getulio jorge stefanello júnior - tese

5/13/2018 Getulio Jorge Stefanello J nior - tese - slidepdf.com

http://slidepdf.com/reader/full/getulio-jorge-stefanello-junior-tese 1/123

UNIVERSI

Programa d

Efeitos de agrotsobre Tr

(Hym

Get

ATENÇÃO – E

POIS ESSA CAPPELO PESSOALSOMENTE É E

QUEA FOLHA COM

DADE FEDERAL DE P

e Pós-Graduação em Fitos

Tese

xicos registrados para a culchogramma pretiosum Rileyenoptera: Trichogrammatid

lio Jorge Stefanello Júni

SSA CAPA NÃO É USADA NA ENCAD

, NA VERDADE, SER AQUELA CONA EDITORA DA UFPEL (AG NCIA LACADERNADO DA FOLHA DE ROSTOPR XIMA FOLHA EM RELAÇ O A EFICHA CATALOGRÁFICA DEVE SE

NO VERSO DA FOLHA DE ROSTO

Pelotas, 2010

LOTAS

sanidade

tura do milho, 1879e)

r

RNAÇÃO

ECCIONADAORA MIRIM)EM DIANTESA.IMPRESSA



GETULIO JORGE STEFANELLO JÚNIOR

EFEITOS DE AGROTÓXICOS REGISTRADOS PARA A CULTURA DO MILHOSOBRE Trichogramma pretiosum RILEY, 1879 (HYMENOPTERA:

TRICHOGRAMMATIDAE)

Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade daUniversidade Federal de Pelotas, comorequisito parcial à obtenção do título deDoutor em Ciências (área doconhecimento: Entomologia).

Orientador: Anderson Dionei Grützmacher

Co-Orientador: Douglas Daniel Grützmacher

Pelotas, 2010



Dados de catalogação na fonte:(Marlene Cravo Castillo – CRB-10/774)

S816e Stefanello Júnior, Getulio JorgeEfeitos de agrotóxicos registrados para a cultura do milho

sobre Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:

Trichogrammatidae) / Getulio Jorge Stefanello Júnior; orientador

Anderson Dionei Grützmacher - Pelotas,2010.-121f. ; il..- Tese

(Doutorado): Entomologia – Programa de Pós-Graduação em

Fitossanidade. Faculdade de Agronomia Eliseu Maciel.

Universidade Federal de Pelotas. Pelotas, 2010.

1.Zea mays 2.Agroquímicos 3.Controle biológico

4.Parasitoide de ovos I.Grützmacher, Anderson Dionei

(orientador) II .Título.

CDD 633.15



Banca examinadora:

Dr. Anderson Dionei Grützmacher (Orientador)

Dr. José Francisco da Silva Martins

Dr. Jader Ribeiro Pinto

Dra. Gabriela Inés Diez-Rodríguez

Dra. Sônia Thereza Bastos Dequech



Aos meus pais Getulio Jorge Stefanello e Tereza Stefanello e irmão

Jaison Ricardo Stefanello pelo apoio e dedicação;

à minha esposa Marta Marques e meu filho Paulo Ricardo Marques Stefanello

pelo apoio, amor e entendimento da minha ausência em suas vidas ao longo de

minha formação pessoal e profissional.

Dedico



Agradecimentos

Ao Dr. Anderson Dionei Grützmacher, Professor Associado do Departamentode Fitossanidade (DFs) da Faculdade de Agronomia “Eliseu Maciel” (FAEM),

Universidade Federal de Pelotas (UFPel) pela orientação, estímulo profissional e

amizade.

Ao Dr. Douglas Daniel Grützmacher, ex-bolsista PRODOC-CAPES do

Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade (PPGFs) pelo incentivo e amizade.

Ao Programa de Pós-Graduação em Fitossanidade da FAEM-UFPel, pela

oportunidade de realizar o curso de doutorado.Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq)

pela concessão da bolsa de estudos.

Aos Professores do PPGFs da FAEM-UFPel pelos ensinamentos, em

especial aos Drs. Anderson Dionei Grützmacher, Alci Enimar Loeck, Mauro Silveira

Garcia e Uemerson Silva da Cunha.

A todos os colegas e amigos do PPGFs pelo apoio e amizade.

Aos dedicados bolsistas e estagiários do “Grupo de Trabalho de Seletividadede Pesticidas”: Cibele Bonez, Daiane Carvalho Moreira, Daniel Spagnol, Isac Heres

Lopes, Jonas Alex Finatto, Marcelo Zimmer, Murilo Damé Fonseca Paschoal e

Rafael Antonio Pasini pelo auxílio e amizade.

A todos aqueles que contribuíram para o êxito deste trabalho, o meu sincero

agradecimento.

Ao grupo de profissionais do Instituto Federal de Educação, Ciência e

Tecnologia do Rio Grande do Sul – Campus Sertão, pelo apoio e amizade.



Resumo

STEFANELLO JÚNIOR, Getulio Jorge. Efeitos de agrotóxicos registrados para acultura do milho sobre Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:Trichogrammatidae). 2010. 121f. Tese (Doutorado) – Programa de Pós-Graduaçãoem Fitossanidade. Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, Rio Grande do Sul,Brasil.

O milho é uma das principais culturas do agronegócio brasileiro, porém associam-sea essa um complexo de pragas que, geralmente, necessitam ser manejadas paraminimizar as perdas na produção. Para isso, o controle químico com inseticidas,fungicidas e herbicidas tem sido a principal opção para o manejo fitossanitário, os

quais podem causar efeitos adversos aos inimigos naturais. Nesse sentido, avaliou-se a seletividade de 47 agrotóxicos registrados para a cultura do milho sobre asfases imaturas e adulta (persistência) do parasitoide de ovos Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae), seguindo a metodologiada “International Organization for Biological Control and Integrated Control ofNoxious Animals and Plants” (IOBC), “West Palaearctic Regional Section” (WPRS).Os bioensaios com imaturos consistiram na pulverização de agrotóxicos sobre ovosde Anagasta kuehniella (Zeller, 1879) (Lepidoptera: Pyralidae), contendo oparasitoide nos estágios de ovo-larva, pré-pupa e pupa. Para cada agrotóxico foicalculada a redução da emergência de T. pretiosum quando comparado com atestemunha e classificado como inócuo (classe 1, menos de 30% na redução da

emergência), levemente nocivo (classe 2, 30-79%), moderadamente nocivo (classe3, 80-99%) e nocivo (classe 4, >99%). Verificou-se que 16 inseticidas foram inócuosa todas as fases imaturas de T. pretiosum , predominando aqueles do grupo químicodos piretróides. Os fungicidas e herbicidas testados foram inócuos (classe 1) àsfases imaturas de T. pretiosum , exceto o herbicida Gramoxone 200 que foilevemente nocivo (classe 2) para a fase de pupa. Nos bioensaios de persistência, osagrotóxicos foram pulverizados sobre plantas de videira e adultos de T. pretiosum foram expostos aos resíduos dos agrotóxicos por cinco semanas. A categorizaçãoda persistência para cada agrotóxico foi realizada quando a redução no parasitismode T. pretiosum foi inferior a 30% quando comparado à testemunha, sendoclassificados como de vida curta (classe 1, menos de 5 dias com redução noparasitismo abaixo de 30%), levemente persistente (classe 2, 5-15 dias),moderadamente persistente (classe 3, 16-30 dias) e persistente (classe 4, >30 dias).Dentre os inseticidas, a maioria dos piretróides e organofosforados foram



persistentes (classe 4) aos adultos de T. pretiosum , bem como os inseticidas dogrupo químico dos metilcarbamatos de oxima e espinosinas. Entretanto, osinseticidas do grupo químico dos piretróides Bulldock 125 SC (0,04 L ha-1) e Decis25 EC (0,20) foram de vida curta (classe 1) aos adultos de T. pretiosum , assim como

Trebon 100 SC (0,14) do grupo químico éter difenílico, Match EC (0,30) do grupoquímico das benzoiluréias, e Sumithion 500 CE (1,50) do grupo químico dosorganofosforados. Todos os fungicidas testados foram considerados de vida curta(classe 1). Baseado nos resultados obtidos e na metodologia proposta pelaIOBC/WPRS, os agrotóxicos classificados como inócuos para a fase imatura eaqueles de vida curta e levemente persistente aos adultos, nas dosagens testadas,podem ser considerados seletivos a T. pretiosum . Já os agrotóxicos consideradosnocivos (classes 2, 3 e 4) para imaturos, combinados com os agrotóxicosmoderadamente persistentes e persistentes a adultos de T. pretiosum , devemprosseguir para a etapa final em campo, envolvendo a cultura do milho.

PALAVRAS-CHAVE: Agroquímicos. Controle biológico. Controle químico. Inimigonatural. Parasitoide de ovos. Zea mays .



Abstract

STEFANELLO JÚNIOR, Getulio Jorge. Effects of pesticides registered for thecorn crop on Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:Trichogrammatidae). 2010. 121p. Thesis (Doctor Degree) – Program ofPostgraduation in Phytosanitary. Federal University of Pelotas, Pelotas, Rio Grandedo Sul, Brazil.

Corn is one of the main crops in Brazilian agribusiness, but are associated with it acomplex of pests that usually need to be managed to minimize losses in production.For this, chemical control with insecticides, fungicides and herbicides has been themain option for phytosanitary pest management, which may cause adverse effects tonatural enemies. Accordingly, we evaluated the selectivity of 47 pesticides registered

for the corn crop on the immature stages and adult (persistence) of egg parasitoidTrichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) followingthe methodology of the “International Organization for Biological Control andIntegrated Control of Noxious Animals and Plants” (IOBC), “West PalaearcticRegional Section” (WPRS). The bioassays with immature consisted of sprayingpesticides on Anagasta kuehniella (Zeller, 1879) (Lepidoptera: Pyralidae), containingthe parasitoid stages of egg-larva, pre-pupa and pupa. For each pesticide wascalculated the reduction of the emergency when compared with control and classifiedas harmless (class 1, less than 30% reduction in emergency), slightly harmful (class2, 30-79%), moderately harmful (class 3, 80-99%) and harmful (class 4, >99%). Itwas found that 16 pesticides were harmless to all immature stages of T. pretiosum ,predominantly those of the chemical group of pyrethroids. Fungicides and herbicideswere harmless (class 1) to immature stages of T. pretiosum , except the herbicideGramoxone 200 that was slightly harmful (class 2) for pupa. Bioassays ofpersistence, pesticides were sprayed on the vine and adults of T. pretiosum wereexposed to residues of pesticides over five weeks. The categorization of persistencefor each pesticide was performed when the reduction in the parasitism of T.pretiosum was less than 30% when compared with control, being classified as short-lived (class 1, less than 5 days with parasitism reduction below 30%), slightlypersistent (class 2, 5-15 days), moderately persistent (class 3, 16-30 days) andpersistent (class 4, >30 days). Among the insecticides, most pyrethroids and

organophosphates were persistent (class 4) to adults of T. pretiosum , like thechemical group of insecticides of methyl carbamates of oxime and spinosins.However, the insecticides of the pyrethroid chemical group Bulldock 125 SC (0.04 L



ha-1) and Decis 25 EC (0.20) were short-lived (class 1) to adults of T. pretiosum , aswell as Trebon 100 SC (0.14) of diphenyl ether chemical group, Match EC (0.30) ofthe benzoyl urea chemical group, and Sumithion 500 CE (1.50) of the chemical groupof organophosphates. All fungicides tested were considered short-lived (class 1).

Based on results and the methodology proposed by the IOBC/WPRS, pesticidesclassified as harmless to the immature stage and those short-lived and slightlypersistent to adults, in the doses tested, can be considered harmless to T. pretiosum .Already pesticides considered harmful (class 2, 3 and 4) to immature, combined withthe pesticides moderately persistent and persistent to adults of T. pretiosum , shouldproceed to the final step in the field, involving corn crop.

KEY WORDS: Agrochemicals. Biological control. Chemical control. Natural enemy.Egg parasitoid. Zea mays .



Lista de Figuras

Metodologia geral

Figura 1 Detalhes da criação do hospedeiro Anagasta kuehniella e deTrichogramma pretiosum . A) Criação da fase imatura de A.kuehniella em bandejas contendo papel corrugado, farinha detrigo e levedo de cerveja; B) Coleta de adultos de A. kuehniella em caixas metálicas; C) Armazenamento de cartões emcilindros de vidro em câmara climatizada, temperatura 25±1º,

umidade relativa 70±10%, fotofase 14 horas; D) Parasitismo deovos de A. kuehniella por T. pretiosum ; E) Cartões com ovos deA. kuehniella não parasitados (claros) e parasitados (escuros)para manutenção da criação; F) Cartão com ovos de A.kuehniella não parasitados (claros) e ovos parasitados(escuros) para condução de bioensaios. Pelotas, RS.................. 31

Capítulo 1

Figura 1 Detalhes da condução dos bioensaios com as fases imaturasde Trichogramma pretiosum conforme metodologia da

IOBC/WPRS. A) Preparo dos cartões com goma arábica,lâmina perfurada, cartolina e ovos de Anagasta kuehniella ; B)Ovos de A. kuehniella aderidos aos cartões; C) Diluição dosagrotóxicos para pulverização e aferição da deposição da caldaem balança de precisão; D) Pulverizador manual utilizado parapulverização das caldas; E) Individualização de círculo de ovosde A. kuehniella contendo o parasitoide no interior, em sua faseimatura; F) Contagem dos ovos parasitados em lupaestereoscópica binocular. Pelotas, RS......................................... 41



Capítulo 2

Figura 1 Detalhes da condução dos bioensaios de persistência conformemetodologia da IOBC/WPRS. A) Componentes utilizados namontagem da gaiola de contato de Trichogramma pretiosum ; B)Gaiola de contato contendo folhas de videira; C) Detalhes dosistema de ventilação com sucção de vapores tóxicos dointerior da gaiola; D) Tubo de emergência contendo ovos deAnagasta kuehniella parasitados. Pelotas, RS............................. 80

Figura 2 Detalhes da condução dos bioensaios de persistência conformemetodologia da IOBC/WPRS. A) Detalhe da oferta dos cartõescontendo ovos de Anagasta kuehniella ; B) Detalhe do círculocom ovos de A. kuehniella e alimento ofertado a Trichogramma pretiosum ; C) Placas de Petri contendo cartões com ovos

parasitados para contagem; D) Detalhe de um círculo com ovosde A. kuehniella parasitados (pretos) para contagem em lupaestereoscópica binocular. Pelotas, RS......................................... 82



Lista de Tabelas

Capítulo 1

Tabela 1 Agrotóxicos avaliados nos testes de seletividade para as fasesimaturas de Trichogramma pretiosum utilizando dosagem máximado produto comercial registrada para a cultura do milho. Pelotas,RS..................................................................................................... 37

Tabela 2 Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovos

do hospedeiro Anagasta kuehniella foram pulverizados cominseticidas registrados para a cultura do milho, contendo oparasitoide, em diferentes estágios imaturos de desenvolvimento(temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14horas). Pelotas, RS.......................................................................... 51

Tabela 3 Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quandoovos do hospedeiro Anagasta kuehniella foram pulverizados cominseticidas registrados para a cultura do milho, contendo oparasitoide, em diferentes estágios imaturos de desenvolvimentoe classificação da seletividade de acordo com a IOBC/WPRS

(temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14horas). Pelotas, RS.......................................................................... 54

Tabela 4 Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovosdo hospedeiro Anagasta kuehniella foram pulverizados comfungicidas registrados para a cultura do milho, contendo oparasitoide, em diferentes estágios imaturos de desenvolvimento(temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14horas). Pelotas, RS.......................................................................... 60



Tabela 5 Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quandoovos do hospedeiro Anagasta kuehniella foram pulverizados comfungicidas registrados para a cultura do milho, contendo oparasitoide, em diferentes estágios imaturos de desenvolvimento

e classificação da seletividade de acordo com a IOBC/WPRS(temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14horas). Pelotas, RS.......................................................................... 61

Tabela 6 Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovosdo hospedeiro Anagasta kuehniella foram pulverizados comherbicidas registrados para a cultura do milho, contendo oparasitoide, em diferentes estágios imaturos de desenvolvimento(temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14horas). Pelotas, RS.......................................................................... 66

Tabela 7 Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quandoovos do hospedeiro Anagasta kuehniella foram pulverizados comherbicidas registrados para a cultura do milho, contendo oparasitoide, em diferentes estágios imaturos de desenvolvimentoe classificação da seletividade de acordo com a IOBC/WPRS(temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14horas). Pelotas, RS.......................................................................... 68

Capítulo 2

Tabela 1 Agrotóxicos avaliados nos testes de persistência a adultos de

Trichogramma pretiosum utilizando dosagem máxima do produtocomercial registrada para a cultura do milho. Pelotas, RS.............. 75

Tabela 2 Cronograma de atividades para testes de persistência comadultos de Trichogramma , conforme metodologia daIOBC/WPRS. Pelotas, RS................................................................ 77

Tabela 3 Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo de Trichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade deinseticidas registrados para a cultura do milho (persistência I).Pelotas, RS....................................................................................... 90

Tabela 4 Classes de seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum durante o bioensaio, duração da atividade tóxica (dias)e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência I.Pelotas, RS...................................................................................... 92

Tabela 5 Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo de Trichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade deinseticidas registrados para a cultura do milho (persistência II).Pelotas, RS....................................................................................... 93



Tabela 6 Classes de seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum durante o bioensaio, duração da atividade tóxica (dias)e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência II.Pelotas, RS....................................................................................... 95

Tabela 7 Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo de Trichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade deinseticidas registrados para a cultura do milho (persistência III).Pelotas, RS....................................................................................... 96

Tabela 8 Classes de seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum durante o bioensaio, duração da atividade tóxica (dias)e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência III.Pelotas, RS...................................................................................... 98

Tabela 9 Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo de Trichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade deagrotóxicos registrados para a cultura do milho (persistência IV).Pelotas, RS....................................................................................... 99

Tabela 10 Classes de seletividade de agrotóxicos a adultos deTrichogramma pretiosum durante o bioensaio, duração daatividade tóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaiosde persistência IV. Pelotas, RS........................................................ 101

Tabela 11 Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo de Trichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade deagrotóxicos registrados para a cultura do milho (persistência V).Pelotas, RS....................................................................................... 102

Tabela 12 Classes de seletividade de agrotóxicos a adultos deTrichogramma pretiosum durante o bioensaio, duração daatividade tóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaiosde persistência V. Pelotas, RS......................................................... 104



Sumário

Introdução geral ...................................................................................................... 16 Revisão de literatura ............................................................................................... 20 Metodologia geral .................................................................................................... 29 1 Criação e manutenção do material biológico para os bioensaios ................... 29 1.1 Hospedeiro alternativo Anagasta kuehniella .................................................. 29 1.2 Parasitoide Trichogramma pretiosum ............................................................. 29 1.3 Preparo de cartões com ovos do hospedeiro Anagasta kuehniella ............. 30 2 Condução dos bioensaios com Trichogramma pretiosum .............................. 32 2.1 Bioensaios com imaturos ................................................................................. 32 2.2 Bioensaios de persistência de agrotóxicos .................................................... 32 3 Análises estatísticas ............................................................................................ 33 Capítulo 1 – Seletividade de agrotóxicos registrados para a cultura do milhopara as fases imaturas de Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:Trichogrammatidae) ................................................................................................ 34

1 Introdução ................................................................................................ 34 2 Materiais e métodos ................................................................................. 36 2.1 Agrotóxicos avaliados .......................................................................... 36 2.2 Parasitismo de ovos do hospedeiro alternativo Anagasta kuehniella ...................................................................................................................... 36 2.3 Aplicação dos agrotóxicos................................................................... 40 2.4 Análise dos resultados obtidos e classes de seletividade ............... 40 3 Resultados e discussão .......................................................................... 42 3.1 Inseticidas ............................................................................................. 42 3.2 Fungicidas ............................................................................................. 57 3.3 Herbicidas .............................................................................................. 62 4 Conclusões ............................................................................................... 70

Capítulo 2 – Persistência de inseticidas e fungicidas registrados para a culturado milho a adultos de Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:Trichogrammatidae) ................................................................................................ 71

1 Introdução ................................................................................................ 71 2 Materiais e métodos ................................................................................ 73 2.1 Agrotóxicos avaliados .......................................................................... 73



2.2 Substrato vegetal utilizado no bioensaio ........................................... 73 2.3 Pulverização dos agrotóxicos ............................................................. 73 2.4 Bioensaios com adultos de Trichogramma pretiosum em laboratório...................................................................................................................... 77 2.4.1 Preparo das gaiolas ........................................................................... 78 2.4.2 Tubos de emergência ........................................................................ 79 2.4.3 Liberação dos insetos em teste ........................................................ 79 2.4.4 Oferta de ovos do hospedeiro para parasitismo ............................. 81 2.4.5 Desmontagem das gaiolas ................................................................ 81 2.4.6 Cálculo da população inicial do parasitoide ................................... 82 2.4.7 Cálculo do parasitismo ..................................................................... 83 2.4.8 Análise dos dados e determinação das classes de seletividade .. 83 3 Resultados e discussão .......................................................................... 84 4 Conclusões ............................................................................................ 105

Discussão geral ..................................................................................................... 106 Conclusões gerais ................................................................................................ 109 Referências ............................................................................................................ 111



Introdução geral

O milho caracteriza-se por ser uma cultura de destaque no cenário agrícola

brasileiro, sendo cultivado em diversas propriedades rurais em nosso país, seja parautilização direta na alimentação animal e/ou indiretamente em outros produtos via

processamento. Em 2009/10, a cultura do milho ocupou área aproximada de 13,8

milhões de hectares e contou com produção total em torno de 51,2 milhões de

toneladas, compreendendo colheita de safra e de safrinha. Apesar de estar entre as

principais culturas do país em área cultivada e produção, a produtividade média

nacional ainda é baixa, com cerca de 3.700kg ha-1 (IBGE, 2010). As produtividades,

entretanto, variam entre as diferentes regiões do país, sendo inferiores a 700 kg ha-1

em vários Estados, principalmente, do norte e nordeste, mas atingem valores

superiores em lavouras das regiões sul, sudeste e centro-oeste, as quais

apresentam as maiores produtividades, acima de 4.000kg ha-1 (CONAB, 2010).

A cultura do milho, no entanto, por meio do melhoramento genético e de

novos cultivares disponíveis, possui potencial muito superior a média nacional, pois

já foram registradas colheitas acima de 6 toneladas ha-1 em várias safras nas

lavouras do Distrito Federal (CONAB, 2010). Ademais, o Ministério da AgriculturaPecuária e Abastecimento (MAPA, 2009) projeta que será necessária uma produção

de 73 milhões de toneladas para uma área de 16,4 milhões de hectares para a safra

de 2018/19, a fim de garantir os volumes de consumo, exportação e estoques

nacionais. Para isso, a produtividade nacional deverá passar para cerca de 4.450 kg

ha-1, ou seja, um incremento de 20% na produção por hectare.

Alguns fatores técnicos, entretanto, são responsáveis pelo fracasso no

objetivo das altas produtividades, destacando-se o complexo de pragas associadas

à cultura do milho, tanto em sua fase vegetativa quanto reprodutiva. De acordo com

o Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários (AGROFIT, 2010), há registros de 43



17

insetos e 26 doenças que atacam a cultura da semeadura à pós-colheita, sem levar

em consideração o complexo de plantas daninhas que ocorrem nas lavouras. Nesse

sentido, destacam-se entre os insetos a lagarta-do-cartucho Spodoptera frugiperda

(Smith, 1797) (Lepidoptera: Noctuidae), durante a fase vegetativa e reprodutiva, e a

lagarta-da-espiga Helicoverpa zea (Boddie, 1850) (Lepidoptera: Noctuidae), durante

a fase reprodutiva, as quais causam danos diretos e indiretos à cultura e perdas

significativas na produção, tanto nos aspectos quantitativos como qualitativos.

Quanto às doenças, Costa, Casela e Cota (2009) destacam que a

preocupação com a incidência de doenças tem crescido a partir da década de 90 e

está estreitamente relacionada à evolução do sistema de produção que, muito

embora resultaram em incremento produtivo, também favoreceram a sua ocorrência.Devido a isso, os fungicidas também têm estado no portfólio dos produtos químicos

utilizados na cultura do milho, geralmente aplicados preventivamente a fim de

impedir a diminuição da área foliar fotossinteticamente ativa e, consequentemente, a

produtividade.

Quanto às plantas daninhas, Karam e Melhorança (2009) relatam que as

perdas médias pela competição com a cultura são da ordem de 13%, no entanto,

podem chegar a 85% quando manejadas inadequadamente. O manejo dessas,portanto, necessita iniciar desde a pré-semeadura e ir até o desenvolvimento inicial

da cultura, visando diminuir a competição com a cultura e favorecer um rápido

estabelecimento da lavoura de milho.

Nesse sentido, o manejo fitossanitário em lavouras é de grande importância,

visando minimizar os fatores técnicos que podem interferir na produtividade da

cultura. Para isso, o Manejo Integrado de Pragas (MIP) dispõe de métodos de

controle que, de maneira individual ou associados, podem ser utilizados emdiferentes níveis, seja para o controle de apenas uma espécie ou como estratégia de

controle múltiplo de pragas em um sistema de produção, sendo esse o nível mais

elevado do programa (KOGAN, 1998). Dentre os métodos disponíveis, o uso da

resistência de plantas a insetos e doenças está cada vez mais inserido nas

cultivares, no entanto o controle químico ainda tem sido o método de controle mais

utilizado para a supressão ou prevenção da ocorrência de pragas. Diante desse

cenário fitossanitário, a entomofauna benéfica pode ser afetada desde a implantação

da cultura, pois, de acordo com Figueiredo (2004), o controle biológico natural na

cultura do milho é significativo desde as primeiras semanas. Dentre os efeitos



18

negativos sobre a comunidade de inimigos naturais, a mortalidade é um dos

principais, pois o desequilíbrio biológico propicia condições favoráveis para o

surgimento de novos picos populacionais da praga em lavoura.

Dentre as espécies de inimigos naturais observadas na cultura do milho

(DEQUECH, 2002; FIGUEIREDO, 2004), várias delas podem ser afetadas pelo uso

de agrotóxicos. Dentre essas, destacam-se o parasitoide de ovos do gênero

Trichogramma (Hymenoptera: Trichogrammatidae) que, além de sua ocorrência

natural em milho (SÁ; PARRA, 1993; CRUZ, 1995), também já foi relatado como

agente biológico para controle de pragas em várias culturas em diversos países

(SMITH, 1996; HASSAN, 1997). No Brasil, várias espécies de Trichogramma já

foram descritas (QUERINO; ZUCCHI, 2003) e vários foram os trabalhos já realizadosreferentes a esse gênero (PARRA; ZUCCHI, 2004), entretanto a espécie

Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) é uma das

mais utilizadas em liberações inundativas para o controle de lepidópteros-praga, cujo

destaque se deu em 1990 com a introdução da espécie visando o controle biológico

aplicado na cultura do tomateiro (PARRA et al., 2002).

Seu uso tem sido incentivado não somente pela sua eficiência no controle de

pragas ainda na fase de ovo, antes da eclosão de lagartas e ocorrência de danos àcultura, mas também pela sua fácil criação em laboratório sobre diferentes

hospedeiros alternativos. Atualmente, a produção massal do parasitoide tem sido

realizada por algumas empresas de controle biológico, as quais promovem o

controle biológico aplicado em diversos sistemas de produção brasileiros. No

entanto, espécies do gênero Trichogramma são fototrópicas positivas e apresentam

máxima atividade de oviposição durante o dia, estando, por isso, muito sujeitas aos

efeitos tóxicos da aplicação de inseticidas não-seletivos (CRUZ, 1995).Nesse sentido, é urgente que a compatibilização de agentes de controle

biológico com o controle químicos sejam definidas, visando a utilização harmoniosa

de ambas as táticas no sistema de produção. Para isso, o grupo de trabalho da

“International Organization for Biological and Integrated Control of Noxious Animals

and Plants” (IOBC), “West Palaearctic Regional Section” (WPRS), estabeleceu as

metodologias de trabalho para avaliação da seletividade dos agrotóxicos a inimigos

naturais, sendo Trichogramma escolhido como gênero-padrão dentre os parasitoides

para a realização dos testes (HASSAN et al., 2000), devido à fácil criação e maior

sensibilidade a agrotóxicos entre outras espécies de parasitoides da ordem



19

Hymenoptera (HASSAN, 1998). De acordo com a metodologia para Trichogramma ,

os estudos quanto a seletividade dos agrotóxicos possuem etapas a serem

cumpridas para que possam ser indicados como inócuos ao parasitóide,

compreendendo a fase de laboratório, onde são estudados sobre as fases adulta e

imatura, laboratório/casa-de-vegetação, para avaliação da persistência, e campo.

Apesar disso, ainda há carência de informações sobre a seletividade de

agrotóxicos a inimigos naturais na cultura do milho, sobretudo com parasitoides e

com metodologias padronizadas, que permitem a comparação dos dados obtidos

com demais pesquisas já realizadas. No Brasil, pesquisas sobre seletividade

utilizando a metodologia da IOBC/WPRS na cultura do milho somente foram

realizadas para a fase adulta de T. pretiosum (STEFANELLO JÚNIOR, 2007) eimatura e adulta de Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner, 1983

(Hymenoptera: Trichogrammatidae) (MAIA, 2009), embora Goulart (2007) também

tenha avaliado sobre T. pretiosum e Trichogramma exiguum Pinto & Platner, 1978

(Hymenoptera: Trichogrammatidae), situação que priorizou diferentes hospedeiros e

não uma cultura em especial.

Apesar das pesquisas de seletividade aos parasitoides do gênero

Trichogramma na cultura do milho já relatadas, novos estudos ainda necessitam serrealizados, principalmente sobre o efeito de agrotóxicos para as fases imaturas de T.

pretiosum e para a fase adulta nos testes de persistência. De acordo com as classes

de seletividade dos agrotóxicos atribuídas aos adultos de T. pretiosum

(STEFANELLO JÚNIOR, 2007), foram formuladas as hipóteses de que os

agrotóxicos nocivos também podem afetar as fases imaturas do parasitoide e podem

apresentar toxicidade prolongada aos adultos, no teste de persistência.

Dessa maneira, o trabalho proposto objetivou avaliar a seletividade deinseticidas, fungicidas e herbicidas registrados para a cultura do milho para a fases

imaturas de T. pretiosum em laboratório, bem como avaliar a persistência de

inseticidas e fungicidas para adultos do parasitoide, em laboratório/casa-de-

vegetação, utilizando a metodologia preconizada pelo grupo de trabalho da

IOBC/WPRS.



Revisão de literatura

O manejo fitossanitário em lavouras, pomares, pastagens, entre outros

sistemas de produção, tem recebido atenção diferenciada nas últimas décadas. Anecessidade de precisão no controle das pragas, associada com baixos custos e

maior proteção ambiental, tem norteado a tomada de decisão para que sejam

selecionados os métodos mais adequados para determinada situação.

Segundo Nakano, Silveira Neto e Zucchi (1981), o controle de pragas visa

manter os níveis populacionais das mesmas abaixo do nível de dano econômico,

visando à máxima produtividade das culturas, estando disponíveis para isso os

métodos de controle biológico, cultural, físico, resistência de plantas e químico, esteúltimo, ainda indispensável em muitos casos, deve ser usado de forma racional. Tais

táticas de controle compõem o Manejo Integrado de Pragas (MIP) que, de acordo

com Kogan (1998), é reconhecido como um dos programas mais robustos que

surgiu na ciência agrícola durante a última metade do século XX, mas que sua

história já iniciara no final de 1800.

Embora criado inicialmente com o nome de “controle integrado” e,

posteriormente, “manejo protetivo de plantas” até chegar à denominação final de

“manejo integrado de pragas” , já havia a preocupação com a complementariedade

dos métodos de controle utilizados, principalmente o químico e o biológico. No

entanto, o interesse pela integração dos dois métodos somente aumentou quando, a

partir da década de 50, apareceram as primeiras consequências negativas do uso

indiscriminado e abusivo de inseticidas (FOERSTER, 2002).

Apesar de o controle biológico ter sido relegado a um plano secundário,

devido ao sucesso dos inseticidas sintéticos a partir da década de 40 (FOERSTER,

2002), a manutenção do controle biológico pode ser responsável pela estabilidade

populacional dos insetos-praga em vários agroecossistemas, o qual é considerado a



21

principal tática do MIP (GRAVENA, 1992). Segundo Croft e Brown (1975), está

implícita, no conceito de manejo integrado, a maximização do uso de inimigos

naturais de pragas, suplementado pelo uso do controle com inseticidas quando

necessário. Os autores afirmam que a ênfase na integração dos métodos biológicos

e químico reflete o consenso no qual os inseticidas continuarão como parte de

muitos programas de manejo, até que métodos alternativos estejam disponíveis.

Esse potencial biológico necessita, sobretudo, ser maximizado, seja pela

manutenção das populações de inimigos naturais existentes ou pela liberação de

populações provindas de criações massais (PARRA; ZUCCHI, 1997), minimizando a

intervenção do homem mediante outros métodos de controle (DEGRANDE; GÓMEZ,

1990).A importância dos inimigos naturais na cultura do milho foi constatada nas

pesquisas de Cruz (1995), Figueiredo (2004), Beserra e Parra (2004), entre outros.

Dentre essas, Figueiredo (2004) verificou altas taxas de parasitismos em lagartas já

nas primeiras duas semanas após a emergência da cultura. Isso reforça a

necessidade de preservação, pois os inimigos naturais podem auxiliar no manejo de

pragas remanescentes da cultura anterior, embora a regra aponte que a população

da entomofauna benéfica dependa da ocorrência da praga. Dentre os inimigosnaturais, os parasitóides de ovos da espécie T. pretiosum também se destacam

como importantes agentes de controle biológico. Segundo Maceda, Hohmann e

Santos (2003), a espécie caracteriza-se por apresentar tempo de desenvolvimento

de ovo a adulto de 9 dias, com longevidade de adultos de 7,6 dias para machos e

21,3 dias para fêmeas, sob temperatura de 25ºC. Segundo os autores, temperatura

limiar de desenvolvimento é de 11,2ºC e a constante térmica é de 126,9 graus dias.

De acordo com essas informações, é possível sincronizar a produção em laboratóriopara obtenção de populações elevadas do parasitoide, bem como programar a

emergência em campo.

Apesar da taxa de parasitismo de T. pretiosum não ser elevada para aquelas

espécies cuja postura é realizada em camadas e protegidas por escamas, como S.

frugiperda (BESERRA; DIAS; PARRA, 2002; BESERRA; PARRA, 2004), a liberação

do parasitóide tem sido realizada em vários sistemas de produção. Atualmente, o

controle biológico com liberação inundativas é possível devido à existência de

empresas brasileiras que comercializam agentes de controle biológico. Na cultura do

milho, por exemplo, liberações de T. pretiosum no ano de 2008 foram realizadas em



22

lavouras que, somadas, alcançaram área total de 3.000 hectares na região do

município de Santa Maria, RS (NAVA; NACHTIGAL, 2010), cujo programa de

manejo é incentivado pela Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária – Embrapa

(NAVA et al., 2010).

Ademais, T. pretiosum também é utilizado para o controle de H. zea na

cultura do milho (SÁ; PARRA, 1993), pois a oviposição de forma isolada nos estilo-

estigmas do milho favorece a ação do parasitoide. Entretanto, pesquisas indicam

que a população natural de tricogramatídeos é baixa em algumas lavouras de milho

amostradas no Estado do Rio Grande do Sul (CAMERA, 2009).

Percebe-se que uma agricultura de menor impacto negativo emerge no

cenário agrícola atual, tornando-a diferenciada perante um mercado consumidorcada vez mais exigente, não só em qualidade dos produtos agrícolas, mas também

em responsabilidade ambiental e social. Entretanto, os agricultores ainda carecem

de informações sobre a compatibilização do controle biológico e químico, este que

ainda é o método mais utilizado no manejo fitossanitário. Ademais, é importante

lembrar que, embora alguns produtores promovam o controle biológico dos insetos-

praga, ainda assim são necessárias pulverizações de herbicidas e, dependendo do

cultivar, fungicidas para preservar o potencial produtivo da cultura, além dosinseticidas utilizados para o controle dos insetos-praga.

Nesse sentido, estudos que visam preservar os inimigos naturais são de

grande importância e isso requer o conhecimento da toxicidade dos agrotóxicos, por

meio de testes de efeito adverso, efeito colateral e/ou seletividade (REIS et al.,

1998). Assim, devem ser preferidos aqueles inseticidas e acaricidas seletivos, bem

como herbicidas, fungicidas e outros produtos químicos e biológicos, para que, mais

uma vez, os objetivos do manejo integrado sejam alcançados (DEGRANDE;GÓMEZ, 1990).

O objetivo principal dos agrotóxicos seletivos é, portanto, a maximização de

seu efeito específico contras as pragas com o minímo de efeito negativo sobre os

organismos não-alvo, baseados em uma estratégia de conservação e fomento de

organismos benéficos (RIPPER; GREENSLADE; HARTLEY, 1951; DEGRANDE et

al., 2002). Para isso, sempre deverá ser observada a especificidade para a praga em

questão, evitando-se o uso de produtos de largo espectro e que afetem os inimigos

naturais (BATISTA, 1990). Ademais, estudos de efeitos colaterais dos pesticidas

sobre organismos benéficos vêm se tornando obrigatórios em diversos países,



23

estabelecendo linhas de ação internacionalmente aprovadas e em regime de

urgência (DEGRANDE et al., 2002).

Em relação ao tipo de seletividade dos pesticidas, Ripper, Greenslade e

Hartley (1951) conceituaram que o produto pode, basicamente, apresentar dois tipos

de seletividade, a ecológica e a fisiológica. Na seletividade ecológica ocorrem

diferenças de comportamento ou de hábitat entre as espécies, possibilitando que o

produto entre em contato com determinada espécie e não com outra, pois baseiam-

se nas diferenças ecológicas existentes entre as pragas, inimigos naturais e

polinizadores. Segundo Foerster (2002), a seletividade ecológica é classificada de

acordo com a forma pela qual a exposição diferencial de pragas e inimigos naturais

se dá, que pode ser no tempo ou no espaço. Assim, a seletividade ecológicaespacial pode ser conferida em função de uma tática de aplicação do produto

químico, tais como o tratamento de sementes, aplicação direta no solo e ou via

drench . Já na temporal, as pulverizações poderiam ser planejadas naqueles

períodos em que ainda não há presença de inimigos naturais no sistema de

produção.

Apesar disso, nem sempre a seletividade ecológica pode ser utilizada. Os

parasitoides de ovos do gênero Trichogramma , por exemplo, possuem máximaatividade durante o dia, devido seu comportamento fototrópico positivo, e, portanto,

estão mais expostos aos efeitos negativos dos agrotóxicos (CRUZ, 1995). Mesmo

que as pulverizações fossem realizadas durante a noite, os parasitoides ainda

estariam expostos à toxicidade dos produtos depositados sobre as folhas da cultura,

no dia seguinte.

Uma alternativa, então, seria a utilização de agrotóxicos seletivos ao

parasitoide obtidos pela seletividade fisiológica, que é inerente ao produto e deve serentendida como o conjunto das condições determinantes da maior tolerância de

certo organismo, inimigo natural ou polinizador, em relação à praga, quando ambos

se encontram sob a ação de um determinado produto. Manifesta-se devido à

diferenciação fisiológica entre pragas, predadores, parasitoides, patógenos e

polinizadores, onde as pragas são mortas a uma concentração do produto que não

afeta os indivíduos benéficos (RIPPER; GREENSLADE; HARTLEY, 1951).

A seletividade fisiológica tem seus fundamentos bioquímicos concentrados

nos processos biológicos de penetração, metabolismo e sensibilidade no sítio de

ação onde atuará o ingrediente ativo do produto fitossanitário (WELLING;



24

PATERSON, 1985; GRAHAM-BRYCE, 1987). Isso explica por que a seletividade

fisiológica é difícil de ser obtida para alguns grupos de inseticidas, principalmente

neurotóxicos, onde há grande similaridade no processo de transmissão dos impulsos

nervosos, não apenas entre as diferentes ordens de insetos, mas também entre os

vários filos animais (FOERSTER, 2002). No entanto, essa classe tem sido a mais

utilizada no controle de pragas na cultura do milho, sendo representadas,

principalmente, pelos grupos químicos dos organofosforados, carbamatos e

piretróides. Todavia, é possível alcançar, ou aumentar, a seletividade fisiológica por

meio da manipulação de dosagens (YOUSSEF et al., 2004) e, assim, densidades

populacionais de pragas poderiam ser posicionadas abaixo do limiar de controle com

baixas dosagens, sendo apenas necessária a comprovação do efeito de controlesobre a praga. Um avanço significativo para o uso dos benefícios da seletividade

fisiológica foi alcançado no desenvolvimento de inseticidas biorracionais, como os

reguladores de crescimento e inseticidas de origem microbiana, aumentando as

possibilidades de sobrevivência de predadores e parasitoides em agroecossistemas

(FOERSTER, 2002).

Apesar disso, métodos experimentais padronizados, de curto, médio e longo

prazo, devem ser utilizados para avaliar a seletividade de agrotóxicos aosorganismos benéficos. A operacionalização dos métodos, entretanto, exige a criação

de hospedeiros alternativos ou naturais para a realização dos testes, os quais

devem levar em consideração a relação predador/presa, parasitoide/hospedeiro, por

meio de modelos matemáticos. As informações obtidas são, então, transferidas aos

usuários de programas de manejo integrado (DEGRANDE et al., 2002). No Brasil, o

estudo da seletividade tem sido objeto de discussão (GRAVENA; LARA, 1982;

ALVES, 1986; DEGRANDE; GOMEZ, 1990; DEGRANDE et al., 2002), porém semum consenso comum quanto à metodologia ou padronização de procedimentos para

avaliar os efeitos colaterais dos agrotóxicos a organismos benéficos (CARVALHO,

2002; DEGRANDE et al., 2002).

Nesse sentido, o grupo de trabalho denominado “Working Group Pesticides

and Beneficial Arthropods”, da IOBC/WPRS foi formado em 1974 com o objetivo de

aprimorar os estudos de seletividade de pesticidas a organismos benéficos, por meio

da cooperação científica internacional. Isso permitiria o intercâmbio de resultados

entre países e economia de recursos nas repetições de testes. Mais tarde, em 1984,

o grupo passou a denominar-se “Pesticides and Beneficial Organisms” devido à



25

inclusão de outros organismos (FRANZ, 1975; FRANZ et al., 1980; HASSAN, 1983).

Dessa maneira, mesmo sendo necessária a utilização de agrotóxicos químicos de

síntese para a proteção de plantas, esse deve ser mínimo e, além disso, a escolha

deve ser baseada em produtos seletivos (HASSAN, 1989; 1994a). No Brasil, as

pesquisas em seletividade têm crescido nos últimos 10 anos e, embora ainda não

haja uma metodologia definida para adoção no país, alguns pesquisadores têm

adotado aquelas que foram normatizadas pelo grupo de trabalho da IOBC/WPRS,

onde tem se destacado o gênero Trichogramma (CARVALHO; PARRA; BAPTISTA,

1999; CARVALHO; PARRA; BAPTISTA, 2001; CARVALHO; PARRA; BAPTISTA,

2003; MORANDI FILHO, 2005; MANZONI, 2006; GIOLO, 2007; GOULART, 2007;

MATOS, 2007; STEFANELLO JÚNIOR, 2007; NÖRNBERG, 2008; MAIA, 2009).

A sequência de testes de seletividade tem sido publicada por vários autores

nas últimas décadas, entretanto, a terminologia utilizada nem sempre segue a

mesma padronização, o que, em determinados momentos, pode levar a diferentes

interpretações. Para a IOBC, o programa de testes envolve as fases de laboratório,

semicampo e campo, conduzidos em seqüência, e classifica os agrotóxicos em

classes de 1 (inócuo) até 4 (nocivo) em função do seu efeito. De acordo com Hassan

et al. (2000), a classificação é dada para o nome comercial do agrotóxico, uma vezque um mesmo ingrediente ativo pode apresentar-se comercialmente em diferentes

formulações, misturas e concentrações que poderiam ter impacto diferenciado sobre

os organismos benéficos.

Em laboratório, o organismo benéfico em seu(s) mais vulnerável(eis)

estágio(s) de vida é submetido a uma situação drástica, expondo-o a uma condição

de máximo contato com a mais elevada dosagem agronômica do agrotóxico para

determinada cultura. Esses testes têm a função de avaliar o agrotóxico quanto àinocuidade (ausência de toxicidade), separando os inócuos (classe 1) dos nocivos

(classes 2, 3 e 4). Os testes laboratoriais com o(s) estágio(s) de vida menos

vulnerável(eis) do inimigo natural permitem a diferenciação entre os produtos

nocivos (classes 2, 3 e 4), obtidos anteriormente com a fase mais vulnerável,

classificando-os novamente em inócuos e nocivos. Já os de laboratório/casa-de-

vegetação (testes de persistência), que medem a duração da atividade prejudicial do

agrotóxico, ajudam a estimar o risco de intoxicação aos inimigos naturais, uma vez

que o impacto do agrotóxico no campo é grandemente afetado por sua persistência.

Entretanto, produtos nocivos a adultos, porém com vida curta quanto à persistência,



26

poderiam ser usados com sucesso em programas de MIP (DEGRANDE et al., 2002).

Os experimentos laboratoriais ampliados contribuem para estimar os efeitos dos

compostos sobre os organismos benéficos sob condições simuladas de campo. Já

nos testes de semicampo e campo, é possível avaliar o risco do agrotóxico,

proporcionando informações relevantes para a prática (HASSAN, 1994b).

Para condução dos testes, entretanto, são utilizados inimigos naturais

considerados importantes para a cultura e/ou espécies suscetíveis, consideradas

bioindicadoras. Dessa forma, são conduzidos através de bioenaios que, como um

método toxicológico, fornecem respostas biológicas a partir de um dado estímulo.

Este geralmente é químico, enquanto a resposta pode ser medida em porcentagem

de mortalidade, mudanças na capacidade benéfica, como porcentagem deparasitismo ou predação, aumento no consumo de oxigênio, por exemplo. O efeito

pode variar, no entanto, em função da quantidade do tóxico, tempo de exposição,

temperatura, condições do ambiente e condições do organismo (BATISTA, 1974).

Sob o ponto de vista de tolerância a inseticidas, os parasitoides de ovos possuem a

vantagem perante outros, pois seus estágios imaturos desenvolvem-se sob a

proteção do córion do ovo do hospedeiro, o qual representa uma barreira à

penetração de muitos agrotóxicos (ORR; BOETHEL; LAYTON, 1989; HASSAN,1994c). A utilização de determinadas espécies de parasitoides de ovos, em testes de

seletividade, também é devida à sua fácil multiplicação em laboratório sobre

hospedeiros alternativos (PARRA, 1997), pois são menos específicos que

determinadas espécies de parasitoides larvais.

Considerando a ampla representatividade no grupo dos parasitoides, onde a

ordem Hymenoptera é responsável por, aproximadamente, 80% dos parasitoides

(VIÑUELA, 2002) e devido à distribuição geográfica mundial, o grupo de trabalho daIOBC/WPRS escolheu Trichogramma como gênero-padrão para testes de

seletividade para registro de novos agrotóxicos (HASSAN et al., 2000). Além disso,

Trichogramma foi o mais sensível quando comparado com outros oito gêneros de

parasitoides, sendo, assim, considerado um inseto indicador para a ordem

Hymenoptera (HASSAN, 1998).

Para Trichogramma , as metodologias descritas por Hassan et al. (2000) e

Hassan e Abdelgader (2001), aplicam-se da seguinte forma: (a) exposição (contato)

dos adultos de Trichogramma a um filme do pesticida aplicado em placas de vidro;

(b) pulverização de ovos do hospedeiro contendo o parasitóide em seu interior na



27

fase de pupa; (c) exposição (contato) de adultos de Trichogramma em folhas de

videiras tratadas, a diferentes intervalos após a aplicação do pesticida, com sua

degradação sob condições de campo. De acordo com a metodologia, o primeiro

teste de laboratório (a) prova se o produto é inócuo. Testes utilizando os métodos (b)

e (c) são necessários quando o pesticida foi classificado como levemente nocivo,

moderadamente nocivo e nocivo no teste (a). Os testes sob condições práticas de

semicampo ou campo são recomendados quando o pesticida foi classificado como

moderadamente nocivo ou nocivo no teste (b); e moderadamente persistente ou

persistente no teste (c). De maneira semelhante, Foerster (2002) comenta que os

métodos para a avaliação dos efeitos de inseticidas a parasitoides de ovos incluem:

(1) a exposição de adultos a resíduos aplicados nas plantas ou sobre superfícies devidro; (2) o tratamento de ovos parasitados por pulverização ou imersão; (3) a

aplicação sobre ovos não parasitados que são posteriormente oferecidos às fêmeas

do parasitoide; e (4) a avaliação da capacidade de parasitismo de fêmeas emergidas

de ovos tratados com inseticidas.

No Brasil, trabalhos de seletividade utilizando a metodologia da IOBC/WPRS

e o gênero Trichogramma têm merecido atenção na última década, principalmente

para as culturas do tomateiro (CARVALHO; PARRA; BAPTISTA, 1999; CARVALHO;PARRA; BAPTISTA, 2001; CARVALHO; PARRA; BAPTISTA, 2003), videira

(MORANDI FILHO, 2005), macieira (MANZONI, 2006; NÖRNBERG, 2008),

pessegueiro (GRÜTZMACHER et al., 2004; GIOLO, 2007), citros (MATOS, 2007) e

milho (CRUZ, 1995; PRATISSOLI et al., 2004; MATOS, 2007; STEFANELLO

JÚNIOR, 2007; MAIA, 2009). Na cultura do milho, as pesquisas sobre eletividade

têm sido realizadas, principalmente, para o predador Doru spp. (Dermaptera:

Forficulidae) (FIGUEIREDO; CRUZ, 1990; FALEIRO et al., 1995; GONÇALVES etal., 1997; SOUZA et al., 1998; JESUS et al., 2004; ZOTTI et al., 2010a e b), bem

como para o parasitoide de ovos Trichogramma (CRUZ, 1995; PRATISSOLI et al.,

2004; STEFANELLO JÚNIOR, 2007; MATOS, 2007; MAIA, 2009). No entanto,

apenas trabalhos realizados para a fase adulta de T. pretiosum (STEFANELLO

JÚNIOR, 2007) e imatura e adulta de T. atopovirilia (MAIA, 2009) foram realizados

para os agrotóxicos utilizados na cultura do milho.

Pesquisas envolvendo a fase adulta (mais exposta) de T. pretiosum

demonstraram que 53 dos 64 agrotóxicos avaliados foram nocivos (classes 2, 3 e 4)

ao parasitoide (STEFANELLO JÚNIOR, 2007), os quais ainda precisam ser



28

avaliados em outras etapas da metodologia proposta pela IOBC/WPRS, envolvendo

testes sobre as fases imaturas e persistência aos adultos do parasitoide. Ademais,

apenas estudos sobre a fase imatura de T. atopovirilia (MATOS, 2007; MAIA, 2009)

foram realizados, assim como somente estudos de persistência de agrotóxicos

utilizados em frutíferas, principalmente para macieira (NÖRNBERG, 2008) e

pessegueiro (GIOLO et al., 2008).

Percebe-se, portanto, que ainda carecem informações quanto à seletividade

de agrotóxicos para as demais fases de T. pretiosum e etapas preconizadas pela

IOBC/WPRS para os agrotóxicos registrados para a cultura do milho. Dessa forma,

estudos sobre a compatibilização do controle biológico e químico ainda não se

esgotaram para essa cultura, havendo lacunas de conhecimento a serempesquisados para dar suporte ao MIP e visar à preservação das comunidades de

insetos benéficos.



Metodologia geral

Os bioensaios (testes de seletividade) foram conduzidos nos Laboratórios de

Controle Biológico e de Pesticidas do Departamento de Fitossanidade na Faculdadede Agronomia “Eliseu Maciel” (FAEM), Universidade Federal de Pelotas (UFPel),

Pelotas-RS.

1 Criação e manutenção do material biológico para os bioensaios

1.1 Hospedeiro alternativo Anagasta kuehniella

O hospedeiro alternativo Anagasta kuehniella (Zeller, 1879) (Lepidoptera:Pyralidae) foi criado conforme Parra (1997) (Fig. 1A e 1B), utilizando-se dieta

composta por farinha de trigo (97%) e levedo de cerveja (3%), e os ovos produzidos

visaram à multiplicação dos parasitoides.

1.2 Parasitoide Trichogramma pretiosum

O material biológico utilizado nos bioensaios foi constituído por parasitoidesde ovos da espécie T. pretiosum , coletado sobre ovos do hospedeiro H. zea na

cultura do milho, no município de Pelotas, RS. Estes insetos deram origem a uma

criação, a qual foi mantida em cilindros de vidro (25cm de comprimento x 10cm de

diâmetro) em câmaras climatizadas sob temperatura de 25±1ºC, umidade relativa de

70±10% e fotofase de 14 horas. O alimento fornecido a adultos de T. pretiosum foi

composto por 3g de gelatina, 100mL de água destilada e 200g de mel (HASSAN et

al., 2000), o qual foi acondicionado em seringas de 5mL e conservado resfriado em

temperatura de 4±2oC.



30

1.3 Preparo de cartões com ovos do hospedeiro Anagasta kuehniella

Ovos de A. kuehniella , com no máximo 24 horas de idade foram obtidos da

criação e peneirados (peneira de malha com 0,5mm) para retirada de fragmentos de

adultos e demais impurezas.

Os ovos foram colados em cartolina branca (20 x 11cm), através do

pincelamento de goma arábica (PARRA, 1997) sobre lâmina plástica perfurada,

contendo 60 orifícios de 1cm. Posteriormente, as cartolinas contendo ovos foram

acondicionadas em câmaras de inviabilização, onde permaneceram sob emissão de

luz germicida (STEIN; PARRA, 1987) por uma hora a uma distância de 20cm.

Depois disso, as cartelas foram acondicionadas em cilindros de vidro (25cm decomprimento x 10cm de diâmetro) (Fig. 1C) para que os ovos fossem parasitados

por adultos de T. pretiosum (Fig. 1D) e servissem para a manutenção da criação

(Fig. 1E) ou condução dos bioensaios de imaturos ou adultos no teste de

persistência (Fig. 1F).



31

Figura 1 – Detalhes da criação do hospedeiro Anagasta kuehniella e deTrichogramma pretiosum . A) Criação da fase imatura de A. kuehniella em bandejas contendo papel corrugado, farinha de trigo e levedo decerveja; B) Coleta de adultos de A. kuehniella em caixas metálicas; C)Armazenamento de cartões em cilindros de vidro em câmaraclimatizada, temperatura 25±1º, umidade relativa 70±10%, fotofase 14horas; D) Parasitismo de ovos de A. kuehniella por T. pretiosum ; E)Cartões com ovos de A. kuehniella não parasitados (claros) eparasitados (escuros) para manutenção da criação; F) Cartão comovos de A. kuehniella não parasitados (claros) e ovos parasitados

(escuros) para condução de bioensaios. Pelotas, RS.

A B

C D

E F



32

2 Condução dos bioensaios com Trichogramma pretiosum

Os bioensaios foram conduzidos em salas climatizadas (temperatura de

25±1ºC, umidade relativa de 70±10%, fotofase de 14 horas) e basearam-se nas

metodologias estabelecidas pelo grupo de trabalho da IOBC/WPRS para

Trichogramma cacoeciae Marchal, 1927 (Hymenoptera: Trichogrammatidae)

(HASSAN et al., 2000; HASSAN & ABDELGADER, 2001), as quais foram adaptadas

por Giolo et al. (2005) para T. pretiosum , em função das características biológicas do

parasitóide. As referidas alterações de fotofase (16 horas para T. cacoeciae ; 14

horas para T. pretiosum ), temperatura (26ºC para T. cacoeciae ; 25ºC para T.

pretiosum ) e espécie utilizada no presente trabalho (T. pretiosum ), entretanto, nãoalteraram a metodologia de trabalho proposta pela IOBC/WPRS.

2.1 Bioensaios com imaturos

Os bioensaios com as fases imaturas de T. pretiosum consistiram em

pulverizar calda contendo o agrotóxico sobre ovos de A. kuehniella parasitados em

diferentes momentos, a fim de avaliar o efeito nocivo sobre as fases de ovo-larva,pré-pupa e pupa. Foi avaliada a porcentagem de emergência em cada tratamento,

os quais foram comparados com a testemunha e, baseado na porcentagem de

redução de emergência, os agrotóxicos foram classificados em inócuo (classe 1,

menos de 30% na redução de emergência), levemente nocivo (classe 2, 30-79%),

moderadamente nocivo (classe 3, 80-99%) e nocivo (classe 4, mais que 99%). Para

comparação dos resultados foi dada prioridade para aqueles trabalhos que

envolveram a mesma espécie de parasitoide, produto comercial e metodologiautilizada no presente trabalho. Apesar disso, na maioria dos trabalhos internacionais,

os efeitos dos agrotóxicos não foram avaliados sobre as fases de ovo-larva e pré-

pupa (HASSAN et al., 2000), de maneira contrária às pesquisas brasileiras que

também avaliam sobre essas fases.

2.2 Bioensaios de persistência de agrotóxicos

Nesta etapa, os bioensaios consistiram em pulverizar caldas contendo

agrotóxico sobre plantas de videira, cujas folhas foram coletadas aos 3, 10, 17, 24 e



33

31 dias após a pulverização. As folhas foram então acondicionadas na superfície

inferior de gaiolas destinadas ao confinamento de adultos de T. pretiosum . Dessa

forma, a mortalidade dos adultos foi mensurada indiretamente pelo número de ovos

parasitados em cada tratamento. O parasitismo de cada tratamento foi comparado

com a testemunha, sendo classificados conforme a porcentagem de redução no

parasitismo em inócuo (classe 1, menos de 30% de redução no parasitismo),

levemente nocivo (classe 2, 30-79%), moderadamente nocivo (classe 3, 80-99%) e

nocivo (classe 4, mais que 99%). A classificação da persistência foi atribuída

levando-se em consideração a semana anterior àquela que foi inócua (classe 1)

para determinado tratamento, sendo o agrotóxico considerado de vida curta (classe

1, menos de 5 dias com atividade tóxica superior a 30%), levemente persistente(classe 2, 5-15 dias), moderadamente persistente (classe 3, 16-30 dias) e

persistente (classe 4, mais que 31 dias), conforme normas da IOBC/WPRS. Para

comparação dos resultados foi dado prioridade para aqueles trabalhos que

envolveram a mesma espécie de parasitoide, produto comercial e metodologia

utilizada no presente trabalho.

3 Análises estatísticas

Análises estatísticas complementares foram realizadas com auxílio do

programa estatístico SAS - Statistical Analysis System (SAS LEARNING EDITION,

2002). Os resultados obtidos, quanto ao número de ovos parasitados por fêmea,

foram submetidos ao teste de normalidade pelo teste de Shapiro-Wilk através do

procedimento Univariate. Não atendida essa pressuposição, foi realizada análise

não-paramétrica pelo procedimento NPar1Way (Kruskal-Wallis) e, apóscomprovação da existência de diferença entre tratamentos, os dados foram

transformados pelo procedimento Rank. A comparação de médias foi obtida pelo

teste Bonferroni-Dunn t utilizando-se o procedimento Glm em nível de 5% de

probabilidade de erro. Em caso de normalidade dos dados, as médias foram

comparadas pelo teste Tukey (dados balanceados) e Tukey-Kramer (dados não

balanceados) utilizando-se o procedimento Glm em nível de 5% de probabilidade de

erro.



Capítulo 1 – Seletividade de agrotóxicos registrados para a cultura do milho

para as fases imaturas de Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:Trichogrammatidae)

1 Introdução

Associam-se à cultura do milho um complexo de pragas que, em muitos

momentos, comprometem a alta produtividade e a expressão do potencial de

produção. Entretanto, o manejo químico de lavouras já nos primeiros estágiosvegetativos pode causar efeitos negativos às comunidades de insetos benéficos,

pois Figueiredo (2004) relata a ocorrência de parasitismo de lagartas de cerca de

53% logo nos primeiros 16 dias após a emergência.

Quanto aos parasitóides de ovos, a taxa de parasitismo por Trichogramma

pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) não é elevada para

aquelas espécies cuja postura é realizada em camadas e protegidas por escamas,

como Spodoptera frugiperda (Smith, 1797) (Lepidoptera: Noctuidae) (BESERRA;

DIAS; PARRA, 2002; BESERRA; PARRA, 2004). No entanto, já foi registrada

liberação de T. pretiosum em várias lavouras de milho em 2008, que juntas somaram

mais de 3.000 ha na Região de Santa Maria, Rio Grande do Sul (NAVA;

NACHTIGAL, 2010). Himenópteros do gênero Trichogramma (Hymenoptera:

Trichogrammatidae) caracterizam-se por serem inimigos naturais de S. frugiperda e

Helicoverpa zea (Boddie, 1850) (Lepidoptera: Noctuidae) e apresentam, como

principal vantagem, o controle dos insetos-praga ainda na fase de ovo quando, ao

parasitá-los, impedem a eclosão da lagarta e o respectivo dano à cultura (SÁ;

PARRA, 1993; CRUZ, 1995). Além de ter sido considerado um método eficiente, a



35

liberação do parasitoide é viável devido sua disponibilidade comercial, o que

viabilizou tecnicamente a utilização como um método de manejo alternativo ao

químico e inseriu-se como opção em um programa de Manejo Integrado de Pragas

(MIP). Nesse sentido, a entomofauna benéfica, sobretudo a guilda dos parasitoides

de ovos e larvais, pode ser afetada negativamente e necessita ser preservada, pois

são importantes agentes de controle biológico de pragas remanescentes de cultivos

anteriores e/ou do respectivo cultivo.

A integração do controle biológico e químico necessita, portanto, ser

validada a partir de testes de seletividade, permitindo assim a preservação da

comunidade de insetos benéficos no sistema de produção. Para isso, o grupo de

trabalho da “International Organization for Biological Control and Integrated Controlof Noxious Animals and Plants” (IOBC), “West Palaearctic Regional Section” (WPRS)

estabeleceu as diretrizes para a condução de bioensaios em diferentes etapas e

categorização dos agrotóxicos quanto à seletividade: laboratório (fase adulta e

imatura); laboratório/casa-de-vegetação (persistência) e campo (fase adulta)

(HASSAN et al., 2000; HASSAN; ABDELGADER, 2001). Para as pesquisas

envolvendo parasitóides, foi selecionado o gênero Trichogramma como indicador

para a ordem Hymenoptera, principalmente pela sua maior suscetibilidade, mastambém pela sua facilidade de criação (HASSAN, 1998). Dessa forma, T. pretiosum

foi escolhido como indicador nos testes de seletividade, pois está associado à

cultura do milho como importante inimigo natural (MOLINA-OCHOA et al., 2003) de

lepidópteros-praga.

Embora trabalhos de seletividade sobre a fase imatura de Trichogramma já

tenham sido realizados (TORRES; PRATISSOLI; SALES, 1996; CÔNSOLI;

BOTELHO; PARRA, 2001; MATOS, 2007; MAIA, 2009), somente foram encontradostrabalhos para a fase imatura de T. atopovirilia na cultura do milho (MAIA, 2009),

utilizando metodologia da IOBC/WPRS.

Nesse sentido, formulou-se a hipótese de que os agrotóxicos nocivos para a

fase adulta de T. pretiosum (STEFANELLO JÚNIOR, 2007) também afetam as fases

imaturas do parasitoide. Assim, o objetivo do presente trabalho foi avaliar a

seletividade de agrotóxicos registrados para a cultura do milho sobre as fases

imaturas de ovo-larva, pré-pupa e pupa de T. pretiosum , em condições de

laboratório.



36

2 Materiais e métodos

Os bioensaios de seletividade às fases imaturas basearam-se na metodologia

proposta pela IOBC/WPRS (HASSAN et al., 2000; HASSAN; ABDELGADER, 2001).

Para isso, os parasitoides foram obtidos de criação mantida em laboratório utilizando

ovos de Anagasta kuehniella (Zeller, 1879) (Lepidoptera: Pyralidae) como

hospedeiro para multiplicação de T. pretiosum (PARRA, 1997). As condições de

temperatura (25±1ºC), umidade relativa (70±10%) e fotofase (14 horas) foram

controladas tanto para a criação do parasitóide, realizada em câmaras climatizadas

(BOD), como durante a condução dos bioensaios, nas salas de testes.

2.1 Agrotóxicos avaliados

Foram avaliados 26 inseticidas, 8 fungicidas e 12 herbicidas, registrados para

a cultura do milho, cujas identificações como nome do produto comercial, ingrediente

ativo, grupo químico, máxima dosagem comercial testada, concentração do

ingrediente ativo e do produto comercial na calda estão expressas na tab. 1.

2.2 Parasitismo de ovos do hospedeiro alternativo Anagasta kuehniella

Para obtenção do parasitoide nas diferentes fases imaturas, foi colocado um

cartão de cartolina contendo ovos de A. kuehniella em cilindros de vidro (25cm de

comprimento x 10cm de diâmetro) que continham adultos de T. pretiosum . Cada

cartão possuía 60 círculos de 1cm de diâmetro, confeccionado com 400±50 ovos de

A. kuehniella cada um (Fig. 1A e 1B). Após o parasitismo, os adultos foramdescartados e os cartões foram acondicionados em câmaras climatizadas (BOD)

para dar condições adequadas para o desenvolvimento de T. pretiosum . Esse

procedimentoi foi repetido três vezes, às 24 horas (1 dia), 72 horas (3 dias) e 168

horas (7 dias) antes da pulverização, para que fossem obtidos os parasitoides em

suas fases imaturas de ovo-larva, pré-pupa e pupa, respectivamente, no interior do

ovo do hospedeiro (CÔNSOLI; ROSSI; PARRA, 1999). Dessa forma, foi possível

compor um bioensaio, que consistiu em agrotóxicos em teste e três fases imaturas

de T. pretiosum . Assim, de cada cartela contendo 60 círculos, foram selecionados

oito círculos para cada tratamento em cada fase de desenvolvimento do parasitoide.



Tabela 1 - Agrotóxicos avaliados nos testes de seletividade para as fases imaturas de Trichodosagem máxima do produto comercial registrada para a cultura do milho. Pelotas, RS.

Produto comercial Ingrediente ativo Grupo químico DC1

Inseticidas

Arrivo 200 EC cipermetrina Piretróide 0,08

Bulldock 125 SC beta-ciflutrina Piretróide 0,04

Decis 25 EC deltametrina Piretróide 0,20

Deltaphos EC deltametrina + triazofós Piretróide + organofosforado 0,35

Dipterex 500 triclorfom Organofosforado 2,00

Engeo cipermetrina + tiametoxam Piretróide + neonicotinóide 0,30

Engeo Pleno lambda-cialotrina + tiametoxam Piretróide + neonicotinóide 0,25

Fastac 100 SC alfa-cipermetrina Piretróide 0,05

Folidol 600 parationa-metílica Organofosforado 0,50

Galgotrin cipermetrina Piretróide 0,06

Hostathion 400 BR triazofós Organofosforado 0,50

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina Piretróide 0,10


Lannate BR metomil Metilcarbamato de oxima 0,60

Larvin 800 WG tiodicarbe Metilcarbamato de oxima 0,15 Lorsban 480 BR clorpirifós Organofosforado 1,00

Malathion 500 CE Sultox malationa Organofosforado 2,50



Tabela 1 – Agrotóxicos avaliados nos testes de seletividade para as fases imaturas de Trichodosagem máxima do produto comercial registrada para a cultura do milho. Pelotas-RS.


Inseticidas

Match EC lufenurom Benzoiluréia 0,30

Stallion 150 CS gama-cialotrina Piretróide 0,025

Sumithion 500 CE fenitrotiona Organofosforado 1,50

Talcord 250 CE permetrina Piretróide 0,10

Tracer espinosade Espinosinas 0,10

Trebon 100 SC etofenproxi Éter difenílico 0,14

Turbo beta-ciflutrina Piretróide 0,10

Valon 384 CE permetrina Piretróide 0,065Vexter clorpirifós Organofosforado 1,00

Fungicidas

Comet piraclostrobina Estrobilurina 0,60

Constant tebuconazol Triazol 1,00

Folicur 200 EC tebuconazol Triazol 1,00

Kumulus DF enxofre Inorgânico 1,00

Opera epoxiconazol + piraclostrobina Triazol + estrobilurina 0,75

Priori Xtra ciproconazol + azoxistrobina Triazol + estrobilurina 0,30

Stratego 250 EC propiconazol + trifloxistrobina Triazol + estrobilurina 0,80

Tilt propiconazol Triazol 0,50



Tabela 1 – Agrotóxicos avaliados nos testes de seletividade para as fases imaturas de Trichodosagem máxima do produto comercial registrada para a cultura do milho. Pelotas-RS.


Herbicidas

Agrisato 480 SL glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 6,00

Finale glufosinato - sal de amônio Homoalanina substituída 1,50

Glifos glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 2,00

Glifosato Nortox glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 6,00

Gliz 480 SL glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 6,00

Gramoxone 200 dicloreto de paraquate Bipiridilo 3,00

Polaris glifosato - sal de isopropilamina Glicina subsituída 5,00 Roundup Original glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 6,00

Roundup Transorb glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 4,50

Roundup WG glifosato - sal de amônio Glicina substituída 3,5

Trop glifosato - sal de isopropilamina Glicina substituída 6,00

Zapp Qi glifosato - sal de potássio Glicina substituída 4,20 1DC = Dosagem de campo (L ou Kg ha-1 do produto comercial) considerando um volume de calda de 200 L ha -1;2C.i.a. = Concentração (%) do ingrediente ativo na calda utilizada nos bioensaios; *concentração (%) do equivalente ácido3C.p.c. = Concentração (%) do produto comercial na calda utilizada nos bioensaios.



40

2.3 Aplicação dos agrotóxicos

O preparo da calda foi realizado diluindo-se cada produto comercial em

pulverizadores manuais em um volume proporcional a 200 L de água por hectare. A

calibração dos pulverizadores manuais (capacidade de 580 mL) foi realizada

mediante pesagem da deposição da calda sobre uma placa de vidro de 13 x 13 cm.

Assim, priorizou-se uma deposição aproximada de 2mg cm-2 da placa, que foi

aferida por balança eletrônica de precisão, sendo esse procedimento realizado para

cada pulverizador antes da pulverização das caldas (Fig. 1C e 1D).

Depois de realizadas todas as pulverizações, os cartões contendo ovos

permaneceram por cerca de três horas à temperatura ambiente para evaporar oexcesso de umidade. Depois disso, cada círculo foi individualizado em tubos de vidro

(10cm de comprimento x 2,5cm de diâmetro), tendo a extremidade vedada com

tecido de algodão e atilhos de borracha para evitar a fuga dos parasitoides após a

emergência, onde cada um dos oito círculos por tratamento foi considerada uma

repetição (Fig. 1E). Todos os tubos foram acondicionados em sala climatizada até a

emergência dos adultos, sendo, posteriormente, contabilizado o número de ovos

parasitados (Fig. 1F) e adultos com auxílio de lupa binocular estereoscópica.

2.4 Análise dos resultados obtidos e classes de seletividade

Calculou-se a porcentagem de emergência de adultos em cada tratamento,

sendo o resultado médio utilizado para comparação com o tratamento testemunha

de cada fase imatura de T. pretiosum em cada bioensaio, a fim de classificar os

agrotóxicos quanto à seletividade, baseado na redução da porcentagem deemergência. De acordo com a metodologia da IOBC/WPRS, os agrotóxicos foram

então classificados como inócuo (classe 1, menos de 30% de redução na

emergência), levemente nocivo (classe 2, 30-79%), moderadamente nocivo (classe

3, 80-99%) ou nocivo (classe 4, mais que 99%). De acordo com Hassan et al.

(2000), análises complementares podem ser realizadas com os dados obtidos na

pesquisa, embora a categorização em classes seja a principal análise proposta.

Nesse sentido, análises estatísticas foram realizadas com auxílio do programa

estatístico SAS – Statistical Analysis System (SAS LEARNING EDITION, 2002).



41

Figura 1 – Detalhes da condução dos bioensaios com as fases imaturas deTrichogramma pretiosum conforme metodologia da IOBC/WPRS. A)Preparo dos cartões com goma arábica, lâmina perfurada, cartolina eovos de Anagasta kuehniella ; B) Ovos de A. kuehniella aderidos aoscartões; C) Diluição dos agrotóxicos para pulverização e aferição dadeposição da calda em balança de precisão; D) Pulverizador manualutilizado para pulverização das caldas; E) Individualização de círculode ovos de A. kuehniella contendo o parasitoide no interior, em suafase imatura; F) Contagem dos ovos parasitados em lupa

estereoscópica binocular. Pelotas, RS.

A B

C D

E F



42

3 Resultados e discussão

Os bioensaios de seletividade de agrotóxicos para as fases imaturas de T.

pretiosum foram agrupados conforme a classe, em inseticidas (tab. 2 e 3), fungicidas

(tab. 4 e 5) e herbicidas (tab. 6 e 7).

Os resultados obtidos nos bioensaios quanto à emergência de T. pretiosum

(tab. 2, 4 e 6) foram utilizados nas análises estatísticas e os resultados quanto à

redução da emergência dos tratamentos, comparados com a testemunha, foram

utilizados para obtenção da classe de seletividade (tab. 3, 5 e 7).

3.1 Inseticidas

No bioensaio I (tab. 2), foi observado que a interação tratamento x estágio foi

significativa (F=6,07; gl=10; p=<,0001) para a variável porcentagem de emergência

de adultos de T. pretiosum . No entanto, diferenças significativas entre os estágios de

desenvolvimento avaliados somente foram observados na fase de pré-pupa de T.

pretiosum , em função da menor emergência de adultos, para Karate Zeon 50 CS

(88,15%) e Valon 384 CE (85,51%). Em relação ao tratamento testemunha em cadafase de desenvolvimento, diferiram: Karate Zeon 250 CS para a fase de ovo-larva;

Galgotrin, Karate Zeon 50 CS, Karate Zeon 250 CS e Valon 384 CE para a fase de

pré-pupa; e Galgotrin, Karate Zeon 50 CS, Karate Zeon 250 CS, Stallion 150 CS e

Valon 384 CE para a fase de pupa de T. pretiosum . De acordo com as classes de

seletividade atribuídas aos inseticidas (tab. 3, bioensaio I), todos foram inócuos

(classe 1) às fases imaturas de T. pretiosum , exceto Karate Zeon 250 CS que foi

levemente nocivo (classe 2) para a fase de pupa. De acordo com a análiseestatística e a redução da emergência de adultos de T. pretiosum , a fase de pré-

pupa apresentou tendência de ser mais afetada pelos inseticidas avaliados, seguido

pela fase de pupa.

Para o inseticida Karate, Hassan (1994b) classificou-o como levemente

nocivo para a fase de pupa de Trichogramma cacoeciae Marchal, 1927

(Hymenoptera: Trichogrammatidae), similar à classe atribuída para Karate Zeon 250

CS do presente trabalho (tab 3). Para Sterk et al. (1999), Karate 50 EC (0,0038%

ingrediente ativo na calda) foi levemente nocivo para a fase de pupa de T.



43

cacoeciae , resultado similar para Karate Zeon 250 CS (0,0125% ingrediente ativo na

calda) para a fase de pupa de T. pretiosum do presente trabalho (tab. 3).

No bioensaio II (tab. 2), a interação entre tratamento x estágio também foi

significativa (F=6,56; gl=10; p=<,0001) para a emergência de adultos de T.

pretiosum . Nesse bioensaio, apenas Turbo diferiu entre os estágios de

desenvolvimento em função da menor emergência, que foi menor para a fase de

ovo-larva (112,57%) e pupa (107,94%). Em relação à testemunha em cada fase de

desenvolvimento, apenas foram observadas diferenças significativas de importância

para a fase de pupa para Arrivo 200 EC, Bulldock 125 SC, Talcord 250 CE e Turbo.

Embora para a fase de pré-pupa apenas Turbo tenha diferido da testemunha, isso

aconteceu em função da maior emergência dos parasitóides no tratamentoenvolvendo o inseticida. Uma explicação para isso poderia ser o maior número de

círculos da extremidade do cartão (Fig. 1B) selecionados para compor as repetições

do tratamento, apesar de ter sido realizado de maneira aleatória. Em relação às

classes atribuídas (tab. 3, bioensaio II), Arrivo 200 EC, Bulldock 125 SC, Decis 25

EC, Talcord 250 CE e Turbo foram considerados inócuos (classe 1) às fases

imaturas de T. pretiosum . Entretanto, em função da redução da emergência dos

adultos do parasitoide, é possível observar que a fase de pupa foi a mais afetadapelos inseticidas.

Resultados similares quanto à seletividade de inseticidas também foram

observados para T. pretiosum por Giolo (2007), testando produtos registrados para a

cultura do pessegueiro, que classificou Decis 25 CE (0,0001% i.a. na calda) como

inócuo para todas as fases imaturas do parasitoide, cuja concentração foi inferior ao

presente trabalho (0,0025%). A inocuidade também foi observada para

Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner, 1987 (Hymenoptera:Trichogrammatidae) para Decis Ultra 100 (7,5mL 100L-1 de água) por Matos (2007),

quando ovos de A. kuehniella e Gymnandrosoma aurantianun Lima, 1927

(Lepidoptera: Tortricidae) continham o parasitoide nas fases imaturas de ovo-larva,

pré-pupa e pupa. Hassan et al. (1987) e Hassan (1994b), entretanto, classificaram

Decis (0,06% produto comercial) como levemente nocivo (classe 2) para a fase de

pupa de T. cacoeciae , apesar de usar dosagem inferior ao presente trabalho (0,1%

produto comercial na calda).

Para inseticidas à base de permetrina e cipermetrina, Hassan (1994b)

verificou que o ingrediente permetrina também conferiu inocuidade (classe 1) para a



44

fase de pupa de T. cacoeciae , embora tenha avaliado na marca comercial de

Ambush (0,02% do produto comercial na calda), classificação semelhante às obtidas

para T. pretiosum no presente trabalho (tab. 3). No entanto, quanto o autor avaliou o

inseticida Ambush C (0,04% produto comercial na calda), à base de cipermetrina, foi

atribuída classe 4 (nocivo) para a fase de pupa de T. cacoeciae . Esses resultados

diferem do observado para os inseticidas piretróides à base de cipermetrina do

presente trabalho (tab. 3), que foram inócuos para todas as fases imaturas de T.

pretiosum .

De acordo com as reduções de emergência observadas para os inseticidas do

grupo químico dos piretróides, contendo ingrediente ativo apenas desse grupo, a

maioria foi considerada inócua para todas as fases imaturas de desenvolvimento deT. pretiosum , exceto Karate Zeon 250 CS que foi levemente nocivo (classe 2) para a

fase de pupa (tab. 3, bioensaio I).

No bioensaio III (tab. 2), interação significativa (F=7,98; gl=10; p=<,0001)

também foi observada entre tratamento x estágio de desenvolvimento de T.

pretiosum . Entre os estágios de desenvolvimento, a análise dos dados indicou

diferença significativa, em função da menor emergência de T. pretiosum , para

Hostathion 400 BR na fase de pré-pupa (100,48%) e pupa (89,16%); Folidol 600para a fase de pré-pupa (89,80%); Lorsban 480 BR e Vexter para a fase de pupa,

com emergência de 1,06 e 0,96%, respectivamente. Em relação à testemunha para

cada fase de desenvolvimento, Folidol 600, Lorsban 480 BR, Sumithion 500 CE e

Vexter diferiram para a fase de ovo-larva; Folidol 600, Hostathion 400 BR, Lorsban

480 BR, Sumithion 500 CE e Vexter diferiram para a fase de pré-pupa; e Hostathion

400 BR, Lorsban 480 BR, Sumithion 500 CE e Vexter diferiram para a fase de pupa

de T. pretiosum . De acordo com as classes de seletividade (tab. 3, bioensaio III),Folidol e Hostathion 400 BR foram inócuos (classe 1) às fases imaturas de T.

pretiosum ; Sumithion 500 CE foi levemente nocivo (classe 2) para as três fases

imaturas; e Lorsban 480 BR e Vexter foram moderadamente nocivos (classe 3) para

as fases de ovo-larva e pré-pupa e nocivos (classe 4) para a fase de pupa de T.

pretiosum . Nesse bioensaio, a análise estatítstica, as reduções de emergência e as

classes de seletividade atribuídas indicam que a fase de pupa foi a mais afetada por

aqueles inseticidas que foram nocivos, de maneira similar ao bioensaio I e II (tab. 2 e

3).



45

Resultados distintos foram obtidos por Manzoni et al. (2007), ao avaliarem

produtos registrado para macieira, cujas pesquisas indicaram que Sumithion 500 CE

que foi inócuo (classe 1) para todas as fases imaturas de T. pretiosum , porém em

menor concentração (0,1% de ingrediente ativo na calda) quando comparado ao

presente trabalho (0,375%) onde foi levemente nocivo. A mesma classificação foi

atribuída ao parasitoide por Giolo (2007) para Sumithion 500 CE (0,0015% i.a. na

calda), para dosagem registrada à cultura do pessegueiro. Hassan (1994b)

encontrou valores distintos quanto testou o produto Folithion (0,1% do produto

comercial da calda) e verificou que foi nocivo (classe 4) para a fase de pupa de T.

cacoeciae , embora tenha o mesmo ingrediente ativo de Sumithion 500 CE. Isso

reforça que, embora tenham a mesma base quanto ao ingrediente ativo, os demaisingredientes inertes, formulações e/ou concentrações podem ser distintos e conferir

seletividade diferenciada, demonstrando a importância dos testes baseados na

marca comercial e não apenas no ingrediente ativo.

Para o inseticida Hostathion, Hassan et al. (1988) e Hassan (1994b)

encontraram valores distintos para T. cacoeciae quando classificaram o produto

comercial como nocivo (classe 4) para a fase de pupa do parasitoide, em uma

concentração de 0,24% do produto comercial na calda, embora similar ao presentetrabalho (0,25%). A toxicidade, nesse caso, pode ser em função de diferenças de

suscetibilidade do parasitoide, o que já foi verificado para diferentes linhagens em T.

pretiosum (CARVALHO; PARRA; BAPTISTA, 1999).

Para o inseticida Lorsban 480 BR (0,00072% i.a. na calda), Giolo (2007) e

Nörnberg (2008) obtiveram classe 2 (levemente nocivo) para todas as fases imaturas

de T. pretiosum , de maneira distinta a obtida no presente trabalho, que foi

moderadamente nocivo (classe 3) para ovo-larva e pré-pupa e nocivo (classe 4) paraa fase de pupa, porém em concentração superior (0,24% i.a. na calda). No entanto,

Maia (2009), verificou que o ingrediente ativo presente no produto comercial Astro

(0,005% produto comercial na calda) foi inócuo para as fases imaturas de T.

atopovirilia , embora em concentração distinta ao presente trabalho, que utilizou

Lorsban 480 BR (0,5% produto comercial na calda).

No bioensaio IV (tab. 2), a interação tratamento x estágio também foi

significativa (F=14,95; gl=12; p=<,0001) em função dos dados de emergência de T.

pretiosum avaliados. Nessa análise, em função da menor emergência, diferiram

entre as fases imaturas de T. pretiosum os inseticidas Deltaphos EC, Dipterex 500 e



46

Engeo para a fase de pupa, com valores de emergência de 85,03, 44,44 e 43,52%,

respectivamente; Malathion 500 CE Sultox para a fase de ovo-larva (109,67%) e

pupa (115,17%); e Engeo Pleno para a fase de pré-pupa (58,38%), que também

diferiu entre si para a fase de pupa (23,44%). Para cada fase imatura de

desenvolvimento de T. pretiosum , diferiram da testemunha Dipterex, Engeo e Engeo

Pleno para ovo-larva; Deltaphos EC, Dipterex 500, Engeo e Engeo Pleno para a fase

de pré-pupa e pupa. De acordo com as classes, foram inócuos às fases imaturas de

T. pretiosum os inseticidas Deltaphos EC, Fastac 100 SC e Malathion 500 CE

Sultox; Engeo Pleno foi inócuo (classe 1) para ovo-larva e levemente nocivo (classe

2) para pré-pupa e pupa; Dipterex 500 e Engeo foram levemente nocivo (classe 2)

para ovo-larva, pré-pupa e pupa de T. pretiosum . De maneira similar ao bioensaio III(tab. 2 e 3), os inseticidas deste bioensaio também tenderam a afetar mais as fases

imaturas de pupa e pré-pupa de T. pretiosum .

Embora não tenham sido realizados testes de seletividade com produtos

comerciais contendo apenas ingrediente ativo do grupo dos neonicotinóides, Moura,

Carvalho e Rigitano (2005) verificaram que tiametoxam (0,05 g L-1 de i.a.), na

máxima dosagem registrada para o tomateiro, foi inócuo às fases imaturas de T.

pretiosum . Dessa maneira, a toxicidade atribuída para os produtos em mistura, depiretróides mais neonicotinóides, pode ser devido à interação entre ambos os

ingredientes ativos, ingredientes inertes e/ou formulação do produto.

O inseticida Dipterex 500 (0,003% produto comercial na calda) foi classificado

como levemente nocivo para ovo-larva e moderadamente nocivo (classe 3) para T.

cacoeciae por Grützmacher et al. (2004), de maneira distinta à observada no

presente trabalho que classificou o produto como levemente nocivo para todas as

fases imaturas de T. pretiosum , em concentração de 1% do produto comercial nacalda. Resultados similares foram observados por Hassan et al. (1987) e Hassan

(1994b) que classificaram Dipterex WP 80 (0,1% do produto comercial na calda)

como levemente nocivo (classe 2) para a fase de pupa de T. cacoeciae . Giolo (2007)

e Manzoni et al. (2007) classificaram Dipterex 500 como inócuo para as fases

imaturas de T. pretiosum ao testarem triclorfom em concentração de 0,15% de i.a.

na calda, cuja concentração (0,5%) e classe diferem da usada no presente trabalho,

que foi classificado como levemente nocivo (classe 2) para todas as fases imaturas

de T. pretiosum .



47

Embora Manzoni et al. (2007) tenham avaliado o ingrediente ativo malationa

usando o produto comercial Malathion 1000 CE (0,1% i.a. na calda), foi classificado

como inócuo para a fase de ovo-larva e pupa, apesar de ter sido levemente nocivo

(classe 2) para a fase de pré-pupa, os quais foram semelhantes ao presente trabalho

para Malathion 500 CE Sultox (0,625% i.a. na calda) que foi inócuo para todas as

fases imaturas do parasitoide. Nörnberg (2008), entretanto classificou Malathion

1000 CE (0,1% i.a. na calda) como inócuo para a fase de ovo-larva e pré-pupa e

levemente nocivo (classe 2) para pré-pupa de T. pretiosum . Para Giolo (2007),

Malathion 1000 CE (0,002% i.a. na calda) foi inócuo para ovo-larva e pré-pupa e

levemente nocivo para a fase de pupa de T. pretiosum , ao testar o produto na

máxima dosagem registrada para pessegueiro.No bioensaio V (tab. 2), interação signficativa (F=32,50; gl=10; p=<,0001)

também foi observada para a variável emergência de adultos de T. pretiosum . Entre

as fases de desenvolvimento, diferiram os inseticidas Larvin 800 WG, Match EC e

Trebon 100 SC para a fase de pupa, em função da menor emergência observada,

que foi de 113,50, 117,27 e 107,27%, respectivamente. Match EC, entretanto,

apresentou resultados distintos aos demais inseticidas avaliados para a fase imatura

de T. pretiosum , pois causou menor emergência para ovo-larva (48,80%), seguidopela fase de pupa (117,27), diferindo estatisticamente entre si e quando comparado

a fase de pré-pupa, que obteve a maior emergência de adultos (147,44%). Em

relação a cada fase de desenvolvimento, diferiram do tratamento testemunha o

inseticida Lannate BR, Match EC e Tracer para a fase de ovo-larva; Lannate BR e

Tracer para a fase de pré-pupa e pupa. Quanto à seletividade (tab. 3, bioensaio V),

Trebon 100 SC e Larvin 800 WG foram inócuos (classe 1) às três fases imaturas de

T. pretiosum . Tracer foi levemente nocivo (classe 2) para ovo-larva e pré-pupa einócuo (classe 1) para pupa; Match EC foi levemente nocivo (classe 2) para ovo-

larva e inócuo (classe 1) para as fases de pré-pupa e pupa; e Lannate BR foi

moderadamente nocivo (classe 3) para ovo-larva e levemente nocivo (classe 2) para

as fases de pré-pupa e pupa. Nesse bioensaio, verificou-se que os inseticidas

Lannate BR e Tracer tenderam a afetar mais a fase de ovo-larva, pré-pupa e pupa,

conforme a redução de emergência de adultos de T. pretiosum (tab. 3, bioensaio V).

Match EC, entretanto, afetou mais a fase de ovo-larva do parasitoide, com 67,61%

de redução da emergência, valor esse bem superior ao verificado para a fase de pré-

pupa (1,38%) e pupa (0,74%).



48

O inseticida Trebon 100 SC (0,015%) também foi considerado inócuo para as

fases imaturas de T. pretiosum por Giolo et al. (2006), na cultura do pessegueiro.

Trebon, entretanto, causou elevada mortalidade para as fases imaturas de

Trichogramma dendrolimi Matsumura, 1926 (Hymenoptera: Trichogrammatidae)

quando, depois de 1, 3, 6 e 8 dias após o parasitismo, os ovos foram imersos em

calda inseticida (TAKADA; KAWAMURA; TANAKA, 2001). Os mesmos autores

verificaram, entretanto, que Lannate apresentou baixa mortalidade, com resultados

de emergência similares ao tratamento controle, resultados distintos aos

encontrados no presente trabalho para T. pretiosum (tab. 3). Hohmann (1991),

entretanto, verificou que metomil (0,001075% i.a. na calda) foi altamente tóxico para

as fases imaturas de T. pretiosum , que somente detectou emergência do parasitoidequando este recebeu tratamento com inseticida depois de 7 dias de

desenvolvimento no interior do ovo de A. kuehniella . Para Hassan et al. (1987),

Lannate (0,1% produto comercial na calda) foi nocivo (classe 4) para a fase de pupa

de T. cacoeciae , mesmo em concentração inferior à utilizada no presente trabalho

(0,3% produto comercial na calda).

Para o inseticida Tracer (0,00006% i.a. na calda) Giolo (2007) classificou-o

como inócuo para todas as fases imaturas do parasitoide, de maneira distinta aopresente trabalho que foi levemente nocivo para as fases de ovo-larva e pré-pupa na

concentração de 0,024% de i.a. na calda. Tracer (0,1% do produto comercial na

calda) foi considerado levemente nocivo para T. atopovirilia por Maia (2009), ao

avaliar o produto na sua máxima dosagem registrada para a cultura do milho,

mesma classificação obtida no presente trabalho para uma concentração de 0,05%

de produto comercial na calda. Suh, Orr e Van Duyn (2000), entretanto, verificaram

que a média de emergência de Trichogramma exiguum Pinto & Platner, 1978(Hymenoptera: Trichogrammatidae) foi de apenas 25,8% para Tracer 4 SC, diferindo

do tratamento controle, que obteve 99% de emergência.

Utilizando metodologia distinta, Carvalho, Parra e Baptista (2003) imergiram

ovos de A. kuehniella em calda contendo o ingrediente ativo lufenurom (0,4 g i.a. L -1)

e disponibilizaram para T. pretiosum parasitarem. Nessa modalidade de teste, os

autores verificaram que a porcentagem de emergência não diferiu da testemunha,

de maneira distinta ao presente trabalho, que diferiu para a fase de ovo-larva de T.

pretiosum e foi classificado como levemente nocivo (classe 2) para essa fase. As

pesquisas realizadas sobre as fases imaturas de T. pretiosum por Carvalho et al.



49

(2003) demonstraram que, embora os inseticidas pertencentes ao grupo dos

reguladores de crescimento tenham afetado a emergência do parasitoide, a maioria

dos resultados foram similares à testemunha, em todas as fases imaturas, para

lufenurom, methoxifenozide e triflumuron. Resultados similares também foram

verificados por Carvalho, Parra e Baptista (2001), onde a porcentagem média de

emergência foi elevada e não diferiram da testemunha, na maioria dos tratamentos,

para clorfluazuron, teflubenzuron, triflumuron e tebufenozide. Resultados

semelhantes foram observados por Ciociola Júnior et al. (1999) para a emergência

de T. pretiosum depois que ovos parasitados com 48 horas de vida foram tratados

com diflubenzurom, teflubenzurom e triflumurom, onde os tratamentos não diferiram

da testemunha. Carvalho et al. (1994), entretanto, verificaram que triflumuron,flufenoxruon e diflubenzuron reduziram a porcentagem de emergência de T.

pretiosum , depois que ovos de A. kuehniella foram tratados com os inseticidas e

ofertados aos adultos do parasitoide.

Efeitos deletérios, entretanto, também foram relatados na literatura. Pratissoli

et al. (2004) avaliaram a seletividade de lufenurom quando ovos de S. frugiperda

foram imersos em solução contendo o ingrediente ativo nas proporções de 12,5,

15,0 e 17,5 g i.a. L-1

e, posteriormente, ofertados para parasitismo por T. pretiosum .De acordo com os autores, a emergência só não foi alterada quando foi utilizado em

subdosagem de 12,5 g i.a. L-1 de água, equivalente a 0,0125%, concentração esta

superior ao presente trabalho (0,0075%). Para Trichogramma galloi Zucchi, 1988

(Hymenoptera: Trichogrammatidae), Cônsoli, Botelho e Parra (2001) também

verificaram que Match (lufenurom 15 g i.a. 100 L-1 água, equivalente a 0,00015%)

afetou a sobrevivência do parasitoide para a fase de ovo-larva e pré-pupa,

principalmente, pois diferiram da testemunha. A fase de ovo-larva, entretanto, foi amais afetada, com apenas 0,97% de sobrevivência.

De acordo com as classificações da IOBC/WPRS atribuídas para os

inseticidas avaliados, apenas 16 produtos foram inócuos (classe 1) para todas as

fases imaturas de T. pretiosum . Ademais, observou-se que, para a maioria dos

casos em que um inseticida foi considerado nocivo (classes 2, 3 ou 4), essa

classificação foi dada para quase todas as fases imaturas de T. pretiosum (tab. 3).

Dentre as fases imaturas de T. pretiosum , a fase de pupa nem sempre foi

considerada a mais tolerante aos efeitos dos agrotóxicos, embora seja considerada



50

a fase mais tolerante pela metodologia da IOBC/WPRS (HASSAN et al., 2000;

HASSAN; ABDELGADER, 2001).

Apesar de a classe 1 (inócuo) ter sido atribuída em igual número de vezes

para cada fase imatura de T. pretiosum (tab. 3), a seletividade é diferenciada ao

analisarmos os casos particulares, como, por exemplo, Match EC e Tracer que

tenderam ser mais tóxicos para as fases imaturas iniciais, principalmente para Match

EC (tab. 3, bioensaio V). Nesse sentido, verifica-se a importância da inclusão das

fases de ovo-larva e pré-pupa em futuros protocolos de teste, pois o parasitoide

nessas fases também foi afetado pelos agrotóxicos.

A fim de comprovação científica, portanto, maior ênfase deve ser dada a

estudos de inseticidas reguladores de crescimento sobre as fases imaturas deTrichogramma , e, se comprovada a hipótese da maior toxicidade, a pulverização de

alguns inseticidas desse grupo químico somente deveria ser realizada após a fase

imatura mais suscetível do parasitoide.



Tabela 2 – Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeiro Anagastacom inseticidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasitoide, em difedesenvolvimento (temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14 horas). Pelo

Tratamentos Ingrediente ativo DC1 Emergência (% ±

Ovo-larva Pré-pupa

Bioensaio I

Piretróide3

Testemunha - - 115,41± 2,14 a A 120,05 ± 2,06 a

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 114,89± 2,34 ab A 88,15 ± 3,06 c

Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 112,07± 2,34 abc A 108,93 ± 3,40 ab

Galgotrin cipermetrina 0,06 109,83± 2,92 abcd A 96,86 ± 1,40 bc

Valon 384 CE permetrina 0,065 106,67± 3,66 abcde A 85,51 ± 3,57 cKarate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 92,89± 2,76 e A 92,19 ± 3,29 c

Bioensaio II

Piretróide

Testemunha - - 128,11± 4,72 a A 109,24 ± 1,52 b

Decis 25 EC deltametrina 0,20 125,83± 2,74 a A 125,06 ± 3,68 ab

Talcord 250 CE permetrina 0,10 123,57± 3,38 a A 116,83 ± 2,70 ab

Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 122,32± 2,16 a A 113,71 ± 2,97 b

Bulldock 125 SC beta-ciflutrina 0,04 119,92± 1,73 a A 111,99 ± 4,46 b Turbo beta-ciflutrina 0,10 112,57± 2,08 a B 134,38 ± 5,44 a




Tratamentos Ingrediente ativo DC1 Emergência (% ± Ovo-larva Pré-pupa

Bioensaio III

Organofosforado3

Testemunha - - 122,98± a A 121,48 ± a A

Hostathion 400 BR triazofós 0,50 111,94± a A 100,48 ± b B

Folidol 600 parationa-metílica 0,50 101,15± b AB 89,80 ± b B

Sumithion 500 CE fenitrotiona 1,50 82,51± c A 59,82 ± c A

Vexter clorpirifós 1,00 4,51± d A 2,95 ± d A

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 4,41± d A 2,41 ± d A

Bioensaio IV

Piretróide, organofosforado, piretróide+organofosforado, piretróide+neonicoti

Testemunha - - 116,62± 3,58 ab B 142,76 ± 4,66 ab

Fastac 100 SC alfa-cipermetrina 0,05 121,94± 3,16 a A 132,35 ± 3,82 abc

Deltaphos EC deltametrina + triazofós 0,35 109,67± 2,97 abc A 113,05 ± 4,69 c

Malathion 500 CESultox malationa 2,50 109,54± 7,86 abc B 146,21 ± 3,54 a

Engeo Pleno lambda-cialotrina+tiametoxam 0,25 88,23± 3,63 d A 58,38 ± 4,53

Dipterex 500 triclorfom 2,00 79,49± 4,83 d A 96,69 ± 5,66

Engeo cipermetrina + tiametoxam 0,30 76,31± 4,05 d A 61,83 ± 1,71





Ovo-larva Pré-pupa

Bioensaio V

Éter difenílico, metilcarbamato de oxima, espinosinas, benzoiluréia3

Testemunha - - 150,69± ab A 149,51 ± a A

Trebon 100 SC etofenproxi 0,14 150,99± a A 146,75 ± abc A

Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 146,63± ab A 145,29 ± abc A

Tracer espinosade 0,10 94,67± c A 91,92 ± d A

Match EC lufenurom 0,30 48,80± d C 147,44 ± ab ALannate BR metomil 0,60 23,29± d A 39,37 ± eA1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2Médias acompanhadas por letras idênticas, minúsculas na coluna e maiúscula na linha, não diferem significativamente ((Bioensaio I: tratamentos F=32,28; gl=5; p=<,0001; estágio F=15,83; gl=2; p=<,0001; tratamento*estágio F=6,07; gl=10; F=3,34; gl=5; p=0,0072; estágio F=5,82; gl=2; p=0,0038; tratamento*estágio F=6,56; gl=10; p=<,0001; Bioensaio IV: traestágio F=91,47; gl=2; p=<,0001; tratamento*estágio F=14,95; gl=12; p=<,0001;) ou pelo teste (Kruskal-Wallis) Bonferronp=<,0001; tratamentos F=442,45; gl=5; p=<,0001; estágio F=44,44; gl=2; p=<,0001; tratamentos*estágio F=7,98; gl=10;p=<,0001; tratamentos F=202,53; gl=5; p=<,0001; estágio F=67,90; gl=2; p=<,0001; tratamento*estágio F=32,50; gl=10; p3Grupo químico dos agrotóxicos.



Tabela 3 – Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeipulverizados com inseticidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasiimaturos de desenvolvimento e classificação da seletividade de acordo com a IOBC/umidade relativa 70±10%; fotofase 14 horas). Pelotas, RS.

Tratamentos Ingrediente ativo DC1

Fase ima

Ovo-larva Pré-pu

RE2 C3 RE

Bioensaio I

Piretróide4

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 0,45 1 26,57

Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 2,89 1 9,27

Galgotrin cipermetrina 0,06 4,83 1 19,32

Valon 384 CE permetrina 0,065 7,57 1 28,77

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 19,51 1 23,21

Bioensaio II

Piretróide

Decis 25 EC deltametrina 0,20 1,78 1 0,00

Talcord 250 CE permetrina 0,10 3,54 1 0,00

Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 4,52 1 0,00

Bulldock 125 SC beta-ciflutrina 0,04 6,39 1 0,00 Turbo beta-ciflutrina 0,10 12,13 1 0,00





Fase ima

Ovo-larva Pré-pu

RE2 C3 RE

Bioensaio III

Organofosforado4

Hostathion 400 BR triazofós 0,50 8,98 1 17,29

Folidol 600 parationa-metílica 0,50 17,75 1 26,07

Sumithion 500 CE fenitrotiona 1,50 32,90 2 50,76 Vexter clorpirifós 1,00 96,33 3 97,57

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 96,42 3 98,02

Bioensaio IV

Piretróide, organofosforado, piretróide+organofosforado, piretróide+neonicoti

Fastac 100 SC alfa-cipermetrina 0,05 0,00 1 7,29

Deltaphos EC deltametrina + triazofós 0,35 5,96 1 20,81

Malathion 500 CE Sultox malationa 2,50 6,08 1 0,00

Engeo Pleno lambda-cialotrina+tiametoxam 0,25 24,35 1 59,10

Dipterex 500 triclorfom 2,00 31,84 2 32,27

Engeo cipermetrina + tiametoxam 0,30 34,56 2 56,69





Fase ima

Ovo-larva Pré-pu

RE2 C3 RE

Bioensaio V

Éter difenílico, metilcarbamato de oxima, espinosinas, benzoiluréia4

Trebon 100 SC etofenproxi 0,14 0,00 1 1,85

Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 2,70 1 2,83

Tracer espinosade 0,10 37,18 2 38,52 Match EC lufenurom 0,30 67,61 2 1,38

Lannate BR metomil 0,60 84,54 3 73,67 1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2RE=Redução na emergência comparado com a testemunha do bioensaio;3C=Classes da IOBC/WPRS no teste de toxicidade a imaturos: 1=inócuo (<30% redução na emergência comparado2=levemente nocivo (30-79%), 3=moderadamente nocivo (80-99%), 4=nocivo (>99%);4Grupo químico dos agrotóxicos.



57

3.2 Fungicidas

Os resultados quanto aos efeitos de fungicidas sobre a emergência de T.

pretiosum encontram-se na tab. 4 e aqueles referentes à classificação da

seletividade, conforme a IOBC/WPRS, estão expressos na tab. 5.

No bioensaio VI (tab. 4), a interação tratamento x estágio foi significativa

(F=6,37; gl=8; p=<,0001) para a emergência de adultos de T. pretiosum . Dentre os

fungicidas, diferiram, em relação às fases imaturas de desenvolvimento de T.

pretiosum , Priori Xtra para a fase de pré-pupa e pupa, em função dos menores

valores de emergência observados, que foram de 123,78 e 107,02%,

respectivamente; e Stratego 250 EC e Tilt para a fase de pupa, com 101,12 e110,10% de emergência, respectivamente. Já para cada fase de desenvolvimento

de T. pretiosum , diferenças estatísticas de importância para o presente trabalho

foram observadas para o fungicida Stratego 250 EC para a fase de pupa. Para a

fase de pré-pupa, nenhum agrotóxico diferiu da testemunha. Entretanto, Kumulus

DF, Priori Xtra, Stratego 250 EC e Tilt foram considerados inócuos (classe 1)

conforme as classes de seletividade da IOBC/WPRS (tab. 5, bioensaio VI). A fase de

pupa, apesar disso, apresentou tendência de ser mais afetada, quando se observa aredução na emergência de adultos de T. pretiosum .

Resultado similar foi encontrado por Grützmacher et al. (2004), ao avaliarem a

toxicidade de Kumulus DF para as fases imaturas de T. cacoeciae . A inocuidade de

Kumulus DF também foi observada por Giolo et al. (2006) para as fases imaturas de

T. pretiosum , ao testarem o produto na máxima dosagem registrada para a cultura

do pessegueiro. Resultados semelhantes também foram encontrados por Manzoni et

al. (2007) para Kumulus DF (0,48% i.a. na calda), que classificaram-o como inócuo(classe 1) para todas as fases imaturas de T. pretiosum ao testarem o produto na

máxima dosagem registrada para a cultura da maçã.

Para o fungicida Tilt (0,08% produto comercial na calda), Hassan et al. (1988)

e Hassan (1994b) também atribuíram classe 1 (inócuo) quando avaliado para a fase

de pupa de T. cacoeciae , demonstrando a inocuidade do produto comercial para

ambas espécies nas dosagens avaliadas.

No bioensaio VII (tab. 4), a variável emergência de adultos de T. pretiosum

também foi significativa para a interação tratamento x estágio (F=4,07; gl=8;



58

p=0,0003). Nesse bioensaio, em função da menor emergência de adultos de T.

pretiosum nas diferentes fases imaturas, diferiram: Constant, Folicur 200 EC e Opera

para a fase de pupa, com valores de emergência de 105,17, 98,46 e 97,78%,

respectivamente; e Comet para a fase de pré-pupa (104,01%) e pupa (114,41%).

Considerando cada fase de desenvolvimento imaturo de T. pretiosum , diferiu da

testemunha o fungicida Comet para a fase de pré-pupa. Já para as fases imaturas

de ovo-larva e pupa, nenhum agrotóxico diferiu do tratamento testemunha. Apesar

disso, Comet, Constant, Folicur 200 EC e Opera foram considerados inócuos de

acordo com a atribuição das classes de seletividade (tab. 5, bioensaio VII).

Entretanto, a fase de pré-pupa, seguido de pupa, foram as que apresentaram maior

redução de emergência de adultos neste bioensaio (tab. 5, bioensaio VII).Para o fungicida Comet 250 CE (20mL produto comercial 100L-1 de água),

Matos (2007) avaliou a emergência de T. atopovirilia após parasitismo de ovos de A.

kuehniella e ovos de G. aurantianun , os quais foram expostos ao fungicida nas fases

imaturas de larva e pupa do parasitoide. De acordo com a pesquisa, Comet

apresentou redução na emergência de 5,3% para a fase de ovo-larva, 3,3% para

pré-pupa e 11,6% para pupa, quando estavam no hospedeiro A. kuehniella , os quais

são inócuos (classe 1) da IOBC. Resultados similares foram verificados quando T.

atopovirilia se desenvolveu no hospedeiro G. aurantianun , apresentando redução de

emergência de 5,1% para ovo-larva, 3,8% para pré-pupa, porém 32% para pupa,

que corresponderia à classe 1 para ovo-larva e pré-pupa e classe 2 para pupa.

Esses resultados, exceto para T. atopovirilia na fase de pupa em G. aurantianun , são

semelhantes aos observados no presente trabalho, embora Comet tenha sido

testado em dosagem de 30 mL para 100 L de água.

Resultados similares para Folicur 250 EC (0,0625% de ingrediente ativo nacalda) foram encontrados por Sterk et al. (1999), que classificaram o fungicida como

inócuo para a fase de pupa de T. cacoeciae . O efeito de fungicidas a imaturos de T.

pretiosum também foi estudado por Torres, Pratissoli e Sales (1996) com fungicidas

utilizados em tomateiro, onde o fungicida tebuconazole 250 CE (225 g de i.a. ha-1) foi

testado e a emergência diferiu da testemunha apenas para a fase de larva, sendo

igual estatisticamente para a fase de pupa. Apesar dos poucos trabalhos obtidos na

literatura, a maioria deles corrobora os resultados obtidos na presente pesquisa

sobre a inocuidade dos fungicidas para as fases imaturas de Trichogramma ,



59

viabilizando, assim, a compatibilização do controle químico com uso desses

produtos com o parasitoide.

Da mesma forma que para os inseticidas, a fase de pupa nem sempre foi

considerada a fase imatura de T. pretiosum mais resistente aos efeitos dos

agrotóxicos, merecendo destaque a análise das outras fases de ovo-larva e pré-

pupa, embora todos os agrotóxicos tenham sido inócuos a todas as fases imaturas

do parasitoide.



Tabela 4 – Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeiro Anagastacom fungicidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasitoide, em difedesenvolvimento (temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14 horas). Pelo


Ovo-larva Pré-pupa

Bioensaio VI

Triazol+estrobilurina, inorgânico, triazol3

estemunha - - 122,91 ± 5,79 b A 122,23 ± 3,60 a A

Priori Xtraciproconazol +azoxistrobina 0,30 148,50± 6,75 a A 123,78 ± 2,87 a B

umulus DF enxofre 1,00 133,29± 2,97 ab A 135,56 ± 3,74 a A

tratego 250 ECpropiconazol +trifloxistrobina 0,80

132,11± 2,54 ab A 138,70 ± 3,00 a A

ilt propiconazol 0,50 119,03± 5,91 b AB 131,47 ± 3,12 a A

Bioensaio VII

Estrobilurina, triazol+estrobilurina, triazol

Testemunha - - 132,35± 3,39 a AB 136,41 ± 4,84 a

Comet piraclostrobina 0,60 142,81± 4,42 a A 104,01 ± 8,81 c

Operaepoxiconazol +piraclostrobina 0,75 136,98± 2,21 a A 125,90 ± 5,45 abc

Constant tebuconazol 1,00 130,91± 5,27 a A 131,57 ± 3,67 ab

Folicur 200 EC tebuconazol 1,00 127,84± 4,77 a A 125,10 ± 3,34 abc1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2Médias acompanhadas por letras idênticas, minúsculas na coluna e maiúscula na linha, não diferem significativamente(Bioensaio VI: tratamentos F=3,16; gl=4; p=0,0169; estágio F=42,08; gl=2; p=<,0001; tratamento*estágio F=6,37; gl=8; pF=1,66; gl=4; p=0,1643; estágio F=47,53; gl=2; p=<,0001; tratamento*estágio F=4,07; gl=8; p=0,0003);3Grupo químico dos agrotóxicos.



Tabela 5 – Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeipulverizados com fungicidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasiimaturos de desenvolvimento e classificação da seletividade de acordo com a IOBC/

umidade relativa 70±10%; fotofase 14 horas). Pelotas, RS.


Fase ima

Ovo-larva Pré-pu

RE2 C3 RE

Bioensaio VI

Triazol+estrobilurina, inorgânico, triazol4

Priori Xtra ciproconazol + azoxistrobina 0,30 0,00 1 0,00

Kumulus DF enxofre 1,00 0,00 1 0,00

Stratego 250 EC propiconazol + trifloxistrobina 0,80 0,00 1 0,00 Tilt propiconazol 0,50 3,16 1 0,00

Bioensaio VII

Estrobilurina, triazol+estrobilurina, triazol

Comet piraclostrobina 0,60 0,00 1 23,76

Opera epoxiconazol + piraclostrobina 0,75 0,00 1 7,70

Constant tebuconazol 1,00 1,09 1 3,55

Folicur 200 EC tebuconazol 1,00 3,40 1 8,29 1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2RE=Redução na emergência comparado com a testemunha do bioensaio;3C=Classes da IOBC/WPRS no teste de toxicidade a imaturos: 1=inócuo (<30% redução na emergência comparado2=levemente nocivo (30-79%), 3=moderadamente nocivo (80-99%), 4=nocivo (>99%);4Grupo químico dos agrotóxicos.



62

3.3 Herbicidas

No bioensaio VIII (tab. 6), a interação tratamento x estágio também foi

significativa (F=3,74; gl=8; p=0,0007) para a variável emergência de T. pretiosum .Dentre os herbicidas, apenas Roundup Transorb diferiu significativamente quando

avaliado em diferentes fases imaturas, pois apresentou menor valor de emergência

em pré-pupa (101,65%) e pupa (107,54%). Ao analisar cada herbicida em cada fase

de desenvolvimento, observou-se que apenas Roundup Transorb diferiu da

testemunha para a fase de pré-pupa. Entretanto, Roundup Original, Roundup

Transorb, Polaris e Trop foram considerados inócuos (classe 1) às fases imaturas de

T. pretiosum (tab. 7, bioensaio VIII). A fase de pré-pupa apresentou tendência de sermais afetada pelos herbicidas avaliados, seguido pelas fases de pupa e de ovo-

larva.

No bioensaio IX (tab. 6), a interação tratamento x estágio não foi significativa

(F=2,02; gl=8; p=0,0512), embora tenha apresentado valor de “p” próximo ao

estabelecido no teste (0,05). Dentre os herbicidas, Glifos e Glifosato Nortox diferiram

para a fase de ovo-larva, pois apresentaram menores valores de emergência, 107,71

e 96,53%, respectivamente, quando comparados às demais fases imaturas. Quanto

às classes de seletividade, Agrisato 480 SL, Glifos, Glifosato Nortox e Gliz 480 SL

foram considerados inócuos (classe 1) às fases imaturas de T. pretiosum . As fases

de ovo-larva, pré-pupa e pupa, em ordem decrescente, tenderam a ser mais

afetadas pelos herbicidas avaliados. Em relação a cada fase imatura de

desenvolvimento, diferiu da testemunha apenas o herbicida Gliz 480 SL para a fase

de pré-pupa de T. pretiosum . Para as fases imaturas de ovo-larva e pré-pupa

nenhum herbicida diferiu do tratamento testemunha.

No bioensaio X (tab. 6), a variável emergência de T. pretiosum diferiu

significativamente para a interação tratamento x estágio (F=4,95; gl=8; p=<,0001).

Dentre os herbicidas, entretanto, apenas Finale diferiu para a fase de ovo-larva pela

menor emergência de T. pretiosum , com valor de 107,35%, em relação às fases de

pré-pupa (117,01%) e pupa (142,95%). Em relação a cada fase imatura (tab. 7,

bioensaio X), diferiu da testemunha apenas Gramoxone 200 na fase de pupa do

parasitoide. Para Gramoxone 200 a maior toxicidade também foi demonstrada pela

maior redução na emergência de T. pretiosum para fase de pupa, onde o herbicida

foi considerado levemente nocivo (classe 2) para a fase de pupa e inócuo (classe 1)



63

para as fases de ovo-larva e pré-pupa. Os demais herbicidas, Finale, Roundup WG e

Zapp Qi, foram considerados inócuos (classe 1) às fases imaturas de T. pretiosum ,

embora tenham apresentado maior tendência de afetar negativamente a fase de pré-

pupa e ovo-larva do parasitoide.

Resultados similares também foram obtidos por Manzoni et al. (2007), em

pesquisas utilizando dosagens registradas para a macieira, que classificaram

Glifosato Nortox (1,08% i.a. na calda), Gliz 480 SL (1,08%), Roundup Original

(2,16%), Roundup WG (1,26%) e Finale (0,2%) como inócuos para as fases imaturas

de T. pretiosum . As classificações sobre a inocuidade dos herbicidas também foram

obtidas nas pesquisas de Nörnberg (2008), que classificou Finale (0,2% i.a. na

calda), Glifosato Nortox (1,08%), Gliz 480 SL (1,08%), Roundup Original (2,16%) eRoundup WG (1,26%) como inócuos (classe 1) para todas as fases imaturas de T.

pretiosum . O autor verificou que Roundup Original foi inócuo mesmo em dosagem

duas vezes superior à utilizada no presente trabalho (1,08% glifosato), assim

também para Finale, que foi testado em dosagem 25% superior e também foi inócuo

às fases imaturas do parasitoide. Finale (0,2%) e Glifosato Nortox (1,08%) também

foram classificados como inócuos (classe 1) para as fases imaturas de T. pretiosum

por Giolo et al. (2006), ao avaliarem os herbicidas utilizando dosagem registradapara a cultura do pessegueiro. Da mesma forma, Roundup Transorb (1,44%)

também foi classificado como inócuo a imaturos de T. pretiosum por Giolo (2007),

mesmo em concentração superior ao presente trabalho (1,08). O herbicida Basta

(0,1% glufosinato de amônio), entretanto, foi classificado como levemente nocivo

(classe 2) para a fase de pupa de T. cacoeciae por Hassan et al. (1991). Dentre as

formulações à base de glifosato, não se verificaram toxicidades diferenciadas

consistentes para os sais de isopropilamina, de amônio ou potássio quando testadospara as fases imaturas de T. pretiosum .

Essas informações corroboram a inocuidade desses produtos comerciais,

para as dosagens e inimigo natural testados, e permite maior segurança quanto ao

uso no sistema de produção de milho. Nesse sentido, pode-se considerar que os

produtos comerciais avaliados, à base de glifosato e glufosinato de amônio, nas

respectivas dosagens, não prejudicam a emergência de T. pretiosum , quando

pulverizados sobre as fases imaturas de ovo-larva, pré-pupa e pupa, e podem ser

compatibilizados com o controle biológico.



64

Os ingredientes ativos paraquate, chlormequate, difenzoquate e mepiquate

pertencem à mesma classe, os bipiridilos. Hassan et al. (2000), entretanto, explicam

que a seletividade deve ser atribuída a cada produto comercial, e não apenas ao

ingrediente ativo presente na formulação ou grupo químico. Embora não tenham

sido encontrados resultados para Gramoxone 200 (dicloreto de paraquate), Hassan

et al. (1987) verificaram que Cycocel Extra (0,7% chlormequate) foi seletivo à fase

de pupa de T. cacoeciae , pois foi classificado como inócuo (classe 1). Da mesma

forma, Hassan et al. (1994) classificaram Avenge (1% do produto comercial na

calda) como inócuo à fase de pupa de T. cacoeciae . Embora Gramoxone 200 tenha

sido testado a 1,5% do produto comercial para T. pretiosum , não é possível afirmar,

até o momento, que a seletividade para a fase de pupa foi decorrente da maiortoxicidade do ingrediente ativo ou da maior concentração utilizada. Para isso, seria

necessária a comprovação da hipótese com estudos complementares com

diferentes dosagens de paraquate.

De acordo com as classificações da IOBC/WPRS, os herbicidas Agrisato 480

SL, Finale, Glifos, Gliz 480 CS, Glifosato Nortox, Polaris, Roundup Original, Roundup

Transorb, Roundup WG, Trop e Zapp Qi são inócuos (classe 1) às três fases de T.

pretiosum (ovo-larva, pré-pupa e pupa). No entanto, a inocuidade para essesherbicidas não foi verificada para a fase adulta do parasitoide, que apresentaram

classificação entre levemente nocivos e nocivos (STEFANELLO JÚNIOR et al.,

2008).

Também se verificou com a análise estatística referentes à emergência de T.

pretiosum (tab. 6) e com as reduções de emergência (tab. 7) que, para os

herbicidas, as fases de ovo-larva e pré-pupa do parasitoide tenderam a ser mais

afetadas. Isso demonstra que, programas de manejo que visam uma integraçãoracional entre os métodos, necessitam levar em consideração os efeitos

diferenciados dos agrotóxicos, a fim de causar o menor impacto negativo aos

organismos não-alvo.

Baseado nesses resultados, estratégias de liberações inundativas de T.

pretiosum poderiam ser planejadas para o controle de lepidópteros-praga na cultura

do milho, pois pulverizações posteriores à liberação não causariam efeitos tóxicos

significativos na emergência do inimigo natural. Nesse sentido, um efeito de controle

secundário poderia ser observado em decorrência da primeira, o que poderia



65

eliminar ou minimizar a quantidade de parasitoides em liberações posteriores. Para

isso, no entanto, alguns fatores técnicos necessitam ser observados, tais como a

temperatura diária para prever a emergência do parasitoide, baseado em sua

biologia (MACEDA, HOHMANN, SANTOS, 2003) e as demais pulverizações a serem

realizadas.

Embora os herbicidas citados tenham utilização principal como dessecantes

na pré-semeadura, já existem liberações comerciais de variedades de milho

tolerantes ao ingrediente ativo glufosinato de amônio e outros aguardam liberação

da CTNBio, como os eventos tolerantes ao glifosato. Ademais, cultivares tolerantes

ao herbicida glufosinato de amônio já são plantadas em outros países (Argentina,

Austrália, Canadá, Japão e Estados Unidos da América), bem como para ostolerantes ao glifosato (Argentina, Canadá, Japão, África do Sul e EUA) (VILLARI,

2008).

De acordo com as normas da IOBC, os resultados obtidos nos testes de

seletividade, bem como a combinação de resultados de diferentes testes, definem se

os agrotóxicos seguem ou não na seqüência programada. Dessa maneira, a

inocuidade na fase adulta determina se o agrotóxico é seletivo ao parasitoide,

entretanto aqueles classificados como nocivos (classes 2, 3 ou 4) devem sertestados na fase imatura, como foi demonstrado no presente trabalho. Dessa forma,

a combinação de agrotóxicos nocivos para a fase adulta e nocivos para a fase

imatura informa que necessitam ser avaliados em testes de persistência, onde são

pulverizados sobre folhas de videira e a toxicidade é avaliada ao longo de cinco

semanas. Embora isso não seja possível com plantas de videira (planta padrão da

metodologia da IOBC), pois morreriam dessecadas pela ação do herbicida, as

cultivares de milho tolerantes a glufosinato de amônio já aprovados paracomercialização e os futuros eventos transgênicos tolerantes ao glifosato poderão

ser utilizados, a fim de complementar maiores informações sobre a persistência dos

herbicidas ao parasitoide T. pretiosum .



Tabela 6 – Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeiro Anagastacom herbicidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasitoide, em difedesenvolvimento (temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14 horas). Pelo


Ovo-larva Pré-pupa

Bioensaio VIII

Glicina substituída3

Testemunha - - 126,33 ± 6,05 a A 124,47 ± 3,55 a

Roundup Transorb glifosatosal de isopropilamina

4,50 129,21 ± 7,58 a A 101,65 ± 3,00 b

Trop glifosatosal de isopropilamina

6,00 126,40 ± 2,28 a A 118,22 ± 4,19 ab

Roundup Original glifosatosal de isopropilamina

6,00 113,23 ± 3,72 a A 113,93 ± 2,88 ab

Polaris glifosatosal de isopropilamina

5,00 112,50 ± 3,67 a A 105,90 ± 2,31 ab

Bioensaio IX

Glicina substituída

Testemunha - - 117,93 ± 2,94 a A 128,19 ± 4,58 a

Glifosglifosato

sal de isopropilamina2,00 107,71 ± 2,96 a B 119,04 ± 5,69 ab

Gliz 480 SL glifosatosal de isopropilamina 6,00 104,34 ± 0,91 a A 106,35 ± 5,79 b

Agrisato 480 SL glifosatosal de isopropilamina

6,00 103,38 ± 0,96 a A 109,04 ± 3,18 ab

Glifosato Nortoxglifosato

sal de isopropilamina6,00 96,53 ± 2,67 a B 122,93 ± 3,73 ab



Tabela 6 – Emergência (% ± EP) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeiro Anagastacom herbicidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasitoide, em difedesenvolvimento (temperatura 25±1ºC; umidade relativa 70±10%; fotofase 14 horas). Pelo


Ovo-larva Pré-pupa

Bioensaio X

Bipiridilo, glicina substituída, homoalanina substituída3

Testemunha - - 115,82 ± a A 119,83 ± a A

Gramoxone 200 dicloreto de paraquate 3,00 114,80 ± a A 117,41 ± a A

Roundup WG glifosato/ sal de amônio 3,50 111,47 ± a A 117,25 ± a A

Zapp Qi glifosato/ sal de potássio 4,20 111,32 ± a A 104,46 ± a A

Finale glufosinato/ sal de amônio 1,50 107,35 ± a B 117,01 ± a AB 1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2Médias acompanhadas por letras idênticas, minúsculas na coluna e maiúscula na linha, não diferem significativament(Bioensaio VIII: tratamentos F= 5,69; gl=4; p=0,0004; estágio F=6,47; gl=2; p=0,0022; tratamento*estágio F=3,74; gl=8; F=8,41; gl=4; p=<,0001; estágio F=19,06; gl=2; p=<,0001; tratamento*estágio F=2,02; gl=8; p=0,0512) ou pelo teste(Bioensaio X: k=7,7989; p=0,0992; tratamentos F=2,72; gl=4; p=0,0333; estágio F=5,38; gl=2; p=0,0060; tratamento*estág3Grupo químico dos agrotóxicos.



Tabela 7 – Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeipulverizados com herbicidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasiimaturos de desenvolvimento e classificação da seletividade de acordo com a IOBC/



Fase ima

Ovo-larva Pré-pu

RE2 C3 RE

Bioensaio VIII

Glicina substituída4

Roundup Transorb glifosato/sal de isopropilamina 4,50 0,00 1 18,34

Trop glifosato/sal de isopropilamina 6,00 0,00 1 5,02

Roundup Original glifosato/sal de isopropilamina 6,00 10,38 1 8,47 Polaris glifosato/sal de isopropilamina 5,00 10,95 1 14,92

Bioensaio IX

Glicina substituída

Glifos glifosato/sal de isopropilamina 2,00 8,67 1 7,14

Gliz 480 SL glifosato/sal de isopropilamina 6,00 11,52 1 17,04

Agrisato 480 SL glifosato/sal de isopropilamina 6,00 12,34 1 14,94

Glifosato Nortox glifosato/sal de isopropilamina 6,00 18,15 1 4,10



Tabela 7 – Redução na emergência (%) de Trichogramma pretiosum quando ovos do hospedeipulverizados com herbicidas registrados para a cultura do milho, contendo o parasiimaturos de desenvolvimento e classificação da seletividade de acordo com a IOBC/



Fase ima

Ovo-larva Pré-pu

RE2 C3 RE

Bioensaio X

Bipiridilo, glicina substituída, homoalanina substituída4

Gramoxone 200 dicloreto de paraquate 3,00 0,89 1 2,01

Roundup WG glifosato/sal de amônio 3,50 3,76 1 2,15

Zapp Qi glifosato/sal de potássio 4,20 3,88 1 12,82 Finale glufosinato/sal de amônio 1,50 7,32 1 2,35

1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2RE=Redução na emergência comparado com a testemunha do bioensaio;3C=Classes da IOBC/WPRS no teste de toxicidade a imaturos: 1=inócuo (<30% redução na emergência comparado2=levemente nocivo (30-79%), 3=moderadamente nocivo (80-99%), 4=nocivo (>99%);4Grupo químico dos agrotóxicos.



70

4 Conclusões

De acordo com os resultados quanto à redução na emergência de T.

pretiosum , os agrotóxicos (Kg ou L ha-1) foram assim classificados, conforme asnormas da IOBC/WPRS:

- os inseticidas Arrivo 200 EC (0,08), Bulldock 125 SC (0,04), Decis 25 EC

(0,20), Deltaphos EC (0,35), Fastac 100 SC (0,05), Folidol 600 (0,50), Galgotrin

(0,06), Hostathion 400 BR (0,50), Karate Zeon 50 CS (0,15), Larvin 800 WG (0,15),

Malathion 500 CE Sultox (2,50), Stallion 150 CS (0,025), Talcord 250 CE (0,10),

Trebon 100 SC (0,14), Turbo (0,10) e Valon 384 CE (0,065) são inócuos para todas

as fases imaturas de T. pretiosum ;- os inseticidas Dipterex 500 (2,00); Engeo (0,30) e Sumithion 500 CE (1,50)

são levemente nocivos (classe 2) para todas as fases imaturas de T. pretiosum ;

Vexter (1,00) e Lorsban 480 BR (1,00) são moderadamente nocivos (classe 3) para

ovo-larva e pré-pupa e nocivos (classe 4) para a fase de pupa; Karate Zeon 250 CS

(0,10) é inócuo (classe 1), para ovo-larva e prépupa, e levemente nocivo (classe 2)

para pupa; Engeo Pleno (0,25) é inócuo (classe 1) para a fase de ovo-larva e

levemente nocivo (classe 2) para pré-pupa e pupa; Tracer (0,10) é levemente nocivo(classe 2) para ovo-larva e pré-pupa e inócuo (classe 1) para a fase de ovo-larva;

Match EC (0,30) é levemente nocivo (classe 2) para a fase de ovo-larva e inócuo

(classe 1) para a fase de pré-pupa e pupa; Lannate BR (0,60) é moderadamente

nocivo (classe 3) para a fase de ovo-larva e levemente nocivo (classe 2) para a fase

de pré-pupa e pupa de T. pretiosum ;

- os fungicidas Comet (0,60), Constant (1,00), Folicur 200 EC, Kumulus DF

(1,00), Opera (0,75), Priori Xtra (0,30), Stratego 250 EC (0,80) e Tilt (0,50) são

inócuos para todas as fases imaturas de T. pretiosum ;

- os herbicidas Agrisato 480 SL (6,00), Finale (1,50), Glifos (2,00), Glifosato

Nortox (6,00), Gliz 480 SL (6,00), Polaris (5,00), Roundup Original (6,00), Roundup

Transorb (4,50), Roundup WG (3,50), Trop (6,00) e Zapp Qi (4,20) são inócuos para

todas as fases imaturas de T. pretiosum , exceto Gramoxone 200 que é levemente

nocivo para a fase de pupa do parasitoide.



Capítulo 2 – Persistência de inseticidas e fungicidas registrados para a cultura

do milho a adultos de Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:

Trichogrammatidae)

1 Introdução

A cultura do milho é uma das mais expressivas no cenário agrícola brasileiro,

sendo cultivada por um grande número de agricultores em pequena, média ou larga

escala de produção, cujas finalidades principais são a utilização na alimentação

humana e animal. A produtividade, entretanto, apresenta grandes variações entre asregiões brasileiras, variando de 700 Kg ha-1, Região Norte e Nordeste, a 6.000 Kg

ha-1, Distrito Federal (CONAB, 2010). Alguns fatores, entretanto, são determinantes

para a expressão do potencial genético da cultura, tais como condições

edafoclimáticas, arranjo espacial de plantas e ocorrência de pragas.

O controle químico com agrotóxicos, entretanto, tem sido, dentre os métodos

disponíveis, o mais utilizado para o manejo fitossanitário na maioria das lavouras,

tanto para aquelas de pequena ou grande escala. Ademais, associam-se à culturado milho um complexo de pragas que, em diversas situações, exige a aplicação de

agrotóxicos desde o início de desenvolvimento da cultura, tais como herbicidas e,

principalmente, inseticidas. Entretanto, os agrotóxicos podem causar efeitos

negativos sobre a entomofauna benéfica, principalmente ao ocasionar mortalidade

dessas populações, seja de forma direta e ou indireta.

A importância do controle biológico natural no milho foi estudada por

Figueiredo (2004), que demonstrou uma expressiva população de inimigos naturais,

sendo detectado parasitismo larval de 53% logo nas duas primeiras semanas após a

emergência da cultura. Da mesma forma, populações de parasitoides de ovos do



72

gênero Trichogramma , liberadas em estratégias inundativas para realização de

controle de Spodoptera frugiperda (Smith, 1797) (Lepidoptera: Noctuidae)

(MARTINAZZO et al., 2007; NAVA; NACHTIGAL, 2010), também poderiam ser

afetadas pelos agrotóxicos e ter a sua eficácia comprometida.

Nesse sentido, a compatibilização dos controles químico e biológico é de

grande importância para o Manejo Integrado de Pragas, sendo, para isso,

necessários estudos quanto à seletividade dos agrotóxicos. Entretanto, dentre os

inseticidas prevalescem a utilização de neurotóxicos do grupo químico dos

piretróides e organofosforados que, em função de seu menor preço, são os mais

utilizados atualmente. No entanto, a seletividade fisiológica desses produtos é difícil

de ser obtida devido ao amplo espectro de ação e a grande similaridade no processode transmissão dos impulsos nervosos, não apenas entre as diferentes ordens de

insetos, mas também entre os vários filos animais (FOERSTER, 2002).

Nesse sentido, o grupo de trabalho da “International Organization for

Biological and Integrated Control of Noxious Animals and Plants (IOBC), West

Palaearctic Regional Section (WPRS)” estabeleceu as diretrizes para a condução de

bioensaios e categorização dos agrotóxicos quanto à seletividade a Trichogramma ,

contando com as etapas de laboratório (fase adulta e imatura); laboratório/casa-de-vegetação (persistência a adultos) e campo (fase adulta) (HASSAN et al., 2000;

HASSAN; ABDELGADER, 2001). Trichogramma foi escolhido como gênero-padrão

para os testes de seletividade, principalmente, pela importância da Ordem

Hymenoptera no grupo dos parasitoides de ovos, pela fácil criação em hospedeiros

alternativos, pela maior sensibilidade quando comparado a outros gêneros de

parasitoides e pela importância como inimigo natural na cultura do milho (CRUZ,

1995; HASSAN, 1998; HASSAN et al., 2000).No Brasil, entretanto, as pesquisas sobre persistência de agrotóxicos a

Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae), utilizando

a metodologia da IOBC/WPRS, foram realizadas apenas para agrotóxicos utilizados

em algumas frutíferas, principalmente para a cultura do pessegueiro (GIOLO et al.,

2008) e macieira (NÖRNBERG, 2008). Devido à carência de trabalhos de

persistência ao parasitoide com ênfase para a cultura do milho, o trabalho objetivou

avaliar a persistência de inseticidas e fungicidas registrados para a cultura do milho

aos adultos de T. pretiosum usando a metodologia da IOBC/WPRS.



73

2 Materiais e métodos

Os bioensaios de persistência de agrotóxicos a adultos de T. pretiosum foram

baseados na metodologia proposta pela IOBC/WPRS (HASSAN et al., 2000;

HASSAN; ABDELGADER, 2001).

2.1 Agrotóxicos avaliados

Os agrotóxicos avaliados no teste de persistência foram alguns daqueles

considerados nocivos (classes 2, 3 e 4) aos adultos de T. pretiosum (STEFANELLO

JÚNIOR, 2007). Para isso, foram selecionados 22 inseticidas e 3 fungicidas,registrados para a cultura do milho, cujas identificações quanto ao nome do produto

comercial, ingrediente ativo, grupo químico, máxima dosagem registrada,

concentração do ingrediente ativo e do produto comercial na calda estão expressas

na tab. 1.

2.2 Substrato vegetal utilizado no bioensaio

Para a realização dos bioensaios quanto à persistência dos agrotóxicos foram

utilizadas plantas de videira Vittis vinifera cultivar Bordô, as quais foram mantidas em

casa-de-vegetação sem controle das condições ambientais. As plantas foram

cultivadas em vasos plásticos (número 5, 20cm diâmetro inferior x 24cm diâmetro

superior x 22cm altura) com oito orifícios na parte inferior, dispostos sobre pratos

plásticos que serviram como reservatório de água.

2.3 Pulverização dos agrotóxicos

Os agrotóxicos (tab. 1) foram diluídos em um volume proporcional a 200L de

água ha-1 em pulverizadores manuais com capacidae de 580mL, considerando a sua

máxima dosagem registrada para a cultura do milho. As plantas de videira foram

pulverizadas quando atingiram altura entre 0,8 e 1m ou, aproximadamente, 20 folhas

por planta, utilizando-se entre duas e três plantas, a fim de fornecer o número de



74

folhas necessária para as cinco semanas do bioensaio. A pulverização foi realizada

até o ponto de escorrimento.

Depois de pulverizadas, as plantas permaneceram à temperatura ambiente,

por cerca de três horas para evaporação do excesso de umidade, formando assim

uma película seca do agrotóxico sobre a folha e, posteriormente, acondicionadas em

casa de vegetação.



Tabela 1 - Agrotóxicos avaliados nos testes de persistência a adultos de Trichogramma pretiosum uproduto comercial registrada para a cultura do milho. Pelotas, RS.


Inseticidas

Arrivo 200 EC cipermetrina Piretróide 0,08

Bulldock 125 SC beta-ciflutrina Piretróide 0,04

Decis 25 EC deltametrina Piretróide 0,20

Deltaphos EC deltametrina + triazofós Piretróide + organofosforado 0,35

Engeo cipermetrina + tiametoxam Piretróide + neonicotinóide 0,30

Engeo Pleno lambda-cialotrina + tiametoxam Piretróide + neonicotinóide 0,25

Galgotrin cipermetrina Piretróide 0,06

Hostathion 400 BR triazofós Organofosforado 0,50



Lannate BR metomil Metilcarbamato de oxima 0,60

Larvin 800 WG tiodicarbe Metilcarbamato de oxima 0,15

Lorsban 480 BR clorpirifós Organofosforado 1,00

Match EC lufenurom Benzoiluréia 0,30

Safety etofenproxi Éter difenílico 0,10

Stallion 150 CS gama-cialotrina Piretróide 0,025

Sumithion 500 CE fenitrotiona Organofosforado 1,50

Tracer espinosade Espinosinas 0,10



Tabela 1 – Agrotóxicos avaliados nos testes de persistência a adultos de Trichogramma pretiosum uproduto comercial registrada para a cultura do milho. Pelotas, RS.


Inseticidas

Trebon 100 SC etofenproxi Éter difenílico 0,14

Turbo beta-ciflutrina Piretróide 0,10

Valon 384 CE permetrina Piretróide 0,065

Vexter clorpirifós Organofosforado 1,00

Fungicidas

Folicur 200 EC tebuconazol Triazol 1,00

Opera epoxiconazol + piraclostrobina Triazol + estrobilurina 0,75Priori Xtra ciproconazol + azoxistrobina Triazol + estrobilurina 0,30

1DC = Dosagem de campo (Kg ou L ha-1 do produto comercial) considerando um volume de calda de 200 L ha -1;2C.i.a. = Concentração (%) do ingrediente ativo na calda utilizada nos bioensaios;3C.p.c. = Concentração (%) do produto comercial na calda utilizada nos bioensaios.



77

2.4 Bioensaios com adultos de Trichogramma pretiosum em laboratório

O cronograma de atividades para cada bioensaio envolveu quatro semanas,

sendo as duas primeiras destinadas ao preparo do material utilizado, a terceira

semana para a condução dos trabalhos e a quarta para avaliação final, conforme

consta na tab. 2. Essa sequência foi utilizada para cada uma das cinco semanas no

teste de persistência de agrotóxicos aos adultos de T. pretiosum , exceto a

pulverização das videiras que ocorreu apenas no início dos bioensaios. As

condições de temperatura (25±1 ºC), umidade relativa (70±10%) e fotofase

(14horas) foram controladas durante a condução dos bioensaios em laboratório.

Tabela 2 - Cronograma de atividades para testes de persistência com adultos deTrichogramma , conforme metodologia da IOBC/WPRS. Pelotas, RS.

DiasSemanas

1a 2a 3a 4a

Segunda - - Preparo dasgaiolas e conexão

dos tubos deemergência.

Desmontagemdas gaiolas e

transferência decartõesparasitados paraplacas de Petri.

Terça - - Desconexãodos tubos deemergência.

Inserção de ovoshospedeiros as

24h.

-

Quarta - - Inserção de ovos

hospedeiros as48h.

-

Quinta - - Avaliaçãoda população inicial

do parasitoide.

Início dasavaliações doparasitismo.

Sexta Parasitismodos ovos dohospedeiro.

Preparo dos tubosde emergência epulverização das

videiras.

Inserção de ovoshospedeiros as

96h.

-

Domingo - Início daemergência de

adultos deTrichogramma.

- -



78

2.4.1 Preparo das gaiolas

Cada gaiola de contato foi composta por duas placas de vidro que serviram

de fundo e cobertura de uma moldura quadrada de alumínio (13cm de lado x 1,5cm

de altura x 1cm de espessura), fixadas por presilhas (Fig. 1A). Fitas de espumas

auto-adesivas (0,9cm) foram colocadas na moldura de alumínio na face da gaiola

voltada à placa de vidro, a fim de permitir melhor acomodação das mesmas e evitar

a fuga dos parasitoides. As folhas de videira foram coletadas aos 3, 10, 17, 24 e 31

dias após a pulverização de cada tratamento, as quais foram acomodadas no interior

da gaiola, ficando sobre a placa de vidro inferior e a moldura da gaiola de contato

(Fig. 1B).Cada gaiola possuía seis orifícios (diâmetro de 1cm) de ventilação em cada

uma das três laterais, sendo cobertas internamente com tecido preto a fim de evitar

a fuga dos parasitoides. Dessa forma, os vapores tóxicos puderam ser removidos

por um sistema de sucção de ar, conectado às gaiolas por mangueiras e conectores,

durante todo o período de condução do experimento (Fig. 1C). Na outra lateral havia

dois orifícios: um orifício (3,5 x 1cm) utilizado para a introdução de ovos do

hospedeiro alternativo Anagasta kuehniella (Zeller, 1879) (Lepidoptera: Pyralidae),para serem parasitados pelas fêmeas remanescentes de T. pretiosum , e para o

fornecimento de alimento aos insetos em teste; e outro orifício (diâmetro de 1cm)

para inserção dos parasitoides a serem expostos aos resíduos dos agrotóxicos.

Na montagem das gaiolas, as superfícies externas das placas de vidro foram

cobertas com um cartão preto de mesmas dimensões da placa, porém com uma

área central removida (7 x 7cm). Isso maximizou a concentração de adultos do

parasitoide na superfície das folhas e evitou que ficassem presos à espuma situadaentre a placa de vidro e a moldura. Nesse momento também foi colocado uma

cartolina branca (8 x 1,5cm) com três filetes finos de alimento (3g de gelatina, 100mL

de água destilada e 200,0g de mel) feitos com agulha e uma seringa de 5mL , para

alimentação dos adultos de T. pretiosum . Isso permitiu a sobrevivência dos adultos

de T. pretiosum até o momento da oferta dos primeiros ovos do hospedeiro A.

kuehniella , a qual foi realizada 6 horas após a desconexão dos tubos de emergência

das gaiolas.



79

2.4.2 Tubos de emergência

Tubos de emergência (ampolas de vidro de 12cm de comprimento x 2cm de

diâmetro na extremidade x 0,7cm na extremidade oposta) (Fig. 1D) foram utilizados

para a liberação de T. pretiosum recém emergidos (cerca de 24 horas de idade) no

interior das gaiolas de contato. Para isso, os parasitoides foram obtidos de criação

mantida em laboratório utilizando ovos de A. kuehniella como hospedeiro alternativo

para multiplicação de T. pretiosum (PARRA, 1997).

Para isso, cartões de cartolina (20 x 11cm) com 60 círculos (1cm de

diâmetro) contendo 300±50 ovos inviabilizados sob lâmpada germicida (STEIN;

PARRA, 1987) de A. kuehniella foram ofertados a adultos de T. pretiosum paraparasitismo. Posteriormente, os ovos foram mantidos nas mesmas condições da

criação por 7 dias para permitir o desenvolvimento do parasitoide até a fase de

pupa. Após esse período, os círculos contendo ovos homogeneamente parasitados

por T. pretiosum foram utilizados para confecção dos tubos de emergência.

Utilizaram-se 24 círculos, um para cada tubo de emergência, mais quatro

círculos individualizados em tubos de 10cm de comprimento por 2,5cm de diâmetro,

para avaliação dos parâmetros “número de parasitoides por ovo” e “razão sexual”.Dessa forma, para cada experimento foram utilizados 28 círculos de ovos

parasitados, de cada cartão de 60 círculos.

Assim, um tubo de emergência estava constituído por um círculo (1cm de

diâmetro), contendo 300±50 ovos previamente parasitados, aderido a uma cartolina

branca (8 x 1,5cm) com três finos filetes de alimento. Os tubos foram fechados com

tecido de algodão branco, fixando-o com um elástico e um anel de borracha, nas

extremidades de maior e menor diâmetro, respectivamente. Três dias após, adultosde T. pretiosum com 24 horas de idade estavam disponíveis para a liberação no

interior das gaiolas.

2.4.3 Liberação dos insetos em teste

Os tubos de emergência contendo adultos ativos de T. pretiosum foram

escurecidos com capas feitas de cartolina preta e conectados às gaiolas de contato

seis horas após a pulverização dos agrotóxicos. O escurecimento dos tubos, aliado



80

ao aumento da intensidade luminosa da sala do bioensaio, passando de 1 lâmpada

tubular fluorescente de 40 watts para 3 lâmpadas acesas durante as três primeiras

horas, permitiram a entrada dos parasitoides no interior das gaiolas em função de

seu comportamento fototrópico positivo.

Após 16 horas, os tubos de emergência foram desconectados e mantidos

sob condições controladas (temperatura de 25±1ºC, umidade relativa de 70±10% e

fotofase de 14 horas) por mais três dias, para total emergência de adultos, a fim de

que fosse possível calcular o número de indivíduos que entraram na gaiola.

Figura 1 – Detalhes da condução dos bioensaios de persistência conformemetodologia da IOBC/WPRS. A) Componentes utilizados namontagem da gaiola de contato de Trichogramma pretiosum ; B) Gaiolade contato contendo folhas de videira; C) Detalhes do sistema deventilação com sucção de vapores tóxicos do interior da gaiola; D)Tubo de emergência contendo ovos de Anagasta kuehniella parasitados. Pelotas, RS.

A B

C D



81

2.4.4 Oferta de ovos do hospedeiro para parasitismo

Para avaliar a capacidade de parasitismo de adultos T. pretiosum

sobreviventes, após seis horas da desconexão dos tubos de emergência, foram

oferecidos ovos de A. kuehniella inviabilizados sob lâmpada germicida (STEIN;

PARRA, 1987) e alimento (3g de gelatina, 100mL de água destilada e 200g de mel)

(Fig. 2A). Assim, cartões contendo três círculos (1cm de diâmetro) com 400±50 ovos

por círculo foram oferecidos para parasitismo às 24 (três cartões), 48 (dois cartões) e

96 horas (um cartão) após a pulverização, totalizando 18 círculos por gaiola.

A avaliação da capacidade de parasitismo foi mantida por um período de 144

horas (aproximadamente 6 dias), condição em que os ovos do hospedeiro alternativoficaram disponíveis para o parasitismo. Todos os cartões foram confeccionados com

ovos de A. kuehniella com cerca de 24 horas de idade.

Nos cartões, além dos ovos de A. kuehniella , foi disponibilizado alimento (3g

de gelatina, 100mL de água destilada e 200g de mel) com agulha e seringa na forma

de dois filetes finos dispostos no sentido da largura do cartão (Fig. 2B). Estes

cartões foram colocados sempre na projeção da área iluminada das gaiolas, através

do maior orifício de abertura (3,5 x 1cm), e os novos cartões colocados sobreaqueles dos dias anteriores.

2.4.5 Desmontagem das gaiolas

As gaiolas foram desmontadas após sete dias da pulverização, momento em

que as placas de vidro e folhas foram descartadas e os cartões, contendo ovos do

hospedeiro, transferidos para placas de Petri (9 x 1,5cm) (Fig. 2C) e acondicionadosnas mesmas condições da criação. A avaliação do parasitismo foi realizada por meio

da contagem (Fig. 2D) do número de ovos escurecidos (ovos pretos). Os adultos

remanescentes e o alimento foram previamente retirados dos cartões, evitando

assim o parasitismo e a adesão dos cartões durante o armazenamento nas placas

de Petri e contagem.



Figura 2 – Detalhesmetodologcontendoovos de AC) Placascontagem;parasitadoPelotas, R

2.4.6 Cálculo da popul

Os tubos de e

acondicionados em câm

três dias, para que

Posteriormente, esses t

para matar os adultos, f

Para determinar

gaiola de contato, iniciaparasitoides por ovo” e

da condução dos bioensaios de peia da IOBC/WPRS. A) Detalhe daovos de Anagasta kuehniella ; B) Det. kuehniella e alimento ofertado a Trich

de Petri contendo cartões com ovoD) Detalhe de um círculo com ovo

s (pretos) para contagem em lupa esterS.

ção inicial do parasitoide

ergência, após serem desconectados

ara climatizada nas mesmas condições

todos os parasitoides remanesc

bos foram transferidos para estufa a

cilitando, assim, a contagem.

o número de fêmeas do parasitoide

lmente se obteve os parâmetros popul“razão sexual”. Estes foram obtidos m

A B

C D

82

sistência conformeoferta dos cartõeslhe do círculo comgramma pretiosum ;s parasitados paras de A. kuehniella oscópica binocular.

, foram fechados e

da criação por mais

ntes emergissem.

0ºC por 30 minutos

e T. pretiosum por

cionais “número dediante avaliação de



83

quatro círculos (1cm de diâmetro) contendo ovos parasitados da mesma geração de

insetos utilizados nos testes (mesmo cartão de círculos utilizado na confecção dos

tubos de emergência). Posteriormente, foram contados o número de ovos

parasitados e o número de adultos remanescentes de cada tubo de emergência. O

número de ovos parasitados de cada tubo foi multiplicado pelo parâmetro “número

de parasitoides por ovo” e o valor obtido foi subtraído do número de adultos do tubo

de emergência e multiplicado pela “razão sexual” da população. As contagens foram

realizadas em lupa estereoscópica binocular.

2.4.7 Cálculo do parasitismo

O número de ovos parasitados em cada tratamento foi obtido mediante

contagem, em lupa estereoscópica binocular, dos seis cartões (18 círculos)

ofertados por gaiola de contato durante o período de execução do bioensaio. Para

isso, foram considerados como parasitados os ovos de A. kuehniella que

apresentavam coloração escura (pretos). Para facilitar a contagem, foi colocado

sobre o círculo, onde estavam aderidos os ovos, uma lâmina de plástico

transparente com retângulos impressos (Fig. 2D). Os resultados quanto ao númerode ovos foram registrados em um contador manual, onde cada toque no aparelho

registrava um ovo parasitado, que, posteriormente, foram anotados em planilhas.

2.4.8 Análise dos dados e determinação das classes de seletividade

O número médio de ovos parasitados por T. pretiosum de cada tratamento

foi utilizado para mensurar a capacidade de parasitismo, refletindo a sobrevivênciade adultos dos parasitoides. Foram utilizadas quatro repetições para cada

tratamento, sendo cada gaiola considerada uma unidade experimental no

delineamento inteiramente casualizado.

Aos resultados foram atribuídos às classes propostas pela IOBC/WPRS,

baseados na redução do parasitismo dos adultos de T. pretiosum quando

comparadas com o tratamento testemunha (água destilada). As reduções na

capacidade de parasitismo foram calculadas por meio da fórmula RP=[1- Rt /R

c)*100]

(HASSAN et al., 2000), onde “RP” é a porcentagem de redução no parasitismo em



84

relação a testemunha negativa, “Rt” é o valor do parasitismo médio para cada

produto e “Rc” representa o parasitismo médio observado para o tratamento

testemunha negativa. Com base nas porcentagens de reduções de parasitismos

obtidas, os agrotóxicos foram classificados em 1, inócuo (menos de 30%); 2,

levemente nocivo (30-79%); 3, moderadamente nocivo (80-99%) e 4, nocivo (mais

de 99%). No entanto, a categorização da persistência somente aconteceu quando o

referido agrotóxico causou menos de 30% de redução no parasitismo, em duas

semanas consecutivas e/ou no final do bioensaio. Assim, o agrotóxico foi

classificado em vida curta (classe 1, menos de 5 dias de atividade tóxica superior a

30%); levemente persistente (classe 2, 5-15 dias); moderadamente persistente

(classe 3, 16-30 dias) e persistente (classe 4, mais de 31 dias), conforme normaspropostas pela IOBC/WPRS. Em cada bioensaio foram realizados seis tratamentos

com quatro repetições, onde cada gaiola foi considerada uma unidade experimental

no delineamento inteiramente casualizado. Análises estatísticas complementares

foram realizadas com auxílio do programa estatístico SAS - Statistical Analysis

System (SAS LEARNING EDITION, 2002).

3 Resultados e discussão

Os resultados quanto ao parasitismo de ovos em cada bioensaio de cada

teste de persistência estão expressos nas tab. 3, 5, 7, 9 e 11, respectivamente para

as persistências I, II, III, IV e V, juntamente com os resultados da análise estatística

de comparação de médias dos tratamentos. A classificação da persistência para

cada agrotóxico, entretanto, encontram-se nas tab. 4, 6, 8, 10 e 12.

De acordo com o parasitismo de T. pretiosum no tratamento testemunha, os

valores variaram, durante as cinco semanas, de 17,33 a 21,28 ovos parasitados por

fêmea na persistência I (tab. 3); de 15,48 a 26,59 na persistência II (tab. 5); de 22,04

a 24,78 na persistência III (tab. 7); de 17,92 a 45,28 na persistência IV (tab. 9); e de

19,22 a 35,54 ovos parasitados por fêmea na persistência V (tab. 11). De acordo

com a IOBC/WPRS, esse é um critério para validação dos bioensaios, haja vista que

os demais resultados dos tratamentos serão comparados com o tratamento

testemunha (HASSAN et al., 2000; HASSAN; ABDELGADER, 2001). De acordo com

os autores, esse valor é de, no mínimo, 15 ovos parasitados por fêmea para a

espécie Trichogramma cacoeciae Marchal, 1927 (Hymenoptera: Trichogrammatidae)



85

e, embora esse valor ainda não tenha sido normatizado para T. pretiosum , foi

também utilizado como um critério laboratorial para validação dos testes.

Na persistência I (tab. 3), diferiram do tratamento testemunha os inseticidas

Engeo, Karate Zeon 250 CS e Vexter aos 3 e 10 dias após a pulverização; Engeo e

Karate Zeon 250 CS aos 17; Karate Zeon 250 CS aos 24 DAP; Engeo e Karate Zeon

250 CS aos 31 DAP. A inocuidade, entretanto, apenas foi observada para os

piretróides Decis 25 EC e Bulldock 125 SC dos 3 DAP aos 31 DAP no teste

individual sobre adultos de T. pretiosum , sendo categorizados como de vida curta

(classe 1) no teste de persistência (tab. 4). No entanto, o piretróide Karate Zeon 250

CS apresentou toxicidade a T. pretiosum durante todas as semanas da persistência,

com redução no parasitismo acima de 30% e, por isso, foi categorizado comopersistente (classe 4) no teste de persistência. O inseticida Engeo, formulado em

mistura com ingredientes ativos do grupo químico dos piretróides e neonicotinóides,

também apresentou alta toxicidade ao longo das cinco semanas, sendo

categorizado como persistente (classe 4). Já Vexter foi nocivo apenas até a segunda

semana (10 DAP) e foi categorizado como levemente persistente (classe 2) aos

adultos de T. pretiosum .

Para o grupo químico dos piretróides, Hassan et al. (1987) classificaram Decis(0,06% concentração do produto na calda) como persistente ao parasitoide T.

cacoeciae , mesmo em concentração inferior ao presente trabalho (0,1% c.p.c.).

Resultados similares também foram observados por Youssef et al. (2004), que

classificaram o ingrediente ativo deltametrina 2,5% WP como moderadamente

persistente (classe 3) para T. cacoeciae , porém utilizando plantas de oliva como

planta suporte para os agrotóxicos. Os resultados distintos, entretanto, podem estar

associado às diferenças na formulação, embora nem sempre mencionadas nostrabalhos, e/ou espécies de parasitoides utilizadas nos bioensaios.

Para a persistência II (tab. 5), diferiram da testemunha os inseticidas Arrivo

200 EC, Galgotrin, Larvin 800 WG e Turbo aos 3 DAP; Arrivo 200 EC e Galgotrin aos

10 DAP; e Arrivo 200 EC aos 24 DAP. Conforme as classes de seletividade (tab. 6),

apenas Trebon 100 SC foi inócuo (classe 1) desde os 3 DAP, sendo categorizado

como de vida curta (classe 1) a fase adulta de T. pretiosum . Os inseticidas

piretróides, entretanto, apresentaram toxicidade diferenciada ao longo das cinco

semanas da persistência II. Turbo foi nocivo apenas até os 10 DAP, sendo



86

considerado levemente persistente (classe 2); Galgotrin, entretanto foi nocivo aos

adultos de T. pretiosum até os 17 DAP e foi categorizado como moderadamente

persistente (classe 3); Arrivo 200 EC foi nocivo durante quatro semanas da

persistência II e foi categorizado como persistente (classe 4), embora tenha sido

inócuo (classe 1) durante a terceira semana do bioensaio. O inseticida Larvin 800

WG, pertencente ao grupo químico dos metilcarbamatos de oxima, foi nocivo

somente até os 17 DAP e categorizado como moderadamente persistente (classe 3).

Na persistência III (tab. 7), diferiram significativamente do tratamento

testemunha os inseticidas Deltaphos EC, Lannate BR, Hostathion 400 BR e Stallion

150 CS aos 3DAP; Deltaphos EC, Hostathion 400 BR e Lannate BR aos 10DAP;

Deltaphos EC, Lannate BR, Hostathion 400 BR e Stallion 150 CS aos 17 DAP;Deltaphos EC, Lannate BR e Stallion 150 CS aos 24 DAP; e Deltaphos EC,

Hostathion 400 BR e Stallion 150 CS aos 31 DAP. Quanto à seletividade (tab. 8), o

piretróide Stallion 150 CS, o organofosforado Hostathion 400 BR, o piretróide

combinado com organofosforado Deltaphos EC e o metilcarbamato de oxima

Lannate BR foram nocivos durante as cinco semanas da persistência III, sendo

considerados persistentes (classe 4) aos adultos de T. pretiosum . O piretróide Valon

384 CE, entretanto, considerado persistente (classe 4), pois não cumpriu duassemanas consecutivas de inocuidade, assim como observado aos 24 DAP.

Para o grupo químico dos organosofosforados, Hassan et al. (1988), também

classificaram Hostathion (0,1% c.i.a.) como persistente a T. cacoeciae , para a

mesma concentração utilizada no presente trabalho (0,1% c.i.a.). Resultados

similares foram observados por Hassan et al. (1983) para Lannate (0,1% c.p.c.) para

T. cacoeciae , que classificaram como persistente ao parasitoide, embora em

concentração inferior ao presente trabalho (0,3% c.p.c.).Na persistência IV (tab. 9), diferiram do tratamento testemunha os agrotóxicos

Engeo Pleno, Karate Zeon 50 CS e Lorsban 480 BR aos 3 DAP; Engeo Pleno,

Match EC e Karate Zeon 50 CS aos 10 DAP; Engeo Pleno, Karate Zeon 50 CS e

Lorsban 480 BR aos 17 DAP; Engeo Pleno e Karate Zeon 50 CS aos 24 DAP; e

Engeo Pleno, Karate Zeon 50 CS, Lorsban 480 BR e Match EC aos 31 DAP. Embora

Match EC tenha diferido da testemunha aos 10 DAP, isso somente aconteceu pelo

maior parasitismo observado pelos adultos de T. pretiosum . Entretanto, isso não

reflete um efeito benéfico dos agrotóxicos avaliados e, sim, algum fator metodológico



87

que pode ter afetado para o tratamento testemunha, como maior mortalidade dos

parasitoides, absorção do mel pelo cartão de alimentação e menor oferta de

alimento. Quanto às classes de seletividade atribuídas aos agrotóxicos (tab. 10), a

inocuidade dos agrotóxicos foi verificada apenas para o fungicida Folicur 200 EC e

inseticida Match EC, que foram considerados de vida curta (classe 1), embora Match

EC tenha sido levemente nocivo na última semana (31 DAP). O inseticida piretróide

Karate Zeon 50 CS foi nocivo aos adultos em todas as semanas, apresentando

redução no parasitismo de T. pretiosum acima de 30%, e, por isso, considerado

persistente (classe 4) aos adultos do parasitoide, comportamento similar ao Karate

Zeon 250 CS da persistência I (tab. 4). Engeo Pleno também apresentou

comportamento similar a Engeo (tab. 4), sendo considerado persistente (classe 4)devido a sua alta toxicidade aos adultos de T. pretiosum . Lorsban 480 BR,

entretanto, foi considerado moderadamente persistente (classe 3), embora seja

similar a Vexter (tab. 3) em sua dosagem, ingrediente ativo e concentração de i.a. na

calda.

Embora não tenham sido observados na literatura resultados para Karate

Zeon 50 CS, Hassan (1994b) encontrou resultados similares para Karate (lambda-

cialotrina, 0,075% concentração do ingrediente ativo na calda), classificando-o comopersistente para T. cacoeciae , embora tenha utilizado como fator de classificação de

persistência a redução de 50% no número de ovos parasitados e concentração duas

vezes superior ao presente trabalho. Carvalho, Parra e Baptista (1999) também

observaram que o ingrediente ativo lambda-cialotrina (0,025 g i.a. L-1) foi persistente

para duas linhagens de T. pretiosum , quando testado sobre plantas de tomateiro,

embora tenham utilizado concentração inferior a utilizada no presente trabalho

(0,0375 g i.a. L-1

).Para Lorsban 480 BR, Nörnberg (2008) também verificou efeitos nocivos para

T. pretiosum até a terceira semana (17 DAP) e classificou o inseticida como

moderadamente persistente (classe 3), embora o autor tenha usado calda com

apenas 0,072% de ingrediente ativo na calda, ante 0,24% no presente trabalho.

Hassan (1994b) classificou o ingrediente ativo clorpirifós (0,24% c.i.a.), marca

comercial Dursban Spritzp., como persistente (classe 4) para T. cacoeciae , embora

para T. pretiosum o mesmo ingrediente ativo (0,24% c.i.a.) tenha sido classificado

como moderadamente persistente (classe 3), porém para Lorsban 480 BR.



88

A persistência de lufenurom (0,4 g i.a. L -1) também foi avaliada para adultos

de T. pretiosum e foi classificado como levemente persistente (classe 2) por

Carvalho et al. (2002), quando avaliaram sobre plantas de tomateiro e em

concentração maior a usada neste trabalho (0,075 g i.a. L-1). Para lufenurom, Cañete

(2005) também verificou que o ingrediente ativo (7,5 g i.a. L -1) apresentou efeito

tóxico apenas para os primeiros sete dias, apresentando sobrevivência superior a

75% após esse período, entretanto, clorpirifós (120 g i.a. ha-1) causou mortalidade

por mais de 100 dias para T. pretiosum . Nesse caso, no entanto, a persistência do

inseticida foi avaliada sobre superfície interna de tubos de vidro ao longo do tempo,

distinta daquela preconizada pela IOBC/WPRS que utiliza folhas de videira.

Para os fungicidas, foram encontrados resultados similares para Folicur 250EC (0,0625% c.i.a.) por Sterk et al. (1999), que classificaram o fungicida como

classe 1 (vida curta), embora divirja da concentração utilizada no presente trabalho

(0,1% c.i.a.).

Para a persistência V (tab. 11), diferiram da testemunha os tratamentos

representados pelos agrotóxicos Safety, Sumithion 500 CE e Tracer aos 3 DAP;

Safety e Tracer aos 10 e 17 DAP; Tracer aos 24 e 31 DAP. A inocuidade, entretanto,

somente foi observada para os fungicidas Priori Xtra e Opera desde a primeirasemana do bioensaio de persistência, sendo considerados de vida curta (classe 1)

aos adultos de T. pretiosum (tab. 12). A classificação de vida curta também foi

atribuída para Sumithion 500 CE, embora tenha apresentado alta toxicidade na

primeira semana (3 DAP) aos adultos de T. pretiosum . O inseticida Safety

apresentou redução no parasitismo acima de 30% até os 24 DAP, sendo

considerado moderadamente persistente (classe 3), enquanto que Tracer foi nocivo

aos adultos de T. pretiosum dos 3 aos 31 DAP, e, por isso, considerado persistente(classe 4) aos adultos do parasitoide.

Para Sumithion 500 CE, classificado como de vida curta (classe 1) no

presente trabalho, Giolo et al. (2008) categorizaram como levemente nocivo (classe

2) a T. pretiosum , embora tenham utilizado dosagem inferior (0,075% c.i.a.). Embora

ainda não confirmado, esse resultado pode revelar uma tendência não persistente

do produto, apesar de ser do mesmo grupo químico de Lorsban 480 BR.

Para espinosade, Cañete (2005) também verificou que o ingrediente ativo (12

g i.a. ha-1) causou mortalidade por mais de 100 dias para T. pretiosum . Nesse caso,



89

no entanto, a persistência do inseticida foi avaliada sobre superfície interna de tubos

de vidro ao longo do tempo, distinta daquela preconizada pela IOBC/WPRS que

utiliza folhas de videira. Para espinosade, Nasreen (2003) encontrou redução de

parasitismo de 14,28, 31,81 e 35,48% após o 1º, 2º e 3º dias após a pulverização em

plantas de algodoeiro, respectivamente, para Trichogramma chilonis Ishii, 1941

(Hymenoptera: Trichogrammatidae), embora divergentes em espécie de parasitoide

e concentração do ingrediente ativo (28,8 ppm) quando comparado ao presente

trabalho (240 ppm). Diante disso, os resultados indicam a toxicidade de espinosade

ao gênero Trichogramma para maiores concentrações do ingrediente ativo.

Apesar de diferenças no ingrediente ativo, Hassan et al. (1988) e Hassan

(1994b) também verificaram que o fungicida Tilt, nas concentrações de 0,02% e0,08% de ingrediente ativo propiconazole na calda, apresentou vida curta para T.

cacoeciae . Embora divergentes quanto ao produto comercial, ingrediente ativo e

espécie do parasitoide, pode-se considerar, até o presente momento, que os

fungicidas triazóis podem, além de serem inócuos aos parasitoides e condições de

testes citados, serem inócuos para ambas as espécies e/ou gênero Trichogramma .

A confirmação dessa hipótese somente será válida, entretanto, após testes

complementares com diferentes concentrações e ingredientes ativos desse grupoquímico. Resultados quanto à persistência de fungicidas do grupo químico

estrobilurina e triazol/estrobilurinas a T. pretiosum não foram encontrados na

literatura.

Embora as classificações quanto à persistência não tenham seguido um

padrão de toxicidade conforme o grupo químico, maior atenção devem ser dados

para aqueles com menor persistência (classes 1 e 2) para a escolha de uso no

manejo integrado de pragas na cultura do milho, pois exercem efeito tóxico menosprolongado para a comunidade de inimigos naturais.



90

Tabela 3 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de inseticidasregistrados para a cultura do milho (persistência I). Pelotas, RS.

Tratamentos Ingrediente ativo DC1 Ovos parasitados/fêmea2 RP3

Piretróide, piretróide + neonicotinóide, organofosforado4

Persistência I – 3 DAP5

Testemunha - - 17,33 ± ab -

Decis 25 EC deltametrina 0,20 16,52 ± a 4,65

Bulldock 125 SC beta-ciflutrina 0,04 13,41 ± ab 22,62

Engeo cipermetrina +tiametoxam 0,30 0,08 ± c 99,54

Vexter clorpirifós 1,00 0,00 ± c 99,98

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 0,00 ± c 99,99

10 DAP

Testemunha - - 21,28 ± a -


Bulldock 125 SC beta-ciflutrina 0,04 19,44 ± a 8,65

Engeo cipermetrina +tiametoxam

0,30 0,09 ± b 99,58

Vexter clorpirifós 1,00 0,29 ± b 98,63

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 0,09 ± b 99,58

17 DAP


Decis 25 EC deltametrina 0,20 17,84 ± ab 13,13


Engeocipermetrina +

tiametoxam 0,30 0,00±

c 100,00

Vexter clorpirifós 1,00 16,54 ± ab 19,44

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 0,10 ± bc 99,53



91

Tabela 3 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de inseticidasregistrados para a cultura do milho (persistência I). Pelotas, RS.



Persistência I – 24 DAP5




Engeo cipermetrina +tiametoxam 0,30 0,09 ± bc 99,55

Vexter clorpirifós 1,00 20,28 ± a 1,50

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 0,07 ± c 99,65

31 DAP

Testemunha - - 20,34 ± abc -

Decis 25 EC deltametrina 0,20 17,33 ± abcd 14,80


Engeo cipermetrina +tiametoxam

0,30 0,25 ± d 98,78

Vexter clorpirifós 1,00 20,07 ± ab 1,34

Karate Zeon 250 CS lambda-cialotrina 0,10 0,67 ± d 96,701DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);

2Médias seguidas por letras idênticas na coluna não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste(Kruskal-Wallis) Bonferroni-Dunn t : 3 DAP (k=18,4676; p=0,0024); 10 DAP (k=17,9383; p=0,0030); 17DAP (k=17,5740; p=0,0035); 24 DAP (k=16,2715; p=0,0061); 31 DAP (k=16,1366; p=0,0065);3RP=Redução no parasitismo comparado com a testemunha;4Grupo químico dos agrotóxicos;5

DAP=Dias após pulverização dos agrotóxicos.



Tabela 4 – Classes de seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum durante o bitóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência I. Pelotas, RS.

Produto comercial DC1 Dias após a pulverização

3 10 17 24

Classe2 Classe Classe Classe


Persistência I

Decis 25 EC 0,20 1 1 1 1

Bulldock 125 SC 0,04 1 1 1 1

Engeo 0,30 4 4 4 4

Vexter 1,00 4 3 1 1 Karate Zeon 250 CS 0,10 4 4 4 4

1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2Classes da IOBC/WPRS no teste de toxicidade a adultos: 1=inócuo (<30% redução no parasitismo comparado com a tes2=levemente nocivo (30-79%), 3=moderadamente nocivo (80-99%), 4=nocivo (>99%);3Persistência em função da duração da atividade tóxica menor que 30% na redução do parasitismo em dias e c2=levemente persistente (5-15 dias), 3=moderadamente persistente (16-30 dias), 4=persistente (>30 dias);4Grupo químico dos agrotóxicos.



93

Tabela 5 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de inseticidasregistrados para a cultura do milho (persistência II). Pelotas, RS.

Tratamentos Ingrediente ativo DC1 Ovos parasitados/fêmea (± EP)2 RP3

Éter difenílico, piretróide, metilcarbmato de oxima4

Persistência II – 3 DAP5


Trebon 100 SC etofenproxi 0,14 12,62 ± ab 27,85

Turbo beta-ciflutrina 0,10 1,14 ± bc 93,49

Galgotrin cipermetrina 0,06 0,94 ± c 94,64Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 0,73 ± c 95,83

Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 0,15 ± c 99,16

10 DAP


Trebon 100 SC etofenproxi 0,14 24,59 ± a 1,67

Turbo beta-ciflutrina 0,10 16,63 ± ab 32,70

Galgotrin cipermetrina 0,06 8,72 ± b 65,14

Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 24,40 ± a 2,44

Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 0,96 ± 0,31 b 96,18

17 DAP



Turbo beta-ciflutrina 0,10 14,87 ± ab 3,91

Galgotrin cipermetrina 0,06 4,59 ± b 70,34

Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 6,84 ± b 55,38Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 12,79 ± ab 17,34



94

Tabela 5 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de inseticidasregistrados para a cultura do milho (persistência II). Pelotas, RS.

Tratamentos Ingrediente ativo DC1 Ovos parasitados/fêmea (± EP)2 RP3


Persistência II – 24 DAP5



Turbo beta-ciflutrina 0,10 18,31 ± a 10,04

Galgotrin cipermetrina 0,06 19,71 ± a 3,17Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 19,22 ± a 5,57

Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 8,21 ± b 59,66

31 DAP

Testemunha - - 26,59 ± 1,66 a -

Trebon 100 SC etofenproxi 0,14 35,97 ± 3,28 a 0,00

Turbo beta-ciflutrina 0,10 23,26 ± 5,99 a 12,56

Galgotrin cipermetrina 0,06 22,15 ± 2,20 a 16,72

Larvin 800 WG tiodicarbe 0,15 34,49 ± 6,97 a 0,00

Arrivo 200 EC cipermetrina 0,08 18,48 ± 4,53 a 30,511DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);

2Médias seguidas por letras idênticas na coluna não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste(Kruskal-Wallis) Bonferroni-Dunn t : 3 DAP (k=17,6006; p=0,0035); 10 DAP (k=17,4801; p=0,0037); 17DAP (k=12,4091; p=0,0296); 24 DAP (k=10,5942; p=0,0600) ou pelo Teste Tukey-Kramer: 31 DAP(F=2,26; gl=5; p=0,0953);3RP=Redução no parasitismo comparado com a testemunha;4Grupo químico dos agrotóxicos;5DAP=Dias após pulverização dos agrotóxicos.



Tabela 6 – Classes de seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum durante o bitóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência II. Pelotas, RS.


3 10 17 24



Persistência II

Trebon 100 SC 0,14 1 1 1 1

Turbo 0,10 3 2 1 1

Galgotrin 0,06 3 2 2 1

Larvin 800 WG 0,15 3 1 2 1 Arrivo 200 EC 0,08 4 3 1 2




96

Tabela 7 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de inseticidasregistrados para a cultura do milho (persistência III). Pelotas, RS.


Piretróide, organofosforado, piretróide + organofosforado, metilcarbamato de oxima4

Persistência III – 3 DAP5

Testemunha - - 23,86± a -

Valon 384 CE permetrina 0,065 9,36± ab 60,78

Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 2,39± b 89,97

Hostathion 400 BR triazofós 0,50 0,06± c 99,74

Deltaphos ECdeltametrina +

triazofós 0,35 0,04±

c 99,85

Lannate BR metomil 0,60 0,00± c 99,99

10 DAP


Valon 384 CE permetrina 0,065 6,05± a 75,60

Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 4,23± a 82,93

Hostathion 400 BR triazofós 0,50 0,17± b 99,30

Deltaphos EC deltametrina +triazofós

0,35 0,15± b 99,41

Lannate BR metomil 0,60 0,03± b 99,87

17 DAP



Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 1,04± bc 95,31




bc 96,22




97

Tabela 7 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de inseticidasregistrados para a cultura do milho (persistência III). Pelotas, RS.


Piretróide, organofosforado, piretróide + organofosforado, metilcarbamato de oxima4

Persistência III – 24 DAP5



Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 0,93± bc 95,78

Hostathion 400 BR triazofós 0,50 8,02± abc 63,63



c 99,48


31 DAP



Stallion 150 CS gama-cialotrina 0,025 0,57± c 97,66


Deltaphos EC deltametrina +triazofós

0,35 1,43± bc 94,19

Lannate BR metomil 0,60 15,43± a 37,191DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);

2Médias seguidas por letras idênticas na coluna não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste(Kruskal-Wallis) Bonferroni-Dunn t : 3 DAP (k=21,0098; p=0,0008); 10 DAP (k=19,3966; p=0,0016); 17DAP (k=16,4947; p=0,0056); 24 DAP (k=16,2130; p=0,0063); 31 DAP (k=18,5900; p=0,0023);3RP=Redução no parasitismo comparado com a testemunha;4Grupo químico dos agrotóxicos;5




Tabela 8 – Classes de seletividade de inseticidas a adultos de Trichogramma pretiosum durante o bitóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência III. Pelotas, RS.


3 10 17 24


Piretróide, organofosforado, piretróide + organofosforado, metilcarbamato de o

Persistência III

Valon 384 CE 0,065 2 2 2 1

Stallion 150 CS 0,025 3 3 3 3

Hostathion 400 BR 0,50 4 4 4 2

Deltaphos EC 0,35 4 4 3 4 Lannate BR 0,60 4 4 4 3




99

Tabela 9 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de agrotóxicosregistrados para a cultura do milho (persistência IV). Pelotas, RS.


Triazol, benzoiluréia, piretróide, piretróide + neonicotinóide, organofosforado4

Persistência IV – 3 DAP5

Testemunha - - 28,35± ab -

Folicur 200 EC tebuconazol 1,00 28,97± ab 0,00

Match EC lufenurom 0,30 27,35± a 3,52

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 1,02± c 96,39

Engeo Plenolambda-cialotrina +


c 100,00

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 0,00± c 100,00

10 DAP

Testemunha - - 18,26± bc -


Match EC lufenurom 0,30 26,05± a 0,00

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 0,23± de 98,76

Engeo Pleno lambda-cialotrina +tiametoxam

0,25 0,00± e 100,00

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 1,38± cd 92,46

17 DAP



Match EC lufenurom 0,30 15,93± ab 11,15

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 5,96± c 66,77



c 100,00

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 9,03± bc 49,64



100

Tabela 9 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de agrotóxicosregistrados para a cultura do milho (persistência IV). Pelotas, RS.


Triazol, benzoiluréia, piretróide, piretróide + neonicotinóide, organofosforado4

Persistência IV – 24 DAP5



Match EC lufenurom 0,30 32,03± abc 29,28

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 1,97± cde 95,65



e 99,91

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 32,26± abcd 28,76

31 DAP



Match EC lufenurom 0,30 19,95± bc 34,34

Karate Zeon 50 CS lambda-cialotrina 0,15 8,97± cd 70,48

Engeo Pleno lambda-cialotrina +tiametoxam

0,25 0,03± d 99,91

Lorsban 480 BR clorpirifós 1,00 21,34± b 29,751DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);

2Médias seguidas por letras idênticas na coluna não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste(Kruskal-Wallis) Bonferroni-Dunn t : 3 DAP (k=19,405; p=0,0016); 10 DAP (k=19,8481; p=0,0013); 17DAP (K=19,318; p=0,0017); 24 DAP (k=16,2473; p=0,0062); 31 DAP (k=19,9587; p=0,0013);3RP=Redução no parasitismo comparado com a testemunha;4Grupo químico dos agrotóxicos;5




Tabela 10 – Classes de seletividade de agrotóxicos a adultos de Trichogramma pretiosum duraatividade tóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaios de persistência IV. Pe


3 10 17 24


Triazol, benzoiluréia, piretróide, piretróide + neonicotinóide, organofosforad

Persistência IV

Folicur 200 EC 1,00 1 1 1 1

Match EC 0,30 1 1 1 1

Karate Zeon 50 CS 0,15 3 3 2 3

Engeo Pleno 0,25 4 4 4 4 Lorsban 480 BR 1,00 4 3 2 1




102

Tabela 11 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de agrotóxicosregistrados para a cultura do milho (persistência V). Pelotas, RS.


Triazol + estrobilurina, éter difenílico, espinosinas, organofosforado4

Persistência V – 3 DAP5


Priori Xtra ciproconazol +azoxistrobina

0,30 26,13± a 9,20

peraepoxiconazol +piraclostrobina 0,75 24,29

±ab 15,57

Safety etofenproxi 0,10 2,82± bc 90,20

Tracer espinosade 0,10 0,14± cd 99,51

Sumithion 500 CE fenitrotiona 1,50 0,00± d 100,00

10 DAP

Testemunha - - 24,60± ab -


0,30 24,70± ab 0,00

pera epoxiconazol +piraclostrobina 0,75 28,51± a 0,00


Tracer espinosade 0,10 0,41± c 98,35

Sumithion 500 CE fenitrotiona 1,50 19,70± ab 19,95

17 DAP


Priori Xtra ciproconazol +azoxistrobina 0,30 32,00± a 9,97



Tracer espinosade 0,10 0,10± c 99,72




103

Tabela 11 – Número de ovos parasitados por fêmea e redução no parasitismo deTrichogramma pretiosum no bioensaio de seletividade de agrotóxicosregistrados para a cultura do milho (persistência V). Pelotas, RS.



Persistência V – 24 DAP5



0,30 19,96± a 0,00

peraepoxiconazol +piraclostrobina 0,75 20,88

±a 0,00

Safety etofenproxi 0,10 11,41± ab 40,62

Tracer espinosade 0,10 0,49± b 97,45


31 DAP



0,30 25,27± ab 14,41


Safety etofenproxi 0,10 26,54± ab 10,11

Tracer espinosade 0,10 0,64± b 97,82

Sumithion 500 CE fenitrotiona 1,50 30,33± a 0,001DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);

2Médias seguidas por letras idênticas na coluna não diferem estatisticamente (p>0,05) pelo teste(Kruskal-Wallis) Bonferroni-Dunn t : 3 DAP (k=19,974; p=0,0013); 10 DAP (k=16,87; p=0,0048); 17DAP (K=17,72; p=0,0033); 24 DAP (k=13,01; p=0,0233); 31 DAP (k=13,48;p=0,0193);3

RP=Redução no parasitismo comparado com a testemunha;4Grupo químico dos agrotóxicos;5DAP=Dias após pulverização dos agrotóxicos.



Tabela 12 – Classes de seletividade de agrotóxicos a adultos de Trichogramma pretiosum duraatividade tóxica (dias) e classes da IOBC/WPRS para bioensaios da persistência V. Pe


3 10 17 24



Persistência V

Priori Xtra 0,30 1 1 1 1

Opera 0,75 1 1 1 1

Safety 0,10 3 2 2 2

Tracer 0,10 4 3 4 3 Sumithion 500 CE 1,50 4 1 1 1 1DC=Dosagem do produto comercial (Kg ou L ha-1);2Classes da IOBC/WPRS no teste de toxicidade a adultos: 1=inócuo (<30% redução no parasitismo comparado com a tes2=levemente nocivo (30-79%), 3=moderadamente nocivo (80-99%), 4=nocivo (>99%);3Persistência em função da duração da atividade tóxica menor que 30% na redução do parasitismo em dias e c2=levemente persistente (5-15 dias), 3=moderadamente persistente (16-30 dias), 4=persistente (>30 dias);4Grupo químico dos agrotóxicos.



105

4 Conclusões

De acordo com as toxicidades observadas ao longo das semanas do teste

de persistência, os agrotóxicos (Kg ou L ha-1) são assim classificados:

- os inseticidas Bulldock 125 SC (0,04), Decis 25 EC (0,20), Match EC (0,30),

Sumithion 500 CE (1,50) e Trebon 100 SC (0,14) são considerados de vida curta

(classe 1) aos adultos de T. pretiosum ;

- os inseticidas Turbo (0,10) e Vexter (1,00) são levemente persistentes

(classe 2) aos adultos de T. pretiosum ;

- os inseticidas Galgotrin (0,06), Larvin 800 WG (0,15), Lorsban 480 BR

(1,00) e Safety (0,10) são moderadamente persistentes (classe 3) aos adultos de T.

pretiosum ;

- os inseticidas Arrivo 200 EC (0,08), Deltaphos EC (0,35), Engeo (0,30),

Engeo Pleno (0,25), Hostathion 400 BR (0,50), Karate Zeon 50 CS (0,15), Karate

Zeon 250 CS (0,10), Lannate BR (0,60), Stallion 150 CS (0,025), Tracer (0,10) e

Valon 384 CE (0,065) são persistentes (classe 4) aos adultos de T. pretiosum ;

- os fungicidas Folicur 200 EC (1,00), Priori Xtra (0,30) e Opera (0,75) são

considerados de vida curta (classe 1) aos adultos de T. pretiosum .



Discussão geral

As metodologias de trabalho propostas pela IOBC/WPRS puderam ser

utilizadas de maneira eficiente para o parasitoide T. pretiosum , pois os resultadosobtidos no presente trabalho foram semelhantes aos observados em outras

pesquisas, principalmente para aquelas que utilizaram a mesma espécie de

parasitoide e agrotóxicos testados. Além disso, permitem que resultados possam ser

comparados com aqueles obtidos por outros pesquisadores nacionais e

internacionais, o que permite que grupos de trabalho sejam formados e integrem

resultados a fim de validação de protocolos laboratoriais.

De acordo com as classificações e análises estatísticas utilizadas, detectou-se que os inseticidas são os principais agrotóxicos nocivos para T. pretiosum . Dentre

esses, os organofosforados foram aqueles que apresentaram maior efeito negativo

ao parasitoide, principalmente para as fases imaturas de ovo-larva, pré-pupa e pupa.

Por outro lado, comprovou-se que a maioria dos inseticidas do grupo químico dos

piretróides foi inócua para essas mesmas fases, de maneira contrária à fase adulta

de T. pretiosum (STEFANELLO JÚNIOR, 2007), e, quando afetou a emergência,

esse efeito foi mais pronunciado para a fase de pupa do parasitoide.Quanto ao efeito dos fungicidas e herbicidas avaliados às fases imaturas de

T. pretiosum , esses se mostraram praticamente inócuos ao parasitoide, porém foram

observados maiores efeitos na redução da emergência quando foram pulverizados

sobre ovos de A. kuehniella contendo o parasitoide na fase de pré-pupa.

Embora os parasitoides se mostrem promissores quanto à tolerância aos

agrotóxicos, pela proteção do córion do ovo do hospedeiro, que confere uma

barreira à penetração (ORR; BOETHEL; LAYTON, 1989), verificou-se que alguns

inseticidas, fungicidas e herbicidas tendem a apresentar toxicidade diferenciada e

afetam, dependendo do agrotóxico, mais uma fase em relação à outra. A



107

metodologia proposta pela IOBC/WPRS, entretanto, não considera que a

seletividade seja avaliada sobre as fases de ovo-larva e pré-pupa, onde apenas a

fase de pupa do parasitoide é mencionada como a mais resistente aos efeitos dos

agrotóxicos (HASSAN et al., 2000; HASSAN; ABDELGADER, 2001).

Nesse sentido, foi observado que, por exemplo, inseticidas reguladores de

crescimento tendem a afetar mais a emergência do parasitoide quando este é

submetido à pulverização ainda na fase imatura de ovo-larva. Isso reforça a

importância da avaliação dos agrotóxicos para todas as fases imaturas dos

parasitoides, tanto para ovo-larva, pré-pupa e/ou pupa.

Quanto à persistência, verificou-se que os agrotóxicos apresentam efeito

tóxico diferenciado ao longo do tempo, embora pertençam ao mesmo grupo químico.Uma explicação para isso pode estar no fato de as condições climáticas da casa-de-

vegetação não terem sido controladas, principalmente a temperatura. A fim de

verificar o comportamento dos agrotóxicos, entretanto, sugere-se que futuros

estudos sejam realizados em câmaras de crescimento com condições ambientais

controladas (fitotrons).

Dentre os inseticidas avaliados na persistência, cinco dos nove inseticidas

piretróides foram persistentes aos adultos de T. pretiosum , embora esse efeito tenhasido esperado apenas para aqueles sintetizados de maneira microencapsulada. Já

para os organofosforados, observou-se que apenas Hostathion 400 BR foi

considerado persistente aos adultos de T. pretiosum . Já aqueles formulados em

mistura, tais como organofosforados conjugados com piretróides e ou

neonicotinóides conjugados com piretróides, foram persistentes (classe 4) aos

adultos de T. pretiosum , indicando a maior toxicidade desses agrotóxicos para as

dosagens avaliadas.Os estudos de persistência, entretanto, não foram realizados com herbicidas,

em função do efeito de mortalidade que causariam às plantas de videiras, que são

recomendadas pela IOBC/WPRS. Entretanto, sugere-se que, em função dos novos

cultivares de milho tolerantes a alguns grupos químicos de herbicidas, outros testes

de persistência sejam realizados para complementação metodológica.

De maneira geral, os agrotóxicos considerados seletivos nos bioensaios

contendo as fases imaturas de T. pretiosum não apresentaram esse mesmo efeito à

fase adulta do parasitoide, principalmente para os inseticidas do grupo químico dos



108

piretróides que, em sua maioria, foram inócuos à fase imatura e tóxicos para a fase

adulta do parasitoide. Já os agrotóxicos considerados nocivos, como os

organofosforados, geralmente foram nocivos também para a fase adulta, embora

menos persistentes ao longo do tempo dos bioensaios.

De acordo com a metodologia preconizada pela IOBC/WPRS, todos aqueles

agrotóxicos considerados nocivos (classes 2, 3 e 4) aos imaturos de T. pretiosum ,

combinados com os moderadamente persistentes (classe 3) e persistentes (classe

4), devem passar para a fase de campo, a fim de se obter a classificação final da

seletividade destes agrotóxicos ao parasitoide. Dessa maneira, maiores informações

poderão estar disponíveis para utilização racional do controle químico em um

programa de manejo integrado de pragas no sistema de produção de milho, visandoà manutenção dos agentes de controle biológico já presentes e/ou aqueles liberados

em uma estratégia de controle biológico aplicado.



Conclusões gerais

De acordo com os bioensaios de seletividade realizados, com as fases

imaturas e adulta (persistência) de T. pretiosum e considerando os produtosavaliados, pode-se concluir que:

- os agrotóxicos inócuos (classe 1) para as fases imaturas de T. pretiosum e

aqueles de vida curta (classe 1) e levemente persistentes (classe 2) podem ser

utilizados no manejo fitossanitário da cultura do milho, pois, segundo a metodologia

da IOBC/WPRS, são seletivos ao parasitoide;

- os inseticidas, dentre os agrotóxicos avaliados, são mais nocivos às fases

imaturas de T. pretiosum , principalmente, organofosforados;- os inseticidas piretróides são os mais seletivos às fases imaturas de T.

pretiosum , embora também afetem a emergência do parasitoide, principalmente

quando exposto na fase de pupa;

- os inseticidas Lannate BR, Match EC e Tracer apresentam toxicidade mais

pronunciada às fases imaturas iniciais de desenvolvimento de T. pretiosum ,

principalmente para ovo-larva;

- os fungicidas avaliados são os agrotóxicos mais seletivos às fases imaturasde T. pretiosum , apesar de afetarem a emergência, principalmente quando exposto

na fase de pré-pupa e pupa do parasitoide;

- os herbicidas avaliados também são considerados seletivos às fases

imaturas de T. pretiosum , exceto Gramoxone 200 que é levemente nocivo (classe 2)

para a fase de pupa. A emergência do parasitoide, entretanto, demonstrou ser mais

afetada quando os herbicidas são pulverizados na fase de pré-pupa;

- a fase imatura de pupa de T. pretiosum nem sempre é a mais tolerante aos

efeitos nocivos dos agrotóxicos;



110

- os inseticidas do grupo químico dos organofosforados nocivos à fase

imatura também tendem a serem nocivos aos adultos de T. pretiosum , porém menos

persistentes do que os piretróides;

- os fungicidas avaliados que são inócuos aos imaturos de T. pretiosum ,

também são inócuos aos adultos do parasitóide.



Referências

AGROFIT: Sistema de agrotóxicos fitossanitários. Disponível em: < http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons>. Acesso em: 18 de jul. 2010.

ALVES, S.B. (Coord.) Controle microbiano de insetos. São Paulo: Manole, 1986.470p.

BATISTA, G.C. de. Fundamentos de química e toxicologia dos inseticidas.Piracicaba: ESALQ/USP, Depto. de Entomologia. 1974. 257p.

BATISTA, G.C. de. Seletividade de inseticidas e manejo integrado de pragas. In:

CROCOMO, W.B. (Org.) Manejo integrado de pragas. Botucatu:UNESP/CETESB, 1990. p.199-213.

BESERRA, E.B.; DIAS, C.T. dos S.; PARRA, J.R.P. Distribution and naturalparasitism of Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) eggs at differentphenological stages of corn. Florida Entomologist, v.85, n.4, p.588-593, 2002.

BESERRA, E.B.; PARRA, J.R.P. Biologia e parasitismo de Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner e Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera,Trichogrammatidae) em ovos de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera,Noctuidae). Revista Brasileira de Entomologia, v.48, n.1, p.119-126, 2004.

CAMERA, C. Liberação de Trichogramma pretiosum (Hym.:Trichogrammatidae) e avaliação de Trichogrammatidae em posturas deSpodoptera frugiperda (Lep.: Noctuidae) na cultura do milho. 2009. 67f.Dissertação (Mestrado em Agronomia)-Centro de Ciências Rurais, UniversidadeFederal de Santa Maria, Santa Maria.

CAÑETE, C. L. Seletividade de inseticidas a espécies de Trichogramma (Hymenoptera: Trichogrammatidae). 2005. 106f. Tese (Doutorado em Ciências) -Setor de Ciências Biológicas, Universidade Federal do Paraná, Curitiba.



112

CARVALHO, G.A. Seletividade de produtos fitossanitários a parasitóides epredadores. In: SEMINÁRIO BRASILEIRO DE PRODUÇÃO INTEGRADA DEFRUTAS, 4., Bento Gonçalves, 2002. Anais. Bento Gonçalves: Embrapa Uva eVinho, 2002. p.49-51.

CARVALHO, G.A.; PARRA, J.R.P.; BAPTISTA, G.C. Ação residual de algunsinseticidas pulverizados em plantas de tomateiro sobre duas linhagens deTrichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) em casa-de-vegetação. Ciência e Agrotecnologia, v.23, n.4, p.770-775, 1999.

CARVALHO, G.A.; PARRA, J.R.P.; BAPTISTA, G.C. Seletividade de algunsprodutos fitossanitários a duas linhagens de Trichogramma pretiosum Riley, 1879(Hymenoptera: Trichogrammatidae). Ciência e Agrotecnologia, v.25, n.3, p.583-591, 2001.

CARVALHO, G.A.; PARRA, J.R.P.; BAPTISTA, G.C. Bioatividade de produtosfitossanitários utilizados na cultura do tomateiro (Lycopersicum esculentum Mill.) aTrichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) nasgerações F1 e F2. Ciência e Agrotecnologia, v.27, n.2, p.261-270, 2003.

CARVALHO, G.A.; TIRONI, P.; RIGITANO, R.L.O.; SALGADO, L.O. Seletividade deinseticidas reguladores de crescimento de insetos à Trichogramma pretiosum Riley(Hymenoptera: Trichogrammatidae). Anais da Sociedade EntomológicaBrasileira, v.23, n.3, p.431-434, 1994.

CARVALHO, G.A.; REIS, P.R.; MORAES, J.C.; FUINI, L.C.; ROCHA, L.C.D;GOUSSAIN, M.M.; Efeitos de alguns inseticidas utilizados na cultura do tomateiro(Lycopersicon esculentum Mill.) a Trichogramma pretiosum Riley, 1879(Hymenoptera: Trichogrammatidae). Ciência e Agrotecnologia, v.26, n.6, p.1160-1166, 2002.

CARVALHO, G.A.; REIS, P.R.; ROCHA, L.C.D.; MORAES, J.C.; FUINI, L.C.;ECOLE, C.C. Side-effects of insecticides used in tomato fields on Trichogramma pretiosum (Hymenoptera, Trichogrammatidae). Acta Scientiarum Agronomy, v.25,n.2, p.275-279, 2003.

CIOCIOLA JÚNIOR, A.I.; DINIZ, L.C.; ZACARIAS, M.S.; CARVALHO, A.R.;CIOCIOLA, A.I.; Impacto de inseticidas sobre a emergência de Trichogramma pretiosum , Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Ciência e Agrotecnologia,v.23, n.3, p.589-592, 1999.

CONAB. Séries históricas – Milho 1ª 2ª safras. Disponível em<http://www.conab.gov.br/OlalaCMS/uploads/arquivos/17855ae5d09be731430cbd49a0702a1d..xls>. Acesso em: 14 de jul. 2010.

CÔNSOLI, F.L.; ROSSI, M.M.; PARRA, J.R.P. Developmental time andcharacteristics of the immature stages of Trichogramma galloi and Trichogramma

pretiosum Riley (Hymenoptera, Trichogrammatidae). Revista Brasileira deEntomologia, v.43, n.2, p.271-275, 1999.



113

CÔNSOLI, F.L.; BOTELHO, P.S.M.; PARRA, J.R.P. Selectivity of insecticides to theegg parasitoid Trichogramma galloi Zucchi, 1988 (Hym., Trichogrammatidae).Journal of Applied Entomology, v.125, n.1, p.37-43, 2001.

COSTA, R.V.; CASELA, C.R.; COTA, L.V. Doenças. In: CRUZ, J.C. Cultivo do milho.5ª ed. 2009. Online. Disponível em: <http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/ FontesHTML/Milho/CultivodoMilho_5ed/doencas.htm>. Acesso em: 10 de jul. 2010.

CROFT, B.A.; BROWN, A.W.A. Responses of arthropod natural enemies toinsecticides. Annual Review of Entomology, v.20, p.285-335, 1975.

CRUZ, I. A lagarta-do-cartucho na cultura do milho. Sete Lagoas:Embrapa/Centro Nacional de Pesquisa de Milho e Sorgo, 1995. 45p. (CentroNacional de Pesquisa de Milho e Sorgo. Circular Técnica, 21).

DEGRANDE, P.E.; GÓMEZ, D.R.S. Seletividade de produtos químicos no controlede pragas. Agrotécnica Ciba-Geigy, v.7, p.8-13, 1990.

DEGRANDE, P.E.; REIS, P.R.; CARVALHO, G.A.; BELARMINO, L.C. Metodologiapara avaliar o impacto de pesticidas sobre inimigos naturais. In: PARRA, J.R.P.;BOTELHO, P.S.M.; CORRÊA-FERREIRA, B.S.; BENTO, J.M.S. (Ed.). ControleBiológico no Brasil: parasitóides e predadores. São Paulo: Manole, 2002. p.71-93.

DEQUECH, S.T.B. Campoletis flavicincta (Hym., Ichneumonidae): ocorrência,criação e interação com Spodoptera frugiperda (Lep., Noctuidae) e Bacillus thuringiensis aizawai . 2002. 79f. Tese (Doutorado em Fitotecnia)-Faculdade deAgronomia, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre.

FALEIRO, F.G.; PICANÇO, M.C.; PAULA, S.V.; BATALHA, V.C. Seletividade deinseticidas a Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) e aopredador Doru luteipes (Scudder) (Dermaptera: Forficulidae). Anais da SociedadeEntomológica do Brasil, v.24, n.2, p.247-252, 1995.

FIGUEIREDO, P.E.F.; CRUZ, I. Seletividade de inseticidas utilizados no controle deSpodoptera frugiperda em relação ao predador Doru luteipes . In: CONGRESSONACIONAL DE MILHO E SORGO, 18., 1990, Vitória, ES. Resumos..., Vitória: 1990,

p.70.FIGUEIREDO, M.L.C. Interação de inseticidas e controle biológico natural naredução dos danos de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith, 1797) (Lepidoptera:Noctuidae) na cultura do milho (Zea mays ). 2004. 205f. Tese (Doutorado emCiências)-Centro de Ciências Biológicas e da Saúde, Universidade Federal de SãoCarlos, São Carlos.

FOERSTER, L.A. Seletividade de inseticidas a predadores e parasitóides. In:PARRA, J.R.P.; BOTELHO, P.S.M.; CORRÊA-FERREIRA, B.S.; BENTO, J.M.S.(Ed.). Controle Biológico no Brasil: parasitóides e predadores. São Paulo:

Manole, 2002. p.95-114.



114

FRANZ, J.M. Pesticides and beneficial arthopods. IOBC/WPRS Bulletin, n.1,p.147-152, 1975.

FRANZ, J.M.; BOGENSCHÜTZ, H.; HASSAN, S.A.; HUANG, P.; NATON, E.;

SUTER, H.; VIGGIANI, G. Results of a joint pesticide test programme by the workinggroup: "pesticides and beneficial arthropods". Entomophaga, v.25, n.3, p.231-236,1980.

GIOLO, F.P. Seletividade de agrotóxicos utilizados na cultura do pessegueiro aTrichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) eChrysoperla carnea (Stephens, 1936) (Neuroptera: Chrysopidae). 2007. 222f.Tese (Doutorado em Fitossanidade)-Faculdade de Agronomia “Eliseu Maciel”,Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.

GIOLO, F.P.; GRÜTZMACHER, A.D.; MANZONI, C.G.; FACHINELLO, J.C.;

NÖRNBERG, S.D.; STEFANELLO JÚNIOR, G.J. Seletividade de agrotóxicosindicados na produção integrada de pêssego a Trichogramma pretiosum Riley, 1879(Hymenoptera: Trichogrammatidae). Revista Brasileira de Fruticultura, v.27, n.2,p.222-225, 2005.

GIOLO, F.P.; GRÜTZMACHER, A.D.; MANZONI, C.G.; HARTER, W.R.; MULLER,C.; CASTILHOS, R.V. Toxicidade de pesticidas utilizados na cultura do pessegueiropara estágios imaturos de Trichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera:Trichogrammatidae). Bioassay, v.1, n.4, p.1-7, 2006.

GIOLO, F.P.; GRÜTZMACHER, A.D.; MANZONI, C.G.; FACHINELLO, J.C.;GRÜTZMACHER, D.D.; NÖRNBERG, S.D. Persistência de agrotóxicos indicados naprodução integrada de pêssego a Trichogramma pretiosum Riley, 1879(Hymenoptera: Trichogrammatidae), Revista Brasileira de Fruticultura, v.30, n.1,p.122-126, 2008.

GONÇALVES, E.P.; CRUZ, I.; FIGUEIREDO, M.L.C.; CIOCIOLA JR., A.I. Efeito doproduto ”spinosad” sobre lagartas de Spodoptera frugiperda Smith e sobre seusinimigos naturais, o predador Doru luteipes Scudder e o parasitóide Campoletis flavicincta Ashmead. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE ENTOMOLOGIA, 16.,1997, Salvador, BA. Resumos..., Salvador: EMBRAPA-CNPMF, 1997, p.177.

GOULART, R.M. Seletividade de agrotóxicos a duas espécies de Trichogramma (Hymenoptera: Trichogrammatidae) em diferentes hospedeiros. 2007. 87f.Dissertação (Mestrado em Agronomia-Entomologia Agrícola)-Faculdade de CiênciasAgrárias e Veterinárias, Universidade Estadual Paulista “Julio de Mesquita Filho”,Jaboticabal.

GRAHAM-BRYCE, I.J. Chemical methods. In: BURN, A.J.; COACKER, T.H.;JEPSON, C. (Ed.) Integrated pest management. London, Academic Press, 1987,p.113-159.

GRAVENA, S. Controle biológico no manejo integrado de pragas. PesquisaAgropecuária Brasileira, v.27, n. 4, p.281-299, 1992.



115

GRAVENA, S.; LARA, F.M. Controle integrado de pragas e receituário agronômico.In: GRAZIANO NETO, F. (Coord). Uso de agrotóxico e receituário agronômico.São Paulo: Agroedições, 1982. p.123-160.

GRÜTZMACHER, A.D.; ZIMMERMANN, O.; YOUSEF, A.; HASSAN, S.A. The side-effects of pesticides used in integrated production of peaches in Brazil on the eggparasitoid Trichogramma cacoeciae Marchal (Hym., Trichogrammatidae). Journal ofApplied Entomology, v.128, n.6, p.377-383, 2004.

HASSAN, S.A. Procedure for testing side effects of pesticides on beneficialarthropos as being considered by the International Working Group “Pesticides andBeneficial Arthropods”. Mitteilungen der Deutschen Gesellschaft für allgemeineund angewandte Entomologie, v.4, p.86-88, 1983.

HASSAN, S.A. Testing methodology and the concept of the IOBC/WPRS Working

Group. In: JEPSON, P.C. (Ed.). Pesticides and non-target invertebrates.Wimborne, Dorset: Intercept. 1989. p.1-18.

HASSAN, S.A. The effects of pesticides on beneficial organisms: activities of theIOBC International Working Group. In: SIMPÓSIO DE CONTROLE BIOLÓGICO, 4.Gramado, 1994. Anais... Pelotas: EMBRAPA, CPACT, 1994a. p.114-118.

HASSAN, S.A. Comparison of three different laboratory methods and one semi-fieldtest method to assess the side effects of pesticides on Trichogramma cacoeciae .IOBC/WPRS Bulletin, v.17, n.10, p.133-141, 1994b.

HASSAN, S.A. Production of the angoumois grain moth Sitotroga cerealella (Oliv.) asan alternative egg parasites. In: GERDING, P.M. Taller International Producción yutilización de Trichogramma para el controle biológico de plagas. Chillán:INIA/Quilamapu, 1994c. p.20-26.

HASSAN, S.A. Seleção de espécies de Trichogramma para o uso em programas decontrole biológico. In: PARRA, J.R.P.; ZUCCHI, R.A. Trichogramma e o controlebiológico aplicado. Piracicaba: FEALQ, 1997.p.183-206.

HASSAN, S.A. The suitability of Trichogramma cacoeciae as an indicator species for

testing the side effect of pesticides on beneficial arthropods, compared to otherparasitoids. IOBC/WPRS Bulletin, v.21, n.6, p.89-92, 1998.

HASSAN, S. A.; ABDELGADER, H. A sequential testing program to assess theeffects of pesticides on Trichogramma cacoeciae Marchal (Hym.,Trichogrammatidae). IOBC/WRPS Bulletin, v.24, n.4, p.71-81, 2001.

HASSAN, S.A.; BIGLER, F.; BOGENSCHÜTZ, H.; BROWN, J.U.; FIRTH, S.I.;HUANG, P.; LEDIEU, M.S.; NATON, E.; OOMEN, P.A.; OVERMEER, W.P.J.;RIECKMANN, W.; SAMSOE-PETERSEN, L.; VIGGIANI, G.; VAN ZON, A.Q. Resultsfo the second joint pesticide testing programme by the IOBC/WPRS – Working Group

“Pesticides and Beneficial Arthropods”. Zeitschrift für Angewandte Entomologie,v.95, p.151-158, 1983.



116

HASSAN, S.A.; ALBERT, R.; BIGLER, F.; BLAISINGER, P.; BOGENSCHÜTZ, H.;BOLLER, E.; BRUN, J.; CHIVERTON, P.; EDWARDS, P.J.; ENGLERT, W.D.;HUANG, P.; INGLESFIELD, C.; NATON, E.; OOMEN, P.A.; OVERMEER, W.P.J.;RIECKMANN, W.; SAMSOE-PETERSEN, L.; STÄUBLI, A.; TUSET, J.J.; VIGGIANI,

G.; VANWETSWINKEL, G. Results of the third joint pesticide testing programme bythe IOBC/WPRS - Working Group “Pesticides and Beneficial Organisms”. Zeitschriftfür Angewandte Entomologie, v.103, p.92-107, 1987.

HASSAN, S.A.; BIGLER, F.; BOGENSCHÜTZ, H.; BOLLER, E.; BRUN, J.;CHIVERTON, P.; EDWARDS, P.J.; MANSOUR, F.; NATON, E.; OOMEN, P.A.;OVERMEER, W.P.J.; POLGAR, L.; RIECKMANN, W.; SAMSOE-PETERSEN, L.;STÄUBLI, A.; STERK, G.; TAVARES, K.; TUSET, J.J.; VIGGIANI, G.; VIVAS, A.G.Results of the fourth joint pesticide testing programme carried out by theIOBC/WPRS - Working Group “Pesticides and Beneficial Organisms”. Zeitschrift fürAngewandte Entomologie, v.105, p.321-329, 1988.

HASSAN, S.A.; BIGLER, F.; BOGENSCHÜTZ, H.; BOLLER, E.; BRUN, J.; CALIS,J.N.M.; CHIVERTON, P.; COREMANS-PELSENEER, J.; DUSO, C.; LEWIS, G.B.;MANSOUR, F.; MORETH, L.; OOMEN, P.A.; OVERMEER, W.P.J.; POLGAR, L.;RIECKMANN, W.; SAMSOE-PETERSEN, L.; STÄUBLI, A.; STERK, G.; TAVARES,K.; TUSET, J.J.; VIGGIANI, G. Results of the fifth joint pesticide testing programmecarried out by the IOBC/WPRS - Working Group “Pesticides and BeneficialOrganisms”. Entomophaga, v.36, n.1, p.55-67, 1991.

HASSAN, S.A.; BIGLER, F.; BOGENSCHÜTZ, H.; BOLLER, E.; BRUN, J.; CALIS,J.N.M.; COREMANS-PELSENEER, J.; DUSO, C.; GROVE, A.; HEIMBACH, U.J.;HELYER, N.; HOKKANEN, H.; LEWIS, G.B.; MANSOUR, F.; MORETH, L.;POLGAR, L.; SAMSOE-PETERSEN, L.; SAUPHANOR, B.; STÄUBLI, A.; STERK,G.; VAINIO, A.; VAN DE VEIRE, M.; VIGGIANI, G.; VOGT, H. Results of the sixth joint pesticide testing programme carried out by the IOBC/WPRS - Working Group“Pesticides and Beneficial Organisms”. Entomophaga, v.39, n.1, p.107-119, 1994.

HASSAN, S.A.; HALSALL, N.; GRAY, A.P.; KUEHNER, C.; MOLL, M.; BAKKER,F.M.; ROEMBKE, J.; YOUSEF, A.; NASR, F.; ABDELGADER, H. A. A laboratorymethod to evaluate the side effects of plant protection products on Trichogramma cacoeciae Marchal (Hym., Trichogrammatidae). In: CANDOLFI, M.P.; BLÜMEL, S.;

FORSTER, R.; BAKKER, F.M.; GRIMM, C.; HASSAN, S.A.; HEIMBACH, U.; MEAD-BRIGGS, M.A.; REBER, B.; SCHMUCK, R.; VOGT, H. (eds.): Guidelines toevaluate side-effects of plant protection products to non-target arthropods.Reinheim: IOBC/WPRS. 2000. p.107-119.

HOHMANN, C.L. Efeito de diferentes inseticidas sobre a emergência deTrichogramma pretiosum (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Anais da SociedadeEntomológica do Brasil, v.20, n.1, p.59-65, 1991.

IBGE. Levantamento sistemático da produção agrícola. Disponível em:<http://www.ibge.gov.br/home/estatistica/indicadores/agropecuaria/lspa/defaulttab.sh

tm>. Acesso em: 15 de jul. 2010.



117

JESUS, F.G. de; PORTILHO, T.G.; MARUYAMA, L.C.T.; FIGUEIREDO FILHO, H.G.Estudo da ação de produtos químicos, biológicos e plantas inseticidas na redução depopulação de Doru luteipes (Dermaptera: Forficulidae) na cultura do milho Zea mays L. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE ENTOMOLOGIA, 20., 2004, Gramado, RS.

Resumos..., Gramado: 2004. p.273.

KARAM, D.; MELHORANÇA, A.L. Plantas daninhas. In: CRUZ, J.C. Cultivo do milho.5ª ed. 2009. Online. Disponível em: <http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/ FontesHTML/Milho/CultivodoMilho_5ed/plantasdaninhas.htm>. Acesso em: 10 de jul.2010.

KOGAN, M. Integrated Pest Management: historical perspectives and contemporarydevelopments. Annual Review of Entomology, v.43, p.243-270. 1998.

MACEDA, A.; HOHMANN, C.L.; SANTOS, H.R. Temperature effects onTrichogramma pretiosum Riley and Trichogrammatoidea annulata De Santis.Brazilian Archives of Biology and Technology , v.46, n.1, p.27-32, 2003.

MAIA, J.B. Seletividade de inseticidas, utilizados na cultura do milho (Zea mays L.), para Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner, 1983 (Hymenoptera:Trichogrammatidae). 2009. 47f. Dissertação (Mestrado em Agronomia/Entomologia)-Departamento de Entomologia, Universidade Federal de Lavras, Lavras.

MANZONI, C. G. Seletividade de agroquímicos utilizados na produçãointegrada de maçã a Trichogramma pretiosum Riley, 1879 e Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner, 1983 (Hymenoptera: Trichogrammatidae) emcondições de laboratório. 2006. 127f. Tese (Doutorado em Fitossanidade)-Faculdade de Agronomia “Eliseu Maciel”, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.

MANZONI, C.G.; GRÜTZMACHER, A.D.; GIOLO, F.P.; HARTER, W.R.;CASTILHOS, R.V.; PASCHOAL, M.D.F. Seletividade de agroquímicos utilizados naprodução integrada de maçã aos parasitóides Trichogramma pretiosum Riley eTrichogramma atopovirilia Oatman & Platner (Hymenoptera: Trichogrammatidae).Bioassay, v.2, n.1, p.1-11, 2007.

MAPA. Projeções do Agronegócio: Brasil 2008/09 a 2018/19. Brasília: Mapa,

2009. 64p.MARTINAZZO, R.; PIETROWSKI, V.; CORDEIRO, E.S.; ECKSTEIN; B.; GRISA, S.Liberação de Trichogramma pretiosum para o controle biológico de Spodoptera frugiperda na cultura do milho. Revista Brasileira de Agroecologia, v.2, n.2,p.1657-1660, 2007.

MATOS, M.M. Seletividade a Trichogramma atopovirilia Oatman & Platner, 1983de agroquímicos utilizados na citricultura paulista para o controle do bicho-furão-dos-citros, Gymnandrosoma aurantianum Lima, 1927. 2007. 54f.Dissertação (Mestrado em Entomologia)-Escola Superior de Agricultura “Luiz de

Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba.



118

MOLINA-OCHOA, J.; CARPENTER, J.E.; HEINRICHS, E.A.; FOSTER, J.E.Parasitoids and parasites of Spodoptera frugiperda (Lepidoptera: Noctuidae) in theAmericas and Caribbean basin: an inventory. Florida Entomologist, v.86, n.3,p.254-289, 2003.

MORANDI FILHO, W.J. Avaliação de inseticidas para o controle de Argyrotaenia sphaleropa (Meyrick, 1909) (Lepidoptera: Tortricidae) na cultura da videira eefeitos secundários sobre Trichogramma pretiosum (Riley, 1879)(Hymenoptera: Trichogrammatidae). 2005. 51f. Dissertação (Mestrado emFitossanidade)-Faculdade de Agronomia “Eliseu Maciel”, Universidade Federal dePelotas, Pelotas.

MOURA, A.P.; CARVALHO, G.A.; RIGITANO, R.L.O. Toxicidade de inseticidasutilizados na cultura do tomateiro a Trichogramma pretiosum . PesquisaAgropecuária Brasileira, v.40, n.3, p.203-210, 2005.

NAKANO, O.; SILVEIRA NETO, S.; ZUCCHI, R.A. Entomologia econômica. SãoPaulo: Livroceres, 1981. 314p.

NASREEN, A. Selectivity between chemical and biological agents in controllingHelicoverpa armigera (Hubner) in cotton. 2003. 153f. Tese (Doctor of Philosophyin Agricultural Entomology)-Faculty of Agriculture, University of Agriculture,Faisalabad.

NAVA, D.E.; NACHTIGAL, G.F. Controle biológico no Sul do Brasil. In: G.BIO:Revista de Controle Biológico. Piracicaba: Facile, 2010. p.15-18.

NAVA, D.E.; AFONSO, A.P.S.; MELO, M.; COUTO, M.; SILVA, S.D.A. Controlebiológico aplicado e natural da lagarta-do-cartucho do milho. Disponível em:<http://www.cpact.embrapa.br/publicacoes/download/folder/controle_biologico_lagarta.pdf>. Acesso em: 05 ago. 2010.

NÖRNBERG, S. Seletividade de agrotóxicos utilizados na produção integradade maçã sobre Trichogramma pretiosum Riley, 1879 (Hymenoptera:Trichogrammatidae). 2008. 76f. Dissertação (Mestrado em Fitossanidade)-Faculdade de Agronomia “Eliseu Maciel”, Universidade Federal de Pelotas, Pelotas.

ORR, D.B.; BOETHEL, D.J.; LAYTON, M.B. Effect of insecticide applications insoybeans on Trissolcus basalis (Hymenoptera: Scelionidae). Journal of EconomicEntomology, v.82, n.4, p.1078-1084, 1989.

PARRA, J.R.P. Técnicas de criação de Anagasta kuehniella , hospedeiro alternativopara produção de Trichogramma . In: PARRA, J.R.P.; ZUCCHI, R.A. (Ed.).Trichogramma e o controle biológico aplicado. Piracicaba: FEALQ, 1997. p.121-150.

PARRA, J.R.P.; ZUCCHI, R.A. Trichogramma e o controle biológico aplicado.

Piracicaba: FEALQ, 1997. 324p.



119

PARRA, J.R.P.; ZUCCHI, R.A. Trichogramma in Brazil: feasibility of user after twentyyears of research. Neotropical Entomology, v.33, n.3, p.271-281, 2004.

PARRA, J.R.P.; BOTELHO, P.S.M.; CORRÊA-FERREIRA, B.S.; BENTO, J.M.S.

Controle biológico: terminologia. In: ______ Controle biológico no Brasil: parasitóides e predadores. São Paulo: Manole. 2002. P.1-16.

PRATISSOLI, D.; THULER, R.T.; PEREIRA, F.F.; REIS, E.F. dos; FERREIRA, A.T.Ação transovariana de lufenuron (50 G/L) sobre adultos de Spodoptera frugiperda (J.E. Smith) (Lepidoptera: Noctuidae) e seu efeito sobre o parasitóide de ovosTrichogramma pretiosum Riley (Hymenoptera: Trichogrammatidae). Ciência eAgrotecnologia, v.28, n.1, p.9-14, 2004.

QUERINO, R.B.; ZUCCHI, R.A. Caracterização morfológica de dez espécies deTrichogramma (Hymenoptera: Trichogrammatidae) registradas na América do Sul.

Neotropical Entomology, v.32, n.4, p.597-613, 2003.

REIS, P.R.; CHIAVEGATO, L.C.; MORAES, G.J.; ALVES, E.B.; SOUSA, E.O.Seletividade de agroquímicos a Iphiseiodes zuluagai Denmark & Muma (Acari:Phytoseiidae). Anais da Sociedade Entomológica do Brasil, v.27, n.2, p.265-274,1998.

RIPPER, W.E.; GREENSLADE, R.M.; HARTLEY, G.S. Selective insecticides andbiological control. Journal of Economic Entomology, v.44, n.4, p.448-458, 1951.

SÁ, L.A.N.; PARRA, J.R.P. Efeito do número e intervalo entre liberações deTrichogramma pretiosum Riley no parasitismo e controle de Helicoverpa zea (Boddie), em milho. Scientia Agricola, v.50, n.3, p.355-359, 1993.

SAS LEARNING EDITION. Getting Started with the SAS Learning Edition. Cary,North Carolina: SAS Institute Inc., 2002. 2 Cd-rom. Statistical Analysis System.

SMITH, S.M. Biological control with Trichogramma : advances, successes, andpotential of their use. Annual Review of Entomology, v.41, p.375-406, 1996.

SOUZA, A.C.; SILVA, A.S.; CRUZ, I.; FIGUEIREDO, M.L.C.; CARVALHO, E.R.

Seletividade do inseticida Danimen (Fenpropathrin, 300 g/L) para Campoletis flavicincta e Doru luteipes , inimigos naturais de Spodoptera frugiperda . In:CONGRESSO BRASILEIRO DE ENTOMOLOGIA, 17., 1998, Rio de Janeiro.Resumos..., Rio de Janeiro: 1998, p.83, livro 1.

STEFANELLO JÚNIOR, G.J. Seletividade de agrotóxicos registrados para acultura do milho a adultos de Trichogramma pretiosum Riley, 1879(Hymenoptera: Trichogrammatidae) em laboratório. 75f. 2007. Dissertação(Mestrado em Fitossanidade)-Faculdade de Agronomia “Eliseu Maciel”, UniversidadeFederal de Pelotas, Pelotas.



120

STEFANELLO JÚNIOR, G.J.; GRÜTZMACHER, A.D.; GRÜTZMACHER, D.D.; LIMA,C.A.B.; DALMOZO, D.O.; PASCHOAL, M.D.F. Seletividade de herbicidas registradospara a cultura do milho a adultos de Trichogramma pretiosum (Hymenoptera:Trichogrammatidae). Planta Daninha, v.26, n.2, p.343-351, 2008.

STEIN, C.P.; PARRA, J.R.P. Uso da radiação ultravioleta para inviabilizar ovos deAnagasta kuehniella (Zeller, 1879) visando estudos com Trichogramma spp. Anaisda Sociedade Entomológica do Brasil, v.16, n.1, p.229-233, 1987.

STERK, G.; HASSAN, S.A.; BAILLOD, M.; BAKKER, F.; BIGLER, F.; BLÜMEL, S.;BOGENSCHÜTZ, H.; BOLLER, E.; BROMAND, B.; BRUN, J.; CALIS, J.N.M.;COREMANS-PELSENEER, J.; DUSO, C.; GARRIDO, A.; GROVE, A.; HEIMBACH,U.; HOKKANEN, H.; JACAS, J.; LEWIS, G.; MORETH, L.; POLGAR, L.;ROVERSTI, L.; SAMSOE-PETERSEN, L.; SAUPHANOR, B.; SCHAUB, L.;STÄUBLI, A.; TUSET, J.J.; VAINIO, A.; VAN DE VEIRE, M.; VIGGIANI, G.;

VIÑUELA, E.; VOGT, H. Results of the seventh joint pesticide testing programmecarried out by the IOBC/WPRS-Working Group “Pesticides and BeneficialOrganisms”. BioControl, v.44, n.1, p.99-117, 1999.

SUH, C.P.C.; ORR, D.B.; VAN DUYN, J.W. Effect of insecticides on Trichogramma exiguum (Trichogrammatidae: Hymenoptera) preimaginal development and adultsurvival. Biological and Microbial Control, v.93, n.3, p.577-583, 2000.

TAKADA, Y.; KAWAMURA, S.; TANAKA, T. Effects of various insecticides on thedevelopment of the egg parasitoid Trichogramma dendrolimi (Hymenoptera:Trichogrammatidae). Journal of Economic Entomology, v.94, n.6, p.1340-1343,2001.

TORRES, J.B.; PRATISSOLI, D.; SALES, F.F. Susceptibilidade de Trichogramma pretiosum aos fungicidas utilizados em tomateiro no Espírito Santo. HorticulturaBrasileira, v.14, n.1, p.39-42, 1996.

VILLARI, A.C. Conselho de Informações sobre Biotecnologia: milho, aaplicação da biotecnología na cultura. Boletim Informativo. 2008. 4p. Disponívelem: <http://www.cib.org.br/pdf/folder_milho_jan08.pdf> Acessado em 24 jul. 2010.

VIÑUELA, E. Efectos secundarios de los plaguicidas en los enemigos naturales -Importancia para la producción integrada de fruta. In: SEMINÁRIO BRASILEIRO DEPRODUÇÃO INTEGRADA DE FRUTAS, 4; Bento Gonçalves, 2002. Anais...BentoGonçalves: Embrapa Uva e Vinho, 2002. p.17-40.

WELLING, W.; PATERSON, G.D. Toxicodynamic of insecticides. In: KERKUT, G.A.;GILBERT, L.I. (Eds.). Comprehensive insect physiology biochemistry andpharmacology. 1.ed., Oxford: Pergamon Press, 1985. p.603-645.

YOUSSEF, A.I.; NASR, F.N.; STEFANOS, S.S.; ELKHAIR, S.S.A.; SHEHATA, W.A.;AGAMY, E.; HERZ, A.; HASSAN, S.A. The side-effects of plant protection products

used in olive cultivation on the hymenopterous egg parasitoid Trichogramma cacoeciae Marchal. Journal of Applied Entomology, v.128, n.9/10, p.593-599,2004.



121

ZOTTI, M.J.; GRÜTZMACHER, A.D.; GRÜTZMACHER, D.D.; CASTILHOS, R.V.;MARTINS, J.F.S. Seletividade de inseticidas usados na cultura do milho para ovos eninfas do predador Doru lineare (Eschsholtz, 1822) (Dermaptera: Forficulidae).

Arquivos do Instituto Biológico, v.77, n.1, p.111-118, 2010a.

ZOTTI, M.J.; GRÜTZMACHER, A.D.; GRÜTZMACHER, D.D.; DALMAZZO, G.O.;MARTINS, J.F.S. Seletividade de inseticidas usados na cultura do milho para adultosde Doru lineare (Eschsholtz, 1822) (Dermaptera: Forficulidae). Arquivos doInstituto Biológico, v.77, n.2, p.291-299, 2010b.

getulio jorge stefanello júnior - tese

Documents