revista v10 n 3 2006 - bio.ufpr.br · as raízes, caule, folhas, botões florais, maçãs e...

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Rev. bras. ol. fibros., Campina Grande, v.10, n.3, p.1073-1117, set./dez. 2006

PRAGAS DO ALGODOEIRO: IDENTIFICAÇÃO, BIOLOGIA E SINTOMASDE ATAQUE

MÔNICA JOSENE B. PEREIRA1, FÁBIO AQUINO DE ALBUQUERQUE2 e CRISTINA SCHETINO BASTOS2

RESUMO: A cultura do algodão atrai e hospeda um complexo significativo de pragas, asquais atacam as raízes, caule, folhas, botões florais, maçãs e capulhos. A intensidade dainjúria será diretamente proporcional às densidades populacionais e/ou ao período de tempode ocorrência dos insetos e ácaros na cultura. Neste texto serão listadas as principaispragas da cultura do algodão no Brasil. Para efeitos didáticos as pragas foram subdivididasem sugadores, desfolhadores e pragas das estruturas reprodutivas.

Termos para indexação: Pragas do algodão, sugadores, desfolhadores e pragas das estruturasreprodutivas.

COTTON PESTS: IDENTIFICATION, BIOLOGY AND SYMPTOMS OF ATTACK

ABSTRACT: Cotton plants attract a significative complex of pests which attack their roots,stems, leaves, buds, bolls and squares. The injury intensity of these pests will be directlyinfluenced by the population densities and/or the elapsed time of the occurrence of cottoninsects and mites. In this text it will be listed the main pests of cotton in Brazil. For betterunderstanding this paper pests were clustered in three groups: plant suckers, defoliatorsand pests from reproductive parts.

Index terms: Main pests of cotton, plant suckers, defoliators and pests from reproductiveparts

1Universidade Estadual de Mato Grosso (UNEMAT), Campus de Tangará da Serra, MT. E-mail: mô[email protected] Algodão, Rua Osvaldo Cruz, 1143, Centenário, 58107-720, Campina Grande, PB. E-mail: [email protected],

[email protected]

A cultura do algodão atrai e hospeda um complexo significativo de pragas, as quais atacam

as raízes, caule, folhas, botões florais, maçãs e capulhos. A intensidade da injúria será diretamente

proporcional às densidades populacionais e/ou ao período de tempo de ocorrência dos insetos e

ácaros na cultura (SANTOS, 1998). A seguir serão listadas as principais pragas da cultura do

algodão no Brasil. Para efeitos didáticos as pragas foram subdivididas em sugadores, desfolhadores

e pragas das estruturas reprodutivas. Todavia, a inclusão de uma espécie em um determinado

grupo não significa que ela não possa ser incluída em outros grupos. Exemplo disso são os pulgões,

que foram incluídos no grupo dos sugadores, mas podem ocasionar perdas à cultura quando esta

se encontra na fase reprodutiva. Como mencionado anteriormente, a subdivisão visa apenas tornar

o material didático e baseou-se na característica comumente utilizada para categorizar estes

grupos de artrópodes.

REVISÃO

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1 Sugadores

1.1 Pulgão do algodoeiro [Aphis gossypii Glover, 1877 (Hemiptera: Aphididae)]

a) Identificação

Os adultos de A. gossypii apresentam grande variabilidade em relação ao tamanho e à cor.

Enquanto os adultos alados do inseto apresentam tamanho variável entre 1,1 e 1,8 mm, os indivíduos

ápteros são menores alcançando entre 0,9 e 1,8 mm (LECLANT e DEGUINE, 1994). Na Figura 1

apresenta-se uma representação esquemática do inseto. A coloração é variável entre os tons

amarelados, esverdeados e amarronzados, apresentando corpo pouco esclerotizado e em formato

periforme (ZUCCHI et al., 1993; LECLANT e DEGUINE, 1994). A antena em geral apresenta seis

segmentos (cinco em espécimes menores) e coloração pálea/parda, com exceção dos segmentos

basais I e II e dos dois segmentos terminais. As tíbias também apresentam coloração pálea, sendo

marrom escura nas extremidades. Os tarsos e cornículos são pretos, sendo que esta última estrutura

apresenta comprimento uma vez e meia a duas vezes maior que a cauda que contém de cinco a

sete pêlos (LECLANT e DEGUINE, 1994).

As ninfas são amarelas, variando posteriormente de cinza a verde-escuro (GONDIM et al.,

1999). Nevo e Coll (2001) observaram, durante duas gerações de A. gossypii, escurecimento

significativo da população de pulgão, nos tratamentos com plantas de algodão adubadas com

nitrogênio (100%), quando comparado com plantas sem nitrogênio (0%). Liu et al. (2002) verificaram

que o padrão de coloração de A. gossypii pode ser alterado pela temperatura.


FIG. 1. Representação esquemática de adulto de Aphis gossypii. Fonte: University of California, 2006.

M.J.B. PEREIRA, et al.

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b) Biologia

Este afídeo é considerado uma praga cosmopolita (PEÑA-MARTINEZ, 1992), existindo relatosde sua ocorrência em 63 famílias, 192 gêneros e 302 espécies de plantas (DEGUINE et. al.,1999).

Apresentam alta capacidade reprodutiva; em regiões tropicais a reprodução processa-seexclusivamente por partenogênese telítoca, isto é, sem a participação do macho e tanto as formasaladas quanto as ápteras, constituídas de fêmeas, dão origem a ninfas viviparidade (GALLO et al.,2002). Os alados são os responsáveis pela migração e dispersão da colônia, enquanto que osápteros são as ninfas e os adultos reprodutivos da colônia (DEGRANDE, 1998).

As ninfas de A. gossypii passam por quatro ínstares ninfais durante seu desenvolvimento(GONDIM et al., 1999), sendo este período pouco variável mesmo quando o inseto se desenvolvesobre diferentes cultivares de algodão e espécies de plantas daninhas (MICHELOTTO e BUSOLI,2003; PESSOA et al., 2004).

Sob condições ótimas de temperatura (25-30 oC) o desenvolvimento da fase ninfal completa-se em 4-6 dias (LECLANT e DEGUINE, 1994). Pessoa et al. (2004) e Michelotto e Busoli (2003)detectaram duração da fase ninfal de A. gossypii alimentado com folhas de algodoeiro e mantidosem condições controladas de 4,93 a 5,23 dias e 4,39 a 5,88 dias, respectivamente.

O período reprodutivo de A. gossypii varia de 13,51 a 26 dias (MICHELOTTO e BUSOLI,2003; MICHELOTTO et al., 2003; PESSOA et al., 2004).

Fêmeas adultas de A. gossypii, desenvolvendo-se sobre a cultivar Deltaopal, apresentaram

grande capacidade reprodutiva, produzindo em torno de 5,69 ninfas/fêmea/dia e 84,5 ninfas/

fêmea (MICHELOTTO e BUSOLI, 2003). Em ensaio realizado sob condições controladas, Pessoa

et al. (2004) verificaram que a máxima capacidade reprodutiva de A. gossypii, desenvolvendo-sesobre a cultivar JPM 781-88-3, foi de 4,16 ninfas/fêmea/dia e 69,51 ninfas/fêmeas.

Muitas das alterações verificadas na capacidade reprodutiva de insetos em diferenteshospedeiros ocorrem devido a diferenças na qualidade nutricional. Neste sentido, Du et al. (2004)verificaram redução significativa na fecundidade de A. gossypii em plantas de algodão com maioresteores de gossipol, situando-se estes valores em 25,9, 24,5 e 11,3 ninfas/fêmeas para plantas,contendo 0,0601, 0,4403 e 1,116% de gossipol, respectivamente. Alternativamente, hospedeirosque apresentem uma melhor qualidade nutricional tendem a favorecer o desenvolvimento e afecundidade dos insetos. Nevo e Coll (2001) observaram um aumento significativo no número deninfas/dia de A. gossypii, quando as fêmeas se desenvolviam sobre plantas fertilizadas com níveiselevados de nitrogênio (150%) em comparação a plantas não fertilizadas (0%).

A longevidade de adultos de A. gossypii situa-se entre 15 e 20 dias (GONDIM et al., 1999),podendo variar, como no caso das demais características, em função do hospedeiro sobre o qual oinseto se desenvolve. Nas cultivares Deltaopal, CNPA ITA 90 e Coodetec 402, a longevidade deA. gossypii foi de 24,33, 17,49 e 21,41 dias, respectivamente. Sob condições adversas para oinseto (altos teores de gossipol nas plantas), Du et al. (2004) observaram redução significativa nosvalores desta característica.

PRAGAS DO ALGODOEIRO: IDENTIFICAÇÃO, BIOLOGIA E SINTOMAS DE ATAQUE


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c) Sintomas de ataque

Insetos sugadores, em geral, são capazes de ocasionar injúria direta e indireta às plantas. Ainjúria direta é decorrente da alimentação do inseto, causando deformações na planta, e a injúriaindireta é devido às consequências de sua alimentação - excreção de exsudatos e transmissão defitopatógenos (LECLANT e DEGUINE, 1994 ).

No início, o ataque de A. gossypii é sempre localizado, em reboleira, a partir da colonizaçãode alados migrantes, tornando-se, com o tempo, generalizado. As colônias de A. gossypii, geralmenteficam localizadas na região abaxial da folha (principalmente nas folhas do ponteiro), brotações edemais tecidos tenros e meristemáticos do algodoeiro (DEGRANDE, 1998). As folhas atacadasficam mais escuras e brilhantes, com bordos virados para baixo, em forma de campânulas(encarquilhamento de folhas), os ponteiros atrofiam e as plantas apresentam desenvolvimentoreduzido e crescimento retardado -enfezamento (ALMEIDA e SILVA, 1999).

Durante o processo de alimentação, A. gossypii excreta um líquido açucarado, conhecidocomo “honeydew”, que é depositado sobre as folhas e maçãs, favorecendo o desenvolvimento dafumagina, causada pelo fungo Capnodium spp., de coloração negra, que recobre as folhas daplanta, interferindo na respiração e na fotossíntese. Na fase do aparecimento dos capulhos, o“honeydew” e a fumagina depreciam a fibra, afetando sua utilização industrial. O líquido açucaradoexcretado por esses afídeos atrai, para o local, diversas formigas que, em simbiose com A. gossypii,

alimentam-se da solução açucarada e protegem o afídeo de seus inimigos naturais (CALAGNOLO

e SAUER, 1954; GODFREY et al., 2000).

As picadas sucessivas efetuadas por A. gossypii em plantas doentes e sadias, podem contribuir

para disseminar vírus causadores do Vermelhão e do Mosaico das Nervuras forma Ribeirão Bonito

(CIA, 1977; COSTA et al. 1997; MICHELOTTO et al., 2003), que provocam o encurtamento dos

entrenós, reduzem o porte da planta e fazem com que as folhas fiquem com bordos curvados para

baixo, quebradiças e secas, reduzindo seriamente a produção (GALLO et al., 2002). Segundo

estes autores, quando não controlado, A. gossypii pode reduzir a produção do algodoeiro em cerca

de 44%, considerando-se apenas as perdas qualitativas e quantitativas, sem contabilizar as perdas

decorrentes da transmissão de viroses.

Os pulgões ocorrem durante todo o ciclo da cultura, mas as infestações mais importantes

surgem dos 30 aos 80 dias de idade das plantas, como também na fase de maturação. Após a

adubação nitrogenada de cobertura, ocorrem grandes infestações de pulgões, principalmente devido

aos componentes nitrogenados solúveis que passam a ficar disponíveis no floema das plantas,

favorecendo a incidência desta praga (FUNDAÇÃO – MT, 2001).

1.2. Tripes [Frankliniella schultzei Trybom, 1920 (Thysanoptera: Thripidae)]

a) Identificação

O gênero Frankliniella caracteriza-se por apresentar três pares de cerdas ocelares, oito

antenômeros, primeira nervura da asa anterior completa e ctenídeo do oitavo tergito abdominal



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situado antero-lateralmente em relação ao espiráculo (SAKIMURA e O’NEIL, 1979). Os adultos F.

schultzei medem de 1,0 a 3,0 mm de comprimento, apresentam cerca de 2 mm de envergadura,

coloração variável, podendo ocorrer em formas claras e escuras. Apresentam as pernas geralmente

mais claras que o corpo. Possuem dois pares de asas franjadas e um aparelho bucal do tipo raspador-

sugador. As fêmeas são maiores e em maior número que os machos. Os ovos são brancos, lisos,

transparentes e sem brilho, alongados, possuem formato reniforme, cório fino e são depositados

isoladamente na parte superior e inferior de folhas mais tenras, bem como junto às nervuras ou

sobre elas através de pequenas fendas que são cobertas com excrementos (GONDIM et al., 1999).

Entretanto, há relatos de deposição de ovos pelas fêmeas de F. schultzei sem a deposição de

excrementos (PINENT e CARVALHO, 1998). O desenvolvimento pós-embrionário de F. schultzei

apresenta dois ínstares larvais, um estágio de pré-pupa e outro de pupa, antes do estágio adulto

(PINENT e CARVALHO, 1998). As ninfas diferenciam-se dos adultos por serem mais claras e

apresentarem pernas e antenas praticamente incolores (GONDIM et al., 1999). Os dois primeiros

ínstares assemelham-se aos adultos na aparência, exceto pela ausência das asas, por apresentarem

olhos pigmentados de vermelho e um menor número de antenômeros. O período de pré-pupa é de

inatividade, embora se perturbada seja capaz de andar. As antenas da pré-pupa são curtas,

posicionadas para a frente da cabeça e as tecas alares aparecem relativamente curtas. A fase de

pupa também é inativa em termos de alimentação e movimento, possuindo antenas posicionadas

atrás da cabeça e voltadas para baixo e tecas alares mais alongadas (PINENT e CARVALHO,

1998).

Apesar de existirem alguns relatos na literatura mencionando que Thrips tabaci Lindeman,

1889 (Thysanoptera: Thripidae) constitui-se em uma das espécies-praga do algodoeiro no Brasil

(NAKANO et al., 1992; ZUCCHI, 1993; ALMEIDA e SILVA, 1999), Monteiro et al. (1998)

realizaram coleta de tripes em algodoeiro cultivado em 30 localidades pertencentes a cinco estados,

constatando que nenhum dos exemplares coletados foi identificado como T. tabaci. As espécies

encontradas foram F. schultzei, Caliothrips phaseoli (Hood, 1912) e Frankliniella spp. (Thysanoptera:

Thripidae) e estas duas últimas foram encontradas em um número reduzido de amostras. Os

autores concluíram, portanto, que como a área de abrangência da amostragem foi considerável, é

muito provável que esta espécie não ocorra associada ao algodoeiro e que os relatos anteriores de

ocorrência devem ser devido a identificações equivocadas.

b) Biologia

A longevidade de adultos varia de 14 a 21 dias, sendo a reprodução geralmente sexuada.

Todavia, há relatos de reprodução por partenogênese deuterótoca (PINENT e CARVALHO, 1998).

A fêmea de F. schulzei oviposita cerca de 14 ovos/fêmea/dia, com uma fecundidade total de 20 a

100 ovos (ALMEIDA e SILVA, 1999). Todavia, fêmeas mantidas em laboratório e alimentadas

com folíolos de tomateiro produziram em torno de 5,4 ovos por dia, com fecundidade total variando

de 18 a 139 ovos. A duração média do período de pré-oviposição, do período de oviposição, do

período de pós-oviposição, da incubação dos ovos, do primeiro e segundo ínstares, da fase de pré-

pupa e da fase de pupa de F. schultzei, desenvolvendo-se sobre folíolos de tomateiro, foi de 1,7,

9,8, 3,0, 4,3, 2,0, 4,0, 5,0 e 7,0 dias, respectivamente. A duração total das fases larval, pré-pupa



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e pupa de F. schultzei foi, em média, 8,3 dias, para machos e fêmeas. A longevidade média de

machos e fêmeas foi de 13,1 e 13,6 dias, respectivamente (PINENT e CARVALHO, 1998).

Em quatro dias, emergem as ninfas, de coloração esbranquiçada ou amarelada, que passam

a se alimentar das folhas. A fase ninfal varia de 5 a 10 dias; os últimos ínstares são inativos e,

geralmente, localizados no solo (DEGRANDE, 1998).


F. schulzei, normalmente, é encontrado na parte abaxial das folhas de plantas jovens e nasflores das plantas desenvolvidas de algodoeiro. As maiores infestações ocorrem em períodos deestiagem entre 10 e 20 dias após a emergência das plantas (DEGRANDE, 1998). Os tripes raspamas folhas e sugam a seiva que é extravasada pela epiderme danificada, ocasionando o aparecimentode pontos ferruginosos nos locais de ataque. A ocorrência de ataque tardio, por ocasião da floraçãoe frutificação das plantas, provoca queda de botões florais ou necrose das folhas. Contudo osprejuízos mais pronunciados ocorrem quando as plantas são jovens. No início do ataque aparecemmanchas prateadas no limbo foliar, necrose ao longo das nervuras e dobramento dos bordos foliarespara cima. Posteriormente, as folhas ficam coriáceas e quebradiças. Se o ponteiro for atacado,ocorre o encarquilhamento geral e a paralisação temporária no desenvolvimento da planta. Emataque muito precoce, as plantas podem até morrer (GONDIM et al., 1999).

Existem alguns relatos de F. schultzei atuando como predador de ovos de ácaros além desua atividade como fitófago (MILNE e WALTER, 1997).

1.3 Mosca-branca [Bemisia tabaci (Gennaduis, 1889) (Hemiptera: Aleyrodidae)]

a) Identificação

O adulto de B. tabaci apresenta entre 1,1 a 1,2 mm de comprimento, sendo o macholigeiramente menor. O corpo dos adultos são amarelados e estes apresentam dois pares de asasbrancas. A reprodução pode ser sexuada e assexuada (partenogênese arrenótoca), sendo queneste último caso, apenas machos são produzidos. Os ovos apresentam formato elíptico, tamanhoaproximado de 0,2 mm, sendo estreitos no ápice e largos na base, são pedicelados, apresentamcoloração amarelo-esbranquiçada próximo à oviposição e tornando-se amarronzado, próximo àeclosão, quando claramente exibem os olhos avermelhados das ninfas (BUTLER JÚNIOR eHENNEBERRY, 1994). De acordo com Gameel (1972) o primeiro ínstar ninfal é amarelado, tornando-se amarelo-esverdeado nos segundo e terceiro ínstares. A superfície dorsal é ligeiramente convexaou convexa com margens suaves no primeiro ínstar, alterando-se para ligeiramente crenada nossegundo e terceiro ínstares, com segmentação aparente. Após a emergência, a ninfa desloca-senas folhas e fixa-se através de seus estiletes, apresentando comprimento que varia de 0,7 a1,6 mm (GONDIM et al., 1999). A pupa apresenta coloração amarela a marrom clara, coberturadorsal com uma camada de cera incolor e margens crenadas (GAMEEL, 1972).

b) Biologia

Sob condições laboratoriais, o período de pré-oviposição varia de 3,3 a 4,9 dias, a 28 ºC e



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14 ºC respectivamente. Em condições de campo, este mesmo período é variável entre 1 a 8 dias

na faixa de 21,7 ºC a 25,5 ºC, podendo alcançar até 22 dias a 13,8 ºC (AVIDOV, 1956; AVIDOV

e HARPAZ, 1969; AZAB et al., 1971).

A capacidade reprodutiva de uma fêmea de B. tabaci, de acordo com GONDIM et al.,

(1999), é de, aproximadamente, 110 ovos durante seu período de vida, todavia, Almeida e Silva

(1999) afirmam que varia entre 100 e 300 ovos/fêmea e Salas e Mendoza (1995), 194,9 ± 59,1

ovos por fêmea que se desenvolveram sobre folíolos de tomateiro, mantidos a 25 ºC de temperatura

e 65% de umidade relativa (UR). A eclosão dos ovos se dá entre 5,0 a 22,5 dias a 32,5 ºC e

16,7 ºC, respectivamente, sendo bastante dependente da temperatura de desenvolvimento (BUTLER

JÚNIOR. et al., 1983).

As ninfas de B. tabaci passam por quatro ínstares, com duração variável entre 14 a 28 dias

(GONDIM et al., 1999) ou 31 a 47 dias (DEOTALE et al., 1992) ou, ainda, por três ínstares e uma

forma de transição com duração de 11,0 ± 2,1 dias (SALAS e MENDOZA, 1995). Há autores que

mencionam a ocorrência de apenas três ínstares (AZAB et al. 1969).

A longevidade de adultos de B. tabaci é de 18 dias em média (GONDIM et al., 1999), mas

pode alcançar 19 ± 3,3 e 19,4 ± 5,8 dias para machos e fêmeas, respectivamente desenvolvendo-

se sobre folíolos de tomateiro mantidos a 25 ºC de temperatura e 65% de UR (SALAS e MENDOZA,

1995); 3,85 a 4,20 dias e 8,71 a 9,20 dias para machos e fêmeas, respectivamente desenvolvendo-

se sobre berinjela a 30 ºC e 60 ± 5% de UR (FEKRAT e BOR, 2005) e 4 a 7 dias e 9 a 18 dias para

machos e fêmeas desenvolvendo-se sobre o algodoeiro em temperaturas de 19 ºC-26 ºC e 53% a

84% de UR, respectivamente (DEOTALE et al, 1992).

Em condições de campo, o período total de desenvolvimento de B. tabaci sobre algodoeiro

cultivado em Punjab, Índia, foi de 17,9 e 20 dias durante os meses de agosto e setembro,

respectivamente. A longevidade de adultos foi maior em novembro (15,3 e 20 dias para machos e

fêmeas, respectivamente) do que em junho (3,7 e 5,6 dias para machos e fêmeas, respectivamente).

A fecundidade alcançou maiores valores entre novembro a dezembro (30,6 ovos) do que em junho

(17,1 ovos) (ABDULLAH e SINGH, 2004).

A duração total do ciclo de ovo a adulto de B. tabaci varia entre 21 a 35 dias (GONDIM et

al., 1999). Salas e Mendoza (1995) reportam ciclo de 22,3 dias. Fekrat e Bor (2005) encontraram

duração do ciclo de vida de 15,02 a 17,02 dias e Deotale et al. (1992) de 35 a 55 dias. Segundo

Almeida e Silva (1999), B. tabaci pode apresentar de 11 a 15 gerações durante o ano.


Os adultos e ninfas de B. tabaci causam injúrias diretas e indiretas no algodoeiro. As injúrias

diretas são decorrentes do hábito sugador do inseto, causando amarelecimento do limbo foliar e

pontuações, que se tornam necróticas ao longo das nervuras, provocando crestamento, murcha e

envelhecimento precoce das folhas, devido à injeção de saliva tóxica. Em virtude do ataque, pode

ocorrer queda prematura de folhas, como também de botões e maçãs. Estes insetos eliminam um

líquido açucarado, resíduo de sua alimentação, conhecido como honeydew, que, quando depositado



1080

sobre as estruturas componentes das plantas de algodoeiro, favorecem o crescimento da fumagina.

A deposição desta substância açucarada nas fibras por ocasião da abertura dos capulhos implica

na redução da qualidade da fibra (BUTLER JÚNIOR e HENNEBERRY, 1994; GONDIM et al., 1999).

As maiores perdas causadas por mosca branca ao algodoeiro são devidas à transmissão de viroses

causadas por geminivírus, como o mosaico comum (ALMEIDA e SILVA, 1999). De acordo com

Gondim et al. (1999), o mosaico comum é transmitido ao algodoeiro a partir de plantas infectadas

do gênero Sida.

1.4 Ácaros

São artrópodes de tamanho bastante reduzido e que geralmente localizam-se na face inferior

das folhas. De maneira geral, diferenciam-se dos insetos por serem tetrápodes (quatro pares de

pernas), exceto na fase imatura, onde apresentam apenas três pares de pernas. São muito próximos

das aranhas, entretanto, não apresentam segmentação do corpo (cefalotórax e abdômen). Os

ácaros apresentam duas partes: o idiossoma (corpo) e o gnatossoma (aparato bucal). O gnatossoma

é composto basicamente por um par de quelíceras, localizadas acima da abertura oral e subcapítulo,

formado pela fusão das coxas do palpo, que originam o tubo de alimentação. Nos ácaros fitófagos

as quelíceras são usadas como estiletes. A base das quelíceras podem ser separadas ou fundidas,

como nos Tetranychidae, onde a fusão das quelíceras formam o estilóforo, onde ficam alojados os

dígitos móveis das quelíceras (FLECHTMANN, 1975). Na figura 2, apresentam-se as características

para separação das principais subordens de ácaros agrícolas; as figuras 3 e 4, as características

taxonômicas utilizadas na classificação das famílias Tarsonemidae e Tetranychidae.

1.4.1 Ácaro rajado [Tetranychus urticae, (Koch, 1836)] e ácaro vermelho [Tetranychus ludeni,Zacher, 1913) (Acari: Tetranychidae)]

a) Identificação

As fêmeas do ácaro rajado, comumente, apresentam coloração verde e duas manchas

escuras no dorso. Os ovos, inicialmente, são translúcidos e à medida que se aproximam da eclosão

das larvas tornam-se amarelados (FLECHTMANN, 1972). Apresentam longas cerdas no corpo e

nas pernas (UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).

As fêmeas do ácaro vermelho têm coloração vermelha-rubra e não apresentam manchas

dorsais. Os ovos são inicialmente amarelados evoluindo para vermelho-opaco, quando próximo da

emergência das larvas (ZHANG, 1992; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).

As fêmeas são arredondadas e os machos, de ambas as espécies, têm a parte posterior do

idiossoma afilada (FLECHTMANN, 1972). Tanto o ácaro rajado quanto o vermelho tecem teias

bastante densas, que servem para locomoção entre as folhas e para proteção dos ovos e formas

jovens.

Apesar da coloração constituir-se em um indicativo da espécie em questão, o padrão da

coloração pode ser variável e identificações mais acuradas podem requerer o exame do órgão

sexual do macho (aedeagus) sob microscópio (UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).



1081

FIG. 2. Guia ilustrado utilizado para separação das principais subordens de ácaros de importância agrícola.Adaptado de Zhang, 2003.



1082 M.J.B. PEREIRA, et al.

FIG. 3. Guia ilustrado utilizado para classificação das famílias pertencentes à subordem Prostigmata.Adaptado de Zhang, 2003.


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FIG. 4. Guia ilustrado utilizado para classificação da família Tetranychidae. Adaptado de: Zhang, 2003.




Na Figura 5, apresentam-se características utilizadas para diferenciar as espécies T. urticae

e T. ludeni.

b) Biologia

Os ácaros tetraniquídeos apresentam um ciclo de vida bastante curto principalmente nas

nossas condições, passando, geralmente, pelas fases de ovo, larva, protoninfa, deutoninfa e adulto.

Apresentam, ainda, fases quiescentes entre as fases imaturas denominadas protocrisálida,

deutocrisálida e teliocrisálida (FLECHTMANN, 1975; KRANTZ, 1978). Podem reproduzir-se sexuada

e assexuadamente por partenogênese arrenotóca (HUFFAKER et al., 1969; KRANTZ, 1978; EVANS,

1992; GERSON, 1992).

O ácaro rajado pode desenvolver-se numa faixa de 14 ºC a 40 ºC. Entre 30 ºC e 35 ºC o

ciclo de vida de ovo a adulto dura em torno de uma semana (ZHANG, 2003). Silva et al. (1985a,b)

avaliaram o efeito de cultivares de algodoeiro sobre a biologia de T. urticae e concluíram que não

houve efeito das cultivares sobre o desenvolvimento do ácaro. Ainda segundo estes autores, a

duração média do ciclo de vida ficou em torno de 10,7 dias, com temperatura variando entre

24 ºC e 26 ºC, com uma viabilidade média de 83,33% para o período ovo-adulto. Uma fêmea

adulta de T. urticae pode ovipositar mais de 100 ovos em duas semanas, a 25 ºC (LAING, 1969;

SHIH et al., 1976; CAREY e BRADLEY, 1982).

De acordo com Silva (2002), os períodos de ovo a adulto do ácaro vermelho foram

inversamente proporcional ao aumento da temperatura, variando de 20,77 (20 ºC) a 8,50 dias

(30 ºC) para fêmeas, e 18,83 (20 ºC) a 7,75 dias (30 ºC) para machos. Ainda segundo Silva

(2002), a 30 ºC, verificou-se o maior número de ovos por fêmea/dia (3,47), a maior fecundidade

(61,29 ovos) e o menor tempo médio de geração (9,27 dias).


São capazes de colonizar todas as porções foliares e frutíferas das plantas de algodão.

Todavia, são normalmente encontrados na página inferior das folhas. Durante o ato de alimentação,

introduzem seus estiletes nas células da epiderme e do mesófilo foliar, perfurando as células e

ocasionando perda de água. Em seguida, sugam o conteúdo citoplasmático extravasado. Vale

lembrar que ácaro não se alimenta de seiva e que os estiletes não têm função de sucção, servem

apenas para perfurar a parede celular. Como consequência da sua injúria, os cloroplastos são

danificados e a fotossíntese reduzida. A alteração de processos metabólicos ocasiona decréscimo

no crescimento e florescimento (FLECHTMANN, 1972). Como sintoma do ataque do ácaro rajado

e vermelho, há o aparecimento de manchas avermelhadas na face superior das folhas, nos locais

opostos à colônia; com o passar do tempo, essas manchas tomam toda a folha, que necrosam e

caem. Ambas as espécies têm preferência pela região mediana das plantas, migrando em seguida

para o ponteiro. No momento da dispersão aglomeram-se nas extremidades das plantas, formando

uma massa com milhares de indivíduos, esperando a ação dos ventos para se dispersarem

(FLECHTMANN, 1972, BLEICHER, 1981). As colônias destas espécies normalmente iniciam seu

ataque na base da lâmina foliar, próximo ao pecíolo, dispersando-se gradualmente para todos os

lados do limbo foliar, produzindo um padrão difuso de manchas vermelhas e amareladas. A queda


1085

FIG. 5. Guia ilustrado utilizado para classificação da família Tetranychidae. Adaptado de: Zhang, 2003.




das folhas é verificada quando as infestações são muito elevadas (UNIVERSITY OF CALIFORNIA,1996). Oliveira e Calcagnolo (1975) observaram que os surtos de T. urticae, em algodoeiro cultivadoem São Paulo, levaram a reduções na produtividade da ordem de 17-25% e afetaram a qualidadeda fibra. No Zimbabwe, infestações por T. urticae ou T. ludeni 14 semanas após a germinaçãocausaram danos da ordem de 14%. Porém, quando a infestação ocorre seis semanas após agerminação as perdas alcançam 67% (DUNCOMBE, 1977).

1.4.2 Ácaro branco [Polyphagotarsonemus latus, Banks, 1804 (Acari: Tarsonemidae)].

a) Identificação

O ácaro branco, também conhecido como ácaro da rasgadura do algodoeiro e da “queda dochapéu do mamoeiro”, é um artrópode de tamanho bastante reduzido de coloração translúcida alevemente amarelada e com aspecto brilhante. Apresentam quatro pares de pernas, entretanto oquarto par apresenta o segmento tarsal modificado em forma de chicote e a tíbia em forma deunha. Os machos apresentam o comportamento precopulatório de carregar a forma quiescente dafêmea aderida a parte posterior do idiossoma, presa a duas ventosas. Assim que a fêmea emergeocorre a cópula (LINDQUIST, 1986; LOFEGO, 2004). Os ovos geralmente são colocadosisoladamente, possuem formato alongado, são aderidos à superfície foliar e apresentam linhaslongitudinais de pequenos tubérculos em sua superfície (FLECHTMANN, 1972).

Nas figuras 6, 7 e 8, constam os caracteres básicos que permitem identificar P. latus.

b) Biologia

O ciclo de desenvolvimento de P. latus inclui apenas as fases de ovo, larva, “pupa” e adulto.

Podem reproduzir-se sexuada e assexuadamente por partenogênese arrenotóca (KRANTZ, 1978;

EVANS, 1992; GERSON, 1992).

Segundo Gerson (1992), esta espécie pode completar sua geração em uma semana sob

condições ótimas (25 ºC e alta umidade relativa do ar) e depositar aproximadamente 40 ovos por

fêmea. Schmitz (1962) verificou que a 26 ºC a 30 ºC e em condição de alta umidade relativa, P.

latus requer de quatro a cinco dias para completar uma geração e deposita cerca de 3,5 ovos por

dia, durante seis dias.

De acordo com Zhang (2003), o ciclo de ovo a adulto está em torno de 4,1 dias para machos

e fêmeas, quando criados sobre folhas de pimenta. Lee et al. (1992) verificaram que, quando se

desenvolviam sobre feijão Phaseolus vulgaris, a duração ovo a adulto foi de 4,7 dias para ambos os

sexos. Vieira e Chiavegato (1999) encontraram que a duração deste período foi de 3,7 dias para

fêmeas e 3,6 dias para machos, quando alimentados com limão siciliano. Segundo Silva et al.

(1998) o período de ovo a adulto variou entre 5,7 a 6,2 dias para fêmeas e machos, a 20 ºC, e de

3,4 a 3,6 dias para fêmeas e machos, a 30 ºC, desenvolvendo-se sobre folhas de pimentão.


O ácaro branco ataca preferencialmente folhas novas e brotações (OLIVEIRA e


1087

FIG. 6. Guia ilustrado utilizado para separação das espécies pertencentes ao gênero Tetranychus. Adaptadode: Zhang, 2003.




FIG. 7. Guia ilustrado utilizado para separação das espécies pertencentes ao gênero Tetranychus. Adaptadode: Zhang, 2003.


1089

Vista ventral e dorsal de fêmea de P. latus.

FIG. 8. Guia ilustrado utilizado para identificação de P. latus. Adaptado de: Zhang, 2003.

CALCAGNOLO, 1974), provocando escurecimento, seguido de enrolamento dos bordos para baixo;

a face ventral da folha adquire um aspecto vítreo brilhante. Como conseqüência final, ocorre a

rasgadura das folhas. Pouco se conhece sobre a dispersão do ácaro branco, entretanto, esta pode

ser pela ação dos ventos, pelo trânsito de máquinas e implementos e por insetos como, por exemplo,

mosca branca (ZHANG, 2003).




1.5 Percevejo Tingidae [Gargaphia torresi Costa Lima 1922 (Hemiptera:Tingidae)]

a) Identificação

As fêmeas geralmente fazem postura na face inferior das folhas, em meio a seus excrementos.Os ovos que ficam depositados na superfície das folhas e parcialmente embutidos no parênquimafoliar (COSTA LIMA, 1940), apresentam formato de cone, possuem a porção apical mais afiladae achatada, medindo cerca de 2 mm de comprimento e apresentando coloração variável do brancoao creme; são depositados isoladamente, porém existe tendência de que novos ovos sejam colocadosnos locais onde já existem posturas (SILVA, 2004).

As ninfas apresentam diferenças em tamanhos e no comprimento dos espinhos dorsais e, apartir do 3º ínstar, pela presença e comprimento das tecas alares (SILVA, 2004).

Os adultos são brancos logo após a emergência, tornando-se acinzentados com enrijecimentodo novo tegumento, sendo facilmente reconhecidos pelo aspecto reticulado da superfície dorsaldas asas; a cabeça, as expansões laterais do tórax e as asas apresentam, em geral, um padrão delinhas elevadas que delimitam áreas membranosas e alveoladas nas depressões. As fêmeas sãobastante semelhantes aos machos morfologicamente, sendo diferenciadas pela presença doovipositor (SILVA, 2004).

b) Biologia

O período de incubação dos ovos varia de 4 (30 ºC) a 11 dias (20 ºC), sendo de 7 dias a

25 ºC. Os períodos de pré-oviposição, oviposição e pós-oviposição são de 5,6 e 4,1, 34,9 e 9,7 e

3,4 e 1,6 dias a 25º e 30 ºC, respectivamente (SILVA, 2004).

As ninfas de G. torresi passam por cinco ínstares, durante seu desenvolvimento no algodoeiro;a duração total do estágio ninfal varia de 20,8 (20 ºC) a 8,3 dias (30 ºC) e de 13,8 e 14,3 dias a

25 ºC, para fêmeas e machos desenvolvendo-se sobre algodoeiro, respectivamente. O primeiroínstar tem duração de 2,0 (30 ºC) a 4,7 (20 ºC) dias para as fêmeas e 2,0 (30 ºC) a 4,5 dias

(20 ºC) para os machos. A duração do segundo, terceiro, quarto e quinto ínstares para fêmeas emachos é de 3,0 (20 ºC) a 2,5 dias (30 ºC) e 3,0 (20 ºC) a 1,2 dias (30 ºC); 3,1 (20 ºC) a 0,9 dias

(30 ºC) e 3,3 (20 ºC) a 0,8 dias (30 ºC); 3,7 (20 ºC) a 1,4 dias (30 ºC) e 4,2 (20 ºC) a 1,7 dias(30 ºC) e 6,3 (20 ºC) a 2,9 dias (30 ºC) e 6,4 (20 ºC) a 2,8 dias (30 ºC), respectivamente (SILVA,2004). Hamity et al. (2006) observaram as características biológicas de G. torresi desenvolvendo-

se sobre girassol e detectaram que tanto a duração dos estádios ninfais quanto do estágio ninfal doinseto a 25 ºC foram superiores em relação aos valores encontrados por Silva (2004)..

A longevidade de fêmeas e machos situa-se em torno de 44,9 e 63,5 dias a 25 ºC e 20,1 e30,1 dias a 30 ºC (SILVA, 2004). Hamity et al. (2006) detectaram longevidade de 37 e 23 dias

para fêmeas e machos de G. torresi, desenvolvendo-se sobre girassol a 25 ºC. A fecundidadevariou entre 183,1 (25 ºC) e 61,0 (30 ºC), quando o inseto se desenvolvia sobre o algodoeiro,

sendo de 181 a 25 ºC, quando o inseto se desenvolvia sobre o girassol (SILVA, 2004; HAMITY et

al., 2006).


1091


O hábito sugador do inseto deixa as plantas atacadas com manchas brancas e cloróticas nas

folhas, que correspondem, na face inferior, aos locais onde se situam as colônias. Dependendo da

intensidade do ataque, as plantas ficam raquíticas, podendo até morrer (MORAES, 1981; SILVA e

BARBOSA, 1986). As injúrias são observadas primeiramente nas folhas do terço inferior das

plantas (BLEICHER e FREIRE, 1980) e, de acordo com Vieira et al. (1991), as perdas na produção

de algodoeiro herbáceo podem variar de 19,83 a 54,70%.

1.6 Cochonilha [Planococcus minor (Maskell) (Hemiptera: Pseudococcidae)]

a) Identificação

Esta espécie apresenta formato ovalado, coloração rosada e o corpo recoberto com

cerosidade branca e apêndices filamentosos ao redor do corpo, em número variável (SANTA-

CECÍLIA et al., 2002). As fêmeas de P. minor apresentam comprimento de 1,3-3,2 mm, largura

de 0,8-1,9 mm, pernas alongadas (trocânter traseiro + fêmur em torno de 220-360 µm) e 18

pares de apêndices filamentosos (COX, 1989). São muito confundidas com Planococcus citri (Risso)

(Hemiptera: Pseudoccocidae), levando a identificações errôneas.

b) Biologia

Estudos da biologia do inseto desenvolvidos na Índia demonstraram que P. minor passa por

10 gerações em um ano, sendo oito entre fevereiro e novembro e duas entre novembro e janeiro.

As ninfas fêmeas e machos completam seu desenvolvimento em 17,79±1,84 a 25,47±3,35

dias e 19,00±1,57 a 28,17±2,36 dias a 19 ºC e 33 oC, respectivamente. A temperatura ótima

situa-se entre 25 ºC a 31 ºC. A proporção sexual situa-se entre 1:1,54 a 1:2,75 machos:fêmeas.

O ciclo de vida completa-se entre 28 dias (mínimo) e 45 dias (máximo) em dezembro (SAHOO et

al., 1999).

Martinez e Suris (1998) constataram, em estudos de laboratório (26, 4 ºC ±0,3 ºC e UR

69,1±7,7%), menor duração do desenvolvimento entre as fêmeas (cerca de 19,12 dias) do que

entre os machos (cerca de 22,6 dias); a duração do período reprodutivo foi 14,9 dias, a fecundidade

média foi de 219 ovos, o ciclo de vida 50 dias, a longevidade 31 dias, o tempo de geração 41 dias

e a razão sexual 0,82.


Esses insetos sugam a seiva das plantas e, em grandes infestações, podem causar seu

definhamento, levando-as à morte (SANTA-CECÍLIA et al., 2002). No início do ataque, P. minor

concentra a infestação nos locais da planta de algodoeiro onde o metabolismo é acelerado (ponteiro

das plantas, base de botões e de flores) e com o passar do tempo passa a infestar todos os órgão

das plantas de maneira indistinta, principalmente quando não há disponibilidade de outros

hospedeiros, condição normalmente comum no cultivo irrigado das áreas do sertão nordestino.




2 Desfolhadores

2.1 Curuquerê do algodoeiro [Alabama argillacea (Hübner, 1818) (Lepidoptera:Noctuidae)]

a) Identificação

A mariposa do curuquerê apresenta hábito noturno, mede cerca de 30 mm de envergadura,

possui cor marrom-palha e apresenta duas manchas circulares escuras na parte central das asas

anteriores. Os ovos são muito pequenos, de coloração azul-esverdeada, quando recém colocados,

tornando-se transparente à medida que se aproximam da eclosão. Apresentam formato circular e

são achatados, sendo depositados isoladamente, tanto na face superior quanto na face inferior da

folha do algodoeiro. A lagarta pode medir até 40 mm de comprimento, com coloração variando do

verde-amarelado ao verde-escuro. Apresenta a cabeça amarelada com pontuações pretas e listras

longitudinais ao longo do corpo. Quando o nível populacional aumenta, as lagartas se tornam

enegrecidas. Locomove-se como “mede-palmo”, saltando quando tocada. Ao final da fase larval, a

lagarta enrola a folha onde se encontra e tece uma espécie de casulo, passando todo o período

pupal no seu interior. A pupa tem formato reniforme e cor castanho-escura (BLEICHER et al.

1981; LUKEFAHR et al., 1984; ZUCCHI et al., 1993; DEGRANDE, 1998).

b) Biologia

Kasten Junior (1980), estudando a biologia desta praga, observou uma variação da fase

larval de 17, 56 a 9,00 dias para as temperaturas de 20 ºC e 35 ºC, respectivamente. De acordo

com este autor, o número de ínstares é variável com a temperatura, apresentando 6 ínstares a

20 ºC e 25 ºC e 5 ínstares a 30 ºC e 35 ºC. Este autor verificou ainda que a temperatura ideal,

para o desenvolvimento das lagartas de A. argillacea, foi 30 ºC, apresentando uma viabilidade

média de 96,25%. A 25 ºC, a fase de pré-pupa durou apenas um dia, com uma viabilidade de

98,63%. Para a fase pupal, a temperatura de 30 ºC foi considerada ideal, pois possibilitou a

redução do período de desenvolvimento; o mesmo foi constatado para a temperatura de 35 ºC.

Todavia, a viabilidade da fase pupal a 30 ºC (94,9%) foi superior à obtida à 35 ºC (64,8%). A

razão sexual média foi 0,565 e 0,567 a 25 e 30 ºC, respectivamente. A longevidade variou entre

23,1 dias (20 ºC) e 2,4 dias (35 ºC); nas temperaturas de 25 ºC e 30 ºC a longevidade foi de 13,6

a 7,9 dias, respectivamente. Nestas mesmas temperaturas, a fecundidade foi de 327,47 e 178,78

ovos, respectivamente. A 20 ºC e 35 ºC não foi observada postura.

Chagas (1983) avaliou o efeito de diferentes estágios de desenvolvimento de oito cultivares

de algodeiro sobre a biologia de A. argillacea e verificou que o estágio de frutificação possibilitou

o desenvolvimento mais rápido da fase larval, seguido pelos estágios de florescimento e abertura

das maçãs. As maiores viabilidades para a fase larval foram verificadas nos estágios de frutificação

(96,50%) e abertura das maçãs (92,67%). Este autor observou que o estágio de frutificação foi o

que apresentou menores valores médios para a duração da fase pupal (8,56 dias), seguido do

estágio de florescimento (9,79 dias) e do de abertura das maçãs (10,45 dias). As maiores viabilidades

da fase pupal foram verificadas nos estágios de frutificação (99,75%), de florescimento (98,60%)


1093

e de abertura das maçãs (97,87%). Os adultos do inseto alcançaram maior longevidade na fase de

florescimento (17,85 dias).

Segundo Silva e Carvalho (1998), doses crescentes de nitrogênio contribuíram para reduzir

a duração da fase larval e promover maior viabilidade, mas não alterou o período pré-pupal.


As lagartas de A. argillacea atacam o limbo foliar do algodoeiro, devorando as folhas quasetotalmente, podendo atacar também as nervuras maiores e os pecíolos. Quando o ataque ocorrepor ocasião da abertura das maçãs, provocam maturação forçada, diminuindo a resistência dasfibras. Podem ainda causar redução da capacidade fotossintética das plantas, devido à desfolha.As lagartas provocam desfolhamento descendente na planta, a partir das folhas do ponteiro. Osúltimos três estádios larvais são responsáveis pela maior parte da desfolha e, dependendo daépoca de ataque, podem causar maturação precoce das maçãs e paralisação da frutificação,resultando em redução da produção. Quando o ataque ocorre por ocasião da abertura das maçãs,há uma maturação forçada, diminuindo a resistência das fibras. Infestações no final do ciclocontaminam as fibras com fezes ou mesmo com a hemolinfa de lagartas, esmagadas pela colheitadeira(DEGRANDE, 1998).

2.2 Falsa medideira [Trichoplusia ni (Hübner, 1802) (Lepidoptera: Noctuidae)]

a) Identificação

Os ovos são hemiesféricos com a face plana fixada sobre a folha, amarelados, esbranquiçadosou esverdeados, apresentando estrias longitudinais e 0,6 mm de diâmetro e 0,4 mm de altura. Sãodepositados isoladamente tanto sobre a face inferior como superior da folha, principalmente naface inferior de folhas totalmente desenvolvidas, sendo comum, no entanto, verificar-seagrupamentos de seis ou sete ovos (BLEICHER et al. 1981; LEIGH et al. 1996; GALLO et al.2002).

As lagartas recém emergidas são de coloração esbranquiçadas, porém tornam-se esverdeadasà medida que se alimentam das folhas. São facilmente reconhecidas pelo fato de possuírem apenasdois pares de falsas pernas no meio do corpo e não quatro pares como verificado na maioria daslagartas. Possuem três pares de pernas torácicas e caminham arqueando o corpo, projetando aparte posterior para frente de modo a formar uma curva para em seguida projetar a parte anteriordo corpo para frente. A lagarta completamente desenvolvida é de coloração verde, porém apresentauma distinta linha branca em cada lado do corpo. As pernas torácicas e a cápsula cefálica sãoverde pálido ou marrom (BLEICHER et al., 1981; GALLO et al., 2002).

As asas anteriores dos adultos são cinza-amarronzadas, enquanto as posteriores sãolevemente marrons na base, com as porções distais marrom escuro. As asas anteriores apresentampontos prateados no centro, uma marca em forma de U e um círculo, que são freqüentementeconectados. Os pontos das asas anteriores, levemente variáveis, servem para distinguir a falsa

medideira de outros noctuídeos. As mariposas têm de 33 a 38 mm de envergadura (SHOREY,

1963; BLEICHER et al., 1981; GALLO et al., 2002).




Na fase de pupa, a lagarta forma um casulo frágil, fino e branco sobre a face inferior da

folha, em restos de plantas ou entre agregados do solo. Inicialmente, a pupa é de coloração verde,

passando em seguida para marrom escuro ou preto. A pupa mede aproximadamente 2,0 cm de

comprimento (BLEICHER et al., 1983; GALLO et al., 2002).

b) Biologia

Os adultos vivem em média de 10 a 12 dias e as fêmeas depositam de 300 a 600 ovos

durante seu ciclo de vida. A duração do ciclo, de ovo a adulto, varia de 18 a 25 dias, quando

mantidos a 32 ºC e 21 ºC, respectivamente (TOBA et al. 1973).

A emergência das larvas ocorre em 2,0, 3,0 e 5,0 dias a 32 ºC, 27 ºC e 20 ºC,

respectivamente, sendo que a 15 ºC requer aproximadamente 10 dias (JACKSON et al. 1969).

O tempo de desenvolvimento larval varia de 17,8 a 19,9 dias, quando alimentadas sobre

feijão, a 23 ºC e 32 ºC, respectivamente. Quando criadas sobre repolho, nas mesmas temperaturas,

o tempo de desenvolvimento larval varia de 19,9 e 20,8 dias, respectivamente (SHOREY et al.

1962). A duração da fase pupal é de 4,0, 6,0 e 13,0 dias a 32 ºC, 27 ºC e 20 ºC, respectivamente

(CAPINERA, 2005).


Essa espécie é capaz de se alimentar de uma ampla variedade de hospedeiros, algo que, em

geral, atribui-lhe importância secundária. Quando ocorre em pequenas a moderadas densidades

populacionais, são capazes de atrair várias espécies de inimigos naturais que, uma vez presente no

agroecossistema, serão capazes de se alimentar de outras pragas. Todavia, em algumas regiões é

comum sua ocorrência em altas densidades populacionais, onde são capazes de provocar desfolha

considerável das plantas, afetando o suprimento de energia para os frutos do algodoeiro em

desenvolvimento. De acordo com os dados da University of California (1996), durante o período

mais vulnerável ao ataque de desfolhadores, da emissão do primeiro botão floral até a abertura do

primeiro capulho, o algodoeiro pode perder entre 20 e 25% de sua área foliar, sem que haja

redução da produtividade. Antes e após este período, as plantas podem tolerar uma perda de até

metade de sua área foliar.

3 Pragas das Estruturas Reprodutivas

3.1 Lagarta do cartucho do milho [Spodoptera frugiperda (Smith, 1797)(Lepidoptera: Noctuidae)]

a) Identificação

A espécie de S. frugiperda faz parte de um complexo, que composto por S. exigua, S.

ornithofalli, S. latifascia e S. sunia, pode ser encontrado na cultura do algodão. A maioria delas

causa injúria nas folhas, porém S. frugiperda ataca predominantemente as maçãs, sendo também

a espécie de maior importância econômica (GONDIM et al. 1999).


1095

O adulto de S. frugiperda é uma mariposa com 25 mm de comprimento e cerca de 30 a 35

mm de envergadura. Os machos apresentam asas anteriores marrom-acinzentadas, orbiculares,

cobertas por uma faixa branca larga e transversal, que alcança o meio da asa, além de uma

mancha reniforme demarcada de branco e outra apical também branca, com faixa subterminal

nítida. Nas fêmeas, as asas apresentam a mesma coloração dos machos, com as manchas orbiculares

e reniformes, delineadas de branco. As asas posteriores são esbranquiçadas e hialinas nos dois

sexos (ZUCCHI et al., 1993).

Os ovos de S. frugiperda, depositados em massas na face superior das folhas, apresentam

cerca de 0,2 mm de diâmetro, são de coloração rosa-clara, estriados radialmente, tornando-se

cinza antes da eclosão. As massas de ovos são recobertas com escamas acinzentadas do corpo

das mariposas. As larvas recém emergidas medem cerca de 1,0 a 1,5 mm de comprimento,

apresentam coloração branco-cremosa com cabeça e pêlos pretos e alimentam-se de maneira

gregária (LEIGH et al., 1996, GONDIM et al., 1999).

Segundo Gondim et al. (1999), nos últimos estádios, a lagarta de S. frugiperda atinge 50

mm de comprimento, apresenta coloração de castanha a verde-clara, com pontos marrons ou

pretos. Algumas espécies têm linhas dorsais com triângulos pretos ao lado de uma listra dorsal

clara. De acordo com Degrande (1998), as lagartas apresentam ainda uma sutura adfrontal que

não alcança o vértice da cabeça (aparência de um Y invertido na cabeça).

Completamente desenvolvidas as lagartas de S. frugiperda param de alimentar-se e deslocam-

se para o solo, construindo a câmara pupal. A pupa mede cerca de 15 mm de comprimento

(GONDIM et al.,1999).

b) Biologia

A fêmea de S. frugiperda pode colocar cerca de 1.360 ovos durante a vida, geralmente em

grupos de 50 ovos. O período de incubação dos ovos dura cerca de 3 dias. (GONDIM et al. 1999).

A duração da fase larval de S. frugiperda varia de 20 a 30 dias. A fase pupal dura

aproximadamente 8 dias. O ciclo total, de ovo a adulto, de S. frugiperda varia de 31 a 41 dias,

dependendo das condições de temperatura (GONDIM et al. 1999). Este mesmo autor relata ainda

que a longevidade de adultos desta espécie é de cerca de 12 dias.

Giolo et al. (2002) detectaram que o período de incubação de ovos de S. frugiperda

desenvolvendo-se sobre arroz e milho a 25 ºC, foi de 2,0 dias. O estágio larval, de pré-pupa e de

pupa do inseto, desenvolvendo-se sobre milho e arroz a 25 ºC, variou de 13,15 a 16,45, 1,8 a 2,35

e 8,79 a 12,72 dias, respectivamente. O ciclo total (de ovo a adulto) ficou entre 25,81 e 31,94

dias. Todavia, quando o inseto desenvolveu-se na mesma temperatura, sobre dieta artificial, a

incubação de ovos, os estágios larval, de pré-pupa e de pupa e o ciclo total foram alongados.


As lagartas recém-emergidas são gregárias e raspam as folhas; nos ínstares subsequentes

dispersam-se nas plantas, localizando-se sob as brácteas das maçãs e dos botões florais, raspando-




as. Nos ínstares finais, passam a alimentarem-se da epiderme de brácteas, flores e maçãs, sendo

comum encontrar lagartas no interior de flores e maçãs. Quando desenvolvidas, as lagartas perfuram

a base das maçãs (DEGRANDE, 1998).

Períodos relativamente prolongados de estiagem favorecem o estabelecimento desta praga

na cultura (DEGRANDE 1998; GONDIM et al. 1999).

3.2 Lagarta das maçãs [Heliothis virescens (Fabricius, 1781) e Helicoverpa zea

(Boddie, 1850) (Lepidoptera: Noctuidae)]

a) Identificação

Os adultos de H. virescens são mariposas de aproximadamente 18-20 mm de comprimento

e 35-40 mm de envergadura. A asa anterior é verde-amarelada com três faixas marrons oblíquas,

correspondendo às faixas antemediana, mediana e pós-mediana (ZUCCHI et al. 1993; ALMEIDA e

SILVA 1999). As asas posteriores são claras, esbranquiçadas, semi-hialinas, com uma faixa cruzada

no centro. Nas fêmeas a asa posterior é mais clara, com bordo lateral escuro e no macho, essa

faixa é menos acentuada (ZUCCHI et al., 1993).

Os adultos de H. zea são quase uniformemente páleos, apresentando as asas anteriores

amareladas ou verde-amareladas, com mancha reniforme escura e bem demarcada. As asas

posteriores são mais claras, com uma faixa escura acompanhando a margem lateral e uma mácula

discóide (lúnula) no centro da asa (WERNER et al., 1979; ZUCCHI et al., 1993).

São insetos de hábito noturno, ficando escondidos sob as folhas durante o dia e saindo à

noite para se alimentar, acasalar e ovipositar. Os ovos são depositados, geralmente, de maneira

isolada, preferencialmente nos ponteiros, nas folhas novas ou nas brácteas dos botões florais

(GONDIM, et al, 1999).

Os ovos de ambas as espécies apresentam coloração esbranquiçada, quando recém

colocados, e são virtualmente idênticos, desenvolvendo um anel vermelho ou amarronzado após

24 horas. Apresentam formato esférico ou hemisférico e possuem cerca de 10 a 15 reentrâncias,

que irradiam do ápice dos ovos. Normalmente, são confundidos com os ovos de T. ni que, no

entanto, são mais achatados que os ovos de H. virescens e H. zea e apresentam um número muito

maior e menos proeminentes de reentrâncias (UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996; ZUCCHI et

al., 1993).

As lagartas recém-emergidas apresentam coloração creme e possuem várias fileiras de

tubérculos escuros na face superior do corpo. Passam por seis ínstares e nos ínstares finais podem

atingir 30 ou 40 mm de comprimento. Apresentam coloração variável (marrom, esverdeada, rosada,

amarelada), com manchas pretas na base das cerdas, faixas longitudinais claras e escuras ao

longo do corpo e cerdas em fileiras, curtas e abundantes. As duas espécies não podem ser distinguidas

de maneira confiável até que alcancem o terceiro ínstar. As características que permitem separar

as duas espécies encontram-se na chave para identificação de larvas e lagartas que atacam o

algodoeiro (ANEXO A). As lagartas de H. virescens possuem uma estrutura que lembra um dente


1097

na superfície interna da mandíbula, a qual não é observada em H. zea. Adicionalmente, H. virescens

possui pequenos espinhos na pele os quais são inseridos nos tubérculos que se localizam no ápice

do oitavo segmento abdominal (ANEXO A). Esta estrutura não ocorre em H. zea (LEIGH et al.,

1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996; ZUCCHI et al., 1993).

Ao final da fase larval, as lagartas deslocam-se para o solo, onde se transformam em pupas.

Estas apresentam coloração marrom-escura, localizam-se a cerca de 5 cm da superfície do solo e

podem alcançar até 20 mm de comprimento. No caso de H. virescens, pode ocorrer diapausa

nesta fase, que pode durar de 90 a 130 dias (UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996; ZUCCHI et al.,

1993).

b) Biologia

O período de pré-oviposição de H. virescens e H. zea varia de um a oito dias, dependendo da

temperatura (NADGAUDA e PITRE, 1983; ELLINGTON & EL-SOKKARI, 1986). Tanto a fecundidade

quanto a longevidade dos adultos de H. virescens são dependentes da dieta do adulto, a qual

precisa conter aminoácidos (WILLERS et al, 1987). Todavia, não existe correlação entre o tamanho

pupal e a longevidade ou fecundidade de H. virescens e H. zea, apesar de H. virescens ser mais

dependente em relação à alimentação do adulto do que H. zea para alcançar a fecundidade potencial

(LUKEFAHR e MARTIN, 1964).

A fêmea de H. virescens coloca durante sua vida cerca de 600 ovos (ZUCCHI et al., 1993).

O período de incubação dos ovos varia entre 3 e 5 dias (ZUCCHI et al, 1993). Proshold et al.,

(1982) verificaram, em experimentos desenvolvidos em laboratório, que variando a idade do

acasalamento das fêmeas a fecundidade era alterada. Fêmeas acasaladas com 1, 2, 3, 5 e 7 dias

de vida e fêmeas virgens produziram 1.211, 1.084, 924, 676, 730 e 621 ovos, respectivamente.

De maneira similar, a longevidade também foi alterada em função dos tratamentos, variando de

8,6 a 11,5 dias e alcançando maiores valores nos tratamentos com menor fecundidade.

O período de incubação de ovos de H. virescens varia de 3 a 5 dias (ZUCCHI et al., 1993).

A fase larval desta espécie dura entre 14 e 21 dias (GONDIM, et al, 1999). O ciclo, de ovo a

adulto, de H. virescens é de aproximadamente 60 dias, podendo ocorrer até três gerações durante

o ano, na cultura do algodão (ZUCCHI et al., 1993).

Mendez (2003) verificou que o ciclo de vida de H. virescens foi de 33 a 37 dias quando a

temperatura e a umidade relativa variaram de 27,3 ºC a 29,5 ºC e 71,1% a 88,5%,

respectivamente, situação na qual o inseto passou por cinco ínstares. Quando o inseto apresentou

fase larval com seis ínstares, a duração do ciclo de vida variou entre 37 E 44 dias, nas mesmas

condições de temperatura e umidade descritas anteriormente.

Correia e Vendramim (1986) realizaram ensaio em condições controladas (temperatura de

25 ºC ± 1 ºC e 60 ± 10% de umidade relativa), para avaliar a influência de cultivares de algodoeiro

na biologia de H. virescens. Os autores constataram que a duração da fase larval variou entre

23,00 dias (mínimo) e 27,42 dias (máximo), quando o inseto desenvolveu-se sobre as cultivares

SU-0450/8909 e Veludo C-71, respectivamente. A fase pupal teve duração de 13,29 dias (mínimo)




e 17,55 dias (máximo) nas cultivares IAC-18 e Veludo C-71, respectivamente. Os períodos de pré-

oviposição, oviposição e pós-oviposição variaram de 6,00 a 9,88 dias, 8,50 a 10,11 e 6,71 e

11,20 dias, respectivamente. A longevidade de machos e fêmeas oscilou de 15,50 a 21,56 dias e

21,85 a 28,33 dias, respectivamente. A fecundidade das fêmeas alcançou seu menor valor na

cultivar IAC-18 (138,20 ovos) e seu maior valor na cultivar BR-1 (450,75 ovos), sendo que o

período de incubação dos ovos situou-se entre 3,66 e 3,93 dias.

No caso de H. zea, estudos de biologia realizados com o inseto desenvolvendo-se sobre duas

dietas artificiais demonstraram que as fases de larva, de pré-pupa, de pupa e o ciclo total tiveram

duração de 17 a 23 dias (dieta 1 – D1) e 16 a 24 dias (dieta 2 – D2), 1 a 5 dias (D1) e 1 a 6 dias

(D2), 12 a 17 dias (D1) e 12 a 21 dias (D2) e 37,56 a 43,56 dias (D1) e 33,40 a 45,40 dias (D2),

respectivamente. Os períodos embrionário, de pré-oviposição, de oviposição e de pós-oviposição,

a longevidade de machos e fêmeas e a fecundidade total variaram entre 3,23 e 4,00 (D1) e 3,09

e 3,75 dias (D2), 1 e 5 (D1) e 3 e 5 dias (D2), 2 e 20 (D1) e 4 e 14 dias (D2), 0 e 4 dias (D1) e 0

e 2 dias (D2), 6 e 24 dias (D1) e 8 e 16 dias (D2), 5 e 25 dias (D1) e 9 e 19 dias (D2) e 39 e 2.356

ovos (D1) e 37 e 900 ovos (D2), respectivamente (GIOLO et al., 2006). Os insetos apresentaram

ainda taxa líquida de reprodução, intervalo entre gerações, taxa intrínseca de crescimento e taxa

finita de aumento de 41,9 ± 15,44 e 224,0 ± 69,803, 37,9 ± 0,820 e 38,5 ± 0,680, 0,100 ±

0,011 e 0,142 ± 0,010 e 1,105 ± 0,013 e 1,153 ± 0,011 nas dietas 1 e 2, respectivamente

(GARCIA et al. 2006).


A maior parte da injúria causada por H. virescens e H. zea resulta em destruição dos botões

e maçãs do algodoeiro e, em menor extensão, de flores. As lagartas mais jovens normalmente

preferem injuriar os botões. As estruturas danificadas em geral apresentam um orifício circular na

base, que pode alcançar até 6 mm de diâmetro, e fezes. Sob condição de alta umidade no dossel,

as maçãs danificadas podem apodrecer, sendo que em condição de baixa umidade relativa, adquirem

aspecto mumificado. As maçãs atacadas, normalmente, adquirem um formato característico,

conhecido como carimã (LEIGH et al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996; DEGRANDE,

1998).

3.3 Bicudo do algodoeiro [Anthonomus grandis (Boheman, 1843) (Coleoptera:Curculionidae)]

a) Identificação

O adulto de A. grandis é um besouro de coloração marrom avermelhada a cinza escuro,

sendo a coloração variável de acordo com a idade do inseto. O besouro mede em torno de 7 mm

de comprimento, variando de 4 a 8 mm, com os élitros apresentando listras longitudinais.

Caracteriza-se por possuir o bico como prolongamento da cabeça, medindo cerca de metade do

tamanho do resto do seu corpo, na extremidade do qual se encontram as peças bucais. Pode-se

distinguir o bicudo dos outros curculionídeos através de um par de espinhos localizado no fêmur da

perna anterior (GONDIM, et al., 1999). Os ovos de A. grandis são elípticos de coloração branco

brilhante e medem cerca de 0,8 mm de comprimento por 0,5 mm de largura (DEGRANDE, 1998).


1099

São inseridos através de puncturas características nos botões e maçãs. A fêmea de A. grandis

sela o orifício de oviposição, utilizando fezes ou uma substância gelatinosa, deixando uma área

elevada no local de postura.

As larvas são brancas e ápodas, com cabeça marrom-clara, apresentando de 5 a 10 mm de

comprimento e formato de C (LEIGH et al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996). A ausência

de pernas permite diferenciá-las de outras larvas encontradas nas maçãs e botões (ANEXO A).

A larva constrói uma câmara na própria estrutura que utiliza para alimentação onde se

transforma em pupa que é semelhante ao adulto. Após 3 a 5 dias as pupas se transformam em

adultos (ZUCCHI et al., 1993; LEIGH et al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).

b) Biologia

As fêmeas recém-emergidas precisam se alimentar por 3 a 5 dias antes de iniciarem apostura (ZUCCHI et al. 1993; SHOWLER, 2004). Após este período, ovipositam preferencialmenteem botões florais, flores e maçãs do algodão (ZUCCHI et al. 1993). Barros et al. (2001) avaliarambotões e maçãs de diferentes cultivares de algodão no Mato Grosso do Sul, 85 dias após a emergênciada cultura, e observaram que adultos de A. grandis preferem alimentar e ovipositar em botõesflorais da maioria das variedades testadas, com exceção de CD 402, DELTA OPAL, FIBER MAX eFACUAL. No entanto, em experimento conduzido em laboratório com chance de escolha onde seavaliou a preferência alimentar de fêmeas não fecundadas de A. grandis, observou-se que asfêmeas preferem se alimentar das maçãs, apesar da mortalidade ser maior (70%) entre os insetosdesenvolvendo-se em maçãs do que naqueles que se desenvolvem em botões florais (15%).

Alguns ensaios demonstram que o diâmetro de maçãs interfere na taxa de mortalidadeverificada. Assim, a sobrevivência de larvas em desenvolvimento é reduzida em maçãs com diâmetrosuperior a 30 mm, quando comparada com botões florais e maçãs com diâmetro inferior a 30 mm,provavelmente devido ao baixo valor nutricional das maçãs. Em condições de campo, o autorobservou que botões de 5,5 a 8,0 mm de diâmetro tem 7,8 e 25,0 vezes mais pontos de alimentaçãodo que botões de 2,0 a 3,0 mm de diâmetro e maçãs, respectivamente (GREENBERG et al., 2003).Ramiro (2001) também verificou que a campo, A. grandis exibe preferência por botões florais nafaixa de 5,0 a 8,5 mm de diâmetro e localizados no terço mediano da planta.

Busoli et al. (2001) avaliaram maçãs de diferentes idades, com e sem chance de escolha, eobservaram que a preferência alimentar do bicudo é maior em relação a maçãs com 2 dias deidade, ou seja, a suscetibilidade à injúria decresce com o aumento da idade da maçã. Sendo assim,considera-se como período de maior suscetibilidade da cultura ao ataque da praga aquelecompreendido entre o aparecimento do primeiro botão floral (em torno de 60 a 70 dias após aemergência) e a colheita (180 a 200 dias após a emergência). Showler (2004) observou que asfêmeas de A. grandis depositavam cerca de 2,7 ovos/dia, em botões de 5,5 a 8,0 mm de diâmetroe 1,0 ovo/dia em maçãs jovens. O mesmo autor observou que o número de oviposições aumentaem 2,7 vezes quando as fêmeas são alimentadas com botões de 5,5 a 8,0 mm diâmetro, em

relação às fêmeas alimentadas com botões de 2,0 a 3,0 mm de diâmetro e maçãs.

Segundo Greenberg et al. (2003), a fecundidade depende da disponibilidade de botões florais




para alimentação e oviposição. Para comprovar esta hipótese, estes autores ofereceram diariamente1, 5, 10, 15 e 20 botões/fêmea e verificaram que a fecundidade foi de 83,2, 187,6, 283,6, 259,3e 232,9, respectivamente, indicando que a disponibilidade de 10 botões diários/fêmea é suficiente,para que as mesmas expressem o máximo de sua capacidade reprodutiva. Os autores observaramtambém que a longevidade no tratamento em que foram oferecidos 20 botões para cada fêmea foide 59,8 dias, diferindo significativamente dos outros tratamentos, onde a longevidade variou entre35,3 e 37,1 dias.

Ramalho e Silva (1993) ao avaliarem o período de emergência dos adultos de A. grandis e amortalidade natural em botões florais no campo, observaram que 50% dos adultos de A. grandis

emergiram no período da 7:00 as 10:00 horas da manhã.

De acordo com Zucchi et al. (1993), o período de incubação varia de 3 a 4 dias. A faselarval dura de 7 a 12 dias, período em que as larvas alimentam-se do interior do botão, que cai aosolo em, aproximadamente, uma semana. Em experimentos realizados por Reardon & Spurgeon(2002), cerca de 80% das larvas do segundo ínstar, retiradas de botões florais atacados por A.

grandis, mudaram de ínstar na ausência de alimento, mas não sobreviveram até a fase de pupa.Ao contrário, larvas de terceiro ínstar na ausência de alimento sobreviveram, passando para afase de pupa e adulto. Estes resultados sugerem que a dissecação de botões florais, com 1 a 3 diasapós abscisão, pode induzir a uma alta mortalidade no campo.

A duração da fase de pupa varia de 3 a 5 dias. O ciclo, de ovo a adulto, varia de 11 a 67 dias(DEGRANDE, 1998). Todavia, em experimentos de laboratório realizados por Greenberg et al.,(2003), o período de desenvolvimento de ovo a adulto de A. grandis variou de 20,7 a 22,7 dias.

Gabriel et al. (1986) realizaram estudos da biologia de A. grandis em condição de laboratório,utilizando a cultivar IAC 17 como dieta e verificaram que as fases de ovo, larva e pupa e o ciclototal da primeira geração foram de 3-10, 5-22, 3-9 e 14-32 dias, respectivamente. No caso dasegunda geração, estes valores foram de 2-13, 6-18, 3-13 e 13-29 dias, respectivamente. Afecundidade das fêmeas e o período de oviposição variaram de 1-595 ovos e de 7-226 dias,respectivamente. A longevidade dos adultos variou em função da dieta utilizada, sendo de 1-252dias, 2-231 dias e 3-322 dias quando os insetos se desenvolviam sobre botões florais do algodoeiro,flores de Hibiscus e fruto de bananeira, respectivamente. Greenberg et al., (2003) verificaramque o período de desenvolvimento de ovo a adulto variou de 20,7 a 22,7 dias.

De acordo com Zucchi et al. (1993), dependendo das condições de temperatura podemocorrer até 7 gerações de A. grandis durante o ano. No período da entressafra os adultos migrampara abrigos naturais e entram em diapausa, por um período de 150 a 180 dias.


O ataque de A. grandis no algodoeiro inicia-se pelas margens da cultura, através de perfurações

de botões florais, para alimentação ou oviposicão. As brácteas tornam-se amarelas e caem após 7

dias. Quando atacadas, as flores ficam com o aspecto de “balão”, devido à abertura anormal das

pétalas (GONDIM et al., 1999). Os botões atacados pelo bicudo (contendo puncturas ou larvas em

seu interior) normalmente caem ao solo. As maçãs atacadas podem cair ao solo ou permanecerems

ligadas às plantas, ficando deformadas ou abrindo irregularmente (carimãs). Algumas ou todas as


1101

sementes presente no interior das maçãs podem ser destruídas e a fibra adquire manchas em

virtude do ataque (UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).

Os prejuízos ocasionados pelo bicudo à cultura do algodão podem alcançar até 70% da

produção (DEGRANDE, 1998).

O bicudo vive essencialmente no algodoeiro, todavia algumas plantas da família Malvaceae

(Cienfuegosia spp., Thespesia sp., Hibiscus spp., Abelmoschus sp.) também podem ser atacadas

(GONDIM et al., 1999). Cuadrado (2002), analisou o pólen de diferentes espécies de plantas

presente no trato intestinal de A. grandis, coletados na Argentina, e constatou a presença de

espécies da família Malvaceae, Compositae, Solanaceae, Euphorbiaceae e Leguminosae.

3.4 Lagarta rosada [Pectinophora gossypiella (Saunders, 1844) (Lepidoptera:Gelechiidae)]

a) Identificação

As fêmeas, mariposas de coloração, em geral, acinzentada ou amarronzada, que apresentamasas franjadas com bandas enegrecidas nas asas anteriores e coloração cinza prateada nas asasposteriores, têm hábitos noturnos, escondendo-se na parte basal das plantas ou no solo, abaixo dasplantas, durante o dia. Alcançam 8-9 mm de comprimento e apresentam envergadura de 15-20 mm (ZUCCHI, 1993; INGRAM, 1994; LEIGH et al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA,1996).

Os ovos não são facilmente detectados em campo, por serem pequenos (0,5 mm decomprimento por 0,25 mm de diâmetro) e, usualmente, ficarem escondidos sob o cálice de maçãsjovens. No início da estação de crescimento das plantas, quando as estruturas reprodutivas aindanão estão disponíveis, é comum encontrarem-se ovos de P. gossypiella em locais protegidos, nasaxilas dos pecíolos ou pedúnculos, na face dorsal das folhas, sob folhas mais velhas na junção dasnervuras principais ou nos botões e nas flores. São depositados isoladamente ou em pequenosgrupos de 4 ou 5 e, logo que são depositados, apresentam coloração esbranquiçada, tornando-sealaranjados ou rosáceos próximos à eclosão, permitindo visualizar a cápsula cefálica (ZUCCHI,1993; INGRAM, 1994; LEIGH et al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).

As lagartas recém-emergidas são brancas e alcançam em torno de 1 mm de comprimento.No terceiro ínstar, as lagartas alcançam cerca de 6 mm de comprimento e começam a apresentarcoloração rosácea, que se torna mais evidente nos ínstares finais. As falsas pernas inseridas entreo terceiro e o sexto segmento abdominal contém de 15-20 ganchos dispostos em um círculoincompleto com a abertura voltada para fora (ANEXO A) (ZUCCHI, 1993; INGRAM, 1994; LEIGHet al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).

Após completarem o período larval, as lagartas deixam as estruturas atacadas para formarum casulo sedoso, que hospedará a pupa (marrom brilhante), localizando-se, em geral, próximo àsuperfície do solo. Eventualmente, as lagartas podem formar a pupa no interior de maçãs atacadas,porém raramente é possível encontrar pupas no interior de flores (ZUCCHI, 1993; INGRAM, 1994;

LEIGH et al., 1996; UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996).




b) Biologia

O tempo médio de incubação dos ovos é de 4 dias, variando de 3,5 a 6 dias (INGRAM,

1994). A lagarta passa por cinco ínstares, com o período larval variando de 10 a 14 dias, com

média de 12,2 dias (SWAMY e RAO 2002). Todavia, Watson e Johnson (1974) verificaram que

as lagartas de P. gossypiella podem passar por quatro ou cinco ínstares (25%). O período pupal

varia de 6,0 a 7,5 dias, com média de 6,6 dias (SWAMY e RAO 2002) ou de 8 a 13 dias,

dependendo da temperatura (INGRAM, 1994). A lagarta apresenta período pré-pupal, que é

desenvolvido no interior do casulo de seda construído pela larva e tem duração de 2,5-3,5 dias

(INGRAM, 1994). A emergência dos adultos dá-se geralmente durante a noite entre 19:00 e

04:00 h. O ciclo de vida varia de 23 a 36 dias, com média de 29,7 dias (SWAMY & RAO 2002).

O número de ovos depositados varia entre 100 e 500, dependendo do tamanho e da

longevidade das fêmeas. A longevidade de machos e fêmeas é variável em função da ocorrência

ou não de fenômenos como diapausa e suas derivações. Assim, os adultos podem viver por 5-56

dias com as fêmeas apresentando, em geral, ciclo mais longo que o dos machos (INGRAM, 1994).

El-Sayed e El-Rahman (1960) detectaram que a longevidade de adultos de P. gossypiella foi reduzida

à medida que se aumentava a temperatura. O aumento na umidade relativa prolongou a vida dos

adultos.


As lagartas atacam as maçãs de 10-20 dias de idade, perfurando-as na região protegida

pelas brácteas, sendo o orifício de entrada extremamente pequeno. Uma vez dentro das maçãs é

comum verificar-se a formação de um calo no local de ataque. As lagartas alimentam-se das

sementes e do conteúdo interno das maçãs jovens. No caso das maçãs mais velhas, em geral,

completam seu desenvolvimento alimentando-se de três ou quatro sementes. No interior das maçãs,

as lagartas constroem túneis arredondados entre as sementes ou através das paredes dos lóculos.

Várias lagartas podem infestar uma única maçã (INGRAM, 1994).

Em decorrência do ataque, pode ocorrer queda de botões, injúria às flores, perda total de

maçãs pequenas e dano parcial em maçãs mais velhas. Mesmo este dano parcial pode comprometer

a produção uma vez que as maçãs que apresentam este tipo de ataque normalmente apresentam

abertura irregular, comprometendo a colheita manual. O ataque de P. gossypiella contribui, ainda,

para reduzir a quantidade de pluma e de semente colhida, bem como a qualidade da fibra, afetando

o comprimento, a resistência e o micronaire e ocasionando manchas (FRY et al, 1978).

As flores e maçãs atacadas adquirem formato característico, sendo este sintoma conhecido

como roseta e carimã, respectivamente (INGRAM, 1994; ALMEIDA & SILVA, 1999).

O orifício de abertura, que as fêmeas deixam ao abandonar as estruturas atacadas para

transformar-se em pupa, predispõe tais órgãos ao ataque de Aspergillus flavus que é responsável

pela produção de aflatoxinas (HENNEBERRY et al., 1978)


1103

3.5 Percevejo manchador [Dysdercus spp. (Hemiptera: Pyrrhocoridae)]

a) Identificação

As espécies D. peruvianus, D. chaquensis e D. ruficolis predominam na cultura do algodoeiro

(GONDIM et al., 1999).

São insetos de 10 a 20 mm de comprimento, com coloração de laranja-avermelhados a

café-claro. Têm a cabeça e apêndices marrom-escuros, o tórax com três listras brancas na base

das pernas. As antenas e pernas são geralmente avermelhadas na base e pretas na extremidade.

Existe uma marca preta na parte mais larga de cada hemiélitro no caso de D. ruficolis. As asas

formam, em repouso, uma mancha em forma de “V” invertido (DEGRANDE, 1998).

Os ovos medem aproximadamente 1,5 mm de comprimento, são de superfície lisa,

esbranquiçados, logo após a oviposicão, tornando-se, posteriormente, amarelados ou alaranjados

(DEGRANDE, 1998).

Após a emergência, as ninfas de Dysdercus spp. passam por cinco ínstares. No primeiro

ínstar, as ninfas apresentam coloração rosa e não se alimentam. Nos segundos e terceiros ínstares

alimentam-se de sementes tenras no solo. Nos últimos ínstares aglomeram-se nas maçãs e capulhos,

sugando a seiva das sementes. Depois de desenvolvidas, as ninfas medem cerca de 8 a 13 mm de

comprimento e são de cor avermelhada (GONDIM et al., 1999).

b) Biologia

De acordo com Almeida & Silva (1999), a cópula dura cerca de 3 dias e o período de pré-

oviposicão pode variar de 5 a 12 dias. Para D. ruficollis, o período de pré-oviposicão foi 9,6 dias

(GONÇALVES, 2000) e 5,88 dias, para D. peruvianus (MILANO et al., 1999).

A fêmea de Dysdercus spp. faz a postura nas fendas do solo úmido ou em restos vegetais,

em grupos de até 100 ovos (GONDIM et al., 1999). Cada fêmea coloca em média 400 ovos

durante sua vida (ZUCCHI et al., 1993). A fêmea de D. ruficollis apresenta capacidade reprodutiva

de 273,35 ovos, em média (GONÇALVES, 2000).

O período de incubação dos ovos dura cerca de 10 dias (ALMEIDA e SILVA, 1999). Em

condições de laboratório, os ovos de D. ruficollis e D. peruvianus apresentam período de incubação

de 6 dias e 6,8-7,0 dias, respectivamente (BRISOLLA et al., 1992; MILANO et al., 1999;

GONÇALVES, 2000).

A fase ninfal de Dysdercus varia de 23 a 35 dias (ALMEIDA e SILVA, 1999). Para D.

ruficollis, a duração é de aproximadamente 31,35 dias para ninfas machos e 32,50 dias para

ninfas fêmeas (GONÇALVES, 2000). Para D. peruvianus o período ninfal durou de 28,58 (BRISOLLA

et al., 1992) e 30,3 dias (MILANO et al., 1999).

Adultos de Dysdercus spp. vivem de 25 a 80 dias (GONDIM et al., 1999). D. ruficollis

apresenta uma longevidade média de 49,17 para fêmeas e 44,25 dias para machos (GONÇALVES,




2000). As fêmeas e machos de D. peruvianus vivem 37,0 e 55,8 dias, respectivamente (BRISOLLA

et al., 1992).

O ciclo biológico de Dysdercus spp. é aproximadamente 45 dias (ALMEIDA e SILVA, 1999).

Para D. ruficollis o ciclo de vida variou de 81,60 a 87,67 dias, para machos e fêmeas,

respectivamente.

b) Sintomas de ataque

Os adultos e ninfas de Dysdercus spp. ao sugarem as maçãs e as sementes do algodão

causam queda ou retardamento no desenvolvimento de maçãs novas, com menos de 25 dias,

formando calosidades no interior da parede locular picada. Provocam também a abertura defeituosa

do capulho (sintoma conhecido como maçã bico de papagaio) e causam a podridão das fibras, por

abrirem porta de infecção para bactérias e fungos, através dos orifícios de sucção. Provocam

ainda manchas nas fibras de cor marrom-amarelada, em decorrência de seus dejetos (daí a

denominação de percevejo manchador) e podem reduzir o teor de óleo e o poder germinativo das

sementes de algodão (ZUCCHI et al., 1993; GONDIM et al., 1999).

3.6 Percevejo-rajado [Horcias nobilellus (Berg., 1883) (Hemiptera: Miridae)]

a) Identificação

Os adultos são de coloração brilhante, com listras vermelhas, amarelas e brancas,

apresentando no escutelo e no hemiélitro um V característico, também de cor amarela (ZUCCHI

et al., 1993).

As ninfas são semelhantes aos adultos, exceto pela presença de um Y invertido no abdômen.

São avermelhadas e apresentam manchas pretas e amarelas pelo corpo (ZUCCHI et al., 1993;

GALLO et al. 2002).

As fêmeas ovipositam nos ramos mais tenros, onde introduzem a extremidade do abdômen

e colocam um ovo de forma alongada, coloração branco brilhante e que apresenta em torno de

1 mm de comprimento (ZUCCHI et al., 1993; GALLO et al. 2002).

b) Biologia

O ciclo biológico tem duração aproximada de 27 a 35 dias, o período de incubação dos ovos

fica em torno de 12 dias e período ninfal dura entre 15 e 20 dias. As ninfas passam por cinco

ínstares. Cada fêmea coloca em torno de 70 ovos e a longevidade dos adultos é de aproximadamente

25 dias (ZUCCHI et al., 1993).


Suga os ramos das plantas do algodoeiro provocando queda de botões florais, flores e maçãs

novas (“shedding”). Também é capaz de sugar as maçãs provocando uma deformação denominada

bico-de-papagaio. As maçãs atacadas não se abrem e, assim, a produção é reduzida (ZUCCHI et


1105

al., 1993). Possuem ocorrência restrita a alguns locais e condições específicas onde se cultiva o

algodoeiro (comum em lavouras de pequenos agricultores do Cerrado de Mato Grosso).

3.7 Outras Pragas

Outros artrópodes que também atacam o algodoeiro e que possuem importância secundária

ou ocorrência restrita e que incluem os percevejos migrantes da soja, o percevejo castanho

(Scaptocoris castanea Perty, 1839, Hemiptera: Cydnidae), a lagarta rosca (Agrotis ipsilon Hüfnagel,

1767, Lepidoptera: Noctuidae), a broca da raiz do algodão (Eutinobothrus brasiliensis Hambleton,

1937, Coleoptera: Curculionidae) não serão abordados nesta revisão. Maior detalhe a este respeito

podem ser encontrados em ZUCCHI et al., (1993), DEGRANDE (1998) e ALMEIDA & SILVA

(1999).

4 REFERÊNCIAS

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ANEXO A

CHAVE PARA IDENTIFICAÇÃO DE LARVAS E LAGARTAS QUE ATACAM OALGODOEIRO

1. a) Larvas apresentam pernas verdadeiras no tórax e falsas pernas no abdômen (Fig. 9)- 2

b) Pernas verdadeiras e falsas pernas ausentes (Fig. 10); as larvas alcançam até 6 mm decomprimento, possuem formato de C e se localizam no interior de botões e maçãs –bicudo do algodoeiro (Anthonomus grandis)

2. a) Larvas apresentam cerdas esparsas e numerosos espinhos pequenos os quais não sãoagrupados; alimentam-se de maneira a ficarem expostas - 3

b) Larvas apresentam cerdas esparsas e numerosos espinhos pequenos os quais não sãoagrupados, alimentam-se de maneira a ficarem localizadas dentro de botões flores emaçãs - 4

3. a) Falsas pernas presentes e inseridas entre o terceiro e sexto segmento do abdômen – 4

b) Falsas pernas ausentes ou muito reduzidas no terceiro e quarto segmento abdominais –Trichoplusia ni

4. a) Presença de falsas pernas inseridas do terceiro ao sexto segmento abdominal,contendo estruturas que lembram o formato de um gancho e dispostas em linha no ladointerno das falsas pernas (Fig. 11); as larvas alcançam até 5 mm de comprimento – 5;

b) Presença falsas pernas inseridas do terceiro ao sexto segmento abdominal, contendoestruturas que lembram o formato de um gancho e dispostas em círculo no lado internodas falsas pernas (Fig.11); as larvas alcançam até 9 mm de comprimento, são rosadasquando completamente desenvolvidas, alimentam-se de botões, flores e maçãs e,raramente, encontram-se expostas sobre a folhagem – Pectinophora gossypiella

5. a) Maior parte da superfície corporal coberta com pequenos espinhos e apresentandocerdas mais longas inseridas em cada segmento (Figura 10). Os espinhos são visíveiscom aumentos de 10 a 20 x – 6

b) Pele sem presença de saliências, lisa; cerdas no topo do oitavo segmento abdominal,originadas de tubérculos distintos da pele que envolve o corpo do inseto – Spodoptera

frugiperda

6. a) Pequenos espinhos presentes e inseridos em tubérculos no topo do oitavo segmentoabdominal (Fig. 12). Presença de dente pronunciado no lado interno da mandíbula (Fig.12), podendo apresentar-se gasto ou quebrado em alguns espécimes – Heliothis virescens

b) Espinhos inseridos em tubérculos do oitavo segmento abdominal ausente; dente na

mandíbula interna ausente (Fig. 13) – Helicoverpa zea

1115



FIG. 9. Características utilizadas para identificar lagartas. Adaptado de: UNIVERSITY OF CALIFORNIA,1996.

FIG. 10. Larva do bicudo do algodoeiro (esquerda) e detalhe mostrando superfície corporal coberta compequenos espinhos e cerdas mais longas inseridas em cada segmento (direita). Adaptado de: UNIVERSITYOF CALIFORNIA, 1996.



FIG. 11. Estruturas em formato de gancho, dispostas em linha (esquerda) e em círculo (direita) inseridasno lado interno das falsas pernas. Adaptado de: UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996.

FIG. 12. Detalhe mostrando presença de espinhos no ápice de tubérculos localizados no oitavo segmentoabdominal (esquerda) e dente pronunciado presente nas mandíbulas de H. virescens (direita). Adaptadode: UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996.

1117



FIG. 13. Detalhe mostrando ausência de espinhos no ápice de tubérculos localizados no oitavo segmentoabdominal de H. zea. Adaptado de: UNIVERSITY OF CALIFORNIA, 1996.

revista v10 n 3 2006 - bio.ufpr.br · as raízes, caule, folhas, botões florais, maçãs e...

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