cantaxantina e 25-hidroxicolecalciferol e seus...
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA
CENTRO DE CIÊNCIAS RURAIS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA
CANTAXANTINA E 25-HIDROXICOLECALCIFEROL
E SEUS EFEITOS SOBRE OS ASPECTOS
REPRODUTIVOS DE GALOS
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
Priscila Becker Ferreira
Santa Maria, RS, Brasil
2010
UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA
CENTRO DE CIÊNCIAS RURAIS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ZOOTECNIA
CANTAXANTINA E 25-HIDROXICOLECALCIFEROL
E SEUS EFEITOS SOBRE OS ASPECTOS
REPRODUTIVOS DE GALOS
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
Priscila Becker Ferreira
Santa Maria, RS, Brasil
2010
CANTAXANTINA E 25-HIDROXICOLECALCIFEROL E
SEUS EFEITOS SOBRE OS ASPECTOS REPRODUTIVOS DE
GALOS
por
Priscila Becker Ferreira
Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado do Programa de Pós-Graduação
em Zootecnia, Área de Concentração em Produção Animal, da
Universidade Federal de Santa Maria (UFSM, RS),
como requisito parcial para obtenção do grau de
Mestre em Zootecnia.
Orientador: Prof. Dr. Alexandre Pires Rosa
Santa Maria, RS, Brasil
2010
Universidade Federal de Santa Maria
Centro de Ciências Rurais
Programa de Pós-Graduação em Zootecnia
A Comissão Examinadora, abaixo assinada,
aprova a Dissertação de Mestrado
CANTAXANTINA E 25-HIDROXICOLECALCIFEROL E SEUS
EFEITOS SOBRE OS ASPECTOS REPRODUTIVOS DE GALOS
elaborada por
Priscila Becker Ferreira
como requisito parcial para obtenção do grau de
Mestre em Zootecnia
Santa Maria, 26 de fevereiro de 2010.
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradeço a Deus, pelo dom que me deste, o dom da vida, e pela
oportunidade de estar concluindo mais esta etapa.
Aos meus pais, Luiz Carlos e Maria da Glória, pela vida, pelo amor incondicional,
educação, companheirismo, compreensão, confiança, por tudo que conquistei, pois foi graças
a vocês. Vocês são meus exemplos e meu maior orgulho. Amo vocês mais que tudo!
Às minhas irmãs Débora e Andréia, por sempre estarem ao meu lado, pela amizade,
apoio, conselhos, por dividir comigo os meus sonhos. Amo vocês! Aos meus cunhados,
Volnei e Marcelo pela amizade, e ao meu sobrinho Pedro Henrique, por existir nas nossas
vidas tornando tudo mais especial. Tu és o amor da tia Pitinha!
Ao André meu namorado pelo companheirismo, pela amizade, ajuda nos trabalhos,
motivação, compreensão nos momentos mais difíceis, por festejar comigo nos momentos de
conquistas. Obrigada, por tudo que passamos juntos, por ser tão especial para mim. Adoro-te.
Às minhas amigas Juliana e Andréia, pela amizade que começou na graduação e se
manteve até os dias de hoje, também ao Renato grande colega e amigo. À vocês, obrigado por
todo apoio, parceria em todos os momentos, festas, brincadeiras, comilanças, etc ...
Às amigas Lenise Boemo e Patrícia Ebling por serem tão especiais na minha vida, sei
que sempre posso contar com a amizade de vocês. Adorooo!
À Universidade Federal de Santa Maria, ao Curso, Departamento e ao Programa de
Pós-Graduação em Zootecnia por fazer parte da minha formação profissional.
Ao orientador Professor Alexandre Pires Rosa, pelos ensinamentos, pela confiança e
pela amizade. Aos co-orientadores Irineo Zanella e João Radünz e aos professores Paulo
Rorato e Geni S. P. de Toledo pela colaboração e ensinamentos durante minha formação
acadêmica/profissional. À secretária do Programa de Pós-Graduação Olirta pela amizade e
ajuda durante o Mestrado.
À DSM Nutritional Products pelo apoio para a realização desse trabalho.
À CAPES, pelo auxílio financeiro com a concessão da bolsa de estudo.
Ao LAVIC, pela estrutura cedida para a condução desse estudo. A todos os estagiários
do Laboratório, pelo apoio na condução dos experimentos, e às funcionárias Lourdes Brittes e
Carolina Fantinel, pelo apoio e amizade.
Ao prof. Marcelo Soares e aos estagiários do Laboratório de Medicina e Reprodução
de Suínos, pela grande colaboração para realização das análises deste trabalho.
Muito obrigada!
RESUMO
Dissertação de Mestrado
Programa de Pós-Graduação em Zootecnia
Universidade Federal de Santa Maria
CANTAXANTINA E 25-HIDROXICOLECALCIFEROL E SEUS
EFEITOS SOBRE OS ASPECTOS REPRODUTIVOS DE GALOS
AUTORA: Priscila Becker Ferreira
ORIENTADOR: Dr. Alexandre Pires Rosa
Data e Local da Defesa: Santa Maria, 26 de fevereiro de 2010.
Com o objetivo de avaliar o desempenho e as características seminais de galos da raça
White Plymouth Rock, alimentados com dietas contendo Cantaxantina e 25-
hidroxicolecalciferol, foi conduzido um experimento no Laboratório de Avicultura do
Departamento de Zootecnia da Universidade Federal de Santa Maria. Foram utilizados 80
galos White Plymouth Rock de 40 a 59 semanas de idade. As aves foram submetidas a 4
tratamentos: T1 = dieta controle, T2 = dieta controle + Cantaxantina, T3 = dieta controle +
25-OH-D3, T4 = dieta controle + Cantaxantina + 25-OH-D3. Foi utilizado um delineamento
inteiramente casualizado, com quatro tratamentos com 20 repetições cada, onde cada ave foi
considerada uma repetição. A fase experimental teve duração de 140 dias, a qual foi dividida
em 5 períodos de 28 dias para avaliar o desempenho das aves. Os parâmetros avaliados foram:
peso corporal e consumo alimentar (mensurados no final de cada período), motilidade, vigor,
alterações morfológicas (mensurados duas vezes por período, com intervalo de 14 dias) e
concentração espermática. Os dados obtidos foram transformados para o ajuste da
normalidade, após foram submetidos à análise de variância, e as diferenças entre tratamentos
foram comparadas pelo teste de Tukey a 10% de significância. O consumo médio de ração
durante a fase experimental foi menor em aves que consumiram 25-OH-D3 em relação as que
consumiram cantaxantina e 25-OH-D3, mesmo assim não alterou o peso médio das aves nesta
fase. A adição de 25-OH-D3 mais Cantaxantina na dieta melhora significativamente a
concentração espermática. As alterações morfológicas do sêmen de galos são reduzidas com a
utilização de 25-OH-D3, e Cantaxantina e 25-OH-D3. Cantaxantina, 25-OH-D3, e 25-OH-D3
mais Cantaxantina, quando adicionados à dieta melhoram a motilidade e o vigor espermático.
Palavras chaves: carotenóides, 25-hidroxicolecalciferol, espermatozóides
ABSTRACT
Dissertação de Mestrado
Programa de Pós-Graduação em Zootecnia
Universidade Federal de Santa Maria
EFFECTS OF CANTHAXANTHIN AND
25-HYDROXYCHOLECALCIFEROL ON REPRODUCTIVE ASPECTS
OF MALES ROOSTERS
AUTHOR: Priscila Becker Ferreira
ADVISER: Dr. Alexandre Pires Rosa
Presentation Place and Date: Santa Maria, 26 February, 2010.
In order to evaluate the performance and seminal characteristics of the White
Plymouth Rock roosters, fed with diets containing canthaxanthin and 25-
hydroxycholecalciferol (25-OH-D3), an experiment was conducted at the Laboratory of
Poultry Department of Animal Science at The Federal University of Santa Maria. 80 White
Plymouth Rock roosters from 40 to 59 weeks of age were used in this study. Birds were
submitted to four treatments: T1 = control diet, T2 = control diet + Canthaxanthin, T3 =
control diet + 25-OH-D3, T4 = control diet + Canthaxanthin + 25-OH-D3. A completely
randomized design was used with four treatments with 20 replications of one bird. The
experimental phase (140 days) was divided into five periods of 28 days to evaluate the
performance of birds. The parameters evaluated were: body weight and food intake (measured
at the end of each period), motility, vigor, sperm concentration and morphological anomalies
(two times per period, with an interval of 14 days). Data were transformed to adjustment the
normality and after they were subjected to analysis of variance. The differences between
treatments were compared by Tukey test at 10% significance level. The average feed intake
during the experimental period was lower in birds fed 25-OH-D3 than males fed with
canthaxanthin and 25-OH-D3 diet, but the body weight was similar. The supplementation of
25-OH-D3 and canthaxanthin in diets improved the sperm concentration significantly. Males
fed with diets with 25-OH-D3 and, Canthaxanthin and 25-OH-D3 had the lowest level of
morphological anomalies in the semen. Canthaxanthin, 25-OH-D3, and Canthaxanthin and
25-OH-D3 when added to the diet improves the sperm motility and vigor of roosters.
Keywords: carotenoids, 25-hydroxycholecalciferol, sperm
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
GRÁFICO 1 - Concentração espermática de galos White Plymouth Rock nos períodos
experimentais, da 40ª a 59ª semana de idade...........................................................................45
GRÁFICO 2 - Alterações espermáticas de galos White Plymouth Rock nos períodos
experimentais, da 40ª a 59ª semana de idade...........................................................................46
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - Composição centesimal e perfil nutricional dos tratamentos.............................34
TABELA 2 - Quantidade recomendada dos princípios ativos dos produtos adicionados às
dietas experimentais..................................................................................................................34
TABELA 3 - Peso corporal médio (g/ave) de galos White Plymouth Rock ao final de cada
período e peso médio total........................................................................................................39
TABELA 4 - Consumo de ração total (g/ave/período) de galos White Plymouth Rock nos
períodos e consumo médio total................................................................................................40
TABELA 5 - Motilidade espermática (%) dos galos do I ao III período de análise com as duas
coletas .......................................................................................................................................40
TABELA 6 - Motilidade espermática (%) dos galos do IV ao V período de análise com as
duas coletas e a média total .................................................................................................41
TABELA 7 - Vigor espermático dos galos do I ao III período de análise com as duas
coletas........................................................................................................................................41
TABELA 8 - Vigor espermático dos galos do IV ao V período de análise com as duas coletas
e a média total ..........................................................................................................................42
TABELA 9 - Concentração espermática (número de células x108/ml) dos galos do I ao III
período de análise com as duas coletas ....................................................................................43
TABELA 10 - Concentração espermática (número de células x108/ml) dos galos do IV ao V
período de análise com as duas coletas e a média total ...........................................................43
TABELA 11 - Alterações morfológicas dos espermatozóides (%) dos galos do I ao III período
de análise com as duas coletas .................................................................................................44
TABELA 12 - Alterações morfológicas dos espermatozóides (%) dos galos do IV ao V
período de análise com as duas coletas e a média de total........................................................44
RELAÇÃO DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS
µg e mcg micrograma (s)
mg miligrama (s)
g grama (s)
kg quilograma (s)
kcal quilocaloria (s)
µm Micrômetro (s)
µl microlitro (s)
mm milímetro (s)
cm centímetro (s)
m metro (s)
ppm partes por milhão
ppb partes por bilhão
UI unidade internacional
% valor percentual
°C grau Celsius
PB proteína bruta
ROS espécies reativas ao oxigênio
PUFAS ácidos graxos poliinsaturados
MSV membrana do saco vitelínico
LISTA DE ANEXOS
ANEXO A - Foto dos galos White Plymouth Rock utilizados no experimento......................57
ANEXO B - Vista parcial do galpão experimental...................................................................57
ANEXO C - Vista parcial das unidades experimentais............................................................58
ANEXO D - Controle de temperatura ambiente dentro do aviário experimental.....................59
ANEXO E - Gráfico da variação da temperatura ambiental dentro do aviário experimental...60
ANEXO F - Ave sendo pesada no final de um dos períodos experimentais para obtenção do
parâmetro peso corporal............................................................................................................61
ANEXO G - Coleta de sêmen.................................................................................................62
ANEXO H - Manuseio do ejaculado para análise espermática..............................................62
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ..................................................................................................................... 13
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .............................................................................................. 15 2.1 Características reprodutivas dos galos ............................................................................ 15 2.2 Carotenóides ................................................................................................................... 21
2.3 Vitamina D e 25-OH-D3 ................................................................................................. 26 2.4 Cantaxantina e 25-hidroxicolecalciferol ......................................................................... 30
3 MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................... 32 3.1 Local e Período ............................................................................................................... 32
3.2 Instalações, Aves e Manejo ............................................................................................ 32 3.3 Tratamentos .................................................................................................................... 33 3.4 Parâmetros mensurados .................................................................................................. 35
3.4.1 Peso corporal e consumo alimentar ......................................................................... 35
3.4.2 Análises espermáticas .............................................................................................. 35 3.4.2.1 Motilidade e vigor espermáticos........................................................................... 36
3.4.2.2 Concentração espermática .................................................................................... 36 3.4.2.3 Morfologia espermática ........................................................................................ 37
3.5 Delineamento experimental ............................................................................................ 37
3.6 Análise estatística ........................................................................................................... 37
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................................... 39 5 CONCLUSÕES ..................................................................................................................... 47 6 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .................................................................................. 48
7 ANEXOS ............................................................................................................................... 56
1 INTRODUÇÃO
A evolução da avicultura no contexto mundial e a necessidade de abastecimento dos
mercados consumidores de proteína de origem animal (carne e ovos) promovem avanços no
melhoramento genético, no manejo alimentar e ambiental, na produção avícola, elevando o
potencial produtivo das aves. A garantia de alcançar a quantidade necessária de aves para o
abate e de aves para a produção de ovos de consumo, depende principalmente das matrizes de
linhagens pesadas e matrizes de linhagens leves respectivamente (Soares; Beletti, 2006).
A grande importância das matrizes, para o segmento avícola, pode ser observada pelos
índices zootécnicos do segmento, no qual o alojamento acumulado até julho de 2009 foi de
25,642 milhões de matrizes pesadas e 118,133 mil de matrizes de postura de ovos de casca
marrom (UBA, 2009). Partindo dessa realidade, as matrizes são exploradas ao máximo em
seus recursos reprodutivos.
Apesar da proporção de machos representar apenas 10% em relação à das fêmeas, os
machos contribuem com 50% da carga genética do plantel e são fundamentais para a
fertilidade. Bongalhardo et al. (1994), estudando as características seminais dos galos,
encontraram correlações positiva entre características seminais de galos e fertilidade dos ovos.
Tem-se observado, entretanto, uma queda nos parâmetros reprodutivos nos últimos
anos que poderia ser atribuída à falta de atenção ao macho reprodutor, em relação à seleção no
que se refere à fertilidade (Celeghini et al., 2001).
A nutrição é um dos fatores que afetam a fertilidade dos galos, além da temperatura
ambiente, o fotoperíodo, as patologias e o manejo, sendo que a produção de espermatozóides
e a fertilidade são influenciadas pela alimentação, tanto no período de crescimento, quanto no
de produção (Etches, 1996). Porém, segundo Danikowski et al. (2002), o manejo nutricional
das fêmeas tem recebido maior ênfase, enquanto, que a nutrição dos galos tem sido deixada
em segundo plano.
Atualmente, as informações sobre os fatores nutricionais que influenciam o
desempenho reprodutivo dos galos, não estão de acordo com a importância dos mesmos no
processo reprodutivo (Danikowski et al., 2002). Para tanto, a utilização de aditivos
alimentares, advindos da biotecnologia moderna, é primordial, pois podem aumentar a
produtividade e/ou reduzir os custos das criações avícolas, onde a alimentação representa
cerca de 70% do custo de produção (Araujo, 2005).
14
Entre os aditivos que estão sendo estudados, estão os carotenóides, pois apresentam
funções antioxidantes, pigmentantes, pró-vitamina e imunomoduladoras (Williams et al.,
1998). Segundo Bendich; Olson (1989), os carotenóides não são sintetizados pelas aves então
devem ser ingeridos através da dieta, e a sua concentração na dieta está relacionada
diretamente a sua concentração nos tecidos, associando-se principalmente com os lipídios dos
tecidos e células de origem animal, incluindo membranas. Tendo em vista que os fosfolipídios
são os principais componentes lipídicos dos espermatozóides, os quais possuem altas
quantidades de ácidos graxos poliinsaturados, sugere-se que a composição de lipídios e ácidos
graxos dos espermatozóides pode ser um fator determinante das taxas de fertilidade (Martin
Rillo et al., 1996).
Estudos buscando fontes alternativas de vitamina D3 tais como 1,25(OH)2D3 e
25-OH-D3, vêm sendo realizados, pois, podem estar relacionadas com melhorias do
crescimento esquelético das aves, produção de ovos, qualidade de casca e reprodução, já que
esta vitamina está diretamente envolvida no equilíbrio de cálcio e fósforo (Smith et al. 2007).
Neste contexto, o trabalho teve como objetivo avaliar dietas contendo Cantaxantina e
25-hidroxicolecalciferol (25-OH-D3) sobre o desempenho e as características seminais de
galos da raça White Plymouth Rock.
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Características reprodutivas dos galos
O sistema reprodutor do galo é basicamente constituído por testículos, epidídimos,
vasos deferentes, e falo. Diferentemente do que ocorre em mamíferos, o macho das aves não
possui órgãos reprodutores acessórios (Sesti, 2003).
Os testículos são estruturas pares, intracavitárias, localizadas na região cranial do rim
e aderidas à parede dorsal do corpo (Sesti, 2003). Correspondem a 1% do peso vivo das aves e
apresentam algumas particularidades que os diferenciam dos mamíferos. Eles estão
localizados na cavidade abdominal, a uma temperatura entre 41 e 43°C e mesmo assim ocorre
a espermatogênese (Sturkie; Opel, 1976).
Nos machos das espécies avícolas, os testículos tem a função dupla de produzir
espermatozóides (espermatogênese) e produzir e secretar hormônios esteróides. Os hormônios
reprodutivos produzidos pelos testículos são principalmente os andrógenos, sendo a
testosterona o mais importante (Sesti; Ito, 2000).
As fêmeas só apresentam o ovário esquerdo funcional, mas nos machos ambos os
testículos são funcionais. Os testículos das aves são maiores, em relação ao peso corporal, do
que dos mamíferos, sendo o esquerdo de 0,3 a 0,5 g mais pesado que o direito (Etches, 1996).
O desenvolvimento testicular do galo é caracterizado por três fases. A primeira fase é
denominada pré-puberal (1 dia de idade a 10/12 semanas) quando ocorre um grande aumento
do peso dos testículos, que passam dos 3 mg, ao primeiro dia, a 500 mg com 10 a 12 semanas
de idade. Há intensa multiplicação das células de Sertoli. A segunda, chamada fase puberal
(12 a 22/24 semanas), caracteriza-se pelo aparecimento dos primeiros espermatozóides nos
tecidos, cujo peso aumenta muito rapidamente, de forma exponencial, até alcançar 25 a 30 g,
com 22/24 semanas de idade. A terceira fase ou fase adulta, o peso dos testículos permanecem
praticamente o mesmo de 24 até 39 semanas, começando então, a decrescer a partir das 40
semanas de idade (Adjanohoun, 1994).
Segundo este autor a produção de espermatozóides atinge seu máximo entre 24 e 30
semanas de idade e, assim, permanecem até aproximadamente 40 semanas e, então, decresce
na medida em que os machos envelhecem. A queda de fertilidade com a idade é variável de
16
um macho para outro, e será retardada ou acelerada por diferentes fatores ambientais e de
manejo.
Os testículos estão rodeados de tecido conjuntivo, contendo os tubos seminíferos e as
células de Leydig, dispersas entre os espaços tubulares. As células de Leydig são secretoras
de andrógenos, sendo o principal a testosterona. Os túbulos seminíferos de galos imaturos são
alinhados por uma camada simples de células de Sertoli e espermatogônias. Já os machos
maduros possuem túbulos de forma irregular, alinhados por um epitélio germinativo de
múltiplas camadas (Bakst; Bahr, 1995).
O epitélio dos túbulos seminíferos também é chamado de epitélio germinativo, pois
originará as células germinativas masculinas, que são os espermatozóides. O ciclo desse
epitélio compreende a sua proliferação, a qual é seguida de regressão. A proliferação epitelial
é também referida como espermatogênese. A espermatogênese é a citodiferenciação sofrida
pelas espermátides, para se tornarem espermatozóides (Sesti, 2003).
Na primeira etapa da espermatogênese as espermatogônias que são células diplóides e,
portanto, se dividem mitoticamente para manter constante a população de células-tronco da
espermatogênese. Estas células dão origem aos espermatócitos, que passam pelo processo de
meiose. Resultando em células haplóides, as espermátides, que sofrem uma série progressiva
de modificações estruturais e de desenvolvimento, e dão origem aos espermatozóides
(espermiogênese). As células germinativas em desenvolvimento estão associadas às células de
Sertoli, ou células sustentaculares, que as envolvem durante o desenvolvimento. Estas células
proporcionam um microambiente preciso para que ocorram as diferenciações celulares
durante a espermatogênese (Garner, 2004).
Os vários estágios da espermatogênese em espécies aviárias são de curta duração em
comparação com os mamíferos. Enquanto que, o intervalo do início da meiose até a formação
completa do espermatozóide é de, aproximadamente, 26 dias no rato e 37 dias no touro,
somente, 14 dias são necessários para o galo e o pato, 11 dias para a codorna e 14 dias para a
galinha d’angola (Marchand et al. 1997; Amir et al.,1963; Brillard,1981, apud Maciel, 2006).
Segundo Etches (1996), o número de células de Sertoli presente nos testículos é
proporcional ao tamanho e peso dos mesmos e, por isso, a produção diária de sêmen varia
com o tamanho testicular. Existe uma correlação direta entre tamanho de testículo e produção
de sêmen. Em geral, machos reprodutores de frangos de corte produzem mais sêmen que
aqueles reprodutores de poedeiras.
Os galos não possuem vesículas seminais, glândulas bulbouretrais nem próstata.
Estreitamente, justaposto a cada testículo, há uma estrutura denominada epidídimo. A região
17
do epidídimo consiste em tubos eferentes que transportam o esperma desde o testículo até o
ducto epididimário, que é visível na superfície do epidídimo (Burke, 1996).
Os epidídimos dos galos não são caracteristicamente enrolados e subdivididos como a
maioria dos mamíferos. Os espermatozóides passam dos túbulos seminíferos, através dos
túbulos retos, para os ductos eferentes. A partir dos ductos eferentes, os espermatozóides
atravessam uma série de ductos conectados e, são, então, transportados para o lúmen dos
epidídimos. Em conjunto, estes ductos são denominados de região epididimária (Rutz et al.,
2007).
A região epididimária compreende os túbulos retos, ductos eferentes distais e
proximais, um túbulo curto de conexão e o ducto do epidídimo (Hess et al., 1976). Em aves,
os ductos compõem mais do que 70% da região epididimária, sugerindo que os ductos
eferentes representam um componente mais importante da região epididimária (Clulow;
Jones, 1988). As principais funções dos ductos eferentes em todas as espécies incluem
reabsorção de fluído, transporte, concentração espermática e secreção protéica (Ilio; Hess,
1994).
O ducto do epidídimo abre-se dentro do ducto deferente o qual é o primeiro local de
armazenamento de espermatozóides no galo. O ducto deferente é um tubo bastante enrolado,
o qual na sua extremidade distal, torna-se reto e dilata-se levemente, passa através da parede
da cloaca e termina como extensão semelhante a uma papila que se projeta dentro da cloaca
(Rutz et al., 2007). O falo é o órgão copulatório rudimentar do galo, é pequeno e não funciona
como órgão para penetração. O sêmen é transferido para a fêmea pelo contato do falo
rudimentar e a vagina evertida da fêmea (Burke, 1996).
O sêmen é uma mistura de células espermáticas e líquidos de transporte. Nas aves
domésticas, o ejaculado característico tem alta concentração e baixo volume. A concentração
do sêmen coletado artificialmente é muito variável, estando às células espermáticas
misturadas com líquidos secretados a partir do aparelho fálico ingurgitado e, muitas vezes
com resíduos dos sistemas digestivo e urinário. Esses fatores não são facilmente controláveis
e, em conseqüência disso, consideráveis variações no volume e na composição do sêmen têm
sido observada (Burke, 1996).
A produção diária de espermatozóides parece ocorrer em ritmo constante, da mesma
forma que o volume do ejaculado. Estes parâmetros são reduzidos quando o sêmen é coletado
com maior freqüência e com o avançar da idade (Etches, 1996)
As características seminais, tais como volume seminal, concentração espermática e
motilidade espermática são influenciadas pela idade dos galos, aumentando nas primeiras
18
semanas reprodutivas até alcançar a maturidade sexual completa e, diminuindo após um
período de pico de produção (Cerolini, 1997).
Antes ou durante o alojamento das aves no aviário de produção, as características
seminais dos galos de matrizes pesadas podem ser avaliadas. De acordo com Donoghue
(1999), os procedimentos de avaliação seminal podem ser uma técnica interessante no manejo
dos galos (Hammerstedt, 1996).
Segundo Burke (1996), os espermatozóides das aves são compostos por acrossoma,
cabeça, peça intermediária e cauda. Porém, diferente dos mamíferos, a cabeça é estreita e
alongada (0,5 x 12 µm), com um pequeno acrossoma cobrindo a extremidade apical do
núcleo. Nos galos e perus, o comprimento total do espermatozóide é de cerca de 10 µm e o
diâmetro de cauda é de cerca de 0,5 µm ou ligeiramente menor, dando ao espermatozóide
uma forma filiforme.
Trabalhos sobre morfologia espermática em galos são bastante escassos e em menor
número são aqueles que relacionam esses achados a problemas reprodutivos. As anomalias
espermáticas são incompatíveis com a boa fertilidade, qualquer alteração nas características
morfológicas pode comprometer a motilidade e a sobrevivência do espermatozóide (Maciel,
2006).
Segundo Correa; Arceo (1995), a percentagem de defeitos espermáticos é maior no
início da vida reprodutiva dos galos (16%) e diminui ao alcançar a maturidade sexual (11%).
Variações no peso corporal alteram a morfologia espermática, sendo mais evidente em
animais com excesso de peso (Jaenisch, 1998).
Moss et al. (1978) afirmam que todas as amostras de sêmen das diferentes espécies
animais contem uma proporção de células anormais. Elas podem ser classificadas em
anormalidades primárias, originadas durante o desenvolvimento dos espermatozóides no
túbulo seminífero e secundárias, que são alterações que ocorrem após a formação completa do
espermatozóide, durante a passagem pelo epidídimo.
Muitos estudos têm registrado a ausência de espermatozóides morfologicamente
anormais no lúmen das glândulas hospedeiras de espermatozóides, pode ser concluído que
existe um mecanismo eficiente na seleção espermática na vagina para eliminar parte da
população espermática inicial, criando assim condições para a seleção de uma subpopulação
limitada, mas altamente selecionada de espermatozóides (Brillard, 1993).
A quantidade de espermatozóides depositados na vagina das aves excede (em bilhões)
o número de células espermáticas necessárias para fertilizar de 1 a 15 oócitos. Pesquisas
conduzidas em perus e galináceos demonstraram que somente de 1-2% da população inicial
19
de espermatozóides alcançam as glândulas hospedeiras da junção útero-vaginal. Destes,
aproximadamente 1% (ou 0,0001% da dose utilizada na inseminação artificial) alcançam o
infundíbulo (Brillard; Bakst, 1990; Brillard, 1993; Bakst et al., 1994).
Os espermatozóides devem apresentar motilidade e sobreviver no ambiente vaginal
para alcançar as glândulas hospedeiras de espermatozóides (criptas que armazenam
espermatozóides na galinha durante longos períodos). Este armazenamento assegura a
disponibilidade espermática e a probabilidade de fertilização. Após ser liberado das glândulas
hospedeiras de espermatozóides e de deslocarem para o infundíbulo, os espermatozóides
devem ser capazes de se ligar e penetrar na membrana perivitelínica (camada simples não
celular que envolve o óvulo) e fertilizar o óvulo. É importante que cada etapa seja bem
sucedida para que ocorra o sucesso da fertilização (Rutz et al., 2007).
Estudos iniciais demonstraram que a migração espermática aos sítios de
armazenamento é um processo ativo onde a motilidade individual e progressiva é necessária.
Assim, espermatozóides mortos ou que não apresentam motilidade não alcançam as glândulas
hospedeiras de espermatozóides (Allen; Grigg, 1957).
A motilidade é um dos testes utilizados para avaliar a qualidade do sêmen e tem sido
considerada um bom indicador da viabilidade espermática em geral. Porém, deve ser
reconhecida como apenas um dos fatores para a estimativa da fertilidade (Gomes, 1970).
Froman; Feltman (1998 apud Maciel, 2006), afirmam que em estudo com galos
selecionados para baixa e alta motilidade espermática, observaram que estes últimos
produziram sêmen com maior capacidade fertilizante. Bowling et al. (2003), verificaram
resultado semelhante, encontrando ainda menor percentagem de anomalias espermáticas em
galos com maior motilidade espermática. Lake (1971 apud Maciel, 2006), afirma que a
variação média da motilidade espermática em galos está entre 60% e 80%.
Segundo Rutz et al. (2007) os espermatozóides possuem algumas características que
devem ser identificadas para avaliação: 1) Devem apresentar motilidade para atravessar a
vagina e alcançar as glândulas hospedeiras de espermatozóides; 2) O armazenamento de
espermatozóides nas glândulas hospedeiras pode ser quantitativamente avaliado; 3) A
capacidade dos mesmos de se ligar à membrana perivitelínica pode ser avaliada in vitro. Esta
capacidade pode ser avaliada usando um extrato solubilizado da camada perivitelínica da
gema para determinar a ligação espermática in vitro (Barbato et al., 1998); 4) O número de
espermatozóides presentes no local da fertilização no momento da ovulação pode ser
estimado.
20
Segundo Cerolini et al. (1997), os espermatozóides são células especializadas
consistindo de várias estruturas de membrana. Suas propriedades físicas e integridade
funcional determinam funções fisiológicas importantes, incluindo motilidade e capacidade
fertilizante.
Entre os vários nutrientes que exercem efeito sobre a biologia dos espermatozóides
estão os lipídeos (Kelso et al., 1997). Existem poucas pesquisas relacionadas com a sua
influência sobre a fertilidade em aves. Além da função energética, os lipídeos também são
componentes celulares de membranas biológicas. Em todas as espécies, os fosfolipídios são
os principais componentes lipídicos dos espermatozóides, caracterizados por conter grandes
quantidades de ácidos graxos poliinsaturados – PUFAs, o que sugere que a composição de
lipídios e ácidos graxos dos espermatozóides pode ser um fator determinante das taxas de
fertilidade (Martin Rillo et al., 1996).
Os PUFAs são materiais oxidáveis, por possuírem duplas ligações que formam
radicais livres ao se juntarem ao O2 metabólico, dando origem aos peróxidos. Um dos
antioxidantes mais utilizados na membrana é a vitamina E, que neutraliza os radicais livres,
evitando assim os danos celulares, que ocasionam desarranjos metabólicos como, por
exemplo a inibição de atividades enzimáticas (McDowell, 1989).
Segundo Surai (2002), a composição lipídica do sêmen de aves é um fator
determinante na sua qualidade. Espermatozóides de galos apresentam um alto conteúdo de
ácidos graxos poli-insaturados. Bongalhardo et al. (2002) em um estudo constataram que a
membrana plasmática da cabeça apresentou menos ácidos graxos poliinsaturados que o corpo
espermático. A membrana plasmática da cabeça do espermatozóide contém maior nível de
esfingomielina e fosfatidilserina e menos fosfatidilcolina e fosfatidiletanolamina que a
membrana do corpo espermático. No espermatozóide peroxidado, a fluidez diminui e a
capacidade de fertilização também (Aitken, 1995).
Sendo o espermatozóide aeróbio, o oxigênio torna-se um elemento essencial para
manutenção de suas funções. Porém, este elemento pode ocasionar sérios danos à célula
espermática, caso esteja presente em elevadas concentrações, o que ocorre, por exemplo,
quando ocorre elevada elaboração de (ROS) espécies reativas ao oxigênio (Ortega, 2003).
Segundo Bilodeau et al. (2002), os espermatozóides e os leucócitos presentes no
sêmen são capazes de gerar ROS e que a susceptibilidade do espermatozóide aos danos
oxidativos causados pelos ROS decorrem da alta quantidade de ácidos graxos polinsaturados
presentes na sua membrana plasmática. Estes ácidos graxos são altamente predispostos ao
21
ataque dos radicais livres e conseqüentemente, a peroxidação dos lipídios. A acumulação de
peróxidos de lipídios na superfície do espermatozóide causa disfunção e morte celular.
Rutz et al. (2007), afirmaram que um sistema antioxidante é crucial para a manutenção
da integridade da membrana espermática e para as propriedades fisiológicas, incluindo fluidez
de membrana, flexibilidade e permeabilidade necessária para o processo de fertilização.
Assim, um sistema antioxidante eficiente é necessário para proteger as membranas
espermáticas da ação peroxidativa.
O espermatozóide possui um sistema intracelular de defesa antioxidante contra as
ROS, que consiste principalmente, de enzimas como: superoxido dismutase (SOD), catalase,
glutationa peroxidase e redutase, bem como, antioxidantes não enzimáticos como: ácido
ascórbico e a-tocoferol (Aitken, 1995).
Surai (2002), sugeriu um sistema antioxidante para espermatozóides que inclui três
níveis de defesa, responsáveis para manter as funções espermáticas em várias condições de
estresse. A superóxido dismutase juntamente com a glutationa peroxidase e proteínas
carreadoras de metais, compreende a primeira linha de defesa antioxidante, responsável por
impedir a formação de radicais livres. Antioxidantes naturais, juntamente com a glutationa
peroxidase perfazem a segunda linha de defesa antioxidante que atua na prevenção e
neutralização da formação da cadeia e sua propagação. O terceiro nível de defesa é em um
sistema enzimático responsável pela reparação e remoção de moléculas lesadas na célula.
Em geral, o sêmen de aves contém vitamina E, vitamina C, glutationa, glutationa
peroxidase e a superóxido dismutase. A mitocôndria é responsável pela produção de energia
para manter a motilidade espermática. Durante este processo ocorre a formação de radicais
livres. Assim, a presença de glutationa peroxidade nesta região auxilia na neutralização de
radicais livres, impedindo a peroxidação lipídica e mantendo a qualidade espermática (Rutz et
al., 2007).
2.2 Carotenóides
Carotenóides são moléculas orgânicas com funções antioxidantes, pigmentantes, pró-
vitamina e imunomoduladoras. Os animais e o homem não são capazes de sintetizar esses
pigmentos, mas são capazes de fazer algumas alterações fundamentais para a estrutura
química. Tais compostos participam ainda de funções vitais, fazendo parte de pigmentos
22
estruturais importantes. Vários compostos de fórmulas estruturais isoméricas ou derivados de
carotenóides têm a capacidade de serem convertidos em vitamina A (Williams et al., 1998).
Entre características químicas e biológicas dos carotenóides, encontra-se um sistema
de duplas ligações conjugadas responsáveis pelo poder corante e, pela ação antioxidante.
Apesar disso esse sistema também é responsável pela instabilidade e conseqüente
isomerização e oxidação das moléculas de carotenóides durante o processamento e a
estocagem do alimento que o contém (Rodrigues-Amaya, 1999).
Os carotenóides são quimicamente definidos como tetraterpenóides C40
(hidrocarbonetos de ocorrência natural e seus derivados), ou seja, união de oito unidades
isoprenóides (C5) de cinco átomos de carbono, formando uma cadeia carbônica de quarenta
átomos de carbono, exceto a crocetina e a bixina, que possuem menos de quarenta átomos de
carbono na cadeia carbônica. A cadeia carbônica de alguns carotenóides apresenta um ou dois
anéis β-ionona nas extremidades (Villela, 1976).
As cetonas são carotenóides que possuem grupos carbonilas ligados aos anéis iononas.
São exemplos: a equinenona (4-ceto-β-caroteno), encontrada em invertebrados marinhos; a
cantaxantina (4.4’-diceto-β-caroteno), presente em cogumelos; a astacina (3,3’,4,4’-tetraceto-
β-caroteno), responsável pela cor da carcaça de crustáceos (Morais, 2006).
Cada carotenóide possui um padrão individual de absorção, transporte no plasma e
metabolismo. Os alimentos que possuem carotenóides, ao serem ingeridos, liberam no
estômago através da ação mecânica do trato digestivo na forma de gotículas de gordura.
Posteriormente, são emulsificados em gotas menores através de sais biliares. Então os
carotenóides são incorporados em micelas compostas de ácidos biliares, ácidos graxos livres,
monoglicerídeos e fosfolipídeos que serão absorvidos pelas células da mucosa duodenal por
um mecanismo envolvendo a difusão passiva, mecanismo similar ao colesterol. Todos
carotenóides, pró-vitamínicos ou não, são incorporados aos quilomícrons e transportados da
mucosa intestinal para corrente sanguínea através do sistema linfático. Os carotenóides
também podem ser transportados por outras lipoproteínas, como a lipoproteína de alta
densidade (VLDL) (Parker, 1996).
Segundo Bendich; Olson (1989), os carotenóides são associados principalmente com
os lipídios dos tecidos e células de origem animal, incluindo membranas. Carotenóides não
são sintetizados pelas aves então devem ser ingeridos através da dieta, e a sua concentração na
dieta está relacionada diretamente a sua concentração nos tecidos. Inúmeras experiências
comprovam que um dos fatores influente na deposição de carotenóides é que haja
23
disponibilidade de grupos funcionais que contenham oxigênio, como hidroxila, acetona, éster
ou outros grupos, que apresente características polares.
Dentre os carotenóides mais intensamente oxigenados destacam-se a astaxantina,
presente na levedura basidiomiceta róseo-alaranjada Xanthophyliomyces dendrorhous e a
cantaxantina pigmento das plumas do flamingo, do guará maranhense e do “champignon”
Cantharellus cinnabarinus. O consumo desses carotenóides está crescendo devido as
atividades industriais de aquicultura (“fish farmning”) e avicultura (Fontana et al., 2000).
Os carotenóides são eficientes na interação com oxigênio e são igualmente eficazes
para neutralizar os radicais livres. No entanto, a atividade antioxidante é altamente
dependente do tipo de carotenóide, da sua natureza, a quantidade de oxigênio do meio, e de
interação com outros antioxidantes (Rock et al., 1997; Edge et al., 1997).
Por apresentarem propriedades antioxidantes, os carotenóides protegem as células de
danos oxidativos provocados por radicais livres (são átomos ou moléculas altamente reativos,
contendo um ou mais elétrons desemparelhados nos orbitais externos, que formam um campo
magnético e atraem qualquer composto próximo à sua órbita externa) e por espécies reativas
de oxigênio (ROS). ROS são moléculas não radicalares derivadas do oxigênio, como peróxido
de hidrogênio (H2O2), que podem ser gerados no citoplasma, nas mitocôndrias, ou na
membrana, atacando lipídios, proteínas, carboidratos e DNA (Shami; Moreira, 2004).
A proteção antioxidante é fornecida pelos carotenóides acíclicos, que possuem nove
ou mais duplas ligações conjugadas, eles são capaz de retirar do meio espécies altamente
reativas de oxigênio (McBride, 1996). A ordem crescente de capacidade de sequestrar o
oxigênio singleto por parte dos carotenos e xantofilas é: licopeno, astaxantina ou
cantaxantina, β-caroteno ou bixina, luteína e crocina (Fontana et al., 2000).
Alguns estudos sugerem que carotenóides são capazes de funcionar eficazmente como
antioxidantes durante a incubação, mesmo na presença de oxigênio atmosférico. Em
experimentos com matrizes de corte onde todas as aves foram alimentadas com dietas ricas
em vitamina. E, foi possível ver que os efeitos antioxidantes podem ser alcançados através de
interações entre carotenóides e vitamina E (Edge et al., 1997). O nível de vitamina E no
fígado de pintos de um dia foi também significativamente elevado quando as matrizes
receberam alta quantidade de carotenóides na dieta. Sendo reflexo das propriedades
antioxidantes dos carotenóides, impedindo a depressão de níveis de vitamina E durante
períodos de estresse oxidativo, tais como o processo incubação (Surai et al., 1999).
Conforme Meléndez-Martinez et al. (2004), os carotenóides α-caroteno, β-caroteno, e
β-criptoxantina são carotenóides que possuem alta atividade pró-vitamina A, pois apresentam
24
ao menos um anel ionona no final de sua estrutura. Enquanto isso, a luteína, o licopeno e a
cantaxantina tem pouca ou nenhuma atividade pró-vitamina A, pois não apresentam o anel
ionona nas suas estruturas químicas.
Segundo Garcia et al. (2002), a pigmentação resulta da deposição de xantofilas (grupo
de pigmentos carotenóides) na gema do ovo. As fontes de pigmentos carotenóides podem ser
naturais, como por exemplo, as do grupo do milho e do pimentão vermelho, entre outros.
Podem ser empregados também carotenóides sintéticos, tais como a cantaxantina 10%
(pigmento vermelho) e o etil éster beta apo-8-caroteno (pigmento amarelo). A cantaxantina,
que é o carotenóide responsável pela coloração vermelha dos flamingos e de outras espécies
de aves, vem sendo muito utilizada na alimentação de aves, buscando aumentar a coloração
da carcaça de frangos de corte e da gema dos ovos.
Angeles; Scheideler (1998), comparando duas dietas basais (glúten de milho e farelo
de alfafa) com dois níveis de xantofilas (45 e 60 ppm) e duas fontes sintéticas (carophyll
amarelo e carophyll vermelho) durante 8 semanas, observaram diferenças significativas
apenas na coloração das gemas sendo que o desempenho não foi influenciado pelo efeito dos
tratamentos. Também Baião et al. (1996), avaliando três fontes de pigmentos amarelos e duas
fontes de pigmentos vermelhos, observaram efeitos significativos sobre a pigmentação das
gemas e não sobre o desempenho.
Os ovos possuem em sua constituição aproximadamente 11% de lipídios, localizados
principalmente na gema (33 a 35%). Os lipídios presentes na gema possuem um papel
importante no desenvolvimento do embrião, servindo como fonte de energia, ácidos graxos e
vitaminas lipossolúveis. Esses lipídios sofrem instaurações adicionais no fígado do embrião
para formar ácidos graxos polinssaturados de cadeia longa (PUFAs). Altas concentrações de
PUFAs nas membranas celulares aumentam a susseptibilidade à degradação por peróxidos.
Estudos têm sugerido, que os sistemas antioxidativos dos embriões se baseiam na interação de
vários antioxidantes, e que os carotenóides são uma parte essencial nesses sistemas. Entre os
carotenóides, a cantaxantina se caracteriza pela sua atividade antioxidante relativamente
elevada. É facilmente transferida para a gema e distribuída para os tecidos do embrião (Surai,
2003).
Segundo Surai; Speake (1998), o perfil de carotenóides presentes na gema do ovo é
altamente dependente do tipo de carotenóides presentes na dieta que foi consumida pela
matriz de postura. Mas outros fatores relacionados às galinhas poedeiras, também são
importantes determinantes do perfil nutricional da gema, tais como, a eficiência de absorção
25
dos diferentes carotenóides no intestino e na medida em que os carotenóides são convertidos
em vitamina A na mucosa intestinal ou do fígado (Hamilton, 1992).
Uma vez que os carotenóides não são sintetizados pelas aves, eles devem ser
absorvidos da dieta, a concentração de carotenóides nos tecidos está relacionada com sua
concentração na dieta. Durante o desenvolvimento dos óvulos, xantofilas são depositadas na
gema de ovo (Hinton et al., 1974).
Durante a embriogênese, os carotenóides são transferidos a partir da gema para os
tecidos em desenvolvimento (Plack, 1963). O embrião das aves desenvolve-se dentro de um
sistema fechado, o ovo, que contém todos os nutrientes necessários para os 21 dias do
processo de desenvolvimento embrionário (Speake et al., 1998). A gema é rica em lipídios,
vitaminas lipossolúveis E e A, e também uma gama de carotenóides (Griffin et al., 1984).
Segundo Noble; Cochi (1990), durante o desenvolvimento embrionário, os lipídios e
componentes associados são transferidos a partir da gema à membrana que envolve o saco
vitelino (MSV) por fagocitose. Dentro da MSV, os lipídios formam conjuntos com a vitamina
E, carotenóides e proteínas para formar partículas de lipoproteínas, que são liberadas na
circulação embrionária (Maldjian et al., 1995; Surai et al., 1996).
A ação da lipase lipoprotéica nos capilares do tecido adiposo do embrião e do
músculo, gera resíduos de lipoproteínas que consiste principalmente em ésteres de colesterol,
mas que também contém vitamina E e carotenóides e são depositados no fígado embrionário.
Assim, altos níveis de vitamina E e carotenóides acumulam no fígado, particularmente
durante os últimos dias de desenvolvimento do pintainho (Surai et al., 1996). O fígado,
portanto, funciona como um local de acúmulo de carotenóides durante a vida embrionária e
depois como centro de sua redistribuição deles após a eclosão. Foi demonstrado que para os
primeiros 9 dias de desenvolvimento pós-natal a concentração de carotenóides no fígado de
galinha, peru, pato e ganso diminuiu aproximadamente 3 vezes, indicando a importância das
reservas carotenóides que foram acumulados no fígado durante o desenvolvimento
embrionário (Surai et al., 1998).
Quando matrizes de corte foram alimentadas com a dieta suplementada com a luteína,
a concentração de carotenóide presente no plasma de frangos de corte foi elevada e esta
diferença em relação aos frangos que consumiram o tratamento controle foi mantida por até 5
semanas pós eclosão (Haq et al., 1995). Portanto, a dieta materna determina a concentração de
carotenóides no plasma dos pintos durante o desenvolvimento pós-natal.
Vários aspectos da ação do carotenóide podem ser considerados benéficos para o
desenvolvimento do embrião. Os carotenóides podem aumentar a capacidade antioxidante
26
total disponível para o embrião, protegendo assim os tecidos em desenvolvimento dos efeitos
prejudiciais de espécies reativas de oxigênio e radicais livres (Sies; Stahl, 2003). Essa
proteção é importante, porque vários tecidos do embrião das aves são ricos em lípidos
poliinsaturados que são muito suscetíveis a peroxidação (Speake et al., 1998).
As pesquisas atuais sugerem que o embrião de aves tem acesso a um sistema
integrado, sendo o sistema antioxidante, os compostos de derivados da gema (por exemplo, a
vitamina E, carotenóides, selênio) e de compostos sintetizados pelo embrião (por exemplo,
ácido ascórbico, glutationa), resultando em vários componentes agindo em sinergia (Surai,
2002). Carotenóides podem dar grande contribuição a essa ação integrada uma vez que eles
são eficazes na captura de radicais livres, especialmente na baixa tensão de oxigênio que
prevalecem em tecidos embrionários (Rice-Evans, 1997).
Trabalhando com pintos provenientes de ovos incubados enriquecidos com
carotenóides Surai; Speake (1998), observaram uma maior resistência à peroxidação lipídica
nos tecidos dessas aves. Também no início da vida das aves os carotenóides, tem papel
importante na função imune. Em animais adultos, os carotenóides ajudam a prevenir a
infecção por reforçar respostas mediadas por células humorais (Chew; Park, 2004). Sendo um
dos papeis dos carotenóides, no desenvolvimento inicial de aves, o melhor desenvolvimento
do sistema imune pela alta concentração de carotenóides presentes na bursa após a eclosão.
Segundo Koutsos et al. (2003), a capacidade de incorporar os carotenóides dietéticos no timo,
plasma e fígado foi bastante danificado em pintos que foram privados de carotenóides durante
a vida embrionária.
2.3 Vitamina D e 25-OH-D3
Estruturalmente a vitamina D é semelhante a esteróides, por apresentar um núcleo
peridrociclopentanofenantreno. Este é composto por quatro anéis (ABCD) fundidos, porém o
rompimento da ligação C9 com C10 no anel B desta estrutura é o responsável pela
classificação da vitamina D como um seco-esteróide (composto que ocorreu a abertura de um
anel) sendo, portanto, o diferencial entre hormônios esteróides e calciferóis (Norman, 1987).
A vitamina D3 é fornecida para animais tanto através da conversão do 7-
desidrocolesterol a colecalciferol na pele ou a partir de fontes dietéticas. Uma forma derivada
27
de vitamina D, tanto sintetizada internamente ou a partir de fontes dietéticas, é
metabolicamente ativada no fígado pela hidroxilação na posição 25. Esta representa a forma
de vitamina D mais abundante no plasma. O rim é o segundo local onde ocorre hidroxilação.
Ele pode ocorrer tanto na posição C-1 para fornecer 1,25 (OH) 2D3 ou no C-24 para produzir
24,25 (OH) 2D3. Embora mais de 30 metabólitos de vitamina D tenham sido descritos, a 25-
(OH)-D3, 1,25-(OH)2-D3 e 24,25-(OH)-D3 são considerados os três metabólitos ativos
(Norman, 1987).
O 25-hidroxicolecalciferol (25-OH-D3) é um composto absorvido mais rapidamente
que os outros vitâmeros D (composto com mesma atividade biológica da vitamina), indicando
que tenha, possivelmente, um mecanismo de absorção diferenciado. Essa diferenciação tem
sido atribuída ao fato de que o 25-OH-D parece utilizar, preferencialmente, o sistema porta e,
em menor quantidade, a linfa (Stamp, 1974). Entretanto, outro estudo (Dueland et al., 1983)
sugere que toda forma de vitamina D é conduzida na linfa após a absorção, porém de maneira
diferenciada, sendo a vitamina D transportada pelos quilomicrons e o 25-OH-D3 por uma
proteína transportadora de ligação própria, que tem uma acentuada afinidade por esse
composto. De qualquer forma, sabe-se que o composto 25-OH-D3 é menos dependente de bile
e mais bem absorvido que a vitamina D propriamente (Van den Berg,1997).
Hormônios como paratormônio, estrógenos e diidroxicolecalciferol coordenam as
principais atividades do metabolismo ósseo, com vistas ao seu aumento em diâmetro e
comprimento durante o crescimento das aves. Sabe-se que quantidades adequadas de vitamina
D são requeridas para crescimento normal, maturação, mineralização e manutenção do tecido
ósseo maduro (Anderson; Toverud, 1994).
Essas duas vitaminas (D2 e D3) ao se formarem ainda são inativas, daí a necessidade
de ativá-las no fígado e no rim mediante a adição de grupos hidroxila, o que resulta na forma
hormonal ativa predominante, ou seja, o 1,25–diiidroxicolecalciferol ou calcitriol (Champe et
al., 2006). Tanto o colecalciferol como o ergocalciferol após absorção pela mucosa intestinal
passam à corrente sanguínea ligados à proteína de transporte. Na forma do complexo
proteína-vitamina D, estes princípios vitamínicos são transportados até o fígado.
No fígado o colecalciferol é hidroxilado no carbono 25 pela enzima 25-hidroxilase,
dando origem ao 25-hidróxi-D3 [25-(OH)D3], enquanto que o ergosterol evoluí para 25-
hidróxiergocalciferol (25-(OH)D2). Essa primeira hidroxilação enzimática é considerada
inversamente proporcional à quantidade de pigmento da pele e diretamente proporcional à
quantidade de exposição à luz solar. A regulação da hidroxilação é dependente do conteúdo
hepático de 25-(OH)D3, daí ser considerada como uma forma de vitamina D de significativa
28
importância, uma vez que sua presença no fígado reflete a respectiva reserva (Baynes;
Dominiczak, 2000).
Estes compostos mesmo em concentrações fisiológicas têm pouca atividade biológica,
necessitando de uma segunda etapa metabólica para tornarem-se ativos, o produto 25-(OH)D3
unido à proteína transportadora que tem alta afinidade e especificidade por esse metabólito, a
transcalciferina - uma alfa globulina também sintetizada pelo fígado – é transportado até os
rins (Grudtner et al., 1997). Só uma mínima quantidade de 25-(OH)D3 é encontrada
livremente, uma vez que o maior percentual se combina à fração protéica para ser
transportada até os rins, onde sofre a segunda hidroxilação, resultando no 1,25-
diidroxicolecalciferol [1,25-(OH)2D3], e 1,25- diidroxiergocalciferol [1,25-(OH) 2D2].
A vitamina D ingerida necessita ser mantida em suspensão no intestino delgado
proximal, para ser absorvida. Por ser lipossolúvel, esta vitamina depende da formação de
micelas que resultam da conjugação com os sais biliares para manter-se em suspensão no
meio aquoso do lúmen intestinal. Após ser absorvida pela membrana dos enterócitos por
difusão simples, é metabolizada e após é transportada através dos quilomícrons no sistema
linfático. Após alcançar a corrente sanguínea é incorporada ao fígado, onde é hidroxilada no
carbono, culminando com a formação da 25-(OH)D3 (Bianco et al.,1994). Entretanto, ressalta-
se que a maior parte da 25-(OH)D3 produzida é depositada no tecido adiposo, seu principal
reservatório, sendo que a deposição rápida é dependente de limitada regulação.
As ações mais importantes da vitamina D são a regulação e a manutenção dos níveis
plasmáticos de cálcio e fósforo, aumentando a captação intestinal, minimizando a perda renal
e estimulando a reabsorção óssea, quando necessário. Na célula muscular esquelética, a
vitamina D atua através do mecanismo clássico de ligação a um receptor nuclear e de ligação
a um receptor de membrana, realizando ações que envolvem o transporte de cálcio, a síntese
protéica e a velocidade de contração muscular. Existem várias evidências de que a vitamina D
participa de dois aspectos importantes da função neuro-muscular, isto é, a força muscular e o
equilíbrio. Especialmente no que se refere à célula muscular esquelética, sabe-se que a
vitamina D age através de um receptor específico exercendo ações que envolvem desde a
síntese protéica até a cinética de contração muscular (Pedrosa; Castro, 2005).
A vitamina D também pode ter influência em vários tecidos interagindo com genes
que modificam a biologia arterial, especialmente em relação à elastogênese, angiogênese e
imunomodulação. Níveis adequados de vitamina D são essenciais à saúde cardiovascular,
enquanto que os níveis tóxicos podem ter efeitos deletérios à parede artéria (Ziambra;
Dagogo-Jack, 1997).
29
O embrião também metaboliza a vitamina D presente na gema do ovo, utilizando-a
para formação do seu esqueleto (Rosa et al., 2009). A importância da vitamina D está
associada ao metabolismo do cálcio, e a transferência deste da casca para o embrião. Nem
todos os metabólitos de vitamina D produzem respostas consistentes (Surai, 2003).
Soares et al. (1995), afirmam que em aves, a vitamina D2 apresenta um décimo da
atividade da vitamina D3, o que segundo Hoy et al. (1988) é devido à maior afinidade das
proteínas ligadoras de vitamina D pela forma D3 em relação à D2. A forma ativa da vitamina
D3 apresenta, também, efeitos imunomoduladores que são observados sobre a população de
linfócitos, macrófagos e células citotóxicas naturais (natural killer), como também sobre a
produção e ação das citocinas (Bertolini; Tzanno-Martins, 2000).
As vitaminas podem interagir entre si tanto a nível dietético como metabólico. Este
fato merece consideração principalmente a nível dietético. Ainda na década de 30,
pesquisadores sugeriram que havia interação entre as vitaminas lipossolúveis A, D e E tanto
no homem como em animais. Interações ocorrem entre estas vitaminas lipossolúveis devido a
sua característica física de solubilidade lipídica (Ruiz; Harms, 1988). Abawi; Sullivan (1989),
evidenciaram uma interação significativa entre as vitaminas A, E e D sobre a concentração de
vitamina E no plasma de frangos . Um excesso de vitamina D protege os pintos contra efeitos
tóxicos da vitamina A (Veltmann et al., 1986).
Soares et al. (1978) estimaram que 25-(OH)-D3 é 2,5 a 4,5 vezes mais ativa que a
vitamina D pura para pintos. A suplementação de 3 mcg/kg de 1,25-(OH)-D3 ou 1-(OH)D3
satisfizeram as exigências de D3 (Edwards et al., 1992). Baseado em vários estudos com
1,25-(OH)-D3, registraram que a 1,25-(OH)-D3 é um hormônio esteróide, sendo um composto
metabolicamente ativo da vitamina D, apresenta atividade 10 vezes superior a da vitamina D3
na prevenção e cura do raquitismo (DeLuca, 1974).
A absorção e excreção de colecalciferol e 25-(OH)-D3 é diferente. Bar et al. (1980)
registraram que a absorção total de 25-(OH)-D3 foi significativamente superior (83,6%) a do
colecalciferol (66,5%) em pintos.
Edwards et al. (1992), registraram que a vitamina D3 sintetizada no animal, quando
catalisada pela luz ultravioleta, é mais ativa do que a vitamina D3 administrada oralmente na
ração. Possivelmente a eficiência das reações de hidroxilação necessárias para converter
colecalciferol para 1,25-(OH)2-D3 pode ser reduzido com o avançar da idade das poedeiras
(Elaroussi et al., 1994).
Estudando frangos de corte e perus, Bar et al. (1980), observaram que a absorção de
25-(OH)-D3 é mais eficiente quando comparada com vitamina D3 especialmente na porção
30
inicial do jejuno. Também observaram a menor secreção do metabólito para a luz intestinal,
indicando que aliada à maior taxa de absorção, 25-(OH)-D3 apresenta maior taxa de retenção
pelo organismo.
Haussler; Rasmussen (1972), em experimento com aves, avaliaram que os metabólitos
1,25-(OH)2-D3 e 25-(OH)-D3 foram, respectivamente, sete e quatro vezes mais efetivos em
relação á vitamina D3 em promover a reabsorção óssea. E segundo McNutt; Haussler (1972),
o reflexo na melhora em ganho de peso, níveis plasmáticos de cálcio e aumento das cinzas dos
ossos foram 1,3 – 2,2 vezes mais efetivos com a suplementação de 25-(OH)-D3 em relação à
vitamina D3.
2.4 Cantaxantina e 25-hidroxicolecalciferol
Scher et al. (2009a), estudando a adição de 25-OH-D3 (69 ppb de principio ativo),
Cantaxantina (60 ppm de principio ativo) e 25-OH-D3 mais Cantaxantina, na dieta de matrizes
de corte da linhagem COBB 500®. Avaliaram os efeitos desses produtos durante 20
incubações (uma por semana). E verificaram que, as matrizes alimentadas com dietas
contendo 25-OH-D3 e Cantaxantina, apresentaram melhores taxa de eclosão, eclodibilidade e
fertilidade, além de contribuir para uma redução do percentual de mortalidade embrionária
durante o período avaliado.
Avaliando a taxa de postura, o peso de ovos, o peso de albúmen, o peso de gema, a
gravidade específica, e a coloração de gema, de matrizes de corte submetidas à dietas
experimentais com adição de 25-OH-D3, Cantaxantina, e 25-OH-D3 e Cantaxantina. Rosa et
al. (2009) concluíram que a inclusão de Cantaxantina nas dietas das matrizes influenciou
apenas aumentando a pigmentação das gemas.
Utilizando ovos e embriões provenientes de matrizes de corte da linhagem COBB
500®
submetidas às dietas com adição de Cantaxantina, 25-OH-D3, e Cantaxantina e 25-OH-
D3. Scher et al. (2009b) avaliaram os níveis de substâncias reativas ao ácido tiobarbitúrico
(TBARs), em relação aos períodos de estocagem dos ovos (0, 4, 8 e 12 dias), e em relação ao
processo de incubação, onde no dia zero de incubação foram coletadas as gemas para essa
análise, e nos dia 7, 14 e 18 de incubação coletou-se os sacos vitelínicos dos embriões, para a
realização das análises. Concluíram que a adição de Cantaxantina e Cantaxantina mais 25-
OH-D3 promoveu uma redução nos níveis de TBARs dos ovos armazenados nos diferentes
31
períodos, e os embriões provenientes de matrizes suplementadas com Cantaxantina ou
Cantaxantina mais 25-OH-D3, apresentaram menores quantidades de substâncias reativas ao
ácido tiobarbitúrico até os 7 dias de incubação.
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Local e Período
O experimento com galos White Plymouth Rock foi conduzido no Laboratório de
Avicultura (LAVIC) do Departamento de Zootecnia da Universidade Federal de Santa Maria
(UFSM). A cidade de Santa Maria está localizada na região central do estado do Rio Grande
do Sul.
A fase experimental teve duração de 140 dias, sendo este de 12 de agosto a 30 de
dezembro de 2008.
3.2 Instalações, Aves e Manejo
No estudo foram utilizados galos reprodutores da raça White Plymouth Rock
provenientes do plantel de aves do LAVIC (Anexo A).
Durante as fases de cria e recria todas as aves tiveram as mesmas condições de manejo
e foram submetidas às dietas com os mesmos níveis nutricionais, e fornecidas ad libitum.
Da 37ª a 39ª semana de idade, foi realizada a seleção dos galos que foram utilizados
no experimento através da avaliação fenotípica (tamanho de crista e barbela), resposta ao
estímulo da massagem abdominal para ejaculação e quantidade de sêmen ejaculado.
Na 40ª semana de idade iniciou a fase experimental, onde 80 galos previamente
selecionados foram pesados e alojados individualmente em gaiolas, e submetidos ás dietas
experimentais. Foi utilizado um aviário experimental para postura com 210 m2, com 80
gaiolas de 0,33x0,60x0,60 m (frente, profundidade e altura) para machos reprodutores,
composto de laterais teladas, cortinas e cobertura metálica. Cada gaiola possuía um bebedouro
tipo taça, e comedouro do tipo calha (Anexos B e C).
33
O peso corporal dos galos no início do experimento foi em média de 2936 g. No
período experimental a ração fornecida foi previamente pesada e o arraçoamento foi realizado
diariamente às 8 horas da manhã, sendo que as aves receberam ração ad libitum.
As aves foram submetidas a um programa de iluminação crescente até 17
horas/luz/dia. A temperatura ambiente foi registrada diariamente pela manhã por meio de
termômetros de máxima e mínima localizados no interior do galpão (Anexos D e E).
Para análise dos parâmetros reprodutivos realizou-se a coleta de sêmen de todos os
galos a cada 14 dias. Para evitar a contaminação do sêmen com excretas, durante a coleta,
optou-se por um jejum de 3 horas antes do início da mesma. Dessa forma às 10 horas da
manhã os comedouros eram cobertos impedindo o acesso dos galos às dietas. As coletas de
sêmen foram realizadas a partir das 13 horas, após a coleta de sêmen os galos voltaram a ter
acesso à ração imediatamente.
As análises de motilidade e vigor espermáticos foram realizadas imediatamente após a
coleta de sêmen e, para análise de concentração espermática e alterações morfológicas o
sêmen coletado, foi armazenado em tubos Eppendorf, e posteriormente foi realizada a análise
no Laboratório de Medicina e Reprodução de Suínos do Hospital Veterinário da Universidade
Federal de Santa Maria.
3.3 Tratamentos
A fase experimental foi compreendida entre o primeiro dia da 40ª semana de idade e o
último dia da 59ª semana de idade. Neste período os galos foram submetidos aos tratamentos
que consistiram em uma dieta padrão utilizada pelo Laboratório de Avicultura (dieta
controle), e a adição de Cantaxantina através da inclusão do produto Carophyll Red®1
e
25-hidroxicolecalciferol através da inclusão do produto HyD®2
. A dieta supria as exigências
nutricionais das aves, de acordo com a fase de produção seguindo recomendações do National
Research Council (NRC, 1998), conforme mostra a Tabela 1.
1 Carophyll Red
® 10% - DSM Nutritional Products Ltd, São Paulo, SP/Brasil.
2 HyD
® - DSM Nutritional Products Ltd, São Paulo, SP/Brasil.
34
TABELA 1 - Composição centesimal e perfil nutricional dos tratamentos
INGREDIENTES (%) T1 T2 T3 T4
Milho 8,2 64,72 64,72 64,72 64,72
Farelo Soja (45% PB) 23,20 23,20 23,20 23,20
Farelo Trigo 1,41 1,41 1,41 1,41
Calcário 8,62 8,62 8,64 8,62
Fosfato Bicálcico 1,15 1,15 1,15 1,15
Sal 0,40 0,40 0,40 0,40
Premix Vit. e Mineral1 0,50 0,50 0,50 0,50
Carophyll Red® 2 0,00 0,10 0,00 0,10
HyD® 3
0,00 0,00 0,15 0,15
PERFIL NUTRICIONAL
Energia metabolizável (kcal/kg) 2850
Proteína bruta (%) 17,50
Fibra bruta (%) 3,00
Cálcio (%) 2,40
Fósforo disponível (%) 0,30 1 - Premix Mineral e Vitamínico: Níveis por Kg de produto: Vit. A 2.090.000 UI; Vit. E 7,600mg; Vit. D3
332,500 UI; Vit. K3 950mg; Ácido Nicotínico 8,500mg; Vit. B1 475mg; Vit. B12 3,800mcg; Vit B2 1,900mg; Vit
B6 950mg; Ácido Fólico 237,5mg; Biotina 38mg; Colina 72.000mg; Ácido Pantotênico 3.800mg; Cobre
12.400mg; Ferro 12.000mg; Iodo 160mg; Manganês 14,000mg; Selênio 108mg e Zinco 14,000mg. 2 - Cantaxantina 10% (4.4’-diceto-β-caroteno).
3 - 25-hidroxivitaminaD3 1,25%
Os tratamentos foram: T1= dieta controle, T2= dieta controle + Cantaxantina,
T3= dieta controle +25-OH-D3 e T4 = dieta controle + Cantaxantina + 25-OH-D3, os produtos
utilizados foram adicionados na dieta conforme recomendação do fabricante (Tabela 2).
TABELA 2 - Quantidade recomendada dos princípios ativos dos produtos adicionados às
dietas experimentais
Tratamentos Cantaxantina (ppm) 25-OH-D3 (ppb)
1 0 0
2 60 0
3 0 69
4 60 69
35
3.4 Parâmetros mensurados
Para avaliar o desempenho das aves subdividiu-se a fase experimental em 5 períodos
de estudo com 28 dias cada, que foram: período I – 40ª a 43ª semanas de idade, período II –
44ª a 47ª semanas de idade, período III – 48ª a 51ª semanas de idade, período IV – 52ª a 55ª
semanas de idade e período V- 56ª a 59ª semanas de idade.
Os parâmetros de peso corporal e consumo alimentar foram analisados no final de
cada período. Para avaliar os parâmetros espermáticos foram realizadas duas coletas de sêmen
por período, sendo realizadas na segunda e na quarta semana de cada período (intervalo de 14
dias).
3.4.1 Peso corporal e consumo alimentar
Para análise de peso corporal, foi realizada a pesagem individual dos galos no último
dia de cada período, a pesagem foi realizada pelas asas, em balança do tipo analógica
(Anexo F).
O consumo alimentar dos galos foi mensurado através da pesagem da ração fornecida
individualmente, e a pesagem das sobras foi realizada no último dia de cada período. Pela
diferença entre a ração fornecida às aves e as sobras, obteve-se a quantidade de ração
consumida por galo em cada período.
3.4.2 Análises espermáticas
Os parâmetros seminais foram analisados a cada 14 dias, sendo realizada a coleta de
sêmen de todos os galos no 4º dia das seguintes semanas de idade das aves: 41, 43, 45, 47, 49,
51, 53, 55, 57, 59. As coletas de sêmen foram realizadas pelo método de massagem
abdominal começando após as 13h (Anexo G), para tal o macho foi contido pelos membros
36
inferiores e o peito apoiado em superfície macia sobre a gaiola conforme método descrito por
Rosa et al. (1995).
O sêmen foi coletado em tubos tipo Falcon graduados, previamente aquecidos em
“banho Maria” a 40°C, para estimar os parâmetros espermáticos referentes à motilidade,
vigor, alterações morfológicas e concentração espermática (Anexo H).
3.4.2.1 Motilidade e vigor espermáticos
Para avaliação de motilidade e vigor espermático, o sêmen recém coletado foi
pipetado sobre uma lâmina histológica e recoberto por lamínula. Em seguida foi realizada
análise em microscópio óptico, com aumento de 40x (quarenta vezes). Todo material
analisado foi mantido em placa aquecida a 40ºC.
A motilidade foi avaliada comparando-se a percentagem de espermatozóides móveis e
imóveis, registrando a percentagem de espermatozóides móveis. A técnica utilizada para
análise de motilidade espermática foi a mesma descrita por Rodenas et al. (2005). O vigor
espermático foi classificado através de escore de 0 a 5, como sugere Celeghini et al. (2001),
sendo o escore 0 equivalente a imobilidade espermática total e, o 5 à movimentação intensa,
vigorosa, progressiva e com formação de ondas.
3.4.2.2 Concentração espermática
Para análise de concentração espermática foram armazenadas amostras de 10µl de
sêmen e adicionado a 1 ml de solução de formol citrato em tubos Eppendorf. Para
determinação da concentração espermática o sêmen foi diluído na proporção de 1:100 em
formol citrato e posteriormente foi realizada a contagem de células das amostras com o uso
de hemocitometro (Câmara de Neubauer) na diagonal com o resultado expresso em número
de células por mm³ de sêmen. Para análise final o resultado foi expresso em número de
células/ml.
37
3.4.2.3 Morfologia espermática
Para análise das alterações morfológicas foram armazenadas amostras de 10 µl de
sêmen e adicionado a 1 ml de solução de formol citrato em tubos Eppendorf.
Para avaliação das anormalidades dos espermatozóides, as amostras foram diluídas na
mesma proporção utilizada para avaliar a concentração espermática (1:100), posteriormente
analisadas em microscópio de contraste de fase, com aumento de 1000x (mil vezes), onde
realizou-se a contagem de 100 células, expressando as alterações morfológicas em
porcentagem. As alterações morfológicas consideradas foram de cabeça, cauda e gota
proximal, sendo determinadas apenas as alterações morfológicas totais.
3.5 Delineamento experimental
Foi utilizado um delineamento inteiramente casualizado, com quatro tratamentos com
20 repetições cada, onde cada ave foi considerada uma repetição.
3.6 Análise estatística
Primeiramente os dados foram submetidos ao teste de Normalidade, posteriormente
para ajuste da normalidade foram testadas as seguintes transformações: logaritmo na base 10
de X, arcoseno de X/100, raiz de X e raiz de X + 0,5. Após foram eleitas as transformações
que melhor se adequaram para o ajuste das variáveis, apresentando menor coeficiente de
variação. Para a análise dos parâmetros peso corporal, consumo de ração, alterações
morfológicas e concentração espermática, optou-se à transformação para ajuste da
normalidade com logaritmo na base 10 de X. Para as análises dos parâmetros motilidade e
vigor espermáticos, optou-se à transformação para ajuste da normalidade com raiz de X.
38
Após o ajuste dos dados os resultados foram submetidos à análise de variância de
acordo com o modelo matemático:
Yij = μ + τi + eij , sendo:
Yij = observação das aves submetidas ao tratamento i, na repetição j;
μ = média;
τi = efeito dos tratamentos, sendo i = 1, 2, 3, 4;
eij = erro experimental não observável;
As diferenças entre tratamentos foram comparadas através do Teste de Tukey quando
as diferenças foram significativas ao nível de 10%. Os procedimentos estatísticos foram
realizados com o uso do programa estatístico SAS (2001).
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
O peso corporal dos galos White Plymouth Rock avaliados neste trabalho não
apresentaram diferença significativa entre os diferentes tratamentos na fase experimental total.
Entretanto na 51ª e 55ª semana de idade, as aves que consumiram Cantaxantina ou
Cantaxantina e 25-OH-D3 na dieta apresentaram um maior peso corporal em relação as que
consumiram dieta contendo 25-OH-D3 (Tabela 3). Resultado diferente do obtido por McNutt;
Haussler (1973), em um experimento onde trabalharam com adição dos metabólitos
1,25(OH)2D3 e 25(OH)D3 na dieta, e verificaram um melhor ganho de peso em aves que
consumiram 1,25(OH)2D3 e 25(OH)D3 em relação as que consumiram vitamina D
convencional.
TABELA 3 - Peso corporal médio (g/ave) de galos White Plymouth Rock ao final de cada
período e peso médio total
Tratamentos Semana
43ª 47ª 51ª 55ª 59ª Média
Controle 2900 2953 2895 ab 2991 ab 3082 2952
Cantaxantina 2967 3003 2984 ab 3058 ab 3073 3008
25-OH-D3 2850 2870 2849 b 2946 b 3040 2911
Cantaxantina+ 25-OH-D3 2933 2948 3018 a 3079 a 3119 3012
Média 2913 2944 2936 3018 3078 2970
CV % 0,79 0,93 0,85 0,69 0,96 0,75
P 0,2092 0,2361 0,0335 0,0558 0,7462 0,2136
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
Os resultados de peso corporal podem ser relacionados ao consumo de ração das aves
(Tabela 4), onde observa-se a mesma tendência dos efeitos dos tratamentos a partir do
segundo período de análise.
O consumo médio de ração da fase total do experimento, apresentado na Tabela 4, foi
influenciado pelos tratamentos, havendo um menor consumo de ração pelos galos que
consumiram dietas com adição de 25-OH-D3 em relação aos que consumiram dietas com
adição de Cantaxantina e 25-OH-D3.
40
TABELA 4 - Consumo de ração (g/ave/período) de galos White Plymouth Rock nos
períodos e consumo médio total
Tratamentos Períodos
I II III IV V Média
Controle 3005 2956 ab 2981 b 3002 b 3021 2998 ab
Cantaxantina 3071 3090 a 3170 ab 3263 a 3059 3132 ab
25-OH-D3 2937 2884 b 2988 b 3058 ab 3009 2975 b
Cantaxantina+ 25-OH-D3 3103 3062 ab 3229 a 3213 ab 3148 3151 a
Média 3029 2998 3092 3134 3059 3064
CV % 1,03 1,11 1,28 1,30 1,62 1,03
P 0,1399 0,0659 0,0324 0,0519 0,6309 0,0704
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
A motilidade espermática é um dos parâmetros utilizados para avaliar a qualidade do
sêmen, considerado um bom indicador da viabilidade espermática e da capacidade fertilizante
dos espermatozóides (Gomes, 1970 apud Maciel, 2006). Nesse experimento, pode-se observar
que na maioria dos períodos de análise, os tratamentos tiveram influencia sobre a motilidade
espermática (%) dos galos (Tabelas 5 e 6). O tratamento controle foi inferior aos demais
tratamentos nestes períodos, e no estudo da fase experimental total confirma-se essa
tendência, onde o tratamento controle mostra-se inferior com P=0,0003.
TABELA 5 - Motilidade espermática (%) dos galos do I ao III período de análise com as
duas coletas
Tratamentos
Períodos
I II III
1ª 2ª 1ª 2ª 1ª 2ª
Controle 90,25 91,00 b 90,00 89,00 b 91,75 91,25 b
Cantaxantina 92,50 92,00 ab 90,25 91,50 ab 92,50 92,50 ab
25-OH-D3 90,75 93,25 ab 91,50 92,25 a 92,75 93,50 a
Cantaxantina+ 25-OH-D3 89,25 93,50 a 91,25 92,00 ab 93,25 93,25 ab
Médias 90,69 92,44 90,75 91,19 92,56 92,62
CV % 2,73 1,68 2,72 2,29 1,56 1,51
P 0,2106 0,0459 0,7272 0,0552 0,4211 0,0587
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
41
TABELA 6 - Motilidade espermática (%) dos galos do IV ao V período de análise com as
duas coletas e a média total
Tratamentos
Períodos
IV V I – V
1ª 2ª 1ª 2ª Média
Controle 92,50 b 91,00 92,50 91,50 91,40 b
Cantaxantina 93,00 ab 91,25 92,75 93,75 92,50 a
25-OH-D3 94,25 a 91,25 93,50 94,25 93,05 a
Cantaxantina+ 25-OH-D3 93,75 ab 91,25 93,25 94,25 92,80 a
Médias 93,38 91,19 93,00 93,44 92,44
CV % 1,24 1,55 1,61 2,83 0,66
P 0,0859 0,9902 0,6979 0,2258 0,0003
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
A variação média normal da taxa de motilidade em galos encontra-se entre 60% a 80%
(Lake, 1971 citado por Garner, 2004). Porém as médias observadas neste experimento foram
superiores.
Os resultados de vigor espermático (0 a 5) dos galos estão apresentados nas Tabelas 7
e 8, onde observa-se que não houve diferença significativa entre os tratamentos nos períodos
de avaliação. Entretanto na análise da Tabela 8, verifica-se que o vigor espermático foi
influenciado pelos tratamentos, na fase experimental total, onde os tratamentos com adição de
Cantaxantina, 25-OH-D3, e Cantaxantina e 25-OH-D3 mostraram-se superior ao tratamento
controle com P=0,0827.
TABELA 7 - Vigor espermático dos galos do I ao III período de análise com as duas
coletas
Tratamentos
Períodos
I II III
1ª 2ª 1ª 2ª 1ª 2ª
Controle 4,71 4,35 4,50 4,38 4,28 4,35
Cantaxantina 4,65 4,47 4,57 4,65 4,61 4,61
25-OH-D3 4,40 4,75 4,59 4,65 4,68 4,40
Cantaxantina+ 25-OH-D3 5,00 4,00 5,00 5,00 4,00 5,00
Média 4,69 4,39 4,67 4,67 4,39 4,59
CV % 6,46 7,00 6,72 6,52 7,94 5,58
P 0,3723 0,2390 0,8532 0,3748 0,2624 0,2724
42
TABELA 8 - Vigor espermático dos galos do IV ao V período de análise com as duas
coletas e a média total
Tratamentos
Períodos
IV V I – V
1ª 2ª 1ª 2ª Média
Controle 4,32 4,24 4,38 4,37 4,38 b
Cantaxantina 4,53 4,31 4,61 4,53 4,56 a
25-OH-D3 4,53 4,21 4,44 4,40 4,55 a
Cantaxantina+ 25-OH-D3 5,00 4,00 5,00 4,00 4,57 a
Média 4,60 4,19 4,61 4,33 4,51
CV % 7,77 7,16 7,49 9,48 2,94
P 0,5588 0,9403 0,5933 0,9207 0,0827 Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
Bar et al. (1980), observaram que a absorção de 25-(OH)-D3 é mais eficiente quando
comparada com vitamina D3 convencional. Levando em consideração que a composição de
lipídios e ácidos graxos dos espermatozóides pode ser correlacionada com as taxas de
fertilidade (Martin Rillo et al., 1996), pois nos espermatozóides quando ocorre a peroxidação
lipídica, a fluidez e a capacidade de fertilização diminuem (Aitken, 1995). Os carotenóides
são moléculas orgânicas com funções antioxidantes que os animais não são capazes de
sintetizar, então devem ser ingeridos através da dieta (Edge et al., 1997). Pode-se relacionar a
melhor motilidade e vigor espermático ao fator antioxidante do carotenóide adicionado à dieta
evitando a peroxidação dos lipídios presentes na estrutura dos espermatozóides, assim como a
maior disponibilidade de vitamina D através do metabólito 25-(OH)-D3.
Galos com motilidade espermática alta produzem sêmen com maior capacidade
fertilizante (Froman; Feltman, 1998 apud Maciel, 2006), pois, há necessidade da motilidade
juntamente com o vigor progressivo dos espermatozóides para a migração até os sítios de
armazenamento de espermatozóides do sistema reprodutivo da fêmea (Allen; Grigg, 1957).
Neste estudo apresentaram melhor motilidade e vigor espermático, os galos que consumiram
dietas com Cantaxantina, 25-(OH)-D3, e Cantaxantina mais 25-(OH)-D3, podendo isso ser um
fator contribuinte para o melhor poder de fecundação dos espermatozóides dessas aves.
A concentração do sêmen coletado artificialmente é muito variável, pois existe
dificuldade de controlar os fatores que influenciam como os líquidos do sistema digestivo e
urinário, que se misturam com o sêmen no aparelho fálico (Burke, 1996).
43
Nesse experimento observou uma interação progressiva ao passar dos períodos entre
os efeitos causados pela adição de Cantaxantina e 25-OH-D3 à dieta, promovendo uma
melhora na concentração espermática dos galos submetidos a essa dieta (Tabela 9 e 10).
TABELA 9 - Concentração espermática (número de células x108/ml) dos galos do I ao III
período de análise com as duas coletas
Tratamentos
Períodos
I II III
1ª 2ª 1ª 2ª 1ª 2ª
Controle 4,69 4,00 b 4,67 c 3,94 c 4,61 c 5,79 b
Cantaxantina 4,82 4,31 ab 5,06 bc 5,05 b 5,02 bc 5,83 b
25-OH-D3 4,43 4,73 a 5,51 ab 5,43 b 5,65 ab 7,52 a
Cantaxantina+ 25-OH-D3 4,65 5,02 a 6,29 a 6,19 a 6,17 a 7,60 a
Média 4,65 4,52 5,38 5,15 5,36 6,69
CV % 4,37 3,71 3,56 2,56 2,57 2,46
P 0,7855 0,0034 0,0007 0,0001 0,0001 0,0001
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
Na Tabela 10, mostra que na média de todos os períodos experimentais o tratamento
controle foi inferior, seguido pelo tratamento com Cantaxantina, 25-OH-D3, e o tratamento
Cantaxantina e 25-OH-D3, o qual mostrou-se superior aos demais evidenciando a interação
positiva que ocorreu entre os dois compostos (P=0,0001).
TABELA 10 - Concentração espermática (número de células x108/ml) dos galos do IV ao
V período de análise com as duas coletas e a média dos períodos
Tratamentos
Períodos
IV V I – V
1ª 2ª 1ª 2ª Média
Controle 3,00 c 5,99 c 4,61 d 2,65 b 4,40 d
Cantaxantina 3,84 b 6,46 b 5,30 c 2,84 b 4,85 c
25-OH-D3 4,49 a 6,42 b 6,20 b 3,53 a 5,40 b
Cantaxantina+ 25-OH-D3 4,75 a 7,50 a 7,22 a 3,66 a 5,91 a
Média 4,02 6,59 5,83 3,17 5,14
CV %
P
2,09
0,0001
1,45
0,0001
2,18
0,0001
3,56
0,0001
1,04
0,0001
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Duncan (P< 0,1)
44
Na literatura não há relatos sobre o aumento da concentração espermática de galos
com a suplementação de vitamina D na dieta, mas trabalhos realizados com suínos
suplementados com a vitamina E lipossolúvel, onde afirmam que a concentração espermática
aumenta com a suplementação na dieta de suínos (Brezezinska-Slebodzinska et al., 1995).
Nas Tabelas 11 e 12 estão os resultados de alterações morfológicas totais, onde
observa-se, que os galos submetidos à dieta contendo 25-OH-D3 e Cantaxantina mais
25-OH-D3, tiveram redução significativa (P=0,0001) nas alterações morfológicas dos
espermatozóides.
TABELA 11 - Alterações morfológicas dos espermatozóides (%) dos galos do I ao III
período de análise com as duas coletas
Tratamentos
Períodos
I II III
1ª 2ª 1ª 2ª 1ª 2ª
Controle 25,6 28,3 a 23,7 a 13,1 a 18,2 a 24,3 a
Cantaxantina 28,2 24,4 b 19,2 b 12,5 a 16,1 b 18,3 b
25-OH-D3 24,9 20,5 c 17,2 bc 10,3 b 12,0 c 16,3 c
Cantaxantina+ 25-OH-D3 25,1 19,1 c 16,4 c 12,6 a 13,0 c 17,5 bc
Média 25,9 23,1 19,1 12,1 14,8 19,1
CV % 4,78 3,60 6,91 5,37 5,87 5,52
P 0,3841 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
TABELA 12 - Alterações morfológicas dos espermatozóides (%) dos galos do IV ao V
período de análise com as duas coletas e a média de todos períodos
Tratamentos
Períodos
IV V I – V
1ª 2ª 1ª 2ª Média
Controle 19,3 a 21,4 a 19,4 a 25,6 a 21,9 a
Cantaxantina 16,1 b 19,9 ab 17,2 ab 24,6 a 19,6 b
25-OH-D3 13,8 c 18,8 b 14,3 c 12,5 c 16,1 c
Cantaxantina+ 25-OH-D3 15,0 bc 18,7 b 15,6 bc 13,7 b 16,7 c
Média 16,0 19,7 16,6 19,1 18,6
CV % 4,53 4,21 6,67 4,01 1,84
P 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001 0,0001
Médias seguidas por letras diferentes nas colunas diferem entre si pelo Teste de Tukey (P< 0,1)
45
Maciel (2006), afirma que as anomalias espermáticas são incompatíveis com a boa
fertilidade, pois qualquer alteração pode comprometer a motilidade e sobrevivência do
espermatozóide. O limite de até 20% de defeitos espermáticos totais é aceitável para uma boa
fertilidade. No trabalho realizado, as percentagens de anomalias morfológicas na fase
experimental total estão dentro do aceitável para uma boa fertilidade, exceto do sêmen de
galos que consumiram o tratamento controle (Surai; Wishart, 1996).
No Gráfico 1, pode-se observar que na média total da fase experimental, o tratamento
Cantaxantina e 25-OH-D3 atribuiu uma melhor concentração espermática aos galos que o
consumiram. No Gráfico 2, pode-se observar que a adição de 25-OH-D3 e Cantaxantina mais
25-OH-D3, melhoram a qualidade de sêmen. Sendo que a redução das alterações morfológicas
e a maior concentração espermática contribuem para maior fertilidade dos galos, pode-se
afirmar que estes resultados concordam com os obtidos por Scher et al. (2009a), que
trabalhando com matrizes de corte (machos e fêmeas), alimentados com dietas contendo
Cantaxantina, 25-(OH)-D3, e Cantaxantina e 25-(OH)-D3, e comparando-as com uma dieta
controle (sem os produtos), verificaram melhores taxas de fertilidade de aves que consumiram
Cantaxantina e 25-(OH)-D3 simultaneamente.
Gráfico 1 - Concentração espermática de galos White Plymouth Rock nos períodos experimentais, da 40ª a 59ª
semana de idade.
46
Gráfico 2 - Alterações espermáticas de galos White Plymouth Rock nos períodos experimentais, da 40ª a 59ª
semana de idade.
Os melhores índices observados em alterações morfológicas e concentração
espermática devem-se, possivelmente aos fatores antioxidantes dos produtos adicionados à
dieta juntamente com a interação que ocorre entre as vitaminas lipossolúveis A, D e E no
metabolismo dos animais (Ruiz; Harms, 1988), as quais estão com maior disponibilidade no
tratamento Cantaxantina e 25-(OH)-D3. Esses fatores podem proporcionar uma redução nos
efeitos degenerativos do ROS, composto este, que os espermatozóides e os leucócitos
presentes no sêmen são capazes de gerar, pois há grande quantidade de ácidos graxos
poliinsaturados presente na composição dos espermatozóides, o que aumenta a possibilidade
de ataque dos radicais livres e conseqüentemente, a peroxidação dos lipídios, podendo levar à
morte celular (Aitken, 1995).
5 CONCLUSÕES
Cantaxantina e 25-OH-D3 quando adicionados à dieta associados ou isoladamente
melhoram a motilidade (%) e o vigor (0 a 5) espermático de galos reprodutores.
Dietas contendo 25-OH-D3 e Cantaxantina melhoram a concentração espermática
(nº de células x108/ml) dos galos.
A utilização de 25-OH-D3 e Cantaxantina mais 25-OH-D3 reduz significativamente
incidência de alterações morfológicas dos espermatozóides de galos White Plymouth Rock.
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7 ANEXOS
57
Anexo A - Foto dos galos White Plymouth Rock utilizados no experimento.
Anexo B - Vista parcial do galpão experimental.
58
Anexo C - Vista parcial das unidades experimentais.
59
Anexo D - Controle de temperatura ambiente dentro do aviário experimental.
Data T°C Mínima T°C Máxima Média Data T°C Mínima T°C Máxima Média
13/08/2008 7,0 17,0 12,0 22/10/2008 17,0 21,0 19,0
14/08/2008 10,0 17,0 13,5 23/10/2008 19,0 34,0 26,5
15/08/2008 16,0 20,0 18,0 24/10/2008 21,0 24,0 22,5
16/08/2008 16,0 25,0 20,5 25/10/2008 19,0 27,0 23,0
17/08/2008 20,0 30,0 25,0 26/10/2008 8,0 22,0 15,0
18/08/2008 14,0 19,0 16,5 27/10/2008 18,0 27,0 22,5
19/08/2008 13,0 15,0 14,0 28/10/2008 16,0 25,0 20,5
20/08/2008 16,0 18,0 17,0 29/10/2008 18,0 25,0 21,5
21/08/2008 17,0 20,0 18,5 30/10/2008 17,0 24,0 20,5
22/08/2008 14,0 15,0 14,5 31/10/2008 13,0 25,0 19,0
23/08/2008 5,0 15,0 10,0 01/11/2008 15,0 24,0 19,5
24/08/2008 7,0 19,0 13,0 02/11/2008 18,0 25,0 21,5
25/08/2008 9,0 15,0 12,0 03/11/2008 19,0 27,5 23,3
26/08/2008 6,0 14,0 10,0 04/11/2008 18,0 28,0 23,0
27/08/2008 8,0 13,0 10,5 05/11/2008 18,0 30,0 24,0
28/08/2008 17,0 31,0 24,0 06/11/2008 20,0 35,0 27,5
29/08/2008 6,0 18,0 12,0 07/11/2008 17,0 28,0 22,5
30/08/2008 3,0 18,0 10,5 08/11/2008 20,0 29,0 24,5
31/08/2008 2,0 16,0 9,0 09/11/2008 21,0 32,0 26,5
01/09/2008 8,0 27,0 17,5 10/11/2008 20,0 30,0 25,0
02/09/2008 9,0 32,0 20,5 11/11/2008 20,0 28,0 24,0
03/09/2008 27,0 30,5 28,8 12/11/2008 19,0 27,0 23,0
04/09/2008 10,0 27,0 18,5 13/11/2008 16,0 28,0 22,0
05/09/2008 7,0 17,0 12,0 14/11/2008 16,0 28,0 22,0
06/09/2008 7,0 8,0 7,5 15/11/2008 16,0 29,0 22,5
07/09/2008 6,0 8,0 7,0 16/11/2008 13,0 31,0 22,0
08/09/2008 3,0 14,0 8,5 17/11/2008 12,5 23,0 17,8
09/09/2008 7,0 20,0 13,5 18/11/2008 13,0 23,0 18,0
10/09/2008 13,0 24,0 18,5 19/11/2008 14,0 24,0 19,0
11/09/2008 17,0 24,0 20,5 20/11/2008 14,0 24,0 19,0
12/09/2008 11,0 20,0 15,5 21/11/2008 15,0 25,0 20,0
13/09/2008 11,0 18,0 14,5 22/11/2008 16,0 28,0 22,0
14/09/2008 5,0 18,0 11,5 23/11/2008 17,0 30,0 23,5
15/09/2008 5,0 20,0 12,5 24/11/2008 18,0 32,0 25,0
16/09/2008 6,0 17,0 11,5 25/11/2008 15,0 33,0 24,0
17/09/2008 7,0 20,0 13,5 26/11/2008 23,0 31,5 27,3
18/09/2008 10,0 21,0 15,5 27/11/2008 20,0 36,0 28,0
19/09/2008 11,0 23,0 17,0 28/11/2008 21,0 35,0 28,0
20/09/2008 12,0 24,0 18,0 29/11/2008 22,0 35,5 28,8
21/09/2008 10,0 17,0 13,5 30/11/2008 18,0 35,0 26,5
22/09/2008 13,0 18,5 15,8 01/12/2008 22,0 32,0 27,0
23/09/2008 9,0 24,0 16,5 02/12/2008 18,0 26,0 22,0
24/09/2008 10,0 23,0 16,5 03/12/2008 14,0 28,0 21,0
25/09/2008 11,0 24,0 17,5 04/12/2008 15,0 25,0 20,0
26/09/2008 12,5 26,5 19,5 05/12/2008 15,0 27,0 21,0
27/09/2008 15,0 27,0 21,0 06/12/2008 13,0 27,0 20,0
28/09/2008 15,0 21,0 18,0 07/12/2008 8,0 18,0 13,0
29/09/2008 15,0 29,0 22,0 08/12/2008 15,0 35,0 25,0
30/09/2008 17,0 22,0 19,5 09/12/2008 21,0 38,0 29,5
01/10/2008 15,0 23,0 19,0 10/12/2008 21,0 35,0 28,0
02/10/2008 18,0 26,0 22,0 11/12/2008 20,0 29,0 24,5
03/10/2008 9,0 24,0 16,5 12/12/2008 18,5 31,0 24,8
04/10/2008 16,0 27,0 21,5 13/12/2008 16,0 28,0 22,0
05/10/2008 12,0 27,0 19,5 14/12/2008 19,0 33,0 26,0
06/10/2008 7,0 24,0 15,5 15/12/2008 20,0 30,0 25,0
07/10/2008 8,0 20,0 14,0 16/12/2008 13,0 31,0 22,0
08/10/2008 7,0 24,5 15,8 17/12/2008 19,0 30,0 24,5
09/10/2008 10,0 21,0 15,5 18/12/2008 18,0 31,0 24,5
10/10/2008 12,0 21,0 16,5 19/12/2008 17,0 32,0 24,5
11/10/2008 19,0 28,0 23,5 20/12/2008 20,0 33,0 26,5
12/10/2008 18,0 27,0 22,5 21/12/2008 30,0 35,0 32,5
13/10/2008 20,0 31,0 25,5 22/12/2008 23,0 40,0 31,5
14/10/2008 18,0 22,0 20,0 23/12/2008 23,0 36,0 29,5
15/10/2008 21,0 20,0 20,5 24/12/2008 23,0 34,0 28,5
16/10/2008 18,0 24,0 21,0 25/12/2008 21,0 30,0 25,5
17/10/2008 16,0 20,0 18,0 26/12/2008 20,0 31,0 25,5
18/10/2008 15,0 18,0 16,5 27/12/2008 20,0 30,0 25,0
19/10/2008 14,0 21,0 17,5 28/12/2008 19,0 33,0 26,0
20/10/2008 20,0 25,0 22,5 29/12/2008 22,0 37,0 29,5
21/10/2008 20,0 31,0 25,5 30/12/2008 15,0 34,0 24,5
60
Anexo E - Variação da temperatura ambiental dentro do aviário experimental.
61
Anexo F - Ave sendo pesada no final de um dos períodos experimentais
para obtenção do parâmetro peso corporal.
62
Anexo G - Coleta de sêmem.
Anexo H - Manuseio do ejaculado para análise espermática.