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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS

FACULDADE DE ENGENHARIA DE ALIMENTOS

ANA GABRIELA DA SILVA CARVALHO

ESTUDO DA INCLUSÃO DE ANTOCIANINAS DE

EXTRATO DA POLPA DE JUÇARA (EUTERPE EDULIS

MARTIUS) EM PARTÍCULAS PRODUZIDAS POR SPRAY

DRYING E GELIFICAÇÃO IÔNICA

CAMPINAS

2017

ANA GABRIELA DA SILVA CARVALHO

ESTUDO DA INCLUSÃO DE ANTOCIANINAS DE

EXTRATO DA POLPA DE JUÇARA (EUTERPE EDULIS

MARTIUS) EM PARTÍCULAS PRODUZIDAS POR SPRAY

DRYING E GELIFICAÇÃO IÔNICA

Tese de doutorado apresentada à Faculdade de Engenharia

de Alimentos da Universidade Estadual de Campinas

como parte dos requisitos para a obtenção do título de

Doutora em Engenharia de Alimentos.

Orientadora: Professora Doutora Miriam Dupas Hubinger

ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO FINAL DA TESE DEFENDIDA PELA ALUNA ANA GABRIELA DA SILVA CARVALHO E ORIENTADA PELA PROFA. DRA. MIRIAM DUPAS HUBINGER.

CAMPINAS

2017

Agência(s) de fomento e nº(s) de processo(s): CNPq, 140280/2013-8

Ficha catalográfica

Universidade Estadual de Campinas

Biblioteca da Faculdade de Engenharia de Alimentos

Claudia Aparecida Romano - CRB 8/5816

Carvalho, Ana Gabriela da Silva, 1987-

C253e Estudo da inclusão de antocianinas de extrato da polpa de juçara (Euterpe

edulis Martius) em partículas produzidas por spray drying e gelificação iônica /

Ana Gabriela da Silva Carvalho. – Campinas, SP : [s.n.], 2017.

Orientador: Miriam Dupas Hubinger.

Tese (doutorado) – Universidade Estadual de Campinas, Faculdade de

Engenharia de Alimentos.

1. Interações eletrostáticas. 2. Antocianinas. 3. Maltodextrina. 4.

Microencapsulação. 5. Alginato de sódio. I. Hubinger, Miriam Dupas. II.

Universidade Estadual de Campinas. Faculdade de Engenharia de Alimentos.

III. Título.

Informações para Biblioteca Digital

Título em outro idioma: Study of the inclusion of anthocyanins from jussara pulp extract

(Euterpe edulis Martius) in particles prepared by spray drying and ionic gelation

Palavras-chave em inglês:

Electrostatic interactions

Anthocyanins

Maltodextrin

Microencapsulation

Sodium alginate

Área de concentração: Engenharia de Alimentos

Titulação: Doutora em Engenharia de Alimentos

Banca examinadora:

Miriam Dupas Hubinger [Orientador]

Carmem Sílvia Fávaro Trindade

Izabela Dutra Alvim

Renata Valeriano Tonon

Sílvia Pimentel Marconi Germer

Data de defesa: 12-05-2017

Programa de Pós-Graduação: Engenharia de Alimentos

BANCA EXAMINADORA

Professora Dra. Miriam Dupas Hubinger

Orientadora

Professora Dra. Carmen Sílvia Fávaro Trindade

Membro Titular – USP/FZEA

Dra. Izabela Dutra Alvim

Membro titular - ITAL/CEREAL CHOCOTEC

Dra. Renata Valeriano Tonon

Membro titular - EMBRAPA/AGROINDÚSTRIA DE ALIMENTOS

Dra. Sílvia Pimentel Marconi Germer

Membro titular- ITAL/FRUTHOTEC

Professora Dra. Fabiana Perrechil Bonsanto

Membro suplente – UNIFESP

Dra. Renata Mukai Corrêa

Membro suplente – Pesquisadora

Professora Dra. Vânia Regina Nicoletti Telis

Membro suplente – UNESP/IBILCE

Ata da defesa com as respectivas assinaturas dos membros encontra-se no processo de vida

acadêmica do aluno.

DEDICATÓRIA

“Sonhe com aquilo que você quer ser,

porque você possui apenas uma vida

e nela só se tem uma chance

de fazer aquilo que quer.

Tenha felicidade bastante para fazê-la doce.

Dificuldades para fazê-la forte.

Tristeza para fazê-la humana.

E esperança suficiente para fazê-la feliz.”

O Sonho - Clarice Lispector -

“Com todo carinho e amor eu dedico

esta tese aos meus pais, Luiz e Lúcia,

e às minhas irmãs, Liliany e Lidiany.”

AGRADECIMENTOS

Agradeço a Deus por se fazer presente em todos os momentos, guiando e iluminando os meus

passos e tornando tudo isso possível. Muitas vezes algumas situações pareciam

incompreensíveis, mas sempre mantive a minha fé, acreditando no propósito de Deus em

minha vida.

Agradeço aos meus pais, Luiz e Lúcia, por toda dedicação, incentivo e compreensão das

minhas escolhas, por todo amor incondicional, transmissão de valores e princípios, apoio às

minhas decisões com sábios conselhos e exemplos de vida. Aos meus pais a minha imensa

gratidão e amor!

Agradeço às minhas irmãs, Lila e Lidinha, por todas as histórias vividas juntas, por todas as

crises de risos, por todo laço fraternal de amizade, de companheirismo e de amor, sempre

presentes na minha vida me amparando e me aconselhando em todas as situações.

Agradeço à minha orientadora, professora Dra. Miriam Dupas Hubinger, pela orientação,

preocupação, acolhida e conselhos para a conclusão deste projeto de doutorado.

Agradeço aos meus amigos do Laboratório de Engenharia de Processos: Vanessa, Vivian,

Larissa, Renata, Mariana, Nirse, Eliana, Carla, Gabriela Vollet, Fernando, Matheus, Klycia,

Juliana, Fernanda, Giovana e Zil por todos os bons momentos compartilhados com alegria e

brincadeiras na convivência diária, por toda contribuição para o meu crescimento profissional

e pessoal, disponibilidade, trocas de experiências e ajuda no meu trabalho.

Agradeço aos meus amigos Eric Keven, Andresa, Ana Letícia e Gabriela Ribeiro, por todos os

momentos e conflitos compartilhados, boas risadas e ―sessões de terapia‖, por todo carinho,

incentivos e conselhos, por toda contribuição para o meu fortalecimento pessoal e espiritual e

amizade verdadeira.

Agradeço ao CNPq pela bolsa de doutorado e à FAPESP e CAPES pelo auxílio financeiro à

pesquisa.

Agradeço à Universidade Estadual de Campinas, à Faculdade de Engenharia de Alimentos, ao

Departamento de Engenharia e Alimentos, aos professores, funcionários, técnicos de

laboratórios e alunos, ao CPQBA, pelo espaço aberto, estrutura e auxílio, tornando possível a

execução desta tese.

Agradeço à professora Dra. Carmen Sílvia Fávaro Trindade, professora Dra. Fabiana

Perrechil Bonsanto, Dra. Izabela Dutra Alvim, Dra. Sílvia Pimentel Marconi Germer, Dra.

Renata Mukai Corrêa, Dra. Renata Valeriano Tonon e à professora Dra. Vânia Regina

Nicoletti Telis pelas contribuições para melhoria do meu trabalho, por meio de sugestões,

correções e por aceitarem compor a minha banca.

Após quatro anos de doutorado, muitas histórias e experiências foram vividas ao longo desse

tempo, momentos que serão para sempre recordados! Muito obrigada a todos que se fizeram

presentes na minha vida pessoal e profissional durante essa caminhada. É imensa a gratidão a

todos que contribuíram de alguma forma para a finalização deste ciclo, com certeza citar o

nome de cada pessoa ocuparia muitas páginas, pois eu reconheço que nenhuma conquista é

adquirida sozinha, mas sim, através da contribuição de todos!

Muito Obrigada!

Resumo

RESUMO

A palmeira juçara (Euterpe edulis Martius) é uma espécie nativa da Mata

Atlântica Brasileira e utilizada para extração de palmito. Além do palmito, pode-se também

obter o fruto da juçara, semelhante ao açaí. Esse fruto apresenta coloração roxa quando

maduro e alto conteúdo de antocianinas e polifenóis. Nesse contexto, para melhor aproveitar

as propriedades funcionais e aumentar a estabilidade e biodisponibilidade desses compostos,

objetivou-se com este trabalho obter extratos a partir da polpa do fruto da palmeira juçara e

produzir partículas por dois métodos com princípios diferentes de encapsulação, spray drying

e gelificação iônica. A obtenção dos extratos foi feita através de extrações hidroalcoólicas em

leito de agitação, seguido do processo de concentração em evaporador rotativo a vácuo para

remoção do etanol e aumento do conteúdo de sólidos totais. Os extratos concentrados foram

submetidos à secagem por spray drying com uma temperatura de ar de entrada de 160 °C,

utilizando maltodextrina com diferentes valores de dextrose equivalente (10, 20 e 30 DE) e

goma Arábica como agentes carreadores. Os pós foram caracterizados em relação ao conteúdo

de umidade, atividade de água, higroscopicidade, temperatura de transição vítrea, distribuição

de tamanho e diâmetro médio de partículas, cor, retenção de antocianinas e compostos

fenólicos, identificação e quantificação das antocianinas individuais, capacidade antioxidante,

microestrutura através da microscopia eletrônica de varredura e confocal de varredura a laser.

O processo de secagem por spray drying permitiu a estabilização dos compostos presentes no

extrato de juçara na forma de micropartículas, apresentando alta retenção de antocianinas

(superior a 88%) e compostos fenólicos com destaque para a capacidade antioxidante. O

processo de gelificação iônica foi realizado através do gotejamento do alginato de sódio em

solução de cloreto de cálcio e a inclusão do extrato de juçara ocorreu por absorção, através da

estrutura porosa das partículas de gel. As amostras foram submetidas ao processo de

recobrimento com quitosana, concentrado proteico de soro de leite e gelatina e foram

analisadas em relação ao conteúdo de umidade, diâmetro médio e distribuição de tamanho,

compressão uniaxial, conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante, estabilidade,

liberação em condições gástrica e intestinal simuladas e microestrutura através da microscopia

ótica, confocal de varredura a laser e eletrônica de varredura. O processo de gelificação

iônica permitiu a formação de partículas em gel carreadoras de antocianinas, possibilitando

desta forma, a liberação dos compostos bioativos em meios de pH específicos, como meio

intestinal. A inclusão de antocianinas extraídas da polpa de juçara em partículas produzidas

Resumo

por spray drying e gelificação iônica permitiu manter a estabilidade das antocianinas em

diferentes matrizes poliméricas, na forma de pó ou em gel.

Palavras-chave: interações eletrostáticas; antocianinas; maltodextrina; microencapsulação,

alginato de sódio.

Abstract

ABSTRACT

Jussara palm (Euterpe edulis Martius) is a native species of the Brazilian Atlantic

Forest that produces an edible palm heart. Apart from its palm heart, it also yields the jussara

fruit, similar to the açaí fruit. Jussara fruit, when ripe, presents a purple pulp and a high

content of anthocyanins and polyphenols. In order to take advantage of the functional

properties and to increase the stability of these compounds, this study aimed to obtain extracts

from jussara pulp and to produce particles by two different encapsulation methods, spray

drying and ionic gelation. The jussara extracts were produced by hydroalcoholic extractions in

an agitated bed and, later, in order to remove ethanol and to increase total solids content, they

were concentrated in a rotary vacuum evaporator. The concentrated extracts were dried by

spray drying process with an inlet air temperature of 160 °C, using maltodextrin with different

dextrose equivalent values (10, 20 and 30 DE) and gum Arabic as carrier agents.

Microparticles were characterized in relation to moisture content, water activity,

hygroscopicity, glass transition temperature, particle size distribution, color, retention of

anthocyanins and phenolic compounds, identification and quantification of individual

anthocyanins, antioxidant capacity, microstructure by scanning electron microscope and

confocal laser scanning microscope. The bioactive compounds from jussara extract were

stabilized by spray drying process, in the form of microparticles, and showed high

anthocyanins (above 88%) and phenolic retention values and high antioxidant capacity. The

ionic gelation process consisted in dripping the sodium alginate in a calcium chloride

solution with the inclusion of the jussara extract occurring by absorption through the porous

structure of the alginate hydrogel beads. The beads were subjected to a coating process using

chitosan, whey protein concentrate and gelatin and were analyzed in relation to moisture

content, particle size distribution, uniaxial compression, anthocyanin content and antioxidant

capacity, stability, release in simulated gastric and intestinal conditions and microstructure by

scanning electron microscope and confocal laser scanning microscope. Ionic gelation process

led to the formation of hydrogel beads containing anthocyanins from jussara extract, thus

enabling the release profile of the compounds at specific pH conditions, as intestinal fluid.

The inclusion of anthocyanins from jussara extract in particles produced by spray drying and

ionic gelation maintained the stability of bioactive compounds in different polymer matrices,

in the form of powder or hydrogel.

Abstract

Keywords: electrostatic interactions; anthocyanins; maltodextrin; microencapsulation; sodium

alginate.

Lista de Figuras

LISTA DE FIGURAS

Figura 3.1: Palmeira juçara (A) e o seu fruto (B). .................................................................... 27

Figura 3.2: Estrutura química da cianidina (antocianidina) e cianidina 3-glicosídeo

(antocianina). Fonte: Rein (2005). ............................................................................................ 31

Figura 3.3: Transformações estruturais das antocianinas em função do pH do meio. Onde: R’

corresponde a um grupo glicosil; R‖ geralmente é um H ou açúcar; R1 e R2 geralmente é um

H, OH ou OCH3. Fonte: adaptado de Levi et al., 2004. ........................................................... 32

Figura 3.4: Estrutura química do alginato de sódio. ................................................................. 39

Figura 3.5: Estrutura química do alginato com monômeros de ácidos gulurônicos (G) e

monômeros de ácidos manurônicos (M). Fonte: Donati e Paoletti (2009). .............................. 39

Figura 3.6: Interação dos íons de cálcio com os grupos -COO- do alginato (Fonte: BAJPAI;

SHARMA, 2004). ..................................................................................................................... 40

Figura 3.7: Estrutura química da pectina de baixo teor de metoxilação................................... 41

Figura 3.8: Estrutura química da quitosana (Fonte: MAJETI; KUMAR, 2000). ..................... 42

Figura 3.9: Estrutura química do complexo alginato de sódio e quitosana (Fonte:

OSTROWSKA-CZUBENKO; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA, 2009)............................... 42

Figura 4.1: Representação do processo de extração dos compostos bioativos da polpa de

juçara até a secagem em spray dryer. ....................................................................................... 55

Figura 4.2: Spray dryer (Labplant UK Ltd, modelo SD 06) utilizado nas secagens dos extratos

concentrados de juçara.............................................................................................................. 57

Figura 4.3: Aparato utilizado para o gotejamento da dispersão de alginato de sódio em solução

de cloreto de cálcio. .................................................................................................................. 64

Figura 5.1: A: Extrato de juçara bruto hidroalcoólico (pH 3,0) e B: Extrato de juçara

concentrado (pH 3,0). ............................................................................................................... 75

Figura 5.2: Cromatograma do extrato de juçara concentrado (A) cianidina 3-glicosídeo, (B)

cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ..................................................................................... 77

Figura 5.3: Avaliação da higroscopicidade das amostras produzidas com diferentes agentes

carreadores ao longo de sete dias de análises. .......................................................................... 81

Figura 5.4: Amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores, armazenadas em

solução de NaCl (75,3%) à 20°C, durante sete dias de armazenamento. ................................. 82

Figura 5.5: Pontos de inflexão dos termogramas obtidos para os pós de extrato de juçara

produzidos com vários agentes carreadores: (A) MD 10 DE; (B) MD 20 DE; (C) MD 30 DE;

Lista de Figuras

(D) GA; (E) MD 10 DE:GA (25%:75%); (F) MD 10 DE:GA (50%:50%) e (G) MD 10

DE:GA (75%:25%). ................................................................................................................. 86

Figura 5.6: Distribuição média das partículas produzidas com os diferentes agentes

carreadores. ............................................................................................................................... 90

Figura 5.7: Secagem do extrato de juçara puro. ....................................................................... 93

Figura 5.8: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE: (A) cianidina 3-

glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ............................................................ 95

Figura 5.9: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 20 DE: (A) cianidina 3-


Figura 5.10: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 30 DE: (A) cianidina

3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. ......................................................... 95

Figura 5.11: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra GA: (A) cianidina 3-


Figura 5.12: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10 DE:GA

(25%:75%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente. .............. 96



Figura 5.14: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10DE:GA


Figura 5.15: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com MD 10 DE (A e B),

MD 20 DE (C e D) e MD 30 DE (E e F) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes,

respectivamente. ..................................................................................................................... 100

Figura 5.16: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com GA (G e H);MD 10

DE:GA (25%:75%) (I e J); MD 10 DE:GA (50%:50%) (K e L) e MD 10 DE:GA (75%:25%)

(M e N) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes, respectivamente. .......................................... 101

Figura 5.17: Microestrutura interna das micropartículas produzidas com diferentes agentes

carreadores com aumento de 10.000 e 5.000 vezes, de acordo com necessidade para melhor

visualização da seção cortada da partícula. ............................................................................ 103

Figura 5.18: Micrografia confocal de varredura a laser das micropartículas produzidas com

diferentes agentes carreadores: MD 10 DE (A), MD 20 DE (B), MD 30 DE (C), GA (D), MD

10 DE: GA (25%:75%) (E); MD 10 DE: GA (50%:50%) (F) e MD 10 DE: GA (75%:25%)

(G) e extrato de juçara concentrado (H). ................................................................................ 105

Figura 5.19: Força do gel para partículas produzidas por pectina e alginato de sódio em

função da concentração de cloreto de cálcio. Letras diferentes: comparação entre partículas

Lista de Figuras

com a mesma concentração de agente gelificante (alginato ou pectina), porém em diferentes

concentrações de cloreto de cálcio, indicam diferença estatisticamente significativa entre as

partículas (p≤0,05). ................................................................................................................. 108

Figura 5.20: A: mistura de extrato concentrado de juçara (pH~3,0) com alginato de sódio

(2%) - formação de gel. B: gotejamento de A (gel) em solução de cloreto de cálcio (2%). .. 109

Figura 5.21: Cinética de absorção de extrato pelas partículas de alginato pré-fabricadas em

relação ao ganho de sólidos durante 180 min. ........................................................................ 110

Figura 5.22: Cinética de ganho de sólidos durante o banho com quitosana (1%). ................. 111

Figura 5.23: Curva de escoamento para as dispersões de alginato, quitosana, WPC, gelatina e

extrato de juçara concentrado. ................................................................................................ 114

Figura 5.24: Distribuição de tamanho das partículas de alginato puro, alginato contendo

extrato e as coberturas de quitosana, WPC e gelatina. ........................................................... 119

Figura 5.25: Força máxima do gel constituído por alginato (Letras diferentes indicam

diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05). ................................................................ 121

Figura 5.26: Imagens das amostras de gelificação iônica com antocianinas (imagens da direita

em escala de cinza e as da esquerda na cor das partículas). Amostras: A: alginato+extrato; B:

alginato+extrato+quitosana; C: alginato+extrato+WPC e D: alginato+extrato+gelatina.

Objetiva de 0,5x e barra de escala de 1 mm. .......................................................................... 123

Figura 5.27: Imagens de Confocal das amostras contendo extrato de juçara. A: partícula de

alginato puro; B: partícula de alginato+extrato; C: alginato+extrato+quitosana; D:

alginato+extrato+WPC; E: Alginato+extrato+gelatina. Objetiva de 10x e barra de escala de

200 µm. ................................................................................................................................... 125

Figura 5.28: Partícula alginato puro seca. Imagem A são partículas com aumento de 50x,

imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de 200x, D

e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são imagens

das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ......................................................... 128

Figura 5.29: Partícula de alginato+extrato seca. Imagem A são partículas com aumento de

50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de

200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são

imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................................... 129

Figura 5.30: Partícula de alginato+extrato+quitosana seca. Imagem A são partículas com

aumento de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com

aumento de 200x, D e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e

F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................... 130

Lista de Figuras

Figura 5.31: Partícula de alginato+extrato+WPC seca. Imagem A são partículas com aumento

de 50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de


imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................................... 131

Figura 5.32: Partículas de alginato+extrato+gelatina seca. Imagem A são partículas com



F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x. ........................... 132

Figura 5.33: Estabilidade das antocianinas ao longo do tempo de armazenamento das

partículas durante 4 semanas.. ................................................................................................ 136

Figura 5.34: Perda de antocianinas (%) pelas partículas armazenadas sob refrigeração à 5 °C

por 4 semanas. ........................................................................................................................ 137

Figura 5.35: Liberação de antocianinas em fluido gástrico simulado. ................................... 138

Figura 5.36: Imagens das amostras após 120 min de incubação em fluido gástrico simulado.

................................................................................................................................................ 140

Figura 5.37: Análise da capacidade antioxidante do fluido gástrico simulado. ..................... 143

Figura 5.38: Fluido gástrico e intestinal simulado contendo antocianinas liberadas das

partículas de alginato. A: alginato+extrato; B: Alginato+extrato+quitosana; C:

alginato+extrato+WPC; D: alginato+extrato+gelatina; após 120 min em fluido gástrico

(esquerda) e 120 min em fluido intestinal (direita), respectivamente. ................................... 145

Lista de Tabelas

LISTA DE TABELAS

Tabela 4.1: Formulações para o processo de secagem por spray drying dos extratos

concentrados de juçara.............................................................................................................. 56

Tabela 5.1: Composição da polpa de juçara em base úmida (b.u.) e base seca (b.s.). ............. 73

Tabela 5.2: Composição centesimal do extrato de juçara concentrado. ................................... 74

Tabela 5.3: Cor dos extratos hidroalcoólico e concentrado analisada por reflectância em escala

CIElab ( L *, a*, b*) e coordenadas cilíndricas C* e Hue. ...................................................... 75

Tabela 5.4:Caracterização do extrato de juçara antes a após o processo de concentração....... 76

Tabela 5.5: Análise do conteúdo de umidade e atividade de água das micropartículas

produzidas com diferentes agentes carreadores........................................................................ 78

Tabela 5.6: Higroscopicidade das amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores

no sétimo dia de análise. ........................................................................................................... 84

Tabela 5.7: Análise da temperatura de transição vítrea das amostras produzidas com os

diferentes agentes carreadores. ................................................................................................. 87

Tabela 5.8: Diâmetros médios das partículas contendo diferentes agentes carreadores através

do diâmetro D[4,3]. ..................................................................................................................... 89

Tabela 5.9: Análise de cor dos pós ........................................................................................... 91

Tabela 5.10: Caracterização das amostras em relação à retenção de antocianinas totais e

fenólicos totais em base seca. ................................................................................................... 93

Tabela 5.11: Quantificação individual das antocianinas cianidina 3-glicosídeo e cianidina 3-

rutinosídeo nos pós contendo extrato de juçara e diferentes agentes carreadores. ................... 97

Tabela 5.12: Capacidade antioxidante dos pós com os diferentes agentes carreadores. .......... 99

Tabela 5.13: Conteúdo de antocianinas perdido pelas partículas de alginato para a dispersão

de quitosana durante o processo de recobrimento. ................................................................. 112

Tabela 5.14: Densidade de carga superficial dos materiais utilizados na gelificação iônica. 113

Tabela 5.15: Valores dos parâmetros obtidos após o ajuste do modelo Lei da Potência para os

dados experimentais e a viscosidade aparente para as dispersões de alginato, quitosana, WPC

e gelatina e extrato de juçara concentrado. ............................................................................. 115

Tabela 5.16: Teor de sólidos das micropartículas produzidas com alginato e diferentes

coberturas................................................................................................................................ 117

Tabela 5.17: Conteúdo de nitrogênio e carbono da matéria-prima pura e partículas. ............ 118

Tabela 5.18: Diâmetro médio (D[4,3]) das partículas............................................................... 120

Tabela 5.19: Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante pelo método ORAC....... 134

Lista de Tabelas

Tabela 5.20: Conteúdo de antocianinas liberado das partículas no meio gástrico simulado.. 139

Tabela 5.21: Cor do fluido gástrico e intestinal simulado após 120 min. .............................. 144

Sumário

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................... 22

1.1. Organização da Tese de Doutorado ....................................................................... 24

2. OBJETIVO GERAL ................................................................................................... 25

2.1. Objetivos específicos.............................................................................................. 25

3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ................................................................................... 27

3.1. Juçara ...................................................................................................................... 27

3.1.1. Produção da polpa de juçara ........................................................................... 29

3.2. Antocianinas ........................................................................................................... 30

3.2.1. Capacidade antioxidante ................................................................................. 32

3.2.2. Métodos de extração de compostos bioativos ................................................. 33

3.3. Encapsulação de ingredientes alimentícios ............................................................ 34

3.3.1. Microencapsulação pelo método de ―spray drying‖ ....................................... 35

3.3.2. Microencapsulação pelo método de gelificação iônica externa ...................... 37

3.3.2.1. Complexação eletrostática com a superfície de partículas produzidas por gelificação

iônica ..................................................................................................................... 41

3.4. Encapsulação de antocianinas ................................................................................ 45

3.4.1.1. Encapsulação de antocianinas por ―Spray Drying‖ .............................................. 46

3.4.1.2. Encapsulação de antocianinas por Gelificação Iônica .......................................... 47

4. MATERIAL E MÉTODOS ........................................................................................ 49

4.1. Matéria-prima ......................................................................................................... 49

4.1.1. Caracterização da matéria-prima .................................................................... 49

4.2. Obtenção do extrato hidroalcoólico e concentrado de juçara ................................ 49

4.2.1. Caracterização do extrato de juçara ................................................................ 50

4.2.1.1. Composição centesimal ........................................................................................ 50

4.2.1.2. Análise de cor ....................................................................................................... 50

4.2.1.3. Determinação do conteúdo de antocianinas monoméricas totais ......................... 51

4.2.1.4. Determinação dos compostos fenólicos totais ...................................................... 51

4.2.1.5. Análise da capacidade antioxidante ...................................................................... 52

4.2.1.6. Identificação e quantificação das antocianinas individuais .................................. 54

4.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray drying . 55

Sumário

4.3.1. Estudo da influência de agentes carreadores na secagem de extrato de juçara

por ―spray drying‖ ......................................................................................................... 55

4.3.2. Preparo das dispersões e processo de secagem por ―spray drying‖ ................ 55

4.3.3. Caracterização dos pós produzidos por ―spray drying‖ .................................. 57

4.3.3.1. Conteúdo de umidade e atividade de água ............................................................ 57

4.3.3.2. Análise de higroscopicidade ................................................................................. 58

4.3.3.3. Temperatura de transição vítrea ............................................................................ 58

4.3.3.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula ...................................... 58

4.3.3.5. Análise de cor ....................................................................................................... 59

4.3.3.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais ........................................ 59


4.3.3.8. Capacidade antioxidante ....................................................................................... 60

4.3.3.9. Microscopia eletrônica de varredura ..................................................................... 60

4.3.3.10. Microscopia confocal de varredura a laser ........................................................... 60

4.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica .............. 62

4.4.1. Materiais ......................................................................................................... 62

4.4.2. Ensaios preliminares para a definição do agente gelificante .......................... 62

4.4.3. Ensaios preliminares para a definição das condições do processo de

microencapsulação por gelificação iônica utilizando compostos hidrofílicos como

agente ativo .................................................................................................................... 63

4.4.3.1. Mistura entre agente gelificante e extrato de juçara ............................................. 63

4.4.3.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por

gelificação iônica .................................................................................................. 64

4.4.3.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de juçara 65

4.4.4. Caracterização dos materiais .......................................................................... 66

4.4.4.1. Densidade de carga superficial ............................................................................. 66

4.4.4.2. Comportamento reológico .................................................................................... 66

4.4.5. Caracterização das partículas produzidas por gelificação iônica .................... 66

4.4.5.1. Conteúdo de sólidos .............................................................................................. 67

4.4.5.2. Teor de carbono e nitrogênio ................................................................................ 67

4.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de partículas ........................................................ 67

4.4.5.4. Compressão Uniaxial ............................................................................................ 68

4.4.5.5. Microscopia ótica .................................................................................................. 68

4.4.5.6. Microscopia confocal de varredura a laser ........................................................... 68

Sumário


4.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante ........................................... 69

4.4.5.9. Estabilidade das antocianinas durante a estocagem sob condições de refrigeração70

4.4.5.10. Estudo de liberação em condições gástrica e intestinal simuladas ....................... 70

4.4.5.11. Caracterização dos fluidos gástrico e intestinal .................................................... 71

4.5. Análise estatística ................................................................................................... 72

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................ 73

5.1. Caracterização da polpa de juçara .......................................................................... 73

5.2. Caracterização do extrato de juçara ....................................................................... 74

5.2.1. Composição centesimal .................................................................................. 74

5.2.2. Análise de cor ................................................................................................. 74

5.2.3. Conteúdo de antocianinas, fenólicos totais e capacidade antioxidante........... 75

5.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray drying . 78

5.3.1. Caracterização dos pós .................................................................................... 78

5.3.1.1. Conteúdo de umidade e atividade de água ............................................................ 78

5.3.1.2. Análise de higroscopicidade ................................................................................. 79

5.3.1.3. Temperatura de transição vítrea ............................................................................ 85

5.3.1.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula ...................................... 88

5.3.1.5. Análise de cor ....................................................................................................... 90

5.3.1.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais ........................................ 92


5.3.1.8. Capacidade antioxidante ....................................................................................... 98


5.3.1.10. Microscopia confocal de varredura a laser ......................................................... 103

5.3.2. Conclusões parciais da microencapsulação de antocianinas pelo processo de

secagem por ―Spray Drying‖ ....................................................................................... 106

5.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica ............ 107

5.4.1. Ensaios preliminares para a definição do processo de gelificação iônica

utilizando compostos hidrofílicos como agente ativo ................................................. 107

5.4.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por

gelificação iônica ......................................................................................................... 109

5.4.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de

juçara 111

Sumário

5.4.4. Caracterização dos materiais formadores das partículas .............................. 112

5.4.4.1. Densidade superficial das dispersões .................................................................. 112

5.4.4.2. Comportamento reológico .................................................................................. 113

5.4.5. Caracterização das partículas ........................................................................ 116

5.4.5.1. Teor de sólidos .................................................................................................... 116

5.4.5.2. Teor de Carbono e Nitrogênio ............................................................................ 117

5.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de tamanho ........................................................ 118

5.4.5.4. Compressão uniaxial ........................................................................................... 120

5.4.5.5. Microscopia ótica ................................................................................................ 121

5.4.5.6. Microscopia Confocal de Varredura a Laser ...................................................... 124

5.4.5.7. Microscopia eletrônica de varredura ................................................................... 126

5.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante das partículas .................. 133

5.4.5.9. Estabilidade das antocianinas sob condições de refrigeração ............................. 135

5.4.6. Liberação das antocianinas presentes nas partículas em condições

gastrointestinais simuladas .......................................................................................... 137

5.4.6.1. Conteúdo de antocianinas ................................................................................... 137

5.4.6.2. Análise da capacidade antioxidante pelo método FRAP .................................... 142

5.4.6.3. Análise de cor dos fluidos gastrointestinais simulados ...................................... 143

5.4.7. Conclusões parciais do Processo de Gelificação Iônica ............................... 146

6. CONCLUSÃO GERAL DA TESE .......................................................................... 147

7. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ................................................... 148

8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................................... 150

APÊNDICE A ................................................................................................................... 167

APÊNDICE B ................................................................................................................... 168

APÊNDICE C ................................................................................................................... 169

APÊNDICE D ................................................................................................................... 173

Introdução 22

1. INTRODUÇÃO

A palmeira juçara, Euterpe edulis Martius, está geograficamente distribuída na

Mata Atlântica e sua exploração ocorre principalmente devido ao seu palmito branco

(HENDERSON, 2000; CARDOSO; LEITE, 2009). Entretanto, a exploração do fruto dessa

palmeira, também conhecido como juçara, pode ser vista como uma atividade mais rentável e

ecológica do que a extração do palmito, além de não ocasionar a morte da planta

(CARDOSO; LEITE, 2009).

O fruto da juçara apresenta uma polpa roxa com elevado conteúdo de

antocianinas, os quais correspondem a 3,54% da polpa integral fresca da fruta, alto teor de

ácidos graxos poliinsaturados, com destaque ao ácido graxo oleico e baixo conteúdo de

lipídios saturados, o que o torna nutricionalmente muito adequado ao consumo. Além disso,

os ácidos fenólicos e flavonoides presentes nesse fruto são similares aos encontrados no açaí,

que é um fruto também originário de palmeira, porém mais conhecido que a juçara (BRITO et

al., 2007; BORGES et al., 2011a; SAAVEDRA, 2008).

A diversidade e quantidade de compostos presentes em extratos de frutas tropicais

têm atraído o interesse da ciência e também das indústrias, principalmente extratos que são

fontes de compostos bioativos com poder antioxidante (SILVA et al., 2013). Entre esses

elementos de interesse, destacam-se as antocianinas, que são pigmentos com alto potencial

para a substituição dos corantes artificiais, apresentando cores brilhantes que variam do

vermelho ao azul, solúveis em água, não tóxicos e que podem atuar como antioxidantes

(FERREIRA et al., 2009; KONG et al., 2003). Entretanto, são moléculas altamente instáveis e

a estabilidade da cor desses compostos é fortemente afetada pelo pH do meio, solventes,

temperatura, concentração e estrutura das antocianinas, oxigênio, luz, enzimas e outras

substâncias (REIN, 2005).

Os processos de extração, purificação e concentração desses compostos naturais

caracterizam-se como etapas importantes para obtenção de ingredientes que possam ser

aplicados em suplementos alimentares ou nutracêuticos, alimentos funcionais, aditivos,

produtos farmacêuticos ou cosméticos, podendo ser utilizados na forma líquida ou ainda

microencapsulados (CISSÉ et al., 2012; CISSÉ et al., 2011; SILVA et al., 2013).

A estabilidade é um importante parâmetro para considerar o uso de polifenóis,

principalmente as antocianinas, como antioxidantes ou como corantes em alimentos

(BAKOWSKA-BARCZAK; KOLODZIEJCZYK, 2011). As técnicas de encapsulação têm se

Introdução 23

apresentado como eficientes métodos para estabilização de antocianinas, protegendo-as de

possíveis interações físicas e químicas com o ambiente externo, além de permitir uma vida

útil mais longa e ampla aplicação industrial. Essa tecnologia tem sido utilizada pela indústria

de alimentos para permitir que ingredientes líquidos ou sólidos sejam protegidos contra várias

condições adversas do ambiente, como oxigênio, luz, radicais livres, pH, entre outros

(GHARSALLAOUI et al., 2007). No processo de encapsulação são formadas microcápsulas

ou microesferas constituídas por material de recheio que contém o ingrediente ativo e por

material de revestimento que protege o composto de interesse (JYOTHI et al., 2010).

A secagem por spray drying é uma técnica bastante difundida, baseada na

atomização de emulsões, soluções, dispersões ou suspensões em uma corrente de ar quente,

permitindo a formação de partículas de caráter hidrofílico com diferentes agentes ativos,

como óleos insaturados e essenciais, corantes, pigmentos, compostos bioativos, e

diversificadas matrizes poliméricas, como maltodextinas, proteínas, amidos modificados e

gomas. Já a gelificação iônica é um processo de encapsulação realizado à temperatura

ambiente, onde polissacarídeos, como alginato de sódio e pectina são dissolvidos em água e

formam um gel insolúvel na presença de íons multivalentes, podendo encapsular compostos

sensíveis e sem uso de solventes orgânicos.

Desta forma, a inclusão de extratos ricos em compostos bioativos, em especial as

antocianinas, em fármacos ou alimentos apresenta um grande desafio no campo tecnológico.

Nesse sentido, diferentes técnicas para encapsulação de antocianinas, como spray drying e

gelificação iônica, são interessantes métodos para aumentar a estabilidade desses pigmentos,

protegendo-os de fatores externos que promovem a sua degradação ou limitam a sua aplicação

em diferentes meios. Assim, o processo de extração dos compostos bioativos presentes na

polpa de juçara, associado aos processos de encapsulação, podem se apresentar como uma

alternativa viável para obtenção de micropartículas estáveis e com elevado conteúdo de

antocianinas.

Organização da Tese 24

1.1. Organização da Tese de Doutorado

Para facilitar a compreensão da proposta deste trabalho de doutorado, esta tese foi

dividida em dois processos distintos de encapsulação: spray drying e gelificação iônica.

Como a base de ambos os processos é o extrato de juçara e as metodologias de análises são

similares entre ambos, os tópicos de Introdução, Objetivos, Revisão Bibliográfica e Material e

Métodos foram construídos integrando esses dois processos.

Os Resultados e Discussão foram divididos em quatro partes:

Primeira parte: caracterização da polpa de juçara;

Segunda parte: obtenção e caracterização do extrato de juçara hidroalcoólico e

concentrado;

Terceira parte: processo de encapsulação de antocianinas por spray drying;

Quarta parte: processo de encapsulação de antocianinas por gelificação iônica.

E por fim uma Conclusão Geral da tese onde foram relatadas as conclusões

obtidas para o extrato e as principais considerações para cada técnica de produção de

partículas carreadoras de antocianinas do extrato de juçara. Além de Sugestões Para Trabalhos

Futuros e os Apêndices.

Objetivos 25

2. OBJETIVO GERAL

Esse trabalho teve como objetivo extrair compostos bioativos da polpa de juçara

(Euterpe edulis). Após a obtenção do extrato, estudar métodos de estabilização desses

compostos bioativos através de dois processos distintos de encapsulação: spray drying e

gelificação iônica, com a finalidade de obter micropartículas carreadoras de antocianina,

como forma de ampliar a aplicação industrial deste pigmento, bem como melhorar sua a

estabilidade.

2.1. Objetivos específicos

Produzir extrato hidroalcoólico a partir da polpa de juçara em leito agitado e

concentrá-lo através de evaporador rotativo. Caracterizar os extratos,

hidroalcoólico e concentrado, em relação ao conteúdo de sólidos, cor,

antocianinas totais e perfil individual das principais antocianinas, fenólicos totais

e capacidade antioxidante.

Microencapsular o extrato concentrado por spray drying e caracterizar os pós em

relação ao conteúdo de umidade, atividade de água, higroscopicidade, temperatura

de transição vítrea, distribuição de tamanho e diâmetro médio de partículas, cor,

retenção de antocianinas e compostos fenólicos, identificação e quantificação das

antocianinas individuais e capacidade antioxidante. Analisar a estrutura das

micropartículas através da análise de microscopia eletrônica de varredura e

microscopia confocal de varredura a laser.

Estudar formas para a inclusão de antocianinas em partículas produzidas por

gelificação iônica externa, frente às dificuldades deste método para compostos

hidrofílicos.

Realizar a complexação através da interação eletrostática com materiais de cargas

opostas das partículas produzidas por gelificação iônica.

Caracterizar as amostras de gel em relação ao conteúdo de umidade, teor de

carbono e nitrogênio, diâmetro médio, compressão uniaxial, estrutura externa

através da microscopia ótica, confocal de varredura a laser e eletrônica de

varredura, conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante.

Objetivos 26

Realizar o estudo de estabilidade das partículas de gel contendo antocianinas sob

condições de refrigeração.

Estudar o comportamento de liberação das antocianinas presentes nas partículas

produzidas por gelificação iônica, simulando condições gástrica e intestinal.

Analisar o conteúdo liberado em relação à cor, teor de antocianinas e capacidade

antioxidante.

Revisão Bibliográfica 27

3. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

3.1. Juçara

O açaí e juçara embora sejam frutos parecidos, tanto no aspecto físico, quanto

nutricional, são provenientes de plantas diferentes. O açaí tem sua origem na Floresta

Amazônica da palmeira Euterpe oleracea, comum na várzea do rio Amazonas. Já a palmeira

Euterpe edulis, a juçara, é típica das florestas do bioma Mata Atlântica e apresenta grande

potencial em termos ecológicos e econômicos (REJU, 2011b; COSTA et al., 2008).

A juçara é o fruto originário da palmeira Euterpe edulis Martius. No Brasil

destacam-se 5 espécies desse gênero, que são Euterpe edulis Martius (palmiteiro), Euterpe

catinga Wallace (açaizinho), Euterpe oleracea Martius (açaizeiro), Euterpe longibracteata

Barbosa Rodrigues (açaí da terra firme) e Euterpe precatoria Martius (açaizeiro)

(HENDERSON, 2000).

A palmeira juçara (Figura 3.1 A) está distribuída geograficamente na Mata

Atlântica, principalmente na faixa litorânea, desde o Rio Grande do Norte até o norte do Rio

Grande do Sul (HENDERSON, 2000). O fruto da juçara apresenta formato característico

redondo, não climatérico e uma polpa roxa que recobre uma semente dura, conforme pode ser

observado na Figura 3.1 B. Embora seja amplamente distribuída pelo Brasil, ainda é menos

conhecida e consumida do que o açaí (Euterpe oleracea) (BRITO et al., 2007; BORGES et

al., 2011a).

Figura 3.1: Palmeira juçara (A) e o seu fruto (B).

Para o consumo da juçara, as bagas são normalmente maceradas em água e

separadas das sementes, obtendo assim uma bebida de coloração roxa e viscosa. Ela tem sido

A B


mais utilizada como polpa ou aplicada em diferentes tipos de bebidas, sorvetes e doces

(BORGES et al., 2011a).

O fruto, polpa e o suco da juçara apresentam alto valor calórico devido ao elevado

conteúdo lipídico. O perfil de ácidos graxos desse fruto apresenta predominantemente o ácido

oleico (C18:1), que corresponde a um ácido graxo monoinsaturado e representa de 35 a 42%

do total de ácidos graxos. O conteúdo de ácido palmítico (C16:0), principal ácido graxo

saturado presente no fruto, e ácido linoleico (C18:2), é aproximadamente 25 e 30%,

respectivamente. Já os ácidos esteárico (C18:0), palmitoleico (C16:1) e -linolênico (C18:3)

estão presentes em quantidades traços no fruto. Os ácidos graxos saturados, monoinsaturados

e poli-insaturados representam cerca de 30%, 35% e 35%, respectivamente, do total de ácidos

graxos quantificados no fruto da juçara (BORGES et al., 2011a; SCHULZ et al., 2015).

As duas antocianinas majoritárias do fruto da juçara identificadas por Brito et al.

(2007) foram a cianidina 3-glicosídeo e a cianidina 3-rutinosídeo. Schauss et al. (2006)

identificaram a predominância dessas mesmas antocianinas para o açaí.

Os compostos fenólicos identificados nos frutos de juçara, segundo Schulz et al.

(2015), foram três ácidos fenólicos (protocatequínico, p-cumárico e gálico); sete flavonóides

(kaempferol, aromadendrina, hispidulina, quercetina, taxifolina, miricetina e rutina) e um

estilbeno (resveratrol).

Em relação à composição de minerais, Schulz et al. (2015) identificaram o

potássio e cálcio como sendo os macronutrientes predominantes no fruto da juçara, enquanto

que o manganês e ferro foram os micronutrientes em destaque. Já a bioacessibilidade, ou seja,

o conteúdo de minerais liberado da matriz alimentícia após a digestão e disponível para

absorção no intestino, de acordo com um estudo realizado por Schulz et al. (2017), variou de

0 a 81,1%, onde o cobalto, zinco, cálcio e magnésio, nesta ordem respectivamente, foram os

elementos que apresentaram maiores frações bioacessíveis do fruto da juçara. O ferro

apresentou frações bioacessíveis de 0 a 29,5%, com taxas crescentes conforme o avanço na

maturação.

De acordo Schulz et al. (2017), o consumo de 100g de polpa de juçara pode

contribuir para a ingestão diária recomendada de minerais, em especial de manganês (45-

53%), selênio (38-50%), cobre (24-43%), cálcio (10-18%) e ferro (6-12%), assim como na

ingestão recomendada de compostos fenólicos.


3.1.1. Produção da polpa de juçara

A palmeira juçara (Euterpe Edulis) foi tradicionalmente utilizada por anos para a

produção de palmito, e a exploração extrativista desordenada, contínua e sem controle, fez

com que esta palmeira entrasse para a lista de espécies ameaçadas de extinção, apesar de

ainda representar uma opção de renda para muitas comunidades de agricultores tradicionais

da Mata Atlântica, como caiçaras, quilombolas e indígenas. Em termos econômicos, a juçara,

produzindo frutos, rende mais em comparação ao corte da espécie para produção de palmito.

Para cada 2 kg de fruto coletado, produz-se aproximadamente 1 litro de polpa e 1,5 kg de

sementes viáveis para o plantio. A produção da polpa a partir dos frutos da juçara apresenta-se

desta forma, como uma alternativa para a exploração sustentável da palmeira, além de geração

de trabalho, renda e preservação da espécie (COSTA et al., 2008; REJU, 2011a,b).

Polpa de fruta é definida como um produto não fermentado, não concentrado, não

diluído, obtido do esmagamento das partes comestíveis de frutas carnosas por processos

tecnológicos adequados. A obtenção da polpa de fruta ocorre a partir de frutas frescas, sãs e

maduras com características físicas, químicas e organolépticas do fruto. Podem ser

consideradas como uma dispersão de partículas sólidas insolúveis em solução aquosa

contendo sólidos solúveis, como açúcares e ácidos orgânicos, onde a sua estabilidade à

sedimentação depende das condições de processamento desse sistema. A distribuição de

tamanho e forma das partículas e o teor de sólidos solúveis e insolúveis são os principais

fatores que afetam a estabilidade das polpas de frutas (BRASIL, 2000; ANVISA, 1978;

SATO, 2005).

Na prática, a produção artesanal de polpa de juçara tem apresentado rendimento

em volume e concentração semelhantes à produção de polpa de açaí (COSTA et al., 2008).

Devido à utilização recente do fruto da palmeira Euterpe Edulis Martius, não há uma

legislação para a produção da polpa de juçara, podendo assim, ser aplicada a legislação

brasileira da polpa de açaí (SCHULZ et al., 2016). De acordo com o Regulamento Técnico

para fixação dos padrões de identidade e qualidade para a polpa de açaí, a polpa pode ser

classificada de acordo com adição de água. Dessa maneira, o produto pode ser classificado

como polpa de açaí, que é a polpa extraída do açaí, sem adição de água, por meios mecânicos

e sem filtração, podendo ser submetido a processo físico de conservação; açaí grosso ou

especial (tipo A) que é a polpa extraída com adição de água e filtração, apresentando acima de

14% de sólidos totais e uma aparência muito densa; açaí médio ou regular (tipo B) que é a

polpa extraída com adição de água e filtração, apresentando de 11 a 14% de sólidos totais e


uma aparência densa; açaí fino ou popular (tipo C) que é a polpa extraída com adição de água

e filtração, apresentando de 8 a 11% de sólidos, com aparência pouco densa (BRASIL, 2000).

A produção da polpa de juçara envolve a etapa de cultivo e coleta, seleção e

limpeza, lavagem e sanitização, despolpamento e remoção dos resíduos, pasteurização,

embalagem, resfriamento, transporte e comercialização. Após as etapas de seleção e lavagem,

os frutos da juçara são macerados e misturados com água e através de uma despolpadeira, a

polpa (epicarpo e mesocarpo) é separada da semente. A constituição da polpa de juçara é de

aproximadamente 80 a 90% de água, sendo o restante por epicarpo e mesocarpo dos frutos. A

polpa congelada pode ser utilizada como matéria-prima para outros produtos, como geleia,

doces, bolos, pães, sorvete, iogurte, vinho e licor, além de uso medicinal ou como corante

natural. E os resíduos gerados, que são as sementes, se tornam mudas para novas palmeiras

(SCHULZ et al., 2016; REJU, 2011b).

3.2. Antocianinas

As antocianinas pertencem à extensa classe de compostos fenólicos e são

coletivamente chamadas de flavonoides. São compostos responsáveis pela coloração em

flores e frutos de algumas plantas, podendo ser laranja brilhante, vermelho, rosa, violeta e até

mesmo azul. São uns dos pigmentos mais importantes originários de plantas e visíveis a olho

humano (KONG et al., 2003; CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009).

As antocianidinas correspondem às estruturas básicas das antocianinas e quando

encontradas na forma de glicosídeo, ou seja, ligadas a um açúcar, são conhecidas como

antocianinas. Pelargonidina, cianidina, delfinidina, malvidina, peonidina e petunidina são as

antocianidinas (agliconas) mais comuns em plantas. A diferença entre as antocianinas está

relacionada ao número de hidroxilas, natureza, posição e número de açúcares associados à

molécula e à natureza e quantidade de ácidos alifáticos ou aromáticos ligados a esses açúcares

(KONG et al., 2003; CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009). De acordo com Kong et al.

(2003) a cianidina é a antocianidina distribuída em maior concentração (50%) em partes

comestíveis de plantas e a antocianina mais difundida é a cianidina 3-glicosídeo (Figura 3.2).


Cianidina

Cianidina 3-glicosídeo

Figura 3.2: Estrutura química da cianidina (antocianidina) e cianidina 3-glicosídeo

(antocianina). Fonte: Rein (2005).

A coloração das antocianinas pode variar entre as plantas, devido à associação

entre cátions, influência do pH e combinação com outros compostos presentes, como

flavonoides não-antociânicos (BOBBIO; BOBBIO, 2001). Em relação às condições do meio,

algumas antocianinas podem ser vermelhas em soluções ácidas, violetas ou roxas em soluções

neutras e azuis em meios alcalinos (DELGADO-VARGAS; JIMÉNEZ; PAREDES-LÓPEZ,

2000).

Cabrita, Fossen e Andersen (2000) observaram que a estabilidade, cor e

intensidade de 6 antocianinas 3-glicosídeos comuns mudaram significativamente em função

do pH que variou de 1 a 12. Em soluções aquosas de forte acidez (pH 1 a 3), todas as

antocianinas apresentaram coloração vermelha intensa, típico dessas formas de flavonoides e

foram estáveis mesmo após 60 dias de armazenamento a temperatura de 10 °C. No entanto, a

estabilidade e a intensidade da cor desses pimentos diminuiu em direção à neutralidade do pH

do meio (pH 5 a 7), com uma mudança gradual para cores mais azuladas.

As condições do meio em que as antocianinas se encontram, proporcionam

diferentes formas estruturais e consequentemente, mudanças na coloração desses pigmentos,

podendo ocorrer em equilíbrio quatro estruturas químicas principais: cátion flavilium, de cor

vermelha, pseudobase ou carbinol, incolor, forma chalcona, de cor amarela e a base quinoidal,

de coloração azul. Em solução aquosa as antocianinas ocorrem entre essas diferentes

estruturas dependendo do pH do meio. No entanto, este pigmento tem maior estabilidade em

valores de pH 1 e 2, uma vez que o cátion flavilium é a forma predominante mais estável. À

medida que o valor do pH aumenta, ocorre uma rápida perda de um próton do cátion

flavilium, gerando a estrutura quinoidal azul. Ao mesmo tempo, uma hidratação mais lenta do

cátion flavilium leva a formação da base carbinol, que ao ocorrer a tautomerização

responsável pela abertura do anel, leva ao aparecimento das formas chalconas, conforme


mostrado na Figura 3.3 (BRAT; TOURNIAIRE; AMIOT-CARLIN, 2008; MCGHIE;

WALTON, 2007; LEVI, 2004).

Figura 3.3: Transformações estruturais das antocianinas em função do pH do meio. Onde: R’

corresponde a um grupo glicosil; R‖ geralmente é um H ou açúcar; R1 e R2 geralmente é um

H, OH ou OCH3. Fonte: adaptado de Levi et al., 2004.

Devido às transformações que ocorrem com as antocianinas diante de alterações

do pH do meio em que essas se encontram, a aplicação desses compostos em sistemas

alimentícios ocorre principalmente em alimentos ácidos (pH<3,0) para garantir assim, a

predominância do cátion flavilium responsável pela cor vermelha das antocianinas (GIUSTI;

WROLSTAD, 2003).

3.2.1. Capacidade antioxidante

Para o reino vegetal e animal, a função mais importante das antocianinas é a sua

capacidade de coloração, contribuindo assim, para o processo de polinização e dispersão das

espécies. Já para os seres humanos, elas são comumente encontradas nos alimentos e

apresentam relevantes propriedades farmacológicas e terapêuticas, pois representam uma

Cátion Flavilium Base quinoidal

Pseudobase ou carbinol Forma chalcona


importante classe de antioxidantes e o seu consumo pode trazer vários benefícios à saúde

(BRITO et al., 2007; KONG et al., 2003).

Os compostos com capacidade antioxidante são moléculas capazes de doar elétron

livre ou hidrogênio para estabilizar os radicais livres (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009).

Algumas pesquisas têm apresentado forte correlação entre as antocianinas e o seu poder

antioxidante. Borges et al. (2011b) aplicaram a metodologia de superfície de resposta para

otimizar a extração por ultrassom de flavonoides e antocianinas da polpa de juçara. Os autores

verificaram que a capacidade antioxidante foi moderadamente correlacionada com o conteúdo

de flavonoides, porém altamente correlacionada com o conteúdo de antocianinas. Vieira et al.

(2013) avaliaram dois métodos de extração, ultrassom e leito de agitação, para compostos

antociânicos da polpa de juçara. Estes autores constataram similar tendência para a

capacidade antioxidante em ambos os métodos, correlacionando assim, o conteúdo de

antocianinas e a capacidade antioxidante dos alimentos que possuem esses pigmentos em suas

composições. Ivanovic et al. (2014) realizaram extração de antocianinas de polpa de amora

preta assistida por ultrassom e verificaram forte correlação entre as propriedades antioxidantes

dos extratos obtidos por esse método com o conteúdo de cianidina (antocianina) e taninos.

3.2.2. Métodos de extração de compostos bioativos

O desenvolvimento de procedimentos eficientes de extração tem motivado muitos

pesquisadores a buscar processos e tecnologias com menor impacto ambiental e matérias-

primas de menor custo. No caso de corantes naturais com elevado conteúdo de antocianinas,

os métodos de extração buscam a máxima capacidade de recuperação desses pigmentos, com

a menor degradação possível e as menores perdas de suas propriedades antioxidantes

(SANTOS; VEGGI; MEIRELES, 2010).

As antocianinas são solúveis em solventes polares e são normalmente extraídas

através de metanol acidificado com pequenas quantidades de ácido hidroclorídrico ou ácido

fórmico (KONG et al., 2003). No entanto, devido à toxicidade do metanol, tem se empregado

outros solventes capazes de extrair as antocianinas para aplicação em alimentos. O etanol é

um solvente considerado GRAS, isto é, geralmente reconhecido como seguro e comumente

aplicado em processos de extração.

A eficiência de extração de compostos antioxidantes, principalmente antocianinas,

da polpa de juçara através dos métodos de ultrassom e em leito de agitação utilizando etanol e

água destilada foi avaliada por Vieira et al. (2013). Esses autores observaram que o


rendimento de extração diminuiu com aumento da concentração de etanol. Já a proporção de

30% de etanol e 70% de água promoveu o maior rendimento em antocianinas através desses

dois métodos de extração. Osorio et al. (2010) observaram que a extração de antocianinas

oriundas de Corozo (Bactris guineensis), na proporção 1:3 (fruto:solvente), foi maior

utilizando etanol e ácido cítrico em comparação ao etanol. Além disso, o aquecimento foi

vantajoso para aumentar o teor de antocianinas no extrato.

Estudos com diferentes métodos de extração de compostos antioxidantes das

cascas da jabuticaba foram realizados por Santos, Veggi e Meireles (2010). Os resultados

obtidos por esses autores mostraram que a extração através do leito de agitação, utilizando

etanol como solvente, na razão de alimentação 1:10 (fruto e solvente), foi o menos agressivo

para a recuperação das antocianinas, obtendo assim, maior rendimento de extrato devido ao

uso de baixa temperatura. Da mesma forma, a alta temperatura empregada no método de

extração por Soxhlet acelerou o processo de degradação das antocianinas, contribuindo para

menor rendimento.

A extração de antocianinas monoméricas totais da polpa de juçara foi mais

eficiente utilizando etanol e metanol em comparação à água e outras misturas de solventes,

conforme avaliado por Borges et al. (2011b). Observaram também que a acidificação de

solventes alcoólicos proporcionou maior eficiência na extração de antocianinas. De acordo

com esses autores, a presença de ácido no solvente aumenta a taxa de extração de compostos

bioativos da matriz, entretanto, afeta a composição química dos extratos. Além disso, a

solubilidade dos compostos polifenólicos e sua difusão pelo solvente são também

dependentes da estrutura química desses.

A extração de compostos fenólicos presentes no açaí utilizando solução alcoólica

acidificada com ácido clorídrico, apresentou um aumento de rendimento com a diminuição da

razão sólidos:solvente, conforme analisado por Pompeu, Silva e Rogez (2009). A partir da

razão 1:4 foi observada extração constante de antocianinas, não tendo influência, portanto, a

relação de sólidos:solvente.

3.3. Encapsulação de ingredientes alimentícios

A encapsulação de ingredientes alimentícios em materiais de revestimento pode

ser obtida através de diferentes métodos. A escolha do processo adequado é direcionada pelas

propriedades físicas e químicas do material de recheio e de revestimento, além da aplicação

do produto obtido no final do processo (DESAI; PARK, 2005). Entre os métodos de


encapsulação podem-se destacar a gelificação iônica, coacervação complexa ou simples,

spray drying, spray coating, spray chilling, lipossoma, extrusão e leito fluidizado (DESAI;

PARK, 2005; GOUIN, 2004).

A microencapsulação consiste basicamente no revestimento de um agente ativo,

podendo ser materiais líquidos ou partículas sólidas, em um envoltório protetor. Muitos

termos são utilizados para descrever o material a ser encapsulado, como núcleo, material ativo

ou fase interna, enquanto que o material de revestimento pode ser chamado de material de

parede, carreador, membrana ou casca. A composição do material de revestimento é

estabelecida principalmente pelo papel funcional da partícula e pela melhoria que este

composto pode agregar a um ingrediente específico e são dependentes do tipo de material

ativo e das características desejadas das micropartículas. A retenção do material encapsulado

pela micropartícula pode ser conduzida por sua funcionalidade química, polaridade,

solubilidade e volatilidade. Os produtos obtidos do processo de encapsulação são chamados

de microcápsulas ou microesferas e se diferem em relação à estrutura física interna e

morfologia (JYOTHI et al., 2010; GHARSALLAOUI et al., 2007; DESAI; PARK, 2005;

THIES, 2003).

As microcápsulas consistem em micropartículas onde o núcleo está envolvido por

uma camada ou filme polimérico formando um sistema do tipo reservatório, e são produzidas

tipicamente por coacervação complexa, secagem em leito fluidizado, co-extrusão e inclusão

molecular. Já as microesferas, produzidas principalmente pelo método de spray drying,

consistem em um sistema de matriz, onde o material de recheio se encontra disperso no

material de parede e a área central corresponde em um espaço vazio resultante da expansão

das partículas nos estágios finais da secagem (JAFARI et al., 2008).

3.3.1. Microencapsulação pelo método de “spray drying”

A microencapsulação por spray drying é uma técnica amplamente difundida pela

indústria de alimentos, trata-se de um processo consideravelmente barato, flexível e

possibilita a formação de partículas com diferentes matrizes e materiais ativos, como aroma,

óleos, flavors, fármacos, corantes e pigmentos. A utilização desse processo proporciona

proteção a materiais sensíveis as alterações e condições adversas do ambiente, mascaramento

de propriedades sensoriais indesejadas como cor, odor ou sabor, redução do conteúdo de

umidade e atividade de água, proporcionando maior estabilidade microbiológica e química,

redução de custos com transporte, obtenção de produtos com características desejadas como a


solubilidade instantânea, liberação controlada da substância de interesse, entre outras

vantagens (DESAI; PARK, 2005; GHARSALLAOUI et al., 2007; JYOTHI et al., 2010).

O processo de secagem por spray drying consiste na atomização de uma solução,

dispersão, emulsão ou suspensão, em uma corrente de gás quente, geralmente ar ou gás inerte,

onde ocorre a evaporação do solvente de maneira instantânea e obtenção do pó seco. O

tamanho das partículas, embora esta classificação ainda mude de acordo com a fonte

consultada, varia entre pós mais finos (10 - 50 µm) ou partículas de maior tamanho (1000

µm), dependendo da espécie do material atomizado e das condições de secagem. Situações

onde a viscosidade e a tensão superficial do material são altas favorecem a formação de

partículas maiores. Durante o processo de atomização e formação do pó no spray dryer, a

transferência de calor ocorre devido à diferença de temperatura entre o ar de secagem e o

material alimentado no equipamento e, em sentido oposto, devido à diferença de pressão de

vapor, ocorre a transferência de umidade (JAFARI et al., 2008; GHARSALLAOUI et al.,

2007; THIES, 2003).

Goma Arábica e maltodextrina são os materiais de revestimento mais comumente

empregados no processo de encapsulação por spray drying. A goma Arábica, também

denominada de goma Acácia, é obtida através da exsudação da árvore Acácia, encontrada

geralmente em regiões tropicais e subtropicais. Consiste em um material heterogêneo

composto principalmente por ácido D-glucorônico, L-raminose, D-galactose e L-arabinose e

aproximadamente 5% de proteína. Apresenta boa solubilidade em água, formando soluções

com baixa viscosidade e apresenta propriedades emulsificantes e estabilizantes de emulsões,

proporcionando a formação de produtos com baixa higroscopicidade e alta retenção de flavors

quando secos (SHAHIDI; HAN, 1993; BE MILLER; HUBER, 2008).

A maltodextrina e o xarope de milho são produtos obtidos da hidrólise do amido.

Diferem entre si com relação ao peso molecular e são classificados de acordo com a dextrose

equivalente (DE), que está associada ao grau de polimerização (DP), sendo DE=100/DP. A

maltodextrina consiste de um polissacarídeo formado por ligações α-(1-4) de D-glicose e

apresenta DE menor que 20. Se DE é maior que 20, tem-se o xarope de milho (HOGAN et al.,

2001; SHAHIDI; HAN, 1993; BE MILLER; HUBER, 2008). As maltodextrinas na forma de

pó, normalmente apresentam baixa higroscopicidade, não proporcionam sabor doce e são

amplamente utilizadas para melhorar a viscosidade de produtos alimentícios. Os xaropes de

milho apresentam leve doçura e maior capacidade de adsorver umidade do ambiente externo

quando aplicados em produtos secos (BE MILLER; HUBER, 2008).


A eficiência de encapsulação por spray drying de um material é função das

propriedades dos materiais de parede e/ou do ativo, bem como das características da emulsão,

solução ou suspensão e parâmetros de secagem (temperatura do ar de entrada, tipo de bico

atomizador, vazão da alimentação e características do material ativo, entre outros) (JAFARI et

al., 2008).

3.3.2. Microencapsulação pelo método de gelificação iônica externa

A gelificação iônica ou ionotrópica é um processo de encapsulação, onde

materiais, como alginato, goma gelana, carragena, pectina ou quitosana são dissolvidos em

água e formam um gel insolúvel na presença de íons multivalentes. O princípio dessa técnica

se baseia no gotejamento de uma solução polimérica contendo o material a ser encapsulado

em uma solução iônica, sob constante agitação. O processo de gelificação ocorre por difusão

dos íons na solução hidrocolóide, onde as gotas ao entrarem em contato com a solução iônica

proporcionam a formação, instantaneamente, de estruturas esféricas de gel contendo o

material ativo disperso na matriz do agente gelificante. As partículas são então removidas,

lavadas com água destilada e podem ainda ser secas (RACOVIŢǍ et al., 2009; BUREY et al.,

2008; SMRDEL et al., 2008).

As partículas de hidrogel são esferas poliméricas, hidrofílicas e reticuladas

capazes de intensa gelificação e inchaço em fluidos biológicos simulados, liberando o

composto microencapsulado por difusão através do relaxamento da estrutura do gel. A

formação radial com camadas concêntricas das partículas produzidas por gelificação iônica

está associada ao processo de reticulação durante a gelificação que ocorre da superfície em

direção ao núcleo da amostra. No entanto, o processo de difusão dos íons para a solução

hidrocolóide nem sempre ocorre de maneira uniforme, levando a gelificação superficial da

partícula, com a formação de uma superfície firme, contudo, esse processo pode inibir a

gelificação do núcleo (CHAN et al. 2011; PATIL et al., 2010; BUREY et al., 2008; HUANG;

BRAZEL, 2001).

A gelificação iônica apresenta como vantagem a praticidade em execução,

podendo o material encapsulado ser sensível à temperatura mais elevada, como no caso dos

compostos bioativos, além de ser um processo livre de solventes. As formas particuladas de

sistemas gelificados são atrativas e apresentam algumas aplicações úteis, como agentes

estruturantes, de força e textura em matrizes alimentícias e aceitabilidade visual de produtos.

Além disso, são capazes de adaptar em relação às suas propriedades e características, como


forma e tamanho, possibilitando assim, a liberação controlada do ativo em produtos agrícolas,

fármacos ou em alimentos. As micropartículas produzidas por este método apresentam matriz

de gel porosa, o que permite rápida e fácil difusão de água ou outros fluidos para dentro ou

para fora da partícula. Esse fato pode ser visto como vantagem no caso de imobilização de

células vivas e enzimas, mas no caso de proteção ou segregação de ingredientes,

principalmente de baixo peso molecular, esses podem ser removidos por lixiviação (BUREY

et al., 2008; GOUIN, 2004).

Alginato de sódio e pectina são os polissacarídeos iônicos mais utilizados no

processo de gelificação iônica, uma vez que são capazes de formar gel em presença de cátions

bivalentes, como íons de cálcio (FERREIRA et al., 2009; BRACCINI; PÉREZ, 2001). O

processo de gelificação desses compostos é resultado de interações específicas e fortes entre

os íons de cálcio e blocos de resíduos de ácido galacturônico e ácido gulurônico de pectinas e

alginato, respectivamente (BRACCINI; PÉREZ, 2001).

O alginato de sódio é o sal do ácido algínico e pode ser obtido de algas marrons

(Phaeophyceae) (Figura 3.4). É um dos polímeros naturais com capacidade de formar

hidrogéis mais frequentemente utilizado em diferentes aplicações farmacêuticas e biomédicas,

devido a sua viabilidade econômica e por ser considerado seguro para o consumo, podendo

ser veículo para entrega de compostos bioativos (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2015b) e

bactérias probióticas viáveis (WANG et al., 2016; CHANDRAMOULI et al., 2004). Soluções

de alginato são altamente viscosas, até mesmo em baixas concentrações, e são estáveis numa

faixa de pH de 5 a 10, sendo normalmente utilizadas como ingredientes em alimentos devido

à sua habilidade em formar géis na presença de íons de cálcio. As propriedades tecnológicas

do alginato dependem da presença ou ausência de íons de cálcio e, quando na presença, os

íons divalentes induzem a reticulação conhecida como modelo ―egg-box‖, e quando são

formadas numerosas reticulações, o gel não é mais reversível (BE MILLER; HUBER, 2008;

JENSEN et al., 2012; RINAUDO, 2008; SCHRIEBER; GAREIS, 2007b).


Figura 3.4: Estrutura química do alginato de sódio.

Alginato é um polissacarídeo de cadeia linear constituído por unidades

monoméricas de ácido β-D-manurônico (M) e ácido α-L-gulurônico (G). Esses dois

monômeros ocorrem em regiões homogêneas compostas de apenas uma dessas unidades e em

regiões onde ambas as unidades estão presentes. Segmentos que contém apenas unidades de

D-manurônico se referem aos blocos M e regiões com apenas L-gulurônico correspondem aos

blocos G (Figura 3.5). O alinhamento entre duas cadeias de bloco G proporciona a formação

de cavidades, que irão se ligar e acomodar os íons de cálcio; o resultado é a formação da zona

de junção conhecida como arranjo ―egg box‖ (Figura 3.6). Os sais de cálcio de alginato são

insolúveis e essa insolubilidade resulta da interação entre os íons de cálcio e a região do bloco

G da cadeia. Alginato com maior fração de bloco G forma gel mais resistente (BE MILLER;

HUBER, 2008; SAHA; BHATTACHARYA, 2010).

Figura 3.5: Estrutura química do alginato com monômeros de ácidos gulurônicos (G) e

monômeros de ácidos manurônicos (M). Fonte: Donati e Paoletti (2009).


Figura 3.6: Interação dos íons de cálcio com os grupos -COO- do alginato (Fonte: BAJPAI;

SHARMA, 2004).

De acordo com Chan et al. (2009), quando a gota líquida de alginato entra em

contato com a solução gelificante, ocorre uma competição para manter o formato da gota

entre as forças da tensão superficial e viscosa e as forças de arraste e de impacto. Dessa

forma, a partícula de gel pode ser classificada dentro de quatro tipos diferentes de formatos:

esférica, lágrima, pera e ovo.

As pectinas são polissacarídeos que podem ser obtidos das células das plantas.

São constituídas de unidades de ácido galacturônico unidos por ligações α-1,4 e resíduos de

açúcares neutros como ramnose, D-arabinose e D-galactose (RALET et al., 2003; THAKUR

et al., 1997). Preparações onde mais de 50% dos grupos carboxílicos estão na forma de éster

metílico são classificadas como pectinas de alto grau de metoxilação; quando menos de 50%

desses grupos estão na forma de éster metílico, têm-se as pectinas de baixo grau de

metoxilação. Pectinas com baixo grau de metoxilação (Figura 3.7) formam géis apenas na

presença de cátions bivalentes, sendo esta a mais indicada para a gelifcação iônica, já as com

alto grau de metoxilação formam géis em condições ácidas em meios aquosos com elevado

teor de açúcar (BE MILLER; HUBER, 2008; DICKINSON, 2003).

A capacidade de formar gel é uma das propriedades mais relevantes da pectina e a

torna um importante componente na fabricação de alimentos e produtos farmacêuticos,

podendo ser utilizada também como espessante, estabilizante e emulsionante (THAKUR et

al., 1997). Tradicionalmente, a indústria utiliza pectinas originárias de cascas de frutas cítricas

e de bagaço de maçã (LEVIGNE; RALET; THIBAULT, 2002).


Figura 3.7: Estrutura química da pectina de baixo teor de metoxilação.

De acordo com Huang e Brazel (2001) os principais motivos para a liberação

imediata ou ―efeito Burst‖ em hidrogéis, isto é, em sistemas capazes de inchar, são as

condições de processamento, características da superfície do agente carreador, geometria da

amostra, interação entre o ativo e o carreador, morfologia e a estrutura porosa do material. A

estrutura química e física das moléculas dos agentes ativos pode ter um profundo efeito na

liberação imediata em sistemas de liberação controlada, visto que solutos com pequena massa

molecular e altamente solúveis em sistemas aquosos, podem facilmente passar pela estrutura

porosa do hidrogel, antes mesmo do inchaço. Além disso, hidrogéis à base de agentes

aniônicos ou catiônicos são sensíveis ao inchaço dependendo do pH do meio, podendo assim,

controlar a difusão dos compostos encapsulados. Um método bastante usual para prevenir o

―efeito Burst‖ do ativo é a modificação da superfície com a adição de uma cobertura para

proporcionar uma camada externa de proteção.

3.3.2.1. Complexação eletrostática com a superfície de partículas produzidas por

gelificação iônica

Recentemente muitos estudos têm se empenhado em melhorar a funcionalidade

dos agentes encapsulados, e para isso, técnicas combinadas como a gelificação iônica e a

complexação com polieletrólitos catiônicos, têm sido propostas com o objetivo de diminuir a

porosidade das micropartículas produzidas por gelificação iônica. Desta forma, materiais

como quitosana e proteínas, por interação eletrostática com cargas aniônicas das superfícies

das partículas de gel, podem proporcionar maior proteção ao composto encapsulado,

dificultando assim, a difusão do ativo pela porosidade da matriz (BELSCAK-CVITANOVIC

et al., 2015b; TELLO, et al., 2015; BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2011).

Quitina é um mucopolissacarídeo natural e o segundo mais abundante

biopolímero após a celulose, encontrado como material de sustentação de crustáceos, insetos e

outros seres, podendo ser degradado pela quitinase. É um material altamente hidrofóbico e


insolúvel em muitos solventes orgânicos. A quitosana, obtida sob condições alcalinas, é um

produto N-desacetilado da quitina, entretanto esse processo de N-desacetilação quase nunca é

completo. Desta maneira, verifica-se que quando o número de unidades de N-acetil-

glucosamina é superior a 50% têm-se a quitina, no entanto, se o número de unidades de N-

glucosamina é superior a 50%, o biopolímero é denominado de quitosana (RINAUDO, 2006;

KHOR; YONG LIM, 2003; MAJETI; KUMAR, 2000).

Quitina e quitosana comercialmente são obtidas de fontes de crustáceos, como

caranguejos e camarões. Além disso, ambos são considerados como materiais funcionais

adequados, uma vez que são polímeros naturais com excelentes propriedades, como

biocompatibilidade, biodegradabilidade, não toxicidade, propriedades de adsorção,

fungicidas, fungistática e antibacterianas (KHOR; YONG LIM, 2003; MAJETI; KUMAR,

2000).

Figura 3.8: Estrutura química da quitosana (Fonte: MAJETI; KUMAR, 2000).

Figura 3.9: Estrutura química do complexo alginato de sódio e quitosana (Fonte:

OSTROWSKA-CZUBENKO; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA, 2009).


A quitosana, estrutura apresentada na Figura 3.8, corresponde a um

heteropolímero, solúvel em soluções ácidas diluídas, como ácido acético e ácido fórmico,

biodegradável, com propriedade de formação de membrana e em estado sólido corresponde a

um polímero semicristalino. É o único polímero catiônico e, por apresentar esta característica,

a quitosana tem sido aplicada como floculante para recuperação de proteína e no processo de

despoluição. Possui também habilidade para complexação, onde os grupos –NH2 formam

interações específicas com metais, além disso, é amplamente utilizada em soluções, géis ou

filmes e fibras. Devido à interação eletrostática, a quitosana pode formar complexos com

materiais aniônicos, como o alginato de sódio, conforme representado na Figura 3.9

(MAJETI; KUMAR, 2000; OSTROWSKA-CZUBENKO; GIERSZEWSKA-DRUZYNSKA,

2009; RINAUDO, 2006; SALEHI; DARAEI; SHAMSABADI, 2016).

A aplicação de quitosana como sistema de cobertura em partículas, com objetivo

de proporcionar a liberação do ativo encapsulado em sítos específicos, tem sido amplamente

abordada. Meiling et al. (2015) observaram que microesferas de glucomanana Konjac,

oxidada e complexada com íons de Fe+3

e recobertas com quitosana, foram capazes de

dificultar a liberação precoce das antocianinas no estômago, permitindo assim, a sua liberação

no intestino. Desta maneira, a quitosana protegeu o íon Fe+3

dos íons H+ do fluido gástrico,

evitando a dissociação das microesferas e reduzindo a liberação das antocianinas no estômago

de 82% para 24%.

Bajpai e Tankhiwale (2006) estudaram a formação de partículas de alginato em

solução de cloreto de cálcio, seguido do processo de recobrimento com quitosana. Para a

formação das partículas de alginato o processo de gelificação ocorreu por 20 min, com a

adição de quitosana por 30 min. De acordo com esses autores, a interação eletrostática em pH

1,0 (simulando o fluido gástrico) entre os grupos -NH3 das cadeias de quitosana e os grupos –

COOH do alginato, proporcionou uma compactação na estrutura das partículas. Além disso,

as amostras mostraram ganho de água (20%), porém permaneceram intactas, sem apresentar

qualquer sinal de desintegração, confirmando dessa maneira que em condições ácidas há uma

forte interação eletrostática entre os grupos catiônicos e aniônicos da quitosana e alginato,

respectivamente.

A interação entre proteína e polissacarídeo tem desempenhado um importante

papel na estrutura e estabilidade em vários processos de produção de alimentos (BENICHOU

et al., 2007). A formação de complexos eletrostáticos entre proteínas e polissacarídeos ocorre

geralmente numa faixa de pH entre o valor do pK dos grupos aniônicos (grupos carboxílicos)

do polissacarídeo e abaixo do ponto isoelétrico das proteínas, com a presença de cargas


positivas. Dessa maneira, a complexação é resultado da interação eletrostática entre as cargas

aniônicas dos polissacarídeos e as cargas positivas das proteínas. Esses complexos

eletrostáticos são normalmente processos reversíveis, dependentes do pH e força iônica

(TOLSTOGUZOV, 1997).

As proteínas de soro são solúveis e pertencem a um dos dois principais grupos de

proteínas encontradas no leite, sendo o outro grupo representado pelas caseínas, que são

insolúveis no ponto isoelétrico (pH 4,6), porém solúveis em condições de pH neutro. As

proteínas de soro correspondem a uma mistura de proteínas com diversas propriedades

funcionais e alta potencialidade de uso, compostas principalmente por β-lactoglobulina e α-

lactoalbumina, que representam aproximadamente 70% e que são responsáveis por

propriedades, como hidratação, gelificação e superfície ativa, como a de formação de espuma

e emulsificante. Além disso, incluem também as imunoglobulinas, albumina de soro,

peptonas de protease, lactoferrina e lactoperoxidase, juntamente com outros componentes

menores. Apresentam estrutura tipicamente globular, susceptível à desnaturação pelo calor,

com alto nível de estruturas secundárias e terciárias, no qual aminoácidos ácidos/básicos e

hidrofóbicos/hidrofílicos estão distribuídos ao longo da cadeia polipeptídica (CAYOT;

LORIENT, 1997; RAMOS et al., 2014).

Atualmente, com o desenvolvimento de técnicas industriais que possibilitam o

fracionamento de proteínas do soro, com a ultrafiltração, está disponível no mercado uma

grande variedade de produtos, como os concentrados proteicos de soro de leite, conhecidos

com WPC e isolados proteicos de soro de leite, também chamados de WPI. O conteúdo de

proteína do WPC varia em torno de 35 a 80%, enquanto que no WPI este conteúdo é de no

mínimo 90%. Ambos, WPC e WPI, são amplamente utilizados em formulações alimentícias,

como agentes gelificantes, ligantes de água ou superfície ativa e apresentam excelente

funcionalidade tecnológica, como cargas eletrostáticas e natureza anfifílica, além de valor

nutricional agregado (RAMOS et al., 2014; PATOCKA et al., 2006).

Outra fonte proteica amplamente utilizada em alimentos é a gelatina, constituída

essencialmente por proteína, aproximadamente 85 a 92%, e o restante por sais minerais e água

e a sua produção ocorre por hidrólise parcial do colágeno nativo, que corresponde a uma

classe de proteína encontrada em seres humanos e animais. A gelatina é uma mistura de

cadeia de polímeros de diferentes comprimentos que não formam soluções reais, mas sim,

soluções coloidais ou sóis que, quando resfriadas, se convertem a géis e, quando aquecidas,

são revertidas a sóis. Tecnicamente é um hidrocolóide amplamente utilizado pela indústria de

alimentos pela sua multifuncionalidade (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).


As propriedades funcionais da gelatina podem ser divididas em dois grupos: a sua

propriedade associada à gelificação, como formadoras de textura, espessamento e o seu

comportamento superficial, como na formação e estabilização de emulsões, propriedade

adesiva, formação de filmes e função colóide protetora. Para o efeito de superfície ativa, é de

fundamental importância o ponto isoelétrico da gelatina, uma vez que se o pH é mantido

acima desse, normalmente em condições alcalinas, têm-se a formação de cargas negativas e se

abaixo, em meios ácidos com valores de pH inferiores a 5,0, verifica-se a formação de cargas

positivas e no ponto isoelétrico não há presença de cargas (NAGARAJAN et al., 2013;

SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).

Embora o maior nível de produção de gelatinas seja de fonte suína, uma

quantidade significativa de gelatina utilizada pela indústria alimentícia e farmacêutica é

derivada de fontes bovinas. Na indústria farmacêutica a gelatina é amplamente utilizada para

a produção de cápsulas, expansores de plasma e no tratamento de feridas. Além disso, a

gelatina é normalmente recomendada em produtos alimentícios, como suplementos para

praticantes de musculação e utilizada também para reduzir o nível de carboidratos em

formulações especiais para diabéticos (KARIM; BHAT, 2009). As formas comerciais de

gelatina são classificadas por valores de ―Bloom‖ que podem variar de 50 a 300. Valores altos

de ―Bloom‖ apresentam pontos de fusão e gelificação mais elevados, além de menor tempo de

gelificação (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).

3.4. Encapsulação de antocianinas

É crescente o interesse no desenvolvimento de técnicas que proporcionem a

estabilização de compostos bioativos e diante disso, muitos grupos de pesquisa buscam

metodologias de encapsulação que possibilitem ampliar as formas de aplicação e estender a

vida útil de extratos naturais. Um dos mais promissores métodos para melhorar e superar as

limitações de estabilidade das antocianinas é a microencapsulação, onde esses elementos

sensíveis podem ser protegidos e entregues no seu local de destino (MEILING et al., 2015).

Estão disponíveis na literatura alguns trabalhos que descrevem a microencapsulação de

antocianinas por spray drying com diferentes agentes carreadores (PAIM et al., 2016;

BICUDO et al., 2015; SOUZA et al., 2015; SILVA, et al., 2013; FERRARI, et al., 2012,

2013; BAKOWSKA-BARCZAK; KOLODZIEJCZYK, 2011; SILVA et al., 2010; TONON;

BRABET; HUBINGER, 2009, 2010; VALDUGA et al., 2008; ERSUS; YURDAGEL, 2007),

através de fluido supercrítico (SANTOS et al., 2013), gelificação iônica (SANTOS et al.,


2013; OEHME et al., 2011) e gelificação térmica utilizando a goma curdlana (FERREIRA et

al., 2009).

3.4.1.1. Encapsulação de antocianinas por “Spray Drying”

Na literatura foram encontrados alguns trabalhos que realizaram a

microencapsulação por spray drying da polpa de juçara, utilizando como agente carreador

amido modificado, concentrado proteico de soro, isolado proteico de soja e goma arábica

(SANTANA et al., 2016); gelatina, goma arábica e maltodextrina com dextrose equivalente

(DE) de 20 (BICUDO et al., 2015); maltodextrina 22 DE, amido modificado e inulina

(LACERDA et al., 2016) e polpa de juçara juntamente com cultura probiótica, inulina,

oligofrutose e maltodextrina 10 DE (PAIM et al., 2016). Os resultados apresentados por esses

trabalhos mostraram que o processo de secagem desta polpa foi eficiente, produzindo pós com

alto conteúdo de antocianinas. No entanto, não foram encontrados estudos envolvendo o

processo de extração de antocianinas da polpa de juçara associado à técnica de secagem por

spray drying.

Em relação à produção de extratos seguido do processo de microencapsulação por

spray drying, Bakowska-Barczak e Kolodziejczyk (2011) estudaram a secagem de extrato de

groselha preta (Ribes nigrum L.) em diferentes temperaturas de secagem (150, 160, 180 e 205

°C), utilizando maltodextrina com diferentes valores de DE e inulina como materiais de

parede. Esses autores verificaram que não ocorreu efeito significativo da variação de DE (11,

18 e 21) entre as maltodextrinas utilizadas, e que a inulina proporcionou menor retenção de

antocianinas.

Extratos alcoólicos acidificados de cenoura negra (Daucus carota L.) foram

encapsulados por spray drying por Ersus e Yurdagel (2007), utilizando maltodextrina com

diferentes valores de dextrose equivalente (10; 20-23 e 28-31). Eles constataram que com o

aumento do número de dextrose equivalente, as micropartículas contendo antocianinas

apresentaram coloração mais pálida e se tornaram mais higroscópicas. As micropartículas

armazenadas a 4 °C durante 8 semanas, não apresentaram mudança na coloração rósea,

enquanto que à 25 °C, essas se tornaram marrons. Além disso, o tempo de meia vida das

antocianinas encapsuladas por spray drying e armazenadas a 4 °C foi 3 vezes maior do que

quando mantidas a 25 °C. A temperatura de secagem influenciou na retenção de antocianinas,

sendo que temperatura superior a 180 °C proporcionou maiores perdas, observação também

feita por Bakowska-Barczak e Kolodziejczyk (2011).


Silva et al. (2013) encapsularam extrato de jabuticaba por spray drying utilizando

maltodextrina, goma Arábica e o amido modificado CapsulTM

como agentes carreadores,

avaliando diferentes temperaturas de secagem (140, 160 e 180 °C). Esses autores observaram

alta retenção de antocianinas, valores superiores a 80%, mesmo na temperatura de secagem

mais elevada, indicando uma possível resistência desses pigmentos ao calor. Além disso,

verificaram também maior retenção desses compostos pelas micropartículas constituídas por

maltodextrina (30%) e goma Arábica (25%)/maltodextrina (5%) secas a 160 °C; em

contrapartida, nessa mesma temperatura, obtiveram menor retenção naquelas formadas por

CapsulTM

(25%)/maltodextrina (5%).

A estabilidade de extratos de jabuticaba submetidos a secagem em spray dryer a

170 °C, utilizando maltodextrina (30%), maltodextrina (15%)/goma Arábica (15%) e goma

Arábica (30%) como veículos estabilizantes, foi avaliada por Silva et al. (2010). Eles autores

observaram que empregando apenas maltodextrina (30%) houve maior retenção de

antocianinas e estabilidade dos extratos encapsulados durante o armazenamento.

3.4.1.2. Encapsulação de antocianinas por Gelificação Iônica

Na literatura ainda são escassos os trabalhos que relatam a inclusão de compostos

hidrofílicos pelo processo de gelificação iônica, principalmente para antocianinas. Foram

encontrados alguns estudos que abordaram a encapsulação de betalaína através de alginato de

sódio e albumina de soro bovino (OTÁLORA et al., 2016), solução de cafeína utilizando

alginato de sódio, pectina, carragena e psílio (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2015a),

compostos bioativos de chá verde através de alginato de sódio combinado com 5 diferentes

tipos de proteínas: proteína de soro, caseinato, albumina de soro bovino, isolado proteico de

soja e proteína de cânhamo (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2015b), extrato de ervas

medicinais encapsulado por alginato de sódio e quitosana (BELSCAK-CVITANOVIC et al.,

2011), extrato herbal aquoso absorvido por partículas de alginato já pré-fabricadas (CHAN et

al., 2010). No entanto para antocianinas, a gelificação iônica ainda é um método pouco

aplicado, e poucas referências foram encontradas para este meio de encapsulação, como

antocianinas de extrato de mirtilo encapsuladas por pectina amidada (OEHME et al., 2011) e

extraídas da casca da jabuticaba por alginato (SANTOS et al., 2013).

A encapsulação através da gelificação térmica de antocianinas de amora-preta foi

avaliada através de três diferentes polissacarídeos (curdlana, pectina e alginato de sódio),

conforme apresentado por Ferreira et al. (2009). Entre os materiais de parede avaliados, a


curdlana foi selecionada como o melhor material, pois foi capaz de formar um gel firme em

pH mais baixo (inferior a 2,0). Através do estudo de liberação, esses autores observaram que

80 a 100% das antocianinas encapsuladas pela curdlana, foram liberadas em solução de pH

1,0 após 20 min. A rápida liberação do material ativo neste estudo pode ter ocorrido devido a

ausência de interações químicas entre a antocianina e o gel do polissacarídeo, ocorrendo

apenas um aprisionamento físico do pigmento pela matriz da partícula.

Extratos de jabuticaba contendo antocianinas encapsulados por gelificação iônica,

com a formação de partículas de alginato em íons de cálcio, apresentaram maior eficiência de

encapsulação (98,67%) em comparação ao método de fluido supercrítico (79,78%), conforme

descrito por Santos et al. (2013). Além disso, o extrato encapsulado por gelificação iônica

apresentou maior estabilidade à luz e temperatura, provavelmente devido à interação química

com o material encapsulante.

Extratos de mirtilo contendo antocianinas foram encapsulados por Oehme et al.

(2011) utilizando pectina amidada e solução de íons de cálcio. Após a formação das esferas de

gel, essas foram secas em leito fluidizado a 19 °C e adicionadas de cobertura constituída de

goma-laca e goma-laca/hidroxipropil metilcelulose (HPMC). De acordo com esses autores, o

processo de encapsulação foi eficiente e não alterou a composição das antocianinas; além

disso, estudos de liberação simulando o trato intestinal humano mostraram um atraso na

liberação desse pigmento pelo estômago e íleo, liberando como da maneira desejada para

maior disponibilidade das antocianinas, no cólon.

A patente proposta por Braga et al. (2013) relata a possibilidade de produzir um

corante natural azul, contendo antocianinas e antocianidinas, estável durante o processamento

térmico, a diferentes valores de pH e armazenamento, através da gelificação de proteína

combinada com íons metálicos. A solução proteica foi aquecida e o pH ajustado de 5,8 para

8,0 até a gelificação deste material e a adição do íon metálico (ferro, cobre ou alumínio)

juntamente com o pigmento, pôde ocorrer antes ou depois do processo de gelificação da

proteína. A presença desses íons, de acordo com esses autores, foi essencial para dar a cor

azul através da complexação com o pigmento. O produto resultante desta patente tinha como

proposta a aplicação em alimentos para dar aspecto lúdico e sensorial simulando pedaços de

fruta.

Material e Métodos 49

4. MATERIAL E MÉTODOS

4.1. Matéria-prima

A polpa comercial de juçara (Euterpe Edulis) utilizada na obtenção do extrato

hidroalcoólico e concentrado foi adquirida através de agricultores da comunidade rural de

Ubatumirim no município de Ubatuba (São Paulo, Brasil). A polpa foi transportada para o

laboratório em caixas isotérmicas. No laboratório, a matéria-prima foi armazenada em freezer

a -18 °C até a realização dos ensaios.

4.1.1. Caracterização da matéria-prima

A polpa de juçara foi caracterizada em relação ao conteúdo de umidade, proteína,

cinzas, açúcares totais, acidez titulável, seguindo os métodos da Associação Analítica de

Química (AOAC, 2002), lipídeos, conforme o método descrito por Bligh e Dyer (1959) e

fibras por diferença, conteúdo de antocianinas totais (através do método colorimétrico do pH

diferencial que será melhor descrito no Item 4.2.1.3) e diâmetro médio de partícula (Difração

a laser, conforme será descrito no Item 4.3.3.4), analisado por via úmida, com dispersão em

água destilada.

4.2. Obtenção do extrato hidroalcoólico e concentrado de juçara

A obtenção dos extratos da polpa da juçara foi realizada a partir de adaptações da

metodologia de Vieira et al. (2013). A polpa da juçara foi descongelada em ambiente escuro,

homogeneizada manualmente e 50 g de polpa foram pesadas diretamente em Erlenmeyer de

250 mL. A solução de extração foi composta pela mistura de água destilada e etanol (1:1 v/v),

o pH foi ajustado para 3,0 com adição de 0,35% de ácido cítrico (0,35 g/100 g de solução de

extração), a proporção polpa e solvente foi 1:4 e mantida constante. Os recipientes foram

selados com Parafilm M e cobertos com papel alumínio para prevenir a perda do solvente por

evaporação e então levados à incubadora de bancada (Tecnal, modelo TE-420, Piracicaba,

Brasil) para extração em leito de agitação por 30 min a 30 °C e 150 rotações por minuto

(rpm). Após a extração, as amostras foram primeiramente filtradas em filtro de tecido e


passadas em peneira com 0,250 mm de diâmetro do poro, para remoção do excesso de sólidos

suspensos e para facilitar o processo de atomização durante a secagem por spray drying.

A remoção do etanol, e consequentemente aumento do teor de sólidos, foi

realizada de acordo com Silva et al. (2013), com algumas modificações. O extrato de juçara

hidroalcoólico foi submetido à concentração em evaporador rotativo (TE-211, Tecnal,

Piracicaba, São Paulo) com banho frio a 9 °C, e banho quente a 40 °C, até a remoção

completa do etanol controlada com auxílio de um alcoômetro,

4.2.1. Caracterização do extrato de juçara

4.2.1.1. Composição centesimal

O extrato de juçara foi caracterizado em relação ao conteúdo de umidade,

proteínas, cinzas e açúcares totais seguindo os métodos da Associação Analítica de Química

(AOAC, 2002), lipídeos, conforme o método descrito por Bligh e Dyer (1959) e fibras por

diferença.

4.2.1.2. Análise de cor

A análise de cor das amostras foi feita em colorímetro Ultra Scan Vis 1043

(Hunter Lab, Reston, EUA) através da escala CIElab determinada pelos parâmetro L*, a* e

b*. Foi utilizado o módulo de calibração de Reflectância Especular Excluída (RSEX), com o

iluminante D65 e um ângulo de observação de 10º. O parâmetro L* indica a luminosidade que

varia de 100 (branco) a 0 (preto); a* corresponde a cromaticidade, onde –a* é a direção do

verde e +a* direção do vermelho e b* varia do azul (-b*) ao amarelo (+b*). A partir desses

parâmetros foram avaliadas as coordenadas cilíndricas ângulo Hue (H*) (Equação 4.1) e

Croma (C*) que corresponde à saturação da cor (Equação 4.2). O H* (tom) é definido de 0° a

270° a partir do ângulo formado entre os parâmetros a* e b*, sendo que +a* (vermelho) se

inicia em 0° e -a* (verde) se localiza a 180°, +b* (amarelo) corresponde a 90° e –b* (azul)

corresponde a 270°.

𝑛 (

)

(4.1)

√( ) (4.2)


4.2.1.3. Determinação do conteúdo de antocianinas monoméricas totais

O conteúdo de antocianinas monoméricas totais nos extratos foi analisado através

do método colorimétrico do pH diferencial descrito por Giusti e Wrolstad (2001). Uma

alíquota de extrato, seguindo diluições adequadas para a leitura no espectrofotômetro, foi

adicionada separadamente em dois tampões: cloreto de potássio 0,025 M, pH 1 e acetato de

potássio 0,4 M, pH 4,5. Após 15 min de repouso, à temperatura ambiente, foram realizadas as

medidas de absorbância a 510 nm e 700 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS,

marca UNICO, United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos). O

conteúdo de antocianinas foi calculado como equivalente em cianidina 3-glicosídeo,

considerando a absortividade molar (ɛ) e a massa molecular desta. A partir da Equação 4.3,

apresentada em mg/L de antocianinas monoméricas totais (AMT) no extrato de juçara líquido,

foi possível obter o conteúdo de antocianinas para o extrato seco (mg de cianidina 3-

glicosídeo equivalente/g de extrato seco), considerando o conteúdo de sólidos totais presente

no extrato. Cada amostra foi avaliada em triplicata.

𝐴𝑀𝑇 𝑚𝑔

𝐿 =𝐴 × 𝑀𝑀 × 𝐹𝐷 × 103

𝜀 × 𝑙

(4.3)

Onde: A = (A510 – A700)pH 1,0 – (A510 – A700)pH 4,5 ; MM = massa molecular (449,2 g.mol–1

);

FD = fator de diluição; ɛ = absortividade molar (26900 L.cm–1

.mol–1

); l = caminho ótico (cm).

4.2.1.4. Determinação dos compostos fenólicos totais

A determinação dos compostos fenólicos totais no extrato foi feita pelo método

colorimétrico de Folin-Ciocalteau (WATERHOUSE, 2001), que se baseia no princípio da

reação de redução dos ácidos fosfotúngstico e fosfomolíbdico, em meio alcalino, a óxidos de

tungstênio e molibdênio pelos compostos fenólicos, formando um complexo de cor azul.

Uma alíquota de 40 µL da amostra, seguindo diluições adequadas para a leitura no

espectrofotômetro, foi adicionada a 3,16 mL de água destilada e misturada com 200 µL do

reagente Folin Ciocalteau. Decorridos 5 min foram acrescidos 600 µL de solução aquosa de

carbonato de sódio 20% (20 g/100 g). Após 2 h, as absorbâncias das soluções foram lidas em

espectrofotômetro a 765 nm. Como controle, para calibrar o espectrofotômetro (modelo SQ-

2800 UV/VIS, marca UNICO, United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados


Unidos), foi utilizada uma alíquota de 40 µL do solvente do extrato acrescida de solução de

Folin Ciocalteau e de carbonato de sódio nas mesmas concentrações e condições citadas

anteriormente. Para a quantificação dos compostos fenólicos totais foi construída uma curva

padrão utilizando ácido gálico na faixa de concentração de 25 – 500 mg/L (R2=0,9967). A

quantificação dos compostos fenólicos foi expressa em mg de ácido gálico equivalente/g de

extrato seco. Cada amostra foi avaliada em triplicata.

4.2.1.5. Análise da capacidade antioxidante

A capacidade antioxidante dos extratos foi analisada através das metodologias

distintas de DPPH (Free Radical-Scavenging Capacity) e FRAP (Ferric Reducing

Antioxidant Power), para melhor quantificação e comparação. Os métodos DPPH e FRAP são

muito utilizados na literatura para medir a capacidade antioxidante de extratos vegetais ricos

em fenólicos, como extrato de pequi (MACHADO; MELLO; HUBINGER, 2013), frutas

tropicais, como açaí, juçara, jabuticaba, entre outras (RUFINO et al., 2010) e extrato de juçara

(VIEIRA et al., 2013).

Método DPPH (Free Radical-Scavenging Capacity)

Foi utilizada a metodologia descrita por Brand-Williams, Cuvelier e Berset

(1995), onde a atividade sequestrante de radicais livres dos extratos foi determinada através

do 1,1-difenil-2-picrilidrazil (DPPH). O DPPH é um radical livre estável que aceita um

elétron ou um radical hidrogênio, podendo ser reduzido na presença de um antioxidante. O

método baseia-se na redução do DPPH, de coloração púrpura, pela ação de antioxidantes

presentes na amostra, formando difenilpicril-hidrazina e consequentemente, desaparecimento

da coloração original com aparecimento da coloração amarela e redução da absorbância. A

partir das leituras de absorbância obtidas, determinou-se a porcentagem de atividade

antioxidante ou seqüestradora de radicais livres.

Para análise dos extratos, as amostras foram diluídas em água destilada, seguindo

diluições adequadas para a leitura no espectrofotômetro. Uma alíquota de 0,1 mL da amostra

diluída foi adicionada a 3,9 mL de solução DPPH na concentração de 0,06 mM/L (em etanol).

Após 90 min, em temperatura ambiente e no escuro, foram realizadas leituras das

absorbâncias a 515 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS, marca UNICO,

United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos), as condições foram


determinadas após testes preliminares. Como controle foi utilizado o solvente no lugar da

amostra e a reação foi feita nas mesmas concentrações e condições citadas anteriormente. O

etanol foi usado como branco para calibrar o espectrofotômetro. A capacidade de seqüestrar

radicais livres foi expressa como percentual de inibição de oxidação do radical e calculado

conforme a Equação 4.4.

100

0

0

A

tAA=%inibiçãoPI

(4.4)

Onde: A(0) é a absorbância do controle (solução de DPPH sem antioxidante), e A(t) é a

absorbância da amostra em solução.

Para a quantificação da capacidade antioxidante foi construída uma curva padrão

de Trolox variando de 10 a 100 mg/L (R2=0,9964). Os resultados da porcentagem de inibição

do DPPH foram linearizados na curva padrão de Trolox e expressos em µmol Trolox

equivalente/g de extrato seco. Cada amostra foi avaliada em triplicata.

Método FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power)

Foi utilizada a metodologia descrita por Benzie e Strain (1996), cujo princípio se

encontra na habilidade de redução do íon ferro. Em meio ácido, na presença de antioxidantes,

o complexo férrico tripiridiltriazina é reduzido à sua forma ferrosa de intensa cor azul,

causando um aumento na absorbância a 595 nm.

Para preparo do reagente FRAP misturam-se 25 mL de tampão acetato 0,3 M (pH

3,6), 2,5 mL de uma solução de TPTZ 10 mM (preparada com HCl 40 mM) e 2,5 mL de uma

solução aquosa de cloreto férrico 20 mM.

As amostras foram diluídas em água destilada, seguindo diluições adequadas para

a leitura no espectrofotômetro. Uma alíquota de 90 μL do extrato diluído foi transferida para

tubos de ensaio, juntamente com 270 μL de água destilada, 2,7 mL do reagente FRAP recém-

preparado. Esta mistura foi homogeneizada e mantida em banho-maria a 37 oC. Decorridos 30

min, foi feita a leitura a 595 nm em espectrofotômetro (modelo SQ-2800 UV/VIS, marca

UNICO, United Products & Instruments Inc., Nova Jersey, Estados Unidos). O reagente

FRAP foi utilizado como padrão de calibração do espectrofotômetro. Para a quantificação da

capacidade antioxidante foi construída uma curva padrão de Trolox variando de 20 a 230


mg/L (R2=0,9997). A capacidade antioxidante foi expressa em µmol Trolox equivalente/g de

extrato seco. Cada amostra foi avaliada em triplicata.

4.2.1.6. Identificação e quantificação das antocianinas individuais

A identificação e quantificação das principais antocianinas presentes no extrato

concentrado foram feitas em um cromatógrafo líquido de alta eficiência com sistema

cromatográfico LC-DAD (Alliance Waters), composto por bomba (Waters 2695), detector

(Waters 2996) e os resultados analisados pelo software Empower. A coluna utilizada foi a

Nova Pak C-18 (150 x 3,9 mm, 4 µm com pré-coluna). O extrato concentrado foi diluído na

proporção 1:1. Os solventes utilizados foram: eluente A composto por ácido acético (10%) e

eluente B composto por metanol e os gradientes utilizados nas análises foram: 92% de A e 8%

de B (0 minuto); 75% de A e 25% de B (15 min), retornando às condições iniciais de 92% de

A e 8% de B (20 min), onde se seguiu nessas condições por mais 10 min para condicionar a

coluna para a próxima corrida, sendo o tempo total de 30 min. A temperatura da análise foi a

30 °C com fluxo de 0,5 mL/min, a detecção feita no comprimento de onda de 510 nm, com

varredura de 200 a 600 nm e volume de injeção de 10 µL. A análise foi realizada pelo

Laboratório de Química Orgânica e Farmacêutica do CPQBA/UNICAMP.


4.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray

drying

4.3.1. Estudo da influência de agentes carreadores na secagem de extrato de juçara

por “spray drying”

Para obtenção dos pós por spray drying contendo extrato de juçara, foram

realizadas três etapas, conforme ilustrado na Figura 4.1. A primeira etapa consistiu na

obtenção do extrato hidroalcoólico em leito de agitação a partir da polpa de juçara; na etapa

seguinte foi realizada a concentração desse extrato em evaporador rotativo para obter maior

conteúdo de sólidos e remoção do etanol utilizado na etapa anterior. Na última etapa foi

realizada a secagem do extrato concentrado juntamente com agentes carreadores em spray

dryer.

Figura 4.1: Representação do processo de extração dos compostos bioativos da polpa de

juçara até a secagem em spray dryer.

4.3.2. Preparo das dispersões e processo de secagem por “spray drying”

Para o processo de secagem em spray dryer foram utilizados os seguintes agentes

carreadores: maltodextrina MOR-REX® 1910 com dextrose equivalente de 9-12 (MD 10

DE); maltodextrina MOR-REX® 1920 com dextrose equivalente de 17-19,9 (MD 20 DE) e

ETAPA 1

ETAPA 2

50% Etanol

50% Água Ajuste para pH 3,0

Extrato hidroalcoólico foi filtrado e levado para

evaporador rotativo (40 °C) para remoção do etanol.

ETAPA 3


maltodextrina MOR-REX® 1930 com dextrose equivalente de 26-30 (MD 30 DE) fornecidas

pela empresa Ingredion Brasil Ingredientes Industriais Ltda (Mogi Guaçu, Brasil) e goma

Arábica Instantgum BA® (GA) fornecida pela empresa Nexira Brasil Comercial Ltda (São

Paulo, Brasil). As informações relacionadas ao grau de dextrose equivalente das

maltodextrinas foram fornecidas pelo próprio fabricante.

A mistura extrato líquido concentrado, contendo 2,5% sólidos totais (2,5 g/100 g

de extrato) (informação obtida após a caracterização do extrato que será abordada em

Resultados e Discussão do Item 5.2.1) e agente carreador, 12,5% de sólidos (12,5 g/100 g de

extrato), foi mantida sob agitação magnética para completa dispersão, conforme a Tabela 4.1.

A solução de alimentação foi mantida em 15% de sólidos totais (15 g/100 g).

Tabela 4.1: Formulações para o processo de secagem por spray drying dos extratos

concentrados de juçara.

Formulações Agentes carreadores

1 Maltodextrina 10 DE (MD 10 DE)



4 Goma Arábica (GA)

5 Maltodextrina 10 DE: goma Arábica 25%:75% (MD 10 DE:GA 25%:75%)



Para o processo de secagem foi utilizado um secador laboratorial com sistema de

atomização (mini spray dryer) marca Labplant UK Ltd, modelo SD 06 (Hunmanby, Reino

Unido), que possui uma câmara de secagem de 215 mm × 500 mm e um bico atomizador do

tipo duplo fluido, com orifício de 1,0 mm de diâmetro (Figura 4.2). A alimentação do secador

foi realizada através de uma bomba peristáltica, com vazão de 4,7 mL/min. A temperatura de

saída do ar foi monitorada, para observar sua variação em função dos parâmetros adotados na

alimentação do secador e das características do produto final. A vazão do ar de secagem foi de

300 m3/h, a pressão do ar comprimido variável de 2 a 4 bar e a vazão do ar comprimido de 1,7

a 2 m3/h. A temperatura do ar de secagem do equipamento é ajustável até 250 °C, porém para

os ensaios foi utilizada a temperatura fixa de 160 °C (ERSUS; YURDAGEL, 2007;

BAKOWSKA-BARCZAK; KOLODZIEJCZYK, 2011). A temperatura de saída foi de 97 ± 1

°C. Os ensaios de secagem foram realizados em duplicata.


Figura 4.2: Spray dryer (Labplant UK Ltd, modelo SD 06) utilizado nas secagens dos

extratos concentrados de juçara.

4.3.3. Caracterização dos pós produzidos por “spray drying”

Os pós foram caracterizados em relação ao conteúdo de umidade, atividade de

água, higroscopicidade, temperatura de transição vítrea, distribuição de tamanho e diâmetro

médio de partículas, cor, retenção de antocianinas e compostos fenólicos, identificação e

quantificação das antocianinas individuais, capacidade antioxidante e microestrutura através

da microscopia eletrônica de varredura e confocal de varredura a laser.

4.3.3.1. Conteúdo de umidade e atividade de água

O conteúdo de umidade dos pós foi determinado gravimetricamente, por secagem

em estufa de circulação forçada a 105 °C. A análise foi feita em triplicata, onde 1 g de

amostra, por replicata, foi levado em estufa até atingir peso constante (AOAC, 2006). A

atividade de água foi medida em um higrômetro digital Aqualab modelo series 3TE

(Decagon, Pullman, EUA), a 25 ºC.


4.3.3.2. Análise de higroscopicidade

A higroscopicidade foi determinada de acordo com a metodologia descrita por Cai

e Corke (2000), com algumas modificações. A análise foi feita em triplicata, sendo 1 g de

amostra pesado e acondicionado em recipiente hermético contendo solução saturada de NaCl

(umidade relativa de 75,3%) a 20 °C. As amostras foram pesadas diariamente por sete dias e a

higroscopicidade expressa em g de umidade adsorvida por 100 g de amostra.

4.3.3.3. Temperatura de transição vítrea

Para a determinação da temperatura de transição vítrea, as amostras foram

colocadas em cápsulas de alumínio e foram hermeticamente fechadas, pesadas e então

submetidas a análises de calorimetria diferencial de varredura (DSC). As micropartículas

foram analisadas em um calorímetro TA-MDSC-2920 (TA Instruments, New Castle, USA)

com resfriamento controlado por um resfriador mecânico RCS (Refrigerated Cooling

Acessory), operando com gás nitrogênio e utilizando hélio como gás de purga, com vazão

constante de 25 mL/min. A calibração do equipamento foi feita com Índio (Tfusão = 156,6 °C)

e uma verificação com azobenzol (Tfusão = 68,0 °C) foi realizada. Nestes ensaios, 1 a 5 mg de

amostra foram resfriadas a -70 °C, mantidas isotermicamente por 5 min e em seguida

aquecidas até 120 °C, a uma taxa de aquecimento de 10 °C/min. Este aquecimento foi

realizado duas vezes para cada amostra. As análises foram realizadas em triplicata e a

temperatura de transição vítrea foi determinada com o auxílio do software Universal Analysis

2.6 (TA Instruments, New Castle, USA).

4.3.3.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula

A distribuição de tamanho e diâmetro médio de partículas foram determinados por

um analisador de tamanho de partículas por difração a laser, no equipamento Mastersizer

2000 (Malvern Instruments Ltd, Malvern, Reino Unido). O diâmetro médio foi determinado

baseando-se no diâmetro médio de uma esfera de mesmo volume, o diâmetro de De

Brouckere D[4,3] (Equação 4.5). As amostras foram analisadas em quintuplicata, por via

úmida, com dispersão em etanol 99,5%.


n

i

i

n

i

i

dn

dn

1

3

1

4

4,3

.

.

D (4.5)

Onde: di é o diâmetro das partículas e n é o número de partículas.


A análise de cor dos pós foi realizada por reflectância em colorímetro Ultra Scan

Vis 1043 (Hunter Lab, Reston, EUA) através da escala CIElab determinada pelos parâmetros

L*, a* e b*, na temperatura de 25 °C. Com esses parâmetros, foram avaliadas também as

coordenadas cilíndricas C* e ângulo Hue fornecidas pelo colorímetro, conforme descrito na

metodologia do item 4.2.1.2.

4.3.3.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais

A análise do conteúdo de antocianinas e compostos fenólicos foi realizada de

acordo a metodologia de Fang e Bhandari (2011) com algumas adaptações. As

micropartículas foram solubilizadas em água destilada (1:20 e 1:40 para antocianinas e

compostos fenólicos, respectivamente) e após a diluição, o procedimento para quantificação

do conteúdo de antocianinas totais e polifenóis seguiu de acordo com as metodologias já

abordadas nos itens 4.2.1.3 e 4.2.1.4, respectivamente. A retenção de antocianinas e fenólicos

pelas micropartículas foi realizada a partir da Equação 4.6, tendo como princípio a

quantificação desses compostos na alimentação e após o processo de secagem, em base seca.

𝑅(%) = (𝑋𝑒𝑛 𝑝𝑠𝑢𝑙 𝑑

𝑋 𝑜 𝑙 ) × 100

(4.6)

Onde: Xencapsulada = conteúdo de antocianinas/fenólicos quantificado nas micropartículas

(mg/g); Xtotal = conteúdo de antocianinas/fenólicos quantificado na alimentação (mg/g), em

base seca.



A identificação e quantificação das principais antocianinas presentes nas

micropartículas foram feitas em um cromatógrafo líquido de alta eficiência. As amostras

foram diluídas em água (100 mg em 5 mL de água destilada) e as etapas seguintes foram de

acordo com a metodologia descrita para o extrato no Item 4.2.1.6.

4.3.3.8. Capacidade antioxidante

A capacidade antioxidante foi analisada utilizando duas metodologias distintas,

DPPH e FRAP, descritas anteriormente. Para análise de DPPH e FRAP as amostras foram

reconstituídas, 0,20 g de pó em 20 e 100 mL de água destilada, respectivamente, conforme a

metodologia descrita por Tonon, Brabet e Hubinger (2010), com algumas adaptações. Após,

seguiu-se conforme a metodologia descrita nos Item 4.2.1.5, para determinação da capacidade

antioxidante pelos métodos de DPPH e FRAP, respectivamente.

4.3.3.9. Microscopia eletrônica de varredura

Para análise de microscopia eletrônica de varredura, as amostras foram fixadas em

porta-espécimes metálicos (stubs) de 12 mm de diâmetro e 10 mm de altura, através do uso de

uma fita adesiva dupla face. Após essa etapa, seguiu-se para o recobrimento das amostras

através do processo de evaporação de ouro a vácuo em um aparelho metalizador Sputter

Coater EMITECH, modelo K450 (Kent, Reino Unido) com espessura da camada de ouro

estimada em 200 Å. As amostras metalizadas foram mantidas em um suporte fechado, dentro

de um dessecador, até o momento da observação no microscópio eletrônico de varredura com

detector de energia dispersiva de raios X, LEO 440i - 6070 LEO Electron Microscopy/Oxford

(Cambridge, Inglaterra), operando com 15 kV e corrente de feixe igual a 150 pA para

obtenção das micrografias. As amostras foram observadas com aumento de 1500 e 5000x e a

aquisição das imagens foi realizada pelo LEO software, versão 3.01.

4.3.3.10. Microscopia confocal de varredura a laser

A análise de microscopia confocal de varredura a laser das micropartículas e

extrato de juçara concentrado foi realizada baseada nas propriedades de fluorescência dos

compostos bioativos naturais presentes no extrato. As amostras foram colocadas diretamente

em lâminas e recobertas com lamínulas e analisadas em microscópio confocal Carl Zeiss


(LSM 780-NLO, Germany) com objetiva de 40 e 63x, realizado pelo Instituto Nacional de

Ciência e Tecnologia de Fotônica Aplicada à Biologia Celular (INFABIC) no Instituto de

Física da UNICAMP. As imagens foram observadas com laser de excitação de 514 nm e faixa

de leitura entre 547 a 640 nm.


4.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica

4.4.1. Materiais

Para a formação das partículas foram avaliados dois agentes gelificantes: o

alginato de sódio (GRINDSTED® Alginate FD 175) e a pectina amidada de baixo grau de

esterificação (GRINDSTED® Pectin LA 210) fornecidos pela Danisco Brasil Ltda (Cotia,

São Paulo). Para o processo de recobrimento das partículas de gel, foi utilizada quitosana de

baixo peso molecular (desacetilação 75% - 85%), da empresa Sigma-Aldrich Brasil Ltda (São

Paulo, Brasil), concentrado proteico de soro de leite em pó (WPC 80% instantâneo) fornecido

pela empresa Fonterra Cooperative Group Limited (Auckland, New Zealand) e gelatina em pó

(Rousselot® 225H 30, com Bloom 222) fornecida pela empresa Rousselot Gelatinas do Brasil

SA (Amparo, São Paulo).

4.4.2. Ensaios preliminares para a definição do agente gelificante

Foram realizados ensaios preliminares para avaliar a força do gel em função do

tipo e concentração do agente gelificante e da solução de cloreto de cálcio, para assim definir

o material encapsulante. O alginato de sódio e pectina foram dispersos em água Milli-Q nas

concentrações de 1% (1 g/100 g) e 2% (2 g/100 g) e gotejados diretamente em solução de

cloreto de cálcio em concentrações de 1,5% (1,5 g/100 mL); 2,0% (2,0 g/100 mL) e 2,5% (2,5

g/100 mL). O gotejamento foi realizado com auxílio de uma seringa hipodérmica de 5 mL,

sem agulha e diâmetro interno de 2,00 mm, mantendo a distância de 12 cm em relação a

solução de cloreto de cálcio.

A força do gel das partículas de alginato e pectina foi determinada através de

ensaios de compressão uniaxial realizados em texturômetro TA-XT Plus Texture Analyser

(Stable Micro Systems, UK) utilizando geometria do tipo placa cilíndrica de acrílico com 35

mm de diâmetro, lubrificada com óleo de silicone para evitar o atrito com as amostras. Para a

análise, 6 partículas foram comprimidas até 80% da sua altura inicial sob velocidade de 0,5

mm/s, sendo dispostas numa mesma posição a cada ensaio. Os resultados foram expressos em

relação à força do gel (N) em função da concentração da solução de cloreto de cálcio (%).

Após definido o tipo e a concentração do agente gelificante, e a concentração da

solução de cloreto de cálcio, a etapa seguinte foi a obtenção de partículas por gelificação

iônica carreadoras de compostos hidrofílicos presentes no extrato de juçara, conforme será


descrita no Item 4.4.3. Para melhor compreensão da metodologia de produção das partículas

por gelificação incluídas de antocianinas, ficou definido a partir dos ensaios preliminares, que

o alginato de sódio na concentração de 2% (2 g/100 g) e a solução de cloreto de cálcio 2% (2

g/100 mL), foi a melhor condição para a obtenção de partículas em gel. Esses resultados serão

abordados em Resultados e Discussão do Item 5.4.1.

4.4.3. Ensaios preliminares para a definição das condições do processo de

microencapsulação por gelificação iônica utilizando compostos hidrofílicos

como agente ativo

4.4.3.1. Mistura entre agente gelificante e extrato de juçara

O agente gelificante alginato de sódio na concentração de 2% (2 g/100 g) foi

disperso no extrato de juçara contendo 2,5 % de sólidos (2,5 g/ 100 mL), em temperatura

ambiente, até a dispersão completa do alginato. As partículas foram produzidas de acordo

com adaptações da metodologia de Souza et al. (2012), através do gotejamento da mistura do

agente gelificante e extrato de juçara em solução de cloreto de cálcio 2% (2 g/100 mL). A

alimentação foi realizada com auxílio de uma bomba peristáltica Masterflex (Cole Parmer

Instruments, Chicago, USA) na vazão de 2,5 mL/min e o gotejamento por meio de um bico

atomizador com 0,5 mm de diâmetro, conforme o aparato mostrado na Figura 4.3. A distância

entre bico atomizador e solução de cloreto de cálcio foi mantida fixa em 12 cm. Após o

gotejamento, as partículas foram mantidas em banho de cloreto de cálcio por 30 min sob

agitação magnética a 500 rpm, em seguida foram peneiradas e armazenadas úmidas sob

refrigeração a 5 °C para análises posteriores.


Figura 4.3: Aparato utilizado para o gotejamento da dispersão de alginato de sódio em

solução de cloreto de cálcio.

4.4.3.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por


Este processo consistiu na absorção do extrato de juçara por partículas de alginato

de sódio pré-fabricadas por gelificação iônica em solução de cloreto de cálcio, conforme

adaptações da metodologia apresentada por Chan et al. (2010).

O alginato de sódio 2% (2 g/100 g) foi disperso em água Milli-Q, permanecendo

em processo de hidratação durante uma noite, para completa dispersão deste material. O

preparo das partículas foi realizado de acordo com adaptações da metodologia de Souza et al.

(2012), através do gotejamento desta dispersão em solução de cloreto de cálcio 2% (2 g/ 100

mL), sob constante agitação magnética. Para o gotejamento foi utilizado um bico atomizador

com 0,5 mm de diâmetro, na vazão de 2,5 mL/min através de uma bomba peristáltica

Masterflex (Cole Parmer Instruments, Chicago, USA), conforme o aparato apresentado na

Figura 4.3. A distância entre bico atomizador e solução de cloreto de cálcio foi mantida fixa

em 12 cm. As partículas foram mantidas em banho de cloreto de cálcio por 30 min sob

agitação magnética a 500 rpm, após foram peneiradas e lavadas para remover o excesso de

cálcio e parar o processo de gelificação.


Para a inclusão de antocianinas nas partículas de gel pré-fabricadas, foi feito um

estudo de cinética para determinar o tempo de absorção do extrato de juçara contendo 2,5 %

de sólidos (2,5 g/ 100 mL). As partículas foram colocadas no extrato (1:2) sob agitação

magnética e avaliadas nos tempos: 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 e 180 min em relação à

mudança de peso e sólidos totais (metodologia descrita no Item 4.4.5.1). A curva cinética foi

feita em duplicata.

4.4.3.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de juçara

Foram avaliados três diferentes tipos de materiais de recobrimento para as

partículas de alginato contendo extrato de juçara. Para determinar o tempo necessário para a

complexação foi feito um estudo inicial tomando como base a quitosana 1% (1 g/100 g), que

corresponde a um polímero catiônico capaz de interagir com as cargas aniônicas das

superfícies das amostras de gel de alginato. As partículas foram colocadas juntamente com a

dispersão de quitosana, em uma relação 1:2 e mantidas sob agitação magnética,

permanecendo em processo de recobrimento por 2, 4, 6, 10, 14 e 20 min. Após cada tempo

determinado, as partículas foram removidas, filtradas e submetidas à análise de ganho de

sólidos baseado no conteúdo de umidade (metodologia descrita no Item 4.4.5.1) e a dispersão

de quitosana resultante do processo de complexação foi submetida à análise do conteúdo de

antocianinas através do método colorimétrico do pH diferencial (metodologia descrita no Item

4.2.1.3). Definido o tempo de recobrimento para a dispersão de quitosana, as partículas de

alginato foram também recobertas por dois tipos de proteínas de origem animal: concentrado

proteico de soro de leite 1% (WPC, 1 g/100 g) e gelatina 1% (1 g/100 g), seguindo o mesmo

tempo de recobrimento fixado para a quitosana.

Os materiais de recobrimento foram dispersos em água Milli-Q até completa

dispersão e mantidos em hidratação por uma noite, e para gelatina foi necessário aquecimento

deste material até 65 °C por 30 min. Após, esses materiais foram acidificados com ácido

acético 60% (v/v) até pH 3,5. A condição do meio foi mantida ácida para maior estabilidade

das antocianinas. Além disso, a solubilidade da quitosana é dependente da condição ácida do

meio e as proteínas são capazes de adquirirem cargas catiônicas quando mantidas abaixo do

ponto isoelétrico. O ponto isoelétrico da solução de WPC é aproximadamente 4,35 (TELLO et

al., 2015) e a gelatina quando colocada em meios ácidos com valores de pH inferiores a 5,0,

apresenta a formação de cargas positivas (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a).


4.4.4. Caracterização dos materiais

4.4.4.1. Densidade de carga superficial

Para a análise da densidade de carga superficial o alginato de sódio, quitosana,

WPC e gelatina foram dispersos em água Milli-Q na concentração de 0,2% (0,2 g/100 g) para

a faixa de detecção do equipamento. Para as amostras de quitosana, WPC e gelatina o pH foi

ajustado em 3,5 com ácido acético 60% (v/v), já o alginato de sódio foi analisado em seu pH

natural, aproximadamente 6,48. A densidade de carga superficial dos materiais foi

determinada através do medidor de potencial zeta (ζ), utilizando uma câmara de medição de

microeletroforese (ZetaSizer Nano-ZS, Malvern Instruments Ltda, Worcestershire, Reino

Unido). As medidas foram feitas em triplicata e em temperatura ambiente.

4.4.4.2. Comportamento reológico

A medida da viscosidade das dispersões de alginato 2% ( 2 g/100 g), quitosana,

WPC e gelatina 1% (1 g/100 g e pH 3,50) e extrato de juçara concentrado foi feita através da

determinação das curvas de escoamento. Os ensaios foram realizados em um reômetro TA

Instruments AR1500 ex (New Castle, USA). As medidas foram feitas em triplicata, em

geometria de duplo cilindro concêntrico (17,53 mm e 16,02 mm de raio externo e interno do

rotor, respectivamente), temperatura controlada a 25 °C por sistema Peltier e Gap de 500 µm

para as dispersões e 1000 µm para o extrato. Os reogramas obtidos foram ajustados de acordo

com modelo matemático empírico da Lei da Potência (Equação 4.7). A viscosidade aparente

foi obtida da relação entre a tensão de cisalhamento ( ) e a taxa de deformação ( ̇).

( ̇) (4.7)

Onde: k corresponde ao índice de consistência (Pa.sn) e n corresponde ao índice de

comportamento.

4.4.5. Caracterização das partículas produzidas por gelificação iônica

As partículas foram caracterizadas em relação ao conteúdo de sólidos, teor de

carbono e nitrogênio, diâmetro médio e distribuição de tamanho, compressão uniaxial,

microscopia ótica, microscopia confocal de varredura a laser, microscopia eletrônica de


varredura, conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante. Além disso, foi realizado um

estudo de estabilidade e liberação das partículas em condições gastrointestinais simuladas.

4.4.5.1. Conteúdo de sólidos

O conteúdo de sólidos foi determinado gravimetricamente, por secagem em estufa

a vácuo a 70 °C até massa constante, conforme a análise para o extrato de juçara. A análise foi

feita em triplicata, onde aproximadamente 2 g de amostra foram pesados e colocados em

placa de petri (AOAC, 2002). O teor de sólidos totais foi obtido pela massa seca, realizado em

triplicata.

4.4.5.2. Teor de carbono e nitrogênio

A matéria-prima e as partículas secas (sem o conteúdo de umidade) foram

caracterizadas em relação ao teor de carbono e nitrogênio pelo Analisador de elementos

CHNS-O, modelo Flash 2000, Thermo Fisher Scientific Inc (Delft, Holanda). Esta análise foi

realizada com objetivo de verificar o incremento de carbono e nitrogênio após cada etapa de

preparo das partículas. As condições de operação foram: temperatura da coluna de reação de

950 °C, fluxo do gás de arraste Hélio de 140 mL/min, ciclo de 720 s, sendo que 5 s iniciais de

injeção de oxigênio a 250 mL/min, temperatura da coluna de separação de 65 °C e detector de

condutividade térmica. A curva de calibração foi feita com Cystine, BBOT (2,5-Bis(5-tert-

butyl-2benzo-oxazol-2yl) e SUL (4-aminobenzenesulphonamide).

4.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de partículas

Para a análise de diâmetro médio, as partículas foram colocadas em lâminas de

vidro e visualizadas em microscópio ótico de fluorescência Nikon AZ100 (Tokyo, Japão)

objetiva de 0,5x, conforme adaptações da metodologia de Li et al. (2016). Após a aquisição

das imagens, o diâmetro das partículas foi obtido individualmente, sendo feito uma contagem

de aproximadamente 300 partículas por amostra em duplicata. O diâmetro médio das amostras

foi expresso como D[4,3] (Diâmetro médio de Brouckere) e a distribuição baseada na

frequência (%) de partículas que apresentaram o mesmo diâmetro na faixa de 0 a 2 mm.


4.4.5.4. Compressão Uniaxial

A força máxima de resistência à compressão das partículas de alginato foi

determinada através de ensaios de compressão uniaxial realizados em texturômetro TA-XT

Plus Texture Analyser (Stable Micro Systems, UK) utilizando geometria do tipo placa

cilíndrica de acrílico com 35 mm de diâmetro, lubrificada com óleo de silicone para evitar o

atrito com as amostras. Para a análise, 6 partículas foram comprimidas até 80% da sua altura

inicial sob velocidade de 0,5 mm/s, sendo dispostas numa mesma posição a cada ensaio. A

força máxima obtida foi dividida por 6 partículas e o resultado final expresso em N/mm2,

levando em consideração a área de um círculo (πr2). A força máxima necessária para a

compressão representa a resistência máxima da superfície para a compressão do probe, dando

uma indicação da dureza das amostras. Os ensaios foram realizados em triplicata.

4.4.5.5. Microscopia ótica

As amostras úmidas foram colocadas em lâminas e as imagens das partículas

foram obtidas em Microscópio ótico Nikon AZ100 (Tokyo, Japão) com objetiva de 0,5x.


A análise de microscopia confocal de varredura a laser das partículas úmidas foi

realizada baseada nas propriedades de fluorescência dos compostos bioativos naturais

presentes no extrato de juçara. As amostras foram colocadas diretamente em lamínulas e

analisadas em microscópio confocal Invertido Zeiss Axio Observer.Z1 (LSM780-NLO, Carl

Zeiss AG, Germany) com objetiva de 10x, realizado pelo Instituto Nacional de Ciência e

Tecnologia de Fotônica Aplicada à Biologia Celular (INFABIC) do Instituto de Física da

UNICAMP. As imagens foram observadas com laser de excitação de 514 nm e faixa de

leitura entre 547 a 640 nm.


Para as micrografias, as partículas foram secas a 30 °C por 24 h em estufa, a

escolha de uma temperatura mais baixa teve como objetivo proporcionar menores

modificações na estrutura das amostras durante o processo de secagem. Assim, as amostras


secas foram fixadas em porta-espécimes metálicos (stubs) com auxílio de fita adesiva de

dupla face. Após, seguiu-se para o recobrimento destas através do processo de evaporação de

ouro a vácuo em um aparelho metalizador Sputter Coater EMITECH, modelo K450 (Kent,

Reino Unido) com espessura da camada de ouro estimada em 200 Å. As imagens das

amostras foram obtidas em Microscópio Eletrônico de Varredura com Detector de Energia

Dispersiva de raios X (Leo 440i, EDS 6070) LEO Electron Microscopy/Oxford (Cambridge,

Inglaterra), operando com 15 kV e corrente de feixe igual a 50 pA para obtenção das

micrografias. As amostras foram observadas com aumento de 50, 200, 1.500 e 3.000x e a

aquisição das imagens foi realizada pelo LEO software, versão 3.01.

4.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante

As amostras úmidas contendo extrato e as recobertas com quitosana, WPC e

gelatina foram colocadas em solução de ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA) com o

objetivo de quelar e retirar os íons de cálcio e promover a desorganização da estrutura do gel

para permitir a liberação das antocianinas contidas nas partículas. Dessa forma 0,8 g de

partículas foram dispersas em 24,5 mL de EDTA (0,2M) e mantidas sob agitação em

incubadora de bancada (Tecnal, modelo TE-420, Piracicaba, Brasil) a 100 rpm, 25 °C por 90

min. A relação partículas:solução de EDTA e tempo de extração em incubadora de bancada

foram definidos após testes preliminares. Após a extração, alíquotas das amostras foram

colocadas em tampão pH 1,0 e pH 4,5, cloreto de potássio (0,025 M) e acetato de sódio (0,4

M), respectivamente, em apropriada diluição para leitura no equipamento. A quantificação

das antocianinas foi de acordo com o método colorimétrico do pH diferencial, conforme

descrito no item 4.2.1.3.

A capacidade antioxidante das amostras úmidas contendo extrato e as recobertas

com quitosana, WPC e gelatina foi medida pelo método ORAC (Oxygen Radical Absorbance

Capacity). Para esta análise 20 μL de cada amostra diluída, 120 µl de solução de fluoresceína

diluída em tampão fosfato (pH 7,4) e 60 µL de AAPH (2,20 -azobis (2-

methylpropionamidine) dihydrochloride) foram adicionados a microplacas pretas no escuro.

Trolox foi utilizado como um padrão e as leituras foram feitas em um leitor de microplacas

(Synergy HT, Biotek) com os seguintes filtros fluorescentes: comprimento de onda de

excitação de 485 nm e comprimento de onda de emissão de 520 nm. Os valores de ORAC

foram obtidos em µmol de Trolox equivalente/ L utilizando as curvas padrão (2,5 e 100,0

µmol de Trolox equivalente/ L) para cada ensaio e os resultados foram expressos em µmol de


Trolox equivalente/ g partícula seca. As leituras de fluorescência foram utilizadas para os

cálculos apropriados (DAVALOS et al., 2004; PRIOR et al., 2003).

4.4.5.9. Estabilidade das antocianinas durante a estocagem sob condições de refrigeração

Para avaliar a estabilidade das antocianinas presentes nas partículas de alginato, as

amostras úmidas foram armazenadas sob condições de refrigeração a 5 °C em incubadora

durante 4 semanas, de acordo com a metodologia abordada por Belscak-Cvitanovic et al.

(2011), com algumas modificações. Sendo assim a cada semana, 0,8 g de partículas foram

pesadas em Erlenmeyer com 24,5 mL de EDTA (0,2 M) e mantidas sob agitação em

incubadora de bancada (Tecnal, modelo TE-420, Piracicaba, Brasil) a 100 rpm, 25 °C por 90

min. A quantificação das antocianinas foi de acordo com o método colorimétrico do pH

diferencial, descrito no Item 4.2.1.3, seguindo diluições adequadas para a leitura em

espectrofotômetro.

4.4.5.10. Estudo de liberação em condições gástrica e intestinal simuladas

O estudo de liberação de antocianinas presentes nas partículas utilizando fluidos

gástrico e intestinal simulados, foi realizado de acordo com adaptações da metodologia

empregada por Belscak-Cvitanovic et al. (2016), que trabalharam com partículas de alginato e

pectina contendo polifenóis de extrato de dente de leão (Taraxacum officinale L.).

Os fluidos gástrico e intestinal foram elaborados a partir de adaptações da

metodologia de Sanguansri et al. (2013). O fluido gástrico simulado foi preparado a partir da

dispersão de 3,2 g de pepsina e 2 g de cloreto de sódio em água destilada. Em seguida, adição

de 7 mL de ácido clorídrico (36% m/v) e o volume completado para 1000 mL com água

destilada. O pH final do fluido gástrico simulado foi mantido em 1,2 através de solução de

HCl (6 M). O fluido intestinal simulado foi preparado através da dispersão de 1,25 g de

pancreatina e 6,8 g de fosfato monopotássico em água destilada, em seguida com a adição de

77 mL de cloreto de sódio (0,2 M) e o volume completado para 1000 mL com água destilada.

O pH da solução foi ajustado para 7,4 com hidróxido de sódio (5 M). Ambos os fluidos foram

preparados a 37 °C.

Para o estudo de liberação, de acordo com adaptações da metodologia empregada

por Belscak-Cvitanovic et al. (2016), 6 g de partículas foram suspendidas em 60 mL de fluido

gástrico simulado (pH 1,2) contendo pepsina e mantidas sob agitação a 100 rpm em


incubadora de bancada a 37 °C por 120 min. Após 120 min as partículas foram filtradas e

suspendidas em 60 mL de fluido intestinal simulado (pH 7,4) contendo pancreatina e foram

mantidas nas mesmas condições de agitação (100 rpm) e temperatura (37 °C) por 120 min.

Alíquotas de ambos os fluidos foram retiradas em tempos definidos (5; 10; 15; 20;

40; 60; 80; 100 e 120 min) para posterior quantificação de antocianinas através da análise

colorimétrica do pH diferencial, capacidade antioxidante pelo método FRAP e cor das

amostras. O processo de liberação foi realizado em duplicata.

4.4.5.11. Caracterização dos fluidos gástrico e intestinal

Antocianinas totais

A quantificação das antocianinas presente nos fluidos gástrico e intestinal

simulados foi realizada de acordo com a método colorimétrico do pH diferencial conforme

descrito no Item 4.2.1.3. Para determinar o percentual de perda foi considerado o conteúdo

inicial de antocianinas presente nas amostras em relação ao conteúdo perdido durante o estudo

de liberação.

Capacidade antioxidante pelo método FRAP

A análise da capacidade antioxidante das amostras pelo método FRAP foi feita de

acordo com a metodologia descrita no Item 4.2.1.5, seguindo diluições adequadas para a

leitura no equipamento.

Análise de cor

Após 120 min de liberação das amostras contendo antocianinas, os fluidos

gastrointestinais simulados foram analisados em relação à cor, através da escala CIElab

determinando os parâmetro L*, a* e b*, a 25 °C, conforme a metodologia detalhada no Item

4.2.1.2.


4.5. Análise estatística

Os resultados do extrato de juçara e dos produtos obtidos do processo de

microencapsulação por spray drying e gelificação iônica foram analisados por Análise de

Variância utilizando-se o Software com versão de avaliação Minitab (Minitab 16.1.0, Minitab

Inc., State College, PA, EUA). O Teste de Tukey foi utilizado para a análise de diferença

entre médias, com p≤0,05.

Resultados e Discussão 73

5. RESULTADOS E DISCUSSÃO

5.1. Caracterização da polpa de juçara

A caracterização físico química da polpa de juçara em base úmida e base seca está

apresentada na Tabela 5.1.

Tabela 5.1: Composição da polpa de juçara em base úmida (b.u.) e base seca (b.s.).

Análises Média ± Desvio (b.u.) Média ± Desvio (b.s.)

Umidade (%) 89,08 ± 0,43 -

Lipídeos (%) 4,00 ± 0,26 36,65 ± 2,41

Açúcares totais (%) 3,73 ± 0,29 34,18 ± 2,69

Fibras (%) 1,63 ± 0,24 (por diferença) 14,97 ± 2,19 (por diferença)

Proteínas (%) 1,05 ± 0,03 9,57 ± 0,26

Cinzas (%)

Acidez total*

Antocianinas totais **

Diâmetro médio (µm)***

0,50 ± 0,01

0,24 ± 0,01

178,14 ± 4,93

100,41 ± 7,99

4,62 ± 0,12

2,21 ± 0,05

1631,82 ± 45,14

-

* g ácido cítrico/100 g

** mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/100 g polpa.

*** Tamanho médio de partícula.

Os dados apresentados na Tabela 5.1 mostram que a polpa de juçara apresentou

alto conteúdo de umidade e consequentemente, baixo teor de sólidos, aproximadamente 10%.

O conteúdo lipídico e açúcares totais representam a maior parte desses sólidos; já os demais

componentes, como fibra, proteínas e cinzas, correspondem a menos de 4% na polpa de juçara

integral. Os valores obtidos nesse trabalho estão de acordo com Vieira et al. (2013) que

trabalharam com polpa de juçara produzida na mesma região da polpa utilizada neste estudo;

as pequenas variações encontradas principalmente para o conteúdo de fibra e açúcares podem

ser justificadas por variações na matéria-prima, como grau de maturação, época de colheita,

além da etapa e condições de processamento da polpa. O conteúdo de antocianinas para a

polpa de juçara integral quantificado por Paim et al. (2016) foi bastante próximo ao valor

apresentado neste trabalho.


5.2. Caracterização do extrato de juçara

5.2.1. Composição centesimal

Na Tabela 5.2 está apresentada a composição centesimal do extrato de juçara

concentrado. Devido ao processo de filtragem, o extrato de juçara apresentou menor conteúdo

de sólidos, uma redução de aproximadamente 76% e consequentemente, um alto conteúdo de

umidade e uma redução de quase 90% em relação ao conteúdo lipídico, em comparação à

polpa de juçara integral. Os açúcares totais representaram a maior quantidade de sólidos

presentes no extrato, sendo aproximadamente 43% em base seca, diferentemente da polpa que

apresentou maior conteúdo lipídico na sua composição de sólidos. O valores obtidos para a

composição centesimal do extrato de juçara foram similares aos apresentados por Paim et al.

(2016) para a polpa de juçara centrifugada, denominada por esses autores como suco de

juçara.

Tabela 5.2: Composição centesimal do extrato de juçara concentrado.

Análises Média ± Desvio (b.u.) Média ± Desvio (b.s.)

Umidade (%) 97,42 ± 0,04 -

Lipídeos (%) 0,37 ± 0,02 14,15 ± 0,74

Açúcares totais (%) 1,11 ± 0,06 43,08 ± 2,30

Fibras (%) 0,88 ± 0,04 (por diferença) 34,25 ± 1,58 (por diferença)

Proteínas (%) 0,13 ± 0,02 5,03 ± 0,60

Cinzas (%) 0,09 ± 0,01 3,49 ± 0,50

5.2.2. Análise de cor

O processo de extração de antocianinas utilizando etanol acidificado, seguido da

concentração em evaporador rotativo para concentração de sólidos presentes no extrato, vem

sendo apresentado em vários trabalhos disponíveis na literatura (LAOKULDILOK; KANHA,

2015; SOUZA et al., 2015; FLORES; SINGH; KONG, 2014; MAHDAVEE KHAZAEI et al.,

2014; SILVA et al., 2013; JIMÉNEZ-AGUILAR et al., 2011). De acordo com a Figura 5.1,

pode se observar que o extrato de juçara concentrado apresentou coloração vermelha mais

intensa em relação ao extrato hidroalcoólico; a remoção do etanol proporcionou, portanto,

maior concentração de sólidos e intensificação da cor, comprovado também pela análise da


cor através dos parâmetros a* e C*. O extrato hidroalcoólico, por apresentar menor conteúdo

de sólidos, apresentou uma cor vermelha, porém menos intensa, conforme pode ser verificado

pelo parâmetro a* e mais diluído, com menor valor de C* (Tabela 5.3). Além disso, os

extratos de juçara hidroalcoólico acidificado e concentrado apresentaram ângulo Hue (tom)

localizado no quadrante vermelho (+a*) e amarelo (+b*).

Figura 5.1: A: Extrato de juçara bruto hidroalcoólico (pH 3,0) e B: Extrato de juçara

concentrado (pH 3,0).

Tabela 5.3: Cor dos extratos hidroalcoólico e concentrado analisada por reflectância em

escala CIElab ( L *, a*, b*) e coordenadas cilíndricas C* e Hue.

Extrato Cor

L* a* b* C* Hue (°)

Hidroalcoólico 0,71 ± 0,06 2,07 ± 0,18 0,34 ± 0,03 2,08 ± 0,18 8,39 ± 0,72

Concentrado 1,50 ± 0,13 4,05 ± 0,40 1,43 ± 0,11 4,22 ± 0,37 18,35 ± 0,81

5.2.3. Conteúdo de antocianinas, fenólicos totais e capacidade antioxidante

Como pode ser observado na Tabela 5.4, o processo de extração de antocianinas

da polpa da juçara foi eficiente. A polpa de juçara integral apresentou um conteúdo de

antocianinas de 1631,82 mg equivalente de cianidina 3-glicosídeo por 100 g de matéria seca

em comparação ao extrato de juçara concentrado que apresentou 4478 mg equivalente de

cianidina 3-glicosídeo por 100 g de matéria seca, ou seja, aproximadamente 3 vezes a mais

que o conteúdo de antocianinas quantificado na polpa. Considerando o conteúdo de sólidos

totais presente em cada uma dessas matrizes, verificou-se que a polpa de juçara apresentou

maior conteúdo de sólidos, 10,92 g de sólidos por 100 g de polpa seca, em comparação ao

extrato, com 2,58 g de sólidos por 100 g de extrato seco. Dessa maneira, conforme o

B A


esperado, o conteúdo de antocianinas quantificado no extrato foi superior ao teor obtido na

polpa de juçara, uma vez que foi calculado baseado na concentração de sólidos seco de cada

um desses materiais.

Tabela 5.4:Caracterização do extrato de juçara antes a após o processo de concentração

Análises Extrato

Hidroalcoólico Concentrado

Antocianinas Totais x 51,02 ± 1,67

a 44,78 ± 2,44

b

Fenólicos Totais y 116,11 ± 4,83

a 103,92± 2,65

b

DPPH z 802,96 ± 11,61

a 766,95 ± 21,66

b

FRAP z 1745,33 ± 75,03

a 1470,09 ± 44,98

b

x : mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g extrato seco;

y : mg de ácido gálico equivalente/g extrato seco;

z : µmol de Trolox equivalente/g extrato seco.

Letras diferentes em uma mesma linha indicam diferença estatisticamente significativa (p ≤0,05).

O processo de concentração do extrato hidroalcoólico a 40 °C por 3 horas

proporcionou aumento do conteúdo de sólidos totais de 1,20 ± 0,03% para 2,58 ± 0,04%; no

entanto, provocou redução no teor de antocianinas e compostos fenólicos, 12% e 10%,

respectivamente. Embora o processo de concentração do extrato tenha sido realizado a vácuo

e em ambiente protegido de luz, a temperatura associada com o tempo de processo, podem ter

proporcionado perdas dos compostos bioativos. Além disso, foi verificada também

diminuição da capacidade antioxidante de 5 e 16% quantificada pelos métodos de DPPH e

FRAP, respectivamente. A partir desses resultados, é possível concluir que a capacidade

antioxidante do extrato de juçara está intimamente relacionada à presença das antocianinas e

compostos fenólicos, uma vez que a perda de ambos compostos levou também a diminuição

da capacidade antioxidante.

Em estudo com frutos da palmeira juçara (Euterpe edulis) de diferentes regiões de

Santa Catarina (Brasil), Borges et al. (2011a) observaram que a capacidade antioxidante pelo

método de DPPH apresentou grande variação entre as amostras, demonstrando que a região

de crescimento dos frutos oferece influência sobre os composto fenólicos e

consequentemente, na capacidade antioxidante. Além disso, eles observaram que o conteúdo

de antocianinas pelo método do pH diferencial variou de 14,84 a 409,85 mg de cianidina 3-

glicosídeo equivalente/100 g de fruto fresco, variação que também pode ter ocorrido devido

às diferenças nas condições de clima e solo de crescimento de cada fruto. Para o extrato de

juçara hidroalcoólico obtido nesse trabalho o conteúdo de antocianinas foi de 229,50 mg de


cianidina 3-glicosídeo equivalente/100 g de fruto fresco, estando, portanto, dentro da variação

encontrada por Borges et al. (2011a).

Vieira et al. (2013) analisaram a extração de polpa de juçara em diferentes

condições de temperatura, solvente/alimentação e concentração de etanol em água e

observaram que na condição de extração em leito de agitação com 50% de etanol em água, o

conteúdo de antocianinas monoméricas totais foi de 12,45 mg de cianidina-3-glicosídeo

equivalente/g de polpa seca e compostos fenólicos foi de 52,28 mg de ácido gálico

equivalente/g de polpa seca. Em condições similares de extração, os resultados obtidos nesse

trabalho apresentaram valores próximos para o extrato hidroalcoólico de juçara, sendo 21,02

mg de cianidina-3-glicosídeo equivalente/g de polpa seca e 47,82 mg de ácido gálico

equivalente/g de polpa seca.

O extrato concentrado foi analisado em relação às antocianinas individuais em

cromatógrafo líquido de alta eficiência, como pode ser observado pelo cromatograma da

Figura 5.2. O extrato de juçara concentrado apresentou a cianidina 3-rutinosídeo em maior

concentração, representado pelo maior pico (B), 18,54 ± 0,75 mg/g de extrato seco e em

menor quantidade, a cianidina 3-glicosídeo, caracterizada pelo menor pico (A), 8,79 ± 0,46

mg/g de extrato seco; o primeiro pico corresponde ao pico do solvente (C). Esses resultados

estão de acordo com outros trabalhos disponíveis na literatura. Brito et al. (2007)

identificaram a cianidina 3-glicosídeo (13,58 mg/g peso seco) e cianidina-3-rutinosídeo

(15,65 mg/g peso seco) como sendo as principais antocianinas presentes na juçara.

Figura 5.2: Cromatograma do extrato de juçara concentrado (A) cianidina 3-glicosídeo, (B)

cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.

6.7

08

7.8

58

AU

0.00

0.10

0.20

0.30

0.40

0.50

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

B

A C


5.3. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de secagem por spray

drying

5.3.1. Caracterização dos pós

5.3.1.1. Conteúdo de umidade e atividade de água

Na Tabela 5.5 estão apresentados os resultados de conteúdo de umidade e

atividade de água para os pós contendo extrato de juçara. De maneira geral, observou-se que o

agente carreador influenciou no conteúdo de umidade das amostras; os pós produzidos com

maltodextrina 30 DE apresentaram maior conteúdo de umidade (4,18 ± 0,11%), seguidos

pelos pós constituídos de goma Arábica (3,68 ± 0,28%). A mistura goma Arábica e

maltodextrina 10 DE não alterou o conteúdo de umidade das amostras e essas foram

estatisticamente iguais às produzidas com apenas maltodextrina 10 DE. Já a maltodextrina 20

DE proporcionou a formação de pós com menor conteúdo de umidade. Os pós produzidos

com maltodextrina 30 DE apresentaram os maiores valores para atividade de água.

Tabela 5.5: Análise do conteúdo de umidade e atividade de água das micropartículas

produzidas com diferentes agentes carreadores.

Amostras Conteúdo de umidade (%) Atividade de água

MD 10 DE 2,89 ± 0,08c 0,245 ± 0,019

b

MD 20 DE 2,28 ± 0,06d 0,216 ± 0,015

c

MD 30 DE 4,18 ± 0,11a 0,314 ± 0,021

a

GA 3,68 ± 0,28b 0,253 ± 0,017

b

MD 10 DE: GA (25%:75%) 3,07 ± 0,02c 0,243 ± 0,017

b,c

MD 10 DE: GA (50%:50%) 2,88 ± 0,15c 0,256 ± 0,019

b

MD 10 DE: GA (75%:25%) 3,04 ± 0,25c 0,242 ± 0,006

b,c

Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre os pós

(p≤0,05).

Os resultados para o conteúdo de umidade e atividade de água obtidos para os pós

produzidos com os diferentes agentes carreadores, conforme mostrados na Tabela 5.5, estão

próximos aos valores esperados para produtos desidratados por spray drying.

Ferrari et al. (2012) estudaram a obtenção de pós por spray drying, a partir de

polpa de amora preta e os agentes carreadores maltodextrina (20 DE) e goma Arábica, na


forma pura e combinados. Esses autores observaram resultados similares aos apresentados

nesse trabalho; os pós constituídos de goma Arábica pura e a mistura goma Arábica e

maltodextrina (20 DE) apresentaram maior conteúdo de umidade quando comparados com as

amostras produzidas com maltodextrina (20 DE) pura. Esse comportamento está

provavelmente relacionado à diferença de estrutura química desses materiais, visto que a

goma Arábica consiste num heteropolissacarídeo complexo com uma estrutura altamente

ramificada, apresentando dessa forma cadeias mais curtas e grupos mais hidrofílicos.

O conteúdo de umidade por si só não é um resultado suficiente para se relacionar

com a susceptibilidade à deterioração de um produto. Para tanto, a determinação da atividade

de água, ou seja, a intensidade com a qual a água está associada com os constituintes da fase

não aquosa, apresenta uma importante relação com os possíveis processos de degradação

ocasionados pelo crescimento de microrganismos e reações químicas (REID; FENNEMA,

2008). A atividade de água mede, portanto, a disponibilidade de água para possíveis

atividades microbiológicas, enzimáticas ou químicas. Abaixo de 0,6 quase todos os

microrganismos têm seu crescimento inibido; no entanto, em valores baixos de atividade de

água, ocorre mais facilmente a oxidação lipídica (FELLOWS, 2006).

Os pós contendo extrato de juçara apresentaram, de maneira geral, atividade de

água inferior a 0,35, o que é interessante para a estabilidade das amostras, devido a pouca

disponibilidade de água para crescimento microbiológico. No entanto, valores de atividade de

água inferiores a 0,3 podem favorecer a oxidação lipídica (LABUZA et al., 1972), visto que o

extrato de juçara concentrado apresentou aproximadamente 14% de lipídeos em sua

composição em base seca.

Valores similares de atividade de água foram observados em outros trabalhos

disponíveis na literatura, como pós produzidos por spray drying de polpa de açaí (TONON et

al., 2009a,b) e polpa de amora preta (FERRARI et al., 2013), que mostraram resultados para a

atividade de água inferiores a 0,4.

5.3.1.2. Análise de higroscopicidade

O comportamento dos pós durante sete dias de armazenamento pode ser analisado

na Figura 5.3. Ocorreu maior adsorção de água pelas amostras no primeiro dia de análise, se

tornando mais lenta nos dias seguintes. A partir do quarto dia de armazenamento, foi

verificada uma tendência de equilíbrio de adsorção de água pelos pós produzidos com os

diferentes agentes carreadores.


Na Figura 5.4, podem ser acompanhada a mudança do estado físico durante a

análise de higroscopicidade dos pós produzidos com os diferentes agentes carreadores, ao

longo de sete dias de armazenamento em uma umidade relativa de 75,3% (NaCl) a 20 °C.

Observa-se que as amostras produzidas com maltodextrina 20 e 30 DE apresentaram uma

mudança de coloração já no primeiro dia de armazenamento. No segundo dia de análise, o

escurecimento da cor das micropartículas foi visível em todas as amostras, destacando-se os

pós constituídos por maltodextrina 20 e 30 DE que apresentaram um aspecto de sólido

compactado e líquido pegajoso ou caking, respectivamente. A partir do terceiro dia de

armazenamento, todas as amostras se apresentaram bastante escuras, sendo que do quarto dia

até o sétimo dia de análise foi visível a formação de aglomerados duros e compactados com

aparência de torrões, com diferenciação para as amostras constituídas por maltodextrina 20 e

30 DE que apresentaram aspecto de líquido pegajoso.

Segundo Aguilera, Del Valle e Karel (1995), caking é um fenômeno no qual um

pó totalmente solto é transformado em torrões, passando em seguida para um aglomerado

sólido e por fim para um material pegajoso, esse processo resulta em perda na funcionalidade

e qualidade do pó. O estágio inicial do caking consiste na formação de pontes a partir de

pontos de contato entre as partículas, sem uma diminuição mensurável da porosidade. O

estágio seguinte é marcado pela aglomeração com a consolidação irreversível das pontes,

porém a porosidade do sistema é mantida, resultando em grupos de partículas com integridade

estrutural. Em um estágio mais avançado ocorre a compactação com a perda da integridade do

sistema, como resultado do espessamento das pontes interpartículas devido à redução dos

espaços entre as partículas. No estágio final do caking, as pontes desaparecem, como

resultado da liquefação da amostra, devido ao alto conteúdo de umidade, acarretando em uma

solubilização das frações de baixo peso molecular.

Em termos de conservação, é desejável pós com menor valor de higroscopicidade

devido à menor capacidade de adsorção de umidade do ambiente. Dessa forma, é interessante

que o agente carreador apresente baixa higroscopicidade, evitando a solubilização ou

amolecimento dos pós pela umidade externa, além de proteger o pigmento do contato com o

ar atmosférico e radicais livres, que causam a sua degradação (SILVA et al., 2013). Esses

produtos em pós devem ser aplicados em alimentos que não agregam umidade a eles, além de

oferecer proteção das condições adversas do ambiente externo, como a utilização de

embalagens com propriedades de barreira.


Figura 5.3: Avaliação da higroscopicidade das amostras produzidas com diferentes agentes

carreadores ao longo de sete dias de análises.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

0 1 2 3 4 5 6 7 8

Hig

rosc

op

icid

ad

e (g

águ

a/

100 g

am

ost

ra)

Tempo (dias)

MD 10 DE

MD 20 DE

MD 30 DE

GA

MD 10 DE: GA (25%:75%)

MD 10 DE: GA (50%:50%)

MD 10 DE: GA (75%:25%)


Dias

Amostras

MD 10 DE MD 20 DE MD 30 DE GA MD 10 DE:GA

(25%:75%)

MD 10 DE:GA

(50%:50%)

MD 10 DE:GA

(75%:25%)

0

1

2

3

Figura 5.4: Amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores, armazenadas em solução de NaCl (75,3%) à 20°C, durante sete dias de

armazenamento.


4

5

6

7

Figura 5.4: Amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores, armazenadas em solução de NaCl (75,3%) à 20°C, durante sete dias de

armazenamento.


Conforme pode ser visualizado na Tabela 5.6, a higroscopicidade dos pós variou

de 12 a 15% no sétimo dia de análise. As amostras constituídas por maltodextrina 30 DE e

goma Arábica pura foram as mais higroscópicas em comparação aos outros agentes

carreadores; essas amostras apresentaram também, conforme a Tabela 5.5, maior conteúdo de

umidade. As micropartículas produzidas com maltodextrina 10 DE: goma Arábica (75%:25%)

apresentaram-se menos higroscópicas e foram estatisticamente iguais à maltodextrina 10 DE

pura; no entanto, à medida que a concentração de goma Arábica (50 e 75%) aumentou na

constituição das amostras, observou-se um incremento gradativo na higroscopicidade.

Ao comparar o comportamento da maltodextrina (10, 20 e 30 DE), verificou-se a

influência do grau de hidrólise desse material na adsorção de água pelas amostras; a

higroscopicidade dos pós aumentou à medida que o número de dextrose equivalente da

maltodextrina aumentou (Tabela 5.6). Ou seja, quanto mais hidrolisada for a maltodextrina,

maior a presença de glicose livre e mais higroscópico será o material.

Tabela 5.6: Higroscopicidade das amostras produzidas com os diferentes agentes carreadores

no sétimo dia de análise.

Amostras Higroscopicidade (g água/ 100 g amostra)

MD 10 DE 12,12 ± 0,15e

MD 20 DE 13,65 ± 0,03c

MD 30 DE 15,40 ± 0,10a

GA 14,33 ± 0,08b

MD 10 DE: GA (25%:75%) 14,04 ± 0,42b,c

MD 10 DE: GA (50%:50%) 12,96 ± 0,06d

MD 10 DE: GA (75%:25%) 12,06 ± 0,09e


(p≤0,05).

A adsorção de água nas micropartículas pode ser associada ao número de grupos

hidrofílicos presente na estrutura de cada agente carreador; materiais com um alto número de

ramificações com grupos hidrofílicos, como no caso da goma Arábica, maltodextrina 20 e 30

DE, apresentam adsorção mais fácil de umidade do ar ambiente, diferentemente da

maltodextrina 10 DE que é menos hidrolisada, exibindo assim, menos grupos hidrofílicos

representados por glicoses livres. A diminuição da higroscopicidade dos pós está relacionada

com as características dos agentes carreadores. A maltodextrina 10 DE, quando aplicada em


processos de secagem em spray dryer, reduz a higroscopicidade do produto final,

confirmando dessa maneira, a sua eficiência como agente carreador, além de ser um dos

materiais mais utilizados em secagem por spray drying (SOUZA et al., 2015; TONON;

BRABET; HUBINGER, 2009).

Resultados semelhantes foram observados em outros estudos com pós produzidos

por spray drying, Ersus e Yurdagel (2007) verificaram que com o aumento do número de

dextrose equivalente (10; 20-23 e 28-31) da maltodextrina utilizada para encapsulação de

extrato de cenoura preta (Daucus carota L.), as amostras se tornavam mais higroscópicas.

Conforme observado por Bicudo et al. (2015), pós de polpa de juçara secos com

goma Arábica mostraram maior higroscopicidade (14,65%) quando comparados com os pós

produzidos com maltodextrina 20 DE e gelatina, indicando a forte capacidade das amostras

com goma Arábica em atrair moléculas de água quando em contato com ar ambiente.

5.3.1.3. Temperatura de transição vítrea

Uma importante mudança característica do estado amorfo é conhecida como

transição vítrea, que envolve a transição do estado vítreo para o estado gomoso ou

borrachento. A análise da temperatura de transição vítrea, determinada a partir do ponto

médio na transição vítrea das amostras, foi realizada de acordo com a metodologia descrita no

Item 4.3.3.3. Na Figura 5.5 estão apresentados os termogramas com os pontos de inflexão

obtidos para os pós produzidos com os diferentes agentes carreadores. Os termogramas

apresentaram a transição de fase de segunda ordem, característica que produz uma mudança

na linha do fluxo de calor, na temperatura de transição de fase. Quando o material passa do

estado vítreo para um estado gomoso de maior mobilidade, na temperatura de transição vítrea,

ocorre uma apreciável mudança no calor específico (ROOS, 1995).


Figura 5.5: Pontos de inflexão dos termogramas obtidos para os pós de extrato de juçara

produzidos com vários agentes carreadores: (A) MD 10 DE; (B) MD 20 DE; (C) MD 30 DE;

(D) GA; (E) MD 10 DE:GA (25%:75%); (F) MD 10 DE:GA (50%:50%) e (G) MD 10

DE:GA (75%:25%).

As temperaturas de transição vítrea estão apresentadas na Tabela 5.7. De maneira

geral, as amostras apresentaram altos valores de temperatura de transição vítrea, superior a 70

°C, exceto a amostra com maltodextrina 30 DE. Considerando a temperatura de estocagem,

armazenamento ou de transporte em um país tropical, por volta de 25 a 40 °C, pode se dizer

que as amostras apresentaram, de maneira geral, temperatura de transição vítrea superior a

essa faixa, estando, deste modo, em estado vítreo.

Para os diferentes agentes carreadores avaliados neste trabalho, foi possível

observar mais diretamente a influência do conteúdo de umidade na temperatura de transição

vítrea das amostras, como ocorreu com os pós produzidos com maltodextrina 30 DE, que

apresentaram um alto conteúdo de umidade (4,18%), atividade de água (0,314) e

higroscopicidade (15,40%) (Tabelas 5.5 e 5.6) e consequentemente, menor valor de

temperatura de transição vítrea. A análise do conteúdo de umidade dos pós é uma importante

propriedade, pois está relacionada com a eficiência do processo de secagem, mas também


com outras características importantes da amostra. O aumento do conteúdo de umidade leva a

diminuição da temperatura de transição vítrea, devido ao efeito plasticizante da água. De

maneira similar ao obervado para pós de extrato de juçara, Tonon et al. (2009a) verificaram

que a temperatura de transição vítrea de pós de polpa de açaí diminuiu com o aumento do

conteúdo de umidade.

Dessa forma, é interessante a obtenção de pós com alta temperatura de transição

vítrea, pois isso implica em menor mobilidade molecular devido à alta viscosidade da matriz,

dificultando as reações de degradação e proporcionando maior estabilidade do ativo,

principalmente durante o armazenamento. Uma vez que a mudança de estado físico fragiliza a

matriz de proteção das partículas, expondo assim, o ativo encapsulado.

Tabela 5.7: Análise da temperatura de transição vítrea das amostras produzidas com os


Amostras Temperatura de transição vítrea (°C)

MD 10 DE 80,80 ± 0,6a

MD 20 DE 78,4 ± 3,8a

MD 30 DE 37,7± 5,1b

GA 76,3 ± 1,0a

MD 10 DE: GA (25%:75%) 82,4 ± 0,4a

MD 10 DE: GA (50%:50%) 79,5± 1,4ª

MD 10 DE: GA (75%:25%) 83,4± 0,2a

Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre as amostras

(p≤0,05).

A temperatura de transição vítrea está também relacionada com a massa molecular

dos agentes carreadores. O aumento da massa molecular levou ao aumento da temperatura de

transição vítrea, como pode ser observado para as amostras produzidas com maltodextrinas

com menores valores de dextrose equivalente (10 e 20 DE), comparadas com a maltodextrina

com 30 DE. Cai e Corke (2000) também verificaram que a temperatura de transição vítrea de

pós de betacianinas extraídas do amaranto diminuiu com a diminuição da massa molecular

dos agentes carreadores.

Açúcares e ácidos de baixo peso molecular presentes em sucos e polpas de frutas

apresentam baixa temperatura de transição vítrea. Logo, a adição de agentes carreadores de

maior massa molecular em processos de encapsulação de sucos de frutas, como a


maltodextrina e goma arábica, oferece melhor estabilidade aos pós devido ao aumento da

temperatura de transição vítrea e diminuição da aderência dos materiais alimentícios (ROOS,

1995). Neste sentido, a maior proporção de agente carreador (12,5% de sólidos) em relação ao

extrato de juçara concentrado (2,5% de sólidos) pode justificar a obtenção de altos valores de

temperatura de transição para os pós obtidos com maltodextrina (10 e 20 DE), goma Arábica

e a combinação de maltodextrina (10 DE) com goma Arábica.

A combinação de maltodextina 10 DE e goma Arábica, em diferentes proporções,

forneceu temperatura de transição vítrea estatisticamente semelhante aos resultados para esses

agentes utilizados na forma pura. Sabe-se que para produtos alimentícios sólidos, a

temperatura de transição vítrea depende dos componentes que estão envolvidos nesta mistura.

No entanto, a mistura desses dois agentes carreadores, maltodextrina 10 DE e goma Arábica,

não afetou a temperatura de transição vítrea das amostras para o extrato de juçara.

Kilburn et al. (2005) observaram que a temperatura de transição vítrea para

maltodextrinas com diferentes valores de dextrose equivalente diminuiu fortemente em

função da atividade de água. Conforme analisado por esses autores, na atividade de água de

0,22 as temperaturas de transição vítrea para as maltodextrinas com 12 e 21 DE, foram 86,9

°C e 74,8 °C, respectivamente, e para a atividade de água de 0,33 a maltodextrina 33 DE

apresentou uma temperatura de transição vítrea de 43,8 °C. Para o extrato de juçara com os

agentes carreadores maltodextrina 10, 20 e 30 DE e valores de atividade de água das

micropartículas entre 0,2 e 0,3, observaram-se valores próximos aos encontrados por Kilburn

et al. (2005).

5.3.1.4. Distribuição de tamanho e diâmetro médio de partícula

Na Tabela 5.8 está apresentado o diâmetro médio das partículas através do

diâmetro D[4,3] e a Figura 5.6 apresenta as curvas de distribuição das partículas formadas pelos


Conforme apresentado na Tabela 5.8 o diâmetro médio das amostras variou entre

6 e 11 µm. As partículas constituídas por maltodextrina 20 e 30 DE apresentaram os maiores

valores de tamanho médio e esses foram estatisticamente iguais. O tamanho médio das

partículas produzidas pelos materiais puros maltodextrina 10 DE e goma Arábica e a mistura

maltodextrina 10 DE:goma Arábica (50%:50%) foram estatisticamente iguais, enquanto as

amostras constituídas por maltodextrina 10DE:goma Arábica (25%:75%) e (75%:25%)

apresentaram os menores diâmetros médios de partículas e não diferiram entre si.


Tabela 5.8: Diâmetros médios das partículas contendo diferentes agentes carreadores através

do diâmetro D[4,3].

Amostras D[4,3] (µm)

MD 10 DE 8,504 ± 0,228b

MD 20 DE 10,851 ± 0,911a

MD 30 DE 11,479 ± 0,885a

GA 8,798 ± 0,052b

MD 10 DE: GA (25%:75%) 7,504 ± 0,174c

MD 10 DE: GA (50%:50%) 8,496 ± 0,291b

MD 10 DE: GA (75%:25%) 6,977 ± 0,182c

Letras diferentes na mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa entre as partículas

(p≤0,05).

De acordo com a Figura 5.6, as distribuições médias das partículas foram

caracterizadas pelo comportamento bimodal, com a formação de dois picos com

predominância de tamanhos distintos, sendo um pico representado por maior volume, entre 6

e 9% e partículas de maior tamanho, próximas a 10 µm e um pico representado por menor

volume, inferior a 2% e partículas com diâmetro médio de aproximadamente 1 µm.

Comportamento semelhante foi observado por Ferrari et al. (2012), que verificaram

distribuição bimodal para micropartículas de amora preta produzidas por spray drying, com a

formação de um pico com menor volume (˂ 2%) e partículas de menor diâmetro (0,8 a 1,0

µm) e um segundo pico com maior volume, entre 7 e 10% e partículas de maior diâmetro.

Tonon et al. (2009b) observaram diâmetros médios similares (9 a 14 µm) para pós

produzidos a partir de polpa de açaí utilizando maltodextrina 10 e 20 DE, goma Arábica e

goma de tapioca como agentes carreadores. Além disso, esses autores observaram

comportamento bimodal das micropartículas, com larga distribuição de tamanho (0,1 a 41

µm, aproximadamente), onde a presença de partículas maiores foi atribuída à formação de

irreversíveis pontos de ligação, caracterizado como processo de aglomeração.

Ainda é possível observar na Figura 5.6, a presença de um terceiro pico contendo

partículas com diâmetros médios próximos a 100 µm, para partículas constituídas por

maltodextrina 20 e 30 DE e maltodextrina 10 DE:goma Arábica (25%:75%), fato que pode

estar associado à formação de aglomerados, levando a identificação de partículas de maior

tamanho. Além disso, a maior higroscopicidade dessas partículas, como observado na Tabela

5.6, pode ter contribuído para maior aglomeração dessas partículas, uma vez que as amostras


constituídas por maltodextrina 10 DE pura e a mistura deste material em maiores proporções

(50 e 75%) com goma Arábica foram menos higroscópicas e não apresentaram aglomerados.

Figura 5.6: Distribuição média das partículas produzidas com os diferentes agentes

carreadores.


A avaliação do parâmetro a*, através da análise de cor, para os pós contendo

extrato de juçara é bastante relevante. Esse parâmetro está relacionado à cor vermelha,

podendo assim, ser associado ao conteúdo de antocianinas presente nas amostras. Dessa

maneira, um alto valor de a* e consequentemente C* (croma) que se refere à saturação da cor,

podem ser atribuídos a um alto conteúdo de antocianinas presente nas amostras.

Como apresentado na Tabela 5.9, os pós apresentaram o parâmetro a* elevado

(+a*) e, de maneira análoga, foi observada a mesma tendência para o parâmetro C*, devido à

saturação da cor do extrato após o processo de secagem, o que é uma característica desejável.

Além disso, os valores para o ângulo Hue (H*) foram todos inferiores a 5°, estando

localizados no primeiro quadrante (+a* e +b*) próximos a região do vermelho (0°).


Tabela 5.9: Análise de cor dos pós

Amostras Cor

L* a* b* C* Hue (°)

MD 10 DE 37,15 ±

0,94c,d

34,09 ±

0,48a,b

2,22 ±

0,16c

34,16 ±

0,48 a,b

3,75 ±

0,28b

MD 20 DE 37,66 ±

0,36b,c

34,49 ±

0,17a

2,29 ±

0,22b,c

34,49 ±

0,15a

3,85 ±

0,34b

MD 30 DE 37,35 ±

0,41c,d

33,41 ±

0,21c

2,61 ±

0,23a,b

33,44 ±

0,13c

4,52 ±

0,40a

GA 38,25 ±

0,39b

31,55 ±

0,09e

1,60 ±

0,14d

31,57 ±

0,10e

2,89 ±

0,26d

MD 10 DE: GA (25%:75%) 39,74 ±

0,14a

31,42 ±

0,38e

1,61 ±

0,11d

31,45 ±

0,39e

2,97 ±

0,14c,d

MD 10 DE: GA (50%:50%) 38,29 ±

0,29b

32,46 ±

0,22d

2,21 ±

0,14c

32,68 ±

0,15d

3,52 ±

0,34b,c

MD 10 DE: GA (75%:25%) 36,76 ±

0,33d

33,68 ±

0,23b,c

2,68 ±

0,20a

33,69 ±

0,25b,c

4,49 ±

0,31a


(p≤0,05).

É interessante ressaltar a influência da goma Arábica na coloração dos pós. As

amostras produzidas com goma Arábica pura e maltodextrina 10 DE: goma Arábica

(25%:75%) apresentaram os menores valores para os parâmetros a*, b*, C* e ângulo Hue e à

medida que a concentração de maltodextrina 10 DE (50 e 75%) aumentou em relação à

concentração de goma Arábica, ocorreu um aumento desses parâmetros (Tabela 5.9). Esses

resultados indicam uma tendência à coloração mais roxa dos pós na presença da goma

Arábica e esse fato também foi comprovado visualmente após a produção desses.

Comparando a cor desses materiais, maltodextrina e goma Arábica, é possível verificar a

diferença de coloração dessas duas matérias-primas, o fato da goma Arábica ser um pó mais

amarelado, em comparação a maltodextrina, pode ter influenciado na cor dos pós juntamente

com o extrato de juçara. De forma semelhante, Ferrari et al. (2012) observaram que o uso da

maltodextrina (20 DE) na secagem de polpa de amora preta por spray drying proporcionou

aumento dos parâmetros +a* e C*, permitindo a formação de pós mais vermelhos, em

comparação aos pós constituídos de goma Arábica.

De maneira análoga ao observado neste trabalho, Mahdavee Khazaei et al. (2014)

que estudaram a encapsulação de antocianinas de extrato de pétalas de açafrão através da


liofilização, reportaram que as amostras encapsuladas com goma Arábica e maltodextrina (7 e

20 DE) apresentaram alto valor para o parâmetro a*, associando esse fato ao teor de

antocianinas. Jiménez-Aguilar et al. (2011) estudaram a secagem em spray dryer de extrato de

mirtilo e observaram valores similares para os parâmetros de cor (L*, a*, b* e C*) aos

avaliados para os pós de extrato de juçara.

5.3.1.6. Retenção de antocianinas e compostos fenólicos totais

Para determinar a retenção de antocianinas e compostos fenólicos pelas

micropartículas, foi feita a quantificação desses compostos no extrato de juçara utilizado na

alimentação e após o processo de secagem, em base seca (APÊNDICE A apresenta a

concentração de antocianinas em mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g de partícula seca

e compostos fenólicos em mg de ácido gálico equivalente/g de partícula seca presente nas

amostras produzidas por spray drying). Conforme apresentado na Tabela 5.10, as amostras

preparadas com os diferentes agentes carreadores apresentaram alta retenção de antocianinas,

superior a 88%. Como forma de comparação, foi realizado um ensaio de secagem com o

extrato puro sem a adição do agente carreador, porém em virtude do pouco conteúdo de

sólidos, aproximadamente 2,5%, o rendimento de pó foi muito baixo. Como pode ser

visualizado na Figura 5.7, o pó foi extraído apenas do ciclone e submetido às análises de

retenção de antocianinas e compostos fenólicos, os valores obtidos foram estatisticamente

semelhantes às partículas contendo os agentes carreadores.

Na Tabela 5.10 pode se observar que as partículas produzidas com maltodextrina

30 e 20 DE apresentaram maior retenção de antocianinas em comparação com a maltodextrina

10 DE. Esse fato pode ter ocorrido devido à diferença de massa molecular desses materiais,

uma vez que menores cadeias devido a maior hidrólise do amido podem ter contribuído para

melhor conformação e estruturação do pigmento durante a formação das micropartículas. No

entanto, a combinação da maltodextrina 10 DE com a goma Arábica proporcionou valores de

retenção de antocianinas estatisticamente iguais às maltodextrinas de maior grau de dextrose

equivalente, melhorando assim, a eficiência desses materiais em relação às suas formas puras

(maltodextrina 10 DE e goma Arábica).


Figura 5.7: Secagem do extrato de juçara puro.

Tabela 5.10: Caracterização das amostras em relação à retenção de antocianinas totais e

fenólicos totais em base seca.

Amostras Retenção (%)

Antocianinas

Fenólicos

Extrato puro em pó 92,73 ± 2,6a,b

98,0 ± 1,5 a,b

MD 10 DE 88,10± 3,7b 96,1 ± 2,6

a,b

MD 20 DE 97,4 ± 1,0a 91,5± 2,9

b

MD 30 DE 98,9 ± 2,2a 95,3±1,4

a,b

GA 89,8 ± 3,9b,c

99,0± 3,0a

MD 10 DE: GA (25%:75%) 94,4 ± 3,1a,c

97,1±4,9a,b

MD 10 DE: GA (50%:50%) 94,6 ± 2,6a 93,3±6,4

a,b

MD 10 DE: GA (75%:25%) 96,0± 1,8a 93,6± 5,1

a,b


(p≤0,05).

Silva et al. (2013) encapsularam extrato de jabuticaba por spray drying em

diferentes temperaturas de secagem (140, 160 e 180 °C) utilizando maltodextrina, goma

Arábica e amido modificado CapsulTM

como agentes carreadores. As micropartículas

mostraram alta retenção de antocianinas, acima de 80%, mesmo na temperatura de secagem

mais elevada, indicando uma possível resistência desses pigmentos ao calor. Além disso,


verificaram também maior retenção desses compostos pelas micropartículas constituídas por

maltodextrina (30%) e goma Arábica (25%)/maltodextrina (5%) secas a 160 °C.

De maneira similar ao extrato de juçara, a secagem de polpa de juçara por spray

drying mostrou que pós secos a 165 °C e 5% de agente carreador (goma Arábica,

maltodextrina 20 DE ou gelatina) apresentaram alta retenção de antocianinas, acima de 83%

(BICUDO et al., 2015). Souza et al. (2015) produziram extrato a partir de cascas e sementes

de uvas (Vitis labrusca) derivadas da produção de vinho e secaram em spray dryer utilizando

maltodextrina 10 DE (10, 20 e 30%) em diferentes temperaturas de processo (130, 150 e 170

°C) e verificaram alta retenção de antocianinas, superior a 88%, semelhante aos resultados

observados para o extrato de juçara.

Ersus e Yurdagel (2007) encapsularam extrato de cenoura preta utilizando três

diferentes temperaturas de secagem (160, 180 e 200 °C) e três tipos de maltodextrina (28-31

DE; 20-23 DE e 10 DE) e observaram maior retenção de antocianinas a 160 °C pela

maltodextrina 20-23 DE, seguida pela maltodextrina 10 e 30 DE, respectivamente. Além

disso, a temperatura de secagem influenciou na retenção de antocianinas, sendo que

temperatura superior a 180 °C proporcionou maiores perdas.

Com relação à retenção de compostos fenólicos totais, conforme pode ser

analisado na Tabela 5.10, as micropartículas apresentaram também altos valores de retenção,

superiores a 91%. De maneira geral, tanto para os compostos fenólicos como para as

antocianinas, observou-se alta retenção pelas micropartículas, sugerindo que o processo de

spray drying permitiu a secagem desses compostos sensíveis ao calor sem causar a

degradação e esse fato foi também verificado para o extrato puro.


A identificação e quantificação das antocianinas individuais nas amostras

contendo extrato de juçara foram realizadas em cromatógrafo líquido de alta eficiência

(HPLC), com as respectivas diluições para extrato e para os pós. Os perfis de antocianinas

observados nos cromatogramas foram semelhantes para os pós e extrato de juçara

concentrado (Figura 5.2), sendo que as duas antocianinas majoritárias identificadas nas

amostras em pó foram: cianidina 3-glicosídeo e cianidina 3-rutinosídeo, conforme

apresentadas nas Figuras 5.8 a 5.14, sendo o primeiro pico referente ao solvente.



3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.





6.7

88

8.0

17

AU

0.00

0.05

0.10

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

6.7

90

8.0

28

AU

0.00

0.05

0.10

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

6.7

89

8.0

09

AU

0.00

0.02

0.04

0.06

0.08

0.10

0.12

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

A

B

B

A

B

A

C

C

C


Figura 5.11: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra GA: (A) cianidina 3-

glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.


(25%:75%): (A) cianidina 3-glicosídeo, (B) cianidina 3-rutinosídeo e (C) solvente.



6.7

93

8.0

37

AU

-0.02

0.00

0.02

0.04

0.06

0.08

0.10

0.12

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

6.8

01

8.0

26

AU

0.00

0.05

0.10

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

6.7

96

8.0

25

AU

0.00

0.02

0.04

0.06

0.08

0.10

0.12

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

A

B

A

B

A

B

C

C

C


Figura 5.14: Cromatograma das antocianinas presentes na amostra MD 10DE:GA


De maneira geral, como mostrado na Tabela 5.11, os pós tiveram comportamento

semelhante na quantificação das antocianinas e sem diferenças estatísticas, prevalecendo

cianidina 3-rutinosídeo em maior concentração, seguida da cianidina 3-glicosídeo, sendo essa

a mesma tendência observada no extrato concentrado. Em pós de polpa de açaí com os

agentes carreadores maltodextrina 10 e 20 DE, goma Arábica e fécula de mandioca, Tonon

(2009) verificou de maneira semelhante, maior conteúdo de cianidina 3-rutinosídeo e em

menor quantidade cianidina 3-glicosídeo.

Tabela 5.11: Quantificação individual das antocianinas cianidina 3-glicosídeo e cianidina 3-

rutinosídeo nos pós contendo extrato de juçara e diferentes agentes carreadores.

Amostras Quantificação (mg/100 g de partícula seca)

Cianidina 3-glicosídeo Cianidina 3-rutinosídeo

MD 10 DE 134,21 ± 9,37a

283,15 ±13,42a

MD 20 DE 138,95 ±2,71a

297,31 ±1,58a

MD 30 DE 133,31 ±2,71a 280,98 ±4,68

a

GA 127,78 ±2,03 a 272,05 ±2,43

a

MD 10 DE: GA (25%:75%) 140,66 ± 9,12 a 300,46 ±19,25

a

MD 10 DE: GA (50%:50%) 138,28 ± 7,06 a 293,68 ±14,79

a

MD 10 DE: GA (75%:25%) 154,62 ±21,17a 322,48 ±46,78

a


(p≤0,05).

6.7

79

8.0

18

AU

0.00

0.02

0.04

0.06

0.08

0.10

0.12

0.14

Minutes

2.00 4.00 6.00 8.00 10.00 12.00 14.00 16.00 18.00 20.00 22.00 24.00 26.00 28.00 30.00

A

B

C


O extrato de juçara concentrado apresentou 18,54 ± 0,75 mg de cianidina 3-

rutinosídeo/g de extrato seco e 8,79 ± 0,46 mg de cianidina 3-glicosídeo/g de extrato seco

enquanto os pós apresentaram valor médio de 17,57 ± 1,31 mg de cianidina 3-rutinosídeo/g de

extrato seco e 8,30 ± 0,65 mg de cianidina 3-glicosídeo/g de extrato seco. Pode se dizer que o

processo de secagem por spray drying não degradou esses compostos, confirmando assim, a

eficiência desse processo para retenção das antocianinas. De maneira semelhante, Fang e

Bhandari (2011) produziram micropartículas por spray drying de Bayberry, uma fruta

vermelha originária da China e observaram que os compostos fenólicos individuais analisados

no suco por HPLC foram também identificados nas partículas e quase nenhuma perda foi

encontrada, aproximadamente 93-97% de retenção desses compostos.

Horszwald, Julien e Andlauer (2013) estudaram a secagem de extrato de Aronia

melanocarpa rico em compostos bioativos pelos métodos de liofilização (-60 °C), spray

drying (180 °C) e estufa a vácuo (40, 60 e 80 °C) e observaram que o processo de secagem

por estufa a vácuo (80 °C) foi o que mais afetou o conteúdo de antocianinas. O teor de

cianidina 3-glicosídeo nas micropartículas obtidas por esse método foi 36% menor quando

comparado com o processo de spray drying. De acordo com esses autores, a técnica de

secagem por spray drying foi a que proporcionou menor impacto sobre a degradação dos

compostos bioativos presentes nesse extrato, devido ao curto tempo da secagem e condições

mais brandas de processo.

5.3.1.8. Capacidade antioxidante

Os compostos que são facilmente oxidados são frequentemente bons

antioxidantes, ou seja, são moléculas capazes de doar um elétron livre ou átomo de hidrogênio

para reagir com os radicais livres (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009). Entre os

antioxidantes naturais, destacam-se os carotenoides, tocoferóis, ácido ascórbico e fenólicos.

As antocianinas pertencem ao grupo dos flavonoides, que por sua vez, são classificadas como

compostos fenólicos e representam uma importante classe de antioxidantes. Nesse sentido, é

importante avaliar a disponibilidade dos compostos bioativos presentes no extrato de juçara e

a sua integridade após o processo de secagem. Para determinar a capacidade antioxidante dos

pós contendo antocianinas e fenólicos totais foram utilizados dois métodos distintos, DPPH e

FRAP, baseados na captura do radical orgânico e poder de redução do metal, respectivamente.


De maneira geral, pode ser observado na Tabela 5.12, que os pós apresentaram a

mesma tendência pelos métodos avaliados, DPPH e FRAP, para a capacidade antioxidante.

Além disso, a capacidade antioxidante dos pós pode ser correlacionada com a retenção de

antocianinas, uma vez que as amostras que mostraram alta retenção de antocianinas

apresentaram também alta capacidade antioxidante, como pode ser observado para as

amostras produzidas com a combinação de maltodextrina 10 DE e goma Arábica (Tabelas

5.12 e 5.10). Esse fato confirma a propriedade antioxidante das antocianinas presentes no

extrato de juçara e nos pós, uma vez que o processo de secagem protegeu o pigmento da

degradação.

Similar aos resultados encontrados para as amostras de extrato de juçara, Ferrari et

al. (2012) observaram que pós de amora preta apresentaram maior retenção de antocianinas

utilizando maltodextrina (20 DE) pura ou combinada com a goma Arábica, quando

comparada com a goma Arábica pura e uma tendência semelhante foi verificada para a

capacidade antioxidante desses pós.

Tabela 5.12: Capacidade antioxidante dos pós com os diferentes agentes carreadores.

Amostras DPPH* FRAP*

Extrato puro em pó 1140,68 ± 45,06 1710,56±52,49

MD 10 DE 57,10 ± 1,53d

269,00 ± 3,71d

MD 20 DE 67,64 ± 4,38b 281,48 ± 7,81

c

MD 30 DE 77,22 ± 1,43a 281,15 ± 1,91

c

GA 60,49 ± 1,90c,d

275,45 ± 3,65c,d

MD 10 DE: GA (25%:75%) 63,84 ± 2,28b,c

302,94 ± 2,63a

MD 10 DE: GA (50%:50%) 65,67 ± 1,65b 292,83 ± 6,99

b

MD 10 DE: GA (75%:25%) 66,70 ± 3,69b 303,25 ± 4,96

a

*DPPH e FRAP: µmol de Trolox equivalente/g de partícula seca.


(p≤0,05).


A morfologia das partículas obtidas por spray drying foi avaliada através da

microscopia eletrônica de varredura. Foram utilizadas duas ampliações para cada combinação

de agente carreador, sendo elas de 1.500 e 5.000 vezes. As imagens apresentadas nas Figuras

5.15 e 5.16 mostram as diferenças morfológicas entre as partículas, obtidas com os diferentes


materiais de parede: maltodextrina 10, 20 e 30 DE, goma Arábica, maltodextrina 10 DE:goma

Arábica (25%:75%); maltodextrina 10 DE:goma Arábica (50%:50%) e maltodextrina

10DE:goma Arábica (75%:25%).

Figura 5.15: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com MD 10 DE (A e B),

MD 20 DE (C e D) e MD 30 DE (E e F) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes,

respectivamente.

A B

C D

E F


Figura 5.16: Microestrutura externa das micropartículas produzidas com GA (G e H);MD 10

DE:GA (25%:75%) (I e J); MD 10 DE:GA (50%:50%) (K e L) e MD 10 DE:GA (75%:25%)

(M e N) com aumento de 1.500 e 5.000 vezes, respectivamente.

Como podem ser observadas nas Figuras 5.15 e 5.16, as micropartículas apresentaram,

de maneira geral, formato esférico com superfície irregular e sem fissuras, além de variedade

em tamanho, sendo estas características típicas de partículas produzidas por spray drying. A

G H

I J

K L

M N


morfologia da amostra contendo maltodextrina 30 DE (Figura 5.15: E e F) foi difícil de ser

visualizada pela técnica empregada nesse trabalho, a alta higroscopicidade juntamente com o

aquecimento proporcionado pela fonte de luz do método ocasionou danos à amostra,

dificultando a visualização da sua estrutura pela microscopia eletrônica de varredura.

As micropartículas produzidas com maltodextrina 10, 20 e 30 DE, como podem

ser observadas na Figura 5.15 (A e B; C e D e E e F, respectivamente), apresentaram formato

esférico e superfície lisa, sendo perceptível uma maior quantidade de partículas com formato

arredondado e liso à medida que aumentou o grau de hidrólise da maltodextrina utilizada

como agente carreador do extrato de juçara. Resultados semelhantes foram reportados por

Nayak e Rastogi (2010) que utilizaram maltodextrina com diferentes valores de dextrose

equivalente (DE 06, 19, 21 e 33) para encapsulação de antocianinas provenientes de extrato

de Garcinia Indica, verificando a formação de partículas com superfície mais lisa constituídas

de maltodextrina com maior dextrose equivalente (21 e 33). De acordo com Gharsallaoui et

al. (2012) a ocorrência de menor rugosidade em partículas constituídas por polissacarídeos de

maior dextrose equivalente pode ser correlacionada à menor viscosidade desses compostos

quando dispersos, mas também à presença de moléculas de açúcar com menor massa

molecular, que podem atuar como plasticizantes, impedindo o encolhimento irregular das

partículas durante a secagem.

Conforme pode ser analisado na Figura 5.16 (G e H), as micropartículas

preparadas com goma Arábica apresentaram superfícies irregulares marcadas pela presença de

rugosidades. Além disso, é interessante observar que a maltodextrina 10 DE juntamente com

goma Arábica proporcionou a formação de partículas com estruturas mais lisas quando

comparadas com as de goma Arábica pura.

Com o objetivo de estudar a estrutura interna das micropartículas, foram

visualizadas imagens de algumas amostras que apresentaram partículas quebradas. De

maneira geral, foi observada a presença de poucas estruturas quebradas, demonstrando uma

maior resistência das amostras durante o processo de secagem e coleta. Na Figura 5.17,

verificou-se uma típica estrutura interna de micropartículas produzidas por spray drying, com

a presença de um grande vazio interno ocupando a maior parte do volume da partícula e uma

parede mais fina e homogênea dando indício de que os compostos presentes no extrato de

juçara, em especial as antocianinas, estão dispersos em toda a matriz da partícula.


MD 10 DE MD10DE:GA (25%:75%)

MD 10DE:GA(50%:50%) MD 10DE:GA(75%:25%)

Figura 5.17: Microestrutura interna das micropartículas produzidas com diferentes agentes

carreadores com aumento de 10.000 e 5.000 vezes, de acordo com necessidade para melhor

visualização da seção cortada da partícula.


Para melhor caracterização das micropartículas contendo extrato de juçara, foi

realizada a microscopia confocal de varredura a laser. De acordo com a Figura 5.18, as

antocianinas do extrato de juçara estão apresentadas como a região verde nas imagens, logo é

possível observar a distribuição homogênea deste pigmento em toda a estrutura da partícula.

Além disso, os diferentes agentes carreadores foram capazes de carrear este pigmento durante

o processo de secagem e não foram observadas diferenças em relação à capacidade de

fluorescência entre as amostras. As imagens obtidas pela microscopia confocal apresentaram

correlação com o diâmetro médio (D[4,3]) das micropartículas e semelhanças morfológicas

com as microestruturas analisadas por microscopia eletrônica de varredura.


Os agentes carreadores foram analisados no mesmo comprimento de onda (514

nm) e observou-se nenhuma ou baixa fluorescência nesse comprimento de onda, indicando

assim que a fluorescência das micropartículas foi devido aos compostos bioativos, como pode

ser observado pela imagem do extrato de juçara na Figura 5.18 (H).

A análise de microscopia confocal de varredura a laser apresenta vantagens por

ser um método não destrutivo que possibilita a visualização de imagens em três dimensões,

sendo uma técnica frequentemente aplicada em tecidos vegetais, onde naturalmente ocorre

fluorescência, ou seja, espécies auto-fluorescentes, suficiente para gerar contrastes

(DÜRRENBERGER et al., 2001).


Figura 5.18: Micrografia confocal de varredura a laser das micropartículas produzidas com

diferentes agentes carreadores: MD 10 DE (A), MD 20 DE (B), MD 30 DE (C), GA (D), MD

10 DE: GA (25%:75%) (E); MD 10 DE: GA (50%:50%) (F) e MD 10 DE: GA (75%:25%)

(G) e extrato de juçara concentrado (H).

A B

C D

E F

G H


5.3.2. Conclusões parciais da microencapsulação de antocianinas pelo processo de

secagem por “Spray Drying”

O processo de secagem por spray drying permitiu a obtenção de pós com alta

retenção de antocianinas e polifenóis, sem causar a degradação desses, mostrando-se, dessa

maneira, um método tecnicamente viável de secagem para a estabilização de compostos

sensíveis ao calor.

O agente carreador influenciou nas características finais dos pós. A maltodextrina

30 DE proporcionou a formação de pós com maior conteúdo de umidade e consequentemente,

mais higroscópicos e com menor temperatura de transição vítrea devido ao efeito plasticizante

da água. A utilização de maltodextrina com maiores valores de dextrose equivalente (20 e 30

DE) proporcionou alta retenção de antocianinas quando comparada com a maltodextrina 10

DE pura. Entretanto as formulações preparadas a partir de combinações entre maltodextrina

10 DE e goma Arábica mostraram-se como uma boa alternativa de agente carreador para o

extrato de juçara, pois permitiram a formação de partículas com alta retenção de antocianinas,

superior à eficiência obtida por esses agentes puros, e menos higroscópicas em comparação às

demais maltodextrinas (20 e 30 DE) e à própria goma Arábica pura.


5.4. Microencapsulação de antocianinas pelo processo de gelificação iônica

5.4.1. Ensaios preliminares para a definição do processo de gelificação iônica

utilizando compostos hidrofílicos como agente ativo

De acordo com a Figura 5.19, verifica-se que as partículas constituídas por

alginato de sódio 2% (2 g/100 g) apresentaram maior força de gel nas três concentrações de

cloreto de cálcio avaliadas. As amostras de gel compostas por pectina 1% (1 g/100 g) nas três

concentrações de cálcio: 1,5; 2,0 e 2,5% (g/100 mL) apresentaram menor força de gel, quando

comparadas com as demais partículas. Tello et al. (2015) também observaram que partículas

produzidas por pectina apresentaram texturas mais frágeis quando comparadas com partículas

de alginato.

As partículas produzidas com 2% (2 g/100 g) de alginato nas concentrações de 1,5

e 2,0% (g/100 mL) de cloreto de cálcio foram estatisticamente semelhantes. No entanto, as

amostras constituídas por alginato de sódio 2% e solução de cloreto de cálcio 2% produziram

partículas mais homogêneas e esféricas, sendo esta a condição escolhida para a etapa seguinte

para a produção de partículas por gelificação iônica incluídas de compostos hidrofílicos

presentes no extrato de juçara.

A dispersão de alginato de sódio no extrato de juçara (2 g de alginato em 100 g de

extrato), mantido em meio ácido (aproximadamente pH 3,0), proporcionou a formação de um

gel de textura fraca, como pode ser observado na Figura 5.20. O gotejamento da dispersão de

alginato contendo extrato em cloreto de cálcio 2% (2 g/100 mL) levou a formação de

partículas quebradiças, sem formatos definidos e com grande perda de antocianinas para a

solução de cloreto de cálcio, devido ao processo de difusão dos compostos hidrofílicos

presentes nas partículas de alginato para o meio circundante.

A queda brusca de pH de dispersões de alginato proporciona a precipitação do

ácido algínico. A diminuição do pH abaixo do valor do pKa dos resíduos de ácido urônico do

alginato pode levar à formação de géis conhecidos como géis ácidos. Os géis de ácido

algínico, comparados aos géis iônicos, apresentam textura mais frágil e aparência turva

(DRAGET; SKJAK-BRAEK; SMIDSROD, 1994; DRAGET; SKJAK-BRAEK; STOKKE,

2006).


Figura 5.19: Força do gel para partículas produzidas por pectina e alginato de sódio em

função da concentração de cloreto de cálcio. Letras diferentes: comparação entre partículas

com a mesma concentração de agente gelificante (alginato ou pectina), porém em diferentes

concentrações de cloreto de cálcio, indicam diferença estatisticamente significativa entre as

partículas (p≤0,05).

A difusão de compostos hidrofílicos das partículas de hidrogel produzidas a partir

do processo de extrusão é um grande inconveniente para esse tipo de metodologia. O

gradiente de concentração entre a partícula e o meio externo associado à alta porosidade da

estrutura do gel proporciona perdas dos compostos hidrofílicos encapsulados para a solução

circundante, diminuindo assim, a eficiência de encapsulação (STOJANOVIC et al., 2012).

0

10

20

30

40

50

60

70

1,5 2,0 2,5

Fo

rça

[N

]

Concentração de cloreto de cálcio[%]

1% alginato 1% pectina 2% alginato 2% pectina

b b

a

b b

a b c

b a,b a

a


A B

Figura 5.20: A: mistura de extrato concentrado de juçara (pH~3,0) com alginato de sódio

(2%) - formação de gel. B: gotejamento de A (gel) em solução de cloreto de cálcio (2%).

5.4.2. Absorção de extrato por partículas de alginato de sódio pré-fabricadas por


As partículas de alginato de sódio produzidas a partir da gelificação iônica em

solução de cloreto de cálcio apresentam porosidade em sua superfície (BELSCAK-

CVITANOVIC et al., 2015b), o que pode facilitar a entrada de compostos bioativos para

dentro da partícula e, da mesma maneira, porém em sentido contrário, permitir a saída destes

para o meio externo. Logo, aproveitando dessa característica da partícula e diante da

incompatibilidade de mistura entre o alginato de sódio e o extrato de juçara, optou-se pelo

método de inclusão das antocianinas nas partículas de alginato através da absorção direta.

Hidrogéis são materiais comumente utilizados para a encapsulação devido a alta

capacidade para absorção de água e fluidos biológicos (CHAN et al., 2010). Conforme

apresentado por Chan et al. (2010), extratos líquidos, como extratos concentrados herbais, são

normalmente preparados através de extração aquosa, e a encapsulação deste extrato pode ser

realizada pela absorção direta por partículas de cálcio-alginato pré-fabricadas.

Stojanovic et al. (2012) propuseram diferentes técnicas para encapsulação de

extrato de tomilho por partículas produzidas pelo método de extrusão eletrostática em solução

de cloreto de cálcio. As técnicas apresentadas por esses autores foram: dispersão de alginato

de sódio no extrato de tomilho, alginato de sódio disperso no extrato e acrescentado de

maneira separada, sacarose e inulina e por último, a técnica de absorção durante 1h de extrato

por partículas de alginato pré-fabricadas. Esses autores verificaram que a técnica de absorção


permitiu uma maior eficiência (83%), em comparação ao método de produção de partículas

com a dispersão do alginato no extrato, onde obtiveram eficiência de 50%.

4,50

5,00

5,50

6,00

6,50

7,00

7,50

0 30 60 90 120 150 180 210

Gan

ho

de

sóli

do

s [%

]

Tempo [min]

Figura 5.21: Cinética de absorção de extrato pelas partículas de alginato pré-fabricadas em

relação ao ganho de sólidos durante 180 min.

A Figura 5.21 apresenta a cinética nos tempos 15, 30, 45, 60, 90, 120, 150 e 180

min do processo de absorção do extrato de juçara concentrado (sem etanol) pelas partículas de

alginato de sódio 2% (2 g/100 g) previamente fabricadas. A relação partícula e extrato foi

mantida em 1:2 e o processo de absorção foi realizado sob constante agitação e em

temperatura ambiente. Sabe-se que hidrogéis são capazes de inchar ou encolher quando

colocados em soluções hipotônicas ou hipertônicas devido às diferenças de pressão osmótica

(EVMENENKO; BUDTOVA, 2000). Sendo assim, em virtude do equilíbrio osmótico entre

os meios (partícula de alginato:extrato) foi possível observar que as partículas foram capazes

de absorver sólidos do extrato de juçara. Inicialmente, como mostrado na Figura 5.21, o

ganho de sólidos foi mais acentuado até 60 min, porém se manteve estável após 90 min de

processo de absorção.

Dessa forma, para o preparo das partículas de alginato de sódio 2% (2 g/100 g)

carreadoras de extrato de juçara, considerando o ganho de sólidos apresentado na Figura 5.21,

definiu-se o tempo de 90 min como o tempo adequado para absorção de antocianinas

presentes no extrato de juçara.


5.4.3. Processo de recobrimento das partículas de alginato contendo extrato de

juçara

Após a absorção do extrato de juçara pelas partículas, observou-se a necessidade

de melhor proteger os compostos bioativos com a inclusão de uma cobertura, para assim,

manter o extrato fixo na estrutura do gel e dificultar a sua saída pelos poros das partículas.

Sabe-se que o alginato de sódio disperso em água apresenta caráter aniônico (BAJPAI;

SHARMA, 2004), desta maneira, foram escolhidos materiais com densidade de carga

superficial contrária à do alginato para proporcionar interação eletrostática entre as cargas

opostas, como a quitosana, um polissacarídeo catiônico (PARK et al., 2007) e as proteínas

que podem adquirir carga positiva abaixo do seu ponto isoelétrico (TOLSTOGUZOV, 1997).

Para definir o tempo de recobrimento das partículas de alginato adicionadas de

extrato, foi feita uma curva cinética (2, 4, 6, 10, 14 e 20 min) tomando como base a quitosana

1% (1 g/100 g), como material de cobertura. De acordo com a Figura 5.22, verificou-se que

após 10 min de tempo de recobrimento, foi possível observar que o ganho de sólidos das

partículas foi menor, tendendo ao equilíbrio o processo de interação entre as cargas opostas do

alginato de sódio e quitosana.

Figura 5.22: Cinética de ganho de sólidos durante o banho com quitosana (1%).

6,00

6,20

6,40

6,60

6,80

7,00

0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22

Gan

ho d

e só

lid

os

[%]

Tempo [min]


Durante o processo de recobrimento foi observado também a difusão de

antocianinas para a dispersão de quitosana. Desta maneira, maiores tempos de recobrimento

permitiram também maiores perdas do pigmento, não sendo, então, interessante manter as

partículas por longos períodos em banho para o processo de complexação como as cargas

catiônicas, como verificado na Tabela 5.13. Logo, diante disso, foi estabelecido o tempo de 10

min para a adição das coberturas com quitosana ou proteínas (WPC e gelatina) nas etapas

seguintes deste trabalho.

Tabela 5.13: Conteúdo de antocianinas perdido pelas partículas de alginato para a dispersão

de quitosana durante o processo de recobrimento.

Tempo (min) Antocianinas* Perda de antocianinas (%)

2 92,8 ± 2,1b,c

32 ± 0,7b,c

4 89,0 ± 2,0c,d

31 ± 0,7c,d

6 87,9 ± 3,7d 30 ± 1,3

d

10 95,9 ± 1,6b 33 ± 0,6

b

14 103,9 ± 1,9a 36 ± 0,7

a

20 101,5 ± 1,8ª 35 ± 0,6a

* conteúdo de antocianinas presente na dispersão de quitosana e expresso em mg de cianidina

3-glicosídeo equivalente/ L.

Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa (p

≤0,05).

5.4.4. Caracterização dos materiais formadores das partículas

5.4.4.1. Densidade superficial das dispersões

O alginato de sódio, em seu pH característico (pH 6,48), apresentou densidade de

carga superficial negativa (-90,6 mV). Já os demais materiais escolhidos para fazer o

recobrimento das partículas apresentaram densidade de carga positiva no pH avaliado. A

quitosana apresentou a densidade de carga superficial com valor mais positivo, seguida pela

gelatina e WPC, conforme mostrado na Tabela 5.14. A avaliação do potencial zeta desses

materiais demonstra a possível interação eletrostática que pode ser estabelecida entre o

alginato de carga aniônica e a quitosana, WPC e gelatina de carga catiônica.

À medida que os íons de cálcio interagem com os blocos gulurônicos disponíveis

na cadeia de alginato, diminui o número de grupos carboxílicos livres deste polímero. No


entanto, nem todos os grupos carboxílicos interagem com os íons de cálcio durante o processo

de gelificação iônica, e consequentemente, muitas partículas adquirem cargas negativas que

favorecem a associação com polieletrólitos carregados positivamente (HUNG CHING et al.,

2015).

As coberturas foram preparadas em pH 3,5 em virtude da estabilidade das

antocianinas dependentes do pH baixo do meio. Para as coberturas, o meio ácido foi também

interessante, uma vez que a quitosana é solúvel em soluções ácidas diluídas. Além disso, o

ponto isoelétrico da solução de WPC é aproximadamente 4,35, com o potencial zeta variando

em função do pH, obtendo cargas positivas em pH 3,0 (20,61 ± 4,99 mV) e negativas em pH

7,0 (-19,70 ± 3,00 mV), conforme apresentado por Tello et al. (2015). A gelatina quando

colocada em meios ácidos com valores de pH inferiores a 5,0, apresenta a formação de cargas

positivas (SCHRIEBER; GAREIS, 2007a), como também observado neste trabalho.

Tabela 5.14: Densidade de carga superficial dos materiais utilizados na gelificação iônica.

Materiais Potencia Zeta (mV) pH

Alginato de sódio (0,2%) -90,6 ± 2,1d 6,6

Quitosana (0,2%) +57,1 ± 2,0a 3,5

WPC (0,2%) +19,9 ± 0,7c 3,5

Gelatina (0,2%) +22,3 ± 0,6b 3,5

Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa (p ≤0,05).

5.4.4.2. Comportamento reológico

As curvas de escoamento foram determinadas para as dispersões de alginato de

sódio, quitosana, WPC e gelatina acidificadas e mantidas em pH 3,5 e também para o extrato

de juçara concentrado. As análises foram realizadas em três etapas consecutivas, sendo a

primeira com taxa de deformação crescente de 0 a 300 s-1

(subida 1), a segunda com taxa

decrescente de 300 a 0 s-1

(descida) e a terceira novamente com taxa crescente de 0 a 300 s-1

(subida 2), para eliminar possíveis efeitos de tixotropia. Os dados experimentais,

correspondentes à subida 2, foram ajustados pelo modelo matemático empírico da Lei da

Potência.


Figura 5.23: Curva de escoamento para as dispersões de alginato, quitosana, WPC, gelatina e

extrato de juçara concentrado.

A Figura 5.23 apresenta a curva de escoamento (tensão de cisalhamento versus

taxa de deformação) para as dispersões de alginato, quitosana, WPC, gelatina e extrato de

juçara. A dispersão de alginato apresentou uma alta tensão de cisalhamento, como pode ser

visualizado na Figura 5.23, sendo esta a dispersão mais viscosa comparada com as outras

amostras. Entre os materiais de recobrimento, a quitosana apresentou maior viscosidade,

seguida pela gelatina e WPC, que se mostraram menos viscosas nesta sequência,

respectivamente. A análise da viscosidade das dispersões desses materiais pode influenciar


para maior facilidade ou dificuldade durante o processo de recobrimentos das partículas de

alginato.

Tabela 5.15: Valores dos parâmetros obtidos após o ajuste do modelo Lei da Potência para os

dados experimentais e a viscosidade aparente para as dispersões de alginato, quitosana, WPC

e gelatina e extrato de juçara concentrado.

Amostras Lei da Potência μaparente*

k (Pa.sn) n R

2 (%) μ (Pa.s)

Alginato 2% 10,61 ± 0,10 0,50 ± 0,00 99,22 ± 0,03 1,083 ± 0,010

Extrato de juçara 0,001 ± 0,000 1,00 ± 0,00 99,11 ± 0,06 0,002 ± 0,000

Quitosana 1% 0,01 ± 0,00 0,98 ± 0,00 100,00 ± 0,00 0,013 ± 0,000a

WPC 1% 0,0004 ± 0,0000 1,23 ± 0,00 98,81 ± 0,03 0,001 ± 0,000c

Gelatina 1% 0,003 ± 0,000 0,96 ± 0,00 99,98 ± 0,00 0,003 ± 0,000b

* μaparente considerando a taxa de deformação de 100 s-1

. Letras diferentes na mesma coluna indicam

diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.

Onde: μ corresponde à viscosidade (Pa.s); k corresponde ao índice de consistência (Pa.sn); n

corresponde ao índice de comportamento e R2 corresponde ao coeficiente de determinação.

De acordo com Steffe (1996), o processo de mistura e agitação de alimentos, em

geral, envolve taxas de deformação entre 101

e 103. Dessa maneira, considerando a processo

de absorção do extrato de juçara e recobrimento das partículas de alginato, como um processo

de agitação mecânica e não envolve, portanto, altas taxas de deformação, a viscosidade

aparente desses sistemas foi considerada em uma taxa de deformação de 100 s-1

. Assim, como

pode ser observado na Tabela 5.15, avaliando estatisticamente apenas as coberturas,

verificou-se que a quitosana apresentou maior viscosidade aparente, seguida por gelatina e

WPC.

Como pode ser observado na Tabela 5.15, os dados experimentais apresentaram

bons ajustes para o modelo Lei da Potência, com valores de coeficiente de determinação (R2)

superiores a 98% para todas as amostras listadas. Como os valores de índice de

comportamento (n) para o modelo da Lei da Potência foram próximos a 1 para as dispersões

de quitosana, gelatina e extrato de juçara concentrado, essas amostras foram consideradas

como fluidos Newtonianos (R2 superior a 99%). Em fluidos que apresentam comportamento

Newtoniano, n igual 1, a viscosidade independe da taxa de deformação, mantendo-se desta

forma, constante.


Já a dispersão de alginato exibiu valor de n inferior a 1 e bom ajuste para o

modelo da Lei da Potência, com R2 superior a 99%, sendo, portanto, um fluido

pseudoplástico. A dispersão de WPC destoou dos outros materiais de recobrimento,

apresentando um comportamento de fluido Newtoniano até 200 s-1

e após essa taxa de

deformação, exibiu um comportamento de fluido dilatante, como pode ser verificado na

Figura 5.23. Assim, dentro da faixa da taxa de deformação aplicada (0 a 300 s-1

) nos ensaios

reológicos, o WPC exibiu um valor de n superior a 1, sendo um comportamento típico de um

fluido dilatante (Tabela 5.15).

Resultados semelhantes foram reportados por Kresic et al. (2008), que verificaram

caráter não Newtoniano independente do tempo, com n superior a 1, para dispersão de WPC,

comportamento característico de fluido dilatante. Nesse tipo de sistema, o aumento da tensão

de cisalhamento proporciona aumento da viscosidade aparente e, consequentemente, estes

sistemas tornam-se "mais rígidos" em tensões de cisalhamento mais elevadas, uma vez que a

presença de partículas sólidas no líquido atua como um plastificante. Em valores baixos de

tensão de cisalhamento, o líquido é suficiente para manter as partículas sólidas lubrificadas e

o sistema flui como um líquido Newtoniano.

Comportamento reológico não Newtoniano, onde a viscosidade diminui com o

aumento da taxa de deformação, propriedade típica de fluido pseudoplástico, também foi

verificado por Feng et al. (2017) para alginato de sódio dentro da faixa da taxa de deformação

de 0 a 1000 s-1

.

5.4.5. Caracterização das partículas

5.4.5.1. Teor de sólidos

Como pode ser verificado na Tabela 5.16, o teor de sólidos das partículas de

alginato contendo extrato foi superior às demais partículas. O processo de absorção permitiu a

penetração de moléculas do extrato de juçara, ocupando os espaços vazios na estrutura das

partículas de alginato e agregando desta forma, sólidos às amostras, como pode ser

comprovado pelas partículas contendo apenas alginato que apresentaram o menor conteúdo de

sólidos. No entanto, a inclusão das coberturas acarretou perda de massa, visto que durante o

processo de recobrimento com quitosana, WPC e gelatina observou-se a difusão de

antocianinas para a solução externa devido à facilidade de passagem de compostos pela

estrutura das partículas de alginato.


Tabela 5.16: Teor de sólidos das micropartículas produzidas com alginato e diferentes

coberturas.

Amostra Teor de sólidos (%)

Alginato 5,59±0,10d

Alginato+extrato 7,67±0,23a

Alginato+extrato+quitosana 6,99±0,11b

Alginato+extrato+WPC 6,68±0,25c

Alginato+extrato+gelatina 6,83±0,16b,c

Letras diferentes em uma mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.

O teor de umidade das amostras foi superior a 92% e resultados similares foram

observados em outros trabalhos para partículas produzidas por gelificação iônica, utilizando

materiais como pectina e alginato (TELLO et al., 2015; BELSCAK-CVITANOVIC et al.,

2015b; BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2016), visto que partículas produzidas por

gelificação iônica externa carregam um conteúdo alto de umidade em sua estrutura

tridimensional (BELSCAK-CVITANOVIC et al., 2016).

5.4.5.2. Teor de Carbono e Nitrogênio

Na Tabela 5.17, está apresentado o teor de nitrogênio e carbono da matéria-prima

pura e das partículas. Com relação ao teor de nitrogênio, pode-se inferir que o processo de

recobrimento das partículas de alginato, utilizando as dispersões de quitosana, WPC e gelatina

foi efetivo, ou seja, ocorreu a interação eletrostática entre os grupos catiônicos e aniônicos,

uma vez que o conteúdo de nitrogênio quantificado nas partículas seguiu a mesma tendência

das matérias-primas puras (quitosana, WPC e gelatina). As partículas compostas por gelatina

apresentaram maior conteúdo de nitrogênio, sendo este agente puro também caracterizado por

maior teor deste composto dentre as matérias-primas analisadas, devido à estrutura da

proteína. E de maneira similar, o incremento de nitrogênio nas partículas constituídas por

WPC e quitosana seguiu a tendência desses materiais puros, WPC e quitosana,

respectivamente.

Com relação ao teor de carbono, comparando as partículas produzidas por

alginato puro e adicionadas de extrato de juçara, ocorreu um aumento entre as amostras, como


o esperado devido ao processo de absorção dos compostos presentes no extrato, conforme

pode ser observado na Tabela 5.17. No entanto, as partículas recobertas com quitosana, WPC

e gelatina foram estatisticamente similares às partículas compostas por apenas alginato

adicionadas de extrato, ou seja, não houve um incremento deste elemento nas amostras.

Durante o processo de recobrimento, embora tenha ocorrido a interação eletrostática dos

materiais de cobertura com as partículas de alginato, em sentido contrário, também ocorreu a

saída de antocianinas para o meio externo, logo essa perda de pigmento pode ter contribuído

para o balanço de carbono entre as partículas.

Tabela 5.17: Conteúdo de nitrogênio e carbono da matéria-prima pura e partículas.

Matéria-prima pura Nitrogênio (%) Carbono (%)

Alginato - 29,89 ± 0,90d

Quitosana 7,12 ± 0,07c 38,04 ± 0,29

c

WPC 12,94 ± 0,03b 49,36 ± 0,10

a

Gelatina 16,46 ± 0,06a 43,64 ± 0,02

b

Partículas Nitrogênio (%) Carbono (%)

Alginato - 26,79 ± 0,99b

Alginato+extrato 0,23 ± 0,02c 32,79 ± 0,60

a

Alginato+extrato+quitosana 0,24 ± 0,01c 33,47 ± 0,89

a

Alginato+extrato+WPC 0,31 ± 0,01b 33,54 ± 0,71

a

Alginato+extrato+gelatina 0,51 ± 0,01a 32,70 ± 0,13

a

Letras diferentes em uma mesma coluna, em blocos separados matéria-prima e partículas, indicam

diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.

5.4.5.3. Diâmetro médio e distribuição de tamanho

Na Figura 5.24 está apresentada a distribuição de tamanho das partículas de

alginato puro, com extrato ou recobertas com quitosana, WPC e gelatina. As partículas

apresentaram uma distribuição monomodal, com diâmetros variando entre 1,0 e 1,5 mm,

aproximadamente. A inclusão de extrato nas partículas, devido ao equilíbrio osmótico,

proporcionou a perda de água e em sentido contrário o ganho de antocianinas e isso gerou

uma mudança no perfil do diâmetro das amostras. A curva representada pelo alginato puro

apresentou um deslocamento para a direita, mostrando uma tendência à presença de partículas

com diâmetro maior em relação às partículas contendo extrato. Já as demais amostras


apresentaram as curvas muito próximas, apresentando, portanto, pouca diferença entre a

distribuição de diâmetro dessas partículas.

Figura 5.24: Distribuição de tamanho das partículas de alginato puro, alginato contendo

extrato e as coberturas de quitosana, WPC e gelatina.

Na Tabela 5.18, está apresentado o diâmetro médio das partículas, representado

pelo Diâmetro médio de Brouckere (D[4,3]), e verificou-se que não houve diferenças

estatísticas entre as amostras. Os diâmetros variaram entre 1,0 e 1,2 mm e o processo de

absorção de extrato e recobrimento não proporcionaram mudanças significativas nas

amostras.

De acordo com Jun-Yee et al. (2016) o termo partícula para hidrogel de alginato

pode ser utilizado quando não se refere a nenhum tamanho ou morfologia específica.

Entretanto, o termo específico para descrever o tamanho e morfologia das partículas de

hidrogéis de alginato com tamanho superior a 1000 µm pode ser ―beads‖ ou esferas. Estas

apresentam formato esférico, com material disperso na fase contínua da matriz do hidrogel,

podendo ser composto hidrofílico ou hidrofóbico. E cápsulas são esferas que apresentam uma

membrana que reveste um núcleo líquido que contém o material ativo.

0

10

20

30

40

50

60

70

0,5 1 1,5 2

Fre

qu

ênci

a [

%]

Diâmetro [mm]

Alginato

Alginato+extrato

Alginato+extrato+quitosana

Alginato+extrato+WPC

Algianto+extrato+gelatina


Tabela 5.18: Diâmetro médio (D[4,3]) das partículas.

Amostras D[4,3] (mm)

Alginato puro (2%) 1,19 ± 0,02a

Alginato + extrato 1,13 ± 0,01a

Alginato + extrato + quitosana 1,18 ± 0,05a

Alginato + extrato+ WPC 1,15 ± 0,01a

Alginato + extrato + gelatina 1,12 ± 0,01a


5.4.5.4.Compressão uniaxial

Na Figura 5.25, está apresentada a força máxima do gel das amostras de alginato

puro, alginato com extrato e alginato com as diferentes coberturas. A amostra com alginato

puro apresentou a maior força de gel e a inclusão de extrato proporcionou uma redução na

força de compressão das partículas. A presença do extrato de juçara pode ter atuado,

possivelmente, como um agente plasticizante, levando assim, a diminuição da força do gel e

maior flexibilidade das partículas de alginato puro. De acordo com Batista Reis et al. (2015),

os açúcares livres presentes em extratos vegetais e polpas de frutas podem atuar como

plasticizantes em filmes de amido. Além disso, Chan et al. (2010) também relataram a

possibilidade de que alguns compostos bioquímicos presentes em extratos herbais poderiam

atuar como agentes quelantes. Esta suposição levantada por esses autores foi baseada no fato

de que as partículas de alginato pré-fabricadas em solução de cloreto de cálcio se tornaram

mais frágeis após o processo de absorção do extrato.

A adição das coberturas de quitosana, WPC e gelatina também proporcionaram

menor força do gel, em comparação com as partículas de alginato puro, podendo também

esses materiais ter atuado como plasticizantes, juntamente com o extrato de juçara. O

principal papel dos agentes plasticizantes é melhorar a flexibilidade dos polímeros. São

compostos de baixo peso molecular, capazes de ocupar espaços intermoleculares entre as

cadeias dos polímeros, reduzindo assim, as forças entre essas cadeias. Do mesmo modo, esses

agentes alteram a organização tridimensional dos polímeros, reduzindo a energia requerida

para a movimentação molecular e formação das pontes de hidrogênio entre as cadeias

(VIEIRA et al., 2011).


Figura 5.25: Força máxima do gel constituído por alginato (Letras diferentes indicam

diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05).

Em relação às coberturas, adição de quitosana não influenciou na força do gel,

sendo estatisticamente igual à amostra com alginato e extrato. Além disso, comparando o

comportamento reológico das dispersões de quitosana, WPC e gelatina, é possível verificar

que a dispersão de WPC apresentou uma menor viscosidade aparente na taxa de deformação

de 100 s-1

e isso pode ter contribuído para maior facilidade de difusão das moléculas para

dentro das partículas de alginato, proporcionando assim, maior força de gel. E de maneira

similar, as dispersões que apresentaram maior viscosidade aparente, levaram a géis mais

fracos, como no caso da gelatina e quitosana.

5.4.5.5.Microscopia ótica

Como pode ser observado na Figura 5.26, todas as amostras analisadas

apresentaram formato esférico uniforme, homogênea distribuição e uma correlação direta com

o tamanho das partículas expresso pelo diâmetro médio D[4,3], conforme mostrado na Tabela

5.18. As partículas constituídas por somente extrato, WPC e gelatina (Figura 5.26: A, C e D,

respectivamente) exibiram em suas superfícies leves achatamentos, provavelmente devido ao

processo de desidratação osmótica com a perda de água ou extrato durante o recobrimento,

tornando assim, partículas mais murchas. Já a presença de quitosana, Figura 5.26 B, garantiu

às amostras uma superfície mais esférica, o que pode estar relacionada à maior interação

2,0

2,2

2,4

2,6

2,8

3,0

3,2

3,4

3,6

3,8

4,0

Amostras

Fo

rça

(N

/mm

2)

Alginato puro

Alginato+extrato



Alginato+extrato+gelatina

a

c

c d

b


eletrostática deste material com o alginato, garantindo desta forma, uma cobertura mais

homogênea.

É possível também verificar na Figura 5.26, a diferença de coloração entre as

partículas devido ao processo de recobrimento. As amostras compostas por alginato e extrato

e recobertas com quitosana (Figura 5.26 B) apresentaram coloração vermelha visualmente

mais intensa e brilhante, semelhantes às partículas constituídas por somente alginato e extrato

(Figura 5.26 A). O WPC proporcionou uma coloração mais opaca e levemente rosada (Figura

5.26 C) e as partículas recobertas com gelatina apresentaram coloração rosa mais suave

quando comparadas com as demais amostras (Figura 5.26 D).

A mudança de cor nas partículas pode estar relacionada com a coloração própria

dos materiais utilizados nas coberturas, bem como com a perda de antocianinas durante o

recobrimento das partículas. O processo de interação eletrostática do alginato com quitosana,

WPC e gelatina, devido ao caráter hidrofílico dos compostos bioativos do extrato de juçara e

das dispersões, permitiu perdas do pigmento para o meio externo. Dessa maneira, as

partículas compostas por quitosana apresentaram maior conteúdo de antocianinas, seguidas

pelas amostras com WPC e gelatina, logo esse fato impactou diretamente na coloração das

amostras, conforme observado na Figura 5.26 B, C, D; respectivamente. O conteúdo de

antocianinas presentes nas partículas será apresentado nos Resultados e Discussão do Item

5.4.5.8.


A

B

C

D

Figura 5.26: Imagens das amostras de gelificação iônica com antocianinas (imagens da

direita em escala de cinza e as da esquerda na cor das partículas). Amostras: A:

alginato+extrato; B: alginato+extrato+quitosana; C: alginato+extrato+WPC e D:

alginato+extrato+gelatina. Objetiva de 0,5x e barra de escala de 1 mm.


De maneira similar, Belscak-Cvitanovic et al. (2016) observaram que partículas

controles de alginato (2%) produzidas por gelificação externa apresentaram formato esférico e

regular. A formação de partículas esféricas uniformes para concentração de alginato acima de

2% (2 g/100 mL) é dificultada devido ao aumento da viscosidade das dispersões

(CHANDRAMOULI et al., 2004). Smrdel et al. (2008) também verificaram a formação de

partículas esféricas com superfícies lisas e tamanhos comparáveis para a gelificação iônica de

alginato.

As partículas de hidrogel são normalmente formadas pelo aprisionamento de certa

quantidade de água através de emaranhados em nível molecular e/ou forças secundárias, como

forças iônicas, ligações de hidrogênio e forças hidrofóbicas, fornecendo assim uma estrutura

tridimensional, frequentemente observada em estruturas esféricas (BELSCAK-

CVITANOVIC et al., 2015b).

De acordo com López Córdoba et al. (2013) a homogênea distribuição de

tamanho e alto grau de esfericidade das partículas de hidrogel demonstram que as condições

de operação durante a gelificação iônica foram adequadas e mantidas sob controle. Além

disso, este processo de encapsulação pode ser indicado para a produção de amostras esféricas

de biopolímeros (TELLO et al., 2015).

5.4.5.6. Microscopia Confocal de Varredura a Laser

A Figura 5.27 apresenta as imagens das partículas produzidas por gelificação

iônica contendo extrato de juçara. A partícula de alginato puro apresentou pouca fluorescência

(Figura 5.27 A), no entanto, na presença de extrato foi verificada intensa capacidade de

fluorescer devido às antocianinas (5.27 B). O efeito das coberturas de quitosana, WPC e

gelatina não influenciou na análise de confocal das partículas, mostrando que as imagens

foram semelhantes entre as amostras. Além disso, foi possível verificar distribuição

homogênea do extrato de juçara na matriz de alginato, indicando possível retenção das

antocianinas em toda estrutura da partícula.

A técnica de microscopia confocal de varredura a laser pra visualização de

partículas contendo compostos fenólicos, baseando-se nas propriedades naturais de

fluorescência desses compostos, tem sido aplicada em alguns trabalhos disponíveis na

literatura como: extrato de Stevia (Stevia rebaudiana) em partículas de alginato (ARRIOLA

et al., 2016) e antocianinas em microesferas de glucomanana Konjac oxidada e reticuladas

com íons Fe+3

(MEILING et al., 2015).


Figura 5.27: Imagens de Confocal das amostras contendo extrato de juçara. A: partícula de

alginato puro; B: partícula de alginato+extrato; C: alginato+extrato+quitosana; D:

alginato+extrato+WPC; E: Alginato+extrato+gelatina. Objetiva de 10x e barra de escala de

200 µm.

A B

C D

E


As antocianinas são corantes fluorescentes naturais e podem ser visualizadas

através da microscopia confocal de varredura a laser (MEILING et al., 2015). Esta técnica de

imagem pode ser utilizada como uma importante ferramenta para obter imagens

tridimensionais de espécies vegetais, baseado na auto-fluorescência dos compostos fenólicos e

flavonoides (FERNÁNDEZ; OSORIO; HEREDIA, 1999).

De acordo com Arriola et al. (2016) amostras de alginato contendo extrato de

stevia mostraram intensa emissão de fluorescência, podendo ser atribuída a presença de

compostos fenólicos, além de associar a alta eficiência de encapsulação obtida por essas

partículas.


Na Figura 5.28 está apresentada a microestrutura externa da partícula de alginato

puro. Nas imagens D e E; F e G é visível a presença de rachaduras profundas, superfícies

irregulares e heterogêneas, no entanto, mesmo após o processo de secagem as partículas

mantiveram o formato esférico, como pode ser observado nas imagens A, B e C. As partículas

de alginato contendo extrato também mostraram formato esférico (Figura 5.29 A, B e C) e

superfície irregular com a presença de rachaduras, como visualizado nas imagens D e E; F e G

da Figura 5.29, similares às amostras constituídas por somente alginato.

O processo de recobrimento com quitosana, WPC e gelatina proporcionou às

partículas uma superfície diferenciada, quando comparadas com as amostras que não foram

recobertas, constituídas por apenas alginato ou alginato e extrato. As rachaduras evidentes

antes do processo de recobrimento (Figuras 5.28 e 5.29), após a adição desses materiais de

cobertura não estavam mais presentes nas superfícies das amostras, como pode ser observado

nas Figuras 5.30 (D e E; F e G), 5.31 (D e E; F e G) e 5.32 (D e E; F e G). Além disso, foi

possível também verificar a diferença nas superfícies das amostras, onde a quitosana levou à

formação de uma superfície mais rugosa (Figura 5.30 D e E; F e G) em comparação a

aplicação das proteínas WPC e gelatina, que proporcionaram às partículas uma superfície

mais lisa, conforme as Figuras 5.31 e 5.32 (imagens D e E; F e G). De maneira geral, todas as

partículas recobertas apresentaram formato esférico, como visualizado nas Figuras 5.30 (A, B

e C); 5.31 (A, B e C) e 5.32 (A, B e C).

As amostras de alginato puro e contendo extrato, após a secagem, mostraram

fragilidade em sua estrutura, com a presença de rachaduras. No entanto, após o processo de


recobrimento das partículas de alginato utilizando quitosana, WPC e gelatina, foi possível

observar nas imagens das Figuras 5.30, 5.31 e 5.32, o provável efeito plasticizante desses

materiais, visto que não foram verificadas rachaduras evidentes nas superfícies das partículas

secas. Desta maneira, as coberturas podem tem melhorado a flexibilidade das amostras de

alginato.

Além disso, a própria adição do extrato de juçara pode também ter contribuído

para este efeito plasticizante nas partículas, como já discutido nos ensaios de compressão

uniaxial das amostras (Item 5.4.5.4). As partículas contendo apenas alginato, apresentadas na

Figura 5.28 (D e E; F e G), mostraram estrutura mais trincada e com fissuras, quando

comparadas com as partículas incluídas de extrato (Figura 5.29 D e E; F e G). De maneira

similar ao observado neste trabalho, a incorporação de extrato natural em filmes mostrou

melhorar as propriedades plasticizantes de biomateriais, conforme reportado por Medina

Jaramillo et al. (2015).

Além disso, a ocorrência de poros ou colapsos na estrutura das partículas

produzidas por gelificação iônica após o processo de secagem pode ser atribuída à perda de

água e, consequentemente, ao enfraquecimento da estrutura do gel da matriz (BELSCAK-

CVITANOVIC et al., 2015b). A presença de rachaduras após a secagem por liofilização na

estrutura interna de partículas de alginato, contendo extrato de erva mate e produzidas por

gelificação em solução de cálcio, também foram relatadas por López Córdoba et al. (2013).

Belscak-Cvitanovic et al. (2016) também observaram que partículas liofilizadas de alginato e

pectina contendo extrato de dente de leão (Taraxacum officinale L.) e produzidas por

gelificação iônica mostraram uma morfologia superficial colapsada e heterogênea.

Semelhantes resultados foram também abordados por Tello et al. (2015).

O processo de secagem das amostras ocasionou alterações morfológicas das

partículas quando comparadas com as imagens obtidas pela microscopia ótica. Embora o

formato esférico tenha sido parcialmente mantido, ficou evidente que a perda de água levou

ao encolhimento das amostras com a formação de sulcos nas superfícies e a concentração dos

sólidos presentes. Durante a secagem, as partículas de gelificação iônica se encolhem

significativamente devido à evaporação da água (SMRDEL et al., 2008).


Figura 5.28: Partícula alginato puro seca. Imagem A são partículas com aumento de 50x,

imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de 200x, D

e E são imagens das superfícies das partículas com aumento de 1.500x e F e G são imagens

das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.

A

B C

D E

F G


Figura 5.29: Partícula de alginato+extrato seca. Imagem A são partículas com aumento de

50x, imagens B e C são partículas da mesma amostra, porém visualizadas com aumento de


imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.

A

B C

D E

F G


Figura 5.30: Partícula de alginato+extrato+quitosana seca. Imagem A são partículas com



F e G são imagens das superfícies das partículas com aumento de 3.000x.

A

B C

D E

F G


Figura 5.31: Partícula de alginato+extrato+WPC seca. Imagem A são partículas com




A

B C

D E

F G


Figura 5.32: Partículas de alginato+extrato+gelatina seca. Imagem A são partículas com




A

B C

D E

F G


5.4.5.8. Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante das partículas

Para determinar o conteúdo de antocianinas presente nas partículas, foram

empregados vários solventes e alguns processos mecânicos de quebra das amostras. No

entanto, a forte interação entre os íons de cálcio com os grupos –COO-

do alginato e a

interação eletrostática com a quitosana, WPC e gelatina, forneceram bastante resistência,

dificultando assim, o rompimento da estrutura do gel, aliado também à dificuldade para

manter a integridade das antocianinas frente às condições do meio, uma vez que a estabilidade

de cor desses pigmentos é mantida em meio ácido. O etilenodiamino tetra-acetato (EDTA) é

conhecido pela sua capacidade de formar complexos com íons metálicos e a capacidade para

quelar íons de Ca+2

foi reportada por Griko (1999). Desta maneira, o emprego do EDTA foi

capaz de desfazer a estrutura do alginato, permitindo assim, a quantificação das antocianinas

presentes no meio, pelo método colorimétrico do pH diferencial.

Na Tabela 5.19 está apresentado o conteúdo de antocianinas carreado pelas

partículas de alginato. Como esperado, as partículas constituídas por somente alginato

mostraram maior conteúdo de antocianinas, sendo esse o valor inicial contido nas amostras

antes da complexação com os materiais de cobertura. O processo de recobrimento utilizando

quitosana, WPC e gelatina proporcionou perda de antocianinas, sendo a maior de

aproximadamente 50%, observada pela amostra contendo gelatina; já para o WPC e

quitosana, a perda foi 35,7 e 18,5%, respectivamente.

O tempo de recobrimento, conforme determinado nos ensaios iniciais, foi de 10

min, tempo em que as partículas contendo antocianinas ficaram em solução aquosa. Como o

extrato de juçara foi preparado em meio aquoso, assim como as partículas de alginato, a perda

de antocianinas era algo esperado, em virtude da porosidade da estrutura das partículas e

facilidade de difusão desses compostos bioativos em meio hidrofílico.

A perda de antocianinas durante o processo de recobrimento pode ter sido

influenciada pelo comportamento reológico das coberturas, visto que a dispersão de quitosana

apresentou maior viscosidade aparente, e o conteúdo de antocianinas retido por essas

partículas também foi superior aos observados com outros materiais de cobertura menos

viscosos. Além disso, associado à reologia das coberturas, a densidade de carga superficial,

onde a quitosana é o material mais catiônico em comparação ao WPC e gelatina, pode ter

levado à formação do complexo eletrostático mais forte, retendo dessa maneira maior

conteúdo de extrato de juçara na matriz polimérica de alginato.


Devido à dissociação do gel pelo EDTA, não foi possível quantificar as

antocianinas individuais por cromatografia líquida de alta eficiência. As amostras foram

filtradas; no entanto, a mistura alginato e extrato de juçara, ambos hidrofílicos, não se separou

e ao entrar em contato com a fase móvel composta por ácido acético e metanol essas se

gelificaram, impedindo assim, a identificação e quantificação pela coluna cromatográfica das

antocianinas individuais presentes no meio.

Tabela 5.19: Conteúdo de antocianinas e capacidade antioxidante pelo método ORAC.

Amostra

Antocianinas

(mg de cianidina3-

glicosídeo equivalente/g

partícula seca)

ORAC

(µmol de Trolox

equivalente/g partícula

seca)

Alginato + extrato 10,28 ± 0,55a 1606,0 ± 67,6

a

Alginato + extrato + quitosana 8,38 ± 0,22b 844,6 ± 53,0

b

Alginato + extrato + WPC 6,61 ± 0,25c 614,5 ± 43,4

c

Alginato + extrato + gelatina 5,17 ± 0,41d 265,6 ± 5,2

d

Antocianinas

(mg cianidina 3-glicosídeo

equivalente/g extrato seco)

ORAC

(µmol de Trolox

equivalente/g extrato seco)

Extrato 44,78 ± 2,44 2294,3 ± 199,9


A presença do EDTA como solvente das amostras, não permitiu realizar análises

da capacidade antioxidante comumente aplicadas, como FRAP e DPPH, para compostos

bioativos. Para a metodologia de FRAP (Ferric Reducing Antioxidant Power) que se baseia

na capacidade de redução do íon ferro, o EDTA interagiu com este íon, não permitindo fazer a

leitura das amostras devido ao não aparecimento da cor azul indicativa da redução do

complexo férrico tripiridiltriazina à sua forma ferrosa. E para a metodologia de DPPH (Free

Radical-Scavenging Capacity) o meio ficou turvo e mesmo após tentativas de centrifugação e

filtragem, as amostras apresentaram leituras muito próximas às do controle, não ocorrendo,

portanto, a reação de redução do radical DPPH e mudança da coloração.

Apenas a metodologia do ORAC (Oxygen Radical Absorbance Capacity)

permitiu medir a capacidade antioxidante das amostras dissolvidas pelo EDTA, como


apresentada na Tabela 5.19. A capacidade antioxidante das partículas seguiu a mesma

tendência observada para o conteúdo de antocianinas por essas absorvidas, sendo que as

partículas contendo apenas extrato mostraram maior capacidade antioxidante, seguidas pelas

amostras recobertas com quitosana, WPC e gelatina. Dessa maneira, pode-se inferir que a

capacidade antioxidante das partículas está diretamente correlacionada com presença de

antocianinas do extrato de juçara.

A metodologia do ORAC mensura a capacidade antioxidante através da inibição

da oxidação, induzida pelo radical peroxil, por transferência de hidrogênio. Os radicais livres

peroxil são predominantemente encontrados na oxidação lipídica em alimentos e sistemas

biológicos em condições fisiológicas. Desta forma, a medida da capacidade antioxidante pelo

método ORAC é de relevância biológica, como referência para a eficiência antioxidante

(SHAHIDI; ZHONG, 2015).

5.4.5.9. Estabilidade das antocianinas sob condições de refrigeração

As Figuras 5.33 e 5.34 apresentam o comportamento das amostras durante 4

semanas, armazenadas sob refrigeração a 5 °C. A Figura 5.33 mostra a perda das antocianinas

em mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/ g partícula seca, enquanto que na Figura 5.34

esta perda é exibida em porcentagem.

Embora o conteúdo inicial de antocianinas entre as amostras não tenha sido igual

devido ao processo de recobrimento, observou-se que a perda deste pigmento pelas partículas

sem cobertura foi mais acentuada, quando comparada com as partículas recobertas, como

pode ser verificado nas Figuras 5.33 e 5.34. Desta maneira, a adição de quitosana, WPC e

gelatina foi eficiente para proteger o extrato de juçara carreado pelas partículas de alginato

durante o período de análise, uma vez que o conteúdo final de antocianinas foi bastante

próximo entre as amostras (Figura 5.33). Além disso, o caráter ácido das coberturas (pH 3,50)

contribuiu para manter a estabilidade das partículas, visto que a amostra composta por

somente alginato e extrato sofreu degradação microbiana e escurecimento da cor após 4

semanas, e este fato não foi observado nas demais partículas.


Figura 5.33: Estabilidade das antocianinas ao longo do tempo de armazenamento das

partículas durante 4 semanas..

Após uma semana, a amostra contendo gelatina mostrou maior perda, seguida

pela amostra com quitosana, extrato e WPC, nesta sequência respectivamente (Figura 5.34).

No entanto, após a segunda semana, a partícula com somente extrato se destacou exibindo um

comportamento de perda superior a todas as amostras e seguiu esta tendência até o final do

período da análise. Já as partículas contendo gelatina apresentaram um comportamento mais

estável ao longo das 4 semanas, observando uma perda final de 20% em relação ao conteúdo

inicial, enquanto que as outras amostras mostraram uma perda de 50, 38 e 29% para partículas

compostas por extrato e as recobertas com quitosana e WPC, respectivamente.

0

2

4

6

8

10

12

0 1 2 3 4 5

mg c

ian

idin

a 3

-gli

cosí

deo

eq

uiv

ale

nte

/

g p

art

ícu

la s

eca

Tempo [semanas]

Alginato+extrato Alginato+extrato+quitosana

Alginato+extrato+WPC Alginato+extrato+gelatina


Figura 5.34: Perda de antocianinas (%) pelas partículas armazenadas sob refrigeração à 5 °C

por 4 semanas.

A gelatina é uma proteína com propriedades de formar géis elásticos em

temperatura ambiente para concentrações relativamente baixas. O gel de gelatina é um gel

termo-reversível, quando a concentração da solução é maior do que 1% (1 g/100 mL) e

mantido em temperaturas abaixo de 40 °C ocorre uma transição sol-gel com um aumento

progressivo da viscosidade e aparecimento da elasticidade. No entanto com o aumento da

temperatura, o gel se funde passando para o estado líquido (DJABOUROV; PAPON, 1983).

O comportamento da gelatina frente a temperaturas baixas, como a temperatura em que as

amostras foram mantidas, pode ter contribuído para maior proteção das antocianinas nas

partículas devido ao aumento da viscosidade deste material.

5.4.6. Liberação das antocianinas presentes nas partículas em condições

gastrointestinais simuladas

5.4.6.1. Conteúdo de antocianinas

A Figura 5.35 e Tabela 5.20 apresentam a liberação das antocianinas retidas pelas

partículas em fluido gástrico simulado em relação ao conteúdo inicial desses pigmentos nas

0

10

20

30

40

50

60

0 1 2 3 4

Per

da d

e an

toci

an

inas

[%]

Tempo [semanas]

Alginato+extrato





amostras. Inicialmente, é possível observar que a amostra composta por quitosana apresentou

menor liberação de antocianinas em relação às demais partículas e a gelatina se destacou pela

maior liberação nos primeiros 10 min. Com o passar do tempo, a amostra sem cobertura

apresentou liberação ligeiramente superior entre as partículas. De maneira geral, verificou-se

que a liberação de antocianinas foi crescente até 40 min, mantendo-se após esse período em

equilíbrio.

0

20

40

60

80

100

0 20 40 60 80 100 120 140

Lib

era

ção d

e a

nto

cian

inas

[%]

Tempo de liberação [mim]

Alginato+extrato




Figura 5.35: Liberação de antocianinas em fluido gástrico simulado.

A utilização da interação eletrostática entre agentes de cargas opostas, alginato de

caráter aniônico e quitosana, WPC e gelatina de caráter catiônico promoveu a proteção do

pigmento no meio gástrico. As partículas constituídas por somente extrato apresentaram uma

perda de 76% ao final do processo gástrico e foi estatisticamente diferente das amostras

contendo quitosana, WPC e gelatina, que apresentaram uma perda de 73, 71 e 70%,

respectivamente e não diferiram entre si, conforme mostrado na Tabela 5.20.

Após a liberação das partículas no fluido gástrico simulado, considerando o

conteúdo inicial de antocianinas diferente entre as amostras, observou-se que para a etapa

seguinte, a etapa de fluido intestinal simulado, as amostras foram carreadas com 0,19; 0,16;

0,13 e 0,10 mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g partícula úmida para partículas de

alginato com apenas extrato, quitosana, WPC e gelatina, respectivamente. Além disso, essas


amostras mesmo após a liberação em fluido gástrico simulado ainda apresentaram o formato

esférico e coloração vermelha, como pode ser observado na Figura 5.36, ressaltando que as

imagens foram feitas sob a mesma condição de iluminação ambiente. A diferença de

coloração entre as amostras é claramente visível, onde as partículas com extrato e as

recobertas com quitosana apresentaram uma cor vermelha mais intensa, e as com WPC e

gelatina uma cor mais rósea, o que é compatível com os resultados de antocianinas obtidos na

fase gástrica.

O conteúdo de antocianinas perdido na fase gástrica pode ser considerado alto,

aproximadamente 70% em relação ao conteúdo inicial presente nas partículas no tempo zero.

Porém, em se tratando de uma partícula hidrofílica carreadora de compostos hidrofílicos, toda

a dificuldade para manter esse sistema estável devido à porosidade das partículas e pH do

meio, pode-se dizer que ainda restou uma parcela de pigmento para ser liberado na parte

intestinal.

Tabela 5.20: Conteúdo de antocianinas liberado das partículas no meio gástrico simulado

Tempo

(min)

Perda de antocianinas no fluido gástrico (%)*

Alginato+

extrato

Alginato+extrato

+quitosana

Alginato+extrato

+WPC

Alginato+extrato

+gelatina

0 0 0 0 0

5 47,3 ± 3,0b

33,8 ± 1,0c 54,5 ± 4,6

a 57,1 ± 2,5

a

10 60,0 ± 1,1b 52,0 ± 2,8

c 64,9 ± 1,8ª 65,6 ± 1,4

a

15 65,0 ± 2,1ª,c 61,4 ± 1,9

b,c 65,5 ± 1,4ª

,b 67,2 ± 2,3

a

20 74,1 ± 0,7ª 68,6 ± 2,8b 71,0 ± 2,4ª

,b 74,0 ± 1,9

a

40 77,1 ± 1,1a 78,2 ± 0,9ª 74,2 ± 1,9

b 73,8 ± 0,7

b

60 75,1 ± 0,9ª,b 77,5 ± 0,4ª 70,4 ± 0,8

b 71,8 ± 3,7

a,b

80 82,0 ± 1,2ª 77,5 ± 1,3b 77,7 ± 1,7

b 78,4 ± 0,7

b

100 79,8 ± 2,0a 77,8 ± 2,9ª

,b 75,1 ± 1,2

b 73,8 ± 3,3

b

120 76,1 ± 2,6a 72,8 ± 1,2

b 71,4 ± 1,0

b 70,3 ± 1,7

b

*Conteúdo de antocianinas expresso em mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/100g partícula

úmida.

Letras diferentes numa mesma coluna indicam diferença estatisticamente significativa a p ≤0,05.


Alginato+extrato




Figura 5.36: Imagens das amostras após 120 min de incubação em fluido gástrico simulado.

Na fase intestinal a integridade da partícula foi mantida por até 20 min, após esse

período observou-se que as partículas se desintegraram totalmente devido ao pH 7,4 do meio.

A quantificação do conteúdo de antocianinas presente no fluido intestinal foi dificultada

principalmente pela metodologia empregada. A estrutura do gel desfeita pelo meio básico do

fluido intestinal ao entrar em contato com o tampão de cloreto de potássio (pH 1,0), utilizado


no método colorimétrico do pH diferencial para quantificar as antocianinas, tornou o meio

turvo com a formação de um gel, dificultando dessa maneira, a leitura e quantificação da

presença deste pigmento no fluido intestinal. Pela análise do conteúdo de antocianinas

presentes no fluido gástrico e da cor de ambos os fluidos, é possível inferir a existência desse

pigmento no meio intestinal, principalmente para as partículas com somente extrato e as

recobertas com quitosana, porém não foi possível determinar o conteúdo destas.

A estabilidade das antocianidinas, malvidina, cianidina, pelargonidina, delfinidina

e peonidina, em tampão fosfato (pH 7,4) à 37 °C foi avaliada por Fleschhut et al. (2006).

Esses autores reportaram que após 1 hora as antocianidinas desapareceram quase

completamente, conforme verificaram por análise em cromatógrafo. Bouayed, Hoffmann e

Bohn (2011) estudaram algumas espécies de maçãs e a extração de seus compostos bioativos

através do ultrassom. Esses autores não conseguiram mensurar o conteúdo de antocianinas

seguido da digestão gástrica para a intestinal, sugerindo a degradação desses pigmentos após a

transição do ácido gástrico para o ambiente intestinal alcalino, além do impacto dos ácidos

biliares e da enzima pancreatina.

Meiling et al. (2015) propuseram a proteção de antocianinas através de

microesferas de glucomanana Konjac oxidada e reticuladas com íons Fe+3

, onde a interação

entre esses compostos pode ser controlada pelo pH, com objetivo de prevenir a liberação

precoce das antocianinas no estômago, para desta maneira, conseguir uma liberação

controlada no intestino. Logo, esta interação poderia ser utilizada na absorção e liberação das

antocianinas no intestino, local onde os compostos bioativos são principalmente absorvidos

pelo organismo humano. No entanto, após 1 hora de incubação em fluido gástrico simulado,

esses autores observaram que as microesferas se dissociaram completamente, uma vez que os

grupos -COO- antes reticulados com íons de Fe

+3 foram totalmente protonados pelos íons H

+

do fluido do estômago. Já as microesferas de caráter aniônico que por interação eletrostática

se associaram à quitosana, na razão 1:1, foram capazes de reter as antocianinas nas condições

simuladas do estômago e promover a liberação no intestino.

As partículas de alginato quando colocadas em solução de tampão fosfato (pH

7,4), ocorre um processo de permuta dos íons de Ca+ que estão ligados nos grupamentos de -

COO-

do alginato, grupos caracterizados principalmente por sequências de polimanurônico,

com os íons de Na+ presentes na solução salina. Como resultado, a repulsão eletrostática entre

as cargas negativas dos grupos -COO- aumenta, provocando o relaxamento das cadeias e

aumento do inchaço do gel, juntamente com a absorção de água. Além disso, o meio se torna

turvo devido à formação de fosfato de cálcio. A troca entre os íons de Na+

e Ca+

altera a


estrutura das partículas de gel e os íons do tampão fosfato interagem com o cálcio formando o

fosfato de cálcio. Assim, o inchaço e ganho de água das partículas de gel possivelmente

ocorrem devido à presença do tampão fosfato de sódio. Em um estágio mais avançado do

processo de inchaço, os íons de Ca+ que estão ligados com os grupos de –COO

- das unidades

de poligulurônico e que formam a estrutura ―egg box‖ também começam a permuta com os

íons de Na+

do tampão. As sequências de poligulurônico têm forte ligação de auto-

cooperatividade com os íons de cálcio, promovendo uma estável reticulação dentro da

estrutura do gel. Finalmente as partículas de gel começam a se desintegrar quando os íons de

cálcio da estrutura do ―egg box‖ diminuem e se difundem para o meio. Desta maneira, as

partículas perdem peso e finalmente se dissolvem (BAJPAI; SHARMA, 2004).

5.4.6.2. Análise da capacidade antioxidante pelo método FRAP

A Figura 5.37 apresenta a capacidade antioxidante do fluido gástrico simulado

durante os 120 min de liberação dos compostos bioativos presentes nas partículas de alginato,

mensurada pela capacidade de doar elétrons através do método FRAP. É possível verificar

uma tendência similar à liberação das antocianinas, como mostrado na Tabela 5.20, podendo

desta forma relacionar a capacidade antioxidante à presença desses pigmentos no fluido

gástrico.

A capacidade antioxidante do conteúdo liberado pelas partículas de alginato

contendo extrato foi superior às amostras que foram submetidas ao processo de recobrimento.

E na sequência, verificou-se que as amostras recobertas com quitosana exibiram maior

capacidade antioxidante, seguidas pelas partículas com WPC e gelatina, respectivamente. Este

comportamento em relação a capacidade antioxidante era esperado, uma vez que seguiu a

mesma tendência das amostras frente a quantificação das antocianinas ao longo da liberação

em fluido gástrico simulado. Já a quantificação da capacidade antioxidante da fase intestinal

pelo método FRAP também foi dificultada pela turbidez do meio, impedindo a leitura em

espectrofotômetro.

Os compostos antioxidantes desempenham um papel importante no trato

gastrointestinal, mantendo o equilíbrio redox contra os prejudiciais oxidantes, prevenindo

assim o trato gastrointestinal de doenças ligadas à geração de espécies reativas de oxigênio

durante a digestão (BOUAYED; HOFFMANN; BOHN, 2011).


Figura 5.37: Análise da capacidade antioxidante do fluido gástrico simulado.

5.4.6.3. Análise de cor dos fluidos gastrointestinais simulados

Na Tabela 5.21 é possível observar as diferenças de cor obtidas após o processo

de liberação das antocianinas presentes nas partículas em fluido gástrico e intestinal simulado.

Considerando o fluido gástrico (pH 1,2), verifica-se que após 120 min, os parâmetros a* e L*

foram maiores para a amostra contendo gelatina, WPC e quitosana, nesta sequência

decrescente, respectivamente. Na escala CIElab, a análise do parâmetro a* fornece relações de

cor que variam do verde (-a*) para o vermelho (+a*), e o L* se refere à luminosidade,

variando de 0 a 100, ou seja, do preto ao branco, respectivamente. Associando os parâmetros

L* e +a* para o fluido gástrico, observa-se que as amostras de alginato com extrato e as

recobertas com quitosana apresentaram uma cor vermelha mais escura (menor L*) e foram

estatisticamente iguais e, WPC e gelatina uma coloração vermelha mais clara (maior L*). É

pertinente inferir que a coloração vermelha mais intensa do fluido gástrico pode estar

intimamente relacionada à maior liberação de antocianinas.

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5

4,0

4,5

5,0

5,5

6,0

0 20 40 60 80 100 120 140

mg d

e T

rolo

x e

qu

ivale

nte

/g p

art

ícu

la ú

mid

a

Tempo [min]

Alginato+extrato





Tabela 5.21: Cor do fluido gástrico e intestinal simulado após 120 min.

Amostra Cor do fluido gástrico simulado (pH 1,2)

L* a* b*

Alginato+extrato 2,49 ± 0,20c 6,86 ± 0,41

c 1,74 ± 0,15

b

Alginato+extrato+quitosana 2,38 ± 0,19c 6,63 ± 0,35

c 1,58 ± 0,14

b

Alginato+extrato+WPC 3,26 ± 0,23b 7,95 ± 0,23

b 2,03 ± 0,08

a

Alginato+extrato+gelatina 5,41 ± 0,45a 9,54 ± 0,38

a 1,34 ± 0,22

c

Amostra Cor do fluido intestinal simulado (pH 7,4)

L* a* b*

Alginato+extrato 14,59 ± 0,30a,b

0,58 ± 0,05a 1,05 ± 0,13

a

Alginato+extrato+quitosana 15,04 ± 0,61a 0,27 ± 0,05

b 0,23 ± 0,04

b

Alginato+extrato+WPC 14,04 ± 0,49b -0,59 ± 0,04

c -0,53 ± 0,05

c

Alginato+extrato+gelatina 14,03 ± 0,57b -0,71 ± 0,06

d -0,82 ± 0,09

d

Letras minúsculas diferentes na mesma coluna, em blocos separados para fluido gástrico e intestinal,

indicam diferença estatisticamente significativa em relação à cor das amostras (p≤ 0,05).

Para o fluido intestinal, analisando as coordenadas CIElab L* e a*, observou-se

que após 120 min, as amostras, de maneira geral, mostraram uma grande redução na

intensidade da cor vermelha, principalmente para as partículas com WPC e gelatina que

mostraram valores negativos para o parâmetro a*. Além disso, o fluido intestinal mostrou

maior tendência à cor branca (maior L*) quando comparado com a fase gástrica (Tabela

5.21). Esse comportamento das amostras em relação aos parâmetros a* e L* do fluido gástrico

e intestinal pode estar relacionado à condição do meio devido ao efeito do pH, levando assim,

a uma possível degradação deste pigmento frente às mudanças do pH de 1,2 para 7,4

(APÊNDICE B). A estabilidade das antocianinas é altamente dependente do pH do meio em

que essas se encontram, sendo instáveis em meios neutros (FLESCHHUT et al., 2006).

Cabrita, Fossen e Andersen (2000) estudaram o comportamento de 6 antocianinas

3-glicosídeos em diferentes valores de pH e observaram que a cor, intensidade e estabilidade

mudaram significativamente em função do pH. Em soluções aquosas de forte acidez (pH 1 a

3), todas as antocianinas apresentaram coloração vermelha intensa, típica dessas formas de

flavonoides. No entanto, a estabilidade e a intensidade da cor diminuiu próximo ao pH neutro


(5 a 7). De acordo com Castañeda-Ovando et al. (2009) as antocianinas podem ser degradadas

em valores de pH superiores a 7.

Figura 5.38: Fluido gástrico e intestinal simulado contendo antocianinas liberadas das

partículas de alginato. A: alginato+extrato; B: Alginato+extrato+quitosana; C:

alginato+extrato+WPC; D: alginato+extrato+gelatina; após 120 min em fluido gástrico

(esquerda) e 120 min em fluido intestinal (direita), respectivamente.

Na Figura 5.38 está apresentada a diferença visual dos fluidos gástrico e intestinal.

As imagens da esquerda, com fluido vermelho, mostram a liberação gástrica, com a presença

nítida de antocianinas no meio. Já as imagens da direita apresentam o fluido intestinal de cor

transparente, sem indícios visuais de antocianinas para as amostras C e D e uma cor

levemente rosada para as amostras A e B, fato também comprovado pelo parâmetro +a* das

amostras contendo apenas extrato e quitosana, conforme apresentado na Tabela 5.21.

A B C D


5.4.7. Conclusões parciais do Processo de Gelificação Iônica

A produção de partículas de gel a partir da mistura entre alginato e extrato levou à

formação de partículas frágeis, sem formatos definidos e grande perda de antocianinas para a

solução de cloreto de cálcio. O processo de produção de partículas de alginato por

gotejamento em cloreto de cálcio, seguida da absorção direta com extrato de juçara permitiu a

inclusão de antocianinas na matriz do alginato, facilitada pela porosidade observada na

estrutura das amostras constituídas por esse material. As amostras constituídas de extrato

apresentaram distribuição de tamanho monomodal e formato esférico.

A complexação das partículas de alginato de caráter aniônico com a quitosana,

WPC e gelatina de caráter catiônico, permitiu a formação de uma cobertura sobre as amostras,

e como observada pelas imagens de microestrutura, as partículas adquiriram uma superfície

mais lisa sem a evidência de rachaduras ou poros. No entanto, durante o processo de

recobrimento, ocorreu a difusão de antocianinas para o meio hidrofílico, e essa perda foi

influenciada pela viscosidade e densidade superficial dos agentes utilizados, onde a dispersão

de quitosana, de caráter mais catiônico e mais viscosa, conseguiu reter mais pigmento na

estrutura do alginato. Além disso, as partículas recobertas por este material mostraram

também maior capacidade antioxidante, entre as amostras que sofreram o processo de

recobrimento.

O processo de recobrimento foi efetivo na proteção das antocianinas, como

observado durante a estabilidade e liberação no fluido gástrico simulado. As partículas

contendo apenas extrato apresentaram uma queda mais acentuada do conteúdo de

antocianinas, quando comparadas com as amostras constituídas por quitosana, WPC e gelatina

durante o período da análise de estabilidade em condições de refrigeração. E no estudo de

liberação, as amostras sem cobertura apresentaram maior liberação de antocianinas no fluido

gástrico e tendência similar foi observada para a capacidade antioxidante dos compostos

bioativos difundidos e avaliados pelo método FRAP. Na fase intestinal a integridade da

partícula foi mantida por aproximadamente 20 min, liberando nesse período, o restante das

antocianinas presentes nas partículas, após observou-se que as amostras se desintegraram

totalmente devido ao meio básico.

Conclusão Geral 147

6. CONCLUSÃO GERAL DA TESE

O processo de extração de compostos bioativos da polpa de juçara utilizando

solvente hidroalcoólico acidificado em leito de agitação foi bastante eficiente em relação à

obtenção de antocianinas. Alto conteúdo de pigmento foi obtido no extrato de juçara,

comprovando assim, a eficiência de extração desses compostos.

A capacidade antioxidante do extrato se apresentou intimamente relacionada ao

conteúdo de polifenóis e antocianinas presentes na polpa de juçara, visto que o processo de

concentração em evaporador rotativo proporcionou redução do conteúdo desses compostos,

fato também acompanhado pelo decaimento da capacidade antioxidante.

A encapsulação dos compostos bioativos presentes no extrato de juçara através

dos dois métodos distintos, spray drying e gelificação iônica, permitiu manter a estabilidade

das antocianinas quando colocadas nas diferentes matrizes poliméricas: maltodextrinas com

diferentes valores de dextrose equivalente, goma Arábica e alginato de sódio.

A redução de sólidos suspensos e conteúdo lipídico e a obtenção de maior teor de

antocianinas, apresentaram-se como uma boa justificativa para o emprego do extrato

juntamente com agentes carreadores no processo de secagem por spray drying, quando

comparado com a utilização da polpa de juçara integral.

A inclusão de antocianinas através da absorção direta pelas partículas de alginato

produzidas por gelificação iônica se mostrou como um método alternativo e eficiente para a

encapsulação de compostos hidrofílicos. Diante da dificuldade em manter o ativo fixo na

estrutura porosa do alginato, o processo de complexação por interação eletrostática de

polímeros (quitosana, WPC e gelatina) na superfície das partículas, trouxe alterações

estruturais nas amostras que proporcionaram maior proteção dos compostos bioativos durante

a estabilidade e liberação.

Os métodos aplicados neste trabalho foram realizados a partir de técnicas com

princípios e aplicações diferentes. No caso do processo de spray drying, que utiliza

temperatura mais elevadas para a secagem, permitiu a obtenção de um pó estável, podendo ser

utilizado como um corante natural em substituição aos produtos sintéticos. E a gelificação

iônica, realizada à temperatura ambiente, proporcionou a produção de partículas em géis

resistentes, que podem ser utilizadas no enriquecimento de alimentos com elevado teor de

umidade, dando a aparência natural e aspecto sensorial e de textura, além de permitir a

liberação do conteúdo ativo em meios com valores de pH específicos.

Sugestões Para Trabalhos Futuros 148

7. SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS

Processo de Extração de Antocianinas:

Estudar outros mecanismos e solventes para a extração de compostos bioativos da

polpa de juçara a fim de comparar a eficiência no rendimento de antocianinas em

relação à polpa integral.

Processo de Spray Drying:

Estudar outros agentes carreadores, como amidos modificados e proteínas,

combinados ou puros, com objetivo de avaliar a influência desses materiais na

retenção de antocianinas e rendimento de pó;

Avaliar algumas variáveis no processo de secagem, como temperatura e vazão de

alimentação e o impacto dessas na estabilidade e integridade das antocianinas;

Estudar a capacidade antioxidante das micropartículas pelo método ORAC;

Realizar um estudo de estabilidade em diferentes temperaturas e umidade de

armazenamento;

Realizar um estudo de liberação em condições gástrica e intestinal simuladas.

Processo de Gelificação Iônica:

Estudar outros agentes gelificantes, como goma gelana, pectina e carragena, no

processo de inclusão de antocianinas;

Estudar outros materiais para a complexação a fim de diminuir a liberação do

conteúdo ativo no meio gástrico simulado;

Estudar outras formas de recobrimento, combinando materiais ou mais de uma camada

sobre a estrutura das partículas;

Realizar a produção das partículas em outros equipamentos, como ―Encapsulator B-

390 Buchi‖ ou sistema de atomização com ar comprimido, adequados para este

processo com a finalidade de diminuir o tamanho das partículas;

Testar a absorção do extrato por partículas parcialmente desidratadas para verificar se

ocorre aumento de antocianinas em relação à absorção por partículas úmidas;

Sugestões Para Trabalhos Futuros 149

Após realizar o processo de absorção do extrato por partículas previamente fabricadas,

avaliar o processo de recobrimento com polímeros adicionados no próprio extrato,

evitando assim a perda por difusão para a solução circundante;

Realizar um estudo de digestibilidade in vitro.

Referências Bibliográficas 150

8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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Apêndice A 167

APÊNDICE A

Tabela 1 (APÊNDICE A): Concentração de antocianinas e compostos fenólicos nas

amostras produzidas com diferentes agentes carreadores.

Amostras Concentração

Antocianinas*

Fenólicos**

MD 10 DE 6,10 ± 0,40 16,65 ± 0,45

MD 20 DE 7,48 ± 0,08 15,85 ± 0,50

MD 30 DE 7,60 ± 0,17 16,52 ± 0,25

GA 6,30 ± 0,48 17,16 ± 0,53

MD 10 DE: GA (25%:75%) 6,71 ± 0,59 16,83 ± 0,85

MD 10 DE: GA (50%:50%) 6,97 ± 0,50 16,17 ± 1,10

MD 10 DE: GA (75%:25%) 7,42 ± 0,12 16,21 ± 0,88 *mg de cianidina 3-glicosídeo equivalente/g de partícula seca.

** mg de ácido gálico equivalente/g de partícula seca.

Apêndice B 168

APÊNDICE B

Figura 1 (APÊNDICE B): Estabilidade do extrato de juçara (diluído em água destilada 10 %

v/v) em diferentes valores de pH e ajustado com HCl ou NaOH de acordo com o valor de pH

desejado.

Tabela 1 (APÊNDICE B): Parâmetros L*, a* e b* para o extrato de juçara em diferentes

valores de pH.

Valores de pH Parâmetros de cor

L* a* b*

1,0 1,14 ± 0,10 4,10 ± 0,19 1,37 ± 0,06

2,0 0,98 ± 0,04 3,67 ± 0,15 1,20 ± 0,10

3,0 1,50 ± 0,13 4,05 ± 0,40 1,43 ± 0,11

4,0 0,87 ± 0,05 2,69 ± 0,08 0,89 ± 0,09

5,0 1,21 ± 0,15 2,50 ± 0,14 0,98 ± 0,10

6,0 0,78 ± 0,06 1,55 ± 0,12 0,75 ± 0,04

7,0 0,67 ± 0,04 0,84 ± 0,05 0,81 ± 0,06

8,0 0,71 ± 0,06 0,51 ± 0,04 0,62 ± 0,03

9,0 0,49 ± 0,03 0,47 ± 0,05 0,63 ± 0,04

pH 1,0 pH 2,0 pH 3,0 pH 4,0 pH 5,0 pH 6,0 pH 7,0 pH 8,0 pH 9,0

Apêndice C 169

APÊNDICE C

Publicações durante o doutorado

Artigos completos publicados:

CARVALHO, A. G. S.; COSTA, M. T. M.; SILVA, V. M.; SARTORATTO, A.;

RODRIGUES, R. A. F.; HUBINGER, M. D. Physical properties and morphology of spray

dried microparticles containing anthocyanins of jussara (Euterpe edulis Martius) extract.

Powder Technology, v.294, p. 421-428, 2016.

NOELLO, C.; CARVALHO, A. G. S.; SILVA, V. M.; HUBINGER, M. D. Spray dried

microparticles of chia oil using emulsion stabilized by whey protein concentrate and pectin by

electrostatic deposition. Food Research International, v.89, p.549-557, 2016.

Trabalhos completos:

DELFINI, F. T.; CARVALHO, A. G. S.; CUNHA, R. L.; HUBINGER, M.

D. Microencpasulação por spray drying de óleo da semente de maracujá homogeneizado por

ultrassom e rotor-estator. In: XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2016,

Fortaleza. XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2016.

BRETERNITZ, N. R.; CRUZ, G. C.; CARVALHO, A. G. S.; HUBINGER, M. D. Cinética

de aglomeração em leito fluidizado de micropartículas de hidrolisado proteico de carne de

mexilhão visando à melhoria da solubilidade. In: XXI Congresso Brasileiro de Engenharia

Química, 2016, Fortaleza. XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química, 2016.

Resumos expandidos publicados em anais de congressos:

CARVALHO, A. G. S.; PIVA, G. G.; HUBINGER, M. D. Microencapsulation by spray

drying of extract obtained from jussara pulp. In: 2nd Latin-America Symposium on

Encapsulation, 2014, João Pessoa - Paraíba. Livro de Resumos do 2nd Latin-America

Symposium on Encapsulation, 2014.

http://lattes.cnpq.br/6133512943741265



Apêndice C 170

Resumos publicados em anais de congressos:

CARVALHO, A. G. S.; MACHADO, M. T. C.; SILVA, V. M.; ORIANI, V. B.;

HUBINGER, M. D. Influence of Carrier Agents on the Physical Properties and Morphology

of Spray Dried Microparticles of Jussara (Euterpe Edulis Martius) Extract. In: IFT Annual

Meeting & Food Expo, 2016, Chicago.

ORIANI, V. B.; ALVIM, I. D.; CONSOLI, L.; CARVALHO, A. G. S.; HUBINGER, M. D.

The Use of Stearic Acid and Palm Fat for the Production of Lipid Microparticles Containing

Ginger Oleoresin. In: IFT Annual Meeting & Food Expo, 2016, Chicago.

NOELLO, C.; CARVALHO, A. G. S.; SILVA, V. M.; HUBINGER, M. D. Multilayer

Emulsions of Chia Oil Stabilized by Whey Protein/Pectin Microencapsulated by a Spray

Dryer. In: IFT Annual Meeting & Food Expo, 2016, Chicago.

PIVA, G. G.; CARVALHO, A. G. S.; HUBINGER, M. D. Microencapsulation of Jussara

Extract Rich in Anthocyanins by Spray Drying. In: XXIII Congresso de Iniciação Científica

da UNICAMP, 2015, Campinas.

CARVALHO, A. G. S.; SILVA, V. M.; ORIANI, V. B.; HUBINGER, M. D. Caracterização

de emulsões produzidas por óleo de café verde e estabilizadas por lecitina-quitosana. In: III

Congresso Brasileiro de Reologia, 2015, Campinas.

ORIANI, V. B.; CARVALHO, A. G. S.; CHIUMARELLI, M.; HUBINGER, M. D.

Propriedades físicas de cobertura comestível com óleo essencial para aplicação em fatias de

maçãs. In: III Congresso Brasileiro de Reologia, 2015, Campinas. Anais do III Congresso

Brasileiro de Reologia, 2015.


Apêndice C 171

Atividades Acadêmicas

Participação em cursos

Participação no curso ―Concentration, Crystallization, Spray drying & Rehydration: Effect on

dairy‖, com carga horária de 12h, realizado na Faculdade de Engenharia de Alimentos

(FEA/UNICAMP) em Campinas (SP), 2016.

Participação no curso ―Caracterização reológica de alimentos: emulsões, géis e suspensões‖,

com carga horária de 3h, realizado na Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP) em

Campinas (SP), 2015.

Participação no curso ―Encapsulação de Compostos Bioativos‖, com carga horária de 20h,

realizado na Universidade Federal da Paraíba (UFPB) em João Pessoa (PB), 2014.

Participação em eventos científicos

Participação do XXI Congresso Brasileiro de Engenharia Química (COBEQ), realizado em

setembro de 2016 em Fortaleza (CE).

Participação do III Congresso Brasileiro de Reologia, realizado na Universidade Estadual de

Campinas (UNICAMP) em maio de 2015 em Campinas (SP).

Participação do IFT Annual Meeting & Food Expo, realizado em julho de 2016 em Chicago

(IL).

Participação do 2nd Latin-America Symposium on Encapsulation, realizado na Universidade

Federal da Paraíba (UFPB) em novembro de 2014 em João Pessoa (PB).

Avaliadora de trabalhos científicos inscritos na área de Tecnológicas dos Congressos de

Iniciação de Científica da UNICAMP, realizados nos anos de 2014, 2015 e 2016 em

Campinas (SP).

Estágio de capacitação docente

Programa de estágio docente (PED C) nas disciplinas ―Formulação e Avaliação de Projetos e

Projeto Industrial - TA832 e TA932‖ oferecidas para o curso de Engenharia de Alimentos da

Faculdade de Engenharia de Alimentos da UNICAMP, realizado no primeiro e segundo

semestre de 2013.

Apêndice C 172

Coorientação de aluno de iniciação científica

Coorientação da aluna Giovana Girardi Piva da graduação em Engenharia de Alimentos no

projeto de iniciação científica intitulado ―Microencapsulação por spray drying de extrato de

juçara rico em antocianinas‖, no período de agosto de 2014 a agosto de 2015.

Elaboração de relatório de projeto

Auxílio na elaboração do relatório final do projeto ―Microencapsulação de óleos por spray

drying: influência das propriedades da emulsão e do tipo de material de parede sobre a

qualidade e estabilidade das micropartículas‖. Edital CNPq n° 14/2010 - Número do Processo

474107/2010-8, apresentado em dezembro de 2013.

Elaboração de projeto

Auxílio na elaboração do projeto ―Microencapsulação por Spray Drying, Spray Chilling e

Gelificação Iônica de compostos bioativos presentes em matrizes vegetais‖, edital Universal

CNPq (449506/2014-2) com aprovação em 2014.

Apêndice D 173

APÊNDICE D

Apêndice D 174

APÊNDICE D

Aguardando definição do sistema SISGEN

―O Grupo de Trabalho aguarda, ainda, a implementação do Sistema Nacional de Gestão do

Patrimônio Genético e do Conhecimento Tradicional Associado – SisGen, sistema eletrônico

a ser implementado, mantido e operacionalizado pela Secretaria-Executiva do CGen para o

gerenciamento dos cadastros e das autorizações, para intensificação da divulgação dos

procedimentos a serem observados pela comunidade universitária em relação à

adequação/regularização das atividades de pesquisa envolvidas com o patrimônio genético.‖

Texto: Dra. Glyn Figueira

[Texto disponível em: https://www.prp.unicamp.br/pt-br/noticias/reformulacao-do-site-do-

patgen. Acesso em: 05/04/2017]

https://www.prp.unicamp.br/pt-br/noticias/reformulacao-do-site-do-patgen

https://www.prp.unicamp.br/pt-br/noticias/reformulacao-do-site-do-patgen

estudo da inclusÃo de antocianinas de extrato da … · a palmeira juçara (euterpe edulis...

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