medicina transfusional em cÃes e gatos: colheita...
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL
Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS
MEDICINA TRANSFUSIONAL EM CÃES E GATOS:
COLHEITA, PROCESSAMENTO E ARMAZENAMENTO DE SANGUE TOTAL
E HEMOCOMPONENTES
Sarah Barboza Martins Orientador: Juan Carlos Duque Moreno
Goiânia 2011
II
SARAH BARBOZA MARTINS
MEDICINA TRANSFUSIONAL EM CÃES E GATOS:
COLHEITA, PROCESSAMENTO E ARMAZENAMENTO DE SANGUE TOTAL
E HEMOCOMPONENTES
Seminário apresentado junto à Disciplina
Seminários Aplicados do Programa de Pós-
Graduação em Ciência Animal da Escola de
Veterinária e Zootecnia da Universidade
Federal de Goiás.
Nível: Mestrado
Área de Concentração:
Patologia,Clinica e Cirurgia
Linha de Pesquisa:
Técnicas cirúrgicas e anestésicas, patologia
clínica cirúrgica e cirurgia experimental
Orientador:
Prof. Dr. Juan Carlos Duque Moreno – UFG
Comitê de Orientação:
Profª Drª Denise Tabacchi Fantoni – USP
Prof. Dr. Adilson Donizeti Damasceno – UFG
Goiânia
2011
III
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS ......................................................................................... IV
LISTA DE TABELAS .......................................................................................... V
LISTA DE ANEXOS .......................................................................................... VI
LISTA DE ABREVIATURAS ............................................................................. VII
1. Introdução ...................................................................................................... 1
2. Revisão de Literatura ..................................................................................... 3
2.1 Triagem de doadores ................................................................................... 3
2.1.1 Cães .......................................................................................................... 4
2.1.2 Gatos ......................................................................................................... 6
2.2 Coleta de sangue ......................................................................................... 8
2.2.1 Sala de colheita ......................................................................................... 9
2.2.2 Equipamentos e Materiais para colheita.................................................. 10
2.2.3 Procedimentos de colheita ...................................................................... 12
2.2.3.1 Cães ..................................................................................................... 13
2.2.3.2 Gatos .................................................................................................... 14
2.3 Fracionamento do sangue total .................................................................. 16
2.3.1 Sangue total (ST) .................................................................................... 17
2.3.2 Concentrado de Hemácias ...................................................................... 20
2.3.3 Derivados do Plasma .............................................................................. 25
2.3.3.1 Plasma Fresco Congelado (PFC) ......................................................... 25
2.3.3.2 Plasma Congelado (PC) ....................................................................... 27
2.3.3.3 Crioprecipitado e Criosobrenadante ..................................................... 27
2.3.3.4 Concentrado de plaquetas ................................................................... 28
3. Considerações finais .................................................................................... 31
REFERÊNCIAS ................................................................................................ 32
ANEXOS .......................................................................................................... 40
IV
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Diferentes tipos de sistema aberto para colheita de sangue total de
gatos (aBARFIELD & ADAMANTOS, 2010; bLUCAS et al., 2004). ...... 9
Figura 2 – Alicate de ordenha utilizado para homogeneização de sangue total.
.......................................................................................................... 12
Figura 3 - Esquema dos produtos originados do sangue classificados em
hemocomponentes e hemoderivados (BRASIL, 2008). ..................... 17
Figura 4- Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de sangue total a ser
transfundido em cães ou gatos, de acordo com o hematócrito (HT)
desejado para o receptor (Adaptado de HALDANE et al., 2004). ...... 18
Figura 5 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de ST a ser
transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o
receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004). ....................... 18
Figura 6 - Unidade de sangue colhida de cão em um extrator de plasma, com a
respectiva bolsa satélite em uma balança para receber a porção de
plasma. .............................................................................................. 20
Figura 7 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de CH a ser
transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado para o
receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004). ....................... 21
Figura 8 – Alterações morfológicas dos eritrócitos de concentrado de hemácias
após armazenados em bolsa CPD/SAG-M durante 40 (A) e 60 (B)
dias, e em bolsa CPD/SAG-M acrescida de fosfato dissódico após 40
(C) e 60 (D) dias, com predomínio de esferoequinócitos em B e D
(COSTA JÚNIOR, 2010).................................................................... 23
V
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Exames de triagem recomendados para seleção de cães doadores
de sangue (IF – Imunofluorescência, PCR – Reação em cadeia da
polimerase, ELISA – “Enzyme linked immunoabsorbent assay”, SAT –
Soroaglutinação rápida em lâmina, TAT – Soroaglutinação em tubo). 5
Tabela 2 - Exames de triagem recomendados para seleção de gatos doadores
de sangue (IF – Imunofluorescência, PCR – Reação em cadeia da
polimerase, ELISA – “Enzyme linked immunoabsorbent assay”). ....... 7
Tabela 3 - Materiais necessários para coleta de unidade de sangue total de
cães ou gatos, e a respectiva descrição de cada item. ..................... 11
VI
LISTA DE ANEXOS
Anexo A - Formulário de avaliação de doador de sangue canino. ................... 40
VII
LISTA DE ABREVIATURAS
2,3-DPG Ácido 2,3 Difosfoglicerator
ACD Ácido citrato dextrose
ATP Adenosina trifosfato
CH Concentrado de hemácias
CO2 Dióxido de carbono
CP Concentrado de plaquetas
CP2D Citrato fosfato-2 dextrose
CPD Citrato fosfato dextrose
CPDA-1 citrato-fosfato-dextrose-adeninda-1
DEA Dog erythrocyte antigen (Antígeno
Eritrocitário Canino)
DMSO Dimetilsulfóxido
ELISA Enzyme linked immunoabsorbent assay
FeLV Vírus da leucemia felina
FIV Vírus da imunodeficiência felina
Ht Hematócrito
IF Imunofluorescência
LA Lesões de Armazenamento
PC Plasma congelado
PCR Reação em cadeia da polimerase
PFC Plasma fresco congelado
PIF Peritonite infecciosa felina
PRP Plasma rico em plaquetas
Rpm Rotações por minuto
SAG-M Solução aditiva de soro fisiológico,
adenina, glicose e manitol
SAT Soroaglutinação rápida em lâmina
ST Sangue total
TAT Soroaglutinação em tubo
VPM Volume plaquetário médio
vWF Fator de Von Willebrand
1. INTRODUÇÃO
O sangue vem sendo relacionado à vida há séculos, porém seu uso
terapêutico foi muito recriminado no início da história em citações bíblicas.
Seguindo a evolução da medicina, sua utilização se tornou uma prática
amplamente difundida (GREENWALT, 1997). A terapia transfusional é uma
prática utilizada em medicina veterinária e que está em expansão com a
implantação de programas de doação de sangue e implementação de bancos
de sangue veterinários (LUCAS et al., 2004).
A terapia transfusional é a base do tratamento de suporte de cães e
gatos com anemia, sendo muitas vezes o único tratamento. Em gatos as
transfusões ainda não são comumente utilizadas, pois raramente o sangue
total ou seus derivados estão disponíveis (BARFIELD & ADAMANTOS, 2011)
Nos últimos anos o entendimento sobre a medicina transfusional tem-se
aprimorado significativamente, bem como o uso de produtos sanguíneos na
prática veterinária diária. Porém, ainda são frequentes as falhas na prática da
hemoterapia, em boa parte, devido à disponibilidade restrita de
hemocomponentes apropriados (LUCAS et al., 2004).
Estudos acerca da segurança transfusional em pequenos animais
têm mostrado bons resultados, mesmo em animais recebendo múltiplas
transfusões sanguíneas (ROUX et al., 2008). As transfusões são normalmente
realizadas em animais apresentando anemia grave, devido à perda de sangue
com risco à vida, hemólise ou insuficiência de medula óssea. Por isso, a
hemoterapia tornou-se um componente importante do cuidado médico,
cirúrgico e na terapia intensiva (WEINGART et al, 2004). É importante ressaltar
que, no homem, em casos de anemia moderada o uso de transfusões
perioperatórias ainda é controverso, devendo-se considerar o risco inerente à
terapia transfusional (CARSON et al., 1998).
A qualidade do produto sanguíneo disponível para transfusão
depende tanto da seleção adequada do doador quando da qualidade da
colheita, processamento e armazenamento do sangue e seus componentes.
Daí vem a importância de difundir o conhecimento sobre as etapas de
processamento e sobre a correta utilização dos componentes sanguíneos, a
2
fim de que mais programas de doação de sangue e bancos de sangue
veterinários sejam disponibilizados.
Os protocolos para seleção de doadores, para obtenção de sangue
e seus componentes e para seu armazenamento são ainda negligenciados na
rotina veterinária, o que compromete a qualidade do produto sanguíneo
utilizado e aumenta os riscos para o receptor e as chances de insucesso no
tratamento. O presente documento teve por objetivo fazer uma breve revisão
de literatura a fim expor os cuidados que devem ser tomados em cada etapa da
obtenção e processamento do sangue total e seus derivados, em cães e gatos.
3
2. REVISÃO DE LITERATURA
A estocagem de sangue é uma área emergente na medicina
veterinária e o desenvolvimento de clínicas de emergência e da terapia
intensiva aumentou a demanda por concentrado de hemácias e por produtos
derivados do plasma (IAZBIK et al., 2007), isso porque o principal objetivo da
ressucitação em pacientes críticos é a otimização da perfusão e da oxigenação
tecidual (PRITTIE, 2010). Apesar do sangue ser usado terapeuticamente há
mais de 100 anos, a maior parte do desenvolvimento clinicamente relevante foi
feita nas duas últimas décadas (CASTELLANOS et al., 2004).
2.1 Triagem de doadores
Um programa de doadores de sangue começa com a seleção dos
cães e gatos que se encaixem num perfil já estabelecido (LUCAS, et al., 2004).
O histórico completo do doador deve ser obtido antes de cada doação, como
viagens a áreas endêmicas para vetores de doenças transmissíveis, ou se os
animais foram expostos a fatores de risco que possam requerer exames
adicionais. Exame físico completo e detalhado, incluindo temperatura retal e
presença de ectoparasitas, deve preceder cada doação, mesmo que os
animais façam parte de um programa de doação de sangue.
Formulários padronizados (Anexo 1) devem estar disponíveis para
os proprietários dos doadores, a fim de esclarecer se os animais apresentaram
qualquer tipo de doença ou viagem dentro das 48h antes da doação. Exames
laboratoriais previamente à doação, incluindo hemograma completo,
bioquímicas plasmáticas de função renal e hepática, urinálise e exame de fezes
são indicados para triagem. A determinação do hematócrito é indispensável
para garantir produtos sanguíneos com adequada concentração de hemácias
para transfusão e para prevenir a ocorrência de anemia secundária à doação
nos cães e gatos doadores (WARDROP et al., 2005).
A transfusão sanguínea, apesar de muitas vezes ser o único
tratamento de algumas doenças, não pode ser considerada totalmente segura.
A fim de minimizar o risco de transmissão de doenças via transfusão
4
sanguínea, os doadores devem ser testados para determinadas doenças,
variando segundo a espécie, localização geográfica dos animais e
predisposição racial (REINE, 2004; WARDROP et al., 2005).
Outro fator importante a ser considerado, principalmente em gatos, é
a determinação do tipo sanguíneo do doador (TOCCI & EWING, 2009).
2.1.1 Cães
É recomendado que os cães tenham pelo menos 25kg, idade entre
um e sete anos, sejam dóceis, permitindo contenção, e não tenham histórico de
sopro cardíaco ou convulsões. Não devem estar recebendo medicação e
devem estar sob controle constante de ectoparasitas (LUCAS et al., 2004). Os
exames para doenças infecciosas recomendados para cães doadores são
Babesiose, Leishmaniose, Ehrliquiose, Brucelose, Anaplasmose, Ricketsiose,
Tripanossomíase e Bartonelose (Tabela 1). A frequência com que os exames
devem ser feitos depende de se os doadores estão em áreas endêmicas ou se
foram expostos a fatores de risco. Deve-se lembrar que mais importante do que
os testes aos quais os doadores são submetidos, é a prevenção de doenças e
manejo adequado das unidades para evitar a contaminação após a colheita
(WARDROP et al., 2005).
Poucos estudos têm sido feitos sobre os efeitos da doação de
sangue em cães e a segurança do procedimento. O volume total de sangue
dos cães é em média de 90 mL/Kg (KUNUGIYAMA et al., 1989) e é relatado
que eles podem doar até 20% do seu volume de sangue total sem que ocorra
anemia clinicamente significativa, embora a retirada desse volume possa
induzir hipovolemia leve e transitória (HELM & KNOTTENBELT, 2010).
Um estudo feito em cães da raça Greyhound (COUTO & IAZBIK,
2005) mostrou que a pressão arterial sistólica diminui significativamente após a
doação de uma unidade de sangue total, o que significa uma perda de 17 a
22% do total de sangue dos animais. A pressão arterial sistólica levou em
média 90 minutos para que o valor voltasse ao basal. Nesse mesmo estudo, na
correlação da diminuição da pressão arterial após doação de sangue com o
peso dos doadores, os cães com menos de 33kg foram mais propensos a
5
desenvolver hipotensão, apesar de não apresentarem sinais clínicos de
hipovolemia.
É importante ressaltar que cães da raça Greyhound têm pressão
arterial e índice cardíaco significativamente maiores do que cães mestiços
(COX et al., 1976). Sendo assim, os cães mestiços podem ser mais sensíveis à
doação de sangue, principalmente quando não apresentarem o peso mínimo
aceitável de 25 kg. Os cães podem levar até um mês para recuperar a
contagem normal de hemácias, contudo é recomendado que a frequência de
doação não ultrapasse quatro ou cinco vezes ao ano (HELM &
KNOTTENBELT, 2010).
TABELA 1 – Exames de triagem recomendados para seleção de cães
doadores de sangue (IF – Imunofluorescência, PCR – Reação
em cadeia da polimerase, ELISA – “Enzyme linked
immunoabsorbent assay”, SAT – Soroaglutinação rápida em
lâmina, TAT – Soroaglutinação em tubo).
Doença Agentes Triagem Teste
Babesiose Babesia canis, B. gibsoni Recomendada IF, PCR
Leishmaniose Leishmania donovani Recomendada IF, PCR
Erliquiose Ehrlichia canis,
E. ewingii, E. chaffeensis
Recomendada
IF, ELISA,
PCR
Brucelose Brucella canis Condicional* PCR
Anaplasmose
Anaplasma
phagocytophilum,
A. platys
Recomendada SAT, TAT
Ricketsiose Neorickettsia risticii,
N. helmintheca Condicional* IF, PCR
Tripanossomíase Trypanossoma cruzi Condicional* IF
Bartonelose Bartonella vinsonii Condicional* IF
Fonte: Adptado de WARDROP et al., 2005
* Dependendo da incidência geográfica
6
Atualmente, existem cinco grupos sanguíneos de cães reconhecidos
internacionalmente como tendo significância clínica e classificados como “dog
erythrocyte antigen – DEA” (Antígeno Eritrocitário Canino). São eles DEA 1
(com três subgrupos – DEA 1.1, 1.2 e 1.3), 3, 4, 5 e 7, sendo o DEA 1.1 e o 1.2
os mais importantes na medicina transfusional. O DEA 1.1 é o mais antigênico
e apresenta alta prevalência entre os cães. Interações entre sangue positivo
para DEA 1.1 ou 1.2 em cães receptores negativos para esses antígenos
podem gerar reações hemolíticas agudas graves nos animais. O DEA 4 é
considerado o “doador universal” por ser o antígeno de maior prevalência nos
cães e a interação antígeno-anticorpo não produzir efeito na sobrevida das
hemácias in vivo (HALE, 1995; NOVAIS et al., 2004).
Um novo aloanticorpo contra um novo antígeno eritrocitário,
diferente dos previamente descritos, foi detectado em Dálmatas. Este antígeno,
denominado Dal, parece estar presente na maioria dos cães dessa raça e pode
causar reações hemolíticas tardias. Contudo, sua importância clínica ainda não
foi bem esclarecida (BLAIS et al., 2007). Outros grupos, como DEA 6 e 8 foram
identificados, porém por não haver anticorpos monoclonais para sua detecção,
não são estudados e são considerados de baixa importância clínica (NOVAIS
et al., 2004).
2.1.2 Gatos
Os doadores felinos devem pesar no mínimo 5 Kg (IAZBIK et al.,
2007), ter entre um e sete anos de idade, serem dóceis e não apresentarem
histórico de sopro cardíaco ou convulsões. Devido à preocupação com
doenças infecciosas os doadores devem viver preferencialmente sem acesso à
rua. É preconizado que os animais tenham temperamento dócil, mas
independentemente do temperamento, a maioria dos gatos irá exigir algum tipo
de sedação ou contenção química para a colheita do sangue (LUCAS et al.,
2004). Os exames de triagem para doenças infecciosas em gatos incluem
Leucemia Felina, Imunodeficiência Felina, Hemoplasmose, Bartonelose,
Cytauxzoonose, Ehrliquiose, Anaplasmose e Ricketsiose (Tabela 2). A
Peritonite Infecciosa Felina (PIF) é uma síndrome clínica ocasionada por um
coronavírus que, apesar de haver a chance de estar presente no sangue de
7
gatos, sua detecção não significa que o animal irá desenvolver a doença
clínica. Além disso, e até o momento ainda não foi relata a transmissão do
coronavírus via transfusão sanguínea. Por isso não está inclusa nos exames de
triagem recomendados (REINE, 2004)
TABELA 2 - Exames de triagem recomendados para seleção de gatos
doadores de sangue (IF – Imunifluorescência, PCR – Reação
em cadeia da polimerase, ELISA – “Enzyme linked
immunoabsorbent assay”).
Doença Agentes Triagem Testes
Leucemia Felina FeLV Recomendada ELISA
Imunodeficiência
Felina FIV Recomendada ELISA
Hemoplasmose Mycoplasma haemofeliz,
M. hemominutum Recomendada
Microscopia,
PCR
Bartonelose Bartonella henselae,
B. clarridgear, B. kholerae
Recomendada/
Condicional*
IF, PCR,
Cultura
Cytauxzoonose Cytauxzoon felis Condicional* Microscopia
Erliquiose E. canis Condicional* PCR
Anaplasmose A. Phagocytophilum Condicional* IF, PCR
Ricketsiose N. risticii
Fonte: Adptado de WARDROP et al., 2005
* Dependendo da incidência geográfica
Apesar de toda a triagem feita antes da doação de sangue, a
colheita não é isenta de riscos potencialmente graves para o felino doador,
como já mostrado por WEINGART et al. (2004), que relataram a morte,
provavelmente relacionada a uma cardiomiopatia oculta, verificada à necropsia,
de um gato doador dois dias após a colheita do sangue.
MOTT (1968) mostrou em seu estudo que gatos adultos têm em
média volume total de sangue de 60mL/kg. Já no estudo de IAZBIK et al.
(2007) observou-se que gatos que doaram entre 16 e 20% do seu volume de
sangue total não apresentaram hipotensão ou complicações relevantes durante
8
a doação de sangue, por isso o peso mínimo dos doadores deve ser
aproximadamente 5kg, que significa que poderiam doar até 60mL.
De forma semelhante aos grupos sanguíneos humanos, os grupos
sanguíneos dos gatos são denominados A, B e AB, contudo sem fator Rh. A
prevalência dos grupos sanguíneos apresenta grande variação segundo a
localização geográfica e a raça, sendo por isso a tipagem de grande
importância clínica na prevenção da isoeritrólise neonatal e das reações
hemolíticas agudas pós-transfusionais (GIGER & BÜCHELER, 1991;
KNOTTENBELT et al., 1999; ARIKAN et al., 2003). A alta incidência de reações
hemolíticas graves na primeira transfusão ocorre pois os gatos, diferentemente
dos cães, apresentam aloanticorpos naturais a antígenos eritrocitários
(KNOTTENBELT et al., 1999).
2.2 Colheita do sangue
O sangue total é colhido em sistemas preferencialmente fechados,
estéreis, que permitem sua separação, por centrifugação, em componentes
sanguíneos sem que haja contato com o ar ambiente. O sangue total colhido
em sistema aberto (Figura 1) não pode ser utilizado para processamento e
armazenamento, devendo ser utilizado em até 24 hotas após a colheita
(ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).
9
FIGURA 1 - Diferentes tipos de sistema para colheita de sangue total de
gatos (aBARFIELD & ADAMANTOS, 2010; bLUCAS et al.,
2004).
2.2.1 Sala de colheita
A escolha do local onde será feita a colheita é fundamental, visto
que a qualidade do produto final depende, entre outros fatores, da qualidade da
técnica empregada (AUTHEMENT et al.,1986; HÖGMAN et al., 2002).
A sala de colheita deve ser um lugar exclusivo para esse fim, que
seja calmo, silencioso e livre da passagem de outras pessoas. O piso não deve
ser liso, principalmente no caso de colheita de sangue de cães. A mesa deve
ser firme, sem desníveis e de tamanho adequado tanto para posicionar os
animais em decúbito lateral quanto em decúbito esternal. É importante também
que seja controlado o acesso de pessoas à sala a fim de se evitar interrupções
durante o procedimento (LUCAS et al., 2004).
a b
10
2.2.2 Equipamentos e materiais para colheita
Todos os materiais necessários para colheita (Tabela 3) devem ser
separados previamente para facilitar o processo e evitar interrupções. Os
materiais necessários variam de acordo com o produto a ser processado e com
a espécie do doador (LUCAS et al., 2004).
O sangue é colhido em bolsas de sangue convencionais contendo
soluções anticoagulantes e preservativas, acopladas a uma agulha para
punção. As bolsas de colheita convencionais estão disponíveis em diversos
tamanhos, com capacidade total de 150 a 500ml, sendo a proporção
sangue:solução preservativa de 10:1 e 7:1, aproximadamente em cães e gatos,
respectivamente (ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).
Os principais anticoagulantes utilizados são ácido citrato dextrose
(ACD), citrato-fosfato-dextrose-adeninda-1 (CPDA-1), citrato fosfato dextrose
(CPD) e citrato fosfato-2 dextrose (CP2D), podendo estes conter aditivos que
prolongam a meia-vida das hemácias estocadas (ABRAMS – OGG &
SCHNEIDER, 2010). O sangue colhido em solução CPDA-1 tem validade de 35
dias, já o colhido em solução ACD, CPD e CP2D têm validade de 21 dias.
Quando, após a centrifugação e fracionamento, o concentrado de hemácias é
acrescido de solução aditiva como SAG-M (CPD/SAG-M), composta por soro
fisiológico, adenina, glicose e manitol, a validade passa a 42 dias. Em todos os
tipos de solução, a temperatura de armazenamento deve ser 4±2°C (BRASIL,
2008).
11
TABELA 3 – Materiais necessários para colheita de unidade de sangue total de
cães ou gatos, e a respectiva descrição de cada item.
Fonte: Adaptado de LUCAS et al., 2004.
aUso exclusivo para coleta de sangue total de cães ou bgatos.
As frações do sangue são obtidas a partir da centrifugação do
sangue total, que deve ser mantido sob temperatura controlada e constante, a
fim de se preservar a qualidade e minimizar as Lesões de Armazenamento
(LA). Para isso, é necessário que as bolsas tenham ao menos uma bolsa
satélite e que sejam centrifugadas em centrífuga refrigerada. Antes de proceder
à centrifugação, o sangue presente no oquipo deve ser homogeneizado com o
auxilio de um alicate de ordenha próprio (Figura 2), de forma que o sangue total
Item Descrição
Bolsa CPDA-1 a
Sistema fechado de bolsa de colheita de sangue, com uma
bolsa principal (500ml) e uma ou mais bolsas satélites
Sistema de coleta de sangue
de gatos b
Estão disponíveis para compra sistemas abertos para coleta
(FIGURA 1)
Solução para antissepsia Soluções iodadas associadas a álcool 70%
Clip de alumínio Anéis de alumínio utilizados para selar assepticamente as
bolsas de sangue
Balança digital (1000g) Alimentada a bateria e utilizada para pesar a bolsa e estimar
o momento em que está cheia
Atadura Tipo Vetrap® para prevenir formação de hematomas
Pinças hemostáticas
plásticas
Para fechar a bolsa antes e depois da colheita, evitando
que entre ar no sistema. Em bolsas de sangue não
devem ser utilizadas pinças hemostáticas de metal
Tesoura comum Para cortar as bandagens
Lixo comum e hospitalar Conforme o padrão de coleta de lixo de cada
estabelecimento
Aparelho de anestesia
inalatória b
Isoflurano ou Sevoflurano, circuito sem reinalação de gases,
para colheita de unidade de sangue total de gatos
Dispositivo de contenção
para gatos b
Recomenda-se o uso de bolsas de contenção para gatos
Solução anticoagulante b
Adicionada ao sistema de coleta de felinos, quando não possui, principalmente no caso de colheita de sangue total
em sistema aberto
12
contido na bolsa e no equipo tenham a composição mais semelhante possível,
visto que as alíquotas de sangue do equipo é que serão utilizadas para os
testes transfusionais e para controle de qualidade (LUCAS et al., 2004;
ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).
FIGURA 2 – Alicate de ordenha utilizado para homogeneização de ST.
Para separar a papa de hemácias do plasma é utilizado um extrator
de plasma e pinças hemostáticas plásticas são utilizadas para selar os equipos
de transferência, evitando o contato do sangue com o ar, até que as bolsas
sejam seladas definitivamente. Estão disponíveis no mercado seladoras de
bancada e seladoras portáteis específicas para banco de sangue. Antes do
início do fracionamento e após cada fracionamento, as bolsas e as respectivas
bolsas satélites devem ser pesadas para se estimar o volume final de cada
componente fracionado. Para promover adequado armazenamento, há
equipamentos específicos para cada componente, sendo o concentrado de
hemácias armazenado sob refrigeração (4°C), o plasma é congelado (-18°C) e
o plasma rico em plaquetas e concentrado de mantidos em temperatura
ambiente (20±2°C) e constante agitamento em homogeneizadores de
plaquetas (LUCAS et al., 2004; ABRAMS – OGG & SCHNEIDER, 2010).
2.2.3 Procedimentos de colheita
13
Para que o procedimento de colheita ocorra de forma ideal são
necessárias três pessoas. A primeira é para manter o doador em decúbito
lateral ou sentado, a segunda para promover a flebotomia e manter a agulha
adequadamente posicionada e uma terceira para homogeneizar, constante e
delicadamente, a bolsa de sangue para que todo o sangue colhido entre em
contato o mais breve possível com o anticoagulante e minimize o risco de
formação de microtrombos. A bolsa deve ser pesada continuamente até que
atinja 405-480g (LUCAS et al., 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). Estão
disponíveis no mercado homogeneizadores digitais, com pesagem e
homogeneização automáticas, que controlam o fluxo sanguíneo de doação e
também avisam por sinal sonoro quando o volume, ou peso, desejado é
atingido. É provável que a utilização dessa tecnologia possa substituir a
terceira pessoa necessária para o procedimento de colheita.
A tricotomia e a antissepsia do local de punção são essenciais para
minimizar o risco de contaminação das unidades de sangue total. Estudos
feitos com sangue humano têm mostrado que bactérias gram-positivas,
provenientes da microflora da pele, são as mais encontradas em unidades
contaminadas, e que a combinação antisséptica que diminuiu a colonização
bacteriana na pele dos doadores de sangue de forma mais eficaz foi a
associação de um agente iodado ao álcool etílico 70% (FONSECA et al., 2009).
a) Procedimento de colheita em cães
É preconizado que cães doadores de sangue não sejam sedados,
mas havendo a necessidade pode ser utilizado tartarato de butorfanol (0,1-
0,3mg/kg) associado ou não a acepromazina (0,01-0,03mg/kg). Quando esta
associação for utilizada, devido ao efeito hipotensor da acepromazina, a
fluidoterapia deve ser instituída para minimizar os riscos ao doador (HELM &
KNOTTENBELT, 2010).
O local de punção deve ser tricotomizado e procedida antissepsia
três vezes. O local de preferência de colheita é a veia jugular, na qual o fluxo
de sangue é maior e há menor risco de formação de coágulos durante o
procedimento, todavia em cães de maior porte a colheita pode ser feita por
14
punção da veia cefálica (HELM & KNOTTENBELT, 2010). A bolsa de colheita
deve ser posicionada na balança digital e realizada a tara. Antes da abertura da
linha de colheita, o equipo deve ser fechado, de sete a dez centímetros após a
agulha, com pinça hemostática plástica de forma que o sistema não abra e a
parte interna do circuito não entre em contato com o ar ambiente (LUCAS et al.,
2004).
A flebotomia deve ser feita com o bisel voltado para cima, e só então
a pinça hemostática pode ser removida do circuito. A colheita deve continuar
até que a bolsa atinja entre 405 e 480g de peso, sendo que a homogeneização
do sangue deve ser feita a cada 50 a 75 mL colhidos. Após o término da
colheita o equipo deve ser novamente fechado antes que a agulha seja retirada
da veia jugular. Deve-se então comprimir o local de punção e imediatamente
envolver o pescoço do animal com atadura de compressão leve, do tipo
Vetrap®, por 30 minutos, a fim de minimizar o risco de formação de hematoma
no local de punção (LUCAS et al., 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010). O
tempo ideal de colheita é entre três e dez minutos. (HELM & KNOTTENBELT,
2010).
O circuito de colheita deve ser então fechado definitivamente com
seladora própria para banco de sangue. O equipo de colheita possui um
número de identificação, que também está presente na bolsa, e é importante
que ao menos um número seja mantido no equipo para manter a correlação
com a bolsa. A identificação da bolsa deve conter os dados do doador, data e
hora da colheita e a quantidade de sangue total colhido (peso em gramas)
(LUCAS et al., 2004).
Após o término da colheita todos os dados da colheita devem ser
devidamente registrados, incluindo os dados do exame físico antes da colheita,
valores de hematócrito e proteínas totais, bem como quaisquer problemas
ocorridos durante o procedimento (LUCAS et al., 2004).
b) Procedimento de colheita em gatos
Diferentemente dos cães, os gatos devem ser sedados para doar
sangue, visto que qualquer movimento durante a colheita pode inutilizar o
produto final (LUCAS et al., 2004), assim sedação com associação de cetamina
15
e midazolam, ou outro protocolo que não cause hipotensão, pode ser utilizado
para contenção (HELM & KNOTTENBELT, 2010). A dose necessária de
sedativos, bem como a escolha do protocolo varia entre os estudos, com
relatos sobre a colheita com a associação de cetamina, na dose 5-6mg/Kg,
associada ao midazolam, na dose 0,1mg/Kg (WEIGART et al., 2004) ou
anestesia geral com indução e manutenção anestésica com sevofluorano
(TROYER et al., 2005).
Em gatos o local de punção para colheita de sangue deve ser a veia
jugular porque nas veias periféricas o fluxo sanguíneo é muito baixo. Assim
como nos cães, a região de flebotomia deve ser tricotomizada e feita
antissepsia. A colocação de acolchoamento sob o pescoço dos gatos pode
melhorar a exposição e visualização da veia jugular (HELM & KNOTTENBELT,
2010).
O sangue total de gatos não pode ser colhido em bolsas de coleta
de sangue convencionais, pois o volume de sangue colhido é menor, bem
como o fluxo de sangue durante a colheita (HELM & KNOTTENBELT, 2010). O
“Penn Animal Blood Bank”, banco de sangue da Universidade da Pensilvânia,
desenvolveu um sistema fechado de coleta de sangue para gatos, que permite
o fracionamento do sangue em papa de hemácias e plasma fresco congelado,
bem como seu armazenamento (GIGER, 2009).
Sistemas fechados de colheita de sangue para felinos não estão
comercialmente disponíveis no Brasil, sendo assim a colheita é feita em um
sistema aberto, e por isso o armazenamento não deve ultrapassar 24h devido
ao risco de contaminação bacteriana (LUCAS et al., 2004; GIGER, 2009; HELM
& KNOTTENBELT, 2010).
O método convencional de colheita de sangue de gatos é constituído
por um escalpe 19G conectado a uma seringa de 60mL e a uma bolsa de
sangue pediátrica através de uma torneira de três vias. A seringa deve conter
sete mililitros de anticoagulante, preferencialmente CPDA-1, para manter a
proporção anticoagulante:sangue entre 1:7 e 1:9. Durante a colheita a seringa
deve ser homogeneizada constantemente evitando assim a formação de
microtrombos. Ao término da colheita a torneira de três vias deve ser fechada
para o escalpe antes de retirá-lo do local de punção e, após homogeneização,
a torneira de três vias é aberta para a bolsa e o sangue transferido (HELM &
16
KNOTTENBELT, 2010). Após a retirada do escalpe do local de punção, deve
ser feita compressão no local, seguida por bandagem com atadura do tipo
Vetrap® (LUCAS et al., 2004).
Diferentemente dos cães, os gatos são mais sensíveis à doação de
sangue. Após a doação é preconizada a reposição volêmica, contudo há
variação quanto a solução, a dose e a via de administração utilizada. HELM &
KNOTTENBELT (2010) recomendam a administração de 90mL de solução
fisiológica pela via subcutânea imediatamente antes do início da doação de
sangue, e mais 60-90mL durante 15 a 20 minutos pela via intravenosa,
começando quando aproximadamente metade do volume total de sangue já foi
doado. WEINGART et al., (2004) utilizaram Ringer Lactato para reposição
volêmica na dose de 20mL/Kg, aproximadamente, pela via subcutânea ou
intravenosa quando os animais apresentavam sinais clínicos de hipovolemia.
Após o término da colheita, a identificação tanto da bolsa de sangue
colhida quanto do doador deve ser feita da mesma forma que nos cães, alem
disso quaisquer problemas durante a colheita devem ser registrados também
(LUCAS et al., 2004).
2.3 Fracionamento do sangue total
A terapia transfusional vem se aprimorando nas últimas décadas, e
com isso o uso de produtos sanguíneos, na rotina clínica da medicina
veterinária. Em cães já se trata de uma terapia amplamente utilizada, e em
gatos está se aprimorando na medida que estudos sobre o fracionamento do
sangue total vão sendo feitos. A vantagem da utilização dos produtos do
fracionamento sanguíneo é principalmente a utilização mais eficaz de cada
unidade de sangue colhida, visto que nem sempre os animais precisam de
reposição de todos os componentes sanguíneos (CASTELLANOS et al., 2004;
CHIARAMONTE, 2004).
Hemocomponentes e hemoderivados (Figura 3) são produtos
sanguíneos diferentes, sendo distinguidos conforme o tipo de processamento
que sofrem. Hemocomponentes são aqueles obtidos a partir de processos
17
físicos, como centrifugação e congelamento. Já os hemoderivados são aqueles
obtidos a partir de processos físico-químicos (BRASIL, 2008).
Face a importância do fracionamento, deve-se ressaltar que a
viabilidade do sangue estocado está diretamente relacionada à técnica da
colheita utilizada, ao anticoagulante disponível, à temperatura de conservação,
aos parâmetros bioquímicos e à frequência de homogeneização durante o
armazenamento, este último no caso de conservação de plaquetas
(AUTHEMENT et al.,1986; HÖGMAN et al., 2002).
FIGURA 3 - Esquema dos produtos originados do sangue classificados em
hemocomponentes e hemoderivados (BRASIL, 2008).
2.3.1 Sangue total (ST)
18
O sangue total pode ser utilizado fresco, em quatro a seis horas
após a colheita, ou armazenado em até 35 ou 42 dias, dependendo da adição
ou não de soluções preservativas. O sangue total fresco é composto por
eritrócitos, leucócitos, plaquetas, fatores de coagulação e proteínas
plasmáticas, como albumina e antitrombina III, sendo assim suas principais
indicações são hemorragia aguda ou quando diversos componentes
sanguíneos são necessários. O volume total a ser utilizado pode ser calculado
de duas formas, 20mL/Kg o que irá aumentar o hematócrito do receptor em
aproximadamente 10%, ou por cálculos (Figura 4) estimando o volume
segundo o hematócrito desejado para o receptor (CHIARAMONTE, 2004;
HALDANE et al., 2004).
Volume total = Kg X
90 (cães)
X HT desejado – HT do receptor
ou ________________________
70 (gatos) HT do doador
FIGURA 4- Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de sangue total a
ser transfundido em cães ou gatos, de acordo com o hematócrito
(HT) desejado para o receptor (Adaptado de HALDANE et al.,
2004).
CASTELLANOS et al. (2004) afirmaram em seu estudo que a
administração de aproximadamente 10mL de sangue total aumenta o
hematócrito em 1,1% em gatos e, por isso, sugerem que o volume total de ST a
ser administrado em gatos seja estimado segundo o aumento desejado do
hematócrito (Figura 5).
Volume de ST = Kg X Aumento desejado do hematócrito X 1,7
FIGURA 5 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de ST a ser
transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado
para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004).
19
Quando o sangue total é estocado refrigerado os fatores lábeis de
coagulação V e VIII são perdidos em 24 horas e as plaquetas em duas a quatro
horas (HALDANE et al., 2004). Outra importante alteração durante o
armazenamento do sangue total é a diminuição da concentração de ácido 2,3-
difosfoglicerato (2,3-DPG), que ocorre de forma progressiva. O 2,3-DPG é uma
molécula eritrocitária que se liga à hemoglobina e regula a afinidade da
hemoglobina ao oxigênio, sendo assim quanto menor a concentração de 2,3-
DPG maior é a afinidade da hemoglobina pelo oxigênio, o que diminui a
distribuição de oxigênio para os tecidos (COSTA JÚNIOR et al., 2008).
Quando o sangue total não é armazenado adequadamente e é
mantido em temperatura superior a 25ºC, em poucas horas a concentração de
2,3-DPG diminui em até 50%, todavia se armazenado entre quatro e dez graus
Celsius, a concentração se mantém inalterada por pelo menos 24 horas
(HÖGMAN et a., 1999). As alterações ocorridas no sangue total armazenado
por um período superior a 24 horas dependem do tipo de solução de
conservação utilizada, sendo que quando soluções preservativas como
CPD/SAG-M são utilizadas o 2,3-DPG continua a ser produzido por até sete
dias de armazenamento, e então ocorre uma diminuição progressiva (COSTA
JÚNIOR et al., 2008). Em um estudo feito em humanos, foi demonstrado que
50% da concentração de 2,3-DPG é restabelecida após sete horas de
transfusão, e que a concentração é normalizada em até 72 horas (HEATON et
al., 1989), contudo ainda é controverso quanto ao uso de sangue total ou
concentrado de hemácias estocados em pacientes críticos (TINMOUTH et al.,
2006).
Como efeito adverso à transfusão de sangue total, deve ser citada a
sobrecarga de volume, visto que muitas vezes os animais apresentam anemia
normovolêmica (HALDANE et al., 2004). Importante ressaltar que
diferentemente dos cães, os gatos possuem aloanticorpos naturais para os
antígenos eritrocitários diferentes do próprio tipo sanguíneo e, por isso, a
transfusão de sangue total ou de qualquer produto sanguíneo deve ser
precedida de teste de tipagem sanguínea e compatibilidade (KNOTTENBELT
et al, 1999).
Em Medicina, o fracionamento do sangue total em
hemocomponentes e hemoderivados é obrigatório (BRASIL, 2008).
20
2.3.2 Concentrado de Hemácias (CH)
O CH de cães é obtido a partir da centrifugação de uma unidade de
ST a aproximadamente 4.000 rpm (rotações por minuto) em centrífuga
refrigerada a 10°C, e o CH de gatos é obtido pela centrifugação do ST a 3.800
rpm sob a mesma temperatura, por 12 a 15 minutos. A unidade é então
posicionada em um extrator de plasma (Figura 6) e, após rompimento do lacre
da saída para a bolsa satélite, o plasma é separado de forma que
aproximadamente dois centímetros de plasma permaneçam no CH (LUCAS et
al., 2004).
Figura 6 - Unidade de sangue colhida de cão em um extrator de plasma,
com a respectiva bolsa satélite em uma balança para receber a
porção de plasma.
A vantagem da utilização do CH é que ele possui a mesma
quantidade de hemácias, sendo assim a mesma capacidade de carreamento
21
de oxigênio de uma unidade de sangue total, mas em volume
significativamente menor. Cada unidade de CH de cão e gato possui
hematócrito entre 55 e 80% respectivamente, variando de acordo com o
hematócrito do doador, com a diluição da solução de preservação e com a
quantidade de plasma residual necessário para preservação adequada das
hemácias (HALDANE, et al., 2004).
A principal indicação para a utilização de CH, portanto, é no
tratamento de anemias normovolêmicas geralmente causadas por diminuição
da eritropoiese, hemólise ou perda sanguínea crônica, sendo ainda um
benefício o baixo volume quando pacientes cardiopatas ou nefropatas
necessitam de transfusão sanguínea (HALDANE et al., 2004). CASTELLANOS
et al. (2004) mostraram um aumento de 2,1% no hematócrito de gatos para
cada 10mL de concentrado de hemácias transfundidos, sugerindo assim uma
fórmula para cálculo do volume total, em mililitros, de CH a ser administrado
nos gatos (Figura 7).
Volume de CH = Kg X Aumento desejado do hematócrito (%)
FIGURA 7 - Cálculo utilizado para estabelecer o volume total de CH a ser
transfundido em gatos, de acordo com o hematócrito desejado
para o receptor (Adaptado de CASTELLANOS et al., 2004).
Durante o armazenamento as hemácias perdem potássio, ácido 2,3-
difosfoglicerato (2-3-DPG), diminuem as reservas de ATP, bem como de
lipídeos e parte da membrana celular, tornando-se mais rígidas e, por isso,
apresentam menor capacidade de fornecimento de oxigênio para os tecidos
(HESS, 2006).
A fração de hemácias estocadas que circula após ser reinfundida
diminui conforme aumenta o tempo de estocagem, independentemente do
sistema de colheita. Essas alterações que ocorrem durante o armazenamento
são coletivamente conhecidas como “Lesões de Armazenamento” de
eritrócitos. Algumas, como a perda de potássio, são alterações secundárias
aos efeitos metabólicos do resfriamento. Outras, como a perda de 2,3-DPG e
22
diminuição da atividade glicolítica, estão relacionadas à diminuição do pH
(HESS, 2006).
A alteração da concentração de 2,3-DPG está diretamente
relacionada ao pH. Valores de pH maiores do que sete são tidos como
propícios para a regeneração do 2,3-DPG, enquanto que valores inferiores a
sete, favorecem sua degradação, contribuindo de forma significativa na
deterioração da capacidade do eritrócito em carrear O2 (KURUP et al., 2003). A
redução do pH ocorre devido a produção de lactato e CO2, metabólitos ácidos
provenientes do metabolismo anaeróbico dos eritrócitos durante o
armazenamento (COSTA JÚNIOR, 2010).
O balanço entre o pH e a taxa metabólica dos eritrócitos é crítico
para a preservação da qualidade do CH. O metabolismo glicolítico dos
eritrócitos consome ATP, gerando ácido láctico, o que diminui o pH devido à
fraca capacidade de tamponamento do citrato-fosfato-dextrose (CPD),
substância usada como anticoagulante do sangue total. A síntese de ATP é
inibida em pH ácido, então a concentração de ATP diminui durante o
armazenamento, sendo que o consumo de ATP continua para manter as
funções e a sobrevivência das hemácias (VEALE et al., 2011).
Os eritrócitos têm um programa intrínseco de morte celular regulado
pela concentração de ATP. O ATP é necessário para manter o transporte ativo
do cálcio (Ca++) para fora da célula e assim prevenir alterações da morfologia
da membrana dos eritrócitos, induzida pelo acúmulo deste íon. O aumento de
Ca++ nos eritrócitos promove redistribuição dos fosfolipídios de membrana
alterando sua forma bicôncava, formando os equinócitos, o que aumenta o
clearance de eritrócitos da circulação pelos macrófagos (KAMP et al., 2001).
O armazenamento inicialmente faz com que os eritrócitos passem da
forma bicôncava para esferóide, e dessa forma sua integridade e flexibilidade
ficam menos prejudicadas. Dependendo da solução de preservação utilizada
há maior incidência da forma esferoequinocítica (Figura 8), a qual é mais
rapidamente fagocitada e eliminada da circulação. Estudos vêm mostrando que
a adição de soluções tamponantes, como o fosfato dissódico, ao concentrado
de hemácias diminuem as alterações morfológicas sofridas pelos eritrócitos
durante o armazenamento (COSTA JÚNIOR, 2010).
23
A ocorrência de hemólise durante o armazenamento está
relacionada ao rompimento das espículas dos equinócitos, ou
esferoequinócitos, promovendo assim a liberação da hemoglobina. Assim, é
sugerido que o percentual de hemólise não esteja diretamente relacionado à
lise celular, visto que não há um declínio do hematócrito na mesma proporção
da ocorrência de hemólise (COSTA JÚNIOR, 2010).
O potássio (K+), íon intracelular, é um importante marcador da
integridade da membrana plasmática. Suas concentrações intracelulares são
mantidas pela “bomba de sódio e potássio”. Entretanto, os baixos valores de
pH influenciam diretamente nesse equilíbrio, promovendo migração do potássio
para o meio extracelular (DIBARTOLA & MORAIS, 2006).
FIGURA 8 – Alterações morfológicas dos eritrócitos de concentrado de
hemácias após armazenados em bolsa CPD/SAG-M durante 40
(A) e 60 (B) dias, e em bolsa CPD/SAG-M acrescida de fosfato
dissódico após 40 (C) e 60 (D) dias, com predomínio de
esferoequinícitos em B e D (COSTA JÚNIOR, 2010).
24
Outro efeito importante do armazenamento é o acúmulo de amônia.
A amônia é produzida a partir do catabolismo de proteínas, aminas,
aminoácidos, ácidos nucléicos e outros componentes nitrogenados, no caso a
partir do catabolismo nos eritrócitos. Por difusão, a amônia sai dos eritrócitos
para o plasma ou sobrenadante, onde é mensurada. Contudo, a importância
clinica do acúmulo de amônia em CH ainda não está bem estabelecida, visto
que cães anêmicos não apresentaram níveis alterados de amônia sérica após
a transfusão de CH com elevada concentração de amônia. Em pacientes com
insuficiência hepática ainda não foram feitos estudos clínicos, por isso a
utilização de CH armazenados nesses animais deve ser feita com cautela
(WADDELL et al., 2001).
A análise dos gases sanguíneos também pode ser usada para
atestar a qualidade do sangue estocado. O aumento da pressão pacial de
dióxido de carbono (PCO2) em CH provavelmente expõe o 2,3-DPG a uma
maior taxa de degradação, pois o CO2 compete com o 2,3-DPG pelo mesmo
sítio de ligação na hemoglobina. Quando não está ligado è hemoglobina o 2,3-
DPG se torna mais susceptível à degradação metabólica (HÖGMAN et al.,
2002). COSTA JÚNIOR et al. (2008) relataram aumento da PO2, que pode estar
associado à permeabilidade do plástico da bolsa ao oxigênio, contudo
HÖGMAN et al. (2002) afirmaram que o plástico é permeável apenas ao CO2.
Apesar da indicação do tratamento de anemias com CH, é
importante ressaltar que as LA ocorridas nos eritrócitos podem resultar em
oclusão microvascular e possível falência de órgãos. Além disso, as alterações
de formato e função dos eritrócitos e o desvio da curva de saturação da
hemoglobina, ocasionado pela diminuição do 2,3-DPG, reduzem a
disponibilidade de oxigênio para os tecidos (COLLINS, 2011).
Não há duvidas de que a transfusão de CH tem importância no
manejo do paciente crítico apresentando hipóxia relacionada a anemia,
contudo deve-se considerar que a anemia é uma condição tolerada em muitos
pacientes críticos, e que a transfusão sanguínea é associada a piores
resultados em alguns casos, principalmente devido as LA sofridas pelas
hemácias (PRITTIE, 2010).
O nível crítico mínimo de hemoglobina para indicação de transfusão
sanguínea não está bem estabelecido, e por isso é indicado que variáveis
25
relacionadas à oxigenação tecidual, como a concentração de lactato e a
saturação do sangue venoso misto, sejam também consideradas antes da
decisão de promover ou não a transfusão do concentrado de hemácias
(PRITTIE, 2010).
2.3.3 Derivados do Plasma
a) Plasma Fresco Congelado (PFC)
O PFC é obtido após a centrifugação e separação do sangue total e
congelado em até seis horas, o que previne a degradação dos fatores de
coagulação. Pode ser mantido congelado por até um ano entre -18°C e -4°C,
porém já havendo degradação dos fatores de coagulação em dois ou três
meses após a colheita (HELM & KNOTTENBELT, 2010).
Em até um ano de armazenamento, o PFC contém fator de Von
Willebrand (vWF) e os fatores II, VII, VIII, IX e X de coagulação. Após um ano
de armazenamento, é reclassificado como Plasma Congelado podendo
continuar congelado por mais quatro anos (CHIARAMONTE, 2004).
As indicações do uso PFC incluem deficiência congênita ou
adquirida de fatores de coagulação, principalmente deficiência do vWF em
cães, tratamento de coagulopatias (como falência hepática, intoxicação por
warfarínicos e coagulação intravascular disseminada), para aumentar os níveis
de enzimas protetoras, como α1-antitripsina e α2-macroglobulinas, além de
aumentar a pressão coloidosmótica intravascular (CHIARAMONTE, 2004;
HALDANE et al., 2004).
SNOW et al., (2010) demonstraram em um estudo retrospectivo que
os objetivos quanto ao uso de plasma fresco congelado mudaram, sendo que
na década de 90 a principal utilização era para correção de hipoalbuminemia, e
a partir de 2006 o principal foco passou a ser a correção de coagulopatias.
Todavia, a terapia com plasma fresco congelado não mostrou eficácia
significativa nem melhorou o suporte oncótico dos pacientes, sendo
necessários ainda mais estudos para melhor comprovação.
26
Por outro lado, KOHN et al. (2003) mostraram bons resultados no
tratamento de gatos apresentando hemorragia, por provável intoxicação por
rodenticidas anticoagulantes, com a associação de plasma fresco congelado e
vitamina K.
Atualmente, a utilização de PFC para reposição de albumina não é
mais indicada na medicina, principalmente porque outras fontes de
suplementação estão comercialmente disponíveis (colóides sintéticos e
albumina sérica humana). A dose recomendada de PFC para reposição de
albumina, 45mL/Kg, é muito superior à necessária para reposição dos fatores
de coagulação, 10-20mL/Kg, e aumenta em apenas 1g/dL a concentração de
albumina sérica (CHIARAMONTE, 2004).
O PFC deve ser manuseado cuidadosamente, visto que a bolsa de
armazenamento é plástica e, quando submetida a baixas temperaturas, quebra
facilmente. O PFC pode ser descongelado em temperatura ambiente ou em
banho-maria a 37°C sem que haja diferença na deterioração dos fatores I, VIII
de coagulação ou no vWF, tampouco no tempo de ativação da tromboplastina
ativada, no tempo de protrombina e na concentração de fibrinogênio
(WARDROP & BROOKS, 2001; YAXLEY et al., 2010).
Após descongelado, o PFC deve ser mantido refrigerado entre um e
seis graus Célsius, e se não transfundido em 24 horas, pode ser congelado
novamente, porém reclassificado como plasma congelado, ou mantido sob
refrigeração por até cinco dias, isso porque estudos mostraram que há
diminuição da atividade dos fatores V e VIII de coagulação. YAXLEY et al.
(2010) mostraram em seu estudo que o PFC descongelado e refrigerado (1-
6°C) por até uma hora e novamente congelado mostrou boa manutenção da
atividade do fator VIII de coagulação. Esses autores sugerem por isso que,
apesar de apresentarem o mesmo valor in vitro após o aquecimento, ainda são
necessários estudos clínicos.
Diferentemente dos cães, é importante ressaltar que os gatos só
podem receber transfusão de plasma de tipo sanguíneo compatível porque os
gatos possuem anticorpos naturais a outros tipos sanguíneos, mesmo sem
nunca terem recebido transfusões prévias (BARFIELD & ADAMANTOS, 2011).
27
b) Plasma Congelado (PC)
É considerado PC, ou plasma de 24 horas, aquele congelado entre
seis e 24 horas da colheita do sangue total ou o PFC estocado há mais de um
ano. A principal diferença é que o PC perde a ação dos fatores V, VIII e vWF
da coagulação e as proteínas plasmáticas, porém ainda contém os fatores
dependentes da vitamina K, os fatores II, VII, IX e X da coagulação. A
indicação de uso do PC é a deficiência dos fatores não-lábeis da coagulação,
como na intoxicação por rodenticidas (CHIARAMONTE, 2004; BRASIL, 2008;
HELM & KNOTTENBELT, 2010).
c) Crioprecipitado e Criosobrenadante
O crioprecipitado é composto por aproximadamente 20% de
fibrinogênio, 50% de fator VII da coagulação e 30% de fatores VIII, XIII e vWF.
É obtido a partir da centrifugação do plasma em temperatura controlada. A
unidade de PFC deve ser aquecida a 4°C e então centrifugada, formando um
precipitado branco. Assim como o PFC, é idealmente estocado entre -18°C e -
20°C por até um ano (CHIARAMONTE, 2004; HELM & KNOTTENBELT, 2010).
A dose recomendada é 12-20mL/Kg a cada dez ou 12 horas, até que
a hemorragia seja controlada. As principais indicações são deficiência de vWF,
hemofilia A e hipofibrinogenemia (CHIARAMONTE, 2004).
A porção líquida da centrifugação é chamada criosobrenadante, ou
crioprecipitado pobre. É fonte de fatores de coagulação, exceto os do
crioprecipitado, e de proteínas plasmáticas, sendo a forma de armazenamento
a mesma do crioprecipitado. É indicado no tratamento de deficiências de
fatores de coagulação, com exceção de hemofilia A e deficiência do vWF
(HELM & KNOTTENBELT, 2010).
28
d) Concentrado de plaquetas (CP)
Obtido a partir da centrifugação do sangue total em duas etapas,
sendo a primeira uma centrifugação leve, na qual se obtém o plasma rico em
plaquetas (PRP), seguido de centrifugação em alta rotação para obtenção do
concentrado de plaquetas (CP). Após a centrifugação o CP deve ser mantido a
22±2°C sob agitação constante e não deve ser resfriado ou aquecido, mesmo
antes de ser transfundido (BRASIL, 2008).
Uma vez que as plaquetas são componentes sanguíneos instáveis
no plasma e que podem ser perdidas no sangue total em poucas horas,
transfusões profiláticas não são recomendadas em veterinária pois os produtos
contendo plaquetas são de difícil armazenamento e porque após transfundidas
são rapidamente retiradas da circulação, especialmente quando o receptor
apresenta quadro de destruição de plaquetas. A indicação de uso de PRP ou
de CP é nos casos em que trombocitopenia, baixa contagem de plaquetas, ou
trombocitopatia, disfunção plaquetária qualitativa, estão predispondo à
hemorragia (HALDANE et al., 2004; GUERIN & BURTET, 2006).
A resposta do paciente após a transfusão de CP ou PRP depende
da integridade da função biológica das plaquetas após a colheita, o
processamento e armazenamento, sendo que um bom indicador da integridade
das plaquetas é a detecção da ativação plaquetária, quando parte da função
biológica está comprometida (LANDI & MARQUES JUNIOR, 2003). Um
controle rígido de qualidade deve ser constantemente feito. Os CP têm que
apresentar contagem mínima de plaquetas de 5,5x1010 por bolsa, suspensas
em 50 a 70 mL e plasma com o pH mantido entre 6,5 e 7,4, podendo ser
armazenados por até cinco dias (GUERIN & BURTET, 2006).
Estudos vêm sendo feitos no intuito de prolongar o tempo de
armazenamento de CP pela adição de dimetilsulfóxido (DMSO) aos
preparados. Os testes feitos in vitro demonstraram que houve um aumento da
ativação e diminuição da quantidade e função plaquetária comparando-se a
contagem de CP provenientes de plasma fresco congelado e os congelados
com solução de DMSO (GUILLAUMIN et al., 2008; GUILLAUMIN et al., 2010).
O risco de contaminação bacteriana de CP, com evolução para
sepse, é hoje o maior perigo infeccioso associado a transfusões sanguíneas
29
em medicina. Por menor que seja a contagem de bactérias no interior da bolsa
após a colheita, a temperatura de armazenamento predispõe a proliferação
bacteriana, sendo os microorganismos gram-positivos, principalmente
Staphylococcus, responsáveis pela maior parte da contaminação de CP. Esses
microorganismos fazem parte da microbiota da pele, mostrando a necessidade
de se executar a desinfecção efetiva do local de punção (MARTINI et al.,
2010).
A prevalência de contaminação bacteriana em CP na medicina não é
bem descrita, com grande variação entre os centros de colheita de sangue,
porém a eliminação completa da contaminação proveniente da pele é difícil de
ser alcançada, aumentando a importância do reconhecimento precoce de
sintomas clínicos associados a sepse transfusional, como a febre e vômito
(MARTINI et al., 2010).
Atualmente, a legislação exige que o controle de qualidade feito em
CP avalie a concentração plaquetária, o volume total da unidade de CP, o pH,
a temperatura ambiente e a validade no quinto dia, quando deve ser
descartado (BRASIL, 2002). No entanto, há ainda a recomendação da
avaliação da presença de fragmentação plaquetária e da integridade funcional,
que são análises qualitativas funcionais dos CP. Assim como os CH, os CP
também apresentam LA (GUERIN & BURTET, 2006).
Normalmente, as plaquetas apresentam formato discóide, e quando
adicionadas ao anticoagulante EDTA sofrem tumefação, aumentando seu
volume plaquetário médio (VPM). Quando sofrem alteração de morfologia,
passando a forma de esfera, não ocorre tumefação com EDTA e por isso há
grande variação do VPM. Da mesma forma, pode-se determinar a presença de
agregados plaquetários, pela diferença do número de plaquetas com
tumefação, quando adicionadas de EDTA, com o número de plaquetas em
amostra sem EDTA (GUERIN & BURTET, 2006).
A principal causa da perda da forma discóide é a diminuição do pH
que leva a degranulação e aumento da permeabilidade da membrana. A
principal causas de diminuição do pH é o aumento da atividade metabólica
plaquetária, seja pelo excesso de plaquetas na unidade de CP com
consequente aumento do consumo de O2 e produção de lactato e CO2, ou pela
contaminação da unidade de CP por microorganismos. Cultura bacteriana de
30
unidades aleatórias também é uma forma de controle de qualidade de unidades
de CP (GUERIN & BURTET, 2006).
A implantação de um sistema de Controle de Qualidade visa
monitorar os processos por amostragem aleatória do produto final,
comprovando a conformidade ou não às especificações estabelecidas,
garantindo que o produto final tenha qualidade e confiabilidade para promover
a segurança transfusional (GUERIN & BURTET, 2006).
31
3. CONSIDERAÇÕES FINAIS
A medicina transfusional é uma importante ferramenta no tratamento
de diversas doenças de cães e gatos e, apesar de sua importância, não é
isenta de riscos, sendo estes principalmente relacionados à qualidade do
produto sanguíneo utilizado.
Assegurar a qualidade do sangue total e seus componentes deve
ser um objetivo de todos os veterinários que se dispõem a trabalhar com a
coleta de sangue e com a implantação de bancos de sangue veterinários,
lembrando que os cuidados vão desde a seleção de doadores, com testes de
triagem que assegurem o bom estado de saúde, até a qualidade do
armazenamento que cada componente sanguíneo exige.
O conhecimento dos principais problemas associados à transfusão
de componentes sanguíneos, as Lesões de Armazenamento, podem ser
minimizadas, ou mesmo ter sua ocorrência retardada, com o manejo adequado
durante o armazenamento e com o estabelecimento de sistemas de controle de
qualidade.
Os estudos acerca das Lesões de Armazenamento devem ser
utilizados a fim de aproximar os dados obtidos em medicina à prática da
medicina transfusional veterinária. Isso por que, atualmente, não está
disponível uma legislação com normatizações técnicas específicas para bancos
de sangue veterinários, sendo que as normas utilizadas são extrapoladas das
normatizações estipuladas pela Vigilância Sanitária para a medicina.
32
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ANEXOS
Anexo A - Formulário de avaliação de doador de sangue canino.
Fonte: http://www.vetmed.wsu.edu/depts-vth/donors/CanineBloodDonor.pdf