medicina veterinÁriate. animais bem alimentados têm grande reservas de glicogênio e podem mostrar...

OVADOMEDICINA VETERINÁRIA

Preparatório para

RESIDÊNCIA

BromatologiBromatologiBromatologiPatologia Veterinária

Prep_Resid_Patologia_Veterinaria.indb 1 16/10/2019 13:35:22

AutoresNatale Oliveira de Souza

Luciana Maria Curtio SoaresAna Paula Souza Borges

Emanoelly Machado Sousa da SilvaSamay Zillmann Rocha Costa


Preparatório para

RESIDÊNCIA



Título |Editor |

Diagramação |Capa |

Copidesque |Conselho Editorial |

Preparatório para Residência em Patologia VeterináriaFernanda FernandesRichard VeigaFabrício SawczenRebeca LacerdaCaio Vinicius Menezes NunesItaciara Larroza NunesPaulo Costa LimaSandra de Quadros UzêdaSilvio José Albergaria da Silva

Editora Sanar Ltda.Rua Alceu Amoroso Lima, 172 – Caminho das ÁrvoresEdf. Salvador Office e Pool, 3º andar.CEP: 41820-770 – Salvador/BATelefone: 71 [email protected]

© Todos os direitos Todos os direitos reservados à Editora Sanar Ltda.É proibida a duplicação ou reprodução deste volume, no todo ou em parte, sob quaisquer formas ou por quaisquer meios (eletrônico, gravação, fotocópia ou outros), sem permissão expressa da Editora.

2019

Preparatório para residência em Patologia Veterinária / Natale Oliveira de Souza et al. ... [et al.], autores. – Salva-dor: SANAR, 2019.

408 p. : il. ; 14x21 cm. – (Preparatório para Residência em Medicina Veterinária; 6).

ISBN 978-85-5462-185-8

1. Patologia veterinária – Problemas, questões, exercí-cios. 2. Medicina veterinária. I. Souza, Natale Oliveira de, aut. II. Série.

CDU: 591.2

P296

Dados Internacionais de Catalogação-na-Publicação (CIP)

Elaboração: Fábio Andrade Gomes - CRB-5/1513


Autores

NATALE OLIVEIRA DE SOUZA

Enfermeira obstétrica, graduada pela UEFS em 1998, pós graduada em Gestão em Saúde, Saúde Pública, Urgência e Emergência, Auditoria de Sistemas, Enfermagem do Trabalho e Direito Sanitário. Mestre em Saúde Coletiva pela UEFS. Atualmente atua co-mo Coach, Mentora e Consultora/Professora na área de Concursos Públicos e Residên-cias. Além de ser funcionária pública da Prefeitura Municipal de Salvador – Atenção Básica. Conta com 16 aprovações em concursos e seleções públicas, dentre elas: Pro-grama de Interiorização dos Profissionais de Saúde, lotada em Minas; Consultora do Programa Nacional de Controle da Dengue (OPAS), lotada em Brasília; Consultora In-ternacional do Programa Melhoria da Qualidade em Saúde pelo Banco Mundial, lota-da em Salvador. Governo do estado da Bahia – SESAB, Prefeitura Municipal de Aracaju, Prefeitura Municipal de Salvador, Professora da Universidade Federal de Sergipe UFS, Governo do Estado de Sergipe (SAMU); Educadora/FIOCRUZ, dentre outros.

LUCIANA MARIA CURTIO SOARES

Mestre em Ciências Veterinárias, pela Universidade Federal do Mato Grosso e Resi-dência em Patologia Veterinária pela mesma Universidade. Graduada em Medicina Ve-terinária pela Universidade Estadual Paulista e aprimoramento profissional com ênfa-se em Patologia Veterinária pela mesma instituição. Atualmente é médica veterinária autônoma com experiência em diagnóstico anátomo-patológico na área de oncologia.

EMANOELLY MACHADO SOUSA DA SILVA

Graduação em Medicina Veterinária pela Universidade de Cuiabá.

SAMAY ZILLMANN ROCHA COSTA

Pós-Doutorado pelo Programa de Pós-Graduação em Ciências Veterinárias. Dou-torado e mestrado em Medicina veterinária com área de concentração em Patologia Animal pela Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro (UFRRJ). Graduação em Me-dicina Veterinária pela UFRRJ. Atualmente é professora do Instituto Federal Farrou-pilha e coordenadora do Laboratório de Patologia Veterinária da mesma instituição.


6 ▕ Autores

ANA PAULA SOUZA BORGES

Pós-graduada em Patologia Veterinária pelo Programa de Residência Uniprofissio-nal em Medicina Veterinária da Universidade Federal de Mato Grosso. Graduada em Me-dicina Veterinária pela Universidade Federal de Mato Grosso. Atualmente é mestranda em Ciências Veterinárias com ênfase em Patologia Animal.


Apresentação

O livro Preparatório para Residência em Patologia Veterinária é o mais organi-zado e completo livro para os Veterinários que desejam ser aprovados nas provas de residências do Brasil. Fruto de um rigoroso trabalho de seleção de questões de resi-dência e elaboração de novos conteúdos, atende a área de Patologia Veterinária.

A presente obra foi redigida a partir do uso de 5 premissas didáticas que julgamos ser de fundamental importância para todo estudante que deseja ser aprovado nos mais diversos exames em Medicina Veterinária:

1. Questões comentadas, alternativa por alternativa (incluindo as falsas), por autores especializados.

2. 100% das questões são de provas passadas de residências.

3. Questões selecionadas com base nas disciplinas e assuntos mais recorrentes nas residências.

4. Resumos práticos ao final de cada disciplina.

5. Questões categorizadas por assunto e grau de dificuldade sinalizadas de acordo com o seguinte modelo:

Bons Estudos!

Fernanda FernandesEditora

FÁCIL

INTERMEDIÁRIO

DÍFICIL


Sumário

1. Legislação do SUS ......................................................................................11Referências ................................................................................................................................................ 116

PATOLOGIA GERAL

2. Técnica de necrópsia e alterações cadavéricas ...........................................123Resumo Prático .......................................................................................................................................... 125Referências ................................................................................................................................................ 127

3. Coleta de material e métodos de diagnóstico ............................................129Resumo Prático .......................................................................................................................................... 134Referências ................................................................................................................................................ 137

4. Alterações do crescimento e desenvolvimento celular ................................139Resumo Prático .......................................................................................................................................... 142Referências ................................................................................................................................................ 145

5. Lesões reversíveis e irreversíveis e morte celular (degeneração, calcificação, pigmentação).................................................147Resumo Prático .......................................................................................................................................... 157Referências ................................................................................................................................................ 162

6. Distúrbios hemodinâmicos ......................................................................163Resumo Prático .......................................................................................................................................... 167Referências ................................................................................................................................................ 171

7. Inflamação e reparo ................................................................................173Resumo Prático .......................................................................................................................................... 178Referências ................................................................................................................................................ 182

ANATOMIA PATOLÓGICA VETERINÁRIA

8. Patologia do sistema cardiovascular .........................................................185Resumo Prático .......................................................................................................................................... 193Referências ................................................................................................................................................ 201


10 ▕ Sumário

9. Patologia do sistema respiratório .............................................................203Resumo Prático .......................................................................................................................................... 212Referências ................................................................................................................................................ 225

10. Patologia do sistema digestório e glândulas anexas (fígado, vesícula biliar e pâncreas) ...........................................................227Resumo Prático .......................................................................................................................................... 244Referências ................................................................................................................................................ 266

11. Patologia do sistema urinário ..................................................................267Resumo Prático .......................................................................................................................................... 275Referências ................................................................................................................................................ 277

12. Patologia do sistema reprodutor de machos e fêmeas ................................279Resumo Prático .......................................................................................................................................... 283Referências ................................................................................................................................................ 292

13. Patologia do sistema nervoso ..................................................................293Resumo Prático .......................................................................................................................................... 306Referências ................................................................................................................................................ 320

14. Patologia do sistema locomotor (ossos, músculos e articulações) ................321Resumo Prático .......................................................................................................................................... 324Referências ................................................................................................................................................ 328

15. Patologia do sistema hemolinfopoiético ...................................................329Resumo Prático .......................................................................................................................................... 333Referências ................................................................................................................................................ 338

16. Patologia do sistema tegumentar ............................................................339Resumo Prático .......................................................................................................................................... 347Referências ................................................................................................................................................ 354

17. Patologia do sistema endócrino ...............................................................355Resumo Prático .......................................................................................................................................... 357Referências ................................................................................................................................................ 364

18. Alterações anatomopatológicas variadas e outros aspectos relacionadas a doenças específicas ...........................................................365Referências ................................................................................................................................................ 391

19. Intoxicação por antibióticos e plantas tóxicas ...........................................393Resumo Prático .......................................................................................................................................... 401Referências ................................................................................................................................................ 408


Técnica de necrópsia e alterações cadavéricas 2

01 (COMPROV – UFCG – 2017) Qual o próximo passo a ser realizado após a abertura das cavidades

abdominal e torácica em um bovino que está sendo necropsiado com suspeita de raiva?

Ⓐ Observações dos órgãos in situ verifi-cando suas características normais e possíveis anormalidades.

Ⓑ Faz-se a abertura da caixa craniana com retirada exclusivamente do en-céfalo.

Ⓒ Abre-se a porção inicial do duodeno para realizar o teste da permeabilida-de do colédoco.

Ⓓ Retira-se, em um só monobloco, lín-gua, esôfago, traqueia, pulmões e co-ração.

Ⓔ Abre-se a caixa craniana e canal me-dular para retirada do sistema nervo-so central.

DIFICULDADE

DICA DO AUTOR: Para o diagnóstico de raiva deverão ser coletadas amostras do Siste-ma Nervoso Central (SNC). Sendo assim, deve-se coletar o encéfalo (córtex, cere-belo e tronco cerebral) se o animal for ru-minante ou encéfalo e medula se o ani-mal for equídeo.1

Alternativa A: CORRETA. Essa etapa é realizada após a abertura da carcaça.2

Alternativa B: INCORRETA. Esse procedimento é voltado para ruminantes para a retirada do encéfalo;1 entretanto, é a última etapa a ser realizada durante o processo de aber-tura da carcaça.2,3

Alternativa C: INCORRETA. Esse procedimento é realizado após a remoção dos órgãos da cavidade torácica.2

Alternativa D: INCORRETA. Essa é a primeira etapa após a análise in situ dos órgãos.2,3

Alternativa E: INCORRETA. Esse procedimento é voltado para equídeos para a retirada do encéfalo e medula (Brasil). Entretanto, é a última etapa a ser realizada durante o procedimento de abertura da carcaça.2,3

Resposta: Ⓐ

02 (COREMU – UFF – 2017) Em cães e gatos, a melhor posição do ca-dáver para a abertura e exame

das vísceras é o decúbito:

Ⓐ dorsal. Ⓑ esternal. Ⓒ lateral direito. Ⓓ lateral esquerdo.

DIFICULDADE

DICA DO AUTOR: A melhor posição para aber-tura e exame das vísceras é aquela que, de acordo com a espécie necropsiada, facilite a visualização geral dos órgãos.

Luciana Maria Curtio Soares


124 ▕ Técnica de necrópsia e alterações cadavéricas

Alternativa A: CORRETA. Decúbito dorsal é a posição para abertura do cadáver em cães e gatos.2

Alternativa B: INCORRETA. Nenhuma necropsia é iniciada em decúbito esternal.Alternativa C: INCORRETA Decúbito lateral direito é posição para abertura do cadáver em monogástricos, pois mais órgãos são visíveis na sua orientação natural. Além disso, nessa orientação, o baço está dire-tamente acessível para exame microbioló-gico, sem manipulação adicional.4

Alternativa D: INCORRETA. Decúbito lateral es-querdo é a posição para abertura do cadá-ver em início da necropsia em ruminantes para que o rúmen grande e pesado não atrapalhe a abertura.4

Resposta: Ⓐ

03 (COREMU – UFF – 2017) Frialdade cadavérica é sinônimo de:

Ⓐ livor mortis. Ⓑ rigor mortis. Ⓒ algor mortis. Ⓓ hipóstase cadavérica.

DIFICULDADE

Alternativa A: INCORRETA. Livor mortis, tam-bém conhecido como hipóstase, é o acú-mulo gravitacional de sangue em certas áreas do corpo após a morte. Essa altera-

ção post mortem pode provocar mudança na coloração e, ocasionalmente, pode ser confundido com hematoma.5 O acúmulo de sangue no lado de baixo do corpo do animal é decorrente da força gravitacio-nal. Esse acúmulo gravitacional de sangue e fluidos corporais resulta em coloração avermelhada intensa dos órgãos e tecidos no lado de baixo do cadáver.6

Alternativa B: INCORRETA. Rigor mortis é o en-rijecimento da musculatura. Ele começa de 1 a 6 horas após a morte e termina em 24 a 48 horas. Vários fatores influenciam o início do rigor mortis, incluindo estado nu-tricional do animal, temperatura ambien-tal e corporal do cadáver e causa da mor-te. Animais bem alimentados têm grande reservas de glicogênio e podem mostrar um atraso no início do rigor, enquanto ani-mais caquéticos podem desenvolver o ri-gor mais rapidamente. Cadáveres que são expostos a temperaturas mais quentes po-dem desenvolver e passar pelo rigor mais rapidamente. Aqueles que morreram de doenças septicêmicas podem não desen-volver totalmente o rigor mortis.6

Alternativa C: CORRETA. Algor mortis é o res-friamento gradual do corpo do animal após a morte e está associado com a que-da do ATP.6

Alternativa D: INCORRETA. Hipóstase cadavéri-ca, também chamada de livor mortis, é o acúmulo gravitacional de sangue em cer-tas áreas do corpo após a morte.5

Resposta: Ⓒ


125▏Luciana Maria Curtio Soares

Alterações cadavéricas são modificações que aparecem no corpo do animal, algum tempo após da sua morte, tais como al-gor mortis, rigor mortis, livor mortis, alte-rações oculares, coagulação do sangue, autólise e putrefação. A decomposição cadavérica é caracterizada por uma série de fenômenos decorrentes da invasão e

da difusão de bactérias da putrefação pe-

lo corpo, quase sempre de origem intes-

tinal.7 As alterações post mortem podem

ser minimizadas pelo resfriamento rápido

da carcaça e diminuição entre o tempo de

morte e fixação dos tecidos.6 Algumas des-

sas alterações estão listadas na Tabela 1.

RESUMO PRÁTICO

Tabela 1. Conceitos das alterações de decomposições cadavéricas.

ALTERAÇÕES E DECOMPOSIÇÃO CADAVÉRICAS CONCEITO

Algor mortisResfriamento gradual do corpo do animal após a morte e está associado com a queda do ATP.6

Rigor mortis

Enrijecimento da musculatura. Inicia-se de 1 a 6 horas após a morte e termina em 24 a 48 horas. Vários fatores influenciam o início do rigor mortis, incluindo estado nutricional do ani-mal, temperatura ambiental e corporal do cadáver e causa da morte.6

Livor mortis ou hipostaseAcúmulo gravitacional de sangue em certas áreas do corpo após a morte do animal,5 resultando em coloração avermelha-da intensa dos órgãos e tecidos no lado de baixo do cadáver.6

Coágulos post mortemSurgem dentro de várias horas e estão presentes no coração e vasos sanguíneos. Não estão aderidos à parede dos vasos, são brilhantes, úmidos e no formato do lúmen dos vasos.6

Impregnação por hemoglobina

Coloração avermelhada dos tecidos (coração, artérias e veias) e inicia-se algumas horas após a morte. Eritrócitos lisados pe-netram na parede dos vasos e se estendem para tecidos adja-centes.6

Impregnação por bile

A bile penetra na parede e tecidos adjacentes (estão em conta-to com a vesícula). Os tecidos são tingidos de tom amarelado e mais tarde se tornam marrom-esverdeados. Ocorre algumas horas após a morte.6

Pseudomelanose (Manchas de putrefação)

Coloração verde ou azulada e irregular. É decorrente da sulfa-metaemoglobina, formada pela ação do ácido sulfúrico, que surge das fermentações bacterianas sobre a hemoglobina.7

Timpanismo da putrefaçãoDistensão por gases que ocorre nas cavidades gastrointestinais muitas horas após a morte do animal.7


126 ▕ Técnica de necrópsia e alterações cadavéricas

A técnica de necropsia é um conjunto de procedimentos mecânicos destinados a expor, de maneira ordenada, as diversas partes do organismo para análise3 e de-ve seguir, de maneira geral, os seguin-tes passos:

1. Exame externo: observação das altera-ções cadavéricas, o estado de nutrição do animal e as alterações encontradas na pele e nos orifícios naturais.7

2. Abertura do cadáver:a) Decúbito lateral esquerdo: rumi-

nantes;4

b) Decúbito lateral direito: monogás-tricos;4

c) Decúbito dorsal: cães e gatos.2

3. Incisão da pele.2

4. Incisão de músculos.2

5. Rebater os membros anteriores e pos-teriores.2

6. Abertura da cavidade abdominal.2

a) Perfurar diafragma para analisar presença de pressão negativa;2

7. Abertura cavidade torácica.2

8. Análise in situ dos órgãos: observar po-sição e coloração dos órgãos, assim co-mo as características de qualquer exis-tência de fluido nas cavidades (tórax, abdome ou saco pericárdico) e avaliar o grau de autólise.2

9. Remoção em um único monobloco da língua, laringe, esôfago, traqueia, tireoide e paratireoide, timo, pulmão e coração.2,3

10. Remoção do trato gastrointestinal:2

a) Realizar uma pequena incisão no duodeno, próximo à inserção do ducto biliar, para observar o fluxo da bile;

b) Retirar o baço;c) Remover o estômago, intestinos e

reto;d) Remover fígado junto ao diafrag-

ma.

11. Remoção dos órgãos urogenitais.2,3

12. Remoção do encéfalo e medula espi-nhal.2,3

13. Análise dos órgãos.2,3

ALTERAÇÕES E DECOMPOSIÇÃO CADAVÉRICAS CONCEITO

Amolecimento dos tecidos Resultado da autólise das células e do tecido conjuntivo.6

Dilatação

Resultado da formação de gás bacteriano post mortem no lúmen do trato digestivo. A velocidade de formação de gás depende da dieta, do substrato para as bactérias e da tempe-ratura.6

Enfisema cadavéricoPequenas bolhas gasosas no tecido conjuntivo subcutâneo, sob as cápsulas do fígado, do baço e de outros órgãos.7

Maceração da mucosa digestiva

Desprendimento das respectivas mucosas e do pseudoprolap-so retal.7

Odor Decorrente da ação da cadaverina.7



1. Brasil. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Controle da raiva dos herbívoros: manual técnico 2009. Brasília: Mapa/ACS; 2009.

2. McDonough PS, Southard T. Necropsy Guide for Dogs, Cats, and Small Mammals. Ames, Iowa: John Wiley & Sons Inc.; 2017.

3. Matos MPC, Moura VMBD. Manual de ne-cropsia, colheita e envio de amostras para diagnóstico laboratorial de enfermidades de bovinos. Goiânia: Universidade Federal de Goiás; 2013.

4. Nation PN. The necropsy in veterinary me-dicine: a manual for alberta practitioners

and RVTS. [Internet]. [acesso em: 15 jul 2019]. Disponível em: https://vet.ucalgary.ca/files/vet/necropsy-manual.pdf.

5. Cooper JE, Cooper ME. Introduction to Veterinary and Comparative Forensic Me-dicine. 1 ed. New Jersey: Wiley-Blackwell; 2007.

6. Zachary J. Pathologic Basis Of Veterinary Disease. 6 ed. St. Louis, Missouri: Elsevier; 2017.

7. Andrade A, Pinto SC, Oliveira RS. Animais de Laboratório: criação e experimentação. Rio de Janeiro: Editora FIOCRUZ; 2002.

Referências


Coleta de material e métodos de diagnóstico 3

01 (COPESE – UFPI – 2015) NÃO é con-siderada técnica de colheita pa-ra o exame citológico:

Ⓐ Retirada de fragmento com punch. Ⓑ Punção Aspirativa com Agulha Fina. Ⓒ Imprint ou impressão de fragmento

tecidual. Ⓓ Colheita com Swab. Ⓔ Raspado ou escarificação de lesões.

DIFICULDADE

Alternativa A: INCORRETA. Retirada de frag-mento por punch é uma biópsia incisio-nal pequena;1 portando, não é um exa-me citológico.Alternativa B: CORRETA. Punção aspirativa por agulha fina é um método de coleta de exa-me citológico.2

Alternativa C: CORRETA. Imprint é um método de coleta de exame citológico.2

Alternativa D: CORRETA. Swab é um método de coleta de exame citológico.2

Alternativa E: CORRETA. Raspado ou escarifi-cação é um método de coleta de exame citológico.2

Resposta: Ⓐ

02 (COPESE – UFPI – 2015) O diag-nóstico citológico NÃO deve ser usado em:

Ⓐ Inflamações. Ⓑ Neoplasias. Ⓒ Tumores de células redondas. Ⓓ Classificação de neoplasias. Ⓔ Identificação de agentes etiológicos.

DIFICULDADE

DICA DO AUTOR: O exame citológico pode diagnosticar e/ou diferenciar doenças in-fecciosas, inflamatórias, proliferativas e neoplásicas.3

Alternativa A: CORRETA. O exame citológico pode diagnosticar inflamações.3

Alternativa B: CORRETA. O exame citológico pode diagnosticar neoplasias.3

Alternativa C: CORRETA. O exame citológico pode diagnosticar neoplasias;3 portanto, também é útil para o diagnóstico de tu-mores de célula redondas.Alternativa D: INCORRETA. A hiperplasia (ca-racterísticas reativas) e a neoplasia po-dem parecer, citologicamente, muito se-melhantes e, nos casos em que a citolo-gia é não diagnóstica ou inapropriada, é importante obter uma amostra tecidual. Além disso, em alguns tumores, a citologia não é definitiva para determinar o tipo es-pecífico de neoplasia;4 logo, não deve ser utilizada para classificação de neoplasias.Alternativa E: CORRETA. O exame citológico pode diagnosticar agentes infecciosos.3

Resposta: Ⓓ

Luciana Maria Curtio Soares


130 ▕ Coleta de material e métodos de diagnóstico

03 (COPESE – UFPI – 2015) É importan-te no exame citológico:

Ⓐ Evitar hemodiluição. Ⓑ Coletar no mínimo 3 lâminas por lesão. Ⓒ Todas as opções estão certas. Ⓓ De preferência usar agulha de até 22

ga. Ⓔ Se possível, utilizar mais de um tipo de

coleta para a mesma lesão.

DIFICULDADE

Alternativa A: CORRETA. A hemodiluição, ou seja, excesso de sangue, leva à baixa ce-lularidade da amostra, tornado essa téc-nica diagnóstica deficiente.4

Alternativa B: CORRETA. Durante o exame ci-tológico, o material aspirado deve ser co-locado em, no mínimo, 3 lâminas.5

Alternativa C: CORRETA. As alternativas A, B, D e E estão corretas.Alternativa D: CORRETA. Utiliza-se agulha de calibre 20 a 226 para evitar contaminação da amostra por sangue.4

Alternativa E: CORRETA. O ideal é utilizar mais de um tipo de coleta da mesma lesão, pois aumenta a chance de obter material diag-nóstico e garantir uma amostragem repre-sentativa da lesão.7

Resposta: Ⓒ

04 (COPESE – UFPI – 2015) Marque a opção que contém a forma cor-reta de conservação de material

para exame histopatológico:

Ⓐ Congelado. Ⓑ Refrigerado. Ⓒ Em álcool 70%. Ⓓ Em formol 10%. Ⓔ Em formol 70%.

DIFICULDADE

Alternativa A: INCORRETA. O material pode ser congelado ou refrigerado quando for sub-metido ao exame toxicológico.8

Alternativa B: INCORRETA. O material pode ser congelado ou refrigerado quando for sub-metido ao exame toxicológico.8

Alternativa C: INCORRETA. Álcool 70% é utiliza-do para armazenar parasitas, como carra-patos e pulgas, para serem submetidos a sua identificação.9

Alternativa D: CORRETA. Para conservação do material para histopatológico utiliza-se formol 10%.10

Alternativa E: INCORRETA. Não há dados na li-teratura sobre a concentração de formol 70% na conservação de material para exa-me histopatológico, apenas que a concen-tração ideal é 10%.10

Resposta: Ⓓ

05 (COREMU – UFRGS – 2018) O mar-cador imuno-histoquímico que poderia ser utilizado para con-

firmação de um caso de neoplasia neu-roendócrina é

Ⓐ vimentina.

Ⓑ citoqueratina.

Ⓒ GFAP.

Ⓓ cromogranina.

Ⓔ CD68.

DIFICULDADE

Alternativa A: INCORRETA. A vimentina é uti-lizada primeiramente para a discrimina-ção entre tumores de origens epiteliais e mesenquimal.11

Alternativa B: INCORRETA. A citoqueratina é o principal marcador para demonstrar célu-las epiteliais.11



Alternativa C: INCORRETA. GFAP é marcador para astrócitos, células ependimárias e cé-lulas de Muller na retina.11

Alternativa D: CORRETA. A cromogranina é um marcador de diferenciação neuroen-dócrina.11

Alternativa E: INCORRETA. CD68 é um marca-dor para histiócitos.11

Resposta: Ⓓ

06 (COMPROV – UFCG – 2017) Qual a proporção formalina/tecido ideal para que haja uma ade-

quada fixação dos fragmentos de tecidos coletados durante a necropsia de um ca-valo com suspeita de mormo?

Ⓐ Proporção de 5:1 formalina/tecido. Ⓑ Proporção de 20:1 ou pelo menos 10:1

formalina/tecido. Ⓒ Proporção de 2:1 formalina/tecido. Ⓓ Proporção de 40:1 formalina/tecido. Ⓔ Proporção de 7:1 formalina/tecido.

DIFICULDADE

Resolução: Os tecidos devem ser imersos em pelo menos 10 vezes o volume do fixador,8 ou seja, em formol na proporção de 10:1 formalina/tecido;9 portando, somente a le-tra B está correta, excluindo-se as demais.

Resposta: Ⓑ

07 (COMPROV – UFCG – 2017) Os mé-todos de coloração indicados para identificação histológica

de tecido conjuntivo fibroso, mastócitos, Crytococcus neoformans, bacilos álcool áci-do resistentes e amiloide seriam, respec-tivamente:

Ⓐ Tricrômico de Masson; azul de Tolui-dina; metenamina nitrato de prata; Ziehl-Neelsen; Sudan.

Ⓑ Ácido periódico de Schiff; azul de Perls; azul de Toluidina; Sudan; Ziehl--Neelsen.

Ⓒ Hematoxilina e eosina; Ziehl-Neelsen; Sudan; ácido periódico de Schiff; azul de Toluidina.

Ⓓ Azul de Perls; azul de toluidina; áci-do periódico de Schiff; Ziehl-Neelsen; Sudan Black.

Ⓔ Tricrômico de Masson; azul de Tolui-dina; azul Alciano; Ziehl-Neelsen; ver-melho congo.

DIFICULDADE

SUBTEMA: método de diagnóstico.Alternativa A: INCORRETA. O tricrômico de Masson permite evidenciar tecido mus-cular e fibras colágenas.12 O azul de tolui-dina é uma coloração específica para mas-tócitos.12 A metenamina (GMS) é utilizada para marcar fungo MA. O Zieh-Neelsen é utilizado para corar bactérias álcool ácido resistente.13 Já o Sudan é um corante que marca lipídeos14 e não amiloide.Alternativa B: INCORRETA. Ácido periódico de Schiff cora mucina e glicogênio14 e conse-quentemente a parede de fungos12 e não tecido conjuntivo. Azul de Perls é utilizado para marcar hemossiderina15 e não mastó-citos. O azul de toluidina é uma coloração específica para mastócitos12 e não para fungo. O Sudan é um corante que marca lipídeos14 e não bacilos. Já o Zieh-Neelsen é utilizado para corar bactérias álcool áci-do resistente13 e não amiloide.Alternativa C: INCORRETA. Hematoxilina e eo-sina é a técnica mais utilizada na colora-ção dos tecidos, em que a hematoxilina cora de azul os núcleos e a eosina cora o citoplasma das células e a maioria das fi-bras do tecido conjuntivo de forma e in-tensidade diferentes, variando do rosa ao laranja ou vermelho14 e, portanto, não é específica para tecido conjuntivo fibro-so. O Zieh-Neelsen é utilizado para corar



bactérias álcool ácido resistente13 e não é específico para corar mastócitos. O Sudan é um corante que marca lipídeos14 e não marca Cryptococcus spp. O ácido periódi-co de Schiff cora mucina e glicogênio14 e consequentemente a parede de fungos12 e, portanto, não cora bacilos álcool ácidos resistentes. Já o azul de toluidina é uma coloração específica para mastócitos12 e não para amiloide.Alternativa D: INCORRETA. O azul de Perls é uti-lizado para marcar hemossiderina15 e não tecido conjuntivo. O azul de toluidina é uma coloração específica para mastóci-tos.12 Ácido periódico de Schiff cora mu-cina e glicogênio14 e consequentemen-te a parede de fungos.12 O Zieh-Neelsen é utilizado para corar bactérias álcool áci-do resistente13. Já o Sudan Black é um co-rante que marca tecido adiposo12 e não amiloide.Alternativa E: CORRETA. O tricrômico de Mas-son permite evidenciar tecido muscular e fibras colágenas12, corando em vermelho o músculo e a fibrina e em azul esverdea-do o colágeno.14 O azul de toluidina é uma coloração específica para mastócitos.12 O azul Alciano (Alcian Blue) cora a cápsula do Cryptococcus spp. em azul.16 O Zieh--Neelsen é utilizado para corar bactérias álcool ácido resistente.13 Já o vermelho congo é utilizado para detectar a presen-ça de amiloide.17

Resposta: Ⓔ

08 (COMPROV – UFCG – 2017) A pox aviária é uma enfermidade co-mum em passeriformes, tanto

em vida livre como em cativeiro. O diag-nóstico histopatológico é feito pelo se-guinte achado patognomônico:

Ⓐ Inclusões intranucleares basofílicas. Ⓑ Corpúsculos de Councilman. Ⓒ Inflamação plasmocitária do bulbo

da pena.

Ⓓ Corpúsculos intranucleares anfofílicos. Ⓔ Inclusões intracitoplasmáticas eosi-

nofílicas.

DIFICULDADE

SUBTEMA: método de diagnóstico.Alternativa A: INCORRETA. Inclusões intranu-cleares basofílicas são comuns em infec-ções por herpesvírus.18

Alternativa B: INCORRETA. Quando há morte individual dos hepatócitos, estes se, co-mo não se fragmentam, se tornam uma célula atrófica e eosinofílica, chamada de corpúsculo de Councilman.19

Alternativa C: INCORRETA. As lesões causadas pelo poxvírus envolvem a epiderme e são caracterizadas por graus variados de epi-télio proliferativo, com degeneração ba-lonosa de queratinócitos com citoplasma vacuolado pálido, além de inclusões intra-citoplasmáticas eosinofílicas.20

Alternativa D: INCORRETA. Corpúsculos intra-nucleares anfofílicos são comumente vis-tos em infecções por adenovírus, como hepatite infecciosa canina.18

Alternativa E: CORRETA. Na pox aviária há pre-sença de corpúsculo de inclusão eosinofí-lico intracitoplasmático.20

Resposta: Ⓔ

09 (IESES – IFC/SC – 2015) A citologia prática pode ser útil em diver-sos exames patológicos. Assina-

le a opção correta:

Ⓐ Com grande número de células epi-teliais e poucas bactérias, descarta-se um distúrbio de queratinização.

Ⓑ O aspirado com agulha fina não se considera uma boa opção para ava-liação de pústulas, nódulos e tumores.

Ⓒ Esfregaço por impressão pode ser usa-do para detectar dermatite bacteriana.



Ⓓ A amostra profunda é usada para diag-nóstico de Demodex canis, Demodex injai e Demodex cati em lesões suspei-tas de sarna demodécica.

DIFICULDADE

Alternativa A: INCORRETA. Quando se tem grandes quantidades de células epite-liais e poucas bactérias, pode haver, sim, um distúrbio de queratinização. O que se descarta, neste caso, é um processo in-flamatório.6

Alternativa B: INCORRETA. O aspirado com agulha fina é uma boa opção para ava-liação de pústulas, nódulos e tumores.6

Alternativa C: INCORRETA.Alternativa D: CORRETA. Agentes como Demo-dex spp. são diagnosticados por meio da raspagem profunda da pele.23

Resposta: Ⓓ

10 (COMPROV – UFCG – 2018) No exa-me histopatológico observam-se bactérias do gênero Nocardia de

forma filamentosas, ramificadas, solitárias ou em agregados. Quais destas histoquí-micas auxiliam o patologista veterinário na visualização do agente?

Ⓐ Ziehl Neelsen modificado, Gram, Pra-ta e PAS.

Ⓑ Ziehl Neelsen, Verhoeffs Van Gieson, Prata e PAS.

Ⓒ Ziehl Neelsen, Gram, Prata e Giemsa. Ⓓ Giemsa, Azul de Toluidina, Gram, Ver-

melho congo. Ⓔ Ziehl Neelsen modificado, Gram, Pra-

ta e Giemsa.

DIFICULDADE

Alternativa A: INCORRETA. Ácido periódico de Schiff (PAS) cora mucina e glicogênio ATLAS e, consequentemente, a parede de fungos.12

Alternativa B: INCORRETA. O Zieh-Neelsen é utilizado para corar bactérias álcool-ácido resistentes.12 Verhoeffs Van Gieson é uma marcação utilizada para visualizar fibras elásticas24 e ácido periódico de Schiff (PAS) cora mucina e glicogênio14,e consequen-temente, a parede de fungos.12

Alternativa C: INCORRETA. O Zieh-Neelsen é utilizado para corar bactérias álcool-áci-do resistentes.13

Alternativa D: INCORRETA. O azul de toluidina é uma coloração específica para mastóci-tos,13 e o vermelho congo é utilizado para detectar a presença de amiloide.17

Alternativa E: CORRETA. Para visualização da bactéria do gênero Nocardia, pode se uti-lizar as seguintes colorações: Ziehl-Neel-sen modificado, coloração de Gram do tipo Brown-Brenn modificado, Metena-mina nitrato de prata de Grocott (GMS) e Giemsa.25

Resposta: Ⓔ



O exame citopatológico analisa as células individualizadas, descamadas, expelidas ou retiradas da superfície de órgãos de di-ferentes partes do organismo. As amostras podem ser obtidas por meio de aspirados com agulha fina (PAAF), da impressão de tecidos sólidos (imprint), swab e da técni-ca esfoliativa (raspagem).2 Com isso, a ci-tologia pode diagnosticar e/ou diferenciar doenças infecciosas, inflamatórias, prolife-rativas e neoplásicas.3

Para a realização do exame, utiliza-se agu-lha de calibre 20 a 226 para evitar contami-nação da amostra por sangue (hemodilui-ção), pois o excesso de sangue leva à bai-xa celularidade da amostra, tornado essa técnica diagnóstica deficiente.4 Além dis-so, o material aspirado deve ser colocado em, no mínimo, 3 lâminas.5

A fixação dos esfregaços deve ser imedia-ta para preservação da estrutura celular e conservação dos detalhes citopatoló-gicos.6 O fixador citológico universal é o etanol 95%, mas há casos em que não se utiliza fixador, por exemplo quando se uti-liza a coloração de May-Grünwald-Giemsa, pois o metanol presente na solução coran-te age como fixador.2

Os corantes básicos utilizados na rotina de diagnóstico são o Romanowsky (Dif-f-Quick, Wright, Giemsa, MayGrünwald--Giemsa e Leishman), o Novo Azul de Me-tileno (NAM) e o Papanicolau.6

O exame histopatológico consiste na co-leta de amostras de tecido de um deter-minado organismo, por meio de biópsia, durante um procedimento cirúrgico, ou post mortem, durante a realização de ne-cropsia.2 A correta colheita de amostra de uma lesão, sua rápida e adequada fixação, a escolha de um recipiente apropriado e

o acondicionamento conveniente para o transporte até o laboratório são pon-tos cruciais para o tratamento adequado dos tecidos quando estes chegam ao la-boratório.10

A fixação é uma das etapas mais impor-tantes da técnica histológica, pois visa in-terromper o metabolismo celular, estabi-lizando as estruturas e os componentes bioquímicos intra e extracelulares, pre-servando e conservando os elementos teciduais, além de permitir a penetração de outras substâncias subsequentes à fi-xação.12 A correta fixação permite que os tecidos se mantenham em condições mais próximas daquelas que o tecido apresen-tava em vida, prevenindo autólise e degra-dação por agentes bacterianos. Para isso, é fundamental clivar (cortar) uma fração significativa do órgão lesionado, incluin-do a transição entre o tecido normal e a lesão, e, caso existam lesões com diferen-tes aspectos macroscópicos, todas devem ser encaminhadas para análise.10 A cliva-gem consiste em reduzir as dimensões dos fragmentos dos tecidos coletados, os quais devem apresentar cerca de 3 mm de espessura, mas, dependendo do tipo de órgão, esse fragmento pode chegar a mais do que 5 mm.12

O formaldeído comercial é o mais utiliza-do na rotina histológica. Ele é comercial-mente fornecido em solução na concen-tração de 37% ou 40%. Ao se preparar uma solução à base de formaldeído comercial a 10%, utiliza-se 1 parte de formaldeído comercial (37% ou 40%) para 9 partes de água destilada.2 Observe que a formalina comercial que é referida como 100% é, na verdade, apenas 37% ou 40%.26

RESUMO PRÁTICO



FORMALINA 10%12

Formaldeído comercial . . . . . . 100 mL

Água destilada . . . . . . . . . . . . . . 900 mL

O volume do fixador em relação à amostra deve ser de 10:1 ou 15:1,10 porém alguns fatores podem influenciar diretamente a fixação tecidual, como: temperatura, es-pessura do tecido, penetração, tempo de fixação, escolha do fixador, relação volume

do fixador tamanho do espécime, estoca-gem apropriada, pH do fixador, osmolari-dade da solução fixadora, adição de sais na mistura e concentração dos fixadores.12

Após o processamento e microtomia (cor-te histológico) da amostra, o tecido é co-rado pela hematoxilina e eosina (HE). Ha-vendo a necessidade de se identificarem certos elementos teciduais específicos, empregam-se técnicas histoquímicas es-peciais,12 algumas das quais estão lista-das na Tabela 1.

Tabela 1. Técnicas histoquímicas para coloração de determinados tecidos ou estruturas celulares.

EVIDENCIAÇÃO DE CÉLULAS

Núcleo e citoplasmaHE, Feulgen, Papanicolau, Shorr, Giemsa, azul de toluidina, metil green-pironina

Melanócitos Fontana-Masson

Células do tecido nervoso Violeta cresil, azul de toluidina, Golgi (Prata)

Secreções celulares PAS, PAS alcian blue pH 1,0 ou 2,5

Mastócitos e eosinófilosAB-safranina, Geimsa, azul de

toluidina, sirius red em pH 10,2

EVIDENCIAÇÃO DE ELEMENTOS DA MATRIZ EXTRACELULAR

Glicoproteínas neutras PAS

Proteoglicanos PAS-alcian blue em pH 1,0 ou pH2,5

Glicoproteínas não colagenosas PAMS, reticulina

Elementos fibrosos à base de colágenoTricomática de Masson, tricomática

de Gomori, picrossirius red

Fibras do sistema elástico Resorcina fucsina de Weirgert

EVIDENCIAÇÃO DE TECIDOS ESPECÍFICOS

Tecido conjuntivoTricomática de Masson, tricomática

de Gomori, Goldner, picrossirius red, reticulina de Gomori

Tecido linfoide e mieloide Giemsa, reticulina de Gomori

Tecido adiposo Sudan black

Tecido muscular Colorações tricromáticas, azul de toluidina

Tecido cartilaginosoColorações tricromáticas, PAS – alcian blue em pH 1,0 ou pH 2,5



EVIDENCIAÇÃO DE MICRORGANISMOS

Fungo de forma geral Grocott e PAS

Treponema pallidun, Leptospira, Helicobacter pylori

Warthin-Starry, Giemsa

Mycobacterium leprae Método de Fite, Wade, Kinyoun

Giardia lamblia, Entamoebahistolytica,Trichomonas vaginalis

Giemsa, HE, leishman, PAS,hematoxilina férrica, Feulgen

Helmintos HE

Inclusões virais HE

Cryptococcus Mucicarmin, PAS, prata metenamina

Fonte: Adaptada de Caputo.12

Para identificar alguns elementos teci-duais, em situações normais ou patológi-cas, é preciso reconhecer certas proteínas específicas, o que não é possível por meio das técnicas histoquímicas. Para tal, reco-menda-se a utilização de métodos imuno--histoquímicos. Estes têm diversas aplica-ções como método de auxílio ao diagnós-tico de doenças inflamatórias, infecciosas e neoplasias, além de serem utilizados pa-ra determinar fatores preditivos e prog-nósticos no câncer.12

A imuno-histoquímica (IHQ) é uma ferra-menta de diagnóstico e pesquisa que ex-plora a precisão da ligação anticorpo-an-

tígeno para identificar uma célula ou mo-lécula específica em tecido fixado em for-mol,11 sendo utilizada para: elucidação do tecido de origem de uma neoplasia indi-ferenciada; subclassificação de alguns ti-pos tumorais; pesquisa de fatores prog-nósticos, terapêuticos e índices prolifera-tivos de algumas neoplasias; identificação de estruturas, organismos e materiais se-cretados pelas células e detecção de cé-lulas neoplásicas metastáticas. Contudo, essa técnica pode ser influenciada por di-versos fatores, como fixação do tecido a ser analisado, escolha dos anticorpos a serem utilizados e pelas reações propria-mente ditas.27



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