avaliaÇÃo androlÓgica do touro mariana de …
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UNIVERSIDADE CRUZEIRO DO SUL
CAMPUS SÃO MIGUEL PAULISTA
CURSO EM BACHARELADO DE MEDICINA VETERINÁRIA
AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA DO TOURO
MARIANA DE ALVARENGA NEVES
SÃO PAULO
2020
MARIANA DE ALVARENGA NEVES
AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA DO TOURO
Trabalho de Conclusão de Curso para
obtenção do título de graduação em Medicina
Veterinária apresentado à Universidade
Cruzeiro do Sul.
Orientador: Profa. Drª. Marilu Martins Gioso
SÃO PAULO
2020
Neves, Mariana de Alvarenga.
Revisão Bibliográfica Reprodução Bovina com Enfoque em Avaliação Andrológica do
Touro/ Mariana de Alvarenga Neves. -2020.
Monografia apresentada a Universidade Cruzeiro do Sul, São Paulo, 2020.
Área de desenvolvimento: Reprodução animal.
Orientadora: Profa. Drª. Marilu Martins Gioso
1. Reprodução. 2. Touros. 3. Avaliação Andrológica.
Marilu Martins Gioso (orientadora)
MARIANA DE ALVARENGA NEVES
AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA DO TOURO
Trabalho de Conclusão de Curso para
obtenção do título de graduação em Medicina
Veterinária apresentado à Universidade
Cruzeiro do Sul.
Orientador: Profa. Drª. Marilu Martins Gioso
Aprovado em:
EXAMINADORES
Orientador: / /
Profa. Drª. Marilu Martins Gioso
Examinador: / /
Profa. Drª Camila Freitas Batista
Examinador: / /
Prof. Dr. Marcos Vinícius Mendes Silva
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho primeiramente a Deus, aos meus pais, Carlos e Elaine, a minha
avó Dulcinea, e todos meus amigos que tiveram paciência comigo em todos meus pequenos
momentos de surto que todo estudante de Medicina Veterinária tem no decorrer do curso, e
gostaria de dizer, que vai piorar quando eu iniciar a minha residência, pós-graduação,
mestrado, doutorado, e pós- doutorado e continuem tendo paciência, por favor, eu amo
imensamente todos vocês.
Dedico aos meus animais Serafina, a cachorrinha que foi o motivo de adentrar a área
veterinária e partiu de forma tão repentina, ao Nick, Noah, Hanna e Kika, é imensurável meu
amor por cada um aqui mencionado.
AGRADECIMENTOS
Agradeço a minha orientadora e professora Marilu Martins Gioso, que aceitou ser
minha orientadora nesta etapa tão delicada de conclusão de curso, saiba que a Doutora é um
exemplo de profissional para mim.
Também quero agradecer a todos os professores que dedicaram horas de suas vidas
para nos trazer conhecimento. Vocês motivam, nós alunos, a sermos Médicos Veterinários
melhores todos os dias, é admirável ver a paixão pela área na qual escolheram atuar, e
também é admirável a paciência e o profissionalismo de vocês, muito obrigada, foi uma honra
aprender com os mestres da Universidade Cruzeiro do Sul.
“A vida é preciosa demais para ser desperdiçada fazendo menos do
que o que nos torna feliz”.
(Shonda Rhimes)
RESUMO
NEVES, M.A. AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA DO TOURO. [ANDROLOGICAL
EVALUATION OF THE BULL]. 2020.72 f. Trabalho de Conclusão de Curso (Graduação em
Medicina Veterinária)- Universidade Cruzeiro do Sul, São Paulo, 2020.
Este trabalho objetivou realizar uma revisão de literatura sobre a avaliação andrológica de
touros. Para tal documento, levou-se em consideração não somente a avaliação andrológica
“em si”, mas também outros aspectos como a história da avaliação andrológica, a anatomia e
fisiologia do aparato reprodutivo do macho bovino e auxílios diagnósticos. Adicionalmente
buscou-se informações científicas sobre alguns influenciadores genéticos relacionados à
reprodução bovina e também a averiguação de estudos sobre as áreas da bioclimatologia
animal, manejo de touros e a correlação entre os déficits nutricionais e o desempenho
reprodutivo dos mesmos.
Palavras-chave: Morfologia espermática; perímetro escrotal; reprodução bovina.
ABSTRACT
NEVES, M.A. ANDROLOGICAL EVALUATION OF THE BULL [AVALIAÇÃO
ANDROLÓGICA DO TOURO]. 2020.72 f. Trabalho de Conclusão de Curso (Graduação em
Medicina Veterinária)- Universidade Cruzeiro do Sul, São Paulo, 2020.
This work aimed to carry out a literature review on the andrological evaluation of bulls.For
such a document, not only the andrological evaluation “itself” was taken into account, but
also other aspects such as the history of the andrological evaluation, the anatomy and
physiology of the bovine male reproductive apparatus and diagnostic aids.In addition,
scientific information was sought on some genetic influencers related to bovine reproduction
and also the search for documents on the areas of animal bioclimatology, management of
bulls and the correlation between nutritional deficits and their reproductive performance.
Key-words: Sperm morphology; Scrotal circumference; Bovine reproduction.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Órgãos genitais do touro............................................................................................18
Figura 2: Ilustração de um testículo demonstrando os principais tecidos que envolvem o
cordão espermático, epidídimo, o canal inguinal, aneis vaginais e as disposições destes
perante a cavidade abdominal.................................................................................................22
Figura 3: Ilustração dos eventos pertencentes à espermatogênese demostrando as divisões
mitóticas e meióticas para a formação da célula espermática...................................................23
Figura 4: Disposição dos túbulos seminíferos e rede testicular nos
testículos....................................................................................................................................24
Figura 5: Modelo de certificado de exame andrológico em bovinos segundo a circular técnica
da Embrapa (2005)....................................................................................................................28
Figura 6: Defeitos da Morfologia Espermática.........................................................................62
LISTA DE QUADROS
Quadro 1- Classificação andrológica por pontos sugerida para touros da subespécie Bos
taurus indicus, baseada na circunferência escrotal e nas características físicas e morfológicas
do sêmen...................................................................................................................................40
Quadro 2-Perímetro escrotal mínimo de touros zebus, classificados por idade.......................40
Quadro 3- Perímetro escrotal em touros da raça Nelore criados nos estados de São Paulo,
Minas Gerais, Mato Grosso do Sul, Goiás, Mato Grosso e Tocantins.....................................42
Quadro 4-Teste de libido, segundo Osborne (1971), modificado por Chenoweth (1974)........47
Quadro 5- Característica do sêmen de touros coletados pela vagina artificial.........................53
Quadro 6- Classificação do vigor de acordo com a motilidade espermática............................55
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
% Porcentagem
€ Símbolo do Euro
X Sinal de Multiplicação
a.C Antes de Cristo
AMH Hormônio Antimulleriano
ACTH Hormônio adrenocorticotrófico
AC Medidas Referentes à Cernelha
BVD Diarréia Bovina a Vírus
CE Circunferência escrotal
CEI Comprimento Esterno Isquiático
Cm Centímetros
Dr. Doutor
ECC Escore de Condição Corporal
EEB Encefalopatia Espongiforme Bovina
FSH Hormônio Folículo Estimulante
GnRH Hormônio Liberador de Gonadotrofina
HHA Hipotalâmico-Hipofisário-Adrenal
HHG Hipotalâmico-Hipofisário-Gonadal
IMC Índice de Massa Corporal
IB Rinotraqueíte Infecciosa Bovina
Kg Quilograma
LH Hormônio Luteinizante
mA Miliampere
m² Metros Quadrados
mm3 Milímetros Cúbicos
MAPA Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
OIE Organização Mundial da Saúde Animal
s Segundos
TSH Hormônio tireoestimulante
VAI Vagina Artificial Interna
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO...............................................................................................................16
2. OBJETIVOS...................................................................................................................17
2.1 OBJETIVOS GERAIS..................................................................................................17
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS........................................................................................17
3. REVISÃO DE LITERATURA......................................................................................18
3.1 Órgãos Genitais Masculinos.........................................................................................18
3.2.1 Testículo e Espermatogênese em Bovinos..............................................................23
3.2.2 Epidídimo................................................................................................................24
3.2.3 Ducto deferente......................................................................................................25
3.2.4 Túnica vaginal e Cordão espermático.....................................................................25
3.2.5 Escroto....................................................................................................................26
3.2.6 Uretra......................................................................................................................26
3.2.7 Glândulas sexuais acessórias..................................................................................26
3.2.7.1 Glândulas vesiculares...........................................................................................27
3.2.7.2 Próstata.................................................................................................................27
3.2.7.3 Glândula bulbouretral..........................................................................................27
3.2.7.4 Constituintes do plasma seminal em bovinos.....................................................28
3.2.8 Pênis e prepúcio......................................................................................................29
3.3 FISIOLOGIA NA REPRODUÇÃO DO TOURO.........................................................30
3.3.1 EFICIÊNCIA REPROFUTIVA DO TOURO........................................................31
3.3.2 REPRODUÇÃO E PRODUÇÃO NA BOVINOCULTURA E MERCADO
NACIONAL...........................................................................................................32
3.3.3 AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA...........................................................................33
3.3.3.1 IDENTIFICAÇÃO...............................................................................................34
3.3.3.2 EXAME CLÍNICO GERAL.................................................................................35
3.3.4 EXAME DO APARELHO REPRODUTOR DO MACHO..............................37
3.3.4.1 ESCROTO...................................................................................................38
3.3.4.2 TESTÍCULO E BIOMETRIA TESTICULAR...........................................40
3.3.4.3 EPIDIDIMO................................................................................................42
3.3.4.4 CORDÃO ESPERMÁTICO.......................................................................43
3.3.4.5 GLÂNDULAS SEXUAIS ACESSÓRIAS.................................................43
3.3.4.6 PÊNIS..........................................................................................................43
3.3.4.7 PREPÚCIO.................................................................................................44
3.3.5 AVALIAÇÃO DO COMPORTAMENTO SEXUAL..................................47
3.3.6 MÉTODOS DE COLETA DO EJACULADO.............................................48
3.3.6.1 VAGINA ARTIFICIAL..............................................................................49
3.3.6.2 ELETROEJACULAÇÃO............................................................................50
3.3.6.3 MASSAGEM RETAL.................................................................................51
3.3.7 COLETA E AVALIAÇÃO SEMINAL APÓS O EXAME
ANDROLÓGICO............................................................................................52
3.3.7.1 COR.............................................................................................................53
3.3.7.2 ASPECTO...................................................................................................54
3.3.7.3 VOLUME....................................................................................................54
3.3.7.4 TURBILHONAMENTO OU MOVIMENTO EM MASSA.....................54
3.3.7.5 MOTILIDADE TOTAL E PROGRESSIVA..............................................55
3.3.7.6 VIGOR........................................................................................................55
3.3.7.7 AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO ESPERMÁTICA EM
TOUROS.....................................................................................................56
3.3.8 AVALIAÇÃO MORFOLÓGICA..................................................................56
3.3.8.1 EXAMES COMPLEMENTARES..............................................................62
3.3.9 DIAGNÓSTICO E LAUDOS DO EXAME ANDROLÓGICO EM
TOUROS..........................................................................................................63
3.3.10 ASPECTOS SANITÁRIOS............................................................................65
3.3.11 BIOCLIMATOLOGIA ANIMAL APLICADO A REPRODUÇÃO.........67
3.3.12 ESTRESSE TÉRMICO..................................................................................68
4.0 CONCLUSÃO............................................................................................................69
REFERÊNCIA..................................................................................................................72
16
1. INTRODUÇÃO
O uso de animais para a prática da reprodução é datada em 5000 anos a.C na região da
Mesopotâmia, onde iniciou-se o processo de domesticação da espécie bovina.
A praticabilidade da domesticação levou a um sinônimo de bem estar na população e poder
econômico e foi a partir daí que a reprodução e suas patologias reprodutivas começaram a ser
levadas em consideração, visto que um animal infértil resultaria em perda de capital
(DUNLOP WILLIAMS, 1996 apud GRUNERT, 2005).
De acordo com levantamentos de Grunert (2005) as pesquisas arqueológicas
mostraram que haviam pessoas especializadas no trato de animais, nos quais eram designados
de “azuguhia” que corresponderiam aos médicos de bovinos na atualidade. Em 2200 a.C
encontrou-se gravado em cuneiforme na tumba de um rei na época chamado de Ur- Ningurso
a atividade do médico veterinário “azu” como descrito que significa curador de animais
ruminantes, nos escritos estava o relato de um atendimento de uma parturiente no momento
do parto quem atendia a paciente era o médico de ruminantes e seu auxiliar.
Ainda, este mesmo autor citou que no Egito a 5000 a.C próximo ao vale do Rio Nilo,
presumivelmente o Faraó Namer, deixou vários registros de práticas veterinárias em papiros
que mostravam intervenções na área da reprodução e obstetrícia, um dos papiros aqui
mencionados refere-se ao papiro de Kahun um dos mais antigos datados no ano de 1900 a.C,
que mostrava por meio de figuras o método da palpação transretal de um bovino, que é
fundamental para exames ginecológicos e andrológicos destas espécies.
O marco da reprodução animal no século XX se deu com a técnica de inseminação
artificial executada por Lázaro Spalanzani (1729-1799), registrada pela comunidade científica
no ano de 1779, demonstrando esta técnica em duas espécies de animais: rãs e cães. O
procedimento consistiu na coleta no sêmen de um cão por meio da excitação mecânica e
aplicação deste sêmen na cadela estando no cio, o resultado positivo deste experimento se deu
depois de 62 dias, gerando três filhotes (RODRIGUES & CARVALHO, 2019). Os dados
aqui descritos visaram mostrar que desde a antiguidade havia todo um cuidado na interação
entre homem e animal, e a necessidade em cessar suas moléstias, e o que mais surpreende, é
que mesmo sem conhecimento técnico e instrumentos médicos, descobriu-se uma série de
informações vitais para o diagnóstico de enfermidades e metodologias que são utilizados até
hoje na prática profissional como por exemplo, a palpação transretal e a coleta de sêmen.
17
Diante do exposto, fica claro que os estudos voltados às áreas da andrologia são
importantes para que haja melhores taxas de produção na bovinocultura. E nesse contexto,
este trabalho almejou estudar estes aspectos cruciais ainda tão requeridos nos dias atuais.
2. OBJETIVOS
2.1 GERAIS
Revisão bibliográfica sobre a avaliação andrológica do touro, sua importância dentro
da área e na produtividade de leite e de corte.
ESPECÍFICOS
• Anatomia e fisiologia do macho bovino
• Seleção dos animais para a reprodução
• Fatores extrínsecos que afetam a qualidade seminal
• Avaliação andrológica do touro
• Biotecnologias reprodutivas atuais na espécie
• Patologias reprodutivas em machos bovinos
18
3. REVISÃO DE LITERATURA
3.1 ÓRGÃOS GENITAIS MASCULINOS
O sistema reprodutivo do macho é composto pelos seguintes órgãos: (a) testículo
circundado pela túnica vaginal e pelas túnicas testiculares; (b) epidídimos; (c) ducto
deferente; (d) glândulas acessórias (parte glandular do ducto deferente, glândulas vesiculares
e bulbouretrais, próstata); (e) uretra e (f) pênis circundado pelo prepúcio, como mostra a
figura 1 (EURELL & FRAPPIER, 2012).
Já os órgãos genitais femininos são constituídos de forma análoga aos órgãos genitais
masculinos, sendo divididos em órgãos que produzem os gametas e órgãos que são
responsáveis pelo transporte e armazenamento dos gametas (KONIG & LIEBICH, 2011).
O último inclui os ovários, que produzem os gametas femininos (oócitos), os ovidutos,
que fornecem um local para a união dos gametas masculino e feminino na fertilização e o
útero, no qual o concepto resultante se desenvolve. As gônadas dos bovinos se tornam
reconhecíveis (diferenciadas), em cerca de 7 a 8 semanas de gestação. Ambas as estruturas
alteram suas posições durante a vida fetal, e os testículos migram mais do que os ovários.
Tanto os testículos quanto os ovários estão normalmente na posição adulta no momento do
nascimento (BALL & PETERS, 2006).
FIGURA 1: Órgãos genitais do touro
FONTE: KONIG & LIEBICH (2011).
19
3.2.1 Testículo e Espermatogênese em Bovinos
Os testículos são órgãos elipsóides sólidos cujo volume tem relação fixa com o
tamanho corporal, apresentam seu maior eixo longitudinal na posição vertical nos ruminantes
necessitando de profundo e penduloso escroto (DYCE & SACK, 2010). A figura 2 nos mostra
em detalhes os tecidos e estruturas que envolvem o testículo.
Tais estruturas estão dispostas na região inguinal e a descida testicular é vital para a
produção dos gametas masculinos (espermatogênese) nos mamíferos domésticos, já que a
posição do escroto reduz a temperatura dos testículos em comparação com a temperatura
corporal; (KONIG & LIEBICH, 2011).
O parênquima testicular sofre subdivisões em que a partir da cápsula albugínea
partirão os chamados septos (dificilmente estão evidentes e sua presença é observada somente
nas espécies em que esta estrutura está bem desenvolvida unindo-se ao mediastino testicular)
e trabéculas, responsáveis por separar este tecido testicular em lóbulos (DYCE & SACK,
2010). Esse mediastino pode ser axial ou ligeiramente deslocado em direção ao epidídimo
(KONIG & LIEBICH, 2011). Algumas destas subdivisões aqui mencionadas são perceptíveis
na figura 3.
A estrutura que ocupa boa parte do testículo são os túbulos contorcidos seminíferos,
eles são responsáveis em sintetizar os espermatozóides, e na parte interna desta estrutura
teremos não só os espermatozóides amadurecendo em diferentes fases, mas também temos a
produção de dois hormônios fundamentais às chamadas células de Sertoli, (ilustrada na figura
4), também conhecidas como células de sustentação e as células de Leydig, também
encontrada como célula intersticial (REECE et al., 2017). No que diz respeito às células
intersticiais, há os espaços intertubulares cujo tecido é composto por tecido conjuntivo frouxo,
irrigado por vasos sanguíneos e vasos linfáticos, também fibroblastos amadurecidos, mais
velhos, os chamados fibrócitos, e outras células como as mononucleares livres e as células de
Leydig (células endócrinas intersticiais;); (EURELL & FRAPPIER 2012).
Estas células (Leydig) são descritas como as principais produtoras de testosterona
(KONIG & LIEBICH 2011).
Os lóbulos testiculares internamente possuem de dois a cinco túbulos seminíferos, é
nesta região que a espermatogênese acontece, adicionalmente, lá existem dois gêneros de
20
células as espermatogênicas e as de sustentação, esta última denominada de células de Sertoli,
que produzem hormônios além da função de sustentação (KONIG & LIEBICH 2011).
A justificativa da função sustentadora das células de Sertoli é proveniente de
sua origem, oriundas das células de sustentação indiferenciadas (da gônada pré-pubertal) que
sofrem diversas mitoses (mitoticamente ativas), nas quais sintetizam hormônios ABP
(proteína ligadora de andrógenos e inibina), e conseguem inibir o desenvolvimento de tubas
uterinas, útero e vagina no macho devido a uma glicoproteína, além disto, estas células são
ricas em retículo endoplasmático rugoso (EURELL & FRAPPIER, 2012).
Porém, a função primordial da célula de Sertoli é nutrir os espermatozóides que estão
em formação, em todas as suas fases de desenvolvimento, elas circundam as espermátides e
os espermatócitos conferindo-lhes este contato direto, alimentando assim os espermatozóides
(Figura 3). Têm suas bases voltadas para a periferia dos túbulos seminíferos e estendem-se na
direção do centro. A junção basal (junção estreita) com as células de Sertoli adjacentes forma
uma barreira hematotesticular, que permite controlar o ambiente nos túbulos e também
impede que os espermatozóides entrem no interstício.
Outra função destas células é de subdividir os túbulos seminíferos em compartimento
basal, aquele que faz uma ligação com o líquido intersticial e concede espaço as células
epiteliais germinativas e a outra subdivisão corresponde ao compartimento abluminal que é
espaço entre uma célula de Sertoli e outra e onde ocorre a comunicação no lúmen do túbulo
(REECE et al. , 2017).
Reece et al. (2017) descreveram que a divisão de uma célula epitelial germinativa
(espermatogônia) no compartimento basal fornece uma célula de reposição e outra célula
adicional, que precisa passar pela junção da célula de Sertoli para entrar no compartimento
adluminal. Nesse compartimento, ocorrem divisões suplementares e, por fim, os
espermatozóides são formados. As células de Sertoli secretam líquido dentro do
compartimento adluminal e sua composição é propícia aos espermatozóides em
desenvolvimento.
No que diz respeito aos efeitos inibitórios dos hormônio paramesonéfricos, há a
diferenciação sexual no período fetal, e ocorre a síntese de um hormônio denominado AMH
(hormônio anti mulleriano), produzido pelas células de sustentação, e este hormônio trabalha
justamente nos túbulos paramesonéfricos de forma inibitória promovendo o não aparecimento
de boa parte do sistema de ductos femininos (DYCE & SACK, 2010).
21
Portanto, o não desenvolvimento do trato feminino é mediado endocrinamente pelas
células de Sertoli. Se tratando de genes, o cromossomo sexual Y no macho, já induz a gônada
indiferenciada a formar um testículo ao invés de um ovário (BALL & PETERS, 2006).
Um dos hormônios esteróides androgênicos fundamentais é a testosterona, elas são
provenientes a partir de tecidos intersticiais que preenchem os espaços intratubulares, e nestes
túbulos há células de Leyding que fornecem a testosterona (KONIG & LIEBICH, 2011).
“O termo androgênio significa qualquer hormônio esteróide que tenha efeitos
masculinizantes, incluindo a testosterona” (HALL & GUYTON, 2011). Eles são responsáveis
pelo amadurecimento dos espermatozóides e pelo desenvolvimento dos órgãos genitais
masculinos (KONIG & LIEBICH, 2011). De acordo com Dyce & Sack (2011) estes
hormônios esteróides são os fornecedores das características sexuais secundárias desde a
maturação das glândulas sexuais acessórias até a diferenciação pré-natal de determinados
núcleos cerebrais e medulares. Além disto, estes hormonios fazem a maturação das glândulas
sexuais acessorias e dão as características cutâneas (DYCE & SACK, 2010).
No que diz respeito à espermatogênese (figura 3) vê-se a transformação de células
epiteliais germinativas (células tronco) em espermatozóides e ela é dividida em duas fases. A
primeira fase é a de espermatocitogênese, considerada a fase proliferativa é nesta etapa que as
espermatogônias se multiplicam através de consecutivas divisões mitóticas e meióticas,
formando contagens haplóides de cromossomos. As espermatogônias tipo A, sofrem divisões
mitóticas ao ponto de em algumas vezes incluírem diversas gerações são produzidas em
quantidade exacerbada, e delas surgem as espermatogônias tipo B. Estas espermatogônias a
pouco mencionadas geram os espermatócitos primários compondo 2n (dupla de
cromossomos), e sofrem divisões mitóticas gerando os espermatócitos secundários, que a
partir de novas divisões mitóticas geram as espermátides (correspondendo a um n). Na
espécie bovina, os touros possuem a capacidade de produzir 64 espermátides a partir de uma
única espermatogônia do tipo A (REECE et al.,2017).
A segunda fase é conhecida como espermiogênese, na qual há a maturação das
espermátides quando estão localizadas ainda no compartimento adluminal e nesta fase há
modificações tanto nucleares como citoplasmáticas, e as células que até então eram imóveis
se tornam células potencialmente móveis, possuindo um flagelo (cauda), que fornece a
movimentação a esta célula. As espermátides maduras da última fase da espermiogênese
quando expelidas através do lúmen dos túbulos seminíferos dão origem aos espermatozóides
22
(REECE et al., 2017). A figura 3 demonstra em detalhes os ciclos espermáticos nas quais
foram descritas acima.
FIGURA 2: Ilustração de um testículo demonstrando os principais tecidos que envolvem o cordão espermático,
epidídimo, o canal inguinal, aneis vaginais e as disposições destes perante a cavidade abdominal.
Fonte: REECE et al., (2017).
23
FIGURA 3: Ilustração dos eventos pertencentes à espermatogênese demostrando as divisões mitóticas e
meióticas e as alterações morfológicas necessárias para a formação da célula espermática.
Fonte: REECE et al., (2017).
3.2.2 EPIDÍDIMO
O epidídimo está firmemente anexado ao testículo e consiste em rolos de túbulos
contorcidos alongados, cuja união é mantida por tecido conjuntivo (KONIG & LIEBICH,
2011). A cabeça está aderida à cápsula testicular e recebe os túbulos eferentes que,
imediatamente ou após algumas voltas, se unem para formar um ducto mais largo, o ducto do
epidídimo. O corpo pode não estar completamente aderido à superfície do testículo, e nesse
caso, um espaço (bolsa testicular homóloga à bolsa ovárica) é criado (DYCE & SACK, 2010).
O ducto do epidídimo prossegue como a cauda do epidídimo, ela se fixa à extremidade
caudal do testículo pelo ligamento próprio do testículo (ligamentum testis proprium) e ao
processo vaginal pelo ligamento da cauda do epidídimo (ligamentum caudae epididymidis).
Imediatamente após penetrar o epidídimo, os ductos eferentes se unem para formar o
ducto do epidídimo. A passagem de espermatozoides pelo epidídimo envolve sua maturação,
que inclui o término da diferenciação e da aquisição de sua própria motilidade (KONIG &
LIEBICH, 2011; BALL & PETERS, 2006).
24
Os espermatozoides provenientes dos espaços adluminais passam ao epidídimo por
meio do fluxo do líquido para dentro do lúmen dos túbulos seminíferos (figura 5). O
armazenamento no epidídimo permite que os espermatozoides alcancem sua maturidade e
adquiram mobilidade. A reabsorção de grande parte do líquido dos túbulos seminíferos ocorre
na cabeça do epidídimo (REECE, et al., 2017).
FIGURA 4: Disposição dos túbulos seminíferos e rede testicular nos testículos e as conexões com a a caveça,
corpo e cauda do epidídimo.
Fonte: REECE et al., (2017).
3.2.3 DUCTO DEFERENTE
O ducto deferente é a continuação direta do ducto do epidídimo. Sua origem é a parte
ondulante da cauda do epidídimo e se torna reto gradualmente à medida que atravessa a
margem medial do testículo. Ele ascende dentro do cordão ou funículo espermático (funiculus
spermaticus) e penetra a cavidade abdominal através do canal inguinal (KONIG & LIEBICH,
2011). Inicialmente segue medialmente ao epidídimo enquanto se encaminha em direção aos
vasos testiculares, que formam o componente mais volumoso do cordão espermático.
Contudo se dispersam no anel vaginal e neste local o ducto se volta caudomedialmente para
passar sob o ureter antes de ganhar a superfície dorsal da bexiga urinária (DYCE & SACK,
2010).
Atravessando a próstata até se abrir na parte proximal da uretra no colículo seminal
(colliculus seminalis) (KONIG & LIEBICH, 2011). Na maioria das espécies, a parte
subterminal que fica sobre a bexiga urinária apresenta aumento fusiforme, ampola do ducto
deferente ou glândula ampular (DYCE & SACK, 2010).
Em garanhões e ruminantes, o duto deferente se une com o duto excretório da
glândula vesicular a fim de formar um curto ducto ejaculatório, o qual se abre no colículo
seminal e no interior da uretra (EURELL & FRAPPIER, 2012). A passagem compartilhada
25
desses dois ductos é conhecida como ducto ejaculatório (ductus ejaculatorius) (KONIG &
LIEBICH, 2011).
3.2.4 TÚNICA VAGINAL E CORDÃO ESPERMÁTICO
A túnica vaginal também conhecida como processo peritoneal engloba o testículo,
mas nada mais é do que uma evaginação no revestimento do abdômen pelo canal inguinal. A
porção próxima que envolve o cordão espermático a princípio é estreita e vai se alargando em
direção distal, se expande de tal maneira, que assume a forma de um frasco abaulado no
interior do escroto, envolvendo tanto o testículo como o epidídimo (DYCE & SACK, 2010).
A sua formação é de antes da descida embriológica dos testículos, e envolve a
cavidade vaginal, esta por sua vez se liga com a cavidade abdominal através do óstio vaginal,
que se localiza na abertura interna do canal inguinal, e geralmente ali há uma baixa
quantidade de liquido peritoneal (KONIG & LIEBICH, 2011).
A parte proximal estreita do processo vaginal é o funículo espermático (funiculus
spermaticus) o qual é composto pelo ducto deferente e pelos vasos e nervos testiculares,
juntamente com suas membranas serosas (KONIG & LIEBICH, 2011).
Anastomoses arteriovenosas estão presentes entre a artéria testicular e seus ramos
epididimários e as veias do plexo pampiniforme. Uma generosa drenagem linfática passa para
os linfonodos localizados próximos à bifurcação da aorta. Em algumas espécies, um pequeno
linfonodo está presente próximo ao canal inguinal. A linfa transporta uma fração substancial
da produção de hormônios do testículo. Os modestos nervos testiculares são de origem
simpática (DYCE & SACK, 2010). O ducto deferente é envolvido dentro de uma prega de
mesofunículo. A prega vascular também é denominada mesórquio proximal, se fixa ao
epidídimo e prossegue até o testículo como mesórquio distal (KONIG & LIEBICH, 2011).
3.2.5 ESCROTO
O escroto tem uma camada subcutânea de fibras musculares lisas (túnica dartos), que
se contrai no clima frio e sustenta o testículo mais perto da parede abdominal. O escroto é
revestido pela camada parietal da túnica vaginal, que está em continuidade com o peritônio
parietal e que adentra no escroto (REECE, et al; ERICKSON, 2017). Externamente, um sulco
mediano marca a divisão entre os compartimentos esquerdo e direito; geralmente denuncia
uma evidente assimetria dos testículos (DYCE & SACK, 2010).
26
O escroto se situa na região inguinal nos ruminantes. Em ruminantes, os testículos são
mantidos com o eixo longo na vertical e, desse modo, possuem um escroto profundo e
pendular (KONIG & LIEBICH, 2011). A pele relativamente fina do escroto apresenta
glândulas sudoríparas e sebáceas (DYCE & SACK, 2010).
3.2.6 URETRA
A extensão da uretra masculina se dá desde o orifício interno do colo da vesícula
urinária até o orifício externo na extremidade livre do pênis que é fracionado em 2 regiões,
uma parte pélvica (interna) e uma parte esponjosa (externa).
A parte pélvica pode ser subdividida em uma parte pré-prostática, a qual conduz urina,
e uma parte prostática, que recebe o ducto deferente e o ducto vesicular ou ejaculatório
combinados (KONIG & LIEBICH, 2011). Na porção uretral prostática há uma estrutura
conhecida por conspícua prega dorso mediana permanente e há uma crista uretral, esta crista
termina gerando uma pequena formação, o colículo seminal (EURELL & FRAPPIER, 2012).
Este colículo demarca as aberturas dos ductos deferentes, e há uma particularidade
tanto nos equinos como nos ruminantes, no que se referem aos ductos ejaculatórios
combinados, eles se unem porque a parte pélvica da uretra se divide em regiões pré-prostática
(conduz a urina), ducto deferente, ducto vesicular ou ejaculatório combinados. Podemos dizer
que a uretra deixa a cavidade pélvica e se envolve em um tecido amplamente vascularizado e
se projeta para fora como parte do pênis (KONIG & LIEBICH, 2011).
3.2.7 GLÂNDULAS SEXUAIS ACESSÓRIAS
O conjunto de glândulas sexuais acessórias é formado pelas ampolas, glândulas
vesiculares, próstata e glândulas bulbouretrais, embora nem todas estejam presentes em todas
as espécies (DYCE & SACK, 2010), e situam-se na extensão da parte pélvica da uretra. O
touro e o garanhão possuem o conjunto completo de glândulas acessórias (KONIG &
LIEBICH, 2011).
A respeito do plasma seminal o mesmo é formulado por uma série de compostos, e a
liberação do mesmo se dá no momento da ejaculação (DYCE & SACK, 2010).
27
3.2.7.1 GLÂNDULAS VESICULARES
Elas estão localizadas no assoalho pélvico, lateralmente as ampolas seminais e
dorsalmente a vesícula urinária, e possuem forma lobular e compacta. Seus ductos e os ductos
deferentes compartilham de um mesmo orifício que se abre adentrando a uretra. No que diz
respeito as funções, sabe-se que o fornecimento de líquido para o transporte de
espermatozóides provém destas glândulas, lembrando que sua função não corresponde a uma
função de armazenamento, mas sim de secretar o líquido seminal que possui dupla
funcionalidade: manutenção do ph e nutrição, e neste líquido há a presença de células
espermáticas (revisado por OLIVEIRA, 2016).
Esta glândula se encontra em todas as espécies domésticas, (com exceção do cão e do
gato), há uma diferencial quando refere-se às espécies equinas e nos ruminantes há a união do
ducto excretor com o ducto deferente um pouco antes de seu término e esta pequena passagem
é chamada de ducto ejaculatório (KONIG & LIEBICH, 2011).
3.2.7.2 PRÓSTATA
Esta glândula do sistema genital masculino se subdivide em duas regiões em que uma
se dissemina no interior da parede da uretrapélvica e a outra região se localiza na porção
externa do músculo uretral, chamado de corpo compacto e a drenagem destas estruturas se
dão por pequenos ductos (DYCE & SACK, 2010). O touro possui ambas, mas a parte
compacta é bastante pequena e plana (KONIG & LIEBICH, 2011).
3.2.7.3 GLÂNDULAS BULBOURETRAIS
Nos ruminantes e nos equinos, as glândulas bulbouretrais possuem tamanho
moderado quando comparado à espécie suína, é observada em todas as espécies com exceção
do cão, e apresenta de forma vestigial nos gatos. Estas glândulas são drenadas por apenas um
ou vários ductos, além disto, a eliminação de secreções em momentos ideais se deve a sua
estrutura histológica em que glândulas grandes são bem desenvolvidas, e septos internos
compostos por musculatura lisa (DYCE & SACK, 2010).
3.2.7.4 CONSTITUINTES DO PLASMA SEMINAL EM BOVINOS
O plasma seminal é composto por frutose, uma série de vitaminas, ácido ascórbico, e é
rico em eletrólitos. Em cada espécie há uma formulação diferente nos elementos seminais,
28
mas existem alguns constituintes fornecedores de energia, como a frutose se encontra em
todas as espécies, a particularidade deste açúcar é que ela não requer energia metabólica para
adentrar os espermatozóides (REECE et al., 2017).
Há dois mecanismos que agem em prol de serem facilitadores da fecundação,
mediados por ação hormonal das prostaglandinas, estes hormônios agem ativamente no
plasma seminal, primeira ação é a interação com o muco cervical. O segundo mecanismo
facilitador da fecundação baseia-se na hipótese de que as prostaglandinas causem contrações
na musculatura lisa revertendo o peristaltismo (cuja origem se dá no útero e ovidutos),
auxiliando o percurso dos espermatozóides em direção aos ovários (REECE et al., 2017).
3.2.8 PÊNIS E PREPUCIO
Pode-se dizer que o pênis é composto por corpos cavernosos penianos, corpo
esponjoso peniano e este último aqui mencionado estão ao redor da uretra peniana, por fim há
a glande peniana (KONIG & LIEBICH, 2011).
De acordo com Dyce & Sack (2010): “O pênis está suspenso abaixo do tronco e está
parcialmente contido entre as coxas, onde é ancorado ao assoalho pélvico pelo ligamento
suspensório nas grandes espécies”. A raiz, corpo, e glande do pênis, são as divisões desta
estrutura, e estes apresentam subdivisões. A raiz do pênis compõe-se de pilares do pênis que
são formados por tecido cavernoso, e dele saem duas colunas do tecido na qual aqui foi
mencionado. A subdivisão do corpo peniano é representado pelo corpo cavernoso e pelo
corpo esponjoso. Os pilares penianos (nada mais são que duas colunas na região dorsal
formado por tecido erétil) possuem um centro de tecido cavernoso que está envolto pela
túnica albugínea (camada espessa de tecido conjuntivo);(KONIG & LIEBICH, 2011).
Os corpos cavernosos penianos, são pareados e emergem a partir das tuberosidades
isquiáticas e se unem ao corpo esponjoso para compor o corpo do pênis (EURELL &
FRAPPIER, 2012). Conforme Dyce & Sack (2010),“na parte proximal do corpo do pênis
existe um septo entre os dois corpos cavernosos, contudo, na maioria das espécies, o septo
diminui gradativamente e finalmente desaparece quando caminha distalmente em direção à
glande do pênis”.
A terceira coluna do tecido erétil do corpo esponjoso ímpar é mais delicada que os
corpos cavernosos, estes possuem espaços maiores por conta do sangue, e estes espaços são
separados por septos ainda mais finos. O corpo esponjoso provêm de uma abertura pélvica
29
caudal e repentinamente há um alargamento do tecido esponjoso que envolve a porção pélvica
da uretra (KONIG & LIEBICH, 2011).
O pênis dos ruminantes é do tipo fibroelástico, nessa espécie, quando o pênis está em
repouso ele exibe uma flexura sigmóide entre as coxas destes animais. Para a ereção peniana
não se faz necessária grande quantidade de sangue adicional, a flexura sigmóide também é
responsável pelo alongamento do pênis, quando esta flexura está reta vê-se este alongamento
(KONIG & LIEBICH, 2011).
Em um rebatimento cutâneo em formato tubular, localiza-se a porção cranial do corpo
peniano e a glande do pênis e o prepúcio compõe-se de uma camada interna e uma camada
externa (EURELL & FRAPPIER, 2012). Na camada interna prepucial normalmente há tecido
linfóide e glândulas secretoras de esmegma, e não apresentam pêlos (DYCE & SACK, 2010).
Já a camada externa é composta somente por pele (EURELL & FRAPPIER, 2012).
Existe certo distanciamento entre glândulas sudoríparas e sebáceas nesta camada
externa. E esta apresentação é encontrada ruminantes, varrões, garanhões e cães. Além deste
distanciamento também há a presença de pelos finos (EURELL & FRAPPIER, 2012).
No livro “Anatomia dos Animais Domésticos” faz- se menção que todos os músculos
envolvidos na ereção peniana, os autores explicam que a partir do músculo estriado é possível
retrair ou projetar o prepúcio, estes músculos estriados fazem parte do músculo cutâneo do
tronco, como se fizessem parte de um fragmento deste músculo, os autores referem-se com o
termo “destacamento do músculo”. E pode subdividi-lo como músculos prepuciais craniais e
músculos prepuciais caudais, o último a pouco mencionado, tem a função de retrair e expor o
ápice do pênis está presente em todas as espécies com uma ressalva nos equinos que não o
possuem. Os músculos prepuciais craniais têm o trabalho de projetar o prepúcio e são
encontrados exclusivamente nos ruminantes (KONIG & LIEBICH, 2011).
30
3.3 FISIOLOGIA DA REPRODUÇÃO DO TOURO
Neste tópico serão abordados os órgãos e os sistemas endócrinos e neuroendócrinos
que influenciam diretamente o sistema reprodutor.
Apesar de seu pequeno tamanho de somente alguns centímetros cúbicos, o hipotálamo
contém vias bidirecionais de comunicação com todos os níveis do sistema límbico. Foi
mensurada a porcentagem do hipotálamo em 1% da massa encefálica, e esta pequena
proporção é responsável pelo controle de uma série de sistemas (HALL & GUYTON, 2011).
Toda ação hipotalâmica é mediada por uma gama de conexões nervosas, localizadas
nas regiões centrais cerebrais mais altas, envolvidas no controle da reprodução (BALL &
PETERS, 2006).
E a hipófise é referida como glândula mestre, e dá-se este titulo devido à produção de
hormônios que influenciam diretamente com a atividade de outras glândulas endócrinas alvos
(DYCE & SACK, 2010).
A hipófise é dividida em duas porções, uma conhecida como adeno - hipófise, que
corresponde à hipófise anterior e a hipófise posterior, correspondendo a neurohipófise. Ela
sintetiza seis hormônios peptídeos na região de adeno- hipófise e outros dois hormônios
peptídeos secretados na neuro- hipófise e deve-se dar enfoque em dois hormônios
gonadotrópicos distintos, o FSH (hormônio folículo estimulante) e LH (hormônio
luteinizante), cuja função é o controle de crescimento dos ovários e testículos, assim como
suas atividades hormonais e reprodutivas (HALL & GUYTON, 2011).
Os demais hormônios sintetizados na adeno-hipófise são: hormônio estimulante da
tireoide, hormônio adrenocorticotrófico e prolactina, este último é gonadotrófico em algumas
espécies, mas as vacas não seguem esta via de regra (BALL & PETERS, 2006).
O TSH controla a velocidade da maioria das reações químicas intracelulares do
organismo, o responsável pelo controle e secreção de e da tri-iodotironina pela glândula
tireóide. O ACTH influencia na produção de hormônios adrenocorticais que interfere no
metabolismo da glicose, proteínas e gorduras, e a prolactina que é a responsável pelo
desenvolvimento da glândula mamaria e a produção de leite (HALL & GUYTON, 2011).
A pituitária posterior secreta dois hormônios peptídeos: ocitocina e vasopressina
(BALL & PETERS, 2006). De acordo com Hall & Guyton (2011) “O hormônio antidiurético
(também chamado de vasopressina) controla a excreção da água na urina, ajudando, assim, a
controlar a quantidade de água nos líquidos do organismo”.
31
3.3.1 EFICIÊNCIA REPRODUTIVA NA BOVICULTURA
“Na produção bovina, a boa performance reprodutiva é essencial para o manejo e a
produção eficientes sendo que a eficiência reprodutiva é o fator que mais afeta a
produtividade e lucratividade de um rebanho” (BERGAMASCHI et al., 2007; BALL &
PETERS, 2006).
Existem modelos de criações bovinas e o mais comum, é a produção de bovinos de
carne e leite (BALL & PETERS, 2006).
Segundo Bergamaschi et al. (2007) uma das maiores falhas reprodutivas são os óbitos
no período pré-natal, embrionário e fetal. Os autores Bergamaschi, Machado, & Barbosa
(2007) afirmaram que a maioria dessas perdas acontece no período embrionário da gestação,
podendo atingir 40% dos conceptos (KUNZ et al., 2002) e tem inúmeros fatores causais,
como as ocorrências infecciosas (uterinas e do embrião), e as causas não- infecciosas. Para
Christianson (1992) as causas não infecciosas são as mais importantes, pois geram 70% dos
casos de mortalidade embrionária, uma vez que podem afetar tanto ao embrião como a mãe, e
resultam na interrupção da prenhez.
O investimento para suprir as necessidades de um sistema intensivo, são elevados,
portanto é de suma importância que o intervalo de partos não fuja da normalidade, uma vez
que o retorno para o investidor será de no mínimo 2 anos para que haja o primeiro parto,
sendo o filhote o fruto do capital aplicado inicialmente (BALL & PETERS, 2006).
Ball & Peters (2006), revisaram que a subfertilidade nabovinocultura tende a uma
perda financeira de €500 milhões por ano no Reino Unido, isto somente no setor leiteiro. Este
valor exorbitante se dá como resultado dos elevados custos veterinários, reposições, produção
perdida, sêmen e embriões. Estes mesmos autores ressalvaram que a função das novilhas além
de serem repositoras das vacas vazias (termo utilizado para vacas que não emprenharam)
também são fontes produtoras de carne.
Os intervalos de partos devem ser regulares para que não acarretem em prejuízos
economicos, pois se houver um déficit nesta etapa a parição posterior será tardia, acarretando
na diminuição do número de bezerros desmamados, e estes intervalos são usados como
parâmetros de avaliação da performance reprodutiva do rebanho (BALL & PETERS, 2006;
BERGAMASCHI et al., 2007).
32
REPRODUÇÃO E PRODUÇÃO NA BOVINOCULTURA E O MERCADO
NACIONAL
A reprodução é um fator vital na determinação da eficiência da produção animal
(BALL & PETERS, 2006). A pecuária de corte, desde a década de 70 desenvolveu-se de
forma avassaladora no que diz respeito ao aumento da produção e por ventura repercutiu em
capital de giro (BERGAMASCHI et al., 2007).
O Brasil conquistou o mercado internacional como resultado da expansão cultural e a
afluência com outros países (globalização). A primeira participação significativa que colocou
o mercado nacional em outro patamar foi no ano de 2003, com saldo positivo nas exportações
que ultrapassaram a casa dos bilhões de dólares, procedendo a um milhão de toneladas de
produtos exportados. Este episódio só foi possível, devido a problemas com os tradicionais
fornecedores internacionais. Outro fator que justifica nosso posicionamento atual é de que o
mercado interno já está saturado, logo os excedentes são destinados à exportação
(BERGAMASCHI et al., 2007; SOUZA, 2008).
Tendo em mente a contínua expansão do mercado da carne e o efeito da globalização
neste meio de produção, pode-se afirmar que a concorrência é acirrada, mas em casos de
intercorrências com os fornecedores habituais, o mercado competidor pode suprir o déficit do
pais que apresenta óbice. Portanto, em meio a esta crise, há uma rotatividade de fornecedores
(países) que terão a oportunidade de mostrar todo seu potencial para o novo mercado que lhe
abre as portas. Foi o que sucedeu com os Estados Unidos e Comunidade Europeia, a
diminuição na participação dessas potências no mercado internacional, ao primeiro país aqui
mencionado, referiu-se a casos de encefalopatia espongiforme bovina –EEB (vaca louca), esta
fase perdurou de 2003 a 2005, e outros países como Argentina e Inglaterra foram afetados
com febre aftosa, e foi neste período que vimos a participação do Brasil no ano (SOUZA,
2008).
A partir deste momento, a pecuária brasileira ganhou espaço, e deve-se atender as
exigências do mercado no que se refere principalmente a qualidade do produto, rastreamento
e sistemas de produção. O aperfeiçoamento do sistema de produção e a mão de obra
especializada é fundamental para se obter êxito e existem meios estratégicos que auxiliam o
produtor a alcançar seu objetivo principal, um produto rentável, o fabricante pode optar por
selecionar animais com a menor idade da primeira cria e abate, fazer o uso intensivo da área
para a o espaço de terra para produzir o alimento de seu gado (BERGAMASCHI et al.,2007).
33
3.3.2 AVALIAÇÃO ANDROLÓGICA
Neste tópico, foi realizado um compilado de artigos científicos e obras literárias de
renome dentro da reprodução animal, expondo diversas técnicas e pesquisas atuais (de 2000
até o momento) a respeito da avaliação andrológica de touros de diferentes raças (não uma
raça de touro em específico, para que não se criasse impasses ao trazer novas informações,
abrindo um amplo “leque de opções”), podendo debater, comparar, expor ideais de autores
que compartilham de opiniões similares ou opostas, e assim criar uma análise crítica das
técnicas andrológicas que aqui serão referidas.
O fundamento que tange o exame andrológico é a caracterização do potencial
reprodutivo dos touros e que deve atender ao diagnóstico de saúde sexual, hereditária e
reprodutiva nos aspectos de capacidade de monta (potentia coeundi) e nos aspectos
fecundantes (potentia generandi) (ALFARO, 2007).
A fertilidade irrefutavelmente é a característica mais importante tanto na aptidão
leiteira quanto na aptidão de corte, e em ambos os sistemas produtivos, no quesito econômico
pode-se afirmar que o mérito reprodutivo é muito maior do que o desempenho no crescimento
do produto, e ainda mais importante do que a qualidade do produto, sendo nítida a relevância
do touro no rebanho como um todo. Ao analisar separadamente infere-se que a importância na
fertilidade do macho é superior a de qualquer fêmea analisando-a individualmente e isso se
deve porque o touro pode se acasalar com um número maior de fêmeas empregando a monta
natural e também a técnica de inseminação artificial (BARBOSA et al., 2005).
Na genética de um bom reprodutor três características devem ser herdadas e
manifestadas: a primeira é um bom estado físico para percorrer longas distâncias a procura da
fêmea no cio e assim poder realizar a monta; segundo, produção espermática adequada tanto
em qualidade quanto em quantidade e por fim, alta capacidade de serviço, cobrindo uma
grande quantidade de fêmeas (CRUZ, 2007).
A indicação do exame andrológico dá-se em duas situações: na seleção e preparação
dos touros para a atividade reprodutiva antes e em casos que há o histórico de infertilidade
individual (ALFARO, 2007). Além disso sesundo os autores Barbosa, Machado, &
Bergamaschi (2007) o referido exame auxilia também “Na avaliação do reprodutor antes da
estação de monta; nas relações de comercialização de reprodutores; na ocorrência de falhas
reprodutivas no rebanho; para determinação da ocorrência da puberdade; para o diagnóstico
de problemas de fertilidade; para o ingresso nas centrais de inseminação, com vistas à
congelação de sêmen”.
34
3.3.2.1 IDENTIFICAÇÃO DO ANIMAL
Deve seguir os princípios gerais da semiotécnica e ser realizado num ambiente
adequado e seguro não só para o examinador como também para o animal, de preferência
num tronco de contenção próprio para bovinos (ALFARO, 2007).
Para iniciar o exame deve-identificar corretamente o reprodutor, contendo informações
a respeito do proprietário/tutor; (nome, telefone, endereço) raça, nome, número da tatuagem
e/ou brinco, número de registro, data de nascimento e outras informações que podem auxiliar
na identificação como sinais externos e as marcas (BERGAMASCHI et al., 2007).
Depois que o reprodutor foi identificado, é fundamental uma boa anamnese, com o
histórico revelando, todas as comorbidades, ambiente, dieta, medicamentos administrados, e
o manejo. Caso haja algum problema que afete diretamente o sêmen deste reprodutor, o ciclo
espermatogênico (com duração em torno de 60 dias) daquele período será perdido, para tanto
o diagnóstico da fertilidade é primordial (CRUZ, 2007).
3.3.2.2 EXAME CLÍNICO GERAL
O exame físico geral é fundamentado para a avaliação de sistema locomotor, checar os
aprumos, escore corporal, averiguar sistema respiratório e circulatório, se há desidratação e
qual o seu grau, avaliação das mucosas, movimentos ruminais, exame ocular e aferição da
temperatura. Qualquer alteração em algum destes sistemas pode levar a interferências
negativas no momento da monta (ALFARO, 2007).
De acordo com Bergamaschi et al. (2007) nota-se que: “O sistema locomotor merece
atenção especial, face à sua importância, tanto para caminhar em busca de alimento e para
procurar por fêmeas em cio como para efetuar a cópula. Vale ressaltar que manifestações de
dor são importantes causadoras de impotência. Caso surja alguma alteração, procedimentos
específicos devem ser adotados. Para máxima eficiência dos acasalamentos em monta natural,
o touro deve estar fisicamente normal. O animal deve estar em boa condição geral e com
tamanho, peso e conformação normal para sua raça e idade”.
O escore de condição corporal (ECC) interfere diretamente na reprodução, o sobrepeso
interfere na impotência coeundi e também na impotência generandi, levando a casos de artrite
e artrose crônica manifestando complicações em realizar a monta, o animal exibe dificuldades
em se locomover, manifestará dor, e em alguns casos hipertermia culminando em déficits na
produção de esperma, é possível que o sobrepeso gere uma falha na termorregulação escrotal,
por conta da quantidade exacerbada de gordura no tecido subcutâneo do escroto, justificando
35
as falhas de produção espermática. Notemos que devido a problemáticas que poderiam vir a
ser evitadas, como um controle na dieta e o animal dentro das condições de escore corporal
(que variam de 1 a 5, sendo 1 muito magro e 5 obeso). Caso haja uma situação de um
reprodutor obeso, obviamente ele não estará apto a efetuar a monta, logo o lucro que decairia
sobre ele não será refletido, portanto há perdas econômicas e perdas produtivas por
impotência coeundi (ALCÂNTARA, 2017).
Já o sub peso pode acarretar em uma deficiência hormonal, como exemplo, o macho
necessita de gordura para produção de testosterona. Lembrando que os testículos devem
apresentar temperatura em torno de 4 graus abaixo da corpórea (revisado por ALCÂNTARA,
2017).
O desequilibrio dietético influencia negativamente na vida reprodutiva, animais
estabulados que são alimentados com dietas ricas em carboidratos e pobres em fibras, estão
mais susceptíveis a desenvolver laminite (DIAS et al., 2003 apud CRUZ, 2007).
Outras doenças sistemicas e locais podem também comprometer a qualidade de
performance dos touros, as doenças de casco por exemplo, como úlceras, doenças da linha
branca, hematomas, abscessos e achinelamento, sendo esta última causada normalmente por
acidose sub-clínica (CRUZ, 2007).
36
3.3.3 EXAME CLÍNICO DO APARELHO REPRODUTOR DO MACHO
O exame físico específico dos órgãos reprodutivos englobam. as glândulas anexas,
glândulas vesiculares, ampolas dos ductos deferentes e próstata, avaliação de pênis, prepúcio,
escroto (faz-se a mensuração do perímetro escrotal), testículos, epidídimo, cordão
espermático, são as estruturas analisadas no exame físico e no exame externo (CRUZ, 2007).
Sobre o exame minucioso do sistema genital Bergamaschi et al. (2007) relataram que
“os órgãos genitais externos são examinados por inspeção e palpação, já os internos são
examinados por palpação transretal. Verifica-se a presença, as dimensões, a simetria, a
consistência e a mobilidade dos componentes do sistema genital e sua compatibilização com a
idade, com o desenvolvimento e com a raça do animal. Qualquer alteração em qualquer uma
das partes deve ser anotada”. A Embrapa fornece um modelo de certificado andrológico do
ano de 2005, que neste documento fica explicito exatamente o que deve ser analisado como se
observa na figura 6.
Faz-se necessário avaliar parâmetros como a simetria, sensibilidade, consistência,
tamanho, mobilidade, e o artifício de exames de imagem também são empregados, como o
ultrassom, permiti-se avaliar a vesícula seminal buscando alterações como a presença de
líquidos, fibroses, vesiculites, nos mostrando um possível processo patológico já
preestabelecido ou uma doença em desenvolvimento (MENEGASSI, 2015).
O Colégio Brasileiro de Reprodução Animal (CBRA, 2013), mostra que embora a
ultrassonografia venha para complementar o exame específico dos órgãos reprodutivos, ele
não os substitui. Sim sua função é auxiliar o processo de diagnóstico e prognóstico de
afecções em sistema reprodutor, permitindo acessar regiões do sistema reprodutivo de difícil
acesso.
37
FIGURA 5: Modelo de certificado de exame andrológico em bovinos segundo a circular técnica da
Embrapa (2005).
Fonte: BARBOSA et al., (2005).
38
3.3.3.1 ESCROTO
O escroto é examinado por meio da inspeção visual, buscando por traumas, lesões,
aderências, presença de ectoparasitas, buscando por alterações de espessura, elasticidade da
pele, sensibilidade e mobilidade (BERGAMASCHI et al., 2007).
O posicionamento do animal influencia diretamente no resultado do exame. Com o
reprodutor em estação, o escroto e suas estruturas adjacentes são examinados bem como as
túnicas, espaços entre túnicas, buscando pela existência de lesões, espessura, temperatura,
maleabilidade, aderências, alterações em forma, tamanho, consistência, e qualquer achado
deve ser registrado (CBRA, 2013).
3.3.3.2 TESTÍCULO E A BIOMETERIA TESTICULAR
A avaliação testicular é de suma importância uma vez que ele é responsável pela
síntese de espermatozóide e é um fator herdável. Para o exame adequado deste órgão, a
posição correta é imprescindível, o indivíduo que irá analisar (examinador), deve estar
caudalmente ao macho, tracionando os testículos para o interior da bolsa escrotal
delicadamente. Sendo assim, quando o animal estiver posicionado corretamente, iremos
iniciar nosso exame (ALCÂNTARA, 2017).
Bergamaschi et al. (2007), comunicaram que para um adequado exame ambos os
testículos devem ser tracionados para dentro da bolsa testicular e examinados quanto a
presença, forma, simetria, consistência, mobilidade dentro do escroto, posição, temperatura,
sensibilidade, tamanho e principalmente biometria.
As características a serem consideradas para avaliação adequada dos testículos são:
Presença (a) os 2 testículos devem estar presentes na bolsa; Forma (b) devem ser ovalados e
alongados; Simetria (c) devem ser simétricos quanto à forma e tamanho. Em casos de
assimetria a biometria testicular é o recurso usado e os dados obtidos por ela devem ser
registrados. Sobre a diferença no volume recomenda-se não ser maior que 10%;
Consistência (d) considera-se normal a consistência fibroelástica, mas elas variam com
a espécie analisada, qualquer alteração em consistência devem ser registradas e apuradas;
Mobilidade (e), os testículos precisam apresentar mobilidade no interior do escroto em todas
as direções, quando deslocado por toque digital; Sensibilidade (f) é preciso saber diferenciar
reações simples do animal e sensibilidade dolorosa, o macho não deve apresentar nenhum
sinal de algia ao toque ou ligeira pressão; Temperatura (g) sempre lembrar que a temperatura
intratesticular normal é de 2 a 4°C abaixo da temperatura corporal; Posição (h) uma alteração
no posicionamento pode nos indicar a existência de patologias em escroto e encurtamentos de
39
cordão espermático, mudanças de posição seja elas anteriores ou posteriores, levam a
investigação semiológica, sendo necessário a análise seminal (CBRA, 2013).
Avalia-se tamanho e biometria testicular (i), com o intuito de selecionar touros cujo
testículo apresente maior volume e diagnosticar possíveis alterações. A análise do perímetro
escrotal merece atenção, uma vez que é uma das características de maior herdabilidade.
Alguns fatores como: raça, tipo de criação, peso corporal, subnutrição, anormalidades de
desenvolvimento adquiridas ou congênitas afetam ativamente o tamanho testicular (CBRA,
2013).
Faz-se uma análise apurada de sua simetria, sensibilidade e consistência. O epidídimo
(em toda a sua estrutura: cabeça, corpo e cauda) e o cordão espermático, também se tornam
alvos do exame. Deve-se atentar ao músculo cremaáster, uma vez que ele se responsabiliza
pela termorregulação (CRUZ, 2007).
No que se refere à mobilidade testicular, não deve haver resistência ao se mover no
interior da bolsa escrotal, como vemos em casos de aderência. A biometria testicular é
realizada com auxílio de uma fita métrica e posicionamos na região mediana do testículo, para
mensurarmos comprimento e largura utiliza-se um paquímetro (revisado por ALCÂNTARA,
2017).
A mensuração da circunferência escrotal, representada pela sigla “CE”, é
imprescindível para análises precisas de peso e massa testicular, estes dois critérios são
determinantes para a produção espermática (COULTER, 1987 apud CRUZ, 2007).
Esta mensuração indica alta repetilibilidade e em relação à herdabilidade varia de
moderada a alta (revisado por CRUZ 2007).
Quanto maior a quantidade de túbulos seminíferos, maior a produção da quantidade de
espermatozoides, e vê-se esta característica naqueles touros que apresentam maior
circunferência escrotal, geralmente estes animais possuem boa espermatogênese, assim como
uma boa saúde testicular, a chance de virem a produzir espermatozóides de má
qualidade/defeituosos é bem menor (CRUZ, 2007).
Há uma correlação direta entre a circunferência escrotal e a idade em que as filhas
entraram na puberdade. Percebe-se que touros com uma baixa CE, obtiveram filhas com
puberdade tardia, enquanto touros de alta CE chegaram mais rápido a puberdade (CRUZ,
2007). Os autores Bergamaschi et al.,(2007), desenvolveram um quadro (quadro 1) na qual
correlaciona a idade (em meses) com a circunferência escrotal, trazendo valores de referência
do que seria a normalidade da circunferência escrotal para os Bos taurus taurus.
40
O segundo quadro (quadro 2) faz a mesma correlação do perímetro escrotal e a idade
(em meses), porém especificando a raça zebuina. Já o terceiro quadro (quadro 3) também
correlaciona os mesmo critérios para a raça (nelore) e o perímetro escrotal de acordo com
alguns estados brasileiros (São Paulo, Minas Gerais, Mato Grosso do Sul, Goiás, Mato Grosso
e Tocantins).
Como mencionado anteriormente, a biometria testicular é obtida a partir do uso de
fitas específicas. O ponto positivo deste exame é que pode-se obter o tamanho testicular
facilmente, é de alta repetibilidade, qualquer técnico pode efetuar a mensuração da
circunferência escrotal e estes procedimentos são padronizados.
Quadro 1- Tabela de referência para avaliação da circunferência escrotal mínima recomendada. Usada para
animais Bos tauros tauros.
FONTE: BERGAMASCHI et al., (2007).
Quadro 2- Perímetro escrotal mínimo de touros zebus, classificados por idade.
FONTE: BERGAMASCHI et al., (2007).
41
Quadro 3-Perímetro escrotal em touros da raça Nelore criados nos estados de São Paulos, Minas Gerais, Mato
Grosso do Sul, Goiás, Mato Grosso e Tocantins.
42
FONTE: CBRA, (2013).
3.3.3.3 EPIDÍDIMO
O epidídimo é formado por cabeça, corpo e cauda e estão ligados pelo testículo através
do ligamento testicular. Avalia-se a morfologia, temperatura, volume e integridade.
Geralmente as alterações de epidídimo são decorrentes de infecções sejam elas locais ou
sistêmicas e lesões traumáticas (ALCÂNTARA, 2017).
A cabeça do epidídimo está justaposta ao polo apical da gônada, próximo a inserção
do funículo espermático, o corpo epidídimário está medialmente aos testículos e apresenta
dificuldade a palpação, já a cauda está localizada no polo oposto à cabeça do epidídimo com
mobilidade variável. Qualquer aumento de volume em epidídimo, alterações em consistência
e simetria da cauda devem ser registradas (CBRA, 2013).
3.3.3.4 CORDÃO ESPERMÁTICO
O acesso a eles varia com a espécie. São avaliados quanto à sensibilidade, torções,
aumentos de volume, e maior cautela à integridade do plexo pampiniforme. Avaliados quanto
43
a sua sensibilidade, volume e possíveis torções, qualquer alteração que leve ao seu aumento
de volume podem indicar: inflamações, hérnias, varicoceles e cistos (CBRA, 2013).
Bergamaschi et al., (2007), mencionaram que os cordões espermáticos Estão
diretamente relacionados à capacidade de termorregulação testicular. O grau de distensão dos
cordões espermáticos varia em função das condições climáticas, da raça e da idade.
Um encurtamento em cordão espermático culmina em alterações na posição testicular
e na sua capacidade de retração, levando a incapacidade de retração, afetando diretamente a
termorregulação. É preciso se atentar quanto à condição climática no momento do exame,
porque dependendo da condição climática será notória uma variação no grau de distensão do
cordão espermático (CBRA, 2013).
3.3.3.5 GLÂNDULAS SEXUAIS ACESSÓRIAS
Estas glândulas sexuais variam de tamanho e forma de acordo com a espécie. As
glândulas vesiculares (b) são simétricas, no adulto tem tamanho variável e consistência
flácida, e em animais jovens seu tamanho é menor e sua consistência é mais firme, maiores
nos adultos. Qualquer sinal de assimetria é considerado um achado clínico (CBRA, 2013).
3.3.3.6 PÊNIS
O exame do pênis é realizado quando o animal o exterioriza, por exemplo durante a
coleta de sêmen (quando se usa a vagina artificial), momento da cópula e ou na
eletroejaculação, sendo os desvios de pênis e fraturas as lesões mais comuns e inviabilizam a
cópula (CRUZ, 2007).
3.3.3.7 PREPÚCIO
A avaliação do prepúcio vai de acordo com o padrão da raça adotada pela associação
de criadores da raça trabalhada, portanto este critério de análise é de suma relevância quando
se trata de touros de alto valor zootécnico. O examinador se posiciona lateralmente ao touro
para iniciar o exame do órgão em questão. É observado, o tamanho, formato do prepúcio,
largura do óstio prepucial, se há a presença ou não de feridas, ectoparasitas, a integridade da
pele, mucosa, tecido subcutâneo, se há alguma cicatriz indicando que este animal pode ter
passado por algum procedimento cirúrgico para correção de sua morfologia (CBRA, 2013).
Hematomas, abscessos, aumentos de volume e temperatura, cicatrizes são as
alterações que devemos estar atentos durante o exame de avaliação prepucial. As raças
zebuínas merecem atenção especial, quanto a sua forma e formato. E o óstio prepucial, é
44
examinado desde o orifício até a sua inserção circunvizinho ao escroto, este óstio prepucial
externo deve propiciar a passagem do pênis, mas sua mucosa não pode estar exposta
(ALCÂNTARA, 2017).
Reprodutores que vivem no sistema extensivo, em que o gado fica solto no pasto, se
expondo a diferentes tipos de vegetação, podem vir a lesionar o prepúcio, quando estes são
prepúcios pensulosos, para tanto o comprimento é um critério a ser avaliado. As doenças que
podem vir a afligir esta região geralmente são: fimose, parafimose, aderências e massas
tumorais (CRUZ, 2007).
45
3.3.4 AVALIAÇÃO DO COMPORTAMENTO SEXUAL
O comportamento sexual do touro impacta significativamente. O reprodutor sendo
aprovado nos exames clínicos e andrológicos, necessariamente precisa estar apto a detectar as
fêmeas no estro e promover a monta, depositando seu material genético no sistema reprodutor
feminino (BERGAMASCHI et al., 2007).
Seguindo os padrões do CBRA (2013) a observação do comportamento sexual é um
recurso que deve ser utilizado pelo médico veterinário para verificar dificuldade ou
incapacidade do animal de realizar a cópula, sem ou com evidências clínicas. Tal
comportamento é influenciado por inúmeros fatores, tais como endócrinos, sociais, genéticos,
estacionalidade, raça e idade dos animais.
Este método observacional foi tese de estudo para o autor Osborne (1971), modificada
por Chenoweth (1974), que consistia na observação do (s) touro (s) na presença da fêmea (s),
e era possível se averiguar a taxa de serviço do touro no que diz respeito a quantidade de
montas efetuada por este, como mostra o quadro 4.
No momento da coleta de sêmen com a vagina artificial pode-se realizar uma
avaliação preliminar. A avaliação da libido, usada para avaliar o comportamento sexual, é
feito somente na ocasião da coleta seminal ou quando a quantidade de animais para cópula é
restrito, mas este indicador leva ressalvas, porque sua análise isolada não permite mostrar
todo o potencial reprodutivo do touro sujeito a análise, principalmente se este reprodutor está
passando por um período de descanso sexual ou se ele foi usado excessivamente (HENRY et
al., 2013).
Os zebuínos com comportamento sexual mais vagaroso faz-se o teste de libido. O
necessário para realização deste exame é um curral de 200 a 300 m², a presença de três fêmeas
no cio por um período de cinco minutos, onde toda e qualquer ação do touro é anotada e
pontuada. O interessante deste teste é que ele não fica restrito apenas as raças zebuínas, as
raças compostas também podem ser submetidas a ele. Em animais de raças taurinas, é mais
usado o teste de “capacidade de serviço”, que consiste na observação do número de cópulas
que o reprodutor é capaz de fazer em um período de 40 minutos em vacas que não estão em
estro contidas no tronco de contenção. Deve haver maior quantidade de touros em teste do
que fêmeas contidas, seguindo a proporção de 5:2, 5:3. É permissível a observação de outros
touros montando as vacas, como pré-estimulação, por um período de 10 minutos ou mais.
Vale lembrar que este teste de comportamento sexual é aplicado independente do
prognóstico, e independente de sua fertilidade, a interpretação sempre deve ser criteriosa, mas
46
atendendo as ressalvas das condições da execução deste exame (BERGAMASCHI et al.,
2007).
Um dos cinco sentidos é fundamental nesta etapa, o da olfação. A avaliação do
comportamento sexual dos reprodutores se dá com a aplicação de testes comportamentais.
Estes testes são usados como um complemento às avaliações andrológicas
(BERGAMASCHI et al., 2007).
Para que o touro efetue a monta, este reprodutor passará por uma série de testes, como
o de libido, é um momento em que o animal precisa passar por determinados processos, como
a olfação e o reflexo de flehmen, é mais comum de acontecer quando a fêmea está no cio. Este
reflexo faz com que o macho erga sua cabeça e seu lábio superior permitindo pelo olfato e o
órgão vemoronasal detecte ferormônios, que transmitem impulsos nervosos por todo o corpo,
agindo em funções endócrinas, reprodutivas agindo diretamente no comportamento sexual
(ALCÂNTARA, 2017).
Em boa parte das espécies, o cortejo sexual é manifesto com comportamentos como:
demonstrar interesse pela fêmea, realizar o reflexo de flehmen, tentativas de monta sem a
ereção propriamente dita, cheirar boa parte do corpo da fêmea e aproximação do touro
frontalmente, tentando abordá-la (CBRA, 2013).
Outra atitude que o reprodutor demonstra, é lamber a vulva da fêmea, dorso e região
lombar lateralmente. A liberação de líquido seminal até a finalização da monta é outro
indicativo de demonstração de interesse do reprodutor pela fêmea (revisado por
ALCÂNTARA, 2017).
47
Quadro 4- Teste de libido, segundo Osborne (1971), modificado por Chenoweth (1974) na qual o touro é
colocado na presença da fêmea (s), (não necessariamente todas as fêmeas devem estar no cio), e observa-se a
taxa de serviço do touro, avaliando quantas montas completas ele consegue realizar.
Fonte: ALCÂNTARA et al., (2017).
48
3.3.5 MÉTODOS DE COLETA DO EJACULADO BOVINO
Existem diferentes metodologias que possibilitam a coleta do sêmen em reprodutores
bovinos. Alguns deles usam fêmeas no estro e coleta do ejaculado após a cópula por aspiração
vaginal, eletroejaculação, vagina artificial, massagem retal das glândulas anexas (CRUZ,
2007).
Embora existam todas estas formas de se obter o ejaculado, touros com alto valor
zootécnico, utiliza-se apenas dois métodos: eletroejaculação e vagina artificial
(ALCÂNTARA, 2017).
Vale lembrar que a escolha da técnica para a coleta varia com a necessidade clínica,
objetivo e particularidades que envolvem a espécie em questão. A vagina artificial se
sobressai dentre todos os métodos, pois se assemelha a monta natural, enquanto os outros
acarretam em alterações no sêmen que divergem com o fisiológico. Um fato em comum que
facilita todos os procedimentos descritos acima é a vaca no estro, possibilitando a coleta
seminal de boa qualidade (CBRA, 2013).
3.3.5.1 VAGINA ARTIFICIAL
Com ela é possível avaliar a capacidade do animal efetuar a cópula (algo que na
eletroejaculação não conseguimos avaliar) e obtem-se amostras de sêmen da melhor
qualidade, uma vez que a vagina artificial é o procedimento mais fisiológico possível. Diz-se
que a desvantagem nesta técnica esta na aproximação do técnico para a coleta do material,
portanto apenas animais condicionados são utilizados, impossibilitando o uso de animais
arredios, animais a campo que possam vir a colocar em risco o técnico responsável pela coleta
(CRUZ, 2007).
A vagina artificial é um tubo rígido feito de borracha ou plástico, com as extremidades
abertas, revestida internamente de um tubo flexível, e o que garante esta flexibilidade é seu
material, feito de borracha, que se assemelha com a mucosa, como também é chamado. Esta
mucosa fica fixada nas extremidades com anéis elásticos. Uma das extremidades recebe um
copo coletor de sêmen e na outra extremidade a mucosa recebe um lubrificante com gel
estéril, não espermicida, para ajudar na penetração peniana. É fundamental que a mucosa
esteja extremamente limpa, livre de bactérias, e para a limpeza opta-se por uma solução de
álcool 70GL. No espaço das duas paredes é colocada água morna, com uma temperatura em
torno de 42 a45°C, a pressão é obtida colocando ar através de uma válvula presente no tubo
rígido (CBRA, 2013).
49
O médico veterinário observa o momento à coleta, analisa o comportamento do
reprodutor em todas as fases, excitação, aproximação, ereção, protrusão, monta introdução,
propulsão e ejaculação, descida e epílogo. São os pequenos detalhes que garantem o sucesso
no final, para que a ejaculação aconteça um conjunto de estímulos oriundos da vagina
artificial como a temperatura ideal, pressão e fricção, garantes o ejaculado no final do
procedimento (CBRA, 2013).
3.3.5.2 ELETROEJACULAÇÃO
Visa à indução a ejaculação, indicado para avaliar reprodutores não condicionados a
vagina artificial e que são usados na monta natural, ou em casos de animais que não
conseguem realizar a monta. Animais que não se adéquam a este procedimento serão
condicionados a coleta de sêmen do fundo de saco vaginal depois da monta natural. Vale
lembrar que esta técnica nos permite avaliar uma quantidade significativa de animais em um
pequeno período de tempo sem condicionamento antecedente, sendo possível trabalharmos
com animais de temperamento difícil. As desvantagens é que não nos permite saber se há
distúrbios em libido e problemas nas etapas da cópula. Para realização da coleta é concedido
até três tentativas com o mesmo método, em casos de insucesso opta-se por outro método
(CBRA, 2013).
A eletroejaculação é realizada através de aplicações de estímulos elétricos por meio da
corrente elétrica, alternada na forma de ondas senoidais cíclicas que são dimensionadas
justamente para esta finalidade. Os eletrodos são colocados em locais estratégicos
(posicionado ao nível da ampola retal) e possuem dimensões específicas que variam de acordo
com a espécie. Existem eletrodos (modernos) que o contato elétrico é mais restrito, fazendo
com que os estímulos elétricos não cheguem à musculatura indesejavelmente, os contatos
elétricos se dão na parte ventral. Não se aplica a todas as espécies, o percentual de bovinos
que não se adéquam a este método é de 1-2% (CBRA, 2013).
Palmer (2005) citam que desde a metade do último século, a eletroejaculação tem se
mostrado um método efetivo e de fácil execução na coleta de sêmen bovino. O método vem
sendo aperfeiçoado, existindo hoje aparelhos automáticos, que dispensam até mesmo a
necessidade do operador controlar os estímulos elétricos.
Existem uma série de pré-requisitos para o sucesso da técnica, como a contenção
adequada do animal, estímulos elétricos na amperagem correta 200 mA com intervalos de 2 a
3s e a intervalos de 5s), estes estímulos elétricos contínuos tem como objetivo a excitação do
animal. É permitido aumentar a amperagem de 300 mA, estes aumentos graduais são em
50
relação a intensidade e o tempo de duração de cada estímulo, até que aja a eliminação de
liquido pré-seminal e protrusão do pênis. É graças à estimulação dos nervos pudendos no
centro da ejaculação que é gerado o produto final (o ejaculado). Existem contra indicações em
relação aos eletrodos retais, porque eles estimulam desnecessariamente os nervos motores,
provocando fortes contrações musculares, eleva a frequência cardíaca, é um fator estresse
para o animal, que responde vocalizando, com aumento nos níveis séricos de cortisol e
progesterona (CBRA, 2013).
Segundo Cruz (2007) e Palmer (2005) como desvantagem, o método é pouco
fisiológico, produzindo fortes contrações musculares, inquietude, vocalização e até mesmo
decúbito, sinais que fortemente indicam desconforto animal.
Há uma problemática envolvendo contaminação por urina, por secreção pré-seminal e
pela duração do período de estimulação, que influencia no volume, densidade e motilidade
espermática (CBRA, 2013).
São apenas três passos para que se obtenha o ejaculado por meio da eletroejaculação.
Primeiramente é fundamental a contenção adequada do reprodutor, realizar a tricotomia dos
pelos prepuciais e estimular a micção e então limpamos o prepúcio com solução fisiológica e
retira-se o conteúdo retal. Passada esta etapa, com todo o cuidado, coloca-se os eletrodos já
com o lubrificante a base de mucilagem na região da ampola retal, mantendo sempre a
cautela, para não posicionar no local incorreto, posiciona-se os pólos dos eletrodos em direção
ventral. E por fim, os estímulos elétricos se iniciaram de maneira rítmica, intermitente e com
baixa intensidade. Os estímulos serão aumentados de acordo com a resposta do animal (é
permitido o uso da anestesia epidural baixa, ou anestesia para tranquilização), os estímulos
são amplificados sempre de maneira gradual pelo operador, até que se chegue à protrusão
peniana com liberação de fluido seminal e ao ponto ideal para a ejaculação (CBRA, 2013).
3.3.5.3 MASSAGEM RETAL
Outra técnica para coleta seminal, o sucesso está em quem a aplica (coletador), mas há
uma variedade de resultados. Tecnicamente o procedimento pode durar segundos até minutos
(dez minutos) e a massagem é feita nas glândulas vesiculares e ampolas dos condutos
deferentes. A desvantagem da 2técnica é que ao fim teremos uma amostra com menos
quantidade, quando comparada a técnica de eletroejaculação e vagina artificial e devido à
maior exposição peniana (quando comparamos com a eletroejaculação) o sêmen será mais
contaminado. As vantagens é que se obtêm espermatozóides oriundos da região das ampolas
51
dos ductos deferentes e secreções glandulares, e seu volume varia conforme a estimulação das
vesículas seminais (CBRA, 2013).
O protocolo para a massagem retal segue cinco passos, o primeiro é idêntico ao da
eletroejaculação. Realizada a contenção do reprodutor e a, tricotomia dos pelos da região
prepucial, estimula-se a micção e então limpa-se o prepúcio com solução fisiológica e
remove-se o conteúdo retal. Com a devida lubrificação insere-se o braço, até alcançar o corpo
da próstata que esta sobre o músculo uretral pélvico no assoalho da pelve. Cerca de 5-8 cm a
próstata está as ampolas dos ductos deferentes, devemos localizá-las e massageá-las no
sentido craniocaudal assim como o músculo uretral pélvico de maneira rítmica, desta forma
estimularemos as glândulas vesiculares e aumentaremos o nosso diluente da amostra (aumenta
o volume do plasma seminal) (CBRA, 2013).
52
3.3.6 COLETA E AVALIAÇÃO SEMINAL APÓS O EXAME
ANDROLÓGICO
A escolha do método recai de maneira substancial no sêmen que será analisado
posteriormente, e a escolha dependerá da espécie a ser trabalhada. O mais comum é o da
vagina artificial em animais já condicionados, visto que existem inúmeras vantagens, e a
coleta feita com o uso de um manequim artificial ou uma fêmea em cio. Como já descrito no
ítem anterior, além da vagina artificial também existemoutros métodos que nos auxilia na
extração do sêmen, como a eletroejaculação, coleta no fundo de saco vaginal, mão enveludada
(técnica usada em varrões e cães), massagem retal nas glândulas vesiculares e ampolas dos
condutos deferentes e massagem abdominal; (CBRA, 2013).
Conforme Alcântara (2017) deve-se atentar a diferenças nos ejaculados apresentados
por cada método. Ejaculado obtido por meio de eletroejaculador possui em sua maioria
aparência mais translúcida, indicando menor concentração e maior volume, quando
comparado ao sêmen obtido por vagina artificial. Lembrando que para todos os parâmetros
avaliados o método de coleta com vagina artificial se aproxima mais do fisiológico. O
ejaculado é avaliado quanto à cor, aspecto, volume, concentração, motilidade, vigor,
morfologia.
A etapa final do exame andrológico se dá com a colheita e análise da amostra seminal,
no formulário do exame deve constar qual o método adotado para a coleta do sêmen. Monta-
se um laboratório na propriedade onde será realizado o exame andrológico e nele deve conter
determinados equipamentos (mesa aquecedora para vidraria, microscópio óptico, com
aumentos de 100 ou 400 vezes e platina aquecida, água quente, para aquecer externamente o
tubo de colheita, corantes para morfologia, equipamento de colheita com eletroejaculador
completo, tubos de centrífuga, lâminas e lamínulas, pipetas e tubos para amostras, luvas de
palpação, luvas de palpação, contador de células, fita métrica e formulário de avaliação), este
laboratório deve ser limpo e fatores climáticos não devem interferir (BERGAMASCHI et al.,
2007).
Com a amostra em mãos inicia-se todo o procedimento para a análise macroscópica
(características físicas) e microscópica (morfologia espermática, esfregaços, avaliações mais
apuradas e individuais da morfologia das células espermáticas; (BERGAMASCHI et al.,
2007).
O ejaculado é avaliado quanto à cor, aspecto, volume, concentração, motilidade, vigor,
morfologia (ALCÂNTARA, 2017). HENRY et al. (2013), desenvolveram um quadro (quadro
5), com as características desejáveis de um bom sêmen coletado por meio da vagina artificial.
53
Quadro 5- Característica do sêmen de touros coletados pela vagina artificial segundo referências do CBRA
(2013).
FONTE: CBRA (2013).
3.3.6.1 COR
A coloração está vinculada a espécie e há grandes variações. Podendo variar em
branco, marfim, acinzentado e amarelo cítrico e se houver sangue, urina, células epiteliais,
sujidades e pus, veremos variações de cor neste sêmen (CBRA, 2013).
Como mostra Alcântara (2017), as alterações na cor do ejaculado são indicativos de
distúrbios, as colorações que nos levam a suspeita de problemas são colorações
achocolatas/avermelhadas, sangue, pus (provavelmente provenientes de hematomas, lesões
em mucosa peniana, comprometimento em glândulas anexas), urina e sêmen de cor amarelo
vivo podem ser preditivo de células inflamatórias.
3.3.6.2 ASPECTO
O aspecto do sêmen reflete a concentração de espermatozóides e recebe as
classificações: leitosa, serosa/aquosa e cremosa (CBRA, 2013).
Os autores Bergamaschi et al. (2007) relataram que a coloração dá informações a
respeito dos aspectos quantitativos e qualitativos e a presença de sujidades, urina, sangue,
células epiteliais, pus e sangue auxilia significativamente no diagnóstico.
Alcântara (2017) ainda revelou mais detalhes a respeito do aspecto do sêmen: o
aspecto está diretamente correlacionado a concentração espermática sendo classificado em
54
cremoso (>1000x106/mm3), leitoso (500 – 1000x106/mm3), seroso (300 – 500x106/mm3) ou
aquoso (<300x106/mm3). Deve-se atentar também à presença de sujidades e contaminantes
como areia, pelos e pus no ejaculado.
O aspecto do sêmen tem importância no julgamento, pois de forma subjetiva
possibilita uma estimativa da concentração do ejaculado, permitindo a identificação de
conteúdos estranhos, como pus ou mesmo sangue (CRUZ, 2007).
3.3.6.3 VOLUME
Este quesito varia muito em função de fatores raça, condições individuais do doador,
alimentação e número de ejaculações sucessivas. O volume aceitável de volume seminal para
a espécie bovina está na faixa de 0,5 a 14L, sendo o mais frequente valores de 5,0 e 6,0L
(MIES FILHO apud CRUZ, 2007). O método de coleta empregado para se obter a amostra
também influencia no volume (BARTH, 2004 apud CRUZ, 2007). O CBRA (2013) menciona
que a técnica de vagina artificial fornece valores similares ao valor fisiológico por monta
natural.
3.3.6.4 TURBILHONAMENTO OU MOVIMENTO EM MASSA
Corresponde a primeira avaliação microscópica imediata. Em um microscópio com
um foco em menor aumento, é colocada uma gota (pequena) de sêmen na lâmina aquecida,
sendo possível observar as ondas no ejaculado, se estas ondas apresentarem grande
intensidade forma-se um turbilhão. Este turbilhão comprova que o ejaculado é de qualidade
boa, porque para sua existência três fenômenos devem vir a ocorrer: a primeira é a alta
motilidade progressiva, a alta motilidade e por fim o alto vigor dos espermatozóides. E são
avaliados em uma escala que varia de 0 a 5, sendo 0 os espermatozóides imóveis e 5 ondas
intensas e vigorosas (CRUZ, 2007).
“É avaliado por meio da observação de uma gota de sêmen puro colocada sobre uma
lâmina pré-aquecida, em microscópio óptico, com objetiva de 10 ou 20 vezes de aumento, em
microscopia comum. O turbilhonamento mede a intensidade da onda de movimentação dos
espermatozóides resultante da motilidade individual, do vigor e da concentração espermática”
(BERGAMASCHI, 2007).
O Colégio Brasileiro de Reprodução Animal (CBRA 2013) relatou que: “quando o
ejaculado encontra-se dentro dos limites fisiológicos, o turbilhonamento é observado somente
nas espécies que apresentam maior concentração espermática, por exemplo, nos ruminantes
55
(sêmen fresco). É afetado por fatores extrínsecos, como método de coleta, condições de
preservação e temperatura da amostra”.
3.3.6.5 MOTILIDADE TOTAL E PROGRESSIVA
Nesta etapa avalia-se a porcentagem de espermatozóides com movimento retilíneo
progressivo e observa-se o a força que os espermatozóides estão empregando para se deslocar
(vigor). Em relação ao vigor os espermatozóides recebem uma classificação que vai de zero
(ausência de movimentos) a cinco (espermatozóides com movimento excessivamente
vigorosos). Para este exame faz-se necessário o uso de um microscópio óptico de campo claro
(também pode ser usado um microscópio de contraste de fase), com objetiva de 20 a 40x
(CBRA, 2013). Quando se utiliza um microscópio óptico a objetiva deve ser de 10 a 40X de
aumento (BERGAMASCHI et al., 2007).
Coloca-se uma gota de sêmen fresco entre lâmina e lamínula já aquecidas a uma
temperatura de 37°C. É importante lembrar, durante a análise devem ser respeitadas as
particularidades de cada espécie e os ejaculados com concentrações espermáticas elevadas
recomendam-se o uso de um diluidor com extensores antecipadamente aquecidos (CBRA,
2013). Cruz (2007) relataram em sua revisão que em animais com ejaculados com motilidade
igual ou inferior a 50%, tiveram um reduzido número de terneiros nascidos em sistema de
monta natural com múltiplos reprodutores. Já os animais que apresentaram motilidade
progressiva superior a 70%, alcançaram os maiores índices de nascimentos”.
3.3.6.6 VIGOR
Pode-se definir vigor como a intensidade dos movimentos dos espermatozóides sendo
examinados individualmente. Este é subdividido em 5 níveis, como ilustrados no quadro 6.
Na mesma preparação para motilidade faz-se a avaliação do vigor (CRUZ, 2007).
Quadro 6- Classificação do vigor de acordo com a motilidade espermática
FONTE: CBRA (2013).
56
3.3.6.7 AVALIAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO ESPERMÁTICA EM TOUROS
A concentração espermática define-se pela contagem de espermatozóides por unidade
de volume ejaculado. O método da câmara de Neubauer é o mais usual, embora existam
outros métodos para contagem de espermatozóides (BERGAMASCHI et al., 2007).
“Pode-se utilizar ainda a espectrofotometria ou métodos computadorizados” (CBRA,
2013). Os métodos mais usados no campo são os de câmara de Neubauer e o de
Espermodensímetro de Karras (Minitub). O primeiro é usado para a contagem de células e é
preciso um microscópio para sua realização. Já o segundo método permite uma leitura mais
rápida em virtude de sua opacidade que acontece em decorrência da concentração de células
em suspensão (CRUZ, 2007).
Em relação à câmara de Neubauer, o sêmen pode vir a ser diluído em soluções de
formol-salina, citrato de sódio formulado ou água destilada. Na realidade o que dita à diluição
a ser empregada é a concentração de espermatozóides presentes no ejaculado (CBRA, 2013).
A câmara será preenchida, mas primeiramente monta-se a lamínula hiperplana,
colocando o líquido sob a lamínula até que se complete totalmente sua superfície em apenas
um lado. Por um período de 5 minutos, esta lâmina a câmara ficará em repouso horizontal,
com o intuito de que haja a sedimentação celular na parte funda da câmara. No interior da
câmara de Neubauer são compostos por diversos quadrados, e os espermatozóides são
contados em cinco quadrados grandes e o interior destes quadrados grandes, existem 16
quadrados menores em cada lado da câmara totalizando 10 quadrados grandes. A contagem é
realizada usando um microscópio de contraste com aumentos de objetiva que variam entre 40,
100, 200X ou analisa-se com microscópios ópticos. Se durante a contagem entre os dois
retículos der uma contagem acima de 10% é sinal de que a homogeneização deu-se de
maneira errônea. Se a contagem de espermatozóides por quadrados der muito abaixo, é
recomendado contar todos os quadrados de cada retículo e faz-se um cálculo para uma média
de dez quadrados (CBRA, 2013).
Cruz (2007) nos traz que seguindo as recomendações do Colégio Brasileiro de
Reprodução Animal, um reprodutor apto a monta apresenta os seguintes quesitos: ejaculado
com mínimo de 50% de motilidade, vigor 3 e mínimo de 70% de espermatozóides que sejam
morfologicamente normais. Doadores que não se enquadrem nestes padrões, têm a capacidade
reprodutiva inferior.
57
3.3.7 AVALIAÇÃO MORFOLÓGICA
A avaliação morfológica é o exame dos espermatozóides conforme sua estrutura
morfológica, e ao realizar este exame é possível quantificar os defeitos presentes na amostra
de sêmen, e o resultado deste procedimento se dará em um dado percentual. Os métodos para
a análise são os de preparação úmida e esfregaços corados (CRUZ, 2007).
Pelo Colégio Brasileiro de Reprodução Animal (CBRA, 2013), mostra a preparação
úmida consiste na colocação de uma alíquota de sêmen diluído sobre lâmina cobrindo-a com
uma lamínula.
Para realização da preparação úmida faz-se necessário utilizar de microscopia de
interferência diferencial ou contraste de fase. A amostra deve ser armazenada a uma
temperatura de 5°C e ressuspensão periódica de células com agitação até o exame, evitando a
formação de aglutinações espermáticas. Esta técnica consiste na colocação de gotas de sêmen
em um frasco contendo formol-salina tamponada, cerca de 1ml, com o frasco previamente
aquecido a uma temperatura de 37°C. A quantidade de gotas é subjetiva, mas é até ficar um
aspecto leitoso (CBRA, 2013).
A avaliação da lâmina é feita em um microscópio de contraste ou interferência
diferencial de fase com uma objetiva de 100X, com óleo de imersão. A análise da morfologia
seminal é trabalhosa, tendo de ser averiguada pelo menos 200 células, com o olhar atento a
qualquer defeito de forma e estrutura, e estas anormalidades recebem uma classificação
(CBRA, 2013).
Divididas em dois grupos de defeitos maiores e defeitos menores. Os defeitos maiores
são aqueles envolvendo gota citoplasmática proximal, cabeça subdesenvolvida, estreita na
base, isolada patológica, contorno anormal, pequena anormal, acrossoma, cauda enrolada na
cabeça, patologias da peça intermediária, “pouch formation” (diadema), piriforme, cauda
dobrada com gota distal, cauda fortemente dobrada ou enrolada e formas teratológicas. E os
defeitos menores são os de cabeça gigante, cabeça delgada, pequena normal, curta larga,
cabeça isolada normal, retroaxial, abaxial, oblíqua, gota citoplasmática distal e caída dobrada
ou enrolada (ALCÂNTARA 2007).
A segunda técnica empregada para análise da morfologia espermática é de esfregaços
corados, que consiste no preparo de esfregaços muito delgados (três em média), em lâminas
obviamente já limpas e aquecidas a 37°C. Com o esfregaço já pronto (gota de sêmen
associada ou não ao corante), apura-se de imediato a lâmina em um aumento de 400X,
observando a disposição celular, e é preciso identificá-las. Talvez a campo não seja possível,
mas no laboratório há uma diversidade de corantes a serem empregados. Com a lâmina corada
58
esta será examinada em imersão, utilizando um microscópio óptico com aumento de 1000X,
buscando imperfeições de forma e estrutura em pelo menos 200 células que devem ser
contadas.
Alcântara (2017) fala sobre estas duas técnicas (preparação úmida e esfregaços
corados): “em ambos os métodos é importante ser criterioso para identificar as patologias
espermáticas. Estas são classificadas em defeitos maiores ou menores. Quando do exame de
touros comerciais, ou seja, de alto valor zootécnico, é necessária precisão nessa avaliação,
pois determinadas patologias resultam em baixas taxas de concepção e de prenhez”.
Defeitos maiores como “pouch formation” presentes no sêmen, indicam falhas
correlacionados a alta taxa de reabsorção embrionária, embora apresente altas taxas de
fecundação, repercutirá em baixas taxas de concepção (BARTH, 1989 apud ALCÂNTARA
2007).
Outra anormalidade que merece atenção é o de cauda fortemente dobrada, se
estiverem em altos níveis no ejaculado, simboliza baixa taxa de prenhez, e a justificativa para
tal é que o espermatozoide será incapaz de efetuar o movimento correto para locomoção pelo
trato reprodutor feminino até se encontrar com o ovócito e então realizar a tão esperada
fecundação (ALCÂNTARA, 2007).
Para o CBRA (2013) relata a aprovação do sêmen o mesmo deve apresentar resultado
menor ou igual a 10% de defeitos maiores e 30% de defeitos totais. E para liberação do sêmen
congelado ele deve passar no teste de termo resistência e não podem apresentar valores
superiores aos citados anteriormente. Caso o sêmen for requisitado para sexagem, o mesmo
deve apresentar valores menores ou iguais a 10% de defeitos maiores e 20% de defeitos totais
Os principais e mais comuns defeitos morfológicos são ilustrados nesta sequencia de figuras
(figura 5).
3.3.7.1 EXAMES COMPLEMENTARES
Estes exames são solicitados de acordo com o critério de análise do técnico
responsável. O motivo na qual foi solicitado o exame andrológico também ditará a
necessidade de exames complementares como os exames microbiológicos de sêmen ou uretra
(CBRA, 2013).
Para Bergasmaschi et al. (2007) novos métodos e técnicas de avaliação da capacidade
reprodutiva do touro ou do sêmen têm sido desenvolvidas e envolvem a determinação de
proteínas no plasma seminal, a indução da reação acrossômica, o uso do ultra-som, o uso da
termografia e também o uso de sondas fluorescentes. Embora ainda não sejam empregadas na
59
rotina, essas técnicas podem ser usadas de forma complementar para o esclarecimento de
falhas nos processos reprodutivos.
Qualquer suspeita que esteja vinculada ao trato reprodutor do touro, ejaculados que
estejam com características que não correspondem ao padrão, como presença de pus,
necessita de um exame chamado espermocultura, que pode vir a ser feito a cada 60 dias, se
estivermos falando de um touro amplamente utilizado (ALCÂNTARA 2007).
Figura 6: Defeitos da Morfologia Espermática
FONTE: CBRA, 2013.
60
FONTE: CBRA, 2013.
61
FONTE: CBRA, 2013.
62
FONTE: CBRA, 2013.
63
3.3.8 DIAGNÓSTICOS E LAUDOS DO EXAME ANDROLÓGICO EM
TOUROS
Com os resultados dos exames em mãos e após uma análise apurada dos exames em
questão, é necessário que o médico veterinário crie uma ficha diagnóstico para os animais na
qual ele prestou atendimento. Devem estar contidos nesta ficha diagnóstico os resultados dos
exames bem como um laudo conclusivo (ALCÂNTARA, 2007).
Os reprodutores recebem três classificações: aptos, questionáveis e inaptos. De acordo
com a condição deste animal, aqueles classificados como inaptos podem vir a ser reavaliados,
a não ser que seu problema seja de suma importância (graves) como um distúrbio hereditário,
e nestas situações o animal deve ser excluído de suas funções como reprodutor. Os
classificados como questionáveis, refazem o exame após 60 dias, e a justificativa para esta
espera de 60 dias está pautada na média de dias necessários para se realizar a
espermatogênese na espécie bovina, portanto para reavaliar este animal, devemos aguardar
este período mínimo de dias, podendo estar apto ou inapto à reprodução (revisado por
ALCÂNTARA 2007).
Os animais incluídos na classificação de questionáveis são todos aqueles que possuem
condições indesejáveis no que se refere ao sistema genital, comportamento sexual, capacidade
de se executar a monta e qualidade seminal. Podendo ser uma condição temporária ou
permanente e chegaremos a esta conclusão somente com exames complementares (CBRA,
2013).
As vantagens de trabalharmos com reprodutores é que eles são muito versáteis, o
nível de exigência varia de acordo com sua finalidade. Podemos utilizá-los como doadores de
sêmen ou para a monta natural, estes são alguns exemplos (CBRA, 2013). Em virtude do
período fisiológico da espermatogênese (60 dias), este tempo deve ser respeitado para
reavaliações futuras. O laudo do médico veterinário tem validade de 60 dias corridos, sendo
utilizadas em centrais de reprodução, leilões, pistas de exposição e também no campo
(revisado por ALCÂNTARA 2007).
De acordo com o CBRA (2013), cabe a cada técnico ou instituição que requer laudo
de avaliação andrológica estipular a validade do documento. Algumas exposições e feiras de
comercialização de reprodutores têm aceitado o prazo de 60 dias (CBRA, 2013). Para se
obter êxito nas taxas de fecundação e prenhez, é fundamental que o sêmen esteja livre de
infecções, principalmente quando falamos de touros de alto valor zootécnico, que são
submetidos a técnicas de fecundação in vitro e inseminações artificiais (ALCÂNTARA,
2017)
64
3.3.9 ASPECTOS SANITÁRIOS
Para obtenção do êxito nas taxas de fecundação e prenhes, é fundamental que o sêmen
esteja livre de infecções, principalmente quando falamos de touros de alto valor zootécnico,
que são submetidos a técnicas de fecundação in vitro e inseminações artificiais
(ALCÂNTARA, 2017). As doenças que merecem atenção dentro da reprodução bovina
consistem na brucelose, herpes vírus bovino, campilobacteriose, micoplasmoses e
tricomonoses, que são classificadas como doenças específicas. As demais doenças que não
são consideradas específicas chegam ao trato reprodutivo através de lesões, gerando graves
consequências, sendo transmitidas de animal para animal causando infecções no feto ou
placenta, e também pode haver perda da qualidade seminal (HENRY et al., 2013).
Outras doenças que merecem atenção é a diarreia viral bovina e a leptospirose. A
primeira aqui mencionada leva a uma gama de sinais clínicos, sendo os sintomas reprodutivos
os mais significativos. O animal pode adquiri-la de modo transitório ou já nascer infectado
(infecção ocorre entre o 2° e 4° mês de gestação oriunda da imunotolerância específica para
as cepas virais da BVDV), estes indivíduos se tornam fontes de infecção para outros animais,
pois eliminam grande quantidade de vírus constantemente. São observados sintomas distintos
entre as vacas infectadas no 2° e 5° mês de gestação. No segundo há um aumento na taxa de
retorno ao cio e do quinto mês em diante, vê-se o nascimento de fetos com malformações e
abortamento (FAVA, et al., 2003).
O sorovar da leptospirose que leva a distúrbios reprodutivos em bovinos é o hardjo e
wolffi, sendo o primeiro sorovar o mais importante, independente do sorovar ele culminam em
natimortalidade, nascimento de bezerros debilitados e abortamento. A leptospirose leva a
parasitismo renal persistente, e curiosamente estes animais ficam assintomáticos e albergam
as leptospiras nos túbulos renais. Estas (leptospiras) são eliminadas na urina por um bom
tempo, contaminando o ambiente e propagando a doença para o rebanho (FAVA, et al., 2003).
Há um controle severo diante das doenças classificadas como específicas. Os touros
utilizados para a reprodução possuem origens de rebanhos livres destas patologias, e terão
como comprobatória o resultado de seus exames com status negativo, depois de já terem
passado por um período de quarentena e por uma bateria de exames cujos resultados devem
dar negativos e devem entrar na central de sêmen livre destas enfermidades (CBRA, 2013).
Para se diagnosticar a campilobacteriose, seu agente (Campylobacter spp), com
auxilio de um swab é feita a coleta de conteúdo prepucial para que seja feito o cultivo no
65
laboratório, outro método de diagnóstico é através do ELISA, imunofluorescência e por
exame microscópico direto. A tricomonose cujo agente é um protozoário o Tritichomonas
foetus, diagnosticado pela coleta do lavado prepucial que é cultivado no laboratório, há a
incubação da amostra por um período de 72 horas a uma temperatura de 37°C em um meio
específico para isolamento, outro método diagnóstico é o PCR. Para se diagnosticar doença
viral bovina e brucelose faz-se a coleta do sangue e do plasma e também se realiza o teste
diagnóstico para tuberculose (ALCÂNTARA, 2007).
O período de repouso sexual mínimo para tricomonose e campilobacteriose é de 15
dias, e o touro é sujeito a raspados de mucosa prepucial ou três coletas de lavado, alternada de
15 em 15 dias, sendo examinado por técnicas como: imunofluorescência, técnicas de cultivo
ou visualização direta. O touro para ser admitido na central de reprodução, para comprovar-se
como negativo para brucelose é necessário dois resultados de exames negativos consecutivos,
com intervalo mínimo entre estes exames de 30 dias (HENRY et al., 2013). O Colégio
Brasileiro de Reprodução Animal aponta: “nas doenças não específicas, os animais devem ser
submetidos aos exames tradicionais recomendados pelos órgãos de referência como a OIE e
as normas em vigor estabelecidas pelo MAPA para cada doença”.
Nos casos de doenças como a leptospirose usa-se a técnica de microaglutinação
microscópica em campo escuro. Para a doença viral bovina lança-se mão de provas de soro
neutralização, aqueles sorologicamente negativos em resposta a este exame são submetidos à
apuração por isolamento viral no sangue e no sêmen. E os sorologicamente negativos podem
vir a ser reinfectados novamente, e este indivíduo não sintetiza anticorpos contra o vírus, mas
o eliminam de forma permanente as partículas virais através do sêmen. A patologia de
rinotraqueíte possui altíssima prevalência, e animais sob estresse eliminam as partículas virais
pelo sêmen. Em tese animais com sintomatologia clínica de qualquer doença não deve ser
doar de sêmen porque os microorganismos são veiculados através do sêmen (CBRA, 2013).
A vacinação sempre será a melhor alternativa para manutenção do manejo sanitário,
faz-se a vacinação das seguintes doenças: leptospirose, raiva e clostridiose. Com o resultado
negativo em mãos para todas as análises laboratoriais o animal estará apto tanto para a coleta
do sêmen quanto para a monta natural, e caso alguns destes exames dê positivo este
reprodutor estará inviável para a reprodução, e de acordo com a patologia em questão o
doador pode vira ser descartado da reprodução ou reavaliado mais tarde (MENEGASSI, 2015
apud ALCÂNTARA 2007).
66
3.3.10 BIOCLIMATOLOGIA ANIMAL APLICADO A REPRODUÇÃO
ANIMAL
Um escritor americano chamado Mark Twain uma vez disse: “Climate is what we
expect, weather is what we get”, traduzindo para o português significa que o clima é aquilo
que esperamos; tempo é o que sentimos o que caracteriza as estações do ano no que diz
respeito a chuvas e temperatura, advém de elementos como: à distância até o Equador,
distância dos oceanos e a altitude do local, e o conjunto destes elementos dá-se o nome de
clima (ALBUQUERQUE et al., 2009).
No caso do Brasil, há uma vasta diferença de climas, tem-se na região equatorial uma
faixa que percorre desde a região amazônica (nesta localidade apresenta-se o clima chuvoso)
até a região nordeste (com clima semiárido). Na região Central e Sudeste as estações: seca e
chuvosa são bem definidas, e no Sul é marcado por frentes frias o ano inteiro, e em todo o
território nacional ocorrem intensificações e desintensificações dos sistemas de tempo em
virtude da topografia local (ALBUQUERQUE et al., 2009).
A variabilidade climática interfere diretamente no sistema de criação de animais de
produção, uma vez que teremos que selecionar somente aqueles que se adéquem aos desafios
impostos no determinado clima, ao inserirmos bovinos que não toleram o clima local, isto
impactará em prejuízos econômicos exorbitantes, levando a uma balança comercial negativa,
em virtude disto fatores como o conhecimento a respeito do estresse térmico é de suma
importância não só para a vaca que irá gestar o feto (produto), mas também para o touro
reprodutor, pois altas temperaturas ambientes afetam sensivelmente a qualidade do sêmen de
bovinos (revisado por SILVA, 2000).
Uma análise feita em vacas de raças nativas azebuadas na Nigéria que estavam em um
ambiente cujas temperaturas eram elevadas, associada à baixa umidade e temperatura retal de
39°C, observou-se uma redução na taxa de concepção, com uma ressalva, no período da
análise observacional, a Nigéria passava por uma estação de seca, sendo assim a
indisponibilidade de alimento pode ter acentuado os quadros de insucesso de conceptos,
portanto em regiões subtropicais e tropicais os efeitos do estresse térmico refletem
diretamente na função reprodutiva e a prova disto é a redução das taxas de conceptos em
determinados períodos do ano (SILVA, 2000).
A bioclimatologia animal está fundamentada em índices de conforto térmico, estes
índices servirão como pilares para a seleção de animais, que variam de acordo com as
condições climáticas de cada localidade, principalmente quando falamos de condições
67
climáticas semiáridas em que o desafio a adaptabilidade da localidade é maior (ROBERTO E
SOUSA 2011).
Segundo Milicevic et al. (1968) apud Silva (2000) há uma influencia direta da
temperatura ambiente com o ph seminal, influindo negativamente no volume ejaculado e a
capacidade de durabilidade dos espermatozóides in vitro de touros de raças européias.
Um estudo com 130 touros de seis raças zebuínas distintas durante 1ano, fizeram uma
correlação das altas temperaturas com a qualidade do ejaculado, nas primeiras três semanas de
espermatogênese evidenciando anormalidades no que se refere à proporção da forma do
ejaculado, obtendo resultados negativos de -0,52 para -0,61 (dados referentes ao ejaculado) e
temperatura ambiente de 33°C. Antes da ejaculação em torno de 36 a 54 dias as correlações
eram positivas de 0,43 a 0,49 dois parâmetros foram analisados: motilidade espermática e
temperaturas (SILVA & CASAGRANDE, 2005 apud SILVA, 2000).
A resposta da pesquisa ainda foi corroborada com a sugestão de Johnston et al.
(1963), ele relata que nas primeiras três semanas de espermatogênese a influencia do estresse
térmico decai sobre o sêmen significativamente, estes efeitos decaem inclusive em animais de
clima tropical (em temperaturas elevadas acima de 33°C) (ALBUQUERQUE et al., 2009).
Selye (1936) define o assunto: “o estresse é acompanhado por um acréscimo na
atividade do eixo hipotalâmico-hipofisário-adrenal (HHA) e por um decréscimo na função
reprodutiva, ocorrendo uma possível relação com os hormônios do eixo hipotalâmico-
hipofisário-gonadal (HHG)”.
De acordo com a revisão de Albuquerque et al. (2009), a resposta fisiológica do
sistema digestivo reflete em uma diminuição no fluxo sanguíneo para o rúmen, com uma
diminuição da motilidade ruminal e de sua atividade ruminatória, o ato de ruminar é
comprometido essencialmente pelo grau de mudança da temperatura do ambiente, a
diminuição do fluxo de sangue se resume em uma porcentagem de 32% sob estresse
moderado e 76% sob estresse severo.
Ruminantes em situações de estresse oriundos do calor tendem a diminuir a ingesta de
todos os tipos de alimento, mas em particular os volumosos e expressa esta redução em uma
porcentagem de 20% (BHATTACHARYA & UWAYJAN,1989 apud ALBUQUERQUE et
al., 2009).
68
3.3.11 ESTRESSE TÉRMICO
Define-se estresse como a incapacidade do animal em competir com o seu ambiente,
de maneira que ele falha em atingir seu potencial genético em um ou mais setores e estes
incluem: produção leiteira, taxa de crescimento, fertilidade e resistência a doenças (BALL &
PETERS, 2006).
Citado por vários autores descritos por Freneau (2011), no túbulo seminífero, as
células da linhagem espermatogênica têm diferentes sensibilidades e resistências à
temperatura testicular elevada e ou a problemas de regulação endócrina. Sendo assim, as
espermátides e os espermatócitos são particularmente mais sensíveis, enquanto as
espermatogônias e os espermatozóides no epidídimo são mais resistentes. Se esta elevação da
temperatura é leve e curta, uma sequência de defeitos espermáticos no ejaculado pode ser
esperada; por outro lado, se o aumento da temperatura é prolongado, outra variedade de
defeitos pode estar presente no ejaculado ao mesmo tempo.
Vê-se o restabelecimento do quadro de morfologia espermática, quando as
espermatogônias que aguentaram a agressão voltam a produzir células normais, só assim
teremos uma noção de prognóstico (FRENEAU, 2011).
As causas mais rotineiras de degeneração testicular leve são as temperaturas
testiculares elevadas e problemas de origem endócrina provocados pelo estresse. As
mudanças de morfologia espermática são visíveis depois de certo período e se diversifica com
os estágios de desenvolvimento das células germinativas no momento da interferência e de
acordo com o tempo preciso para que as células danificadas espermiadas, desde o epitélio
seminífero até o transporte pelo epidídimo (FRENEAU 2011).
O mecanismo de termorregulação testicular pode vir a ser prejudicada em virtude da
temperatura local (varia com época do ano e região em específica) e a exposição do touro a
temperaturas altas ao longo do dia por várias horas. Como consequência a incidência de
espermatozoides com defeitos no sêmen aumenta significativamente. Estes ideais são
sustentados, embasados em diversos estudos em touros de raças variadas: taurinas, indicas e
mestiços (FRENEAU, 2011).
69
CONCLUSÃO
Pode-se concluir que a avaliação andrológica é de grande valia para a produção seja de
corte ou leite. Um bom reprodutor refletirá diretamente na qualidade do produto, e o médico
veterinário apresenta um papel importante, que vai desde a escolha do animal, até a remoção
de potenciais problemas andrológicos que podem vir a afetar o manejo reprodutivo e
produtivo dos planteis.
70
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Acadêmica: Ciência Animal, Curitiba, 2008, Curitiba, v. 6, n. 3, p. 427-434, jul./set. 2008.
Disponível em: https://periodicos.pucpr.br/index.php/cienciaanimal/article/view/10640/10037
Acesso em 28 de jan. 2020.
TÉCNICAS DE MANEJO REPRODUTIVO EM BOVINOS DE CORTE. Campo Grande,
MS: Embrapa Gado de Corte, 2000.