processos oxidativos avanÇados … erbetta, gabriela reis, glenda ... não posso deixar de...
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UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS
Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo
VANESSA RIBEIRO URBANO
PROCESSOS OXIDATIVOS AVANÇADOS
APLICADOS À DEGRADAÇÃO DE
SULFAQUINOXALINA: PRODUTOS DE
DEGRADAÇÃO E TOXICIDADE
CAMPINAS
2017
VANESSA RIBEIRO URBANO
PROCESSOS OXIDATIVOS AVANÇADOS
APLICADOS À DEGRADAÇÃO DE
SULFAQUINOXALINA: PRODUTOS DE
DEGRADAÇÃO E TOXICIDADE
Tese de Doutorado apresentada à Faculdade
de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo
da Unicamp, para obtenção do título de
Doutora em Engenharia Civil, na área de
Saneamento e Ambiente.
Orientador(a): Prof. Dr. José Roberto Guimarães
ESTE EXEMPLAR CORRESPONDE À VERSÃO FINAL DA TESE
DEFENDIDA PELA ALUNA VANESSA RIBEIRO URBANO E
ORIENTADA PELO PROF. DR. JOSÉ ROBERTO GUIMARÃES.
ASSINATURA DO ORIENTADOR)
_____________________________________________________
CAMPINAS
2017
FICHA CATALOGRÁFICA
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS FACULDADE DE ENGENHARIA CIVIL, ARQUITETURA E
URBANISMO
PROCESSOS OXIDATIVOS AVANÇADOS APLICADOS À DEGRADAÇÃO DA SULFAQUINOXALINA: PRODUTOS DE
DEGRADAÇÃO E TOXICIDADE
Vanessa Ribeiro Urbano
Tese de Doutorado aprovada pela Banca Examinadora, constituída por:
Prof. Dr. José Roberto Guimarães Presidente e Orientador/Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo -
UNICAMP
Prof. Dr. Ricardo de Lima Isaac Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo - UNICAMP
Profa. Dra. Carla Sirtori Universidade Federal do Rio Grande Do Sul
Prof. Dr. Renato Falcão Dantas Faculdade de Tecnologia - UNICAMP
Prof. Dr. Héctor Daniel Mansilla González Universidad de Concepción
A Ata da defesa com as respectivas assinaturas dos membros encontra-se no processo de vida acadêmica do aluno.
Campinas, 10 de março de 2017
5
AGRADECIMENTOS
Ao longo desses quatro anos, muita coisa aconteceu, foram momentos bons, momentos mais
complicados e tensos e felizmente os momentos de alegria, conquistas e descontração foram os
que se destacaram. Termino essa etapa da minha carreira profissional com muito a agradecer,
boas lembranças para levar comigo e com muito carinho por todos que me acompanharam e me
apoiaram durante este tempo.
Começo agradecendo ao Prof. Dr. José Roberto Guimarães, que me deu a oportunidade de
ingressar no programa de pós-graduação, aceitou me orientar e me deu seu voto de confiança.
Agradeço muito o aprendizado que você me proporcionou, a oportunidade de uma experiência
internacional que você incentivou e pelo meu amadurecimento profissional e pessoal, que
mesmo de forma indireta você colaborou.
Agradeço à Drª. Milena Guedes Maniero, que me recebeu de braços abertos no grupo de
pesquisa, que sempre teve paciência para tirar minhas dúvidas mesmo quando elas se repetiam
inúmeras vezes, por conversar comigo sempre francamente e principalmente por saber me
ouvir. Obrigada pelo apoio às minhas decisões e por sempre me ajudar a seguir em frente nos
momentos de dificuldade. Você é uma amiga muito especial.
A la Prof.ª Drª. Montserrat Pérez-Moya, me gustaría mucho agradecerte por la gran oportunidad
de trabajar contigo. Fueron pocos meses, pero he aprendido mucho, y eso voy a llevar siempre
conmigo. Muchas gracias por recibirme muy bien, por compartir tu familia conmigo mientras
yo estaba lejos de la mia, y especialmente por enseñarme a sonreír en los momentos en que las
cosas no salen como el planeado.
Obrigada à Msª. Marcela Souza Peres, que me ensinou todo o funcionamento do laboratório, os
ensaios que eu não conhecia e pela paciência por fazer tudo isso no momento em que já tinha
praticamente terminado o seu mestrado.
Agradeço ao Dr. Caio Alexandre Augusto Rodrigues da Silva, por pacientemente estudar
Química Ambiental comigo, me passar um pouco de seu conhecimento, e por sempre ter um
McFlurry na manga para os dias turbulentos.
Muito obrigada ao Prof. Dr. Claudinei Fonseca Souza, que me deu apoio para seguir no
doutorado, me fez ver que eu era capaz quando eu duvidei e sempre se faz presente nas minhas
realizações.
Glaucia, Katarina e Thaís, muito obrigada pela amizade verdadeira, pelo apoio e pelos
momentos de descontração.
Jorge, Mery, Perla, y Raquel, muchas gracias por la amistad de ustedes, por enseñarme la lengua
española y por ser como mi familia en Barcelona.
6
Agradeço aos amigos do Grupo de pesquisa em Processos Oxidativos Avançados: Fernando,
Gabriela Erbetta, Gabriela Reis, Glenda, Liane, Marlon, Mylena e Wilson. Aprendi muito
durante a convivência com vocês e com certeza levarei um pouco de cada um de vocês comigo.
Aos técnicos passados e atuais do Laboratório de Saneamento (FEC), Daniel, Enelton,
Fernando, Lígia e Thiago. Por sempre se esforçarem para auxiliar os alunos da melhor maneira
e buscar melhorar a estrutura do laboratório.
Ao Eduardo e toda equipe da secretaria de pós-graduação da FEC, muito obrigada por toda a
ajuda e pronto atendimento durante esses 4 anos.
Agradeço ao Laboratório Paracelsus (IQ), em especial à técnica Andreza Camilotti por estar
sempre sorrindo e me auxiliar nas dificuldades.
Prof.ª Drª. Anne Hélène Fostier e Susanne Rath, obrigada por sempre estarem abertas à
discussões e disponibilizarem seus respectivos laboratórios e equipamentos.
Às instituições de fomento, muito obrigada pelo apoio financeiro:
• Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior – CAPES
pela concessão da bolsa de doutorado Demanda Social e do Programa de Doutorado
Sanduíche no Exterior – PDSE (Processo: 10887-14-8).
• Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico – CNPQ
Auxílio financeiro: 459078/2014-3; Auxílio financeiro: 479131/2013-9.
• Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo – FAPESP
(Processo: 2013/04656-8); Projeto temático: 2013/09543-7.
Aos membros da banca examinadora: Carla Sirtori, Hector Daniel Mansilla González, Renato
Falcão Dantas e Ricardo de Lima Isaac, muito obrigada por aceitarem o convite para
participarem de um dos momentos mais importantes da minha carreira profissional.
Além dos agradecimentos profissionais, não posso deixar de agradecer ao meu marido Isac, que
foi e é um verdadeiro companheiro para todas as horas, estudou comigo, se privou do sono para
me fazer companhia enquanto eu escrevia algum trabalho, teve paciência e compreensão nos
momentos em que eu mais precisei e foi um dos maiores críticos do meu trabalho. Muito
obrigada por ser a minha melhor companhia.
Muito obrigada mãe, por me apoiar mesmo sem entender bem “o que eu posso fazer tendo
doutorado”, por sempre me incentivar a lutar pelos meus objetivos, por estar sempre presente
em minha vida e fazer o possível para me ver feliz. Amo você e com certeza cheguei até aqui
por você ter me ensinado o caminho a seguir.
7
RESUMO
A sulfaquinoxalina (SQX), pertencente à família das sulfonamidas, é um antimicrobiano
sintético e agente bacteriostático aplicado em animais para prevenção da coccidiose e infecções
bacterianas. Possui baixa adsorção em solos e geralmente é encontrada em matrizes aquosas.
Uma vez que as estações convencionais de tratamento de águas não a degradam efetivamente,
este composto vem sendo detectado no ambiente. Os processos oxidativos avançados (POA),
promovem a geração de radicais hidroxila (HO•), e são efetivos na degradação de sulfonamidas.
Nesse trabalho foi avaliada a degradação da SQX (concentração inicial: 500 µg L-1) por
peroxidação (H2O2), fotólise (UV), peroxidação assistida por radiação ultravioleta (UV/H2O2),
ozonização em meio básico (O3/HO-), fotocatálise (UV/TiO2 e UV/TiO2/H2O2), reagente de
Fenton (Fe2+/H2O2/H+) e foto-Fenton (UV/Fe2+/H2O2/H
+). A quantificação da SQX foi feita por
cromatografia líquida de alta eficiência com detector de arranjo de diodos (HPLC-DAD) e os
produtos de degradação foram analisados por cromatografia líquida de alta eficiência acoplada
à espectrometria de massas sequencial (HPLC-MS/MS). Foram realizados ensaios de atividade
antimicrobiana utilizando as bactérias Escherichia coli e Staphylococcus aureus, e de
toxicidade com a bactéria luminescente Vibrio fischeri das soluções que foram submetidas aos
processos de degradação. Na peroxidação, menos de 5% da SQX foi degradada. A fotólise
degradou 58% da SQX após 14 min de reação e as soluções submetidas a esse processo
inibiram, aproximadamente, 8% da luminescência da bactéria Vibrio fischeri. Os POA foram
efetivos na degradação da SQX: 99% da sua concentração inicial foi reduzida em ao menos
uma das condições experimentais testadas. Nos processos UV/TiO2 (TiO2: 20 a 100 mg L-1) e
UV/TiO2/H2O2 (TiO2: 5 e 100 mg L-1 / H2O2: 0,8 mmol L-1) degradou-se mais de 99% da SQX
em 11 min de reação. No processo UV/H2O2 (H2O2: 9 mmol L-1) foram degradados 99,6% da
SQX após 11,4 min de reação. Em todos os valores de pH avaliados na ozonização (3, 7 e 11),
mais de 99% da SQX foi degradada; a demanda de ozônio foi menor em pH 3 e as soluções
tratadas não apresentaram toxicidade residual. A toxicidade das soluções submetidas aos
processos UV/TiO2, UV/TiO2/H2O2, UV/H2O2 e O3/HO- aumentou, chegando a inibir 94% da
luminescência da bactéria Vibrio fischeri no processo UV/TiO2 (TiO2: 5 mg L-1). Os produtos
de degradação da SQX foram classificados como tóxicos e persistentes e suas estruturas
químicas foram propostas. Os processos, reagente de Fenton e foto-Fenton foram avaliados em
dois reatores, escala de laboratório (2 L) e escala piloto (15 L). A eficiência de degradação da
SQX (concentração inicial: 25 mg L-1) foi muito similar entre os reatores, 92% em laboratório
e 95% na escala piloto. Não houve inibição do crescimento das bactérias após submeter as
soluções aos processos reagente de Fenton e foto-Fenton. Em escala de laboratório a presença
ou ausência de luz foi mais significante para a mineralização, e a interação dessa variável com
a concentração de H2O2 foi significante para a degradação da SQX. A concentração de H2O2
foi a variável de maior significância para mineralizar e degradar a SQX em escala piloto.
Palavras-chave: contaminantes de preocupação emergente; fármacos veterinários; Fenton;
fotocatálise; ozonização; sulfonamidas; UV/H2O2.
8
ABSTRACT
Sulfaquinoxaline (SQX), which belongs to the sulfonamides’ class, is a synthetic antimicrobial
and bacteriostatic agent used in animals for prevention of coccidiosis and bacterial infections.
Due to its low adsorption on soil, it is usually found in water matrices. Since the conventional
wastewater treatment plants do not degrade it efficiently, this compound has been detected on
the environment. The advanced oxidation processes (AOP), generates hydroxyl radicals (HO•),
and are efficient on sulfonamide’s degradation. This work evaluated the sulfaquinoxaline
degradation (initial concentration: 500 µg L-1) by peroxidation (H2O2), photolysis (UV),
peroxidation assisted by ultraviolet radiation (UV/H2O2), ozonation in basic medium
(O3/HO-), photocatalysis (UV/TiO2, UV/TiO2/H2O2), Fenton’s reagent (Fe2+/H2O2) and photo-
Fenton (UV/Fe2+/H2O2). SQX quantification was performed using high performance liquid
chromatography-diode array detection (HPLC-DAD) and the degradation products were
evaluated by high performance liquid chromatography and tandem mass spectrometry (HPLC-
MS/MS). The solutions submitted to the degradation processes were evaluated according to the
antimicrobial activity using Escherichia coli and Staphylococcus aureus bacteria, and toxicity
using Vibrio fischeri bacterium. The peroxidation process degraded less than 5% SQX. The
photolysis process degraded 58% SQX after 14 min of reaction and the solutions submitted to
this process inhibited approximately 8% of Vibrio fischeri luminescence. The AOPs were
efficient on SQX degradation: 99% of its initial concentration was degraded at least in one of
the experimental conditions tested. At the processes UV/TiO2 (TiO2: 20 to 100 mg L-1) and
UV/TiO2/H2O2 (TiO2: 5 and 100 mg L-1 / H2O2: 0.8 mmol L-1) more than 99% SQX was
degraded after 11 min of reaction. At the process UV/H2O2 (H2O2: 9 mmol L-1) 99.6% of SQX
was degraded after 11.4 min of reaction. For all the pH values evaluated on the ozonation
process (3, 7, and 11), more than 99% SQX was degraded; and the ozone demand was low at
pH 3 value, and the solutions treated did not present residual toxicity. The toxicity of the
solutions submitted to the processes UV/TiO2, UV/TiO2/H2O2, UV/H2O2 and O3/HO- increased,
reaching 94% of luminescence inhibition of Vibrio fischeri bacterium at the process UV/TiO2
(TiO2: 5 mg L-1). The degradation products of SQX were classified as toxic and persistent, and
their chemical structures were proposed. The processes Fenton’s reagent and photo-Fenton
were evaluated in two reactors, laboratory bench (2 L) and pilot scale (15 L). The efficiency of
SQX degradation (initial concentration: 25 mg L-1) was very similar between the reactors, 92%
at laboratory bench and 95% at pilot scale. No inhibition of bacteria growth was after submitting
the solutions to Fenton’s reagent and photo-Fenton processes. At laboratory bench, the presence
or absence of radiation was more significant to mineralization, and the interaction of this
variable with the variable H2O2 concentration, was more significant to the degradation of SQX.
The concentration of H2O2 was the most significant variable to mineralization and degradation
of SQX at pilot scale.
Key-words: contaminants of emerging concern; veterinary drugs; Fenton; photocatalysis;
ozonation; sulfonamides; UV/H2O2.
9
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1: Estrutura química da sulfaquinoxalina. .................................................................. 17 Figura 3.1: Característica antimicrobiana e anfótera das sulfonamidas. .................................. 22
Figura 3.2: Equilíbrio químico da sulfaquinoxalina de acordo com o pH da solução. ............ 23 Figura 3.3: Similaridade da estrutura química das sulfonamidas e do ácido aminobenzóico. . 24 Figura 4.1: Recuperação do analito nos cartuchos Oasis e Varian em pH 3,0 e 5,6. ............... 47 Figura 4.2: Esquema do reator fotoquímico em vidro borossilicato com lâmpada acoplada ao
centro. ....................................................................................................................................... 49
Figura 4.3: Representação do reator fotoquímico utilizado na degradação da sulfaquinoxalina
pelos processos fotocatálise e fotólise. ..................................................................................... 51 Figura 4.4: Coluna de contato utilizada nos ensaios de ozonização da sulfaquinoxalina
conectada ao tubo de vidro contendo iodeto de potássio (KI) para determinação do ozônio na
fase gasosa. ............................................................................................................................... 52 Figura 5.1: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos de fotólise, peroxidação e
peroxidação assistida por radiação ultravioleta, realizados no reator com recirculação. ......... 58 Figura 5.2: Degradação da sulfaquinoxalina por fotólise e fotocatálise no reator sem
recirculação. .............................................................................................................................. 62 Figura 5.3: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos UV/H2O2, UV/TiO2 e
UV/H2O2/TiO2, usando 0,8 mmol L-1 de H2O2. ....................................................................... 64
Figura 5.4: Degradação da sulfaquinoxalina pelo processo de ozonização em diferentes valores
de pH (3, 7 e 11). ...................................................................................................................... 66 Figura 5.5: Ozônio consumido ao longo da ozonização nos três valores de pH avaliados: A) pH
3, B) pH 7 e C) pH 11. ............................................................................................................. 68 Figura 5.6: Toxicidade de soluções de peróxido de hidrogênio na faixa de concentração entre 0
e 9 mmol L-1, utilizando a bactéria Vibrio fischeri como organismo teste. ............................. 69
Figura 5.7: Inibição da luminescência da bactéria marinha Vibrio fischeri devido à toxicidade
das soluções submetidas aos processos de fotólise e peroxidação. .......................................... 70 Figura 5.8: Toxicidade das amostras submetidas à peroxidação assistida por radiação
ultravioleta com A) 0,8 mmol L-1, B) 3 mmol L-1 e C) 9 mmol L-1 de peróxido de hidrogênio.
.................................................................................................................................................. 72 Figura 5.9: Toxicidade das amostras submetidas aos processos de fotólise e fotocatálise,
utilizando a bactéria Vibrio fischeri como organismo teste. .................................................... 73
Figura 5.10: Toxicidade das amostras submetidas ao processo de fotocatálise (5, 50 e 100 mg
L-1 TiO2) combinada à peroxidação (0,8 mmol L-1 H2O2), utilizando a bactéria Vibrio fischeri
como organismo teste. .............................................................................................................. 74 Figura 5.11: Evolução da toxicidade das amostras ozonizadas nos diferentes valores de pH. 75 Figura 5.12: Identificação do produto de degradação com m/z 146 por meio de cromatograma
e espectro de massas obtido a partir da amostra degradada pelo processo de ozonização em pH
7 no tempo de reação de 1 minuto, correspondente à dose aplicada de 5,5 mg O3 L-1. ........... 77
Figura 5.13: Estruturas químicas propostas para alguns dos produtos de degradação formados
(m/z 146, m/z 215, m/z 241 e m/z 363) por meio da degradação da sulfaquinoxalina (m/z 301).
.................................................................................................................................................. 78 Figura 7.1: Representação da distribuição dos controles e das amostras na placa de 96 poços
para ensaio de atividade antimicrobiana com as bactérias Escherichia coli e Staphylococcus
aureus. ...................................................................................................................................... 83 Figura 7.2: Aparato experimental para degradação da sulfaquinoxalina em escala de laboratório
composto por: 1) banho termostático para manutenção da temperatura do reator, 2) lâmpada
300W, 3) sensores de pH e temperatura, 4) reator fotoquímico, 5) agitador magnético e 6)
pHmetro. ................................................................................................................................... 85
10
Figura 7.3: Aparato experimental da planta piloto composto por: 1) reator fotoquímico, 2)
reservatório para abastecimento e recirculação da solução no sistema, 3) monitores de vazão e
pH, 4) sensores (pH, condutividade elétrica, e oxigênio dissolvido), 5) bombas para dosagem
de reagentes, 6) torneira para coleta das amostras, e 7) painel de controle manual e energia do
sistema. ..................................................................................................................................... 86 Figura 8.1: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos reagente de Fenton e foto-Fenton
no reator em escala de laboratório. ........................................................................................... 90 Figura 8.2: Mineralização da sulfaquinoxalina (linha contínua) e decaimento da concentração
inicial de peróxido de hidrogênio (linha descontínua) ao longo do tempo de reação. ............. 91 Figura 8.3: Crescimento das bactérias A) Escherichia coli e B) Staphylococcus aureus após a
degradação da sulfaquinoxalina no reator em escala de laboratório. ....................................... 92
Figura 8.4: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos reagente de Fenton (ensaios A, B,
G e H) e foto-Fenton (C, D, E e F) no reator em escala piloto. ................................................ 93
Figura 8.5: Mineralização da sulfaquinoxalina (linhas contínuas) e decaimento da concentração
de peróxido de hidrogênio (linhas descontínuas) ao longo dos tempos de reação no reator em
escala piloto. ............................................................................................................................. 94 Figura 8.6: Inibição do crescimento das bactérias (A) Escherichia coli e (B) Staphylococcus
aureus devido à atividade antimicrobiana das soluções submetidas ao processo reagente de
Fenton e foto-Fenton no reator em escala piloto. ..................................................................... 96 Figura 8.7: Ajuste dos dados experimentais obtidos no reator em escala de laboratório
correspondentes aos pontos centrais do delineamento experimental ao modelo de pseudo-
primeira ordem. A) reagente de Fenton (G, H_178_OFF), e B) foto-Fenton (E, F_178_ON). 98
Figura 8.8: Ajuste dos dados experimentais obtidos no reator em escala piloto correspondentes
aos pontos centrais do delineamento experimental ao modelo de pseudo-primeira ordem. A)
reagente de Fenton (G, H_178_OFF), e B) foto-Fenton (E, F_178_ON). ............................... 99 Figura 8.9: Constante de velocidade de reação (k) em função da conversão máxima (ξmax) nos
processos reagente de Fenton e foto-Fenton, para as escalas laboratório e planta piloto....... 100
11
LISTA DE TABELAS
Tabela 3.1: Características e estrutura química das principais sulfonamidas registradas para uso
no Brasil. ................................................................................................................................... 23 Tabela 3.2: Principais características físico-químicas da sulfaquinoxalina. ............................ 26 Tabela 3.3: Ocorrência de sulfonamidas no meio ambiente (O levantamento detalhado pode ser
consultado no ANEXO A e B). ................................................................................................ 29
Tabela 3.4: Métodos para determinar e quantificar sulfonamidas em matrizes aquosas utilizando
a cromatografia líquida de alta eficiência. ................................................................................ 33 Tabela 4.1: Parâmetros adotados para avaliar a metodologia analítica. ................................... 46 Tabela 4.2: Condições utilizadas no espectrômetro de massas para avaliação dos produtos de
degradação formados. ............................................................................................................... 48
Tabela 4.3: Tempos de ensaio e de irradiação da amostra nos reatores com e sem recirculação
da solução utilizados para degradação da sulfaquinoxalina. .................................................... 50 Tabela 4.4: Concentrações de peróxido de hidrogênio utilizadas na degradação da
sulfaquinoxalina nos processos de peroxidação e UV/H2O2. ................................................... 54 Tabela 5.1: Constantes de velocidade de reação obtidas para os processos de fotocatálise
(UV/TiO2) e fotocatálise combinada ao peróxido de hidrogênio (UV/TiO2/H2O2), utilizando um
modelo de pseudo-primeira ordem ........................................................................................... 65
Tabela 7.1: Condições experimentais para a degradação da sulfaquinoxalina pelos processos de
reagente de Fenton e foto-Fenton. ............................................................................................ 84
Tabela 7.2: Fluxo de fótons recebidos pelas soluções degradadas pelo processo foto-Fenton nos
reatores em escala de laboratório e planta piloto. ..................................................................... 87 Tabela 8.1: Efeito das variáveis do delineamento experimental nos fatores de resposta
avaliados. ................................................................................................................................ 102
12
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
ANVISA Agência Nacional de Vigilância Sanitária
ATCC American Type Culture Collection
BEH Ethylene Bridged Hybrid
C18 Octadecilsilano
CAPES Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior
CAS Chemical Abstracts Service
CE50 Concentração efetiva que causa efeito a 50% dos organismos teste
Cl2 Cloro
ClO2 Dióxido de cloro
CNPq Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico
COT Carbono Orgânico Total
CPE Contaminantes de Preocupação Emergente
DAD Detector de Arranjo de Fotodiodos
DNA Ácido Desoxirribonucleico
E0 Potencial de oxidação
ESI Ionização por Electrospray
ETE Estação de Tratamento de Esgoto
EUA Estados Unidos da América
Ɛ Absortividade molar
FAPESP Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo
Fe2+/H2O2 Reagente de Fenton
FMQ Flumequina
H2O Água
H2O2 Peróxido de hidrogênio
HCO3 Bicarbonato
HILIC Hydrophilic Interaction Liquid Chromatography
HLB Hydrophilic lipophilic balanced
HO- Ânion hidroxila
HO• Radical hidroxila
HO2- Íon hidroperoxila
HO2• Radical hidroperoxila
HPLC High Performance Liquid Chromatography
hv Energia
k Constante de velocidade de reação
KI Iodeto de potássio
Kow Coeficiente de partição octanol-água
LD Limite de Detecção
LQ Limite de Quantificação
MAPA Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento
MnO4- Permanganato
MS Mass Spectrometry
NI Não Informado
O2 Oxigênio
O2•- Radical Superóxido
O3 Ozônio
OFX Ofloxacina
PABA Para-Aminobenzoic Acid
PDSE Programa de Doutorado Sanduíche no Exterior
13
pH Potencial hidrogeniônico
pKa Constante isoelétrica
PNCRC Plano Nacional de Controle de Resíduos e Contaminantes
POA Processos Oxidativos Avançados
R• Radical orgânico
RNA Ácido Ribonucleico
RO2• Radical orgânico peróxido
SDZ Sulfadiazina
SMT Sulfametazina
SMX Sulfametoxazol
SMZ Sulfamerazina
SQX Sulfaquinoxalina
TiO2 Dióxido de titânio
UFC Unidades Formadoras de Colônias
UFLC Ultra-Fast Liquid Chromatography
UPLC Ultra Performance Liquid Chromatography
UPLC-MS/MS Ultra-High Performance Liquid Chromatography
UV Radiação Ultravioleta
UV/Fe2+/H2O2 Foto-Fenton
UV/H2O2 Peroxidação assistida por radiação ultravioleta
UV/TiO2 Fotocatálise com dióxido de titânio
UV/TiO2/H2O2 Fotocatálise com dióxido de titânio combinada à peroxidação
14
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO .............................................................................................................. 16
2. OBJETIVOS ................................................................................................................... 20
2.1. Objetivo geral .............................................................................................................. 20
2.2. Objetivos específicos ................................................................................................... 20
3. REVISÃO DA LITERATURA ..................................................................................... 21
3.1. Sulfonamidas ............................................................................................................... 21
3.1.1. Propriedades das sulfonamidas ........................................................................................................... 21 3.1.2. Mecanismo de ação das sulfonamidas ................................................................................................ 24 3.1.3. Sulfaquinoxalina ................................................................................................................................. 25
3.1.3.1. Toxicidade da sulfaquinoxalina ................................................................................................ 27
3.2. Ocorrência de sulfonamidas no ambiente ................................................................ 28
3.2.1. Aspectos legislativos no Brasil ........................................................................................................... 30
3.3. Métodos para detecção e quantificação de fármacos em matrizes aquosas .......... 32
3.3.1. Extração em fase sólida ...................................................................................................................... 32 3.3.2. Cromatografia líquida de alta eficiência ............................................................................................. 33 3.3.3. Espectrometria de massas ................................................................................................................... 34
3.4. Processos de degradação convencionais e oxidativos avançados ........................... 34
3.4.1. Processos convencionais .................................................................................................................... 34 3.4.2. Processos oxidativos avançados ......................................................................................................... 36
3.4.2.1. Fotocatálise heterogênea (UV/TiO2, UV/TiO2/H2O2) ............................................................... 40
3.4.2.2. Ozonização em meio básico (O3/HO-) ...................................................................................... 41
3.4.2.3. Peroxidação assistida por radiação ultravioleta (UV/H2O2) ...................................................... 42
3.4.2.4. Reação de Fenton (Fe2+/H2O2) e foto-Fenton (UV/Fe2+/H2O2) ................................................. 43
CAPÍTULO I: Desenvolvido na Universidade Estadual de Campinas ............................. 45
4. METODOLOGIA ........................................................................................................... 45
4.1. Reagentes ..................................................................................................................... 45
4.2. Metodologia analítica ................................................................................................. 45
4.2.1. Cromatografia líquida de alta eficiência ............................................................................................. 45 4.2.2. Extração em fase sólida ...................................................................................................................... 47 4.2.3. Espectrometria de massas ................................................................................................................... 48
4.3. Ensaios de degradação ............................................................................................... 49
4.3.1. Reator fotoquímico em batelada com recirculação da solução ........................................................... 49 4.3.2. Reator fotoquímico em batelada sem recirculação da solução ........................................................... 50 4.3.3. Coluna de contato para ensaios de ozonização ................................................................................... 51
4.4. Condições experimentais ............................................................................................ 53
4.4.1. Processos de fotólise, peroxidação e UV/H2O2 .................................................................................. 54 4.4.2. Fotocatálise heterogênea (UV/TiO2 e UV/TiO2/H2O2) ....................................................................... 55 4.4.3. Ozonização (O3, O3/HO-) ................................................................................................................... 56
4.5. Avaliação da toxicidade residual das soluções tratadas .......................................... 57
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................... 58
5.1. Ensaios de degradação ............................................................................................... 58
5.1.1. Peroxidação assistida por radiação ultravioleta em reator com recirculação da solução .................... 58 5.1.2. Fotocatálise em reator sem recirculação da solução ........................................................................... 61 5.1.3. Ozonização ......................................................................................................................................... 65
5.2. Toxicidade residual das soluções submetidas aos processos de degradação ......... 69
5.3. Produtos de degradação gerados............................................................................... 76
CAPÍTULO II: Desenvolvido na Universitat Politècnica de Catalunya ........................... 80
6. OBJETIVOS ................................................................................................................... 80
6.1. Objetivos específicos ................................................................................................... 80
7. METODOLOGIA ........................................................................................................... 81
15
7.1. Reagentes ..................................................................................................................... 81
7.2. Metodologia analítica ................................................................................................. 81
7.2.1. Cromatografia líquida de alta eficiência ............................................................................................. 81 7.2.2. Determinação do carbono orgânico total ............................................................................................ 82 7.2.3. Quantificação do peróxido de hidrogênio residual ............................................................................. 82 7.2.4. Avaliação da atividade antimicrobiana residual ................................................................................. 82
7.3. Delineamento experimental ....................................................................................... 83
7.4. Ensaios de degradação ............................................................................................... 84
7.4.1. Reator fotoquímico em escala de laboratório ..................................................................................... 85 7.4.2. Reator fotoquímico em escala piloto .................................................................................................. 86
7.5. Condições experimentais dos ensaios em escala de laboratório e planta piloto ... 87
8. RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................................... 89
8.1. Degradação e mineralização da sulfaquinoxalina no reator em escala de
laboratório ............................................................................................................................... 89
8.2. Degradação e mineralização da sulfaquinoxalina no reator em escala piloto ...... 93
8.3. Ajuste dos resultados experimentais a um modelo semi-empírico ........................ 96
8.4. Delineamento experimental ..................................................................................... 101
8.4.1. Fator de resposta: degradação e mineralização da sulfaquinoxalina ................................................ 101 8.4.2. Fator de resposta: atividade antimicrobiana ..................................................................................... 103
9. CONCLUSÕES ............................................................................................................. 104
SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS .............................................................. 106
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................... 107
ANEXOS ............................................................................................................................... 117
16
1. INTRODUÇÃO
É indiscutível que nos corpos d’água podem ser encontrados contaminantes das
mais diversas classes: medicamentos de uso humano e veterinário, hormônios, produtos de
cuidados pessoais, agrotóxicos e defensivos agrícolas, entre outros (PETROVIĆ; GONZALEZ;
BARCELÓ, 2003; SAUVÉ; DESROSIERS, 2014). Esses compostos são denominados
contaminantes de preocupação emergente (CPE), e sua ocorrência não se limita a águas
superficiais, mas também em águas subterrâneas, água mineral e também no solo.
Os contaminantes de preocupação emergente podem ser definidos como
substâncias naturais ou sintéticas que podem estar presentes em matrizes ambientais, cujos
efeitos adversos para a saúde humana e a toxicidade aos organismos aquáticos e terrestres em
longo prazo não estão completamente esclarecidas (GEISSEN et al., 2015). As principais vias
de entrada de CPE no ambiente são efluentes domésticos e hospitalares, estações de tratamento
de água e esgoto, pecuária, avicultura e aquicultura.
A contínua detecção de CPE em água e solo pode ser uma consequência de sistemas
de tratamento de água e esgoto que não são efetivos na completa remoção desses compostos,
seja pela concentração em que são encontrados, ou mesmo pela complexidade das matrizes.
Apesar da quantificação de CPE no ambiente ser geralmente na faixa de µg L-1 e
ng L-1, esses compostos são persistentes e de baixa biodegradabilidade, e consequentemente,
seus produtos de degradação podem ser ainda mais tóxicos que o composto original. Além do
risco de serem adsorvidos no solo e sedimento, lixiviar atingindo águas subterrâneas e
superficiais (DORETTO; RATH, 2013), os CPE podem apresentar riscos aos organismos
terrestres e aquáticos, como por exemplo desenvolver resistência bacteriana (HOA et al., 2011),
e a bioacumulação em organismos marinhos e macroalgas (ÁLVAREZ-MUÑOZ et al., 2015).
Nesse cenário, dentre as diversas classes de CPE detectadas no ambiente, os
medicamentos de uso veterinário despertam particular atenção, principalmente no Brasil.
Devido ao fato do país ocupar o terceiro lugar no ranking de produção mundial e primeiro lugar
em exportação de aves (MAPA, 2017a), estima-se que até o ano 2020 a produção de carnes no
país irá representar 44,5% do mercado mundial, sendo que a carne de frango corresponderá a
48,1% das exportações mundiais e a carne suína 14,2% (MAPA, 2017b). Deve-se levar em
consideração, que a dose administrada de medicamentos (humanos e veterinários) é
parcialmente metabolizada, e posteriormente excretada na forma de metabólitos ativos ou em
sua forma original. Sabendo-se que apenas 50,3% do esgoto gerado no país é coletado, e desses,
o tratamento é de apenas 42,7% (BRASIL, 2017), a preocupação com a qualidade da água
17
potável oferecida à população brasileira, bem como a qualidade dos corpos d’água é muito
relevante.
Dos medicamentos veterinários que vêm sendo encontrados no ambiente, destaca-
se o grupo das sulfonamidas, que são antimicrobianos sintéticos com amplo espectro de ação
contra bactérias Gram-positivas, Gram-negativas e protozoários. Quando introduzidas no
ambiente, as características das sulfonamidas permitem que elas lixiviem com facilidade
chegando inclusive a corpos d’água subterrânea (BARAN et al., 2011).
A sulfaquinoxalina (Figura 1.1), é uma das sulfonamidas também usada na
medicina veterinária para o tratamento e prevenção de coccidiose e infecções bacterianas
principalmente em aves, mas também é utilizada em suínos, ovinos, coelhos e pássaros de
gaiola (SINDAN, 2017). A sulfaquinoxalina (SQX) possui baixa adsorção em solo e
sedimentos (log Kow = 1,7) e por isso é encontrada com maior frequência em água superficial:
1,51 a 40,8 ng L−1 (IGLESIAS et al., 2012; ZHAO; ZHOU; ZHANG, 2015), água subterrânea:
0,01 a
112,2 ng L−1 (GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2010), e efluente: 0,15 a
350 ng L−1 (GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2010; WEI et al., 2011).
Figura 1.1: Estrutura química da sulfaquinoxalina.
Sistemas de tratamento de águas e efluentes cada vez mais efetivos são necessários
para promover a remoção dos CPE das águas e também para minimizar a exposição de
microrganismos não alvo aos antimicrobianos. Os processos oxidativos avançados de
ozonização em meio básico, foto-Fenton, peróxido de hidrogênio combinado tanto à radiação
ultravioleta quanto com ozônio, degradaram mais de 90% de sulfametoxazol, sulfametizol,
sulfametazina, sulfadiazina, sulfatiazol e sulfamerazina (BATISTA; PIRES; TEIXEIRA,
2014a, 2014b; GAROMA; UMAMAHESHWAR; MUMPER, 2010; LIN et al., 2009). Devido
à eficiência desses processos na degradação de várias sulfonamidas, a aplicação dos mesmos
como um processo complementar ao sistema de tratamento convencional pode ser promissora.
18
Os processos oxidativos avançados (POA) são métodos oxidativos baseados
principalmente na geração de radical hidroxila (HO•), o qual possui potencial de redução
(E0 = 2,8 V) maior que dos oxidantes convencionais como ozônio molecular e cloro, por
exemplo, sendo extremamente efetivo na oxidação e até mineralização de uma grande variedade
de compostos orgânicos e inorgânicos (EPA, 1999; HOMEM; SANTOS, 2011) e também na
inativação de microrganismos (GUADAGNINI et al., 2013).
Nos POA, a geração de HO• ocorre a partir de agentes oxidantes como ozônio (O3)
e peróxido de hidrogênio (H2O2) que podem ou não ser combinados à radiação ultravioleta
(UV), catalisadores metálicos ou semicondutores. Os POA mais estudados são a peroxidação
assistida por radiação ultravioleta (UV/H2O2), fotocatálise utilizando dióxido de titânio como
catalisador (UV/TiO2), ozonização em meio básico (O3/HO-), reação de Fenton e foto-Fenton.
A degradação da SQX pelo processo UV/H2O2 foi previamente reportada por Liao
et al. (2016). Os autores avaliaram a degradação da SQX em diferentes matrizes e propuseram
a estrutura química de alguns produtos de degradação. No entanto, a concentração inicial do
fármaco era elevada (10 mg L-1) em relação aos teores encontrados no ambiente; e ainda restou
uma lacuna de estudo em relação à toxicidade residual das soluções e dos produtos de
degradação.
Pela revisão bibliográfica realizada até o momento, não foram reportados outros
estudos avaliando a degradação da SQX por O3/HO-, reação de Fenton, foto-Fenton, UV/TiO2
e UV/H2O2. Foi utilizada a base de dados Science Direct, e os termos pesquisados em todos os
campos foram: sulfaquinoxaline, sulphaquinoxaline, advanced oxidation processes, ozone,
Fenton, photocatalysis e UV/H2O2 (busca: 12 jan. 2017). Os diferenciais do presente trabalho
são primeiramente o uso de concentração inicial de SQX (500 µg L-1) mais próxima das
encontradas no ambiente, avaliação da toxicidade residual das soluções, uma vez que após a
submissão das mesmas aos processos de degradação pode ocorrer a formação de produtos de
degradação mais tóxicos que a SQX, e além disso, a avaliação da eficiência de diferentes
processos oxidativos avançados na remoção da SQX.
As principais razões para que a SQX tenha sido escolhida como analito de interesse
nesse estudo são: a) o Brasil é o maior exportador de carne de frango no mundo, e como a
tendência é de crescimento da produção, consequentemente, o uso de antimicrobianos como a
SQX irá crescer; b) não há regulamentação no país que determine o monitoramento de
sulfonamidas em água; c) a SQX vem sendo quantificada em matrizes ambientais em diversos
países, o que mostra que a sua presença em corpos d’água é uma realidade, e poucos estudos
19
de degradação foram realizados para esse medicamento; e além disso, d) os processos
oxidativos avançados vêm se mostrando efetivos na degradação dessa classe de composto.
O presente estudo está inserido em um projeto temático intitulado “Resíduos de
medicamentos veterinários no ambiente” que vem sendo desenvolvido desde 2014 por
pesquisadores do Instituto de Química (IQ) e da Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e
Urbanismo (FEC), ambos da Universidade Estadual de Campinas (Unicamp). Esse projeto visa
desenvolver trabalhos científicos na área de desenvolvimento de métodos e metodologias para
a detecção e quantificação de medicamentos de uso veterinário em água e solo, avaliar a
adsorção no solo, os possíveis riscos à biota, e processos de degradação desses medicamentos
em matrizes aquosas.
20
2. OBJETIVOS
2.1. Objetivo geral
Monitorar a eficiência de processos oxidativos avançados na degradação da
sulfaquinoxalina e da remoção da toxicidade das soluções.
2.2. Objetivos específicos
• Testar e consolidar um método analítico para determinar e quantificar a
sulfaquinoxalina em matriz aquosa;
• Degradar soluções de sulfaquinoxalina por processos oxidativos avançados:
O3/HO-, UV/H2O2, UV/TiO2, Fenton, foto-Fenton, oxidativos: H2O2, O3 e físico-
químico: fotólise;
• Determinar a toxicidade residual das soluções submetidas aos processos de
degradação;
• Monitorar a formação de produtos de degradação.
21
3. REVISÃO DA LITERATURA
3.1. Sulfonamidas
As sulfonamidas são classificadas como medicamentos antimicrobianos, os quais
podem ser caracterizados como antibióticos naturais (produzidos por bactérias e fungos) e
semissintéticos (produzidos pela modificação química dos antibióticos naturais), assim como
todos os compostos que apresentam atividade antibacteriana (PEREIRA et al., 2012).
O precursor das sulfonamidas foi a sulfanilamida (p-aminobensenosulfonamida),
sintetizada em 1908, pelo químico vienense Paul Gelmo, e usada na produção de corantes. As
propriedades antimicrobianas das sulfonamidas foram descobertas em 1935, pelo médico
alemão Gerhard Johannes Paul Domagk, quando ele descobriu que o corante vermelho
Prontosil rubrum protegia camundongos e coelhos contra doses letais de estafilococos e
estreptococos hemolíticos. Mais tarde, descobriu-se que o agente direto responsável pela ação
antibacteriana não era o Prontosil; na verdade, o corante sofria um processo metabólito
provocado pelas bactérias no intestino do animal ou humano que recebeu o medicamento,
gerando o produto sulfanilamida. O primeiro humano a comprovar a eficácia da sulfanilamida
foi a filha de Domagk, que adoeceu devido a uma infecção estreptocócica e se recuperou
totalmente após receber uma dose do medicamento (DMITRIENKO et al., 2014; DREWS,
2000; NOBELPRIZE, 1939).
As sulfonamidas representam uma das famílias de antimicrobianos na medicina
veterinária mais comumente utilizada. Embora tenham sido frequentemente aplicadas na
medicina humana para tratar muitos tipos de infecções, hoje em dia quantidades muito maiores
são aplicadas para tratar e prevenir doenças infecciosas na pecuária e confinamento de animais
(GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2010).
3.1.1. Propriedades das sulfonamidas
Geralmente, mais de 90% da dose administrada de sulfonamidas não é absorvida
pelo organismo, e são eliminadas majoritariamente na sua forma original e/ou como metabólitos
(principalmente N-acetilado e também N-glucuronidato) (BOOTHE, 2017; GARCÍA-GALÁN
et al., 2011). A principal via de excreção das sulfonamidas é a urina, sendo que, a bile, fezes,
leite e suor são também vias de excreção, porém, de menor significância (BOOTHE, 2017).
O espectro de ação das sulfonamidas é amplo. Elas agem como agente
bacteriostático e possuem atividade contra bactérias Gram-positivas, Gram-negativas e alguns
protozoários, como os causadores da toxoplasmose e malária (DMITRIENKO et al., 2014).
22
As sulfonamidas são compostas por um anel benzeno, um radical amina (-NH2) e
um grupo sulfonamida (-SO2NH-). As sulfonamidas são anfóteras (Figura 3.1) e possuem
grupos funcionais que tanto podem doar quanto receber um próton (SARMAH; MEYER;
BOXALL, 2006; SEIFRTOVÁ et al., 2009). Apesar de suas características anfotéricas, as
sulfonamidas geralmente funcionam como ácidos fracos na faixa de pH fisiológico (SARMAH;
MEYER; BOXALL, 2006).
Figura 3.1: Característica antimicrobiana e anfótera das sulfonamidas.
A desprotonação ou protonação dos grupos funcionais da molécula está relacionada
ao pH da solução. No caso da sulfaquinoxalina, a protonação da molécula ocorre no pKa1 (2,1)
onde o nitrogênio do substituinte anilínico está disponível para ganhar um próton (é o que
ocorre no processo de ionização na espectrometria de massas). A desprotonação da molécula
ocorre no pKa2 (6,8) onde a ligação N-H do grupo sulfonamida está disponível para liberar um
próton. Dessa forma, a SQX está positivamente carregada em condições ácidas (pH 2), neutra
entre valores de pH 2 e 6,8 e negativamente carregada em valor de pH acima de 6,8 (Figura
3.2) (CHEMICALIZE, 2017; SARMAH; MEYER; BOXALL, 2006; SEIFRTOVÁ et al.,
2009).
23
Figura 3.2: Equilíbrio químico da sulfaquinoxalina de acordo com o pH da solução.
Fonte: adaptado de CHEMICALIZE (2017)
As sulfonamidas são de coloração branca ou levemente amarelas, inodoras e
algumas possuem gosto amargo (DMITRIENKO et al., 2014). São moléculas polares, em geral
solúveis em água, e, por isso rapidamente disseminadas no ambiente, sendo mais encontradas
em matrizes aquosas (BARAN et al., 2011). Apresentam alta reatividade com os radicais
hidroxila e em geral não ocorre degradação por meio de processos não fotoquímicos (BOREEN;
ARNOLD; MCNEILL, 2004).
No Brasil, as sulfonamidas são utilizadas como princípio ativo de diversos
medicamentos de uso veterinário e na Tabela 3.1 são descritas as sulfonamidas presentes no
maior número de formulações registradas para uso no Brasil (SINDAN, 2017).
Tabela 3.1: Características e estrutura química das principais sulfonamidas registradas para uso no
Brasil (continua).
Sulfonamidas Número
CAS pKa Estrutura química
Fórmula
molecular
Massa
molar
Sulfadiazina 68-35-9 2,01
6,99
C10H10N4O2S 250,3
Sulfametazina 57-68-1 2,00
6,99
C12H14N4O2S 278,3
24
Tabela 3.1: Características e estrutura química das principais sulfonamidas registradas para uso no
Brasil (conclusão).
Sulfonamidas Número
CAS pKa Estrutura química
Fórmula
molecular
Massa
molar
Sulfametoxazol 723-46-6 1,97
6,16
C16H11N3O3S 253,3
Sulfaquinoxalina 59-40-5 2,13
6,79
C14H12N4O2S 300,3
Sulfadimetoxina 122-11-2 1,95
6,91
C12H14N4O4S 310,3
Fonte: CHEMICALIZE, 2017; SINDAN, 2017.
3.1.2. Mecanismo de ação das sulfonamidas
A ação antimicrobiana das sulfonamidas ocorre devido à semelhança entre a
estrutura química das sulfonamidas e do ácido aminobenzóico (PABA), onde o grupo
sulfonamida e o grupo amina são os radicais dirigentes do anel benzênico na posição para em
relação um ao outro, causando um efeito bacteriostático. O deslocamento do grupo para-amino
para a posição meta ou orto retira a ação bacteriostática do composto (Figura 3.3)
(DMITRIENKO et al., 2014).
Figura 3.3: Similaridade da estrutura química das sulfonamidas e do ácido aminobenzóico.
Os derivados mais ativos das sulfonamidas contém radicais heterocíclicos. Muitas
sulfonamidas são baseadas em pirimidina, piridazina e outros compostos heterocíclicos. Se o
átomo de hidrogênio do grupo amino é substituído por diferentes radicais, o composto perde a
sua atividade. Porém, se no corpo humano esses radicais se separam da molécula, a atividade
antimicrobiana do fármaco é mantida. A introdução de alguns substituintes adicionais no anel
aromático também resulta na redução ou completa perda da atividade fisiológica da
sulfonamida (DMITRIENKO et al., 2014).
25
O PABA é a substância utilizada pelos microrganismos para sintetizar o ácido
fólico, o qual é essencial para a síntese de DNA e RNA. O mecanismo de síntese do ácido fólico
consiste em reações que geram ácido di-hidropteróico, ácido glutâmico, ácido di-hidrofólico,
ácido tetra-hidrofólico e ácido fólico, respectivamente. Dessa maneira, quando em contato com
a sulfonamida, esse mecanismo é prejudicado, e os microrganismos que sintetizam seu próprio
ácido fólico são altamente sensíveis às sulfonamidas (BARAN et al., 2011; DMITRIENKO et
al., 2014).
A resistência bacteriana a fármacos pode ser induzida pela exposição das bactérias
a baixas concentrações de antimicrobianos, e além de ser um fenômeno irreversível
(JØRGENSEN; HALLING-SØRENSEN, 2000), a resistência em relação a uma determinada
sulfonamida implica na resistência à toda a classe de sulfonamidas, uma vez que o modo de
ação é o mesmo. Reporta-se na literatura que o uso prolongado de sulfonamidas resultou em
um grande número de cepas de bactérias resistentes às mesmas, o que estimulou a produção de
preparações combinadas, contendo, por exemplo, sulfonamidas e trimetoprim, com o objetivo
de reduzir a proliferação de microrganismos resistentes às sulfonamidas e aumentar seu efeito
antimicrobiano (DMITRIENKO et al., 2014).
3.1.3. Sulfaquinoxalina
A sulfaquinoxalina é um antimicrobiano sintético da família das sulfonamidas,
usado na medicina veterinária. A descoberta da sulfaquinoxalina ocorreu devido à necessidade
de novas drogas para tratamento da malária durante a 2ª Guerra Mundial. A empresa Merck &
Co estava entre as empresas engajadas no objetivo de encontrar uma molécula derivada da
sulfonamida contra a malária que necessitasse de apenas uma dose diária. Os sócios Max
Tishler e John Weijlard da Merck sintetizaram a molécula 2-(4-aminobenzeno-sulfonamida)-
quinoxalina, que se tornou conhecida genericamente como sulfaquinoxalina, e depositaram a
patente em seu nome em 08 de janeiro de 1944 (CAMPBELL, 2008).
Notou-se que após a administração, o novo composto era excretado de forma lenta,
o que tornaria possível manter os níveis antibacterianos com baixa dosagem. Antes da patente
ser emitida, as propriedades químicas e biológicas básicas do composto foram relatadas na
literatura científica. Em testes com camundongos, uma dose diária de sulfaquinoxalina se
mostrou mais efetiva contra infecções letais por Diplococcus pneumoniae do que 4 doses diárias
de sulfadiazina ou sulfatiazol. Além disso, doses únicas a cada 48 horas de sulfaquinoxalina
foram mais efetivas que 3 doses diárias de sulfadiazina e sulfapiridazina em relação a malária
26
aviária. O fármaco também se mostrou efetivo contra infecções causadas por Streptococcus
pneumoniae em animais, pela bactéria Pasteurella avicida, Eimeria tenella e Eimeria necatrix
em frangos (CAMPBELL, 2008); além de ser usada também como anticoagulante em raticidas
(PREUSCH; HAZELETT; LEMASTERS, 1989). A partir do ano 1948, a sulfaquinoxalina foi
introduzida no mercado.
Dentre as principais características físico-químicas da sulfaquinoxalina descritas na
Tabela 3.2, destacam-se a alta solubilidade em água, baixa volatilidade e baixa adsorção em
sedimentos.
Tabela 3.2: Principais características físico-químicas da sulfaquinoxalina.
Grupo terapêutico antimicrobianos sulfonamida
Fórmula química C14H12N4O2S
Massa molar (g mol-1) 300,33
Número CAS 59-40-5
Hidrossolubilidade a 25°C (g L-1) 50
Coeficiente de partição octanol/água (log Kow) 1,7
Constante isoelétrica (pKa) pKa1 2,1 pKa2 6,8
Pressão de vapor (mm Hg) 3,0 x 10-10
Constante de Henry a 25ºC (atm m-3 mol-1) 6,7 x 10-11
Fonte: (CHEMICALIZE, 2017; DORETTO; PERUCHI; RATH, 2014).
De acordo com a classificação proposta por Rogers (1996), quando o log Kow do
composto de interesse é menor que 2,5, ele possui baixo potencial de adsorção no solo e
sedimentos, log Kow entre 2,5 e 4,0 representa médio potencial de adsorção e quando o log Kow
é maior que 4,0, o potencial de adsorção é alto. O log Kow da sulfaquinoxalina classifica-se
como baixo potencial de adsorção, e consequentemente, sua detecção no ambiente é
majoritariamente em água e não no solo e sedimentos.
As características descritas na Tabela 3.2 permitem ainda uma prévia análise dos
tratamentos que podem ser mais apropriados para a substância de interesse. Para substâncias
com alto potencial de adsorção em sedimentos, por exemplo, um tratamento de remoção por
coagulação poderia ser efetivo (PAL et al., 2010); já no caso da sulfaquinoxalina, o tratamento
químico seria o mais indicado devido sua presença na água.
No Brasil, existem 577 medicamentos antimicrobianos registrados, dos quais 89
são da família das sulfonamidas e, destes, 11 contém a sulfaquinoxalina como princípio ativo
(dados consultados em jan/2017) (SINDAN, 2017).
Os medicamentos contendo sulfaquinoxalina são indicados principalmente para o
tratamento de aves, mas também para suínos, ovinos, coelhos e pássaros de gaiola. O uso da
sulfaquinoxalina divide-se como: tratamento, prevenção e profilático. É indicado para doenças
27
causadas por protozoário dos gêneros Eimeria sp, Cryptosporidium ssp, Isospora suis, e das
bactérias Escherichia coli, Haemophilus gallinarum, Salmonella spp, e Pasteurella multocida
(SINDAN, 2017).
Apesar de serem apenas 11 fármacos registrados contendo a sulfaquinoxalina,
estima-se que o uso desses medicamentos seja intenso devido à representatividade que o Brasil
tem no setor avícola, principalmente.
A dose média recomendada dos medicamentos contendo sulfaquinoxalina é de
10 mg kg-1 de massa da ave. Tendo em conta que a massa média das aves é de 2,5 kg e que no
ano de 2015 aproximadamente 5,8 bilhões de cabeças de frangos foram abatidas (IBGE, 2015),
pode-se estimar que, se ao menos uma dose de medicamento foi aplicada nessas aves, cerca de
145 t de sulfaquinoxalina foram aplicadas no referido ano. Sabe-se que a excreção da
sulfaquinoxalina é maior que 90% (BOOTHE, 2017), o que permite concluir que parte da dose
aplicada desse medicamento pode ter chegado aos corpos d’água, enfatizando a necessidade de
tratamentos para degradação da sulfaquinoxalina e de seus produtos de degradação.
3.1.3.1. Toxicidade da sulfaquinoxalina
Os potenciais efeitos que a presença da sulfaquinoxalina no ambiente pode acarretar
à saúde humana, não foram completamente elucidados. No entanto, a toxicidade que a
sulfaquinoxalina apresenta para organismos como os microcrustáceos, bactérias e microalgas
vem sendo relatada na literatura. Organismos teste de diferentes níveis tróficos foram utilizados
para determinar a toxicidade da sulfaquinoxalina: a bactéria marinha Vibrio fischeri
(GONZÁLEZ; SANS; ESPLUGAS, 2007; TROVÓ et al., 2009a, 2009b), os microcrustáceos
Daphnia similis e Daphnia curvirostris (DALLA BONA; DI LEVA; DE LIGUORO, 2014; DE
LIGUORO et al., 2009, 2010; TROVÓ et al., 2009a), a alga Chlorella vulgaris (BARAN;
SOCHACKA; WARDAS, 2006), as microalgas Pseudokirchneriella subcapitata e
Scenedesmus dimorphus, a cianobactéria Synecococcus leopoliensis e a planta Lemna gibba
(DE LIGUORO et al., 2010).
De acordo com os dados encontrados na literatura, a SQX não apresentou
toxicidade aguda aos microrganismos aquáticos nas concentrações em que é encontrada no
ambiente, e sim em concentrações na magnitude de mg L-1. DE LIGUORO et al. (2010)
reportaram que a menor concentração da sulfaquinoxalina capaz de provocar algum efeito
observado em Daphnia magna, Pseudokirchneriella subcapitata, Scenedesmus dimorphus,
28
Synecococcus leopoliensis e Lemna gibba é de 1,56; 0,08; 0,04; 0,16 e 5 mg L-1,
respectivamente.
A Daphnia curvirostris se mostrou mais sensível que a Daphnia magna em testes
de imobilização dos microcrustáceos em contato com a sulfaquinoxalina, desenvolvidos por
BONA; LEVA; LIGUORO (2014). Sendo que, a concentração efetiva responsável por causar
efeito em 50% dos organismos (CE50), foi de 129,3 mg L-1 para D. magna e 84,46 mg L-1 para
D. curvirostris.
Em geral, as CE50 de fármacos veterinários encontram-se na ordem de magnitude
de mg L-1 enquanto que as concentrações encontradas no ambiente variam entre µg L-1 e
ng L-1. Isso pode levar à errônea conclusão de que não é necessário se preocupar com a presença
de fármacos no ambiente quando encontrados em baixas concentrações. No entanto, o contato
das bactérias com concentrações não letais de antimicrobianos pode levar à resistência
bacteriana (HOA et al., 2011; JØRGENSEN; HALLING-SØRENSEN, 2000) e em estudos de
avaliação de risco ambiental são apresentados dados que, mesmo nessas baixas concentrações,
os medicamentos apresentam riscos quando presentes no ambiente (DE SOUZA et al., 2009;
GAMARRA et al., 2015).
3.2. Ocorrência de sulfonamidas no ambiente
Uma vez no ambiente, o destino dos fármacos depende de suas características
estruturais e propriedades físico-químicas, como fotossensibilidade, biodegradabilidade e
lipofilicidade (MELO et al., 2009), as quais irão determinar sua maior afinidade por adsorção
no solo, lixiviação, dissolução em água, entre outros.
As vias de entrada de fármacos veterinários no meio ambiente são de fontes
diversas: 1) efluentes industriais; 2) aplicação de estrume como fertilizante agrícola no solo;
3) pastagem de gado confinado; 4) uso de medicamentos na aquacultura; e 5) más condições de
armazenagem de medicamentos veterinários com prazo de validade expirado ou não utilizados
(DORETTO; RATH, 2013; GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2010; PEREIRA
et al., 2012).
Devido a seu baixo custo e amplo espectro de atividade, as sulfonamidas vêm sendo
os antimicrobianos mais usados por mais de 70 anos, para prevenir ou tratar infecções
bacterianas e, por isso, seus resíduos vêm sendo detectados em matrizes ambientais e alimentos
com maior frequência, o que pode representar riscos à saúde (DMITRIENKO et al., 2014;
GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2011; IGLESIAS et al., 2012).
29
Quando as sulfonamidas são detectadas em matrizes ambientais, as concentrações
estão geralmente na ordem de µg L-1 e ng L-1 (Tabela 3.3). No entanto, mesmo em baixas
concentrações, reações alérgicas, supressão da atividade enzimática, alteração da microflora
intestinal, resistência de cepas de bactérias gerando a necessidade de combinar outro
antimicrobiano (DMITRIENKO et al., 2014) e bioacumulação de antimicrobianos em plantas
e organismos não alvo (PEREIRA et al., 2012) vêm sendo reportados. No caso das
sulfonamidas, elas foram classificadas por GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ
(2009) como não persistentes a moderadamente persistentes em esterco, moderada a muito
persistente em sedimentos e água, e não persistentes em lodos ativados; além disso, destacaram
que quando as sulfonamidas estão presentes no efluente, as bactérias são os primeiros
organismos que podem ser potencialmente afetados.
Tabela 3.3: Ocorrência de sulfonamidas no meio ambiente (O levantamento detalhado pode ser
consultado no ANEXO A e B).
Matriz Unidade Concentração
mínima
Concentração
máxima
Água superficial
ng L-1
0,03 8.600
Água de mar 0,6 76,9
Água mineral 9 80
Água subterrânea 0,01 1.100
Água tratada 2,3 97
Afluente ETE 0,39 4.260
Efluente ETE 0,06 2.290
Efluente hospitalar 7 4.200
Efluente matadouro animais 216 825
Estrume
ng kg-1
0,047 1.470.000
Lodo desidratado 1,45 4,65
Sedimento 0,001 1.700
Solo 0,001 663
Fonte: (BENOTTI et al., 2009; BOLEDA; GALCERAN; VENTURA, 2011; CHANG et al., 2008,
2010; CHEN; ZHOU, 2014; FOCAZIO et al., 2008; GARCÍA-GALÁN et al., 2010, 2011, GARCÍA-
GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2010, 2011; GINEBREDA et al., 2010; IGLESIAS et al., 2012;
JIA et al., 2011; KIM et al., 2013; KLEYWEGT et al., 2011; LE-MINH; STUETZ; KHAN, 2012;
LOCATELLI; SODRÉ; JARDIM, 2011; MA et al., 2015; PADHYE et al., 2014; PERRET et al., 2006;
ROSAL et al., 2010; SHELVER et al., 2010; STACKELBERG et al., 2007; VALCÁRCEL et al., 2013;
VERLICCHI et al., 2012; VULLIET; CREN-OLIVÉ; GRENIER-LOUSTALOT, 2011; WEI et al.,
2011; ZHAO; ZHOU; ZHANG, 2015; ZHOU et al., 2012).
Legenda: ETE – Estação de Tratamento de Esgoto
As sulfonamidas vêm sendo detectadas e quantificadas em diversas matrizes
ambientais, como águas superficiais e subterrâneas, afluentes e efluentes de estações de
tratamento de esgoto e sedimentos (Tabela 3.3). Os países que vêm detectando as sulfonamidas
em suas matrizes ambientais são, por ordem decrescente de ocorrências: Espanha (108), China
30
(89), Japão (21), Itália (19), Estados Unidos (13), França (4), Austrália (2), Canadá (2) e Brasil
(1).
O levantamento bibliográfico realizado nesse estudo resultou em 262 ocorrências
no ambiente, sendo que o sulfametoxazol e a sulfisomidina representaram 20% das ocorrências
cada um, seguidas da sulfametazina detectada em 14% das amostras e da sulfadiazina, detectada
em 10%. A sulfaquinoxalina representou 5% das ocorrências citadas.
No Brasil, os estudos voltados à determinação de compostos de preocupação
emergente nos corpos d’água vêm sendo desenvolvidos ao longo dos anos. Os principais
compostos estudados são estrógenos, progestógenos, anti-inflamatórios, analgésicos,
antibióticos e a cafeína, que é usada como um indicador da presença de contaminantes de
preocupação emergente (KUSTER et al., 2009; LOCATELLI; SODRÉ; JARDIM, 2011;
MACHADO et al., 2016; MONTAGNER; JARDIM, 2011). A determinação de medicamentos
veterinários no solo também vem sendo estudada (DORETTO; PERUCHI; RATH, 2014;
PERUCHI; FOSTIER; RATH, 2015; TETZNER et al., 2016), uma vez que o Brasil possui alta
atividade agropecuária a preocupação com a biota e contaminação do solo é relevante.
3.2.1. Aspectos legislativos no Brasil
A ausência de norma e regulamentação que determina os limites máximos de
antimicrobianos em água, solo e alimentos no país é preocupante, visto que entre os anos de
2018 e 2019 a previsão do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento é de que o
Brasil continue sendo o maior exportador mundial de carne de frango e seja o responsável por
90% dessas exportações a nível mundial (MAPA, 2017a).
O avanço do Brasil nesse sentido ocorreu recentemente. No ano de 2009 foi
publicada a Instrução Normativa nº 26 (MAPA, 2009) que em seu artigo 18 estabelece que: “Os
anfenicóis, tetraciclinas, beta lactâmicos (benzilpenicilâmicos e cefalosporinas), quinolonas e
sulfonamidas sistêmicas são de uso exclusivo em produtos antimicrobianos de uso veterinário,
sendo vedada a sua utilização como aditivos zootécnicos melhoradores de desempenho ou como
conservantes de alimentos para animais”. Além disso, o Decreto nº 8.448 de 2015 regulamenta
a fiscalização dos estabelecimentos que fabricam e vendem os produtos de uso veterinário
(MAPA, 2015).
Com essa legislação vigente, fica proibida a utilização desses fármacos como
aditivos, na forma de promotores do crescimento de animais, o que reduz seu uso indevido.
Além disso, no ano de 2014, foram estabelecidos os valores máximos permitidos para resíduos
31
de fármacos em alimentos (MAPA, 2014). O limite máximo de resíduo de sulfonamidas que
pode ser encontrado em ovos é de 10 µg kg-1 e em camarão, peixe de cultivo, bovinos, equinos,
suínos e aves é de até 100 µg kg-1. Para mel, o limite é de 50 µg kg-1 e para leite de 100 µg L-1.
Existe também um Plano Nacional de Controle de Resíduos e Contaminantes em
Produtos de Origem Animal (PNCRC/ANIMAL) criado pelo Ministério da Agricultura,
Pecuária e Abastecimento, o qual é descrito como “uma ferramenta de gerenciamento de Risco
com o objetivo precípuo de promover a garantia de qualidade do sistema de produção de
alimentos de origem animal ao longo das cadeias produtivas”.
O PNCRC/ANIMAL é composto por amostragens homogêneas e aleatórias das
diversas matrizes e espécies animais monitoradas, assim como, das análises laboratoriais
realizadas por laboratórios membro da Rede Nacional de Laboratórios Agropecuários. Assim,
quando uma não conformidade é detectada, inicia-se uma investigação nas propriedades rurais
e estabelecimentos abatedores e processadores, visando identificar as possíveis causas de
violação e mitigar o risco de recorrência. Atualmente, cerca de 3.500 estabelecimentos do
território nacional participam da amostragem (MAPA, 2017c).
Em relação ao uso indiscriminado de antimicrobianos por humanos, a Agência
Nacional de Vigilância Sanitária – ANVISA, instituiu no ano de 2011 que os medicamentos à
base de substâncias classificadas como antimicrobianos somente poderiam ser vendidos com a
prescrição realizada por profissionais legalmente habilitados (ANVISA, 2011).
Apesar das legislações serem recentes e ainda carentes de maiores informações e
de limites máximos para matrizes como água e solo, é importante que a preocupação quanto
aos antimicrobianos e outros compostos emergentes não seja de todo ignorada em nosso país.
Pesquisadores brasileiros vêm desenvolvendo e validando ao longo dos anos metodologias para
detecção e quantificação de fármacos de uso veterinário e humano em águas superficiais e solos
(DORETTO; PERUCHI; RATH, 2014; DORETTO; RATH, 2013; LEAL et al., 2012, 2013;
LOPES et al., 2016; MONTAGNER; JARDIM, 2011; PERUCHI; FOSTIER; RATH, 2015;
STUMPF et al., 1999; TERNES et al., 1999); e, espera-se que ainda mais pesquisas com esse
objetivo se desenvolvam no país, uma vez que esses dados são de extrema importância para
identificar os fármacos e regiões de maior incidência e propor formas de mitigação para o
problema.
32
3.3. Métodos para detecção e quantificação de fármacos em matrizes aquosas
Metodologias para determinação de sulfonamidas e outras classes de medicamentos
em matrizes ambientais vêm sendo realizadas ao longo dos anos (CHANG et al., 2008;
GARCÍA-GALÁN et al., 2010, 2011; GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2010;
IGLESIAS et al., 2012; PERRET et al., 2006), com o objetivo de aumentar a recuperação do
analito e quantificá-lo em concentrações mais baixas, inclusive quando é necessário determinar
uma mistura de fármacos em uma mesma amostra.
3.3.1. Extração em fase sólida
A extração em fase sólida é uma técnica utilizada para concentração do analito de
interesse quando ele se apresenta em baixas concentrações, como na faixa de µg L-1 a ng L-1.
Essa técnica tem sua importância principalmente em adequar a concentração do analito de
interesse na faixa de quantificação do equipamento utilizado.
O pH da solução de trabalho influencia significantemente na especiação química
do analito na amostra, na estabilidade e na interação entre o analito e o material empacotado no
cartucho de extração em fase sólida (SEIFRTOVÁ et al., 2009). Por esse motivo, é importante
conhecer o pKa do analito de interesse. A sulfaquinoxalina é positivamente carregada em
condições ácidas (pH 2,0), neutra entre pH 2,1 e 6,8 e negativamente carregada em pH acima
de 6,8 (CHEMICALIZE, 2017).
Para aumentar a retenção do analito no adsorvente polimérico Oasis HLB, por
exemplo, é necessário acidificar o analito de interesse em 2 unidades abaixo do pKa2 para que
ele esteja em sua forma neutra ou ácida (SEIFRTOVÁ et al., 2009). No caso das sulfonamidas,
o ideal é que o pH esteja abaixo de 5,0.
O tipo de fase estacionária do cartucho e o solvente para eluição do analito são
parâmetros críticos que podem afetar a recuperação das sulfonamidas; dessa forma, testes
preliminares são necessários para otimizar o processo de extração (GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-
CRUZ; BARCELÓ, 2009). O metanol é o solvente mais utilizado para a eluição das
sulfonamidas (BALAKRISHNAN; TERRY; TOITO, 2006; CHALLIS et al., 2013; CHANG
et al., 2008; LIN; YU; LIN, 2008; MALINTAN; MOHD, 2006; PERRET et al., 2006; YE et
al., 2007).
33
3.3.2. Cromatografia líquida de alta eficiência
A cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC) vem sendo amplamente usada
para quantificar sulfonamidas, devido à sua alta sensibilidade e amplo intervalo linear
(DMITRIENKO et al., 2014). Uma vez que as sulfonamidas não são fluorescentes
(SEIFRTOVÁ et al., 2009), os detectores usados são DAD e UV (Tabela 3.4).
Tabela 3.4: Métodos para determinar e quantificar sulfonamidas em matrizes aquosas utilizando a
cromatografia líquida de alta eficiência.
Método Matriz Coluna Fase móvel LQ
(mg L-1)
HPLC
UV1
Água
superficial
e efluente
ETE
C18 AQ Alltima
HP Grace
(250 x 4,6 mm; 5 µm)
Acetonitrila:Acetato amônio pH
5
(24:76% v/v SMX e SMT)
(20:80% v/v SDZ)
NI
UFLC
UV2
Água
ultrapura
C18 Phenomenex
Synergi Fusion-RP
(250 × 4,6 mm; 4 µm)
Acetonitrila:0,2% Ác. Acético
(80:20) SMT: 0,5
HPLC
UV3
Água
ultrapura
C18 Phenomenex Synergi
Fusion-RP
(250 × 4,6 mm; 4 µm)
Acetonitrila:0,2% Ác. Acético
(80:20)
SDZ: 0,3
SMZ: 0,17
SMT: 0,5
HPLC
DAD4
Água
ultrapura
Sinergi Hydro-RP 80A
(4 µm)
Metanol:Água
(30:70) NI
HPLC
DAD5
Água
ultrapura
C18 Simmetry Waters
(150 × 4,6 mm; 3,5 µm)
Agilent Zorbax
HILIC plus
(100 × 2,1 mm; 3,5 µm)
Acetonitrila:0,05% Ác. Fórmico
pH 3
(70:30)
NI
UPLC6
Afluente e
efluente
ETE
C18 Waters Acquity
UPLC BEH
(100 x 2,1 mm, 1,7 µm)
(A) metanol:(B) 0,1% Ác.
Fórmico
(3% A 0,5 min, 65% A 5,7 min,
100% A 0,8 min a 1,5 min)
NI
HPLC
UV7
Água
ultrapura
ODSC18 Hypersil
(250 x 4,6 mm; 5 µm)
Acetonitrila:Água deionizada
(70:30) NI
Fonte: (1BAEZA; KNAPPE, 2011; 2BATISTA; PIRES; TEIXEIRA, 2014a, 32014b; 4BELTRÁN et al.,
2008; 5CHALLIS et al., 2013; 6CHANG et al., 2008; 7NIU et al., 2013)
Legenda: ETE: Estação de Tratamento de Esgoto; LQ: Limite de Quantificação; NI: Não Informado;
SMT: sulfametazina; SDZ: sulfadiazina; SMZ: sulfamerazina; SMX: sulfametoxazol; HPLC: High
Performance Liquid Chromatography; UFLC: Ultra-fast liquid chromatography; UPLC: Ultra
Performance Liquid Chromatography; UV: ultravioleta; DAD: Detector de Arranjo de Fotodiodos
Para determinação das sulfonamidas pela técnica de HPLC, as colunas mais
utilizadas são a de modelo C18 e a fase móvel aquosa geralmente consiste em água fortificada
por um ácido fraco e a fase móvel orgânica em metanol ou acetonitrila (Tabela 3.4).
Os limites de quantificação do equipamento geralmente são na ordem de mg L-1,
sendo necessário utilizar um método de concentração da amostra como a extração em fase
sólida por exemplo, para poder quantificar concentrações a nível de µg L-1 e ng L-1.
34
3.3.3. Espectrometria de massas
A técnica de cromatografia líquida de alta eficiência acoplada à espectrometria de
massas sequencial (HPLC-MS/MS) pode ser considerada como um método confirmatório que
se tornou a principal técnica analítica para a identificação das sulfonamidas, devido sua alta
seletividade e sensibilidade em relação a outros métodos instrumentais (DMITRIENKO et al.,
2014).
O uso de coluna C18 para determinação de sulfonamidas pela cromatografia líquida
acoplada a um detector MS/MS é bastante estabelecido, assim como o uso de metanol ou
acetonitrila na fase orgânica, e ácido fórmico na fase inorgânica (BATISTA; PIRES;
TEIXEIRA, 2014a; CHALLIS et al., 2013; CHANG et al., 2008; GARCÍA-GALÁN et al.,
2011; IGLESIAS et al., 2012; TETZNER et al., 2016).
A fragmentação das sulfonamidas ocorre no modo de ionização por “electrospray”
positivo (ESI+), ou seja, a molécula é protonada [M+H]+ (SEIFRTOVÁ et al., 2009). Após a
fragmentação das sulfonamidas, tem-se três fragmentos específicos: m/z 92 [M-RNH2-SO2]+,
m/z 108 [M-RNH2-SO]+ e m/z 156 [M-RNH2]+. O fragmento m/z 156 geralmente é usado para
quantificação da maioria das sulfonamidas, enquanto que o íon m/z 92 para a confirmação
(SEIFRTOVÁ et al., 2009; TETZNER et al., 2016).
A sulfaquinoxalina segue o padrão da maioria das sulfonamidas, a ionização ocorre
no modo ESI+, o íon precursor possui m/z 301 e os íons de quantificação e confirmação são
respectivamente m/z 156 e m/z 92 (CHANG et al., 2008; GARCÍA-GALÁN et al., 2011;
IGLESIAS et al., 2012; TETZNER et al., 2016).
3.4. Processos de degradação convencionais e oxidativos avançados
3.4.1. Processos convencionais
Dos processos de tratamento de efluentes convencionais, os biológicos são os
usados com maior frequência, porque permitem o tratamento de grandes volumes, conseguem
diminuir o teor de matéria orgânica de forma satisfatória e os custos são relativamente baixos.
No entanto, alguns compostos são recalcitrantes, e podem ser tóxicos aos microrganismos
(MELO et al., 2009) mesmo em concentrações pequenas, de µg L-1 e ng L-1. Em razão disso, a
eficiência dos tratamentos convencionais para degradação de compostos de preocupação
emergente pode ser diminuída.
Uma desvantagem na eliminação de compostos persistentes por processos
convencionais é que os processos físicos (decantação, flotação, filtração, adsorção, por
35
exemplo), são caracterizados pela transferência de fase do contaminante, sem que este seja de
fato degradado (MELO et al., 2009). Altas concentrações de antimicrobianos no lodo de ETE
tornam-se prejudiciais no caso da sua reutilização como fertilizante agrícola (ZHOU et al.,
2013), pois além de apresentar possível toxicidade aos organismos do solo, podem chegar às
águas subterrâneas por lixiviação.
Já os processos químicos baseiam-se na oxidação dos contaminantes pela reação
com oxidantes, como o peróxido de hidrogênio (H2O2), cloro (Cl2), dióxido de cloro (ClO2) e
permanganato (MnO4-). Na maioria dos casos, no entanto, a utilização deste tipo de tratamento
não promove a mineralização completa dos contaminantes, havendo a formação de produtos de
degradação, que em geral são ácidos orgânicos (oxálico, tartárico, fórmico e acético) (MELO
et al., 2009) ou metabólitos do analito de interesse.
A eficiência de remoção dos fármacos pelos processos convencionais depende das
propriedades físico-químicas particulares de cada composto. Compostos polares apresentam
tendência a permanecer na fase aquosa durante o tratamento, enquanto que compostos apolares
tendem a se adsorver no lodo. Consequentemente, quando fármacos de diferentes classes são
submetidos a um mesmo processo de degradação, as características físico-químicas de cada
classe ficam mais evidentes.
Um estudo comparando diversas classes terapêuticas foi realizado por ZHOU et al.
(2013) e eles observaram que a principal via de introdução no ambiente das sulfonamidas,
macrolídeos, lincomicina e cloranfenicol foi por meio do descarte do efluente em corpos d’água
após o tratamento, enquanto que para tetraciclinas e fluoroquinolonas, a via principal foi a
disposição final do lodo. Os autores concluíram ainda que as tetraciclinas e as fluoroquinolonas
não foram degradadas e sim trocadas de fase chegando a representar 90% da concentração de
antimicrobianos detectados no lodo desidratado. Vale ressaltar que não foi avaliada a formação
de produtos de degradação bem como a toxicidade do efluente tratado.
GÖBEL et al. (2007) avaliaram a remoção das sulfonamidas em cada etapa de uma
estação de tratamento de esgoto. Eles observaram que o tratamento primário não foi efetivo
para remoção do sulfametoxazol e pouco efetivo para a sulfapiridina (máximo de 20%),
enquanto que os macrolídeos e o trimetoprim foram eliminados em 33% nessa etapa. No reator
de lodos ativados e de leito fixo, a degradação do sulfametoxazol foi entre 32% e 49% e no
reator de biomembranas, eliminou-se 54% da sulfapiridina e 37% do sulfametoxazol.
É importante ter em consideração que ao avaliar a eficiência de degradação de um
sistema de tratamento, a porcentagem de degradação obtida pode ser negativa. Isso acontece
36
porque ao calcular a remoção do analito ao final do tratamento tendo como base sua
concentração inicial no afluente, não se leva em conta a formação dos metabólitos durante o
processo, os quais podem retornar à forma do analito original e com isso contribuir para o
aumento da concentração do mesmo no efluente. Um exemplo de metabólitos das sulfonamidas
são, o N4-acetilsulfametoxazol para o sulfametoxazol, N4-acetilslfapiridina para a sulfapiridina
(GÖBEL et al., 2007).
Dentre os trabalhos encontrados na literatura e aqui citados, nos quais são avaliados
os processos convencionais de tratamento de água e esgoto para a degradação ou remoção de
contaminantes de preocupação emergente, a mineralização dos mesmos não foi considerada.
Além disso, podem ter sido gerados produtos de degradação não tóxicos aos microrganismos
responsáveis pelo tratamento biológico, porém, podem apresentar efeitos deletérios ou se
bioacumularem em organismos não alvo após o descarte do efluente nos corpos d’água.
3.4.2. Processos oxidativos avançados
A necessidade de avanços nos tratamentos químicos de água e efluentes, levou ao
desenvolvimento dos processos oxidativos avançados (POA) ou tecnologias oxidativas
avançadas. Esses processos podem ser amplamente definidos como métodos de oxidação em
fase aquosa, ar ou solo, os quais por intermédio de espécies altamente reativas, como os radicais
hidroxila (principalmente, mas não exclusivamente) promovem a destruição de compostos
orgânicos, e por vezes sua completa mineralização é obtida (COMNINELLIS et al., 2008). Os
POA podem ser aplicados também na inativação de microrganismos.
O radical hidroxila (HO•) é uma espécie muito reativa e não seletiva, que possui um
elevado potencial de redução (E0 = 2,73) quando comparado aos demais oxidantes, o que faz
com que ele atue na oxidação de uma grande variedade de substâncias (MELO et al., 2009).
Os processos oxidativos avançados podem ser fotoquímicos ou não fotoquímicos.
Entre eles, destacam-se a fotocatálise homogênea e heterogênea, baseadas na radiação
ultravioleta ou radiação solar visível, eletrólise, ozonização em meio básico, reagente de Fenton
e foto-Fenton, peroxidação assistida por radiação ultravioleta, ultrassom e oxidação com ar
úmido, e, apesar de menos convencionais e por isso menos estudados, os processos de radiação
ionizante, micro-ondas, plasma pulsado e o reagente ferrato (COMNINELLIS et al., 2008).
Os radicais hidroxila podem reagir com os contaminantes orgânicos por
mecanismos distintos, dependendo da estrutura do composto-alvo. Os mecanismos de atuação
37
dos radicais hidroxila descritos por NOGUEIRA et al., (2007) e MELO et al., (2009) podem
ser de abstração de hidrogênio, por adição eletrofílica e por transferência eletrônica.
Na abstração de hidrogênio, os HO• formados oxidam os compostos orgânicos pela
abstração de hidrogênio e geram radicais orgânicos (Equação 1). Depois ocorre a adição de
oxigênio molecular gerando radicais orgânicos peróxidos (RO2•) (Equação 2), que por sua vez
iniciam reações oxidativas em cadeia, resultando na mineralização do substrato. Essa reação
ocorre geralmente com hidrocarbonetos alifáticos.
𝑅𝐻 + 𝐻𝑂∙ → 𝑅∙ + 𝐻2𝑂 (1)
𝑅∙ + 𝑂2 → 𝑅𝑂2∙ (2)
Já no mecanismo de adição eletrofílica, os radicais hidroxila são ligados aos
compostos orgânicos formando radicais orgânicos (Equação 3). Geralmente essa reação ocorre
com hidrocarbonetos insaturados ou aromáticos.
(3)
O mecanismo de transferência de elétrons ocorre quando os mecanismos de adição
de HO• e abstração de hidrogênio são desfavorecidos. Nesse caso, há a oxidação dos compostos
orgânicos, pela transferência de elétrons para o HO• e formação de ânions hidroxila (HO-)
(Equação 4).
𝑅𝑋 + 𝐻𝑂∙ → 𝑅𝑋∙+ + 𝐻𝑂− (4)
Podem ocorrer ainda reações radicalares que consomem os HO• e
consequentemente diminuem a eficiência do processo (Equação 5 e 6).
2𝐻𝑂∙ → 𝐻2𝑂2 (5)
𝐻2𝑂2 + 𝐻𝑂∙ → 𝐻𝑂2∙ + 𝐻2𝑂 (6)
As principais vantagens no uso de POA para tratamento de efluentes são
(DOMÈNECH; JARDIM; LITTER, 2001):
38
▪ Transformação química do composto alvo e não apenas sua troca de fase;
▪ Geralmente a mineralização completa do composto alvo é obtida;
▪ Em sua maioria não geram lodos que necessitem tratamento e/ou disposição final;
▪ São muito úteis para contaminantes refratários que resistem a outros métodos de
tratamento, principalmente o biológico;
▪ Tratam compostos em baixas concentrações (na ordem de µg L-1 e ng L-1);
▪ São ideais para reduzir a concentração de compostos formados no pré-tratamento
como na desinfecção;
▪ Geralmente melhoram as qualidades organolépticas da água;
▪ Em muitos casos consomem menos energia que outros métodos (como a
incineração);
▪ Permitem transformar compostos refratários em produtos tratáveis por métodos
mais econômicos, como por exemplo, tratamento biológico.
Dentre as principais desvantagens da aplicação de POA podem ser citadas
(GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2009; PIGNATELLO; OLIVEROS;
MACKAY, 2006; TEIXEIRA; JARDIM, 2004):
▪ Em muitos casos, a mineralização do composto alvo não ocorre de forma completa,
e produtos de degradação podem ser formados, estando em sua forma ativa e
apresentando toxicidade maior que o composto alvo. Devido a esse fato, tem-se a
importância de avaliar a toxicidade do fármaco após o mesmo ser submetido aos
ensaios de degradação;
▪ Necessidade de separação do catalisador da fase líquida após o tratamento;
▪ A taxa de oxidação química do composto alvo é limitada pela taxa de geração de
HO•;
▪ Em efluentes contendo matéria orgânica, carbonatos, e bicarbonatos, por exemplo,
os HO• podem ser sequestrados por essas substâncias, diminuindo a eficiência do
processo.
A aplicação de POA no tratamento de efluentes é bastante ampla e abrange o
tratamento de efluentes industriais (têxtil, galvanoplastia, branqueamento de papéis,
agroquímicos), efluente hospitalar, remoção de agentes patógenos e persistentes, disruptores
39
endócrinos, resíduos de medicamentos e microcontaminantes orgânicos, como pesticidas, e
metais potencialmente tóxicos (COMNINELLIS et al., 2008).
Os processos oxidativos avançados podem ser efetivos e muito úteis na degradação
das sulfonamidas (BARAN et al., 2011). Além disso, cabe ressaltar que do ponto de vista
prático, processos convencionais combinados aos avançados poderiam ser a melhor solução
para o tratamento de efluentes contendo antimicrobianos, incluindo os processos que podem
usar recursos de energia renovável (HOMEM; SANTOS, 2011), como a energia solar.
Estudos da aplicação de processos oxidativos avançados na degradação das
sulfonamidas em matrizes aquosas vêm sendo desenvolvidos e resultados satisfatórios são
reportados pela comunidade científica. A degradação pelo processo de ozonização foi avaliada
por LIN et al. (2009). Os autores obtiveram respectivamente 93, 96 e 95% de remoção de
sulfametoxazol, sulfadimetoxina e sulfametazina usando uma dosagem de 170 mg O3 min-1 e
vazão de 1,6 L min-1 em 10 min de ensaio. Ao extrapolar o tempo de ensaio para 20 min, todos
os compostos foram degradados mais de 99%.
A eficiência da ozonização para as sulfonamidas (Cinicial = 1 mg L-1) também foi
estudada por GAROMA; UMAMAHESHWAR; MUMPER (2010); com uma dose aplicada de
2,3 mg L-1 de O3, foram oxidados 90% de sulfametizol, 95% de sulfadiazina e 99% de
sulfatiazol.
O processo UV/H2O2 foi aplicado para avaliar a degradação de sulfametoxazol em
pH 6. Para esse estudo, BATISTA; PIRES; TEIXEIRA (2014a) utilizaram uma concentração
inicial do fármaco de 27,8 mg L-1 e concentrações de H2O2 de 98,6, 1.003 e 2.006 mg L-1. Após
47 min de irradiação, obteve-se 84% de redução da concentração do composto utilizando a
menor concentração de peróxido de hidrogênio; nesse mesmo tempo, obteve-se redução maior
que 90% ao usar a concentração intermediária de H2O2 e a completa remoção ao usar a
concentração máxima de H2O2 (concentração abaixo do limite de quantificação).
BATISTA; PIRES; TEIXEIRA (2014b) avaliaram também a degradação da
sulfadiazina, sulfamerazina e sulfametazina pela combinação dos processos UV/H2O2 e foto-
Fenton. A concentração inicial dos fármacos foi de 6,25, 6,6 e 6,95 mg L-1, respectivamente
(equivalente a 0,025 mmol L-1). A concentração de H2O2 foi de 88,4 mg L-1, a concentração de
Fe(III) foi 48,4 mg L-1 e o pH da solução de trabalho foi ajustado para 3,0. Para os três fármacos
avaliados, as concentrações residuais ficaram abaixo do limite de quantificação após 20 min de
irradiação para a sulfametazina (0,5 mg L-1), 12 min de irradiação para sulfamerazina
(0,17 mg L-1) e 6 min de irradiação para a sulfadiazina (0,3 mg L-1).
40
3.4.2.1. Fotocatálise heterogênea (UV/TiO2, UV/TiO2/H2O2)
A fotocatálise com semicondutor teve início após a descoberta da divisão da água
por foto-indução com eletrodos de dióxido de titânio (HOMEM; SANTOS, 2011). Na
fotocatálise heterogênea a geração de radicais hidroxila ocorre da ativação de um semicondutor
pela radiação ultravioleta. Geralmente utiliza-se o dióxido de titânio (TiO2) como catalisador
da reação (ADAMEK et al., 2012; BARAN; SOCHACKA; WARDAS, 2006; BELTRÁN et
al., 2008; HU et al., 2007; NIU et al., 2013) devido a sua alta estabilidade, boa performance e
baixo custo, além de sua ativação tanto por radiação solar como artificial (HOMEM; SANTOS,
2011).
O princípio desse processo envolve a ativação do semicondutor (o qual é
caracterizado por possuir uma banda de valência e uma banda de condução e a diferença de
energia entre elas é chamada band gap) quando o catalisador é irradiado com energia maior que
a de band gap; ele é promovido a um estado eletronicamente excitado, no qual um elétron da
banda de valência passa para a banda de condução gerando um par elétron-lacuna (Equação 7),
o qual, por possuir caráter oxidante, gera radicais hidroxila a partir da oxidação de moléculas
de H2O (Equação 8) e de íons hidróxido, ambos adsorvidos na superfície do semicondutor
(Equação 9). O oxigênio dissolvido funciona como receptor de elétrons na banda de condução
gerando radicais superóxido (O2•-) (Equação 10) que subsequentemente geram H2O2 (Equação
11) e impedem a recombinação do par elétron-lacuna gerando radicais hidroxila adicionais
(Equação 12).
𝑇𝑖𝑂2 + ℎ𝑣 → 𝑒− + ℎ+ (7)
ℎ+ + 𝐻2𝑂𝑎𝑑𝑠 → 𝐻𝑂𝑎𝑑𝑠∙ + 𝐻+ (8)
ℎ+ + 𝐻𝑂− → 𝐻𝑂𝑎𝑑𝑠∙ (9)
𝑒− + 𝑂2 → 𝑂2∙− (10)
2𝐻𝑂2∙ → 𝐻2𝑂2 + 𝑂2 (11)
𝑒− + 𝐻2𝑂2 → 𝐻𝑂− + 𝐻𝑂∙ (12)
Em geral, o mecanismo da fotocatálise do semicondutor pode ser dividido em cinco
passos principais: 1) transferência de reagentes na fase líquida para a superfície; 2) adsorção de
reagentes; 3) reação na fase adsorvida; 4) dessorção de produtos e 5) remoção de produtos na
região de interface (HOMEM; SANTOS, 2011).
41
Na degradação da sulfadiazina, sulfamerazina, sulfadimetoxina e sulfatiazol, por
fotocatálise heterogênea, observou-se que todas as moléculas seguem o mesmo mecanismo de
degradação. Foi sugerido que a rota inicial de degradação pode ocorrer tanto pelo ataque do
HO• ao anel aromático com a formação de uma ou duas hidroxissulfonamidas, como pela
quebra da ligação S-N e a consequente liberação de íons sulfato (CALZA et al., 2004).
3.4.2.2. Ozonização em meio básico (O3/HO-)
O ozônio é um oxidante forte (E0 = 2,07 V) capaz de agir de forma direta (via ozônio
molecular, o qual não é um POA) e indireta (via radical hidroxila); como alternativa para
aumentar a eficiência desse processo, é possível combiná-lo com radiação ultravioleta, peróxido
de hidrogênio ou catalisadores (HOMEM; SANTOS, 2011).
Em condições ácidas, a oxidação direta com ozônio molecular é predominante; no
entanto, em altos valores de pH, as condições são favoráveis para a geração de radicais
hidroxila, onde a forma indireta de oxidação é predominante uma vez que o ozônio se decompõe
em radicais hidroxila (EPA, 1999).
Para o processo de ozonização, a radiação ultravioleta não é determinante para que
a geração de HO• ocorra. Eles podem ser gerados a partir das reações descritas nas Equações 13
a 15.
𝑂3 + 𝐻𝑂− → 𝑂2 + 𝐻𝑂2− (13)
𝑂3 + 𝐻𝑂2− → 𝑂3
− + 𝐻𝑂2∙ (14)
𝑂3 + 𝐻O2∙ → 2𝑂2 + 𝐻𝑂∙ (15)
Acredita-se que os radicais hidroxila se formam como um dos produtos
intermediários e podem reagir diretamente com os compostos presentes na água. A
decomposição do ozônio em água pura ocorre com os radicais produzidos como produtos
intermediários da composição do ozônio, resultando na produção de 1,5 mol de radical hidroxila
por mol de ozônio (EPA, 1999).
A ozonização é extremamente dependente do pH, pois devido a acumulação de
ácidos carboxílicos durante o processo de degradação, ocorre o decréscimo do pH e isso pode
afetar a velocidade e os mecanismos de reação, bem como as taxas de absorção de ozônio
(HOMEM; SANTOS, 2011).
42
3.4.2.3. Peroxidação assistida por radiação ultravioleta (UV/H2O2)
Esse processo consiste na combinação da fotólise, que é um processo físico-
químico, com a peroxidação, um processo químico. A radiação ultravioleta é capaz de provocar
a clivagem da molécula de peróxido de hidrogênio produzindo dois radicais hidroxila, conforme
descrito na Equação 16.
𝐻2𝑂2 + ℎ𝑣 → 2𝐻𝑂∙ 16)
Geralmente são utilizadas lâmpadas de vapor de mercúrio de média ou baixa
pressão que emitem radiação em comprimento de onda entre 200 a 300 nm (BOLTON, 2000)
respectivamente. No entanto, a absortividade do H2O2 é baixa nesta região do espectro
(Ɛ254 = 18,6 L mol-1 cm-1), porque sua absorção máxima ocorre a 220 nm. Seria então mais
adequado e conveniente o uso de lâmpadas de mercúrio dopadas com xenônio, as quais
encareceriam o tratamento, porém emitem radiação na faixa de 210-240 nm (DOMÈNECH;
JARDIM; LITTER, 2001; MELO et al., 2009).
A dissociação do H2O2 é favorecida formando o íon hidroperoxila (HO2-) em meio
básico; no entanto, a elevação excessiva do pH pode prejudicar o processo devido ao sequestro
dos radicais HO• promovido pelos íons bicarbonato (HCO3-) (Equação 17) e carbonato (CO3
2-)
(Equação 18).
𝐻𝑂∙ + 𝐻𝐶𝑂3− → 𝐻2𝑂 + 𝐶𝑂3
∙− (17)
𝐻𝑂∙ + 𝐶𝑂32− → 𝐻𝑂− + 𝐶𝑂3
∙− (18)
A concentração de H2O2 utilizada deve ser cuidadosamente calculada, uma vez que,
quando em altas concentrações, ao invés de aumentar a eficiência do processo de degradação,
a mesma pode ser reduzida devido a reações que consomem os radicais hidroxila (Equações 19
a 21).
𝐻2𝑂2 + 𝐻𝑂∙ → 𝐻2𝑂 + 𝐻𝑂2∙ (19)
𝐻𝑂2∙ + 𝐻𝑂∙ → 𝐻2𝑂 + 𝑂2 (20)
𝐻𝑂∙ + 𝐻𝑂∙ → 𝐻2𝑂2 (21)
43
Dentre as vantagens no uso de UV/H2O2 pode-se destacar que o H2O2 é um oxidante
comercialmente muito acessível, termicamente estável e não requer locais especiais para
armazenamento, uma vez que ele é totalmente solúvel em água, não existem problemas de
transferência de massa associado a gases, como no caso do ozônio, e é uma fonte efetiva de
radicais hidroxila.
Como desvantagens, uma vez que as lâmpadas geralmente usadas não possuem o
adequado comprimento de onda, concentrações maiores do oxidante são necessárias e o método
pode se tornar não efetivo para o tratamento de efluentes que contenham compostos que
absorvam em comprimentos de onda menores que 300 nm (DOMÈNECH; JARDIM; LITTER,
2001), devido à competição pela radiação UV entre o H2O2 e os compostos presentes no
efluente.
3.4.2.4. Reação de Fenton (Fe2+/H2O2) e foto-Fenton (UV/Fe2+/H2O2)
Reagente de Fenton é um processo oxidativo avançado que gera radicais hidroxila
a partir da decomposição do peróxido de hidrogênio catalisada pela presença de sais de ferro
na solução (Equação 22). A reação de Fenton é bastante rápida, mas o processo se torna lento
quando o Fe(II) é oxidado a Fe(III), resultando na lenta produção de HO• (Equação 23).
𝐹𝑒(𝐼𝐼) + 𝐻2𝑂2 → 𝐹𝑒(𝐼𝐼𝐼) + 𝐻𝑂∙ + 𝑂𝐻− (22)
𝐹𝑒(𝐼𝐼𝐼) + 𝐻2𝑂2 → 𝐹𝑒(𝐼𝐼) + 𝐻𝑂2∙ + 𝐻+ (23)
A regeneração do Fe(III) a Fe(II) ocorre de forma mais rápida no processo de foto-
Fenton (Equação 24), com o aumento na geração de HO• e uma taxa de degradação também
mais alta quando comparada ao processo Fenton. Além disso, reações competitivas podem
ocorrer quando os reagentes de Fenton estão presentes em excesso, podendo sequestrar espécies
oxidantes (Equações 25 a 27) (GALLARD; DE LAAT; LEGUBE, 1998; PIGNATELLO, 1992;
PIGNATELLO; OLIVEROS; MACKAY, 2006).
𝐹𝑒𝑂𝐻2+ + ℎ𝑣 → 𝐹𝑒(𝐼𝐼) + 𝐻𝑂∙ (24)
𝐻𝑂∙ + 𝐹𝑒(𝐼𝐼) → 𝐹𝑒(𝐼𝐼𝐼) + 𝑂𝐻− (25)
𝐻𝑂∙ + 𝐻2𝑂2 → 𝐻𝑂2 ∙ + 𝐻2𝑂 (26)
𝐻𝑂∙ + 𝐻𝑂∙ → 𝐻2𝑂2 (27)
44
O bom desempenho dos processos reagente de Fenton e foto-Fenton é dependente
do pH da solução, sendo o valor de pH 2,8 o mais adequado, pois favorece a máxima
decomposição do peróxido de hidrogênio e a especiação de Fe(III). Além disso, valores de pH
acima de 3 favorecem a precipitação dos complexos de ferro (HUANG; DONG; TANG, 1993;
PIGNATELLO, 1992; PIGNATELLO; OLIVEROS; MACKAY, 2006) diminuindo a
eficiência dos processos.
Como uma desvantagem dos processos reagente de Fenton e foto-Fenton pode-se
citar a necessidade de remoção dos sais de ferro formados durante o processo.
45
CAPÍTULO I: Desenvolvido na Universidade Estadual de Campinas
4. METODOLOGIA
4.1. Reagentes
Sulfaquinoxalina (PESTANAL®, 97,8%, C14H12N4O2S, 300,34 g mol-1) foi
adquirida da Sigma-Aldrich, ácido fórmico (> 98%, CH2O2) e iodeto de potássio (KI) da Merck,
peróxido de hidrogênio (30% m/m, H2O2), ácido sulfúrico concentrado (97%, H2SO4) e amido
solúvel da Synth, hidróxido de sódio (97%, NaOH) da Ecibra, cloreto de bário (99%,
BaCl2.2H2O) e metanol grau HPLC (CH3OH) da J.T. Baker, metavanadato de amônio (99%,
NH4VO3) da Honeywell Riedel-de Haën, dióxido de titânio (TiO2 P-25) da Degussa,
permanganato de potássio (99,5%, KMnO4) e oxalato de sódio (99,8%, Na2C2O4) da Ecibra. A
água ultrapura foi obtida do sistema de purificação Milli-Q da Millipore. Cepas da bactéria
marinha Vibrio fischeri, a solução diluente (2% NaCl), de reconstituição (0,01% NaCl) e o
ajuste osmótico (22% NaCl) foram adquiridas da Unwelt (Blumenau, Brasil).
4.2. Metodologia analítica
4.2.1. Cromatografia líquida de alta eficiência
A cromatografia líquida de alta eficiência (do inglês, HPLC) foi o método utilizado
para determinar e quantificar a sulfaquinoxalina (SQX) em solução aquosa após os processos
de degradação. O cromatógrafo era composto por um sistema de bombas binárias, modelo 1525
(Waters, EUA), com detector de arranjo de diodos (DAD) modelo 2996 (Waters, EUA) e injetor
automático modelo 2707 (Waters, EUA). A aquisição de dados foi realizada pelo programa
EmpowerTM 3. Foi utilizada uma coluna modelo XBridge™ RP18 da marca Waters
(250 mm x 4,6 mm, 5 µm). Antes de injetar as amostras no cromatógrafo, elas foram filtradas
em filtros de membrana modelo Minisart RC 15 de 0,2 µm (Sartorius Stedim Biotech,
Alemanha).
O método cromatográfico foi avaliado de acordo com os seguintes parâmetros
analíticos: intervalo linear, linearidade, repetibilidade (precisão intra-ensaio e inter-ensaio),
exatidão, limite de detecção (LD) e limite de quantificação (LQ).
O intervalo linear foi determinado pela curva analítica de soluções aquosas
contendo concentração de SQX na faixa de 0,01 a 30 mg L-1. A partir da análise de regressão
linear pelo método dos mínimos quadrados, obteve-se a equação da reta (Tabela 4.1) onde y
representa a área do pico cromatográfico e x representa a concentração da SQX. A linearidade
de 0,9998 foi estabelecida como o coeficiente de regressão linear da reta e se enquadra no valor
46
estabelecido (> 0,99) no Guia para Validação de Métodos Analíticos e Bioanalíticos da
ANVISA (2003).
Tabela 4.1: Parâmetros adotados para avaliar a metodologia analítica.
Equação da reta y = 112029x+7665,6
Linearidade (R) 0,9998
LD do equipamento 0,003 mg L-1
LD do método 0,012 µg L-1
LQ do equipamento 0,01 mg L-1
LQ do método 0,04 µg L-1
Exatidão 10 mg L-1 (n = 6) 95 - 97%
Precisão:
intra-ensaio 10 mg L-1 (n = 3) 0,09%
inter-ensaio 5 mg L-1 (n = 3) 4,62%
10 mg L-1 (n = 3) 4,65%
20 mg L-1 (n = 3) 2,81%
A precisão intra-ensaio foi determinada a partir de amostras de SQX na
concentração de 10 mg L-1, preparadas a partir da solução estoque. A determinação foi feita em
triplicata, no mesmo dia e no mesmo equipamento. Para a precisão inter-ensaio foram injetadas
em triplicata, amostras de SQX nas concentrações de 5, 10 e 20 mg L-1, em dias diferentes, pelo
mesmo analista e no mesmo equipamento. O desvio padrão relativo obtido para a precisão intra
e inter-ensaio foi menor que 5% (Tabela 4.1) e estão de acordo com as recomendações do Guia
para validação de métodos analíticos e bioanalíticos da ANVISA (2003). A exatidão, foi
calculada a partir do preparo de seis amostras de SQX na concentração de 10 mg L-1 e expressa
na Tabela 4.1 como porcentagem de recuperação da amostra.
O limite de detecção do equipamento foi determinado a partir da proporção do sinal-
ruído de 3:1, e o limite de quantificação do equipamento foi determinado a partir da relação
sinal-ruído 10:1. Uma vez que a amostra foi concentrada 250 vezes na extração em fase sólida,
foram determinados o limite de detecção e quantificação do método, mostrados na Tabela 4.1.
A determinação da fase móvel utilizada foi baseada na composição já utilizada por
outros pesquisadores para quantificação da SQX em HPLC (CHANG et al., 2008; DORETTO;
PERUCHI; RATH, 2014; PERRET et al., 2006). A fase móvel que proporcionou simetria ao
pico cromatográfico foi adotada neste estudo, sendo composta por 45% de uma solução aquosa
contendo 0,1% de ácido fórmico e 55% metanol (v/v). A vazão utilizada foi de 1 mL min-1, o
volume de injeção da amostra foi de 20 µL e o comprimento de onda monitorado no DAD foi
de 248 nm.
47
4.2.2. Extração em fase sólida
A extração em fase sólida foi realizada após os processos de degradação para
concentrar a amostra e permitir a quantificação do analito de interesse utilizando-se o HPLC.
A recuperação de extração do analito foi avaliada em pH 3 e sem ajuste de pH (5,6) utilizando-
se dois cartuchos, sendo um com adsorvente de fase reversa Octadecil C18 (500 mg/6 mL), da
marca Varian, e outro com adsorvente polimérico Oasis HLB (500 mg/6 mL), da marca Waters.
Devido a superior eficiência do cartucho Varian (recuperação do analito entre 90 e
109%) em relação ao cartucho Oasis (recuperação do analito entre 71 e 96%) para
concentrações variando de 5 a 500 µg L-1, o cartucho da Varian e o pH 3,0 foram adotados para
a extração do analito (Figura 4.1). Desta forma, após os ensaios de degradação, o pH das
amostras foi ajustado para 3,0 com H2SO4 diluído (10%, v/v) antes de iniciar a extração em fase
sólida.
Figura 4.1: Recuperação do analito nos cartuchos Oasis e Varian em pH 3,0 e 5,6. A linha vermelha
indica 90% de recuperação do analito.
O condicionamento dos cartuchos foi realizado com 6 mL de metanol e 6 mL de
água ultrapura. A submetida ao processo de degradação (1000 mL) percolou o cartucho a uma
vazão de, aproximadamente, 10 mL min-1. Após a extração, o cartucho foi eluído com 4 mL de
metanol, o que corresponde à concentração da amostra em 250 vezes. Antes de injetar as
amostras no HPLC, elas foram diluídas na proporção 50:50 (água ultrapura:metanol) devido à
composição da fase móvel.
48
4.2.3. Espectrometria de massas
A avaliação dos produtos de degradação da SQX, após a mesma ser submetida aos
processos de degradação, foi feita utilizando um Espectrômetro de Massas triplo quadrupolo
modelo Quattro Micro API (Waters, EUA) acoplado a uma fonte de ionização por electrospray
(ESI). Os dados foram adquiridos pelo software MassLynx®.
As amostras foram preparadas na concentração inicial de 5 mg L-1 de SQX para
aumentar a intensidade do sinal e permitir que os produtos de degradação fossem detectados.
As alíquotas foram coletadas nos tempos correspondentes aos dos ensaios de degradação. Foi
utilizada uma coluna cromatográfica para separação dos analitos e permitir o monitoramento
dos produtos de degradação ao longo dos tempos de reação. As condições utilizadas no
equipamento para obtenção dos dados são descritas na Tabela 4.2. O limite de detecção do
equipamento foi de 0,001 mg L-1.
Tabela 4.2: Condições utilizadas no espectrômetro de massas para avaliação dos produtos de
degradação formados.
Modo de operação ESI +
Faixa espectro 120 a 400 m/z
Coluna Acquity UPLC BEH (2.1 x 50 mm; 1.7 µm)
Pré-coluna Acquity UPLC BEH (2.1 x 5 mm; 1.7 µm)
Fase móvel 0,1% ácido fórmico:metanol (60:40 v/v)
Vazão 0,3 mL min-1
Energia do cone 38 V
Energia capilar 3,5 kV
Energia colisão 3 V
Temperatura da coluna 40ºC
Temperatura da amostra 15ºC
Temperatura de dessolvatação 500ºC
Vazão do gás no cone 50 L h-1
Vazão gás dessolvatação 850 L h-1
Volume injeção 5 µL
Para quantificação e identificação da sulfaquinoxalina nas amostras submetidas aos
processos de degradação foi feita a fragmentação da molécula, usando uma solução de
5 mg L-1 de SQX preparada em água ultrapura e inserida por meio de infusão direta no
espectrômetro de massas em modo positivo. A partir da fragmentação da SQX, que tem como
íon precursor a m/z 301,0 foram determinados os íons de identificação (m/z 92,03) e
quantificação (m/z 155,95).
49
4.3. Ensaios de degradação
Os ensaios de degradação foram realizados em escala de bancada no Laboratório
de Processos Oxidativos da Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo
(FEC/Unicamp).
4.3.1. Reator fotoquímico em batelada com recirculação da solução
O reator fotoquímico com recirculação da solução era de vidro borossilicato com
comprimento de 38,5 cm e diâmetro interno de 3,5 cm. O volume útil do reator era de
190 mL. Acoplada no centro do reator, havia uma lâmpada de vapor de mercúrio de baixa
pressão (UVC, 15 W, λmáx: 254 nm e 2,1 cm de diâmetro interno), permanecendo em contato
direto com a solução a ser degradada. O reator foi conectado a uma bomba peristáltica que
permitia a recirculação da solução conforme ilustrado na Figura 4.2.
Figura 4.2: Esquema do reator fotoquímico em vidro borossilicato com lâmpada acoplada ao centro.
A intensidade de radiação emitida pela lâmpada UV utilizada nesse reator foi de
6,95 mW cm-2 e foi medida utilizando um radiômetro Cole Parmer Modelo VLX3 W calibrado
em 254 nm. A partir desse dado, foi utilizada a Equação 28 para determinar o tempo de
irradiação durante os processos de degradação, uma vez que o reator tinha um volume útil de
190 mL e o volume total da amostra era de 1000 mL.
50
𝑡𝑖𝑟𝑟𝑎𝑑𝑖𝑎çã𝑜 =𝑡𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙×𝑉r𝑒𝑎𝑡𝑜𝑟
𝑉𝑠𝑜𝑙𝑢çã𝑜 (28)
sendo, tirradiação corresponde ao tempo em que a amostra recebeu radiação UV, ttotal é o tempo
total de duração do ensaio, Vreator é o volume do reator e Vsolução é o volume da solução.
Desta forma, são descritos na Tabela 4.3 os tempos de ensaio e de irradiação do
reator com recirculação da solução (nos quais efetivamente a amostra recebeu radiação UV e a
reação de degradação ocorreu), o qual foi calculado a partir da Equação 28.
Tabela 4.3: Tempos de ensaio e de irradiação da amostra nos reatores com e sem recirculação da
solução utilizados para degradação da sulfaquinoxalina.
Tempo ensaio reator
recirculação
(min)
Tempo irradiação
reator recirculação
(min)
Dose radiação
(mJ cm-2)
Tempo ensaio reator
sem recirculação
(min)
0 0 0 0
10 1,9 792,9 1,5
15 2,9 1321,5 2,5
30 5,7 2378,7 4,5
45 8,6 3700,2 7
60 11,4 4757,4 9
- - 5814,6 11
- - 7400,4 14
No reator em batelada sem recirculação da solução, os tempos de ensaio adotados
foram baseados nos tempos utilizados no reator com recirculação. Assim, os tempos a serem
utilizados nesse reator foram baseados na intensidade de radiação da lâmpada do reator com
recirculação (6,95 mW cm-²) e na Equação 28. Os tempos de ensaio adotados (0 a 14 min), bem
como a dose de radiação calculada (0 a 7400,4 mJ cm-2), foram descritos na Tabela 4.3.
4.3.2. Reator fotoquímico em batelada sem recirculação da solução
A lâmpada utilizada no reator em batelada era germicida, UVC e com potência de
16 W (λmax: 254 nm). A intensidade da radiação da lâmpada foi medida com um radiômetro
Cole Parmer Modelo VLX3 W calibrado em 254 nm e foi de 8,81 mW cm-2.
A parte interna do reator era constituída por um tubo de quartzo fechado em uma
das extremidades no qual era inserida a lâmpada, evitando que a mesma tivesse contato direto
com a solução. O tubo de quartzo era acoplado a um tubo de vidro de borossilicato também
fechado em uma das extremidades que possuía dupla face para permitir recirculação de água,
51
para manutenção da temperatura. O reator possuía volume útil de 1000 mL e está ilustrado na
Figura 4.3. Os tempos de ensaio variaram de 0 a 14 minutos e estão descritos na Tabela 4.3.
Figura 4.3: Representação do reator fotoquímico utilizado na degradação da sulfaquinoxalina pelos
processos fotocatálise e fotólise.
4.3.3. Coluna de contato para ensaios de ozonização
Os testes de ozonização foram realizados em uma coluna de contato com volume
útil de 1000 mL. A coluna de contato possuía formato tubular com 50 cm de altura (h) e 7 cm
de diâmetro (d). Acoplado a essa coluna tinha-se um difusor de vidro sinterizado (porosidade
média fina, 16 a 40 µm), que era responsável pela difusão do ozônio no reator (Figura 4.4). Para
garantir a mistura completa entre as fases líquida e gasosa, a razão h/d deveria ser ≤10 a qual
nesse caso foi de 7,15 e a porosidade do difusor entre 10 e 40 µm (GOTTSCHALK; LIBRA;
SAUPE, 2010). O sistema experimental era constituído por um gerador de ozônio seguido pela
coluna de contato contendo a amostra de SQX. A saída do gás foi ligada a um tubo de vidro
contendo a solução de iodeto de potássio, para determinação do ozônio residual na fase gasosa.
52
Figura 4.4: Coluna de contato utilizada nos ensaios de ozonização da sulfaquinoxalina conectada ao
tubo de vidro contendo iodeto de potássio (KI) para determinação do ozônio na fase gasosa.
A concentração de ozônio na fase gasosa foi medida na entrada e saída da coluna
de contato, conforme metodologia descrita por APHA (2012), e o limite de quantificação do
método foi de 0,1 mg O3 L-1. Para tanto, dois tubos de vidro borossilicato, com volume útil de
1900 mL, contendo uma solução de iodeto de potássio (KI) foram usados para determinar a
quantidade de ozônio na entrada e na saída do sistema e assim permitir a quantificação do
ozônio consumido durante a degradação do fármaco.
O método para estimar a massa de ozônio contida na fase líquida consiste
primeiramente no borbulhamento de ozônio por determinado tempo em uma solução contendo
iodeto de potássio. Dois mols de iodeto de potássio são oxidados pelo ozônio formando um mol
de iodo (I2) conforme descrito na Equação 29.
2𝐾𝐼 + 𝑂3 + 2𝐻2𝑂 → 𝐼2 + 3/2𝑂2 + 2𝐾𝑂𝐻 (29)
Deve-se adicionar 10 mL de ácido sulfúrico (2 mol L-1) à solução de KI borbulhada
com ozônio e prosseguir com a titulação utilizando uma solução padronizada de tiossulfato de
sódio (0,1 N) até obter uma coloração amarela clara. A titulação deve ser realizada em meio
ácido porque em pH neutro a reação não é estequiométrica, devido à oxidação parcial do
53
tiossulfato em sulfato. Em seguida, adiciona-se de 1 a 2 mL de solução indicadora de amido, a
qual irá mudar a coloração da solução para azul escuro, e então segue-se com a titulação até
que a solução se torne incolor. A reação de oxidação dos íons tiossulfato (S2O32-) pelo iodo (I2)
tem como produto o tetrationato (S4O62-) e está descrita na Equação 30 (APHA, 2012;
GUIMARÃES et al., 2010).
2𝑆2𝑂32− + 𝐼2 ↔ 𝑆4𝑂6
2− + 2𝐼− (30)
A partir da titulação descrita na Equação 30, determina-se a concentração de iodo
na solução, a qual deve ser convertida para a concentração de ozônio por meio da Equação 31.
𝑂3 =𝐴×𝑁×24
𝑡 (31)
sendo, O3 (mg min-1); A o volume de titulante gasto (mL); N a normalidade da solução padrão
de tiossulfato de sódio (mol L-1); 24 é a massa molar do O3/2 em g mol-1; t o tempo de
borbulhamento do gás (min).
Foi utilizado o gerador de ozônio O3R (Philozon). O sistema emprega a tecnologia
de descarga corona e foi alimentado com ar ambiente, uma vez que possui uma unidade de
concentração de oxigênio. A descarga corona é também conhecida como uma descarga elétrica
silenciosa que consiste na passagem de um gás contendo oxigênio por meio de dois eletrodos,
separados por uma descarga dielétrica. Uma voltagem é aplicada aos eletrodos causando um
fluxo de elétrons por meio da abertura da descarga. Esses elétrons fornecem a energia para
dissociação das moléculas de oxigênio, formando o ozônio (EPA, 1999).
A geração de ozônio quantificada foi de 5,52 ± 0,32 mg min-1 L-1 na potência de
10% e fluxo de O2 de 4 L min-1. As doses de ozônio aplicadas nesse estudo variaram de 0,5 a
79,5 mg L-1. Para retirada do ozônio remanescente das amostras, borbulhou-se nitrogênio em
cada amostra pelo tempo de 10 min após a coleta das amostras em seus respectivos tempos.
4.4. Condições experimentais
Uma solução estoque de SQX foi preparada na concentração de 500 mg L-1 diluindo
o fármaco em metanol, e a mesma foi armazenada a 4ºC em frasco âmbar, ao abrigo da luz. As
soluções de trabalho foram preparadas no momento dos ensaios na concentração de
54
500 µg L-1, diluindo a solução estoque em água ultrapura. Essa concentração inicial de trabalho
foi escolhida devido ao limite de quantificação do equipamento utilizado.
Todos os ensaios de degradação foram realizados no mínimo em duplicata e os
resultados foram expressos pelas médias, degradação mínima e máxima.
4.4.1. Processos de fotólise, peroxidação e UV/H2O2
Além de avaliar a degradação da SQX pelo processo oxidativo avançado de
UV/H2O2, foram avaliados também os processos de fotólise e peroxidação (H2O2). Os ensaios
foram realizados no reator fotoquímico com recirculação (descrito no item 4.3.1.). Os tempos
de degradação avaliados foram 0, 10, 15, 30, 45 e 60 min. O pH usado foi o original da solução
de trabalho (5,6).
A concentração de peróxido de hidrogênio (H2O2) utilizada nos ensaios de
peroxidação e UV/H2O2 foi baseada na relação estequiométrica entre a SQX e o H2O2, ilustrada
na Equação 32.
1𝐶14𝐻12𝑁4𝑂2𝑆 + 45𝐻2𝑂2 → 14𝐶𝑂2 + 48𝐻2𝑂 + 4𝐻𝑁𝑂3 + 𝐻2𝑆𝑂4 (32)
Desta forma, para degradar um mol de SQX, são necessários 45 mols H2O2. A
concentração inicial de SQX adotada nos ensaios (500 µg L-1) corresponde a
1,66x10-3 mmol L-1. Nesta relação, foram necessários 7,47x10-2 mmol L-1 de H2O2
(2540 µg L-1). As proporções adotadas nos ensaios de degradação estão descritas na Tabela 4.4.
Tabela 4.4: Concentrações de peróxido de hidrogênio utilizadas na degradação da sulfaquinoxalina
nos processos de peroxidação e UV/H2O2.
Proporção
(SQX:H2O2) Relação estequiométrica
(mol:mol) Concentração H2O2
(mmol L-1)
1:10 1:450 0,8
1:20 1:900 1,5
1:40 1:1800 3,0
1:80 1:3600 6,0
1:120 1:5400 9,0
O decaimento da concentração de peróxido de hidrogênio durante os ensaios de
degradação foi avaliado usando-se o método colorimétrico descrito por NOGUEIRA;
OLIVEIRA; PATERLINI (2005) com o uso de permanganato de potássio ao invés de
ferrioxalato de potássio. O limite de quantificação obtido foi de 0,03 mmol L-1. Essa
determinação tem como objetivo acompanhar o consumo de H2O2 durante o processo de
55
degradação. É esperado que o H2O2 esteja em excesso, para que a reação seja completa e o
desempenho do processo não seja comprometido. No entanto, esse oxidante não pode estar em
grande excesso, pois, nessas condições, atua como sequestrador de HO•.
4.4.2. Fotocatálise heterogênea (UV/TiO2 e UV/TiO2/H2O2)
A fotocatálise (UV/TiO2) foi realizada no reator fotoquímico sem recirculação
(descrito no item 3.5.1.2). O semicondutor dióxido de titânio (TiO2) foi utilizado em suspensão
como catalisador da reação. O uso do TiO2 em suspensão tem como vantagem que sua
superfície esteja completamente disponível para que a fotorreação ocorra. Os teores do
catalisador variaram entre 5 a 100 mg L-1. Optou-se por utilizar esses teores de catalisador
porque estudos anteriores concluíram que essa é a faixa de trabalho mais adequada (PERES;
MANIERO; GUIMARÃES, 2015; RODRIGUES-SILVA et al., 2013). O TiO2 utilizado foi o
P25 (Degussa) e caracteriza-se por sua forma 80% anatase, a área superficial da partícula é de
55 m2 g-1, o “bandgap” é de 3 a 3,15 V e o ponto isoelétrico é 6,0 o que significa que o
catalisador está carregado com cargas elétricas positivas quando em meio ácido (H+) e com
cargas elétricas negativas quando em meio básico (HO-). O pH das soluções de trabalho foi
ajustado para 6 com solução de NaOH 0,2 mol L-1 que também é o pH no qual a SQX possui
carga neutra para evitar repulsão das cargas elétricas, prejudicando a adsorção do
antimicrobiano à superfície do catalisador.
Para avaliar qual o tempo de adsorção da SQX à superfície do catalisador foi foram
preparadas soluções contendo 5, 20, 80 e 100 mg L-1 de TiO2 e 500 µg L-1 de SQX. A adsorção
da SQX foi avaliada nos tempos 0, 10, 20, 30, 45, 60 e 90 min. Adotou-se o tempo de 30 min
como “black period”, uma vez que a adsorção máxima da SQX foi de 10% a partir desse tempo
e o desvio padrão entre os teores de TiO2 testados foi de 0,7%.
Após submeter as amostras ao processo de degradação por fotocatálise, as mesmas
foram filtradas para retirada do catalisador em suspensão utilizando filtro do tipo papel de fibra
de vidro 0,25 mm (Sartorius, Biotec) e em seguida foram submetidas à extração em fase sólida.
Avaliou-se a recuperação de uma solução contendo 500 µg L-1 de SQX sem passar por filtração
e outra solução com as mesmas características, porém que foi filtrada antes da extração em fase
sólida. A recuperação foi de 109,41% para a amostra não filtrada e 112,63% para a amostra
filtrada, o que indica que não houve retenção da SQX no filtro.
Ensaios do processo de fotocatálise combinado a H2O2 (UV/TiO2/H2O2) também
foram realizados utilizando 0,8 mmol L-1 de H2O2 aos seguintes teores de catalisador: 5, 50 e
56
100 mg L-1 de TiO2. O pH das soluções foi ajustado para 6,0. Essa concentração de H2O2 foi
escolhida por ser a menor utilizada no processo UV/H2O2, com o objetivo de avaliar o aumento
da eficiência de degradação utilizando a menor concentração de H2O2 e diferentes teores do
catalisador e, posteriormente, comparar esses resultados com a eficiência observada nesses
processos quando aplicados separadamente.
Após observar os resultados preliminares decidiu-se aumentar o tempo de
degradação além dos pré-definidos (0 a 9 min) para observar o decaimento da SQX em tempos
de reação maiores. Desta forma, a fotocatálise foi avaliada nos tempos: 0; 1,5; 2,5; 4,5; 7; 9; 11
e 14 min (Tabela 4.3).
4.4.3. Ozonização (O3, O3/HO-)
A produção de ozônio (mg min-1) pelo gerador foi determinada experimentalmente,
utilizando o método titulométrico (descrito no item 4.3.3). Pela variação no tempo de
ozonização, diferentes doses de ozônio foram aplicadas para degradação da SQX. Os ensaios
foram realizados em pH 3, 7 e 11 e a dose de ozônio para os tempos testados foi calculada a
partir da Equação 33. Diferentes valores de pH foram testados para verificar a degradação do
fármaco via ozônio molecular e via radical HO•. O pH das soluções de trabalho foi ajustado
com H2SO4 10% e NaOH 0,2 mmol L-1.
𝐷𝑜𝑠𝑒𝑂3 =𝑂3×𝑡
𝑣 (33)
sendo, O3 a concentração (mg min-1) obtida na Equação 31; t o tempo de contato (min); v o
volume da solução (L).
Antes de iniciar os ensaios de degradação da SQX por ozonização, foi realizado um
teste de estabilidade das amostras em todos os valores de pH estudados (3, 7 e 11). As amostras
foram preparadas em água ultrapura na concentração de 500 µg L-1 de SQX, e após o ajuste de
pH, foram deixadas em repouso pelo período de 5 horas. Posteriormente, a recuperação do
analito foi avaliada e para todas as condições foi acima de 95%, o que mostra que a ampla faixa
de pH adotada nesse estudo não influenciou a estabilidade das SQX.
Apesar da constante de Henry (25°C) da SQX (6,7 x 10-11 atm m-3 mol-1) indicar
baixa volatilidade, um segundo teste preliminar foi realizado para avaliar se o borbulhamento
de ozônio nas soluções poderia causar sua volatilização durante os ensaios. Foram preparadas
57
amostras de SQX (C0 = 500 µg L-1) e o pH foi ajustado para 3, 7 e 11. Cada amostra foi
borbulhada com oxigênio na mesma vazão em que o ozônio era aplicado às amostras. O tempo
de borbulhamento foi o tempo máximo de ozonização adotado para cada pH, sendo de 1 minuto
para pH 3, 2,5 min para pH 7 e 15 min para pH 11. A recuperação da SQX após esse teste foi
acima de 96% para os três pH de trabalho.
4.5. Avaliação da toxicidade residual das soluções tratadas
O ensaio de toxicidade, utilizando a bactéria marinha Vibrio fischeri (Gram-
negativa) como organismo teste, foi realizado de acordo com a metodologia descrita na norma
L5.227/2001 (CETESB, 2001). Foram avaliadas a toxicidade da solução inicial de SQX, do
H2O2 em diferentes concentrações e das soluções submetidas aos processos de degradação.
As amostras foram analisadas utilizando o Microtox modelo 500, da marca
Strategic Diagnostics Inc. (Newark, Delaware, EUA). Uma vez que a concentração inicial de
sulfaquinoxalina utilizada nos ensaios não apresentou mais que 20% de inibição de
luminescência das bactérias, optou-se por seguir o protocolo 81,9% Basic Test no modo
screening (SDI Microtox Omni 4.0) (Strategic Diagnostics Inc., Newark, Delaware, EUA), no
qual não é necessário realizar a diluição serial das amostras como no teste completo. O tempo
de contato da bactéria com as amostras foi de 30 min. Os resultados foram expressos em
porcentagem de inibição da luminescência das bactérias.
As amostras submetidas aos processos de degradação por UV/TiO2 e
UV/TiO2/H2O2 foram filtradas para remoção do catalisador antes de realizar os ensaios de
toxicidade por Microtox.
58
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1. Ensaios de degradação
5.1.1. Peroxidação assistida por radiação ultravioleta em reator com recirculação da
solução
O processo UV/ H2O2 foi avaliado juntamente com a fotólise e a peroxidação e os
resultados são apresentados na Figura 5.1. A peroxidação não foi efetiva na degradação da SQX
nas concentrações mínima e máxima de H2O2 testadas (0,8 e 9,0 mmol L-1), as quais
correspondem à relação estequiométrica SQX:H2O2 de 1:450 e 1:5400 respectivamente. O
consumo do peróxido de hidrogênio foi avaliado e a variação esteve abaixo do limite de
quantificação do método (0,03 mmol L-1), indicando que não ocorreu reação entre o oxidante e
a SQX.
A baixa eficiência de oxidação que o processo de peroxidação apresentou para a
sulfaquinoxalina (Figura 5.1) está de acordo com os resultados reportados para fármacos
veterinários da família das tetraciclinas, fluoroquinolonas e sulfonamidas (CAIANELO et al.,
2016; CRUZ, 2016; DA SILVA et al., 2011; LIAO et al., 2016).
Figura 5.1: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos de fotólise, peroxidação e peroxidação
assistida por radiação ultravioleta, realizados no reator com recirculação.
0 10 20 30 40 50 600,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
C/C
0
Tempo de ensaio (min)
UV H2O
2 (0,8 mmol L
-1) H
2O
2 (9,0 mmol L
-1)
UV/H2O
2 (0,8 mmol L
-1)
UV/H2O
2 (1,5 mmol L
-1)
UV/H2O
2 (3,0 mmol L
-1) UV/H
2O
2 (6,0 mmol L
-1)
UV/H2O
2 (9,0 mmol L
-1)
59
No processo de fotólise foram degradados 58% da SQX após 11,4 minutos de
radiação, o qual corresponde a 60 min de ensaio. A degradação da SQX por UV foi ajustada a
um modelo de pseudo-primeira ordem, na qual a constante de velocidade de reação foi
0,014 min-1. Em geral, a fotólise não é um tratamento efetivo para completa remoção da SQX
de matrizes aquosas. LIAO e colaboradores (2016) estudaram a degradação de 10 mg L-1 de
SQX por fotólise, peroxidação (2,35 mmol L-1) e UV/H2O2 (0,3 – 7,0 mmol L-1 de H2O2). Eles
reportaram, tanto para a fotólise quanto para a peroxidação, resultados similares aos obtidos
nesse estudo, ou seja, degradação desprezível por peroxidação e 60% de degradação da SQX
por fotólise.
Quando o processo H2O2 foi combinado à radiação UV, a eficiência de degradação
da SQX foi de 99,6% utilizando 9,0 mmol L-1 H2O2 (concentração máxima utilizada nesse
estudo) em 60 min (Figura 5.1). É importante ressaltar que apesar da alta degradação obtida
utilizando a proporção estequiométrica SQX:H2O2 de 1:5400, resultados similares foram
obtidos utilizando-se 1/3 da concentração de H2O2, ou seja, 3,0 mmol L-1 (proporção
estequiométrica SQX:H2O2 de 1:1800), com degradação de 98% e, com 2/3 (proporção
estequiométrica SQX:H2O2 de 1:3600, 6,0 mmol L-1), obteve-se 99,2%.
LIAO et al. (2016) submeteram uma solução contendo 10 mg L-1 de SQX ao
processo UV/H2O2 utilizando uma concentração de 80 mg L-1 de H2O2, resultando em uma
relação mássica de 1:8. Nessa condição, mais de 99% da SQX foi degradada aplicando-se uma
dose de radiação de 2214 mJ cm-2. No presente estudo, a menor concentração de H2O2 avaliada
foi de 0,8 mmol L-1, (ou 27,2 mg L-1) e considerando a concentração inicial de 500 µg L-1 de
SQX, a relação mássica foi de 1:54. No entanto, a degradação obtida aplicando-se uma dose de
radiação de 2378,7 mJ cm-2, obteve-se apenas 45% de degradação da SQX. Isso ocorreu porque
concentrações menores os processos de degradação são mais lentos, uma vez que o oxidante
tem mais dificuldade em se chocar com a molécula na solução.
Reações competitivas que desaceleram a degradação do analito podem ocorrer
quando o oxidante, nesse caso o H2O2, é adicionado em excesso (FERREIRA; MANIERO;
GUIMARÃES, 2015) e também quando há matéria orgânica e alguns compostos químicos
como carbonatos na solução a ser tratada (LIAO et al., 2016). No entanto, as concentrações
utilizadas nesse estudo não resultaram na diminuição da eficiência do processo. O H2O2 residual
foi avaliado para todas as concentrações utilizadas no processo UV/H2O2 e quantificou-se um
residual entre 40 e 50% da concentração inicial.
60
O modelo de pseudo-primeira ordem foi usado para obter as constantes de
velocidade de reação (k) do processo UV/H2O2. Quando empregado 0,8 mmol L-1 de H2O2,
obteve-se k = 0,019 min-1; para 1,5 mmol L-1 de H2O2, obteve-se k = 0,026 min-1; para
3,0 mmol L-1 de H2O2, obteve-se k = 0,041 min-1; para 6,0 mmol L-1 de H2O2, obteve-se
k = 0,064 min-1 e para 9,0 mmol L-1 de H2O2, obteve-se k = 0,093 min-1. Comparativamente, o
processo de UV/H2O2 com 9,0 mmol L-1 resultou num aumento da velocidade de reação de
degradação da SQX em torno de seis vezes, quando comparada à fotólise, resultado esperado e
desejável pois possibilita reduzir o tempo de reação do processo.
Conforme já destacado na Figura 5.1, eficiência na degradação da SQX utilizando
3,0; 6,0 e 9,0 mmol L-1 de H2O2 foi similar em 60 min de ensaio. Do ponto de vista onde se tem
como objetivo reduzir o uso de oxidante, mesmo que permanecendo com maiores tempos de
reação, a concentração de 3,0 mmol L-1 de H2O2 poderia ser classificada como a melhor
avaliada. No entanto, observando as constantes de velocidade de reação (k) obtidas, com o
objetivo de diminuir o tempo de reação e radiação UV, mesmo sendo necessário utilizar uma
concentração maior de oxidante, 9,0 mmol L-1 H2O2 poderia ser classificada como a condição
mais adequada.
A constante de velocidade de reação dos antimicrobianos está relacionada não só à
concentração do oxidante, mas também à particularidade da estrutura química de cada
molécula. Não é possível generalizar que determinada classe de antimicrobianos se degrada
mais rápido em detrimento às outras, nas mesmas condições experimentais. Um exemplo são
os resultados obtidos por DE OLIVEIRA; MANIERO; GUIMARÃES (2015) em condições
experimentais semelhantes a esse estudo. Obteve-se 96% de degradação da lomefloxacina
usando 6,7 mmol L-1 de H2O2 em 11,4 min de radiação. Para a SQX, o tempo para obter essa
eficiência foi reduzido a 8,6 min de radiação usando 6,0 mmol L-1 de H2O2 (Figura 5.1).
(URBANO et al., 2017) relataram que, para degradar mais de 98% da ofloxacina em 8,6 min
de reação, foram necessários 3,0 mmol L-1 de H2O2, e para a SQX, a mesma degradação foi
obtida utilizando-se o dobro da concentração de H2O2 (6,0 mmol L-1).
A estrutura química das sulfonamidas possivelmente pode afetar sua reatividade
com o HO•. BATISTA; PIRES; TEIXEIRA (2014a) compararam a estrutura química de três
sulfonamidas (sulfadiazina, sulfamerazina e sulfametazina), e observaram que, quanto mais
grupos metil estiverem presentes no grupo aromático heterocíclico, mais lenta será a taxa de
degradação. No entanto, essa particularidade pode ser aplicada apenas às sulfonamidas, uma
vez que a OFX por exemplo, possui mais grupos metil que a SQX, os quais poderiam contribuir
61
para que um bloqueio estérico à adição de HO• ocorresse, diminuindo a taxa de degradação.
Porém, não foi esse o comportamento observado por URBANO (2017), e comparando as taxas
de degradação, a SQX é sempre inferior.
Os autores acreditam que provavelmente a reatividade da molécula de ofloxacina
com os HO• é maior que a reatividade da SQX, devido a estrutura química desses
antimicrobianos, o que poderia ser uma razão para explicar porque a ofloxacina foi mais
facilmente degradada por HO• em comparação com a SQX, nas mesmas condições
experimentais (URBANO et al., 2017).
5.1.2. Fotocatálise em reator sem recirculação da solução
A degradação da SQX por UV/TiO2 foi avaliada utilizando teores de TiO2 em
suspensão que variaram entre 5 e 100 mg L-1 (Figura 5.2). Usando 5 mg L-1 de TiO2, a eficiência
do processo foi similar à fotólise, ou seja, 76% da SQX presente na solução foi degradada após
14 min. Provavelmente, isso ocorreu porque houve uma menor adsorção da SQX à superfície
do catalisador, devido ao baixo teor de ambos na solução. Observa-se que ao aumentar o teor
do catalisador, a eficiência aumentou a partir de 20 mg L-1. Essa correlação entre a degradação
e o teor de catalisador ocorre devido ao aumento no número de sítios ativos na superfície do
TiO2, que consequentemente aumenta a reação fotocatalítica (PERES; MANIERO;
GUIMARÃES, 2015).
Após 11 min de reação, obteve-se degradação da SQX maior que 99,7% utilizando
50, 80, e 100 mg L-1 de TiO2 (Figura 5.2). Essa eficiência foi maior que a obtida por PERES;
MANIERO; GUIMARÃES (2015), que obteve uma degradação de 89,3% de uma solução
contendo 500 µg L-1 de ofloxacina, utilizando um teor de 128 mg L-1 de TiO2 em 60 min de
ensaio, correspondente a 11,4 min de radiação UV.
62
Figura 5.2: Degradação da sulfaquinoxalina por fotólise e fotocatálise no reator sem recirculação.
A degradação da SQX por fotocatálise foi ajustada a um modelo de pseudo-primeira
ordem, e as seguintes constantes de reação foram obtidas: k = 0,057 min-1 para 5 mg L-1 TiO2,
k = 0,065 min-1 para 20 mg L-1 TiO2, k = 0,175 min-1 para 50 mg L-1 TiO2, k = 0,182 min-1 para
80 mg L-1 TiO2 e k = 0,252 min-1 para 100 mg L-1 TiO2. Para a fotólise no reator sem
recirculação, obteve-se uma constante de velocidade de reação k = 0,117 min-1.
Em geral, para tempos de irradiação inferiores a 11 min, o perfil de degradação da
SQX utilizando teores de catalisador entre 50 e 100 mg L-1 foi semelhante. Observando-se a
constante de velocidade de reação (k) nessas condições de degradação, é possível afirmar que
o teor de 50 mg L-1 de TiO2 pode ser recomendado com o objetivo de diminuir o teor de
catalisador utilizado na degradação da SQX presente em água ultrapura, uma vez que se obteve
a mesma eficiência de remoção da SQX após 11 min de reação, quando comparada ao dobro
do teor de TiO2.
Apesar da constante de velocidade de reação obtida ser maior para a condição
utilizando 100 mg L-1 TiO2, quando comparados com os outros resultados, essa condição não
se destaca dentre as demais como mais efetiva. Quando em altas concentrações, o catalisador
pode promover um efeito de blindagem devido ao excesso de partículas, mascarando parte da
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 140,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
C/C
0
Tempo de reação (min)
UV UV/TiO2 (5 mg L
-1) UV/TiO
2 (20 mg L
-1) UV/TiO
2 (50 mg L
-1)
UV/TiO2 (80 mg L
-1)
UV/TiO2 (100 mg L
-1)
63
superfície fotossensível do catalisador e dificultando a penetração da radiação, de modo que a
eficiência de degradação tende então a alcançar uma estabilidade (XEKOUKOULOTAKIS et
al., 2011), o que pode ter ocorrido nesse caso.
Em relação à concentração inicial de SQX adotada nesse estudo (500 µg L-1), a
relação mássica entre a SQX e os teores de TiO2 utilizadas foram de: 1:10, 1:40, 1:100, 1:160
e 1:200. Os teores de TiO2 utilizados nesse estudo se adequam às faixas reportadas na literatura
para outras sulfonamidas.
XEKOUKOULOTAKIS et al. (2011) estudaram a degradação do sulfametoxazol
(SMX) variando a concentração inicial de 2,5 a 30 mg L-1 em água ultrapura. Nessas condições,
os autores trabalharam com a relação mássica SMX:TiO2 mínima de 1:10 e máxima de 1:200.
Os autores observaram que o SMX foi “completamente” removido da solução em menos de
30 min de reação, exceto para as relações mássicas 1:25 e 1:200, que resultaram nessa mesma
degradação somente após aproximadamente 45 min e 90 min, respectivamente.
A degradação de 500 µg L-1 de flumequina (FMQ) foi avaliada por RODRIGUES-
SILVA et al. (2013) em água ultrapura. Os teores de catalisador testados variaram entre 0,08 a
1,88 mmol L-1 (aproximadamente 6,4 a 150 mg L-1 de TiO2). A degradação máxima da FMQ
foi de 91% em 60 min, utilizando aproximadamente 50 mg L-1 de TiO2, o qual corresponde a
uma relação mássica FMQ:TiO2 de 1:100. Nesse contexto, o processo UV/TiO2 foi mais efetivo
na degradação da SQX, para o qual a relação mássica SQX:TiO2 foi de apenas 1:40
(20 mg L-1 de TiO2) e resultou em mais de 99% de degradação em 14 min (Figura 5.2).
Na fotocatálise, a adição do H2O2 pode aumentar a eficiência do processo, pois atua
como receptor dos elétrons fotogerados na banda de condução, formando radicais HO•. Por essa
razão, adicionou-se 0,8 mmol L-1 de H2O2 aos teores de 5, 50 e 100 mg L-1 de TiO2 (Figura
5.3).
Em relação ao processo UV/H2O2, a adição de 0,8 mmol L-1 de H2O2 ao processo
UV/TiO2 aumentou a degradação da SQX de uma maneira geral. Considerando os minutos
iniciais de reação, o processo UV/H2O2 foi mais efetivo e degradou 50% da SQX em 1,5 min
de reação, e o processo UV/TiO2/H2O2 (5 mg L-1 de TiO2), obteve degradação similar apenas
após 5 min de reação (Figura 5.3). Em 9 min de reação, mais de 99% da SQX foi degradada
pelo processo UV/TiO2/H2O2 (100 mg L-1 de TiO2), e resultado semelhante foi obtido no
processo UV/H2O2 (0,8 mmol L-1) após 11 min. Isso permite concluir que a adição de H2O2 ao
processo UV/TiO2 não foi significativa no início da reação, mas proporcionou aumento da
degradação máxima em menor tempo de reação.
64
Figura 5.3: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos UV/H2O2, UV/TiO2 e UV/H2O2/TiO2,
usando 0,8 mmol L-1 de H2O2.
Em comparação ao processo UV/TiO2, a adição de H2O2 também foi vantajosa.
Com 50 mg L-1 de TiO2 no processo UV/TiO2/H2O2, obteve-se degradação acima de 99% em
7 min, e o mesmo resultado para o processo UV/TiO2 foi obtido após 11 min de reação, para
todos os teores de TiO2 estudados (5, 20, 50, 80 e 100 mg L-1 de TiO2), como mostrado nas
Figuras 5.2 e 5.3. Apesar do aumento da degradação ter sido observado de forma significativa
nos tempo de reação maiores deste estudo, para a degradação da flumequina por exemplo, a
adição de H2O2 à fotocatálise aumentou em média 30% a degradação obtida nos primeiros
15 min de reação (RODRIGUES-SILVA et al., 2013).
As constantes de velocidade de reação do processo UV/TiO2/H2O2, foram obtidas
após ajustar os resultados a um modelo de pseudo-primeira. Os valores de k obtidos (Tabela
5.1) corroboram o aumento na eficiência de degradação que a adição de H2O2 proporcionou ao
processo UV/TiO2, o qual foi de no mínimo 36%, exceto para a condição onde 100 mg L-1 de
TiO2 foi usada, na qual a velocidade de reação diminuiu. Como já discutido anteriormente,
provavelmente essa condição não apresentou maior eficiência devido à blindagem dos fótons
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 140,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
C/C
0
Tempo reação (min)
UV/H2O
2 (0,8 mmol L
-1) UV/TiO
2 (5 mg L
-1) UV/TiO
2 (50 mg L
-1)
UV/TiO2 (100 mg L
-1) UV/TiO
2/H
2O
2 (5 mg L
-1/0,8 mmol L
-1)
UV/TiO2/H
2O
2 (50 mg L
-1/0,8 mmol L
-1)
UV/TiO
2/H
2O
2 (100 mg L
-1/0,8 mmol L
-1)
65
pelo excesso de partículas em suspensão, a qual dificultou a ativação do catalisador e nesse caso
prejudicou também a fotodegradação do H2O2 e consequente formação de HO•.
Tabela 5.1: Constantes de velocidade de reação obtidas para os processos de fotocatálise (UV/TiO2) e
fotocatálise combinada ao peróxido de hidrogênio (UV/TiO2/H2O2), utilizando um modelo de pseudo-
primeira ordem
UV/TiO2 UV/TiO2/H2O2
Condição k (min-1) Condição k (min-1)
5 mg L-1 TiO2 0,057 5 mg L-1 TiO2 + 0,8 mmol L-1 H2O2 0,089
50 mg L-1 TiO2 0,175 50 mg L-1 TiO2 + 0,8 mmol L-1 H2O2 0,244
100 mg L-1 TiO2 0,252 100 mg L-1 TiO2 + 0,8 mmol L-1 H2O2 0,157
O H2O2 residual foi avaliado ao longo do processo UV/TiO2/H2O2. Na condição
utilizando 50 mg L-1 de TiO2, a partir do tempo de reação de 11 min o H2O2 residual estava
abaixo do LQ do método (0,03 mmol L-1). No entanto, a oxidação da SQX não foi prejudicada,
uma vez que degradação máxima (maior que 99%) foi obtida ao final do ensaio. Evidentemente,
não foi considerada a oxidação dos possíveis produtos de degradação. O H2O2 residual foi de
30% da concentração inicial para 5 mg L-1 de TiO2 e 20% para 100 mg L-1 de TiO2.
5.1.3. Ozonização
A degradação da sulfaquinoxalina pelo processo de ozonização foi avaliada em três
diferentes valores de pH com o objetivo de avaliar qual mecanismo foi o mais efetivo, se a
degradação majoritariamente via O3 molecular (pH 3), via O3 molecular e HO• (pH 7) ou via
HO• (pH 11) (Figura 5.4). O aumento nos tempos de ozonização resulta no aumento da
concentração de ozônio na fase aquosa, o qual pode tanto reagir diretamente com a
sulfaquinoxalina ou se decompor e produzir HO•, os quais também reagem oxidando a SQX.
O processo de ozonização foi efetivo na degradação da SQX. A degradação pela
oxidação direta (pH 3) foi mais rápida e mais efetiva, atingindo mais de 99% na redução da
concentração inicial da SQX com uma dose de O3 aplicada de 5,5 mg L-1, que corresponde ao
tempo de ozonização de 1 min. Em comparação, apenas 30% da SQX foi degradada com essa
mesma dose de O3 em pH 11 (Figura 5.4).
Apesar do alto potencial de redução do HO•, a oxidação da SQX via O3 molecular
foi mais efetiva. Provavelmente isso aconteceu porque na reação em pH 3 o O3 molecular ataca
principalmente a molécula da SQX, enquanto que em pH 11 os HO• podem ter atacado tanto a
SQX quanto os produtos de degradação formados ao longo do tempo. Uma outra possibilidade
é o sequestro de radicais hidroxila pelos íons carbonato presentes na solução. Deste modo, para
66
a mesma dose de O3 aplicada, a degradação da SQX diminuiu à medida que o valor do pH
aumentou.
Figura 5.4: Degradação da sulfaquinoxalina pelo processo de ozonização em diferentes valores de pH
(3, 7 e 11).
A reatividade das sulfonamidas com o ozônio está fortemente relacionada com seu
valor de pKa: em condições ácidas, as espécies protonadas predominam, o que diminui a
reatividade com o ozônio (GAROMA; UMAMAHESHWAR; MUMPER, 2010). Dessa
maneira, os autores observaram que o aumento do pH de 2,0 para 10,0 aumentou a remoção da
sulfadiazina, sulfametizol, sulfametoxazol e sulfatiazol. No entanto, no presente estudo a
eficiência na degradação da SQX por ozonização ocorreu na seguinte ordem: pH 3 > pH 7 >
pH 11 (Figura 5.4).
A degradação da sulfaquinoxalina aumentou em meio ácido e diminuiu em meio
básico. Para obter 50% de degradação da SQX em pH 11, mais que o sêxtuplo da dose de ozônio
aplicada foi necessário (10 mg L-1), quando comparado ao experimento conduzido em pH 7
(1,5 mg L-1). Esses resultados estão de acordo com os resultados obtidos por LIN et al. (2009),
para antibióticos da família das sulfonamidas e macrolídeos. Os autores concluíram que a
67
degradação dos contaminantes contendo ligações C-C não saturadas, o qual é o caso da SQX,
ocorre mais rápido em meio ácido, onde o O3 é o oxidante predominante e sua maior
concentração na fase aquosa é favorecida. A SQX é um composto aromático que é suscetível
ao ataque eletrofílico do ozônio em meio ácido, no qual a concentração de O3 molecular é maior
(LIN et al., 2009; SUI et al., 2011).
Para uma mesma dose de O3 aplicada, a degradação da SQX diminuiu com o
aumento do valor do pH (Figura 5.4). Aplicando 2,8 ± 0,09 mg L-1 de O3, degradou-se mais que
98% da SQX em pH 3, 63% em pH 7 e 18% em pH 11. Comparando os resultados obtidos no
presente estudo com a ozonização da lomefloxacina na mesma faixa de pH (3, 7, e 11), DE
OLIVEIRA et al. (2017) observaram que o aumento do valor do pH das soluções aumentou
também a degradação da lomefloxacina, ou seja, a ozonização realizada em meio básico (pH
11) foi a que apresentou maior degradação do fármaco (93%).
As constantes de velocidade de reação deixam ainda mais evidente a maior
eficiência de degradação em meio ácido. Com o ajuste ao modelo de pseudo-primeira ordem,
obteve-se um valor de k = 8,2 min-1 para pH 3, k = 2,4 min-1 para pH 7 e k = 0,3 min-1 para
pH 11. Isso significa que a degradação da SQX pelo processo de ozonização obteve uma
constante de velocidade de reação em pH 3 três vezes maior que em pH 7 e vinte e sete vezes
maior que em pH 11.
Apesar das diferenças significativas de degradação da SQX em relação aos
diferentes valores de pH avaliados (Figura 5.4), o O3 consumido foi quantificado ao longo dos
tempos de reação e apresentou consumo similar entre os diferentes valores de pH (Figura 5.5).
Os valores de pH 3 e 7, receberam igualmente as doses de O3, correspondentes a 0,4, 1,0, 1,4 e
2,8 mg L-1. Os ensaios realizados em pH 3 consumiram aproximadamente 90,5% das doses de
O3 aplicadas e em pH 7 o consumo foi de aproximadamente 88,5% das doses de O3 aplicadas.
Em pH 11, a dose aplicada de 0,4 mg O3 L-1 foi 55% consumida, o que sugere que para a
formação de HO•, que ocorre majoritariamente nesse pH, a demanda de O3 foi maior.
O valor do pH das soluções ozonizadas não foi alterado significativamente ao longo
dos tempos de reação. A média do pH e o desvio-padrão durante o processo de degradação em
pH 3 foi de 3,0 ± 0,1, para o pH 7 foi de 7,0 ± 0,3 e para pH 11 foi de 11,0 ± 0,1.
68
Figura 5.5: Ozônio consumido ao longo da ozonização nos três valores de pH avaliados: A) pH 3,
B) pH 7 e C) pH 11.
69
5.2. Toxicidade residual das soluções submetidas aos processos de degradação
A inibição da luminescência da bactéria Vibrio fischeri foi avaliada para os ensaios
de fotólise e peroxidação (0,8 e 9,0 mmol L-1 de H2O2). Inicialmente, avaliou-se que a inibição
da luminescência correspondente à concentração inicial de SQX (500 µg L-1) foi menor que
10%. Posteriormente, uma vez que o H2O2 residual das amostras submetidas aos processos
H2O2, UV/H2O2 e UV/H2O2/TiO2, não foi removido, avaliou-se a inibição da luminescência
causada pelo H2O2 na faixa de concentração adotada nos ensaios (0 a 9 mmol L-1) e os resultados
são ilustrados na Figura 5.6.
Figura 5.6: Toxicidade de soluções de peróxido de hidrogênio na faixa de concentração entre 0 e
9 mmol L-1, utilizando a bactéria Vibrio fischeri como organismo teste.
A inibição da luminescência da bactéria Vibrio fischeri, pelo peróxido de
hidrogênio nas concentrações mínima e máxima utilizadas nesse estudo, variou de
aproximadamente 20% (quando utilizado 0,8 mmol L-1 de H2O2) a 90% (para 9 mmol L-1 de
H2O2). Devido à inibição quase completa da luminescência ocasionada por 9 mmol L-1 de H2O2,
as amostras dos ensaios nos quais essa concentração de H2O2 foi utilizada foram diluídas em
50% com água ultrapura antes de iniciar o ensaio de toxicidade (C0, H2O2 = 4,5 mmol L-1). Para
facilitar a interpretação dos gráficos, foi adicionada uma linha com símbolos preta a qual ilustra
o decaimento da concentração de H2O2 ao longo dos tempos de ensaio.
70
As soluções submetidas ao processo de fotólise resultaram numa mesma inibição
da luminescência do que a provocada pela concentração inicial de SQX (menor que 10%) e se
mantiveram constantes ao longo dos tempos de reação, o que sugere que não houve a formação
de produtos de degradação mais tóxicos durante o processo para o organismo teste avaliado
(Figura 5.7).
Figura 5.7: Inibição da luminescência da bactéria marinha Vibrio fischeri devido à toxicidade das
soluções submetidas aos processos de fotólise e peroxidação.
No processo de peroxidação, não houve oxidação da SQX, e consequentemente, o
oxidante (H2O2) não foi consumido, tanto na menor (linha com quadrado preto) quanto na maior
(linha com triângulo preto) concentração avaliada. Dessa forma, a inibição da luminescência da
bactéria observada na Figura 5.7 é devido ao H2O2 presente nas amostras.
As soluções submetidas ao processo UV/H2O2, quando em contato com a bactéria
Vibrio fischeri, resultaram no aumento da inibição da luminescência ao longo do tempo de
degradação para todas as condições estudadas (Figura 5.8), inclusive a de menor concentração
de H2O2 (Figura 5.8 A).
A toxicidade residual das soluções submetidas a esse processo não foi atribuída à
presença do H2O2 residual, pois a concentração do oxidante diminuiu ao longo do tempo (linhas
com quadrado preto) enquanto que a inibição da luminescência aumentou.
0 10 15 30 45 600
20
40
60
80
100
Inib
. lu
min
escê
ncia
(%
)
Tempo reação (min)
UV 0,8 mmol L-1 H
2O
2 9,0 mmol L
-1 H
2O
2
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
CH2O2
(0,8 mmol L-1 H
2O
2) C
H2O2 (9,0 mmol L
-1 H
2O
2) C
H2O
2 (
mm
ol L
-1)
71
Para as condições usando 3,0 e 9,0 mmol L-1 de H2O2 (Figura 5.8 B e 5.8 C,
respectivamente), onde a SQX foi totalmente removida, a inibição da luminescência da bactéria
foi acima de 90%. Esse resultado sugere a possível formação de produtos de degradação mais
tóxicos que a SQX e ou efeitos sinérgicos, os quais não foram degradados nos tempos de
degradação avaliados nesse estudo.
A inibição máxima da luminescência da Vibrio fischieri no processo UV/H2O2 foi
de 95% usando 9 mmol L-1 de H2O2 (Figura 5.8 C). Nesta condição, o H2O2 residual era em
média 2 mg L-1 e, de acordo com os ensaios preliminares de toxicidade do H2O2 (Figura 5.6), a
inibição devido ao peróxido de hidrogênio deveria ser de 34%, e não de 95% conforme
observado. Isso sugere a possibilidade de que produtos de degradação mais tóxicos que a SQX
tenham sido gerados e ou efeitos sinérgicos possam ter ocorrido.
O aumento da inibição da luminescência da bactéria ao longo do tempo de
degradação também foi reportado por CAIANELO et al. (2016) na degradação da gatifloxacina
por UV/H2O2 e também por DE OLIVEIRA; MANIERO; GUIMARÃES (2015) na degradação
da lomefloxacina. Os autores atribuíram esse resultado à geração de produtos de degradação
mais tóxicos ao longo do processo de degradação, os quais poderiam penetrar na parede celular
da bactéria Vibrio fischeri mais facilmente.
CRUZ (2016) observou que o aumento da toxicidade das soluções de doxiciclina
(DOX) submetidas ao processo UV/H2O2 (0,6 a 6,9 mmol L-1 de H2O2) foi proporcional ao
aumento da degradação da DOX no tempo de 20 min. Estudos aumentando o tempo de
degradação para 50 min foram realizados, no entanto, 98% da luminescência da bactéria foi
observado, sugerindo que não houve a mineralização da DOX e dos produtos formados.
72
Figura 5.8: Toxicidade das amostras submetidas à peroxidação assistida por radiação ultravioleta com
A) 0,8 mmol L-1, B) 3 mmol L-1 e C) 9 mmol L-1 de peróxido de hidrogênio.
73
No processo de fotocatálise, utilizando os teores de TiO2 de 20, 50 e 100 mg L-1, a
toxicidade das amostras apresentou uma tendência de aumento até os 7 min de reação. Após
esse tempo, a toxicidade se estabilizou, ou seja, a inibição da luminescência da bactéria Vibrio
fischeri manteve-se próximo a 60% (Figura 5.9).
Figura 5.9: Toxicidade das amostras submetidas aos processos de fotólise e fotocatálise, utilizando a
bactéria Vibrio fischeri como organismo teste.
As amostras do processo de fotocatálise com 5 mg L-1 TiO2 apresentaram uma
tendência crescente de inibição da luminescência, chegando a 78% para o tempo de reação de
14 min. Salienta-se que a degradação máxima da SQX nessa condição foi de 80% (Figura 5.9).
Dessa forma, é possível concluir que, a geração de produtos de degradação mais tóxicos que o
composto original deve ter ocorrido e, além disso, o teor do catalisador pode não ter sido
adequado na reação de degradação desses produtos.
No processo UV/TiO2/H2O2, a concentração de H2O2 utilizada (0,8 mmol L-1) inibiu
inicialmente 20% da luminescência da bactéria, de acordo com o teste inicial realizado (Figura
5.9). No entanto, para todos os teores de TiO2 testados (5, 50 e 100 mg L-1), a inibição foi acima
de 20%, o que não pode ser atribuído apenas à presença de H2O2 residual nas amostras.
Provavelmente essa toxicidade é efeito dos produtos formados na reação.
Após 7 min de reação até o tempo máximo de reação (14 min), observou-se uma
tendência de estabilização em aproximadamente 70% de inibição da luminescência. Duas
0 1,5 2,5 4,5 7 9 140
20
40
60
80
100
UV: Inib. Luminescência C/C0
5 mg L-1: Inib. Luminescência C/C
0 20 mg L
-1: Inib. Luminescência C/C
0
50 mg L-1: Inib. Luminescência C/C
0 100 mg L
-1: Inib. Luminescência C/C
0
C/C
0 e
In
ib.
Lu
min
escê
ncia
(%
)
Tempo reação (min)
74
hipóteses podem ser consideradas nesse caso, a primeira é a de que produtos de degradação de
menor toxicidade possam ter sido gerados após o 7 min de reação. A segunda hipótese é de que
os produtos formados a partir desse tempo de reação foram degradados (Figura 5.10).
Figura 5.10: Toxicidade das amostras submetidas ao processo de fotocatálise (5, 50 e 100 mg L-1
TiO2) combinada à peroxidação (0,8 mmol L-1 H2O2), utilizando a bactéria Vibrio fischeri como
organismo teste.
Para as amostras de SQX ozonizadas, a resposta de inibição da luminescência
obtida pelo ensaio de Microtox diferiu consideravelmente nos valores de pH estudados. O
ozônio molecular (pH 3) foi responsável por uma maior degradação da SQX, mesmo quando
aplicadas menores doses de ozônio (Figura 5.8); além disso, as amostras ozonizadas nesse pH
proporcionaram uma inibição da luminescência da bactéria Vibrio fischeri menor que 10%
(Figura 5.11) para todas as doses de ozônio aplicadas. As amostras ozonizadas em pH 11
apresentaram os mais altos níveis de toxicidade.
0 1,5 2,5 4,5 7 9 140
20
40
60
80
100
5 mg L-1 de TiO
2: Inib. Luminescência C/C
0
50 mg L-1 de TiO
2: Inib. Luminescência C/C
0
100 mg L-1 de TiO
2: Inib. Luminescência C/C
0
C/C
0 e
In
ib.
Lum
inescê
ncia
(%)
Tempo reação (min)
0
1
2
3
4
5
CH2O2
CH2O2
CH2O2
CH
2O
2 (
mm
ol L
-1)
75
Figura 5.11: Evolução da toxicidade das amostras ozonizadas nos diferentes valores de pH.
Em pH 7, a inibição da luminescência da bactéria foi constante (em torno de 30%)
para todas as doses de ozônio aplicadas. No entanto, um aumento significante na toxicidade foi
observado para as amostras ozonizadas em pH 11. A inibição da luminescência da bactéria
aumentou de 0 a 90% para os tempos de ozonização de 0 a 15 min, que correspondem a doses
de ozônio de 0 a 80 mg L-1. Isso sugere que os produtos de degradação formados nessa condição
sejam mais tóxicos que a sulfaquinoxalina.
Observando-se os resultados, é possível sugerir que a oxidação da sulfaquinoxalina
pode levar a produtos de degradação com toxicidade maior que as amostras iniciais (Figura
5.11), ou seja, as amostras sem a aplicação de O3.
Os resultados obtidos nesse estudo foram similares aos obtidos por DE OLIVEIRA
et al. (2017) na ozonização da lomefloxacina na mesma faixa de pH desse estudo. A toxicidade
das soluções ozonizadas foi em ordem crescente: pH 3 < pH 7 < pH 11. A máxima inibição da
luminescência obtida foi de 74,5% em pH 11 após receber uma dose de O3 de 54 mg L-1. Já
para a degradação de tetraciclinas, CRUZ (2016) relatou que, após submeter soluções de
doxiciclina com concentração inicial de 500 µg L-1 à degradação por ozonização em pH 3, 7 e
11, não foi observada toxicidade aguda das soluções para nenhuma das três condições estudadas
ao longo do processo de degradação.
76
Na faixa de concentração entre µg L-1 e ng L-1, e para tempos de exposição menores
que 24 h, as sulfonamidas tem baixo potencial de causar toxicidade à bactéria marinha Vibrio
fischeri, porque interfere levemente com as vias biossintéticas da bactéria (BIAŁK-
BIELIŃSKA et al., 2011). No entanto, alto potencial de toxicidade foi encontrado para soluções
de sulfonamidas na ordem de concentrações de mg L-1 (GONZÁLEZ; SANS; ESPLUGAS,
2007; TROVÓ et al., 2009a, 2009b). Considerando então os dados obtidos no presente trabalho,
pode-se concluir que a inibição da luminescência obtida foi relacionada com a formação de
produtos de degradação mais tóxicos que a sulfaquinoxalina, quando os radicais hidroxila foram
gerados, o qual foi favorecido em pH 7 e, especialmente, em meio básico (pH 11).
5.3. Produtos de degradação gerados
Os produtos gerados a partir da degradação da SQX pelos processos UV/H2O2,
UV/TiO2, UV/TiO2/H2O2 e ozonização em meio básico e ácido foram avaliados e propostos,
com base nos dados obtidos pela técnica de espectrometria de massas com ionização por
electrospray no modo positivo.
Os produtos de degradação foram determinados a partir da comparação entre os
espectrômetros de massa obtidos ao longo do tempo de reação com o obtido no tempo zero.
Observou-se um decaimento na intensidade relativa do sinal da molécula de SQX (m/z 301,
C14H12N4O2S) ao longo dos tempos de reação e também o aumento da intensidade do sinal
correspondente a algumas massas (Figura 5.12). Foram considerados como significativos
apenas os íons com intensidade no mínimo três vezes maior que a relação sinal-ruído.
77
Figura 5.12: Identificação do produto de degradação com m/z 146 por meio de cromatograma e
espectro de massas obtido a partir da amostra degradada pelo processo de ozonização em pH 7 no
tempo de reação de 1 minuto, correspondente à dose aplicada de 5,5 mg O3 L-1.
Após determinar quais íons se formaram ao longo do tempo de degradação, foi
monitorada a separação específica de cada um desses íons pela coluna cromatográfica e
verificou-se se os respectivos sinais dos picos cromatográficos eram no mínimo três vezes
maiores que a relação sinal-ruído. Após essas verificações, determinou-se quais dos produtos
formados eram significantes e a proposta de suas respectivas estruturas químicas foi realizada
manualmente, partindo-se da estrutura da SQX e aplicando os possíveis mecanismos de
degradação obtidos por revisão da literatura.
Dentre as rotas de degradação das sulfonamidas já reportadas na literatura (GUO et
al., 2015; LE FUR et al., 2013; LIAO et al., 2016), foram destacadas as que poderiam ocorrer
com a molécula da sulfaquinoxalina devido à sua estrutura química. Sete diferentes rotas foram
utilizadas como base para determinar os produtos de degradação formados. Essas rotas
constituíram-se na I) hidroxilação do anel benzeno; II) oxidação do grupo amina no anel
benzeno; III) quebra da ligação S-N; IV) decomposição da SQX devido à excitação ao estado
“triplet” seguida de auto-extrusão do SO2; V) ataque do HO• e liberação do CO2 e NH3;
VI) hidroxilação e formação de um aduto radical aromático -OH seguido da transferência do
HO• para a ligação N-H e quebra dessa ligação devido à oxidação do HO•; e VII) quebra da
ligação S-C.
Quatro produtos de degradação da sulfaquinoxalina ([SQX + H]+ m/z 301) foram
detectados. Para o processo de ozonização e UV/TiO2 foram detectados os produtos com
78
m/z 146, m/z 215, m/z 241 e m/z 363. Para o processo UV/H2O2 foram detectados dois produtos:
m/z 146 e m/z 363, e para o processo UV/TiO2/H2O2 detectou-se os produtos com m/z 146, e
m/z 241. Baseado nas rotas de degradação descritas acima, as possíveis estruturas químicas
desses produtos foram propostas e são apresentadas na Figura 5.13.
Figura 5.13: Estruturas químicas propostas para alguns dos produtos de degradação formados (m/z
146, m/z 215, m/z 241 e m/z 363) por meio da degradação da sulfaquinoxalina (m/z 301).
O produto de degradação de m/z 146 (C8H7N3) já foi previamente reportado por
outros autores (HOFF et al., 2014; LE FUR et al., 2013; LIAO et al., 2016) e consiste em um
dos íons de fragmentação da sulfaquinoxalina. A geração do produto m/z 215 (C12H14N4)
ocorreu após a extrusão do SO2, a hidroxilação da molécula seguida da oxidação e perda do
grupo carbonil com abertura do anel. Partindo de um mecanismo de reação similar, o produto
m/z 241 (C12H24N4O) foi formado a partir de uma hidroxilação sequencial da molécula de SQX
seguida de oxidação, perda do grupo carbonil, abertura do anel quinoxalina, a extrusão do SO2,
hidroxilação e a abertura do anel. O produto com m/z 363 (C14H10N4O6S) provavelmente foi
gerado após a adição de quatro radicais hidroxila à molécula de SQX, seguida de oxidação.
Os produtos de degradação propostos foram avaliados no software Toxtree (versão
2.6.13), o qual determina, de forma preditiva baseada na estrutura química da molécula a ser
analisada, a biodegradabilidade (START biodegradability) e o risco toxicológico (Cramer
rules) que a substância oferece.
Os produtos com m/z 146, 215 e 363 classificaram-se como altamente tóxicos de
acordo com as regras de Cramer. Esses produtos de degradação são substâncias que possuem
significante toxicidade ou que possuem grupos funcionais ainda reativos. Dessa maneira, ao
79
avaliar a biodegradabilidade desses produtos, eles foram classificados como substâncias
persistentes. Ao contrário dos demais, o produto com m/z 241 também foi classificado como
altamente tóxico; no entanto, pode ser facilmente degradado de acordo com a análise do
software.
A proposta da formação desses produtos de degradação da sulfaquinoxalina, bem
como, a alta toxicidade determinada pelo software Toxtree corrobora os resultados de
toxicidade obtidos nesse estudo, a qual aumentou ao longo do tempo de degradação. Esses
resultados são um alerta de que, apesar da degradação da SQX ter sido acima de 99%, não é
desejável que produtos de degradação ainda mais tóxicos sejam gerados ao final do processo.
Uma possível solução seria aumentar os tempos de degradação de maneira que esses produtos
de degradação sejam também degradados e a toxicidade das soluções submetidas aos processos
de degradação seja menor que a inicial ou nula.
80
CAPÍTULO II: Desenvolvido na Universitat Politècnica de Catalunya
Esse capítulo da tese foi desenvolvido durante o período de doutorado sanduíche
(07 a 12/2015) na Escola Universitària d`Enginyeria Tècnica Industrial de Barcelona (EUETIB)
da Universitat Politècnica de Catalunya (UPC) sob supervisão da Prof.ª Dra. Montserrat Pérez-
Moya. Nas seções seguintes foram descritos os objetivos, metodologia e os resultados obtidos
durante o desenvolvimento do referido estágio.
6. OBJETIVOS
Avaliar a eficiência dos processos reagente de Fenton e foto-Fenton na degradação
e mineralização da sulfaquinoxalina em dois reatores e monitorar a atividade antimicrobiana
residual das amostras submetidas à degradação.
6.1. Objetivos específicos
• Testar e consolidar um método analítico para determinar e quantificar a
sulfaquinoxalina em matriz aquosa;
• Degradar soluções de sulfaquinoxalina pelos processos reagente de Fenton e foto-
Fenton;
• Avaliar a influência da radiação ultravioleta e diferentes concentrações de peróxido
de hidrogênio na degradação, mineralização e atividade antimicrobiana, utilizando
um delineamento de experimentos;
• Avaliar e comparar a eficiência dos processos reagente de Fenton e foto-Fenton na
degradação e mineralização da sulfaquinoxalina, em escala de laboratório e em
escala piloto.
• Determinar a atividade antimicrobiana residual das amostras submetidas à
degradação.
81
7. METODOLOGIA
7.1. Reagentes
Sulfaquinoxalina na forma de sal de sódio (95%, C14H11N4O2SNa) obtida da Sigma-
Aldrich. Peróxido de hidrogênio (33% m/v, H2O2), ácido fórmico (98%, CH2O2) e ácido
sulfúrico (98%, H2SO4) da Panreac, sulfato de ferro heptahidratado (FeSO4·7H2O) da Merck.
Metanol grau HPLC foi obtido da VWR. Metavanadato de amônio (99%, NH4VO3) foi
adquirido da Honeywell Riedel-de-Haën. Cepas de Staphylococcus aureus (ATCC 29213) e
Escherichia coli (ATCC DH5α).
7.2. Metodologia analítica
7.2.1. Cromatografia líquida de alta eficiência
A cromatografia líquida de alta eficiência (do inglês, HPLC) foi a técnica analítica
utilizada para quantificar a sulfaquinoxalina ao longo do tempo de reação. O HPLC era da
marca Agilent modelo 1200, composto por um desgaseificador seguido de bombas quaternárias,
injetor manual, forno para coluna e detector de arranjo de diodos. O comprimento de onda
monitorado foi de 250 nm. Metanol e 0,1% de ácido fórmico (v/v) foram usados como fase
móvel na proporção 55:45 (v/v), respectivamente. Foi utilizada uma coluna Akady HPLC
Ultrabase 5 C18 de fase reversa (150 x 4,6 mm, 5µm) mantida a 25 °C para separação do analito.
O volume de injeção foi de 20 µL, a vazão da fase móvel de 1,0 mL min-1 e o tempo de retenção
da sulfaquinoxalina foi de 2 minutos. Antes de injetar as amostras no HPLC, elas foram
diluídas, de forma que a concentração fosse 50% da inicial, utilizando metanol, o qual atua
como sequestrador de HO• (MARUGÁN et al., 2006), para que a reação de oxidação fosse
interrompida.
O método cromatográfico foi avaliado de acordo com os seguintes parâmetros
analíticos: linearidade, exatidão, limite de detecção e limite de quantificação. A linearidade foi
obtida a partir da determinação do coeficiente de regressão linear da reta que foi de 0,999
conforme estabelecido pela ANVISA (2003).
A exatidão do método foi calculada a partir do preparo de seis amostras de SQX na
concentração de 25 mg L-1, as quais foram diluídas a 50% em metanol e posteriormente
injetadas no cromatógrafo. A concentração obtida foi comparada com a concentração teórica e
obteve-se uma exatidão de 100,78%. Para determinar o LD do equipamento, optou-se pelo
método da relação sinal-ruído, na proporção de 3:1 que resultou no LD de 0,05 mg L-1. O LQ
foi determinado a partir da relação sinal-ruído na proporção de 10:1 e foi de 0,25 mg L-1.
82
7.2.2. Determinação do carbono orgânico total
A mineralização da sulfaquinoxalina foi avaliada usando um analisador de carbono
orgânico total da Shimadzu, modelo TOC-VCSH/CSN. O carbono orgânico total (COT) foi obtido
pela diferença entre o carbono total e o carbono inorgânico. O limite de quantificação do
equipamento era de 0,5 mg L-1 para carbono inorgânico e 1,0 mg L-1 para carbono total. Devido
ao LQ do equipamento, a concentração inicial de SQX não pôde ser inferior a 25 mg L-1, uma
vez que nessa concentração, o carbono total teórico era de 13,04 mg L-1, o que significa que a
remoção máxima de COT que pôde ser observada nesse estudo foi de 92%. As amostras
submetidas às análises de COT foram analisadas imediatamente após a coleta e mantidas em
baixa temperatura durante a análise no equipamento.
7.2.3. Quantificação do peróxido de hidrogênio residual
A determinação da concentração de H2O2 residual foi realizada em
espectrofotômetro UV-vis Hitachi U-2001 após a reação com o metavanadato de amônio,
conforme metodologia descrita por NOGUEIRA; OLIVEIRA; PATERLINI (2005). Esse
método é baseado na reação de óxido-redução entre a solução que contém H2O2 e uma solução
ácida do íon metavanadato (coloração amarela), obtendo-se uma coloração vermelha. Essa
coloração vermelha deve-se à formação do cátion peroxovanadio, que apresenta máxima
absorbância em 450 nm, a qual pode ser determinada por espectrofotometria UV-Visível.
7.2.4. Avaliação da atividade antimicrobiana residual
A atividade antimicrobiana das amostras foi avaliada utilizando como organismos
teste a bactéria Gram-positiva Staphylococcus aureus (ATCC 29213) e a bactéria Gram-
negativa Escherichia coli (ATCC DH5α). Os controles consistiram em água ultrapura e
soluções de SQX preparadas em água ultrapura nas concentrações de 0,1, 1, 10, 100, 1000 e
10000 mg L-1 para avaliar a inibição do crescimento devido ao fármaco.
Os ensaios foram realizados em uma microplaca de 96 poços, onde foram
adicionados em cada poço da placa 50 µL da suspensão de bactérias no meio Luria-Bertani
(correspondente a 103 UFC mL-1) e 200 µL de amostra (amostra inicial e amostras submetidas
à degradação) totalizando um volume de 250 µL em todos os poços (Figura 7.1), conforme
metodologia descrita por PÉREZ-MOYA et al. (2007). As placas foram seladas e incubadas na
temperatura de 37° C pelo período de 24 h, e em seguida a absorbância foi medida com uma
leitora de microplacas (EZ Read 400, Biochrom) a 600 nm. Os resultados foram expressos como
83
porcentagem de crescimento das bactérias. Todos os ensaios foram realizados em duplicata.
Figura 7.1: Representação da distribuição dos controles e das amostras na placa de 96 poços para
ensaio de atividade antimicrobiana com as bactérias Escherichia coli e Staphylococcus aureus.
A toxicidade devido ao H2O2 nas concentrações de 0,5 a 237 mg L-1 foi avaliada e
observou-se que, para concentrações inferiores a 2,0 mg L-1 de H2O2, o crescimento das
bactérias não foi prejudicado. O ensaio de atividade antimicrobiana foi realizado com as
amostras correspondentes a 120 e 240 min de reação. Uma vez que o H2O2 residual das amostras
estava abaixo de 2,0 mg L-1, não foi necessária sua remoção.
7.3. Delineamento experimental
A influência de diferentes concentrações de H2O2 e a presença ou ausência de
radiação UV na degradação da sulfaquinoxalina foi avaliada por meio de um delineamento
experimental. Foi aplicado um delineamento 2² com duas variáveis: concentrações de H2O2 (94
a 262 mg L-1) e presença ou ausência de radiação (ON e OFF). Foram determinados três fatores
de resposta: a degradação e mineralização da SQX e a atividade antimicrobiana das soluções
submetidas à degradação.
O delineamento incluiu quatro pontos centrais (E-H) e dois pontos estrela (I-J).
Todas as condições estão descritas na Tabela 7.1 e foram avaliadas no reator em escala de
laboratório (2 L) e, posteriormente, as melhores condições foram avaliadas no reator em escala
84
piloto (15 L). Todos os ensaios foram realizados ao menos em duplicata.
Tabela 7.1: Condições experimentais para a degradação da sulfaquinoxalina pelos processos de
reagente de Fenton e foto-Fenton.
Ensaio Valores codificados Variáveis
H2O2 Radiação UV H2O2 (mg L-1) Radiação UV
A -1 -1 119 OFF B 1 -1 237 OFF C -1 1 119 ON D 1 1 237 ON E 0 1 178 ON F 0 1 178 ON G 0 -1 178 OFF H 0 -1 178 OFF I -1,414 -1 94 OFF J 1,414 1 262 ON
Para facilitar a referência aos ensaios do delineamento experimental, deste ponto
em diante, os experimentos realizados serão nomeados de acordo com a seguinte nomenclatura
das variáveis: X (Y_Z), sendo X o ensaio, Y a concentração de H2O2 em mg L-1, e Z a presença
(ON) ou ausência de radiação (OFF).
7.4. Ensaios de degradação
Os ensaios de degradação pelos processos Fenton e foto-Fenton foram realizados
em dois reatores diferentes. Dentre as principais diferenças destacam-se o volume útil, o modo
de operação, a fonte de radiação, a quantidade de fótons fornecidas às soluções, a presença ou
não de zonas mortas e a localização da fonte luminosa.
As condições experimentais para todos os ensaios realizados foram as mesmas: a
concentração inicial da sulfaquinoxalina, do ferro (II), e do peróxido de hidrogênio, a
temperatura e o pH das soluções, e o tempo de reação.
Em geral, quando se busca estudar a eficácia de um determinado tratamento são
realizados ensaios em escala menor, aqui denominada como “escala de laboratório” na qual é
mais fácil controlar as variáveis. O segundo passo é extrapolar as condições obtidas em escala
de laboratório para uma escala maior, aqui denominada “planta piloto”. No entanto, os reatores
por questões de espaço e custos não possuem as mesmas características, o que pode acarretar
na diminuição da eficácia do processo em escala piloto em relação à obtida em escala de
laboratório.
Por essa razão, esse estudo visa avaliar se os resultados obtidos em escala de
laboratório foram tão ou mais eficazes quando as mesmas condições experimentais foram
extrapoladas para uma planta piloto.
85
7.4.1. Reator fotoquímico em escala de laboratório
Na escala de laboratório, os experimentos foram realizados em batelada em um
reator cilíndrico sem recirculação com volume útil de 2 L, feito de borossilicato com dupla face
para permitir recirculação de água para manter constante a temperatura da solução.
Como fonte de radiação, foi utilizada uma lâmpada Ultra-Vitalux®, Osram, de
300 W e espectro de radiação entre 400 e 550 nm, similar à radiação solar, com incidência de
fótons de 1,18 x 10-6 Einstein s-1 (JORDÀ, 2013), correspondente a 0,31 J s-1. A lâmpada foi
localizada 20 cm acima da superfície da solução (Figura 7.2), não estando em contato com a
solução. Durante os experimentos, a solução foi mantida sob agitação e a temperatura e o valor
do pH foram monitorados.
Figura 7.2: Aparato experimental para degradação da sulfaquinoxalina em escala de laboratório
composto por: 1) banho termostático para manutenção da temperatura do reator, 2) lâmpada 300W,
3) sensores de pH e temperatura, 4) reator fotoquímico, 5) agitador magnético e 6) pHmetro.
Os tempos de reação variaram de 0 a 240 minutos e a partir dos resultados da
actinometria do reator (0,31 J s-1) foi calculada a irradiação recebida pelas soluções. Os valores
são descritos na Tabela 7.2, e o fluxo de fótons variou de 0 a 2232 mJ cm-2.
86
7.4.2. Reator fotoquímico em escala piloto
O sistema experimental da planta piloto consistia em duas unidades principais. A
primeira, era um reservatório de vidro conectado a uma bomba operando em uma vazão de
recirculação de 12 L min-1 para garantir a mistura completa da solução (Figura 7.3). Estudos
previamente realizados pelo grupo de pesquisa (YAMAL-TURBAY et al., 2014a),
determinaram que essa vazão seria a ideal para garantir a total homogeneidade da solução no
sistema.
Figura 7.3: Aparato experimental da planta piloto composto por: 1) reator fotoquímico, 2)
reservatório para abastecimento e recirculação da solução no sistema, 3) monitores de vazão e pH, 4)
sensores (pH, condutividade elétrica, e oxigênio dissolvido), 5) bombas para dosagem de reagentes, 6)
torneira para coleta das amostras, e 7) painel de controle manual e energia do sistema.
A segunda unidade era um reator fotoquímico tubular com volume útil de 5,77 L,
feito de vidro borossilicato com dupla face para manutenção da temperatura da amostra e um
cilindro interno contendo uma lâmpada ultravioleta Philips Actinic BL TL-DK, 36 W, que
emitia radiação na faixa de 350 a 400 nm, com incidência de fótons de 5,66 x 10-7 Einstein s-1
(ÁLVAREZ, 2012) a qual corresponde a 0,19 J s-1 de irradiação. O volume total da planta piloto
era de 15 L e o volume de solução irradiado era de 1,5 L. Desta forma, conforme descrito na
87
Tabela 7.2, a irradiação recebida pelas soluções na planta piloto variou de 0 a 1824 mJ cm-2.
Tabela 7.2: Fluxo de fótons recebidos pelas soluções degradadas pelo processo foto-Fenton nos
reatores em escala de laboratório e planta piloto.
Tempo de reação
(min) Fluxo de fótons laboratório
(mJ cm-2) Fluxo de fótons planta piloto
(mJ cm-2)
0 0 0
2 19 15
5 47 38
10 93 76
15 139,5 114
20 186 152
25 232,5 190
30 279 228
45 418,5 342
60 558 456
90 837 684
120 1116 912
150 1395 1140
180 1674 1368
210 1953 1596
240 2232 1824
7.5. Condições experimentais dos ensaios em escala de laboratório e planta piloto
Foi preparada uma solução de trabalho na concentração de 25 mg L-1 de
sulfaquinoxalina em água destilada. Ao longo do tempo de reação foram coletadas amostras
para monitorar o decaimento da concentração da SQX, a mineralização da SQX e dos produtos
da reação, o residual de H2O2 e a atividade antimicrobiana das soluções.
O valor do pH das soluções foi ajustado para 2,8 ± 0,1 utilizando uma solução de
H2SO4 10% (v/v) antes de adicionar os reagentes de Fenton à solução. Para as reações de Fenton
o ajuste do pH é de extrema importância porque em valores de pH acima de 3 o Fe(III) precipita
na forma de oxi-hidróxidos que são insolúveis e relativamente inativos, ou seja, não reagem
com o H2O2 (PIGNATELLO; OLIVEROS; MACKAY, 2006). Em valores de pH abaixo de 2,5
pode ocorrer o sequestro de HO• devido às altas concentrações de H+ no meio, e além disso, as
espécies menos hidroxiladas predominam nesse pH e apresentam menor absortividade. Sendo
assim, o valor de pH ligeiramente abaixo de 3 é o que mais favorece a reação de Fenton
(PIGNATELLO; OLIVEROS; MACKAY, 2006).
A temperatura das soluções foi mantida a 26 ± 2º C para todos os experimentos
realizados. A concentração inicial de Fe(II) foi fixada em 10 mg L-1 para todas as condições
estudadas, porque esse é o máximo permitido em efluentes, de acordo com o Decreto nº 130 de
88
2003 que regulamenta os serviços públicos de saneamento da Catalunha (DOGC, 2003). Além
disso, essa concentração está abaixo do limite estipulado pela legislação brasileira, que é de
15 mg L-1 (CONAMA, 2005).
A concentração estequiométrica de H2O2 necessária para obter a mineralização de
25 mg L-1 de SQX em CO2, H2O, e íons inorgânicos está apresentada na Equação 34. De acordo
com a relação estequiométrica, para a total mineralização da SQX são necessários 119 mg L-1
de H2O2. A partir dessa relação é que foram determinadas as concentrações de H2O2 adotadas
no delineamento experimental descrito no item 7.3, sendo elas correspondentes ao valor
estequiométrico (119 mg L-1), a 1,5 vezes o valor estequiométrico (178 mg L-1), e o dobro
estequiométrico (237 mg L-1) e os pontos extremos, que correspondem a 94 e 262 mg L-1.
1𝐶14𝐻12𝑁4𝑂2𝑆𝑁𝑎 + 45𝐻2𝑂2 → 14𝐶𝑂2 + 47𝐻2𝑂 + 4𝐻𝑁𝑂5 + 𝑁𝑎𝑂𝐻 + 𝐻2𝑆𝑂4 (34)
89
8. RESULTADOS E DISCUSSÃO
8.1. Degradação e mineralização da sulfaquinoxalina no reator em escala de
laboratório
Primeiramente foram realizados ensaios para avaliar a eficiência dos processos de
peroxidação (H2O2) e fotólise (radiação UV). A fotólise não foi efetiva tanto na degradação
quanto na mineralização da sulfaquinoxalina, obtendo-se eficiência inferior a 5%. Para os
ensaios de peroxidação foram utilizados 237 mg L-1 de H2O2 (dobro da relação estequiométrica)
e obteve-se 40% de degradação da SQX, e mineralização inferior a 5%.
O processo UV/H2O2 também foi avaliado usando 237 mg L-1 de H2O2, resultando
em 18% de degradação da SQX e mineralização inferior a 5%. Sabe-se que utilizando uma
lâmpada UV que emite radiação em 254 nm, a degradação da SQX (10 mg L-1) corresponde a
mais de 90% utilizando 200 mg L-1 de H2O2, conforme reportado por LIAO et al (2016). No
entanto, a baixa eficiência desse processo no presente estudo era esperada, uma vez que o
comprimento de onda que a lâmpada utilizada emite é de 350 a 550 nm, e foi escolhido para
otimizar a reação de foto-Fenton, que ocorre conforme a Equação 24, não sendo a mais
apropriada para UV/H2O2.
Os processos reagente de Fenton e foto-Fenton foram eficientes na degradação da
SQX. Após 240 min de reação nos ensaios B, D, E e F, mais de 98% da SQX foi degradada
(Figura 8.1). A eficiência na degradação da SQX aumentou à medida que maiores
concentrações de H2O2 foram utilizadas nos ensaios. No entanto, esse aumento não foi
significativo quando comparadas a máxima degradação obtida utilizando as concentrações de
178, 237 e
262 mg L-1 de H2O2.
A menor eficiência de degradação da SQX foi obtida nas condições experimentais
do ensaio I (reagente de Fenton) e do ensaio C (foto-Fenton), sendo os dois a menor
concentração de H2O2 avaliada (Figura 8.1).
90
Figura 8.1: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos reagente de Fenton e foto-Fenton no
reator em escala de laboratório.
A mineralização da sulfaquinoxalina e dos produtos de degradação que possam ter
sido gerados durante os ensaios de degradação foi avaliada por meio do monitoramento da
concentração de carbono orgânico total (COT) ao longo dos tempos de reação. Os ensaios nos
quais o processo reagente de Fenton foi aplicado, até 24% de mineralização da SQX foram
obtidos, e nos ensaios onde aplicou-se o processo foto-Fenton, 56% de mineralização da SQX
foram obtidos (Figura 8.2).
O uso de radiação UV aumentou a eficiência de mineralização da SQX em 30% em
relação aos ensaios com reagente de Fenton. A máxima mineralização da SQX no reator em
escala de laboratório foi de 56%, e foi obtida nas condições dos ensaios E e F (Figura 8.2), nos
quais a oxidação da SQX foi de 92%. Dessa maneira, aproximadamente metade das moléculas
de SQX foram convertidas em produtos orgânicos de degradação e a outra metade mineralizada.
É possível sugerir então que o processo foto-Fenton foi mais efetivo na mineralização da SQX
do que o processo UV/H2O2, onde LIAO et al. (2016) obtiveram apenas 10% de mineralização
da SQX após aplicação de uma dose de radiação UV de 1476 mJ cm-2 e no presente estudo foi
menor que 5% após receber uma dose de radiação UV de 2232 mJ cm-2.
0 40 80 120 160 200 2400,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
A (119_OFF)
B (237_OFF)
C (119_ON)
D (237_ON)
E, F (178_ON)
G, H (178_OFF)
I (94_OFF)
J (262_ON)
C/C
0
Tempo reação (min)
91
Figura 8.2: Mineralização da sulfaquinoxalina (linha contínua) e decaimento da concentração inicial
de peróxido de hidrogênio (linha descontínua) ao longo do tempo de reação.
Nos ensaios onde aplicou-se o processo foto-Fenton, é possível sugerir que a
concentração residual de H2O2 pode ser destacada como um fator limitante para a mineralização
da SQX. Após todo o H2O2 ser consumido (120 min no reator em escala de laboratório) a
mineralização estabilizou ao longo do tempo de reação. No entanto, nos ensaios com reagente
de Fenton (A, B, G, H e I), ainda havia H2O2 residual após 120 min e mesmo assim não houve
aumento na mineralização e na oxidação da SQX. Isso provavelmente ocorreu porque no
processo reagente de Fenton há a ausência de radiação UV, que é fundamental para que
aconteça a redução de Fe(III) para Fe(II), e o residual de H2O2 não reagiu com o Fe(II) para
produzir mais HO• e aumentar a eficiência do processo.
Ensaios de atividade antimicrobiana foram realizados para os tempos de reação de
120 e 240 min, nos quais todo o H2O2 havia sido consumido ou estava abaixo de 2 mg L-1.
Conforme dito anteriormente, para concentrações de peróxido inferiores a 2,0 mg L-1, o
crescimento das bactérias não foi prejudicado. Dessa forma, não foi necessário retirar o H2O2
residual das amostras antes de iniciar o ensaio.
Para avaliar a inibição do crescimento das bactérias devido à atividade
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 2400,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
COT
A (119_OFF) B (237_OFF)
C (119_ON) D (237_ON)
E, F (178_ON) G, H (178_OFF)
I (94_OFF) J (262_ON)
Decaimento H2O
2
A (119_OFF) B (237_OFF)
C (119_ON) D (237_ON)
E, F (178_ON) G, H (178_OFF)
I (94_OFF) J (262_ON)
C/C
0
Tempo reação (min)
92
antimicrobiana residual das soluções, foi determinada a inibição do crescimento das bactérias
quando em contato com a concentração inicial de SQX (25 mg L-1) utilizada no presente estudo.
O crescimento da E. coli foi inibido em 15%, e da S. aureus em 32%; esses valores foram
representados por uma linha vermelha nos gráficos de inibição do crescimento. Dessa forma,
nas condições onde o crescimento das bactérias ultrapassou a linha vermelha, a solução
degradada foi menos tóxica que a concentração inicial de SQX, e quando o crescimento foi
menor que a linha vermelha, entende-se que a solução apresentou toxicidade, resultando na
inibição do crescimento da bactéria (Figura 8.3).
Figura 8.3: Crescimento das bactérias A) Escherichia coli e B) Staphylococcus aureus após a
degradação da sulfaquinoxalina no reator em escala de laboratório. A linha vermelha corresponde ao
crescimento das bactérias em contato com a solução inicial de sulfaquinoxalina (25 mg L-1).
Pelos resultados de atividade antimicrobiana foi possível verificar que as soluções
93
submetidas ao processo de degradação não resultaram em alteração no crescimento das
bactérias. Tanto a E. coli (Figura 8.3 A) quando a S. aureus (Figura 8.3 B) apresentaram
crescimento acima da inibição inicial promovida pela solução de sulfaquinoxalina, exceto no
ensaio G, H para E. coli, e E, F para S. aureus. No entanto, considerando o desvio padrão dos
ensaios, os quais foram realizados em duplicata, a possível toxicidade representada nessas
condições poderia ser negligenciada.
8.2. Degradação e mineralização da sulfaquinoxalina no reator em escala piloto
O processo de fotólise foi avaliado no reator em escala piloto, usando uma lâmpada
UV e emissão de radiação no comprimento de onda entre 400 e 550 nm. Menos de 5% de
degradação e mineralização da sulfaquinoxalina foram obtidos após 240 min de reação. O
processo UV/H2O2, no entanto, foi mais eficiente e, utilizando 237 mg L-1 de H2O2, degradou-
se 40% do fármaco e obteve-se 10% de mineralização.
Considerando os tempos de reação mais curtos (até 60 min), o processo reagente de
Fenton e foto-Fenton foram similares para as três diferentes concentrações de H2O2 avaliadas
(119, 178 e 237 mg L-1), conforme mostrado na Figura 8.4.
Figura 8.4: Degradação da sulfaquinoxalina pelos processos reagente de Fenton (ensaios A, B, G e H)
e foto-Fenton (C, D, E e F) no reator em escala piloto.
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 2400,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
A (119_OFF)
B (237_OFF)
C (119_ON)
D (237_ON)
E, F (178_ON)
G, H (178_OFF)
C/C
0
Tempo reação (min)
94
Após 120 min de reação, nos ensaios B (Fenton) e D (foto-Fenton), a degradação
da SQX foi maior que 99%. Nessas condições experimentais, obteve-se a máxima degradação
da SQX, e observa-se que não houve aumento significativo na eficiência de degradação entre o
processo reagente de Fenton e foto-Fenton.
Tanto no processo reagente de Fenton, quanto no processo foto-Fenton, os ensaios
A e C, respectivamente, foram os que obtiveram menor eficiência em comparação aos demais.
As melhores condições foram obtidas após 240 min de reação nos ensaios B, G e H, nos quais
mais de 98% da SQX foi degradada.
O decaimento da concentração de SQX para todos os ensaios avaliados (A a H) no
reator em escala piloto, ocorreu até aproximadamente 120 min de reação. A eficiência tanto do
processo reagente de Fenton quanto do processo foto-Fenton, permaneceu estável (Figura 8.4)
entre 120 e 240 min de reação, provavelmente isso ocorreu porque a partir de 90 min de reação,
o H2O2 inicialmente presente nas soluções havia sido consumido completamente (Figura 8.5).
Figura 8.5: Mineralização da sulfaquinoxalina (linhas contínuas) e decaimento da concentração de
peróxido de hidrogênio (linhas descontínuas) ao longo dos tempos de reação no reator em escala
piloto.
Na Figura 8.5 é mostrada a evolução da concentração residual de COT (linhas
0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 200 220 2400,0
0,2
0,4
0,6
0,8
1,0
COT
A (119_OFF) B (237_OFF)
C (119_ON) D (237_ON)
E, F (178_ON) G, H (178_OFF)
Decaimento H2O
2
A (119_OFF) B (237_OFF)
C (119_ON) D (237_ON)
E, F (178_ON) G, H (178_OFF)
C/C
0
Tempo reação (min)
95
contínuas) e do H2O2 (linhas descontínuas) nas soluções submetidas aos processos reagente de
Fenton e foto-Fenton.
A mineralização máxima da sulfaquinoxalina obtida no reator em escala piloto foi
de 56%, utilizando 237 mg L-1 de H2O2 (ensaio D). A diferença entre a presença e ausência de
luz na eficiência da mineralização foi mais significante do que na degradação da SQX. A
máxima mineralização observada aplicando-se o processo reagente de Fenton foi de
aproximadamente 34% utilizando 119 mg L-1 de H2O2, e com o uso de radiação UV, a eficiência
aumentou para 40%.
É possível que oxidantes adicionais estejam presentes no reator em escala piloto
devido à alta vazão de recirculação das soluções (12 L min-1), o que ajuda a introduzir oxigênio
ao sistema, o qual pode ter contribuído para a mineralização da SQX tanto com (foto-Fenton)
quanto sem (Fenton) radiação UV.
Uma vez que a mineralização da SQX foi incompleta, mesmo nos ensaios em que
mais de 99% da mesma foi degradada após 240 min de reação, é possível que produtos de
degradação tenham se formado. Na Figura 8.6 são mostrados os resultados de crescimento das
bactérias Escherichia coli (Figura 8.6 A) e Staphylococcus aureus (Figura 8.6 B). Em algumas
condições experimentais, os produtos de degradação formados apresentaram atividade
antimicrobiana maior que a concentração inicial de SQX para a bactéria E. coli.
Após 240 min de reação, nos ensaios B, D, E e F não foi verificada atividade
antimicrobiana residual que influenciasse no crescimento da bactéria E. coli (Figura 8.6 A). No
ensaio A, onde as amostras foram irradiadas, aproximadamente 25% do crescimento da E. coli
foi inibido, e no ensaio C, sem irradiação das amostras, foi observado 45% de inibição.
Comparando o ensaio A aos demais ensaios, onde não houve inibição do crescimento, pode-se
afirmar que a presença de luz e as concentrações de H2O2 maiores que 119 mg L-1 podem ter
influenciado na diminuição da atividade antimicrobiana das soluções submetidas a degradação.
Não foi observada inibição do crescimento da bactéria S. aureus tanto nos tempos
de reação quanto nas condições avaliadas (Figura 8.6 B), ou seja, se produtos de degradação
foram formados, eles não apresentaram atividade antimicrobiana capaz de interferir no
crescimento da bactéria S. aureus ou mesmo, não apresentaram efeito sinérgico entre eles.
96
Figura 8.6: Inibição do crescimento das bactérias (A) Escherichia coli e (B) Staphylococcus aureus
devido à atividade antimicrobiana das soluções submetidas ao processo reagente de Fenton e foto-
Fenton no reator em escala piloto.
8.3. Ajuste dos resultados experimentais a um modelo semi-empírico
Ambos os processos, reagente de Fenton e foto-Fenton, foram efetivos para oxidar
a SQX. Um modelo semi-empírico, previamente aplicado em outros estudos (DE LIMA
PERINI; PEREZ-MOYA; NOGUEIRA, 2013; PÉREZ-MOYA; MANSILLA; GRAELLS,
2011), foi usado para caracterizar o desempenho dos processos estudados em ambos os reatores
avaliados nesse estudo.
A evolução da concentração de SQX pode ser descrita pela Equação 35.
97
[𝑆𝑄𝑋] = [𝑆𝑄𝑋]∞ + (𝑆𝑄𝑋0 − 𝑆𝑄𝑋∞)×𝑒−𝑘𝑡 (35)
sendo, SQX0 a concentração inicial de sulfaquinoxalina, SQX∞ a concentração da
sulfaquinoxalina quando a degradação máxima é obtida, k é a constante de velocidade de
degradação e t é o tempo de reação. A conversão (ξ) pode ser descrita conforme a Equação 36.
ξ = ξ𝑚𝑎𝑥(1 − 𝑒−𝑘𝑡) (36)
sendo, max a máxima conversão, a qual pode ser definida pela Equação 37.
ξ𝑚𝑎𝑥 =[𝑆𝑄𝑋]0−[𝑆𝑄𝑋]∞
[𝑆𝑄𝑋]0 (37)
Sendo assim, o desempenho da oxidação foi caracterizado pela determinação de
dois parâmetros do modelo, ξmax e k, os quais podem ser obtidos pelo ajuste do modelo semi-
empírico aos dados experimentais, usando o método dos mínimos quadrados.
Os coeficientes de regressão (R²) foram calculados para indicar a qualidade do
ajuste dos dados experimentais ao modelo. Os valores de R² foram entre 0,91 e 0,99 para o
reator em escala de laboratório, e para o reator em escala piloto foram entre 0,95 e 0,98,
refletindo a significativa relação entre os dados experimentais e o modelo.
As constantes de velocidade de reação (k) obtidas para os dados experimentais do
reator em escala de laboratório variaram entre 0,017 a 0,031 min-1. O modelo de ajuste dos
ensaios E, F (178_ON) e G, H (178_OFF) referentes aos pontos centrais do delineamento
experimental está apresentado na Figura 8.7.
Os parâmetros do modelo para o processo reagente de Fenton (Figura 8.7 A) foram
k = 0,017 min-1 e ξmax = 0,81, e para o processo foto-Fenton (Figura 8.7 B), foram
k = 0,027 min-1 e ξmax = 0,93. Cada experimento foi realizado em duplicata, e foram
identificados como “Ensaio 1” e “Ensaio 2”, e o “Modelo” foi obtido a partir do ajuste desses
dados experimentais.
98
Figura 8.7: Ajuste dos dados experimentais obtidos no reator em escala de laboratório
correspondentes aos pontos centrais do delineamento experimental ao modelo de pseudo-primeira
ordem. A) reagente de Fenton (G, H_178_OFF), e B) foto-Fenton (E, F_178_ON).
No reator em escala piloto, as constantes de velocidade de reação foram maiores,
entre 0,06 a 0,11 min-1. O modelo de ajuste dos pontos centrais do delineamento experimental,
representados pelos ensaios E, F (178_ON) e G, H (178_OFF) está apresentado na Figura 8.8.
Os parâmetros do modelo para o processo reagente de Fenton foram k = 0,08 min-1 e
ξmax = 0,95, (Figura 8.8 A) e para o processo foto-Fenton, foram k = 0,09 min-1 e ξmax = 0,95
(Figura 8.8 B).
99
Figura 8.8: Ajuste dos dados experimentais obtidos no reator em escala piloto correspondentes aos
pontos centrais do delineamento experimental ao modelo de pseudo-primeira ordem. A) reagente de
Fenton (G, H_178_OFF), e B) foto-Fenton (E, F_178_ON).
A eficiência dos processos aplicados nos dois reatores (laboratório e piloto) foi
avaliada usando como parâmetros de desempenho a constante de velocidade de reação
(k, min-1) e a conversão máxima (ξmax). A melhor condição deve ter uma alta constante de
velocidade de reação e conversão máxima próxima de um. Os resultados obtidos são mostrados
na Figura 8.9.
100
Figura 8.9: Constante de velocidade de reação (k) em função da conversão máxima (ξmax) nos
processos reagente de Fenton e foto-Fenton, para as escalas laboratório e planta piloto.
A conversão máxima (ξmax) e a maior constante de velocidade de reação foram
obtidas nos ensaios aplicando o processo foto-Fenton (Figura 8.9). As condições de ensaio
referentes aos pontos centrais do delineamento experimental, E e F (178_ON), foram mais
efetivas na degradação da SQX, ou seja, o uso de uma concentração intermediária de oxidante
resultou em constantes de velocidade de reação (k) maiores e alta conversão (ξmax) em ambas
escalas estudadas.
Com exceção dos ensaios A e B realizados no reator em escala de laboratório, os
quais apresentaram k muito similar (0,031 e 0,029 min-1, respectivamente), todos os ensaios
onde foram aplicados o processo foto-Fenton, apresentaram valores de k maiores quando
comparados ao processo reagente de Fenton. Isso indicou que as concentrações de reagentes
usadas no processo foto-Fenton foram satisfatórias, os efeitos resultantes do sequestro de HO•
ou da competição pelos fótons fornecidos pela radiação UV não foram significativos, e a
eficiência do processo não diminuiu. No reator em escala de laboratório, obteve-se valores de
k muito similares para os ensaios C, D, E, e F de foto-Fenton (0,029, 0,028, 0,028, e
0,028 min-1, respectivamente), indicando que altas concentrações de H2O2 não estão
diretamente relacionadas ao aumento de eficiência do processo.
As reações de oxidação ocorreram de forma mais rápida no reator em escala piloto,
101
tanto nos ensaios de Fenton quanto foto-Fenton. Sabe-se que a introdução de oxigênio no
sistema experimental aumenta a eficiência do processo, a constante de velocidade de reação e
produz mais espécies oxidativas durante o processo (PIGNATELLO; OLIVEROS; MACKAY,
2006); por essa razão, esse aparato experimental tem como vantagem em relação ao reator em
escala de laboratório, o qual não possui recirculação, o fornecimento adicional de oxigênio à
solução, proveniente da oxigenação causada pela alta vazão (12 L min-1), o que pode justificar
a maior eficiência na oxidação da SQX que esse reator apresentou.
As constantes de velocidade de reação obtidas no reator em escala piloto variaram
de 0,065 a 0,108 min-1 e foram duas vezes maiores que as obtidas no reator em escala de
laboratório, considerando os ensaios A (119_OFF), B (237_OFF), e D (237_ON). Os valores
de k obtidos para os ensaios C (119_ON), E e F (178_ON), no reator em escala piloto foram
três vezes maiores que os obtidos na escala de laboratório, enquanto que para os ensaios G e H
(178_OFF) da planta piloto, o k foi quatro vezes maior. Isso provavelmente ocorreu devido
oxigenação da solução pela recirculação da solução.
É interessante ressaltar o resultado obtido para o ensaio C (119_ON) no reator em
escala piloto, o qual apresentou o maior valor de k (Figura 8.9). Claramente, 119 mg L-1 foi uma
concentração de H2O2 adequada e consequentemente a razão mássica dos reagentes de Fenton
H2O2:Fe(II) (11,9) e a razão mássica H2O2:SQX (4,76) também. Como resultado, o ensaio C
foi o processo que apresentou maior velocidade no início da reação. No entanto, após a exaustão
do H2O2, a conversão máxima (ξmax = 0,81) foi menor que nos ensaios E e F (ξmax = 0,92), por
exemplo. Isso sugere que uma melhor condição experimental poderia ser aplicada no início do
ensaio; utilizando 119 mg L-1 de H2O2 para atingir uma rápida conversão inicial, e em seguida
adicionar doses extra de H2O2 ao longo do tempo de reação para manter a eficiência inicial
obtida no ensaio C. O aumento na eficiência devido à dosagem adicional de H2O2 já foi
reportado por outros autores (YAMAL-TURBAY et al., 2014b).
8.4. Delineamento experimental
8.4.1. Fator de resposta: degradação e mineralização da sulfaquinoxalina
O gráfico de Pareto foi usado para determinar o efeito de cada variável nos fatores
de resposta e os resultados obtidos tanto em escala de laboratório quanto para a planta piloto
são apresentados na Tabela 8.1. As variáveis estudadas foram: concentração de peróxido de
hidrogênio, presença ou ausência de radiação (ON/OFF) e a interação entre as duas variáveis.
102
Tabela 8.1: Efeito das variáveis do delineamento experimental nos fatores de resposta avaliados.
Fator de
resposta
Tempo
reação
(min)
Reator escala de laboratório Reator escala piloto
Variáveis Variáveis
ON/OFF H2O2 Interação ON/OFF H2O2 Interação
Mineralização
30 1
60 1 1
120 1 1 2
240 1 1 3 2
Degradação
30
60 1
120 1
240 1 2 1 2
Os números indicam efeitos notáveis e a ordem de significância de acordo com o
fator ou com a sua interação. Como por exemplo, a ausência de números referentes à degradação
da SQX em 30 min de reação, indica que nenhum dos fatores de resposta avaliados foram
significantemente afetados pelas variáveis presença ou ausência de radiação e/ou concentração
de H2O2, ou ainda pela interação entre essas duas variáveis. Assim, os fatores estudados e sua
interação podem ser negligenciados nesse o período (30 min).
No caso dos resultados obtidos no reator em escala de laboratório, a presença e
ausência de radiação foi a única variável que afetou a mineralização da SQX para todos os
tempos de reação (Tabela 8.1). Somente após 60 min de reação é que a presença ou ausência
de radiação passou a ser significante para que a degradação da SQX ocorresse, e no maior tempo
de degradação, correspondente a 240 min, a interação das variáveis (ON/OFF e concentração
de H2O2) também passou a ser significante.
No reator em escala piloto as variáveis estudadas apresentaram maior significância
para a mineralização e oxidação da SQX do que no reator em escala de laboratório. A interação
entre as variáveis (ON/OFF e concentração de H2O2) e a concentração de H2O2 apresentaram
um peso maior em relação aos tempos de reação mais longos. No caso da mineralização,
observa-se que as variáveis seguiram a seguinte ordem decrescente de significância:
concentração de H2O2, interação entre as variáveis e presença ou ausência de radiação. Para os
tempos de reação mais curtos (30, 60, e 120 min), as duas variáveis, assim como a interação
entre elas não foram significantes para a oxidação da SQX nas condições avaliadas. No entanto,
em 240 min, a concentração de H2O2 foi mais significante que a presença ou ausência de
radiação.
103
8.4.2. Fator de resposta: atividade antimicrobiana
A atividade antimicrobiana foi o fator de resposta com menor interferência das
variáveis estudadas (ON/OFF, concentração de H2O2, e interação das variáveis), em relação aos
demais fatores de resposta avaliados (degradação e mineralização da SQX).
Após 30 min de reação no reator em escala de laboratório, o crescimento da E. coli
foi significativamente influenciado pelas variáveis concentração de H2O2 e interação entre as
variáveis. Isso pode ter ocorrido devido a presença de H2O2 residual nas amostras e às diferentes
taxas de consumo desse oxidante na ausência ou presença de radiação, uma vez que, após
120 min de reação, o H2O2 foi completamente consumido e apenas a presença ou ausência de
radiação foi significante. Para tempos de reação mais longos, nenhuma variável significante foi
observada.
Ainda em relação aos dados obtidos no reator em escala de laboratório, o
crescimento da bactéria S. aureus não sofreu influência das variáveis ou mesmo da interação
entre elas durante os tempos de reação avaliados.
Ao contrário do observado para os dados obtidos no reator em escala de laboratório,
a atividade antimicrobiana das soluções degradadas no reator em escala piloto não sofreu
influência significativa das variáveis avaliadas que pudesse interferir no crescimento das
bactérias E. coli e S. aureus.
104
9. CONCLUSÕES
Dos resultados obtidos para escala de laboratório referentes ao desenvolvimento do
presente estudo na Faculdade de Engenharia Civil, Arquitetura e Urbanismo da Unicamp pode-
se concluir que a degradação da sulfaquinoxalina obtida pelo processo de peroxidação foi
desprezível (menor que 5%) em qualquer concentração de peróxido de hidrogênio e no tempo
de reação de 11,4 min. No processo de fotólise houve a degradação de 58% do fármaco quando
a concentração inicial do mesmo era de 500 µg L-1. No entanto, a aplicação dos processos
oxidativos avançados aumentou a eficiência de degradação e diminuiu o tempo de reação.
O processo oxidativo avançado UV/H2O2 foi efetivo na degradação da
sulfaquinoxalina. Após 11,4 min de reação mais de 99% da sulfaquinoxalina foi degradada pela
peroxidação assistida por radiação UV, quando foi utilizado 6,0 mmol L-1 de peróxido de
hidrogênio. A toxicidade residual das soluções tratadas por esse processo aumentou ao longo
do tempo de reação, provavelmente devido aos produtos formados ou ao efeito sinérgico entre
eles.
No processo oxidativo avançado da fotocatálise (UV/TiO2) houve uma degradação
maior que 99% da sulfaquinoxalina em 11 min de reação em praticamente todas as
concentrações de catalisador testadas, exceto para 5 mg L-1. A eficiência foi ainda maior
combinando peróxido de hidrogênio ao processo e obteve-se 99% de degradação utilizando
5 mg L-1 de TiO2. Para ambos os processos de fotocatálise, com e sem H2O2, a toxicidade
residual das soluções aumentou juntamente com a degradação da sulfaquinoxalina, chegando a
causar aproximadamente 65% de inibição da luminescência da bactéria Vibrio fischeri nos dois
processos.
O mecanismo de degradação da sulfaquinoxalina por ozonização foi diretamente
afetado pelo pH. Nos três valores de pH testados (3, 7 e 11) houve a degradação de mais de
99% da sulfaquinoxalina, entretanto, em condições de meio ácido (pH 3), a cinética de
degradação foi mais rápida, foram necessárias doses menores de ozônio e essa foi a única
condição que não apresentou toxicidade residual das amostras à bactéria Vibrio fischeri.
A toxicidade residual das soluções submetidas aos processos oxidativos avançados
de fotocatálise, UV/H2O2 e ozonização em meio básico, aumentou para todas as condições
estudadas. Quatro produtos de degradação foram caracterizados como altamente tóxicos e
persistentes. A rota de formação e as estruturas químicas desses produtos foi proposta.
De acordo com os resultados obtidos na Escola Universitària d`Enginyeria Tècnica
Industrial de Barcelona (EUETIB/UPC) aplicando os processos reagente de Fenton e foto-
Fenton utilizando reator em escala piloto, foi possível concluir que a peroxidação e fotólise não
105
foram efetivos na remoção da sulfaquinoxalina, degradando menos de 5% da concentração
inicial, 25 mg L-1 após 240 min de reação. No reator em escala de laboratório a fotólise não foi
efetiva e a peroxidação degradou 40% da sulfaquinoxalina.
A conjugação do reagente de Fenton com a radiação ultravioleta aumentou a
mineralização do composto, os resultados obtidos utilizando o reator em escala de laboratório
e o reator em escala piloto foram similares, mas a planta piloto foi considerada mais efetiva na
oxidação da SQX, pois apresentou constantes de velocidade de reação maiores. O processo
foto-Fenton com 178 mg L-1 de H2O2 foi a melhor condição estudada, obtendo-se no reator em
escala de laboratório e em escala piloto, respectivamente 56% e 51% de mineralização e 92%
e 95% de oxidação da SQX em 240 min. Nessa condição, não foi detectada atividade
antimicrobiana residual mensurável das amostras. O uso de H2O2 em concentração mais alta
(237 mg L-1), não resultou em um aumento significativo da eficiência do processo, enquanto
que na menor concentração de H2O2 (119 mg L-1), notou-se redução na eficiência.
As variáveis significantes para mineralização da sulfaquinoxalina em escala piloto
foram (em ordem decrescente): concentração de H2O2, interação entre as variáveis, e presença
ou ausência de radiação. Na escala de laboratório, apenas a presença ou ausência de radiação
foi significativa. No caso da oxidação da sulfaquinoxalina, a presença ou ausência de radiação
foi igualmente significante em ambos os reatores avaliados.
De maneira geral, apesar dos resultados obtidos mostrarem grande eficiência dos
processos oxidativos avançados avaliados nesse estudo na degradação da sulfaquinoxalina, é
importante salientar que seria desejável que os produtos de degradação fossem também
totalmente degradados e/ou até compostos menos tóxicos que o original, considerando-se que
o objetivo em remover esses contaminantes das águas é justamente que eles não estejam ativos
e causem malefícios à saúde humana e ao meio ambiente.
106
SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS
Analisando-se os resultados obtidos da realização do presente estudo, é possível
concluir que os processos oxidativos avançados avaliados foram efetivos para a degradação da
sulfaquinoxalina. No entanto, cabe ressaltar que a análise dos resultados pode ainda ser
aprofundada e informações relevantes a respeito da degradação desse fármaco serem obtidas,
inclusive com a realização de mais ensaios. Por essa razão, algumas possibilidades para
realização de trabalhos futuros são sugeridas:
1. A matriz utilizada nesse estudo para avaliar a degradação da
sulfaquinoxalina foi água ultrapura. É importante esclarecer que os resultados obtidos não
podem ser extrapolados para água naturais. Provavelmente a eficiência de degradação será
menor, pois matrizes de águas naturais tem a presença de matéria orgânica, carbonatos,
bicarbonatos, maior turbidez e diversos outros compostos que irão competir com o analito pelos
radicais hidroxila, pelos fótons gerados, diminuindo assim a eficiência do processo.
Recomenda-se a realização de ensaios utilizando outras matrizes aquosas;
2. Estudar a degradação da sulfaquinoxalina juntamente com outras
sulfonamidas também é recomendado. Isso permitirá avaliar qual processo de degradação
apresenta melhor eficiência para essa classe de fármacos e qual é mais efetivo para remoção da
toxicidade da solução;
3. Com a mesma justificativa da sugestão 2, também é importante avaliar a
eficiência desses processos na degradação de uma solução contendo fármacos de diferentes
classes, como sulfonamidas, fluoroquinolonas e tetraciclinas, que são as mais utilizadas. Cada
classe de fármaco possui suas características que facilitam ou ainda dificultam sua degradação,
como solubilidade, fotossensibilidade, estrutura química, entre outros;
4. Restringindo-me aos resultados obtidos nesse estudo, a toxicidade residual
das soluções aumentou após submissão a todos os processos oxidativos avançados avaliados.
Isso possibilita três frentes de estudo: 1) aumentar o tempo de reação para avaliar se ocorre a
degradação dos produtos de degradação formados, os quais provavelmente estão causando essa
toxicidade; 2) realizar ensaios de toxicidade utilizando outros organismos teste, como Daphnia
similis, Escherichia coli, Bacillus subtilis, Staphylococcus aureus, entre outros para avaliar se
o mesmo acontece com microrganismos Gram-positivos e Gram-negativos e de diferentes
níveis tróficos; e 3) aplicar o processo oxidativo avançado seguido de carvão ativado para
remoção da toxicidade remanescente nas soluções avaliadas.
107
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117
ANEXOS
ANEXO A – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes aquosas (continua).
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng L-1) Região
Succinilsulfatiazol Efluente ETE 9,1 Catalunha/Espanha1
Água superficial 1,1 - 37 Catalunha/Espanha2
Sulfabenzamida
Água subterrânea 3,41 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 1,78 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE < 0,38 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea (La plana de Vic) 0,09 – 10,32 Catalunha/Espanha3
Água superficial 1,8 – 14,6 Catalunha/Espanha2
Sulfacloropiridazina Água tratada 2,3 China4
Água superficial 8,1 China5
Sulfadiazina
Água superficial (rio Miño) 63,7 - 2978,6 Galícia/Espanha6
Água superficial (rio Tevere) 236 Itália8
Água subterrânea 4,1 ± 4,2 Catalunha/Espanha2
Afluente ETE 181 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 104 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 0,81 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 1,9 - 3,8 Saitama/Japão9
Afluente ETE 3,7 Saitama/Japão9
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,04 – 0,05 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Plana de Vic) 0,14 – 6,98 Catalunha/Espanha3
Água superficial 0,7 – 6,4 Catalunha/Espanha2
Água superficial (Estuário Yangtze) 0,6 China10
Água superficial 53,6 Shangai/China11
Sedimento 400 Shangai/China11
Efluente de fazendas de aves,
laticínios e suínos 1230 China12
Efluente fazenda de animais 150 China12
Água superficial 270 China12
Efluente hospital 48 - 253 China13
Afluente ETE 1382 China13
Afluente ETE 15,4 China14
Efluente ETE 4,12 China14
Água superficial (lagoa de fazenda
de suínos) 19,5 – 187 China14
Água subterrânea 1,47 China14
Efluente de hospital 32 - 330 Itália15
Afluente ETE 22 Itália15
Efluente ETE 17 Itália15
Água superficial 1 – 30,5 China5
Água mar 9,1 China5
Sulfadimetoxina
Água superficial (rio Tevere) 28 Itália8
Água superficial (rio Trigno) 74 Itália8
Água mineral 11 Itália8
Água subterrânea 0,2 ± 0,1 Catalunha/Espanha2
Afluente ETE 20,1 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 10 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 0,11 - 1,65 Catalunha/Espanha1
118
ANEXO A – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes aquosas (continuação).
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng L-1) Região
Sulfadimetoxina
Água superficial (bacia rio Ebro) 0,52 - 18,10 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 2 – 4,1 Saitama/Japão9
Efluente ETE 0,08 – 2,4 Saitama/Japão9
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,05 – 0,17 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,01 – 91,48 Catalunha/Espanha3
Água superficial 0,5 – 23,1 Catalunha/Espanha2
Água superficial 8,3 Espanha16
Água superficial 2 EUA17
Água subterrânea (poço) 8,3 - 32 EUA17
Água superficial 1,0 China5
Sulfadimidina Água superficial (bacia rio Koyama) 0,13 - 0,14 Saitama/Japão9
Sulfadoxina
Água subterrânea 0,6 Catalunha/Espanha2
Água subterrânea 4,48 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 6,77 - 20 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 0,39 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 0,14 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea (La selva) 0,02 – 53,63 Catalunha/Espanha3
Água superficial 2,7 – 43,3 Catalunha/Espanha2
Efluente de fazendas de aves,
laticínios e suínos 250 China12
Efluente fazenda de animais 80 China12
Água superficial 800 China12
Sulfaguanidina
Afluente ETE 26,1 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 1,88 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea (La Selva) 3,30 – 91,78 Catalunha/Espanha3
Água superficial 8,0 China5
Água mar 3,7 China5
Sulfamerazina
Água subterrânea 17,3 ± 4,2 Catalunha/Espanha2
Efluente ETE 4,94 – 34,6 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 0,4 - 3,22 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 3,18 - 15,5 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 0,21 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,11 – 744,7 Catalunha/Espanha3
Água superficial 1 – 42,2 Catalunha/Espanha2
Água superficial (Estuário Yangtze) 0,1 China10
Água tratada 3,0 China4
Água subterrânea 1,1 China4
Sulfametazina
Água superficial (rio Miño) 28,8 - 33,5 Galícia/Espanha6
Água subterrânea 2,7 ± 5,2 Catalunha/Espanha2
Efluente ETE 14,7 - 18 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 0,13 - 3,71 Catalunha/Espanha1
Água mar 1,1 China5
Água superficial (rio Miño) 28,8 - 33,5 Galícia/Espanha6
Água subterrânea 2,7 ± 5,2 Catalunha/Espanha2
Efluente ETE 14,7 - 18 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 0,13 - 3,71 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 2,52 - 20,1 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,03 – 0,07 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,03 – 106,8 Catalunha/Espanha3
Água superficial 2,5 – 65,2 Catalunha/Espanha2
119
ANEXO A – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes aquosas (continuação).
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng L-1) Região
Sulfametazina
Água superficial (Estuário Yangtze) 3,77 China10
Água superficial 113 Espanha16
Água superficial 0,06 Ontario/Canadá18
Água superficial 188,9 Shangai/China11
Água tratada 2,4 China4
Efluente de fazendas de aves,
laticínios e suínos 2290 China12
Efluente fazenda de animais 750 China12
Água subterrânea (poço) 390 China12
Água superficial 100 China12
Efluente criação suínos 7 China13
Efluente matadouro aves 825 China13
Afluente ETE 18 China13
Afluente ETE 19,3 China14
Efluente ETE 9,3 China14
Água superficial (lagoa de fazenda
de suínos) 280 - 600 China14
Água subterrânea 128 China14
Efluente hospital 7 - 23 Itália15
Afluente ETE 18 Itália15
Efluente ETE 11 Itália15
Água subterrânea (poço) 5,1 EUA17
Efluente ETE 800 NI19
Água superficial 26,4 China5
Sulfametizol
Água mineral 9 Itália8
Água superficial (bacia rio Ebro) 2,65 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 247 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 3,47 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 10,3 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea (La selva) 0,22 – 9,29 Catalunha/Espanha3
Água superficial 2,3 - 4,6 Catalunha/Espanha2
Sulfametoxazol
Água superficial (rio Tevere) 402 Itália8
Água mineral 13 - 80 Itália8
Água subterrânea 2,3 ± 2,4 Catalunha/Espanha2
Água subterrânea 8,55 - 53,90 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 7,50 – 32,3 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 12,4 – 302 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 89 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 6,9 – 27 Saitama/Japão9
Efluente ETE 24 - 28 Saitama/Japão9
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,37 - 0,56 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,08 – 312,2 Catalunha/Espanha3
Água superficial 0,2 – 35,6 Catalunha/Espanha2
Água superficial (Estuário Yangtze) 9,2 China10
Água superficial 30 NI20
Água superficial 12 EUA21
Água superficial 57,7 - 149 Espanha16
Água superficial 0,17 Ontario/Canada18
Água superficial 2,4 EUA22
Água potável 12,7 EUA22
120
ANEXO A – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes aquosas (continuação).
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng L-1) Região
Sulfametoxazol
Água superficial (barragem recebe
efluente tratado) 1,9 França23
Água superficial (rio a jusante da
barragem) 5,1 França23
Água superficial (lago recebe
efluente não tratado) 1,8 França23
Água superficial (lago onde vários
rios desembocam) 1,9 França23
Água superficial 50 - 74 Espanha24
Água superficial 259,6 Shangai/China11
Água tratada 15 China4
Água subterrânea 15 China4
Água tratada 91 – 97 Itália18
Efluente de fazendas de aves,
laticínios e suínos 350 China12
Efluente fazenda de animais 170 China12
Água superficial 90 China12
Água subterrânea 1100 EUA17
Água superficial 1100 Espanha26
Efluente hospital 195 - 1060 China13
Efluente matadouro aves 216 China13
Afluente ETE 2020 China13
Afluente ETE 405 China14
Efluente ETE 106 China14
Água superficial (lagoa de fazenda
de suínos) 1,5 China14
Efluente hospital 1800 - 4200 Itália15
Afluente ETE 440 Itália15
Efluente ETE 210 Itália15
Afluente ETE 279 Madrid/Espanha27
Efluente ETE 231 Madrid/Espanha27
Água superficial 43 EUA17
Água subterrânea (poço) 20,5 EUA17
Afluente ETE 1740 Austrália28
Água superficial 6,7 – 173,2 China5
Água de mar 4,3 – 76,9 China5
Água superficial 0,78 - 106 Brasil29
Sulfametoxipirida-
zina
Água superficial (rio Miño) 28,5 -148,8 Galícia/Espanha6
Água subterrânea 0,1 ± 0,1 Catalunha/Espanha2
Água subterrânea 0,24 – 0,77 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 0,62 - 15,5 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea (La selva) 0,02 – 68,70 Catalunha/Espanha3
Água superficial 0,6 – 18,1 Catalunha/Espanha2
Sulfamonometoxina
Afluente ETE 5,6 China14
Efluente ETE 3,17 China14
Água subterrânea 19 China14
Água superficial (lagoa de fazenda
de suínos) 2660 - 8600 China14
Água superficial 1,2 – 35,1 China5
Água mar 3,3 China5
121
ANEXO A – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes aquosas (continuação).
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng L-1) Região
Sulfanilamida Água superficial 12 China5
Água mar 7,9 China5
Sulfanitran
Água subterrânea 0,17 – 0,82 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE < 1,87 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea (La Selva) 0,04 – 568,8 Catalunha/Espanha3
Água superficial 17,8 - 127 Catalunha/Espanha2
Sulfapiridina
Água superficial (rio Miño) 28,1 – 177,8 Galícia/Espanha6
Água superficial (rio Tevere) 121 Itália8
Água superficial (rio Trigno) 66 Itália8
Água subterrânea 0,7 ± 0,9 Catalunha/Espanha2
Afluente ETE 1,08 – 855 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 0,42 - 113 Catalunha/Espanha1
Água subterrânea 0,05 - 1,11 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 0,16 - 11,2 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 127 – 154 Saitama/Japão9
Efluente ETE 98 – 161 Saitama/Japão9
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,62 - 3 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,07 – 72,45 Catalunha/Espanha3
Água superficial 0,1 – 42,5 Catalunha/Espanha2
Água superficial (Estuário Yangtze) 1,26 China10
Água superficial 24,1 Shangai/China11
Afluente ETE 4260 Austrália28
Água superficial 15,7 China5
Água mar 0,6 China5
Sulfaquinoxalina
Água superficial (rio Miño) 29,5 - 40,8 Galícia/Espanha6
Água subterrânea 39,4 Catalunha/Espanha7
Água subterrânea 0,08 - 1,17 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 5,89 - 20,8 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 0,15 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Koyama) 8,9 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,01 – 112,2 Catalunha/Espanha3
Água superficial 4,5-40,4 Espanha7
Água superficial (Estuário Yangtze) 0,09 – 3,77 China10
Água superficial 21,5 Shangai/China11
Efluente de fazendas de aves,
laticínios e suínos 60 - 640 China12
Água superficial 0,6 - 13,6 China5
Sulfatiazol
Água subterrânea 0,2 ± 0,1 Catalunha/Espanha2
Efluente ETE 5,12 – 9,21 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 37,5 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Ebro) 10,10 - 13,90 Catalunha/Espanha1
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,08 - 6,6 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Plana de Vic) 0,01 – 16,78 Catalunha/Espanha3
Água superficial 1 – 9,6 Catalunha/Espanha2
Água superficial (Estuário Yangtze) 0,18 China10
Água superficial 34,1 Shangai/China11
Efluente ETE 400 NI19
Água superficial 8,5 China5
Sulfisomidina Água subterrânea 0,2 Catalunha/Espanha2
Água subterrânea 0,32- 1,89 Catalunha/Espanha1
122
ANEXO A – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes aquosas (conclusão).
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng L-1) Região
Sulfisomidina
Água superficial (bacia rio Ebro) 1,79 - 13,7 Catalunha/Espanha1
Efluente ETE 0,43 Catalunha/Espanha1
Afluente ETE 3,1 Saitama/Japão9
Efluente ETE 0,06 - 0,62 Saitama/Japão9
Água superficial (bacia rio Koyama) 0,05 – 0,48 Saitama/Japão9
Água subterrânea (La Selva) 0,01 - 64,40 Catalunha/Espanha3
Água superficial 1 - 40,4 Catalunha/Espanha2
Água superficial 0,4 China5
Sulfisoxazol
Água subterrânea 9,0 ± 7,2 Catalunha/Espanha2
Água superficial (bacia rio Ebro) 12,5 Catalunha/Espanha3
Água subterrânea 2,11 Catalunha/Espanha3
Afluente ETE 1,67 Catalunha/Espanha3
Efluente ETE 7,16 – 8,17 Catalunha/Espanha3
Efluente ETE 0,13 Saitama/Japão4
Água subterrânea (La Plana de Vic) 0,21 – 4,43 Catalunha/Espanha5
Água superficial 0,1 – 12,5 Catalunha/Espanha7
Água tratada 80 China4
Fonte: 1GARCÍA-GALÁN et al., 2010a; 2GARCÍA-GALÁN; DÍAZ-CRUZ; BARCELÓ, 2011a; 3GARCÍA-GALÁN et al., 2010b; 4MA et al., 2015; 5JIA et al., 2011; 6IGLESIAS et al., 2012; 7GARCÍA-GALÁN et al., 2011b; 8PERRET et al., 2006; 9CHANG et al., 2008; 10ZHAO; ZHOU; ZHANG, 2015; 11CHEN E ZHOU, 2014; 12WEI et al., 2011; 13 CHANG et al., 2010; 14ZHOU et al., 2012; 15VERLICCHI et al., 2012; 16BOLEDA; GALCERAN; VENTURA, 2011; 17SHELVER et al., 2010; 18KLEYWEGT et al., 2011; 19KIM et al., 2013; 20STACKELBERG et al.,
2007; 21BENOTTI et al., 2009; 22PADHYE et al., 2014; 23VULLIET; CREN-OLIVÉ; GRENIER-
LOUSTALOT, 2011; 24VALCÁRCEL et al., 2013; 25BARNES et al., 2008; 26GINEBREDA et al.,
2010; 27ROSAL et al., 2010; 28LE-MINH; STUETZ; KHAN, 2012; 29LOCATELLI; SODRÉ; JARDIM,
2011.
Legenda: ETE – Estação de Tratamento de Esgoto; NI – não informado
ANEXO B – Ocorrência de sulfonamidas em matrizes sólidas.
Sulfonamida Matriz Concentração
(ng kg-1) Região
Sulfadiazina Sedimento 400 Shangai/China1
Sulfamerazina Sedimento 200 Shangai/China1
Sulfametazina
Sedimento 1200 Shangai/China1
Lodo desidratado 1,45 China2
Sedimento 0,001 China2
Terra vegetal 0,001 China2
Estrume 2250 – 5060 EUA3
Solo 34,5 - 663 EUA3
Sulfametoxazol
Sedimento 200 Shangai/China1
Lodo desidratado 4,65 China2
Estrume 108 – 1,47x106 EUA3
Sulfamonometoxina Sedimento 0,0076 China2
Estrume 0,047 China2
Sulfapiridina Sedimento 1700 Shangai/China1
Sulfaquinoxalina Sedimento 400 Shangai/China1
Sulfatiazol Sedimento 200 Shangai/China1
Estrume 785 – 1702 EUA3
Fonte: (1CHEN; ZHOU, 2014; 2ZHOU et al., 2012; 3SHELVER et al., 2010).