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Universidade Federal de São João del-Rei Coordenadoria do Curso de Química

Métodos para determinação de avermectinas em diferentes matrizes

Leila Suleimara Teixeira

São João del-Rei – 2015

MÉTODOS PARA DETERMINAÇÃO DE AVERMECTINAS EM DIFERENTES MATRIZES

Monografia de Trabalho de Conclusão de Curso, apresentado no 1° semestre do ano de 2015 ao Curso de Química, Grau Acadêmico Bacharelado, da Universidade Federal de São João del-Rei, como requisito parcial para obtenção do título Bacharel em Química. Autor: Leila Suleimara Teixeira Docente Orientador: Keyller Bastos Borges Modalidade do Trabalho: Revisão Bibliográfica

São João del-Rei – 2015

RESUMO

As avermectinas (AVMs) são lactonas macrocíclicas derivadas da fermentação do fungo

Streptomyces avermitilis, este grupo inclui abamectina, ivermectina, eprinomectina,

doramectina, selamectina, e emamectina drogas quimicamente relacionadas e utilizadas na

medicina veterinária e humana, como antiparasitários, e na agricultura. Atualmente

encontram-se entre as drogas antiparasitárias mais utilizadas mundialmente, sobretudo

devido ao seu amplo espectro de ação e boa margem de segurança. Apresenta como

principais características físico-químicas alto peso molecular e elevada lipofilicidade, o que

diminui a possibilidade de atravessarem a barreira hematoencefálica dos animais,

minimizando os efeitos tóxicos e também aumenta persistência no organismo, sobretudo

nas gorduras corpóreas. Contudo, o uso intensivo e inadequado desta droga leva a

necessidade de métodos analíticos capazes de determinar e aperfeiçoar o grande potencial

desse grupo. Nestas circunstâncias, o presente trabalho de conclusão de curso tem por

objetivo apresentar uma revisão bibliográfica sobre as metodologias de

identificação/quantificação de AVMs em diferentes de tipos amostras (matrizes). A

determinação das AVMs tem sido dada em especial pela cromatografia líquida de alta

eficiência acoplada com diferentes tipos de detectores, como por exemplo, o espectrômetro

de massas, detector de fluorescência e de absorbância no ultravioleta, além de diversas

técnicas de preparo de amostras. Desta maneira, foi possível a identificação/quantificação

de componentes semelhantes de amostras complexas, tais como: alimentos, plasma, soro,

dejetos fecais, formulações farmacêuticas dentre outros.

Palavras-chave: avermectina, métodos de separação, preparo de amostras, fluidos

biológicos.

ABREVIATURAS

ABA: Abamectina

ASE: Extração Acelerada por Solvente

AVMs: Avermectinas

CE: Eletroforese Capilar

CG: Cromatografia Gasosa

CCD: Cromatografia em Camada Delgada

CFS: Cromatografia com Fluido Supercrítico

DOR: Doramectina

EDTA: Ácido Etilenodiamino Tetracético

EMA: Emamectina

EPR: Eprinomectina

FIA: Análise por Injeção em Fluxo

GABA: Ácido gama amino butírico

HF-SLM: Extração com Fibra Oca Suportada por Membrana

HPLC: Cromatografia Líquida de Alta Eficiência

HPLC-DAD: Cromatografia Líquida com Detecção por Arranjo de Diodos

HPLC-FL: Cromatografia Líquida de Alta Eficiência com Detector de Fluorescência

HPLC-UV: Cromatografia Líquida de Alta Eficiência com Detector de Absorbância no Ultravioleta

HPLC-MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas

IVR: Ivermectina

LC-APCI-MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas com Ionização Química à Pressão Atmosférica

LC-APCI-MS-MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas Triplo Quadrupolo com Ionização Química à Pressão Atmosférica

LC-ES-MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas com Ionização por Eletrospray

LC–ESI-MS-MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas Triplo Quadrupolo com Ionização por Eletrospray

LC–MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas

LC-MS-MS: Cromatografia Líquida com Espectrometria de Massas Triplo Quadrupolo

LLE: Extração Líquido-Líquido

LMs: Lactonas Macrocíclicas

LOD: Limite de Detecção

LOQ: Limite de Quantificação

LTP: Purificação em Baixa Temperatura

MAE: Extração Assistida por Micro-ondas

MSPD: Dispersão da Matriz em Fase Sólida

NIR: Espectrometria de Infravermelho Próximo

NMIM: N-metilimidazol

PLA: Polilactida

PLE: Extração com Líquidos Pressurizados

PP: Precipitação de Proteína

PTFE: Politetrafluoretileno

QqQ: Detector Triplo Quadrupolo

QuEChERS: Quick, Easy, Cheap, Effective, Rugged, Safe

SEL: Selamectina

SFE: Extração de Fluidos Supercríticos

SPE: Extração em Fase Sólida

TFAA: Anidrido Trifluoroacético

UV-vis: Ultravioleta Visível

SUMÁRIO

1. INTRODUÇÃO 1

2. OBJETIVOS 3

3. RESULTADOS 3

3.1. Alimentos 3

3.2. Plasma 10

3.3. Soro 11

3.4. Sangue 12

3.5. Dejetos Fecais 12

3.6. Formulações Farmacêuticas 13

3.7. Água/Solo/Sedimentos 14

3.8. Tecidos/Órgãos 16

3.9. Outros 17

4. CONSIDERAÇÕES FINAIS 18

5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 21

Monografia de TCC – Química – Bacharelado – UFSJ -2015

1

1. INTRODUÇÃO

As avermectinas (AVMs) são endectocidas que pertencem a uma família de

compostos denominada lactonas macrocíclicas (LMs) com ação em nematódeos e

artrópodes. Descobertas em 1975, são produzidas pela fermentação do fungo actomiceto

Streptomyces avermitilis, detectado primeiramente no solo do Japão e depois da Itália, o

grupo das AVMs é constituído por abamectina (ABA), ivermectina (IVR), eprinomectina

(EPR), doramectina (DOR), selamectina (SEL) e emamectina (EMA) [1,2].

Através do processo de fermentação do S. avermitilis é gerada uma mistura de oito

componentes: A1a, A1b, A2a, A2b, B1a, B1b, B2a e B2b, os quais se diferenciam conforme

algumas características em suas estruturas: os compostos A apresentam ligado ao carbono

5 um grupo metoxi, ao passo que os compostos B apresentam um grupo hidroxila. Os

compostos do tipo 1 possuem dupla ligação entre os carbonos 22 e 23 enquanto que os do

tipo 2 apresentam ligações simples. Já os da série “a” têm ligado ao carbono 25 um grupo

sec-butil e os da série “b” um radical isopropil [3,4].

Figura 1. Fórmulas estruturais das avermectinas naturais [4].

Devido à alta eficiência e ao amplo espectro parasiticida, as AVMs do tipo B1a são as

mais importantes, e na indústria farmacêutica a separação dos grupos B1a e B1b ainda é

inviável. Assim, os produtos comerciais são uma mistura de aproximadamente 90% dos

compostos “a” e 10% dos compostos “b”, sendo quase similar as atividades biológicas

destes dois grupos. A abamectina é um produto natural do processo de fermentação do S.


2

avermitilis, e serve de partida para a produção da 22,23 – dihidroavermectina B1, ou

ivermectina, seu derivado sintético, a qual foi a primeira entre as LMs a ser comercializada

[4,5].

O modo como as LMs se comportam no organismo depende da forma como foram

administradas, formulação, tipo e estrutura física do animal. Dentre as principais

características físico-químicas das AVMs estão o alto peso molecular e elevada

lipofilicidade. Esses aspectos fazem com que haja um grande volume de distribuição com

maior concentração no tecido adiposo, o qual apresenta vascularização reduzida fazendo

com que sua retenção no plasma seja maior. A sua farmacodinâmica é muito complexa, não

estando totalmente elucidada a via pela qual estes compostos atingem os parasitos

gastrointestinais [2,6].

O modo de ação das AVMs é hipoteticamente resultado de sua grande afinidade com

os receptores de glutamato. Quando se ligam a estes receptores, elas desenvolvem um

incremento na permeabilidade dos íons cloreto, o que faz com que haja uma

hiperpolarização da membrana celular, e com isso, abra os canais de cloreto controlados

pelo ácido glutâmico e pelo ácido gama amino butírico (GABA), ou glutamato. Devido a isso,

o fluxo de íons cloreto para dentro das sinapses nervosas em vermes, e no sistema

neuromuscular em artrópodes, aumenta, de forma que leva a paralisia, resultando na morte

de nematóides e artrópodes. Isto explica porque as AVMs não agem sobre cestódeos e

trematódeos, uma vez que estes não possuem os receptores GABA. Já a baixa toxicidade

para os mamíferos pode ser elucidada pela dificuldade de atravessar a barreira

hematoencefálica, e desta forma não atingir tais receptores, os quais se encontram, quase

que, exclusivamente no sistema nervoso central [4,5].

Apesar das LMs possuírem grande eficácia contra endo e ectoparasitos, além de

evidenciarem certa segurança em relação a efeitos que possam afetar a tolerância física dos

animais, uma dose elevada deste fármaco aumenta sua capacidade de penetrar a barreira

hematoencefálica e assim afetar qualquer espécie causando intoxicação. Além disso, a

excreção da droga, sobretudo nas fezes e urina e seu efeito tóxico sobre diferentes tipos de

insetos encarregados da degradação dos depósitos fecais tem merecido interesse especial

devido ao potencial de impacto ambiental destes fármacos. A eliminação através da

glândula mamária de vacas em lactação também é um ponto importante [5,6].

Outra questão se dá devido ao uso intensivo das LMs nos últimos 30 anos para o

controle principalmente de doenças parasitárias em ruminantes, levando ao surgimento de

elevados níveis de resistência [8]. Portanto, surge a necessidade de métodos analíticos

capazes de determinar o enorme potencial dessas LMs, uma vez que estas apesar de se


3

mostrarem muito eficientes podem apresentar certas adversidades em virtude de seu uso

equivocado [6,7].

2. OBJETIVOS

O objetivo deste trabalho consiste em fornecer uma revisão sobre as metodologias

analíticas para determinação de AVMs em diferentes matrizes, tais como: alimentos, fluidos

biológicos (soro, sangue, plasma, dejetos fecais), formulações farmacêuticas, solo, dentre

outros.

3. RESULTADOS

Esta revisão foca nos diferentes métodos de separação empregados para a

determinação das AVMs, sobretudo, na técnica instrumental analítica de cromatografia

líquida de alta eficiência (HPLC) [9-11]. Este método é acoplado a diferentes tipos de

detectores, principalmente ao detector de fluorescência e ao espectrômetro de massas

[11,12]. A revisão foi dividida pela análise de AVMs em diferentes matrizes.

3.1. Alimentos

Com a melhoria dos padrões de vida da população, cada vez mais atenção tem sido

dada aos problemas de segurança alimentar e uma vez que a presença de AVMs na

alimentação representa um risco para a saúde humana, o desenvolvimento de metodologias

para sua determinação torna-se essencial [13].

As análises de AVMs em alimentos foram realizadas por diversos métodos. Borges

et al. [3] determinaram resíduos de abamectina em abacates através da cromatografia

líquida de alta eficiência com detecção por fluorescência (HPLC-FL). Foi realizada a

derivatização dos analitos com anidrido trifluoroacético (TFAA) e N-metilimidazol (NMIM). A

extração das amostras homogeneizadas de abacate foi feita duas vezes com acetonitrila:

água (8: 2, v/v) e limpas com cartuchos C18 empregando a SPE. A fase móvel era composta

por de água: metanol: acetonitrila (5: 47,5: 47,5 v/v/v) com vazão de 1 mL/min. Os valores

de desvio padrão relativo (RSD) estavam abaixo de 13% e os LOD e LOQ foram de 0,001 e

0,003 mg/kg, respectivamente.

Hernando et al. [7] elaboraram um método que permite uma análise rápida para a

determinação de resíduos de abamectina, ivermectina, benzoato de emamectina e

doramectina em produtos alimentares selecionados (músculo, salmão e pimenta) por


4

cromatografia líquida com espectrometria de massa triplo quadrupolo (LC-MS-MS). As

amostras foram extraídas pelo processo de extração em fase sólida (SPE), utilizando

acetonitrila e alumina para limpeza. As recuperações médias obtidas foram na faixa de 80-

95%.

Huang et al. [13] determinaram abamectina e ivermectina em óleos comestíveis,

como óleo de amendoim, óleo de oliva, banha, por meio de um método de purificação em

baixa temperatura (LTP) acoplado a cromatografia líquida com espectrometria de massas

triplo quadrupolo com ionização por eletrospray (LC-ESI-MS-MS). As amostras foram

extraídas utilizando a técnica de extração líquido-líquido (LLE) seguidas por purificação

através de precipitação de componentes interferentes a baixa temperatura, sem uma etapa

de limpeza adicional. Os LOD e LOQ estavam na faixa de 0,1-0,4 µg/kg e 0,3-1,3 µg/kg,

respectivamente.

Vuik et al. [14] desenvolveram um método para determinação de traços de

abamectina em alface e pepino utilizando a cromatografia líquida de alta eficiência com

detecção de absorção no ultravioleta (HPLC-UV). A fase móvel era composta por metanol:

água (90: 10, v/v) com vazão de 1,0 mL/min e detecção UV a 245 nm. As amostras foram

homogeneizadas com acetato de etila e extraídas por meio da técnica de SPE.

Diserens et al. [15] realizaram o desenvolvimento e a validação de um método de

HPLC-FL para determinação de resíduos de abamectina em maças, peras e tomates. A fase

móvel continha acetonitrila: água (94: 6, v/v). A vazão foi de 1.5 mL/min e volume de injeção

50 µL. O tempo de eluição foi de 8 min e 10 min para avermectina B1a e avermectina B1b,

respectivamente. Os resíduos foram extraídos com acetonitrila através da SPE e

derivatizados com ácido trifluoroacético e 1-metilimidazol.

Valenzuela et al. [16] determinaram abamectina em laranjas por meio de

cromatografia líquida acoplada a espectrometria de massas com ionização por eletrospray

(LC-ES-MS) operada em modo positivo. A fim de identificar os principais íons para o analito

foi utilizada a análise por injeção em fluxo (FIA). Adotaram como método de extração a

técnica de dispersão da matriz em fase sólida (MSPD). A interface de ES-MS em modo

positivo foi operada com temperatura do gás de 350 °C, fluxo de gás de secagem de

13,0 L/min, pressão do gás nebulizador de 30 p.s.i. e 4000 V de tensão capilar. A média

global de recuperação para abamectina foi de 96%.

Yoshii et al. [17] desenvolveram um método analítico para determinação simultânea

de resíduos de emamectina, ivermectina e abamectina em culturas de vegetais. As

amostras foram extraídas com acetona por SPE e derivatizadas com anidrido trifluoroacético

e 1-metilimidazol em acetonitrila. A análise foi feita por cromatografia líquida de alta


5

eficiência com detecção por fluorescência (HPLC-FL), com vazão de 1,0 mL/min, volume de

injeção de 5 µL. O solvente A foi acetonitrila e o solvente B água. As condições de eluição

em gradiente foram inicialmente A: B (80: 20, v/v), depois por 5 min A: B (90: 10, v/v), nos

20 min seguintes A-B (93: 7, v/v) e por fim 100% de A ao longo 2 min. As amostras

detectadas foram confirmadas LC-ES-MS. O limite de detecção por LC-ES-MS foi

semelhante para o nível de detecção de fluorescência de 0,1-0,3 ppt.

Valenzuela et al. [18] realizaram um estudo de comparação de alguns métodos

cromatográficos líquidos para a análise de resíduos de avermectina em frutas cítricas após

extração pela dispersão da matriz em fase sólida (MSPD), a qual se apresenta vantajosa em

relação à simplicidade, menor consumo de solventes, maior precisão e menor interferência.

Foram comparadas as técnicas de cromatografia líquida por detecção por UV, detecção por

fluorescência e espectrômetro de massas com ionização por eletrospray. Destas a HPLC-FL

e a LC-ES-MS obtiveram resultados comparáveis, entretanto a HPLC-FL apresenta a

vantagem de ser econômica e de ter elevado grau de especificidade e boa sensibilidade,

resultante da forte fluorescência do derivado. Além disso, pode ser utilizado para quantificar

o isômero geométrico da abamectina.

Pollmeier et al. [19] desenvolveram um método para determinar resíduo de

eprinomectina B1a no leite bovino. A extração de eprinomectina B1a foi feita com

acetonitrila, após a adição de um padrão interno. O extrato contendo os analitos foi

evaporado até à secura e reconstituído numa solução contendo 30% de 1-N-metilimidazol

em acetonitrila. A análise das amostras foi realizada por HPLC-FL de fase reversa com fase

móvel constituída por metanol, acetonitrila, água, trietilamina e ácido fosfórico. A

recuperação global de extração de eprinomectina B1a é de 94%.

Pozo et al. [20] trabalharam com um método por LC-ESI-MS-MS para a

determinação de resíduos de azadiractina e abamectina em amostras de laranja. As

amostras foram extraídas com acetonitrila e nelas adicionado acetato de sódio, obtendo de

forma eficiente os adutos de sódio [M+Na]+, íons precursores que atribuem ao método maior

sensibilidade.

Sheridan et al. [21] desenvolveram um método utilizando extração líquido-líquido

(LLE) e LC-ES-MS-MS para determinação de cinco AVMs (abamectina, doramectina,

emamectina, eprinomectina, ivermectina) e uma milbemicina (moxidectina) no leite. Os

analitos foram extraídos a partir de leite integral em acetonitrila com uma subsequente troca

de solvente para metanol-água.

Sannino et al. [22] descreveram um método para a determinação de abamectina e

outras duas lactonas macrocíclicas em purê de maçã, suco de limão concentrado, purê de


6

tomate e ervilhas enlatadas. O procedimento analítico envolve uma extração com acetona e

partição líquido-líquido com acetato de etila e cicloexano combinados em um só passo. Os

extratos foram analisados por LC-ES-MS-MS em fase reversa e por gradiente sem qualquer

passo adicional de limpeza. Para fase móvel: solvente A era 10 mM de formato de amônio

aquoso, pH 3.9 e o solvente B acetonitrila. Iniciou-se a eluição com A: B (70: 30, v/v), em

seguida A: B (10: 90, v/v) durante 4 min e por fim A: B (50: 50, v/v) por 7 min.

Wang et al. [23] desenvolveram um método para a determinação de resíduos de

abamectina, ivermectina, doramectina e eprinomectina em vários produtos alimentares de

origem animal, tais como o músculo de porco, fígado de porco, peixe e leite. As amostras

foram homogeneizadas, extraídas e desprotonadas por acetonitrila e limpas em duas

etapas, primeiro utilizando colunas do SPE com C18 e depois cartuchos de alumina. Os

resíduos foram separados e determinados por LC-ESI-MS-MS. Os parâmetros de validação

analisados, como linearidade, recuperação, precisão e estabilidade apresentaram-se dentro

dos limites estabelecidos na literatura.

Frenich et al. [24] realizaram um estudo de comparação de quatro métodos de

extração para a determinação de drogas veterinárias, dentre elas as AVMs, em ovos por LC-

MS-MS. Os métodos de extração por solventes, extração em fase sólida (SPE), a dispersão

de matriz em fase sólida (MSPD) e procedimento QuEChERS modificado foram comparados

em termos de recuperação e número de medicamentos veterinários extraídos. O

procedimento de extração por solvente com uma etapa de clean-up proporcionou melhores

resultados do que os outros procedimentos testados. O procedimento QuEChERS foi mais

simples e mais rápido, mas extraiu menos compostos do que extração por solvente. MSPD

não extraiu tetraciclinas e quinolonas, enquanto tetraciclinas e macrólidos não foram

extraídos por SPE. O procedimento de extração por solvente foi validado e obteve

recuperação entre 60 - 119%.

Giannetti et al. [25] desenvolveram um método analítico qualitativo de HPLC-FL para

determinação simultânea de ivermectina, abamectina, moxidectina, eprinomectina,

doramectina e emamectina em gêneros alimentícios, musculares, ovos e leite. As amostras

foram extraídas com acetonitrila, purificadas através da LLE e derivatizadas com anidrido

trifluoroacético (TFAA) em presença de 1-metilimidazol e ácido acético. A precisão variou

entre 9,2 - 17,1% para o músculo, 9,9 - 16,6% para o leite e 9,4-17,4% para os ovos.

Xie et al. [26] descreveram um método de HPLC-FL em fase reversa para a

determinação de resíduos de abamectina em vegetais e frutas. Os resíduos de abamectina

foram extraídos com acetonitrila e derivatizados diretamente sem necessidade de clean-up.


7

A fase móvel foi filtrada utilizando um filtro de 0,22 µm e era composta de acetonitrila: água

(95: 5, v/v). Os LOD e LOQ foram respectivamente 0,0005 e 0,002 mg/g.

Liu et al. [27] desenvolveram um método para quantificação de resíduos de

abamectina e ivermectina em vegetal. O processo foi realizado pela derivatização por

acilação química que inicialmente utiliza N-metilimidazol e anidrido trifluoroacético e, em

seguida, reage com a hidroxila de abamectina para gerar um resíduo fluorescente. A análise

foi realizada por HPLC-FL com fase móvel de acetonitrila: água (95: 5, v/v), vazão de

0,4 mL/min e volume de injeção de 0,2 mL. A separação cromatográfica ocorreu em 3 min.

Kauffman et al. [28] operaram um método para a determinação de alguns fármacos

anti-helmínticos e fenilbutazona no leite e no músculo. Foi realizado um procedimento de

extração e evaporação simples, e posteriormente o extrato foi injetado em diferentes

sistemas de cromatografia líquida. A partir deste estudo pode-se concluir que os analitos

com propriedades fracas de fragmentação podem ser mais facilmente quantificados por

espectrometria de massas de alta resolução do que pela espectrometria de massa

empregando triplo quadrupolo.

Ruiz et al. [29] desenvolveram um procedimento para determinação de pesticidas

naturais, dentre eles a abamectina, em matrizes de frutas. Para extração das amostras foi

utilizado o método de preparo de amostras conhecido por QuEChERS. A análise dos

extratos foi feita por LC-ESI-MS-MS. A abamectina obteve como melhor íon precursor o

aduto de sódio [M+Na]+. A fase móvel, eluída em gradiente, era composta por A: água

contendo 0.1% de ácido fórmico e 5 mM de formato de amônio e B: acetonitrila contendo

2mM de acetato de sódio.

Rezzae et al. [30] descreveram um método para a determinação de abamectina em

frutas cítricas utilizando a técnica de SPE combinada com microextração dispersiva líquido-

líquido e detecção por HPLC-UV. Neste estudo as amostras das frutas foram extraídas pelo

método de extração assistida por ultrassom seguida de SPE. Posteriormente a SPE, a

microextração dispersiva líquido-líquido para consecutiva purificação e enriquecimento da

abamectina foi empregada. Os efeitos dos parâmetros sobre a eficácia da extração do

método proposto foram investigados e otimizados. Um deles foi a linearidade que

apresentou valores adequados, obtendo um coeficiente de correlação de 0.998 para

abamectina B1a e 0.991 para B1b.

Pérez et al. [31] realizaram a análise de medicamentos veterinários, dentre eles a

abamectina, em queijos por meio da técnica de LC-MS-MS. A extração dos resíduos de

medicamentos veterinários no queijo foi realizada através do QuEChERS, que foi baseado


8

numa extração simples com acetonitrila e posterior adição de EDTA para facilitar a extração

das diferentes classes de medicamentos analisados.

A Tabela 1 apresenta alguns parâmetros da determinação de AVMs em alimentos.

Tabela 1. Alguns trabalhos sobre análise de AVMs em alimentos. Analitos Técnica de

análise Técnica de extração

% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

ABA HPLC-FL SPE 13 87-98 - 0,001mg/kg 0,003 mg/kg 3 ABA, EMA, DOR, IVR

LC-MS-MS SPE < 15 80-95 1-500 µg/kg

0,05-1,0 µg/kg 0,15-5,0 µg/kg

7

ABA, IVR LC-ESI-MS-MS

LLE 3,2-10,3% 71,1-119,3 5-1000 µg/L

0,1-0,4 µg/kg 0,3-1,3 µg/kg 13

ABA HPLC-UV SPE - 76-109 0,054- 0.54 mg/kg

40 µg/kg - 14

ABA HPLC-FL SPE - 88-106 - 1 µg/kg 0,002-0,005 mg/kg

15

ABA LC-ES-MS MSPD 3-5 94-99 0,01-10 mg/kg

12 pg 0,0025 mg/kg 16

EMA, IVR, ABA

HPLC-FL/LC-ES-MS

SPE - 80-110 - 0,1-0,3 ppt - 17

ABA HPLC-UV/ HPLC-FL/ LC-

ES-MS

MSPD 0,5-4,3 94 - 0,5-50 pg 0,005 - 0,03 mg/kg

18

EPR HPLC-FL LLE 3-4,3 94 2,3-51 ng/mL

0,25 ng/mL 2 ng/mL 19

ABA LC-ESI-MS-MS

SPE 9-34% > 80 0,01-0,1 mg/kg

< 0,007 mg/kg 0,001 mg/kg 20

IVR, DOR, ABA,EPR,

EMA

LC-ESI-MS-MS

LLE - 99,6-128 - 0,016-1,0 ng/mL

- 21

ABA LC-ESI-MS-MS

SPE 3-20 70-100 2,5-100 µg/kg

- 1-10 µg/kg 22

ABA, IVR, DOR, EPR

LC-ESI-MS-MS

SPE 4,7-13,8 62,4-104,5 2,5-200 µg/kg

0,05-0,68 µg/kg 0,17-2,27 µg/kg

23

AVMs LC-MS-MS LLE/ SPE/MSPD/ QuEChERS

8,8-22 57,1-120 - - 0,1-5 µg/kg 24

IVR, DOR, ABA,EPR,

EMA

HPLC-FL LLE 9,2-17,4 63-89 5-200 µg/kg

- - 25

ABA HPLC-FL LLE < 16,7 83,2-123,7 0,001-5 µg/mL

0,0005 µg/g 0,002 µg/g 26

ABA,IVR HPLC-FL LLE 2,48-10 78,5- 110,2 - - - 27 ABA, IVR LC-MS-MS/LC-

MS LLE - - - - - 28

ABA LC-ESI-MS-MS QuEChERS 20 70-110 10-100 µg/kg

- - 29

ABA HPLC-UV SPE 11 87-96% 0,005-10 mg/kg

0,001-0,008 mg/kg

- 30

ABA, IVR LC-MS-MS QuEChERS < 25 70-110 10,5 µg/kg 3,1 µg/kg (ABA)/1,6 µg/kg (IVR)

10,5 µg/kg (ABA)/5,5 µg/kg (IVR)

31

DOR HPLC-FL LLE 1.01 90-94 50,0-1000 µg/L

14 µg/L 46,7 µg/L 32

ABA HPLC-FL SPE < 10.1 86-100.4 - 0,001 µg/kg 0,003 µg/kg 33 ABA, DOR,

IVR HPLC-FL LLE < 7.5 72,4-106,5 - 0,04-0,05 µg/kg 0,12-0,16

µg/kg 34

IVR, DOR, ABA,EPR,

EMA

LC–ESI-MS-MS QuEChERS 3,7-14,1

74-102 - - - 35

IVR, DOR, ABA,EPR,

EMA

HPLC-FL QuEChERS 14 83-112 0,2-22,5 µg/L

0,4-3,2 µg/L 0,2-10 µg/L 36


9

Maia et al. [32] produziram um método de derivatização para determinação de

doramectina em leite bovino usando espectroscopia de fluorescência. Embora a capacidade

fluorescente seja uma função da estrutura molecular, o solvente também pode ter um efeito

forte sobre ele. Entre os solventes estudados, como etanol, acetonitrila, acetona e

isopropanol, o que apresentou maior rendimento quântico de fluorescência foi o etanol. Às

soluções etanólicas de doramectina foi adicionado hidróxido de sódio 0,25 mol/L e posterior

aquecimento, o que produziu sinais fluorescentes 1000 vezes mais elevados do que a

solução etanólica original.

Miao et al. [33] desenvolveram um método para a determinação de resíduos de

abamectina em óleos comestíveis por HPLC-FL. tetrahiOs resíduos foram extraídos usando

vórtex com acetonitrila e em seguida derivatizado com anidrido trifluoroacético e N-

metilimidazol. Foi utilizado metanol como fase móvel. O método apresentou LOD e LOQ de

0,001 mg/kg e 0,003 mg/kg, respectivamente, além de recuperação e precisão satisfatórias.

Macedo et al. [34] desenvolveram e validaram um método analítico para a

determinação simultânea de quatro lactonas macrocíclicas: abamectina, doramectina,

moxidectina e ivermectina em manteiga, utilizando HPLC-FL. A extração das amostras

foram feitas através do método de LLE aquecido e uma mistura de acetonitrila, acetato de

etila e água, com a pré-concentração e derivatização, a fim de produzir derivados

fluorescentes estáveis. As separações das amostras foram realizadas em aproximadamente

12,5 min através de uma eluição em gradiente de acetonitrila e água com vazão de

1,2 mL/min e volume de injeção de 20 µL.

Rúbies et al. [35] elaboraram um método baseado na técnica de preparo de amostra

QuEChERS seguido de LC–ESI-MS-MS para determinação de ivermectina, abamectina,

emamectina, eprinomectina, doramectina e moxidectina em carne. O método permite a

análise de AVMs em concentração de até 2,5 µg/kg e também proporciona alto rendimento

da amostra.

Furlani et al. [36] desenvolveram um método analítico para determinar ivermectina,

abamectina, doramectina, eprinomectina e moxidectina em produtos lácteos. Para extração

das amostras foi utilizado o método de preparo QuEChERS. O extrato foi derivatizado com

200 mL de 1-metilimidazole: acetonitrila (1: 1, v/v), 200 mL de anidrido trifluoroacético:

acetonitrila (1: 2, v/v) e 5 mL de ácido acético a 65 °C durante 30 min. Após arrefecido e

filtrado o extrato foi analisado por HPLC-FL com fase móvel composta por acetonitrila,

metanol e ácido acético a 2% com vazão de 1,2 mL/min.


10

3.2. Plasma

Rabel et al. [37] realizaram um estudo para melhorias na sensibilidade da detecção

para determinação de ivermectina no plasma do cão, utilizando cromatografia líquida de alta

eficiência. O aperfeiçoamento da sensibilidade de detecção para análise da ivermectina foi

observado por meio da utilização de detecção de fluorescência induzida por laser com

derivatização automatizada e por manipulação das condições cromatográficas. Cada

amostra foi derivatizada através da adição de 100 µL de N-metilimidazol: acetonitrila

(1: 1, v/v) seguido por 150 µL de anidrido trifluoroacético: acetonitrila (1: 2, v/v). As amostras

foram extraídas por meio da técnica de extração em fase sólida (SPE).

Fischer et al. [38] desenvolveram e validaram um método para a determinação de

ivermectina no plasma bovino, através da HPLC-UV com SPE on-line. A média de

recuperação do fármaco a partir do plasma é de 76,4%. A concentração mínima detectável

de ivermectina no plasma foi 0,8 ng/mL e o LOQ foi de 2 ng/mL.

Antonian et al. [39] desenvolveram um ensaio automatizado para quantificação de

eprinomectina em plasma bovino. Este ensaio determinou a concentração de eprinomectina

em plasma por HPLC-FL em fase reversa. No preparo das amostras foi realizada a extração

líquido-líquido (LLE) seguida de SPE. Cada coluna C18 da SPE foi condicionada

sequencialmente com 4 mL de acetonitrila, 4 mL de acetonitrila: clorofórmio contendo 0,1%

de 1-metilimidazol, 4 mL de acetonitrila e 4 mL de tampão de fosfato de sódio 0,1 M.

A Tabela 2 apresenta alguns parâmetros da determinação de AVMs em plasma de

diferentes trabalhos.

Tabela 2. Alguns trabalhos sobre análise de avermectinas em plasma. Analitos Técnica de


% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

IVR HPLC-FL SPE - - 0,06-0,60 ng/mL

- 0,01 ng/ mL

37

IVR HPLC-UV SPE 3,8-6,7 76,4 2-100 ng/mL

0,8 ng/mL 2 ng/L 38

EPR HPLC-FL SPE 10 > 84,9 0,05-200 ng/mL

- 0,05 ng/mL 39

SEL HPLC-FL SPE 1.3-17 101-118 1,0-200 ng/mL

- - 40

IVR CE-UV - - 81.8-87.1 1,0-30 ng/mL

0,3 ng/mL - 41

IVR LC-ESI-MS-MS PP 0,09-81,7 76-97 - - - 42 IVR HPLC-FL SPE 2,3-6,1 > 80 0,2-200

ng/mL - - 43

Walker et al. [40] desenvolveram um método analítico para selamectina no plasma do

cão e do gato. O método envolve SPE e derivatização química utilizando trietilamina e

anidrido trifluoroacético. As amostras foram analisadas através de técnica de HPLC-FL com


11

uma fase móvel de acetonitrila: água: tetrahidrofurano (67: 17: 15, v/v/v), com vazão de

0,5 mL/min.

Kowalski et al. [41] determinaram ivermectina no plasma do porco e do cavalo por

meio de um método de eletroforese capilar (CE). O método foi validado por meio de

avaliações de uma série de fatores, como a linearidade, seletividade, precisão, exatidão e

sensibilidade. Obteve-se um intervalo linear de 1 a 30 ng/mL, com coeficientes de

correlação superiores a 0,999. O limite de detecção (LOD) foi de 0,3 ng/mL e o limite de

quantificação (LOQ) de 1 ng/mL, utilizando um tamanho de amostra de 0,5 mL. Os melhores

resultados foram obtidos utilizando uma solução tampão composta por 25% (v/v) de metanol

e 75% (v/v) de tetraborato de sódio decahidratado (pH 9,26, 10 mM), dihidrogenofosfato de

sódio (pH 5,73; 10 mM) e ácido bórico (pH 6,94; 10 mM).

Pereira et al. [42] utilizaram um método de cromatografia líquida com espectrometria

de massas com ionização por eletrospray (LC-ESI-MS-MS) operada em modo positivo para

a determinação de ivermectina no plasma humano e de rato. A emamectina foi utilizada

como o padrão interno. O preparo de amostra envolveu a precipitação de proteína e filtração

do plasma fortificado. O método apresentou boa precisão e exatidão.

Kitzman et al. [43] desenvolveram um método para a quantificação de ivermectina no

plasma humano, a droga foi extraída a partir de 0,2 mL de plasma utilizando cartuchos de

extração em fase sólida. Após extração foi feita a reação dos derivados fluorescentes de

ivermectina com anidrido trifluoroacético e N-metilimidazol. As análises foram feitas pela

técnica de HPLC-FL com fase móvel composta por tetrahidrofurano: água: acetonitrila

(40: 38: 22, v/v/v). As recuperações de ivermectina foram maiores do que 80%.

3.3. Soro

Sams et al. [44] utilizaram um método para análise de AVMs em soro bovino que

possibilitou um aumento na sensibilidade de detecção por meio da desidratação do anel

dihidroxiciclohexano empregando anidrido acético: piridina (1: 3, v/v) e assim produzindo um

derivado intensamente fluorescente com uma absorção máxima a 365 nm e emissão a

475 nm. As amostras foram extraídas pela técnica de SPE utilizando acetato de etila após o

tratamento do soro com dois volumes de etanol: água (1: 1, v/v). As amostras foram

analisadas por meio da técnica HPLC-FL e detectadas em concentrações menores que

1,0 ng/mL.

Taylor et al. [45] realizaram um estudo sobre a detecção de ivermectina no soro de

gado por CCD após derivatização da droga através de uma reação com anidrido

trifluoroacético e 1-metilimidazol. As placas pré-revestidas de sílica-gel possuíam 0,2 mm de


12

espessura e foram desenvolvidas à temperatura ambiente com uma mistura de hexano:

acetona: decano: metanol (59: 30: 10: 1, v/v/v/v). Através desse método simples é possível

detectar ivermectina no soro do gado durante três a quatro semanas após tratamento

subcutâneo.

3.4. Sangue

Gupta et al. [46] realizaram um estudo para determinar resíduos de selamectina no

sangue do cão e em luvas usadas para acariciar cães após a aplicação de RevolutionTM. As

análises foram realizadas utilizando a técnica de HPLC-UV, com fase móvel de acetonitrila:

tetrahidrofurano: água (68: 17: 15, v/v/v) e vazão de 1 mL/min. A recuperação de

selamectina das luvas e do sangue foi de 98% e 96%, respectivamente.

3.5. Dejetos Fecais

Uma das principais formas de excreção de AVMs do corpo do animal,

independentemente da via de administração é pelas fezes [6]. Floate et al. [47] descreveram

um método qualitativo baseado em cromatografia de camada delgada (CCD) para detecção

de ivermectina como um derivado fluorescente em extratos de estrume de gado. O limite de

detecção (LOD) foi de aproximadamente 40 ng/g de esterco molhado. Os resíduos foram

detectados em fezes frescas depositadas por animais tratados com uma dose tópica de

ivermectina, 500 mg/kg de peso corporal 10 dias antes da análise.

Kolar et al. [48] determinaram abamectina e doramectina em fezes de ovelha. As

AVMs foram extraídas a partir dos excrementos com acetonitrila, utilizando SPE. As análises

realizadas por HPLC-FL após derivatização com N-metilimidazol. O método apresentou uma

boa recuperação na faixa de 66,4 - 80,8% para abamectina e 67,7 - 85,5% para

doramectina, além de um baixo LOD e LOQ de 1,0 ng/g e 2,5 ng/g, respectivamente.

A Tabela 3 apresenta três trabalhos para a determinação de AVMs em dejetos fecais.

Tabela 3. Alguns trabalhos sobre análise de avermectinas em fezes. Analitos Técnica de


% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

ABA, DOR

HPLC-FL SPE - 66,4-85,5 - 1,0 ng/g 2,5 ng/g 48

EPR HPLC-FL SPE - 79,5 - 0,0018 mg/kg

0,0036 mg/kg

49

EPR HPLC-FL SPE < 15 85-89 - 2,5 ng/g - 50


13

Halley et al. [49] realizaram um estudo para determinar se haveria quaisquer efeitos

nas minhocas a partir de fezes de gado tratado com a formulação comercial de

eprinomectina (EPRINEX®). O extrato inicial foi evaporado até à secura, reconstituído em

cloreto de metileno e diluído com hexano. A análise foi efetuada através da HPLC-FL. A

recuperação global foi de 79,5%.

Litskas et al. [50] desenvolveram um método de HPLC-FL para determinação

quantitativa de eprinomectina (EPM) nas fezes do gado e no solo. A EPM foi extraída com

acetona e acetonitrila a partir do solo e das fezes do gado, respectivamente. Foram

realizadas a SPE e a reação de derivatização com N-metilimidazol, na presença de anidrido

trifluoroacético e ácido acético. A recuperação global foi de 89% no solo e 85% em fezes do

gado. Além disso, o método apresentou baixos LOD e LOQ e boa reprodutibilidade.

3.6. Formulações Farmacêuticas

Abend et al. [51] desenvolveram um método de controle de ivermectina em

HEARTGARD CHEWABLES®, tratamento contra vermes a base de carne. A determinação

da substância ativa foi feita por meio de HPLC-UV de fase inversa, em modo isocrático. O

método consiste na extração automática de ivermectina a partir da formulação à base de

carne, em condições de temperatura e pressão elevadas, conhecida como extração

acelerada por solvente (ASE).

Webster et al. [52] propuseram um método rápido de espectrometria de infravermelho

próximo (NIR) para determinações quantitativas de selamectina e umidade em formulações

para cães e gatos. Os dados foram gerados utilizando um espectrômetro de módulo de

transporte de amostra de transmitância e um aquecimento de 30 °C. Os espectros foram

obtidos usando uma célula de quartzo ao longo de um intervalo de comprimento de onda de

400-2500 nm. O funcionamento do instrumento, bem como o recolhimento e posterior

manipulação dos espectros, foi controlado. Este método produz resultados de ensaio não

significativamente diferente dos cromatográficos.

A Tabela 4 mostra alguns parâmetros para a determinação de IVM em formulação

farmacêutica.

Tabela 4. Trabalho sobre análise de ivermectina em formulação farmacêutica. Analitos Técnica de


% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

IVR HPLC-UV - - 99,98 27,01-81,02 µg/mL

0,07 µg/mL

0,20 µg/mL

53


14

Shurbaji et al. [53] propuseram o desenvolvimento e a validação de um método por

HPLC-UV em fase reversa para determinação simultânea de triclabendazol e ivermectina

em formulação farmacêutica. A fase móvel era composta por acetonitrila: metanol: água:

ácido acético (56,0: 36,0: 7,5: 0,5, v/v/v/v) com vazão de 1 mL/min. Foram analisados vários

parâmetros de validação, como linearidade, precisão, recuperação, LOD, LOQ, robustez,

estabilidade. Para a ivermectina a curva de calibração foi linear no intervalo de 27,01 –

81,02 µg/mL com r = 0,9999, LOD e LOQ foi de 0,07 e 0,20 µg/mL, respetivamente.

Precisão intra-dia 100,79% e RSD 0,73% e inter-dia 100,55% e RSD 0,59%.

3.7. Água, solo e sedimentos

Brewer et al. [54] utilizaram cromatografia líquida acoplada à espectrometria de

massas triplo quadruplo com ionização química à pressão atmosférica (LC-APCI-MS-MS)

para a separação e a determinação dos isómeros de avermectina em amostras de solo. O

solvente A era água e o solvente B acetonitrila. O gradiente de eluição utilizado foi

inicialmente A: B (80: 20, v/v) durante 1 min, em seguida A: B (50: 50, v/v), e durante 14 min

um gradiente convexo de A: B (5: 95, v/v) e posterior a isso o gradiente foi invertido para

reduzir o tempo de equilíbrio. A vazão foi de 1,0 mL/min.

Raich-Montiu et al. [55] fizeram um estudo de um método com base na extração com

fibra oca suportada por membrana (HF-SLM) seguido por HPLC-MS-MS para determinar

ivermectina em águas ambientais. A fase móvel A continha acetonitrila: metanol: 10 mM do

tampão formiato de amônio, pH 4 (43: 34: 23, v/v/v) e B acetonitrila (100%). O gradiente

consistiu em 100% de A de 0 a 20 min, 50% A e 50% B de 20 para 25 min e 100% de A

novamente de 25 a 30 min. O volume de injeção foi de 10 µL.

Krogh et al. [56] desenvolveram um método analítico para a determinação de seis

AVMs (abamectina, doramectina, ivermectina, benzoato de emamectina, eprinomectina e

selamectina) e uma milbemicina (moxidectina) na água, sedimentos e amostras de

superfície do solo. Todas as amostras foram extraídas através da extração com líquido

pressurizado (PLE) seguido por uma extração em fase sólida (SPE), com exceção das

amostras aquosas em que a extração foi feita apenas utilizando SPE. Todos os compostos

foram analisados usando cromatografia líquida acoplada à espectrometria de massas com

ionização química à pressão atmosférica (LC-APCI-MS-MS).

Raich-Montiu et al. [57] propuseram um método analítico para a análise de

abamectina, doramectina e ivermectina em solos. As análises foram realizadas pela técnica

de HPLC-MS. Os analitos foram extraídos através da extração assistida por micro-ondas

(MAE) da seguinte maneira: 5 mL de acetonitrila: água (90: 10, v/v) foi adicionada a 1 g de


15

amostra de solo num vaso de extração de 35 mL de PTFE. Após 15 min de irradiação de

micro-ondas a 120 oC os vasos foram arrefecidos a ar e seu conteúdo foi centrifugado a

1500 g durante 15 min. Em seguida o extrato foi devidamente tratado para ser analisado.

Park et al. [58] realizaram um estudo para desenvolver um método analítico para a

determinação de multiresíduos das AVMs: abamectina, ivermectina, e doramectina e, da

milbemicina, moxidectina em amostras de solo. As amostras foram extraídas pela técnica de

extração de fluido supercrítico (SFE) usando CO2 supercrítico modificado com etanol e

analisadas por HPLC-MS-MS. As principais condições para extração foram temperatura de

80 °C, pressão a 300 kg/cm2 e tempo de extração de 40 min. A linearidade das curvas de

calibração foi excelente e apresentou os coeficientes de correlação entre 0,998 - 0,999,

numa faixa linear de 1,5 - 500 ng/g.

Islam et al. [59] desenvolveram um método de HPLC-MS-MS para determinação de

anti-helmínticos no solo e na água, incluindo a eprinomectina. O preparo de amostras

envolveu a técnica de SPE, sendo que no preparo das amostras de solo houve a etapa de

clean-up enquanto nas amostras de água não. O LOQ para eprinomectina foi de 20 µg/L.

A Tabela 5 mostra alguns parâmetros para a determinação de algumas AVMs em

águas, solos e sedimentos.

Tabela 5. Alguns trabalhos sobre análise de avermectinas em águas, solos e sedimentos.

Analitos Técnica de análise

Técnica de extração

% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

ABA LC-APCI-MS-MS SPE - - - - - 54 IVR HPLC-MS/MS HF-SLM < 15 - 13-7500

µg/L 13 µg/L 43 µg/L 55

IVR, DOR, ABA,EPR, EMA, SEL

LC-APCI-MS/MS PLE/SPE 9-26 38-88 - - - 56

ABA, DOR, IVR

HPLC-MS/MS MAE 3,6-11 88-91 - 18-25 ng/g - 57

ABA,DOR, IVR

HPLC-MS/MS SFE - 82,5-96,2 1,5-500 ng/g

1,5 ng/g 5 ng/g 58

EPR HPLC-MS/MS SPE - 35,4-125,1 - - 20 µg/kg 59 IVR LC-APCI-MS/MS SPE - 88-96 -- 20 ng/g 60

Löffler et al. [60] produziram um método analítico para determinação de fármacos

ácidos, antibióticos e ivermectina em sedimentos de um rio utilizando, no caso da

ivermectina, cromatografia líquida acoplada à LC-APCI-MS-MS no modo para íons

negativos. Para extração da ivermectina foram misturados 500 mL de sedimento aquoso a

25 mL de tampão acetato de amônio (1 mol/L, pH 4,0). A SPE foi realizada em cartuchos de

vidro preenchidos com 250 mg LiChrolute® EN (40-120 µm). Em seguida, os cartuchos

foram eluídos com 4 x 1 mL de acetato de etila. Os eluatos foram reduzidos até à secura


16

sob uma corrente suave de azoto e os resíduos foram dissolvidos em 500 µL de uma

mistura de tampão de acetato de amónio (15 mmol L-1, pH 4,0) e acetonitrila (90: 10, v/v).

3.8. Tecidos e órgãos

Samsonova et al. [61] desenvolveram um biosensor óptico para detectar resíduos de

ivermectina no fígado bovino. A extração da ivermectina ocorreu da seguinte forma: as

amostras de fígado foram homogeneizadas e pesadas (20 ± 0,1 g). As amostras de fígado

foram misturados com 25 mL das soluções de ivermectina em tampão HBS-EP (0,01 M

HEPES, 0,15 M NaCl, 3 mM EDTA, 0,005% polissorbato 20, pH 7,4). Após incubação, 4 mL

de acetonitrila foi adicionada a cada amostra que após agitação passou por centrifugação. A

3 mL de sobrenadante adicionou-se 7 mL de água destilada e 20 mL de trietanolamina. As

soluções foram aplicadas em colunas C8 de SPE previamente pré-condicionadas por 3 mL

de acetonitrila, seguido por 3 mL de acetonitrila: água (30: 70, v/v) contendo 0,1% de

trietanolamina. A ivermectina foi eluída utilizando 3 mL de acetonitrila. Os eluatos foram

evaporados até à secura sob uma corrente de azoto e transferidos para tubos após adição

de etanol.

Shi et al. [62] desenvolveram um teste de ELISA (do inglês, Enzyme Linked Immuno

Sorbent Assay) para detectar resíduos de AVMs, incluindo abamectina, ivermectina e

eprinomectina em fígado bovino. Os tampões utilizados no ELISA foram o tampão de

revestimento de 0,05 M de carbonato (pH 9,6); o tampão de ensaio foi de solução de

tampão fosfato, contendo 0,01 M de fosfato (pH 7,2) e 0,145 M de NaCl; o tampão de

lavagem foi o tampão fosfato contendo 0,05% de polissorbato 20; o tampão de

bloqueamento consistia de tampão de revestimento e 0,5% de caseína. As recuperações

destas drogas variaram de 53,8% a 80,6%.

A Tabela 6 mostra alguns parâmetros para a determinação de algumas AVMs em

tecidos e órgãos.

Tabela 6. Alguns trabalhos sobre análise de avermectinas em tecidos e órgãos.

Analitos Técnica de análise

Técnica de extração

% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

IVR Biossensor SPE - 82 - 19,1 ng/g - 61 ABA,IVR,

EPR ELISA LLE 3,4-17,9 53,8-80,6 - - 1,06 ng/mL 62

ABA, IVR, DOR

HPLC-FL SPE - 72-81 - - 1 µg/kg 63

ABA, IVR, EPR, DOR,

EMA

LC-ESI-MS/MS LLE 1,5-8,4 87,9-99,8 - 0,07-1,8 ng/g 0,2-10 ng/g 64


17

Wang et al. [63] por meio da técnica de HPLC-FL determinaram simultaneamente

abamectina, ivermectina e doramectina no fígado do boi. As amostras foram extraídas

utilizando acetonitrila e limpeza feita sobre uma coluna SPE de alumina. Realizou-se a

derivatização com anidrido trifluoroacético. O LOQ para as três AVMs analisadas foi

aproximadamente 1 µg/kg. A especificidade do método foi determinada por comparação dos

cromatogramas de amostras do plasma bovino livre de drogas com o cromatogramas das

amostras com as AVMs.

Inoue et al. [64] desenvolveram um método analítico para a quantificação das AVMs:

abamectina B1a, abamectina 8,9-Z isômero B1a, benzoato de emamectina B1a, benzoato

de emamectina 8,9-Z isômero B1a, ivermectina, eprinomectina B1a, doramectina em tecidos

bovinos, como músculo, fígado e tecido adiposo por meio de LC-ESI-MS/MS em modo de

íon positivo. A fase móvel consistia em acetonitrila e solução aquosa de formato de amónio

0,1 mM contendo 0,1% de ácido fórmico (v/v) com uma vazão de 0,2 mL/min. As extrações

das amostras foram feitas através da técnica de extração liquido-liquido (LLE) utilizando iso-

octano. O método apresentou-se linear com r2 variando na faixa entre 0,997–0,999.

3.9. Outros

Brimer et al. [65] desenvolveram um método in vitro para determinação do efeito

acaricida da ivermectina no gel de ágar utilizando o artrópode Sarcoptes scabiei var. suis

como organismo teste. O método se baseia na capacidade de migração e sobrevivência do

artrópode sobre a superfície do gel que comporta a ivermectina. Foi utilizada a técnica de

HPLC com detecção por UV-Vis.

Zangh et al. [66] realizaram um estudo de preparação e caracterização físico-química

de microcápsulas biodegradáveis de benzoato de emamectina. A preparação e

caracterização físico-química das microcápsulas foram estudadas pelo método de

evaporação/extração de solvente modificado utilizando polilactida (PLA) como material da

parede. Foi examinada a influência das composições de solvente orgânico na fase interna

aquosa e na externa em diâmetro, extensão, carga de pesticida e taxa de retenção das

microesfera. De acordo com os resultados o processo de extração de solvente e a formação

das microcápsulas podem ser acelerados por adição de solventes orgânicos miscíveis com

a água tais como éter etílico, acetona, acetato de etilo, ou n-butanol em fase orgânica e fase

aquosa interna externa.

Pietruk et al. [67] propuseram um procedimento analítico para determinação de

ivermectina em ração medicada no nível recomendado de 2,0 mg/kg. O analito foi extraído

de amostras de rações moídas com acetonitrila e derivatizado com N-metilimidazol e


18

anidrido trifluoroacético. Os extratos foram analisados por HPLC-FL em condições

isocráticas utilizando acetonitrila, metanol, água e tetrahidrofurano. O tempo total de análise

foi de 10 min.

Garric et al. [68] desenvolveram um estudo para avaliar a toxicidade da ivermectina

para dois organismos de água doce, o cladócero Daphnia magna e a alga verde

Pseudokirchneriella subcapitata. A toxicidade crônica de ivermectina para D. magna foi

extremamente elevada: com 0,001 e 0,0003 ng/L, mostrando haver possível risco de

intoxicação por ivermectina para os ecossistemas aquáticos.

A Tabela 6 apresenta alguns trabalhos da determinação de AVMs em diferentes

matrizes.

Tabela 6. Alguns trabalhos sobre análise de avermectinas em diferentes matrizes. Analitos Técnica de


% RSD ou CV

Recuperação (%)

Faixa Linear

LOD LOQ Ref.

IVR HPLC-UV SPE - 91 50-100 ng/mL

- - 65

IVR HPLC-FL SPE < 8 70-110 0,5-5 mg/kg

0,03 mg/kg 0,5 mg/kg 67

4. CONSIDERAÇÕES FINAIS

Após uma análise dos artigos revisados foi possível verificar uma grande variedade

de metodologias para a determinação de AVMs em diferentes matrizes. Foram realizadas

diversas técnicas de análise e diferentes métodos de preparo de amostra. Alguns métodos

descritos empregam mais de uma técnica de preparo de amostras, isto se deve ao fato de

algumas matrizes serem muito difíceis de trabalhar.

A Figura 2 mostra uma relação entre número de artigos publicados no período de

1991 a 2015 associando tipos de matrizes, técnicas instrumentais e técnicas de preparo de

amostras. Na Figura 2A, nota-se um maior número de determinação de AVMs em matrizes

de alimentos, uma vez que a preocupação com os possíveis danos a saúde causados por

resíduos destes fármacos vem aumentando com o crescimento da qualidade de vida da

população em geral.


19

Figura 2. (A) Número de artigos versus os tipos de matrizes; (B) Número de artigos versus

as técnicas instrumentais; (C) Número de artigos versus os métodos técnicas de preparo de

amostra no período de 1991 a 2015.


20

A técnica analítica instrumental mais utilizada nas metodologias para a determinação

de AVMs é a cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC), particularmente aquelas

acopladas a detectores de fluorescência (FL) e de espectrometria de massas (MS), como se

observa na Figura 2B. A grande seletividade e sensibilidade dos métodos analíticos

desenvolvidos podem ser constatadas por meio das tabelas apresentadas no decorrer do

trabalho. Outra importante etapa para a determinação das AVMs foi a técnica de preparo de

amostras, que teve como técnicas mais utilizadas a extração em fase sólida (SPE), a

extração líquido-líquido (LLE) e QuEChERS, como pode ser visto na Figura 2C.

Além dessas relações associadas aos tipos de matrizes, técnicas instrumentais e

técnicas de preparo de amostras empregadas, também foi realizada uma análise dos tipos

de avermectinas mais determinadas nos métodos revisados, sendo a IVR seguida pela ABA

os fármacos mais utilizados do grupo, como pode ser observado na Figura 3.

Figura 3. Número de artigos versus os tipos de avermectinas.

Finalmente, as AVMs são fármacos muito potentes em suas atividades

antiparasitárias e necessitam de pequenas doses para obter eficácia, o que leva a sua

ampla utilização. Entretanto, seu uso indiscriminado pode ocasionar danos à saúde e até

mesmo ao ambiente. Desta maneira, a busca por metodologias baratas e eficientes que

apresentem, dentre outras características, maior sensibilidade e seletividade, levam a crer

em estudos promissores para as AVMs em diferentes matrizes, o que poderá solucionar

diferentes problemas nas áreas envolvidas nesta temática.


21

4. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

[1] Danaher, M.; Howell, L. C.; Crooks, S. R. H.;

Flajs, V. C.; O’Keeffe M.; Review of methodology for

the determination of macrocyclic lactone residues in

biological matrices. Journal of Chromatography B,

844 (2006) 175–203.

[2] Santos, P. S. Caracterização físico-química e

determinação de resíduos farmacológicos

(albendazole e ivermectina) em leite de cabras

nativas criadas na caatinga. Dissertação

(Doutorado em Zootecnia), Universidade Estadual

do Sudoeste da Bahia, Itapetinga - BA, 2013

[3] Borges, J. H.; Pérez, L. M. R.; Suárez, E. H.;

Carnero, A.; Delgado, M. A. R.; Analysis of

abamectin residues in avocados by high

performance liquid chromatography with

fluorescence detection. Journal of Chromatography

A 1165 (2007) 52–57.

[4] Jesus, D. A. Determinação de avermectinas no

leite por CLAE-EM/EM. Dissertação (Mestrado em

Química), Universidade Federal do Paraná,

Curitiba, 2007.

[5] Rodrigues, D. C. Avaliação da toxicidade de

avermectinas em bovinos com idade inferior a trinta

dias. Dissertação (Mestrado em Medicina

Veterinária), Universidade Estadual Paulista,

Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias,

Jaboticabal – SP, 2007.

[6] Silva, M. S. C. Eficácia das lactonas

macrocíclicas em bovinos naturalmente infectados

na mesorregião do sertão paraibano. Dissertação

(Mestrado em Zootecnia), Universidade Federal de

Campina Grande, Patos – PB, 2007.

[7] Hernando, M. D.; Barcena, J. M. S.; Buenoa, M.

J. M.; Reyes, J. F. G.; Alba, A. R. F.; Fast

separation liquid chromatography–tandem mass

spectrometry for the confirmation and quantitative

analysis of avermectin residues in food. Journal of

Chromatography A 1155 (2007) 62–73.

[8] Lloberas, M.; Alvarez, L.; Entrocasso, C.; Virkel,

G.; Ballent, M.; Mate, L.; Lanusse, C.; Lifschitz, A.;

Comparative tissue pharmacokinetics and efficacy

of moxidectin, abamectin and ivermectin in lambs

infected with resistant nematodes: Impact of drug

treatments on parasite P-glycoprotein expression.

International Journal for Parasitology: Drugs and

Drug Resistance 3 (2013) 20–27

[9] Christian, G.D. Analytical Chemistry. 5º ed., John

Wiley & Sons, INC: Washington, 2004.

[10] Collins, H., Braga, G.L., Bonato, P.S.

Fundamentos de cromatografia. Editora da

UNICAMP, 2006.

[11] Skoog, D.A., Holler, F.J.,Nieman, T.A.

Princípios de análise instrumental. 5º Ed., Editora

Bookman: Porto Alegre, 2002.

[12] Silverstein, R.M., Webster, F.X.,Kiemle, D.J.

Identificação espectrométrica de compostos

orgânicos. 7º Ed., Editora LTC: Rio de Janeiro,

2007.

[13] Huang, J. X.; Lu, D.H.; Wan, K.; Wang, F. H.;

Low temperature purification method for the

determination of abamectin and ivermectin in edible

oils by liquid chromatography– tandem mass

spectrometry. Chinese Chemical Letters 25 (2014)

635–639.

[14] Vuik, J.; Rapid determination of abamectina in

lettuce and cucumber by high-performance liquid

chromatography. Journal of Chromatography 553

(1991) 299–304.

[15] Diserens, H.; Henzelin, M.; Determination of

abamectin residues in fruits and vegetables by high-

performance liquid chromatography. Journal of


[16] Valenzuela, A. I.; Redondo, M. J.; Pico, Y.;

Font, G.; Determination of abamectin in citrus fruits

by liquid chromatography–electrospray ionization

mass spectrometry. Journal of Chromatography A

871 (2000) 57–65.


22

[17] Yoshii, K.; Kaihara, A.; Tsumura, Y.; Ishimitsu,

S.; Tonogai, Y.; Liquid chromatographic

determination of emamectin, milbemectin,

ivermectin and abamectin in crops and confirmation

by liquid chromatography–mass spectrometry.

Journal of Chromatography A 896 (2000) 75–85.

[18] Valenzuela, A. I.; Popa, D. S.; Redondo, M. J.;

Mañes, J.; Comparison of various liquid

chromatographic methods for the analysis of

avermectin residues in citrus fruits. Journal of


[19] Pollmeier, M.; Maiera,S.; Moriarty, K.;

DeMontigny, P.; High-performance liquid

chromatographic assay for the determination of a

semisynthetic avermectin analog (eprinomectin) in

bovine milk at parts per billion levels—method

development and validation. Journal of

Chromatography B 772 (2002) 99–105.

[20] Pozo, O. J.; Marin, J. M.; Sancho, J. V.;

Hernández F.; D etermination of abamectin and

azadirachtin residues in orange samples by liquid

chromatography–electrospray tandem mass

spectrometry. Journal of Chromatography A 992

(2003) 133–140.

[21] Sheridan, R.; Desjardins, L.; Determination of

abamectin, doramectin, emamectin, eprinomectin,

ivermectin and moxidectin in milk by liquid

chromatography electrospray tandem mass

spectrometry. Journal of AOAC International 89

(2006) 1088–1094.

[22] Sannino, A.; Determination of three natural

pesticides in processed fruit and vegetables using

high-performance liquid chromatography/tandem

mass spectrometry. Rapid Commun. Mass

Spectrom 21 (2007) 2079–2086.

[23] Wang, F.; Chen, J.; Cheng, H.; Tang, Z.;

Zhang, G.; Niu, Z.; Pang, S.; Wangb, X.; Lee, F. S.

C.; Multi-residue method for the confirmation of four

avermectin residues in food products of animal

origin by ultra-performance liquid chromatography–

tandem mass spectrometry. Food Additives and

Contaminants 28 (2011) 627–639.

[24] Frenich, A. G.; Luiz, M. M. A.; Vidal,J. L. M.;

González, R.R.; Comparison of several extraction

techniques for multiclass analysis of veterinary

drugs in eggs using ultra-high pressure liquid

chromatography–tandem mass spectrometry.

Analytica Chimica Acta 661 (2010) 150–160.

[25] Giannetti, L.; Giorgi, A.; Necci, F.; Ferretti, G.;

Buiarelli, F.; Neri, B.; Validation study on

avermectine residues in foodstuffs. Analytica

Chimica Acta 700 (2011) 11–15.

[26] Xie, X.; Wang, X.; Zhao, L.; A Fast, Simple, and

Reliable High-Performance Liquid Chromatography

(HPLC) Method for Determining Abamectin

Residues in Vegetables and Fruits. Food Analytical

Methods 4 (2011) 203–211.

[27] Liu, H.; Zhang, Y.; Liu, L.; Li, Q.; Shao, J.; Zou,

Y.; Fast Separation Ultra-Performance Liquid

Chromatography for Determination of Pre-Column

Derivative Abamectin and Ivermectin Residues in

Vegetable. Journal of Fluorescence 21 (2011) 825–

829.

[28] Kaufmann, A.; Butcher, P.; Maden, K.; Walker,

S.; Widmer, M.; Quantification of anthelmintic drug

residues in milk and muscle tissues by liquid

chromatography coupled to Orbitrap and liquid

chromatography coupled to tandem mass

spectrometry. Talanta 85 (2011) 991–1000.

[29] Oliva, A. B. J.; Morales, A.; Ruiz, I.;

Determination of natural pesticides in fresh fruits

using liquid chromatography/mass spectrometry.

Journal of AOAC International 95 (2012) 248–243.

[30] Rezaee, M.; Mashayekhi, H. A.; Saleh, A.;

Abdollahzadeh, Y.; Naeeni, M. H.; Fattahi, N.;

Determination of abamectin in citrus fruits using

SPE combined with dispersive liquid–liquid

microextraction and HPLC–UV detection. Journal of

Separation Science 36 (2013) 2629–2634.

[31] Pérez, M. L. G.;González, R. R.; Vidal, J. L.

M.;Frenich, A. G.; Analysis of veterinary drug

residues in cheese by ultra-high-performance LC

coupled to triple quadrupole MS/MS. Journal of

Separation Science 36 (2013) 1223–1230.


23

[32] Maia, P. M. S.; Rezende, F. B. F.; Netto, A. D.

F.; Marques, F. F. C.; An alternative derivatization

reaction to the determination of doramectin in

bovine milk using spectrofluorimetry.

Spectrochimica Acta Part A 100 (2013) 127–130.

[33] Miao, X. X.; Yang, Y. Y.; Yang, X. Y.; Huang, Q.

L.; Hong, H.; Determination of abamectina residues

in edible oils by high-performance liquid

chromatography with fluorescence detection.

Journal of AOAC International 97 (2014) 928–932.

[34] Macedo, F.; Marsico, E. T.; Júnior, C. A. C.;

Resende, M. F.;Brasil, T. F.; Netto, A. D. P.;

Development and validation of a method for the

determination of low-ppb levels of macrocyclic

lactones in butter, using HPLC-fluorescence. Food

Chemistry 179 (2015) 239–245.

[35] Rúbies, A.; Antkowiak, S.; Granados, M.;

Companyó, R.; Centrich, F.; Determination of

avermectins: A QuEChERS approach to the

analysis of food samples. Food Chemistry 181

(2015) 57–63.

[36] Furlani, R. P. Z.; Dias, F. F. G.; Nogueira, P.

M.; Gomes, F. M. L.; Tfouni, S. V. A.; Camargo, M.

C. R.; Occurrence of macrocyclic lactones in milk

and yogurt from Brazilian Market. Food Control 48

(2015) 43–47.

[37] Rabel, S. R.; Stobaugh, J. F.; Heinig, R.;

Bostick, J. M.; Improvements in detection sensitivity

for the determination of ivermectin in plasma using

chromatographic techniques and laser-induced

fluorescence detection with automated

derivatization. Journal of Chromatography 611

(1993) 79–86.

[38] Fischer, J.; Kelly, M. T.; Smyth, M. R.; Jandera,

P.; Determination of ivermectin in bovine plasma by

column-switching LC using on-line solid-phase

extraction and trace enrichment. Journal of

Pharmaceutical & Biomedical Analysis 11 (1993)

217–223.

[39] Antonian, L.; DeMontigny, P.; Wislocki, P. G.;

An automated method for the determination of

subnanogram concentrations of eprinomectin in

bovine plasma. Journal of Pharmaceutical and

Biomedical Analysis 16 (1998) 1363–1371.

[40] Walker, D. K.; Fenner, K. S.; A sensitive

method for the measurement of the novel pet

endectocide, selamectin (UK-124,114), in dog and

cat plasma by chemical derivatisation and high-

performance liquid chromatography with

fluorescence detection. Journal of Pharmaceutical

and Biomedical Analysis 24 (2000) 105–111.

[41] Kowalski, P.; Bieniecki, M.; Oledzka, I.;

Lamparczyk, H.; Validated capillary electrophoretic

method for the analysis of ivermectin in plasma after

intragastric administration in pigs and horses.

Biomed. Chromatogr. 18 (2004) 302–310.

[42] Pereira, T.; Chang, S. W.; Semi-automated

quantification of ivermectin in rat and human plasma

using protein precipitation and filtration with liquid

chromatography/tandem mass spectrometry. Rapid

Commun. Mass Spectrom 18 (2004) 1265–1276.

[43] Kitzman, D.; Wei, S. Y.; Fleckenstein, L.; Liquid

chromatographic assay of ivermectin in human

plasma for application to clinical pharmacokinetic

studies. Journal of Pharmaceutical and Biomedical

Analysis 40 (2006) 1013–1020.

[44] Sams, R.; Chemical assay of avermectins by

high performance liquid chromatography with

fluorescence detection. Veterinary Parasitology 48

(1993 ) 59-66.

[45] Taylor, W. G.; Danielson, T. J.; Orcutt, R. L.;

Thin-layer chromatographic detection of ivermectin

in cattle serum. Journal of Chromatography B 661

(1994) 327–333.

[46] Gupta, R. C.; Masthay, M. B,; Canerd, T. D.;

Acosta, T. M.; Provost, R. J.; Britton, D. M.; Atieh, B.

H.; Keller, R. J.; Human Exposure to Selamectin

from Dogs Treated with RevolutionTM:

Methodological Consideration for Selamectin

Isolation. Toxicology Mechanisms and Methods 15

(2005) 317–321.

[47] Floate, K. D.; Taylor, W. G.; Spooner, R. W.;

Thin-layer chromatographic detection of ivermectin


24

in cattle dung. Journal of Chromatography B 694

(1997) 246–251.

[48] Kolar, L.; Kuzner, J.; Erzen, N. K.;

Determination of abamectin and doramectin in

sheep faeces using HPLC with fluorescence

detection. Biomed. Chromatogr. 18 (2004) 117–124.

[49] Halley, B. A.; Winter, R.; Yoon, S.; Marley, S.

E.; Rehbeinb, S.; The environmental safety of

eprinomectin to earthworms. Veterinary

Parasitology 128 (2005) 109–114.

[50] Litskas, V. D.; Batzias, G. C.; Karamanlis, X. N.;

Kamarianos, A. P.; Analytical procedure for the

determination of eprinomectin in soil and cattle

faeces. Journal of Chromatography B 878 (2010)

1537–1542.

[51] Abend, A. M.; Chung, L.; McCollum, D. G.;

Wuelfing, W. P.; Development and validation of an

automated extraction method (accelerated solvent

extraction®) and a reverse-phase HPLC analysis

method for assay of ivermectin in a meat-based

chewable formulation. Journal of Pharmaceutical

and Biomedical Analysis 31 (2003) 1177–1183.

[52] Webster, G. K.; Farrand, D. A.; Johnson, E.;

Litchman, M. A.; Broad N.; Maris S.; Use of near-

infrared spectrometry for quantitative determinations

of selamectin and moisture in topical formulations.

Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis

33 (2003) 21–32.

[53] Shurbaji, M.; Rub, M. H. A. A.; Saket, M. M.;

Qaisi, A. M.; Salim, M. L.; Nameh, E. S. M. A.;

Development and validation of a new HPLC-UV

method for the simultaneous determination of

triclabendazole and ivermectin B1a in

pharmaceutical formulation. Journal AOAC

International 93 (2010) 1868–1873.

[54] Brewer, B. N.; Armbrust, K. L.; Mead, K. T.;

Holmes, W. E.; Determination of abamectin in soil

samples using high-performance liquid

chromatography with tandem mass spectrometry.

Rapid Commun. Mass Spectrom. 18 (2004) 1693–

1696.

[55] Montiu, J. R.; Krogh, K. A.; Granados, M.;

Jonsson, J. A.; Sørensen, B. H.; Determination of

ivermectin and transformation products in

environmental waters using hollow fibre-supported

liquid membrane extraction and liquid

chromatography–mass spectrometry/mass

spectrometry. Journal of Chromatography A 1187

(2008) 275–280.

[56] Krogh, K. A.; Björklund, E.; Loeffler, D.; Fink,

G.; Sørensen, B. H.; Ternes, T. A.; Development of

an analytical method to determine avermectins in

water, sediments and soils using liquid

chromatography–tandem mass spectrometry.

Journal of Chromatography A 1211 (2008) 60–69.

[57] Montiu, J.R.; Prat, M. D.; Granados, M.;

Extraction and analysis of avermectines in

agricultural soils by microwave assisted extraction

and ultrahigh performance liquid chromatography

coupled to tandem mass spectrometry. Analytica

Chimica Acta 697 (2011) 32–37.

[58] Park, J. H.; Choi, J. H.; El-Aty, A. M. A.; Park, J.

S.; Kim, B. M.; Na, T. W.; Park, K. H.; Yang, A.;

Rahman, M. M.; Shim, J. H.; Development of an

extraction method for the determination of

avermectins in soil using supercritical CO2 modified

with ethanol and liquid chromatography-tandem

mass spectrometry. Journal of Separation Science

36 (2013) 148–155.

[59] Islam, M. D.; Kist, G. H. A.; Rathor, M. N.;

Gerzabek, M.; Cannavan, A.; Multi-class

determination of anthelmintics in soil and water by

LC-MS/MS. Food Additives & Contaminants: Part A

30 (2013) 1128–1137.

[60] Dirk Loffler, D.; Ternes, T. A.; Determination of

acidic pharmaceuticals, antibiotics and ivermectin in

river sediment using liquid chromatography–tandem

mass spectrometry. Journal of Chromatography A

1021 (2003) 133–144.

[61] Samsonov, J. V.; Baxter G. A.; Crooks, S. R.

H.; Small, A. E.; Elliott, C. T.; Determination of

ivermectin in bovine liver by optical imunobiosensor.

Biosensors and Bioelectronics 17 (2002) 523–529.


25

[62] Shi, W.; He, J.; Jiang, H.; Hou, X.; Yang, J.;

Shen, J.; Determination of Multiresidue of

Avermectins in Bovine Liver by an Indirect

Competitive ELISA. Journal of Agricultural and Food

Chemistry 54 (2006) 6143–6146.

[63] Wang, H.; Wang, Z.; Liu, S.; Liu, Z.; Rapid

Method for Multi-Residue Determination of

Avermectins in Bovine Liver Using High-

Performance Liquid Chromatography with

Fluorescence Detection. Bulletin of Environmental

Contamination and Toxicology 82 (2009) 395–398.

[64] Inoue, K.; Yoshimi, Y.; Hino, T.; Oka, H.;

Simultaneous determination of avermectins in

bovine tissues by LC-MS/MS. Journal of Separation

Science 32 (2009) 3596–3602.

[65] Brimer, L.; Bonlokke, L.; Pontoppidan, C.;

Henriksen, S. A.; Hansena, N. G.; Rasmussen, F.; A

method for in vitro determination of the acaricidal

effect of ivermectin using Sarcoptes scabiei var.

suis as test organism. Veterinary Parasitology 59

(1995) 249-255.

[66] Zhang, S. F.; Chen, P. H.; Zhang, F.; Yang, Y.

F.; Liu, D. K.; Wu, G.; Preparation and

Physicochemical Characteristics of Polylactide

Microspheres of Emamectin Benzoate by Modified

Solvent Evaporation/Extraction Method. Journal of

Agricultural and Food Chemistry 61 (2013)

12219−12225.

[67] Pietruk, K.; Jedziniak, P.; Determination of

Ivermectin in Medicated Feeds by Liquid

Chromatography with Fluorescence Detection. The

Scientific World Journal 2013 (2013) ID 362453.

[68] Garric, J.; Vollat, B., Duis, K.; Péry, A.; Junker,

T.; Ramil, M.; Fink, G.; Ternes, T. A.; Effects of the

parasiticide ivermectin on the cladoceran Daphnia

magna and the green alga Pseudokirchneriella

subcapitata. Chemosphere 69 (2007) 903–910.

métodos para determinação de avermectinas em diferentes ... · diferentes matrizes monografia de...

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