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UNIVERSIDADE FEDERAL DE MATO GROSSO
FACULDADE DE AGRONOMIA, MEDICINA VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
CURSO DE ZOOTECNIA
ROGER CARVALHO WICHOCKI
MANEJO REPRODUTIVO DO HÍBRIDO PINTADO DA AMAZÔNIA (FÊMEA
Pseudoplatystoma spp. X MACHO Leiarius marmoratus)
CUIABÁ
2015
ROGER CARVALHO WICHOCKI
MANEJO REPRODUTIVO DO HÍBRIDO PINTADO DA AMAZÔNIA (FÊMEA
Pseudoplatystoma spp. X MACHO Leiarius marmoratus)
Trabalho de conclusão do curso de Graduação
em Zootecnia da Universidade Federal de Mato
Grosso, apresentado como requisito parcial à
obtenção do título de Bacharel em Zootecnia.
Orientador: Prof.ª Dr.ª Janessa Sampaio de Abreu
Ribeiro
Orientador do estágio supervisionado: Sr.º Francisco Pereira Marques Filho
CUIABÁ 2015
DEDICATÓRIA
Eu dedico este trabalho a minha família que sempre esteve presente na
minha formação, tanto acadêmica como moral.
AGRADECIMENTOS
Eu agradeço primeiramente a Deus que está sempre observando meus
passos, é com a ajuda Dele que todo este trabalho foi possível.
Agradeço ao meu pai Osmar Alceu Wichocki, minha mãe Ionice Carvalho de
Campos Wichocki e ao meu irmão Bruno Carvalho Wichocki que direta ou
indiretamente conciliaram para a elaboração deste trabalho e para a realização do
sonho de se graduar em um curso superior de uma universidade federal.
Ao Sr. Francisco Pereira Marques Filho que disponibilizou o local do estágio e
contribuiu de forma magnífica com os aprendizados obtidos no período em que
estive lá.
Agradecimento especial as amizades que fiz durante a Faculdade toda, em
especial ao Lucas Rocha Rebelo, ao Gabriel Bordignon, ao Deivid Peres e ao
Marcos Phelipe Silva Fachin (in memorian).
Agradeço a todos os professores que contribuíram para minha formação
acadêmica e moral.
EPÍGRAFE
“O conhecimento torna a alma jovem e diminui a amargura da velhice. Colhe, pois, a
sabedoria. Armazena suavidade para o amanhã.”
― Leonardo da Vinci
“Sábio é aquele que conhece os limites da própria ignorância.”
― Sócrates
“A simplicidade é o último grau de sofisticação.”
― Leonardo da Vinci
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1. Híbrido tambacu (A); híbrido pintado da Amazônia (B); híbrido tambatinga
(C), produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.......................7
Figura 2. Incubadoras do laboratório de reprodução da Piscicultura Lufada, Várzea
Grande/MT..................................................................................................8
Figura 3. Lupa (OPTON) para avaliação do desenvolvimento embrionário dos peixes
produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT..............................8
Figura 4. Passagem de rede para seleção de matrizes e reprodutores para produção
do híbrido Pintado da Amazônia na Piscicultura Lufada, Várzea
Grande/MT................................................................................................10
Figura 5. Fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e machos de jundiá
amazônico (Leiarius marmoratus) selecionados para a reprodução
induzida em laboratório.............................................................................11
Figura 6. Extrusão de fêmea cachara (Pseudoplatystoma spp.) na Piscicultura
Lufada, Várzea Grande/MT.......................................................................13
Figura 7. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia aos 5
minutos (A), 30 minutos (B), 1 hora (C) e 2 horas (D) após
fecundação................................................................................................16
Figura 8. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia 03 horas
(A), 06 horas (B), 09 horas (C) e 12 horas (D) após
fecundação................................................................................................16
Figura 9. Sala de eclosão de alimento vivo (Artemia salina) na Piscicultura Lufada,
Várzea Grande/MT....................................................................................18
Figura 10. Canibalismo entre híbridos de pintado da Amazônia produzidos na
Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT....................................................18
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Protocolo de indução hormonal utilizado para desova das fêmeas de
cachara (Pseudoplatystoma spp) na Piscicultura Lufada, Várzea
Grande/MT, em 08/01/2015......................................................................13
Tabela 2. Protocolo de indução hormonal utilizado para machos de jundiá amazônico
(Leiarius marmoratus) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em
08/01/2015.................................................................................................14
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 1
2. OBJETIVO ............................................................................................................ 3
3. REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................. 4
4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO .................................................................................. 7
5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO .............................................. 10
5.1. Reprodução Induzida de Peixes em Laboratório ......................................... 10
5.2. Larvicultura ................................................................................................... 17
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................ 20
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 21
RESUMO
Dos peixes economicamente comerciais, os surubins são amplamente valorizados,
pela qualidade de sua carne que é quase totalmente desprovida de espinhos, sabor
suave e característico. Contudo, a criação dessas espécies de peixes mostra-se
relativamente mais onerosa, uma vez que são em sua maioria carnívoros e
apresentam alto canibalismo. A hibridação de bagres como cachara
(Pseudoplatystoma spp) e jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) é uma alternativa
de minimizar estes problemas, obtendo o híbrido pintado amazônico, de grande
aceitação no mercado. A hibridação é uma técnica crescente na piscicultura e com
ela é possível obter melhores resultados devido ao alto grau de heterose garantido
na reprodução. O acompanhamento do desenvolvimento embrionário e larvicultura
do hibrido pintado amazônico tem grande relevância no seu produto final. O cuidado
dessas fases iniciais pode resultar em maior produtividade com menor custo.
Palavras-chave: hipofisação, larvicultura, heterose, pintado amazônico.
1
1. INTRODUÇÃO
A piscicultura no Brasil vem mudando as suas vertentes, o país que um dia foi
somente atendido por pesca extrativista, hoje vem aumentando cada vez mais a
produção racional de peixes, através da aquicultura. A produção total de pescado no
Brasil foi no ano de 2011 de 1.431.974 toneladas, segundo dados do Ministério da
Pesca e Aquicultura (MPA). Deste total, a aquicultura foi responsável por 43,91% da
produção, evidenciando como a aquicultura vem se tornando uma atividade
importante na cadeia de produção do país. Esta importância se reflete no estado de
Mato Grosso, que em 2010, ocupou a 3ª posição no ranking nacional de produção
aquícola continental com a marca de quase 50.000 toneladas/ano.
Com essa crescente demanda por peixes, o domínio da reprodução destes
animais se tornou essencial a fim de garantir a obtenção de formas jovens (larvas e
alevinos) para sustentar esta cadeia produtiva. Dentre as espécies de importância
comercial atualmente na piscicultura, muitas são reofílicas e dependem de ações
climáticas para maturação dos gametas. Em cativeiro, não são capazes de
reproduzir-se naturalmente, sendo necessário induzir a reprodução mediante
aplicação de hormônios (extrato de hipófise), que acelera essa maturação dos
gametas.
Os peixes de “couro”, conhecidos popularmente como bagres e surubins, são
bastante procurados devido ao sabor, textura e a quase ausência de espinhas
musculares na carne. No entanto, a criação dessas espécies de peixes se mostra
um tanto quanto complicada uma vez que são carnívoros e apresentam índice de
canibalismo. Buscando amenizar esses problemas, produtores têm recorrido à
hibridação, cruzando bagres de boa aceitação no mercado, como o Cachara
(Pseudoplatystoma spp.) e o Pintado (Pseudoplatystoma corruscans), com outras
espécies onívoras como o Jundiá amazônico (Leiarius marmoratus), com a
finalidade de obter o híbrido popularmente conhecido como pintado da Amazônia,
que apresenta maior rendimento de carcaça e menor exigência protéica nas dietas.
2
A Piscicultura Lufada, local de realização do estágio, existe há 23 anos, tendo
como foco a produção de alevinos de peixes nativos, como pacu e tambaqui e
também híbridos como tambacu, tambatinga, patinga e pintado da Amazônia. Conta
com 24,6 ha de lâmina d’água, divididos em 81 viveiros de diversos tamanhos. A
principal atividade realizada durante o estágio foi acompanhar a reprodução de
peixes nativos reofílicos em laboratório, visando a obtenção de alevinos do híbrido
pintado da Amazônia. Além disso, foi possível acompanhar outras atividades
realizadas na propriedade como, alimentação e transporte de larvas; arraçoamento
dos peixes; limpeza e adubação dos viveiros e despesca dos alevinos para
comercialização.
O estágio supervisionado II tem a finalidade de representar o dia-a-dia que
um zootecnista irá encontrar no mercado de trabalho. Como já foram concluídas
todas as matérias para a graduação em zootecnia, o estágio tem por finalidade
demonstrar que o acadêmico tem capacidade para atuar em campo.
3
2. OBJETIVO
O estágio teve como objetivo acompanhar os procedimentos de reprodução
de peixes reofílicos e larvicultura em laboratório, visando a produção comercial de
alevinos, em especial de alevinos de pintado Amazônico proveniente do cruzamento
da fêmea de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e macho de jundiá amazônico
(Leiarius marmoratus).
4
3. REVISÃO DE LITERATURA
O Brasil ocupa a 19ª colocação em produção de pescado (FAO, 2010) ficando
à frente de grandes países de primeiro mundo, com uma produção total de pescado
no ano de 2011 de 1.431.974 toneladas (BRASIL, 2011). Em 2009, a pesca
extrativista representava 66,5% da produção total de pescado. Este montante
diminuiu em 2011 (56,09%), enquanto a produção oriunda da aquicultura aumentou
para 43,91% da produção total (BRASIL, 2011), evidenciando que a aquicultura vem
se tornando uma atividade importante na cadeia de produção do país. No ano de
2010, dentre os estados brasileiros, Mato Grosso ocupou a 3ª posição no ranking
nacional de produção aquícola continental com a marca de quase 50.000
toneladas/ano (BRASIL, 2011).
Os peixes de “couro”, conhecidos popularmente como bagres e surubins, são
bastante procurados devido ao sabor, textura e a quase ausência de espinhas
musculares na carne. Contudo, a criação destes peixes tornou-se um desafio aos
piscicultores, por apresentarem altos índices de canibalismo na fase larval, difícil
adaptação às dietas comerciais e alta exigência protéica o que onera a produção
(COUTO, 2009).
Diante deste contexto, a hibridização tem se apresentado como uma
estratégia para minimizar estes entraves, como a produção do híbrido “pintado
amazônico”, oriundo do cruzamento de espécies carnívoras de alto valor comercial
do gênero Pseudoplatystoma, com espécies onívoras, como Leiarius marmoratus.
Com o objetivo de obter sempre o melhor desempenho em relação ao vigor híbrido
(heterose), este cruzamento resulta em um animal híbrido com valor econômico
equivalente e com menor custo de produção, já que podem ser alimentados com
rações de menor valor protéico (GANECO et al., 2011).
Para suprir a demanda por estes surubins, a piscicultura vem avançando em
pesquisas, em especial no que diz respeito ao conhecimento das técnicas
reprodutivas para viabilizar em cativeiro a produção de larvas e alevinos. Em sua
maioria, estes peixes de importância comercial são reofílicos e dependem de
5
estímulos climáticos para maturação dos gametas. Fatores ambientais como
alcalinidade, o oxigênio dissolvido na coluna d’água, salinidade, abundância de
alimentos, e principalmente, temperatura e fotoperíodo influenciam a reprodução
(LIMA et al., 2013).
Em cativeiro, a reprodução dos peixes reofílicos dá-se através de protocolos
de indução hormonal, que consiste da utilização de hormônios naturais ou sintéticos
a fim de que seja possível induzir a ovulação e espermiação de algumas espécies
de peixes com potencial para serem utilizadas na piscicultura. O fato dos ambientes
de cultivo não serem os mais adequados para provocar a maturação das gônadas e
posteriormente a desova dos peixes reofílicos, faz com que seja necessária a
aplicação de hormônios gonadotróficos ou liberadores de gonadotrofinas nos peixes,
que promovem a maturação final e liberação dos gametas (MOREIRA et al., 2001).
Dentre as técnicas de indução hormonal destaca-se a hipofisação, criada em
1934 por Rodolpho Theodor Wilhelm Gaspar Von Ihering (DICIONÁRIO
HISTÓRICO-BIOGRÁFICO DAS CIÊNCIAS DA SAÚDE NO BRASIL, 2015) e até
hoje utilizada em várias pisciculturas por todo Brasil. Esta técnica consiste em retirar
hipófises de peixes doadores e aplicá-las em doses relacionadas ao peso do peixe
com a finalidade de maturação final dos gametas (LIMA et al., 2013). Com a
aplicação de técnicas convencionais na indução hormonal tem-se conseguido
sucesso na obtenção de gametas viáveis, fertilização e eclosão de ovos de bagres
pimelodídeos, como cachara e pintado (CAMPOS, 2005). De acordo com este autor,
para o gênero Pseudoplatystoma, nas fêmeas é aplicada uma dose total de 5 a 6,5
mg de extrato de hipófise/Kg de peso vivo, sendo 10% na primeira dose e o restante
na segunda. A primeira dose serve para ativar os receptores dos hormônios que
originarão a maturação final dos ovócitos, já a segunda dose é que vai finalizar
realmente a maturação dos gametas. Geralmente o intervalo de aplicação é de 12
horas. Nos machos é realizada apenas uma aplicação de 0,5 a 1 mg/Kg de peso
vivo, aplicado juntamente com a segunda dose da fêmea para aumentar o volume
de sêmen (LIMA et al., 2013).
O processo de amadurecimento final depende não somente da espécie mas
também da temperatura da água em que as matrizes e os reprodutores são
mantidos (MOREIRA et al., 2001). Segundo estes autores, o intervalo de tempo
entre a última injeção hormonal nas fêmeas até a ovulação é conhecido como hora-
grau e varia entre as espécies e temperatura da água. Campos (2005) relata
6
especificamente que as matrizes do gênero Pseudoplatystoma desovam 6 a 10
horas após a aplicação da segunda dose de solução hormonal.
É necessário determinar o momento da desova das fêmeas para garantir
gametas de boa qualidade, pois retirar os ovócitos antes ou depois de determinado
tempo da ovulação pode comprometer a qualidade das larvas e proporcionar baixas
taxas de fertilização (ZANIBONI FILHO e WEINGARTNER, 2007). A técnica de
desova utilizada nas pisciculturas é a extrusão que consiste na retirada dos ovócitos
da fêmea através de massagem abdominal. O mesmo procedimento é utilizado para
a retirada do sêmen, sendo ambos os gametas recolhidos em recipientes separados
para posterior mistura e fertilização.
O tempo decorrido da fecundação e desenvolvimento embrionário até eclosão
das larvas varia com a espécie do peixe e a temperatura da água. Em geral quanto
maior a temperatura da água, mais rápida será a eclosão. Para as espécies
tropicais, a incubação deve ocorrer em água entre 25 a 29°C, pois temperaturas
superiores podem resultar em eclosão prematura com alta mortalidade de embriões
e larvas na maioria das espécies (KUBITZA, 2004).
O acompanhamento do desenvolvimento embrionário das larvas é a amostra
do que virá a ocorrer com o lote. É com ele que várias medidas já podem ser
tomadas, como a quantidade de caixas a serem esterilizadas para receber as larvas
e a quantidade de alimento a ser produzido, que no caso da larvicultura do híbrido
pintado da Amazônia baseia-se no fornecimento de naúplios do microcrustáceo
Artêmia (Artemia salina). O alimento vivo é imprescindível para assegurar um bom
desenvolvimento e consequentemente uma adequada taxa de sobrevivência das
larvas (KUBITZA, 2004).
7
4. RELATÓRIO DE ESTÁGIO
O estágio supervisionado II foi realizado na Piscicultura Lufada, localizada na
BR 163, Km 15, zona rural, Várzea Grande/MT, durante o período de 13/11/2014 até
22/12/2014 e de 05/01/2015 a 10/01/2015.
A Piscicultura Lufada, de propriedade do Sr. Francisco Pereira Marques Filho,
existe há 23 anos e dedica-se principalmente à produção de alevinos de peixes
híbridos, como tambatinga (fêmea Colossoma macropomum x macho Piaractus
brachypomus), tambacu (fêmea C. macropomum x macho P. mesopotamicus),
patinga (fêmea P. mesopotamicus x macho P. brachypomus) e pintado da Amazônia
(fêmea de Pseudoplatystoma spp x macho Leiarius marmoratus) (Figura 1).
Figura 1. Híbrido tambacu (A); híbrido pintado da Amazônia (B); híbrido tambatinga (C), produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Na propriedade há 81 viveiros de tamanhos variados abastecidos por uma
represa com tamanho total de 14,7 ha que funciona como reserva de água na época
de estiagem. As instalações contam com frigorífico em fase final de regularização
estadual; galpão para armazenagem de rações e ferramentas; escritório para
8
atendimento de clientes e arquivos em geral; casa sede; alojamento para
funcionários e estagiários e o laboratório de reprodução.
O laboratório de reprodução conta com 10 incubadoras de 200 litros e 20
incubadoras de 60 litros (Figura 2); 05 caixas de alvenaria (60 cm X 500 cm) para
larvicultura; 04 caixas de alvenaria e 04 de ferro (1 m X 2 m) para contenção e
observação das matrizes e reprodutores capturados e uma sala bem iluminada para
eclosão de náuplios do micro crustáceo artêmia (Artemia salina), que serve de
alimento primordial nas primeiras fases da vida dos alevinos. O laboratório também
possui equipamentos, como lupa (marca OPTON) (Figura 3), com possibilidade de
aumento de até 40 vezes, um kit de análise de água para avaliação de pH e
alcalinidade da água e um oxímetro digital (marca Bernauer).
Figura 2. Incubadoras do laboratório de reprodução da Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Figura 3. Lupa (OPTON) para avaliação do desenvolvimento embrionário dos peixes produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
No laboratório há um funcionário responsável pelo manejo dos peixes e
larvicultura, realizando limpeza das caixas e das incubadoras. Além deste
funcionário, há também na propriedade dois roçadores, dois motoristas e um
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responsável pelo trato diário dos peixes. O motorista leva a ração em caminhões da
empresa para pequenas caixas d’água que ficavam em pontos estratégicos da
propriedade e dessas caixas o tratador retira uma quantidade determinada de ração
para fornecer aos peixes estocados nos viveiros. O arraçoamento é manual, feito à
lanço, tanto nos viveiros de engorda como nos de alevinagem. O proprietário da
Piscicultura Lufada é também o responsável técnico e coordena as atividades de
reprodução induzida dos peixes no laboratório, resultando na produção dos alevinos
que são vendidos na propriedade.
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5. ATIVIDADES DESENVOLVIDAS E DISCUSSÃO
Durante a realização do estágio na Piscicultura Lufada foram realizadas as
seguintes atividades:
Reprodução induzida de peixes em laboratório e larvicultura do híbrido pintado
da Amazônia;
Acompanhamento do desenvolvimento e incubação de ovos;
Higienização de incubadora de larvas;
Higienização dos recipientes de eclosão de Artêmia;
Fornecimento de alimento vivo (Artêmia) para larvas do híbrido pintado da
Amazônia;
Acompanhamento da adubação dos viveiros.
5.1. Reprodução Induzida de Peixes em Laboratório
A captura e posteriormente a seleção de matrizes e reprodutores aptos à
reprodução foi realizada no dia 07/01/2015 através da passagem de uma rede de
arrasto pelo viveiro previamente escolhido (Figura 4).
Figura 4. Passagem de rede para seleção de matrizes e reprodutores para produção do híbrido
Pintado da Amazônia na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Passar uma rede de despesca em um tanque exige conhecimento, pois
durante a passagem da rede, se o chumbo ficar erguido, os peixes podem passar
11
por baixo e não serem capturados. Além disso, é necessário ter cuidado durante
esta passagem, porque na tentativa desesperada de fugir, algumas espécies de
peixes saltam por cima da rede, o que pode provocar um acidente de trabalho com
as pessoas que estão operando a rede de arrasto.
Uma vez capturados, a seleção de matrizes e reprodutores aptos à
reprodução foi realizada visualmente. O macho libera com facilidade o sêmen.
Assim, com uma leve massagem na região abdominal do macho já é possível
observar liberação de sêmen. Já com as fêmeas é necessário mais atenção. São
consideradas aptas à reprodução quando apresentam abaulamento do abdômen e a
papila urogenital inchada e avermelhada. Para uma avaliação mais precisa, é
possível utilizar a técnica da canulação que consiste em passar uma sonda sentido
posterior/anterior pela papila urogenital em direção aos ovários para fazer uma
amostragem dos ovócitos. É um procedimento útil para verificar em que estágio de
maturação eles se encontram.
Após captura, foram selecionadas três fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma
spp.) e seis machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) (Figura 5), os quais
foram pesados e separados em caixas no laboratório de reprodução.
Figura 5. Fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp.) e machos de jundiá amazônico (Leiarius marmoratus) selecionados para a reprodução induzida em laboratório.
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A reprodução artificial de peixes reofílicos foi possível a partir de um protocolo
artificial de indução hormonal criado em 1934 por Rodolpho Theodor Wilhelm
Gaspar von Ihering chamado hipofisação (VITORAZZI, 2006). Nas fêmeas é
aplicada uma dose total de 5 a 6,5 mg de extrato de hipófise/Kg de peso vivo, sendo
10% na primeira dose e o restante na segunda, geralmente com intervalo entre as
aplicações de 12 horas (FANTINI, 2011).
Este protocolo de indução hormonal foi aplicado para viabilizar a desova das
fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) e machos de jundiá amazônico (Leiarius
marmoratus) no dia 08/01/2015, visando a obtenção do pintado da Amazônia, um
híbrido muito comercial atualmente em Mato Grosso e em vários outros estados
brasileiros. Para aplicação da hipófise, foi realizada a diluição das mesmas em um
cadinho de porcelana juntamente com três gotas de glicerina e soro fisiológico cujo
volume era calculado de acordo com o peso vivo dos peixes (1ml de soro
fisiológico/Kg). A primeira dose foi aplicada as 11h30min do dia 07/01/2015 e a
segunda dose às 23h30min do dia 07/01/2015 (intervalo de 12 horas). A partir deste
momento, foi iniciada uma contagem de horas grau para obter uma estimativa do
momento em que ocorreria a desova.
A contagem de horas grau se dá pela soma das temperaturas da água onde
estão estocadas as matrizes a cada hora e varia entre as espécies de peixes, já que
cada uma apresenta intervalos diferentes para a maturação final dos gametas. A
cachara (Pseudoplatystoma spp.) apresenta cerca de 255 horas-grau (CECARELLI
et al., 2000). A temperatura no momento da 2º aplicação do hormônio foi de 28°C e
durante toda a noite ela não se alterou. Considerando a hora grau para espécie
trabalhada citada por Cecarelli et al (2000), 9 horas após a segunda aplicação
(08h30min do dia 08/01/2015) as fêmeas de cachara iniciaram a desova e os
ovócitos foram coletados por massagem abdominal (extrusão) em um recipiente
plástico (Figura 6). Na tabela 1 são apresentados o peso das fêmeas de cachara
selecionadas; a quantidade de hormônio (extrato de hipófise) administrada em cada
uma das aplicações e a quantidade de ovócitos produzidos por cada fêmea no
momento da desova.
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Figura 6. Extrusão de fêmea cachara (Pseudoplatystoma spp.) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Tabela 1. Protocolo de indução hormonal utilizado para desova das fêmeas de cachara (Pseudoplatystoma spp) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015.
Fêmeas Peso (Kg) Extrato de Hipófise (mg) * Ovócitos (g)
1ª Dose 2ª Dose
1 8,50 4,20 38,20 455
2 8,70 4,40 39,20 685
3 10,40 5,20 46,80 1210
Total 27,60 13,80 124,40 2250
* Dose total considerada: 5,0 mg de Extrato de Hipófise (EH)/ Kg, sendo 0,5 mg de EH/Kg (1º dose) e 4,5 mg de EH / Kg (2º dose).
De acordo com o protocolo de indução hormonal descrito por Rodolpho
Ihering em 1934, nos machos é realizada apenas uma aplicação de extrato de
hipófise, na concentração de 0,5 a 1 mg/kg de peso vivo, juntamente com a segunda
dose da fêmea para aumentar o volume de sêmen. Na piscicultura Lufada, os
machos de surubins em geral não recebem uma dose única como descrito. Por
serem espécies de difícil obtenção de sêmen, o proprietário optou por utilizar um
protocolo com a aplicação de duas doses nos machos, assim como nas fêmeas.
Essa é uma técnica usada especificamente na Lufada, e segundo relatos do
proprietário e supervisor do estágio, aumenta a quantidade de sêmen. No caso, é
considerado para os machos uma dose total de 1,5 mg de extrato de hipófise/Kg de
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peso vivo, sendo 33,3% da dose total administrado na primeira aplicação e 66,6% na
2 º aplicação, 12 horas após a primeira (Tabela 2).
Tabela 2. Protocolo de indução hormonal utilizado para machos de jundiá amazônico (Leiarius
marmoratus) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT, em 08/01/2015.
Machos Peso (Kg) Extrato de Hipófise (mg) *
1ª Dose 2ª Dose
1 2,10 1,10 2,10
2 2,30 1,20 2,30
3 2,10 1,10 2,10
4 2,30 1,20 2,30
5 2,60 1,30 2,60
6 1,50 0,75 1,50
Total 12,90 6,65 12,90
* Dose total considerada: 1,5 mg de Extrato de Hipófise (EH)/ Kg, sendo 0,5 mg de EH/Kg (1º dose) e 1,0 mg de EH / Kg (2º dose).
A desova ocorreu normalmente e das fêmeas foi extraído o total de 2,250 kg
de ovócitos (Tabela 1). O mesmo processo de extrusão foi feito com os machos,
contudo, na retirada do sêmen, mesmo após secá-lo e descartar o primeiro líquido
extraído, a urina ainda é eliminada junto com o sêmen, e esta ativa o
espermatozoide. Uma vez ativado, a cada segundo que passa o espermatozoide
perde motilidade, e com a preocupação de retirar o máximo de sêmen possível,
pôde-se observar demasiado tempo para homogeneização do sêmen com os
ovócitos. Ao se adicionar água à mistura (hidratação) ocorre o fechamento da
micrópila (ponto de entrada do espermatozoide no ovócito) e em decorrência dos
espermatozoides terem ficado muito tempo ativados, sua motilidade já se
encontrava baixa, ou seja, o sêmen diminuiu sua capacidade de fecundação. Do lote
inteiro de ovócitos fertilizados, estimou-se que menos de 10% eclodiu.
A técnica de reprodução de surubins em cativeiro é pouco conhecida quando
comparada à outras espécies reofílicas de peixes, e ainda muitos conceitos são
praticados na base da “tentativa e erro”. A possível causa das baixa taxa de
fecundação verificada foi ativação prematura do sêmen. Em algumas pisciculturas,
os machos de surubins até alguns anos atrás eram sacrificados para retirada de
sêmen direto dos testículos, devido à grande dificuldade em liberar o sêmen durante
15
a massagem. Na ocasião o que se tentou obter foi maior quantidade de sêmen
através da massagem, extraindo o máximo de sêmen possível, mas perdendo muito
tempo para isso. Segundo Witeck et al. (2011), em estudo com jundiá cinza
(Rhamdia quelen), um bagre pimelodídeo muito cultivado no sul do Brasil; 0,1 mL de
sêmen foi utilizado para fertilizar 2,0 ml de ovócitos que continham 2.710 ovócitos,
ou seja, 0,1mL de sêmen foi capaz de fertilizar uma grande quantidade de ovócito
(80%). Assim, em futuras desovas deve-se atentar ao tempo de colheita e não só à
quantidade de sêmen obtido, pois mesmo com pouca quantidade é possível obter
altas taxas de fecundação se o sêmen apresentar uma boa concentração
espermática.
Após fertilização, o desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da
Amazônia foi acompanhado com auxílio de uma lupa e as imagens registradas
através de fotografias. As observações foram realizadas a cada 5 minutos nas
primeiras duas horas, a cada 10 minutos na terceira hora, a cada 20 minutos na
quarta hora e a partir da quinta hora até a eclosão das primeiras larvas foram
realizadas observações a cada 30 minutos, totalizando 53 observações (Figura 7 e
8).
Após extrusão dos gametas, os reprodutores e as matrizes eram colocados
em uma salmoura antes de serem transportados de volta ao viveiro com a finalidade
de diminuir o estresse e as injúrias físicas sofridas durante o manejo reprodutivo.
Todos os utensílios utilizados foram lavados com água e sabão, para minimizar a
proliferação de agentes patogênicos.
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Figura 7. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia aos 5 minutos (A), 30 minutos (B), 1 hora (C) e 2 horas (D) após fecundação.
Figura 8. Desenvolvimento embrionário do híbrido pintado da Amazônia 03 horas (A), 06 horas (B), 09 horas (C) e 12 horas (D) após fecundação.
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5.2. Larvicultura
As larvas de qualquer espécie de peixe após eclodir do ovo apresentam saco
vitelínico e o utilizam como alimento até ser absorvido. Posteriormente, elas passam
a se alimentar de alimento vivo (zooplâncton) e para suprir esta necessidade nos
laboratório de produção pode-se utilizar como alimento larvas (náuplios) do
microcrustáceo Artêmia (Artemia salina).
Os naúpilos são comercializados na forma de cistos, que devem ser eclodidos
na propriedade. Para eclosão, é necessário luminosidade, oxigenação da água e
cloreto de sódio (NaCl), pois se trata de um crustáceo marinho. É reproduzida a
água salina (com aproximadamente 15 gramas de NaCl para cada litro de água) e a
cada litro de água dois gramas de cisto devem ser colocados. Após 24 a 26 horas,
os náuplios de Artêmia eclodem, sendo que um grama de cisto promove a eclosão
de aproximadamente 280.000 náuplios.
Após a eclosão é necessária a limpeza das cascas dos cistos, pois essas são
tóxicas para as larvas. Na Piscicultura Lufada a limpeza foi realizada passando a
água salina em uma peneira de 150µ, de forma que os náuplios de Artêmias
passassem pela peneira, por serem menores, e as cascas, que ficavam retidas por
serem maiores, eram descartadas. Isto foi realizado inúmeras vezes durante todo o
estágio visando sempre a eclosão de naúplios para alimentação das larvas das
espécies de peixes reproduzidas no laboratório. Também foram adaptados
vasilhames plásticos de 20 litros com os fundos cortados para eclosão dos naúplios
de Artêmias, onde cada um contava com um soprador de oxigênio. Para controle
eram anotados o dia e a hora em que foram colocados os cistos para eclodir (Figura
9), seguindo-se a sequência de tratamento de forma que as larvas dos peixes eram
sempre alimentadas com os náuplios de Artêmia eclodidos há mais tempo, pois
mesmo em água salina é possível observar mortalidade nas Artêmias com o passar
do tempo.
Os peixes redondos, por possuírem menor voracidade, foram tratados com
Artêmia a cada 2 a 3 horas. Já aos surubins, que são carnívoros e muito vorazes,
naúplios de Artêmia eram fornecidos de hora em hora. Durante a larvicultura, os
surubins precisam sempre estar bem alimentados e o fornecimento contínuo de
alimento resulta em diminuição do canibalismo (Figura 10). Além disso, são espécies
de hábito noturno, o que faz com que o fornecimento de Artêmia pela noite seja a
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cada 30 minutos. Para isso era realizado um revezamento entre os funcionários e
estagiários, sendo cada um responsável por duas horas de tratamento durante a
noite.
Figura 9. Sala de eclosão de alimento vivo (Artemia salina) na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Figura 10. Canibalismo entre híbridos de pintado da Amazônia produzidos na Piscicultura Lufada, Várzea Grande/MT.
Conforme as larvas iam se desenvolvendo, elas eram retiradas das
incubadoras por sifonamento e colocadas em caixas para que se desenvolvessem
até um tamanho adequado e serem soltas nos viveiros.
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Durante o estágio também foi verificado no laboratório larvas da espécie
piraputanga (Brycon microleps). Segundo o proprietário e supervisor do estágio,
anteriormente tinha sido realizada a desova desta espécie. A piraputanga é uma
espécie que apresenta canibalismo nas fases iniciais, a alternativa utilizada foi o
fornecimento de larvas de outras espécies de peixes de menor valor comercial, para
servirem de alimento às larvas de piraputanga, diminuindo o canibalismo e
aumentando a sobrevivência durante a larvicultura. Neste caso, o piau (Leporinus
spp.) é a espécie mais reproduzida em cativeiro para produção de larvas forrageiras
que servirão de alimento à piraputanga na fase larval. Contudo, quando foi realizada
a desova do piau, a reprodução não foi bem sucedida, ocasionando assim, o
canibalismo entre as larvas de piraputanga, explicando o pequeno número de larvas
observadas. Em decorrência do fato, o proprietário informou que restou
aproximadamente 3000 larvas remanescentes, as quais foram transportadas e
soltas até um viveiro escavado com dimensões aproximadas de 10 m X 30 m.
Para receber os alevinos, os viveiros eram secos e esterilizados com cal
virgem, para então iniciar o enchimento. Em seguida, o viveiro era adubado com
ureia agrícola e farelo de arroz. Na boca dos canos de abastecimento eram
amarradas telas em tecido organza na tentativa de evitar que algum animal
indesejado vindo pelo canal de abastecimento alcançasse o viveiro.
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6. CONSIDERAÇÕES FINAIS
Muitos conhecimentos foram adquiridos, mas não pode-se deixar de citar a
importância de vivenciar uma piscicultura em pleno funcionamento.
O estágio provou-se um teste para entender o que realmente é a atividade, e
sem dúvida ele representou muito bem na formação acadêmica e profissional.
Espero poder contribuir para a atividade piscícola como me foi contribuído
com este estágio.
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REFERÊNCIAS
BRASIL. MINISTÉRIO DA PESCA E AQUICULTURA. Produção Pesqueira e Aquícola- estatística 2011. Disponível em http://www.mpa.gov.br. Acesso em 02 de fevereiro de 2015. CAMPOS, J. L. O cultivo do pintado, Pseudoplatystoma corruscans (Spix e Agassiz 1829). ln: BALDISSEROTTO, B.; GOMES, L. C (Editores). Espécies nativas para piscicultura no Brasil. Santa Maria: UFSM, 2005. CECARELLI, P.S.; SENHORINI, J.A.; VOLPATO, G. Dicas em piscicultura: perguntas e respostas. Botucatu: Santana Gráfica, 2000. COUTO, C. Revolução nas águas. Revista Globo Rural, vol. 24, n. 283, p. 36-43, 2009. FANTINI, L. E.; CAMPOS, C. M. Reprodução induzida de cachara Pseudoplatystoma reticulatum capturados no pantanal sul, submetidos a diferentes intervalos de tempo entre as aplicações hormonais. Anais do Encontro de Iniciação Científica - ENIC, nº 3, 2011. Disponível em: file:///C:/Users/Win7/Downloads/575-2819-1-PB.PDF. Acesso em 02 de fevereiro de 2015. GANECO, L. N.; LIMA, A. F.; VARELA, E. S.; ALVES, E. L., TORATI, L. S.; LUNDSTEDT, L. M. Desenvolvimento embrionário do híbrido “Pintado-da-amazônia” (fêmea Pseudoplatystoma punctifer x macho Leiarius marmoratus). Anais da III Conferência Latinoamericana sobre Cultivo de Peixes Nativos, 2011. Disponível em: http://ainfo.cnptia.embrapa.br/digital/bitstream/item/46373/1/cp.pdf. Acesso em 02 de fevereiro de 2015. IHERING, RODOLPHO THEODOR WILHELM GASPAR VON. Dicionário Histórico-Biográfico das Ciências da Saúde no Brasil (1832-1930). Disponível em: http://www.dichistoriasaude.coc.fiocruz.br/iah/pt/verbetes/ihenrod.htm. Acesso em 02 de fevereiro de 2015. KUBITZA, F. Reprodução, larvicultura e produção de alevinos de peixes nativos. 1 ed. Jundiaí, 2004. LIMA, A.F.; MORO, G.V; KIRSCHNIK, L.N.G.; BARROSO, R.M. Reprodução, larvicultura e alevinagem de peixes. In: Piscicultura de água doce: multiplicando conhecimentos, EMBRAPA, 1 ed. Brasília, DF, 2013. MOREIRA, H. L. M.; VARGAS, L. RIBEIRO, R. P.; ZIMMERMANN, S. Fundamentos da moderna aquicultura. Canoas: ULBRA, 2001. WITECK, L.; BOMBARDELLI, R. A.; SANCHES, E. A.; OLIVEIRA, J. D. S.; BAGGIO, D. M.; SOUZA, B. E. Motilidade espermática, fertilização dos ovócitos e eclosão dos ovos de Jundiá em água contaminada por cádmio. Rev. Bras. Zootec., vol.40, n. 3, p. 477-481, 2011.
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ZANIBONI FILHO, E.; WEIGARTNER, M. Técnicas de indução da reprodução de peixes migradores. Rev. Bras. Rep. Anim., vol. 31, n..3, p.367-373, 2007.