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ROGER STRAPAZZON
CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA DO ÁCARO Varroa destructor EM
COLÔNIAS DE ABELHAS Apis mellifera (AFRICANIZADA) NO ESTADO DE
SANTA CATARINA
Monografia apresentada à Universidade Regional de Blumenau como parte das exigências do Curso de Ciências Biológicas, para a obtenção do grau de “Bacharel”. Orientador Prof. Dr. Geraldo Moretto
BLUMENAU SANTA CATARINA – BRASIL
2008
ROGER STRAPAZZON
CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA DO ÁCARO Varroa destructor EM
COLÔNIAS DE ABELHAS Apis mellifera (AFRICANIZADA) NO ESTADO DE
SANTA CATARINA
Monografia apresentada à Universidade Regional de Blumenau como parte das exigências do Curso de Ciências Biológicas, para a obtenção do grau de “Bacharel”. APROVADA em 26/02/2008 Prof. Ms. André Paulo Nascimento Prof. Dr. Sidney Luiz Sturmer
Prof. Dr. Geraldo Moretto FURB
(Orientador)
BLUMENAU SANTA CATARINA – BRASIL
AGRADECIMENTOS
A Deus, pelo dom da vida. À minha família: minha mãe, meu pai e minhas irmãs. Que durante esses anos
foram alicerces, lutando e vencendo batalhas. A todos os mestres, que durantes estes anos souberam despertar o anseio pelo
conhecimento, em especial os professores Alexandre, Rosete, Hercílio, David, Daniela, Cláudio, Juarez, Rudi, Berteli, Vânia, André, Zelão, Zelinda...
Aos meus colegas de turma, que tornaram os momentos de estudos muito mais agradáveis.
Aos amigos de turma: Rúbia, Rejane, Valle, Fernanda, Mi, Glauco, Fabi, Carlinha, Andressa, Eder, Fernanda, Josias e Helo. Obrigado pelas risadas, pela sabedoria e exemplo. As “várias gerações” de companheiros de laboratórios, que foram muito além de meros colegas de trabalhos, sendo co-responsáveis por esse trabalho: Alisson, Arno, Bruno, Carol (Xu), Chico, Diego, Elen, Fabi, Grazi, Gustavo, Marcelo, Mariah, Mary Susan, Morgana, Rogelio, Sabri, Tati e Testoni. Muito obrigado pela amizade, pelos ensinamentos, dicas e ajuda na rotina diária do laboratório. Aos meus amigos de laboratório: Sabrina, pela paciência, serenidade e cumplicidade nos trabalhos, pelos inúmeros PCR e gels de poliacrilamida errados, que nunca foram motivos para desânimo; Diego, exemplo na organização e perícia, companhia em centenas de extrações, acompanhadas de saudosas conversas; Chico, parceiro-irmão para todas as horas, seja final de semana ou feriado, fiel companhia de apiário e bancada, na caminhada à FURB ou no papo furado. Obrigado pelos memoráveis momentos, desde já muitas saudades. As amizades que surgiram nos corredores, onde nasceu grande admiração e carinho: Fernanda Andrade, Fran Durda, Cris, Gasper, Lápis Creme, Bruna, Dai, Rafael, e tantas outras. Ao Celso, técnico do laboratório de Bioquímica, que sempre nos socorreu, sobretudo naquilo que se referia a “química das coisas”. Aos laboratórios “vizinhos”, que sempre estiveram de portas abertas, fornecendo condições para que o nosso trabalho pudesse ser realizado, em especial: Biotecnologia, Imunologia, Parasitologia, Botânica e Bioquímica.
Aos vários apicultores, que forneceram material biológico, essencial para a execução deste trabalho. Em especial ao professor David De Jong, que por intermédio do José Carlos V. Guerra Jr., forneceu amostras de Fernando de Noronha (PE).
As diversas pessoas que passaram pela minha vida nestes últimos anos, sejam voluntários, funcionários e outros coadjuvantes, que diretamente ou indiretamente contribuíram à minha formação.
Ao Prof. Geraldo Moretto, que não foi apenas um exemplo de profissional, mas um grande exemplo de pessoa. Professor dotado de com inúmeras qualidades, entretanto com uma sábia simplicidade. Obrigado pela confiança, pelos inúmeros conselhos, conversas e exemplos de vida. À FURB, CCEN e DCN, que permitiram e deram suporte a este trabalho. Ao Governo do Estado de Santa Catarina, que concedeu bolsas de Iniciação Científica através do Programa Pipe/Art. 170.
SUMÁRIO
Resumo.............................................................................................................................2
1. Introdução.....................................................................................................................3
2. Material e métodos .......................................................................................................6
2.1. Coleta do ácaro Varroa destructor ............................................................................6
2.2. Extração do DNA ......................................................................................................7
2.3. Amplificação do DNA (PCR) ...................................................................................7
2.3.1. Determinação dos haplótipos .................................................................................7
2.3.2. Determinação dos microssatélites ..........................................................................8
3. Resultados.....................................................................................................................9
4. Discussão....................................................................................................................10
5. Agradecimentos..........................................................................................................13
6. Referências .................................................................................................................14
Anexos............................................................................................................................19
Roger Strapazzon
Rua Antônio da Veiga, 140 - Victor Konder
89012-900 - Blumenau – SC
roger_bio@yahoo.com.br
Caracterização Genética do Ácaro Varroa destructor Anderson & Trueman (Acari:
Varroidae) em Colônias de Abelhas Apis mellifera Linnaeus (Hymenoptera, Apidae)
no Estado de Santa Catarina
Roger Strapazzon e Geraldo Moretto
Depto.Ciências Naturais, Univ. Regional de Blumenau, 89010-971, Blumenau, SC
genetica@furb.br
2
RESUMO - O ácaro Varroa destructor é um ectoparasita de abelhas que atualmente atinge, sobretudo as colônias de abelhas Apis mellifera sendo uma das principais pragas causadoras de prejuízos à apicultura comercial mundial. Entretanto, no Brasil, a varroatose não tem sido diagnosticada como séria ameaça as populações de abelhas. Entre alguns fatores, tem-se destacado o biotipo Japonês de Varroa que colonizou a partir de 1971 as colônias de abelhas do Brasil. Entre os diferentes biotipos do ácaro, observa-se diferenças comportamentais, o qual é caracterizado por maior virulência do haplótipo Coreano (K) em relação o Japonês (J). Os resultados obtidos através de RFLP permitiram identificar apenas indivíduos Coreanos no estado de Santa Catarina. Já dados obtidos através de marcadores microssatélites, apenas 2,77% dos indivíduos coletados em Santa Catarina possuíam alelos específicos para o genótipo Japonês. A baixa freqüência de indivíduos com material genético Japonês, provavelmente está relacionada ao menor sucesso reprodutivo que este ácaro possui em relação ao tipo Coreano. Entretanto, apesar desta possível mudança no haplótipo/genótipo, o índice de infestação do ácaro em abelhas adultas tem se mantido estável. Isso demonstra que outros fatores, como o comportamento higiênico e de grooming, são eficientes nas abelhas africanizadas e mantém o equilíbrio entre parasita-hospedeiro. PALAVRAS-CHAVES - varroosis, abelha africanizada, haplótipo, microssatélites, mtDNA
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1. Introdução
O ácaro Varroa jacobsoni é um ectoparasita natural da abelha asiática Apis cerana
(Oudemans, 1904 apud Solignac et al. 2003). Nesta abelha observa-se um equilíbrio
populacional entre parasita/hospedeir o qual está relacionado ao longo tempo de
coexistência entre as duas espécies, que permitiu o desenvolvimento de mecanismos de
defesa por parte das abelhas (Peng et al. 1987).
Entretanto, em virtude da alta adaptação da abelha Apis mellifera e o indiscriminado
movimento internacional de rainhas e colônias de abelhas, principalmente devido a
polinização dirigida, ocorreu de forma rápida a disseminação da Varroa pelo planeta,
transformando-se em um dos principais problemas na apicultura mundial (Botta et al.
2004). Além dos altos índices de infestações, a Varroa tornou-se um vetor para diversas
doenças infecciosas, como o vírus de paralisia aguda de abelhas (ABPV), o vírus de abelhas
Kashmir (KBV) e o vírus que deforma a asa (DWV) (Bakonyi et al. 2002, Chen et al. 2004,
Tentcheva et al. 2006). O ácaro chegou ao Brasil provavelmente em 1971, quando o
Paraguai importou abelhas e rainhas do Japão (Stort et al. 1981). Desde a década 70,
quando iniciaram os monitoramentos para varroatose, os níveis de infestação no Brasil se
demonstraram estáveis (3 varroas por 100 abelhas) (Moretto & Mello Jr. 2001)
Durante várias décadas o ácaro V. jacobsoni foi considerado uma única espécie. No
entanto, com o avanço das técnicas moleculares, Anderson & Trueman (2000) revelaram
através de estudos baseados no DNA mitocondrial a existência de duas espécies: o V.
jacobsoni sensu stricto, encontrado na Indonésia e Malásia, e o V. destructor, facilmente
encontrado na parte continental da Ásia e, atualmente, disperso pelo mundo inteiro.
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O combate à varroatose tem sido diferente em várias regiões do mundo, variando
conforme os seus níveis de infestações. A utilização de produtos químicos como:
fluvalinato, flumethrina e o ácido fórmico, tem sido comum em países onde os danos são
mais severos (Manrique 2001). Entretanto, não foi comprovada total eficácia destes
produtos que, além de poderem prejudicar a qualidade do mel e outros produtos das
abelhas (deixam resíduos químicos, que leva uma rejeição destes produtos contaminados
no mercado internacional), tornam a prática apícola muito dispendiosa (pelos altos custos
destes produtos). Muitos pesquisadores, no entanto, constataram que o uso prolongado de
acaricidas nas colônias de abelhas provoca riscos substanciais, pelo desenvolvimento
eventual de resistência dos ácaros aos produtos químicos utilizados (Milani 1999).
No Brasil, devido o baixo nível de infestação alcançado por este parasita, não é
necessário qualquer tratamento à base de produtos químicos. Vários fatores foram
interpretados como relevantes na dinâmica populacional do ácaro V. destructor. O clima e
a raça das abelhas influenciam sensivelmente o nível de infestação alcançado pelo ácaro
(De Jong 1984, Moretto et al. 1991). Em condições de clima temperado (inverno mais
rigoroso) ocorrem taxas de infestação altas, o que requer um combate químico constante,
entretanto, em condições de clima tropical (inverno mais ameno), como é o caso do Brasil,
os níveis de infestação alcançados por este parasita junto às abelhas africanizadas são
baixos, sem causar sérios prejuízos à apicultura (Gonçalves 1987, Moretto et al. 1991,
Silva et al. 1992, Moretto & Mello, 2000).
Diversos fatores foram relacionados aos diferentes níveis de infestação na abelha A.
mellifera. Segundo Moretto et al. (1991) a ocorrência de mecanismos de defesa, como o
“grooming” e o comportamento higiênico, exibidos pelas abelhas africanizadas seriam uma
das causas dos baixos níveis que a praga alcança nessas abelhas. Vários pesquisadores
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sustentam a hipótese de que a variação da capacidade reprodutiva das fêmeas do ácaro V.
destructor junto à crias de operárias de diferentes raças de abelhas A. mellifera, seja o
principal fator da diferença nos níveis de infestação. Em crias de operárias de abelhas
africanas e seus híbridos, o sucesso reprodutivo da varroa seria menor do que em crias de
operárias de abelhas européias - isso justificaria o baixo nível de infestação alcançado pelo
ácaro V. destructor nas abelhas africanizadas no Brasil e outros países (Medina & Martin
1999; Rosenkranz 1999; Martin & Kryger 2002; Calderon et al. 2003; Martin & Medina
2004).
Estudos da variabilidade do DNA do ácaro V. destructor revelaram a existência de
diferentes haplotípos e genótipos da praga relacionados a sua virulência (Kraus & Hunt
1995; Anderson & Fuchs 1998; Guzman & Rinderer 1999; Solignac et al. 2003, Warrit et
al. 2004; Solignac et al. 2005). Anderson & Treuman (2000) baseados na variabilidade no
gene COI do DNA mitocondrial (DNAmt) identificaram a existência dos haplótipos J
(Japonês) e K (Coreano), nomeados dos países asiáticos onde foram primeiramente
detectados em seu hospedeiro nativo, a A. cerana. Segundo esses autores, os dois
haplótipos estariam dispersos em diferentes regiões do planeta - lugares onde a praga
alcança elevados níveis de infestação como é o caso da Europa, haveria predominância do
haplótipo K, enquanto em outras partes onde o varroa é encontrado com baixos níveis de
infestação, como acontece no Brasil, predominaria o haplótipo J.
A análise do genoma nuclear através da utilização de microssatélites tem sido
utilizado também na caracterização das populações de varroa. Os microssatélites, também
conhecidos como SSR (“Simple Sequence Repeats” - Seqüências simples repetidas)
correspondem a seqüências de DNA com poucos pares de bases de comprimento (2-6),
repetidas “in tandem”, tais como (AT)n, (ATT), etc. A variação no número (n) desses
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elementos repetidos pode gerar grande quantidade de polimorfismos (Ferreira &
Grattapaglia, 1998). Embora Solignac et al. (2005) tenham verificado baixa variabilidade
nos 20 loci de microssatélites analisados em V. destructor, foram identificados alelos
específicos para cada tipo de varroa – o J e o K.
Apesar dos baixos níveis de infestação do ácaro em colméias de abelhas
africanizadas no Brasil serem atribuídos, entre outros fatores, ao haplótipo Japonês de
varroa que aqui colonizou (Anderson e Treuman, 2000). Carneiro et al. (2007) verificaram
que a taxa de reprodução do ácaro V. destructor em células de operárias tem sido
atualmente de 1,37 deutoninfas por adultas. Isso representa quase o dobro quando
comparado com a taxa de reprodução de vinte anos atrás. Este aumento significativo no
número de descendentes por adulto da varroatose pode estar associado à substituição do
haplótipo Japonês pelo Coreano - que de fato é caracterizado por uma maior capacidade
reprodutiva (Delphinado-Baker, 1988). Portanto, o presente trabalho procurou determinar a
ocorrência do tipo de varroa (Japonês ou Coreano) que parasita os apiários de Santa
Catarina e relacionar com a atual situação patológica em que se encontra no estado.
2. Material e métodos
2.1 Coleta do ácaro Varroa destructor
Para caracterização genética dos genomas nuclear e mitocondrial, amostras de
fêmeas adultas de V. destructor foram coletadas de apiários da região de Blumenau,
Joinville, São Joaquim, Mafra, Caçador, no estado de Santa Catarina, e Fernando de
Noronha, em Pernambuco. As amostras eram constituídas de 30 ácaros para cada apiário,
7
coletadas em crias de operárias e/ou crias de zangões e/ou em operárias e zangões adultos.
Os ácaros foram acondicionados em etanol 70% no momento da coleta e posteriormente
armazenados a -20o C.
2.2 Extração do DNA
O DNA total foi extraído individualmente para cada fêmea de V. destructor
utilizando o método rápido adaptado de Anderson & Fuchs (1998). Após ser lavado em
etanol 70%, cada ácaro foi colocado em um vidro relógio e com auxílio de uma lupa de
dissecação, foi dilacerado. Este foi transferido para um tubo de microcentrífuga contendo
40 µl de tampão de lise 2x (120 µg /ml de Proteinase K, 0,1M KCl, 0,02 M Tris-HCl pH
8,3, 5mM MgCl2, 0,9% Tween 20, 0,9% NP40 e 0,02% de gelatina) e incubado
primeiramente a 65º C por 30 minutos, depois entre 95-100º C por 10 minutos e finalmente
realizou-se uma diluição com 20 µl de dH2O. O DNA extraído foi estocado à – 20°C.
2.3 Amplificação do DNA (PCR)
2.3.1 Determinação dos haplótipos
Para a amplificação, via PCR, da região gênica Citocromo C Oxidase I (COI) do
genoma mitocondrial do ácaro V. destructor foi utilizado os primers COXF
[5’GG(A/G)GG(A/T)GA(C/T)CC(A/T)ATT(C/T)T(A/T)TATCAAC3’] e COXRa
[5’GG(A/T)GACCTGT(A/TA(A/T)AATAGCAAATAC 3’ ] descritos por Anderson &
Fuchs (1998). As reações de PCR foram processadas utilizando 2-10 µl da extração de
DNA obtida pelo método descrito no item anterior: 12,2µl de água destilada e deionizada;
1,8µl de tampão de PCR; 1,8µl de dNTPs 2 mM; 0,55 de MgCl2 50 mM; 0,55 µl de cada
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primer 20 mM e 2,5 U de Taq DNA Polimerase. As condições de amplificação utilizadas
foram: desnaturação inicial por 5 minutos a 94o C, seguida por 35 ciclos de: desnaturação a
94o C por 1 minutos, anelamento a 42º C por 1 minutos e 20 segundos e uma elongação a
64o por 2 minutos. Um passo extra de extensão a 64o C por 10 minutos foi realizado. Os
produtos amplificados foram analisados através de eletroforese em gel de agarose 0,8%,
corado com brometo de etídeo e visualizados através de luz ultravioleta (UV). A
identificação dos haplótipos, J (Japonês) e K (Coreano), do ácaro V. destructor, foi
realizada através dos produtos de digestão com as enzimas de restrição Xho I e Sac I, como
descrito por Anderson & Fuchs (1998). Ambos os haplótipos possuem o sítio de clivagem
para a enzima Xho I, entretanto apenas o padrão J possui o sítio para a enzima Sac I. A
visualização dos produtos de digestão foi realizada em gel de agarose 1%, corado com
brometo de etídeo.
2.3.2 Determinação dos microssatélites
A análise do genoma nuclear foi efetuada através da amplificação de quatro loci de
microssátélites, utilizando quatro pares de primers desenhados por Solignac et al. (2003).
Cada reação de PCR foi processada utilizando-se: 3,8µl de água destilada e deionizada;
0,6µl de tampão de PCR; 0,3µl de dNTPs 2mM cada; 0,18 de MgCl2 50 mM; 0,12µl de
cada primers 20µM; 1,5µl da extração de DNA e 1U de Taq DNA Polimerase. O primeiro
passo para amplificação consistiu em uma desnaturação por 3 minutos a 94ºC. Em seguida
as amostras foram condicionadas por 35 ciclos constituídos de 30 segundos de desnaturação
a 94ºC, 30 segundos para anelamento a 55ºC e 30 segundos de elongação a 72º. Para
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finalizar, um ciclo extra de 10 min a 72ºC. A visualização dos alelos dos microssatélites foi
realizada em gel de poliacrilamida 12%, corado com nitrato de prata.
3. Resultados
A amplificação via PCR da região COI do genoma mitocondrial do ácaro V.
destructor, gerou um segmento de aproximadamente 570 pares de bases (pb) em todas as
amostras coletadas em Santa Catarina e Fernando de Noronha-PE. As digestões desses
produtos de PCR com as endonucleases Xho I e Sac I geraram padrões polimórficos entre
as amostras de Santa Catarina e Fernando de Noronha. Em todas as amostras das duas
localidades, a digestão do produto de PCR com a enzima Xho I, resultou em fragmentos de
300 e 270 pares de bases. Entretanto, quando submetidas a enzima Sac I as 160 amostras de
Santa Catarina não apresentaram o sítio de clivagem característicos do haplótipo Coreano.
Para esta mesma enzima, as 30 amostras originárias de Fernando de Noronha apresentaram
o padrão haplótipo Japonês, com produtos de digestão de 340 e 230 pb (Fig. 1).
Analisando o genoma nuclear nas quatro regiões de microssatélites estudadas, as 30
amostras de Fernando de Noronha apresentaram genótipos homozigotos, característicos do
padrão Japonês. Foram observados apenas 2,77% indivíduos com alelos específicos para o
genótipo Japonês nas amostras do estado de Santa Catarina. Dentre as quatro regiões de
microssatélites analisadas, apenas a região VD112 não apresentou alelos característicos do
padrão Japonês, sendo todas classificadas como genótipo Coreano.
Na região VD119, em apenas uma amostra obtida do apiário de São Joaquim foi
verificada a presença do genótipo homozigoto para o padrão Japonês, sendo as restantes
homozigotas para o padrão Coreano (Fig. 2).
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Na região de microssatélites VD126 foram observados polimorfismos em dois
ácaros de Blumenau e uma da região de São Joaquim, onde foi verificada a presença do
genótipo homozigoto do biótipo Japonês, enquanto todas as outras amostras apresentaram o
padrão típico Coreano (Fig. 3).
Entretanto, na região VD152 observamos uma amostra coletada em um apiário da
região de Blumenau heterozigota para os dois genótipos, isto é, neste ácaro uma banda
pertencia ao genótipo Coreano e a outra ao genótipo Japonês (Fig. 4). Todas as demais
amostras apresentaram genótipo homozigoto para o biótipo Coreano.
4. Discussão
O ácaro V. destructor é uma espécie invasora que rapidamente se difundiu na
espécie A. mellifera causando grande impacto em colônias desta abelha espalhadas pelo
mundo. Nos países localizados nas regiões tropicais e subtropicais, sobretudo na América
do Sul e Central, o parasita tem causado menores danos às abelhas africanizadas (Moretto
et al. 1991, De Jong & Soares 1997). Alguns fatores são relacionados a este baixo impacto
sobre as abelhas, como a maior resistência das raças Africanas sobre as Européias (Moretto
et al. 1991, Medina & Martin 1999), as condições climáticas (Moretto et al. 1991), e a
diferença do genótipo do Varroa que infesta os apiários (Guzman et al. 1998).
Guzman et al. (1997) utilizando marcadores RAPD diferenciaram os dois biótipos
de varroa, sendo o Russo (R) para as populações dos Estados Unidos, Rússia Marrocos,
Alemanha, Itália, Espanha e Portugal e o Japonês (J) para as populações do Japão, Brasil, e
Porto Rico. Anderson & Trueman (2000), utilizando marcadores de DNA mitocondrial,
também classificaram o biótipo em haplótipo Coreano (= Russo) e Japonês.
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Os resultados da análise do genoma mitocondrial obtidos a partir das amostras de
Santa Catarina, corroboram Garrido et al. (2003), que verificaram menos de 2% de varroas
com haplótipo Japonês em amostras coletadas em 1996 e 2001 nas cidades de Ribeirão
Preto (SP), Florianópolis (SC) e Estrela (RS). Em todas as amostras desse trabalho
coletadas no estado de Santa Catarina também não se verificou a presença do haplótipo
Japonês.
Todas as amostras de Fernando de Noronha revelaram o padrão Japonês. Um padrão
que pode talvez ser explicado devido às condições de isolamento geográfico em que se
encontram as colônias de abelhas. Tal fato corrobora a teoria de que o Varroa, do biótipo
Japonês, que chegou ao Brasil através de uma importação de abelhas do Japão pelo
Paraguai (Jong & Gonçalves 1981). Como a introdução de matrizes ou enxames na ilha é
controlado desde 1984 (Guerra Jr et al. 2000) e com a criação do Parque Nacional Marinho
de Fernando de Noronha a partir de 1988, foi vedada qualquer importação de animais para
a ilha, evitando uma possível reintrodução de ácaros com haplótipo Coreano.
Dados de microssatélites revelaram uma baixa variabilidade e heterozigosidade nos
quatro loci estudados. Solignac et al. (2005) em seu estudo com 11 regiões de
microssatélites verificaram a heterogozidade menor que 1,3%. Esta baixa variabilidade
observada é bastante comum em espécies invasoras em razão da freqüente ocorrência do
efeito fundador (Tsutsui et al. 2000). Outro fator importante na estrutura genética das
populações do ácaro é seu sistema de reprodução. A determinação do sexo é baseado no
sistema haplo-diplóide (De Ruijter & Papas 1983 apud Martin et al. 1997) e pseudo-
arrenotoquia (Martins et al. 1997). Desta forma, uma fêmea fundadora adulta diplóide ao
entrar em uma célula de cria de abelha para se reproduzir, deposita ovos haplóides, que
gerarão machos. A condição de pseudo-arrenotoquia se caracteriza pelo conjunto de
12
cromossomos que constitui o óvulo não fecundado ser exclusivamente de origem materna.
As ovoposições que originaram fêmeas são constituídas de óvulos fecundados (diplóides).
Como a célula está operculada, o macho gerado dentro da célula acabará fecundando suas
irmãs. A ocorrência de uma ou mais fêmeas fundadoras, que permitiria mais de um macho,
é de menor freqüência, favorecendo desta forma a alta taxa de endogamia e a baixa
variabilidade genética (Donze et al. 1996).
A ocorrência de alelos específicos, embora baixa, para o biótipo Japonês no estado
de Santa Catarina demonstrou a possível existência no passado de ácaros do biótipo
Japonês, e sua substituição atualmente pelo genótipo/haplótipo Coreano. O biótipo Japonês,
caracterizado por possuir menor virulência quando comparado o biótipo Coreano
(Delfinado-Baker 1988), foi um dos fatores sugerido por Anderson & Trueman (2000) à
baixa virulência do ácaro no país. Outra evidência que justifica a alteração do biótipo do
ácaro foi obtida por Carneiro et al. (2007), que verificaram um incremento na habilidade
reprodutiva do ácaro quando comparado com dados obtidos da década de 1980. Os
resultados de fertilidade demonstraram que naquele período, quando possivelmente as
populações de ácaros eram constituídas por biótipos Japoneses, cada fêmea fundadora
produzia uma média de 1,3 deutoninfas, quanto atualmente esta média é de 1,7 deutoninfa
por varroa. Este aumento significativo de descendentes é similar ao encontrado em abelhas
européias no Reino Unido (Medina & Martin 1999), onde o padrão Coreano é determinado
desde 1997 (Anderson & Trueman 2000).
Contudo, apesar desta possível mudança de genótipo/haplótipo do varroa no estado
de Santa Catarina, o nível de infestação do parasita em abelhas adultas ainda é considerado
baixo, aproximadamente 4% (Carneiro, comunicação pessoal). Este valor é similar ao
encontrado no início da década de 1990 (Moretto et al. 1991). Alguns fatores têm
13
contribuído para a maior tolerância da abelha A. mellifera (africanizada) ao parasita. O
comportamento higiênico e o “grooming” têm sido relatados como importantes
mecanismos de resistência ao ácaro (Boecking & Spivak 1999). Moretto et al. (1993)
demonstrou que abelhas africanizadas possuem 38% da capacidade de limpeza, enquanto
abelhas italianas possuem apenas 5%. Moretto et al. (2006) verificaram que a taxa diária de
células desoperculadas foi 3,5 vezes maior em favos infestados com varroa comparados
com favos não infestados. Isso demonstra que as abelhas africanizadas possuem uma
sensibilidade em reconhecerem e removerem crias parasitadas naturalmente com o ácaro.
Na atividade de “grooming”, Junkes et al. (2007) verificaram um aumento significativo de
ácaros no fundo da colméia à medida que diminui a quantidade de crias de operárias das
colônias de abelhas. Este resultado sugere que a atividade seja incrementada à medida que
aumenta a concentração de ácaros na população de abelhas adultas, resultando em uma
maior mortalidade de ácaros.
5. Agradecimentos
Ao todos os apicultores que forneceram o material biológico para realização deste
trabalho e em especial ao professor David De Jong pela amostras de oriundas de Fernando
de Noronha (PE).
14
6. Referências
Anderson, D.L & J.W.H Trueman, (2000). Varroa jacobsoni (Acari:Varroidae) is more
than one species. Exp. Appl. Acarol. 24: 165-189.
Anderson, D.L. & S. Fuchs (1998). Two genetically distincts populations of Varroa
jacobsoni with contrasting reproductive abilities on Apis mellifera. J. Apic. Res. 37: 69-78.
Anderson, D.L. & J.W.H. Trueman (2000). Varroa jacobsoni (Acari: Varroidae) is more
than one species. Exp. Appl. Acarol., 24: 165-189.
Bakonyi, T., R. Farkas, A. Szendroi, M. Dobos-Kovács & M. Rusvai (2002) Detection of
acute bee paralysis virus by RT-PCR in honey bee and Varroa destructor field samples:
rapid screening of representative Hungarian apiaries. Apidologie 33, 63–74.
Boecking, O. & M. Spivak (1999) Behavioral defenses of honey bees against Varroa
jacobsoni Oud. Apidologie 30: 141-158.
Botta, E., H. Carmenate & P.E. Torre (2004). Varroasis, peligrosa enfermidad de la abeja
melífera. Fitosanidad, 8: 73-79.
Calderon, R.A., M. J. Sommejer & J.W. Van Veen (2003). The reproductive ability of
Varroa destructor in worker brood of Africanized and hybrid honey bees in Costa Rica. J.
Apic. Res. 42: 65-67.
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19
Fig. 1. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% da digestão do fragmento da região
gênica COI do DNA mitochondrial do ácaro Varroa destructor com as endonucleases Xho I
(X) e Sac I (S). M: Marcador de 100pb; 1 e 2: Amostras do estado de Santa Catarina; 3 e 4:
Amostras de Fernando de Noronha (PE).
Fig. 2. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% da região de microssatélites VD119 do
ácaro Varroa destructor. M: Marcador de 10pb; 1 e 2: Amostras do estado de Santa
Catarina; 3: Amostra de São Joaquim; 4 e 5: Amostras de Fernando de Noronha (PE).
20
Fig. 3. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% da região de microssatélites VD126 do
ácaro Varroa destructor. M: Marcador de 10pb; 1 e 2: Amostras do estado de Santa
Catarina; 3 e 4: Amostras de Blumenau; 5: Amostra de São Joaquim; 6 e 7: Amostras de
Fernando de Noronha (PE).
Fig. 4. Eletroforese em gel de poliacrilamida 12% da região de microssatélites VD152 do
ácaro Varroa destructor. M: Marcador de 10pb; 1 e 2: Amostras do estado de Santa
Catarina; 3: Amostra de Blumenau; 4 e 5: Amostras de Fernando de Noronha (PE).
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