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Controle de Infecção em

Odontologia

�Treinamento e Atualização

Prefeitura Municipal de PatrocínioMaio/2009

Renato de Oliveira Silva

Conceitos Importantes relacionados a Infecção

� Microorganismos (conceito)� Infecção: depósito de m.o. nos tecidos + multiplicação = reação do

hospedeiro� Colonização : depósito de m.o. + multiplicação = sem reação do

hospedeiro� Flora residente x Flora transitória (ex. Mãos )� Dose infecçiosa: quantidade de m.o. necessária para causar

infecção: Depende de:

- virulência do m.o.- resistência ou susceptibilidade do hospedeiro (grau de imunidade) + condições locais favoráveis

Conceitos importantes relacionados a infecção

� Infecção cruzada: transmissão de m.o. entre pacientes e equipe, dentro de um ambiente clínicoPode ser: pessoa/pessoa ou pessoa/objeto/pessoa

� Fontes de infecção em Odontologia:1. Paciente que sofre de doença infecciosa (sintomático)2. Os que estão no estágio prodrômico da doença3. Portadores saudáveis de patógenos

Ex.: infecções virais ( sarampo, caxumba, catapora, hepatite B, AIDS e outras)

� Principais meios de transmissão:- Inoculação- Inalaçao

� Aerossol: partículas > 100 um: respingo< 100 um: flutuam no ar

Doenças Viróticas mais importantes

� Hepatites:

- Risco de contágio da HB em acidente é de até30%

- Cada ml de sangue pode ter 1 milhão de partículas virais e em cada ml de saliva 100.000

- O VHB pode se manter vivo após a secagem(sobre alguma superfície) por até 6 meses

- Período de incubação da HB: 2 a 6 meses- VHC: se mantem estável em superfícies por

mais de 5 dias

•AIDS

� Período de incubação pode chegar a 10 anos� Tratamentos atuais mantem os pacientes sem

doença por períodos de até 10 anos� Paciente não revela a doença� Vírus frágil, com vida extra-corpórea curta (não

resistem a luz solar e ao meio ambiente� Risco de contágio pelo HIV em acidente é de

0,05 à 0,1% ou 1 em 1000 ou 5 em 1000.000

Outras viroses

� Resfriados, Gripes (influenza), Sarampo, Rubéola, Mononucleose infecciosa, Herpes simples e Zoster

Doenças Bacterianas mais importantes

� Estreptocócicas: faringites, amigdalites, escarlatina, erisipelaSequelas: febre reumática, glomerulonefritese outras

� Difteria, tétano, tuberculose, sífilis� Estafilocócicas: lesões supurativas,

osteomielites, infecções urinárias

Doenças Fúngicas

� Candidíase oral

� Queilite angular

Controle da transmissão e infecção dos M.O.

� Conceitos:� Esporos: são celulas reprodutoras capazes de germinar,

dando origem ao m.o.. São altamente resistentes aosagentes químicos e altas temperaturasEsterilização: processo físico ou químico utilizado paraeliminar todas as formas de vida inclusive os esporosDesinfecção de alto nível: processo químico no qual se elimina todas as formas de vida, menos os esporosDesinfecção de nível intermediário: processo químico no qual se elimina a maioria dos m.o., inclusive o bacilo datuberculose, mas não todos os vírus e nem os esporos


� Principais vias de disseminação de m.o.:

1. Contato direto com m.o. em lesões e/ou secreçõesdurante atos operatórios

2. Contato indireto com m.o. através de instrumentaise equipamentos contaminados

3. Inalação de m.o. quando da produção de aerossóis (alta rotação, seringa tríplice em spray e ultrassom)

1. Avental2. Gorro3. Máscara4. Óculos de proteção5. Luvas:

- cirúrgica esteril- atendimento clínico não esteril- sobreluvas de pvc- luvas de borracha p/ limpeza

Proteção da Equipe Profissional (EPIs)

Regras de uso dos EPIs

1- Avental

Usado para proteger as roupas de q.q. contaminaçãoPrevine a infecção cruzada com familiaresDeve ser: de cor clara, gola alta tipo “gola padre”, com mangas longasou ¾, compridos cobrindo os joelhos, sem bolsos, mantidos sempreabotoados, de tecido lavável ou descartávelDevem ser trocados no mínimo diariamente ou sempre quecontaminados por fluidos corpóreosNão devem ser usados fora do ambiente de trabalhoDevem ser retirados na própria sala clínica e com cuidado, semsacudir, e colocados em saco plástico para limpeza ou descarteDevem ser lavados separadamente: deixar de molho, em recipienteexclusivo, em hipoclorito a 0,5% (1 parte agua sanitaria para 5 partesde agua), por 30 minutos e proceder a lavagem com água e sabão

2- GorroUsado para proteger os cabelos de q.q. contaminação e tb evitarqueda de cabelo no campo operatórioDevem ser descartados ao final do período ou turno

3- MáscaraUsada para proteger as mucosas nasais e bucais de q.q. contaminaçãoDeve ter camada dupla ou tripla para filtração eficienteDeve ser colocada após o gorro e antes do óculosDeve adaptar confortavelmente a face sem tocar os lábios e narinasNão deve ser ajustada ou tocada durante os procedimentosDeve ser trocada entre os pacientes e sempre que se tornaremúmidas, o que diminui sua eficiênciaNão deve ser usada fora do ambiente de atendimento e nem ficarpendurada no pescoco

Usado para proteção ocular contra acidentes ocupacionais(partículas advindas de restaurações, placa ou tartaro, polimento) e contaminação proveniente de aerossóis ourespingos de sangue e salivaDeve ser tb usado no laboratório de prótese, na desinfecção de superfícies e manipulação de instrumentos na área de lavagemNão deve ser usado fora da área de trabalhoDeve ser lavado e desinfetado com hipoclorito quandoapresentarem sujidade

4- Óculos de proteção

5.1 Luvas de procedimento e cirúrgica

Não devem ser utilizadas fora da área de atendimentoDevem ser o último ítem da paramentaçãoDevem ser trocadas entre os tratamentos de diferentes pacientesA parte externa não deve ser tocada na sua remoçãoNa presenca de rasgos ou furos antes ou durante o atendimentodevem ser trocadasNão tocar em superfícies ou objetos fora do campo operatório: recomenda-se sobreluvas, que tb devem ser descartadas após o atendimentoEm procedimentos cirúrgicos demorados, deve-se trocar as luvasNão devem ser lavadas ou reutilizadas

5- Luvas

5.2 Luvas de borracha

Devem ser de cano longo, forradas internamente e de tamanhoadequado

Devem ser usadas para a remoção de materiais e instrumentaiscontaminados do campo operatório, desinfecção do consultórioe durante o procedimento de lavagem dos instrumentais

Após o uso devem ser desinfetadas com hipoclorito a 1% por 30 minutos

5- Luvas

5.3 Sobreluvas de plástico ou vinil

Devem ser usadas sempre que se necessite tocar em algofora do campo operatórioApós o atendimento devem ser descartadas no lixocontaminado

5- Luvas


Paramentação e preparo do paciente

A boca do paciente é o reservatorio primário de todos os m.o. que contaminam nosso ambiente.Deve-se reduzir a quantidade da flora bucal do paciente antes do atendimento. Escovar os dentes antes ou bochechar com clorexidina a 0,12% por 30 seg reduz até em 50 % a quantidade de m.o.Colocar avental plástico para proteção das roupas do paciente, óculos de proteção e gorro descartávelEm procedimentos cirúrgicos, deve-se fazer antissepsia dapele peribucal com solução aquosa de clorexidina a 4% ouiodo PVP-I, precedido de limpeza da face com água e sabão

Lavagem das mãos

� Onde realizar:- Pia exclusiva, com sabão líquido e toalha de papel, fechando a torneira com a toalha de papel- Ideal: acionamento da torneira sem toque das mãos

� Quando realizar:Antes e após o atendimento do pacienteAntes de calçar as luvas e após removê-lasApós tocar q.q. instrumento ou superfície contaminadaAntes e após utilizar o banheiro


Preparo de artigos e instrumentais

Classificação dos artigos:

1. Artigos Críticos: todos aqueles que penetram nos tecidos damucosa entrando em contato com sangue, pus e saliva > esterilização

2. Artigos Semi-Críticos: todos aqueles que entram em contatocom saliva, sem rompimento dos tecidos > esterilização oudesinfecção de alto nível

3. Artigos não-críticos: aqueles que não têm contato com secreção orgânica, inclusive saliva

> desinfecção de nível intermediário

Preparo de artigos e instrumentais

1- Limpeza:

- Pré-limpeza:Usando luvas de borracha, colocar os instrumentais de molho em vasilha plástica contendo desincrostante ou sabão enzimático, por10 min ou de acordo com o fabricante

- Limpeza manual: com escova e sabão (no caso de brocas usarescova de aco) e luva de borracha (artigos ainda infectados)

- Secar em compressas de tecido (tipo toalha fralda) ou toalhas de papel

- Após cada uso a escova deve ser desinfetada com hipoclorito à 1% e a escova de aço com glutaraldeido e no fim do turno a vasilhadeve ser lavada e o desincrostante deve ser trocado

2. Embalagem dos instrumentais e artigos:

2.1 Para Autoclave:

� Instrumentais: agrupados de acordo com o uso e embalados com as seguintes opções :- papel grau cirúrgico, rolo de nylon ou embalagem industrial de polipropileno selados com seladora, - papel Kraft, papel crepado ou tecidos de algodão fechados com fita crepe de autoclave.

� Gase e rolos de algodão: embalados em papel crepado ou Kraft

� Brocas : vidros de penicilina com algodão, formando jogos de acordo com o uso ou embaladas individualmente em papel graucirúrgico, rolo de nylon ou polipropileno com seladora

Trabalho de Pesquisa

Serratine ACP, Gonçalves CS, Lucolli IC : “Influência do Armazenamento e de Embalagem na manutenção da esterilização do instrumental Odontológico”. Revista Eletrônica de Enfermagem. 2009

� 395 corpos de prova foram contaminados com Enterococcusfaecallis, e divididos em 6 grupos de 65 cada, sendo cada grupo embalado respectivamente com Papel Kraft, papel crepado, papel grau cirúrgico, tecido de algodão cru duplo, tecido tipo brim e papel alumínio (para estufa)

� 5 corpos de prova foram usados para testar a contaminação� Testaram e avaliaram a autoclave e a estufa antes� Após esterilizados os corpos de prova foram armazenados dentro

dos escaninhos dos estudantes, sendo que, de cada grupo, 30 foram guardados em caixas fechadas, 30 foram deixados soltos e expostos e 5 foram abertos e testados quanto a esterilidade

� Após períodos de 7, 15, 30, 45, 90 e 148 dias, cinco corpos de prova de cada grupo eram abertos para verificar a manutenção da esterilidade

� Resultado final: todos permaneceram estéreis em todos os períodos� Conclusão: sugerem que cada serviço faça a sua avaliação

Trabalho de PesquisaGrzesiuk M.J., Gasparetto A., Ramos A. L.: “Qual embalagem você tem usado para autoclavar os seus materiais?”

� Avaliaram a eficiência na esterilização e a manutenção da esterilidade do material “embalagem industrial de polipropileno na gramatura 80 g/m2”;

� Período : 7 dias� Fechamento com selamento térmico ou com fita adesiva� Conclusão:

- para um tempo de 7 dias, o material acima é eficaz como invólucro para embalagem de materiais para esterilização em autoclave- Tem boa apresentação, é transparente, de fácil manuseio e tem preço acessível- Pode ser fechado com fita adesiva ou por selamento térmico

2.2 Para Estufa:

� Instrumentais: agrupados de acordo com o uso e colocados em caixas metálicas pequenas, lacradas com fita, e datadas

� Bandejas devem ser colocadas em caixas metálicasmaiores, tb lacradas com fitas

� Brocas : em vidros com algodão ou gaze, formandojogos de acordo com o uso

2. Embalagem dos instrumentais e artigos:

3- Processo de esterilização

3.1 Estufa (calor seco): Resolução SES 1559 13/08/08 > até 2010

Termômetro externo é imprescindível ( o interno afere somente a temperatura de sua base)Tempo correto: 1 hora a 170 graus ou 2 horas a 160 graus, seminterrupção (estufa fechada o tempo todo), medidos pelo termômetroexternoCalibrar a estufa:Após colocar instrumental e fechar aguarde a temperatura retornar à170 e comece a marcar tempoTerminado o ciclo, desligue e aguarde a temperatura chegar entre 70 e 60 graus para retirar o materialTempo total de ciclo: no mínimo 2 horasRecomenda-se ligar a estufa a um regulador de voltagemNão encher demais a estufa: deve haver espaco para circular o arNão se recomenda esterilizar campos, algodão, gaze, etc

3.2 Autoclave (calor úmido):

- Utiliza calor úmido sob pressão- É o mais seguro dos processos- Ciclos mais comuns em odontologia:

. 121 à 124 graus, 1 atm pressão por 20min

. 134 à 138 graus, 2 atm pressão, por 3 min

. Seguir manual do fabricante- Exigem água destilada- Possuem ciclo de secagem- Não exceder 80% da capacidade- Medir correta quantidade de água destilada

3.3 Esterilização química

Produto: glutaraldeido à 2%Imersão por 10 horas em recipiente fechadoIndicado somente para artigos críticos ou semi-críticostermossensíveisTerminado o tempo, retirar com pinça estéril, lavar com soro ou água destilada estéril, enxugar em compressasestereis e usar imediatamenteNão permite armazenagem

Vantagens e desvantagens dos processos de esterilização

1- Calor seco (estufa). Única vantagem: não provoca corrosão dos instrumentos e brocas de

aço carbono e causa menor perda do fio dos instrumentos. Desvantagens: ciclo muito longo, não indicado para tecidos (gases e

algodao), ciclo fácil de ser interrompido ou violado

2- Calor úmido (autoclave). Vantagens: ciclo rápido, permite esterilização de tecidos, processo

difícil de ser interrompido ou violado. Desvantagens: oxidação dos metais, perda do fio dos instrumentos

e brocas, custo elevado, processo mais dispendioso (embalagens, água destilada, seladora)

Monitoração da esterilização

1- Controle físico:Estufa: feito pelo termômetro externo e pelo termostatoAutoclave : feito pelo termômetro e monovacuômetro

2- Controle químico:reagentes químicos na forma líquida ou impregnada em papelou fita adesiva que mudam de cor

3- Controle biológico: único que comprova a esterilizaçãoEstufa: Bacillus subtillisAutoclave: Bacillus stearothermophilusObs.: deve ser feito semanalmente (de acordo com a ANVISA)

ou de acordo com Vigilância Sanitária Municipal

Desinfecção de superfícies

1- Fenol-sintético (duplofen)

. Bactericida, virulicida e fungicida

. Aceito pela ADA como desinfetante

. Age sobre Mycobacterium tuberculosis

. Não é corrosivo aos metais

. Não altera borracha e plásticos

. Custo baixo

. Não são prontamente neutralizados por matéria orgânica(sangue, saliva). Tem ação residual; é necessário passar pano úmido e secarapós seu tempo de ação. Tempo de exposição necessário: 10 min. Não é esporicida. Deve ser preparado diariamente. Irritante à pele e aos olhos e tóxico quando inalado. São absorvidos por materiais porosos

Desinfetantes de nível intermediário de uso em Odontologia e suas vantagens e desvantagens

2- Álcool 70%

. Bactericida de ação rápida

. Ação na presenca do Mycobacterium tuberculosis e virucida(somente virus lipofílicos)

. Irritante leve

. Baixo custo

. Não tóxico, incolor e não deixa resíduo

. Não é esporicida

. Pouca atividade na presenca de matéria orgânica (sangue/saliva)

. Danifica material de plástico, borracha e acrílico

. Evapora rapidamente e sem efeito residual

. Não é aceito pela ADA

. Não apresenta ação contra virus hidrofílicos

. Tempo de ação é longo (10 min.) e a técnica complicada (somenteé aceito pelo MS se for assim aplicado)

. Silva e Jorge (2002) comprovaram redução significativa de m.o.


3- Hipoclorito de sódio

. Deve ser preparado diariamente (solução instável)

. Atividade diminuida na presenca de matéria orgânica

. Odor desagradável e persistente

. Irritante à pele e aos olhos . Ação contra Mycobacterium tuberculosis

. Efetiva atividade bactericida e virulicida

. Rápida ação antimicrobiana

. Baixo custo

. São aceitos pela ADA

. Indicado para desinfecção de mangueiras das peças de mão

. Descontaminação de superfície em 10 minutos

. Esporicida somente em altas concentrações

. Corrosivo aos metais e causa danos aos tecidos


4- Iodóforos (Iodo+ PVPI)

. Bactericida e virulicida (todos os tipos de virus)

. Age contra Mybacterium tuberculosis

. Aceito pela ADA

. Atividade biocida em 5 a 10 min

. Poucas reações adversas, porém é comum reaçãoalérgica

. Ação residual

. Instável em altas temperaturas

. De difícil preparo e armazenagem

. Mancha e descolore superfícies fixas

. Mancha plástico e instrumental

. Uso mais indicado para antissepsia de pele e mucosa


5- Solução alcoólica de Clorexidina de 1 à 5%

Silva e Jorge (2002)

. Técnica: pré-limpeza + borrifar-esponjar-borrifar e aguardar 5 min

. Tem ação imediata e efeito residual

. Solução estável após preparada e armazenada

. Não é tóxica, mesmo após ingerida

. É de amplo espectro bacteriano, agindo tb sobrefungos, alguns virus (lipofilicos) e M. tuberculosis

. Não age sobre esporos

. Não mancha

. Tem custo elevado em relação aos demais (Jorge-1998)


Trabalho de PesquisaJorge e Silva (2002): “Avaliação de desinfetantes de superfície utilizados em Odontologia”

� Testaram ação de 04 produtos: álcool 70%, fenol sintético (duplofen), iodóforo(PVP-I), álcool 70% com 5% de clorexidina

� 04 pontos do equipamento: carter, pia de lavagem de mãos, encosto de cabeça da cadeira e frontal externa do refletor, após atendimento de dentística com alta rotação, usado por pelo menos 5 min., em 50 equipamentos

� Técnica: spray-wipe-spray, com limpeza prévia (Saramanayake, 1993)

� Em 10 equipos foi feita limpeza somente com água destilada, para controle

� Aplicou-se as placas de cultura nos 04 pontos antes e depois da desinfecção

� Resultado: todos promoveram redução estatisticamente significativa de m.o.

� O mais efetivo foi a solução alcoólica de clorexidina à5% e o menos eficaz foi o álcool 70%

Trabalho de PesquisaJorge (2003): “Eficácia de soluções aquosas de clorexidina para desinfecção de superfícies”

� Verificou eficácia de soluções aquosas de clorexidina nas concentrações: 0,5%, 1%, 2%, 3% e 4%, comparando com o álcool 70% gel e líquido e sua viabilidade econômica

� Contaminaram propositalmente 03 tipos de superfícies com 05 m.o.(fórmica, couro e alumínio)

� Desinfecção com a técnica spray-wipe-spray, com limpeza prévia, usando cada solução acima, deixando em contato por 10 min.

� Aplicação dos meios de cultura� Resultados: todas foram eficazes (ausência ou pqcrescimento) na desinfecção das três superfícies

� Pequeno crescimento verificado do S. aureus com o álcool 70 gel e liquido e de Cândida com a clorexidina 0,5%

� Clorexidina acima de 1% foram 100% eficazes� Levantamento de custo de 5 L. de cada solução:

Custo: Clorexidina 1%= 55,80 Álcool 70%= 26,5

Desinfecção de superfícies do consultório

Protocolo para desinfecção do equipamento:

� Sempre usando luvas de borracha, máscara e óculos de proteção

� Técnica é a mesma independente do produto: . onde não houver barreira: fazer pré-limpeza com

água/sabão e borrifar/esponjar/borrifar, aguardar 5 min e enxugar

. Onde houver barreira: somenteborrifar/esponjar/borrifar, aguardar 5 min e enxugar

� Sugestão de produto: . Solução de alcool 70% + Clorexidina 1 à 5% (Opção 1). Fenol Sintético (Opção 2). Álcool 70% (Opção 3)

� Tentar sempre que possível colocar barreira

Desinfecção de superfícies do consultório


Todas as partes do equipamento que são tocadas com as mãos contaminadas da equipe ou que recebem aerossol

contaminado:

� Alça do equipo, � Mesa clínica� Seringa tríplice e pontas, � Interruptor e alça do refletor, � Alavanca do mocho� Cadeira: comandos, braços e encosto de cabeça� Mangueiras do sugador, � Cuspideira,


Início do expediente:

( Válido para as partes citadas anteriormente)

. Acionar a caneta de alta rotação e contra-ângulo por 30 segundos

. Aplicar o desinfetante com borrifador nas partes acima

. Friccionar com chumaço de algodão

. Aplicar novamente o desinfetante com borrifador e deixaragir por 5 min

. Após o tempo de ação, enxugar com toalha de papel

. Trocar luva de borracha pela de procedimento

. Colocar barreiras de rolopac nas pontas (caneta alta, micro e contra-angulo), alça do refletor, alça do equipo, saquinhode chup-chup na mangueira do sugador e saquinho de chup-chup + canudinho na seringa tríplice

. Colocar material e instrumental para atendimento

. Colocar novamente a luva de borracha e lavar osinstrumentais

. Tirar luva de borracha e desinfetá-la com hipoclorito 1%


Entre um paciente e outro

. Colocar luva de borracha

. Remover instrumentais e brocas e colocá-los de molho no sabão enzimático por 10 min.

. Remover e colocar materiais de consumo usados e as barreiras no lixinho (recipiente com saquinho de sanduiche), tirando o mesmo e jogando na lixeira

. Acionar a caneta de alta por 30 seg.

. Colocar saca-brocas em glutaraldeido (30 min) : necessário no mínimo 02 saca-brocas para revesamento

. Passar chumaço de algodão com água/sabão nas partes do consultório citadas anteriormente

. Secar a água/sabão com algodão seco

. Aplicar desinfetante (mesma técnica anterior)

. Com luvas de procedimento, colocar barreiras e novosinstrumentais

. Colocar luva de borracha, lavar instrumentais , depois retirá-la e desinfetá-la


Final do turno:

. Colocar luva de borracha

. Remover instrumentais e brocas e colocá-los de molho no sabãoenzimático por 10 min.

. Remover e colocar materiais de consumo usados e as barreiras no lixinho (recipiente com saquinho de sanduiche), tirando o mesmo e jogando na lixeira

. Acionar caneta de alta por 30 segundos

. Colocar saca-brocas em glutaraldeido

. Passar exponja com água/sabão nas partes do consultório citadasanteriormente

. Limpeza do sugador: aspirar boa quantidade de sabão enzimático, tirar filtro limpá-lo com água/sabão, recolocar o filtro e aspirarhipoclorito a 1%

. Lubrificar as pontas

. Lavar toda cadeira com água e sabão

. Lavar a exponja com água e colocá-la em solução de hipoclorito 1% (até o próximo atendimento)

. Com toalha de papel remover/enxugar o sabão

. Tirar luva de borracha e desinfetá-la

Diluição de Soluções

X= volume da solução disponível para fazer a nova solução

� X= concetração desejada x volume desejado da nova soluçãoconcentração disponível

Ex.: quanto de solução de hipoclorito à 12 % seria necessário para fazer 5 L. de hipoclorito à 1 %X= 1 x 5000ml/12

X= 416 ml de solução à 12%, completando o restante com água

Desinfecção do ambiente

Piso da sala clínica:

� Deve ser feita no ínicio e final do dia com varreduraúmida

� Piso não sendo cerâmico, pode-se usar hipoclorito a 1%

� Se for cerâmico, pode-se usar amônio quaternário. Ex: Germekil

� Limpeza com água e sabão 01 vez por semana� Em caso de sujidade ou secreção visível (sangue): limpar o local com água e sabão e desinfetar com hipoclorito

Paredes:� Água e sabão uma vez por semana

Outras ítens importantes

� Anestubes: desinfetar com solução aquosa de clorexidina à1% por 5 min

� Aparelho foto: colocar barreira de rolopac� Envolver os filmes de RX com rolopac, sendo este, após o exame, removido pelo CD ao entregar p/ auxiliar pararevelar

� Posicionadores de filmes devem sofrer desinfecção de alto nível: glutaraldeido por 30 min (se o uso é intenso, deve-se ter mais de um conjunto)

� Não revelar filmes RX com luvas de procedimentoscontaminadas: usar sobreluvas

� Usar técnica apropriada para reencapar agulhas anestésicas

Desinfecção de Artigos de Prótese

Desinfecção de Artigos de PróteseDesinfetante de eleição: Solução aquosa de Clorexidina à 4%

(SESMA et. al,1999)

� Moldagem com Alginato ou com Pasta Lysanda

. Após moldagem: lavar abundantemente para remover saliva

e/ou sangue e secar

. Borrifar solução aquosa de clorexidina à 4% e aguardar 5 min

. Lavar, secar e vazar o gesso

� Artigos de acrílico (moldeira individual, chapas de prova

com roletes de cera ou com montagem de dentes e próteses

prontas): imersão na solução acima por 5 min, e lavar

Lixo Odontológico

� Deve-se ter 02 lixeiras com tampa e pedal:

. Lixo contaminado . Lixo comum

� Lixo contami

� nado: usar saco branco mais resistente ou 02 sacos comuns, com rótulo de contaminado

� Resíduos de amálgama: colocar em frasco plástico de bocalarga com tampa rosqueada contendo água: destinar parareciclagem

� Pérfuro-cortantes: agulhas, lâminas e brocas colocar em frasco rígido e resistente com hipoclorito. Ao encher, lacrarbem e colocar no lixo contaminado ou usar os coletoresDescarpak

Lixo Odontológico

� Revelador de RX: deve ser neutralizado com vinagre

(100 ml para 1 L de revelador) e depois descartado

� Fixador de RX: pode ser vendido para reciclagem

� Produtos químicos vencidos: entregar na Vigilância

Sanitária

Bibliografia consultada

� Samaranayake LP. Controle de Infecção para a equipeodontológica. São Paulo, Santos 1993

� Pordeus IA. Controle de Infecção Cruzada em Odontologia. 1º. Simpósio de Biossegurança. Belo Horizonte, 1992

� Guandalini SL. Biossegurança em Odontologia. Curitiba, 2º. Ed. Odontex, 1999

� Brasil. MS, Coordenação Nacional de DST e Aids. Controle de infecções e a prática odontológica em tempos de Aids: manual de condutas – Brasília, 2000

� Jorge AOC. Princípios de Biossegurança em Odontologia. Taubaté,1998

� Protocolo de Biossegurança. Faculdade de Odontologia, USP

� Minas Gerais. SES, Resolução SES No. 1559, 13/08/2008

Bibliografia consultada

� Jorge AOC. Eficácia de soluções aquosas de clorexidina para desinfecção de superfícies. Revista Biociência. Taubaté, 2003

� Silva e Jorge. Avaliação de desinfetantes de superfície utilizados em Odontologia. Pesquisa Odontológica Brasileira, vol. 16. São Paulo, 2002

� Serratine ACP. Influência do armazenamento e da embalagemna manutenção da esterilização do material odontológico.Revista Eletrônica de Enfermagem, 2009

� Protocolo de Biossegurança da Escola Federal de Odontologia de Alfenas

� Zenkner CL. Infecção Cruzada em Odontologia: riscos e diretrizes. Revista de Endodontia Pesquisa e Ensino –Jan/Junho 2006

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