marinalda anselmo vilela · marinalda anselmo vilela padrÃo de resistÊncia antimicrobiana de...

Fundação Oswaldo Cruz Centro de Pesquisas Aggeu Magalhães Departamento de Saúde Coletiva

Mestrado em Saúde Pública

PADRÃO DE RESISPADRÃO DE RESISTÊNCIA TÊNCIA

ANTIMICROBIANA DE CASOS DE INFECÇÕES ANTIMICROBIANA DE CASOS DE INFECÇÕES

NOSOCOMIAIS NO RECIFE, PERNAMBUCO, NOSOCOMIAIS NO RECIFE, PERNAMBUCO,

BRASIL, 2002BRASIL, 2002--20032003

Recife, 2004

MARINALDA ANSELMO VILELA

MARINALDA ANSELMO VILELA

PPAADDRRÃÃOO DDEE RREESSIISSTTÊÊNNCCIIAA AANNTTIIMMIICCRROOBBIIAANNAA DDEE

CCAASSOOSS DDEE IINNFFEECCÇÇÕÕEESS NNOOSSOOCCOOMMIIAAIISS NNOO RREECCIIFFEE,,

PPEERRNNAAMMBBUUCCOO,, BBRRAASSIILL,, 22000022--22000033

Orientador: Dra.Nilma Cintra Leal

Co-orientador: Msc. Carlos Luna Feitosa

RECIFE

2004

Dissertação apresentada ao Departamento de

Saúde Coletiva – NESC do Centro de Pesquisas

Aggeu Magalhães – CPqAM da Fundação

Oswaldo Cruz – FIOCRUZ/MS para a obtenção

do título de Mestre em Saúde Pública, área de

concentração em Controle de Endemias e

Métodos de Diagnósticos

DEDICATÓRIA

““AA DDeeuuss qquuee mmee ddeeuu ffoorrççaa ee ddeetteerrmmiinnaaççããoo

nnaa rreeaalliizzaaççããoo ddeessttee ttrraabbaallhhoo,,

aaooss mmeeuuss ppaaiiss,, aaooss ffaammiilliiaarreess

ee aammiiggooss..””

DDeeddiiccoo

““CCoonnssiiddeerreemm aa ddiiffeerreennççaa ddee ttaammaannhhoo eennttrree aallgguummaass ddaass mmeennoorreess ee ddaass mmaaiioorreess

ccrriiaattuurraass eexxiisstteenntteess nnaa TTeerrrraa.. UUmmaa ppeeqquueennaa bbaaccttéérriiaa ppeessaa 00,,000000 000000 0011

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bbaaccttéérriiaa éé ccaappaazz ddee mmaattaarr uummaa bbaalleeiiaa.. ...... SSããoo ttããoo ggrraannddeess aa ccaappaacciiddaaddee ddee

aaddaappttaaççããoo ee aa vveerrssaattiill iiddaaddee ddooss mmiiccrroooorrggaanniissmmooss,, ccoommppaarraaddooss aaooss sseerreess

hhuummaannooss ee oouuttrrooss oorrggaanniissmmooss ttiiddooss ccoommoo ““ssuuppeerriioorreess””,, qquuee eelleess sseemm ddúúvviiddaa

ccoonnttiinnuuaarrããoo aa ccoolloonniizzaarr ee aalltteerraarr aa ssuuppeerrffíícciiee ddaa TTeerrrraa llooggoo ddeeppooiiss qquuee nnóóss ee oo

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BBeerrnnaarrdd DDiixxoonn,, 11999944..

AAGGRRAADDEECCIIMMEENNTTOOSS

Aos meus pais que sempre me apoiaram e me passaram o prazer pelos estudos. A Ronaldo Honório de Albuquerque, meu marido, que me deu todo apoio e compreensão. Aos meus filhos Felipe e Carolina, que souberam entender e aceitar a minha ausência. À Dra. Nilma Cintra Leal, pelas orientações na elaboração desse trabalho. A Dra. Alzira de Almeida, pela inestimável colaboração na redação desta dissertação. Ao professor Carlos Cabral pelas orientações, sugestões e apoio. Ao mestre Carlos Luna Feitosa pela paciência e orientações estatísticas A Dra. Sandra Maria Lavareda de Souza pelo incentivo nas horas difíceis. A Dra. Maria do Socorro Cavalcante diretora do Instituto de Ciências Biológicas da UPE pela minha liberação para realização do mestrado e pelas sugestões valiosas. A Wagner Luis Mendes Oliveira, Vanessa Santos Lins e Bruno Ricardo Arantes, estagiários do laboratório de Microbiologia do HUOC, que não mediram esforços para me ajudar. Ao Laboratório de Microbiologia do HUOC que deu condições para a realização desta pesquisa. Ao Instituto de Ciências Biológicas da UPE, pela minha liberação para realização do Mestrado em Saúde Pública. Aos amigos do departamento de Microbiologia do CPqAM, Betânia, Soraya, Cariri e Wagner, que colaboraram na formatação desta dissertação. Ao Sr. Manoel Gomes de Andrade, Jefth de Melo Araújo e Luciano José da Silva, funcionários do laboratório de Microbiologia do HUOC, pelo suporte na preparação dos meios de cultura. Aos amigos de Mestrado, pela disposição com que ajudaram na construção do objeto de estudo. À Yara Nakasawa técnica do Laboratório de Microbiologia do Aggeu Magalhães que sempre me recebeu com boa vontade mesmo estando atarefada. Ao professor Djalma Agripino pela paciência e capacidade de transmitir seus conhecimentos.

SUMÁRIO

RESUMO.................................................................................................................... i

ABSTRACT................................................................................................................ ii

LISTA DE ABREVIATURAS................................................................................... iii

LISTA DE TABELAS................................................................................................ iv

1. INTRODUÇÃO....................................................................................................... 1

1.1.História........................................................................................................... 1

1.2. Riscos relacionados à infecção hospitalar..................................................... 1

1.3. Resistência antimicrobiana ........................................................................... 2

1.4. Mecanismos de resistência............................................................................ 5

1.5. Medidas de controle...................................................................................... 9

2. JUSTIFICATIVA.................................................................................................... 12

3. PERGUNTA CONDUTORA.................................................................................. 13

4. OBJETIVOS........................................................................................................... 14

4.1. Geral.............................................................................................................. 14

4.2. Específicos.................................................................................................... 14

5. PROCEDIMENTOS METODOLÓGICOS............................................................ 15

5.1. Critérios de inclusão para caracterização de infecção hospitalar.................. 15

5.2. Critérios de exclusão para caracterização de infecção hospitalar................. 15

5.3. Área de Estudo.............................................................................................. 15

5.4. População de estudo...................................................................................... 16

5.5. Período de estudos......................................................................................... 16

5.6. Desenho de estudo......................................................................................... 16

5.7. Elenco de variáveis........................................................................................ 16

5.8. Origem das informações............................................................................... 17

5.9. Isolamento, identificação e manutenção das cepas....................................... 18

5.10. Determinação do perfil de resistência aos antimicrobianos ....................... 18

5.11. Análise estatística........................................................................................ 19

5.11.1. Indicadores que foram analisados..................................................... 20

6. CONSIDERAÇÕES ÉTICAS................................................................................ 21

7. RESULTADOS ..................................................................................................... 22

7.1. Distribuição dos isolados por pavilhão e fontes das amostras ..................... 22

7.2. Resistência nos principais isolados............................................................... 30

7.2.1. Pseudomonas aeruginosa .................................................................. 30

7.2.2. Klebsiella spp.................................................................................…. 30

7.2.3. Staphylococcus aureus…………………………………………........ 31

7.2.4. Staphylococcus coagulase negativo……………………………........ 31

8. DISCUSSÃO.......................................................................................................... 34

9. CONCLUSÃO......................................................................................................... 41

10. MEDIDAS SUGERIDAS .................................................................................... 42

11. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................. 43

12. ANEXO I (questionário) ...................................................................................... 52

13. ANEXO II (Comitê de Ética) ............................................................................... 54

14. ARTIGO................................................................................................................ 57

i

RREESSUUMMOO

O objetivo deste estudo foi determinar o perfil de resistência aos antimicrobianos pelos microorganismos associados com infecção, em um grande hospital universitário com pavilhões para tratamento de várias especialidades médicas. Foram analisadas 774 microorganismos isolados no período de julho de 2002 a junho de 2003 que atenderam as características de agentes de infecção nosocomial. Os isolados foram identificados pelos métodos bacteriológicos clássicos e os de difícil identificação foram confirmados pelo processo automatizado no Mini-Api (BioMerieux-França). O perfil de resistência aos antimicrobianos foi determinado pelo método de difusão em disco segundo o National Committee for Clinical Laboratory Standards. A análise das variáveis foi realizada por cepas isoladas. A digitação e validação dos dados foram realizadas utilizando os softwares EpiInfo versão 6,04 e SPSS versão 8.0. Os isolados mais freqüentes foram Pseudomonas aeruginosa (19,8%), Klebsiella spp (18,4%), Staphylococcus aureus (17,1%) e 11,9% Staphylococcus coagulase negativa (SCN). O hemocultivo foi a fonte do maior percentual de isolados (35,5%) seguido pela urocultura com 19,6% dos isolados. Vários isolados apresentaram alto nível de resistência aos antimicrobianos. A P. aeruginosa apresentou alto nível de resistência às cefalosporinas, as de terceira geração com 86,8% e quarta geração (cefepime) a resistência foi 65,3%. Vários isolados de P. aeruginosa (45,7%) apresentaram resistência a quatro grupos de antimicrobianos, sendo considerada MDR. Vale ressaltar que 24 isolados (15,7%) apresentaram resistência de alto nível a seis grupos de antimicrobianos. A Klebsiella spp, o segundo isolado mais freqüente, apresentou resistência às cefalosporinas, em percentual decrescente da 1ª a última geração variando de 73,4 % (1ª geração) a 42,9 % (4ª geração). A maior resistência apresentada pelo S. aureus e Staphylococcus coagulase negativa variou entre 10,1% (moxifloxacina) a 68,2% (penicilina G). Não foi detectada resistência à teicoplamina e vancomicina pelo S. aureus e SCN. Dos que apresentaram resistência à oxacilina (40,2%), foram também resistentes à eritromicina (100%), clindamicina (96,2%), gentamicina (83%), sulfametoxazol/trimetoprim (73,6%), ciprofloxacina (73,6%), e cloranfenicol com 73,6% de resistência, sendo considerada como MDR. Vale ressaltar que não foi detectada resistência à vancomicina e teicoplanina pelo Enterococcus faecalis, no período do estudo. Constatada a resistência aos antimicrobianos no hospital e sabendo-se que há relação entre resistência e uso de antimicrobianos recomenda-se a adoção de um programa de monitoramento da resistência antimicrobiana. Palavras Chave: Resistência antimicrobiana, Infecção hospitalar, Multi-resistência bacteriana

ii

AABBSSTTRRAACCTT The aim of this study was to determine the frequency and the profile of resistance to antimicrobial agents in the microorganisms associated with infection, in a great university hospital with pavillions for treatment of several kind of diseases. An amount of 774 microorganisms were isolated in the period from July - 2002 to June – 2003, all having met the characteristics of nosocomial infection. The antibiotic susceptibility patterns of 774 isolates were retrospectively analyzed by disk diffusion according to the National Committee for Clinical Laboratory Standards guidelines. Inoculated plates were incubated aerobically at 35 C and estimated after 18 h. The data of the patients and the bacteria were analyzed using the EpiInfo software. The most frequent isolates were P.aeruginosa (19,8%), Klebsiella spp (18,4%), Staphylococcus aureus (17,1%) and 11,9% coagulase-negative Staphylococcus (CNS). The bloodstream was the source of the greatest percentage of isolates (35,5%), followed by the urine cultures with 19,6% of the isolates ones. The oncology pavillion (CEON) presented the greatest number of isolates (25,0%), followed for the one of infectious and parasitic illnesses- DIP (16,9%). Several isolates presented high level of resistance to antimicrobial agents. The P.aeruginosa showed resistance to the cefalosporins third generation, with percentage of 86,8%, Several isolates showed resistance to four groups of antimicrobial, with a percentage of 45,7%, being classified as MDR. It must be emphasized that 24 isolates (15,7%) showed high level rates of resistance to six groups of the antimicrobial agents tested. The Klebsiella spp, the most frequent isolated one, showed resistance to all the cephalosporins, in decreasing percentage from the first geration, varying from 73,4% first generation cephalosporins, to 42,9% four generation cephalosporins. The biggest resistance presented for the S. aureus and coagulase-negative Staphylococcus varied between 10,1% (moxifloxacin) and 68.2% (penicillin G). The antimicrobial susceptibility results for staphylococci showed very high rates of oxacillin (40,2%) resistance among staphylococci with cross-resistance to most antimicrobial agents. MRSA had been also resistance to the erithromycin (100%), clindamycin (96,2%), gentamicin (83%), sulfametoxazol/trimetoprim (73,6%), ciprofloxacin (73,6%), and chloranphenicol with 73,6% of resistance, being considered as MDR. It was not detected resistance to the vancomycin and teicoplanin for S. aureus , CNS or Enterococcus faecalis. As there has been evidence of resistance to antimicrobial agents in the hospital and knowing itself that there is a relation between resistance and the use of antimicrobial, the introduction of a monitoring program is recommended. Key Words: Antimicrobial resistance, Hospital infection, Multi-resistance bacterial

iii

LLIISSTTAA DDEE AABBRREEVVIIAATTUURRAASS AM-Amaury de Medeiros (pavilhão)

BGNNF - Bastonete Gram negativo não fermentador

CCH - Carlos Chagas (pavilhão)

CEON - Centro de Oncologia (pavilhão)

CIM - concentração inibitória mínima

DIP - Doenças parasitárias e infecciosas (pavilhào)

ENagib - Emergência Nagib (pavilhão)

ESBL - Beta-lactamases de espectro estendido

HUOC - Hospital Universitário Oswaldo Cruz

IH - Infecção hospitalar

JC - Joaquim Cavalcante (pavilhão)

JM - Julio de Melo (pavilhão)

JR - José Ribamar (pavilhão)

MDR - Multi-drogas-resistentes

MRSA - Staphylococcus aureus resistente a meticilina

MSSA - Staphylococcus sensível a meticilina

PBP – Proteínas ligadoras de penicilina

UTI-C - Unidade de terapia intensiva de cardiologia (pavilhão)

UTI - Unidade de terapia intensiva geral (pavilhão)

VRE – Enterococcus faecalis resistente a vancomicina

iv

LLIISSTTAA DDEE TTAABBEELLAASS Tabela 1 Agentes antibacterianos agrupados com base na estrutura química e

sítio de ação nas bactérias e mecanismos de resistência apresentados

pelas bactérias

06

Tabela 2 Variáveis relativas aos pacientes 17

Tabela 3 Variáveis referentes às bactérias 17

Tabela 4 Distribuição dos isolados de casos de infecção hospitalar no HUOC:

julho de 2002 a junho de 2003

23

Tabela 5 Distribuição dos isolados por pavilhão no HUOC: julho de 2002 a

junho de 2003

24

Tabela 6

Distribuição dos isolados pela origem das amostras analisadas no

HUOC: julho de 2002 a junho de 2003

24

Tabela 7 Distribuição dos principais isolados pelas fontes da cultura no


25

Tabela 8 Distribuição dos principais isolados, entre os pavilhões de origem no


26

Tabela 9 Resistência aos antimicrobianos apresentada pelos isolados mais

freqüentes no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003

27

Tabela 10 Distribuição da resistência apresentada pela P. aeruginosa aos

antimicrobianos por períodos, durante um ano: julho/2002 a

junho/2003

28

Tabela 11 Distribuição da resistência apresentada pela Klebsiella spp aos


junho/2003

29

Tabela 12 Distribuição da resistência apresentada pela S. aureus aos


junho/2003

29

Tabela 13 Distribuição de P. aeruginosa MDR por pavilhões, no HUOC: julho

de 2002 a junho de 2003

31

v

Tabela 14 Percentual de resistência cruzada em isolados de P. aeruginosa, no


32

Tabela 15 Comparação do percentual de Klebsiella spp resistentes a

ceftazidima (cefalosporinas de terceira geração) e sua resistência a

outras drogas, no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003

33

Tabela 16 Distribuição de MRSA por pavilhões, no HUOC: julho de 2002 a

junho de 2003

33

Tabela 17 Distribuição de MRSA e MSSA (percentual) em relação à resistência

a outras drogas, no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003

33

1

Vilela, M.A. Padrão de resistência antimicrobiana de casos de infecções nosocomiais...

11.. IINNTTRROODDUUÇÇÃÃOO

11..11.. HHIISSTTÓÓRRIIAA

No período pré-antibiótico os principais microrganismos causadores de infecção

hospitalar eram os cocos Gram positivos, e a mortalidade de pacientes com bacteremia

por Staphylococcus aureus, era em torno de 80,0% dos infectados. A introdução da

penicilina no início da década de 1940 mudou o prognóstico destes pacientes,

entretanto, já em 1942 foram identificados estafilococos resistentes à esta droga. Logo

depois do advento da penicilina que atua sobre os microrganismos Gram positivos, os

bacilos aeróbicos Gram negativos, passaram a predominar como patógenos

nosocomiais. Estes fatos determinaram o início da era dos antimicrobianos e também o

início do problema da resistência (SWARTZ, 1994; LOWY, 2003).

A introdução de novos agentes antimicrobianos tem sido seguida por eficientes

mecanismos bacterianos capazes de neutralizá-los. Na década de 1980 os principais

microrganismos causadores de infecção hospitalar eram S. aureus, Staphylococcus

coagulase negativo, que a partir de agora será referido neste trabalho como SCN,

Enterococcus faecalis, bacilos aeróbicos Gram negativo e Candida spp (LOWY, 2003).

Nas últimas décadas o rápido aumento da resistência aos antimicrobianos,

apresentada pelos microrganismos, bem como a evolução de novos patógenos, acarretou

mundialmente um acréscimo nos custos hospitalares determinado pelo aumento da

morbidade e mortalidade (DZIDIC; BEDEKOVIC, 2003).

11..22.. RRIISSCCOOSS RREELLAACCIIOONNAADDOOSS ÀÀ IINNFFEECCÇÇÃÃOO HHOOSSPPIITTAALLAARR

Junto com os avanços tecnológicos que melhoraram as condições de tratamento

dos pacientes internados, vieram os equipamentos de assistência às condutas médicas.

Procedimentos invasivos como entubação, ventilação mecânica e cirurgias, além da

hospitalização prolongada, podem predispor ao risco de infecção hospitalar, colocando

os microrganismos hospitalares em contato direto com uma porta de entrada, no

organismo do paciente (SWARTZ, 1994; BRADFORD, 2001).

Outro procedimento que merece destaque como fator de risco para o

desenvolvimento de infecções, implicado no aumento da freqüência de bacteremias é a

implantação do cateter vascular indicado para a maioria dos pacientes hospitalizados,

amplamente aceito e difundido no mundo todo. Durante a implantação do catéter pode

2


ocorrer invasão do epitélio da mucosa pelas bactérias, provocando o desenvolvimento

de reação inflamatória com produção de toxinas bacterianas que vão favorecer a fixação

das bactérias podendo resultar em infecção crônica, necrose tissular, bacteremia e

paralelamente, levar à resistência aos antimicrobianos (FERRETTI et al., 2002).

Os microrganismos migram entre a superfície do cateter e do vaso sanguíneo

levando à colonização que pode provocar a infecção do sangue (bacteremia). Os

microrganismos mais freqüentes nessas infecções são S. aureus, SCN, bactérias Gram

negativas e fungos (FERRETTI et al., 2002). O acesso dos microrganismos ao espaço

extra-luminal ou intra-luminal pode se fazer por vários mecanismos: (a) os organismos

da pele invadem o espaço intra e extra luminal do catéter; (b) os microrganismos

contaminantes do lúmem do catéter são inseridos pelo guia; (c) os organismos são

levados hematologicamente.

A baixa imunidade é outro componente de risco, que predispõe o paciente a

infecções; ocorre pelo uso de imunossupressores em pacientes transplantados ou de

quimioterápicos em neoplásicos e também em pacientes idosos e recém nascidos. O

aumento da longevidade da população se reflete no aumento da idade dos pacientes

hospitalizados, constituindo um fator adicional de risco devido às mudanças fisiológicas

próprias da idade. Cerca de 54% das infecções hospitalares (IH) ocorrem em pacientes

com mais de 65 anos de idade (SWARTZ, 1994). O risco se mostrou aumentado para os

recém nascidos devido à prematuridade e asfixia, em uma maternidade na cidade do Rio

de Janeiro (LOUREIRO et al., 2002).

11..33.. RREESSIISSTTÊÊNNCCIIAA AANNTTIIMMIICCRROOBBIIAANNAA

A resistência aos antimicrobianos está aumentando em todo o mundo, devido a

facilidade de disseminação de patógenos resistentes (TENOVER, 2001). A resistência

apresentada pelas bactérias no ambiente hospitalar é questão bastante grave devido aos

múltiplos fatores desencadeantes dessa resistência, um deles pode ser a pressão seletiva

sobre as bactérias, favorecendo a multiplicação dos mutantes resistentes presentes em

toda população bacteriana, e que são mais freqüentes no ambiente nosocomial, levando

ao aumento da morbidade e mortalidade, por limitar a opção de antimicrobianos para o

tratamento (SADER et al., 1998; 1999; 2001; DZIDIC; BEDEKOVIC, 2003).

O aumento da resistência à meticilina está sendo observado mundialmente

(LOWY, 2003). Segundo Chambers (1997) todas as cepas de S. aureus resistente à

meticilina (MRSA) são descendentes de poucas cepas ancestrais que adquiriram o gene

3


mecA. Existem clones de MRSA disseminados em grandes dimensões geográficas

como o clone Ibérico presente na Espanha, Portugal, Escócia, Itália, Bélgica e

Alemanha, e o clone Brasileiro que se encontra disseminado pelos países da América do

Sul como Argentina, Paraguai, Chile e Brasil (TEIXEIRA et al., 1995; OLIVEIRA et

al., 2002). Os mecanismos de disseminação dos clones em grandes extensões

geográficas são pouco compreendidos.

Os microrganismos mais encontrados em infecções hospitalares, segundo dados

obtidos pelo sistema de vigilância da resistência aos antimicrobianos (SENTRY), na

América Latina e nos países desenvolvidos, são o S. aureus e SCN resistentes à

meticilina, E. faecalis resistentes a vancomicina, Enterobacteriaceae resistente à

cefalosporinas, produtoras de β-lactamases de amplo espectro (ESBL), Pseudomonas

aeruginosa multi-drogas resistentes (MDR) (MENDES et al., 2000; SADER et al., 2001;

JONES; PFALLER, 1998; LOUREIRO et al., 2001). A incidência de cada patógeno e os

mecanismos genéticos de resistência variam a cada continente, país e região do país

sendo influenciados por vários fatores (JONES; MASTERTON, 2001).

Associado aos mecanismos genéticos de transferência da resistência entre as

bactérias (FLUIT et al., 2001a), o uso empírico de antimicrobianos e sub-doses na

terapia, o emprego de antimicrobianos como fatores de crescimento na alimentação

animal e o deslocamento mais fácil das pessoas em viagens também estão implicados no

aumento da resistência bacteriana e dispersão dos clones resistentes (LOWY, 2003).

Jumbe e colaboradores (2003), demonstraram que a resistência pode se

desenvolver em 24 horas. Ele inoculou P. aeruginosa sensível à fluorquinolona em

animais de laboratório, usando doses inferiores ao CIM, e observou que ao recuperar

estas bactérias inoculadas, 24 horas depois, muitas já apresentavam resistência à

fluorquinolona. Isso pode explicar a rápida emergência de mutantes multi-drogas

resistentes durante a terapêutica, mostrando que a amplificação da resistência é

dependente da dosagem do antimicrobiano (JUMBE et al., 2003).

Os humanos são reservatórios naturais de S. aureus, que é encontrado na maioria

das vezes na pele e nariz dos indivíduos, mas podem invadir e causar infecções da pele,

pneumonias e bacteremias, sendo que a colonização assintomática é mais comum que a

infecção (CHAMBERS, 2001; CESPEDES et al., 2002; CDC, Antimicrobial resistance-

MRSA/Methicillin Resistant Staphylococcus aureus; disponível em

4


encontraram percentual de 47% de portadores nasais de S. aureus entre os recém

nascidos em uma maternidade na cidade do Rio de Janeiro, Brasil.

Alguns microrganismos, principalmente os SCN e S. aureus, produzem um

biofilme, material rico em exopolissacarídeos que forma uma malha que protege os

microrganismos da ação dos antibióticos, dos anticorpos e da fagocitose. Essa malha, ou

biofilme, adere ao cateter dificultando a erradicação do microrganismo. Alta

percentagem dos S. aureus resistentes à meticilina (MRSA) produz biofilme,

constituindo um fator agravante para o tratamento devido à dificuldade terapêutica

quando a resistência à meticilina e produção de adesina estão associados (FERRETTI et

al., 2002).

S. aureus tem a tendência de adquirir determinantes de resistência adicionais,

resultando em isolados de MRSA resistentes à múltiplos antimicrobianos, não

relacionados, reduzindo o número de antimicrobianos eficazes (LOWY, 2003). Os

isolados de S. aureus resistentes à meticilina/oxacilina são por definição resistentes à

todos os â-lactâmicos e carbapenens (CDC, laboratory detection of oxacillin/methicillin-

resistant Staphylococcus aureus, disponível em

5


Technique des Infections Nosocomiales (CCLIN, 1996). A incidência de internados em

UTI colonizados por P. aeruginosa pode atingir 60% a 70% (STRUELENS, 1998).

O padrão de resistência da P. aeruginosa é variável, dependendo do hospital,

cidade ou país. No Rio de Janeiro, em uma maternidade pública, Loureiro e

colaboradores (2002), detectaram resistência a várias drogas em todos os isolados de P.

aeruginosa de infecção hospitalar. Um dos maiores problemas de resistência encontrado

por Sader e colaboradores (2001) no Rio de Janeiro e Florianópolis computados pelo

Programa de Vigilância Antimicrobiana SENTRY, foi a reduzida sensibilidade da P.

aeruginosa ao imipenem. Na Inglaterra, em um estudo de vigilância realizado em 1999 o

padrão de resistência da P. aeruginosa foi considerado baixo (12%) para todos os

antimicrobianos testados (HENWOOD et al., 2001). Na Alemanha, segundo um estudo

de vigilância realizado entre 1996-1998, a resistência da P. aeruginosa além de alta foi

múltipla, pois apresentou sensibilidade “in vitro” somente à polimixina B (PANZIG et

al., 1999). Na Espanha, para alguns antimicrobianos a resistência foi intermediária, mas

para a maioria foi também considerada baixa, em torno de 17%, com exceção do

aztreonam (23%), ciprofloxacina (23%) e gentamicina (31%) (BOUZA et al., 1999). A

análise de 1.854 isolados de P. aeruginosa da América Latina, sendo 895 isolados

(48,3%) do Brasil, no período de 1997 a 2001 revelaram resistência crescente ao longo

dos anos (ANDRADE et al., 2003).

11..44.. MMEECCAANNIISSMMOOSS DDEE RREESSIISSTTÊÊNNCCIIAA

A resistência aos antimicrobianos pode se desenvolver por vários mecanismos:

(1) a presença de uma enzima que inativa o agente antimicrobiano; (2) a síntese de uma

enzima alternativa que não é inibida pelo agente antimicrobiano; (3) uma mutação no

alvo do agente antimicrobiano, que reduz a afinidade pelo antimicrobiano; (4)

modificação pós-transcripcional ou pós-traducional do alvo do agente antimicrobiano;

(5) redução da permeabilidade ao agente antimicrobiano; (6) efluxo ativo do

antimicrobiano. Além desses, outros mecanismos ainda desconhecidos podem contribuir

para resistência (FLUIT et al., 2001a).

Os principais grupos de antibióticos, seus mecanismos de ação e resistência

estão sintetizados na Tabela 1.

6


Tabela 1 Agentes antibacterianos agrupados com base na estrutura química e sítio de ação nas bactérias e mecanismos de resistência apresentados pelas bactérias.

Mecanismos de ação Estrutura química Tipos de antibióticos Exemplos Mecanismos de Resistência Inibidores da síntese da Parede celular

Beta-lactâmicos Ligam-se a enzimas (PBPs) e impedem a ação dessas enzimas nas etapas finais da construção da parede celular

Penicilina e derivados Penicilina associados à inibidores de beta-lactamases Oxacilina/meticilina

Penicilina, Ampicilina, Amoxicilina, piperacilina; Carbenicilina; Ticarcilina Amoxicilina/ácido clavulânico; Ampicilina/sulbactam; piperacilina/tazobactan Oxacilina/meticilina

1. Alteração no sítio alvo Os estafilococos meticilina resistentes sintetizam uma PBP adicional com afinidade muito baixa aos beta-lactâmicos mas com capacidade para continuar a síntese da parede. 2. Alteração no acesso ao sítio alvo Este mecanismo é encontrado nas bactérias Gram negativas, onde os beta-lactamicos acessam o alvo

Cefalosporinas (1ª, 2ª, 3ª e 4ª geração)

Cefalotina; Cefoxitina; Ceftazidima; Cefepime

por difusão através de canais de porinas na membrana externa.

Carbapenens Imipenem; Meropenem; Ertapenem

Mutações nos genes de porinas resultam em diminuição da

Monobactâmicos Aztreonam permeabilidade da membrana externa

Glicopeptídeos Interferem com a síntese da parede celular ao se ligarem ao terminal D-ala-D nas cadeias terminais pentapeptídicas

Teicoplamina ; Vancomicina

3. Produção de betalactamases enzimas que catalizam a hidrólise do anel betalactâmico. Gram positivos liberam betalactamases no ambiente extracelular.

Em Gram negativos, as Betalactamase permanecem no periplasma

Continua

7


CCoonnttiinnuuaaççããoo

Mecanismos de ação Estrutura química Tipos de antibióticos Exemplos Mecanismos de Resistência Inibidores da síntese protéica Aminoglicosídios

Interferem com a ligação do formilmetionil-tRNA aos ribossomos

Estreptomicina; Amicacina; Gentamicina; Neomicina; Netilmicina; Tobramicina

1.Produção de enzimas modificadoras dos

aminoglicosídios constituem o mecanismo

mais importante da resistência adquirida.

(Plasmideos)

2.Alteração no sítio-alvo ribossômico; substituição de um aminoácido na proteíma P10 da subunidade 30S impede a ligação da estreptomicina. Bacilos Gram negativos podem apresentar alteração na permeabilidade da parede ou no transporte dependente de energia através da membrana citoplasmática.

Macrolídios

Ligam-se aos ribossomas impedindo a liberação do RNA após a formação da ligação peptídica

Azitromicina; Eritromicina Espiramicina

A resistência ocorre em função de uma alteração no rRNA 23S pela metilação de dois nucleotídeos adenina..

Lincosaminas Clindamicina A enzima metilase é induzida e mediada por plasmídeos

Cloranfenicol Bloqueia a ação da peptidil-transferase impedindo a síntese de ligações peptídicas

Cloranfenicol O mecanismo mais comum da resistência envolve a inativação da droga catalizada pelas acetiltransferases do cloranfenicol. Catalisa a adição de grupamento de acetila à molecula do cloranfenicol que não se liga ao alvo no ribossoma. São enzimas intracelulares, mediadas por plasmídeos, capazes de inativar todo o cloranfenicol no ambiente próximo a célula.

Tetraciclinas Inibem a síntese proteica ao impedir a penetração do RNA aminoacil de transferência nos sítios aceptores nos ribossomas.

Tetraciclinas;Vibramicina Indução da síntese de novas proteínas da membrana citoplasmática são sintetizadas na presença de tetraciclina. A tetraciclina é positivamente eliminada das células resistentes (mecanismo de efluxo)

CCoonnttiinnuuaa

8


Continuação

Mecanismos de ação Estrutura química Tipos de antibióticos Exemplos Mecanismos de Resistência Inibidores da síntese de ácidos nucléicos

Sulfonamidas Inibidores da síntese dos precursores do DNA Análogas do ácido para-aminobenzoico; Interferem na síntese de purinas e pirimidinas

Sintéticos Inibidores da síntese dos precursores

Sulfonamidas; Trimetoprim

Genes plasmidiais codificam uma diidropteroato sintetase alterada que apresenta afinidade reduzida para a sulfonamida mas é essencialmente inalterada em sua afinidade para o PABA. Uma célula resistente possui duas enzimas distintas, uma sensível cromossomal e uma resistente plasmidial. A resistência ao trimetoprim é mediada por diidrofolato redutase com afinidade alterada.

Quinolonas Inibidoras da replicação do DNA; Inibem a atividade da DNA girase e impedem o super-enovelamento do cromossoma

Sintéticos Inibidores da replicação do DNA

Ciprofloxacina; Perfloxacina; Norfloxacina; Levofloxacina

Resistência é cromossomal e se apresenta sob duas formas: Alterações na subunidade da estrutura da DNA-girase, com menor afinidade pela droga Alteração na permeabilidade, resultando em menor absorção, podendo levar resistência a outros antimicrobianos não relacionados

Rifampicina

Inibidor da RNA polimerase; bloqueia a síntese do mRNA

Inibidora da RNA polimerase Rifampicina Mutações cromossômicas que alteram a RNA polimerase alvo, que apresenta m enor afinidade pela rifampicina

Função da membrana celular Colimicinas

Agem como detergente e rompem a estrutura fosfolipídica da membrana celular

Polimixicina B Alterações mediadas por genes cromossomais na estrutura da membrana e na absorção do antibiótico.

Ref. Mimscolaboradores (1995)

9


Algumas espécies são naturalmente resistentes a alguns grupos de antimicrobianos,

seja por não possuírem o alvo susceptível, ou serem impermeáveis ao agente

antimicrobiano. A resistência pode surgir de uma única mutação cromossômica na célula

bacteriana, resultando na síntese de uma proteína alterada. Na presença dos antimicrobianos

os mutantes espontâneos levam vantagem seletiva, porque sobrevivem e superam em

número a população susceptível (DZIDIC; BEDEKOVIC, 2003).

Os genes que codificam proteínas envolvidas nos mecanismos de resistência podem

estar localizados no cromossomo ou em elementos extracromossômicos como os

plasmídeos e os transposons que se movimentam com facilidade de uma cepa para outra, de

uma espécie a outra ou mesmo de um gênero a outro. Os plasmídeos podem ser portadores

de genes de resistência para até seis drogas diferentes. Geralmente os genes de resistência

são transferidos por conjugação (DZIDIC; BEDEKOVIC, 2003).

O aumento de resistência de vários patógenos a uma variedade de antimicrobianos

tem demandado o desenvolvimento de novos e mais potentes agentes antimicrobianos

(SADER, et al., 2001). Com o aumento da resistência a vigilância começou a ser

reconhecida como necessária, unindo esforços locais, nacionais e internacionais, com

programas multicêntricos de vigilância, monitorando e acompanhando a evolução da

resistência no tempo, bem como desenvolver medidas preventivas (JONES; PFALLER,

1998). No Brasil, o Ministério da Saúde através da Secretaria de Vigilância em Saúde

(SVS) monitora a resistência aos antimicrobianos com o Programa de Monitoramento da

Resistência Antimicrobiana e principalmente no sul e sudeste os programas SENTRY e

MYSTIC também registram dados da resistência.

11..55.. MMEEDDIIDDAASS DDEE CCOONNTTRROOLLEE

A resistência antimicrobiana aumentou rapidamente no Brasil e no mundo durante

os últimos cinco anos, levando à necessidade de programas para monitorar a resistência e

guiar a terapia antimicrobiana empírica (TOSIN et al., 2003). A redução de opções para

tratamento das doenças infecciosas não é só um problema nosocomial, é também um

problema social e de saúde pública. A disseminação da resistência aos antibióticos não é só

relacionada ao uso humano, mas também na agricultura, piscicultura e na alimentação

animal (DIZIDC; BEDEKOVIC, 2003).

10


Medidas para prevenir a transferência de genes de resistência, como o aumento de

medidas de higiene e adoção de programas de prevenção da infecção, deveriam ser

empregadas não só nos hospitais, mas também na comunidade (DIZIDC; BEDEKOVIC,

2003).

Programas de prevenção adotados na última década baseados no uso racional dos

antibióticos tem mostrado que, de alguma forma a sensibilidade à determinados

antimicrobianos pode ser restaurada (SANDIUMENGE; RELLO, 2003). Como exemplos

podem ser citados programas que adotaram a redução no uso de cefalosporinas de terceira

geração, imipenem e vancomicina, associado ao aumento do uso de penicilinas de largo

espectro combinado com aminoglicosídios e que resultou na restauração da sensibilidade

bacteriana. Na Finlândia a redução no uso de certos antibióticos, como os macrolídios, em

infecções adquiridas, na comunidade, restaurou a sensibilidade do Streptococcus do grupo

A reduzindo a resistência de 16,5% para 8,6% após 4 anos. Por outro lado, após 20 anos de

retirada da estreptomicina para uso clínico, a sensibilidade em Enterobacteriaceae não foi

restaurada (DZIDIC; BEDEKOVIC, 2003).

Apesar das evidências, ainda são poucos os estudos sobre os efeitos que a rotação de

antibióticos no tratamento de infecções hospitalares acarretam na restauração da

sensibilidade aos antimicrobianos o que não permite uma generalização dos resultados

(SANDIUMENGE; RELLO, 2003).

A prevenção da emergência de cepas resistentes e sua disseminação no ambiente

hospitalar, exige várias medidas profiláticas e de controle que são dependentes do

microrganismo em questão.

A característica do tipo de patógeno e da resistência que ele apresenta é própria de

cada região e mesmo de cada hospital. Assim o primeiro passo para a implementação de um

programa de redução de resistência é o conhecimento ou diagnóstico do problema e para

isto a contribuição do laboratório de bacteriologia é fundamental. O diagnóstico correto do

patógeno e testes padronizados de susceptibilidade aos antimicrobianos são indispensáveis.

O mecanismo da resistência tem que ser bem compreendido pois grupos de

bactérias que se mostram fenotipicamente idênticos, mas diferem genotipicamente,

respondem diferentemente ao método de intervenção (HACEK et al., 1999). A

determinação do genótipo da resistência fornece informações sobre o mecanismo da

11


resistência e pode ser necessário para conhecer se ela está relacionada à transmissão de

genes de organismo para organismo, o que exigiria a adoção de restrição ou controle do uso

de antimicrobianos, ou através da disseminação de uma única cepa resistente, tornando

necessárias medidas gerais para controle da infecção hospitalar (TOSIN et al., 2003).

As estratégias a serem adotadas pelos programas para o controle de resistência

antimicrobiana têm que contemplar a escolha do medicamento adequado, a dose e o

intervalo da dosagem. Uma prescrição inadequada pode facilitar a emergência de clones

resistentes. Em concentrações abaixo da concentração inibitória mínima (CIM), os

antimicrobianos exercem uma pressão seletiva sobre os patógenos selecionando os mais

resistentes e alterando a flora residente do paciente (TENOVER, 2001; DIZIDC;

BEDEKOVIC, 2003). Outros aspectos importantes são as medidas de higiene do ambiente,

dos pacientes e da equipe responsável pelo paciente.

A emergência de bactérias multi-resistentes em determinados ambientes

hospitalares, como enfermarias de imunodeprimidos, pode exigir que medidas mais

drásticas sejam adotadas como o isolamento do paciente e profilaxia dos contactantes,

médicos, paramédicos e familiares (DIZIDC; BEDEKOVIC, 2003). O tratamento dos

portadores nasais deve ser associado à medidas de higiene como lavagem das mãos,

enfatizar limpeza do ambiente e escolha adequada dos desinfetantes, pois os

microrganismos também podem desenvolver resistência a eles (BOYCE, 1989; LOWY,

1998).

12


22.. JJUUSSTTIIFFIICCAATTIIVVAA

As infecções hospitalares levam a um aumento de morbidade e mortalidade,

elevando também o custo social e econômico, por aumentar o tempo de internamento. A

identificação de cepas bacterianas multi-resistentes aos antimicrobianos, fornecerá

informações necessárias para estabelecimento de um programa de monitoramento para

controle das infecções hospitalares, tanto no que se refere à disseminação de cepas de risco

para as infecções, como para o controle no uso de antimicrobianos.

13


33.. PPEERRGGUUNNTTAA CCOONNDDUUTTOORRAA

Qual o perfil de resistência aos agentes antimicrobianos apresentado pelas bactérias

implicadas nos casos de infecção hospitalar no Hospital Universitário Oswaldo Cruz, que

possa fornecer informações para o estabelecimento de medidas para o controle das

infecções hospitalares?

14


44.. OOBBJJEETTIIVVOOSS

44..11.. GGEERRAALL

Identificar o padrão da resistência antimicrobiana apresentada pelas bactérias

envolvidas nas infecções no Hospital Universitário Oswaldo Cruz durante o período de

julho de 2002 a junho de 2003.

44..22.. EESSPPEECCÍÍFFIICCOOSS

•• Identificar bactérias presentes em casos de infecção hospitalar;

• Conhecer a distribuição dos isolados, em relação ao local de internamento do paciente e

fonte de material para cultura;

• Identificar a resistência das cepas bacterianas aos antimicrobianos;

• Obter dados para subsidiar à Comissão de Controle de Infecção Hospitalar (CCIH) para

o monitoramento das infecções hospitalares.

15


55.. PPRROOCCEEDDIIMMEENNTTOOSS MMEETTOODDOOLLÓÓGGIICCOOSS

55..11.. CCRRIITTÉÉRRIIOOSS DDEE IINNCCLLUUSSÃÃOO PPAARRAA CCAARRAACCTTEERRIIZZAAÇÇÃÃOO DDEE IINNFFEECCÇÇÃÃOO

HHOOSSPPIITTAALLAARR

Foram seguidos os critérios para caracterização de infecção hospitalar estabelecidos

na Portaria nº 2.616 /MS/GM, de 12 de maio de 1998 da Agência Nacional de Vigilância

Sanitária (ANVISA) definida da seguinte maneira: “Infecção hospitalar é aquela adquirida

após a admissão do paciente e que se manifeste durante a internação ou após a alta, quando

puder ser relacionada com a internação ou procedimentos hospitalares”.

Segundo a ANVISA o diagnóstico das infecções hospitalares deverá valorizar

informações oriundas de evidência clínica, derivada da observação direta do paciente ou da

análise de seu prontuário; resultados de exames de laboratório, ressaltando-se os exames

microbiológicos e a pesquisa de antígenos; quando, na mesma topografia (sítio anatômico)

em que foi diagnosticada a infecção hospitalar, for isolado um microrganismo diferente,

seguido do agravamento das condições clínicas do paciente; quando se desconhecer o

período de incubação do microrganismo e não houver evidência clínica e ou dado

laboratorial de infecção no momento da admissão; toda manifestação clínica de infecção

que se apresente a partir de 72 horas após a admissão; as infecções manifestadas antes de

72 horas da internação quando associadas a procedimentos diagnósticos invasivos e ou

terapêuticos realizados durante este período. ANVISA (disponível em:

http://www.anvisa.gov.br/legis/portarias/2616, acesso em OUTUBRO 16 de 2002, 13:18).

55..22.. CCRRIITTÉÉRRIIOOSS DDEE EEXXCCLLUUSSÃÃOO PPAARRAA CCAARRAACCTTEERRIIZZAAÇÇÃÃOO DDEE IINNFFEECCÇÇÃÃOO

HHOOSSPPIITTAALLAARR::

Foram excluídos do trabalho os microrganismos isolados dos casos que não ficaram

caracterizados como infecção hospitalar, segundo os critérios adotados pela ANVISA.

55..33.. ÁÁRREEAA DDEE EESSTTUUDDOO

O presente trabalho foi desenvolvido no Hospital Universitário Oswaldo Cruz

(HUOC). O HUOC é um hospital de ensino, vinculado a Universidade de Pernambuco,

conveniada com o SUS. Construído num plano horizontal conta com 342 leitos distribuídos

16


nos seguintes pavilhões ou enfermarias: Amaury de Medeiros (AM): Cirurgias Geral e

Transplantes; Júlio de Melo (JM): Clínica Geral e Cardiológica; Carlos Chagas (CCH):

Clínica Pneumológica; Rinaldo de Azevedo (DIP): Doenças Infecciosas e Parasitárias;

Joaquim Cavalcanti (JC): Pré e Pós-operatório Cardíaco Adulto e Infantil; Antônio Figueira

(AF): Pré e Pós-operatório Cardíaco Adulto; José Ribamar (JR): Pré e Pós-operatório

Cardíaco Adulto e Doenças Cardíacas Crônicas; Centro de Oncologia (CEON): Adulto e

Infantil; Emergência Nagib (E-Nagib): Emergência Cardíaca e Pulmonar; UTI-G: Unidade

de Terapia Intensiva Geral; UTI-C: Unidade de Terapia Intensiva Coronariana; Isolamento

Infantil (II): Doenças Infecto-Contagiosas da Infância.

As amostras para as análises foram coletadas dos seguintes materiais: urina, sangue,

catéter, ferida operatória, abscesso, tracto respiratório, líquido ascítico, secreção em geral,

escara, dreno, aspirado de bile, aspirado de líquido do mediastino e hepatoma.

55..44.. PPOOPPUULLAAÇÇÃÃOO DDEE EESSTTUUDDOO

Foi considerado como população de estudo os microrganismos isolados de culturas

realizadas por solicitação médica, em material clínico de pacientes internados e

enquadrados na classificação de portador de infecção hospitalar, segundo os critérios da

ANVISA.

55..55.. PPEERRÍÍOODDOO DDEE EESSTTUUDDOO

Os estudos foram realizados no período entre julho de 2002 e junho de 2003.

55..66.. DDEESSEENNHHOO DDEE EESSTTUUDDOO

Desenho descritivo do tipo série de casos.

55..77.. EELLEENNCCOO DDEE VVAARRIIÁÁVVEEIISS

As variáveis analisadas, relativas aos pacientes e referentes às bactérias estão nas

Tabelas 2 e 3.

17


Tabela 2. Variáveis relativas aos pacientes.

Nome da variável

Definição Indicador

Pavilhão Local de internamento do paciente

Número de isolados por pavilhão

Fonte da cultura

Local da coleta da amostra para cultura

Número de isolados por fonte

Infecção hospitalar

Tempo decorrido entre o internamento e a cultura

Considerado caso de infecção hospitalar

Tabela 3. Variáveis referentes às bactérias.

Nome da variável

Definição Indicador

Espécie Identificação quanto à espécie

Freqüência de cada espécie

Morfologia Caracterização quanto à morfologia

Freqüência de cocos Gram positivos e bacilos

Gram negativos

Resistência frente aos

antimicrobianos

Reação de sensibilidade ou resistência

Freqüência de resistência

MDR Classificação das bactérias quanto a múltipla resistência

Freqüência de MDR

55..88.. OORRIIGGEEMM DDAASS IINNFFOORRMMAAÇÇÕÕEESS

As informações referentes às bactérias foram coletadas nos registros do Laboratório

de Microbiologia Dr. Virgílio de Oliveira (HUOC) e as relativas aos pacientes no serviço

de informática do HUOC, (para determinar a data de internação), os outros dados do

paciente pela requisição médica. Para cada microrganismo isolado foi construído um

formulário, com informação relativa ao microrganismo e ao paciente (modelo no anexo I).

A coleta de dados seguiu os procedimentos da rotina normal conforme as regras do

laboratório. Quando a cultura foi positiva, os dados referentes à bactéria e ao paciente

foram registrados no formulário, e a cepa estocada para estudo posterior.

18


55..99.. IISSOOLLAAMMEENNTTOO,, IIDDEENNTTIIFFIICCAAÇÇÃÃOO EE MMAANNUUTTEENNÇÇÃÃOO DDAASS CCEEPPAASS

As amostras coletadas dos pacientes internados no HUOC foram semeadas nos

seguintes meios de cultura específicos para isolamento de microrganismos: Blood Ágar

Base (BAB), Ágar chocolate, Ágar Eosina-azul de Metileno (EMB), Ágar Hektoen Enteric

(HE), Ágar MacConkey, Ágar Mueller-Hinton, Ágar Thayer Martin e Brain Heart Infusion

Broth (BHI). Para identificação os microrganismos foram analisados quanto a morfologia,

pela coloração de Gram e submetidos as provas, de: catalase, coagulase, Ágar bile-esculina,

Ágar DNAse, Ágar manitol, novobiocina, bacitracina, optoquina e Camp (para a

identificação dos Gram positivos); glicose, lactose, sacarose, indol, ácido sulfídrico,

produção de gás, motilidade, lisina, citrato, ornitina, oxidase e produção de pigmentos (para

Gram negativos) e complementadas pelo processo automatizado no Mini-Api (BioMerieux-

França). Após identificação as culturas foram preservadas em meio de conservação (10 g/L

extrato de carne, 5 g/L triptona, 5 g/L cloreto de sódio, 12 g/L ágar, pH 7,4) e por

congelamento a - 80ºC em glicerol.

55..1100.. DDEETTEERRMMIINNAAÇÇÃÃOO DDOO PPEERRFFIILL DDEE RREESSIISSTTÊÊNNCCIIAA AAOOSS

AANNTTIIMMIICCRROOBBIIAANNOOSS

O perfil de resistência aos antimicrobianos foi determinado pelo método de difusão

em disco segundo o National Committee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS, 1997;

2002; 2003), usando os seguintes antimicrobianos, de acordo com o microrganismo, nas

concentrações descritas: ácido pipemídico (20 µg), ácido nalidíxico (30 µg), amicacina (30

µg), aztreonan (30 µg), cefalotina (30 µg), cefoxitina (30 µg), cefotaxima (30 µg), cefepime

(30 µg), clindamicina (2 µg), cloranfenicol (30 µg), ciprofloxacina (5 µg), eritromicina (15

µg), gentamicina (10 µg), imipenem (10 µg), meropenem (10 µg), moxifloxacina (5 µg),

norfloxacina (10 µg), nitrofurantoina (300 µg), oxacilina (1 µg), penicilina G (10 U),

piperacilina+tazobactam (100/10 µg), polimixina B (300 UI), sulfametoxazol/trimetoprim

(75/23 µg), tetraciclina (30 µg), teicoplanina (30 µg), vancomicina (30 µg) (Oxoid). A

interpretação do halo de sensibilidade/resistência, para cada antimicrobiano, seguiu as

normas do National Committee for Clinical Laboratory Standards (NCCLS, 1997; 2002;

2003).

19


Para o controle de qualidade foram utilizadas cepas padrão de Escherichia coli

(ATCC 25922), P. aeruginosa (ATCC 27853), e S. aureus (ATCC 25923). Pelos resultados

do teste de susceptibilidade as culturas foram classificadas em duas categorias: sensíveis

(S), todas as culturas que se mostraram sensíveis pelo método de difusão em disco e

resistentes (R), todos os isolados resistentes e intermediários.

Para a confirmação da resistência do S. aureus à oxacilina/meticilina, usou-se uma

suspensão bacteriana com turvação correspondente a 0,5 McFarland semeada em ágar

Mueller-Hinton, suplementado com 4% de NaCl contendo 6 µg de oxacilina por mililitro.

A oxacilina foi usada por ser mais resistente à degradação durante a armazenagem e

também por possibilitar a detecção de hetero-resistência (CDC, Laboratory detection of

oxacillin/methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA), http://www.cdc.gov. Acesso

em 24 out 2003). A presença de crescimento após incubação por 24-48 horas a 35ºC, é

indicativo de resistência. A sensibilidade deste método é de 100% para detecção da

resistência do S. aureus à meticilina e 95% para cepas SCN (CHAMBERS, 1993).

O critério para considerar P. aeruginosa multi-drogas resistente (MDR) foi à

existência de resistência a quatro grupos de antimicrobianos: cefalosporinas,

aminoglicosídios, fluorquinolonas e carbapenens. Foi considerada como resistência

antimicrobiana de alto nível para P. aeruginosa a resistência ao mesmo tempo a seis grupos

de antimicrobianos: cefalosporinas, aminoglicosídios, fluorquinolonas, carbapenens,

sulfa/potencializador e cloranfenicol.

Nesta pesquisa foi considerado MDR em Staphylococcus quando além de resistente

à oxacilina e eritromicina a cultura foi também resistente, a três ou mais dos seguintes

antimicrobianos: clindamicina, ciprofloxacina, gentamicina, sulfametoxazol/trimetoprim e

cloranfenicol segundo estabelecido por Fluit e colaboradores (2001b) e Bell e

colaboradores (2002).

55..1111.. AANNÁÁLLIISSEE EESSTTAATTÍÍSSTTIICCAA

A análise das variáveis foi realizada por cepa isolada. Foram preenchidos

formulários, um para cada isolado, onde constavam dados relativos à bactéria e ao paciente.

A digitação e validação dos dados foram feitas no software EpiInfo versão 6,04. As tabelas

e análise dos dados foram feitos no software SPSS versão 8.0. Realizou-se uma análise de

20


consistência a fim de detectar erros que por ventura ainda estivessem presentes no banco de

dados.

Para a análise descritiva, aplicou-se o teste do χ2 (qui-quadrado) com correção de

Yates ou Fisher, para detectar possíveis associações entre as resistências dos

microrganismos mais freqüentes, considerando o nível de significância de 5%.

55..1111..11 IINNDDIICCAADDOORREESS QQUUEE FFOORRAAMM AANNAALLIISSAADDOOSS

• Microrganismo isolado: freqüência dos microrganismos

• Pavilhão: freqüência dos isolados no pavilhão

• Origem dos isolados: freqüência de culturas positivas pela origem dos

isolados

• Resistência da bactéria aos antimicrobianos: freqüência de resistência por

espécie bacteriana

• Bactérias MDR: freqüência das bactérias multi-drogas resistentes pela

origem dos isolados e por pavilhão

21


66.. CCOONNSSIIDDEERRAAÇÇÕÕEESS ÉÉTTIICCAASS

66..11.. O projeto “Infecções hospitalares” foi aprovado pelo Comitê de Ética em pesquisa do

HUOC em 24/09/2002 (Anexo II).

66..22.. O projeto “Infecções hospitalares” foi aprovado pelo Comitê de Ética do

CPqAM/FIOCRUZ em 12/11/2002 (Anexo II).

22


77.. RREESSUULLTTAADDOOSS

77..11.. DDIISSTTRRIIBBUUIIÇÇÃÃOO DDOOSS IISSOOLLAADDOOSS PPOORR PPAAVVIILLHHÃÃOO EE FFOONNTTEE DDAASS

AAMMOOSSTTRRAASS..

No período de julho de 2002 a junho de 2003, foram obtidos 774 isolados de

microrganismos provenientes de casos de infecção hospitalar no HUOC (Tabela 4), sendo

40 cepas de fungos, 260 de cocos Gram positivos e 474 de bacilos Gram negativos e

bastonetes Gram negativos não fermentadores (BGNNF). Outros 50 isolados, considerados

como perdas, não foi incluído neste estudo por não ter sido possível resgatar os dados

relativos aos pacientes ou pelos casos não se ajustarem aos critérios de infecção hospitalar.

Dentre os isolados, os mais freqüentes foram P. aeruginosa (19,8%), Klebsiella spp

(18,4%), S. aureus (17,1%), SCN (11,9%), E. coli (8,3%), Acinetobacter spp (5,1%) E.

faecalis (3,2%), Pseudomonas não aeruginosa (2,3%), Proteus mirabilis (1,8%) e

Enterobacter spp (1,4%) (Tabela 4). Entre os Gram negativos e BGNNF (61,2% do total

dos isolados), os mais freqüentes foram P. aeruginosa, Klebsiella spp, E. coli,

Acinetobacter spp, Pseudomonas não aeruginosa, Proteus mirabilis e Enterobacter spp.

Dentre os Gram positivos (33,6% do total de isolados), os mais freqüentes foram S. aureus,

SCN e E. faecalis (Tabela 4). Os fungos representando 5,2% dos isolamentos (Tabela 4),

não foram identificados por espécie, porque não era o objetivo desta pesquisa.

Em relação à distribuição dos isolados por pavilhão a maioria foi originada do

Centro de Oncologia (CEON): 194, 25%; Doenças Infecciosas e Parasitárias (DIP): 131,

16,9%; Cirurgia Geral e Transplante (AM): 103, 13,3%; Unidade de Terapia Intensiva

Geral (UTI-G); 89, 11,5%; e Clínica Geral e Cardiologia (JM): 82, 10,5% (Tabela 5).

Quanto à fonte das amostras analisadas, a hemocultura (sangue) forneceu o maior

número de isolados 273 (35,3%), seguido da urina 152 (19,6%), cateter 98 (12,6%),

secreção geral 53 (6,8%); ferida operatória 51 (6,6%) e trato respiratório 50 (6,5%) (Tabela

6).

As tabelas 7 e 8 mostram a distribuição dos principais isolados (P. aeruginosa,

Klebsiella spp, S. aureus e SCN pelas fontes das amostras obtidas para cultura e pelos

pavilhões de internamento dos casos de infecção hospitalar. A Tabela 9 mostra resistência

destes isolados aos antimicrobianos.

23


Tabela 4. Distribuição dos isolados de casos de infecção hospitalar no HUOC: julho de

2002 a junho de 2003

Microrganismos Número Percentual

S. aureus 132 17,1 Staphylococcus coagulase negativo (SCN) 92 11,9 Enterococcus faecalis 25 3,2 Streptococcus pyogenes 4 0,5 Streptococcus viridans 2 0,2 Streptococcus pneumoniae 2 0,3 Streptococcus agalactiae 1 0,1 Streptococcus bovis 1 0,1 Streptococcus spp 1 0,1

Total de cocos Gram positivos 260 33,6 Pseudomonas aeruginosa 153 19,8 Klebsiella spp 143 18,4 Escherichia coli 64 8,3 Acinetobacter spp 39 5,1 Pseudomonas spp 18 2,3 Proteus mirabilis 14 1,8 Enterobacter spp 11 1,4 Morganella morgannii 9 1,2 Providencia spp 6 0,8 Citrobacter spp 5 0,6 Serratia marcescens 5 0,6 Salmonella Enteritidis 3 0,4 Salmonella spp 1 0,1 Alcaligenes 1 0,1 Stenotrephomonas maltophila 1 0,1 Edwardsiella spp 1 0,1

Total de bacilos Gram negativos e BGNNF 474 61,2 Total de fungos 40 5,2 Total de isolados 774 100,0

BGNNF – bacilos Gram negativos não fermentadores

24


Tabela 5. Distribuição dos isolados por pavilhão no HUOC: julho de 2002 a junho de

2003.

Pavilhões Número Percentual

Centro de Oncologia (CEON) 194 25,0 Doenças Infecciosas e Parasitárias (DIP) 131 16,9 Cirurgia Geral e Transplantes (AM) 103 13,3 Unidade de Terapia Intensiva Geral (UTI-G) 89 11,5 Clínica Geral de Cardiologia (JM) 82 10,5 Outros 175 22,6 Total 774 100,0

Tabela 6. Distribuição dos isolados pela origem das amostras analisadas no HUOC: julho

de 2002 a junho de 2003.

Origem dos isolados Número Percentual

Sangue (hemocultura) 273 35,3 Urina 152 19,6 Cateter 98 12,6 Secreção geral 53 6,8 Ferida operatória. 51 6,6 Origem respiratória 50 6,5 Liquido ascítico 33 4,3 Abscesso 25 3,2 Dreno 11 1,4 Bile 9 1,2 Líquido de mediastino 7 0,9 Escara 6 0,8 Secreção peritoneal 4 0,5 Fragmento de hematoma 1 0,1 Líquido hepático 1 0,1 Total 774 100,0

25


Tabela 7. Distribuição dos principais isolados pelas fontes da cultura no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003.

P.aeruginosa Klebsiella

spp

S. aureus SCN Fontes da cultura

N (%) N (%) N (%) N (%) Sangue (hemocultura) 35 (22,8) 28 (19,5) 46 (34,8) 72 (78,3) Urina 40 (26,1) 44 (30,7) 2 (1,5) - Cateter 21 (13,7) 18 (12,5) 29 (22,0) 13 (14,1) Ferida operatória 10 (6,5) 11 (7,7) 15 (11,4) 2 (2,2) Abscesso 5 (3,3) 4 (2,8) 7 (5,3) - Líquido ascítico 5 (3,3) 5 (3,5) 5 (3,8) 3 (3,3) Secreção Geral 13 (8,5) 6 (4,2) 16 (12,1) 1 (1,1) Escara 3 (2,0) 1 (0,7) - - Dreno 3 (2,0) 3 (2,1) 1 (0,8) - Bile 1 (0,6) 4 (2,8) - - Líquido do mediastino 4 (2,6) 1 (0,7) - - Trato respiratório 13 (8,5) 15 (10,4) 10 (7,6) 1 (1,1) Outros - 3 (2,1) 1 (0,8) - Total 153 (100,0) 143 (100,0) 132 (100,0) 92 (100,0)

NT – não testado; % percentual de resistência; SCN – Staphylococcus coagulase negativa

26


Tabela 8. Distribuição por pavilhão dos mais freqüentes microrganismos no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003

P. aeruginosa Klebsiella spp

S. aureus SCN E. coli OUTROS TOTAL Pavilhões

n % n % n % n % n % n % n %

Cirurgia geral e transplantes (AM)

22 21,4 28 27,2 9 8,7 - - 15 14,6 29 28,1 103 100

Clínica geral e cardiológica (JM)

9 10,9 16 19,5 14 17,0 - - 11 13,4 32 39,1 82 100

Clínica pneumológica (CCH)

10 23,2 9 20,9 10 23,2 - - 4 9,4 10 23,2 43 100

Doenças infecciosas e parasitárias (DIP)

32 24,4 14 10,7 25 19,1 21 16,0 - - 39 29,8 131 100

Unidade terapia intensiva geral (UTI-G)

23 28,3 15 18,5 14 17,3 - - 6 7,4 23 28,3 81 100

Unidade terapia intensiva coronariana (UTI-C)

6 18,8 5 15,6 6 18,8 7 21,8 - - 8 25,0 32 100

Centro de oncologia (CEON)

37 19,0 29 14,9 30 15,5 33 17,0 - - 65 33,5 194 100

n – número; % percentual de isolados; SCN - Staphylococcus coagulase negativo

27


Tabela 9. Resistência aos antimicrobianos apresentada pelos isolados mais freqüentes no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003

Grupos de antimicrobianos Antimicrobianos P.aeruginosa %

Klebsiella spp %

S. aureus %

SCN %

Fluorquinolonas Norfloxacina 64,7 19,0 34,4 39,3 Ciprofloxacina 63,2 15,4 33,1 33,3 Moxifloxacina NT NT 10,2 7,9 Aminoglicosídios Amicacina 65,4 18,9 39,4 44,4 Gentamicina 69,3 24,5 36,6 47,3 Ureidopenicilina/inibidor de β-lactamase Piperacilina/tazobactam 25,9 23,1 39,1 41,7 Cefalosporinas Cefalotina NT 73,4 NT NT Cefoxitina NT 67,1 NT NT Ceftazidima 86,8 54,5 NT NT Cefepime 65,3 35,7 NT NT Carbapenens Imipenem 56,9 4,2 40,9 44,6 Meropenem 57,6 3,5 39,1 44,3 Sulfa/potencializador Sulfametoxazol/trimetoprim NT 64,3 35,5 40,0 Cloranfenicol Cloranfenicol NT 52,4 34,1 52,7 Monobactâmico Aztreonam 8,7 NT NT NT Colimicinas Polimixina B 0 NT NT NT Penicilinas

Penicilina G Oxacilina (penicilina semi-sintética)

NT NT

NT NT

68,2 40,2

76,1 45,7

Macrolídios Eritromicina NT NT 49,6 48,9 Tetraciclinas Tetraciclina NT NT 43,8 24,2 Lincomicinas Clindamicina NT NT 46,2 58,0 Glicopeptídios Teicoplamina NT NT 0 0 Vancomicina NT NT 0 0 NT – não testado; % percentual de resistência; SCN – Staphylococcus coagulase negativa

28


A comparação da resistência aos antimicrobianos por trimestre, apresentada pela P.

aeruginosa, não apresentou diferença significativa, enquanto que a Klebsiella spp revelou

diferença significativa em relação a resistência ao cloranfenicol (p=0,015). Quanto ao S.

aureus também, não foi observada diferença significativa na resistência durante o ano do

estudo quando observado por trimestre. Dados apresentados nas Tabelas 10, 11, 12.

Tabela 10. Distribuição da resistência apresentada pela P. aeruginosa aos antimicrobianos

por períodos, durante um ano: julho/2002 a junho/2003.

Antimicrobianos Trimestres do ano Significância

JUL a SET OUT a DEZ JAN a MAR ABR a JUN p-valor

2002 2002 2003 2003 Piperacilina/tazobactam 14,3 19,1 31,7 29,5 0,4517 Imipenem 33,3 51,8 63,4 61,7 0,2855 Cefalotina 100 100 97,6 100 * Meropenem 33,3 50,9 65,9 63 0,1808 Cefoxitina 100 100 97,6 100 * Norfloxacina 50 62,5 72,5 63 0,5733 Cefotaxima 100 85,7 82,5 89,4 0,5036 Ciprofloxacina 55,6 62,5 69 61,9 0,8772 Cefepime 77,8 61,8 63,4 75 0,6501 Sulfametoxazol/trimetoprim 75,0 86,8 69 89,1 0,1022 Cloranfenicol 77,8 81,8 87,2 100 0,0250 Gentamicina 66,7 67,9 75,6 66 0,7776 Amicacina 77,8 66,1 63,4 63,8 0,8631 Aztreonan 22,2 9,3 7,3 6,7 0,4899 Polimixina B 0 0 0 0 *

29


Tabela 11. Distribuição da resistência apresentada pela Klebsiella spp aos antimicrobianos

no período durante um ano: julho/2002 a junho/2003.


JUL a SET OUT a DEZ JAN a MAR ABR a JUN p-valor 2002 2002 2003 2003

Piperacilina/tazobactam 33,3 27,5 28,9 11,1 0,3034 Imipenem 8,3 5,6 2,2 3,1 0,7323 Cefalotina 75 70,4 68,9 56,3 0,4986 Meropenem 0 5,6 2,2 3,2 0,7227 Cefoxitina 75 70,4 68,9 56,3 0,4986 Norfloxacina 36,4 22,2 20,0 6,3 0,1153 Cefotaxima 75 55,6 57,8 40,6 0,1920 Ciprofloxacina 33,3 22,2 14,3 6,7 0,1391 Cefepime 50 45,1 44,4 18,2 0,3712 Sulfametoxazol/trimetoprim 83,3 64,7 65,6 54,8 0,3720 Cloranfenicol 83,3 62,0 52,3 34,4 0,0150 Gentamicina 41,7 29,6 17,8 18,8 0,2257 Amicacina 16,7 29,4 6,7 21,9 0,0429

Tabela 12. Distribuição da resistência apresentada pela S. aureus aos antimicrobianos por

períodos, durante um ano: julho/2002 a junho/2003.


JUL a SET OUT a DEZ JAN a MAR ABR a JUN p-valor 2002 2002 2003 2003

Piperacilina/tazobactam 50,0 42,1 34,5 57,7 0,3560 Imipenem 41,7 42,4 34,5 43,8 0,8832 Meropenem 41,7 42,4 31,0 39,3 0,7791 Norfloxacina 25 34,5 31,0 40,6 0,7613 Ciprofloxacina 16,7 33,9 31,6 38,7 0,5845 Sulfametoxazol/trimetoprim 33,3 35,6 33,3 37,5 0,9896 Cloranfenicol 33,3 37,3 24,1 37,5 0,6335 Gentamicina 33,3 35,6 37,9 38,7 0,9834 Amicacina 41,7 39,3 37,9 40 0,9965 Teicoplanina 0 0 0 0 - Vancomicina 0 0 0 0 - Moxifloxacina 8,3 7,0 10,3 16,7 0,5613 Tetraciclina 25,0 49,2 55,6 30,0 0,1002 Clindamicina 58,3 42,4 44,8 50,0 0,7372 Penicilina G 75,0 76,3 55,2 62,5 0,1890 Oxacilina 41,7 40,7 34,5 43,8 0,9013 Eritromicina 45,5 50,8 42,9 54,8 0,8105

30


77..22.. RREESSIISSTTÊÊNNCCIIAA NNOOSS PPRRIINNCCIIPPAAIISS IISSOOLLAADDOOSS

77..22..11.. PPsseeuuddoommoonnaass aaeerruuggiinnoossaa

Foi encontrado alto padrão de resistência das amostras de P. aeruginosa à maioria

dos antimicrobianos testados (Tabela 9), principalmente às cefalosporinas de terceira

geração com 86,8%. Para a cefalosporina de quarta geração (cefepime) a resistência foi

65,3%.

Em 1,3% dos isolados foi encontrada resistência a todos os antimicrobianos testados

com exceção da polimixina B (colimicinas) para qual foi encontrada 100% de

sensibilidade. Para o aztreonam (monobactâmico) a sensibilidade foi 91,3% e apenas 8,7%

de resistência (Tabela 9).

Setenta dos 153 isolados de P. aeruginosa (45,7%) revelaram-se como MDR e 24

isolados (15,7%) apresentaram um perfil de resistência de alto nível. A tabela 13 mostra a

distribuição de P. aeruginosa MDR por pavilhão. Foi observada resistência cruzada em

vários isolados de P. aeruginosa mostrada na tabela 14.

77..22..22.. KKlleebbssiieellllaa sspppp

O padrão de resistência antimicrobiano foi considerado variável entre 143 isolados

de Klebsiella spp (Tabela 9). Os carbapenens foram os compostos mais ativos, imipenem

(4,2% de resistência) e o meropenem (3,5% de resistência); as fluorquinolonas e os

aminoglicosídios ainda apresentaram baixo nível de resistência “in vitro”, enquanto que as

cefalosporinas apresentaram níveis decrescentes de resistência em relação à geração a que

pertencem: 73,4% < 67,1% < 54,5% < 35,7% (Tabela 9). Todos os isolados resistentes à

ceftazidime (cefalosporina de 3ª geração) apresentaram também alta resistência à

gentamicina, sulfametoxazol/trimetoprim, ciprofloxacina e aminacina e baixo nível de

resistência ao imipenem (Tabela 15).

31


Tabela 13. Distribuição de P. aeruginosa MDR por pavilhões, no HUOC: julho de 2002 a

junho de 2003.


Doenças Infecciosas e Parasitárias (DIP) 21 30,0 Centro de Oncologia (CEON) 14 20,0 Unidade de Terapia Intensiva Geral (UTI-G) 13 18,6 Cirurgia Geral e Transplantes (AM) 12 17,1 Clínica Geral e Cardiologia (JM) 4 5,7 Clínica Pneumológica (CCH) 2 2.9 Unidade Terapia Intensiva Coronariana (UTI-C) 2 2,9 Isolamento Infantil, Doenças Infecto Contagiosas (II) 1 1,4 Pré e Pós Operatório Cardíaco, Adulto e Infantil (JC) 1 1,4

Total 70 100,0

7.2.3. SSttaapphhyyllooccooccccuuss aauurreeuuss

Não foi detectada resistência aos glicopeptídios (vancomicina e teicoplanina) por S.

aureus no período estudado. O maior nível de resistência encontrado foi para a penicilina

com 68,2%, e o menor foi para a moxifloxacina, 10,2% (Tabela 9).

A resistência do S. aureus à oxacilina/meticilina (MRSA) foi 40,2% (Tabela 9),

destes MRSA 44 isolados (83,0%) tinham perfil de MDR. Os isolados MRSA foram mais

freqüentes no pavilhão de Doenças Infecciosas e Parasitárias (DIP) com percentual de

26,4% (Tabela 16). Dos isolados de S. aureus obtidos de cateter, 55,1% foram resistentes à

meticilina.

A tabela 17 mostra a resistência de MSSA e MRSA à eritromicina, clindamicina,

ciprofloxacina, gentamicina, sulfametoxazol/trimetoprim e cloranfenicol.

77..22..44.. SSttaapphhyyllooccooccccuuss ccooaagguullaassee nneeggaattiivvoo ((SCN)

Em SCN não foi detectada resistência aos glicopeptídios (vancomicina e

teicoplanina) no período estudado.

A resistência à meticilina/oxacilina apresentada pelo SCN foi de 45,7% e a

resistência à penicilina foi de 76,11% (Tabela 9).

Entre os 13 isolados de SCN obtidos a partir de catéter, representando 14,1% de

todos os isolados (Tabela 7), 24,2% apresentaram-se como MDR.

3332


Tabela 14. Percentual de resistência cruzada em isolados de P. aeruginosa, no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003.

Antimicrobiano Imipenem Gentamicina Ciprofloxacin Piperacilina/Tazobactam

n % n % n % n % Norfloxacina 85 98,9 103 93,2 84 100,0 33 93,9 Ciprofloxacina 74 98,6 91 93,4 86 _____ 35 94,3 Amicacina 87 95,4 106 93,4 86 95,3 36 91,7 Gentamicina 87 100,0 106 _____ 86 98,8 36 94,4 Aztreonan 86 4,7 105 11,4 85 11,8 36 11,4 Polimixina B 86 0 104 0 84 0 35 0 Cefalotina 86 100,0 105 100,0 85 100,0 36 100,0 Cefoxitina 86 100,0 105 100,0 85 100,0 36 100,0 Cefotaxima 86 98,8 105 96,2 85 87,3 35 100,0 Cefepime 70 94,3 88 83,0 72 83,3 27 92,6 Meropenem 86 100,0 105 81,9 85 84,7 36 91,7 Imipenem 87 _____ 106 82,1 86 84,9 36 88,9 Piperacilina/tazobactam 79 40,5 96 35,4 77 42,9 36 _____

n = número de amostras testadas; % = percentual de resistência

33


Tabela 15. Comparação do percentual de Klebsiella spp resistentes a ceftazidima

(cefalosporinas de terceira geração) e sua resistência a outras drogas, no HUOC: julho de

2002 a junho de 2003.

Antimicrobianos Número Percentual

Gentamicina 78 39,7 Imipenem 78 7,7 Amicacina 78 33,3 Sulfametoxazol/trimetoprim 67 85,1 Ciprofloxacin 67 25,4

Tabela 16. Distribuição de MRSA por pavilhões, no HUOC: julho de 2002 a junho de

2003.


Doenças Infecciosas e Parasitárias (DIP) 14 26,4 Clínica Geral e Cardiologia (JM) 9 17,0 Unidade de Terapia Intensiva Geral (UTI-G) 8 15,1 Centro de Oncologia (CEON) 6 11,3 Cirurgia Geral e Transplantes (AM) 5 9,4 Unidade de Terapia Intensiva Coronariana (UTI-C) 4 7,5 Pré e Pós Operatório Cardíaco Adulto (AF) 2 3,8 Clínica Pneumológica (CCH) 2 3,8 Pré e Pós Operatório Cardíaco Adulto e Infantil (JC) 1 1,9 Emergência Cardíaca e Pulmonar (ENagib) 1 1,9 Pré e Pós Operatório Cardíaco e Crônico (JR) 1 1,9 Total 53 100,0

Tabela 17. Distribuição dos percentuais de MRSA e MSSA em relação a resistência a

outras drogas, no HUOC: julho de 2002 a junho de 2003.

Antimicrobianos MRSA MSSA SCN-MR SCN-MS

Eritromicina 100,0 13,9 88,1 14,0 Clindamicina 96,2 12,7 90,5 26,0 Ciprofloxacina 76,6 1,3 59,5 8,0 Gentamicina 83,0 5,1 73,8 24,0 Sulfametoxazol/trimetoprim 73,6 5,1 64,3 18,0 Cloranfenicol 73,6 7,6 83,3 26,0 MRSA – Staphylococcus aureus resistente à meticilina; MSSA – Staphylococcus aureus sensível à -meticilina; SCN - Staphylococcus coagulase negativo; MR – meticilina resistente; MS – meticilina sensível.

34


8. DISCUSSÃO

O aumento da morbidade e mortalidade decorrente das infecções hospitalares está

diretamente relacionado às cepas bacterianas multi-resistentes uma vez que as infecções

causadas por bactérias resistentes são mais difíceis de tratar, devido à redução da

disponibilidade de drogas eficazes (SADER et al., 2001; DZIDIC; BEDEKOVIC, 2003).

A identificação correta dos microrganismos e a determinação da resistência aos

antimicrobianos poderá fornecer informações necessárias para o controle das infecções

hospitalares, que possibilite subsidiar o estabelecimento de um programa de monitoramento

do uso de antimicrobianos e da disseminação de cepas MDR. Diante disto, no período de

julho de 2002 a junho de 2003, foram estudados 774 isolados provenientes de casos de

infecção hospitalar no HUOC, sendo 61,2% representados por bacilos Gram negativos,

33,6% por cocos Gram positivos e 5,2% por fungos.

Os isolados mais freqüentes no pavilhão Centro de Oncologia (CEON) foram: P.

aeruginosa (19%), SCN (17%), S. aureus (15,5%) e Klebsiella spp (14,9%). Neste pavilhão

tem alta concentração de pacientes com imunodepressão e submetidos à procedimentos

invasivos como o catéter central, tratados com quimioterápicos, que reduz a imunidade a

níveis mínimos, tornando-os mais susceptíveis às infecções.

No pavilhão de Doenças Infecciosas e Parasitárias (DIP), os isolados mais

freqüentes foram: P. aeruginosa (24,4%), S. aureus (19,1%), SCN (16%), e Klebsiella spp

(10,7%), nesse pavilhão encontram-se pacientes sedados, entubados, fazendo uso de

hemodiálise, com patologias diversas como: tétano, leptospirose, meningite, HIV e outras

doenças infecciosas, o que também compromete a imunidade.

No pavilhão de Clínica Geral e Cardiologia (JM), os isolados mais freqüentes

foram: Klebsiella spp (19,5%), S. aureus (17%) e P. aeruginosa (10,9%), neste pavilhão

estão os pacientes crônicos com longa permanência hospitalar, com as mais variadas

doenças de base.

O pavilhão AM recebe pacientes de cirurgia geral e transplantados, neste pavilhão

os isolados mais freqüentes foram: Klebsiella spp (27,2%), P. aeruginosa (21,4%) e S.

aureus (8,7%), que exigem procedimentos de alta complexidade e longa permanência

hospitalar, e medicamentos imunossupressores.

35


A Clínica de Pneumologia (CCH), apresentou como isolados mais freqüentes P.

aeruginosa e S. aureus com 23,2% e Klebsiella spp 20,9%. A Unidade de Terapia Intensiva

Geral (UTI-G) apresentou P. aeruginosa (28,3%), Klebsiella spp (18,5%), S. aureus

(17,3%). A Unidade de Terapia Intensiva Coronariana (UTI-C) apresentou P. aeruginosa e

S. aureus (18,8%) e Klebsiella spp (15,6%).

O S. aureus foi um dos mais freqüentes isolados, ocupando o primeiro lugar

juntamente com a P. aeruginosa no CCH e UTI-C, sendo o segundo mais freqüente no JM,

DIP e CEON, e o terceiro mais freqüente na UTI-G.

A P. aeruginosa foi mais freqüente no DIP, UTI-G e CEON, no CCH e UTI-C que

juntamente com o S. aureus foram os mais freqüentes. A Klebsiella spp só apresentou o

primeiro lugar no AM e JM.

Com estes dados pode-se fazer comparações com estudos futuros, ao observar os

patógenos mais freqüentes em cada pavilhão.

Em relação à origem dos isolados a maior fonte foi o sangue (hemocultura), seguido

da urina e do cateter. O cateter venoso é a causa mais freqüente de infecção por SCN

(VIEDMA et al., 2000), por abrir uma porta para entrada de microrganismos e favorecer a

aderência dos microrganismos produtores de biofilme (TAN et al., 1994; STEWART;

COSTERTON, 2001; FERRETTI et al., 2003). Nas hemoculturas o percentual de

microrganismos Gram positivos foi levemente maior que o dos Gram negativos e fungos. O

estafilococo coagulase negativo (SCN) foi o isolado mais freqüente seguido do S. aureus,

entre os 13 isolados de SCN obtidos a partir de catéter, representando 14,1% de todos os

isolados (Tabela 7), 24,2% apresentaram-se como MDR. Vários fatores como o uso de

cateter vesical, necessidades fisiológicas e banhos no leito predispõem os pacientes

hospitalizados à infecção urinária. Nesses pacientes são freqüentes as infecções por bacilos

Gram negativos de origem fecal e ambiental. No período do nosso estudo, foram isolados a

partir da cultura de urina, 44 dos 143 isolados de Klebsiella spp e 40 dos 153 isolados de P.

aeruginosa.

As infecções hospitalares são agravadas pela resistência dos microrganismos aos

antimicrobianos. Os isolados provenientes de infecção hospitalar no HUOC, no período

estudado, apresentaram resistência a vários antimicrobianos. Chamou atenção, sobretudo, a

resistência apresentada pelos isolados mais freqüentes em infecções nosocomiais como:

36


SCN, S. aureus, P. aeruginosa e Klebsiella spp, que se mostraram resistentes a múltiplos

antimicrobianos e muitos sendo considerados como MDR. Uma bactéria é considerada

multi-resistente quando desenvolve resistência a um ou mais grupos de antimicrobianos aos

quais era considerada sensível. Estes antimicrobianos atuam como marcadores de multi-

resistência e são distintos para cada microrganismo (ÁLVAREZ-LERMA et al., 2002).

O acompanhamento da resistência apresentada pela P. aeruginosa, S. aureus, e

Klebsiella spp aos antimicrobianos, por trimestre do ano, não revelou diferenças exceto em

relação a Klebsiella spp que apresentou um aumento significativo da sensibilidade ao

cloranfenicol (1,5%) (Tabelas 9, 10, e 11). No entanto, consideramos que o período de um

ano é insuficiente para produção de diferenças significativas, na ausência de uma política

de uso racional de antimicrobianos.

A P. aeruginosa, espécie oportunista e ambiental, é o mais comum não fermentador

implicado nas infecções humanas, isolada freqüentemente em vários locais no mundo

(SADER et al., 2001; ANDRADE et al., 2003; GALES et al., 2003; FASS et al., 1996). No

presente trabalho a P. aeruginosa apresentou perfil de resistência muito alto em relação à

maioria dos antimicrobianos refletindo os múltiplos mecanismos de resistência deste

importante patógeno hospitalar.

As cefalosporinas terceira e quarta geração foram às drogas para as quais a P.

aeruginosa apresentou maior percentual de resistência.

A P. aeruginosa apresentou perfil de MDR em 45,7% (70 isolados) do total de 153

isolados de P. aeruginosa, considerando-se como critério de multi-drogas- resistência, a

resistência ao mesmo tempo a quatro grupos de antimicrobianos: cefalosporinas,

aminoglicosídios, fluorquinolonas e carbapenens. Resistência de “Alto nível” foi

apresentada por 15,7% (24 isolados), compreendida como a resistência a seis grupos de

antimicrobianos não relacionados: cefalosporinas, aminoglicosídios, fluorquinolonas,

carbapenens, sulfa/potencializador e cloranfenicol. Em dois isolados (1,3%) foi encontrada

resistência a todos os antimicrobianos testados com exceção da polimixina B (colimicinas)

para qual f

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