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FESURV – UNIVERSIDADE DE RIO VERDE
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA
HEMOPARASITOSES EM CÃES E GATOS
JESSICA BACHION CERIBELI
Orientadora: Profª. KARINA DE BARROS
Trabalho de Conclusão de Curso
apresentado à Faculdade de Medicina
Veterinária da Fesurv – Universidade
de Rio Verde, resultante de Estágio
Curricular Supervisionado como
parte das exigências para obtenção do
título de Médica Veterinária.
RIO VERDE – GOIÁS
2010
JESSICA BACHION CERIBELI
HEMOPARASITOSES EM CÃES E GATOS
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado à
Faculdade de Medicina Veterinária da Fesurv –
Universidade de Rio Verde, resultante de Estágio
Curricular Supervisonado como parte das exigências
para obtenção do título de Médica Veterinária.
Aprovado em: 01/12/2010
_______________________________________
PROFª. ESP. CRISTIANE RAQUEL DIAS FRANCISCHINI
_______________________________________
RENATTA PEREIRA PACHECO
____________________________
PROFª. KARINA DE BARROS
(Orientadora)
RIO VERDE - GOIÁS
2010
DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho aos meus pais Rogério e Maria Cláudia, aos meus irmãos
Harrison e Kevin, por estarem sempre ao meu lado sendo a segurança e a direção dos meus
passos e aos Médicos Veterinários Karina de Barros, Bruno Machado Thevenard e Luana
Campos Penido, por terem contribuído incansavelmente para que esta realização se tornasse
possível.
AGRADECIMENTOS
Agradeço primeiramente ao meu irmão Harrison, por estar sempre ao meu lado
sendo para mim um exemplo de pessoa e profissional, e motivo pelo qual procuro sempre
alcançar da melhor forma possível, meus objetivos.
Ao meu irmão Kevin, por também ser um exemplo de pessoa e de profissional em
formação, se dedicando em tudo o que faz, sendo motivo de orgulho para mim.
Aos meus pais Rogério e Maria Cláudia, pelo amor incondicional que têm por
mim, estando sempre presentes em minha vida.
Aos meus avós e avôs Dirce, Iolanda, Leônidas e José Maria, por nunca me
deixarem desistir de nada e pelo amor que me dedicam mesmo estando fisicamente distantes.
Aos donos do Animallab, Angelita e Djalma, e ao Bioquímico Jaeder por terem
me acolhido durante o estágio obrigatório, permitindo que eu adquirisse conhecimentos para
me tornar uma boa profissional.
À Luísa Marchetto, por ter seu lugar especial em minha vida, sendo também parte
da família.
Á Médica Veterinária Karina de Barros, por ter feito parte deste trabalho me
auxiliando na construção do mesmo, fazendo mais uma vez, parte do meu crescimento
profissional e pessoal.
À Médica Veterinária Luana Campos Penido, pela paciência e amizade dedicadas
e à sabedoria e auxílio concedidos durante o estágio obrigatório. Tendo se tornado um dos
meus exemplos.
Ao Médico Veterinário Bruno Machado Thevenard, pela amizade, paciência e
inúmeras vezes em que me ajudou.
Aos Médicos Veterinários Tarcísio Vione e Carlos Christo, por terem feito parte
da minha aquisição de conhecimentos profissionais.
Á professora Raquel e Médica Veterinária Renatta por terem aceitado compor
minha banca examinadora.
Aos meus amigos Pamela Souza, Cristiane Loiolla, Patrícia Beirigo Ramos,
Matheus Imperatriz, Carlos Christo, Pedro Gustavo Montini e Alberto Fernandes por fazerem
parte da minha vida de maneira especial.
Aos meus primos Mariana, Leonardo e Guilherme Ceribeli, Marina e Giúlia
Mastrelli, e Matheus Barbanti, por serem incríveis em tudo.
Á Ana Paula Ceribeli, por ser minha tia, prima, amiga e irmã por escolha.
Por fim, agradeço a Felipe Olympio, por estar ao meu lado e em pouco tempo, ter
se tornado tão importante.
RESUMO
CERIBELI, J.B. Hemoparasitoses em cães e gatos. 2010. 48 f. Trabalho de conclusão de
curso (graduação em Medicina Veterinária) – FESURV – Universidade de Rio Verde, Rio
Verde, 2010.1
O seguinte trabalho contém atividades desenvolvidas durante o Estágio Curricular
Supervisionado em Medicina Veterinária no Animallab Laboratório Veterinário, localizado
no município de Vila Velha – Espírito Santo, na área de análises clínicas laboratoriais.
Compondo o quadro de atividades desenvolvidas estão: recebimento em laboratório e
realização de amostras na área hematológica, bioquímica, parasitológica, microbiológica e
imunológica, e discussão de resultados encontrados. Dos diversos achados laboratoriais
durante o estágio realizado, Ehrlichia canis, por apresentar maior casuística no dia a dia, foi
escolhido para discussão também em relato de caso. O diagnóstico clínico laboratorial,
quando realizado precocemente, permite a realização do tratamento adequado mais cedo e
evita que determinadas enfermidades se agravem por terapêutica tardia.
PALAVRAS – CHAVE:
Anaplasmose, Erliquiose, Micoplasmose
1 Banca Examinadora: Profª. Karina de Barros (Orientadora). Profª. Esp. Cristiane Raquel Dias Francischini
(Fesurv- Universidade de Rio Verde); Médica Veterinária Renatta Pereira Pacheco.
ABSTRACT
CERIBELI, J. B. Hemoparasitoses in dogs and cats. 2010. 48 f. Completion of course work
(graduate in Veterinary Medicine) - FESURV - University of Rio Verde, Rio Verde, 2010.2
The work contains the following activities during the Supervised Practices in Veterinary
Medicine in Animallab Veterinary Laboratory, located in Vila Velha - Espírito Santo, in the
area of clinical analysis laboratory. Compounding the framework of activities is: receiving
and conducting laboratory samples in the area hematological, biochemical, parasitological,
microbiological and immunological responses, and discussion of results. Of the various
laboratory findings made during the internship, Ehrlichia canis, due to a higher incidence in
the day to day, also was chosen for discussion in a case report. The clinical laboratory
diagnosis, when performed early, allows the realization of adequate early treatment and
prevents certain illnesses from getting worse by delayed therapy.
KEY – WORDS:
Anaplasmosis, Ehrlichiosis, Mycoplasmosis
2 Board of examiners: Profª. Karina de Barros (Advisor). Profª. Esp. Cristiane Raquel Dias Francischini (Fesurv
- University of Rio Verde).; Veterinary Medical Renatta Pereira Pacheco.
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 Máquina para hemograma animal.................................................................. 17
FIGURA 2 Kit comercial para Cinomose......................................................................... 18
FIGURA 3 Giárdia e Ovo de Eimeria sp.......................................................................... 20
FIGURA 4 Ehrlichia canis em monócito, vista por microscopia, em lâmina de
esfregaço sanguíneo...........................................................................................................
23
FIGURA 5 Vetor do agente etiológico Ehrlichia canis, Rhipicephalus sanguineus........ 24
FIGURA 6 Neutrófilo segmentado infectado por Ehrlichia canis, visualizada durante o
ESO, em esfregaço sanguíneo, corado com corante Wright.............................................
26
FIGURA 7 Esfregaço sanguíneo contendo Anaplasma platys em plaqueta de cão.......... 31
FIGURA 8 Alta infecção por Mycoplasma haemofelis encontrada em hemácias vistas
através de esfregaço sanguíneo..........................................................................................
34
FIGURA 9 Ehrlichia canis em citoplasma de neutrófilo segmentado.............................. 42
LISTA DE QUADROS
QUADRO 1 Resultados obtidos pelo hemograma realizado em 14/10/2010 no
Animallab e valores referenciais normais de hemograma canino....................................
41
QUADRO 2 Valores relativos e absolutos em contagem de leucócitos padrão para
cães sadios e valores encontrados na leitura da lâmina de esfregaço sanguíneo do
animal................................................................................................................................
41
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 Análises realizadas durante o estágio supervisionado obrigatório, na área
de análises clínicas veterinárias, no Animallab no período de 6 de setembro a 30 de
novembro de 2010...........................................................................................................
16
TABELA 2 Categorias de exames oferecidos pelo Animallab Laboratório Veterinário
com suas respectivas análises específicas.......................................................................
19
TABELA 3 Análises bioquímicas realizadas e suas respectivas quantidades no
período de 6 de setembro a 30 de novembro de 2010.....................................................
20
TABELA 4 Parasitos encontrados em amostras de fezes de diferentes espécies
animais, submetidos à exame coproparasitológico durante o período de 6 de setembro
a 30 de novembro de 2010 no Laboratório Veterinário Animallab.................................
21
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
AAG - Alfa 1 Ácido Glicoproteínas
AIF - Anemina Infecciosa Felina
ALT - Alanina Aminotransferase
A. platys - Anaplasma platys
AST - Aspartato Aminotransferase
Bpm - Batimentos Por Minuto
CRP - Proteínas C-Reativas
E. canis - Ehrlichia canis
EDTA - Ácido Etilenodiaminotetracético
ELISA - Enzyme Linked Immuno Sorbent Assay
EMC - Erliquiose Monocítica Canina
ES - Espírito Santo
ESO - Estágio Supervisionado Obrigatório
ETC - Erliquiose Trombocítica Canina
FA - Fosfatase Alcalina
FeLV - Vírus da Leucemia Felina
GGT - Gama Glutamil Transpeptidade
CHGM - Concentração de hemoglobina globular média
HE - Hemólise Extravascular
HGM - Hemoglobina Globular Média
HI - Hemólise Intravascular
II - Imunofluorescência Indireta
Kg - Quilogramas
LDH - Lactato Desidrogenase (Lipoproteínas de Alta Densidade)
M. haemofelis - Mycoplasma haemofelis
MHF - Micoplasmose Hemotrópica Felina
Mpm - Movimentos Por Minuto
PCR - Reação de Polimerização em Cadeia
Rpm - Rotações Por Minuto
TP - Tempo de Protrombina
TPPA - Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada
VGM - Volume Globular Médio
SUMÁRIO
INTRODUÇÃO................................................................................................................ 14
1 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS............................................................................ 16
2 REVISÃO DE LITERATURA..................................................................................... 22
2.1 Introdução................................................................................................................... 22
2.1.1 Erliquiose monocítica canina (EMC)...................................................................... 23
2.1.2 Agente etiológico e epidemiologia.......................................................................... 23
2.1.3 Patogenia................................................................................................................. 25
2.1.4 Sinais clínicos.......................................................................................................... 25
2.1.5 Diagnóstico.............................................................................................................. 26
2.1.6 Tratamento............................................................................................................... 28
2.1.7 Prognóstico.............................................................................................................. 29
2.1.8 Profilaxia................................................................................................................. 29
2.2 Erliquiose trombocítica canina (ETC)........................................................................ 30
2.2.1 Agente etiológico.................................................................................................... 31
2.2.2 Aspectos epidemiológicos....................................................................................... 32
2.2.3 Patogenia................................................................................................................. 32
2.2.4 Sinais clínicos.......................................................................................................... 32
2.2.5 Diagnóstico.............................................................................................................. 33
2.2.6 Tratamento............................................................................................................... 33
2.2.7 Prognóstico.............................................................................................................. 33
2.2.8 Profilaxia................................................................................................................. 34
2.3 Micoplasmose hemotrópica felina (MHF)................................................................. 34
2.3.1 Agente etiológico e epidemiologia.......................................................................... 35
2.3.2 Patogenia................................................................................................................. 36
2.3.3 Sinais clínicos......................................................................................................... 36
2.3.4 Diagnóstico............................................................................................................. 37
2.3.5 Tratamento.............................................................................................................. 38
2.3.6 Prognóstico.............................................................................................................. 39
2.3.7 Profilaxia................................................................................................................. 39
3 RELATO DE CASO..................................................................................................... 40
3.1 Descrição de caso...................................................................................................... 40
3.2 Discussão.................................................................................................................... 42
4 CONCLUSÃO............................................................................................................... 44
REFERÊNCIAS............................................................................................................... 45
INTRODUÇÃO
Durante o período de 6 de setembro até 30 de novembro de 2010, foi realizado o
estágio curricular obrigatório em Medicina Veterinária no Laboratório Veterinário Animallab.
A área de atuação foi análises clínicas laboratoriais, com atividades totalizando 410 horas, sob
orientação da Médica Veterinária Luana Campos Penido.
O laboratório de análises clínicas veterinárias Animallab localiza-se na Av.
Champagnat, nº 501, sala 607, Praia da Costa, no município de Vila Velha – ES, tendo como
funções a realização de análises clínicas exclusivamente na área veterinária, sendo estas,
análises hematológicas, bioquímicas, microbiológicas, parasitológicas e toxicológicas, os
demais tipos de análises como dosagens hormonais, histopatológicos, imunológicos, dentre
outros, são terceirizados. A estrutura é dividida em duas áreas principais: área de recepção de
amostras e área para armazenamento e realização de análises requisitadas. Além da estrutura
física, o Animallab conta com um auxiliar administrativo e uma equipe de profissionais,
sendo uma bióloga, dois farmacêuticos bioquímicos, uma médica veterinária, todos
responsáveis pela realização das análises de todas as amostras enviadas.
É composto por uma sala de recepção, onde cada amostra encaminhada ao laboratório
tem sua ficha de requisição (composta por Logotipo do laboratório veterinário, numeração
seqüencial única, espaço para o nome da entidade veterinária (clínica, consultório), nome do
paciente, espécie, raça, sexo, idade, data e hora da coleta, nome do responsável pelo paciente,
material enviado, espaço para o preenchimento dos dados clínicos mais importantes, espaço
para anotação do carimbo e assinatura do Médico Veterinário, categoria dos exames
solicitados verificada e cadastrados no software específico de gerenciamento do laboratório).
Possui também uma área com chuveiro e lava olhos, e uma sala ampla dividida por tipo de
análise efetuada (hematológica, parasitológica, microbiológica, bioquímica, imunológica e
toxicológica) contando ainda com uma área específica para limpeza e esterilização de
material, e descarte de contaminantes.
O laboratório veterinário Animallab foi selecionado para realização do estágio
curricular obrigatório por apresentar uma variedade considerável de análises clínicas
15
oferecidas e por possuir profissionais qualificados e experientes nesta área, que com
seriedade contribuíram para o aprendizado.
Durante a realização do estágio foram acompanhados procedimentos laboratoriais
diversificados, como a preparação de lâminas para coproparasitológico, leitura de esfregaços
sanguíneos, culturas microbiológicas, dentre outros. Encontraram-se em maior quantidade
amostras com Demodex canis (em pesquisa direta de sarna e fungos), Ancylostoma sp. (em
pesquisa coproparasitológica), Ehrlichia canis (em pesquisa hematológica). Sendo outros
achados um pouco menos freqüentes, porém, não menos importantes.
Sabe-se que na atualidade, a Erliquiose Canina trata-se de uma enfermidade freqüente,
apresentando sinais clínicos de leves a severos, dependendo do estágio em que a doença se
encontra. Deste modo, optou-se por discorrer no presente trabalho com mais profundidade
sobre este tema por ter apresentado na rotina laboratorial um número maior de diagnósticos
positivos para as suspeitas recebidas juntamente com as amostras. Como complemento a
Erliquiose canina, incluiu-se também a Erliquiose Trombocítica Canina (cuja importância na
clínica também relevante, apesar de ser de mais difícil diagnóstico) e ainda a Micoplasmose
Hemotrópica Felina, que mesmo sendo menos comum, tem sua importância ao ser
diagnosticada precocemente.
1 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
O Estágio Supervisionado Obrigatório (ESO) foi realizado no Animallab, laboratório
veterinário, no período de 6 de setembro a 30 de novembro de 2010, sob a orientação da
professora Karina de Barros e supervisão local da Médica Veterinária Luana Campos Penido.
Fizeram parte das atividades do ESO e execução de análises hematológicas, parasitológicas,
urinálises, imunológicas, microbiológicas e bioquímicas de amostras encaminhadas por
clínicas e consultórios veterinários localizados no estado do Espírito Santo, totalizando assim,
410 horas.
Durante esse período, foram realizadas no total 568 análises, sendo 250
hematológicas, 260 bioquímicas, 6 microbiológicas, 10 urinálises, 4 imunológicas, 31
parasitológicas e 7 micológicas (Tabela 1).
TABELA 1 – Análises realizadas durante o estágio supervisionado obrigatório, na área de
análises clínicas veterinárias, no Animallab no período de 6 de setembro a 30
de novembro de 2010.
Tipo de Análise Quantidade Porcentagem
Hematológica 250 44,02%
Bioquímica 260 45,77%
Microbiológica 6 1,06%
Urinálise 10 1,76%
Imunológica 4 0,70%
Parasitológica 31 5,46%
Micológica 7 1,23%
TOTAL 568 100%
As análises hematológicas (44,02%) acompanhadas e realizadas durante o ESO
consistiam em identificação e homogeneização da amostra (durante 5 minutos), passagem
17
pela máquina automática para hemograma animal (Figura 1), confecção de esfregaço
sanguíneo submetendo-o posteriormente ao corante Wright e solução tampão (durante 6
minutos e 15 segundos) e acompanhamento da leitura de lâmina (contagem diferencial
leucocitária, verificação de população plaquetária, análise de presença ou ausência de
diferentes graus de hipocromia, policromasia, microcitose, granulações tóxicas em
neutrófilos, macroplaquetas e hematozoários).
FIGURA 1 - Máquina para hemograma animal. Fonte: Arquivo Pessoal (2010).
No total de 45,77% das atividades desenvolvidas, as análises bioquímicas eram
compostas por identificação da amostra, centrifugação (a 4 rpm por 10 minutos) para
obtenção de soro, preparação das soluções utilizadas como reagentes pela máquina
bioquímica, passagem pela máquina bioquímica e por fim, leitura e anotação dos resultados.
Quanto às análises microbiológicas (1,06%), após recebimento e identificação de
amostra, de acordo com o tipo de exame microbiológico requisitado, eram semeadas as
culturas mediante padrões assépticos como: uso de materiais estéreis, ato de flambar a alça de
inoculação, inocular em área segura e armazenar culturas em temperatura adequada na estufa.
Após prazo definido por tipo de cultura, a leitura de resultados era executada.
Em relação às urinálises (1,76%), ao serem recebidas as amostras eram identificadas,
tendo sua cor, aspecto e volume anotados e em seguida, parte de cada amostra era reservada
para uso da fita reagente. Feita a leitura das fitas, prosseguia-se as análises com a
centrifugação do restante das amostras para obtenção do sedimento urinário, após este
procedimento o sobrenadante era desprezado, podendo-se então preparar cada lâmina com os
sedimentos a serem analisados via microscópio, com obtenção de resultados a serem lidos
adequadamente.
18
As análises imunológicas são realizadas, no Animallab, apenas para diagnóstico de
cinomose. Foram realizadas 4 amostras (0,70%). A realização do teste de cinomose inicia-se
com a identificação da amostra e preparo do Kit para detecção de Cinomose (Teste para
detecção do vírus da cinomose Ag canino: Método para diagnóstico veterinário
imunocromatográfico (Figura 2) gerando em seguida, resultado preciso para positividade ou
negatividade à cinomose.
FIGURA 2 - Kit comercial para Cinomose. Fonte: Arquivo Pessoal (2010).
Ainda entre as análises clínicas veterinárias realizadas, encontram-se as
parasitológicas realizadas com identificação de amostras recebidas, preparo das mesmas para
as três diferentes técnicas (Sedimentação Simples ou Hoffman, Método Direto e Método de
Willis.) e após leitura de lâmina, obtenção de resultados. Foram realizadas 31 análises,
correspondentes a 5,46% do total de análises realizadas durante o estágio.
Análises micológicas, compondo 1,29% do total de análises realizadas no Animallab,
eram feitas por método de pesquisa direta em lâmina e microscópio óptico, a partir de
raspados de pele profundos e procura de fungos.
Outros tipo de análises realizadas como dosagens hormonais, necropsias, sorologia
para raiva e análises histopatológicas não foram listadas nem contabilizadas pois as amostras
que são recebidas pelo Animallab, são terceirizadas em seguida.
O laboratório veterinário Animallab oferece uma lista extensa de análises, porém,
durante o ESO, algumas análises destacaram-se e puderam ser realizadas frequentemente
como hemograma completo, pesquisa de hematozoários, mensuração de enzimas como ALT,
AST, FA e outros parâmetros listados nas Tabelas 2 e 3.
19
TABELA 2 - Categorias de exames oferecidos pelo Animallab Laboratório Veterinário com
suas respectivas análises específicas.
Categoria Análise Específica
Hematologia Hemograma Completo
Hemograma Completo + Pesquisa de Hematozoários
Hemograma Completo + Contagem de Reticulócitos
Hematimetria
Leucometria
Plaquetometria
Hematócrito
VHS
Hemograma Completo + Proteínas Totais
Bioquímica Bilirrubina Total e Frações
Creatinina
Fosfatase Alcalina
GGT
Glicose
Proteína Total e Frações
AST (TGO)
ALT (TGP)
Triglicérides
Uréia
Microbiologia Cultura e Antibiograma
Cultura para Fungos
Urinálise (EAS) Fita Reagente (Método Colorimétrico)
Sedimentoscopia
Imunologia Cinomose (Kit rápido 97.99% AG.)
Parasitologia Exame de fezes direto comum
Exame de fezes por três métodos diferentes
Pesquisa direta de sarna
20
TABELA 3 – Análises bioquímicas realizadas e suas respectivas quantidades no período de 6
de setembro a 30 de novembro de 2010.
Bioquímica Quantidade Porcentagem
Albumina 04 1,61%
ALT (TGP) 63 25,39%
AST (TGO) 18 7,26%
Bilirrubina Direta 05 2,02%
Bilirrubina Total 04 1,61%
Creatinina 64 25,80%
Fosfatase Alcalina 14 5,65%
GGT 08 3,23%
Glicose 12 4,84%
Proteína Total 05 2,02%
Uréia 49 19,76%
TOTAL 248 100%
Na área parasitológica, através de exame de fezes direto ou ainda por
sedimentação, parasitos como Eimeria sp (Figura 3), Ascaris sp. e Paragonimus westermani
foram identificados em animais de diferentes espécies como demonstrados na Tabela 4.
FIGURA 3 – Giárdia e Ovo de Eimeria sp.
Fonte: Arquivo Pessoal (2010).
21
TABELA 4 – Parasitos encontrados em amostras de fezes de diferentes espécies animais
submetidos á exame coproparasitológico durante o período de 6 de setembro
a 30 de novembro no laboratório veterinário Animallab.
Espécie Animal Parasitos Encontrados
Golfinho (Sotalia guianensis) Paragonimus westermani
Diphyllobothrium sp
Ascaris sp
Contracaeum pelagicus
Pinguim (Spheniscus magellani) Ascaris sp
Cão Ancylostoma sp.
Isospora sp.
Albatroz (Albatroz sp) Ascaris sp
Calopsita Eimeria sp
Capillaria sp.
Giárdia sp.
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Introdução
Na Medicina Veterinária, encontram-se algumas hemoparasitoses causadoras de
enfermidades relevantes que acometem diversas espécies como equinos, bovinos, animais
silvestres e cães e gatos domésticos. Os principais agentes etiológicos, sendo mais comumente
encontrados em cães e gatos domésticos são a Ricketisia: Ehrlichia spp, as Mycoplasmaceas:
Mycoplasma haemocanis (Haemobartonella canis) e Mycoplasma haemofelis
(Haemobartonella felis) e os protozoários: Babesia sp e Hepatozoon sp (THRALL et al,
2006; MUNDIM et al, 2008).
A transmissão ocorre através da picada de artrópodes hematófagos ou ainda, por
transfusão sanguínea. O que permite frequência consideravelmente elevada de casos mesmo
com tratamentos clínicos instituídos, é a não realização de controles funcionais para combate
de vetores (Pulgas, carrapatos e piolhos) no ambiente em que cães e gatos domésticos se
encontram habitualmente (RISTOW et al, 2007).
Segundo Duarte (2010), os carrapatos, vetores destes agentes etiológicos,
concentram-se com maior intensidade em regiões de clima tropical e subtropical.
Como principais manifestações clínicas de animais infectados, podem-se observar
pirexia, anemia e apatia, tornando difícil seu diagnóstico clínico por serem estes sinais
clínicos comuns a diversas afecções (RISTOW et al, 2007).
Determinados microorganismos que parasitam diretamente as hemácias podem
provocar hemólise intravascular (HI) ou hemólise extravascular (HE), entretanto, alguns deles
podem não provocar anemia hemolítica. Para que se possa diagnosticar laboratorialmente a
presença de hemoparasitoses, utiliza-se da pesquisa de hematozoários em esfregaços
sanguíneos. Porém, há também o método de PCR que pode ser utilizado para diagnóstico
mais preciso, até mesmo antes da manifestação de sinais clínicos, por ser um método
altamente sensível na detecção de pequena quantidade do microorganismo. A maior parte dos
hemoparasitas leva a um quadro de anemia devido à HE imunomediada, com exceção da
23
Babesia sp e Theileria. Anticorpos contra os microorganismos, complexos imunes
ou complemento se ligam às hemácias, levando a fagocitose por macrófagos (THRALL et al,
2006).
2.1.1 Erliquiose Monocítica Canina
Por Erliquiose canina entende-se uma enfermidade de grande importância na
clínica médica de pequenos animais e também saúde pública, sendo responsável por diversos
casos de morbidade e óbitos em cães, sendo capaz de também acometer seres humanos, sendo
considerada desse modo, como uma zoonose (DAGNONE, 2001; DUARTE, 2010).
2.1.2 Agente Etiológico e Epidemiologia
Rickétsias são microorganismos intracelulares obrigatórios, pleomórficos, Gram
negativos que parasitam principalmente monócitos (Figura 4), linfócitos, macrófagos e
neutrófilos segmentados ou bastonetes. Tais microorganismos são transmitidos por
artrópodes, principalmente pelo Rhipicephalus sanguineus (também conhecido como
carrapato marrom). A Erliquiose canina, também conhecida como Erliquiose canina
monocítica apresentou-se como enfermidade pela primeira vez no Brasil no estado de Minas
Gerais em Belo Horizonte, os agentes causadores desta patologia são Ehrlichia canis que se
manifesta provocando distúrbios monocitários e Ehrlichia platys, atualmente nomeada
Anaplasma platys que aparece provocando trombocitopenia cíclica nos animais acometidos
(D’AGNONE, 2006; MUNDIM et al., 2008; LIBERATI et al., 2009; SILVA, 2009).
FIGURA 4 - Ehrlichia canis em monócito, vista por microscopia, em lâmina de esfregaço
sanguíneo. Fonte: ANDEREG, (1999).
24
Reconhecido como o principal vetor da Ehrlichia canis, o Rhipicephalus
sanguineus (Figura 5) pertence à família Ixodidae sendo composta por carrapatos de
tegumentos duros, caracterizados por possuírem aparato bucal composto por quelíceras,
maxilipalpos e hipostoma que permite uma sólida e tenaz fixação na pele do hospedeiro
(LIBERATI et al., 2009).
FIGURA 5 – Vetor do agente etiológico Ehrlichia canis, Rhipicephalus sanguineus. Fonte: SILVA (2010).
Ao realizar o repasto, o vetor Rhipicephalus sanguineus, já portador do agente
Ehrlichia canis, irá inoculá-lo na circulação sanguínea do animal do qual estará se
alimentando, desta forma, constituindo fase variável com duração de duas a quatro semanas,
com características leves a severas (SALGADO, 2006; GALVÃO, 2009).
Além de transmitir o agente para o cão, atuando como vetor, o carrapato pode
atuar como reservatório primário de E. canis transmitindo por até 155 dias a bactéria em
qualquer estágio de desenvolvimento (PEDROSO, 2006).
No carrapato, a Ehrlichia canis se multiplica nos hemócitos e nas células da
glândula salivar, permitindo a transmissão transestadial. A transmissão transovariana
provavelmente não ocorre (STORTI, 2006).
Após serem transmitidos pela saliva do vetor, os corpúsculos penetram nas células
monocíticas do hospedeiro por fagocitose e desenvolvem-se no interior das mesmas formando
mórulas (Após 7-12 dias) podendo-se encontrar então, mais de uma mórula por célula
infectada. Após lise ou exocitose celular, as mórulas são liberadas e contaminam novas
células (ESTEVES, 2007).
25
2.1.3 Patogenia
Segundo Sousa (2006), quando há poucas células infectadas por E. canis, o
organismo do hospedeiro consegue combater a infecção por si só, não manifestando sinais
clínicos da doença. Porém, quando há grande quantidade destes organismos patogênicos no
animal, não há necessidade de ocorrer lise de células já infectadas para que a Ehrlichia se
multiplique, pois pode também causar infecção via exocitose através da fusão da membrana
do vacúolo com a membrana plasmática.
A doença em questão divide-se em três fases, aguda, subclínica e crônica. Na fase
aguda (manifesta-se de uma a três semanas após a contaminação pelo agente e apresenta
duração de 2 a 4 semanas), E. canis prolifera-se em órgãos do Sistema Mononuclear
Fagocitário (fígado,baço e linfonodos), gerando hiperplasia dessa mesma linhagem celular e
organomegalia (linfoadenopatia, esplenomegalia e hepatomegalia). Nesta mesma fase de
proliferação comumente depara-se com trombocitopenia, com ou sem anemia e leucopenia.,
apresentando também dores musculares, anemia arregenerativa num quadro que vai do leve
ao moderado, seguindo com replicação do agente. (GALVÃO, 2009).
Em relação à fase subclínica, tem-se durabilidade de semanas a meses e
caracterização por persistência do agente no hospedeiro promovendo altos títulos de
anticorpos mesmo com aparente melhora da fase aguda, tornando-o deste modo, portador do
agente etiológico. Posteriormente, entra-se na fase crônica da doença, onde há perda da
competência imunológica do cão, tornando os sinais clínicos mais intensos pelo aparecimento
de hipoplasia medular, anemia aplásica, monocitose, linfocitose e leucopenia (DAGNONE,
2001; GALVÃO, 2009). Ainda como manifestações clínicas da Erliquiose canina, podem-se
ter meningites e doenças oculares devido à predileção do agente por células encontradas na
micro-circulação dos pulmões, rins e meninges dos cães (ESTEVES, 2007).
2.1.4 Sinais Clínicos
Na Erliquiose, os sinais clínicos mais observados em cães infectados são apatia,
anorexia e emaciação (MENESES, 2008).
Os sinais clínicos variam de acordo com o estágio da doença. Na fase aguda,
pode-se observar frequentemente hipertermia, perda de peso, depressão e astenia. Também
pode-se notar com menos probabilidade, secreção nasal, anorexia, petéquias hemorrágicas,
epistaxe, hematúria, ou ainda edema de membros, vômitos, sinais pulmonares e insuficiência
26
hepato-renal. Quando o animal entra na fase subclínica, geralmente fica assintomático, mas
pode vir a manifestar sinais de depressão, hemorragias, edema de membros, perda de apetite e
palidez de mucosas. Na última fase, o animal encontra-se no estágio crônico da enfermidade,
devendo possivelmente apresentar perda de peso, pirexia, sangramento espontâneo, palidez
devido à anemia, linfadenopatia generalizada, hepatoesplenomegalia, uveíte anterior ou
posterior, sinais neurológicos causados por meningoencefalomielite e edema de membro
intermitente (STORTI, 2006).
2.1.5 Diagnóstico
As chances de cura estão relacionadas diretamente a precocidade do diagnóstico.
Em casos onde se manifestam anemia regenerativa na fase aguda da doença, devido à perda
de sangue pela vasculite ou ainda anemia arregenerativa na fase crônica devido à supressão da
medula óssea; faz-se fundamental um diagnóstico rápido para que se recupere o animal o mais
rápido possível a fim de evitar que ele venha a óbito (FERNANDES, 2008; GALVÃO, 2009).
Realizando-se método direto para pesquisa (Figura 6), ou seja, via microscópio e
esfregaço sanguíneo, as lâminas a serem analisadas poderão ser coradas com preparações com
base Romanovsky, como Giemsa, Wright, Leishman, Rosenfeld ou Panótico (DUARTE,
2010).
FIGURA 6 – Neutrófilo segmentado infectado por Ehrlichia canis, visualizada durante o
ESO, em esfregaço sanguíneo, corado com corante a base de glicerol e
metanol absoluto. Fonte: Arquivo Pessoal (2010).
27
O diagnóstico de erliquiose canina pode-se dar por pesquisa de inclusões como
mórulas em esfregaços sanguíneos e exame da capa leucocitária, que são métodos de
diagnóstico rápidos e baratos que podem gerar resposta precoce ao decorrer da enfermidade
permitindo o tratamento ainda em estágio subclínico, a fim de se tentar evitar que o animal
manifeste a forma clínica. Também se pode fazer detecção pelo isolamento do agente por
cultivo celular, por técnicas sorológicas como imunofluorescência indireta, ensaio de
imunoadsorção enzimática (ELISA), western bloting e, recentemente por técnicas moleculares
como PCR (SALGADO, 2006; MENESES, 2008; RAMOS, 2009).
Deve-se avaliar como um conjunto as evidências hematológicas apresentadas
perante exames laboratoriais aonde através destes, juntamente com a clínica, poder-se-á chega
a uma estimativa de qual estágio da doença o animal se encontra. Na fase aguda, percebe-se
(através da visualização em esfregaço sanguíneo) que as plaquetas encontram-se
arredondadas, aglutinadas e “vazadas”, devido à inibição da migração plaquetária causada
pelos linfócitos ativados, não permitindo que a mesma possa desenvolver seus pseudópodes.
Devido também ao processo inflamatório, tem-se diminuição do número de células
vermelhas. Na fase sub-clínica, encontra-se elevado título de anticorpos, trombocitopenia e
anemia arregenerativa. Por fim, na fase crônica, fica evidente a pancitopenia, associada aos
sinais clínicos que além do convencional, também pode apresentar sintomatologia nervosa
(ESTEVES, 2007).
Segundo Xavier (2009), pode-se encontrar também trombocitose, mesmo em fase
de infecção desta doença, pois mesmo havendo seqüestro esplênico das plaquetas, a medula
pode apresentar boa capacidade regenerativa, levando ao aumento na quantidade de plaquetas
do animal infectado por E. canis.
A detecção de corpúsculos de inclusão ou mórulas pode ser realizada também por
análise de líquido cefalorraquidiano, líquido sinovial, aspirados de medula óssea e baço,
sendo obtidos resultados positivos para a Erliquiose mesmo quando em esfregaços sanguíneos
apenas resultados negativos foram alcançados (DAGNONE, 2001).
Em relação à bioquímica, observa-se hipoalbuminemia, Fosfatase Alcalina,
Alanina Amino Transferase, Lactato Desidrogenase, Creatinina e Uréia com atividades e
concentrações elevadas (ESTEVES, 2007; FERNANDES, 2008).
Ao testar-se tempo de Tempo de Protrombina (TP) e Tempo de Tromboplastina
Parcial Ativada (TTPA), pode-se observar que não existem alterações muito relevantes, o que
não poderia ser utilizado como método diagnóstico, pois, um animal que apresente CID, terá
seus tempos de TP e TTPA alterados (XAVIER, 2009).
28
Ainda pode-se encontrar em realização de análises bioquímicas, aumento de
proteínas C-reativas (CRP), Alfa 1 ácido glicoproteínas (AAG) e aumento da bilirrubina total
(PEDROSO, 2006).
Segundo Dagnone (2001), por testes de Imunofluorescência Indireta, para
detecção de anticorpos séricos não se obtêm resultados satisfatórios, pois há também detecção
de anticorpos contra outros tipos de Ehrlichia, além da canis.
Através da utilização do método de PCR, por identificação via primers específicos
(seleção de regiões específicas de um determinado organismo) tem-se detecção da infecção
por períodos estendidos, mas há uma deficiência nessa detecção pelo sangue quando ocorre
clearence com as células sanguíneas contaminadas. Mesmo assim, o PCR apresenta-se como
eficiente método de diagnóstico na avaliação de pacientes tratados anteriormente para
verificação de possível melhoria e diminuição de infecção (DAGNONE, 2001; ESTEVES,
2007, DUARTE, 2010).
Em relação ao Western blotting, tem-se que é um teste complementar a
Imunofluorescência, sendo então menos preciso para confirmação de diagnóstico quando a
infecção ainda está no início (DAGNONE, 2001).
2.1.6 Tratamento
Segundo Dagnone (2001), encontra-se certo grau de dificuldade no sucesso com
tratamentos a base de antibióticos, pois alguns microorganismos encontram-se localizados no
interior das células, entre as drogas para possível tratamento encontram-se tetraciclinas (mais
eficazes que o cloranfenicol) e seus derivados, como a Doxiciclina, apresentando maior
probabilidade de eliminar o agente. A enrofloxacina não apresentou ação efetiva.
Aguiar (2006) afirma que se realizando antibioticoterapia a base de Doxiciclina
(10mg/kg) e Imidocarb (5mg/Kg) diariamente por vinte e um dias, pode-se obter resultado
satisfatório no combate a infecção, porém, como o tratamento instituído não é capaz de gerar
imunidade efetiva e duradoura pode-se ainda observar reinfecção mesmo após cura. Apesar de
ser considerado como bom tratamento, este se torna ineficaz quando não seguidas às
orientações do médico veterinário responsável. Já Galvão (2009), defende como melhor
tratamento antibioticoterapia com doxiciclina (2,5 a 5mg/Kg) via oral a cada oito horas por
duas a três semanas.
Drogas como minociclina, doxiciclina e tetraciclinas em geral tem sido de eleição
para praticamente todos os casos manifestados, porém, além da antibioticoterapia, deve-se
29
realizar tratamento suporte à medida que for necessário, como quando o pacientel encontra-se
com anemia e em infecções que ameaçam sua vida (DUARTE, 2007).
Há ainda a possibilidade de uso do Levamisol (1 mg/Kg) via subcutânea, dose
única, como complemento a antibioticoterapia, aumentando o número de leucócitos
periféricos, linfócitos e monócitos. O uso de corticosteróides também pode ser feito para
manter a integridade vascular ou da função plaquetária em especial na fase crônica e mais
grave da enfermidade (SOUZA, 2010).
Como tratamento suporte, deve-se corrigir a desidratação com fluidoterapia e as
hemorragias devem ser corrigidas por transfusão sangüínea. Terapia a base de
glicocorticóides (por 2 a 3 dias) e antibióticos pode também ser utilizada nos casos em que a
trombocitopenia for acentuada e nos casos de infecções bacterianas secundárias,
respectivamente. Em pacientes anoréxicos, podem-se utilizar vitaminas do complexo B
como estimulantes do apetite ou diazepam (intravenoso ou oral) antes de oferecer o alimento.
Hormônios androgênicos de uso humano como o Stanozolol® (metilandrostenol) e o
Oxymethalone® (hidróxi-metil diostrano) podem ser utilizados para estimular a medula óssea
(STORTI, 2006).
A resposta ao tratamento instituído, normalmente apresenta-se positiva, exceto
quando o cão acometido está no estágio crônico grave da doença. Mesmo quando o animal for
submetido a tratamento, o microorganismo pode permanecer no hospedeiro, tornando o
mesmo portador crônico (GALVÃO, 2009; SOUZA, 2010).
2.1.7 Prognóstico
Segundo Storti (2006) e Galvão (2009), o prognóstico depende da fase em que a
doença for diagnosticada e do tratamento instituído. Quando se faz um tratamento eficaz, há
excelente prognóstico, exceto quando a medula apresentar hiperplasia severa. O prognóstico
reservado dá-se quando há hemorragias severas.
2.1.8 Profilaxia
Parte importante em relação ao conhecimento e erradicação da doença em
questão, Erliquiose, é a profilaxia, que quando feita adequadamente, promove menos
condições de possível proliferação do vetor. Por não existir vacina contra a erliquiose, devem-
se tratar os animais já acometidos e controlar então o carrapato Rhipicephalus sanguineus
30
com utilização de acaricidas no ambiente e nos animais. Também há relatos de que a
utilização de doses pequenas de doxiciclina (2mg/Kg) oral a cada 24 horas, durante a estação
dos carrapatos possa ser efetiva na prevenção (GALVÃO, 2009).
Determinando-se a melhor escolha do ectoparasiticida, estão características como
a velocidade de eliminação do carrapato, inocuidade ao paciente tratado e ainda a duração do
efeito sobre o mesmo. Apresentando bom resultado nestas questões, tem-se o fipronil (depois
de aplicado armazena-se na camada adiposa subcutânea do animal) evitando que ele fique
infestado por carrapatos de outras espécies além do Rhipicephalus sanguineus, evitando
outras patologias transmitidas por outros carrapatos (BRANDÃO, 2005).
Salgado (2006) expõe também a importância de evitar aglomerações de animais
por facilitar a disseminação e também evitar situações de estresse caso contrário, terão sua
imunidade diminuída, abrindo portas para infecções secundárias. Deve-se também manter um
padrão higiênico sanitário no ambiente e nos animais (SILVA, 2010).
Ainda como manejo adequado profilático, STORTI (2006) sugere que cães que
forem adentrar em canis sejam mantidos em quarentena e tratados para carrapatos, e quando
com a doença, devidamente tratados antes de introduzidos junto ao convívio com outros cães.
Criando-se também um controle de quais animais são soro positivos evita-se que em fase de
portadores fiquem juntos aos outros animais e seres humanos, já que a Erliquiose trata-se de
uma zoonose.
2.2 Erliquiose Trombocítica Canina (ETC)
Doença causada pelo Anaplasma platys (Figura 7), a ETC pode variar sua
intensidade de manifestação de leve a severa. Promove trombocitopenia cíclica com
parasitemia inicial onde grande número de plaquetas encontra-se parasitadas. Pouco tempo
após a infecção há brusca diminuição na quantidade total de plaquetas e ausência do A. platys.
Dentro de quatro dias, as plaquetas anteriormente em valor diminuto, retornam a sua
quantidade corriqueira. Porém, como o próprio nome sugere, a ETC ocorre em ciclos, sendo
que a cada uma ou duas semanas, diagnostica-se via laboratório a trombocitopenia e
parasitemia (DAGNONE, 2001; AZEVEDO, 2007).
31
FIGURA 7 – Esfregaço sanguíneo contendo Anaplasma platys em plaqueta de cão. Fonte: MAR A VISTA MEDICAL CENTER (2008).
2.2.1 Agente Etiológico
Responsável pela ETC, o Anaplasma platys (bactéria gram negativa), antiga
Erlichia platys, se encontra infectando exclusivamente plaquetas de cães, porém também com
a capacidade de infectar leucócitos. Pode ser visualizado como inclusões no interior de
plaquetas em esfregaços. Como vetor conhecido, tem-se o Rhipicephalus sanguineus
(DAGNONE, 2001; ACETTA, 2008).
Como características morfológicas possuem membrana dupla, apresenta coloração
basofílica em esfregaços corados por Giemsa, com dimensões entre 0,4 a 1,2 microlitros e
ainda pode possuir formas distintas como achatada, arredondada ou ainda ovalada. Divide-se
por fissão binária (ESTEVES, 2007).
Sousa (2006) acrescenta que existem três estágios de infecção por A. platys, sendo
que se tem primeiro o estágio inicial, onde há presença de corpo pequeno com uma membrana
espessa e protoplasma moderadamente eletrodenso. No estágio intermediário, há condensação
do material associado com o DNA na zona central do microorganismo. No estágio final, há
caracterização do A. platys por uma área central eletro-lucente com fibrilas de DNA, e uma
substância granular eletro-densa periférica, formada de ribossomos.
O A. platys pode manifestar-se isoladamente, em pares ou ainda em grupos,
dentro de vacúolos. Formam mórulas medindo de 350 à 1250 nm de diâmetro, onde cada
plaqueta pode apresentar de um a três vacúolos com um a oito microorganismos em cada
(VELHO, 2007).
32
2.2.2 Aspectos Epidemiológicos
Estudos sobre a epidemiologia desta enfermidade ainda encontram-se escassos,
porém, acredita-se que sua distribuição geográfica compreenda todo o território Brasileiro,
mesmo que em baixa escala. Como vetor deste agente, está o Rhipicephalus sanguineus, que
propaga o Anaplasma via inoculação de sangue contaminado (FERREIRA, 2008).
2.2.3 Patogenia
Como mecanismo prejudicial ao animal, o A. platys provoca trombocitopenia
acentuada, tornando-se branda à fase aguda ou até mesmo normalizando valores após três a
quatro dias. Deve-se tomar cuidado especial, pois situações que estressam o animal como
cirurgias, doenças concomitantes, nutrição inadequada e prenhez podem levar a doença sub
clínica tornar-se clínica (ESTEVES, 2007).
A patogenia desta enfermidade caracteriza-se de acordo com as fases que
manifesta, sendo que na fase aguda, apresenta parasitemia cíclica em associação com
linfadenopatia e trombocitopenia generalizadas. Apesar da trombocitopenia, raramente os
cães apresentam hemorragias. Pode-se ainda observar hiperplasia megacariocítica e ainda
hiperproliferação nas outras linhagens celulares. Há diminuição na capacidade de fixação do
ferro (ESTEVES, 2007).
2.2.4 Sinais Clínicos
Como sinais clínicos, na maioria das vezes, apesar de não patognomônicos, sinais
digestivos, anorexia e distúrbios hemostáticos podem se manifestar com graus de intensidade
variados, após um período de incubação de oito a quinze dias (ACETTA, 2008).
Pode-se ainda observar discreta hipertermia durante a fase de parasitemia inicial e
um pouco de sangue nas fezes em animais trombocitopênicos (VELHO, 2007). Também se
pode encontrar discreta anemia normocítica normocrômica arregenerativa e leucopenia.
(SOUSA, 2006).
33
2.2.5 Diagnóstico
O diagnóstico da ETC não é o que se atribui como simples, pois apesar do método
de pesquisa em esfregaço sanguíneo ser muito utilizado, não é completamente eficaz, pois há
diminuição na plaquetometria, o que dificulta visualização do microorganismo. Em infecções
por E. canis há também a presença de inclusões em plaquetas e ocorrência de granulações por
ativação plaquetária, desse modo, pode-se ocorrer falhas na detecção e diferenciação. Para
auxiliar o diagnóstico, há também detecção de anticorpos por imunofluorescência indireta, ou
ainda, PCR (FERREIRA, 2008).
Na identificação de infecção via PCR, deve-se utilizar primers da sequência do
gene RNA Ribossomal 16S (SOUSA, 2006).
Segundo Esteves (2007) e Ristow et al. (2007), o teste de imunofluorescência
demonstra resultados satisfatórios, pois a A. platys não está entre microorganismos que
produzem reações cruzadas tão facilmente. Por outro lado, os anticorpos apenas são
detectados durante curto período de tempo após o aparecimento de plaquetas parasitadas.
Ao avaliar-se a bioquímica, têm-se como evidências hipoalbuminemia, elevação
da FA, ALT, LDH, creatinina e uréia (ESTEVES, 2007).
Ferreira (2008), defende que o melhor teste a ser feito para confirmação de
diagnóstico, é o PCR, porém, informa ainda que a presença de anticorpos contra A. platys não
implica em infecção clínica, apenas induz ao fato do paciente ter sido exposto ao agente.
2.2.6 Tratamento
Antibióticos da classe das tetraciclinas têm sido eleitos como melhor tratamento.
Por apresentarem excelente absorção, doxiciclina e monociclina são as drogas mais utilizadas
atualmente. Além da antibioticoterapia, devem-se realizar quando necessários tratamentos
suporte. Acredita-se ainda que curtos tratamentos com doxiciclina possam negativar o PCR
de amostras sanguíneas, eliminando completamente o agente causador da infecção
(ESTEVES, 2007).
2.2.7 Prognóstico
Por anteriormente ser classificada como Ricketsia, associam-se os prognósticos
pelos sinais clínicos e evolução das enfermidades serem similiares (Ehrlichia canis e
34
Ehrlichia platys), onde o prognóstico depende do estágio em que a doença se encontra e ainda
de quando o tratamento foi ou será instituído, variando entre excelente, moderado e reservado
(STORTI, 2006; GALVÃO 2009).
2.2.8 Profilaxia
Deve-se sempre realizar o combate para evitar infestação por Rhipicephalus
sanguineus nos ambientes principalmente onde haja animais domésticos. Pode-se ainda
utilizar doses de manutenção mais baixas nos animais com tetraciclinas nos períodos de maior
infestação do ano (ACETTA, 2008).
2.3 Micoplasmose Hemotrópica Felina (MHF)
O felino doméstico tem sido cada vez mais adotado pela praticidade em cuidados
rotineiros, não demandar de muito espaço, ser de fácil adaptação a condições de meio.
Atualmente é responsável por grande parte de atendimentos clínicos e também de realização
de exames laboratoriais, apesar de que em menor escala que os caninos (MACIEIRA, 2008).
Como principal hemoparasito em felinos, tem-se o Mycoplasma haemofelis
(Figura 8) (Antigamente conhecido como Haemobartonella felis), micoplasma causador da
Micoplasmose Hemotrópica Felina, ou Anemia Infecciosa Felina (THRALL et al, 2006;
HORA, 2008).
FIGURA 8 – Alta infecção por Mycoplasma haemofelis encontrada em hemácias vistas
através de esfregaço sanguíneo. Fonte: FELINE ADVISORY BUREAU (2008).
35
2.3.1 Agente Etiológico e Epidemiologia
Mycoplasma haemofelis, parasitas obrigatórios de hemácias, são encontrados
como pequenos bastonetes ou em formato de cocos ou anéis cor azul-escuro, gram-negativos,
na superfície destas células, sendo mais comumente vistos na cauda do esfregaço sanguíneo
onde as hemácias podem ser observadas achatadas. Por serem altamente patogênicos, podem
provocar grave anemia hemolítica. Estes agentes podem ser transmitidos pela mordida de
gatos contaminados, por artrópodes (pulga Ctenocephalides felis, pela gata gestante via útero,
ao nascimento ou aleitamento. Ainda possivelmente por exposição iatrogênica. São de
ocorrência cosmopolita (URQUHART, 1998; THRALL et al, 2006; HORA, 2008;
MACIEIRA, 2008).
Este agente portador de DNA e RNA não possui parede celular, nem flagelo, é
resistente a penicilina e seus análogos, porém, sucumbe às tetraciclinas. Por não ser cultivável
em meios microbiológicos, foi desvencilhado da espécie Bartonella (WANDER, 2009).
Segundo Hora (2008), a infecção causada pelo M. haemofelis, é oportunista (pode
também ser encontrado em animais hígidos), desse modo, em condições de estresse
juntamente com infecções concomitantes, gera-se a anemia intensa por parasitismo celular, e
imunossupressão com morte do hospedeiro.
A disseminação destes microorganismos se dá por divisão binária ou brotamento
na superfície eritrocitária. Quanto à transmissão dos mesmos, apesar de ainda não
completamente elucidada, pode-se evidenciar contendo possível papel como vetor a pulga,
pois, M. haemofelis já foi detectado nela (contaminação iatrogênica do cão sadio) e também
em suas fezes (HORA, 2008).
A replicação do M. haemofelis pode-se dar também quando se administram
glicocorticóides a gatas que estejam amamentando devido à possível imunossupressão
causada (ROSA, 2008).
Gatos machos possuem maior probabilidade de manifestarem a doença, sendo que
há relatos de ocorrência mundial (exceto na região Antártida) (MACIEIRA, 2008).
Wander (2009), relata que animais já infectados por FeLV (Anemia Infecciosa
Felina), possuem propensão a infecção também por M. haemofelis.
36
2.3.2 Patogenia
A infecção começa a ocorrer a partir do momento em que o agente se instala na
superfície dos eritrócitos do animal infectado. O microorganismo se adere à superfície do
eritrócito por fibrilas delicadas e provoca então a exposição de antígenos da própria célula ao
sistema imune, ou ainda, promove alterações nos antígenos eritrocitários, levando a produção
de anticorpos antieritrocitários. Outra forma de lesão é a produção de anticorpos contra
apenas o agente instalado na célula. Apesar de este processo ocorrer, existe ainda baixo grau
de hemólise intravascular, sendo então, o processo de eliminação extravascular o causador do
maior dano em relação a anemia, pois a captura dos eritrócitos infectados para realização de
fagocitose é em grande escala pelo baço, principalmente (HORA, 2008; MACIEIRA, 2008).
Segundo Miranda (2008), o M. haemofelis pode provocar dano químico ou físico
no eritrócito do hospedeiro, aumento a fragilidade osmótica e reduzindo, consequentemente a
meia vida dele. Conforme a doença evolui, ocorre diminuição na concentração lipídica das
hemácias, durante a fase inicial (11 a 17%) e fosfolipídeos (8 a 14%) e durante a fase severa
da doença onde o colesterol diminui de 27 a 28% e os fosfolipídeos de 19 a 21%. Desse
modo, pode-se sugerir que o agente utiliza-se dos lipídeos eritrocitários para sua própria
multiplicação.
Em relação às fases da doença, são divididas em quatro, sendo estas: Fase pré-
parasitêmica, que dura entre 2-7 dias e inclui da inoculação do agente até a primeira
parasitemia; Fase aguda, que dura entre a primeira e última parasitemia, compreendendo
sinais clínicos; Fase de recuperação, que consiste do tempo da última parasitemia até a
recuperação do VGM em 30%; e por fim, a fase crônica ou de portador, que perdura até o
momento em que o animal for considerado livre da presença do parasito (MACIEIRA, 2008).
Como observação ainda tem-se que a meia vida dos eritrócitos infectados passe de
8,5 a 9,0 dias para 4,2 a 4,4 dias (MIRANDA, 2008).
2.3.3 Sinais Clínicos
Alguns felinos podem apresentar sinais que vão desde unicamente discreta
anemia, até anemia grave juntamente com depressão acentuada, resultando em óbito. Como
alterações mais comuns têm-se anorexia, perda de peso, depressão, taquicardia, taquipnéia e
desidratação. Durante a fase aguda da infecção verifica-se hipertermia, porém, em estágio um
pouco mais avançado, instala-se a hipotermia (HORA, 2008).
37
Comumente, na fase aguda, os sinais clínicos mais aparentes nos animais
acometidos compreendem: letargia, fraqueza, palidez, febre intermitente e ainda
linfadenopatia, além dos citados anteriormente (MACIEIRA, 2008). Rosa (2008), acrescenta
que sinais como membranas mucosas pálidas e dores articulares podem ser observadas. Ainda
pode-se manifestar sopro cardíaco sistólico suave (WANDER, 2009).
Na fase crônica da doença, encontram-se hematúria, corrimento nasal, epistaxe,
petéquias, diarréia, alopecia e aumento da pressão intraocular, além dos sinais clínicos mais
comuns (MIRANDA, 2008).
2.3.4 Diagnóstico
É uma doença de diagnóstico complicado, pois a detecção do M. haemofelis é
difícil via esfregaço sanguíneo, desse modo, deve-se realizar preferencialmente o PCR
(THRALL et al, 2006).
Outro item que se manifesta dificultando o diagnóstico é o não crescimento do
agente em meios de cultivo microbiológico, porém ao realizarem-se exames físicos do animal
acometido, encontram-se evidências (não patognomônicas) como esplenomegalia (devido à
hematopoese extramedular), hepatomegalia, murmúrios cardíacos e ainda, icterícia. Testes
como o PCR e de Coombs’ ainda podem ser eficazes (HORA, 2008; MACIEIRA, 2008).
Hora (2008), em concordância com Macieira (2008) e Rosa (2008), cita que pode
comumente haver a auto-aglutinação da amostra sanguínea quando esta em temperatura
abaixo da corpórea do animal.
Pode haver presença de esferócitos e ainda presença elevada de precursores
eritróides nucleados, sendo estes, metarrubrícitos e rubrícitos. O plasma estará ictérico e
menos comumente avermelhado. Para melhor visualização do agente nas hemácias, deve-se
dar preferência a confecção de esfregaço com sangue fresco, sem EDTA para que o agente
não se desprenda do eritrócito (WANDER, 2009).
Ao realizarem-se exames laboratoriais, é detectada a anemia regenerativa (discreta
ou ausente caso o animal também se encontre com infecções secundárias), onde há presença
de macrocitose e normocromia (observadas no esfregaço sanguíneo), o hematócrito gera
valores menores que 10% na maioria dos casos iniciais da doença, porém, o mesmo pode
manter-se variável, pois há seqüestro dos eritrócitos pelo baço para promover a retirada do
agente etiológico de suas superfícies, e em seguida, são devolvidos na circulação, não
38
havendo a reticulocitose, porém, o aumento do hematócrito (HORA, 2008; MACIEIRA,
2008).
Segundo Macieira (2008), ao observar-se o hemograma, encontra-se baixa no
VGM (Volume Globular Médio), isto ocorre em torno de duas semanas após a infecção se
instalar, são nesses picos de diminuição do VGM, que se encontra maior infestação
parasitêmica. Há ainda anisocitose, policromasia, aumento no número absoluto de
reticulócitos, Cospúsculos de Howell-Jolly, e presença de hemácias nucleadas. Consegue-se
visualizar também eritrofagocitose.
A contagem leucocitária e plaquetária não são bases altamente relevantes como
auxílio diagnóstico, pois dificilmente ocorre neutropenia e neutrofilia. Atualmente o esfregaço
e o PCR, apresentam-se como fonte diagnóstica para M. haemofelis, podendo este apresentar
falso negativo pelo caráter cíclico da parasitemia (HORA, 2008; MACIEIRA, 2008; ROSA,
2008).
Hora (2008) e Wander (2009), defendem que como alterações bioquímicas têm-se
o aumento da atividade sérica da ALT e AST (devido à hipóxia), e ainda observa-se azotemia
pré-renal (pela desidratação) e hiperproteinemia. MACIEIRA (2008), acrescenta que
raramente encontra-se hiperbilirrubinemia (principalmente na fração não conjugada)
raramente manifestam-se também hiperfosfatemia e hipoalbuminemia.
Pode haver aumento de Uréia e Creatinina devido a ação tóxica que a
hemoglobina exerce nos néfrons (WANDER, 2009).
Como método diagnóstico, há ainda a Imunofluorescência Indireta (II), podendo
detectar o agente após 21 dias de infecção, porém, como não há meios até então para o cultivo
do agente, torna-se complexa a elaboração de meios para a utilização da mesma (MACIEIRA,
2008).
O PCR em tempo real, até então, pode ser considerado o método mais preciso
para detecção de hemoplasmas felinos e avaliação de terapia instituída (MACIEIRA, 2008).
2.3.5 Tratamento
Como eficaz tratamento, pode-se instituir o uso de tetraciclinas (inibidoras da
síntese protéica dos procariontes), sendo a doxiciclina (5,0 mg/Kg V.O. juntamente com água
ou alimento; a cada 24h durante 21 dias), medicação de escolha por não gerar efeitos
colaterais tão intensos ou significantes ao animal. Pode-se também utilizar enrofloxacina (5,0
a 10,0 mg/Kg, V.O. a cada 12 horas por 15 dias). Concomitantemente a terapia
39
medicamentosa, deve-se instituir terapia suporte caso o animal encontre-se debilitado,
incluindo na mesma, fluidoterapia e transfusão sanguínea (HORA, 2008).
Segundo Rosa (2008), também se podem administrar glicocorticóides
(predinisolona 1-2mg/Kg a cada 12 horas, V.O.) para redução de anemia e também complexo
b 20 ml (2 gotas a cada 12h, V.O.) como fortificante revigorante de tônus muscular e
estimulante para o sistema circulatório.
Com o uso da doxiciclina, efeitos colaterais que podem aparecer comportam
irritação da mucosa gastrointestinal e formação de estenose esofágica (WANDER, 2009).
Miranda (2008), cita como eficaz o seguinte protocolo: Administração de
Tetraciclina 40 mg (1 cápsula a cada 8 horas, 60 cápsulas), Complexo B 20 ml ( 2 gotas a
cada 2 horas V.O), Cetoprofeno 200 ml (2 gotas a cada 12 horas) e Glicocorticóide sintético 5
mg (1/4 a cada 12 horas).
2.3.6 Prognóstico
Sem tratamento, torna-se ruim, pois ao progredir a doença, a anemia se
intensifica, levando o animal a óbito em pouco tempo, por outro lado, quando corretamente se
realiza o tratamento, regenerando-se a anemia instalada, o animal apesar de se tornar portador
do agente, melhora e se estabiliza (HORA, 2008; MACIEIRA, 2008; MIRANDA, 2008;
ROSA, 2008; WANDER, 2009).
2.3.7 Profilaxia
Deve-se manter certo controle do acesso à rua pelos gatos, pois se tem relatos de
que seja este um dos veículos geradores da contaminação pelo agente. Caso o felino apresente
artrópodes (possíveis vetores), deve-se fazer a erradicação destes. Deve-se ainda realizar
sempre testes moleculares em animais doadores de sangue (HORA, 2008; MACIEIRA, 2008;
ROSA, 2008).
Cuidados como evitar a aglomeração de felinos em lugares diversos, evitar
contato entre felinos agressivos, também são eficazes no combate a possível transmissão do
agente (MACIEIRA, 2008).
3 RELATO DE CASO – Ehrlichia canis
3.1 Descrição do caso
Em 14/10/2010 foi levado à consulta particular em Vila Velha - ES, um cão
macho da raça Akita, com oito anos de idade e pesando 22kg, apresentando queixa pelo
proprietário de que o animal vinha manifestando diminuição de apetite e queda no peso há
quinze dias. Previamente à consulta veterinária, a proprietária fez aplicação de carrapaticida
pour on a base de fipronil e S-metopreno para eliminar estes ectoparasitos observados no
animal. A aplicação se deu a um mês antes do aparecimento dos sinais clínicos. Como
observações complementares obtiveram-se que as vacinas e os vermífugos encontravam-se
em dia e que a proprietário não possuía outros animais convivendo com o animal em questão.
Ao submeter o animal a exame clínico, pode-se observar que o mesmo
apresentava hipertermia (39,9ºC), apatia, mucosas pálidas, linfonodos mandibulares
aumentados, perda de peso evidente, pêlos opacos e sem brilho, e ainda frequência
respiratória de 25 mpm e frequência cardíaca de 110 bpm.
De acordo com os sinais apresentados, suspeitou-se de Erliquiose, desse modo,
houve solicitação e realização de exames laboratoriais para confirmação diagnóstica, sendo
estes: Hemograma completo com pesquisa de hematozoários e Plaquetograma. O material
recebido para realização destes exames foram dois ml de sangue total coletados e
armazenados em tubo com EDTA.
A amostra colhida foi identificada ao ser recebida no Animallab, sendo feita ficha
de entrada para o animal, contendo todos os dados do mesmo. Após ser dada entrada, a
amostra foi submetida à realização de hemograma completo, sendo colocada no
homogeneizador e após 4 minutos em movimento, passada na máquina de hemograma
animal, gerando os seguintes resultados conforme o quadro
41
QUADRO 1 – Resultados obtidos pelo hemograma realizado do animal, em 14/10/2010 no
Animallab e valores referenciais normais de hemograma canino.
PARÂMETRO VALORES DE REFERÊNCIA * VALORES
ENCONTRADOS
Hemácias 5.5 a 8.5 (x106/µL) 3,5 (x106/µL)
Hemoglobina 12 a 18 (g/dL) 6,9 (g/dL)
Hematócrito 37 a 55 (%) 21 (%)
VGM 60,0 - 75,0 (fl) 60,0 (fl)
HGM 19,0 - 23,0 (pq) 19,71 (pq)
CHGM 31,0 – 37,0 (g/dL) 32,85 (g/dL)
Plaquetas 200.000 a 500.000 (nº/mm³) 86.000 (nº/mm³)
Leucócitos 6.000 a 17.000 (células/µL) 4.000 (células/µL) * Fonte: VIANA (2003).
Como passo seguinte, realizou-se preparo de esfregaço sanguíneo com uma pipeta
de 10 µL, corando a lâmina com corante a base de glicerol e metanol absoluto por 2 minutos e
15 segundos, acrescentando-se em seguida solução tampão e deixando agir por mais 4
minutos e 15 segundos. Após completos os 6 minutos e 30 segundos, fez-se a retirada do
excesso de corante com solução tampão, e secagem da lâmina naturalmente, para leitura em
microscópio óptico.
Ao observar-se o esfregaço, foram constatados os valores relativos para leucócitos
apresentados no quadro abaixo.
QUADRO 2 – Valores relativos e absolutos em contagem de leucócitos padrão para cães
sadios e valores encontrados na leitura da lâmina de esfregaço sanguíneo do
animal.
PARÂMETROS
CÃES
VALORES REFERENCIAIS
RELATIVOS E ABSOLUTOS
nº/µl *
VALORES ENCONTRADOS
RELATIVOS E ABSOLUTOS
nº/µl
Segmentados 60 – 77 % 3.000 a 11.400 /mm³ 67 % 2.680 /mm³
Bastonetes 0 – 3 % 0 a 300 /mm³ 2 % 80 /mm³
Eosinófilos 2 – 10 % 100 a 750 /mm³ 4 % 160 /mm³
Basófilos 0 – 0 % 0 /mm³ 0 % 0 /mm³
Linfócitos 12 – 30 % 1.000 a 4.800 /mm³ 24 % 960 /mm³
Monócitos 3 – 10 % 150 a 1.350 /mm³ 3 % 120 /mm³
* Fonte: HENDRIX (2005).
A presença de Eritroblastos e metamielócitos não foi constatada.
42
Em pesquisa de hematozoários realizada na parte mais fina do esfregaço, foram
encontrados segmentados contendo mórulas de Ehrlichia canis (Figura 9), tornando positivo o
diagnóstico para a doença.
FIGURA 9 - Ehrlichia canis em citoplasma de neutrófilo segmentado. Fonte: Arquivo pessoal (2010).
Após confirmação diagnóstica para Erliquiose, foi iniciado o tratamento com
Doxiciclina/100mg (dois comprimidos a cada 12 horas, por 21 dias) e terapia suporte. O
agendamento de retorno foi feito para o dia 03/11/2010 sendo este, o dia da finalização da
medicação prescrita.
3.2 Discussão
Após realização de exame físico no qual houve a detecção do carrapato
Rhipicephalus sanguineus, vetor da Ehrlichia canis (o que gerou indícios de que o animal em
questão poderia estar com a doença Erliquiose Monocítica Canina) e a execução também de
hemograma completo com pesquisa de hematozoários, em laboratório veterinário, pode-se
confirmar a suspeita diagnóstica ao serem encontradas mórulas de Ehrlichia canis no
citoplasma de alguns neutrófilos segmentados da amostra analisada, concordando desta
maneira, com ACETTA (2008).
Corroborando com Acetta (2008), Fernandes (2008) e Garcia Filho (2010), o
baixo valor encontrado no hemograma para hemácias e hematócrito juntamente com os
valores padrões encontrados para VGM, HGM e CHGM, indicaram a presença de anemia
43
normocítica normocrômica, provavelmente instalada devido a pequenas hemorragias
recorrentes em conseqüência da EMC. A presença de neutrófilos bastonetes indica que a
medula do animal apresenta boa atividade recuperativa.
Em análise à série branca da amostra sanguínea em questão, obteve-se leucopenia,
provavelmente devido à fagocitose dos neutrófilos infectados e ainda devido à destruição
celular pelo rompimento da membrana, sendo este um dos métodos utilizados pelo agente
para se espalhar pelo organismo do animal acometido (ACETTA, 2008).
Ainda como parte importante e compondo o diagnóstico para Erliquiose
Monocítica Canina, tem-se a trombocitopenia presente. Este fato pode ter ocorrido por
diversos fatores como o aumento no consumo de plaquetas pelas alterações inflamatórias
promovidas no endotélio dos vasos pela presença do agente E. canis, por seqüestro de
plaquetas pelo baço, por destruição ou lesão imunomediada ( a E. canis induz a produção do
fator de inibição da migração plaquetária, modificando a superfície das plaquetas, levando ao
aumento da vulnerabilidade das mesmas (DAGNONE, 2001; ESTEVES, 2007; ACETTA,
2008).
Devido aos sinais clínicos apresentados (hipertermia, apatia, mucosas pálidas,
linfonodos mandibulares aumentados, perda de peso evidente e pêlos opacos e sem brilho),
em concordância com Esteves (2007), Acetta (2008), Fernandes (2008), e Garcia Filho
(2010), são estes sinais clínicos mais característicos da fase aguda da doença.
O diagnóstico via observação de mórulas em esfregaço sanguíneo pode ser
considerado eficaz (LIBERATI, 2009) apesar de não terem sido realizadas análises
bioquímicas, biológicas ou sorológicas, como recomendam Aguiar (2006), Esteves (2007),
Acetta (2008) e Fernandes (2008).
Segundo Esteves (2007), Acetta (2008), Fernandes (2008), Galvão (2009) e
Garcia Filho (2010), o tratamento instituído deveria ser feito com doxiciclina a 2,5 mg/Kg, via
oral, a cada 12 horas, por 21 dias apresentando eficácia, porém, o tratamento instituído com
doxiciclina a 10mg/kg, via oral, a cada 12 horas, por 21 dias gerou a melhoria esperada no
animal. Também instituiu-se terapia suporte para complementar a antibioticoterapia.
4 CONCLUSÃO
Conclui-se que o objetivo do estágio supervisionado obrigatório foi alcançado,
tendo-se colocado em prática o ensino adquirido durante os cinco anos do curso de Medicina
Veterinária.
A convivência diária com uma Médica Veterinária experiente trouxe a confiança
necessária para satisfatória realização das atividades de estágio, obtendo o máximo de
conhecimentos possíveis na área escolhida, contribuindo também para a formação de um bom
profissional.
Tem-se que um laboratório bem estruturado, com aparelhos modernos e boas
práticas, permite que se faça diagnósticos com precisão, auxiliando assim, a clínica
veterinária. A Erliquiose monocítica canina, Erliquiose trombocítica canina e Micoplasmose
haemotrópica felina, assim como outras enfermidades, necessitam que se faça um diagnóstico
precoce para que seja possível evitar prognósticos ruins aos pacientes.
Como mais frequentemente encontrada, a Erliquiose monocítica canina, quando
diagnosticada precocemente, na fase aguda, permite melhoria na vida do paciente, tornando
mais satisfatórios os resultados dos tratamentos realizados.
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