maria alcina alpoim de sousa pereira

MARIA ALCINA ALPOIM DE SOUSA PEREIRA

DEGRADAÇÃO DE ÁCIDO OLEICO EM FILTRO ANAERÓBIO: EFEITO DA ADAPTAÇÃO DO INÓCULO E DA RECIRCULAÇÃO

DA BIOMASSA

UNIVERSIDADE DO MINHO ESCOLA DE ENGENHARIA

DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA BIOLÓGICA

1998

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Departamento de Engenharia Biológica

Universidade do Minho

Degradação de Ácido Oleico em Filtro Anaeróbio: Efeito da Adaptação do Inóculo e da Recirculação

da Biomassa

Tese de Mestrado em Engenharia Biológica de:

Maria Alcina Alpoim de Sousa Pereira

Orientador: Manuel Magalhães Mota

Co-Orientador: Maria Madalena Alves

1997 – 1998

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Agradecimentos

Quero aqui expressar os meus sinceros agradecimentos a todos que directa ou

indirectamente, colaboraram para a concretização deste trabalho:

Ao meu orientador, Prof. Manuel Mota, pelo incentivo, aconselhamento e sugestões

fornecidas e pelas óptimas condições de trabalho proporcionadas.

Ao meu co-orientador, Doutora Madalena Alves pela amizade, apoio e encorajamento

demontrado, bem como pela valiosa ajuda a nivel da discussão crítica do trabalho.

A todos os colegas de mestrado pela boa camaradagem e apoio demonstrados, em

particular ao colega Luís Amaral pela incansável disponibilidade e paciência demonstrada.

Ao técnico Manuel Santos pela colaboração imprescindível na construção e montagem

da instalação experimental.

Aos familiares e amigos pelo carinho e compreensão demonstrada, em particular à amiga

Cristina Pimenta pelo apoio e ânimo fornecidos nos piores momentos.

Finalmente, é devido um reconhecimento às instituições e organismos que contribuíram

para a realização deste trabalho: Universidade do Minho e à JNICT pela bolsa concedida no

âmbito do programa PRAXIS XXI.

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Sumário

Este trabalho teve por objectivo o estudo da degradação do ácido oleico em filtro anaeróbio, avaliando o efeito da aclimatização da biomassa utilizada como inóculo e também da recirculação da biomassa.

Operaram-se três filtros anaeróbios (R1, R2 e R3) em paralelo. Em R1 inoculou-se biomassa não aclimatizada e não se recirculou a biomassa que saía do reactor. Em R2 inoculou-se biomassa não aclimatizada e recirculou-se a biomassa e em R3, também com recirculação, inoculou-se biomassa aclimatizada com lípidos e oleato.

O desempenho dos digestores foi avaliado durante 233 dias em termos de CQO (Carrência Química de Oxigénio) solúvel removido, AGV (Ácidos Gordps Voláteis) e SSV (Sólidos Suspensos Voláteis) à saída, e produção de metano. Obtiveram-se eficiências de remoção entre 70 a 77%, para uma carga orgânica de oleato aplicada de 12.5 kgCQO/m3.d., mesmo com concentrações molares oleato/(Ca2++Mg2+) de 6.79. O acompanhamento da produção de metano permitiu verificar a ocorrência de degradação efectiva do oleato alimentado. Contudo, uma elevada discrepância foi observada entre a remoção de CQO solúvel e a produção de metano, sugerindo a retenção de grande parte do oleato alimentado, no reactor.

Verificou-se que a utilização da recirculação da biomassa se demonstra vantajosa no desempenho deste sistema, promovendo a minimização do efeito de lavagem (“washout”) da biomassa flutuante e a diluição da carga tóxica aplicada, conduzindo a uma menor inibição da população acetogénica e metanogénica. O efeito inibitório do oleato de sódio sobre as populações acetogénicas e metanogénicas foi menos sentido num filtro anaeróbio inoculado com biomassa préviamente aclimatizada com lípidos e oleato. Conclui-se que, do ponto de vista do tratamento de efluentes com elevada carga em oleato, o efeito combinado da recirculação de biomassa e utilização de um inóculo aclimatizado é benéfico, melhorando a eficiência do desempenho do filtro anaeróbio.

Efectuou-se a caracterização da biomassa dos três digestores no final da operação verificando-se que o contacto com oleato conduzia a uma diminuição significativa da actividade acetoclástica e em etanol, e a um aumento da actividade em H2/CO2. A biomassa aclimatizada apresentava uma maior capacidade de desenvolver actividade hidrogenofílica quando em contacto com oleato do que a biomassa não adaptada.

Após alimentação com oleato como única fonte de carbono a biomassa aparecia encapsulada, provavelmente com oleato, conduzindo a elevados atrasos na degradação do oleato adicionado. O ensaio efectuado em reactor fechado permitiu verificar a eficiente degradação a metano do oleato adsorvido durante a operação em contínuo. Conclui-se assim que a utilização de ciclos de adsorção/degradação é potencialmente útil no tratamento de efluentes ricos em oleato.

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Abstract

The aim of this work was to study the oleic acid degradation in anaerobic filters, evaluating both the effects of using an acclimatized inoculum and biomass recirculation. The anaerobic filters (R1, R2 e R3) were operated in parallel. In R1 and R2 the inoculated biomass was not acclimatized while in R3 it was. On the other hand in R2 and R3 biomass recirculation was used while in R1 it was not.

Filters performance was followed during 233 days and evaluated in terms of soluble COD (Chemical Organic Demand) removal, VFA (Volatile Fatty Acids) and VSS (Volatile Suspense Solids) in the outlet, and methane production. Removal efficiencies between 70 and 77% were achieved for an oleate organic load of 12.5 kgCOD/m3.day, even with an oleate/(Ca2++Mg2+) molar concentration ratio of 6.79. While following methane production it was possible to observe an effective degradation of the fed oleate. Nevertheless, a significative difference was found between soluble COD removal and methane production, suggesting that most of the oleate fed would beretained in the reactor.

Biomass recirculation was found to enhance the system performance, due to biomass washout minimization and dilution of the toxic organic load, inducing a lower inhibition on the acetogenic and metanogenic populations. Sodium oleate inhibitory effect on both acetogenic and metanogenic populations was lower in an anaerobic filter inoculated with biomass acclimatized with lipids and oleate. It was concluded that the synergic effect of using biomass recirculation and an acclimatized inoculum is beneficial, when treating effluents hardly loaded with oleate, improving the performance of the anaerobic filter.

Final characterization of the biomass developed in the filters showed that the contact with oleate induced a significant decrease of methanogenic activity against acetate and ethanol and an enhancement against H2/CO2. Acclimatized biomass exhibited a higher capacity to develop hidrogenofilic activity when in contact with oleate.

When oleate was the sole carbon source fed, biomass became encapsulated, probably due to oleate adsorption, inducing a significative delay on added oleate degradation. The experiment run in the reactor, in the absence of feed, showed that the degradation to methane of the oleate adsorbed during continuous operation was efficient. This put in evidence the potential use of adsortion/degradation cycles in the treatment oleate hardly loaded effluents.

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Índice

1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ..................................................................................................................... 13

1.1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................................................... 14 1.2 O PROCESSO DE DEGRADAÇÃO ANAERÓBIA .......................................................................................... 16

1.2.1 Bioquímica e microbiologia do processo ..................................................................................... 16 1.2.1.1 Hidrólise ...............................................................................................................................................17

1.2.1.2 Fermentação.........................................................................................................................................18

1.2.1.3 Acetogénese .........................................................................................................................................18

1.2.1.4 Metanogénese ......................................................................................................................................19

1.2.1.5 Outras transformações.......................................................................................................................20

1.2.2 Necessidades nutricionais......................................................................................................... 21

1.2.3 Factores ambientais................................................................................................................. 23 1.2.3.1 pH e alcalinidade .................................................................................................................................23

1.2.3.2 Temperatura.........................................................................................................................................24

1.2.3.3 Inibidores da metanogénese..............................................................................................................25

1.3 TECNOLOGIAS DE TRATAMENTO.......................................................................................................... 26

1.3.1 Processo de contacto ................................................................................................................. 27

1.3.2 UASB ................................................................................................................................... 27

1.3.3 Digestor anaeróbio de leito expandido ou fluidizado ................................................................. 28

1.3.4 Leito fixo................................................................................................................................ 29 1.4 APLICAÇÃO DO PROCESSO DE DIGESTÃO ANAERÓBIA NO TRATAMENTO DE EFLUENTES LÍQUIDOS COM

ELEVADA CONCENTRAÇÃO LIPÍDICA..................................................................................................... 31

1.4.1 Mecanismo de degradação dos lípidos ....................................................................................... 31

1.4.2 Efeito inibitório dos AGCL ................................................................................................... 34

1.4.3 Efeito da adsorção dos lípidos e AGCL na superfície da biomassa........................................... 35 1.5 OBJECTIVOS ......................................................................................................................................... 38

2. MATERIAIS E MÉTODOS........................................................................................................................ 39

2.1 INSTALAÇÃO EXPERIMENTAL ............................................................................................................... 40 2.2 SUBSTRATO E INÓCULO........................................................................................................................ 41 2.3 CONTROLO ANALÍTICO DE ROTINA...................................................................................................... 42

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2.3.1 Carência química de oxigénio (CQO)...................................................................................... 42

2.3.2 Ácidos Gordos Voláteis (AGV) ............................................................................................ 42

2.3.3 Sólidos voláteis (SV)............................................................................................................... 43

2.3.4 Percentagem de metano no biogás ............................................................................................. 43

2.3.5 Ácidos Gordos de Cadeia Longa (AGCL)............................................................................. 44 2.4 CARACTERIZAÇÃO DA BIOMASSA........................................................................................................... 45

2.4.1 Recolha, separação e quantificação das fracções de biomassa...................................................... 45

2.4.2 Testes de actividade metanogénica............................................................................................. 45 2.4.2.1 Meio basal (tampão anaeróbio).........................................................................................................46

2.4.2.2 Substratos líquidos ..............................................................................................................................47

2.4.2.3 Substratos gasosos ..............................................................................................................................49

2.4.3 Testes de toxicidade metanogénica ............................................................................................ 50 2.4.3.1 Meio basal (tampão anaeróbio).........................................................................................................51

2.4.3.2 Substrato...............................................................................................................................................51

2.4.3.3 Inibidor .................................................................................................................................................51

2.4.4 Testes de biodegradabilidade do oleato de sódio ......................................................................... 53 2.4.4.1 Substrato...............................................................................................................................................53

2.5 MODO DE OPERAÇÃO ........................................................................................................................... 54

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................................................................. 55

3.1 CARACTERIZAÇÃO DO INÓCULO ........................................................................................................... 56

3.1.1 Actividade metanogénica específica ........................................................................................... 56

3.1.2 Toxicidade e capacidade de biodegradação do oleato de sódio ..................................................... 57 3.2 OPERAÇÃO E DESEMPENHO DOS DIGESTORES...................................................................................... 64 3.3 CARACTERIZAÇÃO DA BIOMASSA NO FINAL DA OPERAÇÃO.................................................................... 80

4. CONCLUSÕES ........................................................................................................................................... 88

5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS......................................................................................................... 91

APÊNDICES .................................................................................................................................................... 97

APÊNDICE A: CALIBRAÇÃO DO TRANSDUTOR DE PRESSÃO ..........................................................................A.1 APÊNDICE B: RESULTADOS EXPERIMENTAIS DA OPERAÇÃO DOS REACTORES.............................................B.1

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Lista de Tabelas

Tabela 1.1 Composição elementar média de bactérias metanogénicas (SCHERER et al., 1983, TAKASHIMA E SPEECE, 1990)............................................................................................................................... 23

Tabela 2.1 Descrição das principais características de operação dos digestores e sua duração. ................................ 54 Tabela 3.1 Actividade metanogénica específica .................................................................................................... 56 Tabela 3.2 Duração das fases de latência observadas durante os ensaios de toxicidade e biodegradabilidade

efectuados aos dois inóculos. ............................................................................................................... 61 Tabela 3.3-Comparação das taxas de degradação do oleato exibidas pelos dois inóculos em função da concentração

de oleato adicionado. ......................................................................................................................... 61 Tabela 3.4 Valores médios de estado (pseudo)estacionário dos parâmetros operatórios relativos a cada uma das

etapas de funcionamento de R1.......................................................................................................... 67 Tabela 3.5 Valores médios de estado (pseudo)estacionário dos parâmetros operatórios relativos a cada uma das

etapas de funcionamento de R2.......................................................................................................... 68 Tabela 3.6 Valores médios de estado (pseudo)estacionário dos parâmetros operatórios relativos a cada uma das

etapas de funcionamento de R3.......................................................................................................... 69 Tabela 3.7 Valores médios dos teores de AGV obtidos à saída dos digestores ..................................................... 70 Tabela 3.8 Razão molar oleato/(Ca2+ +Mg2+ ) alimentada ao longo da operação. ............................................. 74

Tabela 3.9 Biomassa aderida, oclusa e total em R1, R2 e R3 ± intervalo com 95% de confiança. (diferença percentual positiva entre RI e RII)..................................................................................................... 80

Tabela B.1 Dados de operação do reactor R1. ...................................................................................................B.1 Tabela B.2 Dados de operação do reactor R2. .................................................................................................. B.4 Tabela B.3 Dados de operação do reactor R3. ...................................................................................................B.7 Tabela B.4 AGVà saída de R1. ...................................................................................................................B.10 Tabela B.5 AGVà saída de R2.. ..................................................................................................................B.12 Tabela B.6 AGVà saída de R3.. ..................................................................................................................B.14

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Lista de Figuras

Figura 1.1 Esquema do processo de digestão anaeróbia (adaptado de GUJER E ZEHNDER, 1983). Os valores expressos em %, indicam fluxo de substrato na forma de CQO ou equivalente em metano. ................. 17

Figura 1.2 Mecanismo proposto por WENG E JERIS (1976) para a degradação do oleato (mecanismo de degradação 1).................................................................................................................................... 33

Figura 1.3 Mecanismo proposto por WENG E JERIS (1976) para a degradação do oleato (mecanismo de degradação 2).................................................................................................................................... 33

Figura 2.1Representação esquemática da instalação experimental: R1(a), R2(b), R3(c), contador de gás(d) e decantador(e)..................................................................................................................................... 40

Figura 2.2 Transdutor de pressão portátil utilizado neste procedimento. .............................................................. 46 Figura 2.3 Exemplo do cálculo gráfico da duração da fase de latência. ................................................................ 52 Figura 2.4 Cálculo gráfico do índice de toxicidade (IC50). ................................................................................... 52 Figura 3.1-Produção especifica de metano durante os testes de toxicidade efectuados ao (a) inóculo não adaptado, (b)

inóculo adaptado. .............................................................................................................................. 58 Figura 3.2-Toxicidade do oleato de sódio sobre as bactérias metanogénicas acetoclásticas presentes nos dois inóculos.59 Figura 3.3- Produção especifica de metano durante os testes de biodegradabilidade efectuados ao (a) inóculo não

adaptado, (b) inóculo adaptado ......................................................................................................... 60 Figura 3.4 Ensaio de biodegradabilidade do ácido oleico efectuado à biomassa no final da aclimatização (adaptado

de ALVES, 1998). .......................................................................................................................... 62 Figura 3.5 Evolução dos parâmetros operatórios de R1, R2 e R3 ao longo do tempo de operação. Eficiência de

remoção e carga orgânica aplicada (a), e CQO total e do oleato alimentado (b). .................................. 65 Figura 3.6 Evolução dos teores em AGV totais (a) e SSV (b) nas correntes de saídas dos digestores ao longo do

tempo de operação. ............................................................................................................................ 66 Figura 3.7-Comparação da variação da concentração média de AGV totais à saída de cada digestor com a carga

orgânica em oleato aplicada durante as etapas II e III de operação. ................................................... 70 Figura 3.8 Comparação da variação da concentração de substrato não acidificado nas correntes de saída de cada um

dos digestores com a carga orgânica em oleato aplicada durante as etapas II e III de operação............ 72 Figura 3.9 Composição em ácidos gordos da corrente de saída de R1 no 224º dia. ............................................... 73 Figura 3.10 Comparação dos rendimentos em metano obtidos para cada um dos digestores em função da carga

orgânica em oleato aplicada durante as etapas II e III de operação. ................................................... 75 Figura 3.11 Evolução da carga orgânica retida em cada um dos digestores com a carga orgânica aplicada em oleato

durante as etapas II e III de operação. ............................................................................................. 77

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Figura 3.12 Fotografias obtidas num microscópio óptico de fluorescência com uma ampliação de 400 vezes da biomassa presente em R1 (119º dia), R2 e R3 (150º dia): campo normal(a), fluorescência(b)............. 78

Figura 3.13 Fotografias obtidas num microscópio óptico de fluorescência com uma ampliação de 400 vezes da biomassa presente em R2 e R3 (94º dia): campo normal(a), fluorescência(b)....................................... 79

Figura 3.14 Fotografias obtidas num microscópio óptico de fluorescência com uma ampliação de 400 vezes da biomassa presente em R2 (188º dia): campo normal(a), fluorescência(b) ............................................. 79

Figura 3.15 Comparação da actividade metanogénica específica exibida pela biomassa dos inóculos e no fim da operação dos digestores. ...................................................................................................................... 81

Figura 3.16 Produção especifica de metano durante o teste de toxicidade efectuado no fim da operação à biomassa desenvolvida em: (a) R1, (b) R2 e (c) R3. ......................................................................................... 83

Figura 3.17 Produção especifica de metano durante o teste de biodegradabilidade efectuado no fim da operação à biomassa desenvolvida em: (a) R1, (b) R2 e (c) R3. .......................................................................... 84

Figura 3.18 Produção cumulativa de biogás ao longo do tempo, em reactor fechado. ............................................. 86 Figura 3.19 Evolução da percentagem de metano produzido no ensaio efectuado. ................................................. 86 Figura 3.20 Aspecto da biomassa presente (a) na superfície e (b) na zona inferior do digestor, no 35º dia de

operação............................................................................................................................................ 87 Figura A.1Exemplo de uma curva de calibração do transdutor de pressão .......................................................A.2

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Nomenclatura

AGCL Ácidos Gordos de Cadeia Longa AGV Ácidos Gordos Voláteis Bv Carga Orgânica Aplicada ................................................................................ (ML-3 T-1) CQO Carência Química de Oxigénio............................................................................... (ML-3) CQOsol Carência Química de Oxigénio sol.......................................................................... (ML-3) CQOtot Carência Química de Oxigénio Total ..................................................................... (ML-3) EGSB Digestor anaeróbio de manto de lamas de leito expandido F420 Coenzima presente nas bactérias metanogénicas GC Cromatografia gasosa HPLC Cromatografia líquida de alta eficiência IC Reactor de Recirculação Interna IC50 Índice de toxicidade PTN Pressão e Temperatura Normais Qr Caudal de recirculação ..............................................................................................L3T-1 RI Digestor anaeróbio de leito fixo alimentado com lípidos RII Digestor anaeróbio de leito fixo alimentado sem lípidos SSV Sólidos Suspensos Voláteis ..................................................................................... (ML-3) ST Sólidos Totais ........................................................................................................ (ML-3) SV Sólidos Voláteis ..................................................................................................... (ML-3) TRH Tempo de Retenção Hidráulico nos digestores ............................................................... (T) TRM Tempo de Residência Médio......................................................................................... (T) TRS Tempo de Retenção de Sólidos...................................................................................... (T) UASB Digestor anaeróbio de manto de lamas de fluxo ascendente

13

1. Revisão Bibliográfica

1. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 14

1.1 Introdução

Durante as duas últimas décadas o processo de digestão anaeróbia assumiu gradualmente

um papel importante no tratamento de águas residuais, tornando-se uma alternativa

economicamente atractiva face aos processos aeróbios tradicionais. Inúmeras vantagens dos

processos anaeróbios face aos aeróbios têm sido referidas por vários autores (LETTINGA et al.,

1980, OLTHOLF E OLESZKIEWICZ, 1983, ECKENFELDER et al., 1988), nomeadamente:

• menores produções de sólidos, dado que o rendimento biomassa/substrato da biomassa anaeróbia (aproximadamente 0.1 kg sólidos suspensos voláteis/kg CQOremovido), é cerca de 5 vezes inferior ao correspondente valor da biomassa aeróbia;

• menor necessidade em nutrientes devido à menor produção celular da biomassa anaeróbia;

• menor necessidade energética, porque não é necessária potência para arejamento, sendo também muitas vezes desnecessária uma agitação mecânica devido aos elevados caudais de gás produzido;

• obtenção de metano, o principal produto final resultante da estabilização da matéria orgânica via anaerobiose, que pode tornar o processo excedentário em energia, dependendo, essencialmente, da concentração de substrato e da temperatura de operação;

• capacidade da biomassa preservar a sua actividade após longos períodos (vários meses), sem operar, o que é especialmente importante no caso de efluentes de indústrias sazonais;

• tolerância a condições ambientais adversas, tais como baixas temperaturas, < 10 °C, (VAN LIER et al., 1997) e presença de tóxicos (RAZO-FLORES et al., 1997).

Por outro lado, algumas limitações são apontadas ao processo de anaerobiose,

nomeadamente longos tempos para o arranque, longos tempos de retenção, sensibilidade a

tóxicos e instabilidade (LETTINGA et al., 1980, ECKENFELDER et al., 1988). No entanto, como

resultado da evolução do conhecimento dos seus fundamentos e aspectos operacionais,

associado ao desenvolvimento de novas tecnologias de aplicação, as limitações

tradicionalmente referidas para o processo de digestão anaeróbia, têm vindo a ser reduzidas

(LETTINGA, 1995).

De facto, nos últimos anos, assistiu-se a enormes avanços no desenvolvimento da

tecnologia em digestão anaeróbia, nomeadamente no desenho de reactores de alta carga em

que a biomassa é retida por adesão a suportes, granulação ou reciclagem (IZA et al., 1991).

Desde o aparecimento do filtro anaeróbio de fluxo ascendente (final dos anos sessenta)


(YOUNG E MCCARTY, 1967), até à actualidade, surgiram novas configurações de digestores,

nomeadamente filtros anaeróbios de fluxo descendente (VAN DEN BERG E LENTZ, 1979),

reactores anaeróbios de leito fluidizado (SWITZENBAUM E JEWEL, 1980), reactores de fluxo

ascendente de manto de lamas (UASB) (LETTINGA et al., 1980), fusões tipo reactor híbrido

(UASB + Filtro) (GUIOT E VAN DEN BERG, 1985, REYNOLDS E COLLERAN, 1986) e EGSB (UASB

com leito expandido) (DE MAN et al., 1988) e ainda reactores segmentados em vários andares

(GUIOT et al., 1995, VAN LIER et al., 1994, GROBICKI E STUCKEY, 1991).

Actualmente a aplicação do processo de degradação anaeróbia ainda se encontra muito

centrado no tratamento de efluentes de indústrias alimentares e relacionadas. No entanto a

sua aplicação ao tratamento de efluentes industriais ou domésticos, complexos ou não,

muito concentrados ou muito diluídos, contendo compostos recalcitrantes ou

potencialmente inibitórios para os grupos bacterianos envolvidos tem sido provada por

vários investigadores, sendo actualmente um dos centros de interesse da investigação em

digestão anaeróbia (COLLERAN et al., 1995, LETTINGA et al., 1997, VERSTRAETE E VANDEVIVERE,

1997).

De facto, investigações recentes têm demonstrado que as bactérias envolvidas no

processo têm capacidade para degradar uma larga gama de compostos orgânicos

recalcitrantes tais como compostos aromáticos policíclicos, compostos orgânicos clorados

ou ácidos gordos de cadeia longa (COLLERAN, comunicação pessoal, 1996, citado em ALVES,

1998).

A aplicação de uma tecnologia adequada, mantendo as condições ambientais óptimas,

aliada a uma aclimatização do consorcio são factores que poderão permitir a aplicação do

processo de degradação anaeróbia ao tratamento de qualquer tipo de efluente num futuro

próximo (LETTINGA et al., 1997 a).


1.2 O processo de degradação anaeróbia

1.2.1 Bioquímica e microbiologia do processo

O processo de digestão anaeróbia envolve uma cadeia sequencial de percursos

metabólicos e a acção conjugada e coordenada de diferentes grupos tróficos de bactérias

anaeróbias (ZEIKUS, 1980) empenhadas na conversão de matéria orgânica complexa em

metano e dióxido de carbono, podendo ser simplificadamente transcrito através da equação

de BUSWELL(1930):

CnHaObNc + (n-a/4-b/2+3c/4)H2O ! (n/2+a/8-b/4+3c/8)CH4 + (1.1)

+ (n/2+a/8+b/4+3c/8)CO2 +cNH3

Dada a sua complexidade, os caminhos matabólicos e microrganismos responsáveis não

são ainda conhecidos em detalhe (HENZE E HARREMÕES, 1983). Actualmente o processo é

descrito na literatura, de um modo simplificado, como apresentando pelo menos 7 etapas

distintas, assinaladas no esquema da Figura 1.1:

1. Hidrólise de biopolímeros incluindo proteínas, hidratos de carbono e lípidos que são

convertidos nos seus monómeros, respectivamente aminoácidos, açúcares e ácidos

gordos de cadeia longa;

2. Fermentação de aminoácidos e açúcares;

3. Oxidação anaeróbia dos ácidos gordos de cadeia longa (LCFA);

4. Oxidação anaeróbia dos produtos intermediários (ácidos voláteis, com excepção do

acetato) a acetato e Hidrogénio;

5. Homoacetogénese

6. Conversão de acetato a metano pelas bactérias acetoclásticas;

7. Conversão do hidrogénio a metano pelas bactérias hidrogenotróficas.


Figura 1.1 Esquema do processo de digestão anaeróbia (adaptado de GUJER E ZEHNDER, 1983). Os valores expressos em %, indicam fluxo de substrato na forma de CQO ou equivalente em metano.

Basicamente, podem-se agrupar estas 7 etapas em 4 sequências de degradação principais

interdependentes (hidrólise, acidogénese, acetogénese e metanogénese)

1.2.1.1 Hidrólise

Constitui o primeiro passo da degradação anaeróbia, no qual os biopolímeros são

hidrolisados a monómeros por meio de enzimas extracelulares. É normalmente um

1

2

4

5

6 7

3


processo lento, sendo os lípidos, no caso geral, hidrolisados mais lentamente, que as outras

macromoléculas (HENZE E HARREMÕES, 1983).

A sua velocidade é afectada por um grande número de factores, destacando-se que,

grandes partículas com uma baixa superfície específica, são geralmente lentamente

hidrolisadas (EASTMAN E FERGUSON, 1981), podendo esta ser a etapa limitante no processo

global de degradação anaeróbia (PARKIN E OWEN, 1986). Embora no caso de um substrato

complexo e heterogéneo a cinética de hidrólise possa ser considerada de 1ª ordem, outras

cinéticas podem descrever mais adequadamente a hidrólise de substratos simples e

homogéneos (GUJER E ZEHNDER, 1983, EASTMAN E FERGUSON, 1981, VALENTINI et al., 1997).

1.2.1.2 Fermentação

Os monómeros resultantes da hidrólise constituem os substratos utilizados no processo

fermentativo, obtendo-se como principais produtos acetato, propionato e butirato.

Nesta fase, o hidrogénio tem um papel preponderante na distribuição dos produtos do

processo, sendo necessária a manutenção de uma concentração baixa de H2 (<1000 ppm)

na fase gasosa, por forma a obter maior produção de acetato, que sendo o principal produto

de metabolismo das bactérias acidogénicas, constitui o percurso metabólico mais rentável

em termos energéticos (MOSEY E FERNANDES, 1984). A população fermentativa (ou acidogénica)

representa cerca de 90% da população bacteriana nos digestores anaeróbios (ZEIKUS, 1980),

sendo na sua maioria anaeróbias obrigatórias, a algumas anaeróbias facultativas, tais como

Streptococci e Enterococcaceae (MAH E SUSSMAN, 1968).

A fermentação nunca é limitante no processo global da degradação anaeróbia (GUJER E

ZEHNDER, 1983), uma vez que as bactérias fermentativas têm tempos de duplicação curtos

(MOSEY, 1983).

1.2.1.3 Acetogénese

A acetogénese constitui uma etapa importante, cujo objectivo é produzir, a partir dos

produtos da fermentação, os substratos necessários na metanogénese, nomeadamente

acetato e hidrogénio, por acção das chamadas bactérias sintróficas ou produtoras

obrigatórias de hidrogénio (OHPA - obligate hydrogen producing acetogens).


As reacções que ocorrem nesta etapa são desfavoráveis do ponto de vista

termodinâmico, só sendo possíveis se houver uma contínua remoção do hidrogénio

formado (DOLFING, 1988), a qual é normalmente assegurada pelas bactérias metanogénicas

hidrogenotróficas ou sulfato-redutoras (no caso de existir sulfato no meio), por meio de um

processo vulgarmente designado de “transferência de hidrogénio inter-espécies” (DOLFING,

1987). Verifica-se assim a existência de uma associação sintrófica, em que um

microrganismo produtor de um metabolito cresce apenas na presença de outro consumidor

desse metabolito, a qual se pensa requerer, também, uma associação física dos dois tipos de

bactérias, sendo a cooperação entre as duas espécies óptima quando a distância entre elas

for mínima, o que pode justificar, em parte o fenómeno da agregação (SCHINK E THAUER,

1988). Talvez por este motivo, tem sido difícil isolar estes dois tipos de microrganismos em

culturas puras (LAZARO, 1986).

1.2.1.4 Metanogénese

Constitui a etapa final do processo, na qual se produz metano a partir de acetato ou

hidrogénio e dióxido de carbono, sendo, em muitos casos, o passo controlante do processo

(LAWRENCE, 1971). Sendo o acetato o principal precursor do metano (70% do metano

provém do acetato) torna-se evidente a importância desta conversão no conjunto de todas

as etapas da degradação anaeróbia. Além disso, as bactérias envolvidas, que degradam o

acetato a metano, representam o elo mais fraco de toda a cadeia de degradação anaeróbia no

que respeita à sua resistência a condições adversa tais como choques orgânicos e hidráulicos

e presença de substâncias tóxicas (COLLERAN, comunicação pessoal, 1996).

As bactérias metanogénicas desempenham, talvez, o papel mais importante em todo o

processo de digestão anaeróbia, por serem as produtoras diretas do metano São anaeróbias

estritas, requerendo para o seu desenvolvimento um potencial redox entre -250 e -300 mv,

possuem coenzimas e cofactores específicos (coenzima F420, F430, coenzima M,

Metanopterina e Metanofurano (WOLFE, 1992)) e degradam apenas um número limitado de

substratos com baixo número de carbonos: acetato, metanol, metilaminas, formato, e

hidrogénio + dióxido de carbono.


De acordo com as suas necessidades tróficas , são usualmente divididas em dois grupos:

bactérias hidrogenotróficas e bactérias acetoclásticas. As primeiras controlam o potencial

redox do meio, mantendo a concentração de hidrogénio em níveis baixos (MOSEY E

FERNANDES, 1984), pelo que condicionam o processo de acetogénese, como foi referido. As

bactérias acetoclásticas, desempenham um papel chave no processo, sendo responsáveis

pela degradação do acetato, que é o principal precursor de metano. Até à data apenas foram

identificados dois géneros como sendo acetoclásticos: Methanosaeta (ex. Methanothrix) e

Methanosarcina, sendo conhecidas pelo menos cinco espécies acetoclásticas: Methanosarcina

barkeri, Methanosarcina TM-1, Methanococcus mazei, Methanosarcina acetivorans e Methanosaeta sp

(OREMLAND, 1988). Morfológicamente, estes dois géneros de bactérias apresentam

características muito distintas; Methanosaeta surge em filamentos podendo estes ser curtos e

dispersos ou longos e agregados em feixes (KAMAGATA E MIKAMI, 1990) e Methanosarcina cresce

em agregados irregulares compostos de subunidades cocoides, envolvidas por

polissacarídeos (ZEHNDER, 1980). Do ponto de vista cinético, Methanosaeta apresenta maior

afinidade para o acetato (Ks=0.46 mM) do que Methanosarcina (Ks=3-5 mM), crescendo, no

entanto, mais lentamente que Methanosarcina (GUJER E ZENHDER, 1983). De entre os géneros de

bactérias metanogénicas conhecidos, Methanosarcina é o mais versátil metabolicamente

podendo utilizar H2/CO2, metanol, metilaminas, e acetato (MAH et al., 1981), enquanto que o

género Methanosaeta é exclusivamente acetotrófico (ZEHNDER et al., 1980; HUSER et al., 1982).

Methanosarcina barkeri prefere metabolizar H2/CO2, metanol e trimetilaminas em vez de

acetato e pode apresentar um crescimento diáuxico quando lhe são fornecidos vários

substratos à escolha.

1.2.1.5 Outras transformações

ββββ-oxidação dos LCFA

Dada a incapacidade por parte das bactérias acidogénicas de degradar LCFA (DAWSEN E

KEMP, 1970, RINZEMA, 1988), estes são degradados a acetato e H2 via β-oxidação, levada a

cabo por bactérias sintróficas. São raras as publicações sobre isolamento de microrganismos

capazes de degradar LCFA (REYNOLDS, 1986), dada a limitação do seu estudo em cultura

pura, resultante da existência de sintrofia. A primeira associação sintrófica capaz de degradar


LCFA com mais de dez átomos de carbono foi conseguida por ROY et al. (1985), sendo

constituída por bactérias Gram-negativas, morfológicamente idênticas à Syntrophomonas wolfei

e Mathanospirillum hungatei, consumidora de H2 produzido pelas primeiras. Recentemente

ANGELIDAKI E AHRING (1995) caracterizaram uma cultura anaeróbia termófila, constituída por

Methanobacterium thermoautrophicum e Methanosarcina thermophila, capaz de degradar LCFA.

Homoacetogénese

A primeira referência ao metabolismo homoacetogénico reporta-se a FONTAINE et al (1942),

o qual observa a formação de acetato (principal produto deste metabolismo) a partir de

glucose e pela redução do dióxido de carbono, podendo também haver produção de outros

ácidos voláteis em menor quantidade (GOLDBERG E COONEY, 1981).

Tal como as metanogénicas hidrogenotróficas, estas bactérias consomem hidrogénio,

ajudando a manter uma baixa pressão parcial de hidrogénio nos digestores anaeróbios

(ZEIKUS, 1980). Dado a maior afinidade das hidrogenotróficas relativamente as

homoacetogénicas, essa competição não é considerada importante na gama baixa de valores

de hidrogénio normalmente existente nos digestores anaeróbios (KATINKA, 1994). No

entanto, o seu papel no processo de digestão anaeróbia não se encontra ainda

completamente esclarecido, sendo por isso geralmente subestimado.

Síntese de ácidos orgânicos

Quando na presença de excesso de etanol e de hidrogénio, pode ocorrer a reversão de

algumas reacções acetogénicas com produção de ácidos de cadeia mais longa a partir de

compostos com dois átomos de carbono. Este processo pode ser conduzido por um

número limitado de bactérias capazes de utilizar o dióxido de carbono como aceitador de

electrões (BARKER, 1937, LAANBROEK ET ALL., 1982). No entanto a importância ecológica deste

grupo de bactérias não foi ainda estudada em detalhe (SCHINK, 1988).

1.2.2 Necessidades nutricionais

Sendo a metanogénese normalmente a etapa limitante do processo de degradação

anaeróbia torna-se essencial satisfazer os requisitos nutricionais deste grupo trófico, de

modo a assegurar a eficiência e a estabilidade operacionais (CARRONDO, 1987). Em geral, a


maior parte dos efluentes industriais contêm quantidades suficientes dos nutrientes

essenciais ao crescimento microbiano, considerando-se apenas necessária a adição de azoto,

em quantidade determinada de acordo com a síntese celular (SPEECE E MACCARTY, 1964). HENZE

E HARREMÕES (1983) referem razões CQO/N de 400/7 para sistemas a operar com cargas

orgânicas mássicas elevadas (de 0.8 a 1.2 kgCQO/kg VSS.dia) e razões CQO/N bastante

mais elevadas, da ordem de 1000/7, para sistemas a operar com cargas orgânicas inferiores

a 0.5 kgCQO/kg VSS.dia. No entanto, têm sido utilizadas por vários autores outras relações

carbono/azoto/fósforo (C/N/P), nomeadamente 100/0.5/0.1 (HUSS, 1977, citado em

FINNEGAN, 1994). Em estudos efectuados sobre a razão C/N/P no tratamento anaeróbio de

um efluente de uma indústria de lacticínios, concluiu-se que a deficiência em azoto

provocava a diminuição das actividades hidrolítica e acetoclástica em cerca de 50 a 60%,

mas que a deficiência em fósforo só diminuía essas actividades em 10 a 20% (PAN VEIRA,

1991).

Além do azoto e fósforo há outros nutrientes essenciais ao processo anaeróbio,

nomeadamente alguns metais, co-factores essenciais a determinadas enzimas. SCHERER et al.

(1983) determinaram a composição elementar de dez espécies de bactérias metanogénicas

nos seguintes elementos: C, H, N, Na, K, S, P, Ca, Mg, Fe, Ni, Co, Mo, Zn, Cu e Mn, cuja

presença é fundamental para o adequado funcionamento do processo. Na Tabela 1.1 estão

representados os valores médios obtidos para 10 espécies de bactérias metanogénicas

(SCHERER et al., 1983, TAKASHIMA E SPEECE, 1990), com base nos quais, sabendo as características

médias de crescimento de uma dada população, é possível estimar as necessidades

nutricionais destas bactérias (LETTINGA, 1995).


Tabela 1.1 Composição elementar média de bactérias metanogénicas (SCHERER et al., 1983, TAKASHIMA E SPEECE, 1990)

elemento µg/g (peso seco) C 370000-440000 H 55000-65000 N 95000-128000 P 5000-28000 S 5600-12000 Na 3000-40000 K 1300-50000 Ca 1000-4500 Mg 900-530 Fe 700-2800 Ni 65-180 Co 10-120 Zn 50-630 Mo 10-70 Cu <10-160 Mn 5-25

TAKASHIMA E SPEECE (1989) verificaram o papel essencial do Fe, Ni e Co na obtenção de

uma elevada conversão de acetato em metano; e o efeito estimulatório do ferro em

concentrações até 4000 mg/L de FeCl3 observado por RAJU et al. (1991). LETTINGA et al. (1980)

recomendam níveis de Ca de 80 a 200 mg/L para um eficiente processo de granulação,

embora não relacionados com necessidades nutricionais.

1.2.3 Factores ambientais

Dos vários factores ambientais que influenciam o processo de degradação anaeróbia,

inumeram-se, de seguida aqueles cuja importância se considera primordial na obtenção de

um bom funcionamento do sistema.

1.2.3.1 pH e alcalinidade

O pH é um factor com grande influência na eficiência do processo de degradação

anaeróbia, na medida em que afecta o metabolismo dos microrganismos envolvidos,

nomeadamente a utilização das fontes de carbono e energia, as reacções de síntese e a

produção de metabolitos extracelulares (SAKHAROVA E RABOTNOVA, 1976), bem como a

morfologia e a estrutura, com consequências para os fenómenos de adesão e floculação

(FORAGE et al., 1985).


Sendo as bactérias metanogénicas, normalmente responsáveis pela cinética global do

processo, as mais sensíveis a factores ambientais, considera-se, normalmente, a gama de pH

óptimo para o seu crescimento, entre 6.6 e 7.6 (ZEHNDER, 1980), como apropriada para o

funcionamento do processo de digestão anaeróbia.

O valor do pH depende de uma série de equilibrios onde intervêm, como principais

factores: a alcalinidade, os AGV e os sais de amónio (RITTMAN et al, 1982). Para valores

superiores a 7.2 começa a haver preponderância de amoníaco que é tóxico e para valores

inferiores a 6.5 a toxicidade do sulfureto aumenta, uma vez que esta se encontra relacionada

com a concentração da forma não ionizada, podendo, no entanto, o seu efeito ser reduzido

pela presença de ferro, o qual conduz à precipitação de sulfureto ferroso (HENZE E HARREMÕES,

1983).

A capacidade tampão do meio, que determina a aptidão do digestor a manter um pH

estável quando se dão súbitos aumentos de AGV, pode ser obtido a partir da alcalinidade

total (sais de AGV + bicarbonato) e da acidez volátil total (AGV dissociados e não

dissociados) (REIS, 1987). De facto, a diferença entre as duas medidas corresponde à

diferença entre os bicarbonatos e os ácidos voláteis livres não dissociados. Note-se que,

quanto maior for o poder tampão, maior será a resistência aos choques orgânicos.

Para a maioria dos casos práticos, uma alcalinidade entre 2500 e 5000 mg CaCO3/l é

suficiente para se obter um adequado poder tampão no sistema (GRADY E LIM, 1980).

1.2.3.2 Temperatura

Constitui também um factor de grande influência na eficiência do processo de

degradação anaeróbia. È referida na literatura a existência de três gamas de temperatura:

mesófila (20-45 °C), termófila (> 45 °C) e gama psicrófila (< 20 °C) (COATEs, 1991), sendo o

crescimento das bactérias metanogénicas máximo na gama mesófila, para temperaturas

entre 30 e 38 °C e na gama termófila entre 49 e 57 °C.

A escolha do óptimo de temperatura depende de factores económicos e operacionais,

sendo, no entanto, a maior parte dos processos, operados a temperaturas mesófilas

(CARRONDO, 1980). É referido que para temperaturas baixas (inferiores a 30ºC) os sistemas


apresentam maior sensibilidade a variações no tempo de retenção e menor eficiência de

remoção, obtendo-se uma maior produção de gás com o aumento da temperatura,

apresentando este, no entanto, uma menor percentagem de metano (VIRARAGHAVAR E KIKKERI,

1990). Recentemente, NOZEVNICHOVA et al. (1997) observaram a produção de metano em

sedimentos de lagos profundos, a temperaturas entre 2 e 70 °C, tendo obtido uma cultura

que apresentava um máximo de actividade metanogénica a temperaturas entre 4 e 8 °C,

demonstrando, pela primeira vez, a existência de uma comunidade específica psicrofílica.

A temperaturas termófilas, obtêm-se maiores taxas de remoção, uma vez que as estirpes

termófilas possuem taxas de crescimento superiores às mesófilas, permitindo tempos de

retenção hidráulicos baixos (ZINDER, 1988). Verifica-se, no entanto, maior instabilidade de

operação (ocorrência de rápida lise celular) e menor resistência ao azoto amoniacal e aos

metais pesados (HENZE E HARREMÕES, 1983). HWU (1997), verificou a existência de uma taxa de

degradação em oleato de sódio superior em condições termofílicas relativamente à

observada em condições mesofílicas, no entanto o índice de toxicidade relativamente à

actividade acetoclástica (IC50 ) apresentava-se substancialmente menor a temperaturas

elevadas (0.35-0.79 mM a 55 °C e 2.35-4.30 mM a 30 °C), tornando difícil a escolha entre

os dois processos.

1.2.3.3 Inibidores da metanogénese

Tal como todos os processos biológicos, o processo da digestão anaeróbia pode ser

perturbado pela presença de substâncias tóxicas. Alguns elementos, quando em

concentração elevada, podem ter um efeito adverso na eficiência do processo. Como

exemplo pode-se citar o alumínio, para concentrações superiores a 2500 mg/l (JACKSON-MOSS

E DUNCAN, 1991), e a amónia livre não dissociada, que constitui um dos compostos mais

tóxicos, apresentando um efeito inibidor quando presente em concentrações de 0.1-0.2

kg/m3 (HENZE E HARREMÕES, 1983). Elevadas concentrações de alguns metais, como o Cádmio

e o Cobre, podem também conduzir a um efeito adverso na actividade acetocástica e

sintrófica (LIN, 1992). De uma forma geral, os antibióticos, os pesticidas, os detergentes e os

solventes orgânicos podem ser tóxicos para a actividade metanogénica (ALVES, 1992).


Segundo LETTINGA (1995) a questão da inibição metanogénica constitui, no entanto, uma

situação bem menos dramática do que era suposto no passado, tendo-se verificado que

muitos dos compostos tradicionalmente referidos como inibidores podem, efectivamente,

ser biodegradados por um consórcio adaptado. Relativamente à toxicidade dos LCFA,

nomeadamente do oleato de sódio, cujo efeito adverso se faz sentir a nível das paredes

celulares, verifica-se que a biomassa estruturada em grânulos apresenta uma resposta à

toxicidade diferente da biomassa dispersa, diminuindo o índice de toxicidade com o

aumento da área específica da biomassa, o que se traduz numa maior resistência da

biomassa granular relativamente à dispersa (HWU, 1997). Também ALVES (1998), refere que a

aclimatização da biomassa com lípidos é vantajosa no sentido de desenvolver resistência à

toxicidade do oleato de sódio e capacidade de biodegradação.

1.3 Tecnologias de tratamento

Durante muito tempo o tratamento anaeróbio esteve limitado à estabilização de lamas

produzidas nos processos aeróbios em digestores de mistura completa, em que o tempo de

retenção hidráulico (TRH) é igual ao tempo de retenção de sólidos (TRS) e da ordem dos 20

a 30 dias. Devido às baixas taxas de crescimento das bactérias anaeróbias a redução do

tempo de retenção nestes sistemas aumenta o risco de “washout” da biomassa (IZA et al.,

1991). Um modo de aumentar o tempo de retenção celular consiste em criar condições

dentro de reactor, que promovam a tendência natural da biomassa para se agregar em flocos

ou grânulos suficientemente densos para se separarem por sedimentação, ou introduzir um

suporte sólido onde a biomassa possa aderir formando um biofilme (CALLENDER E BARDFORD,

1983). A introdução dos sistemas com retenção de biomassa, denominados de “alta-carga”,

constituiu um dos passos mais importantes no desenvolvimento de tecnologia anaeróbia,

permitindo a redução dos TRH de algumas semanas, característicos dos digestores de lamas

convencionais, para algumas horas, além de reduzir o custo de capital e promover uma

maior tolerância aos choques orgânicos e à presença de substâncias tóxicas (SPEECE, 1983). A

distinção entre os vários processos de alta carga deve-se, fundamentalmente, ao mecanismo

de retenção de biomassa dentro do reactor que pode ocorrer, basicamente, segundo três


formas distintas: granulação, recirculação ou adesão a suportes fixos ou móveis (IZA et al.,

1991).

Dos vários tipos de reactores de “alta-carga” existentes descrevem-se, de seguida, quatro

tipos que se consideram como representativos das formas de bio-imobilização acima

referidas: processo de contacto, reactor anaeróbio de manto de lamas de fluxo ascendente

conhecido pelo acrónimo UASB ('Upflow Anaerobic Sludge Blanket'), e digestor anaeróbio

de leito expandido ou fluidizado

1.3.1 Processo de contacto

Constitui um processo muito análogo ao sistema aeróbio tradicional de lamas activadas,

sendo composto por um digestor do tipo CSTR (tanque agitado) e um decantador que

provoca a separação e recirculação das lamas, permitindo assim a manutenção de uma

elevada concentração de biomassa no digestor. Vulgarmente é introduzido um sistema de

desgasificação entre as duas unidades, que proporciona uma decantação mais eficiente,

melhorando o desempenho global do sistema (PARIS et al., 1983). A agitação no digestor pode

efectuar-se mecanicamente ou por meio de injecção de biogás, que apesar de mais

dispendiosa, se revela mais eficiente permitindo reter maiores concentrações de biomassa

no sistema (20 a 30 gST/l) (NÄHLE, 1991).

1.3.2 UASB

O UASB foi desenvolvido por Gatze Lettinga e colaboradores nos finais dos anos

setenta, sendo actualmente o sistema de tratamento mais estudado e mais aplicado a

efluentes industriais (ALVES, 1998). Este tipo de sistema baseia-se na tendência que a

biomassa tem para formar agregados densos, vulgarmente denominados de grânulos, que

são mantidos no interior do reactor pelas suas características de sedimentação e com a ajuda

de um separador gás-sólido-líquido, o qual promove também a recirculação interna da

biomassa (LETTINGA et al., 1980).

Neste tipo de reactor pode-se verificar a existência de duas zonas distintas: a zona

inferior designada por leito de lamas, que tem uma concentração elevada de biomassa

constituída em grânulos com elevada velocidade de sedimentação e a zona superior onde


predominam flocos de pequeno tamanho e em que a concentração de biomassa é muito

menor (LETTINGA et al., 1980).

Têm sido desenvolvidas algumas alterações ao desenho do reactor UASB original no

sentido de atenuar alguns problemas de flutuação e “wash-out” que ocorrem com alguns

tipos de efluente (efluentes contendo lípidos são particularmente problemáticos devido à

adsorção dos ácidos gordos na superfície dos grânulos, tornando-os leves e flutuantes), bem

como problemas de transferência de massa e inibição. Surgiram assim novos sistemas como:

o reactor de manto de lamas de leito expandido (EGSB - “expanded granular sludge bed”), que

consiste num UASB com leito expandido por meio da recirculação do efluente, o reactor de

recirculação interna (IC - “Internal Circulation”), que consiste em dois ou mais

compartimentos do tipo UASB uns sobre os outros e em que o líquido e a biomassa

recirculam internamente (HABETS et al., 1997), o reactor com vários andares (VAN LIER et al.,

1994, GUIOT et al., 1995) e o reactor horizontal segmentado com anteparos (GROBICKI E

STUCKEY, 1991).

A fase de arranque do UASB pode tornar-se um passo crítico, uma vez que não estão

bem estudados os processos básicos da granulação, conhecendo-se apenas alguns factores

que a estimulam (WEILAND E ROZZI, 1991, LETTINGA, 1995). A ocorrência de deterioração

granular nem sempre previsível e controlável tem merecido alguma atenção por parte dos

investigadores nos últimos anos (FANG et al., 1994, THAVEESRI et al., 1994, ALPHENAAR, 1994).

1.3.3 Digestor anaeróbio de leito expandido ou fluidizado

Neste tipo de reactor a biomassa encontra-se imobilizada em partículas de um suporte

sólido que se mantêm fluidizadas ou apenas ligeiramente expandidas, pela acção do fluxo

ascendente que atravessa a coluna, que deve possuir elevadas velocidades ascensionais

(conseguido na prática pela utilização de uma recirculação), de 10 a 30 m/h, dada a elevada

velocidade de sedimentação das partículas (cerca de 50 m/h) (HEIJNEN et al. 1986). Como

exemplos de tipos de suporte vulgarmente usados pode-se citar: a areia, o vidro, o carvão

activado, ou outros materiais porosos (HEIJNEN, 1986 CHEN et al., 1988 SWITZENBAUM E JEWELL,

1980). Este tipo de reactores apresenta várias vantagens (FENÁNDEZ-POLANCO E DIEZ, 1988;

CHEN et al., 1988), nomeadamente: elevadas concentrações de biomassa, da ordem dos 30 a


40 g SSV/l; não apresenta problemas de colmatação do leito; possibilita o tratamento de

efluentes pouco concentrados, devido à elevada velocidade de transferência de massa;

apresenta baixas perdas de carga; a concentração de sólidos voláteis no efluente é

normalmente baixa e pode ser utilizado no tratamento de resíduos tóxicos e compostos

recalcitrantes, uma vez que o elevado caudal de reciclagem permite normalmente a

obtenção de condições de mistura total, facultando a diluição desses compostos dentro do

reactor.

Refere-se, no entanto, como desvantagem a necessidade de elevados tempos de arranque

dada a lenta formação do biofilme que recobre as partículas de suporte, bem como o difícil

controlo da espessura do mesmo. Além disso, devido à necessidade de bombagem da

corrente de recirculação o custo energético torna-se elevado, sendo também difícil e

dispendioso conseguir distribuidores do líquido eficientes, em unidades à escala industrial

(HEIJNEN et al., 1986).

1.3.4 Leito fixo

O digestor anaeróbio de leito fixo, vulgarmente denominado por filtro anaeróbio foi

desenvolvido nos anos sessenta (YOUNG E MACCARTY, 1967) e consiste numa coluna contendo

um enchimento de material de suporte, através da qual passa o efluente a ser tratado, em

fluxo vertical, no sentido ascendente ou descendente. O meio de suporte utilizado possui

características muito variadas, quer em termos dos materiais utilizados (pedras, tubos de

PVC, esponja de poliuretano, argila expandida, anéis plásticos e enchimentos plásticos

modulares) (YOUNG E MCCARTY, 1967, DAHAB E YOUNG, 1982, REYNOLDS, 1986, MARQUES, 1988,

ALVES et al., 1997), quer em termos da sua disposição no leito, podendo ser do tipo ordenado

ou aleatório. A biomassa desenvolve-se sob a forma aderida na superfície do suporte, e

oclusa nos vazios da matriz, podendo esta encontrar-se numa forma floculada ou granular

(YOUNG, 1991).

Este sistema apresenta vários atributos, (YOUNG E MCCARTY, 1983), dos quais se destacam:

• possibilidade de tratar efluentes relativamente pouco concentrados (1000 a 10000 mg CQO/L) à temperatura ambiente, sem necessidade de recirculação de sólidos,

• permite aplicar cargas orgânicas bastante superiores às aplicadas nos digestores anaeróbios de mistura completa,


• elevado tempo de retenção de sólidos produzindo, geralmente, um efluente com baixos teores de sólidos,

• particular estabilidade, podendo suportar choques orgânicos,

• rápido restabelecimento da actividade após semanas ou mesmo meses sem ser alimentado,.

Associados ao filtro anaeróbio, referem-se normalmente como principais problemas os

longos tempos de arranque necessários para promover a aclimatização do inóculo e sua

adesão ao suporte, o desenvolvimento de canais preferenciais ou colmatação do leito, e a

dificuldade de contacto entre substrato e biomassa (YOUNG E MACCARTY, 1967, YOUNG, 1983).

Foram efectuados vários estudos de forma a avaliar o efeito dos principais parâmetros

que influenciam a eficiência da operação dos filtros anaeróbios. SONG E YOUNG (1986) referem

que o desempenho do filtro anaeróbio não é muito afectado pela superfície específica do

leito, não se encontrando também directamente relacionada com a porosidade do meio

(DAHAB E YOUNG, 1982), concluindo que provavelmente o que será mais importante é a

capacidade do meio redistribuir o fluxo dentro da matriz, permitindo um eficiente contacto

entre o substrato e a biomassa contida no reactor. YOUNG (1991) conclui que o tempo de

retenção hidráulico era o parâmetro que, com mais incidência afectava a performance deste

tipo de digestores. No que se refere à recirculação do efluente, verificou que taxas de

recirculação elevadas podem provocar velocidades ascensionais excessivas e

consequentemente perdas de biomassa, recomendando, contudo, a recirculação do efluente,

que em casos de elevadas variações de caudal influente ou em casos de toxicidade, funciona

como protecção do filtro AUSTERMANN-HAUN et al. (1994) concluíram que a recirculação, a

estratégia de aumento da carga orgânica a actividade do inóculo e a adição de cálcio eram os

parâmetros que mais afectavam o decorrer da fase de arranque.

YOUNG E MACCARTY (1967) preconizam que no arranque dum filtro anaeróbio se deve

adicionar o inóculo directamente na zona inferior, num volume de 1/3 do volume do

reactor, devendo seguidamente operar os digestores anaeróbios a uma carga orgânica

mássica baixa, a um valor de 0.1 kgCQO/kgSSV.dia (HENZE E HARREMÕES, 1983). Segundo

estes autores o valor da carga orgânica pode ser elevado à taxa de 50% por semana, após o

início da produção de metano.


1.4 Aplicação do processo de digestão anaeróbia no tratamento de efluentes líquidos com elevada concentração lipídica.

Os lípidos constituem uma parte importante da matéria orgânica presente nos efluentes,

quer industriais quer domésticos (FORSTER, 1992, QUÉMÉNEUR E MARTY, 1994). Normalmente é

utilizado um tratamento físico-químico, por exemplo flotação, antes do tratamento

biológico, mas embora estes processos possam remover uma percentagem considerável, a

fracção remanescente contem ainda concentrações significativas de lípidos na forma

coloidal e emulsionada, prejudiciais ao tratamento anaeróbio dos efluentes (HWU et al., 1996

b). Como principais problemas associados ao tratamento anaeróbio de efluentes contendo

lípidos refere-se, frequentemente: i) a adsorção de lípidos e ácidos gordos de cadeia longa

(AGCL) resultantes da sua hidrólise na biomassa, tornando-a flutuante e sujeita a eliminação

por lavagem (“washout”) (HWU, 1997) e ii) a forte inibição das bactérias metanogénicas e

acetogénicas pelos AGCL (ROY et al., 1986, KOSTER E CRAMER, 1987, RINZEMA et al., 1994, HWU,

1997). Por outro lado, o elevado rendimento teórico em metano exibido quando

comparado com outra matéria orgânica confere aos lípidos um potencial atractivo para a

produção de biogás merecedor de futura investigação em termos da sua biodegradabilidade.

1.4.1 Mecanismo de degradação dos lípidos

O mecanismo de degradação dos lípidos é diferente da dos outros biopolímeros

degradados anaerobicamente.

Numa primeira fase os lípidos são hidrolisados a glicerol e AGCL (HANAKI et al., 1981) de

acordo com a seguinte reacção:


R2 C

O

O CH

CH2

CH2

O

O

C

R3C

O

O

R1O

CR2O-

O

CR3O-

O-R1 C

O

+ 3H2O

CH2

CH2

CHO

OH

OH

H + + 3H+

(Glicerol) (Ácidos gordos de cadeia longa)(Lípidos)

O glicerol resultante segue a via acidogénica, à semelhança dos monómeros resultantes

da hidrólise de proteínas e hidratos de carbono, enquanto que os AGCL são posteriormente

degradados a acetato, H2 e CO2 via β-oxidação pelas bactérias obrigatórias produtoras de

hidrogénio (acetogénicas) (WENG E JERIS, 1976). A composição dos AGCL varia com o

tamanho da cadeia de carbonos e com o grau de saturação, sendo vulgarmente designados

pela sua forma ionizada, por exemplo oleato em vez de ácido oleico, uma vez que a pH

neutro se encontram nessa forma (as duas formas serão usadas indiscriminadamente neste

trabalho). O oleato é, em geral, o mais abundante entre os AGCL presentes em efluentes

(KOMATSU et al., 1991), bem como um dos mais tóxicos (GALBRAITH et al., 1971).

WENG E JERIS (1976) propuseram duas vias bioquímicas possíveis para a degradação do

oleato. Segundo a primeira via (Figura 1.2), o ácido oleico é inicialmente convertido a ácido

pelargónico, o qual origina acetato e propionato via β-oxidação. O propionato é então

convertido a acetato e formato. O acetato origina metano e CO2, e o formato dá origem a

H2 e CO2. Estes autores referem, no entanto, que esta via de degradação tem um papel

secundário na degradação do oleato, já que nos seus estudos não detectaram níveis

significativos de propionato como intermediário. No segundo mecanismo proposto, o

oleato é reduzido a estearato, o qual é degradado a acetato, via β-oxidação (Figura 1.3).


Figura 1.2 Mecanismo proposto por WENG E JERIS (1976) para a degradação do oleato (mecanismo de degradação 1).

Figura 1.3 Mecanismo proposto por WENG E JERIS (1976) para a degradação do oleato (mecanismo de degradação 2).

(1) CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOHH O2 → CH3(CH2)7CHOHCH2(CH2)7COOH

− →H2 CH3(CH2)7COCH2(CH2)7COOHH O2 → 2CH3(CH2)7COOH

(2) 2CH3(CH2)7COOH− → 2 2H

2CH3(CH2)5CH = CHCOOH 2 2H O → 2CH3(CH2)5CHOHCH2COOH

− → 2 2H2CH3(CH2)5COCH2COOH

2 2H O → 2CH3(CH2)5COOH + 2CH3COOH

2CH4 + 2CO2

2CH3CH2COOH + 4CH3COOH 4CH4 + 4CO2

2CH3COOH + 2HCOOH + 4H2

2CH4 + 2CO2 2CO2+2H2

total: CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH + 18 H2O → 8CH4+10CO2+19H2

19H2+4.75CO2 → 4.75CH4+9.5H2O

CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH + 8.5H2O → 12.75CH4 + 5.25CO2

CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOHH2 → CH3(CH2)15CH2COOH

− →H2 CH3(CH2)14CH=CHCOOHH O2 → CH3(CH2)14CHOHCH2COOH

− →H2 CH3(CH2)14COCH2COOHH O2 → CH3(CH2)14COOH + CH3COOH

CH4+CO2 8 CH3COOH

8CH4+8CO2

total: CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH + 16 H2O → 9CH4+9CO2+15H2

15H2+3.75CO2 → 3.75CH4+7.5H2O

CH3(CH2)7CH=CH(CH2)7COOH + 8.5H2O → 12.75CH4 + 5.25CO2

Repetição dos primeiros 4 passos 2 vezes

Repetição dos passos 2 a 5, 7 vezes

4H2O


1.4.2 Efeito inibitório dos AGCL

Vários autores referiram o efeito inibitório dos AGCL a baixas concentrações no

processo de digestão anaeróbia (HANAKI et al., 1981, ROY et al., 1985, KOSTER E CRAMER, 1987,

RINZEMA, 1988), relacionando a sensibilidade das bactérias anaeróbias com a estrutura da

parede celular. São diversas as explicações referidas na literatura para o mecanismo de

inibição dos AGCL: vários autores atribuem o seu efeito inibitório à adsorção da superfície

activa ácida para a parede celular, provocando danos nas funções de transporte e de

protecção da célula. (DEMEYER E HENDERICKX, 1967, GALBRAITH et al., 1973, RINZEMA, 1988);

HOTTCHKISS (1946) sugere que a absorção de certos compostos destrói a parede celular,

causando a libertação do conteúdo celular, e KODICEK E WORDEN (1945) que estes ou alteram a

permeabilidade da membrana, ou o seu efeito estará relacionado com a ocorrência de uma

influência química não determinada. No entanto, ainda pouco se conhece sobre a

microbiologia da digestão de lípidos em reactores anaeróbios, sendo a grande parte dos

trabalhos referentes a ensaios efectuados em batch, em curto espaço de tempo. Contudo é

geralmente referido que a toxicidade dos AGCL é afectada pela temperatura, tipo de

biomassa e presença de sais de cálcio e magnésio (redução do efeito inibitório pela

formação de sais insolúveis). Para temperaturas elevadas a toxicidade aos AGCL torna-se

maior, sendo, no entanto mais rápida, em condições de temperatura termófila, a

recuperação da metanogénese após intoxicação bem como a respectiva taxa de degradação

(HWU, 1997). Este autor refere ainda que a toxicidade do oleato se encontra directamente

correlacionada com a área específica da biomassa, sofrendo de maior efeito tóxico a

biomassa com maior área superficial, donde se concluiu que a biomassa suspensa era muito

mais susceptível à toxicidade do oleato do que a biomassa granular.

HANAKI et al. (1981) estudaram o efeito inibitório dos AGCL em cada uma das etapas da

digestão anaeróbia, em reactor fechado, concluindo que as bactérias acetogénicas

produtoras obrigatórias de hidrogénio, bem como as acetoclásticas eram inibidas, o qual se

manifestava pelo aparecimento de uma longa fase de latência (200-400 horas) , enquanto

que no caso das bactérias hidrogenofílicas apenas decrescia a taxa de conversão de

hidrogénio. Concluíram também que a adição de acetato e butirato intensificava o efeito

inibitório dos AGCL e que o oleato era menos inibitório do que uma mistura de AGCL


Nos trabalhos publicados, o efeito bactericida dos AGCL sobre as bactérias metanogénicas

é sugerido, não sendo evidenciados mecanismos de adaptação à toxicidade destes

compostos. Segundo RINZEMA et al. (1994) as bactérias metanogénicas acetoclásticas não se

adaptam ao efeito tóxico dos AGCL, nem após uma exposição repetida a concentrações

tóxicas, nem após uma exposição prolongada a concentrações sub-tóxicas. ANGELIDAKI E

AHRING (1992) referem, ainda que apesar da resposta dum consórcio microbiano anaeróbio à

adição de lípidos poder depender do grau de adaptação aos lípidos, a adição directa de

AGCL resulta, no entanto, em inibição do processo, e que a adaptação aos lípidos resulta

do desenvolvimento de uma população acetogénica capaz de degradar os AGCL, à medida

que estes se vão formando, evitando assim a sua acumulação. Recentemente, em estudos

efectuados sobre a presença dos AGCL numa escala de tempo mais alargada, mais

compatível com os tempos de operação reais de reactores, ALVES (1998) concluiu que para o

tratamento de um efluente com oleato de sódio (e eventualmente com misturas de AGCL) é

benéfico expor a biomassa a lípidos no sentido de desenvolver tolerância aos AGCL, e que

esse acréscimo de tolerância pode ser interpretado como um efeito de adaptação.

1.4.3 Efeito da adsorção dos lípidos e AGCL na superfície da biomassa

Além do efeito tóxico exercido pelos AGCL, a aplicação da tecnologia anaeróbia a

efluentes contendo lípidos é fortemente condicionada pela adsorção dos AGCL à superfície

da biomassa com consequente formação de um “encapsulamento” da mesma, afectando o

transporte de substratos e produtos, além de promover a flutuação da mesma com

consequente “washout” (RINZEMA et all., 1989). SAYED et al (1987) evidenciam a ocorrência deste

fenómeno de adsorção, referindo a existência de uma discrepância entre a remoção de

CQO solúvel e a produção de metano obtida ao estudarem o tratamento anaeróbio de um

efluente contendo lípidos. Já anteriormente HANAKI et al. (1981) tinham referido que os

AGCL produzidos pela hidrólise dos lípidos, aderiam à biomassa em 24 horas.

Recentemente HWU (1997) estudou a adsorção de ácido oleico na biomassa granular, em

reactor fechado, tendo concluído que esta era altamente dependente da concentração e que,

após a adsorção, existia uma dessorção, induzida pela produção de biogás. Verificou ainda


que embora a biomassa granular se apresente mais resistente à toxicidade pelo oleato,

apresenta, no entanto, uma menor capacidade de degradação do mesmo, relativamente à

biomassa floculenta. ALVES (1998) verificou ainda que a taxa de degradação do oleato

adsorvido na biomassa floculenta se apresentava superior à taxa de degradação de oleato

adicionado à biomassa não encapsulada, e que a adição de oleato retardava a degradação do

oleato adsorvido. Sugeriu a possibilidade de ser mais vantajoso a utilização de biomassa

dispersa do que granular no tratamento de efluentes contendo AGCL, bem como a

possibilidade de fazer ciclos sequenciais de adsorção-degradação com vantagens sobre um

sistema continuo.

A aplicação de sistemas de manto de lamas do tipo UASB e EGSB ao tratamento de

efluentes contendo lípidos tem sido objecto de investigação recente (RINZEMA et al., 1989,

HWU et al., 1997a, HWU et al., 1997b). Apesar da evidência da maior resistência da biomassa

granular à toxicidade dos AGCL, é também um facto que a granulação e a estabilidade

granular são problemáticas no tratamento de efluentes contendo lípidos (HAWKES et al., 1995,

SAM-SOON et al., 1991, HWU et al., 1997a). A agregação de bactérias hidrofóbicas, como são a

maior parte das acetogénicas (consumidoras de AGCL) torna-se desfavorável na presença

de AGCL que, a pH neutro, actuam como detergentes baixando a tensão superficial (HWU,

1997). De facto, a falha destes sistemas no tratamento de efluentes com elevada carga

lipídica tem sido reportada por vários autores. SAMSON et al. (1985) observaram a falha dum

digestor UASB industrial durante o tratamento de um efluente de uma indústria de

lacticínios devido a problemas de flutuação da biomassa granular. HAWKES et al. (1995),

concluíram que a granulação não era viável nesse tipo de efluentes, após compararem

diversos tipos de digestores para o tratamento de efluentes de uma indústria de gelados, e

que o filtro anaeróbio seria a configuração de digestor mais adequada. RINZEMA (1988)

estudou a aplicação de um digestor UASB convencional a efluentes contendo AGCL, tendo

verificado a ocorrência de um elevado “washout” causado pela flutuação da biomassa

encapsulada, apontando como alternativa a utilização da configuração de manto de lamas

com recirculação (EGSB) no tratamento desses efluentes. Refere, no entanto, que no caso

de efluentes contendo lípidos, tinha de ser implementado um separador tipo peneiro para

impedir a saída da biomassa do EGSB. Mais recentemente, HWU (1997) concluiu que o


tratamento de efluentes contendo AGCL não era compatível com as características

operatórias do EGSB, e que a recirculação da biomassa que era arrastada na corrente de

saída, que apresentava uma elevada capacidade de biodegradação de oleato, aumentava a

eficiência do sistema. Por outro lado, o facto da ocorrência de “washout” da biomassa se

verificar para concentrações de tóxico inferiores aos limites de toxicidade (HWU, 1997),

evidencia a questão da flutuação da biomassa constituir o principal problema do tratamento

anaeróbio de efluentes contendo lípidos, em digestores de manto de lamas, sobrepondo-se

ao efeito inibitório dos AGCL sobre a população bacteriana (RINZEMA, 1988).

Postos estes factos, levanta-se assim a questão da aplicação do digestor anaeróbio de leito

fixo, no qual o meio de suporte actua como um factor físico de protecção contra o

“washout”, se apresentar potencialmente atractiva para a retenção de biomassa na aplicação a

este tipo de efluentes.


1.5 Objectivos

Este trabalho teve por objectivo o estudo da degradação do ácido oleico em filtro

anaeróbio, avaliando o efeito da aclimatização da biomassa utilizada como inóculo e

também da recirculação da biomassa no desempenho dos digestores. Para tal operaram-se

três filtros anaeróbios (R1, R2 e R3) em paralelo. Em R1 inoculou-se biomassa não

aclimatizada e não se recirculou a biomassa que saía do reactor. Em R2 inoculou-se

biomassa não aclimatizada e recirculou-se a biomassa e em R3, também com recirculação,

inoculou-se biomassa aclimatizada com lípidos e oleato.

Pretendeu-se também avaliar a biomassa desenvolvida nos digestores no fim da operação

relativamente aos seguintes parâmetros: (i) fracção de biomassa aderida e oclusa retidas, (ii)

actividade metanogénica acetoclástica, hidrogenofílica, em propionato, butirato e etanol; (iii)

toxicidade do oleato de sódio sobre as bactérias metanogénicas acetoclásticas e (iv)

capacidade de biodegradação do oleato.

39

2. Materiais e Métodos

2. MATERIAIS E MÉTODOS 40

2.1 Instalação experimental

Os três filtros anaeróbios (R1, R2 e R3) foram construídos em vidro acrílico com iguais

dimensões, de acordo com o esquema ilustrado pela Figura 2.1. Nos três digestores, o

volume inicial de líquido foi de 1l, contendo igual volume de enchimento, constituído por

anéis de Rasching em PVC com 21 mm de tamanho, com uma área específica de leito de

230 m2/m3 e uma porosidade de 92.5%. Aos digestores R2 e R3 foram acoplados

decantadores, também construídos em vidro acrílico, de igual dimensão, com um volume de

líquido de 200 ml.

O volume de biogás produzido em cada um dos digestores foi medido utilizando

medidores de gás por impulsos semelhantes aos descritos por VEIGA et al. (1990) e baseados

nos trabalhos de MOLETTA E ALBAGNAC (1982).

Alimentação

Efluente tratado

37 C

1 5 6 8 7

Alimentação

37 C

Efluente tratado

1 5 6 8 7

Alimentação

37 C

Efluente tratado

1 5 6 8 7

Alimentação

37 C

Efluente tratado

(a)

Figura 2.1Representa

A temperatura d

numa camisa exter

armazenada a 4ºC d

(b)

ção esquemática da instalação experimedecantador(e).

e operação foi mantida a 37ºC po

na. Durante a fase de utilização d

e modo a minimizar a sua degrad

(c)

1 5 6 8 7

(d)

(e)

ntal: R1(a), R2(b), R3(c), contador de gás(d) e

r meio de recirculação de água quente

e leite magro na alimentação, esta foi

ação.


2.2 Substrato e inóculo

Inicialmente os biorreactores foram alimentados com um efluente lácteo sintético, obtido

por diluição de leite magro comercial com água da rede, ao qual foi adicionado um

suplemento de macro e micronutrientes na proporção de 0.6 ml/gCQO alimentado e 1

ml/l, respectivamente. A composição das soluções de nutrientes adicionadas foi a seguinte:

Macronutrientes - MgSO4.7H2O:30.2 g/l; KH2PO4: 28.3 g/l KCl: 45 g/l. Esta solução

foi adicionada numa quantidade de 0.6 ml por grama de CQO alimentado.

Micronutrientes - FeCl2.6H2O: 2 g/l; H3BO3: 0.05 g/l; ZnCl2: 0.05 g/l; CuCl2.2H2O:

0.038 g/l; MnCl2.4H2O: 0.5 g/l; (NH4)6Mo7O24.4H2O: 0.05 g/l; AlCl3.6H2O: 0.09 g/l;

CoCl2.6H2O: 2 g/l; NiCl2.6H2O: 0.092 g/l; Na2SeO3.5H2O: 0.164 g/l; EDTA: 1g/l,

Resazurina: 0.2 g/l; HCl 37%: 1 ml/l. A composição desta solução baseou-se no trabalho

de ZEHNDER et al. (1980).

Posteriormente, efectuou-se uma substituição gradual do leite magro na alimentação por

oleato, passando a solução de macronutrientes a conter um suplemento de azoto de 98.9

gNH4Cl/l, por forma a fixar a razão CQO/N/P em 250/5/1.1 (CQO).

De modo a manter a alcalinidade em valores adequados, entre 2500 a 5000 mgCaCO3/l,

foram adicionados à alimentação 5 g de NaHCO3/l.

Para o arranque dos biorreatores foram utilizados dois tipos de inóculo. R1 e R2 foram

inoculados com biomassa proveniente da operação de um filtro anaeróbio alimentado com

leite magro, contendo um teor em sólidos suspensos voláteis de 25 g VSS/l. R3 foi

inoculado com biomassa proveniente da operação de um digestor anaeróbio alimentado

com lípidos e oleato, contendo 18.4 g VSS/l (descrita em ALVES, 1998).

O volume de inóculo, nos três reactores, foi de 300 ml.


2.3 Controlo analítico de rotina

O operação dos digestores foi monitorizada por determinações periódicas, 2 a 3 vezes

por semana, da Carência Química de Oxigénio (CQO) total à entrada, e total e solúvel à

saída de cada um dos reactores, dos caudais alimentados, dos ácidos gordos voláteis (AGV)

nas correntes de saída e do conteúdo em metano do biogás produzido em cada um dos

reactores. O volume de biogás produzido foi medido diariamente por leitura dos contadores

de impulsos acoplados aos medidores de gás.

Os métodos analíticos utilizados no decorrer do trabalho descrevem-se a seguir:

2.3.1 Carência química de oxigénio (CQO)

A análise de CQO solúvel (centrifugada durante 10 minutos a 15000 rpm) e total, foi

realizada pelo método do refluxo fechado com titulação (STANDARD METHODS, 1989). O

método baseia-se na oxidação da matéria orgânica presente na amostra com uma quantidade

definida e em excesso de dicromato de potássio, em meio ácido. Após digestão durante 2

horas a 150 °C e arrefecimento, o excesso de dicromato de potássio é titulado com sulfato

de ferro e amónio, utilizando um indicador de ferroína para detectar o ponto de viragem

(indicado pela passagem de uma cor amarela-esverdeada para laranja-acastanhada). A

concentração de matéria orgânica, expressa em mg O2/l é calculada por:

( )a

amostratbrancot

V Mx 8000 x VV

/l)2(mgO CQO −− −= (2.1)

em que:

Vt-branco é o volume de titulante gasto na titulação do branco Vt-amostra é o volume de titulante gasto na titulação da amostra M é a molaridade da solução titulante de Sulfato de Ferro e Amónio Va é o volume de amostra

2.3.2 Ácidos Gordos Voláteis (AGV)

Os AGV foram analisados por cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC-high

performance liquid cromatography) (Jasco, Japão). As condições de análise foram as seguintes:


Coluna: Chrompack (300x6.5 mm) Fase móvel (eluente): H2SO4 0.01N filtrado por membrana de porosidade 0.45 µm e desgasificado num banho de ultra sons (Sonicor SC 52) durante 5 minutos Caudal de eluente : 0.7 ml/min Temperatura de operação: 40ºC Detector :espectrofotométrico a λ=210 nm

As amostras foram centrifugadas durante 10 minutos a 15000 rpm e analisadas em

seguida. Só excepcionalmente se preservaram as amostras por congelação para análise

posterior.

2.3.3 Sólidos voláteis (SV)

A determinação dos SV foi efectuada por diferença entre o peso da amostra seca a 103-

105 °C até atingir peso constante, e calcinada a 550 °C (STANDARD METHODS, 1989). As

determinações de sólidos voláteis foram sempre feitas em triplicado.

Os sólidos suspensos voláteis (SSV) na corrente de saída foram estimados pela diferença

entre a CQO total e solúvel. A conversão entre a CQO e os SSV foi baseada na

consideração de que a biomassa pode ser expressa pela fórmula empírica C5H7O2N,

correspondendo 1 g SSV a 1.42 g de CQO.

2.3.4 Percentagem de metano no biogás

A determinação do gás metano foi realizada por cromatografia gasosa (GC), utilizando

um cromatógrafo Pye Unicam GCD com um detector de ionização de chama. As condições

de análise foram as seguintes:

Coluna: Chrompack Haysep Q (80-100mesh) Temperatura da coluna: 40ºC Temperatura do injector: 120ºC Temperatura do detector:130ºC Gás de arraste: Azoto Caudal do gás arraste: 30ml/min

Sempre que se procedia a uma análise injectava-se uma mistura gasosa contendo metano

numa percentagem semelhante à da amostra. As injecções das amostras e das misturas de

calibração foram sempre feitas em triplicado. O volume injectado era de 0.5 ml.


2.3.5 Ácidos Gordos de Cadeia Longa (AGCL)

A determinação do teor em oleato à saída dos digestores foi realizada por cromatografia

gasosa (GC), utilizando um cromatógrafo Chrompack CP 9001 com um detector de

ionização de chama. As condições de análise foram as seguintes:

Coluna: WCOT FFAD CB (25 m x 0.32 mm, df=0.3 µm) Temperatura da coluna: 65ºC(5 min) (5ºC/min) 165ºC (10ºC/min) 245ºC(15 min) Temperatura do injector: 250ºC Temperatura do detector:280ºC Gás de arraste: Azoto (35 kPa) Volume injectado:1 µl Padrão interno: Ácido heptanóico


2.4 Caracterização da biomassa

2.4.1 Recolha, separação e quantificação das fracções de biomassa

No final da operação separaram-se as fracções de biomassa aderida e oclusa retidas em

cada digestor. A biomassa oclusa foi considerada a fracção que se desprendia do suporte

quando este era espalhado num banho de água destilada agitado manualmente com

movimentos giratórios de sentido alternado durante 1 minuto. Após separação e

centrifugação, o volume total e o conteúdo em sólidos voláteis foi determinado. Este

procedimento fez-se na presença de N2/CO2 (80:20), evitando o contacto da biomassa com

o ar, dado que seria posteriormente utilizada para efectuar testes de actividade

metanogénica. Após decantação e centrifugação a 6000 rpm, durante 10 minutos, a

biomassa foi ressuspensa em tampão anaeróbio e foram medidos o volume total e a

concentração de sólidos voláteis. Após armazenamento a 4°C e com a maior brevidade

possível, foram iniciados os testes de actividade metanogénica específica.

Depois de removida a fracção oclusa, o suporte foi imerso em NaOH 0.1 N, e mantido

em agitação a 100 rpm e 37 °C, durante 12 horas, seguindo-se uma sonicação num banho

(Sonicor SC 52) durante 10 minutos (DONLON, 1992). Foi determinado o volume final e o

conteúdo em sólidos voláteis.

2.4.2 Testes de actividade metanogénica

A actividade metanogénica específica da biomassa foi determinada de acordo com o

método desenvolvido no Departamento de Microbiologia da Universidade Nacional da

Irlanda em Galway sob supervisão da Professora Emer Colleran (COLLERAN et al., 1992) e

cujos principais contributos se devem a REYNOLDS (1986), CONCANNON et al. (1988) e COATES et

al., (1996). O método baseia-se na medição do aumento ou decréscimo de pressão, em

frascos selados, resultantes da produção de biogás aquando da degradação de substratos

líquidos ou gasosos respectivamente. Para medir a variação de pressão utilizam-se

transdutores de pressão (Centrepoints Electronics, Galway, Irlanda) com um sensor de diafragma

(nº 303-343, R.S. Components Ltd., Corby, Northants, Inglaterra), que mede aumentos e


decréscimos de pressão e tem a capacidade de medir variações de ±2 atmosferas

(0±202.6KPa), através de uma gama de -200 a +200 mV. O sensor está ligado a um painel

digital (nº 258-041, R.S. Components Ltd., Corby, Northants, Inglaterra) e é alimentado por um

transformador de 9V DC.

O transdutor portátil permite adaptar uma agulha e as leituras em mV são obtidas por

inserção da agulha (Figura 2.2). Em cada leitura perdem-se cerca de 30 µl de biogás, o que

representa uma fracção mínima do biogás total produzido num teste, não sendo por isso

necessário utilizar um factor de correcção. Imediatamente após as últimas medidas de

pressão, o biogás formado durante o teste é analisado, é medido o volume de vazio de cada

frasco e são medidos os sólidos voláteis contidos em cada frasco.

Figura 2.2 Transdutor de pressão portátil utilizado neste procedimento.

2.4.2.1 Meio basal (tampão anaeróbio)

O meio basal utilizado nos testes de actividade foi preparado de acordo com o método

de SHELTON E TIEDJE (1984), inicialmente modificado por REYNOLDS (1986) e posteriormente

por GEOGHEGAN (1989). Adiciona-se 1ml/l de uma solução de rezasurina (1g/l) e 0.5g/l de

Cisteína-HCl a água destilada. Após ajuste do pH a um valor de 7-7.2, pela adição de NaOH


ou HCl 8N, leva-se à ebulição até o indicador de resazurina mudar de cor rosa para incolor,

indicando que está em condições anaeróbias. A ebulição deve ser lenta para impedir que a

cisteína se converta em cistina, composto tóxico para as populações microbianas que se

pretendem caracterizar.

O meio é arrefecido em gelo, na presença de azoto e, quando se atinge uma temperatura

de cerca de 40-50ºC este gás é substituído por N2/CO2 (80/20) e adicionam-se 3.05g/l de

bicarbonato de sódio.

2.4.2.2 Substratos líquidos

Os substratos líquidos utilizados foram acetato, propionato , butirato e etanol. Foram

preparadas soluções “stock” destes substratos em concentrações 100 vezes superiores às de

trabalho. As soluções de acetato, propionato e etanol foram preparadas com uma

concentração de 3 M e a de butirato com 1.5 M. Todas as soluções “stock” foram

neutralizadas a pH 7, e armazenadas a 4 °C. Foi necessário reduzir a concentração de

butirato relativamente aos outros substratos devido ao seu mais alto potencial metanogénico

(2.5 moles de CH4 são formadas por mole de butirato enquanto que acetato e propionato

produzem 1 e 1.75 moles de CH4 respectivamente).

Procedimento experimental e cálculo da actividade metanogénica (substratos líquidos)

Cada teste com substratos líquidos envolve ensaios em triplicado com cada um dos

substratos líquidos e ainda um ensaio em branco, também em triplicado, num total de 12

frascos. O volume de trabalho é 12.5 ml e o volume total de 25 ml. A cada frasco,

previamente “lavado” com N2/CO2 (80/20) adicionam-se, em condições anaeróbias estritas,

volumes de biomassa e de tampão anaeróbio de tal modo que num volume total de trabalho

de 12.5 ml a concentração de sólidos voláteis (SV) esteja compreendida entre 2 e 5 g/l, e

preferencialmente próxima de 3 g/l. Os frascos são fechados com rolhas de borracha


butírica (nº 2048-11800, Belco glass Inc., Vineland, N.M.) e selados com cápsulas em alumínio

(nº 13214, Pierce, UK).

Os frascos são aclimatizados a 37 ºC com agitação a 150 rpm num agitador orbital (Braun

Certomat R) durante uma noite, tal como sugerido por DOLFING E BLOEMEN (1985).

Seguidamente adicionam-se 125 µl de substrato, excepto aos frascos relativos aos ensaios

em branco. Após remoção do excesso de pressão devida à degradação de substrato residual,

os frascos são incubados a 37 ºC e a 150 rpm.

Após uma hora de incubação nessas condições, inicia-se a medição da pressão

desenvolvida nos frascos (em mV). As leituras são repetidas com intervalos de 1 a 2 horas,

dependendo da velocidade de produção, dando-se especial atenção à fase inicial, que é a

considerada para cálculo da actividade metanogénica específica O teste considera-se

terminado quando a pressão deixar de variar, indicando que todo o substrato foi

consumido.

Após a análise do biogás produzido, utilizando o método descrito no sub-Capítulo 2.3.4, página 43, determina-se o volume de espaço vazio de cada frasco, por injecção de

uma quantidade conhecida de ar e por registo do correspondente aumento de pressão por

ml de ar injectado (mV/ml). Este procedimento é realizado em triplicado para cada frasco.

Por fim, determinam-se os sólidos voláteis presentes em cada frasco com a totalidade do

conteúdo dos mesmos.

Os valores de mV medidos, são representados graficamente em função do tempo e

calculam-se os respectivos declives na zona linear inicial, em mV por hora. Dividindo estes

declives pelos valores de mV/ml, correspondentes ao aumento de pressão em mV por ml

de ar injectado, exprimem-se os valores dos declives em ml de biogás produzido por hora

(ml/h). A percentagem de metano presente no biogás produzido durante os testes foi

determinada pela equação (2.2):

( )4%CH

VcVcVhMP ×+= (2.2)

em que


Vh é o volume de gás inicialmente presente no frasco (volume de vazio do frasco) Vc é o volume do biogás produzido durante o teste %CH4 é a percentagem de metano determinada no biogás contido em cada frasco no final do ensaio

sendo Vc e Vh calculados pelas equações (2.3) e (2.4), respectivamente:

mV/ml mV final,leitura Vc = (2.3)

mV/ml atm 1a entecorrespondmV emleitura

Vh = (2.4)

Multiplicando os ml de gás produzido numa hora por 24, pela percentagem de metano e

pelo factor de calibração do transdutor (FC) e dividindo o resultado pelos sólidos voláteis,

obtém-se o valor final da actividade metanogénica específica (equação (2.5))

Actividade metanogénica específica= SV

FCMP24ml/h ××× (2.5)

expressa em ml CH4@PTN/gSV.dia. FC representa um factor de calibração de cada

transdutor utilizado, e contempla a conversão dos valores para as condições normais de

pressão e temperatura (PTN) (Apêndice A). Aos valores de actividade assim obtidos

subtrai-se a actividade específica, calculada da mesma forma, para os brancos.

2.4.2.3 Substratos gasosos

Utiliza-se uma mistura de H2/CO2 (80/20 %v/v) como substrato para avaliar a

actividade metanogénica hidrogenofílica (COATES et al., 1996). Nos ensaios em branco

relativos a este substrato gasoso, utiliza-se uma mistura inerte de N2/CO2 (80/20).

Procedimento experimental e cálculo da actividade metanogénica (substratos gasosos)

Neste teste o volume de trabalho é de 12.5 ml e o volume total de 70 ml. Os

procedimentos de adição de biomassa, tampão e aclimatização a 37 °C durante uma noite

são semelhantes aos descritos no caso dos substratos líquidos. A conversão de H2/CO2 a


CH4 é acompanhada de um decréscimo de pressão que corresponde à transformação de 5

moles de H2 e CO2 em apenas uma mole de metano, segundo a reacção (2.6):

4H2+CO2→CH4 + 2H2O (2.6)

Pressurizam-se os frascos com a mistura reagente a 1 bar e segue-se a diminuição de

pressão ao longo do tempo. O decréscimo de pressão obtido, é directamente convertido em

ml de CH4 produzidos em cada ponto de registo de pressão, pela expressão (2.7):

( ) ( )4mV/mlnP1nP

(ml)4CH de Volume×

−−= (2.7)

onde P(n-1) e P(n) correspondem, respectivamente, aos mV lidos nos tempos n-1 e n. A

produção total de gás corresponde ao somatório do volume de CH4 produzido em cada

ponto.

A taxa inicial de produção de CH4 (ml/h) obtém-se por determinação do declive inicial

da representação gráfica do volume de CH4 produzido ao longo do tempo. A actividade

metanogénica hidrogenofílica específica determina-se pela equação (2.8):

Actividade metanogénica específica = SV

FC24/hmlCH4 ×× (2.8)

expressa em mlCH4@PTN./g SV.dia.

Os valores finais são obtidos após subtracção dos valores de actividade calculados do

mesmo modo para os ensaios em branco.

2.4.3 Testes de toxicidade metanogénica

O efeito de um inibidor na actividade específica de um grupo trófico específico do

consórcio, pode ser determinado por acompanhamento da produção de biogás, em frascos

selados onde, para além do substrato específico do grupo trófico, é adicionado o inibidor a

testar. O procedimento utilizado foi descrito por COLLERAN E PISTILLY (1994).


2.4.3.1 Meio basal (tampão anaeróbio)

O meio basal utilizado nos testes de toxicidade foi igual ao utilizado nos testes de

actividade metanogénica, descrito no sub-Capítulo 2.4.2, página 46.

2.4.3.2 Substrato

Dado que se pretendia avaliar o efeito do oleato de sódio sobre as bactérias

metanogénicas acetoclásticas, o substrato utilizado foi o acetato. A solução “stock” foi

preparada numa concentração 3M, 100 vezes superior à concentração de trabalho. Esta

solução foi neutralizada a pH 7 com NaOH e armazenada a 4 °C. Tal como descrito para os

testes de actividade, adicionou-se um volume de 125 µl num volume total de trabalho de

12.5 ml.

2.4.3.3 Inibidor

O inibidor testado foi o oleato de sódio. As soluções “stock” de oleato de sódio foram

preparadas em condições anaeróbias estritas, na presença de N2/CO2 (80/20). Prepararam-

se cinco soluções com concentrações de 1000, 3000, 5000, 7000 e 9000 mg oleato/l, 10

vezes concentradas relativamente às as concentrações de trabalho. Para facilitar a dissolução

do oleato de sódio as soluções já em frascos selados com rolhas de borracha e cápsulas

metálicas foram colocadas num banho de ultra sons durante aproximadamente 5 minutos. A

cada frasco do teste adicionou-se 1.25 ml de cada solução, correspondendo a concentrações

finais de 100, 300, 500, 700 e 900 mg de oleato/l.

Procedimento experimental e cálculo do índice de toxicidade:

Tal como no caso dos testes de actividade, os ensaios de toxicidade foram realizados em

triplicado, envolvendo um total de 21 frascos. Em 5 dos 7 grupos de três frascos adicionou-

se acetato e oleato nas concentrações já referidas e os outros dois trios de frascos

constituíram os brancos, sem substrato e sem inibidor, e os controlos, com substrato mas

sem inibidor.


O procedimento experimental e o cálculo da actividade foi idêntico ao descrito para os

testes de actividade metanogénica. Após aclimatização a 37 °C durante a noite, adicionaram-

se 125 µl de substrato (acetato) e 1.25 ml de cada uma das soluções “stock” de oleato.

Em alguns casos verificou-se a existência de uma fase de latência a preceder o início da

produção de metano. A duração desse período foi determinada graficamente tal como

exemplificado no esquema da Figura 2.3. Nesses casos, a produção inicial de metano era

nula ou da mesma ordem de grandeza da observada nos ensaios em branco, resultando

numa actividade metanogénica nula ou muito baixa.

Figura 2.3 Exemplo do cálculo gráfico da duração da fase de latência.

A toxicidade do oleato de sódio foi expressa em termos do índice de toxicidade (IC50)

que representa a concentração de oleato para a qual a actividade é reduzida a 50% da

actividade máxima (obtida para concentração nula de oleato). Este cálculo foi feito

graficamente tal como exemplificado na Figura 2.4.

Figura 2.4 Cálculo gráfico do índice de toxicidade (IC50).

Actividade acetoclástica (% da máxima)

Concentração de oleato

50

100

Fase de latência

IC50

tempo

Volume de metano


2.4.4 Testes de biodegradabilidade do oleato de sódio

Os testes de biodegradabilidade foram realizados para avaliar a capacidade da biomassa

biodegradar o oleato de sódio.

Meio basal (tampão anaeróbio)

Foi utilizado o mesmo tampão dos testes de actividade e que foi descrito no sub-Capítulo 2.4.2, página 46.

2.4.4.1 Substrato

O substrato utilizado foi o oleato de sódio nas mesmas concentrações dos testes de

toxicidade. Foram preparadas soluções “stock” tal como descrito no sub-Capítulo 2.4.3,

página 50.

Procedimento experimental e cálculo da taxa de produção de metano:

Os testes de biodegradabilidade do oleato de sódio foram realizados em duplicado,

correspondendo cada par de frascos a concentrações de 100, 300, 500, 700 e 900 mg

oleato/l. O procedimento foi semelhante ao descrito para os testes de actividade e

toxicidade. No final calculou-se a produção específica de metano de acordo com a equação

(2.9):

SV

FCMP24ml/h/gSV.dia)4CH(ml metano de especifica Produçao ×××= (2.9)

em que

ml/h representa a produção inicial de metano, MP é a percentagem de metano no biogás produzido durante o teste e calculada de acordo com a equação (2.2) FC é o factor de calibração do transdutor de pressão (Apêndice A) SV é o teor de sólidos voláteis presentes no frasco.

A duração das fases de latência observadas em alguns testes de biodegradabilidade foi

calculada graficamente de acordo com o esquema da Figura 2.3. Foram descontados, nos

valores da produção de metano, os valores calculados do mesmo modo para os ensaios em

branco.


2.5 Modo de operação

A operação dos digestores efectuou-se segundo três etapas de acordo com o tipo de

substrato fornecido. Na 1ª etapa, os digestores foram alimentados com leite magro numa

concentração de 2000 e de 4000 mgCQO/l. Após esse período a alimentação foi

gradualmente alterada para oleato de sódio, mantendo a carga orgânica aplicada constante

(2ª etapa). Por ultimo, na 3ª etapa, o oleato de sódio passou a constituir a única fonte de

carbono, a concentrações de 4000 e 8000 mgCQO/l. O tempo de retenção foi

gradualmente diminuído de 3 para 0.64 dias, ao longo de 44 dias, mantendo-se depois

constante até ao fim da operação. A recirculação em R2 e R3 efectuou-se, inicialmente, a

um caudal de 15 l/dia, passando para o dobro a partir do 224º dia.

Na Tabela 2.1 encontram-se registadas, em resumo, as condições de operação

características de cada uma das fases das três etapas, bem como a sua duração.

Tabela 2.1 Descrição das principais características de operação dos digestores e sua duração.

Tempo (dias)

Tipo de (mgC

substrato QO/l)

Condições de operação

características Etapa Leite magro Oleato de sódio I

0-44 44-80 80-94

2000 2000 4000

- - -

Diminuição do TRH de 3 para 0.64 dias. TRH constante. Aumento da carga orgânica em leite magro.

II

94-105 105-119 119-150

3000 2000 1000

1000 2000 3000

Carga orgânica e TRH constantes.

III

150-205 205-224 224-233

- - -

4000 8000 8000

Aumento da carga orgânica em oleato. Aumento do Qrecirculação de R2 e R3 para 30 l/dia

57

3. Resultados e Discussão

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO 58

3.1 Caracterização do inóculo

Tal como foi anteriormente referido, utilizaram-se dois tipos de biomassa com diferente

proveniência para inocular os digestores. De modo a facilitar a sua diferenciação, atribuiu-se

a designação de inóculo não adaptado à biomassa proveniente da operação de um filtro

anaeróbio alimentado com leite magro, e inóculo adaptado à biomassa proveniente da

operação de um digestor anaeróbio alimentado com lípidos e oleato. Os dois inóculos

foram caracterizados relativamente aos seguintes parâmetros: (i) actividade metanogénica

acetoclástica, hidrogenofílica, em propionato, butirato e etanol; ( oxicidade do oleato de

sódio sobre as bactérias metanogénicas acetoclásticas e (iii) capac

oleato.

3.1.1 Actividade metanogénica específica

De modo a avaliar o estado das populações microbianas pre

efectuaram-se testes de actividade metanogénica específica, r

envolvidas directamente na metanogénese (bactérias acetoclástic

três grupos tróficos intermediários do processo, nomeadamente

propionato, butirato e etanol. Ambos os inóculos apresentaram

propionato e butirato (Tabela 3.1), verificando-se que relativame

o inóculo não adaptado apresentava uma actividade consideravel

vezes superior em termos de actividade metanogénica acetoclást

superior em actividade metanogénica hidrogenofílica.

Tabela 3.1 Actividade metanogénica específica Actividade metanogénica es

(ml CH4@PTN/gSV.dsubstrato acetato propionato butirato Inóculo não adaptado 165.1±23.8 0 0 7Inóculo adaptado 20.6±4.7 0 0

ii) t

idade de biodegradação do

sentes nos dois inóculos,

elativamente às bactérias

as e hidrogenofílicas) e a

bactérias consumidoras de

uma actividade nula em

nte aos outros substratos,

mente superior: cerca de 8

e em etanol e 3 vezes
ica
pecífica ia) etanol H2/CO2 7.3±16.7 146.9±16.6 9.8±2.0 52.0±6.0


3.1.2 Toxicidade e capacidade de biodegradação do oleato de sódio

As bactérias metanogénicas acetoclásticas presentes na biomassa foram caracterizadas em

termos de sensibilidade ao oleato de sódio em ensaios “batch” utilizando o acetato como

substrato específico. Escolheu-se este grupo trófico para os estudos de toxicidade dada a

generalizada sensibilidade por estes exibida relativamente às condições operatórias adversas

e presença de tóxicos (COLLERAN, 1996), bem como o seu importante papel metabólico no

processo da digestão anaeróbia (GUJER E ZEHNDER, 1983). Na Figura 3.1 encontra-se

representada a produção de metano (por unidade de sólidos voláteis medidos no final do

ensaio) ao longo do tempo, nos testes de toxicidade efectuados aos dois inóculos. Verificou-

se que o inóculo não adaptado apresentava um comportamento do tipo diáuxico

caracterizado pela existência de dois patamares, sugerindo a degradação inicial do acetato

seguida da degradação do oleato. A produção de metano correspondente aos dois

patamares apresentou-se, no entanto, bastante variável, sem uma relação com as

concentrações de substratos adicionados, contrariando o pressuposto mecanismo de

degradação inicial do substrato mais facilmente degradável seguido da degradação do outro

após exaustão do primeiro. Isto poderá sugerir a existência de um mecanismo de

degradação mais complexo com fases de degradação preferencial de um substrato e fases de

degradação simultânea. As taxas iniciais de produção de metano na presença de oleato

apresentaram-se bastante inferiores comparativamente com a exibida pelo controlo (acetato

como único substrato), e praticamente invariáveis com o aumento da concentração de

oleato adicionado, não sendo observadas fases de latência precedendo a produção de

metano. No inóculo adaptado (Figura 3.1(b)) a velocidade inicial de produção de metano a

partir de acetato não foi tão afectada pela presença de oleato, comparativamente com o

controlo, revelando-se assim mais resistentes à variação da concentração deste tóxico.

No entanto, após este período inicial verificou-se a ocorrência de uma diminuição da

velocidade de produção de metano variável com a concentração de oleato adicionado.


0,0

100,0

200,0

300,0

400,0

500,0

600,0

700,0

800,0

0,0 100,0 200,0 300,0 400,0Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o (m

lCH 4

@PT

N/g

SV)

controlo100300500700900branco

Oleato (mg/l)

0,0

100,0

200,0

300,0

400,0

500,0

600,0

700,0

800,0

0,0 100,0 200,0 300,0 400,0Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o(m

lCH 4

@PT

N/g

SV)

Figura 3.1-Produção especifica de metano durante os testes de toxicidade efecadaptado, (b) inóculo adaptado.

A maior resistência do inóculo adaptado encontra-se evidenciada

representa, para os dois inóculos, a variação percentual da activid

(a

(b

)

500,0

controlo100300500700900branco

Oleato (mg/l)

)

500,0

tuados ao (a) inóculo não

na Figura 3.2, onde se

ade acetocástica com a


concentração de oleato. A toxicidade do oleato de sódio sobre as bactérias metanogénicas

acetoclásticas presentes nos inóculos não adaptado e adaptado expressou-se em termos de

índice de toxicidade-IC50 (concentração de oleato de sódio para a qual a actividade é 50%

da actividade máxima), obtendo-se um valor de 40 e 250 mg/l respectivamente.

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 200 400 600 800 1000

Concentração de Oleato(mg/l)

Act

ivid

ade

acet

oclá

stic

a(%

da

máx

ima)

Inóculo adaptado

Inóculo não adaptado

Figura 3.2-Toxicidade do oleato de sódio sobre as bactérias metanogénicas acetoclásticas presentes nos dois inóculos.

Na Figura 3.3 encontra-se representada a evolução da produção de metano resultante de

degradação do oleato nos testes de biodegradabilidade realizados aos dois inóculos.

Contrariamente ao verificado para a degradação de acetato e oleato (testes de toxicidade)

pelo inóculo não adaptado, observou-se a existência de elevadas fases de latência

antecedendo a produção de metano resultante da degradação apenas do oleato (testes de

biodegradabilidade). De forma análoga, e relativamente ao inóculo adaptado, a presença de

acetato como co-substrato demonstrou acelerar a degradação dos dois substratos,

conduzindo à existência de menores fases de latência antecedendo a produção de metano

resultante da degradação de acetato e oleato relativamente à resultante da degradação apenas

de oleato (Tabela 3.2).


0

100

200

300

400

500

600

700

0 100 200 300 400 500 600Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o(m

lCH 4

@PT

N/g

SV)

100

300

500

700

900

branco

Oleato (mg/l)

0

50

100

150

200

250

300

350

400

0 100 200 300 400Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o(m

lCH 4

@PT

N/g

SV)

(mg/l)

Figura 3.3- Produção especifica de metano durante os testes de biodegradabilidade enão adaptado, (b) inóculo adaptado

O inóculo adaptado exibiu por sua vez fases de latência anteceden

oleato de ordem inferior às verificadas no inóculo não adaptado, ob

(a)

(b

Oleato

500

100

300

500

700

900

branco

fectuados ao (a) inóculo

do a degradação do

servando-se ainda a

)


existência de um primeiro patamar de produção de metano aproximadamente constante,

também visível no ensaio em branco (sem adição de substrato). Este patamar que se atinge

entre as 40 e 60 horas, poderá corresponder à degradação de substrato residual,

possivelmente oleato adsorvido na biomassa, tal como sugerido por ALVES (1998). Em

termos de taxa de degradação de oleato apesar de para baixas concentrações de oleato (100-

300 mg/l) o inóculo não adaptado apresentar uma maior capacidade de degradação deste

relativamente ao inóculo adaptado, as diferenças são menos significativas na gama de altas

concentrações de oleato (Tabela 3.3).

Tabela 3.2 Duração das fases de latência observadas durante os ensaios de toxicidade e biodegradabilidade efectuados aos dois inóculos.

Fase de latência (horas) Toxicidade Biodegradabilidade

Oleato adicionado (mg/l)

Inóculo adaptado


Inóculo adaptado

100 33 127 122 300 81 132 122 500 111 192 142 700 135 220 150 900 168 295 173

Tabela 3.3-Comparação das taxas de degradação do oleato exibidas pelos dois inóculos em função da concentração de oleato adicionado.

Taxa de degradação de oleato (ml CH4@PTN/gSV.dia)

Oleato adicionado (mg/l)


Inóculo adaptado

100 20.9±1.0 4.0±5.5 300 27.9±12.9 8.3±4.3 500 15.9±8.3 14.1±2.5 700 18.1±2.1 20.9±1.0 900 19.0±4.0 10.0±3.1

Assim, apesar do inóculo não adaptado exibir uma actividade metanogénica bastante

superior, a vantagem decorrente da utilização do inóculo adaptado no tratamento de

efluentes com oleato poderá ser sugerida pela menor sensibilidade exibida relativamente à

presença deste tóxico. Além disso, e especialmente para concentrações superiores a 300

mg/l, conseguem-se velocidades de degradação da mesma ordem de grandeza da biomassa


não aclimatizada, mas com a vantagem da degradação se iniciar mais cedo (menores fases de

latência).

É importante referir que um longo período de tempo decorreu até a utilização dos dois

tipos de biomassa como inóculos para a realização do presente trabalho. Apesar da

biomassa não adaptada ter sido devidamente armazenada a 4ºC durante este período, a

biomassa adaptada permaneceu dentro do digestor, à temperatura ambiente e na ausência de

substrato, o que poderá ter conduzido a uma quebra significativa do número de

microrganismos do consórcio, desenvolvidos durante o período de aclimatização com

lípidos e oleato.

Este facto é evidenciado pela comparação dos resultados obtidos no teste de

biodegradabilidade efectuado ao inóculo adaptado (Figura 3.3 (b)), e à biomassa adaptada,

logo após o período de aclimatização (Figura 3.4).

0

200

400

600

800

1000

1200

1400

0 100 200 300 400 500 600 700Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

om

l CH

4@PT

N/g

SV

100 mg/l300 mg/l500 mg/l700 mg/l900 mg/lbranco

Figura 3.4 Ensaio de biodegradabilidade do ácido oleico efectuado à biomassa no final da aclimatização (adaptado de ALVES, 1998).

De facto, no final da aclimatização, a biomassa apresentava uma maior capacidade de

degradação do oleato, exibindo um máximo de 105.4±0.9 mgCQO-CH4/gSV.d para o

ensaio “em branco”, correspondente à degradação do oleato adsorvido (ALVES, 1998). Esta

Oleato:


de o apresentav -se imediata, m a o r ia de uma fase de latência antecedendo

a o de metan . No entant a adi oleato a esta biomassa supostamente

encapsulada com oleato conduzia a um atraso na degradação do oleato adsorvido, o qual

não se apresentava significativo para concentrações inferiores a 300 mg/l.

a

o

se

o,

ênc

de

cor

ção

gradaçã

produçã


3.2 Operação e desempenho dos digestores

A operação dos três estores ou-se e alelo nas mesmas condições

operatórias. Pretende-se co arar R1 c 2 no sen avaliar o efeito da recirculação

da biomassa no desempenho dos mesmos e R2 com

aclimatização do inóculo. O desempenho dos digesto

termos de CQO solúvel removido, AGV e SSV à saíd

experimentais encontram-se registados no Apêndievolução dos parâmetros operatórios em R1, R2 e R

durante as três etapas de funcionamento, e a Figura SSV nas correntes de saída dos mesmos. Na Tabencontram-se registados os valores médios de estado

operatórios relativos a cada uma das etapas de funcio

sua duração. Numa primeira etapa (I) efectuou-se o a

aumentos graduais da carga orgânica aplicada até atin

80º dia utilizando substrato contendo leite magro co

3.5(a) (b)). A composição do substrato fornecido

alterada (Etapa II), a partir do 94º dia, com a progre

oleato de sódio (Figura 3.5(b)), mantendo a carga

Durante estas duas etapas a performance dos trê

semelhante com eficiências de remoção superiores a 9

correntes de saída (Figura 3.5(a) e Figura 3.6(aapresentou-se, no entanto, ligeiramente inferior relat

este facto encontra-se relacionado com a menor

apresentada pela biomassa adaptada (Tabela 3.1), u

relativamente à biomassa não adaptada, com a qual s

dia o oleato passou a constituir a única fonte de ca

(Etapa II), inicialmente a uma concentração de 4000

do dia 205, 8000 mgCQO/l (Figura 3.5(b)).

m par

tido de

efectu

om R

dig

mp

R3 no sentido de avaliar o efeito da

res foi avaliado durante 233 dias em

a, e produção de metano. Os valores

ce B. A Figura 3.5 representa a

3 ao longo do tempo de operação,

3.6 a variação dos teores em AGV e

ela 3.4, Tabela 3.5 e Tabela 3.6

(pseudo)estacionário dos parâmetros

namento s digestores, bem como a

rranque dos três digestores através de

gir um valor de 6 kg CQO/m3.d no

mo única fonte de carbono (Figura aos três digestores foi gradualmente

ssiva substituição do leite magro por

orgânica total de entrada constante.

s digestores apresentou-se bastante

0% e baixos teores de AGV totais nas

)). A performance do digestor R3

ivamente a R1 e R2. Provavelmente,

actividade metanogénica específica

tilizada o inóculo neste reactor,

e inoculo 1 e R2. A partir do 150º

rbono a

mgCQO

com

u R

do

limentada aos três digestores

/l e posteriormente, a partir


0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 50 100 150 200 250Tempo (d)

Efic

iênc

ia d

e re

moç

ão d

e C

QO

so

lúve

l (%

)

0

5

10

15

20

Car

ga o

rgân

ica

aplic

ada

(kgC

QO

/m3.

d)

Eficiência(R1)

Eficiência(R2)

Eficiência(R3)

BV(R1)

BV(R2)

BV(R3)

0

1000

2000

3000

4000

5000

6000

7000

8000

9000

0 50 100 150 200 250Tempo (d)

CQ

O e

ntra

da (m

g/l)

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

3,0

3,5TR

H (d

)

CQO total

CQO oleato

TRH 1

TRH 2

TRH 3

Figura 3.5 Evolução dos parâmetros operatórios de R1, R2 e R3 ao longo do tempo de operação. Eficiência de remoção e carga orgânica aplicada (a), e CQO total e do oleato alimentado (b).

(a)

(b)

I II III (*) Etapas

Nota: (*) interrupção da operação.

Etapa I-leite magro como única fonte de carbono.

Etapa II-mistura de leite magro e oleato.

Etapa III-oleato como única fonte de carbono-


Durante esta última etapa verificou-se uma diminuição progressiva da eficiência dos três

digestores, acompanhada de um aumento da concentração de AGV totais à saída (Figura 3.5(a) e Figura 3.6(a)).

0

200

400

600

800

1000

1200

0 50 100 150 200 250Tempo (d)

AG

V à

said

a (m

gCQ

O/l)

R1R2R3

0

2000

4000

6000

8000

10000

12000

14000

16000

0 50 100 150 200 250Tempo (d)

Sólid

os à

sai

da (m

g SS

V/l)

R1R2R3

Figura 3.6 Evolução dos teores em AGV totais (a) e SSV (b) nas correntes de saídas dos digestores ao longo do tempo de operação.

III II I

(b)

(a)

Etapas


No digestor R3 este efeito foi menos sentido, apresentando-se mais estável e,

contrariamente ao verificado nas duas primeiras etapas, com maiores eficiências e menor

teor de AGV à saída, relativamente a R1 e R2. Este facto pode ser explicado pela menor

sensibilidade ao oleato apresentada pelo inóculo adaptado (inóculo de R3) (Figura 3.2).

No 167º dia, assinalado na Figura 3.5(a) por uma seta, a operação dos digestores foi

interrompida por um período de 15 dias, procedendo-se ao armazenamento destes a 4ºC. O

rearranque dos três digestores efectuou-se, nas mesmas condições de operação em que estes

se encontravam antes, sem que se verificasse grande destabilização da performance dos

mesmos, com excepção do digestor R2 que apresentou uma súbita descida da eficiência de

remoção até um valor de 52%, retornando às condições anteriores após cinco dias.

Tabela 3.4 Valores médios de estado (pseudo)estacionário dos parâmetros operatórios relativos a cada uma das etapas de funcionamento de R1.

Tempo

(dias)

TRH

(dias)

CQO à entrada (mg/l)

Carga Orgânica Aplicada

(kgCQO/m3.d)

CQOsol à saída (mg/l)

CQOtot à saída (mg/l)

Eficiência de remoção

(%)

CH4

(%)

Biogás

(m3/m3.d)

SSV à Saída (mg/l)

[1-6] 3.15 2200 0.70 198 521 90.9 (*) (*) 228 (±0.06) (±73) (±0.03) (±54) (±144) (±2.8) (±108)

[6-29] 1.54 1.43 162 338 92.7 48.9 (*) 124 (±0.02) (±0.05) (±60) (±65) (±2.7) (±11.9) (±63)

I [29-44] 0.99 2.22 146 409 94.3 61.5 (*) 186 (±0.01) (±0.08) (±18) (±33) (±0.5) (±1.2) (±26)

[44-80] 0.64 3.44 118 1040 94.1 60.7 1.22 649 (±0.01) (±0.13) (±19) (±205) (±0.9) (±2.8) (±0.10) (±145)

[80-94] 3839 6.00 209 1341 94.5 60.5 2.39 798 (±65) (±0.14) (±94) (±488) (±2.6) (±1.4) (±0.14) (±350)

[94-105] 254 2768 93.4 60.1 2.57 1770 (±22) (±490) (±1.0) (±1.3) (±0.11) (±345)

II [105-119] 339 8415 90.8 55.9 2.26 5687 (±26) (±2387) (±1.0) (±4.3) (±0.07) (±1681)

[119-150] 312 17278 91.9 65.5 1.04 12019 (±25) (±2557) (±0.7) (±3.0) (±0.05) (±1801)

[150-205] 634 16903 83.4 70.5 1.05 11457 III (±77) (±1839) (±2.3) (±2.7) (±0.09) (±1296)

[205-233] 7979 12.47 2027 16097 74.6 66.7 1.22 9908 (±61) (±0.22) (±309) (±2894) (±4.0) (±2.7) (±0.06) (±2050) (*) não determinado



Tempo

(dias)

TRH

(dias)



(kgCQO/m3.d)




(%)

CH4

(%)

Biogás

(m3/m3.d)


[1-6] 3.29 2200 0.67 165 371 92.4 (*) (*) 145 (±0.08) (±73) (±0.03) (±37) (±40) (±2.1) (±39) [6-29] 1.56 1.41 181 442 91.9 38.4 (*) 184 (±0.02) (±0.05) (±51) (±69) (±2.2) (±4.1) (±60)

I [29-44] 1.01 2.18 133 402 94.8 55.4 (*) 190 (±0.01) (±0.08) (±19) (±4) (±0.6) (±8.1) (±13) [44-80] 0.64 3.44 121 564 93.9 60.7 1.04 312 (±0.01) (±0.13) (±19) (±261) (±0.9) (±3.8) (±0.36) (±184) [80-94] 3839 6.00 324 773 92.8 60.5 2.36 316 (±65) (±0.14) (±78) (±182) (±3.1) (±6.6) (±0.27) (±139)

[94-105] 298 915 92.3 71.1 2.82 435 (±45) (±98) (±1.1) (±3.8) (±0.25) (±76)

II [105-119] 204 853 94.5 64.8 2.32 457 (±15) (±234) (±0.2) (±2.7) (±0.19) (±165) [119-150] 257 1284 93.3 67.2 1.55 723 (±75) (±295) (±2.0) (±2.5) (±0.14) (±214)

205] 707 81.7 68.5 1.45 1501 (±91) (±2.4) (±3.9) (±0.16) (±371)

III [205-224] 79 (± [224-233] 79 (±

(*) não determinado

Relativamente à cap

(Figura 3.6(b)) verific

os teores em SSV à saí

diferenças significativa

alimentação (Etapa II

aumento bastante acen

ser consequência da

eliminação por lavage

recirculação de bioma

evidenciando a potenc

à minimização do efei

alimentação passou a

79 12.47 1564 61) (±0.22) (±195)

79 12.47 2403 61) (±0.22) (±275)

acidade de retenção de biom

ou-se que, enquanto foram ali

da, exibida pelos três digestore

s entre si. No entanto, qua

), mantendo constante a car

tuado dos teores de SSV na c

adsorção do oleato na biom

m tal como foi referido por

ssa, o efeito de “washout” da

ialidade da utilização de recirc

to de “washout”. O mesmo se

ser unicamente constituída p

2838 (±519)

[150-

9575 80.4 68.3 1.33 5642 (±1525) (±2.6) (±6.7) (±0.09) (±1083)

9870 69.9 64.8 1.40 5259 (±951) (±1.6) (±2.5) (±0.10) (±697)

assa apresentada pelos três digestores

mentados só com leite magro (Etapa I)

s, se mantinham bastante baixos e sem

ndo se passou a adicionar oleato na

ga orgânica aplicada, observou-se um

orrente de saída de R1. Este facto pode

assa, tornando-a flutuante e sujeita a

HWU (1997). Em R2 e R3, ambos com

biomassa não foi muito significativo,

ulação da biomassa no que diz respeito

verificou durante a etapa III, quando a

or oleato, observando-se um aumento


bastante significativo do “washout” da biomassa de R2 e R3 (perto de 200%) quando a carga

orgânica em oleato foi aumentada para 12.5 kgCQO/m3.d. Durante esta última etapa os

teores em SSV à saída de R1 apresentaram grande variação, mantendo-se em valores médios

bastantes elevados, da ordem dos 10 a 12 gSSV/l, (Tabela 3.4).

Com o aumento da velocidade de recirculação em R2 e R3 para aproximadamente o

dobro (dia 224), não se verificaram alterações significativas no desempenho dos dois

digestores, com excepção de uma diminuição considerável do teor de SSV à saída de R3

(Tabela 3.6).


Tempo

(dias)

TRH

(dias)



(kgCQO/m3.d)




(%)

CH4

(%)

Biogás

(m3/m3.d)


[1-6] 3.19 2200 0.69 169 383 92.2 (*) (*) 151 (±0.13) (±73) (±0.04) (±44) (±61) (±2.5) (±53) [6-29] 1.52 1.45 143 341 93.6 33.7 (*) 139 (±0.02) (±0.05) (±25) (±17) (±1.2) (±12.4) (±21)

I [29-44] 1.00 2.20 180 451 93.0 53.8 (*) 191 (±0.01) (±0.08) (±40) (±55) (±1.4) (±5.0) (±48) [44-80] 0.64 3.44 205 925 89.7 57.1 1.60 507 (±0.01) (±0.19) (±43) (±300) (±2.1) (±5.0) (±0.05) (±213) [80-94] 3839 6.00 500 1288 86.8 57.6 2.25 555 (±65) (±0.14) (±92) (±487) (±2.6) (±9.0) (±0.02) (±349)

[94-105] 372 1267 90.6 65.0 2.53 630 (±99) (±143) (±2.0) (±9.0) (±0.30) (±123)

II [105-119] 340 2348 90.8 67.7 2.44 1414 (±22) (±798) (±0.4) (±4.9) (±0.14) (±562) [119-150] 287 2196 92.5 68.7 1.80 1344 (±95) (±275) (±2.5) (±2.9) (±0.18) (±205)

[150-205] 423 2286 89.0 73.4 1.40 1312 (±55) (±350) (±1.5) (±1.8) (±0.13) (±250)

III [205-224] 7979 12.47 1264 8680 84.2 72.1 1.89 5223 (±61) (±0.22) (±257) (±798) (±3.1) (±3.1) (±0.31) (±591) [224-233] 7979 12.47 1809 3803 77.3 73.1 1.48 1404 (±61) (±0.22) (±307) (±189) (±4.0) (±4.5) (±0.08) (±254)

(*) não determinado

Na Figura 3.7 encontra-se representada a variação da concentração média dos AGV à

saída a um dos d res durante as etapas II e
igesto III. em cad


Tabela 3.7 Valores médios dos teores de AGV obtidos à saída dos digestores R1 R2 R3

Tempo (dias)

Acet. (mg/l)

Prop. (mg/l)

AGVtotais (mgCQO/l)

Acet. (mg/l)

Prop. (mg/l)

AGVtotais (mgCQO/l)

Acet. (mg/l)

Prop. ((mg/l)

AGVtotais (mgCQO/l)

[44-80] 25.1 0 26.8 37.7 0 40.2 54.2 36.9 113.6 I (±2.8) (±3.0) (±13.2) (±14.1) (±10.0) (±10.8) (±19.5) [80-94] 37.8 52.4 119.5 62.2 73.0 176.6 78.3 75.7 197.9 (±18.8) (±26.7) (±45.0) (±29.1) (±37.2) (±64.2) (±30.9) (±35.6) (±63.1) [94-105] 47.7 33.9 102.1 74.8 58.4 168 90.7 66.3 196.9 (±8.3) (±10.6) (±18.3) (±9.6) (±27.4) (±42.6) (±21.5) (±35.2) (±57.9)

II [105-119] 40.8 0 124.2 39.0 0 41.6 71 26.1 115.2 (±15.0) (±102.3) (±4.8) (±5.1) (±2.2) (±12.5) (±19.0) [119-150] 45.6 22.6 82.8 40.6 0 43.3 46.1 0 49.2 (±20.5) (±13.6) (±30.0) (±9.7) (±10.4) (±13.0) (±13.9)

[150-205] 192.8 0 205.7 226.3 0 241.5 111.2 0 118.7 (±30.9) (±33.0) (±51.4) (±54.8) (±35.6) (±38.0)

III [205-224] 535.1 21.6 603.6 412.8 0 440.5 648.3 0 691.7 (±56.3) (±11.1) (±62.4) (±86.7) (±92.5) [224-233] (±109.2) (±116.5) 409.9 76.4 552.7 519.6 0 554.4 (±350.2) (±49.6) (±381.1) (±95.0) (±101.4)

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

0 2 4 6 8 10 12 14Carga orgânica em oleato (kgCQO/m3.d)

AG

V à

said

a (m

gCQ

O/l)

R1 R2

R3

Figura 3.7-Comparação da variação da concentração média de AGV totais à saída de cada digestor com a carga orgânica em oleato aplicada durante as etapas II e III de operação.

Durante a etapa II, em que a carga orgânica aplicada se manteve constante, mas a

concentração leato aumentou, observou-se um decréscimo dos níveis de AGV à saída

II III Etapas

de o


dos digestores, sugerindo a não ocorrência de inibição das bactérias metanogénicas com

consequente acumulação de AGV. No entanto, quando a alimentaçã ssou a conter

oleato como única fonte de carbono (Etapa II) este efeito inibitório com

se, principalmente em R1 e R2, tornando-se mais evidente com o

orgânica em oleato (CQO da alimentação=8000mgCQO/l). Na etapa

nível de acumulação de AGV, entres os três digestores não se a

significativas. No entanto, durante esta última etapa é possível ver

inoculado com biomassa previamente exposta a lípidos e oleato (inóc

efeito é menos sentido, o que poderá ser resultado de uma degradação

mesmos por parte da população metanogénica ou de uma menor form

decorrent namento da população acetogénica.

A pos inibição das bactérias acetogénicas

oxidação implicaria a acumulação de substrato não acidificado nos dige

dos teores em substrato não acidificado (fracção de CQO referente à

teores em CQO solúvel e CQO dos AGV (acetato e propionato)) à sa

durante as duas últimas etapas encontra-se representada na Figura 3.concentração de oleato foi gradualmente aumentada, mantendo a carga

(etapa II), os teores em substrato não acidificado nas correntes de

apresentaram, também, um aumento gradual. Contrariamente, em R3,

diminuição dos mesmos, durante esta etapa. Com a eliminação d

alimentação (etapa III) este efeito tornou-se mais visível em R1

praticamente insignificante em R3. O aumento da carga orgânica em olea

acumulação de substrato não acidificado bastante significativa, princ

sugerindo a ocorrência de uma maior inibição da população acetogé

relativamente a R2 e R3, ambos com recirculação. O efeito de diluição d

utilização de recirculação poderá estar relacionado com esta constatação,

menor inibição das bactérias acetogénicas.

Verificou-se ainda que, para a última carga em oleato aplicada (12.5 kg

II III Etapas

o pa

eçou a fazer sentir-

aumento da carga

II as diferenças, a

presentaram muito

ificar que em R3,

ulo adaptado), este

mais eficiente dos

ação dos mesmos,

envolvidas na β-

e de um deficiente funcio

sibilidade de haver uma

stores. A evolução

diferença entre os

ída dos digestores,

8. À medida que a

orgânica constante

saída de R1 e R2

foi verificada uma

o co-substrato na

e R2, apesar de

to conduziu a uma

ipalmente em R1,

nica neste digestor

a carga tóxica pela

conduzindo a uma

CQO/m3.d), os


0,00

0,20

0,40

0,60

0,80

1,00

1,20

1,40

1,60

1,80

0 2 4 6 8 10 12 14Carga orgânica em oleato (kgCQO/m3.d)

Subs

trat

o nã

o ac

idifi

cado

(kgC

QO

/l)R1

R2

R3

Figura 3.8 Comparação da variação da concentração de substrato não acidificado nas correntes de saída de cada um dos digestores com a carga orgânica em oleato aplicada durante as etapas II e III de operação.

teores em oleato à saída dos digestores se apresentavam em concentração bastante inferior

ao limite de detecção -20 mg/l, evidenciando a eficiente remoção deste do meio líquido. A

análise dos cromatogramas obtidos (como descrito no sub-Capítulo 2.3.5 página 44)

permitiu, também, verificar a existência de compostos intermediários da sua degradação, tal

como se pode verificar na Figura 3.9. A quantificação dos vários ácidos resultantes da

degradação do oleato seria de grande valor na avaliação da extensão da degradação do

oleato nos digestores. Esta não se tornou possível no decorrer deste trabalho.

No presente trabalho atingiram-se concentrações bastante elevadas de oleato. Sabe-se, no

entanto, que a presença de iões cálcio baixa a concentração de AGCL na forma solúvel,

devido à formação de precipitados de oleato de cálcio, reduzindo o efeito inibitório do

mesmo (HANAKI et al., 1981). A concentração de oleato que permanece em solução relaciona-

se com a concentração inicial do mesmo, com a concentração de iões cálcio adicionada, e

com o produto de solubilidade do sal oleato de cálcio (ROY et al., 1985).

AGV


Figura 3.9 Composição em ácidos gordos da corrente de saída de R1 no 224º dia.

Dado que cada ião diva fixa teoricamente du léculas de oleato, para razões

molares inferiores a 2 a precipitação de todo o oleato a

al. (1985) verificaram que para razões molares de AG

estearato em ensaios “batch” não ocorria, mas que

esse valor se observava a total inibição em culturas

Admitindo que o ião magnésio possa exibir um

determinaram-se os valores da razão molar oleato/(C

presente trabalho (Tabela 3.8). Estes foram calculad

cálcio presente no leite (120 mg/l) e na água da tornei

nos macronutrientes. Pode observar-se que, com exc

dia, a concentração de oleato alimentado durante o r

razão molar estequiométrica 2, relativamente aos iõe

oleato terá precipitado sob a forma de sais de oleato d

cálcio e magnésio adicionados precipitaram quantid

concentrações que permanecem “livres” no seio líquid

ser observado na Tabela 3.8.

Oleato

(Nota: P.I.-padrão interno.)

as mo
lente
limentado tornar-se-ia possível. ROY et

CL/Ca2+ inferiores a 2 a inibição do

para razões ligeiramente superiores a

enriquecidas em bactérias sintróficas.

efeito semelhante ao ião cálcio

a2++Mg2+) existentes no decorrer do

os considerando as contribuições do

ra (30 mg/l), e do magnésio fornecido

epção do período entre o 95º e 105º

estante tempo de operação excedeu a

s divalentes. Assim, apenas parte do

e cálcio. Se se considerar que todo o

ades estequiométricas de oleato, as

o atingem 1948 mg/l, tal como pode


Tabela 3.8 Razão molar oleato/(Ca2+ +Mg2+ ) alimentada ao longo da operação.

Etapa

tempo, dias

Razão molar oleato/(Ca2++Mg2+)

Oleato não precipitado (mg/l)

95-105 1.00 0.0

II 105-119 2.03 10.5

119-150 3.11 355.0

150-205 4.23 701.0 III

205-233 6.79 1948.0

Este valor é significativamente superior ao indice de toxicidade calculado para os inóculos

(40 e 250 mg/l) (Figura 3.2) Este facto poderá, em parte, justificar a inibição das

populações metanogénica a também acetogénica já referidas na discussão da Figura 3.7 e

Figura 3.8. Convém referir, no entanto, que as concentrações em oleato que se atingiu no

presente trabalho são significativamente superiores aos valores que geralmente ocorrem em

efluentes da indústria de lacticínios. De um modo aproximado, considerando que 44% (em

CQO) do leite é matéria gorda (HANAKI et al., 1981) e ainda que a hidrólise desta matéria a

AGCL não reduz o conteúdo em CQO, os teores lipídicos de um efluente lácteo,

assumindo um valor médio de 4000 mgCOQ/l, serão aproximadamente 1700 mgCQO/l.

No presente trabalho, este valor de concentração corresponderia a uma carga aplicada em

oleato de 3 kgCQO/m3.d, para a qual se verifica uma elevada eficiência de remoção, baixos

teores de AGV e de substrato não acidificado, bem como um elevado rendimento em

metano. Assim, este processo poderá ser aplicado no tratamento deste tipo de efluentes.

O restante oleato removido do meio líquido será resultante da ocorrência de

biodegradação e adsorção à biomassa. A ocorrência do fenómeno de adsorção dos AGCL

encontra-se evidenciada em vários estudos referidos na literatura. RINZEMA (1988) constatou

que além da acumulação de um precipitado de sais de AGCL no leito de lamas de um

UASB, se verificava a existência de agregados de biomassa encapsulados pelos referidos

precipitados. Já anteriormente, HANAKI et al. (1981) observara que os AGCL provenientes da

degradação de um substrato com lípidos aderiam à biomassa em menos de 24 horas. HWU

(1997) efectuou estudos de adsorção do ácido oleico na biomassa granular, concluindo que,


apó orção, existia desorção induzida pe dução e libertação do biogás.

Rec te ALVES (199

oleato como única fonte d

devida a substrato residu

estado de encapsulação.

lípidos num UASB, SAYED

verificando uma retençã

discrepância entre a remo

A evolução do rendim

dos três digestores encont

0

50

100

150

200

250

300

350

400

450

0 2Car

LCH

4/kgC

QO

rem

ovid

o

Figura 3.10 Comparação doscarga orgâni

Em termos comparati

apresentou durante todo e

Etapas

uma

8) observou que a biomassa

e carbono apresentava uma

al, quando incubada em reac

Ao estudarem o tratamento

et al. (1987) concluíram que

o de CQO no digestor,

ção de CQO solúvel e a prod

ento em metano durante as d

ra-se representada na Figura

4 6 8ga Orgânica Aplicada em oleato

rendimentos em metano obtidosca em oleato aplicada durante as e

vos observa-se que o digesto

ste período, um menor rend

II

la pro

caracterizada após alimentação com

s a ads

entemen

elevada taxa de produção de metano

tor fechado a 37ºC, sugerindo o seu

anaeróbio de um efluente rico em

o rendimento em metano era baixo,

evidenciada pela existência de uma

ução de metano.

uas últimas etapas de funcionamento

3.10.

10 12 14 (kgCQO/m3.dia)

R1

R2

R3

para cada um dos digestores em função da tapas II e III de operação.

r R1, sem recirculação de biomassa,

imento em metano.

III


HWU (1997) refere a vantagem decorrente da recirculação da biomassa arrastada por

“washout”, em termos de aumento da eficiência do sistema, dada a elevada capacidade de

biodegradação de oleato apresentada pela mesma.. Por outro lado, o aumento da velocidade

ascensional do líquido promove o efeito de mistura dentro do digestor permitindo a

libert do biogás aprisionado nos agreg s de biomassa. O efeito de diluição da carga

tóxica

bacté

anteri

estas

de bi

tratam

No

utiliza

aume

De

um a

solúv

aplica

fracçã

maior

maior

digest

inócu

de qu

oleato

digest

ação

pela utilização de recirculação pode

rias matanogénicas, responsáveis dire

ormente. O digestor R3, apresentou

duas etapas, evidenciando a vantagem

omassa e utilização de um inóculo

de efluentes com elevada carga

s três digestores é observada uma d

da para produção de metano à m

nta, sugerindo a retenção de parte da

facto, através do balanço aos fluxo

umento da carga em CQO retida ( d

movida e a carga em CQO de m

da (Figura 3.11). A carga orgânica

o de CQO removido que se transfor

em R1, seguido de R2 e por último

acumulação de substrato no meio de

or sem recirculação, e pelo menor a

lo adaptado para elevadas concentraç

e durante este período de operaç

/(Ca2++Mg2+), foi excedido, esta

ores sugere a sua retenção por adsorç

ado

rá, também, conduzir a uma menor inibição das

ctas da produção de metano, tal como verificado

-se, de uma forma geral mais eficiente durante

decorrente do efeito combinado da recirculação

aclimatizado no desempenho dos digestores, no

leato.
ento em o
iminuição da fracção de carga orgânica removida

edida que a carga orgânica em oleato aplicada

carga orgânica alimentada nos digestores.

s de carga em termos de CQO pode verificar-se

eterminada pela diferença entre a carga de CQO

o produzido) em função da carga em oleato
el re etan
designada por “carga orgânica retida” inclui a

mou em biomassa. Esta acumulação apresenta-se

R3. Este facto poderá estar relacionado com a

corrente do menor efeito de mistura existente no

traso da degradação do oleato apresentado pelo

ões do mesmo (Tabela 3.2). Atendendo ao facto

ão o valor estequiométrico 2, da razão molar

elevada acumulação de carga em CQO nos

ão na biomassa.


0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

0 2 4 6 8 10 12 14

Carga orgânica aplicada em oleato (kgCQO/m3.d)

Car

ga o

rgân

ica

retid

a (k

gCQ

O/m

3 .d)

R1

R2

R3

Figura 3.11 Evolução da carga orgânica retida em cada um dos digestores com a carga orgânica aplicada em oleato durante as etapas II e III de operação.

O estado de encapsulação da biomassa nos digestores parece ser também sugerida pela

inspecção visual da biomassa em microscópio óptico de fluorescência (Figura 3.12, Figura 3.13, Figura 3.14). Após se ter alimentado oleato aos três digestores verificou-se a

existência de zonas esbranquiçadas que pareciam envolver os agregados de biomassa

(Figura 3.12(1a), (2a) e (3a)). Em fluorescência, estas demonstravam diminuir a

intensidade da autofluorescência exibida pelas populações metanogénicas (Figura 3.12(1b), (2b) e (3b)), sugerindo a existência de uma camada opaca, actuando como uma barreira às

emissões de luz. Estas zonas não eram visíveis nos agregados de biomassa presentes nos

digestores durante a etapa em que foram alimentados unicamente com leite magro (etapa I)

tal como se pode verificar na Figura 3.13 (2a) e (2b).

II III Etapas


Figura 3.12 Fotografias obtidas num microscópio óptico de fluorescência com uma ampliação de 400 vezes da biomassa presente em R1 (119º dia), R2 e R3 (150º dia): campo normal(a), fluorescência(b)

No entanto, na biomassa de R3, estas zonas eram também visíveis durante este período

(Figura 3.13(3a) e (3b)). Este facto poderá estar relacionado com a existência de oleato

adsorvido, resultante da prévia aclimatização com lípidos e oleato, sugerida anteriormente

no ensaio de biodegradabilidade efectuado ao inóculo adaptado (Figura 3.3, página.60).

(1a) (1b)

(2a) (2b)

(3a) (3b)


Figura 3.13 Fotografias obtidas num microscópio óptico de fluorescência com uma ampliação de 400 vezes da biomassa presente em R2 e R3 (94º dia): campo normal(a), fluorescência(b)

Na última etapa de funcionamento dos digestores (etapa III), em que a alimentação era

constituída por oleato como única fonte de carbono a biomassa dos digestores apresentava-

se mais granulosa e esbranquiçada. Verificava-se ainda a existência de uma espécie de matriz

envolvente, bem como com uma menor intensidade de autofluorescencia (Figura 3.14).

Figura 3.14 Fotografias obtidas num microscópio óptico de fluorescência com uma ampliação de 400 vezes da biomassa presente em R2 (188º dia): campo normal(a), fluorescência(b)

(3a) (3b)

(2a) (2b)

(a) (b)


3.3 Caracterização da biomassa no final da operação

No final da operação os digestores foram abertos e as fracções de biomassa aderida e

oclusa retidas, foram determinadas de acordo com o procedimento descrito no sub-Capítulo 2.4.1, página 45. Os resultados foram expressos em termos de biomassa total

acumulada (gSV/l reactor), biomassa oclusa (gSV/l de vazio da matriz) e biomassa aderida

(gSV/ m2 de suporte), e encontram-se registados na Tabela 3.9. De uma forma geral a

quantidade de biomassa retida nos três digestores não apresentou diferenças significativas.

Dado o elevado índice de “washout” verificado durante o período de operação de R1 seria de

esperar que este digestor apresentasse uma menor retenção de biomassa. Por outro lado, foi

também verificada uma maior retenção de carga orgânica (carga orgânica removida não

utilizada para a produção de metano) neste digestor a qual poderá ter sido utilizada para

produção de biomassa ou sido adsorvida na mesma. Os valores dos sólidos voláteis totais

devem, no entanto, ser analisados com reservas, dado que representam toda a matéria

orgânica, incluindo possível oleato adsorvido na biomassa.

Tabela 3.9 Biomassa aderida, oclusa e total em R1, R2 e R3 ± intervalo com 95% de confiança. (diferença percentual positiva entre RI e RII).

Biomassa aderida (gSV/m2)

Biomassa oclusa (gSV/l vazio da matriz)

Biomassa total (gSV/l reactor)

R1 8.97(±1.09) 22.8(±4.66) 22.0(±4.28)

R2 7.7(±0.14) 26.25(±3.84) 25.0(±3.53)

R3 5.54(±1.50) 23.03(±1.01) 21.8(±0.94)

Em termos de biomassa aderida, é possível verificar que o digestor R3 (inoculado com

biomassa adaptada) desenvolveu um biofilme menos espesso relativamente aos outros

digestores. Num trabalho anterior ALVES (1998) verificou que a presença de lípidos induziu

uma menor concentração em termos de biofilme aderido ao suporte. A existência de uma

“memoria” microbiana por parte da biomassa adaptada, capaz de reter durante longos


períodos de tempo o potencial adquirido durante a aclimatização (SPEECE, 1995), poderá,

assim, justificar a menor espessura do filme desenvolvida em R3. A menor concentração de

sólidos do biofilme desenvolvido em R2 relativamente a R1 poderá estar relacionada com a

maior velocidade intersticial aplicada neste digestor (recirculação da biomassa) que, tal como

referido por VIEIRA et al. (1994) conduz à formação de biofilmes menos espessos, embora

mais compactos.

A biomassa oclusa desenvolvida nos digestores foi car erizada relativamente aos

mesmos parâmetros que as biomassas utilizadas para inóculo

metanogénica específica em acetato, propionato, butirato, et

capacidade de biodegradação do oleato. Dada a elevada pro

nos testes de toxicidade e biodegradabilidade, não se tornou

até ao final da produção do mesmo, na medida em que pressã

pelos frascos de incubação utilizados.

Na Figura 3.15 encontra-se representada a evolução

específica em acetato, etanol e H2/CO2 apresentada pelas b

relativamente à apresentada pelos respectivos inóculos.

0

50

100

150

200

250

300

350

400

acetato etanol H2

Act

ivid

ade

met

anog

énic

a es

pecí

fica

(mlC

H4@

PTN

/gSV

.d)

Figura 3.15 Comparação da actividade metanogénica específica exibida peda operação dos digestores.

act

, nomeadamente, actividade

anol e H2/CO2, toxicidade e

dução de metano decorrente

possível o acompanhamento

o gerada já não era suportada

da actividade metanogénica

iomassas dos três digestores

Inóculo nãoadaptado

Inóculoadaptado

R1

R2

R3

/CO2

la biomassa dos inóculos e no fim


Em propionato e butirato a actividade metanogénica específica apresentou-se nula, tal

como se observara com os respectivos inóculos. Em termos de actividade acetoclástica e em

etanol verificou-se que o contacto com oleato conduziu a uma diminuição significativa das

mesmas. A diminuição da actividade metanogénica específica após o contacto com oleato já

tinha sido verificado por ALVES (1998), que atribuiu este efeito nefasto da presença do oleato

na actividade metanogénica específica decorrente da combinação do efeito inibitório que

afecta o metabolismo celular e da adsorção na parede celular e, por um lado dificulta o

transporte de substratos e produtos e, por outro aumenta os valores de sólidos voláteis,

diminuindo indirectamente o valor medido para a actividade. A actividade hidrogenofílica

desenvolvida pela biomassa de R1 e R2 (inoculados com biomassa não adaptada) aumentou

ligeiramente durante a operação. No entanto, em R3 o aumento da actividade

hidrogenofílica foi muito significativo, atingindo um valor cerca de duas vezes superior aos

registados para as biomassas de R1 e R2. O efeito de aclimatização da biomassa pode ter

potenciado o desenvolvimento de uma população hidrogenofílica mais activa. A existência

duma elevada actividade metanogénica em H2/CO2 é essencial para manter os baixos níveis

de hidrogénio que devem existir nos digestores anaeróbios. O vado valor obtido em R3

para esta actividade pode indicar que a transferência de rogénio inter-espécies é

estimulada nesta biomassa, por comparação com as outras b

outro lado, sabe-se que a resistência das bactérias metanogéni

de sódio é mais elevada do que a das bactérias acetoclástica

1998), o que pode justificar a drástica diminuição da activi

operação e o aumento verificado para a actividade em H2/CO2

A elevada sensibilidade das bactérias acetoclásticas ao oleat

obtidos na realização do teste de toxicidade, nos quais se ve

actividade acetoclástica para a menor concentração de oleato

entanto, há que ter em conta que esta avaliação se efectuou em

actividade acetoclástica exibida na ausência de oleato, a qual

nula para as três biomassas (Figura 3.15). Por outro lado, pela

ele

hid

qu

iomassas caracterizadas. Por

cas hidrogenofílicas ao oleato

s (HANAKI et al., 1981, ALVES,

dade acetoclástica durante a

após contacto com oleato.

o é sugerida pelos resultados

rificou uma total inibição da

adicionado (100 mg/l). No

termos comparativos com a

se apresentava praticamente

observação da Figura 3.16


0

100

200

300

400

500

600

700

0 100 200 300 400 500Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o (m

lCH

4@PT

N/g

SV) 100

300

500

700

900

controlo

branco

Oleato (mg/l)

0

100

200

300

400

500

600

700

0 100 200 300 400 500Tempo (horas)

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o(m

lCH

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SV) 100

300

500

700

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controlo

branco

Oleato (mg/l)

0

100

200

300

400

500

600

700

800

900

0 100 200 300 400 500Tempo (horas)

Prod

ução

esp

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ca d

e m

etan

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lCH

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N/g

SV) 100

300

500

700

900

controlo

branco

Oleato (mg/l)

Figura 3.16 Produção especifica de metano durante o teste de toxicidade efectuado no fim da operação à biomassa desenvolvida em: (a) R1, (b) R2 e (c) R3.

(a)

(b)

(c)


0

100

200

300

400

500

600

0 100 200 300 400 500Tempo (horas)

Prod

ução

esp

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e m

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lCH

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SV) 100

300

500

700

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Oleato (mg/l)

0

100

200

300

400

500

600

700

0 100 200 300 400 500Tempo (horas)

Prod

ução

esp

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ca d

e m

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300

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900

branco

Oleato (mg/l)

0

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300

400

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600

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0 100 200Tempo

Prod

ução

esp

ecífi

ca d

e m

etan

o(m

lCH

4@PT

N/g

SV)

Oleato (mg/l)

Figura 3.17 Produção especifica de metano durante ooperação à biomassa desenvolvid

(b)

(a)

300 400 500(horas)

100

300

500

700

900

branco

teste de biodegradabilidade efectuado no fim da a em: (a) R1, (b) R2 e (c) R3.

(c)


pode-se observar a existência de elevadas fases de latência antecedendo a produção de

metano possivelmente devido a limitações difusionais de substratos e produtos,

eventualmente por adsorção de oleato na biomassa. Estas conduzem a uma produção inicial

de metano nula ou da mesma ordem de grandeza da observada nos ensaios em branco,

resultando numa actividade metanogénica nula ou muito baixa. O mesmo se verificou no

teste de biodegradabilidade efectuado às três biomassas (Figura 3.17), obtendo-se um valor

máximo de taxa de degradação de oleato de 26.43±3.24 mgCQO-CH4/gSV.d em R3 e de

13.40±6.22 mgCQO-CH4/gSV.d em R2, para a concentração de 100mg/l de oleato. A

biomassa de R1 apresentou uma taxa de degradação de oleato adicionado nula para todas as

concentrações de oleato. Curiosamente, no ensaio “em branco” (sem adição de oleato),

observou-se uma elevada taxa de produção de metano de 117.34±10.72 mgCQO-

CH4/gSV.d, sugerindo uma elevada concentração de substrato residual. A diferença na

produção de metano devida ao substrato residual observada entre R1 e nos outros dois

reactores pode ser explicada pela maior concentração de substrato no seio do líquido devido

à inexistência de recirculação ou adsorvido na biomassa. A conclusão de que o oleato

adsorvido na biomassa é mai cilmente degradad metano do que o oleato adicionado

externamente, já tinha sido o

oleato adsorvido de 105.4±0.9

Este facto sugere que po

sentido de optimizar a degra

reactor, inoculando 500 ml d

anaeróbio, descrito no subintroduzido no reactor foi de

alojada numa camada flutuan

produção de biogás (Figuratempo. Tal como no ensaio “

parte da biomassa de R1, atin

verificado um atraso no iníci

“em branco”, facto este c

s fa

bservada por ALVES (1

mg CQO-CH4/gSV

de ser vantajoso fa

dação de oleato. Ne

a biomassa retirada d

-Capítulo 2.4.2.1, p

13.3 g. Após inoculaç

te à superfície do reac

3.18) e percentagem

em branco” verificou

gindo um valor de 1

o da produção de bio

ompreensível dadas

o a

998) que obteve taxas de degradação de

.d.

zer ciclos de adsorção/degradação, no

sse sentido, efectuou-se um ensaio em

e R1, e diluindo com 500 ml de tampão

ágina 51. O teor de sólidos voláteis

ão a biomassa apresentava-se como que

tor. Efectuou-se o acompanhamento da

de metano (Figura 3.19) ao longo do

-se uma elevada produção de biogás por

0.6 l ao fim de 43 dias. No entanto, foi

gás, o qual não era verificado no ensaio

as diferentes condições experimentais


decorrentes, nomeadamente, ausência da agitação para promover uma maior mistura e

consequente libertação das bolhas de biogás formado.

A percentagem de metano no biogás produzido foi aumentando gradualmente, atingindo

um valor máximo na ordem dos 80% após cerca de 400 horas (Figura 3.19). Por volta das

600 horas verificou-se um acentuado decréscimo da percentagem de metano resultante da

ocorrência de um choque térmico, decorrente da paragem do aquecimento externo do

reactor. Após restabelecimento da temperatura a percentagem de metano produzido

retornou a valores da ordem dos 80%.

0

2

4

6

8

10

12

0 200 400 600 800 1000 1200Tempo (horas)

Prod

ução

cum

ulat

iva

de b

iogá

s (l)

Figura 3.18 Produção cumulativa de biogás ao longo do tempo, em reactor fechado.

0102030405060708090

100

0 200 400 600 800 1000 1200Tempo (horas)

CH

4 (%

)

Figura 3.19 Evolução da percentagem de metano produzido no ensaio efectuado.

(*)

(Nota: (*) choque térmico)


Ao longo da experiência, e à medida que aumentava a produção de biogás, verificava-se

que a biomassa se ia desprendendo da camada flutuante, depositando-se na parte inferior do

reactor. Este facto pode sugerir a ocorrência de sedimentação da mesma após a degradação

a metano de possível oleato adsorvido, que a tornava flutuante. De facto, através da

observação do aspecto apresentado pela biomassa flutuante e pela biomassa depositada na

parte inferior do reactor (Figura 3.20), pode-se verificar que esta última se apresentava

mais escura e com um aspecto menos opaco relativamente à primeira, sugerindo estar

menos envolvida por oleato.

Figura 3.20 Aspecto da biomassa presente (a) na superfície e (b) na zona inferior do digestor, no 35º dia de operação.

A determinação do teor em sólidos voláteis na biomassa depositada, bem como da

actividade metanogénica específica exibida, permitiria uma averiguação mais apurada deste

facto. No entanto, dado que se pretendia continuar com a operação do reactor, não se

tornava possível retirar uma quantidade de biomassa suficiente para a realização desses

testes.

Contudo, a eficiente degradação a metano do oleato adsorvido durante a operação em

contínuo sugerida por estes resultados evidencia a potencialidade da utilização de ciclos

alternados de adsorção/degradação no sentido de optimizar a degradação do mesmo.

(a) (b)

90

4. Conclusões

4. CONCLUSÕES 91

Com este trabalho evidenciou-se a potencialidade da aplicação do filtro anaeróbio no

tratamento de um efluente sintético com elevada concentração de ácido oleico, obtendo-se

eficiências de remoção, entre 70 e 77%, para uma carga orgânica de oleato aplicada de 12.5

kgCQO/m3.d., mesmo com concentrações molares oleato/(Ca2++Mg2+) de 6.79. No

presente trabalho atingiram-se concentrações em oleato significativamente superiores aos

valores que geralmente ocorrem em efluentes da indústria de lacticínios (aproximadamente

1700 mgCQO-AGV/l), para as quais se verificou uma elevada eficiência de remoção,

baixos teores de AGV e de substrato não acidificado, bem como um elevado rendimento

em metano. Assim, este processo poderá ser aplicado no tratamento deste tipo de efluentes.

O acompanhamento da produção de metano permitiu verificar a ocorrência de

degradação efectiva do oleato alimentado. Contudo, uma elevada discrepância foi observada

entre a remoção de CQO solúvel e a produção de metano, sugerindo a possível ocorrência

de adsorção à biomassa de grande parte do oleato alimentado. Esta apresentava-se

envolvida por zonas esbranquiçadas que demonstravam diminuir a intensidade da

autofluorescência exibida pelas populações metanogénicas.

Avaliou-se também o efeito da recirculação da biomassa e da aclimatização da biomassa

utilizada como inóculo no desempenho deste sistema, tendo verificado que:

" A utilização da recirculação da biomassa se demonstra vantajosa no desempenho do

mesmo, promovendo a minimização do efeito de “washout” da biomassa flutuante e a

diluição da carga tóxica aplicada, conduzindo a uma menor inibição da população

acetogénica e metanogénica.

" O efeito inibitório do oleato de sódio sobre as populações acetogénicas e

metanogénicas é menos sentido num filtro anaeróbio inoculado com biomassa

préviamente aclimatizada com lípidos e oleato.

Assim sendo, conclui-se que, do ponto de vista do tratamento de efluentes com elevada

carga em oleato, o efeito combinado da recirculação de biomassa e utilização de um inóculo

aclimatizado é benéfico, melhorando a eficiência do desempenho do filtro anaeróbio.

4. CONCLUSÕES 92

A caracterização da biomassa no final da operação permitiu verificar que o contacto com

oleato conduzia a uma diminuição significativa da actividade acetoclástica e em etanol, e a

um aumento da actividade em H2/CO2. A biomassa aclimatizada apresentava uma maior

capacidade de desenvolver actividade hidrogenofílica quando em contacto com oleato do

que a biomassa não adaptada.

Após alimentação com oleato como única fonte de carbono a biomassa apresentava-se

encapsulada, provavelmente com oleato, conduzindo a elevados atrasos na degradação do

oleato adicionado.

O ensaio efectuado em reactor fechado permitiu verificar a eficiente degradação a

metano do oleato adsorvido durante a operação em continuo, evidenciando a

potencialidade da utilização de ciclos de adsorção/degradação no sentido de optimizar a

degradação do oleato.

93

5. Referências Bibliográficas

5. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 94

ALPHENAAR (1994) Anaerobic granular sludge: characterization and factors affecting its performance. Ph.D. Thesis. Wageningen Agricultural University, The Netherlands.

ALVES, M.M. (1992) Estudo de optimização do funcionamento de um filtro anaeróbio. Tese de Mestrado, IST, Lisboa.

ALVES, M.M. (1998) Estudo e caracterização de digestores anaeróbios de leito fixo Tese de Doutoramento Universidade do Minho, Braga.

ALVES, M.M., PEREIRA, M.A., MOTA, M., NOVAIS, J.M. E COLLERAN, E. (1997) Staged and non-staged anaerobic filters: microbial selection, hydrodynamic aspects and performance. In: Proc. 8th Int. Conf. Anaerobic Digestion 25-29 May, Sendai, Japão, Vol 2, 56-63.

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