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MONITORAMENTO E RESGATE DA ICTIOFAUNA NO RIO TELES PIRES, NA ÁREA DE INFLUÊNCIA DA USINA HIDRELÉTRICA

COLÍDER – MT PROJETO PEIXES UHE COLÍDER

Relatório Trimestral - 05 1 / 51

LABORATÓRIO DE ICTIOLOGIA DA AMAZÔNIA MERIDIONAL - Rodovia MT 208 Km 147 CaixaPostal 324 – CEP: 78580-000 – Alta Floresta, MT Fone/Fax: (66) 3521-2041 – E-mail: [email protected]

RELATÓRIO TRIMESTRAL 5ª COLETA

Drª SOLANGE APARECIDA ARROLHO DA SILVA Coordenadora do Monitoramento e Resgate da Ictiofauna UHE Colíder

CRBio 43528/01 - D

ALTA FLORESTA – MT FEVEREIRO 2013





SUMÁRIO

1. EQUIPE DE TRABALHO: MONITORAMENTO E RESGATE DA ICTIOFAUNA NO RIO TELES PIRES, NA ÁREA DE INFLUÊNCIA DA USINA HIDRELÉTRICA COLÍDER – MT

03

2. APRESENTAÇÃO 04

3. ATIVIDADES REALIZADAS 04

4. MATERIAIS E MÉTODOS 04

4.1. Descrição da Área de Estudo 04

4.2. Descrição dos Trechos de Coleta 05

4.3. Materiais (apetrechos utilizados) 11

4.4. Metodologia 11

5. RESULTADOS 15

5.1. Abundância, Riqueza e Diversidade de Peixes 15

5.2. Guildas Tróficas 24

5.3. Processo Reprodutivo 42

5.4. Ovos e Larvas 43

5.5. Captura por Unidade de Esforço (CPUE) 45

5.6. Táxons de Interesse para a Conservação (Espécies Endêmicas, Raras, Ameaçadas e de Especial Interesse)

46

5.6.2 Espécies Migradoras 46

5.6.3 Espécies Exóticas, Invasoras e Alóctones 47

5.7. Níveis de Mercúrio na Ictiofauna 47

6. AVALIAÇÃO GERAL DOS RESULTADOS 47

7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 49





1. EQUIPE DE TRABALHO: MONITORAMENTO E RESGATE DA ICTIOFAUNA NO RIO TELES PIRES, NA ÁREA DE INFLUÊNCIA DA USINA HIDRELÉTRICA COLÍDER – MT Coordenadora: Drª Solange Aparecida Arrolho da Silva Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Membros da equipe: Drª Aurea Regina Alves Ignácio Laboratório de Morfofisiologia Animal – UNEMAT, Cáceres – MT Email: á[email protected] Dr. Antonio Francisco Malheiros Laboratório de Parasitologia – UNEMAT, Cáceres – MT Email: [email protected] Dr. Claumir Cesar Muniz Laboratório de Ictiologia – UNEMAT, Cáceres – MT Email: [email protected] Drª Kelli Aparecida Cristina Munhoz Moreira Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Mestrando Biólogo James Machado Bilce Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT Email: [email protected] Especialista Bióloga Andréia Aparecida Franco Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Especialista Biólogo Luis Carlos Tonelo Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Especialista Biólogo Reginaldo Carvalho dos Santos Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Especialista Biólogo Rosalvo Duarte Rosa Laboratório de Ictiologia da Amazônia Meridional – UNEMAT, Alta Floresta – MT Email: [email protected] Equipe de Assessores: NOME: Alberto Akama Laboratório de peixes – UFT, Palmas - TO Email: [email protected] NOME: Elineide Eugênio Marques Laboratório de peixes – UFT, Palmas - TO Email: [email protected]

mailto:[email protected]

mailto:á[email protected]









2. APRESENTAÇÃO

Este documento contém as informações básicas obtidas através da execução do Programa Básico

Ambiental de Ictiofauna “Monitoramento e resgate da ictiofauna existente no rio Teles Pires, na área de

influência da Usina Hidrelétrica Colíder (UHE Colíder)”.

O objetivo do presente relatório é apresentar os resultados das coletas realizadas entre o período

de dezembro de 2011 a dezembro de 2012, bem como as atividades desenvolvidas pela equipe do

monitoramento da icitofauna.

3. ATIVIDADES REALIZADAS

A coordenadora do programa de monitoramento da ictiofauna juntamente com os representantes da

COPEL Fernando Cesar Alves da Silva e Jane Kitani, estiveram reunidos em Cáceres na Sede

Administrativa da UNEMAT nos dias 26 e 27 de novembro, para esclarecer questões administrativas e de

gestão do Convênio entre COPEL e UNEMAT.

A Drª Solange Arrolho participou do XX Encontro Brasileiro de Ictiologia no período de 26/01 a

02/02/2012 Maringá/PR, tendo a oportunidade de participar durante o evento do Simpósio - Reservatórios.

Este seminário contou com a participação de doutores e especialistas em ecologia e manejo de peixes de

diversas instituições do Brasil e exterior e elencou especialmente as atividades que podem ser realizadas

para monitoramento e resgate visando garantir os processos biológicos das espécies de peixes durante e

após a implantação de usinas hidrelétricas.

A quinta coleta foi realizada no período de 01 a 11/12/2012, conforme resultados apresentados

neste documento.

4. MATERIAIS E MÉTODOS

4.1. Descrição da Área de Estudo

Situada entre 7°10’ e 14°45’ de latitude sul e 53°45’ e 58°10’ de longitude oeste, a bacia hidrográfica

do rio Teles Pires abrange setores territoriais dos estados do Pará e principalmente do estado do Mato

Grosso, totalizando uma área de drenagem de 141.905 km2.

A bacia está situada ainda entre as bacias dos rios Juruena, a oeste, e Xingu, a leste. Em conjunto

com o rio Juruena, que também drena importante porção territorial do estado do Mato Grosso, o rio Teles

Pires forma o rio Tapajós, um dos principais afluentes da margem direita do rio Amazonas (Mapa de

Unidades de Relevo do Brasil – IBGE, 2006).

A partir da região das cabeceiras, o rio desenvolve percurso na direção NNW, por cerca de 1.600

km, até a sua confluência com o rio Juruena, em altitude de 95 metros, onde ocorre a formação do rio

Tapajós.

A UHE COLIDER será localizada na região do médio rio Teles Pires, na região norte do estado do

Mato Grosso, aproximadamente 1,5 km à jusante de um ponto do rio conhecido localmente por Estreito

(Figura 01).





Figura 01 – Mapa de localização das UHEs a serem implantadas no Rio Teles Pires, de

acordo com Avaliação Ambiental Integrada do Rio Teles Pires.

4.2. Descrição dos Trechos de Coleta

Os trechos foram selecionados de forma a incluir a maior gama possível de ambientes habitados

por peixes, visando atingir toda a área de abrangência da UHE Colíder (as coordenadas geográficas dos

trechos amostrados foram registradas com uso de aparelhos de GPS) e em consonância com os trechos

estabelecidos nos Estudos de Impacto Ambiental (EIA da UHE Colíder). A conectividade dos cursos d’água

foi levada em conta, buscando aumentar a independência das amostras nos diferentes trechos de coleta.

As coletas foram realizadas em 15 trechos (Tabela 01), sendo estes distribuídos de forma o mais

equidistantes possível,cobrindo toda a área de abrangência do futuro reservatório.

Tabela 01 – Localização dos trechos de coleta de peixes na área de abrangência da UHE Colíder, municípios de Itaúba, Colíder e Nova Canaã do Norte – MT.

Trecho Local Latitude (S) Longitude (W)

Ictio 001 Canal do Rio Teles Pires – Final reservatório 11° 14' 6,366" 55° 27' 6,384" Ictio 002 Canal do Rio Teles Pires - Poço 11° 8' 4,427" 55° 22' 13,837" Ictio 003 Foz do Rio Renato 11° 5' 12,300" 55° 18' 17,400" Ictio 004 Rio Renato 11° 3' 24,400" 55° 16' 22,100" Ictio 005 Rio Teles Pires – Corredeira ilhas 11° 1' 16,377" 55° 22' 7,123" Ictio 006 Córrego Cruzeiro 11° 2' 59,759" 55° 32' 28,150"





Trecho Local Latitude (S) Longitude (W)

Ictio 007 Córrego Cruzeiro 11° 1' 39,404" 55° 32' 45,117" Ictio 008 Foz do Córrego Cruzeiro 11° 0' 38,100" 55° 31' 38,000" Ictio 009 Rio Teles Pires – três ilhas 10° 57' 17,634" 55° 38' 58,137" Ictio 010 Foz igarapé 3º braço 10° 59' 5,500" 55° 40' 56,100" Ictio 011 Foz igarapé 2º braço 10° 59' 14,953" 55° 44' 37,919" Ictio 012 Canal do Rio Teles Pires 10° 58' 5,000" 55° 45' 8,400" Ictio 013 Rio Teles Pires - Barragem 10° 59' 12,600" 55° 46' 15,300" Ictio 014 Rio Teles Pires - jusante 10° 59' 4,497" 55° 49' 25,515" Ictio 015 Ribeirão das águas - Margem esquerda jusante 11° 1' 13,483" 55° 51' 3,608"

Foram marcados dois trechos de coleta de peixes a jusante, um na área da barragem e doze

trechos a montante da área da futura barragem (Figura 02).

Figura 02 – Mapa com 15 trechos de amostragem de peixes na UHE Colíder.

Trechos Ictio 001, 002 e 005 – Rio Teles Pires:

Floresta ombrófila aberta com vegetação ciliar em contato com a água.

Apresenta sinais de antropização, devido a implantação de acampamentos de pesca e fazendas.

Barrancos de até 4 metros entremeados de áreas alagadas.

Ambiente lótico de elevada vazão e alta energia.

Com largura acima de 350 metros e profundidade extremamente variável entre 2 a 8 metros.

Muitas rochas e ilha formando pequena corredeira.





Solo areno-argiloso de cor amarela-acinzentado.

Águas claras (Figuras 3A Cheia e 3B Seca).

Trechos Ictio 003 e 004 – Rio Renato:

Vegetação de floresta ombrófila aberta secundária na foz do rio (trecho 003), o qual na direção da

subida do curso d’água se torna antropizado devido a presença de desmatamento e locais de

acampamento.

Ambiente lótico de média energia.

Troncos caídos ao longo de todo o leito do rio.

Profundidade muito variável de 0,5 a 4 metros e largura entre 5 a 15 metros.

Solo areno-argiloso de cor amarelada.

Água barrenta, provavelmente devido ao carreamento de sedimentos em suas nascentes (Figuras

3C Cheia e 3D Seca).

Trechos Ictio 006, 007 e 008 – Córrego Cruzeiro:

Floresta ombrófila aberta típica de áreas alagadas.

Na foz do curso d’água existe barranco de cerca de 1 a 2 metros de altura, sendo que ao longo do

leito a área se torna baixa e a água entra na vegetação ciliar.

Ambiente lótico de média vazão e energia.

Devido às margens estarem inundadas não foi possível medir a largura.

Profundidade entre 1 e 4 metros.

Galhos e troncos caídos no leito do curso d’água.

Solo arenoso de cor amarelada.

Águas claras (3E Cheia e 3F Seca).

Trecho Ictio 009 – Rio Teles Pires – três ilhas:

Floresta ombrófila aberta em alguns trechos secundária devido ao processo de regeneração (áreas

anteriormente desmatadas) e presença de fazenda com pastagem até as margens.



Com largura entre 200 a 400 metros e profundidade variável entre 4 a 12 metros.

Ilhas e rochas formando pequenas corredeiras.

Solo areno-argiloso de cor amarela-acinzentada.

Águas claras (Figuras 3G Cheia e 3H Seca).

Trechos Ictio 010 e 011 – Igarapés:

Floresta ombrófila aberta entremeada com áreas alagadas e presença de palmeiras.

Algumas áreas com barranco de até 2 metros de altura, sendo que ao longo do leito a área se torna

baixa e a água entra na vegetação ciliar.

Ambiente lótico de baixa vazão e energia.

Devido às margens estarem inundadas não foi possível medir a largura.

Profundidade entre 0,5 a 2 metros.





Galhos e troncos caídos no leito do curso d’água.

Solo arenoso de cor amarelada.

Águas claras com presença de húmus (Figuras 3I Cheia e 3J Seca).

Trechos Ictio 012, 013 e 014 – Rio Teles Pires:

Floresta ombrófila aberta com vegetação ciliar em contato com a água.

Apresenta sinais de antropização, devido a implantação de acampamentos de pesca.

Margem direita (Trecho 013) completamente transformada em decorrência da implantação da

barragem.



Com largura acima de 250 metros e profundidade extremamente variável entre 2 a 10 metros.

Rochas formando pequena corredeira na seca.

Solo areno-argiloso de cor amarela-acinzentada.

Águas claras (Figuras 3K e M Cheia; 3L e N Seca).

Trecho Ictio 015 – Ribeirão das Águas:

Vegetação de floresta ombrófila aberta secundária na foz do rio, ambiente antropizado devido a

presença de desmatamento e locais de acampamento.

Ambiente lótico de alta energia.

Troncos caídos ao longo de todo o leito do rio.

Profundidade muito variável de 5 a 4 metros e largura entre 5 a 15 metros.

Solo areno-argiloso de cor amarelada.

Água barrenta, provavelmente devido ao carreamento de sedimentos em suas nascentes (Figuras

3O Cheia e 3P Seca).





Figuras 3 A a H: Trechos de amostragem de peixes na época de cheia e seca, UHE Colíder. Fotos Arrolho, S.

x





Figuras 3 I a P: Trechos de amostragem de peixes na época de cheia e seca, UHE Colíder. Fotos Arrolho, S.





4.3. Materiais (apetrechos utilizados)

Coleta com redes de mão/peneira: Este é um método ativo de coleta de peixes, que geralmente acessa

uma fauna de pequeno porte (<100 mm), e visa a captura de exemplares alojados em áreas de vegetação

densa, folhiço submerso ou nas margem. Esta técnica de captura foi aplicada em todos os trechos, em

locais próximos a vegetação aquática e em contato com a água. Este método foi aplicado em áreas de até

1,5 m de profundidade. O tempo de coleta foi duas horas em cada período (matutino e vespertino).

Coleta com rede de arrasto: Este método foi utilizado por, no mínimo, dois coletores, e buscou acessar

uma fauna mais pelágica e/ou associada ao leito dos corpos d’águas. As redes de arrasto foram aplicadas

manualmente em locais menos profundos até 1,5 metros e com o auxílio do barco em áreas mais profundas

(margens, ilhas e canal do rio).

Coleta com rede de espera e tarrafas: Este método passivo de coleta de peixes foi empregado para a

captura de peixes de maior porte que habitam ou esporadicamente utilizam os igarapés ou as margens do

rio para alguma de suas atividades biológicas. Nos trechos foi empregada uma bateria de redes de

diferentes malhas (2, 3, 4, 5, 10 e 20 cm entre nós consecutivos), a fim de capturar exemplares de vários

tamanhos e formas. Essa bateria possui entre 10 e 100 metros de extensão e entre 2 e 5 metros de altura.

As redes foram mantidas expostas, paralelamente aos corpos d’água, por até 24 horas e revisadas a cada

três horas.

Coleta com varas de pesca: No intervalo entre as verificações das redes,foram realizadas coletas com o

uso de material de pesca convencional, ou seja, com varas de fibra de carbono equipadas com carretilha ou

molinete. Este equipamento usa linhas de nylon de capacidade de tensão apropriada para o tipo de peixe

esperado. Foram arremessadas com este equipamento, iscas artificiais de diversos modelos, tamanhos e

formas e iscas naturais (Minhoca, milho, etc), no intuito de capturar os peixes de médio e grande porte.

4.4. Metodologia

Cada corpo d’água teve um trecho demarcado de 150 metros de comprimento por toda largura do

corpo d’água (Figura 04).

Figura 4 – Esquema dos métodos utilizados para o protocolo de peixes. Rede de mão utilizada nas margens; rede de arrasto nos leitos dos corpos d’água; e rede de espera expostas paralelamente ao





igarapé. Os três métodos foram empregados ao longo dos 150 metros do trecho.

Coleta e Observação de Ovos e Larvas

As amostras de ovos e larvas de peixes foram obtidas utilizando-se redes de plâncton do tipo

cônico-cilíndrica (malha 0,5 mm), com comprimento de 1,5 m e área de boca igual a 0,07 m². A rede

permaneceu fixada a um cabo estendido perpendicularmente ao rio, nas margens direita, esquerda

superficialmente e no meio ao fundo, com exposição de 15 minutos contra a correnteza.

As amostras de ovos e larvas de peixes foram acondicionadas em frascos plásticos de 500 ml com

tampa rosqueada e fixadas em formol 4% tamponado com carbonato de cálcio (CaCO3). Em laboratório, os

ovos e larvas de peixes foram analisados sob microscópio estereoscópico e identificados conforme

bibliografia específica.

Fixação e conservação dos espécimes

Cada sequência de amostras (rede, tarrafa, puçá ou vara de pesca) foi devidamente etiquetada, e o

material coletado anestesiado com o uso de Eugenol, conforme Resolução N° 714 do Conselho Federal de

Medicina Veterinária e sequentemente fixados em solução de formalina a 10% no local de coleta.

Para exemplares de proporções corporais maiores, estes foram fixados através de injeções de

formol 10% ao longo de toda a musculatura e no interior da cavidade abdominal. Posteriormente, esses

exemplares foram mergulhados em recipientes contendo formol 10% permanecendo por cinco a sete dias.

Os peixes capturados, depois de fixados, foram transportados para o Laboratório de Ictiologia da

Universidade do Estado de Mato Grosso – UNEMAT, Campus de Alta Floresta, onde foram identificados e

anotadas as medidas de comprimento total, comprimento padrão e pesados. Foi efetuada incisão abdominal

para determinação de sexo e estádio de maturação gonadal, fotografados in situ, e retirados tratos

digestivos para determinação da dieta alimentar.

Todos os exemplares coletados foram depositados na Coleção de Peixes do Campus de Alta Floresta –

UNEMAT, estando a disposição para visitas técnicas dos órgãos ambientais e pesquisadores

interessandos.

Marcação das espécies migratórias

Cada exemplar maior de 30 cm capturado foi marcado através de TAGS de cor laranja na base da

nadadeira dorsal (para peixes de escama ou de couro). Os TAGS tem um número que corresponde às

informações obtidas naquele momento. Todo esse processo demora menos de 60 segundos, evitando

estressar o peixe.

Unidade amostral

Considera-se uma Unidade Amostral (UA) o resultado do total de exemplares coletados na(s)

sequência(s) realizada(s) com cada método (peneira, rede de arrasto ou rede de espera).

Análises Biológicas

As análises biológicas (reprodução e alimentação) foram realizadas somente com as espécies

coletadas com número amostral maior que 10 indivíduos, para permitir a fidedignidade dos cálculos.

Análise Reprodutiva





Os estádios de maturação gonadal utilizados serão: I – Imaturo; II – Em maturação; III – Maturo; IV –

Esvaziado e V – Em repouso.

Os pesos das gônadas foram utilizados para estabelecer a relação com o peso dos peixes, por

estádio de maturação, determinando os Índices Gonadossomáticos e as curvas de reprodução. Este

procedimento permite observar a dinâmica da reprodução das diferentes espécies dentro do mesmo

período reprodutivo por tipo de ambiente onde a comunidade é estabelecida.

b. Análise Trófica

A determinação do regime alimentar foi efetuada através da aplicação do índice alimentar proposto por

Kawakami & Vazzoler (1980), segundo a fórmula:

IAi = Fi x Vi / (Fi x Vi) (1)

i=1

Sendo:

IAi = índice alimentar;

I = 1,2,...n determinado item alimentar;

Fi = freqüência de ocorrência (%) de determinado item alimentar;

Vi = volume (%) de determinado item alimentar.

A análise da estrutura trófica foi efetuada utilizando os seguintes procedimentos:

Uma guilda trófica foi considerada abundante quando seu valor for maior que o valor médio, dividindo o

número de peixes ou o produto de Ni x Pi pelo número de guildas tróficas em cada local de amostragem:

Ni x Pi x 100/ Ni x Pi (2)

onde Ni será igual ao número de exemplares da espécie i e Pi, o peso da espécie i.

c. Análises Estatísticas

A densidade dos peixes foi calculada através da Captura por Unidade de Esforço (CPUE = (C/E)),

onde,

(3)

Sendo:

CPUEn = captura em número por unidade de esforço;

CPUEb = captura em biomassa (peso corporal) por unidade de esforço;

Nm = número total dos peixes capturados na malha m;

Bm = biomassa total capturada na malha m;

Epm = esforço de pesca, que representa a área em m² das redes de malha m; e m = tamanho da malha

(entre nós 2, 3, 4, 5, 10 e 20 cm consecutivos).

Deste modo, foram obtidas as seguintes CPUE's:

CPUE(n,b) malha = CPUE, em número e biomassa, por malha de coleta;





CPUE(n,b) espécie = CPUE, em número e biomassa, por espécie.

A constância de ocorrência (C) das espécies foi calculada pela seguinte fórmula: C = p. 100/P,

onde p é o número de coletas contendo as espécies i e P é o número total de espécies, sendo que em

função do valor de C, distinguem as seguintes categorias: Espécies Constantes, presentes em mais de 50%

das coletas; Espécies acessórias, presentes em 25 a 50% das coletas; Espécies acidentais, presentes em

menos de 25% das coletas.

A diversidade foi avaliada utilizando-se o índice de Shannon-Wiener:

H = pi.log pi (4)

Sendo: pi a freqüência de cada uma das espécies e logaritmo na base 10.

A fim de evidenciar diferenças ou semelhanças, aos resultados dos índices de Shannon-Wiener

obtidos foram aplicados testes “t” de significância, onde:

T= H1 – H2 (5)

var. (H1) + var. (H2)

Sendo:

H1 é o valor da diversidade no local 1;

H2 é o valor da diversidade no local 2;

var (Hs), a variância do valor da diversidade, calculada como.

Var (Hs)= ( pi ln2 pi) – (Hs)

2 + S -1 (6)

N 2N2

Sendo:

S é o número de espécies;

N, o número de indivíduos da biocenose 1;

N2, o número de indivíduos da biocenose 2.

d. Análise de metais pesados

Para análise de mercúrio foram utilizados exemplares de bicuda (Boulengerela cuvieri); piranha

(Serrasalmus rhombeus), matrinxã (Brycon pesu) e piau (Leporinus fidericii) que foram enviados ao

Laboratório de Ictiologia do Campus de Tangará da Serra – UNEMAT.

e. Comparabilidade dos resultados

As análise dos dados foram realizadas de forma cumulativa e os resultados serão descritos e

discutidos com os dados de todas as cinco coleta realizadas até o momento.





5. RESULTADOS

5.1. Abundância, Riqueza e Diversidade de Peixes

Nos quinze trechos de amostragem foram registrados ao todo 13.225 exemplares de peixes, sendo

2.049 exemplares da primeira coleta, 4.436 exemplares da segunda coleta, 2.384 exemplares da terceira

coleta, 2.553 exemplares da quarta coleta e 1.803 exemplares da quinta coleta na área de abrangência da

UHE Colíder. Os peixes registrados pertencem a 07 ordens, 31 famílias, 92 gêneros e 280 espécies (Tabela

02). Estão distribuídos da seguinte forma: Beloniformes (1 família, 1 gênero e 2 espécies), Characiformes

(14 famílias, 48 gêneros e 187 espécies), Cyprinodontiformes (2 famílias, 4 gêneros e 4 espécies),

Gymnotiformes (4 famílias, 6 gêneros e 9 espécies), Perciformes (2 famílias, 6 gêneros e 27 espécies),

Siluriformes (7 famílias, 26 gêneros e 50 espécies), e Symbranchiformes (1 família, 1 gênero e 1 espécie).

Tabela 2 – Lista dos taxons (peixes) coletados em cada trecho de amostragem na área de abrangência da Usina Hidrelétrica Colíder, nas cinco coletas (dezembro/2011 a dezembro/2012). As colunas com numeração de 01 a 15 correspondem aos trechos de coleta da ictiofauna.

Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Ordem Beloniformes

Família Belonidae

Potamorrhaphis guianensis (Miranda Ribeiro, 1915) 1

Potamorrhaphis sp.

1

12

6

Ordem Characiformes

Família Acestrorhynchidae

Acestrorhynchus falcatus (Bloch, 1794) 2

1

9 2 1

1 1

Acestrorhynchus microleps (Schomburgk,1841 )

1 2 4 1

2

1

1

5

Acestrorhynchus pantaneiro Menezes, 1992 2

3

5 2

1 2

Família Anostomidae

Laemolyta taeniata (Kner, 1859)

1

16

Leporinus britsk Feitosa, Santos & Berindelli, 2011 1

5

2 10

Leporinus fasciatus (Bloch, 1794)

2

1

1

Leporinus fridericii (Bloch, 1794) 10 5 10 4 3

1

2 2

5

Leporinus agassizi Steindachner, 1876

1

5 1

5 1 3 1

Leporinus aff. granti Eigenmann, 1912

2

1

Leporinus granti Eigenmann, 1912

1

1

1

Leporinus guttatus Birindelli & Britski, 2009

1

Leporinus octomaculatus Britski & Garavello, 2005

2

1

1

1

Leporinus sp.

1

Leporinus vanzoi (Britski & Garavello, 2005)

1

4

Leporellus vittatus (Valenciennes, 1850)

1

Schizodon cf. isognathus Kner, 1858

1

Schizodon sp.

1

10

2

Família Characidae

Astyanacinus sp.

1

9

Astyanax aff. fasciatus (Cuvier, 1819)

1

Asyanax. aff. henseli Melo & Buckup, 2006

1

Astyanax aff. scabripinnis (Jenyns, 1842)

6





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Astyanax argyrimarginatus Garutti, 1999 3

3

4

6

Astyanax cf. abramis (Jenyns, 1842)

2 27 166 13 16

1

1

Astyanax bimaculatus (Linnaeus, 1758)

1

Astyanax gr. bimaculatus (Linnaeus, 1758) 5

3 28

Astyanax cf. ajuricaba Marinho & Lima, 2009

21

4

Astyanax cf. bockmanni Vari & Castro, 2007

72 23 1

6

2 4 2

Astyanax cf. marionae Eigenmann, 1911

10

12 2 13

30 10 43

3

Astyanax gr. asuncionensis Géry, 1972

3

Astyanax gr. obscurus (Hensel, 1870)

4

Astyanax gr. vermilion Zanata & Camelier, 2009

38 24 11 15

44

Astyanax siapae Garutti, 2003

1

Astyanax sp.

4 1

1

1

1 4

Astyanax sp 2. "aff. Hemigrammus levis" 18 2

55

65 63 10

6

37

Astyanax sp.1

33

1

6

Astyanax sp. 2

1

Astyanax sp. 3

6

Astyanax sp. 4

9

Astyanax sp. 5

1

Astyanax anterior (Eigenmann, 1908)

3

Astyanax utiariti Garutti & Bertaco 2007

2

Brachychalcinus aff. nummus Bohlke, 1958

12

Brachychalcinus copei (Steindachner, 1882)

4

Brachychalcinus orbicularis (Valenciennes, 1850)

9

33 6 3

1

1 52 2 9

Brycon falcatus (Müller & Troschel, 1844)

1 3 3

1 3 1 1 4

2

Brycon pesu (Müller & Troschel, 1845) 1 6 2 2 5

1 10 5

3 6

Bryconamericus exodon (Eigenmann, 1907) 120 89 297 76 150 1 32 40 14 8 10 2 5 10 3

Bryconamericus sp.

5

Bryconamericus sp.1 19

3 3 148

4

53

Bryconamericus sp.2 3

12

4

Bryconamericus stramineus Eigenmann, 1908

4

550 92 8 7 14

Bryconexodon trombetasi Jégu, Santos & Ferreira, 1991

3 7 2 31

1 36 6 60

51 6 5 12

Bryconops alburnoides Kner, 1858

46

2 19

7

Bryconops caudomaculatus (Gunther, 1864) 31

33

6 9 59 3

33

3

Bryconops aff. caudomaculatus (Gunther, 1864)

11

17 8 45

17

5

Bryconops aff. colanegra Chernoff & Machado-Allison, 1999.

2

Bryconops melanurus (Bloch, 1794)

28

1 1 53 1 5

2 8

Bryconops cf. melanurus (Bloch, 1794)

13 10

6

2 5

Bryconops sp.

1 6

844

Bryconops sp. 1

21 11

1

Bryconops sp. 2 13

1

17

63 20

31

19 20 7

Bryconops sp. 3

3

Bryconops sp. 4

2





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Characidae "juvenil"

2 1

Caiapobrycon tucurui Malabarba & Vari, 2000

5

16

Creagrutus sp.

4 2 7

10

1

Hemigramus analis (Durbin,1909) 4

Gephyrocharax sp.

1

Gnathocharax sp.

1

1

Hemigrammus sp. 1 5 4

1

Hemigramus sp.1 7

12 12

1

2 4 4

Hemigramus coeruleus Durbin, 1908

31 5 4 8

7

Hemigrammus levis Durbin, 1908

16 13

Hemigrammus ocellifer (Steindachner, 1882) 2 19 16

6

14 6

1

Hemigrammus aff. tridens Eigenmann, 1907

2

Hyphessobrycon bentosi Durbin, 1908 10 2 3 2

51 51 4

7

1 15 5

Hyphessobrycon gr. bentosi Durbin, 1908 5

2 9 1 25 88 36 9 27 6 5

140

Hyphessobrycon heliacus Moreira, Landim & Costa, 2002

1 42 23 9 21

11 32

2 1 1

Hyphessobrycon aff. loretoensis Ladiges, 1938

1

Hyphessobrycon moniliger Moreira, Landim & Costa, 2002

1

2

Hyphessobrycon aff. moniliger Moreira, Lima & Costa, 2002

3

Hyphessobrycon aff. stegemanni Gery,1961

10

13

Hyphessobrycon scutulatus Lucena, 2003

29

1

Hyphessobrycon sp. gr. “agulha”

2

1

3

5

Hyphessobrycon gr. callistus (Boulenger, 1900)

4

Hyphessobrycon gr. heterorhabdus

6 30

Hyphessobrycon sp.

1

Hyphessobrycon sp. 1 8 2 9 55 16 22

8

1 21 13 61

Hyphessobrycon sp. 2

5

4


21


3


1

Hyphessobrycon vilmae Géry, 1966

2

Iguanodectes sp.

5

Iguanodectes aff. spilurus (Gunther, 1864)

2

Jupiaba sp.

1

Jupiaba acanthogaster

14

5

Jupiaba anteroides Géry, 1965)

9 1

Jupiaba apenina Zanata, 1997 5 2 2 4

2 1 7 44 0 2 1 17 54 4

Jupiaba cf. abramoides

1

Jupiaba poranga Zanata, 1977

1

5

Jupiaba polylepis (Günther, 1864) 3 1

4 1

11

15 3

10 45 1

Knodus heteresthes (Eigenmann, 1908)

13 2

6 2

1 4 2 4

Knodus shinahota (Ferreira & Carvajal, 2007) 1

Knodus sp. 1

3

4





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Larva de Characidae

1

Metynnis maculatus (Kner, 1858)

4 1

1

Metynnis lippincottianus (Cope, 1870)

10

Mileinae jovem 14

2 1

2

4 8 7

1

Microschemobrycon guaporensis Cavallaro, 2010 1

28 1 3

3

1

12 1

Microschemobrycon sp.

24

57

Microschemobrycon sp. 2

7

Myleus arnoldi (Ahl, 1936)

1

Myleus setiger Müller & Troschel, 1844 16

19 12

2

Myleus sp.

3

1

Myloplus sp.

1

Moenkhausia sanctaefilomenae (Steindachner, 1907)

1

1

1

Moenkhausia collettii (Steindachner, 1882) 34 26 54 59 21

26 32 29 9 1 2 31 43

Moenkhausia aff. chlorophtalma Souza, Neto-Ferreira & Birindelli, 2010

10

2

17

Moenkhausia cf. copei (Steindachner, 1882)

27

Moenkhausia aff. grandisquamis (Muller & Troschel, 1845)

3

20 10

3 1 1

Moenkhausia grandisquamis (Muller & Troschel, 1845) 10 12

7

5 53 3 13

7

60

Moenkhausia lepidura (Kner, 1858) 29 1 1 4

2 26 4 43 93

12 72 11 2

Moenkhausia lopezi Britski & Silimon, 2001

4

Moenkhausia oligolepis (Günther, 1994) 24 36 14 27 31 11 7 11 27 3 8 22 30 3 9

Moenkhausia pirauba (Zanata, Berindelli & Moreira, 2010)

24

1

7

34

5

Moenkhausia gr. chrysargyrea

1 5

Moenkhausia plumbea Souza, Neto-Ferreira & Berindelli, 2010

6

7

1

4 45

2

Moenkhausia sp

6

Moenkhausia sp.1 204

6

12

Moenkhausia sp.2

4

18

Moenkhausia sp.3 3 11 36 1

6

2

3

Phenacogaster aff. megalostictus Eigenmann, 1909

2

Phenacogaster gr. pectinatus

3

Phenacogaster sp. "Juvenil"

1

Phenacogaster sp. 1 3

2 1

1

Serrapinnus kriegi (Schindler, 1937)

28 1

8

1

Serrapinnus sp.

1

3 2

Serrasalmus rhombeus (Linnaeus, 1766) 5

11

3 2 1 2

6

4

Tetragonopterus argenteus Curvier, 1816 3 1 1 Tetragonopterus carvalhoi Melo, Benine, Mariguela &

Oliveira 2011 1

Tetragonopterus chalceus (Spix & Agassiz, 1829)

1 35

9

72 1

2

Tetragonopterus sp.

3

1

3 6

Thayeria boehlkei (Weintzman, 1957)

55 11

4 3 20 2 1

2 1

Thayeria obliqua Eigenmann, 1908

1

1

FamíliaChilodontidae





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Caenotropus schizodon Scharcansky & Lucena 2007 1 10 37 2 5 3 2 13

3

17

Família Ctenoluciidae

Boulengerella cuvieri (Agassiz,1829)

1 1 2

4

4 6 4 3

2

Família Curimatidae

Curimata aff. acutirostris Vari & Reis, 1995 2

1 4 1

14

Curimata inornata Vari, 1989

2

1

Curimatopsis cf. macrolepis (steindachner, 1876)

1

Cyphocharax cf. notatus (Steindachner, 1908)

1

1

1

Cyphocharax gangamon Vari, 1992

24 17 2

1 11 4 14 2

Cyphocharax gillii (Eigenmann & Kennedy, 1903)

22

3

1 16

2 Cyphocharax leucostictus (Eigenmann & Eigenmann,

1889) 3

234 2

Cyphocharax helleri (Steindachner, 1910)

1

Steindachnerina argentea (Gill, 1858)

2

Steindachnerina brevipinna (Braga & Azpelicuetta, 1987)

1

7 1

1

1

Steindachnerina cf. conspersa (Holmberg, 1891)

1

Steindachnerina fasciata (Vari & Géry, 1985)

8 12

1

1

1 1

Steindachnerina aff. guentheri

1

Steindachnerina sp.

1

Família Cynodontidae

Hydrolycus armatus (Jardine & Schomburgk, 1841) 3

2

1

2 3 4 1

2

Hydrolicus tatauaia (Toledo-Piza, Menezes &Santos, 1999)

20 6

1 4 5

2

Família Crenuchidae Amnocryptocharax cf. elegans Weitzman & Kanazawa,

1976 1

1

Melanocharacidium dispilomma (Buckup, 1993)

1

Melanocharacidium sp.

1 1

Characidium gomesi (Travassos, 1956) 2

Characidium sp.

1

1

Characidium zebra (Eigenmann, 1909) 1 1

18 2 11 5 10 10 6 5 3 19 2 1

Família Erythrinidae

Hoplias gr. malabaricus (Bloch, 1794) 2 5

1 1

1

1 2

3

Hoplias lacerdae (Miranda Ribeiro, 1908)

2

1

2

1

Hoplias malabaricus (Bloch, 1794)

2 2 9

5 1 2

5 6 3 1

10

Hoplerythrinus unitaeniatus (Agassiz, 1829)

1 1 1 1

1

4 2

27

Família Hemiodontidae

Argonectes robertsi Langeani, 1999 1

2

Hemiodus sp. 42

1

2

4

4

Hemiodus microlepis Kner, 1858

5 4 2 1

2 3

1 39 6

1

Hemiodus sterni (Géry, 1964)

15 33

4 1 5 3 1

2

Hemiodus orthonops Eigenmann & Kennedy, 1903

1

Hemiodus unimaculatus (Bloch, 1794)

13

18

11 12 1 1

2

Família Lebiasinidae

Nannostomus eques Steindachner, 1876

1





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Pyrrhulina brevis Steindachner, 1876

1

Pyrrhulina semifasciata Steindachner, 1876

1

Pyrrhulina sp.

18 2 17 3

1

Família Parodontidae

Parodon buckleyi (Boulenger, 1887)

1

Família Prochilodontidae

Prochilodus lineatus (Valenciennes,1836) 1 6 4 11 3

2

5

4

Prochilodus nigricans Agassiz, 1829 1

5

3

2

3

Ordem Cyprinodontiformes

Família Rivulidae

Melanorivulus sp. 4 6

3

Rivulus zygonectes Myers, 1927

1

Família Poeciliidae

Poecilia reticulata Peters, 1859

1

1

Pamphorichthys aff. araguaiensis Costa, 1991

3 27 52

2

Ordem Gymnotiformes

Família Gymnotidae

Gymnotus carapo (Linnaeus, 1758) 2 20 5 12 41

1

21

12 5

10

Família Hypopomidae

Brachyhypopomus sp (nova)

1

Brachyhypopomus brevirostris (Steindachner, 1868)

2

6 2

3 4

Hypopygus lepturus Hoedeman, 1962

3

1

4

Família Rhamphichthyidae

Gymnorhamphichthys sp. 1

1

1

Gymnorhamphichthys sp. 2

2

Gymnorhamphichthys rondoni (Miranda Ribeiro, 1920) 24 8 1 4 4 5

17 6

1 2 23 44

Família Sternopygidae Eigenmannia limbata (Schreiner & Miranda

Ribeiro,1903) 1

1

1

Sternopygus macrurus (Bloch & Scheneider, 1801) 1 1

10

5

3

1

Ordem Perciformes

Família Cichlidae

Aequidens aff. plagiozonatus Kullander, 1984

1

Aequidens epae (Kullander,1995)

4 11 16 2 4

3 2 1 4

1 6 8

Aequidens tetramerus (Heckel, 1840) 3 12 3 22 4

3 3 2

1 1

10

Apistogramma agassizii (Steindachner, 1875) 7

4

1

Apistogramma borelli (Regan, 1906)

11

Apistogramma aff. eunotus Kullander, 1981

4 14 2 2

27 13 16 2 34 1 13 98

Apistogramma sp. 1 5

Apistogramma sp. 2

1

Cichla monoculus Spix & Agassiz, 1831

1 1

1

Cichla sp.

1 2

1

Crenicichla anthurus Cope, 1872

3

Crenicichla centrarchus (Kullander 1988)

1





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Crenicichla cf. hemera Kullander, 1990

1

2

1

2

Crenicichla inpa Ploeg, 1991 7 2 8 2 2

5

10 7

5 1

Crenicichla labrina (Spix & Agassiz, 1831)

4 2

5 1

1

2

Crenicichla lepidota Heckel, 1840 15 8 13 18 2 9 4 3 8 7 1

2 1

Crenicichla maculata Kullander & Lucena, 2006

2 1

Crenicichla reticulata (Heckel, 1840)

7

2

2

7

Crenicichla sp.

1

Crenicichla cf. stocki Poeg, 1991

1

Crenicichla strigata (Günther,1862) 4 5 5

3

1

1

Crenicichla gr. saxtilis (Linnaeus, 1758) 6

Satanoperca acuticeps (Heckel, 1840)

12

Satanoperca gr. acuticeps (Heckel, 1840)

2

Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840)

1

3

1

Satanoperca sp.

1

Família Sciaenidae

Plagioscion squamossismus (Heckel,1840)

1

3

1

Ordem Siluriformes

Família Auchenipteridae

Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766) 4 2 3

1

7

Tatia aulopygia (Kner, 1858) 2

1

Tatia intermedia (Steindachner, 1877)

2

1

1 2

Tatia sp. 15

1 1

Trachelyopterus galeatus (Linnaeus, 1766)

1 1

Família Callichthyidae

Aspidoras albater (Nijssen & Isbrucker, 1976)

2

18

2

13

Caliichctys caliichctys (Linnaeus, 1758) 7 2

1 2

Corydoras xinguensis (Nijssen, 1972) 56 9 6 23 21 39 6 37 16 41 168 26 48 15 96

Família Heptapteridae

Imparfinis sp. 1

1

Nanorrhandia stictonotus Regan, 1913 48 38 14 54 40 15 41 45 64 12 54

40 20 40

Phenacorhamdia sp. 3

1 1

7 6 3

1

1 1

Pimelodella cristata (Muller & Troschel, 1848)

4

Pimelodella aff. steindachneri Eigenmann, 1917 2

35

2 2

6 2 1 5

Pimelodella sp.

3 1

Rhamdia sp.

1

2

Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard, 1824) 1 2

3 16

1

1

3

Família Loricariidae

Ancystrus sp. 4 4

3 2 3 6 1

1 3

1

Farlowella smithi Fowler, 1913 3

1

2 3 1

2

Hisonotus armatus (Carvalho, 2008)

9

5

4

Hypostomus cf. plecostomus (Linnaeus, 1758)

7

Hypostomus cochliodon Kner, 1854 15

Hypostomus gr. cochiodon Kner, 1854

2 1





Taxons 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Hypostomus rondoni (Miranda Ribeiro, 1912)

10

Hypostomus símios Hollanda Carvalho & Weber, 2005

8

3

Hypostomus soniae Hollanda, Carvalho & Weber, 2004 37 5

2 5

7 1 1 17 1 3 1

Hypostomus cf. pyrineusi (Miranda Ribeiro, 1920)

3

8

Hypostomus sp. "juvenil"

5

Hypostomus sp. 1 2

1 1

1

3

6

Hypostomus sp. 2

10 2

1

Otocinclus arnoldi Regan, 1909

14

Otocinclus caxarari Schaefer, 1997

15 5

8

Otocinclus hasemani Steindachner, 1915 15 7 50 20 13 14 13 9 43 30 10 5

54 51

Otocinclus sp.

1 5 7

7 7

2

Otocinclus sp. 1 5

11 3 8

10

2 4 4

2

Otocinclus sp. 2 1

15

Otocinclus vittatus Regan, 1904

12

Rineloricaria sp.

2

1

2 1

1

Rineloricaria hasemani Isbrucker & Nijssen, 1979 1

Rineloricaria lanceolata Guinther, 1868 1

1 1

Sturissoma rostratum Regan, 1904

2

1

Família Pimelodidae

Pimelodus albofasciatus Mees, 1974 1 1 1

1

5 1

Pimelodus blochii Valenciennes, 1840 1 3

1

Pseudoplatystoma fasciatus (Linnaeus, 1766)

4

1

Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840)

6 6

2 1

2 1 1

Sorubim lima (Bloch & Scheider, 1801)

3

1

1 5 1

6

Sorubim trigonocephalus Miranda Ribeiro 1920

1

1

Zungaro zungaro (Humbolt, 1821)

3 1 4

Família Pseudopimelodidae

Pseudopimelodus pulcher (Boulenger, 1887)

6

FamíliaTrichomycteridae

Ituglanis amazonicus (Steindachner, 1882) 12 19

10

47 3

10 6 12 3 21 7 3

Parastegophilus sp.

1

Ordem Synbranchiformes

FamíliaSynbranchidae

Synbranchus marmoratus (Bloch, 1795) 3 1 1

1 2

4 1

1

Houve um pequeno acréscimo no registro de singletons (taxon com ocorrência de apenas um

indivíduo) de 43 para 45 espécies e o número de doubletons (táxon com apenas dois indivíduos em todos

os trechos de coleta) estabilizou em 20 espécies (Tabela 02). Mesmo considerando as dimensões e a

heterogeneidade ambiental da área amostral esta situação deve mudar com o incremento das coletas.

Dentre as espécies de peixes coletadas na área de abrangência da UHE Colíder, tem-se a seguinte

proporção (Figura 05): 67% das espécies são representantes dos Characiformes; 18% das espécies

representam os Siluriformes; 10% representam os Perciformes; 3% representam os Gymnotiformes;





Beloniformes, Symbranchiformes e Cyprinodontiformes juntos representam 2%. Estes resultados são

semelhantes aos encontrados por Arrolho et al. (2011) em coletas realizadas no baixo rio Teles Pires e

Castilhos & Buckup (2011) para a área da ecorregião aquática Tapajós, evidenciando que as ordens

Characiformes e Siluriformes representam mais de 80% da ictiofauna da região.

Figura 05 – Representação das ordens de peixes coletadas na área de abrangência da UHE Colíder, nos meses de dezembro de 2011 a dezembro de 2012.

Os dados acumulados de abundância (N), riqueza (R) e diversidade (H’) de espécies apontam que

o trecho 04, correspondente ao Rio Renato, após cinco coletas continua apresentando o valor mais alto de

diversidade e riqueza de espécies (H’ = 4,11 e R = 126) e o trecho 09 no Rio Teles Pires apresenta o maior

valor de abundância (N = 2532), mas com o menor índice de diversidade (H’ = 2,64) (Tabela 3).

Tabela 03 – Dados básicos da ictiofauna na área de abrangência da UHE Colíder nas coletas de dezembro de 2011 a dezembro de 2012. Sendo que os números de 01 a 15 na coluna inicial correspondem aos trechos de coleta de peixes.

Dados Básicos 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Riqueza 82 74 81 126 70 73 57 80 93 72 66 62 79 45 80

Abundância 1022 536 1133 1299 601 656 535 1076 2532 766 572 452 681 421 931

Dominancia 0,07 0,05 0,09 0,02 0,08 0,04 0,06 0,06 0,17 0,05 0,11 0,07 0,05 0,07 0,07

Simpson _D 0,93 0,95 0,91 0,98 0,92 0,96 0,94 0,94 0,83 0,95 0,89 0,94 0,96 0,94 0,93

Shannon_H’ 3,39 3,57 3,29 4,11 3,28 3,56 3,35 3,37 2,64 3,43 3,05 3,25 3,56 3,13 3,23

Margalef - α 11,6 11,6 11,4 17,6 10,7 11,1 8,91 11,3 11,7 10,6 10,2 9,97 12,1 7,28 11,5

Equitabilidade 0,77 0,83 0,75 0,85 0,77 0,83 0,83 0,77 0,58 0,80 0,73 0,79 0,82 0,82 0,74

Berger-Parker 0,199 0,17 0,27 0,06 0,25 0,08 0,16 0,15 0,33 0,12 0,29 0,15 0,11 0,13 0,15

Chao-1 97,5 86,2 90,7 161,1 87,5 87,6 72,6 97,1 112,3 89 82,2 87,1 101 71 103,2

A partir das análises dos índices ecológicos obtidos para os quinze trechos de coleta de peixes na

área de abrangência da UHE Colíder, que a diversidade gama é alta (variação entre 4,11 e 2,64),

intensificando assim a diversidade regional (beta - α) (variação entre 7,28 e 12,1), significando uma fauna

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Po

rce

nta

gem

das

Ord

en

s (%

) Famílias

Gêneros

Espécies





de peixes bastante exclusiva para os diferentes trechos. Estes resultados podem estar refletindo a boa

qualidade da água e a diversificação ambiental na área de estudo o que possibilita a existência de uma

acentuada riqueza de espécies. Condição semelhante a verificada por Castilhos & Buckup (2011) que

afirmam que a heterogeneidade da ecorregião aquática Tapajós possibilita a existencia de uma ictiofauna

bastante específica, diferente do restante da bacia Amazônica.

5.2. Guildas Tróficas

Os hábitos alimentares das espécies coletadas apontam para uma distribuição equitativa das

guildas tróficas na comunidade (Tabela 04), com composição específica de 28% de onívoros, 22% das

espécies não foram realizadas análises da dieta em decorrência do número insuficiente de exemplares

coletados, 11% de detritívoros, 10% de insetívoros, 9% de piscívoros, 7% de iliófagos, 6% de carnívoros e

7% de espécies que compõem as demais guildas (Figura 06). Estes resultados podem estar refletindo a

disponibilidade de recursos em todos os habitats e um compartilhamento dos mesmos pela diferentes

espécies das comunidades aquáticas.

TABELA 04 – Lista de Espécies da Ictiofauna da área de abrangência da Usina Hidrelétrica de Colíder, no período de dezembro de 2011 e dezembro de 2012. Classificação com base em Reis et al. (2003). Legenda: Guilda: NAIA – Número Amostral Insuficiente para Análise; e Hábitos: MT – migratório trófico; MR – migratório reprodutivo; S – hábitos sedentários (Classificação com base em Agostinho et al. 2007); Ambiente: ar - águas rasas; co – corredeiras; cn - canais; ea - encontro de águas; le - lêntico; lo - lótico;pd - pedras;pc – poço; rz - raízes de plantas; re – remansos.

Táxons Nome Comum Guilda Hábitos Ambiente

Ordem Beloniformes

Família Belonidae

Potamorrhaphis guianensis (Miranda Ribeiro, 1915) Peixe-agulha Carnívoro MT Lo, ar

Potamorrhaphis sp. Peixe-agulha Carnívoro MT Lo, ar

Ordem Characiformes


Acestrorhynchus falcatus (Bloch, 1794) Peixe-Cachorro Piscívoro MT, MR Lo

Acestrorhynchus microleps (Schomburgk,1841 ) Cachorrinha Piscívoro MT, MR Lo

Acestrorhynchus pantaneiro Menezes, 1992 Cachorra Piscívoro MT, MR Lo


Laemolyta taeniata (Kner, 1859) Piau Onívoro MT,MR Cn, Lo

Leporinus britsk Feitosa, Santos & Berindelli, 2011 Piau Onívoro MT,MR Cn, Lo

Leporinus fasciatus (Bloch, 1794) Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus fridericii (Bloch, 1794) Piau-Três-Pintas Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus agassizi Steindachner, 1876 Piau Iliófago MT, MR Cn, Lo

Leporinus aff. granti Eigenmann, 1912 Piau Iliófago MT, MR Cn, Lo

Leporinus granti Eigenmann, 1912 Piau Frugívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus guttatus Birindelli & Britski, 2009 Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus octomaculatus Britski & Garavello, 2005 Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo

Leporinus sp. Piau NAIA MT, MR Cn, Lo

Leporinus vanzoi (Britski & Garavello, 2005) Piau-listrado Frugívoro MT, MR Cn, Lo

Leporellus vittatus (Valenciennes, 1850) Piau Onívoro MT, MR Cn, Lo






Schizodon cf. isognathus Kner, 1858 Piau NAIA MT, MR Cn, Lo

Schizodon sp. Piau NAIA MT, MR Cn, Lo

Família Characidae

Astyanacinus sp. Lambari Insetívoro MT Ar, Rz

Astyanax aff. fasciatus (Cuvier, 1819) Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax aff. henseli Melo & Buckup, 2006 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax aff. scabripinnis (Jenyns, 1842) Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax argyrimarginatus Garutti, 1999 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax cf. abramis (Jenyns, 1842) Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax cf. ajuricaba Marinho & Lima, 2009 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax cf. bockmanni Vari & Castro, 2007 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax cf. marionae Eigenmann, 1911 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax gr. asuncionensis Géry, 1972 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax gr. obscurus (Hensel, 1870) Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax gr. vermilion Zanata & Camelier, 2009 Lambari NAIA MT Ar, Rz

Astyanax bimaculatus (Linnaeus, 1758) Lambari NAIA - cn

Astyanax gr. bimaculatus (Linnaeus, 1758) Lambari NAIA - cn

Astyanax siapae Garutti, 2003 Lambari NAIA MT Cn

Astyanax sp. Lambari NAIA MT Cn

Astyanax sp 2. "aff. Hemigrammus levis" Lambari Insetívoro - Ar, Rz

Astyanax sp.1 Lambari Onívoro MT Cn

Astyanax sp. 2 Lambari NAIA MT Cn




Astyanax anterior (Eigenmann, 1908) Lambari Onívoro MT Ar, Lo

Astyanax utiariti Garutti & Bertaco 2007 Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Brachychalcinus copei (Steindachner, 1882) Lambari moeda Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Brachychalcinus orbicularis (Valenciennes, 1850) Lambari moeda Insetívoro MT Ar, Lo

Brachychalcinus aff. nummus Bohlke, 1958 Lambari moeda NAIA MT Ar, Lo

Brycon falcatus (Müller & Troschel, 1844) Matrinxã Insetívoro MT Ar, Lo

Brycon pesu (Müller & Troschel, 1845) Matrinxã Herbívoro/ Piscívoro

MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus exodon (Eigenmann, 1907) Lambari Herbívoro/Piscívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus sp. Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconamericus sp.1 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus sp.2 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconamericus stramineus Eigenmann, 1908 Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconexodon trombetasi Jégu, Santos & Ferreira, 1991 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconops alburnoides Kner, 1858 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconops caudomaculatus (Gunther, 1864) Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Cn

Bryconops aff. caudomaculatus (Gunther, 1864) Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconops aff. colanegra Chernoff & Machado-Allison, 1999 Lambari NAIA - Lo

Bryconops melanurus (Bloch, 1794) Lambari Insetívoro MT Ar, Lo






Bryconops cf. melanurus (Bloch, 1794) Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconops sp. Lambari Insetívoro MT Ar, Lo

Bryconops sp. 1 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd




Characidae "juvenil" Lambari NAIA - Lo

Caiapobrycon tucurui Malabarba & Vari, 2000 Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd

Creagrutus sp. Lambari Onívoro MT Ar, Lo, Pd

Gephyrocharax sp. Lambari NAIA - Lo

Gnathocharax sp. Lambari NAIA - Lo

Hemigramus analis (Durbin,1909) Piaba Insetívoro MT Ar, Lo, Pd

Hemigrammus sp. Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hemigrammus sp.1 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hemigramus coeruleus Durbin, 1908 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hemigrammus aff. levis Durbin, 1908 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hemigrammus aff. ocellifer (Steindachner, 1882) Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hemigrammus aff. tridens Eigenmann, 1907 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon bentosi Durbin, 1908 Lambari Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon gr. bentosi Durbin, 1908 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon gr. callistus (Boulenger, 1900) Piaba NAIA - Cn

Hyphessobrycon heliacus Moreira, Landim & Costa, 2002 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon aff. loretoensis Ladiges, 1938 Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon moniliger Moreira, Landim & Costa, 2002 Piaba Insetívoro/Onívoro MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon aff. moniliger Moreira, Lima & Costa, 2002 Piaba NAIA MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon aff. stegemanni Gery,1961 Piaba Onívoro MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon scutulatus Lucena, 2003 Piaba Insetívoro/Onívoro MT Le, Rz, Ar

Hyphessobrycon sp. Piaba Onívoro MT, MR Cn, Lo, Ea, Pd

Hyphessobrycon sp. 1 Piaba Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. 2 Piaba Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. 3 Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. 4 Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon sp. 5 Piaba

Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Hyphessobrycon vilmae Géry, 1966 Piaba Carnívoro MT Cn

Iguanodectes sp. Piava Onívoro MT Ar, Ea, Lo

Iguanodectes aff. spilurus (Gunther, 1864) Piava NAIA - Lo

Jupiaba sp. Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Jupiaba acanthogaster Piaba NAIA - Lo

Jupiaba apenina Zanata, 1997 Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Jupiaba anteroides (Géry, 1965) Piaba NAIA - Lo






Jupiaba cf. abramoides Piaba NAIA - Cn

Jupiaba polylepis (Günther, 1864) Piaba Carnívoro MT Cn, Ea, Lo

Jupiaba poranga Zanata, 1977 Piaba NAIA - Cn

Knodus heteresthes (Eigenmann, 1908) Piava Onívoro MT Ar, Ea, Lo

Knodus shinahota (Ferreira & Carvajal, 2007) Piaba Onívoro MT Ar, Pd, Rz

Knodus sp. 1 Piaba NAIA - Lo

Larva de Characidae - NAIA - Lo

Metynnis maculatus (Kner, 1858) Pacu Onívoro MT, MR Ar, Pd, Rz, Lo

Metynnis lippincottianus (Cope, 1870) Pacu Onívoro MT, MR Ar, Pd, Rz, Lo

Mileinae jovem Pacupeva Onívoro MT Cn

Microschemobrycon guaporensis Cavallaro, 2010 - - MT Lo

Microschemobrycon sp. - Onívoro - Lo

Microschemobrycon sp. 2 - NAIA - Lo

Myleus arnoldi (Ahl, 1936) Pacupeva Onívoro MT, MR Lo, Cn

Myleus setiger Müller & Troschel, 1844 Pacu Frugívoro MT, MR Lo, Cn

Myleus sp. Pacu Frugívoro MT, MR Lo, Cn

Myloplus sp. Pacu NAIA MT Lo

Moenkhausia sanctaefilomenae (Steindachner, 1907) Lambari Olho-de-Fogo

Frugívoro MT, MR Lo, Cn

Moenkhausia collettii (Steindachner, 1882) Lambari Olho-de-Fogo

Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia cf. copei (Steindachner, 1882) Lambari Olho-de-Fogo



Lambari Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia grandisquamis (Muller & Troschel, 1845) Lambari Olho-

de-Fogo Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia aff. grandisquamis (Muller & Troschel, 1845) Lambari Olho-

de-Fogo Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia lepidura (Kner, 1858) Lambari Olho-de-Fogo


Moenkhausia lopezi Britski & Silimon, 2001 Lambari Olho-de-Fogo


Moenkhausia oligolepis (Günther, 1994) Lambari Olho-de-Fogo


Moenkhausia pirauba (Zanata, Berindelli & Moreira, 2010) Lambari Olho-de-Fogo


Moenkhausia gr. chrysargyrea Lambari NAIA - Cn

Moenkhausia plumbea Souza, Neto-Ferreira & Berindelli, 2010 Lambari Onívoro MT Cn, ar

Moenkhausia sp Lambari Onívoro MT Ar, Rz, Lo

Moenkhausia sp.1 Lambari Olho-de-Fogo



Piscívoro/Insetívoro MT Cn, Ea, Lo


Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Phenacogaster aff. megalostictus Eigenmann, 1909 Lambari gordo Onívoro MT Ar, Ea, Lo

Phenacogaster gr. pectinatus Lambari NAIA - Lo

Phenacogaster sp. "Juvenil" Lambari NAIA - Lo

Phenacogaster sp. 1 Lambari NAIA - Lo

Serrapinnus kriegi (Schindler, 1937) Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Serrapinnus sp. Lambari NAIA - Lo

Serrasalmus rhombeus (Linnaeus, 1766) Piranha-preta Onívoro MT Ar, Ea, Lo






Tetragonopterus argenteus Curvier, 1816 Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Tetragonopterus carvalhoi Melo, Benine, Mariguela & Oliveira 2011

Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Tetragonopterus chalceus (Spix & Agassiz, 1829) Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Tetragonopterus sp. Lambari Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Thayeria boehlkei (Weintzman, 1957) Piava Insetívoro MT Cn, Ea, Lo

Thayeria obliqua Eigenmann, 1908 Piava Onívoro MT Cn, Ea, Lo

Família Chilodontidae

Caenotropus schizodon Scharcansky & Lucena 2007 Durinho, cabeça-dura

Iliófago MT cn, le


Boulengerella cuvieri (Agassiz,1829) Bicuda Piscívoro MT, MR Cn, Lo


Curimata aff. acutirostris Vari & Reis, 1995 Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Curimata inornata Vari, 1989 Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Curimatopsis cf. macrolepis (Steindachner, 1876) Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax cf. notatus (Steindachner, 1908) Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax gangamon Vari, 1992 Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax gillii (Eigenmann & Kennedy, 1903) Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax leucostictus (Eigenmann & Eigenmann, 1889) Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Cyphocharax helleri (Steindachner, 1910) Branquinha Insetívoro S Ar, Lg, Le

Steindachnerina argentea (Gill, 1858) Curimba Insetívoro - Lg

Steindachnerina brevipinna (Braga & Azpelicuetta, 1987) Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz

Steindachnerina cf. conspersa (Holmberg, 1891) Curimba NAIA - Rz

Steindachnerina aff. guentheri Curimba NAIA - Rz

Steindachnerina sp. Curimba NAIA S Lg, Le, Rz

Steindachnerina fasciata (Vari & Géry, 1985) Curimba Detritívoro S Lg, Le, Rz


Hydrolycus armatus (Jardine & Schomburgk, 1841) Cachorra Piscívoro MT, MR Cn, Lo

Hydrolicus tatauaia (Toledo-Piza, Menezes &Santos, 1999) Cachorra Piscívoro MT, MR Cn, Lo

Família Crenuchidae

Amnocryptocharax cf. elegans Weitzman & Kanazawa, 1976 Onívoro MT Rz

Melanocharacidium dispilomma (Buckup, 1993) Onívoro MT Rz

Melanocharacidium sp. Onívoro MT Rz

Characidium gomesi (Travassos, 1956) Onívoro MT Rz

Characidium sp. NAIA MT Rz

Characidium zebra (Eigenmann, 1909) Onívoro MT Rz


Hoplias gr. malabaricus (Bloch, 1794) Traíra Piscívoro S cn, re

Hoplias lacerdae (Miranda Ribeiro, 1908) Trairão Piscívoro S cn, re

Hoplias malabaricus (Bloch, 1794) Traíra Piscívoro S cn, re, le

Hoplerythrinus unitaeniatus (Agassiz, 1829) Jeju Piscívoro S cn, re


Argonectes robertsi Langeani, 1999 Sardinhão Iliófago MR Ea, cn

Hemiodus sp. Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê






Hemiodus microlepis Kner, 1858 Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus sterni (Géry, 1964) Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus orthonops Eigenmann & Kennedy, 1903 Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê

Hemiodus unimaculatus (Bloch, 1794) Sardinha Iliófago MR ea, cn, lê


Nannostomus eques Steindachner, 1876 - Insetívoro S lo, lg

Pyrrhulina brevis Steindachner, 1876 - Insetívoro S lo, lg

Pyrrhulina semifasciata Steindachner, 1876 - Insetívoro S lo, lg

Pyrrhulina sp. - NAIA S lo, lg


Prochilodus lineatus (Valenciennes,1836) Curimbatá Iliófago MR cn, lo, lg

Prochilodus nigricans Agassiz, 1829 Curimbatá Iliófago MR Lo


Parodon buckleyi (Boulenger, 1887) Canivete Iliófago MT cn, lo, lg



Poecilia reticulata Peters, 1859 - NAIA S ar, pd, pc

Pamphorichthys aff. araguaiensis Costa, 1991 - NAIA S ar, pd, pc

Família Rivulidae

Melanorivulus sp. - NAIA S pd

Rivulus zygonectes Myers, 1927 - Onívoro S ar, pd, pc

Ordem Gymnotiformes

Família Gymnotidae

Gymnotus carapo (Linnaeus, 1758) Tuvira Invertívoro S ar, rz, lg, le


Brachyhypopomus sp (nova) Sarapó NAIA S Ig

Brachyhypopomus brevirostris (Steindachner, 1868) Sarapó Invertívoro S Ig

Hypopygus lepturus Hoedeman, 1962 Sarapó Invertívoro S ar, rz, lg

Família Rhanphichthyidae

Gymnorhamphichthys sp. 1 Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le

Gymnorhamphichthys sp. 2 Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le

Gymnorhamphichthys rondoni (Miranda Ribeiro, 1920) Tuvira Carnívoro S ar, rz, lg, le

Família Sternopygidae

Eigenmannia limbata (Schreiner & Miranda Ribeiro,1903) Tuvira Invertívoro S ar, rz, lg, le

Sternopygus macrurus (Bloch & Schneider, 1801) Tuvira Invertívoro S ar, rz, lg, le

Ordem Perciformes

Família Cichliidae

Aequidens aff. plagiozonatus Kullander, 1984 Cará Onívoro MT Todos ambientes

Aequidens epae (Kullander,1995) Cará Onívoro MT Todos ambientes

Aequidens tetramerus (Heckel, 1840) Cará Onívoro - Ar, rz

Apistogramma agassizii (Steindachner, 1875) Cará Detritívoro MT Todos ambientes

Apistogramma borelli (Regan, 1906) Cará Detritívoro MT Todos ambientes






Apistogramma aff. eunotus Kullander, 1981 Cará Detritívoro MT Todos ambientes

Apistogramma sp. 1 Cará Detritívoro MT Todos

ambientes

Apistogramma sp. 2 Cará NAIA - Margem

Cichla monoculus Spix & Agassiz, 1831 Tucunaré Piscívoro MT Margens e renansos

Cichla sp. Tucunaré Piscívoro MT Margens e renansos

Crenicichla anthurus Cope, 1872 Cará NAIA - Margens e renansos

Crenicichla centrarchus (Kullander 1988) Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla inpa Ploeg, 1991 Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla cf. hemera Kullander, 1990 Cará Insetívoro - Margens e renansos

Crenicichla labrina (Spix & Agassiz, 1831) Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla lepidota Heckel, 1840 Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla maculata Kullander & Lucena, 2006 Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla reticulata (Heckel, 1840) Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla sp. Cará Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla cf. stocki Poeg, 1991 Joaninha NAIA - Le

Crenicichla strigata (Günther,1862) Joaninha Onívoro MT Todos ambientes

Crenicichla gr. saxtilis (Linnaeus, 1758) Joaninha NAIA - Le

Satanoperca acuticeps (Heckel, 1840) Cará-bicudo Detritívoro MT Todos ambientes

Satanoperca gr. acutceps (Heckel, 1840) Cará-bicudo Detritívoro MT Todos ambientes

Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840) Cará-bicudo Detritívoro MT Todos ambientes

Satanoperca sp. Cará-bicudo NAIA - Margem

Família Sciaenidae

Plagioscion squamossismus (Heckel,1840) Curvina-branca Piscívoro MT, MR cn, lo, re

Ordem Siluriformes


Tatia aulopygia (Kner, 1858) Bagre NAIA - cn

Tatia intermedia (Steindachner, 1877) Bagre Piscívoro S re, cn, lo

Tatia sp. Bagre Piscívoro S re, cn, lo

Trachelyopterus galeatus (Linnaeus, 1766) Bagre Piscívoro S re, cn, lo

Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766) Bagre Piscivoro S re, cn, lo

Família Caliichthyidae

Aspidoras albater (Nijssen & Isbrucker, 1976) Cascudinho Planctófago MT rz, ar, pd, lo

Caliichctys caliichctys (Linnaeus, 1758) Tamboatá Planctófago MT rz, ar, pd, lo

Corydoras xinguensis (Nijssen, 1972) Cascudinho Planctófago MT rz, ar, pd, lo


Imparfinis sp. 1 Bagre NAIA - rz

Nanorrhandia stictonotus Regan, 1913 Bagre Onívoro MT Todos ambientes

Phenacorhamdia sp. Bagre Onívoro MT rz

Pimelodella cristata (Muller & Troschel, 1848) Bagre Onívoro/ Piscívoro

MT Todos ambientes






Pimelodella aff. steindachneri Eigenmann, 1917 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Pimelodella sp. Cascudo Detritívoro S pd, ar, pc

Rhamdia sp. Bagre Onívoro S pd, ar, rz, pc

Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard, 1824) Bagre Onívoro S pd, ar, rz, pc


Ancystrus sp. Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Farlowella smithi Fowler, 1913 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hisonotus armatus (Carvalho, 2008) Cascudo - S pd, ar, rz, pc

Hypostomus cf. plecostomus (Linnaeus, 1758) Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus cochliodon Kner, 1854 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus gr. cochiodon Kner, 1854 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus rondoni (Miranda Ribeiro, 1912) Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus simios Hollanda Carvalho & Weber, 2005 Cascudo NAIA S pd, ar, rz, pc

Hypostomus soniae Hollanda, Carvalho & Weber, 2004 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus sp. "juvenil" Cascudo - S ar

Hypostomus sp. 1 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Hypostomus sp. 2 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Otocinclus arnoldi Regan, 1909 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Otocinclus caxarari Schaefer, 1997 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Otocinclus hasemani Steindachner, 1915 Cascudo Detritívoro S pd, ar, rz, pc

Otocinclus sp. Cascudo Iliógafo S pd, rz, pc

Otocinclus sp. 1 Cascudo Iliófago S pd, ar, rz, pc

Otocinclus sp. 2 Cascudo Iliófago S pd, ar, rz, pc

Otocinclus vittatus Regan, 1904 Cascudo Iliófago S pd, ar, rz, pc

Rineloricaria sp. Cascudo Iliógafo S pd, ar, rz, pc

Rineloricaria hasemani Isbrucker & Nijssen, 1979 Cascudo Iliógafo S pd, ar, rz, pc

Rineloricaria lanceolata Guinther, 1868 Cascudo Iliógafo S pd, ar, rz, pc

Sturissoma rostratum Regan, 1904 Cascudo Iliófago S pd, ar, rz, pc


Pseudopimelodus pulcher (Boulenger, 1887) Barge NAIA S Cn


Pimelodus albofasciatus Mees, 1974 Bagre barrigudo Onívoro/ Insetívoro

MT Todos ambientes

Pimelodus blochii Valenciennes, 1840 Bagre Insetívoro MT Todos ambientes

Pseudoplatystoma fasciatus (Linnaeus, 1766) Cachara Piscívoro MT e MR pd, pc e co

Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840) Bagre Insetívoro MT Todos ambientes

Sorubim trigonocephalus Miranda Ribeiro 1920 Bagre Insetívoro MT co

Sorubim lima (Bloch & Scheider, 1801) Chinelo Piscívoro MT Todos Ambientes






Zungaro zungaro (Humbolt, 1821) Jaú Piscívoro MT e MR pd, pc e co

Família Trichomycteridae

Ituglanis amazonicus (Steindachner, 1882) Candiru Carnívoro S pc, ar, pd, cn

Parastegophilus sp. Candiru Carnívoro S pc, ar, pd, cn


Família Synbranchidae

Synbranchus marmoratus (Bloch, 1795) Muçum Piscívoro S pc, ar, rz, le

De modo geral os itens consumidos pelos peixes analisados são partes vegetais, detritos, algas

zooplâncton, insetos, outros invertebrados aquáticos (caranguejos, camarões, moluscos, anelídeos) e

peixes. Verifica-se pouco nível de especialização alimentar, segundo Agostinho et al. (2007) essa deve ser

uma boa estratégia para ambientes com alta flutuação sazonal, pode ocorrer que em determinadas épocas

do ano alguns recursos alimentares não estejam disponíveis e outros sim, favorencendo os indivíduos

onívoros ou menos especialistas.

Figura 06 – Representação das guildas em porcentagem das espécies de peixes coletados na

área de influência da UHE Colíder, no período de dezembro/2011 a dezembro/2012.

Os resultados apontam o alto grau de exclusividade da ocorrência das espécies, onde 71% delas

são classificadas como acidentais, 15% constantes e apenas 14% como acessórias (Tabela 05). São

espécies exclusivas para cada trecho:

Trecho 1 - Potamorrhaphis guianensis, Hemigramus analis, Knodus shinahota, Characidium gomesi,

Apistogramma sp. 1, Crenicichla gr. saxtilis, Hypostomus cochliodon e Rineloricaria hasemani.

Trecho 2 - Bryconamericus sp., Hemigrammus aff. tridens, Hyphessobrycon gr. callistus, Curimatopsis cf.

macrolepis e Crenicichla sp.

Trecho 3 - Astyanax sp. 2 , Astyanax sp. 3, Astyanax anterior, Astyanax utiariti, Moenkhausia sp.,

Phenacogaster aff. megalostictus, Steindachnerina sp., Parodon buckleyi e Satanoperca gr. acuticeps.

Trecho 4 - Leporinus sp., Asyanax. aff. henseli, Astyanax bimaculatus, Astyanax gr. obscurus, Astyanax sp.

5, Bryconops aff. colanegra, Gephyrocharax sp., Hyphessobrycon aff. loretoensis, Hyphessobrycon aff.

28

22

11 10 97 6

2 2 1 1 1

0

5

10

15

20

25

30

Po

rce

nta

gem

das

Gu

ildas

(%

)





moniliger, Hyphessobrycon vilmae, Microschemobrycon sp. 2, Phenacogaster gr. pectinatus,

Tetragonopterus carvalhoi, Steindachnerina argente, Steindachnerina cf. conspersa, Aequidens aff.

plagiozonatus, Apistogramma borelli, Crenicichla centrarchus, Pimelodella cristata e Otocinclus vittatus.

Trecho 5 - Crenicichla cf. stocki, Satanoperca acuticeps, Hypostomus rondoni, Otocinclus arnoldi e

Pseudopimelodus pulcher.

Trecho 6 - Nannostomus eques, Pyrrhulina brevis, Pyrrhulina semifasciata e Parastegophilus sp.

Trecho 7 - Schizodon cf. isognathus, Astyanax aff. scabripinnis, Brachychalcinus aff. nummus,

Steindachnerina aff. guenther e Hypostomus sp. "juvenil".

Trecho 8 - Astyanax aff. fasciatus, Crenicichla anthurus e Imparfinis sp. 1.

Trecho 9 - Astyanax sp. 4, Bryconops sp. 3, Hyphessobrycon sp. 3, Hyphessobrycon sp. 4, Jupiaba cf.

abramoides, Myloplus sp.1, Phenacogaster sp. "Juvenil" e Apistogramma sp. 2.

Trecho 10 - Bryconops sp. 4, Iguanodectes sp., Myleus arnoldi e Satanoperca sp.

Trecho 11 - Leporellus vittatus, Astyanax siapae, Brachychalcinus copei, Parodon buckleyi,

Gymnorhamphichthys sp. 2 e Hypostomus cf. plecostomus.

Trecho 12 - Hyphessobrycon sp. 5 , Moenkhausia lopezi e Cyphocharax helleri.

Trecho 13 - Astyanax gr. asuncionensis, Moenkhausia copei, Hemiodus orthonops e Brachyhypopomus sp.

Trecho 14 - Melanocharacidium dispilomma

Trecho 15 - Iguanodectes aff. spilurus e Jupiaba sp.

Isso pode ser explicado devido ao processo de especialização na ocupação dos espaços pelas

espécies, bem como pela grande heterogeneidade ambiental na área amostral, confirmando resultados

encontrados para outras regiões da bacia do Rio Teles Pires por Arrolho et. al. (2006, 2007 e 2010).

TABELA 05 – Lista de Espécies da Ictiofauna da área de abrangência da Usina Hidrelétrica de Colíder, dezembro de 2011 a dezembro de 2012. Classificação com base em Reis et al. (2003). Legenda: Ocorrência: Co: Constante; Ace: Acessória; Aci: Acidenta; e Método de Coleta: pc – puçá; ra – rede de arrasto; re – rede de espera; pe – pesca.

Taxons Abundância Ocorrência Método de

Coleta

Ordem Beloniformes

Família Belonidae

Potamorrhaphis guianensis (Miranda Ribeiro, 1915) 1 Aci pc

Potamorrhaphis sp. 19 Co pc

Ordem Characiformes


Acestrorhynchus falcatus (Bloch, 1794) 17 Ace re

Acestrorhynchus microleps (Schomburgk,1841 ) 17 Co re

Acestrorhynchus pantaneiro Menezes, 1992 15 Aci re


Laemolyta taeniata (Kner, 1859) 17 Aci re

Leporinus britsk Feitosa, Santos & Berindelli, 2011 18 Aci re






Coleta

Leporinus fasciatus (Bloch, 1794) 4 Aci re

Leporinus fridericii (Bloch, 1794) 42 Co re

Leporinus agassizi Steindachner, 1876 17 Ace re

Leporinus aff. granti Eigenmann, 1912 3 Aci re

Leporinus granti Eigenmann, 1912 3 Aci re

Leporinus guttatus Birindelli & Britski, 2009 1 Aci re e pe

Leporinus octomaculatus Britski & Garavello, 2005 5 Aci re

Leporinus sp. 1 Aci re

Leporinus vanzoi (Britski & Garavello, 2005) 5 Aci re

Leporellus vittatus (Valenciennes, 1850) 1 Aci re

Schizodon cf. isognathus Kner, 1858 1 Aci re

Schizodon sp. 13 Aci re

Família Characidae

Astyanacinus sp. 10 Aci ra e pc

Astyanax aff. fasciatus (Cuvier, 1819) 1 Aci pc

Asyanax. aff. henseli Melo & Buckup, 2006 1 Aci pc

Astyanax aff. scabripinnis (Jenyns, 1842) 6 Aci ra e pc

Astyanax argyrimarginatus Garutti, 1999 13 Ace ra e pc

Astyanax cf. abramis (Jenyns, 1842) 226 Ace ra e pc

Astyanax bimaculatus (Linnaeus, 1758) 1 Aci pc

Astyanax gr. bimaculatus (Linnaeus, 1758) 26 Aci pc

Astyanax cf. ajuricaba Marinho & Lima, 2009 25 Ace ra e pc

Astyanax cf. bockmanni Vari & Castro, 2007 110 Ace ra e pc

Astyanax cf. marionae Eigenmann, 1911 123 Ace ra e pc

Astyanax gr. asuncionensis Géry, 1972 3 Aci pc

Astyanax gr. obscurus (Hensel, 1870) 3 Aci pc

Astyanax gr. vermilion Zanata & Camelier, 2009 132 Co ra e pc

Astyanax siapae Garutti, 2003 1 Aci pc

Astyanax sp. 12 Aci ra e pc

Astyanax sp 2. "aff. Hemigrammus levis" 256 Aci pc

Astyanax sp.1 40 Aci ra e pc

Astyanax sp. 2 1 Aci pc

Astyanax sp. 3 6 Aci ra e pc

Astyanax sp. 4 9 Aci ra e pc

Astyanax sp. 5 1 Aci pc

Astyanax anterior (Eigenmann, 1908) 3 Aci ra e pc

Astyanax utiariti Garutti & Bertaco 2007 2 Aci ra e pc

Brachychalcinus aff. nummus Bohlke, 1958 12 Aci ra e pc






Coleta

Brachychalcinus copei (Steindachner, 1882) 4 Aci ra

Brachychalcinus orbicularis (Valenciennes, 1850) 116 Co ra e pc

Brycon falcatus (Müller & Troschel, 1844) 19 Aci pe e re

Brycon pesu (Müller & Troschel, 1845) 41 Aci re

Bryconamericus exodon (Eigenmann, 1907) 857 Co re e pe

Bryconamericus sp. 5 Co ra e pc

Bryconamericus sp.1 230 CO ra e pc

Bryconamericus sp.2 19 Aci ra e pc

Bryconamericus stramineus Eigenmann, 1908 675 Co ra e pc

Bryconexodon trombetasi Jégu, Santos & Ferreira, 1991 220 Co ra e pc

Bryconops alburnoides Kner, 1858 74 Aci ra e pc

Bryconops caudomaculatus (Gunther, 1864) 177 Ace ra e pc

Bryconops aff. caudomaculatus (Gunther, 1864) 103 Ace ra e pc

Bryconops aff. colanegra Chernoff & Machado-Allison, 1999. 2 Aci ra e pc

Bryconops melanurus (Bloch, 1794) 99 Ace ra e pc

Bryconops cf. melanurus (Bloch, 1794) 36 Aci ra e pc

Bryconops sp. 901 Ace ra e pc

Bryconops sp. 1 34 Aci ra e pc

Bryconops sp. 2 191 Aci ra e pc

Bryconops sp. 3 3 Aci pc

Bryconops sp. 4 2 Aci pc

Characidae "juvenil" 3 Aci pc

Caiapobrycon tucurui Malabarba & Vari, 2000 21 Aci ra e pc

Creagrutus sp. 24 Ace ra e pc

Hemigramus analis (Durbin,1909) 4 Aci ra e pc

Gephyrocharax sp. 1 Aci pc

Gnathocharax sp. 2 Aci pc

Hemigrammus sp. 11 Aci ra e pc

Hemigramus sp.1 35 Ace ra e pc

Hemigramus coeruleus Durbin, 1908 55 Ace ra e pc

Hemigrammus levis Durbin, 1908 29 Ace ra e pc

Hemigrammus ocellifer (Steindachner, 1882) 64 Co ra e pc

Hemigrammus aff. tridens Eigenmann, 1907 2 Aci ra e pc

Hyphessobrycon bentosi Durbin, 1908 151 Ace ra e pc

Hyphessobrycon gr. bentosi Durbin, 1908 353 Ace ra e pc

Hyphessobrycon heliacus Moreira, Landim & Costa, 2002 143 Co ra e pc






Coleta

Hyphessobrycon aff. loretoensis Ladiges, 1938 1 Aci pc

Hyphessobrycon moniliger Moreira, Landim & Costa, 2002 3 Aci pc

Hyphessobrycon aff. moniliger Moreira, Lima & Costa, 2002 3 Aci pc

Hyphessobrycon aff. stegemanni Gery,1961 23 Aci ra e pc

Hyphessobrycon scutulatus Lucena, 2003 30 Aci ra e pc

Hyphessobrycon sp. gr. “agulha” 11 Aci pc

Hyphessobrycon gr. callistus (Boulenger, 1900) 4 Aci pc

Hyphessobrycon gr. heterorhabdus 36 Aci pc

Hyphessobrycon sp. 1 Aci pc

Hyphessobrycon sp. 1 216 Aci ra e pc



Hyphessobrycon sp. 4 3 Aci pc

Hyphessobrycon sp. 5 1 Aci pc

Hyphessobrycon vilmae Géry, 1966 2 Aci pc

Iguanodectes sp. 5 Aci pc

Iguanodectes aff. spilurus (Gunther, 1864) 2 Aci pc

Jupiaba sp. 1 Aci pc

Jupiaba acanthogaster 19 Aci pc

Jupiaba anteroides Géry, 1965) 10 Aci ra e pc

Jupiaba apenina Zanata, 1997 145 Aci ra e pc

Jupiaba cf. abramoides 1 Aci pc

Jupiaba poranga Zanata, 1977 1 Aci pc

Jupiaba polylepis (Günther, 1864) 94 Aci ra e pc

Knodus heteresthes (Eigenmann, 1908) 34 Ace pc

Knodus shinahota (Ferreira & Carvajal, 2007) 1 Aci pc

Knodus sp. 1 7 Aci pc

Larva de Characidae 1 Aci pc

Metynnis maculatus (Kner, 1858) 6 Aci ra e pc

Metynnis lippincottianus (Cope, 1870) 10 Aci re

Mileinae jovem 39 Ace pc

Microschemobrycon guaporensis Cavallaro, 2010 50 Ace ra e pc

Microschemobrycon sp. 81 Aci ra e pc

Microschemobrycon sp. 2 7 Aci ra e pc

Myleus arnoldi (Ahl, 1936) 1 Aci re

Myleus setiger Müller & Troschel, 1844 49 Co re

Myleus sp. 4 Aci re

Myloplus sp. 1 Aci re






Coleta

Moenkhausia sanctaefilomenae (Steindachner, 1907) 3 Aci re, ra e pc

Moenkhausia collettii (Steindachner, 1882) 367 Co ra e pc


29 Aci ra e pc

Moenkhausia cf. copei (Steindachner, 1882) 2 Aci pc

Moenkhausia aff. grandisquamis (Muller & Troschel, 1845) 38 Aci re

Moenkhausia grandisquamis (Muller & Troschel, 1845) 170 Co ra e pc

Moenkhausia lepidura (Kner, 1858) 300 Co ra e pc

Moenkhausia lopezi Britski & Silimon, 2001 4 Aci ra e pc

Moenkhausia oligolepis (Günther, 1994) 263 Co ra e pc

Moenkhausia pirauba (Zanata, Berindelli & Moreira, 2010) 71 Ace ra e pc

Moenkhausia gr. chrysargyrea 6 Aci pc

Moenkhausia plumbea Souza, Neto-Ferreira & Berindelli, 2010 65 Aci ra e pc

Moenkhausia sp 6 Aci pc

Moenkhausia sp.1 222 Aci ra e pc



Phenacogaster aff. megalostictus Eigenmann, 1909 2 Aci pc

Phenacogaster gr. pectinatus 3 Aci ra e pc

Phenacogaster sp. "Juvenil" 1 Aci ra e pc

Phenacogaster sp. 1 7 Aci pc

Serrapinnus kriegi (Schindler, 1937) 38 Aci re, ra e pc

Serrapinnus sp. 6 Aci pc

Serrasalmus rhombeus (Linnaeus, 1766) 34 Co pe

Tetragonopterus argenteus Curvier, 1816 5 Aci ra e pc

Tetragonopterus carvalhoi Melo, Benine, Mariguela & Oliveira 2011

1 Aci ra

Tetragonopterus chalceus (Spix & Agassiz, 1829) 120 Co ra e pc

Tetragonopterus sp. 13 Aci ra e pc

Thayeria boehlkei (Weintzman, 1957) 99 Co ra e pc

Thayeria obliqua Eigenmann, 1908 2 Aci ra e pc

FamíliaChilodontidae

Caenotropus schizodon Scharcansky & Lucena 2007 93 Co re, ra e pc


Boulengerella cuvieri (Agassiz,1829) 27 Co re







Coleta

Curimata aff. acutirostris Vari & Reis, 1995 22 Aci pc

Curimata inornata Vari, 1989 3 Aci ra e pc

Curimatopsis cf. macrolepis (steindachner, 1876) 1 Aci ra

Cyphocharax cf. notatus (Steindachner, 1908) 3 Aci ra e pc

Cyphocharax gangamon Vari, 1992 75 Ace ra e pc

Cyphocharax gillii (Eigenmann & Kennedy, 1903) 44 Ace ra e pc

Cyphocharax leucostictus (Eigenmann & Eigenmann, 1889) 239 Ace ra e pc

Cyphocharax helleri (Steindachner, 1910) 1 Aci pc

Steindachnerina argentea (Gill, 1858) 2 Aci re, ra e pc

Steindachnerina brevipinna (Braga & Azpelicuetta, 1987) 11 Co re, ra e pc

Steindachnerina cf. conspersa (Holmberg, 1891) 1 Aci ra

Steindachnerina fasciata (Vari & Géry, 1985) 24 Co pc

Steindachnerina aff. guentheri 1 Aci ra

Steindachnerina sp. 1 Aci ra e pc


Hydrolycus armatus (Jardine & Schomburgk, 1841) 18 Co re

Hydrolicus tatauaia (Toledo-Piza, Menezes &Santos, 1999) 38 Ace re

Família Crenuchidae

Amnocryptocharax cf. elegans Weitzman & Kanazawa, 1976 2 Aci pc

Melanocharacidium dispilomma (Buckup, 1993) 1 Aci pc

Melanocharacidium sp. 1 Aci pc

Characidium gomesi (Travassos, 1956) 2 Aci pc

Characidium sp. 2 Aci pc

Characidium zebra (Eigenmann, 1909) 94 Co pc


Hoplias gr. malabaricus (Bloch, 1794) 16 Aci re e ra

Hoplias lacerdae (Miranda Ribeiro, 1908) 6 Aci re

Hoplias malabaricus (Bloch, 1794) 46 Co re e ra

Hoplerythrinus unitaeniatus (Agassiz, 1829) 38 Aci pc


Argonectes robertsi Langeani, 1999 3 Aci re

Hemiodus sp. 53 Aci re e ra

Hemiodus microlepis Kner, 1858 64 Ace re e ra

Hemiodus sterni (Géry, 1964) 65 Ace re e ra

Hemiodus orthonops Eigenmann & Kennedy, 1903 1 Aci re

Hemiodus unimaculatus (Bloch, 1794) 58 Aci re e ra







Coleta

Nannostomus eques Steindachner, 1876 1 Aci pc

Pyrrhulina brevis Steindachner, 1876 1 Aci pc

Pyrrhulina semifasciata Steindachner, 1876 1 Aci pc

Pyrrhulina sp. 41 Co pc


Parodon buckleyi (Boulenger, 1887) 1 Aci pc


Prochilodus lineatus (Valenciennes,1836) 36 Aci pc, re e re

Prochilodus nigricans Agassiz, 1829 14 Aci re


Família Rivulidae

Melanorivulus sp. 13 Aci pc

Rivulus zygonectes Myers, 1927 1 Aci pc


Poecilia reticulata Peters, 1859 2 Aci pc

Pamphorichthys aff. araguaiensis Costa, 1991 84 Ace pc

Ordem Gymnotiformes

Família Gymnotidae

Gymnotus carapo (Linnaeus, 1758) 129 Co pc


Brachyhypopomus sp (nova) 1 Aci pc

Brachyhypopomus brevirostris (Steindachner, 1868) 17 Ace pc

Hypopygus lepturus Hoedeman, 1962 8 Aci pc

Família Rhamphichthyidae

Gymnorhamphichthys sp. 1 2 Aci pc

Gymnorhamphichthys sp. 2 2 Aci pc

Gymnorhamphichthys rondoni (Miranda Ribeiro, 1920) 139 Aci pc

Família Sternopygidae

Eigenmannia limbata (Schreiner & Miranda Ribeiro,1903) 3 Aci pc

Sternopygus macrurus (Bloch & Scheneider, 1801) 21 Aci pc

Ordem Perciformes

Família Cichlidae

Aequidens aff. plagiozonatus Kullander, 1984 1 Aci re, ra e pc

Aequidens epae (Kullander,1995) 62 Co re, ra e pc

Aequidens tetramerus (Heckel, 1840) 64 Aci re

Apistogramma agassizii (Steindachner, 1875) 12 Aci re, ra e pc

Apistogramma borelli (Regan, 1906) 11 Aci re, ra e pc

Apistogramma aff. eunotus Kullander, 1981 226 Co re, ra e pc






Coleta

Apistogramma sp. 1 5 Aci re, ra e pc

Apistogramma sp. 2 1 Aci pc

Cichla monoculus Spix & Agassiz, 1831 3 Aci re

Cichla sp. 4 Aci re

Crenicichla anthurus Cope, 1872 3 Aci pc

Crenicichla centrarchus (Kullander 1988) 1 Aci pc

Crenicichla cf. hemera Kullander, 1990 6 Ace ra e pc

Crenicichla inpa Ploeg, 1991 49 Co re, ra e pc

Crenicichla labrina (Spix & Agassiz, 1831) 15 Aci ra e pc

Crenicichla lepidota Heckel, 1840 91 Aci ra e pc

Crenicichla maculata Kullander & Lucena, 2006 3 Aci ra e pc

Crenicichla reticulata (Heckel, 1840) 18 Aci ra e pc

Crenicichla sp. 1 Aci pc

Crenicichla cf. stocki Poeg, 1991 1 Aci pc

Crenicichla strigata (Günther,1862) 19 Aci ra e pc

Crenicichla gr. saxtilis (Linnaeus, 1758) 6 Aci pc

Satanoperca acuticeps (Heckel, 1840) 12 Aci ra e pc

Satanoperca gr. acuticeps (Heckel, 1840) 2 Aci ra e pc

Satanoperca pappaterra (Heckel, 1840) 5 Aci ra e pc

Satanoperca sp. 1 Aci re

Família Sciaenidae

Plagioscion squamossismus (Heckel,1840) 5 Aci re

Ordem Siluriformes


Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766) 17 Aci pc

Tatia aulopygia (Kner, 1858) 3 Aci pc

Tatia intermedia (Steindachner, 1877) 6 Aci pc

Tatia sp. 17 Aci pc

Trachelyopterus galeatus (Linnaeus, 1766) 2 Aci pc

Família Callichthyidae

Aspidoras albater (Nijssen & Isbrucker, 1976) 35 Aci pc

Caliichctys caliichctys (Linnaeus, 1758) 12 Aci ra e pc

Corydoras xinguensis (Nijssen, 1972) 607 Co ra e pc


Imparfinis sp. 1 1 Aci pc

Nanorrhandia stictonotus Regan, 1913 525 Co ra e pc

Phenacorhamdia sp. 24 Ace ra e pc






Coleta

Pimelodella cristata (Muller & Troschel, 1848) 4 Aci ra e pc

Pimelodella aff. steindachneri Eigenmann, 1917 55 Co ra e pc

Pimelodella sp. 4 Aci ra e pc

Rhamdia sp. 3 Aci ra e pc

Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard, 1824) 27 Co pc


Ancystrus sp. 28 Aci ra e pc

Farlowella smithi Fowler, 1913 12 Co ra e pc

Hisonotus armatus (Carvalho, 2008) 18 Ace ra e pc

Hypostomus cf. plecostomus (Linnaeus, 1758) 7 Aci ra e pc

Hypostomus cochliodon Kner, 1854 15 Aci ra e pc

Hypostomus gr. cochiodon Kner, 1854 3 Aci ra e pc

Hypostomus rondoni (Miranda Ribeiro, 1912) 10 Aci ra e pc

Hypostomus símios Hollanda Carvalho & Weber, 2005 11 Ace ra e pc

Hypostomus soniae Hollanda, Carvalho & Weber, 2004 80 Ace ra e pc

Hypostomus cf. pyrineusi (Miranda Ribeiro, 1920) 11 Aci ra e pc

Hypostomus sp. "juvenil" 5 Aci pc

Hypostomus sp. 1 14 Co ra e pc

Hypostomus sp. 2 13 Aci ra e pc

Otocinclus arnoldi Regan, 1909 14 Aci ra e pc

Otocinclus caxarari Schaefer, 1997 28 Aci ra e pc

Otocinclus hasemani Steindachner, 1915 334 Ace ra e pc

Otocinclus sp. 29 Co ra e pc

Otocinclus sp. 1 49 Ace ra e pc

Otocinclus sp. 2 16 Aci ra e pc

Otocinclus vittatus Regan, 1904 12 Aci ra e pc

Rineloricaria sp. 7 Aci ra e pc

Rineloricaria hasemani Isbrucker & Nijssen, 1979 1 Aci pc

Rineloricaria lanceolata Guinther, 1868 3 Aci ra e pc

Sturissoma rostratum Regan, 1904 3 Aci ra e pc


Pimelodus albofasciatus Mees, 1974 10 Ace ra e pc

Pimelodus blochii Valenciennes, 1840 5 Aci ra e pc

Pseudoplatystoma fasciatus (Linnaeus, 1766) 5 Aci pe

Hemisorubim platyrhynchos (Valenciennes, 1840) 19 Ace ra e pc

Sorubim lima (Bloch & Scheider, 1801) 17 Co re

Sorubim trigonocephalus Miranda Ribeiro 1920 2 Aci re

Zungaro zungaro (Humbolt, 1821) 8 Aci pe






Coleta


Pseudopimelodus pulcher (Boulenger, 1887) 6 Aci pe

FamíliaTrichomycteridae

Ituglanis amazonicus (Steindachner, 1882) 153 Co ra e pc

Parastegophilus sp. 1 Aci pc


FamíliaSynbranchidae

Synbranchus marmoratus (Bloch, 1795) 14 Aci pc

5.3. Processo Reprodutivo

Foram analisadas gônadas de 180 espécimes de 15 espécies (Tabela 6), sendo: Acestrorhynchus

falcatus (4), Acestrorhynchus microleps (6), Acestrorhynchus pantaneiro (7), Boulengerella cuvieri (8),

Brycon falcatus (14), Brycon pesu (20), Caenotropus schizodon (23), Curimata cf. acutirostris (11),

Hemiodus unimaculatus (17), Hydrolycus armatus (10), Hydrolycus tatauaia (8), Leporinus friderici (20),

Myleus setiger (11), Prochilodus nigricans (16) e Sorubim lima (5).

Observou-se que existe uma proporcionalidade entre machos e fêmas, bem como uma maior

atividade reprodutiva com o início do período chuvoso. Observações realizadas por Smerman (2007) para

afluentes do rio Teles Pires indicam que o período da piracema pode variar entre outubro a março, o que

deve favorecer a coleta de indivíduos em estádio avançado de maturação gonadal, bem como elevada taxa

de indivíduos nas fases iniciais.

TABELA 6 – Estádios de desenvolvimento gonadal (1, 2, 3 e 4) das espécies de peixes analisadas na

área de influência da UHE Colíder, no período de dezembro/2012. M – Macho e F – Fêmea.

Espécies Estádios de Maturação Gonadal

1 2 3 4 Hábito Reprodutivo

Acestrorhynchus falcatus 1(M) 1(M) 2(F)

Não migradora

Acestrorhynchus microleps 1(M) 1(F) 3(M) 1(F) Não migradora

Acestrorhynchus pantaneiro 2(M) 2(F)

1(M) 1(M) 1(F)

Não migradora

Boulengerella cuvieri 2(M) 1(F)

2(M) 3(F)

1(F) Não migradora

Brycon falcatus 3(F) 2(M) 1(F)

3(M) 5(F)

Migradora

Brycon pesu 2(M) 3(F)

5(M) 2(F)

3(M) 3(F)

2(F) Migradora

Caenotropus schizodon 2(M) 3(F)

5(M) 2(F)

3(M) 5(F)

3(F) Migradora

Curimata cf. acutirostris 1(F) 1(F) 2(M) 5(F)

2(F) Migradora

Hemiodus unimaculatus 1(M) 1(F)

1(M) 2(F)

1(M) 4(F)

3(M) 4(F)

Migradora

Hydrolycus armatus 2(M)

1(F) 2(M) 2(F)

1(M) 2(F)

Não migradora





Espécies Estádios de Maturação Gonadal

1 2 3 4 Hábito Reprodutivo

Hydrolycus tatauaia 2(F)

2(M)

4(F)

Não migradora

Leporinus friderici 2(F) 1(M)

1(F)

1(M) 14(F)

1(F) Migradora

Myleus setiger 2(F) 1(M)

1(F)

4(M) 2(F)

1(F) Migradora

Prochilodus nigricans 1(M)1

3(M)

2(F)

3(M) 5(F)

2(F) Migradora

Sorubim lima 1(M) 3(F) 1(F) Migradora

Segundo Vazzoler (1996) as variáveis ambientais atuam sobre os indivíduos, de modo que as

condições na época de desova sejam favoráveis à sobrevivência e crescimento da prole. Assim, afirma a

autora, que a época de desova constitui tática reprodutiva e varia de acordo com a distribuição da espécie,

em função do compromisso entre a dinâmica do processo reprodutivo e da prevalência das exigências

ambientais.

5.4. Ovos e Larvas

O volume de água filtrada para as coletas de novembro foi de foi 1853 m3. Verificou-se que em

todas as amostras a densidade de larvas foi baixa, não passando de 4,8 larvas/10m3

no rio Renato, mesmo

com as condições ambientais propícias para o processo reprodutivo (Tabela 7).

TABELA 07 – Densidade de Ictioplâncton (larvas/10m3) coletado na área de influência da Usina Hidrelétrica Colíder,

dezembro/2012.

Período T 1 T 2 T 3 T 4 T 5 T 6 T 7 T 8 T 9 T 10 T 11 T 12 T 13 T 14 T 15

Manhã 1,8 1,6 1,7 2,9 0,98 2,7 2,4 2,5 1,7 1,2 1,9 1,2 1,3 1,9 2,2

Tarde - 0.6 1,3 1,8 0,9 0,7 0,5 1,1 0,5 - - 1,1 - - 1

Noite 2,5 2,2 4,8 4,7 2,2 3,8 2,6 2,6 1,8 2,1 1,2 1,9 1,2 0,2 2,5

Com relação ao desenvolvimento ontogênico 13% encontravam-se no estágio larval vitelínico

(apresentavam ainda o saco vitelínico), 60% das larvas coletadas estavam em estágio de pré-flexão

(estágio que se estende do início da alimentação exógena até o início da flexão da notocorda), 12% em

estágio de flexão (início da flexão da notocorda com aparecimento de elementos de suporte da nadadeira

caudal) e 15% em estágio de pós-flexão (completa formação da notocorda com formação das nadadeiras e

raios) (Figura 07).

A ordem Characiformes foi a mais abundante (86% das larvas encontradas) com representantes da

família Anostomidae, Characidae, Erythrinidae, Hemiodontidae e Curimatidae, seguido 8% de siluriformes

das famílias Pimelodidae e Trichomycteridae, e 4% das larvas não puderam ser identificadas e deverão

compor as amostras que serão identificadas com auxílio dos especialistas do NUPELIA - PR.

Nas amostragens com puçá e redes de arrasto apontam que os trechos de coleta referentes aos

pequenos corpos d’água e as margens dos rios (Renato, Cruzeiro e Matrinxã) podem ser locais de

preferência para a reprodução e abrigo, visto que nestes locais foram capturados um número expressivo de

juvenis, chegando a 39% dos espécimes, podemos neste caso citar como exemplo juvenis de Characidae:

(nas formas: juvenil e larval), Brycon pesu, Myleus sp. Hemiodontidae "juvenil", Hemiodus sp. "juvenil",





Siluriformes: Corydoras, Trichomycteridae (Larva), Perciformes: Plagioscion squamossismus “juvenil”,

Aequidens, Apistogramma e Crenicichla.

Figura 07 – Registro de formas de icioplâncon reistrados na coleta de dezembro, na área da UHE Colíder.

Segundo Agostinho et al (2009) os elementos da dinâmica da reprodução servem de indicadores da

situação das populações e de seu possível comportamento diante de determinadas condições ambientais.





Para Garcia et al. (2004) fatores como predação e variação nas condições ambientais locais podem estar

envolvidos com o processo de reprodução das espécies. Isso explica a maioria das larvas pertencerem a

espécies sedentárias e que possuem reprodução parcelada, desovas múltiplas e que podem liberar um

baixo número de ovos durante um longo período do ano.

5.5. Captura por Unidade de Esforço (CPUE)

Para a quinta coleta as espécies amostradas com malhadeiras (redes de espera) foi mínima,

comparada aos outros equipamentos (Tabela 8), 17 taxons foram capturados com rede de espera, com

abundância representativa de 18% (325 exemplares). As espécies coletadas através das redes de espera

apresentaram comprimento padrão entre 4,5 a 93 cm e peso variando entre 12 gramas a 3 kilos.

A maioria das espécies foi capturada com puçás e redes de arrasto, sendo estas de pequeno e

médio porte, com baixa representatividade, totalizando 4% da biomassa total da comunidade. A pesca

convencional (vara e molinete) representou 50% da biomassa. A coleta com tarrafa representou 2% do peso

e comprimento de toda a coleta.

TABELA 8 – Métodos de captura, representatividade dos táxons, exemplares capturados e biomassa dos peixes na área de

influência da UHE Colíder, em dezembro/2012.

Método de Captura Número de

Taxons

Número de

exemplares

Representatividade do número

de exemplares (%) Biomassa (%)

Rede de espera 17 325 18 42

Puça - peneirão 53 775 43 2

Rede de arrasto 32 595 33 2

Pesca 12 72 4 50

Tarrafa 3 36 2 1

Estes resultados reforçam a importância da complementaridade do uso de diferentes formas de

captura de peixes e a padronização dos métodos de captura para a elaboração do inventário e

monitoramento ictiofaunístico.

O esforço de pesca, apenas com redes de espera, empregado em cada trecho e época foi o mesmo

(120 m2

e 1800m2, respectivamente) durante 24 horas, os resultados obtidos da análise da Captura por

Unidade de esforço (CPUE) estão na Tabela 09.

TABELA 08 – Valores da CPUE, das redes de espera, em número de exemplares capturados e biomassa (g), por m2 por dia,

por periodo sazonal na área de influência da UHE Colíder, em dezembro/2012.

CPUE -

Trecho T 1 T 2 T 3 T 4 T 5 T 6 T 7 T 8 T 9 T 10 T 11 T 12 T 13 T 14 T 15

CPUE

(n/m2/dia)

0,48 0,96 0,77 0,92 0,59 1,22 1,04 0,98 0,73 1,25 0,97 0,62 0,39 0,93 0,53

CPUE

(g/m2/dia)

53,5 47,2 63,8 71,7 59,2 68,1 91,6 69,3 73,8 56,1 67,2 79,6 42,7 76,8 65,9

Estes resultados apresentam-se abaixo dos obtidos para outras regiões da bacia Amazônica, mas

são esperados para um rio com as condições ambientais do Teles Pires, um rio encaixado e com forte

correnteza e com águas claras que possibilitam a visualização das redes pelos peixes, que não propicia





ambiente favorável à captura com malhadeiras. Nos rios de águas brancas os valores variaram entre 114 e

181 g/m2/dia (Zuanon et al., 2004).

5.6. Táxons de Interesse para a Conservação (Espécies Endêmicas, Raras, Ameaçadas e de Especial Interesse)

Apesar de muitas espécies serem registradas apenas para um trecho, em uma única coleta estas

não podem ser consideradas endêmicas ou raras devido, pois espera-se que possam ser coletadas em

outras campanhas. Não foram registradas espécies que se encontram nas listas oficiais de peixes

ameaçados.

5.6.2 Espécies Migradoras

Na quinta coleta foram marcados quatro exemplares de jaú (Figura 8) e um exemplar de cachara

(Figura 19). Até o momento, não foram recapturados exemplares das espécies de peixes marcados.

Figura 08- Zungaro zungaro - Marcado e solto no trecho 10 – Rio Teles Pires

Figura 09 - Pseudoplatystoma fasciatus- Marcado e solto no trecho 9 – Rio Teles Pires





5.6.3 Espécies Exóticas, Invasoras e Alóctones

Não foram registradas para a quinta coleta nenhuma espécie considerada exótica, invasora ou

alóctone.

5.7 Níveis de mercúrio na ictiofauna

Foram submetidos a análise de mercúrio, 2 bicuda (Boulengerela cuvieri); 2 piranhas (Serrasalmus

rhombeus) e 2 matrinxãs (Brycon pesu). Os resultados obtidos nas análises de mercúrio nos peixes

apontam que a concentração do metal pesado não ultrapassa os valores de 0,09mg/kg para a espécie

Serrasalmus rhombeus (piranha) com habito alimentar piscívoro (Tabela 08).

Tabela 08 – Níveis de concentração de mercúrios nos peixes coletados na área de abrangência da UHE

Colíder, MT. Sendo (-) correspondente a níveis menores que 0,001 na concentração de mercúrio nos

peixes analisados.

Espécie (número de exemplares) 1ª Coleta 2ª Coleta 3ª Coleta 4ª Coleta 5ª Coleta

Serrasalmus rhombeus (8) 0,09 0,07 0,09 0,09 0,07

Boulengerela cuvieri (4) 0,03 0,04 0,07 0,04 0,07

Brycon pesu (4) - 0,01 0,04 0,01 0,01

Leporinus frederici (8) 0,06 - - 0,05 -

Prochilodus nigricans (8) 0,03 0,02 0,02 - -

Os resultados obtidos demonstram não haver perigo de contaminação por ingestão de peixes da

área de abrangência da UHE Colíder até o momento. Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), o

nível máximo aceitável para o ser humano é de 50 partes por milhão (ppm) de mercúrio no organismo.

Estudos recomendam que o homem não deve ingerir mais que 0,3 mg de Hg por semana em sua dieta

total. A OMS sugere como nível máximo tal 0,3 mg/kg, não incluindo mais de 0,2 mg/semana de

metilmercúrio (Hacon et. al. 2006).

6. AVALIAÇÃO GERAL DOS RESULTADOS

Pela curva acumulada da riqueza (obtida e estimada) verifica-se que o número de espécies do

sistema correspondente a área de abrangência da UHE Colíder deva ser superior ao registrado na

campanha de coleta (Figura 10). Portanto, os resultados de cinco coletas realizadas para o Programa de

Monitoramento da Ictiofauna da UHE Colíder evidenciam que o número de espécies capturadas até o

momento pode aumentar consideravelmente.





Figura 10 – Curva acumulada de espécies de peixes da área de abrangência da UHE Colíder, MT.

Constatou-se que tanto a diversidade como a abundância aumentam em ambientes com

disponibilidade de micro-habtats, devendo-se levar em consideração que as áreas de alagamento no

período das cheias e os pequenos igarapés na época da seca podem servir de refúgio para as pequenas

espécies, que são a base para a cadeia alimentar. Porém mesmo com o incremento de coletas verifica-se

que a similaridade apresentada entre os 15 trechos é muito baixa, oscilando de 15-45% (Figura 11).

Figura 11 – Dendograma de similaridade (Índice de Sorensen) em quinze trechos de coleta de peixes na área de influência da Usina Hidrelétrica Colíder. Agrupamento pela Análise de Cluster Aglomerativa Hierárquica (CAH).

Com cinco coletas realizadas na área de influência da UHE Colíder, pode-se confirmar o alto grau

de exclusividade da ocorrência das espécies, a similaridade de espécies variou entre 20 a 40% (Figura 12).





Figura 12 – Dendograma de similaridade (Índice de Sorensen) para as cinco coletas na área de influência da Usina Hidrelétrica Colíder. Agrupamento pela Análise de Cluster Aglomerativa Hierárquica (CAH).

Os resultados apontam que tanto a diversidade, como a estrutura e composição da ictiofauna,

devem ser entendidas como consequências de mudanças no meio ambiente, principalmente no que diz

respeito à disponibilidade de recursos. Para Castilhos & Buckup (2011) a heterogeneidade da ecorregião

aquática Tapajós possibilita a existencia de uma ictiofauna bastante específica, diferente do restante da

bacia Amazônica. Confirmando o que é proposto por Anjos et al. (2008) se refere a esta condição, em

vários ambientes, ser especialmente verdadeiro se considerarmos as dimensões da Amazônia Meridional e

suas redes hidrográficas na região norte do estado de Mato Grosso.

Desta forma, considera-se que os resultados obtidos nas coletas são expressivos e permitiram o

alcance dos objetivos planejados para esta fase do Programa de Monitoramento da Ictiofauna da UHE

Colíder.

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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