpia de 266,8 J/g.
O primeiro pico está relacionado com o ponto de fusão do polímero e o segundo pico
esta relacionado com a degradação. Olorunsola et al., (2015), atribuíram uma
temperatura 182,6 ºC de para o ponto de fusão da quitosana extraída de resíduos de
caranguejo (Pachygrapsus mamoratus) e uma entalpia de -164,7 J/g interpretado-a
como o calor latente de fusão, já a degradação do polímero foi a uma temperatura
de 377,9 ºC com a entalpia de 184,9 J/g. García et al., (2015), reportaram valores
similares para a degradação da quitosana a partir de resíduos de lagostas (Panulirus
argus). Observou-se para o comportamento térmico da quitosana extraída do
caranguejo-uçá (Ucides cordatus) possui uma temperatura inferior para a fusão e
degradação do polímero quando comparados a Pachygrapsus mamoratus e
Panulirus argus.
5.1.3 Análise Termogravimétrica (TGA)
A análise termogravimétrica (TGA) e a sua derivada (DTG) permitiu
quantificar a perda de massa envolvida durante o aquecimento da mesma, e revela
o comportamento de degradação térmica do material.
Figura 8. Análise termogravimétrica (TGA) e derivada termogravimétrica (DTG) realizada até a
temperatura a 800ºC da quitosana extraída da farinha do caranguejo-uçá (Ucides cordatus).
55
Na figura 8 pode-se observar a primeira decomposição, referente à perda
de água, que ocorreu numa temperatura de pico de 84,66 ºC, com uma perda de
massa de 13,33%, já a segunda decomposição, referente a perda do material
cabornizado, ocorreu numa temperatura de 313,18 ºC, com uma perda de massa de
40,75%. Kaya et al., (2016), extraindo quitosana do caranguejo azul (Callinectes
sapidus) observaram dois eventos térmicos para TGA e DTG, com o primeira
decomposição ocorreu em uma temperatura de até 150 ºC , com a perda de massa
de 4% e a segunda composição ocorreu em uma temperatura de 306 ºC, com uma
perda de massa de 61%, os autores relatam a perda de água para a primeira
decomposição térmica e a degradação do polímero com o seguda decomposição.
Em adição, a decomposição da quitosana não se completa em 800 ºC, notando-se
uma massa residual de 30,86%.
5.1.4 Análise de Espectroscopia no Infravermelho (FTIR)
A figura 9 demonstra a espectroscopia na região do infravermelho (FTIR)
que possibitou a interpretação dos grupos funcionais característicos da quitina e
quitosana extraída do caranguejo-uçá (Ucides cordatus).
Figura 9. Espectroscopia na região do infravermelho (FTIR) para quitina e quitosana extraída da
farinha do caranguejo-uçá (Ucides cordatus).
4500 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 5004500 4000 3500 3000 2500 2000 1500 1000 500
32603480
1312
1660
1553
Tran
smitâ
ncia
(%)
Quitosana
1380
1664
35992909
2900
1609
1378
3280
Número de onda (cm-1)
Quitina
56 Para os espectros da amostra da quitina pode-se observar na região 3480
cm-1 está associada as vibrações do estiramento axial de O-H e as regiões 3380 a
3260 cm-1 ao estiramento de N-H para o grupo amida, o qual não foi detectado no
espectro da quitosana. Mhamdi et al., (2017) observaram através da quitina
comercial para a região 3460 cm-1 as vibrações do estiramento axial O-H e para a
região 3250 cm-1 estiramento do N-H. Quando observou-se o infravermelho da
quitosana as regiões 3380 e 3260 cm-1 houve o desaparecimento devido a
desacetição do grupo acetoamino (NHCOCH3), com a transformação do grupo
amida em uma amina primária. Para a banda na região 2900 cm-1 é atribuída ao
estiramento C-H. As bandas de 1660 cm-1 são atribuídas a deformação axial do
C=O da amida I. Fernando et al., (2016) analisando a quitina do caranguejo azul
Filipino (Portunus pelagicus) encontrou a mesma banda para deformação axial do
C=O atribuído a amida I. Já a banda 1553 cm-1 é a mistura de dois modos
vibratórios, N-H no plano e o estiramento C-H, chamada de amida II. Satkauskien et
al., 2017 extraíndo quitina do (Ommatoiulus moreleti) conhecido vulgarmente como
milípede português conseguiu identificar na região 1552 cm-1 como modos
vibratórios da amida II. As bandas 1380 cm-1 esta atribuída a deformação angular
simétrica grupo CH3 e banda 1312 cm-1 as ligações C-N e C-H.
Para o espectro da quitosana para a banda 3599 cm-1 corresponde ao
O-H sobreposto com o estiramento N-H e ligações inter-hidrogênio do polissacárido,
já para região 2909 cm-1 ao estiramento C-H, como observadas por Kumari et al.,
(2015), através da quitosana extraída de escamas de pescado. Observou-se um
aumento na intensificação da região 1664 cm-1 quando comparado região 1615 cm-1,
esse aumento indica à prevalência do grupo NH2 sugerido a ocorrência da
desacetilação do grupo acetoamida presente na quitina. Kumari e Rath (2014)
observaram o mesmo comportamento extraindo quitosana de escamas de peixes
(Labeo rohit), com o aumento intensificação da banda 1655 cm-1 em relação à banda
1597 cm-1. A banda 1378 cm-1 corresponde à deformação angular simétrica do grupo
CH3. Embora os espectros do FTIR da quitina e quitosana sejam semelhantes, é
possível identifica as diferenças nas regiões atribuídas ao grupo acetomida, nas
bandas 3380 a 3260 cm-1 e 1604 a1664 cm-1.
57 5.1.5 Resonância magnética nuclear de hidrogênio (RMN 1H)
Figura 10. Resonância magnética nuclear de hidrogênio da quitosana extraída da farinha do
caranguejo-ucá (Ucides cordatus).
A resonância magética nuclear foi utilizada para determinar o grau de
desacetilação da quitosana. Na figura 11 mostra os espectros, cujo o pico na região
2,4 ppm corresponde aos núcleos de hidrogênio da metila ligado ao grupo
acetamino e o 3,5 ppm atribuído ao núcelo de hidrogênio na posição 2 do anel de
glicosamina, sendo através desses dois picos os pontos utilizados para a
determinação do grau de acetilação da quitosana extraída que foi de 8 %. Quando o
grau de acetilação é menor que 50% pode dizer que houve a transformação da
quitina em quitosana (Roberts, 1992). Já o grau de decatilação foi de 92%. Como já
mencionado para que haja a converção da quitina em quitosana é necessário que o
grau de desacetilação sejá acima de 50%, mas para ser considerada com o valor
comercial é necessário um grau em torno de 70%. No presente estudo a quitosana
possuído bom grau de desacetilação. Tanto o meio ácido como o meio alcalino pode
ser utilizado para realizar a desacetilação da quitina, mas o a escolha do meio
alcanino é devida as ligações de glicosídicas serem suscetíveis ao meio ácido (Hajji
et al., 2014).
58 5.2 Caracterização do filme de quitosana comestível
5.2.1 Permeabilidade ao vapor de água e solubilidade
Na tabela 2 pode-se observar a permeabiliade ao vapor (PVA) e solubilidade para
diferentes combinações de quitosana e glicerol na elaboração dos filmes.
Tabela 2 – Análises de Permeabilidade ao vapor de água, solubilidade dos filmes e espessura a base de quitosana 1,5% (Q 1,5%), quitosana 2,0% (Q 2,0%), quitosana (Q 2,5%), com diferentes concentrações de glicerol 0,30% (G 30%), glicerol 0,45% (G 0,45%), glicerol 0,60% (G 0,60%).
Concentrações Permeabilidade ao
vapor de água -
PVA (g/m.dia.atm)
Solubilidade
(%)
Espessura
(mm)
Q 1,5% c G 0,30% 1,59±0,14a 29,13±0,41c 0,099
Q 1,5% c G 0,45% 1,64±0,15ab 25,95±0,46b 0,099
Q 1,5% c G 0,60% 1,86±0,03bc 22,95±0,43a 0,099
Q 2,0% c G 0,30% 1,67±0,03abc 35,49±0,21fg 0,116
Q 2,0% c G 0,45% 2,05±0,14cd 44±0,48de 0,117
Q 2,0% c G 0,60% 2,23±0,03d 32,57±0,46d 0,116
Q 2,5% c G 0,30% 1,74±0,08ab 38,61±0,48h 0,137
Q 2,5% c G 0,45% 1,89±0,04bc 35,83±0,20g 0,140
Q 2,5% c G 0,60% 1,89±0,05bc 34,38±0,28ef 0,140
As médias mais o desvio padrão com letras distintas possui diferença estatistamente significativa entre si pelo teste de Tukey (ANOVA p<0,05).
O aumento 0,5% de quitosana na elaboração dos filmes de 1,5% para
2,0% possibilitou identificar uma relação direta entre concentração do polímero e
PVA. Quanto maior foi a quantidade do polímero maior era a permeabilidade ao
vapor de água para os filmes de 1,5% e 2,0 % de quitosana. Já para os filmes 2,5%
de quitosana o aumento do PVA foi reduzido. Quando analisado o nível glicerol para
os filmes de quitosana produzidos observou-se uma influência na permeablidade ao
vapor de água. Para as formulações de 1,5% e 2,0% de quitosana como o aumento
na adição de 0,3% para 0,60% de glicerol houve uma aumento na PVA com uma
diferença estatistica significativa (p<0,5). Na concentração mediana do glicerol
0,45% não afeta tanto a perda de vapor para os filmes de 1,5% e 2,0% de quitosana.
59 O caráter hidrofílico do plastificante reduz as forças intermoleculares por
cadeia polimérica da quitosana facilitando a migração de moléculas de vapor de
água e, portanto, resultar em maiores valores de permeabilidade para os filmes
produzidos. Rivero et al., (2016), observaram um aumento na permeabilidade do
vapor de água com a adição de crescente de glicerol para filmes de quitosana. Já na
concentração de 2,5% para os filmes de quitosana, não houve uma diferença
estatisticamente significativa (p<0,05) nas três concentrações de glicerol. O glicerol
aumenta a perda de água dos filmes de 1,5% e 2,0% de quitosana, mas ao analisar
os filmes de 2,5% o platificante não tem nenhum efeito sobre a permeabilidade de
vapor de água.
O glicerol é um composto orgânico com características higroscópica e
hidrofílica, que acabam afetando a permeabilidade ao vapor de água. Baron et al.,
(2017), no estudos de blendas a base de quitosana extraído de caranguejo azul
(Callinectes sapidus) e pectina extraída de laranja (Citrus sinensis Osbeck)
afirmaram que a característica higroscópica do glicerol e dos biopolímeros afetar a
permeabilidade ao vapor de água. Os biopolímeros e glicerol na formulação de
filmes comestíveis apresentam características hidrofílicas em sua estrutura devidas
há predominância de grupos funcionais como os grupos aminos, hidroxilas e
carboxila (NH3, OH-, COO-) ligadas por ligações covalentes, mas essas ligações têm
efeito positivo por tornar os filmes mais homogêneos devido a uma melhor dispersão
do polímero (ASSIS; BRITO, 2014). Para a quitosana estão presentes os grupos
funcionais hidroxilas e aminos, enquanto no glicerol estão presentes as hidroxilas.
Ao analisar a solubilidade dos filmes 1,5% e 2,5% com o aumento
crescente no valor do glicerol houve uma redução na perda do material,
conseguindo manter um maior percentual do polímero quanto maior a concentração
do glicerol com uma diferença estatisticamente signitiva (p<0,05) em todas as
concentrações estudadas. O mesmo perfil foi observado para filmes de 2,0%
quitosana mas sem existir uma diferença estatística (p<0,5) entre as concentrações
0,45% e 0,60% de glicerol. Fundo et al., (2015), estudando a solubilidade de filmes
com diferentes concentrações de quitosana e glicerol, observaram um efeito contário
ao do presente estudo, em praticamente todas as concentrações relatadas pelos
autores houve um aumento para a solubilidade com o aumento do glicerol, mas sem
existir uma relação entre o aumento da solubilidade com o aumento da quitosana.
60 Já no presente estudo o efeito foi inverso em relação adição do glicerol e
para concentração de quitosana. Para as diferentes concentrações de quitosana foi
observado uma relação direta do aumento da solubilidade com o aumento na
concentração de 0,5% do polímero. Portanto, quanto menor a concentração do
polímero menor foram os valores de solubilidade. Para adição do glicerol nos filmes
de quitosana produzidos a partir do caranguejo-uçá (Ucides cordatus) o efeito
também foi o inverso ao apresentado por Fundo et al., 2015, pois os filmes
produzidos sem adição de glicerol não possibilitaram seu estudo na presente
pesquisa devido sua alta solubilidade em água. O glicerol foi determinante na
redução da solubilidade dos filmes de quitosana, sendo necessário a administração
do glicerol para manter a solubilidade dos filmes reduzidas. Rivero et al., (2016),
ressaltaram a eficiência do glicerol como um plastificante, mas afirmaram um efeito
contrário ao encontrado no presente estudo.
5.2.2 Cor e Opacidade
Tabela 3 – Análises de cor e opacidade dos filmes a base de quitosana 1,5% (Q 1,5%), quitosana 2,0% (Q 2,0%), quitosana (Q 2,5%), com diferentes concentrações de glicerol 0,30% (G 30%), glicerol 0,45% (G 0,45%), glicerol 0,60% (G 0,60%).
Concentrações L* a* b* Opacidade%
Q 1,5% com G 0,30% 82,28±1,70a 0,76±0,07a 13,07±0,77a 21,21±0,63abd
Q 1,5% com G 0,45% 82,68±0,71a 0,71±0,08a 13,83±1,40a 20,53±0,40cd
Q 1,5% com G 0,60% 82,60±0,59a 0,72±0,05a 14,30±1,80a 20,33±0,28c
Q 2,0% com G 0,30% 81,08±0,63b 0,66±0,12a 18,17±1,26b 21,49±0,48ab
Q 2,0% com G 0,45% 81,07±0,51b 0,67±0,13a 18,44±1,12b 20,89±0,32ab
Q 2,0% com G 0,60% 80,73±0,73b 0,71±0,10a 17,36±0,82b 21,00±0,72acd
Q 2,5% com G 0,30% 79,86±1,3b 1,26±0,29b 20,25±1,42c 22,65±0,66e
Q 2,5% com G 0,45% 79,86±1,33b 1,20±0,29b 20,23±0,51c 21,16±0,92b
Q 2,5% com G 0,60% 79,92±0,66b 1,11±0,17b 20,63±0,60c 21,49±0,55ab
As médias mais o desvio padrão com letras distintas possui diferença estatistamente significativa entre si pelo teste de Tukey (ANOVA p<0,05).
A cor e opacidade dos filmes são de extrema importância para as
embalagens, pois essas propriedades podem propiciar uma boa atividade óptica no
controle da incidência de luz, mas ao mesmo tempo tem que assegurar uma
61 transparência ao produto para que o consumidor possa visualizar o alimento
(COSTA et al., 2015).
A tabela 3 apresenta os valores médios mais o desvio padrão para os
parâmentos L*, a*, b* e opacidade para filmes de quitosana em diferentes
concentrações de glicerol. As concentrações diferentes dos filmes de quitosana com
as combinações de glicerol apresentaram uma variação de 82,68 ± 0,71 a 79,86 ±
1,33 para os valores de luminosidade. Os filmes de quitosana de 1,5% apresentaram
maiores valores de luminosidade quando comparados aos filmes de 2,0% e 2,5% de
quitosana, existindo uma diferença estatisticamente significativa (p<0,05). Portanto,
filmes de 2,0% e 2,5% de quitosana possuem valores de luminosidade menores,
com isso protege mais os alimentos contra a luz penetração da luz. O aumento de
0,5% de quitosana indica uma diminuição na luminosidade, o que torna os filmes
com uma coloração mais intensa devido a uma maior concentração de quitosana.
A cor e opacidade dos filmes são de extrema importância para as
embalagens, pois essas propriedades podem propiciar uma boa atividade óptica no
controle da incidência de luz, mas ao mesmo tempo tem que assegurar uma
transparência ao produto para que o consumidor possa visualizar o alimento
(COSTA et al., 2015). Já a adição de glicerol não interferiu nos valores de
luminosidade em nenhuma das concentrações dos filmes de quitosana.
Para valores da a* (eixo verde – vermelho) na escala Cielab, para os
filmes de 2,5% de quitosana houve diferença estatística (p<0,05) em relação aos
filmes de 1,5% e 2,0%. Para os valores de a* os filmes de 2,5% de quitosana que
sofreu uma variação de 1,11 ± 0,17 a 1,26 ± 0,29, quando comparado aos filmes de
1,5% quitosana com uma variação de 0,71 ± 0,08 a 0,76 ± 0,07 e aos filmes de 2,0%
de quitosana com uma variação de 0,66 ± 0,12 a 0,71 ± 0,10, e esses valores
positivos indicam uma predominância maior para a cor vermelha. O aumento na
concentração do glicerol não proporcionou uma diferença para os valores de a* para
os filmes estudados.
Para os valores de b* (eixo azul – amarelo) houve uma tendência de
crescimento com o acréscimo de 0,5% de quitosana na elaboração dos filmes.
Essse crescimento já era esperado, devido os valores de b* indicarem a presença
da cor amarela, sendo essa, a coloração dos filmes produzidos. Portanto, quanto
62 maior a concentração da quitosana nos filmes produzidos maior era a intensidade da
cor amarelada. Para os valores de b* as três concentrações de quitosana testadas
diferenciaram estatisticamente entre si (p<0,5), apresentando valores de 13,07 ±
0,77 a 14,30 ± 1,80 para quitosana de 1,5%, 17,36 ±0,82 a 18,44 ± 1,12 para
quitosana de 2,0% e 20,23 ± 0,51 a 20,63 ± 0,60 para quitosana 2,5%.
López-Mata et al., (2017), reportaram uma redução para valores de a* em
filmes de 1% de quitosana quando comparado aos filmes de 2% quitosana, já para
os valores de b* foi encontrado o mesmo padrão do presente trabalho, com o
aumento nos valores de b* com o aumento na concentração de quitosana, mas no
entanto essa diferença não foi tão significitiva como a encontrada no presente
trabalho. O glicerol não influenciou para os valores de b*.
Os valores de opacidade praticamente não diferem entre si, sendo
observado maior valor de opacidade para o filme quitosana de 2,5% com 0,3% de
glicerol com valor de 22,65 ± 0,66 quando comparado às todos os filmes estudados.
Souza et al., (2017), reportaram que a opacidade do filmes de quitosana é
influenciada através de suas características devido a cor opaca e densa. Quanto
maior a opacidade dos filmes, menor a quantidade de luz que atravessa o filme
funcionando como uma barreira para controlar a incidência de luz para os produtos
alimentares.
63 5.2.3 Propriedades Mecânicas
Tabela 4 – Análises propriedades mecânicas dos filmes a base de quitosana 1,5% (Q 1,5%), quitosana 2,0% (Q 2,0%), quitosana (Q 2,5%), com diferentes concentrações de glicerol 0,30% (G 30%), glicerol 0,45% (G 0,45%), glicerol 0,60% (G 0,60%).
Concentrações Tensão na ruptura – TR
(MPa)
Deformação na ruptura - DR
(%)
Q 1,5% c G 0,30% 7,71±0,67c 49,90±4,51abc
Q 1,5% c G 0,45% 1,72±0,06a 58,48±8,13bc
Q 1,5% c G 0,60% 1,73±0,22a 71,64±4,91d
Q 2,0% c G 0,30% 10,96±0,41e 43,61±3,92ab
Q 2,0% c G 0,45% 10,89±1,07de 48,16±1,46abc
Q 2,0% c G 0,60% 4,86±0,87b 73,91±8,63d
Q 2,5% c G 0,30% 28,88±1,31g 37,59±4,50a
Q 2,5% c G 0,45% 23,11±1,33f 44,09±4,67ab
Q 2,5% c G 0,60% 9,14±0,73cd 44,69±4,48ab
As médias mais o desvio padrão com letras distintas possui diferença estatistamente significativa entre si pelo teste de Tukey (ANOVA p<0,05).
Várias são as estratégias para melhorar as propriedades mecânicas dos
filmes comestíveis a base de quitosana, como a adição de plastificante
(GIANNAKAS et al., 2016). Como a quitosana forma filmes quebradiços e com baixa
resistência mecânica, é necessário à adição de um plastificante para melhorar essas
propriedades e permitir a sua utilização na produção de filmes para embalagens
(FIORI et al., 2014).
Na tabela 4 pode ser observado que o aumento na concentração do
glicerol proporcionou uma redução nos valores de tensão na ruptura para os filmes
de quitosana analisada. Para filmes 1,5% de quitosana com de glicerol houve uma
redução no valor de tensão ruptura (TR) com adição crescente de glicerol obtendo
menor valor para maiores concentrações do plastificante. Já para os filmes 2,0% de
quitosana observou-se o mesmo efeito para redução da tensão na ruptura com o
aumento na concentração do glicerol, sendo mais significativa para adição de 0,6%.
64 Os maiores valores de tensão de ruptura foram encontrados para os
filmes de 2,5% de quitosana. No geral quanto maior a concentração do polímero
maior eram os valores da tensão de ruptura. Para os filmes de 2,5% houve uma
redução para os valores de TR com uma diferença estatisticamente significativa
(p<0,05) para os três níveis de glicerol 0,30%, 0,45% e 0,60%. Silva et al., (2016),
descreveram a mesma situação para adição de 0,2% de glicerol em filmes de 1% de
quitosana, com uma redução nos valores de tensão na ruptura de 49,04 PMa para
12,36 PMa, os autores ainda ressaltaram que o plastificante modificar as interações
inter e intramolecular da quitosana, interferindo na redução da atração
intermolecular.
Para a deformação na ruptura (DR), observou-se um aumento para os
filmes de 1,5% de quitosana com adição dos três níveis de glicerol testados, quanto
maior concentração do glicerol melhor era a capacidade de alogamento para os
filmes estudados. O mesmo se observou quando analisado os filmes de 2,0% de
quitosana para o aumento deformação na ruptura com adição crescente do glicerol,
obtendo o maior valor para adição de 0,6% de glicerol que foi de 73,91 ± 4,91%.
Para os filmes de 1,5% e 2,0% de quitosana o glicerol aumentou a deformação na
ruptura. Sabe-se que a principal função do plastificante é melhorar a flexibilidade e
estrutura do polímero, pois é conhecido que os plastificantes são matérias de baixo
peso molecular, e essa característica facilita a interação do plastif icante com os
polímeros, devido à ocupação dos espaços intermoleculares da cadeia do polímero
o que causa a redução das forças secundárias entre eles (JARAMILHO et al., 2016).
Já para os filmes 2,5% de quitosana não foi observado uma diferença
estatisticamente significativa (p<0,05) para os três níveis de glicerol estudado.
Debandi et al., (2016), no estudo da deformação na ruptura de filmes de 3% de
quitosana, observaram para deformação de ruptura um aumento de 4,5% para 71,
5% com aplicação de 0,5% de glicerol, resultado similares ao encontrado na
presente pesquisa principalmente em relação aos filmes de 1,5 e 2,0% de quitosana
com aplicação de 0,6% de glicerol. Ren et al., (2017), relataram que a adição de
glicerol aumentou o alongamento na ruptura e diminuiu a resistência a tração dos
filmes a base de quitosana. Bem é sabido que o plastificante tem a função de
aumentar o alogamentos dos filmes, mas existir um efeito inverso em relação à
tensão na ruptura.
65 Quanto maior a concentração de quitosana para os filmes produzidos
maiores foram valores de TR e menores para DR. Resultados similares foram
observados em relação ao aumento nos valores deformação da ruptura e diminuição
nos valores de tensão na ruptura com aumento de 0,5% na concentração para os
filmes de quitosana (MOHORAMED et al., 2013).
5.2.4 Atividade antimicrobiana
Atualmente vários estudos estão sendo realizados para comprovar a
atividade microbiana da quitosana para aplicação em alimentos, tanto para manter a
sua qualidade como para prolongar o tempo de prateira.
Tabela 5. Atividade antimicrobiana através do método de difusão de disco para as concentrações de quitosana de 1,5%, 2% e 2,5% e o glicerol (puro) para bactérias Gram positivas (Staphylococcus aureus e Vibrio parahaemolyticus) e Gram negativas (Escherichia coli e Salmonella entérica).
Concentrações
halo de inibição em (mm)
Staphylococcus
aureus
ATCC 25923
Vibrio
parahaemolyticus
IOC 18950
Escherichia
coli
ATCC 25922
Salmonella
entérica
ATCC 13076
Quitosona 1,5% 16,22 14,11 16,5 14,28
Quitosana 2,0% 16,02 14,08 15,9 11,65
Quitosana 2,5% 15,99 13,98 12,33 9,8
Glicerol (Vetec) 0 0 0 0
Na tabela 5 estão dispostas as quantificações do halo de inibição para as
cepas-padrão. A formação de um halo transparente, como pode ser visualizada na
figura 10, indica resultado positivo, ou seja, ação antimicrobiana das soluções
filmogênicas de quitosana.
Para as cepas de Staphylococcus aureus pode-se verificar que houve
uma redução no diâmentro com o aumento na concentração de quitosana. O mesmo
perfil foi encontrado para cepas de Vibrio parahaemolyticus com uma formação de
zona de inibição um pouco menor do que a encontrada por cepas de
Staphylococcus aureus. Hajji et al., (2015), relataram resultado positivo na atividade
66 antimicrobiana para Staphylococcus aureus (ATCC 25923) com a quitosana extraída
a partir de três espécies diferentes organismos aquáticos, o camarão (Penaeus
kerathurus), o caranguejo (Carcinus mediterraneus) e a sépia (Sepia officinalis).
Para 5% de revestimento de quitosana, os autores obteveram os seguintes valores
para zonas de inibição: a sépia apresentou 14 mm, o caranguejo 12 mm e 9 mm
para o camarão. Além das zonas de inibições serem menores quando comparadas
as da quitosana extraída do caranguejo-uçá, a menor concentração de quitosana já
foi mais eficiente no controle da atividade antimicrobiana.
Para cepas de Escherichia coli houve um crescimento na formação da
zona de inibição com a redução na concentração das soluções filmogênicas de
quitosana. As cepas de Salmonella entérica também demonstraram o mesmo
comportamento das cepas de Escherichia coli citadas anteriormente. Remya et al.,
(2016), não conseguiram encontrar uma atividade antimicrobiana para mesma
cepas-padrão de Staphylococcus aureus e Escherichia coli na concentração de 1,5%
de quitosana. Foi apenas observada uma zona de inibição quando houve a adição
de óleo de essencial de gengibre. Os autores relataram que para a maior
concentração utilizada desse óleo (0,3%) foi verificada uma zona de inibição de
14,50 mm para Staphylococcus aureus e 4,5 mm para Escherichia coli.
A atividade antimicrobiana é influenciada pelo grau de desacetilação. Na
literatura várias explicações relacionam a atividade antimicrobiana com o grupo
amino presente na quitosana. A protonação deste grupamento provoca a lise da
parede celular bacteriana que é carregada negativamente e quanto maior o grau de
desacetilaçação maior será a quantidade de grupo amino livre na molécula. A
quantidade de grupo amino (–NH3+) carregada positivamente tem um efeito na
atividade antimicrobiana da quitosana (CRUZ-ROMERO et al., 2013). A atividade
antimicroniana cresce com o aumneto no número do grupo amino presente na
molécula da quitosana devido ao aumento a carga positiva do polímero (MOHY
ELDIN, 2012). Além do grau de desacetilação da quitosana o peso molecular e o pH
também estão relacionados com a atividade antimicrobiana. Chag et al., (2015)
relataram que em pH ácido (5,0 e 6,0) houve um aumento da atividade na
antimicrobiana com o aumento do peso molecular. Já para o pH neutro (7,0) o efeito
foi inverso, ou seja, quanto menor o peso molecular da quitosana maior era atividade
antimicrobiana. O efeito da atividade antimicrobiana em relação ao peso molecular
67 proposto é que a quitosana com o baixo peso molecular, após a quebrar da parede
celular bacteriana entra em contato com o DNA ou RMA ligando-se os mesmos com
inibição da síntese do ácido nucleico (JENNINGS e BUMGARDERDNER, 2017).
As soluções filmogênicas de quitosana apresentaram uma maior atividade
antimicrobiana para as cepas Gram positivas quando comparadas as Gram
negativas. A estrutura da parede celular das bactérias Gram negativas e Gram
positivas são diferenciadas, pois a parede celular das Gram positivas é constituída
de peptidoglicano em uma maior proporção em relação às Gram negativas, mas as
Gram negativas apresentam uma membrana mais externa rica em glicolipídeo e
glicoproteína. Hoog, 2005 confirma uma maior proporção para de peptiglicano na
parede celular das bactérias Gram positivas, mas resalta uma membrana mais
externa rica de lipopolissácarideo e proteínas para as bactérias Gram negativas.
Essa característica pode sugerir uma maior resistência à ação bactericida ou
bacteriostática da quitosana para as Gram negativas em relação às Gram positivas.
Figura 11. Representação da atividade microbiana nas placas de petri para soluções filmogênicas de quitosana de 1,5%, e 2,0% e 2,5%.
68 5.2.5 Custo de produção para cada solução de revestimento
Tabela 7. Custo de produção das soluções de revestimento produzido a partir do caranguejo-uçá.
Revestimento Litros Preco R$
1,5 % 1 8,75
2,0 % 1 11,67
2,5% 1 14,59
Sem considerá os gastos com energia elétrica e água.
Para produzir 15 g de quitosana do caranguejo-uçá existir um gasto de
87,54 reais em escala laboratorial. Os custos podem ser reduzidos em uma escala
comercial encontrando uma forma de aperfeiçoar a extração e aquisição de
reagentes com preços mais baratos. Ao analisar a tabela 6, pode-se observado que
as soluções de 1 litro de revestimentos não se tornam muito caro para produzir-los,
podendo o preço ser ainda mais diluído ao revestir os produtos alimentícios sem
afeta tanto o preço final para o consumidor e mesmo tempo um ganho com o
aumento no tempo de prateira do produto.
5.2.6 Determinação do coeficente de espalhamento dos revestimentos de quitosana
A tensão superficial através de reagentes puros (água, formamida e
tolueno) para as postas de serra (Scomberomorus brasiliensis) foi realizada com o
intuito de se verificar a tensão superficial do pescado para posterior escolha da
solução de revestimento de quitosana que melhor se aderaria a supefície do
pescado.
69 Tabela 7. Coeficiente de espalhamento (Ws) para o teste de diferentes concentrações de quitosana e glicerol.
Solução Quitosana (w/v) Glicerol (w/v) Ws (mN/m)
1 1,5% 0,30% -27,31±6,13a
2 1,5% 0,45% -16,86±2,66cd
3 1,5% 0,60% -15,18±6,30cd
4 2,0% 0,30% -24,33±6,52ab
5 2,0% 0,45% -14,30±5,17cd
6 2,0% 0,60% -11,72±4,56d
7 2,5% 0,30% -21,06±6,34abc
8 2,5% 0,45% -17,98±6,16bc
9 2,5% 0,60% -15,17±2,10cd
As médias mais o desvio padrão com letras distintas possui diferença estatistamente significativa
entre si pelo teste de Tukey (ANOVA p<0,05).
De acordo com Zisman (1964) a superfície de um sólido precisa ter uma
tensão superficial abaixo de 100 mN/m. No presente estudo a tensão superficial da
superfície da posta de serra foi de 62,03 mN/m, indicando que ela é de baixa energia
e podendo portanto, ser aplicado o ângulo de contato para a determinação do
coeficiente de espalhamento (WS).
Na tabela 7 estão dispostos os coeficentes de espalhamento para nove
soluções de revestimento de quitosana testadas. Foi observado quanto maior a
concentração de glicerol melhor foi a molhabilidade. Para as soluções de
revestimento de quitosana de 1,5% com o aumento na concentração de 0,30%,
0,45% e 0,60% de glicerol, houve um aumento nos seguintes valores de W s
respectivamente: -27,31 mN/m para -16,86 mN/m e -15,18 mN/m. Nas soluções de
revestimento 2,0% de quitosana o aumento nas concentrações do plastificante
proporcionaram as mesmas reduções para o coefeiciente de espalhamento, sendo
observado como o melhor coeficiente para solução de revestimento de 2,0% com
0,6% de glicerol que foi -11,72 ±4,56 mN/m. Já para as soluções de revestimento
2,5% de quitosana com as concentrações crescentes do glicerol foi observado o
mesmo perfil das soluções de 1,5% e 2,0%.
70 Alcântara (2015), afirmou para o coeficiente de espalhamento uma
redução nos valores para soluções de revestimento de quitosana nas concentrações
1,0% e 2,0% aumento do glicerol para superfície de camarão (Litopenaeus
vannamei), portanto o efeito inverso encontrado na presente pesquisa com posta de
serra. O autor enfatizar resultado semelhante quando estudou soluções de
revestimento de 1,5% de quitosana com aumento crescente do glicerol. Pinnheiro et
al., (2010), afirmaram que a concentração de quitosana e de plastificante (glicerol ou
sorbital) dimimuen o coefiente de espalhamento. O mesmo pode ser dito ao analisar
os valores obtidos para as soluções de revestimento de quitosana com as diferentes
concentrações de glicerol.
Quanto mais próximo de zero for o coeficiente de espalhamento, maior a
capacidade da solução filmogênica de revestir o pescado. Por esse motivo, a
escolha da solução de quitosana com o nível de glicerol empregado foi determinada
com o valor que mais se aproximou de zero. De acordo com dados obtidos para as
soluções de quitosana optou-se pela solução 6, mesmo sabendo que a solução 6
não difere (p<0,05) quando comparada as soluções de 2, 3, 5 e 9. A concentração
do revestimento de quitosana que foi utilizada para o revestimento das postas de
serra (Scomberomorus brasiliensis) foi de 2,0% de quitosana com 0,60% de glicerol.
5.3 Análises das postas de serras congeladas
5.3.1 Determinação da perda de peso, perda revestimento e perda de glaze das
postas de serra
5.3.1.1 Perda de peso das postas de serra
A figura 12 demonstra a perda de peso para o grupo Controle das postas
de serra (Scomberomorus brasiliensis) congeladas a -18ºC no período de 180 dias.
71 Figura 12. Perda de peso para grupo controle das postas de serra (Scomberomorus brasiliensis) estocada congelada a -18 ºC por um período de 180 dias.
Cada coluna representa a média ± o desvio padrão de sete das amostras de posta de serra. Letras distintas possui diferença estatistamente significativa entre si (teste de Tukey, p<0,05).
A perda de água, é um dos indicadores físicos importantes para avaliar a
qualidade do peixe, não só por afetar a textura, a aparência e o sabor, mas também
é de grande importância econômica, já que o peixe é vendido por peso (HUFF-
LOBERGAN; LONERGAN, 2005). Para o primeiro dia foi observada uma perda de
peso de 0,88%, e essa perda de peso tornou-se crescente até os 180 dias de
análise, mas só foi possível verificar uma perda de peso significativa (p<0,05) a partir
dos 150 dias que foi de 1,13%, permanecendo com a diferença aos 180 dias de
1,66% em relação ao peso inicial. Soares et al., (2015), afirmaram que a baixa perda
de peso dos filés de salmão pode ser explicada devido ao controle efetivo da
temperatura de armazenamento. A perda de peso por conta da desidratação sofrida
pelo os alimentos é dependente do tipo de freezer onde estes alimentos são
armazenados (JOHNSTON et al., 1994). No presente trabalho a perda de peso foi
crescente no período em que as postas de serra (Scomberomorus brasiliensis)
permaceram em armazemamentos. Ao final do experimento (180 dias) pode-se
verificar uma perda de peso menor que 2% do peso incial das postas de serra
congeladas.
0 0,2 0,4 0,6 0,8 1 1,2 1,4 1,6 1,8 2 1 dia 30 dias 60 dias 90 dias 120 dias 150 dias 180 dias Perca de peso (%) Tempo de estocagem -18 ºC (dias) a ab ab ab bc c c
72 5.3.1.2 Perda de revestimento e perda de glaze das postas de serra
A perda de glaciamento ou revestimento de quitosana é uma análise
muito importante na manutenção da qualidade das postas de serra (Scomberomorus
brasiliensis).
A taxa de absorção inicial do revestimento de quitosana foi 10,85%,
enquanto a do glaciamento foi de 6,66%. A taxa de absorção do glaze pode variar
de 4 a 10% em alimentos congelados. Essa taxa de absorção vai depender do
produto glaceado. Entretanto esta variação pode variar de 2 a 20% e em alguns
extremos os produtos de origem marinha podem chegar a uma taxa de 25 a 40%.
Porém os valores entre 6 a 10% para filés de pescado são normalmente adequados
para proteção contra a desidratação e a oxidação na perda da qualidade no período
de armazemamento de pescado congelado (POPELKA et al., 2012). A taxa de
absorção de revestimento de quitosana no referido estudo foi superior a do
glaciamento.
Figura 13. Perda de revestimento da quitosana de 2% com 0,6% de glicerol e glaze nas postas de serra (Scomberomorus brasiliensis) estocada a -18 ºC por um período de 180 dias.
Cada coluna representa a média ± o desvio padrão de sete das amostras de posta de serra revestida e glaceada. Letras minúsculas distintas representam uma diferença estatisticamente signicativa para o mesmo dia entre o revestimento e glace e letras maiúsculas distintas representam a diferença estatisticamente signifivativa entre os dias e a coluna de mesma cor (teste de Turkey, p<0,05).
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 30 dias 60 dias 90 dias 120 dias 150 dias 180 dias Perda de revestimento e glaze (%) Tempo de estocageem -18 ºC (dias) Glaze Quitosana a a a a a a a b a b a b A AB B BC C C A AB AB AB AB B
73 Na figura 13 pode-se observar que a perda de revestimento é bem inferior
a do glaciamentos realizado nas postas de serra. Desde aos 30 dias a perda de
revestimento de quitosana é menor que a perda de glaciamento, mas é a partir dos
120 dias de estocagem que a perda de revestimento de quitosana sobrassaiu em
relação ao glaciamento podendo ser identificado uma diferença estatística
significativa (p<0,05) até os 180 dias, com uma perda de 4,41% para revestimento
de quitosana e com e 7,24% para glaciamento aos 180 dias de estocagem. A perda
de glaciamento é praticmante o dobro da perda do revestimento de quitosana ao
final das análises.
O revestimento de quitosana além de apresenta uma maior taxa de
absorção nas postas de serra (Scomberomorus brasiliensis) também apresentou
uma menor perda de revestimento quando comparado ao da perda de glaciamento.
Soares et al., (2013), observaram resultados maiores para a perda do glaciamento
em relação a perda de revestimento de quitosana, mas essas perdas não diferiram
estatisticamente entre si. Os autores ressaltaram uma menor perda de revestimento
de quitosana devido a reologia (ramo da ciência que estuda as deformações e
escoamento da matéria) da quitosana no filé de salmão (Salmo salar) quando
comparado com a água. A perda de revestimento de quitosana em relação aos dias
de estocagem praticamente não diferiu estatisticamente (p<0,05). O mesmo ocorreu
para a perda de glaze.
5.3.2 Análises das proriedades físico-químicas das postas de serra
5.3.2.1 pH
O pH é um parâmetro físico-quimico muito utilizado na avaliação de
pescados na indicação do índice de frescor.
74 Figura 14. O pH do músculo de posta de serra (Scomberomorus brasiliensis) para o
grupo controle, glaze e revestimento de quitosana de 2% com 0,6% de glicerol estocada a -18 ºC por
período de 180 dias.
Cada coluna representa a média ± o desvio padrão de do controle, glaze e revestimento de quitosana. Letras minúsculas distintas representam uma diferença estatisticamente significativa para o mesmo dia para o grupo controle, glace e revestimento de quitosana. Letras maiúsculas distintas representam a diferença estatisticamente significativa entre os dias e a coluna de mesma cor (teste de Turkey, p<0,05).
Na figura 14 o pH das postas de serra (Scomberomorus brasiliensis) do
primeiro dia até o trigésimo dia não foi verificada uma diferença para os grupos
Controle, Glaciamento e o de Revestimento de quitosana. Os valores de pH até o
trigésimo dia permaneceram respectivamente 6,71, 6,71 e 6,70. Segundo He; Xiao
(2016), o pH inicial do pescado varia ente 6 e 7, e essa variação é depedente da
espécie do peixe analisada, da sua alimentação, do período da estação do ano, da
alta atividade de estresse na captura e do tipo de músculo do pescado.
Nos 60 dias ocorreu um aumento nos valores do grupo Controle em
relação ao do Glaciamento e ao do Revestimento de quitosana, sendo observada
uma diferença significativa (p<0,05). Esse perfil de aumento no pH do grupo
Controle em relação ao do Glaciamento e do Revestimeto de quitosana se repetiu
até os 120 de estocagem com valores respectivos de 7,4, 7,23 e 7,14. Somente aos
120 dias de estocagem é que foi detectada uma diferença (p<0,05) entre o grupo
Controle, o do Glaciamento e o do Resvetimento de quitosana. Aos 180 dias de
5,8 6 6,2 6,4 6,6 6,8 7 7,2 7,4 7,6 7,8 1 dia 30 dias 60 dias 90 dias 120 dias 150 dias 180 dias pH Tempo de estocagem -18 ºC (dias) Controle Glaze Quitosana a a a a a a a a b b b b b b b b a a a c c A B C CD D D D A B C CD CD E DE A B C C C C C
75 armazemanento o grupo Controle apresentou 7,57; o do Glaciamento foi de 7,36 e o
de Revestimento de quitosana foi 7,17.
A queda no pH inicial pode estar associada ao acúmulo do ácido lático
devido a degradação do ATP durante o processo de glicólise anaeróbica no estágio
de rigor. Enquanto o aumento do pH está ligado com a formação de aminas
biogênicas e amônia produzida por enzimas endógenas ao pescado ou por ação de
micro-organsimos (LIU et al., 2013). O Regulamento da Inspeção Industrial e
Sanitária de Produtos de Origem Animal (RIISPOA) estabelece limites máximos de
pH de 6,5 para parte interna do pescado fresco (BRASIL, 1997). Todas os
tratamentos empregados apresentarão valores acima do permitido para os valores
do pH após os sessenta dias.
Entre os tratamentos empregados o Revestimento de quitosana
prevaleceu em relação ao do Glaciamento e o do grupo Controle, sendo evidente
principalmente aos 150 dias de estocagem. Soares et al., (2015) estudaram o efeito
do glaze e revestimento de quitosana para manter o frescor em filés de salmão
(Salmo salar) congelado. Eles não encontraram diferença estatística significativa
para aplicação dos dois tratamentos em relação ao grupo Controle aos cento e
oitenta dias de estocegem. Os valores encontrados pelos autores aos quarenta dias
já sugeria que os filés de salmão estavam impróprios para o consumo de acordo
com a legistalção brasileira.
Quando analisado o pH por cada tratamento em comparação aos dias de
estocagem, obervou-se que para o grupo Controle houve uma queda em relação ao
primeiro dia até os trinta dias. Já para os 60 dias até os noventa dias de estocagem
o pH aumentou com uma diferença estatisticamente significativa (p<0,05), porém
nos noventa dias até os cento e oitenta dias não houve uma diferença. Para o
Glaciamento e Revestimento de quitosana apresentaram o mesmo perfil de queda
inicial do pH, mas não houve diferença (p<0,05) no cresimento do pH a partir do 60
dias até os 180 dias para esses dois tratamentos
O Revestimento de quitosana apresentou menores valores para o pH nas
postas de serras (Scomberomorus brasiliensis), conforme a comparação entre os
grupos aplicados, e também para os dias de estocagem. Yu et al., (2017) afirmam
que o revestimento de quitosana reduz a formação de compostos alcalino com a
76 inibição da deteriorização por microbiana, com valores de pH mais baixo quando
comparados a pescado sem aplicação de revestimento base de quitosana.
Como já mencinado, de acordo com (RISPOA) os valores de pH a partir
dos 60 dias estão acima do pertimido para legislação brasileira. Silva et al., (2016)
relataram a importância do pH como sendo uma análise físico-química bastante
importante na determinação da qualidade do frescor do pescado. Porém os autores
ressaltam que esse parâmetro não deve ser usado de forma isolada para avaliação
de pescados.
5.3.2.2 Nitrogênio das bases voláteis totais
Para a comercialização de produtos torna-se necessário levar em
consideração a qualidade inicial da matéria-prima, tanto para importação quanto
para venda no mercardo interno. Deve-se ter ainda mais atenção com os pescados
de origem marinha, já que possuem uma maior tendência de deterioração devido
aos seus componentes químicos. Um dos parâmetros muito utilizados na avaliação
da qualidade do pescado é a análise do nitrogênio das bases voláteis totais
(ELMASRY et al., 2016). A produção das bases voláteis totais se dá pela ação de
enzimas endógenas do pescado e/ou por ação bacteriana. Isso causa a perda do
frescor e o aparecimento dos primeiro sinais de putrefação do peixe (OLIVEIRA et
al., 2014).
77 Figura 15. Nitrogênio das bases voláteis (N-BVT) do músculo de posta de serra (Scomberomorus brasiliensis) para o grupo controle, glaze e revestimento de quitosana de 2% com 0,6% de glicerol estocada a -18 ºC por período de 180 dias.
Cada coluna representa a média ± o desvio padrão de do controle, glaze e revestimento de quitosana. Letras minúsculas distintas representam uma diferença estatisticamente significativa para o mesmo dia entre o controle, glaze e revestimento de quitosana e letras maiúsculas distintas representam a diferença estatisticamente significativa entre os dias e a coluna de mesma cor (teste de Turkey, p<0,05).
Os valores detectados de nitrogênio de base volátil total (N-BVT) do
presente estudo encontram-se na figura 15. No primeiro dia não foi detectada uma
diferença para as posta de serra (Scomberomorus brasiliensis) do grupo Controle
em relação ao do Glaze e do Revestimento de quitosana. Foi identificada uma
diferente estatistica significativa (p<0,05) no trigésimo dia de estocagem até os 150
dias. Esse perfil modificou-se nos 180 dias de estocagem, pois o grupo Controle e o
Glaze não apresentaram diferença, mas essa diferença foi evidente para o
revestimento de quitosana. Já quando se comparou o Glaciamento com o
Revestimento de quitosana identificou-se uma diferença significativa (p<0,05) aos 30
dias e aos 90 dias de estocagem. Essa diferença se tornou bem evidente aos 180
dias de estocagem quando os valores foram bem menores quando se comparou os
do Glaciamento e os do Revestimento de quitosana.
Soares et al., (2017), ao pesquisarem revestimento de quitosana e
glaciamento em filés de salmão em um período de 180 dias de estocagem,
relataram valores baixos para N- BVT. Os valores de N-BVT encontrados por esses
autores permaneceram em torno de 10 mg N-BVT/ por 100g do pescado em 180
0 1 2 3 4 5 6 7 8 1 dia 30 dias 60 dias 90 dias 120 dias 150 dias 180 dias N-BVT mg/ 100g do músculo de serra Tempo de estocagem -18 ºC (dias) Controle Glaze Quitosana a a a a b c a b b D a b c a a a b b b b a c A BC BC CD CD E A B B B B B C
78 dias de estocagem a -18 ºC. Não foi identificada uma diferença significativa entre o
glaciamento e o revestimento de quitosana. Os autores enfatizaram que os valores
baixos de N-BVT encontrados na referida pesquisa foi devido às boas condições de
frescor inicial dos filés de salmão e a temperatura ideal para a conservação do
pescado analisado. O presente trabalho com as postas de serra também foi possível
identificar o mesmo padrão em relação aos baixos valores de N-BVT, mas houve um
diferencial no presente estudo, principalmente aos 180 dias de estocagem, quando
foi identicado uma diferença mais evidente para valores analisados em relação ao
Revestimento de quitosana quando comparado ao Glaciamento.
Para analise do grupo controle em relação ao dias de estocagem,
observou-se que para os 30 dias até os 150 dias de estocagem não houve uma
diferença, sendo que o mesmo ocorreu para as postas de serra glaciadas nos 30
dias e nos 150 dias. Essa diferença tornou-se signigicativa (p<0,05) aos 180 dias de
armazenamento, tanto para o grupo Controle como para o do Glaciamento. Um fato
positivo foi o controle no crescimento nitrogênio das bases voláteis totais relação às
postas de serra Revestidas com quitosana no período de estocagem. Os 180 dias
de armazenamento não foram suficientes para se observar grandes mudanças no
frescor das postas de serras para com os tratamentos elaborados no presente
estudo. Já que os valores de N-BVT foram valores muito baixos, sendo detectados
6,35 mg N-BVT/100 g músculo para o grupo Controle, 5,97 mg N-BVT/100 g para o
glaciamento e 1,68 mg N-BVT/100 g músculo para o Revestimento de quitosana.
Segundo Ogawa; Maia (1999) o pescado com valores entre 5 e 10 mg N-
BVT/100 g no músculo do pescado são considerados pescados frescos. Diante do
exposto, pode-se concluir que todos os tratamentos avaliados encontram-se em
ótimo estado de frescor até o último dia de estocagem em congelamento. Pois para
serem considerados impróprios para o consumo os valores devem estar acima de 30
mg N/100 g para peixes inteiros e eviscerados, excluídos os elasmobrânquios,
segundo a Secretaria da Defesa Agropecuária do Ministério da Agricultura, Pecuário
e Abastecimento DAS/MAPA (Gonçalves 2011). Embora os valores de N-BVT se
encontrando abaixo do permitido, os de valores detectados no grupo do
Revestimento de quiosana ainda foram bem mais baixos que os que foram tratados
apenas com o Glaciamento.
79
5.3.2.3 Determinação de substâncias reativas ao ácido tiobabitútico (TBARS)
Um dos métodos clássicos para a mensurar a oxidação em alimentos é a
determinação de susbstâncias reativas ao ácido tibabitúrico (TBARS). O teste do
ácido tibabitúrico (TBA) quantifica o malonaldeído (MDA), um dos principais produtos
de decomposição dos hidroperóxidos de ácidos graxos poliinsaturados, formado
durante o processo oxidativo o MDA, que é um dialdeído de três carbonos, com
grupos carbonilas nos carbonos C-1 e C-3. Ao se optar pelo teste de TBA, deve-se
conhecer a composição dos ácidos graxos do alimento em análise, uma vez que o
teste mede a extensão da oxidação de lipídios com três ou mais duplas ligações.
Esta análise é considerada de grande importância na avaliação de pescados
(OSAWA et al., 2005).
Figura 16. Substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico do músculo de posta de serra (Scomberomorus brasiliensis) para o grupo controle, glaze e revestimento de quitosana de 2% com 0,6% de glicerol estocada a -18 ºC por período de 180 dias.
Cada coluna representa a média ± o desvio padrão de do controle, glaze e revestimento de quitosana. Letras minúsculas distintas representam uma diferença estatisticamente significativa para o mesmo dia entre o controle, glaze e revestimento de quitosana e letras maiúsculas distintas representam a diferença estatisticamente significativa entre os dias e a coluna de mesma cor (teste de Turkey, P < 0,05).
Durante o armazenamento de produtos congelados, principalmente o
pescado de origem marinha, pode ocorrer o desenvolvimento de uma secagem
0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 1 dias 30 dias 60 dais 90 dias 120 dias 150 dias 180 dias TBARS (mg de malonaldeído/ Kg do músculo de posta de serra) Tempo de estocagem -18 ºC (dias) Controle Glaze Quitosana a a b a a a b b a a a a a b b b b b b b b A A B B B C C
80 superficial e por consequência uma desidratação, o que leva a queimadura pelo frio,
tal fato pode afetar a qualidade do alimento devido a oxidação gerada e a
consequente formação de um gosto de ranço (ÇOBAN et al., 2013).
Na figura 16 pode-se observar a eficiência do Glaciamento e do
Revestimento de quitosana para proteção do pescado contra a oxidação lipídica. O
grupo Controle não apresentou diferença quando comparado ao Glaciamento e o
Revestimento de quitosana até 30 dias. Só no primeiro dia os valores de
malonaldeído no Revestimento de quitosana diferem do Glaciamento e do grupo
Controle. Após 60 dias o Glaciamento e o Revestimento de quitosana sobressai em
relação ao Grupo controle até 180 dias de uma forma crescente, com uma diferente
significativa (p<0,05). A oxidação é uma causa importante na deterioração da
qualidade de pescado congelado de origem marinha, pois o músculo do peixe torna-
se susceptível a oxidação durante o período em que permanace congelado devido à
abundância de ácidos graxos poli-insaturados presentes na carne do pescado
(OJAGH et al., 2014).
Quando comparado o revestimento de quitosana com o glaciamento os
valores de malonaldeído foram inferiores aos encontrados para o glaciamento,
porém não houve uma diferença. Aos 180 dias os grupos Controle, Glaciamento e
Revestimento de quitosana apresentaram respectivamente 3,10 mgMDA/kg do
pescado, 1,17 mgMDA/kg do pescado e 0,84 mgMDA/kg do pescado. Connell
(1990) afirma que valores entre 1 a 2 mgMDA/kg do pescado é o desejado para
peixe. Somente o grupo Controle ficou acima do valor permitido aos 150 dias de
estocagem. Tanto o Revestimento de quitosana como o Glaciamento são técnicas
utilizadas para diminuir o processo de oxidação sofrido durante o armazenanto de
produtos congelados. Soares et al., (2016) reforçam a questão de um bom
glaciamento para redução da perda de qualidade do pescado no período em que
permanece congelado. a quitosana é conhecida pela sua atividade antioxidante,
tanto que a produção do malonaldeído quando comparado o Revestimento de
quitosana ao Glaciamento os valores são inferiores aos 60 dias até os 150 dias de
estocagem.
Quando analisado o tempo de estocagem para o grupo Controle do
primeiro aos 30 dias não foi detectada uma diferença, em relação ao tempo de
81 estocagem com a produção do malonaldeído. Mas os valores de manonaldeído
tornam-se crescente em relação aos 60 dias até os 180 dias. O que pode ajuda a
reduzir a oxidação em peixes é o armazenamento em baixa temperatura e/ou utilizar
embalagens adequadas, sendo muito comumente empregado filmes plásticos
envolvendo os recipientes termoformados para o armazenamento do produto, no
entanto, o pescado ainda acaba sofrendo com a deteriorização química mesmo com
condições de baixas temperaturas e armazenamento adequado (HASSOUN e
KAROUNI, 2015). Já para o Revestimento de quitosana e o de Glaciamento não
houve diferença estatisticamente significativa (p<0,05) para produção de
malnaldeído em relação ao tempo de estocagem.
82 5.3.3 Análise da proriedade microbiana das posta de serra
5.3.3.1 Análise microbiologica
Tabela 8 – Logaritmo da Média dos valores das Unidades Formadoras de Colônias das bactérias psicrotróficas, em função do tempo de congelamento, encontradas no músculo de serra (Scomberomorus brasiliensis) para o grupo controle, glaze e revestimento de quitosona 2% com 0,6% de glicerol.
Tempo Tratamento Músculo (UFC/g)
1 dia
Controle 5,09
Glaze 5,08
Quitosana 4,92
30 dias
Controle 5,93
Glaze 5,29
Quitosana 5,06
60 dias
Controle 6,9
Glaze 5,34
Quitosana 5,22
90 dias
Controle 5,53
Glaze 5,1
Quitosana 4,96
120 dias
Controle 5,93
Glaze 5,31
Quitosana 4,22
150 dias
Controle 6,89
Glaze 5,34
Quitosana 4,22
180 dias
Controle 6,24
Glaze 5,33
Quitosana 3,06
83 Os resultados das médias logarítimo decimais das Unidades Formadoras
de Colônias de bactérias psicrotróficas oriundas do músculo das postas serra
(Scomberomorus brasiliensis) estão detalhados na tabela 8. A variação expressa em
logaritmo do número de bactérias psicrotróficas foi de 3,06 a 6,89.
Baixas temperaturas podem ser consideradas condições desfavoráveis
para o desenvolvimento bacteriano, entretanto pode ocorrer um médio crescimento
de bactérias psicrotróficas e psicrófilas nessas temperaturas, alterando a qualidade
do pescado por ação desses micro-organismos e de suas toxinas (MOL et al., 2007).
Assim, bactérias podem diminuir a vida de prateleira desses produtos e serem
fatores de risco ao consumidor (GHALY et al., 2010).
Os micro-organismos que crescem em alimentos refrigerados entre 0 e 4º
C mas tem uma temperatura de crescimento ótima de 20 oC, são conhecidos como
psicrotróficos (CARDOSO, 2006). Estes micro-organismos são os mais comuns em
alimentos refrigerados e são responsáveis pela deterioração destes. Alguns
psicrotróficos podem ser patogênicos, como a Aeromonas hydrophila, algumas
cepas de Bacillus cereus, Clostridium botulinum tipo E, B e F e Listeria spp.
(COUSIN, JAY, VASAVADA, 2001).
Figura 17. Comportamento das Unidades Formadoras de Colônias (UFC) de bactérias psicrotróficas do músculo de posta serra, estocado a - 18 ºC por um período de 180 dias, para o grupo Controle, Glaze e Quitosana.
0 1 2 3 4 5 6 7 8 1 dia 30 dia 60 dias 90 dias 120 dias 150 dias 180 dias Log 10 UFC/g Tempo de estocagem -18 ºC (dias) Controle Glaze Quitosana
84 As contagens bacterianas de psicrotróficas foram crescentes em todos os
tratamentos até os sessenta dias de estocagem de acordo com a figura 17. Porém a
partir do noventa dias os tratamentos Controle e Glaze apresentaram crescimento
irregular. Tal fato pode ser explicado pela disponibilidade de nutrientes, bem como a
adaptação dos grupos bacterianos às temperaturas de estocagem, o que favorece o
crescimento de alguns, em detrimento de outros. Essa sucessão bacteriana é
bastante estudada devido à grande diversidade de bactérias existentes (ERCOLINI
et al., 2009).
Já para o tratamento com quitosana foi verificado um decréscimo do
crescimento bacteriano a partir dos cento vinte dias fato este não ocorrido nos outros
tratamentos. Pode-se então considera a ação bacteriostática e/ou bactericida da
quitosana. Essa é uma das diversas propriedades com potencial biotecnológico que
vem sendo estudado nos últimos anos, o que confere a quitosana um
aproveitamento bastante versátil (CHUNG et al., 2004); (JING et al., 2007);
(MUZZARELLI et al., 1990).
Vieira (2004) considera o músculo do pescado estéril, porém o autor
afirma que pode ocorrer migração das bactérias do trato intestinal durante o
processo de deterioração de pescados. As contagens bacterianas do grupo Controle
a partir do 150 dias apresentaram valores superiores ao relatado pela Resolução da
Comissão Nacional de Normas e Padrões Alimentares que tem como limite máximo
de CPP para esse grupo bacteriano 106 UFC/g em pescados crus, frescos,
refrigerados ou congelados (BRASIL, 1978). Porém desde 1987, a contagem de
bactérias heterotróficas (mesófilas, psicrotróficas e psicrófilas) totais não e mais
usadas como parâmetro para a avaliação microbiológica da qualidade do pescado
(BRASIL, 1987). Entretanto esse parâmetro ainda é bastante utilizado na indústria
de alimentos como indicador de qualidade durante o processamento de alimentos.
85 6. CONCLUSÃO
No presente estudo foi possível confirma a produção a quitosana a partir do
caranguejo-uçá através da espectroscopia no infravermelho principalmete com
remoção do grupo acetoamino atribuídas as bandas 3380 a 3260 cm-1 e a presença
do grupo amino nas bandas 1604 a 1664 cm-1 característico do polímero, sendo
comprovado com o grau de desacetilação que foi de 92% para o grupo amino
presente na molécula de quitosana.
A combinação do uso do glicerol como plastificante foi determinante para
modificação da estrututura dos filmes produzidos, sendo possível identificar uma
interação entre o polímero e o glicerol tornando os filmes mais flexíveis quanto maior
a presença do plastificante. Além disso, é claro que a interação entre o glicerol e a
quitosana mantém o filme mais compactado e como consequência foi observado
um menor percentual de perda de massa, sendo verificando através da solubilidade,
pois quanto maior concentração do glicerol menor era a perda do material em água
para os filmes produzidos. Mais um ponto positivo do glicerol é que a concentração
crescente do plastificante melhora aderência da solução de revestimento sobre a
superfície das postas de serra.
As soluções filmogênicas em todas as concentrações apresentaram atividade
antimicrobiana para todas as cepas padrões bacterianas estudadas. A atividade
antimicrobiana da quitosana é essencial para manter a qualidade de produtos
alimentícios, sendo evidenciada através da aplicação do revestimento quitosana nas
postas de serra. O revestimento de quitosana foi eficiente para maximizar a
qualidade das postas de serra, com uma inibição do crescimento de bactérias
psicrotróficas refletido em uma menor formação de bases voláteis totais e pH mais
baixos caracetrizado um maior frescor para as postas de serra, além disso, sendo
capaz de diminuir a oxidação das gorduras no pescado.
O descarte inadequado de resíduos oriundo do pescado geram impactos ambientais
adversos ao meio ambiente. Assim, a extração de quitosana da caparaças do
carangujo-uça (Ucides cordatus) pode ser uma opção para agregar valor aos
resíduos de uma forma barata. Contribuindo assim na diminuição dos impactos
ambientais e no avanço de novas biotecnologias.
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