universidade federal do rio de janeiro instituto de química
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Universidade Federal do Rio de Janeiro
Instituto de Química – Centro de Tecnologia
Programa de Pós-Graduação em Química
RAFAEL FERREIRA DA SILVA
Aromas do Cerrado: Estudo da Composição Química Volátil de Plantas
Aromáticas do Cerrado
Rio de Janeiro
2013
RAFAEL FERREIRA DA SILVA
Aromas do Cerrado: Estudo da Composição Química Volátil de Plantas
Aromáticas do Cerrado
Dissertação de Mestrado
apresentada ao Programa de Pós-
graduação em Química da
Universidade Federal do Rio de
Janeiro como requisito básico para a
obtenção do título de Mestre em
Ciências (Química).
Orientador: Claudia Moraes de Rezende
Co-orientador: Humberto Ribeiro Bizzo
Rio de Janeiro
2013
Dedico este trabalho a Leonardo dos Santos
Pereira. Obrigado por todo o seu incentivo. Com
você conheci o melhor da vida: o amor.
Dedico este trabalho a minha família. A minha
querida mãe (Josefa Barbosa da Silva), ao meu
pai Francisco Ferreira da Silva (In memorian).
Aos meus irmãos e irmãs. Toda a minha
resiliência e coragem são frutos do que vi e
aprendi de vocês.
Agradecimentos
Algumas vezes e por motivos variados pensei que não chegaria ao fim deste
trabalho, mas descobri que minha resiliência e coragem são maiores do que eu supunha.
Sou grato a Deus por tudo o que aprendi e especialmente pelas pessoas incríveis que
tive a oportunidade de conhecer, que tornaram esta difícil jornada um pouco menos
sacrificante e um pouco mais agradável. Sou extremamente grato a Leonardo dos Santos
Pereira, a pessoa que mais diminuiu as agruras da jornada. Não consigo imaginar como
seria não fosse a sua intensa ajuda e incentivo. Obrigado por compartilhar a vida
comigo. Amo muito você.
Sou grato aos meus orientadores, Claudia M. Rezende e Humberto R. Bizzo,
pelas oportunidades de pesquisa e pela paciência – guardarei todos os ensinamentos e
conselhos.
Sou grato aos amigos do Laboratório de Análise de Aromas e do Laboratório
PILAB.
Sou grato especialmente à Anna Tsukui pela amizade e parceria científica. Sua
companhia tornou a jornada um pouco mais agradável.
Sou grato ao pesquisador Roberto Fontes Vieira pela parceria científica e por
suas ricas contribuições. Meus agradecimentos se estendem a Hellen Santana, que
contribuiu para o andamento do projeto.
Agradeço as amigas Marcelly Santos e Paola E. Gama, da Embrapa
Agroindústria de Alimentos, pela ajuda nas injeções cromatográficas e, especialmente,
pelas risadas.
Agradeço a professora Cristiana Koschnitzke, do Horto Botânico do Museu
Nacioal (UFRJ) pela contribuição nos testes com o método headspace dinâmico.
Agradeço ao Programa de Pós-graduação em Química (PGQu/IQ UFRJ) e à
CAPES pela bolsa concedida.
“...mas foi beirando estrada abaixo que eu piquei a mula
Disposto a colar grau na escola da natura
Se alguém me perguntar
Não tenho nada a dizer
Pois eu, pra me realizar
Preciso morrer
Você me deu liberdade
Pra meu destino escolher
E quando sentir saudades
Poder chorar por você
Não vê, minha terra mãe
Que estou a me lamentar
É que eu fui condenado a viver do que cantar
A-la, a-la, ala, Alagoas”
(Alagoas, Djavan)
"Se aprendesse qualquer coisa, necessitaria aprender mais, e
nunca ficaria satisfeito"
(Vidas Secas, escritor alagoano Graciliano Ramos)
Resumo
O Cerrado possui inúmeras famílias botânicas com grande potencial aromático.
Contudo, para o uso sustentável de suas plantas aromáticas faz-se necessário explorar a
sua vasta biodiversidade no intuito de encontrar espécies com potencial de uso em larga
escala na indústria de perfumaria. O objetivo geral deste trabalho consistiu no estudo do
óleo essencial de plantas aromáticas do Cerrado brasileiro extraído por hidrodestilação e
o estudo do odor de flores extraído por headspace dinâmico com adsorção em Porapak
Q®
(80 mesh, 5 mg). Os óleos essenciais e extratos voláteis do headspace das flores
foram analisados por CG/DIC e CG/EM. Este trabalho apresenta a análise da
composição química dos constituintes voláteis de dez espécies: Myrcia linearifolia
Cambess, Hyptis villosa Pohl ex Benth., Hyptis suaveolens, Hyptis lythroides, Lippia
stachyoides var. martiana Salimena & Múlgura, Lippia aff. rotundifolia Cham, Lippia
origanoides Kunth e Lippia lacunosa Mart. & Schauer, Chromolaena sp e Zizyphus
mauritiana. No óleo essencial da espécie M. linearifolia extraído por hidrodestilação
foram identificados 57 compostos e mostrou-se rico em monoterpenos (56,4%). Nos
óleos essenciais das espécies do gênero Hyptis foram identificadas 121 substâncias
voláteis ao todo, com predominância de sesquiterpenos. H. villosa apresentou o maior
percentual de sesquiterpenos (95%), seguida pelo óleo das folhas de H. suaveolens com
70,9% e H. lythroides com 57,6%. Contudo o óleo das flores de H. suaveolens foi mais
rico em monoterpenos (71%). Algumas substâncias estiveram presentes em todos os
óleos de Hyptis spp, tais como α-tujeno (0,5-5,8%), sabineno (0,1-25,9%), α-copaeno
(0,7-3,8%), sendo a mistura de espatulenol e óxido de cariofileno as substâncias
majoritárias em três espécies de Hyptis (14,5-20,9%). Nos óleos das espécies do gênero
Lippia foram identificados 108 substâncias ao todo, pertencentes a diferentes classes
químicas, tais como monoterpenos e sesquiterpenos. O dispositivo de headspace
dinâmico mostrou-se prático e adequado à extração do odor de flores em campo,
resultando em 14 compostos identificados no odor das flores da espécie Chromolaena
sp. e 19 compostos na espécie Zizyphus mauritiana.
Palavras-chave: Plantas aromáticas, Cerrado, óleos essenciais, headspace
dinâmico.
Abstract
The Brazilian Cerrado harbour a lots of botanical families with great aromatic
potential. However, for the sustainable use of its aromatic plants it is necessary to
explore its biodiversity in order to find species with potential for large-scale use in the
perfume industry. The aim of this work was the study of the essential oil of aromatic
plants of the Brazilian Cerrado extracted by hydrodistillation and the study of the odor
of flowers extracted by dynamic headspace (adsorption on Porapak Q®, 80 mesh, 5 mg).
Essential oils and extracts of headspace volatiles of the flowers were analyzed by GC/
FID and GC/MS. This work presents the analysis of the chemical composition of the
volatile constituents of ten species: Myrcia linearifolia Cambess, Hyptis villosa Pohl ex
Benth., Hyptis suaveolens, Hyptis lythroides, L. stachyoides var. Martiana Salimena &
Múlgura, L. aff. rotundifolia Cham, L. origanoides Kunth, L. lacunosa Mart. & Schauer,
Chromolaena sp. and Zizyphus mauritiana. In the essential oil of the species Myrcia
linearifolia extracted by hydrodistillation 57 compounds were identified and proved
rich in monoterpenes (56.4%). In the essential oils of the genus Hyptis 121 volatiles
were identified, with a predominance of sesquiterpenes. Hyptis villosa had the highest
percentage of sesquiterpenes (95%), followed by oil from the leaves of H. suaveolens
with 70.9% and H. lythroides with 57.6%. Nevertheless, the oils from flowers of H.
suaveolens was richer in monoterpenes (71%). Some substances were present in all oils
of Hyptis spp., such as α-thujene, (0.5 to 5.8%), sabinene (0.1 to 25.9%), α-copaene (0.7
- 3.8%), and an mixture of spathulenol and caryophyllene oxide was majority in three
species of Hyptis (14.5 and 17.3% and 20.9%). In oils of the genus Lippia 108
substances were identified, belonging to different chemical classes such as
monoterpenes and sesquiterpenes. The dynamic headspace device was practical and
appropriate to the extraction of the odor of flowers in the field, resulting in 14
compounds identified in the odor of the flowers of Chromolaena sp. and 19 compounds
in the Zizyphus mauritiana.
Keywords: Aromatic plants, Brazilian Cerrado, essential oils, dynamic
headspace
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Principais biomas do Brasil. Fonte: Embrapa, Cenargen. (apud Vieira, Bizzo
e Deschamps, 2009). ___________________________________________________15
Figura 2. Os 25 hotspots de biodiversidade mundiais. _________________________16
Figura 3. Formação do isopreno i: isopreno sintase. __________________________24
Figura 4. Distribuição na natureza das rotas biossintéticas dos terpenóides. Fonte:
adaptada de Eisenreich, Rohdich e Bacher (2001). ____________________________25
Figura 5. Rotas biossintéticas do isopentenil difosfato (IPP) e dimetilalil difosfato
(DMAPP). As origens dos átomos de carbono do acetil CoA (1), piruvato (8) e
gliceraldeído 3-fosfato (9) são indicadas nas cores azul, vermelho e verde,
respectivamente. Fonte: Eisenreich, Rohdich e Bacher (2001). __________________26
Figura 6. Myrcia linearifolia Cambess. Crédito: Hellen Santana. ________________27
Figura 7. Processo de extração por enfleurage. Crédito:
http://www.sharini.com/news.html_____________________________________________37
Figura 8. Dispositivo típico para a coleta de odor de flor por headspace dinâmico.
Fonte: Adaptado de McGee e Purzycki (2002). ______________________________41
Figura 9. Aparato usado em HSD do tipo closed-loop – 1 balão de vidro ou saco
plástico; 2 flor; 3 bomba movida a bateria; 4 capilar contendo adsorvente; 5 tubo
contendo carvão ativado para purificação do ar de entrada; 6 direção do fluxo de ar.
Fonte: McGee e Purzycki (2002). _________________________________________42
Figura 10. Dispositivo usado na preparação de amostra por MEFS. Fonte: Hui
(2010)._______________________________________________________________47
Figura 11. Perfil cromatográfico (CG/EM) das folhas de Xanthoxylum piperitum
submetidas a diferentes condições de manuseio (intactas, levemente danificadas e
esmagadas) Fonte: Jiang e Kubota (2001). __________________________________48
Figura 12. Exemplo de aparelhagem HSD utilizada em campo. Fonte: Kaiser (2000).50
Figura 13. Aparelho tipo Clevenger utilizado para a hidrodestilação dos OE______55
Figura 14. Zizyphus mauritiana Lam. (Rhamnaceae). Fonte: arquivo próprio. ______57
Figura 15. Visão geral da extração dos voláteis florais da espécie Zizyphus mauritiana
Lam. no Horto Botânico do Museu Nacional da UFRJ (Rhamnaceae). Crédito: Rafael F.
Silva.________________________________________________________________58
Figura 16. Espécie Chromolaena sp. (Fonte: arquivo próprio). __________________59
Figura 17. Visualização geral do dispositivo Headspace dinâmico (A), salientando o
filtro com carvão ativado (B) e o capilar com adsorvente Porapak Q®
(C). _________60
Figura 18. Cromatogramas de ions totais dos oleos essenciais das folhas da espécie M.
linearifolia obtidos por arraste à vapor (A) e hidrodestilação (B). ________________62
Figura 19. Cromatograma de íons totais do óleo essencial da espécie H. villosa.____66
Figura 20. Cromatograma de íons totais do óleo essencial da espécie H. lythroides. _67
Figura 21. Cromatograma de íons totais do OE das folhas (a) e das flores (b) de H.
suaveolens.___________________________________________________________67
Figura 22. Perfis cromatográficos dos voláteis das flores da espécie Lippia stachyoides
var. martiana Salimena & Múlgura (verbenaceae). (A) Obtido dos voláteis headspace a
partir de 1µL da solução 1% do óleo essencial. (B) Obtido da injeção de 1µL da solução
1% do óleo essencial. ___________________________________________________74
Figura 23. Cromatograma de íons totais do OE das folhas de L. rotundifolia_______76
Figura 24. Cromatograma de íons totais do OE das folhas de L. origanoides_______77
Figura 25. Espécie Lippia origanoides_____________________________________77
Figura 26. Cromatograma de íons totais do OE das folhas de L. lacunosa__________78
Figura 27. Espécie L. lacunosa___________________________________________78
Figura 28. Bombas de ar utilizadas para headspace dinâmico. (a) bomba de ar Low
Flow Sample Pump 222 Series da empresa SKC Inc. (b) bomba de ar LFS-113 Low
Flow Personal Air Sampling Pump da empresa Sensidyne. (c) bomba de ar Marina®
fabricada para uso em aquário e utilizada para extração por HS dinâmico no presente
trabalho._____________________________________________________________82
Figura 29. Perfis cromatográficos dos voláteis das flores da espécie Lippia stachyoides
var. martiana Salimena & Múlgura (verbenaceae). (A) Obtido dos voláteis headspace a
partir de 1µL da solução 1% do óleo essencial. (B) Obtido da injeção de 1µL da solução
1% do óleo essencial.___________________________________________________83
Figura 30. Perfil cromatográfico dos voláteis das flores de Zizyphus mauritiana
extraído por headspace dinâmico com adsorvente Porapak Q®. (A) primeira eluição
(com 60 µL de hexano) da extração realizada entre 11-13h. (B) segunda eluição (com
com 30 µL de hexano) da extração realizada entre 11-13h. (C) extração realizada entre
16-18h. ______________________________________________________________85
Figura 31. TIC do headspace das flores Chromolaena sp. extraído por headspace
dinâmico com adsorção em Porapak Q®. ___________________________________87
Figura 32. Região ampliada (4-15 min.) do perfil cromatográfico do headspace das
flores Chromolaena sp. extraído por headspace dinâmico com adsorção em Porapak Q®.
____________________________________________________________________87
Figura 33. Região ampliada (30-43 min.) do perfil cromatográfico do headspace das
flores Chromolaena sp. extraído por headspace dinâmico com adsorção em Porapak Q®.
____________________________________________________________________88
ÍNDICE DE TABELAS
Tabela 1. Métodos de amostragem de voláteis de flores comumente empregados nos
últimos 5 anos. ________________________________________________________34
Tabela 2. Adsorventes mais utilizados na extração de odor de flores. _____________45
Tabela 3. Material vegetal utilizado para extração de óleos essenciais ___________54
Tabela 4. Composição química do óleo essencial da espécie M. linearifolia. _______63
Tabela 5. Composição química do óleo essencial das espécies Hyptis spp. _________69
Tabela 6. Rendimento do óleo essencial e umidade das espécies Lippia. __________73
Tabela 7. Composição química dos óleos das espécies do gênero Lippia. __________79
Tabela 8. Composição química do headspace das flores da espécie Zizyphus mauritiana
Lam. (Rhamnaceae) extraído por headspace dinâmico. ________________________86
Tabela 9. Composição química do headspace das flores da espécie Chromolaena sp.88
ABREVIATURAS
ABIHBEC Associação Brasileira da Indústria de Higiene Pessoal, Perfumaria e
AROCER Projeto Espécies Aromáticas do Cerrado: investigação para aproveitamento
do potencial de sua biodiversidade
CG/DIC Cromatografia em fase gasosa com detector por ionização de chama
CG/EM Cromatografia em fase gasosa com detector de espectrometria de massas
Cosméticos
COV compostos orgânicos voláteis
DMAPP dimetilalil difosfato
DXP Deoxixilulose fosfato
HS headspace
HSD headspace dinâmico
HSE headspace estático
IPP isopentenil difosfato
IRL Índice de retenção linear
LAPIG Laboratório de Processamento de Imagens
MEFS microextração em fase sólida
MEP metileritritol fosfato
NIST National Institute of Standard and Technology
OE óleo essencial
PIB Produto Interno Bruto
SISBIO Sistema de Autorização e Informação em Biodiversidade
SUMÁRIO
1. Introdução - Biodiversidade brasileira e sua prospecção __________________15
2. Revisão bibliográfica ________________________________________________21
2.1. Óleos essenciais
2.1.1. Myrcia linearifolia Cambess _________________________________27
2.1.2. Gênero Lippia ____________________________________________28
2.1.3. Gênero Hyptis ____________________________________________30
2.2. Odor floral _______________________________________________________32
2.2.1. Métodos de extração de odor de flores _________________________33
2.2.1.1. Métodos extrativos baseados no uso de solvente _________35
2.2.1.2. Métodos de destilação_______________________________36
2.2.1.3. Enfleurage ________________________________________37
2.2.1.4. Métodos Headspace _________________________________38
2.2.2 Aspectos práticos na coleta de odor de flores ____________________47
2.2.2.1. Flor viva versus Flor cortada _________________________47
3. Objetivos __________________________________________________________52
3.1. Objetivo geral ____________________________________________________52
3.2. Objetivos específicos _______________________________________________52
4. Metodologia _______________________________________________________53
4.1. Extração e Análise dos óleos essenciais _______________________________53
4.1.1. Coleta do material vegetal__________________________________53
4.1.1.1. Procedimentos de secagem_________________________________55
4.1.2. Extração dos óleos _________________________________________55
4.1.3. Análise por cromatografia em fase gasosa (CG) e cromatografia em
fase gasosa com detector por espectrometria de massas
(CG/EM)______________________________________________________55
4.1.4. Identificação dos compostos_________________________________56
4.2. Headspace dinâmico _______________________________________________56
4.2.1. Verificação do adsorvente Porapak Q®
em laboratório
____________________________________________________________________56
4.2.2. Teste da metodologia em campo: Extração do odor floral da espécie
Zizyphus mauritiana Lam. (Rhamnaceae) ___________________________57
4.2.3. Análise cromatográfica _____________________________________58
4.3. Utilização da metodologia em campo: Chapada dos Veadeiros/GO ________59
4.3.1. Extração do odor floral da espécie Chromolaena sp. _____________59
4.3.1.1. Análise cromatográfica ______________________________60
4.3.1.2. Identificação dos compostos __________________________61
5. Resultados e discussão _______________________________________________62
5.1. Óleos essenciais ___________________________________________________62
5.1.1. Óleo essencial de M. linearifolia ______________________________62
5.1.2. Óleo essencial de espécies do gênero Hyptis ____________________65
5.1.3. Óleo essencial das espécies do gênero Lippia ___________________73
5.2. Resultados dos testes da metodologia headspace dinâmico com adsorvente
Porapak Q®__________________________________________________________82
5.2.1.Verificação do adsorvente em laboratório______________________83
5.2.2.Verificação da metodologia in situ: Zizyphus mauritiana Lam.
(Rhamnaceae) __________________________________________________84
5.2.3. Volume de solvente para eluição _____________________________84
5.2.4. Espécie Chromolaena sp: Chapada dos Veadeiros/Goiás __________86
6. Conclusões ________________________________________________________91
7. Referências ________________________________________________________93
8. Apêndice A – Estrutura das principais substâncias encontradas nos óleos
essenciais e voláteis de
flores_______________________________________________________________108
9. Anexos___________________________________________________________109
15
1. Introdução - Biodiversidade brasileira e sua prospecção
O Brasil é conhecido por possuir a maior biodiversidade do planeta, estimada em
até 20% de todas as espécies vivas conhecidas e 1/6 do total de espécies vegetais. Sua
rica diversidade biológica é compreendida em seis biomas principais: Amazônia, Mata
Atlântica, Cerrado, Caatinga, Pantanal e Floresta subtropical (MYERS et al., 2000;
VIEIRA, 1999; VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS, 2009).
Embora a Amazônia seja o bioma brasileiro mais conhecido mundialmente, se
encontra no Bioma Cerrado a biodiversidade mais rica, mesmo quando comparado com
outros biomas de savanas ao redor do mundo. O Cerrado é o segundo maior bioma
brasileiro, cobre cerca de 25% de todo o território nacional, correspondendo a 2 milhões
de km2
(Figura 1). Está situado basicamente no planalto central, cuja área contínua
abrange os estados de Goias, Tocantins, Mato Grosso, Mato Grosso do Sul, Minas
Gerais, Bahia, Maranhao, Piaui, Rondonia, Parana, Sao Paulo e Distrito Federal, além
dos encravos no Amazonas, Roraima e Amapá (MENDONÇA et al., 2008; VIEIRA,
1999; VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS, 2009).
Figura 1. Principais biomas do Brasil. Fonte: Embrapa, Cenargen. (apud VIEIRA,
BIZZO & DESCHAMPS, 2009).
16
No Cerrado estão situadas as nascentes das três maiores bacias hidrográficas da
América do Sul (Amazonica/Tocantins, São Francisco e Prata), e possui um complexo
de vegetação com grande heterogeneidade fitofisionômica. Mais de 12 mil espécies
vegetais foram catalogadas, com cerca de 170 famílias e 1140 gêneros (MENDONÇA
et al, 2008). Porém, MENDONÇA et al. (1998) afirma que a sua flora é pouco
conhecida.
Segundo Gottlieb e Borin (1994), a variedade taxonômica existente no Cerrado é
maior do que a existente na Amazônia, embora exista maior número de espécies
vegetais no último. Tal diversidade é relativa aos táxons mais elevados, tais como
gênero, família e ordem. Isto revela a importância do bioma Cerrado para as pesquisas
com ênfase em plantas e/ou moléculas bioativas, já que quanto maior a diversidade
taxonômica em níveis superiores, maior o distanciamento filogenético entre as espécies
e maior é a diversidade química entre elas. Assim, o número e o potencial de
substâncias bioativas produzidas pelas espécies do Cerrado seriam maior do que os da
Amazônia. Em termos comparativos, as espécies vegetais da Mata Atlântica apresentam
menor número de substâncias, mas em maior quantidade. Enquanto que as espécies do
Cerrado apresentam um maior número de substâncias, mas presentes em pequenas
quantidades (KAPLAN et al., 1994).
Apesar da importância do Cerrado quanto ao seu potencial de recursos
genéticos, o Bioma está ameaçado por conta da desenfreada destruição de seus
ecossistemas. MYERS et al. (2000) avaliaram as regiões do planeta mais ameaçadas
com intuito de propor prioridades e estratégias de conservação. Ao todo, 25 regiões
foram avaliadas, denominadas hotspots de biodiversidade (Figura 2).
Figura 2. Os 25 hotspots de biodiversidade mundiais. (Fonte: MYERS et al., 2000)
17
Segundo os autores o termo “Hotspots de biodiversidade” pode ser definido
como áreas com concentração excepcional de espécies endêmicas e excepcional perda
de habitat. Há ainda outros tipos de Hotspots, como por exemplo, áreas com espécies
taxonomicamente incomuns. Em termos numéricos, 44% das espécies vegetais
vasculares e 33% de todas as espécies em quatro grupos de vertebrados estão
confinados nos 25 principais hotspots, sendo que a área dos 25 principais hotspots de
biodiversidade compreende somente 1,4% da área superficial do planeta. Atualmente, o
Cerrado possui somente 20% de sua área original e somente 6,2% de sua área é
protegida por lei. Do total de espécies vegetais endêmicas do planeta, 1,5% ou 4.400
espécies encontram-se no Cerrado brasileiro.
Por meio do Laboratório de Processamento de Imagens – LAPIG, a
Universidade Federal de Goiás identificou que, entre 2002 e 2007, o Bioma Cerrado
havia sofrido desflorestamento de 2,46 milhões de hectares (IBAMA, 2009). Segundo o
IBAMA (2009) a taxa anual de desmatamento neste bioma é de 14.200 km2/ano. Toda
esta ameaça deve-se em grande parte a ação humana, que constantemente degrada o
bioma para expansão da fronteira agrícola brasileira.
O desmatamento do Cerrado provoca uma grande perda do seu potencial
econômico em relação a sua biodiversidade. Cada 1 Km2 desmatado no Bioma pode
provocar a perda irreversível de pelo menos 1,2 espécies únicas presentes ali Myers et
al. (2000). Segundo os autores, cada espécie extinta pode representar a perda de
moléculas de alto valor agregado, além da perda de composições aromáticas únicas ou
novas moléculas com odor que poderia inspirar perfumistas. Em detrimento do seu
grande número de espécies – mais de 12 mil – apenas uma pequena parcela tem sido
pesquisada visando aspectos econômicos.
Nas duas últimas décadas, enquanto o Produto Interno Bruto (PIB) brasileiro
teve um crescimento médio anual de 3,1% e a indústria em geral 2,5% anual, a indústria
de perfumaria e afins apresentou um crescimento médio anual de 10%, segundo a
Associação Brasileira da Indústria de Higiene Pessoal, Perfumaria e Cosméticos
(ABIHPEC, 2011). O faturamento líquido da indústria de perfumaria e afins do Brasil
saltou de R$ 4,9 bilhões em 1996 para R$ 29, 4 bilhões em 2011. Segundo dados do
Euromonitor (apud ABIHPEC, 2011) o Brasil é o terceiro maior mercado consumidor
de produtos de higiene pessoal, perfumaria e cosméticos, atrás somente dos E.U.A e do
Japão. Além disso, é o primeiro maior mercado consumidor de perfumes e
18
desodorantes. Contudo, entre 2010 e 2011, os gastos do consumidor brasileiro com
produtos de higiene pessoal, perfumes e cosméticos apresentaram um crescimento duas
vezes maior (18,9%) do que o segundo maior mercado consumidor, o Japão, e quase
cinco vezes maior do que o primeiro maior mercado consumidor, os Estados Unidos.
Os dados do setor de perfumaria e cosméticos indicam que a biodiversidade
brasileira pode representar grandes oportunidades para a indústria. Uma das
oportunidades é a indústria de óleos essenciais (OE), que possui ampla aplicação na
indústria de perfumes, cosméticos, alimentos, higiene, medicamentos e limpeza. Os
óleos essenciais são empregados como aromas, fragrâncias, fixadores de fragrâncias, em
composições farmacêuticas e são comercializados em sua forma bruta ou mesmo
beneficiada, fornecendo substâncias puras, tais como o limoneno, linalol, eugenol e
mentol (BIZZO, HOVELL & REZENDE, 2009).
O Brasil é um dos maiores produtores de OE, juntamente com a Índia, China e
Indonésia. No entanto, a maior produção de OE do Brasil deve-se à indústria de cítricos,
cujos óleos respondem por 95% de todo o óleo essencial brasileiro exportado. Cabe
ressaltar que o OE proveniente do setor é resultado da subprodução de sucos cítricos
(SANTOS, 2012).
No passado o Brasil fez sucesso com a exportação de óleo de pau-rosa, sassafrás
e menta. O óleo essencial de Pau-rosa (Aniba roseaodora var amazonica Ducke) foi o
primeiro OE extraído e comercializado em larga escala pelo Brasil, alcançando o auge
da produção na década de 1960, quando até 500 t anuais eram exportadas. No entanto, a
produção indiscriminada quase causou a extinção da espécie. A exploração da espécie
foi progressivamente reduzida com a introdução do linalol sintético, principal alvo do
OE de pau-rosa, e produção do óleo essencial das folhas de Ho (Cinnamomum
camphora), rico em linalol, além da própria escassez do pau-rosa. O OE de sassafrás
(Ocotea odorifera) foi outro grande sucesso de exportação da indústria de óleos
essenciais no Brasil. Na década de 1940 eram produzidos no Brasil até 580 t do óleo, se
tornando o principal fornecedor de OE de sassafrás até a década de 1990, quando entrou
em declínio devido a introdução do óleo essencial de C. camphora chinês rico em safrol
assim como a espécie brasileira explorada. No entanto, o OE exportado pela China
tornou-se mais competitivo do que o OE brasileiro (BIZZO, HOVELL & REZENDE,
2009; SANTOS, 2012).
Embora a flora Brasileira seja extremamente rica e biodiversa, poucos produtos
tem sido desenvolvidos com matéria prima ou inspiração proveniente de seus biomas.
19
Isto pode representar perda de grandes oportunidades de negócios, visto que a indústria
de perfumaria constantemente procura por novos produtos naturais e matérias-prima
associadas com a experiência de comunidades locais em vista a agregar valor a seus
produtos. Assim, a exploração sustentável da biodiversidade brasileira poderia resultar
em uma rica fonte de crescimento para a indústria de perfumaria e afins, além da
indústria química e para a agricultura (FUNARI & FERRO, 2005).
Neste sentido, o Bioma Cerrado deve receber atenção especial devido sua rica
biodiversidade ser pouco estudada. O Cerrado apresenta inúmeras famílias botânicas
com grande potencial aromático conhecido, tais como Asteraceae, Lamiaceae,
Piperaceae e Verbenaceae, sendo que inúmeras espécies destas e outras famílias
botânicas nunca foram estudadas quanto a composição química de seus voláteis
(VIEIRA, 1999; VIEIRA, BIZZO & SILVA, 2013).
Para o uso sustentável de plantas aromáticas do Cerrado faz-se necessário, no
entanto, explorar a sua riqueza no intuito de encontrar espécies com potencial de uso em
larga escala na indústria de perfumaria. Segundo Vieira, Bizzo e Silva (2013), o estudo
de plantas aromáticas do Cerrado pode identificar aplicações que podem justificar
inclusive a preservação do bioma, visto que se as plantas tiverem um uso, pode tornar-
se mais fácil justificar a sua proteção.
Há diversos exemplos de iniciativas de pesquisa objetivando o uso sustentável
da biodiversidade brasileira. Algumas das pesquisas já têm produzido resultados
expressivos. Um grupo de pesquisa da Universidade Federal de Sergipe, liderado pelo
pesquisador Blank, desenvolveu uma variedade da espécie Ocimum basilicum L.
denominada “Maria Bonita” com alto teor de linalol para ser cultivada em região do
semi-árido. Além disso, o grupo tem trabalhado com plantas produtoras de aromas para
a demanda da indústria, tais como vetiver, lemon grass, geranium, e patchouli (BLANK
et al, 2007).
Um programa de pesquisa multidisciplinar tem investigado as espécies vegetais
aromáticas da Mata Atlântica da Reserva Cachoeira, no estado do Paraná. Os óleos
essenciais de quatorze espécies foram extraídos e estão sendo analisados, entre as
espécies encontram-se Casearia decandra, Campomanesia reitziana, Campomanesia
rhombea, Endlicheria paniculata, Nectandra membranaceae, Piper aduncum e Psidium
guajava (VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS, 2009).
Outro projeto importante tem sido desenvolvido pela Embrapa Recursos
Genéticos e Biotecnologia, com a introdução da coleção de germoplasma de 70 acessos
20
de Mentha e 48 acessos de Lippia alba, ambas caracterizadas quanto a composição
química de seus óleos essenciais. O material já tem sido utilizado por instituições para o
desenvolvimento de material adaptado para fitoterapia e culinária (VIEIRA, 1999;
VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS, 2009).
O Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (INPA) tem projetos, no estado
do Amazonas, com o objetivo de desenvolver técnicas para a extração sustentável de
plantas nativas medicinais e aromáticas, aliados a programas de educação ambiental e
reflorestamento. Um desses projetos criou a Associação Vida Verde da Amazônia
(Avive), que apoiou um grupo de mulheres que desejavam produzir cosméticos naturais
e óleos essenciais com o intuito de obter renda sem degradar a floresta. Com os
produtos comercializados, foi possível alcançar redução na pobreza e hoje esta
associação criada por um dos projetos do INPA tem sido modelo para outras
comunidades. Em Santarém (Pará), o INPA em conjunto com a UNICAMP está
desenvolvendo outro projeto com o objetivo de desenvolver um método de cultivo,
manejo e extração do óleo essencial das folhas do pau-rosa. O plantio de árvores do
pau-rosa foi realizado em consorcio com outras culturas, tais como curauá (20 mil/ha) e
mandioca (2 mil/ha) (FERRAZ et al., 2009). O projeto teve tamanha aceitação por parte
dos produtores e da comunidade que já existem pelo menos 30 mil árvores em sistema
de plantio, nos municípios de Silves, Presidente Figueiredo, Jutaí, Maués e Novo
Aripuanã (AM). Segundo os responsáveis pelo projeto de exploração, o estabelecimento
de normas de qualidade, que garantam os teores mínimos dos componentes dos óleos
essenciais, bem como o processamento da matéria prima sem que haja a perda de suas
características físico-químicas têm sido imprescindíveis para o sucesso do projeto
(FERRAZ et al., 2009).
O projeto Farmácia Viva, concebido pelo professor Francisco J. A. Matos, tem
feito excelentes contribuições para o conhecimento da atividade biológica de plantas
utilizadas na medicina popular do nordeste brasileiro. O projeto é executado pelo
governo municipal de Fortaleza e tem contribuído com a saúde da comunidade por meio
de plantas aromáticas utilizadas como fitoterápicos (MATOS, 2007).
Nos últimos anos, uma parceria entre a iniciativa privada e a UNICAMP
resultou no desenvolvimento do medicamento Acheflan®, que possui ação anti-
inflamatória. O medicamento é classificado como fitoterápico e leva em sua composição
o óleo essencial da espécie nativa do Brasil Cordia verbenaceae (Boraginaceae),
conhecida porpularmente como erva baleeira. Atualmente o medicamento é o líder de
21
vendas da categoria. O princípio ativo do medicamento é o α-humuleno, uma substância
da classe dos sesquiterpenos, comumente encontrada nos óleos essenciais de plantas
nativas brasileiras, inclusive no Cerrado (ACHÉ LABORATÓRIOS
FARMACÊUTICOS S.A, 2013; VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS, 2009).
Todos os projetos acima mencionados tem em comum a busca de oportunidades
de exploração sustentável da biodiversidade brasileira. Uma etapa inicial e crucial para
o sucesso de tais projetos deve-se a prospecção, onde há uma extensiva seleção e coleta
de espécies vegetais com potencial aromático, extração do material vegetal, análise e
identificação da composição química. A prospecção de plantas aromáticas da
biodiversidade do Cerrado brasileiro é extremamente necessária para aumentar e/ou
criar conhecimento sobre espécies deste bioma de modo a identificar espécies com
potencial econômico, objetivando subsidiar os setores públicos e privados na
implementação de projetos de impacto tecnológico, de modo a proporcionar o
desenvolvimento de novos produtos para a indústria de essências, adequando-se as
condições locais e aos pequenos produtores, inclusive com implementação da mão de
obra familiar. A prospecção da biodiversidade do Cerrado pode gerar práticas de
manejo sustentável e a conservação de recursos genéticos da flora, bem como o
desenvolvimento de corpo de conhecimento para o seu melhor aproveitamento
(VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS, 2009; FUNARI & FERRO, 2005; FERRAZ et al,
2009).
Neste sentido, o projeto “Espécies Aromáticas do Cerrado: investigação para
aproveitamento do potencial de sua biodiversidade (AROCER)” foi idealizado em 2011
pelo pesquisador Humberto Ribeiro Bizzo (Embrapa Agroindústria de Alimentos) com
o objetivo de investigar a biodiversidade do Cerrado, focando em produtos para a
indústria de aromas. O projeto AROCER encontra-se em sua fase inicial, que visa à
classificação botânica, georreferenciamento e análise química do óleo essencial ou
extrato aromático, além de coleta dos extratos para futuras investigações. O presente
trabalho é parte das investigações que fazem parte do escopo do projeto AROCER e
descreverão as investigações iniciais de plantas aromáticas do Cerrado, localizado
especificamente no entorno de Brasília e em Goiás.
2. Revisão bibliográfica
2.1. Óleos essenciais
22
Os compostos orgânicos voláteis (COV) podem ser liberados à atmosfera não
somente por meio da atividade humana, mas também como resultado de processos
fisiológicos de plantas terrestres e marinhas. Mais de 90% da emissão natural de COV é
devida às espécies vegetais. As plantas emitem entre 400 e 800 Teragramas de
carbono/ano como compostos hidrocarbônicos, isto equivale a soma das emissões
biogênicas e antropogênicas de metano (MAFFEI, GERTSCH & APPENDINO, 2011).
São os compostos orgânicos voláteis os responsáveis pelo agradável odor
exalado por flores, folhas, cascas, rizomas e frutos, emitido por espécies vegetais
(REZENDE, 2011; SIANI, 2000) . A obtenção destes compostos por meio da técnica de
arraste à vapor ou por meio da prensagem do pericarpo de frutos cítricos produz um
óleo de natureza lipofílica e pronunciado caráter aromático, a este óleo é dado o nome
de óleo essencial (RUBIOLO, 2010a). Os óleos essenciais ocorrem em células de óleos,
cavidades secretórias ou pelos glandulares. Embora seja recorrente na literatura, os
extratos de plantas aromáticas obtidos com solventes orgânicos, fluidos gasosos ou por
meio de técnicas headspace não são considerados como OE (BAŞER & DEMIRCI,
2007). Entre muitas outras, famílias bem conhecidas por serem ricas em óleo essencial
são Asteraceae, Apiaceae, Hypericaceae, Cupressaceae, Rubiaceae, Zingiberaceae,
Piperaceae, Lamiaceae, Lauraceae e Myrtaceae (VIEIRA, BIZZO & DESCHAMPS,
2009)
Os OE não podem ser confundidos com os óleos fixos ou óleos graxos, que são
basicamente formados por uma mistura de lipídeos. Os OE diferem completamente
tanto em natureza química quanto física dos óleos fixos (BAŞER & DEMIRCI, 2007).
Os OE são formados majoritariamente por substâncias de origem terpênica e/ou
derivados aromáticos. São hidrocarbonetos ou seus derivados oxigenados. Alguns OE
também contêm substâncias com nitrogênio ou enxofre. Eles podem existir na forma de
alcoóis, ácidos, epóxidos, aldeídos, cetonas, aminas, ésteres, compostos aromáticos,
etc., sendo que monoterpenos, sesquiterpenos, fenilpropanoides e, algumas vezes,
diterpenos constituem a maioria dos OE conhecidos (BAŞER & DEMIRCI, 2007;
RUBIOLO et al., 2010b; MARRIOTT, SHELLIE & CORNWELL, 2001).
Os OE estão associados a várias funções cruciais à sobrevivência das espécies
vegetais (MAFFEI, GERTSCH & APPENDINO, 2011; PARÉ TUMLINSON, 1999).
Por exemplo, Os voláteis emitidos por indivíduos de Artemisia tridentata após sofrer
herbivoria induzem resistência em plantas de tabacos vizinhas (Nicotiana attenuata)
àqueles insetos herbívoros que são comuns a ambas as espécies. N. attenuata pode
23
sofrer altas taxas de ataque de pelo menos oito espécies de herbívoros (Cratypedes
neglectus, Trimerotropis fontana, Conozoa sulcifrons, Cratypedes lateritius,
Melanoplus sanguinipes, Cordillacris occipitalis, Peridroma saucia e Agrotis ypsilon),
Tais insetos também se alimentam de Artemisia tridentata, porém, esta espécie é
visitada por estes herbívoros generalistas mais cedo e ao ser atacada produz grandes
quantidades de jasmonato de metila, o que provoca resposta adapatativa no tabaco (N.
attenuata). Em resposta, plantas de N. attenuata vizinhas a A. tridentata danificada por
herbívoros generalistas produz mais flores do que aquelas que não são vizinhas
(KARBAN & MARON, 2002). Neste caso, sabe-se que tabaco e as espécies do gênero
Artemisia compartilham muitos herbívoros generalistas. No entanto, estes insetos
atacam Artemisia sp. mais cedo, permitindo as plantas de tabaco prepararem-se para os
ataques futuros destes insetos ao produzir mais flores, e portanto, mais sementes de
modo a ter mais sucesso na preservação da espécie. Além disso, os voláteis emitidos
pela plantas podem proteger os tecidos vegetais contra patógenos e uma variedade de
estresses abióticos (BEHNKE et al., 2007).
Além da produção de repelentes, as plantas podem produzir compostos voláteis
que podem atrair predadores e parasitas dos herbívoros que a atacam (TURLINGS et
al., 1990). Os COV emitidos por danos de herbivoria podem ajudar as plantas adultas a
inibir seus competidores. Algumas espécies vegetais atacadas por herbívoros emitem
jarmonato de metila, que é um poderoso hormônio inibidor de germinação
(CREELMAN & MULLET, 1997). Já o etileno, que pode ser produzido por plantas
danificadas, é um dos responsáveis por inibir o crescimento de raízes de plantas
vizinhas (INDERJIT & BALDWIN, 2009). Estudos revelam que substâncias voláteis
emitidas por tecidos danificados servem como importante sinalizador de comunicação
que permite a planta coordenar processos fisiológicos, tais como a indução de maior
resistência em algumas partes da planta, especialmente nas proximidades do tecido
danificado (KARBAN, SHIOJIRI & ISHIZAKI, 2011).
Na literatura científica é comum encontrar a associação do isopreno como sendo
o bloco de construção básico dos terpenóides. No entanto, o isopreno (hemiterpeno)
também é um produto natural emitido por plantas, e frequentemente é encontrado em
grandes quantidades. Como mostra a Figura 3 o isopreno é formado do dimetilalil
difosfato (DMAPP) via ação da isopreno sintase que catalisa a eliminação do difosfato
(DEWICK, 2002).
24
Figura 3. Formação do isopreno i: isopreno sintase
Na verdade, todos os terpenóides são biossintetizados de apenas dois precursores
com unidade C5: isopentenil difosfato (IPP) e dimetilalil difosfato (DMAPP).
Acreditava-se que a biossíntese destes precursores terpênicos era exclusivamente
realizada via rota do mevalonato. No entanto, diversos resultados inconsistentes com a
rota do mevalonato levaram em 1994 a descoberta de uma rota alternativa, a rota
Deoxixilulose fosfato (DXP), também conhecida com outras terminologias, como rota
independente do mevalonato, rota não-mevalonato, rota gliceraldeído 3-fosfato/piruvato
e rota metileritritol fosfato (MEP). A biossíntese de terpenóides em plantas superiores
pode operar em ambas as rotas. A rota do mevalonato opera no citoplasma e
mitocôndria. Esteróis, sesquiterpenos e ubiquinonas são formados predominantemente
pela rota do mevalonato. Enquanto que hemiterpenos, monoterpenos, diterpenos e
carotenoides são biossintetizados predominantemente via deoxixilulose fosfato, nos
plastídeos (EISENREICH, ROHDICH & BACHER, 2001; ROHDICH et al., 2003). No
entanto, a separação da biossíntese dos terpenóides em duas diferentes rotas
(Mevalonato e DXP) não é absoluta porque no mínimo um metabolismo pode ser
trocado entre os compartimentos. A extensão da comunicação entre as rotas
biossintéticas depende da espécie vegetal ou animal, bem como da presença e
concentração de precursores exógenos. Geralmente, a comunicação entre as rotas é
pequena em plantas intactas sob condições fisiológicas normais (<1%). A Figura 4
sumariza a distribuição na natureza das rotas biossintéticas utilizadas para a formação
dos terpenóides.
25
Figura 4. Distribuição na natureza das rotas biossintéticas dos terpenóides. Fonte:
adaptada de EISENREICH, ROHDICH & BACHER (2001).
Na rota do mevalonato (Figura 5a), três moléculas de acetil-coenzima A (1)
(Acetil-CoA) são condensadas a 3-hidroxi-3-metilglutaril-CoA (3) via acetoacetil-CoA
(2) pela ação consecutiva de duas enzimas. Reduções subsequentes ao mevalonato (4),
fosforilação e descarboxilação dependente de ATP produz IPP (6), que pode ser
convertido a DMAPP (7) e vice-versa por uma isomerase.
Na rota do DXP (Figura 5b), D-gliceraldeido 3-fosfato (9) e piruvato (8) são
convertidos em 1-deoxi-D-xilulose-5-fosfato (10) em uma reação de descarboxilação.
Rearranjos subsequentes e reduções levam ao 2C-metil-D-eritritol 4 fosfato (11), que é
convertido a 2C-metil-D-eritritol 2,4-ciclodifosfato (14) via 4-difosfocitidil-2C-metil-D-
eritritol (12) e 4-difosfocitidil-2C-metil-D-eritritol 2-fosfato (13) (EISENREICH,
ROHDICH & BACHER, 2001; ROHDICH et al., 2003; ESTÉVEZ et al., 2001).
26
Figura 5. Rotas biossintéticas do isopentenil difosfato (IPP) e dimetilalil difosfato
(DMAPP). As origens dos átomos de carbono do acetil CoA (1), piruvato (8) e
gliceraldeído 3-fosfato (9) são indicadas nas cores azul, vermelho e verde,
respectivamente. (Fonte: EISENREICH, ROHDICH & BACHER, 2001).
27
2.1.1. Myrcia linearifolia Cambess. (Myrtaceae)
A espécie Myrcia linearifolia pertence à família Myrtaceae, que compreende
137 gêneros e 2050 espécies. Distribuída principalmente nas regiões tropicais e
subtropicais do planeta, as espécies de Myrtaceae são amplamente encontradas no
Brasil, sendo uma das famílias de árvores dominantes na Mata Atlântica. A maioria dos
estudos com suas espécies vegetais têm focado na composição química de seus voláteis,
dada a ocorrência de inúmeras espécies vegetais com pronunciado potencial aromático
(SINGH, 2010; STEFANELLO, PASCOAL & SALVADOR, 2011). No entanto,
Stefanello, Pascoal e Salvador (2011) afirmaram que os estudos com espécies de
Myrtaceae americanas são relativamente recentes.
Figura 6. Myrcia linearifolia Cambess. Crédito: Hellen Santana
Com 300 espécies conhecidas até agora, o gênero Myrcia é um dos maiores da
família Myrtaceae, correspondendo a cerca de 14,6% de todas as espécies vegetais
conhecidas desta família (SINGH, 2010). Segundo Stefanello, Pascoal e Salvador
(2011) a composição química dos OE de Myrcia spp. é completamente semelhante
àqueles das espécies Eugenia spp., o segundo maior gênero de Myrtaceae. A maioria
dos estudos com OE de Myrcia spp. têm sido realizado com o óleo das folhas. O óleo
28
essencial do gênero Myrcia tem predominância em sesquiterpenos cíclicos, embora
algumas espécies produzem óleos ricos em monoterpenos. A substância β-cariofileno é
o sesquiterpeno mais observado, enquanto que o monoterpeno α-pineno foi encontrado
em quantidades significativas somente nas espécies M. bombacyna e M. myrtifolia.
Compostos aromáticos e alifáticos são raramente encontrados em espécies analisadas
deste gênero até agora. No entanto, M. pubipetala é rica na substância henicosano, um
composto alifático, enquanto M. obtecta var. obtecta. é rica em salicilato de metila,
encontrado praticamente puro no óleo essencial das flores (STEFANELLO, PASCOAL
& SALVADOR, 2011; STEFANELLO et al., 2010; NAKAMURA et al., 2010)
Algumas espécies do gênero Myrcia são utilizadas na medicina popular e têm
sido estudadas com relação a sua atividade biológica. Andrade et al. (2012)
demonstraram uma pronunciada atividade anti-inflamatória no óleo essencial das folhas
de Myrcia pubiflora. O óleo essencial das folhas frescas de M. ovata apresentou
atividade bactericida contra o biofilme de Enterococcus faecalis, além de apresentar
atividade fungicida. Os responsáveis pelo estudo sugerem que o óleo essencial de M.
ovata pode se tornar um importante agente terapêutico (CÂNDIDO et al., 2010).
Alarcón et al. (2009) estudaram a atividade antibacteriana do óleo essencial das folhas e
flores frescas de M. fallax; o óleo essencial foi ativo contra as bactérias Staphylococcus
aureus e E. faecalis. Estes microorganismos têm sido associados com diversas infecções
e são conhecidos por resistir a alguns tipos de tratamento usando antibióticos
comerciais. Cerqueira et al. (2007) estudaram a atividade antimicrobiana do óleo
essencial das folhas de M. myrtifolia e verificaram que o óleo foi ativo contra diversos
micro-organismos, entre bactérias e fungos, tais como S. aureus, Candida albicans, C.
neoformans, Aspergillus fumigatus, Microsporum canis e Trichophyton rubrum.
2.1.2. Gênero Lippia
O gênero Lippia pertence à família Verbenaceae, uma família caracterizada pelo
potencial aromático de suas espécies. Com 36 gêneros e 1035 espécies ao todo,
Verbenaceae é uma das famílias das angiospermas mais estudadas. A família
Verbenaceae é amplamente distribuída nas regiões tropicais e temperadas do planeta.
Verbena (200 espécies), Lippia (180 espécies) e Lantana (140 espécies) são os gêneros
mais abundantes da família (SINGH, 2010).
29
O gênero Lippia, com espécies de ervas, arbustos e pequenas árvores, possui os
maiores centros de dispersão localizados na América Central, América do Sul e em
territórios da África tropical. Contudo, os centros de diversidade específica estão
localizados no Brasil e México. A maioria das espécies deste gênero é utilizada
tradicionalmente como remédios gastrointestinais e respiratórios. Para este uso, as
plantas são preparadas por decocção. No Brasil, Venezuela e Guatemala as espécies L.
alba N. E. Brown, L. dulcis Trevir., L. che_alieri Moldenke, L. graveolens H.B.K., L.
micromera, Schauer., L. microphylla Cham., L. multiflora Moldenke, L. nodiflora (L.)
Michx. e L. origanoides H.B.K. são utilizadas na medicina popular para variados fins,
tais como bronquite, asma e tosse (GOMES, NOGUEIRA & MORAES, 2011)
Países da áfrica também fazem uso de espécies do gênero Lippia na medicina
popular. As espécies L. chevalieri Moldenke, L. multiflora Moldenke and L. nodiflora
(L.) Michx. são utilizadas contra malária. A espécie L. stoechadifolia H. B. K. são
plantadas em volta das casas como repelentes naturais.
No México, a decocção de L. graveolens H.B.K. é utilizada no tratamento de
diabetes. A infusão das folhas de L. alba (Mill.) N.E. Brown é usada para amenizar a
dor na vesícula, enquanto a espécie L. multiflora Moldenke é utilizada no tratamento da
cólera (MORTON, 1981; PHAM HUU CHANH et al., 1988).
No Brasil, são utilizadas como sedativos as espécies L. alba Mill. N.E. Brown e
L. geminata. Além disso, as espécies L. alba (Mill.) N.E. Brown, L. dulcis Trevir., L.
geminata H.B.K., L. graveolens H.B.K. L. grandis Scham. e L. nodiflora (L.) Michx.
São amplamente utilizadas como remédios para tratamento de desordens menstruais
(SINGULANI et al., 2012.)
Vários estudos farmacológicos têm comprovado a atividade biológica de
espécies usadas na medicina popular, muitas com atividade antimicrobiana. L. sidoides
Cham., por exemplo, mostrou atividade contra Escherichia coli, Staphylococcus aureus,
Bacillus subtilis, Mycobacterium smegmatis e Pseudomonas aeruginosa (LACOSTE et
al., 1996; OLIVEIRA et al., 1990). Os extratos etanólicos de L. palmeri S.Wats. var.
palmeri e L. formosa T. S. Brandegee exibiram atividade contra os microorganismos
Staphylococcus aureus, Streptococcus faecalis e Bacillus subtilis. Enquanto as espécies
L. multiflora Moldenke, L. palmeri S. Wats. var. palmeri e L. sidoides Cham. exibiram
atividade antifúngica in vitro (PASCUAL et al., 2001).
Além do proeminente uso na medicina popular, as folhas de várias espécies
gênero Lippia são utilizadas na culinária.
30
Graças ao seu alto potencial aromático, a composição química do óleo essencial
de inúmeras espécies de Lippia foram investigadas por meio de cromatografia gasosa
com detector de massas (CG/EM) e com detector por ionização de chama (CG/DIC). Os
compostos mais frequentes são limoneno, β-cariofileno, p-cimeno, linalol, α-pineno e
timol. Devido a variabilidade na composição dos OE, algumas espécies foram separadas
em quimiotipos. É o caso da espécia L. alba (Mill.) N.E. Brown, com citral e carvona,
além de outros. L. ukambensis Vatke é outro exemplo, esta espécie foi dividida nos
quimiotipos cânfora e cineol (GOMES, NOGUEIRA & MORAES, 2011).
2.1.3. Gênero Hyptis
A família Lamiaceae possui 6990 espécies distribuídas em 264 gêneros. Apesar
de ser distribuída em todo o planeta, é amplamente concentrada na região do
mediterrâneo. A família Lamiaceae é bastante estudada quimicamente. Possui uma
grande variedade de classes de moléculas do metabolismo secundário, entre derivados
da via do ácido chiquímico, da via do ácido acético e de biossíntese mista. Esta família
possui grande importância econômica, já que várias espécies têm sido utilizadas para
ornamentação, além de várias espécies utilizadas como fonte de OE aromáticos. Além
disso, várias espécies são utilizadas na culinária na forma de condimentos (SINGH,
2010; FALCÃO & MENEZES, 2003).
O gênero Hyptis, com 400 espécies, é um dos mais importantes da família
Lamiaceae. Em geral, é composto por ervas e arbustos, em geral, com característica
aromática, muitas das quais são utilizadas na medicina popular no Brasil e em outros
países, tais como Índia, México, China, Equador, Tailândia, Caribe, Panamá, Nigéria e
outros países da África (FALCÃO & MENEZES, 2003).
A espécie H. capitata é utilizada na China contra resfriados, asma e febre, o
mesmo uso é dado por populações da Tailândia, já no Equador esta espécie é utilizada
contra doenças fúngicas (ALMTORP, HAZELL & TORSSELL, 1991; LEE et al.,
1988). O chá das raízes da espécie H. suaveolens, a espécie mais estudada do gênero, é
utilizado na forma de chá como aperitivo devido suas propriedades estomacais, além de
ser largamente usada para outras doenças. No México, as folhas de H. suaveolens são
utilizadas para fins antisépticos (MENGHINI et al, 1996; Misra et al., 1981;
MUKHERJEE, MUKHERJEE & GHOSH, 1984)
31
A espécie H. verticillata é amplamente utilizada no Caribe e África contra febres
e resfriados. No México, esta espécie é usada contra dores no estômago, dores de
cabeça e desordens gastrointestinais. A planta é fervida e friccionada na pele para o
tratamento de infecções cutâneas. A planta também é utilizada em infecções cutâneas
pelos índios Oaxaca (KUHNT, RIMPLER & HEINRICH, 1994; PORTER et al., 1995)
O óleo essencial da espécie H. spicigera é utilizado em águas de banho na
Nigéria e em vários países africanos utiliza-se esta espécie como repelente natural
(ONAYADE et al., 1990) A espécie H. pectinata é utilizada na medicina popular na
África como anti-micótica e anti-tussígena. No México, é usada contra febres, doenças
cutâneas, distúrbios gástricos, rinofaringite e congestão pulmonar (ROJAS et al., 1992)
Várias propriedades farmacológicas de espécies Hyptis têm sido comprovadas
por estudos realizados com seu óleo essencial. OLIVEIRA et al. (2004) investigaram a
atividade antifúngica do óleo essencial das folhas frescas de Hyptis ovalifolia Benth., o
óleo essencial foi obtido de uma população de Goiânia. Esta espécie é conhecida
popularmente como “malva do Cerrado” e é utilizada contra dermatófitos. Os autores
comprovaram que o óleo essencial da espécie é efetivo contra os fungos Microsporum
canis, Microsporum gypseum, Trichophyton rubrum e Trichophyton mentagrophytes. A
atividade antifúngica do óleo essencial foi atribuída a uma lactona, isolada e
identificada como (R)-6-[(Z)-1-heptenil]-5,6-dihidro-2H-piran-2-ona e testada contra
estes fungos.
Rebelo et al. (2009) avaliaram a atividade antioxidante do óleo essencial das
folhas de Hyptis crenata Pohl ex Benth e não encontraram atividade significativa, no
entanto, o extrato metanólico mostrou excelente resultado.
O óleo essencial da espécie Hyptis suaveolens mostrou forte atividade contra
espécies de fungos Aspergillus, que tem apresentado resistência a alguns medicamentos
usados clinicamente (MOREIRA et al., 2010). Os autores do estudo concluíram que o
óleo essencial desta espécie tem potencial para tornar-se uma alternativa terapêutica
para o tratamento de infecções causadas por espécies de fungo Aspergillus.
O óleo essencial obtido das folhas de Hyptis spicigera apresentou significativa
atividade antiproliferativa (BOGNINOU-AGBIDINOUKOUN et al., 2013; ). Esta
espécie mostrou significativa atividade repelente contra os mosquitos Culex
quinquefasciatus and Anopheles gambiae (BABA, LAWAL & SHARIFF, 2012). A
atividade repelente desta espécie também foi verificada por Wekesa et al. (2011).
32
2.2. Odor floral
As flores de muitas espécies vegetais emitem odor, que é constituído de uma
mistura complexa de substâncias de baixo peso molecular. O odor floral é uma
adaptação que as plantas desenvolveram para, juntamente com outros fatores, atrair
mais eficientemente polinizadores (ANDERSSON, 2006; DOBSON, 2006; GANG,
2005). O odor floral anuncia recompensas aos insetos polinizadores e visitantes, seja
alimento, como néctar, pólen, óleo, ou material para construção de ninho ou reprodução
sexual, tais como resina e compostos com fragrância (GANG, 2005). Segundo Dobson
(2006), a visitação floral é restrita somente a um grupo de animais visitantes locais para
cada espécie vegetal. Tal restrição se deve a fenologia da florescência (por exemplo,
variação sazonal, dia versus noite); tipo, qualidade e quantidade de recompensa de
alimento; morfologia floral; e estímulos de advertência floral, tais como, cor, forma e
odor, que estimulam os insetos a procurar, localizar e pousar nas flores. No entanto, a
importância relativa de cada dica e estímulo floral pode diferir de acordo com a espécie
vegetal. Segundo Dobson (2006) é extremamente importante para a biologia floral
determinar se a química do odor de uma flor está associada com algum tipo de
polinizador específico.
Os compostos voláteis emitidos pelas flores pertencem a várias classes de
compostos orgânicos, possuem entre 30 a 300 u e suficiente pressão de vapor de modo
a serem liberados e dispersos no ar sob condições normais de temperatura. Mais de
1700 diferentes substâncias já foram identificadas no headspace de flores (KNUDSEN
& GERSHENZON, 2006; KNUDSEN, TOLLSTEN & BERGSTRÖM, 1993). Os
voláteis florais em headspace (HS) são aqueles liberados pelas flores e aprisionados por
algum recipiente, tal como saco plástico ou um frasco. Os dois maiores grupos de
substâncias são os terpenóides e os compostos alifáticos, estes últimos sendo
biossintetizados predominantemente de ácidos graxos. Os principais monoterpenos
comumente relatados em odor floral de diferentes famílias de espécies vegetais são:
limoneno, (E)-β-ocimeno, β-mirceno, α-pineno, β-pineno, linalol, (E)-cariofileno, 6-
metil-5-hepten-2-ona, além de compostos aromáticos como benzaldeído, salicilato de
metila, álcool benzílico, e 2-feniletanol (KNUDSEN & GERSHENZON, 2006;
KNUDSEN, TOLLSTEN & BERGSTRÖM, 1993).
33
2.2.1. Métodos de extração de odor de flores
O estudo do odor de uma flor se inicia pela sua obtenção ou extração, etapa
anterior à análise cromatográfica. Na última década, várias revisões e capítulos de livros
foram dedicados exclusivamente aos métodos de extração comumente empregados na
análise de compostos voláteis emitidos por flores (MCGEE & PURZYCKI, 2002;
THOLL & RÖSE, 2006; STASHENKO & MARTÍNEZ, 2008).
Tholl e Röse (2006) abordaram os aspectos práticos, vantagens e limitações de
várias técnicas que fazem amostragem dos voláteis em headspace de flores. Tholl e
Röse (2006) ressaltaram que estas técnicas foram aperfeiçoadas para a coleta um maior
número de analitos voláteis e sua concentração, compatível com as análises
cromatográficas, mesmo aquelas presentes em concentrações mínimas.
McGee e Purzycki (2002) dedicaram um capítulo de livro com abordagem
exclusiva de métodos diversos para amostragem de voláteis em headspace de flores. Os
autores detalharam alguns aspectos práticos que podem influenciar a composição do
odor floral, tais como a amostragem de flores vivas versus flores retiradas do seu
habitat, maturidade da flor e biorrítmo, bem como as influências climáticas e
pedológicas. Os autores discutiram a aplicação dos dados obtidos com a amostragem em
headspace para a reconstituição do odor de uma flor, por intermédio de uma equação
simples, que usa vários fatores, tais como, pressão de vapor e massa molecular dos
componentes.
Stashenko e Martínez (2008) revisaram os principais métodos empregados na
extração de odores de flores usando como exemplo 90 publicações desenvolvidas até
2008. Segundo estes autores, os métodos empregados pela indústria para o isolamento
do odor floral sofreu poucas mudanças no período avaliado. No entanto, em escala
laboratorial várias inovações foram implementadas objetivando uma representação mais
realística do odor floral, sendo a seletividade, automação, redução dos impactos
ambientais e a fácil operação as principais implementações.
Uma análise das publicações científicas realizadas na base de dados Scopus com
o termo de busca “flower aroma OR flower volatiles OR flower scent” (no campo título,
resumo e palavras-chave) produziu 701 resultados, dos quais cerca de 73% (511) foram
desenvolvidos na última década. Tais estudos fizeram uso de uma variedade de técnicas,
seja para propósitos de análise de laboratório ou para uso industrial, como na
perfumaria, por exemplo. A Tabela 1 apresenta um resumo com exemplo dos métodos
34
comumente empregados para a extração de voláteis florais nos últimos 5 anos. Estes
métodos podem ser classificados em três grupos de acordo com Stashenko e Martínez
(2008):
(i) Métodos extrativos – extração com solvente;
(ii) Métodos de destilação – hidrodestilação, destilação a vapor e destilação a
vácuo;
(iii) Métodos headspace – purge and trap, microextração em fase sólida,
microextração em fase líquida com gota de solvente, headspace estático e
headspace dinâmico.
Tabela 1. Exemplos de métodos de amostragem de voláteis de flores comumente
empregados nos últimos cinco anos.
Espécie Método de amostragem empregado
Astragalus sahendi Hidrodestilação (MOVAFEGHI et al.,
2010)
Michelia alba DC (Magnoliaceae),
Millingtonia hortensis L.
(Bignoniaceae), Hedychium coronarium
(Zingiberaceae.) J. Konig
Enfleurage, hidrodestilação e extração por
solvente (PAIBON et al., 2011)
Caralluma europaea N. E. Br.
(Apocynaceae)
Headspace estático (FORMISANO et al.,
2009)
Rosa sp. Headspace dinâmico (Tedlar bag com
Tenax TA) e extração por solvente
(JOICHI et al., 2013)
Schiedea adamantis St. John, Schiedea
globosa H. Mann, S. kealiae Caum, S.
menziesii Hooker
Headspace dinâmico (Tenax com
carbotrap, dessorção térmica) (JÜRGENS
et al., 2012)
Brassica sp., R. sativus Headspace dinâmico (ORBO 42-small;
Supelco) (KOBAYASHI et al., 2012)
Viburnumo doratissimum Headspace-SPME (PDMS-DVB, 65 µm)
(WEI, YIN & KANG, 2013)
Belamcanda chinensis (L.) DC. Headspace-SPME (PDMS-DVB, 65 µm)
(WANG, ZHANG & KANG, 2013)
35
2.2.1.1. Métodos extrativos baseados no uso de solvente
Os métodos mais antigos para a extração de voláteis de flores são os métodos de
extração usando solvente. Estes métodos são utilizados para extração de voláteis de
flores cortadas e fornece uma recuperação exaustiva de compostos voláteis dos seus
tecidos (PESSOA et al., 2010). Diferentes solventes podem ser utilizados, tais como
líquidos orgânicos, fluidos supercríticos e líquidos superaquecidos (STASHENKO &
MARTÍNEZ, 2008; PESSOA et al., 2010). Segundo Pessoa et al. (2010), as substâncias
voláteis de flores, devido a sua natureza química, são preferencialmente extraídas com
solventes não polares, tais como éter de petróleo, pentano ou diclorometano. No
entanto, estes solventes não polares extraem, além dos voláteis florais, outros
compostos lipofílicos, que podem diminuir o valor de mercado do extrato de flores
obtido.
O princípio que rege estes métodos é simples: os componentes presentes no
tecido da flor são extraídos por dissolução em um líquido solvente. Este processo é
comumente chamado extração sólido-líquido. Em geral, as flores a serem extraídas são
colocadas em um extrator, onde seus tecidos são colocados diretamente em contato com
um solvente puro. O solvente, então, penetra no material vegetal da flor e dissolve os
compostos voláteis, bem como ceras e corantes presentes nas pétalas. O passo final é a
evaporação do solvente em um evaporador apropriado (PESSOA et al., 2010). O extrato
obtido por este princípio é chamado absoluto ou concreto de flores (STASHENKO e
MARTÍNEZ, 2008). Segundo Pessoa et al. (2010) o extrato obtido por este princípio
consegue fornecer um aroma mais original àquele presente na matéria prima.
No entanto, estes métodos não podem ser empregados em regiões remotas, como
em florestas, por exemplo, devido sua aparelharem complicada e, por vezes, cara. Outra
desvantagem destes métodos é o consumo de grandes quantidades de solvente, e
formação de emulsões (PESSOA et al., 2010).
Baydar e Kineci (2009) visando à extração de acetato de linalila e linalol de
flores de Lavandin (Lavandula intermedia), substâncias que conferem seu odor
característico, fizeram uso de n-hexano como solvente, com subsequente evaporação do
solvente por destilação a vácuo para estudar o concreto contendo estes dois voláteis.
Enquanto que o absoluto das flores foi extraído com álcool etílico. Com as extrações foi
possível obter um rendimento de 46,6% e 17,7% no concreto e 45,0% e 17,2% no
absoluto, respectivamente.
36
A extração por fluido supercrítico é uma técnica um pouco mais recente que se
baseia nos mesmos princípios das extrações com solventes convencionais e tem
ganhado bastante atenção no últimos anos na extração de óleos voláteis de flores.
Geralmente a técnica faz uso de dióxido de carbono (CO2) como solvente. Sua
polaridade é comparada a do pentano, sendo, portanto, eficiente na extração de
compostos lipofílicos (POURMORTAZAVI & HAJIMIRSADEGHI, 2007). Várias
características justificam o seu uso frequente: relativo baixo custo, deve ser utilizado em
baixa pressão e temperatura (74 bar e 32 °C, respectivamente), não tóxico, não
inflamável e é facilmente removido do extrato. Esta última característica tem sido
apontada como uma vantagem relevante em relação às técnicas de extração direta com
solventes orgânicos, já que estes podem deixar resíduos tóxicos nos extratos e diminuir
o seu valor e qualidade (FORNARI et al., 2012). Contudo, Stashenko e Martínez (2008)
apontam que o uso desta tecnologia justifica-se somente para extração de voláteis de
flores de alto custo, já que o seu custo operacional inviabiliza a extração de óleos
voláteis de flores de baixo custo de mercado (abaixo de R$ 40/kg).
Ghoreishi et al. (2012) otimizaram a extração de acetato de linalila de flores de
lavanda utilizando fluido supercrítico (CO2). Stamenic et al. (2013) utilizaram modelos
matemáticos para prever o melhor método para extração de linalol de lavanda por
intermédio de fluido supercrítico.
Várias técnicas com o mesmo princípio da extração sólido-líquido convencional
tem surgido nos últimos 15 anos. É o caso da extração líquido-líquido em frasco que
substitui por um frasco o balão de separação, além do volume de amostra ser
consideravelmente menor (de 1-2mL). Outra técnica recente usada para amostrar
matrizes líquidas ou gasosas é a microextração em gota única (do inglês single drop
microextraction – SDME). Esta técnica permite o uso de pequenos volumes de solvente
extrator e amostra, 1–8 µL e 1–10 mL, respectivamente. Em 2006 outra técnica com os
mesmos princípios da ELL convencional é a microextração líquido-líquido dispersiva
(do inglês dispersive liquid–liquid micro-extraction – DLLME) que assim como a
SDME faz uso de pequenos volumes de solventes e amostra, 10-50uL e acima de 10mL,
respectivamente (RAMOS, 2012).
2.2.1.2. Métodos de destilação
37
A destilação utilizando vapor de água é chamada destilação à vapor. Este
processo é recomendado quando o material a ser destilado possui um alto ponto de
ebulição ou ocorre decomposição se a destilação direta é empregada (PESSOA et al.,
2010).
Industrialmente a produção de óleos voláteis de flores é realizada por
hidrodestilação, por que as flores possuem um tecido muito delicado para extração por
destilação à vapor, técnica comumente empregada para extração de OE das folhas de
plantas aromáticas. Na hidrodestilação as flores são imersas em água e utiliza-se calor
para obter uma mistura de vapor de água e voláteis provenientes do tecido das flores
que, sob condensação, formam uma fase imiscível com a água. Radoias e Bosilcov
(2013) usaram a hidrodestilação no estudo dos voláteis das flores de Solandra maxima,
uma espécie aromática do Caribe muito propícia ao uso na perfumaria, devido à
característica sensorial agradável de seu óleo volátil. Usando 4 horas de extração os
autores obtiveram linalol (17%), salicilato de metila (11,4%), carvacrol (11,5%) e
salicilato de benzila (4,1%).
2.2.1.3. Enfleurage
Algumas flores, tais como jasmim e o nardo apresentam um baixo rendimento de óleo
quando extraído com técnicas de destilação. O rendimento pode ser aumentado
utilizando uma técnica muito tradicional na perfumaria, chamada enfleurage (Figura 7).
Figura 7. Processo de extração por enfleurage. Crédito:
http://www.sharini.com/news.html
38
Nesta técnica as pétalas das flores são dispostas uma por uma em uma tela
coberta de gordura animal, e aí permanece por horas a fio, aproveitando a propriedade
que as flores têm de continuar emitindo voláteis mesmo depois de cortadas. O óleo
extraído pela gordura é recuperado por extração por solvente e em seguida destilação.
Esta técnica tem sido atualmente utilizada pela empresa “O Boticário”, importante
indústria de perfumaria brasileira, para a extração de óleo volátil das pétalas de lírio do
tipo Stargazer para a fabricação do perfume Lyli Essence. Segundo o “O Boticário”, a
técnica tem sido utilizada com exclusividade pela empresa (O BOTICÁRIO, 2013;
PAIBON et al., 2011).
2.2.1.4. Métodos headspace
A captura de substâncias voláteis do ar circundante de uma flor fornece uma
impressão mais realística do perfil odorífico da flor do que quando obtido por outras
técnicas, tais como hidrodestilação ou extração direta com solvente. Técnicas que fazem
uso deste princípio são chamadas em inglês de “headspace analysis”, um termo
derivado da indústria de cerveja, onde a análise dos voláteis confinados no gargalo da
cerveja (head) foi desenvolvida (THOLL & RÖSE, 2006). As técnicas comumente
utilizadas na preparação de amostras que utilizam calor podem produzir substâncias
ausentes na matriz original, devido à degradação de substâncias termolábeis, causando
uma alteração no perfil odorífero original. Além disso, substâncias hidrofílicas
importantes para o odor podem permanecer em água, no caso da hidrodestilação ou
destilação a vapor (MCGEE & PURZYCKI, 2002). Assim, as técnicas de amostragem
em headspace são as técnicas mais recomendadas para a extração do odor de uma flor.
A primeira técnica headspace a ser utilizada para a extração de voláteis de flor
foi o headspace estático, desenvolvida por Dodson e Hills em 1966, para estudar os
compostos voláteis emitidos por orquídeas para atrair abelhas Euglossine spp. Os
pesquisadores colocaram a orquídea em um vaso selado e após 30 min, uma amostra
gasosa foi removida com a ajuda de uma seringa e diretamente injetada em um CG.
Com a técnica eles conseguiram identificar várias substâncias responsáveis pelo odor da
flor estudada.
O interesse pelos métodos de preparação de amostra que utilizam o princípio
headspace tem sido crescente nas últimas duas décadas (BICCHI et al., 2008). Dada a
sua importância, elas têm sido alvo de diversas revisões e capítulos de livros (SNOW &
39
BULLOK, 2010; BICCHI et al., 2008; STASHENKO & MARTÍNEZ, 2007;
STASHENKO & MARTÍNEZ, 2008; THOLL & RÖSE, 2006; SNOW & SLACK,
2002; MCGEE & PURZYCKI, 2002; RAGUSO, 2004; RAGUSO & PELLMYR,
1998).
Os artigos científicos dedicados à preparação de amostras de matrizes vegetais
com técnicas headspace que surgiram durante o período de 1996-2007 foram revisados
por Bicchi et al. (2008). Tholl e Röse (2006) abordaram alguns aspectos práticos sobre
a amostragem de odor de flores, enfatizando os métodos com princípio de headspace
dinâmico. Snow e Slack (2002) abordaram o aspecto histórico das técnicas e revisaram
os métodos de headspace estático, dinâmico e a microextração em fase sólida com
amostragem em headspace. Raguso (2004) e Raguso e Pellmyr (1998) abordaram
aspectos práticos para a extração do odor de flores utilizando headspace dinâmico e
métodos de quantificação dos voláteis extraídos. Stashenko e Martínez (2007)
abordaram o uso da microextração em fase sólida (MEFS) na análise de aromas de
produtos naturais, abordando, inclusive, aspectos para otimização da extração.
Em termos básicos, esta técnica tem o objetivo de isolar os analitos em fase
gasosa ou em fase vapor em equilíbrio com uma matriz complexa, sem o uso de um
solvente. Tradicionalmente este método é operado sob modo estático ou dinâmico
(BICCHI et al, 2008). No modo estático uma quantidade fixa do ar que circula ao redor
da flor é capturado e diretamente enviado à analise cromatográfica, enquanto que no
modo dinâmico um fluxo de ar constante passa pelo ar circundante da flor, levando os
analitos até um tubo recheado com uma substância adsorvente, que em seguida é eluido
e o eluato enviado à análise cromatográfica (STASHENKO & MARTÍNEZ, 2008).
Bicchi et al. (2008) atribuíram o sucesso destes métodos ao fácil manuseio,
simplicidade e possibilidade de automação.
a) Headspace estático
O método de headspace estático (HSE) se aplica ao estudo de compostos que
são gases à temperatura em que são amostrados ou possuem suficientemente alta
pressão de vapor para evaporar e produzir uma solução em fase gasosa. Nestes casos,
um volume pequeno do próprio gás contendo os analitos de interesse é injetada
diretamente no cromatógrafo. O volume comumente injetado é pequeno, variando entre
0,1 e 2,0 mL.
40
Uma vantagem clara do HSE é a possibilidade de amostrar substâncias de baixo
peso molecular, sem a presença do pico do solvente. Outras vantagens incluem o
relativo baixo custo por análise, preparação de amostra simples e o não uso de solventes
orgânicos.
Uma desvantagem importante desta técnica é a injeção de baixos níveis de
concentração dos analitos injetados, já que somente uma pequena fração dos voláteis de
um espaço confinado é injetado. Este problema se agrava se os analitos de interesse
tiverem em pequena concentração no headspace devido ao equilíbrio entre a fase da
matriz e a fase gasosa Além disso, este método requer que a flor fique embalada durante
um longo período de tempo para a concentração de voláteis no headspace, o que pode
causar uma composição média de voláteis não fidedigno ao seu odor original (MCGEE
& PURZYCKI, 2002).
Liu et al. (2013) compararam a composição dos voláteis de flor de macadamia
por extração por destilação simultânea e por headspace estático. Os autores verificaram
que o HS estático não apresentou sensibilidade suficiente para analisar certos compostos
importantes ao aroma da flor, tais como ésteres.
b) Headspace dinâmico
O método headspace no modo dinâmico (HSD) envolve o movimento contínuo
dos analitos em fase gasosa provenientes da matriz até um tubo recheado com uma
substância adsorvente. Tal movimento é realizado por um fluxo constante de gás através
do uso de uma bomba de ar. Ao invés de permitir o equilíbrio entre a solução gasosa
confinada e a matriz, como acontece no HSE, o HSD varre constantemente a atmosfera
em volta da flor por um fluxo de gás, evitando o estabelecimento de um equilíbrio e
promovendo, assim, uma concentração dos analitos, devido a constante renovação da
solução gasosa confinada. Este método permite a extração de uma quantidade de
voláteis suficiente para análise cromatográfica em um curto intervalo de tempo
(MCGEE & PURZYCKI, 2002).
Algumas flores emitem grande quantidade de voláteis, sendo facilmente
percebidas pelo olfato humano, como é o caso de algumas espécies de orquídeas. Há
ainda outras espécies que liberam uma quantidade ínfima de voláteis, sendo algumas
vezes, quase imperceptíveis ao olfato humano, como no caso de Arabidopsis thaliana.
Esta espécie libera quantidades diminutas de voláteis, sendo imperceptível ao nariz
humano, apesar disso, ela é muito visitada por moscas e outro insetos, o que indica que
41
tais insetos podem estar sendo atraídos pelo seu parco odor ou por outros estímulos
florais, como a cor. Tholl e Pichersky (2006) investigaram os possíveis voláteis desta
espécie por HSD tipo “closed loop”. A extração durou 8 horas e foi possível identificar
15 compostos, sendo mono e sesquiterpenos sua composição majoritária. A análise dos
voláteis da flor da espécie A. thaliana só foi possível, devido ao grande poder de
concentração fornecido pela técnica HSD. Segundo Snow e Slack (2002) a técnica
permite concentrar voláteis na ordem de ppb e ppt, isto torna o HSD o método de
escolha para a análise do odor floral. A Figura 8 mostra um dispositivo típico para a
coleta de odor floral por HSD.
Figura 8. Dispositivo típico para a coleta de odor de flor por headspace dinâmico.
Fonte: Adaptado de McGee e Purzycki (2002).
Um método chamado headspace dinâmico tipo ‘‘closed loop” é uma variação do
método convencional e foi desenvolvido por Brunke, Hammerschmidt e Schmaus
(1992a), mostrado na Figura 9. A diferença é que neste método o ar circula
constantemente dentro do vaso por uma bomba em linha, o que permite minimizar os
contaminantes do exterior do dispositivo, mas o resultado por este método é similar ao
HSD.
Este método de extração oferece praticamente as mesmas vantagens que o HSE.
A alta capacidade de concentração dos analitos é uma vantagem adicional desta técnica
em relação ao HE. A necessidade de monitoramento cuidadoso de todas as etapas deste
método consiste numa desvantagem. Além disso, este método é mais caro que o HSE
(MCGEE & PURZYCKI, 2002; STASHENKO & MARTÍNEZ, 2008).
42
A técnica HSD possui ainda duas vantagens claras, apontadas por McGee e
Purzycki, (2002):
(1) menor tempo de extração, devido ao seu alto poder de concentração de
analitos;
(2) quantidade de amostra suficiente é extraída, de modo a permitir que
substâncias menos voláteis sejam analisadas.
Figura 9. Aparato usado em HSD do tipo closed-loop – 1 balão de vidro ou saco
plástico; 2 flor; 3 bomba movida a bateria; 4 capilar contendo adsorvente; 5 tubo
contendo carvão ativado para purificação do ar de entrada; 6 direção do fluxo de ar.
Fonte: McGee e Purzycki (2002).
Bestmann, Winkler e Helversen (1997) utilizaram a técnica HSD closed loop
para estudar as substâncias emitidas por flores responsáveis pela atração de morcegos
polinizadores de onze espécies vegetais de cinco diferentes famílias, entre elas
Bignoniaceae e Cactaceae. Os autores afirmam ter realizado a extração in situ, embora,
as flores tenham sido cortadas da planta e postas em erlenmeyer ou em sacos plásticos
de polietileno para a extração. Utilizando apenas 1,5 mg de carvão ativado como
adsorvente e 20 µL de CS2 para eluição foi possível identificar 49 compostos de
diferentes classes, entre elas mono e sesquiterpenos, ésteres, aldeídos e compostos
sulfurados.
Em um estudo desenvolvido por Dötterl, Wolfe e Jürgens (2005) 98 espécimes
de Silene latifolia de diferentes populações foram submetidas à HSD com uma mistura
43
(1:1) de 3 mg de Tenax-TA (60–80 mesh) e Carbotrap (20–40 mesh). Com a técnica, os
autores estudaram a variação sazonal da composição volátil emitida pelas flores, bem
como a taxa de emissão. Os autores apontaram uma emissão de 200 ng/flor/min em
junho, enquanto que em agosto e setembro esta taxa caiu para 25ng/flor/min Com a
mistura adsorvente, os principais compostos extraídos foram da classe de benzenóides,
monoterpenóides, sesquiterpenóides e fenilpropanóides.
Chang et al. (2008) estudaram os voláteis das flores da espécie Euphoria
longana Lam. por várias técnicas, como headspace purge and trap, método Likens-
Nickerson e extração por solvente. Os autores concluíram que o método de extração por
solvente, no qual fez uso de éter de petróleo, conseguiu extrair mais alcoóis voláteis do
que as outras técnicas. No entanto, as substâncias que dão odor característico a flor ((E)-
ocimeno e linalol) foram extraídos mais eficientemente pela técnica de headspace do
que a extração por solvente.
A maioria dos estudos em relação ao odor de flores encontrados na literatura
descreve a extração com flores cortadas da planta, mesmo quando se utiliza a HSD. Por
exemplo, espécies do gênero Protea spp. (P. caffra, P. dracomontana, P. simplex, e P.
welwitschii), investigadas por Steenhuisen et al. (2010) foram submetidas a HSD com
uma mistura de (1:1) 3 mg de Tenax e carbotrap como adsorvente. Os autores retiraram
as flores da planta e as colocaram em sacos de poliacetato por 1 hora para
estabelecimento de equilíbrio e, em seguida, realizaram extração por 2 min em fluxo
constante. Procedimento semelhante foi realizado por Jürgens et al. (2012) para estudar
os voláteis emitidos pelas flores de Schiedea adamantis, S. globosa, S. kealiae e S
menziesii. Ao todo, os pesquisadores conseguiram identificar 28 compostos, dentre os
quais alifáticos, benzenóides e fenilpropanóides. Kobayashi et al. (2012) com o objetivo
de estudar os compostos emitidos pelas flores de seis espécies vegetais do gênero
Brassica e uma espécie do gênero Raphanus (R. sativus) responsáveis pela atração de
abelhas, utilizaram a técnica de extração HSD. As flores estudadas foram cortadas da
planta e colocadas em saco plástico contendo 150 mL de água destilada. As flores foram
submetidas a 48 horas de extração, em seguida, o cartucho com o adsorvente foi eluído
com 2 mL de hexano e, logo após, concentrado a 20 µL de hexano para análise
cromatográfica. Os autores identificaram 52 compostos.
Na extração por headspace dinâmico os analitos provenientes da flor são
direcionados pelo fluxo de ar da bomba até um tubo recheado de uma substância porosa,
onde são fixados em sua superfície (KAISER, 2000; MCGEE & PURZYCKI, 2002).
44
Este processo é chamado de adsorção (AQUINO NETO & NUNES, 2003). Logo após o
período de extração, o adsorvente contendo os analitos adsorvidos é eluído com algum
solvente orgânico e o extrato resultante (eluato) é estocado sob baixas temperaturas até
análise cromatográfica. No caso das flores, os adsorventes utilizados em HSD são
geralmente colocados em capilares ou tubos de vidro de até 5 cm de comprimento
(KAISER, 2000).
A quantidade de adsorvente usado depende da capacidade de fixação dos
analitos pela matriz, do volume de amostra a ser amostrado e da taxa do fluxo de ar de
coleta (RAGUSO & PELLMYR, 1998). É comum observar na literatura estudos que
utilizam quantidades que variam de 5 a 150 mg, sendo que quanto menor a quantidade
de adsorvente, menor será a quantidade de solvente necessária para a eluição e, assim, é
possível evitar uma etapa de concentração do eluato por fluxo de nitrogênio, por
exemplo, evitando perdas importantes dos analitos extraídos. Além disso, uma menor
quantidade de adsorvente minimiza os artefatos provenientes do ambiente externo ao
sistema de coleta (DETTMER & ENGEWALD, 2002; RAGUSO & PELLMYR, 1998;
THOLL & RÖSE, 2006).
Há uma variedade de materiais adsorventes diferentes disponíveis no mercado.
No entanto, para a extração de odor de flores os mais comuns são Porapak Q®
(80 a 100
mesh; Alltech Associates; Supelco, Taufkirchen, Germany), Tenax GC®, TenaxTA
®(60
a 80 mesh; Alltech Associates) e carvão ativado (MCGEE & PURZYCKI, 2002). Além
disso, há outros polímeros disponíveis, porém menos utilizados, tais como CarboxenTM
,
CarbosieveTM
(Supelco). Dettmer e Engewald (2002) publicaram uma excelente revisão
a cerca dos materiais adsorventes disponíveis no mercado para o uso na análise de ar.
Os autores detalharam as características físico-químicas dos adsorventes e descreveram
algumas aplicações.
O carvão ativado foi amplamente utilizado como adsorvente até a década de
1990, quando Brunke et al. (1992b) relataram problemas em comparação ao Tenax.
Além disso, Barnes, Law e Macleod (1981) encontraram problemas na completa
dessorção de compostos polares.
45
Tabela 2. Adsorventes mais utilizados na extração de odor de flores.
Adsorvente Composição Área superficial
específica (m2 g
–1)
Temperatura
máxima (°C)
Tenax GC Poli(2,6-difenil-p-
fenilenoxido) 19–30 450
Tenax TA Poli(2,6-difenil-p-
fenilenoxido) 35 300
Porapak Q Etilvinilbenzeno/divinilbe
nzene 500–600 250
Carvão ativado 93,7 % de carbono 1070 220
A escolha do adsorvente para a coleta do odor floral é dependente,
principalmente de dois fatores: (1) o método de dessorção e (2) a quantidade de voláteis
emitidos pela flor. Quando o método de dessorção utilizado é o uso de solvente, o
Porapak Q é frequentemente utilizado, já quando se usa dessorção térmica, o adsorvente
mais indicado é o Tenax GC (MCGEE & PURZYCKI, 2002). Quando a flor a ser
analisada emite pouca quantidade de voláteis, Raguso e Pellmyr recomendaram (1998)
Porapak Q. Os autores compararam os diferetes parâmetros que podem interferer na
extração por HSD. O adsorvente Porapak Q conseguiu extrair uma quantidade de
voláteis consideravelmente maior do que o Tenax para o mesmo período de tempo. Tal
diferença pode ser atribuída a maior área superficial por unidade de massa do Porapak Q
em relação ao Tenax (veja a Tabela 2) (DETTMER & ENGEWALD, 2002).
c) Microextração em fase sólida
A microextração em fase sólida (MEFS) mais conhecida por sua sigla em inglês
SPME, é amplamente utilizada no estudo de frações voláteis. A técnica ganhou
rapidamente um grande número de usuários devido ao seu fácil uso, extração livre de
solventes, facilidade de automação e robustez. O princípio da técnica se baseia no
estabelecimento de um equilíbrio de partição dos analitos de interesse entre duas fases:
a fase gasosa circundante da matriz e a própria matriz. A técnica foi originalmente
descrita por Berlardi e Pawliszyn (1989) para análise ambiental de água. Jeleń et al.
(2012), relatam que houve uma explosão de artigos científicos nos anos subsequentes ao
lançamento da técnica.
46
Há inúmeras revisões na literatura e capítulos de livros dedicados
exclusivamente à técnica MEFS. Stashenko e Martínez (2007) avaliaram o uso da
MEFS no estudo de frações voláteis de plantas aromáticas e medicinais. Duan et al.
(2011) analisaram as tendências da MEFS com relação ao seu uso em campo. Jeleń et
al. (2012) e Harmon (2002) revisaram o uso da técnica no estudo de aromas de amostras
de alimentos.
Mookherjee et al. (1998) relataram o primeiro estudo de voláteis de flores
realizado com MEFS. No entanto, os autores apontaram que a técnica MEFS não é
adequada para a determinação quantitativa dos voláteis emitidos por flores. O mesmo
foi apontado por Pelusio et al. (1995), que fizeram comparação entre MEFS HSD e
HSE. Elmore, Erbahdir e Mottram (1997) relataram que grande quantidade de artefatos
foi encontrada com a técnica MEFS, quando comparada ao Tenax®. McGee e Purzycki
(1999) em um primeiro estudo comparativo entre MEFS e HSD descrito na literatura
concluiu que a técnica MEFS não é ideal para extração de voláteis emitidos por flores.
Em contraste com as evidências apontadas anteriormente, vários estudos do odor
de flores têm surgido nos últimos anos. Wang, Zhang e Kang (2013) utilizaram uma
fibra azul de polidimetilsiloxano/divinilbenzeno (PDMS/DVB) para estudar os voláteis
das flores da espécie Belamcanda chinensis. Para o estudo, 0,7 g do pó das flores foi
colocado em um frasco selado de 5 mL e extraído por 30 min. Foi possível identificar
37 compostos, entre os quais aldeídos, cetonas e hidrocarbonetos. Wei, Yin e Kang
(2013) em experimento semelhante ao supracitado, conseguiram identificar 31
compostos da espécie Viburnumodo ratissimum.
Gazim et al. (2008) compararam o perfil volátil das flores de Calendula
officinalis por três técnicas diferentes, entre as quais HS-MEFS e hidrodestilação. Para
o estudo com a técnica MEFS 22 g de flor seca foram colocados em um erlenmeyer de
250 mL a 20 °C e equilibrado por 30 minutos. Em seguida, a fibra foi exposta por 30
min. para extração. Foi utilizada uma fibra de polidimetilsiloxane (PDMS, 100 mm).
Com a hidrodestilação foi possível identificar 22 compostos, enquanto que com a HS-
MEFS somente 11 compostos foram identificados. Os autores apontaram que a técnica
MEFS utilizando fibra PDMS não foi eficiente para a extração de sesquiterpenos
oxigenados, tais como α-cadinol e epi-α-muurolol presentes no óleo extraído por
hidrodestilação em concentrações de 20,4 e 12,9%, respectivamente, mas não extraídos
por HS-MEFS.
47
Alves et al. (2005) utilizaram a técnica MEFS com o intuito de identificar o
composto responsável pelo odor fétido da espécie Zizyphus mauritiana Lam., uma
espécie cultivada no Horto Botânico do Museu Nacional/UFRJ uma fibra de 100µm
com polidimetilsiloxano (PDMS) foi utilizada. As flores da espécie foram colocadas em
um Erlenmeyer de 250 mL a 40 °C, onde permaneceu por 1 h até exposição da fibra por
30 min. Com a técnica os autores identificaram 46 substâncias, entre as quais
monoterpenóides, ácidos carboxílicos, aldeídos e hidrocarbonetos, fenólicos e 3-
metilindol, o principal responsável pelo odor fétido.
Figura 10. Dispositivo usado na preparação de amostra por MEFS. Fonte: Hui (2010).
2.2.2 Aspectos práticos na coleta de odor de flores
2.2.2.1. Flor viva versus Flor cortada
Mookherjee et al. (1998) encontraram diferença na composição dos voláteis em
headspace entre flores cortadas e vivas extraídas com Tenax. Segundo os autores a
quantidade de acetato de (Z)-3-hexenila foi consideravelmente maior em flores cortadas
do que em flores ainda em crescimento. Resultado semelhante foi encontrado por Jiang
e Kubota (2001) que estudaram o perfil volátil em headspace de folhas de Xanthoxylum
piperitum intactas, levemente danificadas e amassadas. Os autores apontaram um
aumento significativo no número de voláteis: 12 nas folhas intactas, 22 nas folhas
48
levemente danificadas e 36 nas folhas esmagadas. Na Figura 11 é mostrada a
considerável diferença no perfil volátil entre as folhas provenientes de diferentes
condições de manuseio usadas no estudo.
Os estudos desenvolvidos por Jiang e Kubota (2001) e Mookherjee et al. (1998)
apontam a necessidade e importância do uso de metodologias de extração de odores
florais que sejam realizadas de modo a não cortar a flor da planta ou que minimizem
injúrias à planta.
Figura 11. Perfil cromatográfico (CG/EM) das folhas de Xanthoxylum piperitum
submetidas a diferentes condições de manuseio (intactas, levemente danificadas e
esmagadas) Fonte: Jiang e Kubota (2001).
49
Roman Kaiser (KAISER, 2000), pesquisador da Givaudan, liderou um projeto
de pesquisa em meados dos anos 1970 com a finalidade de investigar e,
subsequentemente, reconstituir sinteticamente o odor atrativo e original de flores de
florestas tropicais, cujos OE ou produto relacionado não estavam disponíveis a
perfumistas da empresa a qual representa. Após viajar em inúmeras expedições por
vários países da África, Amazônia, Mata atlântica e outras florestas pertencentes a
países diversos da América do Sul, nos 20 anos subsequentes as suas pesquisas, 1800
flores foram investigadas por HSD. Este é um exemplo claro de como a biodiversidade
brasileira está sendo investigada por grupos de pesquisadores estrangeiros, ao invés do
governo brasileiro e a iniciativa privada investir em grupos de pesquisadores brasileiros,
de modo a enriquecer o conhecimento sobre a nossa flora, de forma que o conhecimento
enriqueça o know how de empresas brasileiras.
Em investigações similares às realizadas por Kaiser (2000), Joulain (2008)
utilizou diversas técnicas headspace na investigação do odor de flores de várias espécies
de ilhas do sul do Pacífico. Este autor defende o uso de metodologias headspace,
afirmando que a técnica ideal para o estudo do odor de flores é aquela que permite a
recuperação de todos os voláteis, sem discriminação ou alteração química de
constituintes sensíveis. As técnicas tradicionais como hidrodestilação, destilação à
vapor ou extração por solvente são inapropriadas para o estudo e reconstituição do odor
mais próximo ao original emitido por flores. Joulain (2008) enumera vários motivos
importantes que justificam a pesquisa do odor emitido por flores por meio de técnicas
headspace em campo:
1 – identificar substâncias que conferem efeito característico no odor emitido por
uma flor;
2 – misturar estes compostos de modo a alcançar uma reconstituição mais
próxima a natural possível, quando o extrato não for possível;
3 – sintetizar compostos importantes para o aroma da flor, ou estruturas análogas
e torná-las disponíveis como novas matérias-prima para formulações na perfumaria;
4 – adaptar, modificar ou desenvolver técnicas para a melhor recuperação de
voláteis importantes ao odor característico de uma flor;
5 – usar o conceito na ferramenta de marketing.
Sendo este último motivo um dos mais importantes para a indústria de
perfumaria, segundo o autor.
50
Revisando os estudos relacionados a odor emitido por flores realizados entre
1966 e 1992, Knudsen (1993) verificou que a grande maioria (76%) utilizava a técnica
HSD com adsorvente. Há vários dispositivos para o emprego da técnica headspace
dinâmico, sendo que o mais comum é o uso de aparelhagem flexível e prática, de
maneira a ser possível o seu transporte em lugares inóspitos, como em florestas
fechadas, que permitam fácil montagem e manuseio (KAISER, 2000, JOULAIN, 2008).
Figura 12. Exemplo de aparelhagem HSD utilizada em campo. Fonte: Kaiser (2000).
Esta técnica tem ganhado preferência no estudo de odor floral, devido, entre
outros fatores, à praticidade e simplicidade de sua aparelhagem, o que permite a coleta
do odor da flor em campo. Para estudar o odor floral da espécie Pachira insignis
(Bombacaceae) nativa dos neotrópicos, por exemplo, uma única flor da espécie foi
colocada num vaso de vidro adaptado a sua forma, de modo a não danificá-la, como
pode ser visto na Figura 12 (KAISER, 2000).
Além do vaso de vidro é possível utilizar também sacos plásticos comerciais,
tais como Tedlar bag, que conferem ainda mais praticidade à extração. Além disso, a
eluição dos capilares com apenas 20 a 60 µL permite armazenar o eluato em
51
microampolas, que são completamente seladas com maçarico e resfriadas para análise
(KAISER, 2000).
52
3. Objetivos
3.1. Objetivo geral
O objetivo geral deste trabalho consistiu na análise química dos compostos
orgânicos voláteis de plantas aromáticas do Cerrado brasileiro.
3.2. Objetivos específicos
1. Análise da composição química do óleo essencial das espécies Myrcia
linearifolia Cambess., Hyptis villosa Pohl ex Benth., Hyptis suaveolens, Hyptis
lythroides, Lippia stachyoides var. martiana Salimena & Múlgura, Lippia aff.
rotundifolia Cham, Lippia Origanoides Kunth e Lippia lacunosa Mart. &
Schauer
2. Adaptação de dispositivo de baixo custo para a aplicação em headspace
dinâmico para a coleta de odor floral em campo e desenvolvimento de
metodologia de extração a partir da extração dos compostos orgânicos voláteis
da espécie Zizyphus mauritiana in vivo;
3. Estudo da composição do odor floral de Chromolaena sp. extraído in vivo por
headspace dinâmico, na Chapada dos Veadeiros/Goiás.
53
4. Metodologia
4.1. Extração e Análise dos óleos essenciais
4.1.1. Coleta do material vegetal
As espécies vegetais Lippia stachyoides var. martiana Salimena & Múlgura e
Hyptis villosa Pohl ex Benth. e a espécie Myrcia linearifolia Cambess. foram coletadas
na reserva ecológica do IBGE, localizada no Distrito Federal. A espécie Lippia aff.
rotundifolia Cham foi coletada na reserva do CPAC, Distrito Federal. As espécies
Lippia origanoides Kunth, Hyptis suaveolens e Hyptis lythroides foram coletadas no
Parque de Preservação Ecológica Ermida Dom Bosco, Brasília. A espécie Lippia
lacunosa Mart. & Schauer foi coletada em Brazlândia. Todas as espécies em ambiente
de bioma de Cerrado.
As coletas foram devidamente autorizadas pelos órgãos competentes, conforme
as autorizações: do Centro de Estudos Ambientais do Cerrado- IBGE/UE-DF de 7 de
dezembro de 2010 (anexo 1); autorização de número 28303-2, do Sistema de
Autorização e Informação em Biodiversidade – SISBIO emitida em 6 de setembro de
2012 (anexo 2); autorização de número 32300-3 do Sistema de Autorização e
Informação em Biodiversidade – SISBIO emitida em 9 de março de 2013 (anexo 3); e
autorização de número 064/2013, processo 4979/2013 da Secretaria do Meio Ambiente
e dos Recursos Hídricos do Estado de Goiás emitida em 16 de abril de 2013 (anexo 4).
A identificação botânica das espécies Hyptis, Lippia e Myrcia foi realizada
respectivamente pelos especialistas Dr. José Floriano Pastore, Dra. Fatima Salimena e
Dr. Roberto Fontes Vieira.
As partes das espécies vegetais utilizadas para extração do óleo essencial, bem
como a massa e outros dados estão listados na Tabela 3.
54
Tabela 3. Material vegetal utilizado para extração dos OE
Espécie Órgão Massa (g) Latitude/longitude/altitude (m) Depósito em
herbário1
Data da coleta
Myrcia linearifolia Cambess. Folhas 628,7s 15º57’80”/47º52’27”/1128 CEN 2416 11/04/2012
Hyptis villosa Pohl ex Benth. Folhas 212,0s 15º57’80”/47º52’27”/1128 11/04/2012
Hyptis suaveolens Folhas 59,6f 15º47’82”/sem dados/ 1031
CEN 2421 17/04/2012
Flores 111,3f
Hyptis lythroides Folhas 129,3s 15º47’65”/47º48’51” CEN 2423 17/04/2012
Lippia aff. rotundifolia Partes aéreas 18,2s 15º36’17”/47º/44’49”1132 CEN 2414 10/04/2012
Lippia stachyoides var. martiana
Salimena & Múlgura
Folhas 450f 15º57’80”/47º52’27”/1128 CEN 2418 11/04/2012
Flores 100
f
Lippia origanoides Kunth Partes aéreas 469f 15º47’82”/sem dados/ 1031 CEN 2420 17/04/2012
Lippia lacunosa Mart. & Schauer Partes aéreas Sem dados 15º40’0”/48º’2’0”/1000 CEN 2426 24/04/2012
sA planta foi extraída seca.
fA planta foi extraída fresca.
1CEN: Herbário da Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia (Brasília/DF)
55
4.1.1.1. Procedimentos de secagem
Para verificar a umidade, uma amostra de cada espécie vegetal foi seca por um
período de 24 horas em forno Marconi 035-05 (40 °C). Após secagem, a umidade foi
verificada conforme a relação entre a massa do material seco e a sua massa fresca.
4.1.2. Extração dos óleos
A extração dos OE de todas as espécies vegetais foi realizada por
hidrodestilação em aparato tipo Clevenger por 2 horas (Figura 13). Quando necessário,
os óleos foram secos com sulfato de sódio anidro e transferidos para frascos, em
seguida, os frascos foram armazenados em baixa temperatura (8-10 ºC).
Figura 13. Aparelho tipo Clevenger utilizado para a hidrodestilação dos OE
4.1.3. Análise por cromatografia em fase gasosa (CG) e cromatografia em fase
gasosa com detector por espectrometria de massas (CG/EM)
Os óleos foram diluídos em diclorometano na proporção de 1% (v/v) e, em
seguida, 1,0 µL da solução foi injetada, com divisão de fluxo (1:20) em um
56
cromatógrafo à gás, modelo Agilent 6890N equipado com detector por ionização em
chama (CG/DIC) e coluna capilar de sílica fundida, tipo HP-5MS (5% fenil-
metilpolisiloxano) (30 m X 0,25 mm X 0,25 μm). O hidrogênio foi usado como gás de
arraste com fluxo de 1,0 mL/minuto. A temperatura do forno foi programada de 60 a
240 °C em uma taxa de aquecimento de 3 °C/minuto. A composição percentual dos
compostos foi obtida por normalização.
A análise por CG/EM foi realizada em aparelho Agilent 6890N, equipado cmo
detector de massas Agilent 5973N. Foi utilizada uma coluna capilar de sílica fundida
(30 m X 0,25 mm X 0,25 μm), com fase HP-5MS. O hélio foi utilizado como gás de
arraste em um fluxo de 1,0 mL/minuto. O detector de massa foi operado no modo de
ionização por elétrons (70 eV), em 3,15 scans/segundos, com escala de massas de 40 a
450 u. A linha de transferência foi mantida em 260 °C, a fonte de ionização em 230 °C
e o analisador em 150 °C. O programa de temperatura e procedimentos de injeção foram
os mesmos da análise em CG/DIC.
4.1.4. Identificação dos compostos
A identificação das substâncias foi realizada por comparação de seu espectro de
massas experimental com o da base Wiley Registry of Mass Spectral Data (1994) ou
NIST databases (NIST Chemistry Webbook, 2013), bem como de seu índice de
retenção linear, calculado de acordo com Van Den Dool and Kratz (1963), após injeção
de uma série homóloga de n-alcanos (C7-C26) nas mesmas condições supracitadas e
comparadas às informações da literatura (Adams, 2007).
4.2. Headspace dinâmico
4.2.1. Verificação do adsorvente Porapak Q®
em laboratório
Com o objetivo de verificar a capacidade do adsorvente Porapak Q® em adsorver
compostos voláteis comumente encontrados em headspace de flores foi preparada uma
solução 1% (v/v) do óleo essencial da espécie Lippia stachyoides var. martiana em
diclorometano. Uma alíquota de 1 µL da solução foi colocada em um pedaço de papel
de filtro, e após evaporação do solvente (temperatura ambiente) o papel impregnado
com o óleo essencial foi transferido para um balão volumétrico vedado e submetido a
extração por headspace dinâmico, em dispositivo de montagem própria semelhante ao
57
da Figura 14. A extração foi realizada por 5 minutos. Após extração, o capilar contendo
o adsorvente foi eluído com 60 µL de diclorometano, o eluato foi acondicionado em
microfrasco e analisado em CG/EM logo após a extração.
4.2.2. Teste da metodologia em campo: Extração do odor floral da espécie Zizyphus
mauritiana Lam. (Rhamnaceae)
No período de 11h às 13h, 30 flores da espécie Zizyphus mauritiana Lam.
(Rhamnaceae) foram envolvidas em um saco plástico (PET), inerte e vedado (Figura 14
e Figura 15). Ao saco plástico foi conectada uma bomba (Marina® Battery Air Pump)
para entrada de ar filtrado por um filtro recheado com carvão ativado. Um capilar
contendo 5 mg de adsorvente Porapak Q® (mesh 80/100, Waters Associates, Inc.) foi
conectado em outra extremidade do saco. A bomba de ar foi acionada por 2 horas (11h
às 13h), tempo no qual o fluxo de ar foi direcionado ao capilar contendo o adsorvente.
Após o período da extração, as substâncias voláteis capturadas no capilar foram eluídas
do adsorvente com 60 µL de hexano e o eluato resultante foi armazenado em
microfrasco. O microfrasco contendo o eluato foi acondicionado em isopor com gelo até
a análise cromatográfica em laboratório.
Figura 14. Zizyphus mauritiana Lam. (Rhamnaceae). Crédito: Rafael F. Silva.
58
Figura 15. Visão geral da extração dos voláteis florais da espécie Zizyphus mauritiana
Lam. no Horto Botânico do Museu Nacional da UFRJ (Rhamnaceae). Crédito: Rafael F.
Silva.
Este procedimento foi realizado no Horto Botânico do Museu Nacional da
Universidade Federal do Rio de Janeiro (Figura 15) com o propósito de verificar
possíveis adequações necessárias à utilização da metodologia no Parque Nacional da
Chapada dos Veadeiros em Goiás.
4.2.3. Análise cromatográfica
A análise por CG/EM foi realizada com injeção de 1 µL do eluato em aparelho
Agilent 6890N acoplado com detector de massas Agilent 5973N. Foi utilizada coluna
capilar de sílica fundida, tipo DB-1 (30 m X 0.25 mm X 0.25 μm). Foi utilizado hélio
como gás de arraste a uma velocidade de 1.0 mL/minuto. O detector de massas foi
operado sob modo de ionização eletrônica (70 eV), em 3.15 scans/segundo, com
intervalo de massa de 40 a 450 u. A fonte de íons foi mantida em 230 °C e o analisador
em 150 °C, a linha de transferência foi mantida em 260 °C. O forno cromatográfico foi
programado de 40 °C (por 3 min.) a 240 °C (por 10 min.) em uma taxa de 3°C/minuto.
O detector foi mantido a 280°C e o injetor a 250 °C. A injeção foi realizada em modo
sem divisão de fluxo.
59
4.3. Utilização da metodologia em campo: Chapada dos Veadeiros/GO
4.3. 1. Extração do odor floral da espécie Chromolaena sp.
No período da manhã (9h-11h), um buquê contendo 35 flores da espécie
Chromolaena sp. (Figura 16) foi envolvido em um saco plástico (PET), inerte e vedado
(1) (Figura 17A). Foi conectada ao saco plástico uma bomba para entrada de ar (2)
(Figura 17A) filtrado por um filtro recheado com carvão ativado (3) (Figura 17B). Um
capilar contendo 5 mg de adsorvente Porapak Q (mesh 80/100, Waters Associates, Inc.)
foi conectado em outra extremidade do saco (4) (Figura 17B). A bomba de ar foi
acionada por 2 horas, tempo no qual o fluxo de ar foi direcionado ao capilar contendo o
adsorvente. Após o período da extração, as substâncias voláteis capturadas no capilar
foram eluídas do adsorvente com 60 µL de hexano e o eluato resultante foi armazenado
em microampola. A ampola foi selada com chama de maçarico e, em seguida, enviada à
analise cromatográfica no Laboratório de Cromatografia da Embrapa Agroindústria de
Alimentos na cidade do Rio de Janeiro.
Figura 16. Espécie Chromolaena sp. (crédito: Rafael F. Silva).
60
Figura 17. Visualização geral do dispositivo Headspace dinâmico (A), salientando o
filtro com carvão ativado (B) e o capilar com adsorvente Porapak Q®
(C). Crédito:
Rafael F. Silva.
4.3.2. Análise cromatográfica
A análise por CG/EM foi realizada com injeção de 1 µL do eluato em aparelho
Agilent 6890N acoplado com detector de massas Agilent 5973N. Foi utilizada coluna
capilar de sílica fundida, tipo HP-5MS (30 m X 0.25 mm X 0.25 μm). Foi utilizado
hélio como gás de arraste a uma velocidade de 1.0 mL/minuto. O detector de massas foi
operado sob modo de ionização eletrônica (70 eV), em 3.15 scans/segundo, com
intervalo de massa de 40 a 450 u. A fonte de íons foi mantida em 230 °C e o analisador
em 150 °C, a linha de transferência foi mantida em 260 °C. O forno cromatográfico foi
programado de 40 °C (por 3 min) a 240 °C (por 10 min) em uma taxa de 3°C/minuto. O
detector foi mantido a 280°C e o injetor a 250 °C. A injeção foi realizada em modo sem
divisão de fluxo.
(2)
(1)
(A)
(3)
(B)
(C)
(1)
(4)
(1)
61
4.3.2. Identificação dos compostos
Os procedimentos de identificação das substâncias foram realizados da mesma
forma que os descritos na identificação dos componentes dos OE, conforme item 4.1.4.
62
5. Resultados e discussão
5.1. Óleos essenciais
5.1.1. Óleo essencial de Myrcia linearifolia
As folhas de M. linearifolia apresentaram 49,5% de umidade. A extração do OE
das folhas da espécie M. linearifolia por hidrodestilação resultou em 0,27% de
rendimento. Os compostos voláteis identificados estão dispostos na Tabela 4. O óleo
essencial obtido por hidrodestilação foi rico em substâncias monoterpênicas, totalizando
56,4% dos compostos identificados, dos quais 48,2% monoterpenos hidrocarbônicos e
8,2% monoterpenos oxigenados. O perfil cromatográfico do óleo essencial é mostrado
na Figura 18.
Figura 18. Cromatogramas de ions totais do óleo essencial das folhas da espécie M.
linearifolia obtido por hidrodestilação.
No OE da espécie M. linearifolia extraído por hidrodestilação foram
identificados 57 voláteis, correspondendo a 93,8% do óleo. Os compostos majoritários
extraídos por hidrodestilação foram β-pineno (24,4%), α-pineno (14,0%), para-menta-
2,4(8)-dieno (7,1%), (E)-cariofileno (4,6%) e viridifloreno (3,8%).
A espécie M. cuprea, estudada por Zoghbi et al. (2003), apresentou composição
majoritária semelhante à espécie M. linearifolia, α-pineno foi encontrado em
significativa concentração no óleo essencial da espécie M. cuprea (15,9%). Nesta
espécie de Myrcia, o (E)-cariofileno foi o composto majoritário, encontrado em
concentrações que variaram entre 19,9% e 38,1%. Enquanto o óleo essencial das flores
da espécie M. tomentosa, analisado por Sá et al. (2012), foi predominante em
5.00 10.00 15.00 20.00 25.00 30.00 35.000
100000
200000
300000
400000
500000
600000
700000
800000
900000
1000000
1100000
1200000
1300000
1400000
1500000
Time-->
AbundanceTIC: 2416_H~1.D
(B)
63
sesquiterpenos (47,5%), sendo o espatulenol (7,6%) uma de suas substâncias
majoritárias. Andrade et al. (2012) estudaram o óleo essencial das folhas da espécie M.
pubiflora e encontraram uma composição volátil rica em mais de 20% em terpenóides
oxigenados, semelhantemente à composição encontrada no óleo essencial de M.
linearifolia extraído por hidrodestilação, sendo rico em mais de 23% em terpenóides
oxigenados, tais como espatulenol (5,6%) e τ-muurolol (2,3%).
Tabela 4. Composição química do óleo essencial das folhas de M. linearifolia
Pico aIRL calc.
bIRL lit. Substância Composição %
1 925 926 tricicleno 0,1
2 932 932 α-pineno 14,0
3 945 951 α-fencheno tr
4 947 946 canfeno tr
5 976 979 β-pineno 24,4
6 989 991 mirceno 4,9
7 1005 1003 α-felandreno tr
8 1015 1017 α-terpineno tr
9 1023 1025 p-cimeno 0,2
10 1027 1029 limoneno 3,2
11 1035 1037 (Z)-β-ocimeno tr
12 1045 1050 (E)-β-ocimeno 0,4
13 1056 1062 γ-terpineno 0,2
14 1086 1089 terpinoleno 0,8
15 1112 1114 endo-fenchol 0,4
16 1146 1150 hidrato de canfeno 0,1
17 1163 1158 isoborneol 0,2
18 1175 1174 4-terpineol 0,4
19 1184 1180 butanoato de 3-(Z)-
hexenila
0,2
20 1189 1185 para-menta-2,4(8)-
dieno
7,1
21 1333 1335 (Z)-acetato de
piperitol
0,3
22 1335 1330 δ-elemeno 0,3
23 1337 1340 3-oxo-para-ment-1-
en-7-al
0,1
24 1370 1365 isoledeno 0,1
25 1373 1377 α-copaeno 0,2
26 1389 1391 β-elemeno 0,6
27 1406 1409 α-gurjuneno 2,7
28 1416 1419 (E)-cariofileno 4,6
29 1425 1418 β-cedreno tr
30 1428 1432 β-gurjuneno tr
31 1431 1428 γ-elemeno 0,5
64
32 1435 1441 aromadendreno 0,7
33 1440 1440 α-guaieno tr
34 1457 1467 (Z)-muurola-4(14),5-
dieno
tr
35 1471 1469 (E)-cadina-1(6),4-
dieno
tr
36 1473 1477 γ-muuroleno 1,3
37 1478 1485 germacreno D
38 1483 1483 γ-himachalene 0,4
39 1485 1488 α-amorfeno
40 1488 1493 (Z)-β-guaieno tr
41 1492 1497 viridifloreno 3,8
42 1493 1500 biciclogermacreno tr
43 1497 1500 α-muuroleno 0,2
44 1504 1509 epizonareno 0,3
45 1511 1513 γ-cadineno tr
46 1520 1524 δ-cadineno 0,9
47 1532 1527 zonareno 1,0
48 1538 1542 selina-3,7(11)-dieno 0,6
49 1554 1561 germacreno B 3,4
50 1575 1578 espatulenol 5,6
51 1589 1593 viridiflorol 3,0
52 1625 1627 1-epi-cubenol 0,8
53 1629 1630 γ-eudesmol 0,4
54 1639 1632 τ-cadinol 2,3
55 1643 1646 α-muurolol
56 1652 1659 τ-muurolol 2,0
57 1693 1696 Eudesm-7(11)-en-4-
ol
1,1
Total 93,8
Monoterpenos hidrocarbônicos 48,2
Monoterpenos oxigenados 8,2
Sesquiterpenos hidrocarbônicos
Sesquiterpeno oxigenados
Outros
tr: substâncias em nível traço aIRL calc.: Índice de Retenção Linear experimental bIRL lit: Índice de Retenção Linear experimental
Stefanello et al. (2010) avaliaram a variação sazonal na composição do óleo
essencial das folhas de M. obtecta (O. Berg) Kiaersk. var. obtecta, verificando uma
composição predominante em sesquiterpenos (72% a 77%), tendo a composição mais
rica em sesquiterpenos o óleo das folhas coletadas no mês de abril (77%). Vários
sesquiterpenos presentes neste OE podem ser encontrados no óleo da espécie M.
65
linearifolia analisado no presente trabalho, tais como α-muurolol, globulol, espatulenol,
viridiflorol, α-gurjuneno e mais 8 compostos.
Os OE de espécies da família Myrtaceae apresentam grande variedade em sua
composição, considerando todos os seus gêneros. Isto pode ser explicado pelo reduzido
número de espécies analisadas, considerando que até a década de 1990 esta família
possuía poucos estudos disponíveis na literatura. No entanto, alguns compostos
químicos parecem ser muito importantes e recorrentes como majoritários nas espécies
de diferentes gêneros desta família - os pinenos, cineol, e β-cariofileno
(STEFANELLO, PASCOAL & SALVADOR, 2011).
5.1.2. OE de espécies do gênero Hyptis
Após procedimento de secagem, a umidade das folhas da espécie H. villosa foi
de 67,7%, enquanto que o material vegetal da espécie H. lythroides possuía 64,5% de
umidade. A espécie H. lythroides apresentou o maior rendimento entre as espécies do
gênero estudadas, correspondendo a 0,84% de óleo relativo à massa vegetal seca,
seguida do OE obtido das flores da espécie H. suaveolens que apresentou rendimento de
0,42%, logo depois H. villosa com 0,2% de rendimento e por último o OE das folhas
secas da espécie H. suaveolens, com 0,05% de rendimento.
A lista das substâncias identificadas nos OE das espécies do gênero Hyptis,
assim como suas composições relativas, podem ser vistas na Tabela 5.
Nos óleos analisados, foram identificadas 123 substâncias voláteis, pertencentes
a várias classes químicas, tais como monoterpenos, monoterpenóides, sesquiterpenos,
sesquiterpenoides, fenilpropanóides, derivados de ácidos graxos e diterpenos. Com
exceção do óleo das flores da espécie H. suaveolens, a composição química de todos os
óleos foi predominante em sesquiterpenos. H. villosa apresentou o maior percentual
(95%), seguida pelo óleo das folhas de H. suaveolens com 70,9% e H. lythroides com
57,6%. O OE das flores da espécie H. suaveolens apresentou um óleo mais rico em
monoterpenos, mais de 71%, ainda assim, os compostos sesquiterpenos estão presentes
em quantidades significativas, mais de 24% deste óleo.
Os resultados encontrados no presente trabalho estão de acordo com estudos de
outras espécies de Hyptis previamente relatados na literatura. Facey et al. (2005)
relataram a composição química do OE das partes aéreas de H. verticillata Jacq., rico
em mais de 52% de sesquiterpenos. Das folhas de H. marrubioides Epling também
66
obteve-se um óleo rico em sesquiterpenos, variando de 51,5% a 75,4% (BOTREL et al.,
2009). O óleo proveniente das folhas de H. verticillata Jacq. foi predominante em mais
de 49% de sesquiterpenos (PINO et al., 2002).
Assim, a composição predominante em sesquiterpenos não é uma regra dentro
do gênero Hyptis. Algumas espécies relatadas na literatura apresentaram OE ricos em
monoterpenos. O OE da espécie H. spicigera coletada em Benin (África) foi estudado
por Bogninou-Agbidinoukoun et al. (2013) que avaliaram a composição dos óleos
provenientes de materiais vegetais coletados em janeiro e outubro. Ambos os óleos
foram ricos em monoterpenos, sendo o óleo do material coletado em janeiro o mais rico
(84%).
A composição química do OE das folhas da espécie H. villosa foi predominante
em sesquiterpenos (95%), com as seguintes substâncias majoritárias: espatulenol
(17,3%), kessano (9,1%), epi-α-cadinol (8,9%) e biciclogermacreno (6,2%). O perfil
cromatográfico do óleo essencial de H. villosa é mostrado na Figura 19.
Figura 19. Cromatograma de íons totais do OE da espécie H. villosa.
O OE das folhas da espécie H. lythroides foi predominante nos sesquiterpenos
espatulenol (mais óxido de cariofileno) (14,5%), biciclogermacreno (11,9%), hidratado
de (E)-sesquisabineno (8,6%), germacreno D (8%) e β-pineno (12,1%). O perfil
cromatográfico do óleo essencial de H. lythroides é mostrado na Figura 20.
5.00 10.00 15.00 20.00 25.00 30.00 35.00 40.00 45.000
10000
20000
30000
40000
50000
60000
70000
80000
90000
100000
110000
120000
Time-->
AbundanceTIC: 2415.D
67
Figura 20. Cromatograma de íons totais do OE da espécie H. lythroides.
A espécie H. suaveolens foi estudada com relação à composição do OE das
folhas e das flores, apresentando perfis químicos relativamente similares, embora a
composição relativa percentual tenha variado consideravelmente. No óleo das folhas
foram identificadas 68 substâncias, enquanto que no das flores foram identificados 56
compostos. Os perfis cromatográficos dos óleos essenciais das folhas e das flores de H.
suaveolens são mostrados na Figura 21.
Figura 21. Cromatograma de íons totais do OE das folhas (a) e das flores (b) de H.
suaveolens.
10.00 20.00 30.00 40.00 50.00 60.00 70.000
100000
200000
300000
400000
500000
600000
700000
800000
900000
1000000
1100000
Time-->
AbundanceTIC: RFV_2423.D
68
A composição volátil das folhas foi rica em sesquiterpenóides (70,9%), sendo
38,1% sesquiterpenos hidrocarbônicos e 32,8% sesquiterpenos oxigenados (Figura
21a). No óleo das folhas, as substâncias biciclogermacreno (10,2%), (E)-cariofileno
(7,3%), espatulenol mais óxido de cariofileno (20,9%), γ-muuroleno (5,6%), epi-α-
cadinol (4,9%) e 1,8-cineol (4,8%) foram encontradas em maior proporção. Já o óleo
das flores teve composição química predominantemente monoterpênica (71%), sendo
47,4% monoterpenos hidrocarbônicos e 24% monoterpenos oxigenados (Figura 21b).
Sendo sabineno (25,9%), 1,8-cineol (17,7%), biciclogermacreno (7,2%), β-pineno
(6,9%), limoneno (5,3%) e γ-muuroleno (5,2) suas substâncias encontradas em maior
proporção no óleo.
Segundo Falcão e Menezes (2003), H. suaveolens é a espécie mais estudada do
gênero Hyptis, talvez devido ao seu proeminente uso na medicina popular, com vários
estudos comprovando suas atividades biológicas in vitro. Estudos a respeito da
composição volátil desta espécie foram realizados com material vegetal proveniente de
diversas partes do mundo. A análise destes trabalhos revela que algumas substâncias são
recorrentes e parecem ser características desta espécie. O óleo proveniente da Malásia e
Nigéria foi rico em (E)-cariofileno (41% e 19,8–22,15%, respectivamente), o óleo
proveniente dos Estados Unidos da América, Índia e Aruba foram ricos em 1,8-cineol e
sabineno (38, 71 e 19,91%; 35,3 e 15,05%; 35,9 e 12,0%), o óleo proveniente da
Amazônia brasileira foi rico em 1,8-cineol e α-pinene (37 e 18,7%) e o óleo proveniente
do nordeste brasileiro foi rico em 1,8-cineol (30,88%).
Azevedo et al. (2002) analisaram o OE de 9 populações de H. suaveolens
provenientes do estado de Goiás e Minas Gerais, bioma de Cerrado, assim como a
população estudada no presente trabalho. Sesquiterpenos oxigenados foram as
substâncias presentes em maior proporção na maioria das populações estudadas (7,42–
54,78%). Os autores observaram diferenças significativas na composição dos
constituintes majoritários. Duas populações (provenientes de Frutal e Goiânia) foram
compostas pelos mesmos constituintes majoritários, as substâncias 1,8-cineol (20,4% e
27,6%), espatulenol (22,4% e 9,25%) e sabineno (13,74% e 15,67%). No entanto, as
populações provenientes de duas localidades de Uruaçu foram ricas em (E)-cariofileno
(15,34% e 19,16%), espatulenol (18,45% e 16,23%) e óxido de cariofileno (11,43% e
8,54%). Assim, o OE da espécie H. suaveolens do presente estudo possui composição
69
majoritária similar à composição das populações estudadas por Azevedo e
colaboradores (2002).
Moreira et al. (2010) analisaram o óleo das folhas de H. suaveolens proveniente
de um centro de cultivo experimental pertencente a Universidade Federal da Paraíba.
Quase metade do óleo foi composto por 1,8-cineol (47,6%), que também foi encontrado
em concentração relevante no óleo das flores de H. suaveolens do presente trabalho,
rico em 17,7% desta substância.
O óleo das folhas da espécie H. lythroides foi composto por 57,6% de
substâncias sesquiterpênicas, das quais 34,5% sesquiterpenos hidrocarbônicos (Figura
20). Seus constituintes mais abundantes foram espatulenol mais óxido de cariofileno
(14,5%), β-pineno (12,1%), biciclogermacreno (11,9%) e germacreno D (8%). Estes
compostos também foram encontrados em concentrações importantes em outras
espécies do gênero. O óleo da espécie H. villosa, analisado no presente trabalho,
conteve 6,% de biciclogermacreno e quantidade considerável de espatulenol (17,3%).
Esta substância foi encontrada em todos os óleos analisados. O composto β-pineno
também esteve presente em concentração apreciável no óleo das flores da espécie H.
suaveolens (6,9%). O óleo das folhas e caule da espécie H. spicigera, proveniente de
uma população de João Pinheiro (MG) foi composto por 18,3% de β-pineno
(TAKAYAMA et al., (2011).
Tabela 5. Composição química do OE das espécies de Hyptis.
Pico IRL calc. IRL lit Substância H.
lythroides
H.
suaveolens
H.
villosa
flores folhas
1 923 926 tricicleno 0,4 - - -
2 930 931 α-tujeno 5,8 0,5 tr tr
3 931 932 α-pineno - 2,1 0,2 -
4 945 951 α-fencheno 0,3 - - -
5 951 957 tuja-2,4(10)-dieno 0,1 - - -
6 970 976 sabineno 0,1 25,9 3,9 0,4
7 974 980 β-pineno 12,1 6,9 - -
8 974 979 1-octen-3-ol - - 1,0 -
9 987 991 mirceno 0,9 0,9 0,5 -
10 992 993 3-octanol 0,3 0,1 0,3 -
11 1004 1006 α-felandreno 0,1 0,7 0,2 -
12 1008 1004 p-menta-1(7),8-dieno - 0,2 - -
13 1014 1018 α-terpineno 0,1 0,9 0,3 -
70
14 1021 1022 p-cimeno 0,1 0,6 0,2 -
15 1025 1031 limoneno 0,1 5,3 - 0,6
16 1026 1030 β-felandreno - - 1,9 -
17 1028 1031 1,8-cineol 1,9 17,7 4,8 -
18 1043 1040 (E)-β-ocimeno - tr tr -
19 1054 1062 γ-terpineno 0,2 1,6 0,5 -
20 1063 1070 hidrato de (Z)-sabineno 0,1 0,3 0,3 -
21 1085 1088 para-menta-2,4(8)-
dieno - 1,8 0,5 -
22 1085 1088 terpinoleno 0,2 - - -
23 1096 1098 hidrato de (E)-sabineno - 0,1 0,4 -
24 1097 1098 linalol 0,6 - - -
25 1118 1122 (Z)-para-ment-2-en-1-
ol - 0,1 0,2 -
26 1123 1125 α-canfolenal 0,1 - - -
27 1135 1139 (E)-pinocarveol 0,3 - - -
28 1135 1141 (E)-para-ment-2-en-1-
ol - tr 0,2 -
29 1138 1140 (Z)-verbenol tr - - -
30 1141 1138 (Z)-para-ment-2,8-
dien-1-ol 0,4 - - -
31 1142 1145 ipsdienol - tr tr -
32 1159 1165 pinocarvona 0,3 - - -
33 1162 1165 borneol 0,6 - - -
34 1163 1166 δ-terpineol - tr 0,2 -
35 1170 1173 (E)-pinocamfona 0,6 - - -
36 1173 1174 terpin-4-ol 0,2 4,9 3,0 -
37 1182 1180 meta-cimen-8-ol - 0,3 tr -
38 1187 1189 α-terpineol 0,6 0,4 1,6 -
39 1192 1196 (E)-piperitol - 0,1 0,1 -
40 1193 1193 mirtenal 0,1 - - -
41 1204 1208 (E)-piperitol - 0,1 tr -
42 1206 1205 verbenona tr - - -
43 1214 1221 hidrato de (Z)-acetato
de sabineno - - tr -
44 1229 1285 bornil acetato tr - tr -
45 1294 1291 (E)-sabinil acetato tr - tr -
46 1332 1339 δ-elemeno tr tr tr -
47 1334 1330 (E)-piperitol acetato - - - 0,2
48 1345 1351 α-cubebeno - - 0,1 -
49 1353 1359 eugenol - - tr -
50 1362 1368 ciclosativeno tr - tr -
51 1367 1372 α-ylangeno 0,5 - tr -
52 1371 1376 α-copaeno 0,7 tr 3,8 2,1
71
53 1380 1384 α-bourboneno 2,3 - - 0,3
54 1385 1390 β-cubebeno 0,3 - tr
55 1387 1389 β-elemeno 0,6 0,6 0,9 1,6
56 1387 1388 β-bourboneno - 0,9 3,1 1,8
57 1401 1406 metil-eugenol - - 0,1 -
58 1404 1409 α-gurjuneno 0,3 - tr -
59 1416
α-selineno 2,2 - - -
60 1416 1419 (E)-cariofileno - 3,8 7,3 2,8
61 1424 1418 β-cedreno 0,5 0,2 0,7 -
62 1425 1421 β-ylangeno - - - 1,2
63 1428 1432 β-gurjuneno 0,6 - - 2,7
64 1431 1436 α-(E)-bergamoteno 0,1 - 0,1 -
65 1433 1440 α-guaieno - tr 0,2 -
66 1439 1431 β-copaeno 0,2 - - -
67 1439 1441 aromadendreno - tr 0,4 -
68 1449 1454 α-humuleno 2,1 0,2 1,0 1,8
69 1452 1457 (E)-β-farneseno - - 0,3 -
70 1455 1460 seicheleno 1,0 - - -
71 1456 1454 (E)-muurola-3,5-dieno - tr 0,4 -
72 1457 1460 allo-aromadendreno - tr 0,3 1,5
73 1461 1462 (Z)-muurola-4(14),5-
dieno 0,2 0,1 tr -
74 1478 1480 γ-muuroleno 0,9 5,2 5,6 4,7
75 1476 1480 germacreno d 8,0 - - -
76 1481 1490 β-selineno - 0,5 1,1 -
77 1486 1490 (Z)-β-guaieno tr - - -
78 1492 1494 biciclogermacreno 11,9 7,2 10,2 6,2
79 1495 1499 α-muuroleno tr - - -
80 1497 1500 (E)-β-guaieno - - - 1,2
81 1499 1509 germacreno a - 0,6 1,7 -
82 1511 1513 γ-cadineno 0,7 tr 0,9 4,9
83 1514 1514 7-epi-α-selineno - - - tr
84 1518 1521 (E)-calameneno - 0,2 tr -
85 1520 1524 δ-cadineno 1,4 - - 1,2
86 1524 1528 kessano - - - 9,1
87 1527 1532 cadina-1,4-dieno tr - - -
88 1527 1532 citronelil butanoato - tr 0,4 -
89 1532 1538 α-cadineno tr - - -
90 1535 1533 (Z)-nerolidol - - - 1,0
91 1544 1550 elemol tr - - -
92 1551 1552 silfiperfol-5-en-3-ona b tr - - -
72
93 1553 1556 germacreno B - - - 2,0
94 1561 1565 ledol tr - - -
95 1561 1569 longipinanol - 0,1 0,5 -
96 1564 1563 (E)-nerolidol - - - 0,9
97 1572 1578 espatulenol 14,5
3,4 20,9
17,3
98 1577 1583 óxido de cariofileneo 0,2 -
99 1580 1590 globulol - - - 3,5
100 1586 1588 hidrato de (E)-
sesquisabineno 8,6 - - -
101 1588 1592 viridiflorol - tr 1,3 2,8
102 1592 1606 carotol tr - - -
103 1597 1602 kusimono tr - - -
104 1599 1603 rosifoliol - - - 1,9
105 1603 1606 humulene epóxido ii tr tr tr 2,4
106 1612 1614 1,10-di-epi-cubenol - tr tr 0,4
107 1622 1627 1-epi-cubenol tr - - 1,1
108 1626 1621 isolongifonal-7-alfa-ol tr - - -
109 1632 1629 (E)-isolongifolanona tr - - -
110 1640 1642 cubenol tr - - -
111 1643 1640 epi-α-cadinol tr 0,5 4,9 8,9
112 1641 1646 α-muurolol - tr tr -
113 1648 1641 epi-α-muurolol tr - - -
114 1652 1654 α-cadinol - 0,7 3,8 5,2
115 1684 1680 kusinol - - 1,4 2,3
116 1688 1685 5-neo-cedranol - - 2,2
117 1699 1695 β-sinensal tr - -
118 1844 1841 acetato de eudesm-
7(11)-en-4-ol - - tr
119 2004 1945 rimueno - tr 0,4 -
120 2050 2051 abietatrieno - tr 0,1 -
121 2314 2276 13-isopropil-
podocarpa-6,13-dieno - 1,4 -
Total identificado 84,2 95,9 93,6 96,2
monoterpenos hidrocarbônicos 20,5 47,4 8,2 1,0
monoterpenos oxigenados 5,8 24,0 10,8 0,2
sesquiterpenos hidrocarbônicos 34,5 19,5 38,1 36,0
sesquiterpenos oxigenados 23,1 4,9 32,8 59,0
outros 0,3 0,1 3,7
tr: substâncias em nível traço aIRL calc.: Índice de Retenção Linear
experimental bIRL lit: Índice de Retenção Linear
experimental
73
5.1.3. OE das espécies do gênero Lippia
As folhas da espécie Lippia stachyoides var. martiana continham 49,1% de
umidade, conteúdo de umidade semelhante ao contido em suas flores (49,2%). A
espécie L. origanoides apresentou 50% de umidade, enquanto a espécie L. rotundifolia
Cham continha o maior conteúdo de umidade, 61,8% de seu peso correspondeu a
umidade.
Os OE provenientes da espécie L. stachyoides var. martiana resultaram no maior
rendimento dentre as espécies de Lippia estudadas, sendo que o óleo de suas flores
obteve o maior valor percentual (3,1%) referente à massa vegetal seca destilada,
enquanto o óleo das folhas apresentou rendimento de 1,2%. O OE das partes aéreas da
espécie L. origanoides rendeu 0,6% referente a massa seca. O OE da espécie L.
lacunosa resultou em 0,6% de rendimento relativo à massa vegetal seca (Tabela 6).
Tabela 6. Rendimento do OE e umidade das espécies de Lippia
Espécie Umidade Rendimento do óleo
(%)
Lippia rotundifolia 61,8% 0,5
Lippia stachyoides var.
martiana
Folhas 49,1% 1,2
flores 49,2% 3,1
Lippia Origanoides 50,0% 0,6
Lippia lacunosa - 0,6
As substâncias identificadas nos OE das espécies Lippia analisados estão
listados na Tabela 7. Ao todo foram identificadas 108 substâncias voláteis nos OE de
espécies Lippia. As substâncias das classes monoterpenos e sesquiterpenos são a
maioria em todos os óleos analisados. No entanto, houve a presença de substâncias
derivadas de ácidos graxos e um benzenóide. Os óleos das espécies L. stachyoides var.
martiana e L. origanoides foram dominados por sesquiterpenoides, enquanto o óleo da
espécie L. rotundifolia foi predominante em monoterpenos.
No óleo das flores da espécie L. stachyoides var. martiana foram identificados
57 compostos, correspondendo a 96,7% do óleo, enquanto no óleo das folhas foram
74
identificados 41 substâncias (97,7% do óleo). Os óleos provenientes das folhas e flores
foram ricos em (E)-nerolidol (15,6, e 16,4%, respectivamente), δ-cadineno (15,8 e
18,5%), espatulenol (8,1 e 16,4%), óxido de cariofileno (6,6 e 7%) e cubebol (8,5 e
7,4%). Como pode ser visto nos cromatogramas dos óleos desta espécie (Figura 22), o
perfil cromatográfico dos óleos dos diferentes órgãos foi similar, com composição
predominantemente sesquiterpênica (83% nas flores e 94,9% nas folhas). Embora os
óleos compartilhem os mesmos componentes majoritários, houve diferença na
composição percentual dos componentes e 16 substâncias a menos no óleo das folhas.
Leitão et al. (2008) analisaram os OE de flores e folhas de duas espécies de
Lippia, L. lacunosa e L. rotundifolia e observaram que embora os compostos
majoritários tenham sido similares nos dois órgãos das plantas, houve diferença em sua
composição química total, assim como nos óleos dos diferentes órgãos estudados no
presente trabalho. Zoghbi et al. (2002) compararam os OE das folhas e flores de L.
lupulina e concluíram que sua composição química e rendimento foi completamente
distinguível.
Figura 22. Cromatograma de íons totais do OE das folhas (a) e das flores (b) de
L. stachyoides var. martiana
Considerando as sinonímias da espécie L. stachyoides (L. martiana f. campestris
Moldenke, L. nepetacea Schauer, L. pohliana Schauer, L. pohliana var.
75
longibracteolata Moldenke) de acordo com recente estudo (O’LEARY et al., 2012) foi
encontrado somente um trabalho relativo ao estudo do OE desta espécie. Silva et al.
(2010) descreveram o OE das folhas de uma população encontrada na Serra do Cipó,
estado de Minas Gerais. Ao contrário dos óleos analisados no presente trabalho, Silva et
al. (2010) relataram um óleo rico em monoterpenos (variando de 60 a 68%,
principalmente α-pineno). Os sesquiterpenos majoritários presentes no óleo de Minas
Gerais foram (E)-cariofileno (15,8%), δ-cadineno (3,0%) e óxido de cariofileno (3,8%).
Singulani et al. (2012) também estudaram os voláteis da espécie Lippia
stachyoides. No entanto, este trabalho não trata dos voláteis do óleo essencial, mas sim
dos voláteis de fração extraída com solvente orgânico. Os autores transferiram 3g de
folhas da espécie para um tubo de Falcon®
contendo 30 mL de etanol. A mistura foi
mantida por uma semana em temperatura ambiente. Após este período, o extrato foi
filtrado e misturado a uma quantidade equivalente de água destilada. Em seguida, a
mistura foi particionada com hexano. A fração hexânica foi analisada em CG/EM. A
fração hexânica apresentou uma composição percentual de sesquiterpenos expressiva
(44,1%), sendo os seguintes compostos majoritários: α-copaeno (10,6%), (E)-
cariofileno (20,4%) e δ-cadineno (6,9%), estando este último composto presente em
quantidades expressivas tanto no óleo das flores, quanto no óleo das folhas da espécie
relatada neste trabalho (15,8 e 18,5%, respectivamente).
A espécie L. rotundifolia exibiu o OE com o menor número de compostos dentre
os analisados. Foram identificados 17 compostos voláteis, compreendendo 92,2% do
óleo, sendo que 62,6% do óleo correspondeu a um único composto, o monoterpeno
oxigenado linalol. O seu perfil cromatográfico pode ser visto na Figura 23. Esta
composição é consideravelmente distinta da composição química do óleo do material
vegetal analisado por Leitão et al. (2008). No entanto, o óleo estudado foi proveniente
de planta cultivada no campus da Universidade Federal de Juiz de Fora, um clone
introduzido a partir de planta originária de Diamantina, estado de Minas Gerais.
76
Figura 23. Cromatograma de íons totais do OE das folhas de L. rotundifolia
O óleo das folhas analisado por Leitão et al. (2008) rendeu 0,38%, enquanto que
o óleo das folhas analisado neste trabalho rendeu 0,6%. Assim como o óleo da
população relatada no presente trabalho, o óleo relatado por Leitão et al. (2008) foi rico
em monoterpenos (52,5% do óleo). Contudo, os constituintes majoritários foram
distintos, sendo a substância mirtenal (16,7%) presente em maior proporção, seguida
das substâncias β-elemeno (10,9%) e (E)-cariofileno (7,9%). A substância linalol,
presente em grande proporção (62,6%) no óleo relatado do presente estudo não estava
presente no óleo das folhas, nem no óleo das flores da população analisada por Leitão et
al. (2008).
Assim como na população estudada no presente trabalho, a substância linalol foi
encontrada em alta concentração na espécie L. adoensis, tanto no óleo das folhas (81,3%
do óleo), quanto das flores (94,56%). O óleo foi proveniente de uma população do
estado de Oyo, Nigéria. Neste estudo, 14 compostos foram identificados (ELAKOVICH
& OGUNTIMEIN, 1987). O OE da espécie L. multiflora Moldenke proveniente de
Ghana também apresentou quantidade expressiva de linalol (29%) (FOLASHADE &
OMOREGIE, 2012).
Em um recente estudo, Singulani et al. (2012) analisaram a composição volátil
de 16 espécies do gênero Lippia, extraídas com solvente orgânico (hexano). A
substância linalol estava contida em 50% das espécies analisadas.
O OE das folhas da espécie L. origanoides foi composto quase exclusivamente
por sesquiterpenos (97% do óleo), sendo 79,8% sesquiterpenos hidrocarbônicos. Foram
77
identificadas 51 substâncias, totalizando 98,7% do óleo, sendo (E)-cariofileno (27,8%),
α-humulene (18,3%), biciclogermacreno (15,9%), γ-muuroleno (7,5%), os majoritários.
O perfil cromatográfico do óleo essencial das folhas de L. origanoides é mostrado na
Figura 24. Uma fotografia da espécie é mostrada na Figura 25.
Figura 24. Cromatograma de íons totais do OE das folhas de L. origanoides
Em contraste com os resultados do OE da espécie L. origanoides do presente
trabalho, Oliveira et al. (2007) estudaram o OE das partes aéreas de uma população
proveniente de uma especimen cultivada na cidade de Oriximiná, estado do Pará. O óleo
foi rico em monoterpenos oxigenados (66,0%) e apresentou somente 9% de
sesquiterpenos hidrocarbônicos. Os constituintes majoritários entre os monoterpenos
foram carvacrol (38,6%) e timol (18,5%), p-cimeno (10,3%).
Figura 25. Espécie Lippia origanoides (Crédito: Roberto F. Vieira)
10.00 20.00 30.00 40.00 50.00 60.00 70.000
200000
400000
600000
800000
1000000
1200000
1400000
1600000
Time-->
AbundanceTIC: RFV_2420.D
78
No OE da espécie L. lacunosa foram identificados 61 compostos, totalizando
96,6% do óleo. O óleo foi composto por quantidades quase equivalentes de
sesquiterpenos (49,8%) e monoterpenos (45,8%) como pode ser visto em seu perfil
cromatográfico na Figura 26. Sabineno (10,8%), linalol (27,5%), β-elemeno (9,0%), γ-
Muuroleno (7,4%), germacreno A (7,0%) e biciclogermacreno (6,5%) foram os
compostos presentes em maior concentração. A Figura 27 mostra uma fotografia da
espécie.
Figura 26. Cromatograma de íons totais do OE das folhas de L. lacunosa
Figura 27. Espécie L. lacunosa (Crédito: Roberto F. Vieira)
10.00 20.00 30.00 40.00 50.00 60.00 70.000
100000
200000
300000
400000
500000
600000
700000
800000
900000
1000000
1100000
1200000
1300000
1400000
Time-->
AbundanceTIC: RFV_2426.D
79
Leitão et al. (2008) relataram o OE de L. lacunosa proveniente de uma espécime
cultivada do Campus da Universidade Federal de Lavras. O óleo das folhas mostrou-se
rico em monterpenos (88,3%), sendo a mircenona o componente principal tanto das
folhas (64,2%), quanto das flores (45,2%).
Em geral, os resultados encontrados no presente trabalho estão de acordo com
estudos previamente relatados (PASCUAL et al., 2001; TERBLANCHÉ &
KORNELIUS, 1996), que mostraram alta variabilidade da composição química de óleos
OE em Lippia spp.
Tabela 7. Composição química dos óleos das espécies do gênero Lippia
pico Substância IRL
a
lit.
IRLb
cal.
L. stachyoides L.
rotundifolia
L.
origanoides
L.
lacunosa flores folhas
% %
1 tricicleno 926 925 tr - - 0,2 -
2 α-tujeno 930 926 - - - - 0,4
3 α-pineno 932 932 2,5 tr - - 0,6
4 α-fencheno 951 945 - - - tr tr
5 canfeno 946 947 0,8 tr - - -
6 sabineno 969 972 0,7 tr - tr 10,8
7 β-pineno 974 976 1,8 0,1 - 0,1 tr
8 mirceno 991 989 0,6 0,1 - tr 0,5
9 α-felandreno 1002 1006 0,9 0,6 - - 0,1
10 α-terpineno 1018 1015 0,2 - - - 0,1
11 para-cimeno 1022 1023 0,3 0,3 - tr 0,5
12 limoneno 1029 1027 0,6 0,4 - 0,2 0,5
13 1,8-cineol 1031 1029 0,9 0,4 - - 0,2
14 (Z)-β-ocimeno 1040 1035 0,5 - 1,1 0,3 tr
15 (E)-β-ocimeno 1040 1043 - - - tr 0,3
16 γ-terpineno 1062 1056 0,4 - - tr 0,2
17 hidrato de (Z)-
sabineno 1060 1063 - - - - 0,2
18 acetofenona 1065 1064 0,2 0,1 - - -
19 (E)-óxido de
linalol 1085 1085 - - - tr 0,1
20 terpinoleno 1089 1085 - - - - tr
21 linalol 1097 1099 0,8 0,4 62,6 0,6 27,5
22 (E)-tujona 1114 1114 - - - - tr
23 (Z)-para-ment-2-
en-1-ol 1122 1118 - - - - 0,4
24 α-canfolenal 1125 1124 0,3 - - - 0,2
25 (E)-pinocarveol 1139 1136 0,4 0,1 - - -
26 (E)-verbenol 1141 1139 0,8 0,2 - - 0,2
27 (Z)-crisantenol 1164 1159 - - - - tr
80
28 pinocarvona 1165 1160 0,2 - - - -
29 isoborneol 1156 1163 0,3 - - - -
30 terpin-4-ol 1174 1175 0,4 0,1 - 0,1 1,8
31 meta-cimen-8-ol 1180 1182 - - - - tr
32 α-terpineol 1189 1187 - - - - tr
33 salicilato de
metila 1190 1191 - - - tr -
34 mirtenal 1196 1193 - - - - 1,0
35 butirato de (E)-2-
hexenila 1194 1193 - - 0,3 - -
36 verbenona 1204 1207 0,3 - - - 0,5
37
4,5-epoxi-1-
isopropil-4-metil-
1-ciclohexeno
1207 1212 - - 1,1 - -
38 cumin aldeído 1242 1236 - - - - tr
39 acetato de bornila 1285 1282 - - - tr -
40 acetato de (E)-
sabinila 1291 1294 - - - tr -
41 δ-elemeno 1339 1332 - - - 0,1 0,2
42 α-cubebeno 1351 1347 0,1 tr - 0,2 tr
43 ciclosativeno
1368 1362 - - - tr -
44 α-ylangeno 1372 1367 - - - tr 0,3
45 α-copaeno 1377 1373 0,9 0,1 - 1,4 -
46 β-bourboneno 1384 1382 tr - 1,3 0,6 0,3
47 β-cubebeno 1387 1390 - 0,2 - 0,1 0,2
48 isolongifoleno 1390 1387 0,2 - - - -
49 β-elemeno 1389 1389 0,4 - - - 9,0
50 longifoleno 1408 1404 - - - - 0,1
51 α-gurjuneno 1409 1406 tr - - 0,3 -
53 (E)-cariofileno 1419 1416 2,0 0,8 4,1 27,8 2,7
54 β-cedreno 1418 1424 - - - 0,7 -
55 α-(E)-
bergamoteno 1436 1431 - - - 0,1 -
56 α-guaieno 1440 1433 - - - - 0,2
57 β-gurjuneno 1432 1434 - - - 0,4 -
58 aromadendreno 1439 - - 0,1 0,3 - 0,1
59 α-humuleno 1452 1450 1,3 0,9 0,4 18,3 0,7
60 seicheleno 1460 1455 - - - 2,5 -
61 allo-
aromadendreno 1458 1457 tr - 0,7 - 0,8
62 γ-gurjuneno 1477 1472 - - - - 0,7
63 (E)-cadina-1(6),4-
dieno 1477 1472 tr - - 0,6 tr
66 γ-muuroleno 1480 1476 tr - 6,8 7,5 7,4
64 2-metilbutanoato
fenil eteil 1487 1483 - - - tr -
65 γ-himachaleno 1483 1481 - - - - 1,4
81
67 (Z)-β-guaieno 1490 1488 0,4 0,2 - 0,2 -
68 epi-cubebol 1493 1492 5,0 2,0 - - -
69 biciclogermacreno 1494 1493 tr - 6,8 15,9 6,5
70 α-muuroleno 1499 1497 1,4 0,7 0,2 0,4 tr
71 germacreno A 1503 1501 1,4 - - - 7,0
72 γ-cadineno 1513 1508 - - - 0,2 -
73 cubebol 1514 1513 8,5 7,4 - - tr
74 δ-cadineno 1524 1521 15,8 18,5 0,2 2,3 0,5
75 cadina-1,4-dieno 1532 1529 0,4 - - 0,1 -
76 α-cadineno 1538 1532 - - - 0,1 -
77 α-calacoreno 1542 1540 tr - - -
78 elemol 1549 1547 tr 0,6 - tr
79 germacreno B 1556 1551 - - - - 0,6
80 (E)-nerolidol 1561 1562 15,6 16,4 1,0 -
81 ledol 1565 1563 - - - 0,2 -
82 espatulenol 1577 1575 8,1 16,4 3,6
5,8
4,0
83 óxido de
cariofileno 1582 1580 6,6 7,8 - -
84 globulol 1585 1580 - - - - tr
85 carotol 1594 1586 - - - - 0,2
86 viridiflorol 1590 1589 1,0 1,5 - 3,6 0,2
87 guaiol 1595 1595 tr tr - - -
88 longiborneol 1599 1597 - - - 1,0 -
89 (E)-β-elemenona 1600 1600 tr tr - - -
90 sesquituriferol 1605 1602 - - - - 0,4
91 epóxido de
humulene II 1608 1603 - - - 1,0 -
92 1,10-di-epi-
cubenol 1612 1608 - - - 0,3 -
93 1-epi-cubenol 1627 1626 2,5 tr - 0,5 -
94 γ-eudesmol 1630 1629 tr tr - - -
95 isoespatulenol 1635 1639 - - 2,1 - -
96 epi-α-cadinol 1638 1640 3,6 4,8 1,0 2,1
1,3
97 cubenol 1640 1642 - - - -
98 α-muurolol 1642 1644 2,2 2,2 - - 0,8
99 epi-α-muurolol 1641 1648 - - - 1,0 -
100 β-eudesmol 1649 1650 - 4,0 - - -
101 -cadinol 1652 1652 3,4 4,0 - - 1,2
102 14-oh-9-epi-(E)-
cariofileno 1661 1660 - - - - 2,2
103 eudesma-4(15),7-
dien-1-β-ol 1688 1680 - - - - 0,5
104 β-sinensal 1695 1699 - - - 1,7 -
105 (Z,Z)-farnesol 1713 1712 0,8 2,3 - - -
106 isolongifolol 1717 1724 0,4 0,5 - - -
107 (E,Z)-farnesol 1742 1740 1,1 3,5 - - -
108 acetato de (Z)-α- 1796 1796 - - - 0,2 -
82
(E)-bergamotol
Total identificado: 97,0 97,7 93,0 98,5 95,2
Monoterpenos hidrocarbonetos
Monoterpenos oxigenados
Sesquiterpenos hidrocarbonetos
Sesquiterpenos oxigenados
Outros
9,3 1,5 1,1 0,8 14,0
4,1 1,2 62,6 0,7 31,8
24,3 21,5 20,8 79,8 39,0
58,8 73,4 7,7 17,2 10,8
0,2 0,1 1,4 0,2
5.2. Resultados dos testes da metodologia headspace dinâmico com adsorvente
Porapak Q®
Adaptação do dispositivo headspace dinâmico
A extração de voláteis florais por headspace dinâmico envolve, em geral, a
utilização de dispositivos de alto preço. As grandes empresas da perfumaria, com a
Givaudan, por exemplo, utilizam dispositivos que variam em média de R$ 2.000 a R$
4.000, considerando a bomba de ar, saco Tedlar bag e outros acessórios, enquanto que a
adaptação do dispositivo utilizado neste trabalho custou por volta de R$ 30,0. Os altos
preços dos dispositivos comerciais podem dificultar a utilização desta técnica por
laboratórios de pesquisas que disponham de pouca verba, especialmente no caso em que
extrações múltiplas se tornem necessárias, onde haverá a necessidade de mais
equipamentos e, portanto, tornando a extração ainda mais custosa. A Figura 28 mostra
bombas de ar comerciais comumente empregados por grandes companhias e a bomba de
aquário utilizada no presente trabalho.
a b c
83
Figura 28. Bombas de ar utilizadas para headspace dinâmico. (a) bomba de ar Low
Flow Sample Pump 222 Series da empresa SKC Inc. (b) bomba de ar LFS-113 Low
Flow Personal Air Sampling Pump da empresa Sensidyne. (c) bomba de ar Marina®
fabricada para uso em aquário e utilizada para extração por HS dinâmico no presente
trabalho (Kaiser, 2000.; Joulain, 2008).
Além da bomba de ar, o balão no qual a flor é colocada durante a extração
também é outra parte do dispositivo que o encarece. As empresas utilizam, em geral, um
saco plástico, como o Gas Sampling Bag Tedlar® (Sigma-Aldrich) que custa em média
R$ 350,00, enquanto que o nosso dispositivo utiliza um saco plástico inerte de
polietileno.
5.2.1. Verificação do adsorvente Porapak Q®em laboratório
A captura de voláteis de flores pelo capilar contendo o adsorvente Porapak Q®
se
mostrou útil e eficiente, de acordo com o perfil cromatográfico obtido pela extração dos
voláteis em headspace do OE da espécie Lippia stachyoides var. martiana
(verbenaceae), estudada na presente dissertação.
O OE das flores desta espécie mostrou-se rico em mono e sesquiterpenos, além
de outras classes de compostos minoritárias. Este óleo foi escolhido por apresentar uma
composição química semelhante a composição do headspace comumente encontrado
em flores. Os perfis cromatográficos obtidos da injeção da solução 1% do óleo e dos
voláteis headspace do OE foram essencialmente semelhantes (Figura 29).
84
Figura 29. Perfis cromatográficos dos voláteis das flores da espécie Lippia stachyoides
var. martiana Salimena & Múlgura (Verbenaceae). (A) Obtido dos voláteis headspace a
partir de 1µL da solução 1% do óleo essencial. (B) Obtido da injeção de 1µL da solução
1% do óleo essencial.
5.2.2. Verificação da metodologia in situ: Zizyphus mauritiana Lam. (Rhamnaceae)
A extração dos voláteis das flores da espécie Zizyphus mauritiana Lam.
(Rhamnaceae) por headspace dinâmico com adsorvente Porapak Q® resultou em 19
compostos identificados (Tabela 8). O perfil cromatográfico pode ser visto na Figura
29A. A composição química obtida por esta técnica diferiu da composição química
obtida por HS-SPME realizada por Alves et al. (2005). No entanto, o composto
responsável pelo seu reconhecido odor fétido (3-metil-indol) foi extraído e identificado.
5.2.3.Volume de solvente para eluição
Em geral, os pesquisadores que utilizam headspace dinâmico para extração de
odor floral fazem uso de grandes quantidades de adsorvente, variando de 100 a 200 mg,
e de volumes de solventes que variam de 2 a 3 mL para a eluição dos voláteis
capturados. No entanto, como os voláteis estão presentes em baixa concentração, o
volume de solvente utilizado para eluição é concentrado a 70 µL sob fluxo de
nitrogênio, de modo que os voláteis estejam numa concentração acima do limite de
detecção do cromatógrafo. No entanto, a concentração é uma das etapas de maior perda
de analitos neste método de extração, podendo chegar a 48%, segundo Raguso e
Pellmyr (1998).
A Figura 29A mostra o perfil cromatográfico da primeira eluição da extração do
período entre 11-13h (o adsorvente foi eluído com 60 µL). Já a Figura 29B mostra o
perfil cromatográfico da segunda eluição da mesma extração, realizada com 30 µL. A
segunda eluição teve o objetivo de verificar se o volume inicial utilizado conseguiu
recuperar todos os analitos de forma adequada à analise cromatográfica. Na segunda
eluição foi possível identificar somente os 3 compostos presentes em maior abundância
(α-pineno, para-metil-anisol e (E)-β-ocimeno). Assim, optou-se por utilizar 70 µL
como volume padrão para eluição, ao invés dos 60 iniciais ou mesmo 90 µL (a soma
dos dois volumes utilizados nos testes), uma vez que a utilização de 90 µL poderia
85
dificultar, ou mesmo, impossibilitar a identificação de compostos em baixa
concentração.
A Figura 29A mostra o perfil cromatográfico da extração realizada 11h e 13h. A
Figura 29C mostra o perfil cromatográfico da extração realizada entre 16 e 18 horas. A
primeira extração resultou em 19 compostos identificados, enquanto que a segunda
extração resultou em somente 1 composto identificado. Este resultado está de acordo
com as observações realizadas em relação aos insetos visitantes da espécime, que possui
um maior pico de visitação entre 9h e 13h (observação empírica). O número de insetos
diminui consideravelmente a partir das 15h, o que indica uma diminuição na síntese e
liberação de voláteis florais.
Figura 30. Perfil cromatográfico dos voláteis das flores de Zizyphus mauritiana
extraído por headspace dinâmico com adsorvente Porapak Q®. (A) primeira eluição
(com 60 µL de hexano) da extração realizada entre 11-13h. (B) segunda eluição (com
86
30 µL de hexano) da extração realizada entre 11-13h. (C) extração realizada entre 16-
18h.
Tabela 8. Composição química do headspace das flores da espécie Zizyphus
mauritiana Lam. (Rhamnaceae) extraído por headspace dinâmico
Pico IR calc. IRL Lit. Substância
1 920 920 α-tujeno
2 927 927 α-pineno
3 937 934 canfeno
4 960 961 sabinene
5 980 980 mirceno
6 994 1000 para-methyl-anisole
7 1007 1006 para-cimeno
8 1016 1015 limoneno
9 1025 1031 (Z)-β-ocimeno
10 1035 1040 (E)-β-ocimeno
11 1044 1047 γ-terpineno
12 1046 1051 (Z)-sabineno hidratado
13 1081 1090 (E)-sabineno hidratado
14 1096 1100 6-canfenona
15 1103 1108 3-metil-3-butenil-3-metil butanoato
16 1139 1134 Isoborneol
17 1153 1160 4-terpineol
18 1365 1375 3-metil-indol
19 1403 1404 (Z)-cariofileno
5.2.4. Espécie Chromolaena sp: Chapada dos Veadeiros/Goiás
A Tabela 9 mostra a composição química dos voláteis headspace das flores da
espécie Chromolaena sp. A composição química do headspace das flores da espécie
estudada foi dominada por monoterpenos e sesquiterpenos. Embora as flores estudadas
apresentarem um odor pouco pronunciado, foi possível identificar ao todo 14
compostos, dos quais, seis foram monoterpenos hidrocarbônicos e cinco sesquiterpenos
hidrocarbônicos. Os voláteis estão classificados em 3 grupos majoritários de acordo
com sua origem biossintética, que são, benzenóides, derivados de ácidos graxos e
terpenoides.
87
Figura 31. TIC do headspace das flores Chromolaena sp. extraído por headspace
dinâmico com adsorção em Porapak Q®.
Figura 32. Região ampliada (4-15 min.) do perfil cromatográfico do headspace das
flores Chromolaena sp. extraído por headspace dinâmico com adsorção em Porapak
Q®.
88
Figura 33. Região ampliada (30-43 min.) do perfil cromatográfico do headspace das
flores Chromolaena sp. extraído por headspace dinâmico com adsorção em Porapak
Q®.
Tabela 9. Composição química do headspace das flores da espécie Chromolaena sp.
Pico tR subst. (min.) IR calc. IR Lit. Substância
Monoterpenos
1 10,343 926 930 α-tujeno
2 10,613 932 939 α-pineno
3 12,483 971
ni
4 12,586 973 979 β-pineno
5 13,468 991 991 myrcene
6 15,205 1026 1029 limoneno
7 15,888 1039
ni
8 16,334 1048 1050 (E)-β-ocimeno
9 17,149 1064
ni
Éster
10 19,817 1116 1115 3-metil-3-butenila
isovalerato
benzenóide
11 22,860 1176 1181 naftaleno
sesquiterpenos
12 32,621 1382 1388 β-bourboneno
13 34,148 1416 1419 (E)-cariofileno
14 35,203 1441
ni
15 35,635 1451 1455 α-humuleno
16 36,848 1479 1480 γ-muuroleno
17 37,501 1494 1500 biciclogermacreno
benzenóide
19 40,987 1579 1583 ar-turmerol
ni: não identificado
89
A maioria dos compostos identificados no odor floral de Chromolaena sp são
comuns em amostras headspace de um grande número de angiospermas (KNUDSEN,
TOLLSTEN & BERGSTROM, 1993). No entanto, isovalerato de 3-metil-3-butenila é
uma substância pouco encontrada em odor floral. Este volátil não foi listado, por
exemplo, numa importante revisão de Knudsen, Tollsten e Bergstrom (1993), na qual os
autores fizeram uma compilação das substâncias encontradas no odor de flores extraído
por técnicas headspace.
Na família Asteraceae, a substância isovalerato de 3-metil-3-butenila é relatada
em somente um trabalho. Recentemente, Radulović et al. (2012) analisaram o OE da
espécie Achillea umbellata (Asteraceae) e identificaram vários ésteres, entre os quais o
éster encontrado no headspace floral da espécie do presente estudo.
Isovalerato de 3-metil-3-butenila foi extraído do headspace das flores de duas
espécies do gênero Gentiana, G. Scabra e G. triflora, por HS-SPME com a fibra
DVB/CAR/PDMS (LEE et al., 2010). Na espécie G. triflora, esta substância foi
encontrada em duas diferentes variedades na mesma época do ano, as variedades
Summer Snow e Ashiro-no-Natsu. Cardeal, Silva e Marriott (2006) identificaram 3-
Metil-3-butenil isovalerato no headspace-SPME das espécies Piper nigrum e
Tasmannia lanceolata. Também por meio de HS-SPME, Stashenko et al. (2009)
extrairam esta substância do Headspace das flores frescas da espécie Aristolochia
ringens (Aristolochiaceae).
A substância 3-Metil-3-butenil isovalerato é ligeiramente mais comum em óleo
essencial, sendo encontrado na composição volátil de diferentes famílias. Asuming et
al. (2005) estudaram quatro espécies do gênero Lomatium (Apiaceae), e esta substância
foi encontrada somente na espécie Lomatium dasycarpum. A substância também foi
encontrada no OE das folhas da espécie Juniperus foetidissima (Cupressaceae)
(TUNALIER, KIRIMER & BASER, 2002) e no óleo de Davana (Artemisia pallens),
muito utilizado na perfumaria (COLEMAN, 2007).
A substância ar-turmerol nunca havia sido relatada antes em odor floral extraído
em headspace. Alguns trabalhos que relatam a substância ar-turmerol são relacionados
ao estudo de OE de folhas extraídos por técnicas convencionais, tais como
hidrodestilação. Özcan et al. (2011) encontraram esta substância no OE das folhas de
Phlomis grandiflora (Labiatae). Maggi et al. (2009) identificaram este composto no OE
90
das flores de uma espécie da família Asteraceae (Achillea ligustica). O ar-turmerol
também foi encontrado em outro gênero da família Asteraceae (Tarchonanthus
camphoratus) por Costa et al. (2008). Ajaiyeoba et al. (2008) encontraram ar-turmerol
no OEdo rizoma da espécie Curcuma longa (Zingiberaceae).
Há poucos trabalhos disponíveis na literatura concernentes ao estudo do OE ou
outra matriz volátil de espécies do gênero Chromolaena sxqup., dificultando a
comparação da composição headspace das flores da espécie estudada com outras
espécies de Chromolaena. Das espécies deste gênero, a C. odorata tem sido a mais
estudada, devido, provavelmente, ao seu uso na medicina popular.
A composição química dos voláteis em headspace das flores da espécie aqui
estudada se assemelha à composição química do OE das folhas de uma população da
espécie Chromolaena odorata proveniente do estado de Lagos, Nigéria. O OE das
folhas desta população, estudada por Owolabi et al. (2010), possui oito compostos (α-
pineno, β-pineno, mirceno, limoneno, (E)-β-ocimeno, β-bourboneno, (E)-cariofileno,
α-humuleno) dos quatorze presentes no headspace das flores da espécie do presente
estudo, sendo que as substâncias α-pineno e β-pineno estão presentes em quantidades
expressivas (42,2% e 10,6%, respectivamente).
91
6. Conclusões e perspectivas
A partir das análises químicas da composição volátil das dez espécies vegetais
estudadas é possível concluir que:
1. As espécies dos gêneros Lippia e Hyptis apresentaram grande variedade de
compostos voláteis. Nas espécies do gênero Lippia foram identificadas 108
substâncias, em sua maioria monoterpenos e sesquiterpenos, enquanto nas
espécies do gênero Hyptis foram identificadas 123 substâncias.
2. Os OE das espécies do gênero Lippia resultaram em excelentes rendimentos,
variando de 0,5 a 3,1%.
3. Os OE das espécies L. stachyoides var. martiana e L. Origanoides foram
dominados por sesquiterpenoides (83% - 97%), podendo se tornar matérias
prima para a perfumaria como fixadores em perfumes. O óleo da espécie L.
rotundifolia pode se tornar uma fonte do monoterpeno linalol, substância
presente no óleo em concentração apreciável (62,6%). Este composto é muito
utilizado na perfumaria mundial, sendo a principal substância de vários
perfumes, inclusive o Chanel N° 5® (62,6%). Estes resultados, entretanto, ainda
deverão ser melhor investigados em pesquisas futuras, especialmente quanto a
natureza da estereoisomeria destes compostos. Já o óleo da espécie L. lacunosa
foi rico tanto em monoterpenos, quanto em sesquiterpenos.
4. A composição química do óleo essecial das folhas de M. linearifolia variou
conforme o método de extração empregado, sendo que o maior rendimento do
óleo foi obtido por hidrodestilação (0,27%) do que por arraste à vapor (0,2%). A
técnica de escolha para extração do óleo desta espécie deve levar em conta não
somente o rendimento do óleo, mas também as substâncias de interesse, visto
que a composição variou de acordo com a técnica utilizada.
5. Com exceção do óleo das flores da espécie H. suaveolens, a composição química
de todos os óleos do gênero Hyptis foi predominante em sesquiterpenos,
variando de 57,6% à 95%.
6. O aparato de headspace dinâmico mostrou-se prático e adequado para extração
do odor de flores em campo. A análise do odor das flores da espécie
Chromolaena sp. extraído por headspace dinâmico resultou em 14 compostos
92
identificados, sendo a maioria monterpenos e sesquiterpenos. Já a análise do
odor floral de Z. mauritiana resultou em 19 voláteis.
7. Outra etapa importante que pode facilitar a introdução do óleo destas espécies na
indústria de cosméticos e perfumes é a análise sensorial destes óleos, etapa na
qual uma equipe de pessoas treinadas (chamadas de painelistas) avalia
olfativamente os óleos e os classifica de acordo com a roda de aromas da
perfumaria. Esta etapa está prevista para 2014 e deverá ser realizada no
Laboratório de Análise de Aromas (IQ/UFRJ).
93
7. Referências
ABIHPEC- Associação Brasileira da Indústria de Higiene Pessoal, Perfumaria e Cosméticos.
Panorama do setor. 2011. Disponível no endereço eletrônico:
http://www.abihpec.org.br/category/publicacoes/panorama-do-setor/ Arquivo
consultado em 11 mai 2013.
ACHÉ Laboratórios Farmacêuticos S.A . Aché usa biodiversidade para lançar remédio 100%
brasileiro. Disponível em:
http://www.ache.com.br/PressRoom/News.aspx?NewsId=336. Acesso em: 1/07/2013.
ADAMS, R.P. Identification of Essential Oil Components by Gas Chromatography/Mass
Spectrometry. 4th ed. Allured Publ. Corp., Carol Stream, IL, 2007.
ADORJAN, B.; BUCHBAUER, G. Biological properties of essential oils: an updated review.
Flavour Fragr. J., 25, p. 407–426, 2010.
AJAIYEOBA, E. O.; SAMA, W.; ESSIEN, E. E.; OLAYEMI, J. O.; EKUNDAYO, O.;
WALKER, T. M.; SETZER, W. N. Larvicidal Activity of Turmerone-Rich Essential
Oils of Curcuma longa Leaf and Rhizome from Nigeria on Anopheles gambiae.
Pharmaceutical Biology. v. 46, n. 4, p. 279–282, 2008.
ALARCÓN, l. D.; PEÑA, A. E. GONZALES de C, N.; QUINTERO, A.; MEZA, M.;
USUBILLAGA, A.; VELASCO. Composition and antibacterial activity of the essential
oil of Myrcia fallax (Rich.) DC. from venezuela J. Rev. Soc. Quim. Peru., v. 75, n. 2,
p. 221-227, 2009.
ALVES, R. J. V.; PINTO, A. C.; COSTA, A. V. M.; REZENDE, C. M. Zizyphus mauritiana
Lam. (Rhamnaceae) and the Chemical Composition of its Floral Fecal Odor. J. Braz.
Chem. Soc., v. 16, n. 3B, p. 654-656, 2005.
ALMTORP, G. T.; HAZELL, A. C.; TORSSELL, K. B. G. A lignan and pyrone and other
constituents from Hyptis capitata. Phytochemistry, v. 30, n.8, p. 2753-6, 1991.
ANDERSSON, S. Floral Scent and Butterfly Pollinators. In: DUDAREVA, N; PICHERSKY,
E. (Org.). Biology of floral scent. Boca Raton: CRC Press, 2006. p. 199-217.
ANDRADE, G. S.; GUIMARÃES, A. G.; SANTANA, M. T. SIQUEIRA, R. S.; PASSOS, L.
O.; MACHADO, S. M. F.; RIBEIRO, A. S.; SOBRAL, M.; ALMEIDA, J. R. G. S.
QUINTANS-JÚNIOR, L. J. Phytochemical screening, antinociceptive and anti-infl
ammatory effects of the essential oil of Myrcia pubiflora in mice. Rev. Bras.
Farmacogn. v. 22, n. 1, p. 181-188, 2012.
94
AQUINO NETO, F. R.; NUNES, D. S. S. Cromatografia: Princípios básicos e técnicas
afins. Rio de Janeiro: Editora Interciência, 2003, p. 187.
ASUMING, W. A.; BEAUCHAMP, P. S.; DESCALZO, J. T.; DEV, B, C.; DEV, V.; FROST,
S.; MA, C. W. Essential oil composition of four Lomatium Raf. species and their
chemotaxonomy. Biochemical Systematics and Ecology, v. 33, p. 17–26, 2005.
AZEVEDO, N. R.; CAMPOS, I. F. P.; FERREIRA, H. D.; PORTES, T. A.; SERAPHIN, J. C.;
PAULA, J. R.; SANTOS, S. C.; FERRI, P. H. Essential oil chemotypes in Hyptis
suaveolens from Brazilian Cerrado. Biochemical Systematics and Ecology, v. 30, p.
205–216, 2002.
BABA, G.; LAWAL, A.O.; SHARIFF, H. B. Mosquito Repellent Activity and Phytochemical
Characterization of Essential Oils From Striga hermonthica, Hyptis spicigera and
Ocimum basilicum Leaf Extracts. Br. J. Pharmacol. Toxicol., v. 3, n. 2, p. 43-48, 2012.
BARNES, R. D. .; LAW, L. M.; MACLEOD, A. J. Comparison of some porous polymers as
adsorbents for collection of odour samples and the application of the technique to an
environmental malodour, Analyst, v. 106, p. 412–418, 1981.
BAYDAR, H.; KINECI, H. Scent Composition of Essential Oil, Concrete, Absolute and
Hydrosol from Lavandin (Lavandula x intermedia Emeric ex Loisel.). Jeobp, v. 12, n.
2, p. 131-136, 2009.
BAŞER, K. H. C.; DEMIRCI, F. Chemistry of Essential Oils. In: Berger , R. G. (Org.)
Flavours and Fragrances: Chemistry, Bioprocessing and Sustainability.
Heidelberg: Springer, 2007. p. 43-86.
BEHNKE, K.; EHLTING, B.; TEUBER, M.; BAUERFEIND, M.; LOUIS, S.; HANSCH, R.;
POLLE, A.; BOHLMANN, J.; SCHNITZLER, J. P. Transgenic, non-isoprene emitting
poplars don’t like it hot. Plant J., 51:485-499, 2007.
BERLARDI, P.; PAWLINSZYN, J. B. The application of chemically modified fused silica
fibers in the extraction of organics from water matrix samples and their rapid transfer to
capillary columns, Water Pollution Rev. J. Can. v. 24, p. 179–191, 1989.
BESTMANN, H. J.; WINKLER, L.; HELVERSEN O. V. Headspace analysis of volatile
flower scent Constituents of bat-pollinated plants. Phytochemistry. v. 46. n. 7, p.
1169-1 172, 1997.
BICCHI, C.; CORDERO, C.; LIBERTO, E. SGORBINI, B.; RUBIOLO, P. Headspace
sampling of the volatile fraction of vegetable matrices. J. Chromatogr. A 1184, p.
220–233, 2008.
95
BICCHI, C.; CAGLIERO, C.; RUBIOLO, P. New trends in the analysis of the volatile fraction
of matrices of vegetable origin: a short overview. A review. Flavour Fragr. J.,26, 321–
325, 2011.
BIZZO, H. R.; HOVELL, A. M. C.; REZENDE, C. M. Óleos essenciais no Brasil: aspectos
gerais, desenvolvimento e perspectivas. Quim. Nova, v. 32, n. 3, p. 588-594, 2009.
BLANK, A. F., SOUZA, E. M.; ARRIGONI-BLANK, M. F.; PAULA, J. W. A.; ALVES, P. B.
Maria Bonita: cultivar de manjericão tipo linalol. Pesquisa Agropecuária Brasileira. v.
42, n. 12, p. 1811-1813, 2007.
BOGNINOU-AGBIDINOUKOUN, G. S.; YEDOMONHAN, H.; AVLESSI F.;
SOHOUNHLOUÉ, D.; CHALARD, P.; CHALCHAT, J-C.; DELORT, L.; BILLARD,
H.; CALDEFIE-CHÉZET, F.; FIGUEREDO, G. Volatile oil composition and
antiproliferative activity of Hyptis spicigera Lam against human breast adenocarcinoma
cells MCF-7. Res. J. Chem. Sci., v. 31 n. 1, p 27-31, 2013.
BOTREL, P. P.; PINTO, J. E. B. P.; FIGUEIREDO, F. C.; BERTOLUCCI, S. K. V.; FERRI,
P. H. Teor e composição química do óleo essencial de Hyptis marrubioides Epling
(Lamiaceae) em diferentes genótipos. Rev. Bras. Pl. Med., v.11, n.2, p.164-169, 2009.
BOUTEKEDJIRET, C.; BENTAHAR, F.; BELABBES, R.; BESSIERE, J. M. Extraction of
Rosemary essential oil by steam distillation and hydrodistillation. Flavour Fragr. J., v.
18, p. 481–484, 2003.
BRASIL. Ministério do Meio Ambiente. Relatório técnico de monitoramento do
desmatamento no bioma Cerrado, 2002 a 2008: dados revisados. Brasília: MMA,
2009. 69p. Disponível em: <
http://siscom.ibama.gov.br/monitorabiomas/cerrado/Relatorio%20tecnico_Monitoramen
to%20Desmate_Bioma%20Cerrado_CSR_REV.pdf >. Acesso em: 11 mai 2013.
BRUNKE, E. J.; HAMMERSCHMIDT, F. J.; SCHMAUS, G. The essential oil of Santolina
Chamaecyparissus, Dragoco Report, v. 39, p. 151–166, 1992a.
BRUNKE, E. J.; HAMMERSCHMIDT, F. J.; SCHMAUS, G. DRAGOCO. Report, v. 1, p.
3–31, 1992b.
CÂNDIDO, C. S.; PORTELLA, C. S. A.; LARANJEIRA, B. J.; SILVA, S. S; ARRIAGA, A.
M. C.; SANTIAGO, G. M. P.; GOMES, G. A.; ALMEIDA, P. C. CARVALHO, C. B.
M. Effects of Myrcia ovata Cambess. Essential oil on planktonic growth of
Gastrointestinal microorganisms and biofilm formation of enterococcus faecalis.
Brazilian Journal of Microbiology, v. 41, p. 621-627, 2010.
96
CARDEAL, Z. L.; SILVA, M. D. R. G.; MARRIOTT, P. J. Comprehensive two-dimensional
gas chromatography/mass spectrometric analysis of pepper volatiles. Rapid Commun.
Mass Spectrom., v. 20, p. 2823–2836, 2006.
CERQUEIRA, M. D.; SOUZA-NETA, L. C.; PASSOS, M. G. V. M.; LIMA, E. O.; ROQUE,
N. F.; MARTINS, D.; GUEDES, M. L. S.; CRUZ, F. G. Seasonal Variation and
Antimicrobial Activity of Myrcia myrtifolia Essential Oils. J. Braz. Chem. Soc., v. 18,
n. 5, p. 998-1003, 2007.
CHALCHAT, J.-C.; ÖZCAN, M. M. Comparative essential oil composition of flowers, leaves
and stems of basil (Ocimum basilicum L.) used as herb. Food Chemistry, v. 110, p.
501–503, 2008.
CHANG, C.-H.; YU, T. H.; CHANG, C. Y.; LIU, Y. C. Impacts of Extraction Methods on
Volatile Constituents of Longan Flower. Journal of Food and Drug Analysis, v. 16, n.
3,46-52, 2008.
COLEMAN, W. M.; DUBE, M. F.; ASHRAF-KHORASSANI, M.; TAYLOR, L. T. Isomeric
Enhancement of Davanone from Natural Davana Oil Aided by Supercritical Carbon
Dioxide. J. Agric. Food Chem., v. 55, p. 3037-3043, 2007.
COSTA, R.; ZELLNER, B. A.; CRUPI, M. L.; FINA, M. R.; VALENTINO, M. R.; DUGO, P.;
DUGO, G.; MONDELLO, L. GC–MS, GC–O and enantio–GC investigation of the
essential oil of Tarchonanthus camphoratus L. Flavour Fragr. J. v. 23, p. 40–48, 2008.
CREELMAN, R. A.; MULLET, J. E. Biosynthesis and action of jasmonates in plants. Ann
Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. 48:355-381, 1997.
DELAHUNTY, C. M.; EYRES, G.; DUFOUR, J. Gas chromatography-olfactometry. J. Sep.
Sci., v. 29, p. 2107 – 2125, 2006.
DENNY, E. F. K., Field Distillation of Herbaceous Oils, Denny & McKenzie Associates,
Lilydale, Tasmania 2001.
DETTMER, K.; ENGEWALD, W. Adsorbent materials commonly used in air analysis for
adsorptive enrichment and thermal desorption of volatile organic compounds. Anal
Bioanal Chem. v.373, p. 490–500, 2002.
DOBSON, H. E. M. Relationship between floral fragrance composition and type of pollinator.
In: DUDAREVA, N; PICHERSKY, E. (Org.). Biology of floral scent. Boca Raton:
CRC Press, 2006. p. 147-198.
DODSON, C. A.; HILLS, H. G. Gas chromatography of orchid fragrances. Am. Orchid Soc.
Bull. 35, p. 720–725, 1966.
97
DÖTTERL, S.; WOLFE, L. M.; JÜRGENS, A. Qualitative and quantitative analyses of flower
scent in Silene latifolia. Phytochemistry, v. 66, p. 203–213, 2005.
DUAN, C.; SHEN, Z., WU, D., GUAN, Y. Recent developments in solid-phase
microextraction for on-site sampling and sample preparation. Trends in Analytical
Chemistry, v. 30, n. 10, 1568 – 1574, 2011.
DEWICK, P. M. The biosynthesis of C5–C25 terpenoid compounds. Nat. Prod. Rep., v. 19, p.
181–222, 2002.
EISENREICH, W.; ROHDICH, F.; BACHER, A. Deoxyxylulose phosphate pathway to
terpenoids. TRENDS in Plant Science, v.6, n.2, p. 78-84, 2001.
ELMORE, J. S.; ERBAHDIR, M. A.; MOTTRAM, D. S. Comparison of dynamic headspace
concentration on Tenax with solid phase microextraction for the analysis of aroma
volatiles, J. Agric. Food Chem. V. 45, p. 263–2641, 1997.
ENNAJAR, M.; AFLOULOUS, S.; ROMDHANE, M.; IBRAHIM, H.; CAZAUX, S.;
ABDERRABA, M.; RAIES, A.; BOUAJILA, J. Influence of the process, season, and
origin on volatile composition and antioxidant activity of Juniperus phoenicea l. leaves
essential oils. Journal of Food Science, v. 76, n. 2, 2011.
ELAKOVICH, S. D.; OGUNTIME, B. O. The essential oil of Lippia adoensis leaves and
flowers. Journal of Natural Products. v. 50, n. 3, p. 503-506, 1987.
ESTÉVEZ, J. M.; CANTERO, A.: REINDL, A.; REICHLER, S.; LEÓN, P. 1-Deoxy-D-
xylulose-5-phosphate Synthase, a Limiting Enzyme for Plastidic Isoprenoid
Biosynthesis in Plants. The Journal of Biological Chemistry. V. 276, n. 25, pp.
22901–22909, 2001.
FACEY, P. C.; PORTER, R. B. R.; REESE, P. B.; WILLIAMS, L. A. D. biological activity
and chemical composition of the essential oil from jamaican Hyptis verticillata jacq. J.
Agric. Food Chem. v. 53, p. 4774-4777, 2005.
FALCÃO, D. Q.; MENEZES, F. S. Revisão etnofarmacológica, farmacológica e química do
gênero Hyptis. Rev. Bras. Farm., v. 84, n. 3, 2003.
FERRAZ, J. B. S.; BARATA, L. E. S.; SAMPAIO, P, T. B.; GUIMARÃES, G. P. Perfumes da
floresta amazônica: em busca de uma alternativa sustentável. Cienc. Cult., v. 61, n.3, p.
40-43, 2009.
FOLASHADE, K. O.; OMOREGIE, E. H. Essential oil of Lippia multiflora Moldenke: A
review. Journal of Applied Pharmaceutical Science, v. 2, n. 1, p. 15-23, 2012.
FORMISANO, C.; SENATORE, F.; PORTA, G. D.; SCOGNAMIGLIO, M.; BRUNO, M.;
MAGGIO, A.; ROSSELLI, S.; ZITO, P.; SAJEVA, M. Headspace Volatile
98
Composition of the Flowers of Caralluma europaea N.E.Br. (Apocynaceae). Molecules.
v. 14, p. 4597-4613, 2009.
FORNARI, T.; VICENTE, G.; VÁZQUEZ, E.; GARCÍA-RISCO, M. R.; REGLERO. G.
Isolation of essential oil from different plants and herbs by supercritical fluid extraction.
J. Chromatogr. A, v. 1250, p. 34– 48, 2012.
FRANZ, C. M. Essential oil research: past, present and future. Flavour Fragr. J., v. 25, p.
112–113, 2010.
FUNARI, C. S.; FERRO, V. O. Uso ético da biodiversidade brasileira: necessidade e
oportunidade. Rev. Bras. Farmacogn., v, 15, n. 2, p. 178-182, 2005.
GANG, D. R. Evolution of Flavors and Scents. Annual Review of Plant Biology. V. 56, p.
301-325, 2005.
GAZIM, Z. C.; REZENDE, C. M.; FRAGA, S. R.; DIAS FILHO, B. P.; NAKAMURA, C. V.;
CORTEZ, D. A. G. Analysis of the essential oils from Calendula officinalis growing in
Brazil using three different extraction procedures. Brazilian Journal of
Pharmaceutical Sciences. v. 44, n. 3, jul./set., 2008.
GHOREISHI, S. M.; KAMALI, H.; GHAZIASKAR, H. S.; DADKHAH, H. H. Optimization
of Supercritical Extraction of Linalyl Acetate from Lavender via Box-Behnken Design.
Chem. Eng. Technol. v. 35, n. 9, p. 1641–1648, 2012.
GOMES, S. V. F.; NOGUEIRA, P. C. L.; MORAES, V. R. S. Aspectos químicos e biológicos
do gênero Lippia enfatizando Lippia gracilis Schauer. Ecl. Quím. v. 36 , p. 64-77,
2011.
GOTTLIEB, O. R. & BORIN, M. R. M. B. The diversity of plants. Where is it? Why is it
there? What will it become? Anais da Academia Brasileira de Ciências, v. 66 (Supl. 1
- Parte I), 1994, p. 205-210.
HARMON, A. D. (2002). Solid-Phase Microextraction for the Analysis of Aromas and Flavors.
In: MARSILI, R. (edit.). Flavour, Fragrance and odor analysis. New York: Marcel
Dekker Inc, 2002, p. 75-106.
HUANG, Y.; LI, F.; XIA, Y.; CHEN, K. Scent profiling of Cymbidium ensifolium by electronic
nose. Scientia Horticulturae, v. 128, p. 306–310, 2011.
HUI, Y.h. (Ed.). Handbook of fruit and vegetable flavors. New Jersey: Wiley, 2010, 1095 p.
INDERJIT, VON DAHL C. C.; BALDWIN, I. T. Use ofsilenced plants in allelopathy
bioassays: a novel approach. Planta. 229:569-575, 2009.
JELEŃ, H. H.; MAJCHER, M.; DZIADAS, M. Microextraction techniques in the analysis of
food flavor compounds: A review. Analytica Chimica Acta. v. 738, 13– 26, 2012.
99
JIANG, L; KUBOTA, K. J. Agric.Food Chem. v. 49, p. 1353, 2001.
JOICHI, A.; NAKAMURA, Y.; HAZE, S.; ISHIKAWA, T.; ATOJI, H.; NISHIDA, T.;
SAKURAI, K. Volatile constituents of blue-coloured hybrid tea rose flowers. Flavour
Fragr. J. v. 28, p. 180–187, 2013.
JOULAIN, D. Flower Scents from the Pacific. Chemistry & biodiversity, v. 5, p. 896-909,
2008.
JÜRGENS, A.; BISCHOFF, M.; SAKAI, A. K.;. WELLER, S. G. Floral scent of four
Hawaiian Schiedea species (Caryophyllaceae). Biochemical Systematics and Ecology.
v. 45, p. 194–197, 2012.
INDERJIT, VON DAHL C. C.; BALDWIN, I. T. Use ofsilenced plants in allelopathy
bioassays: a novel approach. Planta. v. 229, p. 569-575, 2009.
KARBAN, R; MARON J. The fitness consequences of interspecific eavesdropping between
plants. Ecology, v. 83, p.1209-1213, 2002.
KARBAN, R.; SHIOJIRI K.; ISHIZAKI, S.; Plant communication – why should plants emit
volatile cues? Journal of Plant Interactions, v. 6, N. 2-3, p. 81-84, 2011.
KAISER, Roman. Scents from rain forests. Chimia. v. 54, n. 6, p. 346-363, 2000
KNUDSEN, J. T; GERSHENZON, J. The Chemical Diversity of Floral Scent. In:
DUDAREVA, N; PICHERSKY, E. (Org.). Biology of floral scent. Boca Raton: CRC
Press, 2006, p. 27-52.
KNUDSEN, J.T.; TOLLSTEN, L.; BERGSTRÖM, G., Floral scents: a checklist of volatile
compounds isolated by head-space techniques, Phytochemistry. v. 33, p. 253, 1993.
KOBAYASHI, K.; ARAI, M.; TANAKA, A.; MATSUYAMA,. S.; HONDA, H.; OHSAWA,
R. Variation in floral scent compounds recognized by honeybees in Brassicaceae crop
species. Breeding Science. v. 62, p. 293–302, 2012.
KONING, S.; JANSSEN, H.; BRINKMAN, U. A. T. Modern Methods of Sample Preparation
for GC Analysis. Chromatographia Supplement, v. 69, p. 33-78, 2009.
KAPLAN, M. A. C.; FIGUEIREDO, M. R. & GOTTLIEB, O. R. 1994. Chemical diversity of
plants from Brazilian Cerrados. Anais da Academia Brasileira de Ciências, v. 66
(Supl. 1 - parte I), 1994, p. 50-55.
KUHNT, M.; RIMPLER, H.; HEINRICH, M. Lignans and other compounds from the Mixe
Indian medicinal plant Hyptis verticillata. Phytochemistry, v. 36, n.2, p. 485-9, 1994.
LACOSTE, E.; CHAUMONT, J. P.; MANDIN, D.; PLUMEL, M.; MATOS, F. J. Ann Pharm
Fr. v. 54, p. 228, 1996.
100
LEE, J.; SUGAWARA, E.; YOKOI, S.; TAKAHATA, Y. Genotypic variation of volatile
compounds from flowers of gentians. Breeding Science, v. 60, p. 9–17, 2010.
LEE, K.H.; LIN, Y.M.; WU, T.S.; ZHANG, De C.; YAMAGISHI, T.; HAYASHI, T.; HALL,
I.H.; CHANG, J.J.; WU, R.Y.; YANG, T.H. Antitumor agents. LXXXVIII. The
cytotoxic principles of Prunella vulgaris, Psychotria serpens, and Hyptis capitata:
ursolic acid and related derivatives. Planta Med., v. 54, n. 4, p. 308-11, 1988.
LEITÃO, S. G.; OLIVEIRA, D. R.; SÜLSEN, V.; MARTINO, V.; BARBOSA, Y. G.; BIZZO,
H. R.; LOPES, D.; VICCINI, L. F.; SALIMENA, F. R. G.; PEIXOTO, P. H. P.;
LEITÃO, G. G. Analysis of the Chemical Composition of the Essential Oils Extracted
from Lippia lacunosaMart. & Schauer and Lippia rotundifolia Cham. (Verbenaceae) by
Gas Chromatography and Gas Chromatography-Mass Spectrometry. J. Braz. Chem.
Soc., v. 19, n. 7, p. 1388-1393, 2008.
LOPES, D.C; FRAGA, S. R; REZENDE, C. M. Principais substâncias responsáveis pelo aroma
de mangas comerciais brasileiras identificadas por cromatografia gasosa de alta
resolução/olfatometria/espectrometria de massas. Química Nova, v. 22, n. 1, 31-36,
1999.
LIU, Z.-H.; LIU, C.-B.; CHEN, Y.-K.; HE, X.-Y.; SUN, Z.-Y; MIAO, M. M. Determination of
volatile organic compounds in macadamia flower by simultaneous distillation extraction
and static headspace. Asian Journal of Chemistry, v. 25, n. 3, 1265-1269, 2013.
MAFFEI, M. E.; GERTSCH, J.; APPENDINO, G. Plant volatiles: Production, function and
pharmacology. Nat. Prod. Rep., v. 28, n. 8, p. 1359-1380, 2011.
MAGGI, F.; BRAMUCCI, M.; CECCHINI, C.; COMAN, M. M.; CRESCI, A.; CRISTALLI,
G.; LUPIDI, G.; PAPA, F.; QUASSINTI, L.; SAGRATINI, G.; VITTORI, S.
Composition and biological activity of essential oil of Achillea ligustica All.
(Asteraceae) naturalized in central Italy: Ideal candidate for anti-cariogenic
formulations. Fitoterapia, v. 80, p. 313–319, 2009.
MARRIOTT, P. J., SHELLIE, R.; CORNWELL, C. Gas chromatographic technologies for the
analysis of essential oils. J. Chromatogr. A, v. 936, p. 1–22, 2001.
MARSILI, Ray (Ed.). Techiniques for Analysing Food Aroma. New York: Marcel Dekker.,
1997.
MATOS, J. J. A. Plantas medicinais. Fortaleza: UFC Edições, 2007, 365 p.
101
MCGEE, T.; PURZYCKI, K. L. Headspace Techniques for the Reconstitution of Flower
Scents and Identification of New Aroma Chemicals. In: MARSILI, R. (edit.). Flavour,
Fragrance and odor analysis. New York: Marcel Dekker Inc., p. 249-276, 2002.
MCGEE, T.; PURZYCKI, K. L. Novel techniques for capturing scents in the Rainforest
Canopy, Perf. Flav., v. 24, p. 1–5, 1999.
MENDONÇA, R. C.; FEFILII, J. M.; WALTER, B. M. T.; SILVA JUNIOR, M. C.;
REZENDE, A. V.; Filgueiras, T.S.; Nogueira, P. E.; Fagg, C. W. Flora vascular do
Bioma Cerrado: checklist com 12.356 especies. In: SANO, S. M.; ALMEIDA, S. P.;
RIBEIRO, J. F. Cerrado: ecologia e flora. Planaltina-DF: Embrapa Cerrados, 2008.
v2. 1279p.
MOOKHERJEE, B. D.; PATEL, S. M.; TRENKLE, R. W.; WILSON, R. A. Fragrance
emission from skin. Cosmetics Toiletries, v. 113, p. 53–56, 1998.
MOVAFEGHI, A.; DELAZAR, A.; AMINI, M.; ASNAASHARI, S.; NAZIFI, E. (2010).
Composition of volatile organic compounds in flowers of Astragalus sahendi. Natural
Product Research, v. 24, n.14, p. 1330-1336, 2010.
MENGHINI, A.; MANTILACCI, G.; POCCESCHI, N.; TATANI, N. C. Composition and in
vitro antifungal activity of the essential oil of Hyptis Suaveolens Poit. from Cameroun.
EPPOS, v. 7, p. 435-440, 1996.
MOREIRA, A. C. P.; LIMA, E. O.; WANDERLEY, P. A.; CARMO, E. S.; SOUZA, E. L.
Chemical composition and antifungal activity of Hyptis suaveolens (l.) Poit leaves
essential oil against Aspergillus species. Brazilian Journal of Microbiology, v. 41, p.
28-33, 2010.
MORTON. C. Atlas of Medicinal Plants of Middle America, vol. I. Springfield, Illinois,
USA, 1981,p. 745–750.
MISRA, T.N.; SINGH, R.S.; OJHA, T.N.; UPADHYAY, J. Chemical constituents of Hyptis
suaveolens. Part I. Spectral and biological studies on a triterpene acid. Journal of
Natural Products,v. 44, n. 6, p. 735-38, 1981.
MUKHERJEE, K.S.; MUKHERJEE, R.K.; GHOSH, P.K. Chemistry of Hyptis suaveolens:
a pentacyclic triterpene. Journal of Natural Products, v. 47, n. 2, 377-378, 1984.
MYERS, N.; MITTERMEIER, R. A.; MITTERMEIER, C. G.; FONSECA, G. A. B.; KENT, J.
Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature, v. 403, p. 853-858, 2000.
NAKAMURA, M. J.; MONTEIRO, S. S.; BIZARRI, C. H. B.; SIANI, A. C.; MÔNICA, F. S.
Ramos. Essential oils of four Myrtaceae species from the Brazilian southeast.
Biochemical Systematics and Ecology, v. 38, p. 1170–1175, 2010.
102
NIST Chemistry Webbook, edited by P. J. Linstrom and W. G. Mallard,
http://webbook.nist.gov. Acessado em 10 de maio de 2013.
O BOTICÁRIO. Disponível na internet no endereço eletrônico:
http://www.boticario.com.br/produto/09675/lilyessenceeaudeparfum75ml/Group;Linha
FragranciasFemininas;LinhaFragranciasFemininasEssence?gclid=CLSTkq2v5cCFWlp7
AodRB4A2g. Acessado em 23 de abril de 2013.
O’LEARY, N.; DENHAM, S. S. SALIMENA, F.; MÚLGURA, M. E. Species delimitation in
Lippia section Goniostachyum (Verbenaceae) using the phylogenetic species concept.
Botanical Journal of the Linnean Society, v. 170, p. 197–219, 2012.
OLIVEIRA, D. R.; LEITÃO, G. G.; BIZZO, H. R.; LOPES, D.; ALVIANO, D. S.; ALVIANO,
C. S.; LEITÃO, S. G. Chemical and antimicrobial analyses of essential oil of Lippia
origanoides H.B.K. Food Chemistry, v. 101, p. 236–240, 2007.
OLIVEIRA, A. B.; RASLAN, D. S.; MIRAGLIA, M. C.; MESQUITA, A. A. L.; ZANI, C. L.;
FERREIRA, D. T. MAIA, J. G. S. Quím Nova. v. 13, n. 4, 1990.
OLIVEIRA , C. M. A.; SILVA, M. R. R.; KATO, L.; SILVA, C. C.; FERREIRA , H.; SOUZA,
L. K. H. Chemical Composition and Antifungal Activity of the Essential Oil of Hyptis
ovalifolia Benth. (Lamiaceae). J. Braz. Chem. Soc., v. 15, n. 5, p. 756-759, 2004.
ONAYADE, O.A.; LOOMAN, A.; SCHEFFER, J.J.C.; SVENDSEN, A.B. Composition of the
herb essential oil of Hyptis spicigera Lam. Flavour Fragrance Journal , v. 5, n. 2, p.
101-5, 1990.
OWOLABI, M. S.; OGUNDAJO, A.; YUSUF, K. O.; LAJIDE, L.; VILLANUEVA, H. E.;
TUTEN, J. A.; SETZER, W. N. Chemical Composition and Bioactivity of the Essential
Oil of Chromolaena odorata from Nigeria. Rec. Nat. Prod., v. 4, n. 1, p. 72-78, 2010.
ÖZCAN, M. M.; CHALCHAT, J. C.; BAGCI, Y.; DURAL, H.; FIGUEREDO, G.; SAVRAN,
A. Chemical composition of essential oils of Phlomis grandiflora H.S. Thompson var.
Grandiflora flowers and leaves of turkish origin. Journal of Food Biochemistry, v. 35,
p. 125–132, 2011.
PAIBON, W.; YIMNOI C.-A.; TEMBAB, N.; BOONLUE, W.; JAMPACHAISRI, K.;
NUENGCHAMNONG, N.; WARANUCH, N.; INGKANINAN, K. Comparison and
evaluation of volatile oils from three different extraction methods for some Thai
fragrant flowers. International Journal of Cosmetic Science, v. 33, p. 150–156, 2011.
PARÉ, P. W.; TUMLINSON, J. H. Plant volatiles as a defense against Insect herbivores. Plant
Physiology, v. 121, pp. 325–331, 1999.
103
PASCUAL, M. E.; SLOWING, K.; CARRETERO, E.; SÁNCHEZ MATA, D.; VILLAR, A.
Lippia: traditional uses, chemistry and pharmacology: a review. Journal of
Ethnopharmacology, v. 76, p. 201–214, 2001.
PELUSIO, F.; NILSSON, T.; MONTANARELLA, L.; TILIO, R.; LARSEN, B.;
FACCHETTI, S.; MADSEN, J. O. Headspace solid-phase microextraction analysis of
volatile organic sulphur compounds in black and white truffle aroma, J. Agric. Food
Chem., v. 43, p. 2138–2143, 1995.
PESSOA, F. L.P.; MENDES, M. F.; QUEIROZ, E. M.; MELO, S. A. B. V. (2010). Extraction
And Distillation. In: Hui, Y. H. (ed.). Handbook of fruit and vegetable flavors. New
Jersey: Wiley ed., p. 195-210.
PHAM HUU CHANH, K., Y., PHAM HUU CHANH, A. Comparative hypotensive effects of
compounds extacted from Lippia multiflora leaves. Planta Medica, v. 54, p. 294–296,
1988.
PINO, J. A.; BELLO, A.; URQUIOLA, A.; MARBOT, R. Essential oil of Hyptis verticillata
Jacq. from Cuba. Revista CENIC Ciencias Químicas, v. 33, n. 2, 2002.
PORTER, R.B.R.; REESE, P.B.; WILLIAMS, L.A.D.; WILLIAMS, D.J.Acaricidal and
insecticidal activities of cadina-4,10(15)-dien-3-one. Phytochemistry, 40(3), 735-8.
1995.
POURMORTAZAVI, S. M.; HAJIMIRSADEGHI, S. S. Supercritical fluid extraction in plant
essential and volatile oil analysis. J. Chromatogr. A. v. 1163, n. 1-2, 2007.
RADOIAS, G.; BOSILCOV, A.Composition of the essential oil from the flowers of Solandra
maxima (Sessé & Moc.) P.S. Green. Flavour Fragr. J., 2013 (DOI 10.1002/ffj.3166).
RADULOVIĆ, N. S.; DEKIĆ, M. S.; RANDELOVIĆ, P. J.; STOJANOVIĆ, N. M.;
ZARUBICA, A. R.; STOJANOVIĆ-RADIĆ, Z. Z. Toxic essential oils: Anxiolytic,
antinociceptive and antimicrobial properties of the yarrow Achillea umbellata Sibth. et
Sm. (Asteraceae) volatiles. Food and Chemical Toxicology, v. 50, p. 2016–2026,
2012.
RAGUSO, R. A. Floral Scent Analysis: a primer for the collection and characterization of
fragrance. 2004. Disponível em:
http://www.nbb.cornell.edu/neurobio/ragusolab/Floral%20Scent%20primer.html. Acessado em
06 de maio de 2013
RAGUSO, R. A.; PELLMYR, O. Dynamic headspace analysis of floral volatiles: a comparison
of methods. OIKOS, v. 81, 238-254, 1998.
104
RAMOS, L. Critical overview of selected contemporary sample preparation techniques. J.
Chromatogr. A, v. 1221, 84– 98, 2012.
REBELO, M. M.; SILVA, J. K. R.; ANDRADE, E. H. A.; MAIA, J. G. S. Antioxidant capacity
and biological activity of essential oil and methanol extract of Hyptis crenata Pohl ex
Benth. Braz J. Pharmacogn, v. 19, n 1B, p. 230-235, 2009.
REZENDE, C. M. Há algo no ar: a química e os perfumes. Ciência Hoje, v. 48, p. 26-31, 2011.
ROHDICH, F.; HECHT, S.; BACHER, A.; EISENREICH, W. Deoxyxylulose phosphate
pathway of isoprenoid biosynthesis. Discovery and function of ispDEFGH genes and
their cognate enzymes. Pure Appl. Chem., v. 75, n. 2–3, p. 393–405, 2003.
RUBIOLO, P.; SGORBINI, B.; LIBERTO, E.; CORDERO, C.; BICCHI, C. Essential oils and
volatiles: sample preparation and analysis. A review. Flavour Fragr. J.,v. 25, 2010a,
p. 282–290.
RUBIOLO, P.; SGORBINI, B.; LIBERTO, E.; CORDERO, C; BICCHI, C. Analysis of the
Plant Volatile Fraction in The Chemistry and Biology of Volatiles. In: Andreas
Herrmann (ed.). The Chemistry and Biology of Volatiles. Chichester: Wiley ed.,
2010b, p.49-93.
ROJAS, A.; HERNANDEZ, L.; PEREDA-MIRANDA, R.; MATA, R. Screening for
antimicrobial activity of crude drug extracts and pure natural products from Mexican
medicinal plants. Journal of ethnopharmacology, v. 35, n. 3, 275-83, 1992.
SANTOS, A. S. Óleos Essenciais: uma abordagem econômica e industrial. Rio de Janeiro:
Interciência, 2012, 374 p.
SÁ, F. A. S.; BORGES, L. L.; PAULA, J. A. M.; SAMPAIO, B. L.; FERRI, P. H.; PAULA, J.
R. Essential oils in aerial parts of Myrcia tomentosa: composition and variability. Rev.
Bras. Farmacogn., v. 22, n.6, 2012.
SMITH, R. M. Before the injection—modern methods of sample preparation for separation
techniques. J. Chromatogr. A, v. 1000, p. 3–27, 2003.
SNOW, N. H.; BULLOCK, G. P. Novel techniques for enhancing sensitivity in static
headspace extraction-gas chromatography. J. Chromatogr. A, v. 1217, p. 2726–2735,
2010.
SNOW, N. H.; SLACK, G. C. Head-space analysis in modern gas chromatography. Trends in
analytical chemistry, v. 21, n. 9+10, 2002.
STASHENKO, E. E.; MARTÍNEZ, J. R. Sampling flower scent for chromatographic analysis.
J. Sep. Sci., v. 31, p. 2022 – 2031, 2008.
105
STASHENKO, E. E.; MARTÍNEZ, J. R. Sampling volatile compounds from natural products
with headspace/solid-phase micro-extraction. J. Biochem. Biophys. Methods, v. 70, p.
235–242, 2007.
STASHENKO, E. E.; ORDÓÑEZ, S. A; MARÍN, N. A.; MARTÍNEZ, J. R. Determination of
the Volatile and Semi-volatile Secondary Metabolites, and Aristolochic Acids in
Aristolochia ringens Vahl. J. of Chromatographic Science, v. 47, p. 817-821, 2009.
STAMENIC, M.; IVANOVIC, J.; GRUJIC, J.; MILOVANOVIC, S.; ZIZOVIC, I.;
PETROVIC, S. Comparative analysis of mathematical models for supercritical
extraction simulation from industrially valuable lamiaceae herbs. The canadian
journal of chemical engineering., v. 9999, p. 1-7, 2013.
STEFANELLO, M. E. A.; CERVI, A. C.; WISNIEWSKI Jr, A.; SIMIONATTO, E. L.
Composição e variação sazonal do óleo essencial de Myrcia obtecta (O. Berg) Kiaersk.
var. obtecta, Myrtaceae. Braz. J. Pharmacogn. v. 20, n. 1, p. 82-86, 2010.
STEFANELLO, M. E. A; PASCOAL, A. C. R. F.; SALVADOR, M. J. Essential Oils from
Neotropical Myrtaceae: Chemical Diversity and Biological Properties. Chemistry &
Biodiversity, v. 8, p. 73-94, 2011
STEENHUISEN, S.-L.; RAGUSO, R. A.; JÜRGENS, A.; JOHNSON, S. D.Variation in scent
emission among floral parts and inflorescence developmental stages in beetle-pollinated
Protea species (Proteaceae). South African Journal of Botany, v. 76, p. 779–787,
2010.
SIANI, A. C.; SAMPAIO, A. L. F.; SOUSA, M. C.; HENRIQUES, M. G. M. O.; RAMOS, M.
F. S. Óleos essenciais: Potencial anti-inflamatório. Biotecnologia Ciência &
Desenvolvimento, n 16, 38-43, 2000.
SILVA, P. S.; VICCINI, L. F.; SINGULANI, J. L.; SIQUEIRA, E. P.; ZANI, C. L.; ALVES,
T. M. A. Chemical composition of the essential oil and hexanic fraction of Lippia and
Lantana species. Braz. J. Pharmacogn., v. 20, n. 6, p. 843-849, 2010.
SINGH, G. Plant Systematics: An Integrated Approach. Enfield: Science Publishers, 3 ed.,
2010. 716 p.
SINGULANI, J. L.; SILVA, P. S.; RAPOSO, N. R. B.; SIQUEIRA, E. P.; ZANI, C. L.;
ALVES, T. M. A.; VICCINI. L. A. Chemical composition and antioxidant activity of
Lippia species. Journal of Medicinal Plants Research, v. 6, n. 27, p. 4416-4422, 2012.
TAKAYAMA, C.; DE-FARIA, F. M.; ALMEIDA, A. C. A.; ARANTES, D.; VALIM-
ARAUJO, O.; REHEN, C. S.; DUNDER, R. J.; SOCCA, E. A. R.; MANZO, L. P.;
106
ROZZA, A. L.; SALVADOR, M. J.; PELLIZZON, C. H.; HIRUMA-LIMA, C. A.;
LUIZ-FERREIRA, A.; SOUZA-BRITO, A. R. M. Gastroprotective and ulcer healing
effects of essential oil from Hyptis spicigera Lam. (Lamiaceae). Journal of
Ethnopharmacology, v. 135, p. 147–155, 2011.
TERBLANCHÉ, F.C.; KORNELIUS, G. Essential oil constituents of the genus Lippia
(Verbenaceae)-A literature review. Journal of Essential Oil Research, v. 8, p. 471–
485, 1996.
THOLL, D.; PICHERSKY. Biosynthesis of Volatile Terpenes in the Flowers of the Model
Plant Arabidopsis thaliana. In: DUDAREVA, N; PICHERSKY, E. (Org.). Biology of
floral scent. Boca Raton: CRC Press, 2006. p. 79-90.
THOLL, D.; RÖSE, U. S. R. Detection and Identification of Floral Scent Compounds. In:
DUDAREVA, N; PICHERSKY, E. (Org.). Biology of floral scent. Boca Raton: CRC
Press, 2006. p. 3-25
TUNALIER, Z.; KIRIMER, N.; BASER, K. H. C. The composition of Essential oils From
various parts of Juniperus Foetidissima. Chemistry of Natural Compounds, v. 38, n.
1, P. 43-47, 2002.
TURLINGS, T. C. J.; TUMLINSON, J. H.; LEWIS, W. J. 1990. Exploitation of herbivore-
induced plant odors by host-seeking parasitic wasps. Science. 250:1251-1253, 1990.
VAN DEN DOOL, H.; KRATZ, P.D.J.A.. A generalization of the retention index system
including linear temperature programmed gas-liquid partition chromatography. J.
Chromatogr., v. 2, p. 463-471, 1963.
VIEIRA, R. F. Conservation of medicinal and aromatic plants in Brazil. In: JANICK, J. (ed.).
New crops and new uses: biodiversity and agricultural sustainability. ASHS press,
Alexandria, VA. p. 152-159, 1999.
VIEIRA, R. F.; BIZZO, H. R.; DESCHAMPS, C. Genetic resources of aromatic plants from
Brazil. Israel Journal of Plant Sciences, v. 58, p. 263–271, 2009.
VIEIRA, R. F; BIZZO, H. R.; SILVA, R. F. Perfumes do Cerrado. Correio Brasiliense.
Brasília, p. 24, 28 abr., 2013.
WANG, J.-M.; ZHANG, Y.-B.; KANG, W.-Y. Analysis of volatiles in Belamcanda chinensis
flowers by HS-SPME-GC-MS. Chemistry of Natural Compounds, v. 49, n. 1, p. 152-
153, 2013.
WEKESA, I.; ONEK, L. A.; DENG, A. L.; HASANALI A.; OTHIRA J. O. Toxicity and
repellant potency of Hyptis spicigera extracts on Sitophilus zeamais motschulsky
107
(Coleoptera: Curculionidae). J. Stored Prod. Postharvest Res., v. 2, n. 6, p. 113-119,
2011.
WEI, J.-F.; YIN, Z.-H.; KANG, W.-Yi. Volatiles in flowers of Viburnum odoratissimim.
Chemistry of Natural Compounds, v. 49, n. 1, p. 154-155, 2013.
WENQIANG, G.; SHUFEN, L.; RUIXIANG, Y.; SHAOKUN, T.; CAN, Q. Comparison of
essential oils of clove buds extracted with supercritical carbon dioxide and other three
traditional extraction methods. Food Chemistry. v. 101, n. 4, p. 1558–1564, 2007.
WILEY REGISTRY OF MASS SPECTRAL DATA, 6th edn. Wiley Interscience, New York
(1994).
ZELLNER, B. A., DUGO, P.; DUGO, G; MONDELLO, L. Gas chromatography–olfactometry
in food flavour analysis. Journal of Chromatography A, v. 1186, p. 123–143, 2008.
ZELLNER, B. D.; AMORIM, A.C.L.; MIRANDA, A.L.P.; ALVES, R. J.; REZENDE, C.M.
Screening of the Odour-Activity and Bioactivity of the Essential Oils of Leaves and
Flowers of Hyptis passerina Mart. from the Brazilian Cerrado. J. Braz Chem. Soc., v.
20, p. 322-332, 2009.
ZOGHBI, M. G. B.; ANDRADE, E. H. A.; SILVA, M. H. L.; CARREIRA, L. M. M.; MAIA,
J. G. S. Essential oils from three Myrcia species. Flavour Fragr. J. , v. 18, p. 421–424,
2003.
ZOGHBI, M. G. B.; ANDRADE, E. H. A.; SILVA, M. H. L.; MAIA, J. G. S. Volatile
constituents of Lippia lupulina Cham. Flavour Fragr. J. v. 17, p. 29–31, 2002.
108
Apêndice A – Estrutura das principais substâncias encontradas nos óleos essenciais e
voláteis de flores
sabineno 1,8-cineol α-alaskeno kessano
O
O
espatulenol epi-α-cadinol linalol limoneno
HO
H
H
H
H
H
HHO
HO
β-elemeno α-selineno α-humuleno biciclogermacreno
óxido de
cariofileno
germacreno D cubebol δ-cadineno
O
H
H
H
H
HO
H
H
(E)-nerolidol α-pineno β-pineno
OH
109
Anexo 1
110
Anexo 2
111
Anexo 3
112
Anexo 4