# 13A revista doMicrobiologista.

www.sbmicrobiologia.org.br

informativo sbm • ano 4 / 2011

ISS

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EDIÇÃO ESPECIAL

1 - INSCRIÇÕES A inscrição ao Prêmio Jovem Microbiologista 2011 é isenta de taxa e pode ser realizada até 01/07/2011. Poderão inscrever-se recém-doutores que tenham defendido a tese nos últimos três anos anteriores à data de início do 26º Congresso Brasileiro de Microbio-logia. O candidato deverá estar inscrito no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia e deverá submeter apenas um trabalho. O comprovante de inscrição no 26º CBM deverá ser enviado para a Secretaria da SBM ao endereço Av. Prof. Lineu Prestes, 2415, Bu-tantã. CEP 05508-000, São Paulo, SP, juntamente com o trabalho, Currículo Lattes e documento da comissão de pós-graduação da instituição, declarando a data da defesa da tese e o título recebido. A documentação submetida não será devolvida.

2 - TRABALHO O trabalho, de responsabilidade do recém-doutor, deverá ser encaminhado na forma de paper, tendo como modelo o periódico Brazilian Journal of Microbiology, em três vias, acompanhado do respectivo arquivo gravado em CD-Rom. O texto deverá ser redigido em inglês e ter, no máximo, 10 páginas (incluindo tabelas e figuras) for-matadas em fonte Arial, tamanho 12, espaçamento de 1,5 entrelinhas, formato A4, margens 2 cm (esquerda, direita, superior e inferior) em editor de texto Microsoft Word. As citações bibliográficas deverão ser apresentadas de acordo com as normas

da revista Brazilian Journal of Microbiology . Os trabalhos que não estiverem de acor-do com essas especificações serão automaticamente desconsiderados sem qualquer comunicado ao participante.

3 - APRESENTAÇÃO E SELEÇÃOA Comissão Científica, designada pela Diretoria da SBM, selecionará cinco trabalhos. Os trabalhos selecionados deverão ficar expostos, na forma de painéis, durante o 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia, em local a ser designado pela Comissão Organi-zadora. Os autores serão convidados para apresentação pública desses trabalhos, em sessão do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. O tempo de apresentação oral será de 20 minutos, perante Comissão Julgadora, composta por três membros, indicada pela Diretoria da SBM. Não serão aceitos recursos quanto ao mérito das decisões das comissões de seleção e julgadora.

4 - PRESCRIÇÃO DO DIREITO AO PRÊMIOCaso o prêmio não seja solicitado no prazo de 1 ano contado a partir da data da pre-miação que acontecerá durante o 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia o mesmo perderá o direito de recebê-lo. A comissão avaliadora terá poderes para decidir as situ-ações em que nenhum trabalho merece receber o prêmio.

26º CONgRESSO BRASILEIRO DE MICROBIOLOgIADATA: 02/10/2011 à 06/10/2011.LOCAL: RAfAIN PALACE HOTEL E CONvENTION CENTER fOz DO IguAÇu, PR – BRASIL.

1º Prêmio Jovem Microbiologista 2011

PATROCINADOR OfICIAL

A Sociedade Brasileira de Microbiologia (SBM) e a OXOID e Remel convidam os microbiologistas, com título de doutor obtido nos últimos três anos anteriores à data de início do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia (02/10/2011), a participarem do Prê-mio Jovem Microbiologista 2011, uma oportunidade ímpar de se destacar e deixar sua marca no meio científico. Visando a maior integração entre os países latino-americanos, a SBM abre as inscrições para jovens microbiologistas dos países membros da ALAM (Associação Latino Americana de Microbiologia). Ao primeiro colocado será concedido um prêmio em dinheiro em valor a ser definido. O prêmio será entregue durante a ses-são de encerramento do 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia. Os demais clas-sificados receberão um certificado de participação.

1. APRESENTAÇÃOO Presidente da Sociedade Brasileira de Microbiologia,

Adalberto Pessoa Junior, e o Secretário Geral, Carla Taddei de Castro Neves, no uso de suas atribuições legais, farão realizar Concurso para Obtenção do Título de Especialista em Microbio-logia-TEMICRO, no dia 03 de outubro de 2011, regulamentado pelo presente Edital.

O Título de Especialista em Microbiologia terá validade por 5 (cinco) anos, devendo ser renovado de acordo com as normas estabelecidas pela Comissão Nacional de Titulação SBM.

2. DAS INSCRIÇÕES2.1. A inscrição do candidato implicará o conhecimento e a

tácita aceitação das normas e condições estabelecidas neste Edital, em relação às quais não poderá alegar desconhecimento.

2.2. As inscrições serão recebidas no período de 02 de feve-reiro a 29 de julho de 2011, por via eletrônica www.sbmicrobio-logia.org.br/26cbm.

2.3. O candidato deverá efetuar o pagamento da taxa de ins-crição no valor de R$ 390,00 além da inscrição no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia.

As Especialidades É importante esclarecer que as especialidades regulamen-

tadas são profissionais, isto é, são especialidades no campo do exercício profissional do microbiologista. Foram regulamen-tadas algumas que se configuraram como mais definidas e consensuais.

A Saber: Microbiologia AmbientalMicrobiologia de AlimentosMicrobiologia IndustrialMicrobiologia Clínica

Deve ser destacado que o título de especialista em microbio-logia é uma referência sobre a qualificação do profissional, não

26º CONgRESSO BRASILEIRO DE MICROBIOLOgIA2 A 6 DE OuTuBRO DE 2011

RAfAIN PALACE HOTEL E CONvENTION CENTERfOz DO IguAÇu - PARANá

EDITAL DO CONCURSO PARA OBTENÇÃO DO TÍTULO DE ESPECIALISTA EM

MICROBIOLOGIA TEMICRO 2011.

se constituindo condição obrigatória para o exercício da profissão. Podem solicitar o título de Especialista os Biólogos, Biomé-

dicos, Farmacêuticos, Médicos, Médicos Veterinários e outros profissionais que tenham atuação em uma das áreas da Micro-biologia, desde que preencham alguns dos pré-requisitos abaixo relacionados:

I – Das Inscrições:1. O candidato deverá ser associado da Sociedade Brasileira

de Microbiologia (SBM) tendo quitado o ano vigente;2. O candidato deverá ter nível superior e cinco anos de expe-

riência profissional comprovada na área após a graduação OU carga horária mínima de 1.200 horas de estágio em mi-crobiologia comprovadas depois de formado;

3. Estar inscrito no 26º Congresso Brasileiro de Microbiologia4. Pagar a taxa estabelecida pela SBM;5. O candidato deverá ter uma carta de apresentação e três

indicações de associados da SBM;6. O certificado terá validade por cinco anos.

II – Documentos necessários para Inscrição:1. Preencher a ficha de inscrição do 26º Congresso Brasileiro

de Microbiologia; 2. Durante o processo de inscrição no 26º CBM efetuar a ma-

trícula no CONCURSO PARA OBTENÇÃO DO TÍTULO DE ESPECIALISTA EM MICROBIOLOGIAEnviar para a SBM via correio curriculum vitae documenta-

do, que deverá ser confeccionado de acordo com a “Plataforma Lattes” , histórico escolar e carteira ou comprovante de trabalho e uma fotografia recente 3x4;

Sociedade Brasileira de Microbiologia ICB III - SBM - Dep. de Microbiologia Av. Prof. Lineu Prestes, 2415 Cidade Universitária 05508-000 São Paulo, SP - Brasil Tel: (+5511) 3813-9647/3037-7095

III – Pontuação dos Títulos e Atividades:1. Para obtenção do título o candidato deverá atingir média

final = 7,0;Provas – 90% Títulos – 10%

IIIa – ProvasProva escrita: será composta de questões de múltipla esco-

lha e dissertativas sendo que 60% do conteúdo deverá versar sobre Microbiologia Geral e 40% sobre Microbiologia Específica da área de especialização escolhida.

Prova Prática: Versará sobre temas específicos da área de especialização escolhida

TÍTULOS Exigências PontuaçãoDoutor na área escolhida,

Programa regular credenciado pela CAPES 5

Mestre na área escolhida

Programa regular credenciado pela CAPES 3

Especialização na área escolhida

Deverão ter carga horária mínima de 720 horas, considerando-se as horas-aulas e os trabalhos de campo, experimental, de estudo e monografia, bem como deverão atender às exigências do Conselho Federal de Educação e deverão ser reconhecidos pela SBM

1,5

Liderança técnica Liderança técnica em Laboratórios de Microbiologia nos últimos 10 anos 1 ponto a cada 2 anos de atividade (máximo 5 pontos)

Atividade Docente Atividade Docente em Microbiologia nos últimos 10 anos 1 ponto a cada 2 anos de atividade (máximo 5 pontos)

Artigos científicos Artigo científico em Microbiologia na área escolhida, publicados em revistas indexadas no ISI e/ou PubMed, como autor ou co-autor nos últimos 5 anos

1 ponto por artigo (máximo 5 pontos)

Apresentação em Congresso

Trabalhos científicos em Microbiologia, apresentados em Congressos reconhecidos pela SBM, como autor ou co-autor

0,2 por apresentado(máximo 1 pontos)

Cursos de aperfeiçoamento

Em microbiologia nos últimos 5 anos, carga horária mínima de 180 horas, reconhecido pela SBM

1 ponto

Cursos de atualização

Em microbiologia nos últimos 5 anos, , reconhecido pela SBM. Abaixo de 36 horas de atualização nos últimos cinco anos não será pontuado

36 - 72 h 0,5; 73 - 109 h 1.0; >110 h 1,5

(máximo 1,5 ponto)Estágio em microbiologia

Período mínimo de 480 h consecutivas, nos últimos cinco anos Máximo de 1 ponto

Eventos Participação em Congresso de Microbiologia e afins nos últimos 5 anos. Somente eventos reconhecidos pela SBM serão pontuados (veja anexo). Eventos não reconhecidos serão julgados pela comissão

0,2 por evento(Máximo de 1 ponto)

Eventos Participação ativa como palestrante em Congressos de Microbiologia nos últimos 5 anos

0,2 por evento(Máximo de 1 ponto)

Critérios a serem utilizados na avaliação do CV para OBTEN-ÇÃO do Título de Especialista

OBS: Os documentos referentes às atividades pontuadas deverão ser enviados organizadamente, agrupados por ativida-de. Caberá à SBM, através da Comissão de Titulação, proceder a pontuação estabelecida nos itens acima discriminados, para cada candidato, ação essa que será executada antes da reali-zação da prova.

Outrossim, a comprovação de títulos e atividades constantes do currículo devem somar no mínimo 10 pontos nos últimos 5 anos para a aprovação da inscrição no concurso.

O título terá validade por cinco anos. Para revalidação, o solicitante deverá encaminhar CV circunstanciado à SBM. A ava-liação será feita pela Comissão de Titulação pela análise e pontuação do CV. Pontuação mínima exigida será de 10 pontos.

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ÍndiceEditorial

Expediente

No período de 1 e 2 de abril de 2011 acontecerá no Centro de Convenções Frei Caneca, São Paulo – SP, o I Simpósio Brasileiro sobre Meningites Bacterianas.

Meningite Bacteriana

Durante dois dias, especialistas e pesquisadores estarão discutindo os princi-pais aspectos da meningite bacteriana: Epidemiologia, Diagnóstico, Tratamento e Prevenção. No Brasil, de acordo com as estatísticas do Ministério da Saúde, cerca de 40% dos pacientes com meningite bacteriana morrem e 30% dos so-breviventes ficam com sequelas. As principais sequelas incluem: paralisia cere-bral, epilepsia, danos cerebrais, doença renal, surdez, amputações de membros e atraso no desenvolvimento. Por tratar-se de uma doença de evolução muito aguda, a rapidez na introdução do tratamento específico determina o sucesso deste e influencia o prognóstico do paciente, reduzindo as possiblidades de sequelas. Essa rapidez depende do esclarecimento laboratorial do diagnóstico, estabelecendo o agente causador e, por estas razões, é fundamental a exis-tência de testes diagnósticos tão rápidos quanto seguros para identificação dos agentes etiológicos da meningite bacteriana. Além dos benefícios ao paciente, como introdução mais ágil da terapia específica, melhor prognóstico e redução do risco de sequelas neurológicas, o rápido esclarecimento do caso reduz con-sideravelmente os custos com tratamento e o tempo de hospitalização.

Leila Carvalho CamposCoordenadora Geral

PrezadoMicrobiologista,

Ciência in FocoMENINgITE PNEuMOCóCICA: CONSIDERAÇÕES ATuAIS . . . . . . . . 8

ESTRATégIAS PARA O DESENvOLvIMENTO DE NOvAS vACINAS CONTRA Streptococcus pneumoniae, BASEADAS EM ANTígENOS PROTEICOS . . . . . . . . 14

CARACTERíSTICAS fENOTíPICAS E gENOTíPICAS DA Neisseria meningitidis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

vACINAS CONjugADAS CONTRA Neisseria meningitidis: uMA REAL PERSPECTIvA DE ELIMINAÇÃO DA DOENÇA MENINgOCóCICA . . . . . . 27

SELO DE APROvAÇÃO . . . . . . . . . . 38

AgENDA In Foco . . . . . . . . . . . . . . . . 40

I SIMPóSIO BRASILEIRO SOBRE MENINgITES BACTERIANAS . . . . . 42

CARTA DE BOAS vINDAS . . . . . . . . 44

COMISSÃO CIENTífICA . . . . . . . . . . 46

INfORMAÇÕES gERAIS . . . . . . . . . 47

PROgRAMAÇÃO . . . . . . . . . . . . . . . 48

Adalberto Pessoa juniorPresidente

Marina B. MartinezEditora

Carlos P. TabordaEditor

SBM in focoRevista da Sociedade Brasileira de Microbiologia

Ano 4, nº 13São Paulo: SBM, 2011

Periodicidade Trimestral

Editores:Carlos P. Taborda e Marina B. Martinez

Tiragem:2000 exemplares - Circulação NacionalDistribuição gratuita para sócios SBM

Impressão:Vox Editora Ltda.(11) 3871-7300

Diagramação:Hermano Design Editorialhermano@nextis.com

Responsabilidade autoral:Todos os artigos assinados são de responsabilidade dos respectivos autores

Responsabilidade editorial:Tífani Luri N. Hanashiro

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Ciência in Foco

MENINGITE PNEUMOCóCICA: CONSIDERAÇõES ATUAIS

INTRODuÇÃO

O Streptococcus pneumoniae foi descoberto por acaso e quase que si-multaneamente, em 1881, por dois mi-crobiologistas: George Sternberg nos EUA e Louis Pasteur na França. Ambos pesquisadores injetaram saliva humana em coelhos e subsequentemente recu-peraram diplococos no sangue destes animais (3). Posteriormente, Friedlander e col. estabeleceram a associação desta bactéria com a pneumonia lobar descre-vendo características de sua cápsula e achados morfológicos de suas colônias (3). Atualmente, este patógeno é consi-derado a causa mais frequente de pneu-monia aguda, assim como a principal causa de outras infecções como otite média e meningite (49).

Pneumococos são cocos Gram-positivos, encapsulados ou não, ana-eróbios facultativos, medindo 0,5 a 1,2 µm e que se apresentam formando pe-quenas cadeias ou aos pares quando em cultura (Figura 1A). Distinguem-se de outros estreptococos pela sensibi-lidade ao disco de 30 µg de optoquina

Milena Soares dos Santos Centro de Pesquisas Gonçalo Moniz, Fundação Oswaldo Cruz, Programa de

Pós-graduação em Biotecnologia e Medicina Investigativa, Salvador, BA, Brasil

Joice Neves ReisUniversidade Federal da Bahia, Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas,

Faculdade de Farmácia, Programa de Pós-graduação em Farmácia, Salvador, BA, Brasil.

(etil-hidrocupreína) e pela solubilidade em sais biliares. A sensibilidade à opto-quina é verificada pelo diâmetro do halo de inibição de crescimento maior que 14 mm. Porém, uma pequena proporção deste microrganismo apresenta halos menores de crescimento em torno do disco de optoquina. Por isso, as colônias de aspecto típico, alfa-hemolíticas, mas com halos inferiores a 14 mm frente à optoquina, precisam ser testadas quanto à solubilidade em bile para confirmação da espécie (Figura 1B) (37).

TIPOS DE INfECÇÕES

O S. pneumoniae é um dos agentes etiológicos mais importantes em infec-ções adquiridas na comunidade (14, 23, 40), responsável por doenças invasivas e não invasivas (Tabela 1) (12). Sendo a otite média aguda a manifestação mais comum da infecção pneumocóci-ca, correspondendo de 30% a 50% de todas as infecções de ouvido médio, principalmente em crianças menores de cinco anos de idade. No minimo, 20% das crianças menores de dois anos de

idade experimentarão um episódio de otite média aguda causada pelo pneu-mococo (24).

Após a introdução da vacina conjuga-da contra o Haemophilus influenzae tipo b, a meningite pneumocócica tornou-se a infecção bacteriana mais comum do sistema nervoso central, sendo esta a forma de meningite mais frequentemen-te associada com morte e seqüelas gra-ves na infância (52). A taxa de letalidade pode alcançar taxas de 30% a 50%, e as taxas de seqüelas neurológicas variam de 29% a 50%, sendo as mais frequen-tes a deficiência auditiva, hidrocefalia e retardo mental (19).

A meningite ocorre quando o micror-ganismo invade o tecido da mucosa e faz bacteremia. Após iniciada a bac-teremia, o microrganismo escapa dos mecanismos de defesa do hospedeiro e penetra no espaço aracnóide. A cápsula polissacarídica permite a permanência da bactéria na corrente sanguínea, por dificultar a fagocitose e, através da lesão tecidual (favorecida pela pneumolisina), o pneumococo invade a barreira hemato – encefálica e atinge o líquido céfalo–ra-

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quidiano (LCR) causando a meningite ou infecção nas meninges (31). Este pro-cesso de invasão do espaço subaracnói-de se dá, provavelmente, pelos vasos do plexo coróide, após passagem através da mucosa do trato respiratório alto e/ou bacteremia. Outra forma de acesso liquórico, por contiguidade, são as fratu-ras fechadas de crânio, as válvulas de deivação ventrículo-peritoneal e malfor-mações com fístula liquórica (57).

Os principais grupos de risco para as infecções pneumocócicas são as crian-ças menores de 2 anos e adultos maiores de 65 anos de idade, ou quando o pacien-te possui fatores predisponentes para o desenvolvimento de doenças invasivas (Tabela 2) (12, 31, 33, 35, 38, 40).

Outros fatores de risco como raça e condições geográficas de algumas re-giões são relatados em alguns estudos (35,38). A creche também está relacio-

nada com o risco de crianças adquirirem infecções por Streptococcus pneumo-niae (21).

EPIDEMIOLOgIA

As infecções pelo S. pneumoniae persistem como importante causa de morbidade e mortalidade no mundo, sendo responsável por 11% (8-12%) de todos os óbitos em crianças menores de cinco anos. A cada ano, 33.100 óbitos em menores de cinco anos ocorrem nas Américas devido a infecções pneumocó-cicas (40).

O índice de morbidade e mortalidade nas meningites pneumocócicas é bem maior em países em desenvolvimento do que em países desenvolvidos. Nos pri-meiros, 50% das crianças com meningite pneumocócica morrem no hospital e 60% apresentam seqüelas clínicas; já nos paí-ses industrializados essa razão é de 10% e 30% respectivamente (2,18, 31)

Na zona rural de Moçambi-que, no período de 2001 a 2003, a in-cidência de infecções pneumocócicas foi de 416 por 100.000 crianças meno-res que 5 anos e de 779 por 100.000 crianças menores que três meses de idade (46). A França, no período de 2002 a 2005, relatou uma incidência anual de meningite pneumocócica de 14 por 100.000 indivíduos chegando a 77 por 100.000 em crianças menores que um ano de idade (58). No oeste da Europa, no período de 1985 à 2003, a incidên-cia de infecções invasivas causada por pneumococos em crianças menores de 2 anos foi de 27,03 por 100.000 habi-tantes. No entanto, ocorre variabilidade entre os países, por exemplo, a Itália en-tre 2001 e 2002 teve uma incidência de 11,30 por 100.000 habitantes; enquanto que na Espanha, entre 1998 e 2003, a incidência foi de 93,48 por 100.000 habi-tantes (16, 27).

Nos Estados Unidos da América a incidência de infecções pneumocócicas era de 23,7 a 25,1 por 100.000 pessoas em 1996 e 1999 respectivamente. Com o licenciamento da vacina conjugada heptavalente em outubro de 2000 a in-cidência diminuiu progressivamente, chegando a 12,6 por 100.000 pessoas em 2004. No Canadá também houve di-minuição das doenças pneumocócicas,

Figura 1 . A. Pneumococos em microscopia eletrônica; B. Morfologia dos pneumococos em meio de ágar sangue, exibindo a–hemólise e teste de sensi-bilidade a optoquina.

TABELA 1. TIPOS DE INfECÇÕES CAuSADAS POR STREPTOCOCCuS PNEuMONIAE.

Infecções não invasivas Infecções invasivas

Otite média aguda Bacteremia

Sinusite Pneumonia

Conjutivite Meningite

Bronquite Sepsis

Peritonite

Artrite/Osteomielite

TABELA 2. gRuPO DE RISCO PARA INfECÇÕES INvASIvAS CAuSADAS PELO Streptococcus pneumoniae

Grupo de risco para infecções pneumocócicas

Crianças menores que 5 anos de idade;

Adultos maiores que 65 anos;

Indivíduos com resposta imunológica comprometida por doenças congênitass ou adquiridas (pacientes com HIV) ou por tratamento com imunosupressores;

Portadores de anemia hemolítica e falciforme;

Paciente com doença crônica (diabete, alcoolismo, cirrose, doençacardiorrespiratória, nefropatias e outras);

Pessoas com fratura craniana e fístula liquórica;

Indivíduos que vivem em aglomerado e contato com crianças;

Tabagismo;

Após infecções respiratórias por outros patógenos.

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com a introdução da vacina conjugada heptavalente em 2001, de 82 para 12 por 100.000 habitantes (29).

Entre os países da América latina, dados da vigilância de base laboratorial estabelecida pelo Sistema Regional de Vacinas (SIREVA), revelam a meningite como patologia mais frequente (74,1%), seguida de pneumonia (16,3%), bactere-mia (7,3%) e sepse (1,5%). Entre os ca-sos de meningite, 88,6% dos pacientes são crianças com menos de 12 meses de idade (51).

O Brasil, tem registrado uma taxa de incidência média de 9.3 casos/100.000 crianças menores que 1 ano, e uma letalidade de 36,5% nesta mesma popu-lação (Figura 2). Entre 2000 e 2010, o número de casos de meningite causada por pneumococo foi 12.575 com 3.753 óbitos (53).

Desde 1999, com a introdução da vacina conjugada para Haemophillus in-fluenzae sorotipo b (Hib) no calendário vacinal do Brasil, o pneumococo persis-tiu como a segunda causa mais comum de meningite, com uma taxa de incidên-cia de 10 casos/100.000 habitantes em crianças com mais de 1 ano de idade e com taxa de letalidade de 27,5% para a população total (7), sendo ultrapassada em números pelas constantes epidemias da doença meningocócica.

Em Salvador, um estudo de vigilância populacional, conduzido no período de 1995 a 1999, identificou uma incidência anual para meningite pneumocócica de 1,6 e 24,7 casos/100.000 pessoas-ano para todas as faixas etárias e crianças <5 anos respectivamente. A taxa de mortalidade foi de 42% para todos os pacientes e 60% para os menores que 5 anos (43). Esta incidência vem reduzin-do desde 1,12 para 0,83 casos/100.000 pessoas no período de 2000 a 2007 (34).

RESISTÊNCIA AOS ANTIMICROBIANOS

A meningite pneumocócica foi asso-ciada com taxas de mortalidade de 80-100% no período pré-antimicrobiano. Com a introdução da penicilina, estas taxas reduziram para 30%. Contudo, nos últimos 40 anos o aumento da resistên-cia à penicilina em S. pneumoniae tem sido reportado em muitas regiões do

mundo ameaçando os avanços alcança-dos durante o período pós-antimicrobia-no (56, 20, 10, 1).

O aumento da resistência antimi-crobiana pelo pneumococos se deve principalmente a dispersão de clones multirresistentes do patógeno (30). A resistência à penicilina e a outros antibi-óticos β-lactâmicos está associada com modificações nos genes que codificam proteínas ligadoras de penicilina e en-zimas envolvidas na síntese de peptido-glicano, que são moléculas alvo para os β-lactâmicos (5). Acredita-se que a aqui-sição destes determinantes de resistên-cia por alguns clones ocorra por pressão seletiva devido ao consumo indiscrimi-nado e extensivo de antibióticos (47).

Na Itália, a taxa de resistência aos macrolídeos (30 a 40%) é uma das mais elevadas da região quando comparado com os países do sul europeu, havendo uma discrepância entre a taxa de resis-tência à penicilina, a qual é moderada, cerca de 10 a 12% (32, 36).

No Brasil, a resistência à penicilina emergiu rapidamente desde o surgimen-to do primeiro caso reportado em 1988 (17). Estudos retrospectivos de coleção de cepas e vigilância de laboratórios de referência nacional demonstram um au-mento de quase três vezes na freqüên-cia de não-susceptibilidade à penicilina dos isolados clínicos testados. De 1993 a 2004, a freqüência de resistência au-mentou de 10,2 para 27,8%. Um signi-ficante aumento foi observado em 1999 tanto para o nível intermediário (12,4 a

22,0%) como para resistente (2,4 para 5,9%) (55, 7, 28). Em Salvador, a taxa de não susceptibilidade a penicilina para isolados de pacientes com meningite en-tre 1995 e 1999, era de 15%, com total susceptibilidade a cefotaxima. Essa taxa aumentou para 19% de não-suscepti-bilidade à penicilina e 3% dos isolados apresentaram resistência à cefotaxima em estudo realizado avaliando o período de 1996 a 2007 (49). Resistência eleva-da foi encontrada para sulfametoxazol-trimetroprim (35%) e tetraciclina (28%) - considerando susceptibilidade interme-diária e resistente - para os pacientes de todas as faixas etárias (43).

DISTRIBuIÇÃO DE SOROTIPOS E PREvENÇÃO

Atualmente, são reconhecidos 93 sorotipos capsulares de pneumococos, desde o reconhecimento do sorotipo 6D (9). Os vários sorotipos diferem em virulência, invasibilidade e habilidade para adquirir resistência às drogas e sua distribuição na população difere entre as faixas etárias (45). Os principais soroti-pos identificados em doença invasiva nos Estados Unidos, especialmente na população pediátrica, são os sorotipos 4, 6B, 9V, 14, 18C, 19F e 23F, por isso, estes sorotipos foram selecionados para serem incluídos na vacina conjugada heptavalente (PCV-7) (42). Um limitado espectro de sorotipos parece ser respon-sável por causar doença pneumocócica invasiva nos países da América Latina,

figura 2. Nº. de casos e coeficiente de incidência de meningite por pneumoco-co por ano. Brasil, 2000 – 2010. SVS - Ministério da Saúde.*Dados parciais para 2010 (janeiro a julho)

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sendo mais frequentes os sorotipos 14 (20,8%), 23F (7,6%), 6B (7,6%), 3 (5,5%) e 6A/6C (4,8%) (51). Os efeitos diretos da PCV-7 a partir da comparação entre os períodos pré-e pós-implementa-ção da vacina mostram que a incidência da doença pneumocócica invasiva (IPD) em 2004 reduziu 77% em crianças <1 ano, 83% em crianças com 1 ano e 73% em crianças com 2 anos de idade. Estes dados demonstram a rápida redução de IPD na população alvo. A imunidade em rebanho também exibe benefícios para subgrupos com risco aumentado de IPD (25, 42).

No Brasil, esta vacina foi introduzi-da em 2000 na rede de saúde privada. Em 2003, tornou-se disponível gratuita-mente apenas para grupos especiais, não estando disponível no programa de imunizações vacinal do governo. Dados do SIREVA estimam a proteção vacinal para os casos de meningite em crianças com idade igual ou superior a 2 anos de 68,5% e para as vacinas 10-valen-te (acréscimo dos sorotipos 1,5 e 7F + PCV-7) e 13-valente (3, 6A e 19A + PCV-10) de 77,6% e 86 % de cobertura res-pectivamente (15).

Com a efetiva implementação da va-cina pneumocócica conjugada 10-valen-te, a expectativa é que a vacina alcan-ce cerca de 80% dos casos de doença pneumocócica.

EPIDEMIOLOgIA MOLECuLAR DE Streptococcus pneumoniae

As informações geradas através dos estudos de epidemiologia molecular dos S.pneumoniae são importantes, uma vez que permitem conhecer os tipos e sub-tipos genéticos circulantes, bem como identificar a presença de clones em uma determinada região em um período de tempo. Nas últimas décadas ocorreu a disseminação internacional de S. pneu-moniae resistentes à penicilina.

O desenvolvimento de fer-ramentas de biologia molecular possi-bilitou elucidar diferentes aspectos da epidemiologia dos pneumococos, com particular ênfase nos isolados resisten-tes aos agentes antimicrobianos. Para tal, são utilizadas várias estratégias recorrendo a um conjunto comum de técnicas de tipagem: sorotipagem, sus-

ceptibilidade a agentes antimicrobianos, eletroforese em campo pulsado (PFGE) e sequenciamento de múltiplos loci (MLST). A compreensão das caracterís-ticas moleculares das cepas circulantes bem como a sua freqüência, diversidade e eventual substituição são fundamen-tais para o monitoramento das doenças pneumocócicas (6, 48, 13).

Estudo epidemiológico-molecular realizado em Salvador analisou os ca-sos de meningite pneumocócica não-susceptíveis à penicilina revelando limi-tados padrões clonais. Neste trabalho, foi encontrada frequência de 37,8% de ST66, maior do que a relatada em es-tudo de colonização na mesma cidade (22%) no período de 2000 a 2001 (44). Entre os casos de meningite pneumocó-cica com alto nível de resistência a pe-nicilina foi encontrado o ST156 (4,4%), definido como clone Spain 9V – 3; sendo que os isolados, foram caracterizados pelo sorotipo 14. Em estudo realizado na Noruega entre 1995 e 2001, a partir de isolados não susceptíveis de infecções sistêmicas (mais de 80%) e infecções não-invasivas encaminhadas de diferen-tes laboratórios do país, o ST predomi-nante também foi o ST156, representa-do pelos sorotipos 14 e 9V, mostrando a habilidade do patógeno em realizar a substituição capsular e a expansão des-te clone no mundo (52).

Flutuações na prevalência de soroti-pos e genótipos podem ocorrer natural-mente nas populações pneumocócicas na ausência de pressão exercida pelas vacinas conjugadas. Nos Estados Uni-dos, a expansão clonal (aumento do número de clones previamente raros ex-pressando sorotipos não-vacinais) tem sido documentada desde a introdução da vacina conjugada heptavalente (PCV-7). Sorotipos não-vacinais têm sido reporta-dos em muitos estudos realizados nos países onde a vacina foi implementada. Ainda não está bem estabelecido se tais mudanças agem diretamente pela pres-são exercida pela vacina ou se são de-vido a flutuações naturais que ocorrem entre as espécies. Estudo realizado na Escócia, no período pré-vacinal, através de vigilância para pneumococos entre 2001 e 2006, observaram consideráveis e significantes mudanças na distribuição dos sorogrupos ao longo do tempo, com

elevada frequência dos sorogrupos 1, 4 e 6 e diminuição dos sorogrupos 14, 19 e 23, apresentando expansão clonal do sorotipo 1 clone ST306 e diminuição do sorotipo 14 (ST124) em um período de 5 anos antes da introdução da PCV-7, mostrando as possíveis variações que podem ocorrer mesmo no período pré-vacinal (4,22, 26).

Compreender as características epi-demiológicas da doença pneumocócica dentro de uma população é importante para o desenho e avaliação de estraté-gias de prevenção. De particular impor-tância, na era das vacinas conjugadas protéicas, é a distribuição dos sorotipos de pneumococos que causam doença e a distribuição na faixa etária da popula-ção afetada com doença pneumocócica. As alterações previstas na população pneumocócica, ao longo dos anos após a implementação desta vacina, ressal-tam a importância do monitoramento através de uma vigilância ativa.

REfERÊNCIAS

1. APPELBAUM P.C. (1992). Antimicrobial resistance in Streptococcus pneumoniae: an overview. Clin Infect Di, 15:77–83.

2. ARDITI, M., E. O. MASON, JR., et al. (1998). Three-year multicenter surveillance of pneumococcal meningitis in children: clinical characteristics, and outcome related to peni-cillin susceptibility and dexamethasone use. Pediatrics, v.102, n.5, Nov, p.1087-97.

3. AUSTRIAN, R. (1985). Life With the Pneu-mococcus. University of Pennsylvania Press. Philadelphia.

4. BEALL B., MCELLISTREAM M.C., GERTz R.E., WEDEL S., BOxRUD D.J., GONzALEz A.L., MEDINA M.J., PAI R., THOMPSON T.A., HARRISON L.H., MCGEE L., WITHNEy C.G. (2006). Pre and post vaccination clonal com-position of invasive pneumococcal serotypes for isolates collected in the United states in 1999, 2001 and 2002. J Clin Microbiol, 44:999-1017.

5. BERGMANN C., CHI F., RASHID S., HAk-ENBECk (2004). Mechanisms for penicillin resistance in Streptococcus pneumoniae: penicillin-binding proteins, gene transfer, and cell wall metabolism. In E.I.Tuomanen, T.J. Mitchell, DA Morrrison and B. G. Sprat (ed.), The pneumococcus. ASM press, Washington, DC, 339-349.

12

6. BRANDILEONE M.C.C., DI FABIO J.L., VIEIRA V.S., ZAnELLA R.C., CASAGRAnDE S.T., PIGATARI A.C. et al. (1998). Geogra-fphic distribution of penicillin resistance of Streptococcus pneumoniae in Brazil: genetic relatedness. Microb Drug Reisist, 4:209-217.

7. BRANDILEONE M.C.C., CASAGRANDE S.T., GUERRA M.L.S., zANELLA R.C., AN-DRADE A.L.S.S., DI FABIO J.L. (2006). Incre-ase in numbers of beta-lactam-resistant inva-sive Streptococcus pneumoniae in Brazil and the impact of conjugate vaccine coverage. Journal of Medical Microbiology, 55: 567-574.

8. SVS, Brasil. Manual dos centros de refe-rência para imunobiológicos especiais (2006). Brasília: Ministério da Saúde, 3ª edição, 188 p.

9. BRATCHER PE, kim kH, kang JH, Hong Jy, nahm MH (2009). Identification of natural pneumococcal isolates expressing serotype 6D by genetic, biochemical and serological characterization. Microbiology. 156(Pt 2):555-60.

10. BREIMAn R.F., SPIkA J.S., nAVARRO V.J., DARDEn P.M., DARBy C.P.(1990) Pneu-mococcal bacteremia in Charleston County, South Carolina: a decade later. Arch Intern Med,150:1401–5.

11. BRICkS L.F., BEREZIn E.n., SILVEIRA L. (2002).Uso de antibióticos em IRA e re-sistência bacteriana. In: BRICkS LF, CERVI MC, organizadoras. Atualidades em doenças infecciosas: manejo e prevenção. São Paulo: Atheneu, p. 197-214.

12. BRICkS L.F., BEREzIN E. (2006). Impact of pneumococcal conjugate vaccine on the prevention of inavsive pneumococcal disea-ses. Jornal de Pediatria, 82(3):67-74.

13. BRUEGGEMANN A.B., GRIFFITHS D.T., MEATS E., CROOk D.W. SPRATT B.G. (2003). Clonal relationships between invasi-ve and carriage Streptococcus pneumoniae and serotype and clone-specific differences in invasive disease potential. J Infect Dis, 187:1424-32.

14. CASTANHEIRA, M., A. C. GALES, et al. (2004). Antimicrobial susceptibility of Strepto-coccus pneumoniae in Latin America: results from five years of the SEnTRy Antimicrobial Surveillance Program. Clin Microbiol Infect, v.10, n.7, Jul, p.645-51.

15. CASTAñEDA E., AGUDELO C.I., RE-GUEIRA M., CORSO A., BRANDILEONE M.C., BRANDãO A.P., MALDONADO A.,

HORMAzABAL J.C., MARTINEz I.T., LLA-NES R., SáNCHEz J., FERIS J., ECHANIz-AVILES G., CARnALLAS-BARAIAS M.n., TERRAZAS M.G.V, MOnROy I.H., CHA-MORRO G., WEILER N., CAMOU T., GA-BARROT G.G., SPADOLA E., PAyARES D., GABASTOU J.M., DI FABIO J.L., LA HOz and the SIREVA II Group. (2009). Laboratory Ba-sed Surveillance of Streptococcus pneumo-niae invasive disease in children in 10 Latin American countries. The Pediatr Infect Dis J, 28 (9): 265-270.

16. D’ANCONA, F., S. SALMASO, et al. (2005). Incidence of vaccine preventable pneumococcal invasive infections and blood culture practices in Italy. Vaccine, v.23, n.19, Mar 31, p.2494-500.

17. DE SOUSA MARqUES H.H., yAMAMO-TO M., SAkANE P.T., CAIAFFA-FILHO H.H., FIGUEIREDO MENDES C.M. (1988). Rela-tively penicillin-resistant pneumococcal men-ingitis in a Brazilian infant. Pediatr Infect Dis J, 7:433–4.

18. GOETGHEBUER, T., T. E. WEST, et al. (2000). Outcome of meningitis caused by Streptococcus pneumoniae and Haemophilus influenzae type b in children in The Gambia. Trop Med Int Health, v.5, n.3, Mar, p.207-13.

19. GREENE G.S., DEMASI R. (1996). Case report: penicillin-resistant pneumococcal meningitis: navigating a therapeutic minefield. Am J Med Sci. Apr;311(4):180-5.

20. HEFRON R. (1979). Pneumonia: with spe-cial reference to Pneumococcus lobar pneu-monia. Cambridge, MA: Harvard University Press.

21. HENDLEy, J. O., M. A. SANDE, et al. (1975). Spread of Streptococcus pneumoniae in families. I. Carriage rates and distribution of types. J Infect Dis, v.132, n.1, Jul, p.55-61.

22. HICkS L.A., HARRISON L.H., FLANERy B., HADLER J.L., SCHAFFNER W., CRAIG A.S., JACkSON D., THOMAS A., BEALL B., LyNFIELD R., REINGOLD A., FARLEy M.M., WITHNEy C.G. (2007). Incidence of pneumo-coccal isolates disease due to non-pneumo-coccal conjugate vaccine (PCV7) serotypes in the United States during the era of widespre-ad PCV7 vaccination, 1998-2004. J Infect Dis, 196:1346-1354.

23. HOBAn, D. J., G. V. DOERn, et al. (2001). Worldwide prevalence of antimicrobial resis-tance in Streptococcus pneumoniae, Hae-mophilus influenzae, and Moraxella catarrha-lis in the SENTRy Antimicrobial Surveillance

Program, 1997-1999. Clin Infect Dis, v.32 Suppl 2, May 15, p.S81-93.

24. JACOBS, M.R. (2002). Prevention of otitis media: role of pneumococcal conjugate vacci-nes in reducing incidence and antibiotic resis-tance. J Pediatr. Aug;141(2):287-93.

25. JACOBS M.R., GOOD C.E., BAJAk-SOUzIAN S., WINDAU A.R. (2008). Emer-gence of Streptococcus pneumoniae Sero-types 19A, 6C and 23F and Serogroup 15 in Cleveland, Ohio in Relation to Introduction of the Protein-Conjugated Pneumococcal Vac-cine. Clin Infect Dis, 47:1388-95.

26. JEFFERIES J.M., SMITH A.J., EDWARDS G.F.S., MCMENAMIM J., MITCHELL T.J., CLARkE S.C. (2009). Temporal analysis of invasive pneumococcal clones from Scotland illustrates fluctuations in diversity of serotype and genotype in the absence of pneumococ-cal conjugate vaccine. J Clin Microbiol, doi: 10.1128.

27. JEFFERSON, T., E. FERRONI, et al. (2006). Streptococcus pneumoniae in western Europe: serotype distribution and incidence in children less than 2 years old. Lancet Infect Dis, v.6, n.7, Jul, p.405-10.

28. kERTESz D.A., DI FABIO J.L., DE CUN-TO BRANDILEONE M.C., et al. (1998). Inva-sive Streptococcus pneumoniae infection in Latin American children: results of the Pan American Health Organization Surveillance Study. Clin Infect Dis, 26:1355–61.

29. kELLNER, J. D., D. L. CHURCH, et al. (2005). Progress in the prevention of pneu-mococcal infection. Cmaj, v.173, n.10, Nov 8, p.1149-51.

30. kLUGMAN k.P. (2002). The successful clone: the vector of dissemination of resistan-ce in Streptococcus pneumoniae. J Antimi-crob Chemother, 50 (Suppl. S2): 1-5.

31. kOEDEL, U., W. M. SCHELD, et al.(2002) Pathogenesis and pathophysiology of pneu-mococcal meningitis. Lancet Infect Dis, v.2, n.12, Dec, p.721-36.

32. MARCHESE A., GUALCO L., COCHETTI I., MONTANARI M.P., SPECIALE A. M., MU-SUMECI S.R., VARALDO P.E., nICOLETTI G., SCHITO G. C. (2005). Antibiotic suscep-tibility and serotype distribution in Streptococ-cus pneumoniae circulating in Italy: results of the SEMPRE surveillance study (2000-2002). Int J Antimicrob Agents, 26:138-145.

13

33. MANTESE, O. C., A. PAULA, et al. (2003). Prevalence of serotypes and antimicrobial re-sistance of invasive strains of Streptococcus pneumoniae. J Pediatr (Rio J), v.79, n.6, Nov-Dec, p.537-42.

34. MENEzES A.P.O. , CAMPOS L.C., SAN-TOS M.S., AZEVEDO J., SAnTOS R.C.n., CARVALHO M.G.S., BEALL B.W., MARTIn S.W., SALGADO k., REIS M.G., kO A.I., REIS J.N. (2010). Serotype distribution and antimi-crobial resistance of Streptococcus pneu-moniae prior to introduction of the 10-valent pneumococcal conjugate vaccine in Brazil, 2000–2007. Vaccine (in press). doi:10.1016/j.vaccine.2010.12.021

35. MEyNARD, J. L., F. BARBUT, et al. (1996). Risk factors for isolation of Strepto-coccus pneumoniae with decreased suscepti-bility to penicillin G from patients infected with human immunodeficiency virus. Clin Infect Dis, v.22, n.3, Mar, p.437-40.

36. MONACO M., CAMILLI R., D’AMBROSIO F., DEL GROSSO M., PANTOSTI A. (2005). Evolution of erytromycin resistance in Strep-tococcus pneumoniae in Italy. J Antimicrob Chemother, 55:256-259.

37. MURRAy P.R. (EDITOR CHEFE); BA-RON E.J.; JORGENSEN J.H.; LANDRy M.L., PFALLER M.A. (EDITORS). (2007). Manual of Clinical Microbiology. 9 ed., Vol 1. ASM Press; Washington, DC; 412-429.

38. NUORTI, J. P., J. C. BUTLER, et al. (2000). Cigarette smoking and invasive pneu-mococcal disease. Active Bacterial Core Sur-veillance Team. N Engl J Med, v.342, n.10, Mar 9, p.681-9.

39. OBARO Sk, MONTEIL MA, HENDER-SON DC. (1996). The pneumococcal problem. BMJ. 1996; 312:1521-1525.

40. O’BRIEN L.L., SHAW J., WEA-THERHOLTz R., RELD R., WATT J., CROLL J., DAGAN R., PARkINSON A.J., SAN-TOSHAM M. (2004). Epidemiology of Invasive Streptococcus pneumoniae among Navajo Children in the Era before Use of Conjugate Pneumococcal vaccines, 1989-1996. Ameri-can Journal of Epidemiology, 160(3): 270-278.

41. PALLARES, R., A. FENOLL, et al. (2003). The epidemiology of antibiotic resistance in Streptococcus pneumoniae and the clinical relevance of resistance to cephalosporins, macrolides and quinolones. Int J Antimicrob Agents, v.22 Suppl 1, Oct, p.S15-24; discus-sion S25-6.

42. PLETz M.W., MAUS U., kRUG N., WELTE T., LODE H. (2008). Pneumococcal vaccines: mechanism of action, impact on epidemiology and adaption of the species. Int J Antimicrob Agents, doi: 10.1016/j.ijantimi-cag.2008.01.021. 2008.

43. REIS J.N., CORDEIRO S.M., COPPO-LA S., SALGADO k., CARVALHO M.G.S., (2002). TEIxEIRA L.M., THOMPSON T.A., FACkLAM R.R., REIS M.G., kO A.I. Popula-tion-based survey of antimicrobial susceptibi-lity and serotype distribution of Streptococcus pneumoniae from meningitis patients in Sal-vador, Brazil. J Clin Microb, 40(1): 275-277.

44. REIS J.N., PALMA T., RIBEIRO G.S., PINHEIRO R.M., RIBEIRO C.T., CORD-EIRO S.M., FILHO H.P.S., MOSCHIONI M., THOMPSON T.A., SPRATT B., RILEy L.W., BAROCCHI M.A., REIS M.G., kO A.I. (2008). Transmission of Streptococcus pneumoniae in a slum community. Journal of Infection, 40(1): 275-277.

45. ROBINSON k.A., BAUGHMAN W., RO-THROCk G., BARRETT N.L., PASS M., LExAU C., DAMASkE B., STEFONEk k.. BARNES B, PATTERSON J., zELL E.R., SCHUCHAT A., WHITNEy C.G., ACTIVE BACTERIAL CORE SURVEILLAnCE (ABCS)/EMERGING INFECTIONS PROGRAM NE-TWORk. (2001). Epidemiology of invasive Streptococcus pneumoniae infections in the United States, 1995-1998: opportunities for prevention in the conjugate vaccine era. JAMA, 285-1729-1735.

46. ROCA, A., B. SIGAUqUE, et al. (2006). Invasive pneumococcal disease in children<5 years of age in rural Mozambique. Trop Med Int Health, v.11, n.9, Sep, p.1422-31.

47. SADOWy E., SkOCzyNSkA A., FIETT J., GNIADkOWSkI M., HRyNIEWICz W. (2006). Multilocus Sequence Types, Serotypes, and variants of the Surface Antigen PspA in Strep-tococcus pneumoniae Isolates from Menin-gitis patients in Poland. Clinical and vaccine Immunology, 13:139-144.

48. Sá-LEãO R., TOMASz A., SANCHES I.S., nUnES S., ALVES C.R. AVÔ A.B., SAL-DANHA J., kRISTINSSON k.G., DE LEN-CASTRE H. (2000). Genetic diversity and clonal patters among antibiotic-susceptible and –resistant Streptococcus pneumoniae co-lonizing children: day care centers as autono-mous epidemiological units. J Clin Microbiol, 38:4137-44.

49. SANTOS, MILENA SOARES DOS (2010). Análise da composição clonal dos S. pneumo-niae não susceptíveis a penicilina em casos de meningite. [Dissertação de Mestrado]. Sal-vador, Bahia.

50. SAHA S.k., NAHEED A., EL ARIFEEN S., AMIN R., FATIMA k, BROOkS W.A., BREI-MAN R.F.SACk D.A., LUBy S.P. Pneumo-coccal Study Group (2009). Surveillance for invasive Streptococcus pneumoniae disease among hospitalized children in Bangladesh: antimicrobial susceptibility and serotype distribution. Clin Infect Dis. Mar 1;48 Suppl 2:S75-81.

51. SIREVA II 2009: Datos por país y por grupos de edad sobre las características de los aislamientos de Streptocococcus pneu-moniae, Haemophillus influenzae y Neisseria meningitidis em procesos invasores. (2010). Informe Regional. Organización Panamerica-na de la Salud.Washington D.C.

52. SOGSTAD M.k.R., HOIBy E.A., CAU-GANT D.A. (2006). Molecular Characteriza-tion of non-penicillin-susceptible Streptococ-cus pneumoniae in Norway. J Clin Microbiol, 44(9): 3225-3230.

53. SVS, Ministério da Saúde (2010). Propos-ta para introdução da vacina pneumocócica 10-valente (conjugada) no calendário básico de vacinação da criança. Brasília.

54. TAN T.q. (2002). Prevention of Pneu-mococcal Meningitis. Curr Infect Dis Rep. Aug;4(4):317-323.

55. TEIxEIRA L.M., CARVALHO M.G., CAS-TINEIRAS T.M., FRACALANzzA S.A., LE-VIn A.S., FACkLAM R.R. (1997). Serotyping distribution and antimicrobial resistance of Streptococcus pneumoniae isolated in Brazil (1992–1996). Adv Exp Med Biol, 418:269–71

56. TOMASz A. (1997). Antibiotic resistance in Streptococcus pneumoniae. Clin Infect Dis, 24(Suppl 1):S85–8.

57. TUNkEL A.R., WISPELWEy B., SCHELD W.M. (1990). Pathogenesis and pathophysiol-ogy of meningitis. Infect Dis Clin North Am. Dec;4(4):555-81.

58. yARO, S., M. LOURD, et al. (2006). Epi-demiological and molecular characteristics of a highly lethal pneumococcal meningitis epi-demic in Burkina Faso. Clin Infect Dis, v.43, n.6, Sep 15, p.693-700.

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Ciência in Foco

ESTRATéGIAS PARA O DESENvOLvIMENTO DE NOvAS vACINAS CONTRA Streptococcus pneumoniae, BASEADAS EM ANTÍGENOS PROTEICOS

INTRODuÇÃO

Streptococcus pneumoniae (pneu-mococo) coloniza a mucosa respiratória de humanos saudáveis, podendo ser transmitido entre indivíduos por aeros-sol. Em algumas situações, que depen-dem de fatores como idade ou estado imunológico do indivíduo, o pneumococo pode invadir espaços normalmente esté-reis como o ouvido médio, pulmões e a circulação sanguínea, causando assim, doenças como otite média, pneumonia, meningite e septicemia. Juntas, estas doenças matam mais de um milhão de pessoas por ano no mundo todo, sendo aproximadamente 800.000 crianças nos primeiros anos de vida. Em países em desenvolvimento, as mortes por estas infecções podem atingir 5% do total de mortes infantis anuais (12, 40). O uso de agentes antimicrobianos figura entre as estratégias para o combate a estas in-fecções, mas o aumento no surgimento de cepas resistentes a antibióticos limi-

Maria Leonor Sarno Oliveira, Paulo Lee Ho e Eliane Namie MiyajiCentro de Biotecnologia, Instituto Butantan, São Paulo, Brasil

tam o alcance de tais condutas médicas. Aliados a este quadro estão os altos custos de internação que reforçam a ne-cessidade de medidas preventivas (13).

A cápsula polissacarídica é o principal fator de virulência do pneumococo, e age dificultando o reconhecimento de estrutu-ras bacterianas por elementos do sistema imune, impedindo assim a fagocitose. Os polissacarídeos capsulares são estrutu-ralmente variáveis e determinam a clas-sificação do pneumococo em pelo menos 93 sorotipos, que apresentam pouca ou nenhuma reatividade cruzada entre si. Apesar disso, os polissacarídeos capsu-lares são os componentes das vacinas existentes comercialmente.

vacinas contra pneumococo compostas por polissacarídeos

A Pneumovax 23, desenvolvida pela Merck & CO, Inc., é uma vacina compos-ta por polissacarídeos capsulares de 23 sorotipos de pneumococo prevalentes no hemisfério norte. Além da complexi-

dade de sua produção (que envolve a fermentação de 23 cepas de pneumoco-co e purificação de seus polissacaríde-os) esta vacina não é recomendada para crianças menores de dois anos que não apresentam resposta para antígenos po-lissacarídicos, devido à imaturidade do sistema imune. A eficácia em adultos é boa, e a cobertura no Brasil é ao redor de 82%; entretanto, não há indução de me-mória imunológica contra os antígenos polissacarídicos, exigindo que a vacina seja re-administrada, geralmente em intervalos de 5 anos. No ano de 2000, foi licenciada nos Estados Unidos a pri-meira vacina conjugada contra pneumo-coco, Prevenar (PCV7), produzida pela Wyeth Pharmaceuticals (atual Pfizer). A PCV7 é composta por polissacarídeos de 7 sorotipos de pneumococo preva-lentes nos Estados Unidos, conjugados ao toxóide diftérico CRM197. Este com-ponente proteico torna a vacina eficaz em crianças menores de dois anos e em idosos e induz resposta imune de memó-

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ria. Por outro lado, apresenta cobertura limitada, que varia de acordo com soroti-pos circulantes nas diferentes partes do mundo. No Brasil, a estimativa de cober-tura oferecida por esta vacina é ao redor de 52% (7). A introdução da PCV7 em países como os Estados Unidos, Cana-dá e França reduziu substancialmente a incidência de doenças invasivas causa-das pelos sorotipos contidos na vacina (13, 45). Entretanto, após alguns anos de uso, observou-se a substituição dos sorotipos prevalentes por outros não existentes na vacina (5, 27). Destaca-se como exemplo, o aumento da incidência de doenças causadas pelo sorotipo 19A, nos EUA após a introdução da vacina-ção de crianças com a PCV7 (53). novas vacinas conjugadas que já foram licen-ciadas, contêm 10 (PCV10 Synflorix– GlaxoSmithkline) ou 13 (PCV13 Preve-nar 13 – Wyeth/Pfizer) polissacarídeos conjugados a três diferentes toxoides no caso da PCV10, ou ao CRM197, no caso da PCV13. Um estudo realizado em São Paulo com isolados provenientes de co-lonização da nasofaringe ou de doenças invasivas indica que a inclusão dos so-rotipos 1 e 5 na PCV10 confere poten-cialmente uma cobertura de 90% (4). Já um estudo com isolados resistentes a penicilina provenientes da nasofaringe de crianças residentes em Goiânia indi-ca uma cobertura potencial bem menor, de aproximadamente 59.3% (19). Um estudo recente, sobre o custo-benefício da introdução da imunização de crian-ças com a PCV10 no Brasil, iniciada em 2010, suporta esta iniciativa, mas ressalta que estudos de vigilância epide-miológica devem acompanhar de perto os efeitos da vacinação a longo prazo, considerando principalmente o potencial de substituição de sorotipos prevalentes (50). Cabe ainda considerar que o soro-tipo 19A, emergente em alguns países, está incluído apenas na PCV13.

vacinas contra pneumococo em desenvolvimento

Alternativas às vacinas conjugadas têm sido estudadas por diferentes gru-pos de pesquisa. Além de oferecer uma cobertura mais ampla, eliminando o pro-blema de substituição de sorotipos, tais vacinas devem ter um custo mais baixo de produção.

vacina celular contra pneu-mococo

Uma vacina celular inativada de-senvolvida a partir de uma linhagem de pneumococo não capsulada foi pro-posta pelo grupo do Dr. Richard Malley (Children’s Hospital, Harvard Medical School, Boston). Esta vacina, quando inoculada por via nasal em camundon-gos inibe a colonização por diferentes sorotipos de pneumococo (35). A ca-racterização da resposta imune indu-zida pela vacina celular mostrou que a proteção é dependente de linfócitos CD4+ Th17 e da produção da citocina IL-17, mas independente da produção de anticorpos (36). Este tipo de resposta imune acelera a eliminação da bactéria presente na nasofaringe (32). Recente-mente, diferentes vias de administração e adjuvantes para esta vacina foram testados com sucesso (33-34) e esta vacina aguarda aprovação para ensaios clínicos de fase 1 que devem ocorrer em um futuro breve.

Vacinas compostas por proteínasAo longo dos anos, muito se des-

cobriu sobre os fatores de virulência do pneumococo e o papel de cada um deles durante a infecção (52). Além da cápsula polissacarídica que cobre a su-perfície da bactéria e participa na eva-são do sistema imune, diversas proteí-nas se projetam para o meio externo e assim interagem com células epiteliais e endoteliais, promovendo adesão e in-vasão do patógeno, e com componentes do sistema imune. Entre os fatores de virulência mais estudados estão os an-tígenos PsaA (do inglês “Pneumococcal Surface Antigen A”), PspA e PspC (do inglês “Pneumococcal Surface Proteins A and C”, respectivamente). PsaA é uma lipoproteína que participa de um com-plexo transportador de manganês para dentro da célula, altamente conservada em todos os sorotipos de pneumococo. Mutações ou deleção do gene levam à diminuição na capacidade de coloniza-ção do pneumococo, possivelmente pela diminuição na expressão de adesinas, como consequência de alterações no transporte de manganês. Além disso, alguns estudos indicam que PsaA pode ter um papel direto como adesina, sen-do assim uma proteína com dupla fun-ção (48). Anticorpos anti-PsaA inibem

a adesão do pneumococo em modelos animais. Este efeito foi demonstrado através do estudo de diferentes formula-ções vacinais, compostas por proteínas recombinantes, vacinas de DNA ou vaci-nas bacterianas vivas (8, 42, 47, 57, 59). Entretanto, uma consideração a ser feita sobre o uso deste antígeno, é o fato dele também ser expresso por streptococcus comensais, o que poderia levar a uma ação indesejável da vacina contra estas bactérias. Esta questão foi abordada em um estudo realizado com uma vacina na-sal composta por uma proteína de fusão dos antígenos PsaA e CTB (subunidade B da toxina colérica, conhecida por suas propriedades de adjuvante de mucosas), em camundongos, que não mostrou al-terações significativas contra a microbio-ta dos animais (46). A imunização com PsaA não protege contra desafios inva-sivos em modelos animais.

Diferentes abordagens já foram testadas como propostas de vacinas baseadas nos antígenos PspA e PspC, sendo estes, os candidatos vacinais mais promissores. Entre elas, a com-binação de proteínas recombinantes purificadas com diferentes adjuvantes (1-2, 44), apresentação dos antígenos por sistemas heterólogos de expressão como salmonela (31), bactérias lácticas (11, 17, 25, 42) ou BCG (30) e vacinas de DNA (38).

PspA, uma proteína associada a re-síduos de colina presentes na parede do pneumococo, contribui para o escape da bactéria através de ligação à proteína apolactoferrina, que está presente nas mucosas e apresenta atividade bacteri-cida (22, 51) e à proteína C3 do sistema complemento (49, 54). PspC, por sua vez, pode estar associado à superfície da bactéria também por interações com resíduos de colina ou, pela presença de um motivo LPxTG em alguns variantes, que permite o ancoramento da proteína à superfície celular (10, 28). Acredita-se que PspC também atue subvertendo a ação do sistema imune através da liga-ção ao Fator H, um inibidor do sistema complemento (15, 29). Além disso, esta e outras associações, como, por exem-plo, ao receptor de IgA, são apontadas como fatores que contribuem para o au-mento da adesão da bactéria às células epiteliais do hospedeiro (23-24).

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Um dos problemas relacionados à escolha destes dois antígenos como componentes vacinais é a relativa va-riabilidade que eles apresentam nos diversos isolados (10, 26, 28). No caso de PspC, não há estudos na literatura sobre a reatividade cruzada entre os diferentes variantes. Entretanto, há alguns estudos sobre os domínios e prevalência que direcionam a escolha de moléculas que devem apresentar boa cobertura (10, 28). Por outro lado, diferentes estudos sobre prevalência e reatividade cruzada entre PspAs podem ser encontrados na literatura.

vacinas compostas por PspAA proteína PspA apresenta massa

molecular entre 67 e 99 kDa (56) sendo dividida em 4 regiões: a região N-termi-nal de a-hélice altamente carregada, a região rica em resíduos de prolina, a re-gião de ligação à colina e uma cauda C-terminal de 17 aminoácidos com caráter hidrofóbico (26). Com base na sequên-cia de aminoácidos da região imediata-mente anterior à região rica em resíduos de prolina (CDR - do inglês clade-defi-ning region) os PspAs foram agrupados em 6 clados que são separados em 3 famílias (26). Dados de isolados obtidos em diversas partes do mundo mostram que 99% dos isolados expressam PspAs pertencentes às famílias 1 e 2 (9). Na América do Sul estudos feitos no Bra-sil (6, 47) e na Colômbia (55), mostram resultados similares, com a prevalência de linhagens com PspA pertencente às famílias 1 e 2 em 94% e 97,5% dos iso-lados, respectivamente. Uma proposta para a composição de uma vacina seria a inclusão de representante de PspA da família 1 e um representante da família 2, devido à reatividade cruzada entre membros da mesma família. Assim tal vacina apresentaria teoricamente uma cobertura ao redor de 90% dos isolados. Entretanto, um estudo recente mostrou que algumas moléculas de PspA apre-sentam baixa reatividade cruzada, mes-mo contra membros da mesma família, enquanto outros podem induzir anticor-pos reativos contra diferentes PspAs (14). De fato, duas moléculas selecio-nadas neste estudo, PspA4 e PspA5, podem induzir proteção em modelos animais, contra diferentes linhagens de

pneumococo, que expressam PspAs de família heteróloga (39, 43). Assim, este estudo deve basear a escolha da molé-cula de PspA para a composição de uma vacina proteica. A combinação de PspA e PspC em uma mesma vacina também é proposta por alguns grupos (41).

Resposta imune protetora induzida por vacinas compos-tas por PsaA, PspC ou PspA

O papel de anticorpos direcionados contra os antígenos PsaA, PspC ou PspA na proteção contra colonização nasal de animais induzida por vacinas é discutido em diferentes trabalhos. Ape-sar de muitos trabalhos demonstrarem proteção contra colonização nasal por vacinas que induzem anticorpos anti-PsaA, estudos de estrutura indicam que PsaA está inserido na superfície celular, abaixo da cápsula, e assim, não estaria completamente acessível a anticorpos (21). Diferentes linhagens de lactoba-cilos expressando PsaA, quando tes-tadas como vacinas por via nasal em camundongos, foram capazes de esti-mular a produção de diferentes níveis de anticorpos sistêmicos e de mucosa, sendo que não houve correlação entre os grupos que apresentaram os maio-res níveis de anticorpos e a proteção observada (42). De fato, a colonização por pneumococo é similar em camun-dongos deficientes para a produção de linfócitos B (incapazes de produzir anti-corpos) e camundongos normais, sendo que ambos os animais são capazes de controlar os níveis de bactérias em um período semelhante (37). A combina-ção de três antígenos de pneumococo, PsaA, PspC e PdT (um mutante deriva-do da pneumolisina - Ply) por via nasal, inibe a colonização da nasofaringe de camundongos por pneumococo. Esta proteção, assim como a descrita para a vacina celular, é independente da pro-dução de anticorpos e dependente de células T CD4+ (3). Por outro lado, em experimentos de imunização passiva, o soro de animais imunizados com uma vacina de DNA que expressa PspA foi capaz de proteger camundongos con-tra colonização nasal por pneumococo (18). Além disso, o papel fundamental de anticorpos sIgA na proteção induzida por uma vacina composta por PspA, foi

recentemente demonstrado em experi-mentos com camundongos IgA-/- e imu-nização passiva com amostras enrique-cidas em sIgA anti-PspA (20). Assim, anticorpos claramente têm um papel importante no controle da colonização nasal por pneumococo em modelos ani-mais e constituem o mecanismo prote-tor de diferentes vacinas. Entretanto a indução de resposta imune celular, com ativação de linfócitos T CD4+ e secre-ção de IL-17 por si só, também constitui um mecanismo de proteção.

A indução de resposta imune especí-fica contra PspC e, principalmente, con-tra PspA confere proteção em modelos animais de desafio letal (9, 38-39, 41, 58). Particularmente, a produção de al-tos níveis de anticorpos anti-PspA é sufi-ciente para a indução de proteção. Estes anticorpos são capazes de subverter a inibição da deposição de complemento exercida por PspA na superfície da bac-téria in vitro (11, 16-17), podendo interfe-rir na evasão do sistema imune. Estudos com vacinas de DNA e diferentes adju-vantes combinados a PspA mostram que o balanço dos isotipos de IgG, mais es-pecificamente IgG1 e IgG2a em camun-dongos, afeta a qualidade da resposta imune. Em condições que favorecem a produção de IgG2a anti-PspA, indicativo de resposta Th1, observa-se proteção contra desafio letal, mesmo quando não se atingem níveis relativamente altos de anticorpos (1, 16-17). Esse efeito pode ser explicado pelo fato deste iso-tipo de anticorpo ser mais eficiente em fixar complemento, podendo assim, ser um indicativo da qualidade da resposta imune contra o pneumococo. Com base nestes estudos, diferentes propostas de adjuvantes em combinação com PspA, têm surgido para o desenvolvimento de novas vacinas.

Recentemente, nosso grupo de-monstrou a atividade adjuvante da va-cina celular pertussis (wP - produzida pelo Instituto Butantan) em combinação com PspA. Como uma vacina celular, wP é capaz de induzir uma resposta balan-ceada Th1/Th2 e a combinação PspA-wP por via nasal, conferiu proteção em camundongos contra desafio invasivo letal e contra colonização por pneumo-coco. Além disso, a utilização de PspA5 como antígeno neste trabalho, conferiu

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proteção cruzada contra linhagens de pneumococo que expressam diferentes PspAs. A proteção contra desafio invasi-vo pôde ser reproduzida em experimen-tos de imunização passiva, utilizando o soro proveniente dos animais imuniza-dos com PspA5-wP, indicando um papel importante de anticorpos neste modelo. Por fim, este trabalho também mostrou que a combinação de PspA5 com a vaci-na tríplice DTP (difteria – tétano- pertus-sis) em uma única dose por via subcutâ-nea protege os animais contra o desafio letal. Assim, a resposta imune sistêmica adquirida é suficiente neste modelo, não havendo necessidade de uma resposta imune adquirida na mucosa respiratória (43). Esta estratégia vacinal é particular-mente interessante, pois se beneficia da atividade adjuvante da vacina pertussis, que já é administrada em crianças brasi-leiras, a partir dos dois meses de vida. A inclusão de PspA na vacina tríplice é, portanto, uma proposta que merece ser explorada e experimentos sobre a influ-ência de PspA na resposta imune contra os diferentes componentes da DTP es-tão em andamento.

PERSPECTIvAS E CONCLuSÕES

As vacinas conjugadas contra pneu-mococo são certamente um grande avanço em relação à vacina de primeira geração, composta apenas por polissa-carídeos. Estas vacinas se mostraram altamente eficazes diminuindo a inci-dência de doenças pneumocócicas e a colonização em crianças, gerando ainda um efeito rebanho, que constitui na pro-teção de indivíduos da mesma comuni-dade não vacinados. Entretanto, uma característica inerente destas vacinas é a cobertura sorotipo específica, que in-duz uma substituição de sorotipos após alguns anos de uso. Adicionalmente, o custo de produção é alto.

Os antígenos proteicos são boas al-ternativas para a formulação de novas vacinas que apresentem ampla cobertu-ra dos sorotipos a custos mais baixos. Além dos antígenos PsaA, PspA e PspC, outras proteínas de pneumococo foram testadas por diferentes grupos como candidatos vacinais com sucesso, mas não foram abordadas neste texto. Entre

elas, a Ply, a neuroaminidase A (Nan A) e a PppA (do inglês pneumococcal pro-tective protein A) podem ser destacadas. Seguramente, PspA constitui o antígeno proteico melhor explorado até o momen-to e a aquisição de resposta imune con-tra este antígeno é altamente protetora em modelos animais.

A escolha do PspA é definitiva para a composição de uma vacina com am-pla cobertura, sendo que o uso de mais de uma molécula ou a combinação com PspC pode ainda incrementar a cobertu-ra observada. A combinação dos antíge-nos com adjuvantes adequados e segu-ros é ainda um desafio. neste sentido, a proposta da combinação de PspA com a vacina DTP representa uma estratégia promissora que tem ainda a vantagem de aproveitar o calendário Brasileiro de vacinação corrente.

REfERÊNCIAS BIBLIOgRáfICAS

1. Arulanandam, B. P., J. M. Lynch, D. E. Briles, S. Hollingshead, and D. W. Metzger. 2001. Intranasal vaccination with pneumococcal surface protein A and interleukin-12 augments antibody-mediated opsonization and protective immunity against Streptococcus pneumoniae infection. Infect Immun 69:6718-6724.

2. Balachandran, P., A. Brooks-Walter, A. Virolainen-Julkunen, S. K. Hollingshead, and D. E. Briles. 2002. Role of pneumococcal surface protein C in nasopharyngeal carriage and pneumonia and its ability to elicit protec-tion against carriage of Streptococcus pneu-moniae. Infect Immun 70:2526-2534.

3. Basset, A., C. M. Thompson, S. K. Hollingshead, D. E. Briles, E. W. Ades, M. Lipsitch, and R. Malley. 2007. Antibody-in-dependent, CD4+ T-cell-dependent protection against pneumococcal colonization elicited by intranasal immunization with purified pneumo-coccal proteins. Infect Immun 75:5460-5464.

4. Berezin, E. N., M. D. Cardenuto, L. L. Ferreira, M. Otsuka, M. L. Guerra, and M. C. Brandileone. 2007. Distribution of Strepto-coccus pneumoniae serotypes in nasopharyn-geal carriage and in invasive pneumococcal disease in Sao Paulo, Brazil. Pediatr Infect Dis J 26:643-645.

5. Bettinger, J. A., D. W. Scheifele, J. D. Kellner, S. A. Halperin, W. Vaudry, B. Law, and G. Tyrrell. 2009. The effect of routine

vaccination on invasive pneumococcal infec-tions in Canadian children, Immunization Mo-nitoring Program, Active 2000-2007. Vaccine.

6. Brandileone, M. C., A. L. Andrade, E. M. Teles, R. C. Zanella, T. I. Yara, J. L. Di Fa-bio, and S. K. Hollingshead. 2004. Typing of pneumococcal surface protein A (PspA) in Streptococcus pneumoniae isolated during epidemiological surveillance in Brazil: towards novel pneumococcal protein vaccines. Vacci-ne 22:3890-3896.

7. Brandileone, M. C., A. L. de Andrade, J. L. Di Fabio, M. L. Guerra, and R. Austrian. 2003. Appropriateness of a pneumococcal conjugate vaccine in Brazil: potential impact of age and clinical diagnosis, with emphasis on meningitis. J Infect Dis 187:1206-1212.

8. Briles, D. E., E. Ades, J. C. Paton, J. S. Sampson, G. M. Carlone, R. C. Huebner, A. Virolainen, E. Swiatlo, and S. K. Holling-shead. 2000. Intranasal immunization of mice with a mixture of the pneumococcal proteins PsaA and PspA is highly protective against nasopharyngeal carriage of Streptococcus pneumoniae. Infect Immun 68:796-800.

9. Briles, D. E., S. Hollingshead, A. Brooks-Walter, G. S. Nabors, L. Ferguson, M. Schilling, S. Gravenstein, P. Braun, J. King, and A. Swift. 2000. The potential to use PspA and other pneumococcal proteins to elicit pro-tection against pneumococcal infection. Vac-cine 18:1707-1711.

10. Brooks-Walter, A., D. E. Briles, and S. K. Hollingshead. 1999. The pspC gene of Strep-tococcus pneumoniae encodes a polymorphic protein, PspC, which elicits cross-reactive antibodies to PspA and provides immunity to pneumococcal bacteremia. Infect Immun 67:6533-6542.

11. Campos, I. B., M. Darrieux, D. M. Fer-reira, E. N. Miyaji, D. A. Silva, A. P. Areas, K. A. Aires, L. C. Leite, P. L. Ho, and M. L. Oliveira. 2008. Nasal immunization of mice with Lactobacillus casei expressing the Pneumococcal Surface Protein A: induction of antibodies, complement deposition and partial protection against Streptococcus pneumoniae challenge. Microbes Infect 10:481-488.

12. Constenla, D. O. 2008. Economic impact of pneumococcal conjugate vaccination in Brazil, Chile, and Uruguay. Rev Panam Salud Publica 24:101-112.

13. Dagan, R. 2009. New insights on pneu-mococcal disease: what we have learned over the past decade. Vaccine 27 Suppl 3:C3-5.

18

14. Darrieux, M., A. T. Moreno, D. M. Fer-reira, F. C. Pimenta, A. L. de Andrade, A. P. Lopes, L. C. Leite, and E. N. Miyaji. 2008. Recognition of pneumococcal isolates by antisera raised against PspA fragments from different clades. J Med Microbiol 57:273-278.

15. Dave, S., A. Brooks-Walter, M. K. Pan-gburn, and L. S. McDaniel. 2001. PspC, a pneumococcal surface protein, binds human factor H. Infect Immun 69:3435-3437.

16. Ferreira, D. M., M. Darrieux, M. L. Oli-veira, L. C. Leite, and E. N. Miyaji. 2008. Optimized immune response elicited by a DNA vaccine expressing pneumococcal sur-face protein a is characterized by a balanced immunoglobulin G1 (IgG1)/IgG2a ratio and proinflammatory cytokine production. Clin Vaccine Immunol 15:499-505.

17. Ferreira, D. M., M. Darrieux, D. A. Silva, L. C. Leite, J. M. Ferreira, Jr., P. L. Ho, E. N. Miyaji, and M. L. Oliveira. 2009. Characteriza-tion of protective mucosal and systemic immu-ne responses elicited by pneumococcal surface protein PspA and PspC nasal vaccines against a respiratory pneumococcal challenge in mice. Clin Vaccine Immunol 16:636-645.

18. Ferreira, D. M., M. L. Oliveira, A. T. Mo-reno, P. L. Ho, D. E. Briles, and E. N. Miyaji. 2010. Protection against nasal colonization with Streptococcus pneumoniae by parenteral immunization with a DNA vaccine encoding PspA (Pneumococcal surface protein A). Mi-crob Pathog 48:205-213.

19. Franco, C. M., A. L. Andrade, J. G. An-drade, S. Almeida e Silva, C. R. Oliveira, F. C. Pimenta, J. Lamaro-Cardoso, A. P. Brandao, S. C. Almeida, J. J. Calix, M. H. Nahm, and M. C. de Cunto Brandileone. 2010. Survey of nonsusceptible nasopharyn-geal Streptococcus pneumoniae isolates in children attending day-care centers in Brazil. Pediatr Infect Dis J 29:77-79.

20. Fukuyama, Y., J. D. King, K. Kataoka, R. Kobayashi, R. S. Gilbert, K. Oishi, S. K. Hollingshead, D. E. Briles, and K. Fu-jihashi. 2010. Secretory-IgA antibodies play an important role in the immunity to Strepto-coccus pneumoniae. J Immunol 185:1755-1762.

21. Gor, D. O., X. Ding, D. E. Briles, M. R. Jacobs, and N. S. Greenspan. 2005. Relationship between surface accessibility for PpmA, PsaA, and PspA and antibody-mediated immunity to systemic infection by Streptococcus pneumoniae. Infect Immun 73:1304-1312.

22. Hakansson, A., H. Roche, S. Mirza, L. S. McDaniel, A. Brooks-Walter, and D. E. Briles. 2001. Characterization of binding of human lactoferrin to pneumococcal surface protein A. Infect Immun 69:3372-3381.

23. Hammerschmidt, S., V. Agarwal, A. Ku-nert, S. Haelbich, C. Skerka, and P. F. Zi-pfel. 2007. The host immune regulator factor H interacts via two contact sites with the PspC protein of Streptococcus pneumoniae and mediates adhesion to host epithelial cells. J Immunol 178:5848-5858.

24. Hammerschmidt, S., S. R. Talay, P. Brandtzaeg, and G. S. Chhatwal. 1997. SpsA, a novel pneumococcal surface protein with specific binding to secretory immunoglo-bulin A and secretory component. Mol Micro-biol 25:1113-1124.

25. Hanniffy, S. B., A. T. Carter, E. Hitchin, and J. M. Wells. 2007. Mucosal delivery of a pneumococcal vaccine using Lactococcus lactis affords protection against respiratory infection. J Infect Dis 195:185-193.

26. Hollingshead, S. K., R. Becker, and D. E. Briles. 2000. Diversity of PspA: mosaic genes and evidence for past recombination in Streptococcus pneumoniae. Infect Immun 68:5889-5900.

27. Hsu, K. K., K. M. Shea, A. E. Stevenson, and S. I. Pelton. 2009. Changing Serotypes Causing Childhood Invasive Pneumococcal Disease: Massachusetts, 2001-2007. Pediatr Infect Dis J.

28. Iannelli, F., M. R. Oggioni, and G. Pozzi. 2002. Allelic variation in the highly polymor-phic locus pspC of Streptococcus pneumo-niae. Gene 284:63-71.

29. Janulczyk, R., F. Iannelli, A. G. Sjoholm, G. Pozzi, and L. Bjorck. 2000. Hic, a novel surface protein of Streptococcus pneumoniae that interferes with complement function. J Biol Chem 275:37257-37263.

30. Langermann, S., S. R. Palaszynski, J. E. Burlein, S. Koenig, M. S. Hanson, D. E. Briles, and C. K. Stover. 1994. Protective humoral response against pneumococcal infection in mice elicited by recombinant ba-cille Calmette-Guerin vaccines expressing pneumococcal surface protein A. J Exp Med 180:2277-2286.

31. Li, Y., S. Wang, G. Scarpellini, B. Gunn, W. Xin, S. Y. Wanda, K. L. Roland, and R. Curtiss, 3rd. 2009. Evaluation of new genera-tion Salmonella enterica serovar Typhimurium

vaccines with regulated delayed attenuation to induce immune responses against PspA. Proc Natl Acad Sci U S A 106:593-598.

32. Lu, Y. J., J. Gross, D. Bogaert, A. Finn, L. Bagrade, Q. Zhang, J. K. Kolls, A. Srivas-tava, A. Lundgren, S. Forte, C. M. Thomp-son, K. F. Harney, P. W. Anderson, M. Lip-sitch, and R. Malley. 2008. Interleukin-17A mediates acquired immunity to pneumococcal colonization. PLoS Pathog 4:e1000159.

33. Lu, Y. J., L. Leite, V. M. Goncalves, O. Dias Wde, C. Liberman, F. Fratelli, M. Alder-son, A. Tate, J. F. Maisonneuve, G. Robert-son, R. Graca, S. Sayeed, C. M. Thompson, P. Anderson, and R. Malley. 2010. GMP-gra-de pneumococcal whole-cell vaccine injected subcutaneously protects mice from nasopha-ryngeal colonization and fatal aspiration-sep-sis. Vaccine 28:7468-7475.

34. Lu, Y. J., P. Yadav, J. D. Clements, S. Forte, A. Srivastava, C. M. Thompson, R. Seid, J. Look, M. Alderson, A. Tate, J. F. Maisonneuve, G. Robertson, P. W. An-derson, and R. Malley. 2010. Options for inactivation, adjuvant, and route of topical administration of a killed, unencapsulated pneumococcal whole-cell vaccine. Clin Vacci-ne Immunol 17:1005-1012.

35. Malley, R., S. C. Morse, L. C. Leite, A. P. Areas, P. L. Ho, F. S. Kubrusly, I. C. Almei-da, and P. Anderson. 2004. Multiserotype protection of mice against pneumococcal co-lonization of the nasopharynx and middle ear by killed nonencapsulated cells given intrana-sally with a nontoxic adjuvant. Infect Immun 72:4290-4292.

36. Malley, R., A. Srivastava, M. Lipsitch, C. M. Thompson, C. Watkins, A. Tziana-bos, and P. W. Anderson. 2006. Antibody-independent, interleukin-17A-mediated, cross -serotype immunity to pneumococci in mice immunized intranasally with the cell wall polysaccharide. Infect Immun 74:2187-2195.

37. McCool, T. L., and J. N. Weiser. 2004. Limited role of antibody in clearance of Strep-tococcus pneumoniae in a murine model of colonization. Infect Immun 72:5807-5813.

38. Miyaji, E. N., W. O. Dias, M. M. Tanizaki, and L. C. Leite. 2003. Protective efficacy of PspA (pneumococcal surface protein A)-based DNA vaccines: contribution of both hu-moral and cellular immune responses. FEMS Immunol Med Microbiol 37:53-57.

39. Moreno, A. T., M. L. Oliveira, D. M. Fer-reira, P. L. Ho, M. Darrieux, L. C. Leite, J.

19

M. Ferreira-Jr, F. C. Pimenta, A. L. Andra-de, and E. N. Miyaji. 2010. Immunization of mice with single PspA fragments induces antibodies capable of mediating complement deposition on different pneumococcal strains and cross-protection. Clin Vaccine Immunol.

40. O’Brien, K. L., L. J. Wolfson, J. P. Watt, E. Henkle, M. Deloria-Knoll, N. McCall, E. Lee, K. Mulholland, O. S. Levine, and T. Cherian. 2009. Burden of disease caused by Streptococcus pneumoniae in children youn-ger than 5 years: global estimates. Lancet 374:893-902.

41. Ogunniyi, A. D., M. Grabowicz, D. E. Briles, J. Cook, and J. C. Paton. 2007. De-velopment of a vaccine against invasive pneu-mococcal disease based on combinations of virulence proteins of Streptococcus pneumo-niae. Infect Immun 75:350-357.

42. Oliveira, M. L., A. P. Areas, I. B. Cam-pos, V. Monedero, G. Perez-Martinez, E. N. Miyaji, L. C. Leite, K. A. Aires, and P. Lee Ho. 2006. Induction of systemic and mucosal immune response and decrease in Strepto-coccus pneumoniae colonization by nasal ino-culation of mice with recombinant lactic acid bacteria expressing pneumococcal surface antigen A. Microbes Infect 8:1016-1024.

43. Oliveira, M. L., E. N. Miyaji, D. M. Ferrei-ra, A. T. Moreno, P. C. Ferreira, F. A. Lima, F. L. Santos, M. A. Sakauchi, C. S. Takata, H. G. Higashi, I. Raw, F. S. Kubrusly, and P. L. Ho. 2010. Combination of pneumococ-cal surface protein A (PspA) with whole cell pertussis vaccine increases protection against pneumococcal challenge in mice. PLoS One 5:e10863.

44. Oma, K., J. Zhao, H. Ezoe, Y. Akeda, S. Koyama, K. J. Ishii, K. Kataoka, and K. Oishi. 2009. Intranasal immunization with a mixture of PspA and a Toll-like receptor ago-nist induces specific antibodies and enhances bacterial clearance in the airways of mice. Vaccine 27:3181-3188.

45. Pilishvili, T., C. Lexau, M. M. Farley, J. Hadler, L. H. Harrison, N. M. Bennett, A. Reingold, A. Thomas, W. Schaffner, A. S.

Craig, P. J. Smith, B. W. Beall, C. G. Whi-tney, and M. R. Moore. 2010. Sustained re-ductions in invasive pneumococcal disease in the era of conjugate vaccine. J Infect Dis 201:32-41.

46. Pimenta, F. C., E. N. Miyaji, A. P. Areas, M. L. Oliveira, A. L. de Andrade, P. L. Ho, S. K. Hollingshead, and L. C. Leite. 2006. Intranasal immunization with the cholera to-xin B subunit-pneumococcal surface antigen A fusion protein induces protection against colonization with Streptococcus pneumoniae and has negligible impact on the nasopharyn-geal and oral microbiota of mice. Infect Immun 74:4939-4944.

47. Pimenta, F. C., F. Ribeiro-Dias, M. C. Brandileone, E. N. Miyaji, L. C. Leite, and A. L. Sgambatti de Andrade. 2006. Genetic diversity of PspA types among nasopharyn-geal isolates collected during an ongoing surveillance study of children in Brazil. J Clin Microbiol 44:2838-2843.

48. Rajam, G., J. M. Anderton, G. M. Carlo-ne, J. S. Sampson, and E. W. Ades. 2008. Pneumococcal surface adhesin A (PsaA): a review. Crit Rev Microbiol 34:131-142.

49. Ren, B., A. J. Szalai, S. K. Hollingshead, and D. E. Briles. 2004. Effects of PspA and antibodies to PspA on activation and depo-sition of complement on the pneumococcal surface. Infect Immun 72:114-122.

50. Sartori, A. M., P. C. de Soarez, and H. M. Novaes. 2010. Cost-effectiveness of intro-ducing the 10-valent pneumococcal conjugate vaccine into the universal immunisation of in-fants in Brazil. J Epidemiol Community Health.

51. Shaper, M., S. K. Hollingshead, W. H. Benjamin, Jr., and D. E. Briles. 2004. PspA protects Streptococcus pneumoniae from killing by apolactoferrin, and antibody to PspA enhances killing of pneumococci by apolacto-ferrin [corrected]. Infect Immun 72:5031-5040.

52. Tai, S. S. 2006. Streptococcus pneumo-niae protein vaccine candidates: properties, activities and animal studies. Crit Rev Micro-biol 32:139-153.

53. Techasaensiri, C., A. F. Messina, K. Katz, N. Ahmad, R. Huang, and G. H. Mc-Cracken, Jr. 2009. Epidemiology and Evolu-tion of Invasive Pneumococcal Disease Cau-sed by Multidrug Resistant Serotypes of 19A in the 8 years After Implementation of Pneu-mococcal Conjugate Vaccine Immunization in Dallas, Texas. Pediatr Infect Dis J.

54. Tu, A. H., R. L. Fulgham, M. A. McCrory, D. E. Briles, and A. J. Szalai. 1999. Pneumo-coccal surface protein A inhibits complement activation by Streptococcus pneumoniae. In-fect Immun 67:4720-4724.

55. Vela Coral, M. C., N. Fonseca, E. Cas-taneda, J. L. Di Fabio, S. K. Hollingshead, and D. E. Briles. 2001. Pneumococcal surfa-ce protein A of invasive Streptococcus pneu-moniae isolates from Colombian children. Emerg Infect Dis 7:832-836.

56. Waltman, W. D., L. S. McDaniel, B. M. Gray, and D. E. Briles. 1990. Variation in the molecular weight of PspA (pneumococcal sur-face protein A) among Streptococcus pneu-moniae. Microb Pathog 8:61-69.

57. Wang, S., Y. Li, H. Shi, G. Scarpellini, A. Torres-Escobar, K. L. Roland, and R. Cur-tiss, 3rd. 2010. Immune responses to recom-binant pneumococcal PsaA antigen delivered by a live attenuated Salmonella vaccine. In-fect Immun 78:3258-3271.

58. Xin, W., Y. Li, H. Mo, K. L. Roland, and R. Curtiss, 3rd. 2009. PspA family fusion proteins delivered by attenuated Salmonella enterica serovar Typhimurium extend and enhance protection against Streptococcus pneumoniae. Infect Immun 77:4518-4528.

59. Xu, J., W. Dai, Z. Wang, B. Chen, Z. Li, and X. Fan. 2010. Intranasal vaccination with chitosan-DNA nanoparticles expressing pneu-mococcal surface antigen A (PsaA) protects mice against nasopharyngeal colonization by Streptocoocus pneumoniae. Clin Vaccine Immunol.

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Ciência in Foco

CARACTERÍSTICAS fENOTÍPICAS E GENOTÍPICAS DA Neisseria meningitidis

O desenvolvimento de métodos de tipagem tem dado maior significado às análises epidemiológicas da doença meningocócica, como a possibilidade de identificar a ocorrência de surtos em populações susceptíveis pela presença de cepas virulentas, além de um me-lhor entendimento dos determinantes que acarretam os surtos causados por essas cepas. A tipagem também auxilia na taxonomia de bactérias, uma vez que estas são caracterizadas pelos distintos fenótipos e genótipos identificados.

O processo de tipagem é importante epidemiologicamente, por ajudar a iden-tificação dos surtos de infecção, rotas de transmissão de patógenos, possíveis fontes da infecção, reconhecer particu-larmente cepas virulentas, monitorar programas de vacinação, demonstrar associação entre os casos ou entre ca-sos e portadores durante um surto como também para monitorar mudanças epi-demiológicas da doença.

De acordo com a especificidade imu-nológica do polissacarídeo capsular, os

Ivano de FilippisFundação Oswaldo Cruz, Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde,

Laboratório de Microrganismos de Referência, Manguinhos, RJ, Brasil

Soraia Machado CordeiroCentro de Pesquisa Gonçalo Muniz, Fundação Oswaldo Cruz,

Laboratório de Patologia e Biologia Molecular, Salvador, BA, Brasil

meningococos podem ser classificados em 13 diferentes sorogrupos: A, B, C, D, H, I, k, L, x, y, z, 29E e W135. Os sorogrupos A, B, C, W135 e y destacam-se por serem os mais freqüentes agen-tes causadores de doença invasiva no mundo (52). Inúmeras técnicas já foram descritas para a detecção dos sorogru-pos. A mais empregada atualmente é a soroaglutinação, pela reação do an-tígeno capsular e anticorpo policlonal específico (52). Outros métodos são o da co-aglutinação que emprega anticor-pos monoclonais (mAbs) em técnica de enzima-imunoensaio (42); a de ensaio dot – blotting (42); o teste de látex po-tencializado por ultra-sonografia (29), pelo teste específico siaD através do qual são identificados os sorogrupos B, C, W135 e y. O cassete siaD reúne os ge-nes requeridos para síntese do ácido po-lisiálico capsular (29) Um outro método molecular é o PCR multiplex que detecta simultaneamente os genes do siaD res-ponsáveis pela síntese dos polisacaríde-os B, C ,W135 e y e o orf2. Este último é

requerido para a síntese do polisacrídeo A, identificando o sorogrupo A.

Os meningococos são também clas-sificados em sorotipos e sorosubtipos, de acordo com as diferenças imunoló-gicas das principais proteínas da mem-brana externa (52). Os sorotipos são designados com base nas diferenças imunológicas das proteínas de membra-na externa classe 2 e classe 3, Porina B (PorB), e os sorosubtipos são nomeados com base na especificidade imunológica da proteína de membrana externa de classe 1, Porina A (PorA). A nomenclatu-ra de sorogrupo e sorotipo foi recomen-dada no subcomitê Família Neisseriace-ae do Comitê Internacional em Nomen-clatura Bacteriana, em 1948, onde ficou determinado que os sorogrupos seriam representados por letras maiúsculas e que, o sorotipo, por numerais arábi-cos (6,7). Por exemplo, a designação B:4,7:P1.19,15, significa que a bactéria pertence ao sorogrupo B, sorotipo 4,7 e sorosubtipo P1.19,15. As nomenclaturas designadas como nt e nt significam que

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as proteínas de sorotipo e sorosubtipo não puderam ser identificadas.

Atualmente existe uma variedade de métodos empregando anticorpos mono-clonais para identificação de sorotipos e sorosubtipos, como: soroaglutinação (59), dot-blotting (56), radioimunoensaio (58), ELISA (17) e aglutinação em látex (56). A busca pela padronização dos mAbs (anticorpos monoclonais) tem per-mitido identificar novos tipos. no entanto, o atual sistema utilizado na identificação dos sorotipos e sorosubtipos, ainda não é satisfatório, porque freqüentemente uma proporção dos isolados permanece não sorotipados, pela falta de anticorpos monoclonais que possam identificar toda a diversidade de epítopos das proteínas PorB e PorA.

genotipagem dos antígenos

da membrana externa dos me-ningococos.

Com o desenvolvimento de novos métodos moleculares e as crescentes facilidades do sequenciamento de genes, a classificação da Neisseria meningitidis em sorotipos e subtipos tem sido realiza-da em muitos laboratórios através do se-quenciamento dos genes que codificam a síntese das proteínas da membrana externa. Os genes-alvo para a determi-nação dos sorotipos e subtipos são os que codificam as proteínas porinas B da classe 2 ou 3 (porB) e porinas A da classe 1 (porA). Com a busca de novas vacinas protéicas contra os meningococos do sorogrupo B, novos alvos vacinais tem sido descobertos, principalmente com a ajuda de métodos computacionais como a Vacinologia Reversa (40). Esses novos antígenos incluem o antígeno receptor de ferro FetA, a adesina NadA, o antígeno li-gante da heparina “neisserial heparin-bin-ding antigen” NHBA e a proteína ligante do fator H “factor-H binding protein” fHbp (4; 5; 16; 27; 28; 31; 49; 51; 53)

O grande potencial desses antígenos como novos alvos vacinais, levou à mu-danças na nomenclatura dos genótipos do meningococo que agora seguem as recomendações da European Menin-gococcal Disease Society (EMGM). De acordo com a EMGM, a representação dos meningococos deve incluir o soro-grupo, seguido das duas variantes do gene porA e da variante do gene fetA

além do tipo sequencial (ST) e do com-plexo clonal (cc) como no exemplo a seguir: C: P1.5,2-1: F5-4: ST-11 (cc11).

Para a determinação dos alelos das regiões variáveis da PorA e da FetA, o banco de dados da Universidade de Oxford, na Inglaterra, pode ser consul-tado em http://pubmlst.org/neisseria/. A submissão de novas sequências para a determinação de novos alelos é encora-jada, permitindo a monitoração constan-te das variantes genéticas que circulam no mundo. Estudos recentes com a PorA mostraram que uma terceira região va-riável chamada VR3 correspondente à alça V da proteína, apesar de menos exposta, apresenta certa variabilidade genética e imunogenicidade sugerindo sua participação na resposta imune con-tra o meningococo (3; 13; 22; 23; 25; 35; 47). A determinação adicional da VR3 foi recomendada por vários autores e hoje já existe um banco de dados para a de-terminação dos alelos dessa região em http://exon.niaid.nih.gov/meningitidis/index.html (20).

Entre os novos antígenos do menin-gococo recentemente descritos, a NadA e a fHbp mostraram resultados mais pro-missores como possíveis alvos a serem incluídos em novas formulações vacinais (16; 28; 4).

NadA: A adesina A da N. meningitidis, está envolvida na adesão e invasão das células epiteliais do hospedeiro e portanto tem influência na virulência do micro-or-ganismo. A proteína é muito conservada e pode ser classificada em três variantes genéticas ou genótipos de acordo com a presença de pequenas inserções e dele-ções no gene. Diversos autores reportam a presença dessa proteína em apensa alguns clones hipervirulentos o que pode ser uma desvantagem na busca de uma vacina universal que poderia cobrir não só as cepas invasivas, mas também as dos portadores sãos (16). A presença dessa proteína em todos os sorogrupos ainda não foi determinada.

fHbp: A lipoproteína fHbp é um com-ponente essencial da membrana externa do meningococo pois seu papel é se li-gar ao fator H, um componente essencial da reação da ativação do complemento, inativando-o. Por ser indispensável à bactéria para que ela possa combater o ataque das células do sistema imune

do hospedeiro, a fHbp é encontrada em todas as cepas de meningococos (28). O gene é classificado em três genótipos sendo que o genótipo I está presente em 80% e o genótipo II em 15% das cepas analisadas até o momento (28; 33). Por ter sido demonstrado que a fHbp induz a produção de anticorpos bactericidas no hospedeiro, a combinação dos genó-tipos I e II em uma vacina, poderia em teoria, proteger contra mais de 90% das cepas circulantes incluindo clones hiper-virulentos ou não, cepas de portadores e todos os sorogrupos.

Pelo menos para os meningococos, a determinação dos genótipos baseados nas proteínas da membrana externa, tem uma importância muito maior para a monitoração das variantes antigênicas do que apenas para a classificação. A busca de uma vacina abrangente para todas as cepas de meningococos tem encontrado um grande obstáculo na diversidade antigênica apresentada pelo micro-organismo. A N. meningitidis apresenta uma plasticidade genética marcante pela sua capacidade de se adaptar rapidamente à pressão seletiva do meio. Além disso, o meningococo tem uma grande facilidade de recombinação do seu material genético com outras cepas da mesma espécie ou mesmo de espécies diferentes (34). Uma possível solução para a prevenção da invasão do meningococo parece simples e estaria no uso de proteínas conservadas expos-tas na membrana externa do organismo como alvos vacinais. No entanto há uma preocupação crescente com a possível seleção de cepas não epidêmicas que poderiam se tornar invasivas rapidamen-te após uma vacinação em massa. O número de novas variantes antigênicas das VR1 e VR2 da PorA por exemplo, se encontra em franca expansão. Este cenário mostra a necessidade de se selecionar com muito cuidado qual ou quais proteínas devem ser incluídas em uma nova vacina para proteger contra as cepas circulantes e a revisão constante dos componentes vacinais para seguir as possíveis mudanças antigênicas e epidemiológicas do meningococo (19).

genotipagem pelo MLEE O Multilocus enzime eletrophoresis

(MLEE) foi extensamente usado em es-

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tudos de biologia populacional e filoge-nético, tanto em eucariontes quanto em procariontes e demonstrou ser útil na di-ferenciação genética de bactérias, espe-cialmente, na caracterização do agente da doença meningocócica (9). A técnica identifica variações alélicas em genes constitucionais pela migração eletroforé-tica diferenciada em gel de agarose dos produtos destes genes (enzimas). Todas as bactérias isoladas podem ser carac-terizadas pelo padrão dos alelos nos loci estudados. Pelo menos 15 loci são ana-lisados como padrão para se obter uma discriminação adequada entre cepas de N. meningitidis (9; 46).

O padrão alélico gerado determina um tipo eletroforético (ET) e o ET corres-ponde ao genótipo do organismo (46). O meningococo tem maior diversidade ge-nética em comparação com outras bac-térias. No entanto, apesar desta diversi-dade genética, uma proporção pequena, em torno de dez ETs, da N.meningitidis tem sido isolada repetidamente como causa de surtos por décadas e em várias partes do mundo.

Muitas vezes ocorre micro-hete-rogenicidade genética entre ETs com diferenças em apenas uma ou duas enzimas testadas no MLEE, o que, pro-vavelmente, ocorre devido a eventos recombinantes recentes. Isto tem levado ao conceito de complexos clonais, tam-bém chamados de subgrupos, grupos ou linhagens, que representam grupos de clones que são diferentes entre si, mas que apresentam correlação filogenética (Caugant, 1998).

Complexo ET-5: O complexo ET-5 é formado por vários ETs, que descrevem o padrão típico de alelos nos loci, com diversos sorotipos e sorosubtipos, dife-rentes entre si, por apenas uma ou duas enzimas quando testadas no MLEE. Cada ET é constituído por bactérias com genótipos idênticos identificados pelo MLEE, supostamente, devido ao fato de que elas tenham se originado de uma mesma linhagem celular ancestral, sen-do desta forma considerados membros de um mesmo clone (Caugant e cols., 1998; yakubu e cols., 1999). O clone inicial foi identificado em 1975 na norue-ga, durante uma epidemia causada por meningococos do sorogrupo B, revelan-do que nos picos da epidemia, mais de

75% dos isolados dos pacientes, perten-ciam ao complexo ET-5, sendo, ao final da epidemia, com sorogrupo B, embora 1% das cepas ET-5 foram sorogrupo C. Através da sorosubtipagem destes ca-sos, demonstrou-se que a maioria das cepas ET-5 eram 15:P1.7,16.

Logo após a epidemia inicial, novos clones pertencentes ao grupo ET-5 fo-ram identificados no mesmo período na Espanha, com uma alta incidência de cepas do sorogrupo B. Esses isolados apresentavam em sua grande maioria o predomínio do sorotipo e sorosubti-po, 4,7:P1.19,15, com poucos isolados pertencentes ao sorotipo dominante na Noruega, indicando a mudança na PorA e PorB deste grupo clonal de ET-5 (Caugant e cols., 1986). Grandes epi-demias também ocorreram em Cuba, na década de 80, pelo mesmo clone da Espanha, agora conhecida por “cepa cubana”. Esta cepa se propagou para Flórida-EUA e América Latina (Caugant e cols., 1986). Em 1994, foram notifica-dos casos nos estados de Washington e Oregon, associados também a orga-nismos do complexo ET-5, no entanto, com cepas com o mesmo padrão de so-rotipos das cepas de ET-5 da Noruega, B:15:P1.7,16 (Reeves., 1995). Um novo clone do complexo ET-5, também foi responsável por surtos que começaram em 1985, na cidade de Iquique, Chile, que depois se disseminou por todo o país, associado a um novo sorotipo e sorosubtipo, B:15:P1.3 (Caugant e cols.,1986; Cruz e cols.. 1990).

Os primeiros isolados identifica-dos como ET-5, foram introduzidos no Brasil, em 1979, embora só fossem associados a aumento da incidência da doença, especialmente, em São Paulo, depois de 1985.

Complexo ET-37: O complexo ET-37 representa um grupo de clones que vem sendo associado a epidemias nos últimos 40 anos em todo o mundo. O primeiro surto do clone ET-37 foi docu-mentado nas forças armadas americana, em 1960 (Wang e cols.,1993). Os soro-grupos B, C, W135 e y, estão relacionados neste complexo, presumivelmente, pela troca de cápsula, devido à recombinação gênica e são caracterizados pelos soro-tipo 2a e sorosubtipos, P1.5,2 ou P1.5 (Caugant e cols.,1987).

Este complexo foi responsável por um surto, no Brasil, em 1976, por me-ningococos do sorogrupo C (Caugant e cols., 1987). Cepas do sorogrupo B, per-tencentes ao complexo ET-37, também foram identificadas em casos de menin-gites na China em 1974. A maioria das cepas sorogrupo C, isoladas nos EUA, Europa e em países da áfrica, na déca-da de 80, também pertencia ao comple-xo ET-37 (Wang e cols., 1993). Na áfri-ca, freqüentemente, foram encontrados isolados pertencentes aos sorogrupos y ou W135 (Guibourdenche e cols., 1996).

No ano de 2000, foram relatados mais de 300 casos confirmados de doença me-ningocócica nos EUA, França, Inglaterra e Arábia Saudita, todos associados a peregrinos Hajj, cujos isolados bacteria-nos do complexo ET-37 pertenciam ao sorogrupo W135 sorotipo e sorosubtipo, 2a:P1.5,2 (Popovic e cols., 2000).

Grupo A4: Um outro complexo clonal associado a epidemias e hiperendemias é o grupo A4 (Caugant e cols., 1987) que pode estar associado aos sorogru-pos C e B e geralmente caracterizado pelo sorotipo e sorosubtipo, 2b:P1.2 ou 2b:P1.10. A primeira identificação do grupo A4 foi feita na Holanda, em 1961 (Caugant e cols., 1990) e em 1970, foi causa comum de doença nos EUA, Ca-nadá, Reino Unido, Islândia e muito ou-tros países europeus e também foi res-ponsável por epidemias do sorogrupo B, em 1979 na Cidade do Cabo, áfrica do Sul. (Caugant e cols.,1990; 1987).

O grupo A4 foi associado ao aumento de incidência de doenças do sorogrupo C, em crianças no Brasil, em particular, na grande São Paulo, no período de 1989-1990 onde ocorreu uma epidemia por cepas pertencentes a este grupo, que representou 74% dos isolados do sorogrupo C, (Sacchi e cols., 1992). Nes-te mesmo período, cepas epidêmicas de N. meningitidis C:2b:P1.3 também foram responsáveis por epidemias em Curitiba, onde a incidência média anterior a este período era de 1,6/100.000 hab., atingin-do o índice de 10,45/100.000 hab. em 1990 (Sacchi e cols., 1994).

Linhagem III: Um complexo deno-minado Linhagem III foi identificado, na Holanda, em 1980, sendo que, em 1990 20% dos isolados pertenciam a este gru-po (Scholten e cols., 1994). Este com-

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plexo foi encontrado com baixa frequên-cia em outros países da Europa. Entre-tanto, no começo dos anos 90, na Nova Zelândia, ocorreu uma epidemia asso-ciada à introdução de cepas B:4:P1.4, pertencentes a Linhagem III (Carion e cols.,1997). Cepas desse grupo foram recentemente encontradas no Chile, demonstrando que este clone também, é encontrado no continente Americano (Caugant, 1998).

Subgrupos I e III: O sorogrupo A pode ser dividido em nove complexos ou subgrupos, destes os subgrupos I e III, foram responsáveis por três pan-demias, nos últimos 30 anos (Wang e cols., 1993). Os isolados de subgrupo I, pertencem ao sorotipo e sorosubtipo 4,21:P1.10 e do subgrupo III pertencem ao sorotipo e sorosubtipo 4,21:P1.20,9. O subgrupo I foi, primeiramente, descri-to no Reino Unido, em 1941 (Achtman, 1995), mas epidemias do sorogrupo A ocorreram em vários países, durante a Segunda Guerra Mundial. Sendo identi-ficado, em 1960 no norte da África e em países do Cinturão das meningites Afri-cano conhecido como “Meningitis belt”. Em 1970, propagou-se para o continente americano, onde causou surto da doen-ça, no Brasil, EUA e Canadá (Olyhoek e cols., 1987; Peltola, 1991; Sacchi e cols., 1992). No mesmo período, tam-bém foi encontrado na Europa e na áfri-ca, em epidemias na Nigéria e Ruanda, aparecendo na áfrica do Sul em 1968 (Olyhoek e cols.,1987). Também surtos na nova Zelândia e Austrália ocorreram entre 1980 e 1990 (Wang e cols., 1992).

Clones do subgrupo III, especial-mente, o clone III-1, foram responsáveis por duas pandemias, ambas inicia-das na China, há 15 anos (Olyhoek e cols.,1987). Em 1974-1975, uma epide-mia causada por isolados do sorogrupo C, em São Paulo, foi repentinamente substituída por uma epidemia mais grave, causada pelo sorogrupo A, que estava associada ao clone III-1, no en-tanto, poucos casos foram analisados por MLEE (Olyhoek e cols., 1987). Pro-vavelmente essa cepa foi responsável por surtos em Salvador pelo sorogrupo A. Muitas epidemias ocorreram ao longo das últimas décadas, tendo como res-ponsável, o clone III-1, em 1990, na Chi-na, (Olyhoek e cols., 1987) e em 1987,

durante peregrinação Hajj, para Meca (Moore e cols.,1989). A introdução de cepas do subgrupo III no continente Afri-cano depois da peregrinação Hajj, em 1987, levou ao aparecimento de epide-mias e surtos fora do tradicional cinturão de meningite (Caugant, 1998).

genotipagem pelo MLST (Multilocus Sequence Typing)

Em 1998, Maiden e colaboradores desenvolveram um método baseado no sucesso do MLEE que da mesma forma analisava as variações de múl-tiplos genes constitutivos da Neisseria meningitidis. Essa nova abordagem foi chamada de “Multilocus Sequence Typing” ou MLST. Diferente do MLEE, nesse método a identificação defini-tiva das variações genéticas é obtida através da determinação de suas se-quências nucleotídicas. A vantagem do sequenciamento genético é que por ser um método genérico seu resultado pode ser facilmente validado, estocado e distribuído eletronicamente para com-paração com outros laboratórios. Na análise pelo MLST, cada sequência ou alelo de um determinado gene recebe um número único que o identifica e que equivale à designação de “eletromorfo” utilizada no MLEE. Os alelos obtidos para cada gene são combinados em um perfil alelico único que define o tipo se-quencial ou “sequence type” (ST) equi-valente ao tipo eletroforético (ET) do MLEE. O grande poder de discrimina-ção do MLST quando comparado com o MLEE, está ligado ao fato de que o MLST precisa de apenas 7 genes para ter os mesmos resultados do MLEE. Além disso, o MLST fornece dados precisos e portáteis apropriados para investigações epidemiológicas de pató-genos bacterianos que podem também refletir sua evolução populacional. Des-sa forma, isolados que tenham alguma relação genética entre si, possuem STs idênticos ou que diferem em poucos alelos fazendo parte de um mesmo complexo clonal, enquanto que isola-dos não relacionados apresentam STs diferentes. Uma vantagem adicional do método é que ele pode ser aplicado diretamente no material clínico sem ne-cessidade de cultivo, o que é extrema-mente vantajoso na análise de material

clínico com diagnóstico negativo por métodos convencionais, onde o DNA do microrganismo é mantido integralmente na amostra podendo ser utilizado não só para diagnóstico molecular, mas também para a tipagem pelo MLST.

O MLST tem sido aplicado em diver-sos países para monitorar a dissemi-nação das linhagens de meningococos chamadas de hipervirulentas ou hipe-rinvasivas durante os últimos 12 anos (Achtman et al., 2001; Clarke et al., 2001; Clarke et al., 2002; Enright and Spratt, 1999; Feavers et al., 1999; Takahashi et al., 2004; Urwin and Maiden, 2003; de Filippis and Vicente, 2005). O método criado por Maiden e colaboradores, per-mitiu a construção de um grande banco de dados com milhares de sequencias de genes de N. meningitidis e outras espécies bacterianas. O banco de dados de MLST pode ser acessado livremente em http://pubmlst.org/neisseria/ (Jolley et al., 2004).

As linhagens de meningococos cha-madas de hipervirulentas ou hiperinvasi-vas tem sido responsáveis pela maioria dos casos de doença meningocócica em todo o mundo durante a última metade do século xx e foram primeiramente definidas pelo MLEE (Caugant, 1998). Com o MLST uma nova nomenclatura foi criada para incorporar os clones epi-dêmicos designados pelo MLEE asso-ciando-os aos novos clones do MLST. Dessa forma, foi possível determinar os clones mais frequentes em determina-dos eventos epidêmicos em todo o mun-do associando-so aos clones do MLEE. Hoje existem 39 complexos clonais de-terminados pelo MLST sendo apenas 8 os considerados hipervirulentos por terem sido isolados repetidamente em surtos de doença meningocócica. A Ta-bela abaixo mostra os principais comple-xos clonais considerados hipervirulentos descritos até o momento pelo banco de dados do MLST. O ST principal asso-ciado ao complexo clonal, corresponde ao primeiro ST determinado como as-sociado a uma linhagem hipervirulenta. Outros isolados com perfil idêntico ao ST central em pelo menos 4 alelos, faz parte do mesmo complexo clonal do ST cen-tral. Mesmo tendo sido designado um ST diferente para esse isolado, ele faz parte do mesmo complexo clonal das linha-

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gens do ST central. Dessa forma, pode-se associar grupos de linhagens a um determinado surto como sendo deriva-dos de um ancestral comum pertencente ao mesmo complexo clonal. Diferenças no perfil alélico em mais de 4 alelos, for-mam novos complexos clonais. Para os clones hipervirulentos designados pelo MLST, a nomenclatura dos indica primei-ro o ST central e em seguida o ET ou grupo correspondente ao MLEE. Assim o complexo clonal ST-32/ET-5 tem como ST central o ST-32 que corresponde ao tipo eletroforético 5 (ET-5) do MLEE.

Desta forma podemos concluir que os métodos de tipagem molecular são necessários, não somente para a epi-demiologia e investigações genéticas de populações, mas também, para estudos relacionados ao desenvolvimento e apli-cação de vacinas.

REfERÊNCIA BIBLIOgRáfICA

1. Achtman M, van der Ende A, zhu P, koro-leva IS, kusecek B, Morelli G, Schurman IG, Brieske N, zurth k, kostyukova NN, Platonov AE, (2001). Molecular epidemiology of sero-group A meningitis in Moscow, 1969 to 1997. Emerg Infect Dis 7:420– 427.

2. Achtman, M., (1995). Global epidemiology of meningococcal disease. In: Cartwright, k. (Ed.). Meningococcal disease. Chichester. John Wiley & Sons, Ltd., p.159-175

3. Arhin, F.F., Moreau, F., Coulton, J.W., Mills, E.L., (1998). Sequencing of porA from clinical isolates of Neisseria meningitidis defines a subtyping scheme and its genetic regulation. Can. J. Microbiol. 44,56–63.

TABELA. PRINCIPAIS COMPLExOS CLONAIS HIPERvIRuLENTOS E ST PRINCIPAL DO quAL fORAM

DERIvADOS.

ST central Complexo Clonal

1 ST-1 complex/subgroup I/II

4 ST-4 complex/subgroup IV

5 ST-5 complex/subgroup III

8 ST-8 complex/Cluster A4

11 ST-11 complex/ET-37 complex

23 ST-23 complex/Cluster A3

32 ST-32 complex/ET-5 complex

41/44 ST-41/44 complex/Lineage 3

4. Beernink, P. T., Welsch, J. A., Harrison, L. H., Leipus, A., kaplan, S. L. & Granoff, D. M., (2007). Prevalence of factor H-binding protein variants and NadA among meningococcal group B isolates from the United States: implications for the devel-opment of a multicomponent group B vac-cine. J. Infect. Dis. 195, 1472–1479.

5. Bernardini, G., Braconi, D., Martelli, P. & Santucci, A., (2007). Postgenom-ics of Neisseria meningitidis for vaccines development. Expert. Rev. Proteomics 4, 667–677.

6. Branham, S. E., (1987). Reference strains for the serologic groups of menin-gococcus. In: Vedros, N. A. (Ed.): Evolu-tion of meningococcal disease. Florida: CRC Press Inc., v. II, 33-37.

7. Branham, S. E., (1987). Serological relationships among meningococci. In: Vedros, N. A. (Ed.): Evolution of meningo-coccal disease. Florida: CRC Press Inc.,v. II, 33-37.

8. Carion, F.; van Looveren, M.; Goossens, H., (1997). New epidemiological features of meningococcal disease in Belgium. Euro Surveillance, 2:80.

9. Caugant, D. A., (1998). Population ge-netics and molecular epidemiology of N. meningitides. APMIS 106:505-525.

10. Caugant, D. A.; Bol, P.; Hoiby, E. A.; zanen, H. C.; Froholm, L. O., (1990). Clones of serogroup B Neisseria menin-gitidis causing systemic disease in the Netherlands, 1958-1986. J. Infect. Dis., 162:867-74.

11. Caugant, D. A.; Froholm, L. O.; Bovre, k.; Holten, E.; Frasch, C. E.; Mocca, L. F.; zollinger, W. D.; Selander, R. k., (1986). Intercontinental spread of a genetically distinctive complex of clones of Neisseria meningitidis causing epidemic-disease. Proc. Natl. Acad. Sci. (USA), 83:4927-31.

12. Caugant, D. A.; Mocca, L. F.; Frasch, C. E.; Froholm, L.; zollinger, W. D.; Se-lander, R. k., (1987). Genetic structure of Neisseria meningitidis populations in relation to serogroup, serotype and outer membrane protein pattern. J. Bacteriol., 169:2781-2792.

13. Clarke SC, Diggle MA, Edwards GF (2001) Semiautomation of multilocus se-quence typing for the characterization of

clinical isolates of Neisseria meningitidis. J Clin Microbiol 39:3066– 3071.

14. Clarke SC, DiggleMA, Edwards GF (2002) Multilocus sequence typing and porA gene sequencing differentiates strains of Neisseria meningitidis during case clusters. Br J Biomed Sci 59:160–162.

15. Clarke, S.C., Diggle, M.A., Molling, P., Unemo, M.,Olcen, P., (2003). Analysis of PorA variable region 3 in meningococci: im-plications for vaccine policy? Vaccine 21, 2468–2473.

16. Comanducci, M., Bambini, S., Caugant, D. A., Mora, M., Brunelli, B., Capecchi, B., Ciucchi, L., Rappuoli, R. & Pizza, M. (2004). NadA diversity and carriage in Neisseria men-ingitidis. Infect. Immun. 72, 4217–4223.

17. Crowe, B. A.; Wall, R. A.; kusecek, B.; Neumann, B.; Olyhoek, T.; Abdillahi, H.; Hassan-king, M.; Greenwood, B. M.; Pool-man, J. T.; Achtman, M., (1989). Clonal and variable properties of N. meningitides isolated from cases and carriers during and after an epidemic in the Gambia, West Africa. J. Infect. Dis., 159:686-700.

18. Cruz, C.; Pavez, G.; Aguilar, E.; Grawe, L.; Cam, J; Mendez, F.; Garcia, A, J.; Ruiz, S.; Vicent, P.; Canepa, I.; Martinez, M.; Bos-lego, J.; zollinger, W.; Artur, J.; Caugant, D., (1990). Serotype- specific outbreak of group B meningococcal disease in Iqueque, Chile. Epidemiol. Infect., 105:119-126.

19. de Filippis I (2009). quest for a broad-range vaccine against Neisseria meningitidis serogroup B: implications of genetic variations of the surface-exposed proteins. J. Med. Mi-crobiol. 2009 Sep;58(Pt 9):1127-32.

20. de Filippis I, Gopalan V, Huyen y. (2010). PorA VR3 Typing Database: A web-based re-source for the determination of PorA VR3 al-leles of Neisseria meningitidis. Infect. Genet. Evol. Aug 27. [Epub ahead of print].

21. de Filippis I, Vicente AC. Multilo-cus sequence typing and repetitive element-based polymerase chain reaction analysis of Neisseria men-ingitidis isolates in Brazil reveal the emergence of 11 new sequence types genetically related to the ST-32 and ST-41/44 complexes and high preva-lence of strains related to hyperviru-lent lineages. Diagn Microbiol Infect Dis. 2005 Nov;53(3):161-7.

25

22. de Filippis, I., de Andrade, C.F., Silva, L., Prevots, D.R.,Vicente, A.C., (2007). PorA variable antigenic regions VR1, VR2, and VR3 of Neisseria meningitidis serogroups B and C isolated in Brazil from 1999 to 2004. Infect. Immun. 75, 3683–3685.

23. Diggle, M.A., Clarke, S.C., (2003). Detection and genotyping of meningo-cocci using a nested PCR approach. J. Med. Microbiol. 52,51–57.

24. Enright MC, Spratt BG (1999) Multilocus sequence typing. Trends Microbiol 7:482–487.

25. Fazio, C., Starnino, S., Dal Solda, M., Sofia, T., Neri, A., Mastrantonio, P., Stefanelli, P., (2010). Neisseria meningitidis serogroup X sequence type 2888, Italy. Emerg. Infect. Dis. 16,348–349.

26. Feavers IM, Gray SJ, Urwin R, Russell JE, Bygraves JA, Kaczmar-ski EB, Maiden MC (1999) Multilocus sequence typing and antigen gene sequencing in the investigation of a meningococcal disease outbreak. J Clin Microbiol 37:3883– 3887.

27. Giuliani, M. M., Adu-Bobie, J., Co-manducci, M., Arico` , B., Savino, S., Santini, L., Brunelli, B., Bambini, S., Biolchi, A. & other authors (2006). A universal vaccine for serogroup B me-ningococcus. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A 103, 10834–10839.

28. Giuliani, M. M., Santini, L., Bru-nelli, B., Biolchi, A., Arico` , B., Di Marcello, F., Cartocci, E., Comanduc-ci, M., Masignani, V. & other authors (2005). The region comprising amino acids 100 to 255 of Neisseria men-ingitidis lipoprotein GNA 1870 elicits bactericidal antibodies. Infect. Immun. 73, 1151–1160.

29. Gray, S. J.; Sobanski, M. A; kaczmarski, E. B.; Guiver, M.; Marsh, W. J.; Borrow, R.; Barnes, R. A.; Coakley, W. T., (1999). Ultra-sound-enhanced latex immunoagglutimnation and PCR as complementary methods for non-culture-based confirmation of meningococcal disease. J. Clin. Microbiol, 37:1797-1801.

30. Guibourdenche, M.; Hoiby, E. A.; Riou, J. y.; Varaine, F.; Joguet, C.; Caugant, D., (1996). Epidemics of serogroup A N. meningi-tidis of subgroup III in áfrica, 1989-94. Epide-miol. Infect., 116:115-120.

31. Jacobsson, S., Thulin, S., Molling, P., Unemo, M., Comanducci, M., Rappuoli, R. & Olcen, P. (2006). Sequence constancies and variations in genes encoding three new me-ningococcal vaccine candidate antigens. Vac-cine 24, 2161–2168.

32. Jolley kA, Chan MS, Maiden MC (2004) mlstdbNet—distributed multi-locus sequence typing (MLST) databases. BMC Bioinformat-ics 5:86.

33. koeberling, O., Welsch, J. A. & Granoff, D. (2007). Improved immunogenicity of a H44/76 group B outer membrane vesicle vaccine with over-expressed genome-derived neisserial antigen 1870. Vaccine 25, 1912–1920.

34. Maiden MC, Bygraves JA, Feil E, Morelli G, Russell JE, Urwin R, zhang q, zhou J, zurth k, Caugant DA, Feavers IM, Achtman M, Spratt BG (1998) Multilocus sequence typ-ing: A portable approach to the identification of clones within populations of pathogenic microorganisms. Proc Natl Acad Sci U S A 95:3140–3145.

35. Molling, P., Unemo, M., Backman, A., Ol-cen, P., (2000). Genosubtyping by sequenc-ing group A, B and C meningococci; a tool for epidemiological studies of epidemics, clusters and sporadic cases. APMIS 108,509–516.

36. Moore, P. S.; Reeves, M. W.; Schwartz, B.; Gellin, B. G.; Broome, C. V., (1989). In-tercontinental spread of an epidemic group a Neisseria meningitidis strain. The Lancet, 7:260-263.

37. Olyhoek, T.; Crowe, B. A.; Achtman, M., (1987). Clonal population structure of Neis-seria meningitidis serogroup A isolated from epidemics and pandemics between 1915 and 1983. Rev. Infect. Dis.,9:665-692.

38. Peltola, H., (1983) Meningococcal disea-se: still with us. Rev. Infect. Dis., 5:71-91.

39. Popovic, T.; Sacchi, C. T.; Reeves, M. W.; Whitney, A. M.; Mayer, L. W.; Noble, C. A.; Ajello, G. W.; Mostashari, F., Bendana, N.; Lingappa, J.; Hajjeh, R.; Rosenstein, N. E., (2000). Neisseria meningitides serogoup W135 isolates associated with the ET-37 complex. Emerg. Infect. Dis.,6, CDC, Atlanta.

40. Rappuoli, R., (2000). Reverse vaccinolo-gy. Curr. Opin. Microbiol. 3, 445–450.

41. Reeves, M.W.; Perkins, B.A., (1995). Wenger, J.D. Epidemic associated Neisseria meningitidis detected by MLEE. Emerg. In-fect. Dis., 1:53-4.

42. Rosenqvist, E.; Wedege, E.; Hoiby, E. A.; Froholm, L.O., (1990). Serogroup determina-tion of Neisseria meningitidis by whole-cell ELISA, dot-blotting and agglutination. APMIS, 98:501-506.

43. Sacchi, C. T.; Pessoa, L. L.; Ramos, S. R.; Milagres, L. G.; Camargo, M. C. C.; Hidalgo, N. T.; Melles, C. E. A; Caugant, D. A; Frasch, C. E., (1992). Ongoing group B N. meningitidis epidemic in São Paulo, Brazil, due to increased prevalence of a single clone of the ET-5 com-plex. J. Clin. Microbiol., 30:1734-1738.

44. Sacchi, C. T.; Tondella, M. L. C.; Lemos, A. P. S.; Gorla, M. C. O.; Berto, B. D.; kumiochi, N. H.; Melles, C. E., (1994). A. Characteriza-tion of epidemic Neisseria meningitidis sero-group C strains in several brazilian states. J. Clin. Microbiol., 32:1783-1787.

45. Scholten, R. J. P. M.; Poolman, J. T.; Valkenburg, H. A.; Bijlmer, H. A.; Dankert, J.; Caugant, D. A., (1994). Phenotypic in geno-typic changes in a new clone complex of Neis-seria meningitidis causing disease in Nether-lands, 1958-1990. J. Infect. Dis.,169:673-6.

46. Selander, R. k.; Caugant, D. A.; Ochman, H.; Musser, J. M.; Gilmoor, M.N.; Whittam, T. S. Methods of multilocus enzyme electro-phoresis for bacterial population genetics and systematics. App. Environ. Microbiol., 51:873-84, 1986.

47. Stefanelli, P., Fazio, C., Sofia, T., neri, A., Mastrantonio, P., (2009). Serogroup C menin-gococci in Italy in the era of conjugate menC vaccination. BMC Infect. Dis. 9, 135.

48. Takahashi H, kuroki T, Watanabe y, Tana-ka H, Inouye H, yamai S, Watanabe H (2004) Characterization of Neisseria meningitidis iso-lates collected from 1974 to 2003 in Japan by multilocus sequence typing. J Med Microbiol 53:657–662.

49. Thompson, E. A., Feavers, I. M. & Maiden, M. C. (2003). Antigenic diversity of meningo-coccal enterobactin receptor FetA, a vaccine component. Microbiology 149, 1849–1858.

50. Urwin R, Maiden MC. Multi-locus se-quence typing: a tool for global epidemiology. Trends Microbiol. 2003 Oct;11(10):479-87.

51. Urwin, R., Russell, J. E., Thompson, E. A., Holmes, E. C., Feavers, I. M. & Maiden, M. C. (2004). Distribution of surface protein variants among hyperinvasive meningococci: implications for vaccine design. Infect. Immun. 72, 5955–5962.

26

52. Vedros, n. A., (1987). Evolution of menin-gococcal disease, In CRC Press (ed), Deve-lopment of meningococcal serogroups and serotyping, vol II, 33-54, Boca Raton, Florida.

53. Vermont, C. L. & Van den Dobbelsteen, G. P. (2003). Meningococcal serogroup B infec-tions: a search for a broadly protective vac-cine. Expert. Rev. Vaccines. 2, 673–675.

54. Wang, J.; Caugant, D. A.; Li, x.; Hu, x.; Poolman, J. T.; Crowe, B. A.; Achtman, M., (1992). Clonal and antigenic analysis of se-rogoup A N. meningitides with particular refer-ence to epidemiological features of epidemic meningitis in China. Infect. Immun. 60:5267-5282.

55. Wang, J.; Caugant, D.; Morelli, G.; kou-maré, B.; Achtaman, A.,( 1993). Antigenic and epidemiological properties of the Et-37 complex of N.meningitides. J. Infect. Dis., 167:1320-1329.

56. Wedege, E.; Dalseg, R.; Caugant, D.; Poolman, J. T.; Frohlom, L. O., (1993) Expres-sion of an inaccessible P1.7 subtype epitope on meningococcal class I proteins. J. Med. Microbiol. 38:23-28.

57. yakubu, D. E.; Abadi, F.J.R.; Pennington,T. H., (1999). Molecular typing methods for Neisseria meningitidis. J. Med. Microbiol., 48:1055-1064.

58. zollinger, W. D.; Mandrell, R.E.; Altieri, P.; Berman, S.; Lowenthal, J.; Artenstein, M. S., (1978). Safety and immunogenicity of a N. meningitides type 2 protein vaccine in animals and humans. J. Infect. Dis., 137:728-39.

59. zollinger, W.D.; Bosllego, J.; Froholm, L. O.; Ray, J. S.; Moran, E. E.; Brandt, B, L., (1987). Human bactericidal antibody re-sponse to meningococcal outer membrane protein vaccines. Antonie van Leewenhoek, 53:403-11.

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Ciência in Foco

vACINAS CONJUGADAS CONTRA Neisseria meningitidis: UMA REAL PERSPECTIvA DE ELIMINAÇÃO DA DOENÇA MENINGOCóCICA

INTRODuÇÃO

A doença meningocócica (DM) foi descrita desde a época de Hipócrates, que associava fortes dores de cabeça e zumbido no ouvido com inflamação no cé-rebro e altas taxas de mortalidade. Antes do século xIx a DM era incluída nas do-enças de manchas (“spot fevers”) que po-diam ser causadas por diferentes agentes ainda desconhecidos. No entanto, a erup-ção de manchas na pele (“rash” hemor-rágico), a tendência de aparecimento em aglomerações e a ocorrência em surtos já eram associados à doença (12).

A doença foi descrita pela primeira vez por Vieusseux, em 1805, quando foram definidos os primeiros sintomas clínicos. Entretanto, as alterações pato-lógicas foram associadas a estes sinto-mas alguns anos mais tarde, quando se encontrou material purulento na base do cérebro, congestão nos vasos das me-ninges e extravasamento sanguíneo na superfície do cérebro de alguns casos

Ivna Alana Freitas Brasileiro da SilveiraLaboratório de Tecnologia Bacteriana, Bio-Manguinhos,

Fundação Oswaldo Cruz, Manguinhos, RJ, Brasil.

fatais (12). O agente causador, Neisse-ria meningitidis, foi isolado pela primeira vez em 1887 por Anton Weichselbaum, que observou a bactéria no fluído cere-broespinhal e deu o nome de Diplococ-cus intracellularis (62). Ainda hoje a DM permanece em uma posição de desta-que entre as infecções bacterianas, em todo o mundo, principalmente devido à apresentação clínica dramática da doen-ça, alta mortalidade, potencial epidêmico e o recente desaparecimento de outras importantes doenças infecciosas em paí-ses desenvolvidos, através de melhorias nos sistemas de Saúde Pública e vaci-nação (63).

Características microbioló-gicas e patogênese dos menin-gococos

Neisseria meningitidis (N.meningitidis), ou meningococo, pertencente à família Neisseriaceae, se apresenta como um diplococo Gram-negativo em forma de grão de café ou aspecto reniforme, que

se divide transversalmente, o que faz com que possa se apresentar em tétra-des. Seu tamanho varia entre 0,6-1,5 mm dependendo da fonte de isolamento e da idade da cultura. Apresenta cápsu-la polissacarídica e fímbrias, é imóvel e não forma endosporos (90). O meningo-coco é um microrganismo que cresce preferencialmente em atmosfera com 5-10% de CO2 e temperatura ótima entre 35 e 37°C (90).

O envelope celular de N.meningitidis, apresentado na Figura 1 é característi-co de bactérias Gram-negativas, onde se observa a membrana citoplasmática, membrana externa e a parede celular constituída de peptidoglicana (51). A membrana externa contém numerosas estruturas protéicas envolvidas na pato-gênese da doença, que possibilitam ao microrganismo aderir e interagir com as células do hospedeiro, causando lesão tecidual e inibindo o transporte de prote-ínas. A membrana externa do meningo-coco possui cinco proteínas principais de

28

acordo com seus pesos moleculares. A proteína de classe 1 ou Porina A (PorA) estabelece o subtipo da cepa bacteria-na e induz a produção de anticorpos capazes de promover a lise bacteriana ou anticorpos com atividade bactericida (SBA). As proteínas de classe 2 e 3, de-nominadas também de Porinas B (PorB), determinam o sorotipo da bactéria (66). Atualmente existem mais de 20 soroti-pos e pelo menos 10 subtipos de N. me-ningitidis. A proteína de classe 4 ou Rmp (“Reduction modifiable protein”), está presente em todas as cepas da bactéria. As proteínas de classe 5, denominadas proteínas de opacidade (Opa), induzem a produção de anticorpos com atividade bactericida e estão relacionadas aos fe-

nômenos de adesão e invasão de célu-las epiteliais (21, 22).

O lipopolissacarídeo ou endotoxi-na é o glicolipídeo presente em maior quantidade na membrana externa de N.meningitidis, assim como em outras bactérias Gram-negativas. Entretanto, a endotoxina do gênero Neisseria tem a porção glicídica mais curta em compara-ção a outras moléculas de endotoxina, porque não possui o antígeno O. Alguns autores a denominam lipooligossacarí-deo (LOS) (16, 64). O gênero Neisse-ria pode expressar um ou mais tipo de endotoxina e as diferenças estruturais da molécula de LOS determinam os 12 imunotipos diferentes de N.meningitidis.

Os meningococos são classifica-

dos em 13 diferentes grupos (A, B, C, E-29, H, I, k, L, M, W135, x, y, z), de acordo com a composição e reatividade imunológica de seus polissacarídeos capsulares, que constituem o principal fator de virulência do microrganismo. As estruturas químicas dos cinco grupos mais frequentemente associados à DM estão apresentadas na Tabela 1 (5, 10). Os polissacarídeos servem de base para a maioria das vacinas meningocócicas li-cenciadas atualmente e são capazes de induzir imunidade específica ao grupo. Por isto o conhecimento da prevalência dos grupos entre as cepas que causam infecção invasiva é de fundamental im-portância para formulação de vacinas (28, 73, 58).

Os meningococos têm a capacidade de trocar o material genético responsá-vel pela produção de cápsula e assim mudam do grupo B para C e vice-versa, devido à similaridade estrutural entre as duas cápsulas. Esta capacidade de mudança de cápsula pode ser um impor-tante mecanismo de virulência, devido ao amplo uso de vacinas que induzem proteção grupo-específica (87). Desta forma, deve-se ter uma avaliação epide-miológica constante, para o controle dos grupos prevalentes, após a introdução de rotina de uma vacina contra determi-nado grupo.

Os seres humanos são o único re-servatório de N.meningitidis e a nasofa-ringe é o sítio de colonização dos me-ningococos e de onde o microrganismo é transmitido por aerossol ou secreções aos outros indivíduos. Os meningococos sobrepõem às defesas do hospedei-ro e atacam a superfície de células de mucosa da nasofaringe, onde se multi-plicam. O pili e algumas proteínas são as principais adesinas que se ligam aos receptores do hospedeiro e estimulam a ingestão do meningococo pelas células epiteliais (17). Os meningococos geral-mente são bactérias comensais em hu-manos. Cerca de 5 a 15% de indivíduos adultos saudáveis são portadores assin-tomáticos de cepas de N.meningitidis na nasofaringe, onde é estabelecido um processo de imunização que resulta em resposta humoral protetora sistêmica (86). Entretanto, os portadores assin-tomáticos constituem uma importante fonte de transmissão da bactéria, prin-

figura 1. Constituição do envelope celular de N.meningitidis. Podem ser observados os principais antígenos da superfície celular bacteriana, como as proteínas de membrana externa, o LOS e a cápsula polissacarídica.

TABELA 1. ESTRuTuRA quíMICA DOS gRuPOS DE POLISSACARíDEOS MENINgO-CóCICOS MAIS fREqüENTEMENTE ASSOCIADOS à DM

Grupo Unidade LigaçãoLocalizaçãodo O-acetil

A →6)-a-D-ManpNac-1( PO4→ a-(1→6) C-3 de manosamina

B →8)-a-D-NeupNac-(2 → a-(2→8) Ausente

C →9)-a-D-NeupNac-(2 → a-(2→9) C-7 e C-8 do ácido siálico

y →6)-a-D-Glcp-Nac-(1→4)-a-D-NeupNac-2→ a-(2→6)C-3 e C-4 da GlcpC-7 do ácido siálico

W-135 →6)-a-D-Glcp-(1→4)-a-D-NeupNac-2→ a-(2→6) Ausente

DeVoe, 1992 (16)

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cipalmente para crianças com menos de 2 anos de idade, que correspondem à faixa etária mais susceptível à doen-ça (13). Em alguns indivíduos a bactéria penetra a mucosa e ganha acesso à cor-rente sanguínea, causando doença sis-têmica que pode apresentar diferentes manifestações clínicas que variam des-de pneumonia (10%); meningococcemia (12,5%); epiglotite, otite media, conjun-tivite, uretrite (27,5%); meningite (50%); septicemia fulminante com choque sépti-co, falência múltipla de órgãos, coagula-ção sistêmica e morte (90, 66, 73).

As cepas mais virulentas de me-ningococos, associadas com a doença invasiva, produzem uma cápsula polis-sacarídica, que serve de proteção con-tra processos de dissecação durante a transmissão e permite a evasão de mecanismos de resposta imunológica do hospedeiro, porque se tornam resisten-tes à fagocitose (57).

Outro importante fator de virulência do microrganismo é a liberação de ve-sículas de membrana externa (OMVs), que são constituídas de LOS, proteí-nas de membrana externa, fosfolipíde-os e polissacarídeos capsulares, para o meio, durante a fase exponencial de crescimento. Estas estruturas, que con-têm todos os antígenos presentes na membrana externa, estão apresentadas na Figura 2 (52). As OMVs são distribu-ídas pelo organismo provocando efeitos como intensa produção de citocinas e a estimulação de células inflamatórias responsáveis por vários sintomas co-muns nas diferentes manifestações da DM (66).

Características epidemiológi-cas da Doença Meningocócica

A DM tem um caráter endêmico na maioria dos países, normalmente ocorrendo numa incidência de um a 12 casos por 100.000 habitantes por ano, principalmente em crianças de 6 meses a 2 anos de idade (71). A doença pode ocorrer, no entanto, também em surtos e em grandes epidemias, tanto em países desenvolvidos como em desenvolvimen-to e os mecanismos responsáveis pela sua distribuição ainda permanecem pou-co conhecidos. Dados epidemiológicos sugerem que a ecologia natural da DM resulta em taxas variáveis de doença

figura 2. Microscopia eletrônica de varredura da bactéria patogênica Neisseria meningitidis grupo B cultivadas em meio Catlin. 11A e 11B: Aspecto geral da ultra-estrutura de um grupo de bactérias correspon-dente ao período inicial de cultivo. As imagens mostram brotamento de vesículas de diferentes tamanhos na superfície de várias bactérias; 11C-E: Bactérias cultivadas por 6 horas em meio Catlin onde se nota vesículas sendo exocitadas na sua superfície (cabeças de seta); 11f e 11g: Ultra-estrutura de bactérias após 12 e 24 horas de cultivo, res-pectivamente. Reduzido número de bactérias apresentando vesículas na superfície. Nascimento, 2007 (52)

pelo mundo, diferenças na distribuição dos grupos entre regiões geográficas e alterações na distribuição dos grupos com o tempo (62).

A DM apresenta alta letalidade nas formas mais graves com taxa de mortali-dade em torno de 15%, caracterizando-se como importante problema de Saúde Pú-blica. Para complicar o quadro, a doença pode ser mal diagnosticada, inicialmente podendo ser confundida como uma do-ença causada por vírus, além de ter um

curso de progressão rápida, podendo desenvolver-se em poucas horas ou em dois dias, restando assim pouco tempo para o início de terapia efetiva (62, 58, 24). Cerca de 10 a 20% dos pacientes que sobreviveram à infecção meningocó-cica apresentam sequelas significativas que levam a convulsões e incapacidades como surdez, retardamento psicomotor e até amputação de membros (58). A doen-ça é comum em locais de clima tempe-rado e em regiões tropicais, com casos

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esporádicos durante todo o ano nas áreas rurais e urbanas e com aumentos sazonais no inverno e início da primave-ra. Alguns autores associaram esta maior frequência a outras enfermidades do trato respiratório, também comuns nesta épo-ca, como infecções por micoplasma e vírus influenza (27).

Cinco grupos (A, B, C, y and W135) de N.meningitidis são responsáveis pela ocorrência de um maior número de infecções em todo o mundo, o que oferece uma prospecção realista de eliminação da doença com a utiliza-ção de vacinas efetivas contra estes grupos (73, 24). Os grupos B e C são responsáveis pelos casos da doença na Europa e Américas, com mais de 50% dos casos sendo causados pelo grupo B, enquanto os grupos A e C pre-dominam na ásia e áfrica. Nos países desenvolvidos, o grupo B predomina em crianças abaixo de 4 anos, o grupo A em crianças em idade pré-escolar e o grupo C em adolescentes e adultos jovens. A proporção de cepas do gru-po B é especialmente alta na Noruega, Holanda, Alemanha e Dinamarca, en-quanto proporções crescentes de ce-pas do grupo C têm sido descritas na Eslováquia, República Checa, Grécia, Irlanda, Espanha, Canadá e Reino Uni-do (88, 77, 84, 24). Durante a década de 90 o grupo C causou vários surtos, envolvendo principalmente um grupo de cepas altamente relacionadas.

Na áfrica, abaixo do deserto do Sahara, numa região de savana que vai do leste da Etiópia ao oeste do Senegal, conhecida como cinturão da meningite, a incidência da doença ocorre em ondas epidêmicas e é principalmente causa-da pelo grupo A. A taxa de mortalidade é de aproximadamente 10%, com a indução de altas taxas de DM de 100-500/100.000 (49, 36, 39). Entre 2009 e 2010, tem sido descrito um grande número de casos de DM causada pelo grupo x, maior do que àquele causado pelo grupo A, em adolescentes de Burki-na Faso, na áfrica. Pela primeira vez o número de casos de DM induzido pelo grupo x alcançou níveis epidêmicos no mundo, o que estimula o desenvolvimen-to de vacinas efetivas para o controle do microrganismo. O grupo W135 tem cau-sado grande número de casos de DM

desde 2000, durante o encontro anual de peregrinos em Hajj em países como Arábia Saudita. O grupo y é responsável por grande proporção de casos da DM e tem sido classicamente associado com pneumonia. Nos Estados Unidos cerca de 3000 casos ocorrem anualmente, com taxa de mortalidade de 12% en-volvendo os grupos B, C e y em iguais proporções (72). A prevalência do grupo y tem crescido substancialmente e res-ponde pela infecção invasiva presente nos idosos deste país.

No Brasil a DM foi primeiramente descrita em 1906, até então tendo ocor-rido em surtos. Entre 1945 e 1961 o grupo A foi prevalente aparecendo, pela primeira vez, em caráter epidêmico em São Paulo, numa taxa de incidência de 25 casos por 100.000 habitantes. No início da década de 70 ocorreu uma epi-demia do grupo C, seguida novamente de outra epidemia do grupo A, com inci-dência altíssima e causando até 30 ca-sos por 100.000 habitantes. Estas duas epidemias motivaram a criação do Insti-tuto de Tecnologia em Imunobiológicos (Bio-Manguinhos) em 1976, visando o incentivo e a modernização da Funda-ção Oswaldo Cruz na área de imunobio-lógicos. Nesta ocasião ocorreu a trans-ferência de tecnologia da produção da vacina anti-meningocócica grupos A/C do Instituto Merieux na França para Bio-Manguinhos, que se tornou no Bra-sil, a instituição produtora desta vacina, tendo desde então produzido mais de 50 milhões de doses. Na mesma época a DM passou a ser de notificação com-pulsória em todo o território brasileiro (53). Atualmente a doença ocorre com incidência de 3,32 casos por 100.000 habitantes e letalidade correspondente a 19,4% (83), onde o grupo B é respon-sável por 30% dos casos de DM e o grupo C induz 70% dos casos restantes que são notificados, na maioria das re-giões do país. Como cerca de 70% dos casos de DM não têm o grupo identifi-cado calcula-se que o número real de casos seja o triplo do observado, isto é, mesmo com o declínio na incidência, há atualmente mais de 1.000 casos de meningite causada pelos grupos B e C, anualmente no Brasil. Os casos da doença induzida pelo grupo C são ob-servados em diferentes faixas etárias,

desde crianças com menos de 1 ano de idade até adultos jovens, com mais de 15 anos (47).

Resposta imunológica aos meningococos

O sistema de defesa do hospe-deiro contra a doença causada por N.meningitidis envolve mecanismos imu-nes inatos e adquiridos que reconhecem as estruturas da superfície bacteriana. A resposta imunológica pode variar depen-dendo da idade da criança, bem como do grupo do microrganismo. O padrão da doença em indivíduos imunodeficien-tes indica a complexidade da resposta imunológica aos meningococos e sugere um papel central para os anticorpos e o sistema complemento (63).

Os primeiros mecanismos de defesa mobilizados na infecção meningocócica têm a participação dos fagócitos mono-nucleares, neutrófilos, células natural “killer” (Nk), proteínas ligadoras de ma-nose e sistema complemento. A mobi-lização destes processos depende do reconhecimento, pelo hospedeiro, dos diferentes tipos de antígenos de super-fície do microrganismo. Estas moléculas denominadas padrões moleculares as-sociados a patógenos, têm o LPS como principal representante das bactérias gram-negativas (46). O LOS meningocó-cico é um potente ativador da via alterna-tiva do complemento. A presença de an-ticorpos pré-formados contra antígenos do meningococo favorece a ativação da via clássica do complemento e a forma-ção do complexo de ataque à membrana (“MAC”), que elimina o microrganismo. Cepas que possuem cápsula polissaca-rídica são mais resistentes à fagocitose e consequentemente são mais virulen-tas. Além disto, os polissacarídeos cap-sulares, constituídos de ácido siálico, são capazes de inibir a via alternativa de ativação do complemento, componente importante da imunidade inata. Indiví-duos com deficiência dos componen-tes terminais do complemento (C5-C9) podem desenvolver a doença e cerca da metade destes indivíduos pode ter ataques recorrentes. Por outro lado, in-divíduos com deficiência em properdina ou fator D podem desenvolver a doença com taxas de morte superiores a 50% e sem recorrência entre os sobreviventes

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(74). Dados experimentais sugerem que a eliminação do meningococo através da fagocitose pode variar, dependendo do grupo e da origem da cepa. Cepas oriundas de portadores assintomáticos são mais sensíveis à fagocitose do que aquelas isoladas de casos clínicos (75).

Os estudos de Goldschneider, Gots-chlich & Artenstein (25, 26) mostraram que a suscetibilidade à DM está relacio-nada à ausência de anticorpos com poder bactericida. Cerca de 50% dos recém-nascidos apresentam atividade bacteri-cida anti-meningocócica, proveniente da transferência transplacentária de anticor-pos maternos e consequentemente não são susceptíveis à doença. Entretanto, a imunidade cai rapidamente e as crian-ças com idade entre 6 e 18 meses apre-sentam alto risco de infecção causada por bactérias encapsuladas, porque não apresentam uma sub-população específi-ca de célula B presente na zona marginal de orgãos linfóides, responsável pelo re-conhecimento e resposta ao polissacarí-deo capsular. Esta sub-população celular tem um desenvolvimento tardio na onto-genia do sistema imunológico, entretanto, quando presente, é estimulada e após a diferenciação em plasmócitos é capaz de produzir IgM contra o polissacarídeo (76). Durante os anos seguintes de vida ocorre evolução na maturação da resposta imu-nológica devido à exposição natural aos microrganismos, onde entre 50 e 80% das crianças com 12 anos e 65 a 85% dos indivíduos adultos possuem anticorpos com atividade bactericida (25, 26, 63). Entretanto, são observadas respostas diferenciadas à infecção meningocócica, que podem depender do comportamento das células T, produção de anticorpos e/ou padrão de citocinas e mediadores produzidos. O completo entendimento dos mecanismos envolvidos na resposta imunológica aos meningococos poderia definir outras abordagens para o desen-volvimento de novas vacinas (65, 60, 61).

Para alguns autores, a suscetibilida-de à infecção pelo grupo B também está relacionada ao baixo poder bactericida do soro. A baixa imunogenicidade do po-lissacarídeo deste grupo é explicada pela sensibilidade a neuraminidases e seme-lhança estrutural com unidades de ácido siálico existentes em tecidos humanos, presentes em moléculas de adesão de

células neurais de fetos humanos. Esse mimetismo molecular é responsável pelo não reconhecimento da cápsula como um antígeno estranho ao hospedeiro e, consequentemente, pela não produção de anticorpos (16, 64). Por esta razão, devem ser desenvolvidas vacinas ba-seadas em antígenos protéicos para a proteção contra este grupo.

A resposta imunológica contra os grupos A, C, W135, x e y é mediada por anticorpos, predominantemente IgM, com baixa afinidade, independente da resposta mediada por células T (25, 26, 65, 9). A atividade bactericida do soro de indivíduos infectados com estes grupos está inversamente relacionada à incidência da doença. Os anticorpos são principalmente contra os polissacarídeos capsulares, que têm sido utilizados como componentes de vacinas contra infecção meningocócica desde a década de 70 (28). Vários estudos estabeleceram tí-tulos mínimos protetores de anticorpos presentes no soro, com atividade bac-tericida, que são correlacionáveis com proteção à DM, causada principalmente pelo grupo C, através de ensaios in vitro. Títulos de SBA ≥ 8 ou ≥ 4 são conside-rados protetores, utilizando-se fonte de complemento de coelho neonato ou hu-mano, respectivamente (78, 33, 7).

Os polissacarídeos não são imuno-gênicos em crianças com menos de 18 meses de idade. Entretanto, em crianças maiores eles ativam células B de forma intensa, através da ligação cruzada de moléculas de imunoglobulina de super-fície. Esta ativação é favorecida pela existência de múltiplos epítopos antigê-nicos idênticos nas moléculas dos polis-sacarídeos (50). Além disso, porinas e LPS podem fornecer sinais secundários críticos para a ativação de células B, após exposição ao polissacarídeo me-ningocócico, através da interação direta com estas células (85). Ocorre, então, a diferenciação das células B, específicas para polissacarídeos, em plasmócitos de curta duração produtores de anticorpos. Entretanto, como os polissacarídeos são antígenos T-independentes do tipo 2 (TI-2), não induzem a geração de células de memória, o que resulta na indução de resposta imunológica transitória. Estes antígenos também estimulam uma mu-dança limitada de classe de isotipos de

imunoglobulina, sem maturação da afini-dade dos anticorpos produzidos (9). Em contraste, o polissacarídeo meningocó-cico grupo A induz memória imunológica em crianças com menos de 18 meses de idade (43).

Estratégias vacinais contra N.meningitidis grupos A, C, W135 e Y

Vacinas polissacarídicasNa década de 30, foram descobertos

os polissacarídeos capsulares como an-tígenos específicos de diferentes grupos de N.meningitidis (80). Os polissacaríde-os identificados e recém isolados deram origem aos primeiros produtos a serem testados em animais buscando proteção contra a DM. Entretanto, as técnicas dis-poníveis produziram polissacarídeos de baixo peso molecular oriundos de culti-vos de longa duração e que não foram capazes de induzir anticorpos nos mo-delos animais utilizados (80). Na década de 60, os procedimentos de cultivo de N.meningitidis e os processos de purifi-cação dos polissacarídeos foram melho-rados. Desta forma, introduziu-se o uso de cultivos de curta duração e a adição do detergente aniônico Cetavlon para a precipitação de moléculas de carga negativa, como o polissacarídeo grupo C, no início do processo de purificação. Este procedimento garantiu a obtenção de moléculas de alto peso molecular, imunogênicas em animais e com pouca contaminação de ácidos nucléicos e pro-teínas (28). O processo de purificação descrito por Gotschlich, Liu & Artenstein, em 1969, foi recomendado para a pro-dução de vacinas polissacarídicas pela OMS e continua sendo amplamente utili-zado até hoje (92).

Os polissacarídeos meningocócicos são moléculas puras, isentas de massa bacteriana, atóxicas e constituíram as primeiras vacinas bacterianas definidas quimicamente (18). Estes compostos se mostraram imunogênicos em adultos e crianças acima de 18 meses de idade e foram objetos de vários ensaios clínicos em países da Europa, Américas e áfrica (23). Os polissacarídeos são antígenos TI-2 e a capacidade dos indivíduos res-ponderem a eles, depende da maturida-de imunológica relacionada com a idade.

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Estes antígenos não induzem memória imunológica. O polissacarídeo A, no en-tanto, induz resposta em lactentes com 3 meses de idade e efeito reforço após a segunda dose. Acredita-se que este efeito não caracteriza uma resposta imu-nológica do tipo secundário e sim uma maior capacidade desta molécula esti-mular linfócitos B sensibilizados por con-tatos anteriores com o polissacarídeo ou antígenos que apresentam reatividade cruzada com ele (23).

A duração dos anticorpos induzidos pelas vacinas também varia com a ida-de. Crianças com menos de 18 meses, após 1 ano da imunização, apresentam níveis de anticorpos comparáveis aos não imunizados. Crianças maiores po-dem apresentar níveis de anticorpos ele-vados até 5 anos após a vacinação (23).

Ainda hoje as vacinas polissacarídi-cas contra N.meningitidis são produzidas e utilizadas no mundo, em epidemias e surtos epidêmicos. Existem as vacinas monovalentes (A e C), bivalentes (AC) produzidas em alguns países da Europa, entre eles a França, e tetravalentes (A, C, W135 e y). Estas últimas são pro-duzidas nos Estados Unidos, Bélgica e França. No Brasil, Bio-Manguinhos é o único produtor de vacinas anti-meningo-cócicas monovalentes (A e C) ou biva-lentes (AC).

Como a DM tem prevalência em crianças de faixa etária inferior a 18 me-ses, a utilização de antígenos TI-2 como vacinas não induz proteção duradoura. Apesar de estar largamente comprovada a eficácia das vacinas polissacarídicas no controle de surtos e epidemias em adultos, novas abordagens têm sido pro-postas para modificação da natureza da resposta imunológica induzida por estas moléculas. Além disto, vários estudos revelaram que a utilização de doses re-petidas de uma vacina, contendo polis-sacarídeo do grupo C, induziu hiporres-ponsividade imunológica em adultos e crianças (70, 19). Este fenômeno apesar de ainda não ter sido elucidado, pode ser revertido pelo uso de uma vacina conju-gada (70). Os casos de tolerância refor-çam a substituição do polissacarídeo do grupo C pelo polissacarídeo conjugado a uma proteína carreadora, para a obten-ção de um antígeno T-dependente, como componente vacinal (70, 19, 34).

Vacinas polissacarídicas conjugadas

A conjugação química de polissa-carídeos a carreadores protéicos tem sido empregada para moléculas de diferentes origens bacterianas com a transformação destes antígenos em T-dependentes, consequentemente ca-pazes de induzir memória imunológica. Esta abordagem é baseada no conceito de hapteno-carreador utilizado por Avery & Goebel, para aumentar a imunogenici-dade de um polissacarídeo, através da ligação covalente desta molécula a uma proteína, com produção de anticorpos di-recionados contra a porção glicídica da molécula (1, 48). As características de resposta humoral secundária obtida pela cooperação entre as células B e T, isto é memória, aos antígenos conjugados, são decorrentes da ação das células T CD4 auxiliares e citocinas liberadas, como a mudança de classe de imuno-globulinas e maturação da afinidade dos anticorpos após estimulação antigênica repetida. Os anticorpos selecionados com alta afinidade são mais eficientes para neutralizar a infectividade do mi-crorganismo (45).

A abordagem de conjugação foi apli-cada na obtenção e licenciamento de vacinas contra Haemophilus influenzae tipo b (Hib), na década de 80, onde o polissacarídeo foi conjugado à anatoxi-na tetânica (Smithkline) ou a OMVs de N.meningitidis grupo B (Merck) (19). Es-tudos clínicos, com vacinas conjugadas contra Hib, mostraram que as prepara-ções antigênicas induziram resposta T-dependente em crianças, com elevados títulos de anticorpos e alta avidez ao po-lissacarídeo. Estas preparações produzi-ram memória imunológica e proteção du-radoura nas populações avaliadas. Em curto prazo, a ampla utilização destas vacinas reduziu, em mais de 90%, a in-cidência das doenças causadas por Hib em populações vacinadas de países de-senvolvidos e também diminuiu o estado de portador assintomático, diminuindo a transmissão do microrganismo (70, 19). Este tipo de resposta é reconhecido como imunidade de rebanho e é respon-sável pelo controle efetivo das doenças causadas por bactérias encapsuladas que colonizam a naso-faringe dos hos-pedeiros. Vários estudos mostraram que

poucas vacinas tiveram tanto sucesso, como a vacina conjugada contra Hib, apesar do alto custo (56, 44)..

Posteriormente houve um interes-se crescente nas vacinas conjugadas contra outras bactérias encapsula-das como Streptococcus pneumoniae (S.pneumoniae) e Salmonella typhi (14, 79, 20). Existem vacinas conjuga-das licenciadas, contendo 7, 10 e 13 sorotipos de S.pneumoniae. Em um grande estudo para avaliação de uma vacina conjugada contendo 7 soroti-pos de S.pneumoniae, demonstrou-se uma eficácia de 97,4% contra doença pneumocócica invasiva e 64,7% contra otite media (20). Alguns estudos têm demonstrado a eliminação do estado de portador assintomático de pneumo-cocos através da utilização destas va-cinas (54, 67).

Os primeiros estudos para obten-ção de vacinas conjugadas contra N.meningitidis foram realizados na dé-cada de 80, por Jennings & Lugowski (31), onde os conjugados contendo polissacarídeos dos grupos A e C e anatoxina tetânica como proteína carre-adora foram imunogênicos em animais. Posteriormente outros pesquisadores comprovaram a resposta imunológi-ca T-dependente destes conjugados, através da observação de resposta se-cundária, memória imunológica e per-sistência dos anticorpos (3, 4). Outras metodologias de obtenção de conjuga-dos utilizando o CRM197, um mutante atóxico de Corynebacterium diphtheriae demonstraram a imunogenicidade e se-gurança das moléculas em voluntários adultos, induzindo anticorpos contra os dois polissacarídeos (15).

Vacinas conjugadas contra meningo-coco do grupo C, licenciadas com base apenas em estudos clínicos de Fase II (imunogenicidade e segurança), têm sido empregadas no Reino Unido des-de novembro de 1999, para imunizar crianças de diferentes faixas etárias e adolescentes. O esquema de vacinação, utilizando-se 3 doses, já reduziu em 93 e 90% o número de casos de DM em crian-ças com idade entre 3 e 4 anos e adoles-centes, respectivamente. A vacina conju-gada também reduziu em 67% o estado de portador assintomático, conferindo imunidade de rebanho, com diminuição

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de 66 a 80% de mortes entre crianças e adolescentes não vacinados no período de 1998 a 2002 (69, 2, 6, 68). Entretanto, os resultados de persistência de anticor-pos e memória imunológica com as va-cinas conjugadas utilizadas em crianças têm sido conflitantes. Alguns estudos sugerem que a imunização primária, em um esquema acelerado, é adequada para o estabelecimento de memória em idades maiores, enquanto outros pesqui-sadores encontraram persistência de an-ticorpos e memória até 4 anos de idade ou a necessidade de dose reforço no se-gundo ano de vida (89). Resultados das análises de vigilância, após a introdução do uso de rotina da vacina conjugada no Reino Unido, sugeriram que a eficácia é baixa, 1 ano após a imunização primária com 3 doses (89). Provavelmente existe a necessidade de dose reforço porque a mudança do estado de colonização nasal do microrganismo para a promo-ção da doença invasiva é muito rápida, menos que 24 horas e este período é insuficiente para a montagem de uma resposta imunológica adequada a partir de células de memória, que levaria de 3 a 4 dias. Em função desta característica, deve existir um nível mínimo de anticor-pos circulantes e sensibilização imunoló-gica, para prevenção de bacteremia, até a resposta imunológica proveniente do estabelecimento de memória se tornar adequada (62, 58, 37, 38).

A vacina conjugada monovalente contra o grupo C foi introduzida em mui-tos programas nacionais de imunização em países como Irlanda, Espanha, Ho-landa, Bélgica, Austrália e Canadá (88, 77, 84). Além das vacinas monovalentes, foram também desenvolvidas vacinas conjugadas bivalentes contra os grupos A e C, utilizando a anatoxina diftérica como proteína carreadora. Finalmente em 2005, uma vacina conjugada tetrava-lente contra os grupos A, C, W135 e y, utilizando a mesma proteína carreado-ra, foi produzida pela Sanofi Pasteur e licenciada nos EUA (58). Estes resulta-dos mostraram que a vacina conjugada provocou uma resposta humoral mais ro-busta quando comparada à vacina polis-sacarídica, resultante da maturação de afinidade da resposta imunológica, que é um indicador da indução de memória imunológica (59).

Diversas estratégias químicas têm sido utilizadas para a obtenção de va-cinas conjugadas. Podem ser utilizados diferentes tamanhos do polímero de carboidrato, contanto que seja manti-da a antigenicidade. Desta forma, os oligossacarídeos ou polissacarídeos devem conter um número seqüencial e não modificado de unidades repetidas dentro da cadeia, com o objetivo de preservar a estrutura terciária adequada à indução de anticorpos que se ligarão ao polissacarídeo capsular nativo. Outro aspecto importante a ser considerado é a possibilidade do peso molecular do polissacarídeo poder afetar a eficiência de conjugação (18). Várias proteínas carreadoras podem ser utilizadas, como exemplos citam-se as proteínas imu-nogênicas já disponíveis como vacinas infantis como a anatoxina tetânica e dif-térica, CRM197 ou proteínas derivadas do mesmo patógeno, como àquelas presen-tes em OMVs de N.meningitidis grupos B e C. As proteínas homólogas têm a vantagem de fornecer proteção adicional contra o microrganismo (56).

Existem vários métodos de conjuga-ção, mas os que mais se aplicam à pro-dução de vacinas são os métodos que não introduzem espaçadores entre os dois componentes a serem conjugados, como a técnica da carbodiimida e ami-nação redutiva (30). O método da carbo-diimida caracteriza-se pela obtenção de conjugados com ligações múltiplas entre dois antígenos polifuncionais, enquanto que na aminação redutiva, a proteína carreadora é substituída com várias ca-deias de carboidrato, originando uma es-trutura denominada de neoglicoproteína. Dependendo do tipo de grupo funcional presente nos componentes a serem con-jugados e do peso molecular do polissa-carídeo, pode-se proceder a escolha do método mais adequado. (14). O primeiro método foi desenvolvido por Robbins e col., nos Estados Unidos, na década de 80, para a produção da primeira vacina conjugada contra Hib (81, 14). Um dos problemas desta reação é a quantidade de substituintes desnecessários gerados na proteína e no polissacarídeo. O uso de moléculas bifuncionais pode produzir um entrelaçamento entre as moléculas do polissacarídeo, criando estruturas de alto peso molecular. A carbodiimida pro-

duz uma série de produtos secundários, devido à reatividade e instabilidade do intermediário formado. Todos estes fato-res podem induzir à obtenção de estru-turas antigênicas novas e indesejáveis na molécula do conjugado, além de uma vacina que pode apresentar uma potên-cia variável (18).

A técnica de aminação redutiva foi desenvolvida por Jennings & Lugowski, no Canadá, para obtenção de conjuga-dos de polissacarídeos meningocócicos grupos A, B e C com a anatoxina tetâni-ca (31). Os autores evitaram as ligações cruzadas e minimizaram a possibilidade de modificação química do polissaca-rídeo, propiciando a obtenção de imu-nógenos com estrutura mais definida e específica que podem ser avaliados por espectroscopia de Ressonância Mag-nética Nuclear (RMN). Esta técnica tem demonstrado ser altamente sensível e reprodutível para o controle da identida-de de polissacarídeos bacterianos utili-zados na produção de vacinas (35, 93). Entretanto, a reação de aminação redu-tiva pode ser menos eficaz com polis-sacarídeos de alto peso molecular (18). Além disto, o método possui uma séria desvantagem relacionada ao longo tem-po de reação necessário para a obten-ção completa dos conjugados, podendo durar de dois a três dias (15, 55, 91, 11, 42). A ineficiência da reação pode ser diminuída com a introdução de grupos na proteína carreadora, que reajam mais favoravelmente com os grupos gerados no polissacarídeo e que também não estejam comprometidos com o proces-so de destoxificação da toxina tetânica à anatoxina tetânica. Esta metodologia de conjugação foi empregada para ob-tenção de uma vacina conjugada contra o grupo W135 e outra contra o grupo A, para a promoção de campanhas de vaci-nação na áfrica (40, 8, 24, 29, 41).

Bio-Manguinhos, a unidade produto-ra de vacinas e kits de diagnóstico da Fundação Oswaldo Cruz, está desenvol-vendo uma vacina conjugada brasileira contra N.meningitidis do grupo C há 10 anos, utilizando o método modificado de aminação redutiva, onde a reação de conjugação com a anatoxina tetâni-ca tem um período menor de duração (31, 40, 32, 82). Os conjugados obtidos em diferentes escalas foram purificados

34

por filtração tangencial, em etapas que envolvem componentes de inovação tecnológica (32). Estes conjugados fo-ram avaliados através da caracterização físico-química, biológica e imunológica e os resultados de testes pré-clínicos, em modelos animais, fundamentaram a pro-dução de lotes da vacina conjugada para estudos clínicos de Fase I realizados em voluntários saudáveis, em 2009. Nestes estudos, a vacina apresentou resultados satisfatórios de reatogenicidade e imu-nogenicidade em indivíduos adultos, em comparação com uma vacina comercial. Atualmente a vacina está sendo avaliada em estudos clínicos de Fase II em crian-ças de 1 a 9 anos de idade, com prazo previsto de término para Maio de 2011. Na produção deste tipo de vacina são utilizadas diferentes tecnologias de pon-ta para a obtenção de produtos com alto valor agregado, empregando-se grande investimento na capacitação de pesso-as. As metodologias desenvolvidas em Bio-Manguinhos também poderão ser utilizadas para a obtenção de outras vacinas conjugadas contra bactérias encapsuladas de interesse epidemioló-gico no Brasil, constituindo assim uma plataforma tecnológica de obtenção de vacinas. Um projeto deste porte, que en-volve o desenvolvimento de uma vacina através de metodologias diferenciadas, traz um grande avanço ao desenvolvi-mento tecnológico do país. Em geral o Brasil utiliza vacinas com alto custo, ob-tidas por contratos de transferência de tecnologias estrangeiras, para suprir o Programa Nacional de Imunização (PNI) do Ministério da Saúde. Em função do grande número de casos de DM cau-sada pelo grupo C atualmente no país, o PNI introduziu uma vacina conjugada produzida por um laboratório multina-cional, no calendário nacional de vaci-nação de crianças menores de 2 anos, em Outubro de 2010. Entretanto, existe uma demanda nacional de 80 milhões de doses para a proteção de milhares de crianças, adolescentes e adultos jovens brasileiros (com idade entre 2 meses e 20 anos), contra a infecção causada pela bactéria. Esta demanda justifica a utiliza-ção de vacinas produzidas pelos dois la-boratórios, com o objetivo de assegurar o fornecimento contínuo do imunobioló-gico à população. Desta forma, após a

conclusão dos estudos clínicos com a nova vacina conjugada, empregando-se tecnologia desenvolvida no país, Bio-Manguinhos poderá obter o registro para a produção e comercialização da vacina a custos mais baixos.

REfERÊNCIAS BIBLIOgRáfICAS

1. Avery OT, Goebel WF. Chemo-immuno-logical studies on conjugated carbohydrate-proteins. II. Immunological specificity synthe-tic of sugar-protein antigens. J Exp Med., 50, 533-550, 1929.

2. Balmer P, Borrow R & Miller, E. Impact of meningococcal C conjugate vaccine in the Uk. J Med Microbiol, 51, 717-722, 2002.

3. Beuvery EC, Delft RW, Miedema F, kanhai V & nagel J. Immunological evaluation of me-ningococcal group C polysaccharide-tetanus toxoid conjugate in mice. Infect Immun, 41, 609-617, 1983a.

4. Beuvery EC, kaaden A, kanhai V & Leus-sink AB. Physicochemical and immunological characterization of meningococcal group A polysaccharide-tetanus toxoid conjugates prepared by two methods. Vaccine, 1, 31-36, 1983b.

5. Bhattacharjee Ak, Jennings HJ, kenny CP, Martin A & Smith ICP. Structural determination of the sialic acid polysaccharide antigens of Neisseria meningitidis serogroups B and C with carbon 13 nuclear magnetic resonance. J Biol Chem, 250, 1926-1932, 1975.

6. Borrow R, Goldblatt D, Finn A, Southern J, Ashton L, Andrews NLG, Riley C, Rahim R, Cartwright k, Allan G, Miller E. Immunogenici-ty of, and immunologic memory to, a reduced primary schedule of meningococcal C-tetanus toxoid conjugate vaccine in infants in the Uni-ted kingdom. Infect Immun, 71, 5549-5555, 2003.

7. Borrow R, Balmer P & Miller E. Meningo-coccal surrogates of protection – serum bac-tericidal antibody activity. Vaccine, 23, 2222-2227, 2005.

8. Borrow R, Carlone G, kshirsagar N, Mur N, Thatte U, Parulekar V, Plikaytis B, kulkarni P, Imbault N, Elie C, Findlow H, Chatt J, Balmer P, Martinez J, Swift H, Johnson S, Rosenstein n, Marchetti E, Preziosi P, Viviani S, LaForce M. A Phase I, double blind, randomized study to evaluate a new meningococcal group A

conjugate vaccine in healthy Indian adults. 15th International Pathogenic Neisseria Con-ference (INPC), Livro de Resumos, P8.1.06, 2006. p.104.

9. Buchanan RM, Arulanandam BP, Metzger DW. IL-12 enhances antibody responses to T-independent polysaccharide vaccines in the absence of T and Nk cells. J Immunol, 161, 5525-5533, 1998.

10. Bundle DR, Smith IC, Jennings HJ. De-termination of the structure and conformation of bacterial polysaccharides by carbon 13 nuclear magnetic resonance. Studies on the group-specific antigens of Neisseria meningi-tidis serogroups A and x. J Biol Chem, 249, 2275-2281, 1974.

11. Carmenate T, Guirola M, Alvarez A, Canaán L, González S, Caballero E, et al. Memory immune response generated in Cer-copithecusaethiops against meningococcal polysaccharide seropgroup C conjugate vac-cine. FEMS Immunol Med Microbiol, 43:133-140, 2005.

12. Cartwright k. Introduction and historical aspects. In: Meningococcal Disease. Cartwri-ght, k. (Ed.), Chichester, John Wiley & Sons, 1995. p.1-19.13. Caugant DA, Hoiby EA, Magnus P. Asymp-tomatic carriage of Neisseria meningitidis in a randomly sampled population. J. Clin. Micro-biol., 32, 323-330, 1994.

14. Chu C, Schneerson R, Robbins JB & Rastogi SC. Further studies on the immuno-genicity of Haemophilus influenzae type b and pneumococcal type 6A polysaccharide-protein conjugates. Infect Immun, 40, 245-256, 1983.

15. Costantino P, Viti S, Podda A, Velmonte MA, Nencioni L & Rappuoli R. Development and phase 1 clinical testing of a conjugate vaccine against meningococcus A and C. Vac-cine, 10, 691-698, 1992.

16. DeVoe IW. The meningococcus and me-chanisms of pathogenicity. Microbiol Rev., 46, 162-190, 1992.

17. De Vries FP, Cole R, Dankert J, Frosch M, Van Putten JP. Neisseria meningitidis pro-ducing the Opc adhesin binds epithelial cell proteoglycan receptors. Mol Microbiol, 27, 1203-1212, 1998.

18. DiFabio JL. Polisacáridos capsulares como vacunas antibacterianas. Adel Microbiol Enf Infecc, 7, 1-18, 1988.

35

19. English M, Maclennan JM, Bowen-Morris JM, Deeks J, Boardman M, Brown k, Smith S, Buttery J, Clarke J, quataert S, Lockhart S, Moxon ER. A randomized, double-blind, controlled trial of the immunogenicity and tole-rability of a meningococcal group C conjugate vaccine in young British infants. Vaccine, 19, 1232-1238, 2001.

20. Eskola J. Polysaccharide-based pneumo-coccal vaccines in the prevention of acute oti-tis media. Vaccine, 19, S78-S82, 2001.

21. Frasch CE, Chapman SS. Classification of Neisseria meningitidis group B into distinct serotypes I. Serological typing by microbacte-ricidal method. Infect Immun, 5, 98-102, 1972.

22. Frasch CE, Menelis RN, Gotschlich EC. Strain-specific variation in the protein and li-popolysaccharide composition of the group B meningococcal outer membrane. J Bacteriol, 127, 973-981, 1976.

23. Frasch CE. Meningococcal vaccines: Past, present and future. In: Meningococcal Disease. Cartwright, k. (Ed.), Chichester, John Wiley & Sons, p.245-283, 1995.

24. Girard MP, Preziosi M-P, Aguado M-T, kieny MP. A review of vaccine research and development: Meningococcal disease. Vacci-ne, 24, 4692-4700, 2006.

25. Goldschneider I, Gotschlich EC, Artens-tein MS. Human immunity to the meningococ-cus. I. The role of human antibodies. J Exp Med, 129, 1307-1326, 1969a.

26. Goldschneider I, Gotschlich EC, Artens-tein MS. Human immunity to the meningo-coccus. II. Development of natural immunity. J Exp Med, 129, 1327-1348, 1969b.

27. Goldschneider I, Gotschlich EC, Artens-tein MS. Human immunity to the meningococ-cus. V. The effect of immunization with menin-gococcal group C polysaccharide on the car-rier state. J Exp Med, 129, 1385-1395, 1969c.

28. Gotschlich EC, Liu Ty, Artenstein MS. Human immunity to the meningococcus. III- Preparation and immunochemical properties of the group A, group B and group C menin-gococcal polysaccharides. J Exp Med, 129, 1349-1365, 1969.

29. Gudlavalleti Sk, Lee C-H, Norris SE, Sa-tyaseela MP, Vann WF, Frasch CE. Compari-son of Neisseria meningitidis serogroup W135 polysaccharide–tetanus toxoid conjugate vaccines made by periodate activation of O-acetylated, non-O-acetylated and chemically

de-O-acetylated polysaccharide. Vaccine, 25:7972–80, 2007.

30. Hermanson GT. The chemistry of reactive groups. In: Academic Press, Inc. Bioconjugate Techniques. California, 156-61, 1996.

31. Jennings HJ, Lugowski C. Immunochem-istry of groups A, B, and C meningococcal polysaccharide–tetanus toxoid conjugates. J Immunol, 127:1011–18, 1981.

32. Jessouroun E, Silveira IAFB, Bastos RC, Frasch CE, Lee CH. Process for preparing poly-saccharide–protein conjugate vaccines. Interna-tional Publication WO 2005/037320; 2005.

33. Jódar L, Griffiths E, Feavers IM. Scientific challenges for the quality control and produc-tion of group C meningococcal conjugate vac-cines. Vaccine, 22, 1047-1053, 2004.

34. Jokhdar H, Borrow R, Sultan A, Adi M, Riley C, Fuller E, Baxter D. Immunologic hy-poresponsiveness to serogroup C but not se-rogroup A following repeated meningococcal A/C polysaccharide vaccination in Saudi Ara-bia. Clin Diagn Lab Immunol, 11, 83-88, 2003.

35. Jones C, Lemercinier x. Use and vali-dation of NMR assays for the identity and O-acetyl content of capsular polysaccharides from Neisseria meningitidis used in vaccine manufacture. J Pharm Biomed Anal, 30:1233-1247, 2002.

36. Joshi VS, Baja IB, Survase AS, Singhal RS, kennedy JF. Meningoccal polysaccha-ride vaccine: a review. Carbohyd Polymers, 75:553-65, 2009.

37. kelly DF, Pollard AJ & Moxon ER. Immu-nological memory. The role of B cells in long-term protection against invasive bacterial pa-thogens. JAMA, 294, 3019-3023, 2005.

38. kelly DF, Snape MD, Cutterbuck EA, Green S, Snowden C, Diggle L, yu Ly-mee, Borkowski A, Moxon ER, Pollard AJ. CRM197-conjugated serogroup C meningo-coccal capsular polysaccharide, but not the native polysaccharide, induces persistent antigen-specific memory B cells. Blood, 108, 2642-2647, 2006.

39. LaForce FM, Ravenscroft N, Djingareyc M, Viviani S. Epidemic meningitis due to group A Neisseria meningitidis in the African meningi-tis belt: A persistent problem with an imminent solution. Vaccine, 27S:B13-B19, 2009.

40. Lee Che-H R, Frasch CE. National Insti-tute of Health. Polysaccharide-protein conju-

gate vaccines. Patent pending, US 60/493, 389; WO 2005/014,037 A2, 2005.

41. Lee CH, kuo WC, Suresh Beri, kapre S, Joshi JS, Bouveret N, LaForce FM, Frasch CE. Preparation and characterization of an immunogenic meningococcal group A con-jugate vaccine for use in África. Vaccine, 27:726–32, 2009.

42. Lees A, Sen G, Lopezacosta A. Versatile and efficient synthesis of protein-polysaccha-ride conjugate vaccines using aminooxy rea-gents and oxime chemistry. Vaccine, 24:716-29, 2006.

43. Maclennan J, Obaro S, Deeks J, Williams D, Pais L, Carlone G, Moxon R, Greenwood B. Immune response to revaccination with meningococcal A and C polysaccharides in Gambian children following repeated immu-nization during early childhood. Vaccine, 17, 3086-3093, 1999.

44. Mäkela PH, käyhty H, Leino T, Auranen k, Peltola H, Ekström N, Eskola J. Long-term persistence of immunity after immunization with Haemophilus influenzae type b conjugate vaccine. Vaccine, 22, 287-292, 2003.

45. Mcheyzer-Williams LJ, McHeyzer-Williams MG. Antigen-specific memory B cell develop-ment. Annu Rev Immunol, 23, 487-513, 2005.

46. Medzhitov R, Janeway Jr C. Innate immu-ne recognition: mechanisms and pathways. Immunol Rev, 173, 89-97, 2000.

47. Ministério da Saúde, Fundação Nacional de Saúde, CENEPI. Secretaria de Estado da Saúde de São Paulo, Informes Técnicos Insti-tucionais, Brazil, 2009.

48. Mitchison NA. The carrier effect in the secondary response to hapten-protein con-jugates. I. Measurement of the effect with transferred cells and objections to the local environment hypothesis. Eur J Immunol, 1, 10-17, 1971.

49. Molesworth AM, Thomson MC, Connor SJ, Cresswell MP, Morse AP, Shears P, et al. Where is the meningitis belt? Defining an area at risk of epidemic meningitis in Africa. Trans R Soc Trop Med Hyg, 96:242–9, 2002.

50. Mond JJ, Lees A, Snapper CM. T cell-independent antigens type 2. Annu Rev Im-munol, 13:655-692, 1995.

51. Morley SL, Pollard AJ. Vaccine prevention of meningococcal disease, coming soon? Vaccine, 20:666-687, 2002.

36

52. Nascimento DAR. Otimização do proces-so de obtenção, separação e purificação das vesículas de membrana externa de Neisseria meningitidis sorogrupo B. Dissertação (Mes-trado Profissional em Tecnologia de Imuno-biológicos) – Instituto Oswaldo Cruz, Funda-ção Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, 2007.

53. Noronha CP, Struciner CJ, Halloran ME. Assessment of the direct effectiveness of BC meningococcal vaccine in Rio de Janeiro, Brazil: a case control study. Int J Epidemiol, 24, 1050-1057, 1995.

54. Obaro, S.k. Confronting the pneumococ-cus: a target shift or bullet change? Vaccine, 19, 1211-1217, 2001.

55. Pawlowski A, källenius G, Svenson SB. Preparation of pneumococcal capsular poly-saccharide–protein conjugate vaccines utiliz-ing new fragmentation and conjugation tech-nologies. Vaccine, 18:1873–85, 2000.

56. Peltola H. Worldwide Haemophilus in-fluenzae type b disease at the beginning of the 21st century: Global analysis of the dise-ase burden 25 years after the use of the poly-saccharide vaccine and a decade after the advent of conjugates. Clin Microbiol Rev, 13, 302-317, 2000.

57. Pettersson A, Poolman JT, Van der Ley P, Tommassen J. Response of Neisseria menin-gitidis to iron limitation. Antonie Van Leeuwe-nhoek, 71, 129-136, 1997.

58. Pichichero ME. Meningococcal conjuga-te vaccines. Expert Opin Biol Ther, 5, 1475-1489, 2005.

59. Pichichero ME, Casey J, Blatter M et al. Comparative trial of the safety and immu-nogenicity of quadrivalent (A, C, y, W-135) meningococcal polysaccharide- diphtheriae conjugate vaccine versus quadrivalent po-lysaccharide vaccine in two- to ten-year-old chidren. Pediatr Infect Dis J, 24, 57-62, 2005.

60. Pollard AJ, Galassini R, Van der Voort EMR, Booy R, Langford P, Nadel S, Ison C, kroll JS, Poolman J, Levin M. Humoral im-mune response to Neisseria meningitidis in children. Infect Immun, 67, 2441-2451, 1999a.

61. Pollard AJ, Galassini R, Rouppe EM, Van der Voort EMR, Hibberd M, Booy R Langford P, Nadel S, Ison C, kroll JS, Poolman J, Levin M. Cellular immune response to Neisseria me-ningitidis in children. Infect Immun, 67, 2452-2463, 1999b.

62. Pollard, A.J. Global epidemiology of me-ningococcal disease and vaccine efficacy. Pe-diatr Infec Dis J, 23, S274-S279, 2004.

63. Pollard AJ, Frasch CE. Development of natural immunity to Neisseria meningitidis. Vaccine, 19, 1327-1346, 2001.

64. Poolman, J.T. Development of a menin-gococcal vaccine. Infect Agents Dis, 4, 13-28, 1995.

65. Poolman JT, Hopman CTP, zanem HC. Immunogenicity of meningococcal antigens as detected in patient sera. Infect Immun, 40, 383-406, 1983.

66. Poolman JT, Van der Ley PA, Tommassen J. Surface structures and secreted products of meningococci. In: Meningococcal Disease. Cartwright, k. (Ed.), Chichester, John Wiley & Sons, 1995. p.21-34.

67. Puumalainen T, Ekstrom N, zeta-Cape-ding R, Ollgren J, Jousimies k, Lucero M, Nohynek H, kayhty H. Functional antibodies elicited by an 11-valent diphtheria-tetanus toxoid-conjugated pneumococcal vaccine. J Infect Dis, 187, 1704-1708, 2003.

68. Ramsay ME, Andrews N, Troter C et al. Herd immunity from meningococcal serogroup C conjugate vaccination in England: database analysis. Br Med J, 326, 365-366, 2003.

69. Rappuoli R. Conjugates and reverse vac-cinology to eliminate bacterial meningitis. Vac-cine, 19, 2319-2322, 2001.

70. Richmond P, kaczmarski E, Borrow R, Findlow J, Clark S, Mccann R, Hill J, Barker M, Miller E. Meningococcal C polysaccharide vaccine induces immunologic hyporesponsi-veness in adults that is overcome by menin-gococcal C conjugate vaccine. J Infect Dis, 181, 761-764, 2000.

71. Riedo Fx, Plikaytis BD, Broome CV. Epi-demiology and prevention of meningococcal disease. Pediatr. Infect Dis J, 14, 643-657, 1995.

72. Rosenstein NE, Perkins BA, Stephens DS. The changing epidemiology of meningococcal disease in the United States, 1992-1996. J In-fect Dis, 180, 1894-1901, 1999.

73. Rosenstein NE, Perkins BA, Stephens DS, Popovic T, Hughes JM. Meningococcal Disea-se. N Engl J Med, 344, 1378-1388, 2001.

74. Ross SC, Densen P. Complement defi-ciency states and infection: epidemiology, pathogenesis and consequences of neisse-rial and other infections in an immune defi-ciency. Medicine (Baltimore), 63, 243-273, 1984.

75. Ross SC, Rosenthal PJ, Berberich HM, Densen P. killing of Neisseria meningitidis by human neutrophils: implications for normal and complement deficient individuals. J Infect Dis, 155, 1266-1275, 1987.

76. Rubinstein LJ, García-Ojeda PA, Michon F, Jennings HJ, Stein kE. Murine immune res-ponses tp Neisseria meningitidis group C cap-sular polysaccharide and a thymus-dependent toxoid conjugate vaccine. Infect Immun, 66, 5450-5456, 1998.

77. Salleras I, Dominguez A, Cardenoza N. Dramatic decline of serogroup C meningococ-cal disease in Catalonia (Spain) after a mass vaccination campaing with meningococcal C conjugated vaccine. Vaccine, 21, 729-733, 2003.

78. Santos GF, Deck RR, Donnelly J, Bla-ckwelder W, Granoff DM. Importance of com-plement source in measuring meningococcal bactericidal titers. Clin Diagn Lab Immunol., 8, 616-623, 2001.

79. Saxena M, DI Fabio JL. Salmonella typhi O-polysaccharide-tetanus toxoid conjugated vaccine. Vaccine, 12, 879-884, 1994.

80. Scherp HW, Rake G. Studies on menin-gococcal infection. xIII. Correlation between antipolysaccharide and the antibody which protects mice against infection with type I me-ningococci. J Exp Med, 81, 85-92, 1945.

81. Schnnerson R, Barrera O, Sutton A, Ro-bbins JB. Preparation, characterization and immunogenicity of Haemophilus influenzae type b polysaccharide-protein conjugates. J Exp Med, 152, 361-376, 1980.

82. Silveira IAFB, Bastos RC, Neto MS, La-ranjeira AP, Assis EF, et al. Characteriza-tion and immunogenicity of meningococcal group C conjugate vaccine prepared using hydrazide-activated tetanus toxoid. Vaccine, 25:7261–70, 2007.

83. SInAn/SVS/MS - Sistema nacional de Agravos notificáveis, Secretaria de Vigilância em Saúde do Ministério da Saúde, Rev Saúde Pública, 39, 139-140, 2005.

37

84. Snape MD, Pollard AJ. Meningococcal polysaccharide-protein conjugate vaccines. Lancet Infect Dis, 5, 21-30, 2005.

85. Snapper CM, Rosas FR, kehry MR, Mond JJ, Wetzler LM. Neisserial porins may provi-de critical second signals to polysaccharide-activated murine B cells for induction of im-munoglobulin secretion. Infect Immun, 65, 3203-3208, 1997.

86. Stephens DS. Uncloaking the meningo-coccus: dynamics of carriage and disease. Lancet, 353, 941-942, 1999.

87. Swartley JS, Marfin AA, Edupuganti S, Liu L-J, Cieslak P, Perkins B, Wenger JD,

Stephens DS. Capsule switching of Neisse-ria meningitidis. Proc Natl Acad Sci USA, 94, 271-276, 1997.

88. Timen A Van Steenbergen JE. Meningitis group C vaccination campaing in the Nether-lands. Eur. J Pub Health, 12, 22-23, 2002.

89. Trotter CL, Andrews NJ, kaczmarski EB et al. Effectiveness of meningococcal serogroup C conjugate vaccine 4 years after introduc-tion. Lancet, 364, 365-367, 2004.

90. Vedros nA. genus 1 Neisseria. In: Bergey’s manual of systematic bacteriol-ogy. krieg, N.R. (Ed), Baltimore, Williams & Wilkins, 1984. p.290-229.

91. Wang Jy, Chang AHC, Guttormsen H-k, Rosas AL, kasper DL. Construction of desig-ner glycoconjugate vaccines with size-specific oligosaccharide antigens and site-controlled coupling. Vaccine, 21, 1112-1117, 2003.

92. World Health Organization. Requirements for meningococcal polysaccharide vaccine. Technical report series, No. 658. Geneva: World Health Organization :29, 1981.

93. World Health Organization. Recommen-dations for the production and control of meningococcal group C conjugate vaccines. WHO Technical Report, Series 924, 2004.

38

Em 2009 a Sociedade Brasileira de Microbiologia implantou o Selo de Aprovação SBM, com o objetivo de promover a aprovação de produtos sanitariamente adequados quanto à presença de microrganismos. Em paralelo ao Selo, foi criado o Departamento de Avaliação de Produtos pela SBM, responsável pelas análises e pesquisas dos produ-tos, incluindo as embalagens e informações ao consumidor.

A aprovação do produto começou a ser uma exigência do mercado e os fabricantes passaram a se preocupar mais em adequar sua produção e seus produtos dentro de parâmetros qualitativos e com preços competitivos. O programa de aprovação da SBM visa certificar produtos quanto a sua qualidade microbiológica e/ou sua capacidade ger-micida.

O processo de aprovação pela SBM segue um programa internacional, cujas diretri-zes emanam da Organização Mundial de Saúde.

O primeiro produto a receber o Selo de Aprovação da SBM foi o Dettol® produzido pela empresa Reckitt-Benckiser nas formas de sabonete em barra, sabonete líquido e gel anti-séptico. Este selo foi concedido após avaliação de parecer técnico-específico emitido por especialistas indicados pela SBM.

APROvADO PELA SBM CONfIANÇA NA qUALIDADE

DO PRODUTO

Como solicitar o Selo SBM

As empresas interessadas em encaminhar seus produtos para avaliação do programa de aprovação da SBM devem: - Enviar carta à Sociedade Brasileira de Microbiologia e solicitar que o produto, fabricado ou comercializado no Brasil seja analisado

para receber o Selo de Aprovação SBM; - Também é preciso enviar estudos já realizados sobre o produto, como análises, pesquisas e formulação, além de informações

adicionais que houver; - Caso a comissão de avaliação achar necessário, novos testes em laboratórios credenciados poderão ser solicitados.

Depois do envio deste material, o SBM firma com a empresa solicitante um protocolo de pesquisa, informando os objetivos, procedi-mentos e tempo de estudo. A realização dos ensaios dura entre 30 a 90 dias e todas as análises realizadas, materiais e equipamentos utilizados obedecem a normas específicas para cada produto. Sendo o produto aprovado, deverá a Empresa assinar um Contrato que rege todos os pontos do relacionamento com a SBM.

Para tornar possível mais essa atividade da SBM, foi realizado um convênio de parceria com empresa tradicional em proficiência, a Controllab.

Para obtenção de maiores esclarecimentos entre em contato com:sbm@sbmicrobiologia.org.br

SBM IN FOCO - A fORMA DIRETA DE fALAR COM OS MICROBIOLOGISTAS.

Apresentamos o plano de comercialização para 4 edições da Revista Microbiologia in Foco.

Periódico da Sociedade Brasileira de Microbiologia, com tiragem de 2000 exemplares e distribuição gratuita. Revista de informação e divulgação sobre temas em bacteriologia, micologia e virologia nas várias áreas de abrangência da Microbiologia: ambiental, agrí-cola, básica, de alimentos, industrial, médica humana e veterinária e oral.

A revista ainda conta com espaços para divulgação de consensos, agenda científica, atualidades e oportunidades de trabalho.

Venha fazer parte deste veículo de informação atualizada!

Atenciosamente,Marina Baquerizo Martinez e Carlos P. Taborda - Editores

Sociedade Brasileira de Microbiologia

página inteira

21 x 28 cm1/2 página

18 x 12 cmPara anunciar entre em contato com José Jair Cagnotto:E-mail: financeiro@sbmicrobiologia.org.br

Telefone: (11) 3813-9647 ou 3037-7095

WWW.SBMICROBIOLOGIA.ORG.BR

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Agenda in Foco

I Simpósio Brasileiro sobre Meningites BacterianasData: 01/04/2011 à 02/04/2011. Local: Centro de Convenções Frei Caneca São Paulo, SP – Brasil.

26º Congresso Brasileiro de MicrobiologiaData: 02/10/2011 à 06/10/2011.Local: Rafain Palace Hotel e Convention Center Foz do Iguaçu, PR – Brasil.

xxI Congresso Latino-Americano de MicrobiologiaData: 28/10/2012 à 01/11/2012

Local: Mendes Convention Center – Santos, SP – Brasil

xI International Meeting on ParacoccidioidomycosisData: 01/05/2011 à 04/05/2011.Local: Hotel Fazendo Mazzaropi – Taubaté, SP – Brasil.

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Coodernadora: Dra. Marina Baquerizo MartinezProfa. Titular da fCf-uSP

Graduados em •Biologia •Farmácia •MedicinaVeterinária •Biomedicina •EngenhariadeAlimentos •Medicina •EngenhariaQuímica •Odontologia

Público Alvo

Especialização

Interessados em atuar na área de microbiologia de alimentos, ambiental, industrial e clínica.

Seleção: Ficha de inscrição e Envio de currículo

Duração: 18 meses, aulas quinzenais, sextas-feiras das 19:00 a 23:00 horas e sábados das 9:00 as 18:00 horas

Carga Horária Total: 760 horas

Aperfeiçoamento

Profissionais que atuam na área de microbiologia de alimentos, ambiental, industrial e clínica. E queiram aprimorar seus conhecimentos específicos.

Seleção: Ficha de inscrição e Envio de currículo

Duração: 8 meses, aulas quinzenais, sextas-feiras das 19:00 a 23:00 horas e sábados das 9:00 as 18:00 horas

Carga Horária Total: 180 horas

www.sbmicrobiologia.org.brAv. Prof. Lineu Prestes 2415 ICB III | Cidade Universitária | São Paulo | SP | CEP: 05508-000

Tel: 11 3037-7095 | 11 3813-9647 | curso@sbmicrobiologia.org.br

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Especial

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Sociedade Brasileira de MicrobiologiaAv. Prof. Lineu Prestes, 2415ICB III – Sala SBMCep: 05759-230 São Paulo, SP – BrasilTel.: 3813-9647 / 3037-7095Ramal USP: 3091-7979E-mail: sbm@sbmicrobiologia.org.brSite: www.sbmicrobiologia.org.br

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Caros Congressistas,

É com grande satisfação que a Sociedade Brasilei-ra de Microbiologia está organizando o I Simpósio Brasileiro sobre Meningites Bacterianas destinado, sobretudo, para microbiologistas, epidemiologistas, sanitaristas, médicos (infectologistas e pediatras), bio-médicos, farmacêuticos e outros profissionais de Saúde que atuam em laboratórios de referência, instituições de pesquisa, laboratórios de saúde pública, além de estu-dantes de pós-graduação e residentes. É uma oportuni-dade única para reunir os membros da nossa sociedade para debater o progresso científico sobre meningite bac-teriana, um grave problema de saúde pública no Brasil. O objetivo principal deste simpósio é discutir a mening-ite bacteriana em todos os seus aspectos e, portanto,

a diversidade dos temas tratados será imensa. O simpósio será composto por três conferências e seis mesas redondas que abordarão o histórico das meningites, a situação epidemiológica no Brasil e a vacinação contra os três principais agentes bacterianos. Serão discutidas estratégias de prevenção e controle, enfocando as vacinas disponíveis, vacinas em desenvolvimento e estudo de novos alvos vacinais.

O Comitê Organizador do Congresso, representado pela Dra. Leila Carvalho Campos e pelo Dr. Waldir Pereira Elias Junior, ambos representantes da área de Microbiologia Médica da Sociedade Brasileira de Microbiologia está trabalhando intensamente para oferecer um grande evento. Esperemos que o evento proporcione oportunidade para que todos se conheçam e formem novas amizades.

Esperamos que ao final do simpósio tenha sido efetivada intensa difusão dos conhecimentos entre profis-sionais que atuam na área de tratamento, diagnóstico e prevenção das meningites bacterianas no Brasil, além do fornecimento de uma base científica para o planejamento e execução de novas linhas de pesquisa sobre as meningites bacterianas e seus principais agentes bacterianos e interação entre os diversos profissionais de saúde no intercâmbio de informações e transferência de metodologias para o estudo das meningites bacterianas. Esperamos ainda que os conhecimentos adquiridos auxiliem a adoção de medidas do impacto das intervenções vacinais e forneçam subsídios para que as autoridades nacionais adotem estratégias de prevenção e controle das meningites bacterianas no Brasil.

Aproveitem esta oportunidade tanto para compartilhar conhecimento quanto para apreciar a interação com seus colegas e amigos.

Expressamos aqui o nosso agradecimento a todos os palestrantes e convidados que gentilmente abriram espaço em suas agendas para participarem das discussões que terão curso durante o Simpósio. Suas presenças abrilhantarão o evento e darão às atividades programadas o grau de profundidade científica e profissional tão necessária à área da Microbiologia Médica.

Será uma honra para nós ter sua presença neste importante evento e esperamos vê-lo em São Paulo!Em nome da Comissão Organizadora, desejo a todos as boas vindas!

CARTA DE BOAS vINDAS

Adalberto Pessoa JúniorPresidente da Sociedade Brasileira de Microbiologia

45

DIRETORIA SBM

Presidente da SBMAdalberto Pessoa Junior, FCF-USP/SP

Vice PresidenteAlexandre Soares Rosado, UFRJ-RJ

1º Secretário

Carla Taddei de Castro Neves, USP-SP

2º SecretárioLauro Santos Filho, UFPB-PB

1º Tesoureiro

Carlos Pelleschi Taborda, USP-SP

2º Tesoureiro Patrícia Silva Cisalpino, UFMG-MG

SECRETARIA ADMINISTRATIvAWellington MaruchiJosé Jair CagnottoRiccardo Moraes

Tífani Luri Nissato Hanashiro

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COMISSÃO ORgANIzADORA E CIENTífICA

Leila Carvalho Campos Coordenação Geral

Pesquisadora em Saúde Pública, Laboratório de Patologia e Biologia Molecular, Centro de Pesquisas Gonçalo Moniz, Fundação Oswaldo Cruz, Salvador, BA

Adalberto Pessoa JúniorPresidente da Sociedade Brasileira de Microbiologia

Professor Titular, Departamento de Tecnologia Bioquímico-Framacêutica, Faculdade de Ciências Farmacêuticas, Universidade de São Paulo, São Paulo, SP

Waldir Pereira Elias Junior Representante da área de Microbiologia Médica da Sociedade Brasileira de MicrobiologiaPesquisador Científico VI, Laboratório de Bacteriologia, Instituto Butantan, São Paulo, SP

Akira Homma Presidente do Conselho Político e Estratégico

Instituto de Tecnologia em Imunobiológicos da Fundação Oswaldo Cruz Bio-Manguinhos/FIOCRUZ, Rio de Janeiro, RJ

Joice Neves ReisProfessora Adjunta, Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Faculdade de Farmácia, Universidade Federal da Bahia, Salvador, BA

Maria Cristina de Cunto BrandileonePesquisadora Científica VI, Seção de Bacteriologia, Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP

47

INfORMAÇÕES gERAIS

CRACHáS

É indispensável o uso de crachás para aceso às Atividades . O crachá é pessoal e intransferível.

CERTIfICADOSSerão conferidos “Certificados de Participação” a todos os participan-

tes inscritos no Encontro. Os mesmos deverão ser acessados online, para impressão, na seção CERTIFICADOS em sua área restrita

RECIBO

Após a confirmação do pagamento pela Instituição Financeira será disponibilizado na área restrita do inscrito com assinatura digita. A data de emissão do recibo será a mesma data do pagamento da inscrição.

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8:00 h – Abertura

8:30 h – 9:10 h – Conferência 1 Histórico das Meningites no BrasilDr. José Cássio de Moraes (Departamento de Medicina Social, Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo, São Paulo, SP)

9:15 h – 9:55 h – Conferência 2 Situação Epidemiológica das Meningites Bacterianas no BrasilDr. Eduardo Hage (Diretor da Divisão de Epidemiologia, Secreta-ria de Vigilância em Saúde do Ministério da Saúde, Brasília, DF)

Sistema Nacional de Vigilância Epidemiológica das MeningitesDra. Camile de Moraes (Secretaria de Vigilância em Saúde do Ministério da Saúde, Brasília, DF)

10:00 h – 10:30 h – Coffee-Break

10:35 h – 12:25 h – Mesa Redonda 1 Streptococcus pneumoniae Coordenadora: Dra. Maria Cristina de C. Brandileone (Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP)

· Carga da doença pneumocócica na infância- Dra. Ana Lu-cia S. S. de Andrade (Instituto de Patologia Tropical e Saúde Pública, Universidade Federal de Goiás, Goiânia, GO)

· Epidemiologia do Streptococcus pneumoniae no perío-do pré-vacinal em Salvador: da Colonização à Meningi-te. Dra. Joice Neves Reis (Faculdade de Farmácia, UFBA / FIOCRUZ, Salvador, BA)

· Panorama atual de Streptococcus pneumoniae no Bra-sil. Dra. Maria Cristina de C. Brandileone (Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP)

12:30 h – 13:55 h – Almoço

14:00 h – 16:20 h – Mesa Redonda 2Neisseria meningitidis Coordenadora: Dra. Ana Paula S. Lemos (Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP)

PROGRAMAÇÃO DO I SIMPóSIO BRASILEIRO DE

MENINGITES BACTERIANASDIA 1º DE ABRIL DE 2011 (SExTA-fEIRA)

· Importância dos estudos de colonização para a vigilân-cia da N. meningitidis- Dra. Ana Belén Ibarz Pavon (Orga-nização Panamericana da Saúde / Argentina)

· Epidemiologia da Meningite Meningocócica na Bahia – Dra. Soraia Machado Cordeiro (Centro de Pesquisas Gon-çalo Moniz, FIOCRUZ, Salvador, BA)

· Epidemiologia Molecular da Doença Meningocócica no Rio Grande do Sul - Dra. Luciana Weidlich (Laboratório de Bioquímica, Centro de Ciências Biológicas e da Saúde, Cen-tro Universitário UNIVATES, Lajeado, RS)

· Evolução e Distribuição Atual dos Complexos Clonais e Variantes Antigênicas da Neisseria meningitidis B no Brasil - Dr. Ivano R. V. de Filippis Capasso (Instituto Nacio-nal de Controle de qualidade em Saúde, Departamento de Microbiologia, FIOCRUz, RJ)

16:25 h – 16:55 h - Coffee-Break

17:00 – 18:50 - Mesa Redonda 3Haemophilus influenzaeCoordenadora: Dra. Joice Neves Reis (Faculdade de Farmácia, UFBA/FIOCRUz, Salvador, BA)

· Panorama Atual da Doença por H. influenzae, Aspectos Laboratoriais e Resistência aos Antimicrobianos. Dra. Ro-semeire Cobo Zanella (Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP)

· Impacto da introdução da vacina conjugada contra o H. Influenzae tipo b (Hib) na prevenção da meningite pelo Hib - Dr. Guilherme de Sousa Ribeiro (Instituto de Saúde Coletiva, UFBA / FIOCRUZ, Salvador, BA)

· Meningite por Haemophilus influenzae sorotipo não b na Bahia: aspectos moleculares e evolução clínica dos pacientes. Dra. Josilene Borges T. L. Matos (Departamento de Ciências da Bio-interação, Instituto de Ciências da Saú-de, UFBA, Salvador, BA)

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9:00 h – 10:20 h – Mesa Redonda 4Quadro Clínico e Tratamento das Meningites BacterianasCoordenador: Dr. Roberto Focaccia (Instituto de Infectologia Emílio Ribas, São Paulo, SP)

· Quadro Clínico das Meningites Bacterianas - Dr. Eitan N Berezin (Faculdade de Ciências Médicas da Santa Casa de São Paulo, São Paulo, SP)

· Tratamento das Meningites Bacterianas - Dra. Cristiana Maria Costa Nascimento de Carvalho (Departamento de Pe-diatria, Escola de Medicina, UFBA, Salvador, BA)

10:25 h – 10:55 h - Coffee-Break

11:00 h – 12:50 h - Mesa Redonda 5Diagnóstico Laboratorial das Meningites Bacterianas: Técnicas Clássicas, Novas Estratégias de Diagnóstico Coordenadora: Dra. Lucia Martins Teixeira (UFRJ, RJ)

· Bacteriologia das Meningites - Dra. Maria Cecília Outeiro Gorla (Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP)

· Diagnóstico Molecular das Meningites - Dra. Lucila Okuyama Fukasawa (Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, SP)

· Multiplex-PCR como instrumento de diagnóstico e tipa-gem de Streptococcus pneumoniae - Dra. Lucia Martins Teixeira (Departamento de Microbiologia Médica, Instituto de Microbiologia Prof. Paulo de Góes, Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, RJ)

12:55 h – 14:25 h – Almoço

14:30 hs – 15:10 h – Conferência 3Vacinação contra agentes etiológicos das meningites Dr. Brendan Flannery (Organização Panamericana da Saúde / Brasil)

15:15 h – 15:45 h – Coffee-Break

15:50 h – 18:10 h – Mesa Redonda 6VacinasCoordenador: Dr. Akira Homma (Instituto de Tecnologia em Imunobiológicos da Fundação Oswaldo Cruz – Bio-Manguinhos/FIOCRUZ, Rio de Janeiro, RJ)

· Imunogenicidade de vacinas contra meningococo soro-grupos B e C- Dra Lucimar Gonçalves Milagres Departa-mento de Microbiologia, Imunologia e Parasitologia, Univer-sidade do Estado do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, RJ

· Estágio atual de desenvolvimento de vacinas menin-gocócicas no Brasil– Dra. Ellen Jessouroun (Instituto de Tecnologia em Imunobiológicos da Fundação Oswaldo Cruz – Biomaguinhos/FIOCRUZ, Rio de Janeiro, RJ)

· Experiência Clínica em Estudos de Fase I com Vacinas Meningocócicas Brasileiras - Dr. Reinaldo de Menezes Martins(Instituto de Tecnologia em Imunobiológicos da Fun-dação Oswaldo Cruz – Biomaguinhos/FIOCRUZ, Rio de Ja-neiro, RJ)

· Vacinas proteicas contra Streptococcus pneumoniae: propostas de antígenos e adjuvantes - Dra Maria Leonor Sarno de Oliveira (Instituto Butantan, São Paulo, SP)

DIA 2 DE ABRIL DE 2011 (SáBADO)

Os sócios da SBM têm direito a descontos especiais nos eventos promovidos ou patrocinados pela SBM . Para usufruir do desconto de associado em nossas atividades é imprescindivel estar anuente a dois anos consecutivos com a sociedade. Além disso, têm acesso livre à revista científica Brazilian Journal of Microbiology (BJM e que se destina à publicação de trabalhos de pesquisa originais, notas breves e revisões, envolvendo todos os aspectos da Microbiologia. É considerada uma das revistas científicas mais importantes do nosso país. O BJM tem uma política muito severa de avaliação dos trabalhos submetidos à publicação, sendo cada manuscrito avaliado por pelo menos dois revisores criteriosamente selecionados.

A revista Microbiologia in Foco tem o objetivo de promover o intercâmbio de informações científicas entre os associados, publi-cando os autores nacionais de expressão. Adota o mesmo critério de avaliação e excelência que a SBM sempre adotou. Enviaremos o último número da Microbiologia in Foco a todos os novos asso-ciados, após sua efetiva associação, um exemplar da revista, no

período composto entre os dias 05 e 10. Nos meses seguintes, os associados receberão regularmente os novos números publicados da revista.

Fique sócio da SBM. Veja informações no site: www.sbmicrobiologia.org.br Lembre-se: um sócio da SBM integra a maior e mais represen-

tativa associação da comunidade científica que atua na microbio-logia nacional.

Valores para associaçãoCategoria de Sócio .............................................. Anuidade 2011Aluno de Graduação ..................................................R$ 80,00Aluno de Pós-Graduação (Mestrado e Doutorado) ............................................ R$ 130,00Aluno de Pós-Doutorado ........................................... R$ 160,00Profissional ............................................................... R$ 190,00

FIQUE SÓCIOFIQUE SÓCIO

Representantes de ÁreaRepresentantes de Área

Biênio 2010-2011

SBM 2010-2011

PresidenteAdalberto Pessoa Junior, USP-SP

Vice PresidenteAlexandre Soares Rosado, UFRJ-RJ

1º SecretárioCarla Taddei de Castro Neves, USP-SP

2º SecretárioLauro Santos Filho, UFPB-PB

1º TesoureiroCarlos Pelleschi Taborda, USP-SP

2º TesoureiroPatrícia Silva Cisalpino, UFMG-MG

Conselho FiscalBernadette G. Franco, USP-SP

Sergio E. L. Fracalanza, UFRJ-RJAgnes Marie Sá Figueiredo, UFRJ-RJ

Coleções de CulturaLara D. Salete, UNICAMP-SPCarlos Augusto Rosa, UFMG

EnsinoAlexandre Lourenço, UNIP/UNISA/FMU-SPMarcela Pellegrini Peçanha, PUC/UNESP

Infecção HospitalarAna Lúcia Darini, USP-SPAfonso Luis Barth, UFRGS

Microbiologia de AlimentosBernardete G. Franco, USP-SPRicardo Souza Dias, FUNED-MG/Metodista de Minas

Microbiologia AmbientalIrma Grivera, USP-SPRicardo Henrique kruger, UnB

Microbiologia ClínicaElizabeth de Andrade Marques, RJJorge Luiz Mello Sampaio, Fleury-SP

Microbiologia IndustrialJosé Gregório, USP-SPEleni Gomes, UNESP-Rio Preto

Microbiologia MédicaLeila Carvalho Campos, FIOCRUz-BAWaldir P. Elias Jr, Instituto Butantan-SP

MicologiaCélia Maria de Almeida Soares, UFG-GOMarcio Rodriges, UFRJ-RJ

MicotoxinasMarta Taniwashi, ITAL-SPMyrna Sabino, Instituto Adolfo Lutz-SP

Parasito-HospedeiroSandro R. de Almeida, USP-SPDario Simões zamboni, USP-SP

Microbiologia do SoloItamar Soares de Melo, Embrapa-SPMariangela Hungria, Embrapa-PR

Microbiologia VeterináriaWalter Lilenbaum, UFF-RJOdir Antônio Dallagostin, UFPel

VirologiaMaurício L. Nogueira, FAMERP-SPLuciana Barros de Arruda, UFRJ-RJ

Genética de Microrganismos e BioinformáticaVasco Ariston de Carvalho Azevedo, UFMG-MGArtur Luiz da Costa Silva, UFPA

FOmEntO

PrOmOÇÃO E OrgAnIzAÇÃO