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Editores técnicos

José Carlos Fachinello Alexandre Hoffmann Jair Costa Nachtigal

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Infra-estrutura para Propagação de Plantas Frutíferas

O objetivo de todo viveirista é produzir mudas de plantas frutíferas com elevado padrão de qualidade (morfológica, fisiológica e fitossanitária). Essa meta é essencial para garantir a competitividade do viveiro e o retorno certo do investimento efetuado no estabelecimento da atividade, além de assegurar ao cliente, a satisfação de suas necessidades e, ao produtor de mudas, a idoneidade e a estabilidade do empreendimento durante anos.

Para que esse objetivo seja alcançado, é fundamental adotar um elevado nível tecnológico, que inclua todas as etapas da produção, desde a obtenção do material propagativo básico até o transporte da muda ao cliente.

Avanços na tecnologia de propagação são cada vez mais visíveis e concretos. Em culturas de nível tecnológico mais avançado, como na citricultura, na bananicultura e na pomicultura, parte dessa tecnologia já está quase totalmente incorporada à própria exigência legal, estabelecida pelos órgãos oficiais em nível estadual e federal. Neste capítulo, serão abordadas as principais estruturas e meios para propagação de espécies frutíferas, indicando algumas das condições que maximizem a qualidade das mudas produzidas.

A necessidade em infra-estrutura do viveiro é variável, conforme as exigências legais, o nível tecnológico e o conhecimento da cultura, a escala de produção de mudas, o tamanho do viveiro, a disponibilidade de recursos do viveirista, o destino das mudas e o grau de exigência do mercado consumidor. Sementeiras e viveiros

Para a propagação de plantas frutíferas, um dos aspectos de grande importância é a infra-estrutura da área de produção de mudas. Uma infra -estrutura adequada, racional e tecnificada é o primeiro passo para que o viveirista tenha uma atividade eficiente e economicamente viável.

A escolha da infra-estrutura do viveiro de produção de mudas frutíferas depende de diversos fatores, tais como:

Quantidade de mudas produzidas. Regularidade desejada da oferta de mudas. Número de espécies a serem propagadas. Método de propagação. Custos das instalações. • Grau de tecnificação do viveirista. Em relação a esse último fator, vale ressaltar que a propagação de plantas é uma

atividade muito dinâmica e tem tido avanços que possibilitam a produção com qualidade e eficiência. Daí, decorre a importância do viveirista estar em contínuo contato com os órgãos de pesquisa, universidades e serviços de extensão, para constante aperfeiçoamento.

Entende-se, por viveiro, a área onde são concentradas todas as atividades de produção de mudas. Quanto à duração, os viveiros podem ser classificados em permanentes e temporários. Viveiros permanentes

São aqueles com caráter fixo, onde a produção de mudas prolonga se por vários anos. Por isso, esses viveiros requerem um bom planejamento para a instalação, incluem uma infra-estrutura permanente e geralmente apresentam maiores dimensões. Por mais que o viveiro seja permanente, quando o plantio é feito no solo, uma mesma

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área pode ser utilizada por, no máximo, 2 anos, devido à alta sensibilidade das mudas a pragas, doenças e plantas invasoras, sendo necessária a adoção de rotação de culturas. Viveiros temporários Destinam-se à produção de mudas apenas durante certo período e, uma vez cumpridas suas finalidades, são desativados. Embora menos comuns que os viveiros permanentes na produção de mudas frutíferas, esses viveiros podem representar menor custo, já que não é necessária uma infra-estrutura muito tecnificada.

Quanto à proteção do sistema radicular, os viveiros podem ser classificados em: Viveiros com mudas de raiz nua . Viveiros com mudas em recipientes.

Viveiros com mudas em raiz nua

São aqueles feitos em área de solo profundo, drenado, com textura média e bem manejado, para que as mudas para comercialização sejam retiradas com raiz nua (mesmo que, em alguns casos, um torrão possa acompanhar a muda). Nesse tipo de viveiro, são feitos canteiros, delimitados por carreadores, por onde transitam os veículos e demais meios de transporte de mudas. Viveiros com mudas em recipientes

Geralmente implicam menor necessidade de área, sendo mais versáteis e permitindo que uma mesma área seja utilizada por muito mais tempo que o tipo anterior, desde que o substrato venha de local isento de pragas, doenças e propágulos de plantas invasoras.

A escolha do local é o primeiro passo para a instalação do viveiro, sendo de grande importância. A seguir, diversos aspectos devem ser considerados: Facilidade de acesso

É conveniente que os compradores de mudas tenham fácil acesso ao viveiro, pois esse é um fator que favorece a comercialização e a escolha do viveirista. Assim, deve-se dar especial atenção às estradas que conduzem ao viveiro, possibilitando o fácil trânsito dos veículos que transportam as mudas. Por sua vez, o viveiro deve estar afastado de estradas públicas de grande movimento, para reduzir o risco de infestação das mudas por pragas e doenças. Suprimento de água A água é o principal insumo num viveiro. Para irrigação e tratamentos fitossanitários, o cálculo da necessidade de água depende do número de tratamentos fitossanitários, do consumo de água por irrigação, das necessidades hídricas das mudas e das precipitações pluviais médias. A localização próxima a fontes de água, de preferência com pouco desnível em relação ao viveiro, reduz os custos com canalização e bombeamento.

A boa qualidade da água é fundamental. Podem ser utilizadas águas de rios, lagos e de origem subterrânea, devendo ser evitada a água contendo propágulos de algas, de pragas, de doenças e de plantas invasoras. Além disso, é conveniente que a água apresente baixos teores de partículas suspensas (que reduzem a eficiência dos sistemas de irrigação) e de sais. Altos teores de silte e de argila podem impermeabilizar a super-fície do substrato, reduzindo a aeração e predispondo as mudas a doenças. Distância da área de plantio

Embora seja aconselhável que o viveiro seja localizado na mesma região onde se

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concentram os pomares, reduzindo o tempo de transporte das mudas e as perdas - devido à movimentação - é preciso ter o máximo cuidado para que os viveiros não fiquem muito próximos dos pomares.

Geralmente, recomenda-se que o viveiro seja localizado a, no mínimo, 50 m de um pomar de mesma espécie, pois quanto maior for a distância, menor será o risco de infestação das mudas. Os maiores cuidados quanto ao isolamento do viveiro dizem respeito a vetores de viroses, tanto aéreos (afídeos) quanto de solo (nematóides). Ocorrência de invasoras

O viveiro deve estar localizado em área livre de plantas invasoras. Viveiros com determinadas plantas invasoras não podem ser utilizados e a comercialização de mudas produzidas nesses viveiros é proibida por lei.

As principais plantas invasoras incluídas nessa classe são a tiririca (Cyperus rotundus) e a grama-seda (Cynodon dacty/on). Além disso, como o controle de plantas invasoras é mais difícil em viveiros, deve-se fazer uma contínua vigilância e erradicação das mesmas. Facilidade de obtenção de mão-de-obra

Viveiros demandam grande quantidade de mão-de-obra, tanto para a produção de mudas em si, como também para o monitoramento e controle de plantas invasoras, pragas e doenças. A disponibilidade de mão-de-obra próxima ao viveiro contribui para a redução do custo de produção das mudas. Declividade da área

É recomendável que a área tenha pouca declividade e seja localizada em zona de relevo levemente ondulado. Áreas muito planas podem acumular a água das chuvas ou da irrigação. Independentemente do grau de declividade da área, os canteiros devem estar localizados no sentido perpendicular à movimentação da água, para reduzir os riscos de erosão. Quanto maior a declividade, maiores devem ser os cuidados com relação às práticas conservacionistas, para se evitar a degradação do solo. Aspectos físicos do solo

É conveniente a instalação de viveiros em área com solos profundos e medianamente arenosos. Contudo, como nem sempre isso é possível, devem-se escolher as áreas cujo solo apresenta as melhores condições físicas possíveis. Solos muito argilosos dificultam a mecanização e o desenvolvimento radicular. Solos com elevada porosidade são desejáveis. Essa característica pode ser parcialmente melhorada com incorporação de matéria orgânica e adubação verde.

Especialmente em áreas de chuvas intensas, o solo deve ter boa capacidade de drenagem, devendo-se evitar áreas encharcadas ou sujeitas à inundação, pois isso aumenta o risco de podridões-de-raízes e de toxidez por manganês. Para a adoção de sistemas de drenagem, devem-se estudar as características físicas do solo, tais como a profundidade do horizonte impermeável, condutividade hidráulica e textura. Aspectos químicos do solo

Embora as condições químicas dos solos possam ser modificadas, o viveiro deve estar localizado em área cujo solo não tenha acidez elevada, possua boa fertilidade natural e adequado teor de matéria orgânica. Aspectos biológicos do solo

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Solos ricos em matéria orgânica têm vida micro e macrobiana mais ativa, o que pode favorecer o desenvolvimento das mudas. Contudo, devem-se utilizar áreas isentas de nematóides, insetos de solo, fungos patogênicos (Fusarium sp., Pythium sp., Armilaria sp, Rosellinia sp, Phytophthora sp., entre outros) e bactérias fitopatogênicas (Agrobacterium tumefasciens). Por isso, é necessário o monitoramento, por meio de análises microbiológicas do solo da área a ser utilizada como viveiro.

A desinfestação do solo pode ser uma boa alternativa no controle de patógenos de solo e de plantas invasoras, mas normalmente é de alto custo e acarreta danos sobre toda a vida microbiana do solo. A escolha adequada e o manejo da área principalmente no que se refere à rotação de culturas são fundamentais, pois até o momento, não se encontrou um método de controle eficiente contra podridões-de-raiz. Cultivos anteriores

o viveiro deve estar localizado em área onde não existiram pomares há pelo menos 5 anos, e onde não existiram viveiros há pelo menos 3 anos.

Quando se utilizam áreas onde, anteriormente, havia mata ou outras plantas perenes, deve ser feita a destoca no mínimo 2 anos antes da implantação do viveiro, cultivando-se gramíneas anuais, entre elas o milho, a aveia-preta, o sorgo, entre outras, até que o viveiro seja implantado. Essas gramíneas podem ser incorporadas ao solo, para elevação do teor de matéria orgânica.

Algumas plantas frutíferas liberam fitotoxinas no solo, as quais comprometem os cultivos posteriores, implicando a necessidade de ser feita a rotação de culturas. Por exemplo, a nogueira européia libera no solo o jiglone, a macieira libera a floridzina e o pessegueiro e a ameixeira, a prunasina e a amigdalina. Aspectos climáticos

o melhor clima do local onde o viveiro será implantado depende da(s) espécie(s) a ser (em) propagada(s). Entre os fatores climáticos mais limitantes, estão a temperatura, a luz e a ocorrência de ventos. No que sé refere à temperatura, é importante que o viveiro esteja localizado em área o mais livre possível de geadas.

Além disso, temperaturas médias mais elevadas reduzem o tempo para a produção das mudas. Como exemplo, pode ser citado o fato de que, no Estado de São Paulo, enquanto mudas cítricas requerem cerca de 24 meses para serem produzidas, no Rio Grande do Sul requerem cerca de 36 meses, exceto se produzidas em estufas.

A exposição à luz é fundamental, especialmente na fase final de propagação. Ventos muito fortes aumentam a quebra no local da enxertia, podendo requerer a implantação de quebra-ventos.

A extensão da área do viveiro depende de diversos fatores, sendo os principais: Quantidade de mudas para plantio e replantio determinada pela capacidade

operacional do viveiro e pela demanda por mudas pelos produtores. Densidade de mudas, o que depende da espécie e do tempo de permanência, de

modo a proporcionar as melhores condições para seu desenvolvimento. Período de rotação, que se refere ao tempo que a muda permanece, desde o

início de produção até o replantio ou comercialização. Esse intervalo é dependente da espécie, do método de propagação e do manejo da muda.

Dimensões dos canteiros e carreadores, que dependem da espécie a ser propagada e do grau de mecanização adotado. Viveiros com maior grau de mecanização requerem canteiros mais longos, maiores distâncias entre linhas e carreadores mais largos.

Dimensões das instalações determinadas, principalmente, pela quantidade de mudas produzidas pelo método de propagação adotado e pelo grau de tecnologia empregado.

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Áreas para rotação, fundamentais para produção de mudas sadias, especialmente se a produção de mudas for feita diretamente no solo. Para dimensionamento do viveiro, deve-se considerar a disponibilidade de áreas para rotação, de modo que uma mesma área não seja utilizada para produção de mudas por mais de 2 anos.

Um dos aspectos fundamentais a ser considerado no planejamento e dimensionamento dos viveiros é a seleção das espécies a serem propagadas. Existem viveiristas especializados em propagar apenas uma espécie, bem como viveiristas extremamente ecléticos, que propagam inúmeras espécies. Essa escolha depende da capacidade do mercado de absorver a produção das mudas, do tipo de clientela, do grau de especialização e de profissionalização do viveirista, das condições ambientais do viveiro e das exigências climáticas das espécies. De qualquer forma, os principais cuidados a serem tomados pelo viveirista - quando da seleção das espécies - são procurar trabalhar com uma certa economia de escala, para reduzir os custos unitários da muda, não abrindo mão da qualidade do produto. Telados e estufas

A necessidade de instalações especiais em viveiros de produção de mudas frutíferas depende de diversos fatores e deve-se considerar a máxima eficiência no uso das mesmas, economicidade para construção e facilidade no manejo para produção das mudas. O grau de sofisticação das instalações depende da interação entre fatores como a espécie a ser propagada, quantidade de mudas a serem produzidas e o poder aquisitivo do viveirista.

Atualmente, estão disponíveis no mercado, diferentes estruturas como telados, estufas plásticas, ripados e outras, em diversos módulos de tamanho e de custos. Para algumas espécies frutíferas, especialmente as mais sensíveis a viroses, torna-se recomendável - e em certos casos obrigatória - a manutenção das plantas-matrizes em telados, para garantir a sanidade das plantas fornecedoras de enxertos ou outra forma de material propagativo.

Entre as instalações especiais para viveiros, destacam-se as seguintes: Telados

É uma estrutura - de madeira ou de metal - coberta com tela, que garante o sombreamento e mantém a luminosidade próxima da natural (Fig. 1). O telado é útil nas seguintes situações: na manutenção de plantas matrizes isentas de viroses, na aclimatação e na produção de mudas que exigem sombreamento inicial.

As telas podem apresentar diferentes graus de sombreamento, sendo importante considerar que, quanto maior for o grau de sombreamento, maior será a ocorrência de estiolamento das mudas que permanecerem por longo tempo no telado e maior a facilidade de as mudas morrerem quando forem transferidas para o pomar.

O tipo de tela mais utilizado é o que permite um sombreamento de 50%. O telado pode ter diferentes dimensões, podendo ser permanente ou temporário, dotado ou não de sistema de irrigação localizada. No caso de telas à prova de afídeos, a dimensão da malha deve ser inferior a 0,4 mm.

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Fig. 1. Telado para produção de mudas. Estufas

Também conhecida como casa de vegetação, a estufa é uma estrutura parcial ou completamente fechada, feita de madeira ou de metal (alumínio, aço ou ferro galvanizado), geralmente coberta com plástico especial, para essa finalidade. Pode ainda ser coberta de vidro ou fibra de vidro, o que acarreta maior custo.

A grande vantagem do uso de estufas em viveiros é a possibilidade de controle ambiental, de modo a maximizar a produção de mudas, reduzindo o tempo necessário para a propagação e permitindo que as mudas possam ser produzidas em várias épocas do ano.

Normalmente, as estufas possuem sistemas de nebulização intermitente, o que mantém a umidade relativa do ar elevada, permitindo a propagação por meio de estacas com folhas (técnica que, em certas espécies, viabiliza a propagação por estaquia). A elevada umidade do ar e a alta temperatura aumentam a velocidade de crescimento das plantas.

As estufas podem ser construídas pelo próprio viveirista ou adquiridas de empresas especializadas. Além do sistema de nebulização, as estufas podem ser dotadas de sistemas automatizados para aquecimento do substrato e diminuição da temperatura, entre outros.

Entre os problemas relacionados com o uso de estufas, podem ser citados os seguintes:

Aumento da dependência da planta em relação ao homem. Elevado custo de implantação. Aumento da sensibilidade. Ocorrência de doenças. • Dificuldades na aclimatação. O enraizamento de estacas de muitas espécies - especialmente as semi-lenhosas e

herbáceas - é muito difícil, se não for adotado um controle ambiental, principalmente em relação a três pontos:

Manter alta umidade relativa do ar com baixa demanda evaporativa, de modo que a transpiração das estacas seja minimizada e a perda de água seja mínima.

Manutenção de temperatura adequada - e suficientemente amena na parte aérea - para estimular o metabolismo na base das estacas e reduzir a transpiração. Manter a irradiação num limite suficiente, para ocasionar elevada atividade fotossintética, sem causar aumento excessivo da temperatura nas folhas.

As estufas têm essa final idade de controle ambiental. Quanto mais controladas as condições de propagação, maiores as chances de sucesso, especialmente naquelas

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espécies de difícil propagação. Um dos problemas a serem enfrentados em estufas, nas condições brasileiras, é o

aumento excessivo da temperatura, o que implica no uso de mecanismos de resfriamento do ar. O uso de tela de alumínio na parte externa, a ventilação forçada por meio de argila expandida com água e tela de sombreamento podem reduzir, significativamente, a temperatura.

Mesmo que a luz seja favorável à atividade fotossintética das mudas, a alta luminosidade não parece ser a condição mais favorável. Filmes de polietileno mais modernos estão disponíveis no mercado com alguns aditivos, tais como acetato de vinil, alumínio e silicatos de magnésio, os quais aumentam a opacidade do plástico às ondas longas (infravermelho), favorecendo o enraizamento.

Altas temperaturas geralmente limitam a produção de mudas em estufas na maioria das regiões do Brasil. Na literatura, há citações de que, temperaturas ao redor de 35°C a 40°C limitam o crescimento das raízes da maioria das espécies lenhosas. Por isso, além de uma boa ventilação, é fundamental um bom sistema de resfriamento e de sombreamento. Estufins

São pequenas estufas, com maior versatilidade, menor custo e menor tamanho. Normalmente, os estufins são construídos em madeira e com cobertura de polietileno, podendo ser utilizados tanto na produção de mudas por meio de sementes, quanto por meio de estacas semi-lenhosas. Ripados

São construções simples, relativamente duráveis, baratas e fáceis de construir, com o inconveniente de não garantir sombreamento uniforme. Também têm a finalidade de proporcionar sombreamento, podendo substituir os telados. Substratos

Entende-se por substrato qualquer material usado com a finalidade de servir de base para o desenvolvimento de uma planta até sua transferência para o viveiro ou área de produção, podendo ser compreendido não apenas como suporte físico, mas também como fornecedor de nutrientes para a muda em formação.

Geralmente, o termo substrato refere-se a materiais dispostos em recipientes, mas pode incluir, também, o solo da sementeira ou do viveiro, onde muitas vezes se dá o desenvolvimento inicial da muda.

O substrato é um dos muitos fatores que condicionam o sucesso na propagação de plantas. Na opção por um determinado material como substrato, objetiva-se otimizar as condições ambientais, para o desenvolvimento da planta numa ou mais etapas da propagação.

Se for utilizado um material adequado, e se as demais condições também forem satisfeitas, o desenvolvimento da muda será satisfatório, tendo-se como resultado uma planta com capacidade de expressar, futuramente, o potencial produtivo da cultivar.

Por sua vez, o uso de materiais inadequados, além da sua ineficiência nos métodos de propagação, originará plantas com problemas de desenvolvimento e com reflexos negativos sobre a futura produção.

Inúmeros materiais podem ser usados como substratos na produção de mudas frutíferas. A escolha do substrato - ou mistura de substratos mais adequada para uma determinada situação - é função da técnica de propagação, da espécie (em alguns casos), da cultivar, das características do substrato, do custo e da facilidade de obtenção de cada

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material. Podem estar incluídos desde materiais que permitam a germinação das sementes -

e o posterior desenvolvimento das plântulas - até outros que possibilitem o enraizamento de estacas e o desenvolvimento das raízes adventícias, bem como materiais que proporcionem condições adequadas para a aclimatização de plantas propagadas por meio de técnicas de micropropagação.

Em linhas gerais, um bom substrato é aquele que: É firme e denso o suficiente para manter a estrutura de propagação

em condições até a germinação ou o enraizamento. Não contrai ou expande com a variação da umidade. Retém água em quantidade suficiente. É suficientemente poroso para permitir a drenagem da água e a

aeração. Está livre de invasoras, nematóides ou outros patógenos. Não apresenta nível excessivo de salinidade. • Permite a esterilização a vapor. Na propagação por sementes, o substrato tem a finalidade de proporcionar

condições adequadas à germinação ou ao desenvolvimento inicial da muda. Conforme a técnica de propagação adotada, pode-se dispor de um mesmo material

durante todo o período de formação da muda, bem como utilizar-se materiais diferentes em cada fase (até a germinação, da germinação até a repicagem e da repicagem ao enviveiramento).

Considerando que tanto a germinação quanto o desenvolvimento das mudas requerem água, oxigênio e suporte físico, o bom substrato deve:

Proporcionar equilíbrio adequado entre a umidade e a aeração. Para tanto, deve haver boa capacidade de drenagem da água, mas retendo suficiente teor de umidade, que garante água suficiente para a embebição da semente e o metabolismo da muda. O fornecimento de oxigênio ao embrião pode ser limitado pelo substrato, em função da má drenagem e da baixa taxa de difusão do oxigênio na água.

Proporcionar ambiente escuro, em virtude de muitas espécies serem fotoblásticas negativas e das raízes serem fototrópicas negativas.

Boa capacidade de suporte físico da muda, bem como aderência às raízes, fato especialmente importante na repicagem da muda para o viveiro ou pomar.

Conter nutrientes essenciais para o desenvolvimento sadio da planta. No caso de se utilizar um substrato apenas para a germinação, a presença de nutrientes não é necessária, podendo-se somente lançar mão de materiais inertes, pois a germinação ocorre às custas da reserva da semente. Entretanto, tão logo as raízes passem a ser funcionais, os nutrientes devem estar presentes.

Estar isento de inóculo de patógenos ou saprófitos, que podem prejudicar a germinação e o desenvolvimento das mudas. A presença de patógenos pode provocar a ocorrência de dumping off, que ocasiona desde um baixo índice de sobrevivência das plantas na repicagem, até a morte das plântulas logo após sua emergência.

Estar isento de propágulos (sementes ou estruturas vegetativas) de plantas invasoras, especialmente no caso de a muda oriunda desse processo ser comercializada ou levada ao campo com torrão.

Além disso, um bom substrato deve ser de baixa densidade e ter uma composição química e física equilibrada, elevada capacidade de troca catiônica (CTC), boa

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capacidade de aeração e drenagem, boa coesão entre as partículas e adequada aderência nas raízes.

Na avaliação de um substrato, podem ser úteis parâmetros físicos tais como poros idade total, densidade, proporção do tamanho de partículas, espaços com ar e água, condutividade hidráulica saturada e insaturada. Na literatura, inúmeros materiais são citados como adequados para a germinação ou desenvolvimento de plantas propagadas por sementes.

A associação de materiais - especialmente em mistura com o solo permite melhorar as condições para desenvolvimento das mudas. Assim, a grande maioria dos trabalhos com substratos nessa fase inclui misturas de solo, de vermiculita e de materiais orgânicos.

É aconselhável misturar areia e materiais orgânicos, para melhorar a textura e propiciar melhores condições ao desenvolvimento das mudas. Em misturas, o solo e a turfa participam como retentores de umidade e nutrientes, enquanto a areia, serragem ou casca de arroz funcionam como condicionadores físicos.

A mistura com materiais orgânicos beneficia as condições físicas do substrato e fornecem nutrientes, favorecendo o desenvolvimento das raízes e da planta como um todo.

Numa sementeira, considerando-se o solo como substrato, é importante observar os seguintes aspectos:

A sementeira deve estar localizada fora da área de produção e não deve ser usada por mais de 2 anos consecutivos, como forma de diminuir o potencial de inóculo de patógenos.

Deve haver pequena declividade para exposição à luz e boa disponibilidade de água para irrigação.

É conveniente que se utilizem solos com textura média. Para se evitar problemas com patógenos ou plantas invasoras, pode ser efetuada

a esterilização do substrato. Esta pode ser feita utilizando-se fungicidas, solarização, tratamento térmico, ou agentes de controle biológico e químico, recomendados pela legislação vigente.

Deve ser prevista uma rotação de culturas antes da implantação de sementeira, especialmente se na mesma área foram cultivadas espécies perenes.

O suprimento de água deve ser adequado, pela necessidade de germinação e a sensibilidade das plântulas ao déficit hídrico.

Com o uso de corretivos, o pH do solo deve ser ajustado para o nível adequado à espécie a ser propagada.

Quanto ao suprimento de nutrientes, devem ser tomados cuidados com o excesso de adubação, especialmente a adubação nitrogenada. O excesso de sais inibe a germinação, além de o desequilíbrio nutricional favorecer a ocorrência de doenças. O manejo da adubação depende, essencialmente, do tempo de permanência da muda na sementeira.

O substrato é um dos fatores de maior influência na propagação por estaquia, especialmente naquelas espécies com maior dificuldade de formação de raízes. O substrato não apenas afeta o percentual de estacas enraizadas, como também a qualidade do sistema radicular da muda. Destina-se a sustentar as estacas durante o enraizamento, mantendo sua base num ambiente úmido, escuro e suficientemente aerado. Num sentido mais restrito, o substrato deve garantir as condições adequadas apenas para o enraizamento das estacas. Contudo, numa abordagem mais ampla, é conveniente que algumas condições sejam oferecidas para que haja o desenvolvimento inicial das

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raízes adventícias, tais como o fornecimento de nutrientes e o uso de materiais orgânicos, que podem favorecer o desenvolvimento radicular e o pegamento, e desenvolvimento no viveiro ou no campo.

O substrato mais adequado para o enraizamento varia conforme a espécie, podendo-se considerar que um bom substrato deve reunir as seguintes características:

Reter água suficiente para manter as células túrgidas, evitando o murchamento da estaca.

Garantir aeração suficiente, por meio de um adequado espaço poroso, para a formação das raízes e o metabolismo radicular.

Aderir bem à estaca e às raízes formadas. Não favorecer a contaminação e o desenvolvimento de patógenos e saprófitos,

tanto por ser fonte de inóculo, quanto por criar condições favoráveis ao desenvolvimento de microrganismos.

Permitir que as estacas enraizadas sejam removidas com um mínimo de dano às raízes.

Ter baixo custo e fácil aquisição. • Não conter ou liberar quaisquer substâncias fitotóxicas à estaca. Conforme o tipo de ambiente para propagação, deve ser dada

atenção diferenciada. No caso de uso de nebulização intermitente, a drenagem é um dos fatores mais importantes, para se evitar a asfixia na base da estaca. Ao se trabalhar com estacas lenhosas em solo ou em recipientes com outro material, mas sem nebulização, a retenção de água assume maior importância.

A escolha do substrato é feita levando-se em consideração a espécie, o tipo de estaca, as características do substrato, a facilidade de obtenção e o custo de aquisição. A determinação do substrato mais adequado para cada espécie deve ser feita por meio de experimentos. Na Tabela 1, são apresentadas algumas vantagens e desvantagens de alguns substratos que podem ser utilizados em estaquia.

O meio de enraizamento não afeta apenas o enraizamento em si. Tem sido obtida grande influência do substrato sobre a qualidade do sistema radicular adventício, no que tange a diversos parâmetros.

É conveniente atentar-se para a qualidade do sistema radicular formado, pois essa irá, diretamente, o pegamento no viveiro e o desenvolvimento posterior da muda. Geralmente, raízes desenvolvidas em areia são mais grossas, menos ramificadas e mais quebradiças, ainda que as características do sistema radicular também sejam função da espécie.

A mistura da areia com turfa ou outros materiais orgânicos permite que se forme um melhor sistema radicular. A permanência das folhas na estaca também pode ser afetada pelo substrato. Substratos com menor contato com a estaca tendem a ocasionar maior queda de folhas e a morte das estacas.

A parte da estaca que fica enterrada no substrato poderá sofrer asfixia, que desfavorece o enraizamento, podendo causar até mesmo a morte desta. A baixa capacidade de drenagem do substrato na base da estaca pode ocasionar a necrose na base da mesma. Além disso, o pouco espaço poroso poderá favorecer a ocorrência de doenças.

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o teor de oxigênio requerido na formação de raízes é variável conforme a espécie,

mas é sempre indispensável. Por exemplo, para Salix spp., 1 mg.L-l de oxigênio é suficiente para o enraizamento, podendo o mesmo enraizar em água, ao passo que para Hedera helix, são necessários apenas 10 mg. L-l .

Em algumas espécies, o aumento do teor de oxigênio incrementou o enraizamento de estacas. Assim, é importante analisar as características físicas do substrato a ser utilizado nessa condição. Espaço poroso (macro e microporosidade), oxigênio disponível, aeração, drenagem e excesso de água no substrato são aspectos interligados entre si, passíveis de observação. Há menções de que o espaço poroso do substrato de enraizamento deve ser de 20%, admitindo-se um intervalo de 15% a 45% de poros idade.

As seguintes propriedades físicas de um substrato de enraizamento são importantes:

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Forma, textura e tamanho de partículas. Teores de argila e silte. Densidade, espaço poroso e capacidade de retenção de água na saturação e na

capacidade de campo. A curva de retenção de água é um parâmetro que pode fornecer boas informações

sobre o efeito do substrato no enraizamento. Mesmo em ambiente com nebulização intermitente, o substrato não se mantém constantemente saturado, especialmente durante o dia, quando as perdas de água para a atmosfera são mais elevadas. Assim, um material que retém mais água, em níveis de tensão mais elevados, pode ser mais recomendável para utilização, tendo em vista esse atributo físico.

É importante que o substrato tenha uma capacidade de retenção tal que permita a planta retirar água com um gasto mínimo de energia e apresente um espaço poroso adequado. A competição do espaço poroso pela água e pelo ar é um ponto crucial na escolha do substrato.

No que se refere às características químicas, o pH e a disponibilidade de nutrientes são importantes. Em algumas espécies, o pH favorece o enraizamento e desfavorece o desenvolvimento de microrganismos. O uso de materiais como a turfa permite que o pH do substrato seja mais baixo. O uso de materiais orgânicos pode favorecer o desenvolvimento das raízes adventícias. Geralmente, as características favoráveis de um substrato podem ser complementares às de outro. Assim, a mistura de dois ou mais substratos permite que se associem as vantagens e se complementem as desvantagens de cada material. Irrigação

Seja na cultura instalada ou no viveiro de produção de mudas, a irrigação é de suma importância para o fruticultor ou viveirista que deseja obter mudas de qualidade. Durante o desenvolvimento da muda, existem várias fases críticas, onde a disponibilidade hídrica se faz necessária. Geralmente, o viveirista deseja obter uma muda de crescimento uniforme e ereto, o que vai facilitar todas as operações do viveiro, seja na enxertia e forçagem, ou no desponte e formação das pernadas (ramos primários emitidos a partir da haste principal da muda).

No início do desenvolvimento das mudas, a irrigação é imprescindível, notadamente após a semeadura. A água utilizada pode ser proveniente de rios, lagos ou até de poços subterrâneos. A única exigência é que a água deve ser limpa, tendo-se o cuidado para evitar a introdução de algas ou sementes de plantas invasoras.

Segundo alguns autores, a água deve ter no máximo 200 mg.L de silte e cálcio, menos de 10 mg.L de sódio e 0,5 mg.L-l de boro. Se a água tiver alto teor de silte ou de colóides, corre-?e o risco de impermeabilização da superfície do substrato, reduzindo sua aeração e aumentando a predisposição das mudas a doenças e pragas.

No planejamento de um viveiro, deve-se ter uma fonte de água de boa qualidade para irrigação e não depender apenas das chuvas. Quanto ao tipo de irrigação utilizada, dependerá do local de produção da muda, da disponibilidade de água, e de recursos, além do tipo de substrato ou solo, e das condições do local.

Quanto à freqüência da irrigação, é relevante o efeito da quantidade de suprimento de água, forma e freqüência de aplicação.

Logicamente, no caso de as mudas serem produzidas em casa de vegetação, com equipamentos sofisticados, não há necessidade de maior preocupação. Na verdade, os aspectos de quantidade de água, forma e freqüência estão ligados diretamente às condições atmosféricas, qualidade física e química do substrato, poros idade e grau de saturação, estação do ano, estágio de desenvolvimento das mudas, além do tipo e

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cobertura dos canteiros ou sementeiras. Os vários tipos de coberturas existentes permitem maior ou menor perda de

umidade, sendo que, para cada tipo, deve-se adequar uma metodologia isoladamente. Outro aspecto a ser considerado é a espécie, já que cada uma delas se comporta

diferentemente da outra. É indiscutível manter o teor de umidade adequado logo após a semeadura. Do contrário, corre-se o risco de perdas irreparáveis na obtenção das mudas. Por sua vez, o encharcamento é muito prejudicial, pois além de permitir a lixiviação de nutrientes e diminuir a aeração, pode favorecer o surgimento de doenças, a exemplo do dumping off.

Contudo, calcular a quantidade exata de água e saber, com precisão, o momento certo de colocá-la, é difícil, pois depende de uma série de fatores. Geralmente, é a experiência profissional do produtor de mudas que vai definir a freqüência e a quantidade de água a ser colocada numa dada sementeira, recipiente ou viveiro.

Apesar das poucas pesquisas existentes, sabe-se que a irrigação é recomendável no início da manhã, principalmente em regiões e épocas frias, pois permite a rápida condensação do gelo, que eventualmente possa formar-se na superfície das folhas.

A irrigação no final do dia permite que o substrato permaneça úmido por mais tempo, de modo que o potencial hídrico das mudas mantenha se com valores mais altos durante a noite. Apesar da experiência ser um fator que pode auxiliar o viveirista, este pode lançar mão de recursos técnicos de baixo custo e ótimos resultados.

Como regra geral, pode-se afirmar que a época de irrigação é mais importante do que a quantidade de água aplicada. Enfim, verifica-se que há necessidade de pesquisas, direcionadas às diferentes espécies, para determinação da quantidade de água e freqüência de irrigação para obtenção de mudas de alta qualidade. Embalagens

Entende-se, por embalagem, todo e qualquer material destinado a acondicionar o substrato durante a produção de mudas. O uso de recipientes tem acompanhado a evolução tecnológica dos sistemas de propagação, pois são instrumentos indispensáveis na produção intensiva de mudas. À medida em que se avança na pesquisa de substrato para propagação, os recipientes assumem cada vez mais importância. A produção de mudas em viveiros sem uso de recipientes normalmente é mais econômica. Mesmo assim, a produção de mudas embaladas cada vez mais vem sendo adotada devido às vantagens que proporciona. Mesmo nesses casos, os recipientes podem tomar parte em alguma das etapas da propagação. É o caso de mudas cítricas - o porta-enxerto pode ser inicialmente desenvolvido em tubetes ou bandejas e depois as mudas são transferidas para o viveiro, onde são mantidas até a comercialização. Em outras situações, toda a produção da muda pode ser feita num ou mais recipientes.

Na produção de mudas frutíferas, a adoção de recipientes apresenta como principais vantagens:

Quando associada ao uso de telados ou estufas, permite o cultivo sob quaisquer condições climáticas, o que ocasiona cumprir-se rigorosamente um cronograma de produção.

Redução da utilização de tratores e carretas na área de viveiro. Redução do tempo necessário para produção das mudas. Em mudas cítricas, no

sistema de sementeira, são necessários 18 a 24 meses para produção das mudas, enquanto com o uso de bandejas ou tubetes são necessários 12 a 15 meses.

Redução da competição entre as mudas. Redução da área necessária de viveiro. Proteção do sistema radicular contra danos mecânicos e desidratação.

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Proteção da muda contra doenças e pragas de solo, além de facilitar, quando necessário, a prática da esterilização do substrato.

Aumento da facilidade no transporte das mudas. Redução do estresse no momento do transplante. Permanência do viveiro por mais tempo, evitando a necessidade de rotação de

culturas devido ao risco de doenças e pragas do solo. Quando a produção de mudas é feita em recipientes, é importante observar os

seguintes aspectos: Manutenção da umidade, especialmente em recipientes com pequena

capacidade de acondicionamento de substrato. Adubação, pois o substrato pode facilmente ser esgotado quanto à

disponibilidade de nutrientes. Limitação ao desenvolvimento radicular, aspecto que deve ser constantemente

observado, de modo que o recipiente não venha a ser uma barreira para as raízes, a ponto de prejudicar o crescimento da muda.

Convém que um bom recipiente apresente as seguintes carac;ticas: Ter boa resistência para suportar a pressão devida ao peso do

substrato e da muda. Permitir que a planta tenha um rápido desenvolvimento inicial. Acondicionar o volume adequado de substrato. Possuir bom sistema de drenagem. Possibilitar boa retenção da umidade. Permitir boa retenção do substrato. Ter durabilidade, a ponto de resistir durante todo o processo de

produção da muda. Ser de fácil manejo, quando da transferência (leveza e resistência). Ter baixo custo de aquisição. • Ser reutilizável, ou construído com material facilmente reciclável. Mesmo que um recipiente não reuna todas essas qualidades, deve-

se selecionar aquele que reuna o maior número de vantagens, pois isso está estreitamente relacionado com a eficiência do sistema de propagação e da viabilidade do uso de recipientes. Assim, a escolha do recipiente deve considerar as qual idades de cada material, o método de propagação e os efeitos que ele proporciona sobre o crescimento da muda.

Vários são os recipientes utilizados na produção de mudas frutíferas. Entre esses, podem ser citados: sacos de plástico, tubetes, citropotes, bandejas de plástico ou de isopor, caixas de madeira ou de metal, vasos de plástico, entre outros.

A seguir, serão descritos alguns dos principais recipientes utilizados na propagação comercial de plantas frutíferas: Sacos de plástico

São recipientes que podem apresentar as mais diferentes dimensões, tais como 8 cm (diâmetro) x 12 cm (altura) e 25 cm (diâmetro) x 25 cm (altura). Normalmente, apresentam coloração preta ou escura, para impedir o desenvolvimento de algas e de plantas invasoras dentro do recipiente e proporcionar melhores condições de desenvolvimento para as raízes. Perfurados na base, para drenagem da água, são muito versáteis, adaptando-se a uma grande variedade de situações, além de terem baixo custo de aquisição, serem reutilizáveis e de fácil manejo (Fig. 2).

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Fig. 2. Mudas cítricas obtidas em embalagens de plástico.

Contudo, se o plástico for de pouca espessura, esses recipientes rompem-se

facilmente com o peso do substrato ou devido ao crescimento das raízes. Além disso, as perfurações devem estar localizadas próximo à base da embalagem. Caso contrário, não permitem um bom escoamento da água em excesso, prejudicando o crescimento da muda.

No momento da aquisição, é importante atentar para a qualidade do plástico, além do número e a posição das perfurações. Tubetes

São recipientes de formato cônico, construídos em plástico rígido e de cor escura. Internamente, apresentam estrias que dificultam o enovelamento das raízes. Podem acondicionar diferentes volumes de substrato. Para o uso dos tubetes, é necessário um sistema de suporte, que pode ser uma bandeja de isopor, plástico ou metal, bem como uma bancada com fios de arame distanciados, para possibilitar a colocação dos mesmos. Assim, os tubetes ficam suspensos, de modo que a base destes ficam expostas ao ar, proporcionando a denominada poda das raízes pelo vento.

Apresentam a vantagem de serem reutilizáveis várias vezes, além de permitirem a produção de um grande número de mudas por unidade de área. Por serem unidades independentes, os tubetes permitem a seleção das mudas com a embalagem. Por disporem de pequeno volume de substrato, requerem que se retire a muda tão logo as raízes ocupem todo o substrato. Por isso, são úteis para a primeira etapa da propagação, além de necessitarem de irrigações periódicas, visto que o substrato facilmente se desidrata. Dependendo do substrato, o tubete pode não reter o mesmo, que é perdido pelo orifício na base (Fig. 3).

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Fig. 3. Porta-enxerto de citros produzidos em tubetes.

Bandejas Podem ser confeccionadas em plástico, normalmente apresentando um espaço único e contínuo para acondicionamento do substrato. Também podem ser feitas de poliestireno expandido (isopor), constituídas de um número variável de células, onde é feita a produção da muda.

As células apresentam forma piramidal invertida, com capacidade de até 120 cm3 de substrato por célula. Na base, a célula apresenta um orifício para escoamento da água. As bandejas podem ser reutilizadas várias vezes. Como os tubetes, elas são úteis na primeira etapa da propagação, pois acondicionam pequeno volume de substrato.

Preferencialmente, as bandejas devem ficar suspensas, permitindo a poda pelo vento. A durabilidade da bandeja está em função do ambiente onde é feita a propagação e do cuidado no manuseio das mesmas.

Para uma dada espécie, em sistemas tradicionais de propagação (viveiros), podem ser produzidas cerca de 25 mil a 30 mil mudas por hectare, enquanto com uso de bandejas, podem ser produzidas cerca de 200 mil mudas por hectare. Citropotes

Também conhecidos como containers, esses recipientes são assim denominados por serem desenvolvidos e difundidos para produção de mudas cítricas. São confeccionados em plástico preto rígido e acondicionam grande volume de substrato, permitindo que a muda seja mantida nesse recipiente desde a repicagem (produzida em tubetes ou bandejas) até a comercialização.

Os citropotes apresentam diversas vantagens, dentre as quais a facilidade de manuseio, a possibilidade de produção de mudas numa mesma área por vários anos, desde que o substrato seja oriundo de local isento de patógenos e o plantio da muda no pomar não apresente danos ao sistema radicular. Uma das principais limitações ao uso do citropote é o custo elevado.

Na propagação por sementes, usam-se sacos de plástico, bandejas e tubetes. Na propagação por estacas, é mais comum o uso de sacos de plástico, embora, até o momento, ensaios feitos com bandejas e tubetes tenham proporcionado resultados bastante promissores.

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Controle fitossanitário A dificuldade em encontrar mudas de qualidade tem se constituído num dos mais

sérios problemas com que se defronta o produtor de frutas. A qualidade sanitária da muda é, sem dúvida, um dos componentes mais importantes, tendo reflexo direto no desenvolvimento das plantas e na produtividade do pomar.

Uma das dificuldades encontradas é que, geralmente, o produtor brasileiro não encontra, no mercado, mudas com garantia de isenção de doenças e pragas. A escaldadura das folhas da ameixeira - causada pela bactéria Xylella fastidiosa - é um exemplo. Cultivares sensíveis a esse patógeno, quando contaminadas, morrem em 3 anos. Como a doença é transmitida por cigarrinhas, se existir uma planta contaminada no pomar, a contaminação de outras plantas é praticamente inevitável.

A maioria das cultivares de ameixeira japonesa, melhor adaptadas ao clima brasileiro, é sensível a essa bactéria, variando apenas o tempo que as plantas levam para morrer. A gravidade dessa doença é tanta que várias regiões produtoras tiveram pomares dizimados, só retornando ao cultivo a partir da limpeza c10nal e produção de mudas sadias.

Em outras regiões do mundo, onde ocorre essa doença, o cultivo da ameixeira praticamente desapareceu, como aconteceu na Região do Delta, na Argentina, e no sudeste dos Estados Unidos.

Em 1975, a escaldadura, doença cujo agente causal é uma bactéria Xy/ella fastidiosa, foi diagnosticada no Sul do Brasil. Em Santa Catarina, por exemplo, a área de ameixeiras era de cerca de 400 ha, regredindo para menos de 50 ha, em 1982. Voltou, então, a crescer, com a obtenção de mudas isentas de bactéria. Com a pressa de plantar, devido aos altos preços da ameixa no mercado, esqueceu-se de questionar as garantias de sanidade das mudas e os riscos de contaminação, a partir de ameixeiras doentes, nas proximidades do pomar.

A freqüente incidência de doenças tem sido responsável pela baixa qualidade das mudas produzidas, acarretando sérios prejuízos, tanto nas fases de sementeira e viveiro, como no plantio definitivo.

Apesar de não se manifestarem nas fases de sementeira e viveiro, algumas doenças são introduzidas e disseminadas principalmente por material de propagação. A utilização de material propagativo sadio é de fundamental importância para a formação de pomares livres de patógenos, que causam queda na produtividade e longevidade das plantas.

Com relação ao controle fitossanitário, recomenda-se usar os tratamentos indicados para todas as pragas e doenças que ocorrem no pomar, por meio de controle integrado ou de medidas como a limpeza e a desinfestação das ferramentas usadas nos viveiros e pomares, até o cuidado com mudas e borbulhas dos novos plantios.

Em plantas frutíferas propagadas vegetativamente, a importância das doenças causadas por vírus é grande, pois todas as plantas obtidas de uma planta infectada também se apresentarão com o patógeno.

A maioria dos vírus, viróides e fitoplasmas é transmitida por enxertos. Contudo, há alguns que são transmitidos por insetos, nematóides, sementes ou

mecanicamente. Nas espécies frutíferas, a transmissão por enxertia é mais comum e os cuidados devem ser redobrados para se evitar a infecção de todo o viveiro.

Tratando-se de plantas em viveiro, não se pode confiar em inspeções visuais, ou seja, na identificação de plantas doentes apenas por sintomas visíveis a olho nu, porque muitas doenças não se manifestam no período do viveiro, havendo algumas que levam anos para apresentar sintomas visíveis, ou mesmo aquelas que nunca os apresentam.

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A melhor recomendação de controle é o uso de material sadio. Para isso, é necessário que se faça a multiplicação apenas a partir de plantas indexadas, isto é, testadas e isentas dos vírus que ocorrem na cultura. Se o material infectante for importante como variedade, poderá passar por um processo de limpeza, no qual poderá ser utilizada a termoterapia ou cultura de meristema. Após passar por esse processo de limpeza, o material deve ser novamente indexado e, uma vez isento dos supostos patógenos, será liberado para multiplicação.

É importante observar que não só as borbulheiras devem ser indexadas, mas também os porta-enxertos, pois estes podem estar infectados e transmitir o vírus para a copa. É possível diminuir os danos causados por um vírus pelo uso do fenômeno da proteção cruzada, aquela conferida a uma planta infectada, sistematicamente, por uma estirpe de um vírus contra outras do mesmo vírus.

Se a estirpe que infecta a planta em primeiro lugar é fraca, isto é, causa poucos danos, a planta ficará protegida contra infecção por estirpes fortes. Inoculando-se as mudas no viveiro com uma estirpe sabidamente fraca, consegue-se, então, obter-se plantas protegidas contra as fortes que ocorrem naturalmente e irão infectar as plantas no campo.

Essa é a chamada pré-imunização, largamente usada em pomares cítricos paulistas, para protegê-los contra o vírus-da-tristeza. Nesse caso do vírus-da-tristeza, optou-se pela pré-imunização, pois o vírus é transmitido por pulgões e o uso de material sadio não resolveria o problema, uma vez que todas as plantas ficariam expostas no campo, ao ataque do vetor.

Assim, só devem ser multiplicadas plantas que tenham sido submetidas a testes de sanidade. Todas as matrizes devem ser testadas periodicamente, pois uma planta considerada sadia pode se tornar infectada.

As pragas que atacam as mudas nas sementeiras e viveiros podem causar grandes prejuízos, tanto ao crescimento das mudas quanto à sua qualidade final.

o crescimento e brotação contínuos das plantas jovens propiciam o ambiente ideal para a rápida expansão das populações de diversas pragas. Por isso, a atenção em viveiros de mudas é indispensável.

De modo geral, pode-se afirmar que o primeiro passo para o controle de uma praga, no pomar, é dado no controle fitossanitário no viveiro, pois isso dificultará a disseminação das pragas por meio das mudas.

Dependendo da cultura, as pragas que prejudicam as mudas em viveiros são pulgões, lagartas, formigas, cigarrinhas, ácaros e nematóides.

Às vezes, as pragas de raízes e os nematóides não são detectados nos viveiros, mas adquirem grande importância porque são observados apenas depois de alguns anos da formação do pomar, uma vez que as mudas são o principal meio para dispersão dessas pragas.

Em todos os casos de infestação por nematóides, o principal método de controle é o preventivo, mediante o plantio de mudas isentas do patógeno. Assim, é necessário o exame de mudas, para evitar a disseminação de nematóides em áreas não-infestadas. Às vezes, a escolha de órgãos propagativos sadios é suficiente para manter o viveiro livre ou, pelo menos, com baixa população de pragas.

É bom lembrar que o controle fitossanitário em sementeiras, viveiros e em plantas-matrizes fornecedoras de material propagativo é feito de acordo com as necessidades. Esse controle deve ser monitorado utilizando se os produtos de forma correta, preservando a integridade do meio ambiente e a saúde do trabalhador.

Quando da aplicação de controle químico, deve-se dar preferência a produtos de baixa toxicidade humana e, em ripados ou viveiros fechados, aos inseticidas granulados

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sistêmicos para controle de insetos sugadores. Detectando-se a presença de inimigos naturais das pragas, deve-se, pelo menos, utilizar produtos químicos seletivos. Controle de plantas invasoras

Uma boa condução e formação de mudas exige uma série de operações que estão estreitamente relacionadas, tais como: seleção das plantas-matrizes, copas e porta-enxertos, controle de pragas e doenças, além de tratos culturais adequados. Dentro desse aspecto, o controle de plantas invasoras, tanto em sementeiras como em viveiros, é de grande importância. Modernamente, tem-se propagado, principalmente, porta-enxertos, como é o caso específico de mudas cítricas, por tubetes, bandejas ou si m i lares. Essa metodologia permite a utilização de substratos tratados, isentos de plantas invasoras e garante maior controle de pragas e doenças. Entretanto, na segunda fase de propagação, com a utilização de viveiros, o controle de plantas invasoras é fundamental, porque nesse local é onde serão realizadas todas as operações que resultarão numa muda de boa qualidade.

Inicialmente definido como área de terreno destinada à produção de mudas, onde as mesmas são formadas até irem para o campo, o termo viveiro, neste caso, tem um conceito mais abrangente por englobar estruturas como sementeiras, valetas para estratificação, áreas para plantio de porta-enxertos, casas de vegetação, câmaras de nebulização e coberturas de tela de plástico. Também estão relacionados materiais como sacos de polietileno, tubetes, vasos, bandejas de isopor, componentes de substrato como solo, areia, esterco, compostos orgânicos, cascas e palhas, vermiculita, casca de madeira triturada, terriço, etc.

Nesse caso, a correlação entre o enviveiramento de mudas frutíferas e os possíveis problemas com plantas invasoras têm um sentido amplo, que envolve cuidados e práticas bem distintas, de acordo com a fase de produção da muda e a metodologia utilizada.

O conceito de planta invasora ou daninha baseia-se na presença indesejável de uma planta, em relação ao homem, quando prejudicaria direta ou indiretamente sua saúde, a produção agropecuária ou outras atividades de interesse econômico.

O conceito de indesejabilidade fica claro em definições como "uma planta que ocorre onde não é desejada", ou "uma planta fora do lugar". Assim, uma determinada planta poderá ser considerada invasora, indiferente ou útil, dependendo do tempo e local onde ela ocorre.

No caso específico de viveiros, a presença de outras plantas, que não sejam as mudas, sempre é considerada danosa ou prejudicial.

Existem cinco métodos de controle de plantas daninhas, distintos dos processos de prevenção e de erradicação. Prevenção é a utilização de métodos para se evitar uma infestação ou reinfestação, enquanto a erradicação é a eliminação de uma população.

Deve-se considerar que viveiros de produção de mudas - em seu sentido amplo, como mencionado anteriormente - podem apresentar peculiaridades que diferem de uma cultura em larga escala em campo, tais como:

Os viveiros em campo normalmente ocupam áreas reduzidas atingindo, quando muito, alguns poucos hectares.

Formação de mudas, em alguns casos, com todas as etapas diretamente em recipientes.

Espaçamentos reduzidos, quando as mudas estão instaladas em viveiro no campo.

Elevado número de tratos culturais e práticas especiais, realizados com freqüência, exigindo que durante o enviveiramento as mudas estejam livres de

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plantas invasoras. Ciclo de produção variável, de 3 a 24 meses. Limitações, quanto à presença de plantas invasoras impostas pela legislação. As mudas são plantadas jovens e de pequeno porte, sendo mais frágeis e

sensíveis do que as plantas adultas. Assim, independentemente do método utilizado, as particularidades, inerentes a

um viveiro devem ser observadas. Controle manual de plantas invasoras

Recomendável no caso de formação de mudas diretamente em recipientes (sacos de plástico, vasos, tubetes ou bandejas de isopor), bem como em sementeira, fazendo-se o arranquio das plantas invasoras com as mãos. O arranquio manual pode danificar as raízes da muda, quando as invasoras atingem um estágio de desenvolvimento mais avançado.

O uso da enxada também é apropriado para pequenas áreas e espaçamentos reduzidos - como no caso de viveiros - podendo ser utilizada como componente de um sistema integrado de controle.

Esse método dependerá, naturalmente, da disponibilidade de mão-de-obra, estimada em 10-15 DH/ha/capina, devendo-se considerar que o número de capinas, por ano, poderá ser de 6 a 8. Controle mecânico de plantas invasoras

O uso de cultivadores de tração animal, de modelos e dimensões variadas, poderá ser feito em alguns tipos de viveiros instalados em campo, desde que se observem os cuidados necessários, considerando-se o porte reduzido das mudas e a fragilidade das mesmas. É um método que poderá fazer parte de um sistema integrado, de baixo custo, bom rendimento e não-agressivo ao ambiente, mas pouco eficiente para o controle de plantas Invasoras perenes.

A utilização de equipamentos de tração mecânica, tais como enxada rotativa, grades e roçadeiras, é praticamente descartada em viveiros, pelas particularidades já mencionadas anteriormente. Controle cultural de plantas invasoras

Relacionam-se como métodos culturais, a rotação, a consorciação de culturas, o uso de plantas companheiras (leguminosas) e práticas de manejo.

Entre esses, e especificamente em viveiros, seria recomendável após o arranquio das mudas, fazer-se a alternância com outra cultura na mesma área (1 a 2 anos).

Pode-se relacionar a cobertura da superfície do solo com restos vegetais ou filme de plástico, denominada cobertura morta. Ela mantém a umidade, protege o solo contra erosão, evita o desenvolvimento de plantas invasoras, acumula matéria orgânica e nutrientes, e eleva a atividade microbiana.

A escolha de resíduos orgânicos para coberturas de viveiros deve ser feita mediante as seguintes observações:

Possibilidade de conterem sementes de plantas invasoras. Ocorrência de fermentação. Liberação de substâncias tóxicas às mudas. Possibilidade de disseminar ou

aumentar a incidência de doenças e pragas. • Disponibilidade do material (10 - 20 t/ha). Entre os materiais mais comuns e disponíveis, há o bagaço de cana, a palha de

trigo, o arroz e a casca de arroz. Quanto ao filme de plástico, deve-se avaliar a

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viabilidade econômica do seu uso. Controle biológico de plantas invasoras

Consiste num método que procura manter uma população de plantas invasoras que não cause danos econômicos, usando-se um agente biológico (por exemplo, fungos). A utilização de bioerbicidas ainda é pouco pesquisada e não é utilizada em larga escala. Controle químico de plantas invasoras

o uso de herbicidas sintéticos, em associação com o método manual, é a forma mais utilizada nos vários sistemas de produção de mudas. Para se escolher um herbicida, várias características devem ser consideradas, tais como: Ser ativo biologicamente e de baixo custo/benefício.

Ser ecologicamente seguro ao aplicador e ao público. Ser de fácil aplicação. Ser compatível com outros químicos. • Apresentar alta margem de segurança às culturas.

Destaca-se ainda o aspecto relacionado à sua seletividade, ou seja, um herbicida é seletivo quando matar ou retardar o crescimento de uma planta, sem afetar outras.

Quando se diz que o produto é seletivo para folhas largas, significa que as espécies de folhas largas são resistentes, ou tolerantes ao produto, e o mesmo irá eliminar as demais. Essa seletividade depende das características físico-químicas do herbicida, da resistência da planta e do meio ambiente.

Deve-se considerar que, em viveiros, trabalha-se com sementes, estacas, gemas e garfos, ou seja, estruturas vegetais que irão originar brotações e plantas inicialmente frágeis, herbáceas e bastante sensíveis. Assim, os cuidados devem ser maiores do que quando se aplicam herbicidas em áreas com frutíferas já adultas e apresentam maior resistência.

A escolha do herbicida é função da recomendação para cada espécie frutífera e da invasora a ser controlada. Para tanto, deve-se tomar todos os cuidados para prevenir a ocorrência de deriva, contaminação da água, do solo e do próprio aplicador.

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Formas de Propagação de Plantas Frutíferas

Introdução

A propagação é um conjunto de práticas destinadas a perpetuar as espécies de forma controlada. Seu objetivo é aumentar o número de plantas, garantindo a manutenção das características agronômicas essenciais das cultivares.

Os métodos de propagação podem ser agrupados em dois tipos: propagação sexuada, que se baseia no uso de sementes, e propagação assexuada, baseada no uso de estruturas vegetativas. Fundamentalmente, a diferença entre as duas formas de propagação é a utilização e a ocorrência da mitose e da meiose. Enquanto na propagação assexuada a divisão celular implica na multiplicação simples (mitose), mantendo o número de cromossomos inalterado, na propagação sexuada a meiose proporciona a redução do número de cromossomos.

A propagação por sementes ocorre na maioria das plantas cultivadas e pode ser utilizada, também, na obtenção de mudas de plantas frutíferas. Esse método é responsável pela variação populacional e pelo surgimento de novas variedades, uma vez que na natureza, predomina a polinização cruzada, que assegura o maior intercâmbio de genes dentro de uma mesma espécie.

Na produção comercial de mudas, a propagação assexuada é, por vezes, mais importante que a propagação sexuada, especialmente em plantas frutíferas, por diversas razões, entre as quais:

Normalmente, é mais rápida que a propagação por sementes. O período improdutivo é mais curto. Permite a produção de plantas idênticas à planta-mãe, o que é importante na

preservação das características agronômicas desejáveis. Isso não ocorre na propagação sexuada, devido à recombinação dos genes.

A preferência pela reprodução sexuada ou assexuada é dada conforme: A facilidade de germinação da semente. O número de plantas que podem ser produzidas pelo método de propagação. A importância da preservação dos caracteres agronômicos das plantas-matrizes.

Os ciclos reprodutivos das plantas podem ser visualizados na Fig. 1, na qual

estão especialmente destacadas:

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Fase juvenil ou juvenilidade A fase juvenil, também denominada juvenilidade, é o período em que a planta tem

pouca resposta aos estímulos indutores do florescimento (fotoperíodo, frio, fitohormônios e outros).

Essa fase é um período de longa duração (2 anos ou mais), marcado pela ausência de produção e pela presença de algumas características, tais como espinhos, elevado vigor e morfologia diferenciada das folhas. Fase de transição

Segue-se a essa etapa uma fase de transição, na qual há uma resposta parcial aos estímulos indutores, resultando na produção de poucas flores. Fase adulta

Na fase adulta, há uma resposta plena a tais estímulos indutores, resultando em elevação da produção de frutas e de material propagativo, para fornecer estacas, gemas ou outras estruturas de propagação.

Assim, plantas propagadas, vegetativamente, apresentarão uma fase improdutiva menor, na qual há uma área foliar insuficiente, para a percepção dos estímulos indutores do florescimento e para o sustento da produção de frutos. Uma vez superado esse estágio, a planta atingirá a fase reprodutiva ou adulta. Entretanto, se forem utilizados propágulos de plantas em fase juvenil ou de transição, será necessário superar a juve-nilidade e alcançar a área foliar adequada, o que representa um período improdutivo mais longo.

Quando uma planta é produzida por outro método de propagação, tal como a estaquia, a enxertia, a mergulhia e a micropropagação, em geral, o desenvolvimento segue a mesma seqüência daquela planta obtida por semente, descartando-se a etapa da germinação, embora a duração do período vegetativo seja menor. Essa menor duração da fase vegetativa, quando da reprodução assexuada, deve-se à utilização de material cal h ido em partes da planta-matriz, que já ultrapassaram a fase juvenil. Propagação sexuada É o processo onde ocorre a fusão dos gametas masculinos e femininos para formar uma só célula, denominada zigoto, no interior do ovário, após a polinização. Esses gametas podem ser provenientes de uma mesma flor, ou de flores diferentes de uma mesma planta (autopolinização) ou, ainda, de flores pertencentes a plantas diferentes (polinização cruzada).

Do desenvolvimento do zigoto é produzida uma semente que originará uma nova planta, com genótipo distinto dos progenitores, devido à troca de informação genética na fecundação. Quando as plantas-matrizes são homozigotas e a autofecundação é predominante, os descendentes apresentarão características muito semelhantes às plantas que os originaram.

Entretanto, como na natureza predomina a polinização cruzada, a segregação genética induzida pela reprodução sexual assume grande importância.

Na reprodução sexuada, o embrião é, obrigatoriamente, proveniente do zigoto. Entretanto, no caso de sementes apomíticas, há formação de mais de um embrião, que podem ser oriundos, além do zigoto, de um conjunto de células do saco embrionário ou da nucela, com a mesma constituição genética do progenitor feminino.

Mesmo que as técnicas de utilização de sementes apomíticas sejam semelhantes às da propagação sexuada, o método de propagação de plantas por apomixia é considerado por muitos autores como um processo de propagação assexuada. Esse processo é muito

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comum em plantas cítricas, e sua utilização é limitada à obtenção de clones novos ou clones nucelares a partir de plantas que produzem sementes poliembriônicas (Fig. 2 e 3).

Na propagação por sementes, é comum o uso do termo seedling para designar plantas jovens propagadas desse modo, que poderão ser utilizadas como porta-enxertos ou como pés-francos.

A reprodução sexuada é o principal mecanismo de multiplicação das plantas

superiores e de, praticamente, todos os angiospermas. A população proveniente da reprodução sexuada apresenta variabilidade genética, devido à segregação e à recombinação de genes.

Em muitas espécies, esse tipo de propagação é o processo natural de disseminação. Mesmo que a variação das características entre os descendentes possa ser significativa, há casos em que a semente é a única forma de propagação viável.

Quanto menor a manipulação de uma espécie pelo homem, tanto maior a significância desse tipo de reprodução, fato especialmente observado no caso de frutíferas nativas, pouco submetidas ao melhoramento genético.

Em fruticultura, a propagação por sementes tem as seguintes finalidades:

Obter porta-enxertos ou cavalos. Criar novas cultivares. Formar mudas de espécies que suportam bem a propagação sexuada,

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conservando suas características. Para algumas espécies frutíferas, a propagação sexuada é ainda útil nos seguintes

casos: Na obtenção de clones nucelares (ou cultivares revigoradas, o que é comum em

espécies cítricas). Na obtenção de plantas homozigotas . Na propagação de plantas que não podem ser multiplicadas por outro meio. A principal desvantagem da propagação por sementes, além da segregação

genética nas plantas heterozigotas, que provoca dissociação de caracteres, é o longo período exigido por algumas plantas para atingir a maturidade. Contudo, existem exceções, como é o caso do maracujazeiro, cujo período improdutivo é semelhante entre plantas oriundas de propagação sexuada e assexuada.

Uma das características da propagação por sementes é a variação que pode existir dentro de um grupo de plântulas. Na natureza, essa propriedade é importante, uma vez que torna possível a adaptação contínua de uma determinada espécie ao meio. Em cada geração, os indivíduos que estejam melhor adaptados a esse ambiente tendem a sobreviver e a produzir a geração seguinte.

A propagação por sementes é um método eficiente para produzir plantas livres de doenças. Tem sido observado que vírus, nematóides e outros parasitas deletérios (nocivos) são comumente expurgados pela linha reprodutiva próxima à meiose ou pela meiose, e que, no entanto, são transmitidos e continuam a acumular em indivíduos de um done propagado vegetativamente. As sementes podem ser usadas como um filtro para algumas viroses, pois estas não se transmitem pela semente botânica, com algumas exceções.

As vantagens e as desvantagens do uso da propagação sexuada em fruticultura encontram-se na Tabela 1.

Plantas propagadas por sementes apresentam o fenômeno da juvenilidade, uma fase normalmente de longa duração, na qual a planta não responde aos estímulos indutores do florescimento. Plantas em estado juvenil tendem a apresentar características tais como a presença de espinhos, folhas lobuladas, ramos trepadores, fácil enraizamento e menor teor de RNA (ácido ribonucléico). Durante a juvenilidade, não há produção de frutos, o que acarreta um prolongamento do período improdutivo do pomar.

O porte mais elevado pode representar uma desvantagem nas práticas de manejo do pomar, como na poda, no raleio, na colheita e em tratamentos fitossanitários. Além disso, a propagação sexuada pode induzir à desuniformidade das plantas e da produção, normalmente indesejadas em pomares comerciais.

O desenvolvimento vigoroso e a maior longevidade das plantas, propagadas por sementes, podem estar associados à formação de um sistema radicular pivotante, mais vigoroso e mais profundo do que o sistema fasciculado, encontrado em plantas

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propagadas por estacas. Muitos agentes causais de doenças, como vírus, bactérias, fungos e fitoplasmas

não são transmitidos por meio das sementes, de modo que plantas obtidas por propagação sexuada tendem a apresentar melhor condição fitossanitária.

Mesmo que a longevidade de plantas propagadas por sementes seja maior, um inconveniente da utilização dessas como porta-enxertos é o condicionamento da vida útil da copa a uma baixa longevidade do porta enxerto. Isso ocorre na enxertia de ameixeira sobre pessegueiro, na qual a vida útil da ameixeira, normalmente de 30 anos, fica reduzida a 15 anos, que é a vida útil do pessegueiro (porta-enxerto). Propagação assexuada

A propagação assexuada, vegetativa ou agâmica é o processo de multiplicação que ocorre por mecanismos de divisão e diferenciação celular, por meio da regeneração de partes da planta-mãe.

Esse tipo de propagação baseia-se nos seguintes princípios: Totipotencialidade

As células da planta contêm toda a informação genética necessária para a perpetuação da espécie (totipotencialidade). Regeneração de células

As células somáticas e os tecidos apresentam a capacidade de regeneração de órgãos adventícios.

A propagação vegetativa consiste no uso de órgãos da planta, sejam eles estacas da parte aérea ou da raiz, gemas ou outras estruturas especializadas, ou ainda meristemas, ápices caulinares, calos e embriões. Assim, um vegetal é regenerado a partir de células somáticas, sem alterar o genótipo, devido à multiplicação mitótica.

O uso desse tipo de propagação permite a formação de um clone, grupo de plantas provenientes de uma matriz em comum, ou seja, com carga genética uniforme e com idênticas necessidades edafodimáticas, nutricionais e de manejo.

Enquanto em fruticultura a propagação sexuada tem importância restrita, a propagação assexuada é largamente utilizada na produção de mudas. Isso se deve à necessidade de se garantir a manutenção das características varietais, que determinam o valor agronômico do material a ser propagado, em espécies de elevada heterozigose, como as frutíferas.

A utilização da propagação assexuada diz respeito à multiplicação, tanto de porta-enxertos, quanto da cultivar-copa. A importância e a viabilidade da utilização da propagação assexuada são uma função da espécie ou da cultivar, da capacidade de regeneração de tecidos (raízes ou parte aérea), do número de plantas produzidas, do custo de cada processo e da qualidade da muda formada.

De modo geral, o uso da propagação assexuada justifica-se nos seguintes casos: Propagação de espécies e cultivares que não produzem sementes viáveis, como,

por exemplo, limão-tahiti, laranja-de-umbigo e figueira. Perpetuação de clones, pois as frutíferas são altamente heterozigotas e

perderiam suas características com a propagação sexuada. A escolha do método a ser utilizado depende da espécie e do objetivo do

propagador. Basicamente, um bom método de propagação deve ser de baixo custo, fácil execução e proporcionar um elevado percentual de mudas obtidas.

Dada a sua larga utilização na multiplicação de plantas frutíferas, a propagação assexuada apresenta diversas vantagens, que a torna, muitas vezes, mais viável que a

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propagação sexuada. São vantagens da propagação assexuada: Permitir a manutenção do valor agronômico de uma cultivar ou done, pela

perpetuação de seus caracteres. Possibilitar que se reduza a fase juvenil, uma vez que a propagação vegetativa

mantém a capacidade de floração pré-existente na planta-mãe. Assim, há redução do período improdutivo.

Permitir a obtenção de áreas de produção uniformes devido à ausência de segregação genética. Assim, plantas obtidas por propagação assexuada apresentam maior uniformidade fenológica, bem como resposta idêntica aos fatores ambientais, o que permite uma definição mais fácil das práticas de manejo a serem executadas no futuro pomar.

Permitir a combinação de clones, especialmente quando a enxertia é utilizada. Como desvantagens da propagação assexuada, podem ser apontadas: A possibilidade de transmissão de doenças, especialmente as causadas por vírus

e fitoplasmas. A possibilidade de contaminação do material utilizado na propagação

vegetativa (estacas, ramos e gemas) por vetores ou pelo uso de ferramentas. O uso prolongado das mesmas plantas-matrizes aumenta o risco de propagação

de doenças. Os patógenos associados à propagação vegetativa induem fungos (Phytophthora

sp., Pythium sp., Rhizoctonia sp.), bactérias (Erwinia sp., Pseudomonas sp. e Agrobacterium tumefasciens), vírus e fitoplasmas.

Ainda que a manutenção dos caracteres seja citada como uma vantagem, pode ocorrer, ao longo do tempo, uma mutação das gemas, podendo ser gerado um clone diferenciado e de menor qualidade que a planta-matriz. Entre plantas de um clone, podem ocorrer mudanças que resultam em degenerescência e variabilidade do mesmo.

A exposição a um ambiente continuamente desfavorável pode conduzir à deterioração progressiva do done, manifestada em perda gradual do vigor e da produtividade, ainda que o genótipo básico não se altere. A degenerescência do done é causada, principalmente, por doenças de natureza virótica. O uso inadvertido das mesmas matrizes, sem que uma prévia indexagem tenha sido realizada, aumenta o risco de propagação de doenças e de degenerescência do done. Além disso, a replicação do DNA (ácido desoxirribonucléico), durante a divisão celular no meristema, pode resultar em alterações no genótipo e originar mutações. Na variabilidade de um c1one, o efeito da mutação depende da taxa de mutação e da extensão que as células oriundas da célula mutante original ocupam dentro do meristema. Entretanto, como as células do meristema são relativamente estáveis e menos sujeitas a mutações, a significância das mutações, em boas condições fitossanitárias, é reduzida.

A ausência de variabilidade gerada no c10ne pode levar a problemas na futura área de produção, aumentando o risco de danos em todas as plantas por problemas climáticos ou fitossanitários, uma vez que foram fixadas todas as características varietais e todas as plantas têm a mesma combinação genética.

As principais vantagens e desvantagens da propagação assexuada são resumidas na Tabela 2.

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Geralmente, espécies frutíferas que se propagam, assexuadamente, são altamente

heterozigotas e segregam amplamente, quando se reproduzem por via sexuada. Assim, a propagação assexuada é imprescindível em casos onde há interesse em se manter a identidade do genótipo, ou seja, obter-se um número infinito de plantas, com a mesma constituição genética, a partir de um único indivíduo.

A propagação assexuada é especial mente útil para manter a constituição genética de um c10ne ao longo das gerações. O clone é definido por Hartmann et ai. (1990) como "o material geneticamente uniforme derivado de um só indivíduo e que se propaga de modo exclusivo, por meios vegetativos como estacas, divisões ou enxertos".

O clone também pode ser conceituado como "um grupo de organismos que descendem por mitoses de um antecessor comum". Como o fenótipo de um indivíduo é resultante da interação do genótipo com o ambiente, plantas de um mesmo c10ne podem ter diferentes aspectos, em função do clima, do solo e do manejo das plantas.

Um dos problemas sérios apresentados pela propagação vegetativa é o chamado envelhecimento dos clones, fenômeno causado pelo acúmulo de diversos tipos de vírus, responsáveis pela perda de vigor e da produtividade dos clones.

Nesse caso, algumas das soluções que podem ser apontadas, são: o cultivo de meristemas, a termoterapia e podas drásticas na planta-matriz, a fim de estimular a produção contínua de brotações juvenis para propagações subseqüentes, entre outros, bem como o uso associado desses métodos.

Um meio de se preservar o clone e de se eliminar um vírus é proporcionado pelo cultivo de plântulas apomíticas, como tem sido usado em citrus, para obtenção de plântulas nucelares, que são a base de novas estirpes, livres de vírus, de variedades antigas que se encontram fortemente afetadas por viroses.

Uma vez testados e aprovados, os clones podem ser mantidos em . jardins clonais, que seriam a fonte de material vegetativo para uso subseqüente, sem a necessidade de se coletar propágulos de indivíduos mais idosos e o conseqüente risco de transmissão de doenças. Esses jardins clonais devem ser mantidos em condições que impeçam a contaminação e que permitam esdarecer qualquer mudança em relação ao tipo original.

Durante as diferentes fases do crescimento vegetativo de um done, ocorrem milhares de divisões celulares. Quanto maior o período em que o done é multiplicado, maior o risco de alterações genéticas.

A propagação vegetativa dos indivíduos superiores, em grande escala, proporciona vantagens no manejo dos pomares, em função da uniformidade dos tratos culturais requeridos e da qualidade da matéria-prima produzida.

Assim como na propagação assexuada, a escolha das matrizes é fundamental para o sucesso da propagação e para a qualidade da muda. As plantas-matrizes devem ser obtidas em órgãos oficiais de pesquisa (Embrapa, empresas estaduais de pesquisa, universidades, dentre outros) ou em empresas idôneas, e caso haja tecnologia adequada, no próprio Viveiro.

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Materiais importados devem ser submetidos a quarentena, atividade de responsabilidade do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento e de órgãos de pesquisa a ele vinculados. Uma vez obtido, o material deve ser testado (caso isso não tenha sido feito previamente), para verificar se não está contaminado por pragas ou doenças, principalmente por viroses . A verificação da ocorrência de virose numa planta matriz pode ser por meio de três técnicas:

Indexação por inoculação mecânica sobre plantas herbáceas. Indexação por enxertia em plantas indicadoras. Indexação por meio de testes soro lógicos, como o teste de Elisa (Enzyme Linked Immunoabsorbant Assay). A obtenção de material livre de doenças pode ser feita por termoterapia

(tratamento com ar quente a uma temperatura de 35°C a 43°C por um tempo variável entre 7 a 32 dias, dependendo da virose).

A cultura de meristemas in vitro é outra técnica de larga utilização, sendo que os meristemas podem ser extraídos de plantas submetidas à termoterapia. A micro enxertia é também outra técnica bastante eficiente, na qual se utiliza um meristema como enxerto (ou cavaleiro) sobre uma plântula, sob condições in vitro. A propagação assexuada pode ser realizada por meio de diversos métodos, sendo os principais os seguintes:

Estaquia e microestaquia. Enxertia e microenxertia. Uso de estruturas especializadas. Mergulhia.

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Propagação por Sementes A propagação por sementes tem aplicação relativamente restrita na fruticultura, embora tenha tido grande utilização no passado. As principais limitações do uso comercial da propagação por sementes são a juvenilidade, o vigor elevado e a variabilidade genética, mesmo entre plantas originadas da mesma planta-matriz.

Entretanto, a propagação comercial por sementes é de grande importância: Na produção de porta-enxertos (citros e pessegueiro). Em casos em que a semente é a única forma viável de propagação (mamoeiro,

coqueiro, maracujazeiro, etc.). Em espécies em fase inicial de exploração comercial, como é o caso das

frutíferas nativas. Fatores que afetam a germinação das sementes

A germinação abrange todo o processo que vai desde a ativação dos processos metabólicos da semente até a emergência da radícula e da plúmula (ápice do eixo do embrião ou da plântula dos vegetais com sementes). O percentual de germinação depende de fatores internos e externos. Como fatores internos, podem ser citados o estado de dormência, a qualidade da semente e o potencial de germinação da espécie. Os fatores externos mais importantes são água, temperatura, gases e luz (FACHINELLO et ai., 1995; HOFFMANN et ai., 1998; SAMPAIO et ai., 1996). Dormência A dormência representa uma condição em que o conteúdo de água nos tecidos é pequeno e o metabolismo das células é praticamente nulo, permitindo que a semente seja mantida sem germinar por um período relativamente longo.

Segundo Hartmann et ai. (1990), a dormência pode ser classificada em: Dormência devida aos envoltórios da semente

Dormência física - A testa ou partes endurecidas dos envoltórios da semente são impermeáveis à água, mantendo-a dormente (quiescente) devido ao seu baixo conteúdo de umidade.

Dormência mecânica - Os envoltórios impõem uma resistência mecânica à expansão do embrião. Em geral, a dormência mecânica está associada com outras causas de dormência, como a física.

Dormência química - Determinada por substâncias inibidoras da germinação, tais como fenóis, cumarinas e ácido abscísico; essas substâncias estão associadas ao fruto ou aos envoltórios da semente, como acontece nas sementes de cultivares precoces de pessegueiro. Dormência morfológica

Embrião rudimentar - Quando o embrião é pouco mais do que um pró-embrião envolvido por um endosperma.

Embrião não-desenvolvido - Quando, na maturação do fruto, o embrião encontra-se parcialmente desenvolvido. Um crescimento posterior do embrião dar-se-á após a maturação e a senescência do fruto. Dormência interna

Dormência fisiológica - É comum na maioria das plantas herbáceas. Ocorre devido a mecanismos internos de inibição e tende a desaparecer com o

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armazenamento a seco. Existem dois casos especiais de dormência fisiológica: Dormência térmica - A germinação é inibida em temperaturas superiores a um

limite variável conforme a espécie . Fotodormência - Ocorre em espécies cujas sementes necessitam de escuridão para germinarem. Nesse caso, não há germinação na presença de luz. Dormência interna intermediária - É característica de coníferas e é induzida pela presença dos envoltórios, ou tecidos de armazenamento da semente.

Dormência do embrião - Ocorre quando o embrião é incapaz de germinar normalmente, mesmo que separado da semente .

Dormência do epicótilo - Ocorre quando a exigência do epicótilo, para germinação, é diferenciada do embrião em relação à temperatura ou fitohormônios.

Qualidade da semente

A qualidade da semente pode ser expressa por dois parâmetros: viabilidade e vigor. A viabilidade é expressa pelo percentual de germinação, o qual indica o número de plantas produzidas por um dado número de sementes. O vigor é definido como sendo a soma de todos os atributos da semente, que favorecem o estabelecimento rápido e uniforme de uma população no campo.

Uma semente em senescência caracteriza-se por apresentar uma diminuição gradual do vigor e subseqüente perda da viabilidade. Potencial de germinação da espécie

As sementes da maioria das plantas perenes apresentam dificuldade de germinação, requerendo a utilização de métodos de superação dá dormência. Na maioria das vezes, a diferença de potencial de germinação entre espécies e cultivares é devida à interação, entre os diversos fatores, que podem afetar a viabilidade da semente. Não somente a germinação é influenciada pelo fator genético, como também pelo vigor e pela longevidade. Água

A água é necessária para ativação do metabolismo da semente no momento da germinação. O teor de água mínimo para germinação depende da espécie, variando entre 40% e 60%, com base no peso da semente ainda fresca. Temperatura

É o fator mais importante para a germinação, pois exerce influência nas reações metabólicas, afetando, também, o cresci mento das plântulas. Conforme a espécie, as temperaturas mínimas, ótimas e máximas são bastante variáveis, sendo que a temperatura ótima, para a maioria das sementes que não se encontram em repouso, varia de 25°C a 30°C. Temperaturas alternadas são geralmente mais favoráveis do que tem-peraturas constantes. Gases

Geralmente, o oxigênio favorece a germinação, por ativar o processo da respiração. Contudo, o CO2, em concentrações elevadas, pode impedir ou dificultar o desencadeamento desse processo. Luz

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O efeito da luz sobre a germinação das sementes é variável de espécie para espécie, ainda que sempre favoreça o crescimento das plântulas. A germinação das sementes da grande maioria das plantas cultivadas não é afetada pela luz. Contudo, sementes de muitas plantas daninhas apresentam exigências variáveis de luz, sendo algumas favorecidas e outras inibidas pela presença desta. A presença ou a ausência de luz só é efetiva após a embebição da semente e atua na remoção de um bloqueio no metabolismo do embrião. Técnicas de propagação sexuada

Para o uso adequado da reprodução sexuada, alguns cuidados devem ser tomados, desde a escolha das plantas-matrizes até o manejo das mudas. Escolha das plantas-matrizes

As plantas-matrizes são aquelas destinadas ao fornecimento de sementes. Para a escolha de uma planta-matriz, devem-se considerar alguns critérios, tais como vigor, sanidade, regularidade de produção, qualidade e quantidade dos frutos, idade e representatividade da espécie. Além disso, é necessário que se escolham plantas com fenótipo o mais próximo possível de um padrão desejado.

Características relacionadas ao hábito de ramificação, taxa de crescimento, resistência a pragas e doenças, e comportamento fenológico são parâmetros importantes na seleção de uma planta-matriz. Tais parâmetros são de suma importância quando se quer obter uma população relativamente uniforme, com características adequadas. Para tanto, é recomendável que se mantenha um bloco de plantas-matrizes no qual sejam registradas informações sobre esses parâmetros.

No caso específico do pessegueiro, é desejável o uso de sementes provenientes de cultivares tardias ou de meia-estação, visto que as cultivares precoces apresentam menor período para o desenvolvimento do embrião. O uso de cultivares precoces, como matrizes, pode acarretar baixos percentuais de germinação, além da formação de plântulas anormais e com acentuada variação no porte. Escolha dos frutos

A exemplo da escolha das plantas-matrizes, a escolha dos frutos também deve obedecer a alguns critérios, como sanidade e maturação. Como regra geral, os frutos atacados por doenças, pragas, ou caídos no chão devem ser descartados, a fim de se evitar uma possível contaminação das sementes. Os frutos também devem ter atingido a maturação fisiológica, de maneira que as sementes encontrem-se completamente desenvolvidas. Extração das sementes

Geralmente, no momento da colheita, as sementes estão envoltas pelos frutos, que de acordo com suas características, são divididos em dois grandes grupos: secos e carnosos. Os frutos secos liberam as sementes por deiscência, ou por decomposição das paredes.

Quando um fruto carnoso é formado por um ou mais carpelos, contendo uma ou mais sementes, como é o caso da uva, da maçã, da pêra, dos citros, do caqui, entre outros, é genericamente chamado de baga.

Quando um fruto é formado por um único carpelo, que contém no seu interior uma só semente, como o pêssego e a ameixa, é chamado de drupa.

Para extração das sementes de frutos carnosos, esses devem estar maduros, a fim de facilitar a separação da polpa e da semente. Deve-se tomar cuidado para não deixar

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restos de polpa aderidos à semente, porque uma vez decompostos e fermentados, podem provocar sérios danos ao poder germinativo.

Caroços com polpa aderida e mantidos amontoados podem ter. sua temperatura aumentada, em virtude da fermentação, a ponto de prejudicar a viabilidade do embrião, reduzindo o poder germinativo das sementes. Por sua vez, em algumas espécies, uma ligeira fermentação da polpa pode facilitar a retirada das sementes, como acontece com caroços de pêssego.

o intervalo compreendido entre a coleta das sementes e a semeadura deve ser o menor possível, para permitir alto percentual de germinação. Entretanto, se necessário, o armazenamento dessas sementes pode ser feito em locais úmidos e com baixas temperaturas, para que haja a maturação fisiológica ou a superação da dormência. Essa prática é muito utilizada em caroços de pessegueiro e em sementes de macieira e de pereira. Escolha das sementes

Entre outros fatores, devem-se considerar, principalmente, o tamanho e a sanidade das sementes. Dentro de uma espécie, geralmente sementes de maior tamanho apresentam maior quantidade de substâncias de reserva, com reflexos positivos no vigor da planta. Com relação à sanidade, sementes atacadas por pragas ou doenças podem ter a germinação comprometida, bem como a sanidade das plântulas. Conservação das sementes

A finalidade da conservação das sementes é manter sua viabilidade pelo maior tempo possível, permitindo a semeadura na época mais adequada/ e garantindo a manutenção do germoplasma na forma de semente.

A viabilidade após o armazenamento é resultante dos seguintes fatores: Viabilidade inicial na colheita - Determinada por fatores de produção e métodos

de manejo. No caso de sementes que não requerem superação de dormência, o armazenamento pode, no máximo, manter a qual idade das mesmas.

Taxa de deterioração das sementes - Também denominada de taxa de trocas fisiológicas ou envelhecimento. Essa taxa é determinada pelo potencial genético de conservação da espécie e pelas condições de armazenamento, principalmente temperatura e umidade.

A durabilidade da semente é bastante variável com a espécie. Podem ser encontradas espécies cujas sementes perdem rapidamente seu poder germinativo em condições naturais, como outras que mantêm o poder germinativo por longos períodos.

As sementes de citros, armazenadas em condições normais, perdem rapidamente seu poder germinativo devido à desidratação dos tecidos. Sementes com embriões dormentes, como macieira, pereira e videira, possuem maior capacidade de conservação, mesmo em ambiente natural.

É conveniente lembrar que, quanto maior for o período de armazenamento da semente, maior será o consumo das substâncias de reserva, resultando assim numa redução do vigor do embrião.

As características das sementes podem determinar seu potencial de conservação. Sementes amiláceas geralmente apresentam maior longevidade do que sementes oleaginosas. Além disso, sementes com embriões dormentes e envoltório impermeável apresentam maior tempo de conservação.

Em se tratando de condições ambientais, a relação umidade/temperatura é muito importante na redução da taxa de respiração. Para a maioria das espécies, ambientes com baixa umidade e baixas temperaturas oferecem condições adequadas para

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prolongar a conservação das sementes. Além disso, a modificação da atmosfera de armazenamento, especialmente na redução do teor de oxigênio, mostra-se favorável à manutenção do poder germinativo da semente.

No que se refere à umidade da semente, acima de 8% a 9% de umidade, insetos podem entrar em atividade; acima de 12 % a 14%, fungos podem tornar-se ativos; acima de 18% a 20%, pode ocorrer aquecimento devido à fermentação; e acima de 40% a 60%, ocorre germinação. Caso a semente seja tolerante à desidratação, é importante que seja mantida em baixa umidade.

As baixas temperaturas prolongam a vida das sementes, sendo que em temperaturas de 0° a 45°C, cada diminuição de 5°C duplica a vida de armazenamento dessas sementes. Superação da dormência

o tratamento para superação da dormência varia de acordo com o tipo de dormência que a semente apresenta. Aumento da permeabilidade dos envoltórios

É utilizado quando a causa da dormência é a impermeabilidade do tegumento da semente. A escarificação é o método indicado para tornar os envoltórios da semente mais permeáveis à entrada de água e às trocas gasosas, bem como facilitar a emergência da radícula ou da plúmula, podendo ser feita por métodos físicos, químicos ou mecânicos.

Método físico - Consiste na imersão da semente em água quente, entre 6SOC e 8SoC, durante Sal O minutos. A temperatura elevada diminui a resistência dos envoltórios e facilita a germinação.

Método químico - Consiste no tratamento das sementes com hidróxido de sódio ou de potássio, formol e ácido clorídrico ou sulfúrico, geralmente por um período entre 10 minutos até 6 horas, conforme a espécie. Assim, os tegumentos são desgastados e a germinação é facilitada. É importante que sejam eliminados todos os resíduos de ácido que, aderidos à semente, podem prejudicar a germinação, o que pode ser feito por meio de lavagem em água corrente.

Método mecânico - Esse método consiste no uso de uma superfície abrasiva, agitação em areia ou pedra ou na quebra dos envoltórios, como no caso das sementes de pessegueiro, que podem ser extraídas quebrando se os caroços com um torno manual, conforme Fig. 1. Deve-se ter cuidado para que o embrião não seja danificado. As sementes escarificadas tornam se mais sensíveis ao ataque de patógenos.

Fig. 1. Extração de sementes de pessegueiro com o uso de torno manual.

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Maturação do embrião Destina-se a superar a dormência da semente, por meio do amadurecimento do

embrião, ou do estabelecimento de um balanço hormonal favorável à germinação. Isso é obtido pelo armazenamento das sementes em ambiente úmido e frio, por um determinado período (estratificação). Geralmente, o meio adequado para a estratificação é aquele que retém adequado teor de umidade e não contém substâncias tóxicas. Como exemplos, podem-se citar o solo, a areia lavada, o musgo, a vermiculita e a serragem, ou a mistura desses. Camadas de sementes são intercaladas com camadas de substrato à temperatura ambiente, ou em câmaras refrigeradas, com temperaturas entre 0°C e 10°e.

a período de armazenamento varia conforme a espécie, sendo que para a maioria, esse período é compreendido entre 1 e 4 meses.

Durante a estratificação, deve-se ter cuidado com o teor de umidade do substrato e com a eventual germinação das sementes, antes que o período previsto para a estratificação das mesmas se expire.

Em variedades precoces, nas quais o embrião não está completamente desenvolvido no período em que ocorre a maturação do fruto, muitas vezes é necessário cultivar o embrião em meio de cultura adequado, permitindo que seu desenvolvimento seja completado. Esse processo é utilizado em cultivares precoces de pessegueiro que se destinam ao melhoramento genético, bem como no melhoramento genético de uvas sem sementes. Manejo das sementes e das sementeiras

Antes da semeadura em viveiro, é importante que se adote um tratamento das sementes com fungicida ou hipoclorito de sódio. Assim, é possível minimizar a ocorrência de doenças que possam vir a prejudicar as plântulas.

A sementeira deve estar localizada fora da área de produção, de preferência em terreno bem drenado, com pequena declividade, com plena exposição à luz e boa disponibilidade de água para irrigação. A má drenagem favorece a ocorrência de uma doença denominada dumping off que afeta a germinação e a sobrevivência das plantas jovens, provocando queda perece. Na verdade, essa doença é causada por fungos pertencentes aos gêneros Pythium, Rhizoctonia e Phytophthora, agentes também causadores de outras doenças de sementeiras.

É recomendável o uso de áreas submetidas a uma prévia rotação de culturas, como forma de reduzir o potencial de inóculo de doenças. Não é aconselhável o uso de uma mesma área como sementeira, por mais de 2 anos. O tratamento do solo é útil para reduzir a incidência de patógenos nas futuras plantas, especialmente considerando-se a sensibilidade das mesmas no estágio de plântula. Esse tratamento pode ser feito com o uso de solarização (tratamento que consiste na cobertura do solo com filme plástico, sob insolação, para aumento da temperatura), uso de calor (por aquecimento direto, vapor d'água ou tratamento em autoclaves de alta pressão), uso de fungicidas ou de agentes de controle biológico (Trichoderma, por exemplo).

Em alguns casos, pode ocorrer a esterilização completa do solo, o que pode ser inadequado, considerando-se que organismos benéficos também são eliminados pelos tratamentos. O tratamento do solo será tanto mais eficiente quanto melhor a qualidade sanitária do substrato empregado.

A semeadura pode ser feita em covas, diretamente na embalagem, a lanço ou em linha. A semeadura em linha é a mais utilizada em grandes viveiros de pessegueiro e de citros. A quantidade de sementes a ser utilizada deve ser de 3 a 4 vezes o número

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desejado de plantas, para permitir uma seleção rigorosa. Contudo, deve-se evitar uma densidade muito elevada de plântulas, para que não ocorra redução do tamanho e do vigor, obtendo-se plantas com sistema radicular pouco desenvolvido.

A cobertura das sementes pode ser feita com solo ou areia, e a cobertura do canteiro com uma fina camada de palha. O objetivo da cobertura com palha é impedir o crescimento de plantas invasoras e conservar a umidade do solo. A palha deve ser removida pouco tempo antes da emergência das plântulas.

Cuidados especiais devem ser dispensados no que se refere à irrigação, considerando-se a exigência de água para o processo da germinação e a sensibilidade das plântulas à falta de umidade do solo.

A irrigação deve ser feita por aspersão, com uso de regadores ou de qualquer outro sistema de irrigação, no caso de sementeiras de maior porte. O controle da umidade pode ser feito por avaliação visual, uso de trados, tensiômetros ou pela estimativa da evapotranspiração.

O controle de plantas invasoras pode ser feito por métodos químicos' ou mecânicos. A distância entre as linhas deve possibilitar a utilização de implementos agrícolas, e o uso de herbicidas pode ser feito em pré ou pós-emergência. Para definir a forma de controle das plantas invasoras, deve-se considerar a viabilidade econômica de cada método, e a sensibilidade das plantas aos herbicidas.

De acordo com a espécie e o tempo de permanência na sementeira, é aconselhável proceder a adubação de correção e de cobertura. Conforme a exigência da espécie, é importante que o pH seja corrigido, com o uso de calcário.

Se a adubação nitrogenada for necessária, deve ser feita com cautela, pois aplicações em excesso podem criar um desequilíbrio nutricional, que resulta em excesso de crescimento e elevada suscetibilidade a pragas e doenças. Por sua vez, elevadas concentrações de sais, produzidas por excesso de fertilizantes, inibem a germinação.

Dada a sensibilidade das plântulas e a elevada densidade na sementeira, é necessário que se adotem medidas eficientes de monitoramento e controle de pragas e doenças. A partir da sementeira, assim que as mudas atinjam um crescimento satisfatório, são submetidas a uma seleção por tamanho, visando obter-se um padrão adequado das plantas destinadas ao viveiro, quando estarão colocadas em maiores espa-çamentos.

No viveiro, as plantas poderão ser utilizadas como porta-enxertos ou como mudas destinadas à formação de pomares. No caso de mudas, é necessário selecionar as plantas próximas a um padrão característico da planta-mãe.

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Propagação Vegetativa por Estaquia

Introdução Estaquia é o termo utilizado para denominar o método de propagação, no qual

ocorre a indução do enraizamento adventício em segmentos destacados da planta-mãe que, uma vez submetidos a condições favoráveis, originam uma muda.

A estaquia baseia-se no princípio de que é possível regenerar uma planta, a partir de uma porção de ramo ou folha (regeneração de raízes), ou de uma porção de raiz (regeneração de ramos). Assim, a partir de um segmento, é possível formar-se uma nova planta.

Entende-se por estaca, qualquer segmento da planta capaz de formar raízes adventícias e de originar uma nova planta.

A estaquia é um dos principais métodos utilizados na multiplicação de plantas frutíferas. Inúmeras espécies de interesse comercial podem ser propagadas por esse método, destacando-se a produção direta de mudas de figueira, goiabeira, e a propagação de porta-enxertos de videira.

Em espécies não comumente propagadas por outros métodos (sementes, mergulhia ou enxertia), a estaquia pode ser uma alternativa viável na produção de mudas.

Na propagação comercial, a viabilidade do uso da estaquia é função da facilidade de enraizamento de cada espécie ou cultivar, da qualidade do sistema radicular formado e do desenvolvimento posterior da planta na área de produção. Muitas espécies de folhas caducas - como é o caso do pessegueiro e da ameixeira - não são propagadas comercialmente, por meio de estacas. Contudo, combinando-se uma ou mais técnicas auxiliares, como a nebulização intermitente, a aplicação de fitorreguladores, o anelamento, o estiolamento, a dobra dos ramos, entre outras, os resultados poderão ser satisfatórios e viáveis na maioria das espécies frutíferas.

Geralmente, as aplicações da estaquia são: Multiplicação de variedades ou espécies com aptidão para emitir raízes

adventícias. Produção de porta-enxertos c1onais. Perpetuação de novas variedades oriundas de processos de melhoramento

genético. Vantagens e desvantagens

Como vantagens da estaquia, podem ser destacadas: Permite que se obtenham muitas plantas a partir de uma única planta-matriz, em

curto espaço de tempo. É uma técnica de baixo custo e de fácil execução. Não apresenta problemas de incompatibilidade entre o enxerto e o porta-

enxerto. Plantas produzidas com porta-enxertos, originados de estacas, apresentam maior

uniformidade do que plantas enxertadas sobre mudas oriundas de sementes. A propagação por estacas, praticamente, não apresenta inconvenientes. Entretanto,

nem sempre é viável, especialmente quando a espécie ou cultivar apresenta baixo potencial genético de enraizamento, resultando em pequena percentagem de mudas obtidas.

Por sua vez, mesmo que haja formação de raízes, seu desenvolvimento pode ser insuficiente e o percentual de mudas que sobrevivem após o plantio, no viveiro, pode ser muito baixo. Nesses casos, ainda que seja possível produzir estacas enraizadas,

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deve-se dar preferência a outros métodos de propagação assexuada. Classificação

Há várias classificações para as estacas, estabelecidas por diversos autores, adotando-se diferentes critérios (Fig. 1).

Quanto à época de coleta, as estacas podem ser classificadas em: Herbáceas - São obtidas no período de crescimento vegetativo (primavera/verão),

quando os tecidos apresentam alta atividade meristemática e baixo grau de lignificação (Fig. 2).

Para alguns autores, são consideradas como estacas herbáceas aquelas com folhas e com tecidos ainda não lignificados, como no caso de estacas com folhas da goiabeira.

Semilenhosas - Quando obtidas no final do verão e início do outono. Em geral, o termo refere-se a estacas com folhas, porém mais lignificadas que as estacas herbáceas. Entretanto, alguns autores consideram estacas semi-lenhosas aquelas que provêm de ramos não-lignificados, oriundos de plantas lenhosas.

Lenhosas - São obtidas no período de dormência (inverno), quando as estacas apresentam a maior taxa de regeneração potencial e são altamente lignificadas.

A preferência por um ou outro tipo de estaca depende da espécie, da facilidade de

enraizamento e da infra-estrutura do viveirista. Este último item refere-se,

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especialmente, ao fato de que o uso de estacas semi-lenhosas e herbáceas requer instalações com nebulização intermitente, que não são necessárias quando se utilizam estacas lenhosas. Princípios anatômicos do enraizamento

No momento em que uma estaca é preparada, esta consiste de uma ou mais gemas (sistema aéreo em potencial) e de uma porção de tecido diferenciado, aéreo ou subterrâneo, sem o sistema radicular formado. As raízes formadas na estaca serão, portanto, uma resposta ao traumatismo produzido pelo corte. Assim, dois aspectos são fundamentais no enraizamento de estacas:

Desdiferenciação - Processo pelo qual células de um tecido já diferenciado retornam à atividade meristemática e originam um novo ponto de crescimento.

Totipotência - Capacidade de uma só célula originar um novo indivíduo, uma vez que ela contém toda a informação genética necessária, para reconstituir todas as partes da planta e suas funções.

Com o preparo da estaca, há uma lesão dos tecidos, tanto de células do xilema, quanto do floema. Esse traumatismo é seguido de cicatrização, que consiste da formação de uma capa de suberina, que reduz a desidratação na área danificada. Geralmente, nessa área, há a formação de uma massa de células parenquimatosas que constituem um tecido pouco diferenciado, desorganizado e em diferentes etapas de lignificação, denominado calo.

O calo é um tecido cicatricial, que pode surgir a partir do câmbio vascular, do córtex ou da medula, cuja formação representa o início do processo de regeneração. As células que se tornam meristemáticas dividem se e originam primórdios radiculares. Depois, células adjacentes ao câmbio e ao floema iniciam a formação de raízes adventícias (Fig. 3).

Pode-se dividir a formação de raízes adventícias em duas fases. A primeira fase é de iniciação, caracterizada pela divisão celular. Em seguida, vem a fase de diferenciação das células num primórdio radicular, que resulta no crescimento da raiz adventícia. Geralmente, esses processos ocorrem em seqüência.

Durante a iniciação das raízes, quatro etapas de modificações morfológicas

podem ser citadas: Desdiferenciação de algumas células adultas. Diferenciação de algumas células em primórdios de raízes próximas aos feixes

vasculares.

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Formação de primórdios radiculares. Desenvolvimento dos primórdios e emergência, por meio do córtex e epiderme

da estaca, das raízes adventícias, acompanhada da sua conexão com o sistema vascular da estaca.

O local de emissão dos primórdios radiculares é bastante variável, conforme a espécie e o tipo de estaca. Em estacas herbáceas - que não possuem um câmbio desenvolvido - os primórdios podem surgir entre os feixes vasculares, e para fora destes, e as raízes podem emergir em filas, acompanhando os feixes vasculares. As raízes adventícias também podem ser formadas a partir da epiderme e do periciclo.

Os primórdios se formam em estacas lenhosas, a partir do xilema secundário jovem, geralmente, num ponto correspondente à entrada do raio vascular. Também podem ser formados primórdios a partir do câmbio, do floema, das lenticelas ou da medula.

À medida que o ramo se torna mais lignificado, o local de formação das raízes parece se deslocar em direção centrípeta, ou seja, em estacas semilenhosas, originadas do floema, e em estacas lenhosas, do câmbio. Geralmente, as raízes adventícias se originam próximas ao cilindro vascular.

Em algumas espécies, como Citrus medica e Ribes sp., há primórdios radiculares pré-formados latentes no momento da coleta das estacas, de modo que, uma vez colocadas em condições favoráveis, formam raízes.

Muitas vezes é observada, na base da estaca, como resultado de um traumatismo, a formação de calo. Ainda que se trate de fenômenos independentes, na maioria dos casos, a formação do calo e o aparecimento das raízes adventícias são influenciados pelos mesmos fatores, e podem ocorrer simultaneamente.

Tem sido observado que, ao menos para algumas espécies de difícil enraizamento, a formação de raízes se dá sobre o calo, ainda que a formação de calo não seja um prenúncio seguro da formação de raízes adventícias. Não há uma relação direta entre formação de calo e enraizamento.

O calo pode ser ainda uma barreira protetora ao ataque de microrganismos. É possível que estacas com calo respondam, mais facilmente, ao uso de promotores exógenos de enraizamento do que estacas sem formação de calo.

A localização das raízes adventícias é variável, e algumas espécies só formam raízes na base da estaca, outras em nós, ao longo do caule, e outras nos nós e entrenós. A casca pode constituir-se numa barreira à emergência das raízes. Um anel de esclerênquima contínuo, altamente lignificado, entre o floema e o córtex, pode ser uma das causas da dificuldade de enraizamento em determinadas espécies. Caso esse esclerênquima não seja rompido mecanicamente, as raízes podem emergir na base da estaca. Princípios fisiológicos do enraizamento

A capacidade de uma estaca emitir raízes é função de fatores endógenos e das condições ambientais proporcionadas ao enraizamento. Para proporcionar o desejado sucesso na produção de mudas, o manejo da estaquia requer o conhecimento e a aplicação desses princípios.

Além disso, o estudo desses aspectos pode auxiliar a caracterização de uma espécie como sendo de fácil ou de difícil enraizamento. Tem sido observado que a formação de raízes adventícias deve-se à interação de fatores existentes nos tecidos e à translocação de substâncias localizadas nas folhas e gemas. Entre tais fatores, os fitohormônios são de importância fundamental. Outros compostos, alguns deles parcialmente conhecidos, também têm influência indireta sobre o enraizamento.

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Auxinas As auxinas compõem o grupo de fitohormônios com maior efeito na formação de

raízes em estacas. Possuem ação na formação de raízes adventícias, na ativação das células do câmbio e na promoção do crescimento das plantas, além de influenciarem a inibição das gemas laterais e a abscisão de folhas e frutos.

O AIA (ácido indolacético) constitui-se na auxina natural que ocorre nas plantas. Uma das primeiras utilizações práticas da auxina foi a de promover o enraizamento em segmentos de plantas. Posteriormente, outras substâncias de origem sintética, como o AIS (ácido indolilbutírico) e o ANA (ácido naftalenacético) mostraram-se mais eficientes do que o AIA, na promoção do enraizamento de estacas.

A auxina é sintetizada nas gemas apicais e folhas novas, de onde é translocada para a base da planta, por um mecanismo de transporte polar. Os ápices radiculares também produzem auxinas, mas não há acumulação nas raízes, devido ao elevado teor de substâncias inativadoras de auxinas nessa parte da planta.

O aumento da concentração de auxina exógena, aplicada em estacas, provoca efeito estimulador de raízes até um valor máximo, a partir do qual qualquer acréscimo de auxinas tem efeito inibitório. O teor adequado de auxina exógena, para estímulo do enraizamento, depende da espécie e da concentração de auxina existente no tecido.

No momento em que a auxina é aplicada, há um aumento da sua concentração na base da estaca e, caso os demais requerimentos fisiológicos sejam satisfeitos, há formação do calo, resultante da ativação das células do câmbio, e das raízes adventícias. Giberelinas

Dentre as giberelinas encontradas na natureza, o AG3 (ácido giberélico) é a mais importante. Uma vez que a principal ação das giberelinas é o estímulo ao crescimento do caule, em concentrações a partir de 10-3 molar, as giberelinas inibem o enraizamento, possivelmente devido à interferência na regulação da síntese de ácidos nucléicos.

Por sua vez, inibidores da síntese de giberelinas, como SADH (ácido succínico 2,2-dimetilhidrazida) e paclobutrazol podem apresentar efeito benéfico ao enraizamento. Citocininas

As citocininas têm efeito estimulador da divisão celular, na presença de auxinas. Assim, há um estímulo à formação de calos e à iniciação de gemas. Entretanto, espécies com elevados teores de citocininas, em geral são mais difíceis de enraizar do que aquelas com conteúdos menores, sugerindo que a aplicação de citocininas inibe a formação de raízes em estacas. Por sua vez, em estacas de raiz, as citocininas podem estimular a iniciação de gemas.

Uma relação auxina/citocinina baixa estimula a formação de gemas ou primórdios foliares, ao passo que uma relação elevada estimula a formação de raízes. No cultivo in vitro, uma relação equilibrada promove a formação de calo e permite uma boa regeneração de plantas a partir de meristemas. Ácido abscísico

Embora o ácido abscísico, ao inibir a síntese de giberelinas, possa favorecer o enraizamento, os resultados obtidos com esse hormônio são bastante contraditórios, não sendo possível obter-se uma informação em caráter conclusivo. Etileno

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Em baixas concentrações (próximas a 10 mg L-'), o etileno estimula a formação e o desenvolvimento de raízes. Possivelmente, quando da aplicação de auxina, o etileno sintetizado confirma o efeito desta no enraizamento de estacas. Entretanto, o efeito do etileno é mais dependente de interações complexas do que da simples concentração desse regulador.

a estudo isolado do efeito de um regulador não permite explicar satisfatoriamente, sua influência no enraizamento, de forma que o equilíbrio entre esses diferentes compostos pode, realmente, esclarecer os mecanismos fisiológicos envolvidos. Numa planta, o equilíbrio hormonal varia com a época do ano e com a fase fisiológica.

Além dos fitohormônios, outras substâncias de ocorrência natural, denominadas co-fatores do enraizamento, que atuam sinergicamente com as auxinas, são necessárias para que se dê o enraizamento. Esses co-fatores são sintetizados em gemas e folhas jovens e, em maior quantidade, em estacas provenientes de plantas jovens. São transportados pelo floema, a partir dos locais de síntese.

Assim, para muitas espécies, é caracterizada a importância de serem mantidas as folhas e gemas em atividade vegetativa durante a estaquia. Esses órgãos atuam como um laboratório de produção de reguladores de crescimento e nutrientes. As folhas contribuem para a formação das raízes, devido à síntese de co-fatores ou carboidratos.

Ainda que na sua maioria não estejam determinados quimicamente, os inibidores do enraizamento são freqüentemente associados no enraizamento em algumas espécies. Em determinadas situações, a lavagem dos inibidores e sua lixiviação estimulam o enraizamento.

De acordo com a facilidade de enraizamento, Hartmann et aI. (1990) classificaram as plantas em três grupos: Grupo I

Todas as substâncias necessárias ao enraizamento presentes. Enraizamento rápido, desde que em condições ambientais favoráveis, como

acontece em espécies como figueira, videira e marmeleiro. Grupo III

Co-fatores em quantidades elevadas. Auxina é limitante. Forte resposta à aplicação de auxina, como acontece com algumas cultivares de

videira, goiabeira e porta-enxertos para pereira. Grupo III

Um ou mais co-fatores são limitantes. Auxina pode ser ou não limitante. Pouca ou nenhuma resposta à aplicação de auxina, devido à falta de co-fatores.

É o caso de rosáceas onde, para formar raízes, deve se combinar o uso de auxinas com a presença de folhas ou outra técnica de condicionamento.

Em nível bioquímico, o enraizamento e o desenvolvimento de raízes são acompanhados da síntese de proteínas e de RNA (ácido ribonucléico). Além disso, há modificações nos padrões e concentrações de DNA (ácido desoxirribonucléico) e aumento da atividade enzimática à medida que as raízes se desenvolvem. Em estacas de ameixeira, observou-se que o calo e as raízes em formação atuam como um dreno dos carboidratos da estaca. Fatores que afetam a formação de raízes

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O conhecimento dos fatores que afetam a formação de raízes é importante, para que se possa explicar por que uma espécie tem facilidade ou dificuldade de enraizar. Além disso, o manejo adequado desses fatores permitirá que haja mais chance de sucesso na produção de mudas por estaquia.

Os fatores que afetam o enraizamento podem ser classificados em: Fatores internos. Condição fisiológica da planta-matriz. Idade da planta-matriz. Tipo de estaca. Época do ano. Potencial genético de enraizamento. Balanço hormonal. Oxidação de compostos fenólicos.

Fatores internos

Geralmente, a interação entre fatores - e não o estudo isolado desses - é que permite explicar-se melhor as causas do enraizamento. Quanto mais difícil for o enraizamento de uma espécie ou cultivar, tanto maior a importância dos fatores que o afetam. Condição fisiológica da planta-matriz

Entende-se por condição fisiológica da planta-matriz, o conjunto das características internas da mesma, tais como o conteúdo de água, e o teor de reservas e de nutrientes, quando da coleta das estacas.

Estacas retiradas de uma planta-matriz em déficit hídrico tenderão a enraizar menos do que aquelas obtidas sob adequado suprimento de água.

A condição nutricional da planta-matriz afeta fortemente o enraizamento. No que se refere ao teor de carboidratos, tem-se observado que reservas mais abundantes correlacionam-se com maiores percentagens de enraizamento e sobrevivência de estacas.

A importância dos carboidratos refere-se ao fato de que a auxina requer uma fonte de carbono para a biossíntese dos ácidos nucléicos e proteínas, para a formação das raízes.

Além do teor de carboidratos, a relação C/N (carbono/nitrogênio) é importante. Relações C/N elevadas induzem a um maior enraizamento, mas com produção de uma pequena parte aérea, ao passo que estacas com baixa relação C/N, devido a um elevado teor de nitrogênio, são pobres em compostos necessários ao enraizamento e mostram pouca formação de raízes. Relações C/N adequadas permitem que se obtenha um bom equilíbrio entre as raízes e a parte aérea formada, além de maior enraizamento.

O teor de carboidratos varia conforme a época do ano, sendo que em ramos de crescimento ativo (primavera/verão) o teor é mais baixo. Ramos maduros e mais lignificados (outono/inverno) tendem a apresentar mais carboidratos.

Geralmente, estacas com maior diâmetro apresentam maior quantidade de substâncias de reserva e tendem a enraizar mais, ainda que, por vezes, um maior diâmetro esteja relacionado com mais brotaçães e poucas raízes.

A condição fitossanitária da planta-matriz também afeta o teor de carboidratos. Esse teor pode ser avaliado, indiretamente, pelo teste do iodo, permitindo classificar as estacas conforme o teor de amido. Essa classificação mostrou correlação significativa com o enraizamento de estacas de videira, sendo que o percentual de estacas enraizadas foi de 63% nas mais ricas, 35% nas intermediárias e 17% nas pobres em amido.

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Em relação à composição nutricional, um conteúdo equilibrado de alguns nutrientes como o fósforo, o potássio o cálcio e o magnésio favorece o enraizamento. Ainda que o nitrogênio seja necessário para a síntese de proteínas e ácidos nucléicos, essenciais ao enraizamento, seu teor em excesso pode ser prejudicial. O excesso de manganês também pode prejudicar o enraizamento.

O zinco é ativador do triptofano, precursor da auxina, e deve estar presente para que se dê a formação de raízes. Cuidados devem ser tomados, especialmente, com o conteúdo excessivo de nitrogênio e de manganês na planta-mãe, demonstrando a importância de um adequado manejo de adubação das plantas-matrizes para obtenção das estacas.

Em estudos realizados para se estabelecer uma relação entre a capacidade de enraizamento de estacas de pessegueiro e o teor endógeno de triptofano, verificou-se que os maiores percentuais de enraizamento, número e peso da matéria seca das raízes foram encontrados nos meses em que havia menores teores de triptofano nos ramos. Isso leva a concluir que o triptofano tenha se convertido para AIA, com maior quantidade de auxina endógena presente. Idade da planta-matriz

As estacas provenientes de plantas jovens enraízam com mais facilidade e isso se manifesta com mais freqüência em espécies de difícil enraizamento. Possivelmente, esse fato esteja relacionado com o aumento no conteúdo de inibidores e com a diminuição no conteúdo de co-fatores do enraizamento, à medida que aumenta a idade da planta.

É recomendável a obtenção de brotações jovens em plantas adultas, que mesmo não caracterizando uma verdadeira condição de juvenilidade, apresentam maior potencial de enraizamento. Tipo de estaca

Em espécies de fácil enraizamento, a importância do tipo de estaca na formação de raízes tem menor significado. Entretanto, quanto maior for a dificuldade de formação de raízes adventícias, maior será a necessidade da correta escolha do tipo de estaca.

O tipo mais adequado de estaca varia com a espécie ou com a cultivar. Como a composição química do tecido varia ao longo do ramo, estacas provenientes de diferentes porções do mesmo tendem a diferir quanto ao enraizamento.

Assim, em estacas lenhosas, o uso da porção basal geralmente proporciona melhores resultados. Isso pode ser devido ao acúmulo de substâncias de reserva e um menor teor de nitrogênio (resultando uma relação C/N mais favorável) e à presença de iniciais de raízes pré-formadas nessa região.

Fato inverso se observa com estacas semilenhosas, para as quais os maiores percentuais de enraizamento são obtidos com a porção mais apical. Nesse caso, isso pode ser atribuído a uma maior concentração de promotores do enraizamento, pela proximidade dos sítios de síntese de auxinas, e à menor diferenciação dos tecidos.

Estacas com gemas floríferas tendem a enraizar menos que aquelas provenientes de ramos vegetativos em fase de crescimento ativo, o que mostra um antagonismo entre a floração e o enraizamento, pois as flores mobilizam as reservas da estaca e abrem antes que o processo de iniciação de raízes tenha ocorrido.

Estacas mais lignificadas geralmente apresentam maior dificuldade de enraizamento do que estacas de consistência mais herbácea e semilenhosa. Época do ano

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A época do ano está estreitamente relacionada com a consistência da estaca, sendo que aquelas coletadas num período de crescimento vegetativo intenso (primavera/verão) apresentam-se mais herbáceas e, de modo geral, em espécies de difícil enraizamento, mostram maior capacidade de enraizamento. Estacas coletadas no inverno possuem um grau de lignificação e tendem a enraizar menos.

Entretanto, estacas menos lignificadas (herbáceas e semilenhosas) são mais propícias à desidratação e à morte, requerendo um manejo adequado em relação ao ambiente, ao passo que estacas lenhosas podem até mesmo ser enraizadas no campo.

Em muitos casos, especialmente em espécies caducifólias, as estacas lenhosas dormentes são preferidas em função da sua facilidade de obtenção, transporte e manuseio.

No que se refere à época mais adequada para obtenção das estacas, há diferença entre espécies, sendo que algumas enraízam melhor no início da primavera e outras, de folhas grandes e persistentes, desde a primavera até o fim do outono.

A influência da época de coleta das estacas no enraizamento pode ser, também, atribuída a condições climáticas, especialmente em relação à temperatura e à disponibilidade de água. Potencial genético de enraizamento

O potencial que uma estaca apresenta para a formação de raízes é variável com a espécie e com a cultivar. Assim, pode ser feita uma classificação como espécie ou cultivar de fácil, médio ou difícil enraizamento, ainda que a facilidade de enraizamento seja resultante da interação de diversos fatores e não apenas do potencial genético. Sanidade

Em diversas espécies frutíferas, tem-se observado que c10nes livres de vírus têm maior facilidade de enraizamento do que o material com vírus, havendo também efeito das viroses sobre a qual idade das raízes formadas e sobre a variabilidade de resultados, entre diversas estaquias feitas sob as mesmas condições. Da mesma forma que com as viroses, o ataque de fungos e bactérias pode ocasionar a morte das estacas, antes ou após a formação de raízes, podendo afetar a sobrevivência das mesmas ou a qualidade do sistema radicular da muda.

A sanidade durante a estaquia é influenciada pelo grau de contaminação do material propagativo, pelo substrato, pela qualidade da água de irrigação e pelos tratamentos fitossanitários que venham a ser feitos nesse período. Balanço hormonal

o equilíbrio entre os diversos fitohormônios tem forte influência no enraizamento de estacas. Assim, é necessário que haja um balanço adequado, especialmente entre auxinas, giberelinas e citocininas. Uma das formas mais comuns de favorecer o balanço hormonal, para o enraizamento, é a aplicação exógena de fitorreguladores sintéticos, tais como o AIB, o ANA e o AIA, que elevam o teor de auxinas no tecido. Oxidação de compostos fenólicos

Em algumas especies, especialmente as pertencentes à família Myrtaceae, o forte escurecimento dos tecidos na região do corte da estaca, ocasionado pela oxidação de compostos fenólicos, pode dificultar a formação de raízes. Ao entrarem em contato com o oxigênio, os diferentes tipos de fenóis nos tecidos iniciam reações de oxidação, cujos produtos resultantes são tóxicos ao tecido.

A oxidação desses compostos pode ser minimizada com o uso de substâncias anti-

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oxidantes, tais como o ácido ascórbico, o PVP (polivinilpirrolidona), o ácido cítrico e o Dieca (dietilditiocarbamato), além de outros. Têm sido obtidos resultados preliminares que demonstram a importância do controle da oxidação no cultivo in vitro.

Entretanto, a significância e a eficiência do controle da oxidação na propagação por estacas ainda carecem de maiores informações, visto que os resultados obtidos até o momento são incipientes. Fatores externos

Temperatura - O aumento da temperatura favorece a divisão celular na formação

de raízes. Contudo, especialmente em estacas herbáceas e semilenhosas, estimula uma elevada taxa de transpiração, induzindo o murchamento da estaca.

Além disso, pode favorecer a brotação das gemas antes que o enraizamento tenha ocorrido, o que é indesejável. O aquecimento do leito de enraizamento ou substrato, com temperaturas que vão de 18°C a 21°C, estimula o enraizamento. Isso é importante para a multiplicação por estacas de espécies de difícil enraizamento.

Luz - A importância da luz no enraizamento está relacionada à fotossíntese e à

degradação de compostos fotolábeis, como as auxinas. Geralmente, a baixa intensidade luminosa sobre a planta-mãe, antes da coleta das estacas, tende a favorecer a formação de raízes, provavelmente devido à preservação das auxinas e de outras substâncias endógenas em detrimento aos compostos fenólicos.

Por sua vez, a presença de luz durante o enraizamento de estacas, com folhas, pode favorecer a emissão e o desenvolvimento do sistema radicular.

O estiolamento dos ramos, dos quais serão retiradas as estacas, facilita o enraizamento e é uma prática recomendada, especialmente no caso de espécies de difícil enraizamento. Na região basal da estaca, onde serão formadas as raízes, é necessário que se mantenha um ambiente completamente escuro.

Umidade - Para que haja divisão celular, é necessário que as células se mantenham

túrgidas. O potencial de perda de água numa estaca é muito grande, seja por meio das folhas seja por meio das brotaçães em desenvolvimento, especialmente considerando-se o período em que não há raízes formadas. A perda de água é uma das principais causas da morte de estacas. Portanto, a prevenção do murchamento é especialmente importante em espécies que exigem um longo tempo para formar raízes e nos casos em que são utilizadas estacas com folhas ou de consistência mais herbácea.

O uso da nebulização intermitente (Fig. 4) permite a redução da perda de umidade pela formação de uma película de água sobre as folhas, além da diminuição da temperatura e da manutenção da atividade fotossintética das mesmas nas estacas.

Por sua vez, a alta umidade favorece o desenvolvimento de patógenos, para os quais devem ser dispensados cuidados especiais.

Substrato - O substrato destina-se a sustentar as estacas durante o enraizamento,

mantendo sua base num ambiente úmido, escuro e suficiente aerado.

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Os efeitos do substrato, tanto sobre o percentual de enraizamento quanto sobre a

qualidade das raízes formadas, relacionam-se especialmente com a porosidade, a qual afeta o teor de água retida e seu equilíbrio com a aeração.

Diferentes materiais são utilizados como meios para enraizamento, como, por exemplo, areia, vermiculita, casca de arroz carbonizada, turfa, solo ou a mistura de ambos.

Condicionamento do ramo antes da estaquia - Em espécies de difícil enraizamento, alguns tratamentos que venham a ser realizados previamente à coleta dos ramos antes do preparo da estaca, podem permitir melhores resultados.

Em diversos casos, o condicionamento é fundamental para que se possa obter um percentual de enraizamento satisfatório. Como exemplos, podem ser citados o tratamento com fitorreguladores, o anelamento, o estiolamento e a dobra dos ramos, antes da estaquia. Técnicas de estaquia

Para que a estaquia seja feita com sucesso, é necessário que se observem alguns aspectos:

Obtenção do material propagativo - No momento da coleta das estacas, deve-se selecionar como planta-matriz aquela que possui identidade conhecida, características peculiares da espécie ou da cultivar, além de apresentar ótimo estado fitossanitário, vigor moderado e não apresentar danos provocados por déficit hídrico, geadas ou outras intempéries.

A planta-matriz deve estar numa condição nutricional equilibrada. Esses requisitos são necessários para se obter bons resultados.

Na produção comercial de mudas, é recomendável a obtenção do material propagativo junto a blocos de matrizes, ou coleções de cultivares em instituições de pesquisa para evitar-se o uso de material contaminado por viroses.

A posição e o tipo de ramo, de onde serão obtidas as estacas, são variáveis

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conforme a espécie. Recomenda-se o uso de ramos de crescimento vigoroso. No caso de estacas lenhosas, pode ser utilizado o material descartado pela poda, para obtenção de material propagativo.

Época de coleta das estacas - Conforme citado anteriormente, a época do ano afeta o potencial de formação de raízes, especialmente em espécies de difícil enraizamento. Para cada espécie, são necessários testes para se verificar, empiricamente, qual a época mais adequada para a coleta das estacas. Essa época está mais relacionada com as condições fisiológicas da planta do que com um período fixo do ano. A princípio, desde que se disponha de estrutura com nebulização intermitente, a coleta de estacas pode ser feita em qualquer época.

Podem ser estabelecidos três períodos principais de coleta de material para estaquia, quais sejam:

Período de repouso - Nesse período, são utilizadas estacas com alto grau de lignificação, denominadas estacas lenhosas. Em espécies caducifólias, o uso de estacas com gemas dormentes é bastante difundido, pela simplicidade, baixo custo e viabilidade de uso em diversas espécies, especialmente aquelas de fácil enraizamento.

Não é necessário o uso de estruturas especiais (estufas, nebulização e outras), sendo possível em alguns casos, como o da figueira, a estaquia diretamente no viveiro. Geralmente, são utilizados ramos de 1 ano, ainda que em algumas espécies possam ser utilizadas estacas - ou porções destas - de 2 anos.

É mais recomendável o uso de estacas medianas e basais, porque estas apresentam maior acúmulo de reservas, provenientes da estação de crescimento anterior. As estacas podem ser obtidas no fim do outono, no inverno (dormência plena) ou no início da primavera.

Geralmente, a coleta é feita de maio a agosto. A coleta de estacas no fim da dormência pode causar a brotação das gemas, especialmente devido ao aumento da temperatura nessa época. Isso provoca a perda de umidade da estaca e, como ainda não houve formação das raízes e a absorção de água, a brotação torna-se prejudicial ao enraizamento.

Em algumas espécies perenifólias (com folhagem permanente), o uso de estacas lenhosas tem proporcionado bons resultados. Nesse caso, como as estacas possuem folhas, é necessário o uso de estruturas de propagação, mesmo no período de inverno. Isso é importante devido à variabilidade da temperatura nessa época .

Período de intenso crescimento vegetativo (primavera) - Nessa época, as estacas apresentam baixo grau de lignificação e elevada atividade do câmbio. Resultam da fase mais ativa de crescimento dos ramos e apresentam uma consistência bastante herbácea. Ainda que estacas com essa consistência sejam típicas da primavera, em alguns casos estacas semelhantes podem ser obtidas durante o verão e até mesmo no outono.

Em diversas espécies de difícil enraizamento, têm sido obtidos bons resultados com a estaquia nessa época, como no caso do pessegueiro, da ameixeira e do araçazeiro. Estacas desse tipo enraízam com facilidade e rapidez (2 a 5 semanas, na maioria dos casos).

Por serem muito tenras, deve-se ter maior cuidado com essas estacas, para se evitar a desidratação e o ataque de microrganismos. Mesmo num sistema de nebulização, a perda de água pode ser a causa de grande mortalidade de estacas.

Além disso, a coleta deve ser feita preferencialmente no início da manhã, quando a umidade do ar é mais elevada, visando minimizar o murchamento dos ramos e das estacas. Para tanto, é recomendável acondicionar os ramos em baldes ou sacos de

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plástico até o momento do preparo . Período final do crescimento vegetativo (final do verão - início do outono) - Estacas utilizadas nessa época são denominadas semilenhosas, apresentam mais folhas e são mais lignificadas que na época anterior. Sua utilização requer nebulização intermitente, para evitar o murchamento e a perda das folhas. Podem ser utilizadas porções basais, medianas e apicais dos ramos.

Da mesma forma que para a época anterior, devem ser adotadas medidas que reduzam a perda de água pelo material propagativo, ainda que sua resistência à desidratação seja maior que a das estacas herbáceas. Preparo e manejo das estacas

Uma vez selecionados os ramos, é necessário que estes sejam levados a um galpão ou estrutura semelhante, onde as estacas serão preparadas. O preparo pode ser feito com tesoura de poda ou em se tratando de estacas lenhosas em grandes quantidades, com o uso de serras elétricas. Uma vez preparadas, as estacas devem ser mantidas em água até o momento de serem colocadas no substrato.

O comprimento e o diâmetro das estacas variam conforme a espécie e o tipo de estaca. Estacas lenhosas podem ter comprimento variável de 20 a 30 cm e diâmetro que, geralmente, se situa entre 0,6 e 2,5 cm. Geralmente, estacas semilenhosas apresentam comprimento de 7,5 a 15 cm, e estacas herbáceas podem ser ainda menores.

Após o preparo, é conveniente a separação das estacas em grupos, conforme o tamanho. Isso permite a obtenção de lotes homogêneos de plantas, o que facilitará a realização de operações posteriores. É ainda recomendável a identificação dos lotes de estacas por cultivar, para se evitar a mistura posterior no viveiro.

Em estacas semilenhosas ou de consistência mais herbácea, a presença de folhas favorece o enraizamento, provavelmente devido à produção de co-fatores do enraizamento nas folhas. Da mesma forma, em estacas lenhosas, a presença de gemas aumenta o percentual de enraizamento em diversas espécies.

Por sua vez, a presença de folhas nas estacas representa uma superfície transpiratória cuja taxa de perda de água é aumentada em condições de elevada temperatura, normalmente observada nas épocas de coleta de estacas menos lignificadas. Por isso, é necessário o uso de nebulização nas estacas com folhas. Geralmente, são mantidas apenas 2 ou 3 folhas na parte superior da estaca.

Quando as folhas forem muito grandes, podem ser cortadas ao meio, para facilitar o manejo e reduzir a perda de água. O corte superior da estaca deve ser feito logo acima de uma gema e o inferior, logo abaixo. Essa recomendação é mais viável de ser seguida, quando é feito o preparo individual das estacas. Quando se trabalha com estacas lenhosas, com corte em feixes de 50 ou 100 estacas, o posicionamento do corte pode não ser o mais adequado.

É possível o armazenamento das estacas lenhosas durante o inverno e, em alguns casos, esse procedimento permite a formação de calo ou de iniciais de raízes. Para tanto, podem ser utilizados leitos aquecidos ou o simples armazenamento em substrato umedecido.

Deve-se evitar a desidratação das estacas armazenadas, bem como acompanhar a brotação das mesmas, pois, caso contrário, ocorrerá uma perda de água, com prejuízos ao enraizamento. O tratamento com fitorreguladores pode ser feito ainda no armazenamento.

O uso de estacas com folha é citado na propagação de limoeiro de framboesa-negra, de goiabeira e de pessegueiro, além de outras, mas é pouco usado em fruticultura. Utiliza-se um nó com uma folha e uma gema por estaca, preferencialmente

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de material que tenha gemas bem desenvolvidas e folhas sadias em crescimento ativo. Para algumas espécies, cortes laterais na base da estaca favorecem o

enraizamento, especialmente naquelas em que o esclerênquima se constitui numa barreira física à emissão de raízes. Propiciada por esses cortes, a exposição do câmbio também pode facilitar a absorção de substâncias promotoras do enraizamento. Estaqueamento

O plantio das estacas pode ser feito em recipientes (sacos de plástico, vasos, baldes, caixas, entre outros), em estruturas de propagação ou diretamente no viveiro. O primeiro caso é aplicado para estacas com folhas (semilenhosas ou herbáceas), as quais necessitam de umidade constante sobre a folha.

O plantio direto no viveiro pode ser adequado para estacas lenhosas, especialmente de espécies caducifólias, quando a manutenção da umidade propiciada pela chuva ou por irrigações esporádicas é suficiente. Essa prática, denominada enviveiramento, destina-se, principalmente, à propagação de plantas em larga escala e à multiplicação de espécies ou cultivares de fácil enraizamento. Nesse caso, devem ser utilizadas áreas de solos profundos, bem drenados e com viabilidade de uso da irrigação. A profundidade de plantio é variável conforme o tipo de estaca, sendo que, para estacas de ramos, é aconselhável que dois terços sejam enterrados no substrato. No que se refere a estacas de raiz, é importante a manutenção dessas em profundidade de 2,5 a 5,0 cm, na posição horizontal, para manter sua correta polaridade.

Como prevenção ao aparecimento de doenças, é recomendável a imersão das estacas em solução fungicida. Para aumentar a sobrevivência das estacas, pode-se misturar o fungicida com o fitorregulador durante o processo de tratamento das mesmas.

No momento do plantio, é importante garantir uma boa aderência do substrato à estaca, uma vez que grandes espaços porosos podem aumentar a desidratação desta. Substrato

Por ser um dos fatores de maior influência, especialmente no caso de espécies de difícil enraizamento, deve ser dada atenção especial à escolha do substrato.

Para cada espécie, é necessário verificar, empiricamente, qual o melhor substrato (ou combinação de substratos). Um bom substrato deve proporcionar retenção de água suficiente, para prevenir a dessecação da base da estaca e, quando saturado (especialmente no caso de nebulização intermitente), deve manter uma quantidade adequada de espaço poroso, para facilitar o fornecimento de oxigênio, indispensável para a iniciação e o desenvolvimento radicular, e para a prevenção do desenvolvimento de patógenos na estaca. Deve-se, ainda, optar por substratos que não sejam fontes de inóculo de organismos saprófitos.

Além da vermiculita, da casca de arroz carbonizada, da areia, etc., outros substratos, como o musgo turfoso, o musgo esfagníneo e a água poderão ser utilizados. No caso de utilização da água, é necessário um bom sistema de oxigenação, para permitir que as raízes se desenvolvam. Técnicas de condicionamento Estratificação

É uma prática que consiste na disposição de camadas alternadas de areia grossa ou solo umedecidos, para proporcionar a formação prévia do calo, além de permitir a conservação da estaca. O aumento da temperatura e da umidade, até certos limites,

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aumenta a intensidade de formação de calo. Deve-se evitar o desenvolvimento de fungos ou de bactérias, a acumulação de

água e o dessecamento, que são prejudiciais à formação de raízes. É necessário que as estacas sejam retiradas da estratificação, logo que tenham formado o calo ou ocorrido a brotação das gemas. Lesões na base da estaca

Especialmente em estacas que apresentam madeira velha na base, onde os cortes favorecem a formação de calo e de raízes nas bordas da lesão (Fig. 5 e Fig. 6). A divisão celular é estimulada pelo aumento na taxa respiratória e nos teores de auxina, carboidratos e etileno nessa área lesionada. Essa lesão faz com que haja maior absorção de água e de fitohormônios, aumentando a eficiência no enraizamento.

Por sua vez, as lesões permitem que haja rompimento da barreira física formada

por anéis de esclerênquima, os quais podem até mesmo impedir a emergência das raízes. Para tanto, efetuam-se 1 ou 2 cortes superficiais de 2,5 a 5,0 cm na base da estaca, removendo-se apenas uma porção da casca das estacas nesse local.

Estiolamento - O desenvolvimento de uma planta, ou parte dela, na ausência de luz, resultando em brotações alongadas, com folhas pequenas, e não expandidas, e com baixo teor de clorofila.

Além disso, são encontrados em tecidos estiolados teores baixos de lignina e altos de auxinas endógenas e de outros co-fatores do enraizamento, uma vez que esses últimos compostos são sensíveis à luz (fotolábeis). Assim, o enraizamento é favorecido.

Pode-se efetuar o estio lamento de toda a planta, de todo um ramo ou de parte do mesmo (Fig. 7). Para tanto, faz-se uma cobertura dos ramos, em desenvolvimento, com plástico preto ou outro material similar (papel alumínio, fita-isolante e outros), de modo que esses cresçam na ausência de luz.

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O estiolamento parcial é feito com a cobertura apenas da base do ramo. O

estiolamento é feito durante o crescimento dos ramos, por períodos que variam conforme a espécie. Normalmente esses períodos não passam de 30 dias.

Um exemplo da aplicação do estiolamento foi avaliado em araçazeiro, obtendo-se resultados promissores em função dessa técnica (VOLTOLlNE; FACHINELLO, 1977). Anelamento

Entende-se por anelamento a obstrução feita por meio de um corte, na região do córtex. O estrangulamento, que apresenta a mesma finalidade, é feito com a torção de um arame em volta do ramo (Fig. 8).

A obstrução da casca de um ramo na planta-matriz bloqueia a translocação descendente de carboidratos, fitohormônios e co-fatores do enraizamento, permitindo a acumulação desses compostos acima do local da obstrução, região que será a base da futura estaca.

o acúmulo desses compostos favorece a formação e o crescimento das raízes. Além disso, há um aumento da quantidade de células parenquimatosas e de tecidos menos diferenciados.

O anelamento pode ser feito com um anel de arame, ou com um corte na região basal ou mediana do ramo de onde será retirada a estaca. Deve ser feito assim que o comprimento do ramo permita, durante a fase ativa de crescimento vegetativo, para assegurar uma acumulação significativa de compostos. Rejuvenescimento de ramos

Estacas oriundas de ramos com juvenilidade tendem a apresentar maior percentual de enraizamento. Assim, qualquer técnica que permita ao ramo retornar à fase juvenil evitará a diminuição do potencial de enraizamento, à medida que a planta-matriz envelhece.

Uma poda drástica da planta-matriz induz à emissão de brotações juvenis, de maior capacidade de enraizamento. Muitas vezes, essas brotações são resultantes dos

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esferoblastos, formações verrugosas com tecido meristemático. Em algumas espécies, como a macieira, é possível forçar a presença de brotos adventícios juvenis a partir de estacas de raiz. Dobra de ramos

Essa técnica de condicionamento consiste na dobra manual dos ramos na fase de crescimento (Fig. 9).

Esses ramos ficam presos à planta, por uma porção de lenho e casca, até a época de utilização das estacas lenhosas (inverno). Esse tipo de lesão provoca o aumento da relação C/N e a formação de um tecido pouco diferenciado, resultante da cicatrização, na região da dobra, com aumento da capacidade de emissão de raízes. Ainda que a dobra dos ramos não dispense o uso de fitorreguladores, há um favorecimento do potencial de formação de raízes.

Fig. 9. Processo de dobra de ramos para obtenção de estacas em pessegueiro.

Tratamento com fitorreguladores O uso de fitorreguladores tem a finalidade de aumentar a percentagem de estacas que formam raízes, acelerar sua % iniciação, aumentar o número e a qualidade das raízes formadas e a uniformidade no enraizamento. Algumas dessas substâncias, como as auxinas sintéticas, podem inibir o desenvolvimento das gemas e dos ramos.

Essa prática estabelece um balanço hormonal favorável ao enraizamento. Geralmente, são utilizadas auxinas sintéticas (AIB, ANA, AIA, 2,4-D), que visam elevar o conteúdo hormonal nos tecidos da estaca.

Além disso, também podem ser utilizados inibidores da síntese de giberelinas, que são antagônicas ao processo de iniciação radicular. Como exemplo, pode ser citado o paclobutrazol.

O tratamento com citocininas (cinetina, benziladenina e benzilaminopurina) estimula o desenvolvimento das brotações adventícias, o que é importante, caso se trabalhe com estacas de folhas ou de raízes.

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A substância promotora do enraizamento, bem como as concentrações e métodos

de utilização mais adequados para uma determinada situação, variam com a espécie e com o tipo de estaca. Para verificar sua eficiência, são necessários testes empíricos.

Tratamento com fungicidas

Uma vez que a estaca, especialmente antes e logo após o enraizamento, é bastante vulnerável ao ataque de microrganismos e se encontra num ambiente favorável à proliferação de doenças, a proteção com o uso de fungicidas constitui-se numa prática importante para a sobrevivência das mesmas nesse período. Uso de nutrientes minerais Favorece a condição nutricional da estaca no enraizamento. A adição de compostos nitrogenados estimula o enraizamento em diversas classes de plantas, possivelmente pelo fato de que esses compostos intervêm em interações hormonais.

O uso do boro em combinação com o AIB pode aumentar a percentagem e a rapidez de formação de raízes. A adubação de plantas matrizes de videira, com zinco, resultou em maior enraizamento e desenvolvimento de raízes, possivelmente devido ao incremento no teor de triptofano, precursor da auxina, do qual o zinco é ativador.

A adubação de plantas-matrizes de ameixeira, com zinco e boro, aumentou os teores de triptofano nas estacas e o potencial de enraizamento. Uso da nebulização

A nebulização intermitente é a aplicação de água na forma de névoa (gotas de tamanho reduzido) sobre as estacas, criando uma atmosfera para reduzir a perda de água pelas folhas.

A redução das taxas de transpiração e de respiração pelas folhas, bem como a redução da temperatura das mesmas, são obtidas pela formação de uma película de água sobre as folhas, proporcionada pelo ambiente com alta umidade relativa. Isso assegura a destinação de fotossintatos e nutrientes para a formação das raízes.

É importante que a água seja aplicada em intervalos regulares, durante todo o período diurno. Para evitar o excesso de aplicação, pode ser dispensado o funcionamento da nebulização durante a noite. Nas horas mais quentes do dia, os intervalos entre as nebulizações devem ser menores.

A nebulização pode ser instalada em telados, estufas de plástico, ou mesmo no ambiente externo. O ambiente protegido é o mais adequado para essa técnica, uma vez que permite uma aplicação controlada da água, além de evitar o efeito do vento sobre a irrigação.

O controle dos intervalos de acionamento do sistema de nebulização pode ser efetuado por meio de mecanismos como:

Folha úmida, na qual há uma superfície de tela, que simula a superfície de uma folha. Quando essa superfície perde água a um nível pré-estabelecido, o mecanismo da nebulização é acionado .

Temporizador (timer), o qual controla o funcionamento de uma válvula solenóide que, quando desligada, permite a nebulização das plantas. Pode-se utilizar um timer duplo, que permite trabalhar com dois turnos diferentes de nebulização, de tal modo que se tenha períodos diferentes do processo durante o dia, quando a necessidade de água é maior, e durante a noite, quando a necessidade de água é menor .

Controlador eletrônico de umidade, constituído de um sistema computadorizado

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de acionamento da irrigação, com base na temperatura e na umidade relativa do ar.

O uso de nutrientes na água de irrigação pode melhorar a qualidade das raízes formadas e o crescimento subseqüente das estacas enraizadas. Cuidados durante e após o enraizamento

A divisão celular e o enraizamento só ocorrem em tecidos com células túrgidas e o principal cuidado a ser tomado durante o enraizamento é a manutenção de um adequado teor de água no substrato e na parte aérea da estaca. Isso é importante tanto quando se trabalha com estaquia direta em viveiro, na qual deverá ser prevista a implantação de um sistema de irrigação, quanto com estacas folhosas, como citado no item anterior.

Especialmente quando se trabalha com nebulização, a aplicação de água para manter as folhas úmidas implica saturação do substrato com água e, por isso, a drenagem também deve merecer atenção, pois o excesso hídrico prejudica o enraizamento.

Por sua vez, deve-se dar atenção ao manejo fitossanitário, com a utilização de tratamentos semanais com fungicidas, para reduzir o ataque de patógenos, principalmente fungos saprófitos sobre as estacas, em ambiente com nebulização. Nesse ambiente, a elevada umidade favorece a proliferação de doenças. Nesse caso, o monitoramento da ocorrência de doenças é muito importante.

Para diminuir o potencial de inóculo, devem-se eliminar as folhas caídas e as estacas mortas. No caso de estaquia em viveiro, deve-se dar atenção à ocorrência de plantas invasoras e pragas.

O manejo após o enraizamento depende da estrutura de propagação adotada. Se utilizada a estaquia direta no viveiro, deve-se repicar as mudas para um local com maior espaçamento, onde essas crescerão até atingir o estágio de comercialização.

O desplante (extração das estacas enraizadas) deve ser, preferencialmente, feito em dias com baixa temperatura, nublados e com ventos fracos. Para minimizar a morte das mudas após o transplante, deve-se prever o uso da irrigação.

As mudas podem ser conservadas em trincheiras ou câmaras frigoríficas. Os cuidados com as estacas folhosas devem ser maiores, especialmente no que se refere à desidratação.

Uma vez que o ambiente numa casa de vegetação é muito diferente do ambiente externo, tão logo tenha-se formado um sistema radicular abundante, deve-se diminuir, gradativamente, a aplicação de água, reduzindo a umidade sobre as folhas e aumentando a aeração do substrato, que permite a aclimatação das mudas e menor perda de plantas no viveiro. Preparo e uso de fitorreguladores

A utilização de fitorreguladores no enraizamento é uma prática largamente difundida, sendo uma técnica que, em muitas espécies de difícil enraizamento, pode viabilizar a produção de mudas por estaquia. Os principais fitorreguladores usados com essa finalidade são aqueles do grupo das auxinas.

A auxina endógena, naturalmente encontrada nas plantas, é o AIA (ácido indolacético). As auxinas são essenciais no processo do enraizamento, possivelmente porque estimulam a síntese de etileno que por sua vez favorece a emissão de raízes.

Os níveis de AIA na planta são variáveis conforme a velocidade das reações de síntese, de destruição e de inativação que, por sua vez, é afetada por alguns fatores, como:

Idade fisiológica do órgão e da planta.

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Condições ambientais - Em plantas perenes de clima temperado, os maiores níveis de auxina são encontrados na primavera e no verão.

Parte da planta - As concentrações de AIA são maiores nos locais de síntese (regiões de crescimento ativo) e são muito baixas em tecidos já diferenciados.

Para se obter estacas enraizadas em qualquer época do ano, deve se lançar mão de auxinas sintéticas, na promoção do enraizamento. Tipos de auxinas sintéticas

As principais auxinas sintéticas e algumas de suas características constam da Tabela 1.

Métodos de aplicação Pó - Podem ser encontradas fórmulas comerciais em forma de pó. Além disso, o preparo do fitorregulador em pó pode ser feito pelo usuário, mesmo que alguns autores o desaconselhem, em função da dificuldade de homogeneização da mistura.

Para tanto, utiliza-se a quantidade de fitorregulador desejada para uma determinada concentração de talco industrial. Após adicionar o fitorregulador, acrescenta-se acetona ou álcool etílico à mistura, em quantidade suficiente para permitir a homogeneização do talco com o mesmo.

A acetona ou o álcool são retirados por evaporação em estufa, em temperatura não muito elevada, preferencialmente em torno de 40°C, ou em condição de temperatura ambiente, de modo a não inativar o fitorregulador. Esse método de aplicação é

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adequado para o AIS (ácido indolbutíricol, por sua estabilidade em temperaturas mais elevadas.

Como preparar - Para preparar 500 g da fórmula contendo AIB a 2.000 mg.kg-1, utilizam-se 1.000 mg de AIB puro e acrescenta-se talco industrial até completar 500 g.

Para melhor homogeneização, acrescenta-se álcool etílico ou acetona, em quantidade suficiente para formar uma pasta. Homogeniza se a mistura com um bastão de vidro e leva-se a uma estufa à temperatura de cerca de 40°C até a completa evaporação do solvente (FACHINELLO et ai., 1995).

1 ppm = 1 mg L-1 ou 1 mg kg-1 2.000 ppm = 2.000 mg kg-1 ou 2.000 mg L-1 Para preparar 500 g, usam-se 1.000 mg de AIB.

O pó, contendo a substância indutora, é colocado em recipientes menores, onde a base da estaca é pressionada, de forma que o mesmo fique aderido a essa. Para melhor aderência, é recomendável molhar a base das estacas em água.

O excesso de pó deve ser retirado. Depois, as estacas são colocadas no substrato. O pó molhado não deve retornar ao recipiente de armazenamento, para evitar alterações da mistura ao longo do tempo.

Como vantagens desse método, podem ser apontadas a facilidade de preparo e aplicação, e a longa durabilidade da mistura. Como desvantagem, há a desuniformidade da quantidade de pó aderida à estaca, que pode afetar o enraizamento. Essa quantidade é afetada pela umidade na base da estaca e pela textura da casca.

Há indicações de que, nesse método de aplicação, as concentrações a serem utilizadas devem ser duplicadas. Assim, se na forma de solução os melhores resultados são obtidos com 1.000 mg L-l, na forma de pó são necessários 2.000 mg kg'

Solução diluída - Entende-se por solução diluída aquela cuja concentração do fitorregulador varia de 20 a 200 mg L-'. Algumas substâncias são solúveis em água, como os sais potássicos do AIB. Outras, como o ANA, dissolvem-se melhor com algumas gotas de hidróxido de sódio, potássio ou amônio. O AIB requer a diluição num pequeno volume de álcool (etílico, metílico ou isopropílico), ou de hidróxido de sódio ou potássio.

Como preparar - Para preparar 500 mL de uma solução contendo 100 mg L-' de AIB, dissolvem-se 50 mg da substância pura em 250 mL de álcool. Agita-se bem e adicionam-se os 250 mL de água destilada restantes, para completar o volume de 500 mL.

Essa solução alcoólica a 50% é melhor para dissolver o AIB, pois quando se usa uma quantidade muito pequena de álcool, pode ocorrer a precipitação do AIB, ao se adicionar água destilada.

A diluição do AIB em hidróxido de sódio ou potássio normalmente é feita em pequeno volume do diluente (5 mg L-1 de AIB), não se observando problemas de precipitação do fitorregulador.

A base das estacas (cerca de 2,5 cm) é imersa na solução, em local sombreado, por um período de tempo longo, normalmente em torno de 24 horas. O local sombreado é necessário, para que não haja aumento significativo da concentração da solução devido à evaporação, e para que seja minimizada a perda de água pela estaca.

A quantidade do fitorregulador absorvida depende das condições ambientais que circundam o local do tratamento, do tipo de estaca e da espécie. Deve-se manter uma atmosfera úmida durante o tratamento, para que haja uma absorção lenta e contínua.

O uso de soluções diluídas apresenta as vantagens de proporcionar uma boa

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uniformidade de tratamento das estacas e ter baixo risco de efeitos fitotóxicos. Por sua vez, as soluções perdem sua atividade em poucos dias, devendo ser preparadas apenas para uso diário.

Solução concentrada - É aquela que apresenta uma concentração de fitorregulador que varia entre 200 e 10.000 mg L -1 e por isso, o tratamento deve ser mais rápido. O preparo é feito de forma semelhante ao caso das soluções diluídas.

A imersão da base das estacas (1,5 a 2,5 cm) é feita por um período em torno de 5 segundos. A exposição por um tempo mais prolongado, bem como a utilização de concentrações muito elevadas, podem ocasionar efeitos fitotóxicos, como a inibição do desenvolvimento das gemas, amarelecimento e queda de folhas e, até mesmo, a morte das estacas. Isso é importante, porque se considera que a melhor concentração é aquela imediatamente inferior ao limite de fitotoxicidade.

Esse método apresenta vantagens, como a menor necessidade de equipamentos, a possibilidade de utilização da mesma solução por várias vezes, a pouca influência das condições ambientais e a uniformidade no tratamento.

Além disso, é possível a conservação da solução concentrada por um período relativamente grande, com a mesma atividade. Para tanto, é necessário que o armazenamento seja feito em recipiente hermeticamente fechado e em local escuro. Como desvantagem, pode ser citado o risco de efeitos tóxicos sobre a estaca, quando utilizadas concentrações muito elevadas.

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Propagação Vegetativa por Enxertia Introdução

A enxertia é uma forma de propagação assexuada de vegetais superiores, na qual se colocam em contato duas porções de tecido vegetal, de tal forma que se unam e, posteriormente, se desenvolvam, originando uma nova planta (HARTMANN et ai., 1990).

Uma planta propagada por enxertia é composta, basicamente, de duas partes: o enxerto ou garfo e o porta-enxerto ou cavalo, ainda que eventualmente possa ser utilizada uma porção intermediária ao enxerto e ao porta-enxerto, chamada de interenxerto, enxerto intermediário ou filtro.

O enxerto é a parte representada por um fragmento da planta, contendo uma ou mais gemas, responsável pela formação da parte aérea da nova planta. O porta-enxerto é a parte responsável pela formação do sistema radicular.

O interenxerto é usado quando se deseja evitar problemas de incompatibilidade entre o enxerto e o porta-enxerto, para controlar o crescimento da copa ou para se obter caule resistente a baixas temperaturas, entre outros objetivos.

Para que se tenha sucesso com a propagação de plantas por meio da enxertia, é necessário que ocorra um bom contato da região cambial de ambas as partes enxertadas. A região cambial é formada por um tecido delgado da planta, situado entre a casca (floema) e a madeira (xilema) e composto por células meristemáticas capazes de dividirem-se e formarem novas células.

Diversas espécies frutíferas são propagadas comercialmente por enxertia, como o pessegueiro, a ameixeira, a nectarineira, a macieira, a pereira, a videira, os citros em geral, a mangueira, o caquizeiro, entre outros (FACHINELLO et ai., 1995). Utilização da enxertia

A enxertia pode ser utilizada com as seguintes finalidades: Manter as características genéticas de uma espécie, de uma cultivar ou de um clone

A enxertia, bem como os demais métodos de propagação assexuada, permite que as características produtivas das plantas sejam mantidas em seus descendentes, garantindo o valor agronômico das mesmas, produzindo plantas mais uniformes quanto ao porte, exigências edafoclimáticas e tratamentos fitossanitários, entre outros. Propagar plantas que não podem ser multiplicadas por outros métodos

Algumas espécies frutíferas produzem sementes com baixo poder germinativo, como é o caso da ameixeira (cerca de 2%), e outras simplesmente não as produzem. Por sua vez, em espécies altamente heterozigotas, a propagação por sementes implicaria modificações genéticas nos descendentes. Além disso, a enxertia é utilizada em espécies que apresentam dificuldade de formar raízes. Obter benefícios do porta-enxerto

Embora os porta-enxertos sejam responsáveis apenas pela formação do sistema radicular e sustentação das novas plantas, em muitos casos, podem determinar características importantes como, por exemplo, conferir maior ou menor vigor à copa, como nos casos da macieira, da pereira, da videira e de citros, ou conferir melhor qualidade aos frutos. Além disso, muitos porta-enxertos são tolerantes a condições desfavoráveis, como solos pesados - com excesso ou falta de umidade - ataque de

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pragas ou doenças, entre outras. Substituir cultivares de plantas estabelecidas

Muitas vezes, em pomares estabelecidos com uma determinada cultivar, surgem problemas, como a baixa produtividade, frutos de qualidade inferior, hábito de crescimento inadequado, ou mesmo, suscetibilidade a pragas e doenças. Essas dificuldades podem ser solucionadas com a enxertia de uma nova cultivar mais adequada, sem necessidade de se implantar um novo pomar.

Outra situação muito comum de uso da enxertia em plantas já estabelecidas é aquela em que se têm pomares com cultivares que necessitam de polinização cruzada e que, por morte ou número insuficiente de plantas polinizadoras, podem ter a produção comprometida e requerem a presença de plantas ou ramos de uma cultivar polinizadora.

Em pequenos pomares domésticos, a enxertia possibilita que, numa mesma planta, tenha-se mais de uma cultivar ou mais de uma espécie. Isso é possível, enxertando-se uma cultivar ou espécie diferente em cada ramo principal. Contudo, nesse caso, deve-se ter o cuidado para que as cultivares enxertadas tenham o mesmo vigor, para evitar a dominância de um ramo sobre outro. Evitar problemas de juvenil idade

Muitas plantas frutíferas, quando propagadas por sementes, necessitam de um período de 5 a 10 anos para superarem o período juvenil e entrarem em produção. Esse período improdutivo pode ser reduzido, enxertando-se segmentos de plantas que já estejam produzindo ou que foram propagadas por métodos assexuados, pois essas plantas já superaram o período de juvenilidade. Recuperar partes danificadas de plantas

Fatores como baixas temperaturas, pragas, doenças, ventos, animais e equipamentos agrícolas podem provocar sérios danos às raízes ou à parte aérea das plantas. A recuperação total ou parcial é possível, por meio da enxertia. Estudar enfermidades viróticas

As doenças causadas por vírus podem ser transmitidas de uma planta para outra, por meio da enxertia. Embora seja um grande problema na propagação das plantas, esse fato pode ser benéfico no estudo das doenças viróticas.

Existem plantas bastante sensíveis ao ataque de determinados tipos de vírus, manifestando, c1aramente, os sintomas; outras, contudo, são portadoras de viroses e não demonstram qualquer tipo de sintoma.

Pela enxertia de um segmento de planta que não apresente sintoma do ataque de vírus em outra planta indicadora, conhecida por ser muito sensível, pode-se verificar a presença, ou não, de uma determinada virose.

Esse tipo de teste pode ser feito mesmo em plantas incompatíveis, visto não ser necessária uma perfeita união das partes enxertadas, para que ocorra a transmissão do vírus. Combinar clones ou cultivares

A combinação de clones ou cultivares diferentes, numa mesma planta, permite a exploração das melhores características produtivas de uma determinada planta, utilizada como produtora, com as melhores características de um sistema radicular de outra, utilizada como porta enxerto.

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União entre enxerto e porta-enxerto Para uma perfeita união entre enxerto e porta-enxerto, é necessário que ocorra

uma seqüência de eventos, na seguinte ordem: Primeiro passo

Quando se colocam em contato os tecidos cambiais do enxerto e do porta-enxerto, ambos com grande capacidade meristemática, ocorre multiplicação desordenada de células, irregularmente diferenciadas e agrupadas num tecido denominado calo (Fig. 1).

Fig. 1. Multiplicação desordenada de células formando o calo para o início da união

entre enxerto e porta-enxerto.

A temperatura e a umidade podem estimular a atividade celular dos tecidos envolvidos, sendo que o aumento da temperatura, até UIT' determinado limite, favorece a divisão celular.

A umidade é essencial à divisão celular, uma vez que em células ou em tecidos

desidratados não há divisão. Existem outros fatores que também influem na formação de calo, como o potencial genético, a idade dos tecidos, os patógenos, etc. Segundo passo

Com a multiplicação das células, ocorre um entrelaçamento das mesmas, formando um tecido de calo comum a ambas as partes. Terceiro passo

Há uma diferenciação das células em novas células cambiais, promovendo uma união com o câmbio original do enxerto e do porta enxerto. Quarto passo

o novo câmbio produz novos tecidos vasculares, que permitem o fluxo normal de água e de nutrientes. Com isso, está formada a união entre enxerto e porta-enxerto.

Deve-se ressaltar que, durante a cicatrização do ponto de enxertia, não há mistura de conteúdos celulares, pois as células produzidas mantêm suas características, sejam provenientes do enxerto ou do porta-enxerto. Fatores que afetam o pegamento do enxerto

Vários fatores, isolado ou em conjunto, podem influenciar na formação da união entre o enxerto e o porta-enxerto. Os principais fatores que influem nesse processo são

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descritos a seguir: Incompatibilidade

Diz-se que duas plantas são incompatíveis quando, por motivos intrínsecos a elas, não são capazes de formar uma união perfeita, impossibilitando o desenvolvimento normal da nova planta.

Os principais sintomas da incompatibilidade são: Falta de união entre enxerto e porta-enxerto, que pode promover a quebra no

local da enxertia . Diferenças no crescimento ou no vigor do enxerto e do porta enxerto, resultando

em diferenças entre os diâmetros dos mesmos. Desenvolvimento excessivo abaixo, acima ou no ponto de união. Amarelecimento das folhas, seguido de desfolhamento precoce. Crescimento vegetativo reduzido. Diferença entre enxerto e porta-enxerto, com relação ao início e ao final do

período vegetativo. • Morte prematura da planta. O principal sintoma da incompatibilidade é, sem dúvida, a ruptura no local da

enxertia, o que pode ocorrer em seguida à produção da muda ou alguns anos após (RODRIGUES et aI., 2004) (Fig. 2).

Fig. 2. Sintomas de incompatibilidade entre diferentes porta-enxertos de pessegueiro

com a cultivar de damasqueiro Reale d'lmola. A - Planta compatível; B - Parcialmente compatível; C - Incompatível.

Os demais sintomas citados podem ser, além de conseqüências da

incompatibilidade na enxertia, resultados de condições desfavoráveis, tais como falta de água, ataque de pragas ou doenças, distúrbios nutricionais, entre outros.

Existem três teorias para explicar as causas da incompatibilidade: A incompatibilidade surge devido a diferenças nas características de

crescimento do porta-enxerto e do enxerto, tais como o vigor e a época de início e término do ciclo vegetativo.

A incompatibilidade é devida a diferenças fisiológicas e bioquímicas entre enxerto e porta-enxerto.

Uma das partes da união do enxerto produz algum material tóxico para a outra parte da planta.

Entre os fatores que afetam a incompatibilidade, podem ser citados os seguintes: Afinidade genética - Geralmente, os problemas relacionados à

incompatibilidade surgem quando são enxertadas plantas com classificação

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botânica diferente. Por isso, recomenda-se que enxerto e porta-enxerto sejam, no mínimo, pertencentes à mesma família.

Fatores fisiológicos - As plantas envolvidas no processo da enxertia devem apresentar as mesmas exigências nutricionais. Caso contrário, a ação seletiva do porta-enxerto a um determinado nutriente poderá impedí-lo de chegar até a copa, causando distúrbios nesta.

Fatores bioquímicos - A incompatibilidade pode surgir quando as partes envolvidas apresentam ciclo de vida distinto. Normalmente, espécies de folhas caducas não podem ser enxertadas sobre espécies de folhas persistentes.

Consistência dos tecidos - Plantas com tecido lenhoso são incompatíveis com plantas de tecido herbáceo.

Afinidade anatômica - As partes envolvidas na enxertia devem apresentar células com tamanho, forma e consistência semelhantes, visto que não ocorre intercâmbio de células, ou seja, cada tecido continua a produzir células próprias.

Porte e vigor - O elevado vigor do porta-enxerto faz com que a copa tenha um grande desenvolvimento vegetativo, o que pode retardar o início da frutificação. Por sua vez, quando uma copa vigorosa é enxertada sobre um porta-enxerto fraco, pode haver comprometimento do desenvolvimento da mesma. Assim, devem se utilizar plantas que apresentem vigor semelhante (Fig. 3).

Em algumas espécies, a enxertia com plantas de vigor diferente é uma prática bastante comum e, normalmente, origina uma grande diferença de vigor entre a copa e o porta-enxerto. Nesse caso, porém, a diferença de vigor não é considerada como um sintoma de incompatibilidade, visto que não ocorre redução na produção, quebra no local da enxertia, morte de plantas, etc.

Sensibilidade a doenças - Quando o porta-enxerto é suscetível a uma determinada virose, ocorre morte de toda a planta. Quando a copa é suscetível, a planta desenvolve-se inicialmente, mas apresenta declínio com o passar do tempo. O mesmo pode ocorrer com outras doenças.

Fig. 3. Diferença de vigor entre porta-enxerto e enxerto em citros (à esquerda, laranja

doce sobre P. trifo/iata e à direita, laranja-doce sobre limão-cravo).

No que se refere aos tipos de incompatibilidade, a maioria dos casos conhecidos, até o momento, pode ser reunida em dois grupos, a seguir:

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Incompatibilidade localizada - É aquela que surge em decorrência do contato entre enxerto e porta-enxerto, geralmente apresentando uma união frágil e com interrupções nos tecidos vasculares e no câmbio. Isso faz com que haja redução da passagem de seiva do porta-enxerto para o enxerto, e vice-versa.

Esse tipo de incompatibilidade provoca também a ruptura no ponto de enxertia, em decorrência do maior tamanho da copa ou de ventos. A incompatibilidade localizada pode ser superada pelo uso de um enxerto intermediário, que seja compatível com ambas as partes .

Incompatibilidade translocada - Esse tipo de incompatibilidade causa degeneração do floema, caracterizada pela formação de uma linha escura ou de uma zona neurótica na região do córtex. Isso dificulta o transporte de carboidratos, que se acumulam acima da região degenerada, com conseqüente redução do teor abaixo dessa região. Esse tipo de incompatibilidade não pode ser superado com o uso de um enxerto intermediário. Condições ambientais

Temperatura - a temperatura tem influência marcante no processo da enxertia, mais especificamente na taxa de divisão celular que afeta a formação de novas células, responsáveis pela união entre enxerto e porta-enxerto, e no processo de desidratação. De modo geral, temperaturas inferiores a 4°C e superiores a 32°C dificultam o processo de cicatrização.

Umidade do ar e do solo - as células novas que formam o calo e a união entre enxerto e porta-enxerto apresentam paredes finas e são bastante sensíveis à desidratação. Além disso, para que ocorra multiplicação celular satisfatória, é necessário que as paredes celulares estejam túrgidas. Isso faz com que haja necessidade de se manter um alto teor de umidade no local da enxertia. O teor de umidade do solo também é importante no processo da enxertia. No período da enxertia, um déficit hídrico provoca redução na divisão celular na região do câmbio, tanto do enxerto quanto do porta-enxerto. Com isso, a casca torna-se muito aderida ao lenho, dificultando seu desprendimento e a realização da enxertia.

Oxigênio - há intensa atividade respiratória e elevada necessidade de oxigênio durante a divisão e o alongamento celulares. O oxigênio pode tornar-se fator limitante no pegamento, quando são utilizadas ceras ou outros protetores que não permitem as trocas gasosas, principalmente em plantas com maior atividade respiratória.

luminosidade - uma intensa luminosidade pode causar dessecação rápida do enxerto. Assim, recomenda-se fazer a enxertia em dias com baixa luminosidade. Quando a enxertia for feita na primavera/verão, deve-se fazer a dobra da copa do porta enxerto, de modo que a parte dobrada promova o sombreamento do ponto de enxertia.

Vento - o vento pode provocar a quebra do enxerto no ponto de união, além de acelerar o processo de desidratação, após a enxertia.

Além disso, poderá deslocar o enxerto e prejudicar a coincidência entre o câmbio de ambas as partes. Por isso, a enxertia deve ser evitada em dias ventosos, principalmente, da enxertia de garfagem. Idade do porta-enxerto - de modo geral, porta-enxertos mais jovens possibilitam

maior índice de pegamento, devido a uma atividade celular mais intensa, que facilita o processo de cicatrização.

Época - a época mais adequada para a enxertia depende da biologia da planta e do

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tipo de enxerto a ser feito. Para plantas caducifólias, dá-se preferência ao período de inverno, para se fazer a enxertia. Já para espécies perenifólias, faz-se a enxertia na primavera/verão. Com relação ao tipo, geralmente a enxertia de garfagem é feita no inverno e a enxertia de borbulhia, na primavera/verão e no outono.

Classificação botânica - um fator importante que deve ser levado em consideração, quando da escolha das plantas utilizadas como enxerto e porta-enxerto, é o grau de parentesco existente entre elas, sendo que, quanto maior for a afinidade botânica, maiores serão as possibilidades de pegamento. Recomenda-se usar plantas que, no mínimo, pertençam à mesma família. Enxertos feitos em plantas pertencentes a famílias botânicas diferentes dificilmente são executados com sucesso.

Sanidade do material- é importante que as plantas utilizadas na enxertia estejam livres de pragas e doenças, que podem comprometer o pegamento e o desenvolvimento da nova planta.

Técnica da enxertia - muitas vezes, uma técnica mal utilizada pode causar sérios problemas na cicatrização do enxerto. Os resultados mais freqüentes do uso inadequado de técnicas de enxertia são a pequena área de contato entre os câmbios do enxerto e do porta-enxerto, cortes desuniformes, amarração errada ou demorada, danos mecânicos na retirada da gema, desidratação dos ramos fornecedores de gemas, ferramentas pouco afiadas ou contam i nadas, entre outros.

Habilidade do enxertado r - quanto mais rápido for feito o processo da enxertia, melhor será o índice de pegamento, uma vez que as partes envolvidas sofrerão menor influência dos fatores externos (sol, temperatura, patógenos, etc.). Outro fator relacionado, diretamente, com a habilidade do enxertador é a uniformidade dos cortes, que possibilitam melhor contato entre as partes enxertadas.

Polaridade do enxerto - para que ocorra a união, é extremamente necessário que se mantenha o enxerto na posição normal, principalmente tratando-se da enxertia de garfagem. No caso da enxertia de gema, tanto em T normal como em T invertido, recomenda-se manter a polaridade, mas a inversão da mesma não compromete a formação de uma união satisfatória. Isso ocorre, porque na enxertia de garfagem, na qual é usado um fragmento maior do ramo, com xilema e floema formados, o fluxo de substâncias fica totalmente comprometido, enquanto na enxertia de gema, o sistema vascular da nova planta é formado mais tarde, com o desenvolvimento da gema .

Oxidação de compostos fenólicos - mu itas plantas frutíferas, principalmente as pertencentes à família das mirtáceas, como a goiabeira, o araçazeiro e a pitangueira apresentam abundante exsudação de substâncias tóxicas ao tecido, por ocasião do corte ou ferimento. Essas substâncias são, principalmente, compostos fenólicos que sofrem oxidação ao entrarem em contato com as condições ambientais, o que dificulta a formação do calo e o processo de cicatrização.

Equipamentos necessários

Diversos são os equipamentos usados na enxertia. A seguir, são descritos os mais importantes e indispensáveis na realização dessa prática. Canivete

Existe grande variedade de tipos de canivetes que podem ser usados na enxertia. Contudo, o importante é que esses apresentem lâminas de boa qualidade, que possam ser afiadas e que mantenham o fio por maior tempo possível (Fig. 4). Essas

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características são importantes, porque aumentam o rendimento do enxertador e permitem a realização de cortes, com um mínimo de dano às células dos tecidos cortados, o que facilita o processo de cicatrização. As lâminas de aço inoxidável diminuem os riscos de oxidação. Canivete de lâmina dupla Esse tipo de canivete é usado para fazer a enxertia de placa e apresenta duas lâminas paralelas, distanciadas ao redor de 2,5 cm (Fig. 5). As lâminas paralelas possibilitam a manutenção das distâncias entre os cortes no porta-enxerto e ao redor da gema, garantindo perfeita coincidência dos mesmos.

Fig. 4. Canivetes de enxertia com lâmina simples.

Fig. 5. Canivete de enxertia com lâmina dupla.

Tesoura de poda

A tesoura é um equipamento utilizado para coleta dos ramos fornecedores das gemas, preparo dos porta-enxertos e dos garfos, corte final da copa ou aparação do sistema radicular no momento de arranquio da muda. Por isso, deve ser de boa qualidade e estar sempre limpa e bem afiada (Fig. 6). Máquina de enxertar

Quando o enxerto e o porta-enxerto apresentam diâmetros semelhantes, os cortes poderão ser feitos com máquinas manuais ou acionadas por motores. Essas máquinas executam cortes na forma de bisei ou de encaixes, no enxerto e no porta-enxerto (Fig. 7).

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Fig. 6. Diferentes tipos de tesouras utilizadas em fruticultura.

Fig. 7. Enxertia de garfagem feita com uso de máquina manual de enxertar, tipo ômega.

As máquinas proporcionam um rendimento bem superior ao do enxertador (cerca

de 5 mil enxertos por homem/dia), mas seu uso é restrito à enxertia de garfagem feita em galpões (enxertia de mesa), no período de repouso das plantas. O uso da máquina de enxertar é bastante freqüente na enxertia de garfagem da videira e da macieira. Pedra de afiar

É um acessório importante para manter tesouras e canivetes afiados. A pedra de afiar deve apresentar uma textura fina, devendo-se colocar água ou azeite na superfície onde será afiada a lâmina, para impedir um desgaste excessivo da mesma. Materiais para amarração e proteção dos enxertos

Diversos materiais podem ser usados com essas finalidades, entre eles os mastiques, a ráfia, a fita de polietileno e o filme de Pvc. Mastiques

Normalmente, os mastiques são constituídos da mistura de resinas, cera de abelha e sebo, utilizando-se, quando necessário, um solvente volátil, como álcool metílico ou acetona. Materiais como a parafina, a geléia de petróleo, a tinta plástica e a cola branca também podem ser utilizados.

Os mastiques têm a finalidade de impedir a entrada ou a perda de água, a passagem do ar e a entrada de microrganismos no ponto de enxertia e podem ser usados quentes ou frios. Normalmente, não são suficientes para manter a união do enxerto e do porta-enxerto. Por isso, deve-se fazer, primeiramente, uma amarração com ráfia ou outro material semelhante. Fio de ráfia

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O fio de ráfia é usado apenas para manter a união entre as partes, não servindo para impedir a entrada ou a saída de água, ou as trocas gasosas. Fitas de polietileno

As fitas de polietileno (Fig. 8) são os materiais mais utilizados, pois mantêm a união, impedem a entrada de água, a desidratação da gema, as trocas gasosas e a entrada de microrganismos.

A fita de polietileno n° 8 é a mais indicada para fazer a amarração, em função da espessura e da elasticidade, mas pode-se utilizar qualquer fita de polietileno disponível, até mesmo aquelas provenientes de embalagens vazias (sacos de plástico). Filme de PVC

Utilizado para amarração das enxertias, principalmente enxertia de garfagem em videira, e para embalagem de alimentos. É comercializado em bobinas, geralmente com 28 cm x 30 m.

Para facilitar a utilização, as bobinas são cortadas em rodelas com 2,0 a 2,5 cm de largura (Fig. 8). Esse material apresenta boa aderência e, por isso, não é necessário dar nós, para fixar as extremidades. Dependendo do número de voltas envolvendo o material, também não é necessário retirar o filme, que se decompõe após 2 ou 3 meses.

Fig. 8. Amarração em enxertia de garfagem em videira com utilização de: A - Fitas de

polietileno; e B - Filme de PVc.

Algumas plantas apresentam baixo índice de pegamento, quando a enxertia é feita na primavera/verão, devido, principalmente, à desidratação das gemas.

Para reduzir esse tipo de problema, pode-se usar, além da amarração ou proteção com mastiques, a câmara úmida, que consiste na cobertura do enxerto e do porta-enxerto com um saco de plástico transparente amarrado levemente com um barbante na base do porta-enxerto, ou a proteção do local da enxertia com papel, utilizando-se sacos de papel, folhas de jornal, etc. O uso de proteções evita a ação direta do vento e do sol, e em alguns casos pode viabilizar a enxertia de garfagem na primavera verão. Etiquetas

A identificação dos porta-enxertos, mudas prontas e ramos fornecedores das gemas é uma prática importante, pois a mistura de cultivares poderá causar sérios problemas, muitas vezes só notados quando as plantas entram em produção. As etiquetas podem ser de madeira, de metal, de plástico ou de outro material resistente às intempéries, devendo constar, no mínimo, a cultivar copa e o porta-enxerto utilizados.

Um sistema de identificação bastante eficiente e prático pode ser feito com tinta. Para isso, pintam-se anéis com cores diferentes no enxerto e no porta-enxerto, de modo

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que cada cor caracterize uma determinada cultivar. Esse sistema é muito utilizado na cultura da macieira. Produtos para desinfestação

A desinfestação de ferramentas, como canivetes e tesouras, é uma prática que deve ser adotada, a fim de se evitar contaminação com microrganismos. Normalmente, o produto utilizado é o hipoclorito de sódio de 1,5% a 2% (água sanitária). Obtenção dos porta-enxertos

A obtenção comercial de porta-enxertos pode ser feita por sementes ou por métodos vegetativos.

O método mais utilizado é a propagação por sementes, pela facilidade de se obter um grande número de plantas, por proporcionar plantas sadias e vigorosas e pela pouca exigência de tratos culturais, o que permite a obtenção de porta-enxertos a baixo custo. A principal desvantagem da produção de porta-enxertos por sementes é sua grande desuniformidade.

Os principais métodos vegetativos utilizados na obtenção de porta enxertos são a estaquia e a mergulhia. Apresentam a vantagem de produzir plantas uniformes, além de manter as características genéticas das mesmas em relação aos pais.

A utilização de sementes ou de métodos vegetativos é função de uma série de fatores, tais como facilidade de obtenção de sementes, capacidade de enraizamento, variabilidade genética, custos e suscetibilidade a pragas e doenças, que podem levar à preferência por um ou por outro método.

Um aspecto importante na obtenção dos porta-enxertos, principalmente quando se deseja fazer a enxertia de primavera/verão, refere-se a proporcionar condições que possibilitem bom desenvolvimento desses. Tais condições vão, desde a escolha do local e a correção do solo, até irrigações e tratamentos fitossanitários. Classificação da enxertia

A enxertia pode ser classificada de duas maneiras: quanto ao método utilizado e quanto à época de realização. Quanto ao método utilizado

Quanto ao método utilizado, existem três tipos de enxertia: enxertia de borbulhia, enxertia de garfagem e enxertia de encostia. As demais são variações desses tipos (chamadas formas).

Enxertia de borbulhia - Também é conhecida como enxertia de gema e consiste

em justapor uma pequena porção da casca de uma planta (enxerto), contendo apenas uma gema, com ou sem lenho, em outra planta (porta-enxerto) (Fig. 9).

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Fig. 9. Enxertia de borbulhia feita em pessegueiro.

Conforme o modo de incisão da gema, existem várias formas de se realizar a

enxertia de borbulhia, ainda que o princípio seja o mesmo para todas elas. A seguir, serão descritas as formas mais comuns da enxertia de borbulhia, mesmo que existam outras cujo uso não é tão difundido.

As enxertias em T normal e em T invertido, bem como as demais assinaladas, são subdivisões da enxertia de borbulhia e não uma divisão quanto ao método .

Enxertia em T normal - Essa forma é bastante utilizada na propagação de

espécies frutíferas principalmente cítricas e rosáceas.

o porta-enxerto deve apresentar um diâmetro de 6 a 8 mm (diâmetro de um lápis, no qual, com o auxílio de um canivete, faz-se uma incisão na forma de T (Fig. 10l, ou seja, faz-se um corte vertical com aproximadamente 3 cm de comprimento e, na extremidade superior, um corte horizontal.

Os cortes devem ser feitos a uma altura de 5 a 25 cm do solo, cortando-se somente

a casca que será desprendida do lenho. Uma altura de corte muito baixa poderá ocasionar a contaminação no local da enxertia, bem como gerar um futuro enraizamento da cultivar-copa.

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Por sua vez, uma grande altura de corte implica maior superfície de retirada de brotações do porta-enxerto e maior risco de quebra no ponto de enxertia.

As gemas são retiradas, preferencialmente, da porção mediana dos ramos da última estação de crescimento. Deve-se retirar um fragmento de casca com a gema e sem o lenho. Para isso, é necessário que ocorra fácil desprendimento dos mesmos.

Para a retirada da gema, o corte deve ser feito de modo que seja atingida parte do lenho, para não danificá-la. Depois, faz-se um corte transversal da casca e, com uma leve pressão para a frente ou lateralmente, com o dedo polegar, faz-se a retirada da gema, com cuidado para não causar danos à mesma. Após a retirada da gema, deve-se inseri-Ia, o mais rapidamente possível, devido à desidratação e oxidação, no corte efetuado no porta- enxerto, de modo que fique protegida pelas abas laterais do T. Caso o tamanho da porção da casca com a gema seja maior do que o corte feito no porta-enxerto, deve-se eliminar a parte excedente.

Para proteger e fixar a gema enxertada, deve-se amarrá-la de cima para baixo, para evitar que a mesma seja empurrada para fora do corte, ainda que isso facilite a penetração de água. Durante a amarração, deve se evitar cobrir a gema com a fita. Caso isso aconteça, deve-se retirar a fita, quando a gema começar a brotar.

Dependendo da época da enxertia, que será vista posteriormente, deve-se fazer a dobra do porta-enxerto .

Enxertia em T invertido - A enxertia de T invertido é idêntica à forma

anterior, diferindo dessa apenas quanto à forma de incisão no porta-enxerto. Nesse caso, o corte horizontal é feito na extremidade inferior do corte vertical, daí a denominação de T invertido (Fig. 10 B).

Esse tipo de inserção apresenta algumas vantagens com relação ao anterior. Por exemplo, confere maior resistência ao broto no primeiro estágio de crescimento e dificulta a entrada de água, tanto proveniente da chuva, quanto da exsudação de seiva. O excesso de água no ponto da enxertia causa apodrecimento da gema.

A amarração deve ser feita de baixo para cima, para impedir que a gema seja empurrada para fora do corte e evitar a penetração de água .

Enxertia em placa ou escudo - Essa forma de enxertia é utilizada em espécies

que apresentam casca grossa, como é o caso da nogueira-pecã, do caquizeiro e da goiabeira (Fig. 11). É uma forma mais lenta e mais difícil de ser executada do que a enxertia na forma de T (normal ou invertido) (Fig. 10).

O porta-enxerto deve apresentar um diâmetro de 15 a 25 mm, um pouco maior do que o necessário para a enxertia em T. Para se fazer a enxertia de borbulhia, deve-se utilizar um canivete de lâmina dupla, com o qual se fazem dois cortes paralelos horizontais e dois cortes paralelos verticais, obtendo-se uma placa de casca de formato quadrangular, ou um vazador com cerca de 2 cm de diâmetro e com as bordas bem afiadas.

Para retirar a gema, procede-se da mesma forma, de modo que a placa contendo a gema tenha as mesmas dimensões da placa retirada do porta-enxerto. Isso permite uma perfeita coincidência das mesmas. A amarração é feita do mesmo modo que na enxertia em T invertido.

Enxertia em anel - Para se fazer essa enxertia, efetuam-se dois cortes

horizontais e paralelos, com canivete de lâmina dupla, ao redor do porta-enxerto, obtendo-se uma porção de casca em forma de anel (Fig. 11). Para retirar a gema, procede-se de maneira idêntica à enxertia em placa.

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Quando se utiliza essa forma de enxertia, as partes do porta-enxerto acima do anel tendem a morrer com o passar do tempo, devido à interrupção da translocação da seiva.

Enxertia de gema com lenho - Consiste em retirar um fragmento de um ramo

com uma gema e parte do lenho (porção mais lignificada do ramo). Outro fragmento, do mesmo tamanho, também deve ser retirado do porta-enxerto, devendo-se utilizar ramos fornecedores de gemas e porta-enxertos, com o mesmo diâmetro, para possibilitar maior contato cambial (Fig. 12).

A enxertia de gema com lenho é utilizada, principalmente, quando a casca não se desprende do lenho, o que dificulta a adoção da enxertia em T, seja normal ou invertido. Essa forma de enxertia de borbulhia pode ser empregada, com sucesso, na propagação do caquizeiro.

Enxertia de garfagem - A garfagem é um método de enxertia que consiste na

retirada de uma porção de ramo, chamada de garfo ou de enxerto, em forma de bisei ou de cunha, contendo duas ou mais gemas, para ser introduzida no porta-enxerto ou cavalo (Fig. 13).

Geralmente, esse tipo de enxertia é feito no período de repouso vegetativo, principalmente em julho e agosto. Entretanto, pode-se utilizar a enxertia de garfagem de diversas espécies frutíferas na fase de crescimento vegetativo, como na videira, no abacateiro, na mangueira, etc.

Fig. 12. Enxertia de borbulhia em gema com lenho. Fig. 13. Enxertia de garfagem.

Assim como na enxertia de borbulhia, também existem várias formas de se fazer

a enxertia de garfagem. A seguir, serão descritas as mais importantes na propagação de

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plantas frutíferas . Fenda cheia - A enxertia em fenda cheia é uma forma de garfagem mais

eficiente, quando se tem uma grande diferença de diâmetro entre enxerto e porta-enxerto. É uma forma fácil de ser executada, na qual faz-se um corte horizontal no porta-enxerto, eliminando se, totalmente, a copa. Depois, faz-se um corte no sentido longitudinal, com 2 a 5 em de comprimento.

No enxerto ou garfo, fazem-se dois cortes na parte basal, em forma de bisei, semelhante a uma cunha. A seguir, introduz-se a cunha no corte do porta-enxerto (Fig. 14).

Quando o porta-enxerto apresenta diâmetro muito superior ao do garfo, pode-se colocar dois garfos, um em cada extremidade do corte. Nesse caso, a enxertia é chamada de dupla garfagem ou de duplo garfo. Existe também a enxertia de raiz, que é feita colocando-se o garfo num porta-enxerto de um fragmento de raiz (Fig. 15).

Fig. 14. Enxertia de garfagem em fenda cheia.

Fenda simples ou inglês simples - Essa forma de enxertia de garfagem

consiste em fazer-se um corte em bisei no garfo, e outro no porta-enxerto, de modo que os câmbios fiquem em perfeito contato (Fig. 16).

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Fig. 16. Enxertia de garfagem em fenda simples (A), dupla fenda (B) e cicatrização (C).

A enxertia em fenda simples apresenta o inconveniente de o enxerto quebrar-se muito facilmente, pois o contato entre as partes enxertadas é muito frágil. Após a enxertia, deve-se fazer uma amarração com fita plástica, tomando-se o cuidado de não deslocar o garfo .

Fenda dupla ou inglês complicado - A forma de fenda dupla é a mais utilizada

para a propagação da macieira, proporcionando bons resultados. Consiste em cortes em bisei no garfo e no porta enxerto, seguidos de um corte no terço inferior do garfo, e outro no terço superior do porta-enxerto. Para juntar as duas partes, faz-se o garfo deslizar sobre o corte em bisei do porta-enxerto, resultando no encaixe dos cortes (Fig. 16 B e C).

Esse tipo de corte proporciona maior área de contato das regiões cambiais, bem como maior firmeza entre enxerto e porta-enxerto.

Para obter-se maior índice de pega, é necessário que o diâmetro do garfo seja o mais próximo possível do diâmetro do porta-enxerto .

Enxertia com máquina - A enxertia com máquina também é uma forma de

enxertia de garfagem, na qual cortes semelhantes são feitos com máquinas, no enxerto e no porta-enxerto. Existem vários tipos de máquinas de enxertar, mas as mais utilizadas fazem diferentes cortes, normalmente em forma de ômega (Fig. 17).

A enxertia com máquina é feita em duas etapas. Na primeira, efetua-se o corte do enxerto e, na segunda, o corte do porta-enxerto e a união entre as partes. A principal vantagem da enxertia com máquina é o rendimento da operação, uma vez que uma pessoa é capaz de enxertar cerca de 5 mil unidades por dia. Como desvantagem principal, tem-se a necessidade de utilizar enxerto e porta-enxerto com diâmetros semelhantes.

Enxertia de encostia - A enxertia de encostia, também chamada de enxertia de

aproximação, consiste na união lateral de duas plantas com sistemas radiculares independentes, de modo que enxerto e porta-enxerto

A

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Fig. 17. Máquina pneumática utilizada para a enxertia.

sejam mantidos, por seus sistemas radiculares, até que a união esteja completamente formada. É o método mais simples de enxertia, mas é pouco utilizado na propagação comercial de plantas frutíferas.

A enxertia de encostia pode ser feita em qualquer época do ano, embora seja mais conveniente fazê-la na época de crescimento vegetativo, o que facilitará a cicatrização e a união entre as partes.

Existem várias formas de se fazer a enxertia de encostia. Contudo, por sua pouca utilização, serão descritas apenas as mais importantes.

Lateral simples - É a forma mais simples de enxertia de encostia. Consiste em efetuar-se um corte na superfície da casca, com a finalidade de descobrir o câmbio, tanto no enxerto quanto no porta-enxerto. Depois, unem-se essas superfícies com fita de polietileno, ráfia ou qualquer outro material similar.

Quando a união estiver completamente formada, faz-se o corte da parte aérea do porta-enxerto e do sistema radicular do enxerto, de tal maneira que a nova planta fique constituída do sistema radicular e da copa das cultivares desejadas.

Em lingüeta ou lateral inglesa - Essa forma é semelhante à anterior, diferindo pelo fato de ser feito um segundo corte da metade para baixo no porta-enxerto e da metade para cima no enxerto, ocasionando o encaixe de ambos.

A enxertia em lingüeta tem sido bastante utilizada em trabalhos, para investigar a transmissão de doenças viróticas entre as plantas.

No topo - É feita do mesmo modo que a encostia lateral simples, mas o porta-enxerto é cortado em bisei, na extremidade, e encostado na planta, para formar uma nova.

Quanto à época de realização

A classificação da enxertia quanto a época é mais comum na Região Sul, onde as estações do ano apresentam características climáticas mais definidas, principalmente em relação à temperatura. Em outras regiões que não apresentam essas diferenças, a classificação da enxertia quanto à época não tem a mesma importância.

Enxertia de primavera/verão - Esse tipo de enxertia também é conhecido como enxertia de gema viva. Geralmente é realizada nos meses de novembro e dezembro, podendo ser prorrogada até fevereiro. É a época mais utilizada em fruticultura,

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principalmente por possibilitar a obtenção da muda em apenas um ciclo vegetativo. Por isso, deve-se ter uma serie de cuidados com os porta-enxertos, como adubações nitrogenadas, controle de pragas e doenças, limpezas e irrigações, a fim de que eles atinjam o diâmetro necessário dentro do período previsto.

O método mais utilizado para a enxertia de primavera/verão é o de borbulhia em T invertido, mas pode-se utilizar, também, os outros métodos, dependendo das espécies que se desejam propagar.

As gemas ou borbulhas devem ser retiradas de ramos da brotação do ano, com bom crescimento e oriundos de plantas sadias. Esses ramos devem ser coletados no mesmo dia em que é feita a enxertia. Em seguida, retiram-se todas as folhas, deixando-se um pequeno pedaço do pecíolo ligado ao ramo.

Os ramos devem ser conservados na sombra, com a base imersa em água, para evitar a desidratação. Caso não sejam utilizados no mesmo dia, deverão ser enrolados em pano, ou papel úmidos, ou sacos de plástico e armazenados em geladeira comum, com temperatura em torno de 5° C.

Após se fazer a enxertia, normalmente, faz-se a dobra da copa do porta-enxerto. Essa dobra consiste em quebrar parcialmente o porta enxerto, cerca de 10 cm acima do ponto de enxertia, para forçar a brotação da gema enxertada. Outro benefício dessa dobra é permitir o sombreamento do local da enxertia.

Decorridos 10 a 15 dias, retira-se a parte dobrada da copa do porta enxerto, por meio de um corte acima da fita usada para amarração, e eliminam-se as brotações que surgirem do porta-enxerto. Quando o enxerto estiver medindo em torno de 15 a 20 cm de altura, faz-se um corte em bisei logo acima do mesmo, cortando-se, também, a fita da amarração. Deve-se ter cuidado para que, durante o corte, não ocorra afrouxamento da gema.

Durante todo o desenvolvimento do enxerto, as brotações do porta enxerto devem ser eliminadas, para se evitar que elas exerçam competição e prejudiquem o desenvolvimento da muda.

Enxertia de verão outono - Também conhecida como enxertia de gema

dormente. É feita no final do verão ou no início do outono. A enxertia de gema dormente é semelhante à enxertia de gema viva, mas, nesse

caso, não é feita a dobra da copa do porta-enxerto logo após a enxertia. Essa dobra é feita somente na primavera seguinte, quando a gema entrará em atividade.

Assim, a muda enxertada no verão outono só estará completamente formada após dois ciclos vegetativos, o que faz com que essa enxertia não seja comumente utilizada. No entanto, quando os porta-enxertos não apresentam o diâmetro mínimo que possibilite a enxertia em novembro/ dezembro, a enxertia de gema dormente pode ser uma alternativa para aproveitamento dos mesmos.

Uma maneira de se ganhar tempo com a muda enxertada no verão/ outono é levá-la para o local definitivo antes de a gema brotar, ou seja, no inverno subseqüente à enxertia. Para isso, corta-se o porta-enxerto cerca de 20 em acima do local da enxertia e, na primavera seguinte, quando ocorrer o desenvolvimento da gema, faz-se o corte definitivo.

Tal procedimento apresenta, como inconvenientes, a incerteza da brotação da gema e a quebra do enxerto logo após a brotação, período em que a nova planta é mais sensível à ação de ventos, animais, máquinas e outros agentes, fazendo com que haja necessidade de substituição dessa muda.

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Enxertia de inverno - É feita no período de repouso vegetativo, ou seja, nos meses de julho e agosto. O método mais utilizado é a garfagem, sendo bastante difundido na propagação da macieira, da pereira e da videira.

Os ramos que fornecem as gemas devem ser formados no último ciclo vegetativo e podem ser colhidos até 1 mês antes da enxertia, desde que embalados adequadamente e acondicionados em geladeira ou câmara fria, com temperatura de 2°C a 4°C. Para embalagem, normalmente são utilizados pano, papel ou serragem umedecidos.

Contudo, acontece que a umidade pode favorecer o aparecimento de agentes patogênicos, principalmente fungos, que atacam as gemas e comprometem a qualidade do material. Para evitar esse problema, é possível armazenar as gemas em embalagens plásticas (sacos ou lonas), bem vedadas e mantidas sob refrigeração.

A enxertia de inverno pode ser feita no campo ou em galpões. No caso da enxertia ser feita no campo, os porta-enxertos já se encontram estabelecidos no viveiro, ao passo que na enxertia de galpão, também conhecida como enxertia de mesa, os porta-enxertos enraizados são enxertados e, então, levados para o viveiro. A muda ficará no viveiro durante 1 ano, quando será levada para o local definitivo. Formas especiais de enxertia

Normalmente, a enxertia é empregada para a produção de mudas. Entretanto, existem casos em que ela é feita em plantas adultas, para corrigir

algum tipo de problema que venha a se manifestar. Sobreenxertia - A sobreenxertia é uma técnica bastante utilizada, quando se

quer substituir a cultivar-copa de plantas já formadas ou introduzir uma cultivar, para solucionar problemas de polinização. Normalmente, é feita numa ou em todas as pernadas principais, onde se elimina toda a copa por meio de uma poda drástica e enxerta-se a cultivar desejada.

Devido à grande diferença de diâmetro existente entre enxerto e porta-enxerto, recomenda-se usar a enxertia de fenda cheia ou, no caso de a enxertia ser feita em ramos secundários, o método inglês complicado (Fig. 18).

Interenxertia - Essa prática é usada, quando se deseja unir duas plantas que sabidamente são incompatíveis, ou quando se pretende diminuir o vigor da cultivar copa, utilizando-se um porta-enxerto vigoroso. Consiste em interpor um fragmento (com 10 a 20 cm de comprimento) de uma planta entre o enxerto e o porta-enxerto. Assim, uma planta com interenxertia apresenta três partes geneticamente diferentes (enxerto, interenxerto e porta-enxerto) e dois locais de enxertia (Fig. 19).

Fig. 18. Sobreenxertia em macieira.

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Na macieira, é comum o uso dessa técnica, sendo a enxertia inglês complicado a

mais utilizada, em ora possa ser usada outra for ma ou método para se fazer a interenxertia. Normalmente, as enxertias são feitas simultaneamente, o que permite a obtenção da muda em apenas 1 ano.

Subenxertia - A subenxertia é utilizada quando se têm problemas no sistema radicular da planta, decorrentes do pequeno desenvolvimento das raízes, de danos por doenças, pragas ou equipamentos agrícolas ou de qualquer outro fator. O processo consiste em se colocar, ao lado da planta já instalada, um ou mais porta-enxertos enraizados e enxertá-los nessa planta (Fig. 20).

Enxertia de ponte - A enxertia de ponte é empregada para recuperar plantas que apresentam a casca danificada por doenças, roedores ou implementos agrícolas, mas sem apresentar problemas no sistema radicular.

Antes de se fazer o enxerto de ponte, deve-se fazer uma limpeza da área danificada da casca. Emprega-se a enxertia de encostia, usando-se ramos com 1 ano de idade, oriundos de preferência da mesma planta (Fig. 21 e Fig. 22).

O comprimento do ramo a ser usado como ponte depende do tamanho da área danificada da casca, mas devem-se eliminar todas as gemas que brotarem do enxerto.

Dependendo da extensão do dano, podem-se efetuar um ou vários enxertos de ponte numa mesma planta.

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Propagação Vegetativa por Mergulhia Introdução

A mergulhia é um processo de multiplicação assexuada, em que a planta a ser originada só é destacada da planta-mãe após ter formado seu próprio sistema radicular.

Essa técnica é recomendada para espécies com dificuldades de multiplicação por outros métodos c10nais ou mesmo por sementes.

Baseia-se no princípio de que, pelo sombreamento parcial ou total do ramo ou de outra parte da planta, são proporcionadas condições de umidade, aeração e ausência de luz, que favorecem a emissão de raízes (MIELKE et aI., 1994).

Algumas técnicas de condicionamento da planta, tais como o anelamento ou a dobra do ramo no local da mergulhia, provocam a redução da velocidade de transporte de carboidratos e fitorreguladores, aumentando as possibilidades de formação de raízes no local.

A mergulhia é feita na primavera ou no fim do verão, ou seja, durante ou no final da estação de crescimento das plantas.

Na propagação comercial de plantas frutíferas, a mergulhia é um processo bastante utilizado na obtenção de porta-enxertos de macieira, pereira e marmeleiro, ainda que possa ser usada, também, em casos onde as plantas apresentam dificuldade de formar raízes nas estacas, ou não possam ser propagadas por outros métodos.

A mergulhia é um processo trabalhoso, que exige grande quantidade de mão-de-obra, tendo por isso um custo mais elevado do que os outros métodos de multiplicação vegetativa. Existem espécies, como a framboeseira e a amoreira, nas quais a mergulhia ocorre naturalmente, sendo, por isso, a principal forma de propagação. Fatores que afetam a regeneração das plantas

Geralmente, os fatores que afetam a formação de raízes na mergulhia são os mesmos da estaquia, diferindo apenas em ordem de importância. Tal fato é devido à grande semelhança entre esses métodos de propagação.

Para que ocorra a formação de raízes numa determinada parte do ramo ou da planta, é necessário que haja ausência de luz no período de enraizamento. A ausência de luz provoca o estiolamento do ramo, com acúmulo de auxinas e diminuição da lignina e dos compostos fenólicos (FACHINELLO et ai., 1995).

As possibilidades de enraizamento são maiores, quando o estiolamento é feito em ramos ou partes jovens das plantas.

A seguir, serão apresentados os fatores mais importantes: Substrato

É necessário que o substrato apresente uma textura leve, com umidade, aeração e temperatura adequadas para a formação das raízes. Nutrição

Como a planta a ser propagada por mergulhia permanece ligada à planta-mãe, ocorre um fluxo contínuo de água e de nutrientes, e essa nutrição equilibrada da matriz favorecerá a formação de raízes. Fisiologia

A mergulhia deve ser feita, quando a planta se encontra em fase de crescimento vegetativo, principalmente no final desse período, quando ocorre um acúmulo de carboidratos e outras substâncias importantes para a emissão de raízes.

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Idade do ramo

Ramos mais jovens geralmente enraízam com maior facilidade do que ramos mais velhos. A poda drástica dos ramos, antes da mergulhia, é uma prática muito utilizada para provocar a emissão de novas brotaçães que, assim como no processo da estaquia, tendem a apresentar melhor enraizamento. Fitorreguladores A aplicação de substâncias estimuladoras do enraizamento, como o AIS (ácido indolbutírico), poderá favorecer a formação de raízes. Essas substâncias são utilizadas, principalmente, na mergulhia aérea (alporquial, pela facilidade de aplicação.

Trabalhos realizados por Castro e Silveira (2003l, no final do inverno, com plantas de pessegueiro e ameixeira por meio de mergulhia aérea, anelando os ramos e, posteriormente, aplicando uma solução de AIB na concentração de 4.000 mg L-l, proporcionaram percentuais próximos a 100%, tanto no enraizamento quanto na sobrevivência das mudas. Anelamento

o anelamento é uma prática que provoca uma interrupção no fluxo de substâncias nutritivas elaboradas no caule, produzindo o acúmulo de carboidratos, auxinas e outros fatores do crescimento nessa região, favorecendo o enraizamento.

O anelamento pode ser feito, retirando-se um anel de casca com 0,8 a 1,0 cm de largura, ou amarrando-se um arame ao redor do ramo e, em seguida, cobrindo-se o local com substrato adequado. Princípios anatômicos e fisiológicos

Os princípios anatômicos e fisiológicos, relacionados à formação de raízes na mergulhia, são semelhantes aos da estaquia, apresentados no Capítulo 4. Classificação

Existem muitas formas de se executar o processo da mergulhia, mas todas obedecem ao princípio da cobertura parcial do ramo, ou outra parte da planta com solo ou outro substrato com a mesma finalidade. A mergulhia pode ser feita no solo ou fora dele, e é classificada segundo o esquema apresentado na Fig. 1.

Mergulhia no solo

Mergulhia simples normal - Consiste em curvar-se um ramo, cobrindo uma parte

com solo, deixando sua extremidade descoberta e em posição vertical (Fig. 2). Para que o ramo não seja deslocado pela ação do vento ou de outros agentes, deve-

se fixá-lo ao solo, pois o movimento do ramo poderá danificar as raízes, prejudicando o

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enraizamento. Assim que o ramo formar raízes suficientes para sua manutenção, deve-se desligá-lo da planta-mãe.

Mergulhia simples de ponta É semelhante à mergulhia simples normal, mas nesse

caso, a ponta ou coberta com solo. Ocorre inversão de polaridade das gemas, que brotarão e formarão uma nova planta (Fig. 3). Do mesmo modo que na anterior, após a formação do sistema radicular, deve-se separar a muda da planta-mãe.

Mergulhia contínua chinesa Consiste em curvar-se um ramo, cobrindo com solo a maior extensão possível do mesmo, de modo que apenas sua extremidade fique des-coberta. Com a cobertura do ramo, as gemas dispostas em sua extensão permanecem sob o solo e emitirão brotações enraizadas (Fig. 4). Teoricamente, poder-se-ia obter um numero e plantas igual ao numero e gemas enterradas, mas isso dificilmente ocorre devido à permanência de algumas gemas no estado de dormência.

Mergulhia contínua serpenteada - É semelhante à mergulhia contínua chinesa,

mas a cobertura é feita somente em algumas partes do ramo (e não em toda a sua extensão), ou seja, cobre-se uma parte com solo e deixa-se outra descoberta (Fig. 5).

A mergulhia contínua, tanto chinesa como ser penteada, permite obter maior número de plantas por ramo, se comparada com a mergulhia simples. Quando as novas brotaçães emitirem raízes, os ramos devem ser desligados da planta-mãe.

Mergulhia de cepa - Consiste no plantio de uma muda oriunda de semente ou de

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estaca e, antes do início da estação de crescimento, faz-se uma poda drástica, para favorecer a emissão de inúmeras brotaçães.

Quando essas brotaçães atingirem 10 a 15 cm de altura, faz-se a primeira amontoa com terra ou outro substrato. A segunda amontoa é feita com 20 a 25 cm e a terceira, quando as brotaçães atingirem em torno de 40 cm (Fig. 6a).

A amontoa deve ser feita na primavera, de modo que se forme um camalhão com 25 a 30 cm de altura, ao redor dos ramos, para possibilitar um bom desenvolvimento do sistema radicular nas brotaçães (Fig. 6b e Fig. 6c). Em muitos casos, deve-se fazer amontoas posteriores, para manutenção da altura desejada.

A mergulhia de cepa é o principal método de propagação de porta enxertos de macieira e de pereira, e só devem ser utilizadas espécies capazes de emitir gemas adventícias ou dormentes, pois com a poda drástica, elimina-se toda a parte aérea da planta.

A separação das brotações enraizadas é feita no inverno seguinte, devendo-se

desmanchar o camalhão com cuidado, para não danificar o sistema radicular. O corte deve ser feito o mais próximo possível da planta mãe, que deve ser mantida descoberta para emissão de novas brotações e tão logo essas novas brotações atinjam 15 cm de comprimento, o processo é repetido.

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Propagação Vegetativa por Estruturas Especializadas

Introdução Estruturas especializadas são caules, folhas ou raízes modificadas que funcionam

como órgãos de reserva de alimentos, podendo também ser utilizados na propagação vegetativa das plantas. Muitas vezes, esses órgãos possibilitam a sobrevivência das plantas em condições adversas.

Em fruticultura, a propagação das plantas por meio de estruturas especializadas é usada em algumas espécies, como, por exemplo, o morangueiro, a bananeira, o abacaxizeiro, a framboeseira e a amoreira-preta (FACHINELLO et ai., 1995). Tipos de estruturas

Embora existam vários tipos de estruturas especializadas que podem ser utilizadas na propagação de plantas, no caso das plantas frutíferas, as principais estruturas utilizadas são: estolões, rebentos e rizomas. Estolões

São caules aéreos especializados, mais ou menos horizontais, que surgem da axila das folhas, na base ou na coroa das plantas que enraízam e formam uma nova planta.

Geralmente, primeiro ocorre a formação de uma pequena planta no segundo nó do estolão e só depois é que é formado o sistema radicular.

A formação de estolões é geralmente determinada pelo fotoperíodo, sendo iniciada em dias com duração de 12 horas de luz solar ou mais, dependendo da sensibilidade da espécie ou cultivar.

Um exemplo característico de planta que pode ser propagada por estolões é o morangueiro, no qual o número de mudas obtidas em cada planta-mãe é dependente da cultivar (Fig. 1).

Fig. 1. Estolões utilizados na propagação do morangueiro.

Rebentos

São brotaçôes que surgem a partir de raízes, do caule ou dos próprios frutos que, quando enraizados, podem ser utilizados na produção de novas plantas. A framboeseira, a amoreira-preta e o abacaxizeiro são facilmente propagados por rebentos (Fig. 2 e 3).

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Fig. 2. Rebentos utilizados na propagação da amoreira-preta

No caso do abacaxizeiro, as mudas produzidas por essas estruturas recebem denominações dependendo da parte da planta da qual se originam, Meletti (2000) conforme o que se segue:

Coroa - Muda originada de um aglomerado de folhas modificadas, localizadas no ápice do abacaxi. Apresenta um peso reduzido (200 a 350 g), boa uniformidade, proporciona ciclo mais longo (22 a 24 meses) e não produz frutos tem porões. Nor-malmente, esse tipo de muda não está disponível aos produtores, já que os frutos para consumo in natura são comercializados com a coroa, a não ser quando os frutos são destinados às indústrias.

Filhote - Muda originária do pedúnculo do fruto e, por isso, tem a parte basal curva. Apresenta tamanho uniforme (200 a 500 g), raramente produz frutos tem porões e apresenta ciclo um pouco menor (18 a 22 meses) do que as mudas de coroa. Esse tipo de estrutura é o mais abundante, na produção de mudas, e o número de filhotes é variável com a cultivar. No caso da cultivar Pérola, pode-se obter de 5 a 9 filhotes por planta.

Rebentões - São mudas originárias a partir de brotações de gemas do caule localizadas nas bainhas foliares. Apresentam tamanho heterogêneo (400 a 1.000 g), frutos tem porões e ciclo mais curto (inferior a 18 meses).

Embora exista um grande número de gemas, a dominância apical faz com que apenas 1 ou 2 dessas brotações se desenvolvam e possam ser utilizadas como mudas.

A emissão de rebentões pode ser estimulada, artificialmente, pela eliminação do meristema apical ou tecido geratriz das folhas do abacaxizeiro, pela quebra da inflorescência ou do fruto em desenvolvimento, e pela poda das folhas e do pedúnculo, após a colheita do fruto.

Para aumentar o rendimento desse tipo de muda, deve-se colher, também, os rebentões, tão logo atinjam o tamanho adequado para plantio, ocorrendo a produção de novas mudas.

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Fig. 3. Diferentes tipos de mudas de abacaxizeiro. A) Coroa; B) Filhote; C) Filhote-rebentão; D) Rebentão.

O número de rebentões pode variar com a cultivar, com a época de plantio, com a

idade da planta na indução floral, com o tamanho da muda plantada, e com a densidade de plantio e de adubação.

Quando os rebentões estão inseridos na região de conexão do talo com o pedúnculo, podem ser chamados de filhotes-rebentões.

Independentemente da parte do abacaxizeiro a ser utilizada, após a coleta, as mudas são expostas ao solo por 1 ou 2 semanas, num processo denominado cura (Fig. 4), que tem por finalidades acelerar a cicatrização na região onde a mesma foi destacada da planta-mãe, reduzir a quantidade de água para evitar o apodrecimento, reduzir pragas e evitar fusariose, eliminando-se as mudas com sintomas. Rizomas

São caules modificados de crescimento normalmente subterrâneo, e que apresentam capacidade de armazenar reservas.

As mudas do tipo rizoma são importantes para a propagação da bananeira e, a exemplo do abacaxizeiro, recebem denominações diferentes de acordo com o tamanho e a forma, o que tem proporcionado algumas confusões, pela adoção de diferentes critérios regionais na separação dos tipos. As denominações mais comuns dos tipos de mudas originadas de rizomas na cultura da bananeira, segundo Teixeira (2000), são as seguintes: Chifrinho - Mudas medindo 20 a 30 cm de altura, com 2 a 3 meses de idade, e peso em torno de 1 a 2 kg, sem folhas. Chifre - Mudas medindo 50 a 80 cm de altura, com folhas rudimentares na extremidade superior.

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Chifrão - Mudas medindo 6 a 9 meses de idade, com folhas estreitas e peso médio de 2 a 3 kg. Muda alta - Mudas enraizadas, com folhas inteiras ou definitivas pesando 5 kg ou mais. Esse tipo de muda já constitui uma planta jovem.

Fig. 4. Processo de cura das mudas de abacaxizeiro. Guarda-chuva ou mudas d'água - Brotos com pseudocaule fino, folhas largas e

rizoma pouco desenvolvido. Normalmente, não são utilizadas, por serem pouco vigorosas, devido à menor capacidade de armazenamento de reservas.

Além dos rizomas inteiros, é possível a utilização de pedaços de rizomas contendo algumas gemas, originados de plantas que já produziram frutos, ou de rebentos.

A utilização de rizomas para propagação da bananeira tem sido um dos grandes problemas da cultura, uma vez que esse tipo de estrutura pode servir como fonte de disseminação de pragas e doenças, principalmente de nematóides, de fusariose e de brocas, que podem comprometer seriamente a vida útil do pomar. Além disso, normalmente as mudas são retiradas de pomares comerciais, onde a ocorrência desses problemas é bastante comum (Fig. 5).

Fig. 5. Mudas do tipo rizoma de diferentes tamanhos

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Micropropagação de Plantas Frutíferas Introdução Entre as diversas formas de propagação de plantas frutíferas, existe uma que

utiliza pequenas partes ou células isoladas das mesmas, cultivando-as de forma controlada, ou seja, fornecendo a esses tecidos ou células, os elementos responsáveis pelo controle do crescimento e desenvolvimento vegetal.

O desenvolvimento de uma planta depende da interação de fatores internos, como as substâncias orgânicas, os hormônios, que desempenham importante função na regulação do crescimento, e externos como a luz, a temperatura e o fotoperíodo.

Na cultura de tecidos vegetais, as correlações existentes entre os diversos órgãos de uma planta intacta são rompidas, sendo necessário o fornecimento dos fatores que regulem o crescimento e o desenvolvimento:

Na micropropagação, é feito o cultivo de plantas ou partes de plantas, também chamados de explantes, em meio de cultura e ambiente asséptico, onde se controlam a temperatura, o fotoperíodo, a umidade e a irradiância, em local apropriado, chamado de sala de crescimento.

Essa técnica, também conhecida como propagação in vitro, multiplica plantas dentro de frascos de vidro (resultando daí o termo in vitro), e é a técnica de maior aplicação prática dentro da biotecnologia vegetal, sendo utilizada na produção comercial de plantas.

O aspecto mais interessante da propagação in vitro está justamente no grau de controle que pode ser exercido sobre, praticamente, todos os estágios de desenvolvimento, do estabelecimento até a multiplicação e enraizamento da planta. Vantagens e desvantagens da micropropagação

Conseqüentemente, por meio da micropropagação, é possível exercer o controle sobre a produção das mudas, produzindo-as durante todo o ano, obtendo-se um número elevado de indivíduos, geneticamente idênticos, a partir de uma planta selecionada (c1onagem) e obtendo-se plantas com elevada qualidade sanitária.

Na cultura de tecidos, a micropropagação é a modalidade que mais se tem difundido e encontrado aplicações práticas comprovadas, e constitui-se num método de produção de mudas que apresenta várias vantagens.

Entre essas vantagens, a possibilidade de, a partir de um explante inicial, obter-se:

Várias plantas, independentemente das estações do ano. Redução do tempo necessário à propagação da espécie. Melhores condições sanitárias por meio do cultivo de meristemas previamente

tratados por termoterapia, para eliminação de doenças. Reprodução do genótipo da planta-mãe, com fidelidade na multiplicação. Propagação vegetativa de espécies vegetais difíceis de serem propagadas por

outros métodos. Entretanto, pode acarretar limitações ao seu emprego em nível

comercial, tais como: Variação somaclonal. Perda de caracteres devido à intensa multiplicação. Elevado custo para obtenção da muda.

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Dificuldades técnicas de aclimatização. Elevado período de juvenilidade após plantio no campo, entre outras. Em alguns casos, a multiplicação in vitro pode ser obtida em larga escala,

resultando na instalação de verdadeiras biofábricas comerciais, baseadas no princípio da linha de produção, e algumas vezes automatizadas. No Brasil, onde a aplicação comercial da micropropagação é relativamente recente, existem diversos grupos trabalhando em instituições públicas de pesquisa e em universidades públicas e privadas. Entretanto, até o momento, poucas são as empresas privadas que atuam na área.

Considerando-se somente essas possibilidades, a micropropagação torna-se um instrumento extremamente interessante no setor de produção de mudas frutíferas, já que a tendência da fruticultura moderna está voltada para os plantios adensados (que necessitam de grande número de mudas por área) e do uso de mudas certificadas. Metodologia geral

Um aspecto fundamental para se fazer a micropropagação de uma frutífera é o domínio da tecnologia de propagação em laboratório, chamada de protocolo, resultado de estudos realizados com os fatores que afetam o crescimento e o desenvolvimento das plantas in vitro, que compreende as seguintes fases:

Estabelecimento das culturas in vitro. Multiplicação in vitro. Enraizamento in vitro. Aclimatização.

Estabelecimento das culturas in vitro

Para iniciar a micropropagação de uma frutífera, é necessário estabelecer a cultura in vitro, isto é, obter as plantas livres de contaminastes visíveis e suficientemente adaptadas às condições in vitro para que, numa fase seguinte, possam ser multiplicadas.

Assim, para o estabelecimento dos cultivos in vitro, a escolha do explante apropriado constitui o primeiro passo. O explante é qualquer segmento de tecido oriundo de uma planta, para iniciar um cultivo in vitro, podendo ser uma gema axilar ou segmento nodal, ápice caulinar ou radicular, sendo que esses contêm o meristema ou tecidos diferenciados, como as folhas ou pedaços de uma folha, entrenó, etc. (Fig. 1).

Na seleção dos explantes, devem ser considerados aspectos como o nível de diferenciação do tecido utilizado e a finalidade da micropropagação. Teoricamente, considerando-se a totipotência das células vegetais, qualquer tecido pode ser utilizado como explante. Quando os explantes são de pequenas dimensões (cultivo de meristemas), a multiplicação geralmente visa eliminar viroses.

o cultivo de ápices de maiores dimensões é empregado na multiplicação vegetativa, quando a infecção por vírus não for um problema muito severo. Na maioria dos trabalhos envolvendo micropropagação de frutíferas, os explantes escol h idos geralmente são obtidos de gemas apicais ou axilares, mas há variação, conforme a espécie ou a cultivar.

No caso do mirtilo, os melhores explantes são os originados do segmento nodal, contendo a gema axilar. Para a pereira, cv. Carrick, podem-se utilizar gemas axilares ou meristemas apicais e laterais, enquanto para a cv. Garber, o melhor explante é o meristema.

Geralmente, quando a finalidade da micropropagação é a c10nagem de cultivares superiores, ou seja, a produção de mudas, utilizam-se como explantes preferenciais gemas apicais ou axilares, pois essas gemas possuem maior número de células

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meristemáticas e são geneticamente mais estáveis.

Fig. 1. Explantes utilizados no início de cultivos i n vitro de espécies frutíferas: A) Ápice caulinar ou gema apical; B) Gema axilar; C) Segmento nodal; e D) Entrenó.

Quando o objetivo da micropropagação é a obtenção de plantas para serem

utilizadas em estratégias de melhoramento genético, podem se utilizar tecidos diferenciados como folhas e entrenós, que sofrerão uma dediferenciação por meio de tratamentos adequados.

O estabelecimento in vitro, principalmente no caso de espécies lenhosas, como a maioria das frutíferas, apresenta dois problemas principais: a contaminação e a oxidação.

A contaminação depende do material vegetal utilizado no isolamento dos explantes, que pode ser oriundo de casa de vegetação ou do campo, e do processo de desinfestação.

A manutenção da planta-matriz em casa de vegetação permite que as brotações novas se desenvolvam em ambiente protegido de intempéries e insetos, que provocam ferimentos e permitem a entrada de microrganismos, o que resultará, posteriormente, na obtenção de explantes com menor incidência de fungos e bactérias.

Muitas vezes, embora esses contaminantes não sejam visíveis nas plantas adultas, quando em contato com o meio de cultura, com temperatura adequada e ambiente estéril, onde não sofrerão competição, eles se proliferam, rapidamente, causando a morte do explante e prejudicando o cultivo in vitro desse material.

A planta de onde será retirado o explante deve ser bem nutrida, livre de contaminantes e devidamente identificada como a cultivar que se deseja micropropagar (Fig. 2).

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Fig. 2. Plantas-matrizes: A) Macieira cv. Mastergala; e B) Marmeleiro cv. Me, utilizadas como fonte de explantes para o início de cultivos in vitro.

Após a seleção e os devidos tratamentos fitossanitários na frutífera, faz-se a

coleta do ramo que fornecerá os explantes. Em seguida, esse material é levado ao laboratório, onde sofrerá uma desinfestação. Na desinfestação dos explantes, são utilizadas várias substâncias com ação germicida. As mais comuns são o etanol - que também possui a propriedade de remover a cera dos explantes, aumentar a penetração dos outros germicidas, geralmente utilizado a 70% e 80% - e os compostos à base de cloro (hipoclorito de sódio e hipoclorito de cálcio) nas concentrações de 0,5% a 2% de cloro ativo.

A ação germicida das soluções de hipoclorito é devida à sua alta capacidade oxidante, que destrói a atividade das proteínas celulares.

As combinações dos princípios ativos desinfetantes e os tempos de exposição variam muito. Para o estabelecimento in vitro de mirtilo, a desinfestação com hipoclorito de sódio a 1,5% de cloro ativo, durante 20 minutos, foi eficiente.

Na desinfestação de meristemas de marmeleiro cv. Me, o hipoclorito de sódio a 1,5%, com tempos de exposição entre 10 e 20 minutos, propiciou bons resultados. Em Prunus cv. Mr. S. 2/5, não foram verificadas diferenças, utilizando-se 0,5% e 2,0% de hipoclorito de sódio, sendo que esse desinfestante mostrou-se superior ao hipoclorito de cálcio.

A oxidação que ocorre no processo de isolamento de explantes de espécies lenhosas é um problema limitante. Essa oxidação ocorre em função da liberação de compostos fenólicos pelas células danificadas com o corte, que são oxidados pelas enzimas polifenases, produzindo substâncias tóxicas. Essas enzimas, além de escurecer o meio de cultura, inibem o crescimento dos explantes e podem causar a morte deles (Fig. 3).

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Fig. 3. Escurecimento do meio de cultura por oxidação dos compostos fenólicos liberados pelos explantes de macieira in vitro.

Para reduzir a oxidação, as possibilidades técnicas incluídas são, entre outras:

A lavagem dos explantes coletados em água corrente, antes da desinfestação,

auxiliando a lixiviação dos compostos fenólicos.

A utilização de substâncias antioxidantes no meio de cultura ou na forma de banho (ácido ascórbico, ácido cítrico, PVP polivinilpirrolidona, e carvão ativado),

A incubação inicial dos explantes no escuro ou sob intensidade luminosa reduzida.

A utilização de meios básicos mais diluídos e a redução de concentrações de fitorreguladores, principalmente citocininas.

A transferência freqüente dos explantes para novo meio ou para locais diferentes no meio.

Esses explantes, depois de selecionados e desinfestados, serão colocados sob

condições adequadas in vitro (meio de cultura, temperatura, fotoperíodo, etc.), que proporcionarão seu crescimento.

As condições de estabelecimento de cada espécie ou cultivar podem variar, em relação às necessidades de fatores endógenos e exógenos, que controlam seu crescimento e desenvolvimento.

Após o estabelecimento das plantas in vitro, a partir dos explantes (Fig. 4), a etapa seguinte é a de multiplicar o material que se deseja propagar.

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Fig. 4. Plantas de macieira estabelecidas in vitro a partir de segmentos nodais.

Multiplicação in vitro

Estabelecida a espécie vegetal in vitro, inicia-se a multiplicação, quando as brotações são cultivadas com a finalidade de aumentar o seu número (Fig. 5).

Fig. 5. Multiplicação in vitro de espécies frutíferas A) Marmeleiro e B) Macieira,

respectivamente. Os subcultivos são feitos até obter-se o número de brotações desejadas que serão

enraizadas. Durante a multiplicação, um aspecto importante é a qualidade e a homogeneidade das partes aéreas produzidas, que podem determinar o sucesso na fase seguinte de enraizamento.

As condições controladas, dadas em laboratório para os explantes, são determinantes para o crescimento e o desenvolvimento das brotações. O controle é feito por meio de cultura e das condições do ambiente da sala de crescimento.

Também relevante é o número de subcultivos após o início do cultivo in vitro, que deve ser o menor possível. Gerações subseqüentes em grande número podem acarretar variabilidade genética dos explantes e a perda de qualidade das mudas.

No meio de cultura, além das formulações básicas dos meios, normalmente utilizadas, como o MS (MURASHIGE; SKOOG, 1962), WPM - Wood Plant Medium (LLOYD; MCCOWN, 1980), entre outras, o uso de fitorreguladores é imprescindível para que se obtenha sucesso na propagação de culturas in vitro.

O tipo de citocinina e sua concentração são os fatores que mais influenciam o

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sucesso da multiplicação in vitro, sendo indispensáveis para auxiliar a superação da dominância apical e a indução de proliferação de gemas axilares.

Outros tratamentos podem ser dados aos explantes, para estimular maior proliferação, como por exemplo, a excisão do ápice e o cultivo na orientação horizontal.

Na multiplicação in vitro do porta-enxerto de macieira cv. Marubakaido, o efeito da dominância apical pode ser superado colocando se os explantes na orientação horizontal no meio de cultura, obtendo-se assim, maior número de brotações e de gemas por explante, e maior taxa de multiplicação.

Um adequado balanço entre auxinas e citocininas estabelece um eficiente controle no crescimento e na diferenciação das culturas in vitro. Concentrações altas de auxinas favorecem a iniciação radicular, enquanto reprimem a formação de brotos, e concentrações altas de citocininas induzem a iniciação de brotos e suprimem o enraizamento.

As concentrações de citocininas para multiplicação estão entre 0,1 a 5/0 mg L-l, e entre as citocininas comercialmente disponíveis, a benzilaminopurina (BAP), geralmente apresenta melhores resultados.

O thidiazuron (TDZ), um composto do grupo das feniluréias, em muitos casos tem apresentado resultados superiores, em relação às outras citocininas, na indução e na multiplicação de brotos de várias espécies.

Na multiplicação in vitro de macieira cv. Fuji, o TDZ e o BAP apresentaram resultados semelhantes para a taxa de multiplicação. Entretanto, para o número médio de brotações, o TDZ foi superior, enquanto para o comprimento da brotação mais desenvolvida, o BAP foi superior.

Apesar de não promoverem a proliferação de brotações axilares, as auxinas podem incrementar o crescimento da cultura. No meio de multiplicação, uma das possíveis ações da auxina seria a anulação do efeito supressivo das altas concentrações de citocinina sobre a elongação das brotações axilares, restaurando o crescimento normal das mesmas.

Durante a multiplicação, podem-se utilizar auxinas que, com as citocininas, são responsáveis pela diferenciação dos tecidos meristemáticos. Esses fitorreguladores são comumente utilizados em concentrações baixas nessa fase da micropropagação.

Outro grupo de reguladores de crescimento, que pode ser utilizado nessa fase, é o das giberelinas, as responsáveis pelo alongamento das brotações produzidas. Enraizamento in vitro

Após a multiplicação, a etapa seguinte é a rizogênese, cujo propósito é a formação de raízes adventícias nas partes aéreas, obtidas no estágio de multiplicação, que permite a constituição de plantas completas (Fig. 6), para posterior aclimatização às condições ex vitro.

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Fig. 6. Plantas de Prunus CV. Mr. S. 1/8 enraizadas in vitro e aparência do sistema radicular formado.

O enraizamento de espécies herbáceas é geralmente fácil, mas no caso das

espécies lenhosas, que inclui a maioria das frutíferas, é a etapa mais difícil. Tipos e concentrações de auxinas são as variáveis que, geralmente, mais influenciam o enraizamento, e variam conforme a espécie e a cultivar, devendo-se ajustá-las para cada caso, obtendo-se assim, sucesso no enraizamento.

Os tipos mais utilizados de auxina são o AIB (ácido indolbutírico), o ANA (ácido naftalenacético) e o AIA (ácido indolacético). A emissão de raízes dos explantes de amoreira-preta cv. Ébano foi obtida com a adição de ANA ao meio de cultura. Os melhores índices de enraizamento do porta-enxerto de macieira cv. Marubakaido foram obtidos utilizando-se 0,1 mg L- l de AIB no meio de cultura.

Na macieira cv. Fred Hough, o melhor enraizamento foi obtido com a adição de 0,6 mg L-l de AIB ao meio de cultura MS, com a concentração de sais reduzida a 50%. O AIB ou o AIA, nas concentrações de 0,2 ou 1 mg L-l, foram adequados para obter-se 70% a 100% de enraizamento na macieira cv. Northern Spy.

Com a utilização do ANA, para essa mesma cultivar, observou-se a formação de calos, com raízes surgindo a partir destes, mas não apresentando conexão vascular com a base do broto.

As melhores percentagens de enraizamento dos porta-enxertos de pereira Pyrus calleryana D-6 e Old Home x Farmingdale 9 foram obtidas, respectivamente, com 1,2 mg L-1 de ANA e 0,3 mg L-l de AIB, no meio de cultura ou com a imersão da base dos explantes, de ambos porta-enxertos, em 100 mg L' de ANA. Depois, devem ser transferidos para meio de cultura sem regulador de crescimento.

O custo da propagação in vitro pode ser diminuído, promovendo se o enraizamento da planta em condições ex vitro, além de melhorar a qualidade do sistema radicular formado na planta.

No enraizamento ex vitro, as brotações oriundas da multiplicação in vitro são retiradas dos frascos, o meio de cultura aderido é lavado, e então essas brotações são manipuladas como microestacas, podendo, em alguns casos e de acordo com a necessidade da espécie, tratar-se a base da microestaca com soluções de auxinas em talco ou água, antes da introdução no substrato, para acelerar o enraizamento.

Materiais como vermiculita, areia, espuma fenólica, entre outros, podem ser úteis como substrato para o enraizamento ex vitro.

Do ponto de vista econômico, isso representa uma repicagem que é eliminada, economia de espaço na sala de crescimento, energia elétrica e meio de cultura. Em termos de qualidade, a regeneração de raízes, . diretamente no substrato, tende a

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produzir um sistema radicular mais funcional e completo. Aclimatização

Nessa fase, as brotações enraizadas são transferidas para telado ou casa de vegetação, onde precisarão se readaptar às novas condições ambientais.

Geralmente, os organismos vivos conseguem regular sua atividade de acordo com o ambiente a que estão submetidos, e é essa regulação que torna a aclimatização possível.

Na aclimatização, as plantas micropropagadas passam de uma situação, onde os fatores responsáveis pelo crescimento e desenvolvimento são controlados, para uma situação de ambiente natural e autotrófico. Essas condições ambientais podem causar estresses, além de favorecer o ataque de microrganismos e de pragas.

As plantas provenientes da cultura in vitro são sensíveis e tenras, pois não desenvolvem a cutícula, resultando em alta evapotranspiração, e sua parte celular não apresenta rigidez suficiente para sustentação.

As folhas são delgadas e suaves, fotossinteticamente inativas, deixando a planta em franco heterotrofismo. Os estômatos não operam eficientemente, provocando, assim, estresses nas primeiras horas após saírem dos frascos de vidro.

A habilidade de fazer ajustes por meio de mudanças no seu padrão de crescimento, devido ao ambiente externo, é que vai determinar o sucesso na obtenção de plantas micropropagadas.

Geralmente, um maior controle nas condições ambientais, como a utilização de um substrato adequado, manutenção de umidade relativa alta, sombreamento das plantas, controle fitossanitário e nutrição adequada são suficientes para a sobrevivência e o desenvolvimento das plantas micropropagadas, que estão sendo aclimatizadas.

Na adimatização do porta-enxerto de macieira cv. Marubakaido, a vermiculita em caixas fechadas com vidro proporcionou maior sobrevivência (90%).

Para a amoreira-preta aclimatizada em vasos na casa de vegetação, os substratos solo + areia + esterco, compostagem orgânica, composto orgânico comercial, e vermiculita em flocos médios não influenciaram a sobrevivência das plantas. Deve-se levar em consideração, que as espécies mostram comportamento diferente quanto à capacidade de adimatização.

O sucesso na micropropagação de frutíferas depende de todas as etapas pelas quais os explantes são submetidos, com a obtenção final de plantas desenvolvidas e adaptadas. Cada etapa do processo de micropropagação possui uma forte influência no resultado final, devendo-se desenvolver metodologias adequadas aos diferentes genótipos utilizados. Aplicações da micropropagação em plantas frutíferas limpeza clonal

Por serem propagadas vegetativamente, as frutíferas podem acumular durante o período em que são multiplicadas, uma quantidade bastante grande de viroses.

A utilização da micropropagação como instrumento para a limpeza da planta-

matriz fornecedora de estruturas utilizadas na produção de mudas, como borbulhas e estacas, é de grande importância no sistema produtivo.

A propagação vegetativa de plantas constitui-se numa forma eficiente de perpetuação e disseminação de vírus. Isso se deve ao fato de que a maioria das viroses apresenta caráter sistêmico e o vírus estar presente em todas as partes da planta.

Além disso, a quase totalidade das frutíferas arbóreas ou arbustivas são propagadas vegetativamente. Assim, quando partes de plantas, obtidas de hospedeiros

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infectados, são utilizadas para plantio, levam, consigo, os vírus presentes na planta-mãe.

Ao contrário das doenças causadas por fungos e bactérias, que podem ser erradicadas das culturas por tratamentos químicos, a alternativa mais viável para obtenção de clones sadios (livres das principais viroses), beneficiando a produtividade e a qualidade dos frutos, tem sido a cultura de meristemas ou a termoterapia.

Na cultura de meristemas, aqueles com primórdios foliares subjacentes são retirados de gemas vegetativas, terminais ou axilares que, em seguida, são cultivados em meio de cultura, contendo reguladores de crescimento. Então, se diferenciarão em brotações, que serão multiplicadas, enraizadas e transferidas para condições de casa de vegetação, onde deverão ser indexadas, para demonstrar se estão ou não, infectadas por vírus.

O tratamento de termoterapia é feito antes da cultura de meristemas, submetendo-se a planta infectada a temperaturas ao redor de 37°C por

. um tempo determinado. Normalmente, as plantas devem permanecer por um período mínimo de 20 dias, mas preferivelmente, acima de 40 dias expostas a temperaturas superiores aos 30°C, para inativar o vírus e, ao mesmo tempo, possibilitar o crescimento das brotações da planta-matriz.

Após esse tratamento, o explante poderá ser excisado das brotações e cultivado in vitro, ou então, as brotações poderão ser coletadas e, depois de enraizadas, servir de fonte de material vegetal livre de vírus. Meristemas retirados de plantas submetidas a termoterapia geralmente são livres de viroses que não são eliminadas somente pela cultura de meristemas.

A percentagem de inativação de viroses pela termoterapia, como os vírus ACLSV (apple chlorotic leaf spot trichovirus), ApMV (apple mosaic ilarvirus), ASPV (apple stem pitting virus), Rw (rubbery wood agent) e Sgv (apple stem grooving capiflovirus), em macieira e pereira pode variar de 74% a 100% dependendo do vírus. Microenxertia

A cultura de meristemas tem sido usada, com sucesso, em espécies herbáceas, para multiplicação vegetativa e limpeza dona!. Entretanto, para frutíferas e essências florestais, essa metodologia tem limitações, pois essas espécies apresentam dificuldade de regeneração a partir de ápices caulinares. Como uma alternativa, para superar as dificuldades encontradas na regeneração do meristema, desenvolveu-se o método da microenxertia.

A técnica é efetuada in vitro, em condições de laboratório, e consiste, basicamente, em colocar uma pequena porção retirada do ápice caulinar, contendo o meristema e 2 ou 3 primórdios foliares, numa incisão em T invertido, feita num caule estiolado do porta-enxerto. Os porta-enxertos são obtidos a partir de sementes desinfestadas e germinadas in vitro.

No pessegueiro, quando a plântula (porta-enxerto) alcança cerca de 5 cm, é feita a microenxertia. Após o pegamento, e quando a combinação enxertada alcançar cerca de 10 cm, faz-se a repicagem, para condições naturais.

A microenxertia vem sendo utilizada em diversas espécies frutíferas, entre as quais a macieira, a cerejeira, a videira, o damasqueiro, o pessegueiro, o abacateiro, a ameixeira japonesa (Prunus salicina Lind.) e a amendoeira (P. amigdalus Batsch), apesar de, inicialmente, ter sido criada para citros.

Além de ser utilizada na limpeza clonal, atualmente a técnica de microenxertia vem sendo usada nos estudos sobre fisiologia, histologia e incompatibilidade entre copa/porta-enxerto e em procedimentos quarentenários.

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Propagação rápida (multiplicação massal)

No melhoramento de plantas propagadas vegetativamente, uma vez confirmada a superioridade de indivíduos selecionados, a cultura de tecidos pode ser empregada na micropropagação dessas plantas em escala comercial.

Os métodos de propagação in vitro são de grande importância na fruticultura, tendo em vista a grande necessidade de mudas para abastecer a demanda de mercado, sendo eficientes na multiplicação tanto de plantas matrizes quanto de porta-enxertos. Além disso, oferecem, também, maior segurança, com relação ao aspecto fitossanitário da muda produzida.

Um dos objetivos da micropropagação é a maximização da multiplicação de gemas, originando um grande número de brotações, que depois de enraizadas são transferidas para condições de casa de vegetação. Melhoramento genético

No melhoramento genético de plantas, as técnicas de cultura de tecidos são utilizadas de distintas formas numa ou outra etapa do melhoramento, não necessariamente na obtenção direta de novas cultivares.

Entre as aplicações da cultura de tecidos no melhoramento genético de espécies frutíferas, merecem destaque:

A organogênese in vitro, indispensável na obtenção de plantas geneticamente transformadas.

O armazenamento e o intercâmbio de germoplasma. A cultura de embriões ou embriocultura.

Organogênese in vitro e transformação genética

Por meio da cultura de tecidos, das técnicas de DNA recombinante e da transformação genética, a biotecnologia oferece novas oportunidades na obtenção de novas cultivares.

A transformação de plantas depende de dois requisitos essenciais: a habilidade para introduzir um gene desejável, de forma estável, dentro do genoma da planta, e a habilidade para regenerar uma planta fértil por meio de células transformadas.

A maior dificuldade técnica para obtenção de plantas transgênicas é o estabelecimento prévio de um sistema de regeneração eficiente, que não altere as características genéticas do explante inicial.

A escolha do explante inicial geralmente é função da sua capacidade de regeneração in vitro (Fig. 7).

Na regeneração de plantas lenhosas, geralmente os explantes mais utilizados são folhas e entrenós. Outra possibilidade é a utilização direta de tecidos meristemáticos, especialmente ápices caulinares e radiculares.

A organogênese pode ocorrer de forma direta ou indireta. Quando a organogênese ocorre a partir de tecidos do explante ou de pequena proliferação dos mesmos, ainda sobre o explante original, considera-se organogênese direta.

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Fig. 7. Regeneração direta de brotos a partir de folhas (A) a partir de ápice caulinar (8) e a partir de entrenó (e).

Quando a mesma ocorre a partir de tecidos de calo isolados do explante primitivo

ou a partir de suspensões celulares e calos daí derivados, considera-se organogênese indireta.

A regeneração direta, via formação de brotações adventícias, vem sendo amplamente utilizada, principalmente nos trabalhos de transformação de plantas, pois as plantas regeneradas são mais estáveis do que aquelas obtidas de calos, com menor risco de quimeras e variação somaclonal.

Hoje, existem diversos trabalhos de transformação de plantas, visando melhorar tanto seu desempenho no campo (resistência a patógenos e a estresses ambientais) quanto a sua qual idade.

Em algumas espécies lenhosas importantes, já foram descritos protocolos de obtenção de plantas transgênicas, como quivizeiro, nespereira, nogueira, citros, ameixeira, videira, macieira, pereira e caquizeiro.

As frutíferas resistentes a vírus também podem ser obtidas pela transformação genética. Outras características de interesse, que podem ser introduzidas nas plantas, via transformação genética, incluem a resistência a fungos, resistência a estresses ambientais e melhoria da qualidade nutricional. Armazenamento e intercâmbio de germoplasma

Vários são os métodos utilizados para conservar o germoplasma, os quais são agrupados em duas formas distintas: conservação in vitu, quando as plantas são conservadas em seus habitats naturais, e conservação ex situ, quando as plantas são mantidas em bancos de germoplasma, fora de seu habitat natural.

Entre as técnicas de conservação ex situ, a conservação in vitro, por meio da cultura de tecidos, é indicada de modo especial para plantas que não produzem sementes, que as produzem em pequenas quantidades, ou aquelas onde as sementes sejam recalcitrantes.

O material vegetal conservado in vitro pode ser mantido à temperatura ambiente,

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ou em baixas temperaturas, e até mesmo criopreservado (-196°C). Os métodos de criopreservação podem ser ordenados em etapas

conhecidas como: Pré-cresci mento. Crioproteção. Resfriamento. Armazenamento. Aquecimento. • Crescimento de recuperação. Uma grande aplicação da conservação in vitro é o intercâmbio de germoplasma. A

troca de germoplasma por meio de culturas in vitro representa um importante passo para facilitar as atividades dos serviços de quarentena e de vigilância sanitária, diminuindo, sensivelmente, a possibilidade de introdução de patógenos ou pragas, por meio do intercâmbio de material genético, dentro do território nacional ou intercâmbio internacional. Cultura de embriões

A cultura de embriões, também chamada de embriocultura, é uma técnica utilizada no melhoramento genético de fruteiras de caroço, principalmente no caso do pessegueiro.

É feito o cultivo in vitro de sementes provenientes de cruzamentos com cultivares ou seleções de maturação precoce, pois estas, devido ao curto período de desenvolvimento dos frutos, não conseguem formar completamente o embrião, antes da maturação da polpa. No caso da embriocultura, o material utilizado é de origem sexuada, não caracterizando a formação de danes.

O meio a ser utilizado depende do desenvolvimento do embrião, mas também pode dar resultados distintos, conforme o germoplasma a ser posto em cultura.

Atualmente, a fruticultura busca tecnologias que possibilitem a produção de frutos de qualidade com o menor investimento possível. Assim, a utilização de mudas com qualidade, sob o aspecto sanitário e genético, torna-se um requisito obrigatório no setor de produção de frutos.

Entre os sistemas de propagação vegetativa de plantas, a micropropagação pode ser considerada a de maior contribuição em termos quantitativos e qualitativos na produção de mudas frutíferas. Entretanto, no Brasil, a atividade comercial de micropropagação concentra-se, principalmente, na multiplicação de espécies ornamentais e florestais.

A maioria dos trabalhos realizados na área de fruticultura está localizada em empresas de pesquisa pública e nas universidades. Acredita se que, com o aumento da competitividade no setor de produção de mudas e com a exigência cada vez maior de plantas padronizadas e isentas de doenças, a micropropagação conquiste um espaço maior no setor frutícola.

Deve-se considerar, também, a dificuldade muitas vezes encontrada para clonagem de plantas lenhosas adultas por meio da cultura de tecidos, cujos resultados são variáveis com o genótipo.

Entre os fatores considerados problemáticos na micropropagação de plantas frutíferas, estão:

As contaminações endógenas dos tecidos, principalmente por bactérias, especialmente em explantes advindos de plantas adultas, crescidas a campo.

A oxidação dos compostos fenólicos liberados pelos explantes. A malformação das brotações, também conhecida como vitrificação.

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A perda da capacidade de organogênese in vitro, em tecidos retirados de plantas adultas, pois a idade da planta-matriz e o estado de desenvolvimento fisiológico representam grande limitação na propagação massiva desses materiais.

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Certificação Genético sanitária de Mudas

A certificação genético-sanitária consiste em dar garantias de que um determinado produto possui um padrão característico, estabelecido por normas regulamentadoras, que o diferencia, ou o habilita, para uso ou consumo.

No âmbito de um programa de produção de mudas, a certificação tem por finalidade garantir a idoneidade do material vegetal (borbulhas, enxertos, porta-enxertos e mudas formadas), quanto à correspondência varietal e à ausência de agentes patogênicos, que possam comprometer a produção, com o uso de técnicas disponíveis e viáveis, sob aspecto econômico e ambienta!. Etapas para validação de um programa de certificação de mudas

A certificação de mudas frutíferas compreende duas etapas principais:

• Certificação genética . • Certificação sanitária.

Essas etapas, mesmo apresentando objetivos diferentes, caracterizando-se pela aplicação de métodos e técnicas específicas, inerentes a cada uma, são complementares entre si, num programa de certificação. Certificação genética Embora o controle do estado sanitário tenha sido a primeira etapa a merecer atenção especial na produção de mudas, nas últimas décadas, o aumento significativo de novas cultivares, das mais variadas espécies de plantas frutíferas, tem conduzido à necessidade de disponibilizar métodos capazes de atestar a qual idade genética das plantas.

Para a seleção de novos genótipos com melhores características agronômicas em cada espécie frutífera, muitas vezes recorre-se a um número pequeno de acessos para serem utilizados nas hibridações. Conseqüentemente, parte dos novos genótipos colocados à disposição dos viveiristas e produtores possuem características muito similares, dificultando a diferenciação entre genótipos.

Na bibliografia, muitos casos de controvérsia de identidade têm sido relatados, envolvendo cultivares que, sendo iguais, foram multiplicadas com nomes diferentes (sinonímia), ou vice-versa (homonímia).

Na certificação genética de plantas frutíferas, buscam-se avaliar e descrever todos os caracteres presentes na planta, por avaliações subjetivas ou por meio de medidas físicas, químicas, bioquímicas e moleculares. Num determinado genótipo, todos os caracteres avaliados normalmente são utilizados na sua descrição.

Quando se trata da certificação, um conceito importante a considerar é o de cultivar. Essa pode ser definida como variedade cultivada (do inglês - cu/tivated variety) ou, ainda, como o conjunto de plantas cultivadas, caracterizadas por apresentarem um ou mais caracteres em comum, que as diferenciam de outro grupo.

Portanto, para se afirmar, com certeza, que uma cultivar é diferente, ela deve apresentar estabilidade das características, homogeneidade e possuir, pelo menos, um caráter peculiar que a possa distinguir claramente de outra cultivar.

Entretanto, quando a planta de uma cultivar é afetada por algum tipo de mutação, fazendo com que ocorra a perda do caráter homogeneidade, se essa nova característica se mantiver estável na planta, quando multiplicada via agâmica, a nova planta passará a constituir o que se denomina de cultivar policlonal.

Isso é verificado na cultura da macieira, na qual plantas das cultivares tradicionalmente cultivadas sofrem mutações, normalmente a nível de gema ou de ramo,

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e passam a apresentar uma ou mais características diferenciadas dos frutos., Esses ramos ou gemas são, então, isolados e multiplicados via enxertia e, quando

comprovado que a nova característica é estável plantas portadoras dessa nova característica passam a constituir uma nova cultivar,

Em todos esses casos, a diferenciação entre genótipos é feita por meio de polimorfismo, ou seja, as várias formas que podem assumir um determinado caráter, que é determinado pela presença de mais de uma forma alélica que pode ser detectada, fenotipicamente, ou geneticamente.

Essas diferenças verificadas entre genótipos são comumente denominadas de marcadores genéticos, que podem ser classificados em três tipos:

Marcadores morfofenológicos. Marcadores bioquímicos. • Marcadores moleculares. O uso combinado desses marcadores permite revelar a verdadeira identidade da

planta, a fim de dar garantias genéticas, em todas as etapas do processo de produção de mudas certificadas. Caracterização com marcadores morfofenológicos

Características morfofenológicas são todas aquelas que podem ser avaliadas externamente na planta, como hábito de crescimento, vigor, formato da copa, tipo e forma das folhas, tipo de flor, hábito de frutificação, dados de floração e de maturação, tamanho e forma dos frutos, além de índices físico-químicos, entre outras.

Até meados da década de 60, as características que diferenciavam variedades e cultivares eram baseadas somente nas avaliações morfofenológicas das plantas e descritas de acordo com o tipo de material a ser avaliado (porta-enxertos c10nais ou seedlings, cultivar copa para frutos destinados ao consumo in natura ou indústria, entre outras).

Eram baseadas, também, em exemplos pré-definidos por legislação e registradas em fichas pomo lógicas apropriadas, conforme o exemplo apresentado no Anexo 1 .

Numa ficha pomológica, pode ser incluso um número variado de caracteres a avaliar como morfológicos (referentes à forma de todos os órgãos da planta), biológicos, principalmente relacionados a processos fisiológicos (dados fenológicos) e agronômicos (produtividade, capacidade de fruit set, características físico-químicas do fruto). Nesse método, o avaliador caracteriza a cultivar no seu complexo, comparando e interpretando os dados recolhidos com os de outras cultivares, a fim de traçar um perfil completo e fiel da cultivar.

Na comparação de duas ou mais cultivares, quando são encontradas diferenças na avaliação de um caráter específico, diz-se que essas diferenças são um marcador e, portanto, podem ser utilizadas para a diferenciação das cultivares.

Um exemplo de marcador morfológico é apresentado na Fig. 1, onde a cor avermelhada da folha do porta-enxerto de pessegueiro Nemared é um marcador morfológico, que pode ser usado para diferenciá-lo de outras cultivares de folhas verdes, quando ocorrem misturas de cultivares no viveiro.

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Exemplos facilmente identificáveis são a presença ou a ausência de glândulas nas

folhas, e o formato das glândulas em folhas de pessegueiro, entre outros.

Existem vários fatores que I imitam o emprego de métodos descritivos para identificação de cultivares, que estão relacionados à complexidade e aos custos, atribuídos principalmente a:

Exigência de longos períodos de tempo para o registro das características, pois

somente são completadas após a produção de frutos (no caso de cultivares) .

Necessidade de períodos específicos do ciclo vegetativo para se proceder as avaliações (período de floração, brotação, maturação de frutos, etc.).

Influência do ambiente e de fatores epigenéticos agindo sobre as características morfofenológicas (Fig. 2).

Influência de agentes patogênicos que podem alterar a época de floração e de

maturação dos frutos, o vigor da planta, entre outras.

Quando se trabalha com espécies de baixa variabilidade genética, onde muitos genótipos possuem características similares, como é o caso do pessegueiro, seleções

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melhoradas de macieira ou cultivares policlonais, a identificação por meio da avaliação do fenótipo também é dificultada. Nesses casos, a variabilidade entre alguns genótipos ou em relação à cultivar original é mínima e dificilmente quantificável.

Outro ponto considerado como desvantagem desse método é que algumas características utilizadas na análise são interpretadas subjetivamente. Assim, a possibilidade de ocorrerem diferenças de interpretação, entre avaliadores e entre locais, pode conduzir a erros de identificação.

Apesar das I imitações, esse é o método tradicional para a caracterização de plantas frutíferas. Além disso, é o único capaz de diferenciar cultivares originadas de mutações, as quais apresentam diferenças apenas de uma ou poucas características, normalmente nos frutos.

Como exemplo, pode-se citar a quantidade de russeting na epiderme de seleções de macieira da cultivar Golden Delicious, ou da coloração vermelha da epiderme em seleções de Red Delicious e de Gala.

Para a certificação de cultivares, onde o fruto é o produto final a ser comercializado, a avaliação das características morfofenológicas, normalmente, são conduzidas pelo menos por 2 anos após a produção dos primeiros frutos.

Para porta-enxertos de multiplicação c1onal, são observados pelo menos dois ciclos vegetativos de propagação em viveiro, enquanto para porta-enxertos obtidos de sementes, são avaliados um mínimo de 200 plantas por, pelo menos, um ciclo vegetativo em viveiro. Caracterização com marcadores bioquímicos

Buscando-se alternativas para superar as limitações impostas pelos marcadores mofofenológicos, o desenvolvimento dos marcadores bioquímicos aumentou, grandemente, a possibilidade de se encontrar características úteis para a diferenciação de genótipos.

Essa técnica consiste na avaliação das proteínas de reserva e, principalmente, das isoenzimas, estas últimas definidas como o conjunto de diferentes formas moleculares de uma enzima resultante da expressão de genes e que possuem o mesmo tipo de atividade catalítica.

Considerando-se que as isoenzimas de um mesmo grupo apresentam variações na seqüência de aminoácidos, essas diferenças estruturais permitem, por meio da eletroforese, identificar as diferentes formas da enzima ou isoformas. Portanto, cultivares diferentes apresentam variações no padrão isoenzimático que podem ser utilizados na caracterização genética.

Esse tipo de marcador foi utilizado, intensivamente, durante as décadas de 1970 e de 1980, nos mais variados estudos de genética, e na identificação de cultivares.

Um exemplo da aplicação de isoenzimas é a diferenciação de duas cultivares de macieira (A e B) que apresentam dois locus que codificam a enzima fosfoglucomutase - PGM (pGM - 1 e PGM - 2).

Na Fig. 3, cada um dos dois alelos a e b do mesmo gene PGM determinam a síntese de uma isoforma da enzima. Nesse caso, o polimorfismo observado é atribuído ao gene PGM - 1, que se apresenta na forma heterozigota na cultivar A, apresentando uma banda a mais, que é visualizada após a coloração do gel.

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o uso de isoenzimas, como marcadores genéticos, tem como vantagens o baixo

custo e a rapidez para implementação da técnica em laboratório. São marcadores co-dominantes, característica que permite identificar, numa progênie, os indivíduos com locus heterozigotos e homozigotos.

Entretanto, os marcadores bioquímicos apresentam a desvantagem de não permitir uma caracterização completa do genoma. São limitados pelo pequeno número de sistemas enzimáticos polimórficos, o nível de polimorfismo detectado por loco é pequeno. Além disso, são influenciados pelas condições ambientais e pelo órgão da planta amostrado.

Em espécies frutíferas, com maiores níveis de variabilidade genética, a exemplo da pereira e da ameixeira, o uso de isoenzimas produz, normalmente, um número elevado de polimorfismos, que podem ser utilizados na caracterização das cultivares.

Em espécies como o pessegueiro e o damasqueiro, que possuem uma estreita base genética, o número de polimorfismos é reduzido, permitindo, em muitos casos, apenas a separação de cultivares em grupos. Caracterização com marcadores moleculares

o uso de marcadores moleculares tem sido integrado ao exame morfofenológico e bioquímico, como um tipo de impressão digital molecular da planta, também denominado de fingerprinting varieta/ ou ONA fingerprinting. Ao contrário dos demais marcadores, as técnicas moleculares permitem identificar polimorfismo diretamente do DNA da planta, de maneira que a quantidade de polimorfismo detectada seja teoricamente ilimitada.

Os primeiros marcadores moleculares utilizados foram os RFLP (Restriction Fragment Length Po/ymorphism), ou polimorfismo no comprimento de fragmentos de restrição, que são baseados na hibridização do DNA com sondas específicas. Têm como vantagens a co-dominância e a alta repetibilidade, mas necessitam do uso intensivo de mão-de-obra e de material radioativo na análise.

Posteriormente, com a descoberta da técnica de PCR - reação de polimerização em cadeia, houve um rápido e importante avanço no uso de novas técnicas para realização

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da análise do DNA, tanto para uso em programas de certificação genética de plantas, quanto para os demais estudos de genética.

Esse tipo de análise, além de não sofrer influências do ambiente ou do órgão analisado, apresenta grande potencial para reconhecer a identidade das mais variadas espécies de plantas, em qualquer momento da sua vida ou ciclo vegetativo, principalmente em espécies de baixa variabilidade genética. Isso resulta em segurança para os produtores na aquisição de material, como garantia de correspondência genética, e até mesmo como forma de prevenir contestações que poderão surgir após a instalação de pomares.

A identificação varietal por fingerprintingdo DNA não é um método substitutivo da tradicional classificação morfofenológica, mas integrativo ao mesmo, no controle da autenticidade genética na produção de mudas.

Atualmente, para se analisar o DNA de plantas, pode-se optar por um conjunto de marcadores moleculares, com variável grau de reprodutibilidade e confiança, permitindo o reconhecimento de uma cultivar, ou um grupo de cultivares, de forma rápida e segura, na maioria dos casos analisados. Os principais marcadores moleculares que podem ser utilizados na Análise de Fingerprinting são os RFLP, Random Amp/ified Po/imorphism DNA (RAPO), microssatélites ou SSR (Simp/e Sequence Repeats), ISSR (lnter-SSR), minissatélites, AFLP (Amp/ified Fragments Lenght Polimorphism), SSCP (Single Strand Conformation Polimorphism), SNP (Single Nuc/eotide Polimorphism), entre outros. Dentre esses diferentes tipos de marcadores, os principais utilizados no processo de certificação são os RAPD, SSR e AFLP, que serão descritos a seguir:

RAPD - Dentre os vários tipos de marcadores moleculares, este é um dos mais utilizados. Baseia-se na reação de PCR, onde seqüências de DNA genômico são amplificados ao acaso, utilizando-se seqüência de oligonucleotídeos inicializadores, também chamados de primers. Para a análise RAPO, os primers possuem 10 pb de bases nucleotídicas, são constituídos de seqüência arbitrária e não requerem informações a respeito da seqüência de DNA, alvo para sua síntese.

A análise com marcadores RAPD tem como principais vantagens o baixo custo, a fácil implementação na rotina do laboratório, gasta menos tempo na obtenção dos resultados e necessita de pequenas quantidades de DNA.

Em espécies da alta variabilidade genética, como macieira, pereira e ameixeira, a quantidade de polimorfismo revelada é alta (Fig. 4). Por sua vez, a técnica tem como fator limitante o caráter dominante, a baixa repetibilidade, quando comparados os dados de laboratórios diferentes, além do baixo polimorfismo revelado em espécies de baixa variabilidade, como em pessegueiro e em marmeleiro (Fig. 5).

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SSR ou microssatélite - Recebem este nome por apresentarem-se na forma de

seqüências de 1 a 4 pares de bases, repetidas lado a lado e em número variável, distribuídas pelo genoma, e que podem ser reproduzidas pela PCR (Fig. 6). São zonas de DNA não-codificante, que podem ser reveladas utilizando-se primers sintetizados especificamente para amplificar o DNA repetitivo.

Esse tipo de marcador, além de ser co-dominante, tem como vantagens a facilidade de implementação na rotina do laboratório, o alto polimorfismo, a facilidade na interpretação dos resultados e a alta reprodutibilidade dos resultados, entre laboratórios diferentes. Assim, constitui-se num dos melhores marcadores para Análise de Fingerprinting para certificação de mudas, principalmente para cultivares de espécies com baixa variabilidade genética, como o pessegueiro.

A potencial idade da técnica tem sido demonstrada na Análise de Fingerprinting em várias espécies frutíferas, como videira, pessegueiro, nectarineira, ameixeira, macieira, entre outras.

A análise de microssatélites tem como fator limitante o custo para a obtenção dos primers e tipo de gel que utilizam (poliacrilamida), que são de custo elevado. Dependendo do objetivo do trabalho, a eletroforese pode ser conduzida em gel de agarose 3%, mas na Análise Fingerprinting, o gel de poliacrilamida tem como grande vantagem o poder de separação de fragmentos amplificados (Fig. 7 e 8).

AFlP - Essa técnica permite a obtenção de grande número de marcadores distribuídos pelo genoma, combinando especificidade, resolução e poder de amostragem, com a velocidade de detecção dos polimorfismos via PCR. Contudo, envolvem maior número de etapas em relação à análise RAPD e SSR, exigem maior quantidade de reagentes, são marcadores dominantes e revelam baixo conteúdo de informação genética por loco.

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Esse tipo de marcador baseia-se na digestão do DNA genômico com enzimas de

restrição, uma de corte raro (EcoR I) e outra de corte freqüente (Mse I ou Pst 1), seguido da ligação de adaptadores específicos em cada extremidade dos fragmentos de restrição.

Posteriormente, pode-se fazer uma amplificação seletiva ou pré amplificação com primers específicos adicionados de uma base oligonucleotídica conhecida. Para finalizar, realiza-se uma amplificação final, utilizando-se primers de seqüência mais longa, constituídos de uma seqüência complementar ao adaptador adicionado de mais três bases oligonucleotídicas conhecidas (Fig. 9).

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As etapas de pré-amplificação e amplificação têm por finalidade reduzir o número

de fragmentos amplificados, em função da distribuição dos sítios de restrição e da amplificação diferencial de fragmentos. Assim, é possível selecionar apenas um subconjunto de fragmentos a serem amplificados, à medida que se aumenta o número de bases na constituição dos primers. Da mesma forma que os RAPDs, os marcadores AFLPs são dominantes. Têm grande aplicabilidade na Análise de Fingerprinting, principalmente naquelas espécies que apresentam grande variabilidade genética, como é o caso da ameixeira (Fig. 10), na qual o uso de poucas combinações de primers permite obter um grande número de poli-morfismos por análise, sendo de grande utilidade para a caracterização genética de plantas.

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A aplicação de marcadores moleculares, na Análise de Fingerprinting, já está

bastante documentada para as mais variadas espécies de plantas frutíferas. Entretanto, é valido considerar que, na certificação genética, além dos controles realizados sobre o fenótipo e sobre os frutos, para cada cultivar deve-se ter o conhecimento sobre a variabilidade genética, a fim de tomar a decisão correta no uso de diferentes técnicas de análise. Em ameixeira e porta-enxertos de Prunus spp., devido à alta variabilidade genética, tanto os RAPDs como os microssatélites e AFLPs podem ser utilizados na Análise de Fingerprinting. Em cultivares de pessegueiro, os microssatélites são a melhor opção para a caracterização genética, principalmente pelo polimorfismo e repetibilidade da técnica.

Exceto para cultivares originadas de mutação, atualmente, para licenciar uma nova cultivar, normalmente é anexado o perfil eletroforético da novidade e dos seus respectivos genitores, para comprovar a descendência e evitar contestações futuras. Por meio da análise molecular, os diversos segmentos do setor frutícola poderão desfrutar das vantagens derivadas da aplicação prática dessas novas tecnologias.

Eventuais erros ou controvérsias, que surgem nas diversas fases ou passagens envolvidas na propagação de plantas frutíferas, podem ser rapidamente resolvidas, permitindo verificar, com segurança e rapidez, casos em que, por meio da análise morfofenológica e pomológica, levariam anos para a completa avaliação.

Ainda com relação à certificação genética, deve-se considerar que a análise do DNA, sozinha, não permite explorar por completo as características da planta, mas sim uma pequena porção do genoma, pois conforme a literatura, o perfíl de DNA produzido

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por um único primer RAPD permite analisar apenas 0,001 % do genoma da macieira. Por sua vez, como a caracterização por meio do fenótipo nem sempre representa

toda a expressão do genótipo, mesmo com toda sua capacidade recombinatória, nem sempre o genótipo se expressa no fenótipo e nem sempre é possível identificar uma planta por meio da análise do DNA. É o caso das cultivares policlonais, que podem derivar de mutações genéticas puntiformes ou quiméricas, devido a uma variação restrita a uma porção muito pequena do DNA. Portanto, para a certificação genética de plantas frutíferas, deve-se sempre optar pelo uso integrado dos diferentes tipos de marcadores, a fim de traçar o perfilo mais fiel possível do genótipo em análise. Certificação sanitária

A certificação sanitária de plantas frutíferas tem, por objetivo, garantir a obtenção e a utilização de material propagativo sadio, desde sua origem.

Em fruticultura, o uso de plantas certificadas tem desempenhado um papel estratégico na evolução do setor, em nível mundial, orientando e controlando a produção de plantas e na difusão de material sadio. Os controles realizados sobre o material vegetal, inseridos em programas de certificação sanitária, dizem respeito a todas as pragas e doenças que comprometem a produção, entre elas: fungos, bactérias, nematóides, fitoplasmas, vírus e assemelhados. Entretanto, a principal atenção é por parte das viroses que, muitas vezes latentes, são de difícil identificação, causando danos significativos às culturas.

No passado, a escolha de material propagativo era feita, sempre, de maneira empírica por viveiristas e fruticultores, com materiais de pomares comerciais e baseado, principalmente, no aspecto visual. No Brasil, exceto o setor citrícola, a grande maioria dos viveiristas ainda adota esse método para obter material propagativo, sem levar em consideração os aspectos sanitários relacionados, principalmente, às doenças que se difundem por meio das partes vegetativas.

É o caso de doenças causadas por vírus e assemelhados, muitas vezes latentes nas plantas hospedeiras, sendo disseminadas sem serem percebidos nem mesmo pelos viveiristas e fruticultores mais experientes. Nesse contexto, o setor viveirístico, quando participante de um programa de certificação, desempenha papel importante, pois pode atuar como principal agente de prevenção e controle contra emergências fitossanitárias.

Considerando-se que o problema fitossanitário - que mais afeta as principais espécies frutíferas - refere-se a uma variada gama de vírus, em programas de certificação, normalmente, as plantas são obtidas e comercializadas, e enquadradas em duas categorias: plantas testadas para as principais viroses da espécie ou Vírus tested (VT) e plantas completamente livres de vírus de que se tem conhecimento para aquela espécie, ou Vírus free (VF).

Importância do controle de viroses - A infecção viral altera o funcionamento metabólico normal da planta, causando permanente estresse, podendo conduzir à progressiva degeneração e morte da mesma.

Uma planta com vírus, o qual não mostra sintomas de infecção (viroses latentes), constitui-se uma fonte de infecção para cultivares suscetíveis, que podem ser contaminadas por intermédio de vetores, com graves conseqüências para a produção, bem como serem fontes de disseminação de material contaminado, na obtenção de novas mudas.

Alguns agentes patogênicos podem alterar as características fenotípicas das plantas, como é o caso do viróide causador do mosaico latente do pessegueiro (PLMVd), que modifica a expressão dos genes do comportamento vegetativo, forma e época de maturação dos frutos. Outro exemplo é a presença do vírus-da-mancha-

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c1orótica (ACLSV), que provoca a formação de caneluras no ponto de enxertia, induzindo à desafinidade entre copa e porta-enxerto e alterando o vigor vegetativo em macieira (Fig. 11 A).

Entre as graves viroses de caráter epidêmico que podem comprometer completamente a produção, em frutíferas de clima temperado, está o PPV (Plum pox virus) (Fig. 11 B) transmitido entre prunoídeas por meio de afídeos; fitoplasmas que causam as doenças conhecidas como Pear decline em pereira (Fig. 11 C) e Apple proliferation (AP) em macieira, ambas transmitidas pelo inseto vetor, conhecido como Cacopsy/la pyri ou ainda por material infectado .

Embora as espécies frutíferas possam ser afetadas por uma ampla gama de viroses

e assemelhados (viróides, micoplasmas) (Tabela 1), muitas viroses são raramente transmitidas para plantas frutíferas. Entretanto, outras como PRNV e PDV, podem ter a transmissão facilitada por pólen e semente em pessegueiro, damasqueiro e ameixeira.

A transmissão de agentes patogênicos como bactérias, nematóides, vírus ou assemelhados pode ocorrer por intermédio de vetores animais, por pólen, por solo contaminado, etc. Entretanto, os maiores índices de transmissão são causados pelo homem, mediante:

Uso de instrumentos de trabalho contaminados (tesouras de podas e canivetes de enxertia).

Propagação de estacas e porta-enxertos com infecções crônicas, especialmente latentes.

Enxertos com estacas ou gemas doentes. • Transporte de plantas de uma área para outra. Uma forma de controlar essa disseminação é por meio de medidas preventivas

como: Eliminação de plantas espontâneas, hospedeiras naturais de vírus em áreas

contíguas. Limpeza e esterilização dos equipamentos de trabalho. Quarentena para materiais importados de áreas onde estão

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presentes doenças perigosas. Controle de vetares naturais. • Uso de material sadio.

Métodos empregados na seleção varietal e controle fitossanitário - Normalmente, um programa de certificação sanitária tem início levando se em consideração a importância agronômica do material vegetal. Em função disso, as cultivares de maior interesse são selecionadas para fazerem parte de uma lista varietal.

Para ser introduzido num programa de certificação sanitária, o material vegetal passa por diversas etapas, como escolha do germoplasma, controle sanitário das plantas-matrizes, conservação e multiplicação do material pré-básico e testes periódicos para verificar a sanidade das plantas matrizes (Fig. 12), além da avaliação das características morfofenológicas e a estabilidade genética, conforme comentado no item sobre certificação genética.

Escolha do germoplasma - É uma etapa importante e consiste na seleção de variedades e cultivares para a constituição de plantas pré-básicas. É necessário verificar o estado sanitário das plantas por meio de inspeções, selecionando as melhores sob o ponto de vista produtivo e que não apresentem sintomas de infecção, principalmente infecções

por viroses. Quando as plantas que fazem parte da lista varietal estão em pleno campo, são

retiradas gemas delas, para serem enxertadas sobre porta-enxertos livres de vírus (VF). Após a enxertia, as plantas são mantidas em vasos e conservadas em casa de vegetação à prova de insetos (screenhouse) (Fig. 13). Avaliação do estado sanitário das plantas - Para a avaliação do estado sanitário das plantas, é necessário dispor de equipamentos como estufas c1imatizadas para executar testes biológicos sobre indicadores herbáceos ou lenhosos, equipamentos de laboratório para realização de testes sorológicos e moleculares, casas de vegetação à prova de insetos, para manutenção das plantas a serem testadas.

Das plantas selecionadas para constituir o material básico ou de elite, são coletadas amostras de tecidos, normalmente folhas, por uma pessoa devidamente treinada, a partir das quais são executados todos os testes necessários e disponíveis, para se verificar a ausência de bactérias, vírus e assemelhados de maior incidência nas espécies em questão.

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Para a verificação de infecções virais latentes, é oportuno fazer uma seleção inicial

do material por meio de testes rápidos (soro lógicos) que excluam, já no início da atividade, o material infectado.

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Após essa verificação inicial, se o teste for negativo, a cultivar (copa ou porta-enxerto) pode ser multiplicada em viveiro, para posterior indexagem, usando-se indicadores biológicos. Caso existam suspeitas de infecção, é conveniente o cultivo temporário das plantas em estruturas quarentenárias à prova de insetos, até a obtenção dos resultados da indexagem. Se o resultado da indexagem também for negativo, a planta poderá ser utilizada como planta-matriz, para constituir material de elite ou básico.

Por sua vez, se o teste sorológico for positivo, o destino da cultivar dependerá do tipo de agente infeccioso e da importância agronômica da mesma. Caso se trate de doenças para as quais a erradicação é obrigatória, como é o caso do PPV, o genótipo deve ser eliminado ou submetido ao processo de limpeza c1onal, antes de ser utilizado como planta-matriz.

Geralmente, para frutíferas de clima temperado, a planta-matriz é mantida sob observação, pelo menos por dois ciclos vegetativos, durante os quais são executados todos os diagnósticos necessários.

Conservação e propagação do material selecionado - As plantas consideradas básicas ou de elite são mantidas sob condições controladas, para impedir infecções por agentes patogênicos. Uma boa conservação é garantida, mantendo-se as plantas em vasos isolados do solo, e protegidas em casa de vegetação com telas à prova de insetos, impedindo as várias formas de transmissão de viroses ou similares a vírus, por meio de vetores.

Para cultivares em fase de seleção, essas são sempre enxertadas sobre porta-enxertos certificados; são mantidas em estruturas protegidas de insetos e nematóides e suficientemente longe de culturas afins, que possam estar infectadas. Normalmente, são mantidas, pelo menos, duas plantas sadias para cada seleção, durante todo o período de seleção.

No caso dos porta-enxertos, além do controle sanitário das estacas, aqueles multiplicados por semente devem ser de origem conhecida e garantida, ou seja, originados de campos de plantas-matrizes específicos para produção de porta-enxertos. A possibilidade de ter porta-enxertos infectados é maior, quando a multiplicação é feita por estacas do que por sementes.

As viroses de maior incidência, verificadas nos pomares do Rio Grande do Sul, são aquelas causadas por PDV e PNRSV, que podem ser transmitidas, principalmente, por meio da enxertia, mas pode ocorrer transmissão por pólen e por meio das sementes. A transmissão de viroses por pólen e por sementes pode variar entre espécies, sendo alta em damasqueiro. Testes diagnósticos

A diagnose é de fundamental importância para a prevenção e controle dos diversos agentes causadores de doenças. O uso de material sadio, a eliminação precoce do material infectado e a esterilização dos equipamentos de trabalho (com hipoclorito de sódio) são medidas que podem conter, de maneira significativa, a difusão de patógenos.

Para diagnose fitopatológica, existem inúmeros métodos, que permitem verificar a presença de bactérias, fungos, vírus e assemelhados em vegetais. Para plantas frutíferas, em geral, podem ser adotados os seguintes métodos: a indexagem com plantas indicadoras, testes sorológicos e moleculares.

Indexagem - Consiste no uso de plantas indicadoras (herbáceas ou lenhosas), colocando-se em contato suco celular ou partes de tecidos da planta que se quer testar, para a presença de uma determinada virose.

Os testes sobre plantas indicadoras são complementados com testes sorológicos e moleculares, que permitem, em alguns casos, obter-se resposta mais rápida e específica.

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Indicador lenhoso - O uso da enxertia de borbulhas ou estacas sobre plantas indicadoras, em campo ou em casa de vegetação, é o método clássico e mais completo para se verificar o estado sanitário das plantas frutíferas, principalmente de macieira, pereira, pessegueiro, ameixeira, entre outras. Esse método permite revelar agentes patogênicos, não ainda identificados, e para os quais não são aplicados outros métodos diagnósticos.

Normalmente, são enxertadas 2 gemas da planta a ser testada e, logo acima, 1 a 2 gemas da planta indicadora, ou somente 1 a 2 gemas da planta a testar, quando o porta-enxerto é o indicador (Fig. 14).

As avaliações sistemáticas sobre plantas indicadoras para patógenos, que induzem sintomas sobre órgãos vegetativos, normal mente, são feitas por 2 a 3 anos con-secutivos, enquanto os sintomas sobre frutos devem ser avaliados por 2 anos.

No passado, os testes sobre indicadores lenhosos eram feitos quase que exclusivamente a campo. Atualmente, buscando-se reduzir custos, os testes têm sido feitos sobre plantas lenhosas conduzidas em estufas termoclimatizadas. Além de ser de mais fácil execução, na fase de enxertia e de inoculação, permitem operar em condições de temperatura ótima para cada tipo de vírus ou similar, obtendo-se, assim, resultados em períodos de tempo mais curtos. Indicador herbáceo - Utilizado para detectar a presença de viroses transmitidas mecanicamente, como ilaviroses e nepovivores em pomáceas, ApMV, PDV e PNRSV (ilaviroses), SLRSV (nepoviroses) e ACLSV (trichoviroses) em drupáceas. Contudo, o teste não é válido para todas as viroses desses grupos ou todas as cepas de um único vírus. Os indicadores herbáceos mais utilizados são o Chenopodium quinoa e Cucumis sativus. Em drupáceas, as espécies Nicotiana occidentalis e N. cavico/a têm demonstrado boa sensibilidade na detecção de vírus de forma alongada.

O extrato de suco celular da planta a ser testada é preparado e inoculado sobre a planta indicadora herbácea. Essa técnica permite obter respostas mais rápidas (2 a 3 semanas). É uma metodologia de baixo custo e de fácil execução, podendo ser usada para pomáceas e drupáceas.

Entretanto, a transmissão para indicadores herbáceos é condicionada por vários fatores e tende a ser aplicada com menor freqüência. Essa técnica pode ser utilizada na execução de testes preliminares ou na diagnose de alguns vírus específicos.

Testes sorológicos - Baseado no uso de anticorpos de vírus, bactéria ou origem animal, capazes de ligarem-se especificamente com antígenos (vírus ou fitoplasma presente na planta). O teste sorológico de maior difusão é o de ELlSA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay), que se baseia na reação colorimétrica induzida por enzimas conjugadas com anticorpos.

Existem algumas outras técnicas variantes do Teste de ELlSA, como os sistemas DAS-E LISA (Doub/e Antibody Sandwich) e T AS-ELISA (Trip/e Antibody Sandwich), DIBA (Dot Immunobinding Assay), IF (Tissue B/ot e Imunofluorescência). Cada uma dessas variações foi adaptada para atender situações específicas de diagnose (Fig. 15).

No Teste de ELlSA, os antígenos são, primeiramente, capturados por anticorpos

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vírus-específicos e conjugados com a enzima. A exposição a um substrato específico induz uma reação colorimétrica, na qual está presente um complexo antígeno-anticorpo-enzima. A completa realização do teste dura de 1 a 2 dias.

Por sua rapidez, esse teste permite analisar um grande número de amostras, sendo útil para uma seleção preliminar, reduzindo, assim, o número de plantas para testar com indicadores lenhosos. Em pomáceas, é muito usado para diagnosticar ACLSV, ASGV, ApMV e AP. Em prunóideas, pode ser utilizado .para 13 viroses diferentes.

A técnica é de grande utilidade para controle massal, pela rapidez do teste e a disponibilidade de anticorpos para as principais viroses. Entretanto, mesmo dando resultado negativo, o teste de ELlSA não substitui o teste biológico. Além disso, apresenta algumas limitações por sofrer influência de diversos fatores relacionados à:

Coleta de amostras - Estas sofrem o efeito das condições ambientais (temperatura), podendo alterar os resultados. Em prunóideas, as condições ótimas de coleta são as primeiras semanas após a retomada do crescimento vegetativo. A grande maioria dos vírus é mais facilmente identificada nos tecidos foliares. Entretanto, devem ser evitadas folhas velhas, normalmente mais ricas em taninos e substâncias oxidantes.

Variabilidade dos patógenos - Muitos vírus apresentam grande gama de cepas,

com grande diferença sorológica. Assim, na seleção massal, é grande o risco de ocorrerem "falsos negativos" devido à variabilidade do vírus, que pode ser minimizado com técnicas adequadas.

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Um exemplo é a diagnose de PPV e PNRSV em prunóideas, na qual o uso somente de anticorpo monoclonal aumenta o risco de "falso negativo", pelo excesso de especificidade de um simples anticorpo. Para reduzir o risco, pode-se recorrer às técnicas variantes do Teste de ELlSA, que utilizam misturas de anticorpos de amplo espectro .

Validação e harmonização das técnicas de diagnose - Devido às numerosas variáveis que podem influenciar o teste sorológico, cada laboratório escolhe os reagentes e métodos que considera mais oportunos para execução de Teste de ELlSA. Um dos grandes entraves deve-se ao escasso poder imunogênico ou à falta de uma metodologia eficiente, para purificação de anticorpos para determinados vírus.

Em algumas espécies de frutíferas, muitas vezes a diagnose em tecidos infectados é ineficaz, possivelmente pela presença de inibidores ou devido à baixa concentração do vírus nos tecidos infectados. Por isso, atualmente, a diagnose de alguns vírus está sendo efetuada por técnicas de eletroforese ou de biologia molecular, por meio da detecção do ácido nucléico viral.

Diagnose por meio de microscópio ótico a fluorescência com coloração (DAPI) - É muito útil para a diagnose de infecções por fitoplasma em pomáceas. Consiste no uso de uma delgada sessão de tecido longitudinal da planta (ramos de 1 a 2 anos), na qual são aplicadas algumas gotas de corante DAPI (4', 6-diamidino-2 phenyl indole), que age sobre os ácidos nucléicos presentes nos tubos crivosos do floema, que são visualizados em microscópio ótico a fluorescência.

Para a diagnose de fitoplasmas, a técnica DAPI tem fornecido ótimos resultados e, eventualmente, são complementados utilizando-se análise PCR, para identificação do agente patogênico.

Diagnose por análise molecular - Tem como vantagem a rápida execução em laboratório. Pode-se utilizar a análise eletroforética de RNA dupla-fita ou bicatenário (dsRNA), após a hibridação molecular ou a amplificação gênica (por meio da PCR). Já o teste soro lógico, é baseado na avaliação da proteína capsídica. Nesse caso, os genes que codificam a proteína capsídica correspondem a apenas 10% do genoma viral e, por esse motivo, a análise dos ácidos nudéicos permite identificar porções mais significativas do genoma viral. Entretanto, a aplicação de diagnose molecular tem como limitante a obtenção de ácidos nudéicos virais livres de contaminantes, que inibem a reação enzimática e reduzem a possibilidade de hibridização ou replicação, via PCR, dos ácidos nudéicos.

O desenvolvimento de testes baseados na análise dos ácidos nudéicos é de grande interesse para a certificação sanitária, principalmente para testar plantas em quarentena. Nos últimos anos, tem sido cada vez maior o número de vírus de plantas lenhosas isolados, purificados e caracterizados molecularmente, fato que tem facilitado o uso de técnicas moleculares nas análises de controle sanitário. Limpeza clonal de plantas frutíferas

Ao contrário dos fungos e bactérias que possuem metabolismo próprio, sendo por isso controlados com princípios ativos específicos, os vírus se replicam às custas da biossíntese celular da planta. Sendo assim, o uso de agentes capazes de interferir na replicação do vírus poderia provocar alterações na funcionalidade da célula vegetal.

A limpeza clonal é usada com o objetivo de eliminar agentes patogênicos de cultivares, interessantes sob o ponto de vista agronômico. Entretanto, para manter o patrimônio genético da cultivar, é necessário recorrer a técnicas que permitam selecionar, a partir da planta infectada, uma porção de tecido não-infectado por

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patógenos sistêmicos. Entre as técnicas envolvidas na limpeza clonal, estão a termoterapia, a microenxertia e o cultivo de ápices meristemáticos, que normalmente são utilizados em conjunto para se obter plantas sadias.

A termoterapia é a técnica mais antiga, utilizada na limpeza clonal de plantas e consiste em expor a planta a temperaturas ao redor dos 38°C, por tempo variável, dependendo do tipo de vírus e da espécie vegetal. Entre 32°C - 38°C, a replicação viral é reduzida drasticamente e a produção de partículas virais tende a diminuir. Ou, então, a RNA polimerase, responsável pela produção de cópias do vírus, pode ser completamente inibida à temperatura de 38°C, enquanto a atividade das enzimas necessárias ao crescimento e multiplicação celular da planta é somente diminuída. Nessas condições, a planta mantém o crescimento vegetativo, embora de modo bastante reduzido, permitindo que o ápice meristemático se desenvolva livre de partículas virais. Assim, pode ser retirado da planta- matriz e reproduzido, diretamente, pelo cultivo dos ápices meristemáticos, ou por meio da microenxertia in vitro sobre porta-enxertos livres de viroses. Após a aplicação dessas técnicas, a planta regenerada é submetida a todos os testes diagnósticos necessários. Se comprovada a ausência de agentes patogênicos, essa planta estará pronta para ser utilizada em banco de germoplasma, como planta-matriz certificada. Métodos empregados na seleção varietal e no controle fitossanitário

A aplicação dessas técnicas de caracterização genética, limpeza clonal e diagnose do estado sanitário de plantas constitui-se em elementos básicos para um programa de produção de mudas de qualidade e, normalmente, são utilizadas por laboratórios públicos e privados para dar sustentação aos viveiristas envolvidos na produção de mudas certificadas.

Contudo, para implementação, deve ser adotada uma série de procedimentos confiáveis e reproduzíveis, que em conjunto, permitam a obtenção de plantas devidamente caracterizadas quanto aos aspectos genéticos e morfofenológicos e sanitariamente sadias.

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Produção de Mudas Certificadas

Introdução Para competir no atual mercado de frutas, é necessário produzir com

qualidade e com preço competitivo, obtido com o aumento da produtividade dos pomares. Entre os fatores que afetam, negativamente, a qualidade das frutas e, principalmente, a produtividade dos pomares, destaca-se a infecção das plantas por vírus e assemelhados. Assim, a sustentabilidade do setor produtivo de frutas passa, obrigatoriamente, pela adoção de programas para produzirem mudas de qualidade (FACHINELLO, 1998; FACHINELLO, 2000).

As principais regiões produtoras de frutas, no mundo, adotaram como estratégia principal, o uso de programas de certificação de mudas, associados a barreiras fitossanitárias que impedem a entrada, trânsito e comercialização de material infectado ou não-certificado.

As principais vantagens da certificação de mudas são: melhorar a qualidade dos viveiros, trazer garantias ao produtor e consumidor e simplificar a vida dos viveiristas, já que a responsabilidade maior é da entidade certificadora.

O processo de certificação de plantas teve início nos anos 40 do século 20, nos Estados Unidos, quando fitopatologistas formularam os princípios da certificação de plantas-matrizes. Em 1955, foi implantado o projeto oficial de mudas certificadas nos Estados Unidos e no Canadá.

Na Europa, o trabalho foi iniciado com a estação experimental East Malling, na Inglaterra, e hoje, esse sistema vigora em toda a União Européia, possibilitando que as mudas transitem de um país para outro, sem barreiras fitossanitárias.

A produção de mudas certificadas passou a ser um excelente negócio em países como França, Itália, e Holanda, tradicionais produtores de frutas e exportadores de mudas para outros países, inclusive para o Brasil.

A legislação brasileira não trata de certificação de mudas em â nacional nem do sistema de mudas fiscalizadas, conforme a Lei 6.5(19 de dezembro de 1997. No Brasil, os programas de certificação estaduais, como é o caso da certificação de mudas de citros, inicial 1998, no Estado de São Paulo e no Rio Grande do Sul, conforme a Pc 302/98 da Secretaria da Agricultura do Rio Grande do Sul, que estas normas para a produção de mudas fiscalizadas e mudas certificada

As diferenças entre os sistemas de mudas fiscalizadas e certificadas estão resumidas na Tabela 1.

o Rio Grande do Sul sempre foi um grande produtor de mudas de plantas

frutíferas. Nas décadas de 70 e de 80 do século 20, exportava para outros estados mudas de plantas cítricas, frutíferas de caroço, videira, entre outras.

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Hoje, esse quadro mudou e o estado passou a importar volumes importantes de mudas de outros estados e, principalmente, do exterior, com riscos de introduzir doenças e pragas ainda não existentes nos pomares brasileiros.

As importações mais freqüentes têm sido feitas do Chile e da Argentina, de onde são trazidas mudas de morangueiro, quivizeiro e macieira; do Uruguai, plantas cítricas de mesa; da Holanda, chegam os porta-enxertos e as cultivares copa de macieira e, recentemente, da Itália, França e África do Sul, mudas de videira, em grande quantidade. Do Estado de São Paulo, são enviadas mudas ou material propagativo de plantas cítricas. O Rio Grande do Sul possui tecnologias e a tradição para produzir mudas de alta qualidade, mas não o faz porque o sistema não é suficientemente organizado para controlar todas as etapas do processo de produção, limitando-se ao estabelecimento de leis, sem a fiscalização eficiente da cadeia como um todo e a manutenção de campos de matrizes com controle genético e sanitário.

Em contrapartida, os viveiristas ainda não assimilaram a importância do uso de material genético sadio e controlado, para obtenção de mudas de qualidade, nas diversas espécies frutíferas. Por sua vez, os produtores compram as mudas pelo preço e não pela qualidade. Assim, cria-se um ciclo vicioso.

Nesse processo, muitos produtores, para garantir a qualidade das mudas e reduzir o custo de produção dos novos pomares, buscam mudas de outras regiões ou importam de outros países. Até o momento, todas as tentativas não tiveram êxito, pois não foi realizado um trabalho cooperativo e continuado no segmento de mudas certificadas.

A moderna fruticultura é baseada em pomares produtivos, e o sucesso do empreendimento depende da utilização de mudas com garantias genéticas e sanitárias. Isso só é possível com o uso de material propagativo livre de pragas e de doenças severas que podem limitar o crescimento, o desenvolvimento e a qualidade dos frutos (FACHINELLO, 2000).

Para criação de um sistema de mudas certificadas, é necessário um esforço conjunto do setor público e privado, que ofereça, à sociedade, muda de alta qualidade, sem a necessidade de se recorrer à importação e a todos os riscos dela derivados.

A decisão e a implementação de um Programa de Certificação de Mudas não dependem somente de leis e de decretos. Dependem, acima de tudo, de vontade política e dos esforços do setor público e privado para colocar em prática algo que já deveria ser uma realidade, pela importância da fruticultura brasileira.

Um programa moderno de certificação de mudas deve permitir que os órgãos públicos e privados tenham condições de trabalhar em parcerias, dispondo de instrumentos capazes de garantir a qualidade do material propagativo, bem como estabelecer critérios de autocontrole em todas as etapas do processo de produção de mudas certificadas. Etapas da produção de mudas certificadas

As mudas certificadas são aquelas produzidas de acordo com a legislação específica, sob controle de uma entidade certificadora, e que obedecem a padrões rígidos de qualidade em todas as fases de produção.

A justificativa para a produção de mudas certificadas é que a propagação vegetativa de plantas faz com que as doenças causadas por vírus e outros patógenos, se disseminem, facilmente, por meio das mudas, quando as plantas-matrizes não são controladas, causando diminuição significativa da produção nos pomares. A maioria dessas doenças não é visível a olho nu, e só aparece quando o pomar inicia a produção de frutos.

A produção de mudas certificadas é baseada em normas e padrões específicos que

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orientam sobre a escolha do local do viveiro, uso de quebra-ventos, localização e manutenção de plantas em estufas, desinfestação do material, identificação, indexagem periódica, pedido de registro, inspeção, certificados de garantia, entre outros.

Na Fig. 1, está resumida a proposta que poderia ser implementada na produção de mudas certificadas.

No caso específico de plantas cítricas, a presença de vetares de doenças viróticas obriga que as plantas-matrizes - e todo o sistema de produção de mudas - estejam sob telados à prova de afídeos. O sistema deve prever as seguintes ações:

Criação de um banco de plantas-matrizes básicas - É necessário que entidades

de pesquisa mantenham bancos de plantas-matrizes básicas em telados à prova de afídeos e isolados do solo, identificadas geneticamente e devidamente indexadas, para as principais doenças de origem viral ou assemelhadas, disponibilizando-as para multiplicação.

Controle fitossanitário - Na primeira fase, as plantas-matrizes básicas são submetidas a uma bateria de testes diagnósticos, com uso de plantas indicadoras ou testes laboratoriais, para verificar se existem ou não, doenças de natureza virótica, fitoplasmas ou bactérias. Se positivo, as plantas podem ser submetidas à termoterapia, seguida do cultivo in vitro e, novamente, submetidas aos controles fitossanitários e genéticos.

Macro e micropropagação - Depois de assegurada sua sanidade e identidade genética, as plantas-matrizes básicas são multiplicadas por meio de métodos convencionais e in vitro, e passam a ser utilizadas na constituição dos campos de plantas-matrizes mantidos por órgãos oficiais ou credenciados.

Controle genético/varietal- Nessa fase, é fundamental que se tenha um controle genético varietal, por meio da verificação da autenticidade das cultivares sanitariamente controladas, evitando-se variações genéticas degenerativas. Para isso, deve ser feita uma verificação feno-pomológica para cada planta individualmente, por genótipo presente nos campos de plantas-matrizes, verificando-se o método de obtenção (cruzamento, seleção clonal, transformação gênica ou outras) para se ter conhecimento da genealogia, para eventual processo de patenteamento e pagamento de

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raya/ties. Planta-matriz registrada - A partir da multiplicação das plantas-' matrizes, os

viveiristas constituem seus campos de matrizes registradas, para obtenção do material propagativo utilizado na produção de mudas certificadas, sob a supervisão da entidade certificadora.

Essas plantas-matrizes também devem passar por indexagem periódica. O viveiro também é examinado, para se verificar a correspondência entre a cultivar presente nos campos de matrizes registrados e se o número de mudas produzidas corresponde ao quantitativo de material existente nos matrizeiros.

laboratórios de apoio - A produção de mudas certificadas exige que se tenham laboratórios credenciados e aparelhados, para se fazer os testes diagnósticos previstos, bem como as análises genéticas do material propagativo.

A Portaria 302/98, do Estado do Rio Grande do Sul, 1998 estabelece as seguintes classes de plantas e mudas na produção de mudas certificadas:

Planta básica (PB) - Aquela cujas características genéticas e de sanidade sejam mantidas sob responsabilidade da entidade produtora ou depositária, sob a supervisão da entidade certificadora e fiscalizadora (ECF).

Planta-matriz registrada (PMR) - A proveniente da planta básica (PB), que apresenta as características desta, e que atenda aos requisitos estabelecidos pela entidade certificadora e fiscalizadora (ECF).

Planta propagada de matriz registrada (PPMR) - A obtida pelo desmembramento de PMR, ou por meio de enxertia, utilizando-se material proveniente de PMR e que apresente as características desta e atenda aos requisitos estabelecidos pela ECF. Essas plantas constituem lotes registrados de borbulheiras, lotes registrados de sementeiras, lotes registrados de porta enxertos ou lotes registrados de estolões, conforme o caso.

Muda micropropagada de planta-matriz registrada (MMPMR) - A obtida da micropropagação in vitro de PMR.

Muda certificada (Me) - É aquela muda originária de PMR ou PPMR (enxerto, porta-enxerto e filtro) e formada sob controle da ECF.

Muda fora do padrão morfológico (MFPM) - A que atenda todos os requisitos de MC, exceto a que está acima ou abaixo do padrão morfológico estabelecido para essa classe de muda, e que poderá ser aproveitada comercialmente.

No Rio Grande do Sul, a entidade certificadora e fiscalizadora (ECF) é a Secretaria da Agricultura e Abastecimento - SAA -, conforme a Lei n°10.612 de 28/12/95, regulamentada pelo Decreto n° 36.723, de 12 de junho de 1996. Material propagativo de qualidade Cultivares-copa

É necessária a manutenção de programas cooperativos de melhoramento genético com a introdução e a obtenção de novas cultivares, que produzam frutos de qualidade (tamanho, cor, sabor, resistência a doenças e ao armazenamento, forma, etc.), buscando-se avaliar esses materiais para serem recomendados às condições brasileiras. Porta-enxertos

É fundamental que, a curto prazo, se disponham de novas alternativas de porta-enxertos em substituição aos tradicionais, de preferência de origem clonal e que possam ser avaliados por uma rede de ensaios nas diversas regiões de produção.

As ações de pesquisa devem prever: Desenvolvimento de protocolos para multiplicação in vitro de porta-enxertos de

origem dona!. Testes diagnósticos para verificar a sanidade do material propagativo

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disponível. Identificação genética, com uso de marcadores moleculares e descritores

morfológicos. Macro e micropropagação daqueles porta-enxertos considerados promissores. Estudos comparativos, por meio de rede de pesquisa desses novos porta-

enxertos em relação ao vigor, compatibilidade, produtividade, adaptação, resistência a pragas e doenças, facilidade de multiplicação e qualidade dos frutos.

Exemplos de programas de certificação de mudas frutíferas Mudas cítricas certificadas

Em função da existência de doenças transmitidas por insetos, como é o caso da dorose-variegada-dos-citros (CVC), da tristeza e do cancro-cítrico transmitido pelo vento, o sistema de produção de mudas certificadas é feito em telados com malha de 1 mm2 e com controles rígidos do trânsito de pessoas no local de trabalho. As estufas e telados devem ter pedilúvio para desinfestação de calçados, instalado na entrada da antecâmara (Fig. 2).

Plantas-matrizes são mantidas nessas estruturas, acondicionadas em potes apropriados, para fornecerem borbulhas para a enxertia, enquanto os porta-enxertos são obtidos de sementes certificadas. Já a germinação é feita em substrato esterilizado e sob telados isolados do chão, em bancadas apropriadas, até o momento da comercialização das mudas enxertadas. Para isso, são necessários completa organização e controle rígido na circulação de pessoas nos telados, para evitar a transmissão ou a contaminação das mudas por pragas e doenças (Fig. 3).

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Mudas frutíferas de caroço As plantas básicas são mantidas em telados à prova de afídeos, para fornecerem o

material básico para a enxertia. Nos viveiros, não é necessário o uso de telados para obtenção de mudas e

manutenção de plantas-matrizes. Contudo, essas plantas devem ser acompanhadas e receber indexagem periódica (FACHINELLO et aI., 1995) (Fig. 4).

o porta-enxerto é obtido a partir de sementes, na indústria conserve ira, no caso de

mudas fiscalizadas. Para mudas certificadas, os porta-enxertos devem ser oriundos de pomares

específicos com as cultivares Okinawa, Nemaguard e Nemared, entre outras, que possuem resistência a fitonematóides do gênero Me/oidogyne, mesmo quando propagadas por sementes.

No entanto, a propagação clonal desses e de outros porta-enxertos é a forma preferida em outras regiões do mundo, pois oferecem amplas possibilidades de uso para fruteiras de caroço. Nas condições brasileiras, estudos para multiplicação e utilização desses porta-enxertos necessitam ser realizados.

As cultivares-copa, apesar de adaptadas às nossas condições, não sofrem nenhum tipo de controle genético e sanitário.

Geralmente, os viveiristas não possuem campos de matrizes e, se possuem, não

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fazem a indexagem periódica das mesmas. Nas frutíferas de caroço, são conhecidas doenças de natureza virótica ou vírus

assemelhados, que podem limitar o crescimento e o desenvolvimento das plantas, em especial PNRSV (vírus-da-mancha-anelarnecrótica de Prunus) e PDV (vírus-do-nanismo-da-ameixeira) no pessegueiro e na ameixeira. A doença chamada de sharka-das-frutas-decaroço, provocada pelo vírus PPV (P/um pox virus), muito comum na Europa, ainda não foi encontrada nas condições brasileiras.

No caso da ameixeira, deve ser dada uma atenção especial à doença chamada de escaldadura (Xylella fastidiosa) que compromete a produção e leva a planta à morte. Foi verificado que a indexagem deve ser repetida com freqüência, no material amostrado, pois o tempo de incubação pode demorar longos períodos, e a distribuição da doença na planta não' é uniforme. Por isso, essa espécie, obrigatoriamente, deve sofrer um controle efetivo ao longo do ciclo vegetativo, pois existem suspeitas de que a grande maioria das plantas cultivadas esteja contaminada por essa doença. Caso contrário, ter-se-á uma produção itinerante de ameixas.

No viveiro, os cuidados devem ser tomados em relação à escolha do local, evitando-se solos encharcados, mal drenados, pesados, infestados com pérola da terra (Eurhizococcus brasiliensis), nematóides (Mesocriconema xenoplax, Meloidogyne incognita e Meloidogyne javanica), bem como áreas sujeitas a ventos ou que tenham sido cultivadas com rosáceas nos últimos 3 anos.

O viveiro, a estufa e o telado devem ter pedilúvio para desinfestação de calçados, instalado na entrada (Fig. 2).

Os produtores devem proceder à desinfestação do material e dos equipamentos utilizados no viveiro, com formol a 2,5%, bem como à desinfestação de pisos, paredes e bancadas com hipoclorito de sódio a 1 %, após a retirada das mudas do viveiro, quando produzidas em estufa ou telado.

De acordo com a Portaria 302/98, da Secretaria da Agricultura do Rio Grande do Sul, a condenação de viveiros e mudas de frutas de caroço ocorre conforme a Tabela 2. Padrões de qualidade das mudas de frutos de caroço (Portaria 302/98, do Estado do Rio Grande do Sul)

A seguir, serão apresentados alguns aspectos relacionados com as exigências e etapas que devem ser observadas para produção de mudas de frutíferas de caroço, que como exemplo podem ser adaptadas para outras espécies frutíferas. Padrões morfológicos

A enxertia deve ser feita entre 10 e 20 cm de altura, medidos a partir do colo da planta. Será permitida a produção e a comercialização de mudas de estacas enraizadas da cultivar copa.

Apresentar, a 5 cm acima do ponto de enxertia, um diâmetro mínimo de 1 cm. Não apresentar diferença de mais de 0,6 cm entre os diâmetros do enxerto e do

porta-enxerto, medidos a 5 cm do ponto de enxertia.

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Apresentar a haste principal com uma altura mínima de 50 cm, medidos a 25

cm do solo, sem apresentar partes lascadas. Apresentar uma única haste ou com pernadas de comprimento máximo de 25

cm. Sem apresentar partes lascadas. Apresentar o sistema radicular bem desenvolvido, raiz principal com no mínimo

20 cm e raízes secundárias abundantes, não enoveladas ou retorci das. O enraizamento será de acordo com as características próprias de cada sistema de

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produção, mas com raízes bem formadas, não-enoveladas ou retorcidas. Ter, no máximo, 27 meses de idade. A muda de raiz nua deve ter raízes protegidas com material não fermentável e

úmido, e ser envolvida com camada vegetal ou com plástico perfurado ou com sacos de aniagem ou equivalente.

Mudas produzidas para certificação, caso não atendam aos padrões morfológicos, mas atendam a todos os demais padrões de qualidade definidos nas normas gerais e nessas normas específicas, podem ser comercializadas como "Muda fora de padrão morfológico".

Não se aplicam esses padrões morfológicos para comercialização de porta-enxertos produzidos a partir de cultura de tecidos in vitro, quando o material pertencer ao programa de certificação de mudas.

Se acordado entre as partes, e com o conhecimento prévio da Entidade Certificadora e Fiscalizadora - ECF -/ podem ser comercializados porta-enxertos produzidos a partir de enraizamento de estacas que não atendam a esses padrões morfológicos, desde que o material pertença ao programa de certificação de mudas. Nesse caso, as partes estabelecerão, em contrato, o padrão morfológico do material e as disputas serão resolvidas com base no Código de Defesa do Consumidor. Inspeções obrigatórias

Para o acompanhamento da produção de mudas e a garantia de qualidade das mesmas, a realização de inspeções torna-se obrigatória, nas seguintes fases:

Na pré-enxertia - Inspecionar porta-enxertos e plantas-matrizes (registradas ou não) ou borbulheiras registradas.

No período vegetativo. Na pré-comercialização. Tanto para a instalação dos viveiros em telado quanto para a instalação de viveiros

a campo, é exigida a implantação de quebra-ventos. Exigências especiais para mudas do programa de certificação

Plantas-matrizes registradas e borbulheiras também registradas devem ser inspecionadas, visualmente, no período de floração/início de brotação e no final de verão/início do outono e, de todas as plantas que se apresentarem suspeitas de infecção por vírus e assemelhados, será suspensa a retirada de material.

A indexagem é feita para se verificar o estado sanitário e se acusar a presença do agente patogênico. O material deve ser eliminado o mais rápido possível.

Nos blocos para certificação, em cada uma das inspeções obrigatórias devem ser coletados o solo e raízes de 1 % das plantas (amostras oficiais), permitindo-se combinar no máximo 15 amostras para análise da presença de nematóides e Phytophthora spp. Coleta de borbulhas de plantas-matrizes registradas

Serão permitidos, no máximo, dez cortes de plantas borbulheiras registradas para a coleta de material propagativo, e depois as plantas devem ser substituídas.

Plantas-matrizes registradas devem ser reindexadas, no máximo, a cada 10 anos, se mantidas em telado e a cada 5 anos, se mantidas a campo. Se as plantas-matrizes registradas ou as borbulheiras registradas forem mantidas a campo, a cada ano será feita a indexagem para detecção de PNRSV, PDV e Xylella fastidiosa. Em caso de suspeita de infecção por quaisquer vírus ou assemelhados, a reindexagem deve ser imediata e suspensa a retirada de material propagativo. Porta-enxertos

Será permitido o uso dos seguintes porta-enxertos: Aldrighi, BR-6, Capdeboscq, Flordaguard, Magno, Nemaguard, Nemared e Okinawa.

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A propagação por sementes deve ser efetuada com caroços provenientes de pomares plantados com objetivo específico, utilizando se plantas-sementeiras registradas, em locais isolados e protegidos com quebra-ventos.

A propagação vegetativa pode ser feita por meio da técnica de cultura de tecidos ou do enraizamento de estacas, retiradas de plantas propagadas de matrizes registradas. Copas

Será permitido o uso das seguintes cultivares: Ameixeiras - Amarelinha, América, Frontier, Golden Japan, Irati, Letícia,

Methley, Pluma 7, Quinze de Novembro, Reubennel, Rosa Mineira e Sinka. Nectarineiras - Anita, Branca, Cascata, Dulce, Linda, Mara, Sunblaze, Sungen,

Sungold, Sunlite e Sunred. Pessegueiros - Ágata, Ametista, Bolinha, BR-l, BR-2, BR-3, BR-6, Cerrito,

Chimarrita, Chinoca, Chiripá, Charrua, Chula, Coral, Diamante, Eldorado, Flordaprince, Granada, Granito, Guaiaca, Jubileu, Leonense, Maciel, Magno, Marfim, Marli, Ônix, Pampeano, Pilcha, Planalto, Precocinho, Premier, Rio-grandense, Sentinela, Sinuelo, Turmalina, Vanguarda e Vila Nova.

Serão sumariamente eliminados todos os blocos de mudas que apresentarem infestação por nematóides do gênero Meloidogyne (causador de galhas), ou outra espécie de nematóides danosos à cultura, infestação por fungos dos gêneros Phythopthora, Rhizoctonia, Armillaria, Sclerotium e Sclerotinia, infestação por pérola-da-terra (Eurhizococcus brasiliensis), infecção por Agrobacterium ou infestação por tiririca (Cyperus rotundus).

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