nematologia brasileira - v. 33 n. 2 2009nematologia.com.br/files/revnb/33_2.pdf · a...

NEMATOLOGIA BRASILEIRA - V. 33 N. 2 2009

Efeito da Aplicação de Nematoides Entomopatogênicos sobre Frutos Infestados com Broca-do-café, Hypothenemus hampei (Coleoptera: Scolytidae) - Juan Pablo Molina-

Acevedo & Juan Carlos López-Núñez ................................................................................................. 115-122

Fungos Nematófagos em Pomares de Citros nos Estados de São Paulo e Goiás - Paulo R.P. Martinelli1, Jaime M. Santos, Samuel J. Sant’Anna & Pedro L.M. Soares ........................... 123-131 Controle de Meloidogyne javanica pelo Uso de Bactérias Isoladas de Solo Biofumigado com Resíduos de Diferentes Espécies de Brássicas - Wânia S. Neves,

Leandro G. Freitas, Maurício D. Costa, Vanessa S. Almeida & Silamar Ferraz ......................... 132-138 Cultivo e Incorporação de Leguminosas, Gramíneas e Outras Plantas no Controle de Meloidogyne incognita Raça 1 em Cenoura ‘Nantes’ - João M. Charchar, Jairo V. Vieira,

Valter R. Oliveira & Antônio W. Moita ...................................................................................... 139-146 Penetração, Desenvolvimento e Reprodução de Meloidogyne incognita Raça l e M. javanica em Cultivares de Batata no Campo - João M. Charchar, Valter R. Oliveira &

Antônio W. Moita ........................................................................................................................ 147-153 Effect of Soil Temperature on the Life Cycle of Meloidogyne chitwoodi Races 1 and 2 and M. hapla on Russet Burbank Potato - João M. Charchar & Gerald S. Santo ….... 154-161 Incorporação de Farinha de Sementes de Mamão (Carica papaya L.) para o Controle de Meloidogyne javanica - Marcelo M. Coutinho, Leandro G. Freitas, Wânia S. Neves, Rosangela

Dallemole-Giaretta, Silamar Ferraz, Everaldo A. Lopes & Rosângela D.L. Oliveira ................. 162-168 Controle de Meloidogyne javanica com Pochonia chlamydosporia e Farinha de Sementes de Mamão - Marcelo M. Coutinho2, Leandro G. Freitas, Rosangela Dallemole-Giaretta,

Wânia S. Neves, Everaldo A. Lopes & Silamar Ferraz ............................................................... 169-175 Estimativa do Impacto Econômico e Social Direto de Meloidogyne mayaguensis na Cultura da Goiaba no Brasil - Fernando O.M. Pereira, Ricardo Moreira de Souza, Paulo M.

Souza, Claudia Dolinski & Grace K. Santos ................................................................................ 176-181 Ocorrência de Meloidogyne mayaguensis em Goiabeira no Estado do Tocantins - João M. Charchar, Maria Esther N. Fonseca, Leonardo S. Boiteux & Artur F. Lima Neto ................182-186 Primeiro Relato da Ocorrência de Meloidogyne paranaensis em Cafeeiro no Estado de Goiás - Rodrigo V. Silva, Rosângela D.L. Oliveira & Laércio Zambolim .......................... 187-190 Atividade Nematófaga de Pochonia chlamydosporia em Solo Natural ou Autoclavado sobre Meloidogyne javanica - Guilherme S. Podestá, Rosangela Dallemole-Giaretta, Leandro G.

Freitas, Everaldo A. Lopes, Silamar Ferraz & Ronaldo J.F. Zooca ........................................... 191-193 Observations on the Life Cycle and Pathogenicity of Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) - Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Ricardo S. Cavalcanti

& Alcides Moino Jr. ..................................................................................................................... 194-197 Reação de Gramíneas e Leguminosas a Meloidogyne mayaguensis - Keyla C. Silva &

Gilson S. Silva .............................................................................................................................. 198-200

NEMATOLOGIA BRASILEIRA - V. 33 N. 2 2009

Effect of applicaton of entomopathogenic nematodes on infested fruits with coffee

berry borer, Hypothenemus hampei (Coleoptera: Scolytidae) - Juan Pablo Molina-Acevedo

& Juan Carlos López-Núñez ................................................................................................................. 115-122

Nematophagous fungi from citrus orchards in São Paulo and Goiás States - Paulo R.P. Martinelli1, Jaime M. Santos, Samuel J. Sant’Anna & Pedro L.M. Soares ................................... 123-131 Control of Meloidogyne javanica through the use of bacteria isolated from bio-

fumigated soil with residues of different species of Brassicaceae - Wânia S. Neves,

Leandro G. Freitas, Maurício D. Costa, Vanessa S. Almeida & Silamar Ferraz ......................... 132-138

Cultivation and incorporation of legumes, gramineous, and other plants to control

Meloidogyne incognita race 1 on carrot ‘Nantes’ - João M. Charchar, Jairo V. Vieira, Valter R.

Oliveira & Antônio W. Moita ..................................................................................................... 139-146

Penetration, development, and reproduction of Meloidogyne incognita race l and M.

javanica on potato cultivars in the field - João M. Charchar, Valter R. Oliveira & Antônio W.

Moita ............................................................................................................................................ 147-153

*Effect of Soil Temperature on the Life Cycle of Meloidogyne chitwoodi Races 1 and 2 and M. hapla on Russet Burbank Potato - João M. Charchar & Gerald S. Santo ….... 154-161 Incorporation of papaya (Carica papaya L.) seed flour for the control of Meloidogyne javanica - Marcelo M. Coutinho, Leandro G. Freitas, Wânia S. Neves, Rosangela Dallemole-Giaretta,

Silamar Ferraz, Everaldo A. Lopes & Rosângela D.L. Oliveira .................................................. 162-168 Control of Meloidogyne javanica by Pochonia chlamydosporia and papaya seed flour - Marcelo M. Coutinho2, Leandro G. Freitas, Rosangela Dallemole-Giaretta, Wânia S. Neves, Everaldo

A. Lopes & Silamar Ferraz .......................................................................................................... 169-175 Estimate of the economical and social impact of Meloidogyne mayaguensis onto the

guava crop in Brazil - Fernando O.M. Pereira, Ricardo Moreira de Souza, Paulo M. Souza, Claudia

Dolinski & Grace K. Santos ........................................................................................................ 176-181

Occurrence of Meloidogyne mayaguensis on guava in Tocantins State, Brazil - João M.

Charchar, Maria Esther N. Fonseca, Leonardo S. Boiteux & Artur F. Lima Neto .....................182-186 First record of Meloidogyne paranaensis on coffee plants in Goiás State, Brazil - Rodrigo V. Silva, Rosângela D.L. Oliveira & Laércio Zambolim .............................................. 187-190

Nematophagous activity of Pochonia chlamydosporia into natural and autoclaved soil on Meloidogyne javanica - Guilherme S. Podestá, Rosangela Dallemole-Giaretta, Leandro G.

Freitas, Everaldo A. Lopes, Silamar Ferraz & Ronaldo J.F. Zooca ........................................... 191-193 *Observations on the Life Cycle and Pathogenicity of Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae) - Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Ricardo S. Cavalcanti

& Alcides Moino Jr. ..................................................................................................................... 194-197 Reaction of grasses and legumes to Meloidogyne mayaguensis - Keyla C. Silva & Gilson S.

Silva .............................................................................................................................................. 198-200

(* : with full text in English)

Nematologia BrasileiraPiracicaba (SP) Brasil

115

Efeito da Aplicação de Nematoides Entomopatogênicos sobre Frutos Infestados com Broca-do-café, Hypothenemus hampei (Coleoptera: Scolytidae)

Efeito da Aplicação de Nematoides Entomopatogênicos sobre FrutosInfestados com Broca-do-café, Hypothenemus hampei

(Coleoptera: Scolytidae)Juan Pablo Molina-Acevedo1* & Juan Carlos López-Núñez2*

1Corporación Colombiana de Investigación Agropecuaria, Corpoica – km 13 vía Montería-Cereté, Córdoba, Colômbia.2Disciplina de Entomologia, Centro Nacional de Investigaciones de Café (Cenicafé), A.A 2427 Manizales, Colômbia.

*Autores para correspondência: [email protected], [email protected]

Recebido para publicação em 13 / 11 / 2006. Aceito em 31 / 07 / 2008Editado por Regina Carneiro e Mário Inomoto

Resumo – Molina, J.P. & J.C. López. 2009. Efeito da aplicação de nematoides entomopatogênicos sobrefrutos infestados com broca-do-café, Hypothenemus hampei (Coleoptera: Scolytidae).

A broca-do-café, Hypothenemus hampei (Ferrari), é o inseto praga mais importante da cultura do café e ocorreem quase todos os países produtores. Dentre os seus controladores biológicos, destacam-se os parasitóides,porém os nematoides entomopatogênicos podem ser outra alternativa dentro do manejo integrado de pragas.Esta pesquisa teve por objetivo avaliar a penetração e a letalidade de juvenis infectantes (JI) pertencentes a duasespécies de nematoides: Heterorhabditis bacteriophora e Steinernema feltiae (Rhabditida: Steinernematidae eHeterorhabditidae), aplicados nas dosagens de cinco, 25, 125 e 625 JIs por fruto infestado com H. hampei. Asvariáveis avaliadas foram: índice de penetração no fruto e percentagem de mortalidade da broca. Essas variáveisforam avaliadas 168 horas depois da aplicação dos nematoides sobre os frutos infestados por H. hampei. Nasaltas dosagens de 125 e 625 JIs por fruto, para as duas espécies de nematoides, foram obtidos os maioresíndices de penetração, 18,7 e 15,0 %, respectivamente. Esses resultados foram diferentes (P ≤ 0,05) daquelesapresentados nas dosagens iguais a 25 e cinco JIs que apresentaram 5,2 e 0,7 % de penetração, respectivamente.Da mesma forma nas altas dosagens, 125 e 625 JIs por fruto, aconteceram as maiores mortalidades, 49,6 e50,9 % respectivamente. Quanto à espécie de nematoide, H. bacteriophora provocou maior mortalidade médiaem todas as dosagens, 46,9 %. Esse resultado diferiu estatisticamente (P ≤ 0,05) da mortalidade causada por S.feltiae, que foi de 28,8 %. Estes resultados demonstram que os ambos os nematoides, mas principalmente H.bacteriophora, penetram frutos de café e causam a morte da broca. Portanto, estudos futuros devem ser efetuadospara a utilização dos nematoides no controle de H. hampei em frutos caídos no solo.Palavras-chaves: nematoide entomopatogênico, praga do café, Steinernema feltiae, Heterorhabditis bacteriophora,controle microbiano.

Summary - Molina, J.P. & J.C. López. 2009. Effect of applicaton of entomopathogenic nematodes on infestedfruits with coffee berry borer, Hypothenemus hampei (Coleoptera: Scolytidae).

The coffee berry borer (CBB), Hypothenemus hampei (Ferrari), is the most important pest of almost all coffeeproducing countries. Parasitoids of CBB have been intensively studied as the main biological control agents;however another alternative for the integrated management is the use of entomopathogenic nematodes. Theobjective of this investigation was to evaluate the penetration and lethality of Heterorhabditis bacteriophora andSteinernema feltiae (Rhabditida: Heterorhabditidae and Steinernematidae), applied in four concentrations of infectivejuveniles (IJs) (5, 25, 125 and 625 per fruit), on fruits infested with CBB. The evaluated variables were: index ofpenetration into the fruit and percentage of mortality of the borer verified 168 hours after the application ofthe nematodes. In the concentrations 125 and 625 IJs / fruit, for both nematodes, the indexes of penetrationwere 18.7 and 15.0 %, which differed (P ≤ 0.05) from those obtained with the lower concentrations (5.2 % for

ARTIGO

116 Vol. 33(2) - 2009

Juan Pablo Molina-Acevedo & Juan Carlos López-Núñez

IntroduçãoA broca-do-café, Hypothenemus hampei, é

considerada a praga mais importante da cafeiculturamundial, sendo encontrada em praticamente todas asregiões produtoras. Essa praga é caracterizada poratacar diretamente o fruto, causando perda de massa,depreciação do grão e perda na qualidade da bebida(Bustillo et al.,1998; Cure et al., 1998; Bustillo, 2002).Estudos realizados no Centro Nacional deInvestigações de Café (Cenicafé) da Colômbiademonstram aumento populacional das brocas dentrodos frutos de café que caem no solo. Nos períodosdas chuvas, os adultos da praga emergem e sedispersam pelo cafezal, infestando novos frutos(Baker, 1999; Bustillo, 2006; Castaño et al., 2005).

De acordo com Okumura et al. (2003), uma dasformas de controlar a broca sem a utilização docontrole químico é a adoção do controle biológico econtrole comportamental. Porém, os métodosutilizados para o manejo integrado da broca em frutoscaídos no solo, que são os inseticidas e os fungosentomopatogênicos, têm se mostrado ineficientes atéo momento, já que não conseguem controlar a pragano interior do fruto, pois esta possui hábito críptico.Neste sentido, os nematoides entomopatogênicos(NEPs), como controladores de pragas de solo e dehábito críptico, constituem-se em agentes potenciaispara o controle da broca, sendo os únicos agentesbiológicos que poderiam controlar a praga no interiordo fruto (Baker, 1999). Os NEPs têm sidoconsiderados como inimigos naturais da praga(Commonwealth Institute of Biological Control, 1990;Georgis & Hom, 1992), porém somente comregistros de ocorrência natural. O primeiro dessesregistros se deu na Índia, onde Varaprasad et al. (1994)encontraram o nematoide Panagrolaimus sp.(Panagrolaimidae) infectando adultos de H. hampei.

25 IJs / fruit and 0.7 % for 5 IJs / fruit). Likewise, higher concentrations of nematodes were associated withhigher mortality of CBB (49.6 and 50.9 %). Considering the nematode species, H. bacteriophora caused higheraverage mortality (46.9 %), differing from S. feltiae (28.8 %). These results proved that IJs of both species, butmainly H. bacteriophora, penetrated coffee berries and causes CBB death. Therefore, future investigations shouldbe carried out in order to evaluate the control of CBB in fruits that fall on the soil.Key words: enthomopathogenic nematode, coffee pest, Steinernema feltiae, Heterorhabditis bacteriophora, microbialcontrol.

O segundo registro foi no México, onde a ocorrênciado parasitismo foi comprovada em frutos de cafécaídos no solo e cujo nematoide foi identificado comoSphaerulariopsis sp. (Tylenchida: Sphaerularioidea)(Castillo & Barrera, 1998; Castillo et al., 2002).Finalmente, Methaparasitilenchus hypothenemi(Allantonematidae) (Poinar Jr. et al., 2004) foi registradaparasitando fêmeas de H. hampei.

Com relação ao efeito patogênico de espécies dasfamílias Heterorhabditidae e Steinernematidae sobrea broca do café, destaca-se o trabalho de Allard &Moore (1989), em que foi evidenciado o efeito deSteinernema carpocapsae e Heterorhabditis bacteriophorasobre larvas e adultos. Posteriormente, foi registradoo efeito em laboratório de S. glaseri, S. feltiae, S.carpocapsae e H. bacteriophora sobre adultos da broca(Lubego, 1992; Castillo & Marbán, 1996). Na AméricaLatina são escassos os trabalhos sobre o uso potencialde NEPs para o controle da broca (Giraldo, 2003;Castillo Del, 2004).

Molina & López (2002) verificaram que H.bacteriophora e S. feltiae diferenciam-se entre si por serematraídos por diferentes estados de desenvolvimentodo fruto com broca. Não se verificou-se efeito detrês classes texturais do solo (arenosa, franca e francoarenosa) no deslocamento dos nematoides até o fruto.Em frutos secos e maduros caídos nos três tipos desolo, os nematoides foram capazes de entrar peloorifício de perfuração feito pela broca, parasitardiferentes estádios da broca e multiplicar no interiordos estádios. Posteriormente, Molina & López (2003)descreveram o comportamento destes nematoides emcondições de laboratório, obtendo resultados quecomprovaram comportamento diferencial das duasespécies (Molina & López, 2003).

O presente trabalho teve como objetivo avaliar oefeito de diferentes dosagens de H. bacteriophora e S.


117


feltiae, aplicadas sobre a superfície de frutos brocadosem condições de laboratório, no deslocamento dosNEPs sobre frutos e na sua capacidade em penetrarnos frutos e causar a morte da broca-do-café.

Material e MétodosO experimento foi realizado no Centro Nacional

de Investigações de Café “Pedro Uribe Mejía”(Cenicafé), localizado no município de Chinchiná,Caldas, Colômbia, em altitude de 1.475 m. As espéciesde nematoides avaliadas no experimento foramSteinernema feltiae “UK strain” (Rhabditida:Steinernematidae), formulação comercial Nemasys, eHeterorhabditis bacteriophora (Rhabditida:Heterorhabditidae). Essas espécies foram fornecidaspelos Drs. Bernard Briscoe e William Hominick doCABI (Centre for Agriculture and BiosciencesInternational, CABI Biosciences, Lane, Egham-Surrey,Inglaterra). Todas as espécies foram multiplicadas emlarvas da Galleria mellonella (Lepidoptera: Pyralidae) deacordo com a metodologia descrita por Molina &López (2001) e mantidas em laboratório a 12 ± 2 °C.

Os frutos de café utilizados foram da cultivarColômbia e com idade fisiológica de 260 dias dedesenvolvimento. Esses frutos foram expostas à brocana relação de três brocas adultas por fruto durante 30dias. Ao final do período, os frutos encontravam-se

com 290 dias, correspondente ao estádio de frutossecos. Foram utilizados frutos com no máximo deduas perfurações causadas pela broca, que foramesterilizados superficialmente com NaOCl a 0,05 %.A unidade experimental (UE) foi uma placa-de-Petride 9 cm de diâmetro; no centro dessa foi colocadauma base que sustentou um fruto seco de caféinfestado (Figura 1). Cada espécie de NEP foi testadaem quatro dosagens (cinco, 25, 125 e 625 JIs por fruto),que foram diluídas em 35 ml de água destilada estéril(ADE) com 0,5 % de Tween 80 e aplicadas diretamentesobre o fruto. Como testemunha, aplicou-se uma gotade 35 ml de ADE sem NEPs nos frutos.

O bioensaio foi composto por uma bandeja deplástico (24 x 15 x 12 cm), sobre a qual foramcolocadas cinco UEs dispostas de forma aleatória.Essas bandejas plásticas foram seladas e mantidas emsala climatizada e sob condições assépticas, emescuridão constante, em temperatura de 24 ºC durante168 horas. Ao final desse tempo de incubação, realizou-se lavagem superficial dos frutos com água destilada(AD) para eliminar os nematoides que não penetraram.Posteriormente foram realizadas consecutivasdessecações e lavagens com AD nos frutos. Finalmente,com auxílio de câmara de contagem de nematoides,contabilizou-se o número de JIs que conseguirampenetrar o fruto. Todos os diferentes estádios

Figura 1 - Modelo da unidade experimental.

Placa de Petri

Aplicação de JI

Diâmetro

9 cm

Orifício

Fruto

Base

118 Vol. 33(2) - 2009


biológicos da broca (larva, pupa e adulto), tanto vivoscomo mortos, foram separados em placas-de-Petricom papel filtro seco, onde inicialmente verificou-sesintomatologia por infecção de NEPs. Posteriormente,abriram-se brocas em todos os estádios, realizandolavagem com solução Ringer, para verificar se existiuparasitismo por NEPs, e registrar a presença de JIs edos outros estádios do ciclo de vida do nematoideem formação na broca (J4, machos e fêmeas para S.feltiae; J4 e adultos hermafroditas para H. bacteriophora).

Utilizou-se delineamento inteiramente ao acaso, emesquema fatorial 2 x 4, com duas espécies denematoides, quatro dosagens de JIs e uma testemunha(ADE sem nematoide) constituindo nove tratamentos,cada um com quinze repetições. As variáveis avaliadasforam; índice de penetração de nematoides no frutode café (IPF) e percentagem de mortalidade (PM),que foi corrigida pelos valores de mortalidadeapresentados pela população testemunha (PMC).Com isso obtiveram-se valores reais de mortalidadedos diferentes estádios da broca-do-café mortos nointerior do fruto por efeito direto dos NEP. Essasvariáveis estão descritas abaixo:

Índice de penetração no fruto (IPF), obtido pelarelação entre o número de JIs encontrados dentro dofruto depois de 168 horas e o número de JIs iniciaisaplicados por tratamento: IPF = (no. de JIs dentrodo fruto x 100) / (no. de JIs aplicados)

Percentagem de mortalidade (PM), determinadacom base na relação entre o número de indivíduosde broca em diferentes estádios mortos (larvas, pupase adultos) por parasitismo dos nematoides e o númerototal de indivíduos de broca (vivos e mortos) emdiferentes estádios da praga presentes dentro do fruto:PM = (no. de indivíduos mortos de broca dentrodo fruto x 100) / (no. total de indivíduos de brocadentro do fruto)

Após a determinação da PM em cada tratamentoe na testemunha, foi calculada a percentagem demortalidade corrigida (PMC) para os tratamentos,levando em consideração a percentagem demortalidade na testemunha: PMC = [(PM dotratamento – PM da testemunha) x 100] / (100 –PM da testemunha)

Foram calculadas as médias e a variação do IPF ede PMC e realizou-se uma análise de variância

(ANOVA). Aplicou-se uma prova de contraste ao nívelde 5 %. Quando a interação simples entre os fatoresdos tratamentos avaliados por variável foi significativa,aplicou-se a prova de comparação de médias peloteste de Tukey ao nível de 5 %. Os dados foramtransformados pela fórmula TD = ( ))5(X5 + paraas variáveis IPF e PMC.

Resultados e DiscussãoEm geral, o deslocamento dos JIs, a penetração

pelo orifício de perfuração do fruto e o parasitismonos estádios da broca pelas espécies de nematoidesforam proporcionais às dosagens. Os JIs formaramvários grupos em seu caminho na busca do orifíciode perfuração do fruto. Depois de 168 horas, foiencontrado um grupo de JIs que permaneceu sobreo fruto, ainda apresentando mobilidade. Outra partedos JIs foi encontrada nas galerias no interior do fruto,em menor quantidade, onde os primeiros JIspenetraram rapidamente a broca, evento que se deupara ambas as espécies de nematoides em todas asdosagens. No tratamento S. feltiae – cinco JIs / fruto,não foram encontrados JIs no fruto, mas ocorreu apenetração nos diferentes estádios da broca do café.O maior número de JIs que se deslocou e penetroufoi obtido principalmente nas maiores dosagensavaliadas (125 e 625 JIs) para ambas as espécies deNEPs, com valores máximos de 104 e 202 JIs porfruto para o H. bacteriophora e S. feltiae ,respectivamente, na dosagem mais elevada (Tabela 1).Os JIs deslocaram-se através das galerias e câmarasde oviposição, provavelmente atraídos pelos voláteisemitidos pelo fruto e os estádios biológicos da praga.Portanto, confirmou-se que os estádios biológicos dabroca-do-café no interior do fruto e mesmo o frutosão fatores de atração dos NEPs, já que ambas asespécies se deslocaram pela superfície do fruto epenetraram pelo orifício de perfuração da broca. Deacordo com Castillo & Marbán (1996), com base emensaios realizados em condições de laboratório, osJIs conseguem localizar os estádios biológicos da brocadentro do fruto, acontecendo o desenvolvimentocompleto do ciclo de vida dos NEPs nestes estádios,quando é aplicada uma alta dosagem de JIs de S.feltiae. Da mesma forma, JIs da espécie H. bacteriophoraapresentaram alta capacidade de deslocamento no


119


interior do fruto, em bioensaios realizados emcondições de laboratório (Allard & Moore, 1989;Castillo & Marbán, 1996).

Para a variável IPF, a análise de variância mostroudiferenças (P ≤ 0,05) em relação às dosagens de JIs,pois as maiores (125 e 625 JI) apresentaram médiasde 18,68 e 15,04 % independentemente da espécie deNEPs avaliada (Tabela 2). Por outro lado, as espéciesde NEPs avaliadas não apresentaram diferençasestatísticas no IPF.

Para a variável PMC, a ANOVA não mostrouefeito da interação dosagens por NEPs, entretantomostrou diferenças nas dosagens médias. Nas maioresdosagens (125 e 625 JIs), a variável PMC foi maiselevada que nas dosagens de 5 e 25 JIs (Tabela 3),

resultado que evidencia uma relação direta entre asvariáveis IPF e PMC, com maior número de JIs dentrofruto causando maior mortalidade da broca. Porém,mesmo na dosagem de cinco JIs, alguns estádiosimaturos da broca foram parasitados e mortos porS. feltiae, demonstrando que, embora a quantidade deinóculo tenha sido baixa, foi suficiente para matar parteda população de brocas. No caso, os JIs parasitarame mataram principalmente as larvas da broca (Figura2). Comprovou-se, portanto, a alta virulência dessesNEPs, principalmente de H. bacteriophora (Tabela 3).

Nas condições experimentais utilizadas, H.bacteriophora foi superior a S. feltiae em relação à buscapelo hospedeiro e letalidade (Tabela 3), portantoapresenta maior potencial para ser utilizado no

Tabela 1 - Médias, máximos e mínimos de JIs encontrados nos frutos.

NematoidesS. feltiae H. bacteriophora

Dosagens Média Máximo Mínimo Média Máximo Mínimo

5 JI 0 0 0 0,07 1 025 JI 0,73 4 0 1,87 5 0125 JI 17,47 34 6 29,2 46 6625 JI 135,01 202 78 52,87 104 27

Tabela 2 - Médias e variação para a variável IPF (índice de penetração no fruto).

NematoidesDosagens S. feltiae H. bacteriophora Média dosagens (%)

Média (%) EE Média (%) EE Média (%) EE

5 JI 0 0 1,33 0,97 0,67 c 0,2225 JI 2,93 1,91 7,47 2,23 5,2 b 1,25125 JI 13,97 0,46 23,36 2,75 18,68 a 2,29625 JI 21,61 1,69 8,46 0,73 15,04 a 2,15Média nematoides (%) 9,63 A 10,15 AEE 1,97 2,16

Médias seguidas da mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, para a mesma variável, não diferem entre si pelo teste de Tukey(P ≤ 0,05).

Tabela 3 - Médias e variação para a variável PMC (percentagem de mortalidade corrigida).

NematoidesDosagens S. feltiae H. bacteriophora Média dosagens (%)

Média (%) EE Média (%) EE Média (%) EE

5 JI 14,22 0,87 24,85 1,47 19,53 c 1,7525 JI 17,63 1,86 45,24 3,15 31,43 b 1,27125 JI 42,88 4,04 56,27 2,24 49,57 a 3,68625 JI 40,58 2,37 61,16 5,94 50,87 a 2,28Média nematoides (%) 28,83 B 46,88 AEE 2,17 2,96

Médias seguidas da mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, para a mesma variável, não diferem entre si pelo teste de Tukey(P ≤ 0,05).

120 Vol. 33(2) - 2009


Figura 2 - Sintomatologia e desenvolvimento de Steinernema feltiae em larvas L1 (a), L2 e pupas de Hypothenemus hampei (b).

Figura 3 - Sintomatologia e desenvolvimento de Heterorhabditis bacteriophora em larvas L1, L2 pupas (a,b) e adultos não melanizadosde Hypothenemus hampei (c).

Figura 4 - Consumo de reservas em larvas L2 por Steinernema feltiae.


121


controle da broca, em aplicação sobre frutosinfestados

A alta infecção encontrada nos diferentes estádiosda broca dentro do fruto confirmou suasuscetibilidade às NEPs. A sintomatologia típicacausada por S. feltiae em larvas L1 foi observada.Passaram a apresentar coloração amarela (Figura 2a)e permitiram o desenvolvimento completo donematoide; a seguir ocorreu a completadecomposição dos tecidos internos de L1, L2 e pupasde broca (Figura 2b). Da mesma forma, foiobservada sintomatologia típica do H. bacteriophoraem larvas L1, L2, pré-pupas e pupas (Figura 3a,b -cor variando entre laranja a vermelho) e em adultosnão melanizados (Figura 3c – cor vermelha). Emadultos melanizados de H. hampei, devido à cutículaescura, não se evidenciou alteração de cor. Os adultosde broca afetados por H. bacteriophora apresentaramseparação dos segmentos do corpo, dos quaisemergiram os JI, tal como o registrado Molina &López (2002). De acordo com Castillo & Marbán(1996), o intumescimento e destruição do corpo doinseto são devidos à ação exercida pela bactériasimbionte associada aos nematoides e à ação mecânicados JI na saída do inseto.

Quanto à sintomatologia em adultos nãomelanizados, a infecção por S. feltiae não causoumudanças na coloração, nem foi evidente a presençade JIs desenvolvidos. Em estudos realizados emlaboratório aplicando diretamente JIs de H.bacteriophora em broca-do-café, verificou-sedesenvolvimento dos nematoides em adultos, pupase larvas da praga (Allard & Moore, 1989; Castillo &Marbán, 1996; Molina & López, 2003).

O completo desenvolvimento de H. bacteriophora,incluindo multiplicação e emergência em todos osestádios biológicos da praga, indica que o frutobrocado de café proporciona condições favoráveis àesse NEP, confirmando sua potencialidade para ocontrole da praga remanescente em frutos do solo.Por outro lado, S. feltiae somente desenvolveu-se atéatingir o estádio adulto, em larvas L1, L2 e pupas dabroca, e até consumir as reservas do inseto, mas semmultiplicação nas maiores dosagens, o que restringeseu uso em baixas dosagens para o controle da praga(Figura 4).

Os presentes resultados demonstraram que aaplicação direta de NEPs sobre frutos infestados combroca exerce um papel importante na regulação depopulações da praga, já que os JIs penetram os estádiosbiológicos da praga, parasitando-os. Isso confirmaos trabalhos feitos por Molina & López (2003), emque JI de H. bacteriophora conseguiu se deslocar poruma barreira física e depois atingir o fruto, parasitandoas pupas e adultos não melanizados da broca.

Mais estudos são necessários para conhecer eexplorar os NEPs como ferramentas de controlebiológico da broca-do-café, pois são necessáriasinformações sobre: (a) sistema de aplicações; (b)frequência e dosagens das aplicações - paradeterminação do momento oportuno das aplicações;(c) interação com outros agentes entomopatogênicos;(d) desenvolvimento de formulações - para permitirmaior permanência do nematoide no campo. Odesenvolvimento de formulações deverá ter estreitovínculo com a contínua descoberta e uso denematoides nativos, para preservar a biodiversidadeda região, além de aproveitar sua adaptação aoambiente, principalmente ao clima e ao solo.

AgradecimentosOs autores agradecem à Federación Nacional de

Cafeteros de Colômbia, ao Centro Nacional deInvestigaciones de Café (Cenicafé) e ao Colcienciaspelo financiamento do trabalho; à bióloga VivianeAraujo Dalbon [Universidade Estadual NorteFluminense, Campos (RJ) Brasil] e ao Dr. HamiltonGomes de Oliveira (EPAMIG, estado de MinasGerais) pelos aportes e pela revisão em português domanuscrito.

Literatura CitadaALLARD, G.B. & D. MOORE. 1989. Heterorhabditis spp.

nematodes as control agents for coffee berry borerHypothenemus hampei (Scolytidae). Journal of InvertebratePathology, 54 (1): 45-48.

BAKER, P.S. 1999. La broca del café en Colombia (informefinal del proyecto MIB para el café DFID – CENICAFE– CABI Bioscience). Chinchiná - Colômbia, 154 p.

BUSTILLO, A.E., M.R. CARDENAS, G.D. VILLALBA,M.P BENAVIDES, H.J. OROZCO. & F.J. POSADA.1998. Manejo Integrado de la Broca del CaféHypothenemus hampei (Ferr.) en Colombia. Cenicafé,Chinchiná - Colômbia, 127 p.

122 Vol. 33(2) - 2009


BUSTILLO, A.E. 2002. El Manejo de Cafetales y su Relacióncon el Control de la Broca del Café en Colombia. FNC -Cenicafé, Chinchiná - Colômbia, 40 p. (Boletín Técnicon.. 24).

BUSTILLO, A.E. 2006. Una revisión sobre la broca del caféHypothenemus hampei (Coleoptera: Curculionidae:Scolytinae), en Colombia. Revista Colombiana deEntomología, 32 (2): 101-116.

CASTAÑO, A., P. BENAVIDES. & P.S. BAKER. 2005.Dispersión de Hypothenemus hampei en cafetaleszoqueados. Revista Cenicafé, 56 (2): 142-150.

CASTILLO, A. & M.N. MARBÁN. 1996. Evaluación enlaboratorio de nematodos Steinernematidos yHeterorhabditidos para el control biológico de la brocadel café, Hypothenemus hampei Fer. Nematropica, 26:101-109.

CASTILLO, A. & J.F. BARRERA. 1998. Primer registro denematodo parasitando a la broca del café en cafetales deMéxico. In: REUNIÓN INTERCONTINENTALSOBRE BROCA DEL CAFÉ, II, Tapachula (Chiapas)México, p. 47.

CASTILLO, A., F. INFANTE., J.F. BARRERA., L. CARTA.& F.E. VEGA. 2002. First field report of a nematode(Tylenchida: Spherurlarioidea) attacking the coffee berryborer, Hypothenemus hampei (Ferrari) (Coleoptera:Scolytidae) in the Americas. Journal of InvertebratePathology, 79: 199-202.

CASTILLO R., J.A. DEL. 2004. Evaluación de mezclas deentomopatógenos para el control de poblaciones debroca en el suelo. (Tesis: Ingeniero Agrónomo). Facultadde Ciencias Agrícolas - Universidad de Nariño, Pasto(Nariño) Colômbia. 97 p.

COMMONWEALTH INSTITUTE OF BIOLOGICALCONTROL. 1990. Control biológico de la broca de lacereza del cafeto. In: Manual de Capacitación de ControlBiológico. Cenicafé, Chinchiná - Colômbia, p. 140-153.

CURE, J.R., R.H.S. SANTOS, J.C. MORAES, E.F. VILELA.& A.P. GUTIERREZ. 1998. Fenologia e dinâmicapopulacional da broca-do-café Hypothenemus hampei(Ferrari, 1876) relacionadas às fases de desenvolvimentodo fruto. In: ANAIS DA SOCIEDADEENTOMOLOLÓGICA DO BRASIL, XXVII,Jaboticabal. p. 325-335.

GEORGIS, R. & A. HOM. 1992. Introduction ofentomopathogenic nematode products into Latin

America and the Caribbean. Nematropica, 22: 81-98.GIRALDO G., D.P. 2003. Comportamiento de

entomonematodos en el control de poblaciones de brocaen árboles de café. (Tesis: Ingeniero Agrónomo). Facultadde Ciencias Agropecuarias - Universidad de Caldas,Manizales - Colômbia, 83 p.

LUBEGO, S. 1992. The use of four Rhabditid Nematodespecies in the control of Cosmopolites sordidus,Hypothenemus hampei and Cylas puncticollis. (Thesis: M.Sc.in Technology of Crop Protection). Department ofAgriculture - University of Reading, Reading - UK, 111p.

MOLINA, J.P. & J.C. LÓPEZ. 2001. Producción in vivo detres entomonematodos con dos sistemas de infecciónen dos hospedantes. Revista Colombiana deEntomología, 27: 73-78.

MOLINA, J.P. & J.C. LÓPEZ. 2002. Desplazamiento yparasitismo de los entomonematodos Steinernema feltiae(Rhabditida: Steinernematidae) y Heterorhabditisbacteriophora (Rhabditida: Heterorhabditidae) hacia frutosinfestados con la broca del café Hypothenemus hampei(Ferrari) (Coleoptera: Curculionidae). RevistaColombiana de Entomología, 28: 63-69.

MOLINA, J.P. & J.C. LÓPEZ. 2003. Supervivencia yparasitismo de nematodos entomopatógenos para elcontrol de Hypothenemus hampei (Coleoptera:Curculionidae) en frutos de café. Boletín de SanidadVegetal Plagas, 29: 523-533.

OKUMURA, K.A.S., O.J.P. NEVES., A.F.POSSAGNOLO., R.V. CHOCOROSQUI. & P.H.SANTORO. 2003. Controle da broca-do-café(Hypothenemus hampei) FERRARI em terreiros desecagem de café. Semina - Ciências Agrárias, Londrina,24 (2): 277-282.

POINAR, G.O. Jr., F.E VEGA, CASTILLO, A., I.E.CHAVEZ & F. INFANTE. 2004. Metaparasitylenchushypothenemi N. Sp (Nematoda: Allantonematidae), aparasite of the coffee berry borer, Hypothenemus hampei(Curculionidae: Scolytinae). Journal of Parasitology, 90(5): 1106-1110.

VARAPRASAD, K.S., S. BALASUBRAMANIAN, B.J.DIWAKAR. & C.V.R. RAMA. 1994. First report of anentomogenous nematode, Panagrolaimus sp., from coffee-berry borer, Hypothenemus gampei (Ferrari) from Karnataka,India. Plant Protection Bulletin, 46: 42.


123

Fungos Nematófagos em Pomares de Citros nos Estados de São Paulo e Goiás*

Fungos Nematófagos em Pomares de Citros nos Estadosde São Paulo e Goiás*

Paulo R.P. Martinelli1**, Jaime M. Santos1, Samuel J. Sant’Anna2 & Pedro L.M. Soares1

*Parte da Dissertação de Mestrado do primeiro autor.1Departamento de Fitossanidade, Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – Universidade Estadual Paulista (FCAV –

UNESP), 14884-900 Jaboticabal (SP) Brasil2Graduando em Agronomia, Universidade Federal de Viçosa.**Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 02 / 02 / 2008. Aceito em 11 / 10 / 2008Editado por Guilherme Asmus

Resumo – Martinelli, P.R.P., J.M. Santos, S.J. Sant’Anna & P.L.M. Soares. 2009. Fungos nematófagos empomares de citros nos Estado de São Paulo e Goiás.

Trinta e nove amostras de pomares de citros dos Estados de São Paulo e Goiás, todos infestados porTylenchulus semipenetrans e/ou por Pratylenchus jaehni, foram analisadas quanto à presença de fungos nematófagos.Em 68,4 % das amostras foram encontrados fungos predadores de nematoides. As principais espécies fúngicasisoladas pertencem ao gênero Arthrobotrys, sendo a frequência de Arthrobotrys robusta de 23,7 % nas amostras,A. musiformis 18,4 %, A. oligospora 10,5 % e A. conoides 5,2 %. As espécies Monacrosporium elegans, M. eudermatum,Dactyllela leptospora e Paecilomices lilacinus foram encontradas em 2,63 % das amostras. Do total de 26 isolados dosfungos obtidos, 92,8 % foram patogênicos a T. semipenetrans e 82,1 % a P. jaehni. A capacidade predatória dosisolados variou entre espécies e entre os isolados de uma mesma espécie. Os isolados que exibiram maiorcapacidade predatória a T. semipenetrans in vitro foram A. oligospora ppm-1, A. oligospora ppm-2, A.musiformisppm-2, A. musiformis ppm-5, A. robusta ppm-1, A. robusta ppm-2, M. eudermatum, M. elegans e D. leptospora. ParaP. jaehni, os isolados M. eudermatum, M. elegans, D. leptospora, A. oligospora ppm-2, A. oligospora ppm-1, A. robustappm-3 e A. musiformis ppm-4 foram os mais eficazes.Palavras-chaves: nematoide-dos-citros, nematoide-das-lesões-radiculares-dos-citros, fungos nematófagos,controle biológico, Arthrobotrys spp., Monacrosporium spp.

Summary - Martinelli, P.R.P., J.M. Santos, S.J. Sant’Anna & P.L.M. Soares. 2009. Nematophagous fungi fromcitrus orchards in São Paulo and Goiás States.

Thirty-nine samples from citrus orchards in São Paulo and Goiás States, all infested by Tylenchulus semipenetransand/or Pratylenchus jaehni, were screened for the presence of nematophagous fungi. Fungal predator ofnematodes in the soil were found in 68.4 % of the samples. The main species isolated were of the genusArthrobotrys, with 23.7 % of the samples infested with Arthrobotrys robusta, 18.4 % with A. musiformis, 10.5 %with A. oligospora and 5.2 % with A. conoides. The fungi Monacrosporium elegans, M. eudermatum, Dactyllela leptosporaand Paecilomices lilacinus were found in 2.63 % of the samples. From the total of 26 isolates of nematophagousfungi obtained, 92.8 % were pathogenic to T. semipenetrans and 82.1 % to P. jaehni. The predatory capacity ofthe isolates was not the same among the species not even among isolates of the same species. The isolates withhigher in vitro predatory capacity to T. semipenetrans were A. oligospora ppm-1, A. oligospora ppm-2, A. musiformisppm-2, A. musiformis ppm-5, A. robusta ppm-1, A. robusta ppm-2, M. eudermatum, M. elegans and D. leptospora Theisolates M. eudermatum, M. elegans, D. leptospora, A. oligospora ppm-2, A. oligospora ppm-1, A. robusta ppm-3 and A.musiformis ppm-4 were the most effective for P. jaehni.Key words: citrus nematode, citrus lesion nematode, nematophagous fungi, biological control, Arthrobotrysspp., Monacrosporium spp.

ARTIGO

124 Vol. 33(2) - 2009

Paulo R.P. Martinelli, Jaime M. Santos, Samuel J. Sant’Anna & Pedro L.M. Soares

IntroduçãoEntre os vários nematoides associadas às plantas

cítricas, cerca de dez espécies são consideradasespécies-chaves para a cultura (Duncan & Cohn, 1990).No Brasil, as espécies-chaves da citricultura são apenasTylenchulus semipenetrans e Pratylenchus jaehni. Com efeito,embora as perdas causadas por nematoides aos citrosainda não tenham sido quantificadas Brasil, apenas essasduas espécies estão associadas a danos expressivos àcultura no Estado de São Paulo (Santos et al., 2006).As perdas causadas por nematoides à produçãomundial dos citros são estimadas em 14,2 % (Sasser& Freckman, 1987). Entretanto, Tersi et al. (1995)constatou que, em talhões infestados por P. jaehni nomunicípio Itápolis (SP), a produção foi cerca de trêsvezes menor que em talhões não infestados.

O controle biológico com fungos nematófagosvem despertando grande interesse para o manejo denematoides, tanto no Brasil como no exterior (Barron,1977; Santos, 1991; Maia et al., 2001; Corbani, 2002;Martinelli & Santos, 2007ab). Numerososmicroorganismos já foram encontrados associados aT. semipenetrans, tais como espécies de fungospredadores (Stirling & Mankau, 1978; Gaspard &Mankau, 1986; Walter & Kaplan, 1990; Raccuzzo etal., 1992) e as bactérias hiperparasitas Pasteuria spp.(Fattah et al., 1989; Walter & Kaplan, 1990; Sorribas etal., 2000). Cerca de 75 % desses fungos pertencem àbiota dos solos agricultáveis (Jatala, 1986; Van Gundy,1985 citado por Santos, 1991; Stirling, 1991). Quantoa P. jaehni, os estudos sobre os inimigos naturais aindasão incipientes, em razão de a espécie ter sido descritarecentemente (Inserra et al., 2001). Martinelli & Santos(2007c) isolaram algumas espécies de Arthrobotrys,Monacrosporium e Dactyllela em pomares de citros doEstado de São Paulo infestados por P. jaehni.

O objetivo desse trabalho foi isolar fungosnematófagos da rizosfera de pomares cítricosinfestados por T. semipenetrans e P. jaehni, identificá-los, documentá-los ao microscópio fotônico e avaliara capacidade predatória in vitro desses agentes paraambos nematoides.

Material e MétodosO estudo foi conduzido no Laboratório de

Nematologia do Departamento de Fitossanidade da

Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias –Universidade Estadual Paulista (FCAV – UNESP),Jaboticabal (SP). Foram utilizadas 38 amostras devários pomares de citros dos Estados de São Paulo eGoiás para o estudo. A detecção e isolamento dosfungos foram efetuados pelo método deespalhamento de solo segundo Barron (1977),modificado por Santos (1991). Em placas-de-Petri(9 cm) contendo ágar-água 2 % foi colocado 1 a 2 gde solo das amostras, no centro das placas. Em seguidafoi adicionado 1 ml de suspensão aquosa contendoaproximadamente 5.000 exemplares de Panagrellus sp.,obtidos através de populações puras mantidas emmeio de cultura de aveia, que serviram de isca para osfungos. Foram preparadas três repetições por amostra.Essas culturas foram incubadas à temperaturaambiente no escuro. As observações foram efetuadasdiariamente, com auxilio de um estereoscópio, a partirde dois dias do início do período de incubação.Depois de uma semana, foram efetuadas observaçõessemanais durante dois meses. Os fungos isoladosforam transferidos para placas-de-Petri (9 cm dediâmetro) contendo o meio BDA (batata-dextros-ágar), onde foram mantidos por 15 dias.

Os testes para avaliação da capacidade predatóriados fungos foram conduzidos em placas-de-Petricontendo ágar-água 2 %. Discos de 5 mm de diâmetroretirados dos bordos das colônias dos fungosmantidos em BDA foram depositados no centro decada placa. Foram adotadas três repetições cada umaconstituída por uma placa. As culturas foram incubadasem câmara tipo BOD (biochemical oxygen demand), àtemperatura de 25 ± 1 °C no escuro. Após cincodias, adicionaram-se 100 espécimes de T. semipenetransou de P. jaehni por placa e avaliou-se a capacidadepredatória dos isolados diariamente por três dias,determinando-se a percentagem de nematoidespredados. Para os isolados de P. lilacinus não foramrealizados teste de patogenicidade.

O nematoide T. semipentrans utilizado nos testes invitro foram obtidos de amostras de raízes coletadasem plantas infestadas no campo; P. jaehni foi mantidoem culturas axênicas em cilindros de cenoura pelatécnica de Moody (1972) modificada por Gonzaga(2006). Os dados foram submetidos à análise devariância e as médias foram comparadas pelo teste


125


de Tukey a 5 % de probabilidade, utilizando-se oprograma ESTAT 2.0 (Barbosa et al., 1992). Para aextração dos nematoides, as amostras de solo foramprocessadas pela técnica da flutuação centrífuga emsolução de sacarose (Jenkins, 1964), e as raízes pelométodo de Coolen & D’Herde (1972). Para aidentificação dos fungos, foram utilizadas chaves deidentificação (Cooke & Godfrey, 1964; Rubner, 1996;Barron, 1972) que levam em consideração os tiposde órgãos de captura, formato e tamanho dosconídios e tipos de conidióforos formados.

Resultados e DiscussãoOs fungos nematófagos foram detectados em 68,4

% das amostras de solo. Dos fungos isolados, 92,8 %foram patogênicos a T. semipenetrans (Tabela 1). Essesresultados assemelham-se aos dados obtidos Gené etal. (2005), que encontraram fungos nematófagos em69 % das amostras de solo de pomares de citros naregião da Catalúnia, Espanha.

As espécies mais abundantes foram do gêneroArthrobotrys Corda, tendo sido A. robusta Dudd aespécie mais frequente (23,7 %), seguida de A.musiformis Drechsler (18,42 %), A. oligospora Fresenius(10,5 %) e A. conoides Drechsler (5,26 %). Outrasespécies foram encontradas em 2,63 % das amostras:Monacrosporium elegans Oudem, Monacrosporiumeudermatum Drechsler, Dactyllela leptospora Grove e

Paecilomices lilacinus Thorn (Figura 1 A-F). Foram aindaencontradas duas espécies não identificadas (CAN eGO49) em 2,63 %. As espécies predominantesencontradas no presente estudo também foramencontradas em pomares da Espanha (Gené et al.,2005) e Flórida (EUA) (Walter & Kaplan, 1990). NaCalifórnia (EUA), as espécies de Arthrobotrys tambémpredominaram na rizosfera de pomares de citros(Gaspard & Mankau, 1986). No Brasil, em estudosenvolvendo a detecção de fungos nematófagos darizosfera de outras culturas, essas espécies tambémforam muito frequentes (Ribeiro et al., 1999; Maia,2000).

No que diz respeito à predação de T. semipenetrans(Tabela 2), os isolados ppm-1, ppm-2, ppm-3, ppm-4, ppm-5, ppm-6 e ppm-7 de A. musiformis tiveramcomportamento muito semelhante em todas asavaliações. Não houve diferença estatística entre osisolados ppm-1 a ppm-8 de A. robusta nas avaliaçõesde 24 e 48 horas após a adição dos nematoides àsculturas dos fungos. Entretanto, depois de 72 horas,o isolado ppm-4 de A. robusta exibiu a menorporcentagem de predação (53,18 %), diferindo dosdemais. Com efeito, todos os outros isoladospredaram mais que 75 % dos espécimes adicionadosàs culturas dos fungos. Entre os isolados de A.oligospora obtidos, ppm-1 e ppm-2 foram os maispromissores com predação acima de 60 % no período

Tabela 1 - Espécies de fungos nematófagos isolados de amostras de solo da rizosfera de plantas cítricas em pomares infestados porTylenchulus semipenetrans e/ou Pratylenchus jaehni nos Estados de São Paulo e Goiás.

1Todos os isolados predaram ou parasitaram os nematodes.2Alguns isolados da espécie não predaram os nematodes.3Não foi feito teste de patogenicidade.

Espécies de fungos % das espécies Patogenicidade a Patogenicidade apresentes T. semipenetrans P. jaehni

Arthobotrys conoides 5,26 +1 ±Arthobotrys musiformis 18,42 + +Arthobotrys oligospora 10,5 ±2 ±Arthobotrys robusta 23,7 + ±Dactylella leptospora 2,63 + +Monacrosporium elegans 2,63 + +Monacrosporium eudermatum 2,63 + +Paecilomyces lilacinus 2,63 -3 -CAN 2,63 ± -GO49 2,63 - -% de pomares com fungos 68,4 92,8 82,1% de pomares sem fungos 31,6 7,2 17,9Total 100,0

126 Vol. 33(2) - 2009


Figura 1 - Fotomicrografias dos órgãos de captura de fungos nematófagos isolados de amostras de solo de citros no Estado de SãoPaulo: (A) espécime de Tylenchulus semipenetrans capturado por rede adesiva tridimensional de Arthrobotrys robusta; (B) T. semipenetranscapturado por A. musiformis; (C) fêmea de T. semipenetrans parasitada por Paecilomyces lilacinus; (D) rede bidimensional de Monacrosporiumeudermatum; (E) fêmea de T. semipenetrans com ovos parasitados por P. lilacinus; (F) T. semipenetrans capturado em rede adesiva de A.oligospora; (G) Pratylenchus jaehni capturado por A. robusta; (H) P. jaehni capturado por A. musiformis.


127


de 24 horas, 80 % em 48 horas e ao redor de 90 %em 72 horas. Corbani et al. (2001) e Corbani (2002)também observaram alta capacidade predatória deA. oligospora a T. semipenetrans, com predação de 100% dos espécimes no tempo de 96 horas. Os isoladosppm-3 e ppm-4 de A. oligospora apresentaram a menorcapacidade predatória do nematoide. O primeiropredou apenas 2,45 % dos espécimes de T.semipenetrans adicionados às placas, enquanto o segundonão foi patogênico ao nematoide. Araujo et al. (1993)também observaram comportamento díspar entreisolados da mesma espécie de Arthrobotrys em seusestudos.

Os isolados ppm-1 e ppm-2 de A. conoidesdiferiram estatisticamente entre si na avaliação depoisde 24 horas, com predação de 26 e 39,4 %

respectivamente. Entretanto, nas avaliações de 48 e72 horas, os dois isolados não diferiramestatisticamente e obtiveram predação em torno de77 %.

O isolado de M. eudermatum e o de M. elegansobtidos não diferiram estatisticamente entre si nemda maioria dos demais isolados; predaram mais de90 % dos espécimes de T. semipenetrans em 72 horas.Por conseguinte, esses fungos também podem serconsiderados agentes potenciais do controle biológicodo nematoide.

A capacidade predatória do isolado de D. leptosporaa T. semipenetrans foi inferior a da maioria dos demaisisolados obtidos, no período de 24 horas. Entretanto,nos períodos de 48 e 72 horas, a capacidade predatóriadesse isolado foi incluída entre os melhores.

Tabela 2 - Porcentagem da predação in vitro de T. semipenetrans por 26 isolados de fungos nematófagos após 24, 48 e 72 horas deexposição.

Médias seguidas pelas mesmas letras nas colunas não diferem entre si pelo teste Tukey a 5 % de probabilidade; para análise estatística osdados foram transformados em arc sen√%.**Significativo a 1% de probabilidade.

Isolados Capacidade predatória24 horas 48 horas 72 horas

Arthrobotrys musiformis ppm-2 62,5 a 80,9 ab 90,5 aA. musiformis ppm-3 62,3 a 75,7 abc 78,8 aMonacrosporium elegans 61,6 ab 84,9 a 95,4 aA. robusta ppm-1 61,3 ab 75,0 abc 84,1 aA. musiformis ppm-4 60,7 ab 76,9 ab 88,7 aA. musiformis ppm-1 61,1 ab 77,9 ab 80,6 aA. oligospora ppm-1 59,8 ab 81,4 abc 89,5 aA. oligospora ppm-2 60,2 ab 78,7 ab 90,2 aM. eudermatum 59,9 ab 80,3 ab 92,0 aA. musiformis ppm-7 59,9ab 75,7 ab 79,5 aA. robusta ppm-6 50,2 ab 50,7 bc 65,6 abA. musiformis ppm-6 44,1 ab 56,9 abc 75,3 abA. robusta ppm-2 42,9 ab 74,3 abc 85,5 aA. robusta ppm-7 41,1 ab 55,8 abc 79,4 aA. conoides ppm-2 39,4 ab 63,0 abc 77,5 aA. robusta ppm-3 39,5 ab 85,5 a 88,9 aA. robusta ppm-4 38,1 ab 41,6 c 53,1 bA. robusta ppm-5 34,1 abc 49,9 bc 77,5 aA. robusta ppm-8 33,7 abc 68,2 abc 90,3 aCAN 28,9 abc 38,7 c 50,1 bA. musiformis ppm-5 27,3 abc 62,7 abc 80,3 aA. conoides ppm-1 26,0 bc 60,7 abc 76,2 abDactylella leptospora 5,7 cd 60,4 abc 78,0 aA. oligospora ppm-3 2,4 cd 2,4 d 2,4 cGO-49 0 d 0 d 0 cA. oligospora ppm-4 0 d 0 d 0 cTeste F 15,42** 27,78** 28,31**CV (%) 21,5 14,7 8,6

128 Vol. 33(2) - 2009


Os dois isolados não identificados (CAN e GO49)não demonstraram potencial como agentes docontrole biológico de T. semipenetrans, visto que depois72 horas as porcentagens de predação foram de 50,15% e zero, respectivamente (Tabela 2).

No que diz respeito a P. jaehni, 82,1 % dos fungosnematófagos isolados foram patogênicos (Tabela 1),sendo que alguns isolados da mesma espécie nãopredaram ambos os nematoides (Tabela 3). Issoocorre por se tratarem de isolados encontrados emamostras retiradas em áreas onde uma ou outra espéciedos nematoides não estavam presentes (Tabela 4). Comefeito, Ahren & Tunlid (2003) mencionaram que acoevolução das espécies de fungos nematófagos comos nematoides é um pré-requisito para o

desenvolvimento da capacidade predatória dosfungos. Nordbring-Hertz (1972) demonstrou queexiste especificidade do fungo com relação aonematoide, e que esta é de natureza bioquímica. Sehouver reconhecimento entre as lecitinas dos órgãosde captura do fungo e açúcares presentes na cutículado nematoide, pode ser estabelecida a relação deparasitismo. Esse fato justifica a patogenicidade ounão de um isolado a um certo nematoide. Araujo etal. (1993) também observaram diferenças nacapacidade predatória entre isolados de uma mesmaespécie de Arthrobotrys a juvenis de Meloidogyne sp.

A maioria dos isolados fúngicos foi menos eficientena predação de P. jaehni, sendo que alguns isolados damesma espécie de fungo e de espécies diferentes

Tabela 3 - Porcentagem de predação in vitro de Pratylenchus jaehni por 26 isolados de fungos nematófagos após 24, 48 e 72 horas deexposição.


Isolados Capacidade predatória24 horas 48 horas 72 horas

Arthrobotrys oligospora ppm-2 64,4 a 80,3 a 85,5 abMonacrosporium elegans 57,5 ab 74,7 abc 93,1 aA. musiformis ppm-6 54,9 ab 61,1 abcd 69,7 abcdA. robusta ppm-1 54,3 ab 59,3 abcde 61,6 abcdeA. musiformis ppm-3 47,6 abc 49,9 abcdefg 70,5 abcdA. oligospora ppm-1 43,9 abc 78,1 ab 80,1 abcM. eudermatum 40,2 abcd 75,9 ab 95,3 aA. robusta ppm-3 40,0 abcd 77,2 ab 79,1 abcdA. musiformis ppm-1 32,1 abcde 41,6 bcdefg 58,2 abcdefA. musiformis ppm-4 30,5 abcde 62,6 abcd 78,1 abcdA. robusta ppm-6 27,8 bcdefg 57,1 abcdef 65,2 abcdeA. robusta ppm-7 23,3 bcdefg 36,6 bcdefg 38,7 bcdefgA. musiformis ppm-2 20,4 bcdefg 29,6 bcdefg 33,5 defgA. oligospora ppm-3 18,9 bcdefg 25,1 cdefgh 35,3 cdefgDactylella leptospora 16,2 cdefg 67,1 abc 89,7 aA. conoides ppm-1 13,1 defgh 13,1 defgh 13,1 ghA. robusta ppm-4 7,2 efgh 10,2 efgh 13,1 ghA. robusta ppm-5 6,7 efgh 12,0 efgh 17,8 fghA. musiformis ppm-5 5,7 efgh 12,8 efgh 24,0 efghA. musiformis ppm-7 5,5 fgh 6,1 fgh 6,4 ghA. conoides ppm-1 3,5 gh 4,3 gh 8,4 ghGO 49 0 h 0 h 0 hCAN 0 h 0 h 0 hA. robusta ppm-2 0 h 0 h 0 hA. conoides ppm-2 0 h 0 h 0 hA. oligospora ppm-4 0 h 0 h 0 hTeste F 15,75** 22,34** 24,45**DMS - Tukey 5 % 23,95 26,64 29,47CV (%) 36,35 30,38 29,11


129


Tabela 4 - Distribuição dos fungos nematófagos em amostras de solo de pomares de citros infestados por Tylenchulus semipenetrans ePratylenchus jaehni nos Estados de São Paulo e Goiás.


Município – Amostra Cultura Idade Espécimes Espécimes Fungos(anos) T. semipenetrans P. jaehni isolados

Solo Raiz Ovos Solo Raiz Ovos(100 cm3) (10 g) (10g) (100 cm3) (10 g) (10 g)

Bebedouro Arthrobotrys robustaAmostra 1 Laranja ’Pêra’ 13 58 698 857 - - - A. musiformisAmostra 2 “ 13 159 987 1.287 - - - A. robustaAmostra 3 “ 13 207 789 886 - - - A. oligosporaAmostra 4 “ 18 1.142 9.872 6.780 -Amostra 5 “ 18 2.578 7.982 3.258 -Cândido RodriguesAmostra 1 Lima ácida ‘Tahiti’ 25 164 503 2.050 - - - A. conoidesAmostra 2 “ 25 144 3.118 3.685 - - - A. robustaAmostra 3 “ 25 790 858 3.206 - - - A. musiformisAmostra 4 “ 25 198 304 1.999 - - - A. musiformisAmostra 5 “ 25 234 400 2.570 - - - A. oligosporaAmostra 6 “ 25 486 2.007 5.968 - - - A. oligosporaAmostra 7 “ 17 14.784 15.280 23.280 - - - Paecilomyces lilacinusGoiânia (GO)Amostra 1 Laranja ‘Valência’ 10 3.320 16.080 7.488 - - - Monacrosporium elegansAmostra 2 “ 10 2.980 15.662 5.889

Itápolis (SP)Amostra 1 Laranja ‘Natal’ 20 - - - 0 32 8 A. musiformisAmostra 2 “ 20 478 981 1.024 16 280 50 A. robustaAmostra 3 “ 20 298 395 582 80 658 120 A. oligosporaAmostra 4 “ 20 720 1.200 1.705 25 380 85 A. musiformisAmostra 6 “ 20 78 198 780 40 2.667 780 -Amostra 7 “ 20 48 337 541 30 1.870 541 M. eudermatumAmostra 8 “ 20 57 225 147 12 558 147 -Monte Alto (SP) A. musiformisAmostra 1 Laranja ’Pêra’ 12 1.520 2.408 9.720 - - - A. robustaAmostra 2 “ 12 316 624 960 - - - -Amostra 3 “ 12 736 1.720 3.760 - - - -Amostra 4 “ 12 48 120 160 - - - -Amostra 5 “ 12 252 216 328 - - - A. robustaAmostra 6 “ 12 188 156 152 - - - -Amostra 7 “ 18 20 160 6804 0 - -Taquaral (SP)Amostra 1 Laranja ’Pêra’ 30 358 1.298 1.850 - - - -Amostra 2 “ 30 198 1.472 2.200 - - - -Amostra 3 “ 30 145 1.582 1.997 - - - A. robustaTaquaritinga (SP)Amostra 1 Laranja ’Pêra’ 11 452 1.181 1.588 - - - A. musiformisAmostra 2 “ 11 652 1.458 2.699 - - - A. conoidesAmostra 3 “ 11 487 1.683 2.362 - - - A. robustaAmostra 4 “ 11 187 583 1.024 - - - Dactylella leptosporaAmostra 5 “ 8 56 399 802 - - - A. oligosporaAmostra 6 “ 8 98 1.255 1.532 - - - -Amostra 7 “ 8 147 987 1.036 - - - A. robusta

diferiram estatisticamente quanto a sua capacidadepredatória (Tabela 3). Os isolados mais eficientes nocontrole de P. jaehni foram M. eudermatum, M. elegans,D. leptospora, A. oligospora ppm-2, A. oligospora ppm-1,A. robusta ppm-1, ppm-3 e ppm-6 e A. musiformisppm-1, ppm-3 e ppm-6, com porcentagens de

predação em 72 horas de 95,3; 93,1; 89,6; 85,5; 80,2;61,6; 79; 65,2; 58,2; 70,5; e 69,7 respectivamente, nãodiferindo estatisticamente entre si. Enquanto osisolados A. oligospora ppm-4, A. conoides ppm-2, A.robusta ppm-2, CAN, GO49, A. conoides ppm-1, A.musiformis ppm-7 tiveram patogenicidade muito baixa

130 Vol. 33(2) - 2009


menos de 10 % ou não predaram o nematoide (Tabela3).

As diferenças na capacidade predatória dosisolados fúngicos a T. semipenetrans e a P. jaehni (Tabelas2 e 3) provavelmente decorrem do fato de que amaioria das amostras analisadas (94,8 %) tinha apresença de T. semipenetrans, enquanto que P. jaenhi foiconstatado em apenas 21,1 % delas (Tabela 1 e 4).Contudo, Santos (1991) explica que o tamanho docorpo do nematoide e a forma de movimentaçãodos nematoides influenciam na porcentagem decaptura ou até mesmo na não captura do nematoide.A predominância de T. semipenetrans nas amostras desolo dos pomares de citros foi proporcional aonúmero de fungos nematófagos encontrados nasamostras, os quais foram patogênicos a esse patógeno,conforme Walter & Kaplan (1990) já haviamobservado. Alguns isolados exibiram expressivacapacidade predatória a ambos nematoides, podendoser usados no manejo desses patógenos comoalternativa de controle. Gaspard & Mankau (1986) eWalter & Kaplan (1990) também mencionaram queos isolados de fungos nematófagos associados a T.semipenetrans podem ser utilizados no manejo dessenematoide. Martinelli & Santos (2007a,c)demonstraram o potencial do controle biológico invitro de alguns fungos no controle de P. jaehni e T.semipenetrans. Em outros estudos desenvolvidos noLaboratório de Nematologia da UNESP/FCAV deJaboticabal, foi demonstrado o potencial do controlebiológico de diferentes nematoides por outros fungosem diversas outras culturas (Corbani, 2002; Bernardo,2002; Soares, 2006). Os resultados obtidos no presentetrabalho reforçam a possibilidade do uso de fungosnematófagos no controle de T. semipenetrans e P. jaehni.

Literatura CitadaAHREN, D. & A. TUNLID. 2003. Evolution of parasitism

in nematode-traping fungi. Journal of Nematology, 35(2):194-197.

ARAUJO, J.V., M.A., SANTOS, S. FERRAZ & A.S. MAIA.1993. Antagonistic effect of predacious Arthrobotrysfungi on effective Haemonchus placei larvae. Journal ofHelminthology, 67 (1): 136-138.

BARBOSA, J.C., E.B. MALHEIROS & D.A. BANZATTO.1992. ESTA - um Sistema de Análises Estatísticas deEnsaios Agronômicos.

BARRON, G.L. 1972. The Genera of Hyphomycetes fromSoil. R.E. Krieger Publishing Co., Huntington & NewYork,364 p.

BARRON, G.L. 1977. The Nematode-destroing Fungi.Canadian Biological Publications Ltda., Ghelph, 140 p.

BARRON, G.L. & R.G. THORN. 1987. Destruction ofnematodes by species of Pleurotus. Canadian Journal ofBotany, 65: 774-778.

BERNARDO, E.R.A. 2002. Eficácia do controle biológicode Rotylenchulus reniformis (Linford & Oliveira, 1940) emalgodoeiro (Gossypium hirsutum L.) com fungosnematófagos.(Dissertação de Mestrado). Faculdade deCiências Agrárias e Veterinárias – Universidade EstadualPaulista (FCAV – UNESP), Jaboticabal (SP), 74 p.

COOKE, R.C. & B.E.S. GODFREY. 1964. A key to thenematode-destroying fungi. Trans. Brit. Mycol. Soc, 47(1): 61-74.

COOLEN, W.A. & D’HERDE, C.J. 1972. A Method for theQuantitative Extration of Nematodes from PlantTissue. State Agricultural Reserch Center, Gent, 77 p.

CORBANI, R.Z. 2002. Potencial do controle biológico deTylenchulus semipenetrans com fungos nematófagos.(Dissertação de Mestrado). Faculdade de CiênciasAgrárias e Veterinárias – Universidade Estadual Paulista(FCAV – UNESP), Jaboticabal (SP), 44 p.

CORBANI, R.Z., SANTOS, J.M. & MAIA, A.S. 2001.Estudo de agentes potenciais do controle biológico donematóide dos citros (Tylenchulus semipenetrans). In:CONGRESSO PAULISTA DE FITOPATOLOGIA,XXIV, Piracicaba Summa Phytopathologica, 27 (supl.):134-135.

DUNCAN, L.W. & E. COHN. 1990. Nematode diseases ofcitrus. In: BRIDGE, J., M. LUC & R. SIKORA (ed).Plant Parasitic Nematodes in Subtropical Agriculture.CAB International, Wallingford (UK), p. 321-346.

FATTAH, F.A., H.M. SALEH & H.M. ABOUD. 1989.Parasitism of the citrus nematode, Tylenchulussemipenetrans, by Pasteuria penetrans in Iraq. Journal ofNematology, 21 (3): 431-433.

GASPARD, J.T. & R. MANKAU. 1986. Nematophagousfungi associated with Tylenchulus semipenetrans and thecitrus rhizosphere. Nematologica, 32: 359-363.

GENÉ, J., S. VERDEJO-LUCAS, A.M. STCHIGEL, F.J.SORRIBAS. & J. GUARRO. 2005. Microbial parasitesassociated with Tylenchulus semipenetrans in citrus orchardsof Catalonia, Spain. Biocontrol Science and Technology,15 (7): 721 – 731.

GONZAGA, V., J.M. SANTOS & M.A.F. COSTA. 2006.Multiplicação de Pratylenchus spp. “in vitro” em cilindrosde cenoura. In: CONGRESSO BRASILEIRO DEFITOPATOLOGIA, XXXIX, Salvador. FitopatologiaBrasileira 31 (supl.): 208.

INSERRA, R.N., L.W. DUNCAN, A. TROCCOLI, D.DUNN, J.M.dos SANTOS, D. KAPLAN & N.VOVLAS. 2001. Pratylenchus jaehni sp. n. from citrus inBrazil and its relationship with P. coffeae and P. loosi(Nematoda: Pratylenchidae) Nematology, 3 (7): 653-665.


131


JATALA, P. 1986. Biological control of plant-parasiticnematodes. Annual Review of Phytopathology, 24: 453-489.

JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal-flotation techniquefor separating nematodes from soil. Plant DiseaseReporter, 48: 692-95.

MAIA, A.S. 2000. Isolamento, identificação e potencialidadede fungos como agentes de biocontrole de Meloidogynespp. e Heterodera glycines. (Tese de Doutorado). Faculdadede Ciências Agrárias e Veterinárias – UniversidadeEstadual Paulista (FCAV – UNESP), Jaboticabal (SP),117 p.

MAIA, A.S., J.M.dos SANTOS & A. DI MAURO. 2001.Estudos in vitro da habilidade predatória deMonacrosporium robustum sobre Heterodera glycines.Fitopatologia Brasilera, 18: 732-736.

MARTINELLI, P.R.P. & J.M.dos SANTOS. 2007a. Detecçãoe isolamento de fungos nematófagos de Tylenchulussemipenetrans em amostras de solo de pomares de citrosdo estado de São Paulo. In: CONGRESSO PAULISTADE FITOPATOLOGIA, XXX, Jaboticabal. SummaPhytopathologica, 33 (supl.): 23.

MARTINELLI, P.R.P. & J.M.dos SANTOS. 2007b.Patogenicidade in vitro de espécies de Arthobotrys APratylenchus jaehni. In: CONGRESSO BRASILEIRODE NEMATOLOGIA, XXVII, Goiânia. Resumos,p.54.

MARTINELLI, P.R.P. & J.M.dos SANTOS. 2007c.Patogenicidade in vitro de espécies de Arthobotrys aTylenchulus semipenetrans. In: CONGRESSO PAULISTADE FITOPATOLOGIA, XXX, Jaboticabal. SummaPhytopathologica, 33 (supl.): 24.

MOODY, E.H.; LOWNSBERY, B.F. & AHMED, J.M. 1973.Culture of the root-lesion nematode Pratylenchus vulnuson carrot disks. Journal of Nematology, 5: (3), 225-226.

NORDBRING-HERTZ, B. 1972. Scanning electronmicroscopy of the nematode-trapping organs inArthrobotrys oligospora. Physiologia Plantarum, 26 (1):279-284.

RACCUZO, G., A. CIANCIO & V. LO GUIDICE. 1992.Some observations on the ecology of the citrusnematode Tylenchulus semipenetrans Cobb in SouthernItaly. Proceedings of International Society of Citriculture,3: 950-952.

RIBEIRO, R.C.F., S. FERRAZ, E.H. MIZOBUTSI & M.MENDES. 1999. Levantamento de espécies deMonacrosporium em diversas regiões brasileiras.Nematologia Brasileira, 23: 41-47.

RUBNER, A. 1996. Revision of predacious Hyphomycetesin the Dactylella-Monacrosporium complex. Studies inMycology, 39.

SANTOS, J.M.dos, A.S. CAMPOS & C.I., AGUILAR-VILDOSO. 2006. Nematóide dos citros. In: JUNIOR,D.M., J.D. NEGRI, R.M PIO, & J.P. JUNIOR. (ed).Citros. Cordeirópolis, p. 607-625.

SANTOS, M.A. 1991. Detecção, identificação e avaliação dopotencial antagonista de fungos nematófagos em solosdo Brasil. (Dissertação de Mestrado). UniversidadeFederal de Viçosa, 97 p.

SASSER, J.N. & D.W. FRECKMAN. 1987. A worldperspective on nematology: the role of the society. In:VEECH, J.A. & D.W. DICKSON (ed) Vistas onNematology. Society of Nematologists, Maryland, p.7-14.

SOARES, P.L.M. 2006. Estudos do controle biológico defitonematóides com fungos nematófagos. (Tese deDoutorado). Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias– Universidade Estadual Paulista (FCAV – UNESP),Jaboticabal (SP), 217 p.

STIRLING, G.R. 1991. Biological Control of Plant ParasiticNematodes: Progress, Problems and Prospects. CABInternational, Wallinford (UK).

STIRLING, G.R. & R. MANKAU. 1978. Dactylellaoviparasitica, a new fungal parasite of Meloidogyne eggs.Mycologia, 70 (4): 774-783.

TERSI, F.E.A., J.M. dos SANTOS & A.S. MAIA. 1995.Pratylenchus coffeae e Tylenchulus semipenetrans causamredução de produtividade de citros em São Paulo, Brasil.Nematropica, 25: 106.

VAN GUNDY, S.D. 1985. Biological control of nematodes:status and prospects in agricultural IPM Systems. In:HOY, M.A. & D.C. HERZOG. (ed). Biological Controlin Agricultural IPM systems. Academic Press, New York,p. 467-478.

WALTER, D.E. & D.T. KAPLAN. 1990. Antagonists ofplant-parasitic nematodes in Florida citrus. Journal ofNematology, 22: 567-573.

132 Vol. 33(2) - 2009

Wânia S. Neves, Leandro G. Freitas, Maurício D. Costa, Vanessa S. Almeida & Silamar Ferraz

Controle de Meloidogyne javanica pelo Uso de Bactérias Isoladas de SoloBiofumigado com Resíduos de Diferentes Espécies de Brássicas

Wânia S. Neves1*, Leandro G. Freitas2, Maurício D. Costa3, Vanessa S. Almeida2 & Silamar Ferraz2

1Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais – Unidade Regional Norte de Minas. Rodovia MGT 122 - km 155,39525-000 Nova Porteirinha (MG) Brasil.

2Departamento de Fitopatologia, Universidade Federal de Viçosa (UFV), 36570-000 Viçosa (MG) Brasil.3Departamento de Microbiologia, UFV.

*Autora para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 18 / 06 / 2008. Aceito em 22 / 04 / 2009Editado por Claudio Marcelo Oliveira

Resumo – Neves, W.S., L.G. Freitas, M.D. Costa, V.S. Almeida & S. Ferraz. 2009. Controle de Meloidogynejavanica pelo uso de bactérias isoladas de solo biofumigado com resíduos de diferentes espécies de brássicas.

Esse trabalho teve como objetivo avaliar o potencial de bactérias, isoladas de solo biofumigado comdiferentes espécies de brássicas, para o controle biológico de Meloidogyne javanica. Amostras de solo biofumigadocom 50 gramas de resíduos de repolho (Brassica oleracea var. capitata), mostarda (Brassica juncea), couve-flor(Brassica oleracea var. botrytis) ou de brócolis (Brassica oleracea var. italica) por quilo de solo foram coletadas e 60isolados de bactérias foram obtidos por centrifugação e posteriormente pelo método de diluição serial.Procedeu-se em casa de vegetação à seleção massal de isolados com maior potencial de controle. Sementes detomateiro ‘Santa Cruz Kada’ foram imersas em suspensão bacteriana por 24 horas e transferidas para misturade solo e areia 1:1 (v:v) em tubete plástico com capacidade de 250 cm3. Após 20 dias, o solo de cada tubete foiinfestado com suspensão aquosa de 1.000 ovos de M. javanica. Água foi utilizada como testemunha. Após 45dias, avaliaram-se a altura das plantas e o número de massas de ovos por sistema radicular. Dos 60 isoladosavaliados, 19 se diferenciaram estatisticamente da testemunha e reduziram em mais de 50 % o número demassas de ovos. Nenhum dos isolados promoveu aumento na altura das plantas quando comparados com atestemunha. Entre os 19 isolados, seis se destacaram e reduziram o número de massas de ovos em 63, 65, 73,77, 78 e 93 % em relação à testemunha. Os isolados com maior potencial de controle foram reavaliados emcasa de vegetação e in vitro para medir a inibição de eclosão de juvenis dos ovos do nematoide. Em nenhumdos dois experimentos os isolados diferenciaram-se da testemunha em relação ao controle do nematoide, nãopromovendo também o crescimento das plantas em casa de vegetação.Palavras-chaves: controle, Meloidogyne javanica, solo biofumigado, bactérias.

Summary - Neves, W.S., L.G. Freitas, M.D. Costa, V.S. Almeida & S. Ferraz. 2009. Control of Meloidogynejavanica through the use of bacteria isolated from biofumigated soil with residues of different species ofBrassicaceae.

This study evaluated the potential of bacteria, isolated from soil biofumigated with different Brassica species,for the biological control of Meloidogyne javanica. Soil samples biofumigated with 50 grams of residues ofbroccoli, cauliflower, mustard or cabbage per kg of soil were collected and 60 isolates of bacteria wereobtained by the centrifugation and serial dilution method. A screening of isolates with potential for the controlof the nematode was conducted in the greenhouse. Seeds of tomato plants ‘Santa Cruz Kada’ were immergedin a bacterial suspension for 24 hours and then transferred into a mixture of soil and sand 1:1 (v:v) in 250 cm3

plastic tube. After 20 days, the soil of each tube was infested with aqueous suspension of 1,000 eggs of M.javanica. Water was used as control. After 45 days, the height of the plants and the number of egg masses were

ARTIGO


133

Controle de Meloidogyne javanica pelo Uso de Bactérias Isoladas de Solo Biofumigado com Resíduos de Diferentes Espécies de Brássicas

IntroduçãoOs nematoides do gênero Meloidogyne Goeldi,

também conhecidos como nematoides-das-galhas,são considerados os mais importantes do mundo(Sasser & Frekman, 1987), causando grandes perdasem olerícolas, principalmente em tomateiro(Lycopersicon esculentum), com prejuízos que chegam a18 milhões de toneladas por ano (Sasser, 1989). Ouso de nematicidas químicos é caro e poluente, porisso métodos alternativos de controle são de grandeimportância para a produção agrícola sustentável. Ouso de matéria orgânica, a solarização do solo, abiofumigação e o controle biológico com fungos ebactérias são alguns dos métodos ecologicamenteaceitáveis que vêm sendo cada vez mais investigados.Certos resíduos vegetais e animais, quandoincorporados ao solo, liberam gases tóxicos ao seremdecompostos. Além da ação direta dos gases, autilização de materiais orgânicos pode melhorar ascaracterísticas físico-químicas do solo e aumentar adiversidade da microbiota, favorecendo também ocontrole biológico de doenças de plantas (Hoitink &Fahy, 1986). A solarização do solo tem ação limitadacontra os nematoides, mas quando combinada coma incorporação de matéria orgânica, acelera suadecomposição e aprisiona os gases que atuam contraos nematoides. Além disso, ao alterar a composiçãoda microbiota do solo, pode favorecer odesenvolvimento de organismos benéficos enquantoreduz a ocorrência dos fitopatogênicos. Stevens et al.(2003) relataram o aumento significativo de bactériasde espécies de Bacillus e Pseudomonas fluorescentes narizosfera, rizoplano e no interior de tecidos radicularesde tomateiro e batata doce, cultivados em solosolarizado, quando comparado com solo nãosolarizado. Essas bactérias geralmente estão associadasàs raízes de plantas e são conhecidas comorizobactérias promotoras de crescimento de plantas

e biocontroladoras de fitonematoides, assim comooutras bactérias dos gêneros Azobacter, Azospirillum eAcetobacter (Brown, 1974; Elmerich, 1984; Kloepperet al., 1986; Glick, 1995).

Além dos efeitos diretos de produção de toxinase antibióticos, as rizobactérias são capazes de ativarmecanismos de defesa das plantas através da induçãode resistência sistêmica (Oostendorp & Sikora, 1990).O uso dessas bactérias pode ser de grandeimportância para o controle de fitonematoides, umavez que não causam impacto ambiental e oferecemmaior segurança para aplicadores e consumidores.

A hipótese deste trabalho é que a biofumigaçãodo solo promove o desenvolvimento de bactérias quesão agentes eficientes de controle biológico denematoides. Sendo assim, este trabalho teve comoobjetivo isolar bactérias associadas ao solobiofumigado com espécies de brássicas e avaliar seupotencial para o controle biológico de Meloidogynejavanica (Treub, 1885) Chitwood, 1949.

Material e MétodosO nematoide M. javanica foi multiplicado e

mantido em raízes de tomateiro ‘Santa Clara’, em casade vegetação por aproximadamente 70 dias.Decorrido esse período, foi feita a extração de ovospelo método de Hussey & Barker (1973) modificadopor Boneti & Ferraz (1981). As concentrações dassuspensões dos ovos foram ajustadas em câmara dePeters ao microscópio estereoscópio, para a utilizaçãocomo inóculo nos experimentos. Foram colocadosna superfície do solo de cada vaso (2 litros decapacidade) 50 gramas de resíduos de repolho (Brassicaoleracea var. capitata), mostarda (B. juncea), couve-flor(B. oleracea var. botrytis) ou brócolis (B. oleracea var. italica)por kg de solo. O material foi incorporado ao solo e,após seis dias, o solo foi molhado até próximo acapacidade de campo e envolto por um plástico de

evaluated in the root system. None of the isolates increased plant height when compared to the control.Among the 19 isolates that reduced the number of eggs per plant, six stood out, with reductions of 63, 65, 73,77, 78 and 93 % when compared to the control. These isolates were re-evaluated in the greenhouse and testedfor egg-hatching reduction in vitro. However, in both experiments the isolates did not differ from the controltreatment.Key words: control, Meloidogyne javanica, biofumigated soil, bacteria.

134 Vol. 33(2) - 2009


polietileno transparente com espessura de 100 µm.Após 30 dias o plástico foi retirado e foram coletadasamostras de solo de cada um dos tratamentos para oisolamento das bactérias.

O isolamento das bactérias do solo foi feito pelométodo de diluição em placas de Petri, em que foramadicionados 10 g da mistura de solo de cadatratamento em 100 ml de solução salina (NaCl 0,85%). As amostras foram preparadas e mantidas sobreagitação vigorosa por 1 hora e, em seguida, foramsubmetidas à diluição em série, das quais foramutilizados 100 µl das suspensões de 104 a 109 parasemeio em placas de Petri contendo o meio 523 deKado & Heskett (1970), com alça de Drigalsky. Asplacas foram levadas à incubadora a 28 °C, ondepermaneceram por 24 horas. As colônias que surgiramforam repicadas para tubos de ensaio contendo omesmo meio. Os tubos foram mantidos emincubadora por 24 horas à mesma temperatura. Aseleção das bactérias foi realizada avaliando-se o seupotencial como agente de controle de nematoides eo seu efeito no crescimento das plantas em casa devegetação. Para isso, sementes de tomate ‘Santa CruzKada’ foram microbiolizadas utilizando-se o métododescrito por Oostendorp & Sikora (1989) modificadopara 24 horas (Fabry, 2002). A suspensão bacterianafoi obtida a partir de colônias cultivadas em meio decultura 523 de Kado & Heskett (1970) em tubos deensaios. Foram adicionados 3 ml de água destiladaem cada tubo, que foram tampados e em seguidaagitados por 10 segundos em aparelho vortex. Assementes foram imersas na suspensão bacteriana emantidas à temperatura ambiente. Sementes mantidasem água foram usadas como testemunha. Após 24horas as sementes foram semeadas em tubetes plásticoscom capacidade para 250 ml, contendo mistura desolo e areia na proporção 1:1 previamente tratadacom brometo de metila. Foram usadas três sementespor tubete e após a germinação foi feito desbaste,deixando-se apenas uma planta por tubete. Cinco diasapós o desbaste o solo foi infestado com umasuspensão contendo 1.000 ovos de Meloidogyne javanica.Foi usado também um tratamento no qual as sementesque foram imersas apenas em água foram plantadasem solo sem infestação de nematoides, totalizando372 parcelas experimentais. As avaliações foram feitas

45 dias após a infestação do solo. Foram avaliados aaltura das plantas e o número de massas de ovos porsistema radicular. Para a contagem do número demassas de ovos por sistema radicular, as raízes foramimersas por 15 minutos em solução aquosa de floxinaB (15 mg de floxina B por l de água) para coloraçãodas massas de ovos. Depois de coradas as raízes foramcolocadas em papel toalha e armazenadas emgeladeira até o momento da avaliação. O delineamentoexperimental foi o inteiramente casualizado, com seisrepetições por tratamento, num total de 62tratamentos, e os dados obtidos foram submetidos àanálise de variância através do programa estatísticoSAEG (Euclydes, 1983). As médias dos tratamentosforam comparadas pelo método de Scott-Knott a 5% de probabilidade.

Os isolados bacterianos com maior potencial decontrole foram reavaliados em casa de vegetação. Oexperimento foi montado de forma a avaliar duasformas de aplicação da bactéria: microbiolização dassementes e suspensão bacteriana sob a forma de regadiretamente no solo. O método de microbiolizaçãodas sementes com suspensão bacteriana foi montadoda mesma forma descrita anteriormente, porémutilizando-se vasos de 4 l de capacidade. As culturasdos isolados foram raspadas por um minuto comalça de Drigalski sobre meio B de King (King et al.,1954) em placas de Petri e mantidas a 28 oC durante48 horas. Após esse período, fez-se a raspagem dacultura bacteriana e preparou-se uma suspensãoaquosa ajustada para DO540 = 0,5. As sementes foramimersas em suspensão bacteriana preparada com águadestilada e mantidas à temperatura ambiente. Sementesmantidas em água foram usadas como testemunha.Após 24 horas as sementes foram semeadas em vasosde plástico. No método em que a suspensãobacteriana foi aplicada diretamente no solo, utilizou-se 5 ml dos respectivos isolados que forampreparados como descrito anteriormente, e colocadossob a forma de rega diretamente sobre as plântulas,15 dias após as sementes terem sido colocadas nosolo sem nenhum tratamento.

Para ambos os métodos, 20 dias após a semeadurao solo de cada vaso foi infestado com 4.000 ovos deM. javanica. Dez repetições por tratamento foramutilizadas, para cada forma de aplicação da bactéria.


135


Figura 1 - Número de massas de ovos de M. javanica por sistema radicular de tomateiros oriundos de sementes microbiolizadas comdiferentes isolados bacterianos obtidos de solo biofumigado com diferentes espécies de brássicas. Barras em destaque indicam isoladosbacterianos que apresentaram valores médios estatisticamente menores que os demais tratamentos quando comparados pelo métodode Scott-Knott ao nível de 5 % de probabilidade (médias de seis repetições).

As variáveis avaliadas foram altura, massa da parteaérea, massa das raízes e número de ovos e de galhaspor sistema radicular das plantas. O delineamentoexperimental foi o inteiramente casualizado, com dezrepetições por tratamento e os dados obtidos foramsubmetidos à análise de variância. As médias dostratamentos foram comparadas pelo teste de Duncana 5 % de probabilidade.

Foi feita também uma avaliação in vitro dos isoladosque se apresentaram mais eficientes no controle deM. javanica em casa de vegetação, com o propósitode medir a inibição de eclosão dos juvenis de segundoestádio (J2). Aproximadamente 200 ovos de M.javanica, contidos em 1 ml de água, foram colocadosem 2 ml de suspensão aquosa de bactérias em placasde Petri com 5 cm de diâmetro. O tratamento usadocomo testemunha foi composto pela suspensãocontendo os ovos do nematoide e água. Os ovos emsuspensão foram incubados a 26 oC, em recipientefechado durante 21 dias. As avaliações foram feitas24 horas após a montagem do experimento e, a cadatrês dias, foram feitas leituras do número de J2

eclodidos e de ovos remanescentes, em microscópioestereoscópio. Os resultados foram expressos emporcentagem de eclosão de J2 de acordo com afórmula: % de eclosão = [no. de J2 / (no. de J2 + no. deovos)] x 100.

O delineamento experimental foi o inteiramentecasualizado, com cinco repetições por tratamento eos dados obtidos foram submetidos à análise devariância utilizando-se o sistema SAEG (Euclydes,1983). As médias dos tratamentos foram comparadaspelo teste de Duncan a 5 % de probabilidade.

Resultados e DiscussãoDos 60 isolados avaliados no primeiro ensaio, 19

se diferenciaram estatisticamente da testemunhareduzindo em mais de 50 % o número de massas deovos por sistema radicular. Entre os 19 isolados, seisse destacaram, reduzindo o número de massas de ovosem 63, 65, 73, 77, 78 e 93% em relação à testemunha(Figura 1). Nenhum dos isolados promoveu aumentona altura das plantas.

Na reavaliação desses seis isolados bacterianos nãohouve diferença estatística da testemunha em relaçãoao número de galhas nas duas formas de aplicação.Não houve diferença estatística também em relaçãoao número de ovos quando aplicados na forma derega, porém sob a forma de microbiolização dassementes o isolado bacteriano 23 resultou em maiormultiplicação do nematoide (Figura 2). Em relação àmassa da parte aérea das plantas, todos os tratamentosforam estatisticamente iguais à testemunha com e semnematoide, sendo que as plantas cultivadas em solo

0

50

100

150

200

250

300

Nº

de

Mas

sas

de

Ovo

s

Tes

tem

un

ha

10 17 23 29 34 43 57 66 74 80 86 95 100

105

Tratamentos

a

a aa

a a a a

de

b b

d

b

f

b

d

cb

cd

d

e

b

d

c

bb

b

c

d cc

e

b

d

dc

d

b

a

c

b

c

b

b

d

b

d

b

c

e

c

e

136 Vol. 33(2) - 2009


tratado com suspensões bacterianas dos isolados 83e 23 diferiram estatisticamente das plantas do isolado32, resultando em maior massa da parte aérea (Figura3). A altura e a massa das raízes das plantas nãodiferiram significativamente entre os tratamentos, tantopara a microbiolização das sementes como para asuspensão bacteriana aplicada diretamente ao solo.

Segundo Cook & Baker (1993), o tratamento dosolo com vapor, calor ou fumigação forma um vácuobiológico e os primeiros organismos a recolonizar osolo possuem alta capacidade saprofítica. No trabalhoaqui desenvolvido, apesar dos isolados terem sidoobtidos de solo em que foi incorporada matériaorgânica e coberto com plástico, tais isolados só forameficientes em controlar o nematoide na seleção massal

em que foi utilizado pequeno volume de solo. Quandoesse volume foi aumentado, as bactérias testadas nãoforam capazes de efetuar o controle dos nematoidesou de promover o crescimento das plantas. Algunsautores relatam que a forma de aplicação dasrizobactérias pode ser um fator importante namultiplicação das bactérias e colonização da rizosfera(Mazzola et al., 1995). Segundo Kloepper et al. (1985),os isolados de rizobactérias com habilidade de utilizarexsudatos de sementes possuem vantagemcompetitiva na colonização das raízes, o que parecenão ter sido o caso dos isolados testados no presentetrabalho, visto que em nenhuma das formas deaplicação da bactéria houve controle do nematoide.

Os isolados não diferiram estatisticamente da

Figura 2 - Número de ovos de M. javanica por sistema radicular de plantas cultivadas em solo infestado com nematoides, oriundas desementes e mudas tratadas com suspensão bacteriana de isolados obtidos de solo biofumigado com espécies de brássicas. Letras iguaisindicam ausência de diferença pelo teste de Duncan a 5 % de probabilidade (médias de dez repetições). ns = não significativo.

Figura 3 - Massa da parte aérea (g) de plantas cultivadas em solo infestado com nematoides, oriundas de sementes e mudas tratadascom suspensão bacteriana de isolados obtidos de solo biofumigado com espécies de brássicas. Letras iguais indicam ausência dediferença pelo teste de Duncan a 5 % de probabilidade (média de dez repetições). ns = não significativo.

0

50000

100000

150000

200000

250000

300000

350000

Tratamentos

Microbiolização de sementes Rega

b

abab

b b

Teste

munha

a

Nú

mer

od

eO

vos

23 32 66 83 101

105

0

10

20

30

40

50

60

70

80

Tratamentos

b

aab

abab

ab ab

Microbiolização de sementes Rega

Mas

sad

aP

arte

Aér

ea(g

)

Teste

munha

Sem

Nem

atoi

de23 32 66 83 101

105

a


137


testemunha (água) em relação à eclosão de juvenis deM. javanica no experimento realizado in vitro. Pouco sesabe sobre os mecanismos de ação das rizobactériassobre os fitonematoides. Presume-se que envolvam aprodução de toxinas, a modificação dos exsudatosradiculares da planta, reduzindo a eclosão de ovos, aatração e o reconhecimento do hospedeiro e aindução de resistência sistêmica (Oostendorp &Sikora, 1990). No teste in vitro não foi observadaredução ou atraso na eclosão dos juvenis em nenhumdos isolados testados, o que indica que a inibição daeclosão não tenha sido o mecanismo de açãoenvolvido. Contudo, a falta de inibição de eclosãodos juvenis não significa que o isolado não seja tambémefetivo in vivo, pois as bactérias podem atuar por outrosmecanismos de ação, em outra fase do ciclo de vidado nematoide. Por outro lado, alguns autores relatamque organismos com boa atividade antagônica in vitronem sempre possuem boa atividade antagonista nosolo (Becker et al., 1988; Neipp & Becker, 1999; Racke& Sikora, 1992).

De acordo com Kloepper et al. (1990) a induçãode crescimento das plantas pode ser outro mecanismode atuação das rizobactérias, porém no presentetrabalho, nos experimentos realizados em casa devegetação, não foram observadas maiores massa ealtura nas plantas tratadas com os isolados bacterianos.

Os resultados obtidos nos experimentos realizadosno presente trabalho podem ser devido a fatoresabióticos, visto que a seleção massal foi realizada emépoca quente do ano, de dezembro a fevereiro, e areavaliação das bactérias em casa de vegetação foifeita em época fria, de abril a junho. Segundo Weller(1988), a atividade microbiana aumenta com oaumento da temperatura. Outro fator que pode terfeito com que os isolados selecionados não fossemeficientes quando reavaliados é o fato da populaçãodo nematoide ter sido quatro vezes maior que apopulação da seleção massal, que foi de 1.000 ovospor tubete. As bactérias foram aplicadas apenas umavez, por microbiolização das sementes ou via rega nosolo, e talvez esse fato tenha sido outra razão de nãose ter obtido sucesso em relação ao controle comofoi obtido na seleção massal. É possível que a proteçãoconferida por esses agentes de biocontrole só sejaeficiente em maior volume de solo, quando aplicados

mais vezes, durante a condução da cultura.Com base nos resultados obtidos, pode-se aqui

concluir que bactérias isoladas de solo submetido àbiofumigação com o uso de diferentes espécies debrássicas não se comportaram como bons agentesde controle de nematoides. Apesar de o resultadoobtido na seleção massal ter sido bastante promissorem relação ao controle de Meloidogyne sp., o mesmonão se confirmou em nenhuma das formas deaplicação quando foi usado um maior volume de solo.O que podemos concluir nesse trabalho é que ainibição da eclosão não é o mecanismo de ação queos isolados bacterianos selecionados utilizaram parapromover o controle dos nematoides na seleçãomassal, visto que no experimento in vitro não houveredução da eclosão de nematoides com o uso denenhum dos isolados selecionados.

Em nenhum dos experimentos realizados em casade vegetação, os isolados bacterianos selecionadosatuaram como promotores de crescimento dasplantas. Apesar de algumas espécies de plantas, quandoincorporadas ao solo, apresentarem ação positiva nocrescimento de plantas e muitas vezes no controle decertos patógenos de solo (Stapleton & DeVay, 1983;Hoitink & Fahy, 1986; Neves et al.; 2007), as bactériasisoladas de solo biofumigado com brássicas em nossotrabalho não apresentaram tal efeito. Talvez para quetais efeitos sejam observados, sejam necessáriasaplicações semanais de bactérias ao solo. Paracomprovar tal hipótese, novos experimentos devemser realizados para que assim isolados bacterianosadvindos de solo onde foi realizada a incorporaçãode brássicas possam ser indicados para uso eficienteem campo.

AgradecimentosOs autores agradecem ao apoio financeiro do

Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico eTecnológico (CNPq).

Literatura CitadaBECKER, J.O., E. ZAVALETA-MEJIA, S.F. COLBERT,

M.N. SCHROTH, A.R. WEINHOLD, J.G.HANCOCK, S.D.V. GUNDY & S.D. VAN-GUNDY.1988. Effects of rhizobacteria on root-knot nematodesand gall formation. Phytopathology, 78: 1466-1469.

BONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação do

138 Vol. 33(2) - 2009


método de Hussey & Barker para extração de ovos deMeloidogyne exigua de raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6: 553.

BROWN, M.E. 1974. Seed and root bacterization. AnnualReview of Phytopathology, 12: 181-197.

COOK, R.J. & K.F. BAKER. 1993. The Nature and Practiceof Biological Control of Plant Pathogens. The AmericanPhytopathological Society, St. Paul (EUA), 523 p.

ELMERICH, C. 1984. Molecular biology and ecology ofdiazotrophs associated with non-leguminous plants.Bio/Technology, 2: 967-978.

EUCLYDES, R.F. 1983. Sistema para Análise EstatísticaGenética: SAEG. Editora da UFV, Viçosa (MG), 57 p.

FABRY, C.F.S. 2002. Controle de Meloidogyne javanica porrizobactérias antagonistas a fitonematoides. (Tese deMestrado). Universidade Federal de Viçosa, Viçosa(MG), 68 p.

GLICK, B.R. 1995. The enhancement of plant growth byfree-living bacteria. Canadian Journal of Microbiology,41: 109-117.

HOITINK, H.A.J. & P.C. FAHY. 1986. Basis for the controlof soilborne plant pathogens with compost. AnnualReview Phytopathology, 24: 93-114.

KADO, C.I. & M.G. RESKETT. 1970. Selective media forisolation of Agrobacterium, Corynebacterium, Erwinia,Pseudomonas and Xanthomonas. Phytopathology, 60: 969-979.

KING, E.O., M.K. WARD & D.E. RANEY. 1954. Twosimple media for the demonstration of pyocyanin andfluorescin. The Journal of Laboratory Clinical Medicine,44: 301-307.

KLOEPPER, J.W., F.M. SCHER, M. LALIBERTÉ & I.ZALESCA. 1985. Measuring the spermospherecolonizing capacity of bacterial inoculants. CanadianJournal of Microbiology, 31: 926-929.

KLOEPPER, J.W., F.M. SCHER, M. LALIBERTÉ & B.TIPPING. 1986. Emergence promoting rhizobacteria:description and implications for agriculture. In:SWINBURN, T.R. (ed). Iron, Siderophores and PlantDisease. Plenum Press, New York, p.155-164.

KLOEPPER, J.W., R.M. ZABLOTOWICZ & R. LIFSHITZ.1990. Plant growth-promoting mediated by rhizospherecolonizers. In: KEISTER, D.L. & P.B. CREGAN (ed).The Rhizosphere and Plant Growth. AcademicPublishers, Dordrecht, p. 315-326.

MAZZOLA, M., W.P. STHALMAN & J. E. LEACH. 1995.

Application method affects the distribution andefficacy of rhizobacteria suppressive of downy brome(Bromus tectorum). Soil Biology and Biochemistry, 27(10): 1271-1278.

NEIPP, P.W. & J.O. BECKER. 1999. Evaluation ofbiocontrol activity of rhizobacteria from Beta vulgarisvulgaris against Heterodera schachtii . Journal ofNematology, 31 (1): 54-61.

NEVES, W.S., L.G. FREITAS, M.M. COUTINHO, D.F.PARREIRA, S. FERRAZ. & M.D. COSTA.Biofumigação do solo com espécies de brássicas para ocontrole de Meloidogyne javanica. Nematologia Brasileira,31(3): 195-201. 2007.

OOSTENDORP, M. & R.A. SIKORA. 1989. Seed treatmentwith antagonistic rhizobacteria for the suppression ofHeterodera schachtii early root infection of sugar beet.Review Nematology, 12: 77-83.

OOSTENDORP, M. & R.A. SIKORA. 1990. In vitrointerrelationships between rhizosphere bacteria andHeterodera schachtii. Review Nematology, 14: 269-274.

RACKE, J. & R.A. SIKORA. 1992. Influence of the planthealth-promoting rhizobacteria Agrobacterium radiobacterand Bacillus sphaericus on Globodera pallida root infectionof potato and subsequent plant growth. Journal ofPhytopathology, 134: 198-208.

SASSER, J.N. 1989. Plant parasitic nematodes: The farmer’shidden enemy. University Graphics - North CarolinaState University, Raleigh (EUA), 114 p.

SASSER, J.N. & D.W. FRECKMAN. 1987. A worldperspective on nematology: the role of the society. In:VEECH, J.A. & D.W. DICKSON (ed) Vistas onNematology. Society of Nematologists, Hyattsville(EUA), p. 7-14.

STAPLETON, J.J. & J.E. DEVAY. 1983. Response ofphytoparasitic and free-living nematodes to soilsolarization and 1,3-dichloropropene in California.Phytopathology, 73: 1429-1436.

STEVENS, C., V.A. KHAN, R. RODRIGUEZ-KABANA,L.D. PLOPER, P.A. BACKMAN, D.J. COLLINS, J.E.BROWN & M.A. WILSON. 2003. Integration of soilsolarization with chemical, biological and cultural controlfor the management of soilborne diseases of vegetables.Plant and Soils, 253: 493-506.

WELLER, D.M. 1988. Biological control of soil-borne plantpathogens in the rhizosphere with bacteria. AnnualReview of Phytopathology, 26: 1508-15012.


139

Cultivo e Incorporação de Leguminosas, Gramíneas e Outras Plantas no Controle de Meloidogyne incognita Raça 1 em Cenoura ‘Nantes’

Cultivo e Incorporação de Leguminosas, Gramíneas e Outras Plantas noControle de Meloidogyne incognita Raça 1 em Cenoura ‘Nantes’

João M. Charchar*, Jairo V. Vieira, Valter R. Oliveira & Antônio W. Moita

Embrapa Hortaliças, 70359-970 Brasília (DF) Brasil.*Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 28 / 03 / 2007. Aceito em 23 / 12 / 2008Editado por Mário Inomoto

Resumo – Charchar, J.M., J.V. Vieira, V.R. Oliveira & A.W. Moita. 2009. Cultivo e incorporação de leguminosas,gramíneas e outras plantas no controle de Meloidogyne incognita raça 1 em cenoura ‘Nantes’.

Dois experimentos foram feitos para avaliação do cultivo seguido de incorporação da biomassa das plantas(leguminosas, gramíneas e outras plantas) no controle de Meloidogyne incognita raça 1 em cenoura ‘Nantes’ nocampo. No primeiro experimento, a biomassa de Crotalaria spectabilis, C. paulina, Stylosanthes guyanensis e Tageteserecta (cravo-de-defunto) e, no segundo experimento, a biomassa de milho doce ‘Doce Cristal’, milho amarelo‘AG-1051’, sorgo ‘Brand 501’ e ‘Thesis 503’ e trigo-sarraceno ‘Konan’ foram trituradas e incorporadas ao solona profundidade de 20-25 cm, em áreas infestadas com M. incognita raça 1. Parcelas em alqueive e comquiabeiro ‘Santa Cruz 47’ (suscetível a M. incognita) foram incluídas para comparação com os tratamentos. Nãoocorreu infecção das raízes comerciais de ‘Nantes’ por M. incognita raça 1 e a produtividade de raízes de‘Nantes’ foi 3 a 9 x maior no primeiro experimento (leguminosas e cravo-de-defunto), em comparação como segundo (gramíneas e trigo-sarraceno). O cultivo seguido de incorporação da biomassa de gramíneas e detrigo-sarraceno permitiu infecção por M. incognita raça 1 em raízes de cenoura ‘Nantes’, que variou de 79,3 a95,8 %.Palavras-chaves: Daucus carota, nematoide- de-galhas, adubo verde, manejo.

Summary – Charchar, J.M., J.V. Vieira, V.R. Oliveira & A.W. Moita. 2009. Cultivation and incorporation oflegumes, gramineous, and other plants to control Meloidogyne incognita race 1 on carrot ‘Nantes’.

Two experiments were done to evaluated the cultivation following biomass incorporation of the plants(leguminous, graminaceous and others plants) in the soil to control Meloidogyne incognita race 1 on carrot ‘Nantes’in the field. In the first experiment, biomass of Crotalaria spectabilis, C. paulina, Stylosanthes guyanensis, and ofTagetes erecta (marigold), and in second experiment, biomass of sweet-corn ‘Doce Cristal’, yellow-corn ‘AG-1051’, sorghum ‘Brand 501’ and ‘Thesis 503’ and of buckwheat ‘Konan’ were triturated and incorporated 20to 25 cm deep in the soil, after cultivation for 80 days, in fields infested with Meloidogyne incognita race 1. Plots infallow or cultivated with okra ‘Santa Cruz 47’ (susceptible to M. incognita) were included for comparison. Afterleguminous and marigold (experiment 1) the infection on ‘Nantes’ roots by the nematode was zero (0 %), aswell as the ‘Nantes’ yielded 3 to 9 x higher than after gramineous and buckwheat (experiment 2). The cultivationfollowed by incorporation of gramineous and buckwheat allowed infection by M. incognita race 1 varyingfrom 79.3 to 95.8 % on roots of carrot ‘Nantes’, in the same field conditions.Key words: Daucus carota, root-knot nematodes, green-manure, management.

ARTIGO

IntroduçãoO nematoide-das-galhas Meloidogyne incognita

(Kofoid & White) Chitwood raça 1 é a espécie que

ocorre com maior frequência em cultivos de cenoura(Daucus carota), ervilha (Pisum sativum) e feijão (Phaseolusvulgaris) no Distrito Federal (Charchar, 1995). Nos

140 Vol. 33(2) - 2009

João M. Charchar, Jairo V. Vieira, Valter R. Oliveira & Antônio W. Moita

chuvoso, para a avaliação da ocorrência de danoscausado por Meloidogyne incognita raça 1 em cenoura‘Nantes’, cultivada após o cultivo e incorporação dabiomassa de leguminosas, gramíneas e outras plantasantagônicas ao solo.

As duas áreas experimentais foram infestadas comM. incognita raça 1, inicialmente cultivando-se oquiabeiro ‘Santa Cruz 47’ no espaçamento de 0,50 x0,50 m, por 120 dias. Suspensão contendo 6.000 ovosda população do nematoide foi inoculada nas raízesde cada planta de quiabeiro aos 30 dias após asemeadura. Após a eliminação do quiabeiro,demarcaram-se parcelas (canteiros) medindo 2,0 m2

(1,0 x 2,0 m) nas duas áreas experimentais. Oscanteiros foram levantados com auxílio de enxadarotativa e de encanteirador tratorizados.

No experimento 1, incluíram-se como tratamentosas espécies Crotalaria spectabilis, C. paulina Schrank eStylosanthes guyanensis (Leguminosae), além do cravo-de-defunto Tagetes erecta L. (Compositae). Ostratamentos no experimento 2 foram milho doce‘Doce Cristal’, milho amarelo ‘AG-1051’, sorgo ‘Brand501’ e ‘Thesis 503’ (Gramineae), além do trigo-sarraceno ‘Konan’ Fagopyrum esculentum Moench(Polygonaceae). Foram incluídos ainda, nos doisexperimentos, um tratamento com alqueive (parcelasmantidas limpas com capinas manuais) e umtratamento testemunha cultivado com quiabeiro ‘SantaCruz 47’ (suscetível). As espécies vegetais foramsemeadas em quatro linhas distanciadas em 20 cm nocanteiro. Nas linhas, as leguminosas, cravo-de-defuntoe trigo-sarraceno foram semeados no espaçamentode 10 cm entre plantas, enquanto as gramíneassemeadas no espaçamento de 20 cm. As parcelas complantas foram mantidas em cultivo durante 80 dias.Após o período, as plantas foram cortadas na regiãodo colo e toda parte aérea, incluindo hastes e folhas,foi triturada com auxílio de equipamento tratorizado.A biomassa aérea de cada espécie foi coletada emsaco de lona acoplado e depois distribuídauniformemente nos canteiros restabelecidos nasparcelas experimentais. Imediatamente após o cortedas espécies vegetais e restabelecimento dos canteiros,procedeu-se à incorporação da massa verde de cadaespécie até a profundidade de 20-25 cm, com auxílioda enxada rotativa tratorizada. Após a incorporação,

cultivos de ervilha e de feijão irrigados pelos sistemasde aspersão convencional e pivô, a rotação prévia comcrotalárias (Crotalaria spectabilis ou C. juncea), milho (Zeamays) e sorgo (Sorghum vulgare) é prática utilizada pelosagricultores para redução populacional de nematoidesdo gênero Meloidogyne (Charchar & Vieira, 1991;Charchar & Aragão, 2003; Charchar et al., 2005). Parao cultivo da cenoura, a rotação com leguminosas egramíneas tem sido usada com frequência no controlede Meloidogyne spp. na região de cerrado do Centro-Oeste do Brasil (Huang et al., 1980; Charchar & Vieira,1991; 1994).

As leguminosas atuam principalmente comoagentes antagônicos e alelopáticos à Meloidogyne spp.(Charchar & Vieira, 1991; Johnson et al., 1992;Charchar & Moita, 1995; Chavarría-Carvajal &Rodríguez-Kábana, 1998). Gramíneas são plantastambém citadas como antagônicas de nematoides dasgalhas (Brito & Ferraz, 1987; Mojtahedi et al., 1993;Macguidwin & Layne, 1995; Dias-Arieira et al., 2003).Crotalárias, estilosantes e mucunas são utilizadastambém como fontes de nutrientes e de matériaorgânica em solos de cerrado com baixa fertilidade(Magalhães et al., 1991).

Em cultivares suscetíveis de hortaliças, é possívelobservar perdas no verão causadas por Meloidogynespp., mesmo após rotação com crotalárias, estilosantes,mucunas, milho e sorgo. Isso ocorre em consequênciada presença de inóculo residual, que sobrevive após arotação e que, existindo condições de temperatura eumidade elevadas do solo, aumentam rapidamentenas raízes das hortaliças (Charchar & Aragão, 2005).O objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito deleguminosas, gramíneas e outras plantas antagônicasno controle de M. incognita raça 1, em solos de cerradocultivados com cenoura ‘Nantes’.

Material e MétodosDois experimentos com cenoura foram instalados

separadamente em áreas contíguas do campoexperimental da Embrapa Hortaliças, Brasília (DF),em solos classificados como latossolo vermelhoescuro (LVE) com 12 % de areia, 19 % de silte, 69 %de argila e pH 5,9. Os experimentos foramconduzidos na época de primavera-outono (setembrode 2000 a abril de 2001), coincidindo com o período


141


as áreas foram irrigadas por aspersão duas vezes porsemana. A operação de revolvimento foi repetidasemanalmente, no total de cinco vezes, para aceleraro processo de decomposição da biomassa. O alqueivefoi mantido por capinas manuais por 120 dias.

A cenoura ‘Nantes’ foi semeada em quatro linhashorizontais distanciadas 20 cm entre si nas parcelas(canteiros), aos 40 dias após a incorporação das plantas(= 120 dias após a semeadura das plantas). O ciclovegetativo da cenoura ‘Nantes’ nos experimentos foide 110 dias. As adubações de ambos os experimentospara manutenção das plantas testadas e da cenoura‘Nantes’ consistiram da aplicação de 300 g / m2 deNPK formulação 10-10-10. A adubação de coberturada cenoura com 100 g / m2 de sulfato de amônio foifeita aos 30 dias após a semeadura, no desbaste dacenoura. As áreas experimentais foram irrigadas poraspersão e a temperatura do solo foi monitoradaatravés de termógrafo automático, com dois sensoresde temperatura enterrados a 20 cm de profundidadee distanciados de 10 m, em cada experimento. Atemperatura do solo foi monitorada desde o iníciodo período rotacional até a colheita da cenoura.

Amostras de 2 kg de solo foram coletadas de cincopontos distintos por parcela nos dois experimentos,para a determinação das populações inicial (Pi),intermediária (Pint) e final (Pf) do nematoide. A Pifoi obtida antes do semeadura das plantas antagônicas,a Pint imediatamente antes da semeadura da cenourae a Pf na colheita da cenoura. As amostras foramhomogeneizadas para a retirada de subamostras de200 cm3, usadas para estimar as Pi, Pint e Pf de M.incognita raça 1 no solo. As Pi, Pint e Pf foram estimadaspela contagem do número de juvenis do segundoestádio (J2) do nematoide, pelos processos de extraçãodescritos por Flegg & Hooper (1970) e de Jenkins(1964). Os fatores de reprodução (FR1 e FR2) donematoide foram determinados pelas relaçõesFR1=Pint / Pi e FR2 = Pf / Pint. A infecção (I) deM. incognita raça 1 em cenoura ‘Nantes’ foi avaliadacom base na presença de galhas nas raízes comerciais,com a separação de três classes distintas de raízes: (1)raízes comerciais sem galhas, (2) raízes comerciais comgalhas, e (3) raízes refugos. Raízes com 12,0 cm decomprimento ou superior foram consideradascomerciais. A produtividade (PROD) em toneladas

por hectare de raízes comerciais foi obtida pelasomatória da massa de raízes comerciais com galhas(MRCG) e massa de raízes comerciais sem galhas(MRSG). Também foi calculada a percentagem deraízes comerciais com galhas (%RCG), usando aseguinte fórmula [%RCG = (MRCG / PROD) x100]. O delineamento experimental dos doisexperimentos foi o de blocos ao acaso, com seisrepetições. A análise de variância para os doisexperimentos foi feita com base no programa SAS ea diferenciação de médias pelo teste de Tukey (P ≤0,05).

Resultados e DiscussãoA temperatura do solo a 20 cm de profundidade

variou nos dois experimentos de 18,5 a 30,0 ºC, noperíodo de setembro de 2000 a abril de 2001. Osvalores médios da população inicial (Pi) de M. incognitaraça 1, estimados após o cultivo de quiabeiro,variaram de 79 a 191 J2 no experimento 1 e de 103 a191 no experimento 2. Não houve diferençasignificativa entre as médias de Pi obtidas nos doisexperimentos, mostrando que a infestação das duasáreas experimentais com a população de M. incognitaraça 1 foi uniforme (Figuras 1 e 2). O cultivo e aincorporação da biomassa de leguminosas e de cravo-de-defunto reduziram o número de J2 do nematoideem cerca de 99,6 % em relação à parcela com quiabeiro(Figura 1). O cultivo e a incorporação de gramíneas ede trigo-sarraceno reduziram o número de J2 em até91,9 % (Figura 2). Portanto, as espécies de leguminosase de gramíneas, o cravo-de-defunto e o trigo-sarraceno foram eficientes na redução do número deJ2, sendo que as leguminosas aparentemente exerceramefeitos mais efetivos sobre a população de M. incognitaraça 1 que as gramíneas (Figuras 1 e 2).

Nos tratamentos com leguminosas, cravo-de-defunto e alqueive, as Pint do nematoide não diferiramentre si, mas diferiram do quiabeiro (Figura 1). Noexperimento 2 (gramíneas e trigo-sarraceno),semelhante ao ocorrido no experimento 1(leguminosas e cravo-de-defunto), a Pint na testemunha(quiabeiro) foi estatisticamente superior aos demaistratamentos, entre os quais o sorgo ‘Thesis 503’resultou em Pint menor e não diferiu dos tratamentoscom alqueive e com milho amarelo (Figura 2). O

142 Vol. 33(2) - 2009


Figura 1 - Efeitos do cultivo e incorporação da biomassa de leguminosas (1-Crotalaria spectabilis, 2-C. paulina e 3- Stylosanthesguyanensis), cravo-de-defunto (4) e quiabeiro ‘Santa Cruz 47’ (6), em comparação ao alqueive (5), na população inicial (Pi), intermediária(Pint), final (Pf), fator de reprodução (FR1 e FR2) de Meloidogyne incognita raça 1, na produtividade de raízes comercias e de refugosda cenoura ‘Nantes’, e na percentagem de infecção de raízes comerciais por M. incognita raça 1. Médias seguidas da mesma letra nãodiferem estatisticamente pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

154 a

191 a 178 a

79 a

132 a

187 a

0

50

100

150

200

1 2 3 4 5 6

Tratamentos de rotação

1,0 b 1,8 b 1,0 b 1,0 b 1,0 b

277,8 a

0

50

100

150

200

250

300

1 2 3 4 5 6


19,8 b 45,5 b 31,3 b 15,2 b 30,3 b

1.670,0 a

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

1600

1800

1 2 3 4 5 6


0,04 b 0,02 b 0,01 b 0,02 b 0,01 b

1,53 a

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

1,2

1,4

1,6

1 2 3 4 5 6


19,8 a

28,3 a

31,3 a

15,2 a

30,3 a

5,5 a

0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3 4 5 6


0 0 0 0 0

100

0

20

40

60

80

100

1 2 3 4 5 6


65,2 a59,3 a

72,8 a

63,0 a

72,2 a

0,0 b

0

10

20

30

40

50

60

70

80

1 2 3 4 5 6


16,2 b

26,4 b

17,4 b18,0 b 21,0 b

47,0 a

0

5

10

15

20

25

30

35

40

45

50

1 2 3 4 5 6


Ref

ugo

s(t

/h

a)In

fecç

ãod

era

ízes

(%)

Pf

Pin

t

Pro

du

tivi

dad

e(t

/h

a)F

R2

FR

1P

i


143


Figura 2 - Efeito do cultivo e incorporação com gramíneas (1-milho doce ‘Doce Cristal’, 2-milho amarelo ‘AG-1051’, 3-sorgo ‘Brand501’ e 4-sorgo ‘Thesis 503’), trigo-sarraceno ‘Konan’ (5) e quiabeiro ‘Santa Cruz 47’ (7), em comparação ao alqueive (6), napopulação inicial (Pi), intermediária (Pint), final (Pf), fator de reprodução (FR1 e FR2) de Meloidogyne incognita raça 1, na produtividadede raízes comercias e de refugos da cenoura ‘Nantes’, e na percentagem de infecção de raízes comerciais por M. incognita raça 1. Médiasseguidas da mesma letra não diferem estatisticamente pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

160 a

186 a

103 a

175 a

145 a

119 a

159 a

0

50

100

150

200

1 2 3 4 5 6 7


21,5 c13,3 de 19,9 cd

11,0 e30,0 b

17,3 cde

279,2 a

0

50

100

150

200

250

300

1 2 3 4 5 6 7


0,17 bc 0,12 bc 0,24 bc0,08 c

0,34 b 0,21 bc

1,77 a

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

1,2

1,4

1,6

1,8

1 2 3 4 5 6 7


60,5 b 66,5 b 71,3 b 39,8 b 91,3 b 68,7 b

2.420,0 a

0

500

1000

1500

2000

2500

1 2 3 4 5 6 7


2,7 b

4,5 ab

3,6 ab 3,7 ab2,9 b

3,7 ab

8,7 a

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

1 2 3 4 5 6 7


85,9 bc79,3 c 80,0 c

85,4 bc95,8 ab 93,3 abc 100,0 a

0

20

40

60

80

100

1 2 3 4 5 6 7


15,5 bc

24,3 a 22,3 ab

14,6 bcd

6,5 de

10,7 cde

4,6 e

0

5

10

15

20

25

1 2 3 4 5 6 7


4,0 bc 4,6 b 4,7 b3,3 bc

1,7 c 2,8 bc

23,9 a

0

5

10

15

20

25

1 2 3 4 5 6 7


Ref

ugo

s(t

/h

a)In

fecç

ãod

era

ízes

(%)

Pf

Pin

t

Pro

du

tivi

dad

e(t

/h

a)F

R2

FR

1P

i

144 Vol. 33(2) - 2009


alqueive (parcela com capina manual) manteve a Pintdo nematoide em nível baixo, semelhante aos níveisdas espécies leguminosas, do cravo-de-defunto e dasgramíneas. Portanto, pode-se considerar o alqueivetambém como tratamento eficiente no controle deM. incognita raça 1 (Figuras 1 e 2).

O fator de reprodução FR1 de M. incognita raça 1foi menor que 1,0 após o cultivo e incorporação dabiomassa das espécies de leguminosas e de gramíneas,sendo que os FR1 do nematoide nas quatro gramíneasfoi em média 6,5 vezes maiores que a média dos FR1nas leguminosas, sugerindo que as gramíneas foramhospedeiras mais favoráveis à M. incognita raça 1 queas leguminosas (Figuras 1 e 2). Os valores de FR1 nasparcelas com cravo-de-defunto e alqueive tambémforam menores que 1,0 e não diferiramestatisticamente das leguminosas, indicando que ambosos tratamentos exerceram a mesma eficiência que asespécies leguminosas no controle do nematoide (Figura1).

No experimento 2, o trigo-sarraceno resultou emmaior FR1 que o sorgo ‘Thesis 503’ e não diferiu dosdemais (Figura 2). Em ambos os experimentos, ocultivo e a incorporação do quiabeiro resultaram emFR1 maior que 1,0, mostrando que a incorporaçãoda sua biomassa não compensou sua suscetibilidadea M. incognita raça 1 (Figuras 1 e 2).

Os valores de J2 da população final (Pf) de M.incognita raça 1 foram estatisticamente iguais entre ostratamentos, exceto a testemunha (quiabeiro), emambos os experimentos (Figuras 1 e 2). Os númerosmédios de J2 na Pf nos tratamentos com as espéciesleguminosas e gramíneas foram, respectivamente, 1,9e 2,5 % do valor de Pf da testemunha (Figuras 1 e 2).No trigo-sarraceno, a Pf do nematoide foi seis vezesmaior que a Pf estimada em cravo-de-defunto, bemcomo a Pf do nematoide no alqueive adjacente noexperimento 2 foi aproximadamente duas vezes maiorque a Pf no alqueive no experimento 1 (Figuras 1 e2).

O fator de reprodução FR2 de M. incognita raça 1não diferiu entre tratamentos no experimento comleguminosas e cravo-de-defunto (Figura 1). Porém,no experimento 2, o milho doce e o trigo-sarracenonão diferiram das demais gramíneas e alqueive, masdiferiram significativamente da testemunha (Figura 2).

O FR2 médio nos tratamentos com leguminosas foi26,5 e nos tratamentos com gramíneas foi 3,6 (Figuras1 e 2), que pode ser compreendido pelos númeroselevados de J2 de M. incognita raça 1 obtidos na fasede Pint com as gramíneas, que mantiveram os FR2do nematoide mais baixos em relação às leguminosas.

Nos experimento 1, não houve infecção de raízescomerciais de cenoura por M. incognita raça 1, excetona testemunha (quiabeiro), que apresentou 100 % deraízes infectadas pelo nematoide (Figura 1). Milhoamarelo e doce, sorgo ‘Brand 501’ e ‘Thesis 503’, porsua vez, proporcionaram percentagens de raízes cominfecção por M. incognita raça 1 entre 79,3 a 85,9 %,que não diferiram entre si, mas foram estatisticamenteinferiores ao valor obtido para a testemunha, cujapercentagem de raízes infectadas foi igual a 100 %(Figura 2). O trigo-sarraceno proporcionou 95,8 %de infecção de raízes de ‘Nantes’, não diferindo doalqueive com 93,3 % e da testemunha (Figura 2).

No experimento 1, as produtividades de raízescomerciais de ‘Nantes’, que variaram de 59,3 a 72,8 t/ ha nos tratamentos de leguminosas, cravo-de-defunto e alqueive, não diferiram estatisticamente entresi, mas foram superiores à testemunha (quiabeiro), queproduziu somente raízes refugos (Figura 1). Noexperimento 2, a produtividade de ‘Nantes’ com omilho amarelo (24,3 t / ha) superou significativamenteas obtidas nos demais tratamentos, com exceção dotratamento com sorgo ‘Brand 501’ que proporcionouprodutividade semelhante de 22,3 t / ha (Figura 2).

Nos tratamentos com gramíneas, trigo-sarracenoe alqueive, a cenoura ‘Nantes’ obteve produtividadesde 3 a 9 x menores, comparado às leguminosas, aocravo-de-defunto e ao alqueive, indicando que emboraos últimos tenham proporcionado maiores FR2 donematoide, houve o estímulo para maiorprodutividade da cenoura com as leguminosas, semque houvesse infecção de raízes por M. incognita raça1, demonstrando mais uma vez, que as leguminosasforam melhores antagonistas contra M. incognita raça1 que as gramíneas, em condições de campo (Figuras1 e 2). A quantidade de raízes refugo foi diretamenteproporcional à produtividade de raízes comerciais,sendo que no experimento 1 a quantidade de refugosfoi de 5,5 a 9,5 vezes maior, considerando que asprodutividades de raízes comerciais foram de 3 a 9 x


145


maiores que no experimento 2. No tratamento derotação e incorporação das plantas de quiabeiro, aquantidade de refugo da cenoura foi 2 x maior noexperimento com leguminosas, comparado ao degramíneas (Figuras 1 e 2).

As gramíneas, juntamente com o trigo-sarracenoe o alqueive, não impediram a infecção das raízes de‘Nantes’ pelo nematoide (Figura 2), indicando que ocultivo e incorporação destas espécies vegetais nãoresultaram em benefício para a cenoura cultivada emsucessão. O contrário foi observado nos tratamentoscom leguminosas, cravo-de-defunto e alqueive, ondenão houve infecção das raízes comerciais de ‘Nantes’por M. incognita raça 1 (Figura 1).

Provavelmente, as elevadas produtividades de‘Nantes’, obtidas com o cultivo e incorporação préviasdas leguminosas ao solo tenham sido originadasparcialmente em função dos nutrientesdisponibilizados pela decomposição da matériaorgânica. Magalhães et al. (1991) relatam que asleguminosas e trigo-sarraceno, depois de decompostasno solo, disponibilizam elevados níveis de N, P, K, Cae Mg para as plantas.

Crotalárias, estilosantes e mucunas são utilizadascomo agentes antagônicos e alelopáticos das espéciesde Meloidogyne (Rodríguez-Kábana & Ivey, 1986;Chavarría-Carvajal & Rodríguez-Kábana, 1998).Charchar & Vieira (1991), relatam que a rotação comC. spectabilis, S. guyanensis e Centrosema pubescens por 120dias controlou M. incognita raça 1 em cenoura ‘Nantes’em até 92,0 % no campo. Neste trabalho, confirmou-se também que o cultivo seguido de incorporação dabiomassa de leguminosas ao solo controlou em 100% a infecção da cenoura ‘Nantes’ por M. incognita raça1.

Há relatos de que a rotação e incorporação dabiomassa de gramíneas ao solo pode exercer açãoantagonista sobre Meloidogyne spp. (Rodríguez-Kábana& Touchton, 1984; Brito & Ferraz, 1987; Rodríguez-Kábana et al., 1990; Mojtahedi et al., 1993; Macguidwin& Layne, 1995; Dias-Arieira et al., 2003). Nestetrabalho, o cultivo e incorporação da biomassa degramíneas ao solo não controlou eficazmente ainfecção por M. incognita raça 1 em cenoura ‘Nantes’,em condições de campo.

As leguminosas forrageiras (estilosante, centrosema

e mucuna preta) e as não forrageiras (crotalárias) sãousadas em solos de cerrado do Brasil central comdupla finalidade, controle de Meloidogyne spp. efornecimento de nutrientes e matéria orgânica. Nestetrabalho, observou-se com grande evidência que asleguminosas exerceram melhor efeito antagônicosobre o nematoide-de-galhas M. incognita em relaçãoàs gramíneas, já que proporcionaram maioresprodutividades da cenoura ‘Nantes’, em condiçõesnaturais de campo.

Literatura CitadaBRITO, J.A. & S. FERRAZ. 1987. Seleção de gramíneas

antagonistas a Meloidogyne javanica. NematologiaBrasileira, 11 (1): 260-269.

CHARCHAR, J.M. 1995. Meloidogyne em hortaliças. In:CONGRESSO INTERNACIONAL DENEMATOLOGIA TROPICAL, XXVII, Rio Quente.Resumos, p. 149-153.

CHARCHAR, J.M. & A.W. MOITA, 1995. Declíniopopulacional de Meloidogyne incognita raça 1 em cenoura‘Nantes’ através da incorporação de plantas antagônicas,gramíneas e trigo-sarraceno. Fitopatologia Brasileira, 20(S): 285 (Resumo).

CHARCHAR, J.M. & F.A.S. ARAGÃO. 2003. Seqüência decultivos no controle de Meloidogyne javanica em campo.Nematologia Brasileira, 27 (1): 81-86.

CHARCHAR, J.M. & F.A.S. ARAGÃO. 2005. Variação anualda população mista de Meloidogyne incognita raça 1 e M.javanica em cultivos de batata ‘Bintje’ no campo.Nematologia Brasileira, 29 (2): 225-231.

CHARCHAR, J.M. & J.V. VIEIRA. 1991. Controle deMeloidogyne incognita raça 1 em cenoura cv. Nantes atravésde rotação com plantas antagônicas. FitopatologiaBrasileira, 16 (3): 196-199.

CHARCHAR, J.M. & J.V. VIEIRA, 1994. Seleção de cenouracom resistência a nematóides de galhas (Meloidogyne spp.).Horticultura Brasileira, 12 (2): 144-148.

CHARCHAR, J.M., W.A. MAROUELLI, L.B. GIORDANO& F.A.S. ARAGÃO. 2005. Reprodução de Meloidogyneincognita raça 1 e produtividade de cultivares de ervilhasob diferentes lâminas de água. Pesquisa AgropecuáriaBrasileira, 40 (10): 989-995.

CHAVARRÍA-CARVAJAL, J.A. & R. RODRÍGUEZ-KABANA. 1998. Changes in soil enzymatic activity andcontrol of Meloidogyne incognita using four organicamendments. Nematropica, 28 (1): 7-18.

DIAS-ARIEIRA, C.R., S. FERRAZ, E.H. MISOBUTSI &L.G. FREITAS. 2003. Eficiência de gramíneas forrageirasno controle de Heterodera glycines e de populaçõescompostas por H. glycines - Meloidogyne spp. SummaPhytopathologica, 29 (1): 7-11.

FLEGG, J.J. & D.J. HOOPER, 1970. Extraction of free-living stages from soil. In: Southey, J.F. (ed.). Laboratory

146 Vol. 33(2) - 2009


Methods for Working with Plant and Soil Nematodes.Ministry of Agriculture, Fisheries and Food, London,148p. (Tech. Bull. n. 2).

HUANG, C.S., J.M. CHARCHAR & R.C.V. TENENTE.1980. Controle de nematóides das galhas em cenouraatravés de rotação. Fitopatologia Brasileira, 5 (3): 329-336.

JENKINS, W.R. 1964. A rapid centrifugal flotation techniquefor separating nematode from soil. Plant DiseaseReporter, 48: 62.

JOHNSON, A.W., A.M. GOLDEN, D.L. AULD & D.R.SUMMER. 1992. Effects of rapeseed and vetch as greenmanure crops and fallow on nematodes and soil-bornepathogens. Journal of Nematology, 24: 117-126.

MACGUIDWIN, A. & T.L. LAYNE. 1995. Response ofnematodes communities to sudangrass and sorghum-sudangrass hybrids grown as green manure crops. Journalof Nematology, 27 (4): 609-616.

MAGALHÃES, J.C.A.J., R.F. VIEIRA, J. PEREIRA & J.R.R.PERES. 1991. Efeito da adubação verde na

disponibilidade de fósforo de fosfatos, numa sucessãode culturas, em solo de cerrado. Revista Brasileira daCiência do Solo, 15 (3): 329-337.

MOJTAHEDI, H., G. SANTO & R.E. INGHAM. 1993.Suppression of Meloidogyne chitwoodi with sudangrasscultivars as green manure. Journal of Nematology, 25(3): 303-311.

RODRÍGUEZ-KÁBANA, R., D.B. WEAVER,D.G.ROBERTSON & E.L. CARDEN. 1990. Sorghumin rotation with soybean for the management of cystand root-knot nematodes. Nematropica, 20 (1): 111-119.

RODRÍGUEZ-KÁBANA, R. & H. IVEY. 1986. Croprotation systems for management of Meloidogyne arenariain peanut. Nematropica , 16 (1): 53-63.

RODRÍGUEZ-KÁBANA, R. & J.T. TOUCHTON, 1984.Corn and sorghum rotational crops for managementof Meloidogyne arenaria in peanut. Nematropica, 14 (1):26-36.


147

Penetração, Desenvolvimento e Reprodução de Meloidogyne incognita Raça l e M. javanica em Cultivares de Batata no Campo

Penetração, Desenvolvimento e Reprodução de Meloidogyne incognitaRaça l e M. javanica em Cultivares de Batata no Campo

João M. Charchar*, Valter R. Oliveira & Antônio W. Moita

Embrapa Hortaliças, C. Postal 218, 70359-970 Brasília (DF) Brasil.*Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 25 / 08 /2008. Aceito em 25 / 04 / 2009Editado por Mário Inomoto

Resumo – Charchar, J.M., V.R. Oliveira & A.W. Moita. 2009. Penetração, desenvolvimento e reprodução deMeloidogyne incognita raça l e M. javanica em cultivares de batata no campo.

Os ciclos de vida de Meloidogyne incognita raça 1 e M. javanica foram determinados em batata ‘Achat’ e‘Baronesa’ no campo, em duas épocas de cultivo (seca e chuvosa). Na época seca, em que as médias detemperaturas mínimas e máximas no solo foram 19,7 e 23,9 °C, M. incognita e M. javanica completaram seusciclos 56 dias após inoculação com juvenis de segundo estádio (J2) em Baronesa e 63 dias em Achat. Apenetração de J2 de ambos os nematoides foi detectada em raízes de Baronesa no 7o. dia após a inoculação eem raízes de Achat no 14o. dia. Terceiro (J3) e quarto (J4) estádios juvenis dos nematoides foram detectados emraízes de Baronesa e de Achat do 21o. ao 42o. dias após a inoculação, e as fêmeas sem e com massa de ovosforam detectadas a partir do 35o. dia em raízes de Baronesa e a partir do 42o. dia em raízes de Achat, detectando-se os J2 da segunda geração dos nematoides nos tubérculos de Baronesa e Achat no 56o. e 63o. dias após ainoculação, respectivamente. Na época chuvosa, com médias de temperaturas mínimas e máximas do solo de24,6 e 29 °C, as duas populações de nematoides completaram seus ciclos de vida aos 30 dias em Baronesa eaos 36 dias em Achat. A penetração de J2 dos nematoides foi detectada em raízes de ambas as cultivares no 6o.dia após a inoculação. Os estádios J3 e J4 dos nematoides foram detectados em raízes de ambas as cultivaresentre o 12o. e o 30o. dia após a inoculação, e as fêmeas sem e com massa de ovos foram detectadas a partir do24o. dia em raízes de Baronesa e a partir do 30o. dia em raízes de Achat. Considerando o ciclo vegetativo dascultivares de 110 dias no campo, os nematoides completaram 1,7 gerações (J2 a J2) em Achat e duas geraçõesem Baronesa na época seca, e três gerações em Achat e 3,7 gerações em Baronesa na época chuvosa, sendo quea primeira geração dos nematoides completou-se nas raízes e as demais gerações completaram-se nos tubérculosde ambas as cultivares de batata.Palavras-chaves: Solanum tuberosum, nematoides-de-galhas, ciclo de vida, biologia.

Summary – Charchar, J.M., V.R. Oliveira & A.W. Moita. 2009. Penetration, development, and reproductionof Meloidogyne incognita race l and M. javanica on potato cultivars in the field.

The life cycles of Meloidogyne incognita race 1 and M. javanica were determined on potato ‘Achat’ and ‘Baronesa’,in two seasons (dry and rainy) in the field conditions of Brasília (Federal District) Brazil. In the dry season, inwhich the average minimum and maximum soil temperatures were 19.7 ºC and 23.9 ºC, Meloidogyne incognitarace 1 and M. javanica completed their life cycles in 56 days after the inoculation with second stage juveniles (J2)in roots of potato ‘Baronesa’ and 63 days in roots of potato ‘Achat’. The penetration of J2 of both nematodeswas detected in roots of Baronesa seven days after inoculation and in the roots of Achat 14 days afterinoculation. Third (J3) and fourth (J4) stage juveniles were detected in roots of Baronesa and Achat in the 21º.and 42º. day after inoculation respectively, and the females without and with egg masses were detected fromthe 35º. day in roots of Baronesa and from the 42º. day in roots of Achat. The J2 of the second generation ofthe nematodes were detected in the tubers of Baronesa and Achat 56 and 63 days after inoculation respectively.

ARTIGO

148 Vol. 33(2) - 2009

João M. Charchar, Valter R. Oliveira & Antônio W. Moita

batata quando a temperatura ainda é baixa (± 18ºC),acelerando o ciclo de vida com o aumento datemperatura, o que resulta em maior número degerações dos nematoides à medida que os cultivos seaproximam do período de verão (Charchar, 1995;Charchar, 1997; Charchar & Aragão, 2005).Informações relativas aos ciclos de vida de Meloidogynespp. em batata obtidas no campo ainda não estãodisponíveis no Brasil.

Ferris (1976) relata que a determinação do ciclode vida das espécies de nematoides é importante paraestabelecer modelos preventivos de controle. Osmétodos mais usuais de controle dos nematoides embatata são a rotação de culturas com gramíneas eleguminosas antagônicas (Charchar, 1981; 1995) e aaplicação de nematicidas (Zem et al., 1981; Weingartneret al., 1993; Charchar et al., 2003). Os nematicidasregistrados para o cultivo da batata são aldicarbe ecarbofuram, ambos carbamatos granuladossistêmicos, e o etoprofós, organofosforado granuladode contato. São usualmente aplicados 25 a 30 kg(produto comercial – Temik 100G) / ha de aldicarbeou 60 a 80 kg (produto comercial – Furadan 50G) /ha de carbofuram em 80 % das áreas cultivadas nopaís, que elevam os custos de produção da batata ematé 25 % (Charchar, 1995). O etoprofós (nomecomercial – Rhocap) ainda não é aplicadoextensivamente nos cultivos de batata no Brasil.

O objetivo deste trabalho foi estudar os ciclos devida de M. incognita raça l e de M. javanica em batata‘Achat’ e ‘Baronesa’ nas épocas seca e chuvosa noDistrito Federal, para prognosticar o tempo mínimopara a formação inicial de massas de ovos dosnematoides nas raízes e fornecer subsídios para o

IntroduçãoA batata (Solanum tuberosum) é uma das mais

importantes hortaliças cultivadas no Brasil. Em 2007,a área total cultivada foi de 142.943 hectares, com aprodução total de 3.390.406 toneladas de tubérculos(IBGE, 2008). Os estados de Minas Gerais, São Pauloe Paraná foram os maiores produtores e responderampor 70 % da área cultivada e 73 % da produçãonacional (FNP - Consultoria e Comércio, 2000).Aproximadamente 60 % da área cultivada com batatassão infestadas por nematoides de galhas, Meloidogyneincognita e M. javanica isoladamente ou em combinação(Charchar, 1995). Os nematoides causam danosseveros na produção por reduzirem a qualidade dostubérculos, inviabilizando-os para a comercializaçãoe consumo, principalmente quando as duas espéciesocorrem simultaneamente (Charchar & Moita, 1996,1997, 2001).

Levantamentos realizados em áreas de produçãono Brasil indicaram que M. incognita e M. javanica foramas espécies mais frequentes nos cultivos de batata,enquanto que M. arenaria e M. hapla tiveram ocorrênciasrestritas (Charchar, 1997). A alta incidência de M.incognita e M. javanica é atribuída à habilidade de sereproduzirem em uma faixa ampla de temperaturas(18,0 a 31,5 ºC), diferentemente de M. arenaria e M.hapla que requerem temperaturas mais baixas e maisconstantes (Charchar & Moita, 2001). As temperaturasque ocorrem durante as épocas de produção de batataenquadram-se melhor entre os limites ótimos parapenetração, desenvolvimento e reprodução de M.incognita e M. javanica, mas nem sempre entre os limitesde M. arenaria e M. hapla. As espécies M. incognita e M.javanica são capazes de se estabelecer no cultivo de

In the rainy season, with mean soil temperatures of 24.6 and 29.0 ºC, the nematodes completed their life cyclesin 30 days in Baronesa and 36 days in Achat. The penetration of J2 of both nematodes was detected in theroots of both cultivars in the first evaluation (sixth day after the inoculation). The stages J3 and J4 of bothnematodes were detected in the roots of both cultivars between the 12º. and the 30º. day after the inoculation,and the female without and with egg masses were detected from the 24º. day in the roots of Baronesa andfrom the 30º. day in the roots of Achat. Considering the vegetative cycles of both potato cultivars of the 110days in the field, the nematodes completed 1.7 generations (J2 to J2) in Achat and two generations in Baronesain the dry season, and three generations in Achat and 3.7 generations in Baronesa in the rainy season. The firstgeneration occurred in roots and the others generations in the tubers of the both potato cultivars.Key words: Solanum tuberosum, root-knot nematodes, life cycle, biology.


149


estabelecimento de medidas preventivas à infecçãode tubérculos.

Material e MétodosOs ciclos de vida e os aspectos biológicos das

espécies Meloidogyne incognita raça 1 e M. javanica forammonitorados em solo do tipo latossolo vermelhoescuro (LVE) com 12 % de areia, 30 % de silte, 58 %de argila e pH 5,7, localizado na área experimental daEmbrapa Hortaliças, em Brasília (DF), no períodode 2001 a 2003, em batata ‘Achat’ (com resistênciamoderada aos nematoides) e ‘Baronesa’ (suscetível aosnematoides). Os experimentos foram instalados emduas épocas de cultivo, de maio a agosto (época seca)e de janeiro a abril (época chuvosa). Os mesmosprocedimentos metodológicos foram utilizados noexperimento da época seca e da época chuvosa.

Para o estabelecimento das unidades experimentais,denominadas de microparcelas, foramconfeccionados 60 recipientes metálicos cilíndricoscom 60 cm de diâmetro e 70 cm de altura, contendocinco furos de 10 cm de diâmetro no fundo (recipiente= microparcela). Estes recipientes foram dispostosno campo em duas filas de 30 cilindros e enterradosa 60 cm de profundidade. As filas foram distanciadasde 4 m e os cilindros separados em 1 m na fila. Nofundo de cada cilindro, colocou-se uma camada de10 cm de brita para facilitar a drenagem da água,completando-se o volume dos cilindros com a misturacomposta de LVE e esterco de gado curtido,esterilizados em autoclave a 120 ºC, na proporção de2:1 em volume.

As 60 microparcelas foram divididas em trêsconjuntos de 20, constituindo os blocos, para adistribuição dos tratamentos. Em cada conjunto, dezmicroparcelas foram plantadas com três tubérculosde Achat e 10 com três tubérculos de Baronesa. Setedias após o plantio, quatro microparcelas com Achate quatro com Baronesa de cada um dos blocos foraminoculadas com 1.500 juvenis de segundo estádio (J2)de M. incognita raça 1, pipetando-se 500 J2 em 25 mlde água por planta. Outras quato microparcelas comAchat e quatro com Baronesa de cada bloco foraminoculadas com 1.500 J2 de M. javanica pormicroparcela utilizando o mesmo procedimento.Mantiveram-se, em cada bloco, duas microparcelas

cultivadas com Achat e duas com Baronesa seminoculação como controle. O delineamentoexperimental utilizado foi o de blocos ao acaso emarranjo fatorial 2 x 2 (duas espécies de nematoidesversus duas cultivares de batata) e três repetições.

Os J2 das duas espécies de nematoides utilizadoscomo inóculos foram obtidos de populações purasmantidas em tomateiro ‘Rutgers’ em condições decasa de vegetação. Os J2 foram obtidos de suspensõesde ovos sobre tela de 500 mesh (25 mm de abertura),incubados separadamente a 24 ºC por 24 - 36 horas.A adubação por microparcela foi feita com a aplicaçãode 120 g da formulação 4-14-8 no plantio e de 30 gde sulfato de amônio aos 30 e aos 60 dias após oplantio. A temperatura do solo nas microparcelas foimonitorada com termógrafo automático, com doissensores enterrados a 25 cm de profundidade,colocados um em cada fila de microparcelas,mantendo-se a distância entre sensores de 10 m. Airrigação das plantas foi feita por aspersão.

Para a determinação das fases dos ciclos de vidados nematoides, as raízes das plantas de batata foramcoletadas a cada sete dias após a inoculação na épocaseca, e a cada seis dias na época chuvosa, sem danificara planta, determinando-se o tempo mínimo, em dias,entre a inoculação e a penetração de J2 dos nematoidesem raízes, bem como o tempo mínimo em dias paraa penetração de tubérculos por J2 da segunda geração.Como outros fatores biológicos relacionados aosciclos de vida dos nematoides, determinaram-se ostempos mínimos em dias para o desenvolvimento dejuvenis de terceiro (J3) e de quarto (J4) estádios, bemcomo os tempos mínimos para o desenvolvimentode fêmeas sem massa de ovos (F) e para odesenvolvimento de fêmeas adultas com massa deovos (FMO) completamente desenvolvidas.Para adetecção da penetração e do desenvolvimento dosnematoides, as raízes coletadas foram lavadas para aretirada do solo aderente, enxugadas com papel toalhae coloridas pela técnica de NaOCl – fuccina ácida(Byrd et al., 1983), para a visualização dos nematoidesno interior das raízes.

Aos 35 dias após a inoculação na época seca e aos24 dias na época chuvosa, iniciaram-se as coletas detubérculos. Colheram-se três tubérculos semanalmentena época seca e três tubérculos a cada seis dias na

150 Vol. 33(2) - 2009


época chuvosa, por microparcela, coletando-se umtubérculo por planta. Os tubérculos foram lavadosem água corrente com a remoção da periderme.Seções finas dos mesmos foram cortadas a umaprofundidade de até 1,0 mm da superfície e coloridascom a técnica de NaOCl – fuccina ácida, paravisualização e contagem do número de J2 da segundageração dos nematoides penetrados nos tubérculos.

Para avaliação da reprodução dos nematoides, asraízes coletadas a partir da terceira semana após ainoculação na época seca e a partir da segunda semanaapós a inoculação na época chuvosa, depois delavadas, enxugadas e pesadas, foram coloridasprimeiramente com floxina B (Dickson & Struble,1965), para detecção e contagem do número defêmeas com massas de ovos (FMO), e em seguidaagitadas em solução de NaOCl a 1 % (Hussey &Barker, 1973), para separação e contagem do númerode ovos por massa. Finalmente, com a coloração dasraízes pela técnica de NaOCl – fuccina ácida,quantificou-se o número total de fêmeas denematoides no interior das raízes.

Os números dos diferentes estádios (J2, J3, J4 e F) ede FMO, bem como os números de ovos por massa(NO/M) dos nematoides nas cultivares de batataforam quantificados sob microscópio com aumentosde até 40 vezes. Os estádios J3 e J4 foram agrupadospara contagem (J3+J4) pela dificuldade de separaçãodos mesmos. A análise de variância dos experimentosfoi feita com o auxílio do programa SAS e adiferenciação de médias baseou-se no teste de Tukey(P ≤ 0,05).

Resultados e DiscussãoCiclo de vida. No experimento de época seca,

quando a temperatura média do solo variou de 19,7a 23,9 ºC, M. incognita raça 1 e M. javanica requereram63 dias para completar o ciclo de vida (de J2 a J2) nabatata ‘Achat’ e 56 dias em ‘Baronesa’. Na épocachuvosa, com a temperatura média variando de 24,6a 29,0 ºC, foram necessários 36 dias para osnematoides completarem o ciclo de vida em Achat e30 dias na Baronesa (Tabela 1). Os nematoidesapresentaram ciclos de vida mais curtos em Baronesa(sete dias mais curto na época seca e seis dias maiscurto na época chuvosa), pelo fato que Achat tem

resistência e Baronesa suscetibilidade aos nematoides(Tabela 1).

Penetração. Na época seca, a penetração dos J2

de M. incognita e de M. javanica foi detectada em raízesde Baronesa logo na primeira avaliação após ainoculação (aos sete dias após a inoculação), enquantoa penetração em Achat foi detectada aos 14 dias apósa inoculação (Tabela 1). Na época chuvosa, apenetração dos J2 de ambas as espécies de nematoidesfoi detectada nas duas cultivares de batata na primeiraavaliação, no sexto dia após a inoculação. Em ambasas espécies de nematoides, os J2 foram detectadosem raízes de Achat e de Baronesa até o 21º. dia apósa inoculação na época seca, e até o 12º. dia após ainoculação na época chuvosa (Tabela 1).

Na época seca, não houve diferenças entre asespécies de nematoides quanto ao número de J2

penetrados nas raízes em ambas as cultivares de batata(Tabela 2). Na época chuvosa, igual número de J2 deambos os nematoides penetrou raízes de Achat, maso número de J2 de M. incognita raça 1 que penetrou asraízes da cultivar Baronesa foi significativamente maior(Tabela 2). Não houve diferença entre cultivares debatata em relação ao número de J2 de M. incognita raça1 penetrados na época seca. Na época chuvosa, houvesignificativamente maior número de J2 penetrados emBaronesa que em Achat (Tabela 2). Com relação a M.javanica, houve diferenças entre cultivares na época secae os J2 penetraram em maior número nas raízes deBaronesa, enquanto na época chuvosa Achat foi acultivar de batata na qual se detectou maior quantidadede J2 penetrados (Tabela 2).

A infecção de tubérculos por J2 das duas espéciesde nematoides ocorreu através das lenticelassuperficiais. Em Achat, os J2 penetraram maistardiamente que em Baronesa na época seca, indicandoque o retardamento de abertura das lenticelas nostubérculos de Achat funcionou como mecanismo deresistência desta cultivar à penetração dos nematoides(Charchar & Moita, 2001).

Desenvolvimento. Terceiro e quarto estádiosjuvenis (J3 + J4) foram observados em raízes de Achate de Baronesa entre o 21o. e 42o. dia após a inoculaçãona época seca, e entre o 12o. e 30o. dias após ainoculação na época chuvosa (Tabela 1). Na épocaseca, fêmeas imaturas sem massa de ovos (F) de M.


151


Tabela 1 - Dias requeridos para penetração, desenvolvimento e reprodução dos estádios (J2, J3 e J4 correspondem ao segundo, terceiroe quarto estádios juvenis; F, FMO e NO/M correspondem a fêmeas sem massa de ovos, fêmeas com massa de ovos e aos números deovos por massa) de Meloidogyne incognita raça 1 e de M. javanica em cultivares de batata, nas épocas seca e chuvosa no campo

Meloidogyne incognita raça l Meloidogyne javanica Achat Baronesa Achat Baronesa Temperatura2

Dias1 Raiz Tub.3 Raiz Tub. Raiz Tub. Raiz Tub. (°C)J2 J3+J4 F FM NO/M J2 J2 J3+J4 F FM NO/M J2 J2 J3+J4 F FM NO/M J2 J2 J3+J4 F FM NO/M J2 Mín. Máx.

Época seca (maio a setembro)07 -4 - - - - - 3 - - - - - - - - - - - 4 - - - - - 16,5 20,414 15 - - - - - 18 - - - - - 12 - - - - - 17 - - - - - 17,6 23,421 8 15 - - - - 15 24 - - - - 2 11 - - - - 37 28 - - - - 19,6 24,528 - 21 - - - - - 20 - - - - - 14 - - - - - 37 - - - - 19,3 23,635 - 5 - - - - - 11 20 15 265 - - 4 - - - - - 14 32 10 181 - 19,2 23,942 - 8 2 3 273 - - 10 46 46 361 - - 8 10 10 214 - - 9 16 46 257 - 21,5 23,549 - - 6 6 196 - - - 96 96 346 - - - 12 2 364 - - - 17 120 250 - 21,5 24,556 - - 5 6 178 - - - 132 135 277 21 - - 10 10 354 - - - 142 165 132 13 21,1 25,563 - - 5 7 115 8 - - 210 187 225 NA5 - - 2 20 233 4 - - 144 187 270 NA6 21,7 26,1

Médias 19,7 23,9Época chuvosa (dezembro a março)06 16 - - - - - 32 - - - - - 27 - - - - - 8 - - - - - 25,8 31,112 7 10 - - - - 19 21 - - - - 3 9 - - - - 6 57 - - - - 25,1 29,618 - 13 - - - - - 39 - - - - - 7 - - - - - 18 - - - - 24,9 28,324 - 10 - - - - - 21 13 7 258 - - 10 4 - - - - 16 44 3 289 - 24,1 28,130 - 6 2 5 215 - - 10 5 9 250 4 - 12 11 - - - - 14 47 4 297 19 24,1 28,336 - - 3 9 267 4 - - 7 17 232 NA - - 7 17 216 6 - - 22 62 395 NA 23,7 28,8

Médias 24,6 29,0

1Dias após a inoculação com 1.500 J2 M. incognita raça l e de M. javanica.2Médias das temperaturas mínimas (Mín.) e máximas (Máx.) registradas diariamente.3Tubérculo.4Não detectado.5Não analisado.

Tabela 2 - Números médios de espécimes (J2, J3 e J4 correspondem ao segundo, terceiro e quarto estádios juvenis; F, FMO e NO/Mcorrespondem a fêmeas sem massa de ovos, fêmeas com massa de ovos e aos números de ovos por massa) de Meloidogyne incognita raçal (MI) e M. javanica (MJ) observadas em raízes de batata ‘Achat’ e de ‘Baronesa’, nas épocas seca e chuvosa no campo.

Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha não diferem estatisticamente pelo teste de Tukey (P ≤ 0,05).

Cultivar J2 J3 + J4 F FMO NO/MM I MJ Média M I MJ Média M I MJ Média M I MJ Média M I MJ Média

Época seca (maio a agosto)Achat 11,5 Aa 7,0 Ab 9,3 12,2Aa 9,3 Ab 10,8 4,5Ab 8,5 Ab 6,5 5,5 10,6 8,1 b 190,5 Bb 291,3Aa 240,9Baronesa 12,0 Aa 19,2 Aa 15,6 16,3Aa 22,0 Aa 19,1 100,8Aa 70,1 Ba 85,4 95,8 105,1 100,5 a 294,8 Aa 218,0Ba 256,4Média 11,8 13,1 14,2 15,7 52,7 39,2 50,7B 57,9A 242,7 254,7Época chuvosa (janeiro a abril)Achat 11,5 Ab 15,0 Aa 13,3 9,8 9,5 9,6 b 2,5 Aa 9,2 Ab 5,8 7,0 13,0 10,0 b 241,3 Aa261,7 Aa 251,5Baronesa 26,0 Aa 7,0 Bb 16,5 22,7 26,3 24,5a 8,3 Ba 37,3 Aa 22,8 11,2 22,7 17,0 a 246,7 Ba327,0 Aa 286,8Média 18,8 11,0 16,2 A 17,9 A 5,4 23,3 9,1 B 17,8 A 244,0 294,3

incognita e de M. javanica foram detectadas em raízesde Baronesa a partir do 35o. dia após a inoculação eem raízes de Achat sete dias mais tarde (Tabela 1). Naépoca chuvosa, o retardamento na detecção de fêmeassem massa de ovos em Achat em relação a Baronesase repetiu, detectando-se as fêmeas a partir do 24o.dia após a inoculação em Baronesa e a partir do 30o.dia após a inoculação em Achat (Tabela 1).

Em ambas as épocas, não houve diferençassignificativas entre as espécies de nematoides quantoao número de J3 + J4 desenvolvidos a partir de J2 em

nenhuma das cultivares (Tabela 2). Por sua vez, onúmero de J3 + J4 de M. javanica em Baronesa na épocachuvosa foi aproximadamente 2,5 vezes maior queem Achat. Na época seca, o número de J3 + J4 emBaronesa também foi maior que em Achat, mas apenaspara M. javanica, não se detectando diferenças entremédias de cultivares para M. incognita (Tabela 2).

Os números de fêmeas sem massa de ovos (F)das duas populações de nematoides foram iguais emambas as épocas em raízes de Achat (Tabela 2). EmBaronesa, o F de M. incognita foi maior que de M.

152 Vol. 33(2) - 2009


javanica na época seca, enquanto na época chuvosa oresultado foi inverso (Tabela 2). De modo geral, osvalores de F para os dois nematoides foram maioresem Baronesa do que em Achat. Na época seca, ovalor de F em Baronesa foi 22 vezes maior que emAchat para M. incognita e oito vezes maior para M.javanica (Tabela 2).

Reprodução. Fêmeas adultas completamentedesenvolvidas e com massa de ovos (FMO)começaram a ser detectadas em raízes de Baronesa apartir do 35o. dia após a inoculação de J2 na épocaseca e a partir do 24o. dia após a inoculação na épocachuvosa (Tabela 1). Em Achat, fêmeas adultas commassas de ovos só começaram ser detectadas nasépocas seca e chuvosa a partir do 42o. e 30o. dia apósa inoculação, respectivamente. Portanto, tanto na épocaseca quanto chuvosa, ambos os nematoides atingiramsuas fases reprodutivas mais cedo em Baronesa doque em Achat. Além disso, as médias de FMO forammaiores em Baronesa, em ambas as épocas de plantio(Tabela 2).

As médias de FMO de M. javanica foramsignificativamente maiores que as de M. incognita emambas as épocas (Tabela 2). As médias dastemperaturas mínimas e máximas foram cerca de 5°C mais altas na época chuvosa do que na época seca,e isto pode ser considerado como fator importanteno encurtamento dos ciclos de vida dos nematoidesem 27 dias em Achat e em 26 dias em Baronesa naépoca chuvosa, em relação à época seca (Tabela 1).

Meloidogyne javanica produziu igual ou mais ovos pormassa do que M. incognita tanto na época seca quantona chuvosa, com exceção apenas de Baronesa na épocaseca, na qual M. incognita produziu mais ovos por massado que M. javanica (Tabela 2). Seguindo a mesmatendência do ocorrido com FMO, o número de ovospor massa em Baronesa foi igual ou maior que emAchat em ambas as épocas seca e chuvosa (Tabela 2).

A razão do monitoramento de F e de FMO dosnematoides em Baronesa ter continuado até o 63o.dia na época seca e até o 36o. dia na época chuvosa,foi para a tomada de dados para análise estatística etambém para demonstrar que o processo reprodutivodos nematoides nas raízes não cessa, mesmo após osnematoides terem completado os seus ciclos de vida

nos tubérculos.Os ciclos de vida de ambos os nematoides foram

considerados completos com o início da infecção detubérculos por J2 da segunda geração, que na épocaseca ocorreu 56 dias após a inoculação em Baronesae aos 63 dias em Achat, época cujas médias dastemperaturas mínimas e máximas foram 19,7 e 23,9°C, respectivamente (Tabela 1). Na época chuvosa,os ciclos de vida dos nematoides completaram-se aos30 dias em Baronesa e aos 36 dias em Achat, épocacujas médias de temperaturas mínimas e máximasforam 24,6 e 29,0 °C, respectivamente (Tabela 1).Tarjan (1952) determinou que o ciclo de vida de M.incognita completou-se em 37 dias, enquanto que osde M. javanica, M. arenaria e M. hapla completaram-seaos 39 dias em Antirrhium majus L., em temperaturade 21 °C.

Considerando o ciclo vegetativo de 110 dias paraas cultivares Achat e Baronesa, as duas espécies denematoides completaram aproximadamente 1,7gerações (uma geração nas raízes e 0,7 geração nostubérculos) em Achat e duas gerações (uma geraçãonas raízes e uma geração nos tubérculos) em Baronesana época seca; e três gerações (uma geração nas raízese duas gerações nos tubérculos) em Achat e 3,7gerações (uma geração nas raízes e 2,7 gerações nostubérculos) em Baronesa, na época chuvosa,considerando que o início da produção de tubérculosde Achat e Baronesa ocorreu entre 30 e 40 dias apóso plantio, nas duas épocas de cultivo (Tabela 1).

De modo geral, maiores médias de J2, J3 + J4, F,FMO e NO/M de M. incognita raça 1 e M. javanicaforam detectadas em raízes de Baronesa do que emAchat em ambas as épocas (Tabela 2). As médias dosestádios detectados em raízes de Baronesa foram 6,7e 6,2 vezes maiores, respectivamente, na época seca, e2,2 e 2,0 vezes maiores, respectivamente, em relaçãoaos números de estádios detectados conjuntamenteem raízes de Achat, na época chuvosa (Tabela 2).

Os estudos dos ciclos de vida de M. incognita raça1 e de M. javanica em batata no campo elucidaramaspectos da biologia dos nematoides importantes paramelhorar a eficiência do controle químico dosnematoides, em solos de cerrado no Centro-Oestebrasileiro. Os nematicidas aldicarbe (Temik 100G) e


153


carbofuram (Furadan 50G) são aplicados em dosesde 40 e 80 kg do produto comercial por hectarerespectivamente, nos cultivos da batata. As aplicaçõesdos produtos são feitas em dose única no sulco deplantio ou metade da dose no sulco de plantio e aoutra metade cerca de 30 dias após o plantio, naamontoa. Porém, testes de laboratório mostraram queesses produtos quando aplicados na amontoa seacumulam como resíduos tóxicos nos tubérculos(Charchar et al., 2003).

Portanto, considerando ser o início da penetraçãode tubérculos por J2 da segunda geração dosnematoides entre o 30o. e o 40o. dia após o plantio, ocontrole dos nematoides poderia ser mais eficienteaplicando-se metade da dose de aldicarbe ou docarbofuram no sulco de plantio para a proteção dasraízes, e posteriormente, 20 kg de Rhocap (produtocomercial) / ha por ocasião da amontoa, pois essenematicida tem ação de contato e pode prevenir ainfecção de tubérculos pelos nematoides (Charchar etal., 2003). O Rhocap é registrado para uso no cultivoda batata no Brasil, possui baixa toxicidade e nãoapresenta risco de se acumular como resíduo tóxiconos tubérculos para consumo, mesmo quandoaplicado na amontoa. O Rhocap foi eficiente nocontrole da infecção de tubérculos pelos nematoidesno campo e é facilmente disponível no mercado,porém ainda é pouco usado no cultivo da batata. Aação do Rhocap é essencialmente sobre a proteçãode tubérculos contra a penetração de J2 da segundageração dos nematoides através das lenticelas(Charchar et al., 2003).

Literatura CitadaBYRD, D.W.J., T. KIRKPATRICK & K.R. BARKER. 1983.

An improved technique for cleaning and staining planttissues for detection of nematodes. Journal ofNematology, 15 (1): 142-143.

CHARCHAR, J.M. 1981. Nematóides de importância para acultura da batata. Informe Agropecuário, 7 (76): 50-54.

CHARCHAR, J.M. 1995. Meloidogyne em hortaliças. In:CONGRESSO INTERNACIONAL DENEMATOLOGIA TROPICAL, XXVII, Rio Quente.Resumos, p. 149-153.

CHACHAR, J.M. 1997. Nematóides fitoparasitas associadosà cultura da batata nas principais regiões de produção doBrasil. Nematologia Brasileira, 21 (2): 49-60.

CHARCHAR, J.M. & A.W. MOITA. 1996. Reação decultivares de batata à infecção por Meloidogyne incognitaraça 1. Horticultura Brasileira, 14 (2): 189-193.

CHARCHAR, J.M. & A.W. MOITA. 1997. Reação decultivares de batata a uma infestação mista de Meloidogyneincognita raça 1 e M. javanica. Nematologia Brasileira, 21(1): 39-48.

CHARCHAR, J.M. & A.W. MOITA. 2001. Resistência degenótipos de batata a M. javanica. Pesquisa AgropecuáriaBrasileira, 36 (3): 535-540.

CHARCHAR, J.M. & F.A.S. ARAGÃO. 2005. Variação anualda população mista de Meloidogyne incognita raça 1e M.javanica em cultivos de batata ‘Bintje’ no campo.Nematologia Brasileira, 29 (2): 225-231.

CHARCHAR, J.M., J. PACCINI NETO & F.A.S. ARAGÃO.2003. Controle químico de Meloidogyne spp. em batata.Nematologia Brasileira, 27 (1): 35-40.

DICKSON, D.W. & F.B. STRUBLE. 1965. A sieving-stainingtechnique for extraction of egg mass of Meloidogyneincognita from soil. Phytopathology, 55: 497.

FERRIS, H.A. 1976. A generalizes nematode simulator basedon heat-unit summation. Journal of Nematology, 8(4): 284. (Resumo).

FNP - CONSULTORIA E COMÉRCIO. 2000. Batata inglesa- produção brasileira: área colhida. In: Agrianual: Anuárioda Agricultura Brasileira 2001, p. 208.

HUSSEY, R.S. & K.R. BARKER. 1973. A comparison ofmethods of collecting inocula of Meloidogyne spp.including a new technique. Plant Disease Reporter, 57(12): 1.025-1.028.

IBGE. 2008. Levantamento sistemático da produção agrícola.<http://www.ibge.gov.br/home/estat ist ica/indicadores/agropecuaria/lspa/lspa_200807_5.shtm>acesso em 7 de agosto de 2008.

TARJAN, A.C. 1952. Comparative studies of some root-knot nematodes infecting the common snap dragon,Antirrhium majus L. Phytopathology, 42 (12): 641-644.

WEINGARTNER, D.F., R. MCSORLEY & R.W. GOTH.1993. Management strategies for nematodes and soil-borne diseases in subtropical Florida. Nematropica, 23(2): 233-245.

ZEM, A.C., J.I. ZANNON & L.G.E. LORDELLO. 1982.Doses e épocas de aplicação do nematicida Carbofuranno controle de Meloidogyne javanica na cultura da batata(Solanum tuberosum L.). In: REUNIÃO DENEMATOLOGIA, V, Londrina. TrabalhosApresentados, p. 233-245.

154 Vol. 33(2) - 2009

João M. Charchar & Gerald S. Santo

IntroductionPotato (Solanum tuberosum) is a very important

vegetable crop cultivated in the Pacific Northwest

Effect of Soil Temperature on the Life Cycle of Meloidogyne chitwoodiRaces 1 and 2 and M. hapla on Russet Burbank Potato

João M. Charchar1* & Gerald S. Santo2

1Embrapa Hortaliças, C. Postal 218, 70359-970 Brasília (DF) Brazil.2Department of Plant Pathology, Washington State University, Irrigated Agriculture Research and Extension Center,

99350 Prosser (WA) USA.*Author for correspondence: [email protected]

Received for publication on January 8, 2009. Accepted on April 29, 2009.Edited by Luiz Carlos Ferraz

Summary – Charchar, J.M. & G.S. Santo. 2009. Effect of soil temperature on the life cycle of Meloidogynechitwoodi races 1 and 2 and M. hapla on Russet Burbank potato.

The effect of soil temperature on the development, reproduction and life cycle of M. chitwoodi races 1 and2 and M. hapla on Russet Burbank potato seedlings was studied under greenhouse condition. Meloidogyne chitwoodirace 1 (MC1) took 93, 54, 39, and 42 days or 651, 702, 741 and 1,050 degree-days (DD); M. chitwoodi race 2(MC2) took 95, 59, 39, and 39 days or 665, 767, 741 and 975 DD; and M. hapla (MH) took 106, 72, 44 and 35days or 212, 576, 616 and 700 DD to complete a life cycle, from J2 to J2, respectively, at 12, 18, 24 and 30 oC.None of the nematodes were able to complete a life cycle at 6 ºC in 115 days. MC2 had a wider temperaturerange for development to adult females than MC1 or MH in the same experimental condition. Optimumtemperature determined for reproduction at the end of the first generation was 30 ºC for MH. For MC races1 and 2, it was situated between 12 and 24 ºC.Key words: Solanum tuberosum, Columbia root-knot nematode, Northern root-knot nematode, development,reproduction.

Resumo – Charchar, J.M. & G.S. Santo. 2009. Efeito da temperatura do solo no ciclo de vida de Meloidogynechitwoodi raças 1 e 2 e M. hapla em batata ‘Russet Burbank’.

O experimento foi conduzido para determinar o efeito da temperatura do solo no desenvolvimento,reprodução e ciclo de vida de M. chitwoodi raças 1 e 2 e M. hapla em plantas de batata ‘Russet Burbank’, emcondições de casa de vegetação. Meloidogyne chitwoodi raça 1 (MC1) requereu 93, 54, 39 e 42 dias ou 651, 702,741 e 1.050 graus-dias (GD); M. chitwoodi raça 2 (MC2) requereu 95, 59, 39 e 39 dias ou 665, 767, 741 e 975GD; e M. hapla (MH) requereu 106, 72, 44 e 35 dias ou 212, 576, 616 e 700 GD para completar o ciclo de vidade J2 a J2, nas temperaturas de 12, 18, 24 e 30 ºC respectivamente. Nenhuma das espécies de nematoidecompletou o ciclo de vida à temperatura de 6 ºC durante o período vegetativo de 115 dias. Juvenis J2 de MC2originaram fêmeas adultas sob maior variação de temperaturas que MC1 e MH, no mesmo experimento. Atemperatura ótima determinada para a reprodução de M. chitwoodi raças 1 e 2 ao final da primeira geraçãosituou-se entre 12 e 24 ºC, ao passo que para M. hapla foi 30 ºC.Palavras-chaves: Solanum tuberosum, nematoide de galhas de Colúmbia, nematoide de galhas do Norte,desenvolvimento, reprodução.

ARTIGO

USA, from were the finding of large commercialpotato-growing areas infected with Meloidogyne chitwoodiand/or M. hapla has increased the interest in controlling


155

Effect of Soil Temperature on the Life Cycle of Meloidogyne chitwoodi Races 1 and 2 and M. hapla on Russet Burbank Potato

generations per year than in M. hapla (Santo &O’Bannon, 1981b; O’Bannon & Santo, 1984). Inserraet al. (1985) reported the effect of temperature on thelife cycle of M. chitwoodi on ‘Nugaines’ wheat (Triticumaestivum). The life cycle and reproduction of M. haplahave also previously been studied on potato(Thomason & Lear, 1961; Griffin & Jorgenson,1969a), with development and reproduction occurringat 25 ºC, but not at 15 and 30 ºC (Griffin andJorgenson, 1969a). Meloidogyne chitwoodi race 3 seemsnot to be spread around the potato producing areasof the United States since no damage of this race onthe commercial potato cultivars has been reported(Mojtahedi et al., 1994).

Considering that comparable information on theeffect of soil temperature on the life cycle of M.chitwoodi races 1 and 2 and M. hapla on potato werenot available, the objective of this paper was todetermine the effect of soil temperature ondevelopment and reproduction of these root-knotnematodes on ‘Russet Burbank’ potato seedlings undergreenhouse conditions.

Material and MethodsPopulations of Meloidogyne chitwoodi race 1 (MC1)

from Washington and race 2 (MC2) from Oregonwere isolated from potato ‘Russet Burbank’ andmaintained on wheat ‘Nugaines’ and alfalfa ‘Thor’,respectively. A population of M. hapla (MH) fromWashington was isolated from alfalfa and maintainedon pepper (Capsicum annuum) ‘California Wonder’,which served as differential host. These threenematode populations were reared on tomato(Lycopersicon esculentum) ‘Columbia’ on separate benchesmaintained at 20 to 26 ºC under greenhouseconditions. Periodically, they were checked for possiblecontamination through a differential host test on alfalfa‘Thor’, wheat ‘Nugaines’, pepper ‘California Wonder’,and carrot (Daucus carota) ‘Chantenay Red Cored’(Mojtahedi et al., 1988).

Plants were watered as needed and fertilizedmonthly with a granulated Osmote formulation (JoeBerger & Co., Renton, Washington), 14-14-14 (10 g /pot). Nematode eggs for inocula were extracted fromgalled roots of 55 to 65 day-old tomato plants withsodium hipochloride (NaOCl) for four minutes

the damage caused by root-knot nematodes (Brown& Mojtahedi, 2005). Both nematode species causeeconomic losses in potato production because theyreduce the quality of the potato tuber (Griffin &Jorgenson, 1969b; Santo & O’Bannon, 1981a).Meloidogyne chitwoodi causes more severe tuber damageand is more difficult to control than M. hapla (Santo etal., 1980; 1981a; O’Bannon & Santo, 1984) andpopulations of M. chitwoodi as low as 1 egg / 250cm3 soil cause economic loss in Pacific Northwest(Pinkerton et al., 1987; 1991). Santo & Pinkerton (1985)discovered the M. chitwoodi race 2 on potato ‘RussetBurbank’ in Washington State, which is capable ofreproducing on alfalfa (Medicago sativa L.), not a suitablehost for M. chitwoodi race 1. Meloidogyne chitwoodi race 3was found infecting a wild potato (Solanumbulbocastanum) in California State, which has resistanceto races 1 and 2 (Mojtahedi et al., 1994; 1995).

Studies of Pinkerton et al. (1986; 1987; 1991)demonstrated that race 2 causes tuber damage similarto race 1, and it can be found widespread in all themajor potato growing regions of the PacificNorthwest. The infection and number of generationsof M. chitwoodi races 1 and 2 on potato cultivarsincrease as the temperature also increases, consideringthat more heat units or degree-days (DD) areaccumulated (Pinkerton et al., 1991). The percent oftuber infection with internal symptoms of M. chitwoodiincreases when the potato tuber is stored at 21 to 24°C and more than 740 DD is accumulated (David,2007).

Soil temperature has a marked effect on thedevelopment and reproduction of root-knotnematodes (Griffin & Jorgenson, 1969a; Taylor &Sasser, 1978). The dominance of M. chitwoodi races 1and 2 over M. hapla is attributed to their ability todevelop and reproduce over a wider temperaturerange. Meloidogyne chitwoodi races 1 and 2 develop inpotato roots and reproduces at soil temperature aslow as 6 ºC (Charchar, 1987), whereas M. hapla andother common root-knot nematode species do notreproduce at this low temperature (Finley, 1976; Santo& O’Bannon, 1981b; Inserra et al., 1985). In the PacificNorthwest, M. chitwoodi becomes established andpopulations increase early in the season when soiltemperatures are low, from this resulting more

156 Vol. 33(2) - 2009


(Hussey & Barker, 1973). An inoculum of second-stage juveniles (J2) was obtained by placing highlyconcentrated egg suspensions on 25 µm (500 mesh)screens and incubated at 24º C for 24 hours.

Single-eye seed pieces of ‘Russet Burbank’ potatowere planted in methyl bromide fumigated sand inmetal flats in the greenhouse. After five weeks, theoriginal seed pieces were removed and a single plantwas transplanted into an eight cm-diameter plastic cupcontaining 250 cm3 of methyl bromide fumigatedsandy loam soil. The plants were held in a greenhousefor one week. The cups were inserted into empty cupsof the same size, placed in 25 cm-diameter glass jars,three cups per jar. Interspaces between cups were filledwith methyl bromide fumigated soil to the top edgeof the cups, which was four cm from the top of thejar. The jars were immersed in controlled watertemperature tanks in a greenhouse (Charchar, 1987).After an additional week, inoculations were made bypipetting a suspension of 150 freshly hatched J2 ofMC1 and MC2, or MH in 5 ml of water around theexposed roots of the plants in each cup. Plants wererandomized in eight replicates and grown at constantsoil temperatures of 6, 12, 18, 24 and 30 ºC (± 1 ºC).Extra inoculated ‘Russet Burbank’ potato seedlingsserved as indicators for the detection of nematodephases, reflecting time of harvest of the experimentalseedlings. Plant foliage was kept at ambient temperaturemaintained at 22 to 26 ºC. The light source was aseries of VHO cool white fluorescent bulbs with anintensity of 4.8 x 103 lux, positioned 91 cm abovethe temperature tanks. During the experimental period,plants received regular water and were fertilized oncewith a granulated Osmote formulation 14-14-14 at arate of 5 g / cup.

A complete randomized block design with eightreplicates for each nematode population was used tocompare developmental stages of the nematodepopulations at the same temperature. A split-plotdesign with a separate tank for each temperature wasused to compare phases of the nematode populationsat different temperatures (Gomez & Gomez, 1969).The experiment was terminated at the respectivetemperatures six days prior to egg mass initiation(beginning of egg production) of the secondgeneration, or when plants died. One plant for each

nematode population from each temperature washarvested periodically and analysed for developmentand reproduction as characterized by the followingthree stages: a) egg mass initiation (beginning of eggproduction); b) root invasion of first generation J2

(beginning of the second generation); and c) six daysprior to egg mass initiation of the second generation.The three reproductive stages were assessed after 22to 106 days, when indicator potato plants showedpresence of egg mass initiation and invasion of thefirst generation of J2 at all temperatures.

The reproduction at the completion of the firstgeneration was assessed for all nematode populationsat all temperatures at least six days before the secondgeneration of egg masses was established on thepotato root system to avoid mixture of eggs betweentwo generations of the nematodes. Roots were cutoff the plant, washed, and stained individually with 2% phloxin B for 15 minutes for quantification of eggmass matrices (Charchar et al., 1984).

Following the phloxin B staining, the numbers ofeggs per egg mass and the total egg production foreach nematode population were determined byshaking the masses in 1 % NaOCl (Hussey & Barker,1973) for separating and accounting eggs. Finally, theroots were stained with acid-fuchsin NaOCl technique(Byrd et al., 1983) to assess the total number ofnematodes that invaded the root systems.

Results and DiscussionThe number of days (D) and of degree-days (DD)

to egg mass initiation (beginning of egg production)and completion of the first generation, from J2 to J2,were determined (Table 1) for MC1, MC2 and MH.To reach egg mass initiation, MC1 required 91, 49,33, 22 and 28 D or 91, 343, 429, 418 and 700 DD(base 5 ºC) and MC2 required 74, 49, 33, 22 and 22D or 74, 343, 429, 418 and 550 DD (base 5 ºC),respectively, at 6, 12, 18, 24 and 30ºC. MH required59, 39, 27, and 22 D or 118, 312, 378 and 440 DD(base 10 ºC) at 12, 18, 24 and 30 ºC, respectively. MHwas not able to initiate egg masses at 6 ºC.

To complete its life cycle, MC1 required 93, 54,39, and 42 D or 651, 702, 741 and 1,050 DD; MC295, 59, 39, and 39 D or 665, 767, 741 and 975 DD;and MH 106, 72, 44 and 35 D or 212, 576, 616 and


157


700 DD, respectively, at 12, 18, 24 and 30 ºC. At 6ºCnone of the nematodes were able to complete a lifecycle (Table 1).

The initial population of J2 of MC1, MC2 andMH developing to adult females and femalesproducing egg mass were significantly (P ≤ 0.05)affected by soil temperature at egg mass initiation(Table 2). Egg mass initiation ranged from 22 to 91days after inoculation depending on the nematodespecies and temperature (Table 1). The percent ofMC1 J2 developing to adult females was highest at12ºC, followed by 18, 24, 30, and 6 ºC. More MC2females developed at 30 ºC than at 6 or 12 ºC, butwas not different from 18 or 24 ºC. The optimaldevelopmental temperature for MH females was 30ºC. Also more females were found at 12, 18, and 24ºC than at 6 ºC, where none of the J2 developed tofemales.

No differences (P ≤ 0.05) were observed betweenMC1 and MC2 at 12, 18 and 24 ºC, but more femalesof MC2 were found at 6 and 30 ºC. No differenceswere observed in the percent of adult females betweenMH and MC1 or MC2 at 18 and 24 ºC. At 30 ºCmore MH J2 developed to females than MC1, butdid not differ from MC2. Likewise, at 12 ºC MH didnot differ from MC2, but infected roots containedfewer females than roots inoculated with MC1.Although no MH females developed at 6 ºC, it didnot differ statistically from MC1 or MC2 (Table 2).

More than 88 % of the females at egg massinitiation produced egg masses at all temperatures,

except at 6 ºC, where MH did not produce egg masses(Table 2). Significantly fewer egg masses wereproduced by MC1 and MC2 females at 6 ºC than atall other temperatures. No differences were observedamong the other temperatures, except for MH, wherefemales at 12 ºC produced fewer egg masses than at18, 24 and 30 ºC. A higher percentage of MH femalesproduced egg masses at 30 ºC than MC1 and MC2,and more than MC2 at 18 and 24 ºC. Conversely,fewer egg masses were produced by MH than MC1and MC2 at 6 and 12 ºC. No differences wereobserved between MC1 and MC2, except at 6 ºC,where MC2 produced more egg masses than MC1(Table 2).

Eggs produced per egg mass by MC1, MC2 andMH (none produced) at egg mass initiation werelowest at 6 ºC than at the other temperatures (Table3). No significant differences were observed from12 to 30 ºC for MC1 and MC2. More eggs / eggmass were recorded for MH at 30 ºC compared to12 and 18 ºC, but did not differ from 24 ºC. Likewise,at 24 ºC MH females produced more eggs / eggmass than at 12 ºC, but not at 18 ºC. Meloidogynechitwoodi race 1 produced more eggs / egg mass thanMC2 at 24 ºC, and MH more than MC1 at 30 ºC(Table 3).

No differences were found among the threepopulations at 6, 12 and 18 ºC. Egg production forMH was not observed at 6 ºC. In terms of total eggproduction more MC1 eggs were recovered at 12ºC than at 6 or 30 ºC, but did not differ from 18 and

Table 1 - Numbers of days and of degree-days required for the development of Meloidogyne chitwoodi races 1 (MC1) and 2 (MC2) andM. hapla (MH) from second stage juveniles (J2) to egg mass initiation (beginning of egg production) and completion of the firstgeneration, from J2 to J2.

1Degree-days were calculated by subtracting the constant temperature from the base temperature (base temperature used for M. chitwoodi was5 ºC and for M. hapla 10 ºC) times the number of days required for the appearance of the egg masses and for presence of J2 from the firstgeneration.2No egg mass production.3First generation not completed in 115 days.

Days Degree-days1

Temp. (ºC) Egg mass initiation First generation Egg mass initiation First generationMC1 MC2 MH MC1 MC2 MH MC1 MC2 MH MC1 MC2 MH

6 91 74 -2 —3 — — 91 74 - — — —12 49 49 59 93 95 106 343 343 118 651 665 21218 33 33 39 54 59 72 429 429 312 702 767 57624 22 22 27 39 39 44 418 418 378 741 741 61630 28 22 22 42 39 35 700 550 440 1,050 975 700

158 Vol. 33(2) - 2009


24 ºC (Table 3). Meloidogyne chitwoodi race 2 producedmore eggs at 12, 18 and 24 ºC than at 6 or 30 ºC.Total egg production for MH increases as temperatureincreased with the highest number at 30 ºC. The lowestnumber of eggs produced for all three populationswas at 6 ºC.

Comparisons among the populations at eachtemperature showed that MC1 produced more eggsat 12 ºC; MH at 30 ºC; and MC1 and MH at 24 ºC.No differences among the populations were observedat 6 and 18 ºC (Table 3).

Egg production was also observed at thecompletion of the first generation (Table 4). Thecompletion of the first generation for MC1, MC2and MH at the different temperatures ranged from35 to 106 days (Table 1). Egg production was notrecorded at 6 ºC because, as the plants died after 115days, the nematodes did not complete a life cycle.

The lowest number of eggs / egg mass and totalegg production of MC1 and MC2 was observed at30 ºC and no significant differences occurred at 12,18 and 24 ºC. In terms of eggs / egg mass nodifferences were recorded for MH from 12 to 30 ºC(Table 3).

However, at the completion of the first generation,MH produced more total egg production at 30 ºCwith sequentially lower production at 24, 18 and 12ºC (Table 4). Meloidogyne hapla produced more eggs /egg mass than the MC races 1 and 2 at 24 and 30 ºC.No other differences were observed among the threepopulations. Total egg production at the completionof the first generation for MC1 was greater than thatof MC2 or MH at 12 ºC; MH was better than MC1and MC2 at 24 and 30 ºC, and MC2 was better thanMC1 at 30 ºC. No differences were observed at 18ºC (Table 4).

Table 2 - Effect of temperature on the percent of Meloidogyne chitwoodi races 1 (MC1) and 2 (MC2) and of M. hapla (MH) adultfemales and females producing egg masses on Russet Burbank potato seedlings at the time of egg mass initiation (beginning of eggproduction) after inoculation with 150 second stage juveniles (J2).

Values are means of eight replicates. Values followed by the same low case letter in columns or values followed by the same capital letterin rows are not significantly different (P ≤ 0.05), according to Duncan’s Multiple Range Test, based on arcsine-transformed data.

Nematode Temperature (ºC)species/ race 6 12 18 24 30

Percent of adult femalesMC1 2.1 Db 29.7 Aa 19.9 Ba 19.8 Ba 11.6 CbMC2 12.5 Ca 17.7 BCab 21.3 ABa 25.5 Aa 29.7 AaMH 0.0 Cb 11.6 Bb 11.5 Ba 18.5 Ba 39.6 Aa

Percent of females producing egg massMC1 41.0 Bb 99.1 Aa 97.7 Aab 97.0 Aab 88.6 AbMC2 56.5 Ba 96.5 Aa 92.7 Ab 94.8 Ab 92.2 AbMH 0.0 Cc 88.4 Bb 98.4 Aa 99.6 Aa 99.1 Aa

Table 3 - Numbers of eggs per egg mass and total egg production of Meloidogyne chitwoodi races 1 (MC1) and 2 (MC2) and M. hapla(MH) on Russet Burbank potato seedlings at the time of egg mass initiation (beginning of egg production).

Values are means of eight replicates. Values followed by the same low case letter in columns or values followed by the same capital letterin rows are not significantly different (P ≤ 0.05) according to Duncan’s Multiple Range Test, based on log-transformed data.


Eggs / egg massMC1 2 Ba 136 Aa 68 Aa 98 Aa 81 AbMC2 5 Ba 81 Aa 74 Aa 57 Ab 86 AabMH 0 Da 50 BCa 54 Ba 91 ABab 184 Aa

Total egg productionMC1 13 Ca 3,744 Aa 1,083 ABa 1,061 ABa 549 BbMC2 45 Ca 584 Ab 655 Aa 434 Ab 304 BbMH 0 Da 250 Cb 689 BCa 1,012 Ba 8,403 Aa


159


Six days prior to initial egg mass production ofthe second generation, total egg production for thefirst generation was determined (Table 5). Eggproduction per egg mass was similar to that observedat the end of the first generation (Table 4). The numberof total eggs recovered was also comparable amongthe treatments, but with some statistical differences.Less total eggs of MC1 and MC2 were recovered at30 ºC than at 12, 18 and 24 ºC. At 12 ºC MC2 andMH produced less egg than MC1. No differences inegg production were observed for MH at 18 and 24,and 24 and 30 ºC. Meloidogyne chitwoodi race 1 producedmore eggs at 18 ºC than MH; MC2 and MH producedmore at 24 ºC, and MC1 and MC2 did not differ at30 ºC (Table 5).

All three nematode populations were able tocomplete one life cycle at all temperatures, except at 6ºC (Table 1). The number of days required for MHto complete a life cycle decreased with the increase in

temperature, with a minimum of 35 days at 30 ºC. Asimilar pattern was observed with MC1 and MC2,which took 39 days to complete a life cycle at 24 ºC,the same period required by MC2 at 30 ºC. The M.chitwoodi races were able to complete a life cycle fasterat the lower temperatures (12 to 24 ºC) than MH,and MH was faster at 30 ºC. However, at 24 and 30ºC all three populations were able to complete onelife cycle within five days of each other. At 12 and 18ºC MH required at least 11 days longer than the MCraces. Although none of the populations were able tocomplete a life cycle at 6 ºC, MC1 and MC2 wereable to produce egg masses (Table 3). However, noreinfection of roots by J2 was observed after 115days, when the experiment was terminated due to thedeath of the plants. The MC races may have beenable to complete a life cycle if the plants were able tosurvive longer at 6 ºC.

Preliminary studies conducted on the effect of

Table 4 - Numbers of egg per egg mass and total egg production of Meloidogyne chitwoodi races 1 (MC1) and 2 (MC2) and M. hapla (MH)on Russet Burbank potato seedlings at the completion of the first generation from J2 to J2.

Values are means of eight replicates. Values followed by the same low case letter in columns or values followed by the same capital letterin rows are not significantly different (P ≤ 0.05) according to Duncan’s Multiple Range Test, based on log-transformed data.1Generation not completed in 115 days.


Eggs / egg massMC1 -1 641 Aa 596 Aa 515 Ab 152 BbMC2 - 534 Aa 606 Aa 434 Ab 164 BbMH - 596 Aa 776 Aa 835 Aa 860 Aa

Total egg productionMC1 - 15,972 Aa 15,438 Aa 15,116 Ab 661 BaMC2 - 8,875 Ab 12,430 Aa 10,643 Ab 4,591 BbMH - 4,961 Cb 8,673 Ca 21,020 Ba 46,568 Ac

Table 5 - Number of egg per egg mass and total egg production of Meloidogyne chitwoodi races 1 (MC1) and 2 (MC2) and M. hapla (MH)on Russet Burbank potato seedlings at least 6 days prior to egg mass production of the second generation.

Values are means of eight replicates. Values followed by the same low case letter in columns or values followed by the same capital letterin rows are not significantly different (P ≤ 0.05) according to Duncan’s Multiple Range Test, based on log-transformed data.1Generation not completed in 115 days.


Eggs / egg massMC1 -1 559 Aa 739 Aa 764 Aa 73 BbMC2 - 416 Aa 780 Aa 770 Ab 99 BbMH - 438 Aa 763 Aa 952 Ab 1,013 Aa

Total egg productionMC1 - 15,021 Aa 12,121 Aa 11,821 Ab 1,344 BbMC2 - 2,965 Bb 9,226 Aab 17,377 Aa 1,135 CbMH - 3,642 Cb 8,497 Bb 19,089 ABa 55,438 Aa

160 Vol. 33(2) - 2009


temperature on the development duration of MC1and MH on potato roots were not consistent withresults reported in these studies (Charchar et al., 1984).The inconsistencies were due to several factors thatoccurred in the initial studies: 1) egg maturation wasnot taken into account, which would have lengthenedthe life cycle; 2) undesirable fluctuations in temperaturewere observed at 7 ºC during the experiment; and 3)confusion occurred in distinguishing between matrixmaterial and actual egg production. Thus, whenconducting life cycle studies, it is important that theexact stage of nematode development is known andcan be easily recognized.

The number of degree-days required for thenematodes to produce egg masses and complete alife cycle tended to increase with temperature (Table1). Because the MC races 1 and 2 began accumulatingheat units at lower temperatures, they required moreDD than MH at each temperature. The determinationof DD for a nematode to complete a life cycle isimportant in establishing predictive models (Ferris,1976). In the Pacific Northwest potato tubers are notinfected until J2 from the first generation appears. Thus,being able to predict the time of egg mass initiationin the roots and emergence of J2 will facilitate timingof nematode chemical control to protect the tubersfrom nematode invasion.

Although MH (isolate WAMH) J2 were able topenetrate roots at 6 ºC, they were not able to developto adult females within 115 days (Tables 2 and 3). Themost favorable temperature for development of MHfemales was at 30 ºC. The highest number of MC1females was observed at 12 ºC and 18 to 30 ºC forMC2. This indicates that MC2 has a higher temperaturetolerance than MC1 for female development.Development rate of MC2 was greater than MC1 at6 and 30 ºC indicating that MC2 has a widertemperature range than MC1. The development rateof MH and MC2 did not differ at 12 to 30 ºC, whichindicates a close similarity in the biological behaviorof these two isolates at egg mass initiation. Soiltemperatures did not seem to affect egg massproduction as it did female development. Egg masseswere produced by at least 88 % of the females at alltemperatures, except at 6 ºC where it was considerableless (Table 2), indicating that the J2 populations were

synchronized before inoculations.Under the temperature regime of this study, the

optimum temperature for total egg production ofMH was at 30 ºC (Tables 3, 4 and 5). It is possiblethat the optimum temperature for reproduction ofMH may be higher than 30 ºC. In addition, MHproduced more eggs / egg mass at 24 and 30ºC, andmore total eggs at 30 ºC than both MC races 1 and 2at the end of the first generation. These results obtainedwith MH were consistent with previous studies usingthe same isolate (Santo & O’Bannon, 1981b; O’Bannon& Santo, 1984). However, Griffin and Jorgensen(1969a) reported that the optimum temperature forMH reproduction was at 25 ºC and was partiallyinhibited at 30 ºC. These differences may be relatedto the abilities of the different isolates to tolerate higherand lower temperatures (Stephan & Trudgill, 1982).The MC races 1 and 2 had a wider optimumtemperature range for the total egg production at theend of the first generation (Table 4). Both racesproduced eggs equally well at 12, 18 and 24ºC.

In relation to M. chitwoodi, MC1 produced moretotal eggs than MC2 at 12 ºC, but no differences wereobserved in female development and the number ofeggs / egg mass at 12 ºC; MC2 had a higherreproductive potential at 30 ºC, indicating again ahigher temperature tolerance than MC1. Comparingtotal egg production at egg mass initiation (Table 3)to completion of the first generation (Table 4), it isinteresting to note that MC2 was able to produce eggsmore rapidly than MC1 from 12 to 30 ºC. From eggmass initiation to the completion of the first generation,the total egg production of MC2 compared to MC1increased from a low of 5-fold at 18 ºC to a high of14-fold at 30 ºC. Even though the ability of MH topenetrate roots and the length of its life cycle wereaffected at temperatures of 12 to 24 ºC, it did nothave a comparable effect on total egg productioncompared to MC1 and MC2.

Egg production of the first generation females atleast six days prior to egg mass initiation of the secondgeneration (Table 5) generally followed the samepattern observed at the end of the first generation(Table 4). The females continued to lay eggs for aperiod of time after completion of a life cycle. Itshould be noted that the completion of the life cycle


161


was determined from inoculated J2 to the detectionof J2 in the roots and the end of egg production wasnot taken into account. It was demonstrated here thatthe number of degree-days for the three nematodepopulations to complete their life cycles increased byincreasing the soil temperature. These findings wereconfirmed posterioly by Pinkerton et al. (1991) andDavid (2007).

Literature CitedBROWN, C.R. & MOJTAHEDI, H. 2005. Breeding for

resistance to Meloidogyne species and trichodorid-vectoredvirus. In: M. RAZDAN & A.K. MATTO (ed). GeneticImprovement of Solanaceous Crops. Vol. I: Potato.Science Publishers, Enfield, p.267-292.

BYRD, D.W.JR., T. KIRKPATRICK & K.R. BARKER.1983. An improved technique for cleaning and stainingplant tissues for detection of nematodes. Journal ofNematology, 15 (1): 142-143.

CHARCHAR, J.M. 1987. Effect of temperature on the lifecycle of Meloidogyne chitwoodi races 1 and 2 and M. hapla(PhD dissertation). Washington State University,Pulmann (WA) USA.

CHARCHAR, J.M., G.S. SANTO & J.H. O’BANNON.1984. Life cycle of Meloidogyne chitwoodi and M. hapla onpotato in controlled temperature tanks and microplots.In: INTERNATIONAL CONGRESS OFNEMATOLOGY, I, Guelph, Canada, p.18.

DAVID, N.L. 2007. Biology and management of Meloidogynechitwoodi using oxamyl on potato in the Western UnitedStates (PhD dissertation). Oregon State University,Corvallis (OR) USA.

DICKSON, D.W. & F.B. STRUBLE. 1965. A sieving-stainingtechnique for extraction of egg mass of Meloidogyneincognita from soil. Phytopathology, 55 (5): 497.

FERRIS, H.A. 1976. A generalized nematode simulatorbased on heat-unit summation. Journal of Nematology,8 (4): 284.

FINLEY, A.M. 1981. Histopathology of Meloidogyne chitwoodion Russet Burbank potato. Journal of Nematology, 13(4): 486-491.

GOMEZ, K.A. & A.A. GOMEZ. 1984. Statistical Proceduresfor Agriculture Research. John Wiley, New York., 680 p.

GRIFFIN, G.D. & E.C. JORGENSON. 1969a. Life cycle andreproduction of Meloidogyne hapla on potato. PlantDisease Reporter 53 (4): 259-261.

GRIFFIN, G.D. & E.C. JORGENSON, 1969b. Pathogenicityof the Northern root-knot nematode (Meloidogyne hapla)to potato. Proceedings, Helminthological SocietyWashington, 36 (1): 88-92.

HUSSEY, R.S. & K.R. BARKER, 1973. A comparison ofmethods of collecting inocula of Meloidogyne spp.including a new technique. Plant Disease Reporter, 57(12): 1025-1028.

INSERRA, R.N., N. VOVLAS, J.H. O’BANNON & G.D.

GRIFFIN. 1985. Development of Meloidogyne chitwoodion wheat. Journal of Nematology, 17 (3): 322-326.

MOJTAHEDI, H., C.R. BROWN & G.S. SANTO. 1995.Characterization of resistance in a somatic hybrid ofSolanum bulbocastanum and S. tuberosum to Meloidogynechitwoodi. Journal of Nematology, 27 (1): 86-93.

MOJTAHEDI, H., G.S. SANTO & J.H. WILSON. 1988.Host tests to differentiate Meloidogyne chitwoodi races 1and 2 and M. hapla. Journal of Nematology, 20 (3): 468-473.

MOJTAHEDI, H., G.S. SANTO, C.R. BROWN, H.FERRIS& V. WILLIAMSON. 1994. A new host race ofMeloidogyne chitwoodi from California. Plant Disease, 78:1010.

O’BANNON, J.N. & G.S. SANTO. 1984. Effect of soiltemperature on reproduction of Meloidogyne chitwoodiand M. hapla alone and in combination on potato andM. chitwoodi on rotation plants. Journal of Nematology,16 (3): 309-312.

PINKERTON, J.N., G.S. SANTO & H. MOJTAHEDI.1991. Population dynamics of Meloidogyne chitwoodi onRusset Burbank potatoes in relation to degree-dayaccumulation. Journal of Nematology, 23 (3): 283-290.

PINKERTON, J.N., H. MOJTAHEDI & G.S. SANTO.1986. Reproductive efficiency of Pacific Northwestisolates of Meloidogyne chitwoodi on alfalfa. Journal ofNematology, 18 (1): 62.

PINKERTON, J.N., H. MOJTAHEDI, G.S. SANTO & J.N.O’BANNON. 1987. Vertical migration of Meloidogynechitwoodi and M. hapla under controlled temperature.Journal of Nematology, 19 (2): 152-157.

SANTO, G.S. & J.H. O’BANNON. 1981a. Ecology of root-knot nematodes on Russet Burbank potato inWashington. Journal of Nematology, 13 (4): 459-460.

SANTO, G.S. & J.H. O’BANNON. 1981b. Effect of soiltemperature on the pathogenicity and reproduction ofMeloidogyne chitwoodi and M. hapla on Russet Burbankpotato. Journal of Nematology, 13 (4): 483-486.

SANTO, G.S. & J.N. PINKERTON. 1985. A second race ofMeloidogyne chitwoodi discovered in Washington State.Plant Disease, 69 (4): 361.

SANTO, G.S., J.H. O’BANNON, A.M. FINLEY & A.M.GOLDEN.1980. Occurrence and host range of a newroot-knot nematode (Meloidogyne chitwoodi) in the PacificNorthwest. Plant Disease, 64 (7): 951-952.

STEPHAN, Z.A. & D.L. TRUDGILL. 1982. Developmentof four populations of Meloidogyne hapla on two cultivarsof cucumber at different temperatures. Journal ofNematology, 14 (4): 545-549.

TAYLOR, A.L. & J.N. SASSER. 1978. Biology, identificationand control of root-knot nematodes (Meloidogynespecies). North Carolina State University Graphics,Raleigh (NC) USA, 111 p.

THOMASON, I.J. & B. LEAR. 1961. Rate of reproductionof Meloidogyne spp as influenced by soil temperature.Phytopathology, 51 (8): 520-524.

162 Vol. 33(2) - 2009

Marcelo M. Coutinho, Leandro G. Freitas, Wânia S. Neves, Rosangela Dallemole-Giaretta, Silamar Ferraz, Everaldo A. Lopes & Rosângela D.L. Oliveira

Incorporação de Farinha de Sementes de Mamão (Carica papaya L.) para oControle de Meloidogyne javanica*

Marcelo M. Coutinho1,2, Leandro G. Freitas2, Wânia S. Neves3, Rosangela Dallemole-Giaretta2, SilamarFerraz2, Everaldo A. Lopes2** & Rosângela D.L. Oliveira2

*Parte da Dissertação do primeiro autor para obtenção do grau de Mestre pela Universidade Federal de Viçosa (UFV),Viçosa (MG) Brasil.

1Bolsista da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES).2Departamento de Fitopatologia, UFV, 36570-000 Viçosa (MG) Brasil.

3Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais (EPAMIG), Unidade Regional Norte de Minas, 39527-000 NovaPorteirinha (MG) Brasil.

**Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 11 / 02 / 2009. Aceito em 13 / 05 / 2009Editado por Claudio Marcelo Oliveira

Resumo - Coutinho, M.M., L.G. Freitas, W.S. Neves, R. Dallemole-Giaretta, S. Ferraz, E.A. Lopes & R.D.L.Oliveira. 2009. Incorporação de farinha de sementes de mamão (Carica papaya L.) para o controle de Meloidogynejavanica.

O objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito da incorporação de farinha de sementes de mamão (FSM) emsubstrato coberto ou não com plástico sobre Meloidogyne javanica em tomateiros. Para tanto, três experimentosforam conduzidos com as seguintes dosagens: 0; 0,0625; 0,125; 0,25; 0,5; 1; 2; 4 ou 8 g de FSM / kg desubstrato. Em todos os experimentos, vasos contendo 0,5 kg de substrato foram infestados com 4.000 ovosde M. javanica. No primeiro e terceiro experimentos, os vasos foram mantidos cobertos com filme plásticotransparente (150 µm) por cinco dias antes do plantio de mudas de tomateiro. No segundo, os vasos nãoreceberam cobertura. No terceiro, os vasos foram mantidos em câmara de crescimento a 26 °C por cincodias, antes de serem levados para casa de vegetação. As avaliações foram realizadas após 45 dias do transplantio.A incorporação de FSM e a cobertura do substrato no primeiro experimento reduziram drasticamente apopulação de M. javanica, independente da dose do material orgânico. No segundo experimento, a redução nonúmero de galhas e de ovos foi superior a 80 %, apenas nas doses de 4 e 8 g de FSM / kg de substrato. Já noterceiro experimento, o número de galhas foi reduzido em 31, 35, 46 e 71 % pela aplicação de 0,125; 0,5; 4; e8 g de FSM / kg de substrato, respectivamente. Todas as doses testadas reduziram o número de ovos de M.javanica por sistema radicular, quando comparada com a testemunha sem FSM. A dose mínima efetiva de FSMem substrato descoberto foi 4 g / kg de substrato. A cobertura do substrato com plástico transparente porpelo menos cinco dias pode reduzir a quantidade de FSM para se obter controle eficiente de M. javanica.Palavras-chaves: nematoide-das-galhas, matéria orgânica, isotiocianato.

Summary - Coutinho, M.M., L.G. Freitas, W.S. Neves, R. Dallemole-Giaretta, S. Ferraz, E.A. Lopes & R.D.L.Oliveira. 2009. Incorporation of papaya (Carica papaya L.) seed flour for the control of Meloidogyne javanica.

The objective of this work was to evaluate the effect of the incorporation of papaya seed flour (PSF) andthe covering of the substrate with plastic for the control of Meloidogyne javanica. Three experiments were carriedout in order to test the effect of the following rates: 0; 0.0625; 0.125; 0.25; 1; 2; 4; and 8 g of PSF / kg ofsubstrate. In all experiments, the pots filled with 0.5 kg of substrate were infested with 4,000 eggs of M.javanica. In the first and third experiments, the pots were covered with transparent polyethylene plastic (150µm) for five days, in greenhouse, before planting tomato seedlings. In the second, the pots were uncovered. Inthe third, the pots were placed in the growth chamber at 26 °C for five days, before taking them to the

ARTIGO


163

Incorporação de Farinha de Sementes de Mamão (Carica papaya L.) para o Controle de Meloidogyne javanica

química e da quantidade incorporada ao solo(Rodríguez-Kábana et al., 1987; Lopes et al., 2005).Sementes de mamão (Carica papaya L.) sãosubprodutos da indústria de sucos, doces, geléias eoutros produtos alimentícios. Na medicina popular,são usadas no controle de vermes. Sua ação anti-helmíntica se deve à presença de glucosinolatos, quesão hidrolisados pela enzima mirosinase, originandoo composto benzil-isotiocianato, componente químicocom ação ovicida e larvicida (Krishnakumari &Majumder, 1960; Dar et al., 1965; Seo & Tang, 1982;Kermanshai et al., 2001). Possivelmente, a incorporaçãodas sementes de mamão ao substrato seja eficiente naredução da população de fitonematoides, em razãoda composição química desse material orgânico. Asupressão de patógenos e pragas pela liberação decompostos biocidas no solo, resultado dadecomposição de resíduos vegetais, é normalmenteconhecida por biofumigação (Kirkegaard et al., 1998).Dessa forma, o presente trabalho teve como objetivoavaliar o efeito da incorporação de diferentes dosesde farinha de sementes de mamão sobre M. javanica,cobrindo ou não os vasos com plástico transparente.

Material e MétodosOs ensaios foram conduzidos em casa de

vegetação e em câmara de crescimento doDepartamento de Fitopatologia, ambas localizadas nocampus da Universidade Federal de Viçosa.

Obtenção do inóculo. Para a obtenção emultiplicação do inóculo, populações de Meloidogynejavanica foram multiplicadas em tomateiros (Solanumlycopersicon ‘Santa Clara’), mantidos sob condições decasa de vegetação, por aproximadamente 70 dias.Antes da condução dos experimentos, foi realizada

IntroduçãoOs nematoides-das-galhas (Meloidogyne spp.)

causam perdas econômicas significativas na culturado tomate (Solanum lycopersicon), podendo variar de30 a 80 % (Lordello, 1978; Ferraz & Churata-Masca,1983; Roberts & May, 1986; Charchar & Aragão,2005). O controle do patógeno pode ser realizadopela aplicação de nematicidas. Entretanto, o usointensivo e indiscriminado desses produtos temcausado diversos prejuízos à saúde humana e aoambiente. Em razão desses impasses, muitospesquisadores têm estudado métodos de controle queminimizem o uso de insumos químicos. Dentro dessecontexto, a incorporação de matéria orgânica ao soloé uma das práticas culturais mais estudadas, pois alémde favorecer o controle de diversas doenças de plantas(Stirling, 1991), pode também melhorar ascaracterísticas físico-químicas do solo e aumentar apopulação de microrganismos antagonistas aosnematoides (Linford et al., 1938; Hoitink & Fahy,1986). Todavia, algumas substâncias nematicidasresultantes da decomposição dos resíduos orgânicospodem ser perdidas por volatilização (Stapleton, 2000;Souza, 2004). Portanto, aliar a incorporação de materialorgânico à cobertura do solo com filme plásticopoderia aumentar a possibilidade de manejo eficientede fitonematoides. Nessa condição, a ação supressorasobre a população do patógeno seria resultado doefeito conjunto e cumulativo dos compostosformados durante a decomposição e das altastemperaturas aprisionadas sob o plástico. Além disso,a quantidade de material orgânico a ser incorporadoao solo poderia ser reduzida na biofumigação.

A eficiência de determinado material orgânico nocontrole de nematoides depende de sua composição

greenhouse. Evaluations were performed forty-five days after transplanting the seedlings. Covering PSF amendedsubstrate in the first experiment reduced drastically M. javanica population, regardless of the organic amendmentrate. In the second experiment, the reduction of the number of galls and eggs was higher than 80 % at the ratesof 4 and 8 g of PSF / kg of soil, without covering. In the third experiment, the number of galls was reducedby 31, 35, 46 and 71 % by using 0.125; 0.5; 4; and 8 g of PSF / kg of soil, respectively. All rates reduced thenumber of eggs of M. javanica per root, when compared to the control. The minimum effective rate of PSFin uncovered soil was 4 g / kg of substrate. Covering the soil with transparent polyethylene plastic can reducethe quantity of PSF required for an efficient control of M. javanica.Key words: root-knot nematode, organic amendment, isothiocyanate.

164 Vol. 33(2) - 2009


eletroforese de isoenzimas para a confirmação daespécie e a verificação da pureza do inóculo.

Obtenção da farinha de sementes de mamão(FSM). As sementes de mamão foram cedidas pelaTropical Indústria de Alimentos S/A (TIAL) e secasao ar, em terreiro de café. Após a secagem, foramtrituradas em moinho de martelos rotativos equipadocom peneira de 3 mm de abertura e a farinha resultantefoi armazenada em local seco e ventilado, paraposterior utilização.

Efeito da aplicação de FSM para o controlede M. javanica. 1) Bioensaios em casa devegetação. No primeiro experimento, o substratocontido em vasos plásticos de 500 cm3 de capacidadefoi infestado com 4.000 ovos de M. javanica. Três diasapós a infestação do substrato, foram incorporadasas seguintes doses de FSM: 0; 0,0625; 0,125; 0,25; 0,5;1; 2; 4; ou 8 g FSM / kg de substrato. Após aincorporação, os vasos foram cobertos e vedadoscom plástico de polietileno transparente, comespessura de 150 µm, para verificar o possível efeitodo aumento da temperatura do substrato sobre osnematoides. Decorridos cinco dias após a coberturado substrato, uma muda de tomateiro ‘Santa CruzKada’ de 21 dias de idade foi transplantada por vaso.Ao final de 45 dias foram avaliados número de galhase de ovos, a massa da parte aérea, a altura das plantase a massa das raízes.

No segundo experimento, as mesmas doses deFSM descritas anteriormente foram incorporadas aosubstrato. Entretanto, após a incorporação da FSM,os vasos não foram cobertos com plásticotransparente. O primeiro e o segundo experimentoforam conduzidos simultaneamente na mesma casade vegetação e foram avaliadas as mesmas variáveis.A temperatura do ar e do substrato (a 10 cm deprofundidade) foi monitorada duas vezes ao diadurante os ensaios.

2) Bioensaio em câmara de crescimento. Vasosplásticos contendo de 0,5 kg de substrato foraminfestados com 4.000 ovos de M. javanica. Após trêsdias, as mesmas doses de FSM adotadas nosbioensaios anteriores foram incorporadas ao substratoe os vasos foram cobertos com plástico de polietilenotransparente com espessura de 150 µm, para verificaro possível efeito da retenção de produtos voláteis

produzidos durante a decomposição da FSM. Acobertura plástica foi retirada após cinco dias e umamuda de tomateiro foi transplantada em cada vaso.Desde a infestação do substrato até o transplantiodas mudas, os vasos foram mantidos em câmara decrescimento a 26 °C, com o objetivo de eliminar oefeito da variação de temperatura nos cinco primeirosdias após a incorporação da FSM. Em seguida, osvasos foram transferidos para casa de vegetação, ondepermaneceram por 45 dias até a avaliação. Atemperatura da casa de vegetação e do substrato foimonitorada durante todo o experimento. Avaliaram-se os números de galhas e de ovos, a massa da parteaérea, altura das plantas e a massa das raízes.

Delineamento experimental e análisesestatísticas. O delineamento adotado nosexperimentos foi inteiramente casualizado,empregando-se oito repetições por tratamento. Osdados foram analisados com o auxílio do programa‘Statistica 7.0’ (Statsoft, 2004), procedendo-se à análisedo intervalo de confiança entre as médias, associadaao teste T a 5 % de probabilidade, pois nenhummodelo foi ajustado para uma possível análise deregressão dos dados.

Resultados e DiscussãoA cobertura do substrato com plástico transparente

permitiu maior redução no número de galhas e deovos de M. javanica, em comparação com o substratonão coberto (Figura 1). A temperatura máxima médiado substrato coberto foi de 41,8 °C e no substratonão coberto foi de 35,5 °C. A elevação da temperaturaacima de 40 °C no substrato coberto pode tercontribuído para reduzir em 98 % o número de galhase de ovos, mesmo no tratamento sem a incorporaçãode FSM, cujo efeito seria apenas da cobertura dosubstrato com plástico. Neste caso, seria desnecessárioo uso de FSM, pois a solarização do substrato já seriasuficientemente efetiva no controle do nematoide.Stapleton & Duncan (1998) constataram que o númerode galhas em tomateiros foi reduzido de 95 a 100 %após incorporação de resíduos de brássicas ao solo,em combinação com o aquecimento do substratodurante sete dias a 38 °C. A temperatura ideal para aeclosão de M. javanica é de 30 °C, para a mobilidadedos juvenis é de 25 °C e temperaturas próximas a 40


165


Figura 1 – Número de galhas, de ovos, altura das plantas, massa da parte aérea e das raízes de tomateiros inoculados com M. javanica,quarenta e cinco dias após a incorporação ao substrato de diferentes doses de FSM, em substrato coberto (coluna à esquerda) e nãocoberto (coluna à direita) com plástico transparente por 5 dias. As barras representam o intervalo de confiança, associado ao teste Ta 5% de probabilidade. *Testemunha não solarizada.

0

100

200

300

400

500

600

0* 0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8

Doses (g FSM/ kg solo)

0

100

200

300

400

500

600

0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8

Dose FSM (g/kg de solo)

0

50000

100000

150000

200000

250000300000

350000

0* 0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0

20

40

60

80

100

0* 0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0

5

10

15

20

2530

35

0* 0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0

2

4

6

8

10

0* 0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0

50000

100000

150000

200000

250000

300000

0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0102030405060708090

0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0

5

10

15

20

25

30

0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


0123456789

0 0.0625 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


Nú

mer

od

ega

lhas

Nú

mer

od

ega

lhas

Nú

mer

od

eov

os

Nú

mer

od

eov

os

Alt

ura

das

pla

nta

s(c

m)

Alt

ura

das

pla

nta

s(c

m)

Pes

od

ap

arte

aére

a(g

)

Pes

od

ap

arte

aére

a(g

)

Pes

od

ara

iz(g

)

Pes

od

ara

iz(g

)

°C são letais ou subletais (Bird & Wallace, 1965). Dessaforma, o controle obtido no substrato inicialmentecoberto pode estar relacionado às elevadastemperaturas alcançadas nos primeiros após otratamento do substrato.

No substrato não coberto, houve redução

significativa de 82 e 86 % no número de galhas e de91 e 95 % no número de ovos ao se incorporar 4 e 8g FSM / kg de substrato, respectivamente (Figura 1).A altura das plantas não foi influenciada pela adiçãode FSM. Por outro lado, a incorporação de 4 e 8 gFSM / kg de substrato aumentou a massa das raízes,

166 Vol. 33(2) - 2009


em relação ao controle, em ambos os experimentos.A massa da parte aérea foi maior nas parcelas tratadascom FSM, e pode ser resultado da liberação denutrientes após a decomposição dos resíduosorgânicos (Stirling, 1991). A ação nematicida deextratos de sementes de mamão já havia sidodemonstrada contra Scutellonema bradys (Coimbra etal., 2006), M. incognita e M. javanica (Neves et al., 2005a,b). No entanto, conforme observado no presenteestudo, a incorporação de FSM ao substrato tambémé eficiente no controle de M. javanica. Possivelmente,o efeito nematicida das sementes de mamão sejaresultado da presença do composto benzil-isotiocianato, originado após a hidrólise doglucosinolato (Kermanshai et al. 2001). O fato de quenão houve controle efetivo quando o substrato nãofoi coberto aumenta a possibilidade de que o controleseja resultado da ação do isotiocianato e de outroscompostos nematicidas liberados pela FSM. A

redução no número de galhas e de ovos ocorreu apartir de 4 g de FSM / kg de substrato.

Plantas cultivadas em câmara de crescimento nãosofreram alterações significativas em relação à altura,massa da parte aérea e das raízes. Entretanto, o númerode galhas foi reduzido em 31, 35, 46 e 71 % após aaplicação de 0,125; 0,5; 4; e 8 g de FSM por kg desubstrato, respectivamente (Figura 2). Todas as dosesde FSM testadas reduziram o número de ovosquando comparados com a testemunha (Figura 3),embora o controle tenha sido parcial. Desse modo,pode-se concluir que a decomposição da FSM nosubstrato liberou gases nocivos ao nematoide. O efeitodo aumento das doses de FSM não foi tãopronunciado quando os vasos foram cobertos emantidos inicialmente em câmara de crescimento, emcomparação com a manutenção dos vasos em casade vegetação nos cinco primeiros dias. Tal diferençapode ser explicada pela variação de temperatura entre

Figura 2 - Número de galhas por sistema radicular de tomateiros inoculados com M. javanica, quarenta e cinco dias após a incorporaçãoao substrato de diferentes doses de FSM. Substrato mantido coberto com plástico transparente por 5 dias em câmara de crescimento,a 26 °C. As barras representam o intervalo de confiança, associado ao teste T, a 5% de probabilidade.

Figura 3 - Número de ovos por sistema radicular de tomateiros inoculados com M. javanica, quarenta e cinco dias após a incorporaçãoao substrato de diferentes doses de FSM. Substrato mantido coberto com plástico transparente por 5 dias em câmara de crescimento,a 26 °C. As barras representam o intervalo de confiança, associado ao teste T, a 5% de probabilidade.

0

200

400

600

800

0 0.065 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


Nú

mer

od

ega

lhas

0

100

200

300

400

500

0 0.065 0.125 0.25 0.5 1 2 4 8


Nú

mer

od

eov

os(x

1000

)


167


os dois experimentos. A temperatura média foiaproximadamente 9 °C mais elevada em casa devegetação do que em câmara de crescimento. Adecomposição da FSM pode ter sido acelerada portemperaturas mais altas, resultando em maiorprodução do gás isotiocianato.

Na ausência de cobertura do substrato complástico transparente, a dose mínima efetiva para ocontrole de M. javanica foi 4 g / kg de substrato.Considerando a aplicação em área total e aincorporação do material a 20 cm de profundidade,tal dose equivale a 8.000 kg / ha. Essa quantidade deresíduo é muito elevada, principalmente em razão dadisponibilidade das sementes de mamão serbasicamente concentrada em regiões próximas aunidades de processamento ou em polos produtoresda fruta. Desta forma, o uso de tais resíduos apenasseria viável para a aplicação em pequenas áreas,ambientes protegidos, tratamento de substrato para aprodução de mudas ou em culturas de alto valoreconômico (Lopes et al., 2008), principalmente emlocais próximos da fonte do material, em razão doscustos de transporte. Com o objetivo de reduzir asquantidades aplicadas de FSM, o substrato poderiaser coberto com plástico transparente por pelo menoscinco dias, após a incorporação do material. Destemodo, a eficiência de controle seria aumentada, vistoque a elevação da temperatura do substrato, além deacelerar a decomposição da FSM, poderia atuardiretamente causando a mortalidade dos nematoides.Estudos posteriores devem ser conduzidos emcondições de campo e envolvendo outrosfitopatógenos com o objetivo de validar o métodode controle avaliado neste trabalho.

AgradecimentosAs sementes de mamão foram gentilmente cedidas

pela Tropical Indústria de Alimentos S/A (TIAL).

Literatura CitadaBIRD, A.F. & H.R. WALLACE. 1965. The influence of

temperature on Meloidogyne hapla and M. javanica.Nematologica, 11: 581-589.

CHARCHAR, J.M. & F.A.S. ARAGÃO. 2005. Reproduçãode Meloidogyne spp. em cultivares de tomate e pepinosob estufa plástica e campo. Nematologia Brasileira, 29(2): 243-249.

COIMBRA, J.L., A.C.F. SOARES, M.S. GARRIDO, C.S.SOUSA & F.L.B. RIBEIRO. 2006. Toxicidade deextratos vegetais a Scutellonema bradys. PesquisaAgropecuária Brasileira, 41 (7): 1209-1211.

DAR, R.N., L.C. GARG & R.D. PATHAK. 1965.Anthelmintic activity of Caryca papaya seeds. IndianJournal of Pharmacy, 27: 335-336.

FERRAZ, L.C.C.B. & M.G.C. CHURATA-MASCA. 1983.Comportamento dos cultivares de tomateiro(Lycopersicon esculentum Mill.) de crescimento determinadoem relação ao nematoide Meloidogyne incognita (Kofoid& White, 1919) Chitwood, 1949. Científica, 11 (1): 87-91.

HOITINK, H.A.J. & P.C. FAHY. 1986. Basis for the controlof soilborne plant pathogens with compost. AnnualReview Phytopathology, 24: 93-114.

KERMANSHAI, R., B.E. McCARRY, J. ROSENFELD, P.S.SUMMERS, E.A. WERETILNYK & G.J. SORGER.2001. Benzyl isothiocyanate is the chief or soleanthelmintic in papaya seed extracts. Phytochemistry, 57:427-435.

KIRKEGAARD, J.A., M. SARWAR, J.N. MATTHIESSEN,G. THOMAS & A.A. MONTEIRO. 1998. Assessingthe biofumigation potential of crucifers. ActaHorticulturae, 459: 105–111.

KRISHNAKUMARI, M.K. & S.K. MAJUMDER. 1960.Studies on anthelmintic activities of seeds of Caricapapaya Linn. Annals of Biochemistry and ExperimentalMedicine, 20: 551-556.

LINFORD, M.B., Y. FRANCIS & J.M. OLIVEIRA. 1938.Reduction of soil populations of the root-knotnematode during decomposition of organic matter. SoilScience, 45 (2): 127-141.

LOPES, E.A., S. FERRAZ, L.G. FREITAS, P.A. FERREIRA& D.X. AMORA. 2005. Efeito da incorporação da parteaérea seca de mucuna preta e de tomateiro ao solo sobreMeloidogyne incognita e M. javanica. Nematologia Brasileira,29 (1): 101-104.

LOPES, E.A., S. FERRAZ, L.G. FREITAS & P.A.FERREIRA. 2008. Controle de Meloidogyne javanica comdiferentes quantidades de torta de nim (Azadirachtaindica). Revista Trópica, 1 (2): 17-21.

LORDELLO, L.G.E. 1978. Nematoides das plantascultivadas. Editora Nobel, São Paulo, 197 p.

NEVES, W.S., M.M. COUTINHO, R. DALLEMOLE-GIARETTA, R.J.F. ZOOCA, L.G. FREITAS & C.F.S.FABRY. 2005a. Atividade nematicida de extratos desemente de mamão sobre juvenis de Meloidogyne javanicae M. incognita. In: CONGRESSO BRASILEIRO DEFITOPATOLOGIA, XXXIII, Brasília. Resumos, p. 32.

NEVES, W.S., M.M. COUTINHO, R.J.F. ZOOCA, R.DALLEMOLE-GIARETTA & L.G. FREITAS. 2005b.Inibição da eclosão de juvenis de Meloidogyne javanica ede M. incognita por extrato aquoso de sementes demamão. In: CONGRESSO BRASILEIRO DEFITOPATOLOGIA, XXXIII, Brasília. Resumos, p. 32.

ROBERTS, P.A. & D. MAY. 1986. Meloidogyne incognita

168 Vol. 33(2) - 2009


resistance characteristic in tomato genotypes developedfor processing. Journal of Nematology, 18: 352-359.

RODRÍGUEZ-KÁBANA, R., G. MORGAN-JONES & I.CHET. 1987. Biological control of nematodes: Soilamendments and microbial antagonists. Plant and Soil,100: 237-247.

SEO, S.T. & C.S. TANG. 1982. Hawaiian fruit flies Diptera:(Tephritidae) toxicity of benzyl isothiocyanate against eggsor 1st instars of three species. Journal EconomicEntomology, 75: 1132-1135.

SOUZA, N.L. 2004. Interação entre solarização e incorporaçãoprévia de matéria orgânica no solo. SummaPhytopathologica, 30 (1): 142-143.

STAPLETON, J.J. 2000. Soil solarization in variousagricultural production systems. Crop Protection, 19:837-84.

STAPLETON J.J. & R.A DUNCAN. 1998. Soildesinfestation with cruciferous amendments andsublethal heating: effects on Meloidogyne incognita,Sclerotium rolfsii and Pythium ultimum. Plant Pathology,47: 737-742.

STATSOFT, Inc. 2004. Statistica for Windows (ComputerProgram Manual). Statsoft Inc., Tulsa (OK) EUA.

STIRLING, G.R. 1991. Biological control of plant parasiticnematodes: Progress, problems and prospects. CABInternational, Wallingford, 282 p.


169

Controle de Meloidogyne javanica com Pochonia chlamydosporia e Farinha de Sementes de Mamão

Controle de Meloidogyne javanica com Pochonia chlamydosporia eFarinha de Sementes de Mamão*

Marcelo M. Coutinho1,2, Leandro G. Freitas2, Rosangela Dallemole-Giaretta2, Wânia S. Neves3,Everaldo A. Lopes2** & Silamar Ferraz2

*Parte da Dissertação do primeiro autor para obtenção do grau de Mestre pela Universidade Federal de Viçosa (UFV),Viçosa (MG) Brasil.

1Bolsista da Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES).2Departamento de Fitopatologia, UFV, 36570-000 Viçosa (MG) Brasil.

3Empresa de Pesquisa Agropecuária de Minas Gerais (EPAMIG), Unidade Regional Norte de Minas, 39527-000 NovaPorteirinha (MG) Brasil.

**Autor para correspondência: [email protected]


Resumo - Coutinho, M.M., L.G. Freitas, R. Dallemole-Giaretta, W.S. Neves, E.A. Lopes & S. Ferraz. 2009.Controle de Meloidogyne javanica com Pochonia chlamydosporia e farinha de sementes de mamão.

Avaliou-se a efetividade do fungo nematófago Pochonia chlamydosporia, aplicado na forma de clamidósporosou de fibra de coco colonizada, juntamente com diferentes doses de farinha de sementes de mamão (FSM)para o controle de Meloidogyne javanica em casa de vegetação. No primeiro experimento, o isolado Pc-10 de P.chlamydosporia foi aplicado ao solo na forma de clamidósporos (5.000 / g de solo) simultaneamente com 0, 1,2 ou 4 g de FSM / kg de solo e 4.000 ovos de M. javanica por vaso. Após 15 dias, uma planta de tomateiro foitransplantada por vaso. Na avaliação, após 45 dias, em todos os tratamentos em que foram incorporados osclamidósporos do fungo, independentemente da adição de FSM, o número de ovos de M. javanica foi 56 a 61% menor do que no tratamento testemunha, e o número de galhas, 36 a 47 % menor. No segundo experimento,20 g de fibra de coco colonizada por P. chlamydosporia foram incorporados por quilo de solo juntamente comas diferentes doses de FSM e 4.000 ovos de M. javanica por vaso. Decorridos sete dias da infestação, transplantou-se uma muda de tomateiro em cada recipiente. Ao final de 45 dias, o número de galhas por sistema radicularfoi reduzido em 20, 31, 61 e 92 % para as doses da FSM de 0, 1, 2 ou 4 g / kg de solo, respectivamente. Emrelação ao número de ovos, as reduções foram de 45, 79 e 95 % quando a farinha foi incorporada nas dosesde 1, 2 ou 4 g / kg de solo, respectivamente.Palavras-chaves: nematoide-das-galhas, controle biológico, fungo nematófago, matéria orgânica.

Summary - Coutinho, M.M., L.G. Freitas, R. Dallemole-Giaretta, W.S. Neves, E.A. Lopes & S. Ferraz. 2009.Control of Meloidogyne javanica by Pochonia chlamydosporia and papaya seed flour.

The control efficiency of Meloidogyne javanica by the nematophagous fungus Pochonia chlamydosporia, applied inthe form of chlamydospores or as colonized coconut fiber, with different rates of papaya seed flour (PSF)was evaluated under greenhouse conditions. In the first experiment, P. chlamydosporia isolate Pc-10 was appliedinto the soil in the form of chlamydospores (5,000 / g of soil) simultaneously with 0, 1, 2 and 4 g of FSM /kg of soil and 4,000 eggs of M. javanica per pot. Tomato seedling was transplanted to each pot fifteen daysafter infestation. After 45 days, in all treatments in which the clamydospores were incorporated, regardless PSFamendment, the number of eggs and galls were reduced by 56 to 61 % and by 36 to 47 %, respectively, incomparison to the control. In the second experiment, 20 g of coconut fiber colonized by P. chlamydosporia wereincorporated per kilogram of soil, with different rates of FSM and with 4,000 eggs of M. javanica per pot.Seven days after soil infestation, one tomato seedling was transplanted to the each pot. Forty-five days later, the

ARTIGO

170 Vol. 33(2) - 2009

Marcelo M. Coutinho, Leandro G. Freitas, Rosangela Dallemole-Giaretta, Wânia S. Neves, Everaldo A. Lopes & Silamar Ferraz

spp., devido à significante proporção de massas deovos internas, não expostas ao parasitismo do fungo(Kerry, 2001). Para solucionar tal problema, umaalternativa seria combinar P. chlamydosporia com outrosmétodos de controle que não prejudicassem acolonização do fungo, como a adição de resíduosorgânicos com propriedades nematicidas (Bourne, 2001;Nico et al., 2004).

As sementes de mamão (Carica papaya), subprodutoda indústria de sucos, doces, geleias e outros produtosalimentícios, são conhecidas na medicina popular porsua ação anti-helmíntica. Elas são ricas em glucosinolatos,que ao serem hidrolisados pela enzima mirosinase,originam o composto benzil-isotiocianato, comcomprovada ação ovicida e larvicida (Dar et al, 1965;Seo & Tang, 1982; Kermanshai et al., 2001). Em razãode tal composição química, as sementes de mamãoapresentam potencial para o controle de fitonematoides.Os extratos preparados a partir desses resíduos inibiramdrasticamente a eclosão de juvenis de M. javanica e M.incognita (Neves et al., 2005a, b), assim como causaramacentuada inativação ou morte de juvenis de Scutellonemabradys (Coimbra et al., 2006) e de Meloidogyne spp. (Neveset al., 2005a, b).

A casca de coco é um subproduto da industrializaçãoda água de coco, e pode compor condicionadores desolo com características nematicidas, pois a fibra de cocomelhora as características físicas do solo, além de servirde substrato para a produção de P. chlamydosporia ‘in vitro’e favorecer o estabelecimento desse fungo em condiçõesde campo. Além disso, as cascas de coco, que necessitamde oito anos para sua completa decomposição, teriamum destino mais nobre, evitando o acúmulo deste resíduoem lixões e nas margens das estradas (Carrijo, 2002).

A ação combinada de P. chlamydosporia, farinha desementes de mamão (FSM) e fibra de coco édesconhecida. Os múltiplos benefícios que podem advirda interação entre a ação nematicida da FSM, oparasitismo promovido pelo fungo e as melhoriasestruturais do solo resultantes da incorporação da fibra

IntroduçãoOs nematoides-das-galhas (Meloidogyne spp.) são

responsáveis por grandes perdas em hortaliças,podendo inviabilizar áreas de produção quando a suainfestação é considerada alta (Sikora & Fernández,2004). Na tentativa de reduzir a população donematoide abaixo do nível econômico de dano, váriosmétodos de controle têm sido pesquisados, a fim deproporcionar o controle satisfatório destefitopatógeno, entre eles o controle biológico (Sikora& Fernández, 2004). Os organismos utilizados para ocontrole biológico podem ser introduzidos ou estarempresentes naturalmente no solo, controlando ospatógenos da área (Bridge, 1996). O estímulo paraaumentar a população e a eficiência dos antagonistaspode ser feito por meio da adição ao solo de materiaisorgânicos que também podem melhorar ascaracterísticas físico-químicas do solo e liberarcompostos nematicidas.

Entre os agentes de biocontrole de nematoidescom potencial de uso prático, pode-se destacar ofungo Pochonia chlamydosporia (Goddard) Zare & Gams,anteriormente conhecido como Verticilliumchlamydosporium (Kerry, 2001). Esse fungo possuicaracterísticas relevantes que favorecem seu uso comoagente de controle de nematoides, tais como: a) nãoser patogênico a plantas, seres humanos e outrosanimais; b) ser capaz de se estabelecer no solo, mesmona ausência de nematoides; c) ser parasita de ovos efêmeas de Meloidogyne spp. (Kerry, 2001); d) serconsiderado bom competidor saprofítico, na formade conídios, micélios e clamidósporos (Crump &Kerry, 1981; Kerry et al.,1984); e) ser capaz de colonizaras raízes de plantas e promover seu desenvolvimento(Hidalgo-Díaz et al., 2000; Lopez-Llorca et al; 2002;Monfort et al., 2005; Dallemole-Giaretta, 2008).Entretanto, a interação entre a planta hospedeira, onematoide e P. chlamydosporia deve ser considerada,visto que, em culturas altamente suscetíveis, oantagonista é menos efetivo em controlar Meloidogyne

number of galls was reduced by 20, 31, 61 and 92 % in the PSF rates of 0, 1, 2 and 4 g / kg of soil,respectively. Concerning the number of eggs, there was reduction of 45, 79 and 95 % when the PSF wasincorporated at 1, 2 and 4 g / kg of soil, respectively.Key words: root-knot nematodes, biological control, nematophagous fungi, organic amendment.


171


de coco são as premissas que motivaram a realizaçãodeste trabalho. Deste modo, o objetivo desta pesquisafoi avaliar a aplicação de P. chlamydosporia, incorporadaao solo na forma de clamidósporos ou de fibra de cococolonizada, juntamente com diferentes doses de farinhade sementes de mamão.

Material e MétodosOs ensaios foram conduzidos no laboratório de

controle biológico de fitonematoides do Instituto deBiotecnologia Aplicado à Agropecuária (BIOAGRO)e em casa de vegetação do Departamento deFitopatologia, no campus da Universidade Federal deViçosa.

Produção do nematoide para inóculo. Apopulação de M. javanica utilizada nos experimentosfoi multiplicada em tomateiros (Lycopersicon esculentum‘Santa Clara’), mantidos em vasos de 2.000 cm3 sobcondições de casa de vegetação, poraproximadamente 70 dias. Antes da condução dosexperimentos, foi realizada eletroforese de isoenzimaspara a confirmação da espécie e a verificação daausência de contaminação. Os ovos foram extraídospelo método de Hussey & Barker (1973), modificadopor Boneti & Ferraz (1981), e as suspensões resultantesforam calibradas para as inoculações com o uso demicroscópio estereoscópio e câmara de Peters.

Efeito da incorporação de farinha de sementesde mamão (FSM) e do fungo P. chlamydosporia,aplicado na forma de clamidósporos, sobre M.javanica. 1) Produção dos clamidósporos de P.chlamydosporia. O isolado de P. chlamydosporia (Pc-10), originário de Viçosa e pré-selecionado por reduziro número de galhas e de ovos em experimentospreliminares (Lopes et al., 2007; Dallemole-Giaretta,2008), foi repicado para placas de Petri contendo omeio CMA (“corn meal agar”) e incubado por 21dias, a 26 ºC, no escuro. Três discos de micélio de 7mm de diâmetro foram depositados no substratomantido em um frasco ‘erlenmeyer’ de 250 ml . Osubstrato foi composto por 40 g de milho triturado,40 g de areia (1:1, m:m) e 60 ml de água destilada,previamente autoclavados por 30 minutos. Após 21dias, o substrato colonizado pelo fungo foi retiradodo ‘erlenmeyer’ e recebeu 100 ml de água de torneira,para preparo de uma suspensão fúngica, que foi

filtrada em gaze dupla. O número de clamidósporosda suspensão foi quantificado com o auxílio de câmarade Neubauer e microscópio óptico. A suspensão foicalibrada para que fossem aplicados 5.000clamidósporos / g de solo.

2) Bioensaio em casa de vegetação. Vasosplásticos com capacidade de 500 cm3 foram cheioscom mistura de solo argiloso e areia na proporção1:1 (v:v), previamente tratada com brometo de metila.Esse substrato foi então umedecido atéaproximadamente 60 % da capacidade de campo einfestado com 4.000 ovos de M. javanica por vaso.Em seguida, foram incorporados os 5.000clamidósporos de P. chlamydosporia por grama de soloe a FSM nas doses de 0, 1, 2, ou 4g / kg de substrato.Os componentes de cada vaso foram colocados emum saco plástico de 5.000 cm3, homogeneizadosmanualmente e recolocados nos vasos. Os tratamentoscontendo apenas substrato e substrato maisnematoides foram utilizados como testemunhasnegativa e positiva, respectivamente. Decorridos quinzedias da infestação do solo, uma muda de tomateirocom 21 dias de idade foi transplantada para cada vaso.Quarenta e cinco dias após o transplantio foramavaliados a massa e a altura da parte aérea, a massado sistema radicular, além do número de galhas e deovos por planta. Para a retirada dos ovos do sistemaradicular, as raízes de cada planta foram agitadasmanualmente em NaOCl na concentração de 0,5 %,durante três minutos, segundo Hussey & Barker(1973). A seguir, os ovos foram coletados em peneirade 25 µm de abertura de malha (500 mesh), enxaguadosem água corrente e armazenados em tubos plásticosem geladeira a 7 ºC até o momento da avaliação. Osovos foram contados com o auxílio de câmara dePeters e microscópio estereoscópio.

Efeito da incorporação de fibra de cococolonizada por P. chlamydosporia e de farinhade sementes de mamão sobre M. javanica. 1)Produção do inóculo do fungo na fibra de coco.Após o crescimento de P. chlamydosporia em placas dePetri, discos de micélios com 7 mm de diâmetro,retirados das bordas das colônias, foram colocadosem 400 g de fibra de coco esterilizada, mantida em‘erlenmeyer’ de 1 l. Em seguida, o fungo foi incubadopor 21 dias, para a colonização da fibra de coco. Para

172 Vol. 33(2) - 2009


Figura 2 – Número de galhas de M. javanica por sistema radicular de tomateiros, obtidos aos 45 dias após a inoculação com Pochoniachlamydosporia (PC) e diferentes doses de farinha de sementes de mamão (FSM). Diferentes letras nos tratamentos indicam diferençaspelo teste de Duncan a 5 % de probabilidade.

Figura 1 – Número de ovos de M. javanica por sistema radicular de tomateiros, obtidos aos 45 dias após a inoculação com Pochoniachlamydosporia (PC) e diferentes doses de farinha de sementes de mamão (FSM). Diferentes letras nos tratamentos indicam diferençaspelo teste de Duncan a 5 % de probabilidade.

se determinar a quantidade de clamidósporosproduzidos pelo fungo no substrato, a suspensãofúngica foi preparada através da imersão de amostrasde fibra de coco colonizada em água de torneira e,em seguida, filtrada em gaze dupla. O número declamidósporos da suspensão foi quantificado com oauxílio de câmara de Neubauer e microscópio óptico.Foram produzidos 7.5 x 103 clamidósporos por gramade fibra de coco.

2) Bioensaio em casa de vegetação. Soloargiloso e areia 1:1 (v:v), previamente tratados combrometo de metila e distribuídos em vasos de 500cm3, foram infestados com 4.000 ovos de M. javanica,como no bioensaio anterior. Em seguida, a FSM, nasdoses 0, 1, 2, ou 4 g juntamente com 20 g de fibra decoco colonizada pelo fungo, foram adicionadas porquilo de solo. Dessa forma, o inóculo fúngico aplicadoao solo foi de 1.500 clamidósporos por grama desolo. A mistura foi homogeneizada por agitaçãomanual em saco plástico e vertida novamente nosvasos. Vasos contendo somente o substrato e o

substrato inoculado com o nematoide constituíramas testemunhas negativa e positiva, respectivamente.

Delineamento experimental e análisesestatísticas. O delineamento adotado nosexperimentos foi do tipo inteiramente casualizado,com oito repetições por tratamento. Os dados foramanalisados com o auxílio do programa ‘Statistica 7.0’(Statsoft, 2004). As médias foram comparadas entresi pelo teste de Duncan, ao nível de 5 % deprobabilidade. Foi obtida a análise de regressão doíndice de galhas e de ovos, resultante da divisão donúmero de galhas ou de ovos pela média dessesíndices nas respectivas testemunhas. O gráfico daregressão foi criado em função dos índices obtidos.

Resultados e DiscussãoA aplicação de P. chlamydosporia isoladamente ou

associada com a farinha de sementes de mamãoreduziu o número de galhas e de ovos de M. javanica,independentemente da quantidade de FSMincorporada ao solo (Figuras 1 e 2). O fungo, aplicado

0

200

400

600

800

MJ PC 1g FSM+PC 2g FSM+PC 4g FSM+PC

Tratamentos

a

b b bb

Nú

mer

od

eov

os(x

1000

)

0

200

400

600

800

MJ PC 1g FSM+PC 2g FSM+PC 4g FSM+PC

Tratamentos

a

bb

bb

Nú

mer

od

ega

lhas


173


isoladamente reduziu em 60 e 36 % o número deovos e de galhas do nematoide, respectivamente. Aadição de FSM não resultou em controle donematoide adicional ao uso do fungo. Não houvediferença entre as doses de FSM utilizadas, portantoa aplicação do antagonista foi o fator responsável pelocontrole de M. javanica neste experimento. Eraesperado que a aplicação conjunta de P. chlamydosporiacom FSM promovesse controle superior à aplicaçãodo fungo isoladamente, uma vez que, em trabalhosconduzidos por Neves et al. (2005a,b), a FSM reduziude forma acentuada a eclosão e causou inativação oumorte de juvenis de M. javanica e M. incognita. A massada parte aérea e das raízes e altura das plantas nãoforam influenciadas significativamente por nenhumtratamento.

Quando a fibra de coco colonizada pelo fungofoi incorporada juntamente com a FSM, no segundoexperimento, obteve-se uma resposta de função

quadrática para redução do índice do número de ovoscom o aumento das doses de FSM (Figura 3). A adiçãodo fungo, sem a incorporação da FSM, apresentouíndice de galhas superior ao apresentado quando FSMfoi adicionado ao solo. Ao aumentar as doses de FSM,o índice de ovos decresceu, proporcionando controlede 100 % do nematoide quando se incorporou 4 gde FSM para cada quilo de solo. Em relação aonúmero de galhas, o resultado foi semelhante,entretanto, expresso pela função linear y = 0,85 –0,24x (Figura 4). A altura das plantas, massa da parteaérea e massa da raiz não apresentaram diferençassignificativas em relação ao tratamento controle.

A densidade de inóculo do fungo (clamidósporos)incorporada neste experimento foi relativamentepequena, num total de 1.500 clamidósporos porgrama de solo. A baixa colonização da fibra de cocopode estar ligada à pequena quantidade dehemicelulose (3 a 12 %) presente na fibra de coco,

Figura 4 – Relação entre o índice de galhas e as doses 0, 1, 2, ou 4 g de FSM juntamente com 20 g de fibra de coco colonizada pelofungo Pochonia chlamydosporia por quilo de solo, 45 dias após a infestação do solo com 4.000 ovos de M. javanica.

Figura 3 – Relação entre o índice de ovos e as doses 0, 1, 2, ou 4 g de FSM juntamente com 20 g de fibra de coco colonizada pelofungo Pochonia chlamydosporia por kg de solo, 45 dias após a infestação do solo com 4.000 ovos de M. javanica.

Y = 1,03 - 0,58X +0,0821X2

R2

= 0,81

0

0,5

1

1,5

0 1 2 3 4

Doses de FSM (g/kg de solo)

Índ

ice

de

ovos

Y = 0,85 - 0,24X

R2

= 0,73

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

0 1 2 3 4

Doses de FSM (g/kg de solo)

Índ

ice

de

galh

as

174 Vol. 33(2) - 2009


que é a fração prontamente atacada pelosmicrorganismos (Noguera, 2000), o que pode terdificultado o estabelecimento de P. chlamydosporia.Machado & Campos (1997) demonstraram que odesenvolvimento de P. chlamydosporia pode ser afetadopelo tipo de substrato e que sua eficiência no controlede M. javanica pode ter relação direta com a maiorconcentração do inóculo inicial do fungo no substrato.Ao final dos experimentos, independente da adiçãoda FSM, o fungo P. chlamydosporia foi recuperado dosolo em todos os tratamentos, mostrando capacidadede se estabelecer nestas condições experimentais.

No primeiro experimento, adotou-se aconcentração de 5.000 clamidósporos / g de solo,comumente utilizada em experimentos com estefungo, a qual foi determinada como a concentraçãoideal para o controle de nematoides (De Leij & Kerry,1991; Kerry, 2001). A menor eficiência de P.chlamydosporia no controle de M. javanica quandoaplicado na forma de fibra de coco colonizada, porémsem a FSM, observada no segundo experimento, podeser explicada pela baixa quantidade do inóculoincorporada ao solo. Doses inferiores a 5.000clamidósporos / g de solo proporcionam baixocontrole de M. incognita (De Leij et al., 1992). Outrofato que pode ter afetado o desempenho doantagonista foi o tempo inicial diferenciado entre ainfestação do solo, com os clamidósporos do fungoe os ovos do nematoide, e o transplantio das mudasnos experimentos. No primeiro experimento, o tempode contato entre o antagonista e os ovos foi de quinzedias antes do transplantio do tomateiro e de sete diasno segundo experimento. O sucesso no controleutilizando o fungo P. chlamydosporia possivelmente podeestar associado ao tempo de exposição inicial entre aP. chlamydosporia e os ovos dos nematoides (Dallemole-Giaretta, 2008). Este maior tempo de exposição podeproporcionar melhor estabelecimento do fungo econsequentemente maior colonização dos ovos donematoide, reduzindo o inóculo inicial, a infecção dasraízes e, por consequência, o número de galhas e deovos dos nematoides infectando as raízes.

O efeito de doses de FSM no controle de M.javanica foi observado no experimento em que foramincorporadas a FSM e a fibra de coco colonizada pelofungo P. chamydosporia. Por outro lado, quando as

mesmas doses de FSM foram incorporadasjuntamente com o fungo, mas na forma declamidósporos, o efeito de doses de FSM não foiverificado. Possivelmente, as diferentes temperaturasatingidas durante a condução dos experimentospoderiam explicar tal discrepância. No primeiroexperimento, sem o efeito de dose de FSM, atemperatura média da casa de vegetação foi inferiorà encontrada no experimento onde se obteve o efeitode dose deste material com valores médios demáximas de 32,2 e 36,6 °C, respectivamente.Temperaturas mais elevadas acelerariam a velocidadede decomposição da FSM, facilitando a formaçãodo composto nematicida benzil-isotiocianato,originado da hidrólise do glucosinolato, conformeobservado por Souza (2004).

Conclui-se que o isolado de P. chlamydosporiautilizado neste trabalho é eficiente mesmo sem a adiçãode FSM para o controle de nematoides. A utilizaçãodo fungo em fibra de coco colonizada não se mostroupromissora como forma de introdução do fungo aosolo. Em estudos futuros, as doses entre 2 a 4 g deFSM / kg de solo devem ser novamente avaliadas,considerando que o controle mais eficiente donematoide ocorreu nesta faixa de aplicação doproduto. A aplicação de P. chlamydosporia deve ser feitaem solo infestado e deve-se aguardar um períodomaior do que uma semana antes do plantio, para queo fungo possa se estabelecer e atuar sobre o inóculoinicial do nematoide, sendo assim mais efetivo.

Literatura CitadaBONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação do

método para extração de ovos para Meloidogyne exiguaem raízes de cafeeiro. Fitopatologia Brasileira, 6: 553.

BOURNE, J.M. 2001. Making a soil suppressive to root-knot nematodes by applications of Verticilliumchlamydosporium. Tri-Trophic Interactions in theRhizosphere IOBC / WPRS Bulletin, 24 (1): 25-30.

BRIDGE, J. 1996. Nematode management in sustentableand subsistence agriculture. Annual ReviewPhytopathology, 34: 201-221.

CARRIJO, O.A., R.S. LIZ & N. MAKISHIMA. 2002. Fibrada casca do coco verde como substrato agrícola.Horticultura Brasileira, 20 (4): 533-535.

COIMBRA, J.L., A.C.F. SOARES, M.S. GARRIDO, C.S.SOUSA & F.L.B. RIBEIRO. 2006. Toxicidade deextratos vegetais a Scutellonema bradys. PesquisaAgropecuária Brasileira, 41 (7): 1209-1211.


175


CRUMP, D.H. & B.R. KERRY. 1981. A quantitative methodfor extracting resting spores of two nematode parasiticfungi, Nematophthora g ynophila and Verticilliumchlamydosporium, from soil. Nematologica, 27: 330-339.

DAR, R.N., L.C. GARG, R.D. PATHAK. 1965. Anthelminticactivity of Caryca papaya seeds. Indian Journal ofPharmacy, 27: 335-336.

DE LEIJ, F.A.A.M. & B.R. KERRY. 1991. Thenematophagous fungus Verticilllium chlamydosporium asbiological a potential control agent for Meloidogynearenaria. Revué Nématologie, 14 (1): 157-164.

DE LEIJ, F.A.A.M., B.R. KERRY. & J.A. DENNEHY 1992.The effect of fungal application rate and nematodedensity on the effectiveness of Verticill l iumchlamydosporium as a biological control agent forMeloidogyne incognita. Nematologica, 38: 112-122.

DALLEMOLE-GIARETTA, R. 2008 Isolamento eidentificação de Pochonia chlamydosporia de solosinfestados com Meloidogyne spp. e avaliação do potencialde controle de M. javanica e de promoção de crescimentode tomateiro (Tese de Doutorado). Departamento deFitopatologia, Universidade Federal de Viçosa, Viçosa(MG), 132 p.

HIDALGO-DÍAZ, L., J.M. BOURNE, B.R. KERRY & M.G.RODRÍGUEZ. 2000. Nematophagous Verticillium spp.in soil infested Meloidogyne spp. in Cuba: isolation andscreening. International Journal of Pest Management,46(4): 277-284.

HUSSEY, R.S. & K.R. BARKER. 1973. A comparison ofmethods of collecting inocula of Meloidogyne spp.,including a new technique. Plant Disease Reporter, 57: 1.025-1.028.

KERMANSHAI, R., B.E. MCCARRY, J. ROSENFELD, P.S.SUMMERS, E.A. WERETILNYK & G.J. SORGER.2001. Benzyl isothiocyanate is the chief or soleanthelmintic in papaya seed extracts. Phytochemistry, 57:427-435.

KERRY, B.R. 2001. Exploitation of nematophagous fungalVerticillium chlamydosporium Goddard for the biologicalcontrol of root-knot nematodes (Meloidogyne spp.). In:BUTT, T.M., C. JACKSON & N. MAGAN (ed). Fungias Biocontrol Agents: Progress, Problems and Potential.CAB International, Wallingford - UK, p. 380.

KERRY, B.R., A. SIMON & A.D. ROVIRA. 1984.Observations on the introduction of Verticilliumchlamydosporium and other parasitic fungi into soil forcontrol of the cereal cyst-nematode Heterodera avenae.Annual Applied. Biology, 105: 509-516.

LOPES, E.A., S. FERRAZ, P.A. FERREIRA, L.G.FREITAS, O.D. DHINGRA, C.G. GARDIANO & S.L.CARVALHO. 2007. Potencial de fungos nematófagosno controle de Meloidogyne javanica. NematologiaBrasileira, 31(2): 78-84.

LOPEZ-LLORCA, L.V., J.J. BORDALLO, J. SALINAS, E.MONFORT & M.L. LÓPEZ-SERNA. 2002. Use oflight and scanning electron microscopy to examinecolonisation of barley rhizosphere by thenematophagous Verticillium chlamydosporium. Micron, 33:61-67.

MACHADO, V.O.F. & V.P. CAMPOS. 1997. Cultivo defungos antagonistas em diferentes substratos e avaliaçãoda eficiência no controle de Meloidogyne javanica.Fitopatologia Brasileira, 22: 387-391.

MONFORT, E., L.V. LOPEZ-LLORCA, H.B. JANSSON,J. SALINAS, JA ON PARK & K.SIVASITHAMPARAM. 2005. Colonisation of seminalroots of wheat and barley by egg-parasiticnematophagous fungi and their effects onGaeumannomyces graminis var. tritici and development ofroot-rot. Soil Biology & Biochemistry, 37: 1229-1235.

NEVES, W.S., M.M. COUTINHO, R. DALLEMOLE-GIARETTA, R.J.F. ZOOCA, L.G. FREITAS & C.F.S.FABRY. 2005a. Atividade nematicida de extratos desemente de mamão sobre juvenis de Meloidogyne javanicae M. incognita. In: CONGRESSO BRASILEIRO DEFITOPATOLOGIA, XXXIII, Brasília. Resumos, p. 32.

NEVES, W.S., M.M. COUTINHO, R.J.F. ZOOCA, R.DALLEMOLE-GIARETTA & L.G. FREITAS. 2005b.Inibição da eclosão de juvenis de Meloidogyne javanica ede M. incognita por extrato aquoso de sementes demamão. In: CONGRESSO BRASILEIRO DEFITOPATOLOGIA, XXXIII, Brasília. Resumos, p. 32.

NICO, A.I., R.M. JIMÉNEZ-DÍAZ & P. CASTILLO. 2004.Control of root-knot nematodes by composted agro-industrial wastes in potting mixtures. Crop Protection,23: 581-587.

NOGUERA, P., M. ABAD, V. NOGUERA, R.PURCHADES, A. MAQUIERA. 2000. Coconut coirwaste, a new and viable ecologically-friendly peatsubstitute. Acta Horticulturae, 517: 279-286.

SEO, S.T. & C.S. TANG. 1982. Hawaiian fruit flies Diptera:(Tephritidae) toxicity of benzyl isothiocyanate against eggsor 1st instars of three species. Journal EconomicEntomology, 75: 1132-1135.

SIKORA, R.A. & E. FERNÁNDEZ. 2004. Nematodeparasites of vegetables. In: CHEN, Z., S. CHEN & D.W.DICKSON (ed). Nematology – Advances andPerspectives. Volume II: Nematode Management andUtilization. Beijing & Wallingford, Tsinghua UniversityPress & CABI Publishing, p. 319-392.

SOUZA, N.L. 2004. Interação entre solarização e incorporaçãoprévia de matéria orgânica no solo. SummaPhytopathologica, 30 (1): 142-143.

STATSOFT. 2004. Statistica for Windows (ComputerProgram Manual). Statsoft Inc., Tulsa (OK) EUA.

176 Vol. 33(2) - 2009

Fernando O.M. Pereira, Ricardo Moreira de Souza, Paulo M. Souza, Claudia Dolinski & Grace K. Santos

Estimativa do Impacto Econômico e Social Direto de Meloidogynemayaguensis na Cultura da Goiaba no Brasil

Fernando O.M. Pereira1, Ricardo Moreira de Souza1*, Paulo M. Souza2, Claudia Dolinski1 & Grace K. Santos1

1Laboratório de Entomologia e Fitopatologia, Universidade Estadual do Norte Fluminense Darcy Ribeiro (UENF),28015-620 Campos dos Goytacazes (RJ) Brasil.

2Laboratório de Engenharia Agrícola, UENF.Autor para correspondência: [email protected]


Resumo - Pereira, F.O.M., R.M. Souza, P.M. Souza, C. Dolinski & G.K. Santos. 2009. Estimativa do impactoeconômico e social direto de Meloidogyne mayaguensis na cultura da goiaba no Brasil.

Este estudo objetivou estimar o impacto causado pela meloidoginose da goiabeira, causada por M. mayaguensisaos produtores de goiaba em cinco Estados brasileiros. Através da análise de dados da área infestada pelonematoide, do padrão de evolução da doença, da produtividade média dos pomares infestados e dos coeficientestécnicos da cultura, comparou-se o valor presente líquido (a diferentes taxas de desconto) e a taxa interna deretorno de pomares sadios e afetados pelo nematoide. Nas regiões produtoras estudadas, o prejuízo diretocausado por M. mayaguensis foi estimado em 112,7 milhões de reais, aos quais se acrescentam o desemprego de3.703 trabalhadores rurais em tempo integral devido ao declínio e morte dos pomares. A estes valores somam-se impactos que não puderam ser calculados, mas estão associados às atividades econômicas associadas àgoiabicultura, como a redução da produção e comercialização de insumos, transporte, beneficiamento ecomercialização da produção e recolhimento de impostos. Este estudo evidencia a importância de M. mayaguensisno Brasil, cuja relevância poderá aumentar se outras áreas produtoras de goiaba forem infestadas e/ou seoutras culturas agrícolas forem seriamente afetadas por este nematoide.Palavras-chaves: nematoide-de-galhas, goiabicultura, Psidium guajava, perdas de produção, meloidoginose dagoiabeira.

Summary – Pereira, F.O.M., R.M. Souza, P.M. Souza, C. Dolinski & G.K. Santos. 2009. Estimate of theeconomical and social impact of Meloidogyne mayaguensis onto the guava crop in Brazil.

This study aimed to estimate the impact caused by M. mayaguensis Rammah & Hirschmann, 1988 ontoBrazilian guava growers. The net present worth (calculated at different discount rates) and the internal rate ofreturn of nematode-free and infested guava orchards were calculated based on the nematode-infested area infive States, the pattern of the disease, the average productivity of infested orchards and the crop’s technicalcoefficients. In the regions examined, the total economic loss caused by M. mayaguensis was estimated to be112.7 million reais (~US$ 61 millions). The decimation of the infested orchards resulted in the loss of 3,703full-time job positions. This economical and social impact does not take into account the up- and down-streameffects of the widespread decimation of guava orchards, which include decrease in the production andcommercialization of fertilizers and other items used for guava production, distribution, processing and resellingof the guava production and tax collection. This study indicates the economic importance of M. mayaguensis toBrazil, which may be further increased if other guava-producing regions become infested and/or if othercrops become widely parasitized by this nematode.Key words: root-knot nematode, Psidium guajava, yield losses.

ARTIGO


177

Estimativa do Impacto Econômico e Social Direto de Meloidogyne mayaguensis na Cultura da Goiaba no Brasil

torno do quinto ano após o plantio. Estudos realizadosem pomares comerciais por Souza et al. (2006) eGomes (2007) indicam que pomares em declínioapresentam queda de produtividade entre 30 e 70 %,dependendo do manejo fitotécnico do pomar e doemprego de práticas e/ou produtos com açãoantagônica ao nematoide.

Na impossibilidade de se obter dados específicossobre a incidência da meloidoginose em cada pomarafetado no RJ, CE, RN, BA e PE, adotou-se comohipótese de trabalho a evolução mais comumenteobservada para esta doença: no RJ, considerou-se ospomares em declínio no sexto ano após o plantio(produtividade de 50 % do potencial) e morte dasgoiabeiras no sétimo ano (produtividade nula). NaBA e PE, os pomares frequentemente permanecemem declínio no quinto e sexto anos (50 % deprodutividade), ocorrendo a morte no oitavo ano(José A. Valença - Plantec Engenharia AgronômicaLtda., comunicação pessoal). Este mesmo padrão foiadotado para RN e CE. Como a meloidoginoseprovoca o extermínio de todos os pomares afetados,considerou-se que todos os pomares infestados jáhaviam sido dizimados, permitindo assim o cálculodo impacto econômico e social do nematoide emvalores de 2008.

Para o RJ, adotou-se os coeficientes técnicos dagoiabicultura calculados por Ponciano et al. (2004), osquais representam condições de tecnologia média. Ospreços de insumos e serviços listados por aquelesautores foram corrigidos pelo índice IGP-DI paravalores de 2008 (Fundação Getúlio Vargas, 2008) econfirmados junto ao comércio local. O único itemque requereu ajustes foi o valor da terra, cujadefasagem foi corrigida sob a orientação doengenheiro agrônomo J.L. Pacelli Rocha (Laboratóriode Engenharia Agrícola, UENF / CCTA). Para PE eBA, os coeficientes técnicos atualizados para 2008foram fornecidos pela Plantec EngenhariaAgronômica Ltda. Para o RN e CE aplicaram-se osmesmos coeficientes, excetuando-se os gastos de usoda água de irrigação.

Com base nos coeficientes técnicos foramelaborados fluxos de caixa, os quais corresponderamaos valores monetários que representam as entradas(receitas efetivas) e saídas (dispêndios efetivos) de

IntroduçãoNos últimos anos, o nematoide-de-galhas da

goiabeira (NGG), Meloidogyne mayaguensis Rammah &Hirschmann, 1988, tornou-se o principal problemafitossanitário da cultura de goiaba (Psidium guajava) noBrasil. De fato, estima-se que mais de cinco milhectares (ha) desta cultura estejam infestados pelonematoide em vários Estados brasileiros. Devido àinexistência de métodos de controle eficientes, estameloidoginose invariavelmente causa, a médio prazo,o declínio dos pomares com acentuada queda deprodutividade, seguida de morte das goiabeiras.

Vários estudos estão sendo realizados sobre estadoença nas áreas de resistência genética (Burla et al.,2007; Carneiro et al., 2007), manejo de pomaresinfestados (Souza et al., 2006; Gomes, 2007) ecaracterização do patossistema (Gomes, 2007; Gomeset al., 2008). Até o momento, não foram realizadosestudos voltados à estimativa do impacto econômicoe social do NGG na cultura da goiaba (goiabicultura).

Sabe-se que esta atividade é desenvolvida quaseque exclusivamente por pequenos produtores, os quaisdependem desta cultura para sustentação econômica.A goiabicultura também incrementa atividadeseconômicas à montante e à jusante da propriedaderural, como a produção e comercialização de insumos,agroindústrias, transporte, distribuição ecomercialização da produção. Portanto, o objetivodeste trabalho foi estimar o impacto econômico esocial do NGG nas regiões goiabicultoras maisafetadas e naquelas nas quais foram realizadoslevantamentos de áreas infestadas, compreendendoos estados do Rio de Janeiro (RJ), Rio Grande doNorte (RN) e Ceará (CE), bem como os perímetrosirrigados pela CODEVASF próximos aos municípiosde Petrolina (PE) e Juazeiro (BA).

Material e MétodosSabe-se que o NGG pode provocar declínio e

morte de goiabeiras poucos meses após o seu plantio,caso as mudas tenham sido infectadas ainda no viveiroe/ou se o plantio for realizado em área altamenteinfestada. Entretanto, nematologistas e goiabicultoresrelatam que mais frequentemente o declínio causadopelo nematoide inicia-se quando o pomar chega àmaturidade e atinge o seu potencial produtivo, em

178 Vol. 33(2) - 2009


recursos e produtos por unidade de tempo. A diferençaentre receitas e despesas foi denominada fluxo líquido(Noronha, 1987).

Definiu-se como prejuízo decorrente dameloidoginose a redução nos indicadores deviabilidade econômica da goiabicultura. Foramconsiderados como indicadores o valor presentelíquido (VPL) e a taxa interna de retorno (TIR), queconsideram o efeito da dimensão tempo nos valoresmonetários. Segundo Nogueira (1999), o VPL écalculado transferindo-se para o presente todas asvariações do fluxo líquido, abatidas por uma taxa dedesconto definida. O valor desta taxa é igual aorendimento que poderia ser obtido pelo goiabicultorcaso este tivesse investido o seu capital em outraatividade. Segundo Lapponi (2000), o modelomatemático do VPL é

= ++−=

n

tt

t

K

FCIVPL

1 )1( [1]

no qual I é o investimento de capital na data zero,FCt representa o fluxo líquido na data t, n é o prazode análise do projeto e k é a taxa de desconto definida.Portanto, um projeto agrícola (um pomar de goiaba,por exemplo) será lucrativo se o valor presente defluxo líquido, calculado com a taxa mínima requeridak, superar o valor presente do investimento; entretantodará prejuízo se o VPL for negativo.

A TIR é a taxa interna de retorno do projetoagrícola, a qual por definição anula o VPL; em outraspalavras, a TIR torna o valor presente dos lucrosfuturos equivalentes aos gastos realizados com oprojeto, caracterizando assim a taxa de remuneraçãodo capital investido (Frizzone & Silveira, 2000). Ocálculo da TIR dá-se pelo modelo matemático

= +

+−=n

tt

t

TIR

FCI

1 )1(0 [2].

Resultados e DiscussãoDe acordo com as análises deste estudo, o impacto

econômico do NGG no RJ é mostrado na Tabela 1.

Em pomares sadios, o projeto agrícola apresentaindicadores econômicos atrativos, com TIR de 22,46% ao ano e VPL positivo, entre R$ 30.445,42 e R$73.639,36 por ha, dependendo da taxa de descontoconsiderada. Já nos pomares infestados pelo NGG,todos os indicadores revelam uma situação de prejuízofinanceiro. Devido à queda de produtividade, a TIRsofre redução de 32,54 pontos percentuais. Ocorretambém uma redução do VPL, cujo valor dependeda taxa de desconto utilizada; o VPL pode apresentarum prejuízo de até R$ 85.264,91 por ha, caso a taxade desconto considerada seja a de 6 % ao ano. Umavez que taxas de desconto mais elevadas reduzem arentabilidade dos pomares sadios, os prejuízosdecorrentes da meloidoginose seriam consideradosmenores se utilizadas taxas de desconto de 8, 10 ou12 % ao ano.

Considerando-se que no RJ a área infestada peloNGG é de cerca de 42,57 ha (Kawae, 2006), estima-se que o impacto econômico direto do NGG sobreos goiabicultores foi de R$ 3.629.727,22.Considerando-se que a goiabicultura emprega 0,73homens / ha / ano, os quais trabalham em média230 dias / ano, tem-se que o extermínio dos pomaresresultou na dispensa de mão-de-obra (MDO) de 167,9dias-homem / ha / ano ou 31 trabalhadores ruraisem tempo integral. Embora este valor pareça pequeno,deve-se considerar que boa parte da mão-de-obraempregada na goiabicultura é sazonal ou trabalha emtempo parcial; assim, acredita-se que um número bemmaior de trabalhadores tenha sido, de alguma maneira,afetado pela meloidoginose.

O impacto econômico do NGG no CE e RNestá sumarizado na Tabela 2. Nestes Estados tem-seum VPL de R$ 17.928,18 por ha (à taxa de 6 % aoano) para pomares sadios, o qual foi reduzido paraR$ 7.816,45 (negativos) nos pomares infestados, o

Tabela 1 – Valor Presente Líquido (VPL) por hectare de projetos de produção de goiaba sadios ou infestados por Meloidogynemayaguensis, considerando-se diferentes taxas de desconto, para o Estado do Rio de Janeiro, no ano de 2008.

1Taxa interna de retorno.

Condição do pomar Valores de VPL (em R$) TIR (%)1

6% 8% 10% 12%

Sadio (A) 73.639,36 55.532,96 41.473,97 30.445,42 22,46Infestado (B) -11.625,55 -12.383,35 -13.050,09 -13.637,26 -10,08

Prejuízo (B-A)-85.264,91 -67.916,31 -54.524,07 -44.082,68 -32,54


179


que resultou num prejuízo de R$ 25.744,63 por ha. Aárea infestada pelo NGG nestes estados é deaproximadamente 30 ha (Gustavo R.C. Torres,UFRPE, comunicação pessoal), o que resultou numprejuízo de cerca de R$ 772.338,90. Para estes Estadosnão foi possível calcular a TIR, pois a incidência dameloidoginose resultou num fluxo de caixa negativoa partir do quinto ano do pomar, inviabilizando ocálculo da TIR através da fórmula [2]. A dispensa deMDO foi de 22 trabalhadores.

O impacto econômico da meloidoginose noperímetro irrigado da BA e PE está sumarizado naTabela 3. Nesta região tem-se um VPL de R$ 8.595,57por ha (à taxa de 6 % ao ano) para pomares sadios, euma redução deste índice para R$ 13.062,40(negativos) nos pomares infestados. Assim,considerando-se que a área infestada pelo NGG é decerca de 5.000 ha (José A. Valença, comum. pessoal),tem-se um prejuízo direto de R$ 108.289.900,00 paraos goiabicultores. A dispensa de MDO nesta regiãofoi de 3.650 trabalhadores. Deve-se notar que a áreainfestada pelo NGG nos Estados da BA e PE épossivelmente maior do que a considerada nesteestudo.

Em resumo, a estimativa do prejuízo direto

causado pelo NGG para os goiabicultores das regiõesestudadas chega a R$ 112,7 milhões, ao qual se somaa dispensa de 3.703 trabalhadores rurais. Entretanto,é certo que o impacto vai além, em função da miríadede situações (e prejuízos) vividos pelos goiabicultores.Por exemplo, relatam-se goiabicultores quereplantaram pomares em áreas infestadas pordesconhecer o agente etiológico desta doença,reincidindo em prejuízo econômico. Além disto, emdiversas propriedades os goiabicultores utilizarammudas infectadas, resultando em pomares que sequerchegaram à fase produtiva.

As regiões produtoras consideradas neste trabalhosofreram também prejuízos indiretos às atividadeseconômicas posicionadas à montante e à jusante dapropriedade rural, como a produção e comercializaçãode insumos e serviços, distribuição, processamento ecomercialização de goiabas e arrecadação de impostos.A precariedade dos dados estatísticos sobre a culturada goiaba no Brasil e a complexidade destas atividadeseconômicas torna difícil a obtenção de estimativasconfiáveis do impacto econômico indireto do NGG.

A complexidade e a informalidade da atividadeagrícola dos pequenos produtores não permitem umaestimativa abrangente do impacto social do NGG

Tabela 2 – Valor Presente Líquido (VPL) por hectare de projetos de produção de goiaba sadios ou infestados por Meloidogynemayaguensis, considerando-se diferentes taxas de desconto, para os Estados do Rio Grande do Norte e Ceará, no ano de 20081.

1Dados baseados na incidência do nematóide nos municípios de Limoeiro do Norte e Cascavel (CE), Assu, Upanema, Baraúna e Touros (RN).2Taxa interna de retorno.3TIR incalculável pela fórmula [2].


6% 8% 10% 12%

Sadio (A) 17.928,18 14.368,50 11.311,54 8.675,74 20,26Infestado (B) -7.816,45 -8.230,44 -8.601,15 -8.933,64 Inc3

Prejuízo (B-A)-25.744,63 -22.598,94 -19.912,69 -17.609,38 Inc

Tabela 3 – Valor Presente Líquido (VPL) por hectare de projetos de produção de goiaba sadios ou infestados por Meloidogynemayaguensis, considerando-se diferentes taxas de desconto, para os pólos frutícolas irrigados pela CODEVASF nos Estados dePernambuco e Bahia, no ano de 20081.

1Dados baseados na incidência do nematóide nos municípios de Petrolina (PE) e Juazeiro (BA).2Taxa interna de retorno.3TIR incalculável pela fórmula [2].


6% 8% 10% 12%

Sadio (A) 8.595,57 5.868,45 3.534,75 1.530,21 11,91Infestado (B) -13.062,40 -13.202,55 -13.322,05 -13.423,58 Inc3

Prejuízo (B-A)-21.657,98 -19.071,00 -16.856,80 -14.953,79 Inc

180 Vol. 33(2) - 2009


nas regiões estudadas, seja na redução do recolhimentode impostos e de repasse destes em benefícios àsociedade, seja na sobrecarga dos programas públicosde suporte a trabalhadores desempregados e famíliasde baixa renda. Neste aspecto, deve-se destacar que oNGG provocou o desemprego de cerca de 3.703trabalhadores rurais em tempo integral. Presume-seque um número indeterminado de trabalhadoresligados às atividades econômicas à montante e àjusante da propriedade agrícola também tenha sidoafetado. Sabe-se ainda da incidência do NGG empomares de goiaba em outros Estados brasileiros.Entretanto, tratam-se de relatos isolados em regiõesnas quais não foram feitos levantamentos sistemáticospara se conhecer a dimensão da área infestada.

Possivelmente, o impacto do NGG deveráaumentar nos próximos anos, na medida em que estenematoide já foi relatado em outras culturas agrícolasbrasileiras, como o pimentão, tomate, fumo, alface,pepino, soja, acerola e mamão (Souza et al., 2006;Carneiro et al., 2006; Gomes et al., 2006; Soares et al.,2007). Sabe-se que este nematoide parasita tambémdiversas outras culturas e ervas daninhas.

Provavelmente, a cultura da goiaba continuará asofrer forte redução de sua área cultivada, a não serque sejam encontradas alternativas de controle para oNGG. Este nematoide desestruturou quase toda acadeia produtiva da goiaba nos pólos frutícolasirrigados pela CODEVASF. Situação semelhantepoderá ocorrer se o NGG vier a infestar a principalregião produtora brasileira, o Estado de São Paulo,na qual encontram-se cerca de 4.000 ha plantados. Éurgente pois que haja maior integração entre os gruposde pesquisa dedicados ao NGG no Brasil, bem comouma maior articulação destes com os goiabicultores eos órgãos de defesa fitossanitária federal e estaduais.Tal integração foi alcançada no RJ, a qual resultou napromulgação da resolução no. 20 da Secretaria deEstado de Agricultura, Pecuária, Pesca eAbastecimento que regulamenta a produção ecomercialização de mudas de goiabeiras visando aredução da disseminação do nematoide.

AgradecimentosOs autores agradecem a J.L. Pacelli Rocha, José

A. Valença, José Mauro C. Castro (Embrapa Semi-Árido) e Gustavo R.C. Torres pelas valiosasinformações fornecidas, sem as quais este trabalhonão poderia ter sido realizado.

Literatura CitadaBURLA, R.S., R.M. SOUZA, E. GONÇALVES Jr., & F.O.M.

PEREIRA. 2007. Reação de acessos de Psidium spp. aMeloidogyne mayaguensis. Nematologia Brasileira, 31: 127-128.

CARNEIRO, R.M.D.G., M.R.A. ALMEIDA, R.S. BRAGA,C.A. ALMEIDA & R. GIORIA, 2006. Primeiro registrode Meloidogyne mayaguensis parasitando plantas de tomatee pimentão resistentes à meloidoginose no Estado deSão Paulo. Nematologia Brasileira, 30: 81-86.

CARNEIRO, R.M.D.G., P.A. CIROTTO, A.P.QUINTANILHA, D.B. SILVA & R.G. CARNEIRO.2007. Resistance to Meloidogyne mayaguensis in Psidiumspp. acessions and their grafting compatibility with P.guajava cv. Paluma. Fitopatologia Brasileira, 32: 281-284.

FRIZZONE, J.A. & S.F.R. SILVEIRA. 2000. Análiseeconômica de projetos hidroagrícolas. In: SILVA, D.D.& PRUSKI, F.F. (ed). Gestão de Recursos Hídricos:Aspectos Legais, Econômicos, Administrativos e Sociais.Secretaria de Recursos Hídricos, Brasília (DF).Universidade Federal de Viçosa e Associação Brasileirade Recursos Hídricos, Porto Alegre, p. 449-617.

FUNDAÇÃO GETÚLIO VARGAS. 2008. FGV DADOS:informação econômica on-line. <http://fgvdados.fgv.br> acesso em fevereiro de 2009.

GOMES, V.M. 2007. Meloidoginose da goiabeira: estudossobre a sua patogênese e formas de convívio com adoença a campo. (Dissertação de Mestrado).Universidade Estadual do Norte Fluminense DarcyRibeiro, Campos dos Goytacazes (RJ), 67 p.

GOMES, C.B, D.L. LIMA & R.M.D.G. CARNEIRO. 2006.Ocorrência de Meloidogyne mayaguensis em fumo no estadode Santa Catarina In: CONGRESSO BRASILEIRO DENEMATOLOGIA, XXVI, Campos dos Goytacazes(RJ). Resumos, p. 88.

GOMES, V.M., R.M. SOUZA, M.M. SILVA & C.DOLINSKI. 2008. Caracterização do estado nutricionalde goiabeiras em declínio parasitadas por Meloidogynemayaguensis. Nematologia Brasileira 32 (2): 154-160.

KAWAE, L. 2006. Levantamento em Propriedades queApresentam Sintomas do Nematóide-de-galhas.SEAAPI / Superintendência de Defesa Sanitária, 1 p.

LAPPONI, J.C. 2000. Projetos de Investimento: Construçãoe Avaliação do Fluxo de Caixa. Modelos em Excel.Lapponi Treinamento e Editora, São Paulo, 376 p.

NOGUEIRA, E. 1999. Análise de investimentos. In:BATALHA, M. (ed). Gestão Agroindustrial. vol. 2.Atlas, São Paulo, p. 223-288.

NORONHA, J.F. 1987. Projetos Agropecuários:Administração Financeira, Orçamento e Viabilidade


181


Econômica. Atlas, São Paulo, 269 p.PONCIANO, N.J., P.M. SOUZA, H.T.C. MATA, J.R.

VIEIRA & I.F. MORGADO. 2004. Análise deviabilidade econômica e de risco da fruticultura na regiãoNorte fluminense. Revista de Economia e SociologiaRural, 42: 597-617.

SOARES, A.R., E.J. ALMEIDA, A.R. SILVA, B.F.F.BARBOSA & J.M. SANTOS. 2007. Novos registros

sobre Meloidogyne mayaguensis no Brasil. In:CONGRESSO BRASILEIRO DE NEMATOLOGIA,XXVII, Goiânia. Resumos, p. 114.

SOUZA, R.M., M.S. NOGUEIRA, I.M. LIMA, M.MELARATO & C. DOLINSKI. 2006. Manejo donematóide das galhas da goiabeira em São João da Barra(RJ) e relato de novos hospedeiros. NematologiaBrasileira, 30: 165-169.

182 Vol. 33(2) - 2009

João M. Charchar, Maria Esther N. Fonseca, Leonardo S. Boiteux & Artur F. Lima Neto

Ocorrência de Meloidogyne mayaguensis em Goiabeira noEstado do Tocantins

João M. Charchar1*, Maria Esther N. Fonseca1, Leonardo S. Boiteux1 & Artur F. Lima Neto2

1Embrapa Hortaliças, C. Postal 218, 70359-970 Brasília (DF) Brasil.2Fundação Universidade do Tocantins, Diretoria Estadual de Pesquisa Agropecuária, C. Postal 173, 77020-122 Palmas

(TO) Brasil.*Autor para correspondência: [email protected]


Resumo – Charchar, J.M., M.E.N. Fonseca, L.B. Boiteux & A.F. Lima Neto. 2009. Ocorrência de Meloidogynemayaguensis em goiabeira no estado do Tocantins.

Meloidogyne mayaguensis tem causado severas perdas de produção no cultivo da goiabeira (Psidium guajava) noBrasil. Este patógeno já foi relatado em diferentes regiões produtoras de goiabas, causando consideráveisprejuízos econômicos. O presente trabalho relata a ocorrência de M. mayaguensis em goiaba ‘Paluma’ no estadode Tocantins. Os sintomas da infecção de M. mayaguensis em goiabeiras com sete anos de idade incluíram quedaprematura de folhas e ramos, rachadura do tronco, declínio e morte das árvores. Fêmeas de M. mayaguensisapresentaram dois padrões perineais distintos: (a) padrão perineal com linhas laterais e superiores em arcosondulados e (b) padrão perineal com linhas laterais e superiores em arcos arredondados. Foi observado umfenótipo específico para o isolado de M. mayaguensis de Tocantins em análises com a enzima esterase. Este éaparentemente o primeiro relato formal de M. mayaguensis infectando goiabeiras no estado de Tocantins. Opatógeno foi provavelmente introduzido e disseminado no Estado via mudas de goiabeiras infectadas. Nestecontexto, o estabelecimento de um programa de produção de mudas certificadas é imprescindível para impediruma disseminação mais ampla de M. mayaguensis para outras regiões produtoras de goiaba no Estado.Palavras-chaves: Psidium guajava, nematoides-das-galhas, detecção.

Summary – Charchar, J.M., M.E.N. Fonseca, L.B. Boiteux & A.F. Lima Neto. 2009. Occurrence of Meloidogynemayaguensis on guava in Tocantins State, Brazil.

Meloidogyne mayaguensis might cause severe damage on guava (Psidium guajava) production in Brazil. Meloidogynemayaguensis has been already reported on several guava production areas throughout the country, causing importanteconomic losses. The present work describes the occurrence of M. mayaguensis on guava trees in TocantinsState. The symptoms on seven year old guava trees infected with M. mayaguensis were severe defoliation,followed by branch breakdown, trunk peeling and/or cracking, and tree decline and death. Females of M.mayaguensis displayed two distinct perineal patterns: (a) perineal pattern with lateral and superior lines disposedin waved arch and (b) perineal pattern with lateral and superior lines disposed in round arch. A phenotypespecific for the M. mayaguensis isolate from Tocantins was observed in esterase assays. This is the first formalreport of M. mayaguensis in Tocantins State. This nematode was more likely introduced into Tocantins viainfected guava seedlings. Therefore, it is crucial to establish a certificate program for production of guavaseedlings free of M. mayaguensis in order to avoid the dissemination of this pathogen to other guava-producingareas.Key words: Psidium guajava, root-knot nematode, detection.

COMUNICAÇÃO


183

Ocorrência de Meloidogyne mayaguensis em Goiabeira no Estado do Tocantins

desfolhamento, queda prematura de ramos, rachadurasdos troncos seguidos de um acentuado “declínio” eposterior morte das árvores. Foi detectado umnúmero abundante de galhas nos sistemas radicularesnas amostras obtidas. Árvores mais jovens (com doisanos de idade) apresentaram galhas radiculares ebordas foliares necrosadas à semelhança de plantascom deficiência de magnésio (Figura 1E-F). Oobjetivo do presente trabalho foi confirmar oenvolvimento da espécie M. mayaguensis como agentecausal de uma meloidoginose em pomares comerciaisde goiabeira no Estado do Tocantins.

Raízes de goiabeiras jovens e também algumasárvores mais velhas (entre dois e sete anos) foramcoletadas de um pomar de 4 ha no município dePorto Nacional (estado de Tocantins) apresentandoos sintomas ilustrados na Figura 1. Os fragmentos deraízes obtidos destas goiabeiras em Porto Nacionalforam lavados, acondicionados em sacos plásticos eenviados ao laboratório de Nematologia da EmbrapaHortaliças, em Brasília (DF). Inicialmente, algumasmassas de ovos foram retiradas dos fragmentos deraízes das goiabeiras de ambas as idades e inoculadasem raízes de tomateiro (Solanum lycopersicum) ‘Rutgers’(suscetível), que foram mantidas em casa de vegetação.Os sintomas de galhas e a produção de massas deovos foram reproduzidos na cultivar ‘Rutgers’.

No exame morfológico, 100 cortes perineais defêmeas adultas do nematoide (50 de goiabeiras jovense 50 de árvores mais velhas) foram lavados em ácidolático a 40 %, montados em lâminas e lamínulas comglicerina, observados sob microscópio fotônico efotografados (Eisenback, 1985). Os padrões perineaisdescritos por Yang & Eisenback (1983), Rammah &Hirschmann (1988) e Eisenback & Hirschmann-Triantaphyllou (1991) foram tomados comoreferência para a identificação da espécie. Para análisedo fenótipo da enzima esterase foram utilizadas trêsfêmeas adultas intactas obtidas de goiabeiras jovens etrês fêmeas obtidas de árvores mais velhas, tendocomo base o protocolo de Esbenshade &Triantaphyllou (1985a). O fenótipo de esterase destesdois extratos foi comparado com os descritos porEsbenshade & Triantaphyllou (1985b), Eisenback &Hirschmann-Triantaphyllou (1991) e Carneiro et al.(2001; 2006a e 2006b). No presente trabalho, a

ConteúdoMeloidogyne mayaguensis é atualmente o nematoide-

das-galhas mais importante nos cultivos comerciaisde goiabeiras (Psidium guajava) no Brasil (Carneiro etal., 2001; 2006a; 2006b). Análises morfológicas,bioquímicas e moleculares mais recentes (Xu et al.,2004) têm indicado que M. mayaguensis e Meloidogyneenterolobii (Yang & Eisenback, 1983) podemrepresentar uma mesma espécie. No Brasil, a espécieM. mayaguensis foi primeiramente assinalada no ano2000 em Pernambuco (Petrolina) e na Bahia (Curuçáe Maniçoba). Os danos causados por este nematoide,sete anos após o registro da epidemia, resultaram emuma drástica redução da área plantada de 6.000 hapara 1.700 ha (Carneiro et al., 2006a). Após esteprimeiro relato, a espécie M. mayaguensis tem sidotambém detectada em outros estados e municípiosbrasileiros: Piauí, Rio Grande do Norte (Touros);Ceará (Açu e Limoeiro do Norte), Rio de Janeiro(São João da Barra e Mata Atlântica), Minas Gerais,São Paulo (Carneiro et al., 2006b; EPPO, 2008) e,mais recentemente, no Espírito Santo (Carneiro et al.,2007). No município de Santa Mariana (PR), estepatógeno foi detectado em raízes de goiabeira etambém em diferentes plantas invasoras (Carneiro etal., 2006b), incluindo picão preto (Bidens pilosa),abóbora (Curcubita pepo), caruru amargo (Erechtiteshieracifolius) e em uma espécie de orquídea nativa(Oeceoclades maculata). Este nematoide é também capazde infectar variedades resistentes de tomateiro(Solanum lycopersicum) ‘Andrea’ e ‘Débora’ R’; soja(Glycine max) ‘Forest’, batata-doce (Ipomoea batatas)‘CDH’, cafeeiro (Coffea arabica) ‘Mundo Novo’,pimentão (Capsicum annuum) ‘Silver’ e ‘Magali R’ e apimenteira (C. frutescens) ‘Santanka 40’ (Carneiro et al.,2006b).

Nos anos de 2006-2007, pomares com goiabeiras(cultivar Paluma), ocupando uma área de cerca de 4ha no município de Porto Nacional, no Estado doTocantins, foram severamente afetados por um“declínio” associado com a presença de umameloidoginose. Estes pomares foram estabelecidoscom mudas procedentes do município de Petrolina(PE). Os sintomas da infecção do nematoide emgoiabeiras mais velhas (árvores com sete anos deidade) constituíram-se, inicialmente, por severo

184 Vol. 33(2) - 2009


caracterização do fenótipo de esterase foi feita como uso do gel de poliacrilamida como descrito porMorris & Wright (1974). Fêmeas adultas de M. javanica,processadas com as técnicas descritas acima, foramincluídas como padrão nos estudos bioquímicos.

O exame morfológico indicou que fêmeasextraídas de raízes de árvores jovens e velhas degoiabeiras de Tocantins apresentaram dois padrõesperineais: (A) (MMAY1) padrão perineal 1, exibindolinhas laterais e superiores em arcos ondulados, queocorreu em 30 % das amostras observadas e (B)(MMAY2) padrão perineal 2, exibindo linhas lateraise superiores em arcos arredondados, que ocorreu em40 % das amostras. Este último padrão aparece nadescrição original de Rammah & Hirschmann (1988)e é típico de M. mayaguensis. O padrão MMAY1 diferedo descrito originalmente para a espécie e poderepresentar uma característica peculiar dos isoladosde Tocantins. Os demais padrões analisados (30 %)representaram variantes de MMAY1 ou de MMAY2

(Figura 2 A-B). O padrão perineal de M. javanica(MJAV), usado como comparação, apresentou típicaslinhas incisórias diagonais nos campos laterais (Figura2 C). No exame bioquímico, observou-se que ofenótipo de esterase de M. mayaguensis apresentou opadrão característico da espécie com duas bandasfortes nas posições descritas por Carneiro et al. (2001;2006a; 2006b). No entanto, a metodologia deeletroforese de alta resolução (Morris & Wright, 1974)empregada no presente trabalho, permitiu avisualização de um total de cinco bandas nestapopulação (Figura 3). Estas mesmas cinco bandas,com pequenas diferenças na mobilidade eletroforética,podem ser também observadas no padrão de esterasedescrito para isolados chineses de M. mayaguensis (=M. enterolobii) (Xu et al., 2004). A variação de resultadosem relação ao perfil das bandas, isto é, visualizaçãode bandas mais tênues, do padrão de esterase podetambém ser explicada por pequenas diferenças noprotocolo de extração das enzimas. No presente

Figura 1. Sintomatologia em árvores de goiabeira induzida pela infecção de Meloidogyne mayaguensis. Árvores velhas mortas: (A)declínio; (B) queda prematura de folhas; (C) rachadura do tronco; e (D) galhas radiculares necrosadas. Árvores jovens vivas: (E) folhascom bordas necrosadas e (F) galhas radiculares não necrosadas.


185

Ocorrência de Meloidogyne mayaguensis em Goiabeira no Estado do Tocantins

Figura 3. Fenótipos de esterase de Meloidogyne javanica (MJAV) e M. mayaguensis (MMAY). Meloidogyne javanica apresentou três bandasfortes (BF1 – BF3) e M. mayaguensis apresentou cinco bandas, duas BF e três bandas fracas (BFR). As velocidades de migração (Vm)de bandas são: (ML) muito lenta, (L) lenta, (M) moderada e (R) rápida.

Figura 2. Variação no padrão perineal de fêmeas de Meloidogyne mayaguensis. (A) MMAY1- M. mayaguensis padrão perineal 1 com linhassuperiores e laterais em arcos ondulados; (B) MMAY2- M. mayaguensis padrão perineal 2 com linhas superiores e laterais em arcosarredondados; e (C) MJAV-M. javanica.

trabalho, a extração foi realizada utilizando-se trêsfêmeas, enquanto que apenas uma fêmea foi utilizadanos trabalhos descritos por Carneiro et al. (2001; 2006ae 2006b) e quatro fêmeas foram utilizadas por Xu etal. (2004).

A análise morfológica dos cortes perineais e osfenótipos de esterase dos espécimes indicaram que aespécie responsável por causar galhas radiculares emorte das goiabeiras ‘Paluma’ em pomares localizadosno município de Porto Nacional (TO) pode serclassificada como M. mayaguensis. Este é o primeiro

registro deste fitonematoide na referida mirtácea noestado de Tocantins. A fruticultura no Estado deTocantins está em plena expansão, porém as áreascultivadas são pequenas e compõem-se,principalmente, de goiabeiras. Plantas doentes comsintomas típicos de M. mayaguensis foram coletadassomente de uma área de 4 ha localizada no municípiode Porto Nacional, não existindo informação daocorrência do nematoide nas goiabeiras de outrosmunicípios. Atualmente, está sendo implantado oProjeto de Fruticultura Irrigado do Tocantins (PFIT)

186 Vol. 33(2) - 2009


com área de aproximadamente 20.000 ha de diferentesárvores frutíferas, semelhante ao projeto no Vale doRio São Francisco (PE). No PFIT, aproximadamente5.000 ha de fruteiras já foram implantados. Outroprojeto de 5.000 ha com frutíferas está sendo instaladonas regiões compreendendo os municípios de PortoNacional e Palmas.

Em trabalhos anteriores, M. mayaguensis foi relatadocomo parasita de várias espécies botânicas entrefruteiras, hortaliças e outras plantas (EPPO, 2008).Portanto, existe a necessidade na elaboração detrabalhos para determinar, com maior precisão, ocírculo de hospedeiras de M. mayaguensis incluindofrutíferas e hortaliças, uma vez que inúmeros projetosirrigados estão sendo instalados em todo o país. Umainformação relevante do ponto de vista do círculode hospedeiras e da epidemiologia de M. mayaguensisfoi a constatação que as raízes das árvores de fruta-pinha (Annona squamosa), localizadas ao lado dasgoiabeiras infectadas em Porto Nacional, estavamisentas de galhas radiculares.

Fontes de resistência a M. mayaguensis têm sidoidentificadas e podem ser empregadas como porta-enxertos para cultivares de goiabeira comcaracterísticas comerciais superiores (Carneiro et al.,2007). Existe também a necessidade doestabelecimento, em caráter emergencial, de umprograma de certificação de mudas de goiabeiras livredo nematoide, na tentativa de bloquear a disseminaçãodo patógeno para outros pólos de produçãocomercial de goiaba que ainda não existem registrosda presença de M. mayaguensis.

Literatura CitadaCARNEIRO, R.M.D.G, W.A MOREIRA, M.R.A

ALMEIDA & A.C.M.M GOMES. 2001. Primeiroregistro de Meloidogyne mayaguensis em goiabeira no Brasil.Nematologia Brasileira, 25: 223-228.

CARNEIRO, R.G., A.P.A MÔNACO, M.P MORITZ, K.CNAKAMURA & A SCHERER. 2006a. Identificação deMeloidogyne mayaguensis em goiabeira e em plantasinvasoras, em solo argiloso, no estado do Paraná.Nematologia Brasileira, 30: 293-298.

CARNEIRO, R.M.D.G, M.R.A ALMEIDA, R.S BRAGA,C.A ALMEIDA & R GIORIA. 2006b. Primeiro registrode Meloidogyne mayaguensis parasitando plantas de tomatee pimentão resistentes à meloidoginose no estado deSão Paulo. Nematologia Brasileira, 30: 81-86.

CARNEIRO, R.M.D.G, P.A CIROTTO, D.B SILVA & R.GCARNEIRO. 2007. Resistance to Meloidogyne mayaguensisin Psidium spp. accessions and their grafting compatibilitywith P. guajava cv. Paluma. Fitopatologia Brasileira 32:281-284.

EISENBACK, J.D. 1985. Techniques for preparingnematodes for scanning electron microscopy. In:BARKER, K.R., C.C. CARTER & J.N. SASSER (ed).An Advanced Treatise on Meloidog yne. vol. 2,Methodology. North Carolina State University Graphics,Raleigh, p. 79-105.

EISENBACK, J.D. & H HIRSCHMANN-TRIANTAPHYLLOU. 1991. Root-knot nematodes:Meloidogyne species and races. In: W. R NICKLE (ed).Manual of Agricultural Nematology. Marcel Dekker,New York, p. 191-274.

EPPO (European and Mediterranean Plant ProtectionOrganization). 2008. An Emerging Root-knotNematode, Meloidogyne enterolobii: Addition to the EPPOAlert List. EPPO Reporting Service no. 5, Paris, 26 p.

ESBENSHADE, P.R. & A.C TRIANTAPHYLLOU 1985a.Electrophoretic methods for the study of root-knotnematodes enzymes. In: BARKER, K.R., C.CCARTER & J.N SASSER (ed). An Advanced Treatiseon Meloidogyne. vol. 2, Methodology. North CarolinaState University Graphics, Raleigh, p. 115-123.

ESBENSHADE, P.R. & A.C TRIANTAPHYLLOU. 1985b.Use of enzyme phenotypes for identification ofMeloidogyne species. Journal of Nematology 17: 6-20.

MORRIS, T.J. & N.S WRIGHT. 1974. Detection onpolyacrylamide gel of a diagnostic nucleic acid from tissueinfected with potato spindle tuber viroid. America PotatoJournal, 52: 57-63.

RAMMAH, A. & H HIRSCHMANN. 1988. Meloidogynemayaguensis n. sp. (Meloidogynidae), a root-knotnematode from Puerto Rico. Journal of Nematology20:58-69.

YANG, B. & J.D EISENBACK. 1983. Meloidogyne enterolobiin. sp. (Meloidogynidae), a root-knot nematodeparasitising pacara earpod tree in China. Journal ofNematology 15: 381-391.

XU, J., P LIU, Q MENG & H. LONG. 2004. Characterisationof Meloidogyne species from China using isozymephenotypes and amplified mitochondrial DNArestriction fragment polymorphism. European Journalof Plant Pathology 110: 309-315.


187

Primeiro Relato da Ocorrência de Meloidogyne paranaensis em Cafeeiro no Estado de Goiás

Primeiro Relato da Ocorrência de Meloidogyne paranaensis em Cafeeirono Estado de Goiás

Rodrigo V. Silva, Rosângela D.L. Oliveira* & Laércio Zambolim

Laboratório de Nematologia, Departamento de Fitopatologia, Universidade Federal de Viçosa, 36570-000 Viçosa (MG)Brasil.

*Autora para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 05 / 11 / 2008. Aceito em 09 / 12 / 2008Editado por Claudio Marcelo G. Oliveira

Resumo - Silva, R.V., R.D.L. Oliveira & L. Zambolim. 2009. Primeiro relato da ocorrência de Meloidogyneparanaensis em cafeeiro no Estado de Goiás.

Relata-se a primeira ocorrência de Meloidogyne paranaensis no Estado de Goiás parasitando o cafeeiro. Asplantas severamente infectadas, com sintomas do parasitismo do nematoide-das-galhas, foram procedentesde uma lavoura de café irrigado, localizada do município de Catalão. Realizou-se a identificação por meio daeletroforese de isoenzimas confirmando os fenótipos de esterase (P1) e malato desidrogenase (N1) característicosde M. paranaensis. Esta ocorrência deve servir de alerta aos produtores e autoridades do Estado, de modo aprevenir a sua disseminação. Faz-se ainda necessário, a realização de um levantamento nas áreas cultivadas comcafeeiro, para a detecção de possíveis novos focos desse e de outros fitonematoides.Palavras-chaves: nematoide das galhas, café, disseminação.

Summary - Silva, R.V., R.D.L. Oliveira & L. Zambolim. 2009. First record of Meloidogyne paranaensis on coffeeplants in Goiás State, Brazil.

Meloidogyne paranaensis is reported for the first time in Goiás State (GO), Brazil, attacking coffee plants. Plantsseverely infected by the root-knot nematode were collected in an irrigated coffee plantation from Catalão(GO). The identification was performed using isozyme characterization for esterase (P1) and malatedehydrogenase (N1) phenotypes, characteristic for this nematode. The occurrence of M. paranaensis shouldserve as an alert to the growers and authorities of the Goiás State in order to prevent its dissemination. It is stillnecessary to survey coffee growing areas for the detection of new possible foci of this nematode as well asother species.Key words: root-knot nematode, coffee, dissemination.

COMUNICAÇÃO

ConteúdoMeloidogyne paranaensis é a mais recente espécie de

nematoides-das-galhas relatada parasitando o cafeeirono Brasil, descrita como nova espécie por Carneiro etal. (1996) a partir do conhecido biótipo IAPAR deM. incognita, cuja ocorrência até então estava limitadaao Estado do Paraná. Em condição de alta infestação,M. paranaensis reduz a produtividade de cultivaressuscetíveis, como o Mundo Novo e Catuaí, a níveisantieconômicos já na primeira produção (Mata et al.,2000). A sua disseminação é ampla nos Estados do

Paraná e São Paulo, onde causa grandes prejuízos etorna inviável a atividade cafeeira (Gonçalves &Silvarolla, 2007). Em Minas Gerais, principal polocafeeiro do país, há relatos de sua ocorrência apenasem três municípios: Patrocínio e Serra do Salitre, naregião do Alto Paranaíba (Castro et al., 2003) e Piumhi,no sul do Estado (Castro et al. 2008). Além dos trêsestados brasileiros, esse nematoide já foi detectado naGuatemala e nos Estados Unidos (Havaí) (Carneiro etal., 2004).

Cafeeiros ‘Catuaí 99’ de uma lavoura irrigada,

188 Vol. 33(2) - 2009

Rodrigo V. Silva, Rosângela D.L. Oliveira & Laércio Zambolim

extremidades das raízes finas e com massas de ovosinternas (Mendes et al., 1977), sem, contudo, causar adestruição do sistema radicular.

Até o presente, são relatadas 17 espécies deMeloidogyne em associação com o cafeeiro no mundo(Campos & Villain, 2005), mas no Brasil, apenas cincoforam encontradas parasitando esse hospedeiro(Tabela 1). Destaca-se M. exigua, M. incognita e M.paranaensis por serem as mais prejudiciais à cafeiculturanacional. M. javanica, embora seja relatada comopatogênica ao cafeeiro, não apresenta evidênciascientíficas de que parasite a planta (Oliveira et al., 1998;Carneiro et al., 2005). Todas as espécies que aquiocorrem podem ser identificadas pelos fenótiposisoenzimáticos da esterase e malato desidrogenase, oque trouxe praticidade e segurança à sua identificação.O uso de caracteres morfológicos nem sempre éseguro, pois é subjetivo, requer experiência dosidentificadores e ainda pode levar a resultadosinconclusivos. Pela morfologia da região perineal foiimpossível diferenciar M. paranaensis de M. incognita, oque foi fácil pelo fenótipo EST (P1) em comparaçãocom os fenótipos EST (I1, I2 e S1) de M. incognita(Oliveira et al., 2006).

Este constitui o primeiro relato de M. paranaensisno Estado de Goiás e deve servir de alerta aosprodutores e à defesa fitossanitária, de modo aprevenir a sua disseminação. Ressalta-se que o controlede M. paranaensis em cafezais é difícil e, na maioria dasvezes, é ineficiente (Gonçalves & Silvarolla, 2007). Essaconsideração advém de sua notável agressividade aocafeeiro, alta persistência no solo, ampla gama dehospedeiros e a ausência de fontes de resistência emCoffea arabica. Outro ponto relevante é que variabilidadefisiológica já fora detectada em M. paranaensis. Roeseet al. (2007) observaram que uma população oriundade campos de soja apresentou maior taxa reprodutivaem tomateiro ‘Santa Clara’ e em soja ‘MS/BR 34’ e‘Fepagro RS 10’, enquanto a população provenientede cafeeiro reproduziu-se melhor nesse hospedeiro.

Vale salientar que a soja, amplamente cultivada nocerrado, é uma boa hospedeira de M. paranaensis (Roeseet al., 2007). O plantio de soja em áreas de cultivo decafé, contaminadas pelo nematoide, poderia aumentaro nível de inóculo no solo e favorecer a suadisseminação, provocando um grande impacto na

localizada no município de Catalão (GO),apresentavam plantas subdesenvolvidas com folhaspequenas e amareladas, com aspecto de deficiêncianutricional (Figura 1). O sistema radicular apresentava-se completamente infectado e danificado, com poucasraízes finas, nas quais havia a formação de galhas commenos de um centímetro de diâmetro. Raízessecundárias exibiam engrossamentos coalescentes, deformato irregular com até 5 cm, além dedescorticamento, rachaduras e necroses oriundas dadegradação dos tecidos corticais (Figura 2). Apropriedade em questão, com mais de 300 ha,apresentava cerca de 10 % das plantas nessa situação.

O estado avançado de degradação das raízes nãopermitiu a imediata análise do nematoide, e talpopulação foi mantida em tomateiro ‘Santa CruzKada’ por 40 dias. Foi avaliada a configuração perinealde 20 fêmeas (Taylor & Netscher, 1974), e os perfisdas enzimas esterase (EST) e malato desidrogenase(MDH) foram obtidos pela técnica de eletroforesevertical em sistema descontínuo, conforme Ornstein(1964) e Davis (1964) e revelados conformemetodologia descrita em Alfenas et al. (1991).

Pela análise da região perineal das fêmeas ficoudifícil separar M. paranaensis e M. incognita, já que ambasas espécies exibem configurações com arco dorsalelevado, trapezoidal e estrias lisas a onduladas comalgumas bifurcações nas linhas laterais. Embora essadescrição se refira ao padrão típico, observaram-setambém algumas configurações com arco dorsal maisbaixo. No entanto, os fenótipos de esterase (EST -P1) e malato desidrogenase (MDH - N1) foram oscaracterísticos de M. paranaensis (Figura 3).

O quadro sintomatológico do ataque de M.paranaensis em cafeeiro é semelhante ao da infecçãocausada por M. incognita. Praticamente todo o sistemaradicular é atacado pelo nematoide, inclusive a raizprincipal, ocasionando engrossamentos,descorticamentos, rachaduras e necroses dos tecidosdo córtex (Campos & Villain, 2005), além de massasde ovos externas. Essas características, também sãosemelhantes às observadas em raízes de cafeeiroinfectados por M. coffeicola (Castro et al., 2004).Entretanto, diferem dos sintomas ocasionados porM. exigua, que induz a formação de galhas típicas,geralmente pequenas, arredondadas, quase sempre nas


189

Primeiro Relato da Ocorrência de Meloidogyne paranaensis em Cafeeiro no Estado de Goiás

Figura 1 - Sintomas induzidos por Meloidogyne paranaensis em cafeeiro ‘Catuaí 99’, Catalão GO. Plantas subdesenvolvidas com folhaspequenas e amareladas (detalhe).

Figura 2 - Raízes de cafeeiro ‘Catuaí 99’ exibindo os sintomas de parasitismo de Meloidogyne paranaensis: (A) necrose e rachadura emraiz secundária, (B) descorticamento e galhas.

Figura 3 - Fenótipos isoenzimáticos de Meloidogyne paranaensis: (A) fenótipo N1 de malato desidrogenase, (B) fenótipo P1 de esterase,(Mj) fenótipo de M. javanica utilizado como padrão de comparação.

190 Vol. 33(2) - 2009

Rodrigo V. Silva, Rosângela D.L. Oliveira & Laércio Zambolim

agricultura dessa região. Medidas de exclusãoconstituem-se na principal estratégia de manejo, poisevitam a sua disseminação por meio de máquinas eimplementos agrícolas, água e, principalmente, pormudas contaminadas.

A cafeicultura é uma atividade emergente no estadode Goiás, de modo que não há informação a respeitoda ocorrência e distribuição de fitonematoides nessacultura. Portanto, faz-se necessária a realização delevantamentos nas áreas cultivadas com cafeeiros paraa detecção de possíveis novos focos dessa e de outrasespécies de nematoides.

AgradecimentosO primeiro autor agradece à FAPEMIG pela

concessão da bolsa de doutorado; os autoresagradecem a Heringer Fertilizantes pela colaboraçãona coleta e envio da amostra.

Literatura CitadaALFENAS, A.C., L. PETERS, W. BRUNE & G.C.

PASSADOR. 1991. Eletroforese de proteínas eisoenzimas de fungos e essências florestais. Editora UFV,Viçosa (MG), 242 p.

CAMPOS, V.P. & L. VILLAIN. 2005. Nematode parasites ofcoffee and cocoa. In: LUC, M., R.A. SIKORA & J.BRIDGE (ed). Plant Parasitic Nematodes in Subtropicaland Tropical Agriculture. CAB Internacional, Wallingford- UK. p. 529-579.

CARNEIRO, R.M.D.G., R.G. CARNEIRO, M.O.ABRANTES, M.S.N.A. SANTOS & M.R. ALMEIDA.1996. Meloidog yne paranaensis n. sp. (Nemata:Meloidogynidae), a root-knot nematode parasitizingcoffee in Brazil. Journal of Nematology, 28 (2): 177-189.

CARNEIRO, R.M.D.G., M.S. TIGANO, O. RANDIG,M.R.A. ALMEIDA & J.L. SARAH. 2004. Identificationand genetic diversity of Meloidogyne spp. (Tylenchida:Meloidogynidae) on coffee from Brazil, Central Americaand Hawaii. Nematology, 6 (2): 287-298.

CARNEIRO, R.D.M.G., R. ONIVALDO, M.R.A.ALMEIDA & W. GONÇALVES. 2005. Identificação ecaracterização de espécies de Meloidogyne em cafeeiro nosEstados de São Paulo e Minas Gerais através dosfenótipos de esterase e SCAR-multiplex-PCR.Nematologia Brasileira, 29: 233-241.

CASTRO, J.M.C., V.P. CAMPOS & R.L. NAVES. 2003.Ocorrência de Meloidogyne paranaensis em cafeeiros naregião do Alto Paranaíba em Minas Gerais. FitopatologiaBrasileira, 28 (5): 565.

CASTRO, J.M.C., V.P. CAMPOS & M.R. DUTRA. 2004.Ocorrência de Meloidogyne coffeicola em cafeeiros domunicípio de Coromandel, Região do Alto Paranaíbaem Minas Gerais. Fitopatologia Brasileira, 29 (2): 227.

CASTRO, J.M.C., V.P. CAMPOS, E.A. POZZA, R.L.NAVES, W.C. ANDRADE JÚNIOR, M.R. DUTRA,J.L. COIMBRA, C. MAXIMINIANO & J.R.C. SILVA.2008. Levantamento de fitonematóides em cafezais doSul de Minas Gerais. Nematologia Brasileira, 31 (1): 56-64.

DAVIS, B.J. 1964. Disc electrophoresis. II. Method endApplication to human serum proteins. Annals of theNew York Academy of Sciences, 121: 404-427.

GONÇALVES, W. & M.B. SILVAROLLA. 2007. A lutacontra a doença causada pelos nematóides parasitos docafeeiro. O Agronômico, 59 (1): 54-56.

MATA J.S., T. SERA, J.A. AZEVEDO, M.Z. ALTÉIA, L.A.COLOMBO, R.S. SANCHES, M.R. PETEK & S.FADELLI. 2000. Seleção para resistência ao nematóideMeloidogyne paranaensis EMN-95001: IAPARLN 94066de “Catuaí x Icatu” em área altamente infestada. In:SIMPÓSIO DE PESQUISA DOS CAFÉS DOBRASIL, I, Poços de Caldas. Anais, p. 515-518.

MENDES, B.V., S. FERRAZ & C. SHIMOYA. 1977.Observações histopatológicas de raízes de cafeeiroparasitadas por Meloidogyne exigua Goeldi, 1887.Nematologia Brasileira, 2 (1): 208-229.

OLIVEIRA, C.M.G., R.K. KUBO, S.R.ANTEDOMENICO & A.R. MONTEIRO. 1998.Reação de cafeeiros a M. javanica. Revista de Agricultura,73 (3): 307-313.

OLIVEIRA, D.S., R.D.L. OLIVEIRA & W. GONÇALVES.2006. Fenótipo S1 de esterase em Meloidogyne incognitano Brasil. Fitopatologia Brasileira, 31(2): 207.

ORNSTEIN, L. 1964. Disc electrophoresis. I. Backgroundand Theory. Annals of the New York Academy ofSciences, 121: 321-349.

ROESE, A.D., R.D.L. OLIVEIRA & D.S. OLIVEIRA. 2007.Variabilidade fisiológica em populações de Meloidogyneparanaensis. Fitopatologia Brasileira, 32 (1): 40-43.

TAYLOR, D.P. & C. NETSCHER. 1974. An improvedtechnique for preparing perineal patterns of Meloidogynespp. Nematologica, 20 (2): 268-269.


191

Atividade Nematófaga de Pochonia chlamydosporia em Solo Natural ou Autoclavado sobre Meloidogyne javanica

Atividade Nematófaga de Pochonia chlamydosporia em Solo Natural ouAutoclavado sobre Meloidogyne javanica

Guilherme S. Podestá*, Rosangela Dallemole-Giaretta, Leandro G. Freitas, Everaldo A. Lopes, SilamarFerraz & Ronaldo J.F. Zooca

Departamento de Fitopatologia, Universidade Federal de Viçosa, 36570-000 Viçosa (MG) Brasil.*Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 18 / 11 / 2008. Aceito em 23 / 01 / 2009Editado por Cláudia R. Dias-Arieira

Resumo – Podestá, G.S., R. Dallemole-Giaretta, L.G. Freitas, E.A. Lopes, S. Ferraz & R.J.F. Zooca. 2009.Atividade nematófaga de Pochonia chlamydosporia em solo natural ou autoclavado sobre Meloidogyne javanica.

O efeito da aplicação de 5.000 ou 10.000 clamidósporos de Pochonia chlamydosporia por grama de solonatural ou autoclavado foi avaliado em casa-de-vegetação para o controle de Meloidogyne javanica em tomateiro.O substrato (300 cm3 de solo por copo plástico) foi infestado com o fungo e com 1.500 ovos de M. javanica.O solo foi mantido a 60 % da capacidade de campo por uma semana e, após este período, transplantou-seuma muda de tomateiro para cada copo. A altura das plantas e o número de galhas e de ovos por sistemaradicular foram avaliados 60 dias após o transplantio. A aplicação ao solo de 5.000 ou 10.000 clamidósporosde P. chlamydosporia reduziu, na média dos dois solos, o número de galhas de M. javanica em 17,4 e 28,1 % e onúmero de ovos em 36,3 e 61,8 % respectivamente, quando comparados com a ausência do fungo no solo.Em solo autoclavado a redução foi 27,1 % maior no número de galhas e 22,1 % maior no número de ovos doque no solo natural, na média das doses de 5.000 e 10.000 clamidósporos, quando comparados com o solosem fungo.Palavras-chaves: fungo nematófago, controle biológico, atividade microbiana do solo, fungistase.

Summary – Podestá, G.S., R. Dallemole-Giaretta, L.G. Freitas, E.A. Lopes, S. Ferraz, & R.J.F. Zooca. 2009.Nematophagous activity of Pochonia chlamydosporia into natural and autoclaved soil on Meloidogyne javanica.

The effect of the application of 5,000 or 10,000 chlamydospores of Pochonia chlamydosporia per gram ofnatural or autoclaved soil was evaluated in greenhouse for the control of Meloidogyne javanica in tomato plants.The substrate (300 cm3 of soil per plastic pot) was infested with the fungus and with 1,500 eggs of M. javanica.The soil was kept at 60 % field capacity for one week, and after that, one tomato seedling was transplanted intoeach pot. The height of the plants and the number of galls and eggs were evaluated 60 days after transplantingthe seedlings. The application of 5,000 or 10,000 chlamydospores reduced the number of galls, in the averagefor both soils, by 17.4 and 28.1 %, and the number of eggs by 36.3 and 61.8 %, respectively, in comparison tothe absence of the fungus in the soil. In autoclaved soil, the reduction of the number of galls was 27.1 % higherand the number of the eggs 22.1 % higher than in the non-autoclaved soil, in the average for 5,000 and 10,000chlamydospore per gram of soil.Key words: nematophagous fungi, biological control, microbial activity, fungistasis.

COMUNICAÇÃO

ConteúdoPochonia chlamydosporia (sin. Verticillium

chlamydosporium) é parasita facultativo de ovos e fêmeasde nematoides e foi considerado o principal

responsável pelo declínio da população de Heteroderaavenae em cultivares suscetíveis de cereais, em sistemade monocultivo na Inglaterra (Kerry et al., 1982). Esseantagonista também apresenta grande potencial para

192 Vol. 33(2) - 2009

Guilherme S. Podestá, Rosangela Dallemole-Giaretta, Leandro G. Freitas, Everaldo A. Lopes, Silamar Ferraz & Ronaldo J.F. Zooca

em cada copo transplantou-se uma muda de tomate‘Santa Clara’, com aproximadamente 10 cm de altura.Os números de galhas e de ovos de M. javanica porsistema radicular de tomateiros e a altura das plantasforam avaliados 60 dias após o transplantio das mudas.

O experimento foi conduzido em casa devegetação, em delineamento inteiramente casualizado,em arranjo fatorial 3 x 2 (quantidades declamidósporos x tratamentos do solo), com seterepetições por tratamento. Os dados foramsubmetidos à análise de variância e as médiascomparadas pelo teste de Tukey, a 5 % deprobabilidade, com o auxílio do programa Statistica7.0 (Statsoft, 2004).

Em relação à altura das plantas, não foi observadainteração (P < 0,05) entre a quantidade declamidósporos aplicados e o tratamento do solo,apenas o efeito isolado de cada fator em estudo(Tabela 1). A concentração de 10.000 clamidósporospor g de solo assim como a esterilização do solofavoreceram o crescimento das plantas. O tratamentotérmico do solo pode ter acelerado a decomposiçãoda matéria orgânica, causando a liberação de amôniae de produtos orgânicos (Guini & Betiol, 1995),favorecendo o crescimento das plantas de tomate.Além disso, a maior concentração do inóculo de P.chlamydosporia também deve ter estimulado ocrescimento de tomateiros, uma vez que esse fungojá foi relatado como promotor de crescimento deplântulas (Monfort et al., 2005).

A aplicação ao solo de 10.000 clamidósporos deP. chlamydosporia reduziu significativamente o númerode galhas de M. javanica, quando comparados com aausência do fungo no solo. O número de ovos de M.javanica foi reduzido em 36,3 e 61,8 % após aincorporação de 5.000 ou 10.000 clamidósporos porg de solo, respectivamente (Tabela 1).

Os resultados confirmam o potencial do isoladoPc-10 no controle de M. javanica, corroborando osdados obtidos por Lopes et al. (2007) e Dallemole-Giaretta (2008). Por outro lado, o efeito do aumentona concentração de clamidósporos na redução deovos, observado no presente estudo, não foi verificadopor Dallemole-Giaretta (2008), em solos tratados combrometo de metila, indicando que o tratamento desolo pode ter influenciado nos resultados das duas

o controle do nematoide de galhas, Meloidogyne spp.(Viaene & Abawi, 2000; Lopes et al., 2007).

A aplicação ao solo de P. chlamydosporia é realizadapreferencialmente por meio de clamidósporos, quesão as estruturas de resistência do antagonista (Kerry& Bourne, 2002). Geralmente, o inóculo fúngico éaplicado na proporção de 5.000 clamidósporos porgrama de solo (Kerry, 2001). No entanto, outrasquantidades de clamidósporos podem permitir ocontrole de Meloidogyne spp. (De Leij et al., 1992; Lopeset al., 2007; Dallemole-Giaretta, 2008).

Pochonia chlamydosporia é capaz de sobreviver narizosfera de muitas espécies de plantas e de utilizar amatéria orgânica como fonte adicional de nutrientes,podendo ser reisolado do solo várias semanas apóssua aplicação (Stirling, 1991; Bourne et al., 1996; Viaene& Abawi, 2000; Dallemole-Giaretta, 2008). Noentanto, a microbiota nativa do solo pode determinara proliferação do antagonista, dependendo do isoladoe do tipo de solo no qual este é aplicado (Monfort etal., 2006).

O efeito de grupos específicos de microrganismosdo solo sobre P. chlamydosporia foi recentementedemonstrado por Zou et al. (2007). Eles observaramque compostos voláteis produzidos por diferentesgêneros de bactérias inibiram a germinação e ocrescimento micelial desse fungo. Dessa forma, opresente trabalho teve como objetivo avaliar aaplicação de 5.000 ou de 10.000 clamidósporos de P.chlamydosporia, isolado Pc-10, por grama de solo naturalou autoclavado, para o controle de M. javanica.

O substrato para o crescimento das plantas foicomposto pela mistura de solo de terriço e areia 1:1(v:v), sem nenhum tratamento prévio (solo natural),ou esterilizado em autoclave por 1 hora, a 120 ºC(solo autoclavado), o qual permaneceu secando ao arsobre bandeja, em casa de vegetação por três dias.Os substratos foram depositados em copos plásticosde 300 cm3 de capacidade e infestados,simultaneamente, com 5.000 ou 10.000 clamidósporosde P. chlamydosporia por grama de solo e 1.500 ovosde M. javanica, extraídos de acordo com a técnica deHussey & Barker, adaptada por Boneti & Ferraz (1981).No tratamento testemunha, o substrato não foiinfestado com o fungo. O solo foi mantido a 60 %da capacidade de campo por uma semana, quando


193

Atividade Nematófaga de Pochonia chlamydosporia em Solo Natural ou Autoclavado sobre Meloidogyne javanica

Tabela 1 – Efeito da aplicação de 0, 5.000 ou 10.000 clamidósporos de Pochonia chlamydosporia isolado Pc-10 em solo natural ouautoclavado sobre a altura de tomateiros, o número de galhas e de ovos de Meloidogyne javanica, 60 dias após transplantio das mudas.

Média de sete repetições. Médias seguidas pela mesma letra minúscula na coluna ou maiúscula na linha não diferem entre si pelo teste de Tukey a 5 % de probabilidade.

Tratamentos de solo Altura de plantas (cm) Número de galhas Número de ovos0 5.000 10.000 Médias 0 5.000 10.000 Médias 0 5.000 10.000 Médias

Solo natural 37 36 42 38 b 349 334 300 328 a 244.161 167.571 92.559 168.097 aSolo autoclavado 42 42 47 43 a 319 218 181 239 b 200.100 115.427 77.083 130.870 bMédias 39B 39B 44A 334A 276AB 240B 222.130A 141.499B 84.821C

investigações. Tal hipótese foi confirmada pelaredução de 27,1 % no número de galhas e de 22,1 %no número de ovos em solo autoclavado, quandocomparado com o solo natural (Tabela 1). Essadiferença pode ser explicada pela ação fungistáticaconferida à microbiota nativa comum em solosagrícolas (Zou et al., 2007) e a variação na atividademicrobiana de diferentes isolados de P. chlamydosporia(Monfort et al., 2006).

Nas condições em que o trabalho foi realizado, oisolado Pc-10 de P. chlamydosporia demonstrou sereficiente no manejo de M. javanica, com o aumento naeficiência do fungo proporcional ao aumento naconcentração de clamidósporos por g de solo, tantono solo natural, como no solo autoclavado.

Literatura CitadaBONETI, J.I.S. & S. FERRAZ. 1981. Modificação do

método de Hussey & Barker para extração de ovos deMeloidogyne exigua de raízes de cafeeiro. FitopatologiaBrasileira, 6 (Suplemento): 553 (Resumo).

BOURNE, J.M., B.R. KERRY & F.A.A.M. DE LEIJ. 1996.The importance of the host plant on the interactionbetween root-knot nematodes (Meloidogyne spp.) andthe nematophagous fungus, Verticillium chlamydosporiumGoddard. Biocontrol Science and Technology, 6: 539-548.

DALLEMOLE-GIARETTA, R. 2008. Isolamento,identificação e avaliação de Pochonia chlamydosporia nocontrole de Meloidogyne javanica e na promoção decrescimento de tomateiro (Tese de Doutorado).Universidade Federal de Viçosa, Viçosa (MG), 83 p.

DE LEIJ, F.A.A.M., B.R. KERRY & J.A. DENNEHY. 1992.The effect of fungal application rate and nematodedensity on the effectiveness of Verticill l iumchlamydosporium as a biological control agent forMeloidogyne incognita. Nematologica, 38: 112-122.

GHINI, R. & W. BETIOL. 1995. Controle físico. In:BERGAMIN, A.F.; H. KIMATI & L. AMORIM (ed).Manual de Fitopatologia. vol. 1. Princípios e Conceitos.3ª. ed. Editora Agronômica Ceres, São Paulo, p. 786-803.

KERRY, B.R., D.H. CRUMP & L.A. MULLEN. 1982. Studiesof the cereal cyst-nematode, Heterodera avenae undercontinuous cereals, 1975-1978. II. Fungal parasitism ofnematode eggs and females. Annals of Applied Biology,100: 489-499.

KERRY, B.R. & J.M. BOURNE. 2002. A Manual for Researchon Verticillium chlamydosporium, a Potential BiologicalControl Agent for Root-knot Nematodes. InternationalOrganization for Biological and Integrated Control forNoxious Animals and Plants, Gent - Belgium, 84 p.

KERRY, B.R. 2001. Exploitation of the nematophagousfungal Verticillium chlamydosporium Goddard for thebiological control of root-knot nematodes (Meloidogynespp.). In: BUTT, T.M., C. JACKSON & N. MAGAN(ed). Fungi as Biocontrol Agents: Progress, Problemsand Potential. CAB International, Wallingford - UK, p.155-167.

LOPES, E.A., S. FERRAZ, P.A. FERREIRA, L.G.FREITAS, O.D. DHINGRA, C.G. GARDIANO & S.L.CARVALHO. 2007. Potencial de isolados de fungosnematófagos no controle de Meloidogyne javanica.Nematologia Brasileira, 31 (2): 78-84.

MONFORT, E., L.V. LOPEZ-LLORCA, H.B. JANSSON,J. SALINAS, J.O. PARK & K. SIVASITHAMPARAM.2005. Colonisation of seminal roots of wheat and barleyby egg-parasitic nematophagous fungi and their effectson Gaeumannomyces graminis var. tritici and developmentof root-rot. Soil Biology & Biochemistry, 37: 1-7.

MONFORT, E., L.V. LOPEZ-LLORCA, H.B. JANSSON& J. SALINAS. 2006. In vitro soil receptivity assays toegg-parasitic nematophagous fungi. MycologicalProgress, 5: 18-23.

STATSOFT, INC. 2004. Statistica for Windows (ComputerProgram Manual). Statsoft Inc, Tulsa (OK) EUA.<http://www.statsoft.com>

STIRLING, G.R. 1991. Biological control of plant parasiticnematodes: Progress, Problems and Prospects. CABInternational, Wallingford - UK, 282 p.

VIAENE, N.M. & G.S. ABAWI. 2000. Hirsutella rhossiliensisand Verticillium chlamydosporium as biocontrol agents ofthe root-knot nematode Meloidogyne hapla on lettuce.Journal of Nematology, 32 (1): 85-100.

ZOU, C.S., M.H. MO, Y.Q. GU, J.P. ZHOU & K.Q. ZHANG.2007. Possible contributions of volatile-producingbacteria to soil fungistasis. Soil Biology & Biochemistry,39: 2371-2379.

194 Vol. 33(2) - 2009

Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Ricardo S. Cavalcanti & Alcides Moino Jr.

Observations on the Life Cycle and Pathogenicity of Heterorhabditisamazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae)

Vanessa Andaló*, Grazielle F. Moreira, Ricardo S. Cavalcanti & Alcides Moino Jr.

Departamento de Entomologia, Universidade Federal de Lavras, 37200-000Lavras (MG) Brasil.

*Corresponding author: [email protected]

Recebido para publicação em 19 / 01 / 2009. Aceito em 19 / 03 / 2009Editado por Luiz Carlos Ferraz

Summary – Andaló, V., G.F. Moreira, R.S. Cavalcanti & A. Moino Jr. 2009. Observations on the life cycle andpathogenicity of Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae).

This paper deals with the life cycle and the pathogenicity of Heterorhabditis amazonensis ‘RSC5’ to Galleriamellonella, as studied under laboratory conditions. For the evaluation of the pathogenicity, insect larvae (ten pertreatment) were incubated at 24 ± 1 °C for three to 16 days after nematode inoculation [20 infective juveniles(IJ) per larva]. The mortality rate of the larvae determined was 90 %. The same basic procedures wereadopted in the study of the life cycle, but in this case two different nematode inoculum concentrations (5 or400 IJ / larva) were used. Heterorhabditis amazonensis underwent either a short (216 h) or a long (384 h) biologicalcycle, producing two or three generations, respectively, depending on the amount of IJs inoculated into G.mellonella, with the larger inoculum inducing the shorter life cycle.Key words: biology, pathogenicity, multiplication, biological control.

Resumo – Andaló, V., G.F. Moreira, R.S. Cavalcanti & A. Moino Jr. 2009. Observações sobre o ciclo de vidae a patogenicidade de Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae).

Objetivou-se estudar o ciclo de vida de Heterorhabditis amazonensis ‘RSC5’ e a sua patogenicidade sobreGalleria mellonella em condições de laboratório. Para a avaliação da patogenicidade, larvas do inseto (dez portratamento) foram incubadas a 24 ± 1 °C por três a 16 dias após a aplicação da suspensão de juvenis infectivos(JIs) do nematóide, na concentração de 20 JIs / larva. A mortalidade de larvas determinada foi de 90 %, nascondições experimentais empregadas. Para o estudo do ciclo biológico, procedeu-se da mesma forma, masutilizando-se as concentrações de 5 ou 400 JI / larva. H. amazonensis apresentou dois ciclos de vida distintos,um curto (216 h) e outro longo (384 h), produzindo duas ou três gerações, respectivamente, conforme aconcentração de JIs utilizada. Verificou-se que o ciclo curto foi induzido pela maior concentração (400 JI /larva).Palavras-chaves: biologia, patogenicidade, multiplicação, controle biológico.

COMUNICAÇÃO

ContentHeterorhabditidae and Steinernematidae

nematodes have often been used in the biologicalcontrol of insect pests with success (Klein, 1990;Shapiro-Ilan et al., 2002). The ability of EPNs to killthe insect host is attributed to the mutualistic associationbetween their infective juveniles (IJs) and bacteria ofthe genera Photorhabdus or Xenorhabdus, which are lethal

to the insect. It is believed that this type of associationplays a role in the natural control of the insectpopulation (Nguyen & Hunt, 2007).

The life cycle and pathogenicity of EPNs can varyamong genera, species and even populations of thesame species (Andaló et al., 2004). As a general rule,however, the developmental cycle include eggs, juvenileforms and adults, with the juvenile phase being


195

Observations on the Life Cycle and Pathogenicity of Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae)

transferred to polystyrene ELISA plates for thedetermination of concentration and for subsequentuse in the bioassays.

For the pathogenicity test, ten G. mellonella larvaewere placed into a Petri dish (9 cm diameter) linedwith two layers of filter paper and inoculated witheither 1 ml of nematode suspension (20 IJ / larva) or1 ml of water (control). Three replicates of eachtreatment were prepared and the dishes were placedunder BOD conditions at 24 ± 1 °C for 72 h.Subsequently, dead larvae were counted and thepresence of nematodes was confirmed through insectdissection. Data were submitted to analysis of varianceand the mean values compared using Tukey’s test (P≤ 0.05).

The assay regarding to nematode life cycle wasconducted as described above except that thenematode concentrations used for insect inoculationwere 400 IJ / larva (short cycle) or 5 IJ / larva (longcycle). Twenty repetitions of each treatment wereprepared and the dishes were placed under BODconditions at 24 ± 1 °C for 48 h. After this time, thedevelopment of the nematode was assessed every 24h by dissecting ten larvae from each treatment underthe stereomicroscope. Assays were continued until thenematodes had completed the life cycle and depletedall of the nutrients available from the host.

The mean mortality rate of infected G. mellonellalarvae (90.0 ± 10.0 %) was significantly higher thanof the control (13.3 ± 5.8 %) (Table 1). The larvaeexhibited typical symptoms of death due to infectionby Heterorhabditis, specially the characteristic reddeningof the cuticle caused by the symbiotic bacteriaPhotorhabdus (Boemare, 2002).

In relation to the life cycle, three stages in thedevelopment of H. amazonensis (i.e., eggs, larvae andadults) could be distinguished together with fourcategories [J1, J2, J3 (IJ) and J4] of juvenile forms (Tables

subdivided into stages J1, J2, J3 (IJ) and J4. Dependingon the amount of food supplied by the insect host, anematode can complete two or three generationswithin the insect body, these conditions being referredto as ‘short’ and ‘long’ life cycles, respectively. In thegenus Heterorhabditis, the first generation produceshermaphrodite adults whose eggs evolve through thefurther stages of development. If more than onegeneration is produced in the dead host, then secondgeneration males and females are formed (Adams &Nguyen, 2002).

A heterorhabditid nematode, H. amazonensis,originally found in the State of Amazonas, Brazil, wasrecently described (Andaló et al., 2006), but its potentialfor use in the biocontrol of insect pests is yet to beinvestigated. Therefore, this work dealt with the lifecycle and the pathogenicity of H. amazonensis to Galleriamellonella larvae under laboratory conditions.

A population of H. amazonensis ‘RSC5’ (from thestock collection of the Laboratory of InsectPathology, Department of Entomology, UniversidadeFederal de Lavras, Minas Gerais State, Brazil) was usedin the lab assays. The nematode was reared on larvaeof Galleria mellonella (Lepidoptera: Pyralidae) that fedon an artificial diet (Parra, 1998). Ten G. mellonella larvaewere placed into a Petri dish (9 cm diameter) linedwith two layers of filter paper and inoculated with 1ml of nematode suspension (20 ± 5 IJ / larva). Thedishes were maintained in total darkness underbiological oxygen demand (BOD)conditions at 24 ±1 °C for 72 h; the dead larvae were removed andtransferred to Petri dishes (9 cm diameter) lined withdry filter paper and incubated for a further four days(Molina and López, 2001). Subsequently, ten deadlarvae were placed inside a White’s trap, 3 ml of waterwas added and incubation was carried out under BODconditions at 24 ± 1 °C for up to five days. Nematodesuspensions were collected daily over three days and

Table 1 – Mortality rate (%) of Galleria mellonella larvae infected with Heterorhabditis amazonensis ‘RSC5’ after 72 hours.Treatment Mortality (%)

Heterorhabditis amazonensis 90,0 ± 10,0* aControl 13,3 ± 5,8 bCV (%) 15,8

Means followed by distinct letters in the column differ from one another by Tukey test (P ≤ 0.05).*M ± SE (M)

196 Vol. 33(2) - 2009

Vanessa Andaló, Grazielle F. Moreira, Ricardo S. Cavalcanti & Alcides Moino Jr.

2 and 3). In these general respects, this life cycle closelyresembled those exhibited by other species ofHeterorhabditis (Adams & Nguyen, 2002). In H.amazonensis, the juvenile stages occurring in the shortand long cycles were similar during the first 96 h, butafter this time the long cycle was delayed incomparison with the short cycle. The delay was dueto the development of the second generation adults,which, in the short cycle, were not observed oroccurred at very low number. In both cycles, it waspossible to recognize first generation hermaphroditefemales and second or third generation cross-fertilizingmales and females (Tables 2 and 3).

The total duration of the short cycle was 216 h(nine days) and at termination (due to the completedepletion of the nutrient supply available from thehost) two forms of juveniles could be recognized.The J2 gave rise to the IJs whose function is to search

and infect new hosts (Table 2). The long cycle took384 h (16 days) for its completion, during which fourjuvenile stages were recognized, J1, J2, J3 and J4. Theformation of IJs from J2 of the second generationcould also be observed (Table 3). The variation noticedhere for H. amazonensis within larvae of G. mellonellawas greatly influenced by the amounts of initialinoculum used (5 x 400 IJ / larva), thus confirmingthe view of Adams and Nguyen (2002) that the lifecycles of EPNs and the number of generationsproduced vary according to the amount of foodavailable and the size of the host’s body. Moreover,the present study has demonstrated that H. amazonensisundergoes either a short or a long biological cycleproducing respectively two or three generations,depending on the amount of IJs inoculated into G.mellonella.

Our data are in agreement with those of Molina et

Table 2 – Short life cycle: duration of the developmental stages of Heterorhabditis amazonensis ‘RSC5’ in larvae of Galleria mellonella(nematode concentration used for insect inoculation was 400 IJ / larva).

Developmental stages Time (h)*1st generation 2nd generation

J4 0-24**Hermaphrodites 48Hermaphrodites + eggs / J1 72Hermaphrodites + J2 96J3 / J4 120Males and females 144Females + eggs / J1 168Females + J2 192J3 / IJ 216

*Times presented are approximate and include the time spent in dissecting the larvae.**Time 0 represents the first evaluation conducted 48 h after nematode inoculation in the larvae of G. mellonella.

Table 3 – Long life cycle: duration of the developmental stages of Heterorhabditis amazonensis ‘RSC5’ in larvae of Galleria mellonella(nematode concentration used for insect inoculation was 5 IJ / larva).

*Times presented are approximate and include the time spent in dissecting the larvae.**Time 0 represents the first evaluation conducted 48 h after nematode inoculation in the larvae of G. mellonella.*** J3 of second generation and IJ of third generation.

Developmental stages* Time (h)*1st generation 2nd generation 3rd generation

J4 (1st generation) 0-24**

Hermaphrodites 48Hermaphrodites + eggs / J1 72Hermaphrodites + J2 96-120J3 / J4 144Males and females 168 288Females + eggs / J1 192 312Females + J2 216 336-360J3 / IJ*** 240 384J4 (2

nd generation) 264


197

Observations on the Life Cycle and Pathogenicity of Heterorhabditis amazonensis (Rhabditida: Heterorhabditidae)

al. (2005) relating to other heterorhabditid nematode(Heterorhabditis sp. JMP4), even though the period oftime for full completion of the cycles, as well as theduration of the developmental stages in ourinvestigation were shorter than those reported in thatstudy. These results highlight the variability that mighteventually be detected among different EPN specieswithin the same genus, and even among populationswithin the same species. According to Nguyen andSmart (1995), first generation hermaphrodite andsecond generation male and female nematodes canbe detected respectively four and seven days after thedeath of the host insect. In this study, hermaphrodites(first generation) were found after four days and malesand females (second generation) after six days of thecycle.

In summary, the mortality rate of G. mellonellalarvae infected by H. amazonensis ‘RSC5’ wasdemonstrated to be very high under laboratoryconditions. The nematode presented two different(short x long) life cycles within the dead insect body,and these varied in length depending on the amountof nematode inoculum used.

AcknowledgmentsWe thank Dr. Khuong B. Nguyen for providing

helpful comments and for giving advices about thispaper. We also thank the Conselho Nacional deDesenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq)for a post doctoral fellowship to the first author.

Literature CitedADAMS, B.J. & K.B. NGUYEN. 2002. Taxonomy and

systematics. In: GAUGLER, R. (ed).Entomopathogenic Nematology. CABI Publishing,New York. p. 1-28.

ANDALÓ, V., A. MOINO JR & L.V.C. SANTA-CECÍLIA.2004. Compatibilidade de nematóidesentomopatogênicos com produtos fitossanitáriosutilizados na cultura do cafeeiro. Nematologia Brasileira,28: 149-158.

ANDALÓ, V., K.B. NGUYEN & A. MOINO JR. 2006.Heterorhabditis amazonensis n. sp. (Rhabditida:Heterorhabditidae) from Amazonas, Brazil.Nematology, 8: 853-867.

BOEMARE, N. 2002. Biology, taxonomy and systematic ofPhotorhabdus and Xenorhabdus. In: GAUGLER, R. (ed).Entomopathogenic Nematology. CABI Publishing,New York, p. 35-56.

KLEIN, M.G. 1990. Efficacy against soil-inhabiting insectpests. In: GAUGLER, R. & KAYA, H.K. (ed).Entomopathogenic Nematodes in Biological Control.CRC Press, Boca Raton, p. 195-214.

MOLINA, J.P. & N.J.C. LÓPEZ. 2001. Producción in vivo detres entomonematodos con dos sistemas de infecciónen dos hospedantes. Revista Colombiana deEntomologia, 27: 73-78.

MOLINA, J.P., A. MOINO JR, R.S. CAVALCANTI, C.DOLINSKI & F.A. CARVALHO. 2005. Patogenicidade,multiplicação e biologia de nematóidesentomopatogênicos (Rhabditida: Heterorhabditidae)provenientes de Lavras, MG. Nematologia Brasileira, 29:25-30.

NGUYEN, K.B. & G.C. SMART JR. 1995. Morphometricsof infective juveniles of Steinernema spp. andHeterorhabditis bacteriophora (Nemata: Rhabditida).Journal of Nematology, 27: 206-212.

NGUYEN, K.B. & D.J. HUNT. 2007. EntomopathogenicNematodes: Systematics, Phylogeny and BacterialSymbionts. Brill, Leiden - Holanda, 816 p.

PARRA, J.R.P. 1998. Criação de insetos para estudos compatógenos. In: ALVES, S.B. (ed). Controle Microbianode Insetos. Fundação de Estudos Agrários Luiz deQueiroz, Piracicaba, p.1015-1037.

SHAPIRO-ILAN, D.I., D.H. GOUGE & A.M.KOPPENHÖFER. 2002. Factors affecting commercialsuccess: case studies in cotton, turf and citrus. In:GAUGLER, R. (ed). Entomopathogenic Nematology.CABI Publishing, New York, p. 333-356.

198 Vol. 33(2) - 2009

Keyla C. Silva & Gilson S. Silva

Reação de Gramíneas e Leguminosas a Meloidogyne mayaguensis

Keyla C. Silva & Gilson S. Silva*

Departamento de Fitotecnia e Fitossanidade, Universidade Estadual do Maranhão, 65001-970 São Luís (MA) Brasil.*Autor para correspondência: [email protected]

Recebido para publicação em 09 / 02 / 2009. Aceito em 20 / 03 / 2009Editado por Cláudia R. Dias-Arieira

Resumo - Silva, K.C. & G.S. Silva. 2009. Reação de gramíneas e leguminosas a Meloidogyne mayaguensis.A reação de seis gramíneas e cinco leguminosas sobre Meloidogyne mayaguensis foi avaliado em condições de

casa de vegetação. As sementes das plantas foram cultivadas em vasos contendo solo autoclavado. Quinze diasapós a germinação as plantas foram inoculadas com 5.000 ovos de M. mayaguensis e após noventa dias, retiradasdos vasos; em cada dos vasos foi transplantada uma muda de tomateiro. Após trinta dias de cultivo, avaliaram-se os índices de galhas e de massas de ovos nas raízes dos tomateiros. Todas as gramíneas reduziram apopulação do nematoide, diferindo da testemunha. Dentre as leguminosas, Crotalaria paulina e Mucuna pruriensforam as mais eficientes, reduzindo os índices de galhas e de massas de ovos no tomateiro.Palavras-chaves: Psidium guajava, nematoide-das-galhas, controle, rotação de culturas.

Summary – Silva, K.C. & G.S. Silva. 2009. Reaction of grasses and legumes to Meloidogyne mayaguensis.The reaction of six grasses and five legumes to Meloidogyne mayaguensis was evaluated in greenhouse conditions.

Seeds were sowed in pots containing autoclaved soil; fifteen days after the germination, the plants were inoculatedwith 5,000 eggs of M. mayaguensis. Tomato was used as control. After 90 days of the inoculation, the plantswere removed and each pot received a tomato seedling. The number of galls and egg masses was evaluated 30days later. All grasses reduced the nematode density, with the gall and egg mass indexes lower than 1, differingfrom the control. Among the legumes, Crotalaria paulina and Mucuna pruriens were more effective reducing thegalls and egg masses on tomato.Key words: Psidium guajava, root-knot nematode, control, crop rotation.

COMUNICAÇÃO

ConteúdoMeloidogyne mayaguensis foi originalmente descrito

parasitando berinjela (Solanum melongena) em Porto Rico(Rammah & Hirschmann, 1988). No Brasil, o primeirorelato da sua ocorrência deu-se nos estados dePernambuco e Bahia, afetando severamente pomaresde goiabeira (Psidium guajava), estabelecidos em áreasirrigadas do Vale do São Francisco (Carneiro et al.,2001). Atualmente, encontra-se na maioria dos estadosbrasileiros, parasitando goiabeira e outras plantascultivadas. Além de sua polifagia, M. mayaguensis tema capacidade de atacar plantas resistentes a outrasespécies de Meloidogyne (Carneiro et al., 2006), o quetorna esse nematoide uma ameaça para várias culturasde interesse econômico. O controle desse nematoide

é difícil e até o momento as medidas adotadas nãotêm alcançado resultado satisfatório. Uma dasalternativas que poderá se tornar viável é a rotação deculturas, utilizando-se plantas más hospedeiras ou comalgum efeito antagônico. Destacam-se, entre elas,algumas gramíneas e leguminosas já conhecidas comotendo efeito sobre outras espécies de nematoidesformadores de galhas (Silva et al., 1990; Gonzaga &Ferraz, 1994; Ferraz & Valle, 2001; Wang et al., 2002;Dias-Arieira et al., 2003; Inomoto et al., 2006). Comrelação a M. mayaguensis, poucas informações a respeitoestão disponíveis no Brasil. Neste trabalho, procurou-se avaliar o possível efeito de algumas gramíneas eleguminosas que possam ser utilizadas em rotação deculturas sobre M. mayaguensis.


199

Reação de Gramíneas e Leguminosas a Meloidogyne mayaguensis

adotados como parâmetros os índices de galhas e demassas de ovos, de acordo com Taylor & Sasser(1978).

Como se observa na Tabela 1, todas as gramíneasreduziram os índices de galhas e de massas de ovosnas raízes do tomateiro quando comparadas àtestemunha. A eficiência de gramíneas em controlaroutras espécies dos nematoides das galhas já foicomprovada por outros pesquisadores (Brito &Ferraz, 1987; Dias-Arieira et al., 2003; Carneiro et al.,2006, 2007), embora haja diferentes reações dessasplantas sobre as diferentes espécies de Meloidogyne.Dias-Arieira et al. (2003), por exemplo, verificaramque B. ruziziensis não foi eficiente em reduzir aspopulações de M. incognita e M. javanica. Já para M.mayaguensis essa gramínea mostrou-se eficiente nopresente trabalho. O milho, o arroz e o sorgo tambémtiveram efeito sobre M. mayaguensis. Por outro lado,essas plantas são multiplicadoras de outrosfitonematoides de importância agrícola como, porexemplo, Pratylenchus spp. (Inomoto et al., 2006;Carneiro et al., 2007), o que deve ser levado emconsideração na sua utilização em sistemas de rotação.Diferentes genótipos de milheto têm apresentadocomportamento contraditório quanto à reação aoutras espécies de Meloidogyne (Santos & Ruano, 1987;Carneiro et al., 2006). Neste ensaio, como foi utilizadoapenas um genótipo, não se pode afirmar se essecomportamento é semelhante em relação a M.mayaguensis.

As gramíneas utilizadas foram: arroz (Oryza sativaL.), milho (Zea mays L. AGN 2012), Brachiaria ruziziensisR. Germ. & Evrard, Brachiaria brizantha (Hochst. exA. Rich.) Stapf., sorgo [Sorghum bicolor (L.) Moench] emilheto [Penisetum glaucum (L.) R. Brown]. Asleguminosas foram: mucuna preta [Mucuna pruriens (L.)D.C.], crotalária (Crotalaria paulina Schranck), feijão-caupi [Vigna unguiculata (L.) Walp. ‘BR-17 Gurguéia’],feijão-de-porco (Canavalia ensiformis D.C.) e feijão-guandu [Cajanus cajan (L.) Millsp.]. As sementes dasplantas-teste foram semeadas em vasos contendo solopreviamente autoclavado (120° C por 2 h). Comofonte de inóculo, foi utilizada uma população de M.mayaguensis, obtida de goiabeira e mantida em tomateiro(Lycopersicon esculentum) sob condições de casa devegetação. O inóculo consistiu de uma suspensão deovos, extraídos de acordo com Hussey & Barker(1973), na concentração de 500 ovos / ml. Ainoculação foi feita vertendo-se 10 ml da suspensãode ovos em um sulco feito ao redor do colo dasplantas. Noventa dias após a inoculação, as plantasforam retiradas dos vasos e, em seguida, uma mudade tomateiro, com 20 dias de idade, foi transplantadapara cada vaso. Após 30 dias de cultivo, os tomateirosforam cuidadosamente retirados dos vasos, ossistemas radiculares lavados em água corrente ecoloridos com fucsina ácida para melhor visualizaçãodas massas de ovos (Silva et al., 1988). Os experimentosobedeceram a delineamento inteiramente casualizadocom seis repetições. Para fins de avaliação, foram

Tabela 1 – Índices de galhas (IG) e de massas de ovos (IMO) em raízes de tomateiro, após o cultivo de gramíneas e leguminosas, emsolo infestado com Meloidogyne mayaguensis, em casa de vegetação.

Tratamentos IG IMO

Brachiaria brizantha 0,0 0,0Brachiaria ruziziensis 0,0 0,0Oryza sativa 0,0 0,0Pennisetum glaucum 0,0 0,0Sorghum bicolor 0,0 0,0Zea mays 0,1 0,1Crotalaria paulina 0,0 0,0Mucuna pruriens 0,0 0,0Cajanus cajan 1,3 1,3Canavalia ensiformis 3,5 3,0Vigna unguiculata 3,5 3,5Lycopersicon esculentum (testemunha) 5,0 5,0

200 Vol. 33(2) - 2009

Keyla C. Silva & Gilson S. Silva

As leguminosas variaram quanto à sua eficiênciaem controlar M. mayaguensis (Tabela 1). Dentre elas,apenas C. paulina e M. pruriens reduziram os índices degalhas e de massas de ovos em tomateiro após o seucultivo. As crotalárias têm se mostrado bastantepromissoras no controle de outras espécies denematoides de galhas, como demonstraram osresultados obtidos por Silva et al. (1990), Wang et al.(2002) e Inomoto et al. (2006). Guimarães et al. (2003),avaliando o parasitismo de M. mayaguensis em diferentesespécies de plantas, verificaram que C. spectabilis foiimune e que C. juncea mostrou-se suscetível a essenematoide. O feijão-caupi teve comportamentosemelhante à testemunha, o que inviabiliza a variedade‘BR-17 Gurguéia’ de ser utilizada em rotação, noentanto trabalhos adicionais fazem-se necessários, afim de avaliar o potencial de outros genótipos.

Das espécies vegetais estudadas neste trabalho,todas as gramíneas e as leguminosas C. paulina e M.pruriens apresentam potencial bastante significativo paraserem utilizadas em rotação de culturas em áreasinfestadas pelo M. mayaguensis.

Literatura CitadaBRITO, J.A. & S. FERRAZ. 1987. Antagonismo de Brachiaria

decumbens e Panicum maximum cv. Guiné a M. javanica.Nematologia Brasileira, 11: 270-285.

CARNEIRO, R.M.D.G., W.A. MOREIRA, M.R.A.ALMEIDA & A.C.M.M. GOMES. 2001. Primeiroregistro de Meloidogyne mayaguensis em goiabeira no Brasil.Nematologia Brasileira, 25 (2): 223-228.

CARNEIRO, R.M.D.G., M.R.A. ALMEIDA, R.S. BRAGA,C.A. ALMEIDA & R. GIORIA. 2006. Primeiro registrode Meloidogyne mayaguensis parasitando plantas de tomatee pimentão resistentes à meloidoginose no Estado deSão Paulo. Nematologia Brasileira, 30 (1): 81-86.

CARNEIRO, R.G., A.P.A. MÔNACO, A.C.C. LIMA, K.C.NAKAMURA, M.P. MORITZ, A. SCHERER & D.C.SANTIAGO. 2006. Reação de gramíneas a Meloidogyneincognita, a M. paranaensis e a M. javanica. NematologiaBrasileira, 30 (3): 287-291.

CARNEIRO, R.G., M.P. MORITZ, A.P.A. MÔNACO, K.C.NAKAMURA & A. SCHERER. 2007. Reação de milho,sorgo e milheto a Meloidogyne incognita, M. javanica e M.paranaensis. Nematologia Brasileira, 31 (2): 67-71.

DIAS-ARIEIRA, C.R., S. FERRAZ, L.G. FREITAS & E.H.MIZOBUTSI. 2003. Avaliação de gramíneas forrageiraspara controle de Meloidogyne incognita e M. javanica(Nematoda). Acta Scientiarum, 25 (2): 473-477.

FERRAZ, S. & L.A.C. VALLE. 2001. Controle deFitonematóides por Plantas Antagônicas. Editora UFV,Viçosa (MG), 73 p.

GONZAGA, V. & S. FERRAZ. 1994. Seleção de plantasantagonistas a Meloidogyne incognita raça 3 e a M. javanica.Nematologia Brasileira, 18 (1-2): 57-63.

GUIMARÃES, L.M.P., R.M. MOURA & E.M.R.PEDROSA. 2003. Parasitismo de Meloidogyne mayaguensisem diferentes espécies botânicas. Nematologia Brasileira,27 (2): 139-145.

HUSSEY, R.S. & K.R. BARKER. 1973. A comparison ofmethodos of collecting inocula of Meloidogyne spp,including a new technique. Pant Disease Reporter, 57(12): 1025-1028.

INOMOTO, M.M., L.C.C. MOTTA, D.B. BELUTI & A.C.Z.MACHADO. 2006. Reação de seis adubos verdes aMeloidogyne javanica e Pratylenchus brachyurus. NematologiaBrasileira, 30 (1): 39-44.

RAMMAH, A. & H. HIRSCHMANN. 1988. Meloidogynemayaguensis n. sp. (Meloidogynidae), a root-knotnematode from Puerto Rico. Journal of Nematology,20 (1): 58-69.

SANTOS, M.A. & O. RUANO. 1987. Reação de plantas usadascomo adubos verdes a Meloidogyne incognita raça 3 e M.javanica. Nematologia Brasileira, 11: 185-197.

SILVA, G.S., J.M. SANTOS & S. FERRAZ. 1988. Novométodo de coloração de ootecas de Meloidogyne sp.Nematologia Brasileira, 12: 6-7.

SILVA, G.S., S. FERRAZ & J.M. SANTOS. 1990. Efeito deCrotalaria spp. sobre Meloidogyne javanica, M. incognitaraça 3 e M. exigua. Fitopatologia Brasileira, 15 (1): 94-96.

TAYLOR, A.L. & J.N. SASSER. 1978. Biology, Identificationand Control of Root-knot Nematodes (MeloidogyneSpecies). Internacional Meloidogyne Project, NorthCarolina State University Graphics, Raleigh (NC) EUA,111p.

WANG, K.H., B.S. SIPES & D.P. SCHMITT. 2002. Crotalariaas cover crop for nematode management: a review.Nematropica, 32 (1): 35-57.

nematologia brasileira - v. 33 n. 2 2009nematologia.com.br/files/revnb/33_2.pdf · a...

Documents