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ISSN: 2316-4670

SEÇÕES

Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia: Esta seção apresenta informações diversas sobre a SBH e é de responsabili-dade da diretoria da Sociedade.

Notícias Herpetológicas Gerais: Esta seção apresenta informa-ções e avisos sobre os eventos, cursos, concursos, fontes de financia-mento, bolsas, projetos, etc., de interesse para nossa comunidade.

Notícias de Conservação: Esta seção apresenta informações e avisos sobre a conservação da herpetofauna brasileira ou de fa-tos de interesse para nossa comunidade.

Dissertações & Teses: Esta seção apresenta as informações so-bre as dissertações e teses sobre qualquer aspecto da herpetolo-gia brasileira defendidas no período.

Resenhas: Esta seção apresenta textos que resumem e avaliam o conteúdo de livros de interesse para nossa comunidade.

Trabalhos Recentes: Esta seção apresenta resumos breves de trabalhos publicados recentemente sobre espécies brasileiras, ou sobre outros assuntos de interesse para a nossa comunidade, preferencialmente em revistas de outras áreas.

Mudanças Taxonômicas: Esta seção apresenta uma lista des-critiva das mudanças na taxonomia da herpetofauna brasileira, incluindo novas espécies e táxons maiores, novos sinônimos, novas combinações e rearranjos maiores.

Métodos em Herpetologia: Esta seção apresenta descrições e estudos empíricos relacionados aos diversos métodos de cole-ta e análise de dados, representando a multidisciplinaridade da herpetologia moderna.

Ensaios & Opiniões: Esta seção apresenta ensaios históricos e biográficos, opiniões sobre assuntos de interesse em herpetolo-gia, descrições de instituições, grupos de pesquisa, programas de pós-graduação, etc.

Notas de História Natural: Esta seção apresenta artigos cur-tos que, preferencialmente, resultam de observações de campo, de natureza fortuita, realizadas no Brasil ou sobre espécies que ocorrem no país. Os artigos não devem versar sobre (1) novos registros ou extensões de área de distribuição, (2) observações realizadas em cativeiro ou (3) aberrações morfológicas.

Obituários: Esta seção apresenta artigos avisando sobre o fale-cimento recente de um membro da comunidade herpetológica brasileira ou internacional, contendo uma descrição de sua con-tribuição para a herpetologia.

Editores Gerais: Taran Grant Marcio MartinsNotícias da SBH: Fausto Barbo Giovanna G. MontingelliNotícias Herpetológicas Gerais: Cinthia Aguirre Brasileiro Paulo BernardeNotícias de Conservação: Ariadne Ângulo Débora Silvano Yeda BatausDissertações & Teses: Giovanna G. MontingelliResenhas: José P. Pombal Jr. (anfíbios) Renato Bérnils (répteis)Trabalhos Recentes: Carlos Jared Ermelinda Oliveira Fernando Gomes João Alexandrino Reuber BrandãoMudanças Taxonômicas: José A. Langone (anfíbios) Paulo C. A. Garcia (anfíbios) Paulo Passos (répteis)Métodos em Herpetologia: Camila Both Denis Andrade Felipe Grazziotin Felipe ToledoEnsaios & Opiniões: Julio C. Moura-Leite Luciana Nascimento Teresa Cristina Ávila-PiresNotas de História Natural: Cynthia Prado Marcelo Menin Marcio Borges-Martins Mirco Solé Paula Valdujo Ricardo SawayaObituários: Francisco L. Franco Marinus HoogmoedContato para Publicidade: Magno Segalla

INFORMAÇÕES GERAIS

A revista eletrônica Herpetologia Brasileira é quadrimestral (com números em março, julho e novembro) e publica textos sobre assun-tos de interesse para a comunidade herpetológica brasileira. Ela é disponibilizada apenas online, na página da Sociedade Brasileira de Herpetologia; ou seja, não há versão impressa em gráfica. Entretanto, qualquer associado pode imprimir este arquivo.

Sociedade Brasileira de Herpetologia www.sbherpetologia.org.br

Presidente: Marcio Martins1º Secretário: Fausto Erritto Barbo2º Secretário: Thais Barreto Guedes1º Tesoureiro: Vivian Carlos Trevine2º Tesoureiro: Rachel MontesinosConselho: Taran Grant, José Perez Pombal Júnior,

Magno Vicente Segalla, Ulisses Caramaschi, Teresa Cristina Ávila-Pires.

© Sociedade Brasileira de HerpetologiaDiagramação: Airton de Almeida CruzFoto da Capa: Oxybelis fulgidus, Porto Velho, RO. Foto:

Diego Meneghelli.

ÍNDICE

Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia .................................. 27

Notícias Herpetológicas Gerais ............................................................................ 28

Notícias de Conservação ............................................................................................ 29

Dissertações & Teses .................................................................................................... 32

Resenhas ............................................................................................................................... 33

Trabalhos Recentes ....................................................................................................... 35

Mudanças Taxonômicas ............................................................................................. 37

Ensaios & Opiniões ........................................................................................................ 49

Notas de História Natural ........................................................................................ 60

Corallus batesii, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

SAJH ENTRA NA SCOPUS

Em 2013, a revista científica da SBH, a South American Journal of Herpetolo-gy (SAJH), foi aceita para indexação no Science Citation index Expanded e no Journal of Citation Reports, o banco de dados usado para calcular o Fator de Im-pacto do ISI, o principal índice usado pela CAPES para classificar os periódicos cien-tíficos pelo sistema Qualis. Em maio de 2014, a Scopus nos avisou que também vai incluir a SAJH em seu banco de dados. A CAPES utiliza como um segundo indi-cador de estratificação de periódicos o ín-dice H que o Scimago calcula a partir do banco de dados da Scopus.

MUDANÇAS NOS CORPOS EDITORIAIS

A produção das revistas da SBH só é possível graças à dedicação dos mem-bros dos corpos editorias que dedicam

MUDANÇA NAS MUDANÇAS TAXONÔMICAS

Começando com o número atual, a se-ção de Mudanças Taxonômicas deixa de ser escrita apenas pelos Editores da Seção (como nas Seções de Notícias) e passa a receber contribuições de diversos autores (como nas Seções de Métodos e Ensaios & Opiniões, por exemplo). Esta mudança re-duz as exigências dos Editores da Seção e, ao mesmo tempo, permite maior flexibi-lidade no tipo de contribuição publicada. Por exemplo, no número atual sai a lista atualizada de anfíbios do Brasil. No caso das listas de anfíbios e répteis, a vantagem desse formato é que ele passa a ser facil-mente citável, já que se trata de um artigo publicado em uma revista. Dada a impor-tância das listas para a comunidade geral, e não apenas para os membros da SBH, o arquivo em formato PDF desse artigo será disponibilizado para acesso aberto na pá-gina principal da SBH.

inúmeras horas à editoração de manus-critos. Devido a outras exigências profis-sionais e pessoais, às vezes os editores são obrigados a renunciar aos cargos para po-der atender a outras demandas e permitir que outros pesquisadores passem a fazer parte dos corpos editoriais. A SBH agra-dece imensamente os seguintes editores, que tiveram que renunciar aos seus car-gos, por todos os esforços para construir e melhorar as nossas revistas:

SAJH–Associate Editors: Adrian Garda, Carlos A. G. Cruz, Cynthia P. A. Prado e Gustavo ScrocchiSAJH–Receiving Editor: Laura Rodrigues Vieira de AlencarHB–Editores de Seção: Ariadne Angulo (Notícias de Conservação) e Paulo Passos (Mudanças Taxonômicas–Répteis)

Também damos as boas-vindas à nova Recieving Editor da SAJH, Danielle Ange-lini Fabri, e ao novo Editor de Notícias de Conservação da HB, Luis Fernando Marin.

Sphaernohynchus lacteus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias da Sociedade Brasileira de Herpetologia

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PRIMER CONGRESO PARAGUAYO DE HERPETOLOGIA

O evento ocorrerá entre os dias 19 e 22 de novembro de 2014 em San Lorenzo, Paraguai, e é promovido pela Asociación Paraguaya de Herpetología. Mais infor-mações podem ser encontradas na página do evento. https://www.facebook.com/apaherpetologia

SIMPÓSIO INTERNACIONAL DE ECOLOGIA E CONSERVAÇÃO

O evento ocorrerá nos dias 25 a 27 de agosto de 2014, em Belo Horizonte, MG, e comemorará os 25 anos do programa de Pós-Graduação em Ecologia, Conservação e Manejo da Vida Silvestre da UFMG. Ha-verá palestras de pesquisadores brasileiros e estrangeiros, além da apresentação de trabalhos em sessões de comunicação oral e pôster. Mais informações podem ser ob-tidas no site do evento. http://simposio-ecmvs2014.wordpress.com/programacao

III WORKSHOP ECOLOGIA E EVOLUÇÃO

Este evento será realizado nos dias 6 e 7 de novembro de 2015 em São Paulo, SP. O objetivo do evento é promover a in-tegração entre alunos de graduação e pós--graduação e pesquisadores interessados em Ecologia e Evolução. Haverá palestras ministradas por pesquisadores brasileiros e estrangeiros sobre temas atuais em Eco-logia e Evolução. Alunos de pós-graduação poderão apresentar trabalhos por comu-nicação oral ou pôster. O evento será pro-movido pelo Programa de Pós-Graduação em Ecologia e Evolução da UNIFESP, Cam-pus Diadema. Maiores informações na pá-gina do evento: https://www.facebook.com/ecoevoworkshop

IV BIOLOGY OF VIPERS CONFERENCE

O evento será será realizado entre 10 e 13 de outubro de 2014 em Atenas, na

Grécia. O prazo para envio de resumos termina no dia 5 de agosto. Göran Nilson e Luca Luiselli serão os palestrantes con-vidados. Informações detalhadas sobre o evento podem ser obtidas na página do evento: www.elerpe.org/viperconf.html

THE SOCIETY FOR INTEGRATIVE AND COMPARATIVE BIOLOGY

(SICB) – ANNUAL MEETING 2015

O próximo congresso da SICB será re-alizado entre 3 e 7 de janeiro de 2015 no hotel Marriott West Palm Beach em West Palm Beach, Flórida, Estados Unidos. A chamada para resumos está aberta e se encerra em 3 de setembro de 2014. Mais informações sobre o evento podem ser en-contradas na página do congresso: www.sicb.org/meetings/2015

Adelphobates quinquevittatus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias Herpetológicas Gerais

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TERCEIRA MONITORIA ANUAL DO PLANO DE AÇÃO NACIONAL

HERPETOFAUNA INSULAR

A 3ª Monitoria anual do Plano de Ação Nacional para Conservação da Herpeto-fauna Insular Ameaçada de Extinção (PAN Herpetofauna insular) foi realizada no período de 2 a 4 de junho, na ACADEBio/ICMBio, no município de Iperó, SP. A reu-nião contou com a participação de 20 pes-soas, representando as instituições par-ceiras de ensino e pesquisa e instituições governamentais e não governamentais, como: Marinha do Brasil (MB), Instituto Butantan (IB), Instituto Vital Brazil (IVB), Centro de Estudos de Venenos e Animais Peçonhentos (CEVAP/UNESP), Universi-dade do Cruzeiro do Sul (UNICSUL), Ins-tituto Nacional de Pesquisa da Amazônia (INPA), Fundação Parque Zoológico de São Paulo (Zoo SP), CEAM Galápagos, Projeto Dacnis, Grupo Assessor do PAN (GAP), Centro Nacional de Pesquisa e Conserva-ção de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio), Estação Ecológica Tupinambás e Área de Relevante Interesse Ecológico Ilhas da Queimada Pequena e Queimada Grande. O PAN possui um recorte geográfico en-globando as ilhas do Arquipélago dos Al-catrazes e a Ilha da Queimada Grande, lo-calizadas no litoral do estado de São Paulo.

Foi elaborado em 2010 e seu prazo final é em 2015. O objetivo do plano é reduzir o grau de ameaça de seis espécies endêmi-cas, sendo três serpentes (Bothrops insu-laris, Bothrops alcatraz e Dipsas albifrons cavalheiroi) e três anfíbios (Scinax alcatraz, Scinax peixotoi e Cycloramphus faustoi). A implementação das 54 ações do PAN foi avaliada em plenária, as ações foram revi-sadas, qualificadas quanto ao andamento, ajustadas, ou mesmo excluídas, quando necessário, visando estratégias mais efeti-vas para o alcance dos objetivos específicos do plano. Considerando-se que o período da monitoria foi de junho de 2013 a junho de 2014, observou-se (ver figuras) que não houve avanço no percentual de ações concluídas (13%). No entanto, houve au-mento para ações em andamento confor-me o prazo previsto (33% para 35%), as-sim como, para ações em andamento com problemas (normalmente falta de recursos financeiros e de vontade política) de 28% para 29%. Todavia, houve uma redução de ações não concluídas no prazo ou não ini-ciadas (26% para 23%), que dificilmente serão concluídas até o final do PAN.

Entre as principais ameaças às espé-cies alvo estão: o fato de terem distribui-ção restrita às pequenas ilhas, a retirada de espécimes para biopirataria, a intro-dução de espécies exóticas invasoras e,

até recentemente, a utilização de parte da Ilha dos Alcatrazes pela Marinha do Bra-sil para exercícios de tiro, que afugentava os animais, destruía ninhos de aves mari-nhas e provocava incêndios na vegetação. A boa notícia é que, desde 2013, a calibra-gem dos canhões e os exercícios de tiro passaram para a ilha da Sapata, outra ilha do Arquipélago dos Alcatrazes, mas que fica fora dos limites da ESEC e do PAN. Essa mudança ocorreu após elaboração e implementação do Termo de Compro-misso entre a MB, IBAMA e ICMBIO, do PAN Herpetofauna Insular, de muito es-forço da equipe da ESEC Tupinambás e de parceiros incansáveis. Durante a oficina também houve apresentação de estudos realizados na ilha da Queimada Grande envolvendo espécie alvo do plano e sobre a gestão da ESEC Tupinambás no contex-to do gerenciamento costeiro. O IVB e CEVAP também fizeram apresentação de suas experiências com estudos com ser-pentes em cativeiro. Essas instituições, as-sim como o Instituto Butantan e o Zoo SP, estão aguardando a revisão da IN/ICMBio 22/2012, que trata dos Programas em Ca-tiveiro para espécies ameaçadas de extin-ção, pois têm interesse em formar um pro-grama com essa finalidade para espécies alvo do PAN. O representante da Marinha do Brasil também apresentou uma pales-tra sobre a atuação da marinha na região do Arquipélago dos Alcatrazes.

Início planejado posterior

Concluída

Em andamento conforme previsto

Em andamento com problemas

Não concluída ou não iniciada

13%

28%

33%

26%

0%

Figura 1: Situação do PAN Herpetofauna insular no momento da 3ª monitoria anual.

Ações novas

Concluída

Em andamento conforme previsto

Em andamento com problemas

Não concluída ou não iniciada

13%

29%

35%

23%

0%

Figura  2: Situação do PAN Herpetofauna insular após a 3ª monitoria anual.

Figura 3: Participantes da terceira Monitoria Anual do PAN Herpetofauna Insular, no período de 2 a 4 de junho de 2014, ACADEBio/ICMBio, Iperó, SP.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias de Conservação

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PRIMEIRA MONITORIA ANUAL DO PLANO DE AÇÃO NACIONAL

HERPETOFAUNA DA MATA ATLÂNTICA NORDESTINA

O PAN Herpetofauna da Mata Atlân-tica Nordestina foi aprovado pela Por-taria ICMBio nº  200 de 01/07/2013, cujo prazo de execução é de 5 anos. O objetivo geral do plano é aumentar o conhecimento sobre as espécies foco e minimizar o efeito das ações antrópicas de forma a contribuir para a conserva-ção das 58 espécies de anfíbios e répteis beneficiadas direta ou indiretamente pelo plano. A 1ª Monitoria anual do PAN Herpetofauna da Mata Atlântica Nordestina foi coordenada pelo Centro Nacional de Pesquisa e Conservação de Répteis e Anfíbios (RAN/ICMBio) e ocorreu no período de 24 a 29 de março na Academia Nacional de Biodiversida-de (ACADEBIO/ICMBio), em Iperó, SP. Participaram da reunião 18 represen-tantes de instituições governamentais, de ensino e pesquisa e do terceiro setor, tais como: UESC, UFP, UFC, UFRPE, UCS, UFRN, Secretarias de Meio Am-biente dos estados do Ceará, Paraíba e Sergipe, PARNA Serra do Catimbaus, IBAMA/RN, RAN/ICMBio, COPAN/ICMBio, Associação Guardião da ARA do Pratigi e Conselho Gestor da APA do Catolé. Entre os principais produtos da reunião destacam-se o ajuste do recorte geográfico do Plano, a revisão das es-pécies beneficiadas e a delimitação das áreas estratégicas. A monitoria possibi-litou, também, o redirecionamento das ações do plano para a atual realidade e maturidade dos articuladores das ações e do próprio RAN.

NOVA LISTA DAS ESPÉCIES DA FAUNA AMEAÇADA NO RIO

GRANDE DO SUL AGUARDA SER PUBLICADA HÁ MAIS DE UM ANO

Morosidade institucional, pressão política e lobby do setor hidrelétrico têm trancado a publicação da nova Lista Ofi-cial das Espécies da Fauna Silvestre Ame-açada de Extinção no Rio Grande do Sul, cuja preparação foi finalizada em julho de 2013, sob coordenação da Fundação Zoobotânica (FZB-RS) e com a partici-pação de 275 pesquisadores. Apesar de o governo estadual ter assumido o com-promisso, por decreto, de publicar a lista ainda em 2013, um ano depois o processo encontra-se parado e nenhuma explicação oficial foi fornecida. A lista atualmente em vigor, publicada em 2002, encontra--se defasada, uma vez que, à época, nem todas as espécies foram avaliadas. Além disso, nesses mais de dez anos decorridos entre as duas avaliações, a descrição de novas espécies, a ampliação de registros de ocorrência, o acúmulo de informações produzidas, bem como o envolvimento de um maior número de especialistas no processo de avaliação (com a realização de oficinas de treinamento e consulta pública online) permitiram que em 2013 todas as espécies conhecidas para o estado fossem avaliadas. Nesta ocasião, espécies como o sapinho-verde-de-barriga-vermelha (Me-lanophryniscus admirabilis) e a lagartixa--da-areia (Liolaemus arambarensis), ambos descritos em 2003, foram pela primeira vez avaliados, tendo sido considerados, respectivamente, Criticamente Em Peri-go (CR) e Em Perigo (EN) no Rio Grande do Sul. Além destas, outras 126 espécies consideradas ameaçadas não aparecem na lista anterior. Com o objetivo de pressio-nar o governo do Estado a publicar a lista imediatamente, sem censuras nem altera-ções em seu conteúdo, o Instituto Curica-ca criou um abaixo-assinado virtual, que pode ser acessado aqui.

II SIMPÓSIO GAÚCHO DE HERPETOLOGIA

Entre 24 e 26 de setembro de 2014 será realizado em Porto Alegre, no Cam-pus do Vale da Universidade Federal do Rio Grando de Sul (UFRGS), o II Simpósio Gaúcho de Herpetologia. Inscrições e de-mais informações podem ser encontradas na página do evento.

50 ANOS DA LISTA VERMELHA DE ESPÉCIES AMEAÇADAS DA UICN

Em 2014, a União Internacional para Conservação da Natureza (UICN) come-mora os 50 anos da publicação da Lista Vermelha de Espécies Ameaçadas. Atual-mente, a lista (que contém tanto espécies ameaçadas como não ameaçadas) conta com cerca de 73.000 espécies, avaliadas por mais de 8.000 colaboradores. A com-pilação de informações começou ainda na década de 50, através de um sistema de ca-tálogo de fichas contendo dados de mamí-feros e aves ameaçados. Na década de 60, as fichas foram transformadas em conjun-tos de folhas soltas, organizadas dentro de pastas vermelhas, em dois volumes. No entanto, esses dados ainda não se en-contravam disponíveis para circulação ge-ral. Finalmente, em 1964, a primeira lista abrangente de mamíferos e aves ameaça-dos foi compilada e publicada, permitindo o acesso público aos dados. Desde então, com o incremento de recursos e de espe-cialistas envolvidos, a lista foi crescendo e as informações foram se tornando cada

Participantes da primeira Monitoria Anual do PAN Herpetofauna da Mata Atlântica Nordestina (Foto: Acervo RAN).

Melanophryniscus admirabilis, Arvorezinha, RS. Foto: Luis Fernando Marin da Fonte.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Notícias de Conservação

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vez mais acessíveis. Em 2000, por exem-plo, a Lista Vermelha foi disponibilizada na internet, democratizando o acesso aos dados e permitindo atualizações mais fre-quentes. Neste contexto, em 2004 foi ter-minada a avaliação global de quase todas as espécies de anfíbios conhecidas na épo-ca. Mas como as avaliações têm uma vali-dade de dez anos, a maioria das espécies deveria ter sido reavaliada em 2014. Atu-almente, fazem parte da lista da IUCN 835 espécies de anfíbios que ocorrem no Bra-sil. Por outro lado, as avaliações globais de espécies de répteis com ocorrência no País ainda encontram-se defasadas, com apenas 144 espécies avaliadas. Entretan-to, dentro do contexto Termo de recipro-cidade entre o Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade (ICMBio) e a UICN, as avaliações nacionais de rép-teis endêmicos do Brasil subsidiarão dire-tamente as avaliações globais da UICN. O mesmo se dará com os anfíbios endêmicos do Brasil. Para uma breve introdução à Lis-ta Vermelha da UICN, confira este vídeo.

LISTA VERMELHA DE ECOSSISTEMAS DA UICN

Alguns resultados parciais da avalia-ção da Mata Atlântica na Lista Vermelha de Ecossistemas da UICN foram recente-mente divulgados. Apesar da metodologia de avaliação ainda se encontrar em fase de aprimoramento no Brasil, dados par-ciais relativos aos critérios A e B indicam que aproximadamente 55% dos remanes-centes no Domínio Mata Atlântica encon-tram-se Criticamente Em Perigo (CR), 36% Em Perigo (EN) e 9% em situação Vulne-rável (VU). A avaliação do grau de ameaça de ecossistemas (aplicável em níveis local, nacional, regional e global) é uma nova iniciativa da UICN e objetiva, entre ou-tros, fornecer informações que subsidiem ações de conservação, planejamento do uso da terra e estabelecimento de políticas de gestão ambiental. Iniciado em 2008, o projeto pretende publicar em meados de 2015 o estudo From Alaska to Patagonia: Red List of the Continental Ecosystems of the Americas, a primeira avaliação de ecossis-temas em nível continental. No contexto das avaliações de ecossistemas, sobretudo com relação aos critérios C e D, informa-ções relativas à riqueza e distribuição de

espécies, incluindo anfíbios e répteis, são de fundamental importância.

SIMPÓSIO DE PESQUISAS EM CONSERVAÇÃO DE ANFÍBIOS EM LONDRES, INGLATERRA

Nos dias 10 e 11 de Maio de 2014 foi re-alizado o Amphibian Conservation Rese-arch Symposium (ACRS), organizado pelo Manchester Amphibian Research Group e pela Sociedade Zoológica de Londres. Ações voltadas à conservação de anfíbios, com ênfase em pesquisas realizadas in e ex situ, foram o tema central do simpósio. O evento foi estruturado na apresentação de palestras e painéis, abrangendo temas como panorama geral da conservação glo-bal de anfíbios (por Jaime Garcia Moreno, Amphibian Survival Alliance) e exposição de programas de conservação bem suce-didos (como o da Salamandra-Gigante na China; Helen Meredith, University of Kent), bem como de programas de rein-trodução de espécies em ambientes natu-rais na Europa (John Buckley, Amphibian and Reptile Conservation). Também foi apresentada uma sessão sobre estudos en-volvendo doenças em anfíbios, incluindo um potencial tratamento in situ para qui-tridiomicose (Mike Hudson, University of Kent) e a apresentação de novos registros de ocorrência do recém descoberto fungo quitrídeo Batrachochytrium salamandrivo-rans, altamente virulento para salaman-dras (An Martel e Frank Pasmans, Univer-sity of Ghent). Até então, a doença tinha sido descrita apenas para os Países Baixos, mas os novos registros em populações de Salamandra salamandra de duas localida-des na Bélgica indicam que o fungo pode estar expandindo sua área de ocorrência.

2014: ANO DA SALAMANDRA

Com o objetivo de aumentar o conhe-cimento sobre anfíbios da ordem Caudata, bem como estimular ações de conservação, educação e de pesquisa para o grupo, as organizações Partners in Amphibian and Reptile Conservation e Amphibian Survival Alliance definiram 2014 como o “Ano da Sa-lamandra”. Diversas atividades relacionadas ao tema vêm sendo realizadas e podem ser conferidas na página oficial da iniciativa.

CONGRESSO MUNDIAL DE PARQUES DA UICN

O evento, que ocorre apenas a cada dez anos, será realizado entre os dias 12 e 19 de Novembro de 2014, em Sidney, Austrália. Trata-se de um fórum global, organizado pela UICN, para discussões envolvendo áreas protegidas. Além de definir a agenda para a conservação de áreas protegidas para a próxima déca-da, o Congresso pretende ser um canal para apresentação, discussão e criação de abordagens originais para conservação e desenvolvimento. Mais informações podem ser encontradas na página do evento.

OPORTUNIDADES DE FINANCIAMENTO PARA

PESQUISAS EM CONSERVAÇÃO

O diretório Terra Viva Grants compila diversas oportunidades de financiamento para pesquisas e projetos comunitários em países em desenvolvimento. A base de dados pode ser pesquisada, entre outros, por subárea (e.g. Biodiversity Conserva-tion Wildlife) e região do globo (e.g. Latin America and Caribbean).

COMISSÃO DE SOBREVIVÊNCIA DAS ESPÉCIES DA UICN LANÇA

RELATÓRIO DE 2013

A SSC (Species Survival Commission) da UICN tornou público o Relatório Anu-al de atividades relativo ao ano de 2013. A publicação apresenta as principais atividades realizadas no período, além de atualizações dos grupos de especia-listas da comissão, incluindo anfíbios e répteis.

Phyllomedusa tarsius, Guyana. Foto: Daniel Velho

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Notícias de Conservação

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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO – USP

Instituto de Biociências Doutorado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 26 de maio de 2014Programa de Pós-graduação: ZoologiaNome: Paulo Miranda NascimentoTítulo: Revisão da família Baurusuchidae e seu posicionamen-to filogenético dentro do clado MesoeucrocodyliaOrientador/Co-orientador: Hussam Zaher

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS – UNICAMP

Instituto de Biologia Mestrado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 04 de junho de 2014Programa de Pós-graduação: EcologiaNome: Thiago A. PiresTítulo: Diversidade filogenética, taxonômica e funcional e a estrutura de comunidades de anuros nas planícies costeiras do estado de São Paulo, sudeste do BrasilOrientador/Co-orientador: Ricardo J. Sawaya

UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ – UFPA / MUSEU PARAENSE EMÍLIO GOELDI – MPEG

Mestrado – 2014

Data da Defesa/Aprovação: 14 de maio de 2014Programa de Pós-graduação: ZoologiaNome: Geraldo Rodrigues de Lima FilhoTítulo: Filogeografia de Gonatodes humeralis (Reptilia: Spha-erodactylidae) no baixo curso dos rios Amazonas e TocantinsOrientador/Co-orientador: Teresa Cristina Sauer de Avila Pires

Phasmahyla exilis, Cariacica, ES. Foto: J. L. Gasparini.Leptophis ahaetulla, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Dissertações & Teses32

Bernie Krause. 2013. A grande orquestra da natureza – Descobrindo as origens da música no mundo selvagem. Editora Zahar. 247 pp.

A Bioacústica é uma ciência que se propõe a estudar os sons de origem biológica. Neste livro, Bernie Krause deixa claro aos seus leitores que essa ciência vai muito além dessa simples definição.

Nascido na cidade de Detroit, Michigan, em 1938, Bernard Krause formou-se em Música pela Michigan University e traba-lhou com artistas como Bob Dylan e Rolling Stones e em filmes como “O bebê de Rosemary” e “Apocalipse Now”. A partir de 1968, data em que começaram as gravações para seu álbum “In a Wild Sanctuary”, Krause passou a ter grande interesse pelos sons da natureza, obtendo posteriormente seu Ph.D. em Bio-acústica pela Union Institute & University, Estados Unidos. Fundador da Wild Sanctuary, organização dedicada a gravação dos sons da natureza, possui atualmente mais de quatro mil horas de gravação e cerca de 15 mil espécies registradas. Escre-veu diversos livros sobre o assunto, como: Notes From the Wild – The Nature Recording Expeditions of Bernie Krause (1996); Into A Wild Sanctuary – A Life in Music & Natural Sound (1998); Wild Soundscapes – Discovering the Voice of the Natural World (2002).

Seu mais recente livro “A Grande Orquestra da Natureza” é divido em nove capítulos: “O som é meu mestre” (1); “Vozes da terra” (2); “O som organizado da vida em sim mesma” (3); “Biofonia: a proto-orquestra” (4); “Primeiras notas” (5); “A cada um seu lugar no coro” (6); “Nas brumas do ruído” (7); “Ruído e biofonia/Óleo e água” (8); e “A coda da esperança” (9). Neles são apresentados e discutidos assuntos como a origem dos sons naturais, a complexidade desses sons, sua organização, polui-ção sonora e como reduzi-la, entre outros temas. Sem deixar-se mergulhar em termos técnicos e demasiadamente frios, Krause mescla conceitos e gráficos com experiências pessoais das suas empreitadas como músico, gravador dos sons da natureza e cientista, tornando a leitura fluida e instigando a imaginação e a curiosidade do leitor.

A paixão do autor pelos sons da natureza é contagiante. Suas descrições das belezas das sonoridades são incrivelmente estimulantes, principalmente para os entusiastas da bioacústi-ca (surge a vontade de pegar o equipamento e sair para o cam-po gravando tudo pela frente). Esse processo de humanização atribui a essa ciência, tão ligada às ciências exatas, um valor artístico interessante, assim como já observado na música – caso haja, de fato, distinção entre a música humana e os sons da natureza (assunto também abordado no livro).

Ao longo do texto fica clara nossa negligência com um im-portante sentido para a comunicação: a audição. Não é inespe-rado para nós, primatas primordialmente visuais, que o univer-so acústico passe despercebido. Expressões comuns como “vejo o que você quer dizer”, “essa música é meio sombria” ou “esse som está bem claro para mim” exemplificam bem a questão. Consequentemente, “o som” já foi definido como um “sentido fantasma” (p. 24), ou mesmo não definido: “como eu poderia fazer isso? Nunca vi um som” (pp. 23-24). Essa incapacidade natural dificulta nossa compreensão da paisagem acústica, como, por exemplo, ao avaliar o estado de conservação sonora

do ambiente, ou mesmo na aceitação de novas ideias ligadas a evolução e ecologia das características acústicas. Krause ex-põe com elegância e simplicidade que, com auxílio dos métodos e equipamentos atuais de gravação e análise acústica, somos capazes de comparar e avaliar ambientes “saudáveis” e “doen-tes”, além de percebermos a organização sonora presente na natureza.

Para o autor, um dos principais empecilhos da compreensão da natureza acústica é o tradicional método de gravação e aná-lise, no qual as gravações são feitas isoladamente, por exemplo, com apenas uma espécie registrada por gravação. De acordo com Krause, devido à natureza não funcionar de forma isolada, pelo contrário, de existir uma complexa trama de relações entre as partes, nosso tratamento não deveria ser diferente com os sons. A sugestão alternativa vem através da redução da impor-tância dada a gravações “fatiadas”, exclusivas para determina-dos fenômenos naturais (de origem biológica ou não), e da va-lorização de gravações do conjunto ambiental como um todo, às quais se atribui o termo “paisagem sonora” (soundscape). Sua vi-são, decerto, incentiva o registro e a compreensão da interação entre os sons, aspecto historicamente pouco abordado, mas, por outro lado, negligencia parcialmente o valor intrínseco do registro das partes – processo igualmente importante, já que, para descrição da composição do todo, suas partes precisam es-tar previamente registradas e identificadas.

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Resenhas 33

Ao entrar no campo da música, o autor nos lembra que por grande parte da história humana, nossa música foi fortemente influenciada pelos sons da natureza, mas que, em algum mo-mento, essa conexão com o mundo natural foi perdida até o Renascimento. A partir deste ponto, passou-se a buscar uma maior conexão com a natureza, tanto nas ciências como nas ar-tes. Um nítido exemplo trata-se da música “Uiapuru” de Villa--Lobos, que se inspira, como o nome indica, no melodioso e intrigante canto da ave brasileira homônima.

Por fim, Krause expõe o alarmante quadro da conservação acústica mundial, indicando que há, atualmente, poucas áreas que possuem de fato suas características acústicas não altera-das pelo homem. Ressalta a importância dessas paisagens acús-ticas para a saúde humana, embora reconheça a estranha exis-tência da preferência pelo ruído humano (antropofonia) por algumas pessoas. No caminho de uma solução, o livro destaca a necessidade de darmos mais atenção a esses claros indicadores não visuais da “saúde” dos ambientes naturais e dos ambientes em que vivemos.

Um ponto alto da publicação foi a disponibilização na in-ternet das várias gravações citadas ao longo do livro (bit.ly/or-questranatureza). Todas as gravações possuem ótima qualidade e contribuem para um maior entendimento de suas descrições

e maior profundidade da leitura. É absolutamente incrível (e amedrontador) ouvir o grave som do esturro de uma onça no meio de um tipicamente rico coro de anfíbios e insetos da flo-resta amazônica, ou a inesperada sonoridade melodiosa de ba-leias orcas ao atacarem uma jubarte.

Certamente é um livro que interessa aos pesquisadores li-gados a comunicação animal, assim como ao público geral. Em-bora levemente repetitivo em certos momentos, ao comentar pontos já previamente bem explorados, trata-se de uma obra ousada por expor a importância e a beleza de um mundo senso-rial recorrentemente ignorado. “A Grande Orquestra da Natu-reza” faz parte de uma recente exploração de um novo mundo do qual paradoxalmente já fazemos parte, aumentando a “visi-bilidade” de algo intrinsicamente invisível.

Fabio HeppUniversidade Federal do Rio de Janeiro, Museu NacionalDepartamento de Vertebrados, Setor de HerpetologiaQuinta da Boa Vista, São CristóvãoCEP 20940-040, Rio de Janeiro, RJ, BrasilE-mail: fabiohepp@gmail.com(Fonte da imagem: www.zahar.com.br)

Corallus hortulanus, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Resenhas34

Kleinteich, T., Gorb, S. N. Tongue adhesion in the horned frog Ceratophrys sp. Scientific Reports 4: 5225. DOI: 10.1038/srep05225

A evolução de uma língua para a captura da presa no ambiente terrestre é considerada uma importante inovação entre os vertebrados. Diversas linhagens desenvolveram línguas que utilizam adesão para capturar e puxar presas para a boca. Várias espécies de sapos são bem conhecidas por predar presas com suas línguas protrusivas e adesivas e, algumas, por consumir presas grandes, comparadas às suas próprias dimensões corporais. No entanto, os mecanismos envolvidos na força aplicada e aderência na superfície de contato e as funções do muco que recobre a superfície da língua (sistema adesivo úmido), permanecem obscuros. Pela primeira vez o desempenho da força adesiva foi medido experimentalmente in vivo com o sapo-de chifre do gênero Ceratophrys. Os animais foram induzidos, por estímulos alimentares visuais, a “disparar” suas línguas para laminas de vidro conectadas a um transdutor de força. Com esta configuração experimental, os autores foram capazes de medir a duração do evento, a área e as forças adesivas do muco e a impressão da língua na superfície lisa durante o impacto. Apesar da presença do muco deixado nas áreas de contato, outras características da língua (perfil de superfície, propriedades dos materiais), são importantes para gerar força adesiva. Em geral, os dados experimentais mostram que as línguas destes anuros podem ser melhor comparadas com substancias adesivas sensíveis à pressão como as utilizadas em fitas ou rótulos adesivos. A combinação da projeção lingual altamente dinâmica, a força adesiva elevada e a versatilidade potencial para fixação em superfícies estruturalmente e quimicamente variáveis (por exemplo, pele, penas, cutícula), faz da língua deste sapo um exemplo único de aderência biológica úmida.

Costa, H. C., Lopes, L. E., Marçal, B. F., Zornin, G. The reptile hunter’s menu: A review of the prey species of Laughing Falcons, Herpetotheres cachinnans (Aves: Falconiformes). North-western Journal of Zoology. 10(2): art. 143601. 2014.

Entre os predadores de serpentes destacam-se as aves de rapina que posuem dieta generalista. O falcão Herpetotheres cachinnans é conhecido há décadas por predar répteis, principalmente serpentes. As informações disponíveis na literatura são provenientes, em sua maioria, de relatos e registros anedóticos. Contudo, existem poucos estudos específicos sobre a sua dieta. Neste estudo, os autores realizaram uma revisão utilizando vários sites de busca, periódicos impressos e dados originais. O acervo de 73 referências em artigos, livros, anotações de campo e fotos, resultou ao equivalente a 122 registros de presas em diversos grupos taxonomicos (artrópodos, peixes Symbranchidae, anfíbios, lagartos e pequenos mamíferos), sendo que as serpentes foram as presas mais comuns, com 94 indivíduos registrados (77%). Os autores observaram também que, dos 24 estômagos analisados, 71%

dos conteúdos estomacais continham restos de serpente, e que 62,5% eram exclusivamente de serpentes. Entre as famílias registradas (Boidae, Colubridae, Dipsadinae), destacam-se espécies venenosas Elapidae e Viperidae. Os autores também relacionam a frequência das espécies ao tipo de hábitat; serpentes terrestres apresentaram maior frequência (33), seguidas por arborícolas (14), fossoriais (9) e semiarborícolas (5). Uma dieta com mais de 50% em composição ofiófaga não é comum em aves de rapina e H. cachinnans parece apresentar um alto grau de especialização entre as espécies Neotropicais. Embora a revisão reforce esta informação, os autores indicam a necessidade de estudos a longo prazo em diferentes hábitats de ocorrência da espécie.

Steinberga, D. S., J. B. Losos, T. W. Schoener, D. A. Spillerc, J. J. Kolbed, e M. Leal. 2014. Predation-associated modulation of movement-based signals by a Bahamian lizard. PNAS June 24, 2014 vol. 111 no. 25: 9187-9192.

A comunicação é frequentemente um componente importante das interações sociais. Indivíduos que emitem sinais encaram o desafio de capturar a atenção dos receptores desejados e, ao mesmo tempo, evitar sua detecção por predadores potenciais. Os autores realizaram experimentos na natureza para avaliar a hipótese de que espécies de presa podem modular as propriedades físicas de exibições que envolvem movimento em resposta à presença de predadores. Eles observaram que machos de Anolis sagrei diminuem dramaticamente a amplitude das exibições que envolvem movimentos com a cabeça (head-bob displays) na presença de um lagarto predador (Leiocephalus carinatus), o que resultava em sinais menos conspícuos. Embora sinais menos conspícuos possam ser mais seguros para os emissores, eles também reduzem a distância da qual parceiras potenciais e machos rivais podem detecta-lo, o que pode afetar o tamanho do território e o sucesso reprodutivo dos machos emissores. Os autores sugerem que estudos futuros sobre interações predador-presa devem considerar os riscos gerados por mudanças nos sinais para que se possa entender melhor a influência da pressão de predação sobre a dinâmica das populações de presas.

Oliveira, D. P., B. Marioni, I. P. Farias e T. Hrbek. 2014. Genetic Evidence for Polygamy as a Mating Strategy in Caiman crocodilos. Journal of Heredity doi:10.1093/jhered/esu020

Os autores estudaram o sistema de acasalamento do jacaré da Amazônia (Caiman crocodilus) na Reserva de Desenvolvimento Sustentável do Piagaçu-Purus, Amazonas, Brasil. Eles usaram seis locos polimórficos de microsatélites para genotipar 13 fêmeas e 174 recém-eclodidos, representando 20 ninhos amostrados ao longo de quatro estações reprodutivas consecutivas (2007-2010). A hipótese nula de paternidade única foi rejeitada para 19 dos 20 ninhos analisados, demonstrando

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Trabalhos Recentes 35

que fêmeas de C.  crocodilus são poliândricas e que o sistema reprodutivo pode ser caracterizado como poligamia. Os dados indicam que um a quatro pais foram responsáveis pela paternidade das crias e que os machos contribuíram de forma diferente (9-100%) para cada um dos 20 ninhos. Um total

de 53 machos copularam com as 20 fêmeas que possuíam os ninhos estudados. Esse foi o primeiro estudo sobre sistema de acasalamento em C.  crocodilus e a frequência de paternidade múltipla encontrada (95%) está entre as mais altas registradas até agora para crocodilianos.

Phyllomedusa bicolor, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Trabalhos Recentes36

Brazilian Amphibians: List of Species

Magno V. Segalla1,*, Ulisses Caramaschi2, Carlos Alberto Gonçalves Cruz2, Taran Grant3, Célio F. B. Haddad4, José A. Langone5, Paulo Christiano de Anchietta Garcia6

1 Laboratório de Herpetologia. Museu de História Natural Capão da Imbuia, CEP 82810-080, Curitiba, PR, Brazil.2 Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional, Departamento de Vertebrados, Quinta da Boa Vista, São Cristóvão, CEP 20940-040, Rio de Janeiro, RJ, Brazil.3 Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, CEP 05508-090, São Paulo, SP, Brazil.4 Departamento de Zoologia, Instituto de Biociências, Universidade Estadual Paulista, Caixa Postal 199, CEP 13506-906, Rio Claro, SP, Brazil.5 Departamento de Herpetología, Museo Nacional de Historia Natural, Casilla de Correo 399, 11.000, Montevideo, Uruguay.6 Departamento de Zoologia, Instituto de Ciências Biológicas; Universidade Federal de Minas Gerais, Avenida Antônio Carlos, 6627, Pampulha, CEP 31270-901,

Belo Horizonte, MG, Brazil.* Corresponding author. Email: magnosegalla@yahoo.com.br

16. Allobates masniger (Morales, 2002 “2000”)17. Allobates nidicola (Caldwell & Lima, 2003)18. Allobates olfersioides (A. Lutz, 1925)19. Allobates paleovarzensis Lima, Caldwell, Biavati & Mon-

tanarin, 201020. Allobates subfolionidificans (Lima, Sanchez & Souza, 2007)21. Allobates sumtuosus (Morales, 2002 “2000”)22. Allobates vanzolinius (Morales, 2002 “2000”)

Family Aromobatidae (Allobatinae)

23. Anomaloglossus baeobatrachus (Boistel & de Massari, 1999)

24. Anomaloglossus roraima (La Marca, 1998)25. Anomaloglossus stepheni (Martins, 1989)26. Anomaloglossus tamacuarensis (Myers & Donelly, 1997)

Family Brachycephalidae

27. Brachycephalus alipioi Pombal & Gasparini, 200628. Brachycephalus atelopoide Miranda-Ribeiro, 192029. Brachycephalus brunneus Ribeiro, Alves, Haddad & dos

Reis, 200530. Brachycephalus bufonoides Miranda-Ribeiro, 192031. Brachycephalus crispus Condez, Clemente-Carvalho &

Haddad, 201432. Brachycephalus didactylus (Izecksohn, 1971)33. Brachycephalus ephippium (Spix, 1824)34. Brachycephalus ferruginus Alves, Ribeiro, Haddad & dos

Reis, 200635. Brachycephalus garbeanus Miranda-Ribeiro, 192036. Brachycephalus guarani Clemente-Carvalho, Giaretta,

Condez, Haddad & dos Reis, 201237. Brachycephalus hermogenesi (Giaretta & Sawaya, 1998)38. Brachycephalus izecksohni Ribeiro, Alves, Haddad & dos

Reis, 200539. Brachycephalus margaritatus Pombal & Izecksohn, 201140. Brachycephalus nodoterga Miranda-Ribeiro, 192041. Brachycephalus pernix Pombal, Wistuba & Bornschein,

1998

The following list includes all recognized species of amphi-bians known to occur within the political borders of Brazil. The taxonomy follows Frost (2014). The present list differs from previous ones by incuding subfamilies (in parentheses follo-wing familes).

The known amphibian fauna of Brazil comprises 1026 spe-cies. The vast majority of species are anurans, including 988 species representing 19 families and 87 genera, followed by caecilians, with 33 species in four families and 12 genera, and salamanders, with five species in a single family and genus.

ORDER ANURA

Family Allophrynidae

1. Allophryne ruthveni Gaige, 19262. Allophryne relicta Caramaschi, Orrico, Faivovich, Dias &

Solé, 2013

Family Alsodidae

3. Limnomedusa macroglossa (Duméril & Bibron, 1841)

Family Aromobatidae (Allobatinae)

4. Allobates brunneus (Cope, 1887)5. Allobates caeruleodactylus (Lima & Caldwell, 2001)6. Allobates conspicuus (Morales, 2002 “2000”)7. Allobates crombiei (Morales, 2002 “2000”)8. Allobates femoralis (Boulenger, 1884 “1883”)9. Allobates flaviventris Melo-Sampaio, Souza & Peloso,

201310. Allobates fuscellus (Morales, 2002 “2000”)11. Allobates gasconi (Morales, 2002 “2000”)12. Allobates grillisimilis Simões, Sturaro, Peloso & Lima,

201313. Allobates goianus (Bokermann, 1975)14. Allobates hodli Simões, Lima & Farias, 201015. Allobates marchesianus (Melin, 1941)

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Mudanças Taxonômicas 37

42. Brachycephalus pitanga Alves, Sawaya, dos Reis & Ha-ddad, 2009

43. Brachycephalus pombali Alves, Ribeiro, Haddad & dos Reis, 2006

44. Brachycephalus pulex Napoli, Caramaschi, Cruz & Dias, 2011

45. Brachycephalus toby Haddad, Alves, Clemente-Carvalho & Reis, 2010

46. Brachycephalus tridactylus Garey, Lima, Hartmann & Haddad, 2012

47. Brachycephalus vertebralis Pombal, 200148. Ischnocnema ábdita Canedo & Pimenta, 201049. Ischnocnema bolbodactyla (A. Lutz, 1925)50. Ischnocnema concolor Targino, Costa & Carvalho e Silva,

200951. Ischnocnema epipeda (Heyer, 1984)52. Ischnocnema erythromera (Heyer, 1984)53. Ischnocnema gehrti (Miranda-Ribeiro, 1926)54. Ischnocnema gualteri (B. Lutz, 1974)55. Ischnocnema guentheri (Steindachner, 1864)56. Ischnocnema henselii (Peters, 1872)57. Ischnocnema hoehnei (B. Lutz, 1959 “1958”)58. Ischnocnema holti (Cochran, 1948)59. Ischnocnema izecksohni (Caramaschi & Kisteumacher,

1989 “1988”)60. Ischnocnema juipoca (Sazima & Cardoso, 1978)61. Ischnocnema karst Canedo, Targino, Leite & Haddad, 201262. Ischnocnema lactea (Miranda-Ribeiro, 1923)63. Ischnocnema manezinho (Garcia, 1996)64. Ischnocnema melanopygia Targino, Costa & Carvalho e

Silva, 200965. Ischnocnema nanahallux Brusquetti, Thomé, Canedo,

Condez, Haddad, 201366. Ischnocnema nasuta (A. Lutz, 1925)67. Ischnocnema nigriventris (A. Lutz, 1925)68. Ischnocnema octavioi (Bokermann, 1965)69. Ischnocnema oea (Heyer, 1984)70. Ischnocnema paranaensis (Langone & Segalla, 1996)71. Ischnocnema parva (Girard, 1853)72. Ischnocnema penaxavantinho Giaretta, Toffoli & Oliveira,

200773. Ischnocnema pusilla (Bokermann, 1967)74. Ischnocnema randorum (Heyer, 1985)75. Ischnocnema sambaqui (Castanho & Haddad, 2000)76. Ischnocnema spanios (Heyer, 1985)77. Ischnocnema surda Canedo, Pimenta, Leite & Caramas-

chi, 201078. Ischnocnema venancioi (B. Lutz, 1959 “1958”)79. Ischnocnema verrucosa (Reinhardt & Lütken, 1862)80. Ischnocnema vizottoi Martins & Haddad, 2010

Family Bufonidae

81. Amazophrynella bokermanni (Izecksohn, 1994 “1993”)82. Amazophrynella manaos Rojas, Carvalho, Gordo, Ávila,

Farias & Hrbek, 2014

83. Amazophrynella minuta (Melin, 1941)84. Amazophrynella vote Avila, Carvalho, Gordo, Kawashita-

-Ribeiro & Morais, 201285. Atelopus flavescens Duméril & Bibron, 184186. Atelopus hoogmoedi Lescure, 197487. Atelopus spumarius Cope, 187188. Dendrophryniscus berthalutzae Izecksohn, 1994 “1993”89. Dendrophryniscus brevipollicatus Jiménez de la Espada,

1871 “1870”90. Dendrophryniscus carvalhoi Izecksohn, 1994 “1993”91. Dendrophryniscus krausae Cruz & Fusinatto, 200892. Dendrophryniscus leucomystax Izecksohn, 196893. Dendrophryniscus oreites Recoder, Teixeira, Cassimiro,

Camacho & Rodrigues, 201094. Dendrophryniscus organensis Carvalho-e-Silva, Mongin,

Izecksohn & Carvalho-e-Silva, 201095. Dendrophryniscus proboscideus (Boulenger, 1882)96. Dendrophryniscus skuki (Caramaschi, 2012)97. Dendrophryniscus stawiarskyi Izecksohn, 1994 “1993”98. Frostius erythrophthalmus Pimenta & Caramaschi, 200799. Frostius pernambucensis (Bokermann, 1962)100. Melanophryniscus admirabilis Di Bernardo, Maneyro &

Grillo, 2006101. Melanophryniscus alipioi Langone, Segalla, Bornschein &

de Sá, 2008102. Melanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920)103. Melanophryniscus cambaraensis Braun & Braun, 1979104. Melanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968105. Melanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933)106. Melanophryniscus fulvoguttatus (Mertens, 1937)107. Melanophryniscus klappenbachi Prigioni & Langone,

2000108. Melanophryniscus macrogranulosus Braun, 1973109. Melanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902)110. Melanophryniscus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1920)111. Melanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920)112. Melanophryniscus peritus Carmaschi & Cruz, 2011113. Melanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968114. Melanophryniscus setiba Peloso, Faivovich, Grant, Gaspa-

rini & Haddad, 2012115. Melanophryniscus simplex Caramaschi & Cruz, 2002116. Melanophryniscus spectabilis Caramaschi & Cruz, 2002117. Melanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905)118. Melanophryniscus vilavelhensis Steinback-Padilha, 2009119. Oreophrynella quelchii Boulenger, 1895120. Oreophrynella weiassipuensis Señaris, Nascimento &

Villarreal, 2005121. Rhaebo ecuadorensis Mueses-Cisneros, Cisneros-Heredia

& Mcdiarmid, 2012122. Rhaebo guttatus (Schneider, 1799)123. Rhinella abei (Baldissera-Jr,Caramaschi & Haddad,

2004)124. Rhinella achavali (Maneyro, Arrieta & de Sá, 2004)125. Rhinella acutirostris (Spix, 1824)126. Rhinella arenarum (Hensel, 1867)127. Rhinella azarai (Gallardo, 1965)128. Rhinella bergi (Céspedez, 2000 “1999”)

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Mudanças Taxonômicas38

129. Rhinella castaneotica (Caldwell, 1991)130. Rhinella ceratophrys (Boulenger, 1882)131. Rhinella cerradensis Maciel, Brandão, Campos & Sebben,

2007132. Rhinella crucifer (Wied-Neuwied, 1821)133. Rhinella dapsilis (Myers & Carvalho, 1945)134. Rhinella dorbignyi (Duméril & Bibron, 1841)135. Rhinella fernandezae (Gallardo, 1957)136. Rhinella granulosa (Spix, 1824)137. Rhinella henseli (A. Lutz, 1934)138. Rhinella hoogmoedi Caramaschi & Pombal, 2006139. Rhinella icterica (Spix, 1824)140. Rhinella inopina Vaz-Silva, Valdujo & Pombal, 2012141. Rhinella jimi (Stevaux, 2002)142. Rhinella magnussoni Lima, Menin & Araújo, 2007143. Rhinella major (Muller & Helmich, 1936)144. Rhinella margaritifera (Laurenti, 1768 )145. Rhinella marina (Linnaeus, 1758)146. Rhinella martyi Fouquet, Gaucher, Blanc & Vélez-Rodri-

guez, 2007147. Rhinella merianae Gallardo, 1965148. Rhinella mirandaribeiroi (Gallardo, 1965)149. Rhinella nattereri Bokermann, 1967150. Rhinella ocellata (Günther, 1859 “1858”)151. Rhinella ornata (Spix, 1824)152. Rhinella paraguayensis Ávila, Pansonato & Strüssmann,

2010153. Rhinella proboscidea (Spix, 1824)154. Rhinella pygmaea (Myers & Carvalho, 1952)155. Rhinella roqueana (Melin, 1941)156. Rhinella rubescens (A. Lutz, 1925)157. Rhinella schneideri (Werner, 1894)158. Rhinella scitula (Caramaschi & Niemeyer, 2003)159. Rhinella veredas (Brandão,Maciel & Sebben, 2007)

Family Centrolenidae (Centroleninae)

160. “Cochranella” adenocheira Harvey & Noonan, 2005 Incer-tae sedis

161. Teratohyla midas (Lynch & Duellman, 1973)162. Vitreorana eurygnatha (A. Lutz, 1925)163. Vitreorana parvula (Boulenger, 1895 “1894”)164. Vitreorana ritae (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952)165. Vitreorana uranoscopa (Müller, 1924)

Family Centrolenidae (Hyalinobatrachinae)

166. Hyalinobatrachium cappellei (van Lidth de Jeude, 1904)167. Hyalinobatrachium carlesvilai Castroviejo-Fisher, Padial,

Chaparro, Aguayo & De la Riva, 2009168. Hyalinobatrachium iaspidiense (Ayarzaqüena, 1992)169. Hyalinobatrachium mondolfii Señaris & Ayarzaguena,

2001170. Hyalinonatrachium munozorum (Lynch & Duellman,

1973)

Family Ceratophryidae

171. Ceratophrys aurita (Raddi, 1823)172. Ceratophrys cornuta (Linnaeus, 1758)173. Ceratophrys cranwelli Barrio, 1980174. Ceratophrys joazeirensis Mercadal de Barrio, 1986175. Ceratophrys ornata (Bell, 1843)176. Lepidobatrachus asper (Budgett, 1899)

Family Craugastoridae (Craugastorinae)

177. Haddadus aramunha (Cassimiro, Verdade & Rodrigues, 2008)

178. Haddadus binotatus (Spix, 1824)179. Haddadus plicifer (Boulenger, 1888)180. Strabomantis sulcatus (Cope, 1874)

Family Craugastoridae (Holoadeninae)

181. “Eleutherodactylus” bilineatus (Bokermann, 1975) Incer-tae sedis

182. Barycholos ternetzi (Miranda Ribeiro, 1937)183. Euparkerella brasiliensis (Parker, 1926)184. Euparkerella cochranae Izecksohn, 1988185. Euparkerella robusta Izecksohn, 1988186. Euparkerella tridactyla Izecksohn, 1988187. Holoaden bradei B. Lutz, 1959 “1958”188. Holoaden luederwaldti Miranda-Ribeiro, 1920189. Holoaden pholeter Pombal, Siqueira, Dorigo, Vrcibradic &

Rocha, 2008190. Holoaden suarezi Martins & Zaher, 2013191. Noblella myrmecoides (Lynch, 1976)

Family Craugastoridae (Ceuthomantinae)

192. Ceuthomantis cavernibardus (Myers & Donnelly, 1997)193. Oreobates crepitans (Bokermann, 1965)194. Oreobates heterodactylus (Miranda-Ribeiro, 1937)195. Oreobates quixensis Jiménez de la Espada, 1872196. Oreobates remotus Teixeira, Amaro, Recoder, Sena &

Rodrigues, 2012197. Pristimantis academicus Lehr, Moravec & Urrutia, 2010198. Pristimantis achuar Elmer & Cannatella, 2008199. Pristimantis acuminatus (Schreve, 1935)200. Pristimantis altamazonicus (Barbour & Dunn, 1921)201. Pristimantis aureolineatus Guayasamin, Ron, Cisneros-

-Heredia, Lamar & McCracken, 2006202. Pristimantis aureoventris Kok, Means & Bossuyt, 2011203. Pristimantis buccinator (Rodriguez, 1994)204. Pristimantis carvalhoi (B. Lutz in B. Lutz & Kloss, 1952)205. Pristimantis chiastonotus (Lynch & Hoogmoed, 1977)206. Pristimantis conspicillatus (Günther, 1858)207. Pristimantis delius (Duellman & Mendelson, 1995)208. Pristimantis diadematus (Jiménez de la Espada, 1875)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas 39

209. Pristimantis dundeei (Heyer & Muñoz, 1999)210. Pristimantis eurydactylus (Hedges & Schlüter, 1992)211. Pristimantis fenestratus (Steindachner, 1864)212. Pristimantis gutturalis (Hoogmoed, Lynch & Lescure,

1977)213. Pristimantis inguinalis (Parker, 1940)214. Pristimantis lacrimosus (Jiménez de la Espada, 1875)215. Pristimantis lanthanites (Lynch, 1975)216. Pristimantis malkini (Lynch, 1980)217. Pristimantis marmoratus (Boulenger, 1900)218. Pristimantis martiae (Lynch, 1974)219. Pristimantis memorans (Myers & Donelly, 1997)220. Pristimantis ockendeni (Boulenger, 1912)221. Pristimantis orcus Lehr, Catenazzi & Rodriguez, 2009222. Pristimantis paulodutrai (Bokermann, 1975 “1974”)223. Pristimantis peruvianus (Melin, 1941)224. Pristimantis ramagii (Boulenger, 1888)225. Pristimantis reichlei Padial & de La Riva, 2009226. Pristimantis skydmainos (Flores & Rodriguez, 1997)227. Pristimantis toftae (Duellman, 1978)228. Pristimantis variabilis (Lynch, 1968)229. Pristimantis ventrigranulosus Maciel, Vaz-Silva, de Oli-

veira & Padial, 2012230. Pristimantis ventrimarmoratus (Boulenger, 1912)231. Pristimantis vilarsi (Melin, 1941)232. Pristimantis vinhai (Bokermann, 1975)233. Pristimantis zeuctotylus (Lynch & Hoogmoed, 1977)234. Pristimantis zimmermanae (Heyer & Hardy, 1991)

Family Cycloramphidae

235. Cycloramphus acangatan Verdade & Rodrigues, 2003236. Cycloramphus asper Werner, 1899237. Cycloramphus bandeirensis Heyer, 1983238. Cycloramphus bolitoglossus (Werner, 1897)239. Cycloramphus boraceiensis Heyer, 1983240. Cycloramphus brasiliensis (Steindachner, 1864)241. Cycloramphus carvalhoi Heyer, 1983242. Cycloramphus catarinensis Heyer, 1983243. Cycloramphus cedrensis Heyer, 1983244. Cycloramphus diringshofeni Bokermann, 1957245. Cycloramphus dubius (Miranda-Ribeiro, 1920)246. Cycloramphus duseni (Andersson, 1914)247. Cycloramphus eleutherodactylus (Miranda-Ribeiro,

1920)248. Cycloramphus faustoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Sazi-

ma, 2007249. Cycloramphus fuliginosus Tschudi, 1838250. Cycloramphus granulosus A. Lutz, 1929251. Cycloramphus izecksohni Heyer, 1983252. Cycloramphus juimirim Haddad & Sazima, 1989253. Cycloramphus lithomimeticus DaSilva & Ouvernay 2012254. Cycloramphus lutzorum Heyer, 1983255. Cycloramphus migueli Heyer, 1988256. Cycloramphus mirandaribeiroi Heyer, 1983257. Cycloramphus ohausi (Wandolleck, 1907)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas40

258. Cycloramphus organensis Weber, Verdade, Salles, Fouquet & Carvalho-e-Silva, 2011

259. Cycloramphus rhyakonastes Heyer, 1983260. Cycloramphus semipalmatus (Miranda-Ribeiro, 1920)261. Cycloramphus stejnegeri (Noble, 1924)262. Cycloramphus valae Heyer, 1983263. Thoropa lutzi Cochran, 1938264. Thoropa megatympanum Caramaschi & Sazima, 1984265. Thoropa miliaris (Spix, 1824)266. Thoropa petropolitana (Wandolleck, 1907)267. Thoropa saxatilis Crocoft & Heyer, 1988268. Thoropa taophora (Miranda-Ribeiro, 1923)269. Zachaenus carvalhoi Izecksohn, 1983”1982”270. Zachaenus parvulus (Girard, 1853)

Family Dendrobatidae (Colostethinae)

271. Ameerega berohoka Vaz-Silva & Maciel, 2011272. Ameerega braccata (Steindachner, 1864)273. Ameerega flavopicta (A. Lutz, 1925)274. Ameerega hahneli (Boulenger, 1884 “1883”)275. Ameerega macero (Rodriguez & Myers, 1993)276. Ameerega petersi (Silverstone, 1976)277. Ameerega picta (Bibron in Tschudi, 1838)278. Ameerega pulchripecta (Silverstone, 1976)279. Ameerega trivittata (Spix, 1824)

Family Dendrobatidae (Dendrobatinae)

280. Adelphobates castaneoticus (Caldwell & Myers, 1990)281. Adelphobates galactonotus (Steindachner, 1864)282. Adelphobates quinquevittatus (Steindachner, 1864)283. Dendrobates leucomelas Steindachner, 1864284. Dendrobates tinctorius (Cuvier, 1797)285. Ranitomeya amazonica (Schulte, 1999)286. Ranitomeya cyanovittata Perez-Peña, Chavez, Twomey &

Brown, 2010287. Ranitomeya defleri Twomey & Brown, 2009288. Ranitomeya flavovittata (Schulte, 1999)289. Ranitomeya sirensis (Aichinger, 1991)290. Ranitomeya toraro Brown, Caldwell, Twomey, Melo-Sam-

paio & Souza, 2011291. Ranitomeya uakarii Brown, Schulte & Summers, 2006292. Ranitomeya vanzolinii (Myers, 1982)293. Ranitomeya variabilis (Zimmermann & Zimmermann,

1988)294. Ranitomeya yavaricola Perez-Peña, Chavez, Twomey &

Brown, 2010

Family Dendrobatidae (Hyloxalinae)

295. Hyloxalus chlorocraspedus (Caldwell, 2005)

Family Eleutherodactylidae (Phyzelaphryninae)

296. Adelophryne adiastola Hoogmoed & Lescure, 1984297. Adelophryne baturitensis Hoogmoed, Borges & Cascon,

1994298. Adelophryne gutturosa Hoogmoed & Lescure, 1984299. Adelophryne maranguapensis Hoogmoed, Borges & Cas-

con, 1994300. Adelophryne meridionalis Santana, Fonseca, Neves &

Carvalho 2013 “2012”301. Adelophryne mucronatus Lourenço-de-Moraes, Solé &

Toledo, 2012302. Adelophryne pachydactyla Hoogmoed, Borges & Cascon,

1994303. Phyzelaphryne miriamae Heyer, 1977

Family Hemiphractidae

304. Fritziana fissilis (Miranda Ribeiro, 1920)305. Fritiziana goeldii (Boulenger, 1895 “1894”)306. Fritziana ohausi (Wandolleck, 1907)307. Gastrotheca albolineata (Lutz & Lutz, 1939)308. Gastrotheca ernestoi Miranda Ribeiro, 1920309. Gastrotheca fissipes (Boulenger, 1888)310. Gastrotheca flamma Juncá & Nunes, 2008311. Gastrotheca fulvorufa (Andersson, 1911)312. Gastrotheca megacephala Izecksohn, Carvalho-e-Silva &

Peixoto, 2009313. Gastrotheca microdiscus (Andersson in Lönnberg & An-

dersson, 1910)314. Gastrotheca prasina Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carna-

val, Strangas, Damasceno, de Sena & Rodrigues, 2012315. Gastrotheca pulchra Caramaschi & Rodrigues, 2007316. Gastrotheca recava Teixeira, Dal Vechio, Recoder, Carna-

val, Strangas, Damasceno, de Sena & Rodrigues, 2012317. Hemiphractus helioi Sheil & Mendelson, 2001318. Hemiphractus scutatus (Spix, 1824)319. Stefania neblinae Carvalho, MacCulloch, Bonora & Vogt,

2010320. Stefania tamacuarina Myers & Donnelly, 1997

Family Hylidae (Hylinae)

321. “Hyla” imitator (Barbour & Dunn, 1921) Incertae sedis322. Calamita melanorabdotus sensu Frost, 2006 “Hyla” mela-

norabdota (Schneider, 1799) Incertae sedis323. Aparasphenodon arapapá Pimenta, Napoli & Haddad,

2009324. Aparasphenodon bokermanni Pombal, 1993325. Aparasphenodon brunoi Miranda-Ribeiro, 1920326. Aparasphenodon venezolanus (Mertens, 1950)327. Aparasphenodon pomba Assis, Santana, Da Silva, Quinte-

la & Feio, 2013328. Aplastodiscus albofrenatus (A. Lutz, 1924)329. Aplastodiscus albosignatus (A. Lutz & B. Lutz, 1938)

330. Aplastodiscus arildae (Cruz & Peixoto, 1987 “1985”)331. Aplastodiscus callipygius (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”)332. Aplastodiscus cavicola (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”)333. Aplastodiscus cochranae (Mertens, 1952)334. Aplastodiscus ehrhardti (Müller, 1924)335. Aplastodiscus eugenioi (Carvalho e Silva & Carvalho e

Silva, 2005)336. Aplastodiscus flumineus (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”)337. Aplastodiscus ibirapitanga (Cruz, Pimenta & Silvano,

2003)338. Aplastodiscus leucopygius (Cruz & Peixoto, 1985 “1984”)339. Aplastodiscus musicus (B. Lutz, 1948)340. Aplastodiscus perviridis A. Lutz in B. Lutz, 1950341. Aplastodiscus sibilatus (Cruz, Pimenta & Silvano, 2003)342. Aplastodiscus weygoldti (Cruz & Peixoto, 1987 “1985”)343. Bokermannohyla ahenea (Napoli & Caramaschi, 2004)344. Bokermannohyla alvarengai (Bokermann, 1956)345. Bokermannohyla astartea (Bokermann, 1977)346. Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005)347. Bokermannohyla carvalhoi (Peixoto, 1981)348. Bokermannohyla capra Napoli & Pimenta, 2009349. Bokermannohyla caramaschii (Napoli, 2005)350. Bokermannohyla circumdata (Cope, 1871)351. Bokermannohyla claresignata (A. Lutz & B. Lutz, 1939)352. Bokermannohyla clepsydra (A. Lutz, 1925)353. Bokermannohyla diamantina Napoli & Juncá, 2006354. Bokermannohyla feioi (Napoli & Caramaschi, 2004)355. Bokermannohyla flavopicta Leite, Pezzuti & Garcia,

2012356. Bokermannohyla gouveai (Peixoto & Cruz, 1992)357. Bokermannohyla hylax (Heyer, 1985)358. Bokermannohyla ibitiguara (Cardoso, 1983)359. Bokermannohyla ibitipoca (Caramaschi & Feio, 1990)360. Bokermannohyla itapoty Lugli & Haddad, 2006361. Bokermannohyla izecksohni (Jim & Caramaschi, 1979)362. Bokermannohyla juiju Faivovich, Luigli, Lourenço &

Haddad, 2009363. Bokermannohyla langei (Bokermann, 1965)364. Bokermannohyla lucianae (Napoli & Pimenta, 2003)365. Bokermannohyla luctuosa (Pombal & Haddad, 1993)366. Bokermannohyla martinsi (Bokermann, 1964)367. Bokermannohyla nanuzae (Bokermann & Sazima, 1973)368. Bokermannohyla napolii Carvalho, Giaretta & Magrini,

2012369. Bokermannohyla oxente Lugli & Haddad, 2006370. Bokermannohyla pseudopseudis (Miranda-Ribeiro, 1937)371. Bokermannohyla ravida (Caramaschi, Napoli & Bernar-

des, 2001)372. Bokermannohyla sagarana Leite, Pezzuti & Drummond,

2011373. Bokermannohyla Sapiranga Brandão, Magalhães, Garda,

Campos, Sebben & Maciel, 2012374. Bokermannohyla saxicola (Bokermann, 1964)375. Bokermannohyla sazimai (Cardoso & Andrade,

1983”1982”)376. Bokermannohyla vulcaniae (Vasconcelos & Giaretta, 2004

“2003”)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas 41

377. Corythomantis galeata Pombal, Menezes, Fontes, Nunes, Rocha & Van Sluys, 2012

378. Corythomantis greeningi Boulenger, 1896379. Dendropsophus acreanus (Bokermann, 1964)380. Dendropsophus anataliasiasi (Bokermann, 1972)381. Dendropsophus anceps (A. Lutz, 1929)382. Dendropsophus araguaya (Napoli & Caramaschi, 1998)383. Dendropsophus berthalutzae (Bokermann, 1962)384. Dendropsophus bifurcus (Andersson, 1945)385. Dendropsophus bipunctatus (Spix, 1824)386. Dendropsophus bokermanni (Goin, 1960)387. Dendropsophus branneri (Cochran, 1948)388. Dendropsophus brevifrons (Duellman & Crump, 1974)389. Dendropsophus cachimbo (Napoli & Caramaschi, 1999)390. Dendropsophus cerradensis (Napoli & Caramaschi, 1998)391. Dendropsophus cruzi (Pombal & Bastos, 1998)392. Dendropsophus decipiens (A. Lutz, 1925)393. Dendropsophus dutrai (Gomes & Peixoto, 1996)394. Dendropsophus elegans (Wied-Neuwied, 1824)395. Dendropsophus elianeae (Napoli & Caramaschi, 2000)396. Dendropsophus gaucheri (Lescure & Marty, 2000)397. Dendropsophus giesleri (Mertens, 1950)398. Dendropsophus haddadi (Bastos & Pombal, 1996)399. Dendropsophus haraldschultzi (Bokermann, 1962)400. Dendropsophus jimi (Napoli & Caramaschi, 1999)401. Dendropsophus koechlini (Duellman & Trueb, 1989)402. Dendropsophus leali (Bokermann, 1964) 403. Dendropsophus leucophyllatus (Beireis, 1783)404. Dendropsophus limai (Bokermann, 1962)405. Dendropsophus marmoratus (Laurenti, 1768406. Dendropsophus melanargyreus (Cope, 1887)407. Dendropsophus meridianus (B. Lutz, 1954)408. Dendropsophus microcephalus (Cope, 1886)409. Dendropsophus microps (Peter, 1872)410. Dendropsophus minimus (Ahl, 1933)411. Dendropsophus minusculus (Rivero, 1971)412. Dendropsophus minutus (Peters, 1872)413. Dendropsophus miyatai (Vigle & Goberdhan-Vigle, 1990)414. Dendropsophus nahdereri (B. Lutz & Bokermann, 1963)415. Dendropsophus nanus (Boulenger, 1889)416. Dendropsophus novaisi (Bokermann, 1968)417. Dendropsophus oliveirai (Bokermann, 1963)418. Dendropsophus parviceps (Boulenger, 1882)419. Dendropsophus pauiniensis (Heyer, 1977)420. Dendropsophus pseudomeridianus (Cruz, Caramaschi &

Dias, 2000)421. Dendropsophus rhea (Napoli & Caramaschi, 1999)422. Dendropsophus rhodopeplus (Günther, 1859 “1858”)423. Dendropsophus riveroi (Cochran & Goin, 1970)424. Dendropsophus rossalleni (Goin, 1959)425. Dendropsophus rubicundulus (Reinhardt & Lütken,

1862”1861”)426. Dendropsophus ruschii (Weygoldt & Peixoto, 1987)427. Dendropsophus sanborni (Schmidt, 1944)428. Dendropsophus sarayacuensis (Shreve, 1935)429. Dendropsophus schubarti (Bokermann, 1963)430. Dendropsophus seniculus (Cope, 1868)

431. Dendropsophus soaresi (Caramaschi & Jim, 1983)432. Dendropsophus studerae (Carvalho e Silva, Carvalho e

Silva & Izecksohn, 2003)433. Dendropsophus timbeba (Martins & Cardoso, 1987)434. Dendropsophus tintinnabulum (Melin, 1941)435. Dendropsophus triangulum (Günther, 1869 “1868”)436. Dendropsophus tritaeniatus (Bokermann, 1965)437. Dendropsophus walfordi (Bokermann, 1962)438. Dendropsophus werneri (Cochran, 1952)439. Dendropsophus xapuriensis (Martins & Cardoso, 1987)440. Dryaderces inframaculatus (Boulenger, 1882)441. Dryaderces pearsoni (Gaige, 1929)442. Ecnomiohyla tuberculosa (Boulenger, 1882)443. Hypsiboas albomarginatus (Spix, 1824)444. Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824)445. Hypsiboas atlanticus (Caramaschi & Velosa, 1996)446. Hypsiboas bandeirantes Caramaschi & Cruz, 2013447. Hypsiboas beckeri (Caramaschi & Cruz, 2004)448. Hypsiboas benitezi (Rivero, 1961)449. Hypsiboas bischoffi (Boulenger, 1887)450. Hypsiboas boans (Linnaeus, 1758)451. Hypsiboas botumirim Caramaschi, Cruz & Nascimento,

2009452. Hypsiboas buriti (Caramaschi & Cruz, 1999)453. Hypsiboas caingua (Carrizo, 1991 “1990”)454. Hypsiboas caipora Antunes, Faivovich & Haddad, 2008455. Hypsiboas calcaratus (Troschel in Schomburgk, 1848)456. Hypsiboas cinerascens (Spix, 1824)457. Hypsiboas cipoensis (B. Lutz, 1968)458. Hypsiboas crepitans (Wied-Neuwied, 1824)459. Hypsiboas curupi Garcia, Faivovichi & Haddad, 2007460. Hypsiboas cymbalum (Bokerman, 1963)461. Hypsiboas dentei (Bokermann, 1967)462. Hypsiboas ericae (Caramaschi & Cruz, 2000)463. Hypsiboas exastis (Caramaschi & Rodriguez, 2003)464. Hypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821)465. Hypsiboas fasciatus (Günther, 1859 “1858”)466. Hypsiboas freicanecae (Carnaval & Peixoto, 2004)467. Hypsiboas geographicus (Spix, 1824)468. Hypsiboas goianus (B. Lutz, 1968)469. Hypsiboas guentheri (Boulenger, 1886)470. Hypsiboas jaguariaivensis Caramaschi, Cruz & Segalla,

2010471. Hypsiboas joaquini (Lutz, 1968)472. Hypsiboas lanciformis (Cope, 1871)473. Hypsiboas latistriatus (Caramaschi & Cruz, 2004)474. Hypsiboas leptolineatus (P. Braun & C. Braun, 1977)475. Hypsiboas leucocheilus (Carmaschi & Niemeyer, 2003)476. Hypsiboas lundii (Burmeister, 1856)477. Hypsiboas marginatus (Boulenger, 1887)478. Hypsiboas microderma (Pyburn, 1977)479. Hypsiboas multifasciatus (Günther, 1859”1858”)480. Hypsiboas nympha Faivovich, Moravec, Cisneros-heredia

& Köhler, 2006481. Hypsiboas ornatissimus (Noble, 1923)482. Hypsiboas pardalis (Spix, 1824)483. Hypsiboas paranaiba Carvalho, Giaretta & Facure, 2010

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas42

484. Hypsiboas phaeopleura (Caramaschi & Cruz, 2000)485. Hypsiboas poaju Garcia, Peixoto & Haddad, 2008486. Hypsiboas polytaenius (Cope, 1870 “1869”)487. Hypsiboas pombali (Caramaschi, Pimenta & Feio, 2004)488. Hypsiboas prasinus (Burmeister, 1856)489. Hypsiboas pulchellus (Duméril & Bibron, 1841)490. Hypsiboas punctatus (Schneider, 1799)491. Hypsiboas raniceps Cope, 1862492. Hypsiboas secedens (B. Lutz, 1963)493. Hypsiboas semiguttatus (A. Lutz, 1925)494. Hypsiboas semilineatus (Spix, 1824)495. Hypsiboas stellae Kwet, 2008496. Hypsiboas stenocephalus (Caramaschi & Cruz, 1999)497. Hypsiboas tepunianus Barrio-Amoros & Brewer-Carias,

2008498. Hypsiboas wavrini (Parker, 1936)499. Itapotihyla langsdorffii (Duméril & Bibron, 1841)500. Lysapsus boliviana Gallardo, 1961501. Lysapsus caraya Gallardo, 1964502. Lysapsus laevis (Parker, 1935)503. Lysapsus limellum Cope, 1862504. Osteocephalus buckleyi (Boulenger, 1882)505. Osteocephalus cabrerai (Cochran & Goin, 1970)506. Osteocephalus helenae (Ruthven, 1919)507. Osteocephalus leprieurii (Duméril & Bibron, 1841)508. Osteocephalus oophagus Jungfer & Schiesari, 1995509. Osteocephalus planiceps Cope, 1874510. Osteocephalus subtilis Martins & Cardoso, 1987511. Osteocephalus taurinus Steindachner, 1862512. Osteocephalus vilarsi (Melin, 1941)513. Phyllodytes acuminatus Bokermann, 1966514. Phyllodytes brevirostris Peixoto & Cruz, 1988515. Phyllodytes edelmoi Peixoto, Caramaschi & Freire, 2003516. Phyllodytes gyrinaethes Peixoto, Caramaschi & Freire,

2003517. Phyllodytes kautskyi Peixoto & Cruz, 1988518. Phyllodytes luteolus Wied-Neuwied, 1824519. Phyllodytes maculosus Cruz, Feio & Cardoso, “2006”

2007520. Phyllodytes melanomystax Caramaschi, Da Silva & Britto-

-Pereira, 1992521. Phyllodytes punctatus Caramaschi & Peixoto, 2004522. Phyllodytes tuberculosus Bokermann, 1966523. Phyllodytes wuchereri (Peters, 1873 “1872”)524. Pseudis bolbodactyla A. Lutz, 1925525. Pseudis cardosoi Kwet, 2000526. Pseudis fusca Garman, 1883527. Pseudis minuta Günther, 1858528. Pseudis paradoxa (Linnaeus, 1758)529. Pseudis platensis Gallardo, 1961530. Pseudis tocantins Caramaschi & Cruz, 1998531. Scarthyla goinorum (Bokermann, 1962)532. Scinax acuminatus (Cope, 1862)533. Scinax agilis (Cruz & Peixoto, 1983)534. Scinax albicans (Bokermann, 1967)535. Scinax alcatraz (B. Lutz, 1973)536. Scinax alter (B. Lutz, 1973)

537. Scinax angrensis (B. Lutz, 1973)538. Scinax arduous Peixoto, 2002539. Scinax argyreornatus (Miranda-Ribeiro, 1926)540. Scinax ariadne (B. Lutz, 1973)541. Scinax aromothyella Faivovich, 2005542. Scinax atratus (Peixoto, 1989)543. Scinax auratus (Wied-Neuwied, 1821)544. Scinax baumgardneri (Rivero, 1961)545. Scinax belloni Faivoivch, Gasparini & Haddad, 2010546. Scinax berthae (Barrio, 1962)547. Scinax blairi (Fouquette & Pyburn, 1972)548. Scinax boesemani (Goin, 1966)549. Scinax brieni (Witte, 1930)550. Scinax cabralensis Drummond, Baêta & Pires, 2007551. Scinax caldarum (B. Lutz, 1968)552. Scinax camposseabrai (Bokermann, 1968)553. Scinax canastrensis (Cardoso & Haddad, 1982)554. Scinax cardosoi (Carvalho e Silva & Peixoto, 1991)555. Scinax carnevallii (Caramaschi & Kisteumacher, 1989)556. Scinax catharinae (Boulenger, 1888)557. Scinax centralis Pombal & Bastos, 1996558. Scinax constrictus Lima, Bastos & Giaretta, 2004559. Scinax cosenzai Lacerda, Peixoto & Feio, 2012560. Scinax cretatus Nunes & Pombal, 2011561. Scinax crospedospilus (A. Lutz, 1925)562. Scinax cruentommus (Duellman, 1972)563. Scinax curicica Pugliesse, Pombal & Sazima, 2004564. Scinax cuspidatus (A. Lutz, 1925)565. Scinax dolloi (Werner, 1903)566. Scinax duartei (B. Lutz, 1951)567. Scinax eurydice (Bokermann, 1968)568. Scinax exiguus (Duellman, 1986)569. Scinax faivovichi Brasileiro, Oyamaguchi & Haddad,

2007570. Scinax flavoguttatus (Lutz & Lutz, 1939) Lutz, 1939)571. Scinax funereus (Cope, 1874)572. Scinax fuscomarginatus (A. Lutz, 1925)573. Scinax fuscovarius (A. Lutz, 1925)574. Scinax garbei (Miranda-Ribeiro, 1926)575. Scinax granulatus (Peters, 1871)576. Scinax hayii (Barbour, 1909)577. Scinax heyeri (Peixoto & Weygoldt, 1986)578. Scinax hiemalis (Haddad & Pombal, 1987)579. Scinax humilis (B. Lutz, 1954)580. Scinax imbegue Nunes, Kwet & Pombal, 2012581. Scinax inesperatus Da Silva & Alves-Silva, 2011582. Scinax juncae Nunes & Pombal, 2010583. Scinax jureia (Pombal & Gordo, 1991)584. Scinax kautskyi (Carvalho e Silva & Peixoto, 1991)585. Scinax lindsayi Pyburn, 1992586. Scinax littoralis (Pombal & Gordo, 1991)587. Scinax littoreus (Peixoto, 1988)588. Scinax longilineus (B. Lutz, 1968)589. Scinax luizotavioi (Caramaschi & Kisteumacher, 1989)590. Scinax machadoi (Bokermann & Sazima, 1973)591. Scinax madeirae Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós,

Segalla & Haddad, 2014

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas 43

592. Scinax maracaya (Cardoso & Sazima, 1980)593. Scinax melloi (Peixoto, 1989)594. Scinax muriciensis Cruz, Nunes & Lima, 2011595. Scinax nasicus (Cope, 1862)596. Scinax nebulosus (Spix, 1824)597. Scinax obtriangulatus (B. Lutz, 1973)598. Scinax pachycrus (Miranda-Ribeiro, 1937)599. Scinax pedromedinae (Henle, 1991)600. Scinax peixotoi Brasileiro, Haddad, Sawaya & Martins,

2007601. Scinax perereca Pombal, Haddad & Kasahara, 1995602. Scinax perpusillus (A. Lutz & B. Lutz, 1939)603. Scinax pinima (Bokermann & Sazima, 1973)604. Scinax pombali Lourenço, Carvalho, Baeta, Pezzuti & Lei-

te, 2013605. Scinax proboscideus (Brongersma, 1933)606. Scinax ranki (Andrade & Cardoso, 1987)607. Scinax rizibilis (Bokermann, 1964)608. Scinax rogerioi Pugliesi, Baêta & Pombal, 2009609. Scinax rostratus (Peter, 1863)610. Scinax ruber (Laurenti, 1768)611. Scinax satermawe Sturaro & Peloso, 2014612. Scinax skaios Pombal, Carvalho, Canelas & Bastos, 2010613. Scinax similis (Cochran, 1952)614. Scinax skuki Lima, Cruz & Azevedo, 2011615. Scinax squalirostris (A. Lutz, 1925)616. Scinax strigilatus (Spix, 1824)617. Scinax tigrinus Nunes, Carvalho & Pereira, 2010618. Scinax tymbamirim Nunes, Kwet & Pombal, 2012619. Scinax trapicheiroi (B. Lutz, 1954)620. Scinax tupinambá Silva & Alves-Silva, 2008621. Scinax uruguayus (Schmidt, 1944)622. Scinax v-signatus (B. Lutz, 1968)623. Scinax villasboasi Brusquetti, Jansen, Barrio-Amorós,

Segalla & Haddad, 2014624. Scinax x-signatus (Spix, 1824)625. Sphaenorhynchus botocudo Caramaschi, Almeida & Gas-

parini, 2009626. Sphaenorhynchus mirim Caramaschi, Almeida & Gaspari-

ni, 2009627. Sphaenorhynchus bromelicola Bokermann, 1966628. Sphaenorhynchus caramaschii Toledo, Garcia, Lingnau &

Haddad, 2007629. Sphaenorhynchus carneus (Cope, 1868)630. Sphaenorhynchus dorisae (Goin, 1957)631. Sphaenorhynchus lacteus (Daudin, 1800)632. Sphaenorhynchus orophilus (A. Lutz & B. Lutz, 1938)633. Sphaenorhynchus palustris Bokermann, 1966634. Sphaenorhynchus pauloalvini Bokermann, 1973635. Sphaenorhynchus planicola (A. Lutz & B. Lutz, 1938)636. Sphaenorhynchus prasinus Bokermann, 1973637. Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953)638. Tepuihyla exophthalma (Smith & Noonan, 2001)639. Trachycephalus atlas Bokermann, 1966640. Trachycephalus cunauaru Gordo, Toledo, Suárez, Kawa-

shita-Ribeiro, Ávila, Morais & Nunes, 2013641. Trachycephalus coriaceus (Peters, 1867)

642. Trachycephalus dibernardoi Kwet & Solé, 2008643. Trachycephalus hadroceps (Duellman & Hoogmoed, 1992)644. Trachycephalus helioi Nunes, Suárez, Gordo & Pombal,

2013645. Trachycephalus imitatrix (Miranda-Ribeiro, 1926)646. Trachycephalus lepidus (Pombal, Haddad & Cruz, 2003)647. Trachycephalus mambaiensis Cintra, Silva, Silva_Jr, Gar-

cia & Zaher, 2009648. Trachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867)649. Trachycephalus nigromaculatus Tschudi, 1838650. Trachycephalus resinifictrix (Goeldi, 1907)651. Trachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758)652. Xenohyla eugenioi Caramaschi, 1998653. Xenohyla truncata (Izecksohn, 1959)

Family Hylidae (Phyllomedusinae)

654. Agalychnis áspera Peters, 1873 “1872”655. Agalychnis granulosa Cruz, 1989 “1988”656. Cruziohyla craspedopus (Funkhouser, 1957)657. Phasmahyla cochranae (Bokermann, 1966)658. Phasmahyla cruzi Carvalho e Silva, Silva & Carvalho e

Silva, 2009659. Phasmahyla exilis (Cruz, 1980)660. Phasmahyla guttata (A. Lutz, 1924)661. Phasmahyla jandaia (Bokermann & Sazima, 1978)662. Phasmahyla spectabilis Cruz, Feio & Nascimento, 2008663. Phasmahyla timbó Cruz, Napoli & Fonseca, 2008664. Phrynomedusa appendiculata (Lutz, 1925)665. Phrynomedusa bokermanni Cruz, 1991666. Phrynomedusa fimbriata Miranda-Ribeiro, 1923667. Phrynomedusa marginata (Izecksohn & Cruz, 1976)668. Phrynomedusa vanzolinii Cruz, 1991669. Phyllomedusa atelopoides Duellman, Cadle & Cannatella,

1988670. Phyllomedusa ayeaye (B. Lutz, 1966)671. Phyllomedusa azurea Cope, 1862672. Phyllomedusa bahiana A. Lutz, 1925673. Phyllomedusa bicolor (Boddaert, 1772)674. Phyllomedusa boliviana Boulenger, 1902675. Phyllomedusa burmeisteri Boulenger, 1882676. Phyllomedusa camba De la Riva, 2000 “1999”677. Phyllomedusa centralis Bokermann, 1965678. Phyllomedusa distincta A. Lutz in B. Lutz, 1950679. Phyllomedusa hypochondrialis (Daudin, 1800)680. Phyllomedusa iheringii Boulenger, 1885681. Phyllomedusa megacephala (Miranda-Ribeiro, 1926)682. Phyllomedusa nordestina Caramaschi, 2006683. Phyllomedusa oreades Brandão, 2002684. Phyllomedusa palliata Peters, 1873 “1872”685. Phyllomedusa rohdei Mertens, 1926686. Phyllomedusa sauvagii Boulenger, 1882687. Phyllomedusa tarsius (Cope, 1868)688. Phyllomedusa tetraploidea Pombal & Haddad, 1992689. Phyllomedusa tomopterna (Cope, 1868)690. Phyllomedusa vaillantii Boulenger, 1882

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Mudanças Taxonômicas44

Family Hylodidae

691. Crossodactylus aeneus Müller, 1924692. Crossodactylus bokermanni Caramaschi & Sazima, 1985693. Crossodactylus boulengeri (De Witte, 1930)694. Crossodactylus caramaschii Bastos & Pombal, 1995695. Crossodactylus cyclospinus Nascimento, Cruz & Feio, 2005696. Crossodactylus dantei Carcerelli & Caramaschi, 1993

“1992697. Crossodactylus díspar A. Lutz, 1925698. Crossodactylus gaudichaudii Duméril & Bibron, 1841699. Crossodactylus grandis B. Lutz, 1951700. Crossodactylus lutzorum Carcerelli & Caramaschi, 1993

“1992”701. Crossodactylus schmidti Gallardo, 1961702. Crossodactylus timbuhy Pimenta, Cruz & Caramaschi,

2014703. Crossodactylus trachystomus (Reinhardt & Lütken,

1862”1861”)704. Crossodactylus werneri Pimenta, Cruz & Caramaschi, 2014705. Hylodes amnicola Pombal, Feio & Haddad, 2002706. Hylodes asper (Müller, 1924)707. Hylodes babax Heyer, 1982708. Hylodes cardosoi Lingnau, Canedo & Pombal, 2008709. Hylodes charadranaetes Heyer & Cocroft, 1986710. Hylodes dactylocinus Pavan, Narvaes & Rodrigues, 2001711. Hylodes fredi Canedo & Pombal, 2007712. Hylodes glaber (Miranda-Ribeiro, 1926)713. Hylodes heyeri Haddad, Pombal & Bastos, 1996714. Hylodes lateristrigatus (Baumann, 1912)715. Hylodes magalhaesi (Bokermann, 1964)716. Hylodes meridionalis (Mertens, 1927)717. Hylodes mertensi (Bokermann, 1956)718. Hylodes nasus (Lichtenstein, 1823)719. Hylodes ornatus (Bokermann, 1967)720. Hylodes otavioi Sazima & Bokermann, 1983 “1982”721. Hylodes perere Silva & Benmaman, 2008722. Hylodes perplicatus (Miranda-Ribeiro, 1926)723. Hylodes phyllodes Heyer & Cocroft, 1986724. Hylodes pipilans Canedo & Pombal, 2007725. Hylodes regius Gouvêa, 1979726. Hylodes sazimai Haddad & Pombal, 1995727. Hylodes uai Nascimento, Pombal & Haddad, 2001728. Hylodes vanzolinii Heyer, 1982729. Megaelosia apuana Pombal, Prado & Canedo, 2003730. Megaelosia bocainensis Giaretta, Bokermann & Haddad,

1993731. Megaelosia boticariana Giaretta & Aguiar, 1998732. Megaelosia goeldii (Baumann, 1912)733. Megaelosia jordanensis (Heyer, 1983)734. Megaelosia lutzae Izecksohn & Gouvêa, 1985735. Megaelosia massarti (Witte, 1930)

Family Leptodactylidae (Leiuperinae)

736. Edalorhina perezi Jiménez de la Espada, 1871 “1870”

737. Engystomops petersi Jiménez de la Espada, 1872738. Engystomops freibergi (Donoso-Barros, 1969)739. Physalaemus aguirrei Bokermann, 1966740. Physalaemus albifrons (Spix, 1824)741. Physalaemus albonotatus (Steindachner, 1864)742. Physalaemus angrensis Weber, Gonzaga & Carvalho e

Silva, 2005743. Physalaemus atlanticus Haddad & Sazima, 2004744. Physalaemus barrioi Bokermann, 1967745. Physalaemus biligonigerus (Cope, 1861 “1860”)746. Physalaemus bokermanni Cardoso & Haddad, 1985747. Physalaemus caete Pombal & Madureira, 1997748. Physalaemus Camacan Pimenta, Cruz & Silvano, 2005749. Physalaemus centralis Bokermann, 1962750. Physalaemus cicada Bokermann, 1966751. Physalaemus crombiei Heyer & Wolf, 1989752. Physalaemus cuvieri Fitzinger, 1826753. Physalaemus deimaticus Sazima & Caramaschi, 1988

“1986”754. Physalaemus ephippifer (Steindachner, 1864)755. Physalaemus erikae Cruz & Pimenta, 2004756. Physalaemus erythros Caramaschi, Feio & Guimarães-

-Neto, 2003757. Physalaemus evangelistai Bokermann, 1967758. Physalaemus feioi Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010759. Physalaemus gracilis (Boulenger, 1883)760. Physalaemus henselii (Peters, 1872)761. Physalaemus insperatus Cruz, Cassini & Caramaschi,

2008762. Physalaemus irroratus Cruz, Nascimento & Feio, 2007763. Physalaemus jordanensis Bokermann, 1967764. Physalaemus kroyeri (Reinhardt & Lütken, 1862 “1861”)765. Physalaemus lateristriga (Steindachner, 1864)766. Physalaemus lisei Braun & Braun, 1977767. Physalaemus maculiventris (Lutz, 1925)768. Physalaemus marmoratus (Reinhardt & Lütken, 1862

“1861”)769. Physalaemus maximus Feio, Pombal & Caramaschi, 1999770. Physalaemus moreirae (Miranda-Ribeiro, 1937)771. Physalaemus nanus (Boulenger, 1888)772. Physalaemus nattereri (Steindachner, 1863)773. Physalaemus obtectus Bokermann, 1966774. Physalaemus olfersii (Lichtenstein & Martens, 1856)775. Physalaemus orophilus Cassini, Cruz & Caramaschi, 2010776. Physalaemus riograndensis Milstead, 1960777. Physalaemus rupestris Caramaschi, Carcerelli & Feio,

1991778. Physalaemus signifer (Girard, 1853)779. Physalaemus soaresi Izecksohn, 1965780. Physalaemus spiniger (Miranda-Ribeiro, 1926)781. Pleurodema alium Maciel & Nunes, 2010782. Pleurodema bibroni Tschudi, 1838783. Pleurodema brachyops (Cope, 1869 “1868”)784. Pleurodema diplolister (Peters, 1870)785. Pseudopaludicola ameghini (Cope, 1887)786. Pseudopaludicola boliviana Parker, 1927787. Pseudopaludicola canga Giaretta & Kokubum, 2003

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Mudanças Taxonômicas 45

788. Pseudopaludicola ceratophryes Rivero & Serna, 1984789. Pseudopaludicola facureae Andrade & Carvalho, 2013790. Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867)791. Pseudopaludicola giarettai Carvalho, 2012792. Pseudopaludicola hyleaustralis Pansonato, Morais, Ávila,

kawashita-Ribeiro, Strússmann & Martin, 2013793. Pseudopaludicola mineira Lobo, 1994794. Pseudopaludicola murundu Toledo, Siqueira, Duarte,

Veiga-Menoncello, Recco-Pimentel & Haddad, 2010795. Pseudopaludicola mystacalis (Cope, 1887)796. Pseudopaludicola parnaiba Roberto, Cardozo & Avila,

2013797. Pseudopaludicola pocoto Magalhães, Loebmann, Koku-

bum, Haddad & Garda, 2014798. Pseudopaludicola saltica (Cope, 1887)799. Pseudopaludicola serrana Toledo, 2010800. Pseudopaludicola ternetzi Miranda-Ribeiro, 1937

Family Leptodactylidae (Leptodactylinae)

801. Adenomera ajurauna (Berneck, Costa & Garcia 2008)802. Adenomera andreae (Müller, 1923)803. Adenomera araucária Kwet & Angulo, 2003804. Adenomera bokermanni (Heyer, 1973)805. Adenomera cotuba Carvalho & Giaretta, 2013806. Adenomera diptyx (Boettger, 1885)807. Adenomera engelsi Kwet, Steiner & Zillikens, 2009)808. Adenomera heyeri Boistel, Massary & Angulo, 2006809. Adenomera hylaedactyla (Cope, 1868)810. Adenomera juikitam Carvalho & Giaretta, 2013811. Adenomera marmorata (Steindachner, 1867)812. Adenomera martinezi (Bokermann, 1956)813. Adenomera nana Müller, 1922814. Adenomera saci Carvalho & Giaretta, 2013815. Adenomera thomei (Almeida & ângulo) 2006816. Hydrolaetare dantasi (Bokermann, 1959)817. Hydrolaetare schmidti (Cochran & Goin, 1959)818. Leptodactylus bolivianus Boulenger, 1898819. Leptodactylus bufonius Boulenger, 1894820. Leptodactylus caatingae Heyer & Juncá, 2003821. Leptodactylus camaquara Sazima & Bokermann, 1978822. Leptodactylus chaquensis Cei, 1950823. Leptodactylus cunicularius Sazima & Bokermann,

1978824. Leptodactylus cupreus Caramaschi, Feio & São-Pedro,

2008825. Leptodactylus didymus Heyer, García-Lopez & Cardoso,

1996826. Leptodactylus diedrus Heyer, 1994827. Leptodactylus discodactylus Boulenger, 1884 “1883”828. Leptodactylus elenae Heyer, 1978829. Leptodactylus flavopictus Lutz, 1926830. Leptodactylus furnarius Sazima & Bokermann, 1978831. Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799)832. Leptodactylus gracilis (Duméril & Bibron, 1841)833. Leptodactylus guianensis Heyer & De Sá, 2011

834. Leptodactylus hylodes (Reinhardt & Lütken, 1862 “1861”)

835. Leptodactylus jolyi Sazima & Bokermann, 1978836. Leptodactylus knudseni Heyer, 1972837. Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824)838. Leptodactylus laticeps Boulenger, 1918839. Leptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875840. Leptodactylus latrans (Steffen, 1815)841. Leptodactylus lauramiriamae Heyer & Crombie, 2005842. Leptodactylus leptodactyloides (Andersson, 1945)843. Leptodactylus lineatus (Schneider, 1799)844. Leptodactylus longirostris Boulenger, 1882845. Leptodactylus macrosternum Miranda-Ribeiro, 1926846. Leptodactylus marambaiae Izecksohn, 1976847. Leptodactylus myersi Heyer, 1995848. Leptodactylus mystaceus (Spix, 1824)849. Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861)850. Leptodactylus natalensis A. Lutz, 1930851. Leptodactylus notoaktites Heyer, 1978852. Leptodactylus ochraceus Lutz, 1930853. Leptodactylus oreomantis Carvalho, Leite & Pezzuti,

2013854. Leptodactylus paraensis Heyer, 2005855. Leptodactylus pentadactylus (Laurenti, 1768)856. Leptodactylus petersii (Steindachner, 1864)857. Leptodactylus plaumanni Ahl, 1936858. Leptodactylus podicipinus (Cope, 1862)859. Leptodactylus pustulatus (Peters, 1870)860. Leptodactylus rhodomystax Boulenger, 1884 “1883”861. Leptodactylus rhodonotus (Günther, 1869 “1868”)862. Leptodactylus riveroi Heyer & Pyburn, 1983863. Leptodactylus rugosus Noble, 1923864. Leptodactylus sabanensis Heyer, 1994865. Leptodactylus sertanejo Giaretta & Costa, 2007866. Leptodactylus spixi Heyer, 1983867. Leptodactylus stenodema Jiménez de la Espada, 1875868. Leptodactylus syphax Bokermann, 1969869. Leptodactylus tapiti Sazima & Bokermann, 1978870. Leptodactylus troglodytes A. Lutz, 1926871. Leptodactylus validus Garman, 1888872. Leptodactylus vastus A. Lutz, 1930873. Leptodactylus viridis Jim & Spirandeli-Cruz, 1973874. Leptodactylus wagneri (Peters, 1862)

Family Leptodactylidae (Paratelmatobiinae)

875. Crossodactylodes bokermanni Peixoto, 1983 “1982”876. Crossodactylodes itambe Barata, Santos, Leite & Garcia,

2013877. Crossodactylodes izecksohni Peixoto, 1983 “1982”878. Crossodactylodes pintoi Cochran, 1938879. Crossodactylodes septentrionalis Teixeira, Recoder, Ama-

ro, Damasceno, Cassimiro & Rodrigues, 2013880. Paratelmatobius cardosoi Pombal & Haddad, 1999881. Paratelmatobius gaigeae (Cochran, 1938)882. Paratelmatobius lutzii Lutz & Carvalho, 1958

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Mudanças Taxonômicas46

883. Paratelmatobius Mantiqueira Pombal & Haddad, 1999884. Paratelmatobius poecilogaster Giaretta & Castanho, 1990885. Paratelmatobius yepiranga Garcia, Berneck & Costa, 2009886. Rupirana cardosoi Heyer, 1999887. Scythrophrys sawayae (Cochran, 1953)

Family Microhylidae (Gastrophryninae)

888. Arcovomer passarellii Carvalho, 1954889. Chiasmocleis alagoanus Cruz, Caramaschi & Freire, 1999890. Chiasmocleis albopunctata (Boettger, 1885)891. Chiasmocleis antenori (Walker, 1973)892. Chiasmocleis atlantica Cruz, Caramaschi & Izecksohn,

1997893. Chiasmocleis avilapiresae Peloso & Sturaro 2008894. Chiasmocleis bassleri Dunn, 1949895. Chiasmocleis capixaba Cruz, Caramaschi & Izecksohn,

1997896. Chiasmocleis carvalhoi Cruz, Caramaschi & Izecksohn,

1997897. Chiasmocleis centralis Bokermann, 1952898. Chiasmocleis cordeiroi Caramaschi & Pimenta, 2003899. Chiasmocleis crucis Caramaschi & Pimenta, 2003900. Chiasmocleis gnoma Canedo, Dixo & Pombal, 2004901. Chiasmocleis haddadi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher,

Motta & Wheeler, 2014902. Chiasmocleis hudsoni Parker, 1940903. Chiasmocleis leucosticta (Boulenger, 1888)904. Chiasmocleis Mantiqueira Cruz, Feio & Cassini, 2007905. Chiasmocleis mehelyi Caramaschi & Cruz, 1997906. Chiasmocleis papachibe Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher,

Motta & Wheeler, 2014907. Chiasmocleis quilombola Tonini, Forlani & de Sá, 2014908. Chiasmocleis royi Peloso, Sturaro, Forlani, Gaucher, Mot-

ta & Wheeler, 2014909. Chiasmocleis Sapiranga Cruz, Caramaschi & Napoli, 2007910. Chiasmocleis schubarti Bokermann, 1952911. Chiasmocleis shudikarensis Dunn, 1949912. Chiasmocleis tridactyla (Duellman & Medelson, 1995)913. Chiasmocleis ventrimaculata (Andersson, 1945)914. Ctenophryne geayi Mocquard, 1904915. Dasypops schirchi Miranda-Ribeiro, 1924916. Dermatonotus muelleri (Boettger, 1885)917. Elachistocleis bicolor (Valenciennes in Guérin-Menéville,

1838)918. Elachistocleis bumbameuboi Caramaschi, 2010919. Elachistocleis carvalhoi Caramaschi, 2010920. Elachistocleis cesarii (Miranda Ribeiro (1920)921. Elachistocleis helianneae Caramaschi, 2010922. Elachistocleis erythrogaster Kwet & Di-Bernardo, 1998923. Elachistocleis magna Toledo, 2010924. Elachistocleis matogrosso Caramaschi, 2010925. Elachistocleis muiraquitan Nunes-de-Almeida & Toledo,

2012926. Elachistocleis ovalis (Schneider, 1799)927. Elachistocleis piauiensis Caramaschi & Jim, 1983

928. Elachistocleis surumu Caramaschi, 2010929. Hamptophryne alios (Wild, 1995)930. Hamptophryne boliviana (Parker, 1927)931. Myersiella microps (Duméril & Bibron, 1841)932. Stereocyclops histrio (Carvalho, 1954)933. Stereocyclops incrassatus Cope, 1870”1869”934. Stereocyclops palmipes Caramaschi, Salles & Cruz, 2012935. Stereocyclops parkeri (Wettstein, 1934)

Family Microhylidae (Otophryninae)

936. Otophryne pyburni Campbell & Clarke, 1998937. Synapturanus mirandaribeiroi Nelson & Lescure, 1975938. Synapturanus salseri Pyburn, 1975

Family Odontophrynidae

939. Macrogenioglottus alipioi Carvalho, 1946940. Odontophrynus americanus (Duméril & Bibron, 1841)941. Odontophrynus carvalhoi Savage & Cei, 1965942. Odontophrynus cultripes Reinhardt & Lütken,

1861”1862”943. Odontophrynus lavillai Cei, 1985944. Odontophrynus maisuma Rosset, 2008945. Odontophrynus monachus Caramaschi & Napoli, 2012946. Odontophrynus salvatori Caramaschi, 1996947. Proceratophrys appendiculata (Günther, 1873)948. Proceratophrys aridus Cruz, Nunes & Juncá, 2012949. Proceratophrys avelinoi Mercadal del Barrio & Barrio,

1993950. Proceratophrys bagnoi Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva &

Campos951. Proceratophrys bigibbosa (Peters, 1872)952. Proceratophrys belzebul Dias, Amaro, Carvalho-E-Silva &

Rodrigues, 2013953. Proceratophrys boiei (Wied-Neuwied, 1825)954. Proceratophrys branti Brandão, Caramaschi, Vaz-Silva &

Campos955. Proceratophrys brauni Kwet & Faivovich, 2001956. Proceratophrys caramaschii Cruz, Nunes & Juncá, 2012957. Proceratophrys carranca Godinho, Moura, Lacerda &

Feio, 2013958. Proceratophrys concavitympanum Giaretta, Bernarde &

Kokubum, 2000959. Proceratophrys cristiceps (Müller, 1884 “1883”)960. Proceratophrys cururu Eterovick & Sazima, 1998961. Proceratophrys dibernardoi Brandão, Caramaschi, Vaz-

-Silva & Campos962. Proceratophrys goyana (Miranda-Ribeiro, 1937)963. Proceratophrys huntingtoni Avila, Pansonato &, Struss-

mann, 2012964. Proceratophrys izecksohni Dias, Amaro, Carvalho-E-Silva

& Rodrigues, 2013965. Proceratophrys laticeps Izecksohn & Peixoto, 1981966. Proceratophrys melanopogon (Miranda-Ribeiro, 1926)

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Mudanças Taxonômicas 47

967. Proceratophrys minuta Napoli, Cruz, Abreu & Del-Gran-de, 2011

968. Proceratophrys moehringi Weygoldt & Peixoto, 1985969. Proceratophrys moratoi (Jim & Caramaschi 1980)970. Proceratophrys palustris Giaretta & Sazima, 1993971. Proceratophrys paviotii Cruz, Prado & Izecksohn, 2005972. Proceratophrys phyllostomus Izecksohn, Cruz & Peixoto,

1999 “1998”973. Proceratophrys redacta Teixeira, Amaro, Recoder, Vechio

& Rodrigues, 2012974. Proceratophrys renalis (Miranda-Ribeiro, 1920)975. Proceratophrys rotundipalpebra Martins & Giaretta, 2013976. Proceratophrys rondonae Prado & Pombal, 2008977. Proceratophrys sanctaritae Cruz & Napoli, 2010978. Proceratophrys schirchi (Miranda-Ribeiro, 1937)979. Proceratophrys strussmannae Ávila, Kawashita-Ribeiro &

Morais, 2011980. Proceratophrys subguttata Izecksohn, Cruz & Peixoto,

1999 “1998”981. Proceratophrys tupinamba Prado & Pombal, 2008982. Proceratophrys vielliardi Martins & Giaretta, 2011

Family Pipidae

983. Pipa arrabali Izecksohn, 1976984. Pipa carvalhoi (Miranda-Ribeiro, 1937)985. Pipa pipa (Linnaeus, 1758)986. Pipa snethlageae Müller, 1914

Family Ranidae

987. Lithobates catesbeianus (Shaw, 1802) INVASIVE SPECIES988. Lithobates palmipes (Spix, 1824)

ORDER CAUDATA

Family Plethodontidae (Plethodontinae)

989. Bolitoglossa altamazonica (Cope, 1874)990. Bolitoglossa caldwellae Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oli-

veira, 2013991. Bolitoglossa madeira Brcko, Hoogmoed & Neckel-Olivei-

ra, 2013992. Bolitoglossa paraensis (Unterstein, 1930)993. Bolitoglossa tapajônica Brcko, Hoogmoed & Neckel-Oli-

veira, 2013

ORDER GYMNOPHIONA

Family Caeciliidae

994. Caecilia armata Dunn, 1942995. Caecilia gracilis Shaw, 1802

996. Caecilia mertensi Taylor, 1973997. Caecilia tentaculata Linnaeus, 1758998. Oscaecilia hypereumeces Taylor, 1968

Family Rhinatrematidae

999. Rhinatrema bivittatum (Cuvier in Guérin-Méneville, 1829)

1000. Rhinatrema ron Wilkinson & Gower, 2010

Family Siphonopidae

1001. Brasilotyphlus braziliensis (Dunn, 1945)1002. Brasilotyphlus guarantanus Maciel, Mott & Hoogmoed,

20091003. Luetkenotyphlus brasiliensis (Lütken, 1852 “1851”)1004. Microcaecilia rochai Maciel & Hoogmoed, 20111005. Microcaecilia marvaleewakeae Maciel & Hoogmoed,

20131006. Microcaecilia supernumeraria Taylor, 19691007. Microcaecilia trombetas Maciel & Hoogmoed, 20111008. Microcaecilia unicolor (Duméril, 1863)1009. Mimosiphonops reinhardti Wilkinson & Nussbaum,

19921010. Mimosiphonops vermiculatus Taylor, 19681011. Siphonops annulatus (Mikan, 1820)1012. Siphonops hardyi Boulenger, 18881013. Siphonops insulanus Ihering, 19111014. Siphonops leucoderus Taylor, 19681015. Siphonops paulensis Boettger, 1892

Family Typhlonectidae

1016. Atretochoana eiselti (Taylor, 1968)1017. Chthonerpeton arii Cascon & Lima-Verde, 19941018. Chthonerpeton braestrupi Taylor, 19681019. Chthonerpeton exile Nussbaum & Wilkinson, 19871020. Chthonerpeton indistinctum (Reinhardt & Lütken,

1862”1861”)1021. Chthonerpeton noctinectes da Silva, Britto-Pereira &

Caramaschi, 20031022. Chthonerpeton perissodus Nussbaum & Wilkinson 19871023. Chthonerpeton viviparum Parker & Wettstein, 19291024. Nectocaecilia petersii (Boulenger, 1882)1025. Potomotyphlus kaupii (Berthold, 1859)1026. Typhlonectes compressicauda (Duméril & Bibron, 1841)

REFERENCES

Frost, D.R. 2014. Amphibian Species of the World: An Online Reference. Version 6.0. Electronic Database accessible at: http://research.amnh.org/herpetology/amphibia/index.html. American Museum of Natural History, New York, USA.

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Mudanças Taxonômicas48

Confidencialidade em relatórios de consultoria ambiental: como conciliar relações comerciais e a

propriedade intelectual de dados científicos?

Sérgio Augusto Abrahão Morato1,2

1 STCP Engenharia de Projetos Ltda. Rua Euzébio da Motta, 450, Alto da Glória, CEP 80530-260; Curitiba, PR, Brazil.2 Universidade Federal do Paraná, Curso de MBA em Gestão Ambiental, Curitiba, PR, Brazil. E-mail: smorato@stcp.com.br

brasileiras, é a preparação do futuro profissional quase que ex-clusivamente para exercer a carreira acadêmica (não obstante ser consenso que os centros de pesquisa e universidades não comportem a massa de novos pesquisadores que se formam a cada ano). Raramente se vislumbram discussões entre alunos e professores sobre outras esferas do conhecimento. Quando tais discussões acontecem, geralmente culminam em críticas aos sistemas políticos e econômicos, na maioria das vezes sem bases sólidas de discussão. A formação dos profissionais é ge-ralmente acompanhada da incessante busca por bolsas e finan-ciamentos públicos para o desenvolvimento de projetos de pes-quisa e extensão junto às universidades e, sob essa perspectiva, os recursos financeiros investidos pelos empreendedores são, muitas vezes, lamentavelmente confundidos com essas fontes de financiamento. Por vezes são vistos apenas como oportuni-dades alternativas ou provisórias de financiar pesquisas de in-teresse particular, e não como necessidades das empresas para a adequada gestão ambiental de seus empreendimentos, muito menos como uma questão de interesse nacional. Muitos pes-quisadores no Brasil acreditam, inclusive, que cabe às empresas prestadoras de serviços na área ambiental arcar indefinidamen-te com recursos para o desenvolvimento de pesquisas de base, deixando os fundos públicos livres para serem investidos ape-nas em projetos de maior projeção dos grandes nomes e centros da ciência brasileira.

Dessa maneira, a atuação de muitos pesquisadores no mer-cado de consultoria é comprometida pela sua falta de visão so-bre o que significa a relação comercial com as empresas contra-tantes e, também, sobre o fato de que os recursos investidos por estas destinam-se especificamente à resolução de um problema prático. Isto pode gerar sérios problemas nas relações entre em-presas e pesquisadores. Entre eles, está o entendimento, por parte desses últimos, de que os conhecimentos que são gerados pelos seus trabalhos são de sua única e exclusiva propriedade intelectual, e que, assim como os estudos puramente acadêmi-cos, o pesquisador pode divulgar o que quiser, quando quiser e como quiser. Entretanto, na esfera jurídica das relações comer-ciais este entendimento não encontra respaldo, especialmente porque os contratos que são firmados objetivam exatamente a comercialização de conhecimentos, sendo este o produto que o pesquisador ofereceu na sua contratação. Dependendo do teor do contrato, a “propriedade” intelectual passa a ser exatamente uma “propriedade” de quem a contratou.

Desde 1986, com a promulgação da Resolução 001 do Conselho Nacional do Meio Ambiente – CONAMA, que tra-ta da obrigatoriedade de realização de Estudos de Impactos Ambientais e respectivos Relatórios de Impactos Ambientais (EIAs/RIMAs) para empreendimentos capazes de gerar efeitos negativos sobre o meio ambiente e a biota, o Brasil tem visto uma ampliação significativa do conhecimento sobre sua bio-diversidade. Os motivos são simples: os estudos previstos na Resolução requerem que, previamente à instalação dos empre-endimentos, sejam descritas as condições ambientais dos lo-cais onde as futuras obras gerarão seus impactos (uma fase dos estudos conhecida como “Diagnóstico”). Demandam também que, posteriormente, os empreendedores apliquem recursos fi-nanceiros para o desenvolvimento dos chamados “Programas de Monitoramento Ambiental”, os quais visam avaliar a real intensidade e alcance dos impactos previstos sobre espécies e ecossistemas. Junto a outros instrumentos de gestão ambien-tal que constam da Política Nacional do Meio Ambiente (como a criação e planejamento de Unidades de Conservação e as Ope-rações de Resgate de Fauna), estas duas esferas de atuação são responsáveis pela descrição de diversas comunidades biológicas em áreas remotas e pela descoberta de inúmeras novas espécies no território nacional.

Na condição de país em desenvolvimento, o Brasil tem visto a instalação e ampliação de inúmeros novos empreendimentos, o que determina um aporte cada vez maior de recursos finan-ceiros das empresas para a elaboração dos EIAs/RIMAs e outros instrumentos de gestão ambiental. Este aporte traduz-se na consolidação de um mercado promissor para os profissionais com atuação nas áreas das ciências naturais, uma vez que são eles os únicos capazes de gerar conhecimentos fidedignos sobre os componentes do meio ambiente. O conhecimento sobre os métodos científicos de exploração e descrição dos elementos naturais, inerentes à formação acadêmica de biólogos, geólo-gos, geógrafos e ecólogos, entre outros, consiste em uma ferra-menta essencial para a análise adequada dos elementos bióticos e abióticos do meio. Porém, a ênfase ou a quase exclusividade que é dada a disciplinas curriculares que enfocam o aprendiza-do desses métodos nos cursos acima citados, em detrimento de temas como administração, direito e ética (essenciais para um profissional liberal), pode ser uma “faca de dois gumes”.

O quadro que se verifica hoje, nos cursos de graduação e de pós-graduação nas áreas de ciências naturais nas universidades

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Ensaios & Opiniões 49

A visão dos empreendedores é diametralmente oposta à dos pesquisadores. Acreditam aqueles que os EIAs/RIMAs e os programas de monitoramento devam trazer respostas diretas e objetivas visando especificamente a minimização e controle dos impactos ambientais. Não aceitam que os estudos em de-senvolvimento sirvam para justificar novas pesquisas em um ciclo interminável de discussões acadêmicas. Esta visão, que é correta, é respaldada pela própria Resolução 001/86 do CO-NAMA. Entretanto, os empreendedores falham, por sua vez, por não entender que uma análise sobre os componentes do meio ambiente natural – especialmente os biológicos – são su-jeitos a uma série de variáveis não controláveis, e que cabe ao pesquisador – e somente a ele – definir o escopo metodológico básico e correto para o desenvolvimento dos estudos que são requeridos. E, como as respostas nem sempre coincidem com aquelas que se esperam (como, por exemplo, o registro de es-pécies ameaçadas exatamente nas áreas que são previstas para intervenção), acreditam os empreendedores que cláusulas de confidencialidade podem ser estabelecidas nos contratos com a finalidade de se evitar problemas futuros com os órgãos am-bientais licenciadores e com a sociedade em geral. Porém, neste aspecto em particular há um equívoco por parte dos empreen-dedores. Em seu Artigo 11, a Resolução CONAMA estabelece que, respeitado o sigilo industrial, o RIMA será acessível ao público, o que implica na impossibilidade de cerceamento da informação. Por sua vez, a Constituição Federal Brasileira, em seu Artigo 225, informa que:

“Art. 225 – Todos têm direito ao meio ambiente ecologicamente equilibrado, bem de uso comum do povo e essencial à sadia qualida-de de vida, impondo-se ao Poder Público e à coletividade o dever de defendê-lo e preservá-lo para as presentes e futuras gerações”.

Por sua vez, o Parágrafo Primeiro deste Artigo informa o seguinte: “§ 1º – Para assegurar a efetividade desse direito, incumbe ao Poder Público:…III – definir, em todas as unidades da Federação, espaços territo-riais e seus componentes a serem especialmente protegidos, sendo a alteração e a supressão permitidas somente através de lei, vedada qualquer utilização que comprometa a integridade dos atributos que justifiquem sua proteção; IV – exigir, na forma da lei, para instalação de obra ou atividade potencialmente causadora de significativa degradação do meio ambiente, estudo prévio de impacto ambiental, a que se dará publicidade”;…

Assim, tendo-se por base o Caput deste Artigo da Lei Mag-na do Brasil, vê-se que toda e qualquer tentativa de controle da informação por força contratual não tem base legal. Esta é uma condição que garante ao pesquisador que o seu trabalho, mesmo em decorrência de um contrato de prestação de servi-ços, possa ser devidamente publicado. Porém, evidentemente há que se ter um bom senso na relação com o contratante, espe-cialmente se é objetivo do profissional manter-se no mercado de consultoria. Não há nada na legislação brasileira que obrigue qualquer empresa a contratar um determinado consultor em particular, mesmo sendo este o maior detentor de um conhe-cimento específico. Certamente o mercado irá selecionar os consultores que sejam mais tratáveis. Acordos prévios à assina-tura dos contratos representam a melhor maneira de se evitar os embates jurídicos e a dicotomia das relações nesta área de atuação profissional.

Physalaemus nattereri, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Ensaios & Opiniões50

Anfíbios dos Campos Sulinos: diversidade, lacunas de conhecimento, desafios para conservação e perspectivas

Tiago Gomes dos Santos1, Samanta Iop2, Suélen da Silva Alves2

1 Universidade Federal do Pampa, Campus São Gabriel. Avenida Antônio Trilha, 1.847, CEP 97300-000, São Gabriel, RS, Brasil.2 Universidade Federal de Santa Maria. Programa de Pós Graduação em Biodiversidade Animal – Centro de Ciências Naturais e Exatas. Prédio 17, sala 1140-D.

Avenida Roraima, km 29, Camobi, CEP 97105-900, Santa Maria, RS, Brasil.

estabelecer num determinado sítio (Pillar e Vélez, 2010). Desde o início do Mioceno as espécies de gramíneas na América do Sul coevoluíram com grandes herbívoros pastadores, constituintes da megafauna extinta (MacFadden, 1997). No século XVII, o gado doméstico foi introduzido nos campos (Bencke, 2009; Pillar e Vélez, 2010) e desde então vem desempenhando o papel ecossistêmico antes exercido pela megafauna pastadora (Pillar e Vélez, 2010). Além da herbivoria, o fogo também é considerado um fator importante na manutenção das formações campestres e fisionomia atual (White et al., 2000). Muitas gramíneas são beneficiadas com as queimadas (Pillar e Vélez, 2010) e há indícios de que as queimadas ocorrem desde o início do Holoceno, provavelmente com origem antrópica (Behling e Pillar, 2007). Com exclusão da herbivoria (i.e. gado) e das queimadas, os campos sofrem invasão por arbustos e com o tempo a floresta tende a se estabelecer (Pillar et al., 2006).

Por ser uma vegetação pioneira e antiga, os campos abrigam uma alta diversidade de espécies típicas da flora e de fauna (Boldrini, 2009), contudo esses ecossistemas ainda são pouco conhecidos quanto à biodiversidade (Bond e Parr, 2010). Somente nos campos do Pampa no Brasil, por exemplo, ocorrem aproximadamente 2.200 mil espécies vegetais, dentre elas 450 são gramíneas, 450 compostas, 200 leguminosas e 150 ciperáceas (Boldrini, 2009). Já nos campos da Mata Atlântica do Rio Grande do Sul ocorrem 1.161 espécies, das quais 107 são endêmicas dos campos (Boldrini et al., 2009). Quanto aos vertebrados, estima-se que 21 espécies sejam endêmicas dos Campos Sulinos, porém não há uma estimativa precisa quanto à riqueza do grupo (Bencke, 2009). Para os anfíbios, Garcia et al., (2007) compilaram uma lista de 50 espécies registradas na ecorregião dos campos, ou Savana Uruguaia (sensu WWF, 2001), que abrange toda a porção brasileira do bioma Pampa, o território Uruguaio e parte da província argentina de Entre Rios.

Além de abrigar uma alta diversidade de espécies, os Campos Sulinos prestam serviços ambientais como o acúmulo de carbono no solo, a conservação dos recursos hídricos e atuam como fonte de alimento para a atividade pastoril (Pillar e Vélez, 2010), bem como têm historicamente influenciado a cultura regional através das peculiaridades paisagísticas da região (Suertegaray e Silva, 2009; Cruz e Guadagnin, 2010).

No contexto da carência de informações sobre anfíbios em áreas campestres e da crescente perda dos campos nativos, apresentamos aqui um panorama sobre os anfíbios dos Campos

DIVERSIDADE E LACUNAS DE CONHECIMENTO

Os campos do extremo sul da América do Sul se estendem por uma área de aproximadamente 892.711  mil  km2, compartilhada por Brasil, Uruguai e Argentina (Fonseca, 2013). No extremo sul do Brasil os chamados Campos Sulinos representam 13,7  milhões de hectares e estão localizados na Zona Temperada Sul, na transição entre os climas tropical e temperado, onde os verões são quentes e os invernos frios (Overbeck et  al., 2007) e as chuvas são bem distribuídas ao longo do ano. Os Campos Sulinos brasileiros ocorrem em dois biomas: Pampa, inseridos na metade sul e oeste do estado do Rio Grande do Sul e Mata Atlântica, onde ocorrem de forma descontínua associados às matas com araucária no norte do Rio Grande do Sul, Santa Catarina e Paraná (IBGE, 2004; Overbeck et al., 2007: Fig. 1).

Os Campos Sulinos são caracterizados por uma paisagem composta predominantemente por gramíneas, contudo algumas regiões são melhor definidas como um mosaico de campo e arbustos esparsos ou manchas isoladas de floresta (estacional ou ombrófila mista) (Berreta, 2001; Pillar et al., 2012). Diferentes nomenclaturas tem sido adotadas para se referir aos Campos Sulinos brasileiros, como Campos Subtropicais (Veloso, 1966), Campos Gerais e Pampas (Rizzini, 1979), Campos Sulinos (Joly et al., 1999; MMA, 2002; Marchiori, 2004; Pillar et al., 2012), Estepes (IBGE, 2004), Campos do Sul do Brasil (IBGE, 2004), Campos (Overbeck et  al., 2007). Embora não haja consenso entre a utilização dessas nomenclaturas entre os pesquisadores e gestores ambientais, a expressão Campos Sulinos parece ser a mais adequada para designar as formações campestres presentes nos biomas da Mata Atlântica e Pampa, pois resgata uma nomenclatura regional tradicional “Campos” e se refere a uma formação campestre brasileira que difere dos demais campos (Vélez et al., 2009).

Os Campos Sulinos são originários de um clima frio e seco que já caracterizava a região antes da chegada dos primeiros grupos humanos (12 mil anos AP), bem antes da expansão natural das formações florestais no sul do Brasil (Behling et al., 2005; 2009; Overbeck et al., 2007). Por isso, a vegetação típica de campo é considerada como pioneira e persiste a milhares de anos (Bond e Parr, 2010). O clima atual, mais quente e úmido, favorece as formações florestais, no entanto, a dinâmica campo-floresta é regulada por distúrbios naturais, como herbivoria e queimadas, que interagem para definir se o campo ou a floresta irão se

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Ensaios & Opiniões 51

Sulinos, a fim resumir informações sobre diversidade, lacunas em termos de conhecimento, bem como os desafios para conservação e perspectivas de futuros estudos. A ocorrência das espécies nos Campos Sulinos do Brasil foi baseada em publicações científicas (inventários, ampliações geográficas e descrições de novas espécies de anfíbios), sendo excluídos táxons listados como sp., cf. ou gr. Informações sobre a distribuição geográfica das espécies foram obtidas na base de dados da IUCN (IUCN, 2013) e Amphibian Species of the World (Frost, 2014) e complementadas com a literatura.

RIQUEZA E PADRÕES DE DISTRIBUIÇÃO DOS ANFÍBIOS DOS CAMPOS SULINOS

A revisão da literatura resultou na compilação de uma lista que compreende pelo menos 84 espécies de anfíbios, pertencentes a duas ordens: 81 espécies da ordem Anura (80 nativas e uma exótica), distribuídas em oito famílias, Alsodidae (01), Bufonidae (16), Ceratophryidae (01), Odontophrynidae (02), Hylidae (39), Leptodactylidae (19), Microhylidae (02), Ranidae (01) e

três espécies da ordem Gymnophiona, pertencentes às famílias Typhlonectidae (01) e Siphonopidae (02) (Tabela 1). A presente listagem é uma primeira aproximação e certamente poderá ser ampliada à medida que novos estudos sejam realizados em áreas campestres (conforme sugestões abaixo). Apesar das presentes limitações, a riqueza de anfíbios dos Campos Sulinos pode ser considerada elevada, pois representa cerca de 9% dos anfíbios brasileiros. Essa riqueza elevada pode ser resultado da grande heterogeneidade horizontal reconhecida para a maioria dos ecossistemas campestres (ver Hasenack et al., 2010), assim como do contato com a Floresta Atlântica, que é considerada um dos centro de alta diversificação de anfíbios (Haddad et al., 2008). Quando comparado com ecossistemas abertos tropicais, os Campos Sulinos detém menor riqueza de anfíbios que o Cerrado (141 espécies sensu Bastos, 2007), mas maior riqueza que a reportada para a Caatinga (51 espécies sensu Rodrigues, 2003) e o Pantanal (44 espécies sensu Strüssmann et al., 2007).

Quanto ao padrão de distribuição geográfica, a maioria das espécies registrada é típica de ecossistemas campestres (37%), sendo que destas, 14% são exclusivas dos campos da Mata Atlântica (e.g. Elachistocleis erythrogaster, Hypsiboas

Figura 1: Anfíbios registrados nos Campos Sulinos do Brasil: contribuição específica (%) conforme padrões de distribuição geográfica das espécies nos diferentes biomas.

Herpetologia Brasileira - Volume 3 - Número 2 - Julho de 2014

Ensaios & Opiniões52

Tabela 1: Lista de anfíbios registrados em ambientes campestres dos Campos Sulinos brasileiros. RS: Rio Grande do Sul; PR: Paraná; SC: Santa Catarina; CP: espécies que ocorrem nos campos do bioma Pampa; CMA: espécies que ocorrem nos campos do bioma Mata Atlântica; CS: espécies que ocorrem nos Campos Sulinos; A: espécies de ampla distribuição geográfica; MA-CS: espécies típicas de florestas, mas que também ocorrem nos Campos Sulinos; MA-CMA: espécies típicas de florestas, mas que também ocorrem nos campos da Mata Atlântica; P/MA: espécies com ampla distribuição geográfica nos biomas Pampa e Mata Atlântica; CH/CP: espécies que ocorrem no Chaco e Pampa. * Espécie exótica. 1) Di-Bernardo et al., 2004; 2) Both et al., 2011; 3) Maragno et al., 2013; 4) Kwet et al., 2006; 5) Loebmann, 2005; 6) Moreira e Maltchik, 2012; 7) Loebmann e Vieira, 2005; 8) Moreira et al., 2010; 9) Oliveira et al., 2013; 10) Quintela et al., 2009; 11) Rodrigues et al., 2008; 12) Machado et al., 2012; 13) Souza-Filho e Conte, 2010; 14) Moreira et al., 2008; 15) Machado e Maltchik, 2010; 16) Kwet et al., 2010; 17) Deiques et al., 2007; 18) Conte e Rossa-Feres, 2007; 19) ICMBio, 2013a; 20) Santos et al., 2008; 21) Both et al., 2009; 22) ICMBio, 2013b; 23) Maneyro e Kwet, 2008; 24) Zank et al., 2014; 25) Garcia e Vinciprova, 1998; 26) Santos et al., 2011; 27) Zank et al., 2013; 28) Steinbach-Padilha, 2008; 29) Crivellari et al., 2011; 30) Garcia e Vinciprova, 2003; 31) Conte, 2001; 32) Cechin e Giasson, 2001; 33) Nunes et al., 2012; 34) Colombo et al., 2008; 35) Soares et al., 2012; 36) Zank et al., 2008; 37) Heyer e Heyer, 2004; 38) Heyer, 1979; 39) Braun e Braun, 1980; 40) Kwet e Di-Bernardo, 1998; 41) Maciel et al., 2013; 42) Both et al., 2011; 43) Lucas et al., 2010; 44) Miranda et al., 2013; 45) Trindade et al., 2010; 46) Borges-Martins et al., 2007.

Ordem/Família/Espécie RS SC PR Referências DistribuiçãoANURAAlsodidaeLimnomedusa macroglossa (Duméril e Bibron, 1841) 1 0 0 1, 2, 45 P/MABufonidaeMelanophryniscus atroluteus (Miranda-Ribeiro, 1920) 1 0 0 16, 23, 24 CSMelanophryniscus cambaraensis Braun e Braun, 1979 1 0 0 16, 24 CMAMelanophryniscus devincenzii Klappenbach, 1968 1 0 0 24 P/MAMelanophryniscus dorsalis (Mertens, 1933) 1 0 0 10, 24, 30, 34 CSMelanophryniscus montevidensis (Philippi, 1902) 1 0 0 23 CPMelanophryniscus pachyrhynus (Miranda-Ribeiro, 1920) 1 0 0 23, 24, 26, 45 CPMelanophryniscus sanmartini Klappenbach, 1968 1 0 0 24, 27 CPMelanophryniscus simplex Caramaschi e Cruz, 2002 1 1 0 16, 24 CMAMelanophryniscus tumifrons (Boulenger, 1905) 1 0 0 24 CSMelanophryniscus vilavelhensis Steinbach-Padilha, 2008 0 0 1 28 CMARhinella achavali (Maneyro, Arrieta e de Sá, 2004) 1 0 0 3, 4, 23, 45 CSRhinella arenarum (Hensel, 1867) 1 0 0 5, 6, 7, 8, 9, 10, 23, 34, 46 ARhinella dorbignyi (Duméril e Bibron, 1841) 1 0 0 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 23 CPRhinella fernandezae (Gallardo, 1957) 1 0 0 9, 14, 15, 23, 46 ARhinella icterica (Spix, 1824) 1 1 1 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 34 MA-CSRhinella schneideri (Werner, 1894) 1 0 0 23 ACeratophryidaeCeratophrys ornata (Bell, 1843) 1 0 0 30 CPHylidaeAplastodiscus perviridis Lutz, 1950 1 1 1 16, 17, 21, 22, 29, 45 MA-CSDendropsophus microps (Peters, 1872) 1 0 1 17, 21, 29 MA-CMADendropsophus minutus (Peters, 1872) 1 1 1 1, 2, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19, 20,

21, 22, 29, 34, 45, 46A

Dendropsophus nahdereri (Lutz e Bokermann, 1963) 0 1 1 25, 31 MA-CMADendropsophus nanus (Boulenger, 1889) 1 0 0 32 ADendropsophus sanborni (Schmidt, 1944) 1 1 1 1, 5, 6, 7, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 15,16, 17, 18, 20, 22,

29, 34, 46A

Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824) 1 0 1 2, 20, 25, 29 AHypsiboas bischoffi (Boulenger, 1887) 1 0 1 18, 21, 29 MA-CMAHypsiboas caingua (Carrizo, 1991) 1 0 0 25 AHypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821) 1 0 1 11, 16, 17, 18, 21, 29, 34, 46 MA-CSHypsiboas guentheri (Boulenger, 1886) 1 1 0 14, 16, 34 MA-CSHypsiboas joaquini (Lutz, 1968) 1 1 0 16 CMAHypsiboas leptolineatus (Braun e Braun, 1977) 1 1 1 16, 17, 19, 21, 22 CMAHypsiboas prasinus (Burmeister, 1856) 1 1 1 16, 18, 19, 22, 29 MA-CMAHypsiboas pulchellus (Duméril e Bibron, 1841) 1 1 0 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 20,

22, 34, 45, 46CS

Hypsiboas aff. joaquini 1 0 0 16 CMAPhyllomedusa azurea Cope, 1862 0 1 0 43 APhyllomedusa distincta Lutz, 1950 1 0 0 21 MA-CMAPhyllomedusa iheringii Boulenger, 1885 1 0 0 1, 2, 20, 45 CPPhyllomedusa tetraploidea Pombal e Haddad, 1992 0 0 1 29 MA-CMAPseudis cardosoi Kwet, 2000 1 1 1 16, 17, 21, 22, CMAPseudis minuta Günther, 1858 1 0 0 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 20, 45, 46 CP

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Ordem/Família/Espécie RS SC PR Referências DistribuiçãoScinax aromothyella Faivovich, 2005 1 0 1 16, 21, 17, 29 P/MAScinax berthae (Barrio, 1962) 1 0 1 6, 14,18, 20, 34, 46 AScinax catharinae (Boulenger, 1888) 1 0 0 21 MA-CMAScinax fuscovarius (Lutz, 1925) 1 1 1 1, 2, 5, 6, 10, 11, 12, 13,16, 18, 19, 20, 21, 22, 29,

34, 45A

Scinax granulatus (Peters, 1871) 1 1 1 1, 2, 14, 16, 17, 19, 20, 21, 22, 45 CSScinax imbegue Nunes, Kwet e Pombal, 2012 0 1 0 33 MA-CMAScinax nasicus (Cope, 1862) 1 0 0 20 AScinax perereca Pombal, Haddad e Kasahara, 1995 1 1 1 1, 16, 18, 21, 22, 29 MA-CMAScinax rizibilis (Bokermann, 1964) 1 0 1 16, 29 MA-CMAScinax squalirostris (Lutz, 1925) 1 1 1 1, 5, 6, 7, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 19, 20, 21, 22,

29, 34, 46A

Scinax tymbamirim Nunes, Kwet e Pombal, 2012 1 0 0 16, 33, 46 CSScinax uruguayus (Schmidt, 1944) 1 1 1 1, 16, 22, 45 CSSphaenorhynchus caramaschi Toledo, Garcia, Lingnau e Haddad, 2007

1 0 0 34 CMA

Sphaenorhynchus surdus (Cochran, 1953) 1 1 1 16, 18, 25, 30 CMATrachycephalus dibernardoi Kwet e Solé, 2008 0 0 1 18 MA-CMATrachycephalus mesophaeus (Hensel, 1867) 1 0 0 16 MA-CSTrachycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) 1 0 0 35 ALeptodactylidaeLeptodactylus chaquensis Cei, 1950 1 0 0 2, 3, 25, 45 ALeptodactylus furnarius Sazima e Bokermann, 1978 1 0 0 30, 36, 37 ALeptodactylus fuscus (Schneider, 1799) 1 0 1 2, 3, 14, 20, 29, 45, 46 ALeptodactylus gracilis (Duméril e Bibron, 1840) 1 1 1 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 14, 15, 16, 20, 22, 29, 34,

45, 46A

Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824) 1 0 0 30, 38, 43 ALeptodactylus latinasus Jiménez de la Espada, 1875 1 0 0 1, 2, 3, 5, 14, 20, 45, 46 CH/CPLeptodactylus latrans (Steffen, 1815) 1 1 1 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17, 18, 19,

21, 22, 29, 34, 45, 46A

Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861) 1 0 0 1, 2, 3, 13, 16, 20, 45, 46 ALeptodactylus notoaktites Heyer, 1978 0 0 1 18 MA-CMALeptodactylus plaumanni Ahl, 1936 1 1 1 16, 17, 19, 21, 22 MA-CMAPhysalaemus biligonigerus (Cope, 1861) 1 0 0 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12, 13, 15, 20, 34, 45, 46 APhysalaemus cuvieri Fitzinger, 1826 1 1 1 2, 3, 11, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 34, 45, 46 APhysalaemus gracilis (Boulenger, 1883) 1 0 0 1, 2, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 34, 45, 46 CPPhysalaemus henselii (Peters, 1872) 1 0 0 3, 6, 13, 20, 45, 46 CSPhysalaemus lisei Braun e Braun, 1977 1 0 0 14, 16, 34 CSPhysalaemus riograndensis Milstead, 1960 1 0 0 1, 2, 3, 12, 20, 34 CH/CPPhysalaemus aff. gracilis 1 1 1 16, 17, 18, 19, 21, 22, 29 CMAPleurodema aff. bibroni 1 1 1 16, 19 CMAPseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867) 1 0 0 1, 2, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 20, 34,

45, 46A

MicrohylidaeElachistocleis bicolor (Guérin-Méneville, 1838) 1 1 1 1, 2, 3, 5, 6, 9, 10, 13, 14, 16, 17, 18, 20, 22, 34, 45,

46A

Elachistocleis erythrogaster Kwet e Di-Bernardo, 1998 1 0 0 16, 30, 40 CMAOdontophrynidaeOdontophrynus americanus (Duméril e Bibron, 1841) 1 1 1 1, 3, 5, 7, 10, 13, 14, 16, 17, 18, 20, 22, 29, 45, 46 AOdontophrynus maisuma Rosset, 2008 1 0 0 6, 8, 9, 15, 34 CPRanidaeLithobates catesbeianus (Shaw, 1802)* 1 0 0 20, 34, 42 AGYMNOPHIONASiphonopidaeSiphonops annulatus (Mikan, 1820) 1 0 0 41 ASiphonops paulensis Boettger, 1892 1 0 1 29, 44 ATyphlonectidaeChthonerpeton indistinctum (Reinhardt e Lütken, 1862) 1 0 0 15 ARiqueza total 77 28 35

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joaquini, Melanophryniscus cambaraensis, Pseudis cardosoi e Sphaenorhynchus surdus), 11% exclusivas dos campos do Pampa (e.g. Ceratophrys ornata, Phyllomedusa iheringii, Physalaemus gracilis, M. pachyrhynus, Rhinella dorbignyi) e os 12% restantes ocorrem em campos de ambos os biomas (e.g. H.  pulchellus, M.  atroluteus, P.  henselii, R.  achavali, Scinax uruguayus). A contribuição das espécies de ampla distribuição geográfica na composição dos anfíbios é de 36% (e.g. Dendropsophus minutus, Leptodactylus latrans, P.  cuvieri, Pseudopaludicola falcipes, S.  fuscovarius). As espécies de distribuição florestal atlântica, mas que ocasionalmente utilizam áreas campestres representam 21% da riqueza, destes 15% ocorrem nos campos da Mata Atlântica (e.g. D.  micros, H.  bischoffi, P.  distincta, S. perereca, Trachycephalus dibernardoi) e 6% nos Campos Sulinos (Aplastodiscus perviridis, H.  faber, H.  guentheri, R.  icterica, T.  mesophaeus). Espécies que apresentam ampla distribuição nos biomas da Mata Atlântica e Pampa representaram 4% (Limnomedusa macroglossa, M.  devincenzii, S.  aromothyella), e espécies com distribuição Chaco-Pampeana totalizam 2% da riqueza compilada (L.  latinasus, P.  riograndensis) (Fig.  1). Na presente análise, a expressiva contribuição de espécies com distribuição restrita aos ambientes campestres demonstra a importância desses ecossistemas para a fauna de anfíbios sul-americana. Exemplo disso são espécies do gênero Melanophryniscus, que apresentam alta taxa de endemismo e centro de diversificação nas formações abertas da zona subtropical/temperada da América do Sul (Bencke, 2009).

Quando considerados apenas trabalhos de levantamento de espécies, o maior número de publicações envolvendo a fauna de anfíbios dos Campos Sulinos está concentrado no Rio Grande do Sul (18), seguido do Paraná (03). Para o estado de Santa Catarina falhamos em encontrar publicações de levantamentos de anfíbios em áreas campestres. De fato, o maior número de publicações no Rio Grande do Sul parece estar relacionado ao contexto histórico de herpetólogos residentes no estado. Apesar disso, algumas áreas campestres no Rio Grande do Sul ainda carecem de inventários como, os campos da Mata Atlântica e a região oeste dos campos do Pampa. Por outro lado, os estudos de inventário de anfíbios no Paraná aumentaram nas últimas décadas, mas estão concentrados em áreas florestais, incluindo Floresta com Araucária e Ombrófila Densa (e.g. Conte e Machado, 2005; Conte e Rossa-Feres, 2006; 2007; Armstrong e Conte, 2010), bem como Floresta Estacional (e.g. Bernarde e Machado, 2000; Machado e Bernarde, 2002; Machado et al., 1999). Padrão similar ocorre em Santa Catarina onde historicamente os inventários também foram realizados em áreas florestais (e.g. Bastiani e Lucas, 2013; Lucas e Marocco, 2011; Lucas e Fortes 2008; Hartmann et al., 2008). Nesse sentido, a prioridade de esforços em levantamentos de anfíbios nos Campos Sulinos deve se concentrar nos campos da Mata Atlântica e na região oeste do Pampa.

DESAFIOS PARA CONSERVAÇÃO E PERSPECTIVAS

Pelo menos 7,1% das espécies de anfíbios dos Campos Sulinos são atualmente enquadradas em alguma categoria de

ameaça global (IUCN, 2013): Melanophryniscus devincenzii (EN), M.  dorsalis (VU), M.  montevidensis (VU), M.  sanmartini (NT), Ceratophrys ornata (NT) e Elachistocleis erythrogaster (NT). Em escala nacional 3,6% das espécies estão ameaçadas (Subirá et  al., 2013): Melanophryniscus cambaraensis (VU), M.  dorsalis (VU) e M. montevidensis (NT).

A perda e fragmentação de habitat são consideradas as principais ameaças à conservação da biodiversidade (Ehrlich, 1997) e também as principais ameaças aos anfíbios dos Campos Sulinos (Garcia e Vinciprova, 2003), mas a introdução de espécies exóticas e as mudanças climáticas também podem ser elencadas como importantes fatores no contexto atual (Pillar et al., 2009; Hayes et al., 2010). De fato, os ecossistemas campestres são os mais visados e transformados pelo homem (Townsend et  al., 2010) para a produção de alimento (White et al., 2000; Allaby, 2006). Dentre as atividades antropogênicas historicamente desenvolvidas sobre os Campos Sulinos, a pecuária extensiva bem manejada tem sido considerada a menos impactante, pois a manutenção da vegetação campestre depende de distúrbios, como a pressão de pastoreio (Pillar e Vélez, 2010). Entretanto, as mudanças observadas na matriz produtiva durante as últimas décadas impulsionaram a rápida substituição da criação do gado por atividades agrícolas, especialmente centradas no plantio de soja, na silvicultura e rizicultura (Pillar et al., 2009). Tais atividades têm profundamente transformado a paisagem dos Campos Sulinos e são consideradas as maiores ameaças à conservação da biodiversidade nos ecossistemas campestres (White et  al., 2000; MMA, 2007; Bencke, 2009; Pillar et  al., 2009; Santos e Trevisan, 2009). No estado do Rio Grande do Sul, por exemplo, somente no período de 2002 a 2008 a área de silvicultura aumentou em 30%, sendo a maior parte sobre áreas campestres (Bencke, 2009; Gautreau e Vélez, 2011), e em 2014 a área destinada a esse setor já atinge 738 mil ha (SEAPA/RS, 2014). O mesmo ocorre com a expansão da soja, a qual nos últimos três anos apresentou aumento em área de quase 20% (aproximadamente 400  mil  ha), principalmente na região da metade sul do estado (SEAPA/RS, 2014), predominantemente campestre. Com relação à rizicultura, Rio Grande do Sul, Santa Catarina e Paraná atualmente produzem 60% do arroz do Brasil, totalizando 6,5  milhões  ha cultivados (EMBRAPA, 2005) e a maior área de produção está no Rio Grande do Sul (aproximadamente 1.076.472 ha), principalmente nas várzeas das terras baixas (SEAPA/RS, 2014).

Obviamente que tamanha conversão de habitat devido à expansão da soja, silvicultura e rizicultura se traduz em impactos sobre os anfíbios dos Campos Sulinos. Estudos mostraram que a áreas campestres do bioma Pampa convertidas em monocultivos de Pinus e Eucalyptus não foram capazes de manter a estrutura das comunidades de anfíbios anuros (Machado et  al., 2012; Alves et  al., 2014). O cultivo de arroz também apresentou impactos negativos sobre a anurofauna, pois essas áreas apresentaram riqueza e abundância de espécies menores do que áreas nativas de campo alagado (Machado e Maltchick, 2010). Assim, apesar de ainda serem poucos os estudos que avaliam o impacto de monoculturas, estes indicam que os anfíbios de ecossistemas abertos, como os Campos Sulinos, são susceptíveis às mudanças na paisagem e que

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medidas conservacionistas urgentes são requeridas frente à conversão de hábitat em larga escala.

As mudanças climáticas também têm sido apontadas como ameaça adicional aos anfíbios (Duarte et al., 2012). Nos Campos Sulinos, cinco espécies de Melanophryniscus estão ameaçadas e podem perder sua área de distribuição potencial até 2080 em função das alterações climáticas projetadas (Zank et al., 2014). Outra ameaça aos anfíbios nativos dos Campos Sulinos é a rã-touro (Lithobates catesbeianus), espécie exótica que apresenta melhor desempenho metabólico em condições climas tropicais e subtropicais (Adams, 2000; Diaz de Pascual, 2002; Kaefer, 2007). Embora no Brasil a rã-touro seja encontrada mais comumente em áreas florestais da Mata Atlântica, existem registros em áreas campestres (Both et  al., 2011). A rã-touro compete por recursos com as espécies nativas, principalmente no nicho acústico (Both et al., 2012) e se alimenta de espécies nativas (Boelter et  al., 2012). Além disso, L.  catesbeianus age como vetor do fungo Batrachochytridium dendrobatides, relacionado com o declínio mundial de anfíbios (Berger et al., 1998; Daszak et al., 2004).

A adoção de políticas públicas ambientais especificamente comprometidas com a conservação dos ecossistemas campestres, como por exemplo, a identificação e criação de áreas prioritárias para conservação, podem contribuir para minimizar a situação crítica dos ecossistemas campestres, até então negligenciados. Um exemplo atual foi a criação do Refúgio de Vida Silvestre dos Campos de Palmas no Paraná (DECRETO Presidencial, 2006), uma área de alta prioridade para a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos (MMA, 2000). Entretanto, atualmente apenas 453 km² dos Campos Sulinos estão protegidos em Unidades de Conservação (UC) de proteção integral, o que equivale a menos de 0,5% da área total, sendo que a maior parte desse percentual se refere aos mosaicos de campos e floresta com Araucária, nos Parques Nacionais dos Aparados da Serra, da Serra Geral e de São Joaquim (norte do Rio Grande do Sul e Santa Catarina; MMA, 2000). Por outro lado, a maior cobertura campestre remanescente se encontra no Rio Grande do Sul e ainda assim o bioma Pampa detém a menor representatividade de áreas naturais protegidas no Sistema Nacional de Unidades de Conservação (MMA, 2007), gerando um dos maiores contrastes nacionais frente ao intenso uso e expansão do setor agrícola (Ferreira et al., 2012). Além de existirem poucas UC, a maioria delas consta apenas como criada, mas não implantada (Brandão et al., 2007, Vélez et al., 2009) e a inadequabilidade das poucas UC existentes também dificulta a manutenção da fisionomia e da biodiversidade campestre, pois esse tipo de ecossistema necessita de manejo específico para evitar a invasão de espécies arbustivas e arbóreas (Pillar e Vélez, 2010). A intensa expansão da agricultura e silvicultura, aliados ao baixo número de UC nos campos gaúchos (Overback et  al., 2007; Pillar e Vélez, 2010), por exemplo, historicamente fizeram com que atualmente tenhamos apenas 50% da cobertura original do bioma Pampa (Cordeiro e Hasenack, 2009). Grande parte das áreas indicadas como sendo prioritárias para a conservação das espécies de anfíbios dos Campos Sulinos estão localizadas no bioma Pampa (MMA, 2000), mas desde sua publicação nenhuma unidade de conversação foi efetivamente criada no bioma. Sendo assim,

desejamos que esforços políticos sejam empregados para que outras UC sejam criadas e/ou consolidadas em áreas prioritárias para a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos, sobretudo nos campos do bioma Pampa.

Por fim, a própria terminologia ambiental, com um “Código Florestal Brasileiro”, e o uso indiscriminado de termos como “desmatamento” acabam por aprofundar a ideia de que os campos nativos (e toda a biodiversidade associada aos ecossistemas campestres) são menos importantes do que as florestas. Assim, Reserva Legal e Área de Proteção Permanente são na maioria das vezes compreendidas pela população como sinônimos de preservação exclusiva de florestas, incentivando a supressão de vegetação campestre e consequentemente acelerando a perda de hábitat observada na atualidade. De fato, a conservação dos anfíbios dos Campos Sulinos está inexoravelmente ligada ao futuro dos campos. Entretanto, as metas produtivistas estabelecidas pelo governo são desproporcionalmente maiores que as tímidas sinalizações deste em prol da conservação da biodiversidade dos ecossistemas campestres. Por exemplo, se por um lado foi prometido um aumento do número de áreas de preservação no bioma Pampa (Seminário Internacional do bioma Pampa, 2014), por outro existem metas contundentes para a ampliação do plantio de soja e milho em pelo menos dois milhões de hectares sobre os remanescentes campestres da metade sul do Rio Grande do Sul na próxima década (SEAPA/RS, 2014), bem como propostas de simplificação do licenciamento da silvicultura (Jornal Correio do Povo 31/05/2014). Assim, a esperança de reversão ou amenização desse cenário sombrio talvez resida em ações paralelas, envolvendo a academia e o setor produtivo. Estas incluem, por exemplo, os esforços multi-institucionais da Rede Campos Sulinos (www.ufrgs.br/redecampossulinos), formada por mais de 30 grupos de pesquisa (incluindo estudos com anfíbios) cujo objetivo é a geração, organização e difusão de conhecimento sobre os campos do sul do Brasil. Outra iniciativa importante são esforços internacionais da Alianza Del Pastizal (www.alianzadelpastizal.org/en), organização com representações do Uruguai, Paraguai, Brasil e Argentina, cuja plataforma visa o incentivo à conservação dos campos nativos de áreas privadas no Cone sul da América do Sul, sua biodiversidade e serviços ecossistêmicos associados. Como sugestões finais, os esforços de pesquisas com viés conservacionista sobre anfíbios dos Campos Sulinos deveriam centram-se principalmente em questões como: i) história natural das espécies; ii) efeitos da fragmentação de habitat sobre comunidades e populações, iii) efeitos dos agrotóxicos e, iv) efeitos das diferentes práticas de manejo dos campos nativos (e.g. intensidades de pastoreio).

AGRADECIMENTOS

TGS é grato ao CNPq pela bolsa de pesquisa e SI e SAS agradecem a Capes pelas bolsas concedidas. Os autores agradecem também ao projeto SISBIOTA – Biodiversidade dos Campos e dos Ecótonos Campo-Floresta no Sul do Brasil: Bases Ecológicas para sua conservação e Uso Sustentável (CNPq/FAPERGS nº 563271/2010-8).

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Ensaios & Opiniões 59

Trachycephalus typhonius (Hylidae, Lophiohylini): Necrophilia and brief comments on amplectant behavior

Dagmar Lilian de Moura1,*, Daniel Loebmann1

1 Universidade Federal do Rio Grande (FURG), Instituto de Ciências Biológicas, Laboratório de Vertebrados Ectotérmicos. Avenida Itália, km 8, Carreiros, CEP 96203-900, Rio Grande, RS, Brazil.

* Corresponding author: contato@danielloebmann.com

exotrophic tadpoles develop at the same site (Haddad and Pra-do, 2005; Prado et al., 2005, Vieira et al., 2009).

Necrophilia, also known as Davian behavior or necrogamy, has been reported frequently for anurans in the recent years, gen-erally during explosive reproductive events, when one or more males drowns a female accidentally during mating (e.g., Bettaso et al., 2008; Sinovas, 2009; Brito et al., 2012; Izzo et al., 2012).

The amplexus, i.e. the behavior of males embracing females during mating, varies considerably among species both mor-phologically and phylogenetically (see review in Duellman &

As currently recognized the tribe Lophiohylini Miranda-Ri-beiro, 1926 is composed of nine genera and 65 species (Frost, 2014). Among species of this tribe the Veined Treefrog Tra-chycephalus typhonius (Linnaeus, 1758) is widely distributed, occurring from southern Mexico to northern Argentina (La Marca et al., 2010). The species is a typically explosive breeder, and it is common to observe many individuals aggregating at breeding sites after heavy rains (Prado et al., 2005; Rodrigues et al., 2005; Loebmann, 2013). Males and females can be found in lentic water bodies where they mate and lay eggs. Their

Figure 1. A-C) Three amplected pairs of Trachycephalus typhonius. In all situations, note males in axillary amplexus with two fingers on the forelimbs. D) A male of T. typhonius amplected with a dead female, characterizing a case of necrophilia. All observations were conducted at the municipality of Ubajara, state of Ceará, northeastern Brazil.

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Trueb, 1994). Axillary amplexus is clearly the most common mating position in anurans (Haddad et  al., 2013). Therefore, it is reasonable to expect variation of this behavior among dis-tinct lineages. Herein, we report a case of necrophilia in T. ty-phonius, after an event of explosive reproduction in the Caat-inga domain in Brazil. Additionally, we provide brief comments on axillary amplexus behavior.

On 22 January 2008 at 22:00 h, one of us (D. Loebmann) observed a multi-species explosive breeding event in a tem-porary pond in Ubajara, state of Ceará, northeastern Brazil (03º51’08.2”S; 40º56’16.7”W; 845 m above sea level; DATUM= WGS84). Besides T. typhonius, five other species were breeding simultaneously: Leptodactylus macrosternum, Dendropsophus soaresi, Physalaemus cuvieri, Rhinella granulosa, and Dendropso-phus minutus.

Among mating individuals of T. typhonius it was possible to observe that all males used axillary amplexus. The individuals observed (n = 5) positioned only two fingers in the axillary re-gion and the other two on the forelimbs (Figure 1A-C). Simi-lar behavior was previously observed in other genera, such as Litoria (Hylidae), Chiromantis (Rhacophoridae), and Pristiman-tis (Craugastoridae) (Duellman and Trueb, 1994). Although no phylogenetic pattern is associated with this behavior, all cases correspond to taxa with expanded digital discs on the fingers, suggesting that this behavior may be related to this morpho-logical constraint.

On the same night, a male T. typhonius was found amplexing a dead female (Figure  1D), characterizing a Davian behavior. The female was already presenting some degree of putrefac-tion, suggesting that its death occurred on the previous night.

To our knowledge, this is the first report of necrophilia for a species of Lophiohylini. Necrophilia has been considered a be-havioral mistake (Costa et al., 2010). However, Davian behavior may be surprisingly functional in anurans (Izzo et al., 2012), since most species have external fertilization. Unfortunately, we are unable to confirm that the male of T. typhonius that em-braced the dead female had successfully fertilized her oocytes. This report contributes to the knowledge on the reproductive behavior of T. typhonius.

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Micrurus surinamensis, Porto Velho, RO. Foto: Diego Meneghelli.

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Notas de História Natural 61

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Artigo de revista:Silva, H. R., H. Oliveira e S. Rangel. Ano. Título. Nome completo da revista, 00:000‑000.

Livro:Silva, H. R. Ano. Título. Editora, Lugar, 000 pp.

Capítulo em livro:Silva, H. R. Ano. Título do capítulo; pp. 000‑000. In: H. Olivei-ra, e S. Rangel (Eds.), Título do Livro. Editora, local.

Dissertações e teses:Silva, H. R. Ano. Título. Tese de doutorado ou Dissertação de mestrado, Universidade, local, 000 pp.

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