ocorrência de endoparasitoses, com potencial zoonótico em cães … · toxocaríase ou larva...

Rafaela Oliveira Barcelos

Ocorrência de endoparasitoses, com potencial zoonótico em

cães (Canis familiaris) domiciliados, nos Municípios de

Niterói e São Gonçalo, RJ.

Análise comparativa

Rio de Janeiro/RJ

2013






Monografia apresentada como requisito para

conclusão do curso de pós graduação, especialização de Clínica Médica e

Cirúrgica de Pequenos Animais do

CESMAC - Fundação Educacional Jayme de

Altavila, orientada pela Profa. Doutora Namir Santos Moreira.

Rio de Janeiro/RJ

2013






Monografia apresentada como requisito para

conclusão do curso de pós graduação, especialização de Clínica Médica e

Cirúrgica de Pequenos Animais do

CESMAC - Fundação Educacional Jayme de Altavila, orientada pela Profa. Doutora

Namir Santos Moreira.

.

Rio de Janeiro/RJ, _______ de __________________ de 20___

– Orientador –

Rio de Janeiro/RJ

2013

Agradecimento

A Deus, por estar à frente da minha vida, me capacitando a cada dia em prol de um

sonho;

Aos meus pais Dinei e Vilma, por acreditarem em mim, e por isso, não mediram

esforços para que eu chegasse até aqui. Tudo que sou, agradeço a vocês;

A minha irmã Renata pela sua amizade e incentivo;

Ao meu avô, Genário Barcelos (in memória) pelo seu exemplo de honestidade;

A minha orientadora Namir Santos Moreira, pela paciência, confiança e amizade;

Aos mestres pelos seus ensinamentos;

A todos que direta ou indiretamente, colaboraram para a realização deste trabalho.

A mente que se abre a uma nova ideia

jamais voltará ao seu tamanho original.

Albert Einstein.

Resumo

As parasitoses gastrointestinais estão entre as doenças mais importantes dos

cães, principalmente os jovens e neonatos. Além disso, o cão assume o papel de

hospedeiro definitivo de várias parasitoses com potencial zoónotico, o que tem sido

largamente estudado e reconhecido como um importante problema de saúde pública. O

presente estudo teve como objetivo avaliar a incidência de endoparasitoses

gastrointestinais de cães (Canis familiaris) através da análise de fezes recebidas pelo

PCA- Centro de Diagnóstico Veterinário, de cães domiciliados nos Municípios de

Niterói e São Gonçalo, pelas técnicas de Willis, Hoffman e Faust, realizadas no

Laboratório de Doenças Parasitárias e Parasitologia do Centro Universitário Plínio Leite

– Campus Itaboraí, como também o teste ELISA, que consiste em um teste imunoensaio

enzimático rápido para detecção de antígeno de Giardia sp. em cães e gatos. Com

sensibilidade e especificidade de 99,9%. Os resultados demonstraram 57,1 % dos cães

domiciliados positivos para uma ou mais endoparasitoses.

Palavras-chave: Endoparasitoses, cães, zoonose, Saúde Pública.

Listas de Ilustrações, Quadros e Gráficos

Lista de Ilustrações:

Figura 1: Aparelho bucal, extremidade anterior- Ancylostoma caninum ...................

05

Figura 2: Larva de Ancylosma caninun........................................................................

05

Figura 3: ovo típico de Ancylostoma caninum.............................................................

05

Figura 4: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no cão..................................................

07

Figura 5: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no homem ..........................................

08

Figura 6: Bicho geográfico (A. braziliense). ...............................................................

10

Figura 7: Ovo de Toxora canis. ..................................................................................

14

Figura 8: Tocorara canis no intestino delgado de cão. ...............................................

14

Figura 9: Lesão ocular em criança causada por larva de Toxocara sp........................

18

Figura 10: Ovo de Trichuris vulpis..............................................................................

21

Figura 11: Trichuris vulpis adulto no ceco de cão.......................................................

21

Figura 12: Ciclo Evolutivo Trichuris trichiura. ..........................................................

22

Figura 13: Criança com prolapso retal por Trichuris trichiuria..................................

.

24

Figura 14: Morfologia da Giardia lamblia..................................................................

27

Figura 15: Formas evolutivas e transmissão de Giardia sp........................................

29

Figura 16: Materiais utilizados na técnica de Willis ...................................................

34

Figura 17: Método de Faust .......................................................................................

36

Figura 18: Centrífuga para realização da técnica de Faust ........................................ 36

Figura 19: Materiais utilizados na técnica de Hoffman ..............................................

37

Figura 20: Kit ELISA...................................................................................................

38

Figura 21: 1ª Etapa do Teste ELISA............................................................................

39

Figura 22: 2ª Etapa do Teste ELISA. ..........................................................................

39

Figura 23: 3ª Etapa do Teste ELISA ..........................................................................

40

Figura 24: 4ª Etapa do Teste ELISA ...........................................................................

40

Figura 25: 5ª Etapa do Teste ELISA............................................................................

41

Figura 26: Oocisto de Eimeria sp. ..............................................................................

.

43

Figura 27: Oocisto de Isospora sp .............................................................................. 43

Figura 28: Ovo de Toxocara sp....................................................................................

43

Figura 29: Ovos de Ancylostoma sp ............................................................................

43

Figura 30: Ovos de Trichuris vulpis ..........................................................................

43

Listas de Gráficos

Quadro 1: Porcentagem de endoparasitos nas amostras de fezes de cães

analisadas....................................................................................................................

44

Quadro 2: Porcentagem de endoparasitos gastrointestinais em cães nos

Municípios de Niterói e São Gonçalo........................................................................

46

Quadro 3: Ocorrência (%) de endoparasitoses mistas................................................ 47

Quadro 4: Porcentagem de infecção por endoparasitas em cães domiciliados em

apartamentos e casas, nos Municípios de Niterói e São Gonçalo.............................

48

Quadro 5: Número de amostras positivas por diferentes técnicas parasitológicas . 49

Quadro 6: Parasitismo por Giardia sp. em função da faixa etária.............................

50

Gráfico 1: Amostras de fezes de cães avaliadas para a presença de

endoparasitoses..........................................................................................................

42

Gráfico 2: Frequência de parasitos encontrados nas amostras fecais

de cães provenientes do Município de Niterói.........................................................

45

Gráfico 3: Frequência de parasitos encontrados nas amostras fecais

de cães provenientes do Município de São Gonçalo..................................................

46

Gráfico 4: Número de amostras analisadas em função do tipo de domicílio e o

Município que reside..................................................................................................

49

Gráfico 5: Número de amostras analisadas em função do tipo de domicílio

e o Município que reside............................................................................................

50

Gráfico 6: Porcentagem de infecções por parasitose intestinais, segundo a

faixa etária..................................................................................................................

51

Lista de Abreviaturas: siglas, símbolos e acrônimos

OMS: Organização Mundial de Saúde

cm: Centímetros

µm: micrometro

L1: larva de primeiro estágio

L2: larva de segundo estágio

L3: larva de terceiro estágio

IgE: Imunoglobulina E

IgG: Imunoglobulina G

LMV: Larva Migrans Visceral

LMC: Larva Migrans Cutânea

%: Porcentagem

PCR: polimerase chain reaction

g: Grama

NaCl: Cloreto de sódio

≤: menor ou igual

SP: São Paulo

SUMÁRIO

1 – INTRODUÇÃO.............................................................................................

01-02

2 – REVISÃO DA LITERATURA.....................................................................

03-32

3 – MATERIAL E MÉTODOS...........................................................................

33-41

4- RESULTADOS............................................................................................... 42-51

5-DISCUSSÃO.................................................................................................... 52-55

6- CONCLUSÃO................................................................................................. 56

7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................ 57-60

1) INTRODUÇÃO

As doenças mais importantes afetando os cães são as parasitoses

gastrointestinais, os mais acometidos são os jovens e recém-natos. Além disso, atuam

como animais sentinelas, pois são hospedeiros definitivos de várias parasitoses com

potencial zoónotico, ocasionando risco para saúde pública.

A crescente aquisição de cães como animais de companhia tem aumentado o

número de pessoas expostas ao risco de contrair infecções por parasitos zoonóticos.

(ibib.). Dentre eles destacam-se as formas larvares de Ancylostoma spp.(larva migrans

cutânea) e de Toxocara canis (larva migrans visceral) (LABRUNA et al., 2006).

A presença de infecções por esses parasitos podem também, ser responsáveis por

diarréia, caquexia, anemia (Ancylostoma sp.), convulsões e obstruções intestinais

(Toxocara canis) em cães (VELHO et al., 2007). Larvas migrans viscerais de Trichuris

vulpis, outro parasita de cães, já foi reportadas também em seres humanos. (LEITE et

al.,2004).

Silva et al. (2008) em seu estudo constatou alta prevalência de protozoários em

cães jovens, sendo que nestes animais o gênero Giardia sp. foi encontrado em 38,6%

das amostras fecais. Este é o parasita mais comum encontrado afetando seres humanos

no mundo. E, estudos demonstram que algumas espécies ou genótipos desses

protozoários podem ser compartilhados entre humanos e cães, especialmente em áreas

urbanas (VELHO et al., 2007). A doença, Giardíase, nas diferentes espécies é

caracterizada por determinar fezes pálidas e de odor forte, esteatorréia (BECK et

al.,2005).

Para Vasconcellos et al. (2006), o estudo do parasitismo em animais de

estimação vem despertando grande interesse, frente à associação restrita entre o homem

e os animais e sua conseqüência para a saúde pública.

Dado ao estreito convívio dos cães com o homem torna-se fundamental controle

adequado das endoparasitoses canina, com o objetivo de diminuir a contaminação do

meio ambiente pelas formas infectantes destes parasitos e, consequentemente,

minimizar os riscos de infecção humana e canina (ROBERTSON et al., 2000).

Um ponto importante em um programa de controle de verminoses nos centros

urbanos é com os cães errantes. Eles estão geralmente excluídos de qualquer programa,

embora assumam grande importância na manutenção e disseminação destas parasitoses

no meio urbano. Por outro lado, cães domiciliados também devem assumir importância

na contaminação de locais públicos, uma vez que estes locais também são intensamente

visitados por estes animais, ao passearem com seus proprietários (LABRUNA et al.,

2006).

Considerando que o conhecimento sobre zoonose é essencial sob o ponto de

vista da saúde pública, o presente trabalho objetivou avaliar a ocorrência de

endoparasitoses com potencial zoonótico, em cães domiciliados, nos Municípios de

Niterói e São Gonçalo, utilizando diferentes métodos de diagnóstico parasitológico.

2) REVISÃO DE LITERATURA

2.1.) Parasitoses intestinais de cães

Os estudos sobre verminoses intestinais em cães vêm despertando expressivo

interesse devido ao convívio restrito entre homem e animais e sua conseqüência na

saúde coletiva (FERREIRA et al., 2006).

Embora as zoonoses parasitárias não sejam causa freqüente de óbitos em

humanos, causam alergias, diarréias, anemias, despesas com diagnóstico, tratamento e

perdas econômicas, como a redução da produtividade (CORRÊA et al.,1998; BLAZIUS

et al., 2005).

Como exemplo de zoonoses de importância em saúde pública, podemos citar a

toxocaríase ou Larva Migrans Visceral (LMV), que se caracterizam pela migração do

estágio larval de Toxocara canis ou T. cati pelas vísceras humanas e a Larva Migrans

Cutânea (LMC), responsável pela migração de larvas de nematóides pelo tecido epitelial

provocando dermatite, sendo que no Brasil, Ancylostoma braziliense e A. caninum,

constituem os principais agentes envolvidos (GUIMARÃES et al. , 2005).

A G.lamblia, parasito cosmopolita, tem como reservatório além do homem,

diversas espécies de animais silvestres e domésticos, sendo considerada pela OMS

(organização mundial de saúde) uma zoonose (COURA, 2008).

2.1.1.) Ancylostomíase

2.1.1.1) A Doença

A ancilostomíase é descrita como uma infecção intestinal causada por um

nematóide, o Ancylostoma sp., que leva a anemia, fraqueza e crescimento prejudicado

(FOREYT, 2005). Pode apresentar-se assintomática, quando as infecções são leves,

porém, em crianças com parasitismo intenso pode se manifestar com hipoproteinemia e

baixo desenvolvimento físico e mental. Freqüentemente, acarreta anemia ferropriva,

dependo da severidade da infecção. Dentre as complicações estão: anemia,

hipoproteinemia, podendo ocorrer insuficiência cardíaca e anasarca. Pode, ainda, causar

hemorragia e pneumonite, quando há migração das larvas através dos pulmões

(COURA, 2008).

Urquhart (1998) relatava em razão das suas atividades hematófagas no intestino,

que o Ancylostoma sp era responsável por ampla morbidade em animais.

Ancylostoma caninum e braziliense, parasitos do cão e gato, podem infectar o

homem por via cutânea produzindo a larva migrans cutânea, parasitismo vicariante ou

incompleto. (COURA, 2008).

2.1.1.2) Agentes Etiológicos

2.1.1.2.1) Classificação

Filo Nemathelminthes (Schneider, 1873)

Classe Nematoda (Rudolphi, 1808)

Ordem Strongylida Molin, 1861

Superfamília Ancylostomatoidea (Chabaud, 1965)

Família Ancylostomatidae (Looss, 1905)

Subfamília Ancylostomatinae (Looss, 1905)

Gênero Ancylostoma (Dubini, 1843)

Ancylostoma braziliense Faria, 1910

Ancylostoma caninum (Ercolani, 1859)

2.1.1.3) Identificação

São facilmente identificados pelo seu tamanho (1 a 2 cm), sendo bem menores

que os nematóides ascarídeos comuns que também são encontrados no intestino delgado

e pela postura característica “em gancho”. A cápsula bucal é grande com dentes

marginais, havendo três pares (URQUHART, 1998). Os ovos possuem dimensões de 60

x 40 µm (FOREYT, 2005).

Características Morfológicas do Ancylostoma sp.

Figura 1: Aparelho bucal, extremidade Figura 2: Larva de Ancylosma

caninun

anterior- Ancylostoma caninum Fonte: www.catnmore.com

Fonte: www.catnmore.com

Figura 3: ovo típico de Ancylostoma caninum

Fonte: www.akiraso.home.mindspring.com

http://www.catnmore.com/

http://www.akiraso.home.mindspring.com/

2.1.1.4) Epidemiologia e Distribuição

Esta parasitose é de distribuição universal. No Brasil, predomina nas áreas

rurais, estando muito associada a áreas sem saneamento e cujas populações têm como

hábito andar descalças (OLIVEIRA E SEQUEIRA, 2002).

Nas áreas endêmicas, a doença é mais comum nos cães com menos de um ano

de idade. Nos animais mais velhos, o desenvolvimento gradual de resistência etária

torna menos provável à doença clínica, particularmente em cães criados em áreas

endêmicas cuja resistência etária é reforçada pela imunidade adquirida (URQUHART,

1998).

A epidemiologia está, sobretudo, associada com as duas principais fontes de

infecção, a transmamária em filhotes lactantes e a percutânea ou oral a partir do

ambiente (URQUHART, 1998). Segundo Velho et al. (2005), pode ser encontrada em

animais de diferentes faixas etárias.

2.1.1.5) Ciclo Evolutivo

O ciclo evolutivo é direto. A infecção dar-se por penetração percutânea ou por

ingestão oral de ovos, ambos os métodos sendo igualmente bem sucedidos. Na infecção

percutânea, as larvas migram via circulação sanguínea para os pulmões, onde se

transformam em L4 nos brônquios e na traquéia, e em seguida são deglutidas e vão para

o intestino delgado, onde ocorre a muda final. Se a infecção for por ingestão, as larvas

podem ou não penetrar na mucosa bucal e sofrer migração pulmonar já descrita ou ir

diretamente para o intestino e tornar-se patente. Qualquer que seja a via adotada, o

período pré-patente é de 14 a 2 dias (URQUHART et al., 1998).

Figura 4: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no cão.

Fonte: www.akiraso.home.mindspring.com Acesso 29 de março, 2009.

http://www.akiraso.home.mindspring.com/

Figura 5: Ciclo biológico do Ancylostoma sp. no homem

Fonte: www. atlas.or.kr -Acesso 29 de março de 2009

Os ovos embrionados, quando eliminados com as fezes no solo, as larvas de L1

eclodem em 24-48 horas, evoluem para L2 e em quatro a cinco dias transformam-se em

larvas filarióides (L3) infectantes. Ao penetrarem na pele as larvas filarióides mortas

provocam uma dermatite pruriginosa (COURA, 2008).

2.1.1.6) Transmissão

Ocorre através da penetração cutânea de larvas ou pela ingestão de ovos, além

deste, a infecção transmamária também é possível, quando a larva passa do leite

materno para os filhotes (URQUHART et al., 1998). Segundo Fortes (2004), a via mais

comum de infecção nos cães é a via oral (infecção passiva), que se dá em conseqüência

dos hábitos alimentares destes animais.

O contato com solo contaminado por fezes de cães ou com as próprias fezes

contendo o parasito pode ser responsável pelo aparecimento de casos de larva migrans

cutânea. Isso é particularmente comum em áreas com alta umidade, especialmente entre

banhistas que passeiam em areia molhada contaminada por larvas deste parasito

(FILHO et al., 2008).

Não há transmissão de pessoa a pessoa, entretanto, o homem pode contaminar-

se através do contato direto com o cão, água ou alimentos contendo ovos de parasitas,

ou por penetração ativa das larvas de Ancylostoma sp. na pele. São descritas, afecções

entéricas provocadas por formas adultas de Ancylostoma caninum como também a pela

ingestão acidental de ovos larvados destes parasitas presentes no solo (geofagia), em

fômites ou nas mãos (LEITE et al., 2004).

2.1.1.7) Sintomas

Nas infecções agudas, há anemia, e ocasionalmente dificuldade respiratória. Nos

cães lactentes, anemia pode ser grave e acompanhada de diarréia, com presença ou não

de sangue e muco (URQUHART, 1998). A sintomatologia respiratória pode ser oriunda

da lesão larval nos pulmões ou dos defeitos anóxicos da anemia (FORTES, 2004).

Nas infecções crônicas, segundo Urquhart (1998), o animal está usualmente com

peso abaixo do normal, a pelagem é escassa, há perda de apetite e pode haver pica. Há

sinais de dificuldade respiratória, lesões cutâneas e claudicação.

Em humanos, o Ancylostoma caninum é responsável por casos de enterite

eosinofílica e dor abdominal inexplicada com eosinofilia periférica (GUIMARÃES et

al.,2005).

2.1.1.8) Larva Migrans Cutânea

As Ancilostomíases são estudadas com grande interesse em saúde pública, visto

que suas larvas são responsáveis em causar a larva migrans cutânea (LMC) ou dermatite

pruriginosa, também conhecida como “bicho geográfico” (COURA, 2008).

Segundo Leite et al. (2006), após contato direto com a pele de seres humanos, a

LMC geralmente desencadeia dermatite acompanhada de prurido e erupções. Conhecida

como “dermatite linear serpiginosa” ou “bicho geográfico”. Localiza-se frequentemente

nos membros inferiores, pés, nádegas, mãos e em menor intensidade na face e couro

cabeludo.

Para Neves (2005), o gênero Ancylostoma braziliense é a espécie mais

comumente envolvida, podendo acidentalmente ou experimentalmente envolver A.

caninum, Uncinaria stenocephla, Bunostomum phlebotomum, Strongyloides stercoralis

e Gnathostoma spp.; larvas de moscas do gênero Gasterophilus e Hypoderma, assim

como formigas da espécie Solenopis germinata, também podem provocar esta

síndrome.

Coura (2008), completa que a infecção pode também ocorrer devido a uma

resposta hiperalérgica do hospedeiro as larvas, que podem eventualmente penetrar em

vasos sanguíneos e linfáticos, alcançando o pulmão produzindo infiltrados (síndrome de

Loffler).

Rey (2001) descreveu que os nematóides que penetram através da pele, por

vezes não conseguem encontrar seu caminho, sendo assim permanecem vagando entre a

epiderme e a derme. Enquanto avança, a lesão vai ficando para trás como um cordão

eritematoso, saliente, irregular e pruriginoso, recoberto por vezes de vesículas. Com o

passar do tempo, em questão de dias, a parte mais antiga do trajeto tende a desinflamar,

deixando em seu lugar apenas uma faixa hiperpigmentada, que desaparecerá mais tarde.

Podendo curar-se espontaneamente ao fim de poucos dias ou persistir por semanas e

meses (REY, 2001).

Figura 6: Bicho geográfico (A. braziliense)

Fonte: www. atlas.or.kr -Acesso 29 de março de 2009

2.1.1.9) Diagnóstico

2.1.1.9.1) Em humanos

Em geral, o diagnóstico em humanos é clínico devido ao prurido característico.

O diagnóstico diferencial se faz com alergias ou outras dermatopatias específicas, aliado

a uma boa anamnese (FERREIRA et al.,2006). Porém, Rey (2001), afirmava que a

suspeita clínica deve ser confirmada através de recursos laboratoriais, através da

demonstração de ovos de Ancilostomídeos nas fezes (REY, 2001). Coura (2008)

completa que a lesão típica na pele, pode ser confirmada pela biópsia e histopatologia,

mas que na maioria das vezes não se faz necessária.

2.1.1.9.2) Em animais

Depende da sintomatologia e história clínica, complementadas por exames

hematológicos e parasitológico de fezes (URQUHART, 1998).

O diagnóstico laboratorial é realizado pelo achado de ovos no exame

parasitológico de fezes, através dos métodos de Lutz, Willis-Mollay ou Faust,

realizando-se, também, a contagem de ovos (FOREYT, 2005).

2.1.1.10) Importância

A infecção por A. caninum possui aspectos importantes. Em cadelas

susceptíveis a infecções, uma proporção das larvas L3 que atingem os pulmões migra

para os músculos esqueléticos, onde permanece latente até a cadela ficar prenhe. São

então reativadas e ainda como L3 são eliminadas no leite da cadela durante três semanas

após o parto. Esta infecção transmamária é responsável por anemia grave em ninhadas

na segunda ou terceira semana de vida. Estresse, doença grave ou grandes doses

repetidas de corticosteróides podem precipitar migrações de L3 latentes nos músculos

meses ou anos mais tarde, amadurecendo no intestino tanto de cães quanto de cadelas

(URQUHART, 1998).

2.1.1.11) Controle Profilático

Deve-se adotar uma terapia anti-helmíntica e higiene regular. Os cães

desmamados e os adultos devem ser tratados a cada três meses. Além disso, os pisos dos

canis não devem ter frestas, devem ser secos e as camas devem ser descartadas

diariamente (URQUHART, 1998).

Em humanos, devem-se desenvolver atividades de educação em saúde pública,

especialmente no que diz respeito a hábitos de higiene, como lavar as mãos antes das

refeições. Uso de calçados, e tratamento de pessoas doentes e dos animais para evitar a

contaminação do solo (CORRÊA et al., 1998; COURA, 2008).

2.1.2) Toxocaríase

2.1.2.1) Descrição da Doença

A toxocaríase é uma zoonose causada por nematóides intestinais de cães e gatos,

sendo importante para saúde pública de países desenvolvidos como daqueles em

desenvolvimento. A Toxocaríase se caracteriza pela migração do estágio larval de

Toxocara canis ou T. cati pelas vísceras humanas, causando processos patológicos

hipereosinofílicos crônicos, que podem ser acompanhados por leucocitose e lesões

granulomatosas (GUIMARÃES et al., 2005).A infecção humana ocorre pela ingestão

acidental de ovos infectivos, geralmente de Toxocara canis, presente no solo, nos

vegetais ou de outras superfícies contaminadas. As crianças são o grupo mais suscetível,

devido ao contato como a forma infectante do parasito ao brincar no solo contaminado.

As manifestações clínicas da toxocaríase podem variar de uma infecção assintomática

até a mais severa, a larva migrans visceral (LABRUNA, et al., 2006), causada pela

resposta inflamatória à migração das larvas através dos órgãos e dos diferentes tecidos

vitais do corpo, incluindo o sistema nervoso central (CAPUANO e ROCHA, 2006).

2.1.2.2) Agentes Etiológicos


Filo Nemathelminthes Schneider, 1873


Ordem Ascaridida Skrjabin & Shulz, 1940

Superfamília Ascaridoidea ( Railliet & Henry, 1915)

Família Ascarididae (Baird, 1853)

Subfamília Toxocarinae (Hartwich, 1954)

Gênero Toxocara (Stiles, 1905)

Toxocara canis (Werner, 1782)

Toxocara mystax (Zeder, 1800)

Toxocara vitulorum (Goeze, 1782 , Hartwitch, 1975)


As diferentes espécies de Toxocara são grandes vermes brancos e podem ser

confundidos entre si. A diferenciação de Toxoascaris leonina e T.canis são difíceis, pois

a única característica útil é a presença de um pequeno processo digitiforme na cauda do

T.canis macho (URQUHART, 1998).

Segundo Fortes (2004), o corpo é robusto e esbranquiçado. A expansão cervical

é estreita e proeminente, de aspecto lanceolado, e estende-se até a extremidade posterior

do esôfago. O macho com 20 a 30 papilas pré-cloacais e cinco pós-cloacais; apêndice

digitiforme posterior presente. Os ovos são de casca espessa, finamente corrugada, e

medem de 85 a 90 µm por 75 µm. O comprimento dos machos varia de 4 a 10 cm e o

das fêmeas de 9 a 18 cm.

Características Morfológicas do Toxocara sp.

Figura 7: ovo de Toxora canis Figura 8: Tocorara canis no

intestino delgado de cão

Fonte:www.workforce.up.edu

Fonte:www.workforce.up.edu Acesso em 29 de março, 2009.

Acesso em 29 de março, 2009.


Foram efetuados levantamentos de T. canis em muitos países que demonstraram

ampla variação de taxas de infecção, de 5% a mais de 80%. As prevalências mais altas

foram registradas em cães com menos de seis meses de idade, com as menores

quantidades de vermes nos animais adultos (URQUHART, 1998). Rey (2001), já

afirmava que a larva migrans visceral se tratava de um problema de âmbito mundial.

Essa ampla distribuição, segundo Urquhart (1998), é atribuída a três fatores: as

fêmeas são extremamente fecundas, a resistência dos ovos a extremos climáticos e a um

reservatório constante de infecção nos tecidos somáticos das cadelas.


Os ovos de Toxocara canis são eliminados, não segmentados, com as fezes do

cão. No exterior, em condições favoráveis de oxigênio, temperatura e umidade,

evoluem, surgindo à larva infectante (FORTES, 2004). Após ingestão e eclosão no

intestino delgado, as L2 seguem pela circulação sanguínea via fígado para os pulmões,

onde tem lugar à segunda muda, e as L3 retornam via traquéia ao intestino delgado,

onde se dão as duas mudas finais. Esta forma de infecção ocorre regularmente apenas

em cães de até três meses de idade. (URQUHART, 1998).

Em filhotes com mais de três meses de idade ocorre o ciclo evolutivo clássico,

com ciclo pulmonar, mas algumas larvas não chegam à faringe via pulmonar, mas

alcançam as veias pulmonares, e o coração são distribuídas a diferentes órgãos pela

grande circulação (FORTES, 2004), incluindo fígado, pulmões, cérebro, coração,

musculatura esquelética e paredes do trato digestivo. Na cadela prenha ocorre infecção

pré-natal, em que as larvas se movem cerca de três semanas antes do parto e migrando

para os pulmões do feto, onde mudam para L3. Após o parto, o ciclo no filhote

completa-se, quando as larvas seguem para o intestino, ocorrendo às mudas finais

(URQUHART, 1998). Tornando-se adultos maduros ao final da terceira semana de vida

dos filhotes (FORTES, 2004). Rey em 2001 já afirmava que essa infecção pré-natal é a

forma habitual de propagação do parasitismo entre os cães.

O filhote lactante também pode infectar-se por ingestão de L3 no leite durante as

três primeiras semanas de lactação. Não existe migração do mesmo, após infecção por

esta via (URQUHART, 1998).

Os hospedeiros paratênicos, como roedores ou aves, podem ingerir os ovos

infectantes, e as L2 seguem para seus tecidos, onde permanecem até ser ingeridas por

um cão, quando o desenvolvimento subseqüente se restringe ao trato gastrointestinal.

(ibid.)


A infecção por T. canis pode ser adquirida pelo homem através de vários

mecanismos. Todavia, o principal mecanismo é a ingestão de ovos larvados, cães

infectados por T. canis eliminam os ovos do parasito nas fezes que, em condições

apropriadas tornam-se infectantes e podem permanecer viáveis por longo período no

ambiente (CASTRO et al., 2005).

Os cães e gatos podem infectar-se ao ingerirem ovos infectantes ou larvas

presentes em tecidos de hospedeiros paratênicos, pela ingestão de larvas de último

estágio ou adultos imaturos eliminados nas fezes ou vômitos de outros animais

infectados (SANTOS et al., 2007). Sales e Menezes (2008) completaram afirmando que

a infecção poderia se dar através das mães, tanto pela placenta quanto pelo do leite.

2.1.2.7) Sintomas

Nas infecções maciças, a fase pulmonar de migração larval está associada à

pneumonia, que às vezes é acompanhada por edema pulmonar; os vermes adultos

causam enterite mucóide, pode haver oclusão parcial ou completa do intestino

(URQUHART, 1998).

O quadro clínico é observado em crianças, com maior freqüência e varia desde,

uma simples e persistente eosinofilia, nas infecções leves, até quadros graves como

febre, hipereosinofilia, hepatomegalia, manifestações pulmonares ou cardíacas, nefrose

e sinais de lesões cerebrais (REY, 2001).

Em filhotes de cães ocorre proeminência do abdômen, perda de apetite, diarréia,

pneumonia e presença de vermes imaturos em vômito (FORTES, 2004).

Segundo Coura (2008), no homem, a ingestão de ovos embrionados do Toxocara

sp. liberam as larvas L3 que penetram no intestino e através da corrente sanguínea ou

linfática migram para o fígado, pulmões, sistema nervoso central (SNC), globo ocular

ou linfonodos, onde ficam aprisionados, formando um granuloma hiperérgico com

intensa reação inflamatória eosinofílica e secreção de IgE. O quadro clínico depende do

número de larvas infectantes e da resposta do hospedeiro, variando de assintomático a

casos agudos em crianças que apresentam febre, hepatomegalia e eosinofilia.


2.1.2.8.1) Em humanos

O diagnóstico é fundamentado em dados clínicos, hematológicos, radiológicos e

na biópsia de fígado, que permite ver as larvas e os granulomas eosinofílicos. Porém,

não é recomendada por muitos autores, pelos riscos do procedimento. (REY, 2001).

O exame de fezes é sempre negativo, pois este nematóide não completa sua

evolução no homem. Os métodos imunológicos são bastante sensíveis e específicos,

devendo ser utilizados para se conseguir um diagnóstico correto, como a prova de

imunofluorescência. A técnica de ELISA vem sendo empregada com êxito no

diagnóstico de Toxocaríase, procedimento este que representa a melhor relação

especificidade e sensibilidade. O Diagnóstico diferencial da toxocaríase deve ser feito

com síndromes alérgicas, asma, filariose, leucemia eosinofílica e qualquer outra causa

de hipereosinofilia (COURA, 2008).

2.1.2.8.2) Em animais

O diagnóstico se dá pela constatação e identificação microscópica de ovos em

exame de fezes, pelo método de flutuação. (FORTES, 2004; FOREYT, 2005).

Segundo Urquhart (1998), os ovos são subglobulares, com cascas espessas,

escavadas, o que facilita sua identificação. E não há necessidade de utilizar métodos de

flutuação, pois os ovos são facilmente encontrados em simples esfregaços de fezes aos

quais se adiciona uma gota de água.

Além disso, podem ser usadas várias provas imunobiológicas, tais como

hemaglutinação, precipitação em ágar-gel, imunofluorescência e hipersensibilidade

cutânea. Estas provas são de certa utilidade, mas nenhuma é inteiramente satisfatória,

devido à falta de especificidade e a freqüência de reações cruzadas com outras

helmintíases (FILHO et al., 2007).

2.1.2.9) Larva Migrans Visceral

A toxocaríase ou “larva migrans visceral” (LMV) se caracteriza pela migração

do estágio larval de Toxocara canis ou T. cati pelas vísceras humanas causando

processos patológicos hipereosinofílicos crônicos, que podem ser acompanhados por

leucocitose e lesões granulomatosas (GUIMARÃES et al., 2005).

Embora este termo originalmente fosse aplicado à invasão dos tecidos viscerais

de um animal por parasitas cujos hospedeiros naturais fossem outros animais,

atualmente, em uso generalizado, ele representa este tipo de invasão apenas no homem

e, em particular, pelas larvas do Toxocara canis (URQUHART, 1998).

Segundo Rey (2001), estas larvas estão condenadas a morrer depois de longa

permanência nas vísceras, sem poder chegar ao estágio adulto, essa impossibilidade é a

razão da demora dos parasitos nos tecidos, e, portanto, das gravidades das lesões

produzidas.

Em muitos casos, a invasão larval limita-se ao fígado podendo originar

hepatomegalia e eosinofilia, mas em algumas ocasiões uma larva escapa para a

circulação geral e atinge outro órgão, sendo o olho o mais freqüentemente observado.

Formando um granuloma ao redor da larva na retina. Em casos raros o granuloma

envolve o disco óptico, com perda total de visão, e muitos dos relatos são de diminuição

parcial da visão com endoftalmia ou retinite granulosa. Estima-se que por ano, mais de

700 pessoas apresentam perda parcial da visão (XAVIER, 2009).

Alguns autores acreditam que a forma ocular ocorre quando o número de ovos

ingeridos é reduzido (menos de 100). No caso de infecções maiores, o aumento de

eosinófilos sanguíneos e teciduais, assim como a ação de anticorpos e de elementos do

sistema fagocitário mononuclear reteria as larvas no nível do fígado e dos pulmões

(NEVES, 2005).

Figura 9: Lesão ocular provocada pela larva de Toxocara sp., determinando a

formação de granuloma ao redor do disco óptico.

Fonte: www.policlinicaveterinaria.com.br Acesso em 29 de março de 2009.


Possui grande importância em medicina humana, quando os ovos infectantes são

http://www.policlinicaveterinaria.com.br/

ingeridos pelo homem. Ocorre migração pela via linfática ou circulação sanguínea. As

L2 limitam comumente sua migração para o fígado, sendo responsável por granuloma

eosinófilico. Entretanto, ocasionalmente podem atingir o globo ocular, provocando

deslocamento de retina. Estas larvas não estão em seu hospedeiro adequado e por isso

não conseguem terminar seu ciclo evolutivo são denominadas de larva migrans visceral

(LMV) (FORTES, 2004).


Tratamento anti-helmíntico de cães e gatos e deve ser realizado periodicamente

para reduzir consideravelmente as fontes de parasitismo e a contaminação do solo com

ovos de Toxocara (REY, 2001).

Fêmeas prenhes devem ser tratadas com anti-helmítico para evitar infecção dos

filhotes e, também, logo após o parto. Para prevenir reinfecção os cães, devem ser

medicados antes de completarem três semanas de vida, com a finalidade de evitar que as

formas adultas do Toxocara realizem ovopostura. Além disso, a higiene e limpeza dos

canis, pisos, pátios, pistas de treinamento, etc. são as medidas mais importantes para o

controle da toxocaríase dos cães (FORTES, 2004).

Para Rey (2001), a redução da população de cães e gatos errantes também se

fazia importante, visto que estes são os que apresentam maiores taxas de prevalência e

mais altas cargas parasitárias.

2.1.3) Tricuríase

2.1.3.1)) Descrição da Doença

Trichuris sp. são parasitas muito raros em gatos, porém encontrados comumente

em cães, tanto em filhotes quanto em adultos, sendo o T.vulpis o mais frequente. Este

verme habita o intestino grosso, especialmente o ceco dos hospedeiros definitivos e

causa anemia, diarréia e desidratação, podendo levar a morte de filhotes em casos

severos (VASCONCELLOS et al., 2005).

Tricuríase ou tricocefalíase é a infecção causada por T. trichura que infecta o

homem através da ingestão de ovos embrionados do parasito veiculados por água

alimentos contaminados (verduras) e pela própria poeira do solo (COURA, 2008).

2.1.3.2) Agente Etiológico

2.1.3.2.1)Classificação

Filo Nemathelminthes (Schneider, 1873)


Subclasse Adenophorea (Chitwood, 1958)

Ordem Enoplida ( Schuurmans, Stekhoven & Deconing, 1933)

Superfamília Trichinelloidea (Railliet, 1916)

Família Trichuridae (Ransom, 1911)

Subfamília Trichurinae (Ransom, 1911)

Gênero Trichuris (Roederer, 1761)

Trichuris vulpis (Froelich, 1789) em cães.

T. trichiura (Linnaeus, 1771) em humanos


Os adultos têm 4 a 6cm de comprimento, com extremidade posterior espessa

afilando-se rapidamente numa longa extremidade anterior filamentosa, que fica

caracteristicamente encravada na mucosa. Por causa do seu aspecto são chamados

“vermes chicotes” (URQUHART, 1998).

O ovo tem forma de limão, lateralmente convexo, biperculado, de casca espessa

e de intensa cor castanha, medindo 80X70 µm. (FOREYT, 2005; FORTES, 2004).

A fêmea do T. trichiuria produz em média de 5 a 10 mil ovos por dia, os quais

medem entre 50-55X22-23µm (COURA 2008).

Características Morfológicas de Tricuris vulpis

Figura 10 : Ovo de Trichuris vulpis Figura 11 : Trichuris vulpis adulto no

ceco de cão.

Fonte: www.commons.wikmimedia.org Fonte: www.cal.vet.uppen.edu

Acesso em 29 de março de 2009

http://www.cal.vet.uppen.edu/

http://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/6/6e/Eggs_of_Trichuris_trichiura_and_Trichuris_vulpis_06G0018_jpg_lores.jpg



É de distribuição mundial (URQUHART, 1998), sendo o parasito do gênero

Trichuris encontrado, principalmente, nos trópicos e subtrópicos, onde a falta de

medidas sanitárias e o clima quente e úmido criam as condições necessárias para que os

ovos encubem na terra (FERREIRA et al., 2006).

Os geohelmintos, Ascaris lumbricoides, Trichuris trichiura e aqueles cujo

aparelho bucal contém dentes como Ancylostoma são os mais prevalentes e difundidos.

No Brasil, é estimado que 2.9 a 4.3 milhões de pessoas sofram de infecções múltiplas

causadas por geohelmintos (BLAUZIUS et al., 2005). Além disso, o Trichuris vulpis

parasito de cães já foi registrado com sendo causador aparente de infecção entérica no

homem (COURA, 2008).


O estágio infectante é a L1, no ovo, que se desenvolve em um ou dois meses,

após sua eliminação nas fezes, dependendo da temperatura. Em condições ideais podem

sobreviver por vários anos. Após ingestão os opérculos são digeridos e as L1 livres

penetram nas glândulas da mucosa cecal. As quatro mudas ocorrem nessas glândulas, os

adultos emergindo e ficando na superfície mucosa com a extremidade anterior

encravada na mucosa. O período pré-patente varia de seis a doze semanas, dependendo

da espécie (URQUHART, 1998).

Figura 12: Ciclo Evolutivo Trichuris trichiura

Fonte: WWW.randolphanimal.com Acesso em 29 de março de 2009


A infecção é transmitida pela ingestão dos ovos embrionados do parasito,

veiculados por água, alimentos contaminados e pela própria poeira do solo (COURA,

2008).

Esta infecção também pode ser transmitida de hospedeiro para hospedeiro

obrigatoriamente passando pelo solo. Os ovos transmitidos através das fezes tornam-se

embrionados somente no solo em condições que incluem temperatura em torno de 22ºC,

umidade e oxigenação adequada (COURA, 2008).

2.1.3.7) Sintomatologia

As infecções, em sua maioria, são leves e assintomáticas. Quando em grandes

quantidades, causam inflamação diftérica da mucosa cecal. (URQUHART, 1998).

Sendo responsáveis por infecções bacterianas ao facilitarem a passagem de bactérias do

http://www.randolphanimal.com/

intestino. A anemia é conseqüência da secreção de substâncias hemolíticas. (FORTES,

2004).

2.1.3.8) Tricuríase Humana

A tricuríase humana é uma verminose causada pelo nematódeo Trichuris

trichiura (COURA, 2008) são parasitas de intestino grosso, e em infecções leves ou

moderadas, estes vermes habitam principalmente, o ceco e cólon ascendente do

hospedeiro (NEVES, 2005).

Esta infecção tem distribuição geográfica cosmopolita. A prevalência oscila

entre 30 e 80% da população geral, incidindo principalmente em crianças (REY, 2001).

Segundo Coura (2008), no Brasil, estima-se que aproximadamente 30% da população

esteja infectada, principalmente, crianças as quais infecção tem maior prevalência,

maior carga parasitária e gravidade.

Contudo, a transmissão pode ocorrer também pela ingestão de água ou

alimentos contaminados com ovos do parasito. (FERREIRA et al., 2006)

O quadro clínico na maioria dos pacientes adultos ou crianças maiores é

assintomático, porém crianças menores de cinco anos podem apresentar formas graves

com necrose de coagulação do tecido que circunda o verme e através da ação de

substâncias líticas a mucos pode ficar friável, amolecida, propiciando o prolapso retal e

sangramentos. Nas infecções com pequeno número de vermes pode haver perda de

apetite, emagrecimento, tenesmo e dor abdominal baixa. (COURA, 2008).

Figura 13: Criança com prolapso retal por Trichuris trichiuria.

Fonte: original do Prof. Carlos Sckettino, in Camilo-Coura et al. 2005.


Como os sinais clínicos não são patognomônicos, o diagnóstico pode depender

do achado da quantidade de ovos de Trichuris nas fezes (URQUHART, 1998). Através

da pesquisa de ovos pelo Método de Flutuação ou comprovação de indivíduos por

ocasião da necropsia. (FOREYT, 2005; FORTES, 2004).


O aspecto mais importante é a longevidade dos ovos, que depois de três ou

quatro anos ainda podem sobreviver como reservatórios de infecção em pocilgas e canis

(URQUHART, 1998). O ovo infectante é muito resistente e assim, os cães vivendo em

ambientes contaminados tendem a se tornar reinfectados, após o tratamento (TRILLO-

ALTAMIRO et al., 2003).


O controle está relacionado à implatação de medidas higiênico- sanitárias. Como

, defecar em locais próprios (banheiro), lavar as mãos após a utilização dos mesmos, e

após as refeições é fundamental. Os alimentos devem ser lavados com água filtrada ou

fervida, ficando protegidos de poeira, moscas, baratas e outros contaminantes (NEVES,

2005).

A área onde os animais ficam devem ser totalmente limpa e desinfetada ou

esterilizada por calor úmido ou seco (URQUHART, 1998).

2.1.4) Giardíase

2.1.4.1) Descrição da Doença

É uma infecção causada pelo protozoário flagelado Giardia lamblia, também

denominado G. intestinalis ou duodenalis (COURA, 2008).

Fortes (2004), afirmou que existem várias espécies de Giárdia, como a G.

lamblia do homem; G. canis do cão e G. duodenalis do coelho registradas em nosso

país, além das espécies G. bovis, dos bovinos, G. cati, dos gatos, G.caprae de caprinos e

G. equi dos eqüinos.

Dentre os protozoários freqüentemente encontrados parasitando animais

domésticos, Giardia sp. têm aumentado o interesse pelos pesquisadores, por causar

doença intestinal nesses animais e pelo possível potencial zoonótico. Entre os

mamíferos, os cães são comumente parasitados e sua prevalência em diferentes regiões

do mundo é variável, dependendo, em sua maior parte da localização geográfica, do

método de detecção utilizado e da população estudada (MUNDIM et al., 2003).

2.1.4.2) Agente Etiológico


Reino Protista

Sub-reino Protozoa

Filo Sarcomastigophora (Honiberg & Balamuth, 1963)

Subfilo Mastigophora (Diesing, 1866)

Classe Zoomastigophorea (Calkins, 1909)

Ordem Diplomonadida (Wenyon, 1926 emend. Brugerolle, 1975)

Subordem Diplomonadina (Wenyon, 1926 emend. Brugerolle, 1975)

Família Hexamatidae,( Kent, 1980)

Subfamília Giardiinae

Gênero Giardia

Espécie: Giardia canis ou G. lamblia ou G. intestinalis


Este microorganismo é bilateralmente simétrico como Hexamita e também

possui oito flagelos, seis dos quais emergem como flagelos livres em intervalos em

volta do corpo. É singular, pelo fato de possuir um grande disco adesivo na superfície

ventral achatada do corpo, o que facilita a fixação às células epiteliais da mucosa

intestinal

(URQUHART, 1998).

Morfologicamente, o protozoário, apresenta duas formas distintas: o cisto que é

a forma infectante e o trofozoíto (MUNDIM et al., 2003). Segundo NEVES (2005), o

trofozoíto tem forma de pêra, com simetria bilateral e mede 20 µm de comprimento por

10 µm de largura. Já o cisto, é oval ou elipsóide, medindo cerca de 12 µm de

comprimento por 8 µm de largura.

Giardia lamblia

Figura 14 : A) cisto tetranucleado; B) trozoíto (face vental); C) trofozoíto (face

lateral)

Fonte: Coura , Síntese das Doenças Infecciosas e Parasitárias.


A giardíase é uma doença cosmopolita, sendo principalmente encontradas em

zonas tropicais e temperadas (MUDIM et al., 2003).

Giardia lamblia é um protozoário que acomete mais comumente animais jovens

e que convivem em grupos. Apesar da alta prevalência, nem todos os animais

apresentam a forma clínica da doença (BECK et al., 2005).

Silva et al. (2008) em seu estudo constatou que a prevalência de protozoários em

cães jovens foi de 89,1%, sendo que nestes animais o gênero Giardia sp. foi encontrado

em 38,6% amostras fecais.

Em humanos, acomete igualmente ambos os sexos e com maior prevalência em

crianças menores de 10 anos de idade (COURA, 2008).

A prevalência e a incidência da infecção variam de acordo com o clima, com as

condições de saneamento e suprimento de água, com aglomerações das populações,

com a educação, hábitos de vida e com as condições socioeconômicas das comunidades

(ibid.)


1) Os cistos são resistentes e podem sobreviver por vários meses na água fria. A

Infecção ocorre pela ingestão de cistos em águas e alimentos contaminados, ou por

transmissão feco-oral (mãos ou fômites. 2) No intestino delgado cada cisto produz dois

trofozoítas. 3) Trofozoítas multiplicam-se por divisão binária longitudinal,

permanecendo no lúmen intestinal, onde ficam livres ou se fixam à mucosa através de

seu disco suctório. 4) “Encistação” ocorre assim que o parasita transita em direção ao

cólon. O cisto é o estágio mais comumente encontrado em fezes não diarréicas. 5) Os

cistos infectivos permitem transmissão de pessoa a pessoa. Pelos animais serem

infectados por Giardia, a importância destes como reservatório ainda não está

elucidada. (CDC, 2001-Versão online:

http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/Giardiasis.htm)

http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/Giardiasis.htm

CICLO BIOLÓGICO

Figura 15: Formas evolutivas e transmissão de Giardia sp.

Adaptado de: www.dpdc.cdc.gov/dpdx Acesso em 29 de março de 2009.


Segundo Fortes (2004), vetores não são importantes na transmissão da infecção.

A transmissão do protozoário ocorre através da ingestão de alimentos ou água contendo

cistos. Porém, a transmissão direta também é possível, especialmente em áreas em que

os animais se encontram aglomerados, como em canis e gatis (BECK et al.,2005).

Segundo Neves (2005); (Coura, 2008), são consideradas fontes de infecção os

manipuladores de alimentos, pessoas que lidam com crianças em creches e orfanatos ou

em asilos de idosos, pelo contato direto. Além disso, moscas e baratas podem funcionar

como veículos da infecção transportando passivamente o parasito de um alimento

contaminado para outro. A transmissão também é possível, através de contatos

http://www.dpdc.cdc.gov/dpdx

homossexuais e por contato com animais domésticos infectados com Giardia de

morfologia semelhante à humana.

2.1.4.6) Sintomatologia

Segundo Capuano e Rocha (2006), mesmo os cães podendo estar parasitados por

cepas de Giardia potencialmente infectantes para o homem, a giardíase nos cães

geralmente é assintomática, o que dificulta o estabelecimento do diagnóstico desta

parasitose nos animais, que passam a ser uma importante fonte de eliminação de cistos

no meio ambiente, podendo contaminar o homem e outros animais.

Nos sintomáticos, os aspectos específicos da giardíase, quando ocorrem, incluem

aqueles atribuídos à má digestão dos nutrientes: fezes pálidas e fétidas, esteatorréia,

diarréia crônica, perda de peso ou pequeno ganho de peso, apesar do apetite apresentar-

se normal. Estes sinais podem ser constantes ou intermitentes, podendo desaparecer

durante a administração de antidiarréicos, retornando, porém, após sua retirada.

Diarréias hemorrágicas, febre e vômitos são improváveis de serem unicamente devidas

à giardíase (LEIB e ZAJAC, 1999).

Em humanos, o quadro clínico da Giardíase varia muito, desde formas

assintomáticas, até pacientes sintomáticos que podem apresentar um quadro de diarréia

aguda e autolimitante, ou um quadro de diarréia persistente, com evidência de má-

absorção e perda de peso. Segundo Coura (2008), a esteatorréia crônica pode levar à

desnutrição, principalmente em crianças, pela deficiência e perda das vitaminas

lipossolúveis, vitamina B12 e ácido fólico, ácidos graxos e proteínas.

Os sinais clínicos não são patognomônicos e os testes laboratoriais:

hematológico, bioquímica do sangue, radiologia e ultrassonografia apesar de não serem

específicos, podem auxiliar no diagnóstico (BARR et al.,1992; BARTMANN et al.,

2004).


Para o diagnóstico laboratorial, a identificação de cistos e trofozoítos da Giardia

em amostras fecais é o método mais simples e barato para diagnóstico da infecção

(BARR et al.,1992).

As técnicas de enriquecimento, por centrífugo flutuação dos cistos em solução

saturada de sulfato de zinco, são as mais adequadas para encontrar estas formas do

parasito (REY, 2001).

Os parasitos podem ser vistos também no conteúdo duodenal aspirado por meio

de sonda, onde se encontram as formas vegetativas (REY, 2001).

Com objetivo de simplificar e aumentar a sensibilidade do diagnóstico da

infecção por Giardia sp., vários métodos imunológicos tem sido propostos. Isto foi

possível através do desenvolvimento de culturas axênicas (culturas puras) de Giardia

sp., que possibilitado a obtenção de antígenos puros. Os métodos imunológicos mais

empregados são a imunofluorescência indireta e o método de ELISA. A detecção de

anticorpos anti- Giardia no soro tem apresentado problemas relacionados com a

ocorrência de falso-positivos e baixa sensibilidade e especificidade. Nessas reações os

anticorpos IgG permanecem elevados por um longo período, o que impede a distinção

entre infecções passadas e recentes. Por isso, o diagnóstico sorológico pode auxiliar nos

levantamentos epidemiológicos, contudo não demonstra sensibilidade e especificidade

adequadas para o diagnóstico individual. A detecção de antígenos nas fezes (copro-

antígeno) empregando a técnica de ELISA tem demonstrado resultados satisfatórios,

apresentando sensibilidade de 85% a 95% e especificidade de 90% a 100% (NEVES,

2005).

Técnicas baseadas no reconhecimento do DNA de Giardia, como, por exemplo,

PCR ( polimerase chain reaction), estão sendo padronizadas para a detecção deste

parasita nas fezes. São técnicas muito específicas e foram inicialmente desenvolvidas

para detecção de cistos em amostras de água (ibid.)

O método imunoenzimático (ELISA) também é utilizado, é muito simples de ser

realizado. A conveniência é dada pela rapidez e objetividade dada sua simplicidade, podendo

ser diagnosticadas várias amostras em um curto espaço de tempo. Sendo uma segunda opção

uma vez que o método de flutuação, primeira opção, é mais econômico. (VIDAL e CAPATANI,

2005).

Snap de Giárdia é um teste rápido que se baseia na detecção de antígenos

específicos produzidos pela multiplicação intestinal da Giárdia, ou seja, não depende da

presença de cistos ou trofozoítas na amostra e, esta, pode ser fresca, refrigerada ou até

mesmo congelada onde, neste último caso pode ser utilizada após seis meses da sua

obtenção (SALLES e MENEZES, 2008).


A Giardíase possui grande importância epidemiológica pelo seu elevado

potencial zoonótico (BECK et al.,2005).

Estudos têm demonstrado que algumas cepas provenientes do homem e animais têm

propriedades antigênicas, genéticas e bioquímicas similares, enquanto outras não apresentam

estas propriedades (LEIB e ZAJAC, 1999; BECK, et al.,2005). Deste modo, medidas preventivas

devem ser adotadas pelo homem quando em contato com fezes ou animais infectados.

Bartmann et al. (2004), afirmavam que, ela pode ser classificada como zoonose pelo fato da

espécie possuir uma baixa especificidade de hospedeiro. Porém, Monis e Thompson (2003),

defendiam que a evidência da giardíase ser uma zoonose ainda era limitada. Apesar de não

haver dúvidas quanto ao potencial zoonótico do único genótipo isolado em humanos e em

animais, a prevalência desse grupo não é conhecida.


Implantação de medidas higiênicas recomendadas para controlar a propagação

de agentes infecciosos e parasitários disseminados com as fezes e mãos sujas (REY,

2001).

Desta forma, são recomendadas medidas de higiene pessoal, destino correto das

fezes (fossas, redes de esgoto), proteção dos alimentos e tratamento da água (NEVES,

2005).

É importante proceder à desinfecção das fezes dos cães positivos para prevenir a

disseminação dos cistos de Giardia, e realizar o tratamento dos cães parasitados

(FORTES, 2004).

3) MATERIAL E MÉTODOS

No presente estudo, foram analisadas amostras aleatórias enviadas ao PCA-

Centro de Diagnóstico Veterinário (Rua Sete de setembro, 254, Icaraí- Niterói- RJ), de

fezes caninas de diferentes idades, raças e sexo, oriundas dos Municípios de Niterói e

São Gonçalo. O período compreendido pela pesquisa foi entre os meses de março e abril

de 2009. Foram utilizadas 32 amostras de Niterói e 38 amostras de São Gonçalo,

perfazendo um total de 70 amostras submetidas a exames parasitológicos, realizadas no

laboratório de doenças parasitárias da Universidade Plínio Leite e no PCA- Centro de

Diagnóstico Veterinário.

As amostras foram depositadas em “potes” coletores universais (MIF ou a

fresco) e identificadas individualmente. Inicialmente, as amostras foram submetidas ao

Giardia Antigen Test Kit®, no PCA - Centro de Diagnóstico Veterinário, para a

detecção do antígeno da Giárdia nas fezes caninas. Da mesma forma, as 70 amostras

foram acondicionadas em caixas de isopor contendo gelo reciclável, para serem

transportadas ao Laboratório de Doenças Parasitárias e Parasitologia do departamento

de Medicina Veterinária do Centro Universitário Plínio Leite- Campus Itaboraí-RJ.

Sendo mantidas sob refrigeração até a realização do exame.

As amostras foram analisadas no período de no máximo 24 horas após coleta.

Essas análises eram feitas individualmente pelas técnicas de Willis e Mollay (1921),

centrífugo-flutuação em sulfato de zinco. A cada grupo de 10 amostras, retirou-se

aleatoriamente uma amostra para a realização da técnica Hoffman, Pons e Janes (1934),

totalizando sete amostras analisadas por esta técnica e o Método Imunoenzimático

(ELISA) para diagnóstico de Giardia sp

Todas as amostras examinadas foram observadas ao microscópio óptico com

objetivas de 10x, com confirmação na objetiva de 40x. Por se tratarem de métodos

qualitativos, os resultados foram expressos em positivo ou negativo. Sendo considerado

positivo o resultado, quando visualizado pelo menos um ovo de nematoda ou oocisto de

coccídeo. Os gêneros de nematodas foram identificados de acordo com os caracteres

morfológicos de seus ovos.

3.1-Técnica de Willis e Molay (1921) (NEVES, 2005)

3.1.1- Colocar 10g de fezes em um frasco Borrel (pode ser usado o próprio frasco no

qual as fezes foram enviadas).

3.1.2- Diluir as mesmas em solução saturada de açúcar ou sal (NaCl).

3.1.3- Completar o volume até a borda do frasco.

3.1.4- Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deve estar em contato com o líquido.

3.1.5- Deixar em repouso por cinco minutos.

3.1.6- Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, voltando a parte molhada para

cima

3.1.7- Levar ao microscópio e examinar com objetiva de 10x e/ou de lamínula é

facultativo.

Figura 16: Materiais utilizados na Técnica de Willis.

Fonte: Autoria própria, 2009.

3.2- Método de centrifugo-flutução no sulfato de zinco (REY, 2001)

É uma das técnicas mais utilizadas para pesquisa de cistos nas fezes.

Preparar solução de sulfato de zinco a 33% e densidade 1,180. Proceder como segue:

3.2.1- Desmanchar a amostra fecal em água, na proporção de 1 para 10 partes,

aproximadamente, utilizando-se água filtrada para evitar contaminação co

protozoários de vida livre.

3.2.2- Filtrar, através de gaze dobrada em quatro, para um tubo de centrifuga a 2.500

rotações por minuto, durante um minuto.

3.2.3- Decantar o sobrenadante, ressuspender o sedimento em água e centrifugar

novamente. Repetir esta operação até que o sobrenadante fique relativamente claro. Em

geral, bastam três lavagens.

3.2.4- Decantar a água da última lavagem e ressuspender o sedimento na solução de

sulfato de zinco. Centrifugar. Nesta operação, dada à densidade do meio, os cistos de

protozoários e algumas espécies de ovos de helmintos passam a flutuar e algumas

espécies de ovos de helmintos passam a flutuar e concentram-se numa película fina,

situada na superfície do líquido sobrenadante.

3.2.5- Com uma alça de platina, tocar levemente a superfície do líquido para que a

película, aderindo à alça, possa ser removida e transportada para uma lâmina de

microscopia. Repetir este procedimento umas quatro ou cinco vezes.

3.2.6- Adicionar à preparação uma gota de lugol a fim de tornar os cistos suas

estruturas internas mais visíveis, cobrir com uma lamínula e examinar ao

microscópio (aumento médio ou grande, a seco).

Figura 17: Método de Faust.


Figura 18: Centrífuga para realização da Técnica Faust.


3.3- Método de sedimentação espontânea, (REY, 2001).

Também conhecido como método de Lutz, ou método de Hoffman, Pons & Janer,

autores que descreveram e divulgaram a técnica.

3.3.1- Tomar 2 a 4 gramas de fezes, colocá-los em um frasco de Borrel e desmanchá-

los em água, com um bastão de vidro ou plástico.

3.3.2- Coar a emulsão através de gaze ou uma tela (de plástico ou de metal,

absolutamente limpa) para dentro de um cálice cônico.

3.3.3- Completar o volume do cálice juntando mais água e misturando bem seu

conteúdo.

3.3.4- Deixar sedimentar por meia hora ou mais; derramar o líquido sobrenadante e

substituí-lo por água limpa, ressuspendendo o sedimento.

3.3.5- Repetir a operação duas a três vezes, até que o sobrenadante fique relativamente

claro.

3.3.6- Com uma pipeta Pasteur, retira pequena amostra de sedimento do vértice do

cálice, colocá-la sobre uma lâmina de microscopia e cobrir com lamínula. Não é

necessário corar os ovos, mas se houver interesse em reconhecer também oocistos de

protozoários, juntar um pouco de lugol.

Figura 19: Materiais utilizados na técnica de Hoffmam.


3.4- Teste Elisa1

3.4.1- O tubo que recobre o bastonete deve ser removido do dispositivo de

conjugado/bastonete. Deve-se envolver toda a superfície da ponta do bastonete

com uma camada fina de material fecal, então reposiciona-se o frasco sobre o

bastonete.

3.4.2- O apêndice da válvula plástica é quebrado dentro do bulbo do reagente ao

entornar o conjunto e então dobra-se novamente na direção oposta. Ao segurar o

dispositivo com a ponta do bastonete virada para baixo, deve-se pressionar e

soltar o bulbo por três vezes para transferir a solução de conjugado no bulbo

através da ponta do bastonete.

3.4.3- Coloca-se o dispositivo do SNAP em uma superfície plana. Ao usar o bastonete

como pipeta, aplica-se cinco gotas da solução da amostra na cavidade do

dispositivo SNAP. Após o preenchimento da amostra no círculo de ativação,

deve-se pressionar o ativador com firmeza próximo ao corpo do dispositivo.

3.4.4- Espera-se oito minutos, para então ler os resultados.

Figura 20: Snap -IDEXX


1- IDEXX - Laboratories

Figura 21: Remoção do tubo que recobre o bastonete.

Fonte: autoria própria, 2009.

Figura 22: Envolver toda superfície da ponta do bastonete com uma camada fina de

material fecal.


Figura 23: O apêndice da válvula plástica é quebrado dentro do bulbo.


Figura 24: Transferência da solução de conjugado no bulbo através da ponta do

bastonete.


Figura 25: Resultado, após 8 (oito) minutos.


Teste ELISA

positivo

Teste ELISA

negativo

4-RESULTADOS

4.1-Resultados pelo número total de animais examinados

Das 70 amostras de fezes examinadas, 40 (57,1%) apresentaram resultado

positivo, para diferentes endoparasitoses, sendo 30 (42,9%) o número de amostras

consideradas negativas, como demonstrado no gráfico abaixo:

As amostras foram positivas para ovos de helmintos do gênero Ancylostoma

sp.,Toxocara sp., Trichuris sp.,para o protozoário Giardia sp., Isospora sp.e oocistos de

Eimeria. Como demonstra as figuras a baixo:

57,10%

42,90%

0 0

Gráfico1-Amostras de fezes de cães avaliadas para a

presença de ovos de endoparasitas n=70

Amostras Positivas n=40

Amostras Negativas n=30

Figura 26: Oocisto de Eimeria sp Figura 27: Oocisto de

Isospora sp.

Fonte:www.ufrgs.br Fonte:www.ufrgs.br

Figura 28: Ovo de Toxocara sp. Figura 29: Ovos de

Ancylostoma sp.

Fonte: Autoria própria, 2009. Fonte: Autoria

própria, 2009.

Figura 30: Ovo de Trichuris vulpis

Fonte: www.commons.wikmimedia.org Acesso, 29 de março de 2009.

http://www.ufrgs.br/

http://www.ufrgs.br/

http://www.commons.wikmimedia.org/






O quadro a seguir, demonstra o percentual de ocorrência dessas endoparasitoses.

Quadro 1: Percentual da ocorrência de parasitos gastrointestinais nas amostras de fezes

de

cães dos Municípios de Niterói e São Gonçalo.

Parasitas Intestinais

Amostras Positivas % Positivas

Ancylostoma sp. 27 (40/70) 67,5

Toxocara sp. 12 (40/70) 30

Trichuris sp. 2 (40/70) 5

Giardia sp. 17 (40/70) 42,5

Oocistos de Eimeria sp. 2 (40/70) 5

Isospora sp. 1 (40/70) 2.5

4.2- Resultados por procedência

Sendo 32 amostras provenientes do Município de Niterói, destas 13 (40,6%)

apresentaram resultado positivo para uma ou mais endoparasittoses, sendo 19 (59,4%)

consideradas negativas. Enquanto que, 38 amostras eram provenientes do Município de

São Gonçalo, nas quais 27 (71,1%) eram positivas e 11 (28,9%) eram negativas.

Resultados, demonstrados nos gráficos seguintes:

Gráfico 2- Frequência de ovos e oocistos de parasitos encontrados nas amostras

fecais de cães provenientes do Município de Niterói.

46,20%

23,10%

46,20%

15,40%

7,70%

0,00%5,00%

10,00%15,00%20,00%25,00%30,00%35,00%40,00%45,00%50,00%

Gráfico 3- Frequência de ovos e oocistos de parasitos encontrados nas amostras

fecais de cães provenientes do Município de São Gonçalo.

O quadro a seguir descreve a incidência de infecção pelos gêneros de helmintos

e protozoários encontrados nas amostras de fezes de cães de cada Município.

Quadro 2: Ocorrência (%) de endoparasitos gastrointestinais em cães nos Municípios de

Niterói e São Gonçalo.

Parasitas Intestinais % amostras parasitadas de

Niterói

% amostras parasitadas de

São Gonçalo

Ancylostoma sp. 46,2 77,8

Toxocara sp. 23,1 33,3

Trichuris sp. 0 7,4

Giardia sp. 46,2 37,04

Oocistos de Eimeria sp. 15,4 0

Cystoisospora sp. 7,7 0

Total 40,6 71,1

4.3- Resultados das infecções mistas

77,80%

33,30%

7,40%

37,04%

0,00%

10,00%

20,00%

30,00%

40,00%

50,00%

60,00%

70,00%

80,00%

90,00%

Ancylostoma

sp.

Toxocara sp. Trichuris sp. Giardia sp.

Endoparasitoses múltiplas ocorreram em 40% (16/40) das amostras pesquisadas,

sendo a combinação Ancylostoma sp./ Toxocara sp. a mais freqüente (12,5%), seguida

de Ancylostoma sp./ Giardia sp.(7,5%). Infecções múltiplas em menor porcentagem

também foram detectadas. (Quadro 3).

Quadro 3: Ocorrência (%) de endoparasitoses mistas.

Parasitas Intestinais N° positivos % positivos

Ancylsotoma sp./Toxocara sp.

5 31,3

Ancylostoma sp./ Giardia sp. 3 18,8

Ancylostoma sp/ Giardia sp./

Toxocara sp.

2 12,5

Ancylostoma sp./

Toxocara sp./Trichuris sp.

2 12,5

Toxocara sp./ Giardia sp. 2 12,5

Toxocara sp./ Oocisto Eimeria sp. 1 6,3

Isospora sp./ Giardia sp./ Oocisto

Eimeria sp.

1 6,3

Total 16 40

Nº=número de amostras fecais positivas.

4.4- Resultados por domicílio

Foram descritas as amostras fecais de animais que vivem em apartamento e os

que vivem em casa, correspondendo a 29 e 41 animais, respectivamente. Das 29

amostras provenientes de apartamento, 6 (20,7) apresentaram resultado positivo, 23

(79,3) foram consideradas negativas. Das 6 amostras positivas analisadas, todas (100%)

apresentavam presença de Ancylostoma sp. ,2/6 foram positivas para o gênero Toxocara

sp.,1/6 era parasitada por Giardia sp.

Enquanto que, das 41 amostras de cães que residem em casa 34 (82,9%) foram

positivas e 7 (17,1%) foram consideradas negativas. Destas, 22 foram positivas para

Ancylostoma sp., 10 para o gênero Toxocara sp., 2 eram parasitadas por Trichuris sp.,

14 para Giardia sp. e apenas uma amostra por Isospora sp. (Quadro 4).

Quadro 4: Prevalência (%) de infecção por endoparasitas em cães domiciliados em

apartamentos e casas, nos Municípios de Niterói e São Gonçalo.

Nº: porcentagem total de amostras positivas

Das 32 amostras provenientes do Município de Niterói, 22 viviam em

apartamentos e 10 em casas. Enquanto que, das 38 amostras de São Gonçalo, apenas 7

delas eram provenientes de cães que moram em apartamentos e 31 amostras de animais

que vivem em casas.(Gráfico 4).

Nº Ancylostom

a sp.

Toxocar

a sp.

Trichuris

sp.

Giardia

sp.

Isospora

sp.

Oocisto de

Eimeria

sp.

Apartamento

(29/70)

20,7

(6/29)

100 (6/6) 33,3

(2/6)

0 (0/6) 16,6

(1/6)

0 (0/6) 0 (0/6)

Casa (41/70) 82,9

(34/41

)

64,7

(22/34)

2,9

(1/34)

5,9

(2/34)

41,2

(14/34)

2,9 (1/34) 5,9(2/34)

Gráfico 4: Número de amostras analisadas em função do tipo de domicílio e o

Município que reside.

4.5- Resultados de acordo com as técnicas utilizadas

As amostras foram analisadas por diferentes técnicas coproparasitológicas. As

técnicas de Willis, Faust e Teste ELISA, foram realizadas nas 70 amostras de fezes

caninas, enquanto que, o Método de Hoffman, foi feito uma amostra para um grupo de

10 amostras fecais, totalizando 7 amostras analisadas por este método. Sendo os

resultados, descritos no quadro 5.

22

7 10

31

0

5

10

15

20

25

30

35

Niterói São Gonçalo

Apartamento

Casa

Quadro 5: nº de amostras positivas por diferentes técnicas parasitológicas.

Parasitoses

Intestinais

Técnica de Willis Método de Hoffman Técnica de Faust

Ancylostoma sp. 25 2 12

Toxocara sp. 11 0 0

Giardia sp. 0 0 0

Trichuris vulpis 5 0 0

Oocistos de Eimeria

sp.

1 0 2

Isospora sp. 0 0 1

A Técnica de ELISA foi realizada nas 70 amostras de fezes caninas, com o

objetivo de detectar infecção por Giardia sp. Destas 17 eram positivas, enquanto que,

53 foram consideradas negativas. Como ilustrado no gráfico a seguir:

24,30%

75,70%

0 0

Gráfico5-Ocorrência de infecção por Giardia sp.

pela Técnica de ELISA

Amostras Positivas

Amostras Negativas

4.6- Resultados da infecção por Giardia sp. de acordo com a faixa etária

A infecção por Giardia sp. pode ser avaliada em função da faixa etária das

amostras de fezes de cães positivas. Onde se obteve maior positividade os cães com

idade inferior a 1 ano. (Quadro 6).

Quadro 6: Parasitismo por Giardia sp. em função da faixa etária.

Faixa Etária % Positivos % Negativos

Filhotes (< 1 ano) 82,4 (14/17) 17,6 (3/17)

Adultos ((≥1 ano) 17,6 (3/17) 82,4(3/17)

Total 42,5 42,5

4.7- Resultado das Endoparasitoses por faixa etária

As amostras também foram analisadas segundo a faixa etária, onde foi possível

observar, como mostra no Gráfico 9, a maior incidência na faixa etária ≤ 1 (com 66,6%

de amostras positivas e 33,3% de amostras negativas), que corresponde a amostras de

fezes de cães a partir de 45 dias de vida até 1 ano de idade. Seguido das amostras de

animais acima de 1 ano até os três anos (50% de amostras positivas e 50% de amostras

negativas), e das amostras de cães acima de 3 anos (33% de amostras positivas e 66,6%

de amostras consideradas negativas).

Gráfico 6: Prevalência (%) de infecções por parasitose intestinais, segundo a faixa

etária, dos cães dos Municípios de Niterói e São Gonçalo.

0,00%

10,00%

20,00%

30,00%

40,00%

50,00%

60,00%

70,00%

80,00%

90,00%

100,00%

≤ 1 ano > 1 -3 anos > 3 anos

66,60%

50%

33,30%

33,30%

50%

66,60%

Colunas1

Negativos

5- DISCUSSÃO

O nematóide mais freqüentemente encontrado neste estudo foi o Ancylostoma

sp. (67,5%), resultado semelhante ao obtido por Leite et al.(2004) (29,17%); Blauzius et

al. (2005) (70,9%); Capuano e Rocha (2006) ( 41,7%); Labruna et al. (2006) (73,7%).

Este resultado é esperado, pois a ancilostomíase tem distribuição universal,

podendo ser encontrada em animais de todas as faixas etárias (VELHO et al., 2007).

Além disso, os cães podem ser parasitados por ancilostomídeos por toda a vida,

enquanto desenvolve na maturidade imunidade contra ascarídeos (URQUHART, 1998;

CAPUANO e ROCHA, 2006).

Autores como Blauzius et al. (2005); Labruna et al. (2006), tiveram como

segunda maior prevalência, o gênero Toxocara sp. . Ao contrário destes, o presente

estudo teve como segunda maior prevalência a Giardia sp. (42,5%), enquanto que o

gênero Toxocara sp. apresentou um índice de infecção, correspondente a 30% (12/40)

das as amostras analisadas.

A maior taxa de ocorrência de Toxocara sp. em cães domiciliados foi relatada na

cidade de São Paulo, observando 8,5% ou 30 em 353 animais. (GENNARI et al.,1999

apud. SANTOS et al., 2007), e no Peru, onde 19,75% ou 32 em 162 cães.(TRILLO-

ALTAMIRO et al.,2003).

Segundo Sakano, 1980; Dunn, 2002, apud. Capuano e Rocha (2006), o encontro

de larvas de Ancylostoma sp. e de ovos embrionados de T. canis, tem uma importância

epidemiológica significante, indicando a existência de condições ambientais favoráveis

ao desenvolvimento destes parasitas, o que representa um risco para a saúde pública,

devido a possibilidade da ocorrência da Larva migrans cutânea (LMC) e da Larva

migrans visceral (LMV).

Guimarães et al. (2005), avaliou 48 amostras de solo e de areia do Município de

Lavras, MG e obteve maior nível de contaminação por ovos de Toxocara sp. e ovos ou

larvas de Ancylostoma sp. em praças públicas (69,6%).

O diagnóstico de Giardia sp. foi obtido somente pelo Teste ELISA, que tem a

finalidade de detectar antígenos nas fezes (copro-antígeno) de cães e gatos (NEVES,

2005). Para Barr et al. (1992) apud. Beck et al. (2005), o diagnóstico de cistos de

Giardia sp. através do Método de Faust e cols. é o mais prático e efetivo, no entanto, o

sucesso do diagnóstico é baixo em cães, devido a liberação intermitente dos cistos.

A ausência de resultado positivo para Giardia sp., através da técnica de Faust e

cols., Willis e Hoffmam pode ser justificado, pelo fato de ter sido colhida apenas uma

amostra de material fecal de cada animal. Pois segundo Bartmanm et al. (2004) para

detecção desse protozoário devem ser analisados no mínimo 3 amostras de fezes, devido

a liberação intermitente de cistos. Porém Salles e Menezes (2008), mesmo analisando

uma só amostra de cada animal, encontraram 42% de positividade através da técnica de

centrífugo- flutuação em solução saturada de açúcar (Técnica de Willis). Em 2005,

BECK et al., das 332 amostras do Município de Canoas, RS analisadas pelo Método de

Faust e cols., 34, 04% estavam positivas para Giardia sp.

Segundo Bartmann et al.(2004), quando a amostra fecal foi analisada uma vez a

positividade foi de 25%, aumentando este índice em 12% quando analisada duas vezes e

em 17% quando analisada três vezes.

Através do teste ELISA, foram diagnosticadas 17/70 amostras positivas para o

gênero Giardia sp., segundo Vidal e Capatani (2005), o teste é positivo mesmo quando

uma significante proporção das correspondentes amostras examinadas por microscopia

ainda é negativa.

A infecção por Giardia sp. pode também ser avaliada em função da faixa etária

dos cães. Das 17 amostras positivas, 14 (82, 4%) eram de animais com menos de 1 ano

de vida, e apenas 3 (17,6%) das amostras correspondiam aos animais acima de 1ano de

idade. Concordando com Beck et al. (2005), que em seus estudos determinou que 26 a

50% dos cães até um ano e meio de idade apresentavam-se infectados, e em canis, a

porcentagem chegou a 100%.

Kirkpatrick (1988) apud. Salles e Menezes (2008), afirmavam que a infecção

por Giardia sp. é mais freqüente em animais jovens, uma vez que a imunidade

específica ao parasito se desenvolve com a idade. Portanto, cães com menos de 3 anos

de idade, especialmente aqueles com menos de 1 ano, são mais susceptível à infecção

do que os animais mais velhos.

Segundo Robertson et al. (2000); Blauzius et al. (2005) o gênero Isospora sp. é

um protozoário patogênico que pode ser transmitido dos animais domésticos para o

homem, através da água e alimentos contaminados com os oocistos, a forma infectante

do parasita, causando desconforto gastrointestinal e diarréia crônica.

Neste estudo, o parasita foi observado em uma frequência de 2,5% (1/40), um

pouco menor do que a observada por Capuano e Rocha (2006), onde se teve uma

incidência de 3,3%. O que não foi encontrado por outros autores com trabalhos

semelhantes. (CASTRO et al., 2005).

Porém, segundo Bartmann et al. (2004) e Beck et al. (2005), através de

levantamentos baseados nos exames coprológicos de cães realizados em diversos

municípios do Brasil, revelaram prevalências de isosporíase entre 0,38% a 8,5% e de

giardíase entre 7,7% a 38%, indicando que estes protozoários são freqüentes nos cães.

O percentual encontrado de Tichuris sp., nos Municípios de Niterói e São

Gonçalo foi de 5% (2/40). Enquanto que Santos et al. (2007), em Londrina-Paraná,

analisando amostras de cães com diarréia aguda obteve como menor taxa de ocorrência

de infecção o Trichuris sp. Em 2008, Silva et al., analisando a incidência de Toxocara

canis em fezes caninas das vias públicas da cidade de São Paulo, encontrou 0,6%

(1/153) de ovos de Trichuris vulpis. Que segundo ele, mesmo a freqüência de fezes

contaminadas serem pequena, o risco potencial de contaminação da população humana

não deve ser desprezado.

Segundo Freitas (1997) apud. Labruna et al. (2006), altas freqüências de

Trichuris sp. estão relacionadas aos cães errantes, que passam a ser importantes fontes

de infecção para os cães domiciliados, uma vez que os ovos de Trichuris sp. podem se

manter infectantes por vários meses no ambiente. Há relatos de sobrevivência desses

ovos por até seis anos no ambiente, sob condições favoráveis de temperatura e umidade.

Capuano e Rocha (2006), afirmaram que os ovos das espécies T. vulpis e T.

trichiura são morfologicamente parecidos e apesar da sua especificidade para

hospedeiros, já ocorreram casos de infecção entérica e de larva migrans visceral

humanas pela espécie canina.

Neste estudo oocistos de Eimeria sp. foram encontrados em 15,4% das amostras

de fezes positivas caninas e somente das provenientes do município de Niterói.

Foi avaliada a prevalência de endoparasitoses, nos Municípios de Niterói e São

Gonçalo, segundo seu habitat. Das 70 amostras analisadas 29 eram de apartamento,

destas apenas 6 (20,7%) foram positivas. E 100% destas amostras apresentavam ovos

do gênero Ancylostoma sp. Apesar das amostras de apartamento ter menor incidência de

parasitos, estes animais são os que mais freqüentam as ruas, principalmente, para

fazerem suas necessidades fisiológicas, fatores que contribuem para a contaminação do

ambiente. E Corrêa, et al. (1996), relatou nos seus estudos em Santa Maria - RS, que

93,3% das 30 praças públicas foram encontrados ovos de Ancylostoma sp.

Das 41 amostras provenientes de casa, 34 (82,9%) eram positivas para

endoparasitoses, sendo que o maior percentual obtido também foi de ovos de

Ancylostoma sp. , correspondendo a 64,7% das amostras. Segundo Salles e Menezes

(2008) a alta prevalência de infecção de ancilostomídeos em seu trabalho teve

associação significativa com a higiene ruim do ambiente, com essas condições, a

contaminação por fezes no quintal provavelmente propiciou a disseminação de formas

infectantes de ancilostomídeos.

Para Labruna et al. (2006), cães domiciliados devem assumir importância na

contaminação de locais públicos, uma vez que estes locais também são intensamente

visitados por estes animais, ao passearem com seus proprietários.

O índice de positividade em animais adultos foi menor que o encontrado em

animais jovens (≤ 1 ano), ao contrário de Ferreira et al. (2006), onde os animais adultos

foram os mais parasitados e apresentaram uma freqüência de 42,9%.

Para Robertson et al. (2000), animais mais velhos, geralmente são resistentes à

doença clínica, porém podem apresentar infecções esporádicas não aparentes, sendo no

geral fontes de infecção para animais jovens.

Quanto à distribuição dos resultados dos exames de fezes dos cães, em relação

às técnicas utilizadas para detecção de endoparasitos, pode-se afirmar que a técnica de

Willis demonstrou sua eficiência sobre as demais técnicas para o diagnóstico de ovos de

helmintos. Resultado semelhante ao encontrado por Ferreira et al.(2006), em que

analisou 22 amostras de fezes caninas e encontraram 11 amostras positivas.

Oliveira-Sequeira et al.(2002) examinando 271 amostras de fezes de cães em

Botucatu, SP, constataram maior eficácia do método de centrífugo-flutuação em relação

aos métodos de sedimentação e de flotação simples, na detecção de Giardia sp. e

Isospora sp. Neste estudo, em relação aos coccídeos, Isospora sp. foi encontrado

somente pela técnica de centrífugo –flutuação em sulfato de zinco.

6- CONCLUSÃO

Após realizar as análises dos resultados obtidos neste estudo, concluiu-se que a

freqüência de infecção por endoparasitos em cães domiciliados, nos Municípios de

Niterói e São Gonçalo foi expressiva. E a maior incidência foi em animais na faixa

etária de 45 dias a 1 ano, e provenientes de casa. Por isso, o ambiente é considerado

uma importante fonte de infecção, principalmente, aqueles que têm maior umidade, a

partir daí, é indispensável à higiene do mesmo, evitando que o animal tratado se

reinfecte.

Contudo, apesar do índice de positividade das amostras de animais de

apartamento ter sido menor, o seu índice foi representativo. Assumindo também, um

papel epidemiológico na disseminação dos estágios infectantes dos parasitos.

Embora as amostras analisadas sejam de animais clinicamente sadios um

número considerável estava infectado por endoparasitos. Por isso, é necessário tanto a

nível da clínica veterinária como da saúde pública, a realização de estudos de

prevalência desses parasitos, pra se estabelecer medidas de controle e profilaxia,

reduzindo os riscos de exposição a parasitos intestinais, potencialmente causadores de

zoonoses.

7- REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

BARR, S. C.; BOWMAN, D. D. Giardiais in dogs and cats. The Compendium on

Continuing Education for the Practicing Veterinarian, v.16,n.5, p.603-611,1994.

BARTMANN, A.; ARAÚJO, F.A.P. Frequência de Giardia lamblia em cães atendidos

em clínicas veterinárias de Porto Alegre, RS,Brasil. Revista Ciência Rural, v.34,n.4,

p.1093-1096, 2004.

BECK C.; ARAÚJO, F. A. P.; OLICHESKI, A. T.; BREYER, A. S. Frequência da

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