universidade estadual de campinas unicamp instituto de...

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Universidade Estadual de Campinas

UNICAMP

Instituto de Química

“Estudos Geoquímicos com Evidências Paleoambientais, Maturação

e Biodegradação dos Óleos de Diferentes Origens da Bacia Potiguar,

Brasil. Síntese de Biomarcadores de Esteróis”

Tese apresentada à Universidade

Estadual de Campinas, como parte das

exigências do Curso de Pós-graduação

do Instituto de Química, para obtenção

do Título de Doutor em Ciências.

Tese de Doutorado

Alexsandro Araujo da Silva

Orientadora: Profa. Dra. Luzia Koike

Campinas, 27 de fevereiro de 2008

iii

BANCA EXAMINADORA

Profa. Dra. Luzia Koike (Orientador)

Dr. Luiz Antônio Freitas Trindade (CENPES-Petrobrás – RJ)

Prof. Dr. Chang Hung Kiang (IG/UNESP – Rio Claro)

Prof. Dr. Paulo José Samenho Moran (IQ-UNICAMP)

Prof. Dr. Fábio Cesar Gozzo (IQ-UNICAMP)

Este exemplar corresponde à redação final da

Tese de Doutorado defendida pelo aluno

ALEXSANDRO ARAUJO DA SILVA,

aprovada pela Comissão Julgadora em 27 de

fevereiro de 2008.

Profa. Dra. Luzia Koike

(Presidente da Banca)

v

Dedico este trabalho à meus pais, Clóves C. da Silva

e Arilza A. da Silva (in memoriam), à meus irmãos

Anderson e Cleidiane, à minha namorada, Georgiana

pelo carinho, pela paciência, pelo incentivo e apoio

durante o período de doutorado, e a DEUS.por

permitir a conquista deste título.

vii

Mensagem a Vida

....“ Eu já passei por quase tudo nessa vida

Em matéria de guarida espero ainda a minha vez

Confesso que sou de origem pobre

Mas meu coração é nobre, foi assim que Deus me fez

E deixa a VIDA ME LEVAR... VIDA LEVA EU...

Sou feliz e agradeço por tudo que Deus me deu

Só posso levantar as mão pro céu

Agradecer e ser fiel ao destino que Deus me deu

Se não tenho tudo que preciso

Com o que tenho, vivo

De mansinho, lá vou eu

Se a coisa não sai do jeito que eu quero

Também não me desespero

O negócio é deixar rolar

E aos trancos e barrancos, lá vou eu

E sou feliz e agradeço por tudo que Deus me deu

E deixa a VIDA ME LEVAR... VIDA LEVA EU...”

Intérprete: Zeca Pagodinho

Agradecimentos

ix

Agradecimentos

� A Deus, pela vida e pelas oportunidades de evolução.

� A prof. Dra. Luzia Koike, não só pela orientação para realização deste

trabalho, mas especialmente pelo profissionalismo, pela conduta e,

sobretudo, pela grande amizade durante estes anos.

� Aos meus pais, por todo amor e incentivo que dedicaram a mim e por me

ajudarem a seguir meu caminho.

� Aos meus irmãos Anderson e Cleidiane, por serem pessoas tão especiais

em minha vida.

� A minha namorada, companheira e Amor da minha vida Georgiana

Feitosa da Cruz, pelo carinho e amor incondicional e pelo incentivo e

apoio prestados, principalmente nos momentos mais difíceis.

� A uma grande amiga que estará no meu coração para o resto de minha

vida... Maria Angélica. Pelo apoio técnico, pelas brincadeiras, pelas

conversas e conselhos e, principalmente pela presença incondicional na

minha vida durante estes longos anos.

� Ao Dr. Eugênio Vaz dos Santos Neto, do setor de Geoquímica do

Cenpes/Petrobrás, pelo apoio e valiosa colaboração para a realização

deste projeto e principalmente pelas amostras cedidas.

� Ao Instituto de Química da Universidade Estadual de Campinas, pela

realização do curso de Doutorado.

� Ao curso de Pós-Graduação em Química, pela oportunidade de

desenvolvimento desta tese e por todo o conhecimento adquirido durante

o curso.

Agradecimentos

x

� Ao Conselho Nacional de Pesquisa (CNPq), pela concessão de bolsa de

estudo.

� As funcionárias Sônia Fanelli e Sônia Crisóstono, pelos espectros de

RMN.

� Aos funcionários Cidão e Maria Zelinda, pela amizade e por toda a ajuda

prestada.

� A todos os funcionários do Instituto de Química que, de alguma forma,

contribuíram para o desenvolvimento deste trabalho.

� Ao pessoal da secretaria do curso de Pós-graduação, em especial a Sra.

Isabel por toda a atenção prestada.

� Aos amigos do grupo de pesquisa em geoquímica (antigos e novos) Maria

Angélica, João Borin, Sidney Gonçalo, José Luis, Simone Cuebas, Carla,

Tamy Koreeda, Pietro, Rafael, pela amizade e, principalmente, pela

agradável convivência durante estes anos.

� Aos amigos e colegas dos laboratórios adjacentes e vizinhos: Sérgio

Antônio, Adair Rangel, Sra. Vera Lúcia, Luiz Antônio, Adriana Flach,

Simone, Aloízio Virgulino, Juliano, Joselito, Araceli, entre outros, pelo

bom relacionamento, pela amizade e pela ajuda prestada.

� Aos meus amigos de moradia Sérgio Antônio e Adair Rangel, pela grande

amizade e agradável convivência ao longo destes anos.

� Aos amigos extra acadêmicos Fábio Bitoca, Ralph, Alexandre, Giuliano,

pela amizade, pelas baladas e principalmente pelo bom relacionamento

durante estes anos.

� Aos membros da banca: Dr. Luiz Antônio F. Trindade

(Cenpes/Petrobrás), Prof. Dr. Chang Hung Kiang (IG/UNESP), Prof. Dr.

Paulo José Samenho Moran, Prof. Dr. Fábio Cesar Gozzo, por fazerem

parte da banca de defesa.

Agradecimentos

xi

� Ao prof. Dr. Carlos Alberto Riehl e sua equipe (Vanessa, Priscila, Sidnei

e Adriana) do Instituto de Química da Universidade Federal do Rio de

Janeiro (UFRJ), pelo equipamento (Varian 1200L-CG/EM-EM) cedido

para realização de algumas análises, pelo apoio prestado e pela amizade

incondicional.

� Finalmente a todos que, direto ou indiretamente, colaboraram para

realização deste trabalho.

Curriculum Vitae

xiii

Alexsandro Araujo da Silva Filização: Clóves Carvalho da Silva e Arilza Araujo Nacionalidade: Brasileira Endereço Eletrônico: [email protected]; [email protected] 1. FORMAÇÃO ACADÊMICA / TITULAÇÃO NÍVEL SUPERIOR 2001 - 2008 Doutorado em Ciências - Universidade Estadual de Campinas (Unicamp), SP. Área de Concentração: Química Orgânica Título da Tese: “Estudos Geoquímicos com Evidências Paleoambientais, Maturação e Biodegradação dos óleos de Diferentes Origens da Bacia Potiguar, Brasil. Síntese de Biomarcadores de Esteróis.” 1999 - 2001 Mestrado em Agroquímica - Universidade Federal de Viçosa (UFV), MG. Área de Concentração: Química de Produtos Naturais Título da Dissertação: Identificação de Acetatos Monoinsaturados Candidatos a Feromônio Sexual de Elasmopalpus lignosellus (Zeller) (Lepidoptera Pyralidae) 1994 - 1999 Bacharel e Licenciado em Química - Universidade Federal de Viçosa, MG. NÍVEL MÉDIO 1990 – 1993 Curso Técnico/profissionalizante: Técnico em Química Escola Técnica Federal de Campos – Campos – RJ, Brasil. 2. ATUAÇÃO PROFISSIONAL Empresa: Varian Ind. Com. LTDA Cargo: Especialista em Aplicações Função: Suporte Técnico em CSB Período: Atual Empresa: Escola SENAI “Mário Amato” – SBC, SP, Brasil Cargo: Técnico de Ensino Função: Professor Período: agosto a novembro/2005 Desenvolvimento de projeto CNPq/CTPETRO: “Caracterização de Processos Biogeoquímicos em Acumulações de Petróleo - Fase II” Bolsista: Modalidade DTI-7G Período: maio/2005 a agosto/2005 Programa de Estágio a Docência (IQ/Unicamp) – PED Disciplina: Química Orgânica Experimental Período: 10 semestre/2004; 20 semestre/2003 e 20 semestre/2002 Empresa: Prefeitura Municipal de Viçosa – Viçosa – MG Cargo: Professor Disciplinas: Química Ano: 1999 e 2000 Física Ano: 2000 Universidade Federal de Viçosa – UFV Função: Monitor Ano: 1999 Disciplina: Química Orgânica Prática Desenvolvimento de projeto de Iniciação Científica: Identificação, Síntese e Avaliação de Feromônio Sexual em Elasmopalpus lignosellus. Análise por GC/MS e GC/FID/EAD.

Curriculum Vitae

xiv

Período: Março/1997 a Fevereiro/1999. Financiadora: FAPEMIG. ESTÁGIOS Laboratório de Pesquisa em Produtos Naturais (LPPN) – DEQ/UFV, MG. Período: Agosto/1996 a Fevereiro/1997 Março/1996 a Julho/1996 - Setembro/1995 a dezembro/1995. Empresa: Usina Santa Cruz S.A. Período: Maio a Outubro de 1993. Cargo: Estagiário / Formação obrigatória para o curso Técnico em Química 3. PRODUÇÃO BIBLIOGRÀFICA 3.1. Trabalhos Resumidos em Eventos

1. DA SILVA, A. A.; LIMA, S. G.; BORIN, J. E.; KOIKE, L.; REIS, F. A. M.; SANTOS NETO, E. V.; LOPES, J. A. D. Can 3-alkyl- and carboxyalkyl-steranes biomarkers be effetctive indicators of depositional environments? In. 10th ALAGO Congress on Organic Geochemistry. 2006, 4th-10th November, Salvador, Brazil.

2. DA SILVA, A. A.; KOIKE, L.; REIS, F. A. M.; SANTOS NETO, E. V.; LIMA, S. G.; LOPES, J. A. D. Identification of the acidic and neutral components of oils from Estreito of Guamaré, Potiguar Basin , Brazil. In. 22nd International Meeting on Organic Geochemistry. 2005, 12th-16th September, Sevilla, Spain.

3. KOREEDA, T.; DA SILVA, A. A.; KOIKE, L. Síntese do Intermediário Precursor de um Marcador Biológico Esterano Aromatizado no anel C. In. XII Congresso Interno de Iniciação Científica da Unicamp, Unicamp, Campinas. 2004BORIN, J. E.; LIMA, S. G.; DA SILVA, A. A.; KOIKE, L.; SANTOS NETO, E. V.; CERQUEIRA, J. R. Aspectos Moleculares de Componentes de Óleos do Campo de Marlin, Bacia de Campos. In. XXVI Congresso Latinoamericano de Química e 27a Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Química, Salvador – XXVI CLAQ/27a RASBQ. 2004, v. 27, p. TC-043.DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; NECCHI, R. L.; VIANA, P. A.; VILELA, E. F. Identification of Female Sex Pheromone from Elasmopalpus lignosellus (Lepdoptera: Pyralidae). In. 17th Annual Meeting of the International Society of Chemical Ecology and 2nd Brazilian Meeting Chemical Ecology, Poços de Caldas - 20 EBEQ. 2000, v. 17, p. PO34.

6. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; ATTYGALLE, A. B.; LIMA, E. R. Determination of Gas Chromatographic and Mass Spectrometric Properties of a Large Collection of Pheromone-Like Alcohols. In. 17th Annual Meeting of the International Society of Chemical Ecology and 2nd Brazilian Meeting Chemical Ecology, Poços de Caldas - 20 EBEQ. 2000, v. 17, p. PO33.

7. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; ATTIGALLE, A. B.; LIMA, E. R. Determination of Gas Chromatographic and Mass Spectrometric properties of a Large Collection of Pheromone-Like Acetates. In. 17th Annual Meeting of the International Society of Chemical Ecology and 2nd Brazilian Meeting Chemical Ecology, Poços de Caldas - 20 EBEQ. 2000, v. 17, p. OR39.

8. LIMA, E. R.; DA SILVA, A. A.; NECCHI, R. L.; JHAM, G. N. Seleção de Acetatos Candidatos a Feromônio Sexual em Pseudaletia sequax (Lepidóptera: Noctuidae), por meio de Eletroantenografia. In. 10. Encontro Brasileiro de Ecologia Química, Curitiba. 1999, v. 01, p. 64-64.

Curriculum Vitae

xv

9. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; VIANA, P. A.; NECCHI, R. L.; VILLELA, E. F. Identificação de Feromônio Sexual em Elasmopalpus lignosellus (Lepidóptera: Pyralidae) por GC/MS e GC/FID/EAD. In . 10. Encontro Brasileiro de Ecologia Química, Curitiba. 1999, v. 01, p. 46-46.

10. GARCIA, C. F.; DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N. Desenvolvimento de Metodologia Gradiente em Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE) para a Quantificação de Azadirachtina da Azadirachta indica. In. 21º Encontro Anual da Sociedade Brasileira de Química, Poços de Caldas. 1998, v. 21, p. PN025.

11. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; VIANA, P. A. Identificação de Feromônio Sexual em Elamopalpus Lignosellus. In. 21a Reunião Anual da Sociedade Brasileira de Química, Poços de Caldas. 1998, v. 21, p. PN081.

12. DA SILVA, A. A.; JAM, G. N.; LIMA, E. R.; NECCHI, R. L.; VIANA, P. A. Identificação de Feromônio Sexual em Elasmopalpus lignosellus por Cromatografia Gasosa / Espectrometria de Massas e Eletroantenografia. In . VIII Simpósio de Iniciação Científica da UFV, Viçosa. 1998, v. VIII, p. 108-108.

13. GARCIA, C. F.; DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N. Quantificação de Azadirachtina da Azadirachta Indica por Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (CLAE). In . VII Simpósio de Iniciação Cientifica na UFV, Viçosa. 1997, v. VII, p. 23-23.

14. DA SILVA, A. A.; JHAM, G. N.; LIMA, E. R.; VIANA, P. A. Identificação de Feromônio Sexual em Elamopalpus Lignosellus. In . VII Simpósio de Iniciação Cientifica na UFV, Viçosa. 1997. v. VII, p. 24-24.

3.2 Artigos Completos Publicados em Periódicos.

1. JHAM, G. N.; DA SILVA, A. A.; LIMA, E. R.; VIANA, P. Identification of acetates in Elasmopalpus lignosellus pheromone glands using a newly created mass spectral database and Kòvats retention indices. Química Nova. 2007, 20(4), 916-919.

2. JHAM, G. N.; DA SILVA, A. A.; LIMA, E. R.; VIANA, P. Identification (GC and GC-MS) of unsaturated acetates in Elasmopalpus lignosellus and their biological activity (GC-EAD and EAG). Journal of Separation Science. 2005, 28, 281-285.

3. JHAM, G. N.; FERNANDES, S. A.; GARCIA, C. F.; DA SILVA, A. A. Comparison of GC and HPLC methods for quantification of organic acids in coffee. Phytochemical Analysis. 2002, 13, 99-104.

4. Co-Orientação de Alunos de Iniciação Científica Universidade Estadual de Campinas – Instituto de Química – PIBIC/CNPq Projeto: “Estudos dos Componentes Ácidos de duas amostras de óleos, uma da Bacia de Campos e outra da Bacia Potiguar. Preparação de um Intermediário Sintético” Aluno: Pietro Kecorius dos Santos Escobar Período: Agosto/2005 a fevereiro/2006 Projeto: “Síntese do Intermediário Precursor de um Marcador Biológico Esterano Aromatizado no Anel C”. Aluna: Tamy Koreeda Período: Agosto/2003 a julho/2004

Resumo

xvii

RESUMO

“ESTUDOS GEOQUÍMICOS COM EVIDÊNCIAS PALEOAMBIENTAIS , MATURAÇÃO E BIODEGRADAÇÃO DOS ÓLEOS DE DIFERENTES O RIGENS DA BACIA POTIGUAR, BRASIL. SÍNTESE DE BIOMARCADORES DE ESTERÓIS”. DOUTORANDO : ALEXSANDRO ARAUJO DA SILVA ORIENTADORA: PROFA. DRA. LUZIA KOIKE Palavras chaves: Biomarcadores neutros e ácidos; ácidos alquil-esteranóicos; óleos brasileiros; 2-metil- e 4-metil-esteranos.

Neste trabalho, serão apresentados os resultados geoquímicos orgânicos de um estudo

com amostras de óleos, sendo duas lacustres de água doce (LAD ) e duas mistas (M ), ambas de

campos próximo da costa terrestre, e dois óleos marinho-evaporiticos (ME ) de campos

localizados à aproximadamente 55 km da costa litorânea, todos ao longo do trend estrutural do

Estreito-Guamaré, Bacia Potiguar, RN (Mello et al.79; Santos Neto et al.75) de duas formações:

Pendência e Alagamar. Os principais objetivos deste estudo são: caracterizar as amostras de

acordo com os componentes biomarcadores neutros e ácidos presentes; e sintetizar componentes

padrões derivados do ergosterol e estigmasterol. O protocolo analítico utilizado foi publicado

anteriormente por Lopes et al.185 and Koike et al.188. Como resultado, o presente trabalho relata a

identificação de onze alquilesteranos [quatro com configuração 5β(H)] e dezesseis

carboxialquilesteranos [oito com configuração 5β(H)], distribuídos nas amostras coletadas ao

longo do Estreito-Guamare e que evidenciam que estes compostos não são somente de origem

salina como salientado na literatura (Peters et al.1) mas também estão presentes em ambientes

Lacustres de Água Doce, sendo estes resultados importante na área paleoambiental. Nove

alquilesteranos e dez carboxialquilesteranos também foram detectados, além da identificação de

2-metil- e 4-metil-estigmastanos nas amostras ME . Os resultados mostram uma elevada

concentração destes compostos nos óleos ME e a presença embora em baixa concentração em

óleos LAD, sendo que pela primeira vez foram identificados neste tipo de óleo e em óleos

brasileiros. Foram sintetizados três biomarcadores para análise de identificação e que podem

também serem utilizados na fortificação de amostras e quantificação de esteranos e alquil-

esteranos.

Abstract

xix

Abstract

“PALEOENVIRONMENT, MATURATION AND BIODEGRADATION ST UDIES OF OILS COLLETED FROM DIFFERENTS SOURCES IN THE POTIGU AR BASIN, BRAZIL. BIOMARKERS SYNTHESIS FROM STEROLS”. STUDENT: ALEXSANDRO ARAUJO DA SILVA ADVISOR : PROF. DRA. LUZIA KOIKE Keywords: acidic and neutral biomarkers; alkyl-steranoic acids, from brazilian oils; 2-methyl- and 4-methyl-steranes

In this work, will be presented the results of the organic geochemistry study oils of the

samples with oils, and two lacustrine freshwater (LAD ) and two mixed (M ), both of fields near

the terrestian cost, and two marine evaporitic oils (ME ) of fields located approximately 55 km

from the litoral coast. All samples collected from over Estreito-Guamaré, Potiguar Basin, RN

(Mello et al.79; Santos Neto et al.75) this field have two formation Pendência and Alagamar. The

main subject of the this work is the biomakers organic geochemistry characterization from

hydrocarbons and acids components in the samples using the analytical protocol from our group

(Koike et al.188 and Lopes et al.185) and to synthetise standards biomaker from commercial

stigmasterol and ergosterol. As the results in this thesis show the identifications of the eleven

alkylsteranes [four with 5β(H) configuration] and sixteen carboxyalkylsteranes [eigh with 5β(H)

configuration], distribuited in the all samples collected over Estreito-Guamaré, Potiguar basin.

These results revealed the important scientific information, also in the Lacustrine Fresh Water

oils detected the alkylsteranes biomarkers components. In the literature (Peters et al1) until this

moment it has been published that these biomarkers indicate saline enviromental and this result is

one important paleoambiental information. Nine alkylsteranes and ten carboxyalkylsteranes were

also detected, in addition to the identification of 2-methyl- and 4-methyl-stigmastanes in ME

samples. The results show a high concentration of these compounds in the ME oils and presence

but in low concentration in LAD oils, which were identified for the first time in this type of oil

and oil Brazilians. Were synthesized three biomarkers for analysis of identification and can also

be used in the fortification of samples and quantification of steranes and alkyl-steranes.

Índice

xxi

ÍNDICE

Página

LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E NOTAS.............xxvii

LISTA DE TABELAS..........................................................xxix

LISTA DE FIGURAS.........................................................xxxi

LISTA DE ESQUEMAS......................................................xivii

LISTA DE CROMATOGRAMAS E ESPECTROS DE MASSAS...xlix

LISTA DE ESPECTROS DE RMN (1H e 13C).............................l

1 INTRODUÇÃO ................................................................1

2 OBJETIVOS ....................................................................3

3 CONSIDERAÇÕES GERAIS..............................................5 3.1 PRODUÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA (MO) ......................................................5 3.2 DEPOSIÇÃO E PRESERVAÇÃO DA MATÉRIA ORGÂNICA.....................................6 3.3 BIOMARCADORES .................................................................................8 3.4 BIOMARCADORES E SUAS APLICAÇÕES: ..................................................... 10 3.4.1 Idade e Paleoambiente Deposicional da Rocha Geradora ...............11 3.4.2 Grau de Evolução Térmica ...........................................................................12 3.4.3 Biodegradação ..................................................................................................14

3.5 BIOMARCADORES ÁCIDOS.........................................................................17 3.6 ORIGEM DE PETRÓLEOS ÁCIDOS.................................................................19 3.7 MÉTODO DE ANÁLISE DE COMPOSTOS EM GEOQUÍMICA ORGÂNICA (GO). 21 3.8 SISTEMA CGAR ACOPLADO AO EM-EM TRIPLO QUADRUPOLO......................23 3.8.1 Fonte Iônica .......................................................................................................24 3.8.2 Analisadores de Massas ................................................................................25 3.8.3 Câmara de Colisão ..........................................................................................26

3.9 UTILIZAÇÃO DA CGAR/EM-EM EM GEOQUÍMICA ORGÂNICA.........................27 3.10 BACIAS SEDIMENTARES BRASILEIRAS ............................................33 3.11 ASPECTOS GEOLÓGICOS DA BACIA POTIGUAR .............................................35 3.11.1 Óleos Gerados pela Formação Alagamar ...............................................38 3.11.2 Óleos Gerados pela Formação Pendência ..............................................40

CAPÍTULO 1 CARACTERIZAÇÃO GEOQUÍMICA DA FRAÇÃO NEUTRA POR CGAR/EM E CGAR/EM-EM DE ÓLEOS DE DIFERENTES ORIGENS DA BACIA POTIGUAR ........................... 42

4 ANÁLISE DAS FRAÇÕES DO PETRÓLEO .........................45

Índice

xxii

4.1 ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA SATURADA (FNS) ..........................................47 4.1.1 Hidrocarbonetos Lineares.............................................................................47 4.1.2 Hidrocarbonetos Isoprenóides Acíclicos..................................................51 4.1.3 Cicloexanos Mono e Dissubstituídos.........................................................55 4.1.4 Carotanos............................................................................................................64 4.1.5 Terpanos .............................................................................................................65 4.1.5.1 Sesquiterpanos .............................................................................................66 4.1.5.2 Terpanos Tricíclicos e Tetracíclicos.......................................................72 4.1.5.3 Terpanos Pentacíclicos...............................................................................80 4.1.5.3.1 Norhopanos e Homohopanos..........................................................85

4.1.6 Esteranos e Diasteranos ...............................................................................96 4.1.7 Parâmetros Geoquímicos Determinados nas Frações Neutras ....103

4.2 ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA INSATURADA (FNI).......................................107 4.2.1 Análise dos constituintes aromáticos.....................................................107 4.2.1.1 Análise de esteranos mono e triaromáticos e alquil-esteranos monoaromáticos. .......................................................................................................111

5 ANÁLISE DE ESTERANOS POR CGAR/EM-EM............... 120 5.1 ANÁLISE DE 4-DESMETIL-ESTERANOS (C30); 2-, 3- E 4-METIL–ESTERANOS (C30) E DINOSTERANOS (C30) POR CGAR/EM-EM. ..............................................128 5.1.1 4-Desmetil-Esteranos (C30) .......................................................................128 5.1.2 2-metil-, 3-metil-, 4-metil-esterano e Dinosterano. .......................133

5.2 ANÁLISE DA SÉRIE HOMÓLOGA (C29 – C35) DA CLASSE 3-ALQUIL-ESTERANOS POR CGAR/EM-EM (MRM). ..............................................................................149 5.2.1 Confirmação estrutural de componentes da classe 3-alquil-esteranos por coinjeção de padrões da série 3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-colestano; 3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-estigmastano. .................................................................................................................154

5.3 FORTIFICAÇÃO DOS ÓLEOS COM 5β(H)-COLANO (C24) PARA QUANTIFICAÇÃO DE ESTERANOS. ..................................................................................................163 5.4 CONCLUSÃO PARCIAL: FRAÇÃO NEUTRA....................................................170

CAPÍTULO 2 IDENTIFICAÇÃO DE BIOMARCADORES ÁCIDOS POR CGAR/EM E CGAR/EM-EM.................................................... 173

6 ANÁLISE DOS COMPONENTES ÁCIDOS ....................... 175 6.1 ANÁLISES DOS ÉSTERES METÍLICOS (EM) E HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS LINEARES (HAC). ...................................................................................176 6.2 ESTUDO DE ÉSTERES DERIVADOS DE ÁCIDOS CICLOEXANÓICOS MONO- E DISSUBSTITUÍDOS E ÉSTERES LINEARES RAMIFICADOS...........................................190 6.3 ANÁLISE DE ÉSTERES E HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS TERPANÓICOS TRICÍCLICOS. ................................................................................196 6.4 ANÁLISE DE ÉSTERES E HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS TERPANÓICOS PENTACÍCLICOS. ............................................................................225

Índice

xxiii

6.5 HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS ESTERANÓICOS E ALQUIL

ESTERANÓICOS. COINJEÇÃO DE PADRÕES DA SÉRIE 5α(H)- E 5β(H)- COLESTANO E ESTIGMASTANO; 3β(ALQUIL)-5α(H)- E 3α(ALQUIL)-5β(H)- COLESTANO E

ESTIGMASTANO...................................................................................................236 6.5.1 Coinjeção de padrões com amostra LAD-1 – Fração HAc.............239 6.5.2 Coinjeção de padrões com amostra ME-1 – Fração HAc ...............240 6.5.3 Coinjeção de padrões com amostra M-2 – Fração HAc. ................241 6.5.4 Análise da série homóloga (C31 – C36) da classe ácidos esteran-3-il-alcanóicos por CGAR/EM-EM (MRM) da Fração HAc dos óleos LAD e ME. ..............................................................................................................................249

6.6 VERIFICAÇÃO DA POSSÍVEL PRESENÇA DE ÁCIDOS DERIVADOS DE 2-, 3-, E 4-METIL-ESTERÂNICOS E DINOSTEROL.....................................................................251 6.7 ANÁLISE DOS HIDROCARBONETOS DERIVADOS DOS CONSTITUINTES ÁCIDOS AROMÁTICOS......................................................................................................253 6.8 CONCLUSÃO PARCIAL DA FRAÇÃO ÁCIDA ..................................................257

CAPÍTULO 3 SÍNTESE DE BIOMARCADORES DERIVADOS DO ERGOSTEROL E ESTIGMASTEROL......................................... 261

7 SINTESE DE PADRÕES ................................................ 263 7.1 SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211], 265 7.1.1 Obtenção e caracterização do intermediário 211b. .........................266 7.1.2 Obtenção e caracterização do intermediário 211c...........................269 7.1.3 Obtenção e caracterização dos compostos 211d e 211.................271

7.2 SÍNTESE DE ALQUIL-ESTERANOS DERIVADOS DO ESTIGMASTEROL [211A]. .275 7.2.1 Síntese do Intermediário Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251] .....276 7.2.2 Síntese de 2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135]. ............................279 7.2.2.1 Obtenção e caracterização do intermediário [252]. ....................279 7.2.2.2 Obtenção e caracterização do intermediário [253] ....................283 7.2.2.3 Obtenção e caracterização do composto [135]. ...........................286

7.2.3 Síntese de 4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139]. ............................290 7.2.3.1 Obtenção e caracterização do intermediário [254]......................290 7.2.3.2 Obtenção e caracterização do intermediário [255]. ....................292 7.2.3.3 Obtenção e carcterização do composto [139]. ..............................295

7.3 SÍNTESE DE ALQUIL-ESTERANOS DERIVADOS DO ERGOSTEROL [256A],,,. ...300 7.3.1 Síntese do intermediário (20R,24S)-ergosta-8,11,13(14)-trien-3-ona [257]..........................................................................................................................301 7.3.1.1 Obtenção e caracterização do composto [256b] ..........................302 7.3.1.2 Rota 1: Obtenção e caracterização do composto [256c]...........305 7.3.1.3 Rota1: Obtenção e caracterização do intermediário [256d1] ..306 7.3.1.4 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256e] ..........308 7.3.1.5 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256f] ...........309

7.4 CONCLUSÃO PARCIAL: SINTESE DE BIOMARCADORES.................................312

Índice

xxiv

8 PARTE EXPERIMENTAL ............................................... 313 8.1 INSTRUMENTAÇÃO E CONDIÇÕES ANALÍTICAS ............................................313 8.1.1 Solventes e reagentes .................................................................................313 8.1.2 Espectroscopia no infravermelho ............................................................313 8.1.3 Cromatografia gasosa de alta resolução acoplada à espectrometria de massas (CGAR/EM) .................................................................313 8.1.4 Cromatografia em coluna (CC) e camada delgada (CCD).............314 8.1.5 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN) ............315

8.2 AMOSTRAGEM E TRATAMENTO ANALÍTICO DOS ÓLEOS ...............315 8.2.1 Obtenção da Fração Neutra.......................................................................316 8.2.2 Obtenção da Fração Ácida..........................................................................318

8.3 MÉTODOS DE ANÁLISE ............................................................................319 8.3.1 Cromatografia e Espectrometria de Massas .......................................319

8.4 SÍNTESE DE BIOMARCADORES ..................................................................321 8.4.1 Descrição dos compostos sintetizados neste trabalho. ..................324 8.4.1.1 Síntese do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211.] ................................................................................................................324 8.4.1.1.1 Reação de Epoxidação do Estigmasterol – Composto

[211b1]. ..............................................................................................................324 8.4.1.1.2 Reação de Mesilação do Composto [211b1] – Composto

[211b] ..............................................................................................................324 8.4.1.1.3 Reação de Eliminação dos Grupos Epoxi e Mesila do

composto [211b] – Composto [211c] ...............................................................325 8.4.1.1.4 Reação de Aromatização do composto [211c] - Composto

[211d] ..............................................................................................................326 8.4.1.1.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [211d] para formar o

Composto [211] .........................................................................................................326 8.4.1.2 Síntese do composto (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135] ......................................................................................................................327 8.4.1.2.1 Obtenção da Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]. Reação de

Oppenauer ..............................................................................................................327 8.4.1.2.2 Síntese do composto [252]- Reação de Metilação no

Carbono C-2. ..............................................................................................................328 8.4.1.2.3 Síntese do composto [253] - Hidrogenação Regiosseletiva

do composto [252] com Li/NH3. ..........................................................................329 8.4.1.2.4 Síntese do composto [135a ] – Redução de Cetona por

Wolff-Kishiner..............................................................................................................329 8.4.1.2.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [135a] para formar o

Composto [135] .........................................................................................................330 8.4.1.3 Síntese do composto (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139] ......................................................................................................................331 8.4.1.3.1 Síntese do composto [254] – Alquilação Regiosseletiva do

composto [251]com Tiofenol/Formaldeído ......................................................331

Índice

xxv

8.4.1.3.2 Síntese dos compostos [255] e [255a] – Reação de Eliminação do Grupo Tiofenil com Li/NH3 líquida..........................................331 8.4.1.3.3 Síntese do composto [139a] – Reação de Oxidação de

Álcool ..............................................................................................................332 8.4.1.3.4 Hidrogenação Catalítica do Composto [139a] para formar o

Composto [139] .........................................................................................................334 8.4.1.4 Síntese de Alquil-Esteranos Aromáticos Derivados do Ergosterol [256a] ......................................................................................................................334 8.4.1.4.1 Preparação do catalizador de Ni-Raney W6. ..........................334 8.4.1.4.2 Hidrogenação Regiosseletiva do Ergosterol [256a].............335 8.4.1.4.3 Reação de Acetilação da Mistura de compostos [256b] e

[256b1] ..............................................................................................................335 8.4.1.4.4 Reação de Bromação Alílica e Aromatização dos compostos

[256c] e [256c1].........................................................................................................336

8.5 CONCLUSÃO FINAL ......................................................................337

APÊNDICE ........................................................................ 333

Lista de Abreviaturas, Símbolos e Notas

xxvii

LISTA DE ABREVIATURAS, SÍMBOLOS E NOTAS

DEPT..........................“distortionless enhancement by polarization transfer”

(experimento de RMN empregado para distinguir os sinais de CH, CH2 e CH3)

CCP.................................Cromatografia em coluna preparativa

CG.................................Cromatografia gasosa

CGAR/EM.......................Cromatografia gasosa de alta resolução acoplada à

espectrometria de massas

CGAR/EM-EM.................. Cromatografia gasosa de alta resolução acoplada à

espectrometria de massas em série.

eV.................…………....elétrons volt

m/z.....................................razão entre a massa do fragmento e sua respectiva

IV......................................infravermelho

VIP varredura de íons precursores

MRS..................................monitoramento de reação simples

VIT....................................varredura de íons totais

VIPRE................................varredura de íons precursores

MRM..................................monitoramento de reações múltiplas

MIS.....................................monitoramento de íons selecionados

RMN...................................Ressonância Magnética Nuclear

Lista de Tabelas

xxix

LISTA DE TABELAS

página

TABELA 1: PRINCIPAIS BIOMARCADORES UTILIZADOS COMO INDICADORES DE CONTRIBUIÇÃO BIOLÓGICA E AMBIENTE DEPOSICIONAL. ...................................................15

TABELA 2: PROCESSOS REALIZADOS DURANTE A ANÁLISE DE UMA AMOSTRA COMPLEXA ATRAVÉS DA CGAR/EM (A) E CGAR/EM-EM (B)........................................................23

TABELA 3: DADOS GEOQUÍMICOS DE AMOSTRAS DE ÓLEOS E SEDIMENTOS DAS BACIAS BRASILEIRAS DE DIFERENTES AMBIENTES DEPOSICIONAIS76,79,80,81,82...........................41

TABELA 4: ISOPRENÓIDES DETECTADOS MONITORANDO O ÍON-FRAGMENTO EM M/Z 183. .54 TABELA 5: CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS DETECTADOS EM AMOSTRAS DE ÓLEOS

MONITORANDO O ÍON-FRAGMENTO EM M/Z 83..................................................................56 TABELA 6: CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS DETECTADOS EM AMOSTRAS DE ÓLEOS

MONITORANDO O ÍON-FRAGMENTO EM M/Z 97..................................................................57 TABELA 7: SESQUITERPANOS BICÍCLICOS DETECTADOS NA FNS DOS ÓLEOS........................69 TABELA 8: PARÂMETROS GEOQUÍMICOS OBTIDOS ATRAVÉS DAS ANÁLISES DOS ÓLEOS PARA

A CARACTERIZAÇÃO DE ORIGEM E MATURIDADE DAS AMOSTRAS DO ESTREITO DE GUAMARÉ, BACIA POTIGUAR (RN, BRASIL). ..................................................................104

TABELA 9: ESTERANOS MONO- (M/Z 253) E TRIAROMÁTICOS (M/Z 231) DETECTADOS NO ÓLEO.....................................................................................................................................115

TABELA 10: METIL-ESTERANOS MONO- (M/Z 267) E TRIAROMÁTICOS (M/Z 245) DETECTADOS NO ÓLEO........................................................................................................116

TABELA 11: DISTRIBUIÇÃO DE 4-DESMETIL-ESTERANOS (24-N-PROPIL- E 24-ISOPROPILCOLESTANO) DETECTADOS EM AMOSTRAS ME PELO MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR–ÍON PRODUTO [M+.(414) → 217 DALTONS]................133

TABELA 12: DIASTEREOISÔMEROS DAS SÉRIES 3-ALQUIL-COLESTANOS E 3-ALQUIL-ESTIGMASTANOS IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO NEUTRA DE ÓLEOS ATRAVÉS DA COINJEÇÃO

DE PADRÕES SINTÉTICOS EM CG/EM (MIS). .................................................................162 TABELA 13: QUANTIFICAÇÃO DE ESTERANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE PELO

MÉTODO DA FORTIFICAÇÃO COM PADRÃO INTERNO 5β(H)-COLANO..............................168 TABELA 14: QUANTIFICAÇÃO DE ESTERANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS PELO

MÉTODO DA FORTIFICAÇÃO COM PADRÃO INTERNO 5β(H)-COLANO..............................169 TABELA 15: ÍNDICE DE RETENÇÃO DOS ÉSTERES METÍLICOS DERIVADOS DOS ÁCIDOS

CARBOXÍLICOS LINEARES PRESENTES NOS ÓLEOS EM ESTUDO. ......................................184 TABELA 16: RAZÃO 22R/22S COMPARATIVA PARA OS DIASTEREOISÔMEROS

17α(H),21β(H) E 17β(H),21α(H) DE ÁCIDOS HOPANÓICOS DERIVADOS DA FRAÇÃO EM........................................................................................................................................236

TABELA 17: ÁCIDOS ESTIGMASTÂNICOS , ALQUIL-COLESTÂNICOS E ALQUIL-ESTIGMASTÂNICOS IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO DE HIDROCARBONETO DERIVADOS

(HAC) DOS ÓLEOS, POR MEIO DE COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS......................238 TABELA 18: ÁCIDOS ESTERANÓICOS E ALQUIL-ESTERANÓICOS DETECTADOS COMO

HIDROCARBONETOS DERIVADOS DA FRAÇÃO ÁCIDA. ......................................................248

Lista de Tabelas

xxx

TABELA 19:ÁCIDOS ESTERÂNICOS MONOAROMÁTICOS DETECTADOS NA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2............................................................................................................................254

TABELA 20: MASSAS E RENDIMENTOS OBTIDOS DA FRAÇÃO NEUTRA (FN).........................317 TABELA 21: MASSAS E RENDIMENTOS OBTIDOS DA FRAÇÃO ÁCIDA (FAC). ........................319

Lista de Figuras

xxxi

LISTA DE FIGURAS

página

FIGURA 1: ESTRUTURAS DOS BIOMARCADORES PROPOSTOS PARA SÍNTESE. ...........................4 FIGURA 2. EQUAÇÃO SIMPLIFICADA DA FOTOSSÍNTESE, COM A FORMAÇÃO DE UMA

MOLÉCULA DE AÇÚCAR (GLICOSE), DE ACORDO COM SCHLESINGER, 1997. ...................5 FIGURA 3. CICLO DO CARBONO (ADAPTADO DE TISSOT & WELTE, 1978)7. .........................6 FIGURA 4: EVOLUÇÃO DOS BIOLIPÍDIOS PARA GEOLIPÍDIOS DENTRO DO CICLO DIAGENÉTICO

(SEGUNDO TISSOT & WELTE, 19787). ...............................................................................8 FIGURA 5: TRANSFORMAÇÃO DE ESTERÓIS (PROVENIENTES DE ANIMAIS E/OU VEGETAIS)

PARA BIOMARCADORES ESTERANOS, DURANTE DIAGÊNESE. .............................................10 FIGURA 7: TRANSFORMAÇÃO DE BACTERIOHOPANOTETROL, PROVENIENTES DE ANIMAIS

E/OU VEGETAIS PARA BIOMARCADORES HOPANOS, DURANTE A DIAGÊNESE. ..................13 FIGURA 8: REPRESENTAÇÃO DE UM SISTEMA CGAR/EM-EM (TRIPLO QUADRUPOLAR).....24 FIGURA 9: REPRESENTAÇÃO DE ALGUNS ESTERANOS IDENTIFICADOS POR CG/EM-EM. ....29 FIGURA 10: MAPA GEOGRÁFICO, MOSTRANDO AS PRINCIPAIS BACIAS SEDIMENTARES

BRASILEIRAS, DESTACANDO A BACIA DE CAMPOS E A BACIA POTIGUAR (PETROBRÁS, 2005). ..................................................................................................................................34

FIGURA 11: CARTA ESTRATIGRÁFICA DA BACIA DE POTIGUAR76. ...........................................37 FIGURA 12: MAPA TECTÔNICO ESQUEMÁTICO E DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA DOS VÁRIOS

TIPOS DE ÓLEOS DA BACIA DE POTIGUAR (MODIFICADO DE SANTOS NETO E HAYES,199976). ..................................................................................................................38

FIGURA 13: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS REPRESENTATIVO DO ÓLEO LAD-1. ............49 FIGURA 14: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS REPRESENTATIVO DO ÓLEO LAD-2. ............49 FIGURA 15: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS REPRESENTATIVO DO ÓLEO M-1..................49 FIGURA 16: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS (“TIC”) REPRESENTATIVO DO ÓLEO M-2. .50 FIGURA 17: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS (“TIC”) REPRESENTATIVO DO ÓLEO ME-2.

................................................................................................................................................50 FIGURA 18: CROMATOGRAMA DE ÍONS TOTAIS (“TIC”) REPRESENTATIVO DO ÓLEO ME-1.

................................................................................................................................................50 FIGURA 19: ESPECTRO DE MASSAS DO ALCANO C17 REPRESENTATIVO DOS

HIDROCARBONETOS LINEARES. ............................................................................................51 FIGURA 20: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DO ISOPRENO (C5)...............................................52 FIGURA 21: PROCEDÊNCIA SUGERIDA PARA A OBTENÇÃO DO PRISTANO E FITANO7,12,18. ...53 FIGURA 22: CROMATOGRAMA DE ÍONS RECONSTRUÍDOS (“RIC”) EM M/Z 183

REPRESENTATIVO DOS ÓLEOS TIPO LAD E M. (EQUIPAMENTO: HP5890II/HP 5970-MSD – COLUNA HP5-MS 30M X 0,25MM X 0,25µM). .................................................53

FIGURA 23: ESPECTRO DE MASSAS DO FITANO (C20) REPRESENTATIVO DOS

HIDROCARBONETOS ISOPRENÓIDES REGULARES. ...............................................................54 FIGURA 24: REPRESENTAÇÃO DA FRAGMENTAÇÃO PRINCIPAL DOS CICLOEXANOS MONO- E

DISSUBSTITUÍDO. ..................................................................................................................56 FIGURA 25: PERFIL CROMATOGRÁFICO REPRESENTATIVO DOS CICLOEXANOS

MONOSSUBSTITUÍDOS DETECTADOS NA AMOSTRA M1. “RIC” EM M/Z 83.

Lista de Figuras

xxxii

*EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM)....................................................................58

FIGURA 26: PERFIL CROMATOGRÁFICO REPRESENTATIVO DOS CICLOEXANOS

DISSUBSTITUÍDOS DETECTADOS NA AMOSTRA M1. “RIC” EM M/Z 97. *EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM). ..............................................................................................58

FIGURA 27: ESTRUTURAS DE CICLOEXANO MONOSSUBSTITUÍDO (A) E CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS (B) E (C) MAIS ESTÁVEIS TERMODINAMICAMENTE. ..........................59

FIGURA 28: ESPECTRO DE MASSAS DO NONIL-CICLOEXANO (C15), REPRESENTATIVO DA CLASSE DOS CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS. ...........................................................59

FIGURA 29: ESPECTRO DE MASSAS DO METIL-UNDECIL-CICLOEXANO (C18), REPRESENTATIVO DA CLASSE DOS CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS...............................60

FIGURA 30: “RIC” REPRESENTATIVO DOS CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS (M/Z 83) E CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS (M/Z 97), DETECTADOS NAS AMOSTRAS LACUSTRES (LAD) E MISTAS (M). *EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM). ....................61

FIGURA 31: PERFIL CROMATOGRÁFICO DO MONITORAMENTO EM M/Z 83 E M/Z 97 DOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICO (ME), MOSTRANDO NÍVEIS DE CONCENTRAÇÃO NÃO DETECTDOS DE CICLOEXANOS MONOSSUBSTITUÍDOS E CICLOEXANOS DISSUBSTITUÍDOS, RESPECTIVAMENTE. *EQUIPAMENTO: VARIAN CP3800 / 1200L “MSMS” - COLUNA CAPILAR CP-SIL8 CB LOW BLEED (30M X 0,25MM X 0,25µM). ...................................62

FIGURA 32: EFEITO DOS VÁRIOS NÍVEIS DE BIODEGRADAÇÃO SOBRE ÓLEOS MATUROS TÍPICOS. A FIGURA PODE SER USADA PARA CLASSIFICAR O GRAU DE BIODEGRADAÇÃO SOBRE A “ESCALA” DE 1 A 10.............................................................................................63

FIGURA 33: MIS EM M/Z 125 DO ÓLEO ME2 REPRESENTATIVO PARA DETECÇÃO DE β-CAROTANO. ............................................................................................................................65

FIGURA 34: SESQUITERPANOS BICÍCLICOS IDENTIFICADOS PELA TÉCNICA MIS, MONITORANDO-SE OS ÍONS EM M/Z 123, 109, 137, 179 E 193, REPRESENTADO PELO ÓLEO M-2. *(EQUIPAMENTO: HP5890II/HP 5970-MSD – COLUNA HP5-MS 30M X 0,25MM X 0,25µM) .................................................................................................68

FIGURA 35: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA OS SESQUITERPANOS BICÍCLICOS DETECTADOS NAS AMOSTRAS DE ÓLEOS EM ESTUDO................................................................................69

FIGURA 36: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DOS SESQUITERPANOS BICÍCLICOS (C15). DRIMANO REARRANJADO (PICO 28) E DRIMANO (PICO 30)..............................70

FIGURA 37: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO PARA OS COMPOSTOS BICÍCLICOS DO TIPO DRIMANO................................................................................................................................71

FIGURA 38: REPRESENTAÇÃO DA FRAGMENTAÇÃO DO 8β(H)-DRIMANO COM AS

RESPECTIVAS CONTRIBUIÇÕES .............................................................................................71 FIGURA 39: FORMAÇÃO DO TRICICLOHEXAPRENOL A PARTIR DA CICLIZAÇÃO ANAERÓBIA AO

HEXAPRENOL. .........................................................................................................................73 FIGURA 40: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO PARA OS COMPOSTOS TERPANOS TRICÍCLICOS.74 FIGURA 41: FRAÇÃO F1P1 DO ÓLEO LACUSTRE DE ÁGUA DOCE. (A): MIS; (B) CRI EM

M/Z 191; (C) CRI EM M/Z 217........................................................................................76

Lista de Figuras

xxxiii

FIGURA 42: FRAÇÃO F1P1 DO ÓLEO LACUSTRE DE ÁGUA DOCE RECRISTALIZADO COM ADUTO DE URÉIA. (A): MIS; (B) CRI EM M/Z 191; (C) CRI EM M/Z 217. ...........76

FIGURA 43: ESTRUTURAS DE DITERPANOS TRICÍCLICOS TIPO KAURANO...............................80 FIGURA 44: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DOS TERPANOS PENTACÍCLICOS – HOPANO. .....81 FIGURA 45: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DO BACTERIOHOPANOTETROL . ...........................81 FIGURA 46: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 191 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS TERPANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE. .................................................77 FIGURA 47: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 191 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS TERPANOS NOS ÓLEOS MISTOS. ..................................................................................77 FIGURA 48: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 191 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS TERPANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICO. .....................................................78 FIGURA 49: ESTRUTURA REPRESENTATIVA DO GAMACERANO. ................................................82 FIGURA 50: PROCESSO REPRESENTATIVO DA TRANSFORMAÇÃO DE TM EM TS DURANTE O

PROCESSO DE MATURAÇÃO...................................................................................................84 FIGURA 51: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DA SÉRIE DOS HOPANOS

PENTACÍCLICOS. HOPANO C30 – PICO 52. ........................................................................84 FIGURA 52: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DO TERPANO PENTACÍCLICO NÃO

HOPANÓICO GAMACERANO (C30) – PICO 56. ...................................................................85 FIGURA 53: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DOS COMPOSTOS TERPANOS PENTACÍCLICOS

25-, 28- E 30-NORHOPANOS............................................................................................85 FIGURA 54: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 177 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS NORHOPANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE............................................87 FIGURA 55: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 177 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS COMPOSTOS NORHOPANOS NOS ÓLEO MISTO M2. ...................................................87 FIGURA 56: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 177 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS NORHOPANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS..............................................88 FIGURA 57: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS NORHOPANOS PENTACÍCLICOS

DA SÉRIE 28,30-BISNORHOPANO (PICO 49A); C25-NORHOPANO (PICO 49B); E 30-NORHOPANO (PICO 50)........................................................................................................91

FIGURA 58: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DO COMPOSTOS TERPANOS PENTACÍCLICOS DA SÉRIE HOMOHOPANOS...........................................................................................................92

FIGURA 59: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS HOMOHOPANOS C31

[17α(H),21β(H); 22S E 22R] - PICO 55 (A,B), RESPECTIVAMENTE. ......................94 FIGURA 60: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS HOMOHOPANOS C32

[17α(H),21β(H); 22S E 22R] - PICO 58 (A,B), RESPECTIVAMENTE. ......................95 FIGURA 61: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 217 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS ESTERANOS NOS ÓLEOS LACUSTRES DE ÁGUA DOCE. ..............................................98 FIGURA 62: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 217 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS ESTERANOS NOS ÓLEOS MISTOS. ...............................................................................98 FIGURA 63: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 217 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS ESTERANOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS. ................................................99 FIGURA 64: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS ESTERANOS NORMAIS C27

[5α(H),14α(H),17α(H); 22S E 22R] – PICOS 74 E 78, RESPECTIVAMENTE. .....101

Lista de Figuras

xxxiv

FIGURA 65: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 259 MOSTRANDO A PRESENÇA DOS DIASTERANOS NOS ÓLEOS MARINHO-EVAPORÍTICOS.............................................102

FIGURA 66: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS DOS DIASTERANOS C27

[13β(H),17α(H); 22S E 22R] – PICOS 67 E 68, RESPECTIVAMENTE....................103 FIGURA 67: COMPOSTOS AROMÁTICOS TÍPICOS ENCONTRADOS EM ÓLEOS E SEDIMENTOS.

..............................................................................................................................................109 FIGURA 68: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 253 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS ESTERANOS AROMÁTICOS NO ANEL C NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS.....111 FIGURA 69: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 231 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS ESTERANOS TRIAROMÁTICOS DESMETILADOS NOS ÓLEOS MARINHOS

EVAPORÍTICOS. ...................................................................................................................112 FIGURA 70: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 245 MOSTRANDO A PRESENÇA

DOS ESTERANOS TRIAROMÁTICOS METILADOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS...............................................................................................................................................112

FIGURA 71: CONVERSÃO DE ESTERANOS MONOAROMÁTICOS (MA) PARA TRIAROMÁTICOS (TA) DURANTE O PROCESSO DE EVOLUÇÃO TÉRMICA. ....................................................113

FIGURA 72: CROMATOGRAMA DE ÍONS SELETIVOS EM M/Z 267 MOSTRANDO A PRESENÇA DOS ALQUIL-ESTERANOS MONOAROMÁTICOS NOS ÓLEOS MARINHOS EVAPORÍTICOS.114

FIGURA 73: AMOSTRA ME2 COINJETADA COM PADRÃO SINTÉTICO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211]. (A) MONITORAMENTO DE ÍON SELECIONADO

COM M/Z 253; (B) MONITORAMENTO DE ÍON SELECIONADO COM M/Z 211. .............117 FIGURA 74: ANÁLISE EM CG/EM DO EXTRATO DE AFLORAMENTO DA BACIA DO PARANÁ..118 FIGURA 75: ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-

1,3,5(10)-TRIENO [211]................................................................................................119 FIGURA 76: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO PARA FORMAÇÃO DO ÍON-FRAGMENTO EM 211

DALTONS A PARTIR DO COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211].....................................................................................................................119

FIGURA 77: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA C21- E C22– ESTERANOS................................121 FIGURA 78: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA C26-, C27-, C28- E C29- ESTERANOS...........121 FIGURA 79: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO]

[288 → 217 (A) E 302 → 217 (B)] REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C21 E C22 – ESTERANOS. (A1) E (B1): AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE MASSAS NA REGIÃO DE INTERESSE....................................................................................122

FIGURA 80: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO] [358 → 217 (A); 372 → 217 (B); 386 → 217 (C); E 400 → 217 (D)]; REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA AMOSTRA ME1. (A1) A (D1): AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE MASSAS NA REGIÃO DE INTERESSE......................................................................................................................123

FIGURA 81: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO] [358 → 217 (A); 372 → 217 (B); 386 → 217 (C); E 400 → 217 (D)]; REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA AMOSTRA ME2. (A1) A (D1): AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE MASSAS NA REGIÃO DE INTERESSE......................................................................................................................124

Lista de Figuras

xxxv

FIGURA 82: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO] [372 → 217 (A) E (A1); 386 → 217 (B) E (B1); E 400 → 217 (C) E (C1)]; REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA AMOSTRA TIPO LAD............................................................................................................125

FIGURA 83: ANÁLISE EM CG/EM-EM* [TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO] [372 → 217 (A); 386 → 217 (B); E 400 → 217 (C)]; REPRESENTATIVO PARA IDENTIFICAÇÃO PRÉVIA DE C26 - C29 – ESTERANOS NA AMOSTRA M2. ........................126

FIGURA 84: ESTRUTURA REPRESENTATIVA PARA A CLASSE DE COMPOSTOS 24-N-PROPIL- E 24-ISOPROPILCOLESTANOS [4-DES-ESTERANOS (C30)]...............................................129

FIGURA 85: ESTRUTURAS DOS PRECURSORES DOS COMPOSTOS 24-PROPIL-COLESTANOS...............................................................................................................................................129

FIGURA 86: MECANISMO DE FRAGMENTAÇÃO PROPOSTO PARA DERIVADOS DO ESTERANO...............................................................................................................................................130

FIGURA 87: C30 – DESMETIL-ESTERANOS (↓) FORAM DETECTADOS PELA COMPARAÇÃO DO RESULTADO OBTIDO DA ANÁLISE DE MONITORAMENTO DOS ÍONS SELECIONADOS EM M/Z 217 + 231 + 414 POR CG-EM E CONFIRMADO SUA PRESENÇA PELA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR– ÍON PRODUTO [M+. (414) → 217 DALTONS] POR CGAR/EM-EM. ...131

FIGURA 88: DISTRIBUIÇÃO DE 4-DESMETIL-ESTERANOS (C30) [24-N-PROPIL- E 24-ISOPROPILCOLESTANOS] NA FRAÇÃO SATURADA DAS AMOSTRAS TIPO ME, OBTIDO PELO MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M+. (414) → 217 DALTONS] (MRM/CG/EM-EM).......................................................................................132

FIGURA 89: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DA CLASSE 4-METIL-ESTERANOS [C28 – C30] E DINOSTERANOS................................................................................................................134

FIGURA 90: MECANISMO DE FRAGMENTAÇÃO PROPOSTO PARA 4-METIL-ESTERANOS. .......135 FIGURA 91: ESQUEMA DIAGENÉTICO PROPOSTO POR WOLF E COLABORADORES, 1986 (A E

B)58, 59, PARA A FORMAÇÃO DE 4-METIL-ESTERANOS E 4-METIL-DIASTERANOS A PARTIR DE 4-METIL-ESTERAN-3-OL...............................................................................................136

FIGURA 92: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DO DINOSTEROL E DINOSTANOL. .................137 FIGURA 93: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS DA CLASSE 2-METIL E 3-METIL-ESTERANOS

[C28 – C30]. .......................................................................................................................138 FIGURA 94: DISTRIBUIÇÃO DE METIL-ESTERANOS (C30) [2-; 3-; E 4-METIL-ESTERANOS]

NA FRAÇÃO SATURADA DO ÓLEO ME-1, OBTIDO PELO MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M+. (414) → 231 DALTONS; M+. (414) → 95 DALTONS; E M+. (414) → 98] (MRM/CG/EM-EM)..................................................140

FIGURA 95: DISTRIBUIÇÃO DE METIL-ESTERANOS (C30) [2-; 3-; E 4-METIL-ESTERANOS; E DINOSTERANOS] NA FRAÇÃO SATURADA DO ÓLEO ME-2, OBTIDO PELO

MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M+. (414) → 231 DALTONS; M+. (414) → 95 DALTONS; E M+. (414) → 98] (MRM/CG/EM-EM)...............................................................................................................................................141

FIGURA 96: DISTRIBUIÇÃO DE METIL-ESTERANOS (C30) [2-; 3-; E 4-METIL-ESTERANOS] NA FRAÇÃO SATURADA DO ÓLEO LAD-1, OBTIDO PELO MONITORAMENTO DA TRANSIÇÃO ÍON PRECURSOR – ÍON PRODUTO [M+. (414) → 231 DALTONS] (MRM/CG/EM-EM)......................................................................................................................................142

Lista de Figuras

xxxvi

FIGURA 97: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DOS PADRÕES SINTÉTICOS: (A) SOBREPOSIÇÃO DOS CROMATOGRAMAS DOS COMPONENTES

(20R,24R)-2α-METIL-ESTIGMASTANO [135] E (20R,24R)-3β-METIL-ESTIGMASTANO [136] NA TRANSIÇÃO [M+. (414) → 231 DALTONS; (B) A (D) (20R,24R)-2α-METIL-ESTIGMASTANO [135] E (20R,24R)-4α-METIL-ESTIGMASTANO [139] PARA AS TRANSIÇÕES [M+. (414) → 231 DALTONS; M+.

(414) → 95 DALTONS; E M+. (414) → 98 DALTONS]...............................................143 FIGURA 98: (A) ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DE METIL-ESTERANOS (C30) E

DINOSTERANOS DO ÓLEO ME [M+. (414) → 231 DALTONS]. (B) COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO (20R,24R)-2α-METIL-ESTIGMASTANO [135]...............144

FIGURA 99: (A) ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DE METIL-ESTERANOS (C30) E DINOSTERANOS DO ÓLEO ME [M+. (414) → 231 DALTONS]. (C) COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO (20R,24R)-3β-METIL-ESTIGMASTANO [136]. ..............145

FIGURA 100: (A) ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DE METIL-ESTERANOS (C30) E DINOSTERANOS DO ÓLEO ME [M+. (414) → 231 DALTONS]. (D) COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO (20R,24R)-4α-METIL-ESTIGMASTANO [139]...............146

FIGURA 101: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM) DO ÓLEO ME1 DOS ANÁLOGOS C28 – C29-METIL-ESTERANOS. (A) TRANSIÇÃO [M+. (386) →

231 DALTONS]. (B) TRANSIÇÃO [M+. (400) → 231 DALTONS]...............................147 FIGURA 102: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRM)

MONITORANDO AS TRANSIÇÕES [M+. (386) → 231 DALTONS; E M+. (400) → 231 DALTONS] DOS ANÁLOGOS C28 – C29-METIL-ESTERANOS. (C) E (D) ÓLEO ME2; (E) E (F) ÓLEO LAD1; (G) E (H) ÓLEO LAD2; (I) E (J) ÓLEO M2..............................148

FIGURA 103: REPRESENTAÇÃO ESTRUTURAL DA CLASSE 3-ALQUIL-ESTERANOS. ...............149 FIGURA 104: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-

COLESTANOS DOS ÓLEOS ME-1 E ME-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO [M+. (400) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 259 DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.

(442) → 287 DALTONS]. ................................................................................................150 FIGURA 105: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-

COLESTANOS DOS ÓLEOS LAD-1 E LAD-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO [M+. (400) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 259 DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.

(442) → 287 DALTONS]. ................................................................................................151 FIGURA 106: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-METIL-

COLESTANO DOS ÓLEOS ME-1 E ME-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 259 DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M+. (442) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.

(456) → 287 DALTONS]. ................................................................................................151 FIGURA 107: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-METIL-

COLESTANOS DOS ÓLEOS LAD-1 E LAD-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO [M+. (414) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 259 DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M+. (442) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.

(456) → 287 DALTONS]. ................................................................................................152

Lista de Figuras

xxxvii

FIGURA 108: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-ETIL-COLESTANOS DOS ÓLEOS ME-1 E ME-2 ANALISADOS POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259 DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M+. (456) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+.

(470) → 287 DALTONS]. ................................................................................................152 FIGURA 109: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE 3-ALQUIL-24-ETIL-

COLESTANOS DO ÓLEO LAD-1 ANALISADO POR CG/EM-EM (MRM). (A) TRANSIÇÃO [M+. (428) → 245 DALTONS]; (B) TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259 DALTONS]; (C) TRANSIÇÃO [M+. (456) → 273 DALTONS]; (D) TRANSIÇÃO [M+. (470) → 287 DALTONS]. ...........................................................................................................................153

FIGURA 110: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-METIL-COLESTANOS POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (A) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) DO ÓLEO ME. (A1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (A2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(METIL)-5β(H)-COLESTANO [144]. (A3) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À

COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β(METIL)-5α(H)-COLESTANO [149]....156 FIGURA 111: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-ETIL-COLESTANOS POR COINJEÇÃO DE

PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) DO ÓLEO ME. (B1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (B2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(ETIL)-5β(H)-COLESTANO [166]. (B3) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À

COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β(ETIL)-5α(H)-COLESTANO [170]......157 FIGURA 112: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-PROPIL-COLESTANOS POR COINJEÇÃO DE

PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (C) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) DO ÓLEO ME. (C1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (C2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(PROPIL)-5β(H)-COLESTANO [176]. (C3) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À

COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β(PROPIL)-5α(H)-COLESTANO [179]. 158 FIGURA 113: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-METIL-ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO

DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (A1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (A4) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(METIL)-5β(H)-ESTIGMASTANO [161]. (A5) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 231) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [164]. ......................................................159

FIGURA 114: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-ETIL-ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (B4) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(ETIL)-5β(H)-ESTIGMASTANO [173]. (B5)

Lista de Figuras

xxxviii

CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 245) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β(ETIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [175]. .........................................................160

FIGURA 115: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE 3-PROPIL-ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (C1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (C4) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3α(ETIL)-5β(H)-ESTIGMASTANO [181]. (C5) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 259) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 3β(ETIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [182]. .........................................................161

FIGURA 116: ESTRUTURA DO 5β(H)-COLANO. ......................................................................164 FIGURA 117: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ESTIGMASTANOS POR COINJEÇÃO DE

PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (A) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 217) DO ÓLEO ME AMPLIADO NA REGIÃO DE INTERESSE. (A1) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 217) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 5β(H)-ESTIGMASTANO [88]. (A2) CROMATOGRAMA DE MIS (M/Z 217) REFERENTE À COINJEÇÃO DA AMOSTRA ME COM PADRÃO 5α(H)-ESTIGMASTANO [90]..........................................................................................................165

FIGURA 118: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM (MIS) EM M/Z 217. (A) FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO LAD. (B) FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO LAD FORTIFICADA COM PADRÃO SINTÉTICO 5β(H)-COLANO..................................................166

FIGURA 119: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CG/EM (MIS) EM M/Z 217. (A) FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO ME. (B) FRAÇÃO NEUTRA (F1P1) DO ÓLEO ME FORTIFICADA COM PADRÃO SINTÉTICO 5β(H)-COLANO..................................................167

FIGURA 120: REARRANJO DE MCLAFFERTY MOSTRANDO A FORMAÇÃO DO ÍON-FRAGMENTO COM RELAÇÃO M/Z 74 PARA OS ÉSTERES LINEARES........................................................176

FIGURA 121: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON EXTRAÍDO EM M/Z 74 OBTIDO DA ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS LAD-1 E LAD-2. ................................................................................................................................179

FIGURA 122: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON EXTRAÍDO EM M/Z 74 OBTIDO DA ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS ME -1 E ME -2. ..........................................................................................................................................180

FIGURA 123: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON EXTRAÍDO EM M/Z 74 OBTIDO DA ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M-1 E M-2. .181

FIGURA 124: ESPECTRO DE MASSAS REPRESENTATIVO DOS ÉSTERES METÍLICOS DERIVADOS DOS ÁCIDOS HEXADECANÓICO (C16) E OCTADECANÓICO (C18) PRESENTES NAS

FRAÇÕES EM. ......................................................................................................................183 FIGURA 125: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA

ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO LAD-1. ..........................................................................................................................................186

FIGURA 126: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS ME-1. ..........................................................................................................................................187

Lista de Figuras

xxxix

FIGURA 127: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS ME-2. ..........................................................................................................................................188

FIGURA 128: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍON RECONSTRUÍDO EM M/Z 71 OBTIDO DA ANÁLISE POR CG/EM (VARREDURA DE ÍONS TOTAIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2...............................................................................................................................................189

FIGURA 129: (A) PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 74 OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS; (A1) AMPLIAÇÃO DA REGIÃO CIRCULADA NO PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS RECONSTRUÍDOS EM M/Z 74; M/Z 55; M/Z 83; M/Z 97; E M/Z 296 (M+.). ......................................................................191

FIGURA 130: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS PARA OS COMPONENTES [183] E [184]. .................................................................................................................................192

FIGURA 131: ESPECTROS DE MASSAS DA BIBLIOTECA NIST PARA OS COMPONENTES PADRÕES 4-METIL-CICLOEXANO-CARBOXILATO DE METILA [185]; ÁCIDO

CICLOEXANOBUTANÓICO [185A] E CICLOEPTIL-CARBOXILATO DE METILA [186].......193 FIGURA 132: PERFIL CROMATOGRÁFICO AMPLIADO OBTIDO DA ANÁLISE POR VARREDURA DE

ÍONS TOTAIS DA AMOSTRA LAD1 – FRAÇÃO EM. ...........................................................194 FIGURA 133: COMPARAÇÃO DO ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO 183A COM

ESPECTROS DA BIBLIOTECA NIST, INDICANDO COMO MAIOR PROBABILIDADE

(70.25%) SER O COMPONENTE ÁCIDO 3,5,7,11-METIL-HEXADECANÓICO. .............195 FIGURA 134: ESTRUTURAS REPRESENTATIVAS PARA O ÁCIDO ABIÉTICO E ÁCIDO PIMÁRICO.

..............................................................................................................................................196 FIGURA 135: PROPOSTA SUGERIDA PARA A FORMAÇÃO DOS ÁCIDOS TERPÂNICOS DE CADEIA

LATERAL ESTENDIDA A PARTIR DO TRICICLOHEXAPRENOL. ..............................................197 FIGURA 136: ESTRUTURAS DE ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS MONITORADOS NA FRAÇÃO

EM DAS AMOSTRAS EM ESTUDO. .......................................................................................198 FIGURA 137: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR

DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS LAD1 E LAD2. ..................................................................................................................................199

FIGURA 138: ESPECTROS DE MASSAS DE COMPONENTES TERPANOS TRICÍCLICOS ÁCIDOS E NEUTROS PROVENIENTES DO SOFTWARE DA BIBLIOTECA NIST05..................................200

FIGURA 139: [A] ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [187] E A RESPECTIVA PROPOSTA ESTRUTURAL. [B] ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [188] E A RESPECTIVA PROPOSTA ESTRUTURAL. .....................................................................................................201

FIGURA 140: [B1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM

DO ÓLEO LAD2; [B2] PERFIL CROMATOGRÁFICO DA VARREDURA DE ÍONS PRODUTOS (VIP) NA FAIXA DE MASSAS DO COMPOSTO [187]; [B3] PERFIL CROMATOGRÁFICO DO MONITORAMENTO DE REAÇÃO SIMPLES (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (320) → 191] PARA O COMPOSTO [187]; [B4] PERFIL CROMATOGRÁFICO DA VARREDURA DE ÍONS PRODUTOS (VIP) NA FAIXA DE MASSAS DO COMPOSTO [188]; [B5] PERFIL CROMATOGRÁFICO DO MONITORAMENTO DE REAÇÃO SIMPLES (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (334) → 191] PARA O COMPOSTO [188]; [B6] PERFIL DO ESPECTRO DE MASSAS PROVENIENTES DA VIP E VIPRE PARA OS COMPOSTOS [187] E [188].......202

Lista de Figuras

xl

FIGURA 141: ESTRUTURAS DOS ÉSTERES METÍLICOS DOS ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS ESTERIFICADOS PROPOSTAS PARA OS COMPONENTES [187] E [188] DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS ESTUDADOS NESTE TRABALHO. ................................................203

FIGURA 142: PROPOSTAS DE FRAGMENTAÇÃO DOS COMPOSTOS ÁCIDOS TERPANÓICOS TRICÍCLICOS [187] E [188] PARA FORMAÇÃO DOS ÍONS-FRAGMENTOS [M+. – 15]; M/Z 191; E M/Z 123. .......................................................................................................204

FIGURA 143: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS ME1 E ME2...............................................................................................................................................205

FIGURA 144: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M2...............206

FIGURA 145: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO DA VARREDURA DE ÍONS TOTAIS ÍONS OBTIDO PELA ANÁLISE POR CGAR/EM DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1. [A1]/[[A2] AMPLIAÇÃO DO CROMATOGRAMA DE VIT; [B] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 163; [C] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 177; [D] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191.........................................207

FIGURA 146: ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1. [COMPONENTES 189 A 196]. ........................................................................208

FIGURA 147: COMPARAÇÃO DO ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [189] COM ESPECTROS DA BIBLIOTECA NIST, INDICANDO COMO MAIOR PROBABILIDADE

(90.67%) SER O COMPONENTE DERIVADO DO ÁCIDO DEHIDROABIÉTICO..................209 FIGURA 148: COMPARAÇÃO DO ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [196] COM

ESPECTROS DA BIBLIOTECA NIST, INDICANDO COMO MAIOR PROBABILIDADE

(95.65%) SER O COMPONENTE DERIVADO DO ÁCIDO 7-OXO-DEHIDRO-ABIÉTICO....210 FIGURA 149: ESTRUTURAS PROPOSTAS PARA OS COMPONENTES ÁCIDOS TRICÍCLICOS

[189] E [196] DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1.........................................210 FIGURA 150: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE

ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (314) → 74] PARA O COMPOSTO [189]; [A2] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (314) → 299; (M – CH3)] PARA O COMPOSTO [189]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+.

(314) → 239] PARA O COMPOSTO [189]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M/Z 299 (M – CH3) → 239] PARA O COMPOSTO [189]................212

FIGURA 151: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO DO COMPONENTE [189] PARA FORMAÇÃO DOS ÍONS-FRAGMENTOS EM 299 DALTONS [M+. – CH3] E 239 DALTONS [M+. – C3H7O2; OU M/Z 299 – C2H4O2]. ..................................................................................................213

FIGURA 152: ESTRUTURAS DE ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS ESTERIFICADOS, PROPOSTOS PARA O COMPONENTE [190] DETECTADO NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1..214

FIGURA 153: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA TRANSIÇÃO [M+. (298) → 70 - 310] PARA O COMPOSTO [190]; [A2] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (298) → 283; (M – CH3)] PARA O COMPOSTO [190]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+.

(298) → 163] PARA O COMPOSTO [190]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS)

Lista de Figuras

xli

DA TRANSIÇÃO [M+. (298) → 267] PARA O COMPOSTO [190]. [A5] PERFIL DO ESPECTRO DE MASSAS OBTIDO POR GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (298) → 70 - 310]...............................................................................................................................................215

FIGURA 154: PROPOSTA DE FRAGMENTAÇÃO DO COMPONENTE [190] PARA FORMAÇÃO DOS ÍONS-FRAGMENTOS EM 283 DALTONS [M+. – CH3]; 267 DALTONS [M+. – .OCH3 ], E 163 DALTONS [M+. – 135]. .........................................................................................216

FIGURA 155: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA TRANSIÇÃO [M+. (312) → 70 - 320] PARA O COMPOSTO [191]; [A2] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (312) → 297; (M – CH3)] PARA O COMPOSTO [191]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+.

(312) → 163] PARA O COMPOSTO [191]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (312) → 177] PARA O COMPOSTO [191]. [A5] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (312) → 281] PARA O COMPOSTO [191]. [A6] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (312) → 283] PARA O COMPOSTO [191]. [A7] PERFIL DO ESPECTRO DE MASSAS OBTIDO POR GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (312) → 70 - 320]. ......................................................217

FIGURA 156: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 70 - 330]; [A2] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 311; (M – CH3)]; [A3] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 163]; [A4] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 177]. [A5] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 191]. [A6] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA

TRANSIÇÃO [M+. (326) → 295]. [A7] PERFIL CROMATOGRÁFICO (MRS) DA TRANSIÇÃO [M+. (326) → 297]. [A8] – [A11] PERFIL DO ESPECTRO DE MASSAS OBTIDO POR GCAR/EM-EM (VIP) [M+. (326) → 70 - 330] PARA OS

COMPONENTES [192], [193], [194], [195] RESPECTIVAMENTE..............................218 FIGURA 157: ESTRUTURAS DE ÁCIDOS TERPÂNICOS TRICÍCLICOS ESTERIFICADOS,

PROPOSTO PARA OS COMPONENTES [190], [191] E [193] DETECTADO NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1.................................................................................................................219

FIGURA 158: ESPECTROS DE MASSAS DE COMPONENTES AROMÁTICOS TERPANOS

TRICÍCLICOS ÁCIDOS PROVENIENTES DO SOFTWARE DA BIBLIOTECA NIST05. .............221 FIGURA 159: [A] PERFIL CROMATOGRÁFICO (EXPANDIDO) DA ANÁLISE POR VARREDURA DE

ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DO ÓLEO M1; [A1] PERFIL CROMATOGRÁFICO (VIP) DA TRANSIÇÃO [M+. (328) → 253].....................................................................................222

FIGURA 160: [A]-[C] PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS EM M/Z 191 OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS LAD-1, M-2 E ME-1. .......................................................................................................223

FIGURA 161: [A]-[B] ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES [188A] E [197].....224 FIGURA 162: ESTRUTURAS REPRESENTATIVA PARA OS ÁCIDOS TERPANÓICOS

PENTACÍCLICOS DO TIPO HOPANO......................................................................................226

Lista de Figuras

xlii

FIGURA 163: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS: [A] LAD-1; [B] LAD-2. ..................................................................................................................227

FIGURA 164: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS: [C] ME-1; [D] ME-2. ..........................................................................................................................227

FIGURA 165: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS: [E] M-1; [F] M-2. .............................................................................................................................228

FIGURA 166: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 235; M/Z 249; M/Z 263; E M/Z 277) OBTIDOS A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO EM REPRESENTATIVO PARA OS ÓLEOS LAD; ME; E M. ..................................229

FIGURA 167: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS PARA OS COMPONENTES ÉSTERES METÍLICOS DERIVADOS DE ÁCIDOS HOPANÓICOS (C30 – C33) DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DOS ÓLEOS EM ESTUDO...............................................................................................230

FIGURA 168: ESPECTROS DE MASSAS COMPARATIVO DOS DIASTEREOISÔMEROS ÉSTERES METÍLICOS DERIVADOS DE ÁCIDOS HOPANÓICOS (C30H50O2) DETECTADOS NA FRAÇÃO EM DO ÓLEO TIPO LAD......................................................................................................232

FIGURA 169: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE ÍONS EXTRAÍDOS (M/Z 191) OBTIDO A PARTIR DA ANÁLISE POR VARREDURA DE ÍONS TOTAIS DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2, REPRESENTATIVO PARA OS DEMAIS ÓLEOS EM ESTUDO. ..................................................233

FIGURA 170: ESPECTROS DE MASSAS REPRESENTATIVOS PARA OS COMPONENTES

HIDROCARBONETOS DERIVADOS DE ÁCIDOS HOPANÓICOS (C30 – C33) DETECTADOS NA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS EM ESTUDO. .............................................................................233

FIGURA 171: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL-METANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRS). (A) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO LAD-1 OBTIDO DA TRANSIÇÃO [M+. (414) → 231 DALTONS]; (A1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3α(METIL)-5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [232]. TRANSIÇÃO [M+. (414) → 231 DALTONS]; (A2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(METIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [237]. TRANSIÇÃO [M+. (414) → 231 DALTONS]. ..................................................................239

FIGURA 172: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL-PROPANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM-EM (MRS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO ME-1 OBTIDO DA TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259 DALTONS]; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3α(PROPIL)-5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [234]. TRANSIÇÃO [M+. (442) → 259 DALTONS]; (B2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(PROPIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [239]. TRANSIÇÃO [M+.

(414) → 231 DALTONS]. ................................................................................................240 FIGURA 173: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTANÓICO

POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR

CG/EM (MIS). (A) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO DO MONITORAMENTO EM 217 DALTONS; (A1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO

Lista de Figuras

xliii

5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [231]. MIS> M/Z 217; (A2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [236]. MIS> M/Z 217......................................................................................................................................241

FIGURA 174: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL METANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL METANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO DO MONITORAMENTO EM 231 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)METIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [223]. MIS> M/Z 231; (B2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(METIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [227]. MIS> M/Z 231. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)METIL-5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [232]. MIS> M/Z 231. (B4) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(METIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [237]. MIS> M/Z 231..................................................................................................................242

FIGURA 175: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL ETANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL ETANÓICO POR COINJEÇÃO DE

PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO DO MONITORAMENTO EM 245 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)ETIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [224]. MIS> M/Z 245; (B2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(ETIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [228]. MIS> M/Z 245. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)ETIL-5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [233]. MIS> M/Z 245. (B4) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(ETIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [238]. MIS> M/Z 245..................................................................................................................243

FIGURA 176: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL PROPANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL PROPANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO DO MONITORAMENTO EM 259 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)PROPIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [225]. MIS> M/Z 259; (B2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(PROPIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [229]. MIS> M/Z 259. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)PROPIL-5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [234]. MIS> M/Z 259. (B4) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(PROPIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [239]. MIS> M/Z 259..................................................................................................................244

FIGURA 177: CONFIRMAÇÃO DA PRESENÇA DE ÁCIDO 5β(H)- E 5α(H)-COLESTAN-3-IL BUTANÓICO; 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL BUTANÓICO POR COINJEÇÃO DE PADRÕES SINTÉTICOS COM A FRAÇÃO HAC DA AMOSTRA DE ÓLEO E ANÁLISE POR CG/EM (MIS). (B) PERFIL CROMATOGRÁFICO DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2 OBTIDO DO MONITORAMENTO EM 273 DALTONS; (B1) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)BUTIL-5β(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [226]. MIS> M/Z 273; (B2) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(BUTIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-COLESTANO [230]. MIS> M/Z 273. (B3) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3(α)BUTIL-

Lista de Figuras

xliv

5β(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [235]. MIS> M/Z 273. (B4) COINJEÇÃO DO PADRÃO SINTÉTICO 3β(BUTIL)-5α(H),14α(H),17α(H)-ESTIGMASTANO [240]. MIS> M/Z 273..................................................................................................................245

FIGURA 178: ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES 3α(ALQUIL)-5β(H)- E

3β(ALQUIL)-5α(H)-COLESTANOS DERIVADOS DE ÁCIDOS 5β(H)-COLESTAN-3-IL ALCANÓICO E 5α(H)-COLESTAN-3-IL ALCANÓICO IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO HAC DAS AMOSTRAS EM ESTUDO. ......................................................................................................246

FIGURA 179: ESPECTROS DE MASSAS DOS COMPONENTES 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTANOS; E 3α(ALQUIL)-5β(H)- E 3β(ALQUIL)-5α(H)-ESTIGMASTANOS DERIVADOS DE ÁCIDOS 5β(H)- E 5α(H)-ESTIGMASTANÓICOS; E ÁCIDOS 5β(H)-ESTIGMASTAN-3-IL ALCANÓICO E 5α(H)-ESTIGMASTAN-3-IL ALCANÓICO

IDENTIFICADOS NA FRAÇÃO HAC DAS AMOSTRAS EM ESTUDO.......................................247 FIGURA 180: PERFIL CROMATOGRÁFICO DE DISTRIBUIÇÃO DA CLASSE ÁCIDOS 24-ETIL-

ESTERAN-3-IL-ALCANÓICOS DA FRAÇÃO HAC DOS ÓLEOS LAD-1 E ME1 ANALISADOS POR CGAR/EM-EM. ..........................................................................................................250

FIGURA 181: PERFIL CROMATOGRÁFICO DA ANÁLISE POR CGAR/EMEM (MRM) DE ÁCIDOS ESTERAN-3-IL METANÓICOS E ÁCIDOS SIMILARES AO DINOSTERANO..............252

FIGURA 182: PERFIL CROMATOGRÁFICO DOS COMPONENTES HIDROCARBONETOS

DERIVADOS DE ÁCIDOS ESTERANÓICOS MONOAROMÁTICOS OBTIDOS DA ANÁLISE POR

CGAR/EM (MIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO M-2. (A) MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 253 DALTONS; (B) MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 267 DALTONS; (C) MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 281 DALTONS; (D) MONITORAMENTO DO ÍON-FRAGMENTO EM 295 DALTONS..............................................254

FIGURA 183: PERFIL CROMATOGRÁFICO DOS COMPONENTES HIDROCARBONETOS

DERIVADOS DE ÁCIDOS ESTERANÓICOS MONOAROMÁTICOS OBTIDOS DA ANÁLISE POR

CGAR/EM (MIS) DA FRAÇÃO HAC DO ÓLEO ME. MONITORAMENTO DOS ÍONS-FRAGMENTOS EM 267+268+392+394 DALTONS. ......................................................255

FIGURA 184: ESPECTRO DE MASSAS REFERENTE AO COMPONENTE 250 E O COMPARATIVO COM O ESPECTRO DE MASSAS REFERENTE AO PADRÃO SINTÉTICO DA BIBLIOTECA NIST COM 44% DE SIMILARIDADE.............................................................................................256

FIGURA 185: ESTRUTURA DOS BIOMARCADORES PROPOSTOS PARA SÍNTESE. ....................264 FIGURA 186: SUBSTRATOS COMERCIAIS UTILIZADOS NA SÍNTESE DE BIOMARCADORES. ..265 FIGURA 187: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE

13C PARA OS COMPOSTOS [211A] E [211B1]................................................................268 FIGURA 188: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE

13C PARA O COMPOSTO [211B]........................................................................................269 FIGURA 189: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE

13C PARA O COMPOSTO [211C]........................................................................................271 FIGURA 190: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE

13C PARA O COMPOSTO [211D]. ......................................................................................273 FIGURA 191: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE

13C PARA O COMPOSTO 20R,24R-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211]..............274 FIGURA 192: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE

13C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [251]......278

Lista de Figuras

xlv

FIGURA 193: ENOLIZAÇÃO DO GRUPO CETÔNICO α,β-INSATURADO. PROCESSO INTERMEDIÁRIO PARA ALQUILAÇÃO NO CARBONO C2......................................................280

FIGURA 194: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-2α(METIL)-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [252] E 20R,22E,24R-2,2-DIMETIL-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [252A]. ...282

FIGURA 195: REPRESENTAÇÃO DA FORMAÇÃO DE DIÂNION DURANTE HIDROGENAÇÃO DE COMPOSTOS CETÔNICOS α,β-INSATURADO POR METAIS DISSOLVIDOS EM AMÔNIA. CONFIGURAÇÃO ESTEREOQUÍMICA DE CETONAS CÍCLICAS α,β-INSATURADA. ..............283

FIGURA 196: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-2α(METIL)-ESTIGMASTA-22-EN-3-ONA [253]..............................................................................................................................................286

FIGURA 197: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O COMPOSTO 20R,22E,24R-2α(METIL)-ESTIGMAST-22-ENO [135A]. ...288

FIGURA 198: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O BIOMARCADOR 20R,24R-2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [135]. ...289

FIGURA 199: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24S-4-TIOFENILMETIL-ESTIGMAST-4,22-DIEN-3-ONA [254].................................................................................................292

FIGURA 200: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA OS COMPOSTOS INTERMEDIÁRIOS 20R,22E,24S-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMAST-22-EN-3-OL [255] E 20R,22E,24S-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMAST-22-EN-3-ONA [255A]. ............................................................................................................295

FIGURA 201: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24S-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMAST-22-ENO [139A]. ................................................................................................................298

FIGURA 202: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O BIOMARCADOR 20R,24R-4α-METIL-5α(H)-ESTIGMASTANO [139]......299

FIGURA 203: REPRESENTAÇÃO DA FORMAÇÃO DO COMPONENTE ISOMERIZADO DURANTE O PROCESSO DE HIDROGENAÇÃO SELETIVA DO ERGOSTEROL [256A] PROPORCIONANDO UMA MISTURA DE 2 COMPOSTOS DIASTEREOISÔMEROS [256B1] E [256B2]. .............303

FIGURA 204: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA O SUBSTRATO ERGOSTEROL [256A] E OS DERIVADOS HIDROGENADOS (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3β-OL [256B] E (20R,24S)-5α(H)-ERGOSTA-7-EN-3β-OL [256B1].......................................................................................304

FIGURA 205: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA OS COMPOSTOS ACETILADOS: ACETATO DE (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3β-ILA [256C]; ACETATO DE (20R,24S)-5α(H)-ERGOSTA-7-EN-3β-ILA [256C1]; E ACETATO DE (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-8(14),22-DIEN-3β-ILA [256C2]. .............................................................................................................................306

FIGURA 206: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA OS COMPOSTOS CETÔNICOS: (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3-ONA [256E]; E (20R,24S)-5α(H)-ERGOSTA-7-EN-3-ONA [256E1]. .....................309

FIGURA 207: ATRIBUIÇÃO DOS DESLOCAMENTOS QUÍMICOS DOS CARBONOS POR RMN DE 13C PARA OS COMPOSTOS COM GRUPO CETAL: (20R,24R)-3-DIETÓXI-5α(H)-

Lista de Figuras

xlvi

ERGOSTA-7,22-DIENO [256F]; E (20R,24S)-3-DIETÓXI-5α(H)-ERGOST-7-ENO [256F1]...............................................................................................................................310

FIGURA 208: EXEMPLIFICAÇÃO GENÉRICA PARA OBTENÇÃO DE 2- E 4-METIL-ESTERANOS...............................................................................................................................................322

FIGURA 209: EXEMPLIFICAÇÃO GENÉRICA PARA OBTENÇÃO DE ESTERANOS AROMÁTICOS NO ANEL A.................................................................................................................................323

FIGURA 210: EXEMPLIFICAÇÃO GENÉRICA PARA OBTENÇÃO DE ALQUIL-ESTERANOS AROMÁTICOS NO ANEL C....................................................................................................323

Lista de Esquemas

xlvii

LISTA DE ESQUEMAS página

ESQUEMA 1: ROTA SINTÉTICA PARA OBTER O COMPOSTO (20R,24R)-4-METIL-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211].........................................................................266

ESQUEMA 2: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-5α,6α-EPOXI-ESTIGMAST-22-EN-3β-OL [211B1].................................................................................267

ESQUEMA 3: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-5α,6α-EPOXI-3β-METILSULFONIL-ESTIGMAST-22-ENO [211B]. ................................................................268

ESQUEMA 4: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-ESTIGMASTA-2,4,6,22-TETRAENO [211C]...........................................................................................270

ESQUEMA 5: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO 20R,22E,24R-ESTIGMASTA-1,3,5(10),22-TETRAENO [211D]..................................................................................272

ESQUEMA 6: SÍNTESE DO COMPOSTO 20R,24R-ESTIGMASTA-1,3,5(10)-TRIENO [211]...............................................................................................................................................273

ESQUEMA 7: ROTA SINTÉTICA PROPOSTA PARA OBTER OS COMPOSTOS (20R,24R)-2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [135] E (20R,24R)-4α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [139]. ......................................................................................................276

ESQUEMA 8: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,22E,24R)-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [251]...................................................................................................................................277

ESQUEMA 9: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24S)-2α(METIL)-ESTIGMASTA-4,22-DIEN-3-ONA [252]. .........................................................................279

ESQUEMA 10: SÍNTESE DO COMPOSTO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24R)-2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTA-22-EN-3-ONA [253]. ...................................................................283

ESQUEMA 11: SÍNTESE DO BIOMARCADOR (20R,24R)-2α(METIL)-5α(H)-ESTIGMASTANO [135]. .................................................................................................................................286

ESQUEMA 12: SÍNTESE DO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24R)-4-TIOFENILMETIL-ESTIGMAST-4,22-DIEN-3-ONA [254]. ...........................................................................290

ESQUEMA 13: PROPOSTA GERAL PARA FORMAÇÃO DO CARBOCÁTION TIOFENILMETILÊNICO...............................................................................................................................................291

ESQUEMA 14: SÍNTESE DO INTERMEDIÁRIO (20R,22E,24R)- 4α-METIL-5α(H)-ESTIGMAST-22-EN-3-OL [255].......................................................................................293

ESQUEMA 15: SÍNTESE DO INTERMEDIÁRIO (20R,24R)- 4α-METIL-5α(H)-ESTIGMASTANO [139]. ......................................................................................................296

ESQUEMA 16: ROTA SINTÉTICA PROPOSTA PARA OBTER O COMPOSTO (20R,24S)-3β-METIL-5α(H)-ERGOSTA-8,11,13(14)-TRIENO [258]. ...............................................301

ESQUEMA 17: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3-OL [256B]. ...............................................................................................................................302

ESQUEMA 18: SÍNTESE DO COMPOSTO ACETATO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3-ILA [256C]. ..........................................................................................................305

ESQUEMA 19: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-8,11,13,22-TETRAEN-3β-OL [256D1]..................................................................................................307

Lista de Esquemas

xlviii

ESQUEMA 20: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIEN-3-ONA [256E]. ...............................................................................................................................308

ESQUEMA 21: SÍNTESE DO COMPOSTO (20R,24R)-3-DIETÓXI-5α(H)-ERGOSTA-7,22-DIENO [256F].....................................................................................................................310

Lista de Cromatogramas e Espectros de Massas

xlix

LISTA DE CROMATOGRAMAS E ESPECTROS DE MASSAS

página

CROMAT+EM 1: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211B1]. ......342 CROMAT+EM 2: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211C]. ........344 CROMAT+EM 3: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211D].........346 CROMAT+EM 4: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [211]. ..........347 CROMAT+EM 5: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [251]. ..........349 CROMAT+EM 6: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [252]. ..........350 CROMAT+EM 7: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [252A]. ........352 CROMAT+EM 8: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [253]. ..........353 CROMAT+EM 9: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [135A]. ........355 CROMAT+EM 10: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [135].........356 CROMAT+EM 11: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [255].........359 CROMAT+EM 12: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [255A]. .....360 CROMAT+EM 13: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [139A]. .....362 CROMAT+EM 14: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DO COMPOSTO [139].........363 CROMAT+EM 15: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256B] E

[256B1]. .............................................................................................................................365 CROMAT+EM 16: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256C] E

[256C1]. .............................................................................................................................367 CROMAT+EM 17: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256D1],

[256B] E [256B1]. ...........................................................................................................369 CROMAT+EM 18: CROMATOGRAMA E ESPECTRO DE MASSAS DOS COMPOSTOS [256E] E

[256E1]. .............................................................................................................................370

Lista de Espectros de RMN

l

LISTA DE ESPECTROS DE RMN (1H e 13C)

Página

ESPECTRO RMN 1: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO SUBSTRATO ESTIGMASTEROL [211A]...............................................................................................................................................341

ESPECTRO RMN 2: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO SUBSTRATO ESTIGMASTEROL [211A]...............................................................................................................................................341

ESPECTRO RMN 3: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211B1]. ..........................342 ESPECTRO RMN 4: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211B1]. .........................343 ESPECTRO RMN 5: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211B]. ............................343 ESPECTRO RMN 6: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211B]............................344 ESPECTRO RMN 7: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211C]............................345 ESPECTRO RMN 8: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211C]............................345 ESPECTRO RMN 9: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211D]. ............................346 ESPECTRO RMN 10: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211D]. ........................347 ESPECTRO RMN 11: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [211]. ............................348 ESPECTRO RMN 12: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [211]. ..........................348 ESPECTRO RMN 13: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [251]. ............................349 ESPECTRO RMN 14: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [251]. ..........................350 ESPECTRO RMN 15: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [252]. ............................351 ESPECTRO RMN 16: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [252]. ..........................351 ESPECTRO RMN 17: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [252A]...........................352 ESPECTRO RMN 18: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [252A]. ........................353 ESPECTRO RMN 19: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [253]. ............................354 ESPECTRO RMN 20: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [253]. ..........................354 ESPECTRO RMN 21: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [135A]...........................355 ESPECTRO RMN 22: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [135A]. ........................356 ESPECTRO RMN 23: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [135]. ............................357 ESPECTRO RMN 24: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [135]. ..........................357 ESPECTRO RMN 25: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [254]. ............................358 ESPECTRO RMN 26: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [254]. ..........................358 ESPECTRO RMN 27: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [255]. ............................359 ESPECTRO RMN 28: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [255]. ..........................360 ESPECTRO RMN 29: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [255A]...........................361 ESPECTRO RMN 30: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [255A]. ........................361 ESPECTRO RMN 31: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [139A]...........................362 ESPECTRO RMN 32: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [139A]. ........................363 ESPECTRO RMN 33: ESPECTRO DE RMN DE 1H DO COMPOSTO [139]. ............................364 ESPECTRO RMN 34: ESPECTRO DE RMN DE 13C DO COMPOSTO [139]. ..........................364 ESPECTRO RMN 35: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256B] E [256B1]...366

Lista de Espectros de RMN

li

ESPECTRO RMN 36: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256B] E [256B1]. 366 ESPECTRO RMN 37: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256C] E [256C1]...368 ESPECTRO RMN 38: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256C], [256C1] E

[256C2]. .............................................................................................................................368 ESPECTRO RMN 39: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256E] E [256E1]. ..371 ESPECTRO RMN 40: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256E] E [256E1]..371 ESPECTRO RMN 41: ESPECTRO DE RMN DE 1H DOS COMPOSTOS [256F] E [256F1]. ..372 ESPECTRO RMN 42: ESPECTRO DE RMN DE 13C DOS COMPOSTOS [256F] E [256F1]. .372

Introdução

1

1 INTRODUÇÃO

O processo de formação geralmente aceito para o querogênio seria como

resultado do que se chama fase de despolimerização e condensação da matéria

orgânica (MO ) 1,2,3,4. Assim macromoléculas naturais existentes ocorrem como

substâncias tais como, polissacarídeos e proteínas que são enzimaticamente

transformadas em oligossacarídeos e monômeros e a maior parte são

desmineralizadas4. Entretanto, uma pequena porção destes condensa em outras

substâncias tais como lipídios de baixo peso molecular de maneira aleatória.

Durante o processo diagenético os “geopolimeros“ se formam continuamente, e

sofrem transformações químicas tornando-os mais e mais insolúveis e

resistentes1,2,3,4. A composição do querogênio depende da natureza da contribuição

da MO e pode gerar diferentes tipos de óleos sob condições de estresse térmico. A

teoria atual sobre a MO seria que ela é seletivamente preservada durante o processo

de sedimentação no processo de diagênese (hidrólise, oxidação, etc) porque que são

substâncias importantes para o próprio querogênio, portanto formam uma mistura

de material quantitativamente modificada e o querogênio de grande importância é

preservado1,4. Assim toda MO estocada serve como fonte de carbono e energia

[amido, glicogênio, frutanas e laminaranas (polímeros de açúcares), poli-β-

hidroxialcanoato, triglicerídeos, celulose, xilanos, pectinas, lipossacarídeos de

bactérias, ligninas, taninos, hidrocarbonetos provenientes de paredes celulares,

etc...]. Como conseqüência da preservação seletiva das biomacromoléculas pode

1 Peters, K. E.; Walters, C. C.; Moldowan, J. M. The Biomarker Guide. Biomarkers and Isotopes in the Environment and Human History. 2005, V1, 2nd, Cambridge University Press. 2 Frynsinger, G. S.; Gaines, R. B. Journal of Separation Science. 2001, 24, 87-96. 3 Gill, R. Modern Analytical Geochemistry: An Introduction to Quantitative Chemical Analysis Techniques for Earth, Environmental and Materials Scientists. 1997, 1-317. Ed. Longman. 4 Hengel, M. H. and Macko, S. A. Organic Geochemistry Principles and Aplications. 1993, V.11, Ed. Plenum Press in New York and London.

Introdução

2

formar óleos, gases e carvão1,3,4. E nestes, preservam moléculas resistentes à

transformação chamados biomarcadores, importantes componentes que

possibilitam principalmente o estudo de óleos do ponto de vista molecular. Nas

últimas duas décadas, o estudo sobre os biomarcadores naturais tem fornecido

dados importantes sobre paleoambiente, biodegradação, maturação e correlação

entre óleos e gerador1,4. O estudo dos biomarcadores tem sido possível graças ao

desenvolvimento da cromatografia gasosa e detectores cada vez mais sensíveis. A

cromatografia gasosa de alta resolução acoplada a espectrometria de massas

simples (CGAR/EM) e em série (CGAR/EM2), proporciona sensibilidade e

seletividade necessária para detecção dos biomarcadores, em matrizes altamente

complexa, que se encontram em baixas concentrações, ou até mesmo em níveis de

traços1,2,3,4. A utilização destas técnicas é essencial para contornar problemas de co-

eluição e obter informações mais confiáveis sobre a identidade e quantidade dos

biomarcadores, uma vez que os atuais meios de análise permitem a resolução e

distinção entre componentes pertencentes a determinadas classes de compostos

utilizando-se métodos de análise como Monitoramento de íons selecionados (MIS ),

ou entre compostos diastereoisômeros em uma matriz de óleo, utilizando o método

de Monitoramento de reações simples (MRS) ou múltiplas (MRM ). Além disso, a

coinjeção de amostras com padrões é essencial para identificação e quantificação

dos biomarcadores presentes, entretanto muitos dos padrões ainda não são

comercializados, conseqüentemente torna-se necessário a síntese de compostos

com estruturas definidas pertencentes a diferentes classes de biomarcadores com o

objetivo de auxiliar na determinação dos parâmetros geoquímicos e ajudar na

elucidação quanto à origem de determinados biomarcadores, tais como os alquil-

esteranos que ainda se encontra indefinida.

Objetivo

3

O trabalho geoquímico orgânico em hidrocarbonetos e ácidos componentes

do petróleo pode revelar importantes dados sobre origem, maturação e

biodegradação. Desta forma a análise destes marcadores utilizando técnicas

avançadas de equipamentos altamente sensíveis, revela importantes parâmetros

geoquímicos que contribuem significativamente na prospecção e exploração do

petróleo. E este trabalho é uma contribuição realizada em diferentes óleos coletados

ao longo do trend estrutural do Estreito-Guamaré, situado na Bacia Potiguar.

2 OBJETIVOS

Este trabalho tem como objetivo o estudo de óleos provenientes do Estreito-

Guamaré, situado no estado do Rio Grande do Norte, pertencente à Bacia de

Potiguar.

A detecção e identificação dos compostos foram feitas utilizando-se as

fragmentações das massas e por meio de co-injeções de padrões sintéticos. Para

tanto, os objetivos deste trabalho são:

1- Estudar os componentes neutros e ácidos dos diferentes óleos coletados

nos poços da Bacia Potiguar, localizado no estado do Rio Grande do

Norte; obter os parâmetros geoquímicos destes óleos; com relação a

fonte, maturação e biodegradação;

2- Sintetizar um esterano monoaromático no anel A (C29): (20R, 24R)-4-

metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211];

3- Sintetizar 4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139]; e 2α(metil)-5α(H)-

estigmastano [135].

Objetivo

4

4- Sintetizar um diastereoisômero no carbono C5 [5α(H)] e alquilado no

carbono C3, da classe dos esteranos monoaromáticos no anel C [258].

Os padrões acima propostos não são comercializados e nunca foram

coinjetados em amostras de óleos brasileiros. A Figura 1 mostra o esqueleto

estrutural dos padrões e a numeração correspondente aos respectivos nomes

apresentados na Tabela 22 (Apêndice, pág. 366).

211H H

H

1395

H H

H

C H 3

H

4

13 5

2

H H

HH 3 C

H

5

258

R 1 o u R2 = C H3; R 3 = H [m /z 2 5 3]R 1 = H , R2 = R3 = C H 3 [m /z 2 6 7]

R 1 = C H3, R2 = H , R3 = C H3 [m /z 2 6 7]

H

R 1R 2

R 3

Figura 1: Estruturas dos biomarcadores propostos para síntese.

Considerações Gerais

5

3 CONSIDERAÇÕES GERAIS

3.1 PRODUÇÃO DE MATÉRIA ORGÂNICA (MO)

Na intrudução foi mencionado em linhas gerais a formação do querogênio.

Esta formação, é um processo acompanhado por remoção de água e compactação

dos sedimentos. Os pré-requisitos para existência de rochas geradoras de óleos, são

a produção, acumulação e preservação da MO 5. Quando submetido a temperaturas

adequadas (em torno de 60 oC) o querogênio sofre craqueamento térmico sendo a

maior parte convertido em hidrocarbonetos líquidos, água e gases. A altas

temperaturas e pressão podem formar somente gases que podem ser devidamente

acumulados5.

Estima-se que a produção de MO via fotossíntese, processo no qual a energia

solar é utilizada na produção de glicose e oxigênio, começou há 2 bilhões de anos

atrás e os primeiros organismos responsáveis por esta produção foram bactérias e

cianobactérias. A glicose é utilizada pelos organismos autotróficos para síntese de

seus principais constituintes como a celulose6.

Figura 2. Equação simplificada da fotossíntese, com a formação de uma molécula de açúcar (glicose), de acordo com Schlesinger, 19976.

5 Tissot, B. P. and Welte, D. H. Petroleum Formation and Occurrence. 1978, 2nd Ed. Springer-Verlag. 6 Schlesinger, W. H. “Biogeochemistry and analysis of global change”. 1997, 2nd Ed., Academic Press, New York. Duke University, Durham, North Caroline, USA.

6CO2 + 12H2O C6H12O6 + 6O2 + 6H2O hν

glicose

polissacarídeos

h = 6,625 x 10-27

erg.s

ν = freqüencia


6

3.2 DEPOSIÇÃO E PRESERVAÇÃO DA MATÉRIA

ORGÂNICA

Para que o petróleo seja formado a MO deve ser preservada. A produção e

preservação da MO na natureza pode ser resumida em um ciclo mostrado na

Figura 3 e 4. O Ciclo A apresenta a produção de MO através da fotossíntese. Após

a deposição de animais, plantas e bactérias a MO é transformada em sedimentos,

sofrendo alterações causadas pela ação química ou bacteriana e dependendo das

condições de sedimentação a mesma pode ser totalmente oxidada gerando

novamente CO2, como ocorre em 99,9% dos casos (ciclo A), ou então pode ser

preservada em sedimentos na forma de carvão ou querogênio (Ciclo B). Uma vez

presente em sedimentos, a preservação da MO (ciclo B) estará restrita a eventos

tectônicos. Em casos de erosão ou elevação da crosta terrestre, a mesma estará

exposta ao ar atmosférico ou água meteórica, será oxidada e conseqüentemente

convertida a CO2. Uma parte desta MO que completa o segundo ciclo será

convertida em petróleo5.

CO2

Fotossíntese:Plantas e bactérias

Plantas, animais ebactérias

Matéria orgânica emsolos e sedimentos,

profundamente alterada

Matéria orgânica fixadaem sedimentos fósseis,

carvão e querogênio

Matéria orgânica emsedimentos metamórficos,

principalmente comometa-antracito e grafite

Óleo e gás

Animais

Ciclo A Ciclo B

Figura 3. Ciclo do Carbono (adaptado de Tissot & Welte, 1978)5.


7

Admitindo um ambiente apropriado, após a incorporação da MO ao

sedimento, o aumento de carga sedimentar e temperatura, começa então, a se

delinear o processo que passa pelos seguintes estágios evolutivos7 [Figura 4].

a) na faixa de temperatura mais baixa, até 65 oC, a atividade bacteriana

anaeróbica é um dos principais agentes da transformação dos sedimentos

recém-depositados, neste processo, ligações heteroatômicas e grupos

funcionais são eliminados; dióxido de carbono, água e alguns componentes

pesados, como N, S e O, são liberados, sendo o produto gerado gás metano

(CH4) biogênico ou bioquímico. Em termos de exploração de petróleo, as

rochas geradoras são consideradas imaturas nesse estágio;

b) o aumento da temperatura até 120 oC, proporciona maturidade gradativa nas

rochas geradoras, determinante na quebra das moléculas de querogênio

resultando na geração de hidrocarbonetos. Inicialmente forma-se o petróleo

e, em seguida, a quantidade de gases úmidos vem sendo aumentada.

c) com a continuidade do soterramento da MO , a grandes profundidades,

avançando a temperatura de até 210 oC, propicia a quebra das moléculas de

hidrocarbonetos líquefeitos, aumentando assim a quantidade de gases leves.

Após esta fase, a continuidade do aumento da temperatura leva à degradação

do hidrocarboneto gerado, deixando como remanescente, grafite, CO2 e

metano.

7 Thomas, J. D.; Triggia, A. A.; et. al. Fundamentos de Engenharia do Petróleo. 2001, Ed. Interciência, Rio de Janeiro, RJ, Brasil.


8

Lignina Carboidratos Proteínas Lipídios

Biolipídios

Degradação por MicroorganismosPolimerizaçãoCondensação

MoléculasInalteradas

Ácidos FúlvicosÁcidos Úmidos

Querogênio

DegradaçãoTérmica

Craqueamento

ResíduoCarbonoso

Alterações PequenasMantendo o Esqueleto

Fósseis Geoquímicos

Geolipídios

HidrocarbonetosBaixo a Médio P.M

Craqueamento

Metano+

Hidrocarbonetos leves

Alto P.M.

HC

SedimentosRecentes

Principal Zonade Geração de

Óleo

Zona de Geraçãode Gás

DIA

GÊ

NE

SE

CA

TA

GÊ

NE

SE

ME

TA

GÊ

NE

SE

OrganismosVivos

50 0C

200 0C

P.M. = Peso MolecularHC = Hidrocarbonetos

Petróleo

Figura 4: Evolução dos biolipídios para geolipídios dentro do ciclo diagenético (segundo Tissot & Welte5).

3.3 BIOMARCADORES

Após as etapas de produção, deposição e preservação da MO , geração e

migração, o petróleo se deposita em reservatórios e pode ser extraído para ser

comercialmente utilizado5, 8, 9.

8 Rodrigues, D.C.; Koike, L.; Reis, F. A. M.; Alves, H. P.; Chang, H. K.; Trindade, L. A.; Marsaioli, A. J. Organic Geochemistry. 2000, 31, 1209-1222. 9 Rodrigues, D. C. Tese de Doutorado: Biomarcadores Ácidos da Bacia Sergipe-Alagoas e Estudos Sintéticos de Esteranos Monoaromáticos. 1999, 1-391. Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil.


9

A Geoquímica Orgânica na exploração do petróleo estuda e identifica a

estrutura molecular dos Biomarcadores ou Fósseis Geoquímicos, que tem origem

direta aos constituintes de organismos vegetais e animais através da MO

depositada. Como exemplo, pode-se citar o colestano presente em diferentes tipos

de óleo, resultante de transformações físico-químicas e biológicas do colesterol

presente em maior quantidade em algas e/ou animais, cujas modificações

estruturais são mostradas na Figura 5 . Com o aumento da maturação, a ligação

dupla no carbono C5 é reduzida principalmente para formar o isômero

termodinâmico mais estável 5α(H), enquanto que os centros quirais dos carbonos

C14, C17 e C20 são isomerizados, resultando no equilíbrio da razão

5α(H),14α(H),17α(H), 20S : 5α(H),14α(H),17α(H), 20R : 5α(H),14β(H), 17β(H),

20R : 5α(H),14β(H),17β(H), 20S de aproximadamente 1:1:3:31,10.

A distribuição geográfica do petróleo no mundo e o entendimento dos

fenômenos controladores das acumulações petrolíferas, bem como sua gênese, são

fatores que levam ao conhecimento da qualidade (comercial) do petróleo e têm sido

de grande importância nas decisões exploratórias.

10 Peters, K. E.; Moldowan, J. M. The Biomarker Guide: Interpreting molecular fossil in petroleum and ancient sediments. 1993. Prentice Hall, Englewood Clifts, New Jersey.


10

R = H, Colestano; R = CH 3, Ergostano e R = C 2H5, Estigmastano

H

H

20

17

R

14

H

H

20

17

R

14

H

H

20

17

R

14

HHO

H

H

H

R

14

8

20

5

9

17

10

13

Esterol

H

H

H

H

H

20

R

5αααα(H),14αααα(H),17αααα(H) (20R)

Diagênese

17

105

8

9 1413

5555αααα((((ΗΗΗΗ)))),14ββββ((((ΗΗΗΗ)))),,,,11117777ββββ((((ΗΗΗΗ)))) (20S) 5555αααα((((ΗΗΗΗ)))),14ββββ((((ΗΗΗΗ)))),,,,11117777ββββ((((ΗΗΗΗ)))) (20R) 5555αααα((((ΗΗΗΗ)))),14αααα((((ΗΗΗΗ)))),,,,11117777αααα((((ΗΗΗΗ)))) (20S)

1- desidratação2- redução

Figura 5: Transformação de esteróis (provenientes de animais e/ou vegetais) para biomarcadores esteranos, durante diagênese.

3.4 BIOMARCADORES E SUAS APLICAÇÕES:

Embora exista uma grande variedade de aplicações e interpretações dos

biomarcadores1, 11, 12, 13, 14, 15, vamos discorrer nesta etapa, aplicações utilizadas na

Geoquímica Orgânica de petróleo.

11 Holba, A. G.; Dzou, L. I.; Wood, G. D.; Ellis, L.; Adam, P.; Schaeffer, P.; Albrecht, P. Greene, T.; Hughes, W. B. Organic Geochemistry. 2003, 34(3), 441-469. 12 Cmiel, S.; Fabianska, M. J. International Journal of Coal Geology. 2004, 57, 77-97. 13 Brocks , J. J.; Buick, R.; Summons, R. E. Logan, G. A. Geochimica et Cosmochimica Acta. 2003a, 67(22), 4321-4335. 14 Brocks, J. J.; Love, G. D.; Snape, C. E.; Logan, G. A.; Summons R. E.; Buick, R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 2003b, 67(8), 1521-1530. 15 Philp, R. P. Fossil Fuel Biomarkers. 1985. Elsevier, New York.


11

Os biomarcadores mais estudados encontrados em rocha, sedimentos e óleos,

são os: hidrocarbonetos lineares e isoprenóides, os terpanos bicíclicos, tricíclicos,

tetracíclicos, pentacíclicos, os hopanos e os esteranos. Esses desempenham um

papel fundamental na geoquímica de exploração do petróleo, fornecendo

importantes parâmetros tais como:

� Idade e paleoambiente deposicional da rocha geradora;

� Grau de evolução térmica;

� Biodegradação;

3.4.1 Idade e Paleoambiente Deposicional da Rocha Geradora

A reprodução de espécies distintas de plantas e microorganismos ocorre sob

diferentes condições climáticas e aquáticas (salinidade, composição química e

quantidade de oxigênio). Além disso, diferentes espécies possuem composição

química distinta no meio celular5,10,15.

O fato dos biomarcadores manterem uma relação direta (com pequenas

modificações estruturais) com os organismos dos quais foram originados, faz com

que estes possam ser utilizados como indicadores do ambiente deposicional. A

presença, ausência ou a variação quantitativa de biomarcadores podem refletir não

só a origem (continental ou marinha) da MO em sedimentos e óleos, como também

suas condições ambientais de sedimentação (salinidade, profundidade etc.).

A evolução dos organismos também indica que os diferentes grupos de

organismos (algas, vegetais superiores e bactérias) ocuparam determinados

ambientes ao longo do tempo geológico. Conseqüentemente, muitos biomarcadores

são característicos de determinado tempo geológico, portanto podem ser utilizados

como ferramenta geocronológica.


12

Por exemplo, a presença do composto 18α(H)-oleanano [Tabela 1] em

petróleo indica contribuição de MO de origem terrestre, pois seu precursor deriva

de vegetais superiores da família das Angiospermas. O fato das Angiospermas

terem surgido no registro geológico no final do Cretáceo demonstra que o 18α(H)-

oleanano, além de diagnosticar contribuição de vegetais superiores, pode ser usado

como indicador de idade de deposição5,8,15,16. Na literatura existem vários exemplos

de biomarcadores geológicos e suas correlações entre o ambiente deposicional da

MO e diversos micoorganismos1,5,15,17.

3.4.2 Grau de Evolução Térmica

Com o processo de acumulação e conseqüente aumento de temperatura e

pressão, os precursores biológicos, sofrem alterações estruturais, bem como

transformação diferenciada em suas estruturas, como apresentado no exemplo para

os esteróis da Figura 6.

O monitoramento destas alterações estruturais (isomerização, rearranjo,

quebra de ligação e aromatização dos compostos) e das degradações térmicas

(compostos menos estáveis são transformados em outros compostos

termodinamicamente mais estáveis) permite estabelecer o grau de maturação

térmica de óleos e de matéria orgânica em sedimentos5, 14, 18, por exemplo:

1. Semelhante aos esteranos, a configuração biológica dos terpanos, como

hopanos, nas posições C-17 e C-21 [Figura 6] é 17β(H), 21β(H) e que

16 Waggoner, B. Molecular Paleontology. 2001. Encyclopedia of Life Sciences, Nature Publishing Group. 17 Chen, J.; Deng, C.; et al. Organic Geochemistry. 2003, 34, 911-930. 18 Killops, S. D.; Killops, V. J. An Introduction to Organic Geochemistry. 1993, John Wiley & Sons, Inc. First Edition, New York, USA, 1-265.


13

transforma-se em estruturas termicamente mais estáveis com configuração

17β(H),21α(H), e 17α(H),21β(H)1,8,18. Da mesma forma, a configuração 22R

converte-se para 22S. Portanto os isômeros 17β(H),21α(H) e 17α(H),21β(H)

que são denominados geológicos e 17β(H), 21β(H) denominado biológico,

podem ser utilizados para calcular a razão geológico/biológico como um dos

parâmetros de maturidade.

2. Óleos termicamente evoluídos não costumam apresentar predominância de

alcanos com número de carbonos, em sua cadeia, ímpar/par ou par/ímpar.

Isto ocorre porque com o aumento da maturidade, a degradação térmica do

querogênio fornece alcanos lineares sem nenhuma predominância ímpar/par

ou par/ímpar.

Diagênese

n = 017α(H),21β(H) = αβ - hopano17β(H),21α(H) = βα - hopano (moretano)

n = 1 a 517α(H),21β(H) = αβ - homopanos17β(H),21α(H) = βα - homomoretanos

17 2122

Bacteriohopanotetrol (17β(H),21β(H) (22R)

(CH2)nCH3

H

H H

17 2122

Hopano no sedimentoconfiguração biológica 17β(Η),21β(Η) (22R)

OH

OH

OH

OH

H

HH

(CH2)nCH3

H

H

(CH2)nCH3

H

H

(CH2)nCH3

H

H

17β(Η),21α(Η) (22R) 17α(Η),21β(Η) (22R) 17α(Η),21β(Η) (22S)

17 17 1721 21 2122 22 22

Figura 6: Transformação de bacteriohopanotetrol, provenientes de animais e/ou vegetais para biomarcadores hopanos, durante a diagênese.


14

3.4.3 Biodegradação

A biodegradação de óleos é efetuada principalmente por microrganismos

anaeróbios e aeróbios quando presentes, e são introduzidos na rocha reservatório

pela circulação de águas subterrâneas3,18. A utilização dos hidrocarbonetos pelas

bactérias constitui um processo em que esses hidrocarbonetos são paulatinamente

oxidados por reações padronizadas, catalisadas por enzimas.

Tais reações de oxidação têm sido extensivamente estudadas e, embora até

hoje pouco se conheça sobre as etapas iniciais de ataque microbiológico aos

hidrocarbonetos, sabe-se muito sobre a seqüência preferencial deste ataque e das

reações básicas dessas transformações químicas. Essa seqüência segue a seguinte

ordem de preferência:

a. os hidrocarbonetos alifáticos são mais susceptíveis ao ataque

microbiológico que os aromáticos;

b. as cadeias cíclicas são menos passíveis de alterações que as ramificadas,

e essas menos que as lineares;

c. considerando as parafinas normais, as cadeias mais curtas são mais

susceptíveis a alterações que as mais longas; os compostos insaturados

são mais propícios a alterações que os compostos saturados.

Essas alterações no petróleo produzem mudanças em sua composição

química, causando aumento na densidade do óleo, talvez não só em função do

desaparecimento progressivo da fração mais leve, mas também pelo aumento da

concentração de asfaltenos ou heterocomponentes existentes, durante a atividade

microbiológica18.

Para que a biodegradação se processe, os microorganismos necessitam de

condições ambientais de crescimento. Por sua vez, a velocidade e a extensão com


15

que os componentes do petróleo são degradados dependem da existência de, pelo

menos, quatro fatores principais 19:

� umidade; oxigênio; contato óleo-água; presença de nutrientes; e temperatura.

A análise de amostras previamente escolhidas e os parâmetros indicadores de

biodegradação permite determinar os locais de maiores chances para a existência

deste fenômeno. Esta informação colabora em conduzir a prospecção para regiões

da bacia menos afetada pela biodegradação20.

Na Tabela 1, apresentam-se alguns exemplos de biomarcadores utilizados

como indicadores de contribuição biológica e/ou ambiente deposicional que pode

ser modificada com o avanço da geoquímica, e equipamentos mais precisos de

análise.

Tabela 1: Principais Biomarcadores utilizados como indicadores de contribuição biológica e ambiente deposicional.

Biomarcador Interpretação ambiental e/ou biológica Referências Hopano

C30

Diversas linhagens de bactérias, poucas espécies eucarióticas (por exemplo, algumas criptogamas, musgos, liquens, fungos filamentosos e protistas)

Brocks et al., 2003b14; Peters & Moldowan, 20051.

hopanos estendidos C31 - C35

Bactérias. Sua biossíntese parece estar restrita a linhagens que não são estritamente anaeróbias.

Peters & Moldowan, 20051;

2α(metil)-hopanos extendidos C32 - C36

Diagnóstico para Cianobactérias e Proclorofíceas.

Summons et al.,199921.

3β(metil)-hopanos extendidos C32 - C36

Diagnóstico para algumas proteobactérias microaerofílica (certas bactérias metilotróficas, metanotróficas, acido acético).

Summons & Jahnke,

199222.

19 Rodrigues, R. and Brüning, I. M. R. A. Boletim Técnico da Petrobrás. 1984, 27(1), 3-17, Rio de Janeiro, RJ, Brasil. 20 Corrêa, O. L. S. Petróleo: Noções sobre exploração, perfuração, produção e microbiologia. 2003. Ed. Interciência, Rio de Janeiro - Brasil. 21 Summons, R. E.; Jahnke, L. L.; Hope, J. M.; Longan, G. A. Nature. 1999, 400, 554-557.


16

28,30-dinorhopano, 25,28,30-trisnorhopano

Freqüentemente proeminente em sedimentos de ambientes marinhos anóxicos.

Cmiel & Fabianska, 200423.

24-norcolestano (C26) Possíveis diatomácias, alta concentração C26/C27

indica óleos do cretáceo ou mais recente. Head et al., 200324;

Brocks et al., 2003b14; Holba et al., 1998a25,b26.

Colestanos Em fontes aquáticas quase que exclusivamente derivados de diversos Eucariontes.

Volkman, 200327; Brocks et al.,

2003b14

Ergostano e Estigmastano

Provenientes exclusivamente de Eucariontes, mas usualmente não distingue fonte.


2003b14 24-n-propilcolestano Algas pelagophyte, um biomarcador para

condições marinhas com poucas exceções. Brocks et al.,

2003b14; 24-isopropilcolestano Esponjas, possivelmente aquelas relacionadas a

estromatoporoides.

McCaffrey et al., 1994b28

2 e 3 -alquilesteranos Encontrados em betumes de todas as idades, possivelmente produtos de alterações heterotróficas de esteróides sedimentar.

Summons & Capon,

199129, 198830

4-metilcolestanos e 4,4-dimetilcolestanos

Diversas fontes eucariontes, alta concentração indica fonte Dinoflagelados.

Volkman, 200327

4-metilergostano, 4-metilestigmastano

Diversas fontes eucariontes, alta concentração é indicativo de Dinoflagelados.

Volkman, 200327

Dinosteranos No mesozóico e cenozóico específico para Volkman, 200327

22 Summons, R. E.; Jahnke, L. L. In: Biological Markers in Sediments and Petroleum (Moldowan, J. M.; Albrecht, P.; Philp, R. P., eds). 1992, Prentice-Hall, Englewood Cliffs, NJ, 182-200. 23 Cmiel, S.; Fabianska, M. J. International Journal of Coal Geology. 2004, 57,77-97. 24 Head, I. M.; Jones, D. M.; Larter, S. R. Nature. 2003, 426, 344-352. 25 Holba, A. G.; Dzou, L. I. P; Masterson, W. D.; Hughes, W. B.; Huizinga, B. J.; Singletary, M.S.; Moldowan, J. M.; Mello, M. R.; Tegelaar, E. Organic Geochemistry. 1998a, 29(5-7), 1269-1283. 26 Holba, A. G.; Tegelaar, E.; Huizinga, B. J.; Moldowan, J. M.; Singletary, M. S.; McCaffrey, M. A.; Dzou, L. I. P. Geology. 1998b, 26(9), 783-786. 27 Volkman, J. K. Applied Microbiology and Biotechnology. 2003, 60, 495-506. 28 McCaffrey, M. A.; Moldowan, J. M.; Lipton, P. A.; Summons, R. E.; Peters, K. E.; Jeganathan, A.; Watt, D. S. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1994, 58, 529-532. 29 Summons, R. E.; Capon, R. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1991, 55, 2391-2395. 30 Summons, R. E.; Capon, R. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1988, 52, 2733-2736.


17

dinoflagelados, no paleozóico e neoproterozóico provavelmente derivado de protodinoflagelados

Peters & Moldowan, 20051

Gamacerano Protozoários e Bactérias. Indicador de condições hipersalina. Também usado como indicador de estratificação de coluna d´água.


200313,14; Damsté et al.,199531

18α(H)-oleanano Plantas superiores (angiospermas). Cretáceo Peters & Moldowan, 20051

Diasteranos Algas e plantas superiores (rochas ricas em argilas)

Peters & Moldowan, 20051

C27-C29 Algas (C27) e plantas superiores (C29). Cmiel & Fabianska, 200423

P/F Fotótrofos, arqueobactérias. Condições redox. Cmiel & Fabianska, 200423

n-C15, n-C17, n-C19 Plâncton-derivado de matéria orgânica em Querogênio. Ambientes Lacustres ou Marinhos.

Cmiel & Fabianska, 200423; Fabianska et

al., 200332 n-C24 - n-C33

ímpar/par Plantas superiores vasculares. Cmiel & Fabianska, 200423; Fabianska et

al., 200332

3.5 BIOMARCADORES ÁCIDOS

Os ácidos carboxílicos são os maiores constituintes dos lipídios em

organismos vivos, como tal eles também são fósseis químicos difundidos e são

encontrados em sedimentos e petróleo. Estes ácidos graxos são biomarcadores, que

não são rotineiramente analisados para exploração de óleos. Entretanto, este grupo

de compostos tem mostrado o potencial de prover valiosa informação

complementar no estudo geoquímico orgânico de sedimentos antigos e óleos33.

31 Sinninghe Damsté, J. S.; Kenig, F.; Koopmans, M. P.; Koster, J. Schouten, S.; Hayes, J. M.; Leeuw, J. W. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995, 59, 1895-1900. 32 Fabianska, M. J.; Bzowska, G.; Matuszewska, A.; Racka, M.; Skret, U. Chemie der Erder Geochemistry. 2003, 63, 63-91. 33 Jaffé, R. and Gallardo, M. T. Organic Geochemistry. 1993, 20(7), 973-984.


18

Os ácidos carboxílicos têm, nos últimos anos, sidos aplicados

sucessivamente como indicadores de maturação34,35, biodegradação36,37, e migração

de óleos38,39.

Com relação ao uso de ácidos carboxílicos no estudo da biodegradação de

óleos cru, foram relatados ácidos lineares insaturados e ácidos acíclicos

isoprenóicos com características de distribuições de isômeros termicamente

imaturos e, assim, atribuiu-se a presença deles à lipídios de membrana celular das

bactérias37. Similarmente, também foram relatados a presença de alguns ácidos

terpenóicos não identificados e sugeriu-se que eles foram formados durante a

biodegradação37. Estes autores também relataram que a razão de ácidos terpanóicos

tricíclicos para os pentacíclicos (hopanóicos) é um indicador sensível do grau de

biodegradação de óleos, devido a maior resistência dos ácidos tricíclicos relativo

aos ácidos hopanóicos, uma vez que a razão aumenta com a biodegradação.

Também foi sugerido que a acidez total pode ser um indicador da biodegradação33.

A aplicação de ácidos carboxílicos como indicadores da migração de óleos

foi investigada e sugerido que estes ácidos foram gerados antes do período máximo

de geração de óleo sendo incorporado no mesmo durante sua migração38, 39.

A geração de ácidos carboxílicos tem sido investigada por vários autores40, 41,

42. Estes estudos sugerem que a quantidade de ácidos pode aumentar durante o

34 Mackenzie, A. S.; Patience, R. L.; Yon, D. A.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1982, 46, 783-792. 35 Jaffé, R. and Gardinali, P. R. Organic Geochemistry. 1990, 16(1-3), 211-218. 36 Mackenzie, A. S.; Wolf, G. A.; Maxwell, J. R. In Advances in Organic Geochemistry. 1981 (Edited by Bjoroy M. et al.), pp. 637-649, Wiley, Chichester. 37 Behar, F. and Albrecht, P. Organic Geochemistry. 1984, 6, 597-674. 38 Jaffé, R.; Albrecht, P. and Oudin, J. L. Organic Geochemistry. 1988a, 13, 483-488. 39 Jaffé, R.; Albrecht, P. and Oudin, J. L. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1988b, 52, 2599-2607. 40 Kawamura, K. and Kaplan, I. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1987, 51, 3201-3207. 41 Kawamura, K.; Tannenbaum, E.; Huizinga, B. J.; Kaplan, I. R. Organic Geochemistry. 1986, 10, 1059-1065.


19

caminho de migração dos óleos, por incorporação, devido ao aumento da

porosidade e permeabilidade das rochas geradoras. Este efeito pode então, também

contribuir em um enriquecimento na incorporação de ácidos menos polares, mais

solúveis e de cadeia longa durante o processo de migração35.

Entre os ácidos carboxílicos, particularmente os ácidos hopanóicos

(pentacíclicos), têm sido nos últimos 15 anos relatados como os principais

biomarcadores de migração de óleos, pois a distribuição dos diastereoisômeros

[17β(H),21β(H), 22R; 17α(H),21β(H), 22R ou 22S; 17β(H),21α(H), 22R ou 22S]

destes ácidos é um importante parâmetro na contribuição da história da migração

ao longo dos anos. Aparentemente, uma proporção significante de ácidos

hopanóicos são incorporados no óleo durante o caminho de migração,

presumivelmente via perda dos ácidos presentes em sedimentos de baixa

maturidade33,35,38,39.

3.6 ORIGEM DE PETRÓLEOS ÁCIDOS

No panorama mundial, a presença de petróleos ácidos não constitui um fato

novo. São famosas as ocorrências de petróleos ácidos na Venezuela e Rússia,

objetos de extensos estudos de composição, constituindo, portanto, exemplos

razoavelmente bem caracterizados de óleos ácidos19.

No Brasil, no entanto, o aparecimento de petróleos ácidos é relativamente

recente e está relacionado com a produção de Cherne e Pampo, na Bacia de

Campos19.

Esse surgimento mantém uma estreita relação com a evolução das

descobertas e produção de óleo no país. Inicialmente, quando das primeiras

42 Surdam, R. C.; Boese, S. W.; Crossey, L. J. American Association of Peroleum. Geologists Memoir. 1984, 37, 127-150.


20

ocorrências nas áreas emersas, dois fatores contribuíram para inexistência de óleos

ácidos: 1) a produção de óleos altamente parafínicos na Bacia do Recôncavo e nas

Bacias de Sergipe-Alagoas e do Espírito Santo. Com as novas descobertas na Bacia

de Campos e nas partes emersas das Bacias de Potiguar e do Espírito Santo,

começaram a avolumar-se os casos de óleos com elevada acidez19.

Estudos realizados admite-se que particularmente os ácidos de mais baixo

peso molecular, possam ser formados durante a exploração, produção,

armazenamento e processamento. Entretanto, estes estudos também mostram que a

grande maioria já se encontrava originalmente presente nos óleos e que se

concentram nas faixas de maior peso molecular, de ponto de ebulição superior a

300 0C 19.

Face a essas evidências, duas possibilidades surgiram como causadoras de

presença desses ácidos:

1. oxidação dos hidrocarbonetos por meio da biodegradação pelos

microorganismos catalizados por enzimas;

2. a formação dos ácidos juntamente com o petróleo, originando-se os

ácidos graxos, carbohidratos, mono-, di- e triglicerídeos.

Embora ambos os processos sejam viáveis, a constante relação, nos petróleos

brasileiros, da presença da acidez com a ocorrência de óleos pesados e

biodegradados sugere que a primeira possibilidade seja a predominante19.


21

3.7 MÉTODO DE ANÁLISE DE COMPOSTOS EM

GEOQUÍMICA ORGÂNICA (GO).

A cromatografia gasosa de alta resolução acoplada a um detector seletivo de

massas (CGAR/EM) é o principal método de análise utilizado na GO.

O desenvolvimento da CGAR/EM deriva da maneira de se utilizar a

cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas simples (CGAR/EM )

ou em série (CGAR/EM-EM ), ou seja, utilizar os espectrômetros de massas não

somente como instrumentos de detecção seletiva de compostos orgânicos, mas

também como instrumentos de separação de componentes individuais presentes em

misturas43.

Em uma visão simplista, a CGAR/EM pode ser descrita como uma técnica de

separação dos componentes, através de uma coluna capilar e, em seguida, formação

de íons a partir da ionização de um ou mais compostos de interesse, ou todos os

componentes presentes em uma mistura complexa (Tabela 2A). A CGAR/EM-EM

segue o mesmo princípio com a vantagem de, após separar o(s) componente(s) de

interesse dos demais através de sua varredura no primeiro analisador de massas do

sistema EM-EM, é posteriormente induzido a fragmentação por um processo de

colisão com as moléculas de um gás inerte, em geral argônio, devido a aplicação de

um potencial energético. E finalmente seus fragmentos, resultantes desse processo

de dissociação, são analisados através do analisador de massas subseqüente44, 45, 46,

43 Cooks, R. L.; Glish, G. L. Chemical & Engineering News. 1981, 59, 40-52. 44 De Grande, S. M. B. Tese de Doutorado. 1992. Instituto de Química, UFRJ, Rio de Janeiro, Brazil, 1-209. 45 De Grande, S. M. B.; Aquino Neto, F. R. Química Nova. 1990, 13(3), 191-199. 46 McLafferty, F. W. Accounts of Chemical Research. 1980, 13(2), 33-39.


22

47, 48. Essa operação é descrita como sendo a aquisição de um espectro de massas de

um íon especificamente selecionado (Tabela 2B).

A utilização da CGAR/EM-EM em aplicações analíticas se tornou

extremamente importante uma vez que o acoplamento da EM à cromatografia

permite analisar uma maior variedade de compostos. Além disso, a extrema

seletividade do sistema EM-EM, possibilita a detecção de traços de um composto

de interesse presente em uma matriz altamente complexa48, 49.

Como exemplo, se o íon selecionado for o íon molecular, podemos

considerar uma analogia entre a CG/EM e a EM/EM, onde o íon selecionado no

primeiro analisador de massas, chamado de íon precursor, é análogo ao

componente que elui através da coluna cromatográfica. Os íons que resultam da

fragmentação do íon precursor na CGAR/EM-EM, correspondem aos íons

formados pelo processo de ionização/fragmentação na fonte iônica do composto

eluído da coluna cromatográfica. Deve-se ressaltar que todos os compostos que

fornecerem o mesmo íon precursor, ao se ionizarem, são analisados

simultaneamente.

47 McLafferty, F. W. Science. 1981, 214, 280-287. 48 McLafferty, F. W. Tandem Mass Spectrometry. 1983, John Wiley, New York, 506p. 49 Bush, K. L.; Glish, G. L.; McLuckey, S. A. Mass Spectrometry/Mass Spectrometry; Techniques and Applications of Tandem Mass Spectrometry. 1988. Weinheim, VCH Publishers, 333p.


23

Tabela 2: Processos realizados durante a análise de uma amostra complexa através da CGAR/EM (A) e CGAR/EM-EM (B).

CGAR/EM Componentes (Separados na coluna)

Ionização (Fonte do EM)

Separação (Analisador 1)

A ABC DEF GHI

ABC+ DEF+ GHI+

“SCAN” ou

Íons Selecionados CGAR/EM-EM Componentes

(Separados na coluna)

Ionização (Fonte do

EM)

Separação (Analisador 1)

Fragmentação por Dissociação

Induzida (Câmara de Colisão)

Separação (Analisador

2)

B

ABC DEF GHI

ABC+ DEF+ GHI+

DEF+

D+

E+

F+ DE+ EF+

DE+

3.8 Sistema CGAR acoplado ao EM-EM Triplo Quadrupolo

O instrumento EM-EM triplo quadrupolo, consiste em um acoplamento em

série de uma fonte de ionização, um analisador de massas quadrupolo (Q1); uma

câmara de colisão (q2); um segundo analisador de massas (Q3), e um multiplicador

de elétrons [Figura 7].


24

Figura 7: Representação de um sistema CGAR/EM-EM (Triplo Quadrupolar; Varian 1200).

Os primeiros estudos de técnicas de fragmentação de íons selecionados,

através da utilização de um sistema de dois analisadores de massas quadrupolares

acoplados em série, foram realizados por Yost & Enke50.

A seguir, serão descritas as partes que compõem este sistema:

3.8.1 Fonte Iônica

Os compostos eluídos da coluna cromatográfica são submetidos a um

processo de ionização por impacto de elétrons ou por ionização química.

Os íons formados são transmitidos para o conjunto de analisadores de massas

através da aplicação de potenciais adequados nas lentes situadas à saída da fonte

iônica.

50 Yost, R. A.; Enke, C. G. Journal American Chemical Society. 1978, 100(7), 2274-2275.


25

3.8.2 Analisadores de Massas

O sistema de analisadores de massas é composto de três quadrupolos

acoplados em série e quatro e/ou oito lentes. Esse conjunto mais o multiplicador de

elétrons são montados em um trilho. Os íons formados na fonte iônica entram no

conjunto de analisadores de massas, são separados pela razão massa/carga, e

finalmente detectados através do multiplicador de elétrons [Figura 7].

Cada um dos analisadores de massas é um arranjo quadrangular de quatro

barras hiperbólicas (chamadas Quadrupolo) em um alinhamento preciso. As barras

opostas são conectadas eletronicamente. Voltagens AC e DC, de mesma amplitude

e sinal, são aplicadas aos pares de barras opostas. Contudo, as voltagens aplicadas

aos diferentes pares de barras são iguais em amplitude, porém de sinal oposto.

A voltagem AC aplicada às barras dos analisadores de massas é de

freqüência constante, na faixa de rádio freqüência, e de amplitude variável. Devido

a essa voltagem AC estar fixa na freqüência de rádio, ela é chamada voltagem RF.

A razão das voltagens RF/DC determina a capacidade do analisador de

massas separar íons de diferentes razões massa/carga.

As voltagens aplicadas às barras dão origem a um campo eletrostático que

possibilita oscilações estáveis para determinados íons, com uma razão massa/carga

específica, e oscilações instáveis para os demais íons.

Q1 e Q3 podem atuar como analisadores de massas, filtros de íons ou como

dispositivos de transmissão de íons. Quando as voltagens RF e DC são aplicadas,

Q1 e Q3 são analisadores de massas e/ou filtro de íons. Quando somente a voltagem

RF é aplicada a uma das barras quadrupolares, então Q1 ou Q3 atuam como

dispositivos de transmissão de íons.


26

3.8.3 Câmara de Colisão

O conjunto de barras do quadrupolo da câmara de colisão é um arranjo

quadrangular de barras cilíndricas, onde q2 sempre atua como um dispositivo de

transmissão de íons. As barras são carregadas somente com uma voltagem RF, o

que dá origem a um campo eletrostático no qual íons com uma ampla variação de

razão massa/carga sofrem oscilações estáveis. A câmara de colisão possui de 90 a

100% de transmissão, portanto apenas uma pequena fração desses íons sofrerá um

processo de dispersão51.

A câmara de colisão não é linear [Figura 7]. A curva descrita pelo conjunto

de barras tem muito pouco efeito sobre a transmissão dos íons. Contudo, as

partículas neutras não são capazes de descrever essa curvatura e são bombeadas

para fora do sistema. Portanto, como conseqüência, tem-se a diminuição drástica do

ruído proveniente de partículas neutras.

A câmara de colisão é usualmente pressurizada com um gás inerte, tal como

nitrogênio, hélio, argônio ou xenônio. Gases reativos também podem ser utilizados.

Dados da literatura demonstram que o gás argônio fornece uma eficiência de

fragmentação de três a quatro vezes maior do que o hidrogênio48, 51. É o local onde

ocorre o processo de dissociação induzida por colisão (DIC ), no qual um íon colide

com um átomo neutro ou molécula e então, devido à essa colisão, dissocia-se em

íons-fragmentos de menor massa. O mecanismo de dissociação envolve a

conversão de parte da energia cinética de translação do íon em energia interna, de

maneira que o íon atinja um estado excitado. Caso essa energia seja suficiente, o

íon se fragmenta49.

Segundo Busch et al.49 e McLafferty48, pode-se aumentar a eficiência total da

DIC , utilizando os seguintes artifícios:

51 Yost, R. A.; Enke, C. G. Analytical Chemistry. 1979, 51, 1251A-1264A.


27

1. aumentando o peso molecular do gás de colisão;

2. aumentando a pressão na câmara de colisão; e

3. aumentando a energia de colisão.

3.9 Utilização da CGAR/EM-EM em Geoquímica Orgânica

A espectrometria de massas em série (EM/EM, EM2 ou EMn) acoplada a

CGAR, teve uma rápida aceitação em geoquímica orgânica devido principalmente

à sua alta resolução cromatográfica de alta sensibilidade e seletividade do detector

em análise de misturas complexas, tais como por exemplo, petróleo e extratos

orgânicos de rochas.

Um dos primeiros relatos sobre a utilização da EM-EM na geoquímica, foi

na análise da distribuição de esteranos e terpanos em sedimentos utilizando a

técnica de monitoramento seletivo de íon metaestável (MSIM ) , através de um

espectrômetro de massas de setores52. Essa mesma técnica foi posteriormente

utilizada em um sistema de acoplamento CGAR/EM-EM, onde vários relatos da

literatura referentes à utilização desta técnica em análises de amostras de extratos

orgânicos e petróleo, mostram o grande avanço nos últimos 30 anos, na resolução e

elucidação de componentes diastereoisoméricos que coeluem com outras classes de

compostos, podendo assim serem observados com mais clareza53. Também foi

utilizada na identificação de componentes ao nível de traços e outros componentes

de baixas concentrações (cerca de 10-9pg), como por exemplo C30-esteranos

[Figura 8], os quais foram propostos como indicadores de matéria orgânica de

origem marinha54, 55, bem como para se identificar os terpanos tricíclicos de cadeia

52 Gallegos, E. J. Analytical. Chemistry. 1976, 48(9), 1348-1351. 53 Warburton, G. A.; Zumberge, J. E. Analytical Chemistry. 1983, 55, 123-126. 54 Moldowan, J. M. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1984, 48, 2767-2768.


28

estendida em petróleos56. Summons e Capon29 identificaram 3β-etil-esteranos como

indicadores da idade geológica de sedimentos antigos e petróleo, utilizando a

técnica de monitoramento de reações múltiplas (MRM ), assim como Summons e

colaboradores57 diferenciaram e identificaram dinosteranos de origem de

dinoflagelados marinhos e derivados de 4-metil-esterol que também foram

encontrados em microalgas do gênero prymnesiophyte58, 59 e certas bactérias do

gênero capsulatus60, presentes em sedimentos e petróleo. Também foi utilizado na

identificação de biomarcadores da série 24-n-propil-colestanos (C30-esteranos)

[Figura 8] em sedimentos e óleos de origem marinha61, além da identificação de

novas classes de compostos 3β-alquil-esteranos em petróleo, com cadeia lateral no

C3 do anel A contendo de 1 a 5 carbonos62.

A utilização do sistema CGAR/EM-EM triplo quadrupolo através de técnicas

de monitoramento de íons, tais como: monitoramento de reações múltiplas;

varredura de íon precursor ou íon produto; varredura de perda de fragmento neutro;

tornou-se possível à diferenciação de isômeros, de alcanos ramificados63, 64

presentes em sedimentos antigos e recentes, bem como no estudo da distribuição de

55 Moldowan, J. M.; Seifert, W. K.; Gallegos, E. J. American Association of Petroleum Geologist. 1985, 69, 1255-1268. 56 Moldowan, J. M.; Seifert, W. K.; Gallegos, E. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1983, 47, 1531-1534. 57 Summons, R. E.; Volkman, J. K.; Boreham, C. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1987, 51, 3075-3082. 58 Wolf, G. A.; Lamb, N. A.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1986a, 50, 335-342. 59 Wolf, G. A.; Lamb, N. A.; Maxwell, J. R. Organic Geochemistry. 1986b, 10, 965-974. 60 Peters, K.E.; Moldowan, J. M.; “The Biomarker Guide – Interpreting molecular Fossil in Petroleum and Ancient Sediments”, Prentice Hall, Englewood Clifts, New Jersey, 1993. 61 Moldowan, J. M.; Fago, F. J.; Lee, C. Y.; Jacobson, S. R.; Watt, D. S.; Slougui, N-E.; Jeganathan, A.; Young, D. C. Science. 1990, 247, 309-312. 62 Dahl, J.; Moldowan, J. M.; McCaffrey, M. A.; Lipton, P. A. Nature. 1992, 355(9), 154-157. 63 Summons, R. E.; Powell, T. G.; Boreham, C. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1988, 52, 1747-1763. 64 Summons, R. E. Organic Geochemistry. 1987, 11(4), 281-289.


29

metil-esteranos em sedimentos e óleos para estabelecer origem marinha/não

marinha desses materiais57 . Na identificação de hidrocarbonetos alquil-aromáticos

em extratos orgânicos de sedimentos65. Na análise de organossulfurados em

destilados de petróleo66. McCaffrey e colaboradores28 utilizaram as transições

ocorridas no sistema CGAR/EM-EM através da técnica de monitoramento de íons

precursor-produto, para identificar C30-esteranos, assim como, Holba e

colaboradores25,26,67 diferenciaram e identificaram 21-, 24- e 27-norcolestanos

[Figura 8], além de poliprenóides tetracíclicos mostrando que é possível diferenciar

compostos com problemas de interferência e coeluição em amostras de grande

complexidade em componentes isoméricos.

C26C26C26

27-no rcolestano24-no rcolestano21-no rcolestano

20

22

20

2122

23

2425

26

23

21

27 25

26

H

H

H

24-n-propil-colestano (20S ou 20R) C30-esteranos

20

21 22

2324

5

117

14

R

H

H

H

R1

20

21 22

2324

5

117

14

3β-alquil-esterano

R = -H; -CH3; -CH2CH3

R1 = -CH3; -(CH2)nCH3

Figura 8: Representação de alguns esteranos identificados por CG/EM-EM.

65 Chou, M. M.; Wood, K. V. Organic Geochemistry. 1986, 9(6), 351-356. 66 Hunt, D. F.; Shabanowitz, J. Analytical Chemistry. 1982, 54, 574-578. 67 Holba, A. G.; Tegelaar, E.; Ellis, L.; Singletary, M. S.; Albrecht, P. Geology. 2000, 28, 3, 251-254.


30

A utilização da técnica de monitoramento seletivo de reação, juntamente com

a técnica de ionização química possibilitou a identificação de esteranos

monoaromáticos no anel C através das transições íon precursor→íon produto68.

Desta forma, é possível observar que a CGAR/EM-EM, tem sido

extensivamente utilizada, ao longo dos anos, na análise de misturas complexas de

biomarcadores em sedimentos e petróleo, buscando sempre elucidar a presença de

compostos que são difíceis de serem identificados pelas técnicas tradicionais e que

fornecem importantes informações quanto aos parâmetros geoquímicos em óleos.

Isto se deve a sua versatilidade quanto as técnicas que podem ser utilizadas para

resolver e elucidar amostras com multicomponentes. Podendo utilizar-se 3 técnicas

principais de análises: varredura de íon precursor; varredura de íon produto; e

varredura de perda de fragmento neutro49,69,70,71. A exemplo da espectrometria de

massas convencional, na CG/EM-EM também são utilizadas técnicas de

monitoramento utilizando qualquer um dos três tipos de varredura mencionados

anteriormente, como por exemplo, a técnica de monitoramento seletivo de reação

(MSR) que permite fazer um monitoramento seletivo de reação específica ou um

conjunto discreto de reações, tal como a fragmentação de um íon ou a perda de um

fragmento neutro. As 3 técnicas principais de análises são realizadas como

descritas a seguir:

1- Na técnica de varredura de íon precursor, emprega-se dois estágios de

análise. No primeiro estágio, os íons formados na fonte iônica são

introduzidos em Q1, o qual é varrido para transmitir seqüencialmente os

íons precursores para q2. O processo de fragmentação em q2 ocorre pela 68 Nali, M.; Corana, F.; Riva, A.; Albrecht, P.; Wehrung, P. Rapid Communication Mass Spectrometric. 1990, 4(10), 404-405. 69 Johnson, J. V. and Yost, R. A. Analytical Chemistry. 1985, 57(7), 758A-768A. 70 Cooks, R. G. and Glish, G. L. Chem. Eng. News. 1981, 59, 40-52. 71 Slayback, J. R. B. and Story, M. S. Industrial Research & Development. 1981, 129-134.


31

DIC e os íons formados são transmitidos para Q3, que analisa o(s) íon(s)

previamente selecionados. O espectro de massas resultante mostra todos

os íons precursores que ao se fragmentarem produziram um íon produto

específico. Esse tipo de experimento pode ser utilizado em estudos

estruturais, bem como na investigação de série homólogas de

compostos presentes em misturas complexas, cujos compostos se

decompõem a um fragmento comum48,49,71.

2- Na técnica de varredura de íon produto, realiza-se dois estágios de

análise. Primeiramente, íons formados na fonte iônica são analisados

em Q1, sendo chamados de íons precursores. Em seguida, os íons

precursores especificamente selecionados entram na câmara de colisão

(q2) a qual sofrem um processo de fragmentação através da DIC . Os

íons fragmentos formados, ditos íons produtos, entram em Q3 para o

segundo estágio de análise, onde sofrerá uma varredura total sendo

obtido o espectro de massas dos íons produtos proveniente de um único

íon precursor. Nesta técnica pode-se utilizar a MSR para monitorar a

relação íon precursor-íon produto selecionando-se em Q1 o íon

precursor específico e em Q3 o íon produto escolhido. Esse tipo de

experimento pode ser utilizado para identificar compostos específicos

em misturas complexas48,49,71, tais como amostras geológicas.

3- Na técnica de varredura de perda de fragmento neutro, os dois

analisadores de massas, Q1 e Q3, são varridos em sincronia, de tal modo

que eles possuam a mesma velocidade e amplitude de faixa de massas.

Entre Q3 e Q1 há uma diferença de unidade de massa correspondente à

massa do fragmento neutro gerado durante o processo de fragmentação


32

por DIC . Os íons formados na fonte iônica são separados pela razão m/z

em Q1 e são transmitidos seqüencialmente para q2. Os íons produtos

formados pela DIC são subseqüentemente analisados em Q3. Para que

um íon seja detectado, entre o tempo de saída de Q1 e entrada em Q3,

ele deve perder um fragmento neutro cuja massa seja igual à diferença

de massa varrida por Q1 e Q3. Assim, o espectro de massas obtido

apresenta todos os íons precursores, que ao se fragmentarem, perdem

um fragmento neutro de massa previamente selecionada48,49,71.

Antes de se utilizar qualquer uma das técnicas mencionadas acima, torna-se

necessário escolher a melhor energia de colisão em q2, adequada para a dissociação

dos íons-fragmentos que saem de Q1, de modo que, a intensidade do íon molecular

não seja menor que 1/3 da original.

O conjunto das técnicas citadas podem ser utilizadas isoladamente, bem

como, associadas para se obter informações quanto a estrutura molecular de um

determinado composto. O Quadro 1 apresenta um exemplo de aplicação destas

técnicas.


33

Quadro 1: Representação esquemática dos experimentos realizados no sistema EM-EM (segundo Slayback & Story71).

Experimento de varredura íons produtos

Experimento devarredura íons precursores

Experimento devarredura de perda

de fragmento neutro

ABC+, DEF+ Somente a

massa ABC+AB+, BC+

ABC+Varredura de

todas as massas

ABC+, DEC+ Varredura detodas as massas

AB+, DE+,

C+, etc

Somente a

massa C+

ABC+, DBF+ Varredura detodas as massas

AC+, DF+,

AB+, etc

Varredura dem - B

B (perda do fragmento neutro)

IonizaçãoIE / IQ

Analisadorde massas

Q1

Câmara de Colisão(decomposição)

q2

Analisadorde massas

Q3

IE = Ionização eletrônica IQ = Ionização química

3.10 BACIAS SEDIMENTARES BRASILEIRAS

O Brasil possui 6.430.000 km2 de bacias sedimentares, dos quais 4.880.000

km2 em terra e 1.550.000 km2 em plataforma continental. Para a formação de

petróleo é necessário que as bacias tenham sido formadas em condições muito

específicas. No caso das bacias da plataforma continental, espessas camadas de

sedimentos marinhos soterraram intervalos ricos em matéria orgânica a grandes

profundidades e propiciaram condições para a geração de quantidades apreciáveis

de petróleo72.

Há cerca de 100 milhões de anos, a separação do continente sul-americano e

africano, começou a definir os limites atuais da costa brasileira. Como resultado

desse afastamento, surgiu uma grande bacia, denominada Bacia Atlântica. No

72 Guardado, L. R.; Gamboa, L. A. P.; Lucchesi, C. F. American Association of Petroleum Geologists Memoir. 1989, 48, 3-80.


34

início da separação, formaram-se, localmente, junto ao limite dos novos

continentes, bacias sedimentares, como as de Pelotas, Campos, Santos e Espírito

Santo, entre outras (no lado oriental do Brasil) [Figura 9] 73.

Figura 9: Mapa Geográfico, mostrando as principais bacias sedimentares brasileiras, destacando a Bacia de Campos e a Bacia Potiguar (Petrobrás, 2005).

73 Milani, E. J.; Brandão, J. A. S. L.; Zalán, P. V.; Gamboa, L. A. P. Brasilian Journal of Geophysics. 2000, 18(3), 351-396.


35

3.11 ASPECTOS GEOLÓGICOS DA BACIA POTIGUAR

A Bacia Potiguar constitui o segmento de ligação entre a Margem Equatorial

e a Margem Leste do Brasil, e ocupa área de 26.500 km2 na porção “offshore” e

21.500 km2 na porção “onshore”, cobrindo uma área total de 48.000Km2, se

limitando a oeste pelo Alto de Fortaleza, ao sul ao longo do embasamento se

estendendo a offshore, e ao norte e leste para o oceano com profundidade acima de

2000m74. Levantamentos geofísicos indicam que ela se estende até áreas com

lâmina de água superior a 3.000m. É uma Bacia do tipo “rift ” formada pela

separação das plataformas da América do Sul e África. Estruturalmente é

constituída por um “graben” eocretáceo que foi soterrado por sedimentos do

Cretáceo e Terciário73,74, 75.

A evolução tectônica e estratigráfica da Bacia Potiguar pode ser dividida em

três estágios; “rift ”, transacional e “drift” ou oceânica [Figura 10]. O estágio “rift ”

(Neocomiano-Barreniano) é caracterizado por uma sucessão de sedimentos

lacustres finos e sistemas turbidíticos76. O tectonismo foi intenso durante esse

estágio como indicado pelo intenso falhamento da bacia. O final deste estágio é

marcado por uma discordância regional produzida pelo tectonismo Pré-Aptiano.

O estágio transicional (Aptiano) é representado por seqüência de carbonatos,

folhelhos e calcários argilosos interdigitados com arenitos deltáicos depositados em

um ambiente lagunar restrito com influência marinha intermitente76. O estágio de

formação oceânico (Albiano-superior) levou à deposição de duas seqüências

74 Trindade, L. A. F. Tese de Doutorado. 1992, Stanford University, Departament of Geology, 305pg. 75 Santos Neto, E. V.; Hayes, J. M. American Association of Petroleum Geologist Bulletin. 1999, 83, 3, 496-518. 76 Bertani, R. T.; Costa, I. G.; Matos, R. M. D. Origem e Evolução de Bacias Sedimentares. 1990, Eds. Raja Gabaglia, G. P. and Milani, E. J., PP. 291-310, Petrobrás, RJ, Brasil.


36

sedimentares sob condições marinhas francas. Na primeira, camadas transgressivas

e carbonáticas cobrem os arenitos fluviais em sistema de camada inclinada durante

o Albiano – Turoniano. A segunda, do Campaniano ao Holoceno depositam-se uma

seqüência progradacional representada pelas faces proximais siliciclásticas de

camadas carbonáticas e de águas rasas, nas porções destes, pelos pelitos e

turbiditos76. Desde o Albiano são encontrados “canyons”, escavando as sucessões

sedimentares do estágio oceânico.

A porção terrestre da Bacia de Potiguar inclui um gráben confinado, não

aflorante, que abriga sedimentos lacustres da fase rifte de idade neocominiana, com

espessura total de 6.000m. Recobre a seção rifte um pacote de rochas de idade

aptiana a campaniana73.

O pacote “rift ” na Bacia Potiguar é representado pela Formação Pendência,

composta por folhelhos lacustres com turbiditos arenosos, arenitos flúvio-deltáicos

e conglomerados, abrangendo o intervalo temporal Berriasiano ao Eoaptiano. Este

pacote limita-se ao gráben central, sem afloramentos. O topo do pacote “rift ” é

marcado por uma discordância regional, e a unidade encontra-se basculada para

SE73.

A Formação Alagamar, de idade neoaptiana, recobre o pacote “rift ”. Ela

representa o estágio transicional continental para marinho da evolução da bacia

constituído por folhelhos negros, margas e calcilutitos. Esta seção é recoberta por

arenitos fluviais finos a grossos e argilitos de idade albo-cenomaniana (Formação

Açu). Acima dessa seção, ocorrem os carbonatos de alta energia da Formação

Jandaíra, de idade turoniana-campaniana. Um recorrente magmatismo produziu, no

Eoceno-Oligoceno, os depósitos da Formação Macau73.


37

Figura 10: Carta estratigráfica da Bacia Potiguar75, 77.

Os óleos acumulados na Bacia Potiguar apresentam características diversas

herdadas da matéria orgânica preservada nos sedimentos depositados em

ambientes. Os geradores destes óleos foram identificados como pelitos de duas

formações distintas: Alagamar e Pendência74,78. Na formação Pendência, estão os

sedimentos depositados em ambiente deposicional lacustre; enquanto que na

Formação Alagamar tem-se os sedimentos depositados em ambiente marinho

restrito74,78.

Os óleos gerados na Formação Alagamar apresentam uma grande variação na

sua evolução térmica e, dependendo da localização na bacia, podem estar

relacionados desde um estágio pré-maturo de evolução térmica, até a fase principal

de geração. Nesta formação, os óleos têm origem marinho evaporítico [ME ] e

mistos [M ] (resultantes da mistura de óleos marinho evaporítico com óleos gerados

77 Araripe, P. T.; Feijó, F. J. Boletim de Geociências da Petrobrás. 1994, 8(1), 127-141. 78 Santos Neto, E. V.; Mello, M. R.; Rodrigues, R. Anais do XXXVI Congresso Brasileiro de Geologia. 1990, 974-985.


38

a partir de folhelhos lacustres de água doce); enquanto que os óleos gerados pela

Formação Pendência apresentam-se muito evoluídos termicamente, onde, se inclui

os óleos de característica lacustre de água doce [LAD ]78.

A Figura 11 mostra a distribuição dos vários tipos de óleos identificados e

caracterizados da Bacia Potiguar, ilustrando a localização dos três tipos de óleos

(ME , M e LAD ) estudados neste trabalho.

Figura 11: Mapa tectônico esquemático e distribuição geográfica dos vários tipos de óleos da Bacia Potiguar (modificado de Santos Neto e Hayes75).

3.11.1 Óleos Gerados pela Formação Alagamar

Estes óleos podem ser agrupados em duas classes distintas: óleos marinhos

evaporíticos e óleos mistos.

Os óleos marinho evaporítico e mistos migraram lateralmente, transportado

através da seqüência transicional e falhas de camadas, sem conformidade e fraturas

formadas por intrusão de diques em reservatórios marinhos siliciclásticos “post-

rift” 74.


39

� Óleos Marinho Evaporíticos

São aqueles que foram gerados pelos folhelhos e margas das Camadas Ponta

do Tubarão e Membro Galinhos. Os óleos pertencentes a esse grupo apresentam

como características geoquímicas, porcentagem de hidrocarbonetos saturados em

torno de 55%, teor de enxofre consideravelmente elevado para os óleos brasileiros

(>0,5%) e valores de δ 13C maior que –26,6 %o; predominância dos alcanos

normais de baixo peso molecular (<nC19); maior abundância de fitano

relativamente ao pristano; ligeira predominância par/ímpar na distribuição dos n-

alcanos; baixa razão hopano/esterano (0,4-0,2); presença de C30-esteranos (2-, 3- e

4-metil esteranos) e dinosteranos; alta abundância relativa de β-carotano e

gamacerano; razão Ts/Tm menor que 1; Razão C35/C34-hopano maior ou igual a 1;

alta abundância de C27 esteranos relativamente ao homólogo C29 78, 79, 80

� Óleos Mistos

Os óleos mistos (M ) são resultantes da mistura dos óleos marinho

evaporíticos (ME ) com óleos gerados a partir de folhelhos lacustres de água doce

do Membro Upanema da Formação Pendência. Apresentam predominância de

características geoquímicas ora relacionadas a ambiente lacustre de água doce, ora

a ambiente marinho evaporítico75,78.

Os óleos M e ME apresentam variáveis graus de evolução térmica, ou seja,

foram originados a partir de rochas geradoras com diferentes graus de maturação.

Aqueles de maior evolução térmica ocorrem ao longo de uma faixa balizada pela

linha de charneira de Areia Branca, ao Norte da cidade de Mossoró, estendendo-se

até a plataforma continental.

79 Mello, M. R.; Telnaes, N.;Gaglianone, P. C.; Chicarelli, M. I.; Brassell, S. C.; Maxwell, J. R. Organic Geochemistry. 1988a, 13(1-3), 31-45. 80 Mello, M. R.; Gaglianone, P. C.; Brassell, S. C.; Maxwell, J. R. Marine and Petroleum Geology. 1988b, 5, 205-223.


40

É comum os óleos marinho evaporíticos e os mistos apresentarem

biodegradação. Em alguns, a biodegradação é incipiente, notando-se apenas um

decréscimo relativo aos alcanos normais de baixo peso molecular. Já em outros, a

biodegradação agiu severamente, eliminado quase que todos os alcanos normais e

desmetilando os hopanos.

3.11.2 Óleos Gerados pela Formação Pendência

Os óleos gerados por esta formação estão concentrados principalmente na

porção sudoeste da parte emersa da Bacia Potiguar, limitada pelo alinhamento

estrutural de orientação aproximada leste-oeste, que passa ao sul da cidade de

Mossoró e norte dos Campos de Serraria e Janduí78, sendo caracterizados como

óleos lacustres de água doce (LAD )74. Os óleos que caracterizam este ambiente

ocorrem também nas Bacias do Ceará, Sergipe-Alagoas e Bahia Sul, na margem

equatorial e nordeste do Brasil.

Os óleos lacustres de água doce foram acumulados na fase “rift” do “graben”

onshore, provavelmente devido a ausência de um caminho de migração adequado74.

� Óleos Lacustres de Água Doce

As principais características geoquímicas desse tipo de óleos são78,79,80,81:

elevada abundância relativa de hidrocarbonetos saturados (> 60%); baixo teor de

enxofre (< 0,1%) e valores isotópicos de carbono δ 13C menor que –28,0%o; alta

abundância relativa de n-alcanos de alto peso molecular (>n-C23) com

predominância de componentes com carbono ímpar/par; maior predominância de

pristano relativamente ao fitano; dentre os terpanos, observa-se a ausência ou baixa

81 Mello, M. R.; Maxwell, J. R. Lacustrine Basin Exploration: American Association of Petroleum Geologist. 1990, 77-97.


41

razão bisnohopano/hopano; elevada razão entre os isômeros dos hopanos C34/C35;

razão Ts/Tm maior que 1; baixa proporção relativa do gamacerano em relação ao

hopano; baixa abundância relativa de terpanos tricíclicos, variando de C19-C36;

baixa concentração de esteranos, com predomínio dos isômeros C29 sobre os

homólogos C27 e C28; e ausência dos C30-esteranos (2-, 3- e 4-metil esteranos),

dinosteranos, β-carotano; e 28,30-bisnohopanos.

A Tabela 3, apresenta os resultados de alguns parâmetros geoquímicos

relatados na literatura75,79,80,81 dos óleos de diferentes ambientes deposicionais das

bacias brasileiras, incluindo os que foram estudados neste trabalho.

Tabela 3: Dados geoquímicos de amostras de óleos e sedimentos das bacias brasileiras de diferentes ambientes deposicionais75,78,79,80,81.

Ambiente de Deposição Lacustre de Água Doce

Lacustre Salino

Marinho Evaporítico

Marinho Carbonático

Marinho deltáico

n-alcano (pico máximo) C23 C19 C18 C20-C22 C20-C22 Ímpar/par (n-alcanos) ≥1 ≥1 ≤1 ≤1 ≤1 Pristano/fitano >1,3 >1,1 <1,0 <1,0 <1,0 i-C25 + i-C30 (ppm) <370 70-700 300-1500 100-500 150-300 β-carotano (ppm) n.d. 10-200 100-400 20-60 5-10 C21 + C22-esteranos (ppm) tr. 10-30 10-60 10-60 30-50 C27-esterano (ppm) 10-50 50-160 500-4000 50-300 50-350 C27/C29-esteranos 1,5-4,0 1,5-2,5 1,0-2,2 1,1-2,5 1,3-1,8 Índice de diasteranos 20-40 10-50 6-20 20-30 30-60 C30-esteranos (EM-EM) n.d. n.d. Baixa Alta Alta Índice de 4-metil-esteranos 10-50 30-150 30-80 30-80 <10 Hopano/esterano 5-15 5-15 0,4-2,0 0,9-3,0 0,5-3,0 Índice de terpanos tricíclicos 30-100 100-200 10-60 60-200 60-180 C34/C35 hopanos >1 >1 <1 ≤1 <1,0 Índice de bisnorhopano 0 3-15 10-40 10-30 0 Índice de 18α(H)-oleanano 0 0 0 0 20-40 Ts/Tm >1 <1 ≤1 <1 >1,0 C30-hopano 200-500 200-1600 300-2000 80-300 100-250 Índice de gamacerano 20-40 20-70 70-120 10-20 0-5,0

n.d. = não determinado; tr. = traços

Resultados e Discussões – Capítulo 1

43

RESULTADOS E DISCUSSÕES

CAPÍTULO 1

Caracterização Geoquímica da Fração Neutra por Caracterização Geoquímica da Fração Neutra por Caracterização Geoquímica da Fração Neutra por Caracterização Geoquímica da Fração Neutra por

CGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM e CGAR/EM----EM de Óleos de Diferentes EM de Óleos de Diferentes EM de Óleos de Diferentes EM de Óleos de Diferentes

Origens da Bacia Potiguar;Origens da Bacia Potiguar;Origens da Bacia Potiguar;Origens da Bacia Potiguar;

� Identificação de Biomarcadores por Coinjeção Identificação de Biomarcadores por Coinjeção Identificação de Biomarcadores por Coinjeção Identificação de Biomarcadores por Coinjeção

de Padrões Sintéticos.de Padrões Sintéticos.de Padrões Sintéticos.de Padrões Sintéticos.

� QuantQuantQuantQuantificação de Esteranos e seus Derivadosificação de Esteranos e seus Derivadosificação de Esteranos e seus Derivadosificação de Esteranos e seus Derivados


45

4 ANÁLISE DAS FRAÇÕES DO PETRÓLEO

As análises realizadas em geoquímica orgânica utilizam principalmente a

cromatografia gasosa de alta resolução (CGAR) e a cromatografia gasosa de alta

resolução acoplada à espectrometria de massas (CGAR/EM), pois as amostras em

geral são derivadas de misturas complexas provenientes da matéria orgânica

presente em acumulação de sedimentos. Este estudo tem sido feito através da

análise dos fósseis geoquímicos ou biomarcadores, para obter informações a

respeito da fonte e da maturação, estabelecer correlações entre óleos e obter dados

a respeito da migração e biodegradação. Os biomarcadores estão relacionados

diretamente com precursores naturais contidos na matéria orgânica,

biossintetizados pelos organismos vivos presentes em diversos ambientes

deposicionais, os quais sofrem pequenas modificações estruturais durante os

processos de diagênese e catagênese.

No decorrer das análises são necessárias várias injeções, tanto pela técnica de

varredura de íons totais, quanto pela técnica de monitoramento de íons seletivos,

sendo necessárias normalmente várias injeções por amostra. A detecção das classes

de biomarcadores é feita monitorando-se alguns íons característicos, como mostra o

Quadro 2.

A análise dos dados obtidos em CGAR/EM é realizada, com auxílio de

microcomputador, durante todo o período, para a detecção das várias classes de

compostos e, sempre, é necessário re-injetar as amostras variando os métodos de

modo que seja possível visualizar determinados componentes das classes de

biomarcadores. Além disso, em alguns casos, torna-se necessário repetir o

tratamento da amostra com o intuito de observar a presença de determinados

constituintes por estarem presentes em baixíssimas concentrações.


46

A obtenção das frações analíticas do petróleo está descrita na seção 8.2 deste

trabalho.

O Índice de Retenção (IR) dos componentes detectados na fração neutra foi

obtido utilizando-se a equação de Van Den Doll e Kratz:

IR = (Ts - TCn-1) x 100 + 100 x Cn-1

(TCn - TCn-1)

Ts = tempo de retenção da substância analisada.TCn = tempo de retenção do alcano que elui após da substância analisada.TCn-1 = tempo de retenção do alcano que elui antes da substância analisada.Cn-1 = número de átomos de carbono do alcano que elui antes da substância analisada.

Quadro 2: Principais íons característicos das classes dos biomarcadores em EM.

Classe de Biomarcadores Relação m/z característica (íons-fragmentos mais estáveis)

Alcanos lineares 71, 85, 99

Isoprenóides 113, 183, 253

Cicloexanos monossubstituídos 83

Cicloexanos dissubstituídos 97

β-Carotano 125, 133

Sesquiterpanos bicíclicos 109, 123, 137, 163, 179

Terpanos tricíclicos e tetracíclicos 123, 163, 191

Terpanos pentacíclicos (hopanos) 177, 191

Hopanos desmetilados 177, 191

Esteranos regulares 217, 218

Diasteranos (esteranos rearranjados) 232, 259

3-Alquil-esteranos 231, 245, 259, 273, 287

Esteranos monoaromáticos 211 (anel A), 253 (anel C)

Esteranos triaromáticos 231, 245

3-Alquil-esteranos monoaromáticos no anel C 267, 281, 295,


47

4.1 ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA SATURADA (FNs)

4.1.1 Hidrocarbonetos Lineares

O perfil cromatográfico da varredura de íons totais de um óleo constitui sua

impressão digital, sendo uma das primeiras indicações da biodegradação do óleo,

uma vez que, os compostos lineares são os mais abundantes em óleos não

biodegradados e os primeiros a serem consumidos pelo ataque bacteriano. Desta

forma, quando o perfil da amostra revela diminuição da concentração destes

compostos, o petróleo foi biodegradado.

Seus precursores biológicos podem ser encontrados em uma grande

variedade de plantas e outros organismos, juntamente com outros compostos

insaturados ou oxigenados de cadeia não ramificada, que podem ser reduzidos

durante a deposição e diagênese da matéria orgânica sedimentar. São os compostos

de mais fácil detecção e sua distribuição no petróleo fornece importantes subsídios

quanto a sua origem e estado de evolução térmica da matéria precursora1,10. Como

exemplo, é relatado que a predominância da relação de n-alcanos impar/par entre

C25-C35, é indicativo de plantas terrestres superiores5 e/ou ácidos graxos de

ocorrência em plantas vasculares na deposição da matéria orgânica12. Por outro

lado, a maior abundância relativa de hidrocarbonetos lineares de cadeia curta (C16-

C24), com pouca ou nenhuma predominância de compostos com número ímpar de

carbonos, sugere a contribuição de bactérias e algas marinhas, sendo indicativo de

ambiente marinho5,12

A análise de varredura de íons totais por CGAR/EM da amostra do tipo

lacustre de água doce (LAD-1 e LAD-2) forneceu, um cromatograma de íons com

perfil característico de óleo com nível de biodegradação muito baixo [Figura 12 e

Figura 13] e observa-se a distribuição de vários picos intensos atribuídos à série

homóloga de hidrocarbonetos lineares. Por outro lado, a análise de varredura de


48

íons totais das amostras do tipo Misto (M-1 e M-2) [Figura 14 e Figura 15],

mostra um perfil diferente onde, M-2 é um óleo levemente biodegradado, devido à

diminuição da concentração dos hidrocarbonetos entre C13 e C18, quando

comparado com o perfil cromatográfico do óleo M-1, que mostra um perfil

cromatográfico com maior concentração de hidrocarbonetos lineares nesta região.

Nos óleos do tipo Marinho Evaporítico (ME-2 e ME-1) [Figura 16 e Figura 17],

que estão altamente biodegradados, fica claro a baixa quantidade a nível não

detectado, pela técnica utilizada, da série homóloga de hidrocarbonetos lineares

entre C15 – C31 quando comparamos o perfil cromatográfico dos 3 tipos de óleos

estudados. Nestes óleos (ME ), observa-se o aumento da concentração dos terpanos

e esteranos na região entre 35 a 70 minutos devido à diminuição da concentração

dos hidrocarbonetos lineares. A Figura 18 mostra o espectro de massas do alcano

C17, representativo dos hidrocarbonetos lineares, mostrando perda típica de CH2.


49

Figura 12: Cromatograma de íons totais representativo do óleo LAD-1.

Figura 13: Cromatograma de íons totais representativo do óleo LAD-2.

Figura 14: Cromatograma de íons totais representativo do óleo M-1. *Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µµµµm.

Aum

ento

da

Bio

degr

adaç

ão


50

Figura 15: Cromatograma de íons totais (“TIC”) representativo do óleo M-2.

Figura 16: Cromatograma de íons totais (“TIC”) representativo do óleo ME-2.

Figura 17: Cromatograma de íons totais (“TIC”) representativo do óleo ME-1. *Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µµµµm.

Aum

ento

da

Bio

degr

adaç

ão


51

Figura 18: Espectro de massas do alcano C17 representativo dos hidrocarbonetos lineares.

Mello et al.79,80, relataram que em óleos de origem lacustre (água doce ou

salina) ocorrem predominância de n-alcanos ímpares sobre pares, enquanto que em

óleos marinhos (evaporíticos, carbonáticos e deltáicos) ocorre leve predominância

de alcanos pares sobre ímpares. Este último tem sido atribuído à redução dos

precursores, devido às condições anóxicas de deposição5 e também indiretamente

pode está relacionado com a salinidade da coluna de água original79.

Por outro lado, a concentração dos alcanos podem ser afetados pela fonte

(inclusão de matéria orgânica), biodegradação (remoção preferencial dos alcanos) e

maturidade (diminuição da preferência dos ímpares sobre os pares, devido ao

craqueamento dos componentes mais pesados)1,10, a distribuição desses compostos

devem ser usados com cautela para determinação da origem da matéria orgânica

precursora.

4.1.2 Hidrocarbonetos Isoprenóides Acíclicos

Os isoprenóides acíclicos, de alto peso molecular encontrados no petróleo,

tem como maior constituinte a série de hidrocarbonetos isoprenóides regulares

ligados cabeça-cauda a partir de grupos de isoprenos [Figura 19]. Além destes,


52

vários isoprenóides irregulares também são encontrados, como por exemplo, os que

são ligados cabeça-cabeça ou cauda-cauda.

Isoprenos (C5)

cabeça

cauda

Figura 19: Estrutura representativa do isopreno (C5)

Dentre os isoprenóides regulares, os mais predominantes são o Pristano (C19)

e o Fitano (C20). A relação Pristano/Fitano é um dos parâmetros utilizados para

caracterizar ambiente deposicional (origem) e maturação de óleos e sedimentos.

Pristano pode ser proveniente da oxidação do fitol (proveniente da clorofila) ou de

tocoferóis, enquanto que o fitano origina-se da redução do fitol ou de lipídios de

organismos metanogênicos e halófilos5,18,32,60 [Figura 20]. A abundância destes

compostos está relacionada ao ambiente deposicional do óleo, isto é, se a relação

for maior que um, o ambiente deposicional é oxidante, caso esta relação seja menor

que um, o petróleo formou-se em ambiente redutor.

Após estudo preliminar do perfil cromatográfico dos óleos, foi possível

identificar a presença da série de hidrocarbonetos isoprenóides somente nas

amostras LAD (1 e 2) e M2 detectados pela varredura de íons totais [compostos P,

F e Is; Figura 12, Figura 13 e Figura 15; pág. 47] e confirmados no cromatograma

de íons extraídos em m/z 183 [Figura 21] e em m/z 113.

Observa-se que a quantidade de hidrocarbonetos da série isoprenóides

aparentemente é pequena restringindo-se à presença de seis compostos, sendo

Pristano e Fitano os predominantes, além do isoprenóide Is1 [Figura 21]


53

identificado como 2,6,10-trimetildodecano (C15) [Tabela 4]. A Figura 22 mostra o

espectro de massas do fitano representativo dos hidrocarbonetos isoprenóides.

αααα−−−−Tocoferol

O

HO

lipídeos de organismosmetanogênicos e halófilos

1. eliminação do OH2. redução

1. oxidação2. descarboxilação redutora3. redução

Fitano (C 20)

Pristano (C 19)

R

R

1. Redução2. eliminação do OH3. redução

1. oxidação2. descarboxilação redutora3. redução

FITOL

R = C15

OH

C5

C15

Clorofila

Figura 20: Procedência sugerida para a obtenção do Pristano e Fitano5,10,18.

Figura 21: Cromatograma de íons extraídos em m/z 183 representativo dos óleos tipo LAD e M.

(Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µµµµm).


54

Figura 22: Espectro de massas do Fitano (C20) representativo dos hidrocarbonetos isoprenóides

regulares.

Tabela 4: Isoprenóides detectados monitorando o íon-fragmento em m/z 183.

Óleos (Índice de retenção) Pico

Composto

Fórmula

MM LAD1 LAD2 M2

Is1 2,6,10-trimetildodecano C15H32 212 1561 1563 1563 Is2 Não identificado -------- -------- -------- -------- -------- Is3 2,6,10-trimetilpentadecano C18H38 254 1849 1849 1848 P4 Pristano C19H40 268 1905 1908 1905 P5 Fitano C20H42 282 2009 2009 2010 Is6 2,6,10,15-tetrametilheptadecano C21H44 296 2198 2193 2193

Outro parâmetro geoquímico utilizado para determinar a maturação dos óleos

é avaliar a razão pristano/n-C17 e fitano/n-C18, onde ambos decrescem com a

maturidade térmica do petróleo e ao mesmo tempo podem ser afetados por

processos secundários, tais como, biodegradação por bactérias. Assim, avaliou-se a

razão pristano/fitano, a razão pristano/n-C17 e a razão fitano/n-C18 para os seis óleos

estudados.

Uma limitação quanto à utilização da razão Pristano/Fitano como parâmetro

de origem, é o fato destes compostos não terem como único precursor a clorofila,

uma vez que os organismos metanogênicos e halofílicos também são fontes


55

precursoras de fitano e os compostos α-tocoferol e os derivados82, 83 precursores de

pristano. Outro fato importante relatado é o aumento da maturidade com o aumento

na razão Pristano/Fitano e o decréscimo na razão Fitano/C1884

.

4.1.3 Cicloexanos Mono e Dissubstituídos

Os compostos cicloexanos mono e dissubstituídos não são tão suscetíveis a

biodegradação quanto os alcanos ramificados (por exemplo, isoprenóides).

Consequentemente esses compostos aumentam em concentração durante as

primeiras alterações microbianas com a remoção preferencial de alcanos60 e iso-

alcanos. Segundo relatos da literatura1,60, os compostos da classe cicloexanos mono

ou dissubstituídos, são consumidos geralmente após os alcanos lineares e

ramificados. Além disso, neste nível de biodegradação, os alquilcicloexanos

aumentam em abundância quando comparado com o óleo original, e a distribuição

destes compostos favorece progressivamente o último de baixo peso molecular1,60.

Estes compostos foram detectados em óleos brasileiros provenientes do

Campo de Albacora (Bacia de Campos)85 e também em óleos da Bacia Sergipe-

Alagoas86. Alguns trabalhos sugerem que estes compostos são provenientes de

bactérias, ou da ciclização de ácidos carboxílicos13,32.

Foi detectada e sugerida uma série homóloga de cicloexano

monossubstituído [Tabela 5] através do pico base m/z 83 [Figura 23] e outra série

homóloga de cicloexano dissubstituído [Tabela 6], através do pico base m/z 97

82 Li, M.; Larter, S. R. Organic Geochemistry. 1995, 23, 1085-1093. 83 Li, M.; Larter, S. R.; Taylor, P.; Jones, D. M.; Bowler, B.; Bjoroy, M . Organic Geochemistry. 1995, 23(2), 159-167. 84 Ten Haven, H. L.; De Leeuw, J. W.; Rullkotter, J.; Sinninghe Damsté, J. S. Nature. 1987, 330, 641-643. 85 Nascimento, L. R.; Rebouças, L. M. C.; Koike, L; Reis, F. A. M; Soldan, A. L.; Cerqueira, J. R.; Marsaioli, A. J. Organic Geochemistry. 1999, 30, 1175-1191. 86 Alves, P. B. Tese de Doutorado. 1997, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil.


56

[Figura 23] em óleos lacustres [LAD (1 e 2)] e mistos [M (1 e 2)]. Os íons

moleculares e os íons-fragmentos com relação m/z 83 e m/z 97 mostram que estes

compostos são derivados de cicloexanos. Entretanto, fragmentos em m/z 97 podem

ser provenientes de alquil-cicloeptano monossubstituído que se rearranja para

formar o cicloexano dissubstituído mais estável termodinamicamente.

R R

CH3

m/z 83 m/z 97

C icloexanomonossubstituído

C icloexano d issubstituído

Figura 23: Representação da fragmentação principal dos cicloexanos mono- e dissubstituído.

Tabela 5: Cicloexanos monossubstituídos detectados em amostras de óleos monitorando o íon-fragmento em m/z 83.

Óleos / (Índice de Retenção) Pico Composto Fórmula MM LAD-1 LAD-2 M-1 M-2

1 Octil-cicloexano C14H28 196 2 Nonil-cicloexano C15H30 210 1543 1547 1543 1546 3 Decil-cicloexano C16H32 224 1618 1616 1615 1617 4 Undecil-cicloexano C17H34 238 1722 1720 1728 1725 5 Dodecil-cicloexano C18H36 252 1848 1849 1846 1847 6 Tridecil-cicloexano C19H38 266 1976 1979 1973 1973 7 Tetradecil-cicloexano C20H40 280 2015 2010 2014 2015 8 Pentadecil-cicloexano C21H42 294 2167 2167 2166 2165 9 Hexadecil-cicloexano C22H44 308 2213 2214 2218 2217 10 Heptadecil-cicloexano C23H46 322 2335 2336 2335 2333 11 Octadecil-cicloexano C24H48 336 2447 2445 2446 2448 12 Nonadecil-cicloexano C25H50 350 2585 2587 2587 2586

Estes compostos são encontrados como ácidos graxos na parede bacteriana

de aliciclobacilos, presentes em óleos e sedimentos, sendo os principais


57

constituintes da membrana celular destas bactérias, já estudados e identificados em

águas de formação e óleos brasileiros87.

Tabela 6: Cicloexanos dissubstituídos detectados em amostras de óleos monitorando o íon-fragmento em m/z 97.

Óleos / (Índice de Retenção) Pico Composto Fórmula MM LAD1 LAD2 M1 M2

13 Metil-octil-cicloexano C15H30 210 -------- -------- 1507 ------- 14 Metil-nonil-cicloexano C16H32 224 -------- -------- 1617 15 Metil-decil-cicloexano C17H34 238 1736 1731 1736 1731 16 Metil-undecil-cicloexano C18H36 252 1818 1818 1812 1815 17 Metil-dodecil-cicloexano C19H38 266 1917 1923 1925 1921 18 Metil-tridecil-cicloexano C20H40 280 2039 2041 2049 2045 19 Metil-tetradecil-cicloexano C21H42 294 2127 2129 2124 2122 20 Metil-pentadecil-cicloexano C22H44 308 2219 2212 2216 2215 21 Metil-hexadecil-cicloexano C23H46 322 2359 2363 2369 2367 22 Metil-heptadecil-cicloexano C24H48 336 -------- 2411 2400 2407 23 Metil-octadecil-cicloexano C25H50 350 -------- 2533 2535 2529 24 Metil-nonadecil-cicloexano C26H52 364 -------- 2636 2631 2633

---- indica ausência

A série de cicloexanos monossubstituídos (m/z 83) detectada nos óleos

lacustres e mistos estudados apresenta um perfil cromatográfico como uma curva

unimodal (Picos 1 a 12) no cromatotograma de íons extraídos (representado pelo

óleo M1) [Figura 24], onde se observa um máximo em C17 (Pico 4). Para a série

cicloexanos dissubstituídos (m/z 97), observa-se uma curva unimodal (Picos 13 a

24) [Figura 25] (representado pelo óleo M1), com máximo em C17 (Pico 15).

87 Rodrigues, D. C.; Vasconcellos, S. P.; Alves, P. B.; Nascimento, L. R.; Abreu Filho, B. A.; Oliveira, V. M.; Manfio, G. P.; Santos Neto, E. V.; Marsaioli, A. J. Org. Geochem. 2005, 36(10), 1443-1453.


58

Figura 24: Perfil cromatográfico representativo dos cicloexanos monossubstituídos detectados na amostra M1. “RIC” em m/z 83. *Equipamento: Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8 CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µµµµm).

Figura 25: Perfil cromatográfico representativo dos cicloexanos dissubstituídos detectados na amostra M1. “RIC” em m/z 97. *Equipamento: Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8 CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µµµµm).

Nestas séries, são comuns em óleos e sedimentos os isômeros cis-3-metil e

trans-2-metil-alquil-cicloexano, mais estáveis termodinamicamente e que são

geralmente os mais abundantes63, 88 [Figura 26].

88 Hoffman, C.F.; Foster, C. B.; Powell, T. G.; Summons, R. E. Geochimica et Chosmochimica Acta. 1987, 51, 2681-2697.


59

H

H(CH2)n-CH3

H

1

ae

a = axiale = equatorial n = 7 a 18

n = 7 a 18 a = axiale = equatorial

ea

1

H

H(CH2)n-CH3

HH

CH3 3ea

ae

H

CH3

(CH2)n-CH3

H

1

ae

a = axiale = equatorial n = 7 a 18

Alquil-cicloexanoCis-3-metil-1-alquil-cicloexano

Trans-2-metil-1-alquil-cicloexano

ea(A) (B)

(C)

Figura 26: Estruturas de cicloexano monossubstituído (A) e cicloexanos dissubstituídos (B) e (C) mais estáveis termodinamicamente.

As Figura 27 e Figura 28, mostram os espectros de massas representativos

dos cicloexano monossubstituído (C15) e dissubstituído (C18), respectivamente.

Figura 27: Espectro de massas do Nonil-cicloexano (C15), representativo da classe dos cicloexanos monossubstituídos.


60

Figura 28: Espectro de massas do Metil-undecil-cicloexano (C18), representativo da classe dos cicloexanos dissubstituídos.

A seguir, podemos observar que os óleos lacustres e mistos [Figura 29]

estudados neste trabalho apresentaram o mesmo perfil cromatográfico quanto à

distribuição dos cicloexanos mono e dissubstituídos, com pequenas diferenças

quanto a concentração destes compostos nos óleos.


61

Figura 29: “RIC” representativo dos cicloexanos monossubstituídos (m/z 83) e cicloexanos dissubstituídos (m/z 97), detectados nas amostras lacustres (LAD ) e mistas (M ). *

Equipamento: Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8 CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µµµµm).

Um fato interessante observado é que as amostras do tipo ME ,

moderadamente biodegradadas, após análise cuidadosa, não apresentaram níveis de

concentração detectável para estes compostos [Figura 30], considerando os

equipamentos analíticos utilizados, o que nos faz entender que os mesmos não

podem ser provenientes das bactérias de biodegradação ou, foram consumidos

durante o processo de biodegradação do óleo.


62

Lima et al.89, analisaram 3 óleos do tipo lacustre salino com nível de

biodegradação diferentes e detectaram a presença de compostos cicloexanos mono-

e dissubstituídos em maior concentração no óleo menos biodegradado, enquanto

que no óleo mais biodegradado, estes compostos se mostraram praticamente

ausentes.

Figura 30: Perfil cromatográfico do monitoramento em m/z 83 e m/z 97 dos óleos marinhos evaporítico (ME ), mostrando níveis de concentração não detectdos de cicloexanos monossubstituídos e cicloexanos dissubstituídos, respectivamente. *

Equipamento: Varian CP3800 / 1200L “MSMS” - Coluna capilar CP-Sil8 CB low Bleed (30m x 0,25mm x 0,25µµµµm).

Na escala de biodegradação [Figura 31] do consumo dos hidrocarbonetos

pelas bactérias, estas séries são consumidas junto com as parafinas90, onde o óleo se

encontra com um nível de biodegradação entre 4 e 5. Isto sugere em princípio uma

89 Lima, S. G. Tese de Doutorado. 2005, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil. 90 Connan, J. Advances in Petroleum Geochemistry. 1984, V.1 (J. Brooks and D. H. Welte, eds.), Academic Press, London, pp. 299-335.


63

relação diagenética similar entre estes compostos e os alcanos (ou provavelmente

de seus precursores, os ácidos graxos)13,32, 91.

1 = Homólogos dos n-alcanos de baixo peso molecular consumidos

2 = Degradação das n-parafinas 3 = Somente traços das parafinas lineares

4 = Ausência das parafinas, isoprenóides acíclicos intactos 5 = Isoprenóides acíclicos ausentes

6 = Esteranos parcialmente degradados 7 = Esteranos degradados e diasteranos intactos

8 = Hopanos parcialmente degradados 9 = Hopanos ausentes, diasteranos degradados

10 = Esteranos C26 – C29 aromático atacado

Figura 31: Efeito dos vários níveis de biodegradação sobre óleos maturos típicos. A figura pode ser usada para classificar o grau de biodegradação sobre a “escala” de 1 a 10 (Peters et al.60.

91 Del Rio, J.C.; Garcia-Molla, J. Gonzalez-Vila, F. J.; Martín, F. Organic Geochemistry. 1994, 21(8-9), 897-909.


64

4.1.4 Carotanos

Foi detectada através da técnica de monitoramento de íons seletivos (MIS) a

presença de β-carotano (Pico C) [Figura 32] nas amostras em estudo. Observou-se

este composto em baixa abundância relativa nas amostras do tipo LAD (1 e 2) e na

amostra M2; ausência na amostra M1 e abundância relativamente alta nas amostras

do tipo ME . Este resultado está condizente com relatos da literatura1,60, uma vez

que, a presença deste biomarcador indica ambiente anóxico e condições salinas no

meio deposicional da matéria orgânica92, sendo indicador de alta salinidade e

conseqüentemente encontrados em maior concentração nesses ambientes. Apesar

deste composto ser característico de ambientes lacustres, também tem sido

encontrado em óleos marinhos e rochas geradoras “offshore” do Brasil em alta

abundância, o que pode estar associado a ambientes altamente anóxicos79,80.

92 Hall, P. B. and Douglas, A. G. (1983) . In Advances in Organic Geochemistry. 1981 (Bjoray, M. et. al.; eds) J. Wiley and Sons, N. Y, 576-587.


65

Figura 32: MIS em m/z 125 dos óleos estudados neste trabalho representativo para detecção de

β-carotano.

4.1.5 Terpanos

Os terpanos constituem uma classe de biomarcadores de grande importância

em Geoquímica Orgânica. Estes compostos são extensivamente empregados como

parâmetros de origem da matéria orgânica, maturidade e biodegradação.


66

Muitos terpanos em petróleo são originados de membranas lipídicas

bacteriana (procarióticos)93. Os terpanos provenientes de bactérias incluem diversas

séries homólogas, incluindo compostos acíclicos, bicíclicos (sesquiterpanos),

tricíclicos (diterpanos), tetracíclicos e pentacíclicos (triterpanos).

4.1.5.1 Sesquiterpanos

Poucas classes de terpanos bicíclicos foram comprovadamente identificadas

em óleos e suas origens são questionadas, por isso eles não são rotineiramente

analisados em amostras de óleos, no entanto, quando estão presentes são

indicativos de fonte de matéria orgânica microbiana94. De acordo com a literatura95,

a presença dos epímeros 8β(H) e 8α(H)-drimanos é usada para avaliar o nível de

maturação do sedimento. Com o aumento da maturação a configuração biológica

8α(H) isomeriza para a configuração geológica 8β(H) [Figura 33],

termodinamicamente mais estável.

A presença de sesquiterpanos bicíclicos em amostras de óleo é detectada pelo

monitoramento do íon-fragmento principal em m/z 123. A análise realizada em

todas as amostras utilizando a técnica MIS através dos íons-fragmentos em m/z

123, 109, 137, 179 e 193 [Figura 33], apresentou um perfil cromatográfico com

uma série de onze componentes nas amostras LAD-2 e M-2; dez componentes na

LAD-1 ; nove componentes na ME-1; três componentes na ME-2; e dois

componentes na M-1, como sendo das classes nordrimano, drimano, e

homodrimano [Figura 34] [Tabela 7]. Isto foi feito com o intuito de confirmar a

estrutura dos compostos previamente detectados1,60. Foi observado também maior

93 Ourisson, G.; Albrecht, P.; Rohmer, M. Trends and Biochemical Sciences. 1982, 7, 236-239. 94 González-Sierra, M.; Laborde, M. LA.; Rúveda, E. A. Synthetic Communications. 1987, 17, 4, 431-441. 95 Noble, R. A. Organic. Geochemistry. 1986, 10, 4-6, 825-829.


67

concentração destes compostos nas amostras do tipo LAD e a presença destes

sesquiterpanos nas amostras tipo M é uma evidência de que podem ser

provenientes da maior contribuição dos óleos lacustres de água doce.

Os sesquiterpenoides são os maiores constituintes de resinas e óleos

essenciais de plantas superiores. Entretanto, também tem sido relatados sua

identificação em biotas marinhas, como por exemplo algas marrons96. A presença

destes compostos em amostras geológicas ainda não é muito clara, pois segundo os

relatos da literatura os mesmos podem ser provenientes de várias fontes, desde a

degradação dos terpanos superiores (tricíclicos, tetracíclicos e pentacíclicos)

durante o processo de evolução térmica ou biodegradação microbiológica, ou

provenientes diretamente de fontes terrestres e marinhas, como por exemplo

organismos eucarióticos ou algas97.

Com base nos relatos apresentados, podemos sugerir que a presença dos

componentes sesquiterpanos bicíclicos nas amostras LAD e ME provém de plantas

terreste e algas respectivamente.

96 Elias, V. O.; De Barros, A. M. A.; De Barros, A. B.;Simoneit, B. R. T.; Cardoso, J. N. Organic Geochemistry. 1997, 26 (11-12), 721-730. 97 Sonibare, O. O.; Ekweozor, C. M. Journal of Applied Sciences. 2004, 4 (3), 508-512.


68

Figura 33: Sesquiterpanos bicíclicos identificados pela técnica MIS, monitorando-se os íons em m/z 123, 109, 137, 179 e 193, representado pelo óleo M-2. *(Equipamento: HP5890II/HP 5970-MSD – Coluna HP5-MS 30m x 0,25mm x 0,25µµµµm)


69

Homodrimanos Rearranjado

Nordrimanos

Drimanos Rearranjados

m/z 123

m/z 137m/z 137

m/z 109

m/z 137

m/z 193

m/z 109

m/z 179

m/z 109

m/z 123

m/z 165

m/z 109m/z 179

m/z 123

m/z 137

m/z 123

m/z 123

m/z 109

m/z 123

Eudesmano

8ββββ (H)-Homodrimano

8ββββ(H)-Drimano

25 26 27

28 2930

31

32

33 34 35

Figura 34: Estruturas propostas para os sesquiterpanos bicíclicos detectados nas amostras de óleos em estudo.

Tabela 7: Sesquiterpanos bicíclicos detectados na FNs dos óleos.

Óleos / Índice de Retenção Pico LAD1 LAD2 M1 M2 ME1 ME2

Fórmula

MM

25 1343 1342 Nd 1347 Nd Nd C14H26 194 26 1349 1347 Nd 1352 Nd Nd C14H26 194 27 1401 1403 Nd 1402 1405 Nd C15H28 208 28 1423 1422 1423 1426 1422 Nd C15H28 208 29 1452 1449 1450 1452 1449 Nd C15H28 208 30 1468 1467 Nd 1469 1467 Nd C15H28 208 31 1481 1479 Nd 1481 1479 Nd C15H28 208 32 Nd 1521 Nd 1520 1521 Nd C16H28 222 33 1539 1537 Nd 1540 1537 1537 C16H28 222 34 1550 1549 Nd 1551 1549 1549 C16H28 222 35 1561 1560 Nd 1563 1560 1560 C16H28 222

Nd = Não detectado


70

A Figura 35, mostra o espectro de massas do drimano rearranjado (Pico 28)

e do drimano (Pico 30), respectivamente, representativos para a classe dos

sequisterpanos bicíclicos. Como podemos observar, ambos os espectros apresentam

os mesmos íons-fragmentos, porém com intensidades relativas diferentes, podendo-

se destacar os dois principais, em m/z 109 e m/z 123, utilizados na detecção desta

classe de compostos.

Figura 35: Espectro de massas representativo dos sesquiterpanos bicíclicos (C15). Drimano rearranjado (Pico 28) e Drimano (Pico 30).

A Figura 36 mostra o mecanismo de fragmentação proposto para a formação

do íon-fragmento com relação m/z 123 a partir 8β(H)-drimano.


71

H H

H

H

HH

clivagem αααα

m/z 123

+

Figura 36: Proposta de fragmentação para os compostos bicíclicos do tipo drimano.

A Figura 37 mostra a representação dos íons-fragmentos mais estáveis

proveniente do processo de fragmentação do 8β(H)-drimano, com suas respectivas

contribuições.

H

8

1

2

m/z 208 m/z 123

m/z 193

m/z 109

m/z 13782% 18%75% 25%

74% 26%

8ββββ (H)-drimano

Figura 37: Representação da fragmentação do 8β(H)-drimano com as respectivas contribuições percentuais dos íon-fragmentos mais estáveis.


72

Nas amostras tipo LAD e M foram analisados outras classes dos

sesquiterpanos, como por exemplo, os compostos bicadinanos (m/z 191, 217 e 369)

e cadinanos, por serem provenientes de plantas superiores encontrados em óleos e

extratos de sedimentos1,60 de origem lacustre de água doce, entretanto esses

compostos não foram detectados nas amostras analisadas.

4.1.5.2 Terpanos Tricíclicos e Tetracíclicos

Os primeiros terpanos tricíclicos, sendo os mais comuns do tipo Queilantano,

foram detectados em amostras geológicas98, 99 e se extendem de C19 a C5456, 100

devido a sua cadeia lateral isoprenóide. Estes compostos também conhecidos como

biomarcadores de petróleo, têm sido utilizados na correlação óleo-óleo, óleo-rocha

geradora como indicadores de maturação e biodegradação60, 101.

Os terpanos tricíclicos menores que C30 parecem originar do isoprenóide

regular C30, tal como triciclohexaprenol102 [Figura 38], formado anaerobicamente a

partir de um constituinte celular, o hexaprenol [Figura 38] e podem ser

constituintes de membranas de procariontes103, entretanto, altas concentrações

destes compostos correlacionados com rochas ricas em tasmanites, sugerem que

eles possam ser provenientes de algas primitivas60, 104.

98 Anders, D. E. and Robinson, W. E. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1971, 35, 661-678. 99 Gallegos, E. J. Analytical Chemistry. 1971, 43(10), 1151-1160. 100 De Grande, S. M. B.; Aquino Neto, F. R.; Mello, M. R. Organic Geochemistry. 1993, 20, 1039-1047. 101 Seifert, W. K. and Moldowan, J. M. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981, 45, 783-94. 102 Aquino Neto, F. R.; Trendel J. M.; Restle, A.; Connan, J.; Albrecht, P. A. 1983. In: Advances in Organic Geochemistry. 1981 (M. Bjoroy, C. Albrecht, C. Cornford, et al., eds.), John Wiley & Sons, New York, 659-676. 103 Hammer, C. F. Tetrahedron. 1964, 20, 929-941. 104 Azevedo, D. A.; Aquino Neto, F. R.; Simoneit, B. R. T. Pinto, A. C. Organic Geochemistry. 1992, 18(1), 9-16.


73

A presença de algumas estruturas dos homólogos inferiores dos terpanos

tricíclicos foi comprovada em amostras geológicas através de comparações com

padrões sintéticos autênticos105. Entretanto, os terpanos tricíclicos de mais alta

massa molar, coeluem com os terpanos pentacíclicos (C27 – C35), sendo de difícil

identificação por CG-EM simples, mas utilizando a CGAR acoplada a EM/EM é

possível detectar tais compostos e assim observar a presença proeminente da série

estendida em óleos e sedimentos45, 84.

OH

OH

Hexaprenol

Triciclohexaprenol

14 22 27

ciclização anaeróbia

Figura 38: Formação do triciclohexaprenol a partir da ciclização anaeróbia ao hexaprenol.

Os compostos tricíclicos fornecem como pico base durante o processo de

fragmentação em espectrometria de massas por ionização eletrônica o íon m/z 191,

característico da quebra das ligações C9 – C11 e C8 – C14 representado pela Figura

39 que mostra o mecanismo genérico de fragmentação para a série dos terpanos

tricíclicos.

105 Aquino Neto, F. R.; Restle, A.; Connan, J.; Albrecht, P.; Ourisson, G. Tetrahedron Letters. 1982, 23, 2027-2030.


74

Baseado sobre estudos estruturais relatados106, os terpanos tetracíclicos C24 –

C27 parecem ser provenientes de hopanos (17,21-secohopanos) degradados e

ocorrem em extratos orgânicos.

Apresentam maior resistência ao processo de biodegradação e maturação

quando comparado aos hopanos.

R R

H

R

RR

R

m/z 191

9

11

8

14

+

Figura 39: Proposta de fragmentação para os compostos terpanos tricíclicos.

Aquino Neto et al.102 relataram uma série de terpanos tetracíclicos em

sedimentos e óleos marinhos carbonáticos, com predominância de C24, porém

apresentando evidências de homólogos acima de C35.

Terpanos tetracíclicos também foram identificados, algumas vezes, como o

principal componente em sedimentos lacustres da Bacia do Espírito Santo. Alta

abundância relativa desses compostos foi detectada em carvão carbonífero em

ambientes lacustres e óleos derivados de fontes terrestres91.

106 Trendel, J. M.; Restle, A.; Connan, J.; Albrecht, P. Journal of the Chemical Society, Chemical Communications. 1982, 304-306.


75

Lopes et al.107,108, identificaram vários compostos tetracíclicos do tipo

beierano, fitocladano e kaurano em óleos provenientes de poços da Fazenda Belém

(Bacia Potiguar, Nordeste do Brasil).

A classe de compostos terpanos tricíclicos e tetracíclicos foram analisadas

utilizando-se o íon fragmento em m/z 191 na técnica de aquisição por

monitoramento de íons selecionados (MIS ) que corresponde ao pico base nesta

classe de compostos, e outros íons característicos da fragmentação.

Nas amostras lacustres e mistas notaram-se a princípio baixas concentrações

de terpanos tricíclicos e traços de um composto tetracíclico. Isto se deve a

características de óleos lacustres de água doce, que possuem grandes concentrações

de hidrocarbonetos lineares. Para tanto, foi feito uma clatratação com solução

saturada de uréia em metanol nas amostras lacustres e mistas. Deste modo, após

recristalização da uréia, uma quantidade de hidrocarbonetos lineares ficou retida

nos cristais sendo então separados por extração com solvente e filtração109

aumentando assim a possibilidade de se detectar os terpanos e principalmente

esteranos no CGAR-EM, como mostra os cromatogramas da Figura 40 e Figura

41, que representam respectivamente a fração neutra do óleo LAD antes e após o

processo de clatratação com uréia.

107 Lopes, J. A. D.; Santos Neto, E.V.; Mello, M. R.; Koike, L.; Marsaioli, A. J.; Reis, F. A. M. Chemical Geology. 1999, 158, 1-20. 108 Lopes, J. A. D. Tese de Doutorado. 1995, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil. 109 McLaughlin, R. L. Industry Chemistry et Petroleum Hidrocarbon-I. 1954.


76

Figura 40: Fração F1P1 do óleo lacustre de água doce. (A): MIS; (B) CIE em m/z 191; (C) CIE em m/z 217

Figura 41: Fração F1P1 do óleo lacustre de água doce recristalizado com Aduto de Uréia. (A): MIS; (B) CIE em m/z 191; (C) CIE em m/z 217.

MSI = Monitoramento de íons selecionados. CIE = Cromatograma de íons extraídos.

O monitoramento do principal íon com relação m/z 191 obtido das amostras

LAD (1 e 2) [Figura 42 (A e B)]; M (1 e 2) [Figura 43 (A e B)]; e ME (1 e 2)

[Figura 44 (A e B)] revelou a presença de terpanos tricíclicos que variam de C20 a

C29 e um composto tetracíclico (Des-A) (C24) (Pico 43, Figura 44 [B]) em baixa

abundância.

Esta classe de compostos apresentou-se qualitativamente distintas entre os

três tipos de óleos estudados neste trabalho, porém apresentam similaridade

quantitativa entre os dois óleos LAD e também entre os dois óleos ME . Entretanto,

observa-se que no óleo M-2 houve maior contribuição do óleo LAD durante o

processo de migração ou devido a mistura no reservatório, o que resultou na

quantidade expressiva de componentes terpanos tricíclicos quando comparados ao

óleo ME , enquanto que no óleo M-1 estes compostos encontram-se praticamente

ausentes.


77

Figura 42: Cromatograma de íons selecionados em m/z 191 mostrando a presença dos terpanos nos óleos Lacustres de Água Doce.

Figura 43: Cromatograma de íons selecionados em m/z 191 mostrando a presença dos terpanos nos óleos Mistos.


78

Figura 44: Cromatograma de íons selecionados em m/z 191 mostrando a presença dos terpanos nos óleos Marinhos Evaporítico.

As amostras de ambiente LAD analisadas apresentaram média abundância

relativa dos terpanos tricíclicos (razão C23-terpano tricíclico / 17α(H),21β(H)-

hopano com valores de 0,28 e 0,34, respectivamente) com uma variação de C20 a

C29 [Figura 42, Tabela 22 (pág. 366.)] enquanto que, para as amostras de ambiente

ME apresentaram baixa abundância relativa destes compostos (com valores de 0,15

e 0,07, respectivamente) [Figura 44, Tabela 22 (pág. 366.)]. Comparando estes

resultados com os apresentados por Mello et al79,80,81 e De Grande100, que sugerem

que, esta relação em ambientes LAD e ME sejam menores que 0,05, podemos


79

sugerir que as amostras do tipo LAD aqui estudadas sofreram um processo

significativo de biodegradação dos compostos hopanos elevando a abundância

relativa dos componentes tricíclicos. Da mesma forma, podemos sugerir que a

baixa abundância relativa dos componentes tricíclicos nas amostras aqui estudadas,

se deve a baixa ou alta condição de salinidade no ambiente deposicional LAD e

ME , respectivamente, uma vez que relatos sobre amostras provenientes de

condições moderadas de salinidade apresentaram alta abundância relativa dos

componentes terpanos tricíclicos (C20 a C29)79,80,81 e (C19 a C54)

100.

Outro fator importante que podemos observar quando visualizamos o nível

de biodegradação dos óleos e comparamos cada tipo estudado neste trabalho, é um

aumento um pouco significativo da relação tricíclicos / pentacíclicos (T / P) com o

aumento da biodegradação. Nota-se que o óleo LAD-2 apresenta uma intensidade

um pouco maior dos compostos tricíclicos do que o LAD-1 [Figura 42 (pág. 75)],

bem como o ME-2 quando comparado ao ME-1 [Figura 44 (pág. 76)], uma vez

que os óleos LAD-2 e ME-2 são os mais biodegradados quando comparados entre

os de mesma origem.

Embora nos óleos provenientes da Fazenda Belém (Bacia Potiguar, Brasil)

tenha sido detectado a presença de compostos da série kauranos e similares107,108,

nos óleos aqui estudados que são provenientes da mesma Bacia, mas de poços

provenientes do Estreito-Guamaré, estes compostos não foram detectados. Deste

modo, podemos sugerir que tais óleos possam ser provenientes de fontes geradoras

distintas ou que, durante o processo migratório dos óleos proveniente da Fazenda

Belém, que são de origem marinha, possam ter sido misturados com óleos lacustres

de água doce. Uma vez que, segundo relatos da literatura110 a presença de

compostos tetracíclicos do tipo kaurano evidencia origem continental. Isto porque

os compostos de origem natural com estruturas semelhantes ao kaurano, ou seja, 110 Schulze, T. and Michaelis, W. Organic Geochemistry. 1990, 16, 1051-1058.


80

beyerano e 16α(H)-fillocladano [Figura 45] são amplamente encontrados em

plantas superiores da classe conífera (por exemplo, Podocarpaceae e

Araucariaceae).

Beyerano 16αααα- ou 16 ββββ-Kaurano

16 16

16αααα- ou 16 ββββ-Fillocladano

Figura 45: Estruturas de diterpanos tricíclicos tipo Kaurano.

4.1.5.3 Terpanos Pentacíclicos

Compostos triterpenóides pentacíclicos, incluindo os da classe hopanóides,

ocorrem em seres procarióticos e plantas superiores, mas parecem estar ausentes

em algas eucarióticas. Os hopanóides são os principais precursores de hopanos que

por sua vez, são os biomarcadores mais importantes encontrados em sedimentos e

óleos, e em virtude disto são bastante estudados. A presença destes em óleos e

sedimentos tem sido relacionadas a atividade bacteriana e a contribuição de algas1,

60.

Hopanos são triterpanos pentacíclicos que comumente contém 27 – 35

átomos de carbonos em uma estrutura de hidrocarbonetos cíclicos composto de 4

anéis de 6 carbonos e 1 anel de 5 carbonos [Figura 46], sendo a configuração

17α(H),21β(H), 22S (geológico) e 22R (biológico), principal configuração

estrutural dos hopanos encontrada em petróleo, enquanto que a configuração

17β(H),21α(H), 22S está relacionada as estruturas dos moretanos. Estes compostos

têm sua principal origem proveniente de precursores presentes em membranas


81

bacterianas111, 112 conhecidos como hopanóides. A presença dos hopanos em

amostras geológicas tem sido atribuída a bactérias aeróbias (metanotróficas,

heterotróficas e cianobactérias) e tem como principal precursor como fonte de

hopanos o bacteriohopanotetrol [Figura 47], originado da ciclização de precursores

do esqualeno60, além da importante contribuição das cianobactérias113, 114.

[17αααα((((ΗΗΗΗ)))),21ββββ((((ΗΗΗΗ))))] Hopano (C30)

H H

H

m/z 123

m/z 191

m/z 369

(M 412 daltons)

A B

C D

E17 21

22

H

HOH

OH OH

OHH

H

H

H

Bacteriohopanotetrol (17ββββ(H), 21ββββ(H), 22R)

17 2122

Figura 46: Estrutura representativa dos terpanos pentacíclicos – Hopano.

Figura 47: Estrutura representativa do Bacteriohopanotetrol .

As amostras aqui estudadas, LAD (1 e 2) [Figura 42 (A e B); pág. 75], M (1

e 2) [Figura 43 (A e B); pág. 75] e ME (1 e 2) [Figura 44 (A e B); pág. 76],

revelaram a presença da série dos terpanos pentacíclicos, tendo como principais

constituintes o 17α(H),21β(H)-30-Norhopano e 17α(H),21β(H)-Hopano (Picos 50

e 52, respectivamente) como mostrado no cromatograma de íons [Figura 42 -

Figura 44; pág. 75-76]. A série 17β(H),21α(H)-Moretano (Picos 51, 53 e 57)

[Figura 42 - Figura 44; pág. 75-76] também estão presentes, porém em baixas

concentrações.

111 Ourisson, G.; Albrecht, P; Rohmer, M. Pure & Applied Chemistry. 1979, 51, 709-729. 112 Ourisson, G.; Albrecht, P.; Rohmer, M. Scientific American. 1984, 251, 34-41. 113 Simoneit, B. R. T.; Lein, A. Y. Geochimica et Cosmochimica Acta. 2004, 68(10), 2275-2294. 114 Simons, D-J. H.; Kenig, F. Organic Geochemistry. 2003, 34, 1177-1198.


82

Os dados obtidos na identificação de terpanos pentacíclicos permitem

determinar um parâmetro importante que é o índice de gamacerano correspondente

a razão entre o Gamacerano (Pico 56), representado na Figura 42 (pág. 75), e o

17α(Η),21β(Η)-Hopano (C30) (Pico 52), representado na Figura 42 (pág. 75),

obtidos na análise por monitoramento de íons selecionados a partir da relação m/z

191 e que fornece informações sobre o ambiente deposicional dos óleos. O

gamacerano [Figura 48] é um terpano pentacíclico não hopanóico, que apresenta

uma menor abundância em sedimentos do que os hopanos, entretanto ele aparece

em grande quantidade em extratos orgânicos e óleos associados a ambientes

salinos115. Algumas evidências sugerem que o gamacerano seja proveniente de

certos protozoários, bactérias e possivelmente outros organismos1,60. Portanto, altos

índices de gamacerano revelam formação dos óleos em ambientes salinos.

Gamacerano (C30)

m/z 191

m/z 191

Figura 48: Estrutura representativa do Gamacerano.

Entretanto, existem relatos na literatura115,116 em que vários autores

demonstraram que o gamacerano não pode exclusivamente ser um indicador de

depósitos hipersalinos, mas é preferencialmente indicador de estratificação da

coluna d’agua. Isto pôde ser constatado devido aos seguintes fatos:

115 Sinninghe Damsté, J. S.; Kenig, F.; Koopmans, M. P. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995, 59(9), 1895-1900. 116 Schoell, M.; Hwang, R. J. Organic Geochemistry. 1994, 21, 673-683.


83

1- a composição isotópica do gamacerano e derivados lipídicos de

produtores primários e sulfobactérias verdes, indicaram que o

gamacerano é derivado de organismos Bacteriovorous ciliates

(anaeróbios) que ocorrem na interface entre zonas óxidas e anóxidas

em colunas de água estratificadas;

2- No final da diagênese e início da catagênese, o gamacerano é formado

a partir de agregados macromoleculares ricos em enxofre;

3- Durante essas etapas o gamacerano é produzido desses agregados

macromoleculares pela quebra seletiva de ligações C-S.

Recentemente, Pang et al.117 relataram que o gamacerano é um composto

derivado do tetrahimanol amplamente distribuído em sedimentos marinhos, em

água doce, em cililados marinhos do tipo bacteriovorous (protozoários) e em

sulfobactérias fotossintéticas. A origem do gamacerano é incerta, mas pode se

formado pela redução do tetrahimanol formando o gamaceran-3β-ol118 ou também,

pela conversão diagenética de tetrahimanol para gamacerano procedido por uma

desidratação e posterior hidrogenação. Também pode ser obtido através da

sulfurização e subseqüente clivagem da ligação C-S formada no tetrahimanol115.

Outros terpanos pentacíclicos hopanóicos de grande importância geoquímica

também foram detectados, como por exemplo, os do tipo C27 - 18α(H)-

trisnorneohopano (Ts, isômero geológico rearranjado) [Figura 49] e C27 - 17α(H)-

trisnorhopano (Tm, isômero biológico) [Figura 49], Picos 46 e 47,

respectivamente, representado na Figura 42 (pág. 75), que fornecem dados a

respeito da maturação e ambiente deposicional de óleos. A relação Ts/Tm é um

117 Pang, X; Maowen Li, et al. Organic Geochemistry. 2003, 34, 553-573. 118 Ten Haven, H. L.; Rohmer, M.; Rullkotter, J.; Bisseret, P. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1989, 53, 3073-3079.


84

parâmetro que pode fornecer informação sobre a origem e a maturação de amostras

de óleos, pois o Ts é termicamente estável sendo um indicador de fonte e o Tm é

um composto natural e pode rearranjar-se para Ts quando submetido à pressão e

temperatura durante o processo de catagênese.

Trisnorhopano (Tm) Trisnorneohopano (Ts)m/z 191 m/z 191

A B

C

E

D

Catagênese

Figura 49: Processo representativo da transformação de Tm em Ts durante o processo de maturação.

A Figura 50 apresenta o espectro de massas representativo dos terpanos

pentacíclicos do tipo hopano, enquanto que a Figura 51 apresenta o espectro de

massas representativo dos terpanos não hopanóicos tipo o gamacerano.

Figura 50: Espectro de massas representativo da série dos hopanos pentacíclicos. Hopano C30 – Pico 52.


85

Figura 51: Espectro de massas representativo do terpano pentacíclico não hopanóico Gamacerano (C30) – Pico 56.

4.1.5.3.1 Norhopanos e Homohopanos

Os hopanos desmetilados ou norhopanos são considerados na geoquímica

como produtos provenientes da biodegradação bacteriana (perda de metila sobre o

carbono C10, C18 ou C22) e são conhecidos como C25-, C28- e C30-norhopanos

[Figura 52], correspondentes aos grupos metílicos que são removidos da molécula

durante o processo de biodegradação bacteriana.

17 2122

30

29

2826 RH

H

H 17 2122

30

29

2625RH

H

H

2727

17 21

282625 H

H

27

29

22

R = CH3 R = CH3

[17αααα((((ΗΗΗΗ)))), 21ββββ((((ΗΗΗΗ))))] C25-Norhopano

[17αααα((((ΗΗΗΗ)))), 21ββββ((((ΗΗΗΗ))))] C28-Norhopano

[17αααα((((ΗΗΗΗ)))), 21ββββ((((ΗΗΗΗ)] C30-norhopano

m/z 177

m/z 177 m/z 177

m/z 191

Figura 52: Estruturas representativas dos compostos terpanos pentacíclicos 25-, 28- e 30-Norhopanos.


86

Estes compostos são detectados monitorando-se principalmente os íons

fragmentos em m/z 177 e 191, mas dependendo da série a serem detectados e

diferenciados, outros íons fragmentos podem ser utilizados no monitoramento.

Nas amostras LAD (1 e 2), M2 e ME (1 e 2), foram detectados a presença de

compostos norhopanos, decorrente da remoção de um grupo metila no composto

hopano durante o processo de biodegradação, como mostram os cromatogramas de

íons em m/z 177 das amostras aqui estudadas [Figura 53 a Figura 55].

Dados da literatura [Peters, et al.1,60; Lopes, et al.107] sugerem que os

hopanos desmetilados são formados diretamente da biodegradação de hopanos

regulares e são detectados após biodegradação das parafinas. As amostras LAD

apresentam toda a série de parafinas (C13 – C35) em grande abundância, além de

alguns isoprenóides, e após clatratação por uréia foi possível detectar os

norhopanos. Portanto, pode-se dizer que todas as amostras aqui estudadas possuem

um determinado nível de biodegradação, porém com diferenças significativas de

biodegradação.


87

Figura 53: Cromatograma de íons selecionados em m/z 177 mostrando a presença dos Norhopanos nos óleos Lacustres de Água Doce.

Figura 54: Cromatograma de íons selecionados em m/z 177 mostrando a presença dos compostos Norhopanos nos óleo Misto M2.


88

Figura 55: Cromatograma de íons selecionados em m/z 177 mostrando a presença dos Norhopanos nos óleos Marinhos Evaporíticos.

Comparando os cromatogramas obtidos pelo monitoramento do íon

fragmento em m/z 191 [Figura 42 a Figura 44, (pág. 75-76)] com o íon fragmento

em m/z 177 [Figura 53 a Figura 55] nas amostras em estudo, podemos observar a

presença do composto 25-norhopano (Pico 49b) [Figura 55] somente nos óleos do

tipo ME , e maior concentração do composto 30-norhopano (Pico 50) [Figura 42 a

Figura 44, (pág. 75-76); Figura 53 a Figura 55] quando comparado a sua presença

nos óleos tipo LAD . Isto ocorre devido ao maior nível de biodegradação das

amostras ME . Entretanto, observa-se também que o composto 28,30-bisnorhopano

(Pico 49a) [Figura 44 (A e B), (pág. 76)] está presente somente na amostra ME ,

porém só é perceptível quando monitorado pela relação m/z 191, devido à maior

estabilidade do íon fragmento com relação m/z 191 quando comparado ao íon


89

fragmento com relação m/z 177. Segundo a literatura119, presume-se que a presença

do composto 28,30-bisnorhopano seja proveniente de bactérias anaeróbias e são

observados em ambientes deposicionais marinhos anóxidos. Outro composto não

identificado (Pico 49c) encontrado somente nas amostras LAD (1 e 2) e M-2

[Figura 42 (A e B) e Figura 43 (A), (pág. 75), respectivamente], só é perceptível

quando se monitora a relação em m/z 191. Os compostos 49a e 49b [Figura 44

(pág. 76)] e 49c [Figura 42 e Figura 43 (pág. 75)] só foram possíveis serem

distinguidos através da diferença de seus tempos de retenção com o tempo de

retenção do composto 30-norhopano (Pico 50), onde foram obtidos os seguintes

valores pela razão entre a altura destes norhopanos (picos 49a, 49b e 49c) em m/z

191 e o 30-norhopano (pico 50) em m/z 191: 1,62; 1,11 e 0,80, respectivamente.

A origem do composto 25-norhopano em óleo permanece com algumas

controvérsias. Alguns trabalhos sugerem que pequenas quantidades destes

compostos em certos extratos de rochas120 e óleos não biodegradados, são

concentrados durante o processo de biodegradação porque os compostos 25-

norhopanos são mais resistentes ao ataque microbiológico do que os demais

hopanos superiores121 e também devido a hipótese de serem produzidos pelos

microrganismos60. Outros sugerem que a presença de 25-norhopanos ocorre devido

a desmetilação de 17α(H),21β(H)-hopanos e seus derivados de cadeia estendida,

principalmente durante o processo de biodegradação do petróleo no reservatório122,

123.

119 Seifert, W. K.; Moldowan, J. M.; Smith, G. W.; Whitehead, E. V. Nature. 1978, 271,436-437. 120 Noble, R.; Alexander, R.; Kagi, R. I. Organic Geochemistry. 1985, 8, 171-176. 121 Blanc, PH. And Connan, J. Organic Geochemistry. 1992, 18(6), 813-828. 122 Nytoft, H. P.; Bojensen-Koefoed, J. A.; Christiansen, F. G. Organic Geochemistry. 2000, 31, 25-39. 123 Peters, K. E.; Moldowan, J. M.; McCaffrey, M. A.; Fago, F. J. Organic Geochemistry. 1996, 24(8/9), 765-783.


90

Em geral, 25-norhopanos ocorrem em óleos onde os hopanos foram

preferencialmente removidos, mas estão ausentes onde os hopanos mostram

resistência maior a degradação do que os esteranos. Como exemplos, óleos

severamente biodegradados do oeste da Sibéria mostraram depreciação substancial

de 17α(H)-hopanos e correspondente enriquecimento de 25-norhopanos sem

degradação de esteranos124. Similarmente, asfalto de Malagasy contém esteranos

parcialmente biodegradados juntamente com 17α(H)-hopanos e 25-norhopanos125.

A detecção dos compostos 30-norhopanos está largamente distribuída em

óleos derivados de fontes geradoras carbonatadas126. Estes compostos têm mostrado

ser mais resistente ao processo de biodegradação do que os hopanos regulares126.

Entretanto os compostos 28-norhopanos são mais facilmente biodegradados do que

os hopanos regulares e sua série completa têm sido detectados em muitas amostras

de óleos e extratos de rochas122.

A Figura 56 mostra o espectro de massas representativo dos pentacíclicos

desmetilados da série 28,30-bisnorhopanos (C28), 25-norhopanos (C29), 30-

norhopano (C29), respectivamente.

Nos espectros a seguir [Figura 56], podemos observar que a formação de um

íon fragmento com m/z 177, proveniente da quebra das ligações C-C entre os anéis

B/C é mais proeminente e estável do que o íon fragmento com m/z 191 proveniente

da quebra das ligações C-C entre os anéis C/D [Figura 56-B]. Também é possível

observar no espectro de massas a presença do íon fragmento com m/z 355 que

segundo relatos da literatura122 são mais intensos para os compostos da série

hopanos desmetilados e que também é utilizado para distinguir os compostos 25-

norhopanos, 28-norhopanos, 28,30-bisnorhopanos e 30 norhopanos quando

124 Peters, K. E. and Moldowan, J. M. Organic Geochemistry. 1991, 17(1), 47-61. 125 Rullkötter, J and Wendisch, D. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1982, 46, 1543-1553. 126 Subroto, E. A.; Alexander, R.; Kagi, R. I. Chemical Geology. 1991, 179-192.


91

presentes em amostras geológicas, calculados pela razão da intensidade deste íon

fragmento com o íon molecular do composto em estudo122.

Figura 56: Espectros de massas representativos dos norhopanos pentacíclicos da série 28,30-bisnorhopano (Pico 49a); C25-norhopano (Pico 49b); e 30-norhopano (Pico 50).


92

Estudos indicam que os compostos homohopanos também são originados do

bacteriohopanotetrol e outros hopanóides C35 polifuncionais comum em

microrganismos procarióticos111,112. A presença destes compostos de configuração

22R (biológico) e 22S (geológico) [Figura 57] em petróleos marinhos são usadas

como um indicador de potencial redox, durante e imediatamente após deposição

dos sedimentos124. A sua distribuição relativa de C31 a C35 17α(H),21β(H), 22S e

22R-homohopanos e conseqüentemente o cálculo do índice de homohopanos (22S /

22S + 22R) que indica a anoxidade do ambiente, sendo afetados pela maturidade

térmica sofrida pelos óleos durante a diagênese.

17 2122

30

29

28

27

2625 RHH

H

R = (CH2)nCH3

n = 1 a 5

[17αααα((((ΗΗΗΗ)))), 21ββββ((((ΗΗΗΗ)))), 22S]Homohopanos (C31 a C35)

m/z 191 17 2122

30

29

28

27

2625 RHH

H

R = (CH2)nCH3

n = 1 a 5

[17αααα((((ΗΗΗΗ)))), 21ββββ((((ΗΗΗΗ)))), 22R]Homohopanos (C31 a C35)

m/z 191

Figura 57: Estruturas representativas do compostos terpanos pentacíclicos da série homohopanos.

A epimerização do carbono na posição C22 dos homohopanos ocorre antes

do processo indicativo de maturidade térmica de óleos e outras amostras

geológicas, tal como, por exemplo, a isomerização do carbono C20 dos esteranos

normais1,60,114, durante o processo de maturação. Desta forma, essa razão é

apropriada para diferenciar estágios iniciais de maturação, uma vez que a

configuração biológica 22R é gradualmente convertida em uma mistura 22R + 22S,

atingindo no equilíbrio, valores entre 0,57 e 0,62. Esta razão é calculada

monitorando-se em m/z 191, pela relação dos picos, utilizando para tanto as


93

substâncias relativas de quaisquer dos pares de epímeros de homohopanos (C31 a

C35).

Estes compostos foram detectados nas amostras aqui estudadas em maior

concentração nos óleos ME (1 e 2), onde estão presentes com uma série completa

de C31 – C35 [Figura 42 a Figura 44 (pág. 75-76)], com as configurações 22R e 22S

[Picos 55(a,b), 58(a,b), 59, 60, 61, 62, 63 e 64, respectivamente]. Entretanto, nos

óleos LAD (1 e 2) e M2, esta série se apresenta em concentrações mais baixas e

com evidência somente para C31 e C32.

A Figura 58 e Figura 59, apresentam os espectros de massas dos hopanos de

cadeia lateral estendida C31 e C32 (22S e 22R), respectivamente. Podemos notar que

ambos os espectros possuem semelhanças na fragmentação, porém diferem na

relação de intensidade de alguns íons fragmentos, que podem diferenciar os

homohopanos 22S e 22R, como por exemplo, os íons moleculares dos

homohopanos C31 e C32 [M+. 426 daltons e M+. 440 daltons, respectivamente],

quando relacionados à intensidade do íon fragmento [M – CH3; m/z 411 e m/z 425,

respectivamente]. Outra observação importante que pode auxiliar também nesta

distinção é a relação entre a intensidade dos íons fragmentos em m/z 369 e m/z 371.


94

Figura 58: Espectros de massas representativos dos homohopanos C31 [17α(H),21β(H); 22S e 22R] - Pico 55 (a,b), respectivamente.


95

Figura 59: Espectros de massas representativos dos homohopanos C32 [17α(H),21β(H); 22S e 22R] - Pico 58 (a,b), respectivamente.


96

4.1.6 Esteranos e Diasteranos

Esteranos e diasteranos são classes de compostos comumente encontrados

em óleos e sedimentos. Constituem um grupo de biomarcadores vastamente

utilizados em estudos de correlação de óleos, como indicadores de fonte e evolução

térmica1,13,60. Estes compostos são formados a partir da redução de esteróis

largamente distribuídos na constituição das plantas superiores, animais e algas e,

conseqüentemente foram incorporadas aos sedimentos60 durante o processo de

decomposição da matéria orgânica.

Os esteróis presentes em organismos vivos, como lipídios, apresentam uma

configuração biológica 8β(H), 9α(H), 10β(CH3), 13β(CH3), 14α(H), 17α(H), 20R.

Como exemplo, podemos citar o colesterol que durante o processo de diagênese

pode sofrer transformações biológicas e termoquímicas, preservando seu esqueleto

carbônico básico, como está representado na Figura 5 [pág. 10], mostrado

anteriormente, onde o óleo após o processo de catagênese transforma os esteróis em

esteranos.

O grupo de compostos da classe dos esteranos normais foi monitorado em

todas as amostras aqui estudadas e encontrado em maior abundância nas amostras

do tipo ME , monitorando-se principalmente o íon fragmento em m/z 217 [Figura

60, Figura 61 e Figura 62], entre outros íons fragmentos importantes. As

respectivas estruturas foram sugeridas baseando-se na interpretação dos espectros

de massas de alguns compostos, quando possível; comparação do índice de

retenção; e perfis cromatográficos apresentados na literatura75,79,80,81.

Devido a alta concentração de hidrocarbonetos lineares nas amostras tipo

LAD e M , os esteranos normais bem como os diasteranos, só foram possíveis de

serem detectados após, retirada dos lineares por meio de clatratação com aduto de

uréia109. Desta forma, a amostra LAD1 [Figura 60(A)] mostrou a presença dos


97

esteranos em maior concentração com relação às amostras LAD2 e M2 [Figura

60(B) e Figura 61(B)], enquanto que em M1 [Figura 61(A)] não foi possível

detectar estes compostos. Os esteranos regulares detectados em abundância

relativamente alta nos óleos tipo ME [Figura 62] apresentam número de carbonos

igual a C27, C28 e C29, sendo representados como colestanos, 24-metilcolestanos e

24-etilcolestanos, respectivamente. Estes compostos são utilizados em estudos de

correlação de óleos e como indicadores de paleoambiente127, 128, 129, 130, 131, 132, 133,

obtendo-se parâmetros relativos à origem e maturação em amostras geológicas.

De acordo com Huang e Meinschein130, os esteróis C27 e C28 são os mais

abundantes em plânctons e invertebrados marinhos, sendo a principal fonte marinha

de matéria orgânica, enquanto que nos animais e vegetais superiores, principal

fonte de matéria orgânica continental, predominam os esteróis em C27 e C29. Desta

forma, C27 é usado como indicativo da contribuição de plânctons e C29 como

indicativo da contribuição de plantas superiores. Entretanto, segundo Volkman127,

se um conjunto de parâmetros estudados para origem da matéria orgânica for

indicativo de origem marinha e o esterano C29 estiver em grande abundância, então

ele será indicativo da contribuição de algas marinhas por ocorrerem em alta

abundância em certas espécies destes organismos.

127 Volkman, J. K. Organic Geochemistry. 1986, 9(2), 83-99. 128 Mackenzie, A. S.; Brassel, S. C.; Maxwell, J. R. Science. 1982, 217(4559), 491-504. 129 Barrick, R. C. and Hedges, J. I. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981, 45, 381-392. 130 Huang, W-Y. and Meinschein, W. G. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1979, 43, 739-745. 131 Huang, W-Y. and Meinschein, W. G. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1978, 42, 1391-1396. 132 Huang, W-Y. and Meinschein, W. G. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1976, 40, 323-330. 133 Kimble, B. J.; Maxwell, J. R.; Philp, R. P.; Eglinton, G. Chemical Geology. 1974, 14, 173-198.


98

Figura 60: Cromatograma de íons selecionados em m/z 217 mostrando a presença dos Esteranos nos óleos Lacustres de Água Doce.

Figura 61: Cromatograma de íons selecionados em m/z 217 mostrando a presença dos Esteranos no óleo M-2 e ausência no óleo M-1..


99

Figura 62: Cromatograma de íons selecionados em m/z 217 mostrando a presença dos Esteranos nos óleos Marinhos Evaporíticos.

Nas amostras tipo ME (1 e 2) estudadas neste trabalho, foram detectados

componentes em estruturas de esteranos com maior predominância de C27 [Pico 78,

Figura 62 (A e B)], mostrando maior contribuição dos plânctons para as amostras

do tipo ME ., por serem as mesmas de origem marinha e que não apresentaram

diferenças no perfil cromatográfico para esta classe de compostos. Entretanto, os

óleos LAD (1 e 2) e M2 apresentam maior predominância de C29 [Pico 90, Figura

60(A e B) e Figura 61(B)], mostrando maior contribuição de plantas superiores e,

conseqüentemente indicativo de óleo lacustre (LAD ) para a amostra M2.

Os esteranos regulares apresentam-se como uma variedade de

estereoisômeros, sendo que os centros assimétricos mais importantes são o C5, o

C14, o C17 e o C20. Considerando-se estes centros assimétricos é possível calcular

as razões 5α(H),14β(H),17β/[5α(H),14β(H),17β(H) + 5α(H),14α(H),17α(H)] e


100

20S/(20S + 20R), que são parâmetros utilizados para avaliar o estado de maturação

dos óleos.

Os esteranos normais sofrem uma crescente isomerização no carbono C-20

que passa de sua configuração biológica 20R para geológica 20S. No caso dos

compostos C29 com configuração “5α(H),14α(H),17α(H)” este fato provoca uma

mudança na razão 20S/(20S+20R) que varia de zero até cerca de 0,55 com aumento

na maturidade térmica60, 134. A isomerização decorrente da maturação de C14

[14α(H)] e C17 [17α(H)] nos esteranos regulares, que passa da configuração

biológica “14α(H),17α(H)” para “14β(H),17β(H)” provoca uma variação na razão

14β(H),17β(H)/(14β(H),17β(H) + 14α(H),17α(H), que no esterano C29 se estende

de zero até cerca de 0,760, 134. Ambas as razões tem seu máximo próximo ao pico de

geração de óleo. As duas razões foram aplicadas nos óleos aqui estudados e os

valores obtidos variaram de 0,28 a 0,39 e 0,33 a 0,45 respectivamente, indicando

que os óleos são termicamente pouco evoluídos. Entretanto, a comparação entre os

valores obtidos para cada óleo mostra que, os óleos ME são mais evoluídos do que

os demais aqui estudados.

A Figura 63 apresenta os espectros de massas representativo dos esteranos

normais C27 (20S e 20R), respectivamente. Podemos notar que ambos os espectros

possuem semelhanças na fragmentação, porém diferem na relação de intensidade

de alguns íons fragmentos, que podem diferenciar os compostos estereoisômeros

20S e 20R desta classe, como por exemplo, os íons moleculares [M+. 372] dos

colestanos 20S e 20R, quando relacionados à intensidade do íon fragmento

[M - CH3; m/z 357].

134 Seifert, W. K. and Moldowan, J. M. In: Methods in Geochemistry and Geophysics. R. B. Johns ed., Elsevier, Amsterdam. 1986, 24, 261-290.


101

H

H H

HH

m/z 217

m/z 257

Colestano (20S)

20

M+. = 372

m/z 2595

14

17

H

H

H H

H

m/z 217

m/z 257

Colestano (20R)

20

M+. = 372

m/z 2595

14

17

Figura 63: Espectros de massas representativos dos Esteranos normais C27 [5α(H),14α(H),17α(H); 22S e 22R] – Picos 74 e 78, respectivamente.

Os diasteranos quando presentes, estão relacionados a ambientes de

deposição lacustre de água doce e marinho deltáico. Já em óleos de origem

marinho-evaporítico ou carbonáticos, estes compostos não são praticamente

detectados devido a sua baixíssima concentração79,80. Estes compostos podem ser

detectados monitorando-se os íons fragmentos em m/z 217 e m/z 259, sendo este

último o principal íon fragmento [Figura 64]. Entretanto, nas amostras aqui

estudadas, estes compostos foram detectados em baixíssima concentração quando


102

comparado aos esteranos normais nos óleos LAD-1 e de origem ME [Figura 60(A)

e Figura 62 (Picos 67, 68 e 69)], não sendo detectados nos óleos LAD-2 e tipo M .

Figura 64: Cromatograma de íons selecionados em m/z 259 mostrando a presença dos Diasteranos nos óleos Marinho-Evaporíticos.

Supostamente acredita-se que a conversão de esteróis para diasterenos

durante a diagênese seja catalisada por sítios ácidos sobre argilas, e posteriormente

os diasterenos são reduzidos a diasteranos [13β(H), 17α(H), (20S e 20R), como

isômeros majoritários] e [13α(H), 17β(H), (20S e 20R), como isômeros

minoritários]1,60. A relação diasteranos/esteranos regulares tem sido aplicada para

determinação de ambiente deposicional, mas pode ser influenciada pela maturidade

e biodegradação do óleo, sendo os diasteranos mais resistentes ao processo de

biodegradação32,75. A razão foi aplicada nos óleos tipo LAD e ME de modo a obter

o índice de diasteranos, estando os resultados [Tabela 8] de acordo com os dados

para ambiente deposicional dos óleos lacustres de água doce e marinhos

evaporítico, respectivamente.

A Figura 65 apresenta os espectros de massas representativos dos compostos

da série diasteranos C27 (20S e 20R), respectivamente.


103

HH

m/z 259

Diacolestano (20S)

20

M+. = 372

13

17

HH

m/z 259

20

Diacolestano (20R)

M+. = 372

1317

Figura 65: Espectros de massas representativos dos Diasteranos C27 [13β(H),17α(H); 22S e 22R] – Picos 67 e 68, respectivamente.

4.1.7 Parâmetros Geoquímicos Determinados nas Frações Neutras

Os parâmetros geoquímicos podem ser calculados pela altura ou área de cada

pico utilizando-se as técnicas Varredura de íons totais, MIS e EM-EM. Neste

trabalho os parâmetros foram calculados utilizando a altura dos picos

correspondentes de modo a amenizar os erros devido as co-eluições, utilizando

como referência os cromatogramas das Figura 42 a Figura 44 (pág. 75-76) para os

terpanos tricíclicos e pentacíclicos e as Figura 60 a Figura 62 (pág. 96-97) para os

esteranos e diasteranos.


104

Tabela 8: Parâmetros geoquímicos obtidos através das análises dos óleos para a caracterização de origem e maturidade das amostras do Estreito de Guamaré, Bacia Potiguar, Brasil.

Óleos Óleos da Literatura Lit.

LAD1 LAD2 M1 M2 ME1 ME2 Parâmetros

Origem

LAD

M

ME

(A) n-alcanos máxima

C16 – C18 C21 – C25

C19 – C22 C25 – C27

C15 – C17 C18 – C21

C19 – C22 C25 – C28

Baixa Conc.

Baixa Conc.

C23 – c25 ------ C18 – C20

(B) Pristano/Fitano 2,41 2,44 2,33 1,87 ------ ------ 1.1 – 2.6 0,9 – 1,3 0,5 – 0,9 (C) Pristano/nC17 0,94 0,57 0,51 0,62 ------ ------ ------ ------ ------ (D) Fitano/nC18 0,23 0,29 0,19 0,51 ------ ------ ------ ------ ------ (E) Índice Gamacerano 1

27,40 18,65 ------ 15,90 75,58 63,27 15 – 50 54 - 110 70 – 120

(F) β-carotano

detecta-do

detecta-do

não detecta-

do

detecta-do

detecta-do

detecta-do

não detecta-

do

------ 100-400 (ppm)

Maturidade

(G) Ts (11)/Tm (12) 0,97 0,72 ------ 0,97 0,55 0,59 > 1,0 ------ < 1,0 (H) Ts/(Ts+Tm) 0,49 0,42 ------ 0,49 0,35 0,37 ------ 0,4 – 0,5 (I) αβ- hopano/Esterano 2

7,3 25,9 ------ 11,6 3,63 3,44 5 – 15 3,0 – 7,0 0,4 – 2,0

(J) C27/C29 Esteranos 3

1,23 0,83 ------ 0,76 0,77 0,89 0,7 – 2,0 ------ 1,0 – 2,2

(K) Índice de Diasteranos 4

25,6 Não detecta-

do

------ ------ 13,24 17,57 20 – 40 ------ 6 - 18

(L) Índice 4-Me Esterano 5

------ ------ ------ ------ 15,15 18,60 0 – 35 ------ 30 – 80

(M) Índice bisnorhopano 6

Não detecta-

do

Não detecta-

do

------

Não detecta-

do

7,55

8,95

Não detecta-

do

3 – 10

> 10

(N) C34 / C35 hopanos 7

1,30 1,31 ------ 1,54 1.03 0,95 > 1,0 ------ < 1,0

(O) 20S / 20S + 20R 8 C29

0,23 0,28 ------ 0,30 0,39 0,37 0,3 – 0,5 0,3 – 0,5 0,3 – 0,5

(P) αββ / (αββ + ααα 9 - C29

0,33 0,42 ------ 0,45 0,45 0,40 0,4 – 0,5 0,3 – 0,5 0,3 – 0,5

(Q) βα / (αβ+βα)10 C30

0,13 0,12 ------ 0,12 0,11 0,13 ------ ------ ------

(R) 22S/(22S + 22R) [αβ- homohopano] 11 C31

C32

C33

C34

C35

0,51 0,54 0,49 0,47 0,47

0,55 0,60 0,46 0,47 0,48

------ ------ ------ ------ ------

0,45 0,69 0,44 0,45 0,49

0,63 0,59 0,58 0,58 0,58

0,59 0,58 0,58 0,59 0,60

------ ------ ------ ------ ------

------ ------ ------ ------ ------

------ ------ ------ ------ ------

LAD = lacustre de água doce; M = misto; ME = marinho evaporítico

Lit. – [Santos Neto and Hayes, 199975; Mello and Maxwell, 199081; Mello et al., 198879; Mello et al., 198880].


105

1 Altura do pico de gamacerano (56) em m/z 191 sobre a altura do pico do 17α(H), 21β(H)-hopano (52) em m/z 191 x100

2 Altura do C30 [17α(H), 21β(H)-hopano] (52) em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos C27 20R (78) e 20S (74) [5α(H),

14α(H), 17α(H)-colestano] em m/z 217.

3 Altura do pico C27 20R [5α(H), 14α(H), 17α(H)-colestano] (78) em m/z 217 sobre a altura do pico C29 20R [5α(H), 14α(H),

17α(H)-24-etil-colestano] (90) em m/z 217.

4 Soma das alturas dos picos C27 20S (67) e 20R (69) [13β (H), 17α(H)] diasteranos em m/z 217 sobre a soma das alturas dos

picos C27 20R (78) e 20S (74) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-colestano] em m/z 217 x 100. 5 Soma das alturas dos picos C30 4-metil-esteranos em m/z 231 {reconhecido por espectro de massas (EM-EM) e m/z 414) sobre a

soma das alturas dos picos C27 20R (78) e 20S (74) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-colestano] em m/z 217 x 100.

6 Altura do pico do C28 17α(H), 18α(H), 21β(H)-28,30-bisnorhopano (49a) em m/z 191 sobre a altura do pico do 17α(H), 21β(H)-

hopano (52) em m/z 191 x 100 7 Soma das alturas dos picos do C34 22S e 22R 17α(H), 21β(H)-hopano (61 e 62) em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos

do C35 22S e 22R 17α(H), 21β(H)-hopano (63 e 64) em m/z 191.

8 Altura do pico C29 20S (88) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-24-etilcolestano] em m/z 217 sobre a soma das alturas dos picos C29 20S

(88) e 20R (90) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-24-etilcolestanos] em m/z 217.

9 Soma das alturas dos picos C29 20S (87) e 20R (89) [5α(H), 14β(H), 17β(H)-24-etilcolestano] em m/z 217 sobre a soma das alturas dos picos C29 20S (87) e 20R (89) [5α(H), 14β(H), 17β(H)-24-etilcolestano] e C29 20S (88) e 20R (90) [5α(H), 14α(H), 17α(H)-24-etilcolestano] em m/z 217.

10 Altura do pico C30 (53) [17β(H), 21α(H)-moretano] em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos C30 (52) [17α(H), 21β(H)-hopano] e C30 (53) [17β(H), 21α(H)-moretano] em m/z 191.

11 Altura do pico do 22S [17α(H), 21β(H)-homohopano] em m/z 191 sobre a soma das alturas dos picos 22S e 22R [17α(H),

21β(H)-homohopano] em m/z 191 para os homohopanos C31 (55), C32 (58), C33 (59 e 60), C34 (61 e 62) e C35 (63 e 64).

A análise em cromatografia gasosa acoplada a detector seletivo de massas

(CGAR/EM) das frações neutras mostra o perfil de hidrocarbonetos lineares em

óleos do tipo LAD uma distribuição unimodal com o máximo entre C23 e C26. As

amostras do tipo M mostram hidrocarbonetos lineares com distribuição bimodal e

com máximo em C19 e C26, sugerindo mistura de óleo marinho evaporítico com

lacustre de água doce. Ambos apresentam um nível de biodegradação leve (grau

1)1,60 [Figura 31; pág. 61]. Os óleos marinhos evaporíticos mostram a distribuição

dos hidrocarbonetos lineares com máximo em C15 (concentração muito baixa),

presença de norhopanos em maior abundância e biodegradação dos hopanos entre

C31 – C35, apresentando biodegradação moderada (grau 4)1,60 [Figura 31; pág. 61].


106

As principais características geoquímicas na fração neutra dos óleos tipo

LAD e M (Tabela 8) foram à predominância de n-alcanos de médio (C17 a C19) e

alto peso molecular (C25 a C28); razão pristano/fitano > 1, indicando um ambiente

deposicional oxidativo. Nestas amostras detectou-se a presença de gamacerano, que

é um composto existente em bactérias que sobrevivem em ambientes altamente

salinos, portanto o índice de gamacerano [Tabela 8 - (E)] dá uma indicação de

ambiente deposicional. De acordo com o índice de gamacerano obtido para os óleos

LAD (1 e 2), eles são indicativos de óleos lacustres de água doce, uma vez que os

valores encontram-se abaixo de 40. Enquanto que o índice obtido para o óleo M2

sugere uma mistura de óleos (LAD + ME ), não sendo detectado no óleo M1. Foi

também detectada a presença de β-carotano nas amostras LAD (1 e 2) e M2, porém

em baixa concentração indicando que o ambiente deposicional não é salino. As

razões pristano/nC17 e fitano/nC18 calculadas para os óleos são utilizadas pelo fato

de que, em geral, todos os óleos normais apresentam o pristano e o fitano em

pequenas quantidades. Segundo relatos decrescem com o aumento da maturidade,

fornecendo valores >1 para amostras imaturas e <1 para amostras maturas, podendo

esta razão ser afetada pela biodegradação das n-parafinas pelas bactérias. Como as

amostras dos óleos LAD (1 e 2) e M2 aqui analisadas mostraram valores > 1,

podemos sugerir que são levemente maturas. Este dado é concordante com o

cálculo obtido para a razão Ts/Tm < 1 [Tabela 8 - (G)] que também indica que

estes óleos são levemente maturos, uma vez que a literatura88 mostra que o Ts é

proveniente de uma migração da metila ligada ao C18 do Tm para o C17 [Figura

49]. O Tm é um composto naturalmente presente em organismos procarióticos e

com o processo de catagênese se transforma em Ts. Portanto a razão Ts/Tm pode

nos dar uma noção de maturação do óleo e, a presença em altas concentrações de

Tm pode indicar a origem do mesmo, uma vez que em altas concentrações indica

origem marinha. O composto Ts é termodinamicamente estável sendo um indicador


107

de fonte, enquanto que o composto Tm é um indicador sensível ao processo de

maturação. Logo, quando a razão Ts/Tm > 1, têm-se amostras maturas, ao

contrário, quando Ts/Tm < 1 têm-se amostras pouco maturas.

As amostras tipo ME apresentam como principais características na fração

neutra [Tabela 8], baixas concentrações dos alcanos lineares e ausência de pristano

e fitano, o que indica que o óleo sofreu um processo de biodegradação. Nestas

amostras detectou-se a presença de gamacerano em alta concentração e o índice de

gamacerano obtido para os óleos ME [Tabela 8 - (E)] é indicativo de óleos

marinho evaporítico. Foi também detectada a presença de β-carotano em

concentrações relevantes indicando que o ambiente deposicional é salino. O valor

obtido para a razão Ts/Tm < 1 [Tabela 8 - (G)] também indica que estes óleos são

poucos maturos. A razão hopano/esterano < 4 [Tabela 8 - (I )] é característica de

óleos marinhos, esta relação hopano sobre esteranos reflete respectivamente a

contribuição de organismos procarióticos (proveniente de bactérias) versus a

contribuição de organismos eucarióticos (organismos superiores) na geração dos

óleos1,60. As razões 20S/(20S+20R) e [αββ/(αββ + ααα] (C29) [Tabela 8 - (O) e

(P)] indicam que estes óleos são termicamente pouco evoluídos, assim como os

valores obtidos para a razão βα/(αβ + βα) (hopano-C30) [Tabela 8 - (Q)].

4.2 ANÁLISE DA FRAÇÃO NEUTRA INSATURADA (FNI)

4.2.1 Análise dos constituintes aromáticos

Através da análise por CGAR-EM da fração neutra insaturada (FNI)

constituída de hidrocarbonetos insaturados e obtida pelo método utilizado para o

fracionamento das amostras, em continuação com os estudos geoquímicos dos

óleos da Bacia Potiguar, foi feita a análise das classes benzenos e derivados,

naftalenos, fenantrenos, sesquiterpanos aromáticos, terpanos aromáticos e esteranos


108

e alquil-esteranos aromáticos [Figura 66]. As classes dos esteranos e alquil-

esteranos aromáticos fornecem parâmetros de evolução térmica e maturidade dos

óleos, pelo fato de serem formados quando o petróleo é submetido ao aumento da

pressão e temperatura. Devido ao fato dos microrganismos vivos não

biossintetizarem os hidrocarbonetos aromáticos em quantidades significativas, a

sua ocorrência em petróleo se deve, no entanto, as tranformações complexas de

produtos naturais precursores135. Estas transformações ocorrem durante o processo

de diagênese e catagênese136, 137, o que dificulta estabelecer a relação genética entre

os componentes aromáticos do petróleo e seus produtos naturais, precursores que

iniciam sua transformação diagenética com alterações de grupos funcionais, uma

vez que, o processo de aromatização pode alterar significativamente a estrutura dos

precursores pela ocorrência de alquilação; desalquilação; isomerização; e abertura

do anel136, 138, 139, 140, 141.

Seifert e Moldowan142, relataram novas séries de compostos monoaromáticos

monitorando os íons-fragmentos em 253 e 239 daltons. Estas séries foram

apontadas como sendo excelentes para estudos da evolução térmica e da origem,

principalmente quando estudado o íon em m/z 253.

135 Hase, A. and Hites, R. A. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1976, 40, 1141-1143. 136 Radke, M. Advances in Petroleum Geochemistry (J. Broocks and D. Welte, eds) Academic Press, NY. 1987, 141-207. 137 Albrecht, P. and Ourisson, G. Angewandte Chemie International Edition. 1971, 10, 209-225. 138 Heppenheimer, H.; Steffens, K.; Püttmann, W.; Kalkreuth, W. Organic Geochemistry. 1992, 18, 273-287. 139 Regina, M. Loureiro, B.; Cardoso, J. N. Organic Geochemistry. 1990, 15, 351-359. 140 Püttmann, W. and Villar, H. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1987, 51, 3023-3029. 141 Garrigues, P.; Saptorahardjo, A. Gonzalez, C. et al. Organic Geochemistry. 1986, 10, 959-964. 142 Seifert, W. K. and Moldowan, J. M. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1978, 42, 77-95.


109

R

RR

Benzenos [R = H]Alquil-benzenos [R = CH3]

Naftalenos [R = H]Alquil-naftalenos [R = CH3]

Antracenos

Fenantrenos [R = H]Alquil-fenantrenos [R = CH3]

H

RR

R

R1

Esterano MA [Anel C]R = -CH3; -CH2CH3

Esterano TA [Anel ABC]R = -CH3; -CH2CH3

R1 = CH3

Esterano MA [Anel A]R = -CH3; -CH2CH3

R1 = CH3

R1

Figura 66: Compostos aromáticos típicos encontrados em óleos e sedimentos.

Mackenzie e colaboradores143, relataram séries de alquil-esteranos

monoaromatizados no anel C e triaromatizados em folhelhos da Bacia de Paris,

monitorando os íons-fragmentos em m/z 267 e m/z 231, respectivamente,

143 Mackenzie, A. S.; Hoffmann, C. F.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981a, 45, 1345-1355.


110

observando um aumento na extensão da aromatização dos esteranos

monoaromáticos para triaromáticos, com o aumento da evolução térmica.

Os esteranos aromáticos também foram utilizados em estudos de

biodegradação, onde relatos da literatura mostram que os esteranos de baixo peso

molecular (C21 – C22) são mais resistentes do que seus homólogos superiores (C26 –

C29)144 e também que, os de configuração 20R são mais suscetíveis a

biodegradação do que os de configuração 20S 144, 145. Conseqüentemente, relatam

também que os esteranos triaromáticos de baixo peso molecular (C20 a C22)

apresentam uma diminuição nas concentrações relativas, que pode ser atribuídos

possivelmente à solubilidade preferencial da água144.

Recentemente, uma nova série de compostos triaromáticos alquil-

pregnanos146 (C21 – C26) e 21-norcolestanos147 (C26 – C28) foram identificados em

amostras de óleos e extratos de rochas. Estes compostos mostram grande

importância no controle da fonte e/ou ambiente deposicional em adição a

maturidade térmica (21-norcholestanos) e também na correlação de óleo/fonte

geradora e óleo/óleo (alquil-pregnanos).

Dentre os marcadores biológicos insaturados analisados foram detectados

somente esteranos mono e triaromáticos, além de alquil-esteranos monoaromáticos

nos óleos do tipo ME , estando ausentes ou em quantidades de traços nos óleos tipo

LAD e M . Esta detecção só foi possível utilizando o método de monitoramento de

íons selecionados em espectrometria de massas.

144 Wardroper, A. M. K; Hoffmann, C. F.; Maxwell, J. R.; Barwise, A. J. G.; Goodwin, N. S.; Park, P. J. D. Organic Geochemistry. 1984, 6, 605-617. 145 Mackenzie, A. S.; Lewis, C. A.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1981b, 45, 2369-2376. 146 Li, M. and Jiang, C. Organic Geochemistry. 2001, 32, 667-675. 147 Bao, J. and Li, M. Organic Geochemistry. 2001, 32, 1031-1036.


111

4.2.1.1 Análise de esteranos mono e triaromáticos e alquil-esteranos

monoaromáticos.

Os esteranos monoaromáticos e triaromáticos são usados como indicadores

de fonte (espécies eucarióticas), úteis em estudos de correlação e na avaliação do

estresse térmico, bem como para avaliar a maturidade em amostras de óleos148.

As análises por CGAR-EM da classe dos esteranos aromáticos no anel C

apresentam íons estáveis por ionização eletrônica com relação m/z 143, 239 e 253,

onde se mostra como principal íon-fragmento em m/z 253. Os esteranos

triaromáticos também podem ser detectados monitorando-se vários íons, sendo os

íons-fragmentos em m/z 231 e m/z 245 os mais comumente utilizados. As Figura

67, Figura 68, Figura 69, apresentam os cromatogramas de íons selecionados em

m/z 253 para os esteranos monoaromáticos no anel C e, em m/z 231 e m/z 245 para

os esteranos triaromáticos e triaromáticos metilados, respectivamente.

Figura 67: Cromatograma de íons selecionados em m/z 253 mostrando a presença dos Esteranos aromáticos no anel C nos óleos Marinhos Evaporíticos.

148 Moldowan, J. M. and Fago, F. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1986, 50, 343-351

R

m/z 253

R = -H, -CH3, -C2H5


112

R

m/z 231

R = -H, -CH3, -C2H5

Figura 68: Cromatograma de íons selecionados em m/z 231 mostrando a presença dos Esteranos triaromáticos desmetilados nos óleos Marinhos Evaporíticos.

R

m/z 245

R = -H, -CH3, -C2H5

Figura 69: Cromatograma de íons selecionados em m/z 245 mostrando a presença dos Esteranos triaromáticos metilados nos óleos Marinhos Evaporíticos.

A aromatização de esteróis no anel C (MA ) convertendo-os em compostos

triaromatizados no anel ABC (TA ) envolve a perda de um grupo metila localizado

na junção dos anéis A/B. O centro assimétrico no carbono C5 é perdido durante a

conversão dos compostos monoaromáticos para triaromáticos60. Sendo assim,

quando esta conversão ocorre, é possível determinar a maturidade térmica da


113

amostra através da razão TA / (MA+TA) para as conversões C29 → C28 e C28 → C27

[Figura 70].

H

R R

Pressão510

5

10

C29-MA; R = -CH 2CH3 C28-TA; R = -CH 2CH3

C28-MA; R = -CH 3 C27-MA; R = -CH 3

Figura 70: Conversão de esteranos monoaromáticos (MA) para triaromáticos (TA) durante o processo de evolução térmica.

Após análise dessas classes de compostos nas amostras aqui estudadas, foi

feito o cálculo para a razão TA/(MA+TA) que é um importante parâmetro utilizado

na determinação da maturidade em amostras de óleos. Esta razão aumenta de 0 a

100%, sendo que no início da geração de óleo encontram-se valores entre 40-60%5.

Este parâmetro baseia-se em reações de aromatização para determinar a evolução

térmica de óleos e sedimentos e, é mais sensível ao aumento da temperatura do que

as razões baseadas em isomerizações de centros assimétricos tal como 20S / 20S +

20R dos compostos esteranos1,60. Os cálculos obtidos para a relação TA / (MA+TA)

na amostra tipo ME para os esteranos aromáticos detectados da série C27

(colestano), C28 (24-metil-colestano) e C29 (24-etil-colestano), forneceram os

seguintes valores: C27 TA/(C28 MA + C27 TA) igual a 19,88% e C28 TA/(C29 MA +


114

C28 TA) igual a 22,5%. Estes resultados indicam que o óleo é de baixa maturidade

térmica ou termicamente pouco evoluído.

Além dos compostos esteranos monoaromáticos e triaromáticos

(desmetilados e metilados) [Tabela 9 e Tabela 10] foram observados também a

presença de alquil-esteranos substituídos no anel A e monoaromatizado no anel C,

compostos que se fragmentam fornecendo o íon em m/z 267. Acredita-se que tais

compostos apresentam uma metila no anel A como mostra a Figura 71 [Tabela 10].

Figura 71: Cromatograma de íons seletivos em m/z 267 mostrando a presença dos Alquil-esteranos monoaromáticos nos óleos Marinhos Evaporíticos.

Esteróides monoaromáticos com número de carbonos C27, C28 e C29, quando

presente em petróleo podem estar associado a inclusão de matéria orgânica

terrestre, marinha ou lacustre1, embora possa ocorrer sobreposições na distribuição

destes componentes. Óleos gerados de fontes marinhas geralmente contém baixa

concentração de compostos com 29 carbonos (C29) quando comparados a amostras

geológicas de fontes não-marinhas que apresentam uma relação C29 / (C27 – C29) >

0,51. A presença dos componentes aromáticos nas amostras ME mostra a baixa

concentração de esteranos C29 quando comparada aos esteranos C27 – C28, apesar da

sobreposição dos mesmos, fornecendo uma relação C29 / (C27 – C29) < 0,5. Este

R

R1H

m/z 267

R = -H, -CH3, -C2H5

R1 = -CH3


115

resultado corrobora com o ambiente geológico em que a amostra foi gerada, ou seja

ambiente marinho.

A análise e identificação dos esteranos monoaromáticos utilizando a

CGAR/EM, em geral, apresenta o íon-fragmento em m/z 253, como o principal íon

para essa classe de compostos. Entretanto, na literatura60,143,144,145,146,147,148

normalmente se avalia esta classe de compostos como sendo aromatizados no anel

C. Porém, não fica claro como seria o comportamento dos esteranos aromatizados

nos anéis A ou B. Deste modo, a síntese do composto aromatizados no anel A ou B

e a coinjeção destes padrões com amostras de óleos e sedimentos, torna-se

necessária para que seja possível diferenciar tais compostos, uma vez que ambos

quando presentes em amostras podem responder ao monitoramento do mesmo íon

em m/z 253. Com o objetivo de verificar a possível diferença entre a identificação

de compostos aromatizados no anel A e no anel C, sugerimos no início deste

trabalho a síntese e posteriormente a coinjeção de um esterano aromatizado no anel

A.

Tabela 9: Esteranos mono- (m/z 253) e triaromáticos (m/z 231) detectados nos óleos ME .

m/z 253 m/z 231 Pico Composto Massa

molecular Pico Composto Massa

molecular 91 C27 (20S) 366 99 C26 (20S) 340

92 C27 (20R) 366 100 C26 (20R) + C27

(20S)

340 / 354

93 C28 (20S) 380 101 C26 (?) 340

94 C27 (20R) 366 102 C27 (21-nor) +C28

(20S)

354 / 368

95 C28 + C29 380 / 394 103 C27 (20R) 354

96 C29 394 104 C28 (20R) 368

97 C28 + C29 380 / 394

98 C29 394


116

Tabela 10: Metil-esteranos mono- (m/z 267) e triaromáticos (m/z 245) detectados nos óleos ME . m/z 245 m/z267

Pico Composto Massa

molecular

Pico Composto Massa

molecular

105 C27H34 358 111 C28H44 380

106 C28H36 372 112 C28H44 380

107 C27H34 358 113 C29H46 394

108 C29H38 386 114 C28H44 380

109 C28H36 372 115 C29H46 + C30H48 394+408

110 C29H38 386 116 C29H46 394

117 C29H46 + C30H48 394+408

A coinjeção do composto sintetizado (20R,24R)-4-metil-estigmasta-

1,3,5(10)-trieno [211] com amostras de óleos (fração insaturada) [Figura 72],

mostra que a retenção do composto aromatizado no anel A é bem diferente

daqueles aromatizados no anel C. A ausência deste composto nas amostras aqui

estudadas, nos fez procurar outro meio de se comparar e comprovar esta diferença

de comportamento na retenção entre estas duas classes. Deste modo foi realizada a

coinjeção do padrão [211] com extratos de afloramento de Irati, da bacia do Paraná

[Figura 73], já analisados anteriormente pelo grupo, onde foram encontradas

grandes concentrações de compostos aromáticos. Mesmo com a ausência do

composto [211] nestas amostras, mas com a presença de outros componentes da

mesma classe [Figura 73], foi possível verificar que os compostos aromatizados no

anel A eluem realmente em tempo de retenção bem diferente dos compostos

aromatizados no anel C.

No espectro de massas do composto [211] [Figura 74], podemos observar

que o íon-fragmento com 253 daltons de massa-carga apresenta menor intensidade,


117

sendo o íon-fragmento mais intenso correspondente a relação m/z 211, com

fragmentação tipo retro-Diels Alder no anel D [Figura 75].

Este dado é interessante uma vez que não há relatos na literatura monstrando

esta propriedade de retenção e a diferença de comportamento entre os esteranos

aromatizados no anel A e no anel C. Além disso, como resultado mostra que, o

processo de aromatização dos esteranos durante o período de evolução térmica do

óleo, pode fornecer componentes aromáticos tanto aromatizado no anel A quanto

no anel C, sendo o processo de desidrogenação no anel C mais susceptível ao

aumento da temperatura.

Figura 72: Amostra ME2 coinjetada com padrão sintético (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211]. (A) Monitoramento de íon selecionado com m/z 253; (B) Monitoramento de íon selecionado com m/z 211.


118

Figura 73: Análise em CG/EM do extrato de afloramento da bacia do Paraná. (C) Monitoramento de íon selecionado com m/z 211; (D) Coinjeção do extrato com padrão sintético (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211]. Ar 1 – Aromático C28 (20S ou 20R) Ar 2 – Aromático C29 (20S ou 20R)


119

Figura 74: Espectro de massas do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].

H H

H+

H H

H ++

H H

H+

C H3

[C 16H 19] + .

m /z 2 1 1

H H

H

e

2 e

Figura 75: Proposta de fragmentação para formação do íon-fragmento em 211 daltons a partir do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].


120

5 Análise de Esteranos por CGAR/EM-EM

A análise e identificação realizada em CGAR/EM-EM para os esteranos com

número de carbonos C21 e C22 [Figura 76] e C26 a C29 [Figura 77], através da

técnica de transição íon precursor – íon produto, estão representados pelos

cromatogramas da Figura 78 a Figura 80, respectivamente, representativas para os

óleos do tipo ME estudados neste trabalho. Entretanto, os compostos da classe

pregnanos (C21 e C22) somente estão presentes nas amostras marinhos evaporíticos,

não sendo detectados nas amostras LAD e M . Segundo relatos da literatura149 estes

compostos foram encontrados somente em ambientes hipersalinos e até o presente

momento, possuem origem biológica desconhecida. Entretatno, os compostos C27,

C28 e C29 encontram-se presentes nestas amostras, mas como pode ser observado

nos cromatogramas [Figura 81 e Figura 82, respectivamente], em concentrações

menores do que nas amostras marinhas. Outro fato interessante e que reforça dados

anteriores mencionado neste trabalho, é a confirmação da ausência destes

compostos na amostra M1 e maior contribuição de óleo lacustre na amostra M2

devido à predominância de C29.

Os compostos foram previamente detectados, utilizando a técnica íons

precursor-íon produto, podendo ser confirmados ou quantificados somente por

coinjeção com um padrão sintético. Acredita-se que uma possibilidade para a

presença dos compostos C21 e C22 esteranos saturados, sejam provenientes da cisão

da cadeia lateral pelo processo de craqueamento que pode ocorrer durante o

aumento da maturidade térmica, como documentado para os compostos C21 e C22

mono- e triaromáticos em óleos142 e extratos de rochas143.

149 Ten Haven, H. L.; de Leeuw, J. W; Peakman, T. M.; Maxwell, J. R. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1986, 50, 853-855.


121

P re g n a n o sC 2 2C 2 1

2 0 2 1 2 22 1

2 0

Figura 76: Estruturas propostas para C21- e C22– Esteranos

m/z 217

C26 (M=358)27-norcolestano24-norcolestano21-norcolestano

2124

27

Colestano 24-metil-colestano 24-etil-colestano

24 24

20 22 20

2122

23

2425

26

23

21

25

26

C26 (M=358) C26 (M=358)

C27 (M=372) C28 (M=386) C29 (M=400)

24

25

26

23 25

26

24

Figura 77: Estruturas propostas para C26-, C27-, C28- e C29- Esteranos


122

* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µµµµm). ** Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo)

Figura 78: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [288 → 217 (A) e 302 → 217 (B)] representativo para identificação prévia de C21 e C22 – esteranos. (A1) e (B1): Ampliação do cromatograma de massas na região de interesse.


123

* Coluna capilar CP-Sil5 CB low Bleed (60m x 0,25mm x 0,25µµµµm). ** Equipamento: Varian 1200 (Triplo quadrupolo) Figura 79: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [358 → 217 (A); 372 → 217 (B); 386 → 217 (C); e 400 → 217 (D)]; representativo para identificação prévia de C26 - C29 – esteranos na amostra ME1. (A1) a (D1): Ampliação do cromatograma de massas na região de interesse.


124


Figura 80: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [358 → 217 (A); 372 → 217 (B); 386 → 217 (C); e 400 → 217 (D)]; representativo para identificação prévia de C26 - C29 – esteranos na amostra ME2. (A1) a (D1): Ampliação do cromatograma de massas na região de interesse.


125


Figura 81: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [372 → 217 (A) e (A1); 386 → 217 (B) e (B1); e 400 → 217 (C) e (C1)]; representativo para identificação prévia de C26 - C29 – esteranos na amostra tipo LAD .


126


Figura 82: Análise em CG/EM-EM* [transição íon precursor – íon produto] [372 → 217 (A); 386 → 217 (B); e 400 → 217 (C)]; representativo para identificação prévia de C26 - C29 – esteranos na amostra M2.


127

Os norcolestanos (C26) são compostos conhecidos, cuja estrutura são

generalizadas como C26-esteranos, pois há uma perda de um carbono originando os

compostos C21-, C24- e C27-norcolestanos150 [Figura 77, pág. 119]. Estes

compostos mostram-se promissores como indicadores de ambiente deposicional25 e

idade geológica26. Para esta análise, como foi observado na literatura150, ocorre uma

interferência na detecção dos norcolestanos (C26), devido a alta concentração de

colestanos C27, impossibilitando a detecção por CG-EM convencional. Na tentativa

de se identificar os compostos norcolestanos, utilizamos a técnica de transição íon-

precursor→íon-produto para as análises dos óleos que estão representadas na

Figura 79(A) e Figura 80(A) [pág. 121-122] onde se analisa a transição íon

precursor-íon produto [M+. (358) → 217], e que só foi possível detectar estes

compostos nas amostras do tipo ME . Desta forma, observamos que os

componentes norcolestanos presentes nas amostras, coeluem com os componentes

derivados (diastereoisômeros) do colestano por eluirem no mesmo intervalo de

tempo de retenção, ou bem próximos, uma vez que a técnica utilizada é específica

para detecção de íon-fragmento (íon-produto) gerado por um único íon precursor de

massa molecular igual a 358 daltons.

A distribuição dos esteranos com C27 (colestanos), C28 (24-metil-colestanos)

e C29 (24-etil-colestanos) carbonos em óleos, é um poderoso parâmetro de

correlação de fonte142. Altas concentrações de C29 comparado com C27 e C28

esteranos pode indicar matéria orgânica proveniente de plantas terrestres. Esta

interpretação está baseada em relatos da literatura130 que indicam alta

predominância de C29 esterois em plantas superiores e sedimentos (exemplo, β-

sitosterol - C29). Por outro lado, o C27 colesterol é encontrado em maior abundância

150 Moldowan, J. M.; Lee, C. Y.; Watt, D. S.; Jeganathan, A.; Slougui, N-E.;Gallegos, E. J. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1991, 55, 1065-1081.


128

em animais, portanto altas concentrações de C27 indica que a matéria orgânica de

formação do óleo tem predominância de animais.

5.1 Análise de 4-Desmetil-Esteranos (C30); 2-, 3- e 4-Metil–

Esteranos (C30) e Dinosteranos (C30) por CGAR/EM-EM.

5.1.1 4-Desmetil-Esteranos (C30)

A presença de 4-desmetil-esteranos (C30) quando analisado em CGAR/EM-

EM é o mais importante parâmetro para identificar quantidade de matéria orgânica

de origem marinha do gerador. Estes C30 – esteranos foram identificados por

coinjeção e relatados como 24-n-propilcolestanos [Figura 83] por Moldowan et

al.61 e 24-isopropilcolestanos [Figura 83] por McCaffrey, et al.28, e somente são

identificados por análise em MRM/CG/EM-EM (onde MRM = monitoramento de

reações múltiplas) pela transição íon-precursor→íon-produto [M+. (414) → 217

daltons], pois a concentração destes compostos são relativamente baixos, bem

como, coeluem com outros compostos de mesmo peso molecular, tal como, C30 (4-

metil-esteranos).

Estes compostos aparentemente são derivados de precursores esteróis tais

como 24-n-propilideno-colesterol e 24-n-propilcolesterol [Figura 84],

bioquimicamente sintetizados nos oceanos por algas marinhas Chrysophyte61 da

espécie Sarcinochrysidales e são comuns serem encontrados em invertebrados

marinhos, presumivelmente devido a ingestão destas algas pelos mesmos. Segundo

relatos da literatura28,61 vários epímeros desta classe foram detectados e

identificados por coinjeção de padrão sintético em diversos óleos e sedimentos,

com a seguintes configurações: 5α(H),14α(H),17α(H) [20R ou 20S];


129

5α(H),14β(H),17β(H) [20R ou 20S]; 5β(H),14β(H),17α(H) [20R ou 20S];

5β(H),14α(H),17α(H) [20R ou 20S].

H

H

H

24-n-propil-colestano - C 30

(20S ou 20R )

H

H

H

24-isopropil-colestano - C 30

(20S ou 20R )

m/z 217 m /z 21720

21 22

2324

5

1

24

5

1714

1714

Figura 83: Estrutura representativa para a classe de compostos 24-n-propil- e 24-isopropilcolestanos [4-Des-esteranos (C30)].

HO

H H

H

24-n-propil-colesterol - C 30

20

21 22

2324

117

14

HO

H H

H

24-propilideno-colesterol - C 30

20

21 22

2324

117

14

Figura 84: Estruturas dos precursores dos compostos 24-propil-colestanos.

A Figura 85 mostra a proposta de fragmentação para a formação do íon-

fragmento m/z 217 para os derivados do esterano e a Figura 86 mostra uma análise

cromatográfica comparativa entre a detecção dos compostos C30 – esteranos por

CG-EM(MIS), monitorando a relação m/z 217, 231 e 414 e os compostos da classe

24-propil-colestanos (C30-desmetil-esteranos) por CG/EM-EM [íon precursor–íon

produto; M+.(414) → 217], confirmando a presença desta classe em óleos marinhos.


130

Como podemos observar, esta classe coelue com outros componentes da classe

esteranos que possuam 29 a 30 carbonos em sua estrutura e só são possíveis de

serem detectados e resolvidos utilizando a CGAR/EM-EM.

Os compostos detectados indicam ser epímeros da classe 24-n-

propilcolestano e 24-isopropilcolestano, presentes na fração saturada dos óleos tipo

ME , indicando origem marinha como já discutido na literatura. Porém, não foram

detectados nas frações saturadas dos óleos LAD e M , o que reforça a baixa

contribuição do óleo marinho na formação do óleo misto.

R

R 1H

2e

R

R 1H

R 1H

2e

C H 3

α

- C 9H 19 + R1

R 1H

2

R 1H

C H 3

r, α

3

4

a

a

+ e

Íon-

fragmento

R =

-H

-CH3

-C2H5

-C3H7

R1 =

1 372 386 400 414

2 357 371 385 399

3 232 232 232 232

4 217 217 217 217

-H

Figura 85: Mecanismo de fragmentação proposto para derivados do esterano.


131

Figura 86: Comparação dos cromatogramas na região de C30 – desmetil-esteranos (↓↓↓↓) obtido do resultado das análises por CGAR/EM/MIS em m/z 217 + 231 + 414 e por CGAR/EM-EM pela transição íon precursor– íon produto [M+. (414) → 217].

Uma vez que esses compostos são confirmados somente pela transição íon

precursor–íon produto [M+. (414) → 217 daltons], monitorado por CG/EM-

EM(MRM), a confirmação estrutural de cada pico detectado, bem como a eluição

cromatográfica e diferenciação entre as séries 24-n-propil- e 24-

isopropilcolestanos, só se dará a partir de coinjeção da amostra com padrões

sintéticos. Entretanto, a partir da utilização da técnica acima mencionada podemos

caracterizar a presença destes compostos nos óleo tipo ME , como sendo da classe

4-desmetil-esteranos (C30) [Figura 87], conforme descrito na Tabela 11.


132

Figura 87: Distribuição de 4-desmetil-esteranos (C30) [24-n-propil- e 24-isopropilcolestanos] na fração saturada das amostras tipo ME , obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon produto [M+. (414) → 217 daltons] (MRM/CG/EM-EM).


133

Tabela 11: Distribuição de 4-Desmetil-esteranos (24-n-propil- e 24-isopropilcolestano) detectados em amostras ME pelo monitoramento da transição íon precursor–íon produto [M+.(414) → 217 daltons]

Pico Composto Fórmula Massa Molar 118 4-Desmetil-esterano C30 119 4-Desmetil-esterano C30 120 4-Desmetil-esterano C30 121 4-Desmetil-esterano C30 122 4-Desmetil-esterano C30 123 4-Desmetil-esterano C30 124 4-Desmetil-esterano C30 125 4-Desmetil-esterano C30 126 4-Desmetil-esterano C30

C30H54

414

5.1.2 2-metil-, 3-metil-, 4-metil-esterano e Dinosterano.

Os componentes 4-metil-esteranos podem ser divididos em 2 classes [Figura

88]: (1) Análogos de C28 - C30 esteranos substituídos na posição 4 e 24 (como por

exemplo, C28 - 4α-metil-colestano; C29 - 4α-metil-24-metil-colestano; e C30 - 4α-

metil-24-etil-colestano), que são detectados em CGAR/EM-EM utilizando a técnica

íon precursor-íon produto, monitorando-se as transições [M+. (386) → 231 (C28);

M+. (400) → 231 (C29); e M+. (414) → 231 (C30)], proposta na Figura 89; e (2) C30 -

dinosteranos, por exemplo: 4α(CH3),23,24-dimetilcolestano (C30) monitorando-se a

transição [(M+. (414) → 231] e a transição [M+. (414) → 98]. Entretanto, a presença

dos compostos C30-esteranos em uma amostra torna-se difícil a identificação de

cada componente por apresetarem a mesma transição íon precursor-íon produto e

por muitos coeluirem no mesmo tempo de retenção. Sendo possível distinguí-los

somente com a coinjeção de padrões sintetizados.


134

Relatos da literatura59, 60, 151 demonstram a possibilidade de se distinguir 4α-

metil-24-etil-colestano (C30) de 4α(CH3),23,24-dimetilcolestano (dinosterano-C30),

monitorando a transição [M+. (414) → 98], uma vez que os componentes derivados

do 4-metil-24-etil-colestano apresentam no espectro de massas de varredura de íons

totais o íon-fragmento m/z 95 com maior proporção ao íon-fragmento m/z 98,

enquanto que, supostamente os derivados do dinosterano apresentam no espectro de

massas de varredura de íons totais o íon-fragmento m/z 98 com intensidade

ligeiramente maior do que o íon-fragmento m/z 95. Entretanto Summons e

colaboradores57 relataram que após analisar em CG/EM uma mistura de padrões

contendo diastereoisômeros do 4α-metil-24-etil-colestano e do 4α(CH3),23,24-

dimetilcolestano (4 isômeros), dois deste último apresentaram a relação m/z 98 >

m/z 95, enquanto que outros dois isômeros apresentaram a relação m/z 98 < m/z 95.

Fato este que mostra que é possível realmente identificá-los somente com a

coeluição com padrão sintético, devido a baixa concentração (traços) destes

compostos nas amostras.

R

H

H

H

H

H R = -H (C28; M =386)R = -C H 3 (C 29; M =400)R = -C2H 5 (C 30; M =414)

H

H

H

H

H

D inosterano (C30)

4

24

4

2324

4αααα -m etil-esterano

17

20

17

20

m /z 231

m /z 98

m /z 231

M = 414

Figura 88: Estruturas representativas da classe 4-metil-esteranos [C28 – C30] e Dinosteranos.

151 McEvoy, J. and Maxwell, J. R. Advances in Organic Geochemistry. 1981 (Eds, M. Bjoroy et al.), Wiley, Chichester, 449-464.


135

R

R 1H

2 e

R

R 1H

R 1H

2 e

C H 3

α

- C 9 H 1 9 + R1

R 1H

2

R 1H

C H 3

r , α

3

4

a

a

+ e

Íon-fragmento

R =

-H

-CH3

-C2H5

R1 =

1 386 400 414

2 371 385 399

3 246 246 246

4 231 231 231

-CH3

Figura 89: Mecanismo de fragmentação proposto para 4-metil-esteranos.

A origem de C28 – C30 [4-metil-esteranos] saturados, substituídos no anel A,

como por exemplo 4-metil-24-etil-colestano em petróleo, pode ser principalmente

derivado de 4α-metil-esterol biossintetizados por dinoflagelados vivos58,59,

entretanto 4α-metil-esterol também tem sido encontrado em microalgas

prymnesiophyte do gênero Pavlova152 e certas bactérias Methylococcus

capsulatus1,60, sendo que nesta os 4-metil-esteranos não são alquilados no carbono

C24.

Wolff e colaboradores, 1986(a e b)58,59, propuseram um esquema diagenético

para formação de 4-metil-esteranos e 4-metil-diasteranos a partir de 4-metil-

152 Volkman, J. K.; Kearney, P.; Jeffrey, S. W. Organic Geochemistry. 1990, 15, 489-497.


136

esteran-3-ol [Figura 90], após realização de vários testes sintéticos ou biosintéticos

em laboratório para obtenção destas classes.

HO

R

R R

R

R

RH

H

R R

REDUÇÃO

REARRANJOESTRUTURAL

REDUÇÃO

DESIDRATAÇÃO / REARRANJO

4 54 5

[4ββββ -metil-esterano] [4αααα -metil-esterano]

Decréscimo relativo para[4αααα -metil-esterano]

4-metil-esteran-3-ol

Figura 90: Esquema diagenético proposto por Wolf e colaboradores, 1986 (a e b)58, 59, para a formação de 4-metil-esteranos e 4-metil-diasteranos a partir de 4-metil-esteran-3-ol.

Os componentes da classe dinosterano (C30) são derivados de dinosterol ou

dinostanol [Figura 91] e parecem ser particularmente específico de dinoflagelados.

Os dinoflagelados tem sido encontrados em ambientes marinhos e não marinhos.

Nestas espécies são encontrados tanto dinosteranos (C30) quanto 4α-metil-24-

etilcolestano (C30), entretanto em espécies marinhas o 4α-metil-24-etilcolestano é

menos específico para dinoflagelados do que o dinosterano. Isto se deve ao fato de

também serem originados de 4α-metil-24-etilcolesterol em algas

prymnesiophyte1,57,58,59,60,152.


137

H H

H

HO

4αααα,23,24-trimetil-colesterol [Dinosterol (C30)]

4

2324

H H

H

HOH

4αααα,23,24-trimetil-colestanol [Dinostanol (C30)]

4

2324

Figura 91: Estruturas representativas do Dinosterol e Dinostanol.

Segundo relatos da literatura1,55,57,60,153 ambos petróleos marinho e não

marinho apresentam em sua constituição diagenética a classe de compostos 4-

metil-esteranos (C28 – C30). Mas em especial atenção aos componentes C30-

esteranos, ambos 4α-metil-24-etil-esteranos e dinosteranos são relatados a presença

em rochas e óleos marinhos pela inclusão de dinoflagelados marinhos. Outro fato

importante está na diversidade das várias espécies de dinoflagelados não marinho,

embora em sedimentos lacustres tem sido relatado somente a presença de 4α-

metil-24-etil-colestanos.

Além dos componentes 4-metil-esteranos (C28 – C30), duas séries de

compostos pseudohomólogos da série C28 – C30, também foram identificados e

relatados como 3β-metil-esteranos62,154 e 2α-metil-esteranos29,30 [Figura 92],

provavelmente originados de esteróis via ∆2-esterenos através de um processo de

alquilação bacteriana155, embora exista relatos de outras possibilidades quanto a

origem destes composto30,154. Para os análogos C28 – C30, os compostos 3β-metil-

153 Goodwin, N. S.; Mann, A. L.; Patience, R. L. Organic Geochemistry. 1988, 12, 495-506. 154 Dahl, J.; Moldowan, J. M.; Summons, R. E.; et al. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995, 59, 3717-3729. 155 Dastillung, M. and Albrecht, P. Nature. 1977, 269, 678-679.


138

esteranos predominam sobre os 2α-metil-esteranos e entre eles permanecem

constante para óleos de fontes geradoras depositados sob diferentes condições. Esta

evidência foi utilizada como suporte para um precursor comum ∆2-estereno na

formação de 2- e 3-metil-esteranos30.

A análise de 2- e 3-metil-esteranos podem ser dificultada por causa do grande

número de diastereoisômeros, tais como os rearranjados (diasteranos) e 4-metil-

esteranos, além dos diastereoisômeros do dinosterano. Entretanto, para a classe

C30–metil-esteranos, 4 séries são conhecidas e já foram identificadas em óleos e

sedimentos: 3β-metil-24-etil-colestano; 2α-metil-24-etil-colestano; 4α-metil-24-

etil-colestano; e dinosterano.

R

H H

HH

H

R

H H

HH

H

5

14

17

20 24

2

3 5

1417

20 24

R = -H (C28; M=386 )R = -CH3 (C29; M=400)R = -C2H5 (C30; M=414)

3ββββ-metil-esterano 2αααα-metil-esterano

R = -H (C28; M=386 )R = -CH3 (C29; M=400)R = -C2H5 (C30; M=414)

m/z 231 m/z 231

Figura 92: Estruturas representativas da classe 2-metil e 3-metil-esteranos [C28 – C30].

Dentre os óleos estudados neste trabalho, a classe de compostos dos análogos

C30-esteranos [2α-metil-24-etil-colestano; 3β-metil-24-etil-colestano; e 4α-metil-

24-etil-colestano], foram detectados tanto nos óleos marinhos evaporíticos quanto

nos lacustres de água doce. Além destes, a presença de dinosteranos (4α,23,24-

trimetil-colestano - C30) foi detectada nos óleos do tipo ME , por serem

componentes específicos de dinoflagelados marinhos, entretanto a similaridade

entre o perfil cromatográfico da transição [M+. (414) → 231] para os óleos ME e


139

LAD deixa a dúvida se estes compostos também estariam presentes nos óleos

LAD , uma vez que, segundo relatos da literatura1,60 determinadas espécies de

organismos dinoflagelados também se encontram presentes em ambientes lacustres.

Por outro lado, o perfil cromatográfico referente a análise por CGAR/EM-

EM(MRM), monitorando a transição [M+. (414) → 98], não apresentou

similaridade quanto ao perfil cromatográfico para mesmo monitoramento realizado

para os óleos ME .

Uma vez encontrados 4α-metil-24-etil-colestano (C30; 20R ou 20S) nos óleos

do tipo ME , estes podem ser provenientes tanto de algas quanto dinoflagelados

marinhos, classificando-os como componentes de ambiente marinho, enquanto que

a presença destes compostos em ambientes lacustres podem ser provenientes de

algas152 ou bactérias156, porém em menor concentração quando comparado aos

óleos marinhos.

As Figura 93 a Figura 95 mostram as análises e detecção por CGAR/EM-EM

para as classes de compostos 2-metil-; 3-metil- e 4-metil-esteranos (C30); e

dinosteranos (C30) em óleos marinhos evaporíticos e lacustres de água doce

estudados neste trabalho. Os componentes foram previamente detectados por

comparação com dados obtidos na literatura, podendo ser somente confirmados ou

quantificados por meio de coinjeção com padrão sintético.

156 Bird, C. W.; Lynch, J. M.; Pirt, F. J.; et al. Nature. 1971, 230, 473-474.


140

Figura 93: Distribuição de metil-esteranos (C30) [2-; 3-; e 4-metil-esteranos] na fração saturada do óleo ME-1, obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon produto [M+. (414) → 231; M+. (414) → 95; e M+. (414) → 98] (MRM/CGAR/EM-EM).


141

Figura 94: Distribuição de metil-esteranos (C30) [2-; 3-; e 4-metil-esteranos; e dinosteranos] na fração saturada do óleo ME-2, obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon produto [M+. (414) → 231; M+. (414) → 95; e M+. (414) → 98] (MRM/CGAR/EM-EM).


142

Figura 95: Distribuição de metil-esteranos (C30) [2-; 3-; e 4-metil-esteranos] na fração saturada do óleo LAD-1 , obtido pelo monitoramento da transição íon precursor – íon produto [M+. (414) → 231] (MRM/CGAR/EM-EM).

Como um dos objetivos deste trabalho é identificar e confirmar a

estereoquímica estrutural de alguns biomarcadores, a partir da coinjeção com

padrões sintetizados, três componentes da classe metil–esteranos (C30) foram

confirmados nos óleos ME e LAD, através da coinjeção e análise MRM (CG/EM-

EM) pelo monitoramento da transição [M+. (414) → 231]. A síntese destes

compostos será detalhada e discutida posteriromente no Capítulo III.

Inicialmente foi realizada a análise dos 3 padrões sintetizados (20R,24R)-2α-

metil-estigmastano [135], (20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136] e (20R,24R)-4α-

metil-estigmastano [139] para se determinar o tempo de retenção e diferenciar os

compostos [Figura 96].


143

Figura 96: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM-EM (MRM) dos padrões sintéticos: (A) Sobreposição dos cromatogramas dos componentes (20R,24R)-2α-metil-estigmastano [135] e (20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136] na transição [M+. (414) → 231; (B) a (D) (20R,24R)-2α-metil-estigmastano [135] e (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139] para as transições [M+. (414) → 231; M+. (414) → 95; e M+. (414) → 98].

Dentre os componentes detectados previamente, por comparação com perfis

cromatográficos de vários tipos de amostras relatadas na literatura e utilizando a

mesma fase de coluna cromatográfica e as mesmas transições de MRM, foram

confirmadas por coinjeção de padrões com amostra a presença de (20R,24R)-2α-

metil-estigmastano [135] [Figura 97], (20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136]

[Figura 98] e (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139] [Figura 99].


144

Figura 97: (A) Análise por CGAR/EM-EM (MRM) de metil-esteranos (C30) e dinosteranos do óleo ME [M+. (414) → 231]. (B) Coinjeção da amostra ME com padrão (20R,24R)-2α-metil-estigmastano [135].


145

Figura 98: (A) Análise por CGAR/EM-EM (MRM) de metil-esteranos (C30) e dinosteranos do óleo ME [M+. (414) → 231]. (C) Coinjeção da amostra ME com padrão (20R,24R)-3β-metil-estigmastano [136].


146

Figura 99: (A) Análise por CGAR/EM-EM (MRM) de metil-esteranos (C30) e dinosteranos do óleo ME [M+. (414) → 231]. (D) Coinjeção da amostra ME com padrão (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139].

Dentre os óleos estudados neste trabalho, além dos componentes da classe [2-

metil-; 3-metil-; e 4-metil-24-etil-colestano; C30], os compostos análogos C28 – C29

– metil-esteranos [2-metil-; 3-metil-; e 4-metil-colestano (C28); e 2-metil-; 3-metil-;

e 4-metil-24-metil-colestano (C29)], também foram detectados nos óleos Marinhos

evaporíticos, Lacustres de água doce e Misto através da técnica CGAR/EM-EM


147

(MRM) monitorando as transições: [M+. (386) → 231; M+. (400) → 231], conforme

está apresentado nas Figura 100 e Figura 101.

Figura 100: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM-EM (MRM) do óleo ME-1 dos análogos C28 – C29-metil-esteranos. (A) Transição [M+. (386) → 231]. (B) Transição [M+. (400) → 231].


148

Figura 101: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM-EM (MRM) monitorando as transições [M+. (386) → 231; e M+. (400) → 231] dos análogos C28 – C29-metil-esteranos. (C) e (D) Óleo ME-2; (E) e (F) Óleo LAD-1 ; (G) e (H) Óleo LAD-2 ; (I ) e (J) Óleo M-2.


149

5.2 Análise da série homóloga (C29 – C35) da classe 3-alquil-

esteranos por CGAR/EM-EM (MRM).

No decorrer das análises geoquímicas dos óleos LAD , M e ME notamos um

fato interessante onde tanto os óleos ME quanto LAD fornecem em concentração

razoável os compostos de anéis básicos esteranos e esteranos substituídos no anel

A, discutido em ítens anteriores deste trabalho.

Os componentes alquil-esteranos (C29 – C35) relatados na

literatura1,29,60,107,108,154 pertencem somente a classe 3-alquil-esteranos, ou seja,

grupos alquilas de cadeia igual ou superior a 2 carbonos ligados somente no

carbono 3 do anel A [Figura 102], e que seguem o mesmo padrão de fragmentação

de esteranos regulares apresentando como íons característicos e pico base nos

espectros de massas os íons-fragmentos m/z 245; m/z 259; m/z 273; m/z 287; e m/z

301, que representam a presença de grupos alquila (-etil; -propil; -butil; -pentil; e –

hexil, respectivamente) no anel anel A dos esteranos. A fragmentação e formação

destes íons-fragmentos seguem a mesma proposta de mecanismo apresentado

anteriormente para a formação do íon-fragmento m/z 217 [Figura 85], porém com o

grupo alquila ligado somente ao carbono C3 do anel A.

m/z 217 + R1

R= -H

-CH3 -C2H5 R1=

245 400 414 428 -C2H5

259 414 428 442 -C3H7

273 428 442 456 -C4H9

287 442 456 470 -C5H11

R1

R

H

H

H

H

H

m/z 217 + R1

3 5

1417

20 24

3ββββ-alquil-esteranos

301 456 470 484 -C6H13

Figura 102: Representação estrutural da classe 3-alquil-esteranos.


150

Alguns autores60,154 sugerem que estes compostos sejam formados a partir da

catálise bacteriana de uma molécula de açúcar C5 à �2-esteranos, sendo produtos

de alteração diagenética de esteróis biossintetizados por eucariontes.

A análise por CGAR/EM-EM (MRM) nos mostra a presença e nível de

concentração destes compostos nas amostras em estudo, e a distinção entre os

homólogos, sendo possível identificá-los somente com a coinjeção de padrões

sintéticos, uma vez que, muitas vezes os mesmos se apresentam em baixas

concentrações (traços).

As Figura 103 a Figura 108, mostram o perfil cromatográfico da análise por

MRM dos homólogos (C29 – C34) da classe 3-alquil-esteranos obtidos dos óleos

Marinhos evaporíticos e Lacustres de água doce.

Figura 103: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-colestanos dos óleos ME-1 e ME-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (400) → 245]; (B) Transição [M+. (414) → 259]; (C) Transição [M+. (428) → 273]; (D) Transição [M+. (442) → 287].


151

Figura 104: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-colestanos dos óleos LAD-1 e LAD-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (400) → 245]; (B) Transição [M+. (414) → 259]; (C) Transição [M+. (428) → 273]; (D) Transição [M+. (442) → 287].

Figura 105: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-metil-colestano dos óleos ME-1 e ME-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (414) → 245]; (B) Transição [M+. (428) → 259]; (C) Transição [M+. (442) → 273]; (D) Transição [M+. (456) → 287].


152

Figura 106: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-metil-colestanos dos óleos LAD-1 e LAD-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (414) → 245]; (B) Transição [M+. (428) → 259]; (C) Transição [M+. (442) → 273]; (D) Transição [M+. (456) → 287].

Figura 107: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-etil-colestanos dos óleos ME-1 e ME-2 analisados por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (428) → 245]; (B) Transição [M+. (442) → 259]; (C) Transição [M+. (456) → 273]; (D) Transição [M+. (470) → 287].


153

Figura 108: Perfil cromatográfico de distribuição da classe 3-alquil-24-etil-colestanos do óleo LAD-1 analisado por CGAR/EM-EM (MRM). (A) Transição [M+. (428) → 245]; (B) Transição [M+. (442) → 259]; (C) Transição [M+. (456) → 273]; (D) Transição [M+. (470) → 287].

Comparando os resultados dos perfis cromatográficos da distribuição de 3-

alquil-esteranos entre os óleos marinhos evaporíticos e lacustres de água doce,

observamos os seguintes fatos:

1- os componentes 3-alquil-colestanos, 3-alquil-24-metil-colestanos e 3-

alquil-24-etil-colestanos foram detectados em ambos os óleos (LAD e

ME ), mas em concentrações bem distintas;

2- entre os óleos ME (1 e 2), é possível observar maior concentração de

componentes 3-alquil-colestanos na amostra ME-2, mesmo nível de

concentração dos componentes 3-alquil-24-metil-colestanos em ambos


154

os óleos; e maior concentração de componentes 3-alquil-24-etil-

colestanos na amostra ME-1.

3- entre os óleos LAD (1 e 2), é possível observar maior concentração de

componentes 3-alquil-colestanos, 3-alquil-24-metil-colestanos e 3-

alquil-24-etil-colestanos na amostra LAD-1 , não sendo detectados 3-

alquil-24-etil-colestanos na amostra LAD-2 .

5.2.1 Confirmação estrutural de componentes da classe 3-alquil-

esteranos por coinjeção de padrões da série 3ββββ(alquil)-5αααα(H)- e

3αααα(alquil)-5ββββ(H)-colestano; 3ββββ(alquil)-5αααα(H)- e 3αααα(alquil)-

5ββββ(H)-estigmastano.

A análise prévia de detecção da presença de alquil-esteranos nas amostras em

estudo mostra uma grande quantidade de componentes diastereoisômeros dos

análogos C28 a C33, o que torna difícil identificar todos os componentes devido à

complexidade na resolução dos mesmos, utilizando somente a técnica CGAR/EM-

EM (MRM) e também nos tipos de transformações estereoquímicas que podem ter

ocorrido durante o processo de formação do óleo.

Relatos da literatura1,29,60,154 mencionam geralmente a identificação dos

compostos alquil-esteranos com substituição no carbono C3, como sendo da série

3β-alquil-esteranos. Entretanto, análises realizadas neste trabalho de coinjeção das

amostras com padrões da série [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-colestanos] e

[3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-estigmastanos] sintetizados por Lopes et


155

al.107 e Lima et al.157, respectivamente, mostram que a série com configuração

3α(alquil)-5β(H)- também podem estar presentes em amostras geológicas,

entretanto os compostos da classe esteranos com configuração 5β(H)- tem gerado

muitas discussões sobre sua origem, uma vez que tais compostos não foram ainda

correlacionados a nenhum precursor biológico conhecido.

As Figura 109 a Figura 111 mostram a presença e confirmação estrutural dos

componentes da série [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-colestanos]. As

Figura 112 a Figura 114 referem-se à série [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-

estigmastanos] coinjetados com a amostra ME em CGAR/EM (MIS),

representando a identificação desta série de compostos em todos os óleos estudados

neste trabalho [Tabela 12].

Esta é a primeira vez que se identifica compostos alquil-esteranos em

amostras Lacustres de água doce, como por exemplo: os componentes 3α(metil)-

5β(H)-estigmastano e 3β(metil)-5α(H)-estigmastano; entretanto, relatos da

literatura1,60 afirmam que esta classe de compostos está presente somente em óleos

de origem salina.

No Apêndice encontra-se a Tabela 22 com a descrição dos nomes para os

componentes detectados na fração neutra, além dos compostos que foram

identificados pela coinjeção da amostra com padrões sintetizados pelo grupo.

157 Lima, S. G. Tese de Doutorado. 2005. Universidade Estadual de Campinas, SP, Brasil.


156

Figura 109: Confirmação da presença de 3-metil-colestanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (A) Cromatograma de MIS (m/z 231) do óleo ME . (A1) Cromatograma de MIS (m/z 231) ampliado na região de interesse. (A2) Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3αααα(metil)-5ββββ(H)-colestano [144]. (A3) Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3ββββ(metil)-5αααα(H)-colestano [149].


157

Figura 110: Confirmação da presença de 3-etil-colestanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (B) Cromatograma de MIS (m/z 245) do óleo ME . (B1) Cromatograma de MIS (m/z 245) ampliado na região de interesse. (B2) Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3αααα(etil)-5ββββ(H)-colestano [166]. (B3) Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3ββββ(etil)-5αααα(H)-colestano [170].


158

Figura 111: Confirmação da presença de 3-propil-colestanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (C) Cromatograma de MIS (m/z 259) do óleo ME . (C1) Cromatograma de MIS (m/z 259) ampliado na região de interesse. (C2) Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3αααα(propil)-5ββββ(H)-colestano [176]. (C3) Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3ββββ(propil)-5αααα(H)-colestano [179].


159

Figura 112: Confirmação da presença de 3-metil-estigmastanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (A1) Cromatograma de MIS (m/z 231) do óleo ME ampliado na região de interesse. (A4) Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3αααα(metil)-5ββββ(H)-estigmastano [161]. (A5) Cromatograma de MIS (m/z 231) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3ββββ(metil)-5αααα(H)-estigmastano [164].


160

Figura 113: Confirmação da presença de 3-etil-estigmastanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (B1) Cromatograma de MIS (m/z 245) do óleo ME ampliado na região de interesse. (B4) Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3αααα(etil)-5ββββ(H)-estigmastano [173]. (B5) Cromatograma de MIS (m/z 245) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3ββββ(etil)-5αααα(H)-estigmastano [175].


161

Figura 114: Confirmação da presença de 3-propil-estigmastanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (C1) Cromatograma de MIS (m/z 259) do óleo ME ampliado na região de interesse. (C4) Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3αααα(propil)-5ββββ(H)-estigmastano [181]. (C5) Cromatograma de MIS (m/z 259) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 3ββββ(propil)-5αααα(H)-estigmastano [182].


162

Tabela 12: Diastereoisômeros das séries 3-alquil-colestanos e 3-alquil-estigmastanos identificados na fração neutra de óleos através da coinjeção de padrões sintéticos em CG/EM (MIS).

Óleos

Compostos LAD-1 LAD-2 M-1 M-2 ME-1 ME-2

3α(metil)-5β(H)-colestano Nd Nd Nd Nd Id Nd

3α(etil)-5β(H)-colestano Nd Nd Nd Nd Nd Nd

3α(propil)-5β(H)-colestano Nd Nd Nd Nd Id Id

3β(metil)-5α(H)-colestano Nd Nd Nd Nd Id Id

3β(etil)-5α(H)-colestano Nd Nd Nd Nd Id Id

3β(propil)-5α(H)-colestano Nd Nd Nd Nd Id Id

3α(metil)-5β(H)-estigmastano Id Nd Nd Nd Id Id

3α(etil)-5β(H)-estigmastano Nd Nd Nd Nd Nd Nd

3α(propil)-5β(H)-estigmastano Nd Nd Nd Nd Nd Nd

3β(metil)-5α(H)-estigmastano Id Nd Nd Nd Id Id

3β(etil)-5α(H)-estigmastano Nd Nd Nd Nd Id Id

3β(propil)-5α(H)-estigmastano Nd Nd Nd Nd Id Nd

Id = Identificado; Nd = Não detectado


163

5.3 Fortificação dos Óleos com 5ββββ(H)-Colano (C24) para

Quantificação de Esteranos.

A quantificação de compostos individuais usando análises em CG/EM ou

CG/EM-EM pode ser baseada na identificação de compostos sobre tempo de

retenção relativo para um padrão interno coinjetado com a amostra, e/ou por

comparação do espectro de massas do composto desconhecido com o componente

padrão da biblioteca de espectro de massas.

A coinjeção das amostras com padrões autênticos são essenciais para a

identificação, caracterização e quantificação dos compostos presentes. A

quantificação de biomarcadores em petróleo, tais como 5α(H)-colestano (20R e

20S), tem sido descrita na literatura79,80,81 com a coinjeção de amostras com um

padrão interno de estrutura e concentração conhecida e similar aos componentes a

serem quantificados, principalmente no que diz respeito à fragmentação no

espectrômetro de massas. Outra característica importante que um padrão interno

deve ter é a sua ausência, ou se presente em quantidade insignificante nas amostras

em estudo. Por outro lado, alguns padrões utilizados para quantificação são

deuterados, o que leva a modificação do íon-fragmento a ser monitorado entre os

componentes de interesse e o padrão utilizado.

Com o objetivo de quantificar biomarcadores da classe dos esteranos nas

amostras em estudo neste trabalho, utilizamos como padrão interno o composto

5β(H)-colano [Figura 115] por não estar presente nas amostras; por apresentar um

padrão de fragmentação no espectro de massas similar aos demais esteranos; e por

ser um composto com mesmo esqueleto estrutural do colestano e seus derivados.

Entretanto, ao invés de coinjetar diretamente a amostra com o padrão, resolvemos

fortificar (em triplicata) inicialmente todos os óleos bruto com o padrão interno em

uma massa conhecida e, posteriormente, fracionada para obtenção da fração neutra


164

(F1P1) de interesse. Desta forma será possível obter resultados mais reais da

concentração dos componentes na amostra devido ao fato do padrão interno sofrer

o mesmo processo de fracionamento e perda durante a obtenção das frações para

análise.

Com o intuito de se confirmar a presença de diastereoisômeros da classe

estigmastanos, de modo que depois pudessem ser quantificados, foi realizado

inicialmente a coinjeção da amostra ME [Figura 116] com dois padrões autênticos:

5β(H)-estigmastano (20R) [88] e 5α(H)-estigmastano (20R) [90], sintetizados por

Lima et al.157, confirmando a presença de ambos nas amostras em estudo. A

identificação dos componentes 5α(H)-colestano (20R) [74] e 5α(H)-colestano

(20S) [78] foi realizada pela comparação de seus espectros de massas com os

espectros da biblioteca Nist para estes compostos e também por comparação com o

perfil cromatográfico de várias análises relatadas na literatura1,60,79,80,81.

H

H H

H

5ββββ(H)-Colano

Figura 115: Estrutura do 5β(H)-colano.


165

Figura 116: Confirmação da presença de estigmastanos por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM (MIS). (A) Cromatograma de MIS (m/z 217) do óleo ME ampliado na região de interesse. (A1) Cromatograma de MIS (m/z 217) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 5ββββ(H)-estigmastano [88]. (A2) Cromatograma de MIS (m/z 217) referente à coinjeção da amostra ME com padrão 5αααα(H)-estigmastano [90].

Os componentes previamente identificados: 5α(H)-colestano (20R) [74] e

5α(H)-colestano (20S) [78]; 5β(H)-estigmastano (20R) [88] e 5α(H)-estigmastano

(20R) [90], foram quantificados nas amostras em estudo pela quantificação das

mesmas com padrão interno e os resultados estão descritos nas Tabela 13 e Tabela

14. As Figura 117 e Figura 118 mostram o perfil cromatográfico da análise por

CGAR-EM (MIS) dos óleos LAD e ME fortificados com padrão autêntico 5β(H)-

colano.


166

Figura 117: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM (MIS) em m/z 217. (A) Fração neutra (F1P1) do óleo LAD . (B) Fração neutra (F1P1) do óleo LAD fortificada com padrão sintético 5β(H)-colano.


167

Figura 118: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EM (MIS) em m/z 217. (A) Fração neutra (F1P1) do óleo ME . (B) Fração neutra (F1P1) do óleo ME fortificada com padrão sintético 5β(H)-colano.


168

Tabela 13: Quantificação de esteranos nos óleos Lacustres de água doce pelo método da fortificação com padrão interno 5β(H)-colano. Óleos Lacustres de Água Doce

Composto T. Retenção

(min.)

Concentração Padrão Interno

(ng/µµµµl) Área do

Composto

Área do Padrão Interno

Concentração do composto

(ng/µµµµl)

5β(H)-colano 29.174 100 0 17130000 0 5α(H)-colestano (20S) 40.879 100 931820 17130000 5.43

R1 5α(H)-colestano (20R) 42.411 100 1537000 17130000 8.97 5β(H)-estigmastano (20R) 48.606 100 886028 17130000 5.17 5α(H)-estigmastano (20R) 50.142 100 1572000 17130000 9.17





5αααα(H)-colestano (20S) 5αααα(H)-colestano (20R) 5ββββ(H)-estigmastano 5αααα(H)-estigmastano Média 6.43 10.94 7.78 11.66 Desvio Padrão 20.00% 18.85% 21.32% 16.43%


169

Tabela 14: Quantificação de esteranos nos óleos Marinhos evaporíticos pelo método da fortificação com padrão interno 5β(H)-colano. Óleos Marinhos Evaporíticos

Composto T. Retenção

(min.)

Concentração Padrão Interno

(ng/µµµµl) Área do

Composto

Área do Padrão Interno

Concentração do composto

(ng/µµµµl) 5β(H)-colano 29.243 300 0 51260000 0 5α(H)-colestano (20S) 40.981 300 95950000 51260000 561.54






5αααα(H)-colestano

(20S) 5αααα(H)-colestano

(20R) 5ββββ(H)-estigmastano

(20R) 5αααα(H)-estigmastano

(20R) Média 592.61 681.74 434.03 640.70 Desvio Padrão 23.65% 21.87% 19.87% 21.85%

Como resultado da quantificação dos componentes C27 - 5α(H)-colestano

(20S e 20R) e C29- 5α(H)-estigmastano (20S e 20R), foi possível observar que a

concentração destes compostos é cerca de 80 a 100 vezes maior nos óleos marinhos

evaporíticos quando comparados aos óleos lacustres de água doce. Este resultado

corrobora com a literatura uma vez que, altas concentrações de esteranos são

tipicamente provenientes de matéria orgânica marinha com maior contribuição de

algas planktônicas e benthicas. Inversamente baixa concentração de esteranos

indicam contribuição de matéria orgânica terrestre ou reproduzida

microbiologicamente, o que caracteriza óleos não-marinhos1,55.

Conclusão Parcial: Fração Neutra

170

5.4 Conclusão Parcial: Fração Neutra

A distribuição dos hidrocarbonetos lineares na fração neutra dos óleos LAD

e M em grandes concentrações mostram o baixo nível de biodegradação destes

óleos, apresentando como principais características geoquímicas a predominância

de n-alcanos de alto peso molecular e um ambiente deposicional oxidativo

determinado pela razão pristano/fitano >1. A distribuição bimodal dos n-alcanos,

com dois máximos, no óleo M sugere que o mesmo é proveniente de uma mistura

de óleo LAD +ME , uma vez que o óleo ME apresenta em sua composição

baixíssima concentração de n-alcanos, com predominância de baixo peso

molecular, o que indica que o óleo sofreu um processo de biodegradação. A

presença da série homóloga da classe cicloexanos mono- e dissubstituídos nos

óleos LAD e M , e ausência nos óleos ME , nos permite concluir que os mesmos

não podem ser provenientes das bactérias de biodegradação, por serem os óleos

ME os mais biodegradados, além disso, a distribuição similar destes compostos

com os n-alcanos mostra que ambos apresentam resistência similar a

biodegradação.

Os parâmetros geoquímicos determinados para cada óleo estudado e a

correlação entre os resultados obtidos e descritos na Tabela 8 (pág. 99) indicam que

os óleos apresentam evolução térmica semelhante, sendo termicamente pouco

evoluídos e com leve grau de maturidade, além de apresentarem nível de

biodegradação grau 1 (leve) e 4 (moderado), respectivamente para os óleos LAD e

ME .

O estudo relacionado à classe dos esteranos (normais e desmetilados) e

alquil-esteranos revela parâmetros importantes quanto à origem dos óleos. A

detecção de compostos norcolestanos; 4-desmetil-esteranos; e identificação de 2-, e

4-metil-esteranos nos óleos marinhos-evaporíticos corrobora com o tipo de fonte

Conclusão Parcial: Fração Neutra

171

marinha, entretanto a ausência destes componentes nos óleos mistos, indica maior

contribuição de óleo lacustre de água doce durante o processo de migração e

acumulação dos óleos.

A alta concentração de alquil-esteranos nas amostras ME correspondentes às

classes 3-alquil-colestanos, 3-alquil-24-metil-colestanos e 3-alquil-24-etil-

colestanos, variando o grupo alquila de metil a pentil, serviu de auxílio de

comparação para a detecção/identificação destes componentes nos demais óleos.

Dentre os compostos foram identificados a configuração de 2 componentes no óleo

LAD-1 ; 9 e 7 componentes respectivamente nos óleos ME-1 e ME-2; e ausência

destes compostos nos óleos M . Além disso, foram detectados e quantificados pela

primeira vez em amostras Lacustres de água doce (em menor concentração que

em amostras salinas), compostos alquil-esteranos correspondentes as classes acima

mencionada e que até então segundo os relatos da literatura encontravam-se

presente somente em óleos de origem salina. Este fato inédito é de grande

importância para a determinação dos parâmetros geoquímicos para esta classe de

óleos com relação ao ambiente deposicional das respectivas fontes geradoras.


173

CAPÍTULO 2

Caracterização Geoquímica da Fração Ácida por Caracterização Geoquímica da Fração Ácida por Caracterização Geoquímica da Fração Ácida por Caracterização Geoquímica da Fração Ácida por CGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM e CGAR/EMCGAR/EM e CGAR/EM----EM de Óleos de Diferentes EM de Óleos de Diferentes EM de Óleos de Diferentes EM de Óleos de Diferentes

Origens da Bacia Potiguar;Origens da Bacia Potiguar;Origens da Bacia Potiguar;Origens da Bacia Potiguar;

IDENIDENIDENIDENTIFICAÇÃO DE BIOMARCTIFICAÇÃO DE BIOMARCTIFICAÇÃO DE BIOMARCTIFICAÇÃO DE BIOMARCADORES ADORES ADORES ADORES ÁCIDOS POR CGAR/EM ÁCIDOS POR CGAR/EM ÁCIDOS POR CGAR/EM ÁCIDOS POR CGAR/EM E CGAR/EME CGAR/EME CGAR/EME CGAR/EM----EMEMEMEM::::


175

6 ANÁLISE DOS COMPONENTES ÁCIDOS

Os componentes ácidos presentes nos óleos em estudo neste trabalho [LAD

(1 e 2), M (1 e 2) e ME (1 e 2)], não foram objetos de estudos anteriores. Desse

modo análises comparativas dos resultados destes óleos e seus derivados a ésteres

metílicos (EM ) e a hidrocarbonetos (HAc), podem trazer contribuição a

geoquímica orgânica dos petróleos da Bacia Potiguar.

Os ácidos foram extraídos do petróleo como mostra o Fluxograma 2 (pag.

313). Antes e após serem transformados em seus respectivos ésteres metílicos, as

seis amostras foram analisadas em infravermelho onde observou-se o a vibração de

deformação axial da carbonila em 1711 cm-1 para os ácidos e 1740 cm-1 para os

ésteres derivados de ácidos; ausência da deformação axial da ligação O-H entre

3300-2500 cm-1 relativo ao grupo hidroxila do ácido na fração EM . Os óleos que

apresentaram concentração suficiente em componentes ácidos após purificação e

esterificação foram derivados a hidrocarbonetos (HAc) [Fluxograma 3; pag. 313].

As amostras M1 e LAD-2 após serem transformadas em ésteres metílicos, não

foram transformadas a hidrocarbonetos devido a baixa concentração de seus

componentes ácidos. Dessa maneira foram analisadas somente como ésteres

metílicos derivados dos componentes ácidos.

Os componentes ácidos presentes nas amostras ME (1 e 2), LAD-1 e M-2

foram analisadas como ésteres metílicos e também como hidrocarbonetos derivados

de ácidos.

As etapas de transformação dos ésteres metílicos à hidrocarbonetos, foram

acompanhadas por cromatografia de camada delgada (CCD) e espectroscopia na

região do infravermelho (IV), conforme está descrito no capítulo experimental

deste trabalho. A seguir apresentaremos a análise das frações EM e HAc por

classes de compostos.


176

6.1 Análises dos Ésteres Metílicos (EM) e Hidrocarbonetos

Derivados de Ácidos Lineares (HAc).

Os ésteres metílicos derivado dos ácidos lineares foram analisados em

CGAR/EM utilizando a técnica de varredura de íons totais e monitoramento de

íons, utilizando o íon-fragmento com relação m/z 74 proveniente do rearranjo de

McLafferty [Figura 119] nos ésteres de ácidos graxos.

OCH3 m/z 74

OCH3CH2

OH

C +

Alceno

γ

βα

H

ΗR

O

CCH2

CH2

C

C

OH

OCH3CH2

m/z 74

C

CH2

R H

Rearranjo de McLaffer ty

Figura 119: Rearranjo de McLafferty mostrando a formação do íon-fragmento com relação m/z 74 para os ésteres lineares.

Nas análises dos ácidos lineares detectou-se a presença dos ácidos

hexadecanóico (C16) e octadecanóico (C18) nas frações EM [Figura 120 a Figura

122] de todos os óleos aqui estudados, em altas concentrações com relação aos

demais ácidos graxos presentes nas amostras, além da predominância dos ácidos de

número de carbonos pares sobre os ímpares. Sugere-se que estes ácidos

carboxílicos de cadeia C16 (hexadecanóico) e C18 (octadecanóico), também

conhecidos como cetílico e esteárico respectivamente, sejam provenientes das

bactérias que atuam na formação do petróleo, uma vez que os mesmos são

predominantes nas amostras tipo LAD e M que apresentam baixo nível de

biodegradação (grau 1).


177

Nos óleos LAD-1 e LAD- 2 foram detectados a série completa de ácidos

lineares por CGAR/EM (varredura de íons totais) cujo perfil cromatográfico do

íon-fragmento extraído em m/z 74 [Figura 120 (A) e (B)] possui dois máximos, um

em C14 e outro em C21 com características de óleos lacustres de água doce. Nestes

óleos foram calculados o índice preferencial de carbonos (IPC) na fração EM ,

tanto para os ácidos de cadeia curta quanto para os de cadeia longa, utilizando-se os

dois máximos, de acordo com fórmula (1 e 2).

O cálculo do IPC para amostra LAD-1 apresentou os valores 0,85 e 0,59,

para ácidos de cadeia curta e longa respectivametne, indicando predominância dos

ácidos com número de carbonos ímpares sobre os pares. Para a amostra LAD-2 , o

cálculo do IPC apresentou os valores 1,41 e 1,12, para os ácidos de cadeia curta e

longa respectivamente, indicando predominância dos ácidos com número de

carbonos pares sobre os ímpares. Os resultados de ambas as amostras indicam que

estes óleos são termicamente pouco maturos, uma vez que valores do IPC maiores

ou menores que 1, são considerados imaturos e valores igual a 1, são considerados

maturos, conforme descrito na literatura1,60.

CPI = 2 x nC14 / (nC13 + nC15)

CPI = (nC22 - nC30) / (nC21 - nC29)

CPI = 2 x nC20 / (nC17 + nC19 + nC21)

Fórmula 1: Cáculo do IPC dos ácidos n-alcanóicos de cadeia curta da Fração EM .

Fórmula 2: Cálculo do IPC de ácidos n-alcanóicos de cadeia longa da Fração EM e HAc.

Fórmula 3: Cáculo do IPC dos hidrocarbonetos derivados de ácidos lineares (HAc) de cadeia curta.

A análise dos ácidos graxos no óleo ME-1 [Figura 121 (C)] apresentou

concentração um pouco maior do que em ME-2 [Figura 121 (D)]. É necessário

lembrar que estes óleos tem alto nível de biodegradação (grau 4), não apresentando

hidrocarbonetos lineares na fração FNs e baixas concentrações de ácidos graxos,

quando comparados aos demais óleos. Na análise dos óleos mistos M-1 e M-2

[Figura 122 (E) e (F)] que são provenientes da mistura de óleos lacustres de água


178

doce e marinho evaporítico, observa-se no perfil cromatográfico do íon-fragmento

extraído em 74 daltons que em M-1 [Figura 122 (E)] há contribuição mais

acentuada de óleo marinho, pois apresenta somente os ácidos graxos de cadeia

curta até 18 carbonos (C18), enquanto que M-2 [Figura 122 (F)] mostra uma

contribuição maior de óleo lacustre de água doce onde foram detectados ácidos

graxos de cadeia longa, ou seja maior que 18 carbonos. Este fato está concordante

com o perfil cromatográfico dos hidrocarbonetos apresentados na fração neutra.

O cálculo do IPC para amostra LAD-1 na fração HAc apresentou o valor de

0,80 para os hidrocarbonetos derivados de ácidos graxos de cadeia longa, indicando

predominância dos ácidos graxos ímpares sobre os pares e que este óleo é

termicamente pouco maturo, corroborando com o IPC do mesmo na fração EM .


179

Figura 120: Perfil cromatográfico de íon extraído em m/z 74 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração EM dos óleos LAD-1 e LAD-2 .


180

Figura 121: Perfil cromatográfico de íon extraído em m/z 74 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração EM dos óleos ME -1 e ME -2.


181

Figura 122: Perfil cromatográfico de íon extraído em m/z 74 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração EM do óleo M-1 e M-2.

A abundância relativamente alta dos ácidos nos óleos LAD analisados

poderia em princípio ser atribuída a pouca evolução térmica dos óleos, pois

usualmente óleos termicamente pouco evoluídos apresentam grandes quantidades

de ácidos enquanto que em óleos mais maturos poucas quantidades de ácidos são

observadas38,39. Contudo esta hipótese deve ser considerada com cautela, uma vez


182

que os ácidos carboxílicos presentes em petróleos podem ter várias origens, como

por exemplo:

� ácidos autóctones – que são gerados junto com os hidrocarbonetos8;

� ácidos incorporados durante o processo migratório33;

� ácidos provenientes de microrganismos através da síntese de novo, ou

oriundos das membranas celulares das bactérias responsáveis pela

biodegradação dos óleos36,37

Os espectros de massas dos ésteres metílicos dos ácidos hexadecanóico (C16)

e octadecanóico (C18) estão representados na Figura 123, uma vez que estes

componentes por estarem presentes em todos os óleos aqui estudados não refletem

o nível de biodegradação dos mesmos, pelo fato dos óleos do tipo LAD terem nível

de biodegradação leve, enquanto que segundo relatos da literatura36 grandes

quantidades destes compostos são encontrados em óleos muito biodegradados.

A Tabela 15 mostra a relação dos ácidos carboxílicos lineares derivatizados a

ésteres metílicos, presentes nas frações EM das amostras em questão, com seus

respectivos índice de retenção calculado a partir do tempo de retenção de

hidrocarbonetos lineares.


183

Figura 123: Espectro de massas representativo dos ésteres metílicos derivados dos ácidos hexadecanóico (C16) e octadecanóico (C18) presentes nas frações EM .


184

Tabela 15: Índice de retenção dos ésteres metílicos derivados dos ácidos carboxílicos lineares presentes nos óleos em estudo.

Índice de Retenção dos Ésteres Metílicos Derivados dos Ácidos

Presentes na Fração EM dos Óleos

Número de

Carbonos do

Ácido

correspondente

Massa

molecular

do Éster

Índice de

Retenção

do

Padrão158

LAD-1 LAD-2 ME-1 ME-2 M-1 M-2

nC12 214 --------- ---------

nC13 228 1400.78 1399.85 1399.85 1398.58 --------- 1399.85

nC14 242 1500.23 1499.98 1499.98 1500.23 1498.23 1500.08 1499.98

nC15 256 1600.55 1598.99 1598.99 1599.92 1599.92 1599.99 1599.99

nC16 270 1700.32 1701.02 1701.02 1702.00 1702.02 1701.02 1701.02

nC17 284 1801.10 1800.09 1800.09 1801.01 1801.00 1801.09 1801.09

nC18 298 1902.00 1898.96 1898.96 1899.45 1899.45 1898.96 1899.96

nC19 312 2000.23 2001.21 2001.21 --------- --------- 2001.45 2001.21

nC20 326 2100.09 2098.56 2098.56 2098.31 --------- 2099.96 2098.56

nC21 340 2200.53 2200.88 2200.88 --------- --------- --------- 2201.38

nC22 354 2301.23 2300.97 2300.97 --------- --------- 2301.37 2301.37

nC23 368 2400.14 2399.22 2399.22 --------- --------- --------- 2398.92

nC24 382 2500.17 2501.03 2501.03 --------- --------- 2499.93 2501.03

nC25 396 --------- --------- --------- --------- --------- --------- ---------

nC26 410 --------- --------- --------- --------- --------- --------- ---------

nC27 424 --------- --------- --------- --------- --------- --------- ---------

nC28 438 --------- --------- --------- --------- --------- --------- ---------

nC29 452 --------- --------- --------- --------- --------- --------- ---------

nC30 466 --------- --------- --------- --------- --------- --------- ---------

A análise dos componentes hidrocarbonetos derivados dos ácidos graxos

mostra em LAD-1 um perfil cromatográfico do íon-fragmento extraído em m/z 71

[Figura 124] com a mesma contribuição de componentes ácidos quando

comparado ao perfil cromatográfico dos ésteres metílicos lineares correspondentes

da fração EM , porém com uma mudança de concentração entre os componentes

158 Minguzzi, S. Tese de Doutorado. 1997. Universidade Estadual de Campinas, SP, Brasil.


185

apresentando dois máximos, um em C20 e outro em C27, devido a perdas dos ácidos

mais leves durante o processo de derivatização e purificação. A fração HAc dos

óleos tipo ME , mostram baixas concentrações dos derivados hidrocarbonetos

lineares que conferem o alto nível de biodegradação destes óleos (grau 4) [Figura

125 e Figura 126], também com contribuição similar ao apresentado na fração EM .

Para o óleo M-2, a análise da fração HAc apresentou baixas concentrações dos

hidrocarbonetos derivados dos ácidos quando comparada ao perfil cromatográfico

da fração EM , isto também se deve as perdas ocorridas durante o processo de

derivatização [Figura 127].

Comparando a distribuição dos componentes de ácidos graxos na fração

ácida com os componentes parafínicos na fração neutra, entre os óleos estudados,

podemos observar a similaridade quando comparados entre o mesmo tipo de óleo.

Desta forma, podemos concluir que a contribuição dos componentes ácidos

corrobora com os resultados obtidos na fração neutra quanto a distribuição das

parafinas e que, possivelmente os ácidos presentes não são provenientes do

processo de biodegradaçãouma vez que, os óleos mais biodegradados (ME-1 e

ME-2), possuem em sua constituição baixa concentração de ácidos graxos lineares.

Vale ressaltar que as amostras LAD-2 e M-1 não possuiam quantidades em

massa suficiente para serem derivatizadas a hidrocarbonetos, sendo somente

analisadas na fração EM .


186

Figura 124: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc do óleo LAD-1 .


187

Figura 125: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc dos óleos ME-1.


188

Figura 126: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc dos óleos ME-2.


189

Figura 127: Perfil cromatográfico de íon reconstruído em m/z 71 obtido da análise por CGAR/EM (varredura de íons totais) da fração HAc do óleo M-2.


190

6.2 Estudo de Ésteres Derivados de Ácidos Cicloexanóicos Mono- e

Dissubstituídos e Ésteres Lineares Ramificados.

Estudos de componentes da série alquil-cicloexanos e ácidos cicloexil-

alcanóicos mono- e dissubstituídos em petróleo relatado na literatura85,159 tem

revelado a presença destes compostos em óleos lacustres salinos e óleos marinhos

evaporíticos. Uma vez que a origem destes compostos é ainda desconhecida, alguns

relatos revelam que os ácidos ω-cicloexil-alcanóicos e ω-cicloeptil-alcanóicos são

os maiores constituintes de membranas celulares de diversas bactérias do gênero

Alicyclobacillus160, 161, 162. Rodrigues et al.163 caracterizaram a distribuição de

ácidos ω-cicloexil-undecanóico em óleos marinhos evaporíticos e lacustres de água

doce brasileiros e correlacionou a ocorrência da presença desta classe de compostos

com a presença de Alicyclobacillus spp.

Os biomarcadores ácidos do tipo cicloexil-alcanóicos e metil-cicloexano-

alcanóico foram detectados na fração EM dos óleos LAD em estudo neste trabalho,

embora em baixas concentrações, somente apresentaram a presença de dois

componentes [Figura 128], que de acordo com seus espectros de massas

representados pela Figura 129, sugere-se que sejam ácidos ciclo-alcanóicos mono-

e dissubstituído, ambos com 18 átomos de carbono, sendo eles: ácido metil-

cicloexano-undecanóico ou ácido cicloeptil-undecanóico [183] e ácido cicloexil-

dodecanóico [184]. A presença de ácidos cicloeptil-alcanóicos em membranas de

159 Alves, P. B. Tese de Doutorado. 1997. Universidade Estadual de Campinas, SP, Brasil 160 De Rosa, M.; Gambacorta, A.; Minale, L. Journal of the Chemical Society-Chemical Communications. 1971, 1334. 161 Goto, K.; Matsubara, H.; Mochida, K.; Matsumura, T.; Hara, Y.; Niwa, M.; Yamasato, K. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology. 2002, 52, 109-113. 162 Moore, B. S.; Walker, K.; Tornus, I.; Handa, S.; Poralla, K. Floss, H. G. Journal Organic Chemistry. 1997, 62, 2173-2185. 163 Rodrigues, D. C.; Vasconcellos, S. P.; Alves, P. B; Nascimento, L. R.; Abreu Filho, B. A.; Oliveira, V. M.; Manfio, G. P. Santos Neto, E. V.; Marsaioli, A. J. Organic Geochemistry. 2005, 36, 1443-1453.


191

algumas espécies do gênero Alicyclobacillus e a similaridade entre os espectros de

massas dos padrões 4-metil-cicloexano-carboxilato de metila (185), ácido

cicloexanobutanóico (185a) e cicloeptil-carboxilato de metila (186), deixa a

hipótese de qual classe de ácidos (metil-cicloexano- ou cicloeptil-alcanóico),

estaria presente nos óleos. Por outro lado, estes dados também sugerem que os

ácidos metil-cicloexano carboxílicos podem ser provenientes de ácidos cicloeptil

alcanóicos por abertura e fechamento do anel, isomerização esta que podem ocorrer

na rocha geradora pela presença de bactérias ou catalizadores minerais; podendo

também estes compostos ser provenientes das bactérias que atuam durante a

formação do petróleo.

Figura 128: (A) Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 74 obtido a partir da análise por varredura de íons totais; (A1) Ampliação da região circulada no perfil cromatográfico de íons reconstruídos em m/z 74; m/z 55; m/z 83; m/z 97; e m/z 296 (M+.).


192

Figura 129: Espectros de massas representativos para os componentes [183] e [184].

A Figura 130 mostra o espectro de massas dos compostos (185), (185a) e

(186) provenientes do banco de dados da biblioteca de massas NIST, onde foram

observadas as intensidades dos íons-fragmentos em m/z 55, 74, 83 e 97 para o 4-

metil-cicloexano-carboxilato de metila (185); m/z 55, 60, 83 e 111 para o ácido

cicloexanobutanóico (185a); e m/z 55, 74, 96 e 97 para cicloeptil-carboxilato de

metila (186), como principais características que diferenciam estes dois compostos.


193

Figura 130: Espectros de massas da biblioteca Nist para os componentes padrões 4-metil-cicloexano-carboxilato de metila [185]; ácido cicloexanobutanóico [185a] e cicloeptil-carboxilato de metila [186].

Como podemos verificar o espectro de massas dos compostos [183] e [184]

mostram a presença de outros componentes co-eluindo com os mesmos observado

pelas intensidades dos íons-fragmentos com m/z 101, 131, 179, 219, entre outros.

Também é possível observar pelo perfil cromatográfico do composto [183] a co-


194

eluição de outro composto [183a] como mostra a Figura 131, quando mesmo é

ampliado.

Figura 131: Perfil cromatográfico ampliado obtido da análise por varredura de íons totais da amostra LAD1 – Fração EM .

A comparação do espectro de massas ao longo dos compostos [183] e [183a]

com a biblioteca NIST [Figura 132], sugere que o componente [183a] seja o ácido

3, 7, 11, 15-metil-hexadecanóico, também conhecido como ácido fitanóico,

comumente encontrado na forma de hidrocarboneto nas frações neutras de petróleo

e sedimentos, como já discutidos em capítulo anterior.


195

Figura 132: Comparação do Espectro de Massas do composto 183a com espectros da Biblioteca Nist, indicando como maior probabilidade (70.25%) ser o componente ácido 3,5,7,11-metil-hexadecanóico.


196

6.3 Análise de Ésteres e Hidrocarbonetos Derivados de Ácidos

Terpanóicos Tricíclicos.

Terpanos constituem uma classe de biomarcadores de grande importância em

geoquímica orgânica. Estes compostos são extensivamente empregados como

parâmetros de maturidade, biodegradação e origem da matéria orgânica. Assim

como já foi discutido no Capítulo I deste trabalho sobre os terpanos tricíclicos

detectados nas frações neutras, os componentes ácidos terpanóicos tricíclicos

também podem ser precursores dos hidrocarbonetos terpanos tricíclicos por

descarboxilação. Dentre os precursores podemos sugerir para esta classe os

seguintes ácidos: 1) ácido abiético e seus derivados [Figura 133]; 2) ácidos

pimáricos e seus derivados [Figura 133]; 3) ácidos de cadeia lateral extendida com

estrutura similar ao triciclohexaprenol [Figura 134]. Dentro destas classes,

podemos subdividir os ácidos terpanóicos tricíclicos em saturados e aromáticos,

além de poderem ter em sua estrutura o grupo carboxílico (-COOH) ligado a cadeia

lateral estendida no anel C ou ligado ao anel A de um componente tricíclico.

C O O H

Á c id o A b ié t i c o

C O O H

Á c id o P im á r ic o

A B

C

Figura 133: Estruturas representativas para o ácido abiético e ácido pimárico.


197

C O O H

O H

T r ic ic loh ex a p ren o l

a ta q u e b ac te r ia n o

A B

C

Figura 134: Proposta sugerida para a formação dos ácidos terpânicos de cadeia lateral estendida a partir do triciclohexaprenol.

Neste trabalho inicialmente foram analisados os ácidos terpânicos tricíclicos

saturados e aromáticos na fração EM a partir dos íons extraídos da varredura de

íons totais (VIT ) obtidos por CGAR/EM. Em seguida foi realizada análise por

monitoramento de íons selecionados (MIS ), onde dentre os principais íons-

fragmentos adquiridos temos: m/z 74 (rearranjo de McLafferty; Figura 119; pág.

172); m/z 145 (característico de éster metílico de ácidos terpanóicos tricíclicos

aromáticos > C24)164; m/z 163 e 177 (componentes tricíclicos desmetilados pelo

processo de biodegradação); m/z 191; além do íon molecular e [M-CH3] de cada

componente ácido tricíclico com número de carbonos que variam de C19 a C40,

considerando a princípio o grupo carboxílico ligado a cadeia lateral do anel C, com

estrutura similar ao triciclohexaprenol [Figura 134]. Também foram monitorados

os ácidos terpanóicos tricíclicos com o grupo carboxílico ligado ao anel A com

estrutura similar ao ácido abiético [Figura 133], monitorando os principais íons-

164 Azevedo, D. A.; Aquino Neto, F. R.; Simoneit, B. R. T. Organic Geochemistry. 1994, 22(6), 991-1004.


198

fragmentos característicos: [M-CH3]; [M-COOCH3]; e os respectivos íons

moleculares. A Figura 135 mostra as estruturas dos principais componentes ácidos

terpânicos tricíclicos.

HO OC

COOH

HO OC

COOH

C19H 26O 2M =292

COH

O

C21H 36O2M =320

C20H 34O2M =306

C20H 28O 2M =300

n

n = 1 a 10

COH

O

n

n = 1 a 10

[M -CH 3]

m /z 191m/z 177 (-CH3)

m /z 191

[M -CH 3]

M = 320 a 600 M = 306 a 586

A B

C

Figura 135: Estruturas de ácidos terpânicos tricíclicos monitorados na fração EM das amostras em estudo.

Como resultado das várias análises realizadas na fração EM para detectar

ácidos terpânicos tricíclicos em cada óleo estudado neste trabalho, foram

detectados vários componentes ácidos tricíclicos, que serão discutidos e propostos

no decorrer deste capítulo, que se dividem em saturados e aromáticos, além

também de subdividirem-se entre os tricíclicos normais e os desmetilados.


199

Na análise por CGAR/EM utilizando a técnica de VIT dos óleos LAD (1 e 2)

apesar de apresentar grande concentração de ácidos graxos lineares, foi possível

detectar a presença de 2 componentes ácidos terpânicos tricíclicos extraindo o íon-

fragmento em 191 daltons, como mostra a Figura 136. Comparando o perfil

cromatográfico destes óleos podemos observar maior concentração dos

componentes ácidos tricíclicos [187] e [188] no óleo LAD-2 .

Figura 136: Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM dos óleos LAD1 e LAD2 .

O espectro de massas dos componentes ácidos tricíclicos detectados na

fração EM da amostra LAD , bem como nas demais amostras em estudo, foram

comparados com alguns espectros de massas de compostos neutros e ácidos


200

tricíclicos [Figura 137] arquivados no software da biblioteca Nist05, com o

objetivo de auxiliar na determinação da proposta estrutural para os componentes

ácidos tricíclicos detectados nas amostras em estudo. Também foram comparados

aos espectros de massas de ácidos terpenóicos tricíclicos relatados na literatura164.

Figura 137: Espectros de massas de componentes terpanos tricíclicos ácidos e neutros provenientes do software da biblioteca Nist05.

O espectro de massas dos compostos [187] e [188] [Figura 138] mostram os

importantes íons-fragmentos com relação m/z 305 e 319, respectivamente, referente

a perda de um grupo metila [M – CH3]; m/z 191 como pico base, proveniente da


201

quebra entre o anel B e C; a m/z 123 proveniente da quebra entre o anel A e B;

além dos respectivos íons moleculares [M+. (320 e 334 daltons), respectivamente).

Figura 138: [A] Espectro de massas do composto [187] e a respectiva proposta estrutural. [B] Espectro de massas do composto [188] e a respectiva proposta estrutural.

Com o objetivo de reforçar que os compostos [187] e [188] detectados

possuem o esqueleto estrutural proposto acima, foram realizadas análises por

CGAR/EM-EM através das técnicas: Varredura de íons produtos (VIP ); Varredura

de íons precursores (VIPRE ) e Monitoramento de reações simples (MRS), sendo

que neste último foi realizado somente a transição íon-precursor → íon-produto

[M+. → 191], como mostra a Figura 139.


202

Figura 139: [B1] Perfil cromatográfico (expandido) de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo LAD2 ; [B2] Perfil cromatográfico da Varredura de íons produtos (VIP ) na faixa de massas do composto [187]; [B3] Perfil cromatográfico do Monitoramento de reação simples (MRS) da transição [M+. (320) → 191] para o composto [187]; [B4] Perfil cromatográfico da Varredura de íons produtos (VIP ) na faixa de massas do composto [188]; [B5] Perfil cromatográfico do Monitoramento de reação simples (MRS) da transição [M+. (334) → 191] para o composto [188]; [B6] Perfil do espectro de massas provenientes da VIP e VIPRE para os compostos [187] e [188].

Com base nos resultados obtidos a partir das análises por CGAR/EM e

CGAR/EM-EM podemos sugerir que os compostos [187] e [188] [Figura 140]

possuem estrutura similar ao triciclohexaprenol, uma vez que a presença do íon-


203

fragmento em 191 daltons e sua relação direta com o íon molecular como

precursor, justifica o fato do grupo carboxila não está ligado ao anel A. Outro fato

importante, é a presença dos íons-fragmentos com relação m/z 109 e 123

comumente presentes na fragmentação de compostos hidrocarbonetos tricíclicos,

devido a quebra entre o anel A e B, conforme mostra a proposta de fragmentação

destas estruturas na Figura 141.

CO

O

CH3

C22H38O2

334.54

COOCH3

C21H36O2

320.52

m/z 191

m/z 123

[M - CH 3]+

m/z 191

[M - CH 3]+

m/z 123

[187] [188] Figura 140: Estruturas dos ésteres metílicos dos ácidos terpânicos tricíclicos esterificados propostas para os componentes [187] e [188] detectados na Fração EM dos óleos estudados neste trabalho.


204

R

2e

R

H

R

RR

R

m/z 191

9

11

8

14

R = -(CH2)nCOOCH3

n = 0 ou 1

RH

R

2e

R

RR clivagem αααα

R

m/z 123

R

R = -(CH2)nCOOCH3

n = 0 ou 1

R9

11

8

14

R = -(CH2)nCOOCH3

n = 0 ou 1

CH3

R

[M - CH 3]+

e

e

Figura 141: Propostas de fragmentação dos compostos ácidos terpanóicos tricíclicos [187] e [188] para formação dos íons-fragmentos [M+. – 15]; m/z 191; e m/z 123.

A análise dos óleos ME (1 e 2) por CGAR/EM (VIT ) apresentou baixa

concentração de ácidos graxos lineares, como já foi discutido no item anterior,

entretanto foi detectado somente a presença de 1 componente ácido terpânico


205

tricíclico quando extraído o íon-fragmento em 191 daltons a partir dos dados

obtidos na VIT , como mostra a Figura 142. Comparando o tempo de retenção do

componente detectado nestes óleos e o respectivo espectro de massas, com os que

foram detectados nos óleos LAD , observamos que se trata do mesmo composto

ácido tricíclico [188] sugerido para os óleos LAD .

Figura 142: Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM dos óleos ME1 e ME2.

A presença deste mesmo composto ácido tricíclico [188] também se encontra

na fração EM da amostra M2 [Figura 143], apresentando mesmo tempo de

retenção e padrão de fragmentação das massas.


206

Figura 143: Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo M2.

Outro fato que podemos observar é a presença de componentes ácidos

terpânicos pentacíclicos nestas amostras, com maior concentração nos óleos ME (1

e 2) e M2, quando comparados ao óleo LAD2 . A presença destes compostos nas

amostras em questão serão discutidas posteriormente.

Diferentemente dos óleos LAD (1 e 2), ME (1 e 2) e M2, a extração do íon-

fragmento com 191 daltons a partir do resultado da análise por CGAR/EM (VIT )

para a fração EM do óleo M1 mostrou um perfil cromatográfico completamente

diferente [Figura 144(D)], indicando a presença de dois componentes ácidos

tricíclicos [compostos 193 e 195] eluindo em um tempo de retenção superior aos

detectados anteriormente. Entretanto, monitorando outros íons-fragmentos

característicos, como por exemplo: m/z 163 e m/z 177 (íons-fragmentos

característicos na fragmentação de terpanos tricíclicos desmetilados neutros e

ácidos), pôde-se observar a presença de outros componentes ácidos tricíclicos

[compostos 190, 191, 194 e 195] [Figura 144(B) e (C)].


207

Figura 144: [A] Perfil cromatográfico da varredura de íons totais íons obtido pela análise por CGAR/EM da Fração EM do óleo M1. [A1] e [A2] Ampliação do cromatograma de VIT; [B] Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 163; [C] Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 177; [D] Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191.

A detecção destes compostos no perfil cromatográfico de varredura de íons

totais tornou possível obter o espectro de massas de cada componente [Figura 145],

viabilizando a comparação com espectros de massas de padrões relatados na

literatura104,164, bem como alguns também relatados na biblioteca Nist05, com o

objetivo de propormos a estrutura que mais se adequasse ao padrão de

fragmentação apresentado no perfil espectral. Entretanto, vale ressaltar que a

confirmação estrutural destes componentes só é possível através da coinjeção de

padrões sintéticos ou técnicas mais avançadas de elucidação estrutural.


208

Figura 145: Espectros de massas dos componentes detectados na Fração EM do óleo M-1. [Componentes 189 a 196].

Um estudo minucioso sobre o perfil cromatográfico da varredura de íons

totais [Figura 144(A), pág. 203] mostrou a presença de ácidos terpânicos tricíclicos

aromáticos [compostos 189 e 196], quando comparado os respectivos espectros de


209

massas com os dos padrões provenientes do software da biblioteca Nist [Figura

146 e Figura 147], sugerindo que o composto [189] seja um ácido tricíclico

aromático no anel C e com o grupo carboxílico ligado ao anel A [Figura 148].

Enquanto que o composto [196] apresenta-se também como um ácido tricíclico

aromático no anel C com o grupo carboxílico ligado ao anel A, porém acrescentado

de um grupo carbonila ligado ao anel B [Figura 148].

Figura 146: Comparação do Espectro de Massas do composto [189] com espectros da Biblioteca Nist05, indicando como maior probabilidade (90.67%) ser o componente derivado do ácido dehidroabiético.


210

Figura 147: Comparação do Espectro de Massas do composto [196] com espectros da Biblioteca Nist05, indicando como maior probabilidade (95.65%) ser o componente derivado do ácido 7-oxo-dehidro-abiético.

C

OOH

CO

O OH

C20H26O3314.42

C20H28O2300.44

[189] [196]

Figura 148: Estruturas propostas para os componentes ácidos tricíclicos [189] e [196] detectados na Fração EM do óleo M-1.


211

Entretanto, para os demais compostos detectados no óleo M-1 [componentes

190, 191, 192, 193, 194 e 195] a comparação de seus respectivos espectros de

massas com os espectros de padrões sintéticos da Nist05, não gerou resultados

comparativos de probabilidade aceitável entre os padrões de fragmentação que

pudesse em primeiro instante informar o possível esqueleto estrutural básico de

cada componente. Devido a isto, foram realizadas análises por CGAR/EM-EM

através das técnicas: VIP ; VIPRE ; e MRS, de modo que por meio dos resultados

obtidos fosse possível propormos o esqueleto químico estrutural de tais

componentes. Uma vez que os componentes [189] e [196] tiveram previamente sua

estrutura química definida, também foram incluídos neste mesmo estudo com o

objetivo de averiguar os possíveis íons-precursores que geram os íons-fragmentos

durante o processo de fragmentação.

O resultado da análise por CGAR/EM-EM (MRS) para o componente [189]

[Figura 149] mostra que o íon-produto com relação m/z 239 pode ser proveniente

de dois íons-precursores: o íon molecular de massa 314 daltons e o íon-fragmento

de relação m/z 299 proveniente da perda de um grupo metila ligado ao carbono C10

[Figura 150], com maior contribuição deste último. Também mostra a baixa

contribuição da formação do íon-produto de relação m/z 74 a partir do íon

molecular, referente ao rearranjo de McLafferty, o que justifica a imperceptividade

deste fragmento no espectro de massas de varredura de íons totais.


212

Figura 149: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo M-1; [A1] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (314) → 74] para o composto [189]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (314) → 299; (M – CH3)] para o composto [189]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (314) → 239] para o composto [189]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [m/z 299 (M – CH3) → 239] para o composto [189].


213

OO

OO C H 3 OO

[ M - 1 5 ]

m / z 2 9 9M = 3 1 42 e

1 0

1

2

5

OO

E M

H C O 2C H 3m / z 2 3 9

OOH

OO

H

OO

H

OO

H

OO

H

OO OO

C H 3

H

OO

C H 3

H

OO

H 3CC H 3

H

m / z 2 3 9

G r u p o 1

G r u p o 2

M = 3 1 4

Figura 150: Proposta de fragmentação do componente [189] para formação dos íons-fragmentos em m/z 299 [M+. – CH3] e m/z 239 [M+. – C3H7O2; ou m/z 299 – C2H4O2].

O resultado da análise por CGAR/EM (VIT ) para o componente [190]

fornece um íon molecular com 298 daltons e perda característica de um grupo

metila (m/z 283) [M+. – CH3], além da presença de dois íons-fragmentos intensos:

m/z 267 [M+. – 31]; m/z 163 [M+. – 135]. O valor da massa unitária do íon

molecular, quando comparado com os componentes já propostos anteriormente,

sugere que o composto [190] possui uma deficiência de 8 hidrogênios,

diferentemente do componente [189] que possui deficiência de 6 hidrogênios.

Como são componentes de mesmo esqueleto estrutural, sugerimos se tratar de um


214

diterpano ácido tricíclico aromático no anel C com mais uma insaturação em sua

estrutura. Além disso os íons fragmentos mais intensos mostram a perda do grupo

metila que deve ser proveniente da sua ligação ao carbono C10; perda de um grupo

de massa unitária igual a 31 daltons podendo ser um radical metóxi (.OCH3); e

perda de um grupo com 135 daltons de massa unitária podendo ser um fragmento

neutro formado a partir de rearranjos ocorridos na molécula durante a

fragmentação. Devido a essas possiblidades podemos sugerir 3 estruturas: dois

derivados de compostos encontrados em produtos naturais, como por exemplo em

resinas de plantas superiores (197 e 198, derivados do ácido pimárico e abiético

respectivamente); e um derivado de compostos encontrados em betume proveniente

de algas verdes unicelulares164 (190’) [Figura 151].

C

O

O C H3C

OO

C H 3

CO O

C H 3

M = 2 9 8 M = 2 9 8 M = 2 9 8

[ 1 9 0 ' ][ 1 9 7 ] [ 1 9 8 ]

Figura 151: Estruturas de ácidos terpânicos tricíclicos esterificados, propostos para o componente [190] detectado na fração EM do óleo M1.

O monitoramento das transições entre o íon molecular e os íons-produtos

(mais intensos) obtidas por CGAR/EM-EM utilizando as técnicas VIP e MRS

mostra que os três íons-fragmentos principais (m/z 283; 267; e 163) são resultantes

da fragmentação direta do íon molecular [Figura 152]. Logo, dentre as estruturas

propostas na Figura 151 a estrutura [197] é a que mais contribui para a formação

destes fragmentos e o processo de fragmentação para formação dos mesmos está

proposto na Figura 153. Entretanto, devido a alta reatividade das insaturações em


215

carbonos terminais, dificilmente o composto [197] estaria presente em óleos após

sofrerem estresse térmico e pressão durante sua evolução.

Figura 152: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo M1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP ) da transição [M+. (298) → 70 - 310] para o composto [190]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (298) → 283; (M – CH3)] para o composto [190]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (298) → 163] para o composto [190]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (298) → 267] para o composto [190]. [A5] Perfil do espectro de massas obtido por GCAR/EM-EM (VIP ) [M+. (298) → 70 - 310].


216

CO

OCH3

CH3

CO

OCH3

CO

OCH3

[M = 298][M - 15]

m/z 283

CO

O CH3OCH3

CO

CO

[M - 31]

m/z 267

Grupo 1

Grupo 2

CO

OCH3C

O

OCH3

m/z 163

Grupo 3

Rearranjo

Figura 153: Proposta de fragmentação do componente [190] para formação dos íons-fragmentos em m/z 283 [M+. – CH3]; m/z 267 [M+. – .OCH3 ], e m/z 163 [M+. – 135].

O resultado do padrão de fragmentação no espectro de massas dos

componentes [191] e [193] [Figura 145, pág. 204] mostra similaridade com o

padrão de fragmentação do componente [190], acrescentado de 14 e 28 unidades de

massas, respectivamente, proveniente da adição de grupo metileno [(-CH2)n, n = 1,

2] a estrutura. O monitoramento das transições entre o íon molecular e os íons-

produtos (mais intensos) obtidas por CGAR/EM-EM utilizando as técnicas VIP e

MRS mostra que os cinco íons-fragmentos principais (m/z 297; 283; 281; 177; e

163) para o composto [191] e (m/z 311; 297; 295; 191; e 163) para o componente

[193] são resultantes da fragmentação direta do íon molecular [Figura 154 e Figura

155].


217

Figura 154: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo M1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP ) da transição [M+. (312) → 70 - 320] para o composto [191]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 297; (M – CH3)] para o composto [191]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 163] para o composto [191]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 177] para o composto [191]. [A5] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 281] para o composto [191]. [A6] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (312) → 283] para o composto [191]. [A7] Perfil do espectro de massas obtido por GCAR/EM-EM (VIP ) [M+. (312) → 70 - 320].


218

Figura 155: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo M1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP ) da transição [M+. (326) → 70 - 330]; [A2] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 311; (M – CH3)]; [A3] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 163]; [A4] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 177]. [A5] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 191]. [A6] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 295]. [A7] Perfil cromatográfico (MRS) da transição [M+. (326) → 297]. [A8] – [A11] Perfil do espectro de massas obtido por GCAR/EM-EM (VIP ) [M+. (326) → 70 - 330] para os componentes [192], [193], [194], [195] respectivamente.

Devido a similaridade podemos sugerir que os componentes [191] e [193]

são ácidos terpânicos tricíclicos homólogos do componente [190] [Figura 156],

pois ambos apresentam perda de um grupo metila [M+ – 15] e perda de um grupo


219

metóxi [M+ – 31] a partir do íon molecular, além de apresentarem o íons-

fragmentos m/z 177 e m/z 191, respectivamente, que se referem ao íon-fragmento

m/z 163 [Figura 153, pág. 212] acrescentado de 14 ou 28uma correspondente a

grupos metilenos (-CH2) adicionados a cadeila lateral ligada ao anel C. Além disso,

esses três componentes apresentam eluição em tempos de retenção: 62.064, 63.702

e 65.271min., respectivamente, onde a diferença entre a seqüência de eluição é de

1.6min.

CO

OCH3

C20H26O2M= 298

[190] = [190']

CO

OCH3

C21H28O2M= 312

[191]

CO

OCH3

C22H30O2M= 326

[193]

Figura 156: Estruturas de ácidos terpânicos tricíclicos esterificados, proposto para os componentes [190], [191] e [193] detectado na fração EM do óleo M-1.

Com relação aos espectros de massas referentes aos componentes [192],

[194] e [195] [Figura 145, pág. 204] e o monitoramento das transições entre o íon

molecular e os íons-produtos (mais intensos) obtidas por CGAR/EM-EM,

utilizando as técnicas VIP e MRS, mostram que os principais íons-fragmentos são

resultantes da fragmentação direta do íon molecular [Figura 155, pág. 214], além

de apresentarem massa molecular igual ao componente [193] e um padrão

fragmentação semelhante. Entretanto, os compostos [192] e [194] também

apresentam íons-fragmentos abaixo de 100 daltons, com intensidades relativamente

significativas diferentemente do componente [193], enquanto que o composto [195]

apresenta uma coeluição de dois compostos. Com base nestes resultados e nos


220

espectros de massas de padrões de ácidos terpânicos tricíclicos e dos demais

apresentados neste trabalho, podemos somente sugerir que os componentes [192;

194; e 195] possuem o mesmo esqueleto estrutural do componente [193], mas

podendo diferenciar nos seguintes pontos:

� posição da dupla ligação do anel B;

� posição da cadeia lateral com o grupo carboxílico no anel C;

� possibilidade do grupo carboxílico estar ligado ao anel A;

� diastereoisomeria dos carbonos C5 e C10.

O espectro de massas dos componentes ácidos tricíclicos insaturados

detectados na fração EM da amostra M1, foram comparados com alguns espectros

de massas de compostos ácidos tricíclicos aromáticos [Figura 157] arquivados no

software da biblioteca Nist05, com o objetivo de auxiliar na determinação da

proposta estrutural para estes compostos. Também foram comparados aos espectros

de massas de ácidos terpenóicos tricíclicos relatados na literatura164.

Todos os componentes ácidos terpânicos tricíclicos propostos até aqui são

possíveis serem encontrados em amostras geológicas uma vez que, seus precursores

naturais provém de resinas de plantas165, 166, conhecidos como ácidos resínicos

como é o caso dos derivados dos ácidos abiético e pimárico, e/ou de algas verdes

unicelulares encontradas em betume Tasmanian tasmanite164, como é o caso dos

compostos semelhantes ao triciclohexaprenol [Figura 134, pág. 193].

165 Peters, K. E.; Walters, C. C.; Moldowan, J. M. The Biomerker Guide: Biomarkers and Isotopes in the Environment and Human History. 2005, vol. 1, 2nd Ed, Cambridge University Press. 166 Killops, S. and Killops, V. Introduction to Organic Geochemistry. 2005, 2nd Ed., Blackwell Publishing.


221

Figura 157: Espectros de massas de componentes aromáticos terpanos tricíclicos ácidos provenientes do software da biblioteca Nist05.

O resultado da análise por CGAR/EM-EM (MRS) para o componente [196]

[Figura 158] mostra que o íon-produto com relação m/z 253 é proveniente do íon

molecular de massa 328 daltons, sendo um íon-produto formado a partir da perda

de um fragmento com m/z 75. Como o componente [196] apresenta baixo índice de

fragmentação, similarmente ao espectro de massas do padrão da Nist05 indicativo

para este composto [Figura 147, pág. 206], este resultado evidencia que tal

componente se trata da estrutura química anteriormente proposta.


222

Figura 158: [A] Perfil cromatográfico (expandido) da análise por varredura de íons totais da Fração EM do óleo M-1; [A1] Perfil cromatográfico (VIP ) da transição [M+. (328) → 253].

A análise dos componentes hidrocarbonetos terpanos tricíclicos derivados

dos ácidos terpânicos (fração HAc) mostra em LAD-1 um perfil cromatográfico do

íon-fragmento extraído em m/z 191 [Figura 159] com uma contribuição semelhante

quando comparado ao perfil cromatográfico dos ácidos terpânicos esterificados

(fração EM) , porém com uma mudança na eluição dos componentes, onde não foi

possível detectar a presença do composto [187] detectado na fração EM deste óleo

[Figura 136, pág. 195]. Isto se deve a perdas de material ocorridos durante o

processo de derivatização, uma vez que este composto se apresentava em baixa

concentração na fração EM . Por outro lado, foi detectado a presença do

componente [188a] na fração HAc que corresponde ao componente [188] reduzido

a hidrocarboneto, conforme seu padrão de fragmentação apresentado no espectro de

massas [Figura 160].

Além deste composto, foi detectado um novo ácido terpânico tricíclico na

fração HAc do óleo LAD-1 , não detectado na fração EM do mesmo e que, de

acordo com seu padrão de fragmentação apresentado sugere-se que seja um


223

homólogo do componente [188a] com 42 daltons proveniente da adição de 3

grupos metilenos (-CH2) na cadeia lateral estendida ligada ao anel C [Figura 160].

A análise da fração HAc dos óleos ME-1 e M-2 apresentou uma distribuição

de derivados de ácidos terpânicos tricíclicos similar ao apresentado na fração HAc

do óleo LAD-1 , onde foram detectados os mesmos componentes [Figura 159]

Figura 159: [A]-[C] Perfil cromatográfico de íons extraídos em m/z 191 obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração HAc dos óleos LAD-1 , M-2 e ME-1.


224

Figura 160: [A]-[B] Espectros de massas dos componentes [188a] e [197].

Vale novamente ressaltar que, as amostras LAD-2 e M-1 não possuiam

quantidades em massa suficiente para serem derivatizadas a hidrocarbonetos, sendo

somente analisadas na fração EM .


225

6.4 Análise de Ésteres e Hidrocarbonetos Derivados de Ácidos

Terpanóicos Pentacíclicos.

Os hopanos são compostos muito discutidos na literatura no estudo de óleos

e sedimentos, acredita-se que estes compostos sejam provenientes da membrana

celular de bactérias111. Os ácidos terpanóicos pentacíclicos do tipo hopano não são

uma classe muito explorada no estudo de óleos, entretanto, alguns autores sugerem

que estes compostos possam dar informações a respeito da migração e maturação,

complementando as informações obtidas pelos hopanos neutros33,38,39. Contudo,

normalmente estes compostos são os maiores constituintes cíclicos ácidos presentes

em óleos e sedimentos e têm sido empregado, assim como os hopanos neutros

correspondentes, também como parâmetro de biodegradação85, 108.

Similarmente aos hopanos neutros, sugere-se que o precursor para os

componentes ácidos hopânicos seja o bacteriohopanotetrol, já mencionado

anteriormente [Figura 47, pág. 79], sendo um poliol encontrado em células

procarióticas de membranas lipídicas de bactérias anaeróbias e cianobactérias. A

conversão destes bacteriohopanopolióis para a classe de geohopanos (C27 a C30)

têm sido extensivamente estudada na exploração de petróleo. Entretanto, por

possuírem diversos centros quirais em seu esqueleto estrutural, estes compostos

podem sofrer mudanças estereoquímicas quando submetidos a estresse térmico que

lhe conferem parâmetro de maturidade da matéria orgânica113, bem como a perda

de unidades de carbono durante o processo de biodegradação por bactérias85,108.

Em geral a distribuição molecular de ácidos carboxílicos em óleos brutos

podem ser afetados durante o processo migratório33 por dois fenômenos: 1) efeito

“washing”, onde ocorre incorporação de ácidos de diferentes níveis de maturidade;

ou 2) por efeitos geocromatográficos, onde ocorre perdas devido a diferença de

polaridade33,37,112.


226

A classe de compostos ácidos terpanóicos pentacíclicos (hopanos), foram

analisadas por CGAR-EM utilizando-se das técnicas de análise VIT e MIS . No

modo de aquisição por MIS utilizamos os íons com relação m/z 177 (hopanos

desmetilados) e m/z 191, correspondentes ao pico base nesta classe de compostos, e

outros íons característicos da fragmentação de terpanos pentacíclicos (por exemplo,

m/z 207, 221, 235, 249, 263, 277 e 291) provenientes do rompimento das ligações

entre os carbonos C12-C13 e C8-C14 (anel C/D) [Figura 161], além das

respectivas massas moleculares e M+ - 15 (correspondente a perda do grupo metila

ligado ao carbono C10 ).

R

R = (CH2)nCOOCH 3

onde, n = 0 a 3 (C30 a C33)

m/z 191

m/z 369

m/z 176 + R

A B

D

E

C1

2

3 4510 8

91413

12

17

21

22

COOCH3m/z 191

m/z 369

m/z 221

A B

D

E

C12

3 4510 8

91413

12

17

21 22

COOCH3

m/z 191

m/z 369

m/z 207

A B

D

E

C12

3 4510 8

91413

12

17

21

22

C29

C28

Figura 161: Estruturas representativa para os ácidos terpanóicos pentacíclicos do tipo hopano.

O perfil cromatográfico dos íons-fragmentos (m/z 191) extraído do resultado

da análise por CGAR/EM (VIT) de todas as frações EM das amostras em estudo,

mostra a presença de componentes ácidos terpânicos pentacíclicos com uma

variação em concentração entre os ácidos hopanóicos C30 a C33, onde nas amostras


227

LAD (1 e 2) [Figura 162 e Figura 165] e M-2 [Figura 164 e Figura 165]

prevaleceram os ácidos C30 e C31, enquanto que nas amostras ME (1 e 2) [Figura

163 e Figura 165] apresentaram maior abundância dos ácidos hopanóicos C32 e C33,

e ausência destes compostos na amostra M-1.

Figura 162: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM dos óleos: [A] LAD-1 ; [B] LAD-2 .

Figura 163: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM dos óleos: [C] ME-1; [D] ME-2.


228

Figura 164: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM dos óleos: [E] M-1; [F] M-2.


229

R

H

H

m/z 191

m/z 369

m/z 176 + R

1721

22

C30 R = COOCH3 C31 R = -CH2COOCH3

C32 R = (CH2)2COOCH3 C33 R = (CH2)3COOCH3

Composto Configuração

204 17α(H),21β(H), 22S

205 17α(H),21β(H), 22R

206 17β(H),21α(H), 22S

207 17β(H),21α(H), 22R

219 17β(H),21β(H), 22S

220 17β(H),21β(H), 22R


208 17α(H),21β(H), 22S

209 17α(H),21β(H), 22R

210 17β(H),21α(H), 22S

211 17β(H),21α(H), 22R


213 17α(H),21β(H), 22S

214 17α(H),21β(H), 22R

215 17β(H),21α(H), 22S

216 17β(H),21α(H), 22R


217 17α(H),21β(H), 22S

220 17α(H),21β(H), 22R

221 17β(H),21α(H), 22S

222 17β(H),21α(H), 22R

Figura 165: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 235; m/z 249; m/z 263; e m/z 277) obtidos a partir da análise por varredura de íons totais da Fração EM representativo para os óleos LAD ; ME ; e M .


230

O espectro de massas representativo para cada homólogo (C30 – C33) dos

ácidos hopanóicos detectados nas frações EM , bem como, as estruturas propostas,

estão representados na Figura 166.

Figura 166: Espectros de massas representativos para os componentes ésteres metílicos derivados de ácidos hopanóicos (C30 – C33) detectados na Fração EM dos óleos em estudo.

Comparando a análise da amostra M-2 [Figura 164 (F), pág. 224] com os

resultados dos monitoramentos apresentados na Figura 165 (pág.225), podemos

observar a presença de ácidos hopanóicos de cadeia curta entre C28 (composto 200

e 201) e C29 (composto 202 e 203) [Figura 161, pág. 222], confirmados sua

detecção pelo monitoramento dos íons-fragmentos m/z 207 e 221, respectivamente.

Como já discutido anteriormente, os compostos do tipo hopano apresentam

configuração biológica 17β(H), 21β(H)-(22R), nos carbonos C-17, C-21 e C-22.

Entretanto, esta configuração não é termodinamicamente a mais estável, ocorrendo

isomerização destas posições, durante o processo de catagênese do óleo, originando


231

compostos termodinamicamente mais estáveis com configuração 17α(H), 21β(H) e

17β(H), 21α(H), além de ocorrer a isomerização da configuração 22R para 22S.

Analisando a distribuição dos ácidos hopanóicos C30 (m/z 235), C31 (m/z

249), C32 (m/z 263) e C33 (m/z 277), na forma de ésteres metílicos representados na

Figura 165(pág. 225), foram detectados a presença das 3 séries diastereoisoméricas

dos ácidos hopanóicos: [17α(H), 21β(H) (22R e 22S); 17β(H), 21α(H) (22R e 22S);

e 17β(H), 21β(H) (22R e 22S), quando comparados com os dados da

literatura33,35,37,38,39,167. Além disso, os espectros de massas dos diastereoisômeros

também foram comparados entre si sendo possível diferenciá-los através da

intensidade entre os íons característicos (m/z 235; 249; 263; e 277), representado

pelos espectros de massas dos diastereoisômeros ésteres metílicos derivados de

ácidos hopanóicos C30 [Figura 167].

167 Barakat, A. O. and Yen, T. F. Organic Geochemistry. 1990, 15(3), 299-311.


232

Figura 167: Espectros de massas comparativo dos diastereoisômeros ésteres metílicos derivados de ácidos hopanóicos (C30H50O2) detectados na Fração EM do óleo tipo LAD .

A presença dos componentes ácidos hopânicos na fração ácida de cada

amostra, também pôde ser comprovada analisando a fração dos hidrocarbonetos

derivados de ácidos (HAc) para esta classe de compostos, como pode ser observado

na região dos componentes pentacíclicos indicado na Figura 159 (pág. 219) e

melhor representada pelo perfil cromatográfico da amostra M-2 [Figura 168] após

monitorar o íon-fragmento com relação m/z 191 extraídos a partir do resultado da

análise por CGAR/EM (VIT).


233

O espectro de massas representativo para cada homólogo (C30 – C33) dos

ácidos hopanóicos detectados nas frações HAc, bem como, as estruturas propostas,

estão representados na Figura 169.

Figura 168: Perfil cromatográfico de íons extraídos (m/z 191) obtido a partir da análise por varredura de íons totais da Fração HAc do óleo M-2, representativo para os demais óleos em estudo.

Figura 169: Espectros de massas representativos para os componentes hidrocarbonetos derivados de ácidos hopanóicos (C30 – C33) detectados na Fração HAc dos óleos em estudo.


234

O resultado obtido para a amostra tipo ME corroboram com o maior nível de

biodegradação das mesmas, onde podemos sugerir que os ácidos hopanóicos de

menor peso molecular (C30 e C31) foram removidos mais rápido pelas bactérias,

concordando com os resultados quando correlacionados com a fração neutra das

mesmas, onde mostraram um nível de biodegração moderada (grau 4). Isto é

possível, uma vez que diversos relatos da literatura apresentam resultados com

possibilidade de biodegradação seletiva entre hopanos (C30) e homohopanos (C31 –

C35), entretanto existem controvérsias quanto ao consumo destes compostos pelas

bactérias durante o processo de biodegradação, onde dados da literatura mostram

casos em que os homohopanos (C31 e C32) foram mais suscetíveis a biodegradação

do que os hopanos (C30)125, enquanto que em outros casos mostram que os

homólogos superiores dos hopanos são preferencialmente mais bioresistentes60, 168,

169. Do mesmo modo a amostra tipo LAD mostra baixo nível de biodegradação por

apresentar em sua composição todos os homólogos de ácidos hopanóicos (C30 –

C33), onde os hopanos superiores (C32 – C33) estão melhor vizualizados quando

monitorados na análise por CGAR/EM (MIS), apresentando característica similar

ao discutido na fração neutra.

Com a finalidade de estudar o grau de maturação em óleos, têm sido

verificado a estereoquímica de diversos compostos, entre eles os ácidos hopanóicos

e seus possíveis precursores. Na literatura33,35,38,39 é relatado que óleos e sedimentos

mais imaturos apresentam quantidades significativas de ácidos hopanóicos com

configuração 17β(H),21β(H), 22(R e S) e que durante o processo de maturação este

isômero é transformado para os de estrutura termicamente mais estável, tais como

17α(H),21β(H) e 17β(H),21α(H). Também é comentado que a razão dos epímeros

168 Moldowan, J. M. and McCaffrey, M. A. Geochimica et Cosmochimica Acta. 1995, 59, 1891-1894. 169 Requejo, A. G. and Halpern, H. I. Nature. 1989, 342, 670-673.


235

no carbono C22 (S e R) é outro indicador de maturidade, pois acredita-se que com o

aumento da maturidade haja uma conversão dos ácidos hopanóicos com

configuração 22R para 22S, mais estável termodinamicamente124. Outro relato

importante trata da velocidade de epimerização para o carbono C-22 que é maior

para os ácidos hopanóicos com o grupo carboxílico mais próximo do centro

quiral33,38,39. Isto se deve o fato de que ocorra um mecanismo de enolização do

grupo carboxílico adjacente aumentando assim a velocidade de epimerização do

centro quiral. Por outro lado, é relatado também que a presença destes compostos,

principalmente de configuração 17β(H),21β(H), 22R, podem ser provenientes da

incorporação de matéria orgânica imatura durante o processo de migração do óleo.

Os óleos aqui estudados apresentaram diferentes padrões de concentração

entre os ácidos hopanóicos, onde foram detectados duas séries principais, entre C30

a C33 com as configurações 17α(H),21β(H), (22S e 22R) e 17β(H),21α(H), (22S e

22R). Entretanto os óleos LAD apresentaram além destas 2 séries, dois ácidos

hopanóicos com configuração 17β(H),21β(H), (22S e 22R) que pode ser uma

evidência de incorporação de MO imatura durante o processo migratório; enquanto

que nos óleos M e ME observou-se apenas a série 17α(H),21β(H), (22S e 22R)

correspondente ao ácido hopanóico C30.

Considerando que durante o processo de maturação térmica ocorra a

isomerização/epimerização dos centros quirais dos compostos, para os

termodinamicamente mais estáveis e que, em rochas maturas a razão R/S relatada

para os ácidos hopanóicos é de aproximadamente 0,8533, calculamos a razão R/S

dos ácidos hopanóicos C30 – C33 (Tabela 16) e podemos observar que os óleos aqui

estudados possuem baixa maturidade térmica. Entretanto, avaliando os valores de

22R/22S (17α(H),21β(H) e 17β(H),21α(H) para os hopanos superiores (C32 e C33)


236

podemos concluir que os óleos ME são termicamente mais evoluídos do que os

óleos LAD .

O fato da incorporação de MO ter sido detectada somente através da análise

da fração ácida deve-se a baixa concentração dos componentes ácidos em óleos o

que faz com que a distribuição molecular dos memos seja facilmente alterada por

pequenas variações de concentração.

Tabela 16: Razão 22R/22S comparativa para os diastereoisômeros 17α(H),21β(H) e 17β(H),21α(H) de ácidos hopanóicos derivados da fração EM .

LAC1 LAC2 M2 ME1 ME2 Íon

(m/z) αααα,ββββ R/S*

ββββ,αααα R/S**

αααα,ββββ R/S*








235

0,93 1,30 0,85 1,24 0,85 1,45 1,05 1,46 1,02 1,31

249

1,35 1,44 0,92 1,21 1,14 1,28 0,94 ------- 0,97 ------

263

2,05 2,49 1,32 1,75 1,46 2,21 1,23 1,47 1,32 1,49

277

1,55 2,54 1,10 1,43 1,74 2,58 1,10 1,42 1,01 1,22

* Altura do pico do composto 17α(H),21β(H) (22R) dividido pela altura do pico do composto 17α(H),21β(H) (22S). ** Altura do pico do composto 17β(H),21α(H) (22R) dividido pela altura do pico do composto 17β(H),21α(H)

(22S).

6.5 Hidrocarbonetos Derivados de Ácidos Esteranóicos e Alquil

Esteranóicos. Coinjeção de Padrões da Série 5αααα(H)- e 5ββββ(H)-

Colestano e Estigmastano; 3ββββ(alquil)-5αααα(H)- e 3αααα(alquil)-

5ββββ(H)- Colestano e Estigmastano.

Como já discutido sobre a presença de esteranos e alquil-esteranos na fração

neutra, estes compostos também podem estar presentes na fração ácida distribuídos

como componentes diastereoisômeros dos análagos C28 a C33 de configuração

5α(H)- e 5β(H)-esteranos; 3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-esteranos.


237

Na fração de hidrocarbonetos derivados de ácidos (HAc) dos óleos LAD-1 ,

M-2 e ME (1 e 2) após analisadas em CGAR/EM utilizando-se das técnicas VIT e

MIS , detectou-se a presença de componentes ácidos esterânicos regulares e

substituídos no anel A, entretanto devido a baixa concentração destes compostos

nas amostras LAD e ME , a prévia detecção de alguns componentes só foi possível

após realizado análise por CGAR/EM-EM (MRS) monitorando a transição íon

precursor → íon produto característico para cada homólogo destes ácidos. A

confirmação de alguns componentes com esse tipo de estrutura foi realizada através

da coinjeção de padrões sintéticos da série 5α(H)- e 5β (H)- colestano; 3β (alquil)-

5α (H)- e 3α (alquil)-5β (H)-colestano, sintetizados por Lopes, J.A.D. et al107;e

5α (H)- e 5β (H)- estigmastano; 3β (alquil)-5α (H)- e 3α (alquil)-5β (H)-

estigmastano, sintetizados por Lima, S.G. et al.89, confirmando a presença e a

estereoquímica estrutural de alguns dos ácidos esterânicos e alquil esterânicos,

descritos na Tabela 17. Para isto, foi necessário a utilização tanto da técnica MIS

quanto MRS para realização das análises por coinjeção.

A partir dos resultados obtidos das análises por MIS pôde-se observar que a

amostra M-2 apresenta maior concentração dos ácidos esteranóicos sendo

detectados até a série de ácidos 3-butil-esteranóicos, além disso o perfil

cromatográfico das análises mostram que além dos compostos identificados,

existem uma série de ácidos alquil-esteranóicos (alquil-colestanóico, alquil-24-

metil-colestanóico e alquil-24-etil-colestanóico) ainda não identificados (Tabela

18). Um fato interessante apresentado na amostra M-2 foi a confirmação de 18

ácidos esterânicos dos 18 padrões sintéticos coinjetados com a amostra,

distribuídos em ácidos esterânicos normais e alquil-esterânicos.

Sendo a amostra M-2 um óleo misto (LAD +ME ), comparando com os

resultados apresentados pelas amostras LAD e ME individualmente, nota-se que

alguns componentes não estão presentes nestes óleos, o que sugere que a amostra


238

M-2 pode ter contribuição destes componentes proveniente de outras fontes. Para a

amostra LAD-1 foram confirmados somente a presença de 5 componentes

distribuídos entre ácidos 3-(aquil)-colestanóico e 3-(aquil)-estigmastanóico,

enquanto que nas amostras ME-1 e ME-2 foram confirmados 10 e 11

componentes, respectivamente, distribuídos entre ácidos 3-(aquil)-colestanóico e 3-

(aquil)-estigmastanóico.

Tabela 17: Ácidos estigmastânicos , alquil-colestânicos e alquil-estigmastânicos identificados na fração de hidrocarboneto derivados (HAc) dos óleos, por meio de coinjeção de padrões sintéticos.

Óleos Composto LAD1 M2 ME1 ME2 Composto

Ácido 3α(metil)-5β(H)-colestanóico Id Id Nd Nd 223 Ácido 3α(etil)-5β(H)-colestanóico Nd Id Nd Id 224 Ácido 3α(propil)-5β(H)-colestanóico Nd Id Nd Nd 225 Ácido 3α(butil)-5β(H)-colestanóico Nd Id Nd Nd 226 Ácido 3β(metil)-5α(H)-colestanóico Id Id Id Id 227 Ácido 3β(etil)-5α(H)-colestanóico Nd Id Id Id 228 Ácido 3β(propil)-5α(H)-colestanóico Nd Id Id Id 229 Ácido 3β(butil)-5α(H)-colestanóico Nd Id Nd Nd 230

Ácido 5β(H)-estigmastanóico Nd Id Nd Nd 231 Ácido 3α(metil)-5β(H)-estigmastanóico Id Id Id Id 232 Ácido 3α(etil)-5β(H)-estigmastanóico Nd Id Nd Nd 233 Ácido 3α(propil)-5β(H)-estigmastanóico Nd Id Id Id 234 Ácido 3α(butil)-5β(H)-estigmastanóico Nd Id Id Id 235 Ácido 5α(H)-estigmastanóico Nd Id Nd Nd 236 Ácido 3β(metil)-5α(H)-estigmastanóico Id Id Id Id 237 Ácido 3β(etil)-5α(H)-estigmastanóico Id Id Id Id 238 Ácido 3β(propil)-5α(H)-estigmastanóico Nd Id Id Id 239 Ácido 3β(butil)-5α(H)-estigmastanóico Nd Id Id Id 240 Id = Identificado; Nd = Não detectado

A Figura 170 à Figura 176 mostra a presença e confirmação estrutural dos

componentes da série [5α(H)- e 5β(H)-estigmastanos]; [3β(alquil)-5α(H)- e

3α(alquil)-5β(H)-colestanos]; e [3β(alquil)-5α(H)- e 3α(alquil)-5β(H)-

estigmastanos] coinjetados com as amostras LAD-1 e ME-1 utilizando a


239

CGAR/EM-EM(MRS) e a amostra M-2 utilizando a CGAR/EM(MIS),

respectivamente, representando a identificação desta série de compostos para todos

os óleos em estudo neste trabalho como está listado na Tabela 17.

Vale ressaltar que as coinjeções foram realizadas na fração HAc das

amostras em estudo utilizando padrões sintéticos na forma de hidrocarbonetos,

entretanto o resultado de cada composto identificado será expresso como o ácido

correspondente.

6.5.1 Coinjeção de padrões com amostra LAD-1 – Fração HAc.

Figura 170: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il-metanóico por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM-EM(MRS). (A) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo LAD-1 obtido da transição [M+. (414) → 231]; (A1) Coinjeção do padrão sintético 3α(metil)-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [232]. Transição [M+. (414) → 231]; (A2) Coinjeção do padrão sintético 3β(metil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [237]. Transição [M+. (414) → 231].


240

6.5.2 Coinjeção de padrões com amostra ME-1 – Fração HAc

Figura 171: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il-propanóico por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM-EM(MRS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo ME-1 obtido da transição [M+. (442) → 259]; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3α(propil)-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [234]. Transição [M+. (442) → 259]; (B2) Coinjeção do padrão sintético 3β(propil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [239]. Transição [M+. (414) → 231].


241

6.5.3 Coinjeção de padrões com amostra M-2 – Fração HAc.

Figura 172: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-estigmastanóico por coinjeção de padrões sintéticos com amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (A) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo M-2 obtido do monitoramento em m/z 217; (A1) Coinjeção do padrão sintético 5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [231]. MIS> m/z 217; (A2) Coinjeção do padrão sintético 5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [236]. MIS> m/z 217.


242

Figura 173: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-colestan-3-il metanóico; 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il metanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo M-2 obtido do monitoramento em m/z 231; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)metil-5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [223]. MIS> m/z 231; (B2) Coinjeção do padrão sintético 3β(metil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [227]. MIS> m/z 231. (B3) Coinjeção do padrão sintético 3(α)metil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [232]. MIS> m/z 231. (B4) Coinjeção do padrão sintético 3β(metil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [237]. MIS> m/z 231.


243

Figura 174: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-colestan-3-il etanóico; 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il etanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo M-2 obtido do monitoramento em m/z 245; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)etil-5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [224]. MIS> m/z 245; (B2) Coinjeção do padrão sintético 3β(etil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [228]. MIS> m/z 245. (B3) Coinjeção do padrão sintético 3(α)etil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [233]. MIS> m/z 245. (B4) Coinjeção do padrão sintético 3β(etil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [238]. MIS> m/z 245.


244

Figura 175: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-colestan-3-il propanóico; 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il propanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo M-2 obtido do monitoramento em m/z 259; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)propil-5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [225]. MIS> m/z 259; (B2) Coinjeção do padrão sintético 3β(propil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [229]. MIS> m/z 259. (B3) Coinjeção do padrão sintético 3(α)propil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [234]. MIS> m/z 259. (B4) Coinjeção do padrão sintético 3β(propil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [239]. MIS> m/z 259.


245

Figura 176: Confirmação da presença de Ácido 5β(H)- e 5α(H)-colestan-3-il butanóico; 5β(H)- e 5α(H)-estigmastan-3-il butanóico por coinjeção de padrões sintéticos com a Fração HAc da amostra de óleo e análise por CGAR/EM(MIS). (B) Perfil cromatográfico da fração HAc do óleo M-2 obtido do monitoramento em m/z 273; (B1) Coinjeção do padrão sintético 3(α)butil-5β(H),14α(H),17α(H)-colestano [226]. MIS> m/z 273; (B2) Coinjeção do padrão sintético 3β(butil)-5α(H),14α(H),17α(H)-colestano [230]. MIS> m/z 273. (B3) Coinjeção do padrão sintético 3(α)butil-5β(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [235]. MIS> m/z 273. (B4) Coinjeção do padrão sintético 3β(butil)-5α(H),14α(H),17α(H)-estigmastano [240]. MIS> m/z 273.

Os espectros de massas de alguns compostos identificados nas amostras estão

representados na Figura 177 e Figura 178.

Vale ressaltar que a coinjeção dos padrões sintéticos derivados do

estigmasterol foi realizado pela primeira vez em óleos provenientes do Estreito-

Guamaré (Bacia Potiguar) e principalmente na fração ácida de óleos desta bacia,

identificando as moléculas dos componentes esterânicos presentes nas amostras


246

estudadas neste trabalho. Também vale salientar que na fração HAc para série

alquil-esteranos foram detectados ácidos até 3-butil-24-etil-colestanóicos.

Figura 177: Espectros de massas dos componentes 3α(alquil)-5β(H)- e 3β(alquil)-5α(H)-colestanos derivados de ácidos 5β(H)-colestan-3-il alcanóico e 5α(H)-colestan-3-il alcanóico identificados na Fração HAc das amostras em estudo.


247

Figura 178: Espectros de massas dos componentes 5β(H)- e 5α(H)-estigmastanos; e 3α(alquil)-5β(H)- e 3β(alquil)-5α(H)-estigmastanos derivados de ácidos 5β(H)- e 5α(H)-estigmastanóicos; e ácidos 5β(H)-estigmastan-3-il alcanóico e 5α(H)-estigmastan-3-il alcanóico identificados na Fração HAc das amostras em estudo.


248

Tabela 18: Ácidos esteranóicos e alquil-esteranóicos detectados como hidrocarbonetos derivados da fração ácida.

Pico Nome do Composto

LAD-1 M-2 ME-1

h1 Ácido 24-metil-colestanóico nd d nd h2 Ácido 24-metil-colestanóico nd d nd h3 Ácido 24-metil-colestanóico nd d nd h4 Ácido 24-metil-colestanóico nd d nd h5 Ácido 24-etil-colestanóico d d nd h6 Ácido 24-etil-colestanóico d d nd h7 Ácido 24-etil-colestanóico d d nd h8 Ácido 3-metil-colestanóico nd d nd h9 Ácido 3-metil-24-metil-colestanóico nd d nd h10 Ácido (?)-metil-24-etil-colestanóico d d nd h11 Ácido (?)-metil-24-etil-colestanóico d d nd h12 Ácido 3-etil-colestanóico nd d nd h13 Ácido 3-etil-24-metil-colestanóico nd d nd h14 Ácido 3-etil-24-metil-colestanóico nd d nd h15 Ácido 3-etil-24-etil-colestanóico d d nd h16 Ácido 2-etil-24-etil-colestanóico d d nd h17 Ácido 2-etil-24-etil-colestanóico d d nd h18 Ácido 3-etil-24-etil-colestanóico d d d h19 Ácido 3-etil-24-etil-colestanóico d d d h20 Ácido (?)-etil-24-etil-colestanóico nd d d h21 Ácido (?)-etil-24-etil-colestanóico nd d d h22 Ácido (?)-etil-24-etil-colestanóico d d d h23 Ácido 3-propil-colestanóico nd d nd h24 Ácido 3-propil-colestanóico nd d nd h25 Ácido 3-propil-24-metil-colestanóico nd d nd h26 Ácido 3-propil-24-metil-colestanóico nd d nd h27 Ácido 3-propil-24-etil-colestanóico nd d d h28 Ácido 3-propil-24-etil-colestanóico nd d d h29 Ácido 3-propil-24-etil-colestanóico nd d d h30 Ácido 3-butil-colestanóico nd d nd h31 Ácido 3-butil-colestanóico nd d nd h32 Ácido 3-butil-24-etil-colestanóico nd d nd h33 desconhecido d nd nd *d = detectado ** nd = não detectado


249

6.5.4 Análise da série homóloga (C31 – C36) da classe ácidos esteran-3-

il-alcanóicos por CGAR/EM-EM (MRM) da Fração HAc dos

óleos LAD e ME.

No decorrer das análises realizadas na fração HAc notamos a presença de

ácidos esteran-3-il-alcanóicos análogos aos componentes identificados pela

coinjeção de padrões sintéticos. Similar ao estudo realizado na fração neutra dos

óleos apresentados neste trabalho, a análise por CGAR/EM-EM(MRM) da fração

HAc mostra a presença de componentes ácidos esteran-3-il-alcanóicos em níveis de

concentração diferente do mesmo estudo apresentado na fração neutra, com maior

concentração de componentes ácidos carboxi-24-etil-colestanóicos e ausência de

homólogos superior a C32, enquanto que na fração neutra foi detectada a presença

dos homólogos C31 a C34. Isso sugere que os componentes ácidos esteran-3-il-

alcanóicos podem ser os precursores para a formação dos hidrocarbonetos 3-alquil-

esteranos.


250

Figura 179: Perfil cromatográfico de distribuição da classe ácidos 24-etil-esteran-3-il-alcanóicos da fração HAc dos óleos LAD-1 e ME-1 analisados por CGAR/EM-EM(MRM).


251

6.6 Verificação da Possível Presença de Ácidos Derivados de 2-, 3-,

e 4-Metil-Esterânicos e Dinosterol.

Como já visto na fração neutra os componentes hidrocarbonetos derivados de

esteranos com o grupo metílico ligado ao carbono 2, 3 ou 4, assim como os

dinosteranos, quando presentes, fornecem importantes parâmetros indicativos do

tipo de fonte em que óleo foi gerado. Entretanto, na literatura não há nenhum relato

que descreva a presença, em óleos, dos componentes 2- e 4-metil-esteranos e

dinosteranos na forma de seus correspondentes ácidos.

Com o objetivo de verificar se há alguma correlação destes componentes na

fração HAc foram realizadas análises por CGAR/EM-EM (MRS) monitorando as

transições [M+. (414) → 231]; [M+. (414) → 95]; e [M+. (414) → 98] e comparado

os resultados com os mesmos obtidos na fração neutra, onde foi possível observar a

presença somente do componente ácido 24-etil-colestan-3-il metanóico (C30) e seus

diastereoisômeros. Com esse resultado concluímos que a ausência dos

correspondentes ácidos para os compostos 2- e 4-metil-esteranos e dinosteranos é

justificado devido ao fato da literatura não apresentar nenhum relato sobre os

correspondentes ácidos em fontes de MO presente no ambiente durante o processo

de formação do petróleo.


252

Figura 180: Perfil cromatográfico da análise por CGAR/EMEM(MRM) de ácidos esteran-3-il metanóicos e ácidos similares ao dinosterano.


253

6.7 Análise dos Hidrocarbonetos Derivados dos Constituintes

Ácidos Aromáticos.

A análise dos constituintes ácidos esteranóicos monoaromáticos (m/z 253)

[Figura 181; Tabela 19] e alquil-monoaromáticos (m/z 267) mostraram-se

presentes somente na amostra M-2 [Figura 181] em abundância relativamente

baixa, sendo possível detectá-los em baixíssimas concentrações pela varredura de

íons totais e melhor observados através do monitoramente de íons selecionados por

CGAR/EM(MIS). Entretanto, os ácidos esteranos triaromáticos (íons-fragmentos

com relação m/z 231 e m/z 245) não foram detectados nas amostras em estudo.

Como já foram mencionados em discussões anteriores, os componentes do tipo

esteranos triaromáticos são provenientes da aromatização dos correspondentes

esteranos monoaromáticos, e a esta conversão atribui o grau de evolução térmica

em que o óleo foi submetido. Logo, a ausência ou não detecbilidade dos

componentes triaromáticos mostram o baixo grau de evolução térmica dos óleos em

estudo, corroborando com os parâmetros já mencionados na fração neutra.

Também foi detectada a presença de ácidos alquil-monoaromáticos de cadeia

lateral estendida no anel A pelo monitoramento dos íons-fragmentos com relação

m/z 281 e m/z 295 [Figura 181], o que sugere a presença de grupo etila e propila

respectivamente, ainda não relatados na literatura como ácidos. Isto é possível uma

vez que, Dahl, J. et al.62 relataram a identificação de hidrocarbonetos 3-alquil-

esteranos triaromáticos em óleos e extratos de rochas.


254

Figura 181: Perfil cromatográfico dos componentes hidrocarbonetos derivados de ácidos esteranóicos monoaromáticos obtidos da análise por CGAR/EM(MIS) da Fração HAc do óleo M-2. (A) monitoramento do íon-fragmento em m/z 253; (B) monitoramento do íon-fragmento em m/z 267; (C) monitoramento do íon-fragmento em m/z 281; (D) monitoramento do íon-fragmento em m/z 295.

Tabela 19:Ácidos esterânicos monoaromáticos detectados na fração HAc do óleo M-2.

m/z 253 Pico Fórmula Molecular do Componente Ácido Massa Molecular 241 C27H40O2 396 242 C27H40O2 396 243 C28H42O2 410 244 C27H40O2 396 245 C28H42O2 + C29H44O2 410 + 424 246 C29H44O2 424 247 C28H42O2 + C29H44O2 410 + 424 248 C29H44O2 424


255

Na amostra ME o monitoramento do íon-fragmento com relação m/z 267

revelou a presença de dois componentes em tempo de retenção acima dos

componentes detectados na amostra M-2, onde o componente 249 apresenta íon

molecular (M+ 394) e m/z 267 em maior abundância e o 250, íon molecular (M+

392) e m/z 268 mais abundante [Figura 182]. Uma análise na Biblioteca Nist05

somente nos revela que tais componentes possuem estruturas semelhantes ao

esqueleto estrutural do composto registrado pela comparação com os padrões da

Nist05, onde apresentou uma similaridade espectral de 44% [Figura 183].

Figura 182: Perfil cromatográfico dos componentes hidrocarbonetos derivados de ácidos esteranóicos monoaromáticos obtidos da análise por CGAR/EM(MIS) da Fração HAc do óleo ME . Monitoramento dos íons-fragmentos em m/z 267+ 268+(392+394 daltons).


256

Figura 183: Espectro de massas referente ao componente 250 e o comparativo com o espectro de massas referente ao padrão sintético da biblioteca Nist com 44% de similaridade.

Vale salientar que devido aos processos ocorridos durante a formação do

petróleo, como elevação de temperatura, pressão e a presença de microrganismos,

torna-se quase impossível encontrar em óleos, compostos com insaturações

conjugadas a grupos funcionais, tais como carbonilas, sendo o espectro acima

meramente comparativo e indicativo da semelhança entre a estrutura do composto

presente na amostra e o padrão da biblioteca.

Conclusão Parcial – Fração Ácida

257

6.8 Conclusão Parcial da Fração Ácida

O estudo da fração ácida revelou a presença de ácidos lineares, com

predominância dos ácidos hexadecanóico (C16) e octadecanóico (C18) nas 6

amostras analisadas, além dos ácidos lineares ramificados e cicloexanóicos mono- e

dissubstituídos em baixíssimas concentrações nas amostras LAD . Também se

encontram presentes ácidos terpanóicos tricíclicos saturados e insaturados

diversificados entre os óleos, com maior proporção de tricíclicos provenientes dos

ácidos resínicos de plantas, além da presença em maior concentração dos ácidos

terpanóicos pentacíclicos. Duas classes de ácidos de grande importância

encontradas nas amostras em estudo foram os esteranóicos e alquil-esteranóicos em

maior concentração nas amostras Mistas.

Os ácidos acíclicos foram os maiores constituintes encontrados na fração

ácida extraída dos óleos LAD , cuja matéria orgânica foi depositada sob condições

lacustres de água doce. Similarmente os n-alcanos saturados da fração neutra

também foram os maiores constituintes encontrados nestes óleos. Dentre os ácidos

acíclicos, os n-alcanóicos formam uma série homóloga dominante que varia de

nC12 a nC31, estando os ácidos isoprenóicos em baixíssimas concentrações

detecando-se apenas o ácido fitanóico [183a]. A presença de ácidos cicloexanóicos

mono- e dissubstituídos nas amostras LAD confirma a fração neutra, e sugere

serem provenientes de bactérias que atuam na formação do petróleo, uma vez que

estes óleos apresentam baixo nível de biodegradação.

Dentre os ácidos cíclicos, os ácidos hopanóicos foram os que apresentaram

maior abundância relativa nos óleos LAD , M2 e ME distribuídos em duas séries

entre C30 a C33 com configurações 17α(H),21β(H) [22S e 22R] e 17β(H),21α(H)

[22S e 22R], com evidência de maior maturidade térmica para o óleo ME quando

comparado os valores calculados para a razão 22R/22S dos hopanos superiores C32


258

e C33. Entretanto, a amostra M1 apresentou maior concentração de ácidos

terpanóicos tricíclicos insaturados e a presença destes, sugere que os mesmos

possam ser provenientes da dissolução de ácidos resínicos de plantas provenientes

de ambientes lacustres de água doce (LAD ) durante o processo de biodegradação e

que sofreram transformações diagenéticas envolvendo reações de aromatização

durante o processo de evolução térmica.

A alta concentração de ácidos alquil-esteranóicos na amostra M-2, com o

grupo carboxílico [CH3(CH2)n-COOH; onde n = 0 a 3] ligado ao anel A

correspondentes a ácidos 3-alquil-colestanóicos, 3-alquil-24-metil-colestanóicos e

3-alquil-24-etil-colestanóicos, variando o grupo alquila de metil a butil, serviu de

auxílio de comparação para a detecção/identificação destes componentes nos

demais óleos. Dentre os compostos foram identificados a configuração de 5

componentes no óleo LAD-1 ; 10 e 11 componentes respectivamente nos óleos

ME-1 e ME-2; e 16 componentes no óleo M-2, além de dois ácidos

estigmastanóicos. A presença destes compostos em maior proporção no óleo M-2

quando comparado aos óleos LAD e ME , sugere que o mesmo possa ter

contribuição de outras fontes. Além dos compostos identificados, o perfil

cromatográfico das análises para esta classe mostra uma série de ácidos alquil-

esteranóicos ainda não identificados.

A identificação de ácidos alquil-esteranóicos em amostras Lacustres de

água doce (LAD ) é um fato inédito e de grande importância para a determinação

dos parâmetros geoquímicos para esta classe de óleos com relação ao ambiente

deposicional das respectivas fontes geradoras, uma vez que a literatura reporta a

presença destes compostos somente em amostras marinhas, apesar de ainda não

haver uma rota biogenética comprovada que explique a biossíntese e presença

destes compostos em petróleo.


259

Conclui-se então que os compostos alcanos lineares, esteranos (saturados e

aromáticos), alquil-esteranos (saturados e aromáticos), além de outros componentes

detectados, podem, ao menos em parte, serem formadas a partir da descarboxilação

dos correspondentes ácidos. Esta observação sugere que os precursores

diagenéticos para os alquil-esteranos possuem como grupo funcional uma unidade

de ácido carboxílico.

Síntese de Biomarcadores – Capítulo 3

261

CAPÍTULO 3

SÍNTESE DE BIOMARCADSÍNTESE DE BIOMARCADSÍNTESE DE BIOMARCADSÍNTESE DE BIOMARCADORES DERIVADOS ORES DERIVADOS ORES DERIVADOS ORES DERIVADOS

DO ERGOSTEROL E ESTIDO ERGOSTEROL E ESTIDO ERGOSTEROL E ESTIDO ERGOSTEROL E ESTIGMASTEROLGMASTEROLGMASTEROLGMASTEROL::::


263

7 SINTESE DE PADRÕES

Os componentes alquil-esteranos saturados e aromáticos são classes de

biomarcadores importantes em geoquímica orgânica devido a sua aplicação em

parâmetros de correlação de fonte e evolução térmica ou maturidade. Entretanto,

ainda não há na literatura relatos confirmativos que indiquem qual precursor

utilizado no caminho biogenético para a formação destes componentes, uma vez

que existem apenas sugestões quanto à procedência da rota biogenética para estas

classes.

Durante as análises dos componentes neutros e ácidos presentes nas amostras

de petróleo de diferentes origens da Bacia Potiguar foram detectadas séries de

componentes alquil-esteranos saturados e insaturados, sendo alguns confirmados a

partir da coinjeção das amostras com padrões sintéticos.

A coinjeção de padrão em CGAR, CGAR-EM e CGAR/EM-EM é o melhor

procedimento analítico para identificação dos componentes em amostras complexas

como, por exemplo, petróleo.

As amostras de óleos possuem compostos com múltiplos centros quirais,

portanto é necessário o uso de reações estereosseletivas para obtenção dos padrões.

No decorrer do desenvolvimento da geoquímica orgânica, existem muitas

publicações onde a coinjeção de padrões e identificação estrutural dos componentes

foi realizada em amostras de petróleo, entretanto permanecem muitas dúvidas

quanto a determinadas classes de compostos. Os compostos aromáticos, por

exemplo: esteranos (mono-, di- e tri-) aromatizados em seus anéis A, B, C, AB ou

ABC, são exemplos de compostos cujas estruturas não foram totalmente

identificadas em amostras de óleos. Os componentes biomarcadores 211, 139, 135,

258 representados pela Figura 184 são compostos de grande interesse e que ainda

não foram coinjetados em amostras de óleos brasileiros, portanto não identificados


264

até então. Sendo o componente 258 um biomarcador 3 alquil-ergostano ainda não

sintetizado e de grande interesse para elucidação da classe de compostos alquil-

esteranos monoaromáticos. Vale salientar que todos os dados físicos dos compostos

se encontram em anexo.

211H H

H

1395

H H

H

CH 3

H

4 1352

H H

HH3C

H

5

258

R1 ou R2 = CH3; R3 = H [m/z 253]R1 = H, R2 = R3 = CH3 [m/z 267]

R1 = CH3, R2 = H, R3 = CH3 [m/z 267]H

R1R2

R3

Figura 184: Estrutura dos biomarcadores propostos para síntese.

Estes compostos são monitorados principalmente pelos íons-fragmentos

descritos abaixo:

Compostos Íon característico mais intenso (daltons)

211 139 135 258

211 231 231

252+R3

Os compostos 135 e 139 são derivados do estigmasterol [211a] cujo grupo

alquila está ligado ao anel A nas posições 2 e 4, respectivamente. Estes compostos

pertencem à classe dos alquil-estigmastanos, que tem definido no carbono C-3

como posição principal do grupo alquila ligado ao anel A. Entretanto, a análise em

CGAR/EM mostra uma série de componentes entre 40 a 60 minutos onde muitos

do tipo esteranos substituídos ainda não foram até então identificados, como


265

exemplo a Figura 109 e Figura 173 [pág. 154 e 238, respectivamente]. Os

componentes 211 e 258 são derivados do estigmasterol [211a] e ergosterol [256a],

respectivamente e pertence à classe dos esteranos monoaromáticos. A análise dessa

classe de compostos, bem como os esteranos triaromáticos, também mostra uma

série de componentes ainda não identificados em óleos.

Com o intuito de identificar e quantificar estes compostos em amostras de

petróleo projetamos sintetizar os biomarcadores acima mencionados, partindo de

substratos comerciais [Figura 185], estigmasterol [211a] e ergosterol [256a],

conforme está descrito a seguir.

HO

H H

H

211a

HO

H H

H

256aEstigmasterol Ergosterol

Figura 185: Substratos comerciais utilizados na síntese de biomarcadores.

7.1 Síntese do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-

trieno [211]170,171

A estratégia de síntese proposta para a obtenção do composto aromático

(20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211], baseia-se principalmente na

obtenção inicial de um composto intermediário [211b], derivado do estigmasterol

[211a], contendo um grupo epóxido de configuração 5α,6α formado pela ligação

170 Stoilov, I.; Shetty, R. Pyrek, J. St.; Smith, S. L.; Layton, W. J.; Watt, D. S. Journal Organic Geochemistry. 1994, 59, 926-928. 171 Demir, A. S. Tetrahedron. 2001, 57, 227-233.


266

entre os carbonos (C5-C6) e um grupo sulfônico ligado ao carbono C-3, conforme

está representado pelo Esquema 1.

HO

H H

H

MsO

H H

H

O

H H

H

H H

H

H H

H

CH3

Etapas: (A) m-CPBA; CH2Cl2 / 0 0C (1h); (B) MsCl; Et3N / N2; 0 0C (1h);

(C) HMPA; 230 0C (5min.); (D) HBr (48%); HOAc; refluxo (1h)

A, B C

211a211b 211c

D

E

211d211

(E) Benzeno/Hexano (1:2); H2 / Pd-C (10%); 200psi (24h)

90% 65%

35%85%

CH3

12

3

45

6

7

8

9

10

11

12

1314 15

1617

18

19

20

21 22

2324 25

26

27

28

29

Esquema 1: Rota sintética para obter o composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].

7.1.1 Obtenção e caracterização do intermediário 211b.

O composto [211b] foi obtido em 2 etapas a partir do substrato comercial

estigmasterol. A primeira etapa desta rota sintética consiste na epoxidação

estereosseletiva da dupla ligação C5-C6 do estigmasterol [211a]. O grupo epóxi é

formado com configuração 5α,6α (C5-C6), permanecendo inalterado a dupla

ligação entre os carbonos C22-C23 da cadeia lateral, fornecendo o composto

[211b1] com rendimento de 95% , como mostra o Esquema 2.


267

H O

OHO

A5 6

5 6

[21 1a] [21 1b1]

( A) : m -C PB A; C H2C l2 / 0 0C (1h) ; 95%

Esquema 2: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-5α,6α-epoxi-estigmast-22-en-3β-ol [211b1].

A análise por CGAR-EM do produto de reação obtido após tratamento do

meio reacional mostra no cromatograma a presença de 2 compostos com relação

95:5 ambos apresentam tempo de retenção distintos e espectro de massas

fornecendo o mesmo íon molecular em 428 daltons, um íon-fragmento com relação

m/z 410 correspondente a perda de uma molécula de água, um íon-fragmento base

em m/z 253 a única distinção estão nos íons fragmentos com relação m/z 269 e 271,

onde o composto de maior proporção apresenta uma relação do íon-fragmento m/z

271>269. Com base nestes dados, sugere-se que estes dois compostos sejam

diastereoisômeros provenientes da formação do grupo epóxi entre os carbonos C5-

C6 de configuração 5α,6α-epoxi (95%) e 5β,6β-epoxi ( 5%). Após tratamento de

purificação por recristalização foi possível obter somente um produto [211b1] com

95% de rendimento [Cromat+EM 1-Apêndice].

Comparando os espectros de RMN (13C e DEPT) do substrato estigmasterol

[211a] [Espectro RMN 2-Apêndice] e do produto purificado [211b1] [Espectro

RMN 4-Apêndice], observa-se que para o composto [211a] na região de dupla

ligação carbono-carbono (RMN de 13C), apresenta 4 picos de carbono sp2 com

deslocamentos δ121.7 (C6), δ129.3 (C23), δ138.3 (C22) e δ140.7 (C5), no entanto, o

espectro de RMN de 13C referente ao produto [211b1] apresenta apenas dois

carbonos sp2 [δ129.3 (C23), δ138.3 (C22)], mostrando que houve o adição na ligação


268

π formando um epóxido e consequentemente surgiram 2 carbonos sp3 os carbonos

C5 e C6 [δ65.7 (C5), δ59.3 (C6)]. As atribuições de deslocamentos químicos para

estes compostos estão representados na Figura 186.

HO.31.8

31.9

50.2

36.5

21.1

39.7

42.356.9

24.4

28.9

55.912.0

18.9

40.5

21.1138.3

129.3

51.231.6

21.2

19.425.4

12.212.2

25.4

21.2

18.9

29.951.2

129.3

138.2 21.1

40.4

15.9

12.055.6

28.7

24.156.942.2

39.3

20.6

34.8

42.6

31.8

31.059.3

65.7

39.8

68.7

28.832.4

HO

O

37.331.6

71.8

42.2

140.7

121.7 211a 211b1

Figura 186: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os compostos [211a] e [211b1].

A etapa seguinte consiste na mesilação do grupo hidroxila presente no

carbono C-3 do produto [211b1], utilizando trietilamina e cloreto de mesila, no

meio reacional a 0 0C por 1h, formando o composto [211b] com rendimento igual a

90% [Esquema 3].

HO

O

H 3C SO2O O

B

(B ): M sC l; E t3N / N2; 0 0C (1h);

[211b]90%

Esquema 3: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-5α,6α-epoxi-3β-metilsulfonil-estigmast-22-eno [211b].


269

A confirmação estrutural do composto [211b] foi determinada pela análise

do espectro de RMN (13C e DEPT) que, quando comparado com o espectro de

RMN (13C e DEPT) do composto 211b1, mostrou a presença do grupo mesila nas

condições descritas. No resultado do espectro de RMN de 13C para o composto

[211b] [Espectro RMN 6-Apêndice], observa-se que houve uma mudança no valor

do deslocamento químico para os carbonos entre C3 a C7 devido ao efeito de

retirada de elétrons da interação do grupo sulfóxido inserido no carbono C3,

desprotegendo os carbonos adjacentes com uma variação no deslocamento de

1,7ppm (C7) a 11,1ppm (C5), e o surgimento de mais um carbono sp3 [δ38.9 ppm]

devido ao deslocamento químico da metila ligado ao grupo sulfóxido [Figura 187].

38.9

14.225.4

21.2

19.0

30.0

51.2

129.4

138.1 21.1

40.5

18.2

12.255.4

27.8

24.155.942.6

39.2

21.0

38.6

45.4

31.8

32.763.4

76.8

41.7

79.6

28.8

35.3

H3C - SO2OO

211b

Figura 187: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto [211b].

7.1.2 Obtenção e caracterização do intermediário 211c.

A etapa de eliminação dos grupos epóxi e sulfônico foi realizada aquecendo

a 230 0C o composto 211b com hexametilfosforamida (“HMPA”), formando 6

carbonos sp2 conjugados C2, C4 e C6, como mostra o composto 211c com

rendimento igual a 65% [Esquema 4].


270

( C) HMP A; 230 0C (5m in. )

C

211b211c

65%

H 3CSO2O O

Esquema 4: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-estigmasta-2,4,6,22-tetraeno [211c].

A análise por CGAR-EM do produto de reação obtido após tratamento do

meio reacional e pufiricação em coluna de alumina, mostra no cromatograma a

presença de 2 compostos com relação 65:10 [Cromat+EM 2-Apêndice]; ambos

apresentam tempo de retenção distintos e espectro de massas fornecendo íon

molecular diferentes em 392 daltons (composto majoritário) e 376 daltons

(minoritário), respectivamente. O composto majoritário [211c] apresenta o íon

molecular com intensidade relativa de 68%; o íon-fragmento com relação m/z 377

(5%) referente à perda de um grupo metila e um íon-fragmento com m/z 253

[C19H25]+ (16%) correspondente a perda da cadeia lateral, enquanto que o composto

minoritário apresenta o íon molecular com baixíssima intensidade relativa (10%);

um íon-fragmento base com m/z 237 [C18H21]+ referente a perda da cadeia lateral; e

um íon-fragmento com m/z 141 [C11H11]+ referente a cisão homolítica que ocorre

entre o anel B/C.

A confirmação estrutural do composto [211c] foi determinada pela análise do

espectro de RMN (13C e DEPT) que comparando ao espectro de RMN (13C e

DEPT) do composto [211b] [Espectro RMN 6-Apêndice], observa-se que para o

composto [211c] [Espectro RMN 7-Apêndice] na região de dupla ligação carbono-

carbono (RMN de 13C), apresentam 8 picos de carbono sp2, onde 6 carbonos sp2


271

estão presentes no anel A e são provenientes da eliminação térmica do grupo

sulfônico na forma de ácido metanosulfônico e conversão do grupo epóxi em dieno

conjugado seguido de um rearranjo prototrópico, apresentando os deslocamentos

químicos δ119.1 (C2), δ124.1 (C3), δ125.2 (C4), δ142.7 (C5), δ131.6 (C6) e δ127.8

(C7), além de dois carbonos sp2 provenientes dos carbonos C22 e C23 (δ138.1 e

δ129.3, respectivamente) similar ao composto [211b]. A atribuição de

deslocamentos químicos para este composto está representada na Figura 188.

12.225.5

19.1

36.6119.1

124.1125.2

142.735.7

15.5

127.8

37.4

51.620.9

39.8

43.154.7

12.4

23.9

28.955.940.6

138.1

129.3

51.3

21.2

31.1

21.3

131.6 211c

Figura 188: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto [211c].

7.1.3 Obtenção e caracterização dos compostos 211d e 211.

A reação de aromatização do composto [211c] envolve a transferência de

próton e um rearranjo que consiste na abertura/fechamento do anel A. Esta etapa

consiste na isomerização das duplas ligações presentes nos anéis A e B, na

presença de ácido bromídrico e ácido acético sob refluxo. A catálise ácida favorece

o rearranjo das duplas ligações conjugadas (�2,4,6) proporcionando a formação de

um composto aromático estável [211d] [Esquema 5] com 35% de rendimento.


272

(D ) H B r (48% ); H O A c; refluxo (1h)

D

211c 211d35%

Esquema 5: Síntese do composto intermediário 20R,22E,24R-estigmasta-1,3,5(10),22-tetraeno [211d].

A análise por CGAR-EM do produto de reação mostra inicialmente a

presença de uma mistura de compostos insaturados, apresentando dois

componentes principais em uma proporção 70:10, sendo o composto 211d o

majoritário, que após purificação em coluna de alumina foi possível eliminar os

compostos residuais obtendo o composto 211d com 90% de pureza [Cromat+EM

3-Apêndice]. O espectro de massas do composto 211d apresenta íon molecular com

392 daltons e um aumento de intensidade em dois íons-fragmentos estáveis com

relação m/z 131 e m/z 157 [C12H13]+ (referente a cisão homolítica entre o anel C/D),

quando comparado ao espectro de massas do composto 211c [Cromat+EM 2-

Apêndice], além disso, observa-se também um pequeno aumento na intesidade do

íon-fragmento com m/z 211 [C16H19]+, referente a abertura e rearranjo do anel D

com perda de um hidrocarboneto insaturado neutro.

A confirmação estrutural da isomerização das insaturações para formar o

composto aromático no anel A [211d], foi realizada pela análise em RMN 13C

[Espectro RMN 9-Apêndice] e DEPT, onde foi possível observar o surgimento de 3

carbonos sp2 [δ135.3 (C4), δ136.4 (C5) e δ140.7 (C10)] e a presença de 6 carbonos

sp3 de grupos metílicos que permaneceram após o processo de isomerização do

composto [211c] para a formação do aromático [211d] [Figura 189]. A literatura

mostra que durante o processo de isomerização ocorre um rearranjo prototrópico no


273

anel A e o rompimento da ligação entre os carbonos C9-C10 gerando um

intermediário espiro-dieno, similar ao rearranjo dienol-benzeno, e posteriormente

um novo rearranjo para formar o composto aromático no anel A, com o grupo

metila após ocorrer o rearranjo [δ19.8ppm] ligado ao denominado carbono C4

[Figura 189].

12.325.4

19.0

21.1

31.9

51.3

129.3

138.3 21.2

40.5

19.8

12.155.8

27.2

26.856.242.5

40.024.0

140.7

44.5

37.9

29.0

27.8

136.4

135.3127.2

125.2

123.1

211d

Figura 189: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto [211d].

O composto [211d] foi submetido a hidrogenação catalítica com Pd(10%)-

Carbono por 4h a 100psi, de modo a reduzir a dupla ligação do carbono C22 da

cadeia lateral, obtendo assim um importante biomarcador aromático no anel A

[211] [Esquema 6].

E

(E ) B enzeno/H exano (1 :2); H2 / Pd-C (10% ); 200psi (24h)

211d2114

22

23

85%

Esquema 6: Síntese do composto 20R,24R-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].


274

A análise por CGAR/EM do produto da hidrogenação apresenta no

cromatograma apenas um componente como sendo o padrão 20R,24R-estigmasta-

1,3,5(10)-trieno [211] e seu espectro de massas [Cromat+EM 4-Apêndice] mostra o

íon molecular com 394 daltons, indicando um aumento na massa molar em 2

Daltons quando comparado ao espectro de massas do composto [211d]. Isto se

deve a hidrogenação dos carbonos metínicos (sp2) C22 e C23. Observa-se também

o aumento da intensidade do íon-fragmento com m/z 211 [C16H19+] referente a

quebra das ligações do anel D.

A confirmação foi possível após obtenção dos dados em RMN 13C e DEPT,

devido ao desaparecimento dos deslocamentos químicos referente a insaturação dos

carbonos sp2 C22-C23 e o surgimento de dois carbonos sp3 metilênicos (CH2) com

os deslocamentos δ33.9 (C22) e δ23.1 (C23) [Figura 190].

12.026.0

19.0

45.818.7

36.2

19.8

11.9

55.628.2

26.856.242.6

40.0

23.9

140.7

44.5

37.9

27.2

27.8

136.3

135.3

127.1

125.2

123.1

23.1

33.929.1

19.8

211

Figura 190: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto 20R,24R-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211].

A coinjeção do padrão [211] com o óleo ME2 (Figura 72 e Figura 73; pág.

115-116), mostrou que na região de 20 a 40 minutos são analisados esteranos

monoaromáticos no anel C, enquanto que o padrão aromático no anel A [211] elui a

um tempo de retenção acima desta região. Esta diferença de retenção revela que os


275

esteranos monoaromáticos no anel C, possuem tempo de retenção inferior aos

esteranos monoaromáticos no anel A. A confirmação é observada quando se

coinjeta o padrão [211] (tr = 48,6min.) com extrato de Afloramento de Irati.

(Figura 73; pág.116), mostrando que estes compostos realmente eluem com um

tempo de retenção maior do que os componentes monoaromáticos no anel C.

7.2 Síntese de Alquil-esteranos Derivados do Estigmasterol [211a].

Entre os biomarcadores derivados de esteróis presentes nas frações neutras

dos óleos ME estudados neste trabalho, foram detectados componentes da classe

alquil-esteranos, como por exemplo, a identificação por coinjeção de padrões

sintéticos dos compostos 3α(metil)-5β(H)-estigmastano e 3β(metil)-5α(H)-

estigmastano, onde pôde claramente observar que além destes compostos, existem

outros diastereoisômeros que eluem ou coeluem na mesma região de retenção e que

apresentam mesmo peso molecular. Na análise das amostras por CGAR/EM-EM

(MSM ) para o estudo dos componentes alquil-esteranos, especificamente os metil-

esteranos, foi possível detectar a presença de compostos como o 2α(metil)-5α(H)-

estigmastano e 4α(metil)-5α(H)-estigmastano. Como estes compostos não são

ainda comercializados, apesar de já existir relatos na literatura sobre sua síntese, a

coinjeção resulta em um importante resultado destes padrões em óleos utilizados

neste trabalho de modo a identificá-los, uma vez que, não há estudos relatados

sobre coinjeção destes componentes com petróleos brasileiros. Devido a este fato,

propusemos sintetizar estes componentes com o objetivo de identificá-los nas

amostras em estudo de modo a auxiliar na caracterização paleoambiente do

reservatório.

A estratégia proposta para a síntese dos compostos 2α(metil)-5α(H)-

estigmastano e 4α(metil)-5α(H)-estigmastano está representada no Esquema 7.


276

HO

H H

H

H H

H

O

H H

H

O

C H2SPh

HO

H H

H

CH 3H

4

4H H

H

CH 3H

H H

H

O

H 3C 2

A

B F

CC

D, E

5

5

2

H H

H

O

H 3C

H

5

5H H

HH 3C

H

2

G, E

Etapas: (A) Opennauer; (B) PhSH, HCOH (37%), Et3N, Etanol; Refluxo (72h); (C) Li / NH3, EtOH (ou NH4Cl)

(D) Si / CuSO4, tolueno, 4h; (E) H2 / Pd-C (10%); (F) i- Diisopropilamina, THF, BuLi, hexano (0 0C);

MeI (17 0C, 3h); ii- MeOH / KOH, refluxo (3h); (G) Reação de Wolff-Kishner.

211a

251

139 135

252

253

254

255

Esquema 7: Rota sintética proposta para obter os compostos (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135] e (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139].

7.2.1 Síntese do Intermediário Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]

A síntese dos compostos 2α(metil)-5α(H)-estigmastano e 4α(metil)-5α(H)-

estigmastano tem como principal intermediário a estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]


277

[Figura 191] obtida a partir da oxidação de Oppenauer na hidroxila homoalílica

ligada ao carbono C3 do estigmasterol [211a] [Esquema 8].

HO

H H

H

H H

H

O

A

211a 251

Etapas: (A) Oxidação de Opennaue

3

45

3

85%

Esquema 8: Síntese do composto (20R,22E,24R)-estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]

O composto [251] foi obtido com 85% de rendimento após recristalização

em metanol e caracterizado primeiramente por CGAR-EM [Cromat+EM 5-

Apêndice] apresentando no cromatograma apenas um pico, cujo espectro de massas

destaca-se a presença do íon molecular com 410 daltons; íon-fragmento de m/z 395

[M-CH3]+, correspondente a perda do grupo metila ligado ao carbono C10; íon-

fragmento de m/z 367 [C26H39O]+, correspondente a perda do grupo isopropila

ligado ao carbono C24; íon fragmento de m/z 271 [C19H27O]+, correspondente a

perda da cadeia lateral ligada ao carbono C-17.

A confirmação estrutural do composto [251] foi observada após análise por

RMN (1H, 13C e DEPT). No espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 13-Apêndice]

destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos seis grupos metílicos na

faixa de 0,5 a 1,5ppm; a presença de um dubleto em 5,7ppm correspondente ao

próton olefínico (H-4) com posição alfa à carbonila; e dois duplo dubletos na região

entre 5,0 - 5,3 ppm referente aos prótons H-22 e H-23.

No espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 14-Apêndice] observam-se os

deslocamentos químicos de 29 carbonos correspondentes à molécula, destacando-se


278

o deslocamento em 199.3 ppm, correspondente ao carbono (sp2) carbonílico (C3);

os deslocamentos 123.3ppm, correspondente ao carbono sp2 olefínico (C4); e os

deslocamentos químicos de 1 carbono sp2 olefínico quaternário em 171.4ppm (C5)

e 2 carbonos sp3 quaternários com deslocamentos químicos em 38.6ppm (C10) e

42.3ppm (C13), como está representado na [Figura 191].

12.3

25.519.1

21.2

31.9

53.8

129.3

138.0

21.140.5

17.5

12.2

56.0

28.9

24.3

55.942.3

39.6

21.2

38.6

51.2

35.7

33.0

34.0

171.4

123.6

199.3

32.1

35.7

O

Figura 191: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto 20R,22E,24R-estigmasta-4,22-dien-3-ona [251].

No espectro de DEPT confirma-se o deslocamento químico de carbonos

proveniente de seis grupos metílicos; 9 deslocamentos de carbonos metilênicos

(CH2); e 10 deslocamentos de carbonos metínicos (CH), destacando-se 3 carbonos

sp2 olefínicos com deslocamentos químicos em 123.6ppm (C4), 138.0ppm (C-22) e

129.3ppm (C-23).

A confirmação química da oxidação do estigmasterol para formar a

estigmastenona foi realizada comparando os deslocamentos químicos entre o

substrato e o produto, além dos dados espectrais de RMN de 13C de compostos

esqueleto estrutural similar relatado na literatura.

Como o processo de alquilação nas posições C-2 e/ou C-4 parte inicialmente

da estigmasta-4,22-dien-3-ona [251], esta é um substrato facilmente metilado nos

carbonos C-2 ou C-4, ambos na posição alfa (α). Entretanto, a alquilação dependerá


279

da formação de um enolato cinético para inserção do grupo metila no carbono C-2

ou condensação semelhante à de Mannich modificado por Poppelsdorf and Holt172,

para a inserção do grupo tiofenilmetila no carbono C-4, como será descrito a seguir.

7.2.2 Síntese de 2αααα(metil)-5αααα(H)-estigmastano [135]173.

7.2.2.1 Obtenção e caracterização do intermediário [252].

Na primeira etapa da síntese do composto 2α(metil)-5α(H)-estigmastano, a

metilação [Esquema 9] é realizada seletivamente na posição α do carbono C-2 pelo

tratamento do enolato com iodeto de metila. O enolato é gerado pela adição lenta

de uma cetona α,β-insaturada a um excesso de uma base forte impedida

(diisopropilamina) na presença de lítio (butil-lítio), a baixa temperatura (-78 0C) e

em um solvente aprótico médio (THF, por exemplo), portanto, mediante condições

cinéticas. A regiosseletividade é afetada pela base e o próton menos impedido é

abstraído preferencialmente pela mesma formando o enolato, como mostra a

[Figura 192].

O O

2

Etapas: (F) i- Diisopropilamina, THF, BuLi, hexano (0 0C); MeI (17 0C, 3h); ii- MeOH / KOH, refluxo (3h);

251 252

3

4 5

22

23

Esquema 9: Síntese do composto intermediário (20R,22E,24S)-2α(metil)-estigmasta-4,22-dien-3-ona [252]. 172 Poppelsdorf, F. and Holt, S. J. Journal Chemical Society. 1954, 1124-1130. 173 Lichtfouse, E. and Albrecht, P. Tetrahedron. 1994, 50(6), 1731-1744.


280

O

H

O

iPr2-N-Li

Li+

Dienolato Cinético Cetona α,β- insaturada

2

45

Figura 192: Enolização do grupo cetônico α,β-insaturado. Processo intermediário para alquilação no carbono C-2.

A análise por CGAR-EM do produto de reação mostra no cromatograma a

presença de dois picos principais que apresentaram no espectro de massas o íon

moleculare com 424 daltons e 438 daltons, respectivamente, indicando ser uma

cetona monoalquilada (67%) e outra dialquilada (24%), com rendimento de 85% do

produto bruto. Isto é possível uma vez que, segundo relatos da literatura, pode

ocorrer uma segunda alquilação em um mesmo carbono do enolato formado.

Com o objetivo de caracterizar os dois compostos separadamente e também

utilizar ambos na síntese dos padrões 2α(metil)-estigmastano e 2,2-dimetil-

estigmastano, foi realizado a purificação do produto bruto pelo método

cromatográfico CCDP, utilizando como solvente de eluição hexano/acetato de etila

(1:5).

Outra metodologia utilizada para obtenção do composto [252] puro sem que

ocorresse a formação do produto dialquilado, foi substituindo o reagente

Diisopropilamina [HN-(CH(CH3)2)2] por Isopropilcicloexilamina [CH(CH3)2-N-

C6H11], aumentando o rendimento do composto monoalquilado para 95%.

O espectro de massas do composto [252] [Cromat+EM 6-Apêndice] além de

apresentar o íon molecular com 424 daltons, destaca-se pela presença os íons-

fragmentos com: m/z 381 [C27H41O]+ correspondente a perda do grupo isopropila

da cadeia lateral; m/z 312 [C22H32O]+ correspondente ao rompimento da ligação sp3


281

entre os carbonos C20-C22 com rearranjo de hidrogênio; m/z 285 [C20H29O]+

correspondente a perda da cadeia lateral. Para o composto [252a], correspondente a

dialquilação do enolato, a fragmentação no espectro de massas [Cromat+EM 7-

Apêndice] destaca-se além do íon-molecular com 438 daltons; os íons-fragmentos

com: m/z 395 [C28H43O]+ correspondente a perda do grupo isopropila da cadeia

lateral; m/z 326 [C23H34O]+ correspondente ao rompimento da ligação sp3 entre os

carbonos C20-C22 com rearranjo de hidrogênio; m/z 299 [C21H31O]+

correspondente a perda da cadeia lateral.

A confirmação estrutural de ambos compostos [252] e [252a] foi observada

após análise por RMN (1H, 13C e DEPT) e comparada com os deslocamentos

químicos do substrato [251] [Figura 191]. No espectro de RMN de 1H referente ao

composto [252] destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos sete grupos

metílicos na faixa de 0,7 a 1,3ppm, incluindo o dubleto (1.1ppm) referente ao 1H (-

CH3) inserido ao carbono C2; a presença de um dubleto em 5,6ppm correspondente

ao próton olefínico (H-4) com posição alfa à carbonila; e dois duplo dubletos na

região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos H-22 e H-23, como

mostra a [Espectro RMN 15-Apêndice].

No espectro de RMN de 13C para o composto [252] [Espectro RMN 16-

Apêndice] observam-se os deslocamentos químicos de 30 carbonos

correspondentes à molécula, destacando-se principalmente o deslocamento em

14.8ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico inserido no carbono C-2; e

incremento no valor dos deslocamentos químicos dos carbonos sp3 metilênico

(CH2) em 45.1ppm (C-1) e sp3 metínico (CH) em 36.9ppm (C-2) devido ao efeito

de desblindagem ocorrido pela presença da metila no carbono C-2. Para o

composto [252a] o espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 18-Apêndice] observa-

se os deslocamentos químicos de 31 carbonos correspondentes à molécula,

destacando-se principalmente o deslocamento em 26.8ppm e 27.8ppm


282

correspondente ao carbono (sp3) de dois grupos metílicos inseridos no carbono C-2;

e incremento no valor do deslocamento químico do carbono sp3 metilênico (CH2)

em 50.6ppm (C-1); adição de mais um carbono quaternário sp3 (41.0ppm)

correspondente ao carbono C-2. As atribuições para ambos compostos estão

representados na Figura 193.

No espectro de DEPT do composto [252] confirma-se o deslocamento

químico de carbonos provenientes de sete grupos metílicos; 8 deslocamentos de

carbonos metilênicos (CH2); e 11 deslocamentos de carbonos metínicos (CH),

destacando-se 1 carbono sp3 com deslocamento químico em 36.9ppm referente ao

carbono C-2. Já para o composto [252a], confirma-se o deslocamento químico de

carbonos provenientes de oito grupos metílicos; e 10 deslocamentos de carbonos

metínicos, destacando-se 1 carbono sp3 com deslocamento químico em 41.0ppm

referente ao carbono C-2.

2

O

2

O

45.1

36.9201.8

123.3

170.3

32.531.9

35.5

51.2

39.2

20.8

39.5

42.255.9

24.2

28.8

55.9

12.1

17.514.8

40.421.1

138.1

129.4

54.2

31.8

21.3

18.9 25.4

12.2

50.6

41.0204.9

121.5

169.6

32.832.7

35.3

51.2

38.6

20.9

39.6

42.455.8

24.2

28.9

55.8

12.2

20.6

26.8

27.8

40.521.1

138.1

129.4

56.5

31.9

21.1

18.9 25.4

12.2

[252] [252a]

Figura 193: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto 20R,22E,24R-2α(metil)-estigmasta-4,22-dien-3-ona [252] e 20R,22E,24R-2,2-dimetil-estigmasta-4,22-dien-3-ona [252a].


283

7.2.2.2 Obtenção e caracterização do intermediário [253] 174. A redução da dupla ligação da carbonila cetônica α,β-insaturada do

componente [252], com lítio em amônia líquida, fornece uma cetona saturada com

uma configuração trans na junção do anel A/B [Esquema 10]. A redução de cetonas

α,β-insaturada por metais dissolvidos em amônia líquida pode ser

convenientemente representada pela Figura 194.

O

2

Etapas: (C) i- Li / NH3, Éter seco, 1h; ii- EtOH (ou NH4Cl)

252

3

4 5

22

23

O

H

22

23

5

253

C

Esquema 10: Síntese do composto intermediário (20R,22E,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmasta-22-en-3-ona [253].

O Oα β3

45

O

O

10

10

10

5 5

3

3

I II

III IV

Figura 194: Representação da formação de diânion durante hidrogenação de compostos cetônicos α,β-insaturado por metais dissolvidos em amônia. Configuração estereoquímica de cetonas cíclicas α,β-insaturada.

174 Halsall, T. G.; Theobald, D. W.; Walshaw, K. B. Journal Chemical Society. 1964, 1029-1037.


284

O princípio para hidrogenação no carbono C-5 destes compostos insaturados

para formar compostos com configuração 5α(H)-, baseia-se na formação de um

intermediário diânion [II ; Figura 194] onde inicialmente é adicionado um próton

no átomo de carbono β-aniônico, que é altamente básico. Em geral, esta posição

produz estereoisômeros de configuração mais estável com um doador de próton

está presente (amônia, por exemplo). Com isso, o fator decisivo para a

configuração do hidrogênio no carbono C-5 será a conformação mais estável do

ânion, e não a direção a aproximação do próton-doador. A forma ceto é produzida

no progresso da reação e sua configuração será determinada pela preferência entre

as formas canônicas [III e IV; Figura 194] no ataque pelo próton-doador175.

A análise por CGAR-EM do produto de reação mostra no cromatograma a

presença de uma mistura de compostos que, após fracionamento em coluna de

sílica e análise em CGAR-EM das frações, foi possível obter o composto [253]

separadamente apresentando em seu espectro de massas o íon molecular com 426

daltons [Cromat+EM 8-Apêndice], indicando ser uma cetona monoalquilada com

adição de 2 unidades de hidrogênio na sua massa molar quando comparada ao

composto [252], com rendimento de 75% do composto [253] no produto bruto.

Além do íon molecular, o espectro de massas do composto [253] destacam-se pela

presença os íons-fragmentos com: m/z 383 [C27H43O]+ correspondente a perda do

grupo isopropila da cadeia lateral; m/z 314 [C22H34O]+ correspondente ao

rompimento da ligação sp3 entre os carbonos C20-C22 com rearranjo de

hidrogênio; m/z 287 [C20H31O]+ correspondente a perda da cadeia lateral; m/z 245

[C17H26O]+ correspondente a cisão entre o anel C/D.

A confirmação estrutural do composto [253] foi observada após análise por

RMN (1H, 13C e DEPT) e comparada com os deslocamentos químicos do substrato

175 Birch, A. J.; Smith, H.; Thornton, R. E. Journal Chemical Society. 1957, 1339-1342.


285

[252] [Figura 193, pág. 276]. No espectro de RMN de 1H referente ao composto

[253] destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos sete grupos metílicos

na faixa de 0,6 a 1,1ppm; a ausência do dubleto em 5,6ppm correspondente ao

próton olefínico (H-4) com posição alfa à carbonila presente no substrato [252]; e

dois duplo dubletos na região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos H-

22 e H-23, como mostra a [Espectro RMN 19-Apêndice].




14.8ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico inserido no carbono C-2; e

incremento no valor do deslocamento químico do carbono sp3 metínico (CH) em

41.2ppm (C-2) devido ao efeito de desblindagem ocorrido pela hidrogenação da

dupla ligação no cargbono C4. Surgimento de dois deslocamentos químicos dos

carbonos sp3 metilênico (CH2) provenientes da hidrogenação da dupla ligação entre

os carbonos C4-C5, com valores de 48.6ppm (C-4) de um carbono sp3 metilênico e

48.1ppm(C-5) de um carbono sp3 metínico. Aumento no deslocamento químico do

carbono carbonílico para 212.9ppm devido a hidrogenação da dupla ligação

conjugada. As atribuições para o composto [253] estão representadas na Figura

195.


químico de carbonos provenientes de 7 grupos metílicos; 9 deslocamentos de


destacando-se 2 carbonos sp3 metínicos com deslocamento químico em 41.2ppm

referente ao carbono C-2 e 48.1ppm referente ao carbono C-5 hidrogenado.


286

2

OH

44.8

41.2212.9

48.6

48.1

28.831.8

35.3

51.3

36.6

21.6

39.8

42.656.4

24.4

28.9

56.1

12.4

12.514.7

40.621.3

138.1

129.2

54.0

31.9

21.2

19.1 25.4

12.2

[253]

Figura 195: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto 20R,22E,24R-2α(metil)-estigmasta-22-en-3-ona [253]

7.2.2.3 Obtenção e caracterização do composto [135].

A obtenção do composto [135] a partir do substrato [253] envolve 2 etapas: a

primeira envolve a redução direta do carbono carbonílico sp2 para um carbono

metilênico sp3 favorecido por um meio fortemente básico conhecido como reação

de Wolff-Kishner. A segunda reação envolve uma hidrogenação catalítica nos

carbonos metínicos insaturados C22-C23 fornecendo dois carbonos metilênicos sp3

na cadeia lateral, utilizando Pd(10%)-Carbono como catalizador [Esquema 11].

OH

2

Etapas: (G) Redução de Wolff Kishner; (E) H2 / Pd-C(10%), 24h, 200psi

253

3

4

5

22

23

H

22

23

5

135

G, E 2

3

Esquema 11: Síntese do biomarcador (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135].


287

A análise por CGAR-EM do produto obtido da reação de Wolff-Kishner no

substrato [253] mostra inicialmente a presença de um composto majoritário e

alguns compostos residuais em uma proporção 90:10 [composto 135a : resíduos],

que após purificação em placa preparativa foi possível eliminar os resíduos obtendo

o composto [135a] com 95% de pureza [Cromat+EM 9-Apêndice]. O espectro de

massas do composto [135a] apresenta íon molecular com 412 daltons, que

representa a perda de 14uma quando comparado ao peso molecular do substrato.

Esta perda refere-se à eliminação do oxigênio carbonílico que contém 16uma e

adição de 2uma provenientes de dois prótons hidrogênio. Além do íon molecular, o

espectro de massas do composto [135a] [Cromat+EM 9-Apêndice] destacam-se

pela presença os íons-fragmentos com: m/z 369 [C27H45]+ correspondente a perda

do grupo isopropila da cadeia lateral; m/z 300 [C22H36]+ correspondente ao

rompimento da ligação sp3 entre os carbonos C20-C22 com rearranjo de

hidrogênio; m/z 273 [C20H33]+ correspondente a perda da cadeia lateral; m/z 231

[C17H27]+ correspondente a cisão entre o anel C/D.

A confirmação estrutural da redução da carbonila para formar o

hidrocarboneto [135a], foi realizada pela análise em RMN (1H, 13C e DEPT). No

espectro de RMN de 1H referente ao composto [135a] destacam-se os sinais

correspondentes aos prótons dos sete grupos metílicos na faixa de 0,6 a 1,1ppm; e

dois duplo dubletos na região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos

dos carbonos C-22 e C-23, como mostra a [Espectro RMN 21-Apêndice].

No espectro de RMN de 13C para o composto [135a] [Espectro RMN 22-



23.2ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico ligado ao carbono C-2 com

incremento no valor do deslocamento químico devido a perda do grupo carbonila

que emitia um efeito de desproteção pela indução dos elétrons entre as ligações.


288

Conseqüentemente, decréscimo no deslocamento químico do carbono C2 (δ27.9)

por se tornar um carbono mais protegido. Surgimento de um deslocamento químico

do carbono sp3 metilênico (CH2) provenientes da redução do carbono carbonílico

para carbono metilênico, com valor de 29.2ppm (C-3). As atribuições para o

composto [135a] estão representadas na Figura 196.

No espectro de DEPT do composto [135a] confirma-se o deslocamento



destacando-se 1 carbono sp3 metínico com deslocamento químico em 27.9ppm

referente ao carbono C-2 e 29.2ppm referente ao carbono C-3 reduzido.

2

H

47.9

27.9

35.2

46.7

28.832.2

35.4

51.2

36.6

20.8

40.0

42.556.7

24.3

28.9

56.1

12.4

12.323.2

40.521.2

138.5

129.2

54.8

31.9

21.1

19.1 25.4

13.0

[135a]29.2

Figura 196: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto 20R,22E,24R-2α(metil)-estigmast-22-eno [135a].

O composto [135a] foi submetido a hidrogenação catalítica com Pd(10%)-

Carbono por 4h a 100psi, de modo a reduzir a dupla ligação do carbono C-22 da

cadeia lateral, obtendo assim um importante biomarcador com o grupo alquila

ligado ao anel A [135] [Esquema 11].

A análise por CGAR-EM do produto da hidrogenação apresenta no

cromatograma apenas um componente como sendo o padrão (20R,24R)-2α(metil)-

5α(H)-estigmastano [135] e seu espectro de massas [Cromat+EM 14-Apêndice]


289

mostra o íon molecular com 414 daltons, indicando um aumento na massa molar

em 2 Da quando comparado ao espectro de massas do composto [135a]. Isto se

deve a hidrogenação da dupla ligação dos carbonos sp2 C-22 e C-23. Observa-se

também o aumento da intensidade do íon-fragmento com 231 daltons [C17H17]+

referente a quebra das ligações do anel C/D.

A confirmação foi possível após obtenção dos dados em RMN (1H, 13C e

DEPT), devido ao desaparecimento dos deslocamentos químicos referente a

insaturação dos carbonos sp2 C22-C23 e o surgimento de dois carbonos sp3

metilênicos (CH2) com os deslocamentos δ33.9 (C-22) e δ23.1 (C-23) [Figura

197], observado no espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 24-Apêndice].



carbonos metilênicos (CH2), destacando-se 2 carbonos sp3 metilênico com

deslocamento químico em 33.9ppm (C-22) e 23.1ppm (C-23), provenientes da

hidrogenação ocorrida na dupla ligação; e 9 deslocamentos de carbonos metínicos

(CH), destacando-se 2 carbonos sp3 metílicos desloca à campo baixo ressonando

em 36.2ppm (C-20) e 45.8ppm (C-24) quando comparado ao composto [135a],

devido ausência do efeito eletrônico ausente da dupla ligação.

2

H

47.9

27.9

29.235.7

46.7

28.832.2

35.4

54.8

36.5

20.8

40.1

42.656.7

24.2

28.3

56.1

12.1

11.923.2

36.219.0

33.9

23.1

45.8

29.1

18.7

19.8

26.1

13.0

[135]

Figura 197: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o biomarcador 20R,24R-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135].


290

7.2.3 Síntese de 4αααα(metil)-5αααα(H)-estigmastano [139] 176,177.

A rota sintética para obtenção do composto (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-

estigmastano [139] também segue o Esquema 7 (pág. 270). O princípio para a

obtenção deste composto baseia-se na alquilação seletiva no carbono alfa sp2

metínico (C-4) de uma cetona α,β-insaturada.

7.2.3.1 Obtenção e caracterização do intermediário [254]

Nesta etapa a metilação é realizada seletivamente no carbono C-4 metínico

ativo da cetona α,β-insaturada [251] com tiofenol e formaldeído, na presença de

uma amina alifática terciária como catalizador [Esquema 12]. Esta reação

conhecida como tiofenoximetilação de Kirk-Petrow178 onde o carbono sp2 alfa a

carbonila é atacado pelo íon carbocátion tiofenilmetilênico formado no meio

reacional entre o tiofenol e o formaldeído [Esquema 13], assemelha-se a

condensação de Mannich igualmente modificada por Poppelsdorf-Holt172 para

tiometilação de compostos metilênicos (CH2) ativos.

O

2

E tapas: (B ) PhSH , H C O H (37% ), E t3N , E tano l; R efluxo (72h)

251 2543

4 5

22

23

O

C H 2

S

B

Esquema 12: Síntese do intermediário (20R,22E,24R)-4-tiofenilmetil-estigmast-4,22-dien-3-ona [254].

176 Stoilov, I.; Kolaczkowska, E.; Watt, D. S. Journal Organic Chemistry. 1993, 58, 3444-3454. 177 Halsall, T. G; Theobald, D. W.; Walshaw, K. B. Journal Chemical Society. 1964, 1029-1037 178 Kirk, D. N. and Petrow, V. Journal Chemical Society. 1962, 1091-1096.


291

SH

CO

HH

S CH2H

O S CH2 OH SCH2

íon carbocátion

Esquema 13: Proposta geral para formação do carbocátion tiofenilmetilênico.

O produto bruto foi obtido com um rendimento de 85% da massa inicial e

após o processo de purificação em placa preparativa (CCDP) utilizando hexano-

acetato de etila (1:5) como eluente, obtivemos o composto [254] com 55% de

rendimento e que foi confirmado pela caracterização por RMN (1H, 13C e DEPT).

No espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 25-Apêndice] referente ao

composto [254] destacam-se os sinais correspondentes aos prótons dos três grupos

metílicos (carbonos C-26, C-27 e C-29), na faixa de 0.92 a 1,36 ppm, formando um

multipleto de 9 hidrogênios; um singleto em 4,0 ppm referente aos dois prótons

metilênicos (CH2SPh); um multipleto na faixa 4.91 a 5.20ppm referente aos prótons

olefínicos dos carbonos C-22 e C-23; e um multipleto na faixa 7.39 a 7.59 ppm

referente aos cinco prótons do grupo arila (Ar-H).


Apêndice] observam-se os deslocamentos químicos de 36 carbonos, destacando-se

principalmente o aparecimento dos deslocamentos químicos de 4 carbonos

insaturados sp2 (126.5; 128.7; 130.9; 128.1ppm) provenientes do anel aromático do

íon carbocátion tiofenilmetilênico (⊕CH2-SPh) inserido na molécula do composto

[251]; além do maior no deslocamento químico do carbono vizinho C4 para

136.5ppm. Vale ressaltar que o grupo carbonílico manteve-se intacto na molécula

com o deslocamento químico de 197.1ppm.


292

No espectro de RMN de Carbono em DEPT do composto [254] confirma-se

o deslocamento químico de carbonos provenientes de 6 grupos metílicos; 10

deslocamentos de carbonos metilênicos (CH2); 14 deslocamentos de carbonos

metínicos (CH); e a ausência de 6 carbonos quaternários destacando-se a ausência

do carbono alfa a carbonila com deslocamento de 136.5ppm, confirmando a

inseção do grupo tiofenilmetilênico no carbono C4, mantendo a insaturação α,β à

carbonila. As atribuições para o composto [135a] estão representadas na Figura

198.

O

C H2S

34.8

31 .9

197.1

136.5

168.4

28 .8

33 .6

35 .1

51.2

39.4

21.0

39 .5

42 .255.8

24.1

28 .9

55 .9

12 .1

17 .9

40 .521 .1

138.1

129.4

54 .2

31 .8

21 .1

19.0 25 .4

12.2

28 .2

128

.1

131

.0

12

8.7

126 .5

[254]

Figura 198: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto intermediário 20R,22E,24S-4-tiofenilmetil-estigmast-4,22-dien-3-ona [254].

7.2.3.2 Obtenção e caracterização do intermediário [255].

Na etapa seguinte o composto intermediário [254] foi submetido a redução

da enona (grupo cetônico α,β-insaturado) e dessulforização do grupo tiofenil,

utilizando como agente redutor lítio em amônia líquida a baixa temperatura (-78 0C) [Esquema 14]. O produto bruto obtido (80% de rendimento) foi cromatografado


293

em placa preparativa (CCDP), utilizando como eluente hexano-acetato de etila

(1:5).

4O

CH2SPh

4HO

CH3H[254] [255]

Etapa : (C ) i- Li / NH 3 (-78 0C); ii- EtOH ou NH 4Cl

C

Esquema 14: Síntese do intermediário (20R,22E,24R)- 4α-metil-5α(H)-estigmast-22-en-3-ol [255].

A análise em CGAR-EM das 2 frações obtidas a partir da purificação do

produto bruto, revelou a presença de 2 compostos diferentes, sendo o principal com

55% de rendimento o composto [255] apresentando como principais íons

característicos: o íon molecular com 428 daltons [M+.]; um íon-fragmento com m/z

410 [M+. – H2O] referente a perda de uma molécula de água que indica a presença

de um grupo hidroxila; o íon-fragmento com m/z 413 [M+. – CH3] referente à perda

do grupo metila provavelmente ligado ao carbono C10; e o íon-fragmento com 288

daltons devido a perda da cadeia lateral. E o outro [255a], sendo um composto

cetônico com 35% de rendimento, apresentando como principais íons

característicos: o íon molecular com 426 daltons [M+.]; um íon-fragmento com m/z

411 [M+. – H2O] referente à perda de uma molécula de água que indica a presença

de um grupo hidroxila; o íon-fragmento com m/z 413 [M+. – CH3] referente à perda

do grupo metila provavelmente ligado ao carbono C10; e o íon-fragmento com 286

daltons devido à perda da cadeia lateral. As figuras [Cromat+EM 11-Apêndice] e

[Cromat+EM 12-Apêndice] representam o espectro de massas dos compostos [255]

e [255a], respectivamente.


294

A estrutura dos compostos [255] e [255a] foram confirmados após análise

por RMN (1H, 13C e DEPT) e a atribuição dos deslocamentos químicos dos

carbonos estão representados na [Figura 199]. No espectro de RMN de 1H

[Espectro RMN 27-Apêndice] referente ao composto [255] destaca-se o sinal

correspondente aos prótons do grupo (-CHOH), na faixa de 3.25 a 3.80 ppm,

formando um multipleto de 1 hidrogênio, mostrando que houve a redução do grupo

cetônico no carbono C-3 formando um grupo álcool. Para o composto [255a] o

espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 29-Apêndice] não apresenta o sinal

multipleto nesta faixa, destacando-se a ausência de sinais na faixa entre 2.60 a

4.80ppm quando comparado ao espectro do composto [254].


Apêndice] observam-se os deslocamentos químicos de 30 carbonos, mostrando a

perda de 6 carbonos proveniente do grupo tiofenol após a reação, destacando-se

principalmente o deslocamento químico com 76.6ppm do carbono (C-3) metínico

sp3 com um grupo hidroxila, confirmando que houve a redução do grupo cetônico,

além da presença de mais um grupo metila inserido no carbono C-4, quando

comparado ao substrato inicial. Ao contrário, o RMN de 13C para o composto

[255a] [Espectro RMN 30-Apêndice] apresenta um deslocamento químico com

213.8ppm proveniente do carbono cetônico (C-3), entretanto mostra a ausência de

deslocamentos químicos de carbonos α,β-insaturados à carbonila quando

comparado ao composto [254], confirmando que houve somente a dessulforização

e redução da dupla ligação α,β-insaturada à carbonila, mantendo o grupo cetônico e

um grupo metila em 11.5 ppm inserido no carbono C-4.

No espectro de RMN de Carbono em DEPT do composto [255] confirma-se


deslocamentos de carbonos metilênicos (CH2); 12 deslocamentos de carbonos

metínicos (CH); e a ausência de 2 carbonos quaternários (C0) . Destacam-se 3


295

carbonos metínicos sp3 com deslocamento químicos em 76.6ppm, 39.2ppm e

50.9ppm referente aos carbonos C4, C5 e C6 respectivamente. Similarmente o

composto [255a] apresentou o mesmo número de carbonos de grupos metílicos e

metilênicos, mas com um carbono metínico a menos, destacando a ausência de 3

carbonos não ligados à hidrogênio (C0).

H O

C H 3

H

36 .8

3 1 .1

76 .6

3 9 .2

5 0 .9

2 4 .232 .2

34 .8

51 .2

3 6 .0

21 .1

3 9 .9

4 2 .45 6 .1

24 .2

28 .9

56 .7

12 .2

1 5 .1

4 0 .52 1 .1

1 38 .4

1 2 9 .2

54 .6

3 1 .9

21 .2

1 8 .9 2 5 .4

12 .2

1 3 .4C H 3

OH

3 9 .3

3 8 .0

4 5 .0

5 3 .6

25 .63 1 .9

3 4 .8

5 1 .2

3 6 .3

2 1 .1

39 .8

42 .456 .0

2 4 .2

2 8 .9

5 6 .4

1 2 .2

1 2 .6

40 .52 1 .1

1 3 8 .3

1 29 .3

5 4 .1

3 1 .8

2 1 .2

1 8 .9 2 5 .4

1 2 .2

11 .5

2 13 .8

[2 5 5 ] [2 5 5 a ]

Figura 199: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os compostos intermediários 20R,22E,24S-4α-metil-5α(H)-estigmast-22-en-3-ol [255] e 20R,22E,24S-4α-metil-5α(H)-estigmast-22-en-3-ona [255a].

7.2.3.3 Obtenção e carcterização do composto [139].

A obtenção do composto [139] foi realizada a partir de ambos os substratos

[255] e [255a] representado pelo Esquema 15. Para o substrato [255] pode-se

envolver 2 etapas distintas: primeiro, uma desidratação da hidroxila por meio de

uma reação sob refluxo com sulfato de cobre impregnado em sílica, formando uma

mistura de compostos insaturados; posteriormente, a segunda reação envolve uma

hidrogenação catalítica de todos os carbonos metínicos insaturados (sp2) formando

carbonos metilênicos (sp3), utilizando Pd(10%)-Carbono como catalizador. Outra

rota utilizada foi inicialmente a oxidação da hidroxila do substrato [255] reagindo

com cloro-cromato de piridina (“PCC”) para formar uma cetona similar ao

composto [255a]. As reações seguintes envolvem a redução direta do carbono


296

carbonílico (sp2) para um carbono metilênico (sp3) favorecido por um meio

fortemente básico conhecido como reação de Wolff-Kishner. A segunda reação

envolve a hidrogenação catalítica nos carbonos insaturados da cadeia lateral

fornecendo dois carbonos metilênicos (sp3), utilizando Pd(10%)-Carbono como

catalizador.

4HO

H

CH3

4O

H

CH3

4

H

CH3

D, E

H, G, E

Etapas: (D) Si / CuSO4, tolueno, 4h; (E) H2 / P d-C ( 10%), 200 psi, 24h (G ) Reação de Wolff-Kishner; (H) Si / PCC, Éter Etílico, 1h.

[255]

[255a]

[139]

5

5

5

G, E

Rota A

Rota B

Rota C

Esquema 15: Síntese do intermediário (20R,24R)- 4α-metil-5α(H)-estigmastano [139].

A análise em CGAR-EM dos intermediários obtidos em todas as etapas

mostrou que para a desidratação do grupo hidroxila pelo caminho sintético da rota

A, há a formação de uma mistura complexa de compostos insaturados devido a

possibilidade de isomerização da dupla ligação a ser formada, enquanto que a

redução direta do grupo cetônico (Wolff-Kishner) (Rota B ou C) forma um produto

bruto mais fácil de purificar e de separar o intermediário [139a], para posterior

hidrogenação catalítica da dupla no C-23. Para o composto [139a] destaca-se em

seu espectro de massas o íon molecular com 412 daltons; o íon-fragmento com m/z

397 [M – CH3] referente à perda de um grupo metila; o íon-frgmento com m/z 369

[C27H45]+ correspondente a perda do grupo isopropila da cadeia lateral; m/z 300

[C22H36]+ correspondente ao rompimento da ligação sp3 entre os carbonos C20-C22


297

com rearranjo de hidrogênio; m/z 273 [C20H33]+ correspondente a perda da cadeia

lateral; m/z 231 [C17H27]+ correspondente a cisão entre o anel C/D [Cromat+EM

13-Apêndice].

A estrutura do composto [139a] foi confirmada após análise por RMN (1H, 13C e DEPT) e a atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos está

representada na Figura 200. No espectro de RMN de 1H [Espectro RMN 31-

Apêndice] referente ao composto [139a] destacam-se os sinais correspondentes aos

prótons dos sete grupos metílicos na faixa de 0,6 a 1,1ppm; e dois duplo dubletos

na região entre 4,9 - 5,2ppm referente aos prótons olefínicos dos carbonos C-22 e

C-23.

No espectro de RMN de 13C para o composto [139a] [Espectro RMN 32-



19.1ppm correspondente ao carbono (sp3) metílico ligado ao carbono C-4 com

incremento no valor do deslocamento químico devido a perda do grupo carbonila

que emitia um efeito de desproteção pela indução dos elétrons entre as ligações.

Conseqüentemente, decréscimo no deslocamento químico do carbono C-4 (δ31.4)

por se tornar um carbono mais protegido. Surgimento de um deslocamento químico

do carbono sp3 metilênico (CH2) provenientes da redução do carbono carbonílico

para carbono metilênico, com valor de 22.0ppm (C3).

No espectro de RMN de Carbono em DEPT do composto [135a] confirma-se


deslocamentos de carbonos metilênicos (CH2); e 11 deslocamentos de carbonos

metínicos (CH), destacando-se 1 carbono sp3 metínico com deslocamento químico

em 31.4ppm referente ao carbono C-4 e 22.0ppm referente ao carbono C-3

reduzido.


298

C H3

H

38.9

36.6

31.4

53.5

24.432.3

35.2

51.3

36.6

21.1

40.2

42.456.1

24.4

29.1

56.8

12.3

13.4

40.521.3

138.4

129.1

54.9

31.9

21.1

20.6 25.4

12.3

19.1

22.0

[139a ]

Figura 200: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o composto intermediário 20R,22E,24S-4α-metil-5α(H)-estigmast-22-eno [139a].

O composto [139a] foi submetido a hidrogenação catalítica com Pd(10%)-

Carbono por 4h a 100psi, de modo a reduzir a dupla ligação do carbono C-22 da

cadeia lateral, obtendo assim um importante biomarcador com o grupo alquila

ligado ao carbono C-4 do anel A [139] [Esquema 15, pág. 290].

A análise por CGAR-EM do produto da hidrogenação apresenta no

cromatograma apenas um componente como sendo o padrão (20R,24R)-4α(metil)-

5α(H)-estigmastano [139] [Cromat+EM 14-Apêndice] e seu espectro de massas

mostra o íon molecular com 414 daltons, indicando um aumento na massa molar

em 2 Da quando comparado ao espectro de massas do composto [139a]. Isto se

deve a hidrogenação dos carbonos sp2 metínicos (C-22 e C-23). Observa-se

também o aumento da intensidade do íon-fragmento com 231 daltons [C17H17]+

referente a quebra das ligações do anel C/D.

A confirmação foi possível após obtenção dos dados em RMN (1H, 13C e

DEPT), devido ao desaparecimento dos deslocamentos químicos referente a

insaturação dos carbonos sp2 metínicos C22-C23 e o surgimento de dois carbonos

sp3 metilênicos (CH2) com os deslocamentos δ33.9 (C-22) e δ23.0 (C-23)

atribuídos na [Figura 201] e observados no espectro de RMN de 13C [Espectro


299

RMN 34-Apêndice] e também ausência dos prótons olefínicos na faixa de 4.9 a

5.2ppm [Espectro RMN 33-Apêndice].



carbonos metilênicos (CH2), destacando-se 2 carbonos sp3 metilênicos com

deslocamento químico em 33.9ppm (C-22) e 23.0ppm (C-23), provenientes da

hidrogenação ocorrida nestes carbonos; e 9 deslocamentos de carbonos metínicos

(CH), destacando-se 2 carbonos sp3 metínicos com deslocamento químico em

36.1ppm (C-20) e 45.8ppm (C-24) que sofreram proteção devido a perda do efeito

eletrônico da dupla ligação, quando comparado ao composto [139a].

C H 3

H

38 .9

36 .6

31 .3

53 .5

24 .232 .3

35 .1

54 .8

36 .4

20 .9

40 .2

42.456.7

24 .3

29 .1

56 .2

12.0

13 .2

36 .119 .8

45 .8

31 .2

20 .5

18 .7 26.1

12 .3

19 .0

21 .9

[13 9 ]

3 3 .9

2 3 .0

Figura 201: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o biomarcador 20R,24R-4α-metil-5α(H)-estigmastano [139].


300

7.3 Síntese de Alquil-Esteranos Derivados do Ergosterol

[256a]179,180,181,182.

Entre os biomarcadores aromáticos da classe 3-alquil-24-metil-colestano

presentes nas frações neutras e ácidas dos óleos estudados neste trabalho, foram

detectadas séries homólogas de componentes alquil-esteranos aromáticos no anel

C, como por exemplo, 3,24-dimetil-colesta-8,11,13(14)-trieno, onde foi possível

claramente observar que além deste composto, existem outros diastereoisômeros

que eluem ou coeluem na mesma região de retenção. Similarmente aos alquil-

esteranos derivados do estigmasterol estes compostos não são ainda

comercializados e não há relatos na literatura sobre a síntese do componente padrão

(20R,24R)-3-metil-5α(H)-ergosta-8,11,13(14)-trieno [258] e seus homólogos,

proposto neste trabalho. Além disso, o principal intermediário (componente [257])

necessário para obtenção deste padrão é de grande importância para a síntese de

toda a série homóloga.

A estratégia proposta para a síntese do composto (20R,24R)-3-metil-5α(H)-

ergosta-8,11,13(14)-trieno [258] está representada no Esquema 16.

179 Anderson, R. C. et al. Journal Chemical Society. 1952, 508, 2901-2906. 180 Hammer, C. F. Tetrahedron. 1964, 20, 929-941. 181 Hammer, C. F. Tetrahedron Letters. 1963, 19, 1261-1266. 182 Margulis, T. N. et al. Journal Chemical Society. 1964, 844, 4396-4400.


301

HO

H H

AcO

H H

H

Ac O

H H

H Br

Br Br

Br

HO

R1

R2

HO

H H

H

H H

HO

H H

H

EtO

EtO

H

R1R2

R1 = H , R2 = CH3

ouR1 = C H3 , R2 = H

R1 = H , R2 = CH3

ouR1 = C H3 , R2 = H

B

C

D, E, F, G, H

I, J, H

A

G

K

C, D, L

Etapas: (A) Ni-Raney / H2; dioxano (15psi / 3h); (B) Py / anidrido acético (12h); (C) NBS, peróxido de benzoíla / luz; (D) Alumina / Benzeno; (E) MEOH / KOH (3%), Refluxo; (F) Etanol / éter, zinco, refluxo; (G) PCC-alumina, Éter etílico; (H) H2 / Pd-C (10%); (I) MeLi / THF; (J) CuSO4-Silica, CH2Cl2, refluxo; (K) (EtO)3CH; (L) CaCO3, CH2Cl2, agitação

ROTA 1

ROTA 2

256a

256d256e

256f

256b 256c

257

258

Esquema 16: Rota sintética proposta para obter o composto (20R,24S)-3β-metil-5α(H)-ergosta-8,11,13(14)-trieno [258].

7.3.1 Síntese do intermediário (20R,24S)-ergosta-8,11,13(14)-trien-3-

ona [257]

A rota sintética para obtenção do composto (20R,24S)-ergosta-8,11,13(14)-

trien-3-ona [257] segue o Esquema 16. O princípio para a obtenção deste composto

baseia-se na hidrogenação seletiva do carbono C-5(C-6) do ergosterol, sem que

ocorra a isomerização da dupla ligação do carbono C-7(C-8) para C-8(C-10);


302

proteção da ligação C-O do carbono C-3; e posteriormente a aromatização do anel

C.

7.3.1.1 Obtenção e caracterização do composto [256b]

HO

H H

HO

H H

H

A

256a 256b

Etapas: (A) Ni-Raney / H2; dioxano (15psi / 3h).

557 7

Esquema 17: Síntese do composto (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ol [256b].

A reação de hidrogenação catalítica do Ergosterol [256a] utilizando-se o

catalisador Níquel-Raney (W6) em dioxano, é uma hidrogenação regio- e

diastereosseletiva em “endo” fornecendo o produto termodinamicamente mais

estável com configuração 5α(H) [256b], com rendimento de 95,0%. Em todas as

tentativas de obtenção do composto [256b] sempre apresentava no cromatograma

após análise em CGAR/EM [Cromat+EM 15-Apêndice] dois produtos de reação,

onde o espectro de massas extraído de cada pico sugere a presença do composto

[256b] com íon molecular de 398 daltons; íon-fragmento m/z 383 [M-CH3]+

referente a perda de um grupo metila provavelmente do carbono C-10; o íon-

fragmento m/z 271 [C19H27O] proveniente da perda da cadeia lateral. O outro

produto presente é o derivado do ergosterol dihidrogenado [256b1], onde o espectro

de massas apresenta íon molecular de 400 daltons; íon-fragmento m/z 385 [M-

CH3]+ referente a perda de um grupo metila provavelmente do carbono C-10; o íon-

fragmento m/z 255 [C19H27] proveniente da perda do grupo hidroxila e da cadeia

lateral. Vale ressaltar que o composto [256b1] não interfere nas etapas seguintes.


303

Além destes, as várias tentativas que aqui não serão mencionadas para o melhor

desenvolvimento do método de obtenção do composto [256a], muitas vezes levava

a formação do composto hidrogenado e com a dupla ligação isomerizada para os

carbonos C-8(C-14) [256b2; Figura 202] que não é de interesse neste trabalho e

consequentemente sua presença interfere nas etapas seguintes de aromatização do

anel C.

HO5

6

8

7

22

23

3C28H44OM = 396

HOH

5 C28H46OM = 398

HOH

14

85

C28H46OM = 398

Ni-Ra

a

a256a

256b1

256b2

dioxanoH2

+

Figura 202: Representação da formação do componente isomerizado durante o processo de hidrogenação seletiva do ergosterol [256a] proporcionando uma mistura de 2 compostos diastereoisômeros [256b1] e [256b2].

A confirmação da presença das estruturas sugeridas foi realizada pela análise

em RMN (13C e DEPT). Observa-se que na região de dupla ligação carbono-

carbono do espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 36-Apêndice], apresenta 4

picos mais intensos de carbonos sp2 com deslocamentos 139.6ppm (C-8),

135.6ppm (C-23), δ131.8ppm C-22) e 117.4ppm (C-7) referente ao composto

[256b]. Também há o surgimento de dois carbonos sp3 com deslocamentos em

31.4ppm (C-22) e 31.5ppm (C-23) que indica a presença de um composto

dihidrogenado [256b1], mostrando que ocorreu a hidrogenação nos carbonos

insaturados C-22(C-23).


304

No espectro de RMN de Carbono em DEPT mostra a ausência do

deslocamento químico 139.6ppm, confirmando a presença de 1 carbono sp2 não

ligado à hidrogênio na mistura, indicando que não ocorreu isomerização da dupla

ligação C-8(14). Além disso, confirma a presença dos 2 carbonos metilênicos sp3

com deslocamentos em 31.4ppm e 31.5ppm. A partir da comparação entre os

espectros de 13C desacoplado e DEPT e também das atribuições para a molécula do

ergosterol, foi possível atribuir os deslocamentos químicos para os compostos

[256b] e [256b1], confirmando a hidrogenação seletiva do ergosterol, como mostra

a Figura 203.

HO

38.9

32.5

70.0

41.4

140.9

119.7117.0

141.0

46.8

37.5

21.5

39.7

43.354.9

23.4

28.6

56.3

12.1

16.3

40.8

21.3 136.3

132.5

43.3

33.5

19.7

20.0

17.717.7

20.0

19.7

33.5

43.3

131.8

135.421.3

40.8

12.0

12.8

56.3

28.6

23.4

54.943.3

39.7

21.5

35.5

49.3

139.4

116.929.7

40.2

38.1

71.3

31.4

37.2

HOH

34.212.8

20.5

20.544.2

17.6

31.5

31.418.2

39.9

56.70

28.442.653.5

38.2

21.849.3

117.0

12.0

35.5

29.6

40.2

38.1

71.3

31.437.2

21.9139.6

HOH

[256a] [256b] [256b 1]

Figura 203: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para o substrato Ergosterol [256a] e os derivados hidrogenados (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3β-ol [256b] e (20R,24S)-5α(H)-ergosta-7-en-3β-ol [256b1].

A etapa seguinte para obtenção do principal intermediário utilizado na

síntese de compostos alquil-ergostanos aromáticos no anel C dividi-se em 2 rotas

sintéticas distintas, uma vez que, várias tentativas para a obtenção do intermediário

[257] realizadas pelo grupo muitas vezes encontravam como barreira a formação de

produtos diastereoisômeros com a dupla ligação C-7(C-8) isomerizada para as

posições C-8(C-14); C-8(C-9); ou C-14(C-15) que interferem na etapa de bromação

alílica para posterior aromatização do anel C.


305

7.3.1.2 Rota 1: Obtenção e caracterização do composto [256c]

AcO

H H

HHO

H H

H

B

ROTA 1

256b 256c

Esquema 18: Síntese do composto acetato (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ila [256c].

Esta etapa consiste na acetilação da hidroxila ligado ao carbono C-3 do

composto [256b] quando puro ou misturado ao composto [256b1], utilizando

anidrido acético (ácido fraco) e piridina (base forte), proporcionando um meio mais

favorável à formação do produto desejado com rendimento de 87,9%.

A análise em CGAR/EM [Cromat+EM 16-Apêndice] do produto de reação

mostra no cromatograma a presença de dois compostos [256c] e [256c1]. O

espectro de massas que representa o composto [256c] mostra a presença do íon

molecular com 440 Daltons; destacando-se o íon-fragmento m/z 425 [M-CH3]; o

íon-fragmento m/z 314 [C21H30O2]+ referente a perda da cadeia lateral; e o íon-

fragmento m/z 255 [C19H27]+ referente a perda da cadeia lateral mais o grupo

acetila. Para o composto [256c1] o espectro de massas mostra o íon molecular com

442 daltons; destacando-se o íon-fragmento m/z 427 [M-CH3]; e o íon-fragmento

m/z 315 [C21H31O2]+ referente a perda da cadeia lateral com a isomerização de um

hidrogênio.

A análise em RMN (13C e DEPT) confirmou a acetilação da hidroxila de

ambos compostos [256c] e [256c1], onde foi possível observar na região de dupla

ligação carbono-carbono do espectro de RMN de 13C [Espectro RMN 38-

Apêndice], a presença do deslocamento químico em 170.7ppm proveniente do

carbono sp2 da carbonila (C=O) e na região de campo baixo o surgimento de outro


306

carbono metilênico (sp3) com deslocamento de 21.2ppm referente ao grupo

metílico (H3C-COO-). Os deslocamentos químicos para os demais carbonos (sp3 e

sp2) atribuídos aos compostos iniciais, permaneceram inalterados após a acetilação.

Além destes compostos, a presença de 2 deslocamentos químicos em 142.7ppm e

126.0ppm provenientes de carbonos quaternários, confirmados pela ausência dos

mesmos no espectro de DEPT, mostra a presença do composto diastereoisômero

[256c2] com a dupla ligação C-7(8) isomerizado para C-14(15). As atribuições dos

deslocamentos químicos para os 3 compostos estão descritos na Figura 204.

20.6

20.6 42.8

17.8

40.8

21.6

56.8

12.9

44.2

25.9142.7

37.320.0

49.3 126.0

29.628.9

18.4

42.4

44.2

36.8

19.4

170.5

73.7

36.3

30.5

OCH3C

O

28.4

34.3

135.6

131.9

O HC

O

H3C

29.736.9

73.7

170.5

21.236.8

44.2

42.4

12.1

28.9

142.7

49.3

21.937.3

53.5

25.9

28.447.116.9

56.840.8

17.8

42.1

34.320.6

20.6

21.6 135.6

131.9

31.6

35.7

27.1

O HC

O

H3C

29.736.9

73.7

170.5

21.236.8

44.2

42.4

12.1

28.9

142.7

49.3

21.937.3

53.5

25.9

47.116.956.8

39.2 30.1

15.5

44.1 19.4

19.2

19.2

[256c]

[256c1]

[256c2]

Figura 204: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os compostos acetilados: Acetato de (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3β-ila [256c]; Acetato de (20R,24S)-5α(H)-ergosta-7-en-3β-ila [256c1]; e Acetato de (20R,24R)-5α(H)-ergosta-8(14),22-dien-3β-ila [256c2].

7.3.1.3 Rota1: Obtenção e caracterização do intermediário [256d1] As etapas seguintes consistem primeiramente em uma bromação dos

carbonos alílicos utilizando N-bromo succinamida na presença de peróxido de

hidrogênio ou de 2,2’-azoisobutironitrila como agente formador radicalar, uma vez

que a inseção dos íons bromo na molécula são via radicalar. Posteriormente, o


307

produto de reação foi filtrado em coluna de alumina utilizando benzeno como

eluente para eliminação do bromo alílico. Em seguida foram realizadas duas

reações: a primeira de eliminação da molécula de bromo inserido na cadeia lateral,

refluxando o produto obtido em solução 3% MEOH/KOH; e a segunda de redução

do grupo acetato para hidroxila refluxando em solução de zinco/etanol/eter.

AcO

H H

HHO

H H

H

C, D, E, F

256d1256c

Rota 1

CH 3

Etapas: (C) NBS, peróxido de benzoíla / luz; (D) A lumina / Benzeno; (E) M EOH / KOH (3%), Refluxo; (F) Etanol / éter, zinco, refluxo;

Esquema 19: Síntese do composto (20R,24R)-5α(H)-ergosta-8,11,13,22-tetraen-3β-ol [256d1].

A análise em CGAR/EM [Cromat+EM 17-Apêndice] do produto de reação

obtido mostra no cromatograma a presença de 4 componentes, onde o espectro de

massas extraído de cada pico sugere a presença do composto [256d1] com íon

molecular de 396 daltons; íon-fragmento m/z 378 [M-H2O]+ referente a perda de

uma molécula de água; o íon-fragmento m/z 271 [C19H27O]+ proveniente da perda

da cadeia lateral; e o íon fragmento m/z 253 [C19H25]+ proveniente da perda da

cadeia lateral mais uma molécula de H2O. Os espectros de massas para os demais

componentes presentes sugerem que são os compostos [256b] e [256b1]

provenientes da redução do grupo acetato. Além destes dois componentes, há a

possibilidade de estar presente o componente diastereoisômero com a dupla ligação

isomerizada para os carbonos C-8(14).

Devido a mistura dos compostos no produto final e a impossibilidade de

separá-los para caracterização, além do baixo rendimento da reação, não foi

possível realizar análises em RMN para elucidação das estruturas. Logo, foram


308

testados outros caminhos sintéticos para obtenção de componentes intermediários

ao composto [257] com maior rendimento e de modo que não houvesse a formação

de produtos com a dupla ligação isomerizada, uma vez que os mesmos não são

possíveis de serem separados do produto de reação e interferem nas etapas

seguintes de aromatização do anel C, produzindo uma mistura de diferentes

compostos durante o processo de bromação alílica.

7.3.1.4 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256e]

Devido a problemas encontrados durante o desenvolvimento da rota 1,

optamos em testar novas metodologias para obter componentes intermediários em

maior rendimento, conforme a estratégia de síntese descrito na rota 2 [Esquema 16,

pág. 295].

Uma das metodologias inicialmente testada foi a oxidação do grupo hidroxila

dos compostos [256b] e [256b1] para um grupo ceto [256e] utilizando “PCC-

alumina” em éter etílico [Esquema 20].

HO

H H

H

H H

HO

256b 256e

ROTA 2

G

Etapas: (G) PCC-alumina, Éter Etílico;

Esquema 20: Síntese do composto (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ona [256e].

Foi obtido uma mistura dos compostos [256e] e [256e1] com 90% de

rendimento caracterizados por análise em RMN de 13C [Espectro RMN 40-


309

Apêndice] que, mostra na região de dupla ligação carbono-carbono 4 picos intensos

de carbonos sp2 com deslocamentos em 139.4ppm (C-8), 135.4ppm (C-23),

131.8ppm (C-22) e 116.9ppm (C-7) e um carbono sp2 com deslocamento em

211.5ppm proveniente do carbono carbonílico (C=O), confirmados no espectro de

DEPT devido a ausência dos carbonos quaternários com deslocamentos em

135.4ppm (C8) e 211.5ppm (C=O). Os demais deslocametos permaneceram em sua

maioria inalterados, com exceção dos carbonos próximos a carbonila, como mostra

as atribuições na [Figura 205]. O espectro de RMN 13C e DEPT também mostram

que não ocorreu isomerização da dupla ligação durante o processo de oxidação da

hidroxila.

211.5

17.7

20.0

21.2

33.1

43.3

131.8

135.419.7

40.812.2

56.3

28.1

23.0

54.943.3

38.8

21.8

34.4 139.3

116.830.4

42.8

44.2

30.8

38.1

OH 256e 256e1

OH

116.9

139.4

43.3

33.5

21.8

20.6

15.5

12.5

30.1

30.8

211.5

36.7

19.1

48.9

49.3

Figura 205: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os compostos cetônicos: (20R,24R)-5α(H)-ergosta-7,22-dien-3-ona [256e]; e (20R,24S)-5α(H)-ergosta-7-en-3-ona [256e1].

7.3.1.5 Rota 2: Obtenção e caracterização do composto [256f] Esta etapa consiste na cetalação do grupo ceto dos compostos [256e] e

[256e1] utilizando trietóxi-metano [(EtO)3CH] [Esquema 21], com objetivo de

proteger o grupo cetônico de grande importância para o processo de alquilação. O

produto foi obtido com 60% de rendimento e a análise em RMN (13C e DEPT)

mostra que não houve isomerização da dupla ligação C-7(8) estando presente dois


310

compostos com grupo ceto na estrutura, confirmados pelos deslocamentos

químicos em 100.1ppm proveniente de um carbono sp3 quaternário (C-3) e

54.9ppm de um carbono metilênico sp3 do grupo cetal (-O-CH2CH3) [Espectro

RMN 42-Apêndice], ambos atribuídos na estrutura representativa da Figura 206.

256f256e

K H H

H

EtO

EtO

H H

HO ROTA 2

Etapa: (K) (EtO)3CH;

Esquema 21: Síntese do composto (20R,24R)-3-dietóxi-5α(H)-ergosta-7,22-dieno [256f].

43.3

54.9

100.1H3C-CH2-O

H3C-CH2-OH

117.5

139.6

135.6

131.8

43.3

33.5

17.7

43.3

54.9

100.1H3C-CH2-O

H3C-CH2-OH

117.5

139.6

20.6

31.4

33.0

256f256f1

54.954.9

15.4

21.821.2

20.0

Figura 206: Atribuição dos deslocamentos químicos dos carbonos por RMN de 13C para os compostos com grupo cetal: (20R,24R)-3-dietóxi-5α(H)-ergosta-7,22-dieno [256f]; e (20R,24S)-3-dietóxi-5α(H)-ergost-7-eno [256f1].

Outros testes reacionais para formação de grupos cetais foram realizados,

como por exemplo, a utilização de etilenoglicol em dioxano que forma grupos

cetais cíclicos e que também apresentou bom rendimento na formação dos

componentes desejados. Entretanto, após várias tentativas em se obter o

intermediário [257] e consequentemente o componente alquil-ergostano aromático

no anel C [258], podemos sugerir que o melhor caminho para obtenção destes


311

compostos é através da rota 2 que a princípio não proporciona a formação de

compostos diastereoisôemros com a dupla ligação isomerizada para o carbono

C-8(14).

Conclusão Parcial – Síntese de Biomarcadores

312

7.4 Conclusão Parcial: Sintese de Biomarcadores

A síntese dos biomarcadores propostos neste trabalho, seguiram um processo

longo entre as etapas com o objetivo de obter sempre intermediários com maior

rendimento e de fácil purificação, entretanto nem sempre as metodologias relatadas

fornecem o produto desejado na proporção em que está descrita na literatura, ou,

em muitos casos, o procedimento de reação necessita de modificações para o

devido sucesso.

O estudo dos biomarcadores na determinação dos parâmetros geoquímicos

em óleos e sedimentos, muitas vezes, depende da coinjeção de padrões autênticos.

A síntese dos biomarcadores aqui relatados e sua coinjeção nos óleos estudados,

forneceram dados de grande importância paleoambiental, como é o caso da

coinjeção e identificação dos componentes (20R, 24R)-2α(metil)-estigmastano e

(20R, 24R)-4α(metil)-estigmastano em amostras ME ; enquanto que a presença e o

nível de concentração de componentes esteranos aromáticos, como por exemplo o

composto (20R, 24R)-4-metil-stigmasta-1,3,5(10)-trieno indicam o nível de

maturidade térmica dos óleos.

A síntese dos componentes da classe dos alquil-esteranos aromáticos são de

grande importância na elucidação estrutural e quantificação destes compostos em

amostras de óleos e extratos orgânicos, entretanto a rota sintética proposta para

obter compostos aromáticos no anel C a partir do Ergosterol precisa ser reavaliada

com o objetivo de buscar novas rotas alternativas para obtenção destes importantes

compostos, principalmente para estudos de ácidos em óleos.

Parte Experimental

313

8 PARTE EXPERIMENTAL

8.1 INSTRUMENTAÇÃO E CONDIÇÕES ANALÍTICAS

8.1.1 Solventes e reagentes

Os reagentes e solventes utilizados neste trabalho foram analiticamente puros

e/ou indicados pelos fabricantes para uso em síntese orgânica. Sempre que

necessário eles foram submetidos aos métodos gerais de purificação, descritos na

literatura.183

8.1.2 Espectroscopia no infravermelho

Os espectros de absorção na região do infravermelho foram obtidos em

pastilha de KBr, empregando-se um espectrofotômetro Perkin-Elmer 298 e 1660

FTIR. Como padrão de referência, utilizou-se a absorção em 1601 cm-1, de um

filme de poliestireno, fornecido pelo fabricante.

8.1.3 Cromatografia gasosa de alta resolução acoplada à

espectrometria de massas (CGAR/EM)

As análises por CGAR/EM foram realizadas em cromatográfo Hewlett

Packard 6890B, acoplado a um detector seletivo de massas HP5973-MSD,

operando com uma fonte de elétrons com energia de ionização de 70 eV.

O cromatográfo é equipado com um injetor tipo split/splitless e com coluna

capilar de sílica fundida do tipo J & W Scientific HP-5MS (30 m x 0,25 mm x 0,25

µm) e cuja fase fixa consiste de 5% de fenil metil silicone. O volume injetado das 183 Perrin, D. D.; Armarego, W. L. F.; Perrin, D. R. - Purification of Laboratory Chemicals, 2th ed., Pergamon Press, New York, 1980.

Parte Experimental

314

amostras, adequadamente diluídas variaram entre 1-3 µL e as condições

empregadas estão descritas no item 8.3.1. Hélio de alta pureza (99,9999%) foi

empregado como gás de arraste, sob pressão de 10psi (“modo split”). As

temperaturas do injetor e do detector foram variaram conforme o método. O

espectrômetro de massas operou com velocidade de 0,77 scans.seg.-1 na faixa de

m/z 40-500.

As análises por CGAR/EM-EM foram realizadas em cromatográfo Varian

CP3800 acoplado a um detector triploquadrupolo Varian 1200L, operando com

uma fonte de elétrons com energia de ionização de 70 eV; argônio como gás de

colisão em q2; tempo de varredura entre 1 – 1,5ms; janela de varredura de 0,7uma.

8.1.4 Cromatografia em coluna (CC) e camada delgada (CCD)

As cromatografias (“flash”) em coluna foram realizadas utilizando-se sílica

gel 60 da Merck, com granulometria 70-230 mesh e gradientes de solventes

purificados como eluentes. A relação entre a amostra e o adsorvente variou de 1:30

até 1:50, respectivamente. Os compostos foram eluídos das colunas com solventes

orgânicos em ordem crescente de polaridade. As frações coletadas foram

controladas por cromatografia em camada delgada (CCD), utilizando placas

prontas de sílica sobre alumínio (Merck). A visualização dos compostos em CCD

foi verificada por irradiação de luz ultravioleta (UV) no comprimento de onda de

254 e 365 nm, e por pulverização com revelador de terpenos (p-

anisaldeído/H2SO4/HOAc (0,5:1,0:0,5), seguida de aquecimento. O controle de

pureza das frações foi realizado através de CCD, sendo reunidas todas aquelas

frações que apresentavam semelhanças.

Parte Experimental

315

8.1.5 Espectroscopia de ressonância magnética nuclear (RMN)

Todos os experimentos unidimensionais de RMN foram realizados em

espectrômetros Varian INOVA-500 (B0 = 11,7 Τ), operando a 499,885 MHz para 1H e 125,695 MHz para 13C ou Gemini 300P-Varian (B0 = 7,05 Τ), operando a

300,067 MHz para 1H e 75,452 MHz para 13C. Também foram realizdos

experimentos bidimensionais de RMN no espectrômetro Varian INOVA-500.

8.2 AMOSTRAGEM E TRATAMENTO ANALÍTICO DOS

ÓLEOS

Neste trabalho estudamos os componentes neutros e ácidos de seis óleos,

sendo eles: 2 Lacustres de Água Doce (LAD ), 2 Mistos (M ) e 2 Marinho-

Evaporíticos (ME ) provenientes de poços de diferentes origens da Bacia Potiguar

(Brasil), que abrange os estados do Rio Grande do Norte e Ceará. As amostras

foram coletadas por especialistas do CENPES/PETROBRÁS e enviadas para nosso

grupo de pesquisa. Os óleos foram analisados com o intuito de alcançar os

objetivos propostos neste trabalho, sendo que os componentes ácidos destes óleos

nunca foram objetos de estudos geoquímicos.

Os óleos de diferentes origens da Bacia Portiguar estudados neste trabalho,

estão acumulados na porção “offshore” em pelitos da Formação Alagamar (óleos

ME e M ) e Formação Pendência (óleos LAD ), com diferentes níveis de

biodegradação entre os três tipos.

Após o estudo geoquímico prévio das frações neutras e ácidas dos óleos

acima mencionado, os mesmos foram submetidos à coinjeção com padrões

sintéticos da classe dos alquil-esteranos [da série 5α(H) e 5β(H)], derivados do

colesterol e estigmasterol, a fim de confirmar a presença ou ausência destes

Parte Experimental

316

compostos. Também foram coinjetados padrões sintéticos (20R,24R)-2α-metil-

estigmastano [135] e (20R,24R)-4α-metil-estigmastano [139] nas amostras do tipo

ME , por serem relatados na literatura como componentes provenientes de fontes

marinhas e conseqüentemente indicadores de paleoambiente. Além destes, também

foi coinjetado o padrão sintetizado (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno

[211] com as amostras marinho evaporíticas que apresentaram em sua constituição

geoquímica a presença de componentes da classe dos esteranos aromáticos.

8.2.1 Obtenção da Fração Neutra

As amostras foram submetidas a um fracionamento cromatográfico em

coluna (CC) de sílica gel obtendo-se 3 (três) frações neutras (FN) distintas:

hidrocarbonetos saturados e insaturados (F1), compostos aromáticos pesados (F2) e

resinas e asfaltenos (F3). As frações F1 e F2 foram fracionadas em hidrocarbonetos

saturados (F1P1) e (F2P1) e hidrocarbonetos insaturados (F1P2) e (F2P2),

respectivamente [Tabela 20], utilizando-se cromatografia em camada delgada

preparativa (CCDP) impregnada com AgNO3, para um estudo mais detalhado184, 185.

184 Lopes, J. A. D.; Santos Neto, E.V.; Mello, M. R.; Koike, L.; Marsaioli, A. J.; Reis, F. A. M. Chemical Geology. 1999, 158, 1-20. 185 Lopes, J. A. D. Tese de Doutorado. 1995, Instituto de Química, Unicamp, Campinas, SP, Brasil.

Parte Experimental

317

Fluxograma 1: Método de obtenção da fração neutra.

Tabela 20: Massas e rendimentos obtidos da fração neutra (FN). Amostra de Óleos

Massas e Rendimentos das frações obtidas por cromatografia (CCP e CCDP) LAC1

Massa = 4,14 g LAC2

Massa = 4,33g M1

Massa = 4,24g M2

Massa = 4,21g ME1

Massa = 4,40g ME2

Massa = 4,11g F1

0,251g (6,1%) F1

0,983g (22,7%) F1

2,586g (60,7%) F1

1,137g (27,0%) F1

1,364g (31,0%) F1

1,051g (25,6%) Alíquota p/ CCDP

0,118g Alíquota p/ CCDP





0,107g F1P1 0,098g (83,1%)

F1P2 0,005g (4,2%)

F1P1 0,049g (49,5%)

F1P2 0,006g (6,06%)

F1P1 0,055g (53,3%)

F1P2 0,004g (3,9%)

F1P1 0,069g (72,6%)

F1P2 0,006g (6,3%)

F1P1 0,067g (65,5)

F1P2 0,002g (1,9%)

F1P1 0,016g (14,9%)

F1P2 0,003g (2,8%)

F2 1,114g (26,9%)

F2 1,471g (26,9%)

F2 1,013g (23,9%)

F2 1,220g (28,9%)

F2 0,436g (9,9%)

F2 0,289g (7,0%)

Alíquota p/ CCDP 0,103g






F2P1 0,061

(59,2%)

F2P2 0,010

(9,7’%)

F2P1 0,051g (56,0%)

F2P2 0,010

(10,9%)

F2P1 0,038g (36,5%)

F2P2 0,011g (10,6%)

F2P1 0,061

(59,2%)

F2P2 0,010

(9,7’%)

F2P1 0,051g (56,0%)

F2P2 0,010

(10,9%)

F2P1 0,038g (36,5%)

F2P2 0,011g (10,6%)

F3

1,295g (31,3%) F3

0,727g (16,8%) F3

0,011g (0,3%) F3

0,530g (12,6%) F3

1,834g (41,7%) F3

1,371g (33,4%)

Parte Experimental

318

8.2.2 Obtenção da Fração Ácida

Para obter a fração ácida, as amostras foram submetidas a uma coluna de

extração contínua contendo sílica gel impregnada com KOH. Inicialmente cerca de

100,0g da amostra (óleo) foi adsorvida em sílica e submetida à extração contínua

com éter etílico para remoção dos compostos neutros e posteriormente com 5% de

ácido fórmico em éter etílico para extração dos compostos ácidos186,187,188. Em

seguida a fração ácida (FAc) foi transformada quimicamente em ésteres metílicos

(EM ) e posteriormente em hidrocarbonetos derivados de ácidos (HAc)

(Fluxograma 3)8,184,188. As massas obtidas em cada etapa do processo de

fracionamento estão descritas na Tabela 21.

Fluxograma 2: Método de extração da fração ácida.

186 Ramijak, Z.; Solc, A. Analytical Chemistry. 1977, 49, 1222. 187 McCarthy, R. D.; Duthie, A. R. Journal Lipids Research. 1962, 3, 117. 188 Koike, L.; Rebouças, L. M. C.; Reis, F. A. M.; Marsaioli, A. J.; Richnow, H. H.; Michaelis, W. Organic Geochemistry. 1992, 18, 6, 851-860

Parte Experimental

319

Fluxograma 3: Método de obtenção de hidrocarbonetos derivados de ácidos.

Tabela 21: Massas e rendimentos obtidos da fração ácida (FAc). Massas* e Rendimentos das frações obtidas por cromatografia (CCP e CCDP)

LAC1 Massa = 100,5g

LAC2 Massa = 100,3g

M1 Massa = 100,8g

M2 Massa = 100,4g

ME1 Massa = 91,13g

ME2 Massa = 100,2g

FAc 1,202g (1,20%)

FAc 0,370g (0,37%)

FAc 0,043g (0,04%)

FAc 1,608g (1,60%)

FAc 3,562g (3,91%)

FAc 3,865g (3,86%)

Alíquota para esterificação

1,106g


0,274g


0,034g


1,510g


3,411g


3,581g EM

0,148g (13,38%) EM

0,070g (25,55%) EM

0,008g (23,53%) EM

0,362g (23,97%) EM

2,175g (63,76%) EM

2,210g (61,71%) Alíquota para

redução (I) 0,100g

-------------

-------------

Alíquota para redução (I)

0,200g


0,500g


0,500g Álcoois

0,0883g (88,3%)

-------------

------------- Álcoois

0,1750g (87,5%) Álcoois

0,3350g (67,0%) Álcoois

0,3280g (65,6%) Alíquota para

mesilação 0,0883g

-------------

-------------

Alíquota para mesilação 0,1750g



Mesilados 0,0580g (65,7%)

-------------

-------------




Alíquota para redução (II)

0,0580g

-------------

-------------


0,1020g


0,2250g


0,2163g Hidrocarbonetos

(HAc) 0,0289g (49,8%)

-------------

-------------

Hidrocarbonetos (HAc)

0,0848g (83,1%)


0,0771g (34,3%)


0,0651g (30,1%)

8.3 MÉTODOS DE ANÁLISE

8.3.1 Cromatografia e Espectrometria de Massas

Após fracionamento e/ou extração das frações neutra e ácida e

posteriormente transformações químicas mostradas no Fluxograma 3 8,188, as

amostras foram analisadas utilizando um CG (HP5890II) acoplado a um detector

seletivo de massas (HP 5970-MSD) através das técnicas de varredura de íons totais

Parte Experimental

320

(VIT ) e monitoramento de íons selecionados (MIS ); e a outro CG (Varian-

CP3800) acoplado a um detector triplo quadrupolo (Varian-1200L) através das

técnicas de varredura de íons precursores (VIPRE ), varredura de íons produtos

(VIP ) e transição íon precursor-íon produto pelas técnicas de monitoramento de

reação simples (MRS) e múltipla (MRM ).

Ambas as técnicas estão discutidas nos Capítulos anteriores.

A seguir, será descrito os programas utilizados para detecção e identificação

dos biomarcadores presentes nas frações neutras e ácidas.

� Programa I – Análise de parafinas, isoprenóides e sesquiterpanos

bicíclicos: Injetor a 300 0C; Linha de transferência a 260 0C; Forno a 80 0C(2 min.)/270 0C (4 0C/min)/300 0C (10 0C/min.)(25min.). Coluna

Capilar HP5-MS 30m x 0,25mm; 0,25µm;

Técnicas de Análises por EM: Varredura de íons totais (VIT ) e

Monitoramento de íons selecionados (MIS ).

� Programa II : Análise de terpanos tricíclicos, tetracíclicos e

pentacíclicos; esteranos normais e diasteranos: Injetor a 300 0C; Linha de

transferência a 260 0C; Forno a 70 0C(2 min.)/190 0C (30 0C/min)/250 0C

(1 0C/min.)/300 0C (2 0C/min.) (25min.). Coluna Capilar HP5-MS 30m x

0,25mm; 0,25µm;



� Programa III : Análise de ésteres metílicos derivados da fração ácida:

Injetor a 280 0C; Linha de Transferência a 250 0C; Fonte de Ionização a

230 0C (70eV); Manifold a 40 0C; Forno a 60 0C(2 min.)/190 0C (30

Parte Experimental

321

0C/min) (10min.)/250 0C (2 0C/min.) (20min.)/300 0C (1 0C/min.)

(20min.). Coluna Capilar CPSil-8MS (low bleed) 30m x 0,25mm;

0,25µm;



� Programa IV: Análise de alquil-esteranos: Injetor a 280 0C; Linha de

Transferência a 250 0C; Fonte de Ionização a 230 0C (70eV); Manifold a

40 0C; Forno a 60 0C(2 min.)/190 0C (30 0C/min) (10min.)/250 0C (2 0C/min.) (20min.)/300 0C (1 0C/min.) (20min.). Coluna Capilar DB-1MS

(low bleed) 60m x 0,25mm; 0,25µm e CPSil-8MS (low bleed) 60m x

0,25mm; 0,25µm.

Técnicas de Análises por EM-EM: Varredura de íons precursores;

Varredura de íons produtos; e Transição íon precursor-íon produto.

8.4 SÍNTESE DE BIOMARCADORES

A coinjeção de padrões sintéticos com estereoquímica conhecida é o

procedimento analítico mais adequado para confirmação estrutural dos

componentes presentes em amostras complexas como os petróleos, que possuem

inúmeros compostos com múltiplos centros quirais. Desta forma, devido a

comercialização limitada de padrões sintéticos para determinadas classes de

biomarcadores, por exemplo, a classe dos esteranos, é necessário o uso de reações

estereosseletivas para obtenção dos padrões com estereoquímica definida.

Com o objetivo de identificar biomarcadores da classe dos esteranos, nos

óleos estudados neste trabalho, foram sintetizados padrões da classe alquil-

Parte Experimental

322

esteranos saturados e aromáticos no anel A [Figura 207], derivados do

estigmasterol comercial. Além também da tentativa de sintetizar um padrão alquil-

aromático no anel B derivado do ergosterol comercial.

A estratégia de síntese para os derivados do estigmasterol baseia-se em três

rotas distintas: Primeiro, na preparação de um grupo cetônico no carbono 3

conjugado com uma dupla ligação (C-4) e posterior alquilação na posição 2 e/ou 4,

ambos com configuração 5α(H) [Figura 207]189,190,191. Segundo, na obtenção de um

trieno conjudado (C-2, C-4 e C-6) e posterior isomerização das duplas ligações de

modo a formar um composto aromático estável no anel A [Figura 208]189,192,193

H

HH 3C

H

H

H

CH 3H

HO

H

H

H

H

O

Esterol Cetona Conjugada

4-metil-esterano [5αααα(H)] 2-metil-esterano [5αααα(H)]

2

4 5

3

5

4

A

A A

Figura 207: Exemplificação genérica para obtenção de 2- e 4-metil-esteranos.

189 Blunt, J. W.; Stothers, J. B. Organic Magnetic Resonance. 1977, 9(8), 439-464. 190 Lichtfouse, E.; Albrecht, P. Tetrahedron. 1994, 50(6), 1731-1744. 191 Stoilov, I.; Kolaczkowska, E.; Watt, D. S.; Pyrek, J. St.; Carlson, R. M. K.; Fago, F. J.; Moldowan, J. M. Organic Geochemistry. 1993, 58, 3444-3454. 192 Demir, A. Tetrahedron. 2001, 57, 227-233. 193 Stoilov, I.; Shetty, R.; Pyrek, J. St.; Smith, S. L.; Layton, W. J.; Watt, D. S.; Carlson, R. M. K.; Moldowan, J. M. Organic Geochemistry. 1994, 59, 926-928.

Parte Experimental

323

Trieno Conjugado

HO

H

H

5

12

34 6

78

9

10H

H

H

H

Esterol Aromático Anel A

2

4 6

Figura 208: Exemplificação genérica para obtenção de esteranos aromáticos no Anel A.

A estratégia de síntese para obtenção de um composto aquil-esterano

aromático no anel C a partir do ergosterol comercial baseia-se primeiramente em

uma hidrogenação regiosseletiva da dupla ligação no carbono C-5, posterior

bromação alílica na dupla ligação do carbono C-7, seguida da aromatização no anel

C pela remoção dos bromos alílicos, de modo a formar um intermediário com um

grupo cetônico no carbono C-3, muito importante para a síntese de alquil-esteranos

aromáticos [Figura 209]179,180,181,182,189,

HO

H H

O

H H

H

H

H

EtO

EtO Br

Br

H HO

Esterol

5 67

8

37

8

3

Intermediário Cetônico

Alquil-esterano Aromático

Figura 209: Exemplificação genérica para obtenção de alquil-esteranos aromáticos no Anel C.

Parte Experimental

324

8.4.1 Descrição dos compostos sintetizados neste trabalho.

8.4.1.1 Síntese do composto (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno [211.]

8.4.1.1.1 Reação de Epoxidação do Estigmasterol – Composto [211b1]. Em um balão de 2 bocas equipado com fluxo de N2 em uma das

extremidades, adicionar 1,0g de estigmasterol em 35ml de diclorometano. Resfriar

o sistema a 0 0C e adicionar em pequenas porções 0,7g de ácido

metacloroperbenzóico. Agitar a mistura por 1h e filtrar. Lavar o filtrado

sucessivamente com solução saturada de bicarbonato de Sódio, água e solução

saturada de cloreto de sódio. Secar a fase orgânica com sulfato de magnésio anidro.

Filtrar, evaporar o solvente sob vácuo e recristalizar o produto em metanol para

obter o composto [211b1] com 95% de rendimento.

Características do Composto [211b1]

Ponto de Fusão: 152 – 154 0C

Espectro de massas: M+. 428; m/z 410; m/z 392; m/z 367; m/z 271; m/z 253

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 37.3(C-1); 31.6; 71.8; 42.2; 140.7; 121.7; 31.8; 31.9; 50.2; 36.5; 21.1; 39.7; 42.3; 56.9; 24.4; 28.9; 55.9; 12.0 (C-18); 18.9 (C-19); 40.5.; 19.4; 138.3; 129.3; 51.2; 31.6; 21.2; 21.1; 25.4; 12.2.

8.4.1.1.2 Reação de Mesilação do Composto [211b1] – Composto [211b] Em um balão de 2 bocas equipado com fluxo de N2 em uma das

extremidades, adicionar 1,0g do composto [211b1] em 7ml de diclorometano.

Resfriar o sistema a 0 0C, adicionar 1ml de trietilamina e lentamente 1ml de cloreto

de mesila. Agitar a mistura por 1h e diluir com 30ml de água destilada gelada.

Extrair a fase orgânica com diclorometano e lavar a mesma sucessivamente com

água destilada (pH neutro) e solução saturada de cloreto de sódio. Secar a fase

Parte Experimental

325

orgânica com sulfato de magnésio anidro. Filtrar, evaporar o solvente sob vácuo e

cromatografar o produto em placa preparativa de sílica utilizando acetato de

etila/hexano (1:3) para obter o composto [211b] com 90% de rendimento.

Características do Composto [211b]


RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 35.3(C-1); 28.8; 79.6; 41.7; 76.8; 63.4; 32.7; 31.8; 45.4; 38.6; 21.0; 39.2; 42.6; 55.9; 24.1; 27.8; 55.4; 12.2 (C-18); 18.2 (C-19); 40.5.; 19.0; 138.1; 129.4; 51.2; 30.0; 21.2; 21.1; 25.4; 14.2; 38.9 (CH3-SO2).

8.4.1.1.3 Reação de Eliminação dos Grupos Epoxi e Mesila do composto [211b] – Composto [211c]

Em um balão de 2 bocas equipado com fluxo de N2 em uma das

extremidades e imerso em um recipiente contendo silicone líquido, adicionar 1,0g

do composto [211b] em 20ml de HMPA anidro. Aquecer a solução a 230 0C por 5

minutos. Despejar a solução em um béquer contendo 100 ml de água destilada e

extrair a fase orgânica com hexano (3 vezes). Lavar a fase orgânica sucessivamente

com água destilada (pH neutro) e solução saturada de cloreto de sódio. Secar a fase

orgânica com sulfato de magnésio anidro. Filtrar, evaporar o solvente sob vácuo.

Recristalizar o produto com EtOH/EtOAc (1:1) formando cristais brancos do

composto [211c] com 65% de rendimento.

Características do Composto [211c]


Espectro de massas: M+. 392; m/z 377; m/z 253; m;z 211; m/z 157; m/z 143.

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 36.6(C-1);119.1; 124.1; 125.2; 142.7; 131.6; 127.8; 37.4; 51.6; 35.7; 20.9; 39.8; 43.1; 54.7; 23.9; 28.9; 55.9; 12.4 (C-18); 15.5 (C-19); 40.6.; 19.1; 138.1; 129.3; 51.3; 31.1; 21.2; 21.3; 25.5; 12.2.

Parte Experimental

326

8.4.1.1.4 Reação de Aromatização do composto [211c] - Composto [211d]

Em um balão de 2 bocas equipado com condensador para refluxo e imerso

em um recipiente contendo silicone líquido, adicionar 0,400g do composto [211c],

10ml de ácido acético e 4,3 ml de ácido bromídrico (48% em água). Refluxar a

solução por 1h. Resfriar a solução e neutralizar o ácido com solução saturada de

bicarbonato de sódio. Extrair a fase orgânica com acetato de etila (3 vezes) e lavar

sucessivamente com água destilada (pH neutro) e solução saturada de cloreto de

sódio. Secar a fase orgânica com sulfato de magnésio anidro. Filtrar, evaporar o

solvente sob vácuo. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica

utilizando hexano como eluente para obter o composto [211d] com 35% de

rendimento.

Características do Composto [211d]


Espectro de massas: M+. 392; m/z 377; m/z 211; m/z 157; m/z 143; m/z 131.

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 123.1(C-1);125.2; 127.2; 135.3; 136.4; 27.8; 29.0; 37.9; 44.5; 140.7; 24.0; 40.0; 42.5; 56.2; 26.8; 27.2; 55.8; 12.1 (C-18); 40.5.; 19.0; 138.3; 129.3; 51.3; 31.9; 21.1; 21.2; 25.4; 12.3; 19.8 (CH3 ligado ao carbono C4).

8.4.1.1.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [211d] para formar o Composto [211]

Em um recipiente tipo balão adicionar 100mg do composto [211d] e 20ml de

benzeno/hexano (1:2). Colocar o recipente em um reator para hidrogenação e sobre

uma placa magnética para agitação. Aplicar pressão de gás hidrogênio a 100psi por

4h. Cromatografar o material em coluna de alumina utilizando hexano como

eluente. Evaporar o solvente sob vácuo para obter o composto [211] com 85% de

rendimento.

Parte Experimental

327

Características do Composto [211]



RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 123.1(C-1);125.2; 127.1; 135.3; 136.4; 27.8; 27.2; 37.9; 44.5; 140.7; 23.9; 40.0; 42.6; 56.2; 26.8; 28.2; 55.6; 11.9 (C-18); 36.2; 18.7; 33.9; 23.1; 45.8; 29.1; 19.0; 19.8; 26.0; 12.0; 19.8 (CH3 ligado ao carbono C4).

8.4.1.2 Síntese do composto (20R,24R)-2α(metil)-5α(H)-estigmastano [135]

8.4.1.2.1 Obtenção da Estigmasta-4,22-dien-3-ona [251]. Reação de Oppenauer

Em um balão de 3 bocas imerso em um recipiente contendo silicone líquido,

equipado com um condensador Dean-Starck para refluxo e um fluxo de N2 em uma

das extremidades, adicionar 3,0g de estigmasterol [211a], 150ml de tolueno e 15ml

de cicloexanona. Refluxar a mistura sob agitação até que cerca de 15ml do volume

de tolueno seja coletado no Dean-Starck. Resfriar a mistura para 80 0C e adicionar

0,9g de triisopropóxido de alumínio. Refluxar novamente durante 15 – 20 minutos.

Resfriar a mistura par 10 0C e despejar em um béquer contendo 100ml de solução

de ácido clorídrico 2N. Separar a fase orgânica e lavar sucessivamente com solução

de ácido clorídrico 2N (2 vezes), água destilada (3 vezes) ou até pH neutro e

solução saturada de cloreto de sódio.Secar a fase orgânica com sulfato de sódio

anidro, filtrar e evaporar o solvente sob vácuo. Recristalizar o produto com acetona

para obter o composto [251] com 85% de rendimento.




RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.92 (1H, s, H-4; 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).

Parte Experimental

328

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 35.7(C-1); 32.1; 199.3; 123.6; 171.4; 34.0; 33.0; 35.7; 51.2; 38.6; 21.2; 39.6; 42.3; 55.9; 24.3; 28.9; 56.0; 12.2 (C-18); 17.5 (C-19); 40.5; 19.1; 138.0; 129.3; 53.8; 31.9; 21.1; 21.2; 25.5; 12.3.

8.4.1.2.2 Síntese do composto [252]- Reação de Metilação no Carbono C-2.

Em um balão de 2 bocas equipado com um fluxo de argônio (super seco) em

uma das extremidades e imerso em banho de gelo a 0 0C, adicionar 0,5ml de

isopropilcicloexilamina (ou diisopropilamina) e 1,5ml de THF anidro (super seco).

Adicionar 2,30ml de butil-lítio em hexano e em atmosfera inerte adicionar 1,0g do

composto [251] dissolvido em 10,0ml de THF anidro sob agitação. Após 1/2h,

adicionar 1,0ml de iodeto de metila e aquecer a 17 0C sob agitação por 3h.

Adicionar cerca de 50ml de água destilada, separar e extrair a fase orgânica com

éter etílico. Lavar a fase orgânica sucessivamente com água destilada (3 vezes) e

secar em sulfato de sódio anidro. Filtrar e evaporar o solvente sob vácuo, formando

um óleo amarelo que solidifica.

Refluxar o produto em uma solução contendo 100ml de metano e 0,2g de

hidróxido de potássio durante 3h. Resfriar a 17 0C e concentrar a mistura para 20ml

evaporando o solvente sob vácuo. Adicionar 50ml de água destilada e extrair o

produto com éter etílico (3 vezes). Lavar o combinado orgânico com água destilada

(3 vezes) e secar a fase orgânica em sulfato de sódio anidro. Filtrar e evaporar o

solvente sob vácuo, formando um sólido amarelo pálido que deverá ser

cromatografado em placa preparativa de sílica, eluindo 3 vezes com hexano/acetato

de etila (5%), para obter somente o composto [252] com rendimento de 95%.



Espectro de massas: M+. 424; m/z 381; m/z 312; m/z 285; m/z 259.

RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.90 (1H, s, H-4); 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).

Parte Experimental

329

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 45.1(C-1); 36.9; 201,8; 123.3; 170.3; 32.5; 31.9; 35.5; 51.2; 39.2; 20.8; 39.5; 42.2; 55.9; 24.2; 28.8; 55.9; 12.1 (C-18); 17.5 (C-19); 40.5.; 18.9; 138.1; 129.4; 56.5; 31.9; 21.1; 21.1; 25.4; 12.2; 14.8 (C-2α).

8.4.1.2.3 Síntese do composto [253] - Hidrogenação Regiosseletiva do composto [252] com Li/NH3.


uma das extremidades, imerso em banho de gelo seco com acetona (-78 0C) e

conectado a um sistema de produção de amônia líquida, adicionar, sob agitação,

0,7g de lítio e condensar lentamente amônia líquida para dentro do balão até formar

uma solução de coloração azul. Adicionar 0,7g do composto [252] dissolvido em

26ml de éter etílico super seco e agitar por 1h. Após este período, adicionar cloreto

de amônio seco, lentamente em pequenas porções, até o descoloramento da solução

com o sistema aberto para liberação da amônia. Após liberar toda a amônia, extrair

o produto com éter etílico e evaporar solvente sob vácuo, formando um sólido

amarelo pálido. Cromatografar o produto em coluna preparativa de sílica eluindo

com hexano/acetato de etila (5%), para obter o produto [253] com 75% de

rendimento.



RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e H-23).

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 44.8 (C-1); 41.2; 212.9; 48.6; 48.1; 28.8; 31.8; 35.3; 51.3; 36.6; 21.6; 39.8; 42.6; 56.4; 24.4; 28.9; 56.1; 12.4 (C-18); 12.5 (C-19); 40.6.; 18.9; 138.1; 129.2; 54.0; 31.9; 21.2; 21.3; 25.4; 12.2; 14.7 (C-2α).

8.4.1.2.4 Síntese do composto [135a ] – Redução de Cetona por Wolff-Kishiner

Parte Experimental

330

Em um balão de 2 bocas equipado com um condensador de refluxo e um

termômetro, adicionar 0,1g do composto [253], 30ml de dietileno glicol, 3,5ml de

hidrato de hidrazina e 3,0g de hidróxido de potássio. Aquecer a mistura lentamente

(abaixo de 100 0C) até que todo o KOH tenha sido dissolvido. Refluxar a mistura

durante 1h. Após resfriar, adaptar o condensador para favorecer a destilação.

Destilar a água de reação e o excesso de hidrato de hidrazina e aquecer até

temperatura de decomposição da hidrazona formada (170 – 190 0C). Após, refluxar

a mistura por 3h. Extrair o produto com éter etílico e secar a fase orgânica com

sulfato de magnésio. Filtrar e evaporar o solvente sob vácuo, formando um sólido

amarelo pálido. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica eluindo

com hexano/acetato de etila (20%), para obter o produto [135a] com 50% de

rendimento.

Características do Composto [135a]




8.4.1.2.5 Hidrogenação Catalítica do Composto [135a] para formar o Composto [135]

Em um recipiente tipo balão adicionar 30mg do composto [135a] e 25ml de

hexano/acetato de etila (1:4). Colocar o recipente em um reator para hidrogenação e

sobre uma placa magnética para agitação. Aplicar pressão de gás hidrogênio a

100psi por 4h. Cromatografar o material em placa preparativa de sílica utilizando

hexano como eluente. Extrair o material da sílica e evaporar o solvente sob vácuo


Parte Experimental

331



Espectro de massas: M+. 414; m/z 399; m/z 231; m/z 163.

RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ0.66 (3H, s, H-18); 0.78 (3H, s, H-19); 0.80-0.88 (12H, m, H-C4α, H-25, H26 e H-27). RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 47.9 (C-1); 27.9; 29.2; 35.2; 46.7; 28.8; 32.2; 35.4; 54.8; 36.5; 20.8; 40.1; 42.6; 56.7; 24.2; 28.3; 56.1; 12.1 (C-18); 11.9 (C-19); 36.2.; 18.7; 33.9; 23.1; 45.8; 29.1; 19.8; 19.0; 26.1; 13.0; 23.2 (C-2α).

8.4.1.3 Síntese do composto (20R,24R)-4α(metil)-5α(H)-estigmastano [139]

8.4.1.3.1 Síntese do composto [254] – Alquilação Regiosseletiva do composto [251]com Tiofenol/Formaldeído

Em um balão de 2 bocas equipado com um condensador de refluxo e imerso

em um recipiente contendo silicone líquido, adicionar 0,5g do composto [251],

0,6ml de tiofenol, 1,3ml de formaldeído aquoso (37%) e 0,7ml de trietilamina em

5ml de etanol. Refluxar a mistura por 72h para proporcionar um óleo que solidifica

a -5 0C. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica, eluindo (2 vezes)

com hexano/acetato de etila (20%), para obter somente o composto [254] com

rendimento de 55%.


RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ4.07 (2H, s, CH2-SPh) ; 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e

H-23); 7.39-7.59 (5H, m, Ar-H)..

RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 34.8(C-1); 31.9; 197.1; 136.5; 168.4; 28.8; 33.6; 35.1; 51.2; 39.4; 21.0; 39.5; 42.2; 55.8; 24.1; 28.9; 55.9; 12.1 (C-18); 17.9 (C-19); 40.5.; 19.0; 138.1; 129.4; 54.2; 31.8; 21.1; 21.1; 25.4; 12.2; 28.2 (CH2-SPh); 128.1; 131.0; 128.7; 126.5.

8.4.1.3.2 Síntese dos compostos [255] e [255a] – Reação de Eliminação do Grupo Tiofenil com Li/NH3 líquida.

Parte Experimental

332


uma das extremidades, imerso em banho de gelo seco com acetona (-78 0C) e

conectado a um sistema de produção de amônia líquida, adicionar, sob agitação,

0,7g de lítio e condensar lentamente amônia líquida para dentro do balão até formar

uma solução de coloração azul. Adicionar 0,7g do composto [254] dissolvido em

26ml de éter etílico super seco e agitar por 1h. Após este período, adicionar cloreto

de amônio seco, lentamente em pequenas porções, até o descoloramento da solução

com o sistema aberto para liberação da amônia. Após liberar toda a amônia, extrair

o produto com éter etílico e evaporar solvente sob vácuo, formando um sólido

amarelo pálido. Cromatografar o produto em coluna preparativa de sílica eluindo

com hexano/acetato de etila (5%), para obter o produto [255] com 55% de

rendimento e o produto [255a] com 35% de rendimento.



RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ3.2-3.4 (1H, m, CHOH); 5.1-5.4 (2H, dd, H-22 e

H-23).






8.4.1.3.3 Síntese do composto [139a] – Reação de Oxidação de Álcool

Parte Experimental

333

Em um balão de 2 bocas equipado com um fluxo de N2 em uma das

extremidades, adicionar 0,4g do composto [255], 30ml de diclorometano e cerca de

0,05g de “PCC” (cloro-cromato de piridina) impregnado em sílica. Agitar por 30

minutos a temperatura ambiente. Filtrar a mistura em coluna cromatográfica

contendo sílica eluíndo com hexano/acetato de etila (10%), para obter o composto

[255a] com 95% de rendimento.

Em um balão de 2 bocas equipado com um condensador de refluxo e um

termômetro, adicionar 0,1g do composto [255a], 30ml de dietileno glicol, 3,5ml de

hidrato de hidrazina e 3,0g de hidróxido de potássio. Aquecer a mistura lentamente

(abaixo de 100 0C) até que todo o KOH tenha sido dissolvido. Refluxar a mistura

durante 1h. Após resfriar, adaptar o condensador para favorecer a destilação.

Destilar a água de reação e o excesso de hidrato de hidrazina e aquecer até

temperatura de decomposição da hidrazona formada (170 – 190 0C). Após, refluxar

a mistura por 3h. Extrair o produto com éter etílico e secar a fase orgânica com

sulfato de magnésio. Filtrar e evaporar o solvente sob vácuo, formando um sólido

amarelo pálido. Cromatografar o produto em placa preparativa de sílica eluindo

com hexano/acetato de etila (20%), para obter o produto [139a] com 50% de

rendimento.





Parte Experimental

334

8.4.1.3.4 Hidrogenação Catalítica do Composto [139a] para formar o Composto [139]

Em um recipiente tipo balão adicionar 30mg do composto [139a] e 25ml de

hexano/acetato de etila (1:4). Colocar o recipente em um reator para hidrogenação e

sobre uma placa magnética para agitação. Aplicar pressão de gás hidrogênio a

100psi por 4h. Cromatografar o material em placa preparativa de sílica utilizando

hexano como eluente. Extrair o material da sílica e evaporar o solvente sob vácuo



Espectro de massas: M+. 414; m/z 399; m/z 231.

RMN de 1H (500MHz, CDCl3): δ0.66 (3H, s, H-18); 0.78 (3H, s, H-19); 0.80-0.88 (12H, m, H-C4α, H-25, H26 e H-27). RMN de 13C (125MHz, CDCl3): δ 38.9 (C-1); 36.6; 22.0; 31.4; 53.5; 24.4; 32.3; 35.2; 51.3; 36.6; 21.18; 40.2; 42.4; 56.1; 24.4; 29.1; 56.8; 12.3 (C-18); 13.4 (C-19); 40.5.; 20.6; 33.9; 23.0; 54.9; 31.9; 21.1; 21.3; 25.4; 12.3; 19.0 (C-4α).

8.4.1.4 Síntese de Alquil-Esteranos Aromáticos Derivados do Ergosterol [256a]

8.4.1.4.1 Preparação do catalizador de Ni-Raney W6.

Em um erlenmeyer adicionar 200ml de agua destilada e 53,3g de hidróxido

de sódio. Agitar rápidamente a solução e adicionar 41,7g de liga de Níquel-

Alumínio lentamente, em aproximadamente 30 minutos. Manter a mistura a 50 0C

por 50 minutos para digestão da reação com suave agitação. Após, transferir o

catalizador para o sistema de lavagem sob atmosfera de hidrogênio e lavar com

agua. Transferir o catalizador para um tubo de centrífuga com lavagens sucessivas

em etanol 95% (3 vezes) e etanol absoluto (3 vezes). Armazenar o catalizador em

recipiente ambar com dioxano.

Parte Experimental

335

8.4.1.4.2 Hidrogenação Regiosseletiva do Ergosterol [ 256a]

Em um recipiente de vidro do hidrogenador mecânico adicionar 1,0g do

composto [256a] e 100ml de dioxano a temperatura ambiente. Adicionar pequena

quantidade do catalizador Ni-Raney W6. Adaptar o recipiente no hidrogenador com

hidrogênio a pressão atmosférica e agitar durante 45 minutos. Filtrar a mistura

resultante em coluna de sílica gel e eluir com clorofórmio. Evaporar o solvente sob

vácuo para obter uma mistura dos compostos [256b] e [256b1] com 93% de

rendimento.

8.4.1.4.3 Reação de Acetilação da Mistura de compostos [256b] e [256b1]


equipado com um condensador Dean-Starck para refluxo, adicionar 15ml de ácido

acético, 0,9g da mistura de compostos [256b] e [256b1] e 15ml de piridina seca.

Aquecer a mistura para eliminar a agua reacional do sistema e após, refluxar por

12h. Esfriar a mistura em banho de água gelada, agitando por 20 minutos. Extrair a

fase orgânica com diclorometano e lavar sucessivamente com solução de ácido

clorídrico 10% , solução de hidróxido de sódio até pH 5 e água destilada (3 vezes)

até pH neutro. Secar a fase orgânica com sulfato de sódio anidro, filtrar e evaporar

o solvente sob vácuo. Cromatografar a mistura em coluna preparativa de sílica

eluindo com hexano/acetato de etila (2%) e (5%) para obter a mistura de compostos

[256c] e [256c2] com 67% de rendimento e o composto [256c1] com 23% de

rendimento.

Parte Experimental

336

8.4.1.4.4 Reação de Bromação Alílica e Aromatização dos compostos [256c] e [256c1]


equipado com um condensador para refluxo, adicionar 0,1g da mistura de

compostos [256c] e [256c1] e 15ml de tetracloreto de carbono. Adicionar

lentamente 63mg de N-bromo succinimida (NBS) e uma pequena porção (5mg) de

2,2’azoisobutironitrila. Refluxar a mistura por 2h sob agitação. Após, filtrar a

mistura em coluna de alumina básica eluindo com clorofórmio/metanol (5%) e

evaporar o solvente sob vácuo.

Reação de Eliminação

Em um balão, solubilizar o produto em benzeno e adicionar 20 ml de solução

metanol/hidróxido de potássio (3%). Refluxar a mistura sob agitação durante 1h.

Extrair a fase orgânica com clorofórmio, secar com sulfato de sódio anidro, filtrar e

evaporar o solvente sob vácuo.

Redução com Zinco

Em um balão contendo o produto da reação de eliminação, adicionar uma

mistura de etanol/éter (3:2) e zinco em pó (pré-ativado por lavagem com cloreto de

amônia). Refluxar a mistura sob agitação durante 2h. Após, filtrar em coluna

cromatográfica contendo sílica gel. Lavar a fase orgânica com água destilada

extrair a fase orgânica com éter etílico, secar com sulfato de sódio e evaporar o

solvente sob vácuo.

Conclusão Final

337

8.5 CONCLUSÃO FINAL

O estudo geoquímico dos óleos realizados neste trabalho revela importantes

resultados ainda não relatados na litetatura. Dentre eles:

1- a presença de ácidos tricíclicos em amostras lacustres de água doce

semelhantes aos ácidos tricíclicos resínicos encontrados em resinas de plantas

superiores, evidenciando a origem destes óleos.

2- a presença de hidrocarbonetos 3α(metil)-5β(H)- e 3β(metil)-5α(H)-

estigmastanos, além de ácidos 3α(metil)-5β(H)- e 3β(metil)-5α(H)-colestanóico;

3α(metil)-5β(H)-; 3β(metil)-5α(H)-; e 3β(metil)-5α(H)-estigmastanóico em óleos

do tipo LAD , uma vez que a literatura relata a presença destes compostos, da classe

alquil-esteranos (C28 a C35), até então, somente em óleos de origem salina.

O estudo dos componentes insaturados revelou a presença de esteranos e

alquil-esteranos aromáticos nos óleos marinho evaporíticos, evidenciando que estes

óleos são mais evoluídos termicamente do que os demais analisados neste trabalho.

Devido a presença destes compostos foi possível verificar que os componentes

esteranos aromáticos no anel A eluem em tempo de retenção maior do que os

esteranos aromáticos no anel C, comprovado pela coinjeção do sintético (20R,

24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno com extratos orgânicos e óleos.

A comparação entre os dados geoquímicos obtidos para os óleos marinho

evaporíticos do Estreito-Guamaré (deste trabalho) e os da Fazenda Belém (Lopes,

et al.184), ambos da Bacia Potiguar, revelam muita similaridade entre eles, mas

também, algumas características distintas de grande importância. Lopes et al.185

relatou a presença de compostos tipo kauranos e derivados, que são compostos

provenientes de precursores naturais encontrados em plantas superiores, ausentes

nos óleos aqui estudados. Entretanto componentes com estrutura similar como os

ácidos terpanôicos tricíclicos foram encontrados nos óleos lacustres de água doce e

Conclusão Final

338

mistos. Considerando que os óleos mistos são provenientes da mistura de

LAD +ME , podemos sugerir que os óleos marinho evaporíticos estudados neste

trabalho são puros devido a ausência destes compostos, enquanto que os óleos

marinho evaporíticos da Fazenda Belém são levemente misturados, apresentando

uma leve contribuição de óleos lacustres de água doce.

Outro fato importante a ser salientado está no nível de biodegradação entre

os óleos marinho evaporíticos do Estreito-Guamaré e os da Fazenda Belém, pois o

primeiro apresenta baixa concentração de hidrocarbonetos lineares entre C13 a C15,

enquanto que nos óleos da Fazenda Belém apresentam alta concentração destes

entre C13 a C30. Avaliando esta distinção entre o nível de biodegradação e a

presença de componentes da classe alquil-esteranos em ambos os óleos, podemos

concluir que a presença destes compostos não está relacionada ao processo de

biodegradação realizado pelas bactérias, já que os mesmos também encontram-se

presentes nos óleos lacustres de água doce relatados neste trabalho que apresentam

a série homóloga de hidrocarbonetos lineares em altas concentrações (C12 a C33).

Apêndice

339

APÊNDICE

Apêndice

341

7 Feb 2008

A cqu isition T im e (sec) 3.2768 C o m m ent A lexs andro S terol m ar21aaaH 1D ate M ar 21 2002 File Nam e E :\A lexs andro\R M N _IN O V A\R M N _2002\m ar21aaaH 1F requ ency (M H z ) 499.89 Nu cleu s 1H N um b er of Tran sien ts 16O rig in al P o ints C o un t 32768 P oin ts C ou nt 32768 P u lse Sequ ence s2pulSo lven t C H LO R O FO R M -D Sw eep W id th (H z ) 10000 .00T em perature (deg ree C ) 30.000

8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0Chemical Shift (ppm)

0.850.280.190.050.02 0.020.020.01

7.28

5.37

5.36

5.19

5.17 5.

165.

145.

055.

04

3.54

2.30

2.29 2.02 1.99

1.87 1.

851.

571.

541.

531.

521.

511.

471.

041.

021.

010.

870.

820.

710.

69

Espectro RMN 1: Espectro de RMN de 1H do substrato Estigmasterol [211a].

Espectro RMN 2: Espectro de RMN de 13C do substrato Estigmasterol [211a].

Acquisition Time (sec) 1.0244 Com ment Alexsandro Sterol m ar21aaaC 1Date Mar 21 2002 File Nam e E:\A lexsandro\RM N_INO VA\RM N_2002\mar21aaaC1Frequency (M H z) 125.71 Nucleus 13C Num ber of Transients 5000O riginal Points C ount 32276 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CH LO ROFO RM-D Sw eep W idth (Hz) 31508.47Tem perature (degree C) 30.000

152 144 136 128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24 16 8 0Chemical Shift (ppm)

140.

9813

8.54

129.

52

121.

94

77.5

077

.25

76.9

972

.05

57.1

156

.21

51.4

850

.41

42.5

342

.46

37.5

036

.76

32.1

531

.89

25.6

424

.60

21.3

1

19.2

3

12.4

812

.29

CH3

CH3

OH

CH3

CH3

CH3

CH3

H

H H

H

Apêndice

342

Cromat+EM 1: Cromatograma e espectro de massas do composto [211b1].

A c q u is itio n T im e (s ec ) 3 .27 68 C o m m en t A lexs an d ro E P O X IS T P c dc l3 /b bs w ab r1 1aaaH 1D a te A p r 11 2 00 3 F ile N a m e F :\A lexs and ro\R M N _IN O V A \R M N _2 00 3 \ab r11aaaH 1F re q u en c y (M H z ) 49 9 .89 N u c leu s 1 H N u m b er o f T ra n s ie n ts 8O rig in a l P o in ts C o u n t 32 76 8 P o in ts C o u n t 3 27 68 P u ls e S eq u en c e s 2p u lSo lve n t C H LO R O F O R M -D S w e ep W id th (H z ) 10 00 0 .0 0T em p era tu re (d eg ree C ) 25 .0 00

9 8 7 6 5 4 3 2 1 0Chemical Shift (ppm)

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1.0

Inte

nsity

0.84 0.050.02 0.02 0.020.01 0.000.00

7.28

5.16

5.15 5.

13

5.12

5.03

5.02

5.00

3.96

3.94

3.92 3.

91

3.90 3.

49

2.91

2.90

2.08

2.08 1.95

1.92 1.

71

1.71

1.54

1.53

1.43

1.27

1.07

1.01

0.81 0.

64

H O

O

[2 11 b1]

56

3

Espectro RMN 3: Espectro de RMN de 1H do composto [211b1].

Apêndice

343

D a te A p r 1 1 2 0 0 3 F ile N a m e F :\A lex s a n d r o \R M N _ IN O V A \R M N _ 2 0 0 3 \a b r1 1 a aa C 1F r e q u e n c y (M H z ) 1 2 5 .7 1 N u c le u s 1 3 C N u m b e r o f T r a n s ie n ts 5 0 0 0O r ig in a l P o in ts C o u n t 3 2 2 7 6 P o in ts C o u n t 3 2 7 6 8 P u ls e S e q u e n c e s 2 p u lS o lv e n t C H L O R O F O R M -D S w e e p W id th (H z ) 3 1 5 0 8 .4 7T e m p e r a t u r e (d e g r e e C ) 2 5 .0 0 0

150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0Chemical Shift (ppm)

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1.0

Inte

nsity

138.

46

129.

55

77.5

177

.26

77.0

1

68.9

5 65.9

863

.97

59.5

557

.19

55.8

651

.60

51.4

5

42.8

240

.71

40.1

039

.54

35.1

132

.64

32.1

1

28.9

9

25.6

424

.36

21.3

419

.22

16.1

712

.49

12.3

0

H O

O

[2 1 1 b1 ]

56

3

Espectro RMN 4: Espectro de RMN de 13C do composto [211b1].

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Alexsandro EPOXTMS2 cdcl3/bbsw mai22aaaH1Date May 22 2003 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2003\mai22aaaH1Frequency (M Hz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 1Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000


0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1.0

Inte

nsity

0.39 0.190.140.040.03 0.01 0.000.00 0.000.00

7.28

5.17

5.15 5.

14 5.12

5.06 5.

055.

034.

77 3.85

3.69

3.48

3.45

3.30

3.28

3.18

3.03

2.84

2.62

2.53 2.

492.

00 1.88

1.84

1.55 1.

531.

291.

221.

211.

020.

960.

810.

720.

71

O

O

SH3C

O

O

[211b]

Espectro RMN 5: Espectro de RMN de 1H do composto [211b].

Apêndice

344

Acquisition Tim e (sec) 1.0244 C om m ent Alexsandro EPO XT MS2 cdc l3/bbsw m ai22aaaC 1Date May 22 2003 File Nam e F:\A lexsandro\R MN _IN O VA\R MN _2003\mai22aaaC 1Frequency (M H z) 125.71 Nucleus 13C Num ber of Transients 5000O riginal Points C ount 32276 Points C ount 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent C H LO RO FO R M -D Sw eep W idth (H z) 31508.47Tem perature (degree C) 25.000

160 150 140 130 120 110 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0Chemical Shift (ppm)

0

0.1

0.2

0.3

0.4

0.5

0.6

0.7

0.8

0.9

1.0

Inte

nsity

138.

39 129.

67

79.9

277

.54

77.2

877

.02

63.6

5

56.2

055

.63

52.8

151

.48

45.6

942

.84 41

.94

39.0

738

.91

32.1

130

.29

29.0

925

.64

21.4

621

.34

19.2

518

.48

14.4

612

.50O

O

SH3C

O

O

[211b]

Espectro RMN 6: Espectro de RMN de 13C do composto [211b].

Cromat+EM 2: Cromatograma e espectro de massas do composto [211c].

Apêndice

345

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro STTENO11 cdcl3 set28aaaHDate Sep 28 2004 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2004\set28aaaHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 22.000


0.860.040.030.02 0.02 0.010.01 0.00

7.46

6.15

6.15

6.12

5.86

5.85 5.80

5.78

5.37 5.

355.

325.

265.

23

2.89

2.66

2.65

2.39

2.24

2.23 1.95 1.

741.

721.

60 1.43 1.42 1.40

1.30

1.24

1.15

1.01

0.94

0.93

0.92

0.89

0.21

[211c]

Espectro RMN 7: Espectro de RMN de 13C do composto [211c].

Acquisition Tim e (sec) 0.8000 C om m ent Alexsandro S T T E N O 11 cdc l3 set28aaaCDate Sep 28 2004 File Nam e F:\A lexsandro\R M N _G EM IN I\R M N _2004\set28aaaCFrequency (M H z) 75.46 Nucleus 13C Num ber of Transients 5000O rig inal P oints C ount 16000 Points C ount 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent C H LO RO FO R M -D Sw eep W idth (H z) 20000.00Tem perature (degree C ) 35.000


143.

23

138.

6013

6.30

132.

0812

9.80

128.

2812

5.69

124.

6112

0.53

119.

64

77.9

377

.51 77

.09

56.3

955

.25

52.1

651

.79

43.5

741

.08

40.3

537

.55 36

.97

32.4

829

.47

26.0

024

.43

21.7

219

.63

15.9

912

.88

12.7

1

0.65

[211c]

Espectro RMN 8: Espectro de RMN de 13C do composto [211c].

Apêndice

346

Cromat+EM 3: Cromatograma e espectro de massas do composto [211d]. Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro "F1118STA" cdcl3/bb5old jan24aaaHDate Jan 23 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jan24aaaHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 21.000

8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0 -0.5Chemical Shift (ppm)

0.38 0.250.160.07 0.040.02 0.01

7.46

7.40 7.29

7.27 7.

23

5.44

5.41 5.

39

5.36

5.29

5.26

5.24 2.

95

2.53 2.

492.

441.

781.

771.

771.

75

1.65 1.61

1.29

1.27

1.25

1.04

0.93

0.84

0.23

[211d]

Espectro RMN 9: Espectro de RMN de 1H do composto [211d].

Apêndice

347

Acquisition Time (sec) 0.8000 Comment Alexsandro "F1118STA" cdcl3/bb5old jan24aaaCDate Jan 23 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jan24aaaCFrequency (M Hz) 75.46 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 20000.00Temperature (degree C) 21.000


141.

0913

8.76

135.

70 129.

78

125.

67 123.

51

77.8

777

.45

77.0

3

56.6

6 56.2

1

51.7

1

44.9

642

.97

40.9

840

.40

38.3

3

32.3

529

.50

28.2

425

.86

24.4

721

.54

19.4

7

12.7

112

.56[211d]

Espectro RMN 10: Espectro de RMN de 13C do composto [211d].

Cromat+EM 4: Cromatograma e espectro de massas do composto [211].

Apêndice

348

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Alexsandro F1118SAH cdcl3/tri_res mar28aaaHDate Mar 28 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\mar28aaaHFrequency (M Hz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000


0.890.040.04 0.00

7.28

7.23 7.22 7.

107.

047.

02

2.80 2.78 2.77

2.67

2.32 2.30 2.

292.

242.

17 2.15

1.73

1.70

1.59

1.55

1.41

1.40

1.20

1.07

0.99 0.98

0.89

0.87

0.72

0.63

0.03

[211]

Espectro RMN 11: Espectro de RMN de 1H do composto [211].

Acquisition Time (sec) 1.0400 Comment Alexsandro F1118SAH cdcl3/tri_res mar28aaaCDate Mar 28 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\mar28aaaCFrequency (MHz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 35314 Points Count 65536 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000

240 220 200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0 -20Chemical Shift (ppm)

140.

6613

6.33 12

7.13

125.

2012

3.05

77.2

576

.99

76.7

4

56.2

4 55.6

1

45.8

344

.44

40.0

237

.86

36.1

533

.91

29.1

1

27.2

226

.00

19.8

119

.02

18.7

311

.98

[211]

Espectro RMN 12: Espectro de RMN de 13C do composto [211].

Apêndice

349

Cromat+EM 5: Cromatograma e espectro de massas do composto [251]. Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro stgenona cdcl3 set23aasHDate Sep 23 2004 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2004\set23aasHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 22.000

8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0 -0.5Chemical Shift (ppm)

0.770.07 0.060.020.020.01 0.01

7.46

5.92

5.39

5.36 5.

34 5.31

5.26

5.23

5.21

5.18 2.

582.

572.

552.

25 2.23

2.20

1.89 1.

751.

73 1.72

1.70

1.59

1.38

1.23

1.19

1.04

1.01

0.93

0.20

O [251]


Apêndice

350

A cqu isition Tim e (sec) 0.8000 C om m ent A lexs andro s tgenona c dc l3 set23aas CD ate S ep 23 2004 F ile Nam e F :\A lexs andro\R M N _IN O V A \R M N _2004 \set23aas C 1Frequency (M H z) 75 .46 Nucleus 13C Num ber o f Transien ts 5000O rig ina l P o in ts C ount 16000 P oin ts C ount 16384 P ulse Sequence s2pu lSolvent C H LO R O FO R M -D Sw eep W id th (H z) 20000.00Tem perature (degree C ) 35 .000

200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0Chemical Shift (ppm)

199.

87

171.

94

138.

49

129.

85

124.

15

77.9

577

.53

77.0

9

56.5

356

.45

54.3

851

.79 42

.84

41.0

339

.19

33.5

332

.46

29.4

526

.00

24.8

621

.70

19.6

018

.01

12.8

712

.77

O[251]



Apêndice

351

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro "2MStona2" cdcl3/bb5old jul04aaaHDate Jul 4 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jul04aaaHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 20.000

7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5Chemical Shift (ppm)

0.860.050.020.010.00 0.000.00

7.46

5.90

5.89

5.39

5.36 5.

345.

315.

265.

235.

215.

18

2.62

2.48 2.

472.

462.

252.

232.

21 2.18

2.17 1.

77 1.75 1.

73 1.64

1.59

1.41

1.32

1.23

1.21

1.13

1.03

1.01

0.93

0.90

0.20

[252]O


Acquisition Tim e (sec) 0.8000 C om m ent Alessandro cdc l3 2MST O N A2 jul04aaaCDate Jul 4 2005 File Nam e F:\A lexsandro\R MN _G EM IN I\R MN _2005\ju l04aaaCFrequency (M H z) 75.46 Nucleus 13C Num ber of Transients 5000O riginal Points C ount 16000 Points C ount 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent C H LO RO FO R M -D Sw eep W idth (H z) 20000.00Tem perature (degree C) 20.000


202.

24

138.

55

129.

86

123.

75

77.8

777

.01

56.4

254

.65

51.6

6

45.5

1

40.8

937

.44

35.9

032

.30

29.2

7 25.8

3

21.5

121

.30

17.9

812

.67

12.5

8[252]O


Apêndice

352

Cromat+EM 7: Cromatograma e espectro de massas do composto [252a].

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro F12mston cdcl3 fev11aaaHDate Feb 11 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\fev11aaaHFrequency (M Hz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 32Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep W idth (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 19.000


0.760.040.020.01 0.010.01 0.00

7.47

5.87

5.39

5.36 5.

345.

315.

265.

23

2.45

2.44

2.22

2.01

1.90

1.75 1.

731.

721.

591.

481.

37 1.31

1.23

1.22

1.10

1.01

0.93

0.20

O[252a]

Espectro RMN 17: Espectro de RMN de 1H do composto [252a].

Apêndice

353

D a te F eb 1 1 2 0 0 5 F ile N a m e F :\A lexs an d ro \R M N _ IN O V A \R M N _ 2 0 0 5 \fev1 1 aaaCF re q u e n c y (M H z ) 1 2 5 .7 1 N u c le u s 1 3 C N u m b e r o f T ra n s ie n ts 5 0 0 0O rig in a l P o in ts C o u n t 3 5 3 1 4 P o in ts C o u n t 6 5 5 3 6 P u ls e S e q u e n c e s 2 p u lS o lv e n t C H L O R O F O R M -D S w e e p W id th (H z ) 3 3 9 5 5 .8 6T e m p e ra tu re (d e g re e C ) 2 5 .0 0 0


204.

72

138.

13

129.

42

121.

54

77.2

7

77.0

2

76.7

6

56.5

3

51.2

3

50.6

1

42.4

0

41.0

4

32.8

5

31.8

7 26.8

1

21.1

020

.62

18.9

8

12.2

4

O[2 5 2 a ]

Espectro RMN 18: Espectro de RMN de 13C do composto [252a].


Apêndice

354

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro "2MSTONAH" cdcl3/bb5old jul19aaaHDate Jul 19 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jul19aaaHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 32Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 18.000

8.5 8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0 -0.5Chemical Shift (ppm)

0.910.070.02 0.01 0.010.01 0.00

7.46

5.39

5.36

5.35

5.34

5.31

5.25

5.23 5.

22

2.52

2.30 2.29 2.26 2.25

2.24

1.86

1.79

1.76 1.75 1.

741.

721.

52

1.45

1.36

1.27

1.22

1.21

1.06

1.01

0.90

0.87

0.21

OH

[253]


Acquisition Time (sec) 0.8000 Comment Alexsandro "2MSTONAH" cdcl3/bb5old jul19aaaCDate Jul 19 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jul19aaaCFrequency (MHz) 75.46 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 20000.00Temperature (degree C) 18.000

220 200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0Chemical Shift (ppm)

213.

47

138.

65 129.

72

77.9

377

.51

77.0

9

56.9

256

.60

51.7

948

.60

45.3

741

.73

41.0

740

.39

32.4

829

.37

26.0

021

.80 19

.60

15.2

312

.87

OH

[253]


Apêndice

355

Cromat+EM 9: Cromatograma e espectro de massas do composto [135a]. Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Alex 2MSTENOP/cdcl3 ago07aaaH1Date Aug 7 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\ago07aaaH1Frequency (MHz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 64Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000

7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0Chemical Shift (ppm)

1.020.020.01 0.000.00

7.28

5.19

5.17 5.16

5.14

5.05

5.03

5.02

1.97 1.97 1.

68 1.67

1.67

1.66

1.56 1.55

1.54

1.53

1.29

1.27

1.26

1.22

1.03

1.02

0.89

0.87 0.

85 0.84

0.82

0.68

0.66

0.65

0.56 0.

540.

520.

02

H

[135a]


Apêndice

356

Acquisition Time (sec) 1.0400 Comment Alex 2MSTENOP/cdcl3 ago07aaaC1Date Aug 7 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\ago07aaaC1Frequency (MHz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 20000Original Points Count 35314 Points Count 65536 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000

144 136 128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24 16 8Chemical Shift (ppm)

138.

44

129.

14

77.2

5 77.0

076

.74

56.7

4

54.8

3 51.2

447

.91 46

.72

42.5

1 40.5

440

.03 35

.41

31.8

928

.95

27.9

025

.42

21.1

8 21.0

918

.98

13.0

312

.25

H

[135a]



Apêndice

357

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Alexsandro 2MSTANO cdcl3 mai15aaaHDate May 15 2006 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2006\mai15aaaHFrequency (MHz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0 -0.5Chemical Shift (ppm)

1.030.010.00

7.28

1.99 1.99

1.96 1.68 1.

671.

661.

321.

28 1.26

1.26 1.25

1.14

0.93

0.86 0.

840.

830.

78 0.66

0.65

0.56 0.

540.

510.

02

H

[135]


A cquisition Tim e (sec) 0.9650 C om m ent A lexsandro 2M ST A N O cdc l3 m ai15aaaCD ate M ay 15 2006 File Nam e F:\A lexsandro\R M N _IN O V A\R M N _2006\m ai15aaaCFrequency (M H z) 125.71 Nucleus 13C Num ber o f Transients 5000O rig inal P o ints C ount 32768 Points C ount 32768 Pulse Sequence s2pu lSolvent C H LO R O FO R M -D Sw eep W idth (H z ) 33955.86Tem perature (degree C ) 25.000


77.2

777

.01

76.7

6

56.6

456

.19

54.7

9 47.9

146

.71

45.8

4

42.6

140

.12

36.5

636

.19

33.9

432

.20

29.1

9 27.9

026

.07

24.2

423

.27

23.0

719

.05

13.0

412

.10

11.9

9

H

[135]


Apêndice

358

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro F34MESPh cdcl3 jan21aaaHDate Jan 21 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\jan21aaaHFrequency (M Hz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 21.000


0.670.07 0.070.03 0.030.01 0.01

7.59 7.

577.

467.

447.

417.

39

5.50

5.34

5.31

5.26

5.23

4.07

2.91

2.86 2.

63 2.61

2.59

2.58 2.22

2.20

2.17 1.

75 1.74

1.72

1.45

1.36

1.33

1.06

1.01 0.92

0.21

O

CH2S

[254]


Acquisition Time (sec) 1.0400 Comment Alexsandro F34MESPh cdcl3/bb105 jan28aaaCDate Jan 28 2005 File Name F:\A lexsandro\RMN_INO VA\RMN_2005\jan28aaaCFrequency (M Hz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 35314 Points Count 65536 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLO RO FORM-D Sw eep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000

240 220 200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0 -20Chemical Shift (ppm)

197.

07

168.

37

138.

1413

6.53

130.

9912

8.71

126.

48

77.2

977

.04

76.7

8

55.9

854

.19

51.2

4

42.2

639

.47

35.1

831

.88

24.1

6

19.0

017

.91

12.1

6

O

CH2S

[254]


Apêndice

359


Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro f44mstol cdcl3/bb5old set29aaaH1Date Sep 29 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\set29aaaH1Frequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 21.000


0.930.04 0.010.00 0.00

7.46

5.38

5.36 5.

335.

315.

245.

215.

195.

16

3.32

3.31 3.29

3.27

3.25

2.26 2.23

2.17 1.

92 1.91 1.89 1.

75 1.73

1.70

1.46

1.24

1.22

1.17

1.06

1.03

1.01

0.87

0.82

0.78

0.77 0.

20

HO

CH3

H

[255]


Apêndice

360

Acquisition Time (sec) 0.8000 Comment Alexsandro f44mstol cdcl3/bb5old set29aaaC1Date Sep 29 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\set29aaaC1Frequency (MHz) 75.46 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 20000.00Temperature (degree C) 21.000

144 136 128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24 16 8 0Chemical Shift (ppm)

138.

81

129.

64

77.8

777

.45

77.0

3

57.0

856

.52 51

.66

51.3

9

42.8

440

.95

40.4

239

.66

36.4

535

.29

32.6

732

.31

31.5

029

.42

25.8

424

.63

21.5

619

.42 15

.57

12.6

7

HO

CH3

H

[255]


Cromat+EM 12: Cromatograma e espectro de massas do composto [255a].

Apêndice

361

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment alex F24MStol cdcl3/bb105 set29aaaHDate Sep 29 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\set29aaaHFrequency (MHz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000

8.0 7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5 0 -0.5Chemical Shift (ppm)

0.940.020.01 0.00

7.28

5.18

5.16 5.

155.

135.

045.

035.

015.

00 2.44 2.

312.

30 2.05

2.03

1.69 1.

67 1.56 1.

551.

37

1.23

1.18 1.

161.

080.

990.

810.

700.

690.

670.

66

0.01

CH3

OH

[255a]


Acquisition Time (sec) 1.0400 Comment alex F24MStol cdcl3/bb105 set29aaaCDate Sep 29 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2005\set29aaaCFrequency (MHz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 35314 Points Count 65536 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000


213.

77

138.

29

129.

28

77.2

877

.03

76.7

7

56.4

256

.03

51.2

4

45.0

642

.42

39.8

236

.36

31.8

828

.98 25

.42

24.2

721

.18

18.9

912

.71

12.2

611

.51

CH3

OH

[255a]


Apêndice

362

Cromat+EM 13: Cromatograma e espectro de massas do composto [139a]. Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro F14MSTEN cdcl3 fev07aaaHDate Feb 7 2006 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2006\fev07aaaHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 64Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 20.000


0.930.01 0.010.01

7.46

5.39

5.37 5.

345.

315.

255.

225.

205.

17

2.27 2.

172.

161.

87 1.86

1.85 1.75 1.73

1.72

1.70

1.68

1.23

1.07

1.01

1.00

0.99

0.87

0.86

0.86

0.82 0.28

0.21

CH3

H

[139a]


Apêndice

363

Acquisition Time (sec) 0.8000 Comment Alexsandro F14MSTEN cdcl3 fev07aaaCDate Feb 7 2006 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2006\fev07aaaCFrequency (MHz) 75.46 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 20000.00Temperature (degree C) 20.000

144 136 128 120 112 104 96 88 80 72 64 56 48 40 32 24 16 8 0Chemical Shift (ppm)

138.

83

129.

56

77.9

077

.48

77.0

6

57.3

655

.40

51.7

841

.07

40.6

439

.45

37.1

332

.85

32.4

631

.88

29.5

524

.87

22.4

921

.65

21.5

621

.15

19.5

713

.87

12.8

2

CH3

H

[139a]



Apêndice

364

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Alexsandro 4MSTANO cdcl3/tri-res mai09aaaHDate May 9 2006 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2006\mai09aaaHFrequency (M Hz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000


0.92 0.07 0.060.01

7.28

1.99

1.96 1.

69 1.69

1.68

1.49

1.33 1.28 1.

271.

261.

240.

930.

860.

810.

660.

650.

640.

630.

100.

090.

02

CH3

H

[139]


Acquisition Time (sec) 0.9650 Comment Alexsandro 4MSTANO cdcl3/tri-res mai09aaaCDate May 10 2006 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2006\mai09aaaCFrequency (M Hz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000


77.2

677

.01

76.7

6

56.7

156

.19

54.8

053

.50

45.8

440

.18

38.8

836

.58

36.1

935

.11

31.3

029

.14

28.3

224

.30

21.9

120

.60

19.0

518

.74

13.2

811

.99

1.03

CH3

H

[139]


Apêndice

365

Cromat+EM 15: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256b] e [256b1].

Apêndice

366

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Alexandro ERGOREDTK/cdcl3 fev10aaaH2Date Feb 10 2004 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2004\fev10aaaH2Frequency (MHz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 32Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000


0.970.03 0.020.01

7.28

5.22

5.20

5.20 5.18 5.17

5.17

3.72

3.64 3.63

3.62

3.61 3.

603.

593.

593.

58 2.18 2.02

1.86 1.85

1.82

1.78

1.68

1.55

1.42

1.41 1.

391.

271.

251.

231.

040.

94

0.93

0.88 0.

860.

810.

800.

700.

560.

54

0.08

0.01

[256b1][256b]HOH

HOH

Espectro RMN 35: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256b] e [256b1]. Acquisition Time (sec) 1.0400 Comment Alexandro ERGOREDTK/cdcl3 fev10aaaC2Date Feb 10 2004 File Name F:\Alexsandro\RMN_INOVA\RMN_2004\fev10aaaC2Frequency (MHz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 35314 Points Count 65536 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000


139.

58

135.

64

131.

85

117.

39

77.2

576

.99

76.7

4

71.0

3

56.0

055

.01

49.4

3

43.3

540

.24

37.9

737

.13

36.6

134

.18

31.4

530

.68

29.6

427

.89

21.5

320

.50

19.0

117

.57 15

.42

13.0

211

.82[256b1][256b]HO

HHO

H

Espectro RMN 36: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256b] e [256b1].

Apêndice

367

Cromat+EM 16: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256c] e [256c1].

Apêndice

368

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro ACTEGR1P jul02aaaH1Date Jul 2 2003 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2003\jul02aaaH1Frequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 60.000

7.5 7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5Chemical Shift (ppm)

0.900.020.010.01 0.010.01

7.46

5.35

2.41

2.23

2.02 1.

831.

78 1.63 1.

521.

39

1.22

1.15

1.13 1.

101.

071.

041.

000.

980.

91

0.21

[256c] [256c1]O HC

O

H3C O HC

O

H3C

Espectro RMN 37: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256c] e [256c1].

Acquisition Time (sec) 0.8405 Comment Alexsandro ACTEGR1P jul02aaaC1Date Jul 2 2003 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2003\jul02aaaC1Frequency (M Hz) 75.46 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 19036.70Temperature (degree C) 60.000


170.

95

143.

16

126.

51

117.

54

77.9

577

.52

77.1

074

.19

59.0

5 57.2

8 54.0

249

.77 47

.64

44.6

742

.88

39.7

137

.37

35.4

232

.15

30.1

629

.39

28.9

028

.01

22.5

021

.13

18.8

818

.28

16.0

913

.38

12.5

9

[256c] [256c1]O HC

O

H3C O HC

O

H3C

H3CC OOH

[256c2]

7

8

8

14

8

7

Espectro RMN 38: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256c], [256c1] e [256c2].

Apêndice

369

Cromat+EM 17: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256d1], [256b] e [256b1].

Apêndice

370

Cromat+EM 18: Cromatograma e espectro de massas dos compostos [256e] e [256e1].

Apêndice

371

Acquisition Time (sec) 2.6667 Comment Alexsandro "R3LK" cdcl3/bb5old mar15aaaHDate Mar 15 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\mar15aaaHFrequency (MHz) 300.07 Nucleus 1H Number of Transients 16Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 6000.00Temperature (degree C) 20.000

7.0 6.5 6.0 5.5 5.0 4.5 4.0 3.5 3.0 2.5 2.0 1.5 1.0 0.5Chemical Shift (ppm)

0.51 0.35 0.060.03 0.020.01 0.00

0.19

0.76

0.77

0.970.

991.

041.

121.

211.

231.

451.

471.

581.61

1.66

1.99

2.02

2.22

2.30

2.42

2.44

2.45

2.49

2.582.61

2.635.

365.38

5.40

7.46

[256e1][256e]OH

OH

Espectro RMN 39: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256e] e [256e1].

Acquisition Time (sec) 0.8000 Comment Alexsandro "R3LK" cdcl3/bb5old mar15aaaCDate Mar 15 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\mar15aaaCFrequency (MHz) 75.46 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 16000 Points Count 16384 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 20000.00Temperature (degree C) 20.000


212.

01

139.

9113

9.85

132.

37

117.

41

77.9

577

.53

77.1

1

56.5

855

.48

49.4

345

.24

44.7

943

.43

39.3

538

.67

37.2

034

.98

32.0

730

.66

28.5

023

.56

21.1

218

.22

16.0

712

.51

[256e1][256e]OH

OH

Espectro RMN 40: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256e] e [256e1].

Apêndice

372

Acquisition Time (sec) 3.2768 Comment Luzia acergot cdcl3/bb105 abr29lukHDate Apr 29 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\abr29lukHFrequency (M Hz) 499.89 Nucleus 1H Number of Transients 8Original Points Count 32768 Points Count 32768 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 10000.00Temperature (degree C) 25.000


1.320.04 0.010.01 0.00

7.27

5.21 5.20

5.19

5.17

3.51

3.50

3.40

3.38 2.

432.

42 2.29 2.

26 2.24

1.86 1.

841.

831.

731.

631.

501.

37

1.26

1.25 1.24 1.

161.

031.

010.

940.

850.

790.

790.

780.

570.

560.

53

0.00

H3C-CH2-O

H3C-CH2-OH

H3C-CH2-O

H3C-CH2-OH

[256f] [256f1]

Espectro RMN 41: Espectro de RMN de 1H dos compostos [256f] e [256f1].

Acquisition Time (sec) 1.0400 Comment Luzia acergot cdcl3/bb105 abr29lukCDate Apr 29 2005 File Name F:\Alexsandro\RMN_GEMINI\RMN_2005\abr29lukCFrequency (MHz) 125.71 Nucleus 13C Number of Transients 5000Original Points Count 35314 Points Count 65536 Pulse Sequence s2pulSolvent CHLOROFORM-D Sweep Width (Hz) 33955.86Temperature (degree C) 25.000


139.

6613

9.54

135.

5613

1.96

117.

4511

6.95

100.

17

77.2

977

.03

76.7

8

56.0

255

.99

54.9

249

.28

48.8

5 44.2

442

.86

39.4

238

.77

38.1

236

.62

34.3

9 30.6

927

.91

21.7

119

.02

15.4

412

.45

11.9

0

H3C-CH2-O

H3C-CH2-OH

H3C-CH2-O

H3C-CH2-OH

[256f]

[256f1]

Espectro RMN 42: Espectro de RMN de 13C dos compostos [256f] e [256f1].

Apêndice

373

Tabela 22: Compostos detectados e identificados (*) na fração neutra saturada

Pico Nome do composto

Fórmula Molecular

Massa Molar

25 Nordrimano C14H26 194 26 Nordrimano rearranjado C14H26 194 27 Eudesmano C15H28 208 28 Drimano rearranjado C15H28 208 29 Drimano rearranjado C15H28 208 30 8β-(H)-Drimano C15H28 208 31 Drimano rearranjado C15H28 208 32 Homodrimano (rearranj.) C16H30 222 33 Homodrimano (rearranj.) C16H30 222 34 Homodrimano (rearranj.) C16H30 222 35 8β-(H)-Homodrimano C16H30 222 36 Tricíclico C20 C20H36 276 37 Tricíclico C21 C21H38 290 38 Tricíclico C22 C22H40 304 39 Tricíclico C23 C23H42 318 40 Tricíclico C24 C24H44 332 41 Tricíclico C25 C25H46 346 42 Tricíclico C26 (S e R) C26H48 360 43 Tetracíclico em C24 C24H42 330 44 Tricíclico C28 (S e R) C28H52 388 45 Tricíclico C29 (S e R) C29H54 402 46 18α(Η)-22,29,30-trisnorneohopano (Ts). C27H46 370 47 17α(Η)-22,29,30-trisnorhopano (Tm). C27H46 370 48(a,b) Tricíclico C31 (S e R) C31H58 430 49a 17α(Η),18α(Η),21β-28,30-bisnorhopano- C28H48 384 49b 17α(Η),21β(Η)-25-norhopano C29H50 398 50 17α(Η),21β(Η)-30-norhopano C29H50 398 51 17β(Η),21α(Η)-normoretano C29H50 398 52 17α(Η),21β(Η)-30-hopano C30H52 412 53 17β(Η),21α(Η)-30-moretano C30H52 412 54 Tricíclico C34 C34H64 466 55 17α(Η),21β(Η)-homohopano (22S+22R) C31H54 426 56 Gamacerano C30H52 412 57 17β,21α-homomoretano C31H54 426 58 17α,21β-bishomohopano (22S+22R) C32H56 440 59-60 17α,21β-trishomohopano (22S+22R) C33H58 454 61-62 17α,21β-tetrakishomohopano (22S + 22R) C34H60 468 63-64 17α,21β-pentakishomohopano (22S + 22R) C35H62 482 65a C21 – pregnano C21H36 288 65b C21 – pregnano C21H36 288 65 C21 – pregnano C21H36 288 66 C22 – homopregnano C22H38 302 66a C22 – homopregnano C22H38 302 66b C22 – homopregnano C22H38 302 67 13β(Η),17α(Η)−diacolestano (20S) C27H48 372

Apêndice

374

68-69 13β(Η),17α(Η)−diacolestano (20R) C27H48 372 70 13α(Η),17β(Η)−diacolestano (20R) C27H48 372 71 13β(Η),17α(Η)−diacolestano (20S) C27H48 372 72 13β(Η),17α(Η)-24-metildiacolestano (20R) C28H50 386 73 13α(Η),17β(Η)−24-metildiacolestano (20S) C28H50 386 74a C26 – Norcolestano C26H46 358 74 5α(Η),14α(Η),17α(Η)−Colestano (20S) C27H48 372

75(*) Coprostano = (5β(Η),14α(Η),17α(Η)−Colestano) C27H48 372

76a C26 – norcolestano C26H46 358 76 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−colestano (20R) C27H48 372 77a C26 – norcolestano C26H46 358 77 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−colestano (20S ) +

13α(Η),17β(Η)−24-metildiacolestano (20R) C27H48

C28H50 372 386

78a C26 – norcolestano C26H46 358 78 5α(Η),14α(Η),17α(Η)−colestano (20R) C27H48 372 79 13β(Η),17α(Η)−24-etildiacolestano (20R) C29H52 400 80 Desconhecido ---------- ---------- 81 Desconhecido ---------- ---------- 82 Desconhecido ---------- ---------- 83 5α(Η),14α(Η),17α(Η)−24-metilcolestano (20S) C28H50 386 84 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−24-metilcolestano (20R) C28H50 386 85 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−24-metilcolestano (20S) C28H50 386 86 5α(Η),14α(Η),17α(Η)−24-metilcolestano (20R) C28H50 386 87 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−24-etilcolestano (20S) C29H52 400

161(*) 5β(Η),14α(Η),17α(Η)-estigmastano (20R) C29H52 400

89 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−24-etilcolestano (20R) C29H52 400 90 5α(Η),14β(Η),17β(Η)−24-etilcolestano (20S) C29H52 400

164(*) 5α(Η),14β(Η),17β(Η)-estigmastano (20R) C29H52 400

127 4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano) C30H54 414 128 4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano) C30H54 414 129 2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414 130 Desconhecido -------- -------- 142 4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano) C30H54 414

131(*) 5β(H),14α(H),17α(H)-3α(metil)-estigmastano (20R) C30H54 414

143 4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano) C30H54 414 132 2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414 133 2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414 134 3β(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414 135 5α(H),14α(H),17α(H)-2α(metil)-estigmastano (20R) C30H54 414

136(*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(metil)-estigmastano (20R) C30H54 414

137 4α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414 138 4α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414

139 (*) 5α(H),14α(H),17α(H)-4α(metil)-estigmastano (20R) C30H54 414

140 4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano) C30H54 414 139 2α(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414 141 4α,23,24-trimetilcolestano (dinosterano) C30H54 414 141 3β(CH3)-24-etilcolestano (20S ou 20R) C30H54 414

144(*) 5β(H),14α(H),17α(H)-3α(metil)-colestano (20R) C28H50 386

145 3-metil-colestano C28H50 386

Apêndice

375

146 3-metil-colestano C28H50 386 147 3-metil-colestano C28H50 386 148 3-metil-colestano C28H50 386

149(*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(metil)-colestano (20R) C28H50 386

150 3-metil-colestano C28H50 386 160 3-metil-24-metil-colestano C29H52 400

161(*) 5β(H),14α(H),17α(H)-3α(metil)-estigmastano (20R) C30H54 414

162 3-metil-24-metil-colestano C29H52 400 163 3-metil-24-etil-colestano C30H54 414

164(*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(metil)-estigmastano (20R) C30H54 414

165 3-etil-colestano C29H52 400 167 3-etil-colestano C29H52 400 168 3-etil-colestano C29H52 400 169 3-etil-colestano C29H52 400

170(*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(etil)-colestano (20R) C29H52 400

171 3-etil-24-metil-colestano C30H54 414 172 3-etil-24-etil-colestano C31H56 428 174 3-etil-24-etil-colestano C31H56 428

175(*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(etil)-estigmastano (20R) C31H56 428

176(*)

5β(H),14α(H),17α(H)-3α(propil)-colestano (20R) C30H54 414

177 3-etil-24-metil-colestano C30H54 414 178 3-etil-24-metil-colestano C30H54 414

179 (*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(propil)-colestano (20R) C30H54 414

180 3-propil-24-metil-colestano C31H56 428

182(*) 5α(H),14α(H),17α(H)-3β(propil)-estigmastano (20R) C32H58 442

211 (20R,24R)-4-metil-estigmasta-1,3,5(10)-trieno C29H46 394 258 (20R,24R)-3-metil-5α(H)-ergosta-8,11,13(14)-trieno C29H46 394

Tabela 23: Compostos detectados na fração ácida

Pico Nome do composto

Fórmula Molecular Massa Molar

C12 – C30 Ácidos graxos lineares saturados (12 a 30 carbonos) C12H24O2 a C30H60O2 214-466 183 Ácido metil-cicloexano-undecanóico C18H34O2 282 183a Ácido 3,7,11,15-metil-hexadecanóico C21H42O2 326 184 Ácido cicloexil-dodecanóico C18H34O2 282 187 Ácido Tricíclico Saturado C21H36O2 320 188 Ácido Tricíclico Saturado C22H38O2 334 188a Ácido Tricíclico Saturado C21H36O2 320 189 Ácido Tricíclico Aromático no anel C C21H30O2 314 190 Ácido Tricíclico Aromático no anel C C20H26O2 298 191 Ácido Tricíclico Aromático no anel C C21H28O2 312 192 Ácido Tricíclico Aromático C22H30O2 326 193 Ácido Tricíclico Aromático no anel C C22H30O2 326 194 Ácido Tricíclico Aromático C22H30O2 326 195 Ácido Tricíclico Aromático C22H30O2 326 196 Ácido Tricíclico Aromático no anel C C21H28O3 328

Apêndice

376

197 Ácido Tricíclico Saturado C24H42O2 362 200 Ácido Pentacíclico C28 C28H46O2 414 201 Ácido Pentacíclico C28 C28H46O2 414 202 Ácido Pentacíclico C29 C29H48O2 428 203 Ácido Pentacíclico C29 C29H48O2 428 204 Ácido Pentacíclico C30 C30H50O2 442 205 Ácido Pentacíclico C30 C30H50O2 442 206 Ácido Pentacíclico C30 C30H50O2 442 207 Ácido Pentacíclico C30 C30H50O2 442 208 Ácido Pentacíclico C31 C31H54O2 456 209 Ácido Pentacíclico C31 C31H54O2 456 210 Ácido Pentacíclico C31 C31H54O2 456 211 Ácido Pentacíclico C31 C31H54O2 456 212 Ácido Pentacíclico C31 C31H54O2 456 213 Ácido Pentacíclico C32 C32H56O2 470 214 Ácido Pentacíclico C32 C32H56O2 470 215 Ácido Pentacíclico C32 C32H56O2 470 216 Ácido Pentacíclico C32 C32H56O2 470 217 Ácido Pentacíclico C33 C33H58O2 484 218 Ácido Pentacíclico C30 C30H50O2 442 219 Ácido Pentacíclico C30 C30H50O2 442 220 Ácido Pentacíclico C33 C33H58O2 484 221 Ácido Pentacíclico C33 C33H58O2 484 222 Ácido Pentacíclico C33 C33H58O2 484

universidade estadual de campinas unicamp instituto de...

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