universidade federal do parÁ instituto de … · crissiane costa reis belém – pará ... dr....
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARÁ
INSTITUTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM
BIOLOGIA DE AGENTES INFECCIOSOS E PARASITÁRIOS
AVALIAÇÃO DA DURABILIDADE DE MOSQUITEIRO
IMPREGNADOS COM INSETICIDA DE LONGA DURAÇÃO (MILD)
NO MUNICÍPIO DE CRUZEIRO DO SUL ESTADO DO ACRE, BRASIL
CRISSIANE COSTA REIS
Belém – Pará
2014
CRISSIANE COSTA REIS
AVALIAÇÃO DA DURABILIDADE DE MOSQUITEIRO
IMPREGNADOS COM INSETICIDA DE LONGA DURAÇÃO ( MILD)
NO MUNICÍPIO DE CRUZEIRO DO SUL ESTADO DO ACRE
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Biologia em Agentes
Infecciosos e Parasitários do Instituto de
Ciências Biológicas da Universidade Federal
do Pará, como requisito parcial para obtenção
do grau de Mestre em Biologia de Agentes
Infecciosos e Parasitários.
Orientadora: Dra. Marinete Marins Póvoa.
Belém – Pará
2014
1
CRISSIANE COSTA REIS
AVALIAÇÃO DA DURABILIDADE DE MOSQUITEIROS IMPREGNADOS COM
INSETICIDA DE LONGA DURAÇÃO (MILD) NO MUNICÍPIO DE CRUZEIRO DO
SUL ESTADO DO ACRE, BRASIL.
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Biologia em Agentes Infecciosos
e Parasitários do Instituto de Ciências Biológicas da Universidade Federal do Pará, como
requisito parcial para obtenção do grau de Mestre em Biologia de Agentes Infecciosos e
Parasitários.
Orientador: Dra. Marinete Marins Póvoa
Laboratório de Pesquisas Básicas em Malária
Instituto Evandro Chagas - IEC/SVS/MS.
Banca Examinadora
Dra. Jeanne Nascimento dos Santos
Laboratório de Biologia Celular e Helmintologia – ICB
Universidade Federal do Pará
Dra. Giselle Maria Rachid Viana
Laboratório de Pesquisas Básicas em Malária
Instituto Evandro Chagas - IEC/SVS/MS
Dr. Ricardo Luiz Dantas Machado
Laboratório de Pesquisas Básicas em Malária
Instituto Evandro Chagas - IEC/SVS/MS.
Dr. Ediclei Lima do Carmo (Suplente)
Laboratório de Toxoplasmose
Instituto Evandro Chagas - IEC/SVS/MS
Belém, 08 de julho de 2014.
2
DEDICATORIA
Dedico este trabalho ao meu querido Deus,
que esteve presente comigo em todos os
momentos, que de muitas formas me ajudou
para a concretização deste trabalho.
3
AGRADECIMENTOS
A todos os santos em especial a Santo Antônio, São José, Santo Expedito, que
intercederam por mim mediante as minhas súplicas.
A minha orientadora, Dra. Marinete Póvoa pelo comprometimento nesta difícil tarefa de
me orientar, diante de tanto obstáculos, como o teste colorimétrico e falta de reagentes. Me
deu tranquilidade e apoio para executar o trabalho, serei eternamente grata por tudo.
Ao Instituto Evandro Chagas pelo apoio institucional desde a iniciação cientifica-PIBIC.
A Universidade Federal do Pará e ao Programa de Pós Graduação BAIP.
A CAPES pelo apoio financeiro
A gerência de Endemias de Cruzeiro do Sul-Acre.
Aos meus queridos Amigos do Laboratório de entomologia de malária do instituto Evandro
Chagas, Izis Sucupira, Márcia Moraes, Ediane Reis, Nathalia Chamma, Deocleciano Galiza,
Tadeu Lessa, Raimundo Lacerda, José Abud, Santa Rosa, Gladison Chagas, que tiveram uma
paciência para me ajudar neste trabalho e tiveram quer suportar meu nervosismo (piti) quando
não havia mosquito ou o teste colorimétrico dava errado.
Aos colegas da seção de Parasitologia do IEC, em especial ao Ediclei do Carmo,Walter
Santos e Rodrigo Marinho, pelas contribuições e auxilio na execução deste trabalho.
A minha família Lisboa e a família Reis, pelo apoio de superação de momentos difíceis,
cuidado, paciência e compreensão.
A minha amiga Edna Costa pelo companheirismo.
Ao Leonardo Dutra, epidemiologista que me cedeu os mapas de Cruzeiro do Sul.
Finalmente, a todos que de forma direta ou indireta contribuíram para o desenvolvimento e
conclusão deste trabalho.
4
SUMÁRIO
Página
LISTA DE FIGURA ...................................................................................................................... 6
RESUMO.................. ...................................................................................................................... 8
ABSTRACT.... ............................................................................................................................... 9
1 INTRODUÇÃO ............................................................................................................. 10
1.1 CONSIDERAÇÕES GERAIS ........................................................................................ 10
1.2 AGENTE ETIOLÓGICO ................................................................................................ 10
1.3 VETORES DE MALÁRIA HUMANA .......................................................................... 11
1.4 EPIDEMIOLOGIA DA MALÁRIA ............................................................................... 13
1.5 CONTROLE DA MALÁRIA ......................................................................................... 19
1.5.1 Controle Vetorial ........................................................................................................... 19
1.6 JUSTIFICATIVA ............................................................................................................ 24
1.7 OBJETIVOS .................................................................................................................... 24
1.7.1 Objetivo Geral................................................................................................................ 24
1.7.2 Objetivos Específicos ..................................................................................................... 25
2 MATERIAL E MÉTODOS .......................................................................................... 26
2.1 ÁREA DE ESTUDO ....................................................................................................... 26
2.2 OBTENÇÃO DAS AMOSTRAS ................................................................................... 26
2.2.1 Avaliação da integridade física dos MILD .................................................................. 27
2.2.2 Coleta de amostras dos mosquiteiros de rede e cama ............................................... 28
2.2.3 Bioensaio de cone .......................................................................................................... 30
2.2.4 Coleta de amostras de inseticida dos mosquiteiros .................................................... 31
2.2.5 Teste colorimétrico........................................................................................................ 32
2.2.6 Análise das imagens ...................................................................................................... 34
2.2.7 Bioensaio de Garrafa ..................................................................................................... 36
5
2.3 ANÁLISE DE DADOS ..................................................................................................... 38
2.4 ASPECTOS ÉTICOS......................................................................................................... 39
3. RESULTADOS .............................................................................................................. 40
3.1 MOSQUITEIROS DE REDE .......................................................................................... 40
3.1.1 Integridade Física .......................................................................................................... 40
3.1.2 Bioensaio de cone ........................................................................................................... 41
3.1.3 Teste colorimétrico ........................................................................................................ 41
3.1.4 Análise estatística ........................................................................................................... 42
3.2 MOSQUITEIROS DE CAMA ........................................................................................ 42
3.2.1 Integridade Física .......................................................................................................... 42
3.2.2 Bioensaio de cone ........................................................................................................... 43
3.2.3 Teste colorimétrico ........................................................................................................ 44
3.2.4 Análise estatística ........................................................................................................... 44
3.2.5 Bioensaio com garrafas ................................................................................................. 44
4. DISCUSSÃO .................................................................................................................. 45
5. CONCLUSÃO ................................................................................................................ 49
REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFICAS ...................................................................................... 50
ANEXO E APÊNDICE ............................................................................................................... 53
6
LISTA DE FIGURA
Figura 1.Ciclo evolutivo do mosquito do gênero Anopheles.(http://www.biographix.cz/
gallery/insects/2014). ..................................................................................................................... 15
Figura 2. Mapa de risco da malária por Município de transmissão de infecção. (Fonte: Brasil,
2013)..............................................................................................................................................15
Figura 3. Distribuição do Índice Parasitário Anual do estado do Acre e Vale do Juruá por
município em 2013. (Fonte: Dutra, 2014).....................................................................................16
Figura 4. Distribuição de casos de malária no Estado do Acre por munícipio. (Fonte: Dutra,
2014) ............................................................................................................................................. 17
Figura 5. Número de casos de malária notificados em Cruzeiro do Sul-2003 a 2014 (até 31/03).
Fonte: (Dutra, 2014) ...................................................................................................................... 18
Figura 6. Número de casos de malária notificados em Cruzeiro do Sul por espécie parasitária -
2003 a 2014 (até 30/06). (Fonte: Dutra, 2014) .............................................................................. 18
Figura 7. Esquema de funcionamento dos mosquiteiros impregnados (inibição da picada,
repelência do mosquito, morte) .................................................................................................... 21
Figura 8. Esquema do tamanho do orifício da malha em relação ao tamanho do mosquito
Anopheles.. (Fonte: Adaptado de Olyset Net 2012). ..................................................................... 22
Figura 9. Fórmula estrutural da deltametrina (Fonte: http://chemistry.about.com
od/factsstructures/ig/Chemical-Structures---D/Deltamethrin.htm.2014) ...................................... 23
Figura 10. Localização espacial do município de Cruzeiro do Sul, estado Acre, Brasil. (Fonte:
Costa et al., 2010). ........................................................................................................................ 26
Figura 11. Esquema de classificação dos lados dos mosquiteiros para contagem de furos.(Fonte:
Green et al., 2009) ......................................................................................................................... 27
Figura 12. Esquema de montagem de mosquiteiro para contagem de furos. (Fonte: Green et al.,
2009). ............................................................................................................................................. 28
Figura 13. Esquema de coleta das amostras das diferentes faces dos MILD para a prova de cone
e teste colorimétrico. (Fonte: acervo IEC/SVS/MS, 2012). .......................................................... 29
Figura 14. Esquema de coleta das amostras retiradas das diferentes faces dos mosquiteiros de
rede para prova de cone e teste colorimétrico. (Fonte: Adaptado de www.folhabv.com.br).. ...... 29
7
Figura 15. Esquema de coleta das amostras retiradas das diferentes faces dos MILD de cama
para prova de cone e teste colorimétrico. ( Fonte: Adaptado de www.portalamazonia.com) ...... 30
Figura 16. Esquema da prova de cone, apresentando os materiais necessários: cronômetro; fita
crepe; capturador de castro; algodão; cone; copo entomológico e amostras dos MILD. (Fonte:
acervo IEC/SVS/MS, 2013) .......................................................................................................... 31
Figura 17. Esquema de coleta de amostra do inseticida: A) molde orientador preso ao bastidor e
ao mosquiteiro com um clipe. As amostras com inseticida foram retiradas a partir da tela do
mosquiteiro ao longo do sulco 1 e 2. B) esquema de utilização do DSM para coletar amostras de
residuo de inseticida na superficie do mosquiteiro. (Fonte: Green et al,
2009)..............................................................................................................................................30
Figura 18. Diagrama esquemático de uma unidade completa de MSD (Fonte: Green et al, 2009).
....................................................................................................................................................... 32
Figura 19. Esquema de posicionamento dos discos dos MILD para mosquiteiros de rede (A) e
mosquiteiros de cama (B). ............................................................................................................. 33
Figura 20. Demonstração do ato de fotografar a microplaca com o resultado do teste
colorimétrico(Fonte: Green et al., 2009) ....................................................................................... 34
Figura 21. Esquema de leitura dos dois valores dos pixels, por poço. .......................................... 35
Figura 22. Exemplo de um gráfico de regressão linear da curva padrão obtida a partir dos discos
de calibração(Fonte: Green et al., 2009). ...................................................................................... 35
Figura 23. Esquema de preparação e das fases de impregnação das garrafas. (Fonte: Adaptado
CDC, 2008). ................................................................................................................................... 38
Figura 24. Número de danos encontrados por região dos MILD. ................................................. 40
Figura 25. Distribuição da média da mortalidade dos mosquitos anofelinos expostos por cada
lado dos MILD. ............................................................................................................................. 41
Figura 26. Distribuição da média da concentração de inseticida deltametrina por lado dos MILD
rede. ............................................................................................................................................... 42
Figura 27. Número de danos encontrados por região dos MILD. ................................................. 43
Figura 28. Distribuição da média de mortalidade por lado para MILD de cama. ......................... 43
Figura 29. Distribuição da média da concentração de inseticida por lado para MILD de cama. .. 44
8
RESUMO
O controle vetorial é uma das estratégias utilizada para redução da transmissão da malária e o
uso de mosquiteiro impregnado com inseticida de longa duração (MILD) é uma das
ferramentas de controle para população que habita área de risco de contrair malária, pois
funciona como barreira física e química impedindo o contato homem vetor. Este estudo
objetivou determinar a durabilidade de MILD distribuídos em diferentes áreas do município
de Cruzeiro dos Sul, Estado do Acre. Foram distribuídos em 2007 mosquiteiros PermaNet
2.0® a população do Município de Cruzeiro do Sul-Acre e em 2011 foram coletados para
análise 27 MILD de rede e 28 de cama. A avaliação da integridade física foi realizada
contando o número de furos, o tamanho (1, 2 e 3) e localização do maior dano. A eficácia foi
avaliada pelo Bioensaio de cone e as concentrações de inseticida foram determinadas pelo
teste colorimétrico. Para analisar o grau de resistência dos mosquitos anofelinos da área ao
inseticida foi usado o Bioensaio de garrafa. Após três anos de uso, foram encontrados 473
furos nos MILD de rede, dos quais 61,31% eram tamanho 1, o lado B o que apresentou maior
número de furos (15,64%) e as regiões superior e inferior as que apresentaram maior dano.
Em 25 dos 27 MILD (92,6%), a mortalidade foi < 80% e nos outros dois > 80%. O lado A
(54%) foi o que apresentou maior mortalidade. A média de concentração de inseticida foi de
0,5 µg, sendo 11 MILD com concentração < 0,36 µg e 16 ≥ 0,36µg. O lado E2 foi o de maior
concentração (0,61µg), porém quando comparado o teste colorimétrico e bioensaio de cone
apenas no lado D2 a relação foi estatisticamente significativa. Nos MILD de cama, foram
detectados 547 furos, sendo 65,81% do tamanho 1, o lado E o que apresentou maior número
de furos( 16,27%) e os maiores danos foram encontrados na região inferior. Em 26 dos 28
MILD (92,8%) a mortalidade foi < 80% em dois > 80%. No lado A (36%) observou-se maior
mortalidade. A média de concentração de inseticida foi de 0,3µg, sendo que 24 MILD com
concentração < 0,36 e 4 ≥ 0,36µg. O lado A apresentou maior concentração (0,4µg), todavia
ao comparar o teste colorimétrico e o bioensaio de cone não foi encontrada significância
estatística. Na análise de resistência, os anofelinos foram suscetíveis aos piretróides usados.
Os MILD após 3 anos de uso, atuam apenas como barreira física por não serem mais eficazes
como barreira química. Para o Brasil o valor do ponto de corte de 0,36µg de inseticida do
teste colorimétrico deve ser reavaliado. Há necessidade de avaliações periódicas (semestrais
ou anuais) para subsidiar estratégia de substituição dos mosquiteiros.
Palavras-chave: Anopheles, Malária, Transmissão, Controle, MILD, Cruzeiro do Sul-Acre.
9
ABSTRACT
Vector control is one of the strategies used for reducing malaria transmission and the use of
long-lasting inseticide impregnated net (LLIN) is a control tool for the population living in
areas of risk for having malaria since it works as a physical and chemical barrier, preventing
man vector contact. This study aimed to determine the durability of LLINs distributed in
different areas of the Cruzeiro Sul municipality, Acre State. LLINs (Permanet ® 2.0) were
distributed in 2007 to the Cruzeiro do Sul population and in 2011 were collected for analysis
27 LINs for hammock and 28 for bed. The physical integrity was performed by counting the
number of holes, size (1.2 and 3) and location of the greatest damage. Efficacy was evaluated
by the cone bioassay and the insecticide concentrations were determined by the colorimetric
assay. For the assessment of of local anopheline mosquitoes resistance it was performed the
bottle Bioassay. After three years of use, 473 holes were found in LLINs for hammock, of
which 61.31% were size 1, the side B was the one that had the greatest number of holes
(15.64%) and upper and lower regions showed the greatest damage. The mortality of 25 out of
27 LINs (92, 6%) was <80% and in the other two > 80%. The side A (54%) had presented the
highest mortality. The average of the insecticide concentration was 0.5 µg, being 11 LLINs
with concentration <0.36 µg and 16 ≥ 0.36 µg. The E2 side was the one of highest
concentration (0.61 µg), however when comparing the colorimetric assay and bioassay cone
only the D2 side was statiscally significant. In the LLINs for bed, 547 holes were counted with
65.81% of size 1 and side E side showing the greatest number of holes (16.27%), and the
greatest damages were located in the lower region. For 26 out of 28 LLINs (92,8%) the
mortality was <80% and in two > 80%. At the side A (36%) it was observed the highest
mortality. The average of insecticide concentration was 0.3 µg, 24 LLINs with concentration
<0.36 and 4, ≥ 0.36 µg. The side A showed the highest concentration (0.4 µg), but in the
comparison between the colorimetric assay and bioassay cone it was not found any statistical
significance. In the resistance analysis, the local anopheline mosquitoes were susceptible to
the pyrethroids used. The LLINs after 3 years of use, act only as a physical barrier since they
are not anymore effective as chemical barrier. For Brazil, the cut off value of 0,36µg of
insecticide for the colorimetric assay has to be reevaluated. There is need of periodic
evaluation (semestral or annual) for providing strategies for the LLINs replacement.
Keywords: Anopheles, Malaria, Transmission, Control, MILD, Cruzeiro do Sul, Acre
10
1 INTRODUÇÃO
1.1 CONSIDERAÇÕES GERAIS
As doenças parasitárias causadas por protozoários são responsáveis por infecções
que afetam os humanos. Dentre as doenças parasitárias mais conhecidas se destaca a malária
(França et al., 2008).
A malária é uma doença parasitária causada por protozoários do gênero
Plasmodium, transmitida pela picada da fêmea de mosquitos do gênero Anopheles. Distribui-
se por extensas regiões tropicais e subtropicais. O Brasil é o país que concentra o maior
número de casos no continente americano, o clima tropical favorece a proliferação dos vetores
da malária, estimando-se a ocorrência de mais de 300.000 casos anuais, sendo doença de
notificação obrigatória no Brasil (Gomes et al., 2011).
Dos casos notificados de malária no Brasil, quase a totalidade dos casos procede
dos estados que compõem a Amazônia Legal, considerada área endêmica no país. Nestas
áreas predominam características ambientais favoráveis à permanência dos plasmódios, pois
há criadouros naturais para o vetor (Jarude et al.,2003).
Durante o ano de 2006, o Estado do Acre registrou uma epidemia de malária,
atingindo 93.863 casos registrados da doença. Neste mesmo ano, Cruzeiro do Sul, município
deste Estado, o maior centro urbano do Vale do Juruá, registrou uma Incidência Parasitária
Anual (IPA) de 571,5/1.000 habitantes, caracterizando a área como hiperendêmica (Santos et
al., 2011).
1.2 AGENTE ETIOLÓGICO
Atualmente são conhecidas cinco espécies de protozoários do gênero Plasmodium
que infectam o homem; Plasmodium (Plasmodium) malariae, Laveran, 1908; Plasmodium
(Plasmodium) vivax, Grassi & Feletti, 1890; Plasmodium (Laverania) falciparum, Welch,
1897; Plasmodium (Plasmodium) ovale, Stephens, 1922 e, Plasmodium (Plasmodium)
knowlesi, Knowles & Gupta, 1932, sendo este último reconhecido como agente causador de
malária em humanos a partir de 2008 (Lee et al., 2009). Em relação ao P. ovale, nunca foi
registrada transmissão autóctone no Brasil, estando restrita a determinadas regiões do
continente africano e casos importados de malária no Brasil. O P. knowlesi ocorre apenas no
11
Sudeste Asiático. No Brasil, apenas três das cinco espécies estão associadas à malária em
seres humanos: P. vivax, P. falciparum e P. malariae (Brasil, 2014).
1.3 VETORES DE MALÁRIA HUMANA
Os vetores da malária humana são dípteros pertencentes a família Culicidae,
subfamília Anophelinae, gênero Anopheles (Consoli & Oliveira, 1994; Forattini, 2002). Este
gênero está subdividido em sete subgêneros: Anopheles, Kerteszia, Cellia, Lophopodomyia,
Sthetomyia, Nyssorhynchus e Baimaia (Harbach et al., 2005). A distribuição geográfica dos
anofelinos é ampla, podendo ser encontrados em diversos ambientes, desde desertos até
florestas tropicais (Kiszewski et al., 2004).
No Brasil, foram registradas 55 espécies (Rebelo et al., 2007) distribuídas em cinco
subgêneros: Kerteszia, Stethomyia, Lophopodomyia, Anopheles e Nyssorhynchus. Neste
último, estão as principais espécies vetoras do Brasil: Anopheles darlingi Root, 1926, An.
aquasalis Curry,1932, An. albitarsis s.l Arribalzága 1878. Este último, membro do complexo
albitarsis (Sallum, 2000, Motoki et al, 2009).
O An. darlingi é o principal vetor da malária no Brasil, altamente susceptível aos
plasmódios humanos e capaz de transmitir tais microorganismos no intradomicílio e
extradomicílio, mesmo quando sua densidade está baixa. Utiliza as coleções hídricas para o
desenvolvimento de suas formas imaturas, tais como lagoas, açudes e represas (Consoli &
Oliveira, 1994). Este vetor é o mais antropofílico e de comportamento endófilo mais
acentuado entre os anofelinos, já que costuma se alimentar do homem dentro das casas
(Deane et al., 1948; Consoli & Oliveira, 1994). Esta espécie normalmente costuma fazer sua
alimentação sanguínea no período crepuscular e noturno, (Forattini, 2002) é a espécie que
melhor se adapta as alterações produzidas no ambiente silvestre, pois a substituição das
florestas por pastagens, plantações ou garimpos afasta os mosquitos de hábitos mais silvestres
e propicia ambiente favorável ao desenvolvimento deste vetor provocando aumento da sua
densidade (Consoli & Oliveira, 1994).
O An. aquasalis Curry, 1932, tem preferência por águas com salinidade para a sua
reprodução, são mais comuns em áreas litorâneas onde desenvolvem suas formas imaturas em
criadouros terrestres contendo água com cloreto de sódio. Essa característica determina sua
12
distribuição geográfica. Embora, esse mosquito também tenha sido encontrado em criadouros
com água desprovida de salinidade (Consoli & Oliveira, 1994; Forattini, 2002).
Considerado um mosquito zoofílico e essencialmente crepuscular, atacando animais
como bovinos, equinos, com mais intensidade que o homem. Também é um anofelino
exofílico, entrando nas casas para picar apenas quando sua densidade está elevada. Porém,
tem apresentado comportamento endófilo e antropófilico em algumas localidades do nordeste
do Brasil (Flores-Mendoza, 1996). O An. aquasalis,tem como fator predominante na
transmissão de malária a elevada densidade, com qual esse mosquito pode se apresentar, em
determinadas épocas e locais (Forattini, 2002).
O An. albitarsis faz parte do complexo albitarsis que é formado por nove espécies:
An. marajoara, An. albitarsis s. s., An. deaneorum, An. oryzalimnetes, An. janconnae, An.
albitarsis F, An. albitarsis G, An. albitarsis H, An. albitarsis I (Ruiz-Lopez et al. 2012).
Possui uma grande variedade de criadouros para seu desenvolvimento, como coleções
hídricas permanentes ou transitórias em várias condições do solo. As espécies deste complexo
estão distribuídas por quase todo continente sul-americano, sendo comum e amplamente
distribuído no Brasil (Consoli & Oliveira, 1994).
O ciclo de vida dos anofelinos consiste em quatro estágios (ovo, larva, pupa e o
adulto). Os ovos, as larvas e as pupas são aquáticas, enquanto os adultos são terrestres
(Consoli & Oliveira, 1994; Forattini, 2002).
Figura 1. Ciclo evolutivo do mosquito do Gênero Anopheles (Fonte:biographix.cz)
13
Os ovos desses mosquitos são postos isoladamente sobre a superfície da água e
possuem flutuadores laterais, são elípticos ou ovais, com simetria bilateral. Na extremidade
anterior do ovo está a micrópila, orifício por onde o espermatozóide penetra para fecundar o
óvulo, este possui cor pálida no momento da oviposição, tornando-se escuro após alguns
minutos, sendo que os inférteis geralmente não alcançam a tonalidade escura apresentadas
pelos férteis (Consoli & Oliveira, 1994).
As larvas apresentam quatro estadios, estas possuem aspecto vermiforme, além de
serem dotadas de grande mobilidade. Seu corpo é dividido em cabeça, tórax e abdome, ao
final do seu desenvolvimento se transforma em pupa. Após esta fase ocorre a emersão do
adulto (Consoli & Oliveira, 1994).
Os adultos possuem o corpo recoberto por cerdas e estes, quando em repouso,
mantêm a probóscide e o corpo em linha reta, formando um ângulo quase reto com a
superfície de pouso, e por esta razão são conhecidos vulgarmente como “mosquito prego”.
Independente do gênero, mosquitos se alimentam de seiva de plantas, mas somente as fêmeas
possuem o hábito hematofágico, pois o sangue é indispensável para o desenvolvimento dos
seus ovos (Forattini, 2002).
O tempo de vida de cada anofelino varia de acordo com a espécie, sexo e das
características ambientais, ou seja, existem espécies que vivem mais, devido aos fatores
genéticos intrínsecos de cada uma. As fêmeas vivem mais que os machos, podendo sobreviver
de 60 a 100 dias, enquanto que os machos sobrevivem em média 30 dias. Outro aspecto que
pode interferir na longevidade dos anofelinos são características ambientais de umidade,
temperatura, além de disponibilidade de fonte alimentar (Rey, 1992; Brasil, 1995).
1.4 EPIDEMIOLOGIA DA MALÁRIA
Segundo dados da Organização Mundial de Saúde, cerca de 3,3 bilhões de pessoas,
metade da população mundial, vivem em área de risco. Em 2010, havia cerca de 216 milhões
casos de malária e uma estimativa 655.000 mortes por malária por ano. Com o aumento das
medidas preventivas e controle vetorial, uma redução nas taxas de mortalidade pela doença
em mais de 25% a nível mundial desde o ano 2000, sendo 33% só no continente africano
(WHO, 2012).
14
As pessoas que vivem nos países subdesenvolvidos são as mais vulneráveis à
malária. As maiores taxas de incidência de malária são observadas na África, na Ásia e nas
Américas (Barata, 1995). Em 2010, 90% de mortes por malária ocorreram no continente
africano, principalmente crianças menores de cinco anos de idade (WHO, 2012). Sendo que
neste continente o maior foco de transmissão é a África Subsaariana, onde ocorrem 90% de
todos os casos e mortes por malária no mundo (Parise et al., 2011).
Nas Américas, aproximadamente 14% da população está sob o risco de transmissão
de malária. Desde o ano de 1990, o número de casos de malária registrados nas Américas do
Sul e Central são baixos; todavia, permanece o risco de transmissão desta protozoose em nove
países que fazem parte da região Amazônica e em oito países da América Central (WHO,
2009).
No Brasil, a incidência da malária é quase que exclusivamente restrita à Região
Amazônica, no ano de 2011, 99,7% da transmissão da malária concentrou-se na Região
Amazônica, composta pelos estados do Acre, Amazonas, Amapá, Maranhão, Mato Grosso,
Pará, Rondônia, Roraima e Tocantins, compreendendo 807 municípios, onde uma série de
fatores combinados favorecem a transmissão da doença e prejudica os procedimentos de
controle padrão. O número de casos de malária nos nove Estados da Amazônia brasileira
citados anteriormente tem oscilado ao longo dos anos, aumentando em alguns Estados onde
novos projeto de assentamentos e atividades de mineração são implantadas (Brasil, 2013;
Oliveira-Ferreira et al., 2010).
A Região Amazônica é considerada área endêmica para malária (Brasil, 2008) por
apresentar características climáticas, ambientais e ecológicas favoráveis à transmissão da
malária, mas não há uma distribuição homogênea da doença na região, fato associado aos
processos de ocupação do solo e exploração natural. Desde o início da década de 1990, a
Amazônia Legal registra elevada incidência de malária (Oliveira-Filho, 2009).
O risco de contrair a malária no Brasil não é uniforme e ele é classificado de acordo
com a Incidência Parasitária Anual (IPA): alto risco (≥ 50 casos/1.000 habitantes), médio
risco (entre 10-49 casos/1.000 habitantes) e baixo risco (< 10 casos/1.000 habitantes) (Brasil,
2013) (Figura 2).
15
Figura 2. Mapa de risco da malária por Município de transmissão de infecção (Fonte: Brasil,
2013).
No Estado do Acre, com o início da exploração da borracha no final do século XIX,
a incidência de malária apresentou aumento significativo, em função, principalmente, da
intensa imigração de nordestinos sem exposição anterior a essa doença. A partir disso,
elementos relacionados ao clima, à ocupação urbana não planejada e à intensa migração de
pessoas de áreas rurais para áreas urbanas, têm contribuído para o aumento do número de
casos neste estado (Costa et al.,2010).
O Estado do Acre é considerado uma área de risco para transmissão de malária na
região Amazônica. Este estado foi o que obteve maior redução do número de casos de malária
entre os estados da região Amazônica no período de 2010 (IPA de 50,3) e 2011 (IPA de 30,3)
mudando sua classificação de alto para médio risco. Em 2012, apresentou um aumento no
IPA para 36,3. Um dos municípios deste estado que se destaca quanto ao número de casos de
malária é Cruzeiro do Sul (CZS) e por isso é classificado como área de alto risco (Brasil,
2013) (Figura 3 e 4).
16
Figura 3. Distribuição do Índice Parasitário Anual do Estado do Acre e Vale do Juruá por município em 2013. (Fonte: Dutra, 2014)
17
Figura 4. Distribuição de casos de malária no Estado do Acre por município. (Fonte: Dutra, 2014).
18
Em 2006, CZS foi considerado área hiperendêmica (IPA de 571,5) (Figuras 5 e 6).
Não existe uma explicação única para esta alta incidência. Especula-se que, entre outros
fatores, tanques destinados à piscicultura, construídos como resultado de um programa
estadual de incentivo a essa atividade econômica, tenham servido de criadouros para o
mosquito, vetor da malária, possibilitando o seu desenvolvimento e consequentemente o
aumento de sua densidade assim contribuindo para aumento da transmissão desta doença
no município (Costa et al., 2010).
Figura 5. Número de casos de malária notificados em Cruzeiro do Sul-2003 a 2014 (até
31/03) (Fonte: Dutra, 2014).
Figura 6. Número de casos de malária notificados em Cruzeiro do Sul por espécie parasitária
-2003 a 2014 (até 30/06) (Fonte: Dutra, 2014).
19
No ano de 2012 totalizou 15.795 casos positivos de malária, sendo 76,34% (12.059)
causados pelo Plasmodium vivax; 23,11% (3651) por Plasmodium falciparum e 0,39% (63)
por infecção mista, o que correspondeu ao IPA de 197,3, no ano de 2013 o IPA deste
município apresentou tendência de crescimento, pois o número de casos aumentou para
19.698 e IPA para 238,7 (SIVEP-Malária, 2012; 2013).
1.5 CONTROLE DA MALÁRIA
Desde 1992, com a decisão da Conferência de Amsterdã, a Organização Mundial da
Saúde mudou a estratégia de controle da malária. O foco principal passou a ser o homem,
visando a melhoria do acesso ao diagnóstico e tratamento precoce para redução da
mortalidade e gravidade dos casos. Esta estratégia reduz ainda mais as fontes de infecção para
os mosquitos, sendo complementada pelo controle vetorial seletivo e integrado, com
participação comunitária e ajustado às situações eco-epidemiológicas de cada região. O
controle vetorial seletivo depende das condições locais de transmissão, por exemplo, em casas
que não apresentam paredes completas, não se justifica a borrifação com inseticida. Há
situações em que se trabalha na redução dos criadouros, limpando-os de vegetação, drenando
coleções de água, aterrando-os ou aplicando larvicidas biológicos. A borrifação das paredes
internas dos domicílios ou a aplicação espacial de inseticida depende dos hábitos locais dos
vetores e das características da transmissão local da malária. A abordagem multi-setorial e a
participação da população são estratégias que podem tornar mais efetivas as medidas de
controle de natureza biológica (Brasil 2009a; Tauil, 2006).
1.5.1 Controle Vetorial
O controle do vetor é umas das ferramentas importantes para reduzir a transmissão
da malária, a intervenção de controle de vetores tem um histórico comprovado com resultados
positivos de reduzir ou interromper a transmissão da malária , especialmente para população
que habita área de risco de contrair a doença (WHO, 2013a). Dentre as estrategias de controle
está o uso de mosquiteiro impregnado de longa duração ( MILD) que junto com a borrifação
residual formam as principais estratégias de controle vetorial preconizada pela Organização
Mundial de Saúde, essas duas medidas de controle protegem os seres humanos de picada do
mosquito transmissor da malária (Brasil, 2009b).
20
Para que ocorram as borrifações com inseticida quimico (intradomicilio e
extradomicilio), há necesssidade de conhecimento entomológico da área, como hábito do
mosquito, eficácia do efeito residual do inseticida, sensibilidade do vetor ao inseticida
utilizado e efeito tóxico do inseticida para população (Brasil, 2002).
A borrifação residual intradomiciliar consiste na pulverização das paredes das casas
com inseticida, quando o vetor entra em contato com as paredes, ocorre à morte ou repelência,
assim há uma redução no número de vetores no intradomicilio. A borrifação extradomiciliar
ou termonebulização consiste na aplicação do inseticida na camada de ar, os mosquitos em
contato com o inseticida morrem (Brasil, 2002).
Em 2007, foi realizado um estudo na Amazônia Brasileira para avaliae o efeito
residual de piretróides sobre a mortalidade dos anofelinos em parede de madeira, tijolo com
reboco e sem reboco. Os inseticidas aplicados sobre parede de madeira e tijolo sem reboco
foram mais estáveis e duradouros com efeito residual de três meses (Santos et al, 2007).
Devido à estratégia de controle vetorial utilizando inseticidas, é importante
monitorar a resistência dos anofelinos vetores aos mesmos, o que vem sendo realizado nos
estados amazônicos por recomendação do Ministério da Saúde. Este monitoramento é feito
usando a prova de garrafas desenvolvida pelo Centers for Disease Control and Prevention
(CDC).
A utilização de MILD é uma alternativa para populações que moram em área de
risco de transmissão de malária. Os MILD funcionam como barreira física e química
impedindo e/ou diminuindo o contato homem-vetor (Santos et al, 1998) (Figura 7). O
inseticida é a barreira química que provoca repelência e assim diminui a sobrevida dos
mosquitos, pois mesmo que o mosquito consiga passar pela tela do mosquiteiro a
possibilidade de que ocorra a picada é muito menor, visto que os inseticidas utilizados para
impregná-los causam um efeito letal rápido nos mosquitos (Cabrine et al., 2006).
21
Figura 7. Esquema de funcionamento dos mosquiteiros impregnados (inibição da picada,
repelência do mosquito, morte) (Fonte: Adaptado de Olyset Net 2012).
O uso de mosquiteiros contra as picadas de mosquitos é, portanto, um método de
proteção bastante eficaz, desde que utilizado corretamente. Em estudos de Itoh & Kurihara
(1992), foi observado que o An. gambiae foi capaz de passar por mosquiteiros danificados
(rasgados), alimentar-se de sangue e sair, outro fator que influencia na possibilidade de
entrada e saída dos mosquitos é a dimensão da malha (tamanho do orifício) entre os fios, telas
com orifícios pequenos < 5,0 x 5,0 mm, de fato, proporcionam uma proteção física bastante
eficiente contra as picadas dos mosquitos. Para aumentar a proteção individual proporcionada
pelo uso de mosquiteiros, independentemente do tamanho de seus orifícios, adiciona-se
inseticida. Nesse caso, não há necessidade que a tela possua orifícios < 5,0 x 5,0 mm, mas que
seja um tamanho que o mosquito precise pousar sobre a tela antes de entrar (Figura 8). Assim,
o mosquito pode transpor a tela, mas não consegue picar seu hospedeiro devido ao efeito do
inseticida e ocorrendo à morte do anofelino depois do contato com a tela impregnada.
22
Figura 8. Esquema do tamanho do orifício da malha em relação ao tamanho do mosquito
Anopheles (Fonte: Adaptado de Olyset Net, 2012).
O Ministério da Saúde do Brasil em 2008, com financiamento do Fundo Global de
luta contra AIDS, Tuberculose e Malária, apresentou um projeto cujo objetivo era reduzir em
50% o número de casos de malária, em 47 municípios da região Amazônica que foram
responsáveis por 70% dos casos de malária registrados no Brasil em 2007. Para alcançar a
diminuição da morbidade e mortalidade da malária na Amazônia, foi proposto, entre outras
metas, atingir alta cobertura com o uso de MILD. Para isso foi necessário não só adquirir e
instalar o MILD, como também monitorar o uso, a efetividade e o impacto dos mesmos, assim
como conscientizar a população sobre a importância do uso constante e adequado desses
mosquiteiros (Brasil, 2009a).
Os testes realizados em comunidades africanas têm mostrado que mosquiteiros
impregnados com inseticida (MTI) reduzem em aproximadamente 18% a mortalidade e tem
sido repetidamente demonstrado que seu uso reduz a freqüência de malária grave e
mortalidade em regiões endêmicas (WHO, 2013).
No Brasil, Santos et al (1999) realizaram um estudo na Amazônia brasileira,
relataram que, no período de alta transmissão houve alteração no comportamento dos
anofelinos, a maioria (63%) An. darlingi. Onde haviam mosquiteiros impregnados instalados
observou-se diminuição desses mosquitos no intradomicílio; no entanto, nos locais sem os
mosquiteiros impregnados, a maior densidade de anofelinos coletados foi no intradomicílio.
11,1mm
6,7 mm
23
Segundo estes autores, no período de baixa transmissão, não houve diferença significativa
entre esses dois grupos.
No CDC, foi criado um guia que fornece as instruções sobre uso de um teste de
campo para cianopiretroide com a finalidade de avaliar a eficácia dos mosquiteiros
impregnados, é um teste de campo simples e barato que mede o teor de inseticida deltametrina
dos MILD. Neste teste, o inseticida contido na superfície do mosquiteiro é absorvida pelo
papel de filtro por meio do contato com o mosquiteiro e, posteriormente, submetidos a um
ensaio colorimétrico. Esta técnica mede os níveis de inseticida nas diferentes superfícies dos
mosquiteiros. Este teste, em particular, é projetado para uso com MILD e é específico para
cianopiretróide, incluindo deltametrina, -cialotrina, e -cipermetrina.
O teste colorimétrico baseia-se na liberação do grupo nitrilo (-NC) a partir da
decomposição do cianopiretróide exposto a condições alcalinas. Os inseticidas
cianopiretroides que contém grupos éster, tais como deltametrina (Figura 9), sob condições,
alcalina sofrem hidrólise para formar o ácido dibromocrisatêmico e fenoxibenzaldeido
cianidrina. Posteriormente, -NC hidrolisável da cianidrina é perdida para originar ions cianeto
e fenoxibenzaldeido. Sob as mesmas condições alcalinas, a liberação do cianeto reage com o
p-nitrobenzaldeido, resultando em uma cianidrina que, posteriormente, reduz o-
dinitrobenzeno produzindo um produto de cor roxa intensa, indicando a presença de inseticida
(Green et al., 2009) .
Figura 9. Fórmula estrutural da deltametrina (Fonte: http://chemistry.about.com/
od/factsstructures/ig/Chemical-Structures---D/Deltamethrin.htm.2014)
+
24
1.6 JUSTIFICATIVA
No Brasil, o controle da malária está baseado no diagnóstico laboratorial rápido e
preciso para aplicação imediata do tratamento apropriado quebrando assim, a cadeia de
transmissão. Todavia, em áreas de intensa transmissão é utilizado o controle vetorial tanto
para as formas imaturas como para as adultas, como ferramenta complementar para o controle
desta endemia (Brasil, 2007). O objetivo do controle vetorial é interromper a transmissão
entre indivíduos, pela eliminação dos mosquitos infectados ou antes que eles se infectem.
Assim, estas medidas visam impedir ou diminuir o contato homem/mosquito,
reduzir a sobrevivência das fêmeas adultas e consequentemente reduzir a quantidade de
mosquitos.
No contexto individual, o uso de mosquiteiro é utilizado para evitar o contato das
fêmeas dos mosquitos com o homem. Esse tipo de proteção é hoje uma das mais importantes
ferramentas no controle da malária (Cabrini et al., 2006). No entanto, para aumentar a eficácia
do controle vetorial, o uso de mosquiteiros impregnados com inseticida é uma alternativa no
controle da malária (Brasil, 2009b).
No Brasil, ainda não foi desenvolvido teste que avalie a concentração de inseticida
nos mosquiteiros impregnados para avaliação da eficácia. Devido à carência de informação
sobre monitoramento de MILD após a distribuição no país, há a necessidade de estudos sobre
esta medida como estratégia de controle da malária. Essas informações são de extrema
importância para fornecer subsídios aos programas de controle de malária quanto à
periodicidade de campanhas de distribuição e estratégias de reposição.
Assim, este projeto objetivou fornecer informações sobre a durabilidade ou vida útil
dos MILD no município de Cruzeiro do Sul, onde os MLD foram utilizados como estratégia
complementar do controle de malária após o registro da maior epidemia da história do
município em 2006.
1.7 OBJETIVOS
1.7.1 Objetivo Geral
Determinar a durabilidade de MILD distribuídos em diferentes áreas do município
de Cruzeiro dos Sul, Estado do Acre.
25
1.7.2 Objetivos Específicos
Avaliar a integridade do tecido dos MILD coletados;
Determinar a eficácia do inseticida nos MILD;
Comparar a efetividade do Bioensaio (teste do cone) e o teste colorimétrico.
Avaliar a resistência dos mosquitos do gênero Anopheles do município alvo do estudo aos
piretróides.
26
2 MATERIAL E MÉTODOS
2.1 ÁREA DE ESTUDO
O município de Cruzeiro do Sul (72°48'W e 08°07'S) está localizado na região
noroeste do Estado de Acre, margem esquerda do rio Juruá, a 648 km da capital do Estado
Rio Branco por via terrestre pela rodovia BR-364. Encontra-se na Mesorregião do Vale do
Juruá e faz divisa ao Norte com o Estado do Amazonas; ao Sul com o município de Porto
Walter; a Leste com Tarauacá e a Oeste com os municípios de Mâncio Lima, Rodrigues Alves
e com o Peru. A cidade é a segunda mais populosa do Acre e uma das mais desenvolvidas do
interior do Estado. Sua área é de 7.925 km², abrigando uma população de 80.377 habitantes
(IBGE, 2013) (Figura 10).
O clima neste munícipio é quente e úmido, com duas estações climáticas: a estação
seca (maio a junho) e a estação chuvosa (novembro a abril) (Costa et al., 2010).
Figura 10. Localização espacial do município de Cruzeiro do Sul, estado Acre, Brasil (Fonte:
Costa et al., 2010).
2.2 OBTENÇÃO DAS AMOSTRAS
Em 2011, foram coletados amostras de mosquiteiros PermaNet 2.0® distribuídos
pelo Ministério da Saúde, a população do município de Cruzeiro do sul em 2007, após o
27
registro da maior epidemia neste município . Dos 7000 mosquiteiros distribuídos foram
selecionados aleatoriamente 55, sendo 27 mosquiteiros de rede e 28 de cama para avaliação
da integridade física, Bioensaio de cone e teste colorimétrico, após três anos de uso.
2.2.1 Avaliação da integridade física dos MILD
Para examinar os mosquiteiros, foi utilizado o procedimento do CDC, que consta de
uma estrutura em forma de cubo de aproximadamente 180 cm em cada lado construída
usando tubos e conexões de alumínio. Os mosquiteiros foram dispostos sobre a estrutura para
realização da verificação da integridade física (contagem de furos) (Figura 11 e 12 e Anexo
1).
Figura 11. Esquema de classificação dos lados dos mosquiteiros para contagem de furos
(Fonte: Green et al., 2009)
Logo em seguida os furos foram contados e classificados, de acordo com os
seguintes critérios;
Tamanho 1: Furo onde não entra a ponta do dedo indicador ( <1cm )
Tamanho 2: Furo onde entra a ponta do dedo indicador ( ≥1 cm )
Tamanho 3: Furo onde entra o punho fechado ( ≥ 8,0 cm )
Os dados referentes aos furos, costuras e também o local de maior dano observado
em cada lado dos mosquiteiros foram registrados em formulário específico (Anexo I).
28
Figura 12. Esquema de montagem de mosquiteiro para contagem de furos (Fonte: Green et
al., 2009)
2.2.2 Coleta de amostras dos mosquiteiros de rede e cama
A coleta das amostras dos diferentes lados dos mosquiteiros foi realizada utilizando
a mesma estrutura para a contagem dos furos.
Para avaliação do efeito residual do inseticida, foram utilizados dez retalhos de 40
cm x 20 cm cortados de diferentes alturas ao longo do mosquiteiro (Figura 13 e 14). Cada
retalho foi cortado ao meio, uma vez que uma amostra de 20 cm foi utilizada para a prova de
cone/colorimétrico e outra também de 20 cm foi armazenada para estudos futuros utilizando
Cromatografia Liquida de Alta Eficiência.
Na lateral A foi cortado um retalho de 40 x 20 cm, na metade da superfície na altura
de 30 cm (de cima para baixo). Nas laterais B e D os cortes foram realizados em três pontos:
(i) na borda esquerda lateral para dentro e do teto para baixo 20 cm, (ii) do centro da parte
superior na altura de 60 cm e o terceiro na altura de 40 cm para cima e 20 cm da borda direita
para dentro. Na lateral C o corte foi realizado na metade da superfície na altura de 30 cm (de
baixo para cima).
29
Na lateral E (teto do mosquiteiro) inicia na face do lado A, na altura de 45 cm da
borda para dentro e do lado oposto, lado C se mede igual dimensão, 45 cm e se realizaram os
cortes.
Figura 13. Esquema de coleta das amostras das diferentes faces dos MILD para a prova de
cone e teste colorimétrico (Fonte: acervo IEC/SVS/MS, 2012).
Figura 14. Esquema de coleta das amostras retiradas das diferentes faces dos mosquiteiros de
rede para prova de cone e teste colorimétrico. (Fonte: Adaptado de www.folhabv.com.br).
Os cortes do lado D (lado D1, D2 e D3) ,, são paralelos ao
cortes do lado B, seguindo as mesmas configurações
destes
A
B1
B2
B3
C
E1 E2
30
Foram utilizadas 10 amostras de mosquiteiros de cama de tamanho 40 x 20 cm
cortados ao longo do mosquiteiro, conforme o esquema da figura 15.
Figura 15. Esquema de coleta das amostras retiradas das diferentes faces dos MILD de cama
para prova de cone e teste colorimétrico (Fonte: Adaptado de www.portalamazonia.com).
2.2.3 Bioensaio de cone
Cinco mosquitos fêmeas não alimentadas com sangue (com idade de 2 a 5 dias)
foram colocados em cada cone fixado em um pedaço de mosquiteiro ( 20 x 20 cm) ( Figura
16) por um período de exposição de 3 minutos. Ao término do tempo, os mosquitos foram
transferidos para um copo entomológico, mantidos por 24 horas e alimentados com solução
de açúcar. Este procedimento foi repetido com as 10 amostras de todos os mosquiteiros (5 x
10 = 50 mosquitos por mosquiteiro). A morte súbita (knockdown) foi verificada após 60
minutos de exposição e a mortalidade foi analisada após 24 horas de exposição (Anexo 2).
Para cada bioensaio, um controle foi realizado, o que consistiu em expor mosquitos a um
mosquiteiro sem tratamento (não impregnado com inseticida) (WHO, 2005).
31
Figura 16. Esquema da prova de cone, apresentando os materiais necessários: (a) cronômetro;
(b) fita crepe; (c) capturador de castro; (d) algodão; (e) cone; (f) copo entomológico e (g)
amostras dos MILD (Fonte: acervo IEC/SVS/MS, 2013).
2.2.4 Coleta de amostras de inseticida dos mosquiteiros
Foi fixado um bastidor no retalho de 20 x 20 cm. O retalho foi esticado e preso no
aro externo. No aro interno foi colocado o molde orientador no aro superior e foi fixado com
um clipe de modo que o molde orientador ficasse em contato com o mosquiteiro (Figura 17).
A coleta das amostras de resíduo de inseticida foi retirada com papel filtro com o
auxílio de um dispositivo magnético (MSD) (Figura 18). O MSD foi deslizado 30 vezes no
sulco 1, os papéis filtros foram acondicionados em papel alumínio rotulado com a posição no
mosquiteiro (A, B, C, D, ou E) e o número do sulco, este procedimento foi repetido para o
sulco 2.
c
d
a
e
b g f
32
Figura 17. Esquema de coleta de amostra do inseticida: A) molde orientador preso ao
bastidor e ao mosquiteiro com um clipe. As amostras com inseticida foram retiradas a partir
da tela do mosquiteiro ao longo do sulco 1 e 2. B) esquema de utilização do DSM para
coletar amostras de residuo de inseticida na superficie do mosquiteiro (Fonte: Green et al,
2009).
Figura 18. Diagrama esquemático de uma unidade completa de MSD (Fonte: Green et al,
2009)
2.2.5 Teste colorimétrico
O teste colorimétrico foi realizado de acordo com o protocolo de Green et al, 2009,
foram utilizadas 5 amostras de mosquiteiros. Nos mosquiteiros de rede foram utilizados as
amostras A, B2 , C, D2 e E2 e nos de cama as amostras A, C, D, G e H.
O teste consistiu inicialmente na colocação de dois discos de calibração de cada
uma das concentrações [1µg, 0,5 µg, 0,25 µg e 0 (em branco)] na linha superior da placa de
(A) (B)
33
24 poços Costar® (Figura 19 ). Foram colocados os dois discos de amostra do sulco 1 em um
único poço e foi realizado o mesmo para os discos de amostra do sulco 2. Os discos ficaram
no fundo do poço em contato com os reagentes. Foi adicionado 0,2 mL de reagente A
(solução contendo 30 mg de 1,2-dinitrobenzeno e 4-nitrobenzaldeido dissolvido em
isopropanol) em cada poço que foi deixado por cinco minutos para permitir que o inseticida
do disco se dissolvesse no solvente. A reação foi ativada por adição de 0,05 mL (50 µg) de
reagente B (0,05 mL de 0,4 hidróxido de sódio) e que foi homogeneinizada com batidas
suaves na placa. Depois de 2-5 minutos, uma cor púrpura foi observada. Uma vez que a cor
foi formada para o disco de menor concentração de referência, a placa estava pronta para ser
fotografada.
A– mosquiteiros de rede B- mosquiteiros de cama
Figura 19. Esquema de posicionamento dos discos dos MILD para mosquiteiros de rede (A) e
mosquiteiros de cama (B).
A microplaca foi fotografada seguindo os passos abaixo:
A placa foi colocada na caixa de luz (Figura 20)
Foi colocada uma capa sobre a placa para evitar interferência de luz externa.
A câmera fotografica foi colada na abertura da caixa de luz
Disco de calibração
Posição A
Posição B2
Posição C
Posição D2
Posição E2
0 µg 0,5µg 1µg 2µg
Posição A
Posição C
Posição D
Posição G
Posição H
0 µg 0,5µg 1µg 2µg
34
A câmera foi definida para "sem flash" e "macro" (para close-ups) e a placa foi
fotografada.
A foto foi tranferida para um computador para o processamento das imagens.
Figura 20. Demonstração do ato de fotografar a microplaca com o resultado do teste
colorimétrico (Fonte: Green et al., 2009).
2.2.6 Análise das imagens
Para a análise das imagens, utilizou-se o programa MVHimagePCv8, de acordo
com a descrição abaixo.
a) Para cada poço, foi selecionada a ferramenta de linha do” software”, em seguida,
gravou-se o componente vermelho dos pixels (Pixel leitura "1"). Esse processo foi repetido
para obter um padrão transversal (Pixel leitura "2") (Figura 21).
Leitura de pixel 1
Leitura de pixel 2
Disco de calibração
Posição A
Posição B2
Posição C
Posição D2
Posição E2
0 µg 0,5µg 1µg 2µg
Amostras
Iluminação
Câmera
fotográfica
35
Figura 21. Esquema de leitura dos dois valores dos pixels, por poço.
b) A média das medidas vermelhos dos pixels obtidos do programa
MVHimagePCv8 foi registrada em planilhas eletrônicas ( tabela 1, anexo 3) .
c) A média das duas medições de pixels para os discos de calibração foi calculada
utilizando a forma logarítmica da média (tabela 2, anexo 4).
d) O valor coeficiente de correlação R2.
e) A curva padrão foi preparada utilizando a planilha do Excel. Os valores do eixo x
foram de 0, 0,5, 1, e 2 µg. Os valores do eixo y foram o log da média dos pixels associados
com cada um dos discos de calibração. A inclinação e intercepto-y foram calculados a partir
da função dos valores de log y e x (Figura 22).
Figura 22. Exemplo de um gráfico de regressão linear da curva padrão obtida a partir dos
discos de calibração.
f) A expressão linear foi utilizada para determinar a concentração de deltametrina
nas amostras, através da fórmula:
36
y = inclinação * log (x) + intercepto
Onde:
=
x = média das duas medições de pixels vermelhos para cada poço. De modo a obter os
valores de inclinação e de intercepto, foi necessário construir uma curva de calibração
utilizando uma folha de cálculo. Para isso, os dados da Tabela 2 foram digitados na planilha e
calculados segundo a fórmula mostrada na Tabela 3 (anexo 3 e 4).
Para calcular a quantidade de inseticida sobre a superfície de um local de
amostragem do mosquiteiro, substitui-se o valor de log da média de leituras de pixel vermelho
da fórmula pelos valores da inclinação e intercepto calculados anteriormente.
2.2.7 Bioensaio de Garrafa
A prova de garrafas permite estabelecer os níveis de resistência de uma população
de mosquitos criada no insetário ou coletada no campo. A solução padrão do inseticida foi
preparada diluindo 1,25 mg do inseticida deltametrina (C22H19Br2NO3) em 100 mL de
acetona, colocada em vidro âmbar e armazenada em refrigerador (4-8ºC).
As cinco garrafas necessárias para o teste foram retiradas da estufa 30 minutos
antes do teste e em cada uma foi colocado 1 mL de acetona. As garrafas foram fechadas e
devidamente identificadas com o nome e concentração do inseticida. Usando uma
micropipeta, foi adicionada em cada garrafa 1mL da concentração correspondente do
inseticida (12,5µg). Na garrafa controle foi usada apenas acetona. Então, foram fechadas e
agitadas para que a acetona se misturasse ao inseticida, invertendo as mesmas para que
tivessem o fundo e a tampa impregnados. Após, foram colocadas na posição horizontal sobre
um tecido e roladas para garantir que toda superfície interna ficasse impregnada. As tampas
foram removidas e após evaporação total do líquido, as garrafas foram deixadas sem tampas
sobre a bancada e cobertas para proteção da luz. O teste foi realizado depois de 12 horas de
impregnação.
Foram colocados 20 mosquitos em cada garrafa, soprando suavemente para evitar
mortalidade, mas de uma só vez. As garrafas foram colocadas na posição vertical para ser
feita a leitura (número de mosquitos mortos) em cada 15 minutos até 30 minutos. O resultado
y = quantidade de inseticida sobre a superfície do mosquiteiro
37
final foi a soma do número de mosquitos mortos a cada intervalo de 15 minutos, o que foi a
base de cálculo da porcentagem de mortalidade (Figura 23) (CDC, 2008).
Preparação das garrafas
Impregnação das garrafas:
Fase 1: aplicação do inseticida
Fase 2: Homogeinização do inseticida na garrafa
Solução Padrão de inseticida
Inseticida
ug/ml
Inseticida
ug/ml
Inseticida
ug/ml
Inseticida
ug/ml
Controle
Etanol ou
Acetona
38
Fase 3: Evaporação da Acetona ou Etanol
Fase 4: Colocação dos exemplares de mosquitos
Figura 23. Esquema de preparação e das fases de impregnação das garrafas (Fonte: Adaptado
CDC, 2008).
2.3 ANÁLISE DE DADOS
O estado físico dos mosquiteiros foi realizado contando o número de furos, o
tamanho (1, 2 e 3) dos furos por cada lado e localização do maior dano (teto, região superior,
média e inferior). Os resultados da eficácia dos MILD foram analisados com base no
protocolo da Organização Mundial de Saúde (OMS), a eficácia deve ser mortalidade ≥ 80%.
Controle
39
No teste colorimétrico foi analisado a concentração de inseticida deltametrina sobre
a superfície dos MILD, utilizando o software MVHimagePCv8 e Excel para análise das
imagens e cálculo dos dados, respectivamente, conforme metodologia proposta pelo CDC, a
quantidade total de inseticida nos mosquiteiros novos e não utilizado PermaNet 2.0 é de 55
mg/m2 de ± 25%. Procedimentos de padronização feitos pelo laboratório no CDC mostraram
que a quantidade de deltametrina sobre a superfície de um mosquiteiro novo é de 2,47µg (IC
de 95%, 2,29-2,65). Além disso, os testes mostraram que, quando a quantidade de inseticida
na superfície atinge 0,36 µg / amostra, a mortalidade de 80% é observada no bioensaio cone.
A suscetibilidade dos mosquitos anofelinos aos inseticidas foi interpretada de
acordo com a OMS: mortalidade de 98% a 100% indica suscetibilidade, 80% a 97% de
mortalidade sugere a possibilidade de resistência que precisa ser confirmada e mortalidade <
80% sugere resistência (CDC 2008).
Foi utilizado o teste Qui-Quadrado BIOESTAT 5.0 para comparação entre
mortalidade observada no bioensaio de cone e quantidade de inseticida no teste colorimétrico.
2.4 ASPECTOS ÉTICOS
Este projeto não tem como individuo da pesquisa o homem, mas sim os vetores e,
portanto, não foi submetido ao CEP.
40
3. RESULTADOS
3.1 MOSQUITEIROS DE REDE
3.1.1 Integridade Física
Nos 27 mosquiteiros de rede analisados quanto à integridade física foram
encontrados 473 furos (média de 17,52 furos por mosquiteiro), dos quais mais de 61,31%
eram tamanho 1 (< 1 cm) e o lado com maior número de furos foi o B ( 15,64%) que
apresentou uma média de 2,74 furos (Tabela 5). Em 16 MILD foram encontrados 40 falhas
nas costuras entre os painéis, sendo 70% de tamanho 2. Os maiores danos foram na região
superior e inferior (Figura 23). Evidências de reparos nos furos foram encontradas.
Estes resultados mostram que 100% dos mosquiteiros apresentavam algum dano
após três anos de uso.
Figura 24. Número de danos encontrados por região dos MILD.
15
67
20
45
0
20
40
60
80
Região Teto (T) Região Superior (S) Região Média(M) Região Inferior (I)
41
3.1.2 Bioensaio de cone
Os mesmos 27 MILD de rede foram submetidos ao bioensaio de cone utilizando
mosquitos de campo. Em 25 dos 27 MILD a mortalidade foi < 80% e apenas 2 ( > 80%). A
média de mortalidade dos 27 MILD foi de 49%.
Analisando a mortalidade por lado (A, B2, C, D2 e E2), o lado A (54%) apresentou
maior mortalidade seguido do lado D2 e E2 com 49% cada (Figura 25).
Desta forma, os 25 MILD de rede que apresentaram índice de mortalidade inferior a
80% não alcançaram o critério de eficácia, visto que os mosquitos anofelinos expostos não
sofreram a ação dos MILD.
Figura 25. Distribuição da média da mortalidade dos mosquitos anofelinos expostos por cada
lado dos MILD.
3.1.3 Teste colorimétrico
Na análise de retenção de inseticida deltametrina nos 27 MILD de rede foi
encontrada uma média de concentração de 0,5 µg de inseticida por amostra, sendo que 11
MILD estavam com a concentração < 0,36 µg e 16 amostras ≥ 0,36 µg.
Na análise dos lados, o lado E2 apresentou maior concentração de inseticida
(0,61µg) seguido do C (0,54 µg) (Figura 26).
54%
44% 47% 49% 49%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
A B2 C D2 E2
42
Figura 26. Distribuição da média da concentração de inseticida deltametrina por lado dos
MILD rede.
3.1.4 Análise estatística
Os testes de bioensaio de cone e colorimétrico foram comparados utilizando o teste
qui-quadrado. Portanto analisando mortalidade e concentração de inseticida das amostras, os
lados A, B2, C, D2 e E2 apresentaram os seguintes valores de p respectivamente, (p= 0,0648;
p= 0,4311, p= 0,5337, p= 0,0400; p= 0,4376), apenas o lado D2 foi significativo entre a
mortalidade dos mosquitos e concentração de inseticida deltametrina.
3.2 MOSQUITEIROS DE CAMA
3.2.1 Integridade Física
Na avaliação física dos 28 MILD de cama foram encontrados 547 furos (média de
19,54 furos por mosquiteiro), sendo que mais de 65,81% desses furos eram tamanho 1 (< 1
cm) e o lado com maior número de furos foi o lado E (16,27%) que apresentou uma média de
3,17 furos (tabela 6). Em dois MILD de cama foram encontrados três falhas nas costuras entre
os painéis. Os maiores danos foram na região inferior (Figura 27)
Estes resultados mostram que 92,58% dos MILD de cama estavam danificados após três anos
de uso.
0,4780,400
0,5460,479
0,613
0,000
0,100
0,200
0,300
0,400
0,500
0,600
0,700
A B2 C D2 E2
43
Figura 27. Número de danos encontrados por região dos MILD.
3.2.2 Bioensaio de cone
No bioensaio utilizando mosquitos de campo, 28 amostras de MILD de cama foram
analisadas e em 26 MILD a mortalidade foi < 80% e em apenas 2 ( > 80%). A média de
mortalidade das 28 amostras foi de 31%.
Analisando a mortalidade por lado (A, C, D, G e H), o Lado A (média 36%)
apresentou maior mortalidade seguido do lado H com 32%.
Dos 28 MILD de cama analisados, 26 não alcançaram o critério de eficácia, pois, o
índice de mortalidade foi inferior a 80%, isto é, os mosquitos anofelinos não sofreram ação
dos MILD (Figura 28).
Figura 28. Distribuição da média de mortalidade por lado para MILD de cama.
36%
30%25%
31% 32%
0%
10%
20%
30%
40%
A C D G H
315 16
120
0
20
40
60
80
100
120
140
Região Teto (T) Região Superior (S) Região Média (M) Região Inferior (I)
44
3.2.3 Teste colorimétrico
Na análise de retenção de inseticida deltametrina nos 28 MILD de cama foi verificada uma
média de concentração de 0,3 µg de inseticida por mosquiteiro, sendo que 24 MILD
apresentavam concentração < 0,36 µg e 4 amostras ≥ 0,36 µg.
Na análise dos lados, o lado A apresentou maior concentração de 0,4µg de
inseticida seguido do painel D (0,3 µg) (Figura 29).
Figura 29. Distribuição da média da concentração de inseticida por lado para MILD de cama.
3.2.4 Análise estatística
Os testes de bioensaio de cone e colorimétrico foram comparados utilizando o teste
Qui-Quadrado. Portanto, analisando mortalidade e concentração de inseticida das amostras de
mosquiteiros de cama os lados A, C, D, G e H apresentaram os seguintes valores de p, (p=
0,8151; p= 0,4979, p= 0,6532, p= 0,4979; p= 0,7843 respectivamente), o valor de p não foi
significativo entre a mortalidade dos mosquitos e concentração de inseticida deltametrina
presente nas amostras de MILD.
3.2.5 Bioensaio com garrafas
Para avaliação da susceptibilidade dos mosquitos anofelinos aos piretróides, foram
realizados dois testes de Bioensaio de garrafas em Cruzeiro do Sul, apresentando mortalidade
de 98%,indicando suscetibilidade dos anofelinos aos piretróides.
0,413
0,2480,304
0,255 0,262
0,000
0,100
0,200
0,300
0,400
0,500
A C D G H
45
4. DISCUSSÃO
O município de Cruzeiro do Sul vem intensificando medidas de controle de vetores
de malária e entre elas estão a borrifação residual e uso de MILD, que tem o objetivo de
diminuir ou dificultar o contato homem-vetor.
Este estudo avaliou a integridade física, analise química e biológica dos MILD e é o
primeiro a ser realizado no Brasil. Esta avaliação foi realizada após três anos de uso.
Os resultados deste estudo mostram que em três anos de uso 96,36% dos MILD
estavam danificados, porém alguns mosquiteiros ainda apresentavam boas condições físicas
visto que a proporção de furos tamanho 1 (<1,0) foi maior ( 61%), indicando que eles ainda
eram efetivos como barreira física. O tamanho dos furos encontrados nos mosquiteiros é um
ponto relevante na avaliação porque um furo grande (tamanho 2 ou 3) propicia a entrada de
mosquitos sem que os mesmos entrem em contato com o inseticida do MILD, ou seja,
anulando sua ação como barreira física. Já os furos pequenos fazem com que o mosquito sofra
a ação do inseticida do mosquiteiro, o que é o papel deste tipo de estratégia de controle (Wills
et al, 2013). Resultados semelhantes foram encontrados em Gana após 38 meses de uso, pois
52,1% eram furos de 0,5-1,0 cm de diâmetro (Smith et al, 2007). Outro estudo realizado em
Laos e Zanzibar mostrou que 40% e 68% respectivamente dos MILD estavam danificados
após três anos de uso (Shirayama et al, 2007; Haji et al, 2013).
Nos mosquiteiros de rede os maiores danos foram localizados na região superior e
inferior. Na região superior, os danos são explicados pelo hábito de colocar nas laterais
superiores dos MILD uma “vara” (bastão de madeira bruta) para que os mosquiteiros fiquem
bem esticados e assim ocasionando rasgões na superfície. Quanto à região inferior é por ser o
local de maior manipulação e por onde as pessoas entram e saem dos mosquiteiros.
Nos MILD de cama os maiores danos foram registrados na região inferior, e isto é
devido a ser o local de maior contato com o estrado da cama (madeira sem acabamento) que
causa os rasgões. Além disso, as pessoas tem o costume de fazer um nó para guardá-los ou
fixá-los em paredes que possuem geralmente materiais pontiagudos, o que os danificam.
Assim, aproximadamente 37% dos mosquiteiros que apresentavam danos maiores do que
furos tamanho 1 possibilitando o contato homem-vetor, deveriam ter sido substituídos antes
dos 3 anos de uso.
No teste de Bioensaio de cone dos 55 MILD (28 de rede e 27 de cama), ficou
demonstrada a perda de eficácia do inseticida deltametrina contido nos referidos mosquiteiros
46
após 3 anos de uso, pois a mortalidade dos mosquitos expostos foi menor que 80% (média de
mortalidade 40% em 24 horas). Não nos é possível pontuar quando os MILD deixaram de ser
eficazes já que só foi realizada uma única avaliação após substituição dos mosquiteiros. O
ideal seria ter feito avaliações semestrais ou anuais para acompanhar a perda da eficácia do
inseticida com o fim de identificar exatamente o tempo de duração dos mosquiteiros nas
condições em que estão sendo usados pela população e assim planejar as substituições dos
mosquiteiros de forma mais correta e não somente baseados nas informações do fabricante.
Todavia, nos foi possibilitado realizar as análises somente após a retirada dos mesmos, isto é,
após 3 anos. Em estudo realizado em Laos observou-se que há necessidade de substituição
dos mosquiteiros antes dos 3 anos (Haji et al, 2013). Wills et al, (2013) observaram em estudo
realizado na Etiópia que a eficácia dos MILD diminuiu ao longo do tempo. O fabricante dos
MILD utilizados nesta estratégia de controle da malária em Cruzeiro do Sul-AC preconiza a
durabilidade e efetividade de 3 anos, ao que não podemos nos contrapor.
A mortalidade baixa encontrada no bioensaio não é um indicativo de resistência dos
mosquitos anofelinos à deltametrina e sim baixa ação do inseticida, pois os testes de garrafa
que avaliam a resistência dos mosquitos anofelinos a inseticidas realizados no município
mostraram que os mosquitos anofelinos da região são susceptíveis aos piretróides. Diversos
fatores podem reduzir a eficácia dos mosquiteiros, como lavagens frequentes e inadequadas e
a maneira de secar em luz solar direta (Haji et al, 2013). Não podemos inferir qualquer destas
causas para este estudo, visto que não tivemos acesso aos dados quanto aos cuidados da
população com os mosquiteiros. De acordo com os fabricantes a lavagem deve ser suave com
água e sabão e expor a sombra após lavado, nunca expor diretamente ao sol.
Na análise do teste colorimétrico a concentração média encontrada nas amostras de
rede foi de 0,5µg, diferente de cama que foi de 0,3 µg. Apesar disso, não se observou
diferença estatística significativa entre mortalidade no teste de cone para rede ( 49%) e cama
(31%). Assim, os MILD com concentração acima de 0,5µg (valor acima do ponto de corte
0,36µg) não tiveram impacto sobre a mortalidade dos anofelinos. Green et al. , 2009
demonstraram que mosquiteiros utilizados na África contendo menos que 15% da
concentração do inseticida (0,36/2,47) indica que o MILD falhou e por isso é que 0,36µg é
utilizado como ponto de corte. Em contrapartida, no nosso estudo observou-se que dos 16
mosquiteiros de rede em que o valor do teste colorimétrico foi acima de 0,36µg, 14
apresentaram mortalidade inferior a 80% e nos 4 de cama dois falharam. Baseados nestes
47
resultados podemos então levantar a hipótese que o ponto de corte utilizado para África deve
ser diferente do usado para o Brasil porque as espécies de mosquitos anofelinos são diferentes
e o nível de susceptibilidade destes aos inseticidas também. A nossa proposta é que outros
estudos sejam realizados para determinar o ponto de corte para espécies de mosquitos
anofelinos do Brasil, e este provavelmente será maior do que o proposto para a África.
Na análise dos lados (A, B2, C2, D2 e E2) dos MILD de rede, a posição com maior
concentração de inseticida foi E2 (lado superior) e no de cama lado A (lateral superior).
Ambas são posições de pouco contato com as pessoas ou objetos. Mesmo tendo um ou dois
lados com alta concentração de inseticida, isso não classifica o mosquiteiro como boa barreira
química, isto é, que vai realmente agir com inseticida ou repelente e assim impedir ou
diminuir o contato homem-vetor.
Foi observado em estudos na África que os níveis de deltametrina na superfície dos
MILD pode variar de acordo com o período, já que em 6 meses aproximadamente 80%
permaneceu sem diferenças significativas e no período de 12 a 24 meses houve diferenças
significativas entre os lados, sendo as regiões inferior e superior (teto) as de maior exposição
(Green et al, 2013). Quando estes mesmos autores avaliaram a meia vida da deltametrina nos
mosquiteiros, o lado inferior apresentou meia vida de 2,4 meses e o lado lateral superior 5,6, o
que demonstra que a eficácia do inseticida está intimamente relacionada à forma de
manipulação dos MILD, já que na África a população tem o hábito de armazenar os
cobertores no teto dos mosquiteiros, o que justifica a menor concentração encontrada nesta
posição em relação ao lado lateral superior. Quanto ao lado inferior, independente da
população usuária, apresenta menor concentração de inseticida ao longo do tempo por ser a
área de maior manipulação (entrada das pessoas, contato com roupa de cama e com outros
objetos) (Green et al, 2013).
Nosso estudo demonstrou ainda que os resultados do Bioensaio de cones e o teste
colorimétrico se equivalem já que quando comparados para os dois tipos de mosquiteiros
utilizados, não foi encontrada diferença significativa. Este fato mostra que qualquer um dos
dois testes pode ser utilizado na avaliação de durabilidade dos mosquiteiros. Desta forma, será
mais fácil e rápido realizar as análises utilizando somente o teste colorimétrico que é mais
simples e rápido, pois não depende de mosquitos vivos em quantidade suficiente para avaliar
cada mosquiteiro, cerca de 50/ mosquiteiro.
48
Considerando o município de Cruzeiro do Sul, onde, durante o surto de malária,
foram implantadas várias medidas de controle e cujo resultado foi positivo, visto que o
número de casos registrados diminuiu vertiginosamente, e que a estratégia do uso de MILD
também foi positiva cabe a reflexão sobre o recente aumento no número de casos,
principalmente os causados por Plasmodium falciparum. Analisando os resultados da única
medida avaliada, os MILD, vê-se que provavelmente está estratégia não foi efetiva durante os
3 anos conforme preconizava o fabricante e que portanto faz-se necessário o estudo periódico
(semestral ou anual) para que se saiba exatamente a hora de substituir os mosquiteiros e
assim não se perder uma ferramenta importante das estratégias de controle da malária.
Cabe ainda ressaltar que o registro do número de casos de malária vem aumentando
desde 2012 e que o índice de malária causada pelo P. falciparum é preocupante (31,5% até
15/06/2014 – SIVEP – Malária). Neste caso, podemos aventar a hipótese de que os MILD
foram estratégicos no controle da malária enquanto efetivos, já que em 2011 foram
substituídos por outros de formato e fabricante diferentes, o que causou recusa elevada por
parte da população, o que teria eliminado o uso de uma ferramenta de controle, no mínimo
estratégica.
49
5. CONCLUSÃO
Os resultados das análises dos MILD utilizados por 3 anos pela população do
município de Cruzeiro do Sul permite-nos concluir que :
Os mosquiteiros só exerciam a função de barreira física;
O ponto de corte do teste colorimétrico para espécie de mosquito
anofelinos do Brasil deve ser reavaliado e modificado;
O teste colorimétrico é suficiente para analisar a durabilidade dos
mosquiteiros
É patente a necessidade de proceder às análises periodicamente;
A maioria dos mosquiteiros analisados deveriam ter sido substituídos
antes de completar os 3 anos de uso.
Os mosquitos anofelinos são suscetíveis ao piretróide.
50
REFERÊNCIAS BIBLIOGRAFICAS
AYRES, M.; AYRES M.Jr.; AYRES, D.L.; dos SANTOS, A.S. BioEstat 5.0:
Aplicações Estatísticas nas Áreas das Ciências Biológicas e Médicas. Sociedade
Civil Mamirauá/CNPQ. Belém. 2007
BARATA, R.C. Malária no Brasil: panorama epidemiológico na última década. Cad.
Saúde Pública 11(1): 128-136, 1995.
BIOGRAPHIX. http://www.biographix.cz/.Acesso em 24/06/2014.
BRASIL. Ministério da Saúde. Fundação Nacional de Saúde. Diagnóstico e
tratamento no controle da malária. Brasília, 1995.
BRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria de Políticas de Saúde. Fundação Nacional de
Saúde. Ações de Controle de Endemias: Malária MAnual para Agentes
Comunitários de Saúde e Agentes de Controle de Endemias. Brasília, Ministério
da Saúde, 2002.
BRASIL. Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Situação
Epidemiológica da Malária no Brasil, 2008 – Disponível em:
<http://portal.saude.gov.br/portal/arquivos/pdf/folder_malaria_2008_final.pdf.>Ace
sso em 02 de Março de 2012.
BRASIL, Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Programa Nacional
de Prevenção e Controle da Malária – PNCM. Brasília, 2007.
BRASIL. Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Projeto para
prevenção e controle da malária na Amazônia Brasileira. Brasília, 2009a.
BRASIL. Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Guia para Gestão
Local do Controle da Malária : módulo 2 : Controle Vetorial. Brasília, 2009b.
BRASIL. Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Situação
Epidemiológica da Malária na Amazônia. Disponível em:
http://portal.saude.gov.br/portalsaude/arquivos/pdf/2011/Set/05/jarbas_malaria_050
911. pdf.2011. Acesso em: 28/03/2013.
51
BRASIL. Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Disponível em:
<http://portalsaude.saude.gov.br/index.php/o-ministerio/principal/leia-mais-o
ministerio/662-secretaria-svs/vigilancia-de-a-a-z/malaria/11342-descricao-da-
doenca>. Acesso em 16/06/2014.
BRASIL. Ministério da Saúde: Secretaria de Vigilância em Saúde. Boletim
Epidemiológico.44(1) . 2013.
CABRINI, I., ANDRADE, C.F.S. Telas Mosquiteiro Como Fator de Proteção Contra
Picadas de Mosquitos.Ecologia Aplicada- Instituto de Biologia da UNICAMP,
2006.
CENTERS FOR DISEASE CONTROL AND PREVENTION (CDC). Diretriz para
Avaliar a Resistência a Inseticida em Vetores Usando o Bioensaio com Garrafa do
CDC. CDC, 2008.
CONSOLI, R. A. G. B., OLIVEIRA. R. L. Principais Mosquitos de Importância
Sanitária No Brasil. Rio de Janeiro. Editora Fiocruz, 1994.
COSTA, K.M.M., ALMEIDA, W.A.F., MAGALHÃES, I.B., MONTOYA, A.R.,
MOURA, M.S., LACERDA, M.V.G. Malária em Cruzeiro do Sul (Amazônia
Ocidental brasileira): análise da série histórica de 1998 a 2008. Rev. Panam Salud
Publica. 2010.
DEANE, L.M., CAUSEY, O.R., DEANE, M.P. Notas sobre a distribuição e a biologia
dos anofelinos das Regiões Nordestina e Amazônica do Brasil. Revista do Serviço
Especial de Saúde Pública, 1: 1948.
DUTRA,L.H. Epidemiologista. Governo do Acre. Gêrencia de Endemias de Cruzeiro
do Sul. 2014.
FOLHA DE BOA VISTA. <http://www.folhabv.com.br/noticia.php?id=91376> acesso
em 20/03/2013.
FRANÇA, T.C.C., SANTOS, M.G., FIQUEROA-VILLAR, J.D. Malária: Aspectos
Históricos e Quimioterapia. Quim. Nova 31 (5): 1271-1278, 2008.
FLORES-MENDOZA, C., LOURENÇO-DE-OLIVEIRA, R. Bionomics of Anopheles
aquasalis Curry 1932, in Guaraí, state of Rio de Janeiro, southeastern Brazil-I.
52
Seasonal distribution and parity rates. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 91
(3), 1996.
FORATTINI, O P. Culicidologia Médica. São Paulo, Edusp, 2002.
GREEN, M.D., ATIELI, F., AKOGBETO, M., Rapid colorimetric field test to
determine levels of deltamethrin on PermaNet surfaces: association with mosquito
bioactivity. Trop Med Int Health, 2009.
GREEN,M.D., MAYXAY,M.;BEACH,R., PONGVONGSA,T., PHOMPIDA,S.,
HONGVANTHONG,B.,VANISAVETH,V.,NEWTON,P.N.,VIZCANO,L.,SWAM
IDOSS.I. Evaluation of a rapid colorimetric field test to assess the effective life of
long-lasting insecticide-treated mosquito nets in the Lao PDR. Malaria journal,
2013.
GOMES,A.,P.,VITORINO,R.R.,COSTA,A.P.,MENDONÇA,E.G.,OLIVEIRA,M.G..A.
;SIGUEIRA-BATISTA,R. Malária grave por Plasmodium falciparum. Revista
Brasileira de Terapia Intensiva 23 (3), 2011.
HARBACH, R.E., RATTANARITHIKUL, R., HARRISON, B.A. Baimaia, a new
subgenus for Anopheles kyondawensis Abraham, a unique crabhole-
breedinganopheline in Southeastern Asia. Proceedings of the Entomological
Society of Washington 107: 750-761, 2005.
HAJI,K.A.,KHATIB,B.O.,SHITH,S.,ALI,A.S.,DEVINE,G.J.,COETZEE,M.,MAJAMB
ERE,S. Challenges for malaria elimination in Zanzibar: pyrethroid resistance in
malaria vectors and poor performance of long-lasting insecticide nets. Parasites &
Vectors, 2013.
INSTITUTO BRASILEIRO DE GEOGRAFIA E ESTATÍSTICA (IBGE). Disponível
em:<http://www.cidades.ibge.gov.br/xtras/perfil.php?lang=&codmun=120020&sea
rch=acre|cruzeiro-do-sul >Acesso em: 24/06/2014.2013.
INSTITUTO EVANDRO CHAGAS (IEC). Ministério da Saúde: Secretaria de
Vigilância em Saúde. Acervo de imagens. 2012.
ITOH, T., KURIHARA T. Efficacy of permethrin- and cyphenothrin-impregnated
nettings against Culex pipiens pallens.J Am Mosq Control Assoc. 1992.
53
KISZEWKSI, A., MELLINGER, A., SPIELMAN, A., MALANEY, P. A. Global Index
of the Stability of Malaria Transmission. American Journal of Tropical Medicine
and Hygiene, 70: 486-498, 2004.
JARUDE, R., TRINDADE, R., TAVARES-NETO, J. Malária em Grávidas de uma
Maternidade Pública de Rio Branco (Acre, Brasil). RBGO 25 (3), 2003.
LEE, K.S., COX-SINGH, J., BROOKE, G., MATUSOP, A., SINGH, B. Plasmodium
knowlesi from archival blood films: Further evidence that human infections are
widely distributed and not newly emergent in Malaysian Borneo. Int J Parasitol.
39 (10): 1125–1128, 2009.
MOTOKI, M.T., WILKERSON, R.C., SALLUM, M.A.M. The Anopheles albitarsis
complex with the recognition of Anopheles oryzalimnetes Wilkerson and Motoki, n.
sp. and Anopheles janconnae Wilkerson and Sallum, n. sp. (Diptera: Culicidae).
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, 104 (6): 823-850, 2009.
OLYSETNET.<http://www.sumivector.com/sites/default/files/sitecontent/pdf/OlysetNe
t_Technical_Brochure_Jan_2013_ENG.pdf>, 2012.
OLIVEIRA-FILHO, A.B., MARTINELLI, J. M. Casos notificados de malária no
Estado do Pará, Amazônia Brasileira, de 1998 a 2006. Epidemiol. Serv. Saúde
18 (3), 2009.
OLIVEIRA-FERREIRA, J.,LACERDA, M.V.G.,BRASIL,P.,LADISLAU,
J.L.B.,TAUIL,P.L.,DANIEL-RIBEIRO, C.T. Malária in Brazil: in Overview.
Malaria Journal 9, 2010.
PARISE, E.V., DE ARAÚJO, G.C., PINHEIRO, R.T. Análise espacial e determinação
de áreas prioritárias para o controle da malária, no Estado no Tocantins, 2003-2008.
Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 44(1): 63-69, 2011.
PORTAL AMAZÔNIA. Disponível em: <http://www.portalamazonia.com.br/editoria/
atualidades/mais-de-20-mil-mosquiteiros-para-prevencao-da-malaria-no-interior-
do-am/>Acesso em: 24/06/2014.
54
REBELO, J.M.M., MORAES, J.L.P., ALVES, G.A., LEONARDO, F.S., ROCHA,
R.V., MENDES, W.A., COSTA, E., CÂMARA, L.E.M.B., SILVA, M.J.A.,
PEREIRA, Y.N.O., MENDONÇA, J.A.C. Distribuição das espécies do gênero
Anopheles (Diptera:Culicidae) no estado do Maranhão, Brasil. Cadernos de Saúde
Pública, 23 (12): 2959-2971, 2007.
REY, L. Bases da Parasitologia Medica. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1992.
RUIZLOPEZ,F.,WILKERSON,R.C.,CONN,J.E.,MACKEON,S.N.,QUIÑONES,M.L.,P
ÓVOA,M.M.,LINTONL,Y.M. DNA barcoding reveals both known and novel taxa
in the Albitarsis Group (Anopheles: Nyssorhynchus) of Neotropical malaria vectors.
Parasites & Vectors, 2012.
SALLUM, M. A. S., SCHULTZ, T. R., WILKERSON, R. C. Phylogeny of
Anophelinae (Diptera: Culicidae) based on morphological characters. Annals of
Entomology Society of America 93 (4): 1-31, 2000.
SANTOS, J.B., DOS SANTOS, F., MARSDEN, P., TOSTA, C.E., ANDRADE,
A.L.S.S, MACÊDO,V. Ação De Mosquiteiros Impregnados Com Deltametrina
Sobre A Morbidade Da Malária Em Uma Área Da Amazônia Brasileira. Revista da
Sociedade Brasileira de Medicina Tropical, 1998.
SANTOS, J.B., DOS SANTOS, F., MACÊDO, V. Variação da densidade Anofélica
com o uso de mosquiteiros impregnados com deltametrina em uma área endêmica
se malária na Amazônia Brasileira. Caderno de Saúde Pública. 1999.
SANTOS,R.L.C.;FAYAL,A.S.;AGUIAR,E.F.;VIEIRA,D.B.R.;PÓVOA,M.M.
Avaliação do efeito residual de piretróides sobre anofelinos da Amazônia brasileira.
Rev. Saúde Pública vol.41 no.2 São Paulo. 2007.
SANTOS, I.G., SILVA, R.S.U. Malária autóctone no Município de Rio Branco, Estado
do Acre, Brasil, no período de 2003 a 2010. Revista Pan-Amazônica de Saude 2
(4), 2011.
SIVEP-MALÁRIA. Disponível em: <http:/www.saude.gov.br/sivep_malaria. Acesso
em 20/12/ 2012 e 07/04/14.
55
SMITH,S.C.,JOSHI,U.B.,GRABOWSKY,M.,SELANIKIO,J.,NOBIYA,T.,AAPORE,T.
Evaluation of bednets after 38 months of household use in northwest Ghana. The
American Society of Tropical Medicine, 2007.
SHIRAYAMA, Y.; PHOMPIDA, S.; KUROIWA, C.; MIYOSHI, M.; OKUMURA,
J.;KOBAYASHI, J. Maintenance behaviour and long-lasting insecticide-treated
nets (LLITNs) previously introduced into Bourapar district, Khammouane
province, Lao PDR. Pub Health 2007.
TAUIL,P.L. Perspectivas de controle de doenças transmitidas por vetores
no Brasil. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 39 (3): 2006.
WILLS,A.B.,SMITH,S.,ANSHEBO,G.Y.,GRAVES,P.M.,ENDESHAW,E.,SHARGIE,
E.B.,DAMTE,M.,GEBRE,T.,MOSHER,A.W.,PATTERSON,A.E.,TESEMA,Y.B.,
RICHARDS,F.O.,EMERSON,P.M. Physical durability of PermaNet 2.0 long-
lasting insecticidal nets over three to 32 months of use in Ethiopia. Malaria
journal, 2013.
WORLD HEALTH ORGANIZATION(WHO): Guidelines for Laboratory and Field
Testing of Long- Lasting Insecticidal mosquito Nets. 2005.
WORLD HEALTH ORGANIZATION (WHO). World Malaria Report 2009,
Genebra 2009. Disponível em: <http://www. who.int/malaria/wmr 2008/ malaria
2008>. Acesso em: 13/02/2013.
WORD HEALT ORGANIZATION (WHO). Controle de vetores e resistência a
inseticidas. Disponível em: <http
www.who.int/malaria/areas/vector_control/en/&prev=search 2013>,Acesso em:
17/01/2015.2013a
WORD HEALTH ORGANIZATION (WHO): World Healt Report 2013, Search for
universal health coverage. Disponível em:<http:www.who.int/iris/bitstream/10
665/85761/26/9789248564598_por.pdf - 1544k> Acesso em: 12/06/2014,2013b
WORLD HEALTH ORGANIZATION (WHO): Programmes And Projects
.Disponívelem,<http://www.who.int/malaria/vector_control/itm/es/index.html>.
Acesso em: 10/03/ 2012.
56
Anexo 1
Formulário de registro de dados para avaliação da condição física do MILD
Investigador: Ficha:
Código mosquiteiro
Tamanho dos buracosb
A a B C D E F G H I
1
2
3
Costura-1c
Costura-2
Costura-3
Maior danod
1
2
3
Costura-1
Costura-2
Costura-3
Maior dano
1
2
3
Costura-1
Costura-2
Costura-3
Maior dano
1
2
3
Costura-1
Costura-2
Costura-3
Maior dano
57
Anexo 2
Bioensaio de cone da WHO – Ficha de registro de dados para monitoramento de
MILD
Código de MILD
Espécie de mosquitos
Ficha Cepa de mosquitos
Temperatura (°C):
Idade de mosquitos
Umidade relativa (%):
Investigador
Painel de mosquiteiro
Amostra Hora do
Teste
Numero de mosquitos Porcentagem
de mortalidade
No. Expostos
KD 60min 24 horas
Vivos Mortos
A 1
B
1
2
3
C 1
D
1
2
3
E 1
2
58
Anexo 3
Tabela 1:Exemplo de planilha eletrônica e os dados que mostram duas medidas pixel
vermelho por poço.
Vermelho
de pixel 0µg 0.5µg 1µg 2µg
Controle 37.7 18.8 17.8 2.8
36.8 22.5 16.4 3.3
Net 1 Net 2
Groove 1 Groove 2 Groove 1 Groove 2
Posição A 39.9 21.6 4.4 2.9
39.6 18.4 7.3 2.9
Posição B 25.1 33.3 4.5 19.7
24.7 33.4 16 19.4
Posição C 33 29 17.5 15.8
32.7 29.7 18.3 12.5
Posição D 10.6 15.3 17.8 14.1
16.1 17.1 22.8 14.5
Posição E 23.2 8 24.2 23.4
22.7 10.1 23.5 25.2
59
Anexo 4
Tabela 2: Média pixels vermelho e registrar resultados médios para os discos de
calibração.
make this
calculations.
Control
0 µg 0.5 µg 1 µg 2 µg
Media=(AVG) 37.25 20.65 17.1 3.05
Log AVG 1.57 1.31 1.23 0.48
60
ANEXO 5
Tabela 3: Resultados de interceptação, inclinação, e R2.
Parâmetros Valor Fórmula
Y-int 1.6118383 =INTERCEPT ((Log AVG), Control))
Slope -0.53434 =SLOPE ((Log AVG),(Control))
R2 0.954147 =R
2((Log AVG), (control))
Tabela 4: Resultados de Média e Log mg / amostra de deltametrina para duas redes.
Posição Net 1 Net 2
AVG Log AVG µg/ sample AVG Log AVG µg/ sample
A 29.875 1.475308 0.267760485 4.375 0.640978 1.829181876
B 29.1 1.463893 0.289123148 14.9 1.173186 0.833171391
C 31.1 1.49276 0.235098741 23.625 1.373372 0.458530599
D 14.775 1.169527 0.840018677 17.3 1.238046 0.711788304
E 16 1.20412 0.775279943 24.075 1.381566 0.443194897
61
ANEXO 6
Tabela 5. Resultado dos números de furos por lado e seus respectivos tamanhos (1, 2 e 3) para MILD de rede.
1 0 0 0 0 0 1 6 0 0 0 1 2 0 0 1 0 0 7 1 1 0 2 0 1 2 1 0
2 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 2 2 0 0 0 0 1 0 1 0 3 0 0 0 5 2 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0
1 1 0 5 0 0 0 0 0 0 0 1 0 3 0 11 1 1 1 0 1 3 3 0 0 2 3 0
2 0 0 0 0 0 1 2 0 0 0 1 0 0 0 8 0 0 0 3 0 2 10 0 0 0 6 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0 0 0 1 0 0 0 0 0
1 2 0 4 0 0 0 6 0 0 0 3 0 0 0 8 2 0 0 0 0 4 4 0 0 0 1 0
2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 5 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 4 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0
1 0 0 2 0 1 0 1 0 0 0 1 0 4 0 7 0 0 3 0 1 0 0 0 0 5 1 0
2 2 0 0 0 0 0 0 0 2 2 0 1 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 0 0 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1 1 0 1 0 0 0 0 0 0 0 3 4 2 1 6 1 4 2 0 3 4 1 0 1 3 5 0
2 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 1 0 0 1 1 0 0 1 2 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0
1 1 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 2 5 0 2 0 1 3 0 0 2 4 0 0 1 2 0
2 0 0 2 0 0 0 1 0 0 0 0 1 1 0 1 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 7 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 4 0
1 1 0 1 0 0 0 2 0 0 0 2 0 0 0 8 0 1 3 0 0 0 1 0 0 1 0 2
2 1 0 4 0 0 0 2 0 0 0 2 0 0 0 2 0 0 1 0 0 1 1 0 1 3 2 0
3 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 4 0
1 0 0 2 0 0 0 2 0 0 0 2 0 2 0 0 1 0 6 9 O 0 1 0 0 3 4 0
2 2 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 2 0 0 0 5 O 0 0 0 0 1 0 1
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 O 0 0 0 0 0 1 0
1 1 3 0 0 4 0 0 9 0 1 1 0 0
2 1 0 2 0 2 0 0 0 0 0 2 0 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
1 4 0 3 0 1 0 1 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 2 1 0 5 5 1 0 0 4 0
2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 1 0 1 0 0 0 0 10 2 0 0 0 0 0
3 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 2 0 0 0 0 1 0
473
TOTAL MÉDIA
17,52
MÉDIA
0,96
1,89
RESULTADOS
1,59
1,85
1,70
SOMA TOTAL
45
74
1,67
2,74
1,81
1,33
1,96
MOSQUITEIROS
46
7R 8R 9R 16R 17R 24R18R12R
49
36
53
43
50
51
26
27R1R 2R 25R 26R13R 14R 15R11R 19R 20R 21R 22R 23R
G
H
I
TOPO
10RTAMANHO DE FURO
POR LADO4R 5R 6R
E
F
A
B
C
D
3R
1R a 27R referem-se aos códigos de identificação dos mosquiteiros de rede
62
ANEXO 7
Tabela 6: Resultado dos números de furos por lado e seus respectivos tamanhos (1, 2 e 3) para MILD de cama.
1 2 0 0 0 0 4 1 0 2 6 0 0 2 0 3 0 2 0 0 0 0 0 0 0 2 0 3 2
2 0 2 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 1 1 2
3 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 0 1 2
1 0 0 0 1 0 0 0 0 0 4 0 1 0 2 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 5 0 7 0
2 1 3 0 1 0 0 0 0 0 4 0 0 3 2 1 0 0 1 0 0 1 0 1 0 0 0 3 2
3 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 0
1 2 1 0 0 0 0 1 0 0 7 0 2 5 4 11 0 0 2 0 0 3 1 1 0 3 0 5 1
2 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 0 0 1 0 0 0 0 2 0 2 0 3 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0
1 3 0 0 0 0 2 2 0 0 2 0 3 3 1 5 0 9 1 0 7 4 1 2 0 1 0 4 1
2 3 1 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 1 2
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 1 3
1 0 5 0 0 0 0 4 0 2 5 3 2 2 7 7 0 5 2 1 1 2 0 2 0 2 0 12 0
2 0 3 2 0 0 2 1 0 0 2 0 1 1 1 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 8 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1
1 0 4 0 0 0 5 0 0 0 4 0 1 5 0 2 0 12 0 0 0 1 1 2 0 0 1 4 5
2 0 0 0 0 0 1 0 0 0 2 0 0 0 1 0 1 0 0 0 0 1 2 0 0 1 0 0 0
3 1 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1
1 5 6 2 0 0 0 0 1 1 0 0 1 3 1 3 0 0 0 0 2 4 0 1 0 0 0 2 2
2 1 2 0 0 0 1 1 0 1 1 0 0 1 4 0 0 0 1 0 0 1 3 0 0 0 0 0 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 3 0 0 1 0 0 0
1 1 2 0 0 0 3 0 0 1 9 0 0 0 0 0 0 3 0 0 0 0 2 0 0 3 0 4 2
2 0 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 4 0 0 0 1 1 0 0 0 0 3 6
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1
1 3 0 0 0 1 0 0 8 0 3 0 3 0 3 0 1 1 0 6 0
2 3 0 0 0 0 0 0 0 0 4 2 0 0 1 1 0 0 0 1 4
3 1 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2
1 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2
2 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
TOTAL
547
MÉDIA
19,54
RESULTADOS
MÉDIA
1,68
1,79
2,36
47
2,54
3,18
2,14
2,04
1,89
1,75
0,18
G
H
I
TOPO
10CTAMANHO DE FURO
POR LADO4C 5C 6C
E
F
A
B
C
D
12C3C 28C1C 2C 25C 26C13C 14C 15C11C 19C 20C 21C 22C 23C18C
66
71
89
60
57
5
49
50
SOMA TOTAL
MOSQUITEIROS
53
7C 8C 9C 16C 17C 24C 27C
1C a 28C referem-se aos códigos de identificação dos mosquiteiros de Cama