chave ilustrada para a identificação de 35 espécies de...

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Deane, L. M.; Causey, O. R.; Deane, M. P. Chave ilustrada para aidentificação de 35 espécies de anofelinos das regiões nordestina

e amazônica do Brasil pelos caractéres da fêmea...

* Publicado originalmente em The American Journal of Hygiene, Monographic Series, nº 18,fevereiro de 1946 e traduzido pelo Instituto Oswaldo Cruz.

Chave ilustrada para a identificaçãode 35 espécies de anofelinos das regiõesnordestina e amazônica do Brasil peloscaractéres da fêmea, com notas sôbre os

transmissores de Malária(Diptera, Culicidae)∗

Deane, L. M. Causey, O. R. Deane, M. P.Laboratório do Serviço de Malária do Nordeste, Divisão Sanitária Internacional da

Fundação Rockefeller e Instituto de Assuntos Inter-Americanos.

Estudos feitos sôbre Malária e mosquitos, entre 1939 e1943, nas regiões nordestina e amazônica do Brasil, revelaram aí apresença de 35 espécies de anofelinos, das quais se constatou que três– Anopheles gambiae, Anopheles darlingi e Anopheles aquasalis – eramtransmissoras importantes de Malária.

TRANSMISSORES DE MALÁRIA

Anopheles gambiae

O mosquito africano que invadiu o Nordeste do Brasil deonde foi posteriormente eliminado, mostrou-se a mais perigosa dasespécies, determinando graves epidemias de Malária em tôdas as áreasque atingiu. As fêmeas de gambiae se alimentavam sòmente dentro decasas e principalmente em indivíduos humanos. Nenhum exemplar foiapanhado em 129 horas de capturas feitas ao ar livre, em isca animalou humana, perto de casas dentro das quais êsse mosquito era tão

72 Memórias do Instituto Evandro Chagas: Parasitologia

abundante que 11420 exemplares foram obtidos em 136 horas decaptura. Provas de precipitina feitas com sangue contido no tubodigestivo de 72 exemplares deram 70 resultados positivos com sôroanti-homem.

Experiências feitas com o fim de determinar asusceptibilidade de gambiae à infecção malárica, mostraram que 33porcento dos exemplares alimentados uma vez em gametóforotornavam-se infetados. Em zona onde não se tinha ainda iniciadotrabalhos de controle dessa espécie, a proporção de fêmeas de gambiaeapanhadas dentro de casas e infetadas com oocistos ou esporozoitosfoi de 10 porcento. De um total de 1 891 gambiae dissecados de tôda aárea em estudo, 108, ou sejam 5.6 porcento, estavam infetados porplasmódios. Sua grande susceptibilidade à infecção malárica,juntamente com seus hábitos domésticos e sua nítida preferência porsangue humano, fazem dêsse mosquito o mais perigoso transmissor deMalária conhecido.

Anopheles darlingi

É o mais eficiente dos transmissores indígenas de Maláriano Norte e no Nordeste do Brasil. Prolifera em regiões chuvosas e dealta humidade, sendo vulnerável às condições que prevalecem durantea estação sêca. Existe principalmente nos vales dos grandes rios, nãosendo encontrado em extensas áreas do Nordeste, onde a estaçãochuvosa é curta e as sêcas são frequentes. Mesmo na bacia amazônicahá trechos em que a severidade da estação sêca é por vêzes bastantepara eliminar o darlingi. Nos períodos desfavoráveis, êsse mosquitoconsegue sobreviver sòmente nos lugares onde há grandes e profundascoleções de água parada. São estas desaparições e reaparições alternadasde darlingi que explicam em parte, as pequenas epidemias regionaisde Malária na Amazônia.

De 1 513 darlingi dissecados 27, ou 1.8 porcento, forampositivos para formas evolutivas de plasmódios, sendo 0.9 porcento de

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infecções por oocistos em 1215 estômagos examinados e 1.3 porcentode infecções por esporozoitos em 1479 glândulas salivares. Nas regiõesestudadas, eram malarígenas tôdas as localidades onde se encontroudarlingi, e, na bacia amazônica, excetuando a faixa litorânea, no lugaressem darlingi a Malária era inexistente ou de baixa endemicidade.

Anopheles aquasali (A. tarsimaculatus AA. e A. emilianus Komp)

Ao contrário de darlingi, se estende, rios acima, sòmenteaté os trechos ainda influenciados pela água salobra das marés. Aindaao contrário de darlingi, que é capaz de manter transmissão de Maláriamesmo quando existe em números pequenos, Anopheles aquasalis sóse torna um vetor importante quando é muito numeroso. Exemplointeressante é o que ocorre periòdicamente em Fortaleza, Ceará, ondea foz do rio Cocó é inundada pela água do mar no início da estaçãosêca, criando-se nessa época condições ideais para proliferação deaquasalis, o que coincide com surtos de Malária. Num inquérito aífeito durante a epidemia de 1942, 6.2 porcento dos habitantes tinhamplasmódios no sangue e três de 107 aquasalis (2.8 porcento) estavaminfetados. Embora nessa ocasião fôssem capturados, fora de casas, emisca animal, exemplares de albitarsis, argyritarsis, triannulatus, strodeie aquasalis, esta última foi a espécie predominante e a única a serencontrada no interior das habitações. Deve ser mencionado que todosos indivíduos encontrados com Malária moravam em casas situadas apoucas centenas de metros dêsse rio de água salobra e perto doscriadouros de aquasalis. Esta espécie foi achada em quase tôdas aslocalidades estudadas ao longo do litoral do Norte e Nordeste do Brasil,onde era responsável por tôda ou por parte da Malária existente.

A importância comparativa de Anopheles aquasalis eAnopheles darlingi é apreciada na cidade de Belém, onde aquasalisocorre nas áreas baixas e influenciadas pelas marés, causando umabaixa incidência endêmica de Malária, enquanto darlingi se encontranos trechos mais altos, produzindo epidemias anuais durante a estaçãochuvosa. Foram examinados 979 estômagos e 1.084 glândulas salivares


de aquasalis capturados em diversos trechos das regiões investigadas,sendo, respectivamente, 0.5 e 0.4 porcento os índices oocístico eesporozoítico; em um total de 1136 exemplares dissecados houve nove,isto é 0.7 porcento, positivos para formas evolutivas de plasmódios.

Em virtude da semelhança morfológica entre as fêmeasde Anopheles albitarsis e Anopheles darlingi, êsses mosquitos nãoforam reconhecidos como espécies distintas antes de 1926, e muitosdos exemplares infetados, designados até então como albitarsis eram,provàvelmente, darlingi. Embora essas espécies sejam hoje fácilmentedistingíveis, albitarsis ainda mantêm parte da reputação de bomtransmissor de Malária que ganhou no tempo em que darlingi era comêle confundido.

Pequenas diferenças na morfologia e nítidas diferençasna biologia de mosquitos de zonas diversas designados como Anophelesalbitarsis, indicam que talvez exista um complexo albitarsis, compostode várias espécies. AYROZA GALVÃO (1943) reconhece duasvariedades de albitarsis, uma das quais êle e LANE (1937) chamaramAlbitarsis limai e outra que êle e DAMASCENO (1942) designaramcomo Albitarsis domesticus. A primeira é comum no interior de SãoPaulo e em geral não invade as casas; a porção negra basal do segundosegmento tarsal posterior mede entre 70 e 90 porcento do segmento e oexocório do ovo não apresenta desenho. Ao contrário, albitarsisdomésticus invade as casas em grande número, tem sòmente 40 a 55porcento de negro no segundo segmento tarsal posterior e os ovosmostram um esbôço de desenho reticulado no exocório. Os autorescreem ter observado um terceiro tipo de albitarsis no Ceará, onde é oanofelino de mais vasta distribuição e em muitas zonas o maisabundante; difere de albitarsis limai porque a mancha negra do segundotarsal posterior mede apenas 25 a 45 porcento do comprimento dosegmento, porém, como limai, raramente invade as casas. Emobservações feitas em Cumbe, (perto de Aracati), Ceará, êsse albitarsisconstituti 96.7 porcento dos anofelinos capturados fora de casas e

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sòmente 4.3 porcento dos apanhados em domicílios. Aliás a maioriados albitarsis capturados em habitações foi coletada em uma casa ondeforte lâmpada de gasolina era mantida acêsa durante a noite. A falta deimunidade à Malária que mostraram os habitantes do vale do Jaguaribequando, em 1938, Anopheles gambiae invadiu essa região ondealbitarsis é tão comum, apoia a idéia de que êste mosquito não é aí umbom transmissor. Mesmo depois da epidemia causada por gambiae emCumbe, com 24 porcento de gametóforos na população, nenhum dos314 albitarsis dissecados foi encontrado infetado. Em Madalena, nointerior do Ceará, albitarsis era abundante quando gambiae aí seintroduziu e proliferou intensamente sem que adviesse um surto deMalária; disso deduz-se que os anofelinos indígenas eram tãoineficientes como transmissores que a Malária aí não existiaprèviamente.

Ao contrário do tipo encontrado no Ceára, Anophelesalbitarsis da porção oriental de Rio Grande do Norte, Paraíba,Pernambuco e Alagôas e da bacia amazônica pode ser capturado emgrandes números nas casas e apresenta uma proporção maior de negrono segundo segmento tarsal posterior, correspondendo assim aAnopheles albitarsis domesticus. Embora êsse mosquito suguefàcilmente o homem, os autores não acreditam que seja um transmissorimportante de Malária na maioria das áreas por êles inspeccionadas.Entretanto, em duas localidades, uma com alta e outra com baixaendemicidade malárica, albitarsis foi o único anofelino abundante nosdomicílios, sendo provàvelmente o transmissor do Paludismo: emCamaratuba, Paraíba, o lugar de alta endemicidade, darlingi não foiachado, aquasalis era raro, mas havia nas habitações numerososalbitarsis dos quais 201 foram dissecados, tendo-se encontrado oocistosno estômago de um dêles; na cidade de Monte Alegre, Pará, deendemicidade baixa, e onde darlingi não foi encontrado e aquasalisnão existe, também um dentre 489 albitarsis examinados estava infetadocom oocistos.


A importância comparativa de darlingi e albitarsis foibem exemplificada na ilha do Marajó. Na cidade malarígena deCachoeira, albitarsis era muito mais abundante dentro das casas doque era darlingi na época em que uma inspecção foi aí feita. Enquantoos 224 albitarsis dissecados foram todos negativos, esporozoitos foramachados em um dentre os 37 darlingi examinados. Mais para o interior,no lago Arari, onde havia albitarsis mas não darlingi, não existiaMalária autóctone.

De um total de 1493, albitarsis dissecados de tôdaslocalidades estudadas, apenas dois, isto é, 0.1 porcento, foramencontrados infetados, ambos com oocistos e nenhum comesporozoitos.

Anopheles pessoai

Em certas condições, pode ser um transmissor dePaludismo, embora de secundária importância. No Nordeste do Brasilêle suga ao ar livre, raramente entra nas casas, prefere o sangue dosanimais e não tem relação epidemiológica com a Malária. Na regiãoamazônica, entretanto, pessoai é frequentemente encontrado nosdomicílios e pode se infetar com plasmódios.

Durante um inquérito feito em julho e agosto de 1942 emAmapá, 34 de 118 exemplares de pessoai foram colhidos dentro decasas. Em inspecção semelhante feita no campo de aviação de Oiapoque,Território de Amapá, em setembro de 1942, uma fêmea de pessoai foicapturada numa habitação, dentro de um mosquiteiro e um segundoexemplar foi apanhado enquanto sugava uma pessoa ao ar livre, poucoantes das dez horas do dia. Em Maguari, perto de Belém, pessoai entranas casas logo depois do crepúsculo vespertino, alimenta-se noshabitantes e deixa os domicílios antes do amanhecer; de 469 exemplaresobtidos nessa localidade, 148 foram apanhados dentro das habitações.Em Tamucurí, Pará onde alta endemicidade malárica era mantidaprovàvelmente por darlingi, Anopheles pessoai era abundante dentro

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das casas, e a dissecção de 122 exemplares revelou esporozoitos nasglândulas salivares de um dêles. Não obstante essa evidência de suacapacidade de transmitir Malária, pessoai é, no conceito dos autores,mosquito de importância meramente local. Em Tamucurí, de ondeproveio o único exemplar infetado, prevalecia um conjunto especialde condições: animais domésticos eram raros, os pessoai eram muitoabundantes, seus creadouros ficavam muito perto das casas e entre oshabitantes havia uma alta porcentagem de gametóforos.

Outras espécies de anofelinos

As trinta demais espécies de anofelinos encontradas nasregiões nordestina e amazônica do Brasil não parecem ter importânciana transmissão da Malária. Algumas são abundantes em certas áreas,como por exemplo rangeli em Rio Branco, mattogrossensis em Bôcado Acre, goeldii em Marabá e triannulatus em muitos lugares, mas nãohá correlação entre a sua distribuição geográfica e a presença ou aausência de Malária. Dissecções de fêmeas de quinze das espécies maiscomuns foram tôdas negativas para oocistos ou esporozoitos. Alémdisso, tais espécies são mais zoofílicas e raramente entram nas casaspara sugar.

CHAVE PARA A IDENTIFICAÇÃO DE FÊMEAS

A seguir é representada uma chave para a determinaçãodas fêmeas dos anofelinos das regiões amazônica e nordestina do Brasil.Nela, as espécies nem sempre estão enumeradas de acôrdo com a suaposição sistemática, porque para se chegar ràpidamente à identificaçãodos anofelinos importantes, preferiu-se mencionar primeiro, sempreque possível, as espécies mais perigosas ou as mais comuns. Assim,em vez de começar a chave por dividir os anofelinos nos gênerosChagasia e Anopheles e passar por muitos itens antes de chegar adarlingi, êste figura em primeiro lugar, por ser o anofelino mais comumdentre os capturados em domicílio e ao mesmo tempo o principaltransmissor indígena de Malária, onde quer que seja encontrado, nas


áreas abrangidas pelo presente estudo. Anopheles gambiae não lheprecedeu na chave por já ter sido eliminado do Brasil.

Em vez de agrupar a maioria dos anofelinos do complexotarsimaculatus num mesmo item, procurou-se separá-los tanto quantopossível. Isso não é fácil de se fazer numa chave, pois há muita variaçãonos caractéres que podem ser utilisados no diagnóstico, porém, oQuadro 1 inclui os caractéres mais importantes de cada espécie dêstegrupo, e servirá como suplemento à chave quando esta não for suficientepara a identificação. Entretanto, deve ser mencionado que mesmo coma ajuda dêsse Quadro, algumas espécies nem sempre poderão serseparadas. Anopheles goeldii pode às vêzes ter uma grande mancha B2e nesse caso, pela chave, seria identificado como noroestensis; quandonão só a mancha B2 é larga mas também a porção preta do segundosegmento tarsal posterior é muito maior do que comumente, o exemplarpoderia ser, erroneamente diagnosticado como aquasalis. Anophelesstrodei às vêzes tem as escamas das asas amareladas em vez de alvas eo quarto segmento dos palpos predominantemente branco,assemelhando-se então a noroestensis ou a goeldii. As fêmeas de outrasespécies, como aquasalis, benarrochi e galvãoi, são tão parecidas entresi que ainda não foi achado nenhum carácter morfológico por meio doqual se possa distinguí-las; o mesmo se dá entre oswaldoi e konderi.Nesses casos, o conhecimento da proveniência dos mosquitos pode àsvêzes ajudar muito, pois algumas das espécies cujas fêmeas sãoindistinguiveis, têm distribuição geográfica bem diferente. No Quadro2 é mencionada a distribuição das fêmeas obtidas durante o presenteestudo nas regiões nordestina e amazônica. Por êsse Quadro se deduz,por exemplo, que uma fêmea do tipo aquasalis-benarrochi-galvãoiproveniente do Território do Acre, ou de Manáus, ou de Monte Alegreou mesmo de Breves, não será de aquasalis porque essa espécie serestringe ao litoral. Por outro lado, quando um exemplar desse mesmotipo for encontrado no baixo Amazonas ou no Ceará, ou em Alagôasnão deverá ser benarrochi ou galvãoi, pois dentro da área abrangida

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neste estudo, essas duas espécies só foram encontradas no altoAmazonas. Fêmeas do tipo noroestensis-goeldii serão provavelmentegoeldii quando colhidas na Amazônia, e noroestensis quando no Cearáou em Pernambuco.

O mosquito designado neste trabalho como Anophelestriannulatus corresponde ao tipo que AYROZA GALVÃO (1940)chamou Anopheles triannulatus var. davisi, baseado principalmenteno fato de que a sua larva é semelhante à de Anopheles davisiPATTERSON e SHANNON, 1927, e difere da de Anophelestriannulatus NEIVA e PINTO, 1922. Não é improvável que triannulatusvar. davisi seja mais tarde revalidado como espécie.


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Quadro 2 – Distribuição geográfica dos anofelinos das regiõesnordestina e amazônica do Brasil

Espécie Distribuição

A. darlingi Mato-Grosso, Acre, Amazonas, Pará, Maranhão, Piauí, Ceará,(sòmente na parte oéste), Pernambuco e Alagôas. Comum nos valesdos rios Amazonas, Parnaíba e São Francisco. Ausente nas áreas sêcasdo Nordeste.

A. parvus Ceará (serra da Ibiapaba).A. argyritarsis Abundante no Ceará, Rio Grande do Norte, Paraíba, Pernambuco e

Alagôas. Raro no Pará, Maranhão e Piauí.A. sawyeri Ceará (serra da Ibiapaba).A. albitarsis Comum em tôda a região estudada.A. pessoai Encontrado em tôda a região. Em algumas partes, abundante.A. triannulatus Comum em tôda a área estudada.A. oswaldoi Comum no Mato-Grosso, Acre, Amazonas, Pará e Maranhão. Raro no

resto da região.A. konderi Mato-Grosso, Acre e Amazonas (altos rios).A. strodei Maranhão, Piauí, Ceará.A. rangeli Abundante no Acre, comum no Amazonas (altos rios.)A. aquasalis Limitado à costa do Pará, Maranhão, Piauí, Ceará, Rio Grande do

Norte, Paraíba, Pernambuco e Alagôas. Comum.A. benarrochi Mato-Grosso, Acre e Amazonas (altos rios).A. galvãoi Mato-Grosso e Acre.A. goeldii Mato-Grosso, Amazonas, Pará, Maranhão e Piauí. Comum.A. noroestensis Maranhão, Piauí, Ceará, rio Grande do Norte, Paraíba, Permambuco e

Alagôas. Comum.A. rondoni Mato-Grosso e Acre. Raro.A. gilesi Ceará (serra do Araripe). Raro.A. eiseni Amazonas, Pará, Ceará. Raro.A. peryassui Comum em tôda a região exceto no Ceará.A. mattogrossensis Comum no Acre e Amazonas. Raro no Pará.A. shannoni Mato-Grosso, Amazonas e Pará.A. minor Comum na Paraíba, Pernambuco e Alagôas.A. mediopunctatus Mato-Grosso, Acre, Amazonas, Pará, Maranhão, Ceará (parte oéste) e

Alagôas.A. fluminensis Acre e Ceará (Maranguape). Raro.A. neomaculipalpus Acre. Raro.A. intermedius Mato-Grosso, Acre, Amazonas, Pará, Maranhão, Paraíba, Pernambuco

e Alagôas. Comum.A. punctimacula Acre e Pará. Raro.A. gambiae Estrangeiro, introduzido no Brasil provàvelmente em 1930. Espalhou-

se no Rio Grande do Norte e Ceará. Exterminado em 1940.A. squamifemur Amazonas (Lábrea). Muito raro.A. nimbus Mato-Grosso, Acre, Amazonas, Pará, Maranhão. Comum.A. thomasi Pará e Maranhão. Raro.A. kompi Amazonas, Pará, Ceará (serra do Araripe) e ParaíbaC. bonneae Acre, Amazonas e Pará. Raro.C. rozeboomi Ceará (serra do Araripe). Raro.


CHAVE PARA A IDENTIFICAÇÃO DE FÊMEAS DEANOFELINOS DAS REGIÕES AMAZÔNICA E NORDESTINA

DO BRASIL

1 – Tarsos posteriores com os três últimos segmentos inteiramentebrancos (Fig. 2) ......................................................................... 2Um ou mais dêsses segmentos em parte ou inteiramente negros(Figs. 3, 4 e 5) ............................................................................ 6

2 – Mancha B2 da asa muito menor do que a mancha negraprecedente (Fig. 6) .................................................................... 3Mancha B2 da asa maior do que a mancha negra precedente(Fig. 7) ....................................................................................... 4

3 – Sexta nervura da asa predominantemente clara, com uma manchanegra perto de cada extremidade (Fig. 6); áreas claras da asaamareladas; dorso do abdômen com muitas escamas amarelasou amareladas (Fig. 8); tergitos abdominais dois a sete com tufospóstero-laterais salientes de escamas escuras (Fig. 8); espéciede tamanho médio ..................................................... A. darlingiSexta nervura da asa predominantemente escura, com umamancha branca pequena em cada extremidade e outra logo antesdo meio (Fig. 9); áreas claras das asas alvas; abdômen semescamas (Fig. 10); espécie pequena ............................ A. parvus

4 – Primeiro esternito abdominal com duas linhas de escamas brancas(Fig. 11); tarsos médios com anéis apicais brancos, estreitosporém nítidos; segundo segmento tarsal posterior geralmentemais de 1/3 negro e primeiro segmento com nítido anel brancoapical (Fig. 12) .......................................................................... 5Primeiro esternito abdominal sem tais linhas (Fig. 13); tarsosmédios sem anéis brancos apicais; primeiro segmento tarsalposterior sem anel branco apical (Fig. 14); segundo segmentotarsal posterior geralmente menos de 1/4 negro(Fig. 14) ............................................................... A. argyritarsis

A. sawyeri

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5 – Áreas claras das asas amareladas; oitavo tergito abdominal comescamas amarelas e brancas abundantes, tergitos dois a sete commuitas escamas amarelas e amareladas (Fig. 15); tufos póstero-laterais de escamas escuras ausentes no segundo segmentoabdominal (Fig. 15); espécie de tamanho médio..................................................................................A. albitarsisÁreas claras das asas alvas; oitavo tergito abdominal densamentecoberto de escamas alvas, tergitos dois a sete com escamasrelativamente raras e menores, predominantemente brancas(Fig. 16); tufos póstero-laterais de escamas escuras e eretaspresentes no segundo segmento abdominal (Fig. 16); espéciepequena ....................................................................... A. pessoai

6 – Tarsos posteriores com o terceiro e o quarto segmentosinteiramente brancos, quinto segmento com anel preto basal(Fig. 3) ....................................................................................... 7Tarsos posteriores com marcação diferente ........................... 13

7 – Asas predominantemente escuras, mancha Sc vestigial ou ausentena região costal (Fig. 17); quarto segmento dos palpospredominantemente negro (Fig. 18); espécie pequena. (ManchaB2 da asa ligeiramente maior, igual ou menor do que a manchanegra precedente, segundo segmento do tarso posteriorgeralmente entre 30 e 45 por cento negro) ........ A. triannulatusAsas não tão escuras; mancha Sc de tamanho médio (Fig. 19) ougrande (Fig. 20); quarto segmento dos palpos em geralpredominantemente claro (Fig. 21); espécie de tamanhomédio ......................................................................................... 8

8 – Porção negra do segundo segmento tarsal posterior muitopequena, medindo geralmente de nove a cêrca de 20 por centodo segmento (Fig. 22). (Escamas claras das asas amareladas ouamarelas, mancha B2 muito maior do que a mancha negraprecedente) ............................................................... A. oswaldoi

A. konderi


Porção negra do segundo segmento tarsal posterior medindo maisou muito mais de 20 por cento do segmento (Fig. 23, 24 e 25).................................................................................................... 9

9 – Áreas claras das asas alvas, pelo menos na porção basal e aolongo da região costal ................................................ A . strodeiÁreas claras das asas amareladas ou amarelas ....................... 10

10 – Mancha Sc muito grande, medindo mais de a metade da manchanegra precedente, às vêzes maior do que essa própria mancha(Fig. 20). (Tôdas as manchas escuras da asa menores do que nasoutras espécies do complexo tarsimaculatus; segundo segmentotarsal posterior geralmente entre 20 e 30 por cento negro) ............................................................................................. A. rangeliMancha Sc de tamanho médio, medindo metade ou menos damancha negra precedente (Fig. 19) ......................................... 11

11 – Segundo segmento tarsal posterior geralmente 20 a 35 por centonegro (Fig. 23) ......................................................................... 12Segundo segmento tarsal posterior geralmente de 40 a 55 porcento negro (Fig. 24) ............................................... A. aquasalis

A. benarrochiA. galvãoi

12 – Mancha B2 raramente maior, em geral igual ou menor do que amancha-negra precedente (Fig. 26) ............................ A. goeldiiMancha B2 sempre muito maior do que a mancha negraprecedente (Fig. 19) ........................................... A. noroestensis

13 – Quarto segmento tarsal posterior todo branco, terceiro e quintosbrancos, com anel preto basal (Fig. 25) .................... A. rondoniTres últimos segmentos tarsais posteriores diferentes ........... 14

14 – Tíbias posteriores escuras com larga faixa clara apical (Figs. 27e 28) ......................................................................................... 15Tíbias posteriores diferentes ................................................... 16

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15 – Asas com muitas áreas claras (Fig. 29) ; primeiro segmento tarsalposterior escuro, com faixa branca basal (Fig. 27) ......... A. gilesiAsas escuras, com apenas quatro manchas muito pequenas,castanho-claras: uma na primeira nervura, logo antes da base dasegunda nervura; uma abrangendo a extremidade da nervura costale da primeira nervura; duas na franja, no ápice da asa (Fig. 30);segmentos tarsais inteiramente escuros (Fig. 28) .......... A. eiseni

16 – Escamas da asa formando áreas escuras e claras nítidas edefinidas (Fig. 31) ................................................................... 17Escamas da asa não formando áreas escuras e claras definidas(Fig. 32) ................................................................................... 27

17 – Sexta nervura da asa com mais de quatro manchas escuras(Fig. 31); asas com predominância de escamas escuras ........ 18Sexta nervura da asa clara, com duas ou três manchas escuras(Fig. 33); asas com predominância de escamas claras ........... 26

18 – Quatro últimos segmentos tarsais posteriores negros, com anéisbrancos sòmente nas articulações (Fig. 34) ............................ 19Quatro últimos segmentos tarsais posteriores com mais áreasclaras (Figs. 45, 46, 48 e 49) ................................................... 22

19 – Segmentos abdominais sem tufos laterais de escamas escuras(Fig. 35) ................................................................................... 20Segmentos abdominais com tufos laterais conspícuos de escamasescuras e salientes (Fig. 36) .................................................... 21

20 – Mosquito de tamanho médio, castanho-acinzentado; asas commuitas áreas brancas conspícuas (Fig. 31); oitavo tergitoabdominal densamente coberto com escamas brancas (Fig. 35).................................................................................. A. peryassuiMosquito grande e muito escuro; asas escuras, com manchascastanho-claras definidas mas inconspícuas (Fig. 37); oitavotergito abdominal sem escamas brancas (Fig. 38)....................................................................... A. mattogrossensis


21 – Espécie grande; escamas das asas largas (Fig. 39); cércas muitosalientes, com base larga o ápice estreitado (Fig. 40); primeirosegmento tarsal posterior escuro, com um estreito anel brancoapical (Fig. 41) .........................................................A. shannoniEspécie pequena; escamas das asas estreitas (Fig. 42); cércasnormais (Fig. 43); primeiro segmento tarsal posterior escuro,com muitas manchas claras pequenas (Fig. 34) ........... A. minor

22 – Escamas das asas muito largas, especialmente as da porção basal(Fig. 44); quinto segmento tarsal posterior inteiramente claro(Figs. 45 e 46) .......................................................................... 23Escamas das asas de largura moderada (Figs. 47, 50 e 51); quintosegmento tarsal posterior com anel preto (Figs. 48 e 49) .... 24

23 – Escamas na porção basal da asa quase redondas (Fig. 44);primeiro segmento tarsal posterior predominantementeamarelado, com cinco a sete faixas pretas, quarto segmentoamarelado, com apenas uma faixa preta mais ou menos mediana;segundo e terceiro segmentos amarelados, com anéis pretos (Fig. 45) ....................................................... A. mediopunctatusEscamas na porção basal da asa não tão largas; primeiro segmentotarsal posterior predominantemente preto com pequenas manchasou anéis brancos, quarto segmento com dois anéis pretos (Fig.46) ......................................................................... A. fluminensis

24 – Asas com tres manchas pretas grandes na margem costal e outrano ápice (Figs. 47 e 51); mesoepímero sem escamas ............ 25Asas com duas manchas pretas grandes na margem costal e outrano ápice (Fig. 50); mesoepímero com um agrupamento deescamas claras na porção superior (Fig. 52)..................................................................... A. neomaculipalpus

25 – Mancha preta no ápice da asa muito maior do que a manchaescura situada entre ela e a terceira grande mancha preta costal(Fig. 47); quinta e sexta nervuras predominantemente escuras

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(Fig. 47); quarto segmento tarsal posterior com um anel branco,estreito, em cada extremidade, o resto preto ou com uma manchamediana pequena e alva, que não forma anel completo; faixapreta no quinto segmento, larga (Fig. 48) .......... A. intermediusMancha preta no ápice da asa difusa, igual ou menor do que amancha escura situada entre ela e a terceira grande mancha pretacostal (Fig. 51); quinta e sexta nervuras predominantementeclaras, com manchas escuras (Fig. 51); quarto segmento tarsalposterior com um grande anel branco adicional, mediano; quintosegmento com estreito anel preto (Fig. 49) .......A. punctimacula∗

26 – As tres grandes manchas escuras da região costal maiores doque os espaços claros compreendidos entre elas (Fig. 33); fêmuresposteriores sem tufos de escamas salientes (Fig. 53)A. gambiaeAs tres maiores manchas escuras da região costal menores doque as áreas claras compreendidas entre elas (Fig. 54); fêmuresposteriores com tufo conspícuo de escamas longas, estreitas,pretas e eretas no terço distal (Fig. 55) ............ A. squamifemur

27 – Mosquito pequeno, escuro, delicado; corpo sem escamas;tegumento do mesonoto castanho escuro, quase preto, com umafaixa prateada longitudinal mediana, estendendo-se do bordoanterior ao escutelo (Fig. 56); escutelo simples (Fig. 56); pernascompridas, inteiramente escuras (Fig. 57) ............................. 28Mosquito de tamanho médio, robusto e pardacento; mesonotosem a faixa mediana prateada, com escamas claras dorsais e comescamas pretas eretas junto à base das asas (Fig. 58); escuteloligeiramente trilobado (Fig. 58); pernas sarapintadas, segundo a

∗ Em alguns exemplares de punctimaculata falta o anel preto no quinto segmento tarsalposterior; a espécie diferencia-se então de fluminensis e mediopunctatus porque estas duasúltimas têm as escamas das asas muito mais largas e apresentam um agrupamento de escamasclaras na porção superior do mesoepímero; além disto, em mediopunctatus os tarsosposteriores são predominantemente amarelados, com manchas escuras relativamentepequenas.


quinto segmentos tarsais posteriores brancos, com faixas pretasdistais (Figs. 59 e 60) .............................................................. 29

28 – Cada margem lateral do mesonoto com uma faixa prateadalongitudinal tão nítida quanto a faixa mediana (Fig. 61); cerdasbrancas do vértice da cabeça longas, ultrapassando a base dasantenas ......................................................................... A. nimbus

A. thomasiFaixas claras marginais do mesonoto muito menos nítidas doque a faixa mediana; cerdas do vértice mais curtas .... A. kompi

29 – Asas com escamas escuras e claras misturadas; as escamasescuras são mais curtas, ovais, largas, com extremidadesarredondadas ou truncadas, enquanto as escamas claras são maislongas, mais estreitas e lanceoladas (Figs. 62 e 62a); porção pretado quarto segmento tarsal posterior maior do que a do terceiro;quinto tarsal posterior quase todo branco com a ponta pretaquando visto de um lado e quase todo preto com a base brancaquando visto do outro lado. (Fig. 59)...... ................ C. bonneaeTôdas as escamas das asas castanho-escuras, lanceoladas(Figs. 63 e 63a); faixa preta apical do quarto segmento menor doque a do terceiro; quinto segmento branco, com pequeno anelpreto no ápice (Fig. 60) ......................................... C. rozeboomi

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SUMÁRIO

Apresenta-se uma chave ilustrada para a identificação dasfêmeas de 35 espécies de anofelinos das regiões nordestina e amazônicado Brasil, acompanhada de um quadro mencionando caractéresdiferenciais, não citados na chave, para algumas espécies muitopróximas, e de outro quadro com a distribuição geográfica das espéciesnas áreas investigadas.

São feitos comentários sôbre os dois principaistransmissores indígenas de Malária, Anopheles darlingi e Anophelesaquasalis, o transmissor importado, Anopheles gambiae e doistransmissores secundários, Anopheles albitarsis e Anopheles pessoai.

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Estampa 1Caractéres mencionados na chave

Fig. 1 – Fêmea adulta de anofelino (Anopheles darlingi).

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Estampa 2Caractéres mencionados na chave (continuação)


Fig. 2 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles darlingiFig. 3 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles aquasalis.Fig. 4 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles mediopunctatus.Fig. 5 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles peryassui.Fig. 6 – Asa de Anopheles darlingi.Fig. 7 – Asa de Anopheles pessoai.Fig. 8 – Aspecto dorsal do abdômen de Anopheles darlingi.Fig. 9 – Asa de Anopheles parvus.Fig. 10 – Aspecto dorsal do abdômen de Anopheles parvus.Fig. 11 – Aspecto ventral da porção basal do abdômen de Anopheles albitarsis.Fig. 12 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles albitarsis.Fig. 13 – Aspecto ventral da porção basal do abdômen de Anopheles argyritarsis.Fig. 14 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles argyritarsis.Fig. 15 – Aspecto dorsal do abdômen de Anopheles albitarsis.Fig. 16 – Aspecto dorsal do abdômen de Anopheles pessoai.

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(legenda no verso)


Fig. 17 – Asa de Anopheles triannulatus.Fig. 18 – Palpo de Anopheles triannulatus.Fig. 19 – Asa de Anopheles noroestensis.Fig. 20 – Asa de Anopheles rangeli.Fig. 21 – Palpos de Anopheles aquasalis.Fig. 22 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles konderi.Fig. 23 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles noroestensis.Fig. 24 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles galvãoi.Fig. 25 – Últimos segmentos tarsais posteriores de Anopheles rondoni.Fig. 26 – Porção basal da asa de Anopheles goeldii.Fig. 27 – Perna posterior de Anopheles gilesi.Fig. 28 – Perna posterior de Anopheles eiseni.Fig. 29 – Asa de Anopheles gilesi.Fig. 30 – Asa de Anopheles eiseni.

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(legenda no verso)


Fig. 31 – Asa de Anopheles peryassui.Fig. 32 – Asa de Anopheles nimbus.Fig. 33 – Asa de Anopheles gambiae.Fig. 34 – Segmentos tarsais posteriores de Anopheles minor.Fig. 35 – Aspecto dorsal do abdômen de Anopheles peryassui.Fig. 36 – Aspecto dorsal do abdômen de Anopheles intermedius.Fig. 37 – Asa de Anopheles mattogrossensis.Fig. 38 – Aspecto dorsal da extremidade do abdômen de Anopheles

mattogrossensis.Fig. 39 – Asa de Anopheles shannoni.Fig. 40 – Aspecto dorsal da extremidade do abdômen de Anopheles shannoni.Fig. 41 – Primeiro segmento tarsal posterior de Anopheles shanonni.Fig. 42 – Asa de Anopheles minor.Fig. 43 – Aspecto dorsal da extremidade do abdômen de Anopheles minor.

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(legenda no verso)


Fig. 44 – Asa de Anopheles mediopunctatus.Fig. 45 – Perna posterior de Anopheles mediopunctatus.Fig. 46 – Perna posterior de Anopheles fluminensis.Fig. 47 – Asa de Anopheles intermedius.Fig. 48 – Perna posterior de Anopheles intermedius.Fig. 49 – Perna posterior de Anopheles punctimacula.Fig. 50 – Asa de Anopheles neomaculipalpus.Fig. 51 – Asa de Anopheles punctimaculata.Fig. 52 – Vista lateral do tórax de Anopheles neomaculipalpus (esquemático)

para mostrar as escamas na porção superior do mesoepimero.

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Estampa 6Caractéres mencionados na chave (conclusão)

(legenda no verso)


Fig. 53 – Fêmur posterior de Anopheles gambiae.Fig. 54 – Asa de Anopheles squamifemur.Fig. 55 – Fêmur posterior de Anopheles squamifemur.Fig. 56 – Aspecto dorsal do tórax de Anopheles nimbus.Fig. 57 – Perna posterior de Anopheles nimbus.Fig. 58 – Aspecto dorsal do tórax de Chagasia rozeboomi.Fig. 59 – Perna posterior de Chagasia bonneae.Fig. 60 – Perna posterior Chagasia rozeboomi.Fig. 61 – Aspecto dorso-lateral do mesonoto de Anopheles nimbus.Fig. 62 – Asa de Chagasia bonneae.Fig. 62a – Escamas da asa de Chagasia bonneae.Fig. 63 – Asa de Chagasia rozeboomi.Fig. 63a – Escamas da asa de Chagasia rozeboomi.

NOTA DA TRADUÇÃO

O mosquito aqui referido como Anopheles goeldii foi posto emsinonímia de Anopheles nuñez-tovari pela Comissão Pan-Americanade Malária em sua reunião de janeiro de 1947.

chave ilustrada para a identificação de 35 espécies de...

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