UNIVERSIDADE FEDERAL DE OURO PRETO

INSTITUTO DE CIÊNCIAS EXATAS E BIOLÓGICAS

DEPARTAMENTO DE BIODIVERSIDADE, EVOLUÇÃO E MEIO AMBIENTE

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ECOLOGIA DE BIOMAS TROPICAIS

DISSERTAÇÃO DE MESTRADO

Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais

ORIENTADA: Vanessa Ferreira de Souza

ORIENTADORA: Eneida Maria Eskinazi Sant’Anna

COORIENTADORA: Marina do Vale Beirão

Ouro Preto – MG

Setembro / 2019

UNIVERSIDADE FEDERAL DE OURO PRETO

INSTITUTO DE CIÊNCIAS EXATAS E BIOLÓGICAS

DEPARTAMENTO DE BIODIVERSIDADE, EVOLUÇÃO E MEIO AMBIENTE

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ECOLOGIA DE BIOMAS TROPICAIS

Vanessa Ferreira de Souza

Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais

Dissertação apresentada ao Programa

de Pós-Graduação em Ecologia de

Biomas Tropicais da Universidade

Federal de Ouro Preto como requisito

parcial à obtenção do título de

Mestre.

Orientadora: Eneida Maria Eskinazi

Sant’Anna

Coorientadora: Marina do Vale

Beirão

Ouro Preto – MG

Setembro / 2019

Catalogação: www.sisbin.ufop.br

S895d Souza, Vanessa Ferreira de . Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais [manuscrito] / Vanessa Ferreira de Souza. - 2019. 63f.: il.: color; grafs; tabs; mapas.

Orientadora: Profª. Drª. Eneida Maria Eskinazi Sant\'Anna. Coorientadora: Profª. Drª. Marina do Vale Beirão.

Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal de Ouro Preto. Instituto deCiências Exatas e Biológicas. Departamento de Biodiversidade, Evolução e MeioAmbiente. Programa de Pós-Graduação em Ecologia de Biomas Tropicais . Área de Concentração: Evolução e Funcionamento de Ecossistemas.

1. Bacias hidrográficas. 2. Lagoas. 3. Organismos aquáticos. 4.Biodiversidade - Conservação. I. Sant\'Anna, Eneida Maria Eskinazi . II. Beirão,Marina do Vale . III. Universidade Federal de Ouro Preto. IV. Titulo.

CDU: 556.51(815.1)

Agradecimentos

Agradeço à minha orientadora, professora Eneida M. Eskinazi Sant’Anna, por confiar em

meu trabalho e por todas as orientações para melhorar o projeto.

Agradeço à minha coorientadora, Marina do Vale Beirão, exemplo de caráter e

profissionalismo, não tenho palavras para agradecer toda atenção e dedicação com as

análises e comigo. Agradeço também à Edissa e à Gleice pela amizade e por toda a

contribuição no texto, nas figuras e nos mapas. À equipe LAECO, às amigas de casa e de

Ouro Preto, aos colegas do Biomas, à minha família por sempre me apoiarem

independente do meu trajeto. Obrigada por compreenderem a minha ausência. Com

certeza o processo da academia ficou mais leve com a presença de vocês. Ninguém solta

a mão de ninguém. Agradeço a CAPES e à UFOP pela concessão da bolsa de estudos.

Agradeço ao Programa de Pós-Graduação de Biomas Tropicais, ao secretário Rubens

Modesto e aos professores por contribuírem com todo o conhecimento adquirido.

SUMÁRIO

Resumo 1

Abstract 2

1 Introdução 4

2 Objetivo 7

3 Metodologia 7

Base de dados 7

Análises estatísticas 9

4 Resultados 10

I Bacias Hidrográficas 12

II Tipos de corpos d’água 14

III Altitude 15

IV Hidroperíodo (Lagos e Lagoas) 17

V Decomposição da Diversidade Beta 18

5 Discussão 18

6 Conclusão 23

Referências 23

Material Suplementar 28

Relação de estações amostrais 31

Lista de espécies 36

LISTA DE FIGURAS

Figura 1 – Localização dos corpos d’água em estudo no estado de Minas Gerais. As bacias

hidrográficas estão representadas no gradiente de cores e os tipos de corpos d’água estão

representados por símbolos. ............................................................................................. 8

Figura 2 - Distribuição dos grupos zooplanctônicos nas bacias hidrográficas de Minas

Gerais. ............................................................................................................................. 11

Figura 3 – Curva de acúmulo / rarefação de espécies. ................................................... 11

Figura 4 - Riqueza de espécies zooplanctônicas em relação às bacias hidrográficas de

Minas Gerais. As barras representam o intervalo de confiança. .................................... 12

Figura 5 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às bacias

hidrográficas de Minas Gerais. ....................................................................................... 13

Figura 6 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem:

(α) diversidade dos pontos, (β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as

bacias hidrográficas. ....................................................................................................... 13

Figura 7 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação aos tipos de corpos

d'água. ............................................................................................................................. 14

Figura 8 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem:

(α) diversidade dos pontos, (β1) diversidade entre os 133 pontos, (β2) diversidade entre

os tipos de corpos d’água. .............................................................................................. 15

Figura 9 - Riqueza do zooplâncton nas duas categorias de altitude estudadas. As barras

representam o intervalo de confiança ............................................................................. 15

Figura 10 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de

altitude. ........................................................................................................................... 16

Figura 11 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem:

(α) diversidade dos pontos, (β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as

categorias de altitude. ..................................................................................................... 17

Figura 12 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de

hidroperíodo de lagos e lagoas do estado de Minas Gerais. ........................................... 17

LISTA DE TABELAS – Material Suplementar

Tabela 1 - Publicações analisadas para registro de espécies zooplanctônicas. .............. 28

Tabela 2 - Relação de estações amostrais ....................................................................... 31

Tabela 3 - Lista de espécies de Protozoa ........................................................................ 36

Tabela 4 - Lista de espécies de Rotifera ......................................................................... 42

Tabela 5 - Lista de espécies de Cladocera ...................................................................... 55

Tabela 6 - Lista de espécies de Copepoda ...................................................................... 61

1

Diversidade do zooplâncton entre hábitats aquáticos de Minas Gerais

Resumo

Estudos de padrões ecológicos e diversidade β da comunidade zooplanctônica podem ser

fundamentais para a compreensão dos padrões de organização dos ecossistemas

aquáticos. A organização das comunidades zooplanctônicas responde a vários aspectos

dos habitats aquáticos, incluindo conectividade, distúrbios, origem e localização

geográfica do corpo d’água. Neste estudo foram utilizados dados publicados sobre a

comunidade zooplanctônica das principais bacias hidrográficas do estado de Minas

Gerais (MG, Brasil). Foram analisados 31 trabalhos científicos publicados entre os anos

de 2005 e 2019 e a riqueza, a composição e a diversidade beta da comunidade

zooplanctônica foram avaliadas para quatro variáveis: (I) bacias hidrográficas (variação

espacial); (II) tipo de corpo d’água (lagos, lagoas, reservatórios e rios); (III) altitude

(menor que 800 m.a.n.m. – baixa – ou maior que 800 m.a.n.m. - alta); e (IV) hidroperíodo

(permanente ou temporário). Espera-se que a riqueza, a composição e a contribuição da

diversidade beta de zooplâncton de MG podem modificar em relação à todas as variáveis

testadas, e que a diversidade β que contribui mais para a diversidade γ. Houve forte

influência do efeito espacial sobre a diversidade zooplanctônica, em que sistemas fluviais

representaram o tipo de corpo d’água com maior heterogeneidade na comunidade

zooplanctônica, acumulando mais espécies que lagos, lagoas e reservatórios. Foi

detectada também maior agregação da riqueza em ambientes categorizados como de

baixa altitude, com 70,37% mais espécies que de altas altitudes, considerando que houve

um esforço amostral de 74,14% para ambientes considerados de baixas altitudes, e apenas

25,86% de alta altitude. Os resultados indicaram que as bacias hidrográficas do Rio Doce,

Rio Grande e Rio Pardo contribuem de forma decisiva para a diversidade beta do

zooplâncton. O hidroperíodo não representou influência significativa na riqueza,

considerando um esforço amostral de 88,8% para ambientes permanentes e apenas 11,2%

para ambientes temporários. As análises para diversidade beta mostraram que todas as

variáveis contribuíram significativamente para a diversidade γ. O tipo de corpo d’água

contribuiu com 50%, a altitude com 29%, o hidroperíodo com 35%, e as bacias

hidrográficas exerceram a maior contribuição: 61% da diversidade γ. A decomposição da

diversidade beta sugeriu que 97% dos dados da diversidade beta são impulsionados por

2

turnover, enquanto apenas 3% são por aninhamento, reforçando a importância da

conservação de ambientes repositórios de espécies. Os resultados obtidos indicam a forte

influência do efeito espacial sobre a diversidade zooplanctônica, e também para a

necessidade de um maior esforço amostral em bacias hidrográficas pouco estudadas, em

ambientes de altitude e temporários, os quais desempenham importantes papeis na

estruturação da comunidade zooplanctônica de MG. Essas observações foram

corroboradas pela análise de acumulação de espécies, que indica claramente a

necessidade de mais pesquisas em bacias ainda muito pouco consideradas nos estudos da

diversidade zooplanctônica em Minas Gerais, a despeito de sua importância estratégica

para a biodiversidade aquática e desenvolvimento sócio-econômico do estado.

Palavras-chave: bacia hidrográfica, lagoas, zooplâncton, diversidade beta, conservação

Abstract

Studies of ecological patterns and β diversity of zooplankton community may be

fundamental to understand the patterns of aquatic ecosystems’ organization. The

organization of zooplankton communities react to many aspects of aquatic habitats,

including connectivity, disturbance, origin and geographical location of the water body.

In this study we used published data about the zooplankton community of the main

watersheds of Minas Gerais (MG, Brazil). Thirty-one scientific papers published between

2005 and 2019 were analyzed, and the richness, composition and β diversity were

evaluated for four variables: (I) watersheds (spatial variation); (II) type of water body

(lake, shallow lakes, reservoirs and rivers); (III) altitude (less than 800 m.a.n.m. - low -

or greater than 800 m.a.n.m. - high); and (IV) hydroperiod (permanent or temporary). It

is expected that the richness, the composition and the β diversity contribution of MG

zooplankton may change in relation to all tested variables and that the β diversity

contributes most to the γ diversity. There was a strong influence of the spatial effect on

the zooplankton diversity where river systems represented the water body with higher

heterogeneity on the zooplankton community accumulating more species than lakes,

shallow lakes and reservoirs. Greater aggregation of richness was also detected in low-

altitude environments with 70,37% more species than at high altitudes, considering that

there was a 74,14% sampling effort at low-altitude environments, and only 25,86% of

species at high altitude. The results indicated that the Rio Doce, Rio Grande and Rio

Pardo watersheds contribute decisively to the β diversity of zooplankton. The hydroperiod

3

did not represent significant influence on richness, considering a sample effort of 88,8%

of permanent and only 11,2% of temporary environments. The analysis of β diversity

showed that all variables contributed significantly to γ diversity. The type of water body

contributed to 50%, the altitude to 29%, the hydroperiod to 35%, and the watersheds

showed the largest contribution: 61% of the diversity γ. The β diversity decomposition

suggested that 97% of data were explained by turnover while only 3% were explained by

nesting reinforcing the importance of the species repository environments conservation.

The obtained results indicate the strong influence of the spatial effect on zooplankton

diversity also the need of greater researches effort in zooplankton communities at short

studied watersheds, as well as at high altitude and temporary environments, which play

important roles structuring the zooplankton community of MG. These observations were

corroborated by the analysis of species accumulation, which clearly indicates the need for

further researches in basins yet shortly considered in zooplankton diversity studies in

Minas Gerais although their strategic importance for aquatic biodiversity and

socioeconomic development of this State.

Keyword: watershed, zooplankton, beta diversity, conservation

4

1 Introdução

O estado de Minas Gerais é o principal divisor de águas das bacias hidrográficas

brasileiras. Ao Sul e Sudoeste do estado nascem respectivamente os Rios Grande,

Paranaíba e São Francisco, os quais integram com as principais bacias hidrográficas e

apresentam distintas potencialidades hídricas (COPASA, 2019). As bacias hidrográficas

de Minas Gerais são grandes áreas que compreendem um ou mais sistemas de água doce,

associados a um conjunto distinto de espécies e comunidades naturais de água doce

(Dinerstein et al., 1995). O sucesso da colonização dos invertebrados aquáticos é

demonstrado pela diversidade e abundância, por sua ampla distribuição e pela capacidade

de exploração de diferentes tipos de refúgios (Merritt e Cummnis, 1996).

O estado compreende os biomas da Caatinga (2%), Mata atlântica (41%) e Cerrado

(57%). O Cerrado, maior bioma do estado, encontra-se em sua maioria nas Bacias

Paranaíba e São Francisco e possui estações chuvosas e secas bem definidas, além de

abrigar espécies com características evolutivas, que apresentam tolerância às condições

abióticas extremas. A Mata Atlântica, segundo maior bioma, está predominantemente na

região hidrográfica do Atlântico Leste e se caracteriza pela grande densidade de

vegetação e alto volume de chuva, sendo encontrados organismos vegetais que possuem

sua morfologia propícia para formação de micro-habitats aquáticos, como bromélias e

liquens. A Caatinga situa-se no norte de Minas, com ocorrência na Bacia do Rio São

Francisco e abriga muitas espécies endêmicas (IEF, 2019). O uso dos recursos hídricos

no estado está diretamente relacionado à economia nacional, devido ao posicionamento

estratégico dos corpos d’água, facilitando sua exploração, e também devido à correlação

que Minas tem com outros estados que fazem fronteira.

Com tamanha potência hídrica, o estado é alvo de diferentes estudos voltados para a

qualidade aquática, reunindo uma vasta base de dados – como de espécies de

comunidades aquáticas e outras informações pertinentes ao ambiente em que se

encontram – podem ser agrupados e combinados, sintetizando toda a base de dados em

um só lugar. A revisão sistemática é uma maneira de integrar as informações existentes,

onde os dados podem ser quantitativamente combinados através de métodos estatísticos

(Hedges et al., 1999). Os trabalhos de síntese são de suma importância, facilitando a

interpretação do conjunto dos dados, atuando como uma ferramenta objetiva para

sumarizar as evidências e informações de diversidade, por exemplo (Ferreira et al., 2015),

5

sendo possível realizar diversas abordagens ecológicas que geram informações relevantes

para a criação de estratégias de conservação da biodiversidade.

A conservação da biodiversidade aquática é dificultada pela organização geográfica dos

corpos d’água, pelos receptores dos efluentes provenientes de atividades antrópicas, e

também por ser um recurso não renovável (Clarke, 2015). O desafio da proteção e

conservação da biodiversidade da água doce torna-se maior quando consideramos que

pode haver influência da rede de drenagem à montante, da área circundante, da zona

ribeirinha, e pelas vertentes à jusante – em caso de fauna aquática migratória (Dudgeon,

et al., 2006), podendo refletir diretamente na composição da fauna da comunidade de

invertebrados, como a comunidade zooplanctônica.

Uma forma de acessar a diversidade biológica aquática é através da partição das

diversidades em três componentes: diversidade alfa (α), diversidade beta (β) e a

diversidade gama (γ) (Whittaker, 1960). A diversidade α corresponde à diversidade local

(em um mesmo habitat), β corresponde à diferença de diversidade entre os locais e a γ

corresponde a um conjunto de diversidade (regional), ou em uma mesma paisagem

(Magurran, 2004). Os componentes da diversidade são abordagens fundamentais ao

entendimento de determinados processos ecológicos, como os padrões espaciais de

distribuição das comunidades.

Além de ser usada para avaliar a relação entre as diversidades locais e regionais, a

diversidade beta também pode indicar o grau de diferenciação entre as comunidades

biológicas (Baselga, 2010), refletindo fenômenos de aninhamento e turnover derivados

de processos de perda e substituição de espécies, respectivamente (Harrison et al., 1992;

Baselga et al., 2007). Essa avaliação pode ser realizada através de medidas de

similaridade, que se tornaram importantes mecanismos para o estudo da diversidade β,

podendo se utilizar de dados de abundância ou dados de presença e ausência (Barwell et

al., 2015). Os estudos de diversidade β com invertebrados aquáticos, como a comunidade

zooplanctônica, podem ser fundamentais para a compreensão dos padrões de organização

dos ecossistemas aquáticos (Frisch et al., 2012; Suurkuukka et al., 2012; Lopes et al.,

2014).

Os invertebrados aquáticos são capazes de responder rapidamente às perturbações,

exercendo papel de suma importância na estrutura dos ecossistemas. Esses organismos

6

são ainda diretamente afetados pela alteração de determinantes ambientais dos biomas

aquáticos como temperatura, produtividade, profundidade e heterogeneidade ambiental.

A alta diversidade de invertebrados aquáticos é reflexo da heterogeneidade dos habitats,

cuja complexidade possibilita uma maior variação das repostas às alterações ocorridas no

meio (Resh et al., 1996). Esses organismos são capazes de se estabelecer em diferentes

tipos de habitats (Merritt e Cummnis 1996), em ecossistemas que podem variar em

tamanho e profundidade. Além do tipo de corpo d’água, existem vários fatores que podem

influenciar na diversidade de invertebrados aquáticos, como o regime períodos

hidrológicos (hidroperíodo), a altitude do ecossistema e as bacias hidrográficas. Esses

fatores podem afetar os meios de sobrevivência desses organismos, como a

heterogeneidade ambiental, os mecanismos de dispersão e a produtividade no habitat

(Currie, 1991).

Para avaliar essa variação na comunidade dos organismos, o conhecimento dos padrões

da diversidade beta é fundamental para entender os padrões espaciais da distribuição de

comunidades de espécies nos ecossistemas (Baselga, 2010). Alguns estudos já foram

realizados considerando a beta diversidade da comunidade de invertebrados (Anderson et

al., 2006; Angeler, 2013; Tonkin, et al., 2016), e especificamente para o grupo

zooplanctônico (Bonecker, et al., 2013; Lopes et al., 2014; Bozelli et al., 2015), porém

em Minas Gerais não há nenhum estudo de beta diversidade na comunidade

zooplanctônica, destacando a contribuição potencial desta pesquisa.

O presente trabalho buscou investigar como a riqueza, a composição e a diversidade β da

comunidade zooplanctônica pode ser influenciada por fatores como a variação espacial

(bacia hidrográfica e altitude), os tipos de corpos d’água e o hidroperíodo de lagos e

lagoas, a fim de responder as seguintes hipóteses: (I) A diversidade da comunidade

zooplanctônica de MG difere entre bacias hidrográficas. Premissa: Fatores espaciais,

como estruturas e conectividade das bacias hidrográficas, podem funcionar como filtro

ambiental de distribuição de espécies; (II) A diversidade da comunidade zooplanctônica

de MG difere entre diferentes corpos d’água (lagos, lagoas, reservatórios e rios).

Premissa: Lagos e lagoas se diferenciam por área e profundidade, onde as lagoas são

menos profundas, estando sob forte influência das ações heólicas, do sol e predação,

enquanto os reservatórios são considerados ambientes semi-lênticos, com impulos

hidrológicos não-naturais, e os rios são ambientes conectados, permitindo uma maior

7

troca de espécies e dispersão. Todos esses fatores podem interferir na diversidade de

espécies; (III) A diversidade da comunidade zooplanctônica de MG pode variar em

função da altitude (baixa, <800 metros acima do nível do mar (m.a.n.m.) ou alta, >800

m.a.n.m.). Premissa: Ambientes de quota mais elevada tendem a possuir eventos

extremos de intempéries, estando sob forte ação heólica e baixas temperaturas,

diminuindo a heterogeneidade ambiental, enquanto ambientes de cotas mais baixas

tendem a possuir maior heterogeneidade ambiental, o que permite abrigar uma maior

variedade de espécies em relação às cotas mais altas; (IV) O hidroperíodo de lagos e

lagoas pode ser um fator que afeta a estrutura da comunidade zooplanctônica de MG.

Premissa: Ambientes temporários sofrem estresses periódicos, que podem selecionar

espécies que aturam tais estresses, diminuindo a diversidade, em relação aos ambientes

permanentes, cujo hidroperíodo permite uma maior troca de espécies, aumentando a sua

diversidade; e (V) A diversidade β pode contribuir mais para a diversidade γ do que a

alfa. Premissa: Por se tratar de ambientes com características muito distintas, pode haver

uma grande diferença na composição nas diferentes variáveis.

2 Objetivo

O presente estudo buscou identificar se há padrões espaciais entre os habitats aquáticos e

se eles podem exercer influência na distribuição de espécies e na diversidade beta da

comunidade zooplanctônica do estado de Minas Gerais.

3 Metodologia

Base de dados

Esse estudo realizou um levantamento de dados de riqueza da comunidade

zooplanctônica de bacias hidrográficas de Minas Gerais - Brasil, baseando-se em

pesquisas bibliográficas, realizadas em diferentes fontes de informação, incluindo artigos

publicados em periódicos, dissertações, teses e relatórios de monitoramento (Erro! Fonte d

e referência não encontrada.). O levantamento bibliográfico se iniciou com o artigo

“Zooplankton Biodiversity of Minas Gerais State: a Preliminary Synthesis of Present

Knowledge” publicado em 2005 por Eskinazi-Sant’Anna et al., 2005, pois é um estudo

pioneiro na comunidade zooplanctônica de Minas Gerais. Foram analisados ao todo 31

trabalhos publicados entre os anos de 2005 e 2019 que continham levantamento da

comunidade zooplanctônica no estado de Minas Gerais. Após a listagem das espécies

(Tabelas 3, 4, 5 e 6), a nomenclatura foi verificada e atualizada de acordo com Global

8

Biodiversity Information Facility (https://www.gbif.org), Cladóceros do Brasil

(https://cladocera.wordpress.com) e Rotifer World Catalog

(http://rotifera.hausdernatur.at).

Para cada ambiente estudado nas publicações foram catalogadas as espécies

zooplanctônicas, e foram compiladas as seguintes variáveis: (A) bacias hidrográficas; (B)

tipo de corpo d’água: lago, lagoa, reservatório e rio; (C) categorias de altitude: baixa (0 –

800 metros acima do nível do mar - m.a.n.m.) e alta (maior que 801 m.a.n.m.); (D)

hidroperíodo: ambientes permanentes e temporários.

Para a classificação das bacias seguiu-se o critério da Agência Nacional das Águas (ANA;

Figura 1), em que foram trabalhadas seis principais bacias hidrográficas destacadas no

mapa abaixo: (1) Bacia do Rio Doce, (2) Bacia do Rio Grande, (3) Bacia do Rio

Jequitinhonha, (4) Bacia do Rio Paranaíba, (5) Bacia dos Rios Pardo e (6) Bacia do Rio

São Francisco.

Figura 1 – Localização dos corpos d’água em estudo no estado de Minas Gerais. As bacias hidrográficas estão

representadas no gradiente de cores e os tipos de corpos d’água estão representados por símbolos.

Para a classificação das altitudes, foram estabelecidas categorias, onde os ambientes que

se encontram de 0 a 800 m.a.n.m. foram considerados de “baixa” altitude, bem como

aqueles que se estabeleceram em ambientes acima de 800 m.a.n.m. foram considerados

9

de alta altitude. Foram excluídos das análises estatísticas aqueles pontos que não

possuíam informações de altitude.

Para a análise de diversidade em relação ao hidroperíodo (classificado como permanente

ou temporário), foram considerados exclusivamente os ambientes lacustres classificados

como “lago” e “lagoa” – considerados ecossistemas lênticos naturais –, a fim de eliminar

a possibilidade de influência do esforço amostral em ecossistemas lacustres semi-lênticos

e de hidroperíodo permanente, como os reservatórios, bem como os ecossistemas lóticos

e predominantemente permanentes, como os rios.

Para as análises estatísticas, foram retirados organismos com classificação apenas a nível

de ordem ou variações de espécies, mantendo todos os registros no estudo, marcados em

“*” nas tabelas (Tabelas 3 a 6).

A partir dos dados compilados, foi originada uma matriz de contingência (presença e

ausência), utilizada para as análises estatísticas.

Análises estatísticas

Inicialmente, foi realizada uma curva de acumulação de espécies com todos os dados

obtidos na análise das referências com a finalidade de constatar se o conjunto de dados

analisados representava um resultado preciso da riqueza zooplanctônica para o estado de

Minas Gerais, identificado através da significância. Foram calculadas estimativas de

espécies pelos índices Chao 1, Jacknife de 1ª e 2ª ordem e Bootstrap.

Para o estudo da diversidade biológica consideramos os seguintes índices ecológicos:

riqueza, composição, a partição da diversidade por variável e a decomposição do beta

espacial.

Para verificar se a riqueza zooplanctônica foi influenciada pelos preditores selecionados,

foram montados modelos lineares generalizados (GLMs) cuja variável resposta era a

riqueza de zooplâncton e as variáveis explicativas foram as variáveis ambientais (bacia

hidrográfica, tipo de corpo d’água, altitude e hidroperíodo). Todos os modelos foram

testados quanto à adequação da distribuição de erros. Os dados também foram submetidos

a análises de contraste, a fim de detectar similaridades em termos de riqueza entre os

níveis das variáveis.

10

Para testar se a composição das comunidades zooplanctônicas foi influenciada pelos

preditores foram realizadas quatro análises de variância multivariada permutacional

(Permanova), uma para cada variável ambiental. No caso de significância de alguma

variável, os resultados foram apresentados como Escalonamento Multidimensional não

Métrico (nMDS).

Considerando a diversidade α como a diversidade local dos pontos amostrais e a

diversidade γ, a diversidade de todo o estado de Minas Gerais, a diversidade β foi

calculada e particionada como: (I) β1: Entre os pontos amostrais, i.e.: entre os α; (II) β2:

Entre as variáveis propostas.

Para testar se a dissimilaridade da diversidade entre as variáveis ambientais deve-se ao

aninhamento ou substituição e espécies foi realizada a decomposição do Beta. Foi

utilizado o pacote betapart (Baselga et al., 2018) que produz três índices: Simpson

(referente à substituição de espécies) e NRF (referente ao aninhamento) e Sørensen (o

total da contribuição pela diversidade beta).

4 Resultados

Os trabalhos consultados abordaram 41 lagos, 16 lagoas, 42 reservatórios e 34 rios. No

que se refere às principais bacias hidrográficas de Minas Gerais, 46 ambientes localizam-

se na bacia do Rio Doce, 19 na bacia do Rio Grande, 9 na bacia do Rio Jequitinhonha, 8

na bacia do Rio Paranaíba, 2 ambientes na bacia dos Rios Pardo, e 49 estão situados na

bacia do Rio São Francisco. Do total de organismos registrados, foram analisadas 601

espécies de organismos zooplanctônicos das principais bacias hidrográficas de Minas

Gerais. O grupo Protozoa foi representado por 139 espécies, enquanto 284 espécies

representaram o grupo com maior riqueza: Rotifera. Foram registradas também 133

espécies de Cladocera e 44 de Copepoda, grupo de menor riqueza entre os avaliados. As

bacias do Rio Doce (433 espécies), Rio São Francisco (331 espécies) e Rio Grande (303

espécies) comportam a maior parte das espécies catalogadas, enquanto as bacias do Rio

Paranaíba (134 espécies), bacia do Rio Pardo, Cachoeira e Outros (103 espécies) e bacia

do Rio Jequitinhonha (91 espécies) foram as regiões com menor registro de indivíduos

(Figura 2). As espécies mais frequentes foram do grupo Rotífera e Cladocera,

representadas por Bdelloidea Donner, 1951, Keratella americana Carlin, 1943, Keratella

cochlearis (Gosse, 1851), e Bosminopsis deitersi Richard, 1895, com ocorrência em pelo

menos 45% dos locais estudados.

11

Figura 2 - Distribuição dos grupos zooplanctônicos nas bacias hidrográficas de Minas Gerais.

A curva de acúmulo de espécies não apresentou tendência à estabilização (Figura 3),

indicando a necessidade de ampliação do esforço amostral para o zooplâncton. O índice

de diversidade de Jack 2, que indica frequência, estima que deva existir 877 espécies,

representando 31,47% de esforço amostral para atingir a assíntota.

Figura 3 – Curva de acúmulo / rarefação de espécies.

0 20 40 60 80 100 120

01

00

20

03

00

40

05

00

60

0

Sites

rare

factio

n

12

I Bacias Hidrográficas

Foi realizado um modelo GLM que indicou que a riqueza de espécies foi positivamente

correlacionada às bacias hidrográficas (p=0,042). De acordo com a análise de contraste,

as bacias foram separadas em quatro grupos de riqueza, por sua similaridade. Grupo 1:

Jequitinhonha + Paranaíba + São Francisco (média: 26,68 ± 2); Grupo 2: Rio Doce + Rio

Grande + Rio Pardo, Cachoeira e outros (média: 63,71, ±5,84); Grupo 2: Rio Grande

(média: 57,36, ± 5,25); Grupo 3: Rio Paranaíba + Rio São Francisco (média: 28,82, ±

2,64) e Grupo 4: Rio Jequitinhonha (média: 24,6 ± 2,25).

Figura 4 - Riqueza de espécies zooplanctônicas em relação às bacias hidrográficas de Minas Gerais. As barras

representam o intervalo de confiança.

Apesar dessas semelhanças, o resultado do NMDS indicou que a composição de espécies

diferiu entre todas as bacias (F=1,76; R2=0,07; p=0,0009; Figura 5), sugerindo que as

bacias do Rio Jequitinhonha e Rio São Francisco detém uma comunidade mais

heterogênea que as demais bacias.

0

100

200

300

400

500

600

Hydrographic basin

Ric

hn

ess

Doce Grande Jequitinhonha Paranaiba Sao_Francisco

A A B B B

C

13

Figura 5 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às bacias hidrográficas de Minas Gerais.

A partição aditiva da diversidade mostrou que apesar da diversidade nos pontos (α)

contribuir com apenas 6% da diversidade total (γ), ela ainda é maior que a esperada

(p=0,0009). A diferença de diversidade observada entre os pontos (β1) foi menor que a

esperada (p=0,0009), contribuindo com 32% da γ e a diversidade observada entre as

bacias hidrográficas (β2) foi maior que a esperada (p=0,0009; Figura 6), e contribuiu com

61% para a diversidade total.

Figura 6 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,

(β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as bacias hidrográficas.

NMDS1

NM

DS

2

-10 -5 0

-1.0

-0.5

0.0

0.5

1.0 Rio DoceRio GrandeRio JequitinhonhaRio ParanaíbaRio Pardo, Cachoeira e outrosRio São Francisco

14

II Tipos de corpos d’água

A riqueza de espécies não diferiu entre os diferentes tipos de corpos d’água (p=0,0789),

resultado do modelo GLM.

Apesar disso, o NMDS indicou que a composição de espécies diferiu entre todos os tipos

de corpos d’água (F= 3,095; R2= 0,074; p=0,0009; Figura 7), onde os rios se destacam

com maior heterogeneidade na comunidade em relação aos demais corpos d’água,

seguidos de lagoas. Os reservatórios e os lagos são ambientes que estão mais sobrepostos.

Figura 7 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação aos tipos de corpos d'água.

A partição aditiva da diversidade mostrou diferenças em todas as escalas da diversidade.

A diversidade local observada (α), apesar de contribuir com somente 6% de toda a

diversidade (gama) foi maior que a esperada (p=0,0009). A diferença da diversidade entre

os pontos (β1) observada contribuiu com 43%, mas foi menor que a esperada (p=0,0009).

A maior contribuição para a diversidade foi entre os corpos d’água (β2) com 50%, onde

a observada foi maior que a esperada (p=00009; Figura 8).

15

Figura 8 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,

(β1) diversidade entre os 133 pontos, (β2) diversidade entre os tipos de corpos d’água.

III Altitude

A riqueza de espécies diferiu entre as categorias de altitude (p=0,02), resultado do modelo

GLM. Os ambientes com altitudes menores que 801 m.a.n.m. foram mais ricos que os

ambientes de maior altitude, com média de 41,27, ± 4,46 e 25,27, ± 2.37 espécies,

respectivamente (Figura 9).

Figura 9 - Riqueza do zooplâncton nas duas categorias de altitude estudadas. As barras representam o intervalo de

confiança

0

10

20

30

40

50

60

Altitude

Ric

hn

ess

High Low

16

Embora ambas altitudes tenham sobreposições, o NMDS indicou que a composição de

espécies diferiu entre os corpos d’água de baixa e alta altitude (F= 1,88; R2= 0,016;

p=0,003; Figura 10Figura 10).

Figura 10 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de altitude.

A partição aditiva mostrou diferenças em todas as escalas da diversidade para as

categorias de altitude. A diversidade local observada (α), contribuiu com 6% de toda a

diversidade gama, sendo maior que a esperada (p=0,0009). A diversidade entre os pontos

(β1) observada foi a maior contribuição, com quase 65%, e foi menor que a esperada

(p=0,0009). A diversidade entre as altitudes (β2) contribuiu com 29%, onde a observada

foi maior que a esperada (p=0,0009; Figura 11).

NMDS1

NM

DS

2

-10 -5 0

-1.0

-0.5

0.0

0.5

1.0HighLow

17

Figura 11 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,

(β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as categorias de altitude.

IV Hidroperíodo (Lagos e Lagoas)

O modelo GLM mostrou que a riqueza de espécies não diferiu entre os ambientes lênticos

permanentes e os temporários (p=0,07). Apesar disso, o NMDS demonstrou que a

composição de espécies diferiu entre os hidroperíodos (F=3,13; R2=0,054; p=0,0009;

Erro! Fonte de referência não encontrada. 12), onde os ambientes permanentes se d

estacaram por possuírem maior variação na comunidade em relação aos ambientes

temporários, homogeneidade na composição de espécies.

Figura 12 - Resultado do NMDS da composição de espécies em relação às categorias de hidroperíodo de lagos e

lagoas do estado de Minas Gerais.

NMDS1

NM

DS

2

-2 -1 0 1 2 3 4

-1

0

1

2 PermanentTemporary

18

A partição aditiva da diversidade apresentou diferenças entre as escalas de diversidades.

Embora a contribuição da diversidade local (α) tenha sido de 8%, α observada foi maior

que a esperada (p=0,0009). A diversidade entre os pontos (β1) foi menor que esperada

(p=0,0009), contribuindo com 55%, enquanto e diferença de diversidade entre os

hidroperíodos (β2) se mostrou maior que a observada (p=0,0049), contribuindo com 35%

da diversidade total (γ; Figura 3).

Figura 13 - Riqueza de espécies observada e esperada em várias escalas de amostragem: (α) diversidade dos pontos,

(β1) diversidade entre os pontos, (β2) diversidade entre as categorias de hidroperíodo.

V Decomposição da Diversidade Beta

A divisão entre o índice de Simpson (SIM) e o índice de Sørensen (SOR) mostrou que

97% da diversidade beta são explicados por turnover (substituição das espécies), sendo

somente 3% de aninhamento.

5 Discussão

Os resultados nos mostram que a riqueza e a composição da comunidade zooplanctônica

foi influenciada pelas principais bacias hidrográficas de Minas Gerais, o que pode ser

explicado pela estrutura das bacias e seus limites. As bacias hidrográficas foram

estabelecidas para representar os padrões de variáveis ecológicas, as quais podem

influenciar a distribuição da biodiversidade em grandes escalas, além de serem

reconhecidas e aplicadas para fins de conservação (Dodson, et al., 2005; Dodson, et al.,

19

2007), ou para determinar diferenças regionais na qualidade da água (Griffith et al., 1999).

Seus limites destinam-se a descrever padrões gerais de composição de espécies e

processos ecológicos e evolutivos associados. As bacias capturam os padrões gerados

principalmente pelos filtros de escala continental (ex.: barreiras geográficas, como

montanhas) e regional (ex.: padrões climáticos e barreiras de dispersão, como bacias

regionais; Tonm, 1990). Destes filtros, elas funcionam como barreiras de dispersão na

forma de divisórias de captação, i.e.: as espécies de água doce são incapazes de dispersar

de uma captação desconectada para outra (salvo aquelas com capacidade de dispersão via

terra ou ar).

Todos os anos, novas espécies de água doce são descritas (Watanabe & Tsukamoto, 2009;

Anderson & Cavalier-Smith, 2015; Ribeiro et al., 2016; Huber et al., 2018), tornando as

bacias hidrográficas um hotspot de espécies, confirmando o nosso resultado, onde as

bacias exerceram uma contribuição de 65% de toda a diversidade γ, potencializando a

necessidade de conservação de todas elas. Embora as bacias mais ricas fossem a Bacia do

Rio São Francisco e do Rio Pardo, Cachoeira e Outros, as duas possuem uma grande

diferença em termos de pesquisa. Enquanto a primeira foi a mais estudada, com 49 pontos,

a segunda segue sendo a menos pesquisada, com apenas 2 pontos. Além da bacia do São

Francisco, a bacia do Rio Doce também obteve um número significativo de pontos (46),

enquanto as demais, como Rio Grande (19), Rio Jequitinhonha (9) e Rio Paranaíba (8)

foram pouco estudadas. Isso reflete um desbalanceamento das análises, logo sugerem-se

mais investigações nessas bacias. Além disso, é provável que a diversidade beta aumente

se houverem mais pesquisas nessas bacias pouco analisadas.

Foi também observado outro padrão ecológico para os ecossistemas estudados, em que a

composição da comunidade zooplanctônica é influenciada pelos diferentes tipos de

corpos d’água, destacando os rios como aqueles ambientes com maior heterogeneidade

na comunidade, em relação aos demais ecossistemas. Dentre os tipos analisados, os rios

são os que possuem maior conectividade com outros ecossistemas, o que pode explicar o

nosso resultado. Os rios tributários pertencentes a uma mesma bacia são conectados entre

si, através de um rio principal. Neste sentido, os tributários, além de atuarem como meios

de conexão, podem formar também os seus próprios habitats (Campbell Grant et al.,

2007) através do represamento de pequenas poças em períodos de seca. Então, diferentes

espécies podem diferir sua sensibilidade à estrutura dentrítica – caracterizada por uma

grande quantidade de afluentes e subafluentes (Grönroos et al., 2013), bem como

20

diferentes grupos taxonômicos podem refletir na riqueza e na composição de espécies de

forma diferente à conectividade e à direcionalidade do fluxo fluvial (Liu et al., 2013). Isso

é confirmado pelos nossos resultados, em que tipos de corpos d’água possuem alta

diversidade beta. Isso é reflexo do grau de conexão entre os sistemas fluviais, o qual

permite uma maior possibilidade de troca de espécies (turnover) e, portanto, tende a

possuir uma maior riqueza (Liu et al., 2013), confirmado pelas nossas análises, que foi

enfatizada a alta heterogeneidade da comunidade nos rios, em relação aos demais

ecossistemas. Os tipos de corpos d’água contribuíram com 55% da diversidade γ,

refletindo uma preferência da comunidade zooplanctônica a uma estrutura aquática

específica.

Nossas análises não mostraram a relação da riqueza com o hidroperíodo dos lagos e

lagoas estudados, este resultado diverge da ideia de que as inundações normalmente

aumentam os insumos de nutrientes, sustentando a produtividade do fitoplâncton,

regulando a estrutura da comunidade zooplanctônica (Tavernini et al., 2005). Isso pode

ter ocorrido pela discrepância de esforços amostrais nas análises das publicações. Dos 56

ambientes lacustres naturais analisados no presente estudo, 44 eram permanentes e apenas

12 eram temporários, retratando a escassez de pesquisas nestes ambientes tão peculiares

e importantes na agregação de espécies zooplanctônicas.

Além disso, as análises indicaram que a composição da comunidade zooplanctônica é

estruturada pelo período hidrológico. Begon (2007) afirma que pode se esperar que em

um ambiente sazonal coexistam mais espécies que um ambiente completamente constante

(permanente). Os indivíduos aquáticos que sobrevivem aos distúrbios hidrológicos

(oscilação entre secas prolongadas e cheias) desenvolveram mecanismos de

sobrevivência a condições extremas. A produção de ovos de resistência é um exemplo,

cuja eclosão pode esperar longos períodos, podendo ocorrer somente quando o ambiente

estiver favorável (Eskinazi-Sant’Anna & Pace, 2018). Entretanto, nossos resultados

indicaram que os ambientes permanentes possuíam maior heterogeneidade na

composição da comunidade em relação aos ambientes temporários. O que também pode

ter ocorrido devido ao desbalanceamento dos dados amostrais.

É importante entender que em ecossistemas de lagoas temporárias naturais de altitude,

por exemplo, ao atingir a fase seca, a heterogeneidade ambiental e espacial diminui, pela

ausência da água, reduzindo então a ocupação de grandes predadores, como peixes e

21

anfíbios. Esse fator permite uma maior capacidade de estabelecimento de espécies

zooplanctônicas adaptadas aos extremos períodos hidrológicos. Outro fator importante na

avaliação da diversidade em ambientes lacustres é o isolamento da paisagem. Lagos e

lagoas tendem a ser ambientes confinados, com maior isolamento geográfico em relação

aos reservatórios e rios. O menor grau de conectividade desses ambientes confere uma

menor troca e dispersão de espécies, como pode ocorrer em ambientes montanhosos. Esse

fato também foi confirmado pelos resultados, os quais demonstraram que a diversidade

beta do hidroperíodo corresponde a 35% da diversidade de Minas Gerais, aumentando a

importância da conservação desses ambientes e do pulso aquático para a estruturação da

comunidade e equilíbrio da biodiversidade.

As análises também indicaram outro padrão ecológico da comunidade zooplanctônica de

MG, em que tanto a riqueza de espécies, quanto a composição da comunidade

zooplanctônica são influenciadas pela altitude. Os ecossistemas montanhosos

desenvolvem uma heterogeneidade ambiental conforme os gradientes climáticos, isto é,

ao longo dos gradientes de altitude as variações espaciais de temperatura, precipitação,

radiação solar e características da cobertura da terra são amplificadas (Loewen et al.,

2019). As diferentes complexidades topográficas dessas regiões podem funcionar como

barreira para a conectividade biológica, reduzindo a dispersão dos propágulos, além de

diminuir a capacidade das espécies atingirem e colonizarem novos habitats (Dong et

al., 2016).

Nossos resultados são similares aos encontrado por Hessen et al. (2006), Gaston (2000)

e Quenta Herrera, et al. (2018). Estes últimos realizaram um estudo de pequenas poças

alpinas nos Andes, onde destacaram a altitude como uma das principais variáveis

ambientais que mais se relacionaram às variações de espécies das comunidades. A

distribuição das poças em diferentes gradientes de altitude, acrescido de barreiras

geográficas, estabelece um gradiente de condições ambientais, o qual permite

interpretações dos diferentes processos envolvidos na dinâmica de dispersão dos

organismos aquáticos. Além disso, os nossos resultados mostraram que a riqueza de

espécies em ambientes acima de 801 m.a.n.m (aqui considerados de altas altitudes) são

menos ricos que aqueles que se encontram entre 0 e 800 m.a.n.m., possivelmente

refletindo restrições à migração e à dispersão (Hessen et al, 2006), mesmo com esforço

amostral sendo 74,14% de ambientes considerados de baixas altitudes, para apenas

25,86% considerados de alta altitude. Hessen et al. (2007) avaliaram a contribuição

22

relativa da temperatura e da radiação solar como tipos de distribuição de energia para a

riqueza de espécies aquáticas e relacionaram a altitude como reguladora. Enquanto a

entrada solar aumenta com a altitude, a temperatura tende a diminuir. A temperatura age

da cinética enzimática à taxa de crescimento, sendo importante para quase todos os

processos biológicos, exercendo um papel auxiliar. Em contrapartida, a entrada solar é

um direcionador direto para a fixação fotossintética de C, podendo ser relacionada,

portanto, à entrada de energia em termos de disponibilidade de matéria orgânica (MO).

A radiação solar e a disponibilidade de nutrientes determinam a produção da MO na base

da cadeia trófica, agindo como determinante da diversidade do consumidor. Por “altitude”

ser uma variável altamente relacionada à temperatura, sugere-se que mudanças climáticas

significativas possam resultar em significativas alterações bióticas.

Os lagos localizados em cotas mais baixas, por exemplo, por serem alimentados pelo

fluxo de superfície e solo, são enriquecidos em íons totais, como N e P, e dessa forma,

tendem a suportar uma maior produtividade primária (Hrabik et al., 2005) e, portanto, na

oferta de alimento, conferindo uma correlação com mudanças na composição de espécies

zooplanctônicas (Allen et al., 1999b; Patoine et al., 2002).

De acordo com os nossos resultados, o efeito espacial tem uma forte influência sobre a

diversidade zooplanctônica, estando positivamente correlacionado com as principais

bacias hidrográficas. A altitude também representou um importante elemento para a

diversidade β. A diversidade β foi claramente o principal componente da diversidade de

Minas Gerais (γ). E a maior parte desse beta foi por turnover, o que nos diz que a

comunidade difere bastante entre as variáveis testadas por substituição de espécies.

A elaboração de uma estratégia de conservação deve ser fundamentada no conhecimento

de como ocorre a estruturação da biodiversidade dentro de uma região, de forma a

contribuir na identificação dos potenciais limites espaciais apropriados para a

conservação e também para avaliar os mecanismos que podem interferir positivamente

nos padrões de diversidade observados (Zvuloni et al., 2010).

23

6 Conclusão

A função ecológica dos organismos zooplanctônicos é destacada principalmente por sua

atribuição na cadeia trófica aquática. Eles são responsáveis por intermediar a condução

do fluxo de energia entre os produtores primários e os consumidores, conferindo

importante papel na produtividade secundária, além de serem primordiais na ciclagem e

no transporte de nutrientes no ambiente aquático, proporcionando grande importância na

economia do estado (psicultura, por exemplo) e no equilíbrio ecológico. Os resultados

nos indicam a forte influência do efeito espacial sobre a diversidade zooplanctônica, e

também apontam a necessidade de um maior esforço amostral de pesquisas em

comunidades zooplanctônicas em bacias hidrográficas pouco estudadas, bem como em

ambientes de altitude e temporários que, assim como mostrado por esta pesquisa,

desempenham importantes papeis na estruturação da comunidade zooplanctônica de MG.

Além disso, embora a curva de acumulação de espécies indique a necessidade de mais

pesquisas nos diversos corpos d’água do estado, este trabalho preenche uma importante

lacuna a respeito da comunidade zooplanctônica de Minas Gerais, condensando dados

que podem ser posteriormente utilizados em outras análises.

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Lopes, P. M., Bini, L. M., Declerck, S. A., Farjalla, V. F., Vieira, L. C., Bonecker, C. C.,

... & Bozelli, R. L. (2014). Correlates of zooplankton beta diversity in tropical lake

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assemblages (Copepoda and Cladocera) in a cascade of reservoirs of a large tropical river

(SE Brazil). Limnetica, 27(1), 151-170.

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616.

Quenta Herrera, E., Jacobsen, D., Casas, J., & Dangles, O. (2018). Environmental and

spatial filters of zooplankton metacommunities in shallow pools in high‐elevation

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Resh, V.H.; Myers, M. e Hannaford, M.J. (1996) Macroinvertebrates as Biotic Indicators

of Environmental Quality, p. 647-667. In: Hauer, F.R.; Lamberti, G.A. (Eds.). Methods

in Stream Ecology. Academic Press, San Diego

Ribeiro, F. B., Buckup, L., Gomes, K. M., & Araujo, P. B. (2016). Two new species of

South American freshwater crayfish genus Parastacus Huxley, 1879 (Crustacea:

Decapoda: Parastacidae). Zootaxa, 4158(3), 301-324.

Simões, N. R., Nunes, A. H., Dias, J. D., Lansac-Tôha, F. A., Velho, L. F. M., &

Bonecker, C. C. (2015). Impact of reservoirs on zooplankton diversity and implications

for the conservation of natural aquatic environments. Hydrobiologia, 758(1), 3-17.

Simpson, G.G. (1943) Mammals and the nature of continents. American Journal of

Science, 241, 1–31.

Sørensen, T.A. (1948) A method of establishing groups of equal amplitude in plant

sociology based on similarity of species content, and its application to analyses of the

vegetation on Danish commons. Kongelige Danske Videnskabernes Selskabs Biologiske

Skrifter, 5, 1–34.

Suurkuukka, H., Meissner, K. K., & Muotka, T. (2012). Species turnover in lake littorals:

spatial and temporal variation of benthic macroinvertebrate diversity and community

composition. Diversity and Distributions, 18(9), 931-941.

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phenology and composition of zooplankton communities in mountain temporary

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Tonkin, J. D., Stoll, S., Jähnig, S. C., & Haase, P. (2016). Contrasting metacommunity

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Tonn, W. M. (1990). Climate change and fish communities: a conceptual framework.

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28

Watanabe, S., Aoyama, J., & Tsukamoto, K. (2009). A new species of freshwater eel

Anguilla luzonensis (Teleostei: Anguillidae) from Luzon Island of the

Philippines. Fisheries Science, 75(2), 387-392.

Whittaker, R.H. (1960) Vegetation of the Siskiyou Mountains, Oregon and California.

Ecological Monographs, 30, 280–338.

Zvuloni, A., Van Woesik, R., & Loya, Y. (2010). Diversity partitioning of stony corals

across multiple spatial scales around Zanzibar Island, Tanzania. Plos One, 5(3), e9941.

Material Suplementar

Tabela 1- Publicações analisadas para registro de espécies zooplanctônicas.

Referência Autor Título

1 Eskinazi-Sant'Anna, Eneida et

al. (2005)

Zooplankton Biodiversity of Minas Gerais

State: a Preliminary Synthesis of Present

Knowledge

2 dos Santos-Wisniewski, Maria

Aparecida et al. (2011)

O estado atual do conhecimento da

diversidade dos Cladocera (Crustacea,

Branchiopoda) nas águas doces do estado de

Minas Gerais

3 Coelho, Paula Nunes et al.

(2014)

Comunidade zooplanctônica em um pequeno

corpo d’água associado a um fragmento

florestal e pastagem no município de Alfenas

– MG

4 Moreira, Raquel Aparecida et al.

(2016)

Composition, body-size structure and

biomass of zooplankton in a high-elevation

temporary pond (Minas Gerais, Brazil)

5 Brito, Lorena Aparecida Fortes

(2016)

Importância de fatores locais e regionais

sobre a riqueza e composição do zooplâncton

em lagoas rasas montanas

29

6 Souza, Tiago Rosa et al. (2013) A comunidade zooplanctônica e seu uso

como bioindicadora do estado trófico de uma

região do reservatório da UHE de furnas

7 Moreira, Francisco Wagner

Araújo et al. (2016)

Assessing the impacts of mining activities on

zooplankton functional diversity

8 Maia-Barbosa, Paulina M. et al.

(2014)

Zooplankton (Copepoda, Rotifera, Cladocera

and Protozoa: Amoeba Testacea) from

natural lakes of the middle Rio Doce basin,

Minas Gerais, Brazil

9 Maia-Barbosa, Paulina M. et al.

(2008)

Zooplankton in littoral waters of a tropical

lake: a revisited biodiversity

10 Coelho, Paula Nunes & dos

Santos-Wisniewski, Maria

Aparecida (2016)

Composição da comunidade zooplanctônica

em um pequeno corpo d’água raso no sul de

Minas Gerais

11 Lopes, Janaína Horta de

Azevedo. (2014)

Comunidade Zooplanctônica da Região

Litorânea das Lagoas Carioca e Gambazinho

12 Bezerra-Neto, José Fernqandes

& Pinto-Coelho, Ricardo Motta

(2008)

A influência da larva de Chaoborus

brasiliensis (Theobald, 1901) (Diptera,

Chaoboridae) na distribuição vertical da

comunidade zooplanctônica da lagoa do

Nado, Belo Horizonte, Estado de Minas

Gerais

13 Negreiros, Natália Felix et al.

(2011)

First record of Synchaeta jollyae (Shiel and

Koste, 1993) (Rotifera) in the Neotropical

region: Furnas Reservoir, MG, Brazil

14 Santos, RM., et al. (2011) Biomass and production of Cladocera in

Furnas Reservoir, Minas Gerais, Brazil

15 Aoki, Akemi (2010) Caracterização da Comunidade

Zooplanctônica da Lagoa dos Patos – Parque

Estadual do Rio Doce (MG)

16 Corgosinho, Paulo Henrique

Coelho & Pinto-Coelho, R.M.

(2006)

Zooplankton biomass, abundance and

allometric patterns along an eutrophic

30

gradient at Furnas Reservoir (Minas Gerais,

Brazil)

17 Pinese, Olívia Penatti et al.

(2015)

Estrutura e biodiversidade de comunidades

zooplanctônicas em habitats de água doce de

uma Região de Vereda, Minas Gerais, Brasil

18 Sousa, Francisco Diogo Rocha,

et al. (2018)

Cladoceran biodiversity of protected areas

(olhar apenas MG)

19 Sousa, Francisco Diogo Rocha et

al. (2017)

The amazing diversity of the genus

Monospilus Sars, 1862 (Crustacea:

Branchiopoda: Aloninae) in South America

20 Sousa, Francisco Diogo; et al. -

revisão (2018)

A revision of the genus Disparalona

(Cladocera, Chydorinae) in South America

21 Mello, Nelson; Barbosa,

Paulina; dos Santos, Anderson

Medeiros (2011)

Zooplankton Dynamics in a Eutrophic Urban

Reservoir: Four Scenarios over a

Hydrological Cycle

22 Sousa, Elmoor-Loureiro (2013) Cladocerans (Crustacea: Anomopoda and

Ctenopoda) of the Sempre Vivas National

Park, Espinhaço Range, Minas Gerais, Brazil

23 Bezerra-Neto, Pinto-Coelho

(2017)

Diel vertical migration of the copepod

Thermocyclops inversus (Kiefer, 1936) in a

tropical reservoir: The role of oxygen and the

spatial overlap with Chaoborus

24 Moreira, et al. (2019) Forficatocaris odeteae n. sp., a new

parastenocarididae (copepoda,

harpacticoida) from a high-altitude pond in

Minas Gerais State, Brazil

25 Landa, et al. (2007) Thermocyclops decipiens (Kiefer, 1929)

(Copepoda, Cyclopoida) as Indicator of

Water Quality in the State of Minas Gerais,

Brazil

26 Pinto-Coelho et al. (2008) The inverted trophic cascade in tropical

plankton communities: Impacts of exotic fish

31

in the Middle Rio Doce lake district, Minas

Gerais, Brazil

27 Godinho & Godinho (2003) Águas, peixes e pescados do São Francisco

das Minas Gerais

28 Ferraz, Landa & Paprocki (2009) Zooplankton of an urban stretch, Itapecerica

river, Divinópolis, Minas Gerais, Brazil

29 Negreiros, dos Santos-

Wisniewski, dos Santos &

Rocha (2010)

The influence of environmental factors on the

seasonal dynamics and composition of

Rotifera in the Sapucaí River arm of Furnas

Reservoir, MG, Brazil

30 Alemeda et al. (2007) Variação sazonal da comunidade de

cladocera no Lago do Parque Sabiá

(Uberlândia - MG)

Relação de estações amostrais

Tabela 2 - Relação de estações amostrais

Ponto Legenda

do mapa

Nome Tipo de corpo

d’água

Bacia

Hidrográfica

Referência

1 47 Da Fazenda do

Matão –

Alfenas

Reservatório Grande 4

2 74 Do Parque

Sabiá

Lago Paranaíba 3, 31

3 90 Massacará –

Bacia São

Francisco

Lago São Francisco 3

4 105 33 Lago São Francisco 3

5 1 Aguapé Lago Doce 3

6 2 Águas Claras Lago Doce 2, 3, 9, 24,

27

7 3 Almecega Lago Doce 3, 9

8 4 Amarela Lago Doce 2, 3, 9, 24,

27

9 5 Anibal Lago Doce 3, 9

10 6 Ariranha Lago Doce 3

32

11 7 Azul Lago Doce 2, 3

12 8 Barra Lago Doce 9

13 9 Belgo-Mineira Lago Doce 3

14 117 Bonita – Cipó Lagoa São Francisco 6

15 Bongo Lagoa São Francisco 2

16 26 Bonita Lago Doce 3

17 65 Bracinho Lagoa Jequitinhonha 23

18 11 Cajueiro Lago Doce 2

19 12 Carioca Lago Doce 2, 3, 9, 12,

24, 27

20 13 Carvão com

Azeite

Lago Doce 3

21 27 Central Lago Doce 9

22 113 Cipó Lagoa São Francisco 2, 3

23 115 Comprida Lagoa São Francisco 2, 3

24 107 Confins Lago São Francisco 2, 3

25 29 Coutos Lagoa Doce 6

26 83 Divisor Lagoa São Francisco 23

27 15 Dom Helvécio Lago Doce 2, 3, 9, 10,

24, 27

28 91 Feia Lago São Francisco 2, 3, 28

29 16 Ferrugem Lago Doce 3, 9

30 17 Ferruginha Lago Doce 9

31 18 Gambá Lago Doce 9

32 19 Gambazinho Lago Doce 2, 3, 9, 12,

24, 27

33 30 Gorila Lagoa Doce 6

34 106 Grande Lago São Francisco 6

35 20 Hortência Lago Doce 2, 3

36 21 Jacaré Lago Doce 2, 3, 9, 24,

27

37 119 Jatobá Lago São Francisco 21

38 84 Lamarão Lagoa São Francisco 23

39 108 Mares Lago São Francisco 2, 3

33

40 46 Marimbondo Lagoa Grande 2, 3

41 109 Olhos D’Água Lago São Francisco 2, 3

42 116 Ossada Lagoa São Francisco 6

43 22 Palmeiras Lago Doce 3

44 23 Palmeirinha Lago Doce 2, 3, 9, 24,

27

45 24 Patos Lago Doce 9, 16

46 25 Pedra Lago Doce 2, 3, 6

47 28 Pimenta Lago Doce 9

48 111 Praiano Lago São Francisco 2, 3

49 118 Rasgada Lagoa São Francisco 6

50 Recreio Lago São Francisco 3

51 66 Redonda Lagoa Jequitinhonha 23

52 87 Rio Preto Lagoa São Francisco 23

53 110 Santa Lago São Francisco 2, 3, 26

54 10 Santa Helena Lago Doce 9

55 31 Seca Lagoa Doce 5, 6, 25

56 112 Sumidouro Lago São Francisco 2, 3

57 114 Tacho Lagoa São Francisco 2, 3

58 14 Verde Lago Doce 3, 9

59 92 Cajuru Reservatório São Francisco 2, 3

60 48 Camargo Reservatório Grande 2, 3

61 98 Da Fazenda

BMG

Reservatório São Francisco 3

62 32 Da Reitoria e

Quatro Pilastras

- UFV

Reservatório Doce 3

63 49 Furnas Reservatório Grande 2, 3, 7, 14,

15, 17, 26,

30

64 94 Ibirité Reservatório São Francisco 3, 22, 26

65 33 De Quatro

Pilastras - UFV

Reservatório Doce 3

66 34 Dona Rita Reservatório Doce 2, 3

67 120 Dos Ferros Reservatório São Francisco 8

34

68 75 Emborcação Reservatório Paranaíba 2, 3

69 55 Estação –

UFLA

Reservatório Grande 3, 26

70 96 Estaleiro Reservatório São Francisco 3

71 95 Gafanhoto Reservatório São Francisco 2, 3

72 51 Igarapava Reservatório Grande 2, 3

73 Igarapé Reservatório São Francisco 2

74 52 Itutinga Reservatório Grande 2, 3

75 53 Jacutinga Reservatório Grande 2

76 54 Jaguara Reservatório Grande 2, 3

77 121 Kaolin Reservatório São Francisco 8

78 81 Machado

Mineiro

Reservatório Pardo,

Cachoeira e

Outros

3

79 50 Marechal

Mascarenhas de

Moraes

Reservatório Grande 3

80 76 Miranda Reservatório Paranaíba 2, 3

81 56 Nado Reservatório Grande 2, 3, 13, 24

82 57 Nova – UFLA Reservatório Grande 3, 26

83 122 Nova Ponte Reservatório São Francisco 2, 3, 26

84 123 Pampulha Reservatório São Francisco 2, 3, 26

85 97 Parque de

Exposições

Reservatório São Francisco 2, 3

86 35 Peti Reservatório Doce 2, 3

87 58 Poço Fundo Reservatório Grande 2, 3

88 36 Pontal Reservatório Doce 26

89 59 Pomar – UFLA Reservatório Grande 3, 26

90 60 Pousada do

Porto – Alfenas

Reservatório Grande 11

91 124 PUC-Minas Reservatório São Francisco 26

92 93 Rio Manso Reservatório São Francisco 26

93 88 Juramento Reservatório São Francisco 26

94 44 Salto Grande Reservatório Doce 2, 3

95 99 São Simião Reservatório São Francisco 2, 3

35

96 100 Serra Azul Reservatório São Francisco 26

97 101 Três Marias Reservatório São Francisco 2, 3, 26, 28

98 102 Vargem das

Flores

Reservatório São Francisco 3, 26

99 61 Volta Grande Reservatório Grande 2, 3

100 62 Zootecnia -

UFLA

Reservatório Grande 3

101 77 Araguari Rio Paranaíba 3, 26

102 Barão de Cocais Rio Doce 2, 3

103 38 Caraça Rio Doce 2, 3

104 125 Cipó Rio São Francisco 2

105 126 Congonhas Rio São Francisco 2, 3

106 67 Rio de primeira

ordem com

mata de galeria

– Parque

Estadual do Rio

Preto

Rio Jequitinhonha 20

107 39 Doce Rio Doce 2, 3

108 63 Grande Rio Grande 26

109 40 Gunhães Rio Doce 26

110 68 Filipe – Parque

Nacional das

Sempre Vivas

Rio Jequitinhonha 21

111 103 Indaiá Rio São Francisco 2

112 84 Inhacica Rio São Francisco 20, 23

113 41 Ipanema Rio Doce 2, 3

114 73 Itaperecica Rio Jequitinhonha 3, 29

115 70 Jequitaí Rio Jequitinhonha 21, 23

116 127 Jequitaí –

Parque

Nacional das

Sempre Vivas

Rio São Francisco 20

117 71 Jequitinhonha –

Parque

Nacional das

Sempre Vivas

Rio Jequitinhonha 23

118 72 Jequitinhonha –

Diamantina

Rio Jequitinhonha 2, 3

36

119 64 Pará Rio Grande 26

120 78 Paranaíba Rio Paranaíba 26

121 104 Peixe Rio São Francisco 2, 3

122 89 Peruaçu Rio São Francisco 2

123 42 Piracicaba Rio Doce 2, 3

124 128 Preto Rio São Francisco 23

125 43

Preto do Itambé Rio Doce 26

126 86 Preto – Parque

Nacional das

Sempre Vivas

Rio São Francisco 23

127 79 Quebra Anzol Rio Paranaíba 26

128 37 Santa Bárbara Rio Doce 2, 3

129 45 Santo Antônio Rio Doce 26

130 82 São Gonçalo Rio Pardo,

Cachoeira e

Outros

2, 3

131 Severo Rio Paranaíba 2, 3

132 69 Silípe Rio Jequitinhonha 20, 23

133 80 Uberabinha Rio Paranaíba 3

Lista de espécies

Tabela 3 - Lista de espécies de Protozoa (*organismos que não foram analisados

estatísticamente)

PROTOZOA Ponto

Arcella arenaria Greeff, 1866 8

Arcella brasiliensis Cunha, 1913 8, 11, 19, 32, 99

Arcella catinus Penard, 1890 24, 35, 41, 46, 66, 72, 78, 97, 102, 107,

123, 128, 130

*Arcella cf. irregularis Motti, 1941 8

Arcella conica Playfair, 1918 8, 11, 15, 18, 19, 22, 27, 32, 45, 48, 57,

66, 72, 80, 83, 94, 99, 104, 107, 114, 128,

Arcella costata Ehrenberg, 1847 8, 11, 18, 19, 23, 27, 32 ,45, 48, 57, 72,

74, 80, 83, 104, 105, 107, 111, 114, 121,

123, 125, 128, 131

*Arcella costata angulosa Ehrenberg,

1847

19, 32

37

Arcella crenata Playfair, 1918 99

Arcella crenulata Deflandre, 1928 8, 19, 32, 103, 107, 131

Arcella dentata Ehrenberg, 1830 11, 27, 32, 35, 46, 57, 83, 99, 107, 114,

121, 123, 128, 130, 131

Arcella discoides Ehrenberg, 1843 8, 11, 18, 19, 23, 27, 28, 32, 39, 45, 48,

56, 60, 68, 71, 74, 75, 78, 83, 86, 99, 103,

104, 107, 114, 121, 122, 123, 125, 131

*Arcella discoides var. pseudovulgaris

Deflandre, 1928

45

Arcella excavata Cunningham, 1919 99

Arcella gibbosa Penard, 1890 8, 19, 27, 32, 66, 83, 94, 99, 114, 121,

128, 131

Arcella hemisphaerica Perty, 1852 8, 11, 15, 18, 22, 27, 45, 48, 57, 59, 66,

68, 71, 72, 76, 80, 83, 94, 95, 99, 104,

107, 114, 121, 122, 123, 128, 131

*Arcella hemisphaerica altae Deflandre,

1928

83

*Arcella hemisphaerica f. undulata

Deflandre, 1928

19, 32, 45, 76, 83, 122

*Arcella hemisphaerica hemisphaerica

Perty, 1852

83

*Arcella hemisphaerica minima Chardez,

1964

83, 122

Arcella lobostoma Deflandre, 1928 57, 83, 99

Arcella marginata Daday 1905 99

Arcella megastoma Penard, 1902 8, 18, 19, 27, 32, 45, 57, 63, 66, 76, 99,

114, 122

Arcella mitrata Leidy, 1876 45, 66, 99

*Arcella mitrata spectabilis Deflandre

1928

8

Arcella polypora Ehrenberg, 1832 78, 83, 99

Arcella rota Daday, 1905 11, 19, 27, 32, 45, 48, 57

Arcella rotundata Playfair, 1918 8, 68, 75, 94, 99, 122

*Arcella rotundata aplanata Deflandre,

1928

27, 45

*Arcella rotundata v. alta Playfair, 1918 19, 32, 99

*Arcella sp Ehrenberg, 1832 8, 19, 32, 36, 44

Arcella vulgaris Ehrenberg, 1830 8, 11, 18, 19, 23, 24, 27, 28, 32, 35, 39,

41, 45, 46, 48, 53, 57, 59, 63, 66, 68, 71,

72, 73, 78, 80, 83, 86, 94, 95, 97, 99, 102,

103, 104, 105, 107, 111, 114, 121, 123,

125, 128, 130, 131

*Arcella vulgaris penardi Deflandre, 1928 8, 83

*Arcella vulgaris undulata

Deflandre,1928

19, 27, 32, 45

Astramoeba radiosa Ehrenberg, 1830 83

*Bullinullaria sp. Penard, 1902 8

*Campanella sp. 8

38

Campanella umbellaria Linnaeus, 1767 59, 60, 66, 72, 74, 76, 78, 80, 83, 86, 94,

95, 99, 114

Centropyxis aculeata (Ehrenberg, 1832)

Stein, 1859

8, 18, 19, 22, 23, 24, 27, 28, 32, 35, 36,

39, 45, 46, 48, 53, 56, 57, 59, 66, 71, 72,

73, 74, 75, 76, 78, 80, 83, 94, 95, 99, 103,

104, 105, 107, 111, 113, 114, 121, 122,

123, 125, 128, 131

*Centropyxis aculeata oblonga Deflandre,

1929

19, 32

*Centropyxis aculeata var. tropica

Deflandre, 1929

18

Centropyxis aerophila Deflandre, 1929 8, 27, 83

Centropyxis arcelloides Penard, 1902 8, 23, 24, 39, 68, 73, 78, 83, 102, 103,

104, 105, 107, 111, 121, 123, 125, 128,

130, 131

Centropyxis cassis Wallich, 1864 8, 83, 99

Centropyxis constricta (Ehrenberg, 1841)

Penard, 1890

8, 27, 73, 78, 80, 103, 104, 111, 114, 122,

123, 131

Centropyxis delicatula Penard, 1902 27

Centropyxis discoides Penard, 1902 8, 18, 19, 27, 32, 45

Centropyxis ecornis Ehrenberg, 1841 8, 18, 23, 27, 66, 68, 71, 80, 83, 94, 99,

103, 104, 107, 114, 122, 123, 125, 130,

131

Centropyxis gibba Deflandre, 1929 8, 19, 27, 32, 45, 64, 83

Centropyxis hemisphaerica (Barnard,

1875) Deflandre, 1929

35, 103, 128, 131

Centropyxis hirsuta Deflandre, 1929 8, 18, 22, 27, 45, 48, 83, 104

Centropyxis impressa Daday,1905 128

Centropyxis marsupiformis (Wallich,

1864) Deflandre, 1929

18

Centropyxis minuta Deflandre, 1929 8, 27, 45, 83

Centropyxis platystoma (Penard, 1890)

Deflandre, 1929

8, 45, 75

Centropyxis spinosa Cash, 1905 8, 18, 19, 27, 45

*Centropyxis sp. Stein, 1857 8, 19, 27, 32, 44, 45

*Centropyxis spp. Stein, 1857 8, 27, 44, 45

Centropyxis stellata Wailes, 1927 78

Chaos diffluens Ehrenberg, 1830 83

Codonella cratera Leidy, 1887 72, 76, 80, 83, 95, 97

Coleps hirtus (O.F. Müller, 1786) Nitzsch,

1827

66

Cucurbitella madagascariensis Gauthier-

Lièvre et Thomas, 1960

8, 18

Cucurbitella mespiliformis Penard, 1902 8, 103

Cucurbitella sp Gauthier-Lievrè &

Thomas, 1960

28

Cyclopyxis eurystoma Deflandre, 1929 45, 103, 131

Cyclopyxis impressa Daday, 1905 128, 131

Cyclopyxis kahli Deflandre, 1929 18, 27, 71, 107

39

*Cyclopyxis sp. Deflandre, 1929 8

Cyphoderia ampulla (Ehrenberg, 1840)

Leidy, 1878

8, 66, 68, 71, 72, 73, 74, 75, 76, 78, 80,

83, 94, 99, 114, 121, 122, 128

Didinium balbiani (Fabre-Domergue,

1888) Kahl, 1930

78

Didinium nasutum (Müller, 1773) Stein,

1859

78

Difflugia acuminata Ehrenberg, 1838 8, 18, 22, 23, 27, 28, 45, 72, 73, 78, 83,

99, 104, 111, 114, 125, 128, 131

*Difflugia acuminata acaulis Perty, 1852 45

*Difflugia acuminata var. magna

(Deflandre, 1926)

27

*Difflugia acuminata var. inflata Pénard,

1899

131

Difflugia achlora Penard, 1902 19, 32

Difflugia acutissima Deflandre, 1931 11, 18, 122

Difflugia amphoralis Cash, 1909 71

Difflugia angulostoma Gauthier-Lièvre &

Thomas, 1958

18, 71, 99

Difflugia bacillariarum Perty, 1849 8

Difflugia bicornis Penard, 1890 18

Difflugia brevicola Cash e Hopkinson,

1909

19, 32

Difflugia capreolata Penard, 1902 18

Difflugia congolensis Gauthier-Lièvre et

Thomas, 1958

8

Difflugia corona Wallich, 1864 8, 11, 18, 19, 22, 23, 28, 32, 45, 48, 57,

83, 99, 104, 105, 114, 122, 125, 128

*Difflugia corona crenulata Gauthier-

Lievre et Thomas, 1958

22, 57, 104

Difflugia curvicaulis Penard, 1899 8

Difflugia difficilis Thomas, 1954 8, 19, 32, 122

Difflugia echinulata Pénard, 1911 83

Difflugia elegans Penard, 1890 8, 11, 18, 22, 27, 45, 48, 57, 73, 86, 104,

122, 131

Difflugia globularis (Wallich, 1864)

Chardez, 1956

8, 57, 86

Difflugia globulosa (Dujardin, 1837)

Penard, 1902

56, 114

Difflugia gramen Penard, 1902 8, 11, 18, 19, 27, 45, 76, 83, 99

*Difflugia gramen achiora Penard, 1902 22, 57, 104, 122

*Difflugia gramen globularis 76

Difflugia hydrostatica Zacharias, 1897 18

Difflugia kabylica Gauthier-Lièvre &

Thomas, 1958

8, 45

Difflugia kempnyi Stepanek, 1953 8, 32, 45

Difflugia lanceolata Penard, 1890 27, 45

Difflugia lebes Penard, 1890 23, 78, 83, 105

40

Difflugia limnetica (Levander, 1900)

Penard, 1902

8, 19, 32, 45, 80, 114

Difflugia linearis (Penard, 1890) Gauthier

& Lièvre, 1958

83

Difflugia lismoriensis 104

Difflugia lithophila Pénard, 1902 8, 18, 19, 32, 83

Difflugia lobostoma Leidy, 1879 8, 18, 19, 23, 45, 57, 66, 71, 72, 78, 83,

86, 87, 94, 99, 114, 122, 125

*Difflugia lobostoma globulosa Playfair,

1917

45

*Difflugia lobostoma multilobata

Gauthier-Liève & Thomas, 1958

18, 45

Difflugia lucida Penard, 1890 8, 22, 83, 104

Difflugia microclaviformis (Kourov,

1925) Ogden, 1983

18

Difflugia microstoma (Thomas, 1954)

Ogden, 1983

18

Difflugia minuta Rampi, 1950 99

Difflugia muriformis Gauthier-Liève &

Thomas, 1958

8, 11, 18, 19, 32, 45, 57, 131

Difflugia oblonga Ehrenberg, 1838 8, 15, 18, 22, 23, 27, 28, 45, 48, 71, 73,

74, 75, 83, 97, 99, 103, 104, 105, 107,

111, 114, 123, 125, 128, 131

*Difflugia oblonga nodosa Leidy, 1879 11, 48

Difflugia penardi Cash & Hopkinson,

1909

19, 32, 83

Difflugia pseudogramen Gauthier-Lievrè

& Thomas, 1958

8, 18, 19, 32

Difflugia pyriformis Perty, 1849 114

Difflugia rubescens Penard, 1891 23, 73, 105, 125

Difflugia sarissa Tai, 1931 8

Difflugia schuurmani Van Oye, 1932 8, 11, 48, 57, 99

Difflugia stellastoma Vucetich, 1989 27

*Difflugia sp 8, 19, 27, 28, 32, 45, 97

Difflugia tuberculata (Wallich, 1864)

Archer, 1867

8, 11, 78, 99

Difflugia urceolata Carter, 1864 8, 11, 18, 23, 57, 94, 104, 105, 111, 114,

123, 125

*Difflugiella sp. 27, 45

*Difflugiella spp. 27, 45

*Epistylis spp. 8, 114

Euglypha acanthophora Ehrenberg, 1841 8, 18, 19, 23, 27, 32, 45, 57, 71, 72, 80,

83, 94, 104, 105, 111, 114, 121, 125

Euglypha alveolata Dujardin, 1841 72

Euglypha brachiata Penard, 1902 27, 45, 78, 83

Euglypha ciliata Ehrenberg 1848 8, 28, 39, 66, 68, 73, 78, 131

Euglypha crenulata Wailes, 1912 60, 71, 75

Euglypha denticulata Brown, 1912 18, 32

Euglypha filifera Penard, 1890 8, 18, 19, 32, 45

41

Euglypha laevis Perty, 1849 27, 45, 59, 66, 73, 78, 83, 94, 114

Euglypha lobostoma Deflandre, 1928 94

*Euglypha sp. 45

Euglypha strigosa Ehrenberg, 1848 27, 83

Euglypha tuberculata Dujardin, 1841 18, 27, 32, 66, 68, 73, 78, 83

Hyalosphenia elegans Leidy, 1874 66

Lesquereusia epistomium Penard, 1902 8, 18, 45

Lesquereusia extranea Awerintzew, 1906 19

Lesquereusia gibbosa Gauthier-Lievrè &

Thomas, 1960

8, 128

Lesquereusia globulosa Rhumbler, 1896 19, 32, 45

Lesquereusia mimetica Penard, 1911 8

Lesquereusia modesta Rhumbler, 1895 8, 18, 23, 27, 28, 45, 72, 73, 78, 83, 104,

121, 125, 128, 131

*Lesquereusia modesta minima Van oye,

1953

19, 32

Lesquereusia spiralis Ehrenberg, 1840 8, 11, 18, 19, 22, 23, 24, 27, 32, 39, 44,

48, 56, 72, 74, 76, 80, 83, 99, 104, 105,

111, 114, 123, 124, 128, 131

*Lesquereusia spiralis caudata Playfair,

1917

32

*Lesquereusia spiralis declotrei Van oye,

1959

19, 32

*Lesquereusia spiralis hirsuta Gauthier-

Lièvre & Thomas, 1959

19, 27, 32, 45

*Lesquereusia sp. 32

Nebela caudata Leidy, 1879 103

Nebela collaris Ehrenberg, 1848 66, 76, 94, 99

*Nebela fabrei 66

Nebela flabellulum Leidy, 1874 40, 68

*Nebela laugeliformes 41, 78

Nebela nobilis Cash, 1908 66

*Nebela sp. Leidy, 1875 8, 27

Nebela tubulata Brown, 1911 71

Netzelia labeosa Netzelia labeosa Beyens

& Chardez, 1997

19, 32, 45

Netzelia oviformis (Cash, 1909) Ogden,

1979

8, 18, 19, 27, 32, 45, 114

*Netzelia sp. Ogden, 1979 19, 32, 45

Netzelia tuberculata Wallich, 1864 8, 18, 19, 32, 45

Netzelia wailesi (Ogden, 1980)

Meisterfeld, 1984

8, 18, 27, 45, 71

*Paraeuglypha aurelia 83

*Paraeuglypha caudatum 74

Paraeuglypha reticulata Penard, 1902 78

*Paraeuglypha trichium 83

*Paulinella chromatophorce 68

*Pentagonia macroccana 18

Phryganella dissimulatoris Chardez, 1969 27, 45

42

Phryganella hemisphaerica (Penard,

1890) Penard, 1902

45

Pontigulasia compressa Rhumbler, 1896 18, 128

Protocucurbitella coroniformis Gauthier-

Lièvre & Thomas, 1960

8, 18, 19, 45

*Pseudodifflugia sp. 8

Quadrulella symmetrica (Wallich, 1863)

Kosakyan et al., 2016

27, 72, 83, 94, 99, 103, 111, 125, 128

Quadrulella tubulata Gauthier-Lievre ,

1953

72, 80, 83

Raphidiophrys viridis Archer 1867 71

Suiadifflugia multipora Green, 1975 11, 15, 18, 22, 48, 57, 104

*Suiadifflugia sp 28

Trinema enchelys (Ehrenberg 1938)

Leidy, 1878

8, 27, 45

Trinema lineare Penard, 1890 8

Tintinnidae Claparède & Lachmann, 1858 68, 80

Trichodina pediculus Ehrenberg, 1838 68, 83, 95

Trigonopyxis arcula Penard, 1912 83, 103

Trigonopyxis enchelys Ehrenberg, 1838 8, 18, 66, 71, 72, 73, 83, 99

Trigonopyxis lineare Penard, 1890 8, 18, 23, 104, 105, 111, 125, 128

Vorticella campanula Ehrenberg, 1831 74, 78

Vorticella microstoma Ehrenberg, 1830 71, 94, 95

*Vorticella sp 8, 114

*Wallesella eboracensis 83

Zoothamnium arbuscula Ehrenberg, 1839 8

*Zoothamnium spp. 8

Tabela 4 - Lista de espécies de Rotifera (*organismos que não foram analisados

estatisticamente)

ROTIFERA Pontos

Anuraeopsis agilis 72, 73

Anuraeopsis eucadis 11, 48, 57, 60, 71, 72, 76, 78, 80, 83,

86, 95, 99,

Anuraeopsis fissa Gosse, 1851 8, 11, 14, 19, 25, 27, 32, 36, 45, 46,

48, 55, 59, 64, 67, 68, 73, 77, 78, 81,

83, 94, 95, 97, 114

*Anuraeopsis fissa fissa Gosse, 1851 99

43

Anuraeopsis navicula Green, 1960 6, 8, 11, 19, 27, 36, 42, 44, 45, 49,

57, 60, 64, 71, 72, 74, 75, 76, 78, 83,

86, 99

*Anuraeopsis navicula navicula Gillard, 1948 99

Anuraeopsis ovalis 72, 76, 80, 83, 99

Anuraeopsis saltans 11, 60, 66, 71, 72, 83, 94, 95, 97, 99

*Anuraeopsis sp 1, 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 28, 29,

30, 31, 36, 44, 45, 47, 54, 58

Ascomorpha ecaudis Perty, 1850 6, 8, 36, 44, 45, 63

Ascomorpha ovalis (Bergendal, 1892) 27, 36, 63

Ascomorpha saltans Bartsch, 1870 8, 27

Ascomorpha saltans indica Koste, 1978 19, 32

Ascomorpha sp 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 44, 45, 47,

58

Asplanchna brightwellii Gosse, 1850 99

*Asplanchna cf priodonta Gosse, 1850 114

Asplanchna sieboldi (Leydig, 1854) 15, 63

Asplanchnopus hyalinus Harring, 1913 66

*Asplanchna sp 6, 19, 32, 45, 64

Bdelloidea Donner, 1951 6, 7, 8, 9, 11, 12, 14, 15, 19, 21, 23,

25, 27, 28, 29, 30, 32, 33, 35, 36, 39,

41, 42, 44, 45, 46, 47, 48, 49, 53, 54,

55, 56, 57, 58, 60, 63, 64, 67, 68, 71,

72, 73, 75, 76, 77, 78, 80, 83, 97,

102, 103, 104, 105, 107, 111, 113,

121, 122, 123, 125, 128, 130, 131

Beauchampiella eudactylota (Gosse, 1886) 8, 78, 99

Brachionus angularis Gosse, 1851 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 24, 27, 28, 32,

35, 36, 39, 44, 45, 46, 47, 53, 54, 56,

58, 63, 64, 68, 71, 81, 83, 84, 99,

103, 104, 105, 107, 111, 114, 123,

125, 128, 130, 131

*Brachionus angularis var chelonis

Ahlstrom, 1940

81

Brachionus bidentatus Anderson, 1889 19, 27, 64, 74, 75, 78, 104, 114

Brachionus budapestiensis Daday, 1885 99

Brachionus calyciflorus Pallas, 1766 6, 8, 19, 24, 27, 32, 36, 44, 56, 59,

63, 64, 78, 81, 83, 84, 94, 95, 99,

114, 123, 125, 128

*Brachionus calyciflorus amphicerus

Ehrenberg, 1838

99

*Brachionus calyciflorus f. dorcas Gosse,

1851

99

Brachionus caudatus Barrois & Daday, 1894 15, 63, 64, 68, 71, 78, 81, 83, 97

Brachionus dolabratus Harring, 1914 1, 6, 7, 9, 11, 12, 19, 21, 24, 27, 28,

29, 35, 36, 39, 41, 44, 45, 46, 47, 48,

53, 56, 58, 63, 64, 68, 71, 72, 76, 78,

83, 90, 97, 99, 104, 105, 111, 114,

125, 128, 130

44

Brachionus falcatus Zacharias, 1898 6, 7, 8, 9, 11, 12, 15, 19, 21, 23, 24,

27, 28, 29, 32, 34, 36, 39, 41, 44, 45,

47, 48, 53, 54, 56, 57, 58, 63, 64, 68,

71, 72, 76, 77, 78, 80, 81, 83, 90, 94,

97, 99, 102, 103, 104, 105, 107, 114,

121, 123, 125, 128, 130

Brachionus forficula Wierzejski, 1891 6, 19, 27, 35, 36, 44, 46, 71, 114

Brachionus havanaensis Rousselet, 1911 64

Brachionus macrocanthus Jakubski, 1912 8, 28, 107

Brachionus mirabilis Daday, 1897 14, 99

Brachionus mirus Daday, 1905 6, 7, 8, 9, 11, 12, 19, 21, 27, 29, 30,

31, 32, 36, 44, 45, 47, 48, 53, 54, 58,

63, 64, 78, 81, 83, 99

Brachionus patulus O. F. Muller, 1786 19, 27, 35, 46, 78, 80, 83, 97, 114

*Brachionus patulus macrachantus 22

*Brachionus patulus patulus 22

Brachionus quadridentatus Hermann, 1783 6, 8, 11, 19, 22, 23, 27, 32, 35, 36,

44, 45, 46, 53, 59, 64, 71, 78, 81, 83,

90, 94, 99, 104,

*Brachionus quadridentatus brevispinus

Ehrenberg, 1832

99

*Brachionus quadridentatus cluniorbicularis

Skorikov, 1894

99

*Brachionus quadridentatus melheni Barrois

& Daday, 1894

99

*Brachionus quadridentatus quadridentatus

Hermann, 1783

99

Brachionus rubens Ehrenberg, 1838 28, 84

Brachionus sessilis Varga, 1951 76, 80, 83, 99

Brachionus urceolaris Müller, 1773 64, 74, 78, 80

*Brachionus urceolaris sessilis (Varga, 1951) 99

*Brachionus urceolaris urceolaris (O.F.

Muller, 1773) Gillard, 1948

99

Cephalodella auriculata Mueller, 1773 19, 32

Cephalodella catellina Harring, 1913 76, 80, 83

*Cephalodella cf. exigua Gosse, 1886 8

Cephalodella forficula Ehrenberg, 1832 8, 27, 45, 72, 76, 83, 99, 122

Cephalodella gibba Ehrenberg, 1830 8, 19, 25, 32, 45, 49, 64, 71, 77, 78,

83, 94, 99, 121, 122, 128

Cephalodella mucronata Myers, 1924 23, 104, 125

Cephalodella rotunda Wulfert, 1937 8

*Cephalodella spp. Bory de St. Vincent, 1826 6, 8, 19, 27, 32, 36, 45

Cephalodella sterea (Gosse, 1887) 64

Cephalodella tenuiseta (Burn, 1890) 11, 80, 99

*Collotheca cf. sulcata 76

Collotheca edentata (Collins, 1872) 55

Collotheca mutabilis (Hudson, 1885) 33, 49, 55, 72, 76, 80, 83

Collotheca pelagica (Rousselet, 1893) 68, 72, 76, 78, 80, 83, 86

45

*Collotheca sp 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 25, 27, 28, 29,

30, 31, 32, 36, 44, 45, 47, 54, 55, 58,

63, 64, 67, 77, 97

Collotheca tenuilobata (Anderson, 1889) 8

Colurella adriatica Ehrenberg, 1831 73, 78

Colurella obtusa (Gosse, 1886) 6, 8, 11, 45, 48, 55, 73, 80, 121, 128

Colurella sulcata (Stenroos, 1898) 27, 33, 45

Colurella uncinata (Müller, 1773) 8, 25, 45, 55, 57, 72, 73, 80, 104,

114, 122

*Colurella uncinata bicuspidata (Ehrenberg,

1830)

11, 27, 45, 48, 76, 83, 86

Colurella tesselata (Glascott, 1893) 45

*Colurella sp 6, 8, 19, 28, 32, 36, 45, 64

*Conochiloides sp Hlava, 1904 19

Conochilus coenobasis (Skorikov, 1914) 1, 6, 8, 27, 36, 44, 45, 63, 72, 76, 80,

83, 86, 95, 97

Conochilus dossuarius Hudson, 1885 8, 15, 19, 27, 45, 48, 57, 64, 68, 83,

99

Conochilus hippocrepis (Schrank, 1803) 95

Conochilus natans (Seligo, 1900) 8, 72

Conochilus unicornis Rousselet, 1892 1, 6, 8, 27, 44, 60, 63, 64, 68, 71, 72,

76, 80, 83, 86, 90, 95, 97, 99, 107

*Conochilus sp 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 28, 29, 30,

32, 36, 44, 45, 47, 54, 58

Dicranophorus caudatus Harring & Myers,

1928

94

*Dicranophorus caudatus brasiliensis Koste,

1972

11, 22, 48, 57, 66, 99, 104

Dicranophorus epicharis Harring & Myers,

1928

27, 45, 99

Dicranophorus forcipatus (Müller, 1786) 15, 48, 99

Dicranophorus propatula 8, 57, 78, 107, 128

*Dicranophorus propatula f. macrodactyla

(Hauer, 1965)

99

*Dicranophorus propatula propatula 99

Dicranophorus rostratus (Dixon-Nuttall &

Freeman, 1902)

71

*Dicranophorus sp 8, 28, 32

Dipleuchlanis propatula (Gosse, 1886) 8, 14, 19, 25, 27, 42, 44, 45

*Dipleuchlanis sp 31, 114

Dissotrocha aculeata (Ehrenberg, 1830) 6, 8, 9, 19, 23, 27, 30, 32, 35, 44, 45,

47, 104, 105, 107, 111, 123, 125, 131

Dissotrocha macrostyla (Ehrenberg, 1838) 8, 19, 32, 131

*Dissotrocha sp. 6, 32

Epiphanes brachionus (Ehrenberg, 1837) 71, 78

Epiphanes clavulata (Ehrenberg, 1831) 8, 57, 99

Epiphanes deflexa 74

Epiphanes macrourus (Barrois & Daday,

1894)

24, 56

46

Epiphanes senta (Müller, 1773) 59

Euchlanis calpidia (Myers, 1930) 42

Euchlanis dilatata Ehrenberg, 1830 8, 15, 19, 21, 27, 32, 42, 45, 48, 49,

55, 57, 63, 64, 72, 77, 78, 80, 90, 99,

114, 128, 131

*Euchlanis dilatata f lucksiana (Hauer, 1930) 99

Euchlanis incisa Carlin, 1939 7, 8, 9, 27, 29, 45, 64, 128, 131

Euchlanis lyra Hudson, 1886 1

Euchlanis meneta Myers, 1930 8, 27, 32, 66, 99, 131

Euchlanis triquetra Ehrenberg, 1838 14, 23, 55, 73, 104, 111, 125

Euchlanis parva Rousselet, 1892 19

*Euchlanis sp 19, 32

Filinia camasecla Myers, 1938 38, 68, 71

Filinia longiseta (Ehrenberg, 1834) 6, 7, 8, 9, 11, 12, 19, 22, 27, 29, 32,

36, 44, 48, 54, 55, 58, 63, 64, 71, 72,

74, 76, 78, 80, 81, 83, 84, 86, 94,

104, 113

Filinia opoliensis (Zacharias, 1898) 27, 32, 44, 45, 55, 59, 63, 64, 72, 76,

78, 80, 83, 95, 97

Filinia pejleri Hutchinson, 1964 8

Filinia saltador (Gosse, 1886) 48, 76, 80, 83, 99

*Filinia sp 28

Filinia terminalis (Plate, 1886) 15, 35, 45, 46, 57, 64, 72, 74, 76, 78,

97, 99, 114, 130

Gastropus hyptopus (Ehrenberg, 1838) 8, 27, 28, 74, 78

Gastropus stylifer Imhof, 1891 8, 27, 76, 83, 86, 99

Harringia eupoda (Gosse, 1887) 66

Hexarthra brasiliensis 28, 76, 83, 86

Hexarthra intermedia (Wiszniewski, 1929) 1, 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 29, 30,

31, 32, 36, 44, 45, 47, 54, 58, 59, 60,

63, 64, 68, 72, 74, 76, 78, 80, 83, 94,

97, 123, 130

*Hexarthra intermedia brasiliensis (Hauer,

1953)

28, 48, 83, 94, 97

*Hexarthra intermedia intermedia

(Wiszniewski, 1929)

99

Hexarthra longicomicula 72, 76, 80, 83, 86, 99

Hexarthra mira (Hudson, 1871) 67, 99

*Hexarthra sp 6, 8, 19, 27, 32, 36, 44

Horaella brehmi Donner, 1949 78

Horaella thomassoni Koste, 1973 23, 74, 83, 99

Kellicottia bostoniensis (Rousselet, 1908) 1, 6, 19, 27, 36, 63, 64, 67, 72, 76,

77, 80, 81, 83, 90, 114

Kellicottia longispina (Kellicott, 1879) 60, 74, 75, 83

Keratella americana Carlin, 1943 6, 7, 8, 9, 11, 12, 15, 19, 21, 23, 24,

27, 28, 29, 30, 31, 32, 35, 36, 39, 40,

41, 44, 45, 46, 47, 48, 53, 54, 56, 57,

58, 59, 60, 63, 64, 66, 68, 71, 72, 74,

47

75, 76, 78, 80, 83, 86, 94, 95, 97, 99,

103, 104, 105, 107, 111, 114, 121,

123, 125, 128, 130, 131

*Keratella americana hispida Lauterborn,

1898

94, 99

Keratella cochlearis (Gosse, 1851) 1, 6, 8, 9, 11, 19, 230 24, 27, 28, 29,

32, 35, 36, 39, 40 ,41, 44, 46, 48, 53,

56, 57, 59, 60, 63 ,64, 66, 68, 71, 72,

73, 74 ,75, 76, 77, 78, 79, 80, 83, 86,

87, 90, 94, 95, 97, 99, 102, 103, 104,

105, 107, 111, 114, 121, 123, 125,

128, 130, 131

Keratella lenzi Hauer, 1953 6, 8, 11, 12, 19, 23

*Keratella lenzi lenzi Hauer ,1953 66, 94

Keratella quadrata (Müller, 1786) 55

Keratella reducta (Huber-Pestalozzi, 1929) 55

Keratella tecta (Gosse, 1851) 99

Keratella tropica (Apstein, 1907) 8, 11, 19, 23, 24, 27, 28, 32, 36, 39,

41, 44, 45, 48, 53, 54, 56, 57, 63, 64,

68, 71, 72, 76, 78, 80, 81, 83, 95, 97,

99, 102, 104, 105, 111, 114, 121,

123, 125, 128, 131

*Keratella tropica brehmi Klausener 1908 99

*Keratella tropica tropica (Apstein, 1907) 83

Keratella valga (Ehrenberg, 1834) 107

Lecane acanthinula (Hauer, 1938) 76

Lecane acronycha Harring & Myers, 1926 99

Lecane aculeata (Jakubski, 1912) 14, 32, 45, 55, 83, 99, 122

Lecane aguessei De Ridder, 1960 99

Lecane amazoniana Koste & Robertson, 1983 99

Lecane aquila Harring & Myers, 1926 99

Lecane arcuata (Bryce, 1891) 114

Lecane arcula Harring, 1914 8, 27, 45, 72, 76, 80, 83

Lecane armata Thomasson, 1971 27, 32, 45

Lecane braziliensis Segers, 1993 27, 45

Lecane bulla (Gosse, 1851) 1, 6, 7, 8, 9, 12, 14, 19, 21, 23, 24,

25, 27, 28, 29, 30, 32, 33, 36, 39, 42,

44, 45, 46, 47, 49, 54, 55, 56, 58, 64,

67, 77, 90, 97, 99, 102, 103, 104,

105, 107, 111, 113, 114, 121, 123,

125, 128, 130, 131

*Lecane bulla bulla (Gosse, 1851) 71, 72, 76, 78, 80, 83

Lecane clara (Bryce, 1892) 8, 27, 55, 99

Lecane closterocerca (Schmarda, 1859) 1, 8, 14, 23, 25, 27, 32, 33, 45, 71,

72, 76, 78, 80, 83, 90, 99, 105, 122,

131

Lecane copeis (Harring & Myers, 1926) 14, 19, 99, 111

48

Lecane cornuta (Müller, 1786) 1, 6, 8, 9, 12, 19, 27, 32, 36, 45, 63,

72, 76, 99

Lecane crenata (Harring, 1913) 42, 46

Lecane crepida Harring, 1914 8, 27, 45, 72, 99, 122

Lecane curvicornis (Murray, 1913) 1, 6, 8, 9, 14, 19, 22, 23, 25, 27, 29,

32, 34, 36, 44, 45, 64, 67, 76, 90, 99,

104, 123

*Lecane curvicornis nitida (Murray, 1913) 14, 25, 34

*Lecane curvicornis lofuana (Murray, 1913) 99

Lecane decipiens (Murray, 1913) 8, 27, 45, 72, 99

Lecane doryssa Harring, 1914 8, 27, 71, 72, 99

Lecane elegans Harring, 1914 8, 78, 99

Lecane elongata Harring & Myers, 1926 99

Lecane elsa Hauer, 1931 99

Lecane eutarsa Harring & Myers, 1926 45

Lecane flexilis (Gosse, 1886) 8, 14, 15, 25, 32, 76, 80, 99

Lecane furcata (Murray, 1913) 1, 8, 27, 45, 55, 72, 76, 80, 83, 99

*Lecane furcata var elachis 99

Lecane glypta Harring & Myers, 1926 114

Lecane haliclysta Harring & Myers, 1926 8, 27, 45, 55, 57, 71, 80, 99

Lecane hamata (Stokes, 1896) 8, 27, 32, 44, 45, 64, 76, 80, 83, 99,

114, 122

Lecane hastata (Murray, 1913) 99, 114

Lecane hornemanni (Ehrenberg, 1834) 8, 9, 14, 15, 19, 27, 32, 36, 45, 48,

57, 58, 67, 80, 83, 99

Lecane imbricata Carlin, 1939 73, 74

Lecane inconspicua Segers & Dumont, 1993 6

Lecane inermis (Bryce, 1892) 8, 27, 48, 77, 83, 99

Lecane inopinata Harring & Myers, 1926 8, 45, 99

*Lecane inopinata sympoda Wiszniewski,

1954

57, 99

Lecane lauterbomi 99

Lecane leontina (Turner, 1892) 6, 8, 11, 12, 19, 22, 23, 25, 27, 28,

32, 36, 39, 44, 45, 46, 48, 49, 57, 68,

72, 76, 77, 78, 80, 90, 99, 104, 114,

122, 125, 131

Lecane levistyla (Olofsson, 1917) 11, 48, 57, 72, 76, 80, 99, 114

Lecane lopeis 105

Lecane ludwigii (Eckstein, 1883) 8, 19, 27, 32, 45, 48, 58, 63, 72, 78,

83, 99, 104, 125

*Lecane ludwigii f ludwigii (Eckstein, 1883) 8

*Lecane ludwigii marshi Harring, 1914 57

*Lecane ludwigii ohioensis 19, 32, 122

Lecane luna (Müller, 1776) 6, 8, 19, 23, 24, 25, 27, 32, 36, 39,

45, 64, 66, 71, 72, 73, 78, 81, 83, 97,

99, 102, 104, 107, 121, 122, 123,

125, 128, 131

49

Lecane lunaris (Ehrenberg, 1832) 6, 7, 8, 9, 12, 14, 19, 21, 23, 27, 29,

30, 32, 33, 35, 36, 39, 42, 44, 45, 46,

47, 49, 54, 55, 59, 67, 68, 71, 72, 73,

75, 76, 77, 78, 80, 83, 94, 99, 104,

105, 107, 111, 114, 125, 128, 131

*Lecane lunaris crenata (Harring, 1913) 99

*Lecane lunaris perplexa (Ahlstrom, 1938) 83, 99

Lecane marchantaria Koste & Robertson,

1983

71

Lecane mira (Murray, 1913) 19, 32, 33

Lecane Monostyla (Lecane) (Daday, 1897) 1, 6, 8, 19, 27, 32, 35, 36, 45, 46, 67,

68, 71, 76, 78, 81, 99, 128

Lecane murrayi (Hauer, 1965) 46

Lecane nana (Murray, 1913) 45, 48

Lecane nitida (Murray, 1913) 11, 48, 57

Lecane nodosa Hauer, 1938 11

Lecane obtusa (Murray, 1913) 27, 47, 55, 90

Lecane ohioensis (Herrick, 1885) 25, 99

Lecane ovalisi (Jakubski, 1914) 64, 114

Lecane papuana (Murray, 1913) 8, 9, 15, 22, 32, 36, 48, 57, 64, 83,

99, 104

Lecane proiecta Hauer, 1956 32, 63, 76, 97

Lecane psammophila (Wiszniewski, 1932) 27, 83

Lecane pumila (Rousselet, 1906) 14

Lecane pusilla Harring, 1914 8, 27, 99

Lecane pyriformis (Daday, 1905) 8, 27, 45, 72, 78, 80, 83, 99, 122, 131

Lecane quadridentata (Ehrenberg, 1830) 6, 8, 19, 23, 27, 32, 45, 49, 72, 99,

104, 105, 114, 122

Lecane rhenana Hauer, 1929 64

Lecane rhopalura (Harring & Myers, 1926) 45

Lecane rhytida Harring & Myers, 1926 27, 45

Lecane ruttneri Hauer, 1938 14, 49, 99

Lecane scutata (Harring & Myers, 1926) 7, 8, 12, 30, 32, 58, 83, 86, 99, 114

Lecane signifera (Jennings, 1896) 6, 8, 15, 19, 23, 27, 32, 45, 76, 80, 83

*Lecane signifera ploenensis (Voigt, 1902) 67, 77, 99

*Lecane sp 19, 27, 32, 45

Lecane stenroosi (Meissner, 1908) 63, 66, 78, 94, 99

Lecane stichaea Harring, 1913 8, 23, 27, 33, 49, 55, 57, 67, 73, 77,

78, 104, 125

*Lecane stichaea amazonica Koste, 1978 99

*Lecane stichaea intranusiata 99

*Lecane stichaea stichaea Harring, 1913 99

Lecane stichaeaoides 15, 57

Lecane stichoclysta Segers, 1993 12

Lecane subtilis Harring & Myers, 1926 8, 30, 45, 71

Lecane sylvatica (Harring, 1913) 99

Lecane tenuiseta Harring, 1914 99

50

Lecane tudicola Harring & Myers, 1926 33

Lecane uenoi Yamamoto, 1951 8, 45

Lecane ungulata (Gosse, 1887) 14, 19, 22, 32, 42, 99, 104, 111

Lecane venusta Harring & Myers, 1926 99

Lecane wulferti Hauer, 1956 99

Lepadella acuminata (Ehrenberg, 1834) 14, 19, 33, 49, 57, 71, 72, 73, 99

Lepadella christinei Koste, 1990 99

Lepadella cristata (Rousselet, 1893) 8, 14, 19, 23, 27, 32, 44, 45, 104,

122, 125, 128

Lepadella cryphaea Harring, 1916 55

Lepadella dactyliseta (Stenroos, 1898) 48

Lepadella donneri Koste, 1972 27, 45

Lepadella elongata Koste, 1992 45

Lepadella inopinata 19

Lepadella latusinus (Hilgendorf, 1899) 8, 27, 45, 80

Lepadella minoruoides Koste & Robertson,

1983

45

Lepadella ovalis (Müller, 1786) 8, 19, 27, 32, 36, 45, 57, 73, 78, 114,

125, 131

Lepadella patella (Müller, 1773) 1, 6, 8, 14, 19, 23, 25, 27, 32, 36, 42,

45, 48, 49, 55, 64, 71, 73, 74, 75, 76,

78, 80, 83, 86, 90, 94, 99, 107, 114,

122, 128

*Lepadella patella oblonga (Ehrenberg,

1834)

8

*Lepadella patella similis Lucks 1912 99

Lepadella quinquecostata (Lucks, 1912) 27

Lepadella rhomboides (Lucks, 1912) 8, 44, 45, 64, 122

Lepadella rottenburgi (Lucks, 1912) 45

*Lepadella spp. 6, 8, 9, 19, 27, 30, 32, 36, 44, 45, 58

Lepadella triptera (Ehrenberg, 1830) 27, 45

Lepadella venefica Myers, 1934 14

*Lepadella triptera var. alata (Myers, 1934) 27

Limnias melicerta Weisse, 1848 99

Lophocharis salpina (Ehrenberg, 1834) 27, 45

Macrochaetus collinsii (Gosse, 1867) 8, 11, 14, 27, 32, 33, 36, 45, 66, 67,

77, 113, 123

*Macrochaetus collinsi collinsi (Gosse, 1867) 99

Macrochaetus eudactylotum 99

Macrochaetus longipes Myers, 1934 8, 19, 27, 32, 45, 48, 53, 57, 99

Macrochaetus maculata 11, 48, 57

Macrochaetus sericus (Thorpe, 1893) 8, 11, 22, 27, 32, 36, 44, 45, 71, 73,

76, 80, 83, 86, 97, 99, 104, 114

*Macrochaetus sp. 6, 7, 28, 29, 30, 36, 44, 45, 90, 97

*Macrotrachela sp. 6, 32

Microcodon clavus Ehrenberg, 1830 14, 55

Monommata aequalis (Ehrenberg, 1830) 19, 27

51

Monommata dentata Wulfert, 1940 55

Monommata longiseta (Müller, 1786) 14, 25, 49, 55

Monommata maculata 19, 32

*Monommata sp. 8, 14, 25, 27, 32, 33, 42, 44, 45, 49,

55, 67, 77

Monostyla (Lecane) bulla Gosse, 1851 11, 15, 22, 48, 104

Monostyla (Lecane) closterocerca Schmarda,

1859

48, 57

Monostyla (Lecane) cornuta (Muller, 1786) 11, 22, 57, 104

Monostyla (Lecane) crenata Harring, 1913 48, 57

Monostyla (Lecane) decipiens (Daday, 1913) 11

Monostyla (Lecane) furcata Murray, 1913 48

Monostyla (Lecane) hamata (Stokes 1896) 48, 57

Monostyla (Lecane) lunaris (Ehrenberg,

1832)

48

*Monostyla (Lecane) lunaris perplexa

Wiszniewski, 1954

48

Monostyla (Lecane) Monostyla (Daday, 1897) 57

Monostyla (Lecane) oidipus 48

Monostyla (Lecane) quadridentata

(Ehrenberg, 1892)

11, 48, 57

Monostyla (Lecane) rugosa (Harring, 1914) 48

Monostyla (Lecane) scutata (Harring &

Myers, 1926)

22, 48, 104

Monostyla (Lecane) trigona 22, 104

Monostyla (Lecane) unguipes 22, 104

Monostyla (Lecane) wulferti Hauer 1956 48, 57

Mytilina acanthophora Hauer, 1938 6, 8, 11, 36, 44, 99

Mytilina bisulcata (Lucks, 1912) 8, 27, 32, 36, 44, 45, 64, 78, 99, 107

Mytilina mucronata (Müller, 1773) 32

*Mytilina mucronata mucronata (Müller

1773)

99

*Mytilina sp. 8, 19

Mytilina trigona (Gosse, 1851) 99

Mytilina unguipes (Lucks, 1912) 99, 122

Mytilina ventralis (Ehrenberg, 1830) 8, 14, 19, 27, 32, 42, 44, 45, 47, 55,

57, 64, 97, 99

*Mytilina ventralis macracantha (Gosse,

1886)

27, 99

*Mytilina ventralis ventralis 8, 27

Notommata copeus Ehrenberg, 1834 45

*Notommata sp 8, 19, 28, 32, 45, 55

Paracolurella logima (Myers, 1934) 73

Plationus macracanthus (Daday, 1905) 63

Plationus patulus (Müller, 1786) 1, 6, 8, 9, 12, 19, 27, 32, 36, 44, 45,

58, 63, 64, 90

*Plationus patulus macracanthus (Daday,

1905)

8, 19

52

Platyias leloupi Gillard, 1957 8, 45

*Platyias leloupi latiscapularis 8, 22, 99

*Platyias leloupi leloupi Gillard, 1967 99

Platyias patulus (Müller, 1786) 8, 19, 32

Platyias quadricornis (Ehrenberg, 1832) 1, 6, 8, 9, 19, 27, 32, 36, 42, 44, 45,

64, 68, 71, 73, 77, 78, 80, 83, 90, 94,

97, 99, 114, 123, 128

*Platyias quadricornis brevispinus Daday,

1905

76, 83, 99, 122

*Platyias quadricornis quadricornis

(Ehrenberg, 1832)

8

Platyias sp. 36

Ploesoma lenticulare Herrick, 1885 60, 74

Ploesoma truncatum (Levander, 1894) 64, 72, 76, 80, 83, 99

Polyarthra dolichoptera Idelson, 1925 8, 19, 23, 24, 32, 33, 34, 39, 41, 46,

49, 56, 57, 60, 66, 67, 77, 87, 94,

107, 121, 128

Polyarthra remata Skorikov, 1896 14, 66, 71, 87, 94, 97

*Polyarthra sp 6, 8, 9, 12, 19, 27, 28, 32, 36, 44, 45,

47, 54, 64, 97

*Polyarthra aff vulgaris 63, 90

Polyarthra vulgaris Carlin, 1943 1, 15, 19, 22, 27, 34, 48, 57, 59, 66,

72, 73, 78, 80, 81, 83, 87, 94, 95, 99,

104

*Polyarthra vulgaris longiremis Carlin, 1943 94

Pompholyx complanata Gosse, 1851 72, 76, 83, 99

Pompholyx sulcata Hudson, 1885 28

*Proales sp 67

*Ptygura cf wilsonii 63

Ptygura elsteri Koste, 1972 45

Ptygura furcillata (Kellicott, 1889) 45

Ptygura libera Myers, 1934 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 27, 29, 30, 31,

32, 36, 44, 45, 47, 54, 58, 60, 72, 74,

76, 78, 80, 83, 86, 97, 99

Ptygura melicerta Ehrenberg, 1832 19, 32, 72, 76, 80, 83, 97, 99

*Ptygura melicerta socialis (Weber, 1888) 99

*Ptygura sp. 14, 46, 49, 55, 64

*Ptygura spp. 27, 45

*Resticula sp. 45

Rotaria neptunia (Ehrenberg, 1830) 8, 78, 99

Rotaria rotatoria (Pallas, 1766) 78, 128

*Rotaria sp. 32

Scaridium longicaudum Muller, 1786 45, 78, 83, 99

Sinantherina semibullata (Thorpe, 1889) 63, 99

*Sinantherina sp 8, 12, 27, 36, 45, 97

Sinantherina spinosa (Thorpe, 1893) 99

Squatinella lamellaris (Müller, 1786) 8, 27, 45

Squatinella longipes 28, 48

53

Squatinella mutica (Ehrenberg, 1832) 45, 99, 122

Squatinella oblonga 81

Squatinella stylata Harring, 1913 64, 76, 83, 86, 99, 123

Stephanoceros fimbriatus (Goldfuß, 1820) 14, 42

Synchaeta jollyae Shiel & Koste, 1993 8, 63

Synchaeta longipes Gosse, 1887 28

*Synchaeta sp 67, 77

*Synchaeta spp 67, 77

Taphrocampa annulosa Gosse, 1851 99

Testudinella ahlstromi Hauer, 1956 99

Testudinella amphora Hauer, 1938 27, 45, 76

Testudinella braziliensis 104

Testudinella emarginula (Stenroos, 1898) 45

*Testudinella incisa emarginula (Stenroos,

1898)

33

Testudinella mucronata (Gosse, 1886) 8

*Testudinella mucronata hauerensis (Gosse,

1886)

99

*Testudinella mucronata mucronata (Gosse,

1886)

99

Testudinella ohlei Koste, 1972 27, 32, 45, 67, 103

*Testudinella ohlei ohlei Bory de St. Vincent,

1826

19, 32

Testudinella parva (Ternetz, 1892) 32, 45

Testudinella patina (Hermann, 1783) 1, 6, 8, 22, 27, 32, 45, 48, 57, 63, 76,

78, 103, 104, 122

*Testudinella patina dendradena

Beauchamp, 1955

22, 99

*Testudinella patina trilobata Anderson &

Shephard, 1892

99

Testudinella similis 104

*Testudinella sp 28

Testudinella tridentata Smirnov, 1931 76, 80

Tetrasiphon notommata (Ehrenberg, 1840) 14

*Thricocerca sp. 45

Trichocerca bicristata (Gosse, 1887) 1, 8, 19, 23, 32, 45, 78, 83, 99

Trichocerca bidens (Lucks, 1912) 45, 80, 99

Trichocerca brachyura (Gosse, 1851) 33

Trichocerca braziliensis (Murray, 1913) 22

Trichocerca capucina (Wierzejski &

Zacharias, 1893)

28, 48, 57, 63, 76, 80, 83, 97, 99, 125

*Trichocerca capucina multicrinis Kellicott,

1894

99

Trichocerca carinata Korde, 1928 74

Trichocerca cavia (Gosse, 1886) 45, 71, 83

Trichocerca chattoni (Beauchamp, 1907) 6, 27, 45, 54, 63, 72, 76, 80, 83, 86,

97, 99

Trichocerca collaris (Rousselet, 1896) 73, 99

54

Trichocerca cylindrica (Imhof, 1891) 1, 39, 45, 55, 59, 73, 90, 125

*Trichocerca cylindrica chattoni De

Beauchamp, 1907

27, 40, 59, 63, 97

Trichocerca dixon-nuttalli (Jennings, 1903) 99

Trichocerca elongata (Gosse, 1886) 27, 76

*Trichocerca elongata braziliensis (Murray,

1913)

8, 27, 45, 60, 71, 74, 99

Trichocerca flagellata Hauer, 1937 8, 64

Trichocerca fusiformis (Levander, 1894) 8, 73, 78

Trichocerca gracilis (Tessin, 1890) 76, 83, 99

Trichocerca iernis (Gosse, 1887) 8, 27, 45, 99

Trichocerca inermis (Linder, 1904) 8, 99

Trichocerca insignis (Herrick, 1885) 8, 25, 45, 48, 55, 57, 72, 78, 99, 104,

125

Trichocerca intermedia (Stenroos, 1898) 55

Trichocerca longiseta (Schrank, 1802) 78

Trichocerca lophoessa (Gosse, 1886) 33, 46, 49

Trichocerca macera (Gosse, 1886) 8

Trichocerca minuta (Olofsson, 1918) 114

Trichocerca multicrinis (Kellicott, 1897) 72, 78

Trichocerca myersi (Hauer, 1931) 55, 99

Trichocerca ornata Myers, 1934 78

Trichocerca porcellus (Gosse, 1851) 14, 23, 78

Trichocerca pusilla (Jennings, 1903) 6, 7, 8, 9, 12, 19, 21, 23, 27, 28, 29,

30, 31, 32, 36, 39, 44, 45, 47, 53, 54,

56, 58, 59, 60, 64, 66, 67, 72, 78, 80,

83, 86, 94, 97, 99, 111, 121, 128

Trichocerca rattus (Müller, 1776) 7, 8, 14, 27, 32, 44, 49, 53, 56, 59,

60, 74

Trichocerca ruttneri Donner, 1953 78

Trichocerca scipio (Gosse, 1886) 8, 32

Trichocerca similis (Wierzejski, 1893) 6, 8, 12, 15, 19, 22, 23, 27, 28, 32,

34, 36, 39, 44, 45, 46, 48, 55, 57, 58,

59, 60, 64, 67, 74, 76, 78, 80, 83, 86,

94, 97, 99, 104, 105, 111, 125, 128

*Trichocerca similis grandis Hauer, 1965 103

*Trichocerca sp 19, 27, 32, 45, 72, 99

Trichocerca stylata (Gosse, 1851) 6, 8, 9, 12, 19, 27, 29, 36, 47, 54, 58,

64, 72, 80, 83, 86, 94, 99

Trichocerca tenuior (Gosse, 1886) 8

Trichocerca terminalis 59

Trichocerca tetractis (Ehrenberg, 1830) 8

Trichocerca tigris (Müller, 1786) 45, 66, 99

Trichocerca trichocerca 28

Trichocerca voluta (Murray, 1913) 99

Trichotria tenuior 78, 80, 83, 121, 122

Trichotria tetractis (Ehrenberg, 1830) 1, 8, 27, 28, 32, 36, 45, 47, 48, 63,

68, 71, 74, 78, 80, 90

55

Tabela 5 - Lista de espécies de Cladocera (*organismos que não foram analisados

estatisticamente)

CLADOCERA Atualizações Pontos

Acroperus harpae (Baird, 1834) Acroperus

tupinamba

22, 63, 104, 111, 121,

125, 131

*Acroperus sp 114

Acroperus tupinamba Sinev & Elmoor-Loureiro, 2010 1, 63, 112, 115, 126,

132

Alona affinis (Leydig, 1860) Alona ossiani

Sinev, 1998

4

Alona cambouei Alona glabra Sars,

1901

8, 27

Alona costata Flavalona costata

(Sars, 1962)

23, 46, 105, 123

Alona dentifera Magnospina

dentifera (Sars,

1901)

1, 8, 14, 68

Alona glabra Sars, 1901 1, 8, 27, 55, 63

Alona guttata Sars, 1862 Alona cf guttata 1, 8, 19, 22, 23, 27, 32,

33, 35, 41, 45, 46, 53,

55, 63, 97, 104, 105,

107, 111, 112, 115,

123, 125, 126, 128,

131, 132

Alona iheringula Flavalona

iheringula (Kotov

& Sinev, 2004)

14, 33, 38, 115, 126,

132

Alona intermedia Sars, 1862 8, 63, 105, 111, 112,

115, 125, 126

Alona monacantha Coronatella

monacantha (Sars,

1901)

8, 131

Alona ossiani Sinev, 1998 14, 17, 25, 26, 33, 38,

49, 55, 63, 112, 115,

117, 126, 132

Alona poppei Coronatella

poppei (Richard,

1897)

8, 27, 121, 128

Alona quadrangularis Alona yara Sinev

& Elmoor-

Loureiro, 2010

39

Alona quadrata 5, 6, 8, 10, 19

Alona rectangula Coronatella

rectangula (Sars,

1861)

4, 19, 22, 27, 39, 40,

63, 104, 105, 107, 111,

128, 130

56

Alona setigera Flavalona

asymmetrica Sousa

& Elmoor-

Loureiro, 2018

63, 115, 126

*Alona sp 114

*Alona spp. 6, 8, 12, 30, 32, 36, 44,

45, 47, 58

Alona verrucosa Anthalona

verrucosa (Sars,

1901)

8, 19, 27, 45, 63

Alona yara Sinev & Elmoor-Loureiro, 2010 14, 63, 112

Alonella clathratula Sars, 1896 17, 26, 27, 63, 67, 112,

115, 117, 126, 132

Alonella dadayi Birge, 1910 1, 4, 8, 19, 25, 27, 32,

33, 36, 45, 46, 49, 51,

52, 55, 63, 112, 115,

117, 126, 132

Alonella dentifera Magnospina

dentifera (Sars,

1901)

8, 68

Alonella excisa Alonella

clathratula Sars,

1896

22, 104, 131

Alonella karua Karualona

muelleri (Richard,

1897)

4

Alonella lineolata Bergamina

lineolata (Sars,

1901)

27

Alonella nana Baird, 1850 19

Anthalona verrucosa (Sars, 1901) 14, 33, 46, 49, 51, 52,

55, 112, 115, 126, 132

Biapertura affinis Alona ossiani

Sinev, 1998

5, 6, 8, 10 19

Biapertura intermedia Ver Alona

intermedia, Alona

isabellae e Alona

elisae.

8, 103, 107, 121, 128,

131

Biapertura karua Karualona

muelleri (Richard,

1897)

8, 63

Biapertura verrucosa Anthalona

verrucosa (Sars,

1901)

27

Bosmina coregoni Baird, 1857 13, 16, 19, 27, 78

Bosmina deitersi 27

Bosmina eurynotus 27

Bosmina freyi 19, 27, 32, 55, 63, 64,

90, 97

57

Bosmina hagmanni 1, 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10,

12, 19, 27, 32, 36, 44,

45, 57, 58, 60, 61, 63,

64, 68, 69, 71, 72, 74,

76, 78, 79, 80, 83, 84,

86, 90, 97, 99, 100,

101, 107, 114, 128

Bosmina longirostris 2, 60, 63, 64, 69, 72,

74, 76, 77, 78, 79, 80,

81, 82, 83, 84, 89, 97,

98, 99, 100, 114, 118,

133

Bosmina longiseta 74

*Bosmina sp Baird, 1845 28, 114

*Bosmina spp Baird, 1845 63

Bosmina tubicen 3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 12,

19, 20, 24, 27, 30, 31,

32, 36, 39, 41, 43, 44,

45, 50, 53, 54, 58, 61,

63, 67, 68, 69, 82, 85,

87, 89, 95, 97, 100,

107, 128

Bosminopsis deitersi Richard, 1895 1, 2, 3, 6, 7, 8, 11, 12,

16, 19, 20, 22, 27, 28,

29, 32, 36, 41, 43, 44,

45, 48, 50, 54, 57, 58,

60, 61, 63, 66, 67, 68,

69, 70, 72, 74, 76, 78,

79, 80, 82, 83, 85, 86,

87, 94, 95, 97, 98, 99,

100, 101, 104, 105,

107, 111, 118, 123,

125, 128, 130

Camptocercus australis Sars, 1896 1, 62, 112, 132

Camptocercus dadayi Camptocercus

australis Sars,

1896

63

Celsinotum candango Sinev & Elmoor-Loureiro, 2010 25

Ceriodaphnia cornuta Sars, 1886 2, 6, 7, 8, 9, 12, 13, 19,

27, 29, 35, 36, 40, 42,

43, 44, 45, 46, 51, 56,

58, 59, 60, 62, 63, 64,

65, 68, 69, 71, 72, 76,

78, 79, 80, 81, 83, 84,

86, 87, 94, 95, 97, 98,

99, 101, 103, 107, 114,

118, 123, 125, 130

*Ceriodaphnia cornuta cornuta Sars,

1886

1, 19, 27, 35, 63, 90, 97

*Ceriodaphnia cornuta intermedia Sars, 1886 63, 85, 97

58

*Ceriodaphnia cornuta rigaudi Sars,

1896

19, 27, 60, 63, 64, 84,

90, 97, 99, 114

Ceriodaphnia dubia Richard, 1894 13, 78

Ceriodaphnia quadrangula (Müller, 1785) 80

Ceriodaphnia reticulata (Jurine,

1820)

76

Ceriodaphnia richardi Sars, 1901 59, 60, 72, 76, 80, 83,

86, 101

Ceriodaphnia rigaudi Richard, 1894 69, 100, 114

Ceriodaphnia silvestrii (Daday,

1902)

1, 6, 8, 9, 10, 19, 27,

32, 36, 44, 45, 63, 64,

79, 90, 97, 107

*Ceriodaphnia spp 63

Chydoridae Dybowski & Grochowski, 1894 23, 39, 72, 80, 99, 104,

107, 111, 125

Chydorus dentifer Daday, 1905 63

Chydorus eurynotus Sars, 1901 1, 6, 8, 19, 26, 27, 32,

33, 36, 63, 112, 115,

132

Chydorus globosus Pseudochydorus

globosus (Baird,

1850)

4, 13, 16, 113

Chydorus hybridus Ephemeroporus

hybridus (Daday,

1905)

13

Chydorus nitidulus (Sars, 1901) 1, 27, 45

Chydorus parvireticulatus Frey, 1987 63

Chydorus pubescens Sars, 1901 1, 4, 5, 6, 8, 10, 14, 19,

25, 26, 45, 55, 63, 90,

112

*Chydorus sp. 14, 26, 34, 49, 51, 112

Chydorus sphaericus Chydorus cf

sphaericus

(Müller, 1776)

6, 8, 10, 19, 27, 49, 63

Coronatella monacantha (Sars, 1901) 8, 63

Coronatella poppei (Richard, 1897) 8, 19, 27, 32, 63

Dadaya macrops (Daday, 1898) 8, 27, 32, 45

Daphnia ambigua Scourfield, 1947 6, 62, 63, 65, 69, 82,

128, 133

Daphnia dubia Herrick, 1883 68

Daphnia galeata Sars, 1863 40, 68, 78

Daphnia gessneri 6, 8, 19, 27, 34, 36, 43,

59, 60, 63, 64, 68, 72,

74, 76, 78, 79, 90, 83,

84, 86, 90, 94, 95, 97,

98, 99, 101, 123

Daphnia laevis 3, 6, 8, 9, 19, 27, 32,

36, 44, 45, 59, 63, 64,

68, 84, 97

59

*Daphnia spp 63

Depanothrix dentata 68, 78

Diaphanosoma birgei Korinek, 1981 1, 2, 5, 6, 7, 8, 10, 12,

19, 22, 27, 28, 29, 30,

32, 36, 44, 45, 50, 53,

54, 58, 59, 62, 63, 64,

65, 68, 69, 71, 72, 74,

76, 78, 79, 80, 82, 83,

84, 86, 87, 90, 94, 95,

97, 99, 100, 101, 103,

104, 107, 114, 123,

128, 130

Diaphanosoma brachyurum (Liévin, 1848) 4, 8, 13, 16, 27, 98

Diaphanosoma brevireme Sars, 1901 8, 9, 12, 19, 20, 27, 43,

45, 63, 79, 81, 99

Diaphanosoma fluviatile Hansen

1899

10, 45, 61, 63, 64, 68,

83, 94, 95, 97, 99

Diaphanosoma polyspina Korovchinsky 1982 79

*Diaphanosoma spp 63

Diaphanosoma spinulossum Herbst, 1967 1, 8, 25, 27, 32, 35, 46,

63, 64, 68, 72, 76, 79,

80, 97, 99, 101, 123

Disparalona dadayi Alonella dadayi

Birge, 1910

8, 19, 22, 23, 27, 32,

63, 85, 97, 104, 111

Disparalona hamata (Birge, 1879) 112, 115, 126, 132

Disparalona (Mixopleuroxus) leptorhyncha (Daday, 1905) 37

Disparalona (Mixopleuroxus)

lucianae

115

Dunhevedia odontoplax Sars, 1901 19, 27, 32, 45

Ephemeroporus barroisi (Richard,

1894)

1, 4, 6, 8, 14, 19, 23,

27, 32, 35, 36, 44, 45,

46, 49, 51, 55, 107, 115

Ephemeroporus hybridus (Daday,

1905)

8, 19, 25, 27, 32, 42,

49, 51, 52, 63

Ephemeroporus tridentatus

(Bergamin, 1931)

1, 19, 27, 32, 45, 55, 63

Euryalona brasiliensis Brehm &

Thomsen, 1936

8, 63

Euryalona occidentalis Euryalona

orientalis (Daday,

1898)

99

Euryalona orientalis (Daday, 1898) 1, 17, 63, 82, 99, 100,

112

Eulimnadia colombiensis Roessler,

1990

25, 42

Graptoleberis occidentalis Sars, 1901 1, 14, 26, 49, 112, 115,

117, 126

Graptoleberis testudinaria Graptoleberis

occidentalis Sars,

1901

22, 63, 104

60

Grimaldina brazzai Richard, 1892 8, 23, 133

Ilyocryptus sarsi Stingelin, 1913 126

Ilyocryptus spinifer Herrick, 1882 1, 4, 6, 8, 9, 11, 12, 13,

14, 16, 17, 19, 23, 25,

26, 27, 32, 33, 36, 44,

45, 48, 49, 51, 54, 55,

57, 60, 63, 67, 79, 90,

97, 99, 107, 112, 115,

117, 121, 126, 128, 132

Ilyocryptus sordidus (Liévin, 1848) 22, 66, 104

Ilyocryptus verrucosus Daday, 1905 63, 79

Karualona muelleri (Richard, 1897) 8, 32

Kurzia latissima Kurzia polyspina

Hudec, 2000

63

Kurzia polyspina Hudec, 2000 63

Latonopsis australis Sars, 1888 26, 60, 112

Leydigia ciliata Leydigia striata

Berabén, 1939

70, 97

Leydigia ipojucae Brehm, 1938 107

Leydigia propinqua Sars, 1903 63

*Leydigia sp 8, 27, 63

Leydigia striata Berabén, 1939 63

Leydigiopsis curvirostris Sars, 1901 27, 63, 79, 132

Leydigiopsis ornata Daday, 1905 14, 27

Macrothrix elegans Sars, 1901 8, 17, 19, 25, 27, 32,

45, 46, 49, 51, 63, 64,

112, 126

Macrothrix flabelligera Smirnov,

1992

27, 63, 99

Macrothrix laticornis (Jurine, 1820) 4, 5, 6, 8, 10, 13, 19,

23, 27, 35, 43, 107

Macrothrix paulensis (Sars,1901) 14, 27, 42, 45, 46, 49,

63

*Macrothrix sp. 1

Macrothrix spinosa King, 1853 19, 27, 32, 63, 79, 114

Macrothrix superaculeata (Smirnov, 1982) 63

Macrothrix squamosa Sars, 1901 8, 14, 19, 27, 45, 49

*Macrothrix sp 8, 32, 36, 44

Moina macrocopa (Straus, 1820) 42

Moina micrura Kurz, 1875 24, 39, 53, 56, 62, 63,

64, 65, 72, 76, 81, 84,

99, 123, 128

Moina minuta Hansen, 1899 1, 2, 6, 8, 19, 20, 24,

27, 28, 32, 43, 55, 59,

60, 61, 63, 64, 68, 69,

72, 74, 76, 78, 80, 83,

84, 85, 86, 90, 94, 95,

97, 98, 99, 100, 101,

107, 114, 123, 128

61

Moina reticulata (Daday, 1905) 4, 8, 13, 27, 45

Monospilus brachyspinus Sousa,

Elmoor-Loureiro & Panarelli, 2017

106, 112, 116, 124, 132

Monospilus macroerosus Sousa, Elmoor-Loureiro &

Panarelli, 2017

106

*Monospilus sp. 106, 115, 124

Nicsmirnovius eximius (Kiser 1948) 63

Notoalona sculpta (Sars, 1901) 27

Oxyurella ciliata Bergamin, 1939 27, 63

Oxyurella longicaudis (Birge, 1910) 1

Parvalona parva (Daday, 1905) 63

Pleuroxus scopuliferus (Ekman,

1900)

Picripleuroxus

similis (Vávra,

1900)

63

Pseudosida bidentata Herrick, 1884 8, 27, 45

Pseudosida ramosa Daday, 1904 8, 14, 45, 51

Scapholeberis armata Freyi Dumont & Pensaert, 1983 1, 6, 8, 19, 27, 32, 36,

45, 90

Scapholeberis kingi Sars, 1903 13

Scapholeberis mucronata (Müller,

1776)

76

Scapholeberis serrulatus 76, 83, 128

Scapholeberis spinifera Nicolet, 1849 32

Simocephalus exspinosus (De Geer, 1778) 33

Simocephalus latirostris Stingelin,

1906

19, 32, 63

Simocephalus mixtus Sars, 1903 27

Simocephalus semiserratus (Kock,

1841)

1, 64

Simocephalus serrulatus (Kock,

1841)

4, 5, 6, 10, 19, 27, 36,

45, 62, 63, 65, 76, 79,

83, 90, 128

*Simocephalus sp. 8, 36, 44

Simocephalus vetulus (Müller, 1776) 27, 63, 68

Streblocerus pygmaeus Sars, 1901 23, 27, 32, 45

Tabela 6 - Lista de espécies de Copepoda (*organismos que não foram analisados

estatisticamente)

COPEPODA Pontos

Allocyclops neotropicalis Dussart, 1984 99

Argyrodiaptomus furcatus (Sars, 1901) 27, 33, 35, 44, 46, 60, 63, 70, 76, 78,

80, 83, 99, 102, 128, 130

*Argyrodiaptomus sp 44

Attheyella fuhrmani Thieband, 1914 27, 114

Attheyella sp. Brady, 1880 14, 49, 55

Dactylodiaptomus pearsei (Wright, 1927) 25, 49

62

Diaptomus minutus Lilljeborg 1889 68, 78

Ectocyclops herbsti Dussart, 1984 27, 45

*Ectocyclops cf rubescens Brady, 1904 8, 14, 27, 44, 45

*Ectocyclops sp. Kiefer, 1929 33, 34, 49, 67

*Elaphoidella sp. Chappuis, 1929 27

*Ergasylus sp 28

Eucyclops serrulatus (Fischer, 1851) 63

**Forficatocaris odeteae n. sp. (2019) 55

Haplocyclops torresi Rocha, Torres & Maia-Barbosa,

1998

107

*Haplocyclops sp. Kiefer, 1952 8

*Harpacticoida Sars, 1903 8, 97

Homocyclops ater (Herrick, 1882) 27

Macrocyclops albidus (Jurine, 1820) 27

Mesocyclops aspericornis (Daday, 1906) 14

Mesocyclops brazilianus Kiefer, 1933 6, 8, 97

Mesocyclops edax (Forbes, 1891) 78

Mesocyclops longisetus (Thiébaud, 1912) 8, 27, 36, 59, 68, 76, 80, 83, 95, 97,

107, 128

*Mesocyclops longisetus longisetus 99

Mesocyclops meridianus Kiefer, 1926 6, 8, 19, 27, 32, 45, 64, 86

Mesocyclops ogunnus Onabamiro, 1957 27, 45, 63

*Mesocyclops sp Kiefer Van de Velde, 1984 7, 9, 21, 27, 29, 30, 32, 33, 34, 44,

45, 47, 54, 58

Metacyclops mendocinus (Wierzejski, 1892) 64, 66, 94, 123, 131

*Metacyclops sp. Kiefer, 1927 27, 29

Microcyclops alius Kiefer, 1935 27, 45

Microcyclops anceps (Richard, 1897) 6, 8, 14, 19, 27, 32, 33, 36, 42, 44,

45, 46, 55, 77

Microcyclops ceibaensis (March, 1919) 8, 27, 45

Microcyclops finitimus Dussart, 1984 19, 32, 45, 99

*Microcyclops sp. Claus, 1893 14, 49

Neutrocyclops brevifurca (Lowndes, 1934) 8, 27

Notodiaptomus brandorffi Reid, 1987 63

Notodiaptomus cearensis Wright, 1936 45, 63, 64

Notodiaptomus conifer (Sars, 1901) 68, 95, 128

Notodiaptomus deitersi (Poppe, 1890) 83

Notodiaptomus dubius Dussart & Matsumura-

Tundisi, 1985

8

Notodiaptomus iheringi (Wright, 1935) 8, 19, 27, 32, 36, 44, 59, 63, 68, 72,

74, 76, 78, 80, 83, 95, 99

Notodiaptomus isabelae (Wright, 1936) 6, 7, 9, 12, 19, 21, 27, 29, 30, 31, 32,

36, 44, 45, 58, 97

Notodiaptomus nordestinus (Wright, 1935) 59, 68, 72, 76, 80, 83, 95

*Notodiaptomus sp Kiefer, 1936 14, 28, 34, 46, 55, 114

Notodiaptomus spinuliferus Dussart and Matsumura-

Tundisi, 1986

63, 97

63

Paracyclops chiltoni (Thomson, 1882) 8, 14, 27

Paracyclops fimbriatus Fisher, 1853 8, 27, 72, 97, 107, 121, 123, 128, 131

Potamocaris estevesi Reid, 1991 107

*Potamocaris sp. Dussart, 1979 8, 27

*Pseudodiaptomus sp. Herrick, 1884 33, 49

Scolodiaptomus corderoi (Wright, 1936) 25, 27, 59, 63, 68, 72, 83, 84, 86, 94,

95, 99, 102, 123, 128, 130

Thermocyclops crassus (Fischer, 1853) 107, 121, 128, 131

Thermocyclops decipiens (Kiefer, 1929) 14, 25, 53, 56, 59, 63, 64, 67, 68, 69,

72, 77, 80, 82, 83, 84, 86, 88, 89, 91,

92, 93, 94, 96, 97, 98, 99, 101, 108,

109, 114, 119, 120, 127, 129

Thermocyclops inversus (Kiefer, 1936) 81

Thermocyclops minutus (Lowndes, 1934) 6, 7, 8, 9, 12, 15, 19, 21, 22, 27, 28,

29, 30, 31, 32, 33, 41, 44, 45, 47, 53,

54, 58, 59, 60, 63, 68, 71, 72, 74, 76,

78, 80, 81, 83, 86, 94, 95, 97, 99,

102, 104, 107, 114, 121, 123, 128,

130, 131

Trichodiaptomus coronatus (Sars, 1901) 48, 99

Tropocyclops prasinus (Fischer, 1860) 19, 27, 32, 33, 34, 45, 49, 64, 67, 77,

123

*Tropocyclops prasinus meridionalis Kiefer, 1927 6, 7, 8, 19, 27, 32, 36, 44, 45, 58

*Tropocyclops prasinus prasinus 33, 34, 49

** Espécie nova