sociedade evangÉlica beneficente de curitiba … · e grau do processo inflamatório e presença...
TRANSCRIPT
SOCIEDADE EVANGÉLICA BENEFICENTE DE CURITIBA
FACULDADE EVANGÉLICA DO PARANÁ
HOSPITAL UNIVERSITÁRIO EVANGÉLICO DE CURITIBA
INSTITUTO DE PESQUISAS MÉDICAS
CARLOS HESPANHA MARINHO JUNIOR
AVALIAÇÃO DOS EFEITOS CICATRICIAIS APÓS REVERSÃO DA CLIPAGEM
DO NERVO SIMPÁTICO CERVICAL DE COELHOS
CURITIBA
2016
CARLOS HESPANHA MARINHO JUNIOR
AVALIAÇÃO DOS EFEITOS CICATRICIAIS APÓS REVERSÃO DA CLIPAGEM
DO NERVO SIMPÁTICO CERVICAL DE COELHOS
Tese apresentada ao Programa de Pós-Graduação em Princípios da Cirurgia do Instituto de Pesquisas Médicas da Faculdade Evangélica do Paraná / Hospital Universitário Evangélico de Curitiba como requisito parcial para a obtenção do grau acadêmico de Doutor.
Orientador: Prof. Dr. Jurandir Marcondes Ribas Filho
Coordenador: Prof. Dr. Osvaldo Malafaia
CURITIBA
2016
DEDICATÓRIA
À minha esposa Melissa e aos meus filhos Júlia e Bruno.
AGRADECIMENTOS
Meu especial agradecimento a Deus, por suas lições de virtudes. Agradeço a todos que, direta ou indiretamente, contribuíram para a realização deste trabalho: - ao meu orientador, Prof. Dr. Jurandir Marcondes Ribas Filho, pelo seu verdadeiro papel de Mestre demonstrado no empenho e compromisso a mim destinados; - ao Prof. Dr. Osvaldo Malafaia, pela sua postura exemplar de médico e professor que muito me influenciou; - à equipe do Biotério da Universidade Positivo, especialmente a Profª Drª Thaís Costa Andrade Casagrande e aos técnicos Vanderlei Muller e Cirlei da Silva Pereira; - ao Instituto de Pesquisas Médicas (IPEM), que de forma tão cordial e solícita me acolheu; - à Universidade Positivo, que me disponibilizou seu biotério e centro cirúrgico experimental para que realizasse os procedimentos cirúrgicos; - aos meus amigos cujos laços de amizade nos unem como verdadeiros irmãos, que me ensinaram a fazer uso do malho, do cinzel e da régua, sempre procurando ser justo e buscando a perfeição; - aos meus pais, Carlos e Denize que sempre procuraram me mostrar o caminho mais correto, mesmo sabendo que poderá ser o mais longo; - à minha esposa Melissa, sempre companheira e compreensiva, por seu amor incondicional, por sua tolerância e apoio, que sempre me incentivou a ir em frente nessa jornada, mesmo sabendo que seria necessária minha ausência por muitos momentos; - aos meus filhos Júlia e Bruno, que são a mais viva inspiração e dão o mais belo sentido à minha vida.
Quem quer faz! Quem não quer...
Justifica!
Osvaldo Malafaia
RESUMO
Introdução: O tratamento cirúrgico da hiperidrose pela simpatectomia torácica trouxe, além do alívio sintomático para muitos, também seu principal efeito adverso, o suor compensatório ou reflexo. A técnica de clipagem do nervo simpático no lugar de sua secção deu margem à esperança de reversão do procedimento, porém os resultados positivos mostram-se bastante divergentes, evidenciando a carência acadêmica no que se refere ao estudo deste fenômeno. Objetivo: Observar micro e macroscopicamente a lesão provocada pelo clipe de polímero em nervo simpático de coelhos sete dias após sua clipagem, comparando-a com os achados após três semanas da retirada do clipe. Material e método: Estudo experimental, com amostra formada por 20 coelhos, divididos em dois grupos de 10, sendo o grupo 1 chamado clipagem e o 2, desclipagem. Todos foram submetidos à clipagem do nervo simpático cervical direito com clipe polimérico, e no grupo 2 realizou-se a desclipagem do nervo 7 dias após. Os coelhos do grupo 1 foram induzidos à morte no 7º dia de pós-operatório, e os do grupo 2 no 21º dia após a remoção do clipe de polímero. Observou-se à macroscopia: aspecto do clipe, presença de lesão de descontinuidade, infecção e aderências ao redor do nervo. Para estudo microscópico utilizou-se a coloração de hematoxilina-eosina na avaliação das fases e grau do processo inflamatório e presença de necrose, e a de Picrosirius red F3BA para quantificação de colágeno. Foi empregado o teste t nas comparações dos colágenos tipo I e tipo III entre os grupos e o teste de Fisher para se comparar as variáveis macroscópicas, o grau do processo inflamatório e presença de necrose. Fixou-se em 0,05 ou 5% o índice para significância estatística. Resultados: O nervo simpático cervical foi identificado íntegro, sem necrose ou infecção em todos os animais do experimento; havia aderências em ambos os grupos, sendo mínimas em 8 animais de cada grupo e moderadas ou intensas em 2; em toda a amostra o clipe encontrava-se completamente fechado no 7º dia de pós-operatório; o processo inflamatório presente foi do tipo crônico, com predomínio monomorfonuclear, não se observando diferença significativa em relação ao grau do processo inflamatório entre os grupos (p 0,5), porém a quantidade de colágeno tanto do tipo I quanto do tipo III em micrômetro quadrado foi significativamente maior no grupo 2 (p< 0,0001). Conclusões: a clipagem do nervo simpático cervical com clipe de polímero foi associada à presença de aderências predominantemente classificadas como mínimas e inalteradas após a retirada do clipe; processo inflamatório, do tipo crônico em discreta intensidade manteve-se presente mesmo após a remoção do clipe polimérico, porém as quantidades de fibras colágenas tanto do tipo I como do tipo III mostraram-se significativamente maiores nos nervos dos animais do grupo 2. Palavras-chave: nervo simpático; clipagem; lesão nervosa; bloqueio simpático; clipe de polímero; reversão de simpatectomia; coelhos.
ABSTRACT
Introduction: The surgical treatment of hyperhidrosis by thoracic sympathectomy has brought, in addition to symptomatic relief for many, its main adverse effect: compensatory or reflex sweating. The clipping technique in place of the sympathetic nerve section gave rise to the hope of reversibility, but the positive results show to be quite divergent, evidencing the academic deficiency regarding the study of this phenomenon. Objective: To observe micro and macroscopic damage caused by the polymer clip on sympathetic nerve of rabbits seven days after their clipping and the findings after three weeks of clip removal. Material and method: In this experimental study, 20 rabbits were divided into two groups of 10, group 1 (clipping) and group 2 (de-clipping). The right cervical sympathetic nerve of all animals was clamped with polymeric clip, and in group 2 the nerve was unclipped 7 days later. Group 1 rabbits were induced to death on the 7th postoperative day, and group 2 rabbits on the 21st day after removal of the polymer clip. Macroscopic variables were: clip appearance, presence of discontinuity lesion, infection and adhesions around the nerve. Hematoxylin-eosin staining was used in the evaluation of the phases and degree of the inflammatory process and presence of necrosis, and Picrosirius red F3BA for quantification of collagen. The t-test was used in the comparisons of type I and type III collagens between the groups and the Fisher's test to compare the macroscopic variables, the degree of the inflammatory process and the presence of necrosis. The index for statistical significance was set at 0.05 or 5%. Results: The cervical sympathetic nerve was intact, without necrosis or infection in all animals of the experiment; there were adhesions in both groups, being minimal in 8 animals of each group and moderate or intense in 2; the clip was completely closed in all animals at the 7th postoperative day; the inflammatory process shown was chronic, with monomorphonuclear predominance. There was no significant difference between groups regarding the intensity the inflammatory process (p 0.5), but the amount of collagen type I and type III in micrometer Square was significantly higher in group 2 (p <0.0001). Conclusions: clipping of the cervical sympathetic nerve with polymer clip was linked to the presence of adhesions predominantly classified as minimal and unchanged after the clip was removed; low intensity of chronic inflammatory process remained present even after removal of the polymeric clip, but the amounts of type I and type III collagen fibers were significantly higher in the nerves of the animals in the group 2. Keywords: sympathetic nerve; clipping; nerve damage; sympathetic block; polymer clip; sympathectomy reversal; rabbits.
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 - BUSTO DE ANDREA VESALIO ............................................................ 17
FIGURA 2 - IDENTIFICAÇÃO DOS ANIMAIS ........................................................... 31
FIGURA 3 - MECANISMO DE FECHAMENTO DO CLIPE DE POLÍMERO ............. 32
FIGURA 4 - ANESTÉSICOS DE USO INTRAMUSCULAR ....................................... 33
FIGURA 5 - COELHO ANESTESIADO, APÓS TRICOTOMIA .................................. 33
FIGURA 6 - COELHO ANESTESIADO, APÓS ANTISSEPSIA DA REGIÃO
CERVICAL ................................................................................................................ 34
FIGURA 7 - INCISÃO LONGITUDINAL DE 1,5 CM NA REGIÇÃO CERVICAL ........ 34
FIGURA 8 - IDENTIFICAÇÃO DA TRAQUÉIA CERVICAL ....................................... 35
FIGURA 9 -: FEIXE VÁSCULO-NERVOSO CERVICAL ........................................... 35
FIGURA 10 - INDIVIDUALIZAÇÃO DO NERVO SIMPÁTICO CERVICAL DIREITO 36
FIGURA 11 - CLIPAGEM DO NERVO ...................................................................... 36
FIGURA 12 - INCISÃO SUTURADA ......................................................................... 37
FIGURA 13 - DEMARCAÇÃO DO LOCAL DA CLIPAGEM....................................... 38
FIGURA 14 - TIOPENTAL SÓDICO .......................................................................... 39
FIGURA 15 - CÂMERA DE CAPTURA DE IMAGENS OLYMPUS DP71 ACOPLADA
AO MICROSCÓPIO ÓPTICO OLYMPUS BX40 ....................................................... 43
FIGURA 16 - FOTOMICROGRAFIA EM COLORAÇÃO DE PSR EM LUZ
POLARIZADA ............................................................................................................ 44
FIGURA 17 - INTEGRIDADE MACROSCÓPICA DO NERVO .................................. 47
FIGURA 18 - ASPECTO DO NERVO CLIPADO NO 7º PO ...................................... 48
FIGURA 19 - ADERÊNCIAS CLASSIFICADAS COMO MÍNIMAS ............................ 49
FIGURA 20 - ADERÊNCIAS CLASSIFICADAS COMO MODERADAS OU
INTENSAS ................................................................................................................ 49
FIGURA 21 - PROCESSO INFLAMATÓRIO CRÔNICO À COLORAÇÃO DE H-E .. 50
FIGURA 22 - FOTOMICROGRAFIA EM COLORAÇÃO DE PSR EM LUZ
POLARIZADA ............................................................................................................ 52
FIGURA 23 - FOTOMICROGRAFIA EM COLORAÇÃO DE PSR EM LUZ
POLARIZADA ............................................................................................................ 53
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - PRESENÇA DE ADERÊNCIA PERI-NEURAL ENTRE OS GRUPOS
CLIPAGEM E DESCLIPAGEM ............................................................... 48
TABELA 2 - ANÁLISE ESTATÍSTICA DO TIPO DO PROCESSO INFLAMATÓRIO
CRÔNICO ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM ......... 51
TABELA 3 - ANÁLISE ESTATÍSTICA DAS MÉDIAS DO COLÁGENO TIPO I ENTRE
OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM ........................................ 51
TABELA 4 - ANÁLISE ESTATÍSTICA DAS MÉDIAS DO COLÁGENO TIPO III
ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM ........................... 52
LISTA DE QUADROS
QUADRO 1 - CRITÉRIOS ESTABELECIDOS PARA AVALIAÇÃO MACROSCÓPICA
NO 7º DIA DE PÓS-OPERATÓRIO ..................................................... 40
QUADRO 2 - CLASSIFICAÇÃO DO PROCESSO INFLAMATÓRIO AGUDO
BASEADO NAS CARACTERÍSTICAS HISTOPATOLÓGICAS ........... 41
QUADRO 3 - CLASSIFICAÇÃO DO PROCESSO INFLAMATÓRIO CRÔNICO
BASEADO NAS CARACTERÍSTICAS HISTOPATOLÓGICAS ........... 42
QUADRO 4 – PRESENÇA DE PROCESSO INFLAMATÓRIO E NECROSE ENTRE
OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM ...................................... 51
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .......................................................................................................... 13
2 REVISÃO DA LITERATURA .................................................................................... 16
2.1 ANATOMIA DO NERVO SIMPÁTICO .................................................................... 17
2.2 FISIOLOGIA DO NERVO SIMPÁTICO .................................................................. 18
2.3 REPARAÇÃO TECIDUAL ...................................................................................... 19
2.3.1 Fase Inflamatória ou Inicial .................................................................................. 19
2.3.2 Fase de Fibroplasia ou Proliferativa .................................................................... 20
2.3.3 Fase de Maturação ou Remodelação ................................................................. 21
2.4 ESTRUTURA E ANÁLISE DO COLÁGENO .......................................................... 21
2.5 REGENERAÇÃO NEURAL .................................................................................... 23
2.5.1 Degeneração Walleriana ..................................................................................... 24
2.5.2 Efeito Retrógrado da Lesão Axonal ..................................................................... 25
2.5.3 Processo de Regeneração .................................................................................. 25
2.6 BLOQUEIO SIMPÁTICO TORÁCICO SUPERIOR POR CLIPAGEM .................... 26
2.7 RETIRADA DO CLIPE DO NERVO SIMPÁTICO ................................................... 27
3 MATERIAL E MÉTODO ............................................................................................ 29
3.1 AMOSTRA .............................................................................................................. 30
3.2 CONSIDERAÇÕES AMBIENTAIS .......................................................................... 30
3.3 DIVISÃO DOS GRUPOS ........................................................................................ 31
3.4 ANESTESIA ........................................................................................................... 32
3.5 PROCEDIMENTO CIRÚRGICO ............................................................................. 33
3.5.1 Controle da Dor Pós-Operatória .......................................................................... 38
3.5.2 Morte dos Animais ............................................................................................... 38
3.6 COLETA DE AMOSTRAS ...................................................................................... 39
3.7 AVALIAÇÃO MACROSCÓPICA ............................................................................. 39
3.8 AVALIAÇÃO MICROSCÓPICA .............................................................................. 40
3.8.1 Coloração pela Hematoxilina-Eosina .................................................................. 41
3.8.1.1 Análise do processo inflamatório ...................................................................... 42
3.8.2 Coloração de Picrosirius Red F3BA (PSR) .......................................................... 42
3.9 ANÁLISE ESTATÍSTICA ........................................................................................ 45
4 RESULTADOS .......................................................................................................... 46
4.1 AVALIAÇÃO MACROSCÓPICA ............................................................................. 47
4.1.1 Presença de Lesão de Descontinuidade do Nervo Simpático Cervical ............... 47
4.1.2 Aspecto do Clipe no Nervo Simpático Cervical Direito ........................................ 47
4.1.3 Presença de Infecção ao Redor do Nervo Simpático Cervical Direito ................. 48
4.1.4 Presença de Aderências ao Redor do Nervo Simpático Cervical Direito ............ 48
4.2 AVALIAÇÃO MICROSCÓPICA .............................................................................. 50
4.2.1 Presença de Necrose e Avaliação do Processo Inflamatório .............................. 50
4.2.2 Avaliação do Colágeno ........................................................................................ 51
5 DISCUSSÃO ............................................................................................................. 54
5.1 ANIMAL DE EXPERIMENTAÇÃO .......................................................................... 55
5.2 PROCEDIMENTO ANESTÉSICO .......................................................................... 55
5.3 PROCESSO INFLAMATÓRIO E CICATRIZAÇÃO APÓS LESÃO DO NERVO
SIMPÁTICO ........................................................................................................... 56
5.4 AVALIAÇÃO DO COLÁGENO ............................................................................... 57
5.5 PERSPECTIVAS .................................................................................................... 58
6 CONCLUSÕES ......................................................................................................... 60
REFERÊNCIAS ............................................................................................................ 62
ANEXO ......................................................................................................................... 69
1 INTRODUÇÃO
14
Passaram-se mais de dezessete séculos, entre as primeiras referências
anatômicas sobre o tronco simpático realizadas por Claudius Galeno, nos meados
do século II, até a primeira cirurgia sobre o sistema nervoso simpático realizada por
Alexander de Liverpool em 1889 (ROYLE, 1999).
Baseada em observações obscuras para os pioneiros cirurgiões do século
XVIII, a secção do tronco simpático já foi indicada para o tratamento de diversas
doenças como epilepsia, bócio exoftálmico, desordens vasoespásticas e até mesmo
glaucoma. Somente na segunda década do século XX é que foi empregada para
amenizar ou evitar os sintomas da hiperidrose (HASHMONAI et al., 2003).
A partir da década de noventa, com o advento da vídeo-toracoscopia, a
intervenção sobre a cadeia simpática passou a ganhar destaque e maior divulgação,
havendo, então, uma maior preocupação com seus efeitos colaterais. Diversas
séries clínicas relacionadas ao bloqueio do estímulo nervoso simpático para o
tratamento de hiperidrose dos membros superiores foram publicadas (LIN et al.,
1998; LIN et al., 2001; DROTT et al., 2003; DOOLABH et al., 2004; REISFELD et al.,
2006; WHITSON et al., 2007; SUGIMURA, et al., 2009; FIBLA et al., 2009; COELHO
et al., 2009), demonstrando resultados muito satisfatórios quanto à hiperidrose
primária ou essencial, entretanto já relatando incidência elevada de suor
compensatório.
Cirurgiões passaram a utilizar meios reversíveis para bloquear o impulso
nervoso pelo nervo simpático com o uso de materiais potencialmente removíveis –
clipes - sugerindo sua remoção quando da presença de efeitos colaterais
indesejáveis, dentre os quais o mais prevalente é o suor reflexo ou compensatório
(KOCHER et al., 2015).
Um dos problemas encontrados em todas as técnicas operatórias é que cada
cirurgião tem sua individualidade, tendo tendência de se justificar através da
afirmação: “isso parece funcionar em minhas mãos” (RENNIE et al., 2003). As
inúmeras séries de métodos utilizados para bloqueio do impulso nervoso simpático
demonstraram que experientes cirurgiões realizam técnicas diferentes, acreditando
sempre que a operação por ele empregada é a mais apropriada. Infelizmente não é
possível concluir qual é a melhor sem padronizá-las.
A ausência de respostas concretas e a escassez de trabalhos na literatura
após busca intensiva de publicações relacionadas à reversão da lesão provocada
pela clipagem após a remoção de clipes cirúrgicos do sistema nervoso simpático, em
15
seres humanos e animais de experimentação, foi o propósito e desafio deste estudo
experimental, no intuito de contribuir com mais conhecimento para a ciência.
Este estudo tem por objetivos avaliar a macroscopia e a microscopia da lesão
do nervo simpático cervical de coelhos no 7º dia de pós-operatório, provocado pelo
bloqueio com clipe de polímero e compará-la com a lesão remanescente 3 semanas
após a remoção do clipe, a qual foi realizada no 7º dia pós-clipagem.
Do ponto de vista macroscópico visa-se avaliar:
- presença de integridade macroscópica do nervo,
- aspecto do clipe em relação ao nervo,
- presença de infecção junto ao nervo,
- apresentação de aderências ao redor do nervo.
Microscopicamente busca-se estudar:
- presença de necrose a avaliar o processo inflamatório,
- depósito de colágeno no nervo simpático lesionado.
2 REVISÃO DA LITERATURA
17
2.1 ANATOMIA DO NERVO SIMPÁTICO
A mais remota referência sobre o sistema nervoso autônomo foi feita por
Galeno, no século II, em uma errônea descrição anatômica de um tronco vago-
simpático comum que se originava do tronco cerebral. Vesalio (FIGURA 1), ilustre
professor de Anatomia e Cirurgia do século XVI, estando convencido que os livros
de Galeno apresentavam grosseiras deficiências, escreveu o primeiro compêndio de
anatomia humana. A primeira edição de Vesalius’s Anatomy foi publicada em 1543 e
a segunda em 1555. Infelizmente essas edições ainda traziam a equivocada
descrição de Galeno. Em 1563, Eustachius, professor de Anatomia em Roma, em
sua publicação Opuscula Anatomica demonstrou que os nervos vago e simpático
eram separados (ROYLE, 1999).
FIGURA 1 – BUSTO DE ANDREA VESALIO.
Fonte: O AUTOR.
18
Os troncos simpáticos paraverterbrais são constituídos por uma cadeia
ganglionar bilateral, situada ao longo de toda a extensão da coluna vertebral,
mantendo conexões com a medula espinhal torácica e lombar alta por meio dos
ramos comunicantes brancos. Cada cadeia é constituída por três gânglios cervicais,
doze torácicos, dois a cinco lombares, quatro ou cinco sacrais e um coccígeo,
também denominado de gânglio ímpar, para o qual convergem e onde terminam as
cadeias simpáticas (GRAY H., 2000).
No final do século XVIII a anatomia do nervo simpático humano já estava bem
definida, entretanto suas funções ainda eram desconhecidas (HASHMONAI e
KOPELMAN, 2003).
2.2 FISIOLOGIA DO NERVO SIMPÁTICO
O primeiro estudo sobre fisiologia do sistema nervoso autônomo foi realizado
em 1852 por Claude Bernard, que ao seccionar o tronco simpático cervical do
coelho, observou uma notável hiper-reatividade circulatória, acompanhada de
aumento de temperatura na metade da cabeça ipsilateral ao nervo seccionado. No
mesmo ano Brown-Séquard relatou que o estímulo do nervo simpático resultava em
vasoconstrição. Foram mais sessenta anos para que a anatomia e fisiologia do
sistema nervoso “involuntário” autônomo fossem mapeadas e melhor esclarecidas
por Gaskell (KAUFFMAN, 1994; ROYLE, 1999; HASHMONAI e KOPELMAN, 2003).
Com a evolução tecnológica de eletrofisiologia e farmacologia, identificou-se a
acetilcolina como principal neurotransmissor utilizado pelos neurônios pré-
ganglionares na via aferente, enquanto os neurônios pós-ganglionares utilizam para
transmissão do impulso nervoso principalmente a noradrenalina, com exceção das
fibras sudomotoras, que liberam principalmente a acetilcolina.
As fibras simpáticas pós-ganglionares que se dirigem em para os membros
realizam inervação pilomotora, sudomotora e vasoconstritora, e sua ação conjunta é
um dos principais mecanismos de termorregulação corporal, destacando-se a ação
sobre as glândulas sudoríparas (CLARK, 2006).
19
2.3 REPARAÇÃO TECIDUAL
Define-se ferida como sendo uma solução de continuidade produzida em um
tecido, pelos mais diversos agentes, dando lugar: a um espaço anormal, à
interrupção do fluxo sanguíneo, à perturbação da sensibilidade, ao acúmulo de
elementos celulares mortos e a um grau maior ou menor de contaminação com ou
sem infecção (BIONDO SIMÕES, 1998).
A reparação tecidual é um processo de substituição de um tecido por um novo
após uma lesão ou ferida. Quando na reparação tecidual ocorre substituição do
tecido lesado por tecido idêntico ao anterior do ponto de vista morfológico e
funcional, dá-se o nome de regeneração, enquanto que no processo denominado
cicatrização essa substituição se dá por tecido conjuntivo fibroso. Geralmente existe
uma sinergia destes dois processos na reparação tecidual (COLTRAN, KUMAR e
COLLINS, 2000; BALBINO, PEREIRA e CURI, 2005).
JUNQUEIRA (1995) identifica três fases consecutivas no processo de
cicatrização: fase inflamatória ou inicial; fase de fibroplasia ou proliferativa e a fase
de maturação ou remodelação.
2.3.1 Fase Inflamatória ou Inicial
Inicia logo após a lesão e se caracteriza por vasodilatação e diminuição do
fluxo sanguíneo. Independe do tecido agredido e sua intensidade correlaciona-se
com o tipo e grau de agressão. A ferida é inicialmente hipóxica, hiperglicêmica,
acidótica, hipercalêmica e hiperláctica. Sua duração é de aproximadamente 48 a 72
horas. Mediadores químicos provocam vasodilatação, aumentam a permeabilidade
dos vasos e favorecem a quimiotaxia dos leucócitos. Os neutrófilos combatem os
agentes invasores e os macrófagos realizam a fagocitose (CLARK, 1985).
Duas populações celulares são importantes na fase inflamatória: os
polimorfonucleares neutrófilos e os monócitos. A cicatrização reflete os efeitos
integrados de um grande número de fatores de crescimento e mediadores da
inflamação, presentes num ambiente tipicamente hipotóxico e acidótico (WAHL e
WAHL, 1992).
20
2.3.2 Fase de Fibroplasia ou Proliferativa
Na reparação do tecido conjuntivo ocorre a formação do chamado tecido de
granulação e sua principal característica é a presença de fibroblastos por volta do
segundo ou terceiro dia após o trauma. Essas células produzem matriz extracelular,
colágeno e glicosaminoglicanos, participando na remodelação do tecido normal e no
processo de reparação e, também, estão relacionados com o mecanismo de
reabsorção do colágeno (BANDA, KNIGHTON, HUNT e WEBER, 1982).
Um dos primeiros eventos da cicatrização é a produção de fibroconectinas,
que são glicoproteínas de dois tipos: as plasmáticas, produzidas e secretadas pelo
hepatócitos e as celulares, sintetizadas por fibroblastos, células endoteliais,
ceratinócitos e macrófagos. Parecem ser essenciais para a cicatrização; aparecem
precocemente na lesão, aderem simultaneamente na fibrina, colágeno,
glicosaminoglicanos e outras moléculas de fibronectina, formando a cicatriz que
serve para adesão e imigração celular, sendo essencial para o depósito de
colágeno, facilitando o crescimento dos fibroblastos.
Considerados estes fatos, a fibroplasia ocorre de forma ímpar e, portanto
fundamental. Assim, o fibrinogênio presente no exsudato inflamatório converte-se
em fibrina, que forma uma rede em cujas malhas depositam-se os fibroblastos.
Como a fibroplasia é sempre acompanhada de proliferação vascular, naquela
situação, as células endoteliais produzem um fator ativante do plasminogênio que
reduz a quantidade de fibrina, permitindo assim, a deposição dos fibroblastos, que
se multiplicam e passam a secretar os componentes proteicos do tecido cicatricial
(JULIANO e HASKILL, 1993).
A neoformação vascular é necessária para a oxigenação e nutrição da ferida.
Desta maneira, formam-se brotos endoteliais, cujas células se multiplicam com
grande velocidade, constituindo cordões que se entremeiam com os fibroblastos e
seus produtos. Estes cordões canalizam-se permitindo o fluxo sanguíneo, formando,
assim, um substrato tecidual de aspecto peculiar, granuloso e avermelhado,
classicamente denominado tecido de granulação. Neste tecido se diferencia uma
célula denominada miofibroblasto, a qual confere a este tecido uma capacidade
contrátil, facilitando a epitelização. Os miofibroblastos também estão envolvidos na
contração da ferida, na adesão celular e podem participar da reabsorção da matriz
extracelular (JUNQUEIRA, 1995).
21
2.3.3 Fase de Maturação ou Remodelação
Nesta fase, o leito da ferida encontra-se preenchido pelo tecido de granulação
e atravessado por uma rede capilar, com a rede linfática se regenerando. Isto ocorre
por volta do décimo dia após a lesão. Os linfócitos produzem fatores de crescimento
e são atraídos para a região da ferida em igual número ao dos monócitos, porém,
após alguns dias, são os leucócitos que predominam na região.
Gradativamente aumenta a deposição de colágeno e a maioria das células
desaparecem por apoptose de fibroblastos e células endoteliais, formando,
finalmente, a cicatriz. É consenso que a resolução de uma ferida só pode ser
considerada completa quando a maturação e a remodelagem da matriz extracelular
estiverem concluídas. Este processo ocorre lentamente levando meses ou anos e,
mesmo assim, uma cicatriz cutânea completamente madura, por exemplo, possui
apenas 70% da resistência da pele normal.
Nota-se também que fatores sistêmicos ou locais podem interferir
negativamente no processo de maturação tecidual. (HUPP, 2000; PICCINATO,
NETTO e CHERRI, 2003; BALBINO, PEREIRA e CURI, 2005).
2.4 ESTRUTURA E ANÁLISE DO COLÁGENO
O tecido conjuntivo é caracterizado por apresentar células separadas por
abundante matriz extracelular, células próprias e outras migratórias, provenientes do
tecido sanguíneo. As células próprias do tecido conjuntivo são os fibroblastos, os
macrófagos, os mastócitos e os plasmócitos. Dentre as células advindas do sangue,
destacam-se os vários tipos de leucócitos, que penetram no tecido conjuntivo para
exercerem funções específicas.
O fibroblasto é a principal célula do tecido conjuntivo, sendo responsável pela
produção e manutenção da matriz extracelular, que por sua vez separa as células do
conjuntivo e é formada por fibras e substância intercelular amorfa. Existem três tipos
principais de fibras no conjuntivo: fibras colágenas, fibras reticulares e fibras
elásticas. A proteína do colágeno é uma das mais abundantes do corpo, e faz parte
da constituição das fibras colágenas e reticulares.
22
As fibras colágenas são formadas por fibrilas de colágeno com um padrão de
estriações típico. Os colágenos constituem uma família de proteínas separadas em
tipos diferentes (JUNQUEIRA, 1995):
- Tipo I - Forma fibras e feixes resistentes, encontrados nos ligamentos,
tendões, cápsulas e derme; constitui o colágeno mais importante do ponto de vista
estrutural, correspondendo a 90% do colágeno do organismo.
- Tipo II - Encontrado nas cartilagens, tanto hialina como elástica, assim como
nos discos intervertebrais. São fibras muito finas, vistas com dificuldade ao
microscópio óptico, porém se vêem com facilidade no microscópio eletrônico.
- Tipo III - Colágeno que forma as fibras reticulares aparecendo com muita
frequência vinculado ao músculo liso. É fundamentalmente o colágeno das vísceras.
Também está presente na pele, endoneuro e vasos sanguíneos. Propicia
sustentação e elasticidade.
- Tipo IV - Encontrado nas lâminas basais das células epiteliais e endoteliais,
glomérulos renais e cristalino.
- Tipo V - Faz parte especificamente da membrana basal da placenta,
exemplificando como a proteína se adapta a distintas funções biológicas que vão
aparecendo com a evolução das espécies.
A concentração de colágeno em área de cicatriz apresenta sua concentração
mínima entre 48 e 72 horas após ferimento, alcançando níveis normais ou próximos
do normal entre o sétimo e o décimo dia. O colágeno tipo III é depositado cedo nos
tecidos e caracteriza um colágeno imaturo, enquanto o do tipo I é maduro,
aparecendo mais tardiamente.
Procurando por um material que corasse permanentemente o colágeno,
SWEAT, PUCHTLER e ROSENTHAL, em 1964, introduziram na técnica histológica,
o corante Vermelho Sírio associado ao ácido pícrico (solução de Picrosirius Red ou
Sirius Red), que substituiu a fucsina ácida no método tricrômico de Van Gieson.
Quatro anos depois, em 1968, CONSTANTINE e MOWRY observaram que o
vermelho sírio aumentava a birrefringência das fibras colágenas quando avaliadas
em microscópio com lente de polarização.
O uso de solução de Sirius Red associado à microscopia polarizada é
considerado um método simples, com grande sensibilidade e especificidade para
localizar fibras colágenas em vertebrados, além de possibilitar diferenciação de
colágeno do tipo I, II e III por meio da birrefringência (JUNQUEIRA, BIGNOLAS e
23
BRENTANI, 1979; SZENDRÕI, VAJTA, KOVÁCS, SCHAFF e LAPIS, 1984; RABAU
e DAYAN, 1994; HIRSHBERG, SHERMANN, BUCHNER e DAYAN, 1999).
Como o colágeno é uma proteína básica, é provável que os grupos sulfônicos
do corante Vermelho Sírio a 0,1% possam interagir em pH baixo com os grupos
amino da lisina e da hidroxilisina, e os grupos guanidina da arginina. O papel do
ácido pícrico na coloração do colágeno é desconhecido; parece prevenir a coloração
indiscriminada de estruturas não colágenas pelo vermelho sírio sendo que, quando
omitido da solução corante, todos os componentes teciduais ficam vermelhos.
Porém, observa-se que mesmo quando o ácido pícrico não é usado, apenas o
colágeno mostra intensificação na birrefringência (JUNQUEIRA, BIGNOLAS e
BRENTANI,1979).
Com a microscopia polarizada observa-se o aumento da birrefringência das
fibras colágenas quando coradas pela solução de Picrosirius Red. Verifica-se,
também, que devido à diferença no diâmetro e no arranjo estrutural das fibras,
podem-se distinguir em padrões de cores, os diferentes tipos de colágeno: tipo I
(fibras espessas amarelas brilhantes, laranjas ou vermelhas), tipo II (cores variadas
distintas das observadas no colágeno I) e tipo III (fibras finas esverdeadas, amarelo-
esverdeadas).
A quantificação computadorizada da coloração de Sirius-Red após
polarização é um método bem estabelecido na literatura para avaliação da
quantidade de deposição de colágeno em estudos que visam à avaliação da
cicatrização (SZENDRÕI, VAJTA, KOVÁCS, SCHAFF e LAPIS, 1984; RABAU e
DAYAN, 1994; RIBEIRO, GUARALDO, BORGES, ZACCHI e ECKLEY, 2004;
HIRSHBERG, SHERMANN, BUCHNER e DAYAN, 1999).
2.5 REGENERAÇÃO NEURAL
Os neurônios diferenciam-se das células do corpo humano pelo número e
variedade dos seus processos axonal e dendríticos. Deve-se ter considerável
atenção às relações tróficas entre o corpo celular, também denominado de pericário
e seu axônio, assim como às consequências da lesão neuronal. Sabe-se que ao
seccionar-se o axônio, o seu segmento distal evolui com um processo degenerativo.
Todavia, não é apenas nesta parte do axônio que ocorrem processos degenerativos.
Alterações comparativamente graves podem ser observadas no pericário de muitos
24
neurônios, visto ser observado em vários sistemas neuronais uma atrofia e até
mesmo degeneração em neurônios relacionados sinapticamente aos neurônios
lesados (JONES e COWAN, 1981).
Este paralelismo suporta a hipótese que um suprimento retrógrado de fatores
tróficos do órgão alvo ou das células gliais ao longo do axônio seja fundamental para
assegurar a manutenção metabólica do neurônio (SCHWAB e BARTHOLDI, 1996).
Assim, após uma axoniotomia, desencadeia-se um processo simultâneo de
degeneração distal à lesão e um processo de regeneração neural proximal à lesão,
podendo, muitas vezes, lograr sucesso.
2.5.1 Degeneração Walleriana
Quando se divide um axônio num segmento proximal, em continuidade com o
pericário e num segmento distal, cria-se um espaço intersegmentar e se promove
uma reação inflamatória local, reparadora, assim como ocorre em qualquer tecido
lesado. Existe um extravasamento de plasma sanguíneo e de axoplasma, levando à
formação de uma matriz composta por fibrina e fibronectina entre os segmentos
axonais. Também ocorre migração de macrófagos, fibroblastos, células endoteliais e
células de Schwann. A primeira alteração morfológica a acontecer nos segmentos
axonais proximal e distal à lesão é a retração da mielina até os nódulos de Ranvier,
que são constrições na bainha de mielina que permitem um salto do impulso
nervoso durante a despolarização axonal (SCHWAB e BARTHOLDI, 1996).
No segmento axonal distal à lesão ocorre uma fragmentação da mielina e do
cilindro axonal, sendo o produto dessa fragmentação fagocitado tanto por
macrófagos como por células de Schwann. Assim sendo, a invasão dos macrófagos
no coto distal contribui para um processo regenerativo, uma vez que removem
substâncias inibitórias e indiretamente liberarem fatores que estimulam o reparo
celular, como mitógenos para as células de Schwann (MARTINS, SIQUEIRA, SILVA
e PLESE, 2005).
As células de Schwann multiplicam-se e chegam a atingir um número de até
dez vezes a sua população original, formando um cordão, denominado bandas de
Büngner, dentro da lâmina basal. Elas mudam seu fenótipo de mielínica para
amielínica por meio de mecanismos de regulação de várias proteínas, com destaque
25
para fatores neurotróficos, componentes de membrana basal e colágeno
(SULAIMAN e KLINE, 2006).
2.5.2 Efeito Retrógrado da Lesão Axonal
A neurotomia provoca inicialmente uma retração do coto proximal do axônio
por uma pequena distância, dando a ele uma configuração em espiral.
Associadamente há uma fragmentação da bainha do internódulo próximo à lesão e
uma diminuição do diâmetro deste segmento axonal. Ativa-se um mecanismo de
transporte retrógrado, do coto proximal em direção ao corpo celular, observando-se
um aumento de volume nuclear, com deslocamento do mesmo para a periferia do
pericário. O coto proximal passa agora a se dilatar devido ao acúmulo de estruturas
como o retículo endoplasmático liso, mitocôndrias e microtúbulos, formando o cone
de crescimento, originado junto ao nódulo de Ranvier mais próximo do sítio da lesão,
no espaço formado pela retração parcial das células de Schwann (GOLDBERG,
2003).
2.5.3 Processo de Regeneração
Poucas horas após a injúria já se inicia o processo regenerativo. Numerosos
prolongamentos finos chamados de brotamentos ou neuritos são formados no cone
de crescimento, os quais se estendem por seus próprios túneis de lâmina basal no
segmento proximal, atravessam o estreito caminho de tecido conectivo entre o coto
proximal e distal através das bandas de Büngner e finalmente entram no segmento
distal. Todos os brotos se estendem através do espaço entre a lâmina basal e a
membrana plasmática da célula de Schwann ou da bainha de mielina no coto
proximal. A bainha de mielina que permanece como um túnel vazio após os axônios
terem se degenerado não serve como conduto para o crescimento dos axônios em
regeneração, pois ela repele a adesão dos axônios. Assim, eles se aderem à
superfície interna da lâmina basal ou na membrana da célula de Schwann
(SULAIMAN e KLINE, 2006).
Caso algum axônio em regeneração contornar as bandas de Büngner e
penetrar no compartimento de tecido conectivo, ele interromperá o crescimento após
percorrer poucos milímetros. Assim sendo, a coluna formada pelas células de
26
Schwann ou bandas de Büngner exerce um papel relevante no processo de
regeneração neural, uma vez que propicia um ambiente favorável ao crescimento
axonal, além de manter sua capacidade de remielinizar os axônios na fase recente
da cicatrização (IDE, 1996).
A adequada recuperação funcional neural depende da correta conexão com
os órgãos alvo; isto é, nos casos de secção do axônio, os vários brotamentos
originados no coto proximal devem se conectar em tubos apropriados do coto distal.
Essa acerácea depende da proximidade dos cotos, do tempo da lesão, dos
mecanismos de orientação e da região do corpo inervada (FU e GORDON, 1997).
2.6 BLOQUEIO SIMPÁTICO TORÁCICO SUPERIOR POR CLIPAGEM
Atualmente, a maior indicação cirúrgica sobre o sistema nervoso autônomo
é o tratamento da hiperidrose através de bloqueio nervoso simpático, por acesso
vídeo-toracoscópico (DROTT, GÖTHBERG e CLAES, 1993).
São métodos usados para interromper o estímulo nervoso simpático:
secção, ressecção, ablação diatérmica, ablação por radiofrequência e a clipagem
(DAY, 2008).
Denny-Brown e Brenner, em 1944, demonstraram em experimento animal
que uma compressão de nervo periférico com uma força superior a 44 gramas-força
causa falência na condução do impulso nervoso (APUD: BELTRAN, FOREMAN,
RODEHEAVER, 1994; LIN, MO, LEE, NG e HWANG, 1998; LIN, HUANG, WANG e
LAI, 2001; FIBLA, MOLINS, MIER e VIDAL, 2009).
Extrapolando o trabalho de Denny-Brown e Brenner para o sistema nervoso
autônomo, LIN, MO, LEE, NG e HWANG, 1998 passaram a utilizar o método de
clipagem visando interrupção de seu impulso nervoso para tratamento de
hiperidrose palmar, obtendo excelente resultados. Esse mesmo autor “especula” a
hipótese de que os nervos simpáticos são compostos por fibras eferentes (motoras)
e aferentes (sensoriais), ambas que compõe um nervo periférico. As eferentes,
consideradas motoras, controlam a sudorese e são mais vulneráveis à compressão
do que as sensoriais. Propõe, ainda, que quando a força dos clipes é ajustada para
um grau que apenas as fibras eferentes tenham seu impulso bloqueado ou
diminuído, sem causar destruição da bainha de mielina, o procedimento passaria a
ser reversível.
27
O efeito adverso das simpatectomias para o tratamento da hiperidrose de
maior frequência é o suor reflexo ou compensatório, cuja incidência encontrada na
literatura varia de 47 a 99% (LIN, HUANG, WANG e LAI, 2001), surgindo entre o 1º e
5º dia após a cirurgia (MILLER e FORCE, 2008).
A partir de então, múltiplos grupos passaram a adotar a técnica de clipagem
fundamentando-se no princípio da reversibilidade quando diante de um suor
compensatório intolerável.
2.7 RETIRADA DO CLIPE DO NERVO SIMPÁTICO
Com o objetivo de tratar o indesejado suor compensatório, diversos relatos de
desclipagem passaram a ser apresentados, com índices de sucesso bastante
divergentes, variando de 15% a 100% (MILLER e FORCE, 2008).
Diferentes técnicas para remover clipes também passaram a ser descritas,
havendo remoção do clipe por tração direta por vídeo-toracoscopia, uso de clipes de
polímero que possibilitam remoção por uso de extrator próprio e até mesmo uso de
fio inabsorvível amarrado no vértice do clipe e com sua extremidade distal deixada
no tecido celular subcutâneo, permitindo mobilização do mesmo com simples
anestesia local e controle radiofluoroscópico para confirmar o deslocamento do clipe
(JO, MOON, KIM, SIM, CHO, JIN, YOON e WANG, 2007).
Buscando embasamento científico, estudos experimentais passaram a ser
realizados. Estes são escassos e de resultados bastante divergentes.
Estudo experimental em porcos demonstrou degeneração Walleriana e perda
axonal 10 dias após a clipagem. A ausência quase total de fibras mielínicas e
amielínicas após remoção do clipe sugere impossibilidade de haver regeneração
nervosa e, portanto, a clipagem não poderia ser considerada uma técnica reversível
(LOSCERTALES, CONGREGADO, JIMENEZ-MERCHAN, GALLARDO, TRIVINO,
MORENO, LOSCERTALES, GALERA-RUIZ, 2012).
Trabalho realizado em coelhos demonstrou que a clipagem já havia causado
degeneração da estrutura neural com 48 horas de pós-operatório, quando se fez sua
remoção. No 45º dia após a remoção do clipe foi observada progressão das
alterações degenerativas nos axônios das células simpáticas, sem haver qualquer
sinal de regeneração (CANDAS, GORUR, HAHOLU, YIYIT, YILDIZHAN, GEZER,
SEN, ISITMANGIL, 2012).
28
Experimento em ovelhas procedeu à clipagem do nervo simpático por
toracoscopia e pela mesma via realizou-se extração do clipe no 7º dia de pós-
operatório. Segmento após 4 semanas demonstrou importantes sinais de dano
neural. Entretanto, após 12 semanas estes sinais haviam diminuído acentuadamente
e análise histológica convencional tinha quase normalizado. Isto corrobora com a
teoria de que a aplicação de clipes na cadeia simpática é um procedimento
reversível num período de observação prolongada. É sugerido que mais estudos
com períodos mais longos entre aplicação e remoção, bem como investigações de
condução nervosa deve ser incentivada, porque não se sabe se a reversibilidade
histológica em nível celular se traduz em reversibilidade fisiológica (THOMSEN,
MIKKELSEN, DEREJKO, SCHRØDER, LICHT, 2014).
Ensaio realizado em bodes com bloqueio simpático através de clipagem, com
remoção dos clipes no 30º dia de pós-operatório e mais 30 dias de observação
demonstrou presença de inflamação, degeneração significativa e infiltração de
células inflamatórias nas fibras nervosas em cortes histológicos do segmento onde o
clipe foi aplicado. Por outro lado, células de Schwann foram observadas ao redor
das terminações nervosas periféricas no segmento nervoso de onde o clipe foi
removido, o que pode indicar reconstituição da mielina com consequente facilitação
da transmissão do impulso nervoso, sugerindo ser possível haver regeneração
histológica do nervo após remoção do clipe (EROL, SALCI, MELEK, İLHAN,
ÖZFILIZ, BAYRAM, GEBITEKIN, 2015).
3 MATERIAL E MÉTODO
30
Este estudo foi realizado no Instituto de Pesquisas Médicas (IPEM) do
Programa em Princípios da Cirurgia da Faculdade Evangélica do Paraná (FEPAR) e
no Biotério da Universidade Positivo. Foram adotadas as Normas para Apresentação
de Documentos Científicos da Universidade Federal do Paraná (2007) adaptadas às
resoluções do IPEM e utilizou-se a Nomina Anatômica Veterinária (1983). A
execução da pesquisa só foi realizada após ser submetida à apreciação do Comitê
de Ética em Pesquisa Animal da Faculdade Evangélica do Paraná (ANEXO 1).
O trabalho foi estruturado nos princípios da experimentação animal,
respeitando-se os princípios éticos preconizados pela Sociedade Brasileira de
Ciência em Animais de Laboratório (SBCAL), pelas normas da legislação brasileira
de animais de experimentação prevista na Lei Sérgio Arouca, Lei Federal número
11.794 (08/10/2008).
Esta pesquisa não apresenta conflito de interesses.
3.1 AMOSTRA
Foram utilizados 20 coelhos (Oryctolagus cuniculus) machos, com peso
corpóreo entre 1850g e 2000g. Os coelhos receberam ração comercial (Nuvital®,
Quimtia Brasil S.A.). Os animais foram mantidos em salas climatizadas com controle
digital, com temperatura variando de 18°C a 22°C, umidade relativa do ar de 65% e
em foto período de 12 horas de escuro.
3.2 CONSIDERAÇÕES AMBIENTAIS
Os animais foram encaminhados para a sala de experimentação quinze dias
antes do início das cirurgias. Após o período de aclimatação, os animais foram
pesados, identificados e mantidos em gaiolas individuais. A identificação foi
realizada conforme o padrão adotado no biotério, utilizando numeração nas orelhas,
conforme mostra a FIGURA 2. Durante todo o período experimental, as condições
ambientais de luz, temperatura e umidade das salas foram as mesmas, com controle
pré-programado em painel digital.
31
FIGURA 2 – IDENTIFICAÇÃO DOS ANIMAIS.
Fonte: O AUTOR.
3.3 DIVISÃO DOS GRUPOS
Os 20 coelhos foram divididos em dois grupos: grupo 1 ou grupo clipagem,
onde se realizou a clipagem do nervo simpático cervical direito com clipe de
polímero de 5 mm (Hem-o-lok®, Teleflex Medical), sendo os animais numerados de
1 a 10 e grupo 2 ou grupo desclipagem, onde se realizou a mesma clipagem do
nervo simpático cervical direito dos animais do grupo 1, porém no 7º dia de pós-
operatório os animais foram submetidos a um segundo procedimento, no qual se
removeu o clipe. Os coelhos desse grupo foram numerados de 11 a 20. Utilizou-se
um único clipe por animal em ambos os grupos. As FIGURAS 3 A e B ilustram o
mecanismo de fechamento do clipe de polímero hem-o-lok®.
32
FIGURA 3 A e B– MECANISMO DE FECHAMENTO DO CLIPE DE POLÍMERO.
LEGENDA: A- Clipe de polímero aberto; B – Clipe de polímero fechado.
Fonte: O AUTOR.
3.4 ANESTESIA
Como medicação pré-anestésica foi aplicado 1 mg/Kg de Midazolam
(Dormonid®, Roche) por via intramuscular. Após a sedação, o animal recebeu uma
associação de 35 mg/Kg de Cloridrato de Quetamina a 10% (Ketamin-S®, Cristália)
com 5 mg/Kg de Cloridrato de Xilazina a 2% (Xilazin®, Syntec) por via intramuscular,
drogas essas demonstradas na FIGURA 4. Após obtenção do plano anestésico,
procedeu-se ao acesso venoso em veia superficial da orelha com cateter venoso
periférico poliuretano 22G (Insyte®, Becton Dickson) e o coelho foi posicionado na
mesa cirúrgica onde recebeu Isoflurano (Sevocris®, Cristália) por máscara facial
para manutenção do plano anestésico (MASSONE, 2008). Durante o período trans-
operatório foram controladas a frequência cardíaca e saturação de oxigênio em
oxímetro de pulso.
33
FIGURA 4 – ANESTÉSICOS DE USO INTRAMUSCULAR.
Fonte: O AUTOR.
3.5 PROCEDIMENTO CIRÚRGICO
Uma vez posicionado em decúbito dorsal, com leve extensão cervical,
realizou-se depilação da região cervical por arrancamento dos pelos após aplicação
de creme depilante (Veet®, Reckiite Benckiser) (FIGURA 5). Procedeu-se à
antissepsia da pele com solução de iodo polivinil-pirrolidona iodo 1% (Povidine®,
Johnson Diversey), conforme a FIGURA 6.
FIGURA 5 – COELHO ANESTESIADO, APÓS TRICOTOMIA.
Fonte: O AUTOR.
34
FIGURA 6 – COELHO ANESTESIADO, APÓS ANTISSEPSIA DA REGIÃO CERVICAL.
Fonte: O AUTOR.
A técnica cirúrgica utilizada constituiu-se de:
a) Incisão cervical longitudinal mediana de aproximadamente 1,5cm, com
cabo de bisturi número 3 e lâmina nº15 (FIGURA 7).
b) Dissecação romba com tesoura entre músculo platisma e musculatura
pré-traqueal.
c) Abertura da musculatura pré-traqueal longitudinalmente por divulsão em
sua linha mediana. Identificação da traquéia (FIGURA 8).
d) Identificação do feixe vásculo-nervoso cervical direito em topografia para-
traqueal direita (FIGURA 9).
FIGURA 7 – INCISÃO LONGITUDINAL DE 1,5 CM NA REGIÇÃO CERVICAL.
Fonte: O AUTOR.
35
FIGURA 8 – IDENTIFICAÇÃO DA TRAQUÉIA CERVICAL (SETA).
Fonte: O AUTOR.
FIGURA 9 – FEIXE VÁSCULO-NERVOSO CERVICAL (ENTRE AS SETAS).
Fonte: O AUTOR.
e) Individualização do nervo simpático direito (FIGURA 10). O nervo foi
submetido à clipagem entre seu 1/3 caudal e 2/3 cranial em ambos os grupos. A
FIGURA 11 demonstra num coelho do grupo 2 a clipagem do nervo no nível
padronizado, usando-se um endoclipe hem-o-lok®.
36
FIGURA 10 – INDIVIDUALIZAÇÃO DO NERVO SIMPÁTICO CERVICAL DIREITO (SETA).
Fonte: O AUTOR.
FIGURA 11 – CLIPAGEM DO NERVO (SETA).
Fonte: O AUTOR.
f) Fechamento da incisão cirúrgica com pontos simples de fio Nylon
monofilamentar preto agulhado 3/0 (Mononylon®, Johnson & Johnson), conforme
FIGURA 12.
37
FIGURA 12 – INCISÃO SUTURADA.
Fonte: O AUTOR.
Todos os coelhos que compuseram o experimento foram submetidos à
mesma técnica cirúrgica preconizada para cada grupo, sendo executada pelo
mesmo operador, o autor do estudo.
Os animais do grupo 2 ou desclipagem foram submetidos no 7º dia de pós-
operatório à cervicotomia seguindo a mesma técnica empregada no primeiro
procedimento; identificou-se o clipe de polímero e liberou-se o mesmo do nervo com
uso de tesoura. Demarcou-se o local da clipagem com fio de Nylon monofilamentar
preto (Mononylon®, Johnson & Johnson), conforme FIGURA 13. Precedeu-se à
síntese da incisão cirúrgica com a mesma técnica utilizada na primeira operação.
38
FIGURA 13: DEMARCAÇÃO DO LOCAL DA CLIPAGEM.
Fonte: O AUTOR.
3.5.1 Controle da Dor Pós-Operatória
Ao final do procedimento cirúrgico cada coelho recebeu 0,8 mg/Kg de
Tartarato de Butorfanol (Torbugesic®, Fort Dodge) por via subcutânea a cada 8
horas durante dois dias e dose única de 0,5 ml de Pentabiótico Veterinário
(Pentabiótico Veterinário®, Fort Dodge) de amplo-espectro. Durante o pós-
operatório foram controladas as quantidades de água e alimento ingeridas pelos
coelhos a fim de se determinar o nível de bem-estar (MASSONE, 2008).
3.5.2 Morte dos Animais
Os coelhos do grupo 1 foram mortos no 7º dia de pós-operatório pela
aplicação endovenosa rápida de 10 mg/Kg de Tiopental Sódico (Thiopentax®,
Cristália) a 2,5% (FIGURA 14), respeitando-se as normas nacionais e internacionais
de bem-estar animal.
Já os animais do grupo 2 foram mortos no 28º dia de pós-operatório da
primeira cirurgia, isto é, no 21º dia pós-desclipagem.
39
FIGURA 14: TIOPENTAL SÓDICO.
Fonte: O AUTOR.
3.6 COLETA DE AMOSTRAS
Uma vez cumprido o tempo do experimento, os animais foram submetidos à
morte, sendo as cadeias simpáticas cervicais direitas dissecadas com uso de
material cirúrgico. Após, marcou-se sua extremidade cranial e caudal com fio de
algodão 3/0 (Polycot®, Johnson & Johnson), sendo deixado na extremidade caudal
à área a ser estudada microscopicamente, um coto mais curto de fio e na cranial um
coto mais longo. As peças foram colocadas em frascos contendo solução de formol
a 10%, identificados com o número do animal e data. Foram, então, encaminhadas
ao laboratório de Anatomia Patológica do Hospital Universitário Evangélico de
Curitiba da Faculdade Evangélica do Paraná (FEPAR).
3.7 AVALIAÇÃO MACROSCÓPICA
Para avaliação dos nervos simpáticos fez-se uma análise clínica ao natural, e
as mesmas foram fotografadas com Câmera digital COOLPIX 4500 NIKON.
O autor estabeleceu critérios com a finalidade de uma avaliação objetiva e
criteriosa do processo desencadeado pelas lesões no 7º dia de pós-operatório,
conforme o QUADRO 1.
40
Identificação do nervo simpático cervical grau 0 = ausente
grau 1 = presente
Descontinuidade macroscópica do nervo grau 0 = ausente
grau 1 = presente
Aspecto do clipe no nervo (aplicável somente no
grupo clipagem)
grau 0 = hermeticamente fechado
grau 1 = parcialmente aberto
grau 2 = totalmente aberto
Presença de infecção ao redor do nervo grau 0 = ausente
grau 1 = infecção leve
grau 2 = abscesso
QUADRO 1 – CRITÉRIOS ESTABELECIDOS PARA AVALIAÇÃO MACROSCÓPICA NO 7º DIA DE
PÓS-OPERATÓRIO.
FONTE: MARINHO JUNIOR (2012).
Para avaliação de aderências, adotou-se a metodologia proposta por Jenkis
(1983):
grau 0 = ausente
grau 1 = mínimas aderências
grau 2 = moderadas aderências
grau 3 = intensas aderências
3.8 AVALIAÇÃO MICROSCÓPICA
O processamento para microscopia óptica do material coletado foi realizado
nos bordos nervosos do local em que foi realizado sua clipagem (grupo 1) e no local
da desclipagem (grupo 2).
Depois de fixados, os espécimes foram desidratados com passagens
sucessivas em soluções de álcool etílico em concentrações crescentes de 70%,
80%, 90% e absoluto. Após foram diafanizados em xilol, incluídos em parafina e
blocados. Foram feitos cortes de 5µm de espessura em micrótomo e posterior
montagem em lâminas de 75x25mm, as quais foram devidamente identificadas com
o número do animal e coradas pela Hematoxilina-Eosina (HE) e Picrosirius Red
F3BA (PSR).
41
3.8.1 Coloração pela Hematoxilina-Eosina
As secções histológicas coradas pela técnica histoquímica de HE foram
analisadas em microscópio óptico binocular, marca Nova Optical Systems®, modelo
L1100, com lentes planas apocromáticas. Este método teve o objetivo de avaliar o
tipo e quantidade das células predominantes na reação inflamatória (infiltrado
polimorfonuclear e monomorfonuclear) e presença de necrose. A presença de
edema, congestão, hemorragia e células neutrofílicas são indicativas de processo
inflamatório agudo, enquanto infiltrado inflamatório mononuclear é indicativo de
processo inflamatório crônico. A necrose caracteriza ausência de regeneração,
sendo o resultado final de um processo degenerativo.
Os dados obtidos pela técnica de HE foram classificados baseados nas
características histopatológicas, de acordo com a intensidade em que foram
encontrados, conforme o QUADRO 2 (SOUSA, SOARES e APRILLI, 1991) em caso
de processo inflamatório agudo e de acordo com o QUADRO 3 (LUZ-VERONEZ,
1999) quando na presença de processo inflamatório crônico. Através da atribuição
de índice aos achados histológicos, os mesmos se transformaram em variáveis
quantitativas.
Características histopatológicas
Intensidade dos Achados
Abundante Moderado Discreto Ausente
Neutrófilos 3 2 1 0
Edema 3 2 1 0
Congestão 3 2 1 0
QUADRO 2 - CLASSIFICAÇÃO DO PROCESSO INFLAMATÓRIO AGUDO BASEADO NAS
CARACTERÍSTICAS HISTOPATOLÓGICAS.
FONTE: SOUSA, SOARES e APRILLI (1991).
42
Características histopatológicas Classificação da intensidade
1. Degeneração Walleriana discreta
2. Infiltrado inflamatório
monomorfonuclear discreto
3. Tumefação axonal mínima
discreto/mínimo = 1
1. Degeneração Walleriana moderada
2. Infiltrado inflamatório
monomorfonuclear moderado
3. Tumefação axonal média
moderado/médio = 2
1. Degeneração Walleriana acentuada
2. Infiltrado inflamatório
monomorfonuclear acentuado
3. Tumefação axonal máxima
acentuado/máximo = 3
Necrose do nervo Necrose do nervo = 4
QUADRO 3- CLASSIFICAÇÃO DO PROCESSO INFLAMATÓRIO CRÔNICO BASEADO NAS
CARACTERÍSTICAS HISTOPATOLÓGICAS.
FONTE: LUZ-VERONEZ (1999).
3.8.1.1 Análise do processo inflamatório
A análise histopatológica e a atribuição dos índices foram realizadas pelo
mesmo patologista, que não sabia a qual grupo pertencia o animal.
3.8.2 Coloração de Picrosirius Red F3BA (PSR)
Os cortes histológicos submetidos à coloração de PSR visavam à
identificação e quantificação de colágeno, tanto maduro quanto imaturo, por técnica
de microscopia com luz polarizada e análise morfométrica computadorizada.
A leitura das lâminas foi realizada através do programa Pro-image-plus 4.5®
para Windows em um computador Pentium IV® acoplado ao microscópio óptico
modelo BX40® (Olympus, Tóquio, Japão), calibrado previamente em pixels com
objetiva de 40 vezes. Com câmera de captura DP71® (Olympus, Tóquio, Japão)
(FIGURA 15), as imagens foram enviadas a um monitor Sony Trinitron® colorido
(Sony, Tóquio, Japão), congeladas e digitalizadas por uma placa processadora de
imagens digitais Oculus TCX® (Coreco, St. Laurent, Canadá). Foram realizadas 3
medidas de colágeno em cada campo longitudinal e 3 medidas em cada campo
43
transversal. As medidas foram transferidas para o programa Excel Windows, como
descrito a seguir.
FIGURA 15 – CÂMERA DE CAPTURA DE IMAGENS OLYMPUS DP71 ACOPLADA AO
MICROSCÓPIO ÓPTICO OLYMPUS BX40.
Fonte: O AUTOR.
Após a observação do campo na área da lâmina corada pelo PSR foi
realizada a polarização. Toda a substância não-colágeno foi corada em preto. O
colágeno maduro ou tipo I foi corado em amarelo, vermelho-alaranjado e vermelho,
enquanto o colágeno do tipo III ou imaturo foi corado em verde, características essas
observadas na FIGURA 16. Estas cores foram selecionadas através do programa
para quantificação e somatória da área selecionada em micrômetro quadrado. As
seis medidas realizadas foram somadas para após calcular-se uma média simples.
Os dados foram então transportados para o programa Excel Windows e colocados
em tabela para análise estatística.
44
FIGURA 16 – FOTOMICROGRAFIA EM COLORAÇÃO DE PSR EM LUZ POLARIZADA.
LEGENDA - Corte transversal do nervo simpático cervical do coelho 10, em aumento de 20x.
NOTA: setas brancas apontam para fibras colágenas do tipo I, enquanto as azuis demonstram as do
tipo III.
Fonte: O AUTOR.
Com o mesmo aplicativo Pro-Image Plus, analisaram-se área total (em
micrômetro quadrado), as porcentagens de colágeno do tipo I e do tipo III. As fibras
colágenas mais espessas e fortemente birrefringentes tingiram-se com alaranjado e
vermelho (tipo I), e as fibras mais finas e fracamente birrefringentes com verde (tipo
III). Obteve-se uma média dessas porcentagens em cada corte histológico.
Todas as lâminas foram avaliadas sob as mesmas condições de regulagem,
dentro dos parâmetros exigidos pelo referido aplicativo.
45
3.9 ANÁLISE ESTATÍSTICA
Procedeu-se ao tratamento estatístico adequado conforme a natureza dos
dados analisados e o tamanho dos grupos clipagem e desclipagem. Utilizou-se o
teste t nas comparações dos colágenos tipos I e III entre grupos. Foi utilizado o teste
de Fisher para se comparar entre grupos a classificação das aderências peri-neurais
e o tipo do processo inflamatório crônico. A análise foi descritiva para presença de
processo inflamatório e necrose devido às frequências apresentadas nos grupos.
Fixou-se em 0,05 ou 5% o índice para significância estatística.
4 RESULTADOS
47
4.1 AVALIAÇÃO MACROSCÓPICA
Às reoperações e às necropsias, o nervo simpático cervical foi facilmente
identificado em todos os animais do experimento.
4.1.1 Presença de Lesão de Descontinuidade do Nervo Simpático Cervical
Em todos os animais de ambos os grupos não foi observada lesão de
descontinuidade do nervo, o que é facilmente observado na FIGURA 17.
FIGURA 17 – INTEGRIDADE MACROSCÓPICA DO NERVO
LEGENDA – Cirurgia para remoção do clipe do coelho 17.
NOTA: setas brancas apontam para o nervo acima e abaixo do clipe, o qual está sinalizado com seta preta. Fonte: O AUTOR.
4.1.2 Aspecto do Clipe no Nervo Simpático Cervical Direito
Em todos os animais do experimento o clipe encontrava-se totalmente
fechado no 7º dia de pós-operatório, como é visto na FIGURA 18.
48
FIGURA 18 – ASPECTO DO NERVO CLIPADO (SETA) NO 7º PO.
LEGENDA – Cirurgia para remoção do clipe do coelho 17.
Fonte: O AUTOR.
4.1.3 Presença de Infecção ao Redor do Nervo Simpático Cervical Direito
Não foi observado nenhum caso de infecção ou abscesso ao redor do nervo.
4.1.4 Presença de Aderências ao Redor do Nervo Simpático Cervical Direito
Tanto no grupo clipagem como no grupo desclipagem houve formação de aderências, sendo essas classificadas como mínimas (FIGURA 19) em 8 animais de cada grupo e moderadas ou intensas (FIGURA 20) em 2 animais de cada grupo (TABELA 1).
TABELA 1 – PRESENÇA DE ADERÊNCIA PERI-NEURAL ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM - TESTE DE FISHER GRUPOS CLASSIFICAÇÃO DAS ADERÊNCIAS TOTAL p mínimas moderadas/intensas
Clipado 8 2 10 1 Desclipado 8 2 10
TOTAL 16 4 20
Nota: p – valor da probabilidade
49
FIGURA 19 – ADERÊNCIAS (SETAS) CLASSIFICADAS COMO MÍNIMAS.
Fonte: O AUTOR.
FIGURA 20 – ADERÊNCIAS (SETAS) CLASSIFICADAS COMO MODERADAS OU INTENSAS.
Fonte: O AUTOR
50
4.2 AVALIAÇÃO MICROSCÓPICA
4.2.1 Presença de Necrose e Avaliação do Processo Inflamatório
Foi observado em todos os animais presença de processo inflamatório
crônico, com predomínio de infiltrado monomorfonuclear, ilustrado na FIGURA 21.
Conforme demonstra o QUADRO 4, em nenhum animal do experimento foi
constatada a presença de necrose.
FIGURA 21 – PROCESSO INFLAMATÓRIO CRÔNICO À COLORAÇÃO DE H-E.
LEGENDA – Corte longitudinal do nervo simpático cervical do coelho 5, em aumento de 100x.
NOTA – As setas brancas e vermelhas delimitam o perineuro, no qual se observa proliferação
das células de Schwann (setas pretas). À direita das setas vermelhas está o endoneuro, onde
é observado acentuado infiltrado inflamatório mononuclear.
Fonte: O AUTOR.
51
QUADRO 4 - PRESENÇA DE PROCESSO INFLAMATÓRIO E NECROSE ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM
GRUPOS PRESENÇA TOTAL
processo inflamatório necrose
Clipagem 10 0 10 Desclipagem 10 0 10
TOTAL 20 0 20
Fonte: O AUTOR.
Em relação ao grau do processo inflamatório, em um animal do grupo
clipagem ele foi classificado como moderado e nos demais nove animais ele foi
classificado como discreto. Em todos os animais do grupo desclipagem o processo
inflamatório foi classificado como discreto. Não se observou diferença significativa
em relação ao grau do processo inflamatório entre os grupos (p 0,5) (TABELA 2).
TABELA 2 - ANÁLISE ESTATÍSTICA DO TIPO DO PROCESSO INFLAMATÓRIO CRÔNICO ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM: TESTE DE FISHER
GRUPOS PROCESSO INFLAMATÓRIO CRÔNICO TOTAL p discreto moderado
Clipado 9 1 10 0,50 Desclipado 10 0 10
TOTAL 19 1 20
Nota: p – valor da probabilidade
4.2.2 Avaliação do Colágeno
As TABELAS 3 e 4 demonstram as médias em micrômetro quadrado do
colágeno tipo I e tipo III, respectivamente e comparando-as entre os grupos.
TABELA 3 – ANÁLISE ESTATÍSTICA DAS MÉDIAS DO COLÁGENO TIPO I ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM - TESTE t
GRUPOS n COLÁGENO TIPO I p min – max média ± dp Clipado 10 3,16 – 24,26 10,83 ± 6,85 < 0,0001 Desclipado 10 15,78 – 42,79 32,29 ± 7,95 Nota: n – tamanho do grupo; min – max - valores mínimo e máximo; dp – desvio-padrão; p – valor da probabilidade
52
TABELA 4 - – ANÁLISE ESTATÍSTICA DAS MÉDIAS DO COLÁGENO TIPO III ENTRE OS GRUPOS CLIPAGEM E DESCLIPAGEM - TESTE t
GRUPOS n COLÁGENO TIPO III p min – max média ± dp Clipado 10 14,50 – 39,76 24,79 ± 7,69 < 0,0001 Desclipado 10 30,67 – 51,59 45,12 ± 6,40 Nota: n – tamanho do grupo; min – max - valores mínimo e máximo; dp – desvio-padrão; p – valor da probabilidade
Observou-se diferença significativa entre as áreas de colágeno tipo I, em
micrômetro quadrado, entre os grupos (p< 0,0001), assim como entre as áreas de
colágeno do tipo III (p< 0,0001). As FIGURAS 22 e 23 demonstram apresentação de
colágeno à coloração PSR.
FIGURA 22 – FOTOMICROGRAFIA EM COLORAÇÃO DE PSR EM LUZ POLARIZADA.
LEGENDA – Corte longitudinal do nervo simpático cervical do coelho 4, em aumento de 20x.
Fonte: O AUTOR.
53
FIGURA 23 – FOTOMICROGRAFIA EM COLORAÇÃO DE PSR EM LUZ POLARIZADA.
LEGENDA - Corte transversal do nervo simpático cervical do coelho 14, em aumento de 20x.
Fonte: O AUTOR.
5 DISCUSSÃO
55
5.1 ANIMAL DE EXPERIMENTAÇÃO
Trabalhos comparando a anatomia da cadeia simpática cervical em animais
de experimentação são escassos na literatura. KALSEY et al. (2000) compararam a
cadeia simpática cervical de cão, coelho, porquinho da índia, rato albino, galinha e
lagarto. Em todos os animais, com exceção do cão, o nervo simpático atravessa a
metade caudal da região cervical isoladamente do nervo vago; também constataram
que nessa topografia o nervo simpático não apresenta subdivisões no rato, no
porquinho da índia e no coelho. Devido à facilidade de obtenção, assim como
padronização de peso e idade, condições de alojamento e disponibilidade de ração,
calibre de seu nervo, permitindo fácil identificação do mesmo, optou-se pelo coelho
no presente experimento.
KALSEY et al. (2000) citam em seu estudo que a presença de gânglio
simpático cervical inferior nos coelhos é bastante frequente, dado discordante desta
tese, uma vez não se tenha identificado o referido gânglio em nenhum dos animais
do estudo.
5.2 PROCEDIMENTO ANESTÉSICO
A técnica anestésica realizada na pesquisa obedeceu à sistematização do
centro cirúrgico experimental do biotério.
Em conceituado tratado de farmacologia, MARSHALL et al. (1996) afirmam
que a quetamina é considerada um bom agente anestésico por produzir estado de
sedação, imobilidade, amnésia e analgesia acentuada, provocando inconsciência
cerca de 30 segundos após a sua aplicação. Além disto, tem a vantagem de não
causar estímulo hipóxico ou hiperbarbitúrico. Estas vantagens também são descritas
em estudos específicos de farmacologia e anestesiologia veterinária por MASSONE,
(2003) onde se relata que em coelhos a associação de quetamina e xilazina é de
fácil administração por via intramuscular, tem duração de 30 a 50 minutos e que a
repetição de metade da dose-mãe permite a continuidade do ato cirúrgico. RIVERA
(2002) em seu trabalho sobre animais de laboratório sugere as mesmas doses
empregadas no presente trabalho: quetamina 35 mg/kg + xilazina 5 mg/kg para uma
sedação e hipnose por cerca de 20 a 70 minutos.
56
Com relação a outros estudos experimentais, sempre houve uma
concordância em associar um sedativo com um analgésico, entretanto constata-se
uma grande variação das doses e das drogas. BELLÓN et al. (2002) e BELLÓN et
al., (2005) fizeram uso de quetamina 70 mg/kg + diazepam 1,5 mg/kg +
clorpromazina 1,5 mg/kg por via intramuscular; AYDOS et al. (1999) empregaram
midazolan 0,07 mg/kg + clorpromazina 0,1 mg/kg + quetamina 25 mg/kg + xilazina
10 mg/kg por via intramuscular. MATHEWS et al. (2003) preferiram injetar quetamina
20 mg/kg + acetilpromazina 0,5 mg/kg por via intramuscular e manutenção com
anestesia inalatória de isofluorane.
Durante o experimento, o coelho demonstrou ser um animal dócil e de fácil
manejo e embora seja citado como extremamente suscetível a procedimentos
cirúrgicos e anestésicos, não se observou nenhuma intercorrência pré, trans e pós-
operatória e nenhum animal foi a óbito por complicações anestésicas ou cirúrgicas.
5.3 PROCESSO INFLAMATÓRIO E CICATRIZAÇÃO APÓS LESÃO DO NERVO
SIMPÁTICO
Os clássicos trabalhos de GUTH (1956), FAWCET (1990) e ALDINI (2000),
demonstram que a atividade inflamatória após lesão nervosa é intensa, associada a
processo de degeneração Walleriana.
Estudos quantitativos de indicadores de cicatrização em nervo simpático são
escassos na literatura, sendo encontrado no Brasil um estudo de OLIVEIRA et al.
(2009), no qual se desenvolveu um modelo experimental em suínos objetivando
identificar a regeneração anatômica de ramos comunicantes do tronco simpático
torácico após secção dos mesmos – ramicotomia, sendo sua conclusão de que até o
15º dia de pós-operatório a reação inflamatória é intensa e não há regeneração
neural anatômica, entretanto a partir do 45º dia de pós-operatório passou-se a
observar regeneração neural anatômica.
MARINHO JR. et al. (2012), comparando processo inflamatório após secção e
clipagem utilizando clipe de titânio no nervo simpático, também observou reação
inflamatória intensa nos animais no 7º dia de pós-operatório.
ARANTES-MARINHO (2015), pela primeira vez descreve uso experimental de
Hem-o-lok® para o bloqueio nervoso simpático, comparando-o com o clipe de
titânio. Observou-se predomínio de processo inflamatório intenso ao se utilizar clipe
57
de titânio, entretanto em todos os animais onde se empregou o Hem-o-lok® o
processo inflamatório foi discreto ou moderado.
O presente trabalho vem ao encontro de ARANTES-MARINHO (2015), haja
vista observar-se processo inflamatório de predomínio discreto nos animais do
estudo.
Estudos observacionais sobre o efeito da clipagem da cadeia simpática
torácica, como os de LIN et al. (1998), LIN et al. (2001), REISFELD et al. (2006),
FIBLA et al. (2009) e COELHO et al. (2009), comprovam seu efeito sobre o bloqueio
da condução de seu estímulo nervoso, entretanto sem haver demonstração
histológica da lesão provocada.
MARINHO JR. et al. (2012) não identificaram diferenças significativas no que
tange ao processo inflamatório provocado pela clipagem do nervo simpático
comparando-se com o provocado por sua secção. Entretanto, devido à ausência de
lesão de continuidade observada pela lesão por clipagem, sugeriram que a
realização de estudos comparando-se o processo inflamatório em diferentes
períodos após a retirada do efeito compressivo da clipagem possa demonstrar uma
possível involução do processo inflamatório associado ou não à regeneração
anátomo-funcional.
ARANTES-MARINHO (2015) constatou que a formação de aderências ao
redor do nervo simpático cervical foi significativamente menor ao se utilizar o Hem-o-
lok® comparativamente ao clipe convencional de titânio, o que sugere maior
facilidade técnica em casos onde seja necessária uma nova intervenção. O presente
trabalho vai ao encontro deste, uma vez que predominaram formações de
aderências mínimas peri-neurais.
5.4 AVALIAÇÃO DO COLÁGENO
Quanto ao estudo do colágeno, OLIVEIRA et al. (2009) observaram haver
elevação dos níveis de fibras colágenas tanto do tipo I quanto do tipo III, sendo esta
elevação constante até o 90º dia de pós-operatório. A partir de então se observou
aumento progressivo da quantidade de fibras colágenas, sendo seu maior pico de
ocupação de área neural no 135º dia de pós-operatório.
MARINHO JR. et al. (2012) e ARANTES-MARINHO (2015) também
demonstraram depósito de colágeno na área da lesão provocada no nervo
58
simpático, havendo predomínio do colágeno do tipo I em relação ao do tipo III,
mesmo em fase precoce.
Esta pesquisa, portanto, corrobora com os estudos realizados por OLIVEIRA
et al. (2009), MARINHO JR. et al. (2012) e ARANTES-MARINHO (2015)
demonstrando haver deposição de colágeno na área da lesão provocada no nervo
simpático, sendo, já em fase precoce, maior a presença de colágeno do tipo I do que
do tipo III.
O menor depósito de colágeno tipo III ou imaturo em relação ao tipo I ou
maduro, num curto período da lesão nervosa, vai ao encontro do trabalho de
JUNQUEIRA (1979), que demonstrou numa fase inicial da degeneração Walleriana,
após injúria de nervo periférico, ocorrência de uma absorção de parte do endoneuro,
o qual é constituído por fibras reticulares, cuja composição principal é de colágeno
do tipo III.
5.5 PERSPECTIVAS
São poucos na literatura os relatos de caso assim como as séries clínicas
avaliando a retirada de clipe após bloqueio simpático para o tratamento da
hiperidrose. Não se consegue explicar o motivo pelo qual os resultados clínicos são
tão discrepantes. SUGIMURA et al. (2009), relataram a maior série de casos, com
maior tempo de seguimento dos pacientes, o qual foi superior a cinco anos.
Observaram redução do suor compensatório em aproximadamente metade dos
pacientes; entretanto não encontraram explicação para o fato de que em 40% dos
pacientes que experimentaram redução do suor compensatório não houve
recorrência da hiperidrose original. Por não haver nenhum modelo animal
reprodutível visando avaliar o mecanismo da hiperidrose e validar o conceito de
bloqueio simpático e reversibilidade do mesmo, sugeriram a necessidade de
trabalhos experimentais para tal.
O presente estudo desenvolveu um modelo experimental com potencial de
validar o conceito de reversibilidade do bloqueio simpático e sugere-se a realização
de pesquisas comparando-se o processo inflamatório e a quantificação de
colágenos em diferentes períodos após a retirada do efeito compressivo do clipe,
visando demonstrar a possibilidade de uma cicatrização ou regeneração anatômica
parcial ou total do nervo, assim como sua associação ou não a um maior ou menor
59
depósito de fibras colágenas. Também possibilita uma avaliação da existência ou
não de uma relação entre os tipos de colágeno no processo de cicatrização do nervo
simpático.
Demonstra-se ainda a necessidade de avaliar novos materiais e tecnologias,
pois o uso de materiais mais inertes ao organismo pode cursar com menor formação
de aderências, facilitando reabordagens e gerando, portanto, menores traumas
operatórios.
6 CONCLUSÕES
61
Baseado nos dados obtidos nesta pesquisa pode-se concluir que:
1- A clipagem do nervo simpático cervical com uso de clipe de polímero não
causa lesão de descontinuidade.
2- Não houve abertura do clipe em nenhum dos animais.
3- Em nenhum dos animais do experimento houve desenvolvimento de
infecção ao redor do nervo simpático.
4- A clipagem do nervo simpático cervical foi associada à presença de
aderências, as quais se mantiveram inalteradas após a retirada do clipe.
5- Não houve diferença significativa no tipo nem na intensidade do processo
inflamatório que acometeu o nervo simpático cervical pela clipagem e após remoção
do clipe, sendo predominante a presença de processo inflamatório crônico e
discreto.
6- Não houve desenvolvimento de processo de necrose associado à clipagem
do nervo simpático cervical com clipe de polietileno.
7- Houve predomínio de depósito de colágeno tipo III em relação ao tipo I no
sítio das lesões nervosas, em ambos os grupos.
REFERÊNCIAS
63
ALDINI, N. N.; FINI, M.; ROCCA, M.; GIAVARESI, G.; GIARDINO, R. Guided regeneration with resorbable conduits in experimental peripheral nerve injuries. Int Orthop , 24, p121-125, 2000.
AYDOS, R. D.; SILVA, I. S.; GOLDENBERG, S.; GOLDENBERG, A.; SIMÕES, M. J.; TAKITA, L. C.; NIGRO, A. J. T. Estudo comparativo do efeito das telas de politetrafluoetileno expandido e de polipropileno, colocadas por laparoscopia, em hérnias ventrais produzidas em coelhos. Acta Cir Bras , v. 14(2), p.59-64, 1999.
ARANTES-MARINHO, M. M. M. Avaliação da lesão do nervo simpático cervical de coelhos por clipagem: clipes de titânio x políme ro. Curitiba, 2015. Dissertação (Mestrado) - Instituto de Pesquisas Médicas, Faculdade Evangélica do Paraná.
BALBINO, C. A.; PEREIRA, L. M.; CURI, R. Mecanismos envolvidos na cicatrização: uma revisão. Rev. Bras. Cienc. Farm, v. 41 n. 1, p. 27-51, 2005.
BANDA, M. J.; KNIGHTON, D. R.; HUNT, T. K.; WEBER, Z. Isolation of a nonmitogenic angiogenesis factor from wound fluid. Proc. Natl. Acad. Sci. USA , Washington, v. 79, p. 7773-7777, 1982.
BELLÓN, J. M.; JURADO, F.; GARCÍA-MORENO, F.; CORRALES, C.; CARRERA-SAN MARTÍN, A.; BUJÁN, J. Healing process induced by three composite prostheses in the repair of abdominal wall defects. J Biomed Mater Res , v. 63, p.182-190, 2002.
BELLÓN, J. M.; SERRANO, N.; RODRÍGUEZ, M.; GARCÍA-HONDUVILLA, N.; PASCUAL, G.; BUJÁN, J. Prótesis compuestas em lãs reparaciones de defectos de pared abdominal. Estúdio comparativo del empleo de barreras físicas y/o químicas. Cir Esp , v. 77(6), p. 351-356, 2005.
BELLÓN, J. M.; GARCÍA-HONDUVILLA, N.; SERRANO, N.; RODRIGUEZ, M.; PASCUAL, G.; BUJÁN, J. Composite protheses for the repair of abdominal wall defects: effect of the structure of the adhesion barrier component. Hernia , v. 9, p. 338-343, 2005.
BELTRAN, K. A.; FOREMAN, P. A.; RODEHEAVER, G. T. Quantitation of force to dislodge endoscopic ligation clips. J Laparoendosc Surg. v. 4, p. 253-256, 1994.
BIONDO-SIMÕES, M. L. P.; Cicatrização. In: ROBE Modelos Experimentais de Pesquisa em Cirurgia , Ed. São Paulo, 265-74, 1998.
CANDAS, F.; GORUR, R.; HAHOLU, A.; YIYIT, N.; YILDIZHAN, A.; GEZER, S.; SEN, H.; ISITMANGIL, T. The effects of clipping on thoracic sympathetic nerve in rabbits: early and late histopathological findings. Thorac Cardiovasc Surg. v 60(4):280-4, 2012.
64
CLARK, R. A. F. Cutaneous tissue repair. Basic biologic considerations. J Am Acad Dermatol , New York, v. 13 , p. 701, 1985.
CLARK, C. Sweating and hyperhidrosis. Pharmacol J. , v 276, p. 757-760, 2006.
COELHO, M. DE S.; SILVA, R. F.; MEZZALIRA, G.; BERGONSE NETO, N.; STORI, W. DE S. JR.; DOS SANTOS A. F.; EL HAJE, S. T3T4 endoscopic sympathetic blockade versus T3T4 video thoracoscopic sympathectomy in the treatment of axillary hyperhidrosis. Ann Thorac Surg. v. 88, p. 1780-1785, 2009.
COLTRAN, R.; KUMAR, V.; COLLINS, T. Inflamação aguda e crônica. In: ROBBINS. Patologia Estrutural e Funcional. 6.ed. Rio de Janeiro: Koogan, 2000, p. 44-100.
CONSTANTINE, V. S.; MOWRY, R. W. Selective staining of human dermal collagen. J Invest Dermatol 1968, 50(5):419-423.
DAY, M. Sympathetic Blocks: The Evidence. Pain Pract. v. 8, p. 98-109, 2008.
DOOLABH, N.; HORSWELL, S.; WILLIAMS, M.; HUBER, L.; PRINCE, S.; MEYER, D. M.; MACKANN, M. J. Thoracoscopic Sympathectomy for Hyperhidrosis: Indications and Results. Thorac Surg. v. 77, p. 410–414, 2004.
DROTT, C.; GÖTHBERG, G.; CLAES, G. Endoscopic procedures of the upper-thotacic sympathetic chain. A review. Arch Surg. v. 128, p. 237-241, 1993.
DROTT, C. Results os endoscopic thoracic sympathectomy (ETS) em hyperhidrosis, facial blushing, angina pectoris, vascular disorders and pain syndromes of the hand and arm. Clin Auton Res. V. 13, Suppl 1, p 26-30, 2003.
EROL, M. M.; SALCI, H.; MELEK, H.; İLHAN, T.; ÖZFILIZ, N.; BAYRAM, A. S.; GEBITEKIN, C. Can Thoracic Sympathetic Nerve Damage Be Reversed? Thorac Cardiovasc Surg. v 63(8), p 720-2, 2015.
FAWCET, J. W.; KEYNES, R. J. Peripheral nerve regeneration. Annu Rev Neurosci. v. 13, p. 43-60, 1990.
FIBLA, J. J.; MOLINS, L.; MIER, J. M.; VIDAL, G. Effectiveness of sympathetic block by clipping in the treatment of hyperhidrosis and facial blushing. Interact Cardiovasc Thorac Surg. v. 9; p. 970-972, 2009.
FU, S. Y.; GORDON, T. The cellular and molecular basis of peripheral nerve regeneration. Mol Neurobiol, Feb-Apr; 14(1-2):67-116, 1997.
GOLDBERG, J. L. How does an axon grow? Genes & Dev , 17: 941-958, 2003.
GRAY, H. The sympathetic nerves. In: Anatamy of the Human Body. 20th ed. Ed. Lea & Febiger, Philadelphia. 2000: 1292-1309.
GUTH, L. Regeneration in the mammalian peripheral nervous system. Physiol Rev. v. 36, p. 441-478, 1956.
65
HASHMONAI, M.; KOPELMAN, D. History of sympathetic surgery. Clin Auton Res. v. 13 Suppl 1, p. 6-9, 2003.
HIRSHBERG, A.; SHERMAN, S.; BUCHNER, A.; DAYAN, D. Collagen fibers in the wall of odontogenic keratocysts: a study with picrosirius red and polarizing microscopy. Journal of Oral Pathology & Medicine , 28 (9), p. 410-412, 1999.
HUPP, J. R. Reparação de feridas. In: PETTERSON, L. J. et al. Cirurgia oral e maxilofacial contemporânea. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2000, p. 57-67.
IDE, C. Peripheral nerve regeneration. Neurosci Res, Jun;25(2): 101-121, 1996.
JENKIS, S. D.; KLAMER, T. W.; PARTEKA, J. J.; CONDON, R. E. Comparison of prosthetic materials used to repair abdominal wall defects. Surgery , v. 94, p. 392-298, 1983.
JO, K. H.; MOON, S. W.; KIM, Y. D.; SIM, S. B.; CHO, D. G.; JIN, U.; YOON, J. S.; WANG, Y. P. New protocol for reversal operation in endoscopic thoracic sympathetic clamping: pulling back the suture sling linked to the clip under local anesthesia. Surg Laparosc Endosc Percut Tech , v. 17, n. 1, fev 2007.
JONES, E. G.; COWAN, W. M. Tecido Nervoso In: WEISS, L. Histologia. 4ªed. Guanabara Koogan, 1981, cap. 8, p. 237-310.
JULIANO, R. L.; HASKILL, S. Signal transduction from the extracelular matrix. J Cell Biol , New York, [Sl], v. 120, p. 577, 1993.
JUNQUEIRA, L. C. U. Histologia básica. 9. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1995. p.69-93.
JUNQUEIRA, L. C. U.; BIGNOLAS, G.; BRENTANI, R. R. Picrosirius staining plus polarization microscopy, a specific method for collagen detection in tissue sections. Histochem J 1979, 11: 447-455.
KALSEY, G.; MUKHERJEE, R. N.; PATNAIK, V. V. G. A comparative study of cervical sympathetic chain. J Anat Soc India . v. 49(1), p. 26-30, 2000.
KAUFFMAN, P. Simpatectomias. In: RAIA, A.A., ZERBINI, E.J. Clínica Cirúrgica Alípio Corrêa Netto. São Paulo. Sarvier, 1994, p. 84-101.
KOCHER, G. J.; TAHA, A.; AHLER, M.; SCHMID, R. A. Is clipping the preferable technique to perform sympathicotomy? A retrospective study and review of the literature. Langenbecks Arch Surg . v. 400 (1), p. 107-12, 2015.
LIN, C. C.; MO, L. R.; LEE, L. S.; NG, S. M.; HWANG, M. H. Thoracoscopic T2-Sympathetic Block by Clipping--a better and reversible operation for treatment of hyperhidrosis palmaris: experience with 326 cases. Eur J Surg Suppl. Suppl 580. p. 13-16. 1998.
66
LIN, T. S.; HUANG, L. C.; WANG, N. P.; LAI. C. Y. Video-Assisted Thoracoscopic T2 Sympathetic Block by Clipping for Palmar Hyperihidrosis: Analysis of 52 Cases. J Laparoendosc Adv Surg Tech. v. 11, p. 59–62, 2001.
LOSCERTALES, J.; CONGREGADO, M.; JIMENEZ-MERCHAN, R.; GALLARDO, G.; TRIVINO, A.; MORENO, S.; LOSCERTALES, B.; GALERA-RUIZ, H. Sympathetic chain clipping for hyperhidrosis is not a reversible procedure. Surg Endosc. v 26(5):1258-63, 2012.
LUZ-VERONEZ, D. A. Influencia da membrana basal juncional na redistrib uição topográfica das junções neuromusculares em fibras m usculares regeneradas. Campinas, 1999. Dissertação (Mestrado) - Instituto de Biologia, Universidade Estadual de Campinas.
MARINHO JR,. C. H.; RIBAS Fº., J. M.; MALAFAIA, O.; RIBAS, C. A. P. M.; YAMAMOTO, C. T.; TORRES, O.; COSTA Fº., O. A. A.; NAUFEL, A. M. O.; CARBONIERI, F. T.; GORTZ, L. W. Evaluation of the damage caused by clamping or section of cervical sympathetic nerve in rabbits. Acta Cirúrgica Brasileira – v. 27 (6), p. 376-382, 2012.
MARSHALL, B. E.; LONGNECKER, D. E. Anestésicos gerais. In: GOODMAN & GILMAN. As bases farmacológicas da terapêutica . McGrawHill, Rio de Janeiro, RJ: 9ª edição, p. 226-240, 1996.
MARTINS, R. S.; SIQUEIRA, M. G.; SILVA, C. F.; PLESE, J. P. P. Mecanismos básicos de regeneração de nervos. Arq Bras Neurocir. 2005, 24 (1), p. 20-25.
MASSONE, F. Neuroleptoanalgesia e anestesia dissociativa. In: Anestesiologia veterinária – farmacologia e técnicas . Guanabara-Koogan, 4ª edição, Rio de Janeiro, RJ, p. 89-93, 2003.
MASSONE, F. Técnicas Anestésicas em Animais de Laboratório. In: Anestesiologia Veterinária. 5ª ed. Ed. Guanabara Koogan, Rio de Janeiro. p 571, 2008.
MATHEWS, B. D.; PRATT, B. L.; POLLINGER, H. S.; BACKUS, C. L.; KERCHER, K. W.; SING, R. F.; HENIFORD, B. T. Assessment of adhesion formation to intra-abdominal polypropylene mesh and polytetrafluoroethylene mesh. J Surg Res , v. 114(2), p.126-132, 2003.
MILLER, D. L.; FORCE, S. D. Temporary thoracoscopic sympathetic block for hyperhidrosis. Ann Thorac Surg. v. 85, p. 1211-1214; discussion 1215-1216, 2008.
OLIVEIRA, H. A.; XIMENES NETO, M.; BRITO FILHO, F.; CARVALHO, P. H.; GAMAFILHO, J. B.; PARRA, E. R.; CAPELOZZI, V. L.; MILANEZ DE CAMPOS, J. R. Experimental selective sympathicotomy (ramicotomy) and sympathetic regeneration. Interact Cardiovasc Thorac Surg. 2009 Sep;9(3):411-5. Epub 2009 Jun 29.
PICCINATO, C. E.; NETTO, J. C.; CHERRI, J. Cicatrização. In: CAMPOS, C. A. H. de; COSTA, H. O. L. (Ed.). Tratado de otorrinolaringologia. São Paulo SP: Roca, 2003, p. 189-200.
67
RABAU, M. Y.; DAYAN, D. Polarization microscopy of picrosirius red stained sections: a useful method for qualitative evaluation of intestinal wall collagen. Histol Histopathol ., 1994, 9(3): 525-528.
REISFELD, R. Sympathectomy for hyperhidrosis: should we place the clamps at T2–T3 or T3–T4? Clin Auton Res. v. 16, p. 384–389, 2006.
RENNIE J. A.; LIN C. C.; CAMERON, A. E. The technique of endoscopic thoracic A. E. P sympathectomy: resection, clipping and cautery. Clin Auton Res. v. 13, Suppl I, p. 22-25, 2003.
RIBEIRO, F. A. Q.; GUARALDO, L.; BORGES, J. P.; ZACCHI, F. F. S.; ECKLEY, C. A. Clinical and histological healing of surgical wounds treated with mitmycin C. Laringoscope , v. 114, p. 148-152, 2004.
RIVERA, E. A. B. Anestesia em animais de experimentação. In: ANDRADE, A.; PINTO, S. C.; OLIVEIRA, R. S. Animais de laboratório – criação e experimentação . Fiocruz, Rio de Janeiro, RJ, p. 255-262, 2002.
ROYLE, J. P. A history of sympathectomy. Aust N. Z. J. Surg. v. 69, p. 302-307, 1999.
SCHWAB, M. E.; BARTHOLDI, D. Degeneration and regeneration ox axons in the lesioned spinal cord. Physiol Rev, 1996, 76: 319-370.
SOUSA, J. B.; SOARES, E. G.; APRILLI, F. Effects of diclofenac sodium on intestinal anastomotic healing: experimental study on the small intestine of rabbits. Dis Colon Rectum , Boston, v.34, p.13-17, 1991.
SUGIMURA, H.; SPRATT, E. H.; COMPEAU, C. G.; KATTAIL, D.; SHARGALL, Y. Thoracoscopic sympathetic clipping for hyperhidrosis: Long-term results and reversibility. J Thorac Cardiovasc Surg. v. 137, p. 1370-1378, 2009.
SULAIMAN, W. A. R.; KLINE, D. G. Nerve surgery: a review and insights about its future. Clinical Neurosurgery, 2006, 53: 38-47.
SWEAT, F; PUCHTLER, H.; ROSENTHAL, S.I. Sirius Red F3BA as a stain for connective tissue. Arch Pathol. 78: 69-72, 1964.
SZENDRÕI, G.; VAJTA, L.; KOVÁCS, L.; SCHAFF, Z.; LAPIS, K. Polarization colours of collagen fibres: a sign of collagen production activity in fibrotic processes. Acta Morphologica Hungarica , 32 (1), P. 47-55, 1984.
THOMSEN, L. L.; MIKKELSEN, R. T.; DEREJKO, M.; SCHRØDER, H. D.; LICHT, P. B. Sympathetic block by metal clips may be a reversible operation. Interact Cardiovasc Thorac Surg. v 19(6):908-13, 2014.
UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ. Sistema de Bibliotecas. Normas para Apresentação de Documentos Científicos. Biblioteca Central Curitiba, Editora da Universidade Federal do Paraná. 2ª ed, 9 vl, 2007.
68
WAHL, L. M.; WAHL, S. M. Inflamation. In: Wound Healing, Biochemical and Clinical Aspects. Philadelphia: WB Saunders, p.40, 1992.
WHITSON, B. A.; ANDRADE, R. S., DAHLBERG, P. S.; MADDAUS, M. A. Evolution of clipping for thoracoscopic sympathectomy in symptomatic hyperhidrosis. Surg Laparosc Endosc Percutan Tech. v. 17, p. 287-290, 2007.
ANEXO
70