contribuição ao conhecimento da diversidade de fungos
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Nelson Brasil de Carvalho
CONTRIBUIÇÃO AO CONHECIMENTO DA DIVERSIDADE DE FUNGOS ASCOMICETOS NA MATA ATLÂNTICA SUL DA BAHIA
ILHÉUS - BAHIA 2014
Universidade Estadual de Santa Cruz
NELSON BRASIL DE CARVALHO
CONTRIBUIÇÃO AO CONHECIMENTO DA DIVERSIDADE DE FUNGOS ASCOMICETOS NA MATA ATLÂNTICA SUL DA BAHIA
Dissertação apresentada para obtenção do título de Mestre em Produção Vegetal à Universidade Estadual de Santa Cruz Área de concentração: Proteção de Plantas Orientador: Profº. Drº. José Luiz Bezerra
ILHÉUS – BAHIA 2014
NELSON BRASIL DE CARVALHO
CONTRIBUIÇÃO AO CONHECIMENTO DA DIVERSIDADE DE FUNGOS ASCOMICETOS NA MATA ATLÂNTICA SUL DA BAHIA
Ilhéus, Bahia, 28/02/2014.
____________________________________________
Profº. Drº. José Luiz Bezerra - PhD DCAA / UESC - UFRB
(Orientador)
______________________________________________ Profª. Drª. Edna Dora Martins Newman Luz - PhD
CEPLAC / CEPEC
____________________________________________
Profº. Drº. Quelmo Silva de Novaes - DS UESB
“Abrirei rios nos altos desnudos e fontes no meio do vale; tornarei o deserto em açudes de águas e a
terra seca, em mananciais. Plantarei no deserto o cedro, a acácia, a murta e a oliveira; conjuntamente, porei no ermo o cipreste, o olmeiro e o buxo, para que todos vejam e saibam,
considerem e juntamente entendam que a mão do SENHOR fez isso, e o santo de Israel o criou”. Isaias 41.18.19
À aquele que um dia me falou: “Porque eu, o SENHOR, teu Deus, te tomo pela tua mão direita e te
digo: Não temas, que eu te ajudo”.
AGRADECIMENTOS
Ao DEUS da minha vida, pelos seus ensinamentos, sustento e misericórdia, por todo consolo
nos dias e noites de inquietação a ele toda honra e toda gloria.
A minha Mãe Nilda Brasil, por todo seu amor, sua luta, por sua sábia orientação, por tantas
noites de preocupação, só posso agradecer do fundo do meu coração.
Ao meu pai Jorge Evangelista (In memoriam) que contribuiu no passado, na expectativa de
um futuro melhor para a família.
A minha esposa Maria Luiza, por ter me ajudado desde o início, por seu incentivo e palavras
de força e esperança, pelas traduções e o carinho de sempre.
Aos meus filhos Samuel e Ana Marta, obrigado por sempre confiarem no seu pai, agradeço
por não deixarem de acreditar nos seus sonhos.
A todos familiares que participaram desta jornada, orando, torcendo, apoiando de alguma
forma, meus profundos agradecimentos.
Ao meu Orientador, Dr. José Luiz Bezerra por sua extraordinária capacidade, pelos seus
ensinamentos que levarei comigo para sempre, por sua dedicação e amor pelo que faz (micologia).
Ao co-orientador Dr. Jadergudson Pereira, por suas palavras de incentivo, por seu
profissionalismo e competência.
A Dra. Edna Luz, sempre solícita, com palavras sábias, e a eterna doçura para abordar seus
alunos orientandos.
Aos professores(as) Dra. Arlete Silveira, Dra. Larissa Corrêa, Dra. Maria Aparecida
Bittencourt, Dra. Eusínia Louzada, Dr. Eduardo Gross, Dr. Aníbal Ramadan que participaram
diretamente nos ensinamentos e orientações.
A todos os professores que indiretamente me apoiaram de alguma forma: Dr. Rui Rocha, Dr.
Jorge Chiapett, Dr. Marclo Mielke e Dr. Reginaldo Cerqueira (UNEB)
A Carol, secretária do PPGPV, pela sua presteza e comprometimento com o curso, sempre
disposta a colaborar com todos.
Meus sinceros agradecimentos aos colegas de laboratório de micologia em especial a Marcos
Santos, e sem esquecer de Tacila Santos, Antônio Neto e Sílvia Patrícia.
A Srª Dilze Argôlo e todos profissionais da CEPLAC que apoiaram o trabalho prestando seus
conhecimentos de maneira cordial.
Ao técnico em Botânica, José Lima da Paixão, por sua ajuda imprescindível nas coletas e na
identificação cientifica das espécies florestais.
Ao corpo técnico e administrativo da Organização não governamental, sediada em Ilhéus.
Instituto Floresta Viva.
A UESC e a CEPLAC duas instituições que me acolheram e me proporcionaram uma
experiência única, que não tenho palavras para descrever, no momento apenas gratidão.
CONTRIBUIÇÃO AO CONHECIMENTO DE ASCOMICETOS FOLIÍCOLAS DA
MATA ATLÂNTICA SUL DA BAHIA
RESUMO
O Filo Ascomycota é o maior grupo de fungos, com cerca de 32000 espécies
descritas. Estes fazem parte de um considerável universo dos microfungos tropicais,
porém representam uma imensa parcela inexplorada da biodiversidade. Este
trabalho teve como objetivo principal identificar alguns fungos ascomicetos
biotróficos associados a essências florestais nas principais unidades de conservação
do litoral sul da Bahia. Coletas de amostras foliares dos hospedeiros parasitados,
apresentando sintomas e/ou sinais dos microfungos foram levados ao laboratório de
diversidade de fungos no CEPEC/CEPLAC e após prensagem e secagem, foram
caracterizados morfologicamente e identificados através de chaves taxonômicas.
Para isso foram preparadas lâminas através das técnicas de raspagem, corte
manual e aposição de fita adesiva ou esmalte incolor na remoção das colônias e
estruturas. No preparo das lâminas os seguintes corantes e métodos de montagem
foram usados: Coloração com lactoglicerina + azul de algodão ou lactofucsina ácida
e montagem através de PVLG (álcool polivinílico + lactoglicerol), ácido láctico, KOH
3% ou água. Foram identificados oito gêneros de cinco famílias: Asterinaceae,
Meliolaceae, Chaetothyriaceae, Schyzothyriaceae e Micropeltaceae, em cinco
espécies de hospedeiros: Tachigali multijuga, Inga capitata, Protium heptaphyllum,
Pera glabrata e Inga thibaudiana. Foi proposta uma nova espécie de fungo do
gênero Asterina.
Palavras-chave: Fungos, taxonomia, Ascomycota, Tachigali multijuga, Inga capitata,
Protium heptaphyllum, Pera glabrata, Inga thibaudiana.
CONTRIBUTION TO THE KNOWLEDGE OF THE FOLICOLOUS ASCOMYCETES
OF SOUTHERN BAHIA
ABSTRACT
The Phylum Ascomycota is the largest group of fungi, with about 32,000
described species. These are part of a large universe of tropical microfungi, but
represent a huge portion of unexplored biodiversity. This paper had the main purpose
of identifying biotrophic ascomycetes associated with plant species in protected
areas of the southern coast of Bahia. Leaf samples of parasitized plant hosts,
presenting symptoms and/or signs of microfungi were taken to the laboratory of
fungal diversity of CEPEC/CEPLAC and after pressing and drying, were
morphologically characterized and identified through taxonomic keys. Slides
preparations were made using scraping of the leaves of fungal structures, manual
sections and colonies removal by using adhesive tapes and colorless enamel. The
following stains and mount media were used: lactoglicerina + cotton blue or acid
lactofucsina, PVLG (polyvinyl alcohol + lactoglycerol), 3% KOH or water. Eight
genera of ascomycetes from five families were identified: - Asterinaceae,
Meliolaceae, Chaetothyriaceae, Schyzothyriaceae and Micropeltaceae - on five
species of plant hosts: Tachigali multijuga, Inga capitata, Protium heptaphyllum, Pera
glabrata e Inga thibaudiana. A new fungal species of the Asterina is proposed.
Keywords: Fungi, taxonomy, Ascomycota, Tachigali multijuga, Inga capitata, Protium heptaphyllum, Pera glabrata e Inga thibaudiana.
LISTA DE FIGURAS
Capitulo 1
Figura 1. Filogenia e classificação dos fungos Ascomycota segundo Hibbet et al;
2007............................................................................................................................17
Figura 2. Ciclo vital de Asterina. 1n = haplóides, 2n = diplóide, K! = Cariogamia, M! =
Meiose, P! = Plasmogamia.........................................................................................19
Figura 3. Localização do Parque Estadual Serra do Conduru (Itacaré, Uruçuca e
Ilhéus).........................................................................................................................22
Figura 4. Localização da Reserva do Patrimônio Natural Capitão (RPPN) – Itacaré -
BA...............................................................................................................................23
Figura 5. Localização do Parque Municipal Boa Esperança – Ilhéus - BA................24
Figura 6. Localização da Reserva Biológica de Una – Una - BA...............................25
Figura 7. Mapa da região Sul da Bahia, ilustrando os municípios de coleta realizados
neste trabalho.............................................................................................................38
Figura 8. Lembosiellina pernambucensis em Tachigali multijuga. A - Colônias negras
nas folhas do hospedeiro; B - Ascomas lineares com ascos no seu interior; C - Asco;
D - Corte transversal mostrando hipostroma subcuticular ........................................47
Figura 9. Asterina sp. em Tachigali multijuga. A - Ascoma, parafisóides e ascos; B
Ascos bitunicados com 8 ascósporos 1-septados, marrons; C- Micélio em hifopódios;
D- Detalhe dos ascósporos........................................................................................48
Figura 10. Meliola sp. em Inga capitata. A, B - Peritécios esmagados, setas e hifas;
C - Hifas com hifopódios laterais; D - Ascósporos 4-septados................................49
Figura 11. Batistinula cf gallesiae em Inga capitata. A - Ascoma esmagado e asco bitunicado; B - Ascos imaturos e parafisóides; C, D - Ascósporos 1-3-septados marrons .....................................................................................................................50
Figura 12. Meliola aff. koae Stev., em Protium heptaphyllum. A, B - Peritécios, setas e ascosporos; C - Micélio hifopodiado; D – Ascósporos 4-septados, marrons......................................................................................................................51 Figura 13. Treubiomyces citri. em Pera glabrata. A - Peritécio setoso e micélio; B -
Peritécio esmagdo; C - Ascos e ascósporos; D - Detalhe do asco com ascósporos
dentro ........................................................................................................................52
Figura 14. Plochmopeltis sp. em Inga Thibaudiana. A - Tiriotécio esmagado
mostrando o himênio; B - Ascos bitunicados.............................................................53
Figura 15. Stomiopeltis sp. Tiriotécio ostiolado e micélio reticulado em Inga
capitata.......................................................................................................................54
Figura 16. Spiropes dorycarpus. A - Micélio hiperparasitando hifas de Meliolaceae
em Protium heptaphyllum; B - Conídios 1 - 3 - septados, marrons, obclavados, com
ápice alongado,
atenuado.................................................................................................................... 55
Capitulo 2
Figura 1. Asterina tachigali A,B- Colônias epífilas, negras pouco conspícuas, C-
Tiriotécio esmagado, ascos e parafisoides, D- Detalhe do ascósporo 1- septado....70
Figura 2. Asterina tachigali A,B - Ascomas, C - Micélio, D - Hifopódios, E- Asco
bitunicado com 08 ascóspors, F- Detalhe dos ascósporos 1-septado......................71
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Gênero, espécie, família, local de coleta e nome vulgar regional de
plantas nas quais foram feitas coletas de
folhas..........................................................................................................................45
Tabela 2 – Fungos encontrados de acordo com hospedeiro, local e data de
coleta..........................................................................................................................46
SUMÁRIO
RESUMO.....................................................................................................................vi
ABSTRACT…………………………............................................................................vii
1 INTRODUÇÃO........................................................................................................11
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA...................................................................................13
2.1 Estimativa do número de fungos em plantas vivas........................................13
2.2 Caracterização do Filo Ascomycota com ênfase para a família Asterinaceae,
Chaetothyriaceae, Schizothyriaceae, Meliolaceae e Micropeltaceae..................15
2.2.1 Família Asterinaceae ......................................................................................18
2.2.1.1 Ciclo de vida de Asterinaceae ...................................................................19
2.2.2 Família Chaetothyriaceae ..............................................................................20
2.2.3 Família Schizothyriaceae ............................................................................20
2.2.4 Família Meliolaceae.........................................................................................20
2.2.5 Família Micropeltaceae...................................................................................21
2.3 Caracterização das Unidades de Conservação do Sul da Bahia.................22
2.3.1 Parque Estadual da Serra do Conduru (PESC)............................................22
2.3.2 Reserva do Patrimônio Particular Capitão...................................................23
2.3.3 Parque Municipal da Boa Esperança............................................................24
2.3.4 Reserva Biológica de Una..............................................................................25
2.4 Árvores hospedeiras de fungos coletados neste trabalho..........................26
2.4.1 Tachigali multijuga Benth..............................................................................26
2.4.2 Inga capitata Desv...........................................................................................26
2.4.3. Inga thibaudiana DC.......................................................................................27
2.4.4 Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand......................................................28
2.4.5 Pera glabrata (Schott) Baill.............................................................................28
2.4.6 Referências......................................................................................................29
3 CAPÍTULO 1- ASCOMICETOS FOLIÌCOLAS COLETADOS ALEATORIAMENTE
NO DOSSEL DE ÁRVORES DA MATA ATLÂNTICA SUL DA BAHIA...................35
RESUMO....................................................................................................................35
ABSTRACT................................................................................................................36
3.1 INTRODUÇÃO.....................................................................................................37
3.2 Material e Métodos............................................................................................38
3.2.1 Localização e área de Coleta.........................................................................38
3.2.2 Época de coleta, acondicionamento e transporte........................................39
3.2.3 Prensagem, secagem e acondicionamento em exsicatas...........................39
3.2.4 Estudos macro e microscópicos ..................................................................40
3.2.5 Caracterização morfológica e classificação das espécies.........................40
3.3 Resultados e Discussão....................................................................................40
3.4 REFERÊNCIAS....................................................................................................56
4 CAPÍTULO 2 - NOVA ESPÉCIE DE ASTERINA SOBRE (Tachigali multijuga
Bent.) NA SERRA DO CONDURU, BAHIA, BRASIL .............................................64
RESUMO....................................................................................................................64
ABSTRACT………………….......................................................................................65
4.1 INTRODUÇÃO.....................................................................................................66
4.2 Material e Métodos ............................................................................................67
4.3 Taxonomia...........................................................................................................67
4.4 Discussão............................................................................................................69
4.5 Agradecimentos.................................................................................................72
4.6 REFERÊNCIAS ...................................................................................................73
5. CONCLUSÃO........................................................................................................74
11
1 INTRODUÇÃO
Segundo Araújo et al. (1998) as florestas tropicais constituem a mais rica
reserva de diversidade biológica de todo o globo terrestre, no entanto, a existência
desta expressiva riqueza não tem sido suficiente para evitar a destruição insensata
que tem afetado gravemente estes ambientes. No Brasil um estudo sobre a Mata
Atlântica, encomendado pelo Ministério do Meio Ambiente, divulgado em 2006
mostra que existem hoje 27% de remanescentes, incluindo vários estágios de
regeneração em todas as fisionomias. Porém outro estudo revelou que apenas
7,26% de remanescentes estão bem conservados (CAMPANILI; SCHAFFER, 2010).
A região sul da Bahia, mais especificamente a faixa compreendida entre os rios
Jequitinhonha e Contas, conserva a parcela mais significativa deste bioma no
nordeste do Brasil, apresentando uma grande riqueza de espécies de fauna e flora,
sendo considerada por diversos estudiosos como um dos principais centros de
endemismo da Mata Atlântica (SILVA; CASTELETI, 2001).
A Mata Atlântica da Bahia, apesar de abrigar os remanescentes mais
significativos da região nordeste, sofre desmatamentos em toda sua extensão
(ARAÚJO, et al., 1998). Os ecossistemas associados, de mangue, restinga e
mussurunga (ecossistema arbustivo ou herbáceo no tabuleiro terciário), campos
nativos ou cheirosos (remanescente da última glaciação e adaptados a solos
arenosos, pobres e ácidos do tipo podzol hidromórfico, impedindo o crescimento de
árvores não reconhecidas nos mapas de vegetação) são bem mais restritos e
localizados, mas também estão intensamente degradados. Vários fatores interagem
de forma complexa e contribuem para essa situação (SILVA; CASTELETI, 2001)
12
As florestas úmidas da região sul da Bahia são caracterizadas por árvores
altas, com folhas sempre verdes e abundância de epífitas. Dentre as espécies de
árvores mais características e ralas, podem ser citadas: o jacarandá-da-bahia
(Dalbergia nigra Vell.), o pau-brasil (Caesalpinia echinata Lam.) e o jequitibá
(Cariniana sp.). Estudo realizado por especialistas do Centro de Pesquisa do Cacau
e do Jardim Botânico de Nova York, relata no Parque Estadual Serra do Conduru, no
município de Uruçuca, um recorde mundial em riqueza de espécies arbóreas: 456
espécies/ha (ARAÚJO et al,. 1998). A Mata Atlântica é um dos biomas brasileiros
mais ricos em espécies de plantas e animais, porém, grande parte da sua vegetação
natural está sendo substituída, devido a intervenções humanas, ameaçando a
biodiversidade (CAMPANILI; SCHAFFER, 2010).
Embora várias informações sobre a diversidade animal e vegetal estejam
disponíveis, pouco se sabe sobre a diversidade de microfungos associados às
espécies botânicas da Mata Atlântica. O estudo da diversidade micológica é
essencial para o entendimento da sobrevivência das espécies, do seu papel
funcional e para o conhecimento dos recursos genéticos disponíveis (Maia et al.,
2002).
Os fungos são um dos mais importantes grupos de microrganismos e são
essenciais para a ciclagem e transporte de nutrientes, para o crescimento das
plantas, e supressão de doenças (MAIA et al., 2002). Existem evidências de que as
populações de fungos podem ser influenciadas pelo tipo de vegetação presente,
bem como pelas espécies nativas que coabitam o ambiente. No entanto, essas
relações não estão claramente definidas na Mata Atlântica (PIEPENBRING et al.,
2011).
A falta de estudos direcionados para a identificação de ascomicetos no dossel
de árvores da Mata Atlântica abre uma lacuna, que este estudo tem como objetivo
contribuir para preencher. Levantando informações sobre fungos já descritos, ou até
mesmo reconhecer novas espécies faz parte da proposta cientifica deste trabalho,
realizado numa região que, por suas características naturais, oferece grandes
possibilidades de resultados surpreendentes para a micologia brasileira.
Encontrar novas espécies de ascomicetos associados a folhas no dossel das
árvores da Mata Atlântica Sul da Bahia, cuja micota ainda não foi estudada, é uma
realidade totalmente provável, pois neste bioma existem espécies arbóreas
endêmicas. Este trabalho descreve espécies de ascomicetos de cinco gêneros e
13
relata esta ocorrência nos hospedeiros estudados: Tachigali multijuga, Inga capitata,
Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand, Pera glabrata (Schott) Peopp. ex Baill e
Inga thibaudiana DC.
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Estimativa do número de fungos em plantas vivas
A estimativa do número de fungos em plantas vivas em uma área especifica,
requer dois tipos de informação: O número e os tipos de plantas hospedeiras
presentes na área e a estimativa do número de espécies fúngicas associadas com
estas plantas. Boas estimativas dos números de espécies de plantas em regiões
temperadas e tropicais estão disponíveis assim como a proporção de fungos com
relação às plantas de cada região. Infelizmente os locais estudados geralmente não
podem ser comparados diretamente por causa das diferenças nas técnicas de
amostragem. Gentry (1992) estima que menos de 25% das espécies de plantas na
maioria dos locais neotropicais são árvores, sendo estas as menos estudadas do
ponto de vista micológico.
A diversidade da flora é medida importante para estimar a riqueza de
espécies de fungos epifílos e endofílos, parasitas, comensais, sapróbios e
simbiontes existentes nas plantas, supondo a representatividade de taxons
hospedeiro-específicos. Strong e Levin (1979) determinaram que a riqueza de
espécies de fungos parasitas de plantas nas zonas temperadas era altamente
correlacionada à forma de crescimento dos hospedeiros, ou seja, quanto mais
complexa a forma de crescimento, maior o número de parasitas fúngicos
associados. O número significativo destes fungos relatados por espécie hospedeira
foi de 5,4 para ervas, 7,1 para arbustos, e 15,4 para árvores. Strong e Levin (1979)
não especificaram se os fungos eram hospedeiro-específicos, podendo algumas
espécies parasitas ocorrer em mais de um hospedeiro. É incerto se estes números
são aplicáveis a regiões tropicais. Segundo Cannon e Hawksworth (1995) há grande
14
margem de erro nas estimativas de espécies fúngicas existentes, devido as poucas
informações sobre as relações fungo-hospedeiro nas regiões tropicais.
A mais alta diversidade de espécies arbóreas está nos Neotrópicos (GENTRY
1992). Fungos considerados hospedeiro-específicos, como míldios negros
(Meliolaceae) e outros fungos foliícolas, que são especialmente abundantes nos
trópicos, em árvores e em outros hospedeiros lenhosos, podem contribuir para uma
maior diversidade de espécies (HANSFORD, 1961; NISHIDA, 1989). Estudos
publicados por A.C. Batista no Brasil mostraram que uma única folha pode conter de
10 -12 espécies de fungos, ou mais, incluindo 05 ou mais espécies não descritas em
uma única coleta de determinado hospedeiro (CANNON e HAWKSWORTH, 1995;
SILVA; MINTER, 1995). Estimativas da riqueza das espécies fúngicas têm sido
influenciadas pela importância econômica do hospedeiro. Por exemplo, o dobro de
espécies fúngicas tem sido relatado nas Gramíneas quando comparadas com as
Cyperaceas (CANNON; HAWKSWORTH, 1995).
A associação de fungos parasitas com plantas epífitas é pouco conhecida e
estas estão bem representadas. Sillett et al. (1995), registraram 127 espécies de
briófitas no interior das copas de seis árvores de Fícus na Costa Rica, as quais são
comprovadamente hospedeiras de fungos.
Os níveis mais altos de endemismo de fungos parasitas de plantas e de seus
hospedeiros deveriam ocorrer em áreas com maiores níveis de espécies de plantas
endêmicas. Gentry (1992) ressaltou quatro destas áreas nos neotrópicos, a maioria
das quais em biomas isolados como ilhas, regiões entre montanhas e cadeias de
montanhas.
O entendimento do grau de endemismo de fungos parasitas de plantas e de
seus hospedeiros requer informações mais completas do que as existentes
atualmente. O descobrimento de novas áreas de ocorrência poderá demonstrar que
muitas espécies aparentemente endêmicas tem uma distribuição mais ampla do que
se acredita atualmente.
A região litoral sul da Bahia por se tratar de área de alto endemismo florestal
e por apresentar uma alta diversidade de espécies arbóreas, teoricamente
demonstra possuir uma alta relação entre fungos parasitas associados as copas no
alto dossel, porém estudos mais detalhados poderão confirmar tal suposição.
Toda a estimativa da diversidade fúngica é baseada em proporções de fungos
para plantas vasculares de uma determinada área (HAWKSWORTH, 1991). Esses
15
dados não são baseados somente em fungos fitoparasitas, mas também incluem
espécies sapróbias e simbióticas.
Estas estimativas provem de dados de regiões temperadas e podem ser
subestimadas nas regiões tropicais. Não se sabe se a especificidade de fungos
quanto ao hospedeiro é igual nos trópicos e nas regiões temperadas
(HAWKSWORTH, 1991).
Uma série de fatores, além da composição das espécies hospedeiras, deve
ser considerada na determinação da diversidade de fungos parasitas de plantas. Por
exemplo, a diversidade de fungos parasitas de plantas em uma área de estudo
depende também da densidade e distribuição das plantas hospedeiras. Hirsch e
Braun (1992) citaram estudos que mostram uma crescente diversidade de fungos
parasitas de plantas, com o aumento dos níveis de umidade na comunidade e uma
diminuição com o aumento da altitude. Eles também observaram que fungos
fitoparasitas são mais frequentes nas bordas das florestas. Assim, a diversidade de
fungos parasitas de plantas não é uniforme em toda a área devendo as amostragens
e estratégias levar isso em consideração.
As coletas realizadas em dias com alta umidade relativa, antecedidos por
precipitações frequentes, demonstraram maiores dificuldades na ocorrência de
colônias viáveis para o estudo em questão, percebendo-se então que coletas com
maiores possibilidades de sucesso, encontram-se nos dias quentes, com as folhas
secas, após alguns dias da ocorrência da última precipitação (HIRSCH; BRAUN,
1992).
2.2 Caracterização do Filo Ascomycota com ênfase para a família Asterinaceae,
e Chaetothyriaceae, Schizothyriaceae, Meliolaceae e Micropeltaceae
A reprodução sexuada dos Ascomycota sempre envolve a formação do asco,
uma estrutura em forma de saco dentro da qual, ascósporos haploides são formados
após meiose. A formação dos ascos ocorre usualmente dentro de uma estrutura
complexa composta de hifas entrelaçadas e geralmente compactadas, chamada de
ascoma. A classificação dos Ascomycota baseada exclusivamente em dados
morfológicos foi grandemente alterada com o advento da biologia molecular,
16
culminando com a classificação filogenética de Hibbett et al. (2007) baseada em
análises moleculares modernas, feitas em colaboração com muitos taxonomistas
micológicos experientes. A classificação inclui 195 táxons, até o nível de Ordem,
sendo que as 15 classes propostas para Ascomycota são mostrados na Figura 1.
Segundo esta classificação, o sub-reino Dikarya abrange os Filos Ascomycota
e Basidiomycota, uma vez que produzem células dicariontes, (fase dicariótica), em
um talo filamentoso ou gemulante nunca apresentam esporos móveis, com flagelos.
O sub-reino Dikarya abrange os chamados fungos superiores, os quais possuem
anamorfos, denominados fungos conidiais ou mitospóricos, (HIBBETT et al., 2007).
Os Ascomycota e Basidiomycota são grupos irmãos tendo sido denominados
Neomycota por Cavalier-Smith (1998).
17
Figura. 1 Filogenia e classificação dos fungos Ascomycota segundo Hibbett et al., 2007.
18
2.2.1 Família Asterinaceae
Segundo J. A. von Arx e Muller (1973), os fungos da família Asterinaceae
são parasitas em folhas, raramente em ramos tenros. O micélio desenvolve-se
superficialmente, sendo composto de hifas septadas, ramificadas, geralmente com
hifopódios (apressórios) que formam haustórios; algumas espécies formam
hipostromas ou pseudostromas que penetram nos tecidos do hospedeiro; um micélio
imerso pode permear inteiramente ou parcialmente os tecidos foliares. Ascomas
superficiais, achatados, dimidiados ou escutelares, de contorno arredondado,
alongado ou linear, com uma parede superior composta de células escuras
dispostas radialmente, abrindo-se por deiscência estelar ou irregular. Ascos
paralelos, amplamente clavados, ovoides ou quase esféricos, sésseis ou curto
pedicelados, bitunicados, com paredes engrossadas na parte apical, a maioria com
oito esporos. Ascósporos uniseptados, ou raramente com 2, 3 ou mais septos,
hialinos ou marrons. Parafisoides quando presentes filamentosas, às vezes
gelatinosas, septadas ou não, hialinas ou escurecidas no ápice, persistentes ou
evanescentes. Estado conidial ausente ou presente. Quando presente, a maior parte
forma conídios escuros unicelulares no interior de conidiomas do tipo picnídio ou
picnostroma, como no gênero Asterostomella Speg. Algumas espécies formam os
conídios em conidióforos desenvolvidos no micélio superficial, a exemplo dos
gêneros Mitteriella Syd., Sarcinella Sacc., Clasterosporium Schw, Sporidesmium Link
ex Fr., Triposporium Corda.
A família Asterinaceae é próxima de Parmulariaceae, Parodiellinaceae e
Englerulaceae. As últimas duas famílias podem ser distinguidas apenas pelo
ascoma esférico, não dimidiado sem parede radiada. Existem gêneros
intermediários, como, Rhytidenglerula Hohn., Clypeolella Hohn., Schiffnerula Hohn.
que compartilham características de mais de uma família. As famílias Asterinaceae e
Microthyriaceae, filogeneticamente distantes, às vezes são confundidas porque
possuem ascomas com parede superior radiada, porém com os ascos organizados
paralelamente em Asterinaceae e horizontalmente em Microthyriaceae. (J.A. VON
ARX; MULLER, 1973)
19
2.2.1.1 Ciclo de vida de Asterinaceae
Segundo Hofmann (2010), o ciclo vital de Asterina começa com a infeção do
hospedeiro através de um ascósporo que penetra na cutícula e infecta uma célula da
epiderme do hospedeiro formando haustório. Hifas superficiais com apressórios
laterais se desenvolvem a partir do ascósporo e dão origem a colônias formadas
sobre a superfície foliar. Os tiriotécios desenvolvidos nas colônias possuem uma
parede superior (escutelo), composta de células isodiamétricas cilíndricas, radiadas.
Precedendo a formação dos ascos, células das paredes do ascoma proliferam
internamente e dão origem às hifas ascógenas.
As hifas ascógenas proliferam formando croziers e desenvolvem a célula-
mãe do asco jovem onde ocorre a cariogamia (fase diplóide), seguida de meiose.
Após uma mitose adicional desenvolvem-se ascos bitunicados, contendo geralmente
oito ascósporos. Na maturidade os ascomas, se abrem através de uma deiscência
estelar. Os ascos maduros liberam os ascósporos ativamente pelo mecanismo
conhecido pelo nome de Jack-in-the-box. O micélio superficial de algumas espécies
de Asterina pode também dar origem a picnídios contendo conídios geralmente
marrons e unicelulares. Os conídios germinam formando apressório e dão origem a
um micélio superficial igual ao da fase teleomórfica,(Figura. 2).
Figura 2 . Ciclo vital de Asterina. 1n = haplóides, 2n = diplóide, K! = Cariogamia, M! = Meiose, P! = Plasmogamia, (Hofmann 2010).
20
2.2.2 Família Chaetothyriaceae
Esta família desenvolve-se superficialmente sobre folhas vivas ou mortas. O
micélio é peliculoso ou membranoso; ascomas são semi-orbicular, setosos ou
glabros, de base achatada, desenvolvendo-se sob as partes membranosas do
micélio, com parede prosenquimatosa ou parapletenquimatosa e ostíolo central,
parafisóides filamentosas, frequentemente preenchendo a parte central do ascoma;
ascósporos hialinos ou amarronzados quando maduros, a maioria com duas ou mais
células (HANSFORD, 1946; BATISTA e CIFERRI, 1962; MULLER e VON ARX,
1962, 1973).
2.2.3 Familia Schizothyriaceae
Os fungos Schizothyriaceae, Ordem Dothideomycetes, são sapróbios,
desenvolvendo-se superficialmente em folhas, caules, frutos ou outras partes de
plantas vivas, a maioria formando um micélio superficial composto por hifas
castanhas, frequentemente inconspícuas. Ascomas superficiais escutelares ou
dimidiados; ascos paralelos em camada única, clavados, esféricos ou ovoides,
bitunicados. Ascósporos com duas ou mais células, hialinos ou amarronzados à
maturidade. Anamorfos ocasionais. Os Schizothyriaceae são frequentemente
fundidos com os Micropeltidaceae, com os quais são relacionados. Poucas espécies
de ambas as famílias são capazes de se desenvolver no interior da cutícula foliar.
Alguns gêneros, classificados na família têm sido transferidos para Saccardiaceae.
(MULLER; VON ARX,1962)
2.2.4 Família Meliolaceae
Os membros desta família (classe Sordariomycetes) são parasitas
obrigatórios de plantas, conhecidos como míldios ou bolores negros. São fungos
predominantemente tropicais, podendo ocorrer menos frequentemente em regiões
subtropicais e temperadas. Tem como características principais a presença de
peritécios negros, glabros ou setosos formados sobre um micélio constituído de hifas
21
septadas, castanhas, ramificadas, com hifopódios (apressórios) capitados de onde
saem haustórios que se desenvolvem nas células epidérmicas do hospedeiro. Nas
hifas também se formam células espermogoniais ampuliformes conhecidas
anteriormente como „hifopódios mucronados‟. Os ascos são evanescentes e os
ascósporos são castanhos, geralmente 4-septados, constrictos nos septos. As
colônias são encontradas principalmente em folhas, mas ocorrem também em
pecíolos, ramos verdes e frutos (HANSFORD, 1961). A ordem Meliolales, classe
Sordariomycetes, contém mais de 1.580 espécies (HAWKSWORTH et al., 1995) e a
maioria delas (1400) são do gênero Meliola (PARBERY; BROWN, 1986). Mais de
90% é parasita de Angiospermas.
Segundo Parbery e Brown (1986), as maiores infecções de mofo negro em
florestas tropicais ocorrem em áreas com influência antrópica. Chaves para os
gêneros de mofos negros podem ser encontrados em Müller e von Arx (1973);
Descrições de espécies e ilustrações estão em monografias realizadas por Hansford
(1961; 1963).
2.2.5 Família Micropeltaceae
A família Micropeltaceae, da Ordem Dothideomycetes, reúne fungos
tropicais, por excelência, com tiriotécios planos ou escutelares, orbiculares
predominantemente epífilos sobre folhas vivas de plantas das mais diversas famílias
botânicas. Excepcionalmente situam-se sobre ramos não lignificados ou frutos.
Apresentam micélio superficial, restrito, peliculoso, muitas vezes limitado às margens
do ascoma. Batista (1956) separou os gêneros de Micropeltaceae com base na cor e
textura da parede dos ascomas, bem como, na forma e septação dos ascósporos.
Na monografia dos fungos Micropeltaceae (BATISTA, 1956) dividiu a família em 04
sub-famílias: Dictyopeltoideae, Haplopeltoideae, Gymnopeltoideae e
Stomiopeltoideae. Na chave de gêneros ele utiliza critérios tais como: forma, cor,
textura dos ascomas e presença ou ausência, de película micelial em torno dos
ascomas
22
2.3 Caracterização das Unidades de Conservação do Sul da Bahia
2.3.1 Parque Estadual da Serra do Conduru (PESC)
Unidade de Conservação de proteção integral, criada em 21 de fevereiro de
1997 pelo decreto n.º 6227 do Governo do Estado da Bahia, como medida
compensatória à construção da Rodovia BA-001, trecho Ilhéus/Itacaré. O PESC é
detentor de uma das maiores biodiversidades do planeta, com elevado grau de
endemismo e possui uma área de 9.275 hectares que abrange áreas que abrange
áreas dos municípios de Ilhéus Uruçuca e Itacaré (Figura 3). Está inserido no
Corredor Central da Mata Atlântica, na Região Sul da Bahia, na chamada Costa do
Cacau. Todo o entorno do PESC é englobado por Áreas de Proteção Ambiental
(APA), sendo ao Leste, Norte e Oeste pela APA da Costa de Itacaré/Serra Grande, e
ao Sul pela APA da Lagoa Encantada e Rio Almada. Há, também, no entorno do
PESC, um conjunto de Reservas Particulares do Patrimônio Natural, dentre as
quais: RPPN Pedra do Sabiá, RPPN Rio Capitão, RPPN Fazenda Capitão, RPPN
Araçari, RPPN Salto Apepiqui e RPPN Jindiba, (PARQUE ESTADUAL SERRA DO
CONDURU, 2014).
Figura 3. Localização do Parque Estadual Serra do Conduru Fonte: http://parquedoconduru.org/images/pesc_localizacao.jpg
23
2.3.2 Reserva do Patrimônio Particular Capitão
Propriedade do IESB – Instituto de Estudos Socioambientais do Sul da Bahia,
adquirida de uma madeireira em outubro de 2003, A RPPN Capitão é uma das
maiores do Brasil, está localizada em Itacaré, à 13 km da sede do município, na
estrada Itacaré-Taboquinhas (Figura 4). A área possui 973 hectares e é quase toda
coberta por floresta, sendo que 310 hectares estão dentro do Parque Estadual Serra
do Conduru e 600 hectares foram reconhecidos como Reserva particular do
Patrimônio Natural (RPPN). Os objetivos da Reserva Capitão são garantir a
conservação da biodiversidade, apoiar a implementação do Parque do Conduru,
ampliando a proteção efetiva da sua Zona de Amortecimento, doando ao Estado da
Bahia os 310 hectares que estão dentro da sua área de decreto, e por último ser
uma unidade de pesquisa sobre a Mata Atlântica. Com relação às pesquisas, já
foram realizados levantamentos de árvores, aves, anfíbios anuros (sapos, rãs e
pererecas), mamíferos, cobras e lagartos. O IESB vem desenvolvendo uma
pesquisa sobre a ecologia e o comportamento do macaco-prego-do-peito-amarelo
(Cebus xanthosternos), um dos 25 macacos mais ameaçados de extinção do
mundo,(IESB, 2014).
Figura 4. Localização da Reserva do Patrimônio Natural Capitão (RPPN) Fonte: http://www.iesb.org.br/jornaldaapa/35/jornal35.htm
24
2.3.3 Parque Municipal da Boa Esperança
Unidade de Conservação de Proteção Integral, situada no perímetro urbano
de Ilhéus-Bahia, possui área de 437 há (Figura 5). Desde o ano de 1927, essa área
foi protegida por abrigar uma represa com equipamentos para tratamento e adução
de água potável para abastecimento de Ilhéus. Atualmente, segundo dados
científicos, esse Parque se constitui em uma área protegida urbana por conter um
fragmento de Mata Atlântica. Entretanto, pela sua própria localização, o Parque
abriga no seu entorno, diversos bairros característicos de classes sociais de baixa
renda, nos quais vários problemas sócio-ambientais se manifestam. Através de
mapas, baseado em levantamento aerofotogramétrico identificou-se que a mata em
todo seu maciço, representava 727,5 ha em 1944, já 20 anos depois (1964), esta
área da mata caíra para 512,7 ha, ou seja, foram desmatados 214,8ha,
representando 29,52% de desmatamento. Em 1974, a mata é destruída em mais 63
ha, ficando um remanescente de 449,7ha. E finalmente em 1994 (ano do estudo),
esta mata era de apenas 437,2 ha, ou seja, só restava 60,10% da mata de 1944,
(LEITE, 2007).
Figura 5. Localização do Parque Municipal Boa Esperança http://pt.slideshare.net/8pirataquisse/mapa-deunidadesdeconservacaodeilheus
25
2.3.4 Reserva Biológica de Una
Localizada no município homônimo, distante 68 km ao sul de ilhéus, e 13 km
da sede do município de Una, faixa litoral sul do estado da Bahia-Brasil (Figura 6). O
acesso ocorre através da BA 001 pelo litoral ou pela BR 101 a partir de Itabuna,
passando por Santa Luzia até o município de Una. Criada pelo governo federal no
ano de 1980 designa uma área de 11.400ha, no entanto a área indenizada e
legalmente incorporada foi de somente 5.000ha. A Reserva Biológica de Una é uma
unidade de conservação de proteção integral e uma das Reservas da Costa do
Descobrimento, declaradas patrimônio mundial pela UNESCO e parte da Reserva
da Biosfera da Mata Atlântica no Sul do Estado da Bahia. A principal vegetação
encontrada é a floresta ombrófila densa. A Reserva Biológica de Una também e um
dos últimos refúgios do mico-leão-de-cara-dourada (Leontopithecus chrysomelas)
que pode ser considerada a espécie bandeira do parque e do macaco-prego-de-
peito-amarelo (Cebus xanthosternos), (ECOPARQUE-UNA, 2014).
Figura 6. Localização da Reserva Biológica de Una Fonte: http://www.ecoparque.org.br/localizacao.htm
26
2.4. Árvores hospedeiras de fungos coletados neste trabalho
2.4.1 Tachigali multijuga Benth.
Árvore com 15 - 25 m de altura, dotada de copa arredondada, com ramos
terminais angulares e dourado - puberulentos. Tronco retilíneo e cilíndrico, com
casca rugosa, de 40 - 60 cm de diâmetro. Folhas compostas paripinadas, alternas,
com eixo comum (raque + pecíolo) de 20 - 30 cm de comprimento. Folíolos opostos,
em numero de 8 - 16 pares, subcoriáceos, com glândulas hemicirculares entre os
pares de pinas, brilhantes na face superior e glabrescentes em ambas as faces, de
3,5 - 9,5 cm de comprimento por 1,5 - 3,0 cm de largura, sobre pecíolo canaliculado
de 2-4 mm de comprimento. Inflorescências racemosas, terminais e nas axilas da
extremidade dos ramos, de 12-14 cm de comprimento, com raque ferrugíneo–
puberulento, brácteas caducas, com flores de 12-15 mm de comprimento. Fruto
legume (vagem) lenhoso, achatado, indescente, com uma única igualmente plana.
Distribuição: Brasil: São Paulo, Rio de Janeiro, Espírito Santo, Minas Gerais,
Bahia e Amazonas, (LORENZI, 2009).
2.4.2 Inga capitata Desv. Árvore com até 7m, extremidade dos ramos cilíndrica, glabra,
acizentada, folha composta, paripinada, alterna, espiralada, estípula caduca,
pecíolo com pulvino na base, canaliculado de 1-3,5 x 0,1 cm, glabro, nigrescente no
material seco, raque estreito-alada, nectário extra-floral, pateliforme nas
intersecções dos pecíolos, pecíolo canaliculado de 0,4 x 0,2 cm, glabro, nigrescente
no material seco, folíolos 4, opostos, lâmina elíptica, ápice acuminado, base
atenuada, as vezes algo assimétrico de 10-17 x 3-6 cm, margem inteira, levemente
ondulada no material seco, coriácea a subcoriácea, venação camptódroma, 6-9
pares de nervuras secundárias, pouco conspícuas, venação terciária reticulada,
pouco conspícua, glabra, face adaxial brilhante no material seco.
Distribuição: região amazônica, Mata Atlântica de restinga e de tabuleiro do Ceará
até São Paulo (LORENZI, 2009).
27
2.4.3. Inga thibaudiana DC
Árvore com 5 - 10m de altura, ramos jovens tomentosos ou puberulentos.
Estípulas 2-3 mm de comprimento, lanceoladas, caducas, pecíolo 1-3 cm de
comprimento, cilíndrico, raque 5,8-11,5 cm de comprimento, não marginada ou
alada, raramente com margem de 1mm de largura. Nectários sésseis, ciatiformes ou
cupuliformes, circulares ou semi-circulares, folíolos de 4-6 pares, 4,5-12 x 2-6 cm,
elípticos ou lanceolados, ápice acuminado ou agudo, base aguda, arredondada ou
assimétrica, face adaxial glabrescente e abaxial lanosa ou esparsoserícea. Unidades
de inflorescência espiciformes, isoladas ou fasciculadas, axilares, pedúnculo 1,5 -
2,5 cm de comprimento, raque 1,0 - 3,5 cm de comprimento, brácteas 1,8-2 x 2,5
mm de comprimento, compresso-ovadas ou ovadas, persistentes. Flores sésseis ou
subsésseis, cálice 3-6 mm de comprimento tubuloso ou estreitamente urceolado,
seríceo, corola 16-22 mm de comprimento, infundibuliforme ou estreitamente
tubulosa, lanosa, androceu 36-54 estames, 30-56 mm de comprimento, tubo 17-24
mm de comprimento, curtamente excerto, brancos, disco nectarífero ausente, ovário
2 mm de comprimento, glabro. Frutos 13-21 x 1,7-2,4 cm estreitamente oblongos ou
lineares, planos compressos, margens não expandidas, densamente puberulentos,
10-23 sementes 4-5 x 7-8 mm de comprimento. Estreitamente elípticas, (GARCIA;
FERNANDES, 2010).
Possui distribuição neotropical exceto na Argentina, Chile e Uruguai. No Brasil
ocorre nos estados de Roraima, Amapá, Pará, Amazonas, Acre, Rondônia,
Maranhão, Ceará, Paraíba, Pernambuco, Bahia, Alagoas, Mato Grosso, Goiás, Mato
Grosso do Sul, Minas Gerais, Espírito Santo, São Paulo, Rio de Janeiro e Distrito
Federal nos domínios fitogeográficos da Floresta Amazônica, Caatinga, Cerrado e
Mata Atlântica, (GARCIA; FERNANDES, 2010).
28
2.4.4 Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand
Árvore grande, com até 20 m de altura. Casca cinzenta, pouco espessa
(CORRÊA, 1984). Folhas alternas imparipinadas (SILVA et al., 1977), 2-3 jugas ou
raras vezes 4 jugas; folíolos oblongos, inteiros, glabros, de até 10 cm de
comprimento e 5 cm de largura (CORRÊA, 1984); inflorescência axilar, glomerulada,
bastante ramificada, com brácteas e bractéolas; estames exsertos, filetes de 1,5mm
de comprimento com antera oblonga de 1,0 mm (LOUREIRO et al., 1977); flores
verde-amareladas e pequenas; fruto drupa vermelha, ovóide, contendo polpa
resinosa e amarela envolvendo uma semente, raras vezes mais, até quatro
(CORRÊA, 1984).
A Amescla (Protium heptaphyllum) pertence a família Burseraceae, da qual
também faz parte também a Imburana. Originária das Antilhas e de toda América do
Sul (FERRÂO, 2001). Ocorre em todo Brasil em floresta latifoliada semidecídua
(Mata Atlântica e Amazônia), ou seja, florestas onde predominam árvores de folhas
largas e onde árvores e ou arbustos perdem suas folhas em parte do ano, em
floresta de terra firme, no cerrado e no pantanal. Particularmente frequente em áreas
ciliares úmidas. Ocorre tanto em matas primárias como em formações secundárias
(LORENZI, 2009).
2.4.5 Pera glabrata (Schott) Poepp. ex Baill.
Árvore com 8-10m de altura, com tronco de 40-50 cm de diâmetro. Folhas
simples, glabras, de 7-11 cm de comprimento por 3-5 cm de largura. Frutos:
cápsulas globosas deiscentes. A madeira é própria para confecção de cepas de
tamancos, obras de entalhe, caixotaria, lápis etc. A árvore possui copa perenifólia
perfeitamente globosa, ideal para arborização urbana. Encontrada tanto em terrenos
bem drenados de topos de morros como em matas ciliares, também frequentemente
encontradas no interior de floresta primária densa. Produção de sementes irregular,
não ocorrendo todos os anos. Floresce durante os meses de janeiro a março. Os
29
frutos iniciam a maturação no final de outubro, prolongando-se até janeiro. A Pera
glabrata é uma árvore que apresenta ampla distribuição no Brasil ocorrendo nos
estados Rio de Janeiro, e Minas Gerais até Santa Catarina A espécie vegetal é de
importância para a conservação e recuperação de áreas degradadas, pois está
presente em áreas impactadas, produz e dispersa grande quantidade de sementes e
constitui-se em fonte alimentar para elevado número de espécies animais. Apesar
da importância fitossociológica da espécie, ainda não existem estudos que abordem
a sua ecologia reprodutiva, (LORENZI, 1992).
2.4.6 REFERÊNCIAS ARAÚJO, M.; ALGER, K.; ROCHA, R.; et al. A Mata Atlântica do Sul da Bahia: situação atual, ações e perspectivas. Série Cadernos da Reserva da Biosfera. Caderno 8. Instituto Florestal do Estado de São Paulo, 1998. BATISTA, A. C.; CIFERRI, R. The Chaetotryriales. Sydowia, Beiheft, 1962.
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35
3. CAPÍTULO 1
ASCOMICETOS FOLIÍCOLAS COLETADOS ALEATORIAMENTE NO DOSSEL DE ÁRVORES DA MATA ATLÂNTICA SUL DA BAHIA
RESUMO
Nos remanescentes da Mata Atlântica no sul da Bahia, encontram-se algumas
Unidades de Conservação de grande importância para preservação da fauna e flora
do referido bioma. Estudos revelam os principais impactos ambientais causados pelo
desmatamento e apontam para um grande número de espécies em extinção, porém
ainda não se tem ideia da perda da diversidade dos microfungos. A micobiota
presente no dossel das árvores da Mata Atlântica tem sido ignorada devido à
dificuldade de coletar folhas desse micro habitat situado a mais de dez metros do
solo. Com o objetivo de preencher essa lacuna no conhecimento micológico foram
coletadas aleatoriamente com auxilio de podão folhas no dossel de essências
florestais no período de novembro de 2012 a agosto de 2013 nas seguintes
reservas: Parque Estadual da Serra do Conduru, Reserva Particular do Patrimônio
Natural (Capitão), Parque Municipal Boa Esperança e Reserva Biológica de Una,
localizadas nos municípios de Uruçuca, Itacaré, Ilhéus e Una respectivamente. Todo
material coletado foi encaminhado para o laboratório de diversidade de Fungos,
localizado no CEPEC/CEPLAC para caracterização morfológica e identificação dos
espécimes de fungos encontrados. Foram identificados os seguintes gêneros de
fungos: Asterina, Lembosiellina, Treubiomyces, Stomiopeltis, Batistinula, Meliola,
Plochmopeltis e Spiropes. As espécies Lembosiellina pernambucensis e
Treubiomyces citri são novos registros para as árvores Tachigali multijuga e Pera
glabrata.
Palavras-Chave: Taxonomia, Ascomycota, unidades de conservação, mycota
Brasileira, micodiversidade.
36
FOLIICOLOUS ASCOMYCETES RANDOMLY COLLECTED ON TREES CANOPIES OF SOUTHERN BAHIA RAINFOREST
ABSTRACT
In the remnants of the atlantic rain forest in Southern Bahia, there are some
protected areas of great importance to the preservation of fauna and flora of this
biome. Studies reveal the main environmental impacts caused by deforestation and
point to a number of endangered species, but the impact on the microfungi diversity
is not known. Aiming to identify and classify species of ascomycetes in this habitat,
leaves were randomly collected within the canopy of forest trees from November
2012 to August 2013 in the following reserves: Serra do Conduru State Park, Capitão
Reserve, Boa Esperança Reserve and Una Biological Reserve, located in the
municipalities of Uruçuca, Itacaré, Ilhéus and Una respectively. All material collected
was taken to the Fungal Diversity Laboratory, located in the Cacao Research Center,
CEPEC/CEPLAC, for microscopic analysis. Species of Asterina, Lembosiellina,
Treubiomyces, Stomiopeltis, Batistinula, Meliola, Plochmopeltis and Spiropes were
identified. Lembosiellina pernambucensis and Treubiomyces citri are new reports to
Tachigali multijuga and Pera glabrata.
Keywords: Taxonomy, Ascomycota, Protected areas, Brazilian mycota,
mycodiversity.
37
3.1 INTRODUÇÃO
A respeito dos fungos descritos no Brasil, Maia e Carvalho Júnior (2010),
reportaram 78 ordens, 924 gêneros e 3.608 espécies de fungos, correspondendo a
apenas 3,7% de todas as espécies descritas mundialmente. Esse número está muito
aquém dos 14% estimados por Lewinsohn e Prado (2006). Ainda segundo Maia e
Carvalho Junior (2010), no Brasil, a Região Nordeste é a que possui maior número
de espécies descritas (1749), seguida pela Região Sudeste com (1411). Entre os
Estados, São Paulo aparece em primeiro lugar com 1161 e Pernambuco em
segundo com 937. O bioma Mata Atlântica predomina com 1664 espécies de fungos,
seguido pela Caatinga com 734.
No Brasil os trabalhos mais relevantes sobre os Ascomycotas, são os
realizados por Batista e colaboradores, que descreveram principalmente espécies
foliícolas (SILVA; MINTER, 1995), por Dianese et. al. (1997) que estudaram os
fungos sobre espécies do Cerrado. Pfenning (1996,1997), Rodrigues-Heerklotz;
Pfenning (1999), Bezerra (2003) e Bezerra et al. (2003), também descreveram
espécies de fungos do Brasil.
Rodrigues Heerklots e Pfenning (1999), destacaram a contribuição dos
diversos micologistas europeus para a taxonomia de fungos, porém omitiram os
estudos de micologistas latino-americanos (BEZERRA, 2003).
A revisão apresentada por Maia et al., (1996) cita os trabalhos realizados por
Batista e colaboradores, no Nordeste. A escassez de micologistas no Brasil é
responsável pelo pequeno acervo de trabalhos sobre a taxonomia e diversidade de
ascomicetos em nosso país.
As poucas informações sobre os fungos que ocorrem na Mata Atlântica, não
permitem aquilatar a sua real diversidade neste bioma.
Os trabalhos existentes estão restritos a áreas do Rio Grande do Sul, Santa
Cartarina, São Paulo, Bahia e Pernambuco. Nos demais Estados, praticamente não
há registros ou inventários. No Nordeste, os estudos foram concentrados em
38
Pernambuco, sobretudo com os trabalhos realizados por Batista e colaboradores,
havendo também vários registros na Bahia e alguns na Paraíba (SILVA; MINTER
1995; MAIA et al. 1996, 2002; BASEIA 1998; GÓES-NETO 1999; GIBERTONI e
CAVALCANTI 2000, 2003; GÓES-NETO et al. 2000, 2003; BASEIA et al. 2003a,b;
GIBERTONI et al. 2003, 2004a, b).
3.2 Material e Métodos
3.2.1 Localização e Área de Coleta
As coletas foram realizadas nas principais Unidades de Conservação do Litoral
Sul da Bahia. Inicialmente no Parque Estadual Serra do Conduru, localizado no
município de Uruçuca, na Reserva Particular do Patrimônio Natural (Capitão),
localizada no município de Itacaré, no Parque Municipal Boa Esperança, município
de Ilhéus, na Reserva Biológica de Una e por último na Reserva Particular do
Patrimônio Natural (Mãe da Mata), localizada no município de Ilhéus, (Figura 3).
Figura 7 - Mapa da região sul da Bahia, ilustrando os municípios de coleta realizados neste trabalho.
Fonte: http://www.a-bahia.com/diretorio/index.php?cat_id=524
39
3.2.2 Época de Coleta, Acondicionamento e Transporte
As coletas foram realizadas em novembro de 2012 no Parque Estadual Serra
do Conduru, no município de Uruçuca, no mês de abril de 2013, na Reserva
Particular do Patrimônio Natural Capitão, localizada no município de Itacaré, em
julho de 2013 no Parque Municipal Boa Esperança em Ilhéus, agosto de 2013, na
Reserva Biológica de Una, no município de Una. In loco foram coletadas folhas no
alto das copas de essências florestais aleatoriamente. Foram utilizados no processo
da coleta, equipamentos de escalada, de proteção individual como cinto de
segurança, além de podão com dez metros, tesouras de poda, sacos de papel,
sacolas plásticas, jornal, pranchas, pincel piloto e máquina fotográfica. O material
coletado foi preliminarmente identificado por especialista, acondicionado e registrado
nos sacos e sacolas. Em seguida o material foi encaminhado ao laboratório de
Diversidade de Fungos do CEPEC/CEPLAC, localizado na rodovia Ilhéus-Itabuna
para dar início ao processo de caracterização morfológica dos espécimes coletados.
3.2.3 Prensagem, secagem e acondicionamento em exsicatas
As folhas foram selecionadas, prensadas e colocadas em secador de plantas
com ventilação natural, e submetidas a uma temperatura aproximada de 50ºC, por
um período de 72 horas. Em seguida o material retirado das prensas que
apresentavam colônias viáveis para o estudo, foi colocado em um freezer a uma
temperatura média de - 20ºC por um período de 24 horas com o objetivo de eliminar
ovos, larvas e insetos adultos. Após a identificação os espécimes foram
transformados em exsicatas definitivas e incorporados a coleção micológica do
(CMCEPEC).
40
3.2.4 Estudos macro e microscópicos
As folhas foram analisadas em lupa com o objetivo de observar as colônias de
fungos desenvolvidas sobre as mesmas. As estruturas dos fungos foram retiradas
com agulha histológica (raspagem), ou fita adesiva transparente e esmalte incolor.
Cortes manuais transversais foram feitos com lâminas de barbear. Estas estruturas
foram colocadas entre lâmina e lamínula coradas em lactoglicerina + azul de
algodão ou lactofucsina ácida. Também foram feitas montagens em PVLG (álcool
polivinílico + lactoglicerol), ácido lático, KOH 3% ou água.
3.2.5 Caracterização morfológica e classificação das espécies
Ao microscópio ótico foram analisadas e mensuradas as estruturas de valor
taxonômico como ascomas, ascos, ascósporos, micélio hifopódios e apressórios. As
características morfológicas foram descritas, ilustradas e fotografadas. A
identificação foi feita utilizando-se a literatura pertinente a cada grupo estudado. Os
espécimes foram incorporados ao acervo da coleção micológica do CEPEC
(CMCEPEC).
3.3 Resultados e Discussão
Nos estudos realizados em folhas de vinte e três espécies arbóreas coletadas
nas principais unidades de conservação da região Litoral Sul da Bahia (Tabela 1).
Foram encontrados fungos em apenas cinco espécies. Os fungos pertenciam a
cinco famílias, oito gêneros e cinco espécies, em apenas cinco dos hospedeiros
pesquisados, (Tabela 2).
Os fungos encontrados foram:
Lembosiellina pernambucensis; Batista & Maia, Atas do Instituto de Micologia da
Universidade de Recife, Vol I. p. 324, 1960, (Figura 8).
Descrição e Ilustração: Batista e Maia (1960).
Sinonímia: Lembosia morototoni Petrek & Cif., sobre folhas de Didymopanax
morototoni (Aubl.) Decne. & Planch. (Araliaceae)
41
Material examinado: BRASIL. Bahia: RPPN Capitão, Itacaré, abril/2013, sobre
folhas no alto da copa de Inga açu gigante (Tachigali multijuga Benth.) Carvalho N.
B. (CMCEPEC 2429).
Diagnose: Ascomas lineares 280 - 450 x 120 - 150 µm, negros, não setosos,
abrindo-se em fenda longitudinal e parede superior com células indistintas e bordos
franjados. Ascos hialinos 37 - 43 x 16 - 18 µm, bitunicados, ovoides, sésseis a
curtamente pedicelados, com 08 esporos 14,5 - 16 x 6,0 - 6,5 µm. Paráfisoides
filiformes, ramificadas e septadas. Ascósporos hialinos, elipsoides ou clavados, 1-
septados constrictos, não caudados.
Discussão: Suas características correspondem à descrição de Batista e Maia
(1960), apresentando colônias epífilas negras, micélio superficial marrom, hifopódios
laterais contínuos, nodulares e lisos, haustórios hialinos a levemente corados.
Asterina sp. (Figura 9)
Descrição e Ilustração: N. B. Carvalho e J.L. Bezerra (2014)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Parque Estadual Serra do
Conduru, Uruçuca, Nov/2012, sobre folhas no alto da copa de Inga açu gigante
(Tachigali multijuga Benth.) Carvalho N. B. (CMCEPEC 2421).
Diagnose: Micélio superficial com apressórios (hifopódios) laterais, ascomas
do tipo tiriotécio, 200 – 225 µm com parede superior radiada, ascos, 65,0 - 87,5 x
50,0 - 60,0 µm, globosos bitunicados e ascósporos, 35,0 - 42,0 x 15,0 x 17,5 µm
castanhos, bicelulares.
Discussão: O material estudado difere de todas as espécies conhecidas neste
gênero (Asterina), pela, morfologia e dimensão dos ascósporos, ascos e ascomas.
Meliola sp. (Figura 10)
Descrição e Ilustração: N. B. Carvalho e J.L. Bezerra (2014)
Material examinado: BRASIL. Bahia: RPPN Capitão, Itacaré, Abril/2013, sobre
folhas de Ingá (Inga capitata Desv.), Fabaceae, Carvalho N. B. (CMCEPEC 2422).
Diagnose: Caracterizado por apresentar ascomas, 350 µm de diâmetro, do
tipo peritécio, ascos bispóricos; ascósporos, 47,5 - 52,5 x 20,0 - 22,5 µm, escuros
com 4 septos, micélio hifopodiado e com setas denteadas, 470 - 700 x 12,5 - 15,0
µm, hifopódios capitados, 15,0 - 17,5 x 75,0 - 10,0 µm, e espermogônios
mucronados.
42
Batistinula cf. gallesiae. von Arx, publicação nº 287, Instituto de Micologia,
P. 1-27, 1960. (Figura 11).
Descrição e Ilustração: Von arx (1960).
Material examinado: BRASIL. Bahia: RPPN Capitão, Itacaré, abril/2013, sobre
folhas no alto da copa de Ingá (Inga capitata Desv.), Fabaceae, Carvalho N. B.
(CMCEPEC 2423).
Diagnose: Apresenta ascomas do tipo tiriotécio, 170,0 - 200,0 µm,
ascósporos, 35,0 - 40,0 x 10,0 - 12,5 µm, trisseptados e conídios miceliais do tipo
esteurosporos.
Discussão: A espécies estudada apresenta morfologia e dimensões das hifas,
hifopodios, ascomas e ascósporos, semelhantes a Batistinula gallesiae. Esta é o
primeiro registro de B. gallesiae em Inga capitata. O Material coletado é escasso.
Meliola aff. koae Stev., 19:34, 1925, C.G. Hansford Beihelte Zur, Sydowia 2º
p. 265,1961. (Figura 12).
Descrição e Ilustração: C.G. Hansford, (1925)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Parque Municipal Boa Esperança,
Ilhéus, julho/2013, sobre folhas no alto da copa de Embaúba (Protium heptaphyllum
(Aubl.) Marchand (Burseraceae), Carvalho N. B. (CMCEPC 2424)
Diagnose: Apresenta ascomas, 240 - 260 µm de diâmetro, do tipo peritécio,
ascósporos, 42,5 - 50,0 x 12,5 - 17,5 µm escuros com 4 septos, setas denteadas,
hifopódios capitados, 20,0 - 22,5 x 10,0 - 12,5 µm e espermogônios mucronados,
17,0 - 22,5 x 7,5 - 10,0 µm.
Discussão: Na família Mimosaceae esta é a espécie mais próxima, porém
difere na largura dos ascósporos que são mais estreitos (15 - 17 µm de largura). O
material estudado é escasso, havendo necessidade de novas coletas para confirmar
a espécie.
Treubiomyces citri. Rodrigues; ciências, Ser. 10, Bot; 4:7 (Figura 13).
Descrição e Ilustração: Rodrigues (1975).
Material examinado: BRASIL. Bahia: Reserva Biológica de Una - Una,
agosto/2013, sobre folhas no alto da copa de Sapateiro (Pera glabrata) (Schott)
Peopp. ex. Baill. (Euphorbiaceae), Carvalho N. B. (CMCEPEC 2425).
43
Diagnose: O fungo foi identificado no hospedeiro Pera glabrata na Reserva
Biológica de Una, desenvolve-se na superfície superior das folhas, apresentando
micélio aderido à cutícula foliar, composto de hifas amarronzadas, septadas,
ramificadas, formando uma película membranosa em torno dos ascomas dimidiados,
de base achatada, desenvolvidos sob o micélio. Os ascos eram ovais, bitunicados,
paráfises filamentosas, frequentemente preenchendo a parte central do ascoma e os
ascósporos eram hialinos, Ascoma 150-170 µm, Ascos 20-25 x 62,5-65,0 µm,
Ascósporos com medidas aproximadas de 62,5 x 7,5 µm.
Plochmopeltis sp. (Figura 14)
Descrição e Ilustração: N. B. Carvalho e J.L. Bezerra (2014)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Reserva Biologica de Una, agosto/2013,
sobre folhas de de Ingá Açu (Inga thibaudiana), Carvalho N. B. ( CMCEPEC 2426)
Diagnose: Apresentava ascomas superficiais, escutelares, presos à cutícula
foliar, ascos paralelos em camada única, clavados, bitunicados, ascósporos
bicelulares, hialinos.
Stomiopeltis sp. (Figura 15)
Descrição e Ilustração: N. B. Carvalho e J.L. Bezerra (2014)
Material examinado: BRASIL. Bahia: RPPN Capitão, abril/2013, sobre folhas de
Ingá (Inga capitata Desv), Carvalho N.B. (CMCEPEC 2427).
Diagnose: Apresentava ascomas plequentimáticos, meandriformes, orbiculares,
não setosos, glabros; micélio livre, reticulado e marrom; ascos clavados, bitunicados;
ascósporos imaturos. O material apresentava ascomas inférteis.
Spiropes dorycarpus. (Mont.) M. B. Elis, 1968 Mycol. Pap., 114:11-14
(Figura 16)
Descrição e Ilustração: M. B Ellis (1968)
Material examinado: BRASIL. Bahia: Parque Municipal Boa Esperança,
Julho/2013, sobre folhas de Amescla, (Protium heptaphyllum), Carvalho N.B.
(CMCEPEC 2428).
Diagnose: Fungo identificado parasitando Meliolaceae, apresentando colônias
efusas, com hifas delgadas, marrons, septadas crescendo sobre o micélio do
hospedeiro; conidióforos erectos, septados, marrons, mononematosos e
44
sinematosos; conídios mucronados, 1-3-septados, solitários, 25,0 - 30,0 µm x 7,0 -
8,0 µm, de ápice alongado, atenuado.
A RPPN Capitão foi a unidade de conservação que apresentou melhores
resultados, com duas espécies arbóreas da família Fabaceae e quatro gêneros de
fungos diferentes.
As famílias que se mostraram mais colonizadas por fungos foram: Fabaceae,
Burseraceae e Euphorbiaceae, destacando-se a família Fabaceae com as espécies:
Tachigali multijuga, Inga capitata e Inga thibaudiana. nas quais foram observados
os ascomicetos Lembosiellina pernambucensis, Batistinula cf galesiae., Meliola sp.,
e Plochmopeltis sp.
A espécie Lembosiellina pernambucensis, foi registrada pela primeira vez em
Ingá Açú Gigante (Tachigalli multijuga) sendo a sua ocorrência também inédita no
Estado da Bahia. Esta espécie foi encontrada originalmente em folhas vivas de
Didymopanax morototoni, em Pernambuco (BATISTA; MAIA, 1956). A espécie
Treubiomyces citri, é registro inédito em Pera glabrata e para o Estado da Bahia.
45
Tabela 1 – Gênero, espécie, família, local de coleta e nome vulgar regional de
plantas nas quais foram feitas coletas de folhas.
(*) Hospedeiros que se apresentavam colonizados por fungos.
Nome Família Local Nome Vulgar
Pradosia lactescens Sapotaceae PESC Jacarandá da Bahia
Byrsonima stipulacea Malpiguiaceae PESC Murici
Tetragastria catuaba Burseraceae PESC Amescla
Eschweilera ovata Lecythidaceae PESC Biriba
Bauhinia angulosa Fabaceae CAPITÃO Escada de Macaco
Sloanea obtusifolia Elaeocarpaceae CAPITÃO Gindiba
Macrolobium latifolium Casalpiniaceae CAPITÃO Óleo de Comumbá
Protium heptaphylum Burseraceae CAPITÃO Amescla
Zolernia sp. Fabaceae CAPITÃO Olho de Boi
Tachigali multijuga* Fabaceae CAPITÃO Ingá Açu gigante
Inga capitata* Fabaceae CAPITÃO Ingá
Himatanthus lancifolius Apocynaceae CAPITÃO Janaúba
Faramea sp Rubiaceae CAPITÃO Pimenteira
Amanoa guaianensia Euphorbiaceae PMBE Coco-Danta
Helicostylis tomentosa Moraceae PMBE Amora Vermelha
Pseudobombax grandiflorum Malvaceae PMBE Imbiruçú
Pouteria venosa Sapotaceae PMBE Bapeba Branca
Cecropia hololeuca Moraceae PMBE Embaúba
Protium heptaphyllum* Burseraceae PMBE Embaúba
Colophyllum brasiliensis Clusiaceae PMBE Guanandi
Myrcia splendens Myrtaceae PMBE Guamirim
Pera glabatra*
Inga thibaudiana*
Euhorbiaceae Fabaceae
REBIO REBIO
Sapateiro Ingá Açu
A
46
Tabela 2 – Fungos encontrados por hospedeiro, local e data de coleta
Hospedeiro Fungo (s) Local de Coleta Data da Coleta
Tachigali
multijuga (Fabaceae)
Lembosiellina
Pernambucensis;
Asterina sp.
RPPN Capitão, Itacaré-BA;
PESC, Uruçuca-BA
Abr / 2013
Nov / 2012
Inga capitata
(Fabaceae)
Meliola sp.;
Batistinula cf. gallesiae;
Stomiopeltis sp.
RPPN Capitão, Itacaré-BA Abr / 2013
Protium
heptaphyllum
(Burseraceae)
Meliola aff. koae;
Spiropes dorycarpus.
Parque Municipal Boa
Esperança, Ilhéus-Ba
Julho / 2013
Pera glabrata
(Euphorbiaceae)
Treubiomyces citri Reserva Biológica de Una,
Una-BA
Agosto / 2013
Inga thibaudiana
(Fabaceae)
Plochmopeltis sp. Reserva Biológica de Una,/
Una-BA
Agosto / 2013
47
Figura 8. Lembosiellina pernambucensis em Tachigali multijuga. A - Colônias negras nas folhas do hospedeiro; B - Ascomas lineares com ascos no seu interior; C - Asco; D - Corte transversal mostrando hipostroma subcuticular.
5cm
9µm
12 µm
25 µm
A B
C
D
48
Figura 9. Asterina sp. em Tachigali multijuga. A - Ascoma, parafisoides e ascos; B - Ascos bitunicados com 8 ascósporos, 1-septados, marrons; C - Micélio com hifopódios; D - Detalhe dos ascósporos.
75 µm
15 µm
62 µm 12 µm
A B
C D
49
Figura 10. Meliola sp. em Inga capitata. A,B - Peritécios esmagados, setas e hifas; C - Hifas com hifopódios laterais; D - Ascósporos 4-septados, marrons.
87 µm
A
100 µm
B
17,5 µm
C
25 µm
D
50
Figura 11. Batistinula cf. gallesiae em Inga capitata. A - Ascoma esmagado e asco bitunicado; B - Ascos e parafisoides; C, D - Ascósporos 1-3-septados, marrons.
65 µm
A
50 µm
B
42 µm
C
20 µm
D
51
Figura 12. Meliola aff. koae em Protium heptaphyllum. A, B - Peritécios, setas e ascósporos; C - Micélio hifopodiado; D - Ascósporos 4-septados, marrons.
150 µm
A
150 µm
B
17,5 µm
C
20 µm
D
52
Figura 13. Treubiomyces citri. em Pera glabrata. A - Peritécio setoso e micélio; B - Peritécio esmagado; C - Ascos e ascósporos; D - Detalhe de asco com ascósporos dentro.
85 µm
A
85 µm
B
37,5 µm
C D
15,5 µm
53
Figura 14. Plochmopeltis sp. em Inga Thibaudiana. A - Tiriotécio esmagado mostrando o himênio; B - Ascos bitunicados.
50 µm
A
10 µm
B
54
Figura 15. Stomiopeltis sp. Tiriotécio ostiolado e micélio reticulado em Inga capitata
20 µm
55
Figura 16. A – Spiropes dorycarpus. Micélio hiperparasitando hifas de Meliolaceae em Protium heptaphyllum; B - Conídios 1-3-septados, marrons, obclavados, com ápice alongado, atenuado
150 µm
A
30 µm
B
56
3.4 REFERÊNCIAS ALEXOPOULOS, C. J.; MIMS, C. W.; BLACKWELL, M. 1996. Introductory Mycology. 4th ed., John Wiley, New York. ARAÚJO, M.; et al. A Mata Atlântica do Sul da Bahia: situação atual, ações e perspectivas. Série Cadernos da Reserva da Biosfera. Caderno 8. Instituto Florestal do Estado de São Paulo, 1998. BASEIA, I.G. Estudo da família Geastraceae (Gasteromycetes) no Jardim Botânico de João Pessoa, Paraíba, Brasil. Dissertação de Mestrado, Universidade Federal de Pernambuco, Recife. 1998. BASEIA, I.G.; CAVALCANTI M.A.Q.; MILANEZ A.I. Additions to our knowledge of the genus Geastrum (Phallales: Geastraceae) in Brazil. Mycotaxon 85: 409-416. 2003a. BASEIA, I.G.; GIBERTONI T.B. ; MAIA L.C. Phallus pygmaeus, a minute species from a Brazilian tropical rain forest. Mycotaxon 85: 77-80. 2003b. BATISTA, A. C. Monografia dos Fungos Micropeltaceae. Publicações Instituto de Micologia da Universidade do Recife. Recife, 56:1–519. 1959. BATISTA, A. C; BEZERRA, J. L.; MAIA, H. S. Meliola spp. de Centro e Sul América. Instituto de Micologia da Universidade do Recife, n. 486 UFPe, 1960. BATISTA, A. C.; CIFERRI, R. The Chaetotryriales. Sadovia, Beiheft, 1962. BATISTA, M. A.; TIMMERS, J. F.; CUNHA, R. P. P. Os Estados da Mata Atlântica - Bahia. In: CAMPANILI, Maura; PROCHNOW, Miriam. (Org.). Mata Atlântica- Uma rede pela floresta. Brasília: Rede de Ongs da Mata Atlântica, p. 129-14, 2006.
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64
4. CAPITULO 2
NOVA ESPÉCIE DE ASTERINA SOBRE Tachigali multijuga NA SERRA DO
CONDURU, BAHIA, BRASIL
J.L. Bezerra e N.B. Carvalho
(Artigo a ser submetido à Acta Botânica Brasílica)
RESUMO
Uma nova espécie de Asterina, A. tachigali foi encontrada, sobre folhas vivas
de Ingá Açu gigante - Tachigali multijuga Benth. (Fabaceae), no Parque Estadual
Serra do Conduru, distrito de Serra Grande, Uruçuca, Bahia, Brasil. A espécie é
descrita e ilustrada e suas relações com outras espécies de Asterina são discutidas.
Trata-se da primeira espécie do gênero encontrada sobre este hospedeiro.
Palavras-chave: Inga Açu gigante, Asterinaceae, micota brasileira, taxonomia
65
A NEW SPECIES OF Asterina ON Tachigali multijuga Benth. IN SERRA DO
CONDURU, BAHIA BRAZIL
J.L. Bezerra e N.B. Carvalho
ABSTRACT
A new species of Asterina, A. tachigali, was found on living leaves of Tachigali
multijuga Benth. (Fabaceae), collected in the Serra do Conduru State Park,
municipality of Uruçuca, Bahia, Brazil. Description, illustrations and comments about
its taxonomic and morphologic characteristics are presented. This is the first species
of Asterina found on this host.
Keywords: Ingá Açu gigante, Asterinaceae, Brazilian mycota, taxonomy
66
4.1 INTRODUÇÃO
O Parque Estadual Serra do Conduru (PESC) está localizado no Sul da Bahia
(BA) apresenta a maior biodiversidade de espécies arbóreas por hectare do planeta.
Uma espécie do gênero Asterina foi encontrada sobre folhas vivas de Tachigali
multijuga Benth. (Fabaceae) durante coleta realizada no PESC.
O Ingá Açu gigante (Tachigali multijuga Benth) é uma árvore que vai de 15 a
25 m de altura e ocorre em floresta de restinga e floresta ombrófila densa de terras
baixas, nos estados de São Paulo, Rio de Janeiro, Espírito Santo, Minas Gerais,
Bahia e Amazonas (DIAS DA SILVA, 2010).
O presente trabalho teve como objetivo identificar e classificar a espécie do
gênero de Asterina associada às folhas da copa do hospedeiro (Inga-Açu gigante)
no intuito de compara-la com outras espécies do mesmo gênero a fim de confirmar a
suspeita de ser uma nova espécie para a ciência.
O gênero Asterina foi descrito por Theissen (1913) e atualmente engloba 709
espécies (HOFFMANN, 2010). Após comparação com as espécies do gênero
descritas em Fabaceae, a espécie coletada foi considerada nova para a ciência e
está sendo descrita com o nome A. tachigali, em alusão ao gênero da planta
hospedeira.
67
4.2 Material e Métodos
As folhas do alto da copa de ingá Açu gigante, Tachigali multijuga, foram
coletadas no Parque Estadual Serra do Conduru, Bahia em 30 de novembro de
2012. O material foi encaminhado ao laboratório de Biodiversidade de Fungos,
localizado no Centro de Pesquisas do Cacau (CEPEC) da CEPLAC em Ilhéus-
Bahia. Este foi fotografado, secado e examinado sob estereoscópio Motic SMZ 168.
Usou-se a técnica de observar as colônias íntegras após recobri-las com esmalte de
unha incolor (HOSAGOUDAR; KAPPOR, 1984). Fragmentos das colônias também
foram raspados com auxílio de agulha histológica e montados em lactoglicerina +
azul de algodão ou lactofucsina ácida. As observações, medidas e fotografias foram
feitas com um microscópio Leica DM 500. Os dados biométricos de hifas,
apressórios, ascomas, ascos e ascósporos foram baseados em pelo menos vinte
mensurações.
4.3 Taxonomia
Asterina tachigali. spec. nov., Figures 1, 2
Colonies epyphillous, effuse, rarely confluent, 5-15 mm in diameter, gray to
black. Superficial hyphae straight to sub straight, with alternate and opposite
branching, brown, septate at short intervals, 7,5 - 10 x 25,0 - 37,5 µm, smooth
walled. Appressoria, unilateral or alternate, 12,5 - 15,0 x 7,5 - 10,0 µm, sessile,
nodular to short cylindrical, brown, smooth, with a distinct apressorial pore. Haustoria
not seen. Thyriothecia developing under the mycelium, orbicular, isolated, margin
slightly fimbriate 200 - 225 µm in diameter, dark brown, opening at maturity by stellar
fissures. Upper wall with dichotonomously branched, radiating cells, 25,0 - 37,5 x 7,5
µm. Asci globose, bitunicate, 65,0 - 87,5 x 50,0 - 60,0 µm, 8- spored. Ascogenous
hyphae not observed. Filamentous interascal tissue present. Ascospores bi-cellular,
ellipsoid to oblong, brown when ripe, rounded at the ends, sometimes slightly
68
pinched at one or both poles, constricted at the septum 35,0 - 42,5 x 15,0 - 17,5 µm,
with a narrower basal cell, 12,5 - 15,0 µm in diameter, with up to 0,5 µm thick,
smooth walls.
Espécimes examinados:BRAZIL, Bahia, Serra do Conduru State Park (PESC)
on alive leaves of Tachigali multijuga Benth, (Fabaceae), NOV 30 2012, Nelson B.
de Carvalho (CMCEPEC 2406). HOLOTYPE.
Colônias epífilas, pouco conspícuas, efusas, raramente confluentes, 5-15 mm
de diâmetro, acinzentadas a negras. As hifas superficiais, 25 - 37,5 x 7,5 - 10 µm,
são retas a sub-retas, com ramificação alternada, ocasionalmente oposta, marrons,
septadas a intervalos pequenos com células cilíndricas de parede lisas. Apressórios
(hifopódios) numerosos, unilaterais ou alternados, 12,5 - 15,0 x 7,5 - 10,0 µm,
sésseis, nodulares a curtos cilíndricos, marrons, lisos com poro apressorial distinto.
Haustórios inobservados. Tiriotécios superficiais desenvolvendo-se sob o micélio,
orbiculares, isolados, margem ligeiramente fimbriada, 200 - 225 µm de diâmetro,
marrons escuros, abrindo-se à maturidade de forma estelar. Parede superior
radiada, com células hifais ramificadas dicotomicamente, retangulares, 25,0 - 37,5 x
7,5 µm, marrons, opacas. Ascos globosos, bitunicados, 65,0 - 87,5 x 50,0 - 60,0 µm,
octospóricos, hifas ascógenas não observadas, e tecido interascal filamentoso
presente. Ascósporos bi-celulares, numerosos, elipsoidais a oblongos, arredondados
nas extremidades, às vezes levemente papilados nos polos, constrictos no septo, 35
- 42,5 x 15 - 17,5 µm, com célula inferior mais estreita, 12,5 - 15,0 µm diâmetro,
marrons quando maduros, paredes lisas, com até 0,5 µm de espessura.
Espécime examinado: BRASIL, Bahia, Parque Estadual da Serra do Conduru
(PESC) Uruçuca, em folhas vivas de Tachigali multijuga Benth, (Fabaceae), 30 de
Novembro de 2012, Nelson B. de Carvalho (CMCEPEC 2406). Holotipo.
Firmino (2013) coletou uma espécie de Asterina em folhas de Inga sp.
(Fabaceae) na Reserva Ecológica da Michelin em Ituberá–BA a qual é idêntica ao
material ora descrito em folhas de Tachigali multijuga.
69
4.4 Discussão
Atualmente existem 14 espécies de Asterina descritas sobre plantas da
família Fabaceae (FARR; ROSSMAN, 2013). Asterina tachigali difere das seguintes
espécies de Asterina referidas na família Fabaceae (HOFMANN, 2010): A. ciferriana
Petri, A. contigua Syd, A. derridis Henn, A. laeocarpi Syd e P. Syd., A. holocacyis
Speg, A. hoveafolia Cooke e Massee, A. manihotis Syd., A. platystoma Cooke e
Massee, A. prosopidis ( E; E.) Farr, A. soraceae Hosagoudar et. al., A. scitula Syd.,
A. singaporensis Syd e P. Syd, A. trachycarpa Syd. e P. Syd. e A. yucatensis Ellis e
Everh. pela combinação de características morfológicas e dimensionais.
Acredita-se que espécies de Asterina são específicas dos seus hospedeiros,
porém espécies morfologicamente semelhantes correspondem a grande parte das
709 espécies descritas em 120 diferentes famílias de plantas hospedeiras. A
especificidade deste gênero quanto aos seus hospedeiros não se baseia em dados
experimentais e portanto, não está comprovada.
Segundo Hoffman e Piepenbring (2010) Inventários mais abrangentes da
diversidade fúngica nos neotrópicos, serão necessários para melhor compreender a
relação patógeno-hospedeiro e a distribuição das espécies de Asterina nos
neotrópicos.
É provável que outras plantas da região do Litoral Sul da Bahia sejam
hospedeiras de espécies ainda desconhecidas de Asterina, tendo em vista o alto
endemismo de algumas dessas espécies e a possibilidade de alguns fungos
biotróficos evoluírem paralelamente aos seus hospedeiros.
70
Figura 1. Asterina tachigali A,B - Colônias epífilas, negras pouco conspícuas, C- Tiriotécio esmagado, ascos e parafisoides, D- Detalhe do ascósporo 1-septado.
1 cm
A
2 cm
B
50 µm
C
20 µm
D
71
Figura 2. Asterina tachigali. A,B- Ascomas, C- Micélio, D - Hifopódios, E- Asco bitunicado com 08 ascóspors, F- Detalhe dos ascósporos 1-septado.
100 µm
A
50 µm
B
20µm
C
25 µm
D
20 µm
E
10 µm
F
72
4.5 Agradecimentos
À CAPES pela concessão da bolsa de estudo, à CEPLAC pela
disponibilização do laboratório de diversidade de fungos do CEPEC e a UESC pela
oportunidade da realização do mestrado em Produção Vegetal.
73
4.6 REFERÊNCIAS
DIAS DA SILVA, E. Leguminoseae da floresta ombrófila densa do Parque Estadual Serra do Mar, Núcleos Picinguaba e Santa Virgínia, São Paulo, Brasil: Taxonomia e similaridade entre diferentes cotas altitudinais (Tese de doutorado). Campinas-SP. 368 p., 2010. FARR, D. F.; ROSSMAN, A.Y. Fungal databases, systematic mycology and microbiological laboratory, ARS, USDA. available at http: // nt. Ars-grin.gov/ fungaldatabase (10 de janeiro de 2013). FIRMINO, A. L. New taxa and phylogenetic placement of asterinales from Brasil (Dissertação de mestrado). Viçosa-MG. 80p., 2013. HOFMANN, T. A. Plant pararasitic Asterinaceae and Microthyriaceae from the Neotropics [doctoral dissertation]. Frankfurt am Main, Germany: J. W. Goethe- University. 408 p. 2010.
HOFMANN, T. A.; PIEPENBRING, M. Biodiversity of Asterina species on neotropical host plants: new species and records from Panama. Mycologia, 103 (6), 2011, PP 1284-1301. DOI: 3852/10279. 2010. HOSAGOUDAR, V. B.; KAPOOR J.N. New technique of mounting meliolaceous fungi. Indian Phytopathology 38: 548 -549. 1984. PARBERY, D. G.; EMMETT, R. W. Hypotheses regarding appressoria, spores, survival and phylogeny in parasitic fungi. Revue de Mycologie 41(4): 429-447. 1977. THEISSEN, F. S. J. Die Gattung Asterina. Abhandlungen der Zoologisch-Botanischen Gesellschaft in Wien 7: 1-130. 1913.
74
5. CONCLUSÃO
O remanescente do bioma Mata Atlântica, localizado no Sul da Bahia
apresenta uma considerável riqueza e diversidade de espécies de fungos
ascomicetos que podem ser encontrados nos mais diversos habitats como dossel,
serapilheira, flores, liquens e outros, porém entre estes, a copa das árvores de
grande porte se constitui numa das mais importantes e difíceis áreas de estudo
devido a dificuldade de acesso a este nicho. Isto leva a crer que a contribuição deste
trabalho para o conhecimento da diversidade de ascomicetos foliícolas ainda é
insuficiente para se realizar uma caracterização populacional ou um mapeamento
mais preciso a respeito dos gêneros e espécies dos hospedeiros em relação aos
parasitas encontrados, porém, o trabalho aponta para uma lacuna importante nesta
área de estudo, que precisa ser mais bem compreendida, devido ao grande
potencial que a região tem em apresentar espécies associadas a hospedeiros até
então não estudados e identificar novas espécies desconhecidas para a ciência.