o uso do extrato aquoso de mastruz ( chenopodium...
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UNIVERSIDADE NILTON LINS
INSTITUTO NACIONAL DE PESQUISAS DA AMAZÔNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AQUICULTURA
O USO DO EXTRATO AQUOSO DE MASTRUZ (Chenopodium
ambrosioides L.) NO CONTROLE DE MONOGENÓIDEOS
(PLATHYHELMINTHES) EM JUVENIS DE TAMBAQUI Colossoma
macropomum (Cuvier, 1818)
PATRÍCIA CASTRO MONTEIRO
Manaus, Amazonas
Agosto, 2012
PATRÍCIA CASTRO MONTEIRO
O USO DO EXTRATO AQUOSO DE MASTRUZ (Chenopodium
ambrosioides L.) NO CONTROLE DE MONOGENÓIDEOS
(PLATHYHELMINTHES) EM JUVENIS DE TAMBAQUI Colossoma
macropomum (Cuvier, 1818)
Orientadora: Dra. Cleusa Suzana Oliveira de Araújo
Co-orientador: Dr. Jaydione Luiz Marcon
Dissertação apresentada a Universidade Nilton Lins e ao Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia como parte dos requisitos para obtenção do título de Mestre em Aquicultura.
Manaus, Amazonas
Agosto, 2012
M779u
Monteiro, Patrícia Castro. O uso do extrato aquoso de mastruz (Chenopodium ambrosioides L.) no
controle de monogenóideos (Plathyhelminthes) em juvenis de tambaqui Colossoma macropomum (Cuvier, 1818) / Patrícia Castro Monteiro. - Manaus: UNL/INPA, 2012.
76f.; 30 cm. Dissertação (mestrado) – UNL/INPA, Manaus, 2012 Orientador: Araújo, Cleusa Suzana Oliveira de Co-orientador: Marcon, Jaydione Luiz Área de concentração: Aquicultura
1. Tambaqui – Parasitas – Fitoterápicos. 2. Hematologia. 2. Mastruz. 3.
Fisiologia. I. Título. II. Universidade Nilton Lins. Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia.
CDU 639.3
Sinopse: Esta pesquisa avaliou a eficiência do mastruz Chenopodium ambrosioides como anti-helmíntico sobre os parasitos monogenóideos e seus efeitos sobre os parâmetros hematológicos do tambaqui Colossoma macropomum.
Palavras-chave: Parasitos, banhos terapêuticos, toxicidade, hematologia, fisiologia.
iii
DEDICATÓRIA
Pelo amor, apoio e paciência em todos os momentos que me prepararam para vida,
principalmente por contribuírem com meu crescimento pessoal e incentivar meu crescimento
profissional, a você minha querida mãe Ana Prestes, meu amor e amigo Fábio Reis e irmã
Anne Karollynne Castro, minhas fontes de equilibro e força, essa vitória é nossa.
Existem pessoas em nossas vidas que nos deixam felizes pelo simples fato de terem
cruzado o nosso caminho, aos meus irmãos de coração Marcio Quara, Zirvana Moura, Natalia
Melo e Fábio Magalhães, dedico.
iv
AGRADECIMENTOS
Neste dia de conquista quando paro para refletir, no caminho percorrido nesta árdua
jornada, nas pessoas que passaram pela minha vida e quanto importante elas foram ao
contribuir com a realização deste sonho, sinto-me feliz e tenho muito a agradecer a todas elas.
Primeiramente agradeço a Deus por ser tão maravilhoso e iluminar meu caminho,
especialmente nas vezes em que pensei em desistir, o Senhor esteve ali me guiando.
A Universidade Nilton Lins e Instituto de Pesquisas do Amazonas junto ao
Departamento de Aquicultura da UNL, pela oportunidade da realização do Curso de Pós-
graduação.
A Capes pela bolsa de estudos e ao CNPq e a FINEP pelo financiamento do projeto.
A minha orientadora Dra. Cleusa Suzana Oliveira Araújo pelo apoio, ensinamentos,
auxiliando sempre nos momentos de dificuldade, uma pessoa maravilhosa que conheci
sempre amiga e compreensiva, por quem tenho grande admiração e respeito.
A Dra. Elizabeth Gusmão Affonso pela permissão de uso do laboratório LAFAP, sem
o qual a execução da parte experimental dos trabalhos estaria grandemente comprometida.
Ao Dr. Paulo Aride pelas suas atribuições neste trabalho, sendo sempre prestativo e
amigo.
Ao Dr. Jaydione Marcon pela atenção e ajuda na aquisição de kits para a realização
das análises.
Aos que participam de minha vida, de forma direta, quero agradecer muito à minha
mãe que nas horas difíceis manteve firmemente a vontade de escolarizar suas filhas. Obrigada
por me amar e por estar ao meu lado em minhas decisões, esta conquista não seria possível
sem você, desculpa pelas horas ausentes, mas foram necessárias.
Ao Fábio Reis que sempre me incentivou e apoiou no seguimento desta jornada, suas
palavras, seu carinho, amor e cumplicidade foram muito importantes. Pelas madrugadas ao
meu lado, desde a elaboração do plano, e quando tudo parecia dar errado, você estava
buscando as melhores formas de tudo dar certo, enfim obrigada por estar presente e emprestar
seus ouvidos as minhas lamentações, tendo sempre uma palavra de consolo e incentivo para
comigo.
Ao MSc. Marcio Quara que me ajudou em todas as etapas deste trabalho e tornou-se
meu amigo particular, que me viu chorar nos momentos de desespero e sempre me deu forças
abrindo mão de seus finais de semana e feriados, obrigada pelas infinitas horas de discussão,
v
sugestões e críticas feitas para concretização deste trabalho, você se tornou mais que um
amigo na minha vida, sua ajuda foi de suma importância.
A Zirvana Moura por sua infinita amizade e preocupação, as madrugadas no
laboratório não seriam as mesmas sem você amiga, fazendo os viradões e passando as noites
em claro comigo durante todas as fases dos experimentos.
Ao Msc Adriano Oliveira, por sua ajuda nas análises e sugestões, que esteve torcendo
por mim desde o meu egresso no mestrado, um amigo que fiz ao longo desta jornada.
A Elenice Brasil pela ajuda nós experimentos e que não mediu esforços para ajudar
sendo sempre amiga em todos os momentos de dificuldades.
Aos Amigos do curso de Aquicultura que colaboraram nas coletas e análises, Gabriela
de Moraes, Aline Alcântara, Alyson Ribeiro, Eduardo Ribeiro, Marieta Nascimento. Vocês
foram maravilhosos comigo, cada dificuldade que passamos juntos, ânimos a flor da pele,
mais que serviram para o nosso amadurecimento, os momentos de descontração e conversas
foram muito importantes para que continuássemos firmes nesta jornada.
Aos alunos de iniciação científica Jaqueline Custódio, Jandiara Oliveira e José Flores,
pela ajuda nas análises e amizade.
Ao Msc Fabio Magalhães amigo de todas as horas.
A Natalia Melo pela amizade e incentivo nos momentos de dificuldade.
Aos Amigos Angélica Gaines e Luis pelas conversas e incentivo.
A Ione Castro secretaria do curso, por sua disponibilidade sempre que precisei e suas
palavras de amizade.
A Rejane Sales técnica do laboratório de Fisiologia da Ufam, sempre acessível e
amiga nos momentos em que precisei.
A minha terra de coração Parintins, que me proporciona os melhores momentos de
minha vida e que nos tempos de dificuldades serviu de inspiração “meu pecado é te amar
infinito amor, não da pra disfarça te levo aonde for, aonde for”, você estará sempre no meu
coração minha ilha encantada.
Ao pequeno Dudu pelos sete anos de parceria e travessuras.
E a todas as pessoas que de alguma forma ou outra me ajudaram na realização desta
etapa de minha vida.
O êxito na vida não se mede pelo que você conquistou, mas sim pelas dificuldades que superou no caminho. Abraham Lincoln.
vi
O Caboclo e a Canoa
“Vou remando nas águas barrentas do rio, Vou singrando a aurora de vento bravil
Eu e minha canoa, história de amor Vou pescar esperança, seja onde for.
Sou pescador, eu sou canoeiro Enfrento sem medo o banzeiro
Vou tarrafear meu desafio.
Meu remo desbrava essas águas A lida fez minhas mãos calejadas Piracema é milagre da procriação
E o defeso eu respeito pra conservação Vou fisgar o sustento hoje, amanhã e depois.
A lua e a lamparina guiam minha sina, Remar é preciso
E pra correnteza eu entrego o meu destino”
Demetrios Haidos, Geandro Pantoja, Naferson Cruz
vii
RESUMO
O uso do extrato aquoso de mastruz (Chenopodium ambrosioides L.) no controle de
monogenoídeos (Plathyhelminthes) em juvenis de tambaqui Colossoma macropomum
(Cuvier, 1818)
Com o intuito de contribuir com estudos relacionados à sanidade de peixes, o presente
trabalho teve como objetivo avaliar a eficácia de banhos terapêuticos com extrato aquoso de
mastruz, Chenopodium ambrosioides, no controle de monogenéticos em tambaqui,
Colossoma macropomum. No capítulo 1 foram avaliados os efeitos toxicológicos do extrato
por meio da avaliação das variáveis hematológicas em tambaquis, sendo inicialmente
utilizadas as concentrações de 0,0; 1,5; 3,0; 4,5; 6,0 e 7,5 ml de extrato/L para o cálculo da
CL50-24 h que foi estabelecida em 2,6 ml/L. A partir deste valor, foram realizados banhos
terapêuticos com duração de 60 min e 24 h nas concentrações de 0,0; 1,3; 2.6; 3,9 ml/L.
Nenhum dos parâmetros sanguíneos analisados apresentou alteração significativa ao final de
60 min, demonstrando que durante este período, as concentrações testadas não afetaram o
equilíbrio fisiológico do tambaqui. Por outro lado, ao final de 24 h, os animais expostos a 2,6
e 3,9 ml/L apresentaram indícios de hemoconcentração em relação ao controle, sendo
observado um aumento na concentração de hemoglobina e no hematócrito, além de
hiperglicemia, hipocolesterolemia e redução na concentração de cloretos plasmáticos nestes
mesmos animais, alterando, desta forma, a homeostase dos peixes. Os resultados sugerem que
banhos terapêuticos de 60 min com o extrato de mastruz são os mais indicados para o
tratamento de juvenis de tambaqui, visto que não afetaram o perfil hematológico dos animais.
No capítulo 2 foram utilizados ensaios in vitro e in vivo para a análise da eficácia do extrato
aquoso de mastruz como anti-helmíntico no controle de monogenéticos. Durante o teste in
vitro foram coletadas brânquias de tambaqui naturalmente infectadas por monogenéticos, as
quais foram expostas às concentrações de 0; 0,65; 1,3; 2,6; 3,9 e 5,2 ml/L por tempo
suficiente até a obtenção de 100% de mortalidade dos monogenéticos. Os resultados
demonstraram que a concentração de 2,6 ml/L em 60 min de exposição in vitro foi a mais
eficiente contra os parasitos, confirmando a eficácia do extrato aquoso de matruz como anti-
helmíntico. Em seguida foram realizados os testes in vivo por meio de banhos terapêuticos de
curta e longa duração, onde foi observada eficácia abaixo de 60%, sendo a concentração de
3,9 ml/L a mais eficiente no controle dos monogenéticos, apresentando eficácia de 46,8% ao
final de 60 min e de 54,4% ao término de 24h. Conclui-se com estes resultados que a
concentração 3,9 ml/L durante 60 minutos é a mais indicada para o controle de
monogenéticos em tambaqui, levando em consideração os aspectos toxicológicos do produto
e sua eficácia contra os monogenéticos.
Palavras-chave: Banhos terapêuticos, toxicidade, fisiologia, monogênea, tambaqui
viii
ABSTRACT
The use of aqueous extract of mastruz (Chenopodium ambrosioides L.) in control of
monogeneans (Plathyhelminthes) in tambaqui Colossoma macropomum (Cuvier, 1818)
In order to contribute to studies related to the health of fish, this study aimed to evaluate the
efficacy of therapeutic baths with aqueous extract of mastruz, Chenopodium ambrosioides, in
control of monogeneans of tambaqui, Colossoma macropomum. In chapter 1, toxicological
effects of the extract were evaluated through the hematological variables iniatilly using
concentrations of 0.0, 1.5, 3.0, 4.5, 6.0 and 7.5 ml of extract/L to calculate LC50-24 h and it was
set at 2.6 ml/L. From this value, were performed therapeutic baths during 60 minutes and 24
hours at concentrations of 0.0, 1.3, 2.6, 3.9 ml/L. None of the blood parameters analyzed
showed significant change at 60 min, demonstrating that during this period, the tested
concentrations did not affect the physiological balance of the tambaqui. Moreover, at the end
of 24 hours, the animals exposed to 2.6 to 3.9 ml/L showed evidence of haemoconcentration
whrn compared to control, and was observed an increase in hemoglobin and hematocrit,
besides hyperglycemia, hypocholesterolemia and decreased plasma concentration of chlorides
in these same animals, changing thus, the homeostasis of the fish. The results suggest that
therapeutic baths of 60 min with the extract of mastruz, are best suited for the treatment of
juvenile tambaqui, since it did not affect the blood profile of the animals. In Chapter 2 were
used in vitro and in vivo tests for analyzing the effectiveness of the product as an anthelmintic
in monogenetic control. During the in vitro tests, were collected gills of tambaqui naturally
infected by monogeneans, which were exposed to concentrations of 0, 0.65, 1.3, 2.6, 3.9 and
5.2 ml/L for long enough to obtain 100% mortality. The results showed that concentration of
2.6 ml/L in 60 min of exposure in vitro was more effective against parasites, confirming the
efficacy of the aqueous extract matruz as an anthelmintic. Then, tests were performed in vivo
through short and long therapeutic baths, where efficacy was observed below 60% and the
concentration of 3.9 ml/L more effective in monogenetic control, presenting efficiency of
46,8% at 60 min and 54.4% at the end of 24 hours. We conclude from these results that
concentration of 3.9 ml/L at 60 minutes is more appropriate to control monogeneans in
tambaqui, considering the toxicological aspects of the product and its effectiveness against the
monogeneans.
Keywords: therapeutic baths, toxicity, physiology, monogenea, tambaqui
ix
LISTA DE TABELAS
CAPÍTULO 1: Toxicidade aguda e efeito subletal do extrato de mastruz, Chenopodium
ambrosioides, sobre os parâmetros hematológicos de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum
Tabela 1. Parâmetros físicos e químicos da água dos aquários antes da adição
(basal) do extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides, e 24 h após a
exposição dos juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum, às
diferentes concentrações do produto.............................................................
35
Tabela 2.
Parâmetros sanguíneos de juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum,
submetidos a diferentes concentrações de extrato de mastruz,
Chenopodium ambrosioides, durante um período de 24 h..........................
36
Tabela 3.
Parâmetros físicos e químicos da água de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, antes do início do experimento (basal) e após o banho
terapêutico de 60 minutos com diferentes concentrações de extrato de
mastruz..........................................................................................................
37
Tabela 4.
Parâmetros físicos e químicos da água de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, antes do início do experimento (basal) e após o banho
terapêutico de 24 horas com diferentes concentrações de extrato de
mastruz........................................................................................................
38
Tabela 5.
Parâmetros sanguíneos de juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum,
submetidos a dois banhos terapêuticos (60 minutos e 24 horas) e
diferentes concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium
ambrosioides.................................................................................................
40
x
CAPÍTULO 2. Eficácia do extrato aquoso de mastruz, Chenopodium ambrosioides, no
controle de ectoparasitas monogenéticos de tambaqui, Colossoma macropomum
Tabela 1. Taxa de mortalidade (%) das monogêneas dos juvenis de tambaqui,
Colossoma macropomum, submetidos a níveis crescentes de extrato de
mastruz, Chenopodium ambrosioides, nos diferentes tempos de exposição
durante o teste in vitro...................................................................................
62
Tabela 2. Parâmetros físicos e químicos da água de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, antes do início do experimento (basal) e após o banho
terapêutico de 60 minutos com diferentes concentrações de extrato de
mastruz, Chenopodium ambrosioides............................................................
63
Tabela 3. Parâmetros físicos e químicos da água de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, antes do início do experimento (basal) e após o banho
terapêutico de 24 horas com diferentes concentrações de extrato de
mastruz, Chenopodium ambrosioides............................................................
64
Tabela 4. Índices parasitários de juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum,
submetidos a dois banhos terapêuticos (60 minutos e 24 horas) e diferentes
concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides..............
65
Tabela 5. Comparação dos trabalhos realizados in vitro, levando em consideração
eficácia, tempo e concentração........................................................................
66
Tabela 6. Comparação dos produtos utilizados em teste in vivo considerando eficácia,
concentração e tempo......................................................................................
69
xi
SUMÁRIO
O uso do extrato aquoso de mastruz (Chenopodium ambrosioides L.) no controle de monogenoídeos (Plathyhelminthes) em juvenis de tambaqui Colossoma macropomum
(Cuvier, 1818)
REVISÃO DE LITERATURA............................................................................................ 1 OBJETIVOS........................................................................................................................ 26 CAPÍTULO 1: Toxicidade aguda e efeito subletal do extrato de mastruz, Chenopodium
ambrosioides, sobre os parâmetros hematológicos de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum
RESUMO............................................................................................................................. 27
1. INTRODUÇÃO............................................................................................................... 28
2. MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................. 29
2.1 Aquisição e aclimatação dos animais.................................................................. 29
2.2 Obtenção da solução estoque do extrato mastruz................................................ 30
2.3 Teste de Toxicidade e Determinação da Concentração Letal Média (CL50 –
24h).............................................................................................................................
31
2.4. Banhos terapêuticos com extrato de mastruz..................................................... 31
2.5. Análises hematológicas...................................................................................... 32
2.6. Monitoramento da qualidade da água................................................................ 32
2.7. Análise estatística............................................................................................... 33
3. RESULTADOS................................................................................................................ 33
3.1. Teste de Toxicidade e Determinação da Concentração Letal (CL50 – 24h)......... 33
3.2. Banhos terapêuticos com extrato de mastruz..................................................... 37
4. DISCUSSÃO.................................................................................................................... 41
4.1. Efeito do mastruz sobre as variáveis físico-químicas da água......................... 41
4.2. Avaliação toxicológica do extrato de mastruz para o tambaqui....................... 42
4.2.1. Determinação da CL50-24horas do extrato de mastruz....................................... 42
4.2.2. Efeito do extrato de mastruz sobre os parâmetros hematológicos e
bioquímicos do tambaqui..............................................................................
43
5. CONCLUSÃO................................................................................................................. 46
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................. 47
xii
CAPÍTULO 2. Eficácia do extrato aquoso de mastruz, Chenopodium ambrosioides, no
controle de ectoparasitas monogenéticos de tambaqui, Colossoma macropomum
RESUMO............................................................................................................................. 57 1. INTRODUÇÃO............................................................................................................... 58
2. MATERIAL E MÉTODOS............................................................................................. 59
2.1 Aquisição e aclimatação dos animais.................................................................. 59
2.2 Obtenção da solução estoque do extrato de mastruz........................................... 60
2.3 Ensaio in vitro da eficácia do extrato de mastruz sobre os parasitos
monogenéticos de tambaqui.....................................................................................
60
2.4. Banhos terapêuticos (ensaio in vivo) do extrato de mastruz em
tambaqui...................................................................................................................
61
2.5. Análises parasitológicas..................................................................................... 61
2.6. Monitoramento da qualidade da água................................................................ 61
2.7. Análise estatística............................................................................................... 62
3. RESULTADOS................................................................................................................ 62
3.1. Avaliação da resistência dos monogenéticos “in vitro”..................................... 62
3.2. Banhos terapêuticos (ensaio in vivo) do extrato de mastruz sobre os parasitos
monogenéticos de tambaqui.....................................................................................
63
4. DISCUSSÃO.................................................................................................................... 65
5. CONCLUSÃO................................................................................................................. 70
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................. 70
REVISÃO DE LITERATURA
O uso do extrato aquoso de mastruz (Chenopodium ambrosioides L.) no controle de
monogenoídeos (Plathyhelminthes) em juvenis de tambaqui Colossoma macropomum
(Cuvier, 1818)
1. A Aquicultura no Brasil e controle de parasitos
A aquicultura é um processo de produção em cativeiro de organismos com habitat
predominantemente aquático, incluindo peixes, moluscos, crustáceos e plantas aquáticas
(Valenti, 2000; Toranzo et al., 2004). É considerada uma das atividades do setor produtivo
primário que mais se desenvolve, representando 46% da oferta mundial de peixes (FAO,
2010), se firmando cada vez mais como uma exploração economicamente rentável (Neves,
2009), principalmente devido a grande procura por pescado, mas também impulsionada pelo
fato de a captura máxima sustentável, de espécies aquáticas tradicionais, em nível mundial, já
ter atingindo os limites suportáveis de 100 milhões de toneladas/ano (MPA, 2009).
O Brasil por ser o país da região Neotropical com maior diversidade de peixes de água
doce, com cerca de 4.035 espécies descritas representa uma potencialidade mundial para a
produção de pescado por meio da aquicultura (Lévêque et al., 2008; Rezende et al., 2008),
além de possuir cerca de 17% da água doce do planeta, um litoral de mais de oito mil
quilômetros e vasta extensão territorial (Eiras et al., 2010). No país é crescente a demanda por
alimentos de origem aquática e isso não se deve apenas a expansão populacional, mas também
a alteração no padrão de consumo, o aumento do poder de compra e a preferência da
população por alimentos mais saudáveis, visto que são fontes rica em proteínas, vitaminas,
minerais e de baixo valor calórico (Scholz, 1999; Luvizotto-Santos et al., 2009). O
crescimento da aquicultura não está vinculado apenas ao aumento da sua demanda, tornou-se
importante também à medida que é uma alternativa a pesca, pois os estoques naturais
encontram-se em declínio devido a sobrepesca. Há ainda a pressão de novas políticas
ambientais que cada vez mais tentam restringir a atividade pesqueira/extrativista abrindo
caminho para produção em cativeiro, permitindo assim a diminuição dos impactos de
exploração sobre os estoques naturais de peixes (Fernandes et al., 2010). Desta forma a
2
aquicultura passa a desempenhar importante papel econômico e social no cenário nacional,
consolidando-se como uma atividade em franca expansão (Boscardin, 2008; Ishikama et al.,
2008; Santos, 2009; Cyrino et al., 2010).
Em números efetivos, a produção aquícola nacional teve início em 1968, com uma
produção inferior a 0,5 toneladas de pescado (FAO, 1995). Entretanto, nos últimos 10 anos,
com os investimentos dos governos federal e estaduais, o crescimento da aquicultura no país
acelerou, alcançando em 2009 a marca de 415.649 toneladas, representando uma elevação de
43,8% entre 2007 e 2009 (MPA, 2010).
Com essa expansão e crescimento, surgem problemas econômicos e ecológicos nos
sistemas de cultivo, entre os principais estão os relacionados aos patógenos e parasitas que
acometem as espécies cultivadas (Martins, 2000; Schalch, 2011). Estes organismos são
importantes limitadores do desenvolvimento e da produtividade dos sistemas de aquicultura,
pois provocam atraso no crescimento dos peixes (Razani-Paiva et al., 1997; Luque, 2004;
Cyrino et al., 2010) e altas taxas de mortalidade (Kubitza e Kubitza, 2004; Pavanelli el al.,
2008; Eiras et al., 2010). Estes problemas ocorrem quando o equilíbrio da relação ambiente -
parasito - hospedeiro é rompida e, com isso se propagam as infecções que comprometem o
cultivo de peixes (Varella et al., 2003; Martins et al., 2006; Lizama et al., 2007; Kubtiza,
2010).
As condições sanitárias são fatores importantes, na criação de peixes em cultivo, sendo
vários fatores como altas densidades de estocagem (frequentemente requerida no cultivo), a
má qualidade da água, uma alimentação que não atenda as exigências nutricionais da espécie,
o estresse ocasionado pela despesca e o transporte, podem facilitar o acesso e a invasão de
agentes patogênicos, acarretando prejuízos econômicos incalculáveis (Petrere Jr, 2001; Costa,
2003; Martins, 2004; Tavares-Dias et al., 2006; Pavanelli et al., 2008; Baldisseroto, 2009).
Em geral os danos causados ao hospedeiro estão relacionados à espécie de parasito, bem
como a sua forma de alimentação, ao órgão ou tecido do hospedeiro afetado, à intensidade
parasitária e ao estado geral do hospedeiro (Thatcher, 2006; Pavanelli et al., 2008; Eiras et al.,
2010).
A identificação e quantificação dos parasitos podem fornecer subsídios para um
melhor procedimento no controle de enfermidades em ambientes controlados, e ainda como
indicadores de qualidade ambiental, para que se possam sugerir práticas de manejo
profiláticas adequadas e, quando possível, realizar intervenções terapêuticas (Takemoto et al.,
2004; Thatcher, 2006; Schalch et al., 2009).
3
2. O tambaqui, Colossoma macropomum (Cuvier, 1818)
O tambaqui, Colossoma macropomum, pertence à classe Actinopterygii, ordem
Characiformes e família Characidae (Araújo-Lima e Gomes 2005). Ocorre naturalmente nas
bacias dos rios Amazonas e Orinoco e é nativa da região amazônica, sendo amplamente
cultivado na América Latina (Ostrensky et al., 2008). Este peixe pode atingir até 1 m de
comprimento padrão e pesar 30 kg, sendo classificado como o segundo maior peixe de
escamas das águas sul-americanas (Araújo-Lima e Goulding 1998).
Esta é a espécie nativa mais produzida no Brasil e a mais importante para a
piscicultura na região Norte (Araújo-Lima e Goulding 1998), contando com tecnologias para
a produção de alevinos, apresenta bons índices zootécnicos em ambientes de confinamento, e
conhecimentos sobre as práticas de manejo (Kubitza, 2007).
Devido sua importância na pesca e seu grande potencial para a aquicultura, o tambaqui
foi à primeira espécie amazônica que atraiu o interesse de grande número de pesquisadores
nas áreas de ecologia, biologia pesqueira, fisiologia e produção em cativeiro. Em 2010, o
tambaqui representou 13,8% (54.313,1 t) da produção total da aquicultura, com um
crescimento significativo de 39% em relação a 2008 (MPA, 2010). A região Amazônica foi
responsável pela maior produção de tambaqui em nível nacional, produzindo 8.000 toneladas
no ano de 2009 (Gandra, 2010), o que reflete sua importância econômica para esta atividade.
Certamente, isto representa todos os investimentos na sua cadeia produtiva que, dentre as
espécies nativas, é a mais completa no setor aquícola.
Uma preocupação dos órgãos governamentais com o crescimento produtivo de
espécies como o tambaqui são as questões sanitárias que pode trazer grandes prejuízos para o
produtor. Dentre os parasitas que mais tem causado perdas na produção de peixes, estão os
monogenéticos (Martins, 2000; Malta et al., 2001; Fischer et al., 2003).
3. Helmintos monogenéticos
Os peixes são passíveis de serem infectados por ectoparasitas (parasitas externos) e
endoparasitas (parasitas internos), o que pode fragilizar o sistema de cultivo (Eiras et al.,
2006; Martins, 2004; Thatcher, 2006). Entre os parasitas que causam mais prejuízos e altas
taxas mortalidade no ambiente de cultivo, estão os monogenéticos, helmintos na sua maioria
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ectoparasitos, pertencentes ao filo Platyhelminthes (Takemoto et al., 2004; Martins et al.,
2006; Onaka, 2009).
A classe Monogenea encontra-se presente em todos os tipos de ambiente. Nos peixes
estão presentes nas brânquias, narinas, superfície do corpo dos hospedeiros, sistema urinário
(Takemoto et al., 2004; Reed et al., 2005; Eiras et al., 2006; Thatcher, 2006; Klinger e Floyd,
2009; Eiras et al., 2010) e algumas espécies no intestino (Thatcher, 2006). Geralmente
alimentam-se de muco, células epiteliais ou sangue (Williams e Bunkley-Williams, 1996).
As famílias Gyrodactylus e Dactylogyrus são os mais comuns trematódeos
monogenéticos que infectam peixes de água doce (Boeger et al., 2003; Luque, 2004; Thacher,
2006; Pavanelli et al., 2008; Eiras et al., 2010). São hermafroditas, entretanto se diferem na
forma de reprodução e fixação no hospedeiro. Os espécimes da família Gyrodactylus são
vivíparos e reproduzem-se rapidamente principalmente em sistema de cultivo intensivo e
apresentam um par de ganchos, fixando-se à superfície do corpo dos peixes (Boeger e
Popazoglo, 2005; Boeger et al., 2003; Kristmundsson et al., 2006; Tavernari et al., 2010). As
infestações podem causar irritação na pele fazendo com que o peixe fique letárgico (Kubitza e
Kubitza, 2004; Lizama et al., 2007; Lacerda et al., 2009). Os Dactylogyrus assumem
importância na patologia de peixes, por serem ovíparos e eliminam os ovos na coluna d’água,
possuindo ciclo de vida monóxeno (ciclo direto) motivo que facilita a propagação e contágio
nas pisciculturas (Reed et al., 2005; Abdullah, 2009). Os indivíduos adultos liberam ovos dos
quais saem larvas ciliadas (oncomiracídios) que, obrigatoriamente, precisam encontrar o
hospedeiro em algumas horas onde se fixam. Caracterizam-se pela presença de um aparelho
de fixação localizado, geralmente, na parte posterior do corpo, o haptor, estrutura
esclerotizada formada de ganchos, barras e âncoras que são introduzidos no corpo do peixe,
preferencialmente nas brânquias, fazendo com que o organismo infectado reaja fortemente à
presença de parasitas (Pavanelli et al., 2008, provocando hiperplasia celular, acarretando uma
produção excessiva de muco, que pode levar a um estado de fusão das lamelas dos filamentos
branquiais levando o peixe a morte por asfixia (Thatcher, 2006; Pavanelli et al., 2008; Eiras et
al., 2010). Estes parasitos comprometem principalmente criações de peixes jovens, já que os
adultos demonstram certa resistência (Takemoto et al., 2004; Araújo et al., 2009; Onaka,
2009)
Segundo Eiras et al. (2010) até o momento, 26 espécies de parasitos já foram
identificadas parasitando o tambaqui, sendo registradas seis espécies de monogenea
Anacanthorus penilabiatus Boeger, Husak e Martins (1995), Anacanthorus spathulatus
Kristsky, Thatcher e Kayton (1979), Linguadactyloides brinkmanni Thatcher e Kritsky
5
(1983), Mymarothecium boegeri Cohen e Kohn (2005), Notozothecium euzeti Kritsky,
Boerger e Jégu (1996), Notozothecium janauachensis Belmont-Jégu, Domingues e Martins
(2004).
Para o tratamento destas parasitoses em peixes, os principais produtos químicos
utilizados e descritos na literatura são: o cloreto de sódio (Nacl) (Gomes et al., 2003; Vargas
et al., 2003; Silva et al., 2009), sulfato de cobre (Tavares-Dias et al., 2002), verde malaquita,
cloramina, pesticidas organofosforados, diflubenzuron (Fujimoto et al., 1999; Schalch e
Moraes, 2005), formalina (Fajer-Ávila et al., 2003; Araújo et al., 2004; Silva et al., 2009),
mebendazol (Chagas et al., 2006), albendazol e praziquantel (Mataqueiro, 2002; Onaka et al.,
2003; Fujimoto et al., 2006). Esses produtos são extremamente tóxicos aos tecidos dos peixes,
principalmente às brânquias, tegumento e fígado podendo acumular resíduos na musculatura,
oferecendo risco ao consumidor, caso não sejam respeitados os tempos de carência pós-
tratamento (FAO, 2005; Luvizotto-Santos et al., 2009; Cyrino et al., 2010). Além disso,
aumentam significativamente o impacto ambiental no entorno da piscicultura onde os resíduos
dos tratamentos são descartados (Tavechio et al., 2009). Diante de todos estes fatores, a
fitoterapia pode e deve ser considerada como uma solução viável para o tratamento de
enfermidades na piscicultura (Claudiano et al., 2009; Tavechio et al., 2009).
4. A utilização de fitoterápicos na Aquicultura
A maior diversidade de conhecimento tradicional no que diz respeito ao uso de plantas
medicinais está localizada no Brasil, onde se estima que 25% dos US$ 8 bilhões do
faturamento da indústria farmacêutica, foram originados de medicamentos derivados de
plantas (Almeida, 2003). Embora o nosso país possua a maior diversidade vegetal do mundo,
com cerca de 60.000 espécies vegetais superiores catalogadas, apenas 8% foram estudas para
pesquisas de compostos bioativos e 1.100 espécies foram avaliadas em suas propriedades
medicinais. Toda essa potencialidade do uso das plantas medicinais encontra-se longe de estar
esgotada (Ministério da Saúde, 2006).
A fitoterapia (fito = vegetal, terapia = tratamento) tornou-se um método eficaz
utilizado no tratamento de várias enfermidades (Almeida et al., 2009), utilizando o princípio
ativo das plantas para o tratamento de doenças, além de estudar as plantas medicinais e suas
aplicações na cura das enfermidades (Almeida et al., 2009). A planta medicinal é uma espécie
vegetal que possui substâncias biologicamente ativas com propriedades terapêuticas e
profiláticas que oferecem efeito terapêutico para uma ou mais patologias (Vieira, 2008). A
6
utilização destas tem se destacado nas pesquisas sobre o controle de parasitos resistentes aos
produtos químicos disponíveis com a vantagem de reduzir os impactos no ambiente (Silva,
2012). O uso indiscriminado de diversos produtos químicos acarretam aparecimento de
agentes infecciosos aos peixes (França, 2009; Moraes et al., 2009). Estudos utilizando plantas
com ação antiparasitária são necessários para desenvolvimento de compostos anti-helmínticos
naturais eficazes, e com menos resíduos no meio ambiente.
Muitas plantas são utilizadas como anti-helmínticos na medicina popular, embora a
eficácia desta atividade farmacológica não tenha sido comprovada para todas. Dentre os
grupos vegetais utilizados com fins de uso terapêutico, pode-se destacar o mastruz, que é uma
planta comumente utilizada em diversos países do mundo (Almeida et al., 2007; Denloye et
al., 2010) e surge como uma alternativa para o controle das parasitoses de diversas espécies
de peixes, em especial o tambaqui (Tavechio et al., 2009).
Com isso o uso das plantas medicinais vem tornando-se uma alternativa que tem
mostrado grande potencial de aplicação na aquicultura, sendo de baixo custo e eficaz aos
piscicultores da região Amazônica, tanto no manejo sanitário preventivo quanto para o
controle de patógenos (Tavechio et al., 2009). Alguns fitoterápicos já foram testados nas
pisciculturas como amendoeira (Terminalia catappa) (Claudiano et al., 2009); alho (Allium
sativum), babosa (Aloe barbadensis) (Figueredo, 2011); cominho-negro (Nigella sativa),
equinácias (Echinacea spp.), manjerona (Origanum marjorana) e folhas de nim (Azadirachta
indica) (Tavechio et al., 2009). No Brasil são poucos os estudos encontrados na literatura que
tenham como objetivo testar a eficácia e os efeitos secundários de extrato de plantas
medicinais no combate das mais diversas enfermidades que acarretam as doenças de peixes
(Pavanelli et al., 2008; Onaka, 2009).
5. Bioatividade associada à planta mastruz, Chenopodium ambrosioides L.
O Gênero Chenopodium inclui variedades de ervas daninhas, sendo mais de duzentas
espécies nativas de grande parte da Europa, Ásia, Índia, China e ambas as regiões norte e sul
da América (Dembitskya et al., 2008). A planta é originária da América Central e do Sul,
sendo atualmente cosmopolita, tendo crescimento anual, aromática arbustiva perene de 40 a
80 cm de comprimento, apresentando folhas alternadas, alongadas, lanceoladas, pilosas e
pecíolo curto. No Brasil é amplamente disseminada, atualmente encontra-se vastamente
distribuída em regiões de clima tropical, subtropical e temperada.
7
O Chenopodium ambrosioides L. é uma planta medicinal herbácea, pertencente à
família Chenopodiaceae, família esta amplamente distribuída na área do Mediterrâneo
Oriente. Conhecida popularmente como mastruço, mastruz, erva-de-santa-maria, chá-do-
méxico, erva-formigueira e quenopódio, apresenta propriedades biológicas frequentemente
usadas e muito difundidas de forma empírica em tratamentos na medicina popular para
humanos, como febrífugo, antiespasmódico, tônico, auxiliar da digestão, cicatrizante,
antireumático, antipirético, antireumático, antimicrobiano, fungicida, vermífugo, antiúlcera.
(Cunha 2007; Sérvio et al., 2011).
Segundo a Organização Mundial da Saúde (OMS), é considerada uma das espécies
mais utilizadas como remédio tradicional no mundo inteiro, comprovada cientificamente em
diversos usos da planta em diferentes espécies de animais, com efeito antifúngico (Jardim,
2006; Kumar et al., 2007; Jardim et al., 2008; Chu et al., 2011), vermífugo (Kliks, 1985;
Carvalho et al., 2005), anti-helmintico (Ketzis et al., 2002; Oliveira, 2003; Almeida et al.,
2007; Almeida et al., 2009), bactericida Syphacia obvelata e Aspiculuris tetraptera. (Borba
2004), inseticida (Tapondjou et al., 2002; Tavares e Vendramim, 2005; Monzote et al., 2007;
Wohlenberg e Silva, 2009; Barbosa et al., 2011; Caetano et al., 2011; Ntonifor et al., 2011),
larvicida Rhipicephalus (Boophilus) microplus (Faria et al., 2010), antidiabético (Song et al.,
2011), antitumoral (Nascimento et al., 2005; Silva e Nepomuceno, 2007), antimicrobiana
(Brito et al., 2007), anti-inflamatório e cicatrizante (Ribeiro et al., 2004; Grassi, 2011; Sérvio
et al., 2011), tanto na utilização do óleo essencial, bem como o efeito imunoestimulatório
utilizando linfócitos e macrófagos, curador de atividade nas lesões de pele e fraturas ósseas
(Golynski, 2003).
Segundo Bernardes (2006) são escassos os estudos que avaliam o efeito antiparasitário
dos bioativos do extrato bruto aquoso, hidroalcóolico, infusões, decocções e chás de C.
ambrosioides. Brito et al (2007) estudaram o efeito do extrato de mastruz em culturas de
Staphylococcus aureus e Escherichia coli e verificaram que este produto não inibiram o
crescimento das mesmas.
Antes de avaliar a eficácia de um produto, seja fito ou quimioterápico, faz-se
necessário determinar o melhor tempo e a concentração que não cause dano ao animal. Isto
porque este pode se tornar um agente estressor ao animal que tenta manter o equilíbrio
homeostático por meio de alterações fisiológicas (Wendemeyer, 1996; Tavares-Dias et al.,
2011; Fujimoto et al., 2012).
8
6. Os efeitos da toxicidade no organismo alvo
O controle de enfermidades na piscicultura geralmente é feito com produtos químicos
aplicados sem orientação adequada e indiscriminadamente (Ranzani-Paiva et al., 1997;
Mataqueiro, 2002; Kubitza e Kubitza, 2004), para fins profiláticos e intervenção de agentes
patogênicos (Ostrensky e Boeger, 1998; Geremia, 2011). A liberação dessas substâncias em
grandes quantidades e em longo período resulta em consequências danosas aos peixes, como
processos inflamatórios e danos aos tecidos, alterações fisiológicas dos peixes além da
poluição ambiental, contaminação dos corpos d’ água (Claudiano et al., 2009). O uso
indiscriminado de produtos químicos tem colocado em risco a saúde humana (Mataqueiro,
2002). Para isso o bioensaio de toxicidade aquática permite avaliar a sensibilidade que o
produto utilizado na piscicultura pode causar aos peixes (Kubitza e Kubitza, 2004; Lombardi,
2004).
Os testes para avaliação da toxicidade dos agrotóxicos e fitoterápicos são importantes
para estabelecer a tolerância das espécies de cultivo na piscicultura (Winkaler et al., 2005),
pois podem provocar impactos em múltiplos níveis, incluindo moléculas, tecidos, órgãos,
indivíduos, populações e comunidades (Albinati et al., 2009). A presença de substâncias
químicas na água pode gerar uma resposta de estresse, sendo seus efeitos divididos em
primário, secundário e terciário. Nos efeitos primários estão a catecolamina, adrenalina e
noradrenalina e corticosteroides no plasma. Entre os secundários, existem os efeitos
metabólicos, como as alterações na glicemia, no ácido láctico e no glicogênio hepático e
muscular. Os efeitos terciários são a queda de desempenho produtivo e reprodutivo e a
diminuição da resistência a doenças (Barcelos et al., 2000; Barcelos et al., 2001; Val et al.,
2004; Camargo et al., 2006; Lima et al., 2006). O estresse e as condições ambientais são
problemas comuns e difíceis de controlar e podem reduzir desempenho dos peixes e aumentar
a susceptibilidade a doenças (Barcellos et al., 2000; Lima et al., 2006; Val et al., 2006; Oba et
al., 2009). O interesse pelos efeitos que as substâncias tóxicas provocam na saúde dos peixes
tem aumentado (Affonso et al., 2009; Tavechio et al., 2009; Tavares-Dias et al., 2011).
Dentre os parâmetros utilizados para avaliar os efeitos da toxicidade em peixes, estão
os parâmetros sanguíneos (Tavares Dias et al., 2009), que podem ser utilizados como
indicadores do estado fisiopatológico (Tavares-Dias e Moraes, 2004; Ishikawa et al., 2008;
Shah et al., 2009) auxiliando na compreensão de seu sistema imunológico, assim como no
controle de patologias (Tavares-Dias et al., 1999; Vieira et al., 2006), o que pode ser benéfico
na avaliação das condições de saúde peixes (Tavares-Dias et al., 1999). O hematócrito, a
9
concentração de hemoglobina e número de leucócitos, são algumas das ferramentas utilizadas
que podem avaliar as condições de estresse associado ao desenvolvimento de enfermidades
(Gioda, 2005; Santos e Tavares-Dias, 2010). Os peixes ao se depararem com um agente
estressor, implementam ajustes biológicos com a finalidade de minimizar os efeitos orgânicos
impostos (Tavares-Dias e Moraes, 2004; Val et al., 2004; Akinrotimi et al., 2007). Em virtude
dos fatos analisados, a investigação do potencial tóxico da planta alvo de estudo o mastruz,
pode elucidar importantes aspectos farmacológicos de seus princípios naturais, permitindo
uma utilização segura, respeitando seus possíveis riscos toxicológicos (Amaral e Silva 2007;
Dutra, 2009).
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OBJETIVO GERAL
Avaliar o efeito do extrato de mastruz Chenopodium ambrosioides no controle de
ectoparasitas monogenéticos e sua influência nos parâmetros hematológicos em juvenis de
tambaqui Colossoma macropomum.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Determinar a concentração letal média (CL50 – 24h) para verificar a tolerância dos
juvenis de tambaqui ao extrato de mastruz.
2. Realizar testes in vitro para avaliação da tolerância dos monogenéticos ao extrato.
3. Avaliar o efeito da aplicação de banhos terapêuticos com extrato de mastruz sobre os
parâmetros hematológicos de juvenis de tambaqui.
4. Avaliar a eficácia do extrato de mastruz, em banhos terapêuticos, para o controle de
monogenéticos em juvenis de tambaqui.
CAPÍTULO 1
Toxicidade aguda e efeito subletal do extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides,
sobre os parâmetros hematológicos de juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum
Patrícia Castro MONTEIRO1*; Cleuza Suzana Oliveira ARAÚJO2; Jaydione Luiz MARCON3
1 Programa de Pós-Graduação em Aquicultura da Universidade Nilton Lins/Instituto Nacional
de Pesquisas da Amazônia, Manaus, Amazonas, Brasil. Avenida Professor Nilton Lins, 3259,
Parque das Laranjeiras, CEP: 69058-040. E-mail: [email protected] 2 Universidade Nilton Lins – UNL e Universidade do Estado do Amazonas - UEA 3 Universidade Federal do Amazonas – UFAM
RESUMO – Este trabalho objetivou determinar a toxicidade do extrato aquoso de mastruz,
Chenopodium ambrosioides, e avaliar o efeito de diferentes concentrações e tempos de exposição
do produto sobre os parâmetros hematológicos e bioquímicos de juvenis de tambaqui Colossoma
macropomum. Inicialmente, foi realizado o teste de toxicidade aguda, onde os animais foram
submetidos às concentrações de 0,0; 1,5; 3,0; 4,5; 6,0 e 7,5 ml de extrato/L para a determinação
da CL50-24h pelo método Trimmed Spearman Karber. Em seguida, os peixes foram submetidos a
dois banhos terapêuticos (60 min e 24 horas) com níveis crescentes de extrato de mastruz (0,0;
1,3; 2,6 e 3,9 mL de extrato/L), com três repetições cada. A CL50-24h do extrato de mastruz para
o tambaqui (41,5 ± 10,9g e 13,6 ± 2,5cm) foi estimada em 2,6 ml/L (95% do intervalo de
confiança = 2,30 - 2,87 ml de extrato/L). Durante o teste de toxicidade, foi observada
hiperglicemia nos peixes expostos a 1,5 e 3,0 ml/L, enquanto os níveis de cloretos plasmáticos
reduziram nos peixes expostos a 3,0 ml/L. Em relação aos banhos terapêuticos, ao final de 60 min
de exposição não foram encontradas diferenças significativas nos parâmetros sanguíneos dos
juvenis de tambaqui. Por outro lado, ao final de 24 h de exposição foi verificado um aumento na
hemoglobina, hematócrito e glicose plasmática nos peixes expostos a 2,6 e 3,9 ml/L, enquanto que
o colesterol total e os cloretos reduziram nestes mesmos animais. Os resultados permitem concluir
que o extrato aquoso de mastruz apresentou toxicidade moderada para o tambaqui afetando o
perfil sanguíneo e a sobrevivência dos animais ao final de 24 h. O banho terapêutico de 60
minutos não afetou a homeostase fisiológica e a sobrevivência dos animais, enquanto que o banho
de 24 h demonstrou ser extremamente estressante ao tambaqui, comprometendo as reservas
energéticas e o equilíbrio osmorregulatório dos animais.
Palavras-chave: fitoterápico, Chenopodium ambrosioides, hematologia, estresse fisiológico,
Colossoma macropomum
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1. INTRODUÇÃO
O tambaqui Colossoma macropomum (Cuvier, 1818) pertence à ordem Characiformes,
sendo uma das espécies de peixes mais importantes da ictiofauna amazônica e uma das mais
produzidas e apreciadas na região norte do Brasil (Araújo-Lima e Goulding, 1998; Fischer et
al., 2003; Araújo-Lima e Gomes, 2005; Aride et al., 2007; Ostrensky et al., 2008; Pizaia et
al., 2008). Entre as características zootécnicas da espécie que impulsionaram sua produção em
larga escala estão o rápido crescimento, alta rusticidade ao manejo, fácil arraçoamento,
disponibilidade de alevinos durante todo o ano e grande mercado consumidor (Araújo-Lima e
Gomes, 2005; Gandra, 2010). Em 2010, o cultivo do tambaqui representou 13,8% (54.313,1 t)
da produção total da aquicultura, com um crescimento de 39% em relação a 2008 (MPA,
2010), sendo o estado do Amazonas responsável pela maior produção de tambaqui a nível
nacional, produzindo aproximadamente 8.000 toneladas no ano de 2009 (Gandra, 2010).
O crescimento no cultivo da espécie está relacionado aos investimentos federais,
estaduais e municipais para o aprimoramento na cadeia produtiva do tambaqui que, dentre os
peixes nativos, é o que possui o pacote tecnológico mais completo no setor aquícola de
produção (FAO, 2010). Uma das principais preocupações dos órgãos governamentais com o
crescimento produtivo do tambaqui é a questão sanitária, principalmente das parasitoses que
atuam como limitadores da produtividade, pois provocam atraso no crescimento dos peixes e
altas taxas de mortalidade, o que ocasiona prejuízos para os piscicultores (Martins, 2004;
Takemoto et al., 2004; Eiras et al., 2010; Santos e Tavares-Dias, 2010).
Na tentativa de minimizar estes prejuízos, várias substâncias químicas vêm sendo
utilizadas no tratamento de infecções parasitárias, entretanto, apesar da eficácia no controle
dos parasitos, grande parte destes produtos são tóxicos para os peixes e para a biota aquática
do ambiente. Além do mais, estes produtos químicos podem ocasionar riscos à saúde humana,
caso haja a bioacumulação da substância no tecido muscular dos peixes destinados ao
consumo (Rao, 2006; Winkaler et al., 2007).
Em vista dos diversos problemas causados pelo uso de quimioterápicos, o uso de
plantas medicinais vem se caracterizando como uma alternativa de grande potencial para os
piscicultores, tanto para o manejo sanitário preventivo quanto para o controle de patógenos
(Winkaler et al., 2007; Tavechio et al., 2009). Diferentemente do que ocorre com produtos
químicos e fármacos sintéticos, que geralmente causam aumento da resistência dos parasitas e
possuem um elevado tempo de permanência no ambiente, os extratos vegetais podem causar
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um desenvolvimento lento de resistência, além de serem facilmente biodegradáveis e inócuos
ao ambiente (Chagas, 2004). Entretanto, dependendo da concentração e do tempo de
exposição ao produto (crônica ou aguda), bem como da susceptibilidade da espécie-alvo, o
extrato vegetal pode se tornar tóxico, comprometendo a homeostase fisiológica e,
consequentemente, o estado de saúde dos peixes (Winkaler et al., 2007; Tavechio et al.,
2009). Desta forma, testes para a verificação da eficácia de fitoterápicos devem determinar
não somente a toxicidade do extrato vegetal, mas também as respostas fisiológicas dos
animais expostos ao produto (Lombardi, 2004).
Neste sentido, o estudo dos parâmetros hematológicos se caracteriza como uma etapa
primordial, auxiliando na determinação de condições fisiopatológicas que possam afetar a
homeostase, colaborando assim, para a identificação de condições adversas e para a
compreensão da relação entre as características sanguíneas e a saúde dos peixes (Tavares-Dias
et al, 1999; Azevedo et al., 2006; Gonçalves, 2009), visto que a avaliação da eficácia e os
efeitos secundários de substâncias utilizadas no combate às doenças de peixes ainda são
pouco estudadas, quando comparados à outros grupos de vertebrados (Pavanelli et al., 2008).
Entre as espécies de plantas com potencial terapêutico existentes na região amazônica
destaca-se o mastruz, Chenopodium ambrosioides (Linnaeus, 1753), uma espécie
cosmopolita, com porte arbustivo e crescimento anual (Cunha, 2007; Sérvio et al., 2011). Esta
planta apresenta utilização cientificamente comprovada como fungicida, inseticida e
parasiticida além de atuar como anti-inflamatório e cicatrizante para vários grupos
taxonômicos (Ribeiro et al., 2004; Grassi, 2011; Sérvio et al., 2011), entretanto, para peixes
estas informações são escassas (Cunha, 2007; Pereira Júnior et al., 2011) e inexistentes para
espécies amazônicas.
Com base nestas informações, e na necessidade de investigações com extratos vegetais
com a finalidade de sanar as enfermidades parasitológicas ocorridas nas pisciculturas da
região amazônica, este trabalho objetivou determinar a toxicidade do extrato aquoso de
mastruz, bem como verificar o efeito de diferentes concentrações e tempos de exposição do
produto sobre os parâmetros hematológicos, bioquímicos e iônicos de juvenis de tambaqui.
2. MATERIAL E MÉTODOS
2.1. Aquisição e aclimatação dos animais
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Os espécimes de tambaqui foram adquiridos em piscicultura comercial localizada na
rodovia AM 010, Km 248, no município de Itacoatiara – Amazonas (AM) e transportados ao
Laboratório de Fisiologia Aplicada à Piscicultura (LAFAP) do Instituto Nacional de Pesquisas
da Amazônia (INPA), localizada em Manaus – AM.
Os animais foram aclimatados por um período de 30 dias para observação de possíveis
danos físicos e recuperação do estresse de captura, manejo e transporte. Durante este tempo,
os peixes ficaram distribuídos em tanques de fibra com capacidade para 500 litros, contendo
água proveniente de poço artesiano (oxigênio dissolvido = 6,9 ± 0,1 mg/L; temperatura = 26,7
± 0,2 °C; condutividade elétrica = 24,06 ± 0,79 µS/cm3; pH = 5,88 ± 0,06) e sistema de
aeração constante.
Durante este período, os juvenis de tambaqui foram alimentados com ração comercial
com 36% de proteína bruta duas vezes ao dia até a saciedade aparente, em seguida foram
distribuídos em aquários de vidro para a realização do experimento.
2.2. Obtenção da solução estoque do extrato mastruz
As amostras de mastruz foram adquiridas no Horto da Universidade Nilton Lins e no
Mercado Municipal de Manaus e devidamente identificadas no Herbário do INPA. Para o
preparo da solução estoque foram utilizadas somente as folhas previamente limpas em água
corrente e desidratadas em estufa com circulação e renovação de ar (Tecnal, modelo TE-
394/2) com temperatura variando entre 50 e 60oC, seguindo as recomendações de Melo
(2004). Em seguida foram moídas em moinho mecânico tipo Willye (Tecnal, modelo TE-650)
e armazenadas em freezer até sua utilização.
Para a elaboração do extrato aquoso da planta, foi feita uma solução estoque seguindo
as recomendações de Claudiano et al. (2009), onde foi adicionado 100g de pó das folhas de
mastruz para cada litro de água em uma proporção de 1:10, sendo utilizada a água proveniente
do mesmo poço de abastecimento dos tanques de aclimatação. Em seguida, a solução foi
homogeneizada, permanecendo em repouso por duas horas, e posteriormente filtrada, para
obtenção do extrato aquoso, ao final deste prazo.
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2.3. Teste de Toxicidade e Determinação da Concentração Letal Média (CL50 – 24h)
A determinação da CL50 foi realizada de acordo com as recomendações expressas na
NBR 15088 (ABNT, 2004). Inicialmente foram feitos testes preliminares com quantidades
reduzidas de peixes para determinação de um intervalo de concentração onde fosse observado
mortalidade entre 0 e 100% (Claudiano et al., 2009). Em seguida, foram estabelecidas cinco
concentrações de extrato de mastruz para a determinação da CL50 (1,5; 3,0; 4,5; 6,0 e 7,5 ml
de extrato/L). No grupo controle foram utilizados peixes mantidos nas mesmas condições dos
tratamentos, mas sem a presença da substância-teste, totalizando seis tratamentos.
Foram utilizados 108 peixes distribuídos em 18 aquários de vidro com capacidade de
60 litros cada, com seis indivíduos por unidade de bioensaio. Cada tratamento foi constituído
por três repetições, adotando um sistema estático, com aeração constante. Os peixes foram
aclimatados por 24 horas nos aquários e privados de alimentação durante o ensaio
experimental.
Durante o experimento, foi realizada análise comportamental dos animais sendo
registradas atividades como: perda de equilíbrio, natação anormal e anormalidades da
coloração de pele, conforme indicado por Ferreira (2004). Antes e 24 h após a adição do
extrato de mastruz foi realizado o monitoramento da qualidade da água e ao final do período
de exposição foi realizada a coleta sanguínea e biometria de todos os animais sobreviventes.
O registro da mortalidade foi realizado durante as 24 horas de exposição nos diferentes
tratamentos e no grupo controle. A CL50–24h foi determinada pelo método estatístico
Trimmed Spearman Karber, com limite de 95% de confiança (Hamilton et al., 1977).
2.4. Banhos terapêuticos com extrato de mastruz
Os exemplares de juvenis de tambaqui (41,5 ± 10,9 g e 13,6 ± 2,5 cm) foram divididos
em dois grupos e submetidos a exposição ao mastruz por 60 min e 24 h. Para determinação
das concentrações a serem testadas nos banhos terapêuticos foi utilizado o valor da CL50-24h,
2,6 ml de extrato/L e, atribuído duas concentrações, uma 50% mais fraca e outra 50% mais
forte, correspondendo a 1,3 e 3,9 ml de extrato/L, respectivamente. No grupo controle foram
utilizados peixes mantidos nas mesmas condições dos tratamentos, mas sem a presença da
substância-teste.
Nos dois períodos de exposição foram testadas quatro concentrações de extrato aquoso
com três repetições cada: 0 (controle), 1,3; 2,6 e 3,9 mL de extrato de mastruz/L. Os peixes
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foram acondicionados em doze aquários de vidro com capacidade para 60 L de água, com seis
animais cada, abastecidos com água de poço artesiano, em sistema estático (sem renovação de
água) e com aeração constante.
Antes da aplicação do extrato e ao final de cada período experimental foram
mensurados os parâmetros de qualidade da água dos aquários e, ao término de cada banho
terapêutico, foi realizada a coleta sanguínea de todos os peixes.
2.5. Análises hematológicas
As amostras de sangue foram retiradas por punção da veia caudal dos peixes utilizando
seringas contendo EDTA 10% e destinadas à determinação da contagem de eritrócitos
circulantes (RBC, milhões/µL) com auxílio de câmara de Neubauer, após diluição em solução
de formol-citrato; hematócrito (Ht, %) pelo método do microhematócrito; concentração de
hemoglobina (Hb, g/dL) pelo método da cianometahemoglobina usando reagente de Drabkin e
dos índices hematimétricos VCM (volume corpuscular médio), HCM (hemoglobina
corpuscular média) e CHCM (concentração de hemoglobina corpuscular média) utilizando os
valores de Ht, Hb e RCB de cada indivíduo, de acordo com Wintrobe (1934). Em seguida, o
sangue foi centrifugado para a obtenção do plasma, utilizado para a determinação da glicose
(mg/dL), colesterol (mg/dL), proteínas totais (g/dL) e cloretos (mmol/L) com auxílio de kits
comerciais específicos para cada constituinte (Labtest, SP).
2.6. Monitoramento da qualidade da água
Durante o período experimental foi realizado o monitoramento da qualidade da água
sendo aferidos o do oxigênio dissolvido (mg/L), temperatura (oC), pH e condutividade elétrica
(µS/cm-3) com auxílio de um aparelho multiparamétrico digital da marca Yellow Spring
Instrument (YSI) modelo 550A. As concentrações de alcalinidade e dureza total foram
determinadas pelo método titulométrico, seguindo as recomendações de Boyd e Tucker
(1992), enquanto que a amônia total e nitrito foram mensurados pelo método
espectrofotométrico seguindo as recomendações de Boyd e Tucker (1992) e Verdouw et al.
(1978), respectivamente.
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2.7. Análise estatística
Os resultados dos parâmetros sanguíneos e de qualidade da água durante a
determinação da CL50-24h e nos banhos terapêuticos de 60 min e 24 h foram inicialmente
submetidos ao teste de normalidade de Shapiro-Wilk e de homocedasticidade de Levene. As
comparações entre os diferentes tratamentos foram realizadas mediante análise de variância
(one way ANOVA), sendo que os parâmetros que apresentaram diferenças significativas
foram submetidos ao teste de Tukey. Nos parâmetros físicos e químicos da água, os
tratamentos foram comparados com os valores basais (antes da adição do extrato) com auxílio
do teste de Dunnett. Em todos os testes estatísticos empregados foram admitidos 5 % de
significância.
3. RESULTADOS
3.1. Teste de Toxicidade e Determinação da Concentração Letal (CL50 – 24h)
A taxa de mortalidade dos exemplares de tambaqui expostos a diferentes
concentrações de extrato de mastruz estão apresentadas na Figura 1, onde foram observados
níveis crescentes de mortalidade a partir da concentração de 1,5 ml de extrato/L, totalizando
100% na concentração de 7,5 ml de extrato/L, ao final de 24 h. A CL50-24h do extrato de
mastruz para o tambaqui foi estimada em 2,6 ml/L, com intervalo de confiança de 95%
variando de 2,30 a 2,87 ml de extrato/L.
Figura 1. Taxa de mortalidade (%) dos juvenis de tambaqui Colossoma macropomum, submetidos a diferentes
concentrações de extrato de mastruz durante um período de 24 h.
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Durante o teste de toxicidade, após 16 h de exposição ao produto, os animais dos
tratamentos com 4,5; 6,0 e 7,5 ml de extrato/L apresentaram alterações comportamentais e
sinais clínicos tais como: natação errática, perda de equilíbrio com o ventre voltado para
superfície e letargia, além de olhos opacos e produção excessiva de muco, enquanto que nos
animais do tratamento com 3,0 ml de extrato/L estes comportamentos foram verificados
somente após 20 h de exposição.
Em relação aos parâmetros físicos e químicos da água, os níveis de oxigênio
dissolvido, temperatura e pH permaneceram estáveis ao longo do experimento, enquanto que
a condutividade elétrica, alcalinidade, dureza, amônia total e nitrito apresentaram valores
crescentes (p<0,05), em função da elevação das concentrações do extrato de mastruz na água
do bioensaio (Tabela 1). Quando comparados aos níveis basais (no início do experimento),
foram observadas diferenças significativas (p<0,05) nos valores de condutividade elétrica,
alcalinidade, dureza, amônia total e nitrito dos tratamentos com adição das diferentes
concentrações de extrato de mastruz, enquanto que no grupo controle (sem adição do extrato)
foi observado um aumento somente nos níveis dos compostos nitrogenados, amônia e nitrito,
ao final de 24 h (Tabela 1).
Os resultados dos parâmetros sanguíneos do teste de toxicidade estão presentes na
Tabela 2. Não foi possível analisar o perfil hematológico dos animais expostos às
concentrações de 4,5; 6,0 e 7,5 ml de extrato/L em virtude das altas taxas de mortalidade
apresentadas nestes tratamentos, conforme evidenciado na Figura 1. De todos os parâmetros
sanguíneos analisados, somente os níveis de glicose plasmática e cloretos apresentaram
alterações significativas (p<0,05) em função da adição do extrato de mastruz (Tabela 2). Os
valores glicêmicos aumentaram significativamente nos peixes dos tratamentos com 1,5 e 3,0
ml de extrato/L em comparação aos animais do controle, enquanto que os níveis de cloretos
apresentaram resultado contrário, reduzindo nos peixes expostos a 3,0 ml de extrato/L em
comparação aos animais expostos a 1,5 ml de extrato/L e ao grupo controle.
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Tabela 1. Parâmetros físicos e químicos da água dos aquários antes da adição (basal) do extrato de mastruz Chenopodium ambrosioides, e 24 h
após a exposição dos juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum, às diferentes concentrações do produto.
Parâmetros físico-químicos da água
Tratamentos
Basal Controle 1,5 ml/L 3,0 ml/L 4,5 ml/L 6,0 ml/L 7,5 ml/L
Oxigênio dissolvido (mg/L) 6,95 ± 0,10 7,03 ± 0,15 a 7,10 ± 0,17 a 7,10 ± 0,10 a 7,06 ± 0,15 a 7,03 ± 0,21 a 6,96 ± 0,45 a
Temperatura (°C) 26,3 ± 0,1 26,1 ± 0,1 a 26,4 ± 0,2 a 26,2 ± 0,1 a 26,3 ± 0,1 a 26,4 ± 0,1 a 26,3 ± 0,1 a
pH 6,93 ± 0,50 6,66 ± 0,35 a 7,16 ± 0,15 a 6,83 ± 0,81 a 7,36 ± 0,40 a 7,06 ± 0,47 a 6,63 ± 1,19 a
Condutividade elétrica (µS/cm-3) 24,0 ± 1,10 25,7 ± 1,53 a 56,7 ± 3,06 b* 75,0 ± 7,55 c* 100,7 ± 8,62 d* 126,0 ± 6,56 e* 145,0 ± 4,36 f*
Alcalinidade (mg CaCO3/L) 5,9 ± 0,93 7,7 ± 1,55 a 19,2 ± 1,65 b* 27,7 ± 1,44 c* 35,0 ± 0,54 d* 41,1 ± 2,27 e* 51,0 ± 4,60 f*
Dureza (mg CaCO3/L) 5,3 ± 0,82 7,0 ± 1,73 a 12,0 ± 2,65 b* 14,6 ± 1,16 c* 18,3 ± 2,31 d* 22,6 ± 2,08 e* 28,3 ± 1,53 f*
Amônia total (mg/L) 0,02 ± 0,01 0,62 ± 0,22 a* 1,58 ± 0,08 b* 2,40 ± 0,41 c* 2,99 ± 0,16 d* 3,26 ± 0,06 e* 3,88 ±0,11 f*
Nitrito (mg/L) 0,008 ± 0,002 0,01 ± 0,001 a* 0,02 ± 0,001 b* 0,03 ± 0,003 c* 0,04 ± 0,004 d* 0,05 ± 0,003 e* 0,06 ± 0,003 f*
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos. * indica diferença significativa (p<0,05) entre os tratamentos e os valores basais.
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Tabela 2. Parâmetros sanguíneos de juvenis de tambaqui Colossoma macropomum, submetidos ao teste de toxicidade com diferentes
concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides, durante o período de 24 h.
ND= Não determinado, devido à quantidade insuficiente de animais. Letras diferentes na mesma coluna indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos.
HB= Concentração de hemoglobina total, HT= Hematócrito, RBC= Número de eritrócitos, VCM= Volume corpuscular médio, CHCM= Concentração de hemoglobina corpuscular média e HCM= Hemoglobina corpuscular média.
Tratamentos
Parâmetros sanguíneos
HB HT RBC VCM CHCM HCM Glicose Proteínas totais Colesterol Cloretos
(g/dL) (%) (milhões/µL) (fL) (g/dL) (pg) (mg/dL) (g/dL) (mg/dL) (mmol/L)
Controle 7,0 ± 0,1 a 21,6 ± 2,5 a 1,0 ± 0,2 a 219,5 ± 55,7 a 32,5 ± 1,8 a 71,3 ± 18,1 a 40,4 ± 7,0 a 2,1 ± 0,2 a 44,6 ± 4,7 a 110,2 ± 5,7 a
1,5 ml/L 6,5 ± 0,8 a 19,1 ± 3,8 a 1,1 ± 0,4 a 185,7 ± 63,3 a 32,1 ± 4,1 a 59,2 ± 19,8 a 59,3 ± 9,2 b 2,2 ± 0,3 a 49,9 ± 9,5 a 107,9 ± 11,1 a
3,0 ml/L 7,2 ± 0,8 a 22,2 ± 7,4 a 1,0 ± 0,2 a 188,6 ± 71,3 a 29,6 ± 2,2 a 56,6 ± 24,7 a 110,1 ± 18,8 c 2,1 ± 0,7 a 43,1 ± 10,3 a 93,5 ± 22,0 b
4,5 ml/L ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND
6,0 ml/L ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND
7,5 ml/L ND ND ND ND ND ND ND ND ND ND
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3.2. Banhos terapêuticos com extrato de mastruz
Dos parâmetros físicos e químicos da água analisados, somente os níveis de oxigênio
dissolvido, temperatura e pH não sofreram influência das concentrações crescentes de extrato
de mastruz, enquanto que os valores de condutividade elétrica, alcalinidade, dureza, amônia
total e nitrito aumentaram significativamente (p<0,05) nos tratamentos com 1,3; 2,6 e 3,9 ml
de extrato/L em comparação com o grupo controle, tanto durante o banho terapêutico de 60
minutos (Tabela 3), quanto no de 24 horas (Tabela 4). Quando comparados aos níveis basais,
foram observadas diferenças significativas (p<0,05) nos valores de condutividade elétrica,
alcalinidade, dureza, amônia total e nitrito dos tratamentos com adição do extrato de mastruz,
enquanto que no grupo controle foi observado um aumento significativo somente nos níveis
de alcalinidade e amônia total, ao final de ambos os banhos terapêuticos (Tabelas 3 e 4).
Tabela 3. Parâmetros físicos e químicos da água dos aquários antes do início do experimento
(basal) e após o banho terapêutico de 60 minutos com diferentes concentrações de extrato de
mastruz, Chenopodium ambrosioides.
Parâmetros físico-químicos da água
Tratamentos
Basal 0,0 ml/L 1,3 ml/L 2,6 ml/L 3,9 ml/L
Oxigênio dissolvido (mg/L) 7,1 ± 0,1 7,3 ± 0,1 a 7,4 ± 0,1 a 7,1 ± 0,5 a 7,4 ± 0,3 a
Temperatura (°C) 25,9 ± 0,2 25,9 ± 0,1 a 25,6 ± 0,6 a 25,7 ± 0,1 a 25,7 ± 0,2 a
pH 5,9 ± 0,3 5,9 ± 0,2 a 6,1 ± 0,3 a 6,3 ± 0,3 a 6,2 ± 0,3 a
Condutividade (µS/cm-3) 20,9 ± 0,6 21,3 ± 0,6 a 42,3 ± 1,5 b* 61,3 ± 1,5 c* 75,7 ± 2,9 d*
Alcalinidade (mg CaCO3/L) 3,3 ± 0,4 5,6 ± 1,1 a* 9,7 ± 0,8 b* 16,3 ± 3,5 c* 17,7 ± 1,5 c*
Dureza total (mg CaCO3/L) 4,9 ± 0,8 5,1 ± 1,0 a 8,0 ± 1,0 b* 11,6 ± 2,0 c* 11,3 ± 1,1 c*
Amônia total (mg/L) 0,021 ± 0,01 0,51 ± 0,13 a* 0,75 ± 0,05 b* 1,00 ± 0,15 b* 1,14 ± 0,03 b*
Nitrito (mg/L) 0,007 ± 0,001 0,006 ± 0,001 a 0,02 ± 0,002 b* 0,08 ± 0,004 c* 0,12 ± 0,01 d*
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos. * indica diferença significativa (p<0,05) entre os tratamentos e os valores basais.
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Tabela 4. Parâmetros físicos e químicos da água dos aquários antes do início do experimento (basal) e após o banho terapêutico de 24 horas com diferentes concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides.
Parâmetros físico-químicos da água
Tratamentos
Basal 0,0 ml/L 1,3 ml/L 2,6 ml/L 3,9 ml/L
Oxigênio dissolvido (mg/L) 7,2 ± 0,1 7,4 ± 0,1 a 7,3 ± 0,2 a 7,5 ± 0,1 a 7,4 ± 0,3 a
Temperatura (°C) 25,7 ± 0,1 25,4 ± 0,3 a 25,6 ± 0,3 a 25,7 ± 0,2 a 25,4 ± 0,1 a
pH 6,0 ± 0,2 6,4 ± 0,3 a 6,5 ± 0,4 a 6,6 ± 0,5 a 6,8 ± 0,5 a
Condutividade (µS/cm-3) 21,7 ± 1,7 24,7 ± 3,8 a 54,7 ± 11,8 b* 78,3 ± 6,4 c* 93,0 ± 6,9 d*
Alcalinidade (mg CaCO3/L) 3,5 ± 0,3 9,0 ± 2,0 a* 15,2 ± 3,5 b* 19,6 ± 0,9 b* 28,4 ± 2,5 c*
Dureza total (mg CaCO3/L) 5,0 ± 0,9 6,0 ± 1,0 a 8,7 ± 1,2 b* 10,0 ± 0,1 b* 11,3 ± 1,5 b*
Amônia total (mg/L) 0,023 ± 0,01 1,13 ± 0,08 a* 1,39 ± 0,15 b* 1,62 ± 0,19 b* 2,08 ± 0,18 b*
Nitrito (mg/L) 0,007 ± 0,002 0,009 ± 0,001 a 0,02 ± 0,002 b* 0,04 ± 0,002 b* 0,13 ± 0,01 c*
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos. * indica diferença significativa (p<0,05) entre os tratamentos e os valores basais.
Os resultados dos parâmetros sanguíneos dos exemplares de tambaqui submetidos a
diferentes concentrações de extrato de mastruz por um período de 60 minutos e 24 horas estão
presentes na Tabela 5. Ao final do banho terapêutico de 60 minutos não foram encontradas
diferenças significativas (p>0,05) nos parâmetros sanguíneos dos juvenis de tambaqui
submetidos a diferentes concentrações de extrato de mastruz.
Em contrapartida, após o banho terapêutico de 24 horas, foi verificado que a
concentração de hemoglobina, o hematócrito e a glicose plasmática aumentaram (p<0,05) nos
peixes expostos à 2,6 e 3,9 ml de extrato/L em comparação aos animais do controle e do
tratamento de 1,3 ml/L. Por outro lado, os níveis de colesterol total e de cloretos plasmáticos
reduziram significativamente (p<0,05) nos animais expostos às maiores concentrações de
extrato de mastruz (2,6 e 3,9 ml/L) em comparação ao grupo controle. Os demais parâmetros
sanguíneos não apresentaram alterações significativas (p>0,05) ao final de 24 horas.
Durante o banho terapêutico de 60 minutos, os peixes não apresentaram alterações
comportamentais, entretanto, após 24 horas de exposição ao extrato de mastruz, foi observado
que os peixes expostos a 2,6 e 3,9 ml de extrato/L apresentavam natação errática, perda de
equilíbrio com o ventre voltado para superfície e letargia. Em relação aos sinais clínicos,
39
verificou-se que os peixes apresentaram uma produção excessiva de muco, principalmente
durante o banho terapêutico de 24 h.
Não foi observada mortalidade dos peixes durante o período de exposição de 60
minutos em nenhuma das concentrações de extrato de mastruz. Entretanto, em 24 horas de
exposição, foi observada a mortalidade de quatro indivíduos expostos à maior concentração
do extrato testada no presente trabalho, correspondente a 22,3% dos animais.
40
Tabela 5. Parâmetros sanguíneos de juvenis de tambaqui Colossoma macropomum, submetidos a dois banhos terapêuticos (60 minutos e 24 horas) e
diferentes concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides.
Tempo Tratamento
Parâmetros sanguíneos
HB
(g/dL)
HT
(%)
RBC
(milhões/µL)
VCM
(fL)
CHCM
(g/dL)
HCM
(pg)
Glicose
(mg/dL)
Proteínas
(g/dL)
Colesterol
(mg/dL)
Cloretos
(mmol/L)
60 min
Controle 7,24 ± 0,57 a 24,4 ± 2,9 a 2,13 ± 0,46 a 119,5 ± 29,5 a 30,8 ± 2,4 a 38,0 ± 9,6 a 55,1 ± 7,0 a 2,27 ± 0,20 a 71,3 ± 11,8 a 115,0 ± 11,7 a
1,3 ml/L 6,99 ± 0,87 a 24,0 ± 4,0 a 1,66 ± 0,45 a 161,5 ± 45,9 a 28,6 ± 5,1 a 49,1 ± 19,2 a 55,4 ± 10,2 a 2,13 ± 0,32 a 65,4 ± 10,7 a 106,1 ± 13,5 a
2,6 ml/L 7,00 ± 0,73 a 24,5 ± 3,5 a 1,77 ± 0,49 a 148,7 ± 51,3 a 28,5 ± 2,8 a 42,0 ± 11,2 a 56,6 ± 9,5 a 2,26 ± 0,18 a 71,1 ± 5,9 a 117,8 ± 14,7 a
3,9 ml/L 6,88 ± 0,69 a 24,2 ± 3,5 a 1,95 ± 0,69 a 144,3 ± 63,7 a 28,6 ± 2,8 a 40,8 ± 15,8 a 59,5 ± 11,3 a 2,17 ± 0,22 a 67,5 ± 7,6 a 115,0 ± 13,3 a
24 h
Controle 7,02 ± 0,81 A 22,3 ± 3,0 A 1,86 ± 0,49 A 129,7 ± 50,6 A 31,6 ± 2,8 A 29,7 ± 14,3 A 43,2 ± 5,8 A 2,52 ± 0,20 A 37,7 ± 3,3 A 142,3 ± 14,4 A
1,3 ml/L 6,88 ± 0,63 A 20,2 ± 2,3 A 1,60 ± 0,38 A 149,9 ± 23,9 A 30,6 ± 2,5 A 45,6 ± 6,6 A 39,9 ± 4,8 A 2,54 ± 0,18 A 33,7 ± 6,3 AB 125,5 ± 15,7 B
2,6 ml/L 8,00 ± 1,17 B 25,8 ± 5,0 B 1,76 ± 0,24 A 148,5 ± 34,5 A 31,2 ± 2,3 A 45,9 ± 8,9 A 87,4 ± 24,8 B 2,70 ± 0,39 A 32,8 ± 2,5 B 106,5 ± 9,4 C
3,9 ml/L 8,21 ± 0,79 B 28,2 ± 4,7 B 1,76 ± 0,23 A 149,2 ± 29,7 A 29,7 ± 4,0 A 43,2 ± 6,1 A 94,2 ± 58,1 B 2,76 ± 0,32 A 29,8 ± 3,8 B 105,6 ± 20,4 C
Letras minúsculas diferentes na mesma coluna diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos ao final do banho de 60 min. Letras maiúsculas diferentes na mesma coluna diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos ao final do banho de 24 h.
41
4. DISCUSSÃO
4.1. Efeito do mastruz sobre as variáveis físico-químicas da água
Para aumentar a margem de confiabilidade nos experimentos, a qualidade da água
deve ser monitorada e apresentar padrão de qualidade compatível com as exigências dos
organismos, pois a alteração em pelo menos uma das variáveis físicas e químicas pode
interferir nos resultados (Ranzani-Paiva et al., 2004; Affonso et al., 2007; Andrade et al.,
2007; Oliveira et al., 2011). Isto deve ser ainda mais criterioso quando são realizados
experimentos para determinar os níveis de tolerância de uma espécie a uma determinada
substância, pois deve-se assegurar que os resultados obtidos sejam, de fato, uma consequência
do produto testado (Cavero et al., 2004; Lima e Urbinati, 2003; Oliveira et al., 2011).
No teste de toxicidade e nos banhos terapêuticos de 60 minutos e 24 horas, os valores
de oxigênio dissolvido, temperatura, pH e nitrito apresentaram-se dentro do intervalo
recomendável para a piscicultura (Arana, 1997; Kubitza, 2003). Estes resultados são ainda
corroborados pelos estudos realizados por Saint-Paul (1984) e Almeida-Val et al. (1995) para
oxigênio dissolvido, por Aride et al. (2007) para pH e por Costa et al. (2004) para nitrito
toleráveis pelo tambaqui. Por outro lado, os valores de condutividade elétrica, alcalinidade,
dureza, amônia e nitrito apresentaram grandes variações em função da adição do extrato de
mastruz na água do cultivo, o que provavelmente está relacionado com a composição iônica
dos princípios ativos desta espécie de planta (Jardim et al., 2008; Koba et al., 2009).
Neste experimento, alguns tratamentos apresentaram água com valores de alcalinidade
e dureza abaixo do recomendado (ideal ≥ 40 mg CaCO3/L; segundo Kubitza, 2003),
entretanto, estes não foram prejudiciais aos peixes visto que o habitat natural da espécie
estudada possui baixas concentrações de íons e bases tituláveis na água (Araújo-Lima e
Goulding, 1998; Brandão et al., 2004). Em contrapartida, os elevados níveis de amônia total
(> 1 mg/L) encontrados nos aquários com as maiores concentrações de extrato de mastruz
podem, a longo prazo, acarretar em prejuízos à homeostase fisiológica, comprometendo o
crescimento dos peixes (Boyd, 1992). Esta elevação na concentração de amônia pode estar
associada ao processo de decomposição microbiológica do muco produzido excessivamente
pelos peixes durante o experimento, corroborando com os resultados obtidos por Stephens et
al. (2003) e Oliveira et al. (2011).
42
4.2 Avaliação toxicológica do extrato de mastruz para o tambaqui
4.2.1 Determinação da CL50-24horas do extrato de mastruz
Os testes para avaliação da toxicidade são importantes para o estabelecimento dos
limites de tolerância de uma espécie a determinada substância (Winkaler et al., 2007;
Tavechio et al., 2009), visto que tais limites podem variar de acordo com a espécie, idade ou
tamanho, e com o tempo de exposição ao produto (Schlotfeldt e Alderman, 1995).
Dependendo destes fatores, produtos utilizados com intuito profilático e terapêutico, como por
exemplo quimioterápicos e fitoterápicos, podem apresentar efeito contrário, desencadeando
respostas de estresse e comprometendo a homeostase fisiológica (Wedemeyer, 1996; Albinati
et al., 2009) e, consequentemente, o sistema imunológico dos peixes, tornando-os susceptíveis
a patógenos oportunistas presentes no ambiente (Val et al., 2006; Santos et al., 2009).
Apesar da importância de testes de toxicidade, existem poucos trabalhos que
determinam a CL50 de produtos fitoterápicos para peixes (Cruz et al., 2004; Winkaler et al.,
2007; Ayotunde et al., 2010; Kumar et al., 2010), e para o tambaqui essas informações são
ainda mais escassas. Claudiano et al. (2009), avaliando a eficácia do extrato aquoso de
amendoeira, Terminalia catappa, em juvenis de tambaqui parasitados por monogenéticos e
pelos protozoários Ichthyophthirius multifiliis e Piscinoodinium pillulare, determinaram uma
CL50-96h de 208,5 mL de extrato/L (equivalente a 2085,0 mg de amendoiera/L), valor muito
superior aos obtidos no presente trabalho (CL50-24h = 2,6 mL de extrato/L, equivalente a 260
mg de mastruz/L), demonstrando, desta forma, que o tambaqui apresenta maior sensibilidade
ao mastruz, provavelmente em função da elevada quantidade de ascaridol (> 50%; Koba et
al., 2009; Jardim et al., 2010), princípio ativo com ação citotóxica presente nas folhas desta
espécie (Koba et al., 2009; Gille et al., 2010). Embora a toxicidade do mastruz determinada
neste trabalho tenha sido superior à encontrada para a amendoeira (Claudiano et al., 2009),
este produto demonstrou ser menos tóxico ao tambaqui em comparação à outros anti-
helmínticos amplamente utilizados na piscicultura, tais como: permanganato de potássio
(CL50-96h= 8,6 mg/L; Silva et al., 2006) e sulfato de cobre (CL50-96h= 17,5 mg/L; Tavares-
Dias et al., 2011).
43
4.2.2 Efeito do extrato de mastruz sobre os parâmetros hematológicos,
bioquímicos e iônicos no tambaqui
A utilização de indicadores fisiológicos, principalmente dos parâmetros hematológicos
e bioquímicos, tem sido uma importante ferramenta para o entendimento dos processos
adaptativos dos peixes submetidos a diferentes condições estressoras, como a exposição a
poluentes naturais como nitrito e gás sulfídrico (Affonso et al., 2002; Costa et al., 2004), bem
como a quimioterápicos (Araújo et al., 2004; Porto, 2005; Chagas et al., 2006; Borges et al.,
2007; Sudová et al., 2009; Tavares-Dias et al., 2011) e fitoterápicos (Winkaler et al., 2007;
Ayotunde et al., 2010; Osman et al., 2010).
Este entendimento é possível porque os peixes desencadeiam um complexo de
respostas adaptativas a partir de um estímulo estressor, denominado de respostas ao estresse,
que podem ser didaticamente divididas em primárias, secundárias e terciárias (Wedemeyer,
1996; Barton, 2002; Urbinati e Carneiro, 2004). As respostas primárias são mediadas pelo
sistema neuroendócrino e culminam na liberação instantânea dos hormônios do estresse,
catecolaminas (adrenalina e noradrenalina) e cortisol, para a corrente sanguínea. As respostas
secundárias compreendem efeitos fisiológicos mediados por estes hormônios, tais como:
hiperglicemia, alterações hidroeletrolíticas, aumento da taxa metabólica, alterações
hematológicas, entre outras (Mazeaud et al., 1977; Wendelaar Bonga, 1997; Barton, 2002;
Tavares-Dias e Moraes, 2004; Urbinati e Carneiro, 2004). As respostas terciárias afetam o
animal como um todo, comprometendo o crescimento, o sucesso reprodutivo e a resistência a
doenças (Wendelaar Bonga, 1997; Urbinati e Carneiro, 2004). De acordo com Barton (2002),
a magnitude e a duração das respostas ao estresse irão depender do grau de severidade do
agente estressor e do tempo de exposição ao mesmo, bem como da capacidade adaptativa de
cada espécie.
Neste trabalho, ao final do banho terapêutico de 24 h, os parâmetros do eritrograma
apresentaram alterações típicas de estresse fisiológico em peixes teleósteos (Wendelaar
Bonga, 1997; Barton, 2002; Tavares-Dias e Moraes, 2004; Urbinati e Carneiro, 2004), tais
como aumento na concentração de hemoglobina e no hematócrito, indicando claramente uma
hemoconcentração, que é uma estratégia utilizada pelos peixes para aumentar a capacidade de
transporte de oxigênio do sangue sob situações de alta demanda energética (Heath, 1995;
Montero et al., 1999; Carvalho e Fernandes, 2006; Trenzado et al., 2006).
Indícios de hemoconcentração também foram observados em peixes expostos a
diferentes produtos quimioterápicos com ação anti-helmíntica, como é o caso do sulfato de
44
cobre, que ocasionou um aumento do hematócrito, hemoglobina e RBC em curimbatá,
Prochilodus lineatus após 96 h de exposição (Carvalho e Fernandes, 2006) e do mebendazol,
que, na concentração de 300 mg/L, estimulou a elevação dos níveis de hemoglobina em C.
macropomum após 120 minutos de exposição (Chagas et al., 2006).
Resultados hematológicos semelhantes foram encontrados por Harikrishnan et al.
(2003), que observaram aumento na concentração de hemoglobina, no hematócrito e número
de eritrócitos de Cyprinus carpio infectada com Aeromonas hydrophila e tratada por 20 e 30
dias com extrato de nim, Azadirachta indica. Por outro lado, Winkaler et al. (2007) não
observaram alterações significativas no hematócrito de curimbatá após 24 h de exposição à
diferentes concentrações de extratro de nim, enquanto que Ayotunde et al. (2010) também não
observaram alterações no eritrograma de catfish, Clarias gariepinus após 96 h de exposição
às diferentes concentrações do pó das sementes de mamão, Carica papaya.
A utilização de extratos vegetais não tem sido testada somente por meio de banhos
terapêuticos, sendo que a maioria dos estudos tem avaliado a eficácia dos fitoterápicos a partir
de sua incorporação às dietas para peixes e, nestes casos, também têm sido relatadas várias
alterações hematológicas nos animais, tais como: aumento do hematócrito, hemoglobina,
RBC e HCM em catfish, Pangasianodon hypophthalmus alimentada com extrato da casca da
fruta de Garcinia gummi-gutta durante 45 dias (Prasad e Priyanka, 2011); elevação na
concentração de hemoglobina, HCM e CHCM em truta-arco-íris, Oncorhynchus mykiss
alimentada com 1% de extrato de Nasturtium nasturtium durante 21 dias (Asadi et al., 2012) e
aumento do hematócrito, hemoglobina e RBC em Oreochromis niloticus alimentados com 20
g de Allium sativum/kg de dieta durante 90 dias (Shalaby et al., 2006). Esses resultados
demonstram que as respostas fisiológicas dos peixes independem da forma de aplicação dos
fitoterápicos e quimioterápicos, mas sim da toxicidade do produto e da tolerância das espécies
ao mesmo.
Em relação aos parâmetros bioquímicos, verificou-se uma redução nos níveis de
colesterol plasmático nos peixes expostos às maiores concentrações do extrato de mastruz, ao
final do banho terapêutico de 24 h, o que pode estar associada à conversão deste metabólito
em cortisol, visto que o colesterol é o principal precursor para a síntese dos hormônios
esteróides (Wendelaar Bonga, 1997; Castillo et al., 2008; Martínez-Porchas et al., 2009).
Hipocolesterolemia plasmática também foi relatada por Al-Salahy (2002) em catfish, Clarias
lazera administradas oralmente com extrato de Allium cepa uma vez por dia durante cinco
dias e por Metwally (2009) em Oreochromis niloticus alimentadas com alho natural (40 g/kg),
cápsulas de óleo de alho (250 mg/kg) e comprimidos de alho em pó (32 g/kg) durante 90 dias.
45
A hiperglicemia observada nos tambaquis expostos às maiores concentrações de
mastruz ao final do teste de toxicidade e do banho terapêutico de 24 h corrobora a hipótese de
estresse fisiológico, pois a glicose é o principal metabólito energético utilizado pelos peixes
em situações desfavoráveis (Urbinati e Carneiro, 2004; Val et al., 2006). Diante de fatores
estressantes, os peixes liberam as catecolaminas e cortisol na corrente sanguínea que agem no
organismo disponibilizando um maior aporte de glicose, sendo que as catecolaminas atuam de
maneira imediata a partir da conversão das reservas hepáticas de glicogênio em glicose, por
meio da glicogenólise, enquanto que o cortisol sustenta os altos níveis de glicose, após a
resposta inicial provocada pelas catecolaminas, por meio da gliconeogênese, isto é, síntese de
novas moléculas de glicose a partir de substâncias que não sejam carboidratos (Mommsen et
al., 1999; Barton, 2002; Iwama et al., 2004). Hiperglicemia também foi observada em
exemplares de P. lineatus expostos a 5 g de extrato de nim/L durante um período de 24 h
(Winkaler et al., 2007); em tambaqui expostos a 300 mg de mebendazol/L por um período de
120 minutos (Chagas et al., 2006); em tambaqui expostos a 4,3 mg de permanganato de
potássio/L por 96 h (Silva et al., 2006) e em juvenis de tambaqui expostos a 25 e 50 mg de
praziquantel/L ao final dos banhos terapêuticos de 0,5; 1 e 24 h (Maciel, 2009).
Outra fonte energética utilizada pelos animais são as proteínas obtidas a partir da
oxidação dos aminoácidos, entretanto, as principais fontes primárias de energia são o
glicogênio e os lipídeos, sendo as proteínas fundamentalmente utilizadas como componentes
estruturais no organismo (Logato, 1999; Urbinati e Carneiro, 2004). Dependendo da duração e
intensidade do estresse, os estoques de glicose e lipídeos podem ser rapidamente exauridos,
estimulando a mobilizando das proteínas para obtenção de energia requerida na manutenção
da homeostase (Wendelaar Bonga, 1997; Urbinati e Carneiro, 2004). No presente estudo não
foram observadas alterações nas concentrações protéicas dos peixes expostos às diferentes
concentrações de extrato de mastruz, demonstrando que, embora os animais tenham
apresentado evidências de estresse fisiológico, as vias proteolíticas não foram ativadas para
produção energética. Ausência de alterações nas concentrações de proteínas totais também foi
observada em juvenis de curimbatá expostos a diferentes concentrações de extrato de nim
durante 24 h (Winkaler et al., 2007) e em juvenis de tambaqui expostos a diferentes
concentrações de praziquantel na água durante 0,5; 1 e 24 h (Maciel, 2009).
Outros efeitos secundários observados em peixes em resposta ao estresse são as
alterações hidroeletrolíticas (Wendelaar Bonga, 1997; Wojtaszek et al., 2002), pois, a
elevação das catecolaminas provoca dilatação dos vasos sanguíneos branquiais, aumentando a
permeabilidade do epitélio branquial (Wendelaar Bonga, 1997), possibilitando,
46
consequentemente, uma maior perda de íons do sangue para o meio externo e um influxo de
água por osmose, resultando em alterações nas concentrações iônicas (Wedemeyer, 1996).
Neste estudo, as concentrações de cloretos plasmáticos reduziram nos peixes submetidos às
maiores concentrações de extrato de mastruz ao final de 24 horas de exposição, tanto no teste
de toxicidade quanto ao final do banho terapêutico de longa duração, demonstrando que
períodos prolongados de exposição ao extrato de mastruz podem comprometer o equilíbrio
osmorregulatório dos animais. Diferentemente deste trabalho, os exemplares de curimbatá
expostos a 2,5; 5 e 7,5 g de extrato de nim/L não apresentaram uma redução significativa
(p>0,05) nos níveis de cloretos após 24 h de exposição, embora tenha sido observada uma
tendência de redução deste ânion nos peixes expostos às duas maiores concentrações do
extrato (Winkaler et al., 2007).
5. CONCLUSÃO
Os resultados obtidos permitem concluir que o extrato aquoso de mastruz apresentou
toxicidade moderada ao tambaqui em comparação com outros produtos fitoterápicos e
quimioterápicos utilizados na piscicultura, afetando o comportamento, perfil sanguíneo e a
sobrevivência dos animais nas concentrações mais elevadas, ao final de 24 h. Por outro lado,
o banho terapêutico de curta duração (60 minutos), com as diferentes concentrações de extrato
de mastruz testadas neste trabalho, não afetou a homeostase fisiológica e a sobrevivência dos
animais, enquanto que o banho de longa duração (24 h) demonstrou ser extremamente
estressante ao tambaqui, comprometendo as reservas energéticas e o equilíbrio
osmorregulatório dos animais. Contudo, para se obter resultados conclusivos sobre o efeito do
extrato de mastruz sobre o perfil fisiológico do tambaqui, sugere-se a realização de testes com
concentrações mais elevadas do produto durante o banho de 60 minutos, além da avaliação do
cortisol plasmático e do leucograma e trombograma.
AGRADECIMENTOS
Ao Laboratório de Fisiologia de Peixes Aplicado a Piscicultura do Instituto Nacional
de Pesquisas da Amazônia (INPA), ao Laboratório de Zoologia Aplicada da Universidade
Nilton Lins (UNL), à Secretaria de Estado da Produção Rural (SEPROR), ao projeto de
Desenvolvimento da Aquicultura e de Recursos Pesqueiros da Amazônia (DARPA) e à
CAPES.
47
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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CAPÍTULO 2
Eficácia do extrato aquoso de mastruz, Chenopodium ambrosioides, no controle de
ectoparasitas monogenéticos de tambaqui, Colossoma macropomum
Patrícia Castro MONTEIRO1*; Cleuza Suzana Oliveira ARAÚJO2
1 Programa de Pós-Graduação em Aquicultura da Universidade Nilton Lins/Instituto Nacional
de Pesquisas da Amazônia, Manaus, Amazonas, Brasil. Avenida Professor Nilton Lins, 3259,
Parque das Laranjeiras, CEP: 69058-040. E-mail: [email protected] 2 Universidade Nilton Lins – UNL e Universidade do Estado do Amazonas – UEA
RESUMO
O principal fator limitante para o sucesso produtivo do tambaqui (Colossoma
macropomum) consiste nos frequentes surtos de infecção/infestação causados por patógenos
oportunistas, que comprometem o equilíbrio fisiológico, ocasionando altas taxas de
mortalidade e consequentemente, grandes prejuízos para os piscicultores. Uma alternativa que
tem se mostrado promissora para o tratamento de parasitoses é o uso de fitoterápicos com
propriedades terapêuticas. Neste estudo foi avaliado o potencial do mastruz (Chenopodium
ambrosioides) como anti-helmíntico visando combater as parasitoses registradas em peixes
cultivados. Este trabalho objetivou avaliar a eficácia in vitro e in vivo do extrato aquoso de
mastruz no controle de ectoparasitas monogenéticos do tambaqui. Testes in vitro foram
realizados para avaliar a eficácia do mastruz nas concentrações de 0; 0,65; 1,3; 2,6; 3,9 e 5,2
ml de extrato/L, sendo a concentração que se mostrou mais eficaz foi 2,6ml/L. No teste em in
vivo foram testadas quatro concentrações em banhos de curta duração (60 minutos) e longa
duração (24 horas) 0; 1,3; 2,6 e 3,9 mL de extrato de mastruz/L. A atividade anti-helmíntica
in vitro do extrato aquoso de C. ambrosioides sobre monogenéticos de tambaqui (41,5 ± 10,9g
e 13,6 ± 2,5cm) foi demonstrada neste estudo, embora, com efeito moderado na avaliação in
vivo, onde a sua eficácia esteve abaixo de 60%. O extrato aquoso de C. ambrosioides
propiciou uma redução na carga parasitária do tambaqui, sugerindo a utilização de doses mais
elevadas em banhos curtos com C. ambrosioides, para melhor avaliação do potencial e o seu
uso no controle alternativo das parasitoses na criação de tambaquis.
Palavras-chave: banhos terapêuticos, monogenéticos, tambaqui.
58
1. INTRODUÇÃO
Entre os agentes patogênicos de peixes mais importantes, que causam perdas nas
pisciculturas estão os ectoparasitas monogenéticos (Takemoto et al., 2004; Eiras et al., 2006;
Pavanelli et al., 2008; Eiras et al., 2010). Estes organismos estão entre os principais agentes
etiológicos que causam doenças no tambaqui (Malta et al., 2001; Fischer et al., 2003; Moraes
et al., 2009), podendo, causar a morte do hospedeiro, dependendo da intensidade de
infestação, particularmente quando ocorre nas brânquias, visto que os parasitos estimulam a
produção excessiva de muco e a fusão lamelar, implicando na perda respiratória (Pavanelli et
al., 2008; Eiras et al., 2010).
O controle das enfermidades parasitárias na piscicultura tem sido possível através da
utilização de uma série de substâncias, tais como: sal comum (Gomes et al., 2003), sulfato de
cobre (Tavares-Dias et al., 2002), verde malaquita, cloramina, diflubenzuron (Fujimoto et al.,
1999; Tavares-Dias et al., 2002; Schalch e Moraes, 2005; Thatcher, 2006), formalina (Fajer-
Ávila et al., 2003; Araújo et al., 2004), mebendazol (Chagas et al., 2006), albendazol e
praziquantel (Onaka et al., 2003; Fujimoto et al., 2006). Algumas destas substâncias são
prejudiciais, pois se usadas de forma indiscriminada, são capazes de aumentar a resistência
dos parasitos (Sado e Bicudo, 2010), além de causar o impacto ambiental em torno da
piscicultura devido ao descarte dos resíduos nos corpos d’água (Tavechio et al., 2009).
Uma alternativa que tem se mostrado promissora para o tratamento de parasitoses é o
uso de fitoterápicos com propriedades terapêuticas, tais como amendoeira (Terminalia
catappa), alho (Allium sativum), babosa (Aloe barbadensis) (Figueredo, 2011), cominho-
negro (Nigella sativa), equinácias (Echinacea spp.), manjerona (Origanum marjorana) e
folhas de nim (Azadirachta indica) (Claudiano et al., 2009; Santos et al., 2009; Tavechio et
al., 2009). Estes fitoterápicos podem ser utilizados sob forma de chá, óleo essencial, infusão,
decocção ou sob a forma de extrato alcoólico, aquoso e hidro-alcoólico em diversas
proporções, feitos a partir de folhas verdes ou secas, de casca, de frutos, de sementes e, até
mesmo, de botões florais (Loguercio et al., 2005).
Dentre as plantas que apresentam efeitos terapêuticos destaca-se o mastruz
(Chenopodium ambrosioides), que apresenta ampla utilização em tratamentos anti-
helmínticos para bovinos, caprinos, suínos e aves (Ketzis et al., 2002; Oliveira, 2003;
Almeida et al., 2007; Almeida et al., 2009). Entretanto, para peixes essas informações são
inexistentes. Além das propriedades farmacológicas, esta planta destaca-se por ser de fácil
59
aquisição, rápido crescimento e baixo custo (Almeida et al., 2006; Martins et al., 2010).
Apesar dessas características, Bernardes (2006) ressalta a necessidade de estudos que
comprovem a eficácia do produto como antiparasitário para cada organismo-alvo além de
determinar o melhor tempo de exposição, bem como a concentração do produto que eliminem
os parasitos.
Na busca por anti-helmínticos naturais, testes in vitro são utilizados como estudos
preliminares de plantas (Cordeiro, 2008), onde os extratos são diretamente colocados em
contato com o parasito. As formas de tratamento existentes para testes in vitro, tem como
finalidade substituir os ensaios com animais, ou de poderem servir como prévia de um estudo
toxicológico in vivo, complementando e melhorando a sensibilidade e especificidade de
estudos com animais (Bednarczuk et al., 2010).
Os banhos terapêuticos são indicados para o tratamento de patologias externas
causadas por parasita, bactérias e fungos, podendo ser empregados, dependendo do produto
utilizado em banhos de curta duração (30 a 60 minutos) e em banhos de longa duração, sendo
assim considerados a partir de 12 horas (Pavanelli et al., 2008).
Sendo assim, o objetivo deste trabalho foi avaliar a eficácia in vitro e in vivo do
extrato aquoso de mastruz, Chenopodium ambrosioides, no controle de ectoparasitas
monogenéticos do tambaqui, uma vez que não há trabalhos que utilizem em modelo
experimental este produto como forma de tratamento ou como profilático em peixes. Diante
disso, faz-se necessário avaliar a potencialidade do mastruz como alternativa terapêutica no
controle sanitário das pisciculturas, pois a utilização de plantas medicinais pode aumentar a
qualidade do cultivo e reduzir os custos de produção, uma vez que haverá a substituição de
anti-helmínticos convencionais que apresentam custo mais elevado, podem contaminar as
fontes de água, ter efeito danoso sobre o meio ambiente além de comprometer a carne do
peixe para o consumo.
2. MATERIAL E MÉTODOS
2.1. Aquisição e aclimatação dos animais
Os espécimes de tambaqui foram adquiridos em piscicultura comercial no município
de Itacoatiara - AM e transportados ao Laboratório de Fisiologia Aplicada à Piscicultura
(LAFAP) do Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia, localizada em Manaus – AM,
60
onde foram aclimatados por um período de 30 dias, em tanques de fibra com capacidade para
500 L, sendo alimentados com ração comercial com 36% de proteína bruta duas vezes ao dia.
Ao final do período de aclimatação, os animais foram distribuídos em aquários de vidro e
privados de alimentação durante a realização do experimento.
2.2. Obtenção da solução estoque do extrato de mastruz
As amostras de mastruz foram adquiridas no Horto da Universidade Nilton Lins e no
Mercado Municipal de Manaus e devidamente identificadas no Herbário do INPA. Os
extratos foram obtidos segundo adaptações da metodologia utilizada por Dias et al. (2000).
Para o preparo da solução estoque foram utilizadas como matéria-prima folhas desidratadas e
moídas que foram, posteriormente, diluídas em água proveniente do poço de abastecimento
dos tanques de aclimatação, mantendo a proporção de 1:10, sendo utilizadas 100g de mastruz
para cada litro de água. Após a homogeneização e 2 horas de repouso, a solução foi filtrada
para obtenção do extrato aquoso.
2.3. Ensaio in vitro da eficácia do extrato de mastruz sobre os parasitos
monogenéticos de tambaqui
Para avaliação da eficácia in vitro do mastruz no controle de ectoparasitos
monogenéticos foram utilizados arcos branquiais de tambaqui naturalmente parasitados (Belo
et al., 2011). Os arcos branquiais foram individualizados e colocados em placas de Petri, as
quais foram adicionadas níveis crescentes do extrato de mastruz (0,65; 1,3; 2,6; 3,9 e 5,2 ml
de extrato/L), definidas com base na CL50-24h apresentada no capítulo 1. Nos arcos
branquiais do grupo controle, foi adicionada água proveniente do cultivo dos peixes e sem
adição do mastruz. Cada arco foi testado uma única vez, sendo observadas 20 monogêneas
por placa de Petri, com auxílio de estereomicroscópio. As observações foram realizadas a
cada 15 minutos, até todos os parasitos serem considerados mortos, ou seja, até sua total
imobilização conforme a metodologia utilizada por Fajer-Ávila et al. (2003). Este teste foi
realizado para verificar se a concentração da CL50-24h, determinada pelo método estatístico
Trimmed Spearman Karber, no capítulo 1, bem como concentrações próximas exerciam efeito
sobre os monogeneas dentro dos níveis toleráveis do tambaqui.
61
2.4. Banhos terapêuticos com extrato de mastruz em tambaqui
Para esta fase foram utilizados 144 juvenis de tambaqui (41,5 ± 10,9 g e 13,6 ± 2,5
cm) sendo metade utilizada no banho de curta duração (60 minutos) e metade no banho de
longa duração (24 horas). Em cada banho terapêutico, foram testadas quatro concentrações de
extrato aquoso com três repetições cada: 0 (controle), 1,3; 2,6 e 3,9 mL de extrato de
mastruz/L, valores estes definidos a partir da CL50-24h estabelecida no capítulo 1. Os peixes
foram acondicionados em doze aquários de vidro com capacidade para 60 L de água, com seis
animais cada, abastecidos com água de poço artesiano, em sistema estático (sem renovação de
água) e com aeração constante.
Imediatamente após o término dos banhos terapêuticos, três peixes de cada aquário
foram selecionados inteiramente ao acaso e eutanasiados por concussão cerebral de acordo
com recomendações da Associação Americana de Medicina Veterinária (AVMA, 2007), para
retirada dos arcos branquiais e subsequente observação a fresco em estereomicroscópio.
2.5. Análises parasitológicas
Os arcos branquiais retirados dos tambaquis foram acondicionados em placas de Petri
para imediata quantificação dos parasitos monogenéticos com auxílio de estereomicroscópio
Carl Zeiss modelo Stemi, não sendo feita distinção das monogêneas por espécie.
Os índices parasitários (prevalência e abundância média) foram calculados de acordo
com Bush et al. (1997) e a eficácia do extrato de mastruz foi determinada segundo Onaka et
al. (2003).
2.6.Monitoramento da qualidade da água
Durante o período experimental foi realizado o monitoramento da qualidade da água
sendo aferidos o oxigênio dissolvido (mg/L), temperatura (oC), pH e condutividade elétrica
(µS/cm-3) com auxílio de um aparelho multiparamétrico digital da marca Yellow Spring
Instrument (YSI) modelo 550A. As concentrações de alcalinidade e dureza total foram
determinadas pelo método titulométrico, seguindo as recomendações de Boyd e Tucker
(1992), enquanto que a amônia total e nitrito foram mensurados pelo método
espectrofotométrico seguindo as recomendações de Boyd e Tucker (1992) e Verdouw et al.
(1978), respectivamente.
62
2.7. Análises estatísticas
Os resultados dos parâmetros de qualidade da água e da abundância média dos
monogenéticos nos diferentes tratamentos após os banhos terapêuticos de 60 minutos e 24
horas, foram comparados independentemente e dentro de cada tempo as concentrações foram
comparadas entre si mediante análise de variância (one way ANOVA), sendo as que
apresentaram diferenças significativas, submetidas ao teste de Tukey. As comparações entre
os tratamentos e os valores basais (antes da adição do extrato) foram realizadas com auxílio
do teste de Dunnett. Todas as análises foram realizadas a 5 % de significância.
3. RESULTADOS
3.1. Avaliação da resistência dos monogenéticos “in vitro”
A percentagem média da mortalidade nos testes in vitro, utilizando níveis crescentes
do extrato aquoso de mastruz em diferentes tempos de exposição, está representada na Tabela
1. As taxas de mortalidade apareceram somente após 30 minutos de exposição dos parasitos a
partir da concentração 1,3 ml de extrato/L, sendo observada 100% de mortalidade ao final de
150 minutos nas brânquias expostos à maior concentração de extrato (5,2 ml/L). Por outro
lado, os tratamentos com as menores concentrações de extrato (0,65 e 1,3 ml/L) apresentaram
100% de mortalidade somente ao final de 240 minutos, enquanto que os parasitos do grupo
controle morreram completamente ao final de 270 minutos.
Tabela 1. Taxa de mortalidade (%) das monogêneas dos juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, submetidos a níveis crescentes de extrato de mastruz, Chenopodium
ambrosioides, nos diferentes tempos de exposição durante o teste in vitro.
Tratamentos (ml de
extrato/L)
Mortalidade (%) nos diferentes tempos de exposição (min)
0 15 30 45 60 90 120 150 180 210 240 270
0,0 (Controle) 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 10,0 10,0 12,5 55,0 87,5 90,0 100,0
0,65 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 7,5 7,5 10,0 62,5 95,0 100,0 -
1,3 0,0 0,0 25,0 27,5 37,5 52,5 62,5 77,5 82,5 92,5 100,0 -
2,6 0,0 0,0 37,5 60,0 90,0 90,0 97,5 97,5 100,0 - - -
3,9 0,0 0,0 40,0 65,0 90,0 92,5 95 95,0 100,0 - - -
5,2 0,0 0,0 37,5 62,5 92,5 97,5 97,5 100,0 - - - -
63
3.2. Banhos terapêuticos com extrato de mastruz sobre os parasitos monogenéticos de
tambaqui
Não foram observadas mortalidade ou alterações comportamentais nos peixes durante
o período de exposição de 60 minutos em nenhuma das concentrações de extrato de mastruz.
Entretanto, no tratamento de 24 horas de exposição, os peixes expostos à maior concentração
do extrato, apresentaram alterações comportamentais, após 16 horas de exposição, tais como:
natação errática, perda de equilíbrio e letargia, além de apresentarem uma taxa de mortalidade
de 22,3 %.
Dos parâmetros de qualidade da água analisados durante o experimento, somente os
níveis de oxigênio dissolvido, temperatura e pH não foram influenciados pela adição das
diferentes concentrações de extrato de mastruz na água, enquanto que os valores de
condutividade elétrica, alcalinidade, dureza total, amônia total e nitrito apresentaram
alterações significativas (p<0,05) entre os tratamentos ao final de 60 min e 24 h, bem como
em comparação com os valores basais (Tabelas 2 e 3).
Tabela 2. Parâmetros físicos e químicos da água de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, antes do início do experimento (basal) e após o banho terapêutico de 60
minutos com diferentes concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides.
Parâmetros físico-químicos da água
Tratamentos
Basal 0,0 ml/L 1,3 ml/L 2,6 ml/L 3,9 ml/L
Oxigênio dissolvido (mg/L) 7,1 ± 0,1 7,3 ± 0,1 a 7,4 ± 0,1 a 7,1 ± 0,5 a 7,4 ± 0,3 a
Temperatura (°C) 25,9 ± 0,2 25,9 ± 0,1 a 25,6 ± 0,6 a 25,7 ± 0,1 a 25,7 ± 0,2 a
Ph 5,9 ± 0,3 5,9 ± 0,2 a 6,1 ± 0,3 a 6,3 ± 0,3 a 6,2 ± 0,3 a
Condutividade (µS/cm-3) 20,9 ± 0,6 21,3 ± 0,6 a 42,3 ± 1,5 b* 61,3 ± 1,5 c* 75,7 ± 2,9 d*
Alcalinidade (mg CaCO3/L) 3,3 ± 0,4 5,6 ± 1,1 a* 9,7 ± 0,8 b* 16,3 ± 3,5 c* 17,7 ± 1,5 c*
Dureza total (mg CaCO3/L) 4,9 ± 0,8 5,1 ± 1,0 a 8,0 ± 1,0 b* 11,6 ± 2,0 c* 11,3 ± 1,1 c*
Amônia total (mg/L) 0,021 ± 0,01 0,51 ± 0,13 a* 0,75 ± 0,05 b* 1,00 ± 0,15 b* 1,14 ± 0,03 b*
Nitrito (mg/L) 0,007 ± 0,001 0,006 ± 0,001 a 0,02 ± 0,002 b* 0,08 ± 0,004 c* 0,12 ± 0,01 d*
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos. * indica diferença significativa (p<0,05) entre os tratamentos e os valores basais.
64
Tabela 3. Parâmetros físicos e químicos da água de juvenis de tambaqui, Colossoma
macropomum, antes do início do experimento (basal) e após o banho terapêutico de 24 horas
com diferentes concentrações de extrato de mastruz, Chenopodium ambrosioides.
Parâmetros físico-químicos da água
Tratamentos
Basal 0,0 ml/L 1,3 ml/L 2,6 ml/L 3,9 ml/L
Oxigênio dissolvido (mg/L) 7,2 ± 0,1 7,4 ± 0,1 a 7,3 ± 0,2 a 7,5 ± 0,1 a 7,4 ± 0,3 a
Temperatura (°C) 25,7 ± 0,1 25,4 ± 0,3 a 25,6 ± 0,3 a 25,7 ± 0,2 a 25,4 ± 0,1 a
pH 6,0 ± 0,2 6,4 ± 0,3 a 6,5 ± 0,4 a 6,6 ± 0,5 a 6,8 ± 0,5 a
Condutividade (µS/cm-3) 21,7 ± 1,7 24,7 ± 3,8 a 54,7 ± 11,8 b* 78,3 ± 6,4 c* 93,0 ± 6,9 d*
Alcalinidade (mg CaCO3/L) 3,5 ± 0,3 9,0 ± 2,0 a* 15,2 ± 3,5 b* 19,6 ± 0,9 b* 28,4 ± 2,5 c*
Dureza total (mg CaCO3/L) 5,0 ± 0,9 6,0 ± 1,0 a 8,7 ± 1,2 b* 10,0 ± 0,1 b* 11,3 ± 1,5 b*
Amônia total (mg/L) 0,023 ± 0,01 1,13 ± 0,08 a* 1,39 ± 0,15 b* 1,62 ± 0,19 b* 2,08 ± 0,18 b*
Nitrito (mg/L) 0,007 ± 0,002 0,009 ± 0,001 a 0,02 ± 0,002 b* 0,04 ± 0,002 b* 0,13 ± 0,01 c*
Letras diferentes na mesma linha indicam diferenças significativas (p<0,05) entre os tratamentos. * indica diferença significativa (p<0,05) entre os tratamentos e os valores basais.
Os juvenis de tambaqui não apresentaram alterações significativas na carga parasitária
quando expostos a diferentes concentrações de mastruz em banhos (os banhos conduzidos
foram terapêuticos) administrados em 60 minutos e 24 horas (Tabela 4). Todos os peixes
analisados apresentaram parasitos monogenéticos nos arcos branquiais ao final dos banhos
terapêuticos, resultando em 100% de prevalência em todos os tratamentos. Em relação à
abundância média, embora não tenham sido observadas alterações significativas (p>0,05),
verificou-se uma tendência para redução na quantidade de parasitos nos peixes expostos às
maiores concentrações de extrato de mastruz. Essa tendência foi corroborada pela análise da
eficácia do extrato de mastruz que apresentou resultados satisfatórios contra os parasitos
monogenéticos, com valores elevados na concentração de 3,9 ml/L, após 60 min de
exposição, e nas concentrações de 2,6 e 3,9 ml/L ao final do banho terapêutico de 24 h.
65
Tabela 4. Índices parasitários de juvenis de tambaqui, Colossoma macropomum, submetidos
a dois banhos terapêuticos (60 minutos e 24 horas) e diferentes concentrações de extrato de
mastruz, Chenopodium ambrosioides.
Tempo Tratamento
(ml/L)
Índices parasitários
Prevalência
(%) Abundância Média
Eficácia
(%)
60 min
0,0 (controle) 100,0 367,2 ± 235,3 a -
1,3 100,0 357,3 ± 221,0 a 2,7
2,6 100,0 309,1 ± 109,9 a 15,8
3,9 100,0 195,3 ± 130,4 a 46,8
24 h
0,0 (controle) 100,0 262,1 ± 183,2 a -
1,3 100,0 177,3 ± 130,9 a 32,3
2,6 100,0 153,3 ± 92,4 a 41,5
3,9 100,0 119,5 ± 58,9 a 54,4
4. DISCUSSÃO
Os testes in vitro mostraram sensibilidade relevante dos monogenéticos ao serem
expostos em solução aquosa do mastruz. Conforme tabela I, a concentração de 0,65 ml/L
mostrou-se, em termos do tempo de ação, idêntica ao controle onde os primeiros monogeneas
mortos foram constatados apenas aos 90 minutos de exposição. Já os parasitos expostos às
concentrações maiores (2,6; 3,9 e 5,2 ml/L) apresentavam mortalidade acima de 90% já nos
primeiros 60 minutos dos testes. Ao se tomar como base o experimento com o grupo controle,
onde as primeiras mortes foram observadas somente a partir de 90 minutos, presume-se que
nas demais concentrações a mortalidade deveu-se a presença do extrato de mastruz na placa
de Petri. Mesmo considerando que os parasitos encontravam-se em arcos branquiais fora do
hospedeiro, a mortalidade total do grupo controle deu-se em 270 minutos.
São poucos os trabalhos com utilização de testes in vitro. Fajer-Ávila et al. (2003)
avaliaram o efeito da formalina, em monogeneticos Heterobothrium ecuadori expostos a
concentração de 225 mg/L com eficácia de 87% em 60 minutos e 47% para 105 minutos. O
efeito anti-helmíntico do mastruz foi também confirmado pela pesquisa de Almeida et al.
66
(2007) que estudaram os efeitos do extrato aquoso das folhas da planta sobre cultivos de
larvas infectantes de nematoides gastrintestinais de caprinos, onde obtiveram melhor resultado
na concentração 110,6 mg/ml em tratamento de 7 dias obtendo 95% de eficácia.
Mais recentemente, o uso de testes in vitro com fitoterápicos foi estudado por
Magalhães (2009) que utilizou o cipó-alho (Adenocalymna alliaceum) no controle de
monogenéticos in vitro em tambaqui, e obteve 90.4% de mortalidade de monogenéticos a uma
proporção de 50g/L em 60 minutos. Ao se comparar os resultados mastruz e o cipó-alho,
verifica-se que em 60 minutos ambos obtiveram eficácia superior a 90%, no entanto a
quantidade de pó de mastruz utilizada foi consideravelmente inferior, da ordem de 200 vezes
(2,6 ml/L = 0,26 g/L).
Um resumo dos testes in vitro estão melhor evidenciados na Tabela 5, quando foi
realizado a conversão para a mesma unidade (mg/ml).
Tabela 5. Comparação dos trabalhos realizados in vitro, levando em consideração eficácia,
tempo e concentração.
As unidades das concentrações foram convertidas para mg/ml quando possível.
Portanto, ao comparar o teste in vitro deste experimento com os demais trabalhos,
observa-se que ambos tiveram eficácia próximo a 90%, no entanto, a quantidade de produto
utilizado neste estudo foi menor (0,26 mg/ml) quando comparada aos demais.
A avaliação dos parâmetros físicos e químicos da água é imprescindível em
experimentos onde se pretende obter conhecimento sobre os efeitos que diferentes dosagens
de extratos e/ou óleos de uma determinada planta pode desencadear no ambiente de cultivo,
pois além de suas propriedades terapêuticas, as plantas podem ser altamente tóxicas, mesmo
em pequenas doses (Brito et al., 2009). Nesta pesquisa, foi monitorada a qualidade da água
nos aquários, (Tabelas 2 e 3) e não houve variação dos parâmetros físicos e químicos (O2,
Temperatura, pH) quando comparadas as diferentes concentrações com o controle. Tais
Produto Eficácia
(%) Concentração
(mg/ml) Tempo Referência
Mastruz 90 0,26 60 minutos Este estudo
Formalina 87 0,225 60 minutos Fajer-Ávilar et al., 2003
Mastruz 90 110,6 7 dias Almeida et al., 2007
Cipó-Alho 90,4 50 60 minutos Magalhães, 2009
67
parâmetros estiveram dentro da zona de conforto para a espécie durante todo o período
experimental, valores estes observados por Sipaúba-Tavares (1995) e também por
Castagnolli, (1992) que realizou trabalho experimental com banhos terapêuticos para parasitos
monogenóides e chegou a valores aproximados de temperatura, oxigênio dissolvido, pH e
condutividade elétrica. Entretanto, foram encontradas diferenças nos valores de amônia,
alcalinidade, dureza e nitrito entre os tratamentos, o que indica uma variação em função da
adição do extrato de mastruz na água dos tratamentos em diferentes concentrações. Segundo
estudos realizados por Stephens et al. (2003) e Oliveira et al. (2011), a elevação na
concentração de amônia pode estar associada ao processo de decomposição microbiológica do
muco produzido excessivamente pelos peixes durante o experimento.
No presente trabalho pode-se evidenciar a eficácia do mastruz sobre os helmintos
monogenéticos. As análises parasitológicas mostraram que todos os peixes estavam
parasitados (100% de prevalência), após o termino do teste in vivo (Tabela 4). A contagem
dos monogenéticos presente nas brânquias dos peixes mostrou melhor resultado na
concentração 3,9 ml/L para os banhos de 60 minutos e 24 horas com eficácia de 46.81% e
54,39% respectivamente, enquanto nas outras concentrações não foi observada eficácia
significativa. Porém, recomendam-se os banhos de 60 minutos tendo em vista que um menor
tempo de exposição ao produto (agente estressor) diminui as chances de alterações nos
parâmetros físicos e químicos da água.
Para o controle de monogenéticos em peixes foram testados produtos químicos com
tempo e eficácia diferentes. Tavares-Dias et al (2002) avaliaram o efeito do sulfato de cobre
(CuSO4) no combate a monogenéticos de pacu, Piaractus mesopotamicus; após um dia, o
produto mostrou eficácia de 78,76% na concentração de 0,5 mg/L porém importantes
alterações hematológicas e fisiológicas foram observadas, o que inviabiliza o uso do produto.
Fujimoto et al. (1999) demonstraram eficácia de 100% do diflubenzuron no controle
de monogenéticos em piauçus, Leporinus macrocephalus, submetidos a banhos na
concentração de 0,5 a 1 mg/L de água com exposição única ao princípio ativo, durante 24
horas. Dados similares foram obtidos por Schalch et al. (2005) que utilizou 2,0 mg/L do
mesmo produto, em três exposições de 30 minutos de duração a intervalos de 24 horas, com a
mesma espécie de peixe e o mesmo parasito.
Onaka (2001), avaliou a eficácia do mebendazol associado ao levamisol no controle de
parasitos monogenéticos em pacu, utilizando 10 mg/L de cada produto por 24 horas
mostrando 90% de eficácia. O uso de produtos químicos mostrou-se mais eficaz quando
68
comparado ao mastruz, porém o uso de fitoterápicos pode ser uma alternativa promissora
considerando-se os benefícios ambientais, saúde dos peixes e saúde humana.
Estudos realizados por Chansue e Tangtrongpiros (2005) verificaram a ação do extrato
aquoso das folhas da amendoeira (Terminalia catappa) e comprovaram sua eficácia (100%)
no controle dos monogenéticos ectoparasitas Gyrodactylus e Dactylogyrus, após dois dias de
tratamento no peixe ornamental Kinguios (Carassius auratus), usando as concentrações 3,104
g em 1,8 L de água (1,72 mg/ml). Já Claudiano et al. (2009) verificaram a eficácia 97% da
amendoeira no controle de monogenéticos de tambaqui, mesma espécie de peixe utilizada
neste trabalho, utilizando o extrato aquoso de folhas secas na concentração de 120 ml/L, no
período de 7 dias.
Cruz (2005) avaliou o efeito do extrato aquoso das folhas de nim (Azadirachta indica),
150 mL por litro de água durante 5 dias, como antiparasitários de monogeneas Dactylogyridae
em pacu e controlou a infestação em 89%. Fujimoto et al (2012) utilizando sementes de
mamão (Carica papaya) no controle de monogenéticos em espécimes de Astyanax cf. zonatus
alimentados até a saciedade aparente promoveu, após 7 dias, eficácia de 72%.
Em outros hospedeiros, mas também testando o efeito do mastruz sobre helmintos in
vivo, resultados positivos foram obtidos por Kamel et al. (2010), que obtiveram redução de
100% da carga parasitária no fígado e intestino de camundongos albinos infectados com
cercárias previamente tratadas por 30 minutos com extrato metanóico nas concentrações de
500, 750 e 1000 ppm. Bernardes (2006) avaliou a atividade anti-helmíntica do extrato
hidroalcoólico em camundongos infectados com o helminto Strongyloides venezuelensis, com
eficácias de 74,32% para ovos e 86,46% na concentração para nematoides adultos após a
indução da infecção em 400 mg/Kg/animal/dia. Se comparado com os dados deste trabalho, a
eficácia foi menor nos banhos terapêuticos de 60m e 24 horas em tambaquis (46% e 54%,
respectivamente), contudo a concentração do produto foi menor (0,26mg/L) indicando que
concentrações mais elevadas poderiam apresentar resultados diferentes.
Um resumo dos testes in vivo utilizando-se produtos químicos e fitoterápicos no
controle de helmintos estão melhor evidenciados na Tabela 6, que apresentam as
concentrações convertidas para a mesma unidade.
69
Tabela 6. Comparação dos produtos utilizados em teste in vivo considerando eficácia,
concentração e tempo.
Segundo o Ministério da Agricultura (MAPA), através da Secretaria da Defesa
Agropecuária, a exigência para o registro de antiparasitários para bovinos é possuir eficácia
mínima de 90% (Portaria 48 de 12/05/1997). No entanto, ainda não há legislação que
regulamente o uso de tais drogas no controle de enfermidades em pisciculturas (Schalch et al.,
2006). Os resultados observados neste trabalho, indicaram que a eficácia terapêutica do
mastruz não ultrapassou os 60%, resultado semelhante ao obtido por Onaka et al (2003) que
avaliaram a eficácia do albendazol no combate a monogeneas em pacus (Piaractus
mesopotamicus), sendo que este não ultrapassou 56,9%. Várias drogas testadas atualmente
para o controle de monogenéticos, como o sulfato de cobre, o praziquantel, o formol e os
organofosforados demonstraram além da baixa eficácia, serem nocivas para os peixes (Onaka
et al., 2003).
Diante do exposto, torna-se evidente a importância do aumento dos estudos sobre os
efeitos dos fitoterápicos de um modo geral, para que a descoberta de novos compostos
bioativos favoreça as pesquisas com produtos naturais, que sejam efetivos no controle de
parasitos e principalmente não agridam o meio ambiente e a saúde dos seres humanos, em
especial o mastruz, buscando formas de aumentar sua eficiência, seja através de
Produto Eficácia (%)
Concentração (mg/ml)
Tempo de Exposição Referências
Extrato aquoso de Mastruz 46,81 0,39 60 minutos
Deste Trabalho 54,39 0,39 24 horas
Sulfato de cobre 78,76 0,5 1 dia Tavares-Dias et al.,
2002
Diflubenzuron 100 0,5 à 1 24 horas Fujimoto et al., 1999
Diflubenzuron 100 2 30 minutos a cada 24 horas 3X Schalch et al., 2005
Levamisol + Mebendazol 90 0,01 + 0,01 24 horas Onaka, 2001
Extrato aquoso de amendoeira 100 1,72 2 dias Chansue e
Tangtrongpiros, 2005
Extrato aquoso de amendoeira 97 1,2 7 dias Claudiano et al.,
2009
Extrato aquoso de nim 89 1,5 5 dias Cruz, 2005
Sementes de mamão 72 Ingestao até saciedade
7 dias Fujimoto et al., 2012
Extrato metanoíco de Mastruz 100 0,5 30 minutos Kamel et al.,2010
Extrato hidroalcoólico de Mastruz
86,46 400 5 dias Bernardes, 2006
70
concentrações maiores do extrato aquoso em banhos curtos ou outras vias de administração
(ração, extrato hidro alcóolico, óleo essencial entre outros).
5. CONCLUSÃO
A atividade anti-helmíntica in vitro do extrato aquoso de C. ambrosioides sobre
monogenéticos de tambaqui foi demonstrada neste estudo, embora, com efeito moderado na
avaliação in vivo, nas concentrações estudadas.
O extrato aquoso de C. ambrosioides propiciou uma redução na carga parasitária para
a espécie de tambaqui, sugerindo a utilização de doses mais elevadas em banhos curtos de C.
ambrosioides, para melhor avaliação do potencial e o seu uso no controle alternativo das
parasitoses dos peixes cultivados em pisciculturas.
AGRADECIMENTOS
Ao Laboratório de Fisiologia de Peixes Aplicado a Piscicultura do Instituto Nacional de
Pesquisas da Amazônia (INPA), ao Laboratório de Zoologia Aplicada da Universidade Nilton
Lins (UNL), à CAPES e Projeto DARPA/SEPROR – Secretária de Produção Rural.
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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