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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS
ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL
Disciplina: Seminários Aplicados
INFECÇÃO POR Leptospira spp. EM EQUINOS
Taiã Mairon Peixoto Ribeiro
Orientador (a): Prof. Dr. Valéria de Sá Jayme
GOIÂNIA
2013
ii
TAIÃ MAIRON PEIXOTO RIBEIRO
INFECÇÃO POR Leptospira spp. EM EQUINOS
Seminário apresentado à disciplina de
Seminários Aplicados do Programa de Pós-
Graduação em Ciência Animal da Escola de
Veterinária e Zootecnia da Universidade
Federal de Goiás
Nível: Mestrado
Área de Concentração:
Sanidade Animal, Higiene e Tecnologia de
Alimentos
Linha de Pesquisa:
Etiopatogenia, epidemiologia, diagnóstico e
controle das doenças infecciosas dos animais
Orientadora:
Prof. Dr. Valéria de Sá Jayme – EVZ/UFG
Comitê de Orientação:
Prof. Dr. Maria Clorinda Soares Fioravanti - EVZ/UFG
GOIÂNIA
2013
iii
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO............................................................................................... 01
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA.......................................................................... 02
2.1 Equinos e equideocultura.......................................................................... 02
2.2 Agente etiológico....................................................................................... 04
2.3 Importância em saúde pública.................................................................. 05
2.4 Epidemiologia da leptospirose................................................................. 07
2.4.1 Aspectos gerais da epidemiologia da leptospirose equina........................ 07
2.4.2 Cadeia epidemiológica e prevalência nacional da leptospirose equina.... 08
2.5 Patogenia.................................................................................................... 12
2.6 Sinais clínicos............................................................................................. 14
2.7 Diagnóstico................................................................................................ 16
2.7.1 Métodos diretos......................................................................................... 17
2.7.2 Métodos indiretos...................................................................................... 17
2.8 Tratamento................................................................................................. 18
2.9 Profilaxia..................................................................................................... 18
3. CONSIDERAÇÕES FINAIS........................................................................... 20
4. REFERÊNCIAS.............................................................................................. 21
1
1. INTRODUÇÃO
O Brasil detém o terceiro maior rebanho equino do mundo. São oito
milhões de cabeças de equinos (cavalos), muares (mulas) e asininos (asnos).
Somente a produção de cavalos movimenta R$ 7,3 bilhões, uma vez que o
rebanho envolve mais de 30 segmentos, entre insumos, criação e destinação final
gerando 3,2 milhões de empregos diretos e indiretos. A exportação de cavalos
vivos passou de US$ 702,8 mil para US$ 4,4 milhões, no período de 1997-2009, e
o Brasil tem exportado também a carne equina para diversos países. Durante
muito tempo os equídeos foram basicamente animais de transporte, entretanto
também têm sido utilizados para lazer, esportes e inclusive terapia. A atividade
principal dos equinos, apesar de uso econômico, ainda tem sido a lida nas
atividades agropecuárias, onde cinco milhões de animais são utilizados
principalmente no manejo do gado bovino (BRASIL, 2013a).
A leptospirose é uma antropozoonose causada pela infecção por
diferentes espécies do gênero Leptospira spp., que se encontram presentes na
água, solo e reservatórios animais de zonas urbanas e rurais (PINNA, 2008). É
uma doença (re) emergente globalmente, negligenciada e numerosos surtos têm
ocorrido no mundo. A verdadeira extensão e incidência da leptospirose não são
totalmente conhecidas, uma vez que sistemas de vigilância são altamente
variáveis e frequentemente ausentes (HARTSKEERL et al., 2011). No Brasil, a
leptospirose humana e animal são doenças de notificação obrigatória (BRASIL,
2009; BRASIL, 2013b).
Além do impacto em saúde pública, a enfermidade é a principal causa de
perda econômica em animais pecuários. A maioria das infecções é subclínica e
associada a infecções fetais que provocam aborto, parto de natimortos e o
nascimento de neonatos fracos (RADOSTITS, 2002). Em equinos a Leptospira
spp. determina alterações principalmente no campo reprodutivo, mas o
desempenho atlético de cavalos de corrida também é prejudicado pela infecção
subclínica (PINNA et al., 2010; HAMOND et al., 2012). Uma patologia importante
e frequentemente associada à infecção são as uveítes recorrentes, também
chamadas de oftalmias periódicas (BRAGA et al., 2011). Os quadros de
2
insuficiência aguda renal e disfunção hepática também podem ser provocados
pela bactéria (HINES, 2007; DIVERS & CHANG, 2009).
Considerando a importância sanitária, social e econômica da zoonose,
objetivou-se realizar uma revisão sobre o tema, enfocando-se aspectos de maior
relevância sobre a infecção por Leptospira spp. em equinos.
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Equinos e equideocultura
A equideocultura constitui um setor da economia que movimenta milhões
de reais por ano, existindo no mercado animais de alto valor zootécnico devido
em grande parte ao avanço na área da genética (COELHO & OLIVEIRA, 2008).
Os registros fósseis dos antepassados de equinos datam da Era
Cenozóica, quando o ancestral dos cavalos surgiu no continente americano há
cerca de 60 milhões de anos. O primeiro antepassado do cavalo moderno era
denominado Eohippus e media apenas 35 cm de altura. Há seis milhões de anos
a aparência dos cavalos começou a ser semelhante com o espécime atual com o
surgimento do Pliohippus. Da evolução do Pliohippus surgiu o Equus na segunda
metade da Era do Gelo. Da América do Norte os equinos migraram para outras
partes do mundo. Quando esse fato ocorreu o gênero Equus distribuiu-se em
zebras no sul da África, asnos (asininos) no norte da África e cavalos (equinos) na
Europa e Ásia. O desenvolvimento de agilidade e velocidade ocorreu como forma
de adaptação para sobrevivência aos predadores (LIMA et al., 2006).
Provavelmente os primeiros exemplares de equinos modernos (Equus
caballus) voltados para utilização em solo brasileiro chegaram por volta do ano de
1534. Entretanto, a chegada oficial data do ano de 1549, quando Tomé de Souza
(primeiro governador-geral) trouxe animais de Cabo Verde para a Bahia, e desde
então o agronegócio equino tem se tornado mais relevante na economia brasileira
(LIMA et al., 2006).
As estimativas acerca do complexo do agronegócio do cavalo apresentam
números expressivos, pois este complexo movimentou nos últimos dez anos mais
de R$ 7,5 bilhões por ano (Tabela 1), mantendo aproximadamente 3,2 milhões de
3
empregos diretos e indiretos (LIMA et al., 2006). A produção científica referente à
equideocultura também tem crescido na última década, em especial nas áreas de
doenças, sanidade, clínica e cirurgia equina (ALMEIDA & SILVA, 2010).
TABELA 1 - Contribuição dos segmentos do Complexo do Agronegócio brasileiro
de equinos no ano de 2006.
Segmento do agronegócio equino
Movimentação financeira Pessoas
Ocupadas Medicamentos Veterinários R$ 54.142.630,20 30
Rações R$ 53.440.000,00
Feno R$ 176.400.000,00 1.300
Selaria R$ 174.600.000,00 12.000 Casqueamento e Ferrageamento R$ 143.640.000,00 2.100
Transporte de Equinos R$ 86.400.000,00 85
SENAR R$ 976.000,00 30
Mídia R$ 10.000.000,00
Militar R$ 176.000.000,00 6.286
Lida R$ 3.954.275.000,00 505.050
Equoterapia R$ 43.200.000,00 2.500
Esportes (hipismo) R$ 57.600.000,00 2.000
Pólo R$ 1.684.400,00 1.500
Vaquejada R$ 164.000.000,00 1.430
Turismo Equestre R$ 21.000.000,00 1.500
Escolas de Equitação R$ 78.000.000,00 9.000
Jockey R$ 359.500.000,00 4.000
Trote R$ 1.000.000,00 150
Exposições e Eventos R$ 146.100.000,00
Segmento “Consumidor” R$ 1.654.400.000,00 91.429
Leilões R$ 19.100.000,00 200
Exp. e imp. de cavalos vivos R$ 8.833.623,68
Carne R$ 80.000.000,00 1.000
Curtume R$ 15.000.000,00 160
Seguro R$ 2.500.000,00
Veterinários R$ 20.000.000,00 500
Total R$ 7.501.791.653,88 642.520
Fonte: adaptado de LIMA et al. (2006).
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2.2 Agente etiológico
Em 1907, Stimson, através da coloração de prata, demonstrou a presença
de espiroquetas nos túbulos renais de um paciente e observou que apresentavam
as extremidades semelhantes a ponto de interrogação, dando-lhe o nome de
Spirochaetae interrogans (STIMSON, 1907). Entretanto, a primeira descrição foi
realizada 21 anos antes por Adolf Weil que a descrevia como uma doença
infecciosa com manifestação clínica caracterizada por esplenomegalia, nefrite e
icterícia. Essa condição deu nome à forma grave da doença, conhecida como
Síndrome de Weil (RISTOW & LILENBAUM, 2010). Em 1915, Inada e Uhlenhuth
isolaram Leptospira icterohaemorrhagiae (HUBÁLEK & RUDOLF, 2011).
O gênero Leptospira pertence a família Leptospiraceae e ordem das
Espiroquetas. Estruturalmente tem 0,1 µm de diâmetro por seis a 20 de
comprimento, constitui um cilindro protoplásmico helicoidal que consiste em um
material nuclear, citoplasma, membrana citoplásmica, parede celular
peptideoglicana e dois filamentos axiais (flagelos periplásmicos) fixados cada um
nas extremidades da Leptospira (Figura 1). São aeróbias obrigatórias com
temperatura ótima de crescimento na faixa de 28º a 30 º C (82,4º - 86º F) (HINES,
2007; ADLER & MOCTEZUMA, 2010b). A sobrevivência das leptospiras é
prejudicada em temperaturas ambientais inferiores a 7º C a 10º C ou superiores a
34º C a 36º C e inibida em um pH inferior a seis ou superior a oito (RADOSTITS
et al., 2002). O material de suspeita de leptospirose pode ser cultivado com o uso
de meios semissólidos como no caso o meio Ellinghausen, McCullough, Johnson
e Harris (EMJH) ou o meio Fletcher (BRASIL, 2009).
O gênero Leptospira era dividido em apenas duas espécies: A Leptospira
interrogans, que compunha as variedades patogênicas e Leptospira biflexa, que
compunha variedades de comportamento saprófita. Esta divisão era
fundamentada em critérios relacionados estritamente a reações sorológicas
específicas que forneciam os sorogrupos e sorovares de leptospiras patogênicas
e saprófitas (ROLIM et al., 2012). Atualmente, o Subcomitê de Taxonomia para
Leptospiraceae categorizou as espécies de acordo com seu genoma, existindo 13
patogênicas: L. alexanderi, L. alstonii, L. borgpetersenii, L. Inadai, L. interrogans,
L. fainei, L. kirschneri, L. licerasiae, L. Noguchi, L. santarosai, L. terpstrae, L.
5
weilii, L. wolffi, com mais de 260 sorovares. As espécies de comportamento
saprófita são: L. biflexa, L. meyeri, L.yanagawae, L. kmetyi, L. vanthielii e L.
wolbachii e contêm mais de 60 sorovares (ADLER & MOCTEZUMA, 2010a).
FIGURA 1 – Ultraestrutura de Leptospira spp.
Fonte: GREENE et al. (2006).
2.3 Importância em saúde pública
A leptospirose é reconhecida pela Organização Mundial de Saúde Animal,
Organização Mundial de Saúde e pela Sociedade Internacional de Leptospirose,
como a zoonose de maior difusão mundial, com incidência anual média de
300.000 a 500.000 casos no mundo e com uma letalidade que varia de 5 a 20%.
São frequentes os surtos associados com inundações, devido à contaminação da
6
água com urina de animais e humanos infectados. A maior prevalência é
registrada em países em desenvolvimento, principalmente pelo número elevado
de casos relacionados às múltiplas sorovariedades de leptospiras
(HARTSKEERL, 2005; CASTRO, 2010; FUENTES et al., 2011). A sua relevância
é tão grande quanto a dengue e a hantavirose quando são comparadas as formas
severas e os óbitos decorrentes das três doenças. Contudo, a quantidade de
diagnósticos de leptospirose é subestimada com o adicional de ter impacto
econômico na pecuária (HARTSKEERL, 2005).
É uma zoonose em que 90% dos casos humanos cursa como doença
discreta e autolimitada, com apresentação de febre, náuseas, vômitos, dores
musculares e cefaléia, sendo confundida na maior parte dos diagnósticos com
viroses (SETHI et al., 2010).
O homem é um hospedeiro acidental, pois não é adaptado a nenhum
sorovar, entretanto é susceptível à doença (FAINE et al., 2000; KO et al., 2009).).
A fonte de infecção no homem é o contato direto ou indireto com a urina de
animais infectados, sendo reservatórios os animais domésticos e silvestres
(VASCONCELOS et al., 2012). Os animais domésticos têm como consequência
da infecção a colonização dos túbulos renais dos reservatórios e com isso a
eliminação de leptospiras pela urina (leptospirúria) (VALLEJO et al., 2008). O
principal reservatório no ambiente urbano são os roedores sinantrópicos (Rattus
norvegicus, Rattus rattus e Mus musculus) sendo o R. norvegicus o principal
portador da L. icterohaemorrhagiae, a mais patogênica ao homem
(VASCONCELOS et al., 2012). Já no meio rural o contato com os animais
predispõe ao risco de infecção por Leptospira spp. devido a aproximação e
manipulação de tecidos animais (VANASCO et al., 2008).
Roedores representam a principal fonte de infecção (50%) relatada para
seres humanos. Outras fontes de infecção são animais domésticos e de produção
como bovinos (16,3 %), cães (9,1%), suínos (9,1%) e equinos (3,6%). Outros
animais selvagens ou de vida livre representam um grupo menor na epidemiologia
da leptospirose (11%) (HARTSKEERL, 2005).
Devido a essa associação com o contato com animais, a leptospirose é
uma importante doença ocupacional, principalmente na zona rural, acometendo
7
médicos veterinários, fazendeiros, magarefes, comerciantes de animais,
trabalhadores de saneamento (esgoto) e vaqueiros (HARTSKEERL et al., 2011).
A ocupação desordenada das cidades (principalmente próximas a cursos
de água) e a deficiência das redes de saneamento básico, aliados a alta
aglomeração populacional de baixa renda e a elevadas infestações de roedores
favorecem o aumento na incidência de casos no meio urbano e periurbano. Desse
modo, a leptospirose humana no Brasil ocorre com maior frequência em áreas
urbanas (VASCONCELOS et al., 2012).
No Brasil a doença é endêmica em todas as unidades da federação e
epidêmica principalmente em períodos chuvosos. Em estudo sobre custos
hospitalares de internações que evoluíram para óbito por leptospirose no ano de
2007 no Brasil, demonstrou-se que a faixa etária de 20-49 anos foi mais
acometida e os custos hospitalares foram de US$ 439.956,47 (SOUZA et al.,
2011).
2.4 Epidemiologia da leptospirose equina
Em regiões endêmicas as formas aguda e subclínica de leptospirose são
muito comuns nas infecções em equinos (HAMOND et al., 2012). Além disso, a
infecção é mais comum do que a doença clínica (RADOSTITS et al., 2002).
A leptospirose tem sério impacto negativo no agronegócio equino
incluindo perdas devido à abortos. Outras manifestações clínicas da infecção
incluem a disfunção renal, disfunção hepática e uveíte recorrente que é
considerada a maior causa mundial de perda de visão em equinos (ARTIUSHIN et
al., 2012).
2.4.1 Aspectos gerais da epidemiologia da leptospirose equina
A leptospirose é mantida na natureza pela infecção subclínica em
hospedeiros de manutenção, também chamados de hospedeiros reservatórios ou
hospedeiros definitivos. Estes hospedeiros de manutenção incluem diversas
espécies de animais domésticos e silvestres, que servem de fonte de infecção
para os hospedeiros incidentais ou hospedeiros acidentais. Os sorovares
8
específicos para Leptospira são encontrados geralmente em espécies de
hospedeiros de manutenção, e estudos epidemiológicos sugerem que estes
hospedeiros preferenciais podem variar com as regiões geográficas. Os
hospedeiros de manutenção são altamente susceptíveis a infecção, e a bactéria
produz baixa patogenicidade, e a doença é usualmente subclínica. Entretanto a
excreção urinária nas espécies de manutenção geralmente é prolongada,
produzindo uma fonte primária de contaminação ambiental e transmissão para
outras espécies (HINES, 2007). A doença nas populações de espécies
hospedeiras de manutenção se comporta epidemiologicamente como uma
endemia (RADOSTITS et al., 2002). A resposta sorológica (imunidade do tipo
humoral) pós-infecção é relativamente baixa (DIVERS & CHANG, 2009).
Inversamente, o hospedeiro incidental tem maior facilidade de
desenvolver a doença clínica na forma aguda e severa, menor susceptibilidade à
infecção, período curto de eliminação urinária e grande produção de anticorpos
pós-infecção (RADOSTITS et al., 2002; DIVERS & CHANG, 2009).
2.4.2 Cadeia epidemiológica e prevalência nacional da leptospirose equina
A fonte de infecção é um animal infectado que contamina o pasto, a água
e os alimentos com urina infectada, fetos abortados e secreções uterinas
(RADOSTITS et al., 2002). Uma vez no ambiente a leptospira pode sobreviver por
várias semanas em condições favoráveis, que é um ambiente preferencialmente
úmido. A porta usual de entrada da bactéria é pela penetração na membrana
mucosa e pele. Ocasionalmente pode ocorrer também via inalação e ingestão. O
resultado da exposição dependerá da dose, virulência e susceptibilidade do
hospedeiro (HINES, 2007).
As infecções determinadas por cepas incidentais são dependentes das
condições ambientais e os equinos podem ter contato com a urina de
reservatórios da bactéria, principalmente os de vida livre. Estes animais de vida-
livre ou animais silvestres variam de um continente para outro, o que certamente
contribui para as diferenças de sorovares predominantes observados entre dois
países (LOUREIRO et al., 2013).
9
A infecção fetal resulta geralmente em aborto ou nascimento de potros
neonatos fracos (HINES, 2007). Hamond et al. (2013) sugerem que os equinos
podem ter um papel na transmissão da leptospiroses pela eliminação do agente
no ambiente. Mesmo com uma alta concentração de anticorpos no hospedeiro, o
agente pode sobreviver e multiplicar-se, sendo eliminadas na urina pelos equinos
por pelo menos 30 dias pós-inoculação ou até por 2-3 meses (DIVERS & CHANG,
2009; YAN et al., 2010).
A umidade e água presente no solo são os fatores mais importantes para
a permanência e persistência do agente no solo, o qual pode viver até 183 dias
em solo saturado com água, mas sobrevive apenas 30 minutos, quando o solo
está seco. Em solo sob condições médias a sobrevivência provável do organismo
é de no mínimo 42 dias. A sobrevida é maior em água parada do que em água
corrente. Mesmo assim existem relatos de sobrevivência do agente com água
corrente por 15 dias (RADOSTITS et al., 2002).
Em virtude da importância da água como meio de disseminação da
infecção haverá maior probabilidade de ocorrerem novos casos em estações
úmidas e áreas planas, principalmente quando a contaminação e a suscetibilidade
forem elevadas. Destacam-se as áreas em que existem pastos muito irrigados, ou
onde os índices pluviométricos são elevados, campos pantanosos, pastagens
enlameadas e pastos com suprimento de água represada com superfície
facilmente contaminável (RADOSTITS et al., 2002).
Segundo Pinna et al. (2010) mesmo na presença de problemas
reprodutivos e sororeatividade para leptospirose, cavalos soropositivos para o
sorovar Bratislava não apresentam nenhuma alteração consistente ou grave na
análise hematológica e bioquímica sérica. O que segundo os autores (PINNA et
al. (2010) reforça a ideia de que esse sorotipo é adaptado para o cavalo, ou seja,
o equino constituiria um hospedeiro de manutenção para o sorovar Bratislava
tendo em vista a alta prevalência, opinião esta também compartilhada por
Radostits et al. (2002), Bharti et al. (2003), Divers & Chang (2009), Adler &
Moctezuma (2010b) e Hubálek & Rudolf (2011).
Em equinos a soroprevalência para leptospirose varia de 1% a 95%
dependendo da localização da região geográfica e sorovares estudados (HINES,
2007). Na região sudeste a prevalência está em torno de 17,9% a 71,9%, nas
10
regiões Norte/Nordeste de 23% a 100%, na região sul de 60% a 87,18% e na
região Centro-oeste de 45 % a 74,1% de acordo com as pesquisas mais recentes
(Tabela 2).
TABELA 2 - Prevalência de Leptospira spp em equinos em relação a
Região/estado de 2007-2013.
Região/ estado
Prevalência Sorovar mais prevalentes
Referência
Região Sudeste
Minas Gerais 44,30% Icterohaemorrhagiae Caselani et al.
(2012)
Rio de Janeiro 71,9% Bratislava Santos et al. (2012)
São Paulo 17,9% Icterohaemorrhagiae Coiro et al. (2012)
São Paulo 58,6% Icterohaemorrhagiae Silva et al. (2010) Região Sul
Paraná 87,18% Castellonis Hashimoto et al.
(2010)
Paraná 75,8% Icterohaemorrhagiae Finger (2012)
Rio Grande do Sul 60% Icterohaemorrhagiae Lasta et al. (2013)
Região Centro-oeste
Goiás 45% Icterohaemorrhagiae Linhares et al.
(2005)
Mato Grosso 74,1% Icterohaemorrhagiae Jorge et al. (2011)
Região Norte/Nordeste
Bahia 23%, Icterohaemorrhagiae Gomes et al. (2007)
Pará 100% Australis Moraes et al. (2010)
Rondônia 90,7% Bratislava Aguiar et al. (2008)
Tocantins 79,3% Castellonis Araújo (2010)
Fonte: Adaptado de Linhares et al. (2005), Gomes et al. (2007), Aguiar et al. (2008), Araújo (2010), Hashimoto et al. (2010), Moraes et al. (2010), Silva et al. (2010), Jorge et al. (2011), Caselani et al. (2012), Coiro et al. (2012), Finger (2012), Santos et al. (2012), Lasta et al. (2013).
Na Bahia, Gomes et al. (2007) obtiveram uma soropositividade de 23%,
com o maior número de soropositivos para os sorovares Icterohaemorrhagiae
11
(42%) e Pyrogenes (23%). O sorodiagnóstico realizado em equinos no estado do
Pará por Moraes et al. (2010) demonstrou 100% de positividade, sendo a maior
parte positiva para o sorovar Australis (54,05%) e sorovar Pyrogenes (48,65%).
Em Rondônia, Aguiar et al. (2008) constataram 90,7% de soropositividade para
equinos, sendo a maior positividade para o sorovar Bratislava (10,5%),
Icterohaemorrhagiae (8,7%) e Autumnalis (8,7%). Araújo (2010) constatou 79,3%
de soropositividade em equinos do estado do Tocantins, detectando uma maior
frequência de reações positivas para os sorovares Castellonis (24,40%),
Grippotyphosa (13,69%) e Patoc (13,09%).
Em Botucatu, estado de São Paulo, Coiro et al. (2012) observaram
soropositividade de 17,9%, e os sorotipos prevalentes foram Icterohaemorrhagiae
(56,3%), Canicola (11,7%) e Castellonis (6,3%). Também no estado de São
Paulo, mas em Jaboticabal, Silva et al. (2010) demonstraram que 58,6% dos
equinos analisados estavam soropositivos, e os sorovares Icterohaemorrhagiae
(31%), Canicola (17,2%) e o Autumnalis (17,2%) foram os mais frequentes.
Santos et al. (2012) detectaram uma positividade de 71,9% em equídeos na
microrregião de Itaguaí, no estado do Rio de Janeiro, sendo os sorovares
predominantes o Bratislava (29,2%), Pomona (19,8%) e Copenhageni (17,5%).
Caselani et al. (2012) constataram positividade de 44,30% para anticorpo anti-
Leptospira em equinos do município de Uberlândia, estado de Minas Gerais, e os
sorovares mais encontrados foram Icterohaemorrhagiae (21,51%), Hardjo
(15,05%) e Castellonis (10,75%).
Em Curitiba, Paraná, Finger (2012) constatou 75,8% das amostras de
equinos reagentes e os sorovares encontrados com maior frequência foram
Icterohaemorrhagiae e Canicola. Diferentemente de Curitiba, no município de
Jaguapitã, Paraná, foi observado soropositividade 87,18% em equinos, sendo os
sorovares Castellonis e Sentot de maior predominância nas reações positivas
(HASHIMOTO et al., 2010). No município de Porto Alegre, Rio Grande do Sul,
Lasta et al. (2013) ao testar 125 amostras, observaram reação positiva em 75
(60%) contra um ou mais sorogrupo, com a maior participação dos sorovares
Icterohaemorrhagiae e Pomona nas reações positivas.
Em equinos do pantanal Mato-grossense foi detectada 74,1% de
soropositividade, sendo os sorovares Icterohaemorrhagiae e Autumnalis os mais
12
prevalentes (JORGE et al. 2011). No estado de Goiás foram constatadas 45% de
reações positivas, sendo a maioria delas para o sorovar Icterohaemorrhagiae
(68,2%) (LINHARES et al., 2005).
Em estudo soroepidemiológico para leptospirose equina na Bahia,
Siqueira (2012) demonstrou que animais mais velhos possuíam maior risco de
positividade, e que aqueles criados próximos a propriedades rurais vizinhas
possuíam maior risco para infecção por Leptospira spp. No mesmo estudo pôde
ser demonstrado que a presença de bovinos em propriedades vizinhas, a
ausência de assistência veterinária, a coabitação com caprinos foram também
considerados como fatores de risco para a exposição leptospírica. A maior
prevalência de anticorpos em animais adultos é devido ao fato que quanto maior o
tempo de exposição do equino ao agente no meio ambiente e contato com
animais, maior a ocorrência de títulos de anticorpos, e que equinos que coabitam
com outras espécies compartilham bebedouros coletivos, tem contato indireto ou
direto com pastos contaminados. Essa importância da exposição do equino ao
agente é mais relevante quando as propriedades possuem terreno plano, como
menor presença de morros e ocorrências de áreas alagadiças (SIQUEIRA, 2012).
A presença de roedores é considerada um fator de risco, portanto
preconiza-se o controle dos mesmos para redução da leptospirose. A ausência do
exame de soronegatividade, ausência de quarentena, associado a presença de
alagadiços e de lago para exercícios permite a disseminação e manutenção de
Leptospira spp (PINNA et al., 2008).
2.5 Patogenia
A bacteremia típica ocorre de quatro a 10 dias após a exposição inicial.
As leptospiras replicam-se e muitos tecidos, incluindo rins, fígado, baço, sistema
nervoso central (SNC), olhos, glândulas mamárias e trato genital são afetados. A
lesão primária é o dano ao endotélio vascular, particularmente aos pequenos
vasos, provocando isquemia, necrose tubular renal, injúria hepatocelular e
pulmonar, meningite e placentite (ADLER & MOCTEZUMA, 2010b).
Altamente imunogênico, o lipopolissacarídeo é responsável pela
especificidade dos sorovares de Leptospira spp. Embora o lipopolissacarídeo
13
exiba atividade endotóxica em ensaios biológicos, esta é de baixo potencial.
Várias sorovares, incluindo Pomona e Hardjo produzem hemolisinas. Proteínas e
glicolipoproteínas citotóxicas também têm sido identificadas. Leptospiras
virulentas podem induzir apoptose in vitro e in vivo, e aumentar as concentrações
de citocinas inflamatórias, como o fator de necrose tumoral alfa que é encontrado
em pacientes com leptospirose (HINES, 2007).
Abdulkader et al. (2002) sugere que a severidade da doença de Weil em
humanos pode ser associada não somente com a virulência do sorovar infectante,
mas também com a intensidade da resposta imune humoral para leptospirose,
pois quanto mais intensa e mais cedo ocorre a resposta imune ocorre, mais
severa é a doença. Em pacientes humanos os níveis de concentração de
imunocomplexos na circulação tem correlação com a severidade da doença e os
pacientes que sobrevivem tem um decréscimo nas concentrações de
imunocomplexos concomitantemente com a melhora clínica (HINES, 2007).
Em equinos a evidência de mecanismos imunes é importante nos casos
de uveíte recorrente equina. A resposta imune humoral parece ser a responsável
primária pelo controle da infecção e imunidade na infecção por Leptospira spp.
Anticorpos direcionados predominantemente contra epítopos da membrana
externa são geralmente produzidos dentro de poucos dias após a infecção.
Normalmente a imunidade é específica para determinado sorovar ou sorovares
intimamente relacionados. Após a opsonização por anticorpos, os organismos são
transportados para o sistema reticuloendotelial. Porém quando existe uma
infecção por um sorovar adaptado a um hospedeiro em um hospedeiro de
manutenção, as concentrações de anticorpos podem permanecer baixas,
permitindo que as leptospiras persistam primariamente nos rins (HINES, 2007).
Os macrófagos tem a capacidade de fagocitar amostras de leptospiras
apatogênicas sem a presença de anticorpos específicos, porém as amostras
patogênicas precisam estar opsonizadas para ocorrer a fagocitose por estas
células (MARINHO et al., 2003).
Nos olhos as lesões apresentam infiltração por células TH1, neutrófilos
com deposição extensiva de fibrina. Os equinos afetados possuem anticorpos
circulantes contra Leptospira sp. e o título desses anticorpos tende a se elevar
durante a crise e cair durante sua remissão. Se ocorrer imunização dos equinos
14
com córnea equina ou com leptospiras mortas, eles desenvolverão uma
opacidade corneal dez dias mais tarde no momento que os anticorpos
aparecerem na corrente sanguínea. É possível observar que existe uma
identidade antigênica parcial entre a córnea equina e sorovares de Leptospira
spp. Esta semelhança antigênica resulta em um ataque auto-imune aos tecidos
oculares, resultado do mimetismo molecular da Leptospira spp. (TIZARD, 2009).
2.6 Sinais clínicos
As leptospiras patogênicas quando infectam os equinos apresentam
tropismo pelo tecido renal, olhos e trato reprodutivo da fêmea. As infecções
resultam então em falência renal aguda ou hematúria, oftalmia periódica,
placentite e abortos (Figura 2). Logo a leptospirose apresenta-se basicamente por
três síndromes clínicas que são a infecção do trato reprodutivo, falência renal
aguda e oftalmia periódica (DIVERS & CHANG, 2009).
FIGURA 2 - Feto abortado por infecção leptospírica.
Fonte: MARCOLONGO-PEREIRA et al. (2012).
Leptospira interrogans sorovar Pomona é responsável por 13% dos
abortos em éguas em regiões endêmicas. A maioria dos abortos ocorre após os
nove meses de gestação e raramente um potro vivo pode nascer com
leptospirose. Além disso, os fetos infectados podem carrear Leptospira na
placenta, cordão umbilical, rins e fígado. Microscopicamente as lesões incluem
necrose e calcificação da placenta. Macroscopicamente o fígado do feto pode ter
15
uma coloração amarelada. Os fetos podem ter icterícia generalizada, melhor
evidenciada nos cascos e nos órgãos das cavidades abdominal e torácica e
superfície de corte do fígado intensamente alaranjada. A doença no fígado é
causada por necrose multifocal e hepatopatia por células gigantes. Tubulonefrose
e nefrite intersticial podem estar presentes nos rins do feto abortado (DIVERS &
CHANG, 2009; MARCOLONGO-PEREIRA et al., 2012).
Alguns potros infectados podem apresentar angústia respiratória,
depressão e febre. Outros sinais incluem icterícia e diarreia. Esta doença é
rapidamente fatal e pneumonia hemorrágica pode ser encontrada em potros
durante a necropsia. Em equinos adultos febre, anorexia e letargia, sendo que
icterícia e disfunção hepática também podem estar presentes. A avaliação
laboratorial pode revelar leucocitose, hiperfibrinogenemia, azotemia e isotenúria.
A ultrassonografia revela rins aumentados e a biópsia renal demonstra nefrite
tubulointersticial (HINES, 2007). A insuficiência renal aguda atribuível a infecção
por Leptospira sp. é caracterizada por febre, anorexia parcial, depressão e
hematúria. Azotemia e baixa densidade urinária (<1,020) sem bacteriúria são
achados comuns de laboratório, embora a leptospirúria possa ser detectada. A
leptospirose deve ser incluída na lista de causas possíveis de insuficiência renal
aguda quando uma doença básica primária que leva a nefropatia vasomotora não
for aparente e não tiver havido exposições a nefrotoxinas (SMITH, 2006).
A uveíte recorrente (oftalmia periódica) tem sido reconhecida como uma
sequela da leptospirose tanto em pacientes equinos como em pacientes humanos
(Figura 3) (HINES, 2007; ADLER & MOCTEZUMA, 2010b).
FIGURA 3 – Uveíte em equino caracterizada por miose e edema de córnea.
Fonte: HINES (2007).
16
Em equinos a uveíte tem sido descrita após a infecção natural e
experimental. Esta condição pode ocorrer meses ou anos após a infecção,
embora alguns casos possam ser agudos. Os sinais da uveíte recorrente incluem
miose, blefaroespasmo, fotofobia e ocasionalmente ceratite. Cronicamente podem
existir corioretinite e alteração da cor da íris (HINES, 2007; ADLER &
MOCTEZUMA, 2010b).
2. 7 Diagnóstico
A leptospirose em homem e animais pode ser investigada por métodos
laboratoriais diretos e indiretos. Os métodos diretos de diagnóstico da
leptospirose são compostos pelo isolamento do agente e identificação de
antígenos de Leptospira spp. em tecidos e fluidos corporais usando como
métodos a imunofluorescência, imunohistoquímica e vários métodos de reação de
cadeia de polimerase (PCR). Os métodos indiretos são baseados na detecção de
anticorpos específicos. Estes métodos detectam anticorpos séricos com
discriminação de sorovares como os vários métodos de ensaio de imunoadsorção
enzimática (ELISA), imunofluorescência indireta e testes de aglutinação, como por
exemplo, o teste de soroaglutinação microscópica (BURRIEL, 2010).
A Organização Mundial de Saúde Animal (OIE) utiliza como referência
internacional o teste de soroaglutinação microscópica, cuja metodologia se
encontra descrita no Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial
Animals (OIE, 2008).
2.7.1 Métodos diretos
Leptospira spp. pode ser isolado de fluidos corporais principalmente a
urina. Tecidos de animais mortos podem ser usados antes que ocorra a autólise.
Como tecidos alvo estão principalmente os rins, fígado e pulmão. No caso de
abortos, o material pode ser usado tomando-se as mesmas precauções que os
tecidos de animais mortos. O isolamento do microrganismo em tecido fetal
confirma a infecção materna. O tempo de incubação dependerá do sorovar
infectante e número de organismo presentes na amostra, podendo durar semanas
17
ou meses. Os sorovares Pomona e Grippotyphosa podem resultar em culturas
positivas em sete a dez dias após a incubação. Já outros sorovares como Hardjo
e Bratislava requerem um tempo muito longo (OIE, 2008; BURRIEL, 2010). Os
meios semissólidos (Ellinghausen, McCullough, Johnson e Harris ou meio
Fletcher) são utilizados para o isolamento de material suspeito (HUBÁLEK &
RUDOLF, 2011).
Para a histopatologia e imunohistoquímica as amostras devem ser
coletadas em no máximo até oito horas pos mortem. As amostras deverão ser
identificadas e conservadas em solução de formalina tamponada ou embebidas
em parafina e transportadas em temperatura ambiente (BRASIL, 2009).
A reação de cadeia de polimerase pode ser usada no diagnóstico de
muitos laboratórios de referência detectam leptospiras nos tecidos e fluidos
corporais de animais. Uma variedade de primers para realização da reação de
cadeia de polimerase tem sido descrita, com alguns deles identificando somente o
gênero Leptospira e outros a espécie patogênica. Assim como os testes
imunoquímicos (imunohistoquímica e imunofluorescência), os testes de reação de
cadeia de polimerase não identificam o sorovar infectante (OIE, 2008).
2.7.2 Métodos indiretos
Os métodos indiretos incluem os testes de ELISA e a soroaglutinação
microscópica. Em geral, os testes ELISA são bastante sensíveis, porém há uma
carência de especificidade em relação a soroaglutinação microscópica. Os testes
de ELISA podem detectar IgM e IgG (OIE, 2008).
A soroaglutinação microscópica é um método confiável para investigação
de leptospirose em homens e animais porque não é influenciada pela espécie de
animal investigada. Este método é baseado na aglutinação de leptospiras vivas.
Este método apresenta boa especificidade porque a presença de anticorpos
heterólogos não interfere nos resultados. Existe a possibilidade de reações
cruzadas entre sorovares semelhantes antigenicamente, que pertencem a um
mesmo sorogrupo. Este tipo de investigação é necessário para determinar qual o
sorovar infectante mais importante, o que decidirá qual o melhor esquema de
18
vacinação para prevenção da infecção. As culturas vivas requerem cuidados
permanentes, pois devem ter manutenção contínua (BURRIEL, 2010).
2.8 Tratamento
Existem diversas citações na literatura sobre diferentes protocolos
recomendados para uma terapêutica eficaz. Segundo Thomassian (2005), o
tratamento pode ser realizado com a associação de 10.000UI/Kg de penicilina
benzatina, 5mg/Kg de estreptomicina via intramuscular e 10 mg/Kg dia de
terramicina dissolvida na água de bebida durante 10 a 15 dias. A associação de
penicilina procaína com estreptomicina (25 mg/Kg) obtêm bons resultados,
inclusive quando há a ocorrência de hemorragia pulmonar em cavalos
soropositivos (HAMOND et al., 2011). A dose única de diidroestreptomicina
(25mg/kg PV) também é preconizada para o tratamento (FAINE et al., 2000;
PINNA et al., 2008).
HAMOND et al. (2012) constataram que a leptospirose subclínica pode
prejudicar a performance atlética de cavalos de corrida e que a terapia antibiótica
melhora a condição dos animais afetados.
2.9 Profilaxia
Segundo Pinna (2011) a profilaxia e o controle da leptospirose em
equinos dependem fundamentalmente da identificação dos sorovares que
acometem os equinos na propriedade. Uma vez identificados estes sorovares
determina-se a infecção incidental ou de manutenção. Se as infecções são
incidentais deve-se identificar de que forma o rebanho está sendo exposto aos
reservatórios naturais destas variedades, pois somente por meio de medidas de
higiene e tecnificação da criação pode-se controlar a leptospirose no plantel. Já
quando a infecção é determinada e mantida pelos equinos, pode-se basear o
controle na progressiva identificação, tratamento dos portadores e vacinação dos
animais (FAINE et al., 2000; PINNA, 2011).
Como a resposta imune humoral nas espécies de manutenção é baixa, a
dependência de técnicas de manejo sanitário é ainda maior devido a baixa
19
eficácia da vacinação. Já nos hospedeiros acidentais a eficácia vacinal é alta por
terem uma resposta humoral maior (RADOSTITS et al., 2002).
Um eficiente programa de controle de roedores possibilita a redução da
presença ou mesmo ausência destes, reduzindo a disseminação de leptospirose
causada pelo sorovar Icterohaemorrhagiae, uma vez que os roedores são
reservatórios naturais deste sorovar. O ingresso de animais provenientes de
outras propriedades, sem a comprovação de soronegatividade para leptospirose
ou sem cumprir um período de quarentena possibilita a disseminação da infecção
de Leptospira sp. em um haras. Portanto preconiza-se o controle de roedores,
quarentena, exame constando soronegatividade, esquemas de vacinação
eficiente, técnicas de drenagem e canalização de cursos de água (BRASIL, 1995;
PINNA et al., 2008).
A destinação ambientalmente correta de esgotos, excretas, restos
placentários e de abortamento, higienização de benfeitorias e de equipamentos
zootécnicos também auxiliam no controle e prevenção da leptospirose (BRASIL,
1995).
20
3. CONSIDERAÇÕES FINAIS
Pelo exposto, a leptospirose se constitui em uma doença de caráter
endêmico no Brasil que acarreta significativas perdas econômicas na produção
pecuária, em especial na esfera reprodutiva, com consequente redução da
produção de animais pecuários.
Além do prejuízo econômico para a pecuária a doença representa um
grave problema de saúde pública, em especial quanto ao risco profissional, além
de atingir indivíduos de locais com condições precárias de infraestrutura, que
favorecem a transmissão de patógenos diversos, em especial os de veiculação
hídrica, como as bactérias patogênicas do gênero Leptospira spp.
Como esta doença é causada por um agente infeccioso de potencial
zoonótico e, portanto, com relevante impacto na sanidade animal, na saúde
ambiental e na saúde pública, o conhecimento da epidemiologia e dos principais
aspectos relevantes da infecção por Leptospira spp. se reveste de grande
importância, uma vez que fornece subsídios para sua prevenção e controle.
21
4. REFERÊNCIAS
1. ABDULKADER, R.C.R.M.; DAHER, E.F.; CAMARGO, E.D.; SPINOSA, C.;
SILVA, M.V. Leptospirosis severity may be associated with the intensity of
humoral immune response. Revista do Instituto de Medicina Tropical de
São Paulo, São Paulo, v.44, n.2, p. 79-83, 2002.
2. ADLER, B.; MOCTEZUMA, A. P. Leptospira and leptospirosis. Veterinary
Microbiology, Amsterdam, v.140, n.3-4, p.287-296, 2010a.
3. ADLER, B.; MOCTEZUMA, A. P. Leptospira, In: GYLES, G. L.; PRESCOTT, J.
F.; SONGER, G.; THOEN, C. O. Pathogenesis of bacterial infections in
animals. 4th Ed. Iowa: Blackwell Publishing, 2010b. p. 527-547.
4. AGUIAR, D. M.; CAVALCANTE, G. T.; LARA, M. C. C. H.; VILLALOBOS, E. M.
C.; CUNHA, E. M. S.; OKUDA, L. H.; STÉFANO, E.; NASSAR, A. F. C.;
SOUZA, G. O.; VASCONCELLOS, S. A.; LABRUNA, M. B.; CAMARGO, L. M.
A.; GENNARI, S. M. Prevalência de anticorpos contra agentes virais e
bacterianos em equídeos do município de Monte Negro, Rondônia, Amazônia
Ocidental Brasileira. Brazilian Journal of Veterinary Research and Animal
Science. São Paulo, v. 45, n.4, p. 269-276, 2008.
5. ALMEIDA, F.Q.; SILVA, V.P. Progresso científico em equideocultura na 1a
década do século XXI. Revista Brasileira de Zootecnia, Viçosa, v.39,
suplemento especial, p.119-129, 2010.
6. ARAÚJO, B.M. Soroepidemiologia da infecção por Leptospira spp. em
bovinos, equídeos, caninos e trabalhadores rurais em assentamento no
município de Aragominas, Tocantins, Brasil. 2010. 112 f. Tese (Doutorado
em Ciência Animal) – Escola de Veterinária e Zootecnia, Universidade Federal
de Goiás, Goiânia.
22
7. ARTIUSHIN, S.C.; TIMONEY, J.F.; BALASURIYA, U.B.; EROL, E.; SELLS, S.F.
Real-time PCR for detection of Leptospira interrogans serovar Pomona type
kennewicki in equine clinical specimens. Journal of Equine Veterinary
Science, Wildomar, v.32, p.53, 2012.
8. BHARTI, A.R.; JARLATH, E.N.; RICALDI, J.N.; MATTHIAS, M.A.; DIAZ, M.M.;
LOVETT, M.A.; LEVETT, P.N.; GILMAN, R.H.; WILLIG, M.R.; GOTUZZO, E.;
VINETZ, J.M. Leptospirosis: a zoonotic disease of global importance. The
Lancet Infectious Diseases, v.3, p. 757-771, 2003.
9. BRAGA, J.; HAMOND, C.; MARTINS, G.; ABREU, R.N.; LILENBAUM, W.
Ophtalmic alterations in horses with leptospirosis by serovar
icterohaemorrhagiae in Rio de Janeiro, Brazil. Pesquisa Veterinária
Brasileira, Rio de Janeiro, v.31, n.2, p.147-150, 2011.
10. BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de Leptospirose. Brasília: Fundação
Nacional de Saúde. 1995. 98 p.
11. BRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde.
Departamento de Vigilância Epidemiológica. Guia de Vigilância
Epidemiológica. 7ª edição. Brasília: Ministério da Saúde, 2009. 816 p.
12. BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Equídeos.
Brasília: Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, 2013.
Disponível em:< http://www.agricultura.gov.br/animal/especies/equideos>.
Acesso em: 05 de setembro de 2013.
13. BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Secretaria de
Defesa Agropecuária. Instrução Normativa Nº 50, de 23 de setembro de
2013. Alterar a lista de doenças passíveis da aplicação de medidas de
defesa sanitária animal. Brasília: Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento. 2013b.
23
14. BURRIEL, A.R. Leptospirosis: an important zoonotic diseasesis, In: MENDEZ–
VILAS, A. (Ed). Current research, technology and education topics in
applied microbiology and microbial biotechnology. Badajoz: Formatex,
2010. p. 687-693.
15. CASELANI, K. OLIVEIRA, P.R. FERRAUDO, A.S.; LIMA-RIBEIRO, A.M.C.;
GIRIO, R.J.S. Estudo soroepidemiológico de leptospirose em equinos
utilizados para tração urbana. Revista do Instituto Adolfo Lutz, São Paulo,
v.71, n.3, p.582-587, 2012.
16. CASTRO, R.F. La situacion actual de las zoonosis mas frecuentes en el
mundo. Gaceta Médica de México, México, v. 146, n. 6, p. 423-429, 2010.
17. COELHO, E.G.A.; OLIVEIRA, D.A.A. Testes genéticos na equideocultura.
Revista Brasileira de Zootecnia, Viçosa, v.37, suplemento especial, p.202-
205, 2008.
18. COIRO, C.J.; LANGONI, H.; SILVA, R.C. Epidemiological Aspects in the
Leptospira spp. and Toxoplasma gondii Infection in Horses from Botucatu,
São Paulo, Brazil. Journal of Equine Veterinary Science, Wildomar, v. 32,
n.10, p. 620-623, 2012.
19. DIVERS, T.J.; CHANG, Y. Leptospirosis, In: ROBINSON, N.E.;
SPRAYBERRY, K.A. (Ed). Current therapy in equine medicine. 6 th Ed.
St.Louis: Elsevier, 2009. p. 145-147.
20. FAINE, S.; ADLER, B.; BOLIN, C.; PEROLAT, P. Leptospira and
leptospirosis. 2nd Ed. Melbourne: MedSci, 2000. 272 p.
21. FINGER, M.A.P. Estudo sorológico e molecular de Leptospira sp. em
cavalos carroceiros de Curitiba e Pinhais, PR. 2012. 80 f. Dissertação
(Mestrado em Ciências Veterinárias) – Universidade Federal do Paraná,
Curitiba.
24
22. FUENTES, A.M.O.; MOLINA, C.F.; MOTAS, I.M.; HERNANDEZ, A.L.;
GONZALES, I.R.; SILVEIRA, J.R.; VALDEZ, Y. Sistemas serológicos rápidos
utilizados para la pesquisa de Leptospirosis humana en Cuba. Revista
Cubana de Medicina Tropical, La Habana, v. 63, n. 3, p.239-245, 2011.
23. GOMES, A. H. B.; OLIVEIRA, F. C. S.; CAVALCANTI, L. A.; CONCEIÇÃO, I.
R.; SANTOS, G. R.; RAMALHO, E. J.; VIEGAS, S. A. R. A. Ocorrência de
aglutininas anti-leptospira em soro de equinos no estado da Bahia. Revista
Brasileira de Saúde e Produção Animal, Salvador, v.8, n.3, p. 144-151,
2007.
24. GREENE, C.E; SYKES, J.E; BROWN, C.A; HARTMANN, K. Infectious
diseases of the dog and cat. 3th Ed. Philadelphia, Saunders. 2006. 1440 p.
25. HAMOND, C.; MARTINS, G.; REIS, J.; KRAUS, E.; PINNA, A.; LILENBAUM,
W. Pulmonary hemorrhage in horses seropositive to leptospirosis. Pesquisa
Veterinária Brasileira, Rio de Janeiro, v.31, n.5, p. 413-415, 2011.
26. HAMOND, C.; MARTINS, G.; LILENBAUM, W. Subclinical leptospirosis may
impair athletic performance in racing horses. Tropical Animal Health and
Production, Edinburgh, v. 44, n.8, p.1927–1930, 2012.
27. HAMOND, C.; MARTINS, G.; LAWSON-FERREIRA, R.; MEDEIROS, M.A.;
LILENBAUM, W. The role of horses in the transmission of leptospirosis in an
urban tropical area. Epidemiology and Infection, Cambridge, v. 141, n. 1,
p. 33–35, 2013.
28. HARTSKEERL, R.A. International Leptospirosis Society: objectives and
achievements. Revista Cubana de Medicina Tropical, La Habana, v. 57,
n.1, p. 7-10, 2005.
25
29. HARTSKEERL, R.A.; COLLARES-PEREIRA, M.; ELLIS, W.A. Emergence,
control and re-emerging leptospirosis: dynamics of infection in the changing
world. Clinical Microbiology and Infection, Paris, v.17, n.4, p. 494–501.
2011.
30. HASHIMOTO, V. Y.; GARCIA, K.A.H.; SPOHR, K.A.H.; SILVA, F.G.; ALVES,
L.A.; FREITAS, J. C. Prevalência de anticorpos contra Leptospira spp. em
bovinos, caninos, equinos, ovinos e suínos do município de Jaguapitã, estado
do Paraná, Brasil. Arquivos do Instituto Biológico, São Paulo, v.77, n.3,
p.521-524, 2010.
31. HINES, M.T. Leptospirosis, In: SELLON, D.C.; LONG, M.T. (Ed.). Equine
infectious diseases. Saint Louis: Elsevier, 2007. p. 301-309.
32. HUBÁLEK, Z.; RUDOLF, I. Microbial Zoonoses and Sapronoses. London:
Springer, 2011. 469 p.
33. JORGE, R.S.P.; FERREIRA, F.; FERREIRA-NETO, J.S.; VASCONCELLOS,
S.A.; LIMA, E.S.; MORAIS, Z.M.; SOUZA, G.O. Exposure of free-ranging wild
carnivores, horses and domestic dogs to Leptospira spp in the northern
Pantanal, Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, v.
106, n.4, p. 441-444, 2011.
34. KO, A.I.; GOARANT, C.; PICARDEAU, M. Leptospira: the dawn of the
molecular genetics era for an emerging zoonotic pathogen. Nature Reviews
Microbiology, London, v. 7, n. 10, p. 736-747, 2009.
35. LASTA, C.S.; OLIVEIRA, S.T.; MERINI, L.P.; DASSO, M.G.; PEDRALLI, V.;
GONZÁLEZ, F.H.D. Pesquisa de aglutininas anti-Leptospira em soros de
equinos de tração em Porto Alegre, Brasil. Revista Brasileira de Ciência
Veterinária, Niterói, v. 20, n. 1, p. 23-25, 2013.
26
36. LIMA, R.A.S.; SHIROTA, R.; BARROS, G.S.C. Estudo do complexo do
agronegócio cavalo. Piracicaba: ESALQ/USP, 2006. 250p.
37. LINHARES, G. F. C.; GIRIO, R. J. S.; LINHARES, D. C. L. MONDEIROS, L.
C.; OLIVEIRA, A. P. Á. Sorovares de Leptospira interrogans e respectivas
prevalências em cavalos da Microrregião de Goiânia, GO. Ciência Animal
Brasileira, Goiânia, v. 6, n. 4, p. 255-259, 2005.
38. LOUREIRO, A.P.; HAMOND, C.; LILENBAUM, W. Leptospirosis in horses.
Veterinary Record, London, v.172, n.18, p.479-480, 2013.
39. MARCOLONGO-PEREIRA, C.; ADRIEN, M.L.; LADEIRA, S.R.L.; SOARES,
M.P.; ASSIS-BRASIL, N.D.; SCHILD, A.L. Abortos em equinos na região Sul
do Rio Grande do Sul: estudo de 72 casos. Pesquisa Veterinária Brasileira,
Rio de Janeiro, v.31, n.1, p. 22-26, 2012.
40. MARINHO, M.; LANGONI, H.; OLIVEIRA, S.L.; CARREIRA, R.; PERRI,
S.H.V.; LUVIZOTO, M.C. Resposta humoral, recuperação bacteriana e lesões
histológicas em camundongos geneticamente selecionados para bons e maus
produtores de anticorpos e balb/c, frente à infecção por Leptospira interrogans
sorovar icterohaemorrhagiae. Pesquisa Veterinária Brasileira, Rio de
Janeiro, v. 23, n.1, p.5-12, 2003.
41. MORAES, C.C.G.; KURODA, R.B.S.; PINHO, A.P.V.B.; YWASAKI, F.;
MENESES, A.M.C.; MARTINS, A.V. AMARAL JUNIOR, J.M.; DIAS, H.L.T.;
VASCONCELLOS, S.A. Pesquisa de anticorpos para sorovares de Leptospira
interrogans patogênicas em equídeos criados na ilha de Algodoal, Estado do
Pará. Revista de Ciências Agrárias, Belém, v.53, n.2, p.188-194, 2010.
42. OIE (Organização Mundial de Saúde Animal). Manual of diagnostic tests
and vaccines for terrestrial animals. 6th Ed. OIE: Paris, 2008. 635 p.
27
43. PINNA, M.H. Leptospirose determinada pelo sorovar Bratislava em
equinos. 2008. 77 f. Tese (Doutorado em Medicina Veterinária) – Faculdade
de Medicina Veterinária, Universidade Federal Fluminense, Niterói.
44. PINNA, M.H.; VARGES, R.; LILENBAUM, W. Aplicação de um programa
integrado de controle da leptospirose em equinos no Rio de Janeiro, Brasil.
Revista Brasileira de Ciência Veterinária, v. 15, n. 2, p. 63-66, 2008.
45. PINNA, M.; MARTINS, G.; FREIRE, I.; LILENBAUM, W. Seropositivity to
Leptospira interrogans serovar Bratislava associated to reproductive
problems without significant biochemical or hematological alterations in
horses. Ciência Rural, Santa Maria, v.40, n.10, p.2214-2217, 2010.
46. PINNA, A.E. Estudo sorológico, bacteriológico e molecular da
leptospirose em éguas envolvidas em programa de transferência de
embriões. 2011. 100 f. Tese (Doutorado em Medicina Veterinária) –
Faculdade de Medicina Veterinária, Universidade Federal Fluminense,
Niterói.
47. RADOSTITS, O.M.; GAY, C.G.; BLOOD, P.C.; HINCHCLIFF, K.W. Clínica
Veterinária: um tratado de doenças dos bovinos, ovinos, suínos,
caprinos e equinos. 9th ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2002.
1737 p.
48. RISTOW, P.; LILENBAUM, W. Leptospirose: atualização e perspectivas.
Microbiologia in foco, São Paulo, ano 3, n. 11, p. 17-27, 2010.
49. ROLIM, M.B.Q.; BARROS, S.E.M.; SILVA, V.C.L.; SANTANA, V.L.A.; SOUZA,
M.A.; HARROP, M.H.V.; MOTA, R.A.; OLIVEIRA, M.A.L.; MOURA, A.P.B.L.;
LIMA, P.F. Leptospirose em bovinos: revisão. Medicina Veterinária, Recife,
v.6, n.2, p.26-31, 2012.
28
50. SANTOS, C.S.; GUEDES JUNIOR, D.S.; PEREIRA, R.C.G.; SANTOS, C.C.A.;
CASTRO, V.; JESUS, V.L.T. Inquérito sorológico da ocorrência de
leptospirose em equídeos da microrregião de Itaguaí no estado do Rio de
Janeiro-RJ. Revista Brasileira de Medicina Veterinária, Rio de Janeiro,
v.34, n.2, p. 96-100, 2012.
51. SETHI, S.; SHRAMA, N.; KAKKAR, N.; TANEJA, J.; CHATTERJEE, S.S.;
BANGA, S.S. SHARMA, M. Increasing trends of leptospirosis in Northern
India: a clinic-epidemiological study. PLOS Neglected Tropical Diseases,
San Francisco, v. 4, n.1, p.1-7, 2010.
52. SILVA, F.J.; MATHIAS, L.A.; MAGAJEVSKI, F.S.; WERTHER, K.; ASSIS,
N.A.; GIRIO, R.J.S. Anticorpos contra Leptospira spp. em animais
domésticos e silvestres presentes no campus universitário da FCAV,
UNESP, Jaboticabal/SP. Ars Veterinaria, Jaboticabal, v.26, n.1, 017-025,
2010.
53. SMITH, B.P. Medicina interna de grandes animais. 3 rd Ed. Barueri:
Manole, 2006. 1728 p.
54. SIQUEIRA, C.C. Leptospirose equina: estudo soroepidemiológico nas
regiões metropolitana de Salvador e Recôncavo Baiano. 2012. 76 f.
Dissertação (Mestrado em Medicina Veterinária Tropical), Escola de
Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade Federal da Bahia, Salvador.
55. SOUZA, V.M.M.; ARSKYLL, M.L.N.S.; CASTRO, A.P.B.; ARAUJO, W.N. Anos
potenciais de vida perdidos e custos hospitalares da leptospirose no Brasil.
Revista de Saúde Pública, São Paulo, v.45, n.6, p.1001-1008, 2011.
56. STIMSON, A.M. Note on a organism found in yellow-fever tissue. Public
Health Reports, Washington, v.22, n. 18, p. 541, 1907.
29
57. TIZARD, I. R. Veterinary Immunology an introduction. 8 th Ed. Saint Louis:
Elsevier, 2009. 574 p.
58. THOMASSIAN, A. Enfermidades dos cavalos. 4 Ed. São Paulo: Varela,
2005. 573 p.
59. VALLEJO, G.S.; MARÍN, J.E.G.; ALVAREZ, L.Q.; COTRINA, M.C.C.
Características clínicas y epidemiológicas de la leptospirosis en el
departamento del Quindío, 2005-2006. Infectio, Bogotá, v.12, n.2, p. 325-331,
2008.
60. VANASCO, N.B.; SCHMELING, M.F.; LOTTERSBERGER, J.; COSTA, F.; KO,
A.I.; TARABLA, H.D. Clinical characteristics and risk factors of human
leptospirosis in Argentina (1999–2005). Acta Tropica, Basel, v. 107, n.3
p.255–258, 2008.
61. VASCONCELOS, C.H.; FONSECA, F.R.; LISE, M.L.Z.; ARSKY, M.L.N.S.
Fatores ambientais e socioeconômicos relacionados à distribuição de casos
de leptospirose no Estado de Pernambuco, Brasil, 2001–2009. Cadernos
Saúde Coletiva, Rio de Janeiro, v. 20, n. 1, p.49-56, 2012.
62. YAN, W.; FAISAL, S.M.; DIVERS, T.; McDONOUGH, S.P.; AKEY, B.; CHANG,
Y.F. Experimental Leptospira interrogans Serovar Kinnewicki Infection of
Horses. Journal of Veterinary Internal Medicine, Lawrence, v. 24, n.4, p.
912-917, 2010.