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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE VETERINÁRIA
ESPECIALIZAÇÃO EM ANÁLISES CLÍNICAS VETERINÁRIAS
URINÁLISE MICROBIOLÓGICA E FISICO-QUÍMICA DE FÊMEAS
SUÍNAS EM DIFERENTES ORDENS DE PARTO
Aluna: Ângela Oliveira Corbellini
Orientador: Sérgio J. de Oliveira
PORTO ALEGRE
2009
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UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL
FACULDADE DE VETERINÁRIA
ESPECIALIZAÇÃO EM ANÁLISES CLÍNICAS VETERINÁRIAS
URINÁLISE MICROBIOLÓGICA E FÍSICO-QUÍMICA DE FÊMEAS
SUÍNAS EM DIFERENTES ORDENS DE PARTO
Autor: Ângela Oliveira Corbellini
Monografia apresentada à
Faculdade de Veterinária
como requisito parcial no
curso de Especialização em
Análises Clínicas
Veterinárias
Orientador: Sérgio J. de Oliveira
PORTO ALEGRE
2009
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RESUMO
A suinocultura no Brasil vem ocupando lugar de destaque no mercado mundial, possuindo, atualmente, um número aproximado de 31,9 milhões de cabeças. Com o aumento na produção, problemas sanitários importantes devem ser controlados para evitar perdas econômicas. O principal distúrbio decorrente dessa intensificação na produção é a infecção urinária, também conhecida como cistite, uma das principais patologias das fêmeas suínas reprodutoras. Nesta patologia, diversos agentes patogênicos estão envolvidos, tais como: Escherichia coli, Streptococcus sp, Pseudomonas sp, Staphylococcus sp, Klebsiella sp, Actinobaculum suis, Aeromonas hydrophila e Proteus mirabilis, devido à anatomia do trato reprodutor feminino e a uma excessiva contaminação perineal e vulvar com fezes, as fêmeas são mais suscetíveis a essa enfermidade. Testes como urinálise e cultura bacteriana fornecem uma ampla variedade de informações úteis sobre as condições fisiológicas e provável presença de doenças com ou sem agente bacteriano, envolvendo tanto o trato urinário inferior como os rins. Através do exame físico da urina consegue-se obter informações sobre volume, cor, odor, aspecto, densidade e consistência, sendo que esses resultados são obtidos através de verificação a olho nu e/ou com auxílio de fitas reagentes e refratômetro. O exame bioquímico fornece informações sobre o pH urinário, proteínas, glicose, corpos cetônicos, bilirrubina, e sangue oculto. Os objetivos deste trabalho foram avaliar os aspectos físicos-químicos da urina que podem servir como indicadores da presença de microorganismos, verificar quais bactérias estão comumente envolvidas em casos de cistite, considerando alterações na urina e a ordem de partos das fêmeas suínas alem de verificar quais os antimicrobianos mais eficazes in vitro, frente aos microorganismos identificados. Foram analisadas 58 amostras de urina de fêmeas em diferentes estados gestacionais e ordens de parto, através de exames físico-químicos e culturas bacterianas. Os resultados variaram conforme a ordem de partos dos animais, sendo que quanto menor fosse a ordem do parto, maior o número de amostras límpidas. Não houve variação relevante de pH nas urinas avaliadas. A análise das urinas através da medição por tiras de diagnóstico não auxiliou na detecção de bactérias envolvidas em casos de cistite, mas o aspecto turvo da urina na maioria das amostras foi compatível com o desenvolvimento bacteriano na amostra.
Palavras-chaves: porcas gestantes, infecção urinária, urinálise.
4
ABSTRACT
Swine farming in Brazil has been occupying a prominent place in the world market and it has, currently, a number of approximately 31.9 million of animals. With the increase in production, major health problems should be controlled to avoid economic losses. The main disorder resulting in the intensification of production is urinary tract infection, also known as cystitis, one of the most important diseases of female breeding pigs. In this condition, several pathogens are involved, such as, Escherichia coli, Streptococcus sp, Pseudomonas sp, Staphylococcus sp, Klebsiella sp, Actinobaculum suis, Proteus mirabilis and Aeromonas hydrophila, however, because the anatomy of the female reproductive tract and an excessive perineal and vulvar contamination with feces, females are more susceptible to this disease than males. Tests as urinalysis and bacterial culture provide a wide variety of useful information on the physiological conditions and likely presence of disease with or without bacterial agents, involving both the lower urinary tract and kidneys. Informations about volume, color, odor, appearance, density and consistency could be obtained through physical examination of the urine, and these results are obtained by checking by naked eye and/or with the aid of reagent strips and urine refractometer. The biochemical examination provides information on the urinary pH, protein, glucose, ketone bodies, bilirubin, and occult blood. The objective of this study was to evaluate the physical-chemical aspects of the urine that can serve as indicators of the presence of microorganisms, to detect the types of bacteria commonly involved in cases of cystitis, considering changes in the urine and the order of births of sows and to define the most effective antibiotic against certain microorganisms. Fifty-eight samples of urine from females in various states of pregnancy and birth order were analyzed through physical, chemical and bacterial culture examinations. The results varied according to the order of births of animals, being stated that the lower the order of birth, the limpid were the samples. There was no significant variation of pH in the samples evaluated. The analysis of urine by using the diagnostic strip did not help in the detection of bacteria involved in cases of cystitis, but the turbidity was consistent with the bacterial development in most samples. Finally, it was concluded that an improvement in animal health management and control in the use of antibiotics would decrease economic losses and a consequent increase in productivity.
Keywords: swine pregnant females, urinary infection, urinalysis.
5
SUMÁRIO
INTRODUÇÃO ................................................................................................... 7
1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ......................................................................... 10
1.1 Tipos de microorganismos comumente identificados nos exames laboratoriais em fêmeas no parto e pós-parto: ........................................... 12
1.1.1 Staphylococcus spp .............................................................................. 12
1.1.2 Streptococcus spp ................................................................................ 12
1.1.3 Actinobaculum suis .............................................................................. 13
1.1.4 Escherichia coli ..................................................................................... 13
1.1.5 Proteus spp ............................................................................................ 14
1.2 Urinálise .................................................................................................... 14
1.2.1 Coleta de urina....................................................................................... 14
1.2.2 Exame Físico da Urina .......................................................................... 15
1.2.2.1 Volume ................................................................................................ 15
1.2.2.2 Cor ....................................................................................................... 16
Figura 1. Amostras de urinas coletadas em frascos estéreis apresentando
diferentes colorações. ...................................................................................... 16
1.2.2.3 Odor ..................................................................................................... 16
1.2.2.4 Aspecto ............................................................................................... 16
1.2.2.5 Densidade ........................................................................................... 17
1.2.2.6 Consistência ....................................................................................... 18
1.2.3 Exame Químico...................................................................................... 18
1.2.3.1 pH ......................................................................................................... 18
1.2.3.2 Proteínas ............................................................................................. 19
1.2.3.3 Glicose ................................................................................................ 20
6
1.2.3.4 Corpos cetônicos ............................................................................... 21
1.2.3.5 Bilirrubina ........................................................................................... 21
1.2.3.6 Urobilinogênio .................................................................................... 21
1.2.3.7 Sangue oculto ..................................................................................... 22
2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ......................................................................... 23
3 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................ 24
3.1 Animais ..................................................................................................... 24
Figura 2: Vista aérea da Granja Floresta......................................................... 24
Figura 3. Fêmeas suínas acomodadas em celas individuais. .......................... 24
3.2 Amostras de urina .................................................................................... 25
Figura 4. Fêmeas da granja Floresta sendo inseminadas em celas individuais.
......................................................................................................................... 25
3.3 Análises ..................................................................................................... 25
Figura 5. Amostra de urina coletada em frasco estéril e fita reagente utilizada
para teste. ........................................................................................................ 26
4 RESULTADOS .............................................................................................. 27
Tabela 1. Resultados dos exames bacteriológicos e físico-químicos de acordo
com o número de amostras. ............................................................................. 27
Tabela 2. Exames realizados em fêmeas suínas de ordens de parto de zero a
três. .................................................................................................................. 28
Tabela 3. Exames realizados em fêmeas suínas de ordens de parto de quatro
a seis. ............................................................................................................... 29
Tabela 4. Exames realizados em fêmeas suínas de ordens de parto de sete a
dez.................................................................................................................... 30
Tabela 5. Antibiograma realizados em “pools” de E. coli, E. coli hemolítica e
Streptococcus de amostras de bactérias.......................................................... 30
Figura 6. Frequências analisadas pelo Teste Exato de Fisher ........................ 31
5 DISCUSSÃO ................................................................................................. 32
CONCLUSÕES ................................................................................................ 34
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ................................................................ 35
7
INTRODUÇÃO
A suinocultura no Brasil vem em constante crescimento, tendo o rebanho
atualmente atingido 31,9 milhões de cabeças. Como consequência desse
desenvolvimento surgem problemas sanitários importantes que devem ser combatidos
para melhorar ainda mais a produção animal. Essa intensificação da atividade suinícola
vem acompanhada de distúrbios produtivos multifatoriais, podendo causar, entre outras
doenças, a infecção urinária, que é considerada uma das principais patologias das
fêmeas reprodutoras, sendo responsável pela queda na produção, aumento na taxa de
retorno ao cio, ocorrência de abortos, redução no tamanho da leitegada, além de afetar a
saúde geral do rebanho (GIROTTO, 2002; PORTO et al., 2004).
As infecções urinárias (IU) que ocorrem devido à colonização do trato urinário
por bactérias patogênicas, podendo localizar-se no trato inferior ou superior, aparecem
como um problema comum em grande parte das criações intensivas de suínos, afetando
animais de qualquer sexo e idade, porém, sabe-se que as fêmeas são mais acometidas
que os machos, devido ao comprimento mais curto da uretra e anatomia externa
(SOBESTIANSKY e BARCELLOS, 2007; ALBERTON, 2008).
Rins pouco funcionais, relacionados ao pouco consumo de água, levam a uma
eliminação inadequada de detritos, favorecendo desenvolvimento de agentes
patogênicos. Além disso, a bexiga tem alta capacidade de dilatação, favorecendo uma
estase urinária (SOBESTIANSKY e BARCELLOS, 2007).
Características particulares das fêmeas como uretra curta, períneo pequeno,
cobertura e inseminação artificial de no mínimo 2 ou 3 doses, gestação e estresse
favorecem o desenvolvimento de patologias relacionadas ao sistema urinário e
reprodutivo. Smith (1983) já considerava a idéia de ocorrência de ascensão de bactérias
da flora retal e vaginal para o trato urinário. Em más condições de higiene, um período
de cinco dias é suficiente para um aumento significativo no número de bactérias na
urina de fêmeas gestantes (SOBESTIANSKY, 2007). Já os machos apresentam a uretra
mais longa, maior fluxo urinário e fatores antimicrobianos prostáticos que servem como
protetores à invasão bacteriana. Porém, a maioria deles, com idade de seis meses ou
mais, albergam bactérias no divertículo prepúcial sem apresentarem sintomatologia
clínica (JONES, 1992, DALLANORA et al., 2004).
8
Para evitar a instalação de um processo infeccioso é necessário um controle
sanitário rigoroso, como limpeza e desinfecção das celas de gestação, maternidade e
bebedouros, além de um intenso controle da qualidade da água e da ração, já que os
animais ficam em um mesmo local por um longo período de tempo. Água mais ácida
possui mais nitratos favorecendo o desenvolvimento de bactérias no trato urinário,
assim como água muito fria, quente ou suja não são atrativas ao consumo
(SOBESTIANSKY, 2007). A ingestão de água insuficiente pelos animais está
diretamente relacionada com o desenvolvimento de infecção urinária (WENDT e
VESPER, 1992). Além disso, deve ser dada uma atenção especial à composição da
ração. O uso de rações laxativas geram uma maior liberação de fezes e maior
contaminação da região perineal. Alimentos concentrados pobres em elementos fibrosos
ou laxativos e baixa ingestão de água favorecem coprostas (SOBESTIANSKY, 2007).
Rações com alto teor de cálcio, fósforo e vitamina D exigem muito dos rins, podendo
causar ações nefrotóxicas e inflamação renal. A presença de cristais no sedimento
urinário pode ser responsável por causar lesões na mucosa da bexiga
(SOBESTIANSKY, 2007).
Outro importante problema está relacionado com as instalações e o manejo das
fêmeas. As celas apresentam um pequeno espaço físico que não permite movimentação
do animal, não permitindo que eles levantem ou deitem, fazendo com que, ao tentar
descansar, essa fêmea entre em contato com suas fezes e urina, permitindo a entrada de
microorganismos pelo vestíbulo vaginal, podendo causar cistite ou até mesmo uma
pielonefrite.
Além dos cuidados com as instalações, os animais também requerem tratamento
básico no manejo. Com o estímulo de levantar o animal, pode aumentar o consumo de
água e a frequência de micção, assim como horários de arraçoamentos pré-determinados
e constantes e cortes de cascos podem evitar problemas nos membros locomotores, que
fazem com o que os animais diminuam o consumo de água e, consequentemente, a
frequência de micção, por permanecerem por mais tempo deitados e em posição de cão
sentado (SOBESTIANSKY, 2007). O aumento no consumo de água e na frequência da
micção são fundamentais para proporcionar eliminação mais rápida de bactérias da
bexiga (DEE et al., 1993; PERESTRELO & PERESTRELO, 1988).
Outro fator importante a ser considerado é o número de parições de cada fêmea,
pois, de acordo com o número de ciclos, pode ocorrer enfraquecimento da parede da
9
bexiga e flacidez de vulva e vagina, devido a maior quantidade de partos. Além disso, o
sobrepeso pode causar problemas maiores, como lesões nos cascos e nas articulações
(DALLANORA et al., 2004).
O momento de maior contaminação numa granja de reprodutoras é na hora do
parto, pois, além do aumento no número de microorganismos patogênicos ou
apatogênicos na região da vagina, a cérvix encontra-se aberta, facilitando a penetração
de agentes bacterianos para o útero, porém essas infecções podem ser eliminadas dois
ou três dias após a parição. É ainda verificado que os microorganismos apatogênicos
encontram-se em maior número quando comparados com os causadores de doença do
trato urinário (BUZATO et al., 2006, BIKSI et al., 2002). Portanto, para se evitar um
excesso de contaminação deve-se observar a qualidade do piso utilizado, a drenagem
dos dejetos e o número de funcionários da granja responsáveis pela limpeza e
estimulação dos animais.
Como muitas vezes as IU passam despercebidas, pois podem não apresentar
sinais clínicos, deve-se utilizar método diagnósticos simples e confiáveis, que permitam
identificar infecções urinárias antes delas se tornarem um problema grave dentro da
granja (SOBESTIANSKY, 2007). Neste trabalho são analisadas amostras de urinas de
fêmeas suínas de diferentes ordens de parto, visando verificar a presença de
microorganismos causadores de infecções urinárias.
10
1 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
Segundo Alberton (2008), ainda não foi desenvolvido um estudo que permita
avaliar a microbiota normal de fêmeas suínas, porém, pela sua similaridade com o
homem, acredita-se que lactobacilos sejam predominantes. Porém, a excessiva
contaminação perineal e vulvar com fezes e o uso indevido de antibioticoterapia fez
com que esse papel protetor da microbiota fosse reduzido.
Sobestiansky et al. (1999) e Wanyoike e Bilkei (2006), relacionaram a IU como
responsável por causar redução no tamanho da leitegada, aumento na taxa de retorno ao
cio, presença de descarga vulvar, abortamento, síndrome Mastite-Metrite-Agalactia
(SMMA), anestro e também a morte súbita de matrizes gestantes. As infecções urinárias
estão ligadas à diminuição na taxa de parição e aumento de mortalidade, porém, essas
podem também estar correlacionadas com a presença de fetos mortos no útero, levando
a uma cistite ou até mesmo uma pielonefrite.
As infecções urinárias podem estar relacionadas com um ou mais agentes,
atingindo parte ou até mesmo todo aparelho urinário. Estas infecções são comumente
encontradas nas fêmeas, devido à posição da vulva e anatomia do seu trato reprodutivo
(SOBESTIANSKY et al., 1999). Esta enfermidade é responsável por 50% das mortes
súbitas de fêmeas em produção, sendo considerada a principal causa da mortalidade em
fêmeas adultas (PERESTRELO et al., 1991). Segundo, Sobestiansky (2007) as
infecções estão diretamente relacionadas com as fêmeas, tendo como característica a
esporadicidade por transmissão venérea.
Os sinais clínicos característicos da enfermidade no trato urinário são: anorexia,
apatia, emagrecimento progressivo, alteração no estado geral, dificuldade de levantar e
permanecer em estação, troca constante dos membros de apoio, hipogalaxia ou agalaxia,
urina turva, descarga vulvar purulenta ou sanguinolenta de consistência mucosa,
descarga vulvar ressequida nos lábios vulvares, cauda ou regiões adjacentes, edema da
vulva, prolapso de vagina, polipnéia, taquicardia, hipertermia, cianose, ataxia, podendo
causar a morte do animal (JONES, 1981; TAYLOR, 1981).
Existem vários agentes causadores de infecções urinárias em suínos, entre eles:
Escherichia coli, Streptococcus sp, Pseudomonas sp, Staphylococcus sp, Klebsiella sp e
Actinobaculum suis (anteriormente classificado como Corynebacterium suis),
11
Aeromonas hydrophila e Proteus mirabilis, porém, os mais frequentes são Escherichia
coli e Actinobaculum suis (JONES, 1981; SOBESTIANSKY et al., 1999). Segundo
Sobestiansky et al. (1999) a Escherichia coli está relacionada à contaminação
ascendente, pois este agente é encontrado na flora gastrointestinal natural dos animais,
enquanto que o Actinobaculum suis pode apresentar-se de forma “silenciosa”, ou seja,
sem nenhum sinal clínico aparente nas fêmeas portadoras, mas apenas alterações físicas
e químicas na urina. Em casos de suspeita é importante uma avaliação dos machos, pois,
o A. suis é encontrado no divertículo prepucial, podendo causar lesões graves como
pielonefrite e morte súbita em fêmeas gestantes (SOBESTIANSKY, et al. 1999). Além
disso, a eliminação do A. suis pela micção acaba por contaminar a cama, baia e também
os materiais utilizados pelo veterinário e/ou funcionário responsável, podendo torná-los
vetores na disseminação desta bactéria na granja (SOBESTIANSKY, et al. 1999).
Entretanto, Alberton et al. (2000) constataram que o A. suis não é um fator
predisponente para IU quando realizaram um teste comparando animais portadores
desse agente, estes tinham menor prevalência de IU (17,43%), enquanto que animais
não portadores de A. suis (28,62%) apresentavam maior incidência de IU.
É importante frisar que todas as infecções urinárias envolvem diversos tipos de
agentes bacterianos, que se alternam durante a contaminação. Por isso, a escolha do
antimicrobiano deve ser cautelosa, tendo-se sempre a precaução de se utilizar um
antibiótico de baixo espectro na eliminação dos agentes patogênicos, a fim de não
causar um desequilíbrio na flora natural, permitindo que o organismo desenvolva
imunidade necessária para reagir contra outros microorganismos facultativos
(SOBESTIANSKY et al., 1999).
O uso de “choques antimicrobianos” na ração não resolve o problema, pois não
leva em consideração o consumo de ração dos animais doentes, que muitas vezes
encontram-se anoréxicos, não contemplam o perfil de resistência e não possuem
duração suficiente para combater a infecção e podem ainda interferir na microbiota das
fêmeas sadias (ALBERTON, 2008)
Na constante tentativa de reduzir as perdas causadas por contaminação
bacteriana do trato reprodutivo, um grande número de substâncias antimicrobianas vem
sendo utilizadas. Mesmo com sua eficácia comprovada no aumento da produtividade
dos animais ao longo das últimas cinco décadas, o uso indiscriminado destes
medicamentos está levando a uma resistência natural do organismo, gerando graves
12
transtornos produtivos (BOROWSKI et al., 1993; BRITO & TAGLIARI, 2000;
ALBERTON, 2008).
O diagnóstico de infecção urinária é normalmente realizado através dos sinais
clínicos manifestados pelas fêmeas ou por todo o plantel, porém, sua prévia
identificação permite o tratamento. A utilização de exames laboratoriais permite a
identificação direta dos microorganismos, o estudo da epidemiologia do agente, além de
coordenarem o melhor protocolo para uso de antimicrobiano, através de um
antibiograma (SOBESTIANSKY et al., 1999).
1.1 Tipos de microorganismos comumente identificados nos exames laboratoriais
em fêmeas no parto e pós-parto
1.1.1 Staphylococcus spp
Bactérias desse gênero pertencem à família Micrococcaceae compreendendo 32
espécies. Podem ser encontrados em toda natureza, principalmente no homem, suíno,
bovino e cão, que é considerado reservatório (OLIVEIRA, 2000). Apresentam uma
forma esférica, medindo aproximadamente 1 µm de diâmetro com tendência a formar
agrupamentos em forma de “cacho de uva” ou então em pares. Essas características são
melhor visualizadas em meios de cultivos sólidos, já que, em meio líquido, tornam-se
muito semelhantes ao gênero Streptococcus (OLIVEIRA, 2000; QUINN et al., 2005).
A maioria dos Staphylococcus patogênicos são catalase e coagulase positivos,
oxidase negativa, anaeróbicos facultativos, imóveis e não formadores de esporos
(OLIVEIRA, 2000; QUINN et al., 2005). As colônias dessa bactéria geralmente são
brancas, opaca e com um diâmetro maior de 4 mm podendo variar de acordo com a
espécie e o hospedeiro. Outros testes podem ser realizados para confirmar a presença de
Staphylococcus na amostra, entre eles, formadores de hemólise ou não, coagulase em
lâmina ou tubo, bioquímicos e também moleculares como PCR (Reação em Cadeia da
Polimerase) (QUINN et al., 2005).
1.1.2 Streptococcus spp
Os gêneros Estreptococcus, Enterococcus e Peptostreptococcus, são
classificados dentro da família Streptococcaceae. São cocos pequenos medindo
13
aproximadamente 1 µm, ordenados em cadeias lineares de tamanhos variados, não
formadores de esporos, geralmente imóveis, aeróbicos e facultativos anaeróbicos.
Podem formar zonas de hemólise variadas (forte/fraca) ou até mesmo colônias não
hemolíticas em ágar sangue e crescem bem em ágar MacConkey. Caracterizam-se por
serem catalase-negativa, anaerobiosidade facultativa e imóveis. As colônias formadas
por essas bactérias são pequenas translúcidas (OLIVEIRA, 2000; QUINN et al., 2005).
Os integrantes desse grupo são comensais do trato respiratório superior, digestivo,
urogenital inferior e pele, porém, sobrevivem por um curto período fora do hospedeiro,
podendo se tornar oportunistas (QUINN et al., 2005).
1.1.3 Actinobaculum suis
O Actinobaculum suis é uma bactéria anaeróbica, não hemolítica e catalase
negativa. Pode ser isolado do divertículo prepucial dos machos, apresentando ou não
sinais clínicos, sendo transmitido pelo coito (OLIVEIRA, 2000; QUINN et al., 2005).
Esse agente está relacionado aos casos de cistite e pielonefrite em fêmeas suínas. Após
o contato com o macho, os sinais clínicos da doença podem aparecer em torno de três a
quatro semanas (QUINN et al., 2005).
1.1.4 Escherichia coli
Esta espécie pertence a família Enterobacteriaceae, formadora de colônias lisas,
brilhantes e médias com aproximadamente 3mm de diâmetro, crescendo bem em meios
como ágar sangue e Mac Conckey. São bacilos móveis, hemolíticos ou não, oxidase-
negativa, catalase-positiva e anaeróbicas facultativas, não formadoras de esporos
(OLIVEIRA, 2000; QUINN et al., 2005). Por fermentarem a lactose são conhecidas
como “coliforme” estando classificada entre os principais agentes relacionados com
distúrbios entéricos e sistêmicos.
Logo após o nascimento do animal, elas colonizam o intestino dos mamíferos,
tornando-se oportunista do trato urinário e mamário das fêmeas, podendo resultar em
casos clínicos de cistite. Em leitões provoca diarréia neonatal e após uma a duas
semanas pós-desmame, geralmente causada devido a mudanças na alimentação
(OLIVEIRA, 2000; QUINN et al., 2005).
14
1.1.5 Proteus spp
Classificam-se dentro da mesma família das E. coli, porém, são considerados
patógenos oportunistas e responsáveis por infecções no trato urinário (OLIVEIRA,
2000; QUINN et al., 2005). São bacilos gram-negativos, flagelados (móveis) aeróbicos
ou anaeróbicos facultativos, não fermentam lactose, são oxidase negativos e catalase
positivos, podendo ser visualizados em meios de ágar sangue e Mac Conkey
(OLIVEIRA, 2000).
1.2 Urinálise
A urinálise é um exame que pode fornecer uma ampla variedade de informações
úteis sobre as condições fisiológicas e provável presença de doenças envolvendo trato
urinário inferior e os rins. Além disso, pode ser utilizada para avaliação diagnóstica de
distúrbios funcionais (fisiológicos) e estruturais (anatômicos) dos rins e trato urinário
inferior, bem como para acompanhamento e obtenção de informações prognósticas.
1.2.1 Coleta de urina
Para realizar a coleta de urina devem-se observar pontos importantes como o
horário da coleta, a técnica utilizada e o armazenamento da amostra. O horário da coleta
deve ser adaptado, pois os animais estão confinados em baias estreitas e recebem
alimentação em horários pré-definidos, normalmente início da manhã e tarde.
Recomenda-se, então coletar a urina no primeiro horário do dia, de preferência antes do
arraçoamento, que garantirá um maior período do animal sem ingestão de água, para
evitar falsa diluição da urina pelo excesso de líquido ingerido e ainda facilita a coleta de
maior número de amostras, pois, maior número de fêmeas irão urinar em um período
curto de tempo (SOBESTIANSKY, 2007).
Existem diferentes técnicas de coleta de urina: micção espontânea, cateterismo e
cistocentese; porém, a escolha de qual utilizar irá depender da espécie animal que será
estudada. Micção espontânea a forma mais indicada para a espécie suína.
A técnica de coleta por micção espontânea é a que causa menor interferência ao
animal, porém exige cuidados especiais com a amostra devido à presença de
contaminação bacteriana, tanto com as bactérias localizadas no final do trato urinário
15
como com as do ambiente, (FELDMAN e SINK, 2006 e LOPES e VEIGA, 2008).
Porém, na espécie estudada é considerada a técnica de escolha.
Para se obter um resultado mais próximo da realidade sanitária do animal deve-
se antes de realizar a coleta ter o cuidado de limpar bem a vulva e desprezar os
primeiros jatos de urina, para evitar contaminantes na análise do material
(SOBESTIANSKY, 2007).
A cistocentese poderá ser utilizada em outras espécies animais, casos onde o
objetivo é evitar a contaminação associada a micção espontânea e ao cateterismo
(FELDMAN e SINK, 2006) Para sua aplicação é necessário um bom conhecimento de
anatomia do animal em questão e a bexiga deverá obrigatoriamente estar repleta, para
que a urina possa ser puncionada através do abdômen com auxílio de uma agulha de
calibre 12 x 8 devidamente acoplada a seringa.
O cateterismo é uma coleta mediante inserção de um catéter na bexiga urinária,
via uretra, sendo, portanto considerada uma técnica traumática (FELDMAN e SINK,
2006). Para realizar esse procedimento utilizam-se catéteres específicos para cada
espécie, pré-definidos de acordo com sexo e tamanho do animal. O princípio físico
dessa coleta se baseia em drenar o conteúdo da bexiga por capilaridade quando a mesma
estiver repleta, se ela estiver vazia será necessário então utilizar ajuda de uma seringa
para aspirar o líquido, mas nesses casos deve-se evitar encostar a sonda na parede da
bexiga para não causar lesões na mucosa.
1.2.2 Exame físico da urina
1.2.2.1 Volume
O volume é variável de acordo com a espécie, raça, tamanho, peso, estado geral
de hidratação do animal e também temperatura e umidade do ar. No laboratório, essa
unidade é determinada de acordo com a quantidade de urina que chega para exame,
sendo que para realização de qualquer exame o volume mínimo exigido é de 10 mL por
animal (THRALL et al., 2007; LOPES e VEIGA, 2008).
16
1.2.2.2 Cor
A coloração normal da urina varia entre incolor a âmbar intenso e pode fornecer
informações relacionadas à concentração urinária (Figura 1). Além disso, outras
alterações podem ser observadas se houver excreção de compostos endógenos ou
exógenos, por exemplo, uso de medicações como os anti-helmínticos fenotiazínicos
tornam as amostras róseas a avermelhadas (THRALL et al., 2007; LOPES e VEIGA,
2008) Além disso, esse parâmetro pode fornecer muitas informações sobre hidratação.
Figura 1. Amostras de urinas coletadas em frascos estéreis apresentando diferentes colorações.
1.2.2.3 Odor
Cada espécie animal tem um odor específico de urina, devido à presença de
ácidos orgânicos voláteis, recebendo a classificação de suis generis. Os odores
considerados alterados são: pútridos, que está associado a necrose tecidual das vias
urinárias, adocicados, devido a presença de corpos cetônicos e amoniacal, relacionado a
infecção bacteriana (THRALL et al., 2007; LOPES e VEIGA, 2008).
1.2.2.4 Aspecto
O aspecto límpido indica uma urina fisiologicamente normal, com exceção dos
17
equinos, que apresentam cristais de carbonato de cálcio e muco deixando sua urina
normalmente turva devido ao tipo de alimento consumido por esta espécie. Portanto, a
turbidez ocorre devido a presença de partículas na urina que podem ser desde dissolução
de bactérias, muco, cristais, cilindros, leucócitos, eritrócitos até células epiteliais de
descamação na porção aquosa da urina, porém somente, com a avaliação do sedimento
através do microscópico pode-se saber o real agente causador dessa alteração (TRHALL
et al., 2007; LOPES e VEIGA, 2008).
1.2.2.5 Densidade
A densidade urinária é a parte mais importante de um exame físico de urina, pois
indica a quantidade de soluto que está presente na amostra, ou seja, pode fornecer
informações sobre a capacidade de concentração ou diluição tubular (TRHALL et al.,
2007). Segundo, Lopes e Veiga (2008) a densidade urinária pode sofrer alterações
devido ao peso, dieta, exercício, idade, condições climáticas e metabolismo do animal.
Para analisar esse parâmetro urinário pode-se utilizar três técnicas diferentes, como fita
reagente, refratômetro e o urodensímetro.
A fita reagente fornece o resultado por colorimetria, através de princípio de
indicadores de concentração iônica; a variação nesse sistema é de 1.000 a 1.030
(FELDMAN e SINK, 2006). Porém, cabe ressaltar que as fitas reagentes foram
desenvolvidas para diagnóstico humano, e mesmo nessa espécie não pode ser usada
como diagnóstico definitivo (ARINZON et al., 2008).
O refratômetro é uma metodologia rápida e fácil de ser aplicada, segue o
princípio de medir a densidade específica da urina comparando com a da água destilada.
Seus valores de densidade específica variam entre 1.000 a 1.060, e para realizar este
teste são necessárias apenas três gotas de urina e água destilada para calibrar o aparelho
(FELDMAN e SINK, 2006).
O urodensímetro utiliza a comparação do peso da urina com um volume
equivalente de água, porém este teste pode ter alteração de resultado, coma variação de
temperatura e necessita de um volume mínimo de 10 mL de urina para poder ser
processado (FELDEMAN e SINK, 2006), o que pode ser um limitante para utilização
desta técnica.
O resultado obtido por quaisquer uma das técnicas citadas anteriormente, não
18
considerando uma espécie animal, deverá estar entre 1.015 a 1.045 (LOPES e VEIGA,
2008), porém não é correto assumir que exista um valor de normalidade (TRHALL et
al.,2007). Como não existe uma densidade urinária padrão, Trhall et al. (2007), sugerem
que seja classificada como isostenúria, hipostenúria e hiperestenúria
Considera-se isostenúria quando o valor estiver entre 1.008 e 1.012, podendo
chegar a 1.017, significando que os rins estão afuncionais, o que faz a densidade da
urina se igualar à densidade do plasma (TRHALL et al., 2007; LOPES e VEIGA, 2008).
Em suínos podemos associar esses valores como indicativo de que a quantidade de
consumo de água está no limite (SOBESTIANSKY et al., 1999).
Quando os túbulos renais estiverem diluindo em excesso a urina, a densidade
passa a valores inferiores a 1.008, também conhecido como hipostenúria. Segundo,
Sobestiansky et al., (1999) valores inferiores a 1.008 pode ser indicativo de consumo
suficiente de água. .
Em casos de densidade elevada observam-se valores acima de 1.012, com esse
resultado deve ser feita uma avaliação prévia do animal quanto ao grau de hidratação,
pois a desidratação gera um resultado falso de aumento na concentração urinária. Em
suínos é indicativo de consumo insuficiente de água (SOBESTIANSKY et al., 1999 e
LOPES e VEIGA, 2008).
1.2.2.6 Consistência
Toda urina deve ter consistência fluida, com a exceção da urina dos equinos que
é viscosa devido à presença de glândulas produtoras de muco no trato urinário inferior
(TRHALL et al., 2007).
1.2.3 Exame químico
1.2.3.1 pH
Para medir o pH utiliza-se a fita reagente através de indicadores químicos,
vermelho de metila e azul de bromotimol, que mede a oscilação de pH entre 5 e 10
(FELDMAN e SINK, 2006). Em mamíferos neonatos o pH urinário é ácido devido a
ingestão de leite. A presença de bactérias do gênero Staphylococcus sp, Pseudomonas
19
sp., e Proteus sp, na urina deixam o pH mais alcalino, enquanto E. coli pode produzir
uma urina ácida, por não permitir a transformação da uréia em amônia (FELDMAN e
SINK, 2006, TRHALL et al., 2007, LOPES e VEIGA, 2008).
Tratamentos com furosemida, diferentes formas de acondicionamento,
temperaturas entre 2 a 8ºC, tempo entre a coleta e a análise, e frasco de coleta, estéril,
sem presença de detergentes, pode evitar falsos resultados em relação ao pH
(FELDMAN e SINK, 2006).
1.2.3.2 Proteínas
O teor de proteína é medido através da fita reagente, sensível apenas para a
albumina, mensurando entre 15 mg/dL a 2000 mg/dL, porém a interpretação
significante de seu resultado vai depender da análise do sedimento e densidade
(FELDMAN e SINK, 2006; TRHALL et al., 2007; LOPES e VEIGA, 2008).
Fisiologicamente, as proteínas não devem estar presentes na urina, pois após
serem filtradas pelo glomérulo devem ser reabsorvidas no túbulo renal. Podem, no
entanto, estar presentes em inflamação, hemorragia e degeneração tubular renal
(TRHALL et al., 2007; LOPES e VEIGA, 2008).
Dependendo da forma como for realizada a coleta da urina, as proteínas
presentes podem não representar alteração na função renal. Por este motivo é importante
que se caracterize a origem da proteinúria, apesar de, na maioria das vezes, a proteína
decorrente de contaminação bacteriana normalmente não ser detectável em tiras
reagentes.
A proteinúria pré-renal geralmente ocorre por alterações não renais, como: febre,
convulsões ou exercício intenso, porém, pode aparecer em casos de perda glomerular de
proteínas de baixo peso molecular (produzidas pelos plasmocitomas). A proteinúria de
origem renal é representada pela perda de capacidade de filtração renal. Nessas
situações poderão ser observados cilindros, que levam ao aparecimento das chamadas
proteínas de Tamm-Horsfall na urina, porém não são detectadas por tira reagente, e
células renais no exame do sedimento além de azotemia e baixa densidade. A
proteinúria pós-renal está relacionada a problemas no trato urinário inferior como
cistites e uretrites, e a urina caracteriza-se por apresentar eritrócitos, leucócitos e células
epiteliais do trato urinário inferior e ausência de cilindros, além disso, pode ser
20
observada manutenção da densidade urinária dentro dos valores fisiológicos de cada
espécie.
1.2.3.3 Glicose
A glicosúria pode ser observada quando a glicemia ultrapassa o limite máximo
de reabsorção renal. As fitas reagentes são capazes de detectar valores entre 100 mg/dL
e 2000 mg/dL de glicose, podendo apresentar resultados falsos negativos em casos onde
a glicosúria for abaixo desse limite (FELDMAN e SINK, 2006; TRHALL et al., 2007).
Porem, se a amostra de urina contiver bactérias estas podem utilizar a glicose existente
na urina, gerando uma redução gradativa de sua concentração. Portanto, os testes devem
ser realizados em amostras recentes de urina ou refrigeradas, devendo retornarem à
temperatura ambiente antes do teste, já que alguns testes são afetados por temperaturas
baixas. Resultados falso-positivos podem ocorrer se houver contaminação da amostra
com peróxido de hidrogênio, hipoclorito ou cloreto. Falso-negativos podem ocorre pela
presença de formalina, gerada pela hexamina na urina ácida, e também, pela presença de
altos níveis de ácido ascórbico na urina (BUSH, 2004). Testes comerciais, ainda
descrevem que esta análise não depende do pH ou da densidade urinária e não são
afetados pela presença de corpos cetônicos ou ácido ascórbico. Porem, outras marcas
comerciais relatam que altos níveis de cetona (≥ 4 mmol/L) podem causar falso-
negativos em amostras contendo baixas quantidades de glicose (4-7 mmol/L)
(COLOMBELI e FALKENBERG, 2006).
Para um diagnóstico mais preciso sobre a presença de glicose na urina deve-se
determinar a origem da patologia. Quando a glicosúria for de origem renal, significa que
o rim não está conseguindo realizar a absorção como deveria podendo ser observado
também nesses casos: baixa densidade, sedimento de lesão renal, azotemia e glicemia
normal (LOPES e VEIGA, 2008).
Por outro lado, a glicosúria extra-renal apresenta a glicemia muito aumentada
em casos de diabetes mellitus, hiperglicemia de jejum persistente e densidade normal.
Quando não estiver relacionada a hiperglicemia pode-se relacionar a
hiperadrenocorticismo, tratamento parenteral com glicose e fructose, pancreatite
necrótica aguda, ingestão excessiva de açúcar, adrenalina administrada pela via
parenteral (LOPES e VEIGA, 2008).
21
1.2.3.4 Corpos cetônicos
Esses, como os outros compostos já citados anteriormente, não deverão estar
presentes na urina e, quando aparecem, podem estar relacionados a cetonemia por
distúrbios metabólicos de ácidos graxos e carboidratos. O teste utilizando a fita reagente
pode detectar acetona e ácido acetoacético, mas não o ácido beta-hidroxibutírico, que é
produzido em maiores quantidades, podendo ter um resultado falso negativo, assim
como em casos de cistite bacteriana (LOPES e VEIGA, 2008; TRHALL, 2007,
FELDMAN e SINK, 2006). Resultados falso-positivos estão relacionados à presença de
bromossulfoftaleína em urinas com coloração avermelhada ou contendo grupo
sulfídrico (FELDMAN e SINK, 2006).
1.2.3.5 Bilirrubina
A bilirrubina pode ser detectada através das fitas reagentes, que podem
identificar valores tão baixos quanto 0,4 mg/dL, porém esse elemento deve ser avaliado
juntamente com a densidade urinária, pois sua presença normalmente indica alteração
hepática ou hemolítica e obstruções nas vias biliares como colestase intra ou extra
hepática.
Algumas medicações, como clorpromazina e fenazopiridina, podem resultar em
falsos positivos. Em contrapartida, resultados falsos negativos podem se dar por
presença de ácido ascórbico ou nitrito (FELDMAN e SINK, 2006).
1.2.3.6 Urobilinogênio
O urobilinogênio pode ser detectado pelas fitas reagentes dentro do limite de 0,2
até 8 Unidades Ehrlich (UE). Em casos de aumento deve ser relacionado a distúrbio
intestinal, como diarréia, e quando aparecer diminuído, ligado a danos hepáticos, desde
obstrução, hepatite por incapacidade de remover o urobilinogênio da circulação, cirrose
hepática e icterícia hemolítica. Porém na medicina veterinária não apresenta utilidade,
pois as tiras não são eficazes na sua detecção (FELDMAN e SINK, 2006; LOPES e
VEIGA, 2008).
22
1.2.3.7 Sangue oculto
O sangue oculto refere-se a eritrócito, hemoglobina livre ou mioglobina,
detectados pelo teste da fita reagente, resultante de hemorragia no trato urinário
(FELDMAN e SINK, 2006, TRHALL et al., 2007). Para diferenciar esses tipos de
sangue basta centrifugar a amostra, que os eritrócitos sedimentam, enquanto que os
outros permanecem no sobrenadante, onde, então, realiza-se a saturação com sulfato de
amônia para posteriormente retestar com as fitas reagentes, obtendo finalmente o tipo de
célula presente no material, que fornecerá resultado positivo para mioglobina e negativo
para hemoglobina (LOPES e SINK, 2006). Como a mioglobina pode estar relacionada
com o excesso de exercício pode-se testar a creatina quinase como teste confirmatório.
A origem desse sangue também deve ser investigada, pois, se for pós-renal, a
densidade estará normal, enquanto que em casos de origem renal a densidade estará
baixa e no sedimento haverá presença de cilindros eritrocitários e dimorfismo
eritrocitário que indicam lesão renal, com a possibilidade de azotemia.
Podem ocorrer resultados falsos negativos em casos de aumento de densidade,
na presença de nitratos e formalina. Já os falsos positivos são observados por
contaminantes oxidantes, por oxidase microbiana nas infecções do trato urinário e por
contaminação com secreções estrais. (LOPES e SINK, 2006).
23
2 OBJETIVOS
- Avaliar aspectos físico-químicos da urina como indicadores de presença de
microorganismos;
- Verificar quais as bactérias comumente envolvidas em casos de cistite podem
ser detectadas, considerando-se, além das alterações na urina, a ordem de partos das
fêmeas suínas;
- Determinar os antimicrobianos mais eficazes frente aos microorganismos
identificados in vitro em “pools” de amostras de E.coli, E.coli hemolítica e
Streptococcus sp.
24
3 MATERIAIS E MÉTODOS
3.1 Animais
Os animais estudados são de uma granja suinícola localizada no estado de Santa
Catarina, na cidade de Campos Novos (Figura 2). Essa unidade é responsável por 5.500
fêmeas suínas criadas para reprodução e reposição (Figura 3).
Figura 2: Vista aérea da Granja Floresta.
Figura 3. Fêmeas suínas acomodadas em celas individuais.
25
3.2 Amostras de urina
Foram analisadas 59 amostras de urina de fêmeas em diferentes estados
gestacionais e ordens de partos (Figura 4). As coletas eram realizadas antes do
arraçoamento, nas primeiras horas da manhã, com posterior análise físico-química do
material e transporte para o Laboratório de Microbiologia do Hospital Veterinário da
ULBRA. Todas as amostras foram devidamente acondicionadas em gelo, até serem
processadas para avaliação microbiológica.
Como este estudo foi realizado com animais em diferentes estados gestacionais,
tomou-se o cuidado de coletar as amostras o mais próximo possível do horário do
arraçoamento, para tentar diminuir o estresse gerado nas fêmeas diminuindo os riscos de
interferência na gestação por descargas hormonais por alteração no manejo.
Figura 4. Fêmeas da granja Floresta sendo inseminadas em celas individuais.
3.3 Análises
As análises físico-químicas das amostras de urina foram realizadas na
propriedade, com as amostras a temperatura ambiente, utilizando fitas reagentes para
verificação de proteínas, nitrito, sangue oculto e pH, e o refratômetro para determinação
da densidade (Figura 5).
Para avaliação microbiológica, as amostras foram inoculadas em placas
contendo ágar-sangue e ágar McConkey, as quais foram incubadas em aerobiose por 24
26
horas a 37°C. As respectivas colônias isoladas foram submetidas a avaliações
macroscópicas, microscópicas e bioquímicas para identificação bacteriana (OLIVEIRA,
2000).
Foram realizados testes de suscetibilidade a antimicrobianos, pelo método de
difusão por disco (OLIVEIRA, 2000).
Figura 5. Amostra de urina coletada em frasco estéril e fita reagente utilizada para teste.
27
4 RESULTADOS
Os resultados encontram-se detalhados nas tabelas de 1 a 5 e na figura 6. Na
Tabela 1 constam os resultados dos exames bacteriológicos e físico-químicos em
amostras de urina.
Tabela 1. Resultados dos exames bacteriológicos e físico-químicos de acordo com o
número de amostras.
Bactérias Limpidez Turbidez Proteínas Sangue oculto Nitritos pH
E. coli hemolítica 1 7 6-7 E. coli 2 9 1 1 6-7 Streptococcus/E. coli 4 1 6-7 Streptococcus 3 1 6-7 E.coli/Enterococcus/Streptococcus 2 1 6-7 Streptococcus/Enterococcus 1 6-7 Enterococcus 1 1 6-7 E.coli/Staphilococcus/Streptococcus 1 2 6-7 Staphilococcus/Streptococcus 2 6-7 Enterococcus/Staphilococcus 2 6-7 Negativas 14 1 6-7
Na Tabela 2 Estão apresentados dados sobre os resultados bacteriológicos em
amostras de urinas de fêmeas suínas, de ordens de parto de zero a 3, em diferentes
períodos de gestação.
28
Tabela 2. Exames realizados em fêmeas suínas de ordens de parto de zero a três.
Identificação N°
partos
Dias de
gestação Aspecto Cultura
BR14814 0 69 Límpida Staphylococcus, Streptococcus
AM50143 0 55 Límpida Negativo
AM16201 0 48 Límpida Streptococcus
AM16370 0 42 Límpida Negativo
LJ45601 0 41 Límpida Negativo
BR36613 0 84 Límpida Negativo
BR36843 1 49 Límpida Corynebacterium
LJ29979 1 47 Turva Streptococcus
BR23745 2 60 Turva E. coli, Enterococcus, Streptococcus
BR29868 2 57 Límpida Streptococcus
AM36755 2 99 Turva Streptococcus
LJ21426 2 95 Turva E.coli hemolítica, Streptococcus
BR23782 2 66 Turva E. coli, Enterococcus, Streptococcus
BR23712 2 62 Límpida Staphylococcus, Streptococcus, Enterococcus
LJ29858 2 55 Límpida Streptococcus
BR27418 2 44 Turva Staphylococcus, Streptococccus, Enterococcus, E.coli
LJ30010 2 43 Turva Streptococcus, E. coli
LJ29919 2 44 Límpida E. coli
AM30183 2 106 Límpida Staphylococcus, Streptococcus, E. coli
AZ30234 3 99 Turva E. coli, Enterococcus, Streptococcus
LJ22414 3 94 Turva E. coli, Streptococcus
LJ22447 3 89 Límpida Enterococcus, Streptococcus, Corynebacterium
LJ21354 3 96 Turva E.coli, Staphylococcus, Streptococcus
BR29744 3 37 Turva Negativo
VD5334 3 79 Límpida Streptococcus
VD5363 3 83 Límpida E. coli hemolítica
AZ11494 3 30 Turva Staphylococcus, Streptococcus
AM12542 3 15 Límpida E. coli
Na Tabela 3 Estão apresentados dados sobre os resultados bacteriológicos em
amostras de urinas de fêmeas, de ordens de parto de 4 a 6, em diferentes, períodos de
gestação.
29
Tabela 3. Exames realizados em fêmeas suínas de ordens de parto de quatro a seis.
Identificação N°
partos
Dias de
gestação Aspecto Cultura
LJ7735 4 98 Límpida Streptococcus, Enterococcus
LJ7720 4 100 Turva E. coli hemolítica, Streptococcus, Staphylococcus
LJ7734 4 93 Turva Enterococcus
AZ27014 4 85 Límpida Enterococcus
AZ27022 4 66 Turva E. coli hemolítica
AZ11551 4 49 Turva Streptococcus
LJ8102 4 52 Límpida Negativo
LJ8001 4 49 Límpida E.coli, Streptococcus
LJ7800 4 67 Límpida Negativo
LJ22373 4 62 Límpida Negativo
LJ7935 4 52 Turva E. coli hemolítica
LJ8068 4 50 Turva Negativo
LJ6854 4 36 Límpida Negativo
LJ6726 4 82 Turva E. coli hemolítica
LJ7684 4 96 Turva Staphylococcus
LJ6741 5 61 Turva E. coli
VD2279 5 55 Turva Staphylococcus, coryne,Streptococcus
LJ6201 5 40 Límpida Negativo
LJ6209 6 40 Turva Enterococcus
LJ3408 6 30 Turva Proteus
LJ3055 6 30 Turva Negativo
LJ0024 6 51 Turva Staphylococcus
Na Tabela 4 são apresentados dados sobre os resultados bacteriológicos em
amostras de urinas de fêmeas suínas, de ordens de parto de 7 a 10, em diferentes,
períodos de gestação.
30
Tabela 4. Exames realizados em fêmeas suínas de ordens de parto de sete a dez.
Identificação N°
partos
Dias de
gestação Aspecto Cultura
LJ4350 7 99 Turva Negativo
VM150 7 99 Turva E. coli, Staphylococus, Streptococcus
LJ4446 7 53 Turva E. coli
LJ4225 7 54 Turva E. coli, Enterococcus, Streptococcus
LJ4411 7 107 Límpida Negativo
LJ4417 7 106 Turva Staphylococcus, Enterococcus
LJ6399 9 30 Límpida Streptococcus
LJ0584 10 16 Turva E. coli hemolítica, Streptococcus
Na Tabela 5 são apresentados os resultados de antibiograma de E. coli e
Streptococcus sp., isolados de várias amostras de urina, formando pools de cada gênero
de microorganismos.
Tabela 5. Antibiograma realizados em “pools” de E. coli, E. coli hemolítica e
Streptococcus de amostras de bactérias.
Pools de
amostras
Antibiograma
CEFT CIPRO GENT COLIST DOXIC ENRO SULF OXIT
E. coli S R R S R R R R
E. coli hemolítica S S R S R I I R
Streptococcus S I R R R I R R
CEFT: ceftiofur, CIPRO: ciprofloxacina, GENT: gentamicina, COLIST: colistina,
DOXIC: doxiciclina, ENRO: enrofloxacina, SULF: sulfa, OXIT: oxitetraciclina
S: sensível; R: resistente; I: intermediário
Esta figura representa as fêmeas que tiveram intervalo de partos
variando de: zero a três, quatro a seis e de sete a dez, apresentadas
separadamente em três grupos distintos, comparando o aspecto da urina de cada
uma das fêmeas pertencentes a estes grupos
31
Relação entre a ordem de partos e o aspecto da urina
0
5
10
15
20
zero atrês
quatro aseis
sete adez
Número de Partos
Urin
as urina limpidaurina turva
Figura 6. Frequências analisadas pelo Teste Exato de Fisher.
Pelo teste exato de Fisher, foi evidenciado uma forte associação entre as
variáveis aspecto (urina límpida e turva) e a cultura microbiológica no grupo de
animais de 4 a 6 partos (valor P = 0,032).
32
5 DISCUSSÃO
A coleta das amostras de urina foi realizada por micção espontânea, tomou-se o
cuidado de desprezar os primeiros jatos de urina. Os frascos de coleta utilizados eram
estéreis e abertos somente no momento de captação do material. Este procedimento
também foi utilizado por Brito et al. (1997).
A partir deste estudo foi possível verificar que em amostras de urina turva
estavam presentes determinadas bactérias, como E.coli., Enterococcus sp,
Staphilococcus sp, sendo que todas estas bactérias foram isoladas em cultivos puros e
mistos. A exceção foram três casos, onde ocorreu o de Streptococcus sp de amostras de
urina límpida. Portanto, o aspecto turvação da urina foi o principal indicativo de
contaminação bacteriana.
Não foram observadas variações no pH das amostras de urina, situando-se entre
6 e 7. Alberton et al. (2000) encontraram valores entre 6 e 7,5 em 71,96% das porcas
examinadas e não houve correlação entre a presença de IU e o pH da urina. Têm sido
observado que infecções por E. coli podem não alterar o pH devido ao fato de as
bactérias não transformarem uréia em amônia, ao contrário do que ocorre em infecções
por Actinobaculum suis, nas quais o pH da urina apresenta-se elevado, em torno de 8,0
(SOBESTIANSKY, 2007).
O exame das amostras de urina, através do uso de tiras para diagnóstico, não
auxiliou na suspeita quanto a presença de bactérias envolvidas em casos de cistite, pois
a produção de nitritos foi detectada apenas em três amostras, das quais se isolou E. coli,
deixando de reagir para nitritos em outras 37 amostras de urinas também contaminadas
por E. coli (Tabela 1). De acordo com Oliveira (2000) esta bactéria é responsável por
transformar nitrato em nitrito.
Nas primíparas com período de gestação variando de 41 a 84 dias foi observado
eliminação de urina límpida (Tabela 2). Detectou-se Streptococcus sp, na amostra de
urina de um animal desta categoria, enquanto que Staphylococcus sp e Streptococccus
sp foram detectados na urina de outra reprodutora suína. Alberton et al. (2000)
verificaram que 90,28% de amostras de urina positivas para infecção urinária eram
turvas.
Foram isoladas bactérias das demais fêmeas de ordem de partos 1 a 3, exceto de
amostra de urina turva de uma porca de ordem 3, com resultado negativo (Tabela 2).
33
Entre as 28 amostras de urinas examinadas do grupo de ordem 0 a 3, foram classificadas
como turva e levemente turva 12 amostras, sendo apenas 1 negativa no exame
bacteriológico.
Entre 20 amostras de urinas examinadas, de porcas de 4 a 6 partos, 12 foram
turvas ou levemente turva e 8 límpidas, sendo que destas últimas apenas 3 apresentavam
cultivo bacteriano, sendo isolados os gêneros Streptococcus sp., Enterococcus sp. e E.
coli (Tabela 3). Pelo teste exato de Fisher houve evidência de associação entre as
variáveis “aspecto” e “cultura” no grupo de fêmeas suínas de 4 a 6 partos. Nao foi
evidenciado associacao entre aspecto e cultura nas femeas de sete a dez partos, mesmo
que as urinas tenha se apresentado mais turvas. Isso pode ser explicado pelo baixo
numero amostral (somente 8 fêmeas). Brito et al. (1997), estudando 300 reprodutoras
suínas com diferentes números de parições, de 11 propriedades suinícolas no Paraná,
verificaram que em 8 granjas o número de gestações influenciou na ocorrência de
bacteriúria por E. coli. Os autores observaram que animais de 5 a 6 gestações
apresentavam 5,9 vezes mais bacteriúria (22,5%) do que fêmeas de 1 a 2 partos (4,7%).
Nas 8 amostras de urina de porcas entre 7 e 10 partos foi observada turbidez em
6 delas e somente 2 apresentaram urina límpida, sendo uma delas isolado Streptococcus
sp, e a outra negativa (Tabela 4).
Em síntese, observou-se que, entre fêmeas de 0 a 3 partos, foram predominantes
as amostras de urina límpida, enquanto que nas fêmeas de 4 a 10 partos houve maior
frequência de amostras turvas, como se observa na Figura 6.
Em relação à resistência dos “pools” de bactérias aos antibióticos, mais
comumente utilizados nas criações de animais de produção, pode-se verificar que todos
os medicamentos, com exceção do ceftiofur em alguma cultura bacteriana é observado
resistência. A gentamicina, doxiciclina e a oxitetraciclina mostraram-se ineficazes para
as bactérias presentes neste estudo, enquanto que E. coli apresentaram resistência a
ciprofloxacina, enrofloxacina e a sulfa. (Tabela 5). Matos et al. (1997) verificaram a
predominância de E. coli em infecções urinárias em reprodutoras suínas, havendo maior
suscetibilidade para canamicina, gentamicina, polimixina e neomicina.
34
CONCLUSÕES
O aspecto de turvação da urina, nas fêmeas entre quatro e seis partos, foi
o principal indicativo de contaminação bacteriana. Não houve variação de pH na maior
parte das amostras de urina examinadas. A medição de nitritos não foi suficientemente
sensível para diagnostico de infecção urinária em suínos. As fêmeas suínas jovens
geralmente apresentaram maior quantidade de amostras de urina límpida. A análise das
urinas através da medição por tiras de diagnóstico não auxiliou na detecção de bactérias
envolvidas em casos de cistite. A maioria das amostras que não apresentaram turvação
não apresentaram crescimento bacteriano. O uso abusivo de antimicrobianos para
tratamento de doenças infecciosas pode estar relacionado com o aumento da resistência
dos agentes bacterianos aos antibióticos testados O ceftiofur mostrou-se mais eficaz que
os demais antimicrobianos através dos resultados do teste de suscetibilidade pelo
método de difusão por disco.
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REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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