protocolos técnicos - maare...paralaxe cognitiva e magnificação..... 67 processamento e análise...

Protocolos Técnicos Volume 2 de 2

Indicadores Biológicos

Maio de 2017

Contratante:

Executores:

COORDENAÇÃO

Profª. Drª. Bárbara Segal Ramos

VICE COODERNAÇÃO

Profª. Drª. Andrea Santarosa Freire

GERENTE DO PROJETO

Marcio Soldateli

ORGANIZAÇÃO

Ana Flora Sarti de Oliveira e Camila Ayroza

O Projeto MAArE originou-se a partir de uma condicionante indicada pelo Instituto Chico Mendes para Conservação da Biodiversidade (ICMBio), no âmbito do processo de licenciamento ambiental do IBAMA, relacionado às atividades da PETROBRAS.

Catalogação na fonte pela Biblioteca Universitária da

Universidade Federal de Santa Catarina

U58 Universidade Federal de Santa Catarina.

Protocolos Técnicos : volume 2 de 2. :

Indicadores Biológicos / Coordenação:

Bárbara Segal Ramos ; Vice Coodernação: Andrea Santarosa Freire ; Gerente do Projeto: Marcio

Soldateli ; Organização: Ana Flora Sarti de Oliveira e Camila Ayroza.

Florianópolis : UFSC/MAArE, 2017.

82 p. : il., gráf., mapas, tab. Inclui bibliografia. Projeto MAArE : Monitoramento ambiental da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo e Entorno

1. Censo visual, Fotoquadrado, Transecto em

linha, Reef Check, Elutriação, Busca ativa,

Unidade de Conservação – Santa Catarina -

Relatórios. I. Ramos, Bárbara Segal. II.

Freire, Andrea Santarosa. III. Soldateli,

Marcio. IV. Sarti de Oliveira, Ana Flora. V.

Ayroza, Camila.

CDU: 502.62(816.4)(047)

ISBN 978-85-64093-56-0

Como citar este documento: MAArE (2017) Projeto de Monitoramento Ambiental da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo e

Entorno. Protocolos Técnicos – Volume 2: Indicadores Biológicos. Florianópolis/SC.

Aprovações do documento original:

Cargo Data Assinatura

Coordenação

Vice Coordenação

Gerente do Projeto

Projeto MAArE Monitoramento Ambiental da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo e Entorno

5

Sumário

1 Introdução ..................................................................................................... 13

2 Instalação e monitoramento dos sensores de temperatura ............................. 16

Apresentação ................................................................................................... 16

Objetivo ........................................................................................................... 16

Escolha do ponto de amostragem ..................................................................... 16

Modelo do equipamento .................................................................................. 16

Organização pré-operacional ............................................................................ 17

Instalação do equipamento no costão ............................................................... 17

2.6.1 Materiais utilizados para a ancoragem do aparelho ......................................................... 17

2.6.2 Procedimentos para instalação: ........................................................................................ 18

2.6.3 Sinalização do equipamento:............................................................................................. 19

2.6.4 Check list para campo ........................................................................................................ 20

Logística de instalação e troca dos Data Loggers................................................ 21

2.7.1 Diretrizes em campo para instalação ................................................................................ 21

2.7.2 Diretrizes para troca .......................................................................................................... 21

3 Taxonomia e biodiversidade de algas marinhas ............................................. 22

Apresentação ................................................................................................... 22

Objetivo geral ................................................................................................... 22

3.2.1 Objetivos específicos ......................................................................................................... 23

Localização da área de estudo/estações amostrais ............................................ 23


3.4.1 Treinamento da equipe ..................................................................................................... 23

3.4.2 Procedimentos realizados pré-campo ............................................................................... 23

3.4.3 Preparação para a coleta das macroalgas do costão......................................................... 24

3.4.4 Preparação para a coleta de dados dos bancos de rodolitos ............................................ 25

Logística de operação ....................................................................................... 25

3.5.1 Procedimento pré-mergulho ............................................................................................. 25

3.5.2 Logística e processo de coleta de dados das macroalgas do costão ................................. 26


6

3.5.3 Logística e processo de coleta de dados dos bancos de rodolitos .................................... 26

Procedimentos pós-coleta................................................................................. 28

Processamento e análise de dados .................................................................... 29

3.7.1 Análises morfológicas e taxonomia das macroalgas do costão ......................................... 29

Processamento das imagens em laboratório ...................................................... 30

Resultados ....................................................................................................... 30

Bibliografia ................................................................................................... 31

4 Invertebrados de substrato inconsolidado ...................................................... 32

Apresentação ................................................................................................... 32

Objetivo ........................................................................................................... 32

Metodologia ..................................................................................................... 32

Identificação da área de estudo/sítios amostrais ............................................... 33


4.5.1 Procedimentos pré-campo ................................................................................................ 33

4.5.2 Check list – Listagem, definição e quantidade de materiais e equipamentos para a

realização das saídas de campo ................................................................................................................... 33

Organização operacional ................................................................................... 36

4.6.1 Para a coleta, o procedimento é realizado da seguinte forma .......................................... 36

4.6.2 Granulometria do sedimento ............................................................................................ 37

4.6.3 Identificação da macrofauna ............................................................................................. 37

Bibliografia ....................................................................................................... 38

5 Macroinvertebrados de substrato consolidado ............................................... 39

Apresentação ................................................................................................... 39

Objetivos específicos ........................................................................................ 39


5.3.1 Treinamento de equipe ..................................................................................................... 39

5.3.2 Preparação do material de coleta de dados ...................................................................... 40

5.3.3 Preparação para a coleta de dados do banco de corais rolados Madracis decactis ......... 42

Logística de coleta e operação........................................................................... 43


7

5.4.1 Diretrizes para coleta de dados de macroinvertebrado e substrato ................................. 43

5.4.2 Diretrizes para coleta de dados do banco de Madracis decactis ...................................... 45

Logística em campo .......................................................................................... 47

5.5.1 Logística para coleta de dados de macroinvertebrados e substrato ................................. 47

5.5.2 Logística para monitoramento do banco de Madracis decactis ........................................ 48

Bibliografia ....................................................................................................... 48

ANEXO I – Modelo de planilha para coleta de dados de macroinvertebrados ..... 50

ANEXO II – Modelo de planilha para coleta de dados de substrato ..................... 51

6 Crustáceos ..................................................................................................... 52

Apresentação ................................................................................................... 52


Localização da área de estudo/estações amostrais ............................................ 52


6.4.1 Treinamento de equipe ..................................................................................................... 53

6.4.2 Preparação do material de coleta ..................................................................................... 53


6.5.1 Diretrizes para a captura de crustáceos ............................................................................ 56

6.5.2 Diretrizes para a coleta de dados de crustáceos com censo visual ................................... 56

6.5.3 Passo a passo da operação de mergulho ........................................................................... 59

Processamento e análise das amostras, dados e imagens em laboratório ........... 60

6.6.1 Crustáceos capturados para análise qualitativa: ............................................................... 60

6.6.2 Dados coletados com censo visual (UVC) para analise quantitativa: ................................ 60

Resultados ....................................................................................................... 61

6.7.1 Crustáceos capturados para análise qualitativa: ............................................................... 61

6.7.2 Dados coletados com censo visual (UVC) para análise quantitativa: ................................ 61

Bibliografia ....................................................................................................... 61

7 Biodiversidade de peixes recifais .................................................................... 63

Apresentação ................................................................................................... 63



8

Área de estudo ................................................................................................. 63


Equipamentos essenciais para a coleta de dados (censos visuais subaquáticos-

CVS) 64


Treinamento para identificação, quantificação e minimização do efeito de

paralaxe cognitiva e magnificação ........................................................................................... 67

Processamento e análise de amostras, dados e imagens em laboratório ............ 68

Conversão de dados de densidade em biomassa ............................................... 68

Análise de dados ........................................................................................... 70

Tratamento e processamento de imagens ..................................................... 70

Resultados e disponibilização dos dados ........................................................ 70

Bibliografia ................................................................................................... 71

8 Biodiversidade de bentos de substrato consolidado e espécies exóticas .......... 73

Apresentação ................................................................................................... 73



8.3.1 Etapas da organização pré-operacional ............................................................................ 74


8.4.1 Etapas operacionais coletivas ............................................................................................ 78

8.4.2 Etapas operacionais desta subárea ................................................................................... 78

8.4.3 Amostras ............................................................................................................................ 79

8.4.4 Procedimentos após o campo ........................................................................................... 79

Processamento e Análise de Amostras, Dados e Imagens em Laboratório .......... 80

8.5.1 Passo a passo dos procedimentos ..................................................................................... 80

8.5.2 Envio de amostras para especialistas ................................................................................ 81

Resultados ....................................................................................................... 81

8.6.1 Disponibilização de dados, resultados e imagens ............................................................. 81

8.6.2 Formulários de entrada de dados ...................................................................................... 81


9

Bibliografia ....................................................................................................... 81


10

Lista de figuras

Figura 1.1 Área de estudo do Projeto MAArE – Projeto de Monitoramento Ambiental da Reserva

Biológica Marinha do Arvoredo e Entorno. O polígono delimitado pela linha tracejada representa

a área da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo. Estações oceanográficas completas:

amostragem de parâmetros físico-químicos, plâncton e sedimento; CTD: amostragem de

parâmetros físico-químicos. + indica a localização de instrumentos para registros de dados

contínuos: marégrafo, ADCP e estação meteorológica. ................................................................ 14

Figura 1.2 Modelo de planilha de dados de campo. ............................................................................. 15

Figura 2.1 Data Logger 64K Onset HOBO modelo UA-002-64 .............................................................. 17

Figura 2.2 Sistema de ancoragem para o data logger. 1) Pedaço de mangueira, 2) Pedaço de mangueira

mais massa EPOXI, 3) Sitema de ancoragem, a mangueira é fixa o costão com massa EPOXI, um

lastro de um quilo é preso ao sistema para evitar perdas. Pela mangueira passa-se o cordão

náutico que ata o data logger ao sistema Ilustração: Edson Faria. .............................................. 18

Figura 2.3 Sensor de temperatura fixo ao costão preso pela ancoragem confeccionada com massa

epóxi, cabos náuticos finos, um pedaço de mangueira de jardim e uma placa sinalizadora. Foto:

Edson Faria. ................................................................................................................................... 20

Figura 3.1 Os fotoquadrados foram realizados antes da coleta qualitativa para não haver modificações

ambientais. Sendo assim, na ida do transecto foram tiradas fotos e na volta teve a coleta de três

espécimes de cada morfotipo. ....................................................................................................... 28

Figura 4.1 Exemplo de etiqueta de campo. ........................................................................................... 35

Figura 4.2 Exemplo de etiqueta definitiva. ............................................................................................ 36

Figura 5.1 Estrutura em PVC para escrita subaquática (A) e trena milimetrada (B). Foto: Acervo MAArE.

....................................................................................................................................................... 41

Figura 5.2 Estrutura de PVC para as fotografias e (B) Suporte de PVC para câmera fotográfica. Fotos:

Acervo MAArE. ............................................................................................................................... 42

Figura 5.3 Transecto de faixa para macroinvertebrados. ..................................................................... 43

Figura 5.4 Transectos de linha para substrato, com marcações a cada 0,5m. ..................................... 44

Figura 5.5 Esquema para inferência da rugosidade do terreno em transecções sobre costões rochosos.

Modificado de Freiwald et al. 2013b. ............................................................................................ 45

Figura 5.6 Esquema indicando os transectos A (6 a 7,5 m profundidade), B (8 a 9 m), C (10 m) e D (12

m) e matacões. Os pequenos pontos sólidos representam regiões com maior adensamento de

colônias de corais. Demais regiões não identificadas representam substrato não consolidado.

Escala: 1:200 (Gregoletto, et al. 2011). ......................................................................................... 46


11

Figura 6.1: Modelo da etiqueta para coleta de organismos. ................................................................ 54

Figura 6.2 Estrutura de PVC para escrita subaquática. Foto: Acervo MAArE. ...................................... 55

Figura 6.3 Trena milimetrada. Foto: Acervo MAArE. ............................................................................ 55

Figura 6.4 Perfil esquemático dos recifes rochosos em Santa Catarina, evidenciando a área

infralitorânea de um ponto amostral. Com os três padrões de profundidade delimitado pelos

transectos (área amostral 1, 2 e 3); e os quatro micro habitats para os decápodes: habitat externo

(em cima das rochas), habitat crevicular (na sombra entre as rochas), habitat interface (entre

costão e areia) e o habitat arenoso. Ilustração: Bruno Giraldes. .................................................. 57

Figura 6.5 Desenho esquemático dos transectos, que foram estendidos por padrão de profundidade

em cada ponto amostral. Evidenciando a área amostral de cada um dos quatro transectos. ..... 57

Figura 6.6 Modelo da prancheta de anotações subaquáticas para decápodes, com a coluna das

espécies, uma coluna para cada habitat (externo, crevicular, interface e móvel) e uma para as

associações. ................................................................................................................................... 58

Figura 7.1 Prancheta tubular graduada de 0 a 25 cm, em PVC (40 mm) para a anotação dos dados in

situ. Foto: Acervo MAArE. .............................................................................................................. 65

Figura 7.2 Figura esquemática mostrando a transecção linear com 20m de extensão por dois metros

de largura [um metro para a esquerda e um metro à direita, resultando em uma réplica (parcela)

de 40m². ......................................................................................................................................... 66

Figura 7.3 O mergulhador nadou com velocidade constante desenrolando uma trena até a marca dos

20 m enquanto registrou os peixes que se encontravam até um metro para cada lado do transecto.

Foto: Acervo MAArE. ...................................................................................................................... 67

Figura 7.4 Planilha (linguagem matricial Excel©) utilizada para inserir os dados coletados em campo.

....................................................................................................................................................... 69

Figura 8.1. Colônias de Tubastraea coccinea encontradas na Ilha do Arvoredo. Fotos: Bruna F.

Gregoletto. ..................................................................................................................................... 73

Figura 8.2. Invertebrados bênticos exóticos em Santa Catarina. (A) Tubastraea coccinea, (B) Styela

plicata e (C) Ophiothela mirabilis. Fotos: Júlia N. de Souza (T. coccinia), João L. Carraro (S. plicata)

e Jonathan W. Lawley (O. mirabilis). ............................................................................................. 74

Figura 8.3. Modelo de prancheta de PVC utilizada pela equipe BEE elaborada por Anderson Batista.

Foto: Acervo MAArE. ...................................................................................................................... 76

Figura 8.4. Modelo para confecção de etiquetas para as amostras de material biológico. As

características que foram transcritas para as etiquetas seguiram o modelo representado à

esquerda, conforme exemplificado no modelo à direita. .............................................................. 77


12

Figura 8.5. Busca de espécies exóticas pela equipe BEE. Foto: Bruna F. Gregoletto............................. 79


13

1 Introdução

Atendendo a Condicionante de Licença de Instalação N° 675/2010 emitida pelo Instituto

Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis (IBAMA) a PETOBRAS financiou o

Projeto de Monitoramento Ambiental da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo e Entorno (Projeto

MAArE). Sua elaboração foi idealizada em uma parceria firmada entre a Reserva Biológica Marinha do

Arvoredo e o Departamento de Ecologia e Zoologia da Universidade Federal de Santa Catarina. A

Fundação de Amparo à Pesquisa (FAPEU) foi responsável pelo apoio administrativo. O objetivo geral

do projeto foi subsidiar um Programa de Monitoramento contínuo e sistematizado na Reserva

Biológica Marinha do Arvoredo baseado em indicadores biológicos, associados a uma caracterização

de parâmetros oceanográficos. Espera-se que os resultados dessa fase preliminar com duração de três

anos possam servir de base para a estruturação de um programa contínuo de monitoramento da

qualidade ambiental do ecossistema marinho, de forma a apoiar o processo de gestão da UC. O projeto

é subdividido em duas grandes áreas denominadas Parâmetros Oceanográficos e Indicadores

Biológicos, que tiveram como área de estudo ambientes da REBIO Arvoredo e também áreas

adjacentes (Figura 1.1).

Em 2013 teve início a mobilização técnica para execução do projeto, em 2014 foram adquiridos

os primeiros dados. No entanto, nesse primeiro ano parte da logística das campanhas foi viabilizada

pelos laboratórios da UFSC, uma vez que uma série de insumos ainda não estavam disponíveis devido

a atrasos na mobilização. Os referidos atrasos resultaram em uma campanha fora da época adequada

(verão) e dificuldades de participação por causa do semestre letivo em andamento na Universidade, o

que por sua vez gerou dificuldades de padronização das amostragens nesse período. O presente

documento contém os protocolos de coleta dados das seis subáreas contidas na Área Indicadores

Biológicos, além dos procedimentos de aquisição de dados de temperatura. Cabe destacar que foi

adotada a prática de coletar dados das condições ambientais dos sítios amostrais nos dias de

campanha de campo (Figura 1.2).


14

Figura 1.1 Área de estudo do Projeto MAArE – Projeto de Monitoramento Ambiental da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo e Entorno. O polígono delimitado pela linha tracejada representa a área da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo. Estações oceanográficas completas: amostragem de parâmetros físico-químicos,

plâncton e sedimento; CTD: amostragem de parâmetros físico-químicos. + indica a localização de instrumentos

para registros de dados contínuos: marégrafo, ADCP e estação meteorológica.


15

Figura 1.2 Modelo de planilha de dados de campo.


16

2 Instalação e monitoramento dos sensores de temperatura

Pesquisador Responsável: Bárbara Segal

Elaborado por: Edson Faria Junior e Amanda Giraldes

Colaboradores: Ana Flora Sarti de Oliveira

Apresentação

A temperatura é um dos parâmetros abióticos mensurados pelo Projeto MAArE. Além de

dados de temperatura coletados com o equipamento oceanográfico (CTD - Conductivity, Temperature,

and Depth), foram instalados Data Loggers em diferentes profundidades nos costões amostrados para

a avaliação de indicadores biológicos.

Objetivo

Obter séries temporais de dados de temperatura medidos in situ.

Escolha do ponto de amostragem

A localização dos pontos de monitoramento deve considerar acessibilidade do ponto para

manutenção e troca do aparelho, além da cobertura espacial pertinente ao trabalho. Pontos de

mergulho, caça subaquática e visitação intensa devem ser evitados uma vez que a retirado do aparelho

do ambiente pelo público leigo é bastante comum, o que acarreta a perda dos dados. Caso exista a

necessidade de amostragem em locais com estas características é importante que o data logger seja

instalado em fendas e locais com pouca visibilidade, devidamente mapeados para posterior

recuperação.

Modelo do equipamento

No projeto MAArE foram instalados Data Loggers 64K Onset HOBO modelo UA-002-64 (Figura

2.1). Este modelo em miniatura é especifico para medição de temperatura, é à prova d’ água e possui

64K de memória. Pode ser usado em aplicações internas, externas e submersas. Armazena em torno

de 52 mil medições. Suas vantagens são: baixo custo para monitoramento de temperatura com

indicação de alarme ou intensidade de luz; acoplador à prova d’água para uso em locais úmidos ou

debaixo d’água; leitura de dados em menos de 30 segundos via interface óptica rápida USB; ambiente

de operação ao ar livre e subaquática (http://www.onsetcompbrasil.com.br acesso 03/12/2013).


17

Organização pré-operacional

O equipamento precisa ser configurado antes de ser levado à campo. Todas as instruções estão

no manual do aparelho. No presente projeto as medições de temperatura foram realizadas em

intervalos de dez a 20 minutos.

Instalação do equipamento no costão

2.6.1 Materiais utilizados para a ancoragem do aparelho

- 10cm de mangueira de PVC transparente;

- 2m de cordão náutico fino (que passe por dentro da argola do Data Logger);

- Adesivo Epóxi para aplicação subaquática (Tubolit ou Compound Tix);

- Faca de mergulho;

- 1 lastro de 1kg;

- Abraçadeiras de plástico;

- Mosquetões para prender o sensor no colete de mergulho (segurança);

- Placa sinalizadora.

Figura 2.1 Data Logger 64K Onset HOBO modelo UA-002-64


18

2.6.2 Procedimentos para instalação:

1º passo: Organizar a ancoragem que servirá para prender o sensor no costão (Figura 2.2). O

sistema de ancoragem, conforme o item 3 da Figura 2.2, deve ser montado no dia anterior a

instalação. Este procedimento evita a perda de tempo fazendo nós em baixo d’água durante a

instalação, tendo em vista a necessidade de execução de outras tarefas como colar a ancoragem

e esconder o lastro para evitar furtos.

Figura 2.2 Sistema de ancoragem para o data logger. 1) Pedaço de mangueira, 2) Pedaço de mangueira mais massa EPOXI, 3) Sitema de ancoragem, a mangueira é fixa o costão com massa EPOXI, um lastro de um quilo é preso ao sistema para evitar perdas. Pela mangueira passa-se o cordão náutico que ata o data logger ao sistema Ilustração: Edson Faria.

2º passo: Ainda em terra ou no barco, passe o cordão náutico por dentro do cano de maneira

a amarrar o Data Logger na ancoragem. Passe outro cordão por dentro do cano e maneira a amarrar

um lastro de 1 kg. O cordão do lastro deve ser mais comprido, pois após amarrar deve-se esconder o

lastro em alguma fresta do costão e cobri-lo com pequenas pedras para evitar ser encontrado e

furtado (Figura 2.2). Para todas as amarrações é recomendado usar o nó lais-de-guia, terminado com

um fiel, e prendendo a ponta solta do cabo com uma abraçadeira. (Lembre-se de após fazer os nós

1

2

3


19

esconder as partes com nó dentro da mangueira, isso evita o desgaste do cabo e diminui as

possibilidades do nó se desfazer).

3º passo: Imediatamente antes de entrar na água para o mergulho, misturar as duas partes

do adesivo epóxi que será utilizada para fazer a ancoragem. A quantidade de massa utilizada para a

instalação de um equipamento é mais ou menos uma quantidade que preencha a mão. Leia

atentamente as instruções do fabricante da massa sobre a proporção a ser utilizada na mistura.

Lembre-se de fazer isso com a mão molhada. (Tenha um pote e uma espátula plástica para fazer a

mistura).

4º passo: Para levar a massa já misturada para baixo da água, leve enrolada dentro de um saco

ziploc, no caso da massa ficar mais consistente, ou em um pote com tampa caso a massa fique mais

viscosa.

5º passo: Escolha um local no costão onde deseja fazer a instalação. O ideal é procurar por

uma pedra grande que tenha bastantes ranhuras, pequenos buracos ou espaços que possam ser

preenchidos com a massa. Isso vai garantir uma maior aderência e evitar as chances de descolamento.

Depois de escolher raspe tudo o que estiver incrustado no espaço que será aplicado a massa com uma

faca de mergulho. (Obs.: evite escolher uma pedra que esteja muito próxima da interface com a areia,

pois o nível de areia do fundo pode alterar com o tempo e o equipamento pode vir a ser soterrado

deixe, assim, a pelo menos 1,5m do fundo).

6º passo: Coloque o pedaço de mangueira sobre a região da pedra que foi limpa para a

aplicação da massa, e então aplique a massa sobre ela, envolvendo a mangueira com massa. Aperte

bem para garantir a maior aderência da massa na pedra (Figura 2.2).

7º passo: Por fim, após colocar a ancoragem no costão e esconder o lastro, recolha pedras do

fundo e coloque sobre a massa de ancoragem. A massa demora para secar, e a pressão feita por uma

pedra em cima garante que a massa não vai se descolar antes da secagem final.

2.6.3 Sinalização do equipamento:

Para uma melhor localização dos Data Loggers embaixo d’água, quando estes precisarem ser

trocados, é indicado adicionar sinalizadores amarrados por cordão náutico ao equipamento, como

mostra a Figura 2.3. Diferentes tipos de sinalizadores deverão ser preparados para serem postos

em locais estratégicos de referência para auxiliar na busca pelo Data Logger. Os sinalizadores

poderão ser plaquinhas de plástico, PVC ou alumínio e boias de pesca de plástico, qualquer

material resistente e que chame a atenção. Em locais muito visitados fora da Reserva, como a


20

Praia da Estaleiro, por exemplo, o equipamento deverá estar menos sinalizado para não chamar

muito a atenção e evitar furtos.

Figura 2.3 Sensor de temperatura fixo ao costão preso pela ancoragem confeccionada com massa epóxi, cabos náuticos finos, um pedaço de mangueira de jardim e uma placa sinalizadora. Foto: Edson Faria.

2.6.4 Check list para campo

Configurar o Data Logger no programa de acordo com os o manual do aparelho. Recomenda-

se que o aparelho seja acionado previamente e que as medidas feitas no dia de instalação do

aparelho sejam descartadas. Isso evita que o aparelho seja instalado em campo no modo

standby;

Separar o adesivo epóxi, a mangueira plástica, os sinalizadores, os lastros e os cordões náuticos

que serão utilizados na instalação do equipamento no costão.

Separar faca, tesoura, pote e espátula para mistura do adesivo epóxi, sacos ziploc, papel, lápis,

etc.

Separar câmera fotográfica e caixa estanque para fotografar o local exato onde serão

instalados os equipamentos. Fazer a checagem de bateria, cartão de memória, resolução da

foto e vedação da caixa estanque.

Separar GPS para fazer a aquisição das coordenadas imediatamente acima do ponto onde os

Data Loggers foram instalados. Para aquisição das coordenadas manter o aparelho de GPS

voltado para o mar aberto, a fim de melhorar a precisão da medição.


21

Logística de instalação e troca dos Data Loggers

2.7.1 Diretrizes em campo para instalação

1. Antes do início dos mergulhos a equipe deve pré-determinar um ponto em terra (Ex. Pedra,

fenda, construção, etc.) para servir como uma primeira referência de posterior localização dos

Data Loggers e tomar as coordenadas de referência do ponto;

2. Check in e montagem dos equipamentos de mergulho e Data Loggers;

3. Preparar a estrutura de instalação como determina o item 2.6.2;

4. A dupla de mergulho deve entrar na água para o primeiro mergulho e escolher os locais exatos

dos pontos para a instalação do equipamento, sempre da maior profundidade para a menor,

segundo as regras do mergulho autônomo não-descompressivo. Os pontos escolhidos devem

seguir uma linha imaginária entre eles e a referência em terra e, se possível, devem ser

instalados sinalizadores extras na linha entre os pontos indicando o caminho;

5. O Data Logger deve ser instalado de acordo com o item 2.6.2 e iniciado. Observe se a luz

vermelha começa a piscar no intervalo de quatro segundos, indicando que o equipamento foi

corretamente acionado.

2.7.2 Diretrizes para troca

Quando houver a necessidade da troca de bateria dos Data Loggers, que ocorrem

aproximadamente no intervalo de um ano em aparelho medindo temperatura a cada vinte minutos,

um procedimento igual ao da instalação (2.6.2) deve ser realizado, porém, como a ancoragem já esta

instalada, deve acontecer somente a troca do equipamento, dos cordões náuticos e dos sinalizadores

que provavelmente já estarão incrustados.


22

3 Taxonomia e biodiversidade de algas marinhas (BAM)

Pesquisador Responsável: Paulo Horta

Elaborado por: Letícia Peres e Bruna de Ramos

Colaboradores: Vitório Razzera, Marina Sissini e Eduardo Bastos

Apresentação

As algas marinhas são produtores primários que têm entre seus representantes

macroscópicos e bentônicos, espécies chaves para a manutenção da biodiversidade marinha,

especialmente em ambientes costeiros. No Brasil, estes organismos fitobênticos têm sido foco de

estudos diversos, especialmente considerando aspectos da sua taxonomia e ecologia, ao longo de todo

litoral, sendo que já foram listadas mais de 800 espécies, para a costa oeste do Atlântico Sul tropical e

temperado quente, sendo a região sudeste de nosso litoral a mais rica em número de espécies (Horta

et al. 2001). Em Santa Catarina as macroalgas estão representadas por cerca de duas centenas de

espécies. Destas, 127 foram listadas para a Reserva Biológica do Arvoredo (Horta et al. 2008). Os

fundos submersos desta unidade apresentavam na época fisionomias dominadas por bancos de

Sargassum ou de Sonderophycus (então conhecida como representante do gênero Peyssonnelia). Mais

recentemente, Cabral et al. (em preparação) verifica importante variação temporal em relação ao que

foi caracterizado durante a realização do plano de manejo. Os referidos autores destacam que as

alterações observadas, especialmente caracterizadas pelo desaparecimento ou redução da

abundância dos bancos de Sargassum e aumento da importância de algas calcárias articuladas,

estariam relacionadas com mudanças da estrutura trófica e elevação do escoamento continental.

Objetivo geral

O conhecimento sobre diferentes aspectos da diversidade das macroalgas incrementa nossa

capacidade de compreensão dos fatores relacionados com a regulação e funcionamento destes

ecossistemas costeiros. Desta forma, o presente protocolo tem por objetivo estabelecer os

procedimentos básicos para nortear a caracterização dos costões rochosos e bancos de rodolitos sob

a perspectiva majoritária dos produtores primários, contribuindo para o manejo/gestão da referida

Unidade de Conservação.


23

3.2.1 Objetivos específicos

Construir uma base de dados acerca da abundância e composição das macroalgas do costão

rochoso e dos bancos de algas calcárias na REBIO Arvoredo e entorno, com o objetivo de

definir indicadores biológicos para futuros monitoramentos;

Acompanhar a dinâmica dos bancos de rodolitos, da Ilha do Arvoredo (Rancho Norte) e

Deserta, em termos de estrutura, distribuição espaço-temporal e diversidade de macroalgas

epífitas;

Acompanhar a dinâmica dos bancos de macroalgas das ilhas compreendidas na REBIO

Arvoredo e entorno, em termos de estrutura e distribuição espaço-temporal.

Localização da área de estudo/estações amostrais

Para o monitoramento das macroalgas marinhas do costão e dos bancos de rodolitos,

diferentes pontos amostrais foram estabelecidos dentro da REBIO Arvoredo e em seu entorno (Figura

1.1). É importante citar que o trabalho com as macroalgas do costão foi realizado em todos os sítios

amostrais, enquanto os bancos de algas calcárias, os rodolitos, estão localizados somente na Ilha do

Arvoredo (Rancho Norte) e Ilha Deserta (Figura 1.1).


3.4.1 Treinamento da equipe

Antes da realização da amostragem é feito um treinamento em campo. Seu objetivo é treinar

os procedimentos que serão realizados nas áreas amostrais e analisar o tempo que será gasto em cada

atividade para um melhor planejamento.

3.4.2 Procedimentos realizados pré-campo

Primeiramente deve ser impresso a licença de coleta para levar sempre a bordo, de

preferência plastificando-a ou guardando em lugares que a mantenha seca.

Checar sempre as previsões de tempo e de mar para uma maior segurança embarcado e no

mergulho.

Realizar o check list dos materiais, preferencialmente com dois dias de antecedência,

necessários para o trabalho de campo.


24

Tabela 3.1 Lista de materiais necessários para amostragem

Materiais para coleta de dados Quantidade

Caixa térmica ou isopor 1

Gelo 5 garrafas de água congeladas

Bandejas 2

Sacos para coleta 35

Espátulas Mínimo 3

Potes de polietileno 10

Elásticos já com as fitas isolantes coloridas identificadas com uma pré-identificação do ponto. (Elásticos e fita extra)

50

Caneta permanente (testar antes)

3

LiftBag 1 por dupla

Quadrados de PVC 25 cm x 25 cm 2

Trena – 30 metros 2

Sacola de mergulho tipo rede para guardar parte do material e das coletas na água

2

Máquina fotográfica (carregar a bateria no dia anterior, verificar se o cartão de memória encontra-se vazio e na mesma e se as configurações estão corretas).

1 ou 2

Bateria extra da máquina fotográfica 1

Prancheta com a tabela sobre as informações do dia de campo (guardada em local seco)

1

Todos os materiais do laboratório de Ficologia (LAFIC) são devidamente identificados com o

nome do laboratório e guardados todos juntos em bolsas de mergulho e caixa de transporte e, no fim

de cada saída de campo, deverá haver um novo check list de todos os materiais após a devida

manutenção (os equipamentos deverão ser lavados em água doce abundante após cada dia de

operação). Caso algum equipamento se perca, deverá ser notificado no diário de campo para uma

nova compra caso seja necessário.

3.4.3 Preparação para a coleta das macroalgas do costão

As coletas relacionadas às macroalgas do costão foram realizadas em todos os pontos

definidos. Para esse momento, deve-se deixar preparado o material que será levado junto com a dupla

de mergulhadores: trena de 30 metros para determinar o transecto, quadrado de PVC de 25 cm x 25


25

cm para utilizar nos fotoquadrados, câmera fotográfica Canon G15 com sua caixa estanque Canon WP-

DC34, espátulas e facas de mergulho para a raspagem das macroalgas, elásticos com fita isolante

colorida já previamente identificada com a profundidade, coletor e o número da amostra (levar

elásticos extras), 30 sacos (30cm x 50cm) para o armazenamento do material coletado e, dentro do

barco, uma caixa térmica ou isopor com 80 litros de capacidade para o armazenamento das amostras.

Durante as coletas, o material de auxílio deve ser levado em uma sacola de mergulho, da embarcação

até o costão, para facilitar o transporte tanto na ida como na volta, já com todas as amostras coletadas.

Após a verificação da integridade das etiquetas, as amostras devem ser armazenadas em sacolas

plásticas pretas ou opacas e armazenadas em caixa térmica.

3.4.4 Preparação para a coleta de dados dos bancos de rodolitos

O monitoramento dos bancos de rodolitos é realizado somente em sítios de coleta (Ilha do

Arvoredo e Deserta), em três subáreas previamente demarcadas por vergalhões de aço de 0,5

polegadas, delimitando um retângulo de 4x5 m. Anualmente estas estacas devem ser monitoradas

sendo reposicionadas caso haja necessidade. No segundo ano de 2015, em operações destinadas ao

monitoramento, observou-se sérias avarias nas estruturas. Após posicionados os cabos chumbados

previamente numerados e demarcados a metodologia adotada foi semelhante à aplicada nos costões.

Para o transporte de todo material coletado utiliza-se uma sacola de mergulho. Deve ser

utilizado um Liftbag para levar todas as amostras até a superfície da água para minimizarmos a

probabilidade de acidentes durante o mergulho. No barco as amostras devem ser armazenadas em

uma caixa térmica, isoladas em sacolas plásticas das demais algas coletadas nos costões rochosos.

Logística de operação

3.5.1 Procedimento pré-mergulho

Antes de qualquer procedimento dentro da água, é necessário preencher uma tabela

referente às informações do ponto de mergulho específico com relação aos fatores ambientais gerais

(Figura 1.2). As características físicas e químicas da água de cada ponte de coleta deverão ser tomadas

antes que os mergulhadores entrem na água, portanto o grupo deve estar articulado em torno dessa

necessidade. A tabela mencionada anteriormente deve ser preenchida em todas as saídas de campo

e pode ser compartilhada com todos da equipe (retirada do protocolo da equipe de

macroinvertebrados).


26

3.5.2 Logística e processo de coleta de dados das macroalgas do costão

A metodologia da coleta de dados das macroalgas do costão é dividida em dois momentos

para cada transecto: (1) análise da cobertura e (2) coleta qualitativa.

Análise de cobertura:

Primeiramente, a dupla de mergulhadores já com todos os materiais preparados, deve

mergulhar até próximo ao costão onde serão realizados três transectos de 20 metros paralelamente à

linha da costa, em cada uma das duas faixas de profundidade: de três a seis metros e de sete a 12m

(sendo o mais profundo primeiro, de acordo com as regras do mergulho descompressivo). Dentro de

cada transecto há uma caracterização quantitativa através de 20 quadrados fotográficos de 25 cm x

25 cm feitos a esmo, realizada pelo mergulhador de maior experiência, para a estimativa de percentual

de cobertura das macroalgas.

Coleta qualitativa:

Após a realização dos fotoquadrados, é feita a coleta de caráter qualitativo. Esta deve ser feita

enquanto a trena é recolhida por um dos mergulhadores o outro deve proceder a coleta na mesma

profundidade. Esta coleta deve ser realizada fazendo-se a busca sistemática por pelo menos três

espécimes para cada tipo morfológico. Depois de recolher todo o equipamento e de guardar as

amostras em uma sacola de mergulho, o mergulhador deve voltar ao barco para armazenar as

amostras na caixa térmica. Caso não seja possível realizar todo o processo com somente um cilindro,

a dupla deve voltar para o barco a fim de realizar a troca do mesmo, já deixando parte das amostras

coletadas, armazenadas.

3.5.3 Logística e processo de coleta de dados dos bancos de rodolitos

Nos pontos da Ilha Deserta e do Rancho Norte (Arvoredo) existe a necessidade de coletar os

dados não somente das macroalgas do costão como também dos bancos de rodolitos. As estruturas

instaladas para a realização do procedimento estavam avariadas já no segundo ano de campanhas,

assim sendo aplicou-se a mesma metodologia a ser realizada no costão nos bancos de rodolitos. O

procedimento inicial exigia a presença de mais mergulhadores para que todo trabalho fosse realizado.

O trabalho foi dividido em procedimentos preliminares com (1) demarcação do limite do banco e das

subáreas, e pelo procedimento regular de (2) análise da cobertura, (3) coleta qualitativa e (4) avaliação

da espessura do banco.


27

1 - Demarcação do limite do banco e das subáreas

A demarcação foi realizada durante o mês de janeiro de 2014 em expedições específicas com

mergulhos para a instalação em todos os pontos de coleta e de delimitação do banco. Expedição para

checagem das demarcações e eventuais remarcação das estacas precisam ser feitas regularmente.

Para a demarcação, além do material de mergulho, são utilizadas marretas de 5 Kg e estacas com 1,5

m de aço galvanizado de 1,5 cm de diâmetro.

2 - Análise da cobertura

A análise da cobertura foi realizada junto com a coleta qualitativa (3) em cada transecto. Após

o posicionamento das subáreas a partir das estacas, são feitos primeiramente os fotoquadrados. Um

dos mergulhadores deve esticar os cabos guia, dentro da subárea paralela à costa, enquanto o outro

mergulhador (com mais experiência) faz 20 fotoquadrados de 25 cm x 25 cm aleatoriamente, nas

demarcações aleatórias previamente indicadas no cabo guia. Depois de percorridos os cabos guia,

ambos devem voltar realizando a coleta qualitativa (3) (Figura 3.1).

3 - Coleta qualitativa

Um membro da dupla, predeterminado, ao longo de todo o percurso compreendido pelos

respectivos transectos (considerando uma varredura de 50 cm de cada lado da trena), coleta

manualmente três espécimes de cada morfotipo presente, colocando estes em um saco plástico que

deve ser fechado com o elástico já identificado com a profundidade e número da amostra e

armazenados no saco de mergulho.

Este processo deve ser realizado nove vezes em cada banco, sendo que são três transectos

aleatórios de 5 metros de comprimento em cada subárea amostral (5 x 4m), as quais foram

posicionadas a 10 metros de profundidade.


28

Figura 3.1 Os fotoquadrados foram realizados antes da coleta qualitativa para não haver modificações ambientais. Sendo assim, na ida do transecto foram tiradas fotos e na volta teve a coleta de três espécimes de cada morfotipo.

4 - Avaliação da espessura do banco

Enquanto um dos mergulhadores realiza a coleta qualitativa próxima a um dos transectos, o

outro mergulhador deve recolher a trena e realizar a coleta para a análise da espessura do banco.

Nesse processo, um corer de 10 cm de diâmetro x 50 cm de comprimento de PVC deve ser enterrado,

após fechado na sua porção superior este deve ser retirado. Ainda junto ao substrato o corer deve ser

fechado em sua porção inferior. O amostrador corer deve ser armazenado fechado em um saco maior

e mais grosso, com sua devida identificação. Com uma trena menor, o mergulhador deve medir no

local de onde foi tirado o corer a espessura do banco avaliando-se a distância entre o sedimento e o

último rodolito presente na superfície. Esse processo deve ser realizado apenas uma vez em cada

subárea para não se tornar um processo tão destrutivo.

Procedimentos pós-coleta

Após as coletas os materiais são levados para o Laboratório de Ficologia no Departamento de

Botânica da UFSC em um isopor ou caixa térmica com gelo. A equipe limpa todo o equipamento com

água doce e acondiciona em seu devido lugar. As amostras precisam passar por uma pré-triagem para

separá-las em morfotipos e armazená-las em potes plásticos, fixadas em formol 4% diluído em água

do mar para a preservação do material até a realização das futuras identificações taxonômicas. Cada

pote deve ter uma etiqueta (Tabela 3.2).


29

Tabela 3.2 Representação da etiqueta utilizada para identificação dos potes de armazenamento.

Expedição e Ponto de ColetaNúmero da amostra e Morfotipo

Profundidade

Data

Coletor

As amostras foram armazenadas em um armário do laboratório de Ficologia, aguardando suas

análises. Essas amostras ao passo que eram triadas eram computadas em uma tabela controle (Tabela

3.3), a qual indica em qual fase a mesma se encontra: triagem, análise taxonômica.

Tabela 3.3 Tabela utilizada para a organização das amostras e seus andamentos

As imagens dos fotoquadrados e outras fotos devem ser salvas em notebook, no computador

do laboratório, no HD externo do projeto e em uma pasta do Dropbox. Essas imagens devem ser

corretamente identificadas para serem analisadas posteriormente no software CPCe.

Processamento e análise de dados

3.7.1 Análises morfológicas e taxonomia das macroalgas do costão

Para ambos os casos as macroalgas são identificadas a partir da produção de lâminas para

visualização em microscópio estereoscópico e microscópio óptico (Cordeiro-Marino, 1978; Pupo et al.,

2011, Santos 1983). Após a identificação da espécie, será criada uma lista com todos os resultados

obtidos (Tabela 3.4), devem ser feitas exsicatas de cada espécie identificada e o material deve ser

herborizado e depositado no herbário do Departamento de Botânica da Universidade Federal de Santa

Catarina (FLOR), Brasil.

Tabela 3.4 Resultados das análises morfológicas de macroalgas.

Análises Morfológicas das Macroalgas do Costão e/ou Banco de Rodolitos

Data Expedição Ponto Amostral Nº da Amostra Profundidade Coletor Grupo Gênero Espécie Autor

Organização das Amostras

Data Expedição Ponto Amostral Nº da Amostra Morfotipo Profundidade Coletor Procedimento Atual

24/02/2014 2014 TS #01 #04 ou ñ triada 7 metros Letícia Aguardando Análise


30

Processamento das imagens em laboratório

As imagens foram processadas, para analisar sua cobertura relativa, no software Coral Point

Count with Excel Extensions (CPCe) (Kohler e Gill, 2006). Nele foram sorteados 50 pontos

randomicamente e então anotados os organismos presentes em cada ponto.

Por fim, a partir do próprio programa é criada uma tabela no Excel a partir da qual são

analisadas cobertura, abundância e riqueza de espécies nos diferentes pontos amostrais e

profundidades.

Resultados

Os dados obtidos foram organizados em tabelas no Excel, em que cada aba/arquivo está

relacionada a diferentes análises, separando por macroalgas dos costões e banco de rodolitos. As

imagens analisadas foram adicionadas também em arquivos do Excel e em formato de jpg. Para uma

maior segurança, tudo foi salvo em pastas relacionadas às análises e resultados do projeto

(MAArE/Resultados/Ano/Arquivos) no computador pessoal da bolsista, computador do Laboratório,

HD externo do projeto, pasta de compartilhamento FTP e foi realizado upload de tudo em uma pasta

no Dropbox que pode ser compartilhada com os outros integrantes do projeto. Para uma melhor

identificação dos arquivos eles foram identificados com títulos padronizados.

IMAGENS – ANO_Ponto de Coleta_ Subárea.Prof_Banco ou Costão_DiaMês

(MAArE/Análises ou Result./ANO/Imagens/Ano_PC_Subárea_Banco ou Costão_DiaMês)

Exemplo:

Ano: 2014

Ponto: Ilha DESERTA

Subárea: 3

Profundidade (para os Bancos de Rodolitos): 10 metros

Banco de Rodolitos

02 de Março

Arquivo: 2014_MS_3.10_BR_02mar

ARQUIVOS EXCEL (separado por ponto) – ANO_Ponto de Coleta_DiaMês

(MAArE/Análises ou Resultados/ANO/Tabelas/ANO_Ponto de Coleta_DiaMês)

Em cada um desses arquivos é provável que haja a separação em abas relacionadas a algas do

banco de rodolitos e do costão rochoso.

CPCe – ANO_Ponto de Coleta_Profundidade


31

(MAArE/Análises ou Resultados/ANO/CPCe/ANO_Ponto de Coleta_Profundidade)

O macrobentos associado aos bancos é identificado a partir do software CPCe. Para a análise

dos fotoquadrados, é necessário criar uma lista com todas as espécies identificadas. Quando cada foto

é aberta no software, 50 pontos são plotados aleatoriamente sobre ela e o analista precisa indicar qual

espécie de fauna ou flora associada está sendo indicada por cada ponto plotado. Essa indicação deve

ser feita com base na lista de espécies identificadas previamente. O software, portanto, calcula a

abundância relativa de cada grupo morfofuncional, gênero ou espécie dos diferentes pontos e

profundidades de coleta.

WORD (Relatórios) – ANO_Ponto de Coleta_Resultados

(MAArE/Resultados/ANO/Relatórios/ANO_Ponto de Coleta_Resultados)

Os relatórios que foram produzidos a partir dos resultados obtidos durante as análises foram

escritos no Word.

Bibliografia

Cordeiro-Marino M (1978) Rodofíceas bentônicas marinhas do Estado de Santa Catarina. Rickia 7:1-

243.

Horta PA, Amancio E, Coimbra CS, Oliveira EC (2001) Considerações sobre a distribuição e origem da

flora de macroalgas marinhas brasileiras. Hoehnea 28:243–265.

Horta PA, Salles JP, Bouzon JL, et al. (2008) Composição e estrutura do fitobentos do infralitoral da

Reserva Biológica Marinha do Arvoredo, Santa Catarina, Brasil - implicações para a conservação.

Oecol 12:51–57. doi: 10.4257/oeco.2008.1202.06

Kohler KE, Gill SM (2006) Coral Point Count with Excel extensions (CPCe): A Visual Basic program for

the determination of coral and substrate coverage using random point count methodology.

Computers and Geosciences 32: 1259-1269.

Pupo DP (2011) Marine benthic algae from Santa Catarina state, Southern Brazil. Bol Inst Bot 20:1-

112.

Santos DP (1983) Clorofíceas bentônicas marinhas do Estado de Santa Catarina. Dissertação de

Mestrado, Universidade de São Paulo.


32

4 Invertebrados de substrato inconsolidado (ISI)

Pesquisador Responsável: Paulo Roberto Pagliosa Alves

Elaborado por: Caroline Voser Pereira

Colaboradores: Não houve colaboradores

Apresentação

Os macroinvertebrados bentônicos de substrato inconsolidado na região são compostos

principalmente por Anelídeos Polychaeta. O levantamento em curso das informações pretéritas do

grupo registrou, até o presente momento, a ocorrência de 228 espécies para a costa de Santa Catarina

(Pagliosa et al. 2012). Pelo menos duas das quatro espécies constantes na lista de espécies ameaçadas

de extinção ocorrem na região, sendo que Eurythoe complanata (verme-de-fogo) é habitante da área

da REBIO do Arvoredo. A avaliação inicial das espécies bênticas exóticas registrou ocorrência de pelo

menos um para o Estado de Santa Catarina e a “potencial ocorrência” (devido à proximidade

geográfica de registro confirmado) de outras quatro (Lopes, 2009). Cabe ressaltar que, até o momento,

monitoramentos sistemáticos de fauna bêntica são inexistentes na região.

Objetivo

Monitorar a comunidade bêntica macrofaunal (em especial os Polychaeta) e os sedimentos na

área da REBIO Arvoredo.

Metodologia

A comunidade bêntica macrofaunal de substrato inconsolidado adjacente aos costões da

REBIO do Arvoredo e entorno foi amostrada em diferentes habitats. O plano amostral privilegia: (-i)

habitats com a presença ou ausência de espécies engenheiras de ecossistema, como rodolitos (algas)

e coralitos (corais); e (-ii) habitats com atributos ambientais distintos, caracterizados principalmente

pelas mudanças nos sedimentos e na profundidade relacionados com a influência direta das ilhas. Em

todas as ilhas da REBIO foram tomadas amostras em pontos com banco de rodolito/coralito (locais:

Rancho Norte, Galés e Deserta) e em pontos sem a presença dos bancos (Estaleiro Leste, Ilha Deserta

Sul, Toca da Salema). Nos demais sítios (Ilha do Xavier, Ilha das Aranhas, Saco do Capim, Baía do Farol,

Saco d’agua, Ilha Deserta e Naufrágio do Lili) foram tomadas amostras em dois pontos, um

imediatamente ao lado do costão rochoso (até 1 m de distância) e outro distando 20-25 m. Ao todo

foram amostrados 12 locais compreendidos no escopo do projeto MAArE. Em cada ponto foram

tomadas três amostras de sedimento para análise da fauna e três amostras de sedimento para análise


33

dos sedimentos. Cada amostra para fauna foi, composta de quatro subamostras. Foi utilizado

amostrador tipo core de PVC de 15 cm de diâmetro e 10 cm de altura.

Identificação da área de estudo/sítios amostrais

Para o monitoramento dos indicadores biológicos de substrato inconsolidado, as coletas serão

realizadas nos diferentes sítios de amostragens estabelecidos na área da REBIO Arvoredo e entorno.


4.5.1 Procedimentos pré-campo

1) Separar, preparar e verificar a integridade dos materiais e dos equipamentos utilizados em

campo;

2) Realizar o check list dos equipamentos e materiais;

3) Produzir as etiquetas conforme modelo;

4) Acondicionar os materiais para a coleta na caixa organizadora e na bombona.

5) Verificar, imprimir e plastificar a licença de coleta.

4.5.2 Check list – Listagem, definição e quantidade de materiais e equipamentos para a

realização das saídas de campo

Equipamento completo de mergulho autônomo para duas pessoas: Colete equilibrador; Cilindro

‘ar comprimido’; Nadadeira; Máscara e Snorkel; Regulador e Octopus; Instrumentos de localização e

tempo (Manômetro, profundimetro, bússola); Apito (Equip. de segurança); Computador de mergulho;

Roupa de neoprene 5mm; Cinto de lastro;

Boia de segurança: A boia de segurança consiste em uma bola amarela, presa a um tensor de

borracha. Este foi posteriormente preso em uma corda com uma âncora e/ou poita na outra

extremidade;

Corda de 20 m: cabo guia condutor que serviu para a localização do sítio amostrado, para a

segurança dos mergulhadores e para prender as amostras.

Poita: A poita consiste em um chumbo de forma redonda e/ou variada com peso de

aproximadamente 10 kg. Esta foi presa à corda e à boia de segurança;


34

Liftbag: Saco de lona inflável e um cabo de segurança de dois metros com mosquetão nas duas

pontas. Será utilizado para transportar as amostras até a superfície;

Bombona plástica: 1 Bombona de 100 litros com tampa vedável. Usada para armazenamento do

material;

Caixa organizadora: Caixa grade tipo feira para armazenamento e organização do equipamento

dentro do barco;

Caderneta de campo: Para descrever e anotar condições ambientais do local que foram

importantes para o estudo;

Core: 16 delimitadores (core) de PVC de 15 cm de diâmetro por 10 cm de altura com suas

respectivas tampas (12 unid. para a execução da coleta e quatro unid. reserva);

Sacos plásticos: Para as coletas nos pontos distando 1 m e 20 m: 33 unidades devidamente

identificadas para o armazenamento das amostras biológicas (24 unid. para a execução da coleta e

oito unid. reserva). Para coletas nos pontos em bancos com e sem rodolito/coralito: 16 unidades

devidamente identificadas para o armazenamento das amostras biológicas (12 unid. para a execução

da coleta e quatro unid. reserva);

Potes plásticos: Para o armazenamento das amostras sedimentologicas. Para as coletas nos

pontos distando 1 m e 20 m: oito potes com tampa de rosca com capacidade de 350 ml, (seis unid.

para a execução da coleta e duas unid. reserva). Para coletas em bancos com e sem rodolito/coralito:

três potes plásticos com tampa de rosca com capacidade de 350 ml (três unid. para a execução da

coleta e 1 unid. reserva);

Sacos de malha de rede: duas unidades de sacos coletores/armazenamento. Consiste em um saco

feito de malha onde foi armazenado o equipamento de coleta durante o mergulho;

Mosquetão: dois pares. Foram utilizados para prender os sacos coletores e o mergulhador a corda

de segurança;


35

Fixador: 0,8 litros de Formol a 40% e um pote de 5000 ml. Foi feita diluição utilizando água do mar

do local de coleta, no momento da coleta;

Etiquetas de papel vegetal. As etiquetas foram feitas utilizando caneta impermeável conforme

modelo abaixo;

Procedimentos e modelos para etiquetagem (amostras e dados de coletas): As etiquetas de

identificação das amostras de substratos foram confeccionadas com papel vegetal (resistente à água,

álcool e abrasão), e identificadas com lápis, pois o trabalho com água impede o uso de canetas

esferográficas, cuja tinta pode borrar ou manchar. O tamanho da etiqueta confeccionada foi de 3x 6

cm. A etiqueta foi provisória, sendo que o coletor modificou-a e atualizou-a a cada nova estação de

coleta (Figura 4.1).

Figura 4.1 Exemplo de etiqueta de campo.

Ao final de todas as etapas de processamento e identificação das amostras, foram

confeccionadas etiquetas definitivas, as quais contiveram os seguintes dados: Projeto, sítio, data,

substrato, distância, subamostra, coletor (pessoa). Confecção de etiquetas identificadoras das

amostras (Figura 4.2)


36

Figura 4.2 Exemplo de etiqueta definitiva.

Organização operacional

Na embarcação a equipe necessitou de um espaço para arrumar e armazenar a caixa

plástica/grade de 60 x 50 cm e a bombona de 100 litros com o material previamente organizado e

checado em laboratório. Foi necessário um bote de apoio para a equipe se deslocar para realizar as

coletas.

4.6.1 Para a coleta, o procedimento é realizado da seguinte forma

a) Para a realização das coletas de macrofauna bentônica e sedimentológicas foi

empregado o mergulho autônomo;

b) No local de amostragem, verificou-se o hábitat amostrado e a distância necessária

da ilha. Realizou-se a amostragem utilizando os cores e os potes;

c) Após coletar as amostras (sedimento e fauna), acondicionou-as nos sacos de malha

de rede para transporte para até a superfície;

d) Prendeu-se os sacos de malha com mosquetão ao saco inflável (lifttbag) para auxiliar no

transporte do material até a superfície;

e) Após emersão, localizou-se visualmente, solicitou-se apoio do bote, suspendeu-se os sacos

e encaminhou-se ao interior do bote, levou-se até a embarcação principal.

f) Na embarcação principal, removeu-se o material das sacolas de armazenamento;

g) Recolheu-se toda a amostra de cada core para os potes e sacos plásticos devidamente

identificados;

h) Fixou-se com formol 4%;

i) Acondicionou-se em potes e os sacos plásticos dentro da bombona de 100 l;

j) Lavou-se com água do mar todos os amostradores;


37

k) Os recipientes contendo as amostras foram mantidos em posição vertical para

evitar vazamento do fixador e das amostras;

l) Acondicionou-se os equipamentos coletores na caixa plástica organizadora;

m) Validade das amostras: Conservando o volume do fixador acima do volume do

sedimento, a validade da amostra é indeterminada.

4.6.2 Granulometria do sedimento

As amostras de granulometria foram processadas de acordo com metodologia proposta por

Suguio (1973), onde num primeiro momento, as amostras foram lavadas para retirada dos sais

solúveis, e em seguida levadas à estufa, para secarem, numa temperatura de 40 a 50°C. Em seguida as

amostras foram quarteadas e direcionadas para suas respectivas análises.

Para a classificação granulométrica do sedimento, a matéria orgânica foi removida pela adição

de peróxido de hidrogênio (H2O2) sob aquecimento. Os sedimentos finos (silte e argila) foram

separados dos sedimentos grossos através de uma peneira com malha de 0,063mm e quantificados

pelo método de pipetagem. Os sedimentos com grãos maiores que 0,063 mm foram separados pelo

método de peneiramento, usando malhas em intervalos regulares de 0,5 phi. As frações contidas em

cada peneira foram pesadas separadamente em balança digital com precisão de três casas decimais.

Para quantificação do teor de carbonatos, uma fração de 20 g da amostra foi exposta a

dissolução de ácido clorídrico (HCl) a 10% de volume. A porcentagem de CaCO3 foi determinada pela

diferença entre o peso inicial e final de cada amostra. O teor de matéria orgânica foi determinado pela

queima desse produto em forno mufla a 800oC por oito horas.

4.6.3 Identificação da macrofauna

Os organismos foram recebidos no Laboratório de Ecologia de comunidades aquáticas da

Universidade do Vale do Itajaí (UNIVALI) já triados e pré-classificados em grandes grupos. Em

laboratório foram levados ao microscópio estereoscópico onde foram identificados ou morfotipados

ao menor nível taxonômico possível.

Os Polychaeta foram classificados em famílias, segundo Amaral e Nonato (1996), e em seguida

foram classificados ao menor nível taxonômico possível por meio de chaves de gênero e espécie de

diversos autores (Amaral et al., 2005; Bolívar, 1986; Day, 1967; Lana, 1984; Rouse e Pleijel, 2001,

Salazar-Vallejo, 1990, Steiner, 2000). Os Mollusca (Bivalvia e Gastropoda) foram classificados com base

em Rios (2009). Os Crustacea foram identificados a partir de Barnard e Karaman (1991), Bento e


38

Buckup (1999), Bousfield (1973), Ruffo (1998), Thurston (1982) e Thomas e Barnard (1983). Os demais

organismos foram classificados em grandes grupos.

Bibliografia

Amaral ACZ, Nonato EF (1996) Annelida Polychaeta: características, glossário e chaves para famílias e

gêneros da costa brasileira. Campinas, UNICAMP, 124p.

Barnard JL, Karaman GS (1991) The families and genera of marine Gammaridean Amphipoda (except

marine Gammaroids). Records of the Australian Museum, Supplement 13, Part I e II, 866p.

Bento FM, Buckup L (1999) Subordem Gammaridea. In: Buckup L, Bond-Buckup G. Os Crustáceos do

Rio Grande do Sul. Porto Alegre, UFRGS, 177-188pp.

Bolivar GA (1986) Padrões de distribuição de Spionidae e Magelonidae (Annelida: Polychaeta) do litoral

do Estado do Paraná. Dissertação de Mestrado, Universidade Federal do Paraná.

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39

5 Macroinvertebrados de substrato consolidado (ISC)

Pesquisador Responsável: Bárbara Segal

Elaborado por: Ana Flora Sarti de Oliveira e Amanda Giraldes


Apresentação

A subárea macroinvertebrados de substrato consolidado previu o levantamento quantitativo

dos grupos estruturadores de habitat como algas, cnidários, briozoários, acídias e esponjas, além de

macroinvertebrados relevantes ao ecossistema como anelídeos (poliquetas), moluscos e

equinodermos. Esses organismos são indicadores biológicos para o monitoramento da qualidade

ambiental da REBIO Arvoredo e entorno. As amostragens ocorreram em costões rochosos, nos bancos

de rodolitos e no banco de Madracis decactis.

Objetivos específicos

Monitorar quantitativamente os macroinvertebrados e a porcentagem de cobertura de

substrato na área da REBIO Arvoredo e entorno, com especial atenção a espécies chaves e/ou

indicadoras de qualidade ambiental (ex. espécies que são exploradas comercialmente) e às

potenciais espécies exóticas e seus efeitos na comunidade local;

Acompanhar a dinâmica do banco coralíneo, da Ilha da Galé, em termos de estrutura da

comunidade e distribuição espaço-temporal dos corais, além do monitoramento da ocorrência

de espécies exóticas junto a essas formações calcárias.


5.3.1 Treinamento de equipe

Anteriormente à coleta de dados em campo, foi feito um treinamento teórico e

reciclagem a cada campanha da equipe técnica. O treinamento foi dividido em dois módulos

sendo realizado em um único dia.

O primeiro módulo abordou a metodologia empregada para a coleta dos dados de

macroinvertebrados e substrato, baseando-se no protocolo Reef Cheeck California (Freiwald

et al. 2013b), a fim de familiarizar a equipe com o emprego do método no que se refere à


40

localização adequada das áreas que foram amostradas, e na observação e identificação dos

organismos. Foram abordados, neste primeiro módulo, os seguintes tópicos:

Introdução sobre a metodologia Reef Cheeck e adaptações da metodologia ao

ambiente costão rochoso, banco de rodolitos e banco de Madracis.

Desenho amostral e princípios de seleção dos organismos indicadores.

Apresentação das espécies.

Apresentação das planilhas de dados para anotações em campo.

Explanação sobre a entrada de dados Excel, checagem de procedimentos pré e pós

mergulhos, como cuidados com material de campo e armazenamento de dados.

O segundo módulo consistiu na aplicação do método Reef Cheeck em campo para fins

de treinamento. Nesse módulo os novos integrantes da equipe de mergulho foram dirigidos a

um costão rochoso de fácil acesso e abrigado, onde foi simulada uma amostragem e eventuais

dúvidas a respeito da aplicação da metodologia foram esclarecidas. Em casos em que não haja

condições ideais para esse treinamento, como condições do mar inapropriadas, a calibração

para a contagem de organismos pode ser feita a partir de filmagens em campo.

5.3.2 Preparação do material de coleta de dados

Em campo os dados foram anotados em folhas de PVC (Dura Copy Waterproof – Laser Paper)

tamanho A4 as quais foram fixadas sobre um pedaço de cano, também em PVC. Este último deu

suporte para a folha viabilizando as anotações subaquáticas. Os campos para anotações foram

impressos previamente em impressora a laser. Foram utilizados dois modelos de planilhas de campo,

uma para macroinvertebrado e outra para substrato (ANEXO I e II). Estas folhas foram fixadas com

presilhas plásticas a um cano de PVC de 30mm de diâmetro e 25 cm de comprimento (Figura 5.1 A).

Ao cano de PVC fixou-se uma fita métrica, com cola instantânea universal, para auxiliar em possíveis

estimativas de tamanho de colônias ou animais, além de presilhas de segurança (mosquetões de aço

inox) que foram ligadas ao colete como medida preventiva. As anotações foram feitas a lápis 2B ou

lapiseira plástica troca-ponta, que estavam ligados à prancheta através de cordões náuticos finos. Foi

utilizada uma trena milimétrica de 30 m de comprimento para traçar as transeções (Figura 5.1 B). O

uso de um aparelho de GPS em campo é importante para a captura de coordenadas referenciais, como

a localização dos sítios ou coordenadas que marcam o início dos transectos.


41

Figura 5.1 Estrutura em PVC para escrita subaquática (A) e trena milimetrada (B). Foto: Acervo MAArE.

Check list, para coleta de dados de macroinvertebrados e substrato:

2 caixas plásticas com tampa para acondicionar o material;

Planilhas para a coleta de dados de macroinvertebrados (mín. 2) e substrato (mín. 1);

Planilha para coletas de dados do sítio amostral;

2 Pastas plásticas para o acondicionamento das planilhas, sendo uma delas para

acondicionar as planilhas que foram imersas;

2 Tubos de PVC para suporte das planilhas;

3 Trenas de 30 m;

Guias de identificação de macroinvertebrados e substrato, caso necessário;

4 sacos ziploc e 3 tubos falcon para eventuais coletas de organismos, assim como

papel vegetal cortados em quadrados de 3x3cm e caneta nanquim para identificação

imediata das amostras. As etiquetas deverão conter nome do táxon, data, local,

profundidade, transecto em que foi coletada e o nome do coletor;

Câmera fotográfica e caixa estanque para eventuais fotos de organismos. Fazer a

checagem de bateria, cartão de memória, resolução da foto e vedação da caixa

estanque;

Aparelho GPS. Verificar se o mesmo encontra-se carregado e com memória disponível

para aquisição de novos dados;

Disco de Secchi para medição da visibilidade vertical da água;

Boia, cabo náutico e lastro;


42

Faca de mergulho;

Computador de mergulho.

5.3.3 Preparação para a coleta de dados do banco de corais rolados Madracis decactis

No caso do monitoramento do banco coralíneo de Madracis decactis, foi utilizado um

quadrado de 1x1m confeccionado de tubos de PVC de 15 mm de diâmetro e subdividido em 16 partes

através de tiras elásticas (elásticos extensores) como registrado na Figura 5.2 A. O quadrado foi

lastrado para melhor acomodação no substrato. A imagens do banco foram tomadas com a câmera

fotográfica Canon G15, com caixa estanque Canon WP-DC48, fixadas a uma estrutura de PVC que

permitiu uma distância padrão para todas as fotos (Figura 5.2 B). Os dados de amostragem foram

anotados em folhas de PVC na estrutura em PVC, conforme Figura 5.2.

Figura 5.2 Estrutura de PVC para as fotografias e (B) Suporte de PVC para câmera fotográfica. Fotos: Acervo MAArE.

Check list, específico para coleta de dados no banco coralíneo da Ilha da Galé:

2 canos de PVC com 1m cada;

2 pranchetas, 2 lápis e 2 folhas em PVC;

Separar alguns sacos ziploc e tubos falcon para eventuais coletas de organismos, assim

como papel vegetal cortado em quadrados de 3x3cm e caneta nanquim para

identificação imediata das amostras.


43

Logística de coleta e operação

5.4.1 Diretrizes para coleta de dados de macroinvertebrado e substrato

Para o monitoramento dos macroinvertebrados e da cobertura de substrato foi adaptada a

metodologia do Protocolo Reef Cheeck California (Freiwald et al. 2013b). Para isso foram realizadas

transecções de 20 m de extensão e dois metros de largura, replicadas três vezes em duas faixas de

profundidades diferentes (3-5 m; 8-10 m) em cada sítio amostrado. Nos sítos com bancos de rodolitos

e banco de madracis, o costão foi amostrado apenas nas faixa de profundidade de 3-5m, os demais

transectos foram feitos sobre os bancos, sendo três réplicas em cada banco. Nos costões, a disposição

dos transectos na faixa dos 8-10m foi feita de maneira que a área de obervação do substrato e de

contagem de macroinvertebrados nunca cobrisse mais que dois metros contínuos de substrato

inconsolidado de areia ou cascalho que por ventura estivesse adjacente ao costão. As coordenadas do

ponto de início das transecções foram registradas em superfície. Para tal o início dos transectos foi

marcado por uma boia presa a um cabo náutico lastreados e a fisionomia do costão foi registrada por

imagens com o intuito marcar pontos de referênciado início da amostragem para repetir a mesma

área em futuras amostragens.

Nas transeções de faixa para macroinvertebrados, os organismos, tais como, ouriços, estrelas,

anêmonas, polvos, búzios, gorgônias e outros considerados raros, ameaçados, com papel chave no

ecossistema ou exóticos, foram contados ao longo de uma faixa de dois metros de largura por 20m de

extensão como mostra a Figura 5.3. A definição dos indicadores deve ser feita a partir do

conhecimento da biota local e das relações ecológicas. Além disso, foram contabilizados os objetos

que se encontravam na área de amostragem, os mesmos foram classificados em lixo de pesca

(petrechos de pesca, vidro, plástico, metal e outros) ou lixo comum. Caso o ophiuroidea exótico

Ophiothela mirabilis seja detectado recomenda-se fazer a identificação da espécie sobre a qual o

mesmo se aloja, geralmente uma espécie de gorgônia.

Figura 5.3 Transecto de faixa para macroinvertebrados.


44

O levantamento do tipo de substrato também foi realizado pela demarcação de 20m de

extensão sobre o costão rochoso. Nesse caso, registrou-se qual o tipo de cobertura a cada 0,5m,

partindo do marco zero da trena até o marco 20 (Figura 5.4).

Figura 5.4 Transectos de linha para substrato, com marcações a cada 0,5m.

Nas transeções de linha para substrato o tipo de cobertura foi classificado de acordo com a

Tabela 5.1

Tabela 5.1 Categorias de cobertura do substrato.

CATEGORIA SIGLA

ALGA CALCÁRIA ARTICULADA AA

ALGA CALCÁRIA CROSTOSA AC

AREIA AR

ASCÍDIA ASC

BRYOZOA INCRUSTANTE BRENC

CASCALHO CC

CORAL DURO (SCL) CD

CORAL MOLE (ZOA) CM

CORYNACTIS SP. COR

ESPONJA ESP

GORGÔNIA GOR

HYDROZOA/BRYOZOA (ARBOREC) HDBR

LIXO LX

MACROALGAS MA

OUTROS OT

ROCHA RD

TURF OU MATRIZ DE ALGAS EPILÍTICAS TF


45

A rugosidade do substrato é um fator importante que influencia a biota. Sobre a transecção

de 20m, a mesma das medições anteriores, a rugosidade do substrato foi inferida a cada dois metros.

Para tal, foi utilizado o método de caracterização do Protocolo Reef Cheeck Califórnia, no qual um

observador deve inferir diferença de profundidade entre o ponto mais raso e o mais profundo dentro

de uma área de 1m X 0,5m, a cada marco da trena (Figura 5.5).

Figura 5.5 Esquema para inferência da rugosidade do terreno em transecções sobre costões rochosos. Modificado de Freiwald et al. 2013b.

A diferença de profundidade foi classificada em categorias entre zero e três de acordo com os

seguintes critérios (Freiwald et al. 2013a):

Categoria 0: 0 – 10 cm

Categoria 1: 10 cm – 1m

Categoria 2: 1 m – 2m

Categoria 3: 2 m

Tanto os dados de macroinvertebrados, quanto os de substrato, foram anotados em planilhas

impressas em folhas de PVC, ANEXO I e II. Além dos dados específicos para os organismos em foco,

foram anotadas informações referentes ao ponto de mergulho especificamente seguindo os moldes

da Figura 1.2.

5.4.2 Diretrizes para coleta de dados do banco de Madracis decactis

No banco de corais existem transecções fixas em quatro profundidades (T1 = 7m, T2 = 9m, T3

= 10m e T4 = 12m) paralelas ao costão no sítio Toca da Salema - Ilha da Galé (Figura 5.6). As estruturas


46

foram instaladas em 2010 através de uma parceria firmada entre a então aluna de mestrado Kátia

Capel e a REBIO Arvoredo (Capel, 2012).

Figura 5.6 Esquema indicando os transectos A (6 a 7,5 m profundidade), B (8 a 9 m), C (10 m) e D (12 m) e matacões. Os pequenos pontos sólidos representam regiões com maior adensamento de colônias de corais. Demais regiões não identificadas representam substrato não consolidado. Escala: 1:200 (Gregoletto, et al. 2011).

T1

T2

T3

T4


47

Monitoramento por imagem e por contagem de colônias in situ

O quadrado de 1x1m foi colocado no início de cada transecto (T1, T2 e T3) e suas subdivisões

foram fotografadas uma a uma (Figura 5.2). O Quadrado foi recolocado de dois em dois metros através

dos transectos, totalizando 10 quadrados e 160 fotos por transecto. Em 2016, além das imagens

realizou-se a contagem de colônias vivas e mortas na mesma área onde as imagens foram tomadas.

Em laboratório o número de colônias vivas e mortas contadas in situ foi comparado com o número de

colônias identificadas via análise das imagens.

Logística em campo

5.5.1 Logística para coleta de dados de macroinvertebrados e substrato

1. Check in e montagem dos equipamentos de mergulho e de coleta;

2. As planilhas de macroinvertebrados e substrato foram divididas entre a dupla de mergulhadores e

cada um fica responsável por um tipo amostragem, substrato e macroinvertebrados;

3. Antes do início dos mergulhos a equipe preencheu a planilha de dados do Campo referente ao

ponto de coleta, para descrição do mesmo (Figura 1.2);

4. A dupla de mergulho entrou na água para o primeiro mergulho segundo as regras do mergulho

autônomo não-descompressivo;

5. O mergulhador responsável pela coleta de dados de macroinvertebrados foi o primeiro a percorrer

as transecções, seguido da sua dupla, responsável pela coleta de dados de substrato e de

rugosidade;

6. Após este primeiro mergulho, a dupla voltou à embarcação para a troca de cilindro e das planilhas

que foram novamente preenchidas. As planilhas preenchidas no primeiro mergulho foram secas e

imediatamente guardadas na pasta para evitar a perda dos dados;

7. Após todos os mergulhos, o procedimento de secagem das planilhas e armazenamento destas na

pasta de campo foi imediatamente realizado. O equipamento de coleta foi guardado em caixa

plástica, assim como a câmera fotográfica, computador de mergulho, faca, etc.;

8. Durante os mergulhos, pelo menos um dos mergulhadores (de preferência o com maior

experiência) levou a câmera fotográfica para eventuais fotos de organismos exóticos, raros ou de

interesse amostral. Foram registradas também, fotos da preparação dos equipamentos de coleta e

do procedimento em si, para registros do projeto;

9. Eventuais coletas de organismos foram efetuadas quando houve impossibilidade de identificação

em campo e os organismos coletados foram armazenados em sacos ziploc ou tubos falcon que

foram levados no bolso do colete por ambos mergulhadores. A bordo, foram devidamente


48

etiquetados em papel vegetal, com caneta nanquim e acondicionados em caixa plástica com tampa.

As etiquetas continham nome do táxon, local, data, profundidade, transecto, coletor e qualquer

outra observação importante que coletor julgou pertinente e que possa ajudar na identificação do

organismo.

No caso da saída de campo para a Ilha da Galé, onde se encontra o banco coralíneo de

Madracis decactis, foram realizados dois tipos de coleta de dados. No costão adjacente ao banco de

corais os procedimentos para coleta de dados de macroinvertebrados e substrato foi feito conforme

o protocolo Reef Cheeck, apenas na faixa de profundidade de três a cinco metros. No banco de

Madracis decactis além do levantamento dos dados de macroinvertebrados e substrato foi realizada

a contagem das colônias de coral ao longo das transecções fixas. A contagem de colônias se deu ao

longo das transecções fixas em local demarcado para monitoramento contínuo, na mesma área

delimitada para a tomada das imagens das colônias. O levantamento de dados segundo o protocolo

Reef Cheeck no âmbito do MAArE foi realizado aos 10 m de profundidade.

5.5.2 Logística para monitoramento do banco de Madracis decactis

Montagem dos equipamentos de mergulho e de coleta;

O monitoramento do número de colônias vivas e mortas de Madracis decactis teve início no

transecto três, aos 10 m de profundidade;

Após os mergulhos equipamentos de coleta e de mergulho foram desmontados e guardados para

melhor locomoção a bordo.

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49

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Balneário Camburiú/SC.


50

ANEXO I – Modelo de planilha para coleta de dados de macroinvertebrados


51

ANEXO II – Modelo de planilha para coleta de dados de substrato


52

6 Crustáceos (CRT) Pesquisador Responsável: Andrea Santarosa Freire

Elaborado por: Bruno Welter Giraldes, Thais Peixoto Macedo e Andrea Santarosa Freire


Apresentação

A subárea Crustáceos e Zooplâncton previu o levantamento qualitativo dos crustáceos

relevantes ao ecossistema, principalmente os representantes bentônicos das ordens Stomatopoda e

Decapoda. Este levantamento contribuiu para a definição de indicadores biológicos, que subsidia o

monitoramento da qualidade ambiental da REBIO Arvoredo e entorno.


Estabelecer uma base de dados qualitativa a cerca da composição e abundância de crustáceos, na REBIO Arvoredo e entorno, a fim de definir indicadores biológicos para futuro monitoramento;

Determinar as espécies alvos e relevantes para a identificação visual durante o monitoramento qualitativo, assim como incluir as espécies de difícil identificação visual em grupos funcionais ecológicos para também incluír no monitoramento;

Monitorar quantitativamente os Crustáceos na área da REBIO Arvoredo e entorno, com especial atenção às potenciais espécies invasoras e seus efeitos na comunidade local.

Localização da área de estudo/estações amostrais

Para o levantamento qualitativo e monitoramento dos crustáceos, diferentes sítios de amostragens

foram estabelecidos na área da REBIO Arvoredo e entorno (Figura 1.1). A escolha desses sítios previu

amostragens em locais inseridos dentro da unidade de conservação, teoricamente protegidos de forte

ação antrópica e outros no entorno, onde as atividades antrópicas determinam um maior impacto

sobre as comunidades marinhas.

Entorno da UC

Sítio 1: Estaleiro Leste

Sítio 2: Estaleiro Oeste

Sítio 9: Saco do Capim (Ilha do Arvoredo)

Sítio 10: Baía do Farol (Ilha do Arvoredo)

Sítio 11: Ilha das Aranhas

Sítio 12: Ilha do Xavier

REBIO Arvoredo

Sítio 3: Naufrágio da Lili (Ilha das Galés)


53

Sítio 4: Toca da Salema (Ilha das Galés)

Sítio 5: Ilha Deserta

Sítio 6: Ilha Deserta Sul

Sítio 7: Saco d’água (Ilha do Arvoredo)

Sítio 8: Rancho Norte (Ilha do Arvoredo)


6.4.1 Treinamento de equipe

Anteriormente à coleta de dados em campo, foi feito um treinamento teórico com a equipe

técnica, bolsistas e Adhoc do laboratório de Crustáceos e Plâncton sobre a metodologia que foi

empregada para a coleta dos dados de Crustáceos (baseado em Giraldes, 2012), a fim de deixar a

equipe capacitada a utilizar a metodologia de maneira fiel e a identificar as espécies em estudo no

campo.

Foram abordados, no treinamento, os seguintes tópicos:

Taxonomia de decápodes e grupos funcionais ecológicos;

Metodologia de coleta para cada grupo taxonômico dentre os crustáceos, como a coleta manual, com pinças e puças em cada microhabitat como entre as algas, entre as fendas em baixo de cascalhos etc;

Introdução sobre a metodologia de Transecto de Faixa para decápodes (Giraldes, 2012) e adaptações da metodologia ao ambiente Costão Rochoso;

Desenho amostral e princípios de seleção dos organismos indicadores;

Introdução ao formato de registro de dados em campo e preparação das pranchetas subaquáticas;

Explanação sobre a entrada de dados Excel, checagem e procedimentos de apresentação após mergulhos.

6.4.2 Preparação do material de coleta

Preparação para a coleta Quantitativa (check list) de Crustáceos

A coleta de decápodes qualitativa foi baseada na captura de indivíduos durante mergulhos

diurnos. Captura com identificação prévia das espécies, para evitar a captura de excesso de material

biológico. No dia anterior das operações de mergulho foram preparados os materiais para a captura

dos crustáceos, separando:

Equipamento completo Scuba, Básico e acessório (roupa adequada para a temperatura); atenção à lanterna secundaria para observar o habitat crevicular entre as pedras.


54

Pinças para braquiúros pequenos e puçás para estomatópodos, carídeos, aquelatas e portunídeos, evitando assim machucar ou desmembrar os artrópodes.

Luvas para a captura manual de grandes indivíduos.

Sacos e potes de coleta para aclimatar os exemplares capturados durante os mergulhos.

Sacos ou baldes de transporte para os animais serem individualmente levados vivos para o Laboratório e os elásticos para fechar a boca do saco de transporte.

Caixa de isopor para acomodar os sacos de transporte mantendo a temperatura e a ausência de luminosidade.

Caneta permanente e várias etiquetas (Figura 6.1) para registrar os dados de coleta.

Câmera fotográfica e caixa estanque para fotos de organismos. Fazer a checagem de bateria, cartão de memória, resolução da foto e vedação da caixa estanque.

Preparação para a coleta com Underwater Visual Census (UVC):

Para a coleta de dados quantitativos dos crustáceos foram utilizadas folhas de PVC à prova

d’água (Dura Copy Waterproof – Laser paper) com planilhas para anotação dos dados de Dados do

campo, Invertebrados e Substrato, previamente impressas a laser. Estas folhas foram fixadas com

presilhas plásticas a um cano de PVC de 30 mm de diâmetro e 25 cm de comprimento que serviu de

estrutura para escrita subaquática (Figura 6.2). As anotações foram feitas a lápis ou lapiseira plástica

Nome da espécie

Local

Data

Profundidade

Transecto

Coletor

Fotografias

OBS

Figura 6.1: Modelo da etiqueta para coleta de organismos.


55

troca-ponta, que estavam ligados à prancheta através de cordões náuticos finos. Foi utilizada uma

trena milimetrada de 20 m de comprimento para traçar os transectos (Figura 6.3).

Figura 6.2 Estrutura de PVC para escrita subaquática. Foto: Acervo MAArE.

Figura 6.3 Trena milimetrada. Foto: Acervo MAArE.

No dia anterior das operações de mergulho foram preparados os materiais para coleta dos

dados dos crustáceos com censo visual, separando:

Equipamento completo Scuba, Básico e acessório (roupa adequada para a temperatura); atenção à lanterna secundaria e Pilhas AA (duracell) novas para observar no escuro habitat crevicular entre as pedras;

A trena (ou cabo guia) milimetrada;

As folhas de PVC impressas com as tabelas de Campo e uma pasta plástica com elástico;

Montar as estruturas de PVC já fixando a folha para anotação, o lápis e o mosquetão de segurança (cada mergulhador deverá ter a sua estrutura).


56


6.5.1 Diretrizes para a captura de crustáceos

Os crustáceos foram capturados com base na coleta com identificação previa, evitando capturar

excesso de material biológico, sendo:

As espécies com duvida na identificação, ainda não registradas ou fotografadas foram capturadas manualmente, com o auxilio de pinças e puçás.

Os exemplares capturados foram aclimatados em potes/sacos de coleta ainda durante os mergulhos.

Após serem capturados, os exemplares foram individualmente levados vivos para o barco onde foram novamente aclimatados em sacos de transporte com 2/3 de ar para mantê-los vivos.

Os sacos de transporte foram aclimatados em caixa de isopor para manter a temperatura e isolar a luminosidade mantendo os crustáceos no escuro.

Na caixa de isopor (transporte) os animais foram transportados vivos para o laboratório.

6.5.2 Diretrizes para a coleta de dados de crustáceos com censo visual

A coleta quantitativa foi baseada em uma técnica de censo visual subaquático específico para

decápodes, utilizando o transecto de faixa descrito por Giraldes (2012) nos recifes do sul de

Pernambuco, criado para se ajustar ao protocolo Reef Check.

Os transectos possuiram 20 metros de comprimento, onde foram vistoriados 1m de um lado e 1m

do outro do transecto, totalizando uma área amostral linear de 40m2 por transecto (20m x2m). Cada

mergulhador é responsável por um lado do transecto, considerando a trena o meio. A vistoria foi feita

ziguezagueando constantemente para o limite esquerdo e direito da área de cada mergulhador,

procurando sobre as pedras, entre as pedras (com o auxilio de lanternas), entre as algas, entre os

zoantídeos, entre as estruturas de todos os organismos bênticos sésseis que poderiam ter decápodes

associados, dentro de conchas de gastrópodes, incluindo procurar por animais enterrados na areia.

Estes transectos foram estendidos nos recifes rochosos paralelos à superfície da água de acordo

com padrões de profundidades pré-estabelecidos, sendo que o transecto mais profundo adentrou o

substrato móvel (para comparação dos habitats) (Figura 6.4). Os padrões de profundidade utilizados

dependeram da profundidade do ponto amostral.


57

Figura 6.4 Perfil esquemático dos recifes rochosos em Santa Catarina, evidenciando a área infralitorânea de um ponto amostral. Com os três padrões de profundidade delimitado pelos transectos (área amostral 1, 2 e 3); e os quatro micro habitats para os decápodes: habitat externo (em cima das rochas), habitat crevicular (na sombra entre as rochas), habitat interface (entre costão e areia) e o habitat arenoso. Ilustração: Bruno Giraldes.

Em cada profundidade foram estendidos três transectos seguidos por ponto amostral,

espaçados por áreas sem coleta de dados, de no mínimo dois metros (Figura 6.5).

Figura 6.5 Desenho esquemático dos transectos, que foram estendidos por padrão de profundidade em cada ponto amostral. Evidenciando a área amostral de cada um dos quatro transectos.

Para a análise dos habitats foi registrado, o local onde cada espécie se encontrava com base em

quatro habitats propostos: 1) o Habitat Externo, espécie encontrada sobre as rochas e exposta à

predadores; 2) o Habitat Crevicular, espécie encontrada entre as rochas, em fendas e cavidades, uma

área protegida e escura mesmo durante o dia; 3) o Habitat Interface, espécie encontrada entre o

costão rochoso e o substrato não consolidado; 4) o Habitat Móvel, formado pelo fundo móvel não

consolidado que circunda as rochas.


58

Foi utilizada uma prancheta de anotações subaquáticas (Figura 6.6) por transecto. Em cada

prancheta foi preenchido o nome da espécie observada, o número de indivíduos observado em cada

habitat e a espécie associada no momento da observação.

Figura 6.6 Modelo da prancheta de anotações subaquáticas para decápodes, com a coluna das espécies, uma coluna para cada habitat (externo, crevicular, interface e móvel) e uma para as associações.

DATA: PONTO AMOSTRAL: HORA INICIAL:

PROFUNDIDADE: MERGULHADOR: HORA FINAL:

TRANSECTO 1 TRANSECTO 2

ESPÉCIES Ex. Cr. Int. Mo. Ex. Cr. Int. Mo.

Mithraculus forceps

Lysmata ankeri

P. provenzanoi

Calcinus tibicen

S. seticornis

Mithrax hispidus

Mithrax tortugae

Menippe nodifrons

TRANSECTO 3 BUSCA ATIVA

Ex. Cr. Int. Mo. Ex. Cr. Int. Mo.

Mithraculus forceps

Lysmata ankeri

P. provenzanoi

Calcinus tibicen

S. seticornis

Mithrax hispidus

Mithrax tortugae

Menippe nodifrons


59

Além dos dados específicos para os crustáceos, também foram coletados dados de campo de cada

sítio amostral pela subárea Macroinvertebrados de Substrato Consolidado. Estes dados foram

repassados para todas as demais subáreas. A Figura 1.2 mostra a planilha dos dados de campo que

foram coletados em todas as saídas de campo.

6.5.3 Passo a passo da operação de mergulho

Foram realizados dois mergulhos por ponto amostral para as coletas qualitativas e

quantitativa de crustáceos.

No Mergulho 1 foi realizado o censo visual na maior profundidade, preferencialmente na interface

do costão com o substrato arenoso. As trenas foram estendidas pela dupla e o censo começou pela

última trena que foi estendida. Antes de iniciar o censo visual, o mergulhador que possuia o

computador e o relógio marcou na prancheta a profundidade e a hora de início. Cada mergulhador foi

responsável por um lado do transecto, 1m à direita e 1m à esquerda da trena. A cada transecto

completo, um mergulhador voltou e recolheu a trena deixando no inicio do próximo transecto e então

a dupla seguiu fazendo o censo visual, sempre intercalando o mergulhador que voltou para recolher

as trenas ou de acordo com medidor de ar de cada mergulhador. Ao fim do transecto 3, marcou-se a

hora final na prancheta e a dupla voltou a superfície com todas as trenas. Um dos mergulhadores foi

responsável pelos registros fotográficos durante o censo visual. Ambos os mergulhadores colaboraram

na coleta de espécimes, auxiliando a dupla quando necessário.

No Mergulho 2foi realizado o censo visual na menor profundidade, entre zero a cinco metros de

profundidade. O procedimento foi o mesmo do realizado no Mergulho 1. Os censos visuais

subaquáticos serão realizados de dia.

As operações de mergulho seguiram os seguintes passos:

1. No dia anterior ao mergulho realizou-se um Check in dos equipamentos de mergulho e de coleta;

2. No barco antes do mergulho, a dupla de mergulhadores montou o equipamento de mergulho e preparou os materiais de captura e o transecto para entrar na água;

3. A dupla de mergulhadores entrarou na água para o primeiro mergulho e esticou as trenas. Em caso de corrente forte, as trenas foram ser esticadas no sentido a favor da corrente;

4. Antes de iniciar o transecto, os mergulhadores preencheram os dados do mergulho: data, ponto amostral, profundidade, mergulhador e hora inicial;

5. Ao final do censo visual, preencheram o campo da hora final e retornaram a superfície com todas as trenas recolhidas;


60

6. Após este primeiro mergulho, a dupla voltou à embarcação para a troca de cilindro e para aclimatação das espécies coletadas em sacos de transporte dentro da caixa de isopor. Ocorreuum descanso entre os mergulhos para intervalo de superfície (eliminação de nitrogênio residual), alimentação e para troca e checagem dos equipamentos para o segundo mergulho. As planilhas preenchidas do mergulho um foram substituídas por planilhas novas e armazenadas secas dentro de uma pasta;

7. Após o intervalo de superfície, entrou-se na água para segundo mergulho;

8. Ao final do mergulho dois as planilhas preenchidas foram secas e imediatamente guardadas na pasta para evitar a perda dos dados. O equipamento de coleta foi guardado em caixa plástica, assim como a câmera fotográfica. O equipamento de mergulho foi desmontado e guardado para melhor locomoção a bordo;

9. Durante os mergulhos um dos mergulhadores (de preferência o com maior experiência) levou a câmera fotográfica para eventuais fotos de organismos exóticos, raros ou de interesse amostral. Registrou-se também, fotos da preparação dos equipamentos de coleta e do procedimento em si, para registro do projeto.

Processamento e análise das amostras, dados e imagens em laboratório

6.6.1 Crustáceos capturados para análise qualitativa:

Após o transporte do barco ao laboratório os crustáceos foram:

Retirados dos sacos de coleta.

Aclimatados em bandejas com água marinha e régua milimetrada (para escalonamento das estruturas).

Fotografados ainda vivos para evidenciar características de coloração, postura natural das estruturas e características morfológicas relevantes para facilitar a identificação visual em campo de futuros coletores aprendizes.

Após fotografias os exemplares foram, catalogados, etiquetados () e fixados em álcool 96% (para analises genéticas futuras, panmixia e meta-populações), sendo arquivadas também as imagens dos padrões de coloração de exemplares de cada espécie in vivo.

Os exemplares foram depositados na coleção de Crustáceos do Depto de Ecologia/Zoologia localizada no Laboratório de Crustáceos e Plâncton. Foram catalogados e armazenados seguindo a sequencia evolutiva taxonômica.

6.6.2 Dados coletados com censo visual (UVC) para analise quantitativa:

Os dados amostrais coletados durante os censos visual foram:

Digitalizados – os dados amostrais foram transportados para uma planilha do Excel.

Os dados dos Crustáceos nas planilhas de Excel alimentam o Sistema de Gestão da Informação (SGI).

Cada campanha tem um planilha específica dos crustáceos, discriminando a espécie (ou grupo funcional) por habitat (rocha externa, rocha crevicular e fundo não-consolidado) em cada transecto, para cada ponto amostral.


61

Todos os dados e as imagens estão em uma pasta de arquivo de nome Crustáceos MAARE no computador do Laboratório de Crustáceos e Plânctons do Departamento de Ecologia da UFSC. Nesta pasta consta uma subpasta para as imagens. Constantemente foi feito backup deste universo de dados no HD externo especifico para o projeto MAArE e em ambiente virtual do tipo Dropbox.

Resultados

6.7.1 Crustáceos capturados para análise qualitativa:

Com os dados das espécies e com as imagens obtidas foi composto o baseline dos decápodes da

REBIO do Arvoredo e futuramente um guia de campo.

6.7.2 Dados coletados com censo visual (UVC) para análise quantitativa:

Foram realizadas análises quantitativas ecológicas e multivariadas da comunidade de crustáceos

utilizando todos os dados digitalizados, através de pacotes bioestatísticos.

Nas análises ecológicas foram analisados os seguintes índices: Abundância, Frequência,

Diversidade, Equitabilidade e Dominância da comunidade de crustáceos por ponto amostral, por

habitat e por profundidade. Para verificar diferenças entre as médias entre sítios, profundidades,

ambientes, dentro e fora da REBIO foram utilizados teste de hipóteses, paramétrico ou não

paramétrico dependendo dos dados, a um nível de significância de 5%. Foram utilizados os testes

usuais como Teste t, Análise de Variância e testes pré e pós análise. Análises multivariadas de

ordenação (análise canônica) foram realizadas para correlacionar os dados biológicos com dados

abióticos e os dados biológicos entre si (cluster e nMDS). Outros testes foram incluídos, dependendo

da natureza dos resultados e da possibilidade de interação com dados de outras subáreas do projeto.

Bibliografia

Bakus GJ (2007) Quantitative Analysis of Marine Biological Communities: Field Biology and

Environment. Hoboken, John Wiley & Sons, 435p.

Dajoz R (2005) Princípios de Ecologia, 7th Ed. Artmed, Porto Alegre, 520p.

Giraldes BW (2012) Crustáceos decápodes dos recifes costeiros do Nordeste do Brasil. Tese de

Doutorado, Universidade Federal de Pernambuco.

Hill J, Wilkinson C (2004) Methods for Ecological Monitoring of Coral Reefs. Townsville, Australian

Institute of Marine Science, 117p.


62

Krebs CJ (1994) Ecology. The Experimental Analysis of Distribution and Abundance, 4th Ed. Harper

Collins, New York, 801p.

Krebs CJ (1998) Ecological Methodology, 2th Ed. Addison Wesley, Menlo Park, 620p.

Odum EP, Barrett GW (2007) Fundamentos de Ecologia, 5th Ed. Thomson Learning, São Paulo, 616p.

Zar JH (1999) Biostatistical Analysis. Upper Saddle River, Prentice-Hall, 663p.


63

7 Biodiversidade de peixes recifais (BPR)

Pesquisador Responsável: Sergio Ricardo Floeter

Elaborado por: Luisa Fontoura e Anderson A. Batista


Apresentação

O Projeto MAArE contou com o Laboratório de Biogeografia e Macroecologia Marinha

(LBMM), que está localizado no Departamento de Ecologia e Zoologia da Universidade Federal de

Santa Catarina sob a coordenação do Prof. Dr. Sergio Ricardo Floeter, para o monitoramento da

comunidade de peixes recifais.

A costa de Santa Catarina (27°S) é o limite meridional de distribuição de muitas espécies de

peixes marinhos com afinidades tropicais (Floeter et al. 2001, 2008). Logo, compreender como as

comunidades de peixes são estruturadas em diferentes locais é fundamental para o desenvolvimento

de estratégias de proteção desses ambientes (Hughes et al., 2005; 2007; Mumby et al., 2006; Taylor

et al., 2006), não apenas por proporcionar uma melhora no conhecimento da biologia e evolução de

peixes recifais, mas também por servir de base para o desenvolvimento de políticas públicas de

conservação dos ambientes recifais (Krajewiski e Floeter, 2011).


Avaliar as estruturas de comunidades de peixes recifais na REBIO Arvoredo em um gradiente

temporal, verificando a potencial ocorrência de variabilidade temporal nas estruturas

populacionais destes organismos [Censos visuais subaquáticos (CVS)];

Verificar a intensidade do efeito reserva ao longo do tempo, com base nas biomassas das

populações de predadores de topo de teia alimentar detectados dentro da área restrita à

atividade pesqueira da Reserva Marinha do Arvoredo, verificando assim o potencial gradiente

de efetividade da Reserva ao longo do tempo [Censos visuais subaquáticos (CVS)].

Área de estudo

Para o monitoramento dos indicadores biológicos, diferentes sítios de amostragens foram

estabelecidos na área da REBIO Arvoredo e entorno. A escolha desses sítios previu amostragens em

locais inseridos dentro da unidade de conservação, protegidos por lei de ação antrópica direta, e

outros no entorno, onde as atividades antrópicas determinaram um maior impacto sobre as


64

comunidades marinhas. Para cada sítio amostral foram realizados no mínimo de 20 censos visuais

subaquático em dois estratos de profundidade (raso (3-5m) e fundo (7-10m)). Na ausência de estratos

mais profundos, buscou-se diferenciar os estratos pelo tipo habitat (costão e interface).


Com antecedência de no mínimo dois dias, prévio ao campo, os mergulhadores separaram todo

o material necessário (de acordo com o check list, Tabela 7.1) para a realização dos censos

subaquáticos.

Equipamentos essenciais para a coleta de dados (censos visuais subaquáticos- CVS)

Por tratar-se de uma atividade subaquática é necessário equipamento de suporte de vida

(SCUBA) completo:

1. Traje de mergulho, cinturão de lastro proporcional ao peso do mergulhador, botas de neoprene

e nadadeiras ajustáveis, regulador de pressão de ar padrão (octopus), cilindros de ar

comprimido luvas de neoprene.

2. Câmera fotográfica Cannon Power Shot G15 (juntamente com sua respectiva caixa estanque)

para registro de espécies de peixes encontradas ao longo dos censos.

3. Para delimitação da área amostral da transecção linear, foram utilizadas trenas convencionais

de 20 m de comprimento, que têm a vida útil média de três anos (variando conforme a corrosão

provocada pelo sal marinho).

4. Para a anotação dos dados durante os censos visuais subaquáticos foram utilizadas pranchetas

tubulares graduadas de 0 a 20 cm de PVC (40 mm) e lápis convencional. Em casos especiais

(e.g. expedições de longa duração) folhas de PVC (Rite in the Rain Laser-jet tamanho A4) foram

acopladas às pranchetas aumentando a capacidade do mergulhador de anotar dados embaixo

d´água, caso a prancheta estivesse repleta de anotações (Figura 7.1).


65

Figura 7.1 Prancheta tubular graduada de 0 a 25 cm, em PVC (40 mm) para a anotação dos dados in situ. Foto: Acervo MAArE.

Tabela 7.1 Check list pré-Operacional da equipe de peixes recifais

Equipamento de mergulho básico (roupa neoprene, máscara, luvas,

nadadeiras, capuz, faca, computador de mergulho)

Trena 20 metros

Câmera fotográfica Canon Power Shot G15 + Estanque, baterias

carregadas e Cartão SD 64Gb

Cano PVC e lápis com duas pontas

Folhas planilhadas de PVC

Vergalhões ou lacres


A única necessidade especial com relação à logística de campo (embarcado), é que os

mergulhadores desta subárea fossem os primeiros a serem “lançados” ao mar devido à perturbação

que as atividades SCUBA provocam nas comunidades de peixes recifais. Censos visuais subaquáticos:

transecção linear com 20m de extensão por dois metros de largura [um metro para a esquerda e um

metro à direita, resultando em uma réplica (parcela) de 40m² ]. Esta metodologia é caracterizada como


66

não destrutiva, uma vez que não realiza a retirada de indivíduos do ambiente, além disso, possibilita

determinar o estoque de peixes e a estrutura da população por tamanhos individuais, sendo um dos

métodos mais comuns de amostragens qualitativas e quantitativas de observações em ambientes

recifais (English et al., 1997) (Figura 7.2).

Figura 7.2 Figura esquemática mostrando a transecção linear com 20m de extensão por dois metros de largura [um metro para a esquerda e um metro à direita, resultando em uma réplica (parcela) de 40m².

Durante a execução destes transectos lineares o mergulhador nadou com velocidade constante

desenrolando uma trena até a marca dos vinte metros enquanto registrou os peixes encontrados até

um metro para cada lado do transecto (Floeter et al., 2007). Enquanto o mergulhador desenrolava a

trena foram anotados apenas os peixes conspícuos, ou seja, indivíduos geralmente maiores que ficam

na coluna d’água. Os peixes crípticos (e.g. blenídeos e gobídeos), por serem mais difíceis de observar

e identificar, foram registrados na volta, ao enrolar a trena, quando o mergulhador se dedicou

somente ao registro desses indivíduos. Espécies muito numerosas (e.g. espécies da família

Pomacentridae) também foram contadas e anotadas durante o retorno do mergulhador (Floeter et

al., 2007) (

Figura 7.3).


67

Figura 7.3 O mergulhador nadou com velocidade constante desenrolando uma trena até a marca dos 20 m enquanto registrou os peixes que se encontravam até um metro para cada lado do transecto. Foto: Acervo MAArE.

Treinamento para identificação, quantificação e minimização do efeito de paralaxe

cognitiva e magnificação

Os mergulhadores antes de serem habilitados a fazer censos visuais subaquáticos, passaram

por treinamento sistemático envolvendo: calibragem visual dos tamanhos dos organismos in situ,

identificação das espécies e quantificação dos grupos (in situ e ex situ).

Tais procedimentos foram necessários para a diminiução dos efeitos de paralaxe cognitiva e

magnificação visual, que foram fenômenos cognitivos e visuais comuns neste tipo de atividade, que

podem inserir erro amostral significativo durante as coletas de dados. Apenas os mergulhadores com

acuidade visual certificada pelo coordenador do grupo de pesquisa (especializado nesta atividade)

foram considerados habilitados. A identificação taxonômica dos organismos seguiu Nelson (2006).

Detalhes específicos, ecomorfológicos e ontogenéticos dos indivíduos foram considerados durante a

identificação conforme Humann e Deloach (2002) e Hostim et al. (2006).


68

Processamento e análise de amostras, dados e imagens em laboratório

Após as operações de coleta em campo os dados foram utilizados para alimentar bases de

dados (Figura 7.4) em linguagem matricial Excel (*.xls; *.xxls; *.CSV; *.txt) padrão Microsoft Windows.

No HD Samsung MAArE há uma pasta denominada Planilha_Mae_MAArE onde encontra-se a base de

dados que foi alimentada com os dados de censo após cada campo.

Conversão de dados de densidade em biomassa

Os dados de densidade (nº de indivíduos/40m²), de cada espécie, foram convertidos em

valores de Biomassa (gramas/40m²) através da equação: W=a*TLb, onde W é o peso em gramas, os

parâmetros a e b são constantes obtidas da literatura (e.g. Froese e Pauly, 2013) e TL é o comprimento

total em centímetros estimado nos censos visuais. Para espécies cujo valor de a e b não são conhecidos

foram utilizados valores para espécies congêneres, com tamanho corporal e formato do corpo

semelhante.


70

Análise de dados

Os parâmetros e variáveis foram analisados conforme homogeneidade da variância

(homocedasticidade) e normalidade estatística parcial ou total. A partir das premissas estatísticas básicas

e conforme as hipóteses analisadas, foram desenhados os modelos para que respondessem da melhor

forma as perguntas científicas (Underwood, 1981; 1997; Legendre e Legendre, 1998; Zar, 1999). Todas

as análises foram executadas com o software R.

Tratamento e processamento de imagens

A. No HD Samsung MAArE há uma pasta denominada Fotos_Campo_MAArE. Nesta pasta também

constam pastas com o respectivo nome de cada ponto amostral.

B. As imagens fotográficas coletadas em campo (Cannon Power Shot G15) foram armazenadas em

uma pasta com a data do campo dentro da pasta do respectivo ponto amostral encontrada no

HD Samsung MAArE e com a resolução mínima de 300 dpi e 15X10 (formato padrão para

diagramação).

C. Todas as informações do MAArE também foram armazenas nas unidades de disco dos

computadores do Laboratório de Biogeografia e Macroecologia Marinha de forma prioritária

(uso exclusivo). Dentro do diretório principal está a pasta MAArE e dentro desta pasta outras

duas: 1ª) Planilha Mãe e 2ª) imagens. Assim sendo, todas as informações poderão ser rastreadas

de forma otimizada.

Resultados e disponibilização dos dados

Todos os resultados (i.e. planilhas e imagens) foram disponibilizados, quando houve necessidade,

exclusivamente para a gestão ou outras subáreas, mediante a solicitação formal via mensagem

eletrônica (e-mail).


71

Bibliografia

English S, Wilkinson C, Baker V (1997). Survey Manual for Tropical Marine Resources. Townsville:

Australian Institute of Marine Science.

Floeter SR, Gasparini JL (2000). The south-western Atlantic reef fish fauna: composition and

zoogeographic patterns. Journal of Fish Biology 56:1099–1114.

Floeter SR, Guimarães RZP, Rocha LA, Ferreira CEL, Rangel CA, Gasparini JL (2001). Geographic variation

in reef-fish assemblages along the Brazilian coast. Global Ecology and Biogeography 10:423–431.

Floeter SR, Krohling W, Gasparini JL, Ferreira CEL, Zalmon I (2007). Reef fish community structure on

coastal islands of the southeastern Brazil: the influence of exposure and benthic cover.

Environmental Biology of Fishes 78: 147–160.

Floeter SR, Rocha LA, Robertson DR, Joyeux J-C, Smith-Vaniz WF, Wirtz P, Edwards AJ, Barreiros JP,

Ferreira CEL, Gasparini JL, Brito A, Falcón JM, Bowen BW, Bernardi G (2008) Atlantic reef fish

biogeography and evolution. Journal of Biogeography 35:22–47.

Froese R, Pauly D (2013). Fishbase. World Wide Web Publication. Disponível em www.fishbase.org

Hostim-Silva M, Andrade AB, Machado LF, Gerhardinger LC, Daros FA, Barreiros JP & Godoy EAS

(2006). Peixes de costão rochoso de Santa Catarina: I. Arvoredo. Ed. Univali, Itajaí, 134 p.

Hughes TP, Bellwood DR, Folke C, Steneck RS, Wilson J (2005). New paradigms for supporting the

resilience of marine ecosystems. Trends in Ecology and Evolution 20:380–386.

Hughes TP, Rodrigues MJ, Bellwood DR, Ceccarelli D, Hoegh-Guldberg O, McCook L, Moltschaniwskyj N,

Pratchett MS, Steneck RS, Willis B (2007). Phase shifts, herbivory and the resilience of coral reefs to

climate change. Current Biology 17:360–365.

Humann P, DeLoach N (2002). Reef fish identification: Florida, Caribbean, Bahamas. New World

Publications, Jacksonville, 481 p

Krajewski JP, Floeter SR, Jones GP & Fosca PPL (2011). Patterns of variation in behavior within and among

reef fish species on an isolated tropical island: influence of exposure and substratum. Journal of the

Marine Biological Association of the United Kingdom 91: 1359–1368.

Legendre P, Legendre L (1998). Numerical Ecology. Elsevier: Amsterdam, 853 p.

Mumby PJ, Dahlgren CP, Harborne AR, Kappel CV, Micheli , Brumbaugh DR, Holmes KE, Mendes JM,

Broad K, Sanchirico JN, Buch K, Box S, Stoffle RW, Gill AB (2006). Fishing, trophic cascades, and the

process of grazing on coral reefs. Science 311:98–101.


72

Underwood A.J (1981). Techniques of analysis of variance in experimental marine biology and

ecology. Oceanography and Marine Biology: An Annual Review 19 19: 513–605.

Underwood AJ (1997). Experiments in ecology. Their logical design and interpretation using analysis of

variance. Cambridge University Press, Cambridge, 509 p.

Zar JH (1999). Biostatistical Analysis. Prentice Hall, New Jersey, 663 p.


73

8 Biodiversidade de bentos de substrato consolidado e espécies

exóticas (BEE)

Pesquisador Responsável: Alberto Lindner

Elaborado por: Júlia Nunes de Souza, Edson Faria Júnior e Alberto Lindner


Apresentação

A subárea Biodiversidade do Bentos de Substrato Consolidado e Espécies Exóticas (BEE) foi

inserida neste projeto sob responsabilidade do Laboratório de Biodiversidade Marinha da UFSC,

coordenado pelo professor Dr. Alberto Lindner. A equipe executora do projeto desenvolveu atividades

em campo com a finalidade de monitorar a ocorrência e abundância das espécies exóticas bênticas, bem

como de espécies que possam ser indicadoras de hábitats propícios para bioinvasão. No Brasil, o caso

mais bem conhecido de invasão biológica marinha é o dos corais-sol, Tubastraea coccinea e T. tagusensis

(Paula e Creed, 2004, 2005; Creed, 2006; Creed e Paula, 2007), que competem diretamente com o coral-

cérebro Mussimilia hispida (Creed, 2006). Esses corais invasores começaram a ser detectados na década

de 80 em plataformas de petróleo, com os primeiros registros de recrutamento em recifes rochosos

naturais na Baía da Ilha Grande nos anos de 1990 (Paula e Creed, 2004). Uma lista de espécies marinhas

invasoras do litoral brasileiro pode ser obtida em Lopes (2009). As espécies foram recentemente

descobertas em costões rochosos no estado de São Paulo (Mantelatto et al., 2011) e na Ilha do Arvoredo,

em Santa Catarina (Capel, 2012; Faria Junior et al., em prep.) (Figura 8.1). A equipe desta subárea se

dedicou a monitorar os bioinvasores na área da Reserva Biológica Marinha do Arvoredo e entorno, com

ênfase para os corais-sol.

Figura 8.1. Colônias de Tubastraea coccinea encontradas na Ilha do Arvoredo. Fotos: Bruna F. Gregoletto.


74


Monitorar quantitativamente a abundância de espécies bênticas exóticas de invertebrados

encontradas em Santa Catarina, como Tubastraea coccinea, Styela plicata e Ophiothela mirabilis

(Figura 8.2);

Identificar possíveis novas ocorrências de espécies bênticas exóticas de invertebrados.

Figura 8.2. Invertebrados bênticos exóticos em Santa Catarina. (A) Tubastraea coccinea, (B) Styela plicata e (C) Ophiothela mirabilis. Fotos: Júlia N. de Souza (T. coccinia), João L. Carraro (S. plicata) e Jonathan W. Lawley (O. mirabilis).


8.3.1 Etapas da organização pré-operacional

8.3.1.1 Treinamento da equipe

Para fins de treinamento da equipe foram considerados:

1) Levantamentos bibliográficos com a finalidade de se obter imagens e informações que pudessem auxiliar na identificação das espécies exóticas;

2) Participação em oficinas, palestras e simpósios, os quais puderam auxiliar na ampliação do conhecimento acerca das espécies-alvo;

3) Participou-se, quando possível, de campanhas de campo externas ao projeto direcionadas aos pontos previstos de amostragem pelo projeto, a fim de se familiarizar com a área de estudo.

8.3.1.2 Preparação de equipamentos

No caso das câmeras digitais (CANON G15 e CANON S110 + cartões de memória) e suas devidas

caixas-estanques, os procedimentos seguidos encontram-se abaixo:

1. Carregar as baterias das câmeras;


75

2. Se necessário, formatar os cartões de memória, checando se as fotos já estavam devidamente

armazenadas em outra mídia, incluindo a cópia de segurança no HD externo);

3. Nas câmeras, selecionar o formato de arquivo RAW ou para JPEG e a resolução das fotos para

LARGE (L);

4. Limpar o o-ring das caixas-estanques com lenço de papel e lubrificá-los com silicone;

5. Fechar as caixas-estanques com a câmera antes de ir para o campo;

6. Checar em laboratório a adequação das caixas-estanques ao uso em campo, isto é, se

mergulhando-as em reservatório com água elas permanecem com a vedação adequada contra

entrada de água.

Quanto às pranchetas, ao todo foram preparadas quatro delas para uso durante o mergulho,

sendo essas semelhantes à prancheta da Figura 8.3, as quais foram disponíbilizadas para os usuários da

subárea BEE no Laboratório de Biodiversidade Marinha. Os procedimentos seguidos quanto à coleta de

dados com as pranchetas foram os seguintes:

1. Imprimir ao menos 10 folhas de papel impermeável com as tabelas para quantificação dos

organismos. Em seguida, anexar às pranchetas de tubo de PVC, ou, alternativamente, escrever os

dados diretamente na prancheta e transcrever para folhas A4, contendo a planilha de quantificação

impressa, após o mergulho;

2. Sempre após o backup dos dados, certificar-se de ter limpado os papeis impermeáveis e/ou as

pranchetas para o campo seguinte.


76

Figura 8.3. Modelo de prancheta de PVC utilizada pela equipe BEE elaborada por Anderson Batista. Foto: Acervo MAArE.

8.3.1.3 Preparação de reagentes

Os reagentes só foram preparados em caso de realização de coleta de algum material biológico

durante a operação, para evitar o preparo desnecessário de reagentes que pudessem vir a serem

desperdiçados. Caso as amostras precisassem ser estocadas em formol (preservação de tecidos), faz-se

a diluição de formol (formalina salina a 4 %). Do contrário, a preservação em álcool foi mais útil, se, por

exemplo, fosse necessária a identificação dos organismos por métodos moleculares.

8.3.1.4 Preparação de recipientes de coleta

Levou-se para a operação sacos plásticos, em caso de necessidade de coleta de algum material,

sendo que esses foram enumerados para facilitar a identificação do ponto de origem de coleta bem como

de características como profundidade, temperatura, etc. O material coletado foi transferido para tubos

de centrifugação (falcon), e logo após foram devidamente etiquetado, catalogado e armazenado na

seção de “Amostras Biológicas – MAArE/BEE”.

8.3.1.5 Modelo de etiquetagem

A numeração sequencial inicialmente atribuída aos sacos plásticos/tubos falcon esteve associada

às etiquetas permanentes, que incluiam o número do tubo e os demais dados sobre organismo


77

amostrado, local, número da(s) foto(s) (se houvesse), profundidade, data e coletor(a). As etiquetas foram

escritas em papel vegetal com caneta nanquim ou a lápis. O modelo para confecção das etiquetas esta

apresentado na Figura 8.4.

Figura 8.4. Modelo para confecção de etiquetas para as amostras de material biológico. As características que foram transcritas para as etiquetas seguiram o modelo representado à esquerda, conforme exemplificado no modelo à direita.

8.3.1.6 Check list de equipamentos, materiais e tarefas

( ) Câmeras com cartão de memória e bateria

( ) Caixas-estanque

( ) Pranchetas de PVC com escala métrica e lápis

( ) Papel impermeável ou folhas normais A4 com a planilha de coleta de dados

( ) Sacos plásticos e/ou tubos falcon enumerados

( ) Trenas

( ) Faca de mergulho

( ) Computador de mergulho

( ) Equipamentos de mergulho não fornecidos pela embarcação, como roupa, nadadeiras, máscara e snorkel

( ) Etanol e formol preparados para serem adicionados às amostras

( ) Licença SISBIO plastificada

( ) Pasta plástica para guardar documentos e planilhas

( ) EPIs como bonés, óculos de sol, protetor solar

( ) Lápis e borracha extras


78


8.4.1 Etapas operacionais coletivas

Com relação à sequência de coleta de dados das equipes que dependeram de mergulho

autônomo, é sempre dada prioridade aos mergulhadores que fizeram a avaliação dos peixes recifais,

devido à mobilidade desses organismos e sua capacidade de fuga ao avistarem os mergulhadores. Depois

destes, a equipe do macrobentos de substrato submergiu e demarcou suas transecções nas mesmas

localidades em que foram avaliados os peixes recifais, para então proceder com a coleta de dados. A

equipe BEE percorreu uma área maior que a das demais, por isso não amostraou somente nas áreas

demarcadas por trenas (transecções), mas também em áreas adjacentes.

8.4.2 Etapas operacionais desta subárea

Coleta de dados

Em duplas, utilizando mergulho autônomo, os mergulhadores percorreram a maior área

possível, limitados pelo tempo de mergulho, buscando ativamente espécies exóticas bentônicas. A busca

ocorreu entre os 0 e 12 metros de profundidade, com atenção especial para tocas, paredes verticais e

pequenas cavernas (Figura 8.5). Caso fosse encontrada alguma espécie exótica, foi anotada na prancheta

a espécie, o número de colônias ou indivíduos e a profundidade. Caso fossem encontradas colônias de

coral-sol, além de anotar a profundidade e o número de colônias, no local onde as colônias foram

encontradas foi presa uma boia para facilitar a obtenção de coordenadas geográficas na superfície, após

o mergulho. Nesse caso, juntamente com as coordenadas, foram tiradas fotos de referência no costão e

anotadas todas as características do fundo que facilitassem a posterior localização do ponto de invasão.


79

Figura 8.5. Busca de espécies exóticas pela equipe BEE. Foto: Bruna F. Gregoletto.

8.4.3 Amostras

As amostras contiverram, preferencialmente, uma numeração sequencial que serviu para

identificar as fotos dos exemplares em campo. Sempre que possível, parte do material coletado foi fixada

em formol 4 % e parte em etanol 92–98 %. O formol permite fixar o tecido dos animais, enquanto o

etanol é usado para preservar o DNA, caso futuramente a identificação exija o uso de métodos

moleculares. Cada amostra recebeu uma etiqueta, conforme a Figura 8.4, e todas foram armazenadas

na seção “Amostras Biológicas–MAArE/BEE”. Posteriormente, as amostras foram cedidas para a coleção

da UFSC.

8.4.4 Procedimentos após o campo

Equipamentos utilizados no campo, como regulador, colete, roupa de mergulho, luvas, botas,

snorkel, máscara, nadadeiras, faca de mergulho, computador de mergulho, caixa-estanque, trenas e

pranchetas foram enxaguados em água doce para retirar resíduos excessivos de sal, destacando que a


80

caixa-estanque deve ser enxaguada apenas externamente, nunca no interior. Após o enxágue, foi

necessário deixar os equipamentos secando à sombra, para, então, armazená-los nos seus respectivos

lugares. Os equipamentos do Laboratório de Biodiversidade Marinha encontram-se armazenados em

uma caixa plástica organizadora denominada “Material de campo – MAArE/BEE”, com exceção da

câmera e da caixa-estanque que estão armazenadas separadamente em uma das prateleiras na seção

denominada “Eletrônicos & Acessórios”.

As amostras biológicas foram armazenadas na seção “Amostras Biológicas – MAArE/BEE” no

Laboratório de Biodiversidade Marinha, e, posteriormente, foram encaminhadas para a coleção da UFSC.

As imagens digitais foram descarregadas no computador disponível do Laboratório de Biodiversidade

Marinha (Caminho: Desktop > Imagens MAArE–BEE), bem como no HD fornecido pelo projeto.

Processamento e Análise de Amostras, Dados e Imagens em LaboratórioPasso a passo

dos procedimentos

1) Elaboração de códigos (ex. BEE01) sequenciais para as amostras biológicas;

2) Preparação de racks para armazenamento dos tubos de centrifugação;

3) Etiquetagem dos tubos de centrifugação;

4) Catalogação dos dados referentes às amostras biológicas em programa Excel© nos computadores do

Laboratório de Biodiversidade Marinha (Caminho: Desktop > MAArE AAAA-MM-DD > Dados

Expedições > AmostrasBiologicas_BEE_MAArE.xlsx);

5) Backup do catálogo no HD MAArE–BEE;

6) Armazenamento das amostras na seção “Amostras Biológicas – MAArE/BEE”;

7) Elaboração diária (sempre após o campo) de planilhas com os dados amostrados durante o campo

por meio do programa Excel©nos computadores do Laboratório de Biodiversidade Marinha

(Caminho: Desktop > MAArE AAAA-MM-DD > Dados Expedições);

8) Backup das planilhas no HD MAArE– BEE;

9) Transferência das imagens para os computadores do Laboratório de Biodiversidade Marinha

(Caminho: Desktop > Imagens MAArE–BEE);

10) Caso hovesse necessidade, as imagens foram editadas no programa Adobe Photoshop CS5 ou CS6;

11) Backup das imagens no HD MAArE–BEE.


81

8.5.2 Envio de amostras para especialistas

No caso do envio para especialistas, as amostras foram catalogadas utilizando-se os mesmos

códigos do catálogo da coleção de amostras do Laboratório de Biodiversidade Marinha. A partir desse

catálogo, foram elaborados documentos de registro para cada remessa de amostras encaminhadas ao

especialista designado. Esse documento de registro continha a data do envio, o código do material para

acesso à coleção interna, o nome do responsável pelo envio, o nome do especialista, o endereço do

especialista e um parecer identificando quando e por quem o material foi recebido, quando do seu envio

para identificação.

Resultados

8.6.1 Disponibilização de dados, resultados e imagens

Todos os dados obtidos foram transcritos para planilhas em Excel e disponibilizados aos demais

membros da equipe por meio de pastas compartilhadas chamadas FTPs, às quais todos os técnicos,

bolsistas, pesquisadores e núcleo gestor possuem acesso. Da mesma forma, assim que processadas as

análises, os resultados e imagens serão disponibilizados pelo mesmo meio de acesso. A pasta em que

serão armazenados os arquivos referentes a essa subárea possivelmente será denominada “Arquivos

BEE”.

8.6.2 Formulários de entrada de dados

O Formulário de Entrada de Dados dessa subárea para o Sistema de Gestão da Informação (SGI)

encontra-se disponível em um arquivo em Excel denominado

“BancoDados_BEE_MAArE_00_rev01.xlsx”. A planilha contém os dados já tratados para as análises, bem

como a descrição dos códigos associados aos campos da planilha.

Bibliografia

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protocolos técnicos - maare...paralaxe cognitiva e magnificação..... 67 processamento e análise...

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