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Universidade Federal do Rio Grande do NorteCentro de Tecnológia

Programa de Pós-Graduação em Engenharia mecânicaDoutorado Acadêmico em Engenharia Mecânica

Obtenção de nanocelulose por hidrólise ácida eenzimática de fibras de algodão de resíduo de

tecido tingido com corante índigo

Luciani Paola Rocha Cruz Barros

Natal-RN

Agosto de 2017

Luciani Paola Rocha Cruz Barros

Obtenção de nanocelulose por hidrólise ácida eenzimática de fibras de algodão de resíduo de tecido

tingido com corante índigo

Tese de doutorado apresentada ao Programade Pós-Graduação em Engenharia mecânicado Centro de Tecnológia da UniversidadeFederal do Rio Grande do Norte comorequisito parcial para a obtenção do grau deDoutora em Engenharia Mecânica.

Orientador

Dr. José Daniel Diniz Melo

Coorientador

Dr. José Heriberto Oliveira do Nascimento

PPGEM – Programa de Pós-Graduação em Engenharia mecânicaCT – Centro de Tecnológia

UFRN – Universidade Federal do Rio Grande do Norte

Natal-RN

Agosto de 2017

Ao meu grande amor Júnior. Muito obrigada não só pela grande ajuda na realização

desse trabalho, mas, principalmente, por me ensinar a ser uma pessoa melhor. Te amo!!!

Agradecimentos

A Deus por estar sempre me guiando, dando força de vontade e discernimento para

contornar os obstáculos encontrados ao longo do caminho e poder chegar até onde se

deseja.

Ao professor Jose Daniel pela dedicação nas correções e orientações neste período de

aprendizado e por me aceitar a ser sua orientanda mesmo não me conhecendo. Obrigada

pela paciência, por compreender minhas dificuldades e ajudar a superá-las.

Ao professor José Heriberto pela sua ajuda, incentivo e amizade no desenvolvimento

desse projeto.

Agradeço a professora Gorete Ribeiro e ao Professor Everaldo Silvino que abriram as

portas do LEB com muito carinho. Nunca vou esquecer!

Aos Professores do departamento de Engenharia têxtil, que sempre incentivam meu

desenvolvimento e crescimento acadêmico, em especial aos professores Rasiah Ladchuma-

nandasivam, Kesia Karina, Marcos Silva e Michelle Feitor.

A todos os meus colegas do Laboratório de Engenharia Têxtil e Engenharia Bioquí-

mica pelas sugestões, apoio e pelas horas agradáveis no laboratório. Em especial, aos meus

amigos queridos Sergio, Pedro, Felipe e Rodrigo pela ajuda tão importante durante esta

pesquisa. Muito obrigada pela parceria, por escutar minhas reclamações, choros e por me

fazerem sorrir. Adorei conhecer vocês.

Ao técnico responsável pelo laboratório de caracterização de materiais, Igor Zumba,

fica meu sincero agradecimento por toda a ajuda concedida, pela prontidão em caracterizar

minhas amostras e pela atenção que sempre me dispensou. Vou lembrar sempre.

Aos meus pais pelas lições de amor, honestidade e humildade. Amo vocês.

Meu muito obrigada a meu marido Júnior, por todo carinho, dedicação e acima de

tudo amor que foi imprescindível durante esta pesquisa. Tenho certeza que foi só por amor

que não se cansou de me ouvir falar em nanocristais de celulose, te amo!

Aos meus filhos, Leonardo e Maria Luiza, pelo sorriso de cada dia que me dá força e

inspira na busca de novos conhecimentos. Vocês são minha vida, meu tudo.

Aos meus irmãos, tias, primos e sobrinhos pelo apoio durante todo o meu trabalho,

incentivando-me a sempre ir em frente e mantendo firme a idéia de que um dia todo o

esforço será recompensado.

Aos amigos Rubens e Iris pela torcida, amizade e partilhas durante este trabalho.

A Capes pelo apoio financeiro.

Penso no que faço, com fé. Faço o que devo fazer, com amor. Eu me esforço para ser

cada dia melhor, pois bondade também se aprende. Mesmo quando tudo parece desabar,

cabe a mim decidir entre rir ou chorar, ir ou ficar, desistir ou lutar; porque descobri, no

caminho incerto da vida, que o mais importante é o decidir.

Cora Coralina

Resumo

Nanocristais de celulose são nanoestruturas derivados da celulose, que é um recurso reno-

vável e abundante na natureza. Por apresentarem uma combinação de propriedades como

alta resistência mecânica e módulo de elasticidade, superfície reativa e biodegradabilidade,

esses materiais têm recebido grande interesse para aplicações que incluem desde reforço

em materiais poliméricos, embalagens alimentares, a aplicações na área farmacêutica. A

produção de celulose nanométrica a partir de fibras de algodão tem sido relatada em vários

trabalhos publicados na literatura. O objetivo desta pesquisa foi estudar a obtenção de

nanocelulose a partir do resíduo de tecido de fibra de algodão tingido com corante índigo,

devido possuir alto conteúdo de celulose, pelas vias de hidrólise ácida e enzimática. Na-

nocelulose foi obtida com e sem a realização de pré-tratamento para remoção do corante

e os efeitos do pré-tratamento nas características da nanocelulose foram avaliados. Na

hidrólise ácida, foram avaliadas duas condições de tratamento para isolamento de nano-

cristais de celulose: concentrações de ácido sulfúrico de 55% m/m a 60◦C ou 65% m/m a

45◦C, com tempos de 30 e 60 min. Na hidrólise enzimática foram estudadas as influências

do tipo de complexo enzimático (Trichoderma reesei ATCC 26921 ou Aspergillus fumi-

gatus), o tempo (0 a 48h) e a carga enzimática (7,5 ou 12 FPU). As suspensões obtidas

após hidrólise foram caracterizadas pelas técnicas de potencial zeta, microscopia de força

atômica, microscopia eletrônica de transmissão, espectrofotometria de infravermelho, di-

fração de raios X, análise termogravimétrica, açúcares redutores totais e cromatografia

líquida de alto desempenho. Os resultados comprovaram a obtenção de nanocelulose a

partir do tecido de algodão tingido com corante índigo, tanto no processo via hidrólise

ácida, como no de via enzimática. As imagens de microscopia indicaram nanocristais de

celulose com formato alongado (agulhas) a partir da hidrólise ácida. No caso da hidrólise

enzimática, as imagens mostraram a presença de nanocelulose com formato esférico. A

hidrólise ácida realizada na condição de 65% a 45◦C e tempo de 60 min resultou em nano-

cristais com menor comprimento e diâmetro, tanto para o tecido pré-tratado como para o

sem pré-tratamento. Com relação a hidrólise enzimática, a realização de pré-tratamento

não alterou significativamente as características das estruturas micro e nanocristalina. O

tamanho médio das nanoceluloses obtidas foram na faixa de 80 a 230nm. Os resultados

do processo de hidrólise enzimática indicam que as melhores conversões de celulose em

glicose ocorreram utilizando o complexo enzimático produzido por Trichoderma reesei

ATCC 26921 com carga de enzima de 12 FPU e tempo de hidrólise de 48h. Este trabalho

demonstrou que nanocristais de celulose podem ser obtidos a partir do tecido de algodão

tingido com corante índigo, sem a necessidade de pré-tratamento para remoção do co-

rante, e as características dos nanomateriais obtidos dependem do processo de hidrólise

utilizado.

Palavras-chave: nanocristais de celulose, corante índigo, tecido de algodão, hidrólise ácida,

hidrólise enzimática.

Abstract

Cellulose nanocrystals are nanomaterials derived from cellulose, which is a renewable and

abundant resource in nature. Due to combination of properties such as high mechanical

strength and modulus of elasticity, reactive surface and biodegradability, these materials

have received great attention for applications ranging from reinforcement in polymeric

materials, food packaging, to applications in the pharmaceutical area. The production of

nanometric cellulose from cotton fibers has been reported in several works published in

the literature. The objective of this research was to study the production of nanocellu-

lose from indigo-dyed cotton fibers from waste fabric, via acid and enzymatic hydrolysis

routes. Nanocellulose was obtained with and without pre-treatment for dye removal and

the effects of the pre-treatment on the characteristics of the nanocellulose were evaluated.

For the acid hydrolysis, two treatment conditions for the isolation of cellulose nanocrys-

tals were evaluated: sulfuric acid concentrations of 55% m / m at 60◦C and 65% m/m

at 45◦C, for 30 and 60 min. For the enzymatic hydrolysis, the influence of enzyme com-

plex type (Trichoderma reesei ATCC 26921 and Aspergillus fumigatus), time (0 to 48h)

and enzymatic load (7.5 and 12 FPU) were studied. The suspensions obtained after hy-

drolysis were characterized by the techniques of zeta potential, atomic force microscopy,

transmission electron microscopy, infrared spectrophotometry, X-ray diffraction, thermo-

gravimetric analysis, total reducing sugars and high performance liquid chromatography.

The results demonstrated that nanocellulose was obtained from indigo dyed cotton fi-

bers, in both processing routes evaluated: via acid and enzymatic hydrolysis. Microscopy

images indicated needle shaped celulose from the acid hydrolysis. For the enzymatic hy-

drolysis, the images showed the presence of nanocellulose with spherical shape. The acid

hydrolysis carried out at 65% at 45◦C for 60 min resulted in nanocrystals of smaller length

and diameter, both for the pretreated fabric and the fabric without pretreatment. For the

enzymatic hydrolysis, the pretreatment did not affect significantly the characteristics of

the micro and nanocrystalline structures. The average size of the nanocellulose obtained

was in the range of 80 to 230 nm. The results of the enzymatic hydrolysis suggest that

the best cellulose to glucose conversions occurred using the enzymatic complex Tricho-

derma reesei ATCC 26921 with enzymatic load of 12 FPU and hydrolysis time of 48h.

In summary, this study demonstrated that cellulose nanocrytals can be obtained from

indigo-dyed cotton fibers from waste fabric, without the need for pretreatment for dye

removal, and the characteristics of the nanomaterials obtained depend on the hydrolysis

process used.

Keywords : cellulose nanocrystals, indigo dye, cotton fabric, acid hydrolysis, enzymatic

hydrolysis.

Lista de figuras

1 Etapas do processo produtivo têxtil de forma simplificada . . . . . . . . p. 31

2 Fio 100% algodão tingido com corante índigo. (FIGUEIREDO; CAVAL-

CANTE, 2010) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 32

3 Estrutura molecular de um corante têxtil. A- pertence ao grupo cromó-

foro e B – estrutura de fixação á fibra (ZANONI; CARNEIRO, 2001). . . . p. 33

4 Estrutura molecular do corante índigo blue (GŁOWACKI et al., 2012) . . p. 34

5 Redução química da espécie índigo a forma leucoíndigo (PASCHOAL;

TREMILIOSI-FILHO, 2005) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 34

6 Algodoeiro (Gossypium hirsutum L.) (EMBRAPA, 2011) . . . . . . . . . p. 36

7 Organização mais comum de uma fibra vegetal (SILVA; D’ALMEIDA, 2009) p. 37

8 Estrutura da celulose formada pela união de moléculas de glicose (uma

hexose) através de ligações β-1,4-glicosídicas, seus grupos terminais re-

dutores e não redutores. (KLOCK et al., 2005) . . . . . . . . . . . . . . . p. 38

9 Reaçoes de hidrólise da celulose. R e R’ são as semicadeias do polímero de

celulose. A ligação em zig-zag representa a ligação β-D (1-4) glicosídica.

(RABELO et al., 2010) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 39

10 Estrutura parcial hipotética de uma lignina. (FENGEL; WEGENER, 1983) p. 41

11 Mecanismo de hidrólise ácida. Fonte: (RINALDI; SCHÜTH, 2009) . . . . . p. 44

12 Evolução dos custos da celulase ao longo dos anos (DEAN et al., 2006). . p. 47

13 Representação esquemática da ação catalítica do complexo enzimático

(celulase) sobre a celulose (OGEDA; PETRI et al., 2010) . . . . . . . . . . p. 48

14 Ação das celulases no algodão (SARAVANAN; VASANTHI; RAMACHAN-

DRAN, 2009) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 49

15 Estrutura de uma celobiohidrolases em destaque. Á esquerda, o domínio

catalítico, mostrando uma cadeia de celulose no seu interior. Á direita,

adsorção a um cristalito de celulose do domínio de ligação ao substrato,

através dos três resíduos de tirosina (setas) (WOEHL, 2009). . . . . . . p. 49

16 Estrutura de uma endoglucanase, mostrando o domínio catalítico em

forma de fendas (setas) (WOEHL, 2009). . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 50

17 Ação sinérgica do complexo celulásico de Trichoderma sp. na hidrólise

da celulose. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 51

18 Ação da celulase em tecido de fibra de algodão com corante índigo (SA-

RAVANAN; VASANTHI; RAMACHANDRAN, 2009). . . . . . . . . . . . . . p. 53

19 Nanocristais de celulose unidos de forma a compor as microfibrilas (SILVA;

D’ALMEIDA, 2009) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 54

20 Etapas executadas durante a metodologia experimental . . . . . . . . . p. 57

21 Descrição do sistema utilizado na hidrólise ácida. . . . . . . . . . . . . p. 59

22 Fotografia dos Nanocristais de celulose (NCC) dispersos em água A -

NCC obtidos a partir de tecido com corante e B - NCC obtidos a partir

de tecido pré-tratado. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 60

23 Incubadora rotativa utilizada na hidrólise enzimática . . . . . . . . . . p. 61

24 Suspensão da hidrólise enzimática após 6 horas de reação de hidrólise

enzimá- tica A - celulose nanocristalina obtida a partir de tecido com

corante utilizando enzima comercial; B - celulose nanocristalina obtida

a partir de tecido com corante utilizando enzima não comercial; C -

celulose nanocristalina obtida a partir de tecido pré-tratado utilizando

enzima comercial; D - celulose nanocristalina obtida a partir de tecido

pré- tratado utilizando enzima não comercial. . . . . . . . . . . . . . . p. 61

25 Evolução do aspecto físico do tecido durante pré-tratamento A: Tecido

Índigo Acabado; B: após adição de hidrossulfito e hidróxido de Sódio; C

e D: após adição de hipoclorito de sódio. . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 66

26 Imagens de MEV da fibra de algodão: (A) tingido; (B) Pré-tratado . . p. 67

27 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidrólise

ácida do tecido de fibra de algodão com corante índigo em diferentes

condições A – Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 30 minutos à 60◦C; B –

Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 60 minutos à 60◦C; C – Hidrólise ácido

sulfúrico (65%) 30 minutos 45◦C; D – Hidrólise ácido sulfúrico (65%) 60

minutos 45◦C. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 71

28 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidrolise

ácida do tecido pré-tratado em diferentes condições A – Hidrólise ácido

sulfúrico (55%) 30 minutos à 60◦C; B – Hidrólise ácido sulfúrico (55%)

60 minutos à 60◦C; C – Hidrólise ácido sulfúrico (65%) 30 minutos 45◦C;

D – Hidrólise ácido sulfúrico (65%) 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . . . p. 72

29 Micrografias de Microscopia Eletrônica de Transmissão (MET) obtidos

após hidrólise ácida do tecido de fibra de algodão com corante índigo

em diferentes condições A – Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 30 minutos a

60◦C; B - Hidrólise ácido sulfúrico (55%) 60 minutos a 60 C; C - Hidró-

lise ácido sulfúrico (65%) 30 minutos 45◦C; D - Hidrólise ácido sulfúrico

(65%) 60 minutos 45 C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 74

30 Micrografias de Microscopia Eletrônica de Transmissão (MET) obtidos

após hidrólise ácida do tecido de fibra de algodão pré-tratado em diferen-

tes condições a e b – Hidrólise ácido sufúrico (55%) 60 minutos à 60◦C;

c e d - Hidrólise ácido sufúrico (65%) 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . p. 75

31 Resultados de FTIR em transmitância (esquerda: gráficos sobrepostos e

direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão com corante

e após hidrólise ácida em diferentes condições: A – tecido com corante, B

– hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise ácido sulfúrico

55% 60 minutos, D hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise

ácido sulfúrico 65% 60 minutos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 78


direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré- tratado

e após hidrólise ácida em diferentes condições: A – tecido pré-tratado, B –

hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise ácido sulfúrico 55%

60 minutos, D – hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise


33 Difratogramas (esquerda: gráficos sobrepostos e direita: gráficos separa-

dos) do tecido de fibra de algodão com corante índigo e nanocristais de

celulose após hidrólise ácida em diferentes condições. A – tecido com co-

rante; B – hidrólise H2SO4 55% 30 minutos 60◦C; C – hidrólise H2SO455% 60 minutos 60 C; D – hidrólise H2SO4 65% 30 minutos 45◦C; E –

hidrólise H2SO4 65% 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 82


dos) do tecido de algodão pré-tratado e nanocristais de celulose após

hidrólise ácida em diferentes condições. A – tecido pré-tratado; B – hi-

drólise H2SO4 55% 30 minutos 60◦C; C – hidrólise H2SO4 55% 60 minutos

60◦C; D – hidrólise H2SO4 65% 30 minutos 45◦C; E – hidrólise H2SO465% 60 minutos 45◦C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 83

35 Análise termogravimétrica (esquerda:TG e direita: DTG): A - tecido com

corante, B – hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise ácido

sulfúrico 55% 60 minutos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 84

36 Análise termogravimétrica (esquerda: TG e direita: DTG): A - tecido

com corante, D – hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise


37 Análise termogravimétrica (esquerda: TG e direita: DTG): A + tecido

pré-tratado, B – hidrólise ácido sulfúrico 55% 30 minutos, C – hidrólise

ácido sulfúrico 55% 60 minutos. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 85

38 Análise termogravimétrica (esquerda: TG e direita: DTG): A - tecido

pré-tratado, D – hidrólise ácido sulfúrico 65% 30 minutos, E – hidrólise


39 Concentração de açúcares redutores totais do tecido com corante índigo

durante a hidrólise enzimática com enzima comercial Trichoderma reesei

e não-comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88

40 Concentração de açúcares redutores totais do tecido pré-tratado durante

a hidrólise enzimática com enzima comercial Trichoderma reesei e não-

comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 89

41 Conversão celulósica durante o processo de hidrólise do tecido com co-

rante índigo com enzima comercial Trichoderma reesei e não-comercial

Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 90

42 Conversão celulósica em glicose (%) durante o processo de hidrólise do te-

cido pré-tratado com enzima comercial Trichoderma reesei e não-comercial

Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 91

43 Concentração de açúcares redutores do tecido com corante índigo durante

a hidrólise com enzima não comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . p. 92

44 Concentração de açúcares redutores do tecido com corante índigo durante

a hidrólise com enzima comercial Trichoderma reesei A - (7,5 FPU) B -

(12 FPU) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 92

45 Concentração de açúcares redutores do tecido pré-tratado durante a hi-

drólise com enzima não-comercial Aspergillus fumigatus. . . . . . . . . . p. 93

46 Concentração de açúcares redutores do tecido pré-tratado durante a hi-

drólise com enzima comercial Trichoderma reesei A - (7,5 FPU) B - (12

FPU) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 93

47 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidas após hidro-

lise enzi- mática do tecido de fibra de algodão com corante índigo em

diferentes condições A – Hidrólise enzima comercial (7,5 FPU) 24h; B –

Hidrólise enzima comercial (12 FPU) 24h; C – Hidrólise enzima comercial

(12 FPU) 48h. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 95

48 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidro-

lise enzimática do tecido de fibra de algodão pré-tratado em diferentes

condições A – Hidrólise enzima comercial (7,5 FPU) 24h; B – Hidrólise

enzima comercial (7,5 FPU) 48h; C – Hidrólise enzima comercial (12

FPU) 6h; D - Hidrólise enzima comercial (12 FPU) 24h; E - Hidrólise

enzima comercial (12 FPU) 48h . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 96

49 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidro-

lise enzimática do tecido de fibra de algodão tingido com corante índigo

em diferentes condições A – Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5

FPU) 24h; B – Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5 FPU) 48h. . p. 98

50 Imagens de Microscopia de Força Atômica (MFA) obtidos após hidrolise

enzimática do tecido de fibra de algodão pré-tratado em diferentes con-

dições A – Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5 FPU) 24h; B –

Hidrólise enzima Aspergillus fumigatus (7,5 FPU) 48h. . . . . . . . . . p. 98



índigo e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 7,5

FPU em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido com corante índigo, B

– hidrólise enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise

enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 99


direita: gráficos separados) para o tecido de algodão com corante índigo

e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 12 FPU

em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido com corante índigo, B –

hidrólise enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise

enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 100


direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré-tratado

e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 7,5 FPU

em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido pré-tratado, B – hidrólise

enzimática (6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise enzimática

(48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 100


direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré- tratado

e após hidrólise enzimática (Trichoderma reesei ATCC26921) 12 FPU

em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido pré-tratado, B – hidrólise


(48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 101



índigo e após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU

em diferentes tempos de hidrólise: A – tecido com corante, B – hidrólise


(48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 103


direita: gráficos separados) para o tecido de fibra de algodão pré-tratado e

após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU em diferen-

tes tempos de hidrólise: A – tecido pré-tratado, B – hidrólise enzimática

(6h), C – hidrólise enzimática (24h), D – hidrólise enzimática (48h). . . p. 104


dos) do tecido de fibra de algodão com corante índigo e celulose nano-

cristalina após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921

7,5 FPU em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido com corante; B

– hidrólise enzimática (6h); C hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise

enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 107



cristalina após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921

12 FPU em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido com corante; B

– hidrólise enzimática (6h); C –hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise

enzimática (48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 107


dos) do tecido de fibra de algodão pré-tratado e da celulose nanocristalina

após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921 7,5 FPU

em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido pré-tratado; B –hidrólise

enzimática (6h); C –hidrólise enzimática (24h); D –hidrólise enzimática

(48h).. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 108


dos) do tecido de fibra de algodão pré-tratado e da celulose nanocristalina

após hidrólise enzimática com Trichoderma reesei ATCC26921 12 FPU

em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido pré-tratado; B –hidrólise


(48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 108



cristalina após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU

em diferentes tempos de hidrólise. A – tecido com corante; B –hidrólise


(48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 110


dos) do tecido de fibra de algodão pré-tratado e celulose nanocristalina

após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus 7,5 FPU em dife-

rentes tempos de hidrólise. A – tecido pré-tratado; B – nanocelulose -

hidrólise enzimática (6h); C – nanocelulose - hidrólise enzimática (24h);

D – nanocelulose - hidrólise enzimática (48h) . . . . . . . . . . . . . . . p. 111

63 Análise termogravimétrica (esquerda:TG e direita: DTG): A - tecido com

corante índigo, B – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comer-

cial 12 FPU/6h), C – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo co-

mercial 12 FPU/24h), D – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo

comercial 12 FPU/48h). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 112

64 Análise termogravimétrica (esquerda:TG e direita: DTG): A - tecido pré-

tratado, B – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comercial 12

FPU/6h), C – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comercial 12

FPU/24h), D – nanocelulose - hidrólise enzimática (complexo comercial

12 FPU/48h) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 113

Lista de tabelas

1 Conteúdo médio de celulose. (KLOCK et al., 2005). . . . . . . . . . . . . p. 39

2 Dimensões dos nanocristais de acordo com a origem da celulose (HABIBI;

LUCIA; ROJAS, 2010). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 55

3 Quantificação dos componentes do tecido de algodão tingido e Pré-Tratado p. 68

4 Resultados de comprimento, diâmetro, fator de forma e potencial zeta de

nano-cristais de celulose obtidos a partir do tecido com corante. . . . . p. 69

5 Resultados de comprimento, diâmetro, fator de forma e potencial zeta de

nanocristais de celulose obtidos a partir do tecido pré-tratado. . . . . . p. 69

6 Resultados de comprimento, diâmetro e fator de forma dos nanocristais

de celulose obtidos a partir do tecido com corante. . . . . . . . . . . . . p. 76

7 ResultadosResultados de comprimento, diâmetro e fator de forma dos

nanocristais de celulose obtidos a partir do tecido pré-tratado. . . . . . p. 76

8 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido com corante

índigo e os nanocristais de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 80

9 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido pré-tratado

e os nanocristais de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 80

10 Valores de temperatura da decomposição de cada evento térmico . . . . p. 85

11 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido de fibra de al-

godão tingido com corante índigo e celulose nanocristalina após hidrólise

enzimática Trichoderma reesei ATCC26921). . . . . . . . . . . . . . . . p. 105

12 Valores de índice de cristalinidade calculados para o tecido de fibra de

algodão pré-tratado e celulose nanocristalina após hidrólise enzimática

(Trichoderma reesei ATCC26921) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 106


algodão com corante índigo após hidrólise enzimática com Aspergillus

fumigatus. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 109


algodão pré-tratado após hidrólise enzimática com Aspergillus fumigatus. p. 109

15 Valores de temperatura da decomposição de cada evento térmico. . . . p. 112

16 Valores de temperatura da decomposição de cada evento térmico . . . . p. 113

Lista de siglas e símbolos

NCC – nanocristais de celulose

v/v – volume/volume

NREL – Nacional Renewable Energy Laboratory

(%)Ext – percentual de extraíveis

m/v – massa/volume

FPU – Atividade enzimática em Unidades de Papel Filtro

MEV – Microscopia Eletrônica de Varredura

PZ – Potencial Zeta

MFA – Microscopia de Força Atômica

MET – Microscopia Eletrônica de Transmissão

FTIR – Espectroscopia na Região do Infravermelho

DRX – Difração de Raios-X

θ – Ângulo de incidência na difração de Raio-X

IC(%) – percentual do Índice de Cristalinidade

I002 – Intensidade do pico no plano cristalográfico 002 (2θ, 22,6◦)

Iam – Intensidade do vale entre os picos dos planos cristalográficos 002 e 001

TG – Análises Termogravimétricas

CLAE – Cromatografia Líquida de Alta Eficiência

ARTs – Açúcares Redutores Totais

DNS – Ácido 3,5-Dinitrosalicílico

Microscópia Eletrônica de Varredura (MEV)

Sumário

1 Introdução p. 25

2 Objetivos p. 28

2.1 Objetivo Geral . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 28

2.2 Objetivos Específicos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 28

2.3 Contribuições Científicas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 29

3 Fundamentação Teórica p. 30

3.1 Cadeia Têxtil . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 30

3.2 Corantes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 32

3.2.1 Tipos de Corantes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 32

3.2.2 Índigo Blue . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 33

3.3 Fibras Lignocelulósicas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 35

3.3.1 Fibras Vegetais . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 35

3.3.2 Celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 36

3.3.3 Hemicelulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 40

3.3.4 Lignina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 40

3.4 Hidrólise das fibras de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 41

3.4.1 Hidrólise ácida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 42

3.4.1.1 Hidrólise ácida X Corante índigo . . . . . . . . . . . . p. 46

3.4.2 Hidrólise Enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 46

3.4.2.1 Hidrólise enzimática X Corante índigo . . . . . . . . . p. 52

3.5 Nanocristais de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 53

4 Materiais e Procedimentos p. 56

4.1 Materiais . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 56

4.2 Procedimentos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 56

4.2.1 Pré-Tratamento: remoção do corante índigo do tecido . . . . . . p. 57

4.2.2 Caracterização lignocelulósica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 58

4.2.3 Hidrólise ácida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 59

4.2.4 Hidrólise enzimática . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 60

4.2.5 Caracterização físico-química da celulose nanocristalina . . . . . p. 62

4.2.5.1 Microscopia Eletrônica de Varredura . . . . . . . . . . p. 62

4.2.5.2 Potencial Zeta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 62

4.2.5.3 Microscopia de Força Atômica . . . . . . . . . . . . . . p. 63

4.2.5.4 Microscopia Eletrônica de Transmissão . . . . . . . . . p. 63

4.2.5.5 Espectroscopia na Região do Infravermelho . . . . . . p. 63

4.2.5.6 Difração de Raios-X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 63

4.2.5.7 Análise Termogravimétricas . . . . . . . . . . . . . . . p. 64

4.2.5.8 Cromatografia Líquida de Alta Eficiência . . . . . . . . p. 64

4.2.5.9 Açúcares Redutores Totais . . . . . . . . . . . . . . . . p. 64

5 Resultados e Discussão p. 66

5.1 Caracterização do tecido de fibra de algodão tingido e pré-tratado . . . p. 66

5.1.1 Pré-tratamento . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 66

5.1.2 Microscópia Eletrônica de Varredura . . . . . . . . . . . . . . . p. 67

5.1.3 Composição química . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 67

5.2 Hidrólise ácida do tecido de fibra de algodão com corante índigo e pré-

tratado . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 68

5.2.1 Caracterização dos nanocristais . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 68

5.2.1.1 Morfologia, dimensão e fator de forma dos nanoscristais

de celulose . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 68

5.2.1.2 Microscopia Eletrônica de Transmissão . . . . . . . . . p. 73


5.2.1.4 Difração de Raios X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 80

5.2.1.5 Análises Termogravimétricas . . . . . . . . . . . . . . p. 83

5.3 Hidrólise enzimática de tecido de fibra de algodão com corante índigo e

pré-tratado . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88

5.3.1 Caracterização dos nanocristais . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88

5.3.1.1 Açúcares Redutores Totais . . . . . . . . . . . . . . . . p. 88

5.3.1.2 Conversão celulósica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 90

5.3.1.3 Morfologia e dimensão dos nanoscristais de celulose . . p. 94


5.3.1.5 Difração de Raios X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . p. 105

5.3.1.6 Análises Termogravimétricas . . . . . . . . . . . . . . p. 111

6 Conclusões p. 116

7 Trabalhos Futuros p. 118

Referências p. 119

25

1 Introdução

A economia global hoje depende muito dos derivados de petróleo e sua exploração

não é sustentável a longo prazo. As fontes de energia não renováveis têm um impacto

ambiental considerável (NIKOLIĆ et al., 2017). Elas devem ser substituídas por recursos

naturais de forma que se possa cumprir o requisito para o desenvolvimento sustentável

(MORIANA; VILAPLANA; EK, 2016b; CHEN et al., 2012).

O uso de biopolímeros para o desenvolvimento sustentável e preservação ambiental

tornou-se muito presente nos últimos 20 anos, devido às suas diversas vantagens, incluindo

a ampla disponibilidade, renovabilidade e a biocompatibilidade principalmente quando

comparada a seus homológos sintéticos (MIRI et al., 2015). A celulose é o biopolímero

mais abundante da terra. Além disso, é um recurso renovável e atraente para satisfazer a

demanda de redução do impacto ambiental, oferecendo uma enorme vantagem no custo

de produção com propriedades físicas e químicas desejáveis (QIAO et al., 2016). As plantas

produzem cerca de 180 bilhões de toneladas de celulose por ano em nível mundial, tornando

este polissacarídeo o maior reservatório de carbono no mundo (FESTUCCI-BUSELLI; OTONI;

JOSHI, 2007).

Dentre as fontes de celulose, as fibras e resíduos de algodão destacam-se em com-

paração com outros materiais lignocelulósicos devido ao alto teor de celulose e pequena

quantidade de lignina (NIKOLIĆ et al., 2017; GUPTA; VERMA, 2015). Diferentes resíduos de

algodão são gerados a partir da fase inicial até a fase final do processo têxtil para a pro-

dução de tecidos (NIKOLIĆ et al., 2017). Dentre estes, destacam-se pela sua alta produção,

tecidos de fibra de algodão com corante índigo que não alcaçaram os padrões de qualidade

exigidos para comercialização e as peças de vestuário que são descartadas após uso em

lixões e aterros sanitários. O aproveitamento desses resíduos, além de reduzir o impacto

ambiental, contribui para a sua utilização em alternativas tecnológicas mais viáveis.

Dentre as alternativas para aproveitamento destes resíduos, destacam-se a produção de

etanol de segunda geração, celulose microcristalina e nanocristais de celulose (MEYABADI

26

et al., 2014). Os NCC têm despertado grande interesse no campo da nanotecnologia, tanto

na indústria como na academia devido a sua baixa densidade (cerca de 1,566 gcm-3),

enorme área superficial específica (estimada em várias centenas de m2g-1), abundância de

grupos hidroxilas (proporciona locais ativos para ligação química com matrizes poliméricas

ou contribui para a possibilidade de modificação química), natureza altamente cristalina,

capacidade de reforço, menor custo de produção em relação a nanofibras de vidro e carbono

(BOUJEMAOUI et al., 2015; TAN et al., 2015; SHANMUGANATHAN et al., 2010; DUFRESNE,

2003; MORIANA; VILAPLANA; EK, 2016a).

Estes materiais podem encontrar aplicações em embalagens alimentares, farmacêutica,

eletrônica e reforço em materiais poliméricos devido à significativa melhoria das propri-

edades (mecânicas, barreira e ópticas) dos materiais em escala nanométrica (KAMAL;

KHOSHKAVA, 2015; MORIANA; VILAPLANA; EK, 2016b; TAN et al., 2015).

No contexto de obtenção de nanocristais a partir de materiais lignocelulósicos podem-

se citar alguns trabalhos realizados conforme destacado a seguir.

(LU; HSIEH, 2010) estudaram a obtenção de nanocristais de celulose a partir do al-

godão. Os resultados mostram suspensões homogêneas e estáveis devido a introdução de

cargas negativas na superfície dos nanocristais gerados pelo ácido sulfúrico. Estes au-

tores obtiveram nanocristais na forma de agulhas e esferas como produto da hidrólise

ácida. Conclui-se que a hidrólise ácida foi eficaz para produzir estruturas nanocristalinas

com cargas de superficie, o que o tornam materiais promissores para serem utilizados em

diversas aplicações.

Outro estudo (CHEN et al., 2012) concentrou-se em fibras de algodão naturais pré-

tratadas com dimetilsulfóxido (DMSO), hidróxido de sódio (NaOH), e tratamento ultras-

som, que foram hidrolisadas pela enzima celulase de Trichoderma viride G a fim de obter

nanocristais de celulose. A pesquisa demonstrou que houve um intumescimento das fibras

após pré-tratamento e que foi favorável à hidrólise enzimática para obtenção de NCC. Os

resultados mostraram que o pré-tratamento influenciou apenas morfologia dos materiais

obtidos após hidrólise enzimática. Fibras de algodão tratadas com DMSO apresentaram

morfologia na forma de agulhas com comprimento entre 70-280 nm e largura (10-40 nm).

Já fibras de algodão tratadas com NaOH e ultrassom produziram nanopartículas esféri-

cas com tamanho 20 nm e 6 nm, respectivamente. Dessa forma, a hidrólise com celulase

pode ser considerada um método promissor para o desenvolvimento verde e sustentável

na obtenção de nanocristais de celulose.

Não se tem registro de nenhum estudo para obtenção de nanocelulose a partir do resí-

27

duo industrial do tecido de fibra de algodão com corante índigo. Logo, torna-se necessário

estudar o efeito da presença do corante no isolamento de celulose nanocristalina.

Essa estrutura celulósica pode ser extraída de plantas. Os principais processos exis-

tentes para a produção de celulose nanocristalina a partir de resíduos lignocelulósicos são:

hidrólise ácida (RANBY, 1951; TEIXEIRA et al., 2010a; MORAIS et al., 2013; ELAZZOUZI-

HAFRAOUI et al., 2007; HABIBI; LUCIA; ROJAS, 2010) e hidrólise enzimática (CHEN et al.,

2012; MEYABADI et al., 2014; TEIXEIRA et al., 2015).

A hidrólise ácida consiste na quebra da região amorfa das moléculas de celulose,

presentes nas fibras, em função da adição de ácido em condições reacionais específicas.

O catalisador ácido utilizado nesse tipo de hidrólise age de maneira rápida no que diz

respeito à conversão da celulose em açucares, e por isso, a reação deve ser controlada. As

principais variáveis que influenciam no processo de hidrólise ácida são: concentração de

ácido, tempo e temperatura (SILVA; D’ALMEIDA, 2009).

A hidrólise enzimática de fibras celulósica é realizada por enzimas chamadas celulases.

Este complexo enzimático (extrato) atua hidrolisando as ligações glicosídicas das molécu-

las de celulose em fragmentos menores (oligossacarídeos, celobiose e/ou glicose), isolando

assim nanopartícula de celulose cristalina (MEYABADI et al., 2014). As principais variáveis

que afetam a hidrólise enzimática são: tipo de enzima, pH, carga enzimática, temperatura

e tempo de tratamento (GEORGE et al., 2011).

Este trabalho está dividido em seis capítulos, iniciando com esta introdução, na qual

faz-se uma descrição geral do tema deste trabalho, seguida dos objetivos e contribuições

científicas. O capítulo 3 traz a revisão da literatura, abordando os aspectos teóricos dire-

tamente relacionados à cadeia têxtil, corante índigo, fibras lignocelulósicas e mecanismos

de hidrólise; O capítulo 4 consta de materiais e procedimentos aplicados a pré-tratamento,

hidrólise ácida, enzimática e técnicas de caracterização. Os resultados obtidos experimen-

talmente são apresentados e discutidos no capítulo 5 e, em seguida, são apresentadas as

conclusões.

28

2 Objetivos

2.1 Objetivo Geral

Estudar a obtenção de nanocelulose a partir do resíduo de tecido de fibra de algodão

tingido com corante índigo, usando hidrólise ácida e enzimática.

2.2 Objetivos Específicos

• Estudar o efeito do pré-tratamento para remoção do corante na obtenção e caracte-rísticas da nanocelulose, a partir do tecido de fibra de algodão tingido com corante

índigo;

• Estudar o efeito do tempo em duas condições de tratamento na hidrólise ácidado tecido de fibra de algodão tingida com e sem pré-tratamento para remoção do

corante;

• Estudar o efeito do tipo de enzima, carga de enzima e tempo de tratamento nahidrólise enzimática do tecido de fibra de algodão tingida com e sem pré-tratamento

para remoção do corante.

29

2.3 Contribuições Científicas

1. Contribuir com dados científicos para o entendimento do efeito do pré-tratamento

na obtenção de celulose nanocristalina por hidrólise ácida e enzimática;

2. Contribuir para o entendimento do efeito do pré-tratamento na composição química

(teor de celulose) do tecido de fibra de algodão com corante índigo em relação a sua

viabilidade como fonte de obtenção de celulose nanocristalina;

3. Apresentar dados científicos do efeito do tempo em duas condições de tratamento

(concentração e temperatura) na obtenção de nanocristais de celulose por hidrolise

ácida, a partir do tecido de fibra de algodão com e sem pré-tratamento para remoção

do corante. Serão fornecidos dados de morfologia, cristalinidade, estabilidade térmica

e grupos funcionais para cada variável estudada na hidrólise ácida;

4. Apresentar dados científicos do efeito do tipo de enzima (comercial produzida por

Trichoderma reesei e não comercial produzida por Aspergillus fumigatus), tempo e

a carga de enzima na obtenção de celulose nanocristalina por hidrólise enzimática,

a partir do tecido de fibra de algodão com e sem pré-tratamento para remoção do

corante. Serão fornecidos dados de conversão de celulose em glicose, morfologia,

cristalinidade, estabilidade térmica e grupos funcionais para cada variável estudada

na hidrólise enzimática.

30

3 Fundamentação Teórica

Neste capítulo são apresentados conceitos fundamentais e uma revisão da literatura

sobre obtenção de nanocelulose, destacando os processos de hidrólise ácida e enzimática.

Inicialmente, é apresentada uma visão geral da cadeia têxtil com ênfase no corante índigo.

Em seguida as fibras lignocelulósicas são discutidas, onde foram abordados tópicos sobre

fibras vegetais, celulose, hemicelulose e lignina. Os principais processos de hidrólise de

fibras lignocelulósicas são também descritos, destacando a hidrólise ácida e enzimática.

Por fim, as principais características e propriedades da nanocelulose são apresentadas.

3.1 Cadeia Têxtil

A estrutura da cadeia têxtil inicia-se com a matéria-prima que são as fibras têxteis.

Cada fibra possui suas características e propriedades, sejam as dimensões de suas cadeias

moleculares, cristalinidade, cor, massa específica, hidrofilicidade e muitas outras que vão

conferir ao tecido aplicações diversas (NETO; PITA, 1996).

Esta matéria prima é transformada em fio no processo de fiação. O fio é um agrupa-

mento de fibras lineares ou filamentos, que formam uma linha contínua com características

têxteis. Dentre as principais características têxteis dos fios, destacam-se a resistência me-

cânica e flexibilidade (ARAÚJO; CASTRO, 1987).

A etapa seguinte é a preparação para a tecelagem, onde os fios serão urdidos, isto

é, reunidos em um mesmo comprimento e tracionados, para serem enrolados em carre-

téis e engomados. Para tecidos denim (tecido de fibra de algodão tingido com corante

índigo), a fase de preparação para a tecelagem inclui a etapa de tingimento dos fios de

urdume utilizando o corante índigo. O tecido denim foi a matéria-prima utilizada para

desenvolvimento desse estudo.

Estes fios seguem para a tecelagem onde são produzidos os tecidos planos. Posteri-

ormente esses tecidos são processados em uma etapa de beneficiamento com o objetivo

31

de melhorar as características físico-químicas dos substratos. Estes processos e etapas são

definidos de melhorar as características físico-químicas dos substratos. Estes processos e

etapas são definidos de acordo com as necessidades de aplicação. A Figura 1 ilustra de

forma simplificada as etapas do processo têxtil para a produção de tecido de fibra de

algodão tingido com corante índigo.

Figura 1: Etapas do processo produtivo têxtil de forma simplificada

O tecido denim é um material à base de fios de fibras naturais lignocelulósicas (algo-

dão), produzido pelo entrelaçamento de um conjunto de fios de urdume e outro conjunto

de fios de trama, formando um ângulo de 90◦ (ARAÚJO; CASTRO, 1987; RODRIGUES, 1996).

Os fios de urdume deste tecido são tingidos com corante índigo. O tecido índigo tem como

principal característica seu princípio de fixação do corante na fibra, realizado por meio

de um processo de redução do tamanho da molécula do corante através de alcalinidade e

oxidação desse corante por meio do oxigênio, que faz as moléculas se fixarem na superfície

das fibras (RODRIGUES et al., 2006). A Figura 2 mostra um fio 100% algodão tingido com

corante índigo.

32

Figura 2: Fio 100% algodão tingido com corante índigo. (FIGUEIREDO; CAVALCANTE,2010)

3.2 Corantes

3.2.1 Tipos de Corantes

As cores são resultado da absorção de radiação eletromagnética na faixa da luz visível

e estão relacionadas com comprimentos de onda particulares. O vermelho, por exemplo,

corresponde à faixa entre 610 a 700 nm, e o azul, de 430 a 485 nm (SALEM, 2010). Os

compostos orgânicos podem absorver radiação eletromagnética. Porém, a absorção de

radiação na faixa da luz visível deve-se à presença de grupos cromóforos, ligações duplas

conjugadas na estrutura dos compostos. Estruturalmente, um dos únicos aspectos comuns

a praticamente todos os corantes é a presença de um ou mais anéis benzênicos. Com essa

propriedade, os químicos podem criar substâncias ou misturas de substâncias (corantes)

com as mais variadas cores e com os mais variados empregos.

Corantes e pigmentos orgânicos podem ser definidos como substâncias intensamente

coloridas que aplicadas a um material lhe conferem cor. Os corantes compreendem dois

componentes principais (Figura 3): o grupo cromóforo, responsável pela cor que absorve

a luz solar, e o grupo funcional que permite a fixação nas fibras do tecido (MORAES;

FREIRE; DURAN, 2000). A fixação da molécula do corante a essas fibras geralmente é

feita em solução aquosa e pode envolver basicamente quatro tipos de ligações: ligação

iônica, de hidrogênio, de van der waals e covalentes (SALEM, 2010). Os corantes podem

ser classificados de diferentes formas, pela maneira como se ligam às fibras têxteis, pela

sua estrutura química ou com base na sua solubilidade (GUPTA et al., 2009).

33

Figura 3: Estrutura molecular de um corante têxtil. A- pertence ao grupo cromóforo e B– estrutura de fixação á fibra (ZANONI; CARNEIRO, 2001).

De acordo com o modo de fixação, os principais grupos de corantes são: reativos,

diretos, azoicos, ácidos, básicos, à tina ou à cuba, sulfurosos, dispersos, pré-metalizados

e branqueadores (GUARATINI; ZANONI, 2000). Nesta revisão, o grupo de corantes à cuba

receberá destaque devido o corante índigo fazer parte deste grupo e também por ter sido

utilizado para tingimento do resíduo têxtil usado nesta pesquisa.

Corantes à tina ou à cuba são uma grande e importante classe de corantes baseada nos

índigos, tioindigóides e antraquinóides. O índigo, corante de larga aplicação na indústria

do vestuário devido à sua cor e às propriedades de solidez peculiares, pertence à classe dos

corantes à cuba. Podemos apontar, como principal característica desta classe de corantes,

o fato de ser, em sua forma original, insolúvel em água, não possuindo, portanto, afinidade

por qualquer fibra têxtil. Por isso, para que ocorra o tingimento da fibra é necessário que

seja solubilizado através de uma reação de redução em meio alcalino (forma reduzida

leucoderivado). Na forma reduzida, o corante migra para a fibra, uma vez completa a

migração, o substrato é lavado e o corante é re-oxidado à sua forma insolúvel dentro da

fibra (GUARATINI; ZANONI, 2000).

3.2.2 Índigo Blue

O índigo blue é usado no tingimento de fios de algodão empregados na manufatura

do tecido conhecido como jeans (PASCHOAL; TREMILIOSI-FILHO, 2005). É um composto

azul, que tem ponto de fusão em 390◦ - 392 ◦C. É insolúvel em água, álcoois ou éteres mas

solúvel em clorofórmio, em nitrobenzeno, ou em ácido sulfúrico concentrado. A estrutura

química do índigo corresponde à fórmula C16H10N2O2 e está apresentado na Figura 4.

34

Figura 4: Estrutura molecular do corante índigo blue (GŁOWACKI et al., 2012)

O índigo é obtido somente na sua forma trans, pois ocorrem interações do tipo ponte de

Van der Walls entre os átomos de hidrogênio dos grupo aminas e os átomos de oxigênios

dos grupos carbonilas que conferem uma maior estabilidade à molécula. A forma cis

desta mesma molécula não é obtida devido às interações entre os hidrogênios das aminas

e os oxigênios das carbonilas causando repulsão, gerando um sistema de maior energia e,

portanto, não preferencial, se convertendo invariavelmente na forma trans.

A característica química deste corante é a presença do grupo cetônico (C=O), sendo

este insolúvel em água, mas, quando se altera para a forma reduzida (C–OH), torna-

se solúvel e o corante passa a ter afinidade química pela fibra celulósica (PASCHOAL;

TREMILIOSI-FILHO, 2005). Dessa forma, o processo de tingimento na indústria têxtil ocorre

por meio da reação de oxi-redução, na qual o corante é reduzido à forma leucoíndigo.

Essa forma entra em contato com o tecido, sendo fixada a fibra pela reoxidação com

ar, retornando a forma original do Índigo Blue, colorindo a fibra de azul. A reação de

oxi-redução está apresentada na Figura 5.

Figura 5: Redução química da espécie índigo a forma leucoíndigo (PASCHOAL; TREMILIOSI-FILHO, 2005)

O índigo é o corante mais produzido no mundo (GŁOWACKI et al., 2012), amplamente

utilizado pela indústria têxtil, e como precursor para a síntese de outros corantes de

estrutura química semelhante, classificados como indigóides.

Os resíduos de tecido com corante índigo formado a partir de fibras naturais ligno-

35

celulósicas apresentam grande potencial de uso nas mais variadas aplicações industriais

(produção de bioetanol de segunda geração, celulose microcristalina/ nanocristalina e re-

forço de compósitos), o que torna estas fibras objetos de muitas pesquisas na academia e

indústria.

3.3 Fibras Lignocelulósicas

3.3.1 Fibras Vegetais

Fibras têxteis possuem diversas origens, sendo este um dos critérios usados para a

sua classificação. Desta forma, as fibras podem ser de origem natural sob uma forma que

as tornam aptas para o processamento têxtil, ou de origem não natural, sendo produ-

zidas a partir polímeros naturais transformados pela ação de reagentes químicos (fibras

regeneradas ou artificiais), ou por polímeros obtidos por síntese química (LADCHUMANA-

NANDASIVAM, 2002). Dentre essas fibras, as fibras naturais de origem vegetal merecem

destaque pela sua abundância, baixo custo, biodegradabilidade e renovabilidade. Estas

fibras são produzidas em praticamente todos os países e usualmente são designadas por

biomassa lignocelulósicas. Uma estimativa da FAO (Organização das Nações Unidas para

Agricultura e Alimentação) sugere que, do total de fibras produzidas ao redor do mundo,

cerca de 25 milhões de toneladas é de origem vegetal, tendo como principal destaque o

algodão (SONESSO et al., 2011).

O algodão é uma fibra branca ou esbranquiçada obtida dos frutos de algumas espécies

do gênero Gossypium hirsutum L. (Figura 6) sendo considerado a mais importante das

fibras têxteis (SONESSO et al., 2011). Normalmente é constituída em cerca de 90 a 95%

de celulose, sendo a maior parte restante constituída por ceras, gorduras ou minerais, etc

(SATYAMURTHY et al., 2011; JEIHANIPOUR; TAHERZADEH, 2009; MEYABADI et al., 2014).

36

Figura 6: Algodoeiro (Gossypium hirsutum L.) (EMBRAPA, 2011)

O algodão é uma matéria-prima tradicional para a obtenção de nanocristais de celu-

lose, mas a composição química desses materiais lignocelulósicos não é algo uniforme, ou

seja, varia de uma planta para outra (MORAIS et al., 2013), até mesmo pelo fato de haver a

influência de alguns fatores tais como, idade de colheita, condições de crescimento, parte

da planta escolhida entre outros.

As fibras de celulose podem ser consideradas como substâncias de origem natural

denominadas de fibras naturais lignocelulósicas. Essa biomassa lignocelulósica é definida

como um material complexo formado por essencialmente três componentes orgânicos: ce-

lulose, hemicelulose e lignina. Nas plantas a celulose encontra-se na forma de microfibrilas

embebidas em uma matriz composta de hemicelulose e lignina, cuja função estrutural é

agir como barreira natural à degradação enzimática e/ou microbiana e servir como prote-

ção mecânica (CANILHA et al., 2010). Suas características estruturais estão relacionadas à

natureza da celulose e à sua cristalinidade. A organização mais comum da parede celular

vegetal está representada na Figura 7.

Além destes principais componentes (celulose, hemicelulose e lignina) são encontrados

também compostos inorgânicos e moléculas extraíveis com solventes orgânicos, como pec-

tinas, carboidratos simples, terpenos, alcalóides, saponinas, polifenólicos, gomas, resinas,

gorduras e graxas, entre outros (MARTINS et al., 2011).

3.3.2 Celulose

A celulose, que corresponde isoladamente a aproximadamente 40% de toda reserva

de carbono disponível na biosfera, é a fonte mais abundante deste elemento base dos

componentes orgânicos. Está presente em todas as plantas, desde árvores altamente de-

37

Figura 7: Organização mais comum de uma fibra vegetal (SILVA; D’ALMEIDA, 2009)

senvolvidas até em organismos mais primitivos sendo que seu conteúdo nestas espécies

pode variar de 20 a 99% (RABELO et al., 2010).

Este polímero natural é um homopolissacarídeo linear cuja unidade repetitiva é a

celobiose que é formada pela união de duas moléculas de glicose através de ligações β-1-

4-glicosídicas, de fórmula geral (C6H1005)n, proporcionando crescimento linear de cadeia

macromolecular levando a uma elevada massa molecular, considerável grau de cristalini-

dade, insolubilidade em água e estrutura rígida. Esta unidade repetitiva tem uma estrutura

linear ou fibrosa, que contém seis grupos hidroxila que estabelecem interações do tipo

ligações de hidrogênio intra e intermolecular, como pode ser visto Figura 8.

Devido a essas ligações de hidrogênio, há uma forte tendência da celulose formar cris-

tais que a tornam completamente insolúvel em água e na maioria dos solventes orgânicos.

As ligações de hidrogênio inter e intramoleculares também são responsáveis pela manuten-

ção das redes cristalinas e tornam a celulose resistente a tratamentos químicos e biológicos

(GAMBARATO, 2010).

As zonas cristalinas se alternam com zonas amorfas e apesar da natureza higroscópica

das moléculas individuais de celulose, a adsorção de moléculas de água só é possível nas

zonas amorfas, em função da falta de espaços vazios na estrutura cristalina, que tem alta

38

Figura 8: Estrutura da celulose formada pela união de moléculas de glicose (uma hexose)através de ligações β-1,4-glicosídicas, seus grupos terminais redutores e não redutores.(KLOCK et al., 2005)

densidade de empacotamento (HABIBI; LUCIA; ROJAS, 2010; TEODORO et al., 2011; SILVA,

2009).

Quatro formas cristalinas foram identificadas para celulose, e são designadas como I,

II, III e IV. Cada uma destas formas cristalinas apresenta características físicas e quí-

micas pró-prias, como solubilidade, densidade, ponto de fusão, forma do cristal, além de

proprieda-des ópticas e elétricas (OGEDA; PETRI et al., 2010). Na natureza, celulose I é a

mais abundante e, logo, é chamada de celulose nativa. Celulose II é o polimorfo majoritá-

rio na indústria de processamento de celulose. Esta molécula por ser formada a partir de

regeneração ou mercerização da celulose I, sendo também o alomorfo termodinamicamente

mais estável (OGEDA; PETRI et al., 2010).

A cristalinidade da celulose influencia a sua reatividade, ao controlar o acesso de

compostos químicos ou enzimas aos grupos funcionais e às ligações químicas nas regiões

cristalinas. O grau de cristalinidade da celulose (proporção entre a massa de domínios

cristalinos e a massa total da celulose) e as dimensões típicas são dependentes de sua

origem (LIMA; BORSALI, 2004). A celulose de algodão possui cadeias mais ordenadas,

apresentando cristalinidade de aproximadamente 70%, enquanto a celulose de árvores

39

apresenta índice de cristalinidade ao redor de 40%.

Os grupos hidroxilas são os grupos funcionanis mais abundantes na molécula de ce-

lulose, seguidos pelas ligações acetal que formam o anel das piranoses. A hidrólise e a

oxidação são os processos químicos degradativos mais importantes.

Da hidrólise da celulose obtêm-se polímeros menores, oligossacarídeos com cadeias ter-

minais redutoras e não redutoras (Figura 9) que, após reações mais extensas, decompõem-

se dando origem a celobiose (dissacarídeo redutor) e a glicose.

Figura 9: Reaçoes de hidrólise da celulose. R e R’ são as semicadeias do polímero decelulose. A ligação em zig-zag representa a ligação β-D (1-4) glicosídica. (RABELO et al.,2010)

A celulose constitui o principal material de sustentação das plantas terrestres, pos-

suindo também importância industrial, servindo de matéria-prima para indústrias têxtil e

de papel, dentre inúmeras outras. Fibras longas de celulose podem ser extraídas de certas

plantas com tratamento de purificação relativamente simples, sendo o algodão a principal

entre estas fibras. O linho, cânhamo, juta, sisal, rami são outras fibras de origem celulósica

de importância industrial. A Tabela 1 mostra a variação da quantidade de celulose com

relação ao tipo de fonte de onde a mesma é extraída.

Tabela 1: Conteúdo médio de celulose. (KLOCK et al., 2005).Planta Celulose(%)Algodão 95 - 99Rami 80 - 90Bambo 40 - 50Madeira 40 - 50Musgos 25 - 30

40

3.3.3 Hemicelulose

As hemiceluloses estão intimamente associadas à celulose na parede da célula vegetal

e são compostas por diferentes unidades de açúcares (heteropolissacarídeos), formando

cadeias ramificadas (FENGEL; WEGENER, 1983).

As diferentes unidades de açúcares que formam as hemiceluloses são compostas por

glicose, manose e galactose (hexoses), além da xilose e arabinose (pentoses), podendo

ainda apresentar quantidades variáveis de ácidos urônicos e grupos acetilas em alguns

tipos de vegetais (FARINAS, 2011).

Estas unidades podem ser lineares ou ramificadas, são amorfas e possuem massa mo-

lecular relativamente baixa, o que facilita a adsorção de água contribuindo para intu-

mescimento e flexibilidade das fibras (KLOCK et al., 2005), tornando-a mais facilmente

hidrolisada que a celulose.

O principal açúcar encontrado na maioria das hemiceluloses é a xilose (FENGEL; WE-

GENER, 1983) a qual também pode ser utilizada para produção de etanol (BOMMARIUS

et al., 2008). Xilanas são heteropolissacarídeos compostos por ligações 1,4 de resíduos de

D-xilanopiranosil com ramificações arabinosil e/ou acetil, dependendo do vegetal em que

se encontra (BALAT; BALAT; ÖZ, 2008).

3.3.4 Lignina

A lignina, apresentada na Figura 10, é formada por uma estrutura complexa de uni-

dades de fenilpropano.

A lignina apresenta em sua estrutura inúmeros grupos aromáticos e alifáticos, com

diversos anéis fenilpropânicos substituídos ligados por meio de diferentes tipos de ligações,

como do tipo éter (hidroxilas primárias e secundárias, carbonilas, carboxilas, ésteres e

ligações etilênicas) ou carbono-carbono (FENGEL; WEGENER, 1983; RAMIRES, 2010). A

massa molecular de uma lignina native típica é 20.000 g/mol (FILHO et al., 2007).

Trata-se de uma substância amorfa que durante o desenvolvimento das células é in-

corporada como o último componente na parede, interpenetrando as fibrilas e assim forta-

lecendo e enrijecendo as paredes celulares, conferindo as plantas uma resistência mecânica

(HENDRIKS; ZEEMAN, 2009).

41

Figura 10: Estrutura parcial hipotética de uma lignina. (FENGEL; WEGENER, 1983)

3.4 Hidrólise das fibras de celulose

As fibras de celulose são constituídas de regiões cristalinas altamente ordenadas e

regiões amorfas (desorganizadas), onde as cadeias estão agrupadas de maneira mais irre-

gular. A partir da celulose existem alguns tipos de materiais celulósicos que podem ser

isolados (celulose microcristalina, celulose nanofibrilada e nanocristais de celulose) através

de métodos mecânicos, químicos e biológicos. Os principais métodos são: homogeneizador

de alta pressão (PAAKKO et al., 2007; STELTE; SANADI, 2009), microfluidização (HENRIKS-

SON, 2008), desfibrilação (NOGI et al., 2009), agitação mecânica (CHERIAN et al., 2008),

tratamento enzimático (PAAKKO et al., 2007; HENRIKSSON, 2008; LEE; TERAMOTO; ENDO,

2009; TERAMOTO et al., 2008) e hidrólise ácida (BONDESON; MATHEW; OKSMAN, 2006).

Estudos tem sido realizados utilizando uma combinação desses processos para produzir

nanocelulose com um rendimento elevado.

Entre essas formas de celulose cristalina, nanocristais de celulose (NCC) têm sido

fonte para várias pesquisas devido às suas propriedades intrinsecamente atraentes, como

grande área superficial, fator de forma acima de 10 (comprimento/diâmetro), densidade

em torno 1.52 g/cm3, biocompatibilidade e biodegradabilidade (BOUJEMAOUI et al., 2015).

O processo para isolamento dos nanocristais a partir de matérias primas celulósicas

consiste de várias etapas, tendo início no pré-tratamento da matéria prima, passando pela

42

hidrólise, centrifugação e dispersão da suspensão obtida.

Para melhorar a acessibilidade e a reatividade da fibra de celulose, é essencial criar

locais mais acessíveis através de pré-tratamento mecânico e / ou químico para facilitar a

hidrólise. No pré-tratamento o material é classificado e purificado, caso necessário (TANG

et al., 2015). (HABIBI; DUFRESNE, 2008) pré-trataram fibras de rami com solução de NaOH

2% por 2 h, com o objetivo de purificar o material para facilitar a acessibilidade a cadeia

polimérica e garantir a eficácia da hidrólise.

Duas rotas são frequentemente empregadas para a hidrólise. A primeira é o uso de

hidrólise ácida, e a segunda, hidrólise enzimática. O método mais utilizado para obtenção

de nanocristais tem sido a hidrólise ácida, utilizando principalmente ácido sulfúrico. Nano-

cristais obtidos com esse ácido resultam em suspensões mais estáveis porque apresentam

repulsão eletrostática causada pela presença de grupos sulfatos inseridos na superfície dos

nanocristais após hidrólise ácida (HABIBI; LUCIA; ROJAS, 2010; BELTRAMINO et al., 2015).

Além da hidrólise ácida, algumas abordagens eco-amigáveis, por exemplo, sonicação de

alta intensidade e hidrólise enzimática foram desenvolvidas nas últimas décadas para a

produção de nanocelulose (TANG et al., 2015). De acordo com (BELTRAMINO et al., 2015),

as literaturas são limitadas no que tange as formas de introduzir enzimas no processo de

preparação de nanocelulose.

Nesta revisão da literatura serão abordados tópicos sobre hidrólise ácida e enzimática

das fibras lignocelulósicas. Estes foram os processos escolhidos neste trabalho para isola-

mento de nanocelulose a partir de um resíduo de tecido de fibra de algodão tingido com

corante índigo.

3.4.1 Hidrólise ácida

Os processos de hidrólise ácida de celulose podem ser divididos em duas categorias

distintas: aqueles realizados com soluções concentradas de ácido ou com soluções diluídas.

O processo envolvendo soluções diluídas é o mais antigo, evolve a utilização da biomassa

celulósica suspensa na solução ácida ( 0,1 – 5% v/v ), normalmente sob pressões e altas

temperaturas (180 a 215◦C) (PAULA, 2009), para alcançar taxas aceitáveis de hidrólise

à glicose em tempos relativamente curtos, devido a inacessibilidade dos cristalitos de ce-

lulose. A hidrólise de celulose baseada em ácido diluído tem sido pouco adotada. Esse

processo tem o inconveniente dos açúcares serem decompostos sob condições severas ne-

cessárias para promover a hidrólise da celulose, ou seja, alta temperatura e baixo pH

(XIANG; LEE; TORGET, 2004).

43

O método utilizando soluções concentradas de ácido envolve a biomassa celulósica

suspensa na solução ácida (40-70% v/v) e temperaturas mais baixas (de 25 a 105◦C)

(SILVA; D’ALMEIDA, 2009). O produto solúvel em água proveniente da hidrólise é pronta-

mente hidrolisado a glicose com alto rendimento. Logo, diferente ao processo ácido diluído,

o processo ácido concentrado tem a capacidade de gerar rendimentos maiores de glicose

em baixas temperaturas e pressões, tornando viável o uso de reatores de baixo custo,

desde que sejam feitos de materiais que não sofram corrosão.

Na hidrólise ácida ocorre a destruição dos domínios amorfos da celulose preservando

a parte cristalina. Após este processo, ocorre a lavagem por centrifugação, diálise da

suspensão até neutralidade e dispersão dos cristais de celulose. A forma cilíndrica alongada

resultante de celulose cristalina são conhecidos como nanocristais de celulose (NG et al.,

2015).

Outra vantagem que envolve a hidrólise ácida da biomassa é a possibilidade de utili-

zação de diversos ácidos, pois o processo é ácido-catalisado, necessitando apenas de uma

fonte de prótons no meio aquoso para que a reação ocorra. Os principais ácidos empre-

gados no processo de hidrólise ácida de biomassa celulósica são: ácido sulfúrico, ácido

clorídrico, ácido fosfórico, ácido fórmico e ácido oxálico (LACERDA, 2012).

A característica de dispersão dos nanocristais de celulose no sistema aquoso depende

do tipo de ácido utilizado no processo de hidrólise (SILVÉRIO et al., 2013). O ácido mais

utilizado para a reação de hidrólise de celulose é o ácido sulfúrico. As hidrólises com ácido

sulfúrico deixam a superfície com cargas negativas, o que facilita a dispersão das mesmas

com água. Já com ácido clorídrico, a superfície fica neutra, o que dificulta a dispersão dos

nanocristais formados, entretanto são termicamente mais estáveis, devido a ausência de

grupos sulfatos na superfície da celulose. A carga da superfície é um importante parâmetro

que controla as interações entre os nanocristais e se reflete no comportamento reológico

das suspensões (ARAKI; WADA; KUGA, 2001; ROMAN; WINTER, 2004).

As variáveis mais importantes encontradas na literatura consultada para as condi-

ções de hidrólise são: concentração do ácido, tempo, temperatura e a carga de sólidos

(ácido/matéria-prima) (SILVA; D’ALMEIDA, 2009). Estas variáveis afetam a morfologia e

propriedades dos nanocristais. Dessa forma, condições de hidrólise ácida devem ser cui-

dadosamente estudadas e controladas de modo a se obter um material com propriedades

desejadas. As condições de operação referenciadas são uma concentração de ácido vari-

ando entre 55 e 65% e uma razão de ácido/substrato compreendida entre 10 e 20mL/g,

operando à temperatura variável de 45 à 60◦C e com tempo de reação que pode ir de 1 à

44

13h (PODSIADLO et al., 2005; HABIBI; DUFRESNE, 2008; ELAZZOUZI-HAFRAOUI et al., 2007;

HABIBI et al., 2007).

O mecanismo da reação de hidrólise ácida foi intensivamente investigado por diversos

pesquisadores. O principal mecanismo confirmado é apresentado na Figura 11 (RINALDI;

SCHÜTH, 2009).

Figura 11: Mecanismo de hidrólise ácida. Fonte: (RINALDI; SCHÜTH, 2009)

O mecanismo de hidrólise ácida que leva a quebra de ligações glicosídicas ocorre em

três etapas. A primeira etapa começa com um próton de um catalisador ácido que interage

rapidamente com o oxigênio glicosídico que une as unidades de 1,4-β-D-anidroglicose,

formando o ácido conjugado. A segunda etapa corresponde à quebra da ligação C-O do

ácido conjugado com a formação de carbocátion. Em uma terceira etapa, um próton é

liberado após uma rápida adição de água (XIANG; LEE; TORGET, 2004). O carbocátion

intermediário é formado mais rapidamente no final da cadeia polissacarídica do que no

meio, assim o rendimento de monossacarídeos, após hidrólise parcial, é maior do que o

calculado com base em uma quebra aleatória das cadeias. As moléculas menores geradas a

partir da clivagem das ligaçõe s são ricas em grupos hidroxilas. A hidrólise de hemiceluloses

se dá por mecanismos similares, gerando os açúcares que a constituem, como por exemplo

a xilose (PAULA, 2009).

Vale a pena destacar que as condições de hidrólise durante a obtenção de nanocris-

tais de celulose precisam ser bem controladas para evitar altos rendimentos de glicose da

matéria-prima lignocelulósica. Durante a hidrólise ácida, a celulose não cristalina é rapi-

damente hidrolisada à glicose, enquanto que a celulose presente nos domínios cristalinos

45

é mais resistente e leva um tempo maior para ser convertida a uma forma prontamente

hidrolisada (GURGEL, 2010).

Li e seus colaboradores realizaram a extração de nanocristais de celulose da casca

da amoreira. Os resultados mostraram que a hidrólise ácida, utilizando concentração de

ácido de 64%, temperatura de 60◦C e um tempo de 60 minutos, foi eficiente para isolar

nanocristais. Estes apresentaram uma morfologia alongada, diâmetro na faixa de 20 a 40

nm e aumento do índice de cristalinidade quando comparado com seu precursor. Dessa

forma, estes autores afirmam que nanocristais obtidos da casca da amoreira tem potencial

para aplicação como reforço em nanocompósitos (LI et al., 2009).

Outros autores investigaram os efeitos de diferentes condições de tempo e tempe-

ratura, usados na preparação de nanocristais de celulose a partir da fibra de sisal, na

morfologia, cristalinidade e estabilidade térmica dos materiais preparados (TEODORO

et al., 2011). Estes autores concluíram que há uma forte dependência da cristalinidade

final dos nanocristais com a temperatura e tempo de extração. O uso de temperatura

mais alta associado a um menor tempo de extração (30min) resultou em nanocristais com

boa estabilidade térmica, maior cristalinidade e sem comprometer a estrutura cristalina

da celulose.

O uso do sabugo do milho como fonte de celulose para a obtenção de nanocristais por

hidrólise com ácido sulfúrico foi também avaliado visando sua utilização como agente de

reforço na preparação de nanocompósitos (SILVÉRIO et al., 2013). A hidrólise foi realizada

a 45◦C, variando o tempo de reação (30, 60 e 90 min). Os resultados mostraram que com

o aumento do tempo de tratamento ocorre diminuição nas dimensões e no fator de forma

dos nanocristais de celulose.

(SONAKSHI et al., 2013) estudaram três substratos diferentes (algodão da China, sul

africano e resíduos de algodão) para obtenção de nanocristais de celulose por hidrólise

ácida. Os resultados mostraram que dependendo da natureza da celulose, tem-se compri-

mento variando na faixa de 50 – 200 nm e diâmetros entre 10 – 90 nm. Os resultados de

DRX mostraram um aumento na cristalinidade para cada material quando comparado

ao seu precursor, o que os tornam aptos para serem utilizados como reforço em matrizes

poliméricas.

(ELAZZOUZI-HAFRAOUI et al., 2007) isolaram nanocristais de línter para estudar o

efeito da temperatura. Hidrólise com ácido sulfúrico 65% foi realizada para diferentes

temperaturas: 45, 54, 63 e 72◦C, com tempo de reação fixo de 30 minutos. Considerando

o efeito da temperatura, esses autores concluíram que houve redução do tamanho do

46

nanocristal com o aumento da temperatura de hidrólise (MESQUITA, 2012).

3.4.1.1 Hidrólise ácida X Corante índigo

Hidrólise ácida de tecido tingido com corante índigo envolve a interação entre o ácido

sulfúrico concentrado e a molécula de corante. Esta reação é conhecida como sulfonação

(STEINGRUBER, 2004).

A reação de sulfonação é uma reação orgânica de substituição. As reações de subs-

tituições são características de compostos, tais como os alcanos, haletos de alquila e os

compostos aromáticos. Em uma substituição, um átomo ou grupo de átomos de uma mo-

lécula orgânica é substituído por outro átomo ou grupo de átomos (SOLOMONS; FRYHLE,

1999). No caso da sulfonação, uma molécula orgânica reage com o ácido sulfúrico concen-

trado (H2SO4) e um ou mais de seus hidrogênios são substituídos por um ou mais grupos

sulfônicos (SO3H) do ácido sulfúrico. Na reação da molécula do corante índigo com ácido

sulfúrico concentrado, o produto obtido nesse tipo de reação é um ácido sulfônico di ou

tetra sulfônico. (STEINGRUBER, 2004).

Logo, é de se esperar em um processo de hidrólise ácida a presença do corante no subs-

trato ( aproximadamente 6%, informação obtida no setor de índigo da VICUNHA/RN)

poderá interferir na quebra da cadeia da molécula de celulose, visto que parte do ácido

sulfúrico deverá ser consumido na reação de sulfonação do corante. Esta interferência

será em função das variáveis do processo de hidrólise como: temperatura, concentração de

ácido e tempo.

3.4.2 Hidrólise Enzimática

As enzimas são proteínas especializadas em catalisar reações biológicas, ou seja, au-

mentam a velocidade de uma reação química sem interferir no processo. Apresentam a

capacidade de reagir com determinados constituintes, os substratos, formando complexos

enzima-substrato, com formação do produto. Essa cinética do processo vai depender da

estrutura da proteína, isto é, do número de cadeias peptídicas, do arranjo dessas cadeias

na molécula e da natureza do substrato.

O processo de degradação enzimática da celulose é dependente de vários fatores tais

como a concentração da enzima, superfície disponível do substrato de celulose, tempera-

tura de reação e a duração da atividade enzimática (GEORGE et al., 2011).

O processo de hidrólise enzimática de fibras celulósica é realizado por enzimas chama-

47

das celulases. Este processo é bastante estudado por apresentar especificidade de reação,

ausência de reações secundárias (que levariam à perda de rendimento), ausência de forma-

ção de produtos secundários (inibidores de processos fermentativos) e reação em condições

suaves que não requerem altas pressões e temperaturas ou ambientes corrosivos para os

equipamentos (BASTOS, 2007). A especificidade da enzima faz com que os produtos da

hidrólise sejam essencialmente glicose e alguns oligômeros. Como as reações são conduzi-

das sob condições brandas (pH entre 4 e 5 e temperaturas entre 40 e 50◦C), não existem

problemas associados à corrosão de reatores, os custos de energia elétrica são menores e

a toxidade dos reagentes é muito baixa. Por estes motivos, a hidrólise enzimática torna-

se um processo atrativo e vantajoso para ser utilizado na obtenção de nanocristais de

biomassas lignocelulósicas.

Com relação às desvantagens do processo de hidrólise enzimática, a cristalinidade

da celulose, a proteção da lignina e as configurações espaciais do complexo (celulose-

hemicelulose-lignina) também tornam este tipo de hidrólise um processo lento e pouco

econômico caso este material não seja submetido a pré-tratamentos físico-químicos. Os

elevados tempos de reação também podem ser considerados como fator importante da

utilização da hidrólise enzimática. Além de todos estes fatores, as enzimas fabricadas

comercialmente ainda possuem custo elevado. A redução destes custos vem despertando

interesse de empresas e centros de pesquisa nos últimos anos. A Figura 12 ilustra as

reduções de custos alcançadas de 2000 a 2008 para obtenção da celulase por galão de

etanol produzido.

Figura 12: Evolução dos custos da celulase ao longo dos anos (DEAN et al., 2006).

Os complexos enzimáticos produzidos por fungos são compostos por três componen-

tes majoritários: endoglucanases, celobiohidrolases e β-glucosidases. As endoglucanases

caracterizam-se por agirem geralmente sobre a celulose amorfa. Sua ação produz uma

quebra aleatória das ligações glicosídicas β(1-4), com pouca liberação de açúcares redu-

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tores. As celobiohidrolases atacam as extremidades dessas cadeias produzindo celobiose.

Finalmente, as β-glucosidases completam o processo hidrolítico catalisando a hidrólise da

celobiose em glicose (RAMOS, 1992). A Figura 13 ilustra o modo de ação das enzimas.

Figura 13: Representação esquemática da ação catalítica do complexo enzimático (celu-lase) sobre a celulose (OGEDA; PETRI et al., 2010)

O sistema da celulase de fungos foi largamente estudado e teve seu desenvolvimento

para o fungo Tricoderma reesei – o primeiro fungo a ser utilizado na produção industrial

de celulase, permanecendo ainda como a fonte mais utilizada. Este complexo enzimático é

composto por duas celobiohidrolases (CBH I e CBH II) e ao menos cinco endoglucanases

e duas β-glucosidades. Essas enzimas atuam sinergicamente, ou seja, a atividade exibida

por misturas de componentes é maior que a soma das atividades desses componentes

avaliadas individualmente (OGEDA; PETRI et al., 2010).

A arquitetura molecular das endoglucanases e celobiohidrolases tem um papel impor-

tante nas respectivas atividades catalíticas. As celobiohidrolases constituem a maior fração

do complexo enzimático de T. reesei (OGEDA; PETRI et al., 2010; TEERI, 1997). Acredita-

se que a enzima CBH I atue sobre as extremidades redutoras das cadeias, enquanto a

CBH II ataca os terminais não-redutores. A maioria das endoglucanases e celobiohidro-

lases consiste de um domínio de ligação (terminais CBD) à celulose, ligado ao domínio

catalítico por grandes núcleos protéicos (peptídeos ligantes). O domínio de ligação tem a

função de aproximar o domínio catalítico da superfície da celulose (OGEDA; PETRI et al.,

2010). Três resíduos de tirosina dispostos coplanarmente no domínio de ligação são forte-

mente adsorvidos à superfície dos cristalitos, enfraquecendo a interação entre cadeias de

c

obtençãodenanoceluloseporhidróliseácidae ... · 2017. 11. 5. · luciani paola rocha cruz...

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